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DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA EN LOS AMBIENTES DE LOS LABORATORIOS DE LA UNIVERSIDAD DE SANTANDER CAMPUS
CÚCUTA EN EL AÑO 2018
JAZMÍN SILVA MATEUS
UNIVERSIDAD DE SANTANDER “UDES” - CAMPUS CÚCUTA
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD
PROGRAMA DE BACTERIOLOGÍA Y LABORATORIO CLÍNICO
SAN JOSE DE CUCUTA
2018
DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA EN LOS AMBIENTES DE LOS LABORATORIOS DE LA UNIVERSIDAD DE SANTANDER CAMPUS
CÚCUTA EN EL AÑO 2018
JAZMÍN SILVA MATEUS
COD: 15172014
Trabajo de grado para obtener el título de
Bacterióloga y Laboratorista Clínico
DIRECTOR CIENTÍFICO
KAREN PIEDAD MARTINEZ MARCIALES
Microbióloga
ASESOR METODOLÓGICO
M.Sc JAEL CONTRERAS RANGEL
UNIVERSIDAD DE SANTANDER “UDES” - CAMPUS CÚCUTA
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD
PROGRAMA DE BACTERIOLOGÍA Y LABORATORIO CLÍNICO
SAN JOSE DE CUCUTA
2018
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ADVERTENCIA
Los autores, JAZMÍN SILVA MATEUS, y Karen Martínez, autorizamos a la UNIVERSIDAD DE SANTANDER (UDES) la reproducción total o parcial de este documento, con la debida cita de reconocimiento de la autoría y cedemos a la misma Universidad los derechos patrimoniales con fines de investigación, docencia e institucionales, consagrado en el artículo 72 de la Ley 23 de 1982 y las normas que lo instituyan o modifiquen.
(Artículo 4°, Acuerdo 0066 de 2003)
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AGRADECIMIENTOS
Agradezco especialmente a la profe Karen Martínez, por su apoyo y dedicación para realizar esta investigación, por sus palabras de motivación y sobre todo por
su conocimiento compartido durante todo el tiempo de acompañamiento.
Gracias al profesor Jael Contreras por su conocimiento compartido y su orientación metodológica para el desarrollo de esta investigación.
Mi más sincero agradecimiento a la Dra Carmelita Mendoza quién me abrió las puertas y permitió que pudiera realizar mi investigación en los laboratorios de la
Universidad de Santander.
Agradezco al Semillero Orugas, por permitirme ser parte durante 2 años de esa hermosa familia con la cual compartimos experiencias enriquecedoras.
Agradezco a la Universidad de Santander, por mi formación como profesional y permitirme realizar la investigación en sus instalaciones.
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DEDICATORIA
De: Jazmín Silva
A:
DIOS, porque sin él nada soy y a él todo le debo.
Mi hijo, Jerónimo por llegar a mi vida para ser mi mejor maestro y mi mayor fortaleza para seguir luchando por alcanzar cada una de mis metas, gracias hijo por hacer que cada día me esfuerce por ser la mejor madre y tu mejor ejemplo.
Mis padres, Isidro y Elsa por su confianza, incondicionalidad y brindarme una palabra de aliento y todo el apoyo, aun cuando las cosas se ponían difíciles, por
sus grandes valores que con su ejemplo me enseñaron cada día, pero sobre todo por demostrarme que con perseverancia, paciencia y amor todo se puede lograr,
gracias por tanto, los amo con toda mi alma.
Mi compañero de vida, Diego quien con su gran amor y tolerancia me tomó de la mano e hizo este camino más fácil, gracias amor mío por cada esfuerzo que
hiciste para que cada día pudiera estar más cerca de cumplir este sueño.
Mis hermanos, que cada día me han brindado su apoyo para lograr esta meta.
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Título: DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA EN LOS AMBIENTES DE LOS LABORATORIOS DE LA UNIVERSIDAD DE SANTANDER
CAMPUS CÚCUTA EN EL AÑO 2018
Autor JAZMÍN SILVA MATEUS
Director Científica KAREN PIEDAD MARTINEZ MARCIALES
Asesor Metodológico M.Sc JAEL CONTRERAS RANGEL
Línea de investigación MICROBIOLOGIA CLINICA
Palabras clave: Ambientes, Calidad microbiológica, Microorganismos, sedimentación en placa.
Descripción La calidad microbiológica de los ambientes es un importante indicador de la eficacia de los procesos de limpieza y desinfección que se implementan en un lugar determinado, desde un área de cirugía, un laboratorio de análisis o un laboratorio de investigación, en donde sé es posible llevar a cabo la identificación de microorganismos que puedan afectar la salud del personal que habita estos recintos. En el presente estudio se buscó determinar la calidad microbiológica de los ambientes en 14 laboratorios de la Universidad de Santander, mediante la identificación de microorganismos a través de un nivel descriptivo con diseño de campo, empleando dentro de su metodología, la búsqueda y recopilación de información sobre procesos de limpieza y desinfección y búsqueda de agentes microbianos, mediante el método de sedimentación en placa, exponiéndolo por un determinado tiempo, empleando medios de cultivo como lo fueron Agar Baird Parker, Cetrimide, Chromocult, SPC y Sabouraud para la identificación de
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Staphylococcus aureus, Pseudomonas spp, Coliformes, Aerobios mesófilos , Mohos y levaduras respectivamente. Dentro de los resultados de las pruebas de ambientes de los diferentes laboratorios se evidenció un alto crecimiento de UFC (Unidades formadoras de Colonias) de Aerobios mesófilos, Mohos y levaduras, como hallazgo significativo se resalta la presencia de Staphylococcus aureus en más del 50% de los laboratorios, en cuanto a Coliformes se evidenció crecimiento de al menos 1 unidad formadora de colonia en el 70% de los laboratorios. La temperatura y humedad relativa se encontraban en los niveles adecuados según la normativa en todos los laboratorios.Estos resultados ponen en evidencia el riesgo biológico presente en estos recintos demostrando la importancia de establecer planes de mejora y seguimiento en el control en los procesos de limpieza y desinfección realizados en los laboratorios.
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Title: DETERMINATION OF MICROBIAL QUALITY IN THE ENVIRONMENTS OF THE LABORATORIES OF THE UNIVERSITY OF SANTANDER CAMPUS
CÚCUTA IN THE YEAR 2018
Author JAZMIN SILVA MATEUS
Scientific Director KAREN PIEDAD MARTINEZ MARCIALES
Methodological Advisor M.Sc JAEL CONTRERAS RANGEL
Research Line CLINICAL MICROBIOLOGY
Key words: Environments, Microbiological quality, Microorganisms, plaque sedimentation.
Description
The microbiological quality of the environments is an important indicator of the effectiveness of the cleaning and disinfection processes that are implemented in a specific place, from an area of surgery, an analysis laboratory or a research laboratory, where it is possible to carry out the identification of microorganisms that may affect the health of the staff that inhabits these enclosures. In the present study, we sought to determine the microbiological quality of the environments in 14 laboratories of the University of Santander, through the identification of microorganisms through a descriptive level with field design, using within its methodology, the search and collection of information on cleaning and disinfection processes and search for microbial agents, using the plate sedimentation method, exposing it for a certain time, using culture media such as Baird Parker Agar, Cetrimide, Chromocult, SPC and Sabouraud for the identification of Staphylococcus aureus , Pseudomonas spp, Coliforms, Aerobic mesophiles, Molds and yeasts respectively.
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Within the results of the tests of environments of the different laboratories a high growth of CFU (Colony Forming Units) of Mesophilic Aerobics, Molds and Yeasts was evidenced, as a significant finding the presence of Staphylococcus aureus is highlighted in more than 50% of the laboratories, as for Coliformes, growth of at least 1 colony forming unit was evident in 70% of the laboratories. The temperature and relative humidity were at the appropriate levels according to the regulations in all laboratories. These results highlight the biological risk present in these facilities demonstrating the importance of establishing improvement and monitoring plans in the control of cleaning processes and disinfection performed in laboratories.
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GLOSARIO
AMBIENTE: Atmósfera o aire de un lugar1.
BACTERIAS: Microorganismo unicelular sin núcleo diferenciado, algunas de cuyas especies descomponen la materia orgánica, mientras que otras producen enfermedades2.
BIENESTAR: Conjunto de las cosas necesarias para vivir bien3.
DESINFECCIÓN: Acción y resultado de eliminar los parásitos y microorganismos causantes de enfermedades contagiosas4.
ESTUDIANTE: Persona que cursa estudios en un establecimiento de enseñanza5.
HONGOS: Ser vivo heterótrofo, carente de clorofila, hojas y raíces, que se reproduce por esporas y vive parásito, en simbiosis o sobre materias orgánicas en descomposición6.
HUMEDAD RELATIVA: Expresión porcentual de la cantidad de vapor de agua presente en el aire con respecto a la máxima posible para unas condiciones dadas de presión y temperatura7.
LABORATORIO: Lugar dotado de todo lo necesario para hacer experimentos médicos o químicos, o realizar investigaciones técnicas o científicas8.
1 REAL ACADEMIA ESPAÑOLA [En línea] Actualizado 2017 [citado en 2018-10-08] Disponible en
internet:http://dle.rae.es/?id=2HmTzTK 2 Ibid., http://dle.rae.es/?id=4l0hfLH
3 Ibid., http://dle.rae.es/?id=5TwfW6F
4 THE FREE DICTIONARY. [En línea] Disponible en internet:
https://es.thefreedictionary.com/desinfecci%C3%B3n 5 REAL ACADEMIA ESPAÑOLA. [En línea] Disponible en internet: http://dle.rae.es/?id=H1mR3XL
6 Ibid.,http://dle.rae.es/?id=Kd9rmFV
7 Ibid., http://dle.rae.es/?id=KoBWiNL
8 Ibid., http://dle.rae.es/?id=MjESnb2
14
LEVADURAS: Nombre común de diversos hongos ascomicetos unicelulares que se reproducen por gemación o división y producen enzimas que provocan la fermentación alcohólica de los hidratos de carbono9.
LIMPIEZA: Estado de la persona o cosa que no tiene manchas o suciedad10.
MICROORGANISMOS: Organismo unicelular solo visible al microscopio.11
TEMPERATURA: Grado de calor de la atmósfera12.
UNIVERSIDAD: Institución de enseñanza superior que comprende diversas facultades, y que confiere los grados académicos correspondientes13.
9 DICCIONARIO DE LA LENGUA ESPAÑOLA. [En línea] Disponible en Internet:
http://www.wordreference.com/definicion/levadura 10
Larousse Editorial, SL. [En línea] Disponible en Internet: https://www.diccionarios.com/detalle.php?palabra=limpieza&dicc_100=on&palabra2=&Buscar.x=55&Buscar.y=39&Buscar=submit 11
REAL ACADEMIA ESPAÑOLA. [En línea] Actualizado 2017 Disponible en Internet: http://dle.rae.es/?id=PBTNZZm 12
Larousse Óp. Cit., [En línea] Disponible en Internet: https://www.diccionarios.com/detalle.php?palabra=Temperatura&dicc_100=on&dicc_100=on&Buscar.x=46&Buscar.y=28&Buscar=submit 13
REAL ACADEMIA Óp. Cit., [En línea] Disponible en Internet: http://dle.rae.es/?id=b6TOjV2
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CONTENIDO
Pág.
INTRODUCCIÓN 23
1. PROBLEMA 25
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 25
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA 26
1.3 OBJETIVOS 26
1.3.1 Objetivo general 26
1.3.2 Objetivos específicos 26
1.4 JUSTIFICACIÓN 27
2. MARCO REFERENCIAL 29
2.1 ANTECEDENTES 29
2.2 MARCO TEORICO 31
2.2.1 Las bacterias. 33
2.2.2 Hongos. 39
2.2.3 Humedad relativa. 41
2.2.4 Temperatura. 41
2.2.5 Oxígeno. 41
2.2.6 Ventilación.. 42
2.2.7 Polvo. 42
2.2.8 Técnica de sedimentación por gravedad. 43
2.3 MARCO CONCEPTUAL 43
2.4 MARCO LEGAL 45
2.5 MARCO CONTEXTUAL 46
2.6 SISTEMA DE HIPÓTESIS 47
2.7 MATRIZ OPERATIVA DE LAS VARIABLES 48
16
3. MARCO METODOLÓGICO 50
3.1 TIPO DE INVESTIGACIÓN 50
3.1.1 Nivel de la investigación 50
3.1.2 Diseño de la investigación 50
3.2 MATERIALES Y MÉTODOS 51
3.2.1 Encuesta 51
3.2.2 Preparación de material y medios de cultivo 51
3.2.3 Prueba de Calidad.. 51
3.2.4 Toma de muestras y Medición de Temperatura y Humedad Relativa 52
3.2.5 Incubación 52
3.2.6 Lectura y análisis de resultados: 53
3.3 POBLACIÓN Y MUESTRA 54
3.3.1 Población: 54
3.3.2 Muestra: 54
3.4 TÉCNICAS E INTRUMENTOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS 55
3.4.1 Técnica: Encuesta 55
3.4.2 Técnica: Observación 55
3.5 TÉCNICAS DE PROCESAMIENTO Y ANÁLISIS DE DATOS 55
4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS 56
4.1 RESULTADOS 56
4.1.1 Encuesta 56
4.1.2 Resultados de temperatura y humedad relativa en los laboratorios de la
UDES Campus Cúcuta 64
4.1.3 Resultados de Microorganismos hallados en los ambientes. 66
4.2 DISCUSIÓN 74
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 76
5.1 CONCLUSIONES 76
5.2 RECOMENDACIONES 77
17
ANEXOS 80
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 78
18
ANEXOS
Pág.
Anexo 1. Formato de reportes 81
Anexo 2. Encuesta 82
Anexo 3. Formato de registro de Temperatura y Humedad Relativa 84
Anexo 4. Aplicación de encuesta 86
Anexo 5. Anexo 6 Preparación de Medios de Cultivo 86
Anexo 7. Medios de Cultivo Preparados 87
Anexo 8. Prueba de Calidad de los Medios de 87
Anexo 9. Toma de Muestras 87
Anexo 10.Registro de Temperaturas y Humedad Relativa 88
Anexo 11. Lectura y Reporte de Resultados 89
19
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Colonias características de Staphylococcus aureus en Agar Baird Parker
............................................................................................................................... 36
Figura 2. Colonias de Coliformes en Agar Chromocult .......................................... 38
Figura 3. Colonias de aerobios mesófilos en Agar Plate Count ............................. 39
Figura 4. Colonias de Mohos en Agar Sabouraud ................................................. 40
Figura 5. Colonias de Levaduras en Agar Sabouraud ........................................... 40
20
LISTA DE GRÁFICOS
Pág.
Gráfica 1 ¿En qué Rango de edad se encuentra? ................................................. 56
Gráfica 2 ¿En qué nivel de importancia cree usted que está el realizar procesos
adecuados de limpieza y desinfección en los laboratorios? .................................. 57
Gráfica 3 ¿Sabe que es limpiar? ............................................................................ 57
Gráfica 4 ¿Sabe que es desinfectar? ..................................................................... 58
Gráfica 5 ¿Cree que limpiar y desinfectar es lo mismo? ........................................ 58
Gráfica 6 ¿Existe un protocolo para la realización de los procesos de limpieza y
desinfección en los laboratorios? ........................................................................... 59
Gráfica 7 ¿Conoce el protocolo? ........................................................................... 59
Gráfica 8 ¿Ha recibido capacitaciones sobre los procesos de limpieza y
desinfección? ......................................................................................................... 60
Gráfica 9 ¿Con que frecuencia se realizan los procesos de limpieza y desinfección
en los laboratorios? ................................................................................................ 60
Gráfica 10 ¿Qué productos se emplean para realizar la limpieza? ........................ 61
Gráfica 11 ¿Qué productos se emplean para realizar la desinfección? ................. 61
Gráfica 12 ¿Cuál es el tiempo de exposición del(los) producto(s) con las
superficies y equipos de los laboratorios? ............................................................. 62
Gráfica 13 ¿Cuál es el método que utiliza para la aplicación del(los) producto(s) de
limpieza y desinfección? ........................................................................................ 62
Gráfica 14 ¿Cuál es la medida empleada para vigilar la eficacia de los procesos de
limpieza y desinfección? ........................................................................................ 63
Gráfica 15 ¿cuál es el nivel de desinfección requerido en los laboratorios? .......... 63
Gráfica 16 Comparación de los microorganismos aislados en el primer muestreo.
............................................................................................................................... 67
Gráfica 17 Comparación de los microorganismos aislados en el segundo
muestreo. ............................................................................................................... 69
21
Gráfica 18 Comparación de los microorganismos aislados en el tercer muestreo. 71
Gráfica 19 Comparación de los microorganismos aislados en el cuarto muestreo.
............................................................................................................................... 73
22
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1 Listado de laboratorios .............................................................................. 46
Tabla 2 Operacionalización de las variables .......................................................... 48
Tabla 3 Temperatura y humedad relativa de los laboratorios 1, 2, 3, 4, 5, 6 y 7. .. 64
Tabla 4 temperatura y humedad relativa de los laboratorios 8, 9, 10, 11, 12, 13 y
14. .......................................................................................................................... 65
Tabla 5 Microorganismos aislados en el primer muestreo en los laboratorios de la
Universidad de Santander. .................................................................................... 66
Tabla 6 Microorganismos aislados en el segundo muestreo en los laboratorios de
la Universidad de Santander. ................................................................................. 68
Tabla 7 Microorganismos aislados en el tercer muestreo en los laboratorios de la
Universidad de Santander. .................................................................................... 70
Tabla 8 Microorganismos aislados en el cuarto muestreo en los laboratorios de la
Universidad de Santander. .................................................................................... 72
23
INTRODUCCIÓN
“La calidad microbiológica del ambiente hace alusión a la cantidad de microorganismos que están presentes en un área determinada”14. “Los microorganismos generalmente no están flotando en el aire, sino que se encuentran sobre partículas inertes, por ejemplo, polvo, gotas de agua, etc. que sirven como medio de transporte y pueden depositarse sobre las superficies”15.
La calidad del aire interior está ampliamente considerada como un problema significativo de salud ambiental y económica. Los indicadores de calidad del aire deben determinar que el aire interior:
Satisfaga los requerimientos respiratorios; prevenga la acumulación de contaminantes; y permita el bienestar16.
Pensar en la calidad del ambiente al interior de un laboratorio, tiene una importancia y gran significancia, dado que contar con un aire limpio es responsabilidad de todos, debido a que las actividades cotidianas producen emisiones contaminantes, el uso de energía para iluminar las viviendas, el consumo de gas para calentar agua y alimentos, el uso de cualquier forma de transporte que se mueva con gasolina, gas o diesel para ir al trabajo o la escuela, el uso de productos de limpieza, fumar, las industrias y prácticamente todo lo que hacemos contamina, y por supuesto el manejo de microorganismos, que derivan de diferentes prácticas de laboratorio, ya sea a partir de muestras biológicas, de alimentos, de aguas, pueden llevar a que se presente contaminación del ambiente, y más aún si los protocolos de limpieza y desinfección de los mismos, son carentes de organización, capacitación, evaluación y seguimiento, acompañados de un continuo plan de muestreo microbiológico que permita tener conocimiento de los microorganismos prevalentes, y de la toma de decisiones basadas en análisis microbiológicos que conduzcan a la mejora continua en cuanto a prevención de enfermedades en los mencionados recintos académicos.
Debido a que en los laboratorios de la Universidad de Santander se manipulan constantemente microorganismos patógenos durante el desarrollo de las diferentes cátedras, surge la necesidad de aportar información sobre la calidad de los ambientes en estos recintos, y evaluar los procesos de limpieza y desinfección que se realizan, teniendo en cuenta que no se conoce esta información. 14
LUNA F, J. A., ZAMBRANO G, C., Diversidad microbiana presente en el ambiente de la clínica odontológica de la Universidad del Magdalena Rev. Intropica. Vol 8 Diciembre de 2013, p. 62 En línea: http://revistas.unimagdalena.edu.co/index.php/intropica/article/view/733 15
Ibid., p. 62 16
Ibid., p. 62
24
El presente trabajo contiene los siguientes capítulos derivados del desarrollo de la investigación realizada, de la mano del componente metodológico y científico:
En el capítulo 1, encontrara el problema: con su respectivo planteamiento, objetivos y justificación.
En el capítulo 2, el marco referencial, con antecedentes y el estado del arte a nivel internacional y nacional de la temática de investigación, el marco teórico, el marco conceptual y legal que dan soporte al trabajo de grado desarrollado.
El capítulo 3, corresponde al marco metodológico, en el que se incluye el tipo de investigación, los métodos y procedimientos, así como la descripción de la población y muestra que constituyeron la presente investigación.
En el capítulo 4, se hallan los resultados obtenidos tras el desarrollo de la presente investigación, la interpretación de los mismos, y la respectiva discusión.
En el capítulo 5, están las conclusiones y recomendaciones, derivadas de los objetivos alcanzados.
En el capítulo 6, finalmente las referencias bibliográficas que soportaron el desarrollo y discusión de la investigación desarrollada.
25
1. PROBLEMA
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
El grado de contaminación presente en ambientes interiores es la causa de muchos de los múltiples problemas de variada naturaleza que pueden abarcar desde una simple fatiga o incomodidad, hasta síntomas compatibles con alergias, enfermedades respiratorias, infecciones y cáncer, entre otras. Existen suficientes indicios de que en áreas de oficinas, laboratorios, almacenaje y servicios generales coexisten sustancias capaces de alterar sus propiedades físico-químicas y proveer las condiciones necesarias para el desarrollo y crecimiento de microorganismos que alteran las propiedades biológicas del aire lo cual puede originar efectos nocivos sobre la salud de las personas y sobre los materiales dependiendo de la concentración y permanencia de estas sustancias en el ambiente17.
La presencia de microorganismos patógenos como Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, aerobios mesófilos, mohos y levaduras en los ambientes de los laboratorios denotan una gran importancia debido a los efectos negativos que pueden generar en la salud humana, estos pueden estar presentes debido a su manipulación, repiques y hallazgos en muestras variadas durante las prácticas desarrolladas.
El interés de analizar la calidad del aire de los laboratorios radica principalmente en los laboratorios de diagnóstico de microbiología clínica y ambiental. Por el carácter del laboratorio de microbiología clínica, en estos espacios se originan riesgos de diverso tipo, especialmente biológicos, que pueden producir problemas en la salud de los trabajadores y de los usuarios18.
Por otra parte el estudio de carreras Universitarias en las diferentes ramas de las ciencias como Bacteriología y Microbiología, en las que se requiere la realización de prácticas experimentales en las cuales se utiliza material biológico, sustancias y reactivos que son indispensables para la capacitación y formación profesional en estas áreas; haciendo de estos espacios productores de contaminantes tanto
17
GARCÍA y COL. Calidad microbiológica y fisicoquímica del aire en tres laboratorios de la Facultad
de Ingeniería de la Universidad del Zulia. Revista CIENCIA. 2005 Vol. 13, N° 2, p183-184. ISSN
1315-2076
18 ACOSTA P, G., Alvarado C, D.; Romero B, C. A., Determinación de la calidad bacteriológica del
aire en un laboratorio de microbiología en la Universidad Distrital Francisco José de Caldas en Bogotá, Colombia [Articulo en línea en: Revista NOVA] 2016 Vol.13 n°26 p.104 [Consulta 12/04/2017] Disponible: http://www.scielo.org.co/pdf/nova/v14n26/v14n26a12.pdf
26
químicos como biológicos que pueden afectar la calidad del aire en los referidos ambientes.
La Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca en Bogotá, Colombia, en busca de vigilar y controlar la contaminación biológica en sus laboratorios de docencia universitaria, realizó mediante estudios microbiológicos una evaluación de la presencia de patógenos en ambientes, equipos e individuos. Tras el estudio realizado los resultados arrojaron que en cuanto a contaminación ambiental se encontraron hongos en un 36% de los cultivos realizados, bacterias en un 40% de las muestras analizadas, en cuanto a bacterias patógenas solo se encontraron el 3% como Enterobacter sp y E. coli. Estos resultados permiten tener un conocimiento elemental de que en los laboratorios de docencia se producen residuos de diferentes tipos, pero también se encuentran microorganismos que no pueden ser percibidos a simple vista, sin embargo se acumulan allí generando contaminación al ambiente y provocando la posibilidad a los estudiantes y funcionarios de contraer una infección o enfermedades.
Por otra parte en la Universidad de Santander Campus Cúcuta se han realizado estudios en cuanto a equipos y superficies pero a nivel ambiental no se conoce las condiciones de estos laboratorios pertenecientes al programa de bacteriología y medicina en los cuales se manipulan constantemente microorganismos patógenos durante el desarrollo de las prácticas que se llevan a cabo en las diferentes asignaturas contempladas en el plan de estudios, la manipulación de estos agentes en estos recintos genera un riesgo de contaminación biológico si no se cuenta con un programa de limpieza y desinfección que sea aplicado correctamente.
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
¿Cuál es la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de la Universidad de Santander Campus Cúcuta?
1.3 OBJETIVOS
1.3.1 Objetivo general
Determinar la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de la Universidad de Santander Campus Cúcuta en el año 2018
1.3.2 Objetivos específicos
27
Caracterizar los procesos de limpieza y desinfección mediante la aplicación de encuesta al personal de servicios generales y auxiliares de laboratorio de la UDES Cúcuta.
Identificar las condiciones ambientales en las instalaciones mediante el uso de termohigrómetro.
Aislar los microorganismos presentes en el ambiente de los laboratorios de la Universidad de Santander mediante la técnica de sedimentación en placa.
1.4 JUSTIFICACIÓN
De acuerdo a la política institucional UDES verde, la Universidad de Santander
está comprometida con el desarrollo proyectos de investigación en innovación,
ciencia y tecnología, orientados hacia el mejoramiento de las condiciones
ambientales de las zonas de influencia directa e indirecta y a su vez prevenir,
reducir y mitigar los impactos ambientales negativos, generados en el curso de las
actividades propias de la institución. Por tal razón, es de importancia para la
institución esta investigación porque redunda en el aporte de datos específicos
sobre la presencia de microorganismos contaminantes en los ambientes al interior
de los laboratorios de la institución.
Por otro lado, la articulación de la presente investigación, viene dada desde el grupo de investigación Crisálida y el semillero de investigación Orugas, en búsqueda del pensamiento crítico de sus integrantes, en el desarrollo de investigaciones que buscan la solución de problemas a una problemática real y de importancia en pro de la salud de docentes, estudiantes y administrativos.
La principal motivación que llevó al desarrollo de la presente investigación, se centró en la determinación de los microorganismos en el aire interior, sabiendo que esto se vuelve importante cuando se analiza la incidencia en la salud de las personas que ocupan las edificaciones, ya que el aire es un medio de dispersión de muchos microorganismos patógenos, entre ellos las bacterias. Estas bacterias transportadas en el aire tienen un efecto en la calidad del aire interno de viviendas
28
y oficinas, hospitales, industrias de manufactura y farmacéuticas, laboratorios, salones de clase, archivos documentales, museos, bibliotecas y librerías19.
Lo mencionado anteriormente, permitió reconocer que cuando estos patógenos están presentes en los diferentes ambientes específicamente en los laboratorios, causan afectaciones tanto a la salud del personal que labora en estos, como en los procesos y actividades que allí se realizan continuamente. Con base en lo anterior y teniendo en cuenta la escasa información y estudios frente a esta problemática en nuestro país y particularmente en Norte de Santander, y más aún al interior del campus universitario y específicamente los laboratorios con fines académicos y de investigación, fue necesario realizar este trabajo de investigación para evaluar la presencia de patógenos que afectaran la calidad microbiológica del ambiente en los laboratorios y de esta manera contribuir para que a futuro se planteen planes de mejoramiento de estos ambientes evitando afectaciones en el estado de salud de las personas que están en contacto con estas áreas.
Este estudio permitió realizar diferentes aportes; a nivel teórico se estableció una noción de la carga microbiana presente en estos recintos teniendo en cuenta que estos datos no se conocían al interior de los laboratorios, en cuanto al aporte social se brindó una importante información para tomar medidas correctivas previniendo de esta manera que estos microorganismos presentes puedan causar diversas afectaciones al personal docente, auxiliares de laboratorio y estudiantes quienes son los que habitan de manera frecuente estos espacios y finalmente a nivel institucional para la Coordinación de estos laboratorios y el programa UDES Verde como encargados de la parte ambiental de la universidad, los resultados obtenidos en esta investigación les permitió tomar las medidas pertinentes para disminuir la contaminación microbiológica.
19
ACOSTA P, G., Alvarado C, D.; Romero B, C. A., Determinación de la calidad bacteriológica del aire en un laboratorio de microbiología en la Universidad Distrital Francisco José de Caldas en Bogotá, Colombia [Articulo en línea en: Revista NOVA] 2016 Vol.13 n°26 p104 [Consulta 12/04/2017] Disponible: http://www.scielo.org.co/pdf/nova/v14n26/v14n26a12.pdf
29
2. MARCO REFERENCIAL
A continuación, se presenta el estado del arte respecto al tema, tanto nivel internacional, como nacional:
2.1 ANTECEDENTES
INTERNACIONALES
En el 2016 Rodríguez en su estudio titulado EVALUACIÓN AEROMICROBIOLÓGICA DEL DEPÓSITO DEL CENTRO DE DOCUMENTACIÓN DEL MUSEO NACIONAL DE LA MÚSICA DE CUBA evaluó el riesgo de deterioro de colecciones documentales mediante la caracterización de la microbiota del área del local, utilizando la metodología de sedimentación y pruebas fisiológicas cualitativas que permitieron conocer la actividad biodeteriógena de la micobiota aislada. Los géneros predominantes fueron Aspergillus, Penicillium y Cladosporium, y bacterias Gram positivas, concluyendo que existe una relación entre la Temperatura y Humedad relativa con la concentración fúngica del aire siendo significativamente mayor la concentración microbiana en épocas de lluvia.
Álvarez y Col en el 2016 en su investigación DETERMINACIÓN DEL CRECIMIENTO MICROBIOLÓGICO POR FACTORES AMBIENTALES Y SU REPERCUSIÓN EN LA SALUD DE LA COMUNIDAD ESTUDIANTIL EN LA BIBLIOTECA DE LA UNIVERSIDAD PERUANA UNIÓN evaluaron, identificaron y cuantificaron la presencia de microorganismos patógenos en la comunidad estudiantil y la influencia de temperatura, humedad relativa y flujo de personas con relación al crecimiento microbiano, con el fin de proponer acciones preventivas, se utilizó el método de sedimentación en placa para el muestreo y la técnica de psicometría y cuantificación de personas. Se encontraron bacterias como Neisseria sp, Bacillus sp, Staphylococcus y los hongos Penicillium sp, Aspergillus sp, Alternaria sp, Mucor sp y Monosporium sp. Principales agentes causales de enfermedades como neumonías, tuberculosis, enfermedades respiratorias y alergias; concluyendo que la población estudiantil que pasaba más tiempo en esta biblioteca se enfermaba mensualmente, principalmente de enfermedades respiratorias.
Herrera y Col en el 2015 Realizaron el estudio EVALUACIÓN DE LA CONTAMINACIÓN DEL AIRE POR HONGOS MICROSCÓPICOS EN DOS
30
COLECCIONES BIOLÓGICAS Y DOS MUSEOS DE LA CIUDAD DE GUATEMALA con el objetivo de determinar la calidad del aire por hongos microscópicos en herbarios de interés científico en la ciudad de Guatemala, utilizando la técnica volumétrica por impactación haciendo uso de un biocolector. La identificación se hizo microscópicamente con azul de Lactofenol y API 20C AUX para levaduras. Como resultados encontraron predominancia de los géneros Penicillium sp, Cladosporium sp. y Aspergillus sp en todas las áreas analizadas además de los géneros Fusarium sp. y Paecilomyces sp.de gran importancia.
Borrego y Molina en el 2014 con su investigación COMPORTAMIENTO DE LA AEROMICROBIOTA EN DOS DEPÓSITOS (FOTOTECA Y MAPOTECA) DEL ARCHIVO NACIONAL DE LA REPÚBLICA DE CUBA DURANTE 7 AÑOS DE ESTUDIO evaluaron la concentración microbiana dentro de dos depósitos del archivo nacional de la República de Cuba, además determinaron la frecuencia y densidad de los géneros y especies fúngicas así como su impacto ecológico y ambiental; Utilizando el método de sedimentación se encontraron los géneros fúngicos Aspergillus, Penicillium y Cladosporium predominantes en la mapoteca durante el estudio, aunque en algunos años Curvularia, Alternaria y Fusarium se detectaron a densidades relativas considerables, fundamentalmente en Fototeca. Concluyendo que aunque el método utilizado es poco preciso comparado con los métodos de compactación se pudo demostrar el comportamiento de la calidad microbiana en estas áreas estudiadas.
Herrera y Col. En el 2012 en su estudio IMPACTO DE LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA DEL AIRE EXTERNO EN EL AMBIENTE INTERNO DE CUATRO LABORATORIOS DE INSTITUCIONES PÚBLICAS EN LA CIUDAD DE GUATEMALA Y BÁRCENAS, VILLA NUEVA obtuvieron los resultados mediante el método volumétrico por impactación con un biocolector. Identificaron 17 géneros fúngicos y 40 bacterianos, siendo predominantes los géneros Cladosporium, Penicillium, Aspegillus y Staphylococcus y Bacillus respectivamente, estos hallazgos fueron de gran relevancia debido a las diferentes patologías que pueden causar, desde alergias hasta neumonías o intoxicaciones.
NACIONALES
En el 2016 Acosta y Col realizaron un estudio titulado DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD BACTERIOLÓGICA DEL AIRE EN UN LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA EN LA UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS EN BOGOTÁ, COLOMBIA con el objetivo de determinar las bacterias del aire de un laboratorio de enseñanza de microbiología de la Universidad Distrital y así establecer la posibilidad de riesgo para la salud a la exponen los
31
usuarios por la presencia de estos microorganismos; utilizando la metodología de sedimentación se tomaron muestras y se analizaron macroscópica y microscópicamente, la identificación se hizo por BD BBL Crystal, obteniéndose como resultados que las bacterias aisladas no suponen riesgo elevado para la salud de usuarios sanos aunque se sugiere tomar medidas que disminuyan la carga bacteriana.
Lizarazo y Toloza en el 2013 realizaron el estudio CALIDAD MICROBIOLÓGICA DEL AMBIENTE DE LA BIBLIOTECA ALFONSO PATIÑO ROSSELLI, TUNJA- BOYACÁ (COLOMBIA) con el propósito de evaluar la presencia de microorganismo en esta área y establecer los géneros que pudieran causar deterioro en los documentos, utilizando el método de sedimentación en placa se aislaron 23 géneros predominando Cladosporium spp. y de las levaduras Geotrichum, respecto a las bacterias se encontró predominancia de Gram positivas siendo Staphylococcus sp el género más frecuente. En conclusión aunque se encontró una concentración menor a 1000UFC/m3 considerandose un ambiente no contaminado estos autores refieren la importancia de controlar las poblaciones de los microorganismos presentes de igual manera la temperatura y humedad relativa y así de esta manera evitar el biodeterioro del material bibliográfico.
En el 2003 Álvarez de Weldefort y Campuzano hicieron un estudio titulado CONTROL DE LA CONTAMINACIÓN BIOLÓGICA EN LOS LABORATORIOS DE DOCENCIA DE LA UNIVERSIDAD COLEGIO MAYOR DE CUNDINAMARCA EN BOGOTÁ, COLOMBIA cuyo objetivo fue realizar un diagnóstico de la contaminación microbiológica ambiental y diseñar e implementar un programa para mejorar las condiciones de trabajo en estos laboratorios. Se realizaron cultivos del medio ambiente encontrándose hongos en un 36% de los cultivos y bacterias en un 40%, siendo patógenas solo el 3% de estas bacterias aisladas. Se logró determinar la disminución de la contaminación y de la presencia de patógenos después de aplicar el programa evidenciándose el éxito de este; concluyéndose que la educación es el mejor control para hacer frente al riesgo biológico.
2.2 MARCO TEORICO
Cuando se labora en docencia e investigación, es importante tener en cuenta las instalaciones físicas y sanitarias del entorno, en conjunto con los procesos de mantenimiento de los mismos, en concordancia con los protocolos de limpieza y desinfección que conllevan a un ambiente libre de agentes contaminantes, y que
32
por ende no repercutan en problemáticas para la salud, de las personas que frecuentan estos lugares y espacios de trabajo y aprendizaje.
Por tal motivo, es importante conocer a nivel teórico las fundamentaciones de esta índole que soportaron el desarrollo de la presente investigación:
Calidad del aire. La norma Española UNE 171330:2008 define como Calidad
Ambiental en Interiores a las condiciones ambientales de los espacios interiores,
adecuadas al usuario y la actividad, definidas por los niveles de contaminación
química, microbiológica y por los valores de los factores físicos. Se excluye del
campo de aplicación de esta definición a los recintos destinados a uso industrial
y/o agrícola. La Calidad del Ambiente Interior juega un papel importante en ciertas
afecciones que sufren los trabajadores de oficinas y similares, así como en el
malestar o falta de confort que puedan experimentar20.
La calidad del ambiente en el interior está tomando más importancia en los últimos años y cada vez hay más información para prevenir las enfermedades que tienen su origen en el ambiente de los edificios. Según la OMS un 30% de los edificios nuevos y remodelados de todo el mundo contienen suficientes contaminantes en su interior para hacer enfermar a las personas. Se dice que un ambiente interior sufre contaminación biológica si contiene aerosoles que lleguen causar enfermedad, o efectos adversos para la salud como hipersensibilidad, irritación, inflamación, etc, de las personas que se hallen en ese ambiente21.
Los contaminantes del aire en interiores generalmente se diferencian de los del aire en exteriores por el tipo y nivel de concentración. Los contaminantes en interiores incluyen el humo de tabaco en el ambiente, partículas biológicas (como polen, ácaros, moho, insectos, microorganismos, alergenos de mascotas, etcétera) y no biológicas (como el humo), compuestos orgánicos volátiles, óxidos de nitrógeno, plomo, radón, monóxido de carbono, asbesto, productos químicos sintéticos y otros. El deterioro de la calidad del aire en interiores ha sido asociado con una variedad de efectos sobre la salud, desde malestar e irritación hasta enfermedades crónicas y cáncer22.
20
GARCÍA S, M. P., Ruiz R. l. Calidad del ambiente interior. centro nacional de nuevas tecnologías. Instituto nacional de seguridad e higiene en el trabajo., p. 2-3. En línea: http://www.insht.es/Ergonomia2/Contenidos/Promocionales/Calidad%20del%20ambiente%20interior/CalidadambinteriorDTECAI.pdf 21
CATALÁN V., Ortíz g. Calidad microbiológica en ambientes interiores. Gestión prácticas de riesgos laborares.2007. n°40., p. 27. En línea: http://pdfs.wke.es/8/5/6/1/pd0000018561.pdf 22
ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD. Guías para la calidad del aire. 2004. Lima., p.20 En línea: http://www.bvsde.ops-oms.org/bvsci/fulltext/guiasaire.pdf
33
En ambientes interiores se produce un importante aporte de microorganismos por medio de las personas que están en ellos, los sistemas de aire acondicionado, de distribución de agua, etc. Por otro lado, los edificios contienen en su interior muchos lugares que permiten el crecimiento de microorganismos, actuando como amplificadores de la contaminación biológica aportada. Además, los seres humanos aportamos al ambiente gran cantidad de bacterias, la piel soporta gran cantidad de bacterias en las que se destaca Staphylococcus aureus y en la boca del ser humano viven millones de bacterias que pueden ser expulsadas al ambiente mediante la respiración. Otros microorganismos propagados por los bioaerosoles son los hongos, algunos crecen sobre la piel utilizando la queratina de ésta como nutriente, lo que produce infecciones cutáneas como el pie de atleta. Otros causan enfermedades similares como la gripe que raramente son un riesgo para la salud23.
Microorganismos de interés. Los microorganismos que causan infecciones y
enfermedades se denominan patógenos y las características que les permiten
causar enfermedad se denominan factores de virulencia, la mayoría de estos
factores protegen al microorganismo contra el ataque del huésped o median sus
efectos perjudiciales sobre las células del huésped. Los microorganismos que solo
causan infecciones en presencia de la interrupción o el mal funcionamiento de uno
o más mecanismos de defensa del huésped se conocen como patógenos
oportunistas y las infecciones que causan se denominan como infecciones
oportunistas. Por otro lado, algunos patógenos que se sabe, causan infecciones
graves, pueden ser parte de la microbiota normal de una persona y nunca causar
enfermedades en esa persona. En cambio, el mismo microorganismo puede
causar infecciones potencialmente mortales cuando se trasmite a otra persona.
Las razones de estas variaciones no se comprenden totalmente, pero estos
resultados tan diferentes sin duda implican interacciones complejas entre el
microorganismo y el ser humano24.
2.2.1 Las bacterias. Son organismos unicelulares muy pequeños y relativamente sencillos, cuyo material genético no está rodeado por una membrana nuclear especial. Por este motivo las bacterias se denominan procariotas. Las bacterias constituyen el reino llamado mónera. Las células bacterianas suelen presentar una morfología determinada entre varias posibles: bacilo (en forma de bastoncillo), coco (célula esférica u ovoide) y espirilo (en forma espiral o helicoidal).
23
CATALÁN Óp. Cit., p. 28. 24
FORBES B. A. Diagnóstico microbiológico 12ª ed. Madrid España. Editorial Médica Panamericana.2009. 37 p ISBN: 978-950-06-8243-5
34
Staphylococcus aureus. La denominación Staphylococcus (que significa racimos parecidos a los de la uva) fue mencionada por primera vez por Sir Alexander Ogston quién, en 1979 descubrió la presencia de este organismo en el pus obtenido de abscesos humanos y demostró que causaba una enfermedad piógena (infección causada por bacterias) cuando se inyectaba en los ratones. Dos años después, Rosenbach descubrió su crecimiento en un cultivo puro y llamó Staphylococcus aureus al coco que formaba colonias de color naranja25. Dicho género tiene una gran capacidad de adaptación, por lo cual afectan a todas las especies conocidas de mamíferos, incluyendo a los roedores comunes de laboratorio. Es por ello que, gracias a su fácil propagación, pueden transmitirse de una especie a otra, siendo frecuentes los casos humano-animales y viceversa. De aquí surge la importancia de conocer más acerca de este patógeno, ya que, además de los animales, los mecanismos de invasión abarcan también fomites y el contacto de persona a persona26.
Staphylococcus aureus es un microorganismo que se encuentra ampliamente diseminado en el ambiente ya que posee características particulares de virulencia y resistencia contra antibióticos, lo cual representa un grave problema de salud, esto es, gracias a que su distribución se extiende a nivel mundial y el impacto en la morbimortalidad es considerable a nivel comunitario e intrahospitalario. En los humanos, causa una amplia variedad de enfermedades infecciosas y su principal impacto es ocasionado por las cepas de S. aureus, que son sumamente resistentes a la meticilina (MRSA) y otros antibióticos que antes eran eficaces contra el tratamiento de las infecciones27.
En los últimos años, la incidencia de bacteriemia por Staphylococcus (BS) ha aumentado significativamente, ya que una especie de esta familia bacteriana ha aumentado su frecuencia de aparición; la patogenicidad de las infecciones por Staphylococcus aureus se relaciona con diversos componentes de la superficie bacteriana; de manera general, los componentes del microbio son peptidoglicanos y ácidos teicoicos, además de la proteína A. Así pues, la patogenia provocada por este microorganismo surge cuando se produce la combinación de los factores de virulencia con la disminución de las defensas del huésped28.
25
ROBERTS T; Baird Parker A; Tompkin R. Microorganismos de los Alimentos: Características de los Patógenos Microbianos. España: Editorial Acribia. 1998. 26
AVALOS F. H., Soto P. M. Y., Zendejas M. G. Microbiología general de Staphylococcus aureus: Generalidades, patogenicidad y métodos de identificación. Rev Biomed 2014; p. 130. Disponible en internet: http://www.revbiomed.uady.mx/pdf/rb142534.pdf 27
Ibid., p.129. 28
Ibid., p.130.
35
Para la identificación de S. aureus es necesario utilizar algunas pruebas bioquímicas y medios de cultivo especiales que permitan su fácil determinación. Esta identificación se basa en las enzimas y las toxinas que produce el microorganismo. Aprovechando estas características se han diseñado medios para aislar esta bacteria, que son Baird-Parker, agar salado manitol, agar estafilococos N° 110, agar DNAsa29.
Agar Baird-Parker: Es un medio excelente para el recuento de Staphylococcus aureus, incluso, aunque se trate de células que sufrieron un daño subletal. Además, es el medio moderadamente selectivo más corrientemente usado. Su composición consta de piruvato sódico el cual ayuda a recuperar las bacterias lesionadas; su poder selectivo se debe a la presencia de telurito, cloruro de litio y glicina. En el medio, la característica positiva de la presencia de Staphylococcus aureus es la presencia de un aspecto negro, debido a la reducción del telurito, con un halo transparente que revela la actividad lipolítica sobre la yema de huevo30.
29
Ibid., p.135. 30
Ibid., p.135.
36
Figura 1. Colonias características de Staphylococcus aureus en Agar Baird Parker
Fuente: http://www.oxoid.com/uk/blue/prod_detail/prod_detail.asp?pr=cm0275&c=uk&lang
=EN&org=153&img=CM0275&sec=
Coliformes
Coliformes Totales: Bacterias gram negativas, no esporoformadoras, oxidasa negativa, con capacidad de crecimiento aeróbico y facultativamente anaeróbico en presencia de sales biliares, que a temperatura especificada de 35ºC +/- 2ºC causan fermentación de lactosa con producción de gas. Poseen la enzima B-galactosidasa31.
31
Instituto de Hidrología, Meteorología y Estudios Ambientales Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial - República de Colombia determinación de Escherichia coli y Coliformes totales en agua por el método de filtración por membrana en agar chromocult.. 2007 p.3 En línea: http://www.ideam.gov.co/documents/14691/38155/Coliformes+totales+y+E.+coli+en+Agua+Filtraci%C3%B3n+por+Membrana.pdf/5414795c-370e-48ef-9818-ec54a0f01174
37
Coliformes Fecales: También denominados coliformes termotolerantes, llamados así porque soportan temperaturas hasta de 45°C , comprenden un grupo muy reducido de microorganismos los cuales son indicadores de calidad, ya que son de origen fecal. En su mayoría están representados por el microorganismo Escherichia coli, pero se pueden encontrar entre otros menos frecuentes, citrobacter freundii, y Klebsiella pneumoniae estos últimos hacen parte de los coliformes termotolerantes, pero su origen se asocia normalmente con la vegetación y solo ocasionalmente aparecen en el intestino32.
Escherichia coli: Bacilo gram negativo, capaz de desarrollarse en presencia de sales biliares u otros agentes (tensoactivos) que tengan propiedades similares e inhibitorias del crecimiento y que son capaces de fermentar la lactosa a temperaturas de 35°C +/- 2°C, con producción de ácido, gas y aldehído en un lapso de 18 a 48 horas. Oxidasa negativa, no esporógena y reduce el nitrato a nitrito. También es capaz de producir indol a partir de triptofano a una temperatura de 44°c +-05 en un tiempo de 21+/- 3 horas. Poseen la enzima B-glucoronidasa, la cual es detectada por medios cromógenos o fluorógenos33. Escherichia coli es una bacteria presente en el medioambiente, los alimentos y en los intestinos de las personas y los animales. La mayoría de los tipos de E. coli son inofensivos y además son parte importante de un intestino sano en los seres humanos. Sin embargo, algunos tipos de E. coli pueden causar diarrea, infecciones del tracto urinario, enfermedades respiratorias, infecciones del torrente sanguíneo y otras enfermedades. Los tipos de E. coli que pueden causar enfermedades pueden transmitirse a través del agua o de los alimentos contaminados, o a través del contacto con animales o personas34.
32
CARRILLO E. M., LOZANO C. A. M., Validacion del metodo de deteccion de coliformes totales y fecales en agua potable utilzando agar chromocult. 2008, p. 7. En línea: https://javeriana.edu.co/biblos/tesis/ciencias/tesis203.pdf 33
Óp. Cit., p.3 34
Centro Para el Control y la Prevención de Enfermedades CDC. En linea: https://www.cdc.gov/spanish/especialesCDC/ecoli/index.html
38
Figura 2. Colonias de Coliformes en Agar Chromocult
Fuente: 1http://www.merckmillipore.com/CO/es/20130913_083415?ReferrerURL=https
%3A%2F%2Fwww.google.com.co%2F
Aerobios Mesófilos
En este grupo se incluyen todas las bacterias, mohos y levaduras capaces de desarrollarse a 35ºC +/- 2ºC en las condiciones establecidas35.
El recuento en placa o recuento de aerobios mesófilos, es un método macroscópico, empírico, universalmente utilizado para determinar en forma aproximada la carga bacteriana36.
35
FONSECA M, Avina G. Calidad Microbiológica de jugos preparados en hogares de bienestar familiar en la zona Norte de Cundinamarca. Trabajo de grado, Pontificia Universidad Javeriana, Facultad de Ciencias. Bogotá, 2008, p.11. En línea: https://javeriana.edu.co/biblos/tesis/ciencias/tesis105.pdf 36
TORO D, R., Manual para la introducción al laboratorio de microbiología. Ciencias exactas y naturales. Primera Edición. Editorial Universidad de Caldas.2005, p. 61
39
Figura 3. Colonias de aerobios mesófilos en Agar Plate Count
Fuente: http://www.medioscultivo.com/plate-count-agar-pca/
2.2.2 Hongos. Los hongos son eucariotas, organismos cuyas células poseen un núcleo definido que contiene el material genético celular, rodeado por una membrana nuclear. Constituyen el reino Fungi, pueden ser unicelulares (microscópicos) o pluricelulares (macroscópicos). Pueden crecer en dos formas básicas: levaduras y mohos. Los hongos pueden reproducirse de forma sexual o asexual y se nutren absorbiendo materia orgánica en solución de su medio ambiente: suelo, agua o un huésped animal o vegetal. La mayor parte de los hongos se encuentran en la naturaleza y crecen con facilidad sobre fuentes simples de nitrógeno y carbono37.
El desarrollo fúngico está supeditado a ciertas condiciones ambientales tales como la humedad relativa, temperatura, precipitación, inversiones térmicas, contaminación, disponibilidad de sustrato y actividades humanas, las que influyen de manera determinante en la proliferación y propagación de las partículas fúngicas hacia los espacios interiores38
Las esporas fúngicas son componentes normales de ambientes externos y pueden ser la fuente contaminante de los ambientes internos y muchos de estos pueden servir como sitios de amplificación para el crecimiento de los hongos (Bueno et al.,
37
ARENAS R. Microbiología Médica Ilustrada. Cuarta edición. México: Mcgraw-Hill Interamericana Editores. 2011. 38
CALIZAYA C. L., Salazar T. G., Silva A. J. Evaluación de hongos ambientales en mercados de abastos de la ciudad de Tacna – Perú. REVISTA MEXICANA DE MICOLOGÍA 31: 65-67, 2010, p. 1. En línea: http://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0187-31802010000100009
40
2003). La inhalación sistémica de esporas y fragmentos de micelio de hongos puede inducir una afección alérgica respiratoria, tanto en las vías aéreas superiores como en las inferiores. Los componentes alergénicos de hongos contienen moléculas, como glucoproteínas, proteínas y polisacáridos, que pueden desencadenar reacciones de hipersensibilidad tipo I.39
Figura 4. Colonias de Mohos en Agar Sabouraud
Fuente: http://www.medioscultivo.com/sabouraud-dextrose-agar/
Figura 5. Colonias de Levaduras en Agar Sabouraud
Fuente: http://www.medioscultivo.com/sabouraud-dextrose-agar/
39
Ibid., p. 1.
41
Factores que contribuyen a la permanencia de los microorganismos en el aire. El
desarrollo de microorganismos en el aire, está influenciado por su puesto por
factores físicos tales como humedad relativa, temperatura, oxigeno, materia
orgánica, ventilación, polvo, entre otros, pero lo primero que determina que una
bacteria o un hongo se mantenga en el ambiente viable, es la cantidad de agua
disponible que existe40.
2.2.3 Humedad relativa. Es el factor más importante. Cuando la humedad relativa del aire decrece, disminuye el agua disponible para los microorganismos, lo que causa deshidratación y por lo tanto la inactivación de muchos de ellos. La desecación puede causar una pérdida de viabilidad en las capas más bajas de la atmósfera. El límite menor para el crecimiento de hongos es del 65% de humedad relativa; mientras que las bacterias requieren un porcentaje mayor41.
2.2.4 Temperatura. Está muy relacionada con la humedad relativa, por lo que es difícil separar los efectos que producen ambas. A bajas temperaturas inclusive las de congelación, no se destruyen los microorganismos, solo se impide su multiplicación. Diversos estudios muestran, que el incremento de la temperatura disminuye la viabilidad de los microorganismos. Cada microorganismo posee una temperatura óptima de crecimiento y desarrollo, por lo cual la cantidad de los microorganismos, puede variar dependiendo de su clasificación y características intrínsecas42.
2.2.5 Oxígeno. Se ha observado una correlación negativa entre la concentración de oxígeno y la viabilidad, que aumenta con la deshidratación y el tiempo de exposición. La causa de esta inactivación podría ser los radicales libres de oxígeno43.
40
HERRERA K, L. Impacto de la calidad microbiológica de aire externo en el ambiente interno en la salud del personal de cuatro laboratorios de instituciones públicas en la ciudad de Guatemala y Bárcenas Villa Nueva. Tesis de grado. Universidad de San Carlos de Guatemala. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Guatemala. 2012, p. 28. En línea: http://glifos.concyt.gob.gt/digital/fodecyt/fodecyt%202008.02.pdf 41
DE LA ROSA M.C; Mosso M.A; Ullán C. El aire: Hábitat y Medio de Transmisión de Microorganismos. Observatório Medioambiental. Vol.5 2002, p. 388. 42
Ibid., p. 388 43
Ibid., p. 388
42
2.2.6 Ventilación. La aeración es un factor que incide en el estado de conservación de los objetos presentes en los ambientes interiores. Cuando un local está bien ventilado, se evapora la humedad y se reduce la temperatura superficial, modificándose estos dos factores ambientales de los que depende el crecimiento microbiano. El aire estancado favorece considerablemente la propagación de los microorganismos, así como su deposición en superficies, alimentos, agua y tierra, mientras que el aire circulante no solo contribuye a impedir que los microorganismos suspendidos en él se depositen, sino que ayude a mantener seco el local, de ahí que la ventilación es esencial para lograr una baja actividad biológica en los ambientes internos44.
2.2.7 Polvo. Como los componentes del polvo, tanto químicos como biológicos, pueden dañar los materiales, éste debe ser retirado periódicamente para prevenir el biodeterioro. El polvo que contiene componentes biológicos, se deposita sobre los materiales por diferentes vías, siendo una vía de infección cuando las condiciones atmosféricas sean tales que favorezcan el desarrollo de microorganismos. Además, contiene huevos de insectos y esporas de microorganismos, que pueden ingresar al torrente respiratorio45.
Métodos de muestreo. El estudio de los microorganismos del aire, depende de las
técnicas desarrolladas para la toma de muestras. Desde el siglo XIX comenzaron
las investigaciones sobre estos organismos y se han diseñado diversidad de
aparatos y técnicas para su análisis. Actualmente, existen una gran cantidad de
métodos e instrumentos para detectar los microbios en el aire, de los que se citan
los más útiles y usuales. Las técnicas utilizadas son diversas, de las cuales, la
sedimentación, filtración, el impacto sobre superficies sólidas y el borboteo en
medios líquidos son las más importantes46.
44
HERNANDEZ., L. A. Marín R. A. Elaboración de un protocolo de muestreo que permita evaluar la calidad microbiológica del aire para el laboratorio de análisis de aguas y alimentos de la universidad tecnológica de Pereira. 2013. Trabajo de Grado para optar el título de Técnologo Químico, p. 25 En línea: http://repositorio.utp.edu.co/dspace/bitstream/handle/11059/3889/579078H557.pdf?sequence=1 45
Ibid., p. 25. 46 Ibid., p. 34
43
2.2.8 Técnica de sedimentación por gravedad. El método de sedimentación en placa Petri ha sido el más ampliamente utilizado desde que Frankland y Hart lo emplearan por primera vez en 1887. Las placas con medio de cultivo estéril, permanecen abiertas durante determinados periodos de tiempo, permitiendo la sedimentación de los microorganismos. Este método es sencillo y económico. Tienen la ventaja de que se pueden identificar de los cultivos los microorganismos viables, pero su interpretación es difícil porque no pueden relacionarse con el volumen del aire muestreado. La deposición varía con el tamaño y forma de microorganismo, la velocidad y la turbulencia del aire47.
El tiempo de exposición depende del ambiente a evaluar, mientras mayor sea la contaminación, menor será el tiempo de exposición de las mismas, no deben ser extremadamente largos para evitar que se reseque la superficie de la placa. Como las condiciones ambientales influyen en la sedimentación de los microorganismos es necesario que, cuando se realiza este método, las placas se expongan siempre en el mismo lugar y bajo las mismas condiciones para poder comparar los resultados obtenidos48.
2.3 MARCO CONCEPTUAL
AEROBIOS MESOFILOS: En este grupo se incluyen todas las bacterias, mohos y levaduras capaces de desarrollarse a 35ºC +/- 2ºC en las condiciones establecidas. En este recuento se estima la cantidad total sin especificar tipos de microorganismos.49
BIOAEROSOLES: se definen como partículas que se encuentran suspendidas en el aire y que contienen organismos vivos tales como bacterias, virus, hongos, polen e incluso insectos muy pequeños o sus desechos50.
47
Ibid., p.34 48
ZARAVIA P, M, I. Trabajo Monografico Control De La Microbiologia Del Aire, Metodos De Purificacion Y Microbiologia Del Hielo. PERÚ 2014, p. 24 En linea: http://repositorio.unsa.edu.pe/bitstream/handle/UNSA/4102/IAzapemi028.pdf?sequence=1&isAllowed=y 49
CAMPUZANO et al. Determinación de la calidad microbiológica y sanitaria de alimentos preparados vendidos en la vía pública de la ciudad de Bogotá D. [Artículo en línea en: Revista NOVA] 2015, p. 83 En línea: http://www.scielo.org.co/pdf/nova/v13n23/v13n23a08.pdf 50 MORGADO G, W. Evaluación de bioaerosoles fungí asociados a un Relleno sanitario ubicado en el Municipio de Tubara, Departamento del Atlántico, p.
19 En línea: https://www.researchgate.net/publication/325478389
44
CALIDAD DEL AIRE INTERIOR: Para el caso de las industrias farmacéuticas y procesadoras de alimentos, el significado de calidad del aire varía, y es frecuentemente sinónimo de pureza microbiana o ausencia de particular microbianas en el aire51.
COLONIA: Crecimiento visible macroscópico de microorganismos en un medio de cultivo sólido.52
LEVADURA: Se refiere a aquellos hongos que generalmente no son filamentosos, sino unicelulares y de forma ovoide o esferoide53.
MEDIOS DE CULTIVO: Un medio de cultivo es un sustrato o solución de nutrientes en los que crecen y se multiplican los microorganismos en el laboratorio, con el objeto d aislar diferentes especies bacterianas, proceder a su identificación y llevar a cabo una serie de estudios complementarios54.
MICROORGANISMOS PATÓGENOS: Los microorganismos patógenos son aquellos que dañan la salud humana, y son principalmente bacterias, virus y protozoarios55.
MICROORGANISMOS OPORTUNISTAS: Son aquellos, en principio no patógenos, que pueden producir enfermedades cuando las defensas del hospedador se ven debilitadas por diferentes motivos56.
51
VIVAS P., A. K., Evaluación de la calidad microbiológica del aire de una planta procesadora de alimentos, 2010, p. 1. En línea: http://159.90.80.55/tesis/000148488.pdf 52
PINZÓN L,Y., Ruíz L, W. Correlación de los principales microorganismos en los ambientes intramural y extramural presentes en 3 jardines infantiles ubicados en la localidades de puente aranda, Kennedy y Fontibón para establecer su variación en el tiempo entre el 2007 y 2009, p. 19 En linea: http://repository.lasalle.edu.co/handle/10185/14565 53
VIVAS Op. Cit, p. 28. 54
HERNÁNDEZ L, A, M.,Marín R, A. F., Elaboración de un protocolo de muestreo que permita evaluar la calidad microbiológica del aire para el laboratorio de análisis de aguas y alimentos de la universidad tecnológica de Pereira.2013, p. 35 En linea: http://repositorio.utp.edu.co/dspace/bitstream/handle/11059/3889/579078H557.pdf?sequence=1 55
CAMARGO, R. S Y COL. Los microorganismos: pequeños gigantes. 2010, p. 20. En línea: https://elementos.buap.mx/num77/pdf/15.pdf 56
PINZÓN L,Y., Ruíz L, W. Correlación de los principales microorganismos en los ambientes intramural y extramural presentes en 3 jardines infantiles ubicados en la localidades de puente aranda, Kennedy y Fontibón para establecer su variación en el tiempo entre el 2007 y 2009, p. 21 En linea: http://repository.lasalle.edu.co/handle/10185/14565
45
SÍNDROME DEL EDIFICIO ENFERMO: Conjunto de enfermedades originadas o estimuladas por la contaminación del aire en estos espacios cerrados que produce, en almenos un 20% de los ocupantes, un conjunto de síntomas tales como, sequedad e irritación de las vías respiratorias, piel y ojos, dolor de cabeza, fatiga mental, resfriados persistentes e hipersensibilidades inespecíficas, sin que sus causas estén perfectamente definidas57
UNIDADES FORMADORAS DE COLONIA (UFC): Es el número mínimo de células separables sobre la superficie, o dentro, de un medio de agar que da lugar al desarrollo de una colonia visible del orden de decenas de millones de células descendientes58.
2.4 MARCO LEGAL
De acuerdo al tipo de contaminante que se pueda generar o encontrar en los diferentes ambientes se ha establecido una amplia normativa con el objetivo de vigilar y contralar estos contaminantes y los posibles efectos negativos que puedan causar, garantizando así las condiciones mínimas de seguridad y salud. Teniendo en cuenta que en Colombia no existe una normativa específica que establezca unos valores permitidos de microorganismos en ambientes interiores, para esta investigación tomamos como referencia normativa internacional como se presenta a continuación.
Real decreto 486/1997 de 23 de abril, Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en
el Trabajo de España, por el que se establecen las disposiciones mínimas de
seguridad y salud en los lugares de trabajo59.
NORMA ESPAÑOLA UNE 171330 – Calidad ambiental en interiores Esta norma
se desarrolla con el objeto de establecer un sistema paso a paso de diagnóstico,
inspección y gestión de los ambientes interiores. El campo de aplicación de esta
norma es el ambiente interior de todo tipo de recintos, instalaciones y
57
ORREGO Luz. El “síndrome del edificio enfermo” y su aplicación al edificio de la torre administrativa de postgrados de la universidad surcolombiana. 2008, p.14 En linea: https://contenidos.usco.edu.co/salud/images/documentos/grados/T.G.Salud-Ocupacional/15.T.G-Luz-Serna-Orrego-2008.pdf 58
PINZÓN Op. Cit., p.21 59
Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo de España. REAL DECRETO 486/1997. BOE nº 97 23-04-1997
46
edificaciones, exceptuando aquellos que se destinan a actividades desarrolladas
en procesos industriales y agrícolas.60
2.5 MARCO CONTEXTUAL
La Universidad de Santander - UDES, es una universidad de carácter privado sin ánimo de lucro con 35 años de existencia, aprobada por el Ministerio de Educación Nacional mediante la Resolución No. 6216 del 22 de diciembre del 2005; con Personería Jurídica 810 de 1996; organizada según sus propios estatutos de acuerdo con las disposiciones de la Ley 30 de 1992. Desde que fue fundada por el doctor Fernando Vargas Mendoza en el año de 1982, ha recorrido todo el proceso educativo pasando de ser una institución técnica y tecnológica, hasta llegar a ser
En la presente investigación se realizó la toma de muestras y el procesamiento de éstas en la Universidad de Santander Campus Cúcuta, se seleccionaron 9 laboratorios pertenecientes al programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico y 5 laboratorios del programa de medicina de la Universidad de Santander Campus Cúcuta en los cuales se realizaron 4 muestreos.
Tabla 1 Listado de laboratorios
LABORATORIO UBICACIÓN DEPENDENCIA
Laboratorio de física Bloque Motilón (Bloque B) Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Microbiología I Bloque administrativo (Bloque A)
Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Microbiología II
Bloque administrativo (Bloque A)
Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Biología Molecular
Bloque administrativo (Bloque A)
Programa de Bacteriología y
60
RUIZ R, L., CALIDAD DEL AMBIENTE INTERIOR. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo, p.20. En línea: http://www.insht.es/Ergonomia2/Contenidos/Promocionales/Calidad%20del%20ambiente%20interior/CalidadambinteriorDTECAI.pdf
47
Laboratorio Clínico
Laboratorio de Química Bloque administrativo (Bloque A)
Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Biotecnología y Calidad Alimentaria.
Bloque administrativo (Bloque A)
Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Fisiología Bloque Arhuaco (Bloque c Programa de Medicina
Laboratorio de Investigación en Ciencias Biológicas
Bloque administrativo (Bloque A)
Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Anatomía Bloque Arhuaco (Bloque c)
Programa de Medicina
Laboratorio de Inmunohematología
Bloque Motilón (Bloque B) Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
Laboratorio de Biociencias I Bloque Arhuaco (Bloque c)
Programa de Medicina
Laboratorio de Biociencias II Bloque Arhuaco (Bloque c)
Programa de Medicina
Laboratorio de Anatomía Bloque Arhuaco (Bloque c)
Programa de Medicina
Laboratorio de Microscopía Bloque Arhuaco (Bloque c)
Programa de Bacteriología y Laboratorio Clínico
2.6 SISTEMA DE HIPÓTESIS
H.T: Existen microorganismos que afectan la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de los laboratorios de la Universidad de Santander.
H.0: No existen microorganismos que afectan la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de los laboratorios de la Universidad de Santander.
48
2.7 MATRIZ OPERATIVA DE LAS VARIABLES
Tabla 2 Operacionalización de las variables.
Pregunta
Objetivos específicos
Variable
Dimensión
Operacionalización de las variables
Indicador Instrumento Escala Fuente
¿Cuál es la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de la Universidad de Santander Campus Cúcuta?
Caracterizar procesos de limpieza y desinfección mediante la aplicación de encuesta al personal de servicios generales y auxiliares de laboratorio de la UDES Cúcuta.
Procesos de limpieza y desinfección.
-------------- Si/No Encuesta Nominal Personal encargado de los procesos de limpieza y desinfección de los laboratorios de la UDES campus Cúcuta.
Identificar condiciones ambientales en las instalaciones mediante el
Temperatura y Humedad relativa
------------- 10,20,30,40,50…
Termohigrómetro
Numérico Ambientes de los laboratorios de la Universidad de
49
uso de termohigrómetro.
Santander
Aislar los microorganismos presentes en el ambiente de los laboratorios de la Universidad de Santander mediante la técnica de sedimentación en placa.
Staphylococcus aureus, Coliformes, Aerobios mesófilos, Mohos y levaduras.
------------- Presencia o ausencia
Técnica Sedimentación en Placa
Nominal Ambientes de los laboratorios de la Universidad de Santander
50
3. MARCO METODOLÓGICO
3.1 TIPO DE INVESTIGACIÓN
3.1.1 Nivel de la investigación: Descriptiva: Los estudios descriptivos buscan
especificar las propiedades, las características y los perfiles de personas, grupos,
comunidades, procesos, objetos o cualquier otro fenómeno que se someta a un
análisis. Es decir, únicamente pretenden medir o recoger información de manera
independiente o conjunta sobre los conceptos o las variables a las que se refieren,
esto es, su objetivo no es indicar cómo se relacionan éstas61.
De acuerdo a lo mencionado anteriormente el tipo de investigación realizada en el presente estudio es descriptiva, se recolectó información sobre la presencia o ausencia de Staphylococcus aureus, Pseudomonas spp, Escherichia coli, aerobios mesófilos, mohos y levaduras en 14 laboratorios de la Universidad de Santander Campus Cúcuta.
3.1.2 Diseño de la investigación: De campo: En cuanto a la investigación de
campo esta se define como la recolección de los datos directamente de la fuente o
unidad de observación en el lugar o la realidad donde ocurren los hechos, sin
manipular o controlar variable alguna. El investigador se limita a levantar la
información de manera directa en la fuente sin alterar las condiciones existentes
en la realidad donde se desarrollan los hechos62.
En esta investigación se realizó la recolección de los datos directamente en los 14 laboratorios de la Universidad de Santander Campus Cúcuta mediante la toma de muestras, sin realizar ninguna modificación en estos recintos, por otro parte se obtuvo información acerca de los procesos de limpieza y desinfección realizados en estos, directamente del personal encargado de realizar los procesos mencionados, así como también en cada toma de muestra se registró la temperatura y la humedad relativa.
61
HERNÁNDEZ S, R., Metodología de la investigación. Quinta edición. 2010. Mexico. McGRAW-HILL / INTERAMERICANA EDITORES, S.A. DE C.V, p. 92. En línea: http://observatorio.epacartagena.gov.co/wp-content/uploads/2017/08/metodologia-de-la-investigacion-sexta-edicion.compressed.pdf 62
Ibid p. 150
51
3.2 MATERIALES Y MÉTODOS
Los ensayos realizados en esta investigación se basaron en la utilización de la técnica de sedimentación en placa con exposición por un tiempo de 4 horas para determinar la presencia de Staphylococcus aureus, Coliformes, Mohos y levaduras, Aerobios mesófilos y Pseudomonas sp. Microorganismos que puedan afectar la calidad de los ambientes en los laboratorios de acuerdo a diferentes autores en distintos lugares, donde lo han comprobado; a su vez se registró la temperatura y humedad relativa de cada uno de los laboratorios en cada muestreo y se recolectó información sobre los procesos de limpieza y desinfección realizados en estos lugares mediante la aplicación de una encuesta al personal encargado de realizar estos procesos.
3.2.1 Encuesta: Se aplicó una encuesta de 15 preguntas en las cuales se buscó
recolectar información detallada de cómo se realizan los procesos de limpieza y
desinfección en cada uno de los laboratorios en estudio, ésta fue aplicada a todo
el personal encargado de los procesos mencionados.
3.2.2 Preparación de material y medios de cultivo: Todo el material a utilizar
para la preparación de los medios de cultivo se encontraba estéril para el
momento de la toma de muestras, desde las cajas de Petri, así mismo los medios
de cultivo.
Según lo establecido en la etiqueta de cada medio de cultivo se realizó la preparación de Agar Chromocult, Agar Baird Parker, Agar Sabouraud, Agar Cetrimide y Estándar Plate Count como se muestra a continuación para cada muestreo.
Después de preparados los medios se llevó a la estufa hasta ebullición y después a esterilizar en Autoclave durante 30 minutos, a una temperatura de 121°C y 15 libras de presión, excepto el Agar Chromocult. Posterior a esto se midió la temperatura, cuando se encontraba en 55°C se sirvieron en cabina de flujo laminar en cajas de Petri con capacidad de 25 ml debidamente marcadas con el nombre del medio, se le midió el pH y se dejaron reposando hasta la solidificación.
3.2.3 Prueba de Calidad: Con el fin de garantizar la confiabilidad de los
resultados y verificar que no haya presentado contaminación durante la
preparación de los medios de cultivo se realizó una prueba de calidad de los
medios preparados, para corroborar que no hubiera crecimiento en éstos antes de
realizar cada muestreo.
52
Control de la calidad de los medios de cultivo preparados:
Control de calidad fisico: Los controles de laboratorio incluyeron:
Mediante observación: Se realizó una revisión en cuanto a la cantidad repartida y/o espesor de la capa, color, claridad/ presencia de defectos ópticos, estabilidad del gel/ consistencia/ Humedad.
Control de la calidad microbiológica: Una cantidad del lote fue analizada para verificar la ausencia de contaminación63.
Después de la preparación de los medios de cultivo para cada muestreo se incubó 1 caja de cada medio (Baird Parker, Chromocult, Cetrimide y SPC) durante 24 horas a 37°C y Sabouraud a 28°C, transcurrido este tiempo se realizó la lectura con el fin de comprobar la esterilidad de los medios a utilizar en cada toma de muestra. No se observó crecimiento de colonias en los medios en las 4 pruebas de calidad realizadas. En cuanto al control de calidad físico los medios se encontraban en cantidad repartida homogénea, color, consistencia adecuados, sin humedad ni presencia de defectos ópticos, y el pH ideal de acuerdo a lo sugerido por cada casa comercial de cada medio de cultivo.
3.2.4 Toma de muestras y Medición de Temperatura y Humedad Relativa:
Para la recolección de datos significativos y con el fin de asegurar la confiabilidad
de los resultados, se realizaron 4 muestreos en total, en cada toma de muestra se
dejaron expuestas en cada laboratorio 2 cajas de Petri de cada medio de cultivo
mencionados anteriormente. Todas las muestras fueron recolectadas por el
método de sedimentación en placa exponiéndolas durante un tiempo de 4 horas.
3.2.5 Incubación: Transcurridas las 4 horas de sedimentación se procedió a
incubar los medios de cultivo Agar cetrimide, Stándar Plate Count, Baird Parker y
Agar Chromocult a una temperatura de 37°C durante 24- 48 horas, el Agar
Sabouraud a una Temperatura de 28°C durante 7 días, haciendo revisión desde el
3 día de incubación para verificar el crecimiento de colonias en el caso de
bacterias y de hasta 8 dias para el caso de mohos y levaduras.
63
INSTITUTO NACIONAL DE NORMALIZACIÓN DE CHILE. Nch3162.c2008., p. 14. En línea: http://service.udes.edu.co/modulos/documentos/karenmartinez/guiamediosdecultivo.pdf
53
3.2.6 Lectura y análisis de resultados: Se realizó la lectura y el recuento en los
referidos medios de cultivo contando el número de unidades formadoras de
colonias obtenidas de cada uno de los microorganismos de interés, realizando un
reporte final en un formato de reporte de resultados indicando las UFC/65cm2/4H
encontradas en cada una de las tomas de muestras.
Para la identificación de Staphylococcus aureus se utilizó el Agar Baird-Parker es un medio moderadamente selectivo y de diferenciación para el aislamiento y recuento de Staphylococcus aureus en alimentos, muestras ambientales y clínicas. Contiene las fuentes de carbono y nitrógeno necesarias para el crecimiento, la glicina, el cloruro de litio y el telurito potásico actúan como agentes selectivos. La yema de huevo constituye el sustrato para determinar la producción de lecitinasa y, además, la actividad de lipasa. Los estafilococos producen colonias de color de gris oscuro a negro debido a la reducción del telurito; los estafilococos que producen lecitinasa descomponen la yema de huevo y crean zonas transparentes alrededor de las colonias correspondientes. Es posible que se forme una zona de precipitación debido a la actividad de lipasa64
En el medio, la característica positiva de la presencia de Staphylococcus aureus es la presencia de un aspecto negro, debido a la reducción del telurito, con un halo transparente que revela la actividad lipolítica sobre la yema de huevo.
Agar SPC medio recomendado para el recuento de Aerobios mesófilos, también es recomendado como medio general para determinación de poblaciones microbianas. Su composición Tripteína, Agua purificada, Extracto de levadura, Glucosa, Agar-agar, pH final: 7.0 ± 0,2. La productividad de este medio, está basada en el alto contenido nutricional de sus componentes, que permite el desarrollo de las bacterias presentes en la muestra65.
El agar para coliformes Chromocult es un medio de cultivo cromógeno diferencial para el análisis microbiológico de muestras. En un plazo de 24 horas este medio permite la detección, la diferenciación y la enumeración simultáneas de E. coli y bacterias coliformes. El recuento de E. coli se basa en la escisión de los sustratos X-glucurónido por la ß-D-glucuronidasa y Salmon-GAL por la ß-D-galactosidasa, una combinación enzimática que es característica de E. coli. Cuando hay E. coli presente se escinden los dos sustratos, lo que da lugar a colonias que adquieren un color entre azul oscuro y violeta en oposición al rojo asalmonado de otras
64
BECTON DICKINSON. BD Baird-Parker Agar, p. 1 Revisado. 2006 En linea: https://www.bd.com/europe/regulatory/Assets/IFU/HB/CE/PA/ES-PA-255084.pdf. 65
BRITANIA. Recuento en placa Agar, p. 1 En linea: http://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_5a2ed7368764a.pdf
54
colonias de bacterias coliformes. Las bacterias no coliformes aparecen como colonias incoloras o, con baja frecuencia, de color turquesa. La formulación del CCA contiene, como inhibidor de las bacterias grampositivas, heptadecilsulfato sódico (por ejemplo, Tergitol 7®), que no tiene efectos negativos sobre el crecimiento de E. coli ni de las bacterias coliformes que se desean cultivar. Valor
de pH: 6.6 - 7.0 (26.5 g/l, H₂O, 25 °C)66.
Sabouraud Dextrose Agar (agar dextrosa Sabouraud) es un medio no selectivo para el cultivo y mantenimiento de hongos patógenos y no patógenos, en especial dermatofitos. Se logra selectividad mediante la adición de cloranfenicol. En el medio de cultivo, la peptona, la tripteina y la glucosa son los nutrientes necesarios y adecuados para el desarrollo de microorganismos. El alto contenido de glucosa, la presencia de cloranfenicol y el pH ácido, inhiben el desarrollo bacteriano y favorecen el crecimiento de hongos y levaduras. El agar es el agente solidificante, pH final: 5.6 ± 0,267.
Pseudomonas aeruginosa es un organismo en el medio ambiente y un importante patógeno nosocomial. Agar Cetrimide se basa en la fórmula de agar Tech, diseñado por King et al para la producción mayor de piocianina de Pseudomonas aeruginosa, pero se ha modificado con la adición de cetrimida para la inhibición selectiva de organismos diferentes de P. aeruginosa. la peptona sirve como fuente de nitrógeno, y el glicerol se utiliza como fuente de carbono y energía. La producción de piocianina se estimula mediante el cloruro de magnesio y el sulfato potásico en el medio. La cetrimida (bromuro de cetil trimetil amonio) es un compuesto de amonio cuaternario que inhibe una amplia variedad de otros organismos, incluidos otras determinadas especies de Pseudomonas y organismos relacionados, pH 7,2 ± 0,268.
3.3 POBLACIÓN Y MUESTRA
3.3.1 Población: Ambientes de los Laboratorios de la Universidad de Santander
3.3.2 Muestra: Ambientes de 14 laboratorios de la Universidad de Santander
Campus Cúcuta
66
MERCK. Chromocult Agar para coliformes, p. 2 En linea: https://www.merckmillipore.com 67
Britania. Sabouraud glucosado Agar, p.1 En linea: http://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_5a2971216486e.pdf 68
BECTON DICKINSON. BD Pseudosel Agar (Cetrimide Agar), p.1 En linea: http://www.bd.com/resource.aspx?IDX=8794
55
Tipo de muestreo: No probabilístico, muestreo intencional u opinático. Para la selección de la muestra a estudiar se tuvo en cuenta que los laboratorios seleccionados pertenecieran al programa de Bacteriología y laboratorio Clínico y Medicina en los cuales se manipularan muestras biológicas y microorganismos, adicional a estos parámetros, también se seleccionaron otros laboratorios y el Anfiteatros, en los cuales se manejan material Biológico.
3.4 TÉCNICAS E INTRUMENTOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS
3.4.1 Técnica: Encuesta
Instrumento: Formulario de preguntas
3.4.2 Técnica: Observación
Instrumento: Diario de campo, fotografías
3.5 TÉCNICAS DE PROCESAMIENTO Y ANÁLISIS DE DATOS
Los datos obtenidos de las encuestas se tabularon y se realizaron las gráficas de cada una de las respuestas, la temperatura y humedad relativa se realizó la medición con Termohigrometro y estos datos se incluyeron en una tabla, finalmente la lectura de las colonias que crecieron en cada uno de los medios de cultivo se organizaron en tablas de resultados indicando el total de Unidades formadoras de Colonias (UFC) UFC/65cm2/4 horas de los diferentes microorganismos de interés en este estudio, en cada uno de los laboratorios analizados.
Estos resultados consignados en las tablas se representaron gráficamente mediante histogramas de barras donde se resalta la frecuencia encontrada de estos microorganismos de interés. El análisis de estos datos obtenidos se presenta de manera descriptiva a través de tablas y gráficas.
56
4. ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS
4.1 RESULTADOS
4.1.1 Encuesta
ENCUESTA DE EVALUACIÓN DE LOS PROCESOS DE LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN EN LOS LABORATORIOS DE LA UNIVERSIDAD DE
SANTANDER CAMPUS CÚCUTA AÑO 2018
Gráfica 1 ¿En qué Rango de edad se encuentra?
El 75 % del personal que realiza los procesos de limpieza y desinfección es mayor de 48 años y el 25% tiene entre 38 y 48 años de edad.
0 0
1
3
0% 0% 25%
75%
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
A. 18 a 28 años B. 28 a 38 años C. 38 a 48 años D. más de 48 años
¿En qué Rango de edad se encuentra?
RESULTADO %
57
Gráfica 2 ¿En qué nivel de importancia cree usted que está el realizar procesos adecuados de limpieza y desinfección en los laboratorios?
El 100% de encuestados considera que es muy importante realizar procesos adecuados de limpieza y desinfección en los laboratorios.
Gráfica 3 ¿Sabe que es limpiar?
El 100% de los encuestados refiere saber que es limpiar.
00,5
1
1,5
22,5
33,5
4
A. Poco importante B. Medianamenteimportante
C. Muy importante
0 0
4
0% 0%
100%
¿En qué nivel de importancia cree usted que está el realizar procesos adecuados de limpieza
y desinfección en los laboratorios?
SI
NO
0
1
2
3
4
FRECUENCIA
4
0
¿Sabe que es limpiar?
SI NO
58
Gráfica 4 ¿Sabe que es desinfectar?
El 100% de los encuestados refiere saber que es desinfectar.
Gráfica 5 ¿Cree que limpiar y desinfectar es lo mismo?
El 100% de los encuestados cree que limpiar y desinfectar no es lo mismo.
SI
NO
0
1
2
3
4
FRECUENCIA
4
0
¿Sabe que es desinfectar?
SI NO
FRECUENCIA
PORCENTAJE
0
1
2
3
4
Si No
0
4
0%
100%
¿Cree que limpiar y desinfectar es lo mismo?
59
Gráfica 6 ¿Existe un protocolo para la realización de los procesos de limpieza y desinfección en los laboratorios?
El 100% de los encuestados sabe que existe un protocolo para los procesos de limpieza y desinfección, sin embargo en el momento de la aplicación de la encuesta este protocolo no se encontraba disponible para la consulta inmediata por parte del personal encuestado.
Gráfica 7 ¿Conoce el protocolo?
El 100% de los encuestados conoce el protocolo de limpieza y desinfección. Aunque cabe resaltar que el protocolo se encuentra en la oficina de la coordinación de los laboratorios y no se tiene acceso directamente a este en caso de necesitarse.
0
1
2
3
4
Si No
4
0
100%
0%
¿Existe un protocolo para la realización de los procesos de limpieza y desinfección en
los laboratorios?
4
0
100%
0% 0
1
2
3
4
5
SI NO
¿Conoce el protocolo?
60
Gráfica 8 ¿Ha recibido capacitaciones sobre los procesos de limpieza y desinfección?
El 100% de los encuestados han sido capacitados en procesos de limpieza y desinfección. No se evidencian documentos de las capacitaciones en donde se especifique fecha, lugar y a cargo de quien estuvo la última capacitación realizada.
Gráfica 9 ¿Con que frecuencia se realizan los procesos de limpieza y desinfección en los laboratorios?
El 100% de los encuestados realizan diariamente los procesos de limpieza y desinfección.
4
0
100%
0% 0
1
2
3
4
5
Si No
¿Ha recibido capacitaciones sobre los procesos de limpieza y
desinfección?
Frecuencia Porcentaje
0
1
2
3
4
A. Diario B. 3 a 5 vecespor semana
C. Semanal D. Mensual
4
0 0 0
100%
0% 0% 0%
¿Con que frecuencia se realizan los procesos de limpieza y desinfección en los
laboratorios?
61
Gráfica 10 ¿Qué productos se emplean para realizar la limpieza?
El 100% del personal realiza la limpieza con agua y jabón.
Gráfica 11 ¿Qué productos se emplean para realizar la desinfección?
El 75% realiza la desinfección con Hipoclorito de Sodio al 0,5- 1%, mientras que el 25% de los encuestados con otros productos, sin embargo no se especifica el nombre del producto utilizado.
0
4
0 0%
100%
0% 0
1
2
3
4
5
A. Agua B. Agua y jabón C. Toallas absorbentes
¿Qué productos se emplean para realizar la limpieza?
Frecuencia Porcentaje
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
A. Hipocloritode Sodio 0,5 -
1%
B. Hipocloritode sodio al 5%
C. Alcoholes D.Detergentesenzimáticos
E. Otros
3
0 0 0
1 75%
0% 0% 0% 25%
¿Qué productos se emplean para realizar la desinfección?
62
Gráfica 12 ¿Cuál es el tiempo de exposición del(los) producto(s) con las superficies y equipos de los laboratorios?
El 75% de los encuestados no sabe el tiempo de exposición de los productos, mientras que el 25% considera que es menos de 10 minutos. Evidenciándose el desconocimiento y falta de capacitación constante y evaluación de los procesos de limpieza y desinfección.
Gráfica 13 ¿Cuál es el método que utiliza para la aplicación del(los) producto(s) de limpieza y desinfección?
El 100% de los encuestados utiliza el método de aspersión para aplicar los productos.
Frecuencia
Porcentaje
0
2
4
A. Menos de10 minutos
B. Mediahora
C. 1 hora D. Más de 1hora
E. No sabe
1 0 0 0
3 25% 0% 0% 0%
75%
¿Cuál es el tiempo de exposición del(los) producto(s) con las superficies y equipos de
los laboratorios?
0
2
4
A. Contacto directo B. Aspersión C. No sabe
4
0 0
100%
0% 0%
¿Cuál es el método que utiliza para la aplicación del(los) producto(s) de limpieza y
desinfección?
63
Gráfica 14 ¿Cuál es la medida empleada para vigilar la eficacia de los procesos de limpieza y desinfección?
El 100% de los encuestados utiliza la supervisión visual para la vigilancia de los procesos de limpieza y desinfección. Esto permite comprobar, que no se realiza de manera adecuada la vigilancia de estos procesos, y no se evidencia un plan de muestreo continuo que permita evaluar dicha eficacia, por ello con esta investigación se recomienda seguir realizando al menos dos veces en el semestre académico, este tipo de controles
Gráfica 15 ¿cuál es el nivel de desinfección requerido en los laboratorios?
El 75% de los encuestados no sabe cuál es el nivel de desinfección requerido en los laboratorios, el 25% considera que el nivel de desinfección es alto. Una vez más se manifiesta la falta de claridad en el proceso de desinfección por parte del personal.
0
2
4
6
A. Supervisiónvisual
B. Controlmicrobiológico
C. Otra D. Ninguna
4
0 0 0
100%
0% 0% 0%
¿Cuál es la medida empleada para vigilar la eficacia de los procesos de limpieza y
desinfección?
0
1
2
3
Alto Medio Bajo No sabe
1
0 0
3
25% 0% 0% 75%
¿cuál es el nivel de desinfección requerido en los laboratorios?
FRECUENCIA PROCENTAJE
64
4.1.2 Resultados de temperatura y humedad relativa en los laboratorios de la UDES Campus Cúcuta
Tabla 3 Temperatura y humedad relativa de los laboratorios 1, 2, 3, 4, 5, 6 y 7.
Fuente: Silva Jazmín, 2018
65
Tabla 4 temperatura y humedad relativa de los laboratorios 8, 9, 10, 11, 12, 13 y 14.
Fuente: Silva Jazmín, 2018
66
4.1.3 Resultados de Microorganismos hallados en los ambientes.
Tabla 5 Microorganismos aislados en el primer muestreo en los laboratorios de la Universidad de Santander.
LABORATORIO AEROBIOS MESOFILOS
(UFC/65cm2/4H)
COLIFORMES
(UFC/65cm2/4H)
Staphylococcus aureus
(UFC/65cm2/4H)
Pseudomonas spp
(UFC/65cm2/4H)
MOHOS Y LEVADURAS
(UFC/65cm2/4H)
1 34 2 3 0 18
2 65 1 1 0 16
3 64 2 3 0 14
4 27 1 1 0 9
5 24 1 1 0 8
6 28 0 0 0 9
7 59 0 1 0 15
8 40 0 3 0 21
9 13 5 0 0 11
10 9 0 0 0 8
11 32 0 1 0 11
12 14 0 0 0 6
13 23 0 3 0 15
14 9 0 1 0 13
Fuente: Jazmin Silva, 2018.
67
Gráfica 16 Comparación de los microorganismos aislados en el primer muestreo.
MICROORANISMOS VALORES PERMITIDOS SEGÚN Agencia de Protección Ambiental E.U (USEPA)
Aerobios Mesofilos 10 UFC/65CM2
Mohos y levaduras 5 UFC/65CM2
Coliformes 0 UFC/65CM2
Staphylococcus aureus 0 UFC/65CM2
Pseudomonas spp 0 UFC/65CM2
Se evidencia la prevalencia de Aerobios Mesófilos en todos los laboratorios, con un recuento mínimo de 9 UFC y un máximo de 65 UFC, En cuanto a Mohos y Levaduras se observa un recuento mínimo de 6 y un máximo de 21 Unidades formadoras de Colonias, Staphylococcus aureus se aisló en 10 de los laboratorios muestreados encontrándose en un recuento entre 1-3 UFC, Los recuentos de coliformes se encontró un mínimo de 1 UFC y un máximo de 5 UFC, Pseudomonas spp no se evidenció crecimiento de UFC en los laboratorios analizados.
0
10
20
30
40
50
60
70
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
34
65 64
27 24
28
59
40
13 9
32
14
23
9
2 1 2 1 1 0 0 0
5
0 0 0 0 0 3
1 3
1 1 0 1 3
0 0 1 0 3
1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
18 16
14
9 8 9
15
21
11 8
11
6
15 13
UFC
/65
CM
2 /4
H
LABORATORIOS
PRIMER MUESTREO
AEROBIOS MESOFILOS COLIFORMES Staphylococcus aureus
Pseudomonas spp MOHOS Y LEVADURAS
68
Tabla 6 Microorganismos aislados en el segundo muestreo en los laboratorios de la Universidad de Santander.
LABORATORIO AEROBIOS MESOFILOS
(UFC/65cm2/4H)
COLIFORMES
(UFC/65cm2/4H)
Staphylococcus aureus
(UFC/65cm2/4H)
Pseudomonas spp
(UFC/65cm2/4H)
MOHOS Y LEVADURAS
(UFC/65cm2/4H)
1 19 0 2 0 14
2 73 1 3 0 17
3 38 0 1 0 28
4 12 0 0 0 8
5 20 0 1 0 15
6 21 0 0 0 12
7 20 0 1 0 13
8 101 0 4 0 20
9 87 0 2 0 7
10 38 0 2 0 12
11 51 0 1 0 10
12 21 0 2 0 5
13 81 1 3 0 21
14 35 0 0 0 15
Fuente: Silva Jazmín, 2018
69
Gráfica 17 Comparación de los microorganismos aislados en el segundo muestreo.
MICROORANISMOS VALORES PERMITIDOS SEGÚN Agencia de Protección Ambiental E.U (USEPA)
Aerobios Mesofilos 10 UFC/65CM2
Mohos y levaduras 5 UFC/65CM2
Coliformes 0 UFC/65CM2
Staphylococcus aureus 0 UFC/65CM2
Pseudomonas spp 0 UFC/65CM2
Aerobios Mesófilos con un recuento mínimo de 12 UFC y un máximo de 101 UFC fue el microrganismo predominante en todos los laboratorios, es importante resaltar que los recuentos aumentaron respecto al primer muestreo realizado. De Mohos y Levaduras se observa un recuento mínimo de 5 y un máximo de 28 Unidades formadoras de Colonias, Staphylococcus aureus se aisló en 11 de los laboratorios muestreados encontrándose en un recuento entre 1-4 UFC, en cuanto a coliformes se aisló solo en 2 laboratorios con un recuento de 1 UFC, y Pseudomonas spp no se evidenció crecimiento de UFC en los laboratorios analizados.
0
20
40
60
80
100
120
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
19
73
38
12 20 21 20
101
87
38
51
21
81
35
0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 2 3 1 0 1 0 1 4 2 2 1 2 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
14 17
28
8 15 12 13
20
7 12 10
5
21 15
UFC
/65
CM
2 /4
H
LABORATORIOS
SEGUNDO MUESTREO
AEROBIOS MESOFILOS COLIFORMES Staphylococcus aureus
Pseudomonas spp MOHOS Y LEVADURAS
70
Tabla 7 Microorganismos aislados en el tercer muestreo en los laboratorios de la Universidad de Santander.
LABORATORIO AEROBIOS MESOFILOS
(UFC/65cm2/4H)
COLIFORMES
(UFC/65cm2/4H)
Staphylococcus aureus
(UFC/65cm2/4H)
Pseudomonas spp
(UFC/65cm2/4H)
MOHOS Y LEVADURAS
(UFC/65cm2/4H)
1 48 0 2 0 12
2 31 1 0 0 6
3 55 0 1 0 7
4 6 1 1 0 6
5 30 1 0 0 6
6 28 0 0 0 8
7 50 1 0 0 9
8 37 1 3 0 13
9 21 1 2 0 8
10 12 0 1 0 6
11 43 1 0 0 6
12 10 0 0 0 11
13 27 0 0 0 14
14 9 0 2 0 11
Fuente: Silva Jazmín, 2018
71
Gráfica 18 Comparación de los microorganismos aislados en el tercer muestreo.
MICROORANISMOS VALORES PERMITIDOS SEGÚN Agencia de Protección Ambiental E.U (USEPA)
Aerobios Mesofilos 10 UFC/65CM2
Mohos y levaduras 5 UFC/65CM2
Coliformes 0 UFC/65CM2
Staphylococcus aureus 0 UFC/65CM2
Pseudomonas spp 0 UFC/65CM2
El microrganismo predominante en todos los laboratorios es Aerobios Mesófilos con un recuento mínimo de 6 UFC y un máximo de 55 UFC, de Mohos y Levaduras se observa un recuento mínimo de 6 UFC y un máximo de 14 UFC, Staphylococcus aureus y coliformes se aisló en 7 (50%) de los laboratorios muestreados encontrándose en un recuento de 1-3 UFC y 1 UFC respectivamente, en cuanto a Pseudomonas spp no se evidenció crecimiento de UFC en los laboratorios analizados.
0
10
20
30
40
50
60
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
48
31
55
6
30 28
50
37
21
12
43
10
27
9
0 1 0 1 1 0 1 1 1 0 1 0 0 0 2 0 1 1 0 0 0 3 2 1 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
12
6 7 6 6 8 9 13
8 6 6 11
14 11 U
FC/6
5C
M2 /
4H
LABORATORIOS
TERCER MUESTREO
AEROBIOS MESOFILOS COLIFORMES Staphylococcus aureus
Pseudomonas spp MOHOS Y LEVADURAS
72
Tabla 8 Microorganismos aislados en el cuarto muestreo en los laboratorios de la Universidad de Santander.
LABORATORIO AEROBIOS MESOFILOS
(UFC/65cm2/4H)
COLIFORMES
(UFC/65cm2/4H)
Staphylococcus aureus
(UFC/65cm2/4H)
Pseudomonas spp
(UFC/65cm2/4H)
MOHOS Y LEVADURAS
(UFC/65cm2/4H)
1 31 0 1 0 9
2 22 0 3 0 17
3 30 0 2 0 16
4 11 0 1 0 9
5 12 1 0 0 13
6 7 0 0 0 14
7 26 0 1 0 8
8 8 0 1 0 4
9 7 0 1 0 6
10 23 0 2 0 8
11 15 0 0 0 7
12 13 0 2 0 6
13 22 0 1 0 8
14 15 0 0 0 5
Fuente: Silva Jazmín, 2018
73
Gráfica 19 Comparación de los microorganismos aislados en el cuarto muestreo.
MICROORANISMOS VALORES PERMITIDOS SEGÚN Agencia de Protección Ambiental E.U (USEPA)
Aerobios Mesofilos 10 UFC/65CM2
Mohos y levaduras 5 UFC/65CM2
Coliformes 0 UFC/65CM2
Staphylococcus aureus 0 UFC/65CM2
Pseudomonas spp 0 UFC/65CM2
Aerobios Mesófilos se aisló en todos los laboratorios analizados con un recuento mínimo de 7 UFC y un máximo de 31 UFC, de Mohos y Levaduras se observa un recuento mínimo de 4 UFC y un máximo de 17 UFC, Staphylococcus aureus se encontró en 10 laboratorios con un recuento mínimo de 1UFC y un máximo de 3 UFC, Coliformes se aisló en 1 laboratorio con un recuento de 1UFC, finalmente Pseudomonas spp no se aisló en los laboratorios analizados.
0
5
10
15
20
25
30
35
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
31
22
30
11 12
7
26
8 7
23
15 13
22
15
0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 3 2 1 0 0 1 1 1 2
0 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
9
17 16
9
13 14
8
4 6
8 7 6 8
5 UF
C/6
5C
M2/4
H
LABORATORIOS
CUARTO MUESTREO
AEROBIOS MESOFILOS COLIFORMES Staphylococcus aureus
Pseudomonas spp MOHOS Y LEVADURAS
74
4.2 DISCUSIÓN
De acuerdo a la pregunta planteada ¿Cuál es la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de la Universidad de Santander Campus Cúcuta?, se puede referir que no se cumplen con estándares mínimos de seguridad, teniendo en cuenta que de los cinco indicadores de contaminación buscados durante 4 muestreos realizados, se hallaron: Aerobios mesofilos, coliformes, Stapylococcus aureus, y mohos y levaduras, el único indicador no hallado fue el de Pseudomonas spp.
Según lo expuesto por Rodríguez, en el 2016, en su estudio donde evaluó el riesgo de deterioro de colecciones documentales mediante la caracterización de la microbiota del área del local, utilizando la metodología de sedimentación y pruebas fisiológicas cualitativas que permitieron conocer la actividad biodeteriógena de la microbiota aislada y afirmando que existe una relación entre la Temperatura y Humedad relativa con la concentración fúngica del aire siendo significativamente mayor la concentración microbiana en épocas de lluvia, se logra establecer comparación con la presente investigación, en donde la temperatura de 21 a 28 grados Centígrados y la humedad relativa de 30 y 44 % favorecieron el desarrollo y multiplicación de aerobios, coliformes, mohos y levaduras en su gran mayoría.
Teniendo en cuenta lo expuesto por Álvarez y Col en el 2016 en su investigación donde evaluaron, identificaron y cuantificaron la presencia de microorganismos patógenos en la comunidad estudiantil y la influencia de temperatura, humedad relativa y flujo de personas con relación al crecimiento microbiano, con el fin de proponer acciones preventivas, se utilizó el método de sedimentación en placa para el muestreo concluyendo que la población estudiantil que pasaba más tiempo en esta biblioteca se enfermaba mensualmente, principalmente de enfermedades respiratorias, en nuestra investigación el crecimiento microbiano encontrado llevan a un hecho preocupante sobre la salud de los asistentes a estos laboratorios teniendo en cuenta que tanto docentes como estudiantes y auxiliares de laboratorios permanecen dentro de estos espacios por tiempos prolongados durante cada uno de los periodo académicos.
Teniendo en cuenta lo realizado por Acosta y Colaboradores, en el 2016, realizaron un estudio titulado determinación de la calidad bacteriológica del aire en un laboratorio de microbiología en la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, con el objetivo de determinar las bacterias del aire de un laboratorio de enseñanza de microbiología de la Universidad Distrital y así establecer la posibilidad de riesgo para la salud ,obteniéndose como resultados que las
75
bacterias aisladas no suponen riesgo elevado para la salud de usuarios sanos aunque se sugiere tomar medidas que disminuyan la carga bacteriana, se encuentra relación con nuestro estudio en el cual se encontró una carga microbiana elevada en los ambientes de todos los laboratorios, principalmente de aerobios mesófilos, mohos y levaduras.
76
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1 CONCLUSIONES
Se logró caracterizar procesos de limpieza y desinfección mediante la aplicación de encuesta al personal de servicios generales y auxiliares de laboratorio de la UDES Cúcuta, en donde respondieron las preguntas de la referida encuesta, encontrando motivación y buena actitud del personal, evidenciándose falencias en cuanto al desconocimiento del manejo adecuado de los agentes desinfectantes, y de hacer una rotación de los mismos.
Se identificaron condiciones ambientales encontrando que en el 100% de los casos, tanto la temperatura como la humedad relativa se encontraron dentro de los parámetros recomendados, dado que los datos oscilaron con temperaturas mínimas de 21 grados y máximo de 28 grados, para el caso de la humedad, con rangos entre 30 y 44%.
Dando seguimiento a las recomendaciones de la Agencia de Protección Ambiental (USEPA), en donde en lugares de manejo de agentes biológicos se tienen recuentos recomendables, en un máximo de 10 UFC/65cm2 para aerobios mesofilos, y de 5 UFC/65cm2 para mohos y levaduras, y de los restantes microrganismos 0 UFC/65 cm2, hallando en el 100% de los laboratorios altos niveles de contaminación, principalmente en cuanto a recuentos de aerobios y de mohos y levaduras, siendo los microorganismo con recuentos más altos encontrados.
Se halló como agentes contaminantes, en mayores porcentajes y en todos los sitios altos recuentos de aerobios mesofilos que oscilaron en recuentos de hasta 101 UFC/65cm2, y de mohos y levaduras de 28 UFC /65cm2, evidenciando así fallas en los procesos de limpieza y desinfección, que al relacionar con las preguntas de la encuesta, ninguno de los encargados de los procesos de limpieza y desinfección, conoce de la importancia del tiempo de contacto del hipoclorito de sodio, así como la falencia en la preparación de los mismos, el tiempo de exposición de estos productos y el nivel de desinfección requerida en los laboratorios.
Finalmente se acepta la hipótesis de trabajo que afirma que existen microorganismos que afectan la calidad microbiológica en los ambientes de los laboratorios de la Universidad de Santander en el Campus Cúcuta.
77
5.2 RECOMENDACIONES
Es de gran importancia informar desde la coordinación de laboratorios, al personal
de mantenimiento y de limpieza, que se aúnen esfuerzos para disminuir las cargas
microbianas, a fin de evitar a futuro problemas respiratorios en el personal docente
y en los estudiantes.
Finalmente teniendo en cuenta los recuentos elevados de aerobios mesófilos y mohos y levaduras encontrados en los laboratorios de la Universidad de Santander, siendo estos uno de los principales indicadores de la carga microbiana presente en un ambiente, y la presencia de Staphylococcus aureus y coliformes evidencian la importancia de realizar mejoras en los procesos de limpieza y desinfección aplicados en estos recintos, aumentar las capacitaciones al personal encargado de estos procesos, conociendo los resultados obtenidos después de la aplicación de la encuesta en la que se evidencia la falta de claridad y la incorrecta realización de limpieza y desinfección por parte del personal encargado, definitivamente se hace necesario realizar seguimiento y monitoreo microbiológico a los laboratorios garantizando de esta manera que los recuentos de estos microorganismos encontrados disminuyan significativamente y de esta manera no representen un riesgo al personal estudiantil, docente, auxiliares y servicios generales quienes frecuentan los laboratorios.
78
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http://repositorio.unsa.edu.pe/bitstream/handle/UNSA/4102/IAzapemi028.pdf?sequ
ence=1&isAllowed=y.
80
ANEXOS
81
Anexo 1. Formato de reportes
82
Anexo 2. Encuesta
83
84
Anexo 3. Formato de registro de Temperatura y Humedad Relativa
85
86
Anexo 4. Aplicación de encuesta
Anexo 5. Anexo 6 Preparación de Medios de Cultivo
87
Anexo 7. Medios de Cultivo Preparados
Anexo 8. Prueba de Calidad de los Medios de
Anexo 9. Toma de Muestras
88
Anexo 10.Registro de Temperaturas y Humedad Relativa
89
Anexo 11. Lectura y Reporte de Resultados