mp parasitología

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Manual de prácticas de laboratorio

Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia Área de Docencia Salud Pública

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE MEXICO

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

MANUAL DE PRÁCTICAS DE

PARASITOLOGÍA

UNIDAD DE APRENDIZAJE PARASITOLOGÍA

M en C Jorge Estrada Botello

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PREFACIO La Parasitología Veterinaria es una de las asignaturas más importante en cualquier plan de estudios de Medicina Veterinaria, por lo que es imprescindible contar con un Manual de Prácticas de Laboratorio que contenga información básica para el estudiante, facilitándole el aprendizaje, la comprensión y la aplicación de las técnicas de diagnóstico, así como la identificación de los diversos estadios evolutivos de los parásitos que afectan los animales domésticos, esto con la finalidad de que sea capaz de reconocer y solucionar los problemas parasitarios, a los que se enfrentará en su actividad profesional, aplicando las exploraciones parasitológicas mas habituales con el fin de prevenir, controlar y dar el tratamiento de las enfermedades que afectan con mayor frecuencia a los animales domésticos. En 1980, se elaboró un “Manual de Prácticas de Parasitología Clínica Veterinaria”, con el objetivo de obtener el grado de Medico Veterinario Zootecnista, el MVZ. Valente Velázquez Ordoñez, utilizándose como material de consulta hasta la fecha, durante el año 2011 se inicio el desarrollo de un nuevo manual cuyo título es: “Manual de Técnicas Diagnósticas en Parasitología” con el objetivo de la obtención del título de Médico Veterinario Zootecnista, presentando su evaluación profesional el día viernes 11 de enero de 2013, el MVZ Abraham Romero Marmolejo. Conscientes de la necesidad de contar con un manual acorde al plan de estudios vigente y con la finalidad de complementar varios aspectos de los documentos mencionados se dio a la tarea de incluir una amplia gama de material fotográfico y la estructuración de cada práctica tomando en consideración la viabilidad del desarrollo de dichas prácticas. El manual consta de 12 prácticas; las dos primeras prácticas dedicadas a las generalidades de parasitología, donde se aborda la identificación del material y equipo del laboratorio a utilizar en parasitología y al uso adecuado de los microscopios y la medición de microorganismos; la práctica tres, cuatro y cinco esta relacionada a la toma, conservación y envió de nuestras al laboratorio, de la práctica seis a la once se lleva a cabo el desarrollo de diversas técnicas diagnósticas en el laboratorio y la práctica doce contempla la detección de parásitos externos en abejas., posterior al desarrollo de las prácticas se tiene un anexo que contiene fotografías inéditas de diversos estadios de los parásitos. El proceso de elaboración de material didáctico requiere de constante actualización, seguramente el presente material presenta algunas deficiencias, sin embargo, es deseo del autor complementarlo en todos sus aspectos, con el único objetivo de seguir mejorando el proceso de enseñanza-aprendizaje de la parasitología veterinaria.

FMVZ-UAEM, Toluca, Estado de México, Junio, 2013

M en C Jorge Estrada Botello Profesor de la FMVZ-UAEM

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Agradecimientos: Quiero manifestar un sincero reconocimiento por la participación activa y desinteresada del MVZ Abraham Romero Marmolejo cuyo objetivo principal fue el de obtener el título, y de que estuviera de acuerdo en que se elaborará el presente documento A los M. en C. Trinidad Beltrán León y M. en C. Benjamín Valladares Carranza por su empeño en la revisión del presente manual, aportando sus valiosos comentarios y sugerencias, siempre con la finalidad de mejorar la calidad del documento que repercutirá, en mejores profesionistas en un futuro cercano. Al personal que labora en el Departamento de Prácticas de la FMVZ-UAEM, por las oportunidades y facilidades brindadas para el desarrollo de algunas de las prácticas en ese espacio académico, especialmente a la Ing. María Lourdes García Bello.

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Contenido Pág. PREFACIO ........................................................................................................................................................ ii

Agradecimientos: ............................................................................................................................................. iii

PRÁCTICA 1. IDENTIFICACIÓN DE MATERIAL Y EQUIPO DE USO EN EL LABORATORIO

PARA ESTUDIOS DE PARASITOLOGÍA .................................................................................................... 1

PRÁCTICA 2. MANEJO DEL MICROSCOPIO COMPUESTO (ÓPTICO) Y ESTEREOSCÓPICO .. 6

CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO COMPUESTO Y MEDICIÓN DE PARÁSITOS Y

ESTRUCTURAS PARASITARIAS ................................................................................................................. 8

CONSEJOS PRÁCTICOS PARA EL USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO: ........................................ 10

PRÁCTICA 3, 4 Y 5. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS AL LABORATORIO DE

PARASITOLOGÍA. ......................................................................................................................................... 12

OBTENCIÓN DE ECTOPARÁSITOS ......................................................................................................... 20

PRÁCTICA 6. FROTIS DIRECTO EN HECES. ......................................................................................... 23

PRÁCTICA 7: TÉCNICA DE FLOTACIÓN PARA LA DETERMINACIÓN DE PARASITOSIS

OCASIONADAS POR PROTOZOARIOS Y NEMATODOS .................................................................... 25

PRÁCTICA 8: DIAGNÓSTICO DE LAS PARASITOSIS OCASIONADAS POR TREMATODOS Y

CESTODOS .................................................................................................................................................... 28

PRÁCTICA 9:TÉCNICA DE COPROCULTIVO (CULTIVO DE LARVAS DE NEMATODOS). .......... 30

PRÁCTICA 10. TÉCNICA DE MIGRACIÓN LARVARIA (BAERMANN) ............................................... 33

PRÁCTICA 11. TÉCNICA DE MC MASTER.............................................................................................. 36

PRÁCTICA 12. DETECCIÓN DE Varroa destructor (EXAMEN DE ABEJAS ADULTAS Y

DETRITUS). .................................................................................................................................................... 39

ANEXO: Fotos a color ................................................................................................................................... 42

LITERATURA REVISADA ............................................................................................................................. 46

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UNIDAD DE COMPETENCIA I

PRÁCTICA 1. IDENTIFICACIÓN DE MATERIAL Y EQUIPO DE USO EN EL LABORATORIO PARA ESTUDIOS DE PARASITOLOGÍA

OBJETIVO: El discente conocerá y utilizará de manera adecuada los materiales, reactivos y

equipo de acuerdo a la técnica de diagnóstico a desarrollar.

INTRODUCCIÓN: El laboratorio de parasitología, es una herramienta útil para la realización y confirmación de la posible presencia de parásitos, en muestras obtenidas adecuadamente, de acuerdo al diagnóstico presuntivo. El laboratorio de parasitología cuenta con material de cristalería y diverso, así como soluciones, colorantes y equipo esencial para llevar a cabo las técnicas diagnósticas más comunes en parasitología veterinaria. El reconocimiento de material y equipo de laboratorio permitirá llevar a cabo las técnicas parasitoscópicas de mayor utilidad, más eficientemente, dicho material y equipo es el siguiente: MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes.

Fig. 1. Material de cristalería

MATERIAL DE LABORATORIO (CRISTALERÍA). Descripción de materiales de acuerdo a

numeración (Fig. 1).

1. Caja Petri: En forma de plato plano con bordes elevados que consta de una base y una tapa. En el área de parasitología nos sirve de apoyo para el depósito de parásitos, cultivo de larvas y como depósito de heces para la identificación de huevecillos de elevado peso específico.

2. Cubreobjetos: Placa de vidrio delgada, de forma cuadrada o rectangular que sirve para colocarlo sobre frotis húmedos o fijos.

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3. Embudo: Instrumento empleado para trasvasar principalmente líquidos y otros materiales sólidos granulares a recipientes con bocas estrechas.

4. Matraz Erlen Meyer: Tiene forma acampanada con el fondo plano, graduado, sirve para preparar medios de cultivo, reactivos, colorantes, soluciones o para mantener en medio líquido una gran cantidad de microorganismos.

5. Pipeta: Tubo de vidrio o plástico de punta larga o corta, que es utilizada para separar muestras líquidas y además, permite depositar sustancias de volumen variable.

6. Portaobjetos: Placa de vidrio rectangular indispensable en la realización de frotis. 7. Probeta graduada: Son cilindros de diámetro variable. La base de la probeta es

amplia y plana y en el extremo superior generalmente tiene doblado el borde en forma de pico. Su capacidad es variable ya que las hay desde 10 mL hasta 2000 mL o más. Son utilizados para medir volúmenes variables.

8. Termómetro: El termómetro es un instrumento que se usa para medir la temperatura. Su presentación más común es de vidrio, el cual contiene un tubo interior con mercurio, que se expande o dilata debido a los cambios de temperatura. Para determinar la temperatura, el termómetro cuenta con una escala debidamente graduada, que la relaciona con el volumen que ocupa el mercurio en el tubo.

9. Tubos de ensayo: Tubo de cristal con base convexa, y en el otro extremo una abertura que puede ser lisa o con rosca, hay en diversos tamaños, sirven para contener sustancias líquidas, sólidas o semisólidas.

10. Varilla de vidrio: Instrumento que consiste en un fino cilindro macizo de vidrio (puede ser de punta roma), que sirve para agitar soluciones.

11. Vaso de precipitado: Tiene forma cilíndrica con base plana, y en su borde superior una ranura triangular, que sirve para verter líquidos, son graduados y los hay de diferentes capacidades.

12. Vidrio de reloj: Permite contener sustancias, se utiliza principalmente para cubrir recipientes, pesar y transferir sólidos.

SOLUCIONES:

Fig. 2. Soluciones de uso en Parasitología.

Descripción de soluciones de acuerdo a numeración (Fig. 2).

1. Agua destilada: Es aquella que como todo tipo de agua, su composición se basa en la unidad de moléculas H2O, solo que se le han eliminado los iones e impurezas mediante la destilación.

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2. Alcohol: El alcohol etílico, es un producto que se obtiene a partir de la melaza, uno de los subproductos de la caña de azúcar, actualmente tiene diferentes usos y aplicaciones.

3. Formol (al 5 y 10%): Es el aldehído fórmico, obtenido por oxidación catalítica del alcohol metílico. El formol es un líquido incoloro, con olor sofocante, miscible en agua, acetona, benceno, cloroformo, alcohol y éter etílico.

4. Solución glucosada: Solución isotónica (entre 275 y 300 miliosmoles/L) de glucosa. Para su elaboración se requiere de 1280 g. de azúcar, 1000 mL de agua caliente y 20 g de fenol

5. Solución saturada de sal (S.S.NaCl): Es aquella en la que se ha disuelto la máxima cantidad de soluto que pueda disolverse, a una temperatura determinada (25˚C). Está compuesta de la siguiente manera: NaCl = 331 g, H2O = 1000 mL.

6. Sulfato de zinc (ZnSO4). Compuesto químico, cristalino, incoloro y soluble en agua, aunque siempre va acompañado de un determinado número de moléculas de agua.

COLORANTES:

Fig. 3. Colorantes de uso en Parasitología

Descripción de colorantes de acuerdo a numeración (Fig. 3).

1. Azul de metileno: Colorante cargado positivamente. 2. Giemsa: Es un colorante compuesto ya que es una mezcla de colorante Giemsa,

azul de metileno fosfatado y buffer fosfatado gota gruesa “Giemsa”. 3. Lugol: Es una disolución de yodo molecular y yoduro potásico en agua destilada. 4. Violeta de genciana (Cloruro de metilrosanilina): Colorante de anilina, utilizada para

teñir núcleos. También tiene propiedades bactericidas, bacteriostáticas y actividad fungicida.

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Fig. 4. Materiales utilizados en Parasitología

Descripción de materiales de acuerdo a numeración (Fig. 4).

1. Coladera: Instrumento que sirve de filtro, evitando la introducción de partículas mayores al tamaño de los orificios de éste.

2. Cuchara: Utensilio que consiste, en una pequeña cabeza cóncava, en el extremo de un mango. Que sirve para la obtención de la muestra.

3. Frascos de diferentes tamaños: Recipiente de forma circular, que permite el transporte, almacenamiento y conservación de la muestra.

4. Gasas: Malla de algodón de uso múltiple. 5. Guantes: Prenda que cubre la mano, adaptándose a su forma y que tiene una funda

para cada uno de los dedos; se usa para proteger esta parte del cuerpo. 6. Jeringas: Consiste en un embolo insertado en un tubo que tiene una pequeña

abertura en uno de sus extremos por donde se expulsa el contenido de dicho tubo, las hay en diversos volúmenes.

7. Vasos de plástico: Recipiente destinado a contener líquidos.

EQUIPO DE LABORATORIO:

Fig. 5. Equipo de uso en Parasitología

Descripción del equipo de uso en laboratorio, de acuerdo a numeración (Fig. 5)

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1. Balanza granataria: Es un tipo de balanza, utilizada para determinar o pesar la masa de objetos. Suelen tener capacidades de 2 ó 2,5 kg y medir con una precisión de hasta 0,1 ó 0,01 g.

2. Centrífuga: Aparato que pone en rotación, una muestra para separar por fuerza centrifuga sus componentes o fases (generalmente una sólida y una líquida), en función de su densidad.

3. Equipo Mc Master (cámara y tubo): Consiste en una cámara de conteo, que posibilita el examen microscópico de un volumen conocido de suspensión de materia fecal (2 x 0.15 mL). También se integra un tubo que permite la correcta homogenización, y equilibrio de la muestra fecal, con la solución glucosada.

4. Microscopio Estereoscópico: Instrumento que hace posible la visión tridimensional de los objetos.

5. Microscopio Compuesto (Óptico): Se trata de un instrumento óptico, que contiene una o varias lentes u objetivos, que permiten obtener una imagen aumentada del objeto y que funciona por refracción

6. Pinza Möhr: Es un instrumento metálico, que se utiliza para obstruir el paso de un líquido o gas, a través del tubo látex.

7. Soporte universal: Es un utensilio de hierro que permite sostener varios recipientes. Pieza básica en el montaje de los sistemas y aparatos como pinzas y anillos de metal.

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, y guantes CUESTIONARIO:

1. Menciona los materiales de cristal útiles para medir volúmenes

2. Menciona el material necesario para trasvasar líquidos o soluciones

3. Equipo necesario para llevar a cabo el desarrollo práctico en la parasitología

4.- Equipo de uso para el pesaje de las muestras

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UNIDAD DE COMPETENCIA I

PRÁCTICA 2. MANEJO DEL MICROSCOPIO COMPUESTO (ÓPTICO) Y ESTEREOSCÓPICO

OBJETIVO: Identificar las estructuras que integran a cada uno de los microscopios, así como su

correcta manipulación.

INTRODUCCIÓN: Los microscopios son aparatos que, en virtud de las leyes de formación de imágenes ópticas, aumentadas a través de lentes convergentes, permiten la observación de pequeños detalles de una muestra dada que a simple vista no se percibirían. Para un manejo eficaz del microscopio, es necesario conocer cómo está constituido; por lo que a continuación se hace una descripción de las partes que lo integran, tanto el microscopio compuesto como el estereoscópico. MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol. PARTES QUE INTEGRAN EL MICROSCOPIO COMPUESTO.

Fig. 6. Microscopio compuesto

Descripción de las partes que integran al microscopio compuesto, basado en la numeración de la

imagen (Fig. 6).

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1. Oculares. Los oculares están constituidos generalmente por dos lentes, dispuestas sobre un tubo corto.

2. Cabeza. Permite el soporte, entre los oculares y el brazo. 3. Brazo. Sostiene el tubo en su porción superior, y por el extremo inferior se adapta al pie. 4. Revolver: Pieza giratoria provista de orificios, en los cuales se enroscan los objetivos: lente

panorámico (4x), seco débil (10x), seco fuerte (40x), lente de inmersión (100x). 5. Pinzas sujetadoras de la preparación. Estructura que permite la fijación de la muestra, o

preparación a observar. 6. Platina móvil. Es una pieza metálica plana, en la que se coloca la preparación u objeto que

se va a observar. Presenta un orificio en el eje óptico del tubo, que permite el paso de los rayos luminosos a la preparación.

7. Tornillo micrométrico. Mediante el movimiento casi imperceptible, que se produce al deslizar el tubo o la platina, se logra el enfoque exacto y nítido de la preparación.

8. Tornillo macrométrico. Girando este tornillo, asciende o desciende el tubo del microscopio, deslizándose en sentido vertical gracias a una cremallera. Estos movimientos largos permiten el enfoque rápido de la preparación.

9. Tornillo de desplazamiento de la platina. Tornillo que permite desplazar la preparación, sobre la platina, en sentido longitudinal y transversal.

10. Palanca o tornillo del diafragma: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador. 11. Diafragma. Se encuentra sobre el reflector de la fuente de iluminación, y abriéndolo o

cerrándolo permite graduar la intensidad de la luz. 12. Condensador. El condensador está formado por un sistema de lentes, cuya finalidad es

concentrar los rayos luminosos sobre el plano de la preparación. El condensador se halla debajo de la platina.

13. Pie. Constituye la base sobre la que se apoya el microscopio, y en él se encuentra la fuente de iluminación.

PARTES QUE INTEGRAN AL MICROSCOPIO ESTEREOSCÓPICO

Fig. 7. Microscopio estereoscópico.

Descripción de las partes que integran al microscopio estereoscópico, de acuerdo a la numeración

de la imagen (Fig. 7).

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1. Oculares: Son los sistemas de lentes, más cercanos al ojo del observador, situados en la parte superior del microscopio.

2. Cabeza: Estructura en la que se incrustan los oculares. 3. Tornillo de enfoque: Permite obtener la visibilidad precisa, de la muestra a estudiar. 4. Perilla de ajuste de zoom: Permite ajustar la visibilidad de la muestra, de acuerdo al

objetivo seleccionado. 5. Brazo: Constituye el soporte del microscopio. 6. Objetivo: Permite observar la imagen, a diferentes tamaños. 7. Base: Es la base del microscopio y tiene forma rectangular. 8. Estructura móvil, de coloración oscura en uno de sus lados y en otro de coloración blanca

para ser utilizada de la mejor manera que se requiera durante la observación.

CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO COMPUESTO Y MEDICIÓN DE PARÁSITOS Y ESTRUCTURAS PARASITARIAS OBJETIVO: Al término de la práctica, el alumno, aplicará el método para la calibración del microscopio compuesto, con la finalidad de realizar la medición de parásitos y/o estructuras macroscópicas y microscópicas INTRODUCCIÓN: La determinación del tamaño de las estructuras parasitoscópicas o de parásitos adultos, es de gran utilidad tanto para el parasitólogo como para el profesor o investigador, para tener el tamaño preciso, de los diferentes estadios de los parásitos, y así poder establecer las características morfológicas diferenciales de cada una de las fases. Para las mediciones micrométricas se utilizan dos instrumentos: el micrómetro ocular y el micrómetro objetivo, siendo la unidad básica de medida la micra (0.001). Para llevar a cabo la medición de parásitos microscópicos y macroscópicos, es necesario el material y equipo que a continuación se enlista: Microscopio compuesto Escalas objetiva y ocular micrométrico Preparaciones fijas de parásitos o huevecillos Charola plana para disección Regla metálica o de plástico Cestodos y nematodos adultos Ocular micrométrico: Es una pieza de vidrio que se adapta al ocular ordinario, la que contiene una escala grabada que no tiene valor absoluto, su valor depende del objetivo empleado, es decir, de los aumentos con que se trabaje; se trata de unidades relativas, cuyo autentico valor únicamente debe determinarse de acuerdo con el microscopio empleado, y con cada uno de los objetivos de dicho microscopio. Objetivo micrométrico: Consta de una placa de vidrio, sobre la cual se ha grabado 1 mm dividido en 100 partes iguales. Por lo tanto cada división equivale a 10 µm.

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METODOLOGÍA PARA LA CALIBRACIÓN DEL MICROSCOPIO COMPUESTO:

1. Colocar en la platina del microscopio, la escala objetiva micrométrica y enfocar con el objetivo que se desea calibrar 4x (lente panorámico),10x (seco débil), 40x (seco fuerte), y 100x (lente de inmersión)

2. Instalar la escala ocular micrométrica, en el tubo ocular correspondiente, enfocar y hacer coincidir la primera línea de la escala objetiva (desplazándola), con la primera línea de la escala ocular (girándola), observar donde vuelven a coincidir las líneas, tanto de la escala objetiva como de la escala ocular

3. Contar el número de espacios, al punto de coincidencia de ambas escalas y aplicar la siguiente fórmula:

Número de espacios de la escala objetiva x 10 = Factor en µ de la escala ocular

Número de espacios de la escala ocular

4. Retirar la escala objetiva micrométrica de la platina 5. Colocar sobre la platina y enfocar la preparación a medir 6. Contar el número de espacios, a lo largo y a lo ancho y multiplicar por el factor en µ del

ocular micrométrico, de acuerdo al objetivo calibrado (4x, 10x, 40x y 100x) Ejemplo:

Calibración del objetivo 10x: 10 espacios de la escala micrométrica ocular (Esc. Oc.) coinciden exactamente con 10 espacios de la escala micrométrica objetiva (Esc. Ob.), si aplicamos la fórmula: número de espacios de la Esc. Ob. X 10µ dividido entre el número de espacios de la Esc. Oc., obtenemos el valor del factor en µ, que para este objetivo es de 10µ

Fig. 8. Escala micrométrica con el objetivo 10x

Calibración del objetivo 40x: 20 espacios de la escala micrométrica ocular (Esc. Oc.), coinciden exactamente con 5 espacios de la escala micrométrica objetiva (Esc. Ob.), si aplicamos la formula: número de espacios de la Esc. Ob. X 10µ dividido entre el número de espacios de la Esc. Oc., obtenemos el valor del factor en µ, que para este objetivo es de 2.5µ

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Fig. 9. Escala micrométrica con el objetivo 40x

Cabe hacer mención, que este método de calibración es exclusivo del microscopio que se calibra, de ser necesario el uso de otros microscopios, se deberá calibrar cada microscopio por separado y cada objetivo de este a utilizar.

Pasos para determinar el tamaño: Colocar la muestra en la platina Ubicar la muestra a medir, coloque la regla del objetivo paralela por el eje longitudinal o transversal, de acuerdo a lo que se quiera medir

CONSEJOS PRÁCTICOS PARA EL USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO:

Se debe mantener apagada la luz del microscopio, siempre que no se esté utilizando, ya que la vida media de la bombilla es corta.

Siempre se debe comenzar el enfoque con el objetivo de menor aumento.

Salvo que se indique lo contrario no utilizar nunca el objetivo de inmersión, ya que se requiere un aceite especial sin el que, además de no enfocar bien, existe una gran probabilidad de dañar la lente al rozar con el cubreobjetos.

Una vez enfocada la laminilla, procurar recorrer, con los tornillos de la platina, toda la preparación, realizar movimientos en forma de almena, con la finalidad de cubrir todo el campo

PASOS A SEGUIR PARA EL USO EFICAZ DEL MICROSCOPIO:

1. Enchufar el microscopio al regulador de corriente y éste a la red eléctrica (nunca enchufar directamente a la red, y siempre que no se esté observando por el microscopio hay que apagar la luz).

2. Colocar la preparación sobre la platina, de forma que la estructura a observar, quede en el orificio central de la platina.

3. Ubicar el objetivo de menor aumento, cuyo amplio campo visual, facilita el hallazgo de estructuras importantes.

4. Subir la platina accionando el tornillo macrométrico, y observando la preparación desde fuera hasta alcanzar el tope superior. En ningún caso tocar la preparación con los objetivos.

5. Para observar la preparación a mayores aumentos cambiar de objetivo con un simple giro del revólver.

6. Para observar otros campos, desplazar la preparación, moviendo los tornillos de la platina.

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7. Para cambiar la laminilla o preparación, primero se baja la platina, se coloca el objetivo de menor aumento, después se quita la laminilla y se coloca otra.

8. Una vez terminada la sesión práctica, apagar el microscopio, desenchufar el regulador y por último se guarda en su estuche

El microscopio estereoscópico hace posible la visión tridimensional de los objetos. Consta de dos

tubos oculares y dos objetivos pares para cada aumento. Este microscopio ofrece ventajas para

observaciones que requieren pequeños aumentos.

ILUMINACION DE KOHLER: Esta técnica tiene como objetivo regular el paso de los rayos de luz

del microscopio desde la propia fuente luminosa, facilitando una observación más clara y confiable.

La metodología es la siguiente:

1. Levantar el condensador hasta el tope y retirar los oculares del tubo, mover el foco hacia adelante y atrás hasta que aparezca iluminado el lente posterior del objetivo. Poner una preparación en la platina, colocar los oculares y enfocar con el objetivo 10x.

2. Cerrar casi por completo el diafragma de campo luminoso y llevar su imagen borrosa en la preparación hasta el centro del campo visual, descender ligeramente el condensador para enfocar nítidamente la preparación y el diafragma.

3. Abrir el diafragma de campo luminoso hasta quedar libre la totalidad del campo visual. 4. Cerrar ligeramente la posición de la montura de la lámpara de microscopía hasta quedar el

campo visual lo más uniformemente iluminado. 5. Abrir completamente el diafragma del condensador para que la imagen se vea muy

iluminada. Cerrarlo de nuevo sólo lo necesario para que las estructuras más importantes de la imagen ya no estén sobre iluminadas, sino que aparezcan con buen contraste.

CUESTIONARIO:

1. Menciona los objetivos con los que cuenta el microscopio óptico

2. Qué estructura regula la cantidad de luz que entra en el condensador

3. Escriba la formula de la calibración del microscopio compuesto

4. Anote las características de la escala micrométrica objetiva

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UNIDAD DE COMPETENCIA I, III, IV, V, VI Y VII

PRÁCTICA 3, 4 Y 5. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS AL LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA.

OBJETIVO: Identificación de las técnicas más comunes de recolección, conservación y envió de

muestras al laboratorio

Reconocer los medios de conservación más adecuados para la conservación de muestras para

diagnóstico de parasitosis

El discente deberá manejar los criterios adecuados para que las muestras reúnan las condiciones

y características necesarias para ser utilizadas en el diagnóstico parasitológico.

INTRODUCCIÓN: La capacidad para confirmar la sospecha de una enfermedad, está

directamente relacionada con la calidad de las muestras remitidas, para el diagnóstico. El

profesional de campo tiene la responsabilidad de seleccionar, recolectar, preservar y enviar

adecuadamente las muestras convenientes, para el diagnóstico. Las muestras ideales, se obtienen

de animales vivos, en distintos estadios de la enfermedad. Para la recolección de cualquier tipo de

muestra, se debe utilizar material limpio y seco. Los envases utilizados para el envío de muestras

deben ser en lo posible irrompibles, herméticos y de dimensiones adecuadas. Las precauciones a

considerar, varían con la clase de muestra, temperatura ambiente y transporte

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes y gafas o googles, CRITERIOS IMPORTANTES A TENER EN CUENTA INDEPENDIENTEMENTE DEL TIPO DE MUESTRA

1. Deben ser obtenidas, lo más frescas posibles y preservadas correctamente. 2. Cada muestra, debe ser identificada y rotulada. 3. Junto con la muestra, se debe incluir la historia clínica. 4. Determinar con claridad, el tipo de estudio que se requiere. 5. Mencionar si existe programa de desparasitación.

ENVIO DE MUESTRAS AL LABORATORIO. Las muestras a enviar al laboratorio, deben ser colocadas en un recipiente hermético, de vidrio o plástico. El recipiente debe estar correctamente empaquetado, para evitar que se rompa durante el

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transporte (por ejemplo: con aserrín, papel o algodón). En los casos en que se requiera refrigeración, ésta se puede realizar de diferentes formas, como serían:

Con hielo natural de un refrigerador, en un recipiente hermético, y el frasco de la muestra colocarlo dentro del mismo (la conserva de 8 a 24 horas).

El uso de refrigerante, es de gran utilidad para la conservación de cualquier tipo de muestra.

Otro método de refrigeración más prolongado, consiste en el empleo de hielo seco (bióxido de carbono sólido).

En este caso, se coloca el recipiente que contiene la muestra, en una bolsa de plástico, la que se rodea con hielo seco envuelto en papel. Nunca colocar el hielo seco en una caja hermética, pues la volatización del bióxido de carbono, puede causar una explosión. El recipiente ideal cuando se utiliza hielo seco, es una caja de unicel, para evitar el cierre hermético

COLECTA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE HECES: MATERIAL:

Guantes de plástico.

Bolsas de polietileno.

Espátulas de madera.

Recipientes de plástico con boca ancha, con tapa a rosca o tapa a presión.

Formol al 10%.

Marcadores o lápiz.

Cinta adhesiva.

Varilla de vidrio punta roma.

Refrigerante o hielo.

Dicromato de potasio al 2% Tabla 1.Cantidad apropiada de heces por especie.

OVINOS Y CAPRINOS 30 g.

BOVINOS 80-100 g.

EQUINOS 80-100 g.

SUINOS 30-50 g.

PERROS Y GATOS 10-15 g.

AVES Y CONEJOS Una muestra por lote

MÉTODO

Obtención de heces.

En los bovinos y equinos es práctico e higiénico obtener la muestra del recto con un guante de plástico.

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Fig. 10. Sujeción del animal Fig. 11 .Entrada al recto del animal

1. Cuando se obtiene la cantidad de heces suficiente el guante es volteado hacia adentro, sirviendo de esta manera como recipiente de recolección.

Fig. 12. Colección de la muestra Fig. 13. Involución del guante

2. Se cierra cuidadosamente tratando de eliminar todo el aire y se identifica con los datos necesarios para su posterior envío al laboratorio.

Fig. 14. Muestra fecal obtenida. Fig. 15. Identificación de la muestra.

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En ovinos, caprinos y porcinos se toma la muestra directamente del recto, previo masaje en la

región perianal o bien, introduciendo los dedos índice y medio por vía rectal.

Fig. 16. Masaje en región perianal. Fig. 17. Obtención de la muestra. En caninos y felinos, se puede realizar la toma de la muestra introduciendo los dedos índice y medio o bien una varilla de vidrio por vía rectal, de no ser posible lo anterior, colocar al animal en un local o superficie limpia y colectar las heces inmediatamente después de la defecación o bien de la parte superior de estas. La cantidad de heces requerida es de acuerdo a la especie, (Tabla 1).

En aves es posible obtener una muestra representativa colocando un papel marrón debajo de las

perchas (8 hojas de 1 m x 0.5 m) por cada 1000 animales seleccionados al azar. Por la mañana

las muestras cecales y heces intestinales son recolectadas separadamente.

COLECTA CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE SANGRE Material:

Tubos vacutainer con anticoagulante.

Jeringas y agujas hipodérmicas de varios calibres.

Alcohol metílico y del 96%

Caja de poliuretano

Hielo o refrigerantes

Etiquetas auto adheribles y lápiz marcador.

MÉTODO:

En todos los casos el sitio de punción debe ser recortado y frotado con alcohol para eliminar el

riesgo de contaminación de la muestra.

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Fig. 18. Rasurado región yugular de bovino Fig.19. Rasurado región yugular de oveja

Fig. 20. Asepsia previa a la toma de muestra en bovinos y ovinos.

En caballos la sangre se extrae de las venas yugulares utilizando agujas finas (calibre 21) de 3.5

cm y una jeringa o por medio de vacutainer.

La extracción de sangre en perros y gatos puede hacerse utilizando aguja y jeringa de la vena

cefálica o tarsal recurrente que son elevadas utilizando una ligadura o bien por un asistente

haciendo presión digital.

En bovinos, ovinos y caprinos también se utiliza la vena yugular, que se eleva por presión digital y

se inserta una aguja de 5 cm, calibre 16 o 18 (o con el uso del vacutainer).

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Fig. 21. Presión digital sobre vena yugular en bovinos, ovinos y equinos

Fig. 22. Preparación del material para la obtención de la muestra.

Fig. 23. Introducción de la aguja y extracción de la muestra en bovinos.

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Fig. 24. Introducción de la aguja y extracción de la muestra en ovinos.

Fig. 25. Extracción de la muestra en equinos.

Cuando se cuenta con manga de manejo, el sitio más conveniente para muestrear es la vena

coccígea en la base de la cola. Se procede a elevar ésta última y se inserta la aguja dos a tres cm

directamente en la línea media, de acuerdo a la condición corporal del animal, a la altura del

segundo o tercer espacio intervertebral coccígeo.

Fig.26. Asepsia de región caudal. Fig.27. Sujeción de la cola e introducción de la aguja.

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Fig. 28. Extracción de la muestra en vena coccígea.

Después de obtenida la muestra en esta forma, se retira la aguja de la jeringa, y se procede a

depositar la muestra en un tubo guiando la sangre por las paredes de dicho tubo con el fin de

evitar la hemolisis.

Fig. 29. Jeringa sin aguja. Fig. 30. Depósito de muestra por paredes de tubo.

Fig. 31. Cierre del tubo con la muestra.

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OBTENCIÓN DE ECTOPARÁSITOS OBJETIVO: Realizará la colecta, conservación, envió al laboratorio e identificación de parásitos externos más comunes en los animales domésticos. INTRODUCCIÓN: En muchas ocasiones es posible colectar parásitos directamente del cuerpo de los animales, ya sea in vivo o durante la necropsia, en cualquiera de los casos la colecta deberá realizarse de manera sistemática practicando un examen exhaustivo con la finalidad de no perder material que podría resultar muy valioso para un diagnóstico final. COLECTA DE ECTOPARÁSITOS: Garrapatas: Debido al daño que les causan a los animales directamente (consumo de sangre), e indirectamente (vectores de algunos microorganismos patógenos), causantes de enfermedades las que originan pérdidas considerables a la ganadería en general, por lo que se deberá llevar a cabo la obtención correcta de este parásito evitando dañar sus estructuras bucales ya que complicaría su identificación en el laboratorio (ver Anexo). MATERIAL Y EQUIPO: Frascos con tapa con pequeñas perforaciones y sin perforaciones Pinzas para la obtención adecuada de garrapatas Papel filtro Alcohol al 70% Solución salina fisiológica Técnica de obtención: Se colectan directamente del animal con pinzas especiales diseñadas para este objetivo, y girando la mano como si llevará a cabo la acción de destapar una botella. Se debe retirar el gnatosoma completo en cualquiera de las formas de obtención de la muestra; de acuerdo al objetivo se pueden colectar las garrapatas y depositarlas en un frasco con alcohol al 70% o bien enviarlas vivas en frascos cuyas tapas presenten pequeñas perforaciones, y se introduce papel filtro en el fondo, humedecido con SSF para su posterior envío. Técnica de raspado de piel para colecta de ectoparásitos (ver Anexo): MATERIAL Y EQUIPO:

Hoja de bisturí

Glicerina o aceite mineral

Portaobjetos

Cubreobjetos

Pinzas

Alcohol

Éter. MÉTODO:

1. En las lesiones sugerentes de sarna se colocan una o dos gotas de glicerina.

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Fig. 32. Aplicación de glicerina en la zona a realizar el raspado.

2. Con una hoja de bisturí, sujetada entre el pulgar y el dedo índice y mantenida

perpendicularmente a la piel, se hace un raspado profundo de la misma o superficial.

Fig. 33. Forma correcta de sujetar el bisturí y realizar el raspado de piel.

3. El material que se queda adherido en la hoja de bisturí se coloca entre el cubreobjetos y

portaobjetos y se examina en el microscopio compuesto (ver Anexo).

Fig. 34. Aplicación del material Fig. 35. Presentación final. Nota: se recomienda hacer varios raspados en diferentes partes del cuerpo. En este caso la muestra se puede colocar en tubos de ensayo con hidróxido de sodio o de potasio al 10%. Se centrifuga a 2000 rpm x 2 minutos y se observa el sedimento en el microscopio óptico. MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, y guantes

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CUESTIONARIO

1. Mencionar dos técnicas de recolección de muestras en parasitología

2. Tipos de conservadores utilizados en muestras para diagnóstico parasitológico

3. Lugar indicado para la toma de muestras sanguíneas

4. Qué cantidad de muestra se envía para diagnóstico en: a. Grandes especies b. Pequeñas especies

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UNIDAD DE COMPETENCIA III, IV, V Y VI

PRÁCTICA 6. FROTIS DIRECTO EN HECES.

OBJETIVO: El discente conocerá y aplicará las técnicas coproparasitoscópicas utilizadas en el

diagnóstico de las parasitosis (gastrointestinales, pulmonares y sistémicas), identificando distintas

formas de protozoos (trofozoitos, quistes u ooquistes), helmintos (proglótidas, huevos y adultos,

larvas), (ver Anexo).

INTRODUCCIÓN: Existe una variedad de técnicas que se utilizan según el agente parasitario que

se desea buscar, por lo que se deben conocer las ventajas y desventajas de cada una para

solicitarlas e interpretarlas en forma adecuada. Las técnicas directas se basan en el diagnóstico

morfológico de los distintos estadios de los parásitos.

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes y gafas o googles,

MATERIAL Y EQUIPO:

Solución saturada de NaCl

Lugol

Portaobjetos

Cubreobjetos

Aplicadores de madera

Microscopio óptico

Heces

MÉTODO: 1. Depositar una gota de solución salina fisiológica en un cubreobjetos y en el otro extremo

una gota de lugol.

Fig. 36. Aplicación de solución salina y lugol.

2. Con la ayuda de un aplicador de madera se toma una muestra de aproximadamente 1 a 4 mg de heces, se mezcla con la solución salina y se repite la misma acción con el lugol.

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Fig. 37. Muestra a observar en el microscopio.

3. Observar al microscopio a 10x y 40x.

Fig. 38. Observación al microscopio compuesto.

CUESTIONARIO

1. Ventajas y limitantes de ésta técnica

2. Desventajas de la técnica

3. Material y equipo para el desarrollo de la técnica

4. Cantidad de heces a utilizar

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UNIDAD DE COMPETENCIA III Y VI

PRÁCTICA 7: TÉCNICA DE FLOTACIÓN PARA LA DETERMINACIÓN DE PARASITOSIS OCASIONADAS POR PROTOZOARIOS Y NEMATODOS

OBJETIVO: Realizar esta técnica cualitativa, observar e identificar los elementos parasitarios

encontrados en las muestras fecales a estudiar. Interpretando la presencia de huevecillos u

ooquistes de los diversos géneros parasitarios

INTRODUCCIÓN: Esta técnica se basa en la diferencia que existe entre el peso específico del liquido de dilución empleado y de los huevecillos presentes en la muestra (de menor peso específico) de helmintos y ooquistes de coccidias. La densidad o peso específico de la solución a utilizar deberá ser mayor de 1.200, considerando que la mayoría de huevos y quistes tienen densidades entre 1.050 y 1.150; siendo una excepción los de trematodos y de algunos cestodos, que requieren densidades de 1.300 a 1.350, utilizándose para este tipo de parásitos soluciones con densidades mayores.

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes y gafas o googles, MATERIALY EQUIPO:

Vasos

Cucharas

Coladeras

Tubos de ensayo

Cubreobjetos

Portaobjetos

Aplicador de madera

Solución saturada de sal (S.S.NaCl)

Solución saturada de azúcar

Asa de micromel

Agua

Microscopio óptico

Centrifuga

Lugol

Heces

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PROCEDIMIENTO:

1. Depositar una muestra de 3 a 4 gramos de heces a un vaso de plástico y homogenizar.

Fig. 39. Depósito de la muestra en el vaso.

2. Administrar agua al vaso y con la ayuda de una cuchara de aluminio o plástico disolver la muestra.

Fig. 40. Disolución de la muestra.

3. Depositar el contenido a otro vaso a través de una coladera. 4. Depositar la muestra en un tubo de ensaye, y enrasar con otro tubo para centrifugar

Fig. 41. Llenado de tubos.

5. Centrifugar a 2500 rpm durante 3 minutos, colocando frente a frente los tubos aforados

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Fig. 42. Centrifuga con tubos para flotación.

6. Decantar los tubos y volver a aforar con solución saturada de Na Cl. 7. Volver a centrifugar a 2500 rpm durante 3 minutos. 8. Con la ayuda de un asa obtener unas gotas del sobrenadante, colocarlas sobre un

portaobjetos y cubrir con el cubreobjetos.

Fig. 43. Obtención del sobrenadante.

9. Observar al microscopio con el objetivo 10x y 40x. 10. Con el apoyo de imágenes de huevecillos, realizar la identificación de los parásitos que

pudieran estar presentes en las muestras (ver Anexo).

CUESTIONARIO

1. Cuál es el principio en el que se basa la técnica

2. Importancia de la presencia de diversos estadios parasitarios en la muestra

3. Géneros de parásitos que pueden identificarse con esta técnica

4. Puntos de interés a tener en cuenta al hacer uso de la centrífuga

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UNIDAD DE COMPETENCIA IV Y V

PRÁCTICA 8: DIAGNÓSTICO DE LAS PARASITOSIS OCASIONADAS POR TREMATODOS Y CESTODOS

OBJETIVO: Desarrollará la técnica de sedimentación para llevar a cabo la identificación y diagnóstico de los trematodos y de cestodos en muestras (heces) obtenidas de animales Diferenciará los mecanismos fisiopatológicos de los trematodos y de los cestodos hacia el

hospedero. Evaluar los daños ocasionados en hígados de decomiso (obtenidos en rastro), así

como la identificación de Fasciola hepática en sus diferentes fases.

INTRODUCCIÓN: Esta técnica se basa en la diferencia existente del agua pura (tibia) respecto al peso específico de los huevecillos, los cuales al tener mayor peso tienden a depositarse en el fondo del recipiente que los contiene. Con el uso de esta técnica se observan huevos pesados como los de trematodos ejemplo, Fasciola hepática y Paramphistomum spp., o de nematodos como serían nematodirus a los ascáridos (de elevado peso específico).

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, guantes y gafas o googles, MATERIAL Y EQUIPO:

Agua tibia, 37 °C

Lugol o azul de metileno

Cuchara

Vaso

Vidrio de reloj o caja Petri cuadriculada

Coladera

Heces

Tamices de diferentes calibres

Microscopio estereoscópico

Microscopio compuesto MÉTODO:

1. Depositar una muestra de 3 a 4 gramos de heces en un vaso y homogenizar. 2. Agregar agua tibia, con la ayuda de una cuchara de aluminio o plástico disolver la muestra

homogenizándola. 3. Depositar el contenido a otro vaso a través de la coladera de malla fina. 4. Dejar reposar la muestra hasta que exista una clara separación entre la parte líquida y el

sedimento (5 minutos aproximadamente). 5. Verter el líquido sobrenadante, dejando el sedimento solamente. 6. Volver a repetir esta acción hasta que la solución o muestra se encuentre lo más posible

libre de partículas que obstaculicen su observación.

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Fig. 44. Técnica de sedimentación.

7. Decantar el líquido sobrenadante y el sedimento, depositarlo en una caja Petri ó vidrio de

reloj, agregar dos a tres gotas de lugol para hacer resaltar los huevos, y observar en el microscopio estereoscópico o en el compuesto con el objetivo seco débil (10x) (ver Anexo).

8. Registrar los resultados

Fig. 45. Observación al microscopio estereoscópico de la muestra.

Cuestionario:

1.- Describir los diferentes estadios de desarrollo del ciclo biológico de Fasciolosis

2.- Describa la morfología del trematodo Paramphistomun en fase adulta

3.- Cestodos de mayor importancia económica que afectan los animales

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UNIDAD DE COMPETENCIA VI

PRÁCTICA 9:TÉCNICA DE COPROCULTIVO (CULTIVO DE LARVAS DE NEMATODOS).

OBJETIVO: Proporcionar las condiciones adecuadas para la eclosión y desarrollo de larvas, a

larva 3 e identificación posterior de estas larvas.

INTRODUCCIÓN: El cultivo de larvas es el procedimiento por el cual se obtienen larvas de tercer estadio (L3), de nematodos gastrointestinales; con el fin de identificar aquellos géneros y especies parasitarias a partir de los huevos emitidos junto con las materias fecales. Se trata de proporcionar a la materia en estudio las condiciones óptimas de temperatura, humedad y oxigenación, para la eclosión de los huevos y su posterior desarrollo a larvas infectantes.

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubre bocas, guantes y gafas o googles,

MATERIAL Y EQUIPO:

Caja Petri

Agua tibia

Aserrín estéril y limpio

Pipeta Pasteur

Cuchara de aluminio

Aparato Baermann

Microscopio compuesto (óptico)


Pinza Möhr

Vidrio de reloj

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Manual de parasitología


MÉTODO:

1. En una caja Petri depositar 5 gramos de materia fecal positiva a nematodos gastrointestinales.

Fig. 51. Pesaje de la muestra.

2. Agregar una cucharada de aserrín estéril, adicionar unas gotas de agua y mezclar con la ayuda de una cuchara, agregar pequeñas cantidades de agua, hasta que el contenido de la caja se observe con suficiente humedad.

Fig. 52. Adición de aserrín estéril Fig. 53. Adición de agua

Fig. 54. Medio propicio para el cultivo de larvas.

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3. Etiquetar la caja Petri con los siguientes datos: (nombre del animal, fecha de entrada y fecha de salida del coprocultivo).

4. Meter a la estufa de cultivo a una temperatura de 27˚C durante 10 o 12 días o el tiempo suficiente para que se desarrollen a Lз. Se deberá checar diario la humedad presente y remover la muestra para favorecer una adecuada oxigenación del cultivo.

5. Transcurrido los 10 a 12 días sacar el cultivo y todo su contenido y colocarlo en el aparato de Baermann, en el que se deja reposar durante ocho horas.

6. Transcurrido el tiempo se retira la pinza Möhr y se obtiene la muestra (líquido) depositándola en un vidrio de reloj y se observa con el microscopio estereoscópico para identificar las Lз.

7. La identificación de las larvas es de acuerdo a sus características morfológicas; siguiendo el proceso realizado para la técnica de Baermann (ver Anexo).

Fig. 55. Muestra para ser depositada en estufa de cultivo.

CUESTIONARIO

1. Antecedente de la muestra para llevar a cabo la técnica de coprocultivo

2. Cuál es el fundamento de la técnica

3. Tipo de larvas obtenidas durante esta técnica

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UNIDAD DE COMPETENCIA VI

PRÁCTICA 10. TÉCNICA DE MIGRACIÓN LARVARIA (BAERMANN)

OBJETIVO: Realizar el cultivo de larvas en muestras positivas a nematodos y su posterior

identificación.

INTRODUCCIÓN: La técnica de Baermann tiene como principio el aprovechamiento del tactismo biológico de las larvas (L1), tales como: el higrotropismo, el termotropismo y la gravedad que permite que las larvas migren y se facilite su obtención o aislamiento de las muestras fecales. De utilidad para lograr la concentración de larvas de nematodos pulmonares como son: Dictyocaulus viviparus, D. filaria, Muellerius capillaris, en los rumiantes y D. arnfieldi en equinos.

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, guantes y gafas o googles,

MATERIAL Y EQUIPO:

Agua tibia

Lugol

Heces

Gasas

Manguera de hule látex

Coladera de plástico

Embudo de plástico

Cuchara de aluminio

Pipeta Pasteur

Pinzas Möhr

Portaobjetos y cubreobjetos

Soporte Universal

Microscopio compuesto (óptico)


Vidrio de reloj

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MÉTODO:

1. Estructurar el aparato Baermann, que consiste en un soporte universal, un aro metálico, un embudo, una manguera de hule látex, una coladera y una pinza Möhr.

Fig. 46. Equipo Baermann

2. Envolver de 3 a 5 gramos de heces con una gasa y colocarla sobre la coladera.

Fig. 47. Muestra para la ejecución de la técnica.

3. Agregar agua tibia (25˚C), por las paredes del embudo hasta que cubra la mitad de la muestra, dejar reposar de 8 a 12 horas.

Fig. 48. Aplicación de agua tibia.

4. Obtener en un vidrio de reloj o caja Petri, de 0.5 a 1 mL del contenido, aflojando la pinza Möhr y observar en el microscopio estereoscópico.

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Fig. 49. Obtención de líquido observación de larvas.

5. Extraer con la pipeta Pasteur las larvas y depositarlas en un portaobjetos, agregar una gota de lugol para su fijación y colocar un cubre objetos.

Fig. 50. Obtención de larvas

6. Observar en el microscopio compuesto con el objetivo (10x y 40x). La identificación se realiza de acuerdo a las características morfológicas (ver Anexo).

CUESTIONARIO:

1. Formas de llevar a cabo la recuperación larvaria

2. Importancia del agua en el desarrollo de la técnica

3. Utensilio para extraer las larvas

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UNIDAD DE COMPETENCIA III, VI

PRÁCTICA 11. TÉCNICA DE MC MASTER.

OBJETIVO: Conocerá y realizará la técnica de Mc Master con heces positivas de diferentes especies de animales, llevando a cabo la identificación, conteo e interpretación de la presencia de parásitos. INTRODUCCIÓN: La técnica de Mc Master es usada para demostrar y contabilizar huevos de helmintos y ooquistes de protozoarios en muestras fecales. Es el método más ampliamente utilizado para este propósito. Esta técnica utiliza cámaras de conteo que posibilitan el examen microscópico de un volumen conocido de suspensión fecal (2 x 0.15 mL). Dicha técnica al ser cuantitativa busca determinar el número de huevecillos por gramo de heces

MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Bata u overol, cubrebocas, guantes y gafas o googles,

MATERIAL Y EQUIPO:

Solución saturada de glucosa

Gotero

Gasas

Heces

Microscopio óptico

Equipo de Mc Master (tubo, tapa, cámara, gotero, portaobjeto y cubreobjeto). PROCEDIMIENTO:

1. En un tubo Mc Master depositar solución saturada glucosada hasta la primera línea.

Fig. 56. Tubo con solución glucosada a la primera marca, técnica de Mc Master

2. Depositar una muestra de heces hasta la segunda línea del tubo.

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Fig. 51. Tubo con solución glucosada y heces, segunda marca.

3. Depositar solución saturada hasta la tercera línea del tubo, cerrar y agitar hasta lograr un

homogenizado completo.

Fig. 52. Tubo con cantidad total de solución glucosada y heces.

4. Introducir una gasa para que cumpla la función de filtro o colador.

Fig. 53. Introducción de la gasa.

5. Con la ayuda de un gotero obtener el líquido que se encuentra dentro de la gasa y

depositarlo en la cámara Mc Master cuidando que no se formen burbujas.

Fig. 54. Obtención del líquido y deposición en cámara Mc Master.

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6. Colocar la cámara de Mc Master en el microscopio compuesto y enfocar las cuadriculas

con el objetivo seco débil (10x). 7. Para realizar la lectura e interpretación, enfocar el ángulo superior derecho del cuadro e ir

subiendo y bajando entre cada carril hasta completar el recorrido en las seis divisiones de la primera cámara, registrar el número de ooquistes, quistes de protozoarios y huevecillos de helmintos encontrados, realizar el mismo procedimiento con la siguiente cámara y al terminar el conteo sumar el total de ooquistes, quiste y huevecillos encontrados en ambas cámaras, multiplicar por 100 y dividir entre dos; el resultado será el número de quistes, ooquistes o huevecillos por gramo de heces de la materia fecal (ver Anexo).

8. Interpretar los resultados.

Fig. 55. Observación en el microscopio

CUESTIONARIO

1. Qué determina la técnica de Mc Master

2. Cuáles son los componentes que integran el equipo Mc Master

3. Cuál es el volumen de las cámaras Mc Master

4. Qué función tiene la gasa en esta técnica

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UNIDAD DE COMPETENCIA VII

PRÁCTICA 12. DETECCIÓN DE Varroa destructor (EXAMEN DE ABEJAS ADULTAS Y DETRITUS). OBJETIVO: Llevar a cabo la técnica e identificar morfológicamente al parásito. INTRODUCCIÓN: La Varroa es un ácaro parásito externo de las abejas, que afecta tanto a las crías como a las abejas adultas. Es una parasitosis que deteriora la salud de las abejas favoreciendo la entrada de otros microorganismos y afecta la producción de miel. La Varroasis es una parasitosis externa de las abejas del género Apis, causada por el ácaro Varroa jacobsoni (Oudemaus), actualmente conocida como Varroa destructor. La parasitosis se inicia cuando las hembras preñadas de Varroa se introducen en las celdillas de la cría de abejas que están a punto de ser operculadas. Una vez dentro, empiezan a ovopositar, primero un huevo del que se desarrollará un macho y posteriormente da origen únicamente a hembras. Las Varroas alcanzan su madurez sexual y se aparean dentro de la celda; de ésta salen las hembras preñadas para continuar el ciclo. La Varroasis ocasiona dos tipos de daño a la apicultura, que son: a).- El ejercido por el ácaro sobre las abejas en forma directa e indirecta. b).- Por erogación económica. La Varroa se puede detectar mediante el examen de las abejas adultas, de la cría, o de de los desechos de la colonia. MATERIAL Y EQUIPO DE SEGURIDAD PERSONAL: El discente deberá presentar el material y equipo solicitado para la realización de cada sesión práctica. De seguridad personal: Overol, cubre bocas, guantes, velo botas y gafas o googles, MATERIAL Y EQUIPO:

Abejas

Frasco de plástico o vidrio

Microscopio estereoscópico o lupa

Caja Petri o Vidrio de reloj

Aguja de disección PROCEDIMIENTO:

1. Colectar de 50 a 100 abejas de un bastidor del centro de la colmena en un frasco, es importante verificar que no se encuentre la reina entre estas.

Fig. 67. Abejas contenidas en frasco con alcohol

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2. Se pueden utilizar cuatro métodos para determinar si las abejas colectadas tienen ácaros: Por observación directa, por lavado, utilizando éter y observación de detritus de la colmena.

a) Observación directa. Las abejas se examinan mientras se encuentran anestesiadas con

éter. Las abejas adultas se examinan individualmente con una lupa o con un microscopio estereoscópico (10x). La efectividad de este método, en comparación con el de “lavado”, es poco mayor de 85% debido en parte a que las Varroas son difíciles de encontrar cuando están adheridas entre los segmentos del cuerpo de la abeja

Fig. 68. Observación del parasito en microscopio estereoscópico.

b) Lavado. Los ácaros se desprenden del cuerpo de las abejas si estas se agitan dentro de

líquidos como agua caliente, alcohol al 70%, detergente, gasolina o hexano. Con agitación de 20 minutos, se desprende el 100% de los ácaros, si el agitado es durante 1 minuto, se desprenderá aproximadamente el 90%. La muestra se pasa por una malla de 8 a 10 cuadros por pulgada, para que las abejas sean retenidas en esta, de tal forma que solo pasen los ácaros y el líquido; después el líquido se filtra a través de una tela blanca y limpia de algodón, que retendrá a los ácaros si se encuentran presentes

c) Uso de éter. Se recolectan aproximadamente 100 abejas de los panales en un frasco de vidrio de boca ancha y se hacen dos a tres descargas de éter en aerosol al interior del frasco. Después el frasco se cierra, se agita por 10 a 15 segundos. El éter causa que los ácaros se desprendan del cuerpo de las abejas y se adhieran a las paredes del frasco, con lo que se hacen visibles

d) Observación de detritus de la colmena con charola caza Varroa: se coloca un papel

(cartulina), un cartón o una lámina de color blanco impregnada con aceite vegetal, aceite comestible o con vaselina y se coloca en el interior de una trampa de recolección. La trampa se coloca sobre el fondo de la colmena a tratar y se deja por espacio de 24 a 36 horas, al término de la cual se retira la cartulina con el detritus teniendo cuidado de que no se tire nada, para posteriormente ser enviada al laboratorio con todos los datos del apiario y del apicultor

e) Con la muestra en el laboratorio se lleva a cabo la revisión de ésta, identificando y

realizando el conteo de los ácaros presentes, si la muestra son abejas se realiza el conteo de estas para obtener el grado de infestación de la colmena (ver Anexo).

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Fig. 69. Colocación de la charola Fig. 70. Retiro de la charola CUESTIONARIO:

1. Describa el ciclo de la Varroasis

2. Mencione los daños ocasionados por la Varroa en la apicultura

3. Cuáles son los cuatro métodos para determinar si las abejas colectadas tienen ácaros

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ANEXO: Fotos a color

Huevecillos de PROTOZOARIOS por técnica de flotación:

Eimeria spp Isospora

Tamaño 30-40 µ Tamaño: 22-23 x 10-19 µ

Huevecillos de NEMATODOS y larvas

Haemonchus spp Toxocara vitulorum spp. Cooperia spp Ostertagia spp.

Tamaño: 44-78 µ Tamaño: 81-103 µ Tamaño: 36-77µ Tamaño: 40-79 µ

Trichostrongylus spp Strongyloides papillosus Nematodirus spp

Tamaño: 41-87 µ Tamaño 25-56 µ Tamaño: 75-150 µ

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Trichuris spp Parascaris equorum Capillaria hembra parte superior

Tamaño: 35-65 µ Tamaño: 90-100 µ Capillaria spp.macho parte inferior

Abertura tocológica de Parte posterior de Capillaria Parte anterior de Capillaria

Capillaria spp. (ID pichón) spp. (ID pichón) spp (ID pichón)

Bursa copulatriz de un ♂ Porción bucal de un nematodo

Capillaria spp. Capillaria spp.

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Parte bucal Haemonchus Parte caudal Haemonchus Ascaris suum

Huevecillos (por técnica de flotación) y parásitos adultos de CESTODOS (por observación directa

en pichones).

Huevecillo de Taenia Taenia spp (pichón) Proglotidos de cestodo

Tamaño: 35-40 µ (pichón) (pichón)

Proglótidos grávidos Moniezia (bovino) Huevecillo de Moniezia spp.

Tamaño 80-90 µ

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Huevecillos (por técnica de sedimentación) y parásitos adultos de TREMATODOS:

Fasciola hepática (bovino) Heterophyidae spp. (pichón) Notocotylus spp (pichón)

Tamaño: 80-140 µ Tamaño: 30 µ Tamaño: 10-21 µ

ECTOPARÁSITOS

Varroa destrutor Boophilus spp (macho) Haematopinus suis

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LITERATURA REVISADA

Angus M. (1983): Helmintología Veterinaria. 2ª ed., Manual Moderno, México.

Besné A, Figueroa J. A, Quiroz H, Ramírez A, Ramos E. (2005): Manual de Prácticas de Laboratorio de Parasitología. UNAM, México.

Bolaños L. (2005): Estructura y manejo del microscopio óptico. http://www.uam.es/personal_pdi/ciencias/bolarios/BiologiaCCAA/Guiones/Practica3.htm (05 de agosto de 2011).

Bowman D. (2004): Parasitología para veterinarios. 8ª ed., ELSEVIER, España.

Cardona E. (2005): La coprología como técnica de diagnóstico. Universidad de Antoquía. Colombia.

Coll J. (1993): Experimentos con el microscopio. Omega, España.

Cordero C, Rojo V. (1999): Parasitología Veterinaria. McGraw-Hill-Interamericana. España.

Dwight, D., Bowman (2011): Georgis; Parasitología para Veterinarios; 9ᵃ ed; Elsevier

Saunders, Barcelona, España

Estrada B.J, Beltrán L.T, Valladares C. B. (2011): Programa de prácticas de parasitología,

FMVZ-UAEM, México.

Estrada B. J. (2013): Conservación y Envió de Muestras en Parasitología, Memorias del curso “Importancia de la Muestra Clínica para el Diagnóstico de Laboratorio”, FMVZ, UAEM, México.

Jiménez D., Morales J., (2011): Enfermedades Parasitarias en Animales. Centro Nacional de Investigación Agropecuario. Lima, Perú.

Kassai, T. (1999): Veterinary Helmintology. Botterworth Heinemann, Boston, U. S. A.

Livexlab. (2011): Toma y Envío de Muestras al Laboratorio, Manual de Procedimientos. http://www.livex.com.ec/uploads/documentos/Manual%20de%20Toma%20de%20muestras.pdf (22 de Marzo de 20011).

Llorente M. J. (1990): Principales Enfermedades de las Abejas, Ministerio de Agricultura; Madrid, España.

Quiroz R. H., Figueroa C. J. A., Ibarra V. F., López A. M. E., (2011): Epidemiología de las Enfermedades Parasitarias en Animales Domésticos. México, D. F.

Ritter W. (2001): Enfermedades de las Abejas. Acribia, España.

Rodríguez R, Cob L, (2005): Técnicas Diagnósticas en Parasitología Veterinaria. 2ª ed., UAY, México.

Salas G. (2003): Toma y envió de muestras. Memorias del curso precongreso “necropsias, toma y envío de muestras en bovinos. AMMVEB, México.

Thienpont D, Rochette F, Vanparajis O. (1979): Diagnóstico de las Helmintiasis por medio del Examen Coprológico. Janssen Research Foundation, Belgica.

Velázquez O. V. (1980): Manual de Prácticas de Parasitología Clínica Veterinaria. Tesis de Licenciatura, FMVZ., Universidad Autónoma del Estado de México, Toluca México.

http://www.uam.es/personal_pdi/ciencias/bolarios/BiologiaCCAA/Guiones/Practica3.htm

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http://www.livex.com.ec/uploads/documentos/Manual%20de%20Toma%20de%20muestras.pdf

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