manual de prácticas parasitología ii buap

8/18/2019 Manual de Prácticas Parasitología II BUAP

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BENÉMERITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA VICERRECTORÍA DE DOCENCIA

DIRECCIÓN GENERAL DE EDUCACIÓN SUPERIOR FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS

LICENCIATURA EN QUÍMICO FARMACOBIÓLOGO

AREA: ANÁLISIS CLÍNICOS

ASIGNATURA:LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA II

MANUAL

CÓDIGO:

CRÉDITOS: 4

FECHA: MAYO 2009

QFBM-262L


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NIVEL EDUCATIVO: LicenciaturaNOMBRE DEL PROGRAMA EDUCATIVO: Licenciatura en Químico Farmacobiólogo MODALIDAD ACADÉMICA: Presencial NOMBRE DE LA ASIGNATURA: PARASITOLOGÍA IIUBICACIÓN: Nivel FormativoCORRELACIÓN:

– ASIGNATURAS PRECEDENTES:

Parasitología I, Biología celular y molecular, Anatomía e Histología, Fisiología I y II,Microbiología, Inmunología y Hematología I ,Química clínica I.

– ASIGNATURAS CONSECUENTES: Integradoras

– CONOCIMIENTOS

Estructura y funcionamiento de; la célula,órganos, tejidos, aparatos y sistemas.Embriología, métodos de estudio de lacélula y tejidos, incluyendo microscopía ysus variantes. Clasificación de los seres

vivos. Respuesta inmune y métodos dediagnóstico. Procesos bioquímicos,Hepatopatías y métodos de diagnóstico.Clasificación de Anemias, hematopoyesis,citometría hemática. Métodos de biologíamolecular.

– HABILIDADES Y ACTITUDESCapacidad de observación, análisis, crítica,integración, actitud de colaboración y detrabajo en equipo.

– VALORES PREVIOS: Responsabilidad, organización

CARGA HORARIA DEL ESTUDIANTE

CONCEPTO

HORAS PORPERIODO

(PERIODO = 16SEMANAS)

NÚMERODE

CRÉDITOS

HORAS TEORIA Y PRÁCTICA. 64

(2 HT/Semana = 32 2 HP/Semana = 32)

4

HORAS DE PRÁCTICA PROFESIONAL CRÍTICA 0 0

HORAS DE TRABAJO INDEPENDIENTE 0 0

TOTAL 64 4

AUTORES:

MC Alma Delia Ramírez Guarneros, MCMaría de Lourdes Martínez Moreno, MCMartha Alicia Salgado Juárez, MC RafaelMuñoz Bedolla, MC Maricela Torres y Soto,


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MC Jose Manuel Rodriguez Luna

FECHA DE DISEÑO: MAYO 2009

FECHA DE LA ÚLTIMAACTUALIZACIÓN: Mayo 2009

REVISORES: MC María de Lourdes Martínez Moreno MC Alma Delia Ramírez Guarneros, MC Martha

Alicia Salgado Juarez, MC Rafael MuñozBedolla, MC Maricela Torres y Soto, MCJose Manuel Rodriguez Luna

SINOPSIS DE LA REVISIÓN Y/OACTUALIZACIÓN

Se realizó un análisis del programa del planeducativo anterior, y se actualizó de acuerdoa los criterios de clasificación de lasenfermedades, de la OMS y de losrequerimientos del proyecto Minerva denuestra universidad.

PERFIL DESEABLE DEL PROFESOR (A) PARA IMPARTIR LA ASIGNATURA:

DISCIPLINA PROFESIONAL: Químico Farmacobiólogo

NIVEL ACADÉMICO: Maestría

EXPERIENCIA DOCENTE: 5 años y haber impartido al menos una vez el curso

de Parasitología I

EXPERIENCIA PROFESIONAL: 2 años en el área

Elaborada en forma conjunta por la Secretaria de Salud y de Medio Ambiente yRecursos Naturales, la norma oficial mexicana NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002,Protección Ambiental - Salud Ambiental - Residuos Peligrosos Biológico - Infecciosos – Clasificación y Especificaciones de Manejo, fue publicada en el Diario Oficial de laFederación el 17 de Febrero del 2003 y sustituye a la NOM-087-ECOL-1995.Los RPBI se consideran como residuos peligrosos y como tal se debe establecer unplan integral para su manejo, almacenamiento, transporte, tratamiento y disposiciónfinal. PRINCIPALES MODIFICACIONES EFECTUADAS EN LA NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002.

I. Criterios para considerar un residuo como RPBIII. Nueva clasificación de los RPBI

III. Cantidad de sangre o fluido corporal en los RPBIIV. Niveles de los establecimientos generadoresV. Periodo de almacenamiento temporal de los RPBI en los establecimientos generadores.VI. Atribución a la Secretaria de Salud, para la vigilancia de la norma.


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I. Los lugares que ofrecen atención médica y los centros de investigación, son

considerados establecimientos generadores de materiales contaminados por agentesbiológico-infecciosos. Estos desechos se denominan Residuos Peligrosos Biológico-Infecciosos (RPBI´s), su manejo y disposición inadecuados, representa un riesgo para

la salud del personal que labora en estos sitios, así como para la salud de la poblaciónaledaña, ocasionando además, el deterioro del medio ambiente. Los microorganismospatógenos, virus, parásitos y priones (estructuras proteicas) son ejemplos de agentesbiológicos-infecciosos. Para que un microorganismo sea capaz de producir enfermedad,es decir, que sea un Agente Biológico-Infeccioso, debe ocurrir lo siguiente: tener unaconcentración suficiente (inóculo), estar en un ambiente propicio (supervivencia), enpresencia de una vía de entrada en un hospedero susceptible.

II. En la Nueva clasificación, los RPBI´s son:1. La sangre y sus componentes únicamente en estado líquido.2. Los cultivos de agentes biológico-infecciosos generados en:

a. Los procedimientos de diagnóstico e investigación.b. La producción y el control de agentes biológico-infecciosos.

3. Los utensilios desechables usados para contener, transferir, inocular y mezclarcultivos de agentes biológico-infecciosos.

4. Los tejidos, órganos y partes que se extirpan o remueven durante las autopsias,las cirugías o algún otro tipo de intervención quirúrgica que no esténconservados en solución de formol.

5. Las muestras biológicas empleadas en los análisis clínicos (excepto lasmuestras de orina y de excremento), y aquellas usadas en los análisispatológicos.

6. En los centros de investigación, los cadáveres y las partes de los animales quefueron inoculados con agentes entero patógenos. 7. Los residuos no anatómicos:

a. Los recipientes desechables que contengan sangre líquida. b. Los materiales desechables que contengan fluidos y secreciones

corporales, provenientes de los pacientes de quienes se sospechen oexista un diagnóstico de una enfermedad infecto-contagiosa como latuberculosis.

c. Los materiales de curación empapados de sangre líquida o de cualquierotra secreción o líquido corporal.

d. Los materiales absorbentes utilizados en las jaulas de los animales que

hayan sido expuestos a agentes entero patógenos. 8. Los materiales punzo cortantes desechables como las hojas de bisturí, las agujas

de sutura y los estériles de catéter. El material de vidrio de laboratorio, que sehaya roto al momento de ser manipulado, se deberá desinfectar o esterilizar yya no se considerará como RPBI´s, por lo que se podrá disponerposteriormente como residuo municipal.


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La disposición general para el desecho de RPBI´s en el laboratorio queda de lasiguiente manera:

TIPO DE RESIDUO ESTADO FISICO ENVASADO COLOR

Sangre LíquidosRecipientesherméticos

Rojo

Cultivos y cepas deagentes infecciosos Sólidos Bolsas de polietileno Rojo

Patológicos Sólidos Bolsas de polietileno Amarillo

Residuos noanatómicos

Sólidos Bolsas de polietileno Rojo

Objetospunzocortantes

SólidosRecipientes rígidos

polipropilenoRojo

III. Para que un material de curación se considere como RPBI´s, debe ser desechable yestar goteando, chorreando o escurriendo sangre o cualquier líquido corporalcontemplado en la norma.

IV. Niveles de los Establecimientos Generadores

NIVEL I NIVEL II NIVEL III

Establecimientos de atenciónmédica hasta con 5 camas einstituciones de investigación conexcepción de los señalados en elNivel III.

Unidades hospitalarias de 6 hasta60 camas.

Unidades hospitalarias de más de60 camas.

Laboratorios clínicos y bancos desangre que realicen análisis de 1 a50 muestras al día.

Laboratorios clínicos y bancos desangre que realicen análisis de 51a 200 muestras al día.

Centros de producción einvestigación experimental enenfermedades infecciosas.

Unidades hospitalariaspsiquiátricas.

Bioterios que se dediquen a lainvestigación con agentesbiológico-infecciosos.

Laboratorios clínicos y bancos desangre que realicen análisis a másde 200 muestras al día.

Centros de toma de muestras paraanálisis clínicos.

Establecimientos que generen de25 a 100 kilogramos al mes deRPBI´s.

Establecimientos que generenmás de 100 kilogramos al mes deRPBI´s

V. Período de almacenamiento temporal de los RPBI´s en los establecimientosgeneradores.

NIVEL I NIVEL II NIVEL III

30 días máximos dealmacenamiento temporal.



No requiere de área específicapara el almacenamiento temporal.

Si requiere de área específicapara el almacenamiento temporal.

Si requiere de área específicapara el almacenamiento temporal.


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Se podrán ubicar los contenedoresespecíficos para los RPBI´s* en ellugar más apropiado dentro de susinstalaciones, de manera tal queno obstruyan las vías de acceso.

Deberá cumplir con lasespecificaciones establecidas enla NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002, para el área dealmacenamiento temporal.

Deberá cumplir con lasespecificaciones establecidas enla NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002, para el área dealmacenamiento temporal.

*Los contenedores pueden ser plásticos o metálicos, con señalamiento del símbolo universal de RPBI´s y no mezclarlos con la basura municipal.

VI. Atribución a la Secretaria de Salud. Corresponde a la Secretaria de salud regular yvigilar el equipamiento, instalación y funcionamiento de los servicios médicos que sonlos principales generadores de los RPBI´s, por ello participa complementariamente conla SEMARNAT en la regulación y vigilancia de la norma, para lo cual se estableció en elcuerpo de la misma, la disposición de crear las Bases de Colaboración que firmaránambas dependencias y que serán publicadas en el Diario Oficial de la Federación, en lasque se especificarán los puntos de la norma que vigilarán cada una de ellas.

NORMAS DE SEGURIDAD Y REGLAMENTO ENEL LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA II

El alumno deberá:1- Siempre presentarse con bata blanca, incluso si en la sesión sólo se llevan a

cabo seminarios y o exámenes.2- Cumplir con las actividades y o tareas solicitadas por la profesora.3- Asistir puntualmente a las sesiones, sólo tendrá 10 minutos de tolerancia, una

vez que se pase lista, si llega después, se considerará como falta.4- Colocar fuera de las mesas de trabajo, mochilas, suéteres, chamarras u otros

objetos que no requiera para la realización de la práctica.5- Traer el material biológico o de otro tipo solicitado por la profesora.6- Siempre traer guantes, cubreboca y perilla para las pipetas.7- Siempre traer jabón y papel sanitario para el aseo de las manos y para la

limpieza del material de vidrio y de las mesas de trabajo.8- Solicitar el material que requiere para las prácticas por medio de un vale, ya sea

a la profesora o a la persona encargada del área del material y reactivos.9- Manejar con mucho cuidado el material, las soluciones o reactivos.10-Manejar con mucho cuidado las muestras fecales ya que son potencialmente

infectantes.11-Siempre pipetear las soluciones, con la perilla correspondiente y nunca con la

boca.12-Dejar los frascos de las soluciones en el lugar de donde los tomó, después de suuso.

13-No desechar soluciones de colorantes, papeles, muestras biológicas sólidas, nimaterial de vidrio roto (portaobjetos, cubreobjetos, tubos) en las tarjas.

14- No dejar pipetas contaminadas directamente sobre las mesas.15-Colocar el material contaminado, así como las muestras fecales, en las bolsas o

recipientes correspondientes, de acuerdo a la NOM-087-SEMARNAT-SSA1-


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2002, Protección ambiental-Salud ambiental- Residuos peligrosos biológicosinfecciosos- Clasificación y especificaciones de manejo, y de acuerdo a loindicado por la profesora.

16-Manejar y cuidar los microscopios de acuerdo a la información proporcionada alinicio del curso.

17-Anotarse en la libreta que está al lado del microscopio que utilice, y en su casoreportar cualquier anomalía o desperfecto hallado en el microscopio antes odurante su manejo.

18-Limpiar el aceite de inmersión de los objetivos del microscopio, de acuerdo a lasindicaciones dadas por la profesora.

19-Al término de la práctica, dejar desconectados los microscopios, cubrir elmicroscopio con su correspondiente funda y dejar cerrada la caja con llave.

20-Al término de la práctica, dejar limpias y desinfectadas las mesas, libres depapeles, material biológico o de otro tipo.

21- Al concluir la práctica, entregar el material que empleó según las indicacionesde la profesora, así como solicitar la devolución del vale.

22- En caso de romper algún material, deberá reponerlo a la brevedad posible, paralo cual se le retendrá el vale.

23- En caso de algún incidente o accidente, deberá informarle a la profesora, paraque se tomen las medidas pertinentes.

24-Antes de retirarse del laboratorio, checar que no se le olvide algo, ya que laprofesora no se hará responsable por manuales, celulares, libros, batas, etc,olvidados.


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PROGRAMA DE LA ASIGNATURALABORATORIO DE PARASITOLOGÍA II

PRESENTACIÓN GENERAL DEL PROGRAMAEl Laboratorio de Parasitología II, proporciona al alumno los conocimientos prácticos de

la morfología parasitaria así como la metodología que se requiere para la búsqueda eidentificación de los parásitos de interés médico. Esto permitirá integrar el conocimientoteórico con los métodos auxiliares para el diagnóstico, la prevención y el tratamientode las parasitosis.La identificación de los parásitos por los métodos de laboratorio es una partefundamental del diagnóstico integral que realizan otros profesionales del área de lasalud, ya que el daño que producen los parásitos pueden manifestarse con una grangama de alteraciones anatómicas y fisiológicas, por lo que este laboratorio se relacionacon las asignaturas de Química Clínica, Inmunología, Hematología e Histología y

Anatomía.

OBJETIVOSQue el alumno:

1) Conozca los diferentes métodos que se utilizan para el diagnóstico deenfermedades parasitarias por helmintos.

2) Aprenda a realizar los métodos mas frecuentemente utilizados en la prácticaprofesional de los análisis clínicos.

3) Conozca el fundamento, la utilidad, las ventajas y las desventajas de las técnicasde laboratorio.

4) Aprenda a buscar e identificar por sus características morfológicas a loshelmintos más frecuentes que afectan al humano.

5) Aprenda a diferenciar formas parasitarias de las estructuras no-parasitarias quese pueden encontrar normalmente en las muestras biológicas.

6) Conozca a los artrópodos de interés médico más frecuentes en nuestro medio.7) Conozca y aplique las medidas de seguridad e higiene así como las normas para

el desecho de material infecto contagioso, en el área de parasitología.8) Desarrolle la habilidad y actitud del trabajo en equipo.


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CRONOGRAMA

SEMANA PRACTICA NOMBRE PAGINA1 SEMINARIO Métodos de diagnóstico directo para las

helmintiasis: coproparasitoscópicos,métodos especiales, métodos de tinción.Características generales de dichos

métodos, ventajas y desventajas de losmismos y su importancia clínica

2 SEMINARIO Morfología, ciclo vital y métodos dediagnóstico directo, de y para cada uno

de los helmintos a observar en lasprácticas del curso.

3 1 Observación de adultos y huevecillos denemátodos intestinales

11

4 2 Método coproparasitoscópicocuantitativo por dilución de Stoll,modificado.

14

5 3 Método coproparasitoscópicocuantitativo de Kato-miura.

19

6 4 Método coproparasitoscópicocuantitativo de Ferreira

24

7 5 Método especial de Graham. 308 6 Método especial de Harada –Mori 359 7 Observación de algunos nemátodos

tisulares40

10 8 Observación de algunos adultos,proglótidos y estadios larvarios decestodos.

42

11 9 Método especial del tamizado 4512 10 observación de algunos tremátodos 4913 11 Método coproparasitoscópico simple en

copas52

14 12 Observación de algunos artrópodos deinterés médico

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15 EXAMEN


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BIBLIOGRAFIA

1) Atías Antonio. Parasitología médica. Edit.Mediterráneo. Segunda reimpresión.2) Becerril Flores – Romero Cabello. Parasitología médica, de las moléculas a la

enfermedad. Edit. Mc Graw Hill. Primera edición3) Rodríguez Pérez Elba. Atlas de parasitología médica. Edit. Mc Graw Hill.4) Salazar Schettino - Haro Arteaga - Cabrera Bravo. Diagnóstico morfológico de lasparasitosis. Edit. Francisco Méndez Cervantes. 2ª edición.5) Shore García- Ash. Diagnóstico parasitológico, manual de laboratorio clínico.

Edit. Médica panamericana. Última edición6) Tay-Lara-Velasco-Gutiérrez. Parasitología médica. Edit. Francisco MéndezCervantes. Última edición7) Zaman Viqar. Atlas de Parasitología Médica. Edit. Médica panamericana. Últimaedición.8) W. Peters y H. M. Gilles. Atlas a color de medicina tropical y Parasitología. Edit.

Year Book Medical Publishers.


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PRÁCTICA Nº 1

OBSERVACIÓN DE ADULTOS Y HUEVECILLOSDE NEMÁTODOS INTESTINALES.

OBJETIVOSa) Observar macro y microscópicamente e identificar adultos de Ascaris lumbricoides,

Trichuris trichiura, Enterobius vermicularis, Strongyloides stercoralis y de uncinarias b) Observar e identificar huevecillos de los nematodos mencionados anteriormente.c) Observar cortes histológicos transversales de un adulto de Ascaris lumbricoides, eidentificar sus estructuras internas.d) Conocer algunos métodos de diagnóstico para los nematodos mencionadosanteriormente.

INTRODUCCIÓNLos Nematodos son los animales multicelulares más numerosos que actualmente viven

en la Tierra. Existen desde los polos hasta los trópicos, en todos los ambientes,incluyendo desiertos, altas montañas y profundidades oceánicas

El Phylum Nematoda incluye a 80,000 especies descritas en la bibliografía científica,aunque algunos investigadores calculan que existen realmente alrededor de un millónde especies.Los hay de vida libre (marina y terrestre) los cuales son abundantes, y parásitos, tantode animales como de plantas.

La palabra "Nematodo" significa "similar a un hilo" (del griego nema, "hilo", eidés uoidos, "con aspecto de"). Se les conoce también como lombrices o gusanosfilamentosos, cuando se observan en un corte transversal, éste es redondo, de ahí el

nombre de gusanos redondos .Características generales de los nematodos parásitos del humano.

Los nematodos son de forma cilíndrica, tienen el cuerpo alargado y no segmentado,los extremos pueden terminar en punta o estar redondeados. Pueden medir de largounos cuantos milímetros hasta un poco más de un metro. La mayoría son de colorblanquecino, presentan simetría bilateral y dimorfismo sexual (sexo separado). Elmacho tiene un extremo posterior curvado con espículas copulatorias y, en algunasespecies, una bolsa caudal denominada bursa o bolsa copulatríz. Generalmente eltamaño de la hembra es mayor que el del macho, llegando a ser el doble de largo enalgunos casos.

Los nematodos están cubiertos de una capa externa llamada cutícula, que puede serlisa o estriada y presenta ornamentos. Presentan sistema digestivo y aparatoreproductor completos, sistema excretor y nervioso, todos ellos incluidos en elpseudoceloma (cavidad) y el líquido que contiene éste. Carecen de sistema circulatorio.Los nematodos pueden infectar casi todos los órganos de la economía del humano,ocasionando serias enfermedades, que pueden tener un desenlace fatal.La OMS ha estimado que en el mundo existen 3,500 millones de personas afectadaspor helmintos (2004) y de los parásitos que más frecuentemente tienen repercusión

http://www.monografias.com/trabajos10/cani/cani.shtmlhttp://www.monografias.com/trabajos15/origen-tierra/origen-tierra.shtmlhttp://wapedia.mobi/es/Idioma_griegohttp://wapedia.mobi/es/Simetr%C3%ADa_bilateralhttp://wapedia.mobi/es/Simetr%C3%ADa_bilateralhttp://wapedia.mobi/es/Machohttp://wapedia.mobi/es/Machohttp://wapedia.mobi/es/C%C3%B3pulahttp://wapedia.mobi/es/C%C3%B3pulahttp://wapedia.mobi/es/Machohttp://wapedia.mobi/es/Simetr%C3%ADa_bilateralhttp://wapedia.mobi/es/Idioma_griegohttp://www.monografias.com/trabajos15/origen-tierra/origen-tierra.shtmlhttp://www.monografias.com/trabajos10/cani/cani.shtml


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sobre el crecimiento y desarrollo físico y cognitivo en los niños, algunos son nematodos,por ejemplo:

Ascaris lumbricoides causa desnutrición y 60,000 muertes al año Necator americanus y Ancylostoma duodenale causan anemia a un cuarto de la

población mundial.

Trichuris trichiura causa diarrea, anemia y apendicitis a 800 millones depersonas. Anualmente causa 65,000 muertes.

Requerimientos.1-Microscopio óptico compuesto2- Microscopio óptico estereoscópico o lupa3-Colección de laminillas con ejemplares de nematodos intestinales, adultos yhuevecillos.4- Ejemplares de adultos de nematodos intestinales.

Desarrollo de la práctica.a) Observe con ayuda de una lupa o bien en el microscopio estereoscópico,y si esnecesario, también con el microscopio compuesto, los adultos de los nematodos,recorra de extremo a extremo al gusano, identifique la parte anterior y la posterior,estructuras presentes en ellas, el sexo y aparatos y sistemas.b) Observe también la forma, el color y el tamaño (mida con ayuda de una regla).c) En el caso de los ejemplares más grandes haga la observación sólomacroscópicamente.d) Compare las características entre las especies de los nematodos observados.e) Las laminillas que contengan huevecillos de los nematodos, obsérvelas en elmicroscopio compuesto a seco débil y fuerte, observe la forma, color, estructurasinternas y tamaño con respecto al área del campo en seco débil y/o en seco fuerte.f) Reporte las observaciones de acuerdo al formato que le indique su maestro(a)


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HOJA DE REGISTRO DE OBSERVACIONES MICROSCOPICAS

NOMBRE DEL PARASITO_____________

Grupo Taxonómico____________________Fase infectante________________________

Fase Diagnóstica_______________________Parasitosis____________________________

Localización Anatómica_________________Signos y síntomas______________________

_____________________________________Producto biológico______________________

Técnica Utilizada_______________________

Criterios Morfológicos:

- Tamaño______________________- Forma_______________________- Estructuras internas____________- Estructuras externas____________- Afinidad Tintorial_____________

NOTAS:

Bibliografía1-Atías Antonio. Parasitología médica. Edit. Mediterráneo. Segunda reimpresión.

2-Tamayo H. Manuel. Nematodos. Disponible enwww.monografias.com/trabajos5/.../nemato2.shtml -

3-Tay-Lara-Velasco-Gutiérrez. Parasitología médica. Edit. Francisco MéndezCervantes. Última edición

4-Uribarren Berrueta Teresa. Generalidades de nematodos. Departamento deMicrobiología y Parasitología, Facultad de Medicina, UNAM.

Disponible enwww.facmed.unam.mx

http://www.facmed.unam.mx/http://www.facmed.unam.mx/


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PRÁCTICA Nº 2MÉTODO COPROPARASITOSCÓPICO CUANTITATIVO

POR DILUCIÓN DE STOLL, MODIFICADO

OBJETIVOS

a) Aprender a realizar un método coproparasitoscópico cuantitativo por dilución, por latécnica de Stoll.b) Buscar e identificar huevecillos y/o larvas de algunos helmintos intestinalesc) Cuantificar huevecillos de helmintos por mililitro de materia fecald) Conocer las ventajas y desventajas de dicho método.

I.- INTRODUCCIÓN

Este método fue descrito y publicado en 1923 por Stoll y colaboradores, para lacuantificación de huevos de uncinarias al hacer una dilución 1:15 de las heces conhidróxido de sodio 0.1 N

Debido a sus características es uno de los métodos coproparasitoscópicos másutilizado, sobre todo en trabajo de campo para estudios epidemiológicos, no sólo parauncinariosis, sino también para otras helmintiosis como ascariosis o tricocefalosis, enlas que se requiere hacer una evaluación de la intensidad.

Por ser un método de dilución sus cálculos son muy simples.

Una desventaja en el método original es el uso de probetas graduadas con tapónesmerilado de 100 ml, lo que además requiere de mayor cantidad de la solucióndiluyente, 56 ml hidróxido de sodio 0.1 N, y con las heces se afora hasta 60 ml..Razónpor la cual se ha hecho una modificación de la técnica que consiste en una reducciónde la cantidad de la solución diluyente y de la cantidad de la materia fecal a una cuarta

parte, utilizando tubos de ensaye y respetando la dilución de 1:15, así como los factoresde dilución de acuerdo a la consistencia de la materia fecal.

II.- FUNDAMENTO

Éste método se basa en los principios de dilución, saponificación, aclaramiento yhomogenización.

El hidróxido de sodio décimonormal al ponerse en contacto con las grasas de lamuestra fecal, las saponifica, hace que los huevos de los helmintos sean menospegajosos. Además el hidróxido desinfecta y desodoriza la muestra.

III.- MATERIAL, REACTIVOS Y EQUIPO

Muestra fecal adecuadamente recolectada, positiva a huevos de helmintos Tubos de ensaye de 150 mm X 15 mm, con marcas de aforo a 14 y 15 ml. Tapones de caucho para los tubos Pipetas de 1 ml graduadas en milésimas Pipetas graduadas de 10 ml o probetas graduadas de 10 ml Portaobjetos de 25 X 76 mm. Cubreobjetos de 22 X 40 mm. Perlas de vidrio de 5 mm de diámetro


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Aplicadores de madera Gradilla Sol’n de hidróxido de sodio 0.1 N Agua destilada Microscopio compuesto óptico.

IV.- TÉCNICA (PROCEDIMIENTO)

1) Determinar primero la consistencia de la muestra fecal.2) En el tubo de ensayo agregar hidróxido de sodio 0.10 N hasta la marca de 14 ml.3) Con un aplicador de madera agregar la muestra de heces poco a poco hasta que

llegue a la marca de 15 ml, dejándola caer en el centro de la solución, no debequedar embarrada en las paredes del tubo, ni rebasar la marca.

4) En el caso de que la muestra fecal sea dura, esperar unos 5 min a que sereblandezca.

5) Agregar de 6-8 perlas de vidrio al tubo6) Poner el tapón en el tubo cuidando que ajuste bien.7) Agitar vigorosamente durante un minuto o hasta que la suspensión esté

homogénea, debe detenerse el tapón con un dedo para evitar que se bote lasuspensión.

8) Colocar el tubo en la gradilla y quitar el tapón con cuidado.9) Tomar con una pipeta de 1 ml, inmediatamente, 0.15 ml o 0.075 ml del centro de

la suspensión, ya que los huevos empiezan a precipitar al momento de dejar deagitar. Si la pipeta se lleva al centro del tubo, el error debido a la precipitación delos huevos disminuye.Se recomienda el volumen de 0.15 ml ya que por ser un volumen mayor, esmejor para el recuento de los huevos.

10)Colocar en un portaobjetos los 0.15 ml o 0.075 ml de la suspensión y colocar elcubreobjetos con cuidado e vitando que se formen burbujas.

11)Observar la preparación primero con el objetivo 10X y luego con más cuidadocon el objetivo 40-45X. Usando poca luz.

12)La observación debe hacerse de manera sistemática abarcando toda lasuperficie del cubreobjetos, incluso los bordes del mismo.

13)Hacer los cálculos correspondientes14)Reportar lo observado

V.- CÁLCULOS

Debido a que el método consiste en una dilución de las heces, el factor y los cálculosson sencillos, aritméticos, pero la consistencia de la muestra modifica la dilución, por loque el factor está en función de la consistencia, además hay que considerar también lacantidad de la suspensión para hacer el conteo. Para corregir dicho error de diluciónhay que consultar la siguiente tabla:


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Consistencia de lasheces

Cantidad de lasuspensión

Factor

Duras 0.075 ml 200Blandas o pastosas 0.075 ml 400

Líquidas 0.075 ml 800Duras 0.15 ml 100Blandas o pastosas 0.15 ml 200Líquidas 0.15 ml 400

El resultado luego de multiplicar por el factor correspondiente, se expresa en: númerode huevos o larvas por mililitro de heces (h.ml.h) por especie de helminto.Ejemplos:

A) Se contaron 40 huevos de uncinarias en 0.15 ml de la suspensión, la consistencia delas heces fue pastosa.Cálculo: 40 X 200 = 8,000

Resultado: 8,000 h.ml.h. de uncinariasB) Se contaron 50 huevos de Ascaris lumbricoides en 0.15 ml de la suspensión, laconsistencia de las heces fue dura.Cálculo: 50 X 100 = 5,000Resultado: 8,000 h.ml.h. de Ascaris lumbricoides

Para determinar si la helmintiasis es masiva se consulta la siguiente tabla:

Helminto Número de huevecillos por

día que elimina la hembra

Número de huevecillos por

gramo o ml de heces,

indicativo de parasitosis

masiva

Ascaris lumbricoides 200-250 mil > 50,000

Trichuris trichiura 5-7 mil > 5,000

Uncinarias 5-30 mil > 4,000

Necator americanus 5-10 mil > 4,000

Ancylostoma duodenale 5-30 mil > 4,000

Fuente: diversos autores; Tay Lara, Atías Antonio, Cruz lópez.


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VI.- VENTAJAS Y DESVENTAJASVentajasa- Permite hacer un conteo de larvas y huevecillos de helmintos, para determinar la

intensidad de la helmintiasis.b- Es sencillo y fácil de realizar.

c- No se invierte mucho tiempo para su realización.d- Es relativamente económico por requerir de reactivos no costosos, material yequipo con el que generalmente cuenta el laboratorio.

e- Por no requerir de centrifugación y las ventajas anteriores es ideal para trabajos decampo

Desventajasa. Debido a que no se usa ningún colorante para las formas parasitarias, los

quistes de protozoarios no pueden ser identificados, además de que se aclarandemasiado con el hidróxido de sodio, por lo que éste método no esrecomendable para los mismos.

b. Como la cantidad de muestra es relativamente pequeña en comparación con lacantidad del hidróxido de sodio 0.10 N, la posibilidad de evaluar parasitosis leveso moderadas disminuye considerablemente.

VII.- PRECAUCIONES La sol’n de hidróxido de sodio debe manejarse con cuidado y nunca pipetear con

la boca. La toma de muestra de la suspensión en el tubo, después de la agitación, debe

tomarse como se indica, ya que los huevos de helmintos tienden a precipitarinmediatamente después de cesar la agitación, y esto puede conducir aresultados erróneos.

El material biológico con el que se trabaja, es potencialmente infectante, por loque se recomienda utilizar guantes, cubre boca y abundante detergente para ellavado de manos, material y área de trabajo (en éste caso usar desinfectantescomo el benzal).

FORMA DE REPORTAR. Nombre del médico que solicitó el estudio. Nombre del paciente. Sexo y edad del paciente. Fecha y hora de emisión de la muestra Fecha de realización del análisis de la muestra

Nombre del método realizado, indicando si fue único o seriado (número de muestras) Resultado de los cálculos Estadio del parásito hallado. Género y especie del parásito. Otros hallazgos anormales.


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NOMBRE DEL PARASITO_____________Grupo Taxonómico____________________

Fase infectante________________________Fase Diagnóstica_______________________

Parasitosis____________________________Localización Anatómica_________________

Signos y síntomas______________________ _____________________________________

Producto biológico______________________Técnica Utilizada_______________________

Criterios Morfológicos:- Tamaño______________________- Forma_______________________- Estructuras internas____________- Estructuras externas____________- Afinidad Tintorial_____________

NOTAS:

BIBLIOGRAFIA

1) Atías Antonio. Parasitología médica. Edit. Mediterráneo. Segunda reimpresión.2) Becerril Flores – Romero Cabello. Parasitología médica, de las moléculas a laenfermedad. Edit. Mc Graw Hill. Primera edición3) Rodríguez Pérez Elba. Atlas de parasitología médica. Edit. Mc Graw Hill.4) Salazar Schettino - Haro Arteaga - Cabrera Bravo. Diagnóstico morfológico de lasparasitosis. Edit. Francisco Méndez Cervantes. 2ª edición.5) Shore García- Ash. Diagnóstico parasitológico, manual de laboratorio clínico.

Edit. Médica panamericana. Última edición

6)Tay-Lara-Velasco-Gutiérrez. Parasitología médica. Edit. Francisco MéndezCervantes. Última edición7) Zaman Viqar. Atlas de Parasitología Médica. Edit. Médica panamericana. Últimaedición.8) W. Peters y H. M. Gilles. Atlas a color de medicina tropical y Parasitología.

Edit. Year Book Medical Publishers.


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DE KATO-MIURA.

OBJETIVOS

a) Aprender a realizar un método coproparasitoscópico cuantitativo, por la técnica deKato-Miura.

b)Cuantificar huevecillos de helmintos por gramo de heces

c) Buscar e identificar huevecillos de algunos helmintos intestinalesd)Conocer las ventajas y desventajas de dicho método, así como su importancia clínica.

I.-INTRODUCCIÓN

En 1954 Kato y Miura introdujeron la técnica de estudio de frotis grueso con buen

resultado para contar huevos de helmintos. Fue valorada por Komiya y Kobayashi en1966 y Martin y Beaver en 1968 la reevaluaron, además introdujeron la innovación depasar las heces por una malla de alambre o de plástico para retirar fibras de la materiafecal y restos de alimentos semidigeridos, para evitar la interferencia de las mismas enla observación microscópica y permitir hacer una extensión uniforme del frotis que a suvez evita la aclaración excesiva de la preparación. Estudios comparativos con otrosmétodos coproparasitoscópicos han demostrado que la técnica de Kato es digna deconfiar, para el diagnóstico cuantitativo de helmintos, debido a sus características.En 1972 Katz y colaboradores modificaron la técnica original de Kato-Miura, con eldiseño de un dispositivo de cartón o plástico con una perforación circular. Debido a ellose considera como otro método llamado CPS cuantitativo de Kato-Katz.

II.-REQUERIMIENTOS

Reactivos y soluciones

Solución de Kato:

Glicerina QP . . . . . . . 100 ml

Agua destilada 100 ml . . . . . . 100 ml

Solución acuosa de Verde de malaquita al 3% . . 1 ml

Mezclar bien todas las soluciones y/o reactivos, guardar en un frasco ámbar de vidrio,

de boca ancha, con tapa de baquelita. Es estable durante mucho tiempo.Solución acuosa de Verde de malaquita al 3%

Disolver 3 gr del colorante en 50 ml de agua destilada y aforar a 100 ml, guardar enfrasco ámbar de vidrio con tapón esmerilado.

Material y equipo

Muestra fecal adecuadamente recolectada, positiva a huevos de helmintos


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Papel celofán, de grosor medio, que pueda ser impregnado con la solución deverde de malaquita, no resistente a la humedad, cortado en rectángulos de 22 X40 mm.

Portaobjetos de 25 X 76 mm. Aplicadores de madera

Abatelenguas Pinzas Cajas de petri Malla de alambre de acero inoxidable cortada en cuadros de 4 cm de lado Balanza en la que se pueda pesar gramos y miligramos Microscopio compuesto óptico. Benzal Algodón o un trozo de franela para la limpieza de la mesa de trabajo

ImportanteEn el frasco que contiene la solución de Kato, se introducen los rectángulos de celofán.

Se depositan por un tiempo mínimo de 24 horas antes de ser usados.III.- FUNDAMENTO

Este método se basa en la acción que tiene la glicerina como aclarador de los huevosde helmintos, y el verde de malaquita como colorante de contraste.

IV.- PROCEDIMIENTO1.-Revisar primero si la muestra fecal tiene fibras o restos gruesos de alimentos, enese caso tomar 2-3 gr de la muestra, colocarla en una caja de Petri desechable y sobrelas heces se superpone una malla de alambre, se presiona con un abatelengua paratamizar la muestra. Se toma con un aplicador de madera una porción de heces, parahacer el frotis como se indica a continuación:

2.-Tarar el portaobjetos, en la balanza.3.-Colocar en el portaobjetos 50 mg de heces (± del tamaño de un grano de arroz).4.-Tomar un rectángulo de papel celofán previamente humedecido en la solución deverde de malaquita, y escurrir el exceso de la solución.5.-Colocar el papel celofán sobre la muestra cuidando que no se presenten dobleces oarrugas.6.- Inmediatamente invertir la preparación sobre un papel filtro o absorbente y en unasuperficie plana.7.-Hacer presión uniforme con los dedos, haciendo que la muestra se extienda hastaabarcar él área del rectángulo de celofán de 22 X 40 mm, evitando que no salga de losbordes del papel celofán.

8.-Invertir nuevamente la preparación y dejar reposar 60 minutos a temperaturaambiente o 30 minutos a 37ºC en estufa, ó con una lámpara de 50 Watts a unadistancia de 20 cm durante 15 minutos.

9.-Examinar al microscopio en objetivo seco débil y seco fuerte. Debe revisarse toda elárea del cubreobjetos de celofán, contando los huevos por especie de helminto, paraluego hacer los cálculos correspondientes y reportar sus resultados.


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V.- CÁLCULOSDebido a que el método consiste en pesar las heces, el factor y los cálculos sonaritméticos y sencillos, y se hacen de la siguiente manera.

Nº de huevos contados X 20 = Nº de de huevos por gramo de heces

20 es un factor constante que resulta del siguiente razonamiento:Si en 50 mg de muestra se encuentra 1 huevo, como 1 gramo tiene 1000 mg, al haceruna regla de tres:Si en 50 mg ------ hay 1 huevoEn 1000 mg ------ cuántos huevos habrá1000 dividido entre 50 = 20

El resultado luego de multiplicar por el factor correspondiente, se expresa en:Número de huevos por gramo de heces (h.g.h) por especie de helminto.Ejemplos:

A) Se contaron 50 huevos de Ascaris lumbricoides en la preparaciónCálculo: 150 X 20 = 3 000Resultado: 3 000 h.g.h. de Ascaris lumbricoides

B) Se contaron 25 huevos de Trichuris trichiura en la misma preparación Cálculo: 25 X 20 = 500Resultado: 500 h.g.h. de Trichuris trichiura

Para determinar si la helmintiasis es masiva se consulta la misma tabla anota en elmétodo CPS de Stoll.

VI.- VENTAJAS Y DESVENTAJAS

Ventajas del método:

a) Permite el diagnóstico (conteo) de varios parásitos en una misma muestra.b) Puede ser aplicado con facilidad en el medio rural.c) Es de bajo costo.d) Facilita el conteo de huevos en infecciones moderadas por helmintos, debido alcontraste en la muestra por el verde de malaquita.e) Debido a que la muestra no sufre mucho procesamiento, es más eficaz en ladetección de los huevos de helmintos, en comparación con otros CPS cuantitativos,ya que el resultado es más cercano a la realidad, sobre todo si se hace el CPS

seriado.

Desventajas:

a) Está contraindicado en muestras verdaderamente diarreicas.b) No es recomendable para la detección de larvas de Strongyloides stercoralis, yase tornan invisibles debido a la clarificación que hace la glicerina


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VII.- PRECAUCIONES El material biológico con el que se trabaja, es potencialmente infectante, por lo

que se recomienda utilizar guantes, cubre boca y abundante detergente para ellavado de manos, material y área de trabajo (en éste caso usar desinfectantescomo el benzal).

Debe evitarse el exceder el tiempo de aclaramiento, ya que dificultaría laidentificación de los huevecillos de los helmintos, sobre todo los de uncinarias,que ya de por sí presentan una membrana transparente.

Si fuese necesario demorar la observación de la muestra, se puede detener elproceso de aclaramiento, invirtiendo la preparación, es decir colocándola haciaabajo hasta el momento en que se pueda analizar.

Debe evitar el contacto directo de la solución de verde de malaquita con la piel,recuerde que todos los colorantes son potencialmente carcinógenos.

FORMA DE REPORTAR.

Nombre del médico que solicitó el estudio. Nombre del paciente. Sexo y edad del paciente. Fecha y hora de emisión de la muestra Fecha de realización del análisis de la muestra Nombre del método realizado, indicando si fue único o seriado (número de muestras) Resultado de los cálculos Estadio del parásito hallado. Género y especie del parásito. Otros hallazgos anormales.


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Grupo Taxonómico____________________Fase infectante________________________Fase Diagnóstica_______________________Parasitosis____________________________Localización Anatómica_________________Signos y síntomas______________________

_____________________________________Producto biológico______________________Técnica Utilizada_______________________


BIBLIOGRAFIA

1) Atías Antonio. Parasitología médica. Edit. Mediterráneo. Segunda reimpresión.2) Becerril Flores – Romero Cabello. Parasitología médica, de las moléculas a laenfermedad. Edit. Mc Graw Hill. Primera edición3) Rodríguez Pérez Elba. Atlas de parasitología médica. Edit. Mc Graw Hill.4) Salazar Schettino - Haro Arteaga - Cabrera Bravo. Diagnóstico morfológico de lasparasitosis. Edit. Francisco Méndez Cervantes. 2ª edición.5) Shore García- Ash. Diagnóstico parasitológico, manual de laboratorio clínico.

Edit. Médica panamericana. Última edición6) Tay-Lara-Velasco-Gutiérrez. Parasitología médica. Edit. Francisco MéndezCervantes. Última edición7) Zaman Viqar. Atlas de Parasitología Médica. Edit. Médica panamericana. Últimaedición.8) W. Peters y H. M. Gilles. Atlas a color de medicina tropical y Parasitología.

Edit. Year Book Medical Publishers.


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DE FERREIRA MODIFICADO

OBJETIVOS

a)Aprender a realizar un método coproparasitoscópico cuantitativo de concentración porflotación.b)Realizar la búsqueda, identificación y el conteo de formas parásitas en las heces.c)Conocer la utilidad de este método en el diagnóstico del grado de parasitosis porhelmintos, así como para la concentración de quistes de protozoarios.d)Conocer las ventajas y desventajas de este método.

I.- INTRODUCCIÓNEste método fue ideado por Ferreira y Abreu, basados probablemente en el método deFaust, se le conoce también con el nombre de técnica cuantitativa de Ferreira y Abreu.Fue introducido por primera vez a México en 1942, por el Dr. Maximiliano Ruíz

Castañeda del Brasil, se empleó en el departamento de parasitología del HospitalInfantil de México y posteriormente fue descrito por Biagi y Portilla en 1959.Es un método que da buenos resultados debido al dispositivo que emplea, la campanade Ferreira, sin embargo la técnica original presenta varios inconvenientes en cuanto altamaño del tubo y de la campana que son grandes y no se pueden emplear encualquier centrífuga, además, conseguir éste material en el comercio es difícil, y lacantidad de soluciones que se emplean son grandes, incrementando el costo porprueba.

Es por ello que en 1988 surge la idea de realizar una modificación cuantitativa quepermitiera tener la misma calidad y eficiencia de la técnica original, y que además sepudiera adaptar a las necesidades de cualquier laboratorio.

Dicha modificación consiste en una reducción del tamaño del tubo y de la campana, asícomo en la reducción a una cuarta parte de las cantidades de soluciones a emplear.

En la actualidad las campanas de Ferreira se pueden conseguir con menos dificultad enel comercio, ya que se fabrican de plástico y con molde.

II.- FUNDAMENTO Este método se basa en una diferencia de densidades entre la solución que se empleay la de las formas parasitarias, es decir, se basa en la utilización de una sol’n de sulfatode zinc con densidad de 1.192º Baumé que por ser mayor a la densidad de lasestructuras parasitarias (1.05-1.15), ocasiona que éstas floten.

Además, la sol’n de sulfato de zinc no produce deformación de las formas parasitarias yel proceso de flotación se agiliza con la centrifugación.

Aunado a lo anterior, el uso de la campana de Ferreira permite obtener una buenaconcentración de las formas parasitarias.Como método cuantitativo se basa en una dilución de 1:10 de las heces en formol al10%.


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III.- MATERIAL , REACTIVOS Y EQUIPO

Muestra fecal recolectada adecuadamente

Aplicadores de madera

Portaobjetos de 25 X 76 mm.

Cubreobjetos de 22 X 40 mm.

Frasco de vidrio de 100 ml, de boca ancha

Abatelenguas o varillas de vidrio

Tubo de ensaye de vidrio de 13 X 100 mm

Campana de Ferreira para el tubo anterior

Embudo de 7.5 cm de diámetro

Coladerita de 3.5 a 5 cm de diámetro

Probeta graduada o pipeta graduada de 10 ml Gradilla

Sol’n de sulfato de zinc con densidad de 1.192º Baumé (al 45% en agua)

Sol’n de yodo o lugol parasitológico.

Sol’n de formol al 10%

Agua destilada

Pinzas

Microscopio compuesto óptico.

Centrífuga

Balanza granataria

IV.- PROCEDIMIENTO

1. Tarar el frasco junto con el abatelengua, en la balanza.

2. Pesar un gramo de muestra fecal en el frasco junto con el abatelengua.

3. Agregar 9 ml de formol al 10%, poco a poco y lavando el abatelengua.

4. Homogenizar muy bien

5. Filtrar toda la suspensión a través de la coladerita colocada en el embudo y éstas

a su vez colocadas en el tubo de ensayo, teniendo cuidado de no derramar la

suspensión.

6. Centrifugar el tubo a 2,000-2,500 rpm durante 1 minuto.

7. Decantar el sobrenadante en un frasco recolector ex profeso.

8. Re suspender el sedimento con 2-3 ml de agua destilada, ayudándose con un

aplicador de madera y se completa el volumen con más agua, dejando un cm del

tubo sin llenar, se mezcla nuevamente con el aplicador de madera.


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9. Centrifugar nuevamente el tubo a 2,000-2,500 rpm durante 1 minuto.

10. Repetir los pasos 7-9, hasta que el sobrenadante se observe limpio, no más de

dos veces.

11. Decantar el sobrenadante en un frasco recolector ex profeso.

12. Re suspender el sedimento con 2 ml de sol’n de sulfato de zinc, ayudándose conun aplicador de madera.

13. Introducir con cuidado en el tubo, la campana de Ferreira, cuidando que entre a

ella la suspensión.

14. Completar el volumen con más sol’n de sulfato de zinc, con ayuda de una pizeta

o de una pipeta, pero debe hacerse lentamente, cuidando que los niveles del

sulfato dentro y fuera de la campana vayan subiendo paralelamente, dejando un

cm del tubo sin llenar.

15. Centrifugar nuevamente el tubo con la campana a 2,000 rpm durante 2 minutos.

16. Sacar el tubo de la centrífuga con pinzas, cuidando de no presionar la manguera

de caucho, y colocarlo en la gradilla.

17. Observar el anillo que se formó en la parte angosta de la campana, que es en

donde se concentran las formas parasitarias (si las hay), y ése anillo es el que

hay que cuidar que no se pierda en los siguientes pasos.

18. Preparar el portaobjetos, el cubreobjetos y el frasco con el lugol.

19. Comprimir con fuerza y seguridad la manguera de la campana, usando los dedos

índice y pulgar, y no soltarla hasta que se le indique posteriormente.

20. Sacar la campana del tubo, con cuidado y girando el tubo, cuidando que no sebarra el anillo con las formas parasitarias.

21. Invertir la campana de manera vertical, poniendo en contacto la boca de la

manguera con la superficie del portaobjetos, se deja de presionar la manguera,

dejando salir la suspensión.

22. En la campana aún invertida, agregar de 1-2 gotas de lugol, cuidando que éstas

caigan en el centro, hacia la parte angosta de la campana, de tal manera que se

arrastre el anillo con las formas parasitarias.

23. Se presiona la manguera varias veces, colocando la boca de la manguera en la

superficie del portaobjetos, hasta que sale todo el contenido.

24. Mezclar con la punta del cubreobjetos y cubrir la preparación con el mismo,

cuidando que no se formen burbujas.

25. Observar la preparación primero con el objetivo 10X y luego con más cuidado

con el objetivo 40-45X.

26. La observación debe hacerse de manera sistemática abarcando toda la


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superficie del cubreobjetos, incluso los bordes del mismo, contando los huevos o

larvas de helmintos, por especie.

27. Los quistes de protozoarios no se cuentan, sólo se reportan.

28. Reportar lo observado y hacer los cálculos correspondientes por especie de

helminto.

V.- VENTAJAS Y DESVENTAJASVentajas

a) Reúne las características de un CPS de concentración por flotación y de un CPS

cuantitativo.

b) Hace una buena concentración de las estructuras parasitarias sobre todo de

quistes de protozoarios (mejor que la técnica de Faust), en la parte angosta de

la campana debido al proceso de flotación-centrifugación.

c) Permite hacer un recuento de huevos y larvas de helmintos, para ladeterminación de la intensidad de la parasitosis.

d) Si se desea, puede utilizarse como CPS cualitativo sin necesidad de pesar la

muestra fecal, para aprovechar su bondad de hacer una buena concentración de

quistes de protozoarios.

Desventajas

a) La técnica es más laboriosa que la de Faust.

b) Se invierte más tiempo para su realización que en la técnica de Faust.

c) Es relativamente más caro que el método de Faust, por requerir de másreactivos, así como de la campana y del tubo que es más caro que los que

generalmente se usan en laboratorio y aún no tan fácil de conseguir en el

mercado la campana.

d) Por el tamaño de los tubos y su diámetro, se requieren de centrífugas con

camisas adecuadas para ellos.

e) El factor 5 por el que se multiplica para obtener la cuenta final de huevos o larvas

por gramo de heces, no ha sido aclarado como se obtuvo, en la descripción de

la técnica original, y en la modificación el factor 21 se obtuvo buscando una

equivalencia con el factor 5.

f) Los huevos de helmintos como Taenia sp, Ascaris lumbricoides no fertilizados y

de trematodos como Fasciola hepatica y Paragonimus mexicanus, así como los

quistes de Balantidium coli, por ser pesados tienden a sedimentar, por lo que

éste método no los recupera.

g) No es posible recuperar trofozoítos de protozoarios, ya que se destruyen por la


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concentración del sulfato y por el proceso de centrifugación.

VI.- PRECAUCIONES

La sol’n de sulfato de zinc debe prepararse cada tercer día o bien checar

periódicamente la densidad, según el volumen de trabajo diario.

Deben lavarse perfectamente bien las campanas, para eliminar residuos, sobre

todo de la parte angosta de la campana, por lo que se recomienda ponerlas en

mezcla crómica, por lo menos una vez al mes.

Hay que checar la manguera de las campanas, que no tengan rupturas para que

cumplan con su función, y cambiarlas periódicamente.

Se recomienda utilizar guantes sobre todo cuando se saca la campana de la

centrífuga y se invierte ésta, debido a que contiene materia fecal, que es

potencialmente infectante, también debe usarse cubre boca y abundante

detergente para el lavado de manos, material y área de trabajo (en éste casousar desinfectantes como el benzal).

VII.- CÁLCULOSEl total de huevos o larvas por especie de helminto se multiplica por el factor 21, y elresultado se expresa en número de huevos o larvas de helmintos por gramo de heces(h.g.h.).Ejemplos:Se contaron en toda la preparación 100 huevos de Ascaris lumbricoides, se hacen loscálculos siguientes:100 huevos X 21 = 2 100 h.g.h. de Ascaris lumbricoides.

Se contaron en toda la preparación 55 huevos de Trichuris trichiura, se hacen loscálculos siguientes:55 huevos X 21 = 1 155 h.g.h. de Trichuris trichiura

Estos resultados se comparan con las cifras establecidas para cada especie dehelminto, para determinar si la parasitosis es o no masiva.

Helminto Número de huevecillos pordía que elimina la hembra

Número de huevecillos por gramo deheces indicativo de parasitosis

masiva Ascaris

lumbricoides 200-250 mil 50,000

Trichuris trichiura 5-7 mil 5,000


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VIII.- FORMA DE REPORTAR.

Nombre del médico que solicitó el estudio.

Nombre del paciente.

Sexo y edad del paciente.

Fecha y hora de emisión de la muestra Fecha de realización del análisis de la muestra

Nombre del método realizado, indicando si fue único o seriado (número de muestras)

Resultado de los cálculos

Estadio del parásito hallado.

Género y especie del parásito.

Cantidad de los parásitos según el resultado de hacer los cálculos

Otros hallazgos anormales.


NOMBRE DEL PARASITO_____________Grupo Taxonómico____________________Fase infectante________________________Fase Diagnóstica_______________________Parasitosis____________________________Localización Anatómica_________________Signos y síntomas______________________

_____________________________________

Producto biológico______________________Técnica Utilizada_______________________


BIBLIOGRAFÍA.

BROWN, Franklin A. Basic clinical Parasitology. 6 ed. United States of America., Ed.Prentice Hall, 2004.

DE HARO ARTEAGA Irene. Diagnóstico morfológico de las parasitosis. 2 ed., México D.F., Ed. Méndez editores, 1999.


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PRÁCTICA Nº 5MÉTODO ESPECIAL DE GRAHAM.

OBJETIVOS

a) Aprender a realizar un método especial para el diagnóstico de enterobiasis, por la

técnica de Graham.b) Observar e identificar huevecillos de Enterobius vermicularis

d) Conocer las ventajas y desventajas de dicho método, así como su importanciaclínica.

I.- INTRODUCCIÓN

Es uno de los métodos clásicos que ha soportado el paso de los años y que siguesiendo el método de elección para el diagnóstico de enterobiosis.

Según Beaver (1949) probablemente fue Vix en 1860 quien recomendó el uso de unatorunda o raspador para obtener material para el examen microscópico en busca dehuevos de Enterobius vermicularis. Según diversos autores fue Heller en 1876 quienideó el raspado anal, aunque no se señala con que. Pero en 1941, Graham introduce latécnica de la cinta celulosa scotch o cinta de celofán adhesiva, la cual lleva su nombre.Mazzotti en 1946, recomienda ésta técnica para la búsqueda de huevos de Taenia spp.En la práctica ocasionalmente también se pueden encontrar huevos de Ascarislumbricoides, Trichuris trichiura y de Hymenolepis nana.

Actualmente existen otros aditamentos para la toma de muestra, llamadoscomercialmente Pinworm collector o Pinworm paddle, que usan una paleta o remo deacrílico con una cara adhesiva, y que después de tomar la muestra se puede observar

al microscopio.II.- FUNDAMENTO

Este método se basa en la costumbre de la hembra de Enterobius vermicularis, dedepositar los huevecillos en los pliegues perianales, para ello migra durante la nochedesde el ciego, apéndice o colon ascendente, hasta las márgenes del ano delhospedero.

Es por ello que la probabilidad de encontrar huevecillos de Enterobius vermicularis enlas heces es muy baja

IIIIII..-- RREEQQUUEERRIIMMIIEENNTTOOSS

A Abbaatteelleenngguuaass PPoor r ttaaoobb j jeettooss ddee 25 X 76 mm. CCiinnttaa ddee cceelluulloossaa aaddhheessiivvaa,, ttr r aannssppaar r eennttee yy ddee 1122 mmmm ddee aanncchhoo LLuuggooll ppaar r aassiittoollóóggiiccoo GGuuaanntteess ddeesseecchhaabblleess MMiiccr r oossccooppiioo ccoommppuueessttoo


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VI.- PRECAUCIONESa) Debe insistirse al paciente, en la importancia de seguir las instrucciones previas

a la toma de muestra.b) Debe usarse guantes para la toma de muestra, y el manejo de la preparación ya

que los huevecillos de Enterobius vermicularis, depositados en la región perianal

del hospedero son infectantes.c) Al observar al microscopio la muestra, debe usarse poca luz, recordando que loshuevecillos de Enterobius vermicularis tienen una membrana transparente.

VII.- FORMA DE REPORTAR.




Fecha y hora de toma de la muestra

Fecha de realización del análisis de la muestra Nombre del método realizado, indicando si fue único o seriado (número de muestras)





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PRÁCTICA Nº 6MÉTODO ESPECIAL DE HARADA –MORI.

OBJETIVOS

a) Aprender a realizar un método especial para el desarrollo y recuperación de larvasde uncinarias y de estrongiloides, por la técnica de Harada-Mori

b) Identificar larvas filariformes de uncinarias y/o de Strongyloides stercoralis

c) Conocer las ventajas y desventajas de dicho método así como su importancia clínica.

I.- INTRODUCCIÓN

Este método fue ideado por Harada y Mori en 1951 y modificado por Hsieh en 1962. Apesar de que se dice que es un cultivo, no lo es en toda la extensión de la palabra, yaque sólo permite el desarrollo de huevos a larvas filariformes en el caso de lasuncinarias (Necator americanus y Ancylostoma duodenale), y de larvas rabditoides afilariformes en el caso de Strongyloides stercoralis.

Las larvas filariformes presentan características que permiten diferenciar las especiesde uncinarias y a éstas de Strongyloides stercoralis.

II.- FUNDAMENTO

Este método se basa en proporcionar las condiciones de húmedad, temperatura ymateria orgánica, necesarias para el desarrollo a larvas filariformes de Necatoramericanus , Ancylostoma duodenale y Strongyloides stercoralis.

También se basa en un hidrotropismo de las larvas de los nematodos mencionadosanteriormente, por lo que éstas caen al agua en el fondo del tubo de ensaye,

permitiendo su posterior concentrado y recuperación, para la identificaciónmicroscópica.

III.- REQUERIMIENTOSMaterial , reactivos y equipo

Aplicadores de madera


Cubreobjetos de 22 X 22 mm.

Abatelenguas

Tubo de ensaye de vidrio de 25 X 175 mm Probeta graduada o pipeta graduada de 10 ml

Pipetas Pasteur con perilla

Cuadros de papel celofán de grosor medio, de 6 X 6 cm de lado

Tiras de papel filtro de 2 cm de ancho X 17.5 cm de largo

Ligas


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Gradilla

Pinzas

Microscopio compuesto óptico

Microscopio estereoscópico

Baño María Termómetro

Sol’n de yodo o lugol parasitológico.

Agua destilada

IV.- PROCEDIMIENTORecolección de la muestraEs particularmente importante para éste método, que la muestra fecal sea recolectadaadecuadamente, libre de contaminantes, sobre todo de tierra o suelo, así mismo elrecipiente debe estar limpio y seco. Debe conservarse la muestra entre 15º-30ºC, desdeel momento de la evacuación hasta la hora en que se va ha iniciar el cultivo. Laexposición de la muestra al sol, el calor intenso o temperaturas muy bajas, acaban conla viabilidad de los huevos.Es importante entonces no dejar transcurrir más de 24 horas posteriores a la emisión delas heces fecales.Si la consistencia de las heces tiende a ser dura, se recomienda ablandarlas con unpoco de agua destilada, para facilitar su extensión en el papel filtro.

Preparación del cultivo11..--EEnn uunnaa ggr r aaddiillllaa ccoollooccaar r 44 oo 55 ttuubbooss ddee eennssaayyee,, ppoor r mmuueessttr r aa.. 22..-- A Aggr r eeggaar r aa ccaaddaa ttuubboo 55 mmll ddee aagguuaa ddeessttiillaaddaa.. 33..--EEnn uunnaa ttiir r aa ddee ppaappeell ddee f f iillttr r oo uunnttaar r eenn llaa r r eeggiióónn cceennttr r aall ddee 00..55 aa 11..00 gg ddee hheecceess,, ddee j jaannddoo lliibbr r eess llooss eexxttr r eemmooss eenn aappr r ooxxiimmaaddaammeennttee 55 ccmm.. 44..--IInnsseer r ttaar r eenn ccaaddaa ttuubboo ccoonn mmuucchhoo ccuuiiddaaddoo,, llaa ttiir r aa ddee ppaappeell f f iillttr r oo ccoonn llaass hheecceess,, cchheeccaannddoo qquuee eell llaar r ggoo ddee llaa ttiir r aa ddeell ppaappeell f f iillttr r oo nnoo r r eebbaassee eell llaar r ggoo ddeell ttuubboo,, yy qquuee llaa mmuueessttr r aa f f eeccaall nnoo qquueeddee eenn ccoonnttaaccttoo ddiir r eeccttoo ccoonn eell aagguuaa.. 55..--TTaappaar r llooss ttuubbooss ccoonn eell ppaappeell cceelloof f áánn yy aasseegguur r aar r lloo ccoonn llaa lliiggaa.. 66..-- DDee j jaar r iinnccuubbaar r llooss ttuubbooss aa tteemmppeer r aattuur r aa aammbbiieennttee ((2244ºº-- 3300ººCC))..,, ddee 33--1100 ddííaass

RReevviissiióónn ddee llooss ccuullttiivvooss 11.... SSii ssee ssoossppeecchhaa ddee eessttr r oonnggiillooiiddoossiiss,, llaa r r eevviissiióónn ssee hhaaccee aa ppaar r ttiir r ddeell 22ºº oo 33eer r ddííaa,, eenn eell ccaassoo ddee ssoossppeecchhaa ddee uunncciinnaar r iiaassiiss,, llaa r r eevviissiióónn ssee hhaaccee aa ppaar r ttiir r ddeell 55ºº ddííaa..

22.... LLaa r r eevviissiióónn ssee hhaaccee ccoollooccaannddoo eell ttuubboo eenn eell microscopio estereoscópico (o se puedeusar una lupa) y se observa el fondo del tubo para confirmar la presencia de las larvas(miden de 0.5 a 0.7 mm de largo).3..Si hay larvas, se calientan los tubos en baño maría a 50ºC, durante 10 seg, parainactivar a las larvas, ya que en estadio filiforme son infectantes.4..Se introduce en el tubo una pipeta Pasteur por detrás de la parte del papel filtro quecontiene la muestra fecal, y con cuidado se extrae agua del fondo del tubo.5..Se coloca una gota de dicha agua en un portaobjetos, y luego una gota de lugol, se


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mezcla con la punta del cubreobjetos, y se coloca éste con cuidado evitando laformación de burbujas.6. Se puede centrifugar el agua para hacer un concentrado de las larvas.7. Se observa al microscopio a seco débil y seco fuerte.8. Si se cuenta con ocular micrométrico, hay que medir las larvas.

9. Con apoyo de algún esquema o atlas, identifique cada una de las características delas larvas, para saber de que especie de uncinaria se trata o si es estrongyloides.

V.- VENTAJAS Y DESVENTAJASVentajasa) Permite el desarrollo a larvas filariformes de uncinarias y de estrongyloides.b) Permite hacer la diferenciación de larvas filariformes entre las uncinarias y

Strongyloides stercoralis.c) Permite hacer la diferenciación de larvas filariformes entre Ancylostoma duodenale

y Necator americanusd) Desde el punto de vista epidemiológico, permite establecer que especie de

uncinaria es la que predomina en determinada zona geográfica, y si estánpresentes tanto Strongyloides stercoralis como las uncinarias, en la misma zonageográfica.

e) Es un método sencillo y económico.

DesventajasPrácticamente no presenta ninguna.

VI.- PRECAUCIONESaa)) Debe usarse guantes desechables, teniendo en cuenta el carácter altamenteinfectante de las larvas filariformes ya que éstas pueden penetrar por la piel.b) Por ello debe manipularse con mucho cuidado la muestra fecal, así como el papelfiltro untado con las heces, y sobre todo el agua en donde se depositaron las larvasdurante el periodo de incubación de los tubos.c) Precisamente por lo anterior, no debe omitirse el calentamiento de los tubos en bañoMaría, ni usar temperatura menor a 50ºC.d) No debe exceder la temperatura del baño María de los 50ºC, ni el tiempo decalentamiento, ya que las larvas se deforman y así no es posible identificarlas .


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VII.- FORMA DE REPORTAR




Fecha y hora de toma de la muestra Fecha de realización del análisis de la muestra

Nombre del método realizado, indicando si fue único o seriado (número de muestras)





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BIBLIOGRAFÍA

1-Atías Antonio. Parasitología médica. Edit. Mediterráneo. Segunda reimpresión.

2-Tamayo H. Manuel . Nematodos. Disponible enwww.monografias.com/trabajos5/.../nemato2.shtml -






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PRÁCTICA Nº 7OBSERVACIÓN DE ALGUNOS NEMÁTODOS TISULARES

OBJETIVOS

a)Observar y conocer la morfología de algunos nematodos tisulares: Trichinella spiralisy Onchocerca volvulus.

b)Conocer los métodos que generalmente se emplean para el diagnóstico de dichosnematodos.

c)Observar y conocer estadios de algunos nematodos de localización ectópica: Ascarislumbricoides, Trichuris trichiura y Enterobius vermicularis

I.- INTRODUCCIÓN: Los nematodos parásitos de sangre y tejidos pueden ser las Filarias. losadultos son largos y delgados, miden varios centímetros de longitud y su hábitat es en casitodos los tejidos. Algunas especies migran a través de los tejidos, mientras que otrospermanecen estacionarios ya sea en su hábitat habitual o en tejidos en los cuales no se les

encuentra habitualmente y son encapsulados por una reacción hística fibrosa nodular. Ambosgusanos, macho y hembra se encuentran juntos en estos tejidos. La progenie son microfilarias,embriones esbeltos móviles que se encuentra en la sangre circulante o se desplazan por lostejidos subcutáneos, según la especie. Las microfilarias no son infectivas para los vertebrados,sino que deben ingerirse por un artrópodo succionador, generalmente una mosca ó mosquito,en los cuales maduran hasta alcanzar la fase infectiva. Estas larvas infectantes son transmitidasa nuevos hospederos cuando el artrópodo vuelve a alimentarse. Después de penetrar la piel,las larvas se dirigen a su localización habitual y se convertirán en adultos. La maduraciónprecisa es de algunos meses hasta un año.La hembra de doble tamaño que el macho, es vivípara y pone microfilarias, cuya morfología ylocalización en el hospedero son útiles para identificar la especie del parásito, la presencia o node columnas de células, cuyos núcleos se tiñen intensamente, en la punta de la cola de

aquellos, permiten dichas diferenciaciones. Las microfilarias aparecen en la sangre y tejidos,unos meses después de la infección.

DIAGNÓSTICO: la localización geográfica, el tipo de enfermedad y el momento de obtener elparasito puede contribuir al diagnóstico, el diagnóstico real se basa en la identificación de lasmicrofilarias en sangre o material obtenidos de la piel. Empleando películas de sangre gruesasteñidas con tinción de Giemsa ó Hematoxilina

II.- REQUERIMIENTOS.1-Microscopio óptico compuesto3-Colección de laminillas con ejemplares de nematodos tisulares habituales y ectópicosDesarrollo de la práctica.

1. Observe en el microscopio compuesto, a 10X y 40X, las laminillas positivas conTrichinella spiralis.

2. Identifique las estructuras presentes en ellas3. Observe también la forma, el color y el tamaño con respecto al área del campo

en seco débil y/o en seco fuerte.4. Observe en el microscopio compuesto, a 10X y 40X, las laminillas positivas con

Onchocerca volvulus .5. Compare las características entre las especies de los nematodos observados.


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6. Las laminillas que contengan huevecillos, larvas o cortes de nematodos delocalización ectópica, obsérvelas en el microscopio compuesto a seco débil yfuerte, observe la forma, color, estructuras internas y tamaño con respecto alárea del campo del objetivo empleado.

7. Reporte las observaciones de acuerdo al formato que le indique su maestro(a)


NOMBRE DEL PARASITO_____________Grupo Taxonómico____________________Fase infectante________________________Fase Diagnóstica_______________________Parasitosis____________________________Localización Anatómica_________________

Signos y síntomas______________________ _____________________________________Producto biológico______________________Técnica Utilizada_______________________


BIBLIOGRAFÍA1-Atías Antonio. Parasitología médica. Edit. Mediterráneo. Segunda reimpresión.

2-Tamayo H. Manuel . Nematodos. Disponible enwww.monografias.com/trabajos5/.../nemato2.shtml -






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PRÁCTICA Nº 8OBSERVACIÓN DE ALGUNOS ADULTOS, PROGLÓTIDOS Y ESTADIOS

LARVARIOS DE CESTODOS.

OBJETIVOS:a)Observar y conocer la morfología de algunos cestodos: Taenia solium y Taeniasaginata.

b)Observar y conocer la morfología de algunos estadios de los cestodos Taenia solium Taenia saginata y Echinococcus granulosus: adultos, huevecillos, quiste hidatídico(arenilla), cisticercos (Cysticercus cellulosae), proglótidos en sus diferentes grados dedesarrollo (inmaduros, maduros y grávidos).

c)Conocer los métodos que generalmente se emplean para el diagnóstico de losdiferentes estadios de los cestodos mencionados anteriormente.

d)Comparar la morfología de los adultos, escólices y proglótidos de Taenia solium yTaenia saginata.

I.-INTRODUCCIÓN

Los cestodos son gusanos alargados en forma de cinta, aplanados en sentido dorsoventral,carecen de vías digestivas y vasculares, están divididos en segmentos o proglótides, que almadurar contienen órganos reproductores de ambos sexos. La extremidad anterior estádiferenciada como órgano de presión, el escólex, armado con ventosas y a menudo conganchos. La oncosfera, forma embrionaria tiene 6 ganchos. Las especies patógenasimportantes son: Diphyllobothrium latum, Hymenolepis nana, Taenia saginata, T, solium,Echinococcus granulosus, caninum Los adultos habitan las vías intestinales de los vertebrados

y las larvas los tejidos de vertebrados e invertebradosEl gusano plano adulto consta de: 1) un escólex equipado para la fijación; 2) un cuello cuyaporción posterior es la zona de crecimiento y 3) el estróbilo una cadena de segmentos endesarrollo progresivo o proglótides.El escólex globular o periforme tiene tres tipos de órganos, con los cuales el gusano se fija a lapared intestinal del huesped; 1) hendiduras de succión, alargadas; 2) discos de succión conaspecto de copas ( T. saginata) y 3)rostelo armado con ganchos quinosos ( T. solium).Cada proglótide es un individuo, se originan en la parte posterior del cuello y va madurando. Lamayoría de los cestodos son hermafroditas, cada proglotide madura contiene por lo menos unequipo completo de órganos sexuales masculino y femenino.Estos gusanos se encuentran en la luz del intestino delgado del huesped, con el escólex unidoa la mucosa, el sitio más frecuente es el íleón pero pueden estar en yeyuno y colon, se han

encontrado en la vesícula biliar.poseen forma de metabolismo anaerobio. Con excepción de Hymenolepis nana en la que solobasta un solo huésped para larvas y adultos, los cestodos comunes del hombre requieren uno omás huéspedes intermediarios, en los que se desarrollan larvas después de la ingestión dehuevos. El huésped definitivo desarrolla la forma adulta después de ingerir carne que contengalarvas enquistadas.Debido a su gran tamaño producen una irritación intestinal mínima y pocos o ningún efectosistémico definitivo, los síntomas gastrointestinales vagos y nerviosos se atribuyen a losproductos tóxicos del gusano y privación de alimentos del huésped.


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II.- REQUERIMIENTOS.1-Microscopio óptico compuesto3-Colección de laminillas con ejemplares de cestodos4-Ejemplares adultos de cestodos

Desarrollo de la práctica.1. Observe en el microscopio compuesto, a 10X y 40X, las laminillas conproglótidos de Taenia solium y Taenia saginata.

2. Observe con ayuda de una lupa o bien en el microscopio estereoscópico, losadultos de las taenias, recorra de extremo a extremo al gusano, identifique laparte anterior y la posterior,

3. Observe también la forma, el color y el tamaño (calcúlelo macroscópicamente).4. Compare las características entre las especies de los cestodos observados.5. Las laminillas que contengan huevecillos de cestodos, obsérvelas en el

microscopio compuesto a seco débil y fuerte, observe la forma, color, estructurasinternas y tamaño con respecto al área del campo del objetivo empleado.

6. Observe en el microscopio compuesto, a 10X y 40X, las laminillas conCysticercus cellulosae, en sus diferentes formas; invaginados, evaginados,completos, en corte histológico de cerebro, etc.

7. Observe también la forma, el color, estructuras internas y el tamaño con respectoal área del campo del objetivo empleado.

8. Observe la laminilla positiva con la arenilla hidatídica (escólices formados dentrodel quiste hidatídico)

9. Observe también la forma, el color, estructuras internas y el tamaño con respectoal área del campo del objetivo empleado.

10. Compare las características entre los estadios larvarios de las dos especies delos cestodos observados.

11. Reporte las observaciones de acuerdo al formato que le indique su maestro(a)


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BIBLIOGRAFÍA

1-Atías Antonio. Parasitología médica. Edit. Mediterráneo. Segunda reimpresión.


4-Uribarren Berrueta Teresa. Generalidades de cestodos. Departamento deMicrobiología y Parasitología, Facultad de Medicina, UNAM.




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PRÁCTICA Nº 9MÉTODO ESPECIAL DEL TAMIZADO

OBJETIVOS

a) Aprender a realizar un método especial para la recuperación de proglótidos grávidos

y escólices de Taenia solium y Taenia saginata. b) Conocer las ventajas y desventajas de dicho método así como su importancia clínica.clínica.

I.-INTRODUCCIÓNEste método se ha utilizado desde hace muchos años, para separar partículas dediferentes tamaños que forman parte de mezclas de diversos componentes. Esteproceso usado en muchas áreas de la sociedad, es un método mecánico de separaciónque se introdujo en el laboratorio de parasitología para la búsqueda y separación de

parásitos macroscópicos, a partir de la materia fecal, para su posterior identificación conel apoyo de otros métodos.Se desconoce quién lo introdujo.

II.- FUNDAMENTOEste método se basa simplemente en los fenómenos de filtración y de separaciónmecánica de segmentos, larvas o adultos de parásitos macroscópicos, a partir de lamateria fecal, por medio de mallas de diverso calibre o diámetros.Lo que permite la posterior identificación de los parásitos, con el apoyo de otrosmétodos de tinción o aclaramiento.

III.- MATERIAL , REACTIVOS Y EQUIPO

Tres tamices de malla de diferente número o colador de malla fina de plástico, de 20

cm de diámetro

Pinzas de disección sin dientes

Cristalizadores de 15 cm de diámetro

Cajas de Petri


Cubreobjetos de 22 X 40 mm o de 22 X 50 mm

Microscopio estereoscópico o lupa

Agua de la llave

Solución salina isotónica

Alcohol etílico al 70%


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IV.- PROCEDIMIENTO

La muestra fecal debe ser la evacuada en 24 hr y recolectada adecuadamente.

1.- Se colocan los tamices, uno sobre otro, en orden decreciente de grosor de la malla

(la más gruesa arriba y al final la más fina).

2.- Se coloca la materia fecal en el tamiz de arriba, y se llevan los tamices a la tarja dellaboratorio.

3.- Se abre la llave en forma tal que salga un chorro suave para que no salpique a quien

realiza la técnica.

4.-Con el abatelengua, se mueve la materia fecal para que vaya pasando con facilidad

por el tamiz superior y por los inferiores.

5.- Después se vacían los restos gruesos en un cristalizador, se agrega un poco de

agua y se buscan con mucho cuidado con ayuda de una lupa, parásitos completos o

fracciones de ellos.

6.- Enseguida se hace los mismo con los otros 2 tamices.

7.-Los parásitos hallados en los tamices, se toman con las pinzas de disección, y se

pasan a cajas de Petri que contengan solución salina isotónica.

8.- Si se encuentran fragmentos muy finos sospechosos de ser escólices, se

recomienda llevar la caja de Petri con solución salina isotónica, a la observación con el

microscopio estereoscópico.

9.- Los parásitos así recolectados pueden posteriormente, someterse a técnicas de

tinción o de aclaramiento, de acuerdo a lo que se requiera.

Identificación de tenias a partir de recuperación por tamizado de heces

a) Si se encuentran proglótidos de taenias, se lavan bien en la solución salina isotónica

b) Se colocan entre 2 portaobjetos y se hace su aplastamiento, presionando con losdedos

c) Las ramas uterinas se ven por transparencia bajo lupa o en microscopio

estereoscópico.

d) Se mejora el contraste con inyección de tinta china a través del orificio genital. (Esteprocedimiento funciona mejor en proglótidos frescos que en los fijados.)


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V.- VENTAJAS Y DESVENTAJASVentajasa) Es un método indicado para la colección e identificación de proglótidos y deescólices de Taenia spp.

b) Una vez recuperados los proglótidos y o los escólices, con el apoyo de las técnicasde tinción, se puede identificar la especie de taenia, en nuestro medio es muyimportante, diferenciar a Taenia solium de Taenia saginata.c) Se puede evaluar la eficacia del tratamiento de teniosis, por el hallazgo yrecuperación del escólex de la taenia involucrada.d) Se pueden recuperar adultos de otros parásitos, tales como; Ascaris lumbricoides,Trichuris trichiura y uncinarias.e) Es un método sencillo y relativamente rápido de realizar.f) Es relativamente económico

Desventajas

Prácticamente no presenta ninguna

VI.- PRECAUCIONES

1. Debe usarse guantes y cubreboca, recordando que en el caso de hallarproglótidos grávidos de Taenia solium, se corre el riesgo de infectarse con loshuevecillos y por lo tanto de adquirir cisticercosis.

2. Deben tomarse los proglótidos con las pinzas y con mucho cuidado para evitar laruptura de los mismos y que se liberen los huevecillos.

3. Por lo anterior debe lavarse todo el material con detergente y usando guantes.

VII.- FORMA DE REPORTAR.




Fecha y hora de emisión de la muestra


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Fecha de realización del análisis de la muestra

Nombre del método realizado

Estadio del parásito macroscópico hallado.


Cantidad de los parásitos hallados Otros hallazgos anormales.





BIBLIOGRAFÍA.

BROWN, Franklin A. Basic clinical Parasitology. 6 ed. United States of America., Ed.Prentice Hall, 2004.

DE HARO ARTEAGA Irene. Diagnóstico morfológico de las parasitosis. 2 ed., México D.F., Ed. Méndez editores, 1999.


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PRÁCTICA Nº 10O

manual de prácticas parasitología ii buap

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