tesis versión final

UNIVERSIDAD VERACRUZANA

FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA

“Diseño de un programa de monitoreo para la detección y

control de residuos de plaguicidas organofosforados en

limón persa de exportación en una empacadora del

municipio de Martínez de la Torre, Veracruz-México”

T E S I S

Que para obtener el título de:

MAESTRO EN CIENCIAS AMBIENTALES

P r e s e n t a:

Alejandro Guzmán Robles

Director Dr. César Espinoza Ramírez

Co-director Dr. Ángel Rafael Trigos Landa

Xalapa Enríquez, Veracruz 02 de febrero de 2013

AGRADECIMIENTOS

Quiero agradecer al CONACYT a través del Proyecto FOMIX No. 115695 por

la beca otorgada para la realización de esta tesis.

Al Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa, S.C. representado por el Dr.

Ángel Rafael Trigos Landa por el apoyo material y económico para el

desarrollo de este trabajo.

Al Dr. César Espinoza Ramírez y a la M. en C. Karina Ramírez Domínguez por

su asesoría y su paciencia.

A los maestros de esta Maestría, de los cuales aprendí tanto.

A Doña Olga por su amistad y ayuda en esos momentos difíciles.

A Liliana por la hermandad que surgió de esta experiencia.

A Crys, Dianita, Angélica, Adriana, Sergio, Moisés, Gabriel y Carlos por su

compañía y apoyo en el Laboratorio.

A Juan Elier, Julio César y América por el gran compañerismo en los dos

años que duró este viaje.

A mi familia y amigos del DF que aunque estaban lejos siempre estuvieron

conmigo.

I

CONTENIDO Pág.

ÍNDICE GENERAL II

ÍNDICE DE FIGURAS V

ÍNDICE DE TABLAS VII

ÍNDICE DE UNIDADES, SÍMBOLOS Y ABREVIATURAS VIII

II

ÍNDICE GENERAL Páginas

CAPÍTULO 1. INTRODUCCIÓN 1

CAPÍTULO 2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1 Los plaguicidas organofosforados, características, uso y comportamiento ambiental 2.1.1 Plaguicidas organofosforados y su uso. 2

2.1.2 Mecanismo de acción de los plaguicidas organofosforados 3

2.1.3 Propiedades fisicoquímicas de los plaguicidas organofosforados

2.1.3.1. Volatilización 7

2.1.3.2. Presión de vapor 7

2.1.3.3. Constante de la Ley de Henry (H) 8

2.1.3.4. Persistencia 9

2.3.1.4.1. Vida media 10

2.1.3.5. Solubilidad en agua 11

2.1.3.6. Coeficiente de Partición Octanol/agua (Kow) 11

2.1.3.7. Toxicidad 12

2.1.3.8. Potencial de contaminación de agua subterránea 14

2.1.4 Características químicas de los compuestos organofosforados 15

2.1.5 Comportamiento ambiental de los plaguicidas organofosforados 23

2.1.5.1 Efectos a corto plazo en el ambiente cercano 25

2.1.5.2. Efectos adversos sobre el ambiente abiótico 25

2.1.5.3 Efectos adversos sobre el ambiente biótico 26

2.5.1.4 Mecanismos que rigen la evolución de los plaguicidas

en las matrices ambientales 28

2.1.6 Afectación a la salud por presencia de residuos de plaguicidas

en agua y alimentos 29

2.2 Legislación aplicable a la detección y control de plaguicidas

en el medio ambiente.

2.2.1 Límites máximos residuales (LMR) 32

2.2.2 Normatividad nacional 33

2.3 Cromatografía de gases como herramienta de análisis para la detección

de plaguicidas organofosforados.

2.3.1Cromatografía de gases 35

2.3.1.1. Generalidades 35

2.3.1.2 Componentes Sistema de cromatografía de gases 36

2.3.1.3 Detector de flama fotométrica pulsada (PFPD) 39

III

CAPÍTULO 3. ANTECEDENTES 42

CAPÍTULO 4. JUSTIFICACIÓN 44

CAPÍTULO 5. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 45

CAPÍTULO 6. OBJETIVOS 46

CAPÍTULO 7. MATERIALES Y MÉTODOS

7.1 Toma de muestras 47

7.2 Disolventes, reactivos y curva de calibración. 51

7.3 Métodos empleados para la detección de residuos de plaguicidas organofosforados.

7.3.1 Método EPA 8141B Determinación de compuestos organofosforados

por cromatografía de gases en agua subterránea, agua residual

y residuos sólidos 53

7.3.2 Metodología 302 del Pesticide Analytical Manual 57

7.4 Condiciones del PFPD para el análisis de organofosforados 60

7.5 Cálculos 61

CAPÍTULO 8 RESULTADOS

8.1 Implementación del programa de monitoreo de residuos

de plaguicidas en limón. 62

8.2 Implementación de procedimientos técnicos y de equipo

para el análisis de residuos de plaguicidas. 63

8.3 Análisis de soluciones de Materiales de Referencia Certificados

de plaguicidas organofosforados y elaboración de curvas de calibración. 64

8.4 Desarrollo de los métodos del Método 302 PAM-FDA y 8141-B EPA

para la detección de residuos plaguicidas en limón y agua. 68

8.5 Discusión de resultados 74

CAPÍTULO 9. CONCLUSIONES 78

CAPÍTULO 10. BIBLIOGRAFIA 80

ANEXOS.

ANEXO 1. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LOS

PLAGUICIDAS ORGANOFOSFORADOS DE TRABAJO 84

IV

ANEXO 2. CROMATOGRAMAS

A.2.1 MATERIA PRIMA 72

A.2.2 PRODUCTO TERMINADO 80

A.2.3 AGUA DE LAVADO 83

ANEXO 3. CURVAS DE CALIBRACIÓN 99

V

ÍNDICE DE FIGURAS Pág.

Figura 1. Esquema del Proceso Fisiológico Neuromuscular durante la Estimulación 4

Figura 2. Estructura Química General de los Plaguicidas Organofosforados 15

Figura 3. Tipos de procesos fisicoquímicos en el ambiente. 29

Figura 4. Diagrama que ilustra la separación de analitos por cromatografía de gases 36

Figura 5. Diagrama general del cromatógrafo de gases. 36

Figura 6. Columna cromatográfica empacada 37

Figura7. Columna cromatográfica capilar 38

Figura 8. Detector Fotométrico de Flama Pulsada (PFPD) 38

Figura 9. Ilustración del software para el análisis de cromatogramas 39

Figura 10. Etapas de la pulsación de flama 41

Figura 11. Distribución geográfica de las regiones productoras de limón persa

que llegan a la empacadora. 48

Figura 12. Diagrama de flujo del proceso general de una empacadora de

productos agrícolas. 50

Figura 13. Cromatogramas de los 16 plaguicidas organofosforados a

diferentes niveles de concentración. 65

Figura 14. Ampliación del cromatograma de plaguicidas organofosforados a diferentes niveles de concentración. 66 Figura 15. Cromatograma y curva de calibración para el Clorpirifos Etil. 66

Figura 16. Cromatograma y curva de calibración para el Paratión Metílico 67

Figura 17. Presentación de los resultados por parte del software de VARIAN 69

Figura 18. Gráfica de barras con resultados de concentración de clorpirifos etil

entre las 12 regiones productoras 72

Figura 19. Gráfica de barras con resultados de concentración de paratión metílico

entre las 12 regiones productoras 72

Figura 20. Gráfica de barras para la comparación de concentraciones de

clorpirifos etil entre materia prima y producto terminado. 73

Figura 21. Gráfica de barras para la comparación de concentraciones de paratión

metílico entre materia prima y producto terminado. 74

Figura 22. Cromatograma de la muestra AQ-296 87


















VI

Figura 40. Curva de calibración para el diclorvos 99

Figura 41. Curva de calibración para el triclorfón 99

Figura 42. Curva de calibración para el etoprofos 100

Figura 43. Curva de calibración para el dibrom (Naled) 100

Figura 44. Curva de calibración para el dimetoato 101

Figura 45. Curva de calibración para el diazinon 101

Figura 46. Curva de calibración para el disulfoton 102

Figura 47. Curva de calibración para el paratión metílico 102

Figura 48. Curva de calibración para el fenclorfos 103

Figura 49. Curva de calibración para el malatión 103

Figura 50. Curva de calibración para el clorpirifos etil 104

Figura 51. Curva de calibración para el metidatión 104

Figura 52. Curva de calibración para el fenamifos 105

Figura 53. Curva de calibración para el protiofos 105

Figura 54. Curva de calibración para el etión 106

Figura 55. Curva de calibración para el gutión (azinfos metil) 106

VII

ÍNDICE DE TABLAS Pág.

Tabla 1. Presión de Vapor de un plaguicida. 7

Tabla 2. Constante de la Ley de Henry para plaguicidas 8

Tabla 3. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su persistencia 9

Tabla 4. Solubilidad de un plaguicida en agua. 11

Tabla 5. Rangos de Kow de un plaguicida. 12

Tabla 6. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su toxicidad aguda. 13

Tabla 7. Valores de la DL50 aguda-oral corresponden a la cantidad probable

de plaguicida técnico que puede ser letal para un humano adulto de talla mediana. 13

Tabla 8. Valores que indican el potencial de los plaguicidas para contaminar

agua subterránea. 14

Tabla 9. Algunas intoxicaciones masivas causadas por la contaminación de

alimentos con plaguicidas. 31

Tabla 10. Límites Máximos Residual en Limón para diferentes países 32

Tabla 11. LMP de plaguicidas en agua potable. 34

Tabla 12. Regiones productoras de limón con la clave que le asigna la empacadora. 47

Tabla 13. Características de disolventes y reactivos utilizados en el análisis de plaguicidas. 51

Tabla 14. Pureza de los estándares de plaguicidas organofosforados. 51

Tabla 15. Concentraciones de la curva de calibración de plaguicidas organofosforados. 52

Tabla 16. Cronograma de muestreos de limón y agua en la empacadora 62

Tabla 17. Resultados de la construcción de curvas de calibración 68

Tabla 18. Resultados del cálculo de concentración final, por cada región y su respectiva

desviación estándar. 70

Tabla 19. Comparación de resultados para el cálculo de porcentaje de reducción por

lavado 72

Tabla 20. Propiedades fisicoquímicas del clorpirifos etil y paratión metílico para el

análisis de su comportamiento ambiental 76

VIII

ÍNDICE DE UNIDADES, SÍMBOLOS Y ABREVIATURAS

L litros

mL mililitros

mg/mL miligramos por mililitro

g gramos

mg miligramos

µg microgramos

ppm partes por millón

h horas

% por ciento

NSD no se detectó

CG cromatografía de gases

PFPD Detector Fotométrico de Flama Pulsada

CICOPLAFEST Comisión Intersecretarial para el Control del Proceso y

Uso de Plaguicidas, Fertilizantes y Sustancias Tóxicas.

SSA Secretaría de Salud

SAGARPA Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural,

Pesca y Alimentación

SEMARNAT Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales

STPS Secretaría del Trabajo y Previsión Social

1

CAPÍTULO 1

INTRODUCCIÓN

La agricultura se beneficia de la aplicación masiva de plaguicidas debido a que

disminuye la pérdida de cultivos y aumenta la producción. No obstante, éstos son

empleados indiscriminadamente y dependiendo de su toxicidad y persistencia

representan un riesgo al ambiente y a la salud humana. Por tal motivo, la Unión

Europea (UE) y los gobiernos de Japón, Estados Unidos, entre otros, establecen

límites máximos residuales (LMRs) para regular cada las concentraciones del

plaguicida en un alimento en particular. (Ramírez, L., 2009)

En las empacadoras de limón persa, existen ciertos controles de calidad entre los

cuales entra el lavado de los frutos para eliminar tierra o polvos. Si los limones que

ingresan a dicha empacadora están contaminados con plaguicidas de contacto,

algunos de los que sean solubles en agua, o que estén adheridos a partículas de

polvo en la superficie del fruto, se mezclarán en las aguas de desecho,

contaminando esta descarga. Ahora bien, debido a que los plaguicidas sistémicos

no se eliminan con el lavado, los limones empacados pueden contener estas

sustancias, sin que exista un control para la eliminación de esta contaminación.

Debido a lo anterior, este trabajo consistirá en determinar la presencia y

concentración de los plaguicidas organofosforados en limón persa de exportación,

de consumo local y el agua de desecho de lavado, por lo cual se efectuarán

diversos análisis de plaguicidas organofosforados en diferentes muestras de

limón por cromatografía de gases.

Además, permitirá establecer un programa de monitoreo de plaguicidas en una

empacadora de este producto en el municipio de Martínez de la Torre en el Estado

de Veracruz, para conocer la persistencia o degradación de estos plaguicidas a lo

largo de todo el proceso de empacado, sobre todo en las aguas de desecho de

lavado, la cuales se descargan directamente al Rio Bobos.

2

CAPÍTULO 2

REVISION BIBLIOGRÁFICA

2.1 Los plaguicidas organofosforados. Características, uso y comportamiento ambiental.

2.1.1 Plaguicidas organofosforados y su uso

Desde épocas remotas, el hombre ha combatido a las plagas, y por lo tanto ha

usado plaguicidas. La historia de los plaguicidas se divide en tres etapas. La

primera abarca desde los inicios de la agricultura hasta mediados del siglo XIX y

se le suele llamar la “era de los productos naturales”. Con la Revolución Industrial,

crecieron las zonas urbanas y por tanto la dependencia de las áreas rurales para

la producción de alimentos. Debido a estos se requirió una mayor cantidad de

producción y protección de los alimentos, de ahí que la agricultura se torno a un

carácter más industrial. Este periodo se le conoce como “era de los fumigantes y

los derivados del petróleo”.

La tercera etapa se le conoce como la “era de los plaguicidas sintéticos”, que inicio

en los años 20’s en los Estados Unidos, con la síntesis y el uso en cultivos de los

dinitroderivados. En esta etapa se desarrollaron la mayoría de los plaguicidas

sintéticos de uso actual. Dentro de este periodo también se presentaron las

intoxicaciones y los problemas ambientales derivados del uso de estos

compuestos.

El uso de estos compuestos, se popularizó después de la Segunda Guerra

Mundial, el ejemplo claro es del DDT, que se sintetizó a finales del siglo XIX pero

que se descubrió su efecto plaguicida hasta 1939 para el control de vectores y

parásitos en las zonas de combate. A la par se desarrollaron los plaguicidas

organofosforados en Alemania a partir de las investigaciones sobre gases

neurotóxicos que se realizaban para dichos gases como armas químicas.

3

La publicación del libro Primavera silenciosa de Rachel Carson en 1962, marcó el

inicio de cambios en la “era de los plaguicidas sintéticos”. En este libro se alertó

sobre los riesgos de estos productos en aves y sobre todo en los seres humanos.

De este libro se derivaron una serie de investigaciones que permitió conocer los

efectos de estos compuestos, obteniendo las pruebas suficientes para modificar la

legislación de muchos países para el uso, producción y distribución de estas

sustancias.

El principio activo de los plaguicidas organofosforados es una molécula orgánica

que posee uno o dos átomos de fósforo. Actualmente son los más utilizados por

los agricultores, algunas de sus características principales son:

Son productos bastante tóxicos para los animales.

Crean resistencia a plagas.

Producen intoxicaciones en poco tiempo.

Los más conocidos son: Paratión Metílico, Metamidofós, Dimetoato, Profenofós,

Monocrotofós, Clorpirifos, Fentión, Fenamifos.

Los insecticidas organofosforados tienen en la actualidad un papel preponderante

como plaguicidas fitosanitarios a pesar de su problemática toxicológica. Su

eficacia ha sido demostrada frente a pulgones (áfidos), como el pulgón lanígero

del manzano (Eriosoma lanigerum), los insectos minadores, moscas de la fruta

(Ceratitis capitata), ácaros, cochinillas, etc. (Calonge, et al, 2002)

2.1.2 Mecanismo de acción de los plaguicidas organofosforados

Los plaguicidas organofosforados tienen como principal función la inhibición de la

enzima colinesterasa. Inhiben específicamente la acetilcolinesterasa a nivel de la

sinapsis.

4

La acetilcolina es un neurotransmisor endógeno, a nivel de la sinapsis y las

uniones neuroefectoras colinérgicas en los sistemas nervioso central y periférico.

La acetilcolina media el cambio potencial de membrana para la transmisión del

impulso nervioso, la acción de la acetilcolina debe ser muy rápida, cerca de 1/1500

segundos. Por lo cual la acetilcolinestasa la hidroliza en colina y ácido acético, Ver

Figura 1 (UNMSM, 2010).

Figura 1. Esquema del Proceso Fisiológico Neuromuscular durante la Estimulación

Los compuestos organofosforados reaccionan con la enzima de manera similar a

la acetilcolina, es decir inhiben competitivamente la actividad colinestérica

comportándose como sustancias anticolinestericas permitiendo así que la

acetilcolina siga ejerciendo su actividad. La enzima acetilcolinesterasa es la

responsable de la destrucción y terminación de la actividad biológica del

5

neurotransmisor acetilcolina, al estar esta enzima inhibida se acumula acetilcolina

en el espacio sináptico alterando el funcionamiento normal del impulso nervioso.

A continuación se muestra de que manera los plaguicidas de tipo

organofosforados actúan sobre el organismo:

Paso 1: AB + acetilcolinesterasa B + acetilcolinesterasa modificada(A) Paso 2: Acetilcolinesterasa modificada (A) + H2O A + Acetilcolinesterasa

En el primer paso, la parte ácida (A) del plaguicida se incorpora covalentemente

en el sitio activo de la enzima, mientras que se libera su fracción alcohólica (B)

(UNMSM, 2010).

En el segundo paso, una molécula de agua libera la parte ácida (A) del plaguicida,

dejando la enzima libre y, por lo tanto reactivada. Este proceso de reactivación

dura menos tiempo con los carbamatos, mientras que con los organofosforados

puede ser mucho más prolongado e incluso llega a ser irreversible. Debido a que

el sitio activo de la enzima está ocupado por esta parte ácida, la enzima

simplemente ya no funciona (UNMSM, 2010).

Por lo tanto, se genera gran cantidad de impulsos a las células efectoras y esta

estimulación continua causa las manifestaciones de esta intoxicación:

a) Síndrome muscarínico, por estimulación de las glándulas y fibras

musculares lisas, lo que causa vómito, sudoración profusa, diarrea,

salivación excesiva, lagrimeo y abundante secreción bronquial;

característicamente, las pupilas están contraídas “como punta de alfiler”

(miosis).

6

b) Síndrome nicotínico, por acción sobre las fibras musculares estriadas:

calambres de los músculos abdominales y de las extremidades, temblores,

bradicardia y trastornos del ritmo cardíaco.

c) Síndrome neurológico, por sobre estimulación de otras neuronas, que se

caracteriza por: irritabilidad, conducta psicótica, pérdida brusca de la

conciencia y convulsiones. La muerte ocurre por depresión respiratoria,

edema pulmonar o bradicardia extrema. (CICOPLAFEST, 2004).

Los plaguicidas inhibidores de las colinesterasas de los grupos organofosforados

se usan a nivel mundial, sobre todo para reemplazar a los plaguicidas

organoclorados persistentes. La toxicidad aguda de la gran mayoría de estos

plaguicidas es muy alta y los casos de intoxicaciones humanas son frecuentes.

(UNMSM, 2010)

2.1.3 Propiedades fisicoquímicas de los plaguicidas organofosforados

Para entender cómo se comporta un plaguicida en el ambiente se necesita

conocer cierta información sobre las propiedades fisicoquímicas de la estructura

química y su mecanismo de transporte, así como las características

medioambientales y la geografía del lugar donde se encuentra (INE, 2008).

A pesar de lo complejo del problema, los científicos han logrado determinar ciertas

características físico-químicas cuantificables para los plaguicidas, como es la

solubilidad, presión de vapor, Constante de la Ley de Henry y el Coeficiente de

Partición Octanol-Agua (Kow). Con esta información pueden predecir el lugar

donde pudiera encontrarse un plaguicida en altas concentraciones.

Por otra parte, la molécula de plaguicida no permanece intacta por tiempo

indefinido en el medio ambiente, ya que con el tiempo sufre una degradación

influenciada por microorganismos, actividad química, pH, clima, y contenido de

materia orgánica del suelo, entre otros. (INE, 2008)

7

Los factores fisicoquímicos que influyen en el destino de los contaminantes y en el

transporte ambiental son:

2.1.3.1. Volatilización

La volatilidad representa la tendencia del plaguicida a pasar a la fase gaseosa.

Todas las sustancias orgánicas son volátiles en algún grado dependiendo de su

presión de vapor, del estado físico en que se encuentren y de la temperatura

ambiente. La volatilidad se mide a partir de la constante de Henry que depende de

la presión de vapor en estado líquido y de la solubilidad en agua. (UG, 2012)

2.1.3.2. Presión de vapor

Es una medida de volatilidad de una sustancia química (en este caso el

plaguicida) en estado puro y es un determinante importante de la velocidad de

volatilización al aire desde suelos o cuerpos de agua superficiales contaminados.

La presión de vapor varía; se incrementa la presión cuando se incrementa la

temperatura y disminuye cuando disminuye la temperatura.

Un plaguicida con presión de vapor mayor a 10.6 mm Hg puede fácilmente

volatilizarse y tiende a alejarse del lugar donde se aplicó. Los plaguicidas con

presión de vapor menor a 1.0 x 10-8

tienen bajo potencial para volatilizarse y los

plaguicidas con una presión de vapor mayor a 1.0 x 10-3 tienen alto potencial para

volatilizarse, ver Tabla 1. (USDA, 2005)

Presión de vapor del plaguicida

Afinidad del plaguicida al suelo o agua

Plaguicida

< 1.0 x 10-8 Alta

Bajo potencial para volatilizarse. Se puede

solubilizar en agua o ser retenido en suelo

8

Presión de vapor del plaguicida

Afinidad del plaguicida al suelo o agua

Plaguicida

> 1.0 x 10-3 Baja Alto potencial para

volatilizarse

Tabla 1. Presión de Vapor de un plaguicida.

2.1.3.3. Constante de la Ley de Henry (H)

Describe la tendencia de un plaguicida a volatilizarse del agua o suelo húmedo. El

valor se calcula usando la presión de vapor, solubilidad en agua y peso molecular

de un plaguicida. (USDA, 2005)

Hc = p/c, donde:

p = presión de vapor del plaguicida (Pa)

c = solubilidad en agua (mol. m-3

)

Cuando el plaguicida tiene una alta solubilidad en agua con relación a su presión

de vapor, el plaguicida se disolverá principalmente en agua. Un valor alto de la Ley

de Henry, indica que un plaguicida tiene un potencial elevado para volatilizarse del

suelo húmedo (OSU, 1999); un valor bajo predice un mayor potencial de lixiviación

del plaguicida, para ver el comportamiento de los plaguicidas de acuerdo a la

constante de Henry ver Tabla 2.

VOLATILIDAD DEL PLAGUICIDA RANGOS DEL VALOR (atm m3/mol)

No volátil

El plaguicida puede disolverse

en agua

Menor a 3 x 10-7 Constante (H) BAJA

Presión de vapor baja

Alta solubilidad Tiene potencial para lixiviarse

Baja volatilidad 3 x10-7 a 1 x 10-5

Volatilidad moderada

El plaguicida puede evaporarse

1 x 10-5 a 1 x 10-3 Constante (H) ALTA

Presión de vapor alta

Solubilidad baja Alta volatilidad Mayor a 1 x 10-3

9

VOLATILIDAD DEL PLAGUICIDA RANGOS DEL VALOR (atm m3/mol)

Tiene alto potencial para volatilizarse del suelo húmedo

Tabla 2. Constante de la Ley de Henry para plaguicidas 2.1.3.4. Persistencia

Se define como la capacidad de cualquier plaguicida para retener sus

características físicas, químicas y funcionales en el medio en el cual es

transportado o distribuido, durante un período limitado después de su emisión. Los

plaguicidas que persisten más tiempo en el ambiente, tienen mayor probabilidad

de interactuar con los diversos elementos que conforman los ecosistemas. (INE,

2008)

Si su vida media y su persistencia es mayor a la frecuencia con la que se aplican,

los plaguicidas tienden a acumularse tanto en los suelos como en la biota

(CICOPLAFEST, 1998) y con el tiempo, la mayoría de los plaguicidas sufren una

degradación como resultado de reacciones químicas y microbiológicas en suelo o

agua. En la tabla 3 como clasifica el CICOPLAFEST a los plagucidas de acuerdo a

su persistencia.

PERSISTENCIA TIEMPO

Ligeramente persistente Menor de 4 semanas

Poco persistente De 4 a 26 semanas

Moderadamente

persistente De 27 a 52 semanas

Altamente persistente De 1 a 20 años

Permanente Mayor de 20 años

Tabla 3. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su persistencia

10

2.3.1.4.1. Vida media

La vida media está definida como el tiempo (en días, semanas o años) requerido

para que la mitad del plaguicida presente después de una aplicación se

descomponga en productos de degradación. La descomposición depende de

varios factores incluidos la temperatura, el pH del suelo, los microorganismos

presentes en el suelo, clima, exposición del plaguicida a la luz, agua y oxígeno

(ODA, 2010)

Es importante señalar que muchas sustancias resultantes de la descomposición

de un plaguicida pueden ser también tóxicas y tener vidas medias significativas.

Existen diferentes tipos de clasificar a la vida media de un plaguicida, como son:

• Vida media en suelo: Es el tiempo requerido para que un plaguicida se

degrade en el suelo. La vida media está determinada por el tipo de

organismos presentes en el suelo, el tipo de suelo (arena, arcilla, limo), pH

y temperatura, entre otros. El Departamento de Regulación de Plaguicidas

en California, E.U., determinó que un plaguicida que tiene una vida media

mayor a 9 días en un suelo aeróbico puede tener potencial para contaminar

aguas subterránea (INE, 2008).

• Vida media por Fotólisis: Es el tiempo requerido para que la mitad de un

plaguicida aplicado expuesto a la luz del sol se degrade.

• Vida media por Hidrólisis: Es el tiempo requerido para que la mitad de un

plaguicida aplicado se degrade por la acción del agua. El Departamento de

Regulación de Plaguicidas en California, E.U. (2005), determinó que un

plaguicida con una hidrólisis mayor de 14 días tiene potencial para

contaminar agua subterránea.

11

2.1.3.5. Solubilidad en agua

La solubilidad en agua de un plaguicida es una medida que determina la máxima

concentración de un plaguicida a disolverse en un litro de agua y por lo general

tiene un rango de 1 a 100,000 mg/L (ppm). Los plaguicidas muy solubles en agua

se adsorben con baja afinidad a los suelos y por lo tanto, son fácilmente

transportados del lugar de la aplicación por una fuerte lluvia, riego o escurrimiento,

hasta los cuerpos de agua superficial y/o subterránea.

El departamento de Regulación de Plaguicidas en California, E.U. (2005)

determinó que los plaguicidas con una solubilidad mayor a 3 mg/L tiene potencial

para contaminar agua subterránea. Sin embargo en E.U., plaguicidas con

solubilidad en agua menor de 3 mg/L se han encontrado en agua subterránea, lo

cual indica que el parámetro antes mencionado no es una garantía. Para conocer

el comportamiento de los plaguicidas de acuerdo a su solubilidad ver tabla 4.

PLAGUICIDA AGUA Y SUELO

Baja solubilidad

El plaguicida tiene afinidad por el suelo y se acumula en

este

El plaguicida puede sedimentarse en el suelo en la base

de los acuíferos

Alta solubilidad

El plaguicida puede tener afinidad con el agua y puede

solubizarse

El plaguicida se puede transportar a mantos acuíferos

Puede facilitarse la biodegradación del plaguicida

Tabla 4. Solubilidad de un plaguicida en agua. 2.1.3.6. Coeficiente de Partición Octanol/agua (Kow)

El coeficiente de partición Octanol-agua, Kow, es una medida de cómo una

sustancia química puede distribuirse entre dos solventes inmiscibles, agua (es un

disolvente polar) y octanol (es un disolvente relativamente no polar, que

12

representa a las grasas). El Kow proporciona un valor de la polaridad de un

plaguicida, que es frecuentemente utilizado en modelos para determinar como un

plaguicida puede distribuirse en tejido de grasa animal (RPC, 2005).

Kow

= C octanol

/ C agua

donde:

C = la concentración molar

pKow

= -log 10 Kow

Los plaguicidas con una vida media y un Kow

altos pueden acumularse en tejido

graso (ODA, 2010) y bioacumularse a lo largo de la cadena alimenticia. De

acuerdo a este parámetro se puede predecir el comportamiento de los plaguicidas

como se observa en la tabla 5.

ACUMULACIÓN

DE PLAGUICIDA

EN GRASA (KOW)

PLAGUICIDA

Alto

El plaguicida puede fijarse con firmeza a materia orgánica,

sedimento y biota

El plaguicida puede bioacumularse en grasa corporal de

animales

La vía de exposición al plaguicida puede ser por la cadena

alimenticia

Bajo

El plaguicida puede no fijarse en materia orgánica

El plaguicida puede moverse en aguas superficiales,

acuíferos y aire

La vía de exposición al plaguicida puede ser la respiratoria.

Tabla 5. Rangos de Kow de un plaguicida. 2.1.3.7. Toxicidad

Con las limitaciones ya señaladas, en este catálogo se adopta la clasificación de la

toxicidad con base en la DL50 expresada en mg/kg, que fue recomendada por la

OMS en su vigésima octava asamblea. En este caso la DL50 hace referencia a la

13

obtenida en ratas cuando el plaguicida se administra por vía oral o dérmica, en

forma aguda. Un concepto paralelo es la CL50 aguda, que es la concentración de

una sustancia en el aire que causa la muerte del 50% de la población de las ratas

de prueba; se expresa en mg/m3 o en partes por millon (ppm) (IPCS 2002). La

clasificación según estos criterios se presenta en la tabla 6.

Categoría

DL50 mg/kg CL50 por

inhalación

vapor mg/L

Exposición

1 h

Oral Dérmica

Sólido Líquido Sólido Líquido

Mas

de Hasta

Mas

de Hasta

Mas

de Hasta

Mas

de Hasta

Mas

de Hasta

I.

Extremadam

ente tóxicos

- 5.0 - 20.0 - 10.0 - 40.0 - 0.5

II. Altamente

tóxicos 5.0 50.0 20.0 200 10 100 40.0 400 0.5 2.0

III.

Moderadame

nte tóxicos

50 500 200 2000 100 1000 400 4000 2.0 10.0

IV.

Ligeramente

tóxicos

500 - 200

0 -

100

0 -

400

0 - 10 -

Tabla 6. Clasificación de los plaguicidas de acuerdo a su toxicidad aguda. En la tabla 7 se muestra la cantidad probable de plaguicida que puede ser letal

para un ser humano.

DL50 mg/kg Cantidad letal

5 unas cuantas gotas

50 Una cucharadita

14

500 30 g o dos cucharaditas

5000 380 g

15000 960 g

Tabla 7. Valores de la DL50 aguda-oral corresponden a la cantidad probable de

plaguicida técnico que puede ser letal para un humano adulto de talla

mediana.

2.1.3.8. Potencial de contaminación de agua subterránea

Las propiedades anteriormente descritas son de gran utilidad para los

investigadores ya que permiten estimar el potencial de afectación de los

plaguicidas si entran en contacto con el agua. La Agencia de Protección Ambiental

(EPA), de los Estados Unidos, realizó estudios de laboratorio durante 10 años,

asociando ciertas propiedades de los plaguicidas con la lixiviación; en la tabla 8 se

muestran los valores de potencial de contaminación de agua subterránea.

Propiedades químicas o

físicas de los

plaguicidas

Valores

determinados

Solubilidad en agua > 30 ppm

Constante de la Ley de

Henry < 10-2 atm m3/mol

Vida media por hidrólisis > de 25 semanas

Vida media por fotólisis > de una semana

Tabla 8. Valores que indican el potencial de los plaguicidas para contaminar agua subterránea. Para ver las propiedades fisicoquímicas de los plaguicidas de trabajo ver anexo 1.

15

2.1.4 Características químicas de los compuestos organofosforados Los compuestos organofosforados son ésteres, amidas o tioderivados del ácido

fosfórico, fosfónico, fosfotrotioico o fosfonotioico.

Cuando el átomo que se une la fósforo con el doble enlace es el oxígeno, el

compuesto se llama oxon y es un potente inhibidor de la colinesterasa. Sin

embargo con el oxígeno en esta posición, se favorece la hidrólisis de este

compuesto, especialmente bajo condiciones alcalinas. Para hacerlos más

resistentes a la hidrólisis, se ha sustituido al oxígeno por el átomo de azufre. Estos

compuestos llamados tiones, son pobres inhibidores de la colinesterasa, pero

tienen las características de atravesar la membrana celular más rápido que los

oxones. Para ver las estructuras generales ver figura 2.

En el ambiente los tiones son convertidos en oxones por acción de la luz solar y el

oxígeno. En el organismo son convertidos por acción de las enzimas

microsomales del hígado. (UNMSM, 2010)

Figura 2. Estructura Química General de los Plaguicidas Organofosforados A continuación se presentan las características químicas de los 16 plaguicidas de

trabajo, tales como su nombre, el número CAS, su estructura química, la fórmula

química, el tipo de estructura como compuesto organofosforado, el peso

molecular, sus características de peligrosidad, la clasificación por su persistencia y

el tipo toxicológico (Ver Tabla 6).

16

CLORPIRIFOS ETIL Nombre (IUPAC) O,O-dietil O-(3,5,6-tricloro-2-piridil) fosfotioato

No. CAS 2921-88-2

Estructura química

N

Cl

Cl

Cl

OP

S

O

O

CH3

CH3

Formula química C

9H

11Cl

3NO

3PS

Tipo de organofosforado Tion

Peso molecular 350.59 g/mol

Peligrosidad*

Persistencia Moderadamente persistente (hasta 1 año)

Tipo toxicológico** III *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST

DIAZINON Nombre (IUPAC) O,O-dietil O-2-isopropil-6-metilprimidin-4-il fosforotioato

No. CAS 333-41-5

Estructura química

N

N

CH3

CH3

CH3

O

PS

O

O

CH3

CH3

Formula química C12H21N2O3PS

Tipo de organofosforado Tion


Peligrosidad*

Persistencia Poco persistente (6 semanas)

Tipo toxicológico** III

1

2 0

1

17

*De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST

DIBROM (NALED)

Nombre (IUPAC) (RS)-1,2-dibromo-2,2,-dicloroetil dimetil fosfato

No. CAS 300-76-5

Estructura química

Cl

Cl

Br

Br

OP

O

O

O

CH3

CH3

Formula química C4H7Br2Cl2O4P

Tipo de organofosforado Oxón


Peligrosidad*

Persistencia Ligeramente persistente (menos de 1 semana)

Tipo toxicológico** I *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST

DICLORVOS (D.D.V.P)

Nombre (IUPAC) 2,2-diclorovinil dimetil fosfato

No. CAS 62-73-7

Estructura química

Cl

Cl

O P

O

O

O

CH3

CH3

Formula química C4H7Cl2O4P



Peligrosidad*

Persistencia Ligeramente persistente (menos de 1 semana)

Tipo toxicológico** II *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST

2

3 0

2

2 0

18

DIMETOATO

Nombre (IUPAC) O,O-dimetil S-metilcarbamoilmetil fosforoditioato

No. CAS 60-51-5

Estructura química O

NHCH3 S P

S

O

O

CH3

CH3

Formula química C5H12NO3PS2

Tipo de organofosforado Tión


Peligrosidad* No hay datos

Persistencia Poco persistente (6 semanas)


DISULFOTON

Nombre (IUPAC) O,O-dietil S-2-etiltioetil fosforoditioato

No. CAS 298-04-4

Estructura química

S

S

CH3

P

S

O

O

CH3

CH3

Formula química C8H19O2PS3



Peligrosidad*

Persistencia Poco persistente (8 a 10 semanas)


1

3 0

19

ETOPROFOS

Nombre (IUPAC) O,O-etil S,S-dipropil fosforoditioato

No. CAS 13194-48-4

Estructura química

P

OS

SOCH3

CH3

CH3 Formula química C8H19O2PS2




Persistencia Moderadamente persistente


ETIÓN

Nombre (IUPAC) O,O,O,O-tetraetil S,S’-metilen bis(fosforoditioato)

No. CAS 563-12-2

Estructura química

SS

PP

S S

O

O

O

O

CH3

CH3

CH3

CH3

Formula química C9H22O4P2S4



Peligrosidad*

Persistencia Moderada a altamente persistente

Tipo toxicológico** II *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST

1

3 1

20

FENAMIFOS

Nombre (IUPAC) (RS)-etil 4-metiltio-m-tolil isopropilfosforamidato

No. CAS 22224-92-6

Estructura química

CH3

SCH3

OP

O

O

CH3

NH

CH3CH3

Formula química C13H22NO3PS




Persistencia Poco persistente (4 meses)


GUTIÓN (AZINFOS METIL)

Nombre (IUPAC) S-(3,4-dihidro-4-oxobenzo[d]-[1,2,3]-tiazin-3-ilmetil) O,O-dimetil fosforoditioato

No. CAS 86-50-0

Estructura química N

N

N

O

SP

S

O

O

CH3

CH3

Formula química C10H12N3O3PS2



Peligrosidad*

Persistencia Ligeramente persistente


1

4 0

21

MALATIÓN

Nombre (IUPAC) dietil (dimetoxitiofosforiltio)succinato

No. CAS 121-75-5

Estructura química

O

O

O

O

CH3

CH3

SP

S

O

O

CH3

CH3

Formula química C10H19O6PS2



Peligrosidad*

Persistencia Ligeramente persistente (1 semana)

Tipo toxicológico** IV *De acuerdo a la NOM-018-STPS-2000 (identificación de riesgos) **De acuerdo al CICOPLAFEST

1

2 0

22

METIDATIÓN

Nombre (IUPAC) S-2,3-dihidro-5-metoxi-2-oxo-1,3,4-tiadiazol-3-ilmetil O,O-dimetil fosforoditioato

No. CAS 950-37-8

Estructura química

SN

NO

CH3

O

S P

S

O

O

CH3

CH3

Formula química C6H11N2O4PS3




Persistencia Ligeramente persistente (5 a 23 dias)


PARATIÓN METÍLICO

Nombre (IUPAC) O,O-dimetil O-nitrofenil fosforotioato

No. CAS 298-00-0

Estructura química

N+O

-

O

O

PS O

O

CH3

CH3

Formula química C8H10NO5PS



Peligrosidad*

Persistencia Ligeramente persistente (3 semanas)


2

3 1

23

TRICLORFÓN

Nombre (IUPAC) Dimetil (RS)-2,2,2-tricloro-1-hidroxietilfosfonato-

No. CAS 52-68-6

Estructura química

Cl

Cl

Cl

OH

P

O

O

O

CH3

CH3

Formula química C4H8Cl3O4P




Persistencia Poco persistente (hasta 4 semanas)


2.1.5 Comportamiento ambiental de los plaguicidas organofosforados El mal uso de plaguicidas trae como consecuencia daños irreparables al medio

ambiente.

Por ejemplo pueden:

Contaminar el suelo, volviéndolo poco productivo y a su vez contaminando

los alimentos que allí se producen.

Contaminar el agua de ríos, lagos y mares, los cuales se usan

principalmente para el consumo y pueden causar la muerte de peces y

otros animales.

Eliminan a los insectos benéficos o enemigos naturales, que pueden ayudar

a controlar las plagas.

Favorecen la aparición de nuevas plagas, que cada vez son más

resistentes y difíciles de controlar. (PLAGBOL, 2010)

24

Los efectos ecológicos de los plaguicidas (y otros contaminantes orgánicos) son

muy variados. Los principales tipos de efectos son los que se enumeran a

continuación y varían según el organismo sometido a investigación y el tipo de

plaguicida.

Esos efectos son los siguientes:

Muerte del organismo.

Cáncer, tumores y lesiones en peces y animales.

Inhibición o fracaso reproductivo

Baja de defensas

Perturbación del sistema hormonal.

Daños celulares y en el ADN.

Efectos teratogénicos (deformidades físicas, como las que se observan en

el pico de algunas aves al nacer).

Otros efectos fisiológicos, como disminución del grosor de la cascara de los

huevos.

Según estudios realizados en Suecia, la aplicación de plaguicidas es uno de los

factores que más influyen en la biodiversidad. Los estudios revelan también la

influencia de los plaguicidas en la fertilidad de los suelos, por la baja fijación de

oxígeno por las plantas y la inhibición del crecimiento de microorganismos del

suelo que son causantes de la degradación microbiana de la materia vegetal (y de

algunos plaguicidas). (PLAGBOL, 2010)

El mal uso de plaguicidas, en vez de facilitar y ayudar en el combate a la plagas,

vuelve más pobres a los productores, por generar la necesidad de usar venenos

más potentes y peligrosos que a su vez son más caros.

Otro problema relacionado con el uso de plaguicidas, y que también plantea un

riesgo ambiental y de salud importante, es el de los envases vacíos que

contuvieron estas sustancias; algunos datos indican que el total de estos envases

puede ser de unas 7 mil toneladas anuales, la gran mayoría de las cuales queda

25

dispersa en los campos y es fuente de riesgo ambiental y de salud. Estos envases

están considerados como residuos peligrosos por la legislación ambiental y su

disposición debe ser adecuada a esta normatividad. (PLAGBOL, 2010)

2.1.5.1 Efectos a corto plazo en el ambiente cercano

Los plaguicidas causan la contaminación inmediata del ambiente abiótico (suelos,

aguas superficiales y subterráneas y el aire) y por otro lado, la muerte de

organismo a los que no se deseaba afectar, como son los insectos que son los

enemigos naturales de las plagas o los que se considerar benéficos como es el

caso de las abejas para la polinización.

A corto plazo, estas sustancias provocan también la muerte de organismos

susceptibles como el caso de peces y aves, alterando el equilibrio del ecosistema

y alterando también la salud humana. La mortandad de estas últimas especies es

frecuente en muchas regiones agrícolas afectando la biodiversidad en la zona.

Es importante destacar el impacto sobre los organismos que se encuentran en la

base de la red trófica como es el caso del plancton y las bacterias nitrificantes.

2.1.5.2. Efectos adversos sobre el ambiente abiótico

Aire: Este es una ruta importante para el transporte y la distribución de plaguicidas

a lugares distantes de aquel donde se aplicaron. Los residuos de plaguicidas

pueden encontrarse en el aire en forma de vapor, como aerosoles, o bien,

asociados a partículas sólidas. Una vez en el aire, están sujetos a

transformaciones químicas y fotoquímicas, debido a la presencia de agente

oxidantes y catalíticos, a la luz solar y a la de otra sustancia reactivas; además se

pueden incorporar al ciclo del agua y transportarse a grandes distancia mediante

este ciclo o por acción de los vientos.

Agua: Los plaguicidas y sus residuos llevan eventualmente a los sistemas

acuáticos. Ahí, dependiendo de sus características fisicoquímicas, pueden ser

26

degradados parcial o totalmente, permanecer sin cambios, regresar a la atmósfera

por volatilización. Los efectos adversos de los plaguicidas en los ecosistemas

acuáticos ocurren sobre el agua, el sedimento y la biota del sistema.

Suelo: Los factores que influyen en el comportamiento y destino de los plaguicidas

en el suelo pueden ser dependientes: a) del suelo (tipo de suelo, humedad, pH,

temperatura, capacidad de adsorción, etc.) y b) del plaguicida (naturaleza química

y estabilidad ante la degradación química, microbiológica y fotoquímica). Se ha

demostrado que muchos plaguicidas pueden destruir la microfauna y microflora

del suelo o impedir los procesos biológicos necesarios para mantener su fertilidad.

2.1.5.3 Efectos adversos sobre el ambiente biótico

Microorganismos: Los plaguicidas pueden causar la muerte de todos o parte de

los organismos que forman parte del plancton, con lo cual se afecta la base de las

redes tróficas acuáticas. También son importantes sus efectos subletales sobre

éstos y otros microorganismos, como las bacterias nitrificantes y los hongos que

pueden destruir la quitina, con lo cual se alteran, de manera transitoria o

permanente, los procesos esenciales que dependen de estos organismos. Otra

consecuencia en la alteración de la fertilidad en el suelo.

Plantas: Cuando se aplican plaguicidas a los cultivos, se espera que sean tóxicos

para las plagas y que no lo sean para las plantas de interés. Sin embargo, muchos

de estos productos pueden afectar la germinación de las semillas, el desarrollo

vegetativo, la reproducción sexual y la maduración en los cultivos en lo que se

aplican, al igual que el valor alimenticio y la calidad comercial de los productos.

Las raíces tienden a absorber residuos de plaguicidas a partir del suelo, por lo que

muchas veces su concentración en ellas es mayor, lo que puede ser importante en

el caso de los tubérculos y las raíces comestibles y en el de los plaguicidas que se

27

pueden traslocar hacia los frutos. Algunos plaguicidas inducen la formación de

tumores cancerígenos en las plantas.

Peces y otros organismos acuáticos: En los efectos adversos de los plaguicidas

para la vida acuática, influyen la temperatura, tamaño y dinámica del cuerpo de

agua, además de las características químicas y toxicológicas del plaguicida y sus

concentraciones en el medio. Estos productos no sólo pueden causar la muerte de

los peces, si no también otros efectos subletales que afectan indirectamente a sus

poblaciones, la alteración de la gametogénesis con mortandad final, la inhibición

de la madurez sexual masculina y la inhibición enzimática y de síntesis proteica.

En los organismos acuáticos que sobreviven a exposiciones agudas de

plaguicidas a mediano plazo se han observado efectos adversos tales como la

pérdida de coordinación, alteraciones de la conducta, infertilidad y retraso en el

crecimiento. Es de especial interés la dispersión de los plaguicidas en la zonas

estuarianas y costeras, en donde afectan el desarrollo de diversas especiales de

valor ecológico, alimenticio y comercial.

Aves: Los plaguicidas de alta toxicidad aguda pueden causar mortandad masiva

de aves, lo que altera el equilibrio ecológico de la zona.

Mamíferos: Con frecuencia ocurren envenenamientos accidentales de animales

domésticos y silvestres con plaguicidas; sin embargo, la información sobre los

efectos de estos productos en los mamíferos superiores en condiciones de campo

es escasa. En los mamíferos, además de la muerte, los plaguicidas causan

efectos subletales como: inhibición del desarrollo sexual, alteraciones metabólicas

y enzimáticas, inducción de oxidasas, disminución del nivel de actividad física,

alteraciones en el Sistema Nervioso Central (SNC), acumulación en el tejido

adiposo y la leche, teratogénesis, mutagénesis y carcinogénesis. También inducen

las enzimas microsomales hepáticas, por lo que se piensa que pueden tener

efectos indirectos sobre la reproducción.

28

2.5.1.4 Mecanismos que rigen la evolución de los plaguicidas en las matrices

ambientales

Descomposición química, que tiene lugar por procesos de oxidación, reducción,

hidroxilación, dealquilación, rotura de anillos, hidrólisis e hidratación.

Descomposición fotoquímica, que se produce por efecto del espectro de luz

ultravioleta de la luz solar. Las fuentes de luz y su intensidad regulan el grado de

descomposición de un compuesto.

Descomposición microbiana, la acción de los microorganismos del suelo sobre

los plaguicidas es probablemente el mecanismo de descomposición más

importante. Los microorganismos del suelo, bacterias, algas y hongos, obtienen

alimento y energía para su crecimiento por descomposición de estos compuestos

orgánicos sobre todo cuando carecen de otras fuentes.

Volatilización, es la pérdida del compuesto en forma de vapor. Todas las

sustancias orgánicas son volátiles en algún grado dependiendo de su presión de

vapor, del estado físico en que se encuentre y de la temperatura ambiente.

Movimiento, el transporte de un plaguicida en el suelo, por disolución o arrastre

mecánico, se hace bajo la influencia del agua. El grado de lixiviación está influido

por las características fisicoquímicas del suelo, solubilidad del producto, frecuencia

e intensidad de la lluvia, etc.

Descomposición por las plantas y organismos, como consecuencia de los

procesos metabólicos que tienen lugar en las plantas (García, 2010).

La Figura 3 muestra los mecanismos que influyen en el trasporte de las sustancias

químicas en las diferentes matrices ambientales.

29

Figura 3. Tipos de procesos fisicoquímicos en el ambiente. Las características físicas y las condiciones climáticas del sitio de estudio

contribuyen al transporte de contaminantes. Por consiguientes es necesaria la

información, acerca de la topografía, tipos de suelo y ubicación, tipo de cubierta

del suelo, precipitación anual, condiciones de temperatura, entre otros, para poder

estimar hacia donde pudiera desplazarse el plaguicida aplicado.

2.1.6 Afectación a la salud por presencia de residuos de plaguicidas en agua y

alimentos

Los plaguicidas provocan serias intoxicaciones o envenenamientos, que afectan

gravemente la salud, llegando incluso a causar la muerte de las personas. Son

absorbidos por vías oral, dérmica y respiratoria.

Aire Fotólisis

Reacciones con oxhidrilos Reacciones con ozono

Otras reacciones

Agua Hidrólisis Fotólisis

Oxidación/Reducción Biodegradación

Suelo Fotólisis Hidrólisis

Biodegradación Oxidación/Reducción

Biota Bioacumulación

Metabolismo

Sedimento Hidrólisis

Degradación microbiana Oxidación/Reducción

30

La absorción a través de la piel es la vía más frecuente en las intoxicaciones que

ocurren entre los aplicadores de los plaguicidas. Estas sustancias son absorbidas

sin quemar la piel, sin irritación local, sin dolor y sin ninguna otra indicación de su

penetración. Esto es un problema nuevo para los campesinos y para los

aplicadores en general, que no pueden creer que una sustancia en contacto con la

piel pueda ser absorbida y causar intoxicaciones graves o letales sin provocar

ningún síntoma local. Por esto, es indispensable el baño diario al término del

trabajo y el cambio de ropa.

La absorción oral es la ruta común de intoxicaciones en los niños que ingieren

restos de plaguicidas guardados en botellas de bebidas gaseosas. Es también la

vía de intoxicaciones de aplicadores de plaguicidas que fuman, comen o beben

durante el periodo de aplicación, sin lavar antes cuidadosamente las manos y la

cara. La absorción respiratoria puede ocurrir durante las aplicaciones, cuando de

utilizan equipos para producir gotas muy pequeñas (menos de 20 micras). Esta es

también la vía de absorción de personas que trabajan con plaguicidas en

ambientes cerrados y sin utilizar mascarillas adecuadas. (Albert, 2005)

Dentro de los efectos comprobados que se producen en la salud, a largo plazo, se

tienen:

Esterilidad en el hombre

Daños al sistema nervioso y al cerebro

Cáncer

Daños en el hígado, pulmones, piel y ojos

Malformaciones en los niños

Abortos

Muchos de los plaguicidas, entre ellos los organofosforados, son de alta toxicidad

aguda y causan graves efectos inmediatos a los individuos expuestos. Debido a la

variedad de estructuras ya mencionadas, no es posible describir los síndromes

característicos de la intoxicación con cada plaguicida o grupo de ellos. Es

importante mencionar, sin embargo, que las intoxicaciones agudas de los

31

trabajadores pueden afectar a individuos que están en riesgo especial debido a

sus condiciones de pobreza, nutrición inadecuada, y enfermedades parasitarias o

crónicas. (Ciudad Juárez). Conforme a datos de la OMS, en 1990 hubo en todo el

mundo un millón de intoxicaciones accidentales con plaguicidas. En gran parte, el

problema se debe al uso, sin protección adecuada, de plaguicidas de alta toxicidad

aguda, como la mayoría de los organofosforados. El mal manejo de plaguicidas

también ha causado intoxicaciones masivas en otros países, como se puede ver

en la tabla 9.

Tabla 9. Algunas intoxicaciones masivas causadas por la contaminación de alimentos con plaguicidas

Plaguicida Alimento Origen de la contaminación

Núm. de

casos

Núm. de muertes

Lugar y año

Alquilmercurio Pan Semillas tratadas 200 70 Iraq, 1956

Alquilmercurio Pan Semillas tratadas 45 20 Guatemala,

1965-66

Alquilmercurio Maíz Semillas tratadas 144 20 Ghana, 1967

Etilmercurio ¿? Semillas tratadas 321 35 Iraq, 1971

Metilmerucrio Harina Semillas tratadas 6530 459 Iraq, 1971

Hexaclorobenceno Harina/Pan Semillas tratadas 3000 400 Turquía. 1954-59

Endrin Harina Derrame durante el

transporte o almacenamiento

159 - Reino Unido,

1956



691 24 Qatar, 1967-

70



183 2 Arabia

Saudita, 1967

Paratión Metílico Trigo Derrame durante el


360 102 India, 1958

Paratión Metílico Harina Derrame durante el


200 8 Egipto, 1958



600 88 Colombia, 1967-68



559 16 México, 1968

Aldicarb Sandía Derrame durante el


1350 80 EU, 1985

Total aproximado 14,342 1,469

Total en países en desarrollo 12,833 1,389

Porcentaje de casos y muerte en países en desarrollo 89.47 %

94.55 %

Fuente: Modificado de Henao et. al. 1993

32

2.2 Legislación aplicable a la detección y control de plaguicidas en el medio

ambiente.

2.2.1 Límites máximos residuales (LMR)

De acuerdo al Artículo 5° de la Ley Federal de Sanidad Vegetal el Límite Máximo

Residual se define como “Concentración máxima de residuos de plaguicidas

permitida en o sobre vegetales”.

Algunos países establecen estos Límites de acuerdo a la normatividad vigente y a

la investigación sobre las afectaciones que pueden tener los residuos de

plaguicidas sobre los alimentos.

A continuación se enlistan los LMR de los principales países a los que se exporta

el limón persa, además de compararlo con Argentina que también es un gran

productor de este fruto. Los límites del CODEX son lo que establece la

Organización de las Naciones Unidas a través de la FAO, ver tabla 10.

Tabla 10. Límite Máximo Residual en Limón para diferentes países.

LMR en Limón (mg/kg)

Plaguicida organofosforado

Unión Europea

Estados Unidos Canadá Japón Argentina México CODEX

Clorpirifos etil 0.2 1 1 1 0.3 1 1

Diazinon 0.01* - 0.7 0.5 0.05 0.7 -

Dibrom (Naled) 0.2 3 3 0.2 - -

Dichlorvos 0.01* - - 0.2 - - -

Dimetoato 0.02* 2 1.5 2 1 2 5

Disulfoton 0.02* - - 0.05 - - -

Ethoprophos 0.02* - - - - - -

Etion 0.01* - - 5 - - **

Fenamifos 0.02* 0.5 - 0.2 0.2 *** -

Fenchlorphos 0.01* - - 0.01 - * **

Guthion (Azinphos methyl) 0.05* - 2 1 - 2 1

Malation 0.02* 8 - 4 2 8 7

Metidation 5 4 - 5 2 2 2

Paration Metílico 0.02* - 1 0.2 - **** -

33

Prothiofos 0.02* - - 0.1 - - -

Triclorfon (Dylox) 0.5 0.1 - 0.1 0.1 0.1 **

LMR Límite máximo residual

*Indica el límite inferior de determinación analítica

** No tiene límites o fueron revocados *** Esta autorizado pero no tiene LMR

**** Está en revisión CODEX Alimentarius de la FAO

2.2.2 Normatividad nacional

De acuerdo al CICOPLAFEST del 2004 la normatividad aplicable al uso y

aplicación de plaguicidas es la siguiente:

SSA

- NOM-047-SSA1-1993 Que establece los límites biológicos máximos permisibles

de disolventes orgánicos en población ocupacionalmente expuesta. DOF 8 agosto

1996

- NOM-048-SSA1-1993 Que establece el método normalizado para la evaluación

de riesgos a la salud como consecuencia de agentes ambientales. DOF 29

noviembre 1995

- NOM-056-SSA1-1993 Requisitos sanitarios del equipo de protección personal.

DOF 30 noviembre 1995.

SAGARPA

- NOM-052-FITO-1995 Por la que se establecen los requisitos y especificaciones

fitosanitarias para presentar el aviso de inicio de funcionamiento por las personas

físicas o morales que se dediquen a la aplicación aérea de plaguicidas agrícolas.

DOF 10 de junio de 1997

34

STPS

- NOM-003-STPS-1999, Actividades agrícolas-uso de insumos fitosanitarios o

plaguicidas e insumos de nutrición vegetal o fertilizantes. Condiciones de

seguridad e higiene. DOF 28 de diciembre de 1999

- NOM-005-STPS-1998, Relativa a las condiciones de seguridad en los centros de

trabajo para el manejo, transporte y almacenamiento de sustancias químicas

peligrosas. DOF 02 de febrero de

1999.

Sin embargo, ninguna de estas normas establece los Limites Máximos Residuales

mencionados en este catálogo. Cabe mencionar que no existen ningún documento

o lineamiento que marque los límites máximos permisibles de plaguicidas

organofosforados en agua y suelo.

Solo en la NOM-127-SSA1-1994 Salud ambiental. Agua para uso y consumo

humano. Límites permisibles de calidad y tratamientos a que debe someterse el

agua para su potabilización, se cuenta con límites máximos permisibles para

algunos plaguicidas organoclorados y herbicidas tales como se muestra en la tabla

11.

Tabla 11. Límites Máximos Permisibles de plaguicidas en agua potable.

Plaguicidas LMP

(ppm)

Aldrin y dieldrin (separados o

combinados)

0.03

Clordano (total de isómeros) 0.20

DDT (total de isómeros) 1.00

Gamma-HCH (lindano) 2.00

Hexaclorobenceno 1.00

Heptacloro y epóxido de heptacloro 0.03

Metoxicloro 20.00

2,4-D 30.00

35

2.3 Cromatografía de gases como herramienta de análisis para la detección

de plaguicidas organofosforados.

Los métodos analíticos descritos en la literatura que son utilizados para la

detección de residuos de plaguicidas en frutas y hortalizas incluyen generalmente

cromatografía de gases (GC) o cromatografía líquida de alta resolución (HPLC),

acopladas a un detector selectivo o universal. Los detectores empleados son: de

conductividad térmica, de ionización de flama, de captura de electrones, de

fotometría de llama y de nitrógeno–fósforo, detector Hall, detector infrarrojo de

transformada de Fourier y espectrómetro de masa (Lambropoulou, D. A.; Albanis,

T. A., 2007; Rubinson, K. A.; Rubinson, J. F., 2001).

La metodología multiresiduos (PAM 302 Vol. 1) y los métodos EPA para análisis

de compuestos orgánicos volátiles por definición requiere de etapas que sean

capaces de separar analitos unos de otros de tal manera que puedan ser

detectados y medidos individualmente. La cromatografía proporciona estas

capacidades.

2.3.1Cromatografía de gases

2.3.1.1. Generalidades

La cromatografía es una técnica analítica basada en la separación parcial o total

de los componentes de una mezcla como consecuencia de su migración

diferencial en un sistema dinámico formado por una fase estacionaria y una fase

móvil, como lo muestra la figura 4. (VARIAN, 2009):

36

Figura 4. Diagrama que ilustra la separación de analitos por cromatografía de

gases

2.3.1.2 Componentes Sistema de cromatografía de gases

En la figura 5 se muestra el sistema que compone un cromatógrafo de gases, los

cuales se describen a continuación.

Figura 5. Diagrama general del cromatógrafo de gases.

37

Gas de arrastre (fase móvil)

Tiene como función el transporte de la mezcla a través de la fase estacionaria

(columna).

Debe tener las siguientes características:

Ser inerte, es decir no debe reaccionar con los componentes de la mezcla

(generalmente se usa helio o nitrógeno)

Tener alta pureza (99.999%)

Alta eficiencia en el análisis

Disponibilidad

Control neumático de gases

Tiene como función mantener el control del flujo de gas de arrastre a la entrada de

la columna.

Columna (Fase estacionaria)

Su función es la separación diferencial de los componentes de la mezcla como

consecuencia de equilibrios dinámicos entre las moléculas de los componentes de

la mezcla y la fase estacionaria.

Se cuenta con dos tipos de columnas:

Columnas empacadas: Como lo muestra la figura 6 son tuberías con diámetros

externos mayores a 1/16 de pulgada y empacadas con la fase estacionaria.

Figura 6. Columna cromatográfica empacada

Columnas capilares: Como lo muestra la figura 7 son tuberías capilares con

diámetros externos menores a 1/16 de pulgada y en cuyo interior se encuentra

una película de fase estacionaria.

38

Figura 7. Columna cromatográfica capilar

Detector

Su función es sensar a través de una propiedad física o química a los diferentes

componentes que han sido separados en la columna y cuya señal es convertida

en una respuesta electrónica. En la figura 8 se muestra la fotografía de este

detector, donde se pueden observar sus principales componentes.

Figura 8. Detector Fotométrico de Flama Pulsada (PFPD)

Procesador de datos

Tiene como función convertir el registro de señal eléctrica en señal gráfica que

permita un manejo confiable de la información. Como se observa en la figura 9

está compuesto por una computadora personal la cual tiene integrado el software

necesario para la interpretación de la señal de los detectores.

39

Figura 9. Ilustración del software para el análisis de cromatogramas

2.3.1.3 Detector de flama fotométrica pulsada (PFPD)

El detector de flama fotométrica pulsada (PFPD) es el más reciente miembro de la

familia de los detectores de cromatografía de gases con base en flama. El PFPD

opera en una flama pulsada en lugar de la modalidad de flama continua y ofrece

un número significativo de mejoras sobre los detectores fotométricos de flama

convencionales tales como:

Incremento en la detección

Incremento en la selectividad (relativa a hidrocarburos)

Decremento en el consumo de aire e hidrógeno

Al limitar las velocidades de flujo de aire y el hidrógeno a aproximadamente una

décima parte los que se suelen utilizar en una FPD, el PFPD alcanza mejoras

substanciales en la detección y selectividad. En estas velocidades de flujo, una

flama continua no puede existir.

40

En su lugar, las cámaras de combustión y de ignición se llenan con una mezcla

combustible de aire e hidrógeno. Cuando la mezcla entra al encendedor, las

mezcla se prende y un frente de flama de propaga a través de la cámara de

combustión, terminando cuando la flama alcanza el soporte de la cámara de

combustión.

El detector se vuelve a llenar con mezcla de combustible y el proceso de repite.

La flama en el PFPD se pulsa porque la velocidad de flujo del hidrógeno y del aire

no sostiene la combustión continua. La pulsación de flama involucra 4 etapas:

Llenado (Fill): La mezcla de aire e hidrógeno entra a la cámara de

combustión en dos puntos. Parte de la corriente del gas combustible se

mezcla con el efluente de la columna y se mueve hacia arriba a través del

interior del tubo de la cámara de combustión de cuarzo. Una segunda parte

de la corriente del gas se barre a lo largo de parte externa del tubo de la

cámara de combustión del cuarto y dentro de la cámara de ignición.

Ignición (Ignite): La cámara de ignición contiene una bobina del encendedor

continuamente calentada. Cuando la mezcla del gas de combustión alcanza

el bobina caliente, la mezcla se enciende.

Propagación (Propagate): El frente de la flama se propaga hacia abajo

dentro de la cámara de combustión. En el fondo de la cámara, la flama se

extingue. Durante esta fase de propagación, las moléculas de la muestra en

la flama se rompen en moléculas más simples o átomos.

Emisión (Emit): Durante y después de la propagación de la flama, los

átomos de la muestras de interés se someten a una reacción más para

formar especies electrónicamente excitadas, desde la cual la luz es emitida.

La emisión de fondo de la flama esta completa dentro menos de 3-4

milisegundos después de la propagación, mientras las especies

moleculares de fósforo y azufre emiten mucho tiempo después. Esta

41

diferencia en los tiempos de emisión se obtiene la mayor detección y

selectividad del PFPD. (VARIAN, 2009)

En la figura 10 se observa gráficamente como se llevan a cabo estas etapas.

Figura 10. Etapas de la pulsación de flama

42

CAPÍTULO 3

ANTECEDENTES

En países industrializados (Canadá, Estados Unidos de América, España, Japón,

entre otros) el monitoreo de residuos de plaguicidas en alimentos se realiza

continuamente. Aunque el control de los plaguicidas es más eficaz en estos

países, se han reportado alimentos con niveles residuales de plaguicidas por

encima de los LMRs (Columé, A. et al., 2001; Poulsen, M. E.; Andersen, J. H.,

2003). En México, se tenía el conocimiento que sobre los usos no autorizados de

plaguicidas provenía de la información proporcionada por los países importadores

de productos agrícolas, los cuales rechazan embarques que contienen residuos de

plaguicidas que no cuentan con un Límite Máximo de Residuos o estos rebasaban

dicho límite (SENASICA, 2010).

Debido a esta problemática, el gobierno implementó un programa de monitoreo

anual para residuos de plaguicidas en productos agrícolas. El Centro Nacional de

Referencia de Plaguicidas y Contaminantes (CNRPyC) participa activamente en el

análisis de las muestras de productores agrícolas provenientes de los programas

de monitoreo (SENASICA, 2010). Sin embargo, los programas y campañas que el

SENASICA realiza a través de los comités estatales de sanidad vegetal de cada

estado, están enfocado a las unidades de producción (productores) en el mayor de

los casos y actualmente no existen monitoreos sobre la cantidad de contaminantes

microbiológicos y/o químicos a empresas que no estén reconocidas por dicha

secretaría.

De acuerdo a la FAO, México es el segundo productor mundial de cítricos con

2,224,382 ton en el año 2008 y es el primer país exportador de estos frutos con un

total de 462,868 ton en el año 2007. El estado de Veracruz es el segundo

productor a nivel nacional, después del Estado de Colima con 545,395.28

toneladas producidas en 2008 (COVECA, 2010).

43

De acuerdo a encuestas realizadas en la localidad de Martínez de la Torre, el

insecticida más usado para la producción de limón es el CYREN® (concentrado

emulsionable). Este producto es sus diferentes presentaciones contiene clorpirifos

etil, de acuerdo con la empresa CHEMINOVA (fabricante de este insecticida), el

clorpirifos etil es el segundo insecticida más vendido en el mundo.

Por lo tanto y tomando en cuenta que la agricultura citrícola en la región de

Martínez de la Torre, Veracruz, involucra el uso de diversos plaguicidas para el

control de plagas, enfermedades y todo tipo de amenaza en dichos cultivos, es

necesario realizar un monitoreo sobre los límites máximos residuales (LMRs) de

los plaguicidas utilizados para determinar la calidad y seguridad de los alimentos,

así como el impacto al medio ambiente que tiene el uso de dichos agroquímicos.

44

CAPÍTULO 4

JUSTIFICACIÓN

Una de las actividades primordiales de las empresas empacadoras de productos

agrícolas es el proceso de lavado cuya finalidad es la de eliminar tierra, polvos y

contaminantes microbiológicos y/o químicos que estén adheridos a la superficie de

dichos productos. Ejemplo de ello son los plaguicidas de contacto, los cuales

pueden ser retirados del producto por este proceso de limpieza mismos que

puedan ser solubles en agua, o que se encuentren adheridos a partículas de polvo

y que subsecuentemente se mezclarán en las aguas de desecho de dicho proceso

y finalmente estarán contaminando esta descarga. Ahora bien, debido a que los

plaguicidas sistémicos no se eliminan con el lavado, los limones empacados

pueden contener estas sustancias, sin que exista un control para la eliminación de

esta contaminación.

Con la implementación de un programa de monitoreo de plaguicidas en la

empacadora, se podrán diagnosticar las probables fuentes de contaminación por

residuos de plaguicidas organofosforados como el clorpirifos etil, el cual por ser

moderadamente tóxico y persistente en el ambiente, y también por ser este el más

utilizado en el municipio de Martínez de la Torre, es necesario detectar su

presencia y concentración con el fin de evitar pérdidas económicas para la

empresa por el cierre de fronteras, así como problemas de salud en la región y el

daño al ecosistema local debido a que las descargas de las aguas de desecho de

las empacadoras derivan directamente al Rio Bobos.

45

CAPÍTULO 5

PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Los plaguicidas organofosforados como el clorpirifos etil son necesarios para la

protección contra insectos y un crecimiento óptimo del cultivo. Sin embargo los

residuos de éstos en el limón persa y en las aguas de desecho de lavado en el

proceso de empacado pueden provocan efectos negativos en el medio ambiente

por ser estos causantes de trastornos neurológicos en los organismos expuestos,

por lo que es necesario que su monitoreo y control dentro de la empacadora se

convierta en una actividad prioritaria.

46

CAPÍTULO 6

OBJETIVOS

6.1 Objetivo general

Diseñar un programa de monitoreo para la detección y control de los residuos de

plaguicidas organofosforados en limón persa de exportación dentro de una

empacadora del municipio de Martínez de la Torre, Veracruz.

6.2 Objetivos particulares

Implementar el método 302 del PAM Vol. I FDA para la determinación de

plaguicidas en alimentos.

Implementar el método EPA 8141B para la determinación plaguicidas

fosforados en las aguas de desecho de lavado.

Estimar algunos parámetros de validación en la medición del método

empleado.

Comparar las concentraciones de los plaguicidas detectados en limón persa

y aguas de desecho de lavado, con los límites máximos residuales (LMRs)

establecidos por la UE

Establecer las condiciones para el diseño del programa de monitoreo que

permita controlar los residuos de plaguicidas en limón persa dentro de la

empacadora.

47

CAPÍTULO 7

MATERIALES Y MÉTODOS

Para realizar el análisis de residuos de plaguicidas organofosforados en limón

persa, se realizó un monitoreo de dichos agroquímicos en una empacadora de

limón de Martínez de la Torre, Ver., tomando muestras tanto del limón identificado

como materia prima, como del limón identificado como producto terminado

(exportación), así como del agua de desecho de dicha empacadora, y finalmente

también se analizaron muestras de limón procedentes de un mercado de consumo

local.

7.1 Toma de muestras

Una vez establecido el convenio de colaboración entre la empresa empacadora de

limón y el laboratorio LATEX, S.C., se procedió a realizar la toma de muestras de

acuerdo a las regiones productoras.

El nombre de cada una de las regiones, la clave que se maneja para estas en la

empresa empacadora, así como el municipio al que pertenecen, se mencionan en

la tabla 13.

Tabla 12. Regiones productoras de limón con la clave que le asigna la

empacadora.

Región productora Clave Municipio

San Manuel-Gustavo 03-G Martínez de la Torre, Veracruz

San Manuel-José 03-J Martínez de la Torre, Veracruz

Potrero Nuevo 04 San Rafael, Veracruz

Cadillo 05 Martínez de la Torre, Veracruz

Manantiales 06 Martínez de la Torre, Veracruz

Plan de Limón 07 Misantla, Veracruz

María de la Torre 08 Martínez de la Torre, Veracruz

48

Insurgentes 09 Papantla, Veracruz

El Faisán 10 Martínez de la Torre, Veracruz

Almanza 11 Atzalan, Veracruz

Nuvara 14 Atzalan, Veracruz

Oaxaca 15 Santiago Yaveo, Oaxaca

La ubicación geográfica de las regiones se observan en la figura 11.

49

Figura 11. Distribución geográfica de las regiones productoras de limón

persa que llegan a la empacadora.

Una vez dentro de la empacadora, se mezcla el limón de todas las regiones

productoras, posteriormente se lava, encera y se empaca como producto

terminado listo para exportación. Cabe mencionar que se tomaron muestras de

limón por cada una de las regiones productoras, asi como una muestra compuesta

del producto terminado y del agua de desecho de lavado.

En la figura 12, se muestra un diagrama de flujo de operación de una empacadora

de limón, el limón que llega de las regiones productoras se vacía en las bandas

para una selección de acuerdo a su calidad.

50

Figura 12. Diagrama de flujo del proceso general de una empacadora de

productos agrícolas.

Posteriormente los limones seleccionados pasan al área de lavado, que consiste

en una serie de rodillos que transportan y al mismo tiempo rocian con agua que

contiene dos fungicidas (Imazalil y Tiabendazol), así como hipoclorito de sodio en

una concentración de 50 ppm, para eliminar bacterias y hongos que contiene el

limón.

Una vez lavados, pasan a un túnel de secado para posteriormente llegar al área

de encerado para su mejor conservación. Después del encerado, el limón pasa

por un sizer, que es el que clasifica el limón de acuerdo a su tamaño. Ya

clasificado el limón se empaca en cajas de cartón, las cuales son envueltas en

plástico y refrigeradas para su transporte.

El muestreo de limón se llevó a cabo conforme al método Food and Agriculture

Organization FAO (1999) CODEX CAC/GL 33 Métodos de muestreo

recomendados para la determinación de residuos de plaguicidas a efectos del

cumplimientos de los LMR. Roma. Paginas 2,4,10 y 11.

En el caso del agua de desecho se tomaron muestras directamente del drenaje de

la tina de lavado, tomando la muestra en bolsas esteriles y conservando la

muestra a una temperatura de 4°C. hasta su análisis.

Limón materia prima Área de lavado Túnel de secado

Sizer

Agua para lavado

Encerado

Limón Empacado

Agua de desecho de lavado

51

7.2 Disolventes, reactivos y curva de calibración.

Los disolventes utilizados en el análisis de residuos de plaguicidas fueron de

grado analítico y grado cromatográfico, ver tabla 13.

Tabla 13. Características de disolventes y reactivos utilizados en el análisis

de plaguicidas.

Disolvente/Reactivos Pureza (%) Marca

Acetona 99.90 Alyt

Diclorometano 99.98 Alyt

Éter etílico 99.00 Alyt

Éter de petróleo 99.00 Alyt

Hexano 99.5 High

Purity

Metanol 99.98 Fermont

Sulfato de sodio

anhidro 100.00 Alyt

Para cuantificar los residuos de plaguicidas organofosforados en las muestras

anteriormente citadas, se realizaron curvas de calibración para cada uno de ellos,

preparando soluciones patrón a concentraciones de 10 ppm para la mezcla A y 45

ppm para los demás plaguicidas enlistados a continuación, ver tabla 14.

Tabla 14. Pureza de los estándares de plaguicidas organofosforados.

Plaguicidas Marca Pureza

(%)

Organophosporus Mix A (8)

Diclorvos

Etoprofos

Disulfotón

Paratión Metílico

Fenclorfos

Clorpirifos Etil

Protiofos

Azinfos Metil (Gutión)

SUPELCO No se

indica

Diazinon Fluka Analytical 98.3

Dibrom Fluka Analytical 96.6

52

Dimetoato Fluka Analytical 99.4

Etion Fluka Analytical 97.8

Fenamifos Chem Service 99.5

Malatión Fluka Analytical 96.1

Metidatión Fluka Analytical 95.8

Triclorfón (Dylox) Chem Service 98.1

Una vez obtenidas estas soluciones se mezclaron hasta obtener una solución de

trabajo de 5 ppm de estos 16 plaguicidas organofosforados antes mencionados.

Esta mezcla se denominó Mix Ofos 5. A partir de la solución de trabajo se preparó

la curva de calibración tomando diluciones 1:2 obteniendo concentraciones que

se muestra en la tabla 15.

Tabla 15. Concentraciones de la curva de calibración de plaguicidas

organofosforados.

Numero de dilución

Concentración (ppm)

1 5.0

2 2.5

3 1.25

4 0.625

5 0.3125

6 0.15625

7 0.078125

8 0.0390625

Una vez obtenidas estas diluciones se inyectaron en el CG-PFPD, con el método

establecido para análisis de fosforados. Todas las soluciones de plaguicidas

preparadas fueron almacenadas a 4 °C.

53

7.3 Métodos empleados para la detección de residuos de plaguicidas

organofosforados.

7.3.1 Método EPA 8141B Determinación de compuestos organofosforados

por cromatografía de gases en agua subterránea, agua residual y residuos

sólidos.

Este método provee de condiciones para el cromatógrafo de gases para la

determinación de concentraciones en partes por billón de compuestos

organofosforados. Antes de usar este método, un volumen o peso medido de las

muestras líquidas o sólidas son extraídas usando la técnica de extracción de

muestra apropiada dependiendo de la matriz:

7.3.1.1 PROCEDIMIENTO

7.3.1.2 Materiales y equipo

Embudo de separación de 2 litros con llave de paso de

politetraflouroetileno (PTFE).

Columna cromatográfica de secado de 20 mm de diámetro Pyrex®

con fibra de vidrio Pyrex® y llave de paso de PTFE

Aparato Kuderna-Danish (K-D)

Tubo concentrador de 10 mL graduado, matraz de evaporación de

500 mL, columna Synder.

Sistema de recuperación de vapores de solvente

Perlas de ebullición

Baño de agua

Viales de 2 mL, de vidrio con tapa roscada de PTFE

Papel indicador de pH

Matraz Erlenmeyer de 250 mL

Jeringa de 5 mL

54

Probeta Graduada de 1 L

7.3.1.3 Reactivos

Hidróxido de sodio NaOH (10 N).

Sulfato de sodio Na2SO4 (granular y anhidro).

Solución de ácido sulfúrico H2SO4 (1:1 v/v).

Cloruro de metileno.

7.3.1.4 Procedimiento

Usando una probeta graduada de 1 litro, medir 1 litro (nominal) de la

muestra. Alternativamente. Si se sabe que hay altas concentraciones del

analito, se puede tomar un volumen más pequeño de muestra y diluir a 1

litro con agua libre de compuestos orgánicos.

Pipetee 1.0 mL de la solución sustituto (fortificación) a aquellas muestras en

la que se desea determinar la recuperación sobre la probeta graduada y

mezcle bien.

Verifique el pH de la muestra con papel de amplio rango de determinación

de pH y ajuste el pH, si es necesario al pH indicado en la tabla 1, usando el

ácido sulfúrico o el hidróxido de sodio sin alterar el volumen de la muestra.

Transferir la muestra de la probeta del cilindro graduado al embudo de

separación. Use 60 mL de cloruro de metileno para enjuagar la probeta y

transfiera este enjuague al embudo de separación.

Selle y agite el embudo de separación vigorosamente por 1 a 2 minutos con

periodos de venteo para liberar el exceso de presión. Alternativamente,

coloque el solvente de intercambio (hexano) dentro de la parte superior de

la columna Snyder mientras el concentrador permanece en el baño de

agua.

NOTA: El cloruro de metileno crea presión excesiva muy rápido; por lo

tanto, la ventilación inicial debería ser hecha inmediatamente después de

que el embudo de separación haya sido sellado y agitado una vez. El

55

embudo de separación deberá ser ventilado dentro de una campana de

extracción para evitar la exposición del analista a los vapores del solvente.

Permite que se separe la fase orgánica de la fase acuosa por al menos 10

minutos. Si la emulsión en la interface es mayor a un tercio del tamaño de

la fase orgánica, el analista debe emplear técnicas mecánicas para

completar la separación de fases. La técnica más óptima dependerá de la

muestra y puede incluir la agitación, filtración, emulsión a través de fibra de

vidrio, centrifugación u otros métodos físicos. Colecte el extracto de la

muestra en un matraz Erlenmeyer. Si la emulsión no puede ser rota,

transfiera la muestra, el solvente y la emulsión a la cámara de extracción de

un extractor continuo y proceda en lo descrito en el método 3520.

Repita la extracción dos veces más usando porciones nuevas de solvente.

Combine los tres extractos.

Ajuste el pH si es necesario

Si se usa el análisis GC-MS (Método 8270), los extractos ácidos/neutros o

básicos pueden combinarse antes de concentrarse. Sin embargo en

algunas situaciones, el análisis de extractos ácido/neutros y básicos en

concentraciones separadas puede ser preferible.

Realice la concentración (si es necesario) usando el Kuderna- Danish (K-

D).

7.3.1.5 Técnica Kuderna-Danish

1. Ensamble el concentrador K-D uniendo el tubo concentrador de 10

mL al matraz de evaporación de 500 mL.

2. Una el equipo de recuperación de vapores de solvente (condensador

y dispositivos de colección) a la columna Synder del aparato K-D

siguientes las instrucciones del fabricante

3. Seque el extracto pasándolo a través de una columna de secado

conteniendo 10 cm de sulfato de sodio anhidro. Colecte el extracto

seco en el concentrador K-D. Enjuague el matraz Erlenmeyer, que

56

contiene el extracto, con 20-30 ml de cloruro de metileno y añádalo a

la columna de secado.

4. Añada un o dos perlas de ebullición al matraz y una la columna

Synder de tres bolas. Prelave la columna Synder añadiendo 1 mL de

cloruro de metileno en la parte superior de la columna. Coloque el

aparato K-D en un baño de agua caliente (15-20 °C arriba del punto

de ebullición del solvente) para que el tubo del concentrador que está

parcialmente inmerso en el agua caliente y la superficie del matraz

sean bañados con vapor caliente. Ajuste la posición vertical del

aparato y la temperatura del agua que se requiere para completar la

concentración de 10 a 20 minutos. Cuando el volumen aparente del

liquido alcance 1 mL, quite el aparato K-D del baño de agua y

permita que se drene y enfríe por al menos 10 minutos.

5. Si el solvente de intercambio es requerido (como indica la Tabla 1),

momentáneamente quite la columna Synder y añada 50 mL del

solvente de intercambio, una nueva perla de ebullición y reúna la

columna Synder. Concentre el extracto, como se describe en el paso

anterior, aumentando la temperatura del baño de agua, si es

necesario para mantener la destilación apropiada.

6. Quite la columna Synder y enjuágue el matraz y las juntas más bajas

dentro del tubo concentrador con 1 o 2 mL de cloruro de metileno o

de solvente de intercambio. El extracto podrá ser más concentrado

usando otra técnica o ajustando el volumen final a 10 mL con el

último solvente usado.

7.3.1.6 Determinación

Una vez aforado y purificado el extracto, pasa al área de

cromatografía para iniciar el análisis instrumental, mediante la

inyección en el cromatógrafo de gases y proceder a la determinación.

Se revisa la respuesta en el cromatograma y se coteja en tablas de

referencia.

57

De acuerdo a los compuestos posibles observados se seleccionan

los estándares.

Se inyecta el estándar, se compara la respuesta y se realizan los

cálculos.

7.3.2 Metodología 302 del Pesticide Analytical Manual

7.3.2.1 Materiales

Licuadora de alta velocidad, a prueba de explosión

Embudo de separación de 1 L

Embudo Buchner de porcelana de 12 cm de diámetro

Papel filtro tipo Shark Skin®

Embudo de filtración de 4” de diámetro

Fibra de vidrio

Columna Snyder con matraz Kuderna-Danish (K-D) de 500 mL

Probetas de 100 mL

Pinzas de tres dedos

Anillos de soporte

Columna cromatográfica de 22 mm de diámetro x 300 mm de largo,

con llave de teflón

7.3.2.2 Equipo

Balanza analítica de precisión

Compresor de vacío

Cromatógrafo de gases VARIAN 450-GC acoplado a cuatro

detectores:

Detector de captura de electrones (ELCD) para compuestos

halogenados

Detector de flama fotométrica pulsada (PFPD) para compuestos

fosforados

58

Detector termoiónico específico (TSD) para compuestos

nitrogenados.

Espectrómetro de Masas VARIAN 225-MS como detector universal.

7.3.2.3 Reactivos

Acetona

Éter de petróleo

Cloruro de metileno

Sulfato de sodio anhidro

Éter etílico grado HPLC

Florisil grado PR

Cloruro de sodio, grado reactivo

Carborumdo (carburo de silicio)

7.3.2.4 Metodología

7.3.2.4.1 Preparación de la muestra

Se fragmenta el producto para una mejor molienda y

homogenización de la muestra.

Se toma una muestra custodia, que será utilizada para el

análisis.

Pesar y etiquetar 100 g de la muestra custodia

Mezclar la muestra en la licuadora a prueba de explosión con

200 mL de acetona por 2 minutos o hasta que la muestra se

vea homogénea.

Montar el equipo para filtración con vacío, con un embudo

Buchner de 12 cm de diámetro. Prelavar el papel filtro con

acetona para eliminar contaminantes.

Filtrar el extracto con vacío, cuidando que no se pasen sólidos

grandes al filtrado.

Tomar del extracto 80 ml para la partición.

7.3.2.4.2 Extracción

59

Mezclar en un embudo de separación de 1 L, los 80 mL del

extracto, 100 mL de éter de petróleo y 100 mL de cloruro de

metileno.

Agitar durante 1 minuto y esperar la separación de fases.

Mientras se separan las fases, preparar un embudo de

filtración de 4”, colocando un poco de fibra de vidrio

previamente lavada y aproximadamente 4 cm de altura de

sulfato de sodio anhidro.

Recuperar la fase acuosa en un segundo embudo de 1 L y

filtrar la fase orgánica a través del sulfato de sodio en un

matraz Kuderna-Danish de 500 mL.

Agregar 7 g de cloruro de sodio al segundo embudo de

separación, agitar hasta que la sal se haya disuelto (30

segundos) y posteriormente mezclar con 100 mL de cloruro de

metileno, volver agitar por un minuto y esperar la separación

de fases.

Filtrar la fase orgánica con el sulfato de sodio, depositándola

en el matraz K-D.

A la fase acuosa, agregar 100 mL de cloruro de metileno y

nuevamente agitar por un minuto.

Se espera la separación, después filtrar la fase orgánica en

sulfato de sodio y enjuagarlo con 50 mL de cloruro de

metileno, posteriormente agregar al matraz K-D carborumdo

para la evaporación.

La fase acuosa residual se debe introducir en un frasco

etiquetado y llevado al almacén de residuos peligrosos.

Al matraz Kuderna Danish se ensambla una columna Snyder.

Se inicia la evaporación y cuando el nivel del líquido en el tubo

concentrador este en 2 mL, añadir 100 mL de éter de petróleo

y se vuelve a evaporar.

60

Reconcentrar nuevamente hasta 2 mL y añadir 50 mL de éter

de petróleo y añadir 20 mL de acetona y reconcentrar hasta

aproximadamente 2 mL.

Se obtiene el extracto concentrado y se desensambla la

columna Snyder y Kuderna Danish y se afora a 7 mL con

acetona.

7.3.2.4.3 Determinación

Una vez aforado y purificado el extracto, pasa al área de

cromatografía para iniciar el análisis instrumental, mediante la

inyección en el cromatógrafo de gases y proceder a la

determinación.

Se revisa la respuesta en el cromatograma y se coteja en

tablas de referencia.

De acuerdo a los compuestos posibles observados se

seleccionan los estándares.

Se inyecta el estándar, se compara la respuesta y se realizan

los cálculos.

7.4 Condiciones del PFPD para el análisis de organofosforados

Flujo de Helio: 5 mL/min

Temperatura del inyector: 250 °C

Temperatura del horno:

Temperatura (°C)

Rate (°C/min) Hold (min) Total (min)

100 - 2 2

200 10 0 12

230 5 10 28

Photomultiplier Voltage: 510 V

61

Gate Delay: 4 msec

Gate Width: 10 msec

Trigger Level: 200 mV

Air 1 Flow: 17 mL/min

H2 Flow: 14 mL/min

Air2 Flow: 10 mL/min

7.5 Cálculos

Resultado (ppm, mg/kg o µg/g)= (R) (Aforo) (1000) / PM

Donde:

R= Concentración de cada plaguicida de la muestra obtenida por

interpolación del área bajo la curva con la correspondiente curva de

calibración expresada en ppm

Aforo= Es el volumen final al que se lleva la muestra (4 mL)

PM= Peso de la muestra expresada en gramos.

62

CAPÍTULO 8

RESULTADOS

8.1 Implementación del programa de monitoreo de residuos plaguicidas en

limón.

Como parte del convenio de colaboración celebrado en marzo del 2011 entre el

LATEX-Universidad Veracruzana y una empresa empacadora de limón ubicada en

el municipio de Martínez de la Torre, Veracruz-México se acordó que esta ultima

suministraría las muestras de limón y agua y para su análisis con el objetivo de

implementar un programa de monitoreo de residuos de plaguicidas

organofosforados en limón persa, en el que se contemplarán muestras

identificadas como materia prima, producto terminado y agua de desecho de

lavado.

De acuerdo al Convenio LATEX-Empacadora, el plan de actividades de muestreo

de limón persa como materia prima y producto terminado, así como el agua de

desecho del lavado, quedó establecido de acuerdo a las fechas que se muestran

en la tabla 16.

Tabla 16. Cronograma de muestreos para limón persa de cada una de las 12

regiones identificadas como materia prima, muestra de limón persa como

producto terminado y el agua de desecho de lavado.

2011

Mes Mayo Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre

Semana 1 2 3 4 1 2 3 4 5 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 5 1 2 3 4 1 2 3 4 5

Muestras de materia prima

Muestras de Producto terminado

Muestras de Agua de

desecho de lavado

63

La distribución de fechas para los muestreos se estableció a partir de abril ya que

es cuando empieza la temporada de la máxima producción de limón en dicho

municipio y por lo tanto las empacadoras reciben una gran cantidad de este

producto derivado de diferentes regiones ya antes mencionadas. Se efectuaron los

tres muestreos en las fecha establecidas, el primer muestreo fue el 26 de mayo, el

segundo fue el día 26 de agosto y el último fue el día 30 de noviembre de 2012.

Los muestreos, transporte y almacenamiento de muestras se realizaron según los

criterios de aceptación de las muestras para análisis de residuos de plaguicidas en

vegetales, del (CNRPyC) Centro Nacional de Referencia de Plaguicidas y

Contaminantes-SAGARPA.

8.2 Implementación de procedimientos técnicos y de equipo para el análisis de

residuos de plaguicidas.

Para la implementación de los procedimientos técnicos para detectar residuos de

plaguicidas y como parte de las actividades desarrolladas en el área de

cromatografía, se elaboraron procedimientos internos respecto a la metodología

utilizada (Método 302 PAM, Vol.1 FDA, Método EPA 8141B), así como el uso de

los equipos, a continuación se enlistan dichos procedimientos:

• Procedimiento para la construcción de curvas de calibración en el GC-MS

• Procedimiento para el detector de flama fotométrica pulsada (PFPD)

• Procedimiento para el ajuste inicial del espectrómetro de masas MS-225

• Proceso analítico para la determinación de residuos de plaguicidas en

productos agrícolas con alto contenido de humedad

• Proceso analítico para la determinación de residuos de plaguicidas en agua

• Requisitos de muestreo para la determinación de plaguicidas en alimentos

Una vez realizados dichos procedimientos se incorporaron al sistema de gestión

de calidad ya establecido en el LATEX, S.C. para con ello armonizar esta área con

los requerimientos técnicos y de gestión que posteriormente serán evaluados en

una auditoria con el objetivo de formar parte del Reconocimiento otorgado por la

64

Dirección de Inocuidad Agroalimentaria-SENASICA para Laboratorios de

diagnóstico de plaguicidas.

8.3 Análisis de soluciones de Materiales de Referencia Certificados de plaguicidas

organofosforados y elaboración de curvas de calibración.

Para cuantificar los residuos de plaguicidas organofosforados en las muestras en

estudio, se realizaron curvas de calibración para cada uno de ellos, preparando

soluciones patrón a concentraciones de 10 ppm para la mezcla A y 45 ppm para 8

de los demás plaguicidas enlistados en la tabla 14. Finalmente se obtuvo una

solución de trabajo de 5 ppm de los 16 plaguicidas organofosforados antes

mencionados. Esta mezcla se denominó Mix Ofos 5. A partir de la solución de

trabajo se preparó la curva de calibración tomando 7 diluciones 1:2 sucesivamente

hasta obtener una concentración de 78 ng/mL. Una vez obtenidas estas diluciones

se inyectaron en el cromatográfo de gases con detección fotométrica de flama

pulsada (CG-PFPD), utilizando el método establecido para análisis de fosforados.

En la figura 13, se observan en conjunto todos los cromatogramas de los

diferentes niveles de concentración analizados en el CG-PFPD. Los picos se ven

perfectamente bien definidos y resueltos entre sí. De igual manera, se observan

sus respectivos tiempos de retención los cuales se graban e identifican por el

software del equipo en inyecciones posteriores.

65

Figura 13. Cromatogramas de los 16 plaguicidas organofosforados a diferentes

niveles de concentración.

De igual manera se observan las diferentes respuestas (Volts) que tiene cada uno

de los analitos frente al sistema CG-PFPD, dichas diferencias dependen de la

selectividad que tiene cada analito con el sistema de detección que se utiliza,

siendo el Etoprofos el que mas selectividad presenta comparado con el Triclorfon

el cuál su respuesta es mucho menor.

En la figura 14 se presenta una ampliación de los cromatogramas de los

plaguicidas organofosforados, en donde se observa que la concentración es

proporcional a la altura o área bajo la curva de cada uno de los picos y que estén

dentro del intervalo de tiempo de retención (TR) que le corresponde a cada

plaguicida. De esta manera se obtuvieron los datos de área bajo la cura para

construir las 16 curvas de calibración correspondientes a las soluciones de

plaguicidas organofosforados en estudio.

66

Figura 14. Ampliación del cromatograma de plaguicidas organofosforados a diferentes niveles de concentración.

En las figuras 15 y 16 se muestran dos ejemplos de las curvas de calibración

obtenidas para el Clorpirifos Etil y el Paratión Metílico, elaborados en el mismo

Software System Control instalado en el 450-CG. Se debe notar que en ambos

casos el coeficiente de correlación (R2) es superior al 0.99, lo que garantiza la

linealidad de los datos con la ecuación de ajuste.

Figura 15. Cromatograma y curva de calibración para el Clorpirifos Etil.

Una vez obtenidas estas curvas de calibración el software utiliza las ecuaciones

de la recta para el cálculo de la concentración en una muestra problema,

despejando la incógnita x de dicha ecuación, siempre y cuando las respuestas de

67

las muestras problemas aparezcan en los intervalos de TR, anteriormente

asignados para cada plaguicida.

Figura 16. Cromatograma y curva de calibración para el Paratión Metílico

En la tabla 17 se muestran los datos obtenidos a partir del estudio de las

soluciones de Materiales de Referencia Certificados (MRC) de plaguicidas

organofosforados para la construcción de curvas de calibración. En dicha tabla, se

muestra la ecuación de la recta, que permite conocer la relación entre los datos

obtenidos y el grado de ajuste que se realiza mediante el coeficiente de

correlación lineal, también presentada.

De igual manera se muestra el intervalo de TR en minutos en el que se detecta

cada uno de los plaguicidas, así mismo el Límite de Cuantificación del Método

(LCM) que es la mínima concentración en la que el método puede cuantificar el

área de un pico, y finalmente el Límite de Detección del Método (LDM) que es la

mínima concentración en la que se detecta la respuesta del pico de un compuesto

en el cromatograma.

68

Tabla 17. Resultados del análisis de las soluciones de MRC de plaguicidas

organofosforados.


Intervalo de TR (min)

LCM (ppm)

LDM (ppm)

Ecuación de la recta

Coeficiente de

correlación (R

2)

Diclorvos 8.1-8.25 0.078125 0.0390625 y=5*106x+560334 0.988

Triclorfón 10.98-11.25 0.15625 0.078125 y=1*106x+166344 0.9953

Etoprofos 13.05-13.365

0.078125 0.0390625 y=4*106x+386356 0.9971

Dibrom 13.58-13.62 0.078125 0.0390625 y=3*106x+461801 0.9968

Dimetoato 14.31-14.48 0.078125 0.0390625 y=6*106x+641228 0.9907

Diazinon 15.32-15.39 0.078125 0.0390625 y=3*106x+429734 0.9976

Disulfotón 15.65-15.68 0.078125 0.0390625 y=3*106x+236746 0.9994

Paratión metílico 16.75-16.94 0.078125 0.0390625 y=4*106x+566695 0.9964

Fenclorfos 17.48-17.52 0.078125 0.0390625 y=3*106x+401421 0.9984

Malatión 17.78-17.85 0.078125 0.0390625 y=3*106x+263852 0.9993

Clorpirifos Etil 18.35-18.42 0.078125 0.0390625 y=3*106x+326120 0.9989

Meditatión 20.48-20.53 0.078125 0.0390625 y=4*106x+328948 0.9995

Fenamifos 21.23-21.26 0.078125 0.0390625 y=5*106x+766410 0.9934

Protiofos 21.79-21.83 0.078125 0.0390625 y=3*106x+343281 0.9986

Etión 22.84-22.87 0.078125 0.0390625 y=6*106x+502440 0.9934

Gutión 24.84-24.87 0.078125 0.0390625 y=3*106x+270268 0.9961

En el anexo 3, se muestran todas las curvas de calibración realizadas a partir de

los datos obtenidos del software System Control del 450-GC de VARIAN para las

16 soluciones de plaguicidas organofosforados a diferentes niveles de

concentración en estudio.

8.4 Desarrollo de los métodos del Método 302 PAM-FDA y 8141-B EPA para la

detección de residuos plaguicidas en limón y agua.

En esta etapa del estudio se realizó la confirmación de los métodos según lo

establecido en por la Food and Drug Administration y la Environmental Protection

Agency de los Estados Unidos, para lo cual se sigue todas las indicaciones y

condiciones de los procedimiento descritos en la parte de metodología antes

mencionada. De esta manera se analizaron todas las muestras contempladas en

el programa de monitoreo de residuos de plaguicidas en la empacadora del

Municipio de Martínez de la Torre, Veracruz-México.

69

En el anexo 3, se presentan los resultados (cromatogramas) de cada una de las

muestras analizadas, así como sus observaciones. Una vez obtenidos los

cromatogramas, el software arroja mediante su reporte de resultados la

concentración de los picos que hayan sido identificados por el TR para cada

plaguicida detectado, de esta manera el software lo calcula a través de la ecuación

de la recta de las curvas de calibración antes mencionadas.

En la figura 17 se muestra un ejemplo del reporte de resultados obtenidos en el

software System Control de VARIAN, además de otros parámetros.

Figura 17. Presentación de los resultados por parte del software System

Control de VARIAN.

70

De esta manera se obtuvieron los reportes de resultados para las diferentes

muestras analizadas, posteriormente se procedió a calcular la concentración final

de cada plaguicida presente en las muestras, utilizando el siguiente cálculo:

(

)

Donde:

Conc. cromatógrafo (μg/mL) = Concentración obtenida del cromatógrafo

(μg/mL)

Aforo final (mL) = Aforo después de terminar el proceso de extracción y/o

limpieza

Peso de la muestra (g) = Peso inicial de la muestra antes del proceso de

extracción

La concentración final se reporta en unidades de µg/g, mg/kg ó ppm, en el anexo 3

se muestran las bases de datos utilizadas para el cálculo antes mencionado de

todas las muestras analizadas. En la tabla 18, se muestran los resultados

obtenidos de las muestras de limón como materia prima, producto terminado y

agua de desecho de acuerdo al programa de monitoreo de plaguicidas, en los

cuáles se observa la presencia de Clorpirifos etíl y Paratión metílico en todas las

muestras analizadas.

Tabla 18. Concentración final en ppm y desviación estándar por cada

muestra analizada.

Región* Clave

interna Clorpirifos etíl

(ppm) Desviación Estándar

Paratión metílico

(ppm)

Desviación Estándar

03-G MP AQ-296 0.0109 + 0.00340076 0.0376 + 0.00079065

03-J MP AQ-297 0.0020 + 0.00069575 0.0088 + 0.00080751

04 MP AQ-298 0.0057 + 0.00131613 0.0204 + 0.00082795

05 MP AQ-299 0.0040 + 0.00154862 0.0151 + 0.00063824

06 MP AQ-300 0.0054 + 0.00032097 0.0165 + 0.00218364

07 MP AQ-301 0.0025 + 0.00031617 0.0101 + 0.00168814

71

08 MP AQ-302 0.0038 + 0.00137805 0.0148 + 0.00279477

09 MP AQ-303 0.0137 + 0.00012675 0.0409 + 0.00242187

11 MP AQ-304 0.0051 + 0.00207043 0.0213 + 0.00277322

13 MP AQ-305 0.0079 + 0.00087292 0.0281 + 0.005987

14 MP AQ-306 0.0065 + 0.00132837 0.0219 + 0.00102749

15 MP AQ-307 0.0081 + 8.0677E-05 0.0274 + 0.00203115

03-G PT AQ-308 0.0031 + 2.3377E-05 0.013 + 0.00600782

03-J PT AQ-309 NSA NSA NSA NSA

04 PT AQ-310 0.0021 + 0.00169548 0.134 + 0.00610828

05 PT AQ-311 0.0006 - 0.0073 -

06 PT AQ-312 NSA NSA NSA NSA



09 PT AQ-315 0.0022 - 0.0103 + 0.00858601




15 PT AQ-319 0.0013 - 0.0080 -

Agua de lavado AQ-320 0.00021 - 0.0011 -

*El número corresponde al que la empacadora le asigna a la región. MP significa que el limón es considerado como materia prima, PT muestras consideradas como producto terminado y NSA. No se analizó.

A continuación se muestran los gráficos (figuras 18 y 19) correspondientes a las

concentraciones obtenidas tanto de clorpirifos etíl como de paratión metílico

presentes en las 12 regiones productoras de limón persa y analizadas como

materia prima, dentro del programa de monitoreo anteriormente citado.

Destacando entre ellas la región 03-G y la 09, no obstante los valores obtenidos

no superan los LMR permitidos para cada plaguicida.

72

Figura 18. Concentración de Clorpirifos etíl de las 12 regiones productoras de limón persa y analizada como materia prima.

Figura 19. Concentración de Paratión metílico de las 12 regiones productoras de limón persa y analizado como materia prima. Una vez obtenidos los resultados finales se realizó la comparación de las

concentraciones de los dos plaguicidas detectados entre algunas de las muestras

de materia prima (MP) y sus correspondientes muestras de producto terminado

0.000

0.002

0.004

0.006

0.008

0.010

0.012

0.014

0.016

03-G 03-J 04- 05- 06- 07- 08- 09- 11 13 14 15

Con

cen

traci

ón

(p

pm

)

Clave de regiones productoras

Clorpirifos etíl

0.000

0.005

0.010

0.015

0.020

0.025

0.030

0.035

0.040

0.045

0.050

03-G 03-J 04- 05- 06- 07- 08- 09- 11 13 14 15

Con

cen

traci

on

es (

pp

m)

Clave de regiones productoras

Paratión metílico

73

(PT) con la finalidad de obtener el porcentaje de reducción de estos plaguicidas

por efecto del lavado (proceso de la empacadora) como lo muestra la tabla 19.

Tabla 19. Comparación de resultados para el cálculo de porcentaje de

reducción de plaguicidas por efecto de lavado.

Región Clave

interna Clorpirifos etíl (ppm)

Paratión

metílico (ppm)

Región Clave

interna

Clorpirifos etíl (ppm)

Paratión

metílico (ppm)

% Reduccion Clorpirifos

etíl

% Reduccion

Paratión metílico

03-G MP AQ-296 0.0103 0.0348 03-G PT AQ-308 0.0031 0.013 69.903 62.644

04 MP AQ-298 0.0074 0.0256 04 PT AQ-310 0.0021 0.0134 71.622 47.656

05 MP AQ-299 0.0037 0.0134 05 PT AQ-311 0.0006 0.0073 83.784 45.522

09 MP AQ-303 0.0162 0.0480 09 PT AQ-315 0.0022 0.0103 86.420 78.542

15 MP AQ-307 0.0081 0.0274 15 PT AQ-319 0.0013 0.0080 83.951 70.803

Agua de lavado AQ-320 0.00021 0.0011

Como se puede observar el Clorpirifos etíl es el plaguicida que redujo mas su

concentración, debido a que tiene una mayor solubilidad en agua, comparada con

el Paratión metílico. En las figuras 20 y 21 se puede observar la diferencia en

concentraciones de Clorpirifos etíl y Paratión metílico en aquellas regiones donde

se analizó dicha comparación.

Figura 20. Comparación de concentraciones de Clorpirifos etíl entre materia prima y producto terminado.

0

0.002

0.004

0.006

0.008

0.01

0.012

0.014

0.016

0.018

03-G 4 5 9 15

Co

nce

ntr

ació

n (

pp

m)

Clave de la región productora

clorpirifos etil MP

clorpirifos etil PT

74

Figura 21. Comparación de concentraciones de Paratión metílico entre materia prima y producto terminado.

8.5 Discusión de resultados

De acuerdo a los análisis realizados a las muestras de limón, se detectó y

cuantifico la presencia de Clorpirifos etíl y Paratión metílico en todas las muestras

analizadas, de igual forma se detectó la presencia de Fenclorfos y Protiofos en

algunas muestras, sin embargo estos últimos no pudieron cuantificarse debido a

que están por abajo del límite de cuantificación del método.

Se observa que en todas las regiones cercanas a Martínez de la Torre, incluido el

municipio de Santiago Yaveo en el Estado de Oaxaca utilizan un manejo similar en

cuanto al uso de plaguicidas organofosforados ya que aún con las variaciones

existentes entre los analitos detectados la tendencia fue la misma: el Paratión

metílico es el que en todas las muestras analizadas se encuentra en mayor

proporción, comparado con el Clorpirifos etíl e incluso con el Fenclorfos y

Protiofos.

0.0000

0.0100

0.0200

0.0300

0.0400

0.0500

0.0600

03-G 4 5 9 15

Co

nce

ntr

ació

n (

pp

m)

Clave de la región productora

paration metílico MP

paration metílico PT

75

De acuerdo a la revisión bibliográfica, el Paratión metílico es extremadamente

tóxico, aunque es poco persistente puede afectar a los insectos, peces y aves que

viven cerca de las regiones de siembra de limón. Su presencia en el fruto en la

empacadora indica que se aplica en una gran proporción, ya que a pesar del

tiempo de cosecha y transporte aun hay presencia de este compuesto en la

materia prima.

Cabe destacar que en el catálogo de plaguicidas del CICOPLAFEST, no existe un

límite máximo residual para este plaguicida en cítricos, debido a que este aun está

en revisión. En países como Japón es de 0.2 partes por millón, cifra que no se

rebasó en ninguna de las regiones, por lo que este producto no tendrá problema

de contaminación en inocuidad alimentaria, para su importación.

En el caso de la presencia de este compuesto en el agua, esto es preocupante a

nivel ambiental ya que esta aguas no reciben ningún tratamiento actualmente, y si

suponemos que todas las empacadoras de limón de este municipio lo tienen, la

descarga del drenaje municipal contendrá una cantidad considerable de este

plaguicida, el cual puede afectar el equilibrio ecológico de la cuenca del Rio Bobos

y Nautla. Debido a que no existen estudios de toxicidad ambiental en esta región,

no se puede saber que tan alterado esta.

En el caso del Clorpirifos etíl, este se encuentra en menor proporción. Este

compuesto es moderadamente tóxico, sin embargo por la presencia de átomos de

cloro en su estructura, lo hace un compuesto persistente en el ambiente, que de

acuerdo a la literatura es de 1 año o mas dependiendo de las condiciones

ambientales. Se deduce que debido a la baja concentración de este compuesto en

el limón analizado, este plaguicida se usa en menor proporción a comparación del

paratión, sin embargo por ser este más persistente en el ambiente, puede alterar

tanto los ecosistemas de las regiones productoras, así como la biota del Rio

Bobos, que es donde se descargan las aguas del municipio. El límite máximo

residual del clorpirifos en México es de 1 ppm, así también en países como

76

Estados Unidos y Canadá, por lo que es este fruto cumple en materia de inocuidad

alimentaria.

En la tabla 20 se presentan las propiedades fisicoquímicas de estos plaguicidas,

su comportamiento en el ambiente se puede observar lo siguiente

Tabla 20. Propiedades fisicoquímicas del Clorpirifos etíl y Paratión metílico para el análisis de su comportamiento ambiental.


Presión de vapor Constante de Henry

Solubilidad en agua

Kow

Clorpirifos etíl Alta, tiene potencial

para volatilizarse Alta

volatilidad Baja

Alto, puede fijarse a materia orgánica y

bioacumularse

Paratión metílico Baja, se solubiliza

en agua o se retiene en suelo

Volatilidad moderada

Alta Alto, puede fijarse a materia orgánica y

bioacumularse

De estas características se puede concluir:

El Clorpirifos etíl está en menor concentración en las muestras de limón debido a

que es volátil, es decir habrá una mayor presencia en el aire de esta compuesto,

además de que se puede dispersar con mayor facilidad. Su solubilidad en agua es

baja, por lo que en caso de llegar a cuerpos de agua, este plaguicida se

acumulara en sedimentos o en suelo, por un periodo de tiempo largo debido a sus

características de persistencia. Se puede bioacumular en organismos de todas las

cadenas tróficas de los ecosistemas circundantes a las regiones productoras así

como la cuenca del Rio Bobos.

El Paratión metílico no es tan volátil, debido a esto, se encontró mayor presencia

de este en las muestras de limón. También es soluble en agua, debido a esto se

obtuvo un mayor porcentaje después del proceso de lavado entre las muestras de

limón como materia prima comparada con las muestras consideradas como

producto terminado. Por las características de alta solubilidad y moderada

volatilidad, este compuesto además de contaminar el agua y suelo de las regiones

productoras, también puede contaminar las aguas subterráneas. También se

77

puede bioacumular, sin embargo este compuesto se metaboliza rápidamente a

paraoxón, el cual es más tóxico. De acuerdo al INE, este compuesto es muy tóxico

para peces y abejas, así como aves.

78

CAPÍTULO 9

CONCLUSIONES

Con el programa de monitoreo implementado en la empacadora y el análisis de

todas las muestras, así como la detección y cuantificación de Clorpirifos etíl y

Paratión metílico se logró concientizar del daño tanto para la salud humana,

animal y afectaciones al medio ambiente de la región que pueden ocasionar estos

plaguicidas. Por lo tanto, las acciones inmediatas que esta tomando la

empacadora es el compromiso al cuidado del medio ambiente, y para ello está

efectuando el diseño de una pequeña planta de tratamiento para sus aguas de

desecho, que permita eliminar estos compuestos, a manera que se evite la

contaminación en los cuerpos de agua. La empacadora deberá regularizar su

permiso de descarga de aguas residuales ante el municipio y deberá contar con la

Licencia de Funcionamiento Ambiental que otorga la Secretaría de Medio

Ambiente del Estado de Veracruz (SEDEMA) para que esta tenga el conocimiento

de todas estas acciones.

También se tendrá que hacer cursos de capacitación a los trabajadores de las

regiones productoras, a manera que utilicen estos plaguicidas eficientemente, para

que una vez que cumplan con el objetivo de acabar con la plaga, no existe

ninguno residuo de estos sobre los limones. Es importante mencionar también el

cuidado que se le debe hacer a los contenedores de estos plaguicidas, ya que por

su contenido con compuestos tóxicos, estos son considerados Residuos

Peligrosos, los cuales están regulados por la Ley General para la Prevención y

Gestión Integral de los Residuos y su Reglamento.

Los resultados mostrados corresponden al primer muestreo en el cuál se intuye

que existe la mayor cantidad de plaguicidas en las muestras de limón analizadas.

Será necesario conocer como progresan los niveles de dichos plaguicidas a lo

largo del año. Por tanto, la empacadora deberá hacer por lo menos un análisis de

79

los limones y en el agua que salga de la planta de tratamiento, para verificar que

esta vaya libre de estos compuestos.

De acuerdo a la literatura, los compuestos organofosforados son inestables a pH

mayores a 9, por lo que el tratamiento podría consistir en la inclusión de hidróxido

de calcio o carbonato de sodio a las aguas, a manera que no rebase el pH 10 para

que cumpla con los LMP de la NOM-002-SEMARNAT-1996.

Otra opción, es el carbón activado que puede adsorber estos plaguicidas, así

como los fungicidas que son agregados para el control microbiológico durante el

lavado. Dependerá de la producción así como de la concentración de

contaminantes que tan grande o sofisticado sea este tratamiento.

80

10. BIBLIOGRAFIA

Albert L. A., "Toxicología Ambiental", ed. Universidad Autónoma de Ciudad Juárez. Capítulo 22 “Plaguicidas”. México, 2004. Albert, L.A. Panorama de los plaguicidas en México. 7° Congreso de Actualización en Toxicología Clínica. Tepic, Nayarit, 2005. Araoud, M.; Douki, W.; Rhim, A.; Najjar, M.F.; Gazzah, N. (2007). “Multiresidue

analysis of pesticides in fruits and vegetables by gas chromatography-mass

spectrometry”. Journal of Environmental Science and Health Part B. 42, 1, 179-187

Calonge M, Pérez-Pertrejo Y, Ordoñez C., Reguera RM, Balaña-Fouce R y Ordoñez D. Determinación de residuos de siete insecticidas organofosforados en frutas mediante cromatografía de gases con detector de nitrógeno-fósforo y confirmación por espectrometría de masas. Instituto de Toxicología de Castilla y León (INTOXICAL), Universidad de León, España. 2002. Calderón V.H., González E.R., Durán de Bazua, C. Plaguicidas organoclorados en sedimentos y organismos acuáticos del lago de Catemaco, Veracruz, México. Programa de Ingeniería Química Ambiental y de Química Ambiental. Facultad de Química. UNAM. 2001. Columé, A.; Cárdenas, S.; Gallego, M.; Valcárcel, M. (2001). “Semiautomatic multiresidue gas chromatographic method for the screening of vegetables for 25 organochlorine and pyrethrois pesticides”. Analytica Chimica Acta. 436, 153-162.

Coscolla, R. Residuos de Plaguicidas en Alimentos Vegetales. Mundi-Prensa. Madrid, España. 1993, Environmental Protection Agency. Method EPA 8141b Organophophorus Compounds by Gas Cromatography. Washington. Febrero 2007. Fernández-Moreno, J. L.; Garrido-Frenich, A.; Plaza-Bolaños, P.; Martínez-Vidal, J. L. (2008). “Multiresidue method for the analysis of more than 140 pesticides residues in fruits and vegetables by gas chromatography coupled to triple quadrupole mass spectrometry”. Journal of Mass Spectrometry. 43, 1235-1254.

Food and Drug Administration. Pesticide Analytical Manual Vol. 1Multiresidue Methods. Method 302 for Non Fatty Foods. Washington. Octubre 1997. Fuentes, M.C., Vega, L. S., Diaz, G.G., Noa, P.M. Gutierrez, T. R. Determinación de residuos de malatión y malaoxón en mango de las variedades ataulfo y tommy atkins producidos en Chahuites, Oaxaca. UAM Xochimilco. México, D.F. 2010.

81

García, I. y Dorronsoro, C. Contaminación por fitosanitarios. Plaguicidas. Departamento de Edafología y Química Agrícola. Universidad de Granada, España. 2010. Gutiérrez, A.J., Londoño, A. Determinación de plaguicidas organoclorados y organofosforados en tomates de mercados de cadena en la ciudades de Pereira y Armenia, Colombia. Facultad de Ciencias de la Salud. Universidad del Quindio, Colombia. 2009. Instituto Nacional de Ecología. Características fisicoquímicas de los plaguicidas y su transporte en el medioambiente. México, D.F. 2008 Kotretsou, S. I.; Koutsodimou, A. (2006). “Overview of the applications of tandem

mass spectrometry (MS/MS) in food analysis of nutritionally harmful compounds”.

Food Reviews International. 21, 3, 125-164.

Lambropoulou, D. A.; Albanis, T. A. (2007). “Methods of sample preparation for

determination of pesticide residues in food matrices by chromatography-mass

spectrometry-bases techniques: a review”. Analytical and Bioanalytical Chemistry.

389, 1663-1683

Mezcua, M.; Ferrer, C.; García-Reyes, J. F.; Martínez-Bueno, M. J.; Sigrist, M.;

Fernández-Alba, A. R. (2009). “Analyses of selected non-authorized insecticides in

peppers by gas chromatography/mass spectrometry and gas

chromatography/tandem mass spectrometry”. Food Chemistry. 112, 221-225.

Morell, I. y Candela, L. (1998). “Plaguicidas: aspectos ambientales, analíticos y

toxicológicos”. Universidad Jaume I. Barcelona. 379

Poulsen, M. E.; Andersen, J. H. (2003). “Results from the monitoring of pesticide

residues in fruit and vegetables on the Danish market, 2000-01”. Food Additives

and Contaminants. 20, 8, 742-757.

Ramírez, Lucía Georgina, (2009). “Determinación de pesticidas en vegetales

mediante cromatografía de gases-espectrometría de masa/masa (GC-MS/MS)”.

Universidad Tecnológica de la Mixteca. Huajuapan de León. 1.

82

Richter, E., F. Hoefler, and M. Linkerhaegner. Determining organophosphorus pesticides in food using accelerated solvent extraction with large sample sizes. LC-GC 19 (4): 408-412. 2001. Salud, Agricultura y Medioambiente PLAGBOL. El mundo de los plaguicidas. La Paz, Bolivia, 2010. Valderve, Juan Luis y Pérez, José Joaquín (2001). “Manual de toxicología

medioambiental forense”. Editorial Centro de Estudios Ramón Arcés, S.A. Madrid.

101, 118 y 119.

http://docs.pesticideinfo.org/documentation4/ref_waterair1.html/oda.state.or.us/nrd/

water_quality/BMPs/Pesticides/Pesticides_Groundwater.pdf

http://edafologia.ugr.es/conta/tema13/evol.htm

http://www.arsusda.gov/acsl/units.html

www.virtual.unal.edu.co/cursos/IDEA/98603/lecciones/Mod3/T2_L1_3.htm

OSU Extension Pesticide Properties Database, J.J. Jenkins and P.A. Thomson,

Oregon State

University Extension Service, January 1999.

http://pmep.cce.cornell.edu/facts-slides-self/facts/pest-gr-gud-grw89.html

http://hermes.ecn.purdue.edu:8001/cgi/convwqtest?er-18.nd.ascii

http://www2.ine.gob.mx/sistemas/plaguicidas/busquedas.html

http://portal.veracruz.gob.mx/pls/portal/docs/PAGE/COVECAINICIO/IMAGENES/A

RCHIVOSPDF/ARCHIVOSDIFUSION/TAB4003236/MONOGRAFIA%20LIMON20

10.PDF

http://www.senasica.gob.mx/?id=485

http://www.cofepris.gob.mx/wb/cfp/catalogo_de_plaguicidas

http://www2.ine.gob.mx/sistemas/plaguicidas/pdf/clorpirifos_etil.pdf

http://www.biochem.northwestern.edu/holmgren/Glossary/Definitions/DefP/parts_er

_million.html

http://portal.veracruz.gob.mx/pls/portal/docs/PAGE/COVECAINICIO/IMAGENES/ARCHIVOSPDF/ARCHIVOSDIFUSION/TAB4003236/MONOGRAFIA%20LIMON2010.PDF



http://www.senasica.gob.mx/?id=485

http://www.cofepris.gob.mx/wb/cfp/catalogo_de_plaguicidas

http://www2.ine.gob.mx/sistemas/plaguicidas/pdf/clorpirifos_etil.pdf

http://www.biochem.northwestern.edu/holmgren/Glossary/Definitions/DefP/parts_er_million.html

http://www.biochem.northwestern.edu/holmgren/Glossary/Definitions/DefP/parts_er_million.html

83

http://www.fda.gov/Food/ScienceResearch/LaboratoryMethods/PesticideAnalysisM

anualPAM/ucm111455.htm

http://www.epa.gov/osw/hazard/testmethods/sw846/pdfs/8141b.pdf

http://www.fda.gov/Food/ScienceResearch/LaboratoryMethods/PesticideAnalysisManualPAM/ucm111455.htm

http://www.fda.gov/Food/ScienceResearch/LaboratoryMethods/PesticideAnalysisManualPAM/ucm111455.htm

84

ANEXO 1.

PROPIEDADES FISICOQUIMICAS DE LOS PLAGUICIDAS ORGANOFOSFORADOS DE TRABAJO

Característica FQ

Plaguicida Uso Plaga que controla

Solubilidad en agua a

20°C (mg/L)

Presión de vapor a 25°C

(Pa)

Constante de

Henry (Pa m^3/mol)

log Kow (a)

Punto de fusión o

ebullición (°C)

t1/2 (dias

) Otros

Clorpirifos etil

Insecticida de contacto

Coleoptera, Diptera, Homeoptera, Lepidoptera 2 2.70E-03 1.75 4.7 p.f. 43.5 94

Se descompone al calentarse a 160 °C, produciendo gases tóxicos, reacciona con ácidos y bases fuertes. Es corrosivo al cobre y al latón

Diazinon Insecticida no sistémico Diptera 40 9.70E-05 p.e. 83 185

Reacciona con ácido y bases fuertes formando tetraetil tiopirofosfatos, los cuales son tóxicos. Reacciona con oxidantes fuertes. Se descompone arriba de los 120°C. A un pH de 3.1 la vida media es de 11.77 horas

Dibrom Acaricida/Insecticida no sistémico Diptera insoluble 2.66E-03 p.e. 110

Estable bajo condiciones anhidras. Es degradado por la luz del sol, rapidamente hidrolizado en agua y los álcalis perdiendo rápidamente los bromos y formandose el diclorvos en presencia de metales o agentes reductores. Es corrosivo a los metales. Ataca el plástico, hule y recubrimientos.

Dichlorvos Insecticida no sistémico

Diptera, Culicidae, Coleoptera, Homoptera, Lepidoptera 10000 2.90E-01 p.b. 74

Se hidroliza lentamente en agua y medios ácidos, pero rápidamente en medio básico, en dimetil fosfato de hidrógeno y en dicloroacetaldehído a una velocidad de 3%/dia. Es corrosivo al hierro y al acero. Ataca a los metales, plástico y

85

Característica FQ



20°C (mg/L)


(Pa)

Constante de

Henry (Pa m^3/mol)

log Kow (a)

Punto de fusión o

ebullición (°C)

t1/2 (dias

) Otros

hule.

Dimetoato Acaricida/Insecticida sistémico

Acari, Aphididae, Coccidea, Coleoptera, Collembola, Diptera, Lepidoptera, Pseudococcidae, Thysanoptera 25000 2.90E-04 0.698 p.f. 49 12

Es ligeramente corrosivo al hierro. Al calentarse se descompone en oxidos de azufre, nitrógeno y fósforo.

Disulfoton Acaricida/Insecticida sistémico

Acarina, Diptera, Heteroptera, Homoptera 12 2.40E-03 p.e. 128 1.2

Se descompone al quemarse en oxidos de azufre y fósforo.

Ethoprophos

Nematicida no sistemico - 750 4.60E-02 - 3.6 p.e. 91 31

No es corrosivo. Es rápidamente hidrolizado a 25°C y pH=9

Etion Acaricida/Insecticida no sistémico Boophilus 2 2.00E-04 3.20E-02 ND p.f. -12°C 150

Se descompone al calentarse en oxidos de azufre y fósforo. Es lentamente hidrolizados por ácidos y bases

Fenamifos Nematicida sistémico

Nematoda, Homoptera 400 1.20E-04 - 3.3 p.f. 49 16

En combustión forma gases tóxicos y corrosivos

Guthion (Azinphos methyl)

Acaricida/Insecticida no sistémico

Coleoptera, Homoptera, Lepidoptera 28 1.80E-04 p.f. 72.4

Se descompone a mas de 200 °C, rapidamente hidrolizados por ácidos o bases

Malation Insecticida

Coleoptera, Diptera, Hemiptera, Hymenoptera, Lepidoptera 145 5.30E-03 2.30E-03 2.75 p.e. 157 1

Se descompone al calentarse produciendo óxidos de fósforo y azufre. Reacciona violentamente con oxidantes fuertes. Ataca el acero y algunos otros metales, algunos plásticos y al caucho.

Metidation Insecticida no sistémico

Coccidae, Diaspididae, Margoarodidae 250 1.86E-04 p.f. 40

Es inestable a pH mayores a 12

86

Característica FQ



20°C (mg/L)


(Pa)

Constante de

Henry (Pa m^3/mol)

log Kow (a)

Punto de fusión o

ebullición (°C)

t1/2 (dias

) Otros

Paration Metílico

Insecticida no sistémico

Coleoptera, Homoptera, Lepidoptera 55 2.00E-04 2.10E-02 3 p.f. 36 18.5

Se hidroliza en medios alcalinos y ácidos.

Prothiofos Insecticida

Larva del leptidoptero, homoptera 0.055 1.00E-04 p.e. 128

Triclorfon (Dylox)

Insecticida de contacto

Diptera, Lepidoptera 120000 2.10E-04 1.70E-06 0.43 p.f. 79 29

Estable a temperatura ambiente pero se descompone en agua caliente y a un pH menor a 5.5 formando diclorvos.

(a) Viene del Pesticide Manual

TL Lixiviado transitorio

87

ANEXO 2. CROMATOGRAMAS

A.2.1 MATERIA PRIMA

Figura 22. Cromatograma de la muestra AQ-296

En este cromatograma (figura 22) se observa cuatro picos principales, de los cuales el

primero es el pico mas alto el cual no se pudo identificar debido a que el tiempo de

retención no coincidió ninguna de los plaguicidas fosforados inyectados en la curva de

calibración, se observa también el pico del paratión metílico y del clorpirifos. En el caso

del Fenclorfos, el cromatógrafo lo identifico sin embargo no es cuantificable.

88


En esta figura 23 muestra se observa el mismo comportamiento de la anterior, se tiene el

primer pico que no se identificó, y por tanto tampoco se pudo cuantificar, los picos

correspondientes al paratión metílico y al clorpirifios, y el pico del fenclorfos, que el

cromatógrafo marca como no cuantificable.


89

En este cromatograma (figura 24) se observa el mismo comportamiento de los anteriores,

sin embargo se observa un pico a los 7.911 minutos el cual el cromatógrafo no pudo

identificar, pudiendo ser cualquier otro plaguicida organofosforado no contemplado en

este estudio o algún componente de la matríz.


En este cromatograma (figura 25) se observan diversos picos, destacando los que ya

habían salido en muestras anteriores, sin embargo sale un pico a los 7.895 minutos que el

programa no identifica, así como el pico a los 21.703 min que el programa identifica como

protiofos, sin embargo se marca que no es cuantificable.

90


En este cromatograma (figura 26) se observa el mismo comportamiento de los anteriores,

ya no aparece el pico del protiofos, sin embargo siguen apareciendo los dos picos que no

se han podido identificar.


91

En este cromatograma (figura 27) se observa el mismo comportamiento que los

anteriores, se observa los dos picos sin identificar mas los picos de paratión metílico y

clorpirifos.


En este cromatograma (figura 28) se observa el mismo comportamiento de los anteriores.


92

En este cromatograma (figura 29) se observan los tres picos principales, dos

correspondientes al paratión y otro al clorpirifos, así como el pico del compuesto sin

identificar a los 16.092 minutos. Se observa solo un pico a los 21.470 minutos que el

programa tampoco identifica.


En este cromatograma (figura 30) se observa los mismos picos de las muestras

anteriores. Vuelve a aparecer el pico a los 7.894 minutos que el cromatógrafo no logra

identificar.

93


Este cromatograma (figura 31) tiene el mismo comportamiento que los anteriores.


En este cromatograma (figura 32) se observa el mismo comportamiento de los

anteriores.

94


En este cromatograma (figura 33) se observan el mismo comportamiento que en los

anteriores. Como se pudo observar en todas las muestras que son consideradas como

materia prima, tienen en común tres compuestos, el paration metílico, el clorpirifos y el

pico a los 16 minutos que el programa no ha identificado. Es importante destacar que este

pico es el mas alto en toda la gráfica, de ahí la necesidad de poder identificar este

compuesto.

95

A. 2.2 PRODUCTO TERMINADO


En este cromatograma (figura 34) se observan los mismos picos que en los

cromatogramas de la materia prima, sin embargo se observan con menor altura, lo que

indica que existe una reducción de la concentración por el lavado.


En este cromatograma (figura 35) se observa el mismo comportamiento que el anterior.

Se obvservan los mismos picos aunque con menor intensidad.

96

Figura 36. Cromatograma del la muestra AQ-311

Este cromatograma (figura 36) es muy peculiar, ya que se observan los mismos picos que

en los anteriores sin embargo se observa un pico de gran intensidad a los 19.989 minutos

el cual no apareció en el análisis del limón como materia prima para esa región (AQ-299).

El programa tampoco pudo identificar este pico, se especula que pueda ser

contaminación en la columna o que si pueda existir algún otro compuesto que este

contaminando este fruto.


97

En este cromatograma (figura 37) se observa el mismo comportamiento que los

anteriores.


Este cromatograma (figura 38) es muy parecido a los anteriores sin embargo también se

observa un pico, aunque mucho mas pequeño a los 19.993 minutos que no pudo ser

identificado.

98

A.2.3 AGUA DE LAVADO


Como se pudo observar en los cromatogramas anteriores existe la presencia de tres

compuestos principales en el limón, los cuales se observa que disminuye su

concentración con el lavado. Como se observa en este cromatograma (figura 39), existe

presencia de plaguicidas organofosforados en el agua de lavado. Se observan el pico a

los 7.923 minutos que tampoco pudo identificar el cromatógrafo.

99

ANEXO 3. CURVAS DE CALIBRACION Figura 40. Curva de calibración para el diclorvos

conc (ug/mL) Área del pico

0.078125 541110

0.15625 1050558

0.3125 2083957

0.625 4003053

1.25 7574180

2.5 12459375

Figura 41. Curva de calibración para el triclorfón

conc (ug/mL) Area del pico

0.078125 127355

0.15625 272560

0.3125 560662

0.625 1026262

1.25 2115606

2.5 3295764

5 6606655

y = 5E+06x + 560334 R² = 0.988

0

5000000

10000000

15000000

0 1 2 3

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Diclorvos

y = 1E+06x + 166344 R² = 0.9953

0

2000000

4000000

6000000

8000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Triclorfón

100

Figura 42. Curva de calibración para el etoprofos


0.078125 509085

0.15625 958690

0.3125 1834447

0.625 3384398

1.25 6333751

2.5 11423488

Figura 43. Curva de calibración para el dibrom (Naled)


0.078125 377465

0.15625 721665

0.3125 1365013

0.625 2526889

1.25 4809336

2.5 8657719

5 15802476

y = 4E+06x + 386356 R² = 0.9971

0

5000000

10000000

15000000

0 1 2 3

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Etoprofos

y = 3E+06x + 461801 R² = 0.9968

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 2 4 6Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Dibrom

101

Figura 44. Curva de calibración para el dimetoato


0.078125 664854

0.15625 1330898

0.3125 2657510

0.625 4852652

1.25 9482927

2.5 15866889

Figura 45. Curva de calibración para el diazinon


0.078125 350631

0.15625 678974

0.3125 1307233

0.625 2356628

1.25 4433653

2.5 7734170

5 14573299

y = 6E+06x + 641228 R² = 0.9907

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 1 2 3

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Dimetoato

y = 3E+06x + 429734 R² = 0.9976

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 2 4 6Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Diazinon

102

Figura 46. Curva de calibración para el disulfoton


0.078125 322327

0.15625 632414

0.3125 1237139

0.625 2267578

1.25 4441387

2.5 8119234

5 15957882

Figura 47. Curva de calibración para el paratión metílico


0.078125 450257

0.15625 822594

0.3125 1603943

0.625 3008425

1.25 5639260

2.5 10047014

5 18317052

y = 3E+06x + 236746 R² = 0.9994 0

10000000

20000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Disulfotón

y = 4E+06x + 566695 R² = 0.9964

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 2 4 6Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Paratión metílico

103

Figura 48. Curva de calibración para el fenclorfos


0.078125 382226

0.15625 720951

0.3125 1359251

0.625 2524496

1.25 4780025

2.5 8476819

5 16163769

Figura 49. Curva de calibración para el malatión


0.078125 336910

0.15625 633549

0.3125 1201925

0.625 2237368

1.25 4275954

2.5 7714754

5 15224360

y = 3E+06x + 401421 R² = 0.9984

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Fenclorfos

y = 3E+06x + 263852 R² = 0.9993

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Malatión

104

Figura 50. Curva de calibración para el clorpirifos etil


0.078125 373323

0.15625 673083

0.3125 1247974

0.625 2321539

1.25 4446936

2.5 7824515

5 15361564

Figura 51. Curva de calibración para el metidatión


0.078125 475867

0.15625 939018

0.3125 1733801

0.625 3239599

1.25 6314237

2.5 11435269

5 22786938

y = 3E+06x + 326120 R² = 0.9989

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Clorpirifos etil

y = 4E+06x + 328948 R² = 0.9995

0

10000000

20000000

30000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Metidiatión

105

Figura 52. Curva de calibración para el fenamifos


0.078125 491219

0.15625 996035

0.3125 1930172

0.625 4045693

1.25 7663005

2.5 13305540

5 23726250

Figura 53. Curva de calibración para el protiofos


0.078125 360244

0.15625 689931

0.3125 1300654

0.625 2360862

1.25 4676963

2.5 8223632

5 15894292

y = 5E+06x + 766410 R² = 0.9934

0

5000000

10000000

15000000

20000000

25000000

30000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Fenamifos

y = 3E+06x + 343281 R² = 0.9986

0

10000000

20000000

0 2 4 6

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Protiofos

106

Figura 54. Curva de calibración para el etión


0.078125 642146

0.15625 1203253

0.3125 2328608

0.625 4481436

1.25 8768267

2.5 15033232

Figura 55. Curva de calibración para el gutión (azinfos metil)


0.078125 277784

0.15625 492993

0.3125 986926

0.625 1986197

1.25 4161249

2.5 7576612

5 13740781

y = 6E+06x + 502440 R² = 0.9934

0

5000000

10000000

15000000

20000000

0 1 2 3

Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Etión

y = 3E+06x + 270268 R² = 0.9961

0

5000000

10000000

15000000

0 1 2 3 4 5 6Are

a d

el p

ico

(V

*min

)


Gutión

tesis versión final

Documents