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Guía para Asistentes de Laboratorio Clínico 2010 Lic. Sofía Ríos

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PERFIL DEL ASISTENTE DE LABORATORIO CLÍNICO

DESCRIPCIÓN GENÉRICA DE FUNCIONESOBJETIVO GENERAL

Asistir en la realización de exámenes de laboratorio, preparando y tomando muestras biológicas, a fin de emitir un resultado que contribuya al diagnóstico médico de los pacientes.

FUNCIONES, ACTIVIDADES Y/O TAREAS

• Prepara los medios de cultivo para los exámenes y pruebas de laboratorios.• Recibe, clasifica y codifica las muestras biológicas y material para recolección de

muestras.

• Selecciona y prepara el material para lo diversos exámenes.

• Extrae muestras de sangre capilar y vanosa.

• Prepara y registra muestras biológicas, medio de cultivo y lámina para exámenes en fresco.

• Registra y lleva el control de los materiales de laboratorio.

• Prepara los reactivos químicos, soluciones y colorantes de acuerdo a las especificaciones del profesional especializado.

• Copia, transcribe y entrega los resultados de los exámenes de laboratorio.

• Lava y esteriliza el material e instrumental de trabajo.

• Lleva el registro y control de pacientes atendidos.

• Ayuda a preparar las muestras para el análisis, separando sueros, plasmas, orinas.

• Realiza las coloraciones sencillas.

• Participa en la realización de ciertos exámenes de rutina de los laboratorios.

• Empaca y rotula productos de laboratorio.

• Cumple con las normas y procedimientos en materia de seguridad integral, establecidos por la Institución.

• Mantiene en orden equipo y sitio de trabajo, reportando cualquier anomalía.

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• Elabora informes periódicos de las actividades realizadas.

• Realiza cualquier otra tarea afín que le sea asignada.

1.- ÁMBITO DE LA ACTUACIÓN:RESPONSABILIDAD

Maneja constantemente equipos y materiales medianamente complejos, siendo su responsabilidad directa.Es responsable indirecto de la custodia de materiales.

INFORMACIÓN CONFIDENCIAL:Maneja en forma indirecta un grado de confidencialidad bajo. Pero siempre respetando el secreto profesional.

TOMA DE DECISIONES:Las decisiones que se toman se basan en procedimientos y experiencias anteriores para la ejecución normal del trabajo, a nivel operativo.

SUPERVISIÓN:El cargo recibe supervisión específica de manera directa y constante, y no ejerce supervisión.

RELACIONES INTERNAS Y EXTERNAS:

El cargo mantiene relaciones continuas con unidades académicas y de investigación, a fin de apoyar y/o ejecutar lo relativo al área. Actualizaciones.

2.- CONDICIONES AMBIENTALES Y RIESGO DE TRABAJO:AMBIENTE DE TRABAJO:

El cargo se ubica en un sitio cerrado, generalmente agradable y mantiene contacto con agentes contaminantes tales como: agentes biológicos, físicos y químicos.

RIESGO: El cargo está sometido a accidente y/o enfermedad, con una magnitud de riesgo moderado, con posibilidad de ocurrencia media.

ESFUERZO: El cargo exige un esfuerzo físico de estar sentado/parado constantemente y caminando periódicamente; y requiere de un grado de precisión manual y visual alto.

3.- PERFIL DEL CARGO:EDUCACIÓN Y EXPERIENCIA:A) EDUCACIÓN:Técnico Superior Universitario en Laboratorio Clínico, Asistente de Laboratorio Clínico.

EXPERIENCIA:

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Pasantías hospitalarias no menor de 90 días.Un (1) año de experiencia progresiva, de carácter operativo en el área de laboratorio.

B) EDUCACIÓN:Bachiller. Técnico Superior Universitario en Laboratorio Clínico, Asistente de Laboratorio Clínico.

CONOCIMIENTOS, HABILIDADES Y DESTREZAS:

CONOCIMIENTOS EN:

Extracción de sangre.Técnicas de laboratorio.Normas de bioseguridad en laboratorio.Nomenclatura de laboratorio.

HABILIDAD PARA:

Tratar en forma cortés al público en general.Organizar material.Seguir instrucciones.

DESTREZAS EN:

El uso y manejo de equipos e instrumentos de laboratorio y en venopunción.

ADIESTRAMIENTO REQUERIDO:

Laboratorio inmunológico, hematológico, serológico, bacteriológico.Auxiliar de laboratorio.

DEFINICIONES IMPORTANTES

Calidad de una muestra biológica: representatividad para informar del estado de lapersona de la que se obtuvo.Error aleatorio: resultado de una medición, menos la media de los resultados de unnúmero elevado de mediciones repetidas del mesurando, realizadas en condiciones derepetibilidad.Error de laboratorio: fallo al completar una acción planificada como se deseaba o

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utilización de un plan incorrecto para alcanzar un objetivo; defecto producido encualquier parte del ciclo del laboratorio, desde que se solicitan las magnitudes hasta que se informan los resultados y se interpretan.Error sistemático: media aritmética del resultado de un número elevado de mediciones repetidas del mismo mesurando menos su valor verdadero.Espécimen (primary sample): una o más partes tomadas inicialmente de un sistema. En nuestro caso directamente del paciente.Etapa preanalítica extralaboratorio: comprende desde que el médico solicita laprueba hasta que el espécimen/muestra llega al laboratorio.Etapa preanalítica intralaboratorio: comprende desde que el espécimen/muestrallega al laboratorio hasta que se produce el análisis del mismo.Exactitud: concordancia entre el resultado de una medición y el valor verdadero delmesurando.Fase analítica: conjunto de operaciones relacionadas directamente con las mediciones.Fase preanalítica: conjunto de operaciones que se realizan desde que se recibe lapetición analítica hasta que se inicia la fase analítica.Garantía de calidad: conjunto de actividades planificadas y necesarias para generarconfianza de que un producto o servicio cumplirá determinados requisitos de calidad.En el laboratorio clínico es normal considerar el control de calidad interno y laevaluación externa de calidad como partes complementarias (pero no completas) de lagarantía de calidad.Imprecisión: dispersión de los resultados independientes de mediciones obtenidas por un procedimiento de medida bajo condiciones especificadas. La imprecisión se expresa como la desviación típica de la reproducibilidad en los resultados de medida. La imprecisión, depende de la dispersión de los errores aleatorios de las mediciones.Interferencia: desviación clínicamente significativa en la medida de la concentraciónde un analito, debida al efecto de otro componente o propiedad de la muestra.Muestra: parte de un espécimen que utilizamos para obtener información de esepaciente. El espécimen es manipulado con el fin específico de aumentar la estabilidadde sus constituyentes o facilitar su manejo.Protocolo analítico: conjunto de magnitudes biológicas de demostrada efectividad para el diagnóstico, seguimiento y terapéutica de episodios o procesos clínicos bien definidos.Trasferibilidad: propiedad de los resultados obtenidos al medir con dos o másprocedimientos las mismas magnitudes en los mismos especímenes que permiteutilizarlos indistintamente para una finalidad concreta.Variabilidad biológica interindividual: fenómeno por el que el valor de lasmagnitudes biológicas de los individuos pueden ser diferentes entre sí.Variabilidad biológica intraindividual: fluctuación que sufren los valores de undeterminado analito en un mismo individuo. Es el responsable de que los valores de las magnitudes biológicas de un individuo puedan cambiar de un momento a otro.Variabilidad metrológica: fenómeno por el cual los resultados de las medicionesrepetidas de una magnitud particular pueden variar a causa del procedimiento de medida empleado, ya sea de forma aleatoria o sistemática.

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FASE PREANALÍTICA

COMPRENDE:

-Solicitud del análisis por el médico tratante.-Preparación del paciente-Obtención e identificación de la muestra.-Manipulación, transporte y conservación.-Recepción, preparación y distribución.-Rechazo de muestras no válidas.-Derivación a laboratorios externos.

En la fase preanalítica el porcentaje de error es elevado si no se lleva un riguroso control y metodología aplicada.

Corregible con un buen programa de garantía de calidad y procedimientos estandarizados.

Las muestras deben ser de buena calidad, representativas del estado salud/enfermedad del paciente.El paciente debe acudir en ayunas, salvo que no sea necesario para las determinaciones que se le hayan solicitado.

Si en la solicitud se incluyen pruebas especiales, su médico se lo habrá indicado, así como el sistema de recogida de las muestras será según los protocolos y normas de actuación establecidos.

VARIABLES QUE PUEDEN AFECTAR O ALTERAR LA MUESTRA

� Ansiedad, tensión.

� Ejercicio

� Dieta

� Ayuno prolongado

� Ingestión de etanol

� Tabaco

� Cafeína, bebidas de cola

� Actividad rítmica (CICLOS CIRCADIANOS)

� Sexo

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� Maniobras médicas

� Medicamentos

ERRORES EN LA FASE PREANALÍTICA INTRALABORATORIO

- Extracción incorrecta de la muestra: estasis venoso, toma de una vía, higiene defectuosa.- Recogida en recipiente inadecuado, conservante incorrecto, contaminación por arrastre en el llenado de los tubos.- Transporte y almacenamiento sin las condiciones adecuadas o de duración prolongada, que puede alterar las condiciones físico-químicas de las muestras o deteriorarlas.- Centrifugación insuficiente o excesiva, y tiempos de centrifugación incorrectos.- Demora en la medida de la magnitud o inadecuada preparación del espécimen.

PROTOCOLO RECEPCIÓN Y TOMA DE MUESTRAS.

SOLICITUDES PARA TOMA DE MUESTRAS.

El médico utiliza el laboratorio como medio de ayuda para el diagnostico y tratamiento de el paciente.La petición del análisis pone en movimiento una gran cantidad de maniobras, para la obtención de un resultado. Estos son utilizados para establecer juicios clínicos.Por qué y para qué se solicita un análisis:1. Confirmar una impresión clínica2. Descartar un diagnostico.3. Controlar un tratamiento.4. Establecer un diagnostico.5. Realizar exploración selectiva o detección de una enfermedad.La recogida, manipulación y procesamiento de la muestra antes de realizar el análisis son fundamentales.El médico genera el pedido.De este surgen el tipo, conservación y manipulación de las muestras a tomar, las cuales pueden ser:

SubcutáneaSANGRE Venosa Arterial

Orina Espontánea (parcial) De 2, 12 o 24 horas

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MUESTRAS En horario determinado Seriado

De 2 horas DE 24 HORAS

Heces Escobillado anal (cultivos) Sangre oculta Coproparasitológico

Esperma

Líquidos biológicos (tomados por el médico y enviados al Laboratorio)

Toda muestra debe ir acompañada de una solicitud debidamente formulada y debe tener la siguiente información:

Nombres y apellidos completos del paciente Sexo Edad Identificación: número de cédula, pasaporte, etc. Sticker o número. Fecha de la orden. Datos para su localización, (dirección o teléfono) Origen de procedencia, (número de cama, piso, área, sala, servicio, institución.) Médico prescriptor debidamente informado acerca de los servicios del laboratorio. Correcta prescripción. Exámenes ordenados con letra clara. Información clínica, (Impresión Diagnóstica, tratamiento, etc) Firma, clave, cédula y nombre completo del médico tratante y especialidad. Iniciales del flebotomista. Hora y fecha de extracción. Condiciones en que fue tomado, por ejemplo si los exámenes son para determinar

gases venosos o arteriales, especificar si fueron tomados con O2, (señalar litros por minuto) o con aire ambiental.( % FIO2, temperatura corporal y valor de hemoglobina y hematocrito).

En caso de tomar hemocultivos, consignar en la orden, si se está administrando antibióticos, dosis, vía, la última dosis administrada y la temperatura axilar del paciente.

Al solicitarse niveles plasmáticos de drogas registrar dosis y hora de la última administrada.

RECEPCIÓN DE MUESTRAS Y/O PACIENTES:

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Es uno de los pasos más críticos de la FASE PRE-ANALÍTICA, donde se reciben a los pacientes y muestras clínicas que cuidadosamente deben ser identificadas, tomando todos los datos necesarios del paciente, tales como: edad, sexo, condición fisiológica; si tienen la preparación previa necesaria para la(s) prueba(s) que se va a realizar y cualquier detalle que sea importante que nos pueda ser de utilidad.

Es el punto donde el paciente obtiene la primera impresión del Servicio de Laboratorio, por tal razón, debe cuidarse el ambiente, que sea cómodo, higiénico, trato amable y cordial y sobre todo informar bien al paciente de los procedimientos a realizársele y la importancia de venir preparado respetando las condiciones y preparación previa a sus análisis.

Es recomendable tener formatos impresos de condiciones y preparación previa para las pruebas, porque de palabra se pueden olvidar algunas instrucciones, y en ese caso se tendría que posponer la cita o rechazar la muestra por no ser adecuada.

TOMA DE MUESTRA.

La toma de los especímenes sanguíneos se realizara entre las 7,00 a 9,00 de la mañana, con lo cual se respetan los ciclos circadianos o ritmos biológicos de casi todos los especímenes.(las catecolaminas, cortisol, hormona de crecimiento tienen ciclos circadianos). En esos casos, es necesario tomarlos en 2 o más horas específicas del día para obtener los puntos críticos de los valores.

Según solicitud medica, preparar material para la extracción sanguínea:

1. Tubos según examen solicitado

Tapa lila: Cuadro HemáticoVSGHemoglobinaHematocritoRecuento y diferenciacón leucocitariaRecuento PlaquetarioReticulocitosHemoglibina glicosilada

Tapa roja: Química sanguíneaInmunologia-SerologíaHormonas

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CoagulaciónTapa azul: PT

PTTINRFibrinógeno

MATERIALES:

Jeringas

Algodón

Alcohol

Recipiente para desechar agujas

Torniquete

Marcador permanente

SCALPS Tubos

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La sangre venosa es el espécimen utilizado de forma habitual en los estudios analíticos ya que su obtención es rápida y relativamente fácil. Según el tipo de estudio que se vaya a realizar se puede obtener:- Sangre total: la sangre obtenida por venopunción se recoge en un tubo conAnticoagulante (EDTA) en una proporción determinada. Generalmente es la muestrausada para estudios hematológicos cualitativos, cuantitativos, grupo sanguíneo,etc.- Plasma:Se utiliza un tubo que contiene un anticoagulante, el cual puede ser centrifugado inmediatamente. Los anticoagulantes usados son Citrato; EDTA; heparina sódica y heparina de litio. Los dos primeros previenen la coagulación por extracción del Calcio de la sangre mediante precipitación o unión en forma no ionizada. No pueden usarse para las determinaciones de Calcio, Magnesio y Fosfatasa alcalina.

La heparina actúa formando un complejo con la antitrombina III que inhibe la coagulación.

Para las determinaciones de un coagulograma no puede usarse heparina ni EDTA.El Citrato se usa en proporción de 3.8 a 3.32 el mismo se utiliza para las

determinaciones de eritrosedimentación, coagulación, plaquetas.Se usa sangre con citrato en proporción de 1 + 4 para la eritrosedimentación . Si el volumen de anticoagulante es mayor puede precipitar, y se usa en proporción 1 + 9 para el coagulograma. La heparina no puede usarse, inhibe etapas de la activación de los factores.EDTA se usa 1-2 mg/ml de sangre no afecta al tamaño celular o Hematocrito. No se debe usar heparina para recuento de leucocitos, agrega células, y disminuye el número de plaquetas, también debe usarse poca cantidad de heparina litio si se dosa ionograma(electrolitos).

En algunos pacientes se da una condición de TROMBOCITOPENIA INDUCIDA POR EDTA, en estos casos se debe procesar inmediatamente la muestra.- Suero: se obtiene dejando coagular la sangre en tubos sin anticoagulantes.La sangre se deja reposar 10 minutos a Temperatura ambiente para que se formeel coágulo y posteriormente se centrifuga obteniendo el suero en el sobrenadante. Es la muestra utilizada en el laboratorio de bioquímica, serología e inmunología.

Los tubos deben ser transportados en el menor tiempo posible al laboratorio. Los tubos deben mantenerse en posición vertical para promover la formación del coagulo y minimizar la agitación del liquido, lo cual reduce la posibilidad de hemólisis. El tubo tapado elimina la

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posibilidad de contaminación exógena de la muestra, evaporación, posibilidad de derrame y la producción de aerosoles al momento de la centrifugación. Las muestras para la determinación de estado ácido-base deben transportarse en hielo a 4ºc.

El manejo suave evita la hemólisis y no se verán afectadas: LDH, AST, potasio, hierro, ALT, fósforo, proteínas totales, albúmina, magnesio, calcio, fosfatasa ácida y disminución de la T4.

Debe evitarse la exposición a la luz especialmente porque se afectarían las vitaminas A y B6, beta-carotenos, porfirinas y bilirrubina.

Tubos con gel

Estos producen una buena separación del paquete globular y son útiles para la conservación de las muestras, pero debe respetarse el tiempo previo de coagulación.

Estos dispositivos no se deben utilizar para las muestras que se utilizaran para estudiar calcio ionizado, progesterona, HIV, hepatitis, LDH, metales o fármacos antidepresivos tricíclicos.

BIOSEGURIDAD

Se define Bioseguridad como el conjunto de normas o actitudes que tienen como objetivo prevenir los accidentes en el área de trabajo, es decir, a disminuir el potencial riesgo ocupacional. También se puede definir como el conjunto de medidas preventivas que deben tomar el personal que trabaja en áreas de la salud para evitar el contagio de enfermedades de riesgo profesional.

Los implementos que se deben utilizar de carácter obligatorio son:

Bata larga y con mangas largas

Tapa bocas

Lentes de protección

Gorro

Guantes

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ALTURA ADECUADA PARA ENVASES NUNCA DESCARTAR AGUJAS EN DE DESECHO DE AGUJAS LA PAPELERA

RIESGO OCUPACIONAL

Definimos Riesgo como la probabilidad que tiene un individuo de sufrir lesión, enfermedad, complicación de la misma o muerte como consecuencia de la exposición a un factor de riesgo.

Cuando hablamos de Riesgo Ocupacional nos referimos al riesgo al cual está expuesto un trabajador dentro de las instalaciones donde labora y durante el desarrollo de su trabajo.

Se consideran como trabajadores del Laboratorio Clínico todas las personas incluidas los estudiantes y el personal de entrenamiento cuyas actividades incluyen el contacto con pacientes, con sangre u otros líquidos biológicos o con desechos biológicos, dentro del ambiente del laboratorio.

La frecuencia de exposición accidental de los trabajadores de la salud al Virus de la Inmunodeficiencia Humana (VIH), al virus de la Hepatitis B y C (VHB y VHC) y a otras enfermedades transmisibles por contacto con sangre u otros líquidos infectantes manejados en el laboratorio, depende de su actividad u oficio básico, de su actitud frente a la bioseguridad y de las condiciones especificas de su trabajo o factores de riesgo a los que está sometido. El riesgo de transmisión de una enfermedad depende del tipo de exposición al agente y del tamaño del inoculo.

De esta manera una tercera parte de los accidentes informados son producidos al intentar reinsertar agujas en el capuchón protector, las otras dos terceras partes son causadas por cortaduras, otro tipo de pinchazos o exposición mucocutánea.

FACTORES DE RIEGO

Se conocen como Factores de Riesgo todos los elementos, sustancias, procedimientos y acciones humanas presentes en el ambiente laboral que de una u otra forma ponen en riesgo al trabajador teniendo la capacidad de producirle lesión. Estos factores de riesgo pueden encontrarse en la fuente, en el medio o en las personas mismas. Tienen como característica fundamental que son fácilmente controlables.

Los diferentes factores a los que se está expuesto un trabajador del laboratorio se pueden clasificar en factores físicos, químicos, ergonómicos, eléctricos y psicosociales.

NORMAS GENERALES DE BIOSEGURIDAD

PRECAUCIONES QUE DEBE ADOPTAR EL PERSONAL DE LABORATORIO

• No se permitirá comer, beber, fumar y/o almacenar comidas así como cualquier otro ítem personal (maquillaje, cigarrillos, etc.) dentro del área de trabajo.

• Usar bata de manga larga dentro de laboratorio, la cual se pondrá al momento de entrar y deberá ser quitada inmediatamente antes de abandonar el laboratorio.

• Asegurarse de no presentar cortes, raspones u otras lastimaduras en la piel y en caso de que así sea cubrir la herida de manera conveniente.

• Usar guantes de látex de buena calidad para todo manejo de material biológico o donde exista, aunque sea de manera potencial, el riesgo de exposición a sangre o fluidos corporales. Cambiar los guantes toda vez que hayan sido contaminados, lavarse las manos y ponerse guantes limpios.

• No tocar los ojos, nariz o piel ni artículos personales (carteras, celulares) con las manos enguantadas.

• No abandonar el laboratorio o caminar fuera del lugar de trabajo con los guantes puestos.

• Bajo ninguna circunstancia se pipeteará sustancia alguna con la boca, para ello se utilizaran peras plásticas (propipetas) o pipeteadores automáticos.

• Lavar las manos con jabón y agua inmediatamente después de realizar el trabajo. Descartar los guantes de látex en un recipiente con solución desinfectante.

• No detener manualmente la centrífuga, no destaparla antes de que cese de girar.

• No permitir la entrada de personas ajenas al laboratorio y/o que no tengan sus implementos de bioseguridad adecuados.

• Emplear en todo momento las medidas de bioseguridad aquí expuestas.

DERRAMES Y ACCIDENTES

• Cuando se produzca derrame de material infectado o potencialmente infectado, el operador deberá ponerse guantes y luego cubrir el fluido derramado con papel absorbente, derramar alrededor de este solución descontaminante, y finalmente verter solución descontaminante sobre el papel y dejar actuar por 10 minutos.

• Usando papel absorbente seco y limpio levantar el material y arrojarlo al recipiente de desechos contaminados para su posterior eliminación. La superficie deberá ser enjuagada con solución descontaminante.

• No se recomienda el uso de alcohol ya que evapora rápidamente y coagula los residuos orgánicos superficiales sin penetrar en ellos.

• Durante todo el procedimiento de desinfección deberá usarse guantes y evitar el contacto con el material derramado y desinfectado.

• Los pinchazos, heridas punzantes, lastimaduras y piel contaminada por salpicadura de materiales infectados deberán ser lavados con abundante agua y jabón desinfectante.

• Si un trabajador sufre exposición parenteral o de las membranas mucosas a sangre o fluidos corporales, se deberá identificar el material y, si es posible determinar la presencia de virus o anticuerpos. El trabajador deberá informar cualquier enfermedad febril aguda que ocurra dentro de las doce semanas posteriores a la exposición.

ELEMENTOS PROTECTORES Y SU USO ADECUADO

• Se usarán guantes de látex en todo procedimiento que implique el manejo de material biológico o donde exista el riesgo de exposición a sangre o fluidos corporales, así mismo deberán usarse en los procesos de descontaminación y eliminación de residuos contaminados.

• Los guantes deberán ser descartados una vez hayan sido contaminados en los sitios dispuestos para los residuos contaminados, y luego reemplazados por otros.

• No tocar los ojos, nariz o piel con las manos enguantadas.

• Usar mascarilla en los procedimientos en los que pueda haber riesgo de salpicadura de material biológico en las mucosas bucal y nasal.

• El uso de la bata será obligatorio en todo momento dentro del laboratorio, la cual deberá ser retirada antes de salir del laboratorio. Esta deberá ser de manga larga

para protegerse de cualquier reactivo o agente químico, o material biológico manipulado en el laboratorio.

• Deberán usarse zapatos cerrados dentro del laboratorio para evitar el contacto de la piel con material contaminado o cualquier producto químico peligroso, por derramamiento o salpicadura.

• Deberaá usarse gorro de tela para evitar el contacto directo del cabello con material contaminado o sustancias químicas peligrosas.

MANIPULACION Y EVACUACION DE DESECHOS CONTAMINADOS

• Todo el equipo reusable (puntas de micropipetas, cánulas, tubos, etc.) deberá ser ubicado en un recipiente metálico o de plástico resistente a punciones y cortaduras, que contenga liquido descontaminante y deberá estar localizado en el mismo lugar de trabajo.

• Después es preciso desinfectar el material con sustancias químicas antes de limpiarlo e introducirlo en el autoclave.

Todo elemento descartable (agujas, jeringas, etc.) deberá ser colocado en un recipiente de material resistente a punciones y cortaduras. Estos recipientes deben ser preferiblemente amplios de paredes rígidas y semirrígidas, con tapa asegurada para su posterior descarte y contener en su interior una solución descontaminante, y estar ubicados lo más cerca posible del lugar de uso de los instrumentos.

• Para la eliminación de todo material contaminado, el método de elección es la incineración de los mismos, o el material puede ser autoclavado y luego destruido o enterrado.

• Los residuos líquidos que se sospechen estén contaminados deben ser tratados con desinfectantes antes de su eliminación o colectados en recipientes que sean eliminados en forma segura.

SOLUCIONES DESINFECTANTES

Todos los materiales utilizados con las muestras de los pacientes o con los pacientes deberán ser descontaminados, la solución desinfectante utilizada va a depender del tipo de material de que se trate y al grado de contaminación.

• Para la descontaminación del material descartable (agujas, jeringas, etc.) se utilizara hipoclorito de sodio al 10% (clorox, límpido). Se preparara la concentración de hipoclorito indicada en el momento en que será utilizada.

• Las agujas se descartaran junto con la jeringa en el recipiente destinado para esto sin colocar los protectores ni doblarse, junto con otros materiales punzo-cortantes. El material se expondrá a la acción del hipoclorito durante 30 minutos.

• Descartar la solución de hipoclorito por el drenaje.

• Para la descontaminación del material reusable se utilizara Glutaraldehído al 2% por ser menos corrosivo.

• Se utilizaran dos recipientes, uno con agua destilada donde se sumergirá el material para retirar la mayor cantidad posible de las materias orgánicas que contengan. Y otro recipiente con glutaraldehído al 2% donde se sumergirá el material durante 30 minutos.

• Después de este tratamiento se retirara el material para lavarlo y esterilizarlo.

• La solución de glutaraldehído tiene una duración promedio de 28 días, pero se debe controlar su pH diariamente. El agua destilada se descartara cada vez que sea utilizada. Ambas soluciones se descartarán en el drenaje.

• Las superficies de trabajo deberán limpiarse diariamente con solución desinfectante. Esta solución puede ser hipoclorito de sodio.

VIGILANCIA Y EVALUACIÓN

Garantizar la bioseguridad en los laboratorios no puede ser una labor individual, espontánea o anárquica, es preciso que existe una organización de seguridad que evalúe todos los tipos de riesgo en un laboratorio y, acorde con las recomendaciones hechas por los Comités de Seguridad, controle y garantice el cumplimiento de las medidas de seguridad para el trabajo en esas áreas..

Debe enfatizarse que los dos aspectos más importantes para garantizar la seguridad en un laboratorio son la observación estricta de las normas técnicas de seguridad de éste y el entrenamiento adecuado de los trabajadores, el equipamiento y la facilidad con que el laboratorio brinde barreras de protección adicionales y eficaces, pero la primera y más importante barrera es la disciplina y la habilidad del personal.

La responsabilidad principal por toda la seguridad compete al director de la institución, sin embargo en los centros o instituciones con gran cantidad de trabajo microbiológico es esencial que exista un responsable de la seguridad a tiempo completo, en el cual el director podrá delegar sus funciones aunque mantenga su responsabilidad. También se recomienda la formación de un Comité de Seguridad que debe recomendar las políticas y el programa de seguridad al director, formular un manual y revisar las practicas de seguridad en el área de su competencia.

Otras funciones relativas a la organización de la seguridad en los laboratorios son:

• Redactar protocolos de bioseguridad en cada área y velar por su debido cumplimiento.

• Implantar procedimientos de emergencia, particulares y generales, para casos de accidentes laborales de cualquier tipo.

• Garantizar el entrenamiento adecuado del personal que trabaja en el laboratorio.

• Velar por que se cumplan las disposiciones relativas a la seguridad del transporte y recepción o envío de materiales que contengan o con sospechas de contener agentes patógenos.

FACTORES DE RIESGO

Se conoce como factores de riesgo a todos los elementos, sustancias, procedimientos o acciones humanas presentes en el ambiente laboral que de una u otra forma tienen la capacidad de producir lesiones al individuo o daños materiales en el trabajo; encontrándose así en la fuente, el medio o en las personas y tienen como característica fundamental que son fácilmente controlables.

Los diferentes factores a que estamos expuestos como trabajadores del área de la salud, se pueden clasificar en físicos, químicos, ergonómicos, eléctricos, psicosociales y biológicos.

FÍSICOS

Son los factores que actúan sobre tejidos y órganos no por composición química sino por efectos energéticos. Se dividen en:

Formas Ondulatorias:

• Ruidos

• Vibraciones

Temperaturas extremas

Radiaciones: no ionizantes,ionizantes .

Los efectos de los agentes físicos son determinadas en forma general (en todo el cuerpo -explosión-), local (órgano específico -oído-) o celular (radiaciones).

QUÍMICOS

Los factores químicos son aquéllos que por su composición química son capaces de dañar temporal o definitivamente al organismo expuesto. Se pueden clasificar en:

Sólidos, líquidos, vapores, rocíos, gases .

Estos agentes químicos pueden penetrar al organismo por diferentes mecanismos de absorción, como son: vías respiratorias, piel, vías digestivas y mucosas. Todos los agentes químicos tienen efectos nocivos ya que pueden afectar localmente al organismo o en forma general lo que muchas veces casa efectos irritantes, asfixiantes, cancerígenos, mutagénicos, etc.

ERGONÓMICOS

• La iluminacion deficiente.

• El diseño deficiente del sitio de trabajo y sus mobiliarios.

• Hay que tener en cuenta las posturas y posiciones del cuerpo pues llevan a incurrir al padecimiento de lumbagos, inflamaciones, mala circulación, etc.

• Las cargas pesadas, se debe tener mucho cuidado cuando se maneja con ellas, pues hay condiciones y parámetros que indican la relación del peso de la carga, pues muchas veces ocasiona lesiones.

ELÉCTRICOS

Entre los factores eléctricos que le pueden causar mal al trabajador están: el no hacer control de calidad a equipos que funcionan con electricidad, ya que los cables pueden tener peladuras o no se les este dando un buen manejo lo que conlleva a un riesgo para el trabajador.

También el sitio donde está ubicado el equipo, su ubicación no debe interferir con el desplazamiento del personal.

PSICOSOCIALES

Consisten en los cambios inesperados que se presentan en un individuo en su área de trabajo lo cual conlleva a perjuicios en su salud:

o El trabajo repetitivo causa desinterés y desmotivación por el mismo, lo cual con un aumento en su actividad diaria ocasiona el estrés laboral.

o El desequilibrio psicofísico tiene como consecuencia malas relaciones con los compañeros.

o También suceden con frecuencia alteraciones psicosomáticas.

El estrés ocupacional son alteraciones del individuo a nivel físico y mental, algunas manifestaciones mentales de estrés son: ansiedad, depresión, aislamiento, ira.

• BIOLÓGICOS

De todos los factores de riesgo existentes en un laboratorio, los riesgos biológicos son los más importantes por la variedad y patogenicidad de microorganismos a los que pueda estar expuesto.(bacterias, virus, parásitos, hongos), que causan accidentes o enfermedades profesionales.

Se considera que entre las causas más frecuentes de infección en el personal de laboratorio, se encuentran:

o Accidentes de trabajo al manipular las muestras

o Negligencia e inobservancia de reglamentos al manipular agentes infecciosos

o No disponer de medios adecuados de protección ni de disposición de desechos biológicos.

o Personal inadecuadamente entrenado.

RECOMENDACIONES ANTE UNA EXPOSICIÓN DE RIESGO BIOLÓGICO

.-Mantener la calma.

.-DEFINIR CLARAMENTE CÓMO FUE EL ACCIDENTE:

herida (objeto punzo- cortante)

salpicadura (en piel intacta, piel con lesiones, mucosas)

.-DEFINIR FUENTE:

.-paciente

.-material biológico.

.-objeto punzo-cortante

ACCIONES:

.-Notificar inmediatamente el accidente y dejar lo que se está haciendo para seguir el protocolo.

.-Si fué con un paciente o muestra específica, se debe realizar serología para HIV, VHB, VHC, SÍFILIS tanto a la fuente como al accidentado, en caso de no conocer la fuente, el accidentado deberá realizarse igualmente las pruebas.Se debe tomar toda la información si es posible de la fuente como NOMBRE, TELÉFONO, CÉDULA, DIRECCIÓN, ETC.

.-Realizar un informe detallado del accidente.

.-Recibir y cumplir el tratamiento antirretroviral o antirretroviral y antibiótico, dependiendo del caso, dentro de las 2 horas del accidente, y no suspenderlo por ningún concepto, a menos que presente una reacción que amerite su suspensión pero con la aprobación médica.

PROCEDIMIENTO DE EXTRACCIÓN DE MUESTRAS SANGUÍNEAS.

Al momento de la toma de muestra saludar cordialmente al paciente y explicarle el procedimiento que se le va a realizar.

Deberá realizarse un pequeño interrogatorio al paciente para saber si el mismo toma algún medicamento o está en tratamiento, pues estos pueden interferir en algunas determinaciones.

A las mujeres en edad fértil deberá preguntárseles si están pudieran estar embarazada, dado que, este estado altera muchas determinaciones y debe tenerse en cuenta.

Preguntarle al paciente el nombre completo para comprobar datos de la orden, marcar con el nombre completo las muestras tomadas y con el número de la cama piso o área.

Colocar cómodamente al paciente para el procedimiento

Elección del sitio y vena para la punción: Seleccione el sitio que le merezca mayor seguridad de éxito en la técnica y de menor riesgo para el paciente.

La piel del sitio de punción elegido, debe estar indemne y limpia. Se deben utilizar preferentemente, venas del pliegue del codo, medianas basílicas o cefálicas. Si no es posible, se puede ubicar venas del dorso de la mano, es más dolorosa para el paciente y tienden a romperse o formarse hematomas si no se procede adecuadamente. Se sugiere utilizar scalps para causar menos inconvenientes.

TORNIQUETE: Colocar compresor 10 cm por encima del sitio de punción si es necesario. Tenga la precaución de soltarla, una vez elegida la vena.

Es importante conocer cuándo NO SE DEBE COLOCAR TORNIQUETE PARA LAS EXTRACCIONES. Su aplicación es útil en caso de venas profundas, poco visible y poco palpables. El tiempo de utilización no debe ser mayor a un minuto, ya que produce alteraciones en los valores del calcio, potasio, hematocrito, pruebas de coagulación entre otros.

Seleccionar el vaso mediante el tacto, así determinaremos la profundidad, calibre, elasticidad, etc. También se puede localizar la vena por inspección (color azulado).

Desinfectar el punto de punción con torundas impregnadas de alcohol de 70º, haciendo la limpieza desde el centro hacia afuera en forma de espiral. Una vez aplicado, esperar que tome contacto con la piel al menos por 30 segundos, antes de puncionar.

Pinchar la piel y posteriormente la vena en dirección contraria al flujo sanguíneo, con un ángulo entre 15º y 30º respecto a la piel, con el bisel de la aguja hacia arriba. Fije la vena traccionando la piel que la circunda.

Colocar la AGUJA en la camisa o capuchón adaptador de vacío. Conectar el sistema de trasvase al tubo para recoger la cantidad de sangre deseada. Cambiar de tubos. Colocar una torunda seca en el sitio de punción haciendo presión e indicando al

paciente mantenga al brazo flexionado por unos 5 minutos.Luego colocar un adhesivo o curita en la zona punzada.

Es de suma importancia respetar el órden de llenado de los tubos al vacío: Según las actualizaciones (NCCLS/CSLI H3 –A5), éste orden ha sido modificado cuando se utilizan los tubos al vacío, debido a que el tapón rojo contiene un activador de la coagulación, que garantiza la formación del coágulo en el tiempo convencional.

Si se va a utilizar jeringa, el orden de llenado de los tubos debe ser:

TUBO DE COAGULACIÓN -TUBO DE HEMATOLOGÍA –– TUBO SIN ADITIVOS. Con el número de mezclado indicado anteriormente.

Si se utiliza el tubo para VSG automatizada, es un tubo largo y delgado con tapa negra, se debe invertir 8 veces.

Etiquetar e identificar los tubos. POR NINGÚN CONCEPTO DEBE DECIRLE AL PACIENTE QUE BOMBEE CON EL PUÑO.

Esto produce éxtasis venoso y altera las pruebas. La eliminación de la jeringa y aguja debe ser en receptáculo especialmente designado,

sin doblar, lavar, quebrar o recapsular la aguja.

Registrar en el libro de toma de muestras el nombre completo del paciente, exámenes solicitados, la hora de extracción, nombre del feblotomista y hora de llegada al laboratorio y firma de quien recibe la muestra a conformidad.

El envío de las muestras deberá ser acorde con las indicaciones y llevados inmediatamente al laboratorio clínico.

Muestras que necesiten temperaturas ambiente se transportarán en una cava, colocados en forma vertical.

Muestras refrigeradas, se trasportaran en cava con hielo, colocando las muestras verticalmente.

Tener en cuenta que el envío de gases arteriales se realiza inmediatamente al tomar la muestra en condiciones de refrigeración.

Muestras microbiológicas serán tomadas y transportadas en material estéril en su medio correspondiente.

Suero: No es aconsejable desprender el coagulo del tubo con un aplicador, porque es una fuente potencial de hemólisis. Si el tiempo de coagulación no es el adecuado, la formación latente de fibrina puede causar un problema en las determinaciones que se efectúan en equipos automáticos, se puede acelerar la coagulación utilizando un activador como trombina, o partículas de vidrio o sílice.

Punción capilar

La sangre capilar contiene más glucosa, mas leucocitos, mas glóbulos rojos y

hemoglobina. Pero las plaquetas son mas bajas. Los glóbulos rojos de la sangre decapilares son menos frágiles que los venosos.SITIOS DE PUNCIÓN SUBCUTÁNEA:

Sitio adecuado de punción en el talónLa punción en las áreas sombreadas evita lesiones en tejidos óseos.

TÉCNICA:1) Seleccionar el punto para la punción. En lactantes casi siempre se elige la superficieplantar interna o externa del talón. En niños de más edad puede utilizarse la superficiepalmar de la última falange del 2º,3º o 4º dedo de la mano. Otro punto es la superficieplantar del 1º dedo del pie, la cara lateral de un dedo junto a la uña y el lóbulo de laoreja. La zona no debe presentar edema ni punciones anteriores.2) Calentar la zona de la punción con una compresa húmeda a una temperatura nosuperior a 42ºC con esto se aumenta el flujo sanguíneo por las arteriolas y loscapilares, consiguiendo una muestra con un mayor componente arterial que resulta útilen las determinaciones de pH y gases.3) Limpiar la zona de punción con una solución acuosa de alcohol al 70%. Se deja secar.la piel y no se toca la zona con ningún objeto que no haya sido previamenteesterilizado.4) La punción se lleva a cabo con una lanceta estéril, realizando un único movimiento con el instrumento casi en paralelo con respecto a la superficie de la piel. Cuando se realiza en el talón se sujetara éste con el 1dedo sobre el arco y con el pulgar proximal al punto de punción, en la zona del tobillo. Debe utilizarse una lanceta de menos de 2,4mm de longitud para no lesionar el calcáneo (hueso del talón).5) Desechar la primera gota de sangre enjugándola con una gasa estéril. A continuación, regular el flujo de sangre mediante presión con el pulgar. No hay que realizar maniobras de ordeñe ya que se pueden bemolizar la muestra e introducir un exceso de líquido histico.6) Recoger la muestra en un recipiente adecuado. Para volúmenes pequeños se pueden utilizar capilares desechables de vidrio de pequeño calibre y extremo abierto. El grosor puede ser uniforme o disminuir gradualmente en uno de los extremos. Vienenheparinizados o no y con agitados magnético o no.La aspiración de la muestra enforma oral no se recomienda en absoluto por razones de seguridad. Para sellarlos seemplean compuestos de arcilla y plástico.7) Indicar en el informe que los resultados corresponden a sangre de punción subcutánea, teniendo en cuenta que existen importantes diferencias en las concentraciones de glucemia, potasio, proteínas totales, calcio y hematocrito entre la sangre venosa y la de este tipo.

IMPORTANTE:

Concentración sanguínea local es consecuencia de una aplicación prolongada de un torniquete. Una retracción excesiva del embolo puede contraer una vena pequeña y la sangre no entra en la jeringa. También puede no llegar sangre a la jeringa si se punciona solo la capa exterior de la vena, esto se soluciona retrayendo un poco la aguja y haciéndola entrar de nuevo, esto puede provocar hematomas, si se nota indicios de éste se debe retirar la aguja y aplicar una presión local de 10 minutos, no masajear. Si se atraviesa la vena también causa de que no salga sangre, en este caso se retira la aguja un poco, se aspira suavemente. Sincope: su mejor tratamiento es poner al paciente en decúbito, si ya esta darle atención médica.

ANTICOAGULANTES.

Se consideran como anticoagulantes:

• Mezcla de oxalatos.• Citrato de sodio.• Oxalato de sodio.• EDTA.• Heparina.• ACD.• CPD.

Mezcla de Oxalatos. También llamada anticoagulante de Wintrobe. Contiene oxalato de amonio, oxalato de potasio, formol y agua.

Para 5ml de sangre se utilizan 0.5ml de la mezcla de anticoagulante (desecado en estufa a 37ºC o a temperatura ambiente antes de utilizarlo); esta solución anticoagulante actúa como tal para fijación de calcio y debe usarse siempre desecado para no diluir la sangre.

Mezcla de oxalatos de sodio y potasio. Es otro anticoagulante conocido como "Mezcla de Paul – Heller".

Citrato de sodio al 3.8% y oxalato de sodio al 1.4%. Se usa en relación de una parte de anticoagulante por cada nueve partes de sangre, habitualmente se usan 0.25ml de la solución para completar a 2.5ml de volumen total con la muestra de sangre.

Actúan en la misma forma que la solución anticoagulante de Wintrobe, es decir, por fijación de calcio.

Son los anticoagulantes de elección para tiempo de protrombina (TP) y tiempo de tromboplastina parcial (TTP).

EDTA (ácido etilen-diamino-tetra-acético). Las sales de sodio y potasio en este ácido se comportan como poderosos anticoagulantes y son anticoagulantes de elección para el trabajo de rutina y Hematología (se utiliza al 10%).

• No afecta la morfología de las células hemáticas.• No modifica la velocidad de sedimentación globular.• Actúa como quelante del calcio.

Se le llama quelante ya que secuestra al calcio y lo separa de la cascada de la coagulación, impidiendo que la sangre coagule. Se utilizan 0.05ml por cada 3ml de muestra de sangre. Dada la pequeña cantidad de solución, no es necesario desecarla, ya que prácticamente no diluye la sangre a analizar; en exceso afecta adversamente tanto a los eritrocitos como a los leucocitos, causando su encogimiento y provocando cambios en su forma; por ello debe cuidarse de agregar la cantidad correcta de sangre al anticoagulante. Se prefiere la sal tripotásica a la disódica, ya que es más soluble (10 veces más) y ello hace efectiva la mezcla del anticoagulante con la sangre.

Hay tubos que vienen con el EDTA liofilizado, es decir, como un polvo, éste es mejor porque desminuye el efecto de dilución de la muestra, sobre todo cuando es poco volumen,.

SABEMOS QUE HAY QUE RESPETAR LA PROPORCION ANTICOAGULANTE/SANGRE, si está en exceso el anticoagulante se diluye la muestra y dan falsos resultados, y si está en menor cantidad, se coagula la muestra.

Heparina (heparina sódica de 1,000 unidades). La fina capa de solución de heparina de 1,000 unidades:

• Se utiliza para las gasomerías.• La heparina es un excelente anticoagulante.• No altera el tamaño de los eritrocitos.• Actúa inhibiendo la actividad de la trombina sobre el fibrinógeno y es este

mecanismo, el que la hace diferente a los demás anticoagulantes mencionados.

ACD y CPD. Son los principales anticoagulantes utilizados en los bancos de sangre (en las bolsas para la recolección de ésta).

El ACD contiene ácido cítrico, citratos y dextrosa. En este anticoagulante la sangre se mantiene hasta 21 días.

El CPD contiene citratos, fosfatos y dextrosa. El radical es un amortiguados que favorece el pH de la sangre normal (7.4) permanezca así durante más tiempo, por lo que este anticoagulante hace que las bolsas duran 21 días + 7, siempre y cuando el plasma no presente una coloración rojiza (hemólisis) ni tome un color verdusco debido a la panaglutinibilidad o contaminación bacteriana.

GASOMETRÍA VENOSA

Es una prueba que se utiliza en el estudio del equilibrio acido-base.

La extracción la puede realizar el personal de laboratorio, médicos y enfermeras, lo importante es la metodología.

Se deben usar jeringas de 3ml o menos, dependiendo si es adulto o niño y la cantidad que se necesite.

Las determinaciones de los gases sanguíneos se deben realizar en sangre completa, por lo que para impedir que la sangre extraída se coagule en la jeringa se utilizan anticoagulantes para inactivar los mecanismos que ponen en marcha la coagulación. La heparina de litio es el anticoagulante de elección, pero hay que tener en cuenta que un exceso de heparina afecta a la determinación del pH, pCO2, pO2 y a la hemoglobina. No utilizar oxalatocomo anticoagulante pues aumenta el pH, ni citrato ni EDTA que lo disminuyen.

El volumen de heparina debe ser sólo el necesario para cebar la jeringa, no debe exceder de 0,1 ml, y el excedente se debe expulsar, para no diluir la muestra ni alterar el pH.

Lo aconsejable es no utilizar el torniquete, y si se utiliza debe ser por breve tiempo y no tan ajustado.

En caso de niños, se debe hablar y tranquilizar, ya que el llanto excesivo produce hiperventilación y altera los resultados.

Hay que evitar la formación de burbujas de aire en la jeringa. Las burbujas que se mezclan con una muestra de sangre dará lugar a un equilibrio de gases entre el aire y la sangre, reduciéndose de forma importante la pCO2 de la muestra, aumentando el pH, por lo que tras la extracción es conveniente expulsar las burbujas. Seguidamente se cierra con un tapón y se agita para disolver la heparina, lo que evitará la formación de coágulos.

Las muestras deberían analizarse lo antes posible, ya que la sangre consume oxígeno y libera CO2 a una velocidad que depende de la temperatura corporal. Por ello, si se ha de almacenar una muestra más de 10 minutos, deberá enfriarse entre 0 ºC y 4 ºC no más de 30 minutos para minimizar los efectos del metabolismo.

GASOMETRÍA VENOSA POSTPRANDIAL

Esta prueba es utilizada para evaluar el equilibrio ácido-base, se realiza en la mañana y la obtención de la muestra es DOS HORAS DESPUÉS DEL DESAYUNO.

No debe realizarse en ayunas ni antes de las 2 horas después de comer, los valores de la gasometría no serán confiables.NIGUNA MUESTRA PARA GASOMETRÍA SE DEBE RECOLECTAR EN TUBOS, NI SIQUIERA AL VACÍO.

PRUEBA DE TOLERANCIA ORAL A LA GLUCOSA

Son pruebas que miden la capacidad para metabolizar la glucosa. Las personas que padecen de diabetes mellitus tienen altos niveles de glucosa en la sangre y las pruebas de tolerancia a la glucosa son una de las herramientas para diagnosticarla.

También se utiliza para descartar la diabetes gestacional en mujeres embarazadas. En el embarazo, este tipo de diabetes suele diagnosticarse entre las 24 y 28 semanas. Los factores de riesgo más importantes en este tipo de diabetes son:

• Mujeres obesas

• Mayores de 25 años con antecedentes familiares que cursen con diabetes• Anteceentes famliliares con diabetes y en los que el niño al nacer pesó más de 4 kg.

La prueba más común de tolerancia a la glucosa es la oral. Después de una noche de ayuno (8 a 12 horas), se toma una muestra de sangre basal y otra 2 horas después de ingerir una carga oral de 75 g de glucosa. Las mediciones intermedias no se realizan de manera rutinaria, a menos que sea solicitado por el médico. Por este motivo se eliminó el término "curva de tolerancia a la glucosa". Además, el paciente no puede comer durante el examen y se recomienda informar al médico acerca del uso de medicamentos que pueden afectar los resultados del mismo.

Con frecuencia se solicita la medición de los niveles de insulina (hormona producida por el páncreas que permite introducir la glucosa desde la sangre hasta las cada una de las células del cuerpo).

IMPORTANTE:

La dosis de glucosa utilizada es de 75 g, diluidos en 375 cc de agua, los cuales deben ser ingeridos a temperatura ambiente, en un período NO mayor a cinco (05) minutos. Por lo general se emplean soluciones preparadas y saborizadas estándar.

En NIÑOS rara vez se utiliza, pero cuando se requiere LA CARGA DE GLUCOSA se calcula con base en 1.75 g por kg de peso sin exceder 75 g en total.

La prueba debe realizarse a primera hora de la mañana.

No se debe dar la carga glucosada si el valor de glicemia basal es superior a los 125 mgr/dL de ese mismo día o si no es posible, del día anterior.

El paciente debe estar en ayunas, no debe haber realizado ningún tipo de ejercicio o esfuerzo antes de la prueba.

El paciente debe permanecer sentado en la sala de espera si es ambulatorio; no debe ingerir ningún tipo de bebida o alimento, caramelos, chiclets, etc, y no debe fumar.

Estar atento si el paciente se siente mareado o con náuseas, deseos de vomitar, sudor frío, para ello se debe recomendar al paciente avisar cualquier síntoma que presente.

NO debe practicar en pacientes con VIH+ que estén recibiendo inhibidores de la proteasa, en vista del alto número de resultados falsamente positivos.

El plasma separarse mediante centrifugación tan pronto se extraiga la muestra de sangre, para el suero se debe dejar máximo 15 min para retracción del coágulo y luego centrifugar. Lo importante es separar el plasma o suero del paquete globular para evitar la glicólisis que puede originar una subestimación de la glicemia real del paciente.

Los valores sanguíneos normales para una prueba de tolerancia a la glucosa oral con 75 gramos utilizada para detectar diabetes tipo 2 son:

• Ayunas: 60 a 100 mg/dL• 1 hora: menos de 200 mg/dL• 2 horas: menos de 140 mg/dL. Entre 140 y 200 mg/dL se considera que existe

deterioro en la tolerancia a la glucosa (algunas veces mal llamada "prediabetes"). Este grupo está en mayor riesgo de desarrollar diabetes. Un nivel por encima de 200 mg/dL es un signo de diabetes mellitus.

Los valores sanguíneos normales para una prueba de tolerancia a la glucosa oral con 50 gramos utilizada para detectar diabetes gestacional son:

• 1 hora: igual a o menos de 140 mg/dL.

Los valores sanguíneos normales para una prueba de tolerancia a la glucosa oral con 100 gramos utilizada para detectar diabetes gestacional son:

• Ayunas: menos de 95 mg/dL• 1 hora: menos de 180 mg/dL• 2 horas: menos de 155 mg/dL• 3 horas: menos de 140 mg/dL

HEMOGLOBINA GLICOSILADA . El tiempo de vida de los glóbulos rojos es aproximadamente de 120 días. Esta medición expresa el nivel de azúcar en promedio de 2 a 3 meses atrás, por lo que es un parámetro aceptable para seguir el control de un paciente. Por este motivo se recomienda solicitar dicho examen tres o cuatro veces al año. Esto es sumamente útil en el control de los pacientes, debido a que usualmente estos mejoran su dieta en los días previos al control de la glicemia, falseando los resultados. El valor de la hemoglobina glucosilada es una herramienta eficaz para ver el control metabólico en los últimos meses.

GLUCEMIAS MEDIAS PORCENTAJE DE HbA1C RIESGO DE COMPLICACIONES 60 4 %

Riesgo bajo(se considera normal hasta 6,5%)

90 5 %

120 6 %

150 7 % Riesgo moderado(control aceptable hasta 7,5%)

180 8 %

210 9 % Riesgo

aumentado (mal control a partir de

9,5%)

240 10 % alto

270 11 %

300 12 %

330 13 %

360 14 %

TOMA DE HEMOCULTIVO

OBJETIVO: Determinar la presencia de microorganismos en sangre obtenida con técnica aséptica, mediante la siembra de ésta en un medio de cultivo. En caso de bacteremia permite aislar el agente causal.CONDICIONES:

Uso de técnica aséptica. Evitar la contaminación, al extraer la muestra con la flora microbiana cutánea del

paciente o del operador. El retiro de los medios de cultivo en el laboratorio, debe ser realizado en el momento en

que se procederá a realizar la técnica (no dejar en la sala por tiempo indeterminado, pues la temperatura ambiente altera las condiciones asépticas del caldo de cultivo)

El laboratorio prepara los frascos con la cantidad requerida de medio de cultivo, en una proporción de 1:10 para adultos, de esta manera se obtiene una adecuada proporción de gérmenes patógenos a aislar. (para niños es 1:5), también ya vienen preparados comercialmente con los volúmenes exactos DEL MEDIO.

CONSIDERACIONES DE LA TECNICA DE HEMOCULTIVO

La preparación de la piel es esencial si se quiere evitar la contaminación de las muestras, una vez identificada la vena a puncionar, se debe lavar el área con solución jabonosa. Se debe desinfectar la zona con una torunda impregnada en solución yodada o povidine, en forma de espiral,comenzando desde el centro hacia la periferia de la zona a puncionar.

El vaciar la muestra suavemente, se evita la hemólisis, ya que su presencia puede interpretarse como positividad del hemocultivo.

Si se requieren hemocultivos seriados, se deben tomar las muestras de diferentes sitios de punción en diferentes tiempos previamente acordados.

El retirar los frascos en el preciso momento de la realización de la toma de muestra, permite obtener resultados fidedignos.

La presencia de fiebre en el paciente indica destrucción bacteriana, por lo tanto, no es imprescindible que se tome sólo bajo esa condición; se ha comprobado que el mejor momento para obtener la muestra de sangre es entre 2 y 3 horas antes del peak febril, el que generalmente va precedido de calosfríos.

Frente a la dificultad de predecir un peak febril, se recomienda obtener tres muestras tomadas con un lapso de 30 a 90 minutos, en diferentes sitios de punción.

Si el paciente se encuentra en estado de gravedad, que señale la posibilidad de una bacteremia, no es necesario esperar los 30 minutos entre las muestras, ya que es preciso instaurar terapia de antibióticos precozmente.

Sí el paciente está con antibioterapia, el hemocultivo debe tomarse antes de corresponder la siguiente dosis y consignarlo en la orden, medicamento, dosis, hora de administración de la última dosis.

Sí no se logra obtener sangre en una primera punción, se debe cambiar la aguja utilizada.

MUESTRAS DE ORINA

Se debe ser cuidadoso den obtención de las muestras de orina, puesto que de una correcta técnica dependerá la eficacia del resultado obtenido, en especial cuando se necesita evaluar la presencia de infección en las vías urinarias. Generalmente, las muestras obtenidas en casa no suelen recolectarse en forma adecuada o no se llevan inmediatamente después de ser obtenidas, por lo que los resultados no son completamente fiables.

La orina normal presenta una amplia gama de colores, por lo cual está determinado por su concentración. El color puede variar de un amarillo pálido a un ámbar oscuro, según la concentración de los pigmentos urocrómicos y, en menor medida, la urobilina y de la uroeritrina. Cuanto más pigmento tenga, mayor será la intensidad del color, sin embargo, existen muchos factores que pueden alterar el color normal de la orina, incluyendo medicaciones y dietas, así como diversos productos químicos que pueden estar presentes en situaciones patológicas.

TIRAS REACTIVAS.

Las tiras reactivas para uroanálisis son bases plásticas en las que hay adheridas diversas áreas reactivas para determinar Glucosa, Bilirrubina, Acetona, Densidad, Sangre, pH, Proteínas, Urobilinógeno, Nitritos y Leucocitos.

Los resultados obtenidos por las tiras reactivas proporcionan información referente al metabolismo de carbohidratos, función hepática y renal, balance ácido-base e infecciones del tracto urinario.

Las tiras reactivas están listas para utilizarse y son desechables. Estas pueden ser leídas visualmente aunque existen presentaciones que pueden ser leídas instrumentalmente empleando autoanalizadores .

Las instrucciones deben seguirse correctamente, considerando los tiempos de espera para cada parámetro así como los procedimientos de almacenaje y utilización.

Los valores mínimos detectables para la mayoría de las tiras se resume en la tabla correspondiente.

Tabla 2. Valores mínimos detectables de las tiras reactivas.Area Reactiva Tiempo de Lectura SensibilidadGlucosaBilirrubinaCetonaSangreProteínaNitritosLeucocitospHDensidad

30”30”40”60”60”60”2’60”45”

75-125 mg/dL0.4-0.8 mg/dL5-10 mg/dL (Acido acetoacético)0.015-0.062 mg/dL (Hemoglobina)15-30 mg/dL (Albumina)0.06-0.1 mg/dL (Ion nitrito)5-15 células /µL5.0-8.51.000-1.030

Es posible no encontrar una concordancia exacta entre el resultado determinado de manera visual sobre las tiras y el resultado obtenido por algún método instrumental, esto puede deberse a las diferencias inherentes entre la percepción del ojo humano y el sistema óptico del instrumento.

POR NINGÚN CONCEPTO SE DEBEN DEJAR INTRODUCIDAS LAS TIRAS EN LA ORINA, NI CORTARLAS A LA MITAD PARA AHORRARLAS.

Se debe respetar el tiempo de introducción de la cinta en la orina PEEVIAMENTE MEZCLADA, y la lectura de la cinta debe estar comprendida en los tiempos pre-establecidos.

MÉTODOS MANUALES ALTERNATIVOS:Se emplean cuando no se dispone de las cintas reactivas, se les dará preferencia a

éstas últimas ya que los reactivos en las almohadillas son más específicos que las pruebas alternativas.

DETERMINACIÓN DE GLUCOSA EN ORINA .

Principio: La Glucosa es una sustancia reductora, la cual reduce al sulfato cúprico (color azul), de la solución de Benedict, a óxido cúprico (color rojo) que es insoluble.

Método.1. Con una pipeta depositar 5 mL de solución de Benedict en un tubo de ensayo.2. Agregar 8 gotas de orina y mezclar completamente.3. Hervir durante 2 minutos.4. Dejar enfriar la muestra a temperatura ambiente.5. Examinar la muestra y ver si existe algún cambio de color o precipitado.

Resultados.

*Dividir el resultado por 0.055 para convertirlo a mg/dL

REACTIVO DE BENEDICT.

1. Disolver los cristales de sulfato cúprico por calentamiento en 100 mL de agua destilada (solución A)

2. Disolver el citrato trisódico y el carbonato sódico aproximadamente en 800 mL de agua (Solución B).

3. Añadir la solución A lentamente a la solución B, removiendo constantemente.4. Completar a 1000 mL.

DETERMINACIÓN DE PIGMENTOS BILIARES EN ORINA.

Principio.Cuando se añade yodo (solución de Lugol) a la orina que contenga pigmentos biliares

se forma un complejo verde.

Método

1. Colocar 4 mL de orina2. Agregar 4 gotas de lugol3. Agitar el Tubo y Observar.

Resultados.

Verde Pálido: +Verde Intenso: ++Amarillo Castaño: Negativo

DETERMINACIÓN DE UROBILINÓGENO EN ORINA.

Fundamento:El p-dimetilaminobenzaldehído reacciona con el urobilinógeno para dar un complejo

rojo.

Método.

1. Colocar 5 mL de orina recién emitida (la orina vieja contiene uurobilina, no detectable).

2. Añadir 0.5 mL del reactivo de Ehrlich

Color Resultado Concentración mmol/L*

AzulVerdeVerde con precipitado amarilloDesde amarillo hasta verde oscuroCastañoDesde anaranjado hasta rojo ladrillo

NegativoHuellas++++++++++

014285683111 ó más

3. Reposar 5 minutos y observar.

Resultados

Color Rojo Intenso: Urobilinógeno aumentado.Color de Rosa a Castaño ténue: Normal.

Reactivo de Ehrlich.p-Dimetilaminobenzaldehído 2g

HCl concentrado 20 mLAgua destilada 80 mL

1. Mezclar el p-dimetilaminobenzaldehído con el agua y 2. A continuación ir adicionando el HCl lentemente y con cuidado.

DETERMINACIÓN DE SANGRE EN ORINA.

Técnica del Sulfato de AmonioFundamento.

Aprovechando la diferencia de solubilidad de la hemoglobina y la mioglobina es posible diferenciar una de otra, cuando en un análisis en tira se tiene sangre positiva y el sedimento muestra escasos o ausencia de éstos.

Método

1. Saturar la orina al 80% con sulfato de amonio (2.8 g + 5 mL de orina).2. Mezclar hasta disolución total.3. Filtrar o centrifugar para separar la hemoglobina (que precipita), de la mioglobina

que queda en solución.

Resultado.

Sobrenadante coloreado MioglobinaSedimento Pigmentado Hemoglobina

DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS

FundamentoExisten diversos ácidos que pueden usarse para precipitar proteínas, éstos son: ácido

sulfosalicílico, tricloroacético, nítrico y acético. Sin embargo el de elección es el ácido sulfosalicílico debido a que no requiere de calentamiento para su precipitación. El método que se empleará usa el reactivo de Exton, que lo hace más sensible y especifico para todas las proteínas.

Método.

1. Centrifugar una alícuota de orina y utilizar el sobrenadante.2. Mezclar volúmenes iguales de orina centrifugada y reactivo de Exton.3. Observar resultados.

Reactivo de Exton

1. Disolver 88g de sulfato de sodio en 600 mL de agua destilada con ayuda de calor.2. Agregar 50g de ácido sulfosalicílico y llevar a 1000 mL

Resultados.

No existe turbidezSe percibe turbidez sólo sobre fondo negroSe observa turbidez pero no granularSe observa turbidez y es granularTurbidez considerable y existe aglutinaciónNube densa con masas aglutinadas de gran tamaño que pueden solidificarse

Negativa

Trazas

++++++++++

Reacción de Fouchet: una prueba para la determinación de bilirrubina. Se añade una parte de un reactivo compuesto de 5 g de ácido tricloroacético, 20 ml de agua y 2 ml de cloruro férrico, a una parte igual de suero sanguíneo. Se produce una coloración verde si contiene bilirrubina. Reacción de Francis: una reacción para determinar para ácidos biliares en la orina. Se mezclan 2 g de glucosa y 15 g de ácido sulfúrico diluído y se vierte encima lentamente la orina. La formación de un color púrpura indica la presencia de ácidos biliares

Reacción de Gerhardt: se agitan partes iguales de orina y cloroformo y se añade tintura de yodo e hidróxido potásico; la presencia de ácidos biliares se revela por la aparición de un color verde pardusco. Reacción de Gmelin: se añade ácido nítrico fumante a la orina en un tubo de ensayo, de modo que forme una capa sobre aquel líquido. Si hay pigmentos biliares, cerca de la unión de ambos líquidos se forman anillos, un anillo verde encima y otros debajo, azul, violeta rojo y rojo amarillo. Si faltan los anillos verdes y violeta rojo, es probable la presencia de luteína.Método de Schlesinger: a 10 ml de orina se añade igual cantidad de acetato de cinc y 2 o 3 gotas de lugol. La presencia de urobilina se manifiesta por el desprendimiento de fluorescencia.

CETONAS EN ORINA : PRUEBA DE ROTHERA

La reacción de rothera es una prueba que utiliza nitroprusiato y en la que se forma un anillo. Es muy sensible al ácido diacético pero en menor medida a la acetona, no permite detectar ácido Beta-hidroxibutirico. Este método permite determianr alrededor de 1-5 mg7dl de ácido diacético y 10-20 mg7dl de acetona.REACTIVOS

1. Reactivo de Rothera: Pulverizar y mezclar 7.5 gramos de nitroprusiato de sodio y 200 mg de sulfato de amonio.

2. Hidróxido de amonio concentrado.

PROCEDIMIENTO

1. Agregar aproximadamente 1 g de reactivo de Rothera a 5 ml de orina en un tubo de ensayo y mezclar bien.

2. Cubrir con 1 ml de hidróxido de amonio concentrado.

3. Si la prueba es positiva se forma un anillo rojo púrpura al cado de 1 1/2 minuto en el punto de contacto.

INFORMAR COMO SIGUE:

Negativo: No se forma anillo púrpura tirando a rosado.

• Trazas: Tenue anillo púrpura tirando a rosado.• POSITIVO:

2 + Anillo púrpura oscuro estrecho, limitado4 + Anillo púrpura oscuro extenso.Este procedimiento ha sido, en la mayoría de los laboratorios, remplazado por las tiras reactivas y por el Acetest.

ANÁLISIS QUÍMICOpH: Las tiras reactivas contienen los indicadores rojo de metilo, fenoftaleína y azul de

bromotimol, que al contacto con la orina produce un cambio de color que va desde naranja hasta verde azulado, con un rango entre 5.0 y 9.0.

Proteínas: El Test se basa en el principio de indicadores, es decir que el indicador cambia de color en presencia de proteínas a un pH constante. El papel reactivo para la determinación de proteínas contiene una mezcla de tetrabromofenol o tetrabromofenoftaleína en presencia de proteínas muestra un viraje de color de amarillo a verde y azul.

Glucosa: Se basa en el método específico de glucosa oxidasa – peroxidasa. La prueba es independiente del pH y de la densidad de la orina. El cromógeno varía según la casa comercial.

Cetonas: Se basa en el principio de la prueba de Legal. El ferrocianuro sódico y glicina que reaccionan con el ácido acetoacético y la acetona en medio alcalino para formar un compuesto de color violeta.

Sangre oculta: El papel reactivo contiene un hidroperóxido orgánico que provoca la oxidación del indicador o cromógeno bajo la acción de hemoglobina o mioglobina. Las tiras comerciales actuales permiten la detección de eritrocitos intactos así como de hemoglobina y mioglobina. Los hematíes intactos se hemolizan al contacto con el área reactiva. La presencia de hematíes intactos da una reacción de color punteada, mientras que la hemoglobina libre y la mioglobina dan coloración uniforme.

Bilirrubina: Se trata de una reacción de acoplamiento entre la bilirrubina y una sal de diazonio en medio ácido.

Urobilinógeno: Una sal de diazonio estable produce, con el urobilinógeno en un medio ácido, casi instantáneamente, un cambio cromático.

Nitrito: La prueba se basa en el Test. De Griess, en donde el nitrito en medio ácido reacciona con el ácido parsalínico, o con una amina aromática para formar una sal de diazonio que con una benzoquinolina produce un color rosado y demuestra la conversión de los nitratos en nitritos por la acción bacteriana en la orina.

Estearasa leucocitaria: El test comprueba la actividad estearásica de los granulocitos. Estas enzimas desdoblan un éster de indoxilo a indoxilo el cual se oxida por acción del oxígeno y desarrolla un color violeta.

ORINA COMPLETA Y SEDIMENTO

Consideraciones previas a la toma de muestra: Se debe indicar al paciente que permanezca en ayuno completo, por lo menos 6- 8

horas previas a la toma de la muestra. Se debe tomar la muestra a primera hora de la mañana, cuando el paciente

despierte, esta orina es más concentrada y permite detectar mejor las alteraciones (ej. en Test de Embarazo , SEDIMENTO URINARIO, Urocultivo)

Las muestras tomadas en domicilio se deben enviar lo antes posible al laboratorio, no más de 30 minutos, en especial los urocultivos, éstos últimos deben transportarse en hielo.

Todas las muestras obtenidas deben ser realizadas en orina de segundo chorro, a no ser que se indique lo contrario.

Se pueden dar instrucciones precisas al paciente, para que obtenga la muestra, si éste se encuentra en condiciones de captar las indicaciones. Debe indicarse previa asepsia de los genitales para garantizar una buena recolección de orina y que no esté contaminada con otras secreciones( vaginales, semen, heces, etc).

En el hombre no se recolectan las últimas gotas de orina, ya que suelen agregarse secreciones prostáticas a ella,

La eliminación del primer chorro (10-12 cc de orina), permite arrastrar los gérmenes que se ubican en la porción distal de la uretra, los que podrían contaminar la muestra.

Recolección de muestras de orina en niños En niños, puede utilizarse una bolsa de plástico estéril colectora de orina (Producto comercial. La bolsa se colocará después de haber lavado los genitales adhiriéndola a la piel por medio de un anillo adhesivo. Si no es posible recolectar orina en los siguientes 45 minutos, deberá cambiarse la bolsa por una nueva

UROCULTIVO Y ANTIBIOGRAMA

La toma de muestra de orina para cultivo y antibiograma es similar a la descrita para examen de orina completa, la diferencia es que el ENVASE para la recolección debe ser siempre estéril. En esta sección veremos la toma de muestra de orina en paciente con catéter vesical o sonda Foley, también se puede obtener muestra de orina a través de cateterismo.

MUESTRAS DE HECES PARA COPROPARASITOLÓGICO.

OBJETIVO: Permite determinar la presencia de parásitos intestinales.

1) No requiere preparación especial del paciente. 2) Se toma una muestra de deposición obtenida a cualquier hora del día, y se coloca con una paleta de plástico en un envase recolector de heces.Se debe procesarlos más pronto posible.

3) Si se solicita examen SERIADO, repetir el procedimiento día por medio hasta completar tres muestras.

Examen físico:* Color : Normalmente las heces son de color pardo de diferente intensidad, este color se debe a la presencia de urobilina, varía de acuerdo a la ingestión de alimentos y medicamentos. Heces acólicas: Blanco-grisáceas, de color ceniza, son las heces en la acolia de las ictericias obstructivas y de la fase aguda de las hepáticas, con lo que su aspecto se ha comparado con la masilla. La ingestión de papilla de bario puede producir el mismo efecto. * Olor : Las sustancias aromáticas provenientes de la desaminación y descarboxilación del triptofano por las bacterias son las que le dan a la materia fecal el olor característico.* Consistencia : Normalmente las heces son blandas aunque moldeadas. Se observan heces extremadamente duras en el estreñimiento y líquidas por acción de laxantes, o por causas que originen diarrea. Esta consistencia puede ser: Líquida, blanda o dura.* Aspecto : Hay diferentes aspectos como son : Diarreico, cremoso, mucoide, granuloso, pastosa.* Reacción : La reacción y el pH de la materia fecal depende del régimen alimenticio. Generalmente son alcalinas.

COPROCULTIVO OBJETIVO: Permite determinar la presencia de gérmenes en el tracto digestivo. Medio transporte Cult-Pack , CULTURETTE.

Equipo: � Guantes estériles o de procedimientos � 1 tubo estéril con hisopo y medio de transporte (gel)

Técnica: 1) Infórmele al paciente 2) Lávese las manos. Lleve el material. 3) Colóquese los guantes. 4) Pídale al paciente que se coloque en posición decúbito lateral.

5) Separe los glúteos del paciente e introduzca suavemente y en forma rotatoria el hisopo con algodón, en el ano. 6) Al obtener la muestra, introduzca el hisopo suavemente, sin topar las paredes del tubo, hasta sumergirlo bajo el medio de transporte. 7) Tape el frasco sin contaminar.8)Lleve al laboratorio de bacteriología o guarde en estufa.

TECNICA DE RECOLECCION DE ORINA DE 24 HORAS

Esta técnica es utilizada para la realización de pruebas cuantitativas diversas, tales como: determinación de depuraciones, niveles hormonales, electrólitos, etc.

Previa a la recolección de orina de 24 horas se debe informar al paciente y dejarle uno o dos botellas para la recolección total de orina, además poner un cartel en un lugar visible, dentro de la unidad del paciente, para que el personal que lo atiende esté en conocimiento del procedimiento a realizar.

Técnica: 1) El paciente debe vaciar completamente la vejiga a una hora determinada, (p.ejm: 5:00 AM) luego esta orina se elimina. 2) Se debe recolectar la totalidad de orina que presente durante las 24 horas. (a partir de las 5:00 AM de ése día, hasta las 5:00 AM del día siguiente, incluyendo la orina obtenida en ese momento) .3) La recolección se hace en recipiente limpio, NUNCA DE RECIPIENTES QUE HAN TENIDO DETERGENTES NI ALIMENTOS, se prefiere sean comprados o de agua mineral, SECOS, y debe ser mantenida a 4 º C, en lo posible, ya que la orina a temperatura ambiente, cambia el Ph, de ácido a alcalino (producto de la contaminación por bacterias ambientales que degradan la urea) .4) Estas pruebas se invalidan al descartar la orina de una micción.5) . Es importante interrogar al paciente cómo realizó la recolección, dónde la almacenó, durante cuánto tiempo fue la recogida y si olvidó alguna micción.6)No deben recibirse muestras derramadas, llenas hasta el borde o en en recipientes inadecuados.7)Para niños se puede recolectar orinas de 12 horas y se debe hacer la acotación.

CLEARANCE O DEPURACIONES:

Se recolecta orina de 24 hrs. y conjuntamente se toma una muestra de sangre en ayunas. Técnica: 1) Se debe instruir al paciente: acerca de: no ingerir diuréticos, té, café u otros alimentos que

estimulen la diuresis, mientras dure la recolección de orina.

2) Recolección de orina de 24 horas, según la técnica descrita anteriormente. 3) Al terminar la recolección, se toma una muestra de sangre para el analito respectivo.

4) En la orden del examen consignar el total de orina de las 24 hrs, enviando una muestra del total al laboratorio .5) Consignar además en la orden del examen: Peso, Talla y Edad del paciente.6)El volumen urinario en 24 horas debe ser medido en su totalidad, para eso se utilizan cilindros graduados de 2 lits y de 250 ml. En la orden del examen se registra el total de orina obtenida en las 24 horas.7)Si el paciente recoge más de un envase con la orina de 24 h, debe tomarse alícuotas a partes iguales de cada recipiente, mezclarlas y centrifugarlas antes de ser procesada. NO SE DEBE TOMAR DE UN SOLO RECIPIENTE SI HAY MÁS DE UNO.8)Recuerde antes de medir el volumen total, separar la alícuota para analizar, ya que se contamina la orina con las otras que esté midiendo o se le puede olvidar y descartarla sin haber separado la alícuota. NO OLVIDE SUMAR AL VOLÚMEN TOTAL LO QUE TOMÓ PARA ANALIZAR.

DEPURACIÓN DE CREATININA, RANGOS DE REFERENCIA:

ORINAS PARA COCIENTES URINARIOS O RELACIONES

Las orinas para cocientes urinarios como Calcio/creatinina, Acido úrico/ creatinina, entre otros, deben ser recogidas en un envase recolector de orina, debe ser LA SEGUNDA MUESTRA DE ORINA DE DOS HORAS, EN AYUNAS.

Se le debe dar instrucciones al paciente para que el día anterior no exceda la dieta en lácteos, haga su alimentación normal, si es niño, se debe levantar temprano, vaciar la vejiga, esperar 2 horas en ayunas y al cumplirse el tiempo, recoger la orina en un recipiente adecuado, rotularlo con el nombre del paciente y como segunda orina parcial en ayunas, porque generalmente se les pide uroanálisis también, pero debe ser de la primera orina de la mañana.

Si el paciente trae ambos envases, debe ser cuidadoso de NO CONFUNDIRLOS, dejando el de primera orina para uroanálisis y el de 2 horas para cocientes o relaciones.

A ésta orina no es necesario medir el volumen a menos que se indique.Se le hacen determinaciones de : creatinina, proteínas, microalbuminuria, calcio, ácido

úrico, fósforo, etc.

MUESTRA DE ESPUTO PARA BACILOSCOPIA

Técnica: 1) Paciente en ayunas y sin haberse cepillado o lavado la boca .2) Se debe instar al paciente que tosa o provocar la tos con ejercicios respiratorios de inspiración y espiración profundos y percusión y vibración torácicas para permitir que las secreciones se suelten. 3) El paciente debe sonarse, aclarar la garganta y enjuagarse la boca. 4) Pedir al paciente que tosa y expectore en un frasco de boca ancha, limpio y seco; se debe echar desgarro y no saliva. El paciente debe enjuagarse la boca, registrar las características del desgarro, en hoja de enfermería. 5) Enviar el examen al laboratorio, en una orden especial. con los datos del paciente y estipular si este está con tratamiento antituberculosis. 6) Se debe repetir el procedimiento en días consecutivos hasta completar tres muestras, enviándolas cada día al laboratorio.

PARA CULTIVO DE ESPUTO:

La toma de muestra se realiza de la misma manera que el examen anterior, pero el ESPUTO se toma en un frasco estéril, el cual se debe enviar de inmediato al laboratorio.

MUESTRA DE SECRECION FARINGEA

OBJETIVO: En general, con esta muestra se realizan cultivos, para determinar la presencia de gérmenes patógenos (estreptococos beta hemolítico) 1) Lávese las manos y use guantes estériles 2) Se acomoda al paciente sentado. 3) Se le abre la boca ayudado por un baja-lenguas. 4) Se toma la muestra con un hisopo que se introduce en la faringe, tocando sus paredes con movimientos rotatorios suaves y rápidos, para evitar estimular el reflejo nauseoso. Evite tocar la lengua y contaminar con saliva.

5) Se coloca el hisopo con la precaución de no topar las paredes del frasco estéril.

CRITERIOS DE RECHAZO DE SOLICITUDES Y/O MUESTRAS.

Muestras sin orden médica o que no estén claros los parámetros solicitados. Muestras no identificadas correctamente. Muestras derramadas o tubos rotos. Muestras no adecuada para la prueba solicitada. Muestras que no cumplan con el volumen mínimo para su procesamiento o no guarden la

proporción anticoagulante/sangre. Muestras sin el medio de trasporte adecuado. Muestras recogidas en tubos erróneos. Muestras hemolizadas. Muestras de orinas mezcladas con materia fecal. Muestras coaguladas. Muestras tomadas de catéter donde recibe tratamiento o del mismo brazo o zona donde

recibe tratamiento.

ACCIONES FRENTE A LAS SOLICITUDES Y/O DE LAS MUESTRASCRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS:

1. Si las solicitudes y las muestras no cumplen con los requisitos mínimos indispensables para su correcto procedimiento, el laboratorio debe aclarar las discrepancias con la persona que las envió.

2. El asistente de laboratorio deberá registrar en el libro respectivo, el caso sucedido hora, fecha y servicio al cual se devolvieron las muestras.

3. Discrepancias entre la identificación del paciente que figura en la solicitud del examen, será motivo de rechazo, en este caso se procederá de la misma manera que en el punto 2.

4. Para las muestras de cantidad insuficiente donde no se le pueden realizar los exámenes, se debe solicitar muestra adicional, si no es posible establecer prioridades de procesamiento en acuerdo con el médico tratante, colocar nota en el libro de recepción y el resultado.

ENTREGA DE RESULTADOS.

La entrega de resultados de la prueba se realiza en recepción del servicio de laboratorio. Se debe ser cuidadoso de no confundir resultados, sobre todo cuando los nombres son

similares, para eso se coloca edad, sexo y número de cédula del paciente. También si es un caso de urgencia se pueden entregar al médico tratante, a la enfermera

a cargo para que lo incorporen a la historia clínica y tomar las conductas necesarias.

En el momento de extracción se informa el tiempo de entrega de los resultados ya que depende del tipo de prueba solicitada.

Horario de entrega de resultado de exámenes de urgencias y hospitalizados.

Estos resultados será entregados por el camillero de turno y su nombre será registrado en el libro de recepción de las muestras en el momento de la entrega.

MISCELÁNEOS

ABREVIATURAS MAS USADAS EN EL LABORATORIO CLÍNICO

ACP- Fosfatasa ácidaACTH- Hormona adrenocorticotropa o corticotropinaADA- Adenosín-deaminasaADH- Hormona antidiuréticaAFP- AlfafetoproteínaAINE- Antiinflamatorio no esteroideoALP- Fosfatasa alcalinaALS- AldolasaAPTT- Tiempo parcial de tromboplastina activadaAST- Aspartato aminotransferasaBUN- Balance ureico nitrogenadoCEA- Antígeno carcinoembrionarioCPK o CK- Creatín-fosfo-quinasaCRH- Hormona liberadora de corticotropinaDHEA- DehidroepiandrosteronaDMID- Diabetes mellitus insulino-dependienteDMNID- Diabetes mellitus no insulino-dependienteDTP- Difteria-tétanos-tos ferinaECG- ElectrocardiogramaEEG- ElectroencefalogramaFDA- Food and Drug AdministrationFOD- Fiebre de origen desconocidoFR- Factor reumatoideFSH- Hormona foliculoestimulanteGGT- Gammaglutamil-transpeptidasa o transferasaGH- Hormona de crecimientoGOT- Glutámico-oxalacético-transaminasa o aspartato-amino-transferasaALT- Glutámico-pirúvico-transaminasa o alanín-amino-transferasaGST- Glutation-S-transferasaG6PD- Glucosa-6-fosfato-deshidrogenasaß-HCG- Gonadotrofina coriónica humanaHCM- Hemoglobina corpuscular mediaHLA- Complejo principal de histocompatibilidad humanoHTA- Hipertensión arterialIECA- Inhibidor de la enzima de conversión de la angiotensinaIg- Inmunoglobulinai.m.- Intramusculari.v.- Intravenoso

IMAO- Inhibidores de la monoaminooxidasaLCR- Líquido cefalorraquídeoLDH- Lactato deshidrogenasaLH- Hormona luteinizanteLHRH- Hormona liberadora de hormona luteinizanteMAO- MonoaminooxidasaMHPG- 3-Metoxi-4-hidroxifenilglicolNSE- Enolasa específica neuronalOMS- Organización Mundial de la SaludORL- OtorrinolaringólogoPaCO2- Presión parcial de CO2PaO2- Presión parcial de O2PAO2- Presión alveolar de O2PAP- Fosfatasa ácida prostáticaPK- Piruvato-quinasaPM- Peso molecularPPD- Purified protein derivative. Tuberculina.PSA- Antígeno prostático específicoPTH- Hormona paratiroideaRCP- Reanimación cardiopulomnar.s.c.- SubcutáneoSCC- Carcinoma de células escamosasSIDA- Síndrome de inmunodeficiencia adquiridaSNC- Sistema nervioso centralTAC- Tomografía axial computadorizadaTBG- TiroglobulinaTBPA- Prealbúmina tiroliganteTPA- Antígeno polipeptídico tisularTRH- Hormona liberadora de tirotropinaTSH- Hormona estimulante del tiroides o tirotropinaT3- TriyodotironinaT4- TiroxinaUI- Unidades internacionalesVCM- Volumen corpuscular medio

MÉTODOS EN HECES

MÉTODOS CUANTITATIVOS: son aquellos en los cuales se hace el contaje de los huevos en las heces, permitiendo así valorar la intensidad del parasitismo. Son pocos utilizados, los mas utilizados son Stool-Hausher y Kato-Katz.

MÉTODOS CUALITATIVOS: son los mas utilizados, demostrando la presencia del helminto sin cuantificarla. Muchas veces es necesario concentrar la muestra debido a la escasez de parásitos.

Sedimentación espontánea- Método de Hoffmann, Método de Lutz, permiten concentrar huevos y larvas de helmintos.

Sedimentación por centrifugación-Metodo de Ritchie, MIFC, usados para concentrar huevos y larvas de helmintos.

Flotación- Método de Willis, Faust, permite la detección de huevos livianos (ancilostomideos).

Concentración de larvas de helmintos- Por migración activa, debido a higrotropismo y termotropismo positivo.-Metodo de Baerman y Método de Rugai, para la búsqueda de Strongyloides stercoralis.

Examen directo al fresco.

a) Colocar dos o tres gotas salina a 0,85% en una lámina de microscopio.

b) Tomar con la punta de un aplicador una pequeña porción de heces en varios puntos de las heces, SOBRE TODO EN DONDE SE OBSERVE MOCO O SANGRE( mayor probabilidad de encontrar los parásitos), hasta alcanzar un tamaño final de un grano de arroz.

c) Homogeneizar la muestra en la gota de salina con la ayuda del aplicador, colocarle un cubreobjeto y examinar con objetivo de 10X y/o 40X. La espesura de la muestra no debe impedir el pasaje de luz.

Coloración rápida.

Proceda como en el ítem anterior sustituyendo la salina por una gota de Lugol y prepare la muestra como en el ítem anterior.

Método de concentración por flotación de Willis.

Recomendado especialmente para la investigación de Geo-helmintos. Consiste en preparar el material fecal con Solución saturada de ClNa. Los Huevos de helmintos de peso específico menor que la solución saturada de ClNa tienden a subir y adherirse a una lámina colocada en contacto con la superficie del líquido.

Reactivo: Solución saturada de ClNa.

Técnica:

1. Tomar 1 gr aproximadamente de materia fecal.

2. Colocar la muestra en un recipiente pequeño de boca ancha o la misma tapa de la caja para recolectar las heces y mezclar con la solución saturada de ClNa con la ayuda de un palillo.

3. Trate de llenar completamente el recipiente con la solución, mezcle.

4. Cúbralo con un porta objeto limpio, de manera que el líquido haga contacto con la lámina. Si es necesario coloque mas solución.

5. Esperar 5-10 minutos.

6. En ese lapso, los huevos de helmintos, cuyo peso específico es menor que el de la solución, flotarán y quedarán adheridos a la cara del porta objeto en contacto con la mezcla.

7. Retirar el porta objeto e invertirlo rápidamente para evitar pérdida de material.

8. Examinar al microscopio inmediatamente.

9. Reporte sus resultados en la ficha. Discútalos con sus compañeros, ventajas y desventajas del método.

Este método es de alta sensibilidad en el diagnóstico de huevos livianos de helmintos: A. duodenale, N. americanus, A. lumbricoides, H. nana. No indicado en la búsqueda de huevos pesados ni de larvas.

Método de concentración-Flotación de Faust.

Este método se utiliza solución de Zn, cuya densidad específica es de 1.180 (33%), que conforma un medio de densidad más alta que la de los huevos: Necator 1.055, Tricocéfalo 1.150, Ascaris fértil 1.110 y facilita que los huevos livianos de estos helmintos, con menor peso específico que la solución, se concentren y floten.

La concentración adecuada aconsejada es la que usa como reactivo una solución acuosa de sulfato Zn al 33% con una densidad al 1.180. El agua utilizada diluye y lava la materia fecal. El filtrado con gasa doblada y evita que los detritos gruesos traspasen las paredes, la centrifugación enriquece en delgada película la superficie del líquido centrifugado con los huevos livianos de algunos helmintos.

Técnica:

1) Mezclar bien una porción de materia fecal para preparar una superficie en 10 partes de agua destilada.

2) Filtrar la suspensión a través de una gasa doblada en cuatro, sobre un tubo de centrífuga, ayudándose con un embudo pequeño.

3) Centrifugar el filtrado a 2500 rpm por 1 min.

4) Decantar el líquido sobrenadante y completar con agua hasta igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente . Resuspender el sedimento.

5) Repetir el procedimiento 2 veces hasta que el líquido sobrenadante este listo.

6) Decantar nuevamente el líquido sobrenadante reemplazándolo por igual cantidad de solución de sulfato de Zn al 33%. Mezclar bien la solución con el sedimento. Centrifugar durante 1 minuto a 1500 rpm.

7) Tomar 3-4 gotas de las partículas que flotan en la superficie del líquido. Colocarlos en un porta-objeto y mezclarla con 1-2 gotas de lugol, colocar cubre-objeto.

8) Examinar al microscopio y reporte sus resultados.

Método indicado para el diagnóstico de huevos livianos de helmintos (Necator, tricocéfalos, ascaris, H. nana).

Metodo de Kato.

Reactivos:

Solución de Kato:

Glicerina 500 ml

H20 destilada 450 ml

Verde de malaquita 3% 6 ml

Completar hasta 1000 ml con H20 destilada.

Material:

Papel celofán humedecible

Frasco ámbar

Procedimiento: Se corta el papel celofán en pequeños rectángulos de 25X40mm. En un frasco ámbar se coloca la solución de Kato, se introducen los cortes de celofán. Se depositan por un tiempo mínimo de 24 horas antes de ser usados.

Técnica:

1) Colocar en porta-objeto 60-70 mg de heces (±grano de arroz).

2) Tomar un trozo de papel celofán humedecido en solución de Kato y se escurre en papel absorbente para quitar el exceso.

3) Invertir la preparación sobre la superficie plana y hacerle presión con el dedo, hasta que la muestra se extienda hasta 20-25 mm que no salga de los bordes del papel.

4) Secar y clarificar a temperatura ambiente 30-45 minutos ó con una lámpara de 50W a una distancia de 20-30 cm por 15 minutos.

5) Examinar y reportar sus resultados.

Ventajas del método:

a) Permite el despistaje de varios parásitos en una misma muestra.

b) Puede ser aplicado con facilidad en el medio rural.

c) Es de bajo costo.

d) Facilidad el contaje de huevos de S. mansoni y de infecciones moderadas de algunos otros helmintos.

Desventajas:

a) Está contraindicado en muestras verdaderamente diarreicas.

b) No es recomendable en el despistaje de larvas de S. stercoralis, se tornan invisibles debido a la clarificación que hace la glicerina.

Kato cuantitativo

Es una técnica para cuantificar la intensidad parasitaria en 1 gr de heces y se procede semejantemente a la Técnica de Kato.

a) Se pesa 50 mg de heces. Esto indica que la Técnica se fundamenta en diagnosticar la veinteava parte de ml ( 1gr), por lo tanto, para conocer la carga parasitaria de un gramo de hece de un paciente, bastaría solamente multiplicar la cantidad de huevos logrados en 50 mg por 20.

Grados de infestación de acuerdo con el recuento de huevos:

__________________________________________________________________

Grado huevos/gr. De heces # de helmintos.

__________________________________________________________________

1 Infestaciones leves menos de 2600

2 Infestaciones moderadas 2600 a 12559

3 Infestaciones intensas 12600 a 25599

4 Infestaciones muy intensas más de 2600

Indicaciones:

El recuento de huevos en heces está indicado fundamentalmente en anquilostomiasis, pero también pueden hacerse en ascariasis y tricuriasis. En estos casos, el número de huevos por gramo de heces deberá dividirse entre 1000 y entre 120, respectivamente, para obtener el número total de gusanos. El recuento de huevos de Enterobius vermicularis, Schistosoma mansoni, Taenia, hymenolepis nana o diminuta y de larvas de Strongyloides stercoralis, no permite evaluar el grado de parasitismo, porque estos helmintos no tienen la luz del intestino como sitio normal de ovipostura.

PRUEBA A.P.T: PARA DIFERENCIAR SANGRE MATERNA DE SANGRE FETAL EN RECIEN NACIDOS .

FUNDAMENTO: Algunas veces los neonatos presentan heces sanguinolentas y vòmitos como resultado de la deglución de sangre materna durante el parto.

Si es preciso diferenciar entre la presencia de sangre fetal o sangre materna en las heces o contenido gàstrico de los recien nacidos se puede solicitar la prueba A.P.T.

Esta prueba es importante cuando da positivo la sangre oculta en heces. Se hace la diferenciación para definir si es sangre ingerida o el recien nacido tiene algùn cuadro de hemorragia gastrointestinal.

PROCEDIMIENTO:

Se emulsifica el material de estudio con agua destilada para liberar la hemoglobina, y después de centrifugar, se añade NAOH AL 1% al sobrenadante rosa que contiene la hemoglobina. Cuando està presente la hemoglobina fetal que es resistente al àlcali (NaOH), la soluciòn no cambia de color, (permanece rosado); en tanto que la desnaturalizaciòn de la hemoglobina materna produce un sobrenadante color amarillo pardo. 1.- TOMAR UNA ALICUOTA DE LA MUESTRA EN ESTUDIO.2.- DILUIR CON 1 ML DE AGUA DESTILADA.3.- CENTRIFUGAR.4.- SERVIR EN DOS TUBOS LIMPIOS EL SOBRENADANTE, PARTES IGUALES. EN UNO SE AGREGA 100 lambdas DE NaOH AL 1%.5.- COMPARAR COLOR ENTRE AMBOS:

RESULTADOS:

NEGATIVO: CAMBIO A AMARILLO PARDUZCO: (SANGRE MATERNA) POSITIVO: PERSISTE EL COLOR ROSADO. (SANGRE FETAL).

MODO DE REPORTE:

AMARILLO PARDO: NEGATIVO, NO SE DETECTA LA PRESENCIA DE HEMOGLOBINA FETAL.COLOR ROSADO: POSITIVO, SE DETECTÓ PRESENCIA DE HEMOGLOBINA FETAL.

ACONDICIONAMIENTO DEL MATERIAL DE LABORATORIO

Limpieza del Material de VidrioLa limpieza perfecta del material de vidrio que se va a utilizar en los Laboratorios reviste

una gran importancia. Antes de usar cualquier material de laboratorio, asegúrese que está limpio. Generalmente, este material se limpia con una solución de un buen detergente seguido del enjuague con agua de chorro y luego con agua destilada. A fin de facilitar la limpieza de estos equipos, generalmente los laboratorios están dotados de cepillos de diferentes tamaños, adecuados a las exigencias de los mismos. Si quedan gotas adheridas a las paredes del material, es indicio de que no está completamente limpio por lo que es recomendable el uso de mezcla sulfocrómica o potasa alcohólica seguido de agua de un enjuague con agua de chorro y por último agua destilada.

Cuando el experimento lo requiera, es aconsejable secar el material, pero sin contaminarlo. A tal efecto se recomienda el dejar escurrir bien, o secarlo en la estufa o mediante el uso de aire comprimido libre de grasa.

LIMPIEZA DEL MATERIAL DE LABORATORIO

I. métodos de regla general para una limpieza eficaz de un material de laboratorio.

Los aparatos y material diverso de laboratorio deben limpiarse inmediatamente después de usarlo. Los precipitados y adherencias que son muy fáciles de eliminar si son recientes, adquieren una estructura compacta y tenaz difícil de disolver al cabo del tiempo.El material debe guardarse siempre limpio y seco así queda listo para posteriores aplicaciones.La limpieza se facilita procurando la formación de un compuesto soluble entre la suciedad y el producto de limpieza.

II. técnicas de limpieza de un material si se conoce la naturaleza de la suciedad.

Si de antemano se conoce la composición de la mancha o impureza del material objeto de la limpieza, se busca en tablas el disolvente más adecuado, que en líneas generales seguirá esta relación: Solubles en agua (sustancias inorgánicas) Solubles en sales (metales, ciertas sales insolubles en agua) Solubles en lezca o sosa de potasa (grasas)

III. disolventes de manchas que no se sacan con agua y jabón.

Lezca de sosa Acido clorhídrico diluidoAcido nítrico diluido

IV. soluciones limpiadoras.

Mezcla crómica Acetona Acido nítrico Acido ClorhídricoDisulfuro de carbonato Acido sulfúrico fumante

V. técnicas de limpieza para manchas de hierro.

Enjuagar con ácido clorhídrico 10 molar Enjuagar con agua corriente cuatro veces Enjuagar con agua destilada tres veces

LIMPIEZA Y SECADO DEL MATERIAL DE CRISTALERIA

SUSTANCIAS QUÍMICAS MATERIAL

Mezcla Crómica material de cristalería usadoAgua de chorro tubos de ensayoXilol porta objetos Extran ( 2%, 5%, 20%) cubre objetos Alkox al 3% o 16% pipetas PasteurAlcohol al 96% cajas de petri Pipetas graduadas

INTRODUCCIÓN:

A continuación se describe el procedimiento para la realización de un buen lavado del material de laboratorio.PRELAVADO.El objetivo es brindar una protección al personal que manipulará los elementos durante el traslado a la Central de Esterilización y durante este proceso el personal deberá tomar las precauciones correspondientes, utilizando métodos de barrera para su propia protección (guantes resistentes, camisolín impermeable, barbijos impermeables y protectores oculares).El mismo se realizará con un agente líquido tensioactivo biodegradable (Enzimático o no) de uso quirúrgico, de PH neutro, no iónico y que no deje residuos El material debe ser luego enjuagado el procedimiento debe realizarse en el área donde fue utilizado El material debe llegar al Servicio de Esterilización en forma inmediata: libre de materia orgánica y restos de sangre

visibles debe estar contenido en recipientes rígidos impermeables y con tapa. El prelavado facilita el proceso posterior de esterilización.

LAVADOLa condición fundamental que deben observar los materiales previos a la desinfección y a la esterilización es la LIMPIEZA, que consecuentemente producirá la eliminación de la suciedad y la disminución de la carga microbiana inicial. El lavado se hará utilizando agentes neutros de limpieza, cepillo de cerdas blandas, agua a temperatura entre 40-50 °C, perfectamente con el elemento sumergido.

ENJUAGADOSe debe enjuagar muy bien y con suficiente cantidad de agua corriente calidad potable Para realizar el proceso de lavado y enjuagado, el personal deberá usar guantes resistentes, camisolín impermeable, protectores oculares y barbijos impermeables deberá tener mucho cuidado de no salpicar el ambiente físico u otras personas.

SECADOEs Muy importante realizarlo inmediatamente luego del enjuagado para evitar la contaminación posterior y deterioro del material. El secado manual se hará utilizando paños de tela Muy absorbente o de fibra celulosa, limpios únicamente destinados para este fin, pudiendo también utilizarse aire filtrado, máquinas secadoras o estufas secadoras.

PROCEDIMIENTOA) LAVADO CON MEZCLA CRÓMICASe trata de un preparado tóxico, corrosivo y peligroso para el medio ambiente. Su utilización para destruir la materia orgánica, que es de gran eficacia, debe ser descartada excepto para aquellos casos en que no exista alternativa, empleándolo siempre en la mínima concentración necesaria. Debe tenerse en cuenta que el Dicromato potásico está clasificado como compuesto cancerígeno, categoría 2. La clasificación de la mezcla Crómica es: Producto tóxico y peligroso para el medio ambiente. Puede causar cáncer por inhalación y alteraciones genéticas hereditarias. Provoca quemaduras graves y puede causar sensibilización en la piel. Es muy tóxico para los organismos acuáticos y puede provocar a largo plazo efectos negativos en el medio ambiente acuático. l.- Se deja reposar en un recipiente el material de cristalería durante 24 horas 2.- Lavar con abundante agua y jabón y dejar en agua corriente durante 24 horas3.- Colocar el material en agua destilada durante 24 horas4.- Se mantienen por tiempo indefinido, en un recipiente cerrado con alcohol al 70%5.- Puede procederse a un secado en horno para posteriormente esterilizarlo

B) MEZCLA PARA EL LAVADO DE PREPARACIONES DE DESECHO Prepare la siguiente solución: Agua de la llave l parte Alcohol de 96% l parte Xilol l parte

1.- Colocar los portaobjetos, cubreobjetos, pipetas, tubos de ensayo y cajas de petri en esta mezcla Durante 24 horas2.- Después se lava con agua destilada y por último se pueden mantener por tiempo indefinido en un Recipiente con alcohol al 70 % o 96%3.- puede proceder a secar el material en horno para llevarlo a esterilizar

C) TÉCNICA DE LIMPÌEZA PARA MATERIAL DE CRISTALERÍA NUEVO: Prepare la siguiente solución: Alcohol 96% 3 partes Ácido Clorhídrico concentrado l parte1.- Se lava con agua jabonosa2.- Se enjuaga con agua corriente3.- Se enjuaga con alcohol acidulado4.- Se deja escurrir y se lava con agua destilada5.- Se seca con lienzo limpio o en horno y se procede a esterilizarlo.

D) DETERGENTE EXTRAN ALCALINO PARA LIMPIAR MATERIAL Prepare la solución de Extran al 2% en agua si existe una suciedad normal, al 5% si la suciedad es muy acentuada y al 20% si la suciedad es muy persistente. Coloque el material sucio en un traste y deje reposar entre 2 y 24 horas. Si se quiere acelerar la reacción es conveniente hervir la solución. Después del tiempo requerido saque del baño, enjuague con agua corriente y después con agua destilada. Secar al aire o estufa.

E) SOLUCIÓN DETERGENTE DE ALKOX PARA LIMPIAR MATERIAL Se disuelve en agua en un 3% a un l6% según el nivel de suciedad que se debe eliminar. Sumerja el material en la solución durante un periodo de 1 hora a 24 horas. Si se calienta de 45•C a 90•C es más eficaz. Enjuagar con agua de la llave y finalmente con agua destilada. Secar al aire o estufa.

MATERIAL PLÁSTICO

Los materiales de plástico pueden ser de uso múltiple, p ej. Las probetas, matraces, vasos de precipitados, las placas de petri...

El plástico ofrece algunas ventajas frente al vidrio, es resistente a la rotura, tienen un peso bajo. Los utensilios de plástico de laboratorio son monómeros orgánicos polimerolarizadas. Hay gran variedad de plásticos, van a tener distintas propiedades físicas y químicas (por ejemplo,poliestireno, PVC, polipropileno...).

Cuando se utiliza un plástico hay que tener en cuenta el tipo de plástico que se emplea porque algunos plásticos pueden ser atacados por disolventes orgánicos, por ácidos, por bases, además pocos plásticos pueden superar temperaturas altas.

TINCIONES DIFERENCIALES.

COLORACIÓN DE GRAM

Los dos grupos bacterianos , Gram positivos y Gram negativos difieren en el color con el que finalmente se tiñen las bacterias. Gram positivas se observarán de azul por el cristal violeta y no perderán esta coloración durante los pasos sucesivos. Las bacterias Gram negativas perderán la coloración inicial con los siguientes pasos y se teñirán de rosa debido a la Safranina.

La diferencia esta determinada por la composición de su envoltura celular, las bacterias Gram. positivas poseen una malla de péptido glicano en su parte mas externa ,mientras que las Gram. negativas recubriendo una fina capa de peptidoglicano y presentan una membrana externa .

La tinción de Gram. requiere cuatro soluciones:1. Primer colorante. Un colorante básico (+) que en contacto con las células cargadas

negativamente, reacciona con ellas coloreándolas. El mas utilizado es el cristal violeta.2. Solución mordiente. Fija las tinciones y aumenta la afinidad entre el colorante y las

células. Los mordientes usados suelen ser sales metálicas, ácidos o bases, como por ejemplo, una sol. diluida de yodo.

3. Agente decolorante. Es un disolvente orgánico; por ejemplo alcohol acetona (1:1).4. Colorante de contraste. Es un colorante básico de distinto color que el primer

colorante, como por ejemplo, la Safranina. 1) Realizar el extendido de la muestra2) Fijación del extendido

Métodos físicos: acción del calorMétodos químicos: metanol

3) Primer colorante: cristal violeta4) Mordiente: Lugol (sc I2/KI)5) Decoloración: mezcla alcohol-acetona 1:16) Segundo colorante: safranina

GRAM POSITIVO

GRAM NEGATIVO

COLORACION DE ESPORASAlgunas bacterias son capaces de desarrollar formas de resistencia denominadas esporas como mecanismo de defensa a agresiones ambientales. Son estructuras de pared gruesa en las que el microorganismo logra soportar las condiciones desfavorables de calor, desecación, acidez, etc. Cuando las condiciones ambientales vuelven a ser favorables las esporas "germinan" y vuelven a generarse formas vegetativas. Por ese motivo, las endosporas son impermeables a los colorantes, por lo que cuando se hace una tinción, se observan al microscopio como cuerpos altamente refringentes y sin teñir. Sin embargo, las endosporas se pueden teñir aplicando calor a la preparación previamente cubierta con una solución de colorante que en la técnica de Shaeffer y Fulton es el verde de malaquita. El lavado con agua elimina este colorante de las células vegetativas y la aplicación de un colorante de contraste permitirá distinguir claramente a las esporas de color verde.

ESPORAS BACTERIANAS

COLORACION DE LAS CÁPSULASAlgunas bacterias presentan una capa externa a la pared denominada cápsula. Está

compuesta de azúcares y proteínas. No es una estructura vital para la bacteria, de modo que es posible que bajo determinadas condiciones ambientales o del propio desarrollo genere cápsula y bajo otras no lo haga. Se ha comprobado que la presencia de cápsula dificulta de algún modo la fagocitosis de las bacterias, es decir las cápsulas constituyen un factor de virulencia de los microorganismos.

La tinción de cápsula se denomina tinción negativa porque tiñe el fondo de la preparación y no el microorganismo. Desde el punto de vista formal no es una tinción

propiamente dicha, porque no fija los microorganismos. Se parece más a una preparación en fresco. Su realización es sencillísima, consiste en colocar la muestra húmeda sobre el porta objetos y mezclarla con tinta china. La tinta cubre toda la preparación a excepción de las cápsulas. En el microscopio se observa el fondo negro y los microorganismos con cápsula sin color.

Método de la tinta china para cápsula 1.-En el centro de un portaobjetos se coloca una gota de agua, otra de tinta china y un

poco del cultivo de una cepa capsulada. Se mezcla suavemente sin extender.2.-Se coloca un cubreobjetos sobre la suspensión y se presiona suavemente evitando

que queden burbujas.3.-Observar inmediatamente al microscopio.4.-Desechar la preparación en un recipiente con antiséptico.La cápsula se observa como una gran estructura alrededor de la célula delimitada por

los pequeños fragmentos de carbón de la tinta china. CAPSULAS BACTERIANAS

ZIEHEL-NEELSEN (BAAR)

Las paredes celulares de ciertos parásitos y bacterias contienen ácidos grasos (ácidos micólicos) de cadena larga (50 a 90 átomos de carbono) que les confieren la propiedad de resistir la decoloracíón con alcohol-ácido, después de la tinción con colorantes básicos. Por esto se denominan ácido-alcohol resistentes. Las micobacterias como M. tuberculosis y M. marinum y los parásitos coccídeos como Cryptosporidium se caracterizan por sus propiedades de ácido-alcohol resistencia. La coloración clásica de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para que el colorante atraviese la pared bacteriana que contiene ceras.

Se ha desarrollado una coloración de ácido-alcohol resistencia modificada que diferencia las especies de Nocardia (bacterias ramificadas filamentosas cuyas paredes celulares contienen ácidos-grasos de unos 50 átomos de carbono), de los actinomiceos (muy semejantes pero no ácido-alcohol resistentes). Nocardia spp son decoloradas por la mezcla ácido-alcohol estándar pero no por un tratamiento más suave con ácido sulfúrico 0,5 a 1%. Estos microorganismos se denominan ácido-alcohol resistentes parciales o débiles.

El frotis se tiñe durante unos 5 min con Carbolfucsina aplicando calor suave. Lavar con agua. Decolorar con alcohol etílico 95% con un 3% de ClH concentrado. Lavar y teñir durante 30-60 seg con Azul de Metileno (color de contraste). Lavar y secarTécnica: se realiza el frotis. Se aplica el colorante 1rio sobre la muestra y se deja reposar. Luego se emplea la llama de un mechero para calentar la muestra hasta la aparición de vapores

blancos. El calor se emplea como mordiente, gracias al calor los lípidos de la pared dejan pasar el colorante para que se combine con los ácidos carboxílicos de la pared, así se forma el complejo colorante-pared. Se deja reposar y se lava con agua. Las bacterias que no han formado el complejo en su pared (no BAAR) no retendrán el colorante, el exceso del mismo será arrastrado por el agua. Se aplica el colorante 2rio, se deja reposar y se lava con agua.

Coloración en caliente (Técnica de Ziehl-Neelsen): emplea el calor como mordiente para formar el complejo colorante-pared. Es la técnica recién descrita. La principal desventaja consiste en que se puede llevar a cabo una decoloración en caliente (tiempo prolongado). Esta consiste en aplicar el decolorante ácido-alcohol y luego calentar la muestra, la capa lipídica se ablanda y el decolorante puede atravesar la pared celular retirando el decolorante 1rio y revirtiendo el proceso de formación del complejo colorante-pared. Por esto se dice que la coloración en caliente no brinda resultados diferenciales.

Coloración en frío (Técnica de Kinyoun): utiliza un reactivo especial que además de fuscina agrega una ↑ [Fenol]. El fenol disuelve los lípidos de las paredes celulares permitiendo que el colorante 1rio entre el contacto con los ácidos carboxílicos y forme el complejo ácido-alcohol resistente. Esta técnica permite obtener resultados diferenciales ya que no es posible la decoloración en caliente.Información del resultado: se hace de acuerdo a la cantidad de BAAR observados en la muestra.1-2 BAAR / 300 campos → Dudoso, repetir.1-9 BAAR / 100 campos → (+) Muy escaso.1-9 BAAR / 10 campos → (++) Muy pocos. 1-9 BAAR / campo de inmersión → (+++) Abundantes.↑ 9 BAAR / campo de inmersión → (++++) Muy abundantes.Resultados erróneos: pueden deberse a errores en la técnica durante cualquiera de los pasos: frotis → coloración → paso de la llama (mordiente) → secado y observación.

Extendido muy grueso.Orden incorrecto de aplicación de los colorantes. Cantidad insuficiente de colorante

sobre la muestra. Tiempo de contacto insuficiente, entre el colorante y la muestra.Exposición a la llama durante poco tiempo (no se forma el complejo) o mucho tiempo

(carbonización celular).Cantidad insuficiente de decolorante, no se retira el exceso de colorante 1rio de la

muestra.

Tinción de Ziehl Neelsen (RESUMEN)Filtre la fucsina fenicada antes de usarla.

b) Cubra la superficie del extendido con fucsina.

c) Pase la llama del mechero (o torunda empapada en alcohol) por debajo de la lámina, hasta que se produzca la emisión de vapores blanquecinos. Deje de calentar y repita el procedimiento dos veces más. La emisión de los vapores blanquecinos debe lograrse tres veces en 5 minutos, que es el tiempo adecuado de contacto entre el extendido y el colorante. La fucsina no debe hervir sobre la lámina, si disminuye por evaporación o derrame, hay que reponerla.

Elimine la fucsina con agua del tubo a baja presión, de manera que la película no se desprenda.

Gire la lámina para lavar su cara inferior y así eliminar la fucsina ahí depositada.

f) Cubra la superficie del extendido con alcohol-ácido al 3% efectuando un movimiento de vaivén y espere 2 minutos de modo que el alcohol-ácido lo decolore y arrastre suavemente la fucsina. Esta operación puede repetirse hasta que sobre el extendido se observe un color rosado.

Lave la lámina con agua según se describe en el punto d.Cubra el extendido durante 1 minuto con solución de azul de metileno.Lave ambas caras de la lámina con agua.j) Seque las láminas a temperatura ambiente, en posición vertical, con el extendido

hacia el frente.k) Revise la identificación de los frotis y rotúlelos de nuevo si se borraron durante la

tinción.

TINCIONES HEMATOLÓGICAS

La realización de extensiones y tinciones es práctica habitual en el laboratorio. Pese a no realizarse a todas las muestras, al no ser considerado procedimiento de rutina, es necesario en aquellos casos en los que se detecte mediante análisis previos alguna alteración.

La correcta realización, así como una buena interpretación de lo observado, permite en muchos casos el diagnóstico de alteraciones hematológicas..

1. INTRODUCCIÓN. Las tinciones hematológicas son un conjunto de procesos que conducen a la coloración de las estructuras que componen las células sanguíneas. Esto tiene por objeto el aumentar el contraste entre esas estructuras y el medio que las rodea, y permite por tanto que las células sean visual izadas microscópicamente con mayor facilidad.

2. TIPOS DE TINCIONES. Las tinciones hematológicas pueden clasificarse según distintos criterios:

• Atendiendo al nivel de vitalidad de las células que se pretende colorear, se dividen en tinciones vitales y no vitales.

• Atendiendo al momento en el que empezaron a ser utilizadas para el diagnóstico hematológico, se dividen en tinciones tradicionales y especiales.

2.1. TINCIONES VITALES Y NO VITALES. Las tinciones vitales y supravitales son aquellas que se practican sobre células que están vivas.

Las tinciones vitales son aquellas que se efectúan sobre células que están vivas, mediante la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo. Son colorantes vitales, por ejemplo, el verde Jano y el azul de metileno.

Las tinciones supravitales son aquellas que se realizan sobre células o tejidos vivos, pero que están aislados del organismo del que proceden. Las tinciones no vitales se realizan sobre células muertas. La coloración de células muertas requiere un proceso previo de fijación, que tiene por objeto el mantener inalterada su estructura y el adherirlas firmemente a la superficie del portaobjetos. La fijación puede realizarse mediante calor, aunque habitualmente se realiza con etanol o metanol.

2.2. TINCIONES TRADICIONALES Y ESPECIALES. Tradicionalmente, las tinciones se han logrado mediante el uso de colorantes que con frecuencia derivan de la anilina (tinciones tradicionales o clásicas). Estos colorantes se reúnen en 4 grupos:

• Colorantes ácidos: tienen una especial afinidad por las estructuras alcalinas de las células, como por ejemplo la hemoglobina. El principal de ellos es la eosina.

• Colorantes básicos: tienen una especial afinidad por las estructuras ácidas de las células, como por ejemplo los ácidos nucléicos. Uno de ellos es el azul de metileno.

• Colorantes neutros: son sales de un ácido y de una base coloreados. Tiñen el núcleo de un color y el citoplasma de otro. Uno de ellos es el eosinato de azul de metileno.

• Colorantes indiferentes: son los que no tienen afinidad por estructuras ácidas o básicas. Son insolubles en el agua y tiñen a aquellas sustancias que tienen un poder de disolución superior al del líquido empleado para preparar la solución colorante. Uno de ellos es el Sudán III empleado para teñir las grasas.

También hay combinaciones de colorantes que dan lugar a tinciones polícromas. Una coloración es panóptica cuando se utilizan sucesivamente sustancias colorantes neutras y es pancrómica cuando se aplican todas las sustancias colorantes neutras juntas.

El primero que tuvo la idea de realizar una de estas combinaciones fue Romanowsky, y los colorantes hematológicos utilizados en la actualidad suelen derivar del que él preparó.

Los colorantes de tipo Romanowsky constan de un colorante ácido (eosina) y de colorantes básicos (tiacinas). Las tiacinas son el azul de metileno y sus derivados obtenidos por desmetilación oxidatiya (colorantes tipo azur).

Las tinciones realizadas con colorantes de tipo Romanowsky, que más frecuentemente se emplean en el diagnóstico hematológico, son la de Wright y la de Giemsa (utilizada sola o en combinación con la de May-Grünwald).

También hay tinciones panópticas rápidas que producen una coloración fácil y rápida de las estructuras celulares. Las tinciones especiales sólo se usan en circunstancias específicas. Son de dos clases:

• Tinciones fluorescentes: emplean colorantes (fluorocromos) que se fijan a las células y que, cuando son estimulados por una luz ultravioleta, emiten una radiación visible, de un color característico. Los fluorocromos más utilizados en esta clase de tinciones son el naranja de acridina y el rojo neutro.

• Tinciones citoquimicas: demuestran la presencia, más o menos abundante, o la ausencia de deteminadas sustancias, localizadas en el interior de los gránulos citoplasmáticos de los leucocitos.

Sirven para reconocer células leucocitarias (normales o anómalas) y, por tanto, para diferenciar unas clases de leucemias de otras. Por ejemplo, un colorante preparado a base de diaminobenzidina y de agua oxigenada, descubre la presencia de peroxidasa endocelular, y por consiguiente permite atribuir el origen de unas células leucocitarias inmaduras a la línea granulocítica o a la monocítica.

3. DENOMINACIÓN DE LAS ESTRUCTURAS COLOREADAS. Atendiendo a sus apetencias tintoriales, las estructuras celulares pueden nombrarse de las siguientes formas:

• Estructuras acidófllas u oxifilas: son aquellas que fijan colorantes de naturaleza ácida.

Si el colorante ácido que captan es la eosina, se dice que son eosinófilas. Con las tinciones tradicionales adquieren un color rosado.

• Estructuras basófllas: son aquellas que fijan colorantes de naturaleza alcalina.

Con las tinciones tradicionales adquieren un color azulado. Si se tiñen de lila o púrpura con colorantes de tipo azur, se llaman azurófllas.

4. CAUSAS DE ERROR EN LAS TINCIONES REALIZADAS A FROTIS SANGUÍNEOS.

Si la tinción de una extensión sanguínea es demasiado rosa, probablemente esto se deba a:

• Un pH bajo del colorante.

• Un tiempo de coloración insuficiente.

• Un lavado excesivamente prolongado.

• Si la tinción es demasiado azul, posiblemente, esto esté causado por: un grosor excesivo de la extensión, o un pH alto del colorante.

• Una coloración excesivamente prolongada.

• Un lavado insuficiente.

Si tras la tinción aparecen artefactos o/y precipitados en la extensión, probablemente esto se deba a:

• Un empleo de portaobjetos sucios.

• Una falta de filtración del colorante.

• Una coloración excesivamente prolongada.

• Un secado del colorante durante la tinción.

• Un lavado insuficiente.

Muchos de estos errores pueden obviarse utilizando teñidores automáticos de las extensiones sanguíneas. Actualmente, no suelen emplearse en la práctica clínica.

5. TINCIÓN GIEMSA. Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y sus productos de oxidación (azur A, azur B y azur C) como colorantes básicos, combinándolos con la eosina como colorante ácido.

De este modo, obtenemos una tinción diferencial, es decir, una tinción que es capaz de discriminar entre las distintas estructuras celulares según se tiñan éstas con el colorante ácido, con el básico o con la mezcla de ambos.

Según la proporción de azul de metileno y de eosina que compongan el colorante tendremos distintos métodos de tinción. Entre ellos, los más conocidos son el método de Giemsa, el de Wright, el de Leishman y el pan óptico de Pappenheim.

Fundamento Utilizamos como colorante la mezcla de azul de metileno y eosina propuesta por Giemsa.

Reactivos

• Colorante en solución según Giemsa

• Solución tampón pH 7,2

• Metanol.

• Aceite de inmersión.

Muestra Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. El anticoagulante de elección es la heparina o el EDTA, ya que el citrato sódico y el oxalato potásico pueden dar preparaciones defectuosas.

Técnica

• Preparamos un frotis sanguíneo según la técnica descrita con anterioridad.

• Colocamos el frotis sobre el puente de tinción, en el cristalizador y en posición horizontal.

• Cubrimos el frotis con metanol durante 3 minutos. Escurrimos y lo dejamos secar al aire. Con esto procedemos a fijar el frotis.

• Diluimos en un tubo de ensayo 0,2 ml de azur-eosina-azul de metileno según Giemsa con 2 ml de solución tampón pH 7,2. Es importante realizar esta dilución en el momento de la tinción, ya que el colorante precipita y no es válido para otro día.

• Mezclamos suavemente en el tubo y con una pipeta Pasteur cubrimos el frotis con la dilución de colorante, dejándolo actuar durante 25 minutos.

• Escurrimos y lavamos con agua del grifo. Posteriormente lavamos con tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos del colorante. Dejamos escurrir y secamos en posición vertical.

Lectura de resultados Una vez seca la tinción, echamos una gota de aceite de inmersión y examinamos al microscopio óptico con el objetivo de 100 x.

Los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.

Los neutrófilos presentan el núcleo de color azul violeta, el citoplasma rosa y la granulación de un color violeta rojizo.

6. TINCIÓN DE WRIGHT.

Fundamento El colorante utilizado es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno (del 50 al 75%) y azur B (del 10 al 25%) junto con otros derivados del alcohol metílico.

Dada la presencia de metanol en la composición del colorante, no es necesario un paso previo de fijación antes de la coloración.

Sólo si se van a guardar las extensiones sin teñir de un día para otro precederemos a su fijación para evitar el deterioro del frotis.

Reactivos

• Solución de eosina-azul de metileno según Wright.

• Solución tampón pH 7,2.

• Aceite de inmersión.

Muestra Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. Los anticoagulantes más adecuados son la heparina y el EDTA.

Técnica

• Realizar un frotis sanguíneo muy fino. Dejar secar al aire.

• Sobre la extensión colocada horizontalmente en el puente de tinción verter 1 ml de eosina-azul de metileno. Dejamos actuar un minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.

• Inmediatamente antes de su empleo y en un tubo de ensayo, diluimos 0,5 ml. de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2. Mezclamos bien y cubrimos con esta dilución la extensión. Teñimos durante 3-5 minutos y lavamos con agua del grifo. Volvemos a lavar con solución tampón pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.

Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión y observamos con el objetivo de 100 x.

Las células se observan coloreadas de la misma manera que con la tinción de Giemsa.

Los colorantes son sensibles a la concentración iónica de protones (pH)

Las distintas estructuras celulares se teñirán con el colorante de pH antagónico.

Así.:-Los colorantes ácidos teñirán las estructuras básicas (hemoglobina, gránulos de los eosinófilos llamados así por su atracción a la eosina.)-Los colorantes básicos teñirán las estructuras ácidas (ADN, ARN citoplasmático) denominadas estructuras basófilas.

-Las estructuras neutrófilas son aquellas que tienen afinidad por ambos colorantes.

Colorante ácido Colorante básico

Fracción cromogénica (-) Fracción cromogénica(+)(aniónico) (catiónico)

Eosina Azul de metileno

Para sustancias ácidofilas (+) Para sustancias basófilas (- )

Grupos básicos Grupos ácidos(hemoglobina, granulación eosinófilos) (núcleo, citoplasma, ribosomas)

Desarrollan color rojo Desarrollan color azul

Tinción de May Grunwald-Giemsa ( Tinción panóptica)

El empleo combinado de los colorantes May Grunwald y Giemsa se conoce con el nombre de tinción panóptica de May Grunwald Giemsa.

Se basa en el uso de soluciones preparadas a base de colorantes de acentuado poder policromatófilo y metacromático

Fundamento:Se basa en el agregado de la solución de May Grunwald formada por eosinato de azul de metileno en alcohol metílico , la que fija el extendido y tiene afinidad por los citoplasmas.Luego se agrega el colorante Giemsa diluido (en el momento de realizarse la coloración), Esta constituido por Azures que son derivados por oxidación del azul de metileno. Tiene afinidad por los núcleos y ciertas granulaciones.

La eosina es un colorante ácido por lo tanto tiñe los componentes acidófilos de las células.El azul de metileno es un colorante básico por lo tanto se une a las fracciones basófilas

Es importante respetar las condiciones de la coloración ya que variaciones de pH pueden alterarla. En esta coloración se trabaja a pH neutro o ligeramente alcalino.Si se trabaja a pH ácido, habrá mayor cantidad de sustancias cargadas positivamente y se absorberá mayor cantidad de eosina. Los extendidos adquieren una tonalidad rojisa.Si el pH es muy básico, habrá mayor fijación de azul de metileno y se exagerarán los colores azules.

May Grunwald

Combina la eosina (colorante ácido) con el azul de metileno (colorante básico)El proceso de tinción empieza con la fijación con metanol cuya acción es fijar la película de sangre por precipitación y adherencia de las proteínas celulares al portaobjetos de vidrio.La tinción efectiva se inicia con la adición de un amortiguador al colorante lo que da lugar a su ionización.La eosina y el azul de metileno son sensibles a cambios de pH de las diferentes estructuras celulares.

El reactivo en medio acuoso tiene la acción de diferenciar tiñiendo:

Sustancias acidófilas color rojo Sustancias basófilas color azul

Núcleo se colorean azul

Los grupos ácidos de citoplasma (estructuras basófilas) Ribosomas afinidad por colorantes básicos

Tienen apetencia por el colorante básico tinción por azul de metileno

Los grupos básicos de molécula de se colorea rojo hemoglobina (estructura acidófila) afinidad por colorantes ácidos

Tienen apetencia por el colorante ácido tinción por la eosina

Giemsa

Derivados por oxidación del azul de metileno (metiltionina) Azures (A,B,C)

Es responsable de la coloración púrpura de la cromatina leucocitaria y granulaciones citoplasmáticas (azurófilas) Observadas al microscopio, las células presentan las siguientes coloraciones:Hematíes: color rosadoGránulos neutrófilos: de rosa a lilaGránulos eosinófilos: de rojo a anaranjadoGránulos basófilos: azul violáceo oscuroCitoplasma de neutrófilos: rosa claroCitoplasma de linfocitos: azul celeste claroCitoplasma de monocitos: azul grisáceoNúcleo de neutrófilos y linfocitos: violeta oscuroNúcleo de monocitos: púrpura azulado algo más claro que los anterioresEritrocitos policromatófilos: azul violetaPunteado basófilo: azul oscuroCuerpos de Howell Yollie: rojo púrpuraPlaquetas: púrpura oscuro o violeta con un halo azul claro a su alrededor.

La coloración celular es muy variable en cuanto a tonalidades, dependiendo del tiempo de tinción y de los lotes de colorantes,

Causas de errorTinción demasiado azulada: - extensión demasiado gruesa - excesivo tiempo de tinción- lavado inadecuado- alcalinidad del colorante, del agua o tampón

Tinción demasiado rosada:- tinción insuficiente- excesivo tiempo de lavado- acidez del colorante o tampón

Otras causas:- utilización de portas sucios- secado del colorante durante el periodo de tinción- lavado inadecuado durante la tinción

- presencia de polvo en el portaobjeto- mala filtración del colorante antes de su uso- pH impropio del colorante o los diluyentes- el agua destilada no es siempre neutra- precipitación del colorante sobre el port-objeto debido a inadecuado lavado o uso del

colorante que no ha sido filtrado adecuadamente

Tinción ácida: los eritrocitos se tiñen bien pero los leucocitos se tiñen muy pálidos o no se tiñen.Tinción básica o alcalina: los eritrocitos se tiñen pálidos y el núcleo de los leucocitos excesivamente azules.Debe corregirse el pH del agua destilada o amortiguador.

Advertencias:1.- Limpieza del porta-objetos Para evitar coloraciones defectuosas deben utilizarse siempre porta-objetos cuidadosamente limpios, desengrasados y secos. Debe evitarse el contacto de los dedos con la superficie destinada a la extensión. 2.- Agua destilada Las coloraciones defectuosas de extensiones de sangre se deben casi siempre al empleo de agua destilada con exceso de ácido carbónico. Por eso hay que emplear agua recién destilada para diluir los colorantes y para lavar las extensiones sanguíneas. El pH adecuado es 5.83.- Preparación de la extensión Las extensiones una vez secas deben fijarse lo antes posible (no más de 24 horas) para luego ser teñidas por el colorante de elección. Sólo se puede usar EDTA, nunca utilizar otro anticoagulante para hacer el frotis.4.- Método de coloración No teñir nunca las preparaciones cerca de humos de ácidos o álcalis fuertes. La tinción en extensiones sobre porta-objetos se realiza en general de tal manera que ésta queda cubierta por la solución colorante con una capa de 2 cm. de espesor pero evitando que se derrame por los bordes .Si se aplica una cantidad demasiado pequeña de solución de colorante se pueden producir precipitados del colorante.

5.-Dilución del colorante Giemsa Es importante que la dilución del Giemsa debe ser preparada en el instante en que se va a usar y jamás antes, dado que el colorante produce su efecto máximo en el momento en que la solución stock se adiciona al agua. 6.- Lavado de las extensiones Sin volcar el colorante, eliminando del porta-objetos mediante un breve y vigoroso chorro de agua. Si se volcara antes de lavar, se adheriría al frotis el precipitado que siempre se forma en las mezclas de colorantes y del que una parte se acumula en la superficie en forma de película irisada. El lavado no debe ser prolongado debido a que el agua decoloraría los elementos recientemente teñidos. Conviene efectuarlo con agua destilada.7.- Secado

Inmediatamente después de efectuado el lavado escurrir el agua colocando el porta-objetos en posición casi vertical, limpiando previamente su parte posterior con un lienzo.

Metacromasia; una coloración es metacromática cuando tiñe selectivamente determinadas estructuras de otro color distinto al colorante. (azul de metileno, azul de toluidina, tionina)PolicromáticaPanóptica Supravital

TÉCNICA DE LA GOTA GRUESA

La técnica tiene importancia desde la toma de muestra. Comienza con el interrogatorio del paciente, si tiene fiebre, cómo se le manifiesta, si ha viajado a zonas endémicas de Malaria. Etc. Se recomienda que se tome antes del pico febril, pero si ya pasó y le da cada 24 horas, no vamos a perder 1 día para el diagnóstico.Tenga o no fiebre se procede de la manera siguiente:Tener preparadas 2 láminas portaobjeto limpias, desgrasadas, preferiblemente nuevas, lancetas estériles, algodón, alcohol de 70%..-Se toma el lòbulo de la oreja, previamente frotado para aumentar el flujo sanguíneo, se desinfecta la zona con una torunda con alcohol de 70%

.- Se hace una incisión con una lanceta estéril,(también se hace del pulpejo del dedo o del talón, si es bebé)..- Se limpia la primera gota y con las siguientes se realiza la gota gruesa propiamente dicha: tres gotas en un área de 1 cm en un extremo de la lámina portaobjeto, y con la esquina de otra lámina portaobjeto limpia y sólo para ese paciente, (porque si se tiene otras muestras se puede tener arrastre del parásito y dar falsos positivos) se forma un círculo uniendo las 3 gotas, ésto desfibriniza la muestra; y un extendido fino en el otro lado de la misma lámina.Se puede hacer en dos láminas, pero lo aconsejable es en una misma.

.- Se identifica bien, se deja secar espontáneamente, luego fijar con metanol sólo el extendido, deje secar y luego inroduzca en agua destilada el otro extremo de la lámina con la gota gruesa por 30 segundos, ésto la deshemoglobiniza..- Luego de dejar secar completa y espontáneamente, proceda a la coloraciòn. Utilizar giemsa recien preparado diluído 1/10. Colocar en una bandeja un aplicador de madera y apoye un extremo de la lámina en él, colocando es frotis HACIA ABAJO para evitar precipitación del colorante..- Con una pipeta agregue el colorante debajo de la lámina.Se deja de 20 a 30 min y enjuagar bien con agua y deje secar espontáneamente..-Se observa en objetivo de inmersiòn 100x. En el extendido se la ventaja de observar los diferentes estadíos del parásito, la morfologìa del globulo rojo, el pigmento malárico y la especie de plasmodium, además se puede hacer semicuantificación o carga parasitaria. No importa que el paciente no tenga fiebre, si está parasitado por P. Falciparum es más que una emergencia, el es muy agresivo y amerita diagnóstico precoz, si esperamos el gancho febril se nos puede ir el paciente o entrar en shock, sobre todo si es niño, embarazada o anciano. Además de ser resistente a la Cloroquina.

LA GOTA GRUESA ES UNA EMERGENCIA MÈDICA y no se debe dejar de último para procesar, es de prioridad.

Es tomarle una muestra para hematología completa, esto ayuda al diagnóstico con otros parámetros complementarios, como están las plaquetas, Hb, Hto, leucocitos, etc. Y le sirve por si ocurre algún incidente con la gota gruesa, por ejemplo, no quedó bien la coloración, se rompió la lámina, el paciente no está disponible en el momento o es un paciente ambulatorio. Se puede hacer un extendido fino y revisar en ése , siempre y cuando aplique la técnica de coloración correctamente.

VALORES NORMALES DE LABORATORIO

Prueba de laboratorio Rango normal en unidades US Rango normal en unidades SI

Para convertir unidades US a SI

ALT (Alanina aminotransferasa)

M 7-30 unidades/litroH 10-55 unidades/litro

M 0.12-0.50 µkat/litroH 0.17-0.92 µkat/litro

x 0.01667

Albúmina 3.1 - 4.3 g/dl 31 - 43 g/litro x 10

Fosfatasa AlcalinaM 30-100 unidades/litroH 45-115 unidades/litro

W 0.5-1.67 µkat/litroM 0.75-1.92 µkat/litro

x 0.01667

Amilasa (sérica) 53-123 unidades/litro 0.88-2.05 nkat/litro x 0.01667

Aspartato aminotransferasa

W 9-25 unidades/litroM 10-40 unidades/litro

W 0.15-0.42 µkat/litroH 0.17-0.67 µkat/litro

x 0.01667

Basófilos 0-3% de linfocitos0.0-0.3 fracción de glóbulos blancos

x 0.01

Bilirrubina - Directa 0.0-0.4 mg/dl 0-7 µmol/litro x 17.1

Bilirrubina - Total 0.0-1.0 mg/dl 0-17 µmol/litro x 17.1

Presión arterial

120/70 a 120/80 millimetros de mercurio (mmHg). El primer número representa la presión sistólica, cuando el corazón está bombeando. El segundo número representa la presión diastólica, cuando el corazón está en reposo. La presión arterial puede ser demasiado baja (hipotensión) o demasiado alta (hipertensión).

Sin conversión

Péptidos C 0.5-2.0 ng/ml 0.17-0.66 nmol/litro x 0.33

Calcio, sérico 8.5 -10.5 mg/dl 0.2.1-2.6 mmol/litro x 0.25

Calcio, en orina 0-300 mg/24h 0.0-7.5 mmol/24h x 0.025

Cloruro (chloride) 95-108 mmol/L 95-108 mmol/Lx Sin conversión

CO2 (Bicarbonato) 20-32 mmol/L 20-32 mmol/LSin conversión

Colesterol, totalÓptimoMarginalAlto

239 mg/dL 6.18 mmol/litrox 0.02586

Colesterol, LDLÓptimoMarginalAltoMuy alto

190 mg/dl 4,91 mmol/litrox 0.02586

Colesterol, HDLÓptimoModeradoBajo (más riesgo cardíaco)

>60 mg/dL 40-60 mg/dL 1,55 mmol/litro1,03-1,55 mmol/litro

x 0.02586

Cortisol: séricolibre (en orina)

0-25 µg/dl (depende de la hora del día)20-70 µg/dl

0-690 nmol/litro55-193 nmol/24h

x 27,59x2,759

CreatincinasaH: 60-400; M: 40-150 unidades/litro

H: 1,00-6,67; M: 0.67-2.5 µkat/litro

x 0.01667

DHEAH: 180-1250 ng/dl; M: 130-980 ng/dl

H: 6,24-43,3 nmol/litro; M: 4,5-34,0 nmol/litro

x 0.03467

DHEA sulfato

M premenopáusicas: 12-535 µg/dlM posmenopásicas: 30-260 µg/dlH 10-619 µg/dl

M premenopáusicas: 120-5350 µg/litroM posmenopásicas: 300-2600 µg/litroH 100-6190 µg/litro

x 10

Eosinófilos 0-8% de glóbulos blancos0.0-0.8 fracción de glóbulos blancos

x 0.01

Índice de sedimentación de los Eritrocitos (SED)

M ?30 mm/h; H: ?20 mm/h M ?30 mm/h; H: ?20 mm/hSin conversión

Ácido fólico (folatos) 3,1 - 17,5 ng/ml 7,0 - 39,7 nmol/litro x 2.266

Fósforo 2,5 - 4,5 mg/dL 0.81 - 1.45 mmol/L x 0.323

Gamma glutamil transpeptidasa (GGT)

M: ?45 U/L; H: ?65 U/L M: ?45 U/L; H: ?65 U/LSin conversión

Glóbulos rojos (RBC)M 3.9-5.2 x106/µL; H: 4.4-5.8 x106/µL

M: 3.9-5.2 x1012/L; H: 4.4-5.8 x1012/L

Sin conversión

Glucosa, orina 135-145 mmol/litroSin conversión

Glucosa, orinaGlucosa, plasma

<0.05 g/dl70-110 mg/dl

<0.003 mmol/litro3.9-6.1 mmol/litro

x 0.05551

HematocritoM: 36.0%-46.0% de glóbulos rojosH: 37l0%-49.0% de glóbulos rojos

M: 0.36-0.46 fracción de glóbulos rojosH: 0.37-0.49 fracción de glóbulos rojos

x 0.01

HemoglobinaM: 12.0-16.0 g/dl; H: 13.0-18.0 g/dl

M: 7.4-9.9; H: 8.1-11.2 mmol/litro x 0.6206

Deshidrogenasa de lactato

=270 U/L =4.5 µkat/liter x 0.016667

Ácido láctico 0.5-2.2 mmol/litro 0.5-2.2 mmol/litroSin conversión

Leucocitos (GB) 4.5-11.0 x103/mm3 4.5-11.0 x109/litroSin conversión

Linfocitos 16%-46% de glóbulos blancos0.16-0.46 fracción de glóbulos blancos

x 0.01

Hemoglobina corpuscular media (HCM)

25.0-35.0 pg/glóbulo 25.0-35.0 pg/glóbuloSin conversión

Concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM)

31.0-37.0 g/dl 310-370 g/liter x 10

Volumen corpuscular medio (VCM)

M: 78-102 µm3

H: 78-100 µm3M: 78-102 flH: 78-100 fl

Sin conversión

Monocitos 4-11% de glóbulos blancos 0.04-0.11 7.5 mmol/24h x 0.01

Neutrófilos 45%-75% de glóbulos blancos0.45-0.75 fracción glóbulos blancos

x 0.01

Plaquetas (trombocitos)

130-400 x103/µL 130-400 x109/LSin conversión

Potasio 3.4-5.0 mmol/litro 3.4-5.0 mmol/litroSin conversión

Sodio 135-145 mmol/litro 135-145 mmol/litroSin conversión

Testosterona, total (muestra de la mañana)

M: 6-86 ng/dlH: 270-1070 ng/dl

M: 0.21-2.98 nmol/litroH: 9.36-37.10 nmol/litro

x 0.03467

Testosterona, libreEdad: 20-40Edad: 41-60Edad: 61-80

M 0.6-3.1, H 15.0-40.0 pg/mlM 0.4-2.5, H 13.0-35.0 pg/mlM 0.2-2.0, H 12.0-28.0 pg/ml

M 20.8-107.5, H 520-1387 pmol/litro< br/> M 13.9-86.7, H 451-1213 pmol/litroM 6.9-69.3, H 416-971 pmol/litro

x 34.67

Triglicéridos (en ayunas)NormalLímiteElevadosMuy elevados

40-150 mg/dl150-200 mg/dl200-500 mg/dl>500 mg/dl

0.45-1.69 mmol/litro1.69-2.26 mmol/litro2.26-5.65 mmol/litro>5.65 mmol/litro

x 0.01129

Urea, plasma (BUN) 8-25 mg/dl 2.9-8.9 mmol/litro x 0.357

Análisis de orina: pHGravidez especifica

5.0-9.01.001-1.035

5.0-9.01.001-1.035

Sin conversión

WBC (GB, glóbulos blancos, leucocitos)

4.5-11.0x103/mm3 4.5-11.0x109/litro x 106

TERMINOLOGÍA:

UNIDADES:

gramo: medida común del peso. Usados en esta tabla: pg (picogramos), g (gramos), mg (miligramos), etc. por litrokatal (kat): una unidad de actividad catalítica, usada especialmente en la química de enzimas. Usados en esta tabla: µkat (microkatales), nkat (nanokatales) por litromicrometro (µm): unidad de longitud. El volumen corpuscular medio se expresa en micrometros cúbicos mol: también llamado “peso molecular en gramos”, es una cantidad basada en el peso atómico de la substancia. Muchos resultados de laboratorio en el Système Internationale se expresan como la cantidad de moles por litro. En unidades US, por lo general estas determinaciones se hacen en gramos por litro. Usados en esta tabla:mmol (milimoles)µmol (micromoles)nmol (nanomoles)pmol (picomoles) por litro

Algunas unidades de medidas incluyen las siguientes fracciones y factores de multiplicación:mega (M): 106 o x1,000,000kilo (k): 103 o x1,000deca or deka: 101 o x10deci (d): 10-1 o ÷10milli (m): 10-3 o ÷1,000micro (µ): 10-6 o ÷1,000,000nano (n): 10-9 o ÷1,000,000,000pico (p): 10-12 o ÷1,000,000,000,000

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Gasometría: Manejo del equilibrio ácido-basewww.eccpn.aibarra.org/temario/.../capitulo34.htm

GLUCOSA POSTPRANDIAL DE 2 HORAS - Windows Livequimicosclinicosxalapa04.spaces.live.com/.../cns!204AC1C68E772D5!1798.entry

PRUEBA DE TOLERANCIA ORAL A LA GLUCOSAwww.imbiomed.com.mx/.../articulos.php?..

Interpretación de las pruebas de función renalwww.sepeap.org/..._/TS_interpretacion_pruebas_funcion_renal.pdf