manejo de animales de laboratorio
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Manejo de animales de laboratorio y tecnicas de administración de farmacosTRANSCRIPT
MANEJO DE ANIMALES DE
LABORATORIO Y TECNICAS DE
ADMINISTRACIÓN DE FARMACOS O
EXTRACTOS.
Mg. Ernesto Raúl Torres Véliz
CURSO:
TECNICAS MODERNAS DE
DETERMINACIÓN DE ACTIVIDAD
BIOLOGICA Y FARMACOLOGICA.
ETAPAS DEL DESARROLLO DE UN NUEVO MEDICAMENTO
DESCUBRI
MIENTO
DE LA NUEVA
DROGA
FARMACOLOGÍA
PRECLINICA
FARMACO
LOGIA
CLINICA
FASE I
FASE II
FASE III
FASE IVFARMACOVIGI
LANCIA
ESTUDIOS
FISICO – QUIMICOS
ESTABILIDAD
MÉTODOS ANALÍTICOS
Farmacocinética
Farmacodinamia
Toxicología
TIEMPO (AÑOS)
Toxicidad aguda
Toxicidad subaguda
Toxicidad crónica
Estudios especiales
MUTAGÉNESIS
CARCINOGÉNESIS
EMBRIOTOXICIDAD
6 -100
Contexto general
INTRODUCCIÓN
El empleo de animales en la investigación y enseñanza involucra responsabilidad
de quienes los utilizan; por tanto, es un deber evitar la crueldad y procurar su
bienestar.
Actualmente se impulsa una tendencia en países de Europa y Estados Unidos
para no utilizar animales en el laboratorio, universidades como Harvard o Stanford
consideran su uso como un método educativo obsoleto. La nueva posibilidad es
utilizar herramientas alternativas para sustituir las prácticas con animales a través
del apoyo de simuladores por computadora, maniquíes, contar con laboratorios in
vitro, estudios de campo o cadáveres de animales que hayan muerto de manera
natural. Se considera importante que los estudiantes se formen con una cultura
más ética en el trato de animales.
Sin embargo, cuando no se cuente con herramientas alternativas al uso de
animales y se requiera de su utilización, los procedimientos que se realicen
deberán cumplir con un justificado propósito científico y de enseñanza, poseer
una expectativa razonable en cuanto a incrementar el conocimiento sobre los
diferentes procesos biológicos y proveer la habilidad necesaria para el manejo
adecuado de técnicas. Es necesario tomar en cuenta que esta técnica sólo se
justifica en la ciencia cuando ese conocimiento sea en beneficio de la humanidad
o de los animales.
Es obligación de quien manipula animales con fines de
estudio procurar darles un trato y cuidado apropiado y
digno, desde los procedimientos de captura y durante su
mantenimiento en condiciones de cautiverio previo al
manejo en el laboratorio.
Asimismo, se deberá contar con la preparación adecuada y
conocimientos actualizados para aplicar el principio de las
3R en el manejo de animales en el laboratorio: Reemplazar (utilización de alternativas que produzcan los mismos
resultados, tales como experimentos in vitro, cultivos celulares,
modelos inanimados, modelos por computadora),
Reducir (utilizar un número mínimo de animales),
Refinar (utilizar técnicas adecuadas para evitar al máximo el
sufrimiento).
INTRODUCCIÓN
El uso de animales de laboratorio en
estudios de investigación biomédica y
producción de reactivos biológicos en
general, requiere que éstos sean los
apropiados para que proporcionen la
seguridad en los resultados
esperados, para ello, es necesario
contar con bioterios que brinden
animales de calidad microbiológica y
genéticamente definidos mantenidos
bajo condiciones estandarizadas y de
acuerdo con normas internacionales
establecidas.
ALGUNAS DIFERENCIAS ANATÓMICAS Y FISIOLÓGICAS DE LOS ANIMALES
DE EXPERIMENTACIÓN (INCLUIDO EL HOMBRE).
Entre los animales, incluido el hombre, existen diferencias
relacionadas a la especie, que producirán variaciones en la respuesta
farmacológica y por ende conllevar a fallas en el diseño de los
experimentos: por ejemplo, el ratón no vomita, la rata no tiene
vesícula biliar, el ciego (el apéndice en el hombre) es mucho más
grande en los ratones, ratas, cobayos (extremadamente grande)., etc.
También diferencias en los sistemas de biotransformación y
excreción, por ejemplo, la presencia de una atropinaesterasa
plasmática evita, en la cabra y el conejo, la aparición de síntomas
tóxicos debido a la atropina; debe considerarse el carácter de la
orina, variable según la especie, especialmente su pH que puede
influir sobre la eliminación regulando la ionización de las moléculas
medicamentosas o sus metabolitos, etc
CONSIDERACIONES GENERALES SOBRE EL MANEJO DE
ANIMALES.
El manejo adecuado facilita la recolección de datos, tanto de los animales
control como de los tratados; es decir, antes durante y después de la
administración de los fármacos. Si el manejo no es el indicado, este solo hecho
puede condicionar respuestas anómalas o alteradas de los fármacos.
Habitualmente, los animales para experimentación se obtienen de un bioterio,
sitio en donde se reproducen, cuidan y domestican; sin embargo se deben
manipular con calma y precaución para evitar que ataquen por temor o
desconfianza. Al manipular animales se debe tener en cuenta que la conducta
social en cautiverio es distinta a la conducta del estado libre, debido a la
influencia directa del medio ambiente.
Los animales de laboratorio confinados en jaulas, están imposibilitados para
procurarse agua y alimento, de vivir en el medio ambiente que más le
beneficia. Ello suele inhibir una de las conductas de supervivencia mas
características de todas las especies biológicas libres, la agresividad; que
también disminuye por el contacto cotidiano de las personas que los cuidan y
alimentan. A pesar de ello, ninguna de las indicaciones específicas que se
describen para cada especie son innecesarias.
LOS PRINCIPALES FACTORES AMBIENTALES QUE AFECTAN A LOS ANIMALES
PUEDEN CLASIFICARSE EN:
climáticos: temperatura, humedad, ventilación, etc.
fisicoquímicos: iluminación, ruido, composición del aire, cama, etc.
habitacionales: forma, tamaño, tipo y población de las jaulas, etc.
nutricionales: dieta, agua, esquema de administración
microorganismos y parásitos
situación experimental
Pesaje de las ratas, identificación, cálculo de dosis, medición de
volúmenes pequeños en jeringas.
• Es importante pesar exactamente a los animales, por que pequeñas
equivocaciones conllevan a calculo de dosis inapropiados que pueden
significar la ausencia de efecto o efectos tóxicos, antes de empezar a pesar
hay que calibrar las balanza. También hay que limpiar de vez en cuando la
canasta de la balanza ya que normalmente lo animales se orinan o defecan y
esto entorpece la maniobra, este peso accesorio puede ser significativo en
caso de ratones. Cuando se traslade al animal a otro sitio siempre debe de
hacerse en su jaula.
• Una vez que se ha pesado al animal se le debe identificar con una marca de
tinta indeleble por ejemplo en la oreja, cabeza, lomo, oreja izquierda, oreja
derecha, flanco izquierdo flanco derecho, base cola, mitad cola, fin cola, pata
delantera derecha, etc.. de esa manera será fácil reconocer al animal a la hora
de aplicarle el fármaco (cando la duración es solo de varis horas). En los
experimentos crónicos es preferible el sistema de perforación o corte en las
orejas.
• Luego calcular el volumen a administrar de acuerdo a las dosis y
concentraciones preparadas del extracto.
• Es importante la solubilidad del extracto, si es insoluble en agua se suspende
en goma arábiga o agar agar, si no es suficiente se disuelve en twin 80/agua, o
por ultimo convertirlo a una sal.
Manejo de la Rata. Nombre científico:
Rattus norvergicus. (tronco del cual descienden)
Rattus rattus (rata negra)
Ingles: Rat
Cepas: Sprague Dawley (SD), Wistar (WI), Long Evans
(LE).
De todos los animales de laboratorio, la
rata (Rattus norvergicus) es uno de los
mas comúnmente utilizados en
investigación médica y biológica es
probablemente el animal mas investigado
en la tierra. Numerosos modelos de
enfermedad han sido desarrollados en la
rata. Las ratas son escogidas obviamente
por que son fuertes, económicas, fácil de
manipular, requieren mínimo espacio y
bajo costo de mantenimiento.
Curva de crecimiento
de la rata macho y
hembra
Sujeción de la rata.
Es recomendable cambiar de sitio la jaula en donde se
encuentran, abrir la puerta para permitir que los animales se
asomen y “capten” el hecho de que van a ser manipulados.
Las manos deben estar limpias por que el olor de sustancias
químicas y de otros animales pueden inquietarlas.
Para sacar una rata de la jaula se le debe tomar
suavemente del cuerpo o de la cola (con cuidado); si se
inquieta, apoyarla en el otro brazo o sobre una superficie
rugosa, dejarla ahí por un momento para que se tranquilice y
luego colocar la palma de la mano sobre el dorso del animal
y cerrar los dedos pulgar, índice y medio alrededor del
cuello; el anular y el meñique alrededor del tórax para
sostenerla. Se debe presionar firme suavemente y evitar
brusquedades y no producirle asfixia.
Si el animal opone resistencia, deslizar el dedo pulgar hacia
la mandíbula inferior y al presionarla se cierra el hocico para
evitar que muerda. Se recomienda no manejar animales
muy inquietos o agresivos.
Otra forma de manipularlos es cogerlos de la piel desde la
nuca hasta el tren posterior, esta modalidad lo inmoviliza en
forma más eficiente.
Las ratas de menor tamaño (150 – 200 g) son más fáciles de
manipular que las de mayor tamaño (>250 g).
El sexo se determina al levantar el animal; en el macho se
aprecia la bolsa escrotal, que contiene los testículos, y que
está ausente en la hembra.
Administración por vía intraperitoneal
Es la vía de administración mas utilizada, permite una
absorción rápida por su amplia vascularización, lo que
produce un efecto rápido y duración corta. Una vez que la
rata esta sujeta e inmóvil, con la otra mano se toman los
cuartos traseros o la cola, se estiran y se presenta el
abdomen de la rata para que otra persona inyecte, por vía
intraperitoneal, en el cuadrante inferior a la izquierda de la
línea media, como se muestra en la figura, este es el mejor
lugar porque no hay órganos vitales. En el área caudal
derecha esta el ciego y en la línea media la vejiga. Se debe
inclinar a la rata de tal manera que la cabeza quede en un
plano inferior al abdomen, de esta manera las vísceras del
abdomen caen por gravedad, e impiden la posibilidad de
aplicar en un asa intestinal. La aguja (Nº 25 ó 27) de la
jeringa debe formar un ángulo de aproximadamente 10º
grados con la superficie de la piel. Al penetrar la aguja se
jala el embolo de la jeringa y si aspira algún líquido
(punción visceral) ó sangre (punción venosa) retirar un
poco la aguja hasta que ya no fluya, entonces se puede
depositar el fármaco. Se inyectan pequeños volúmenes,
habitualmente 0,2 a 0,4 mL. por cada 100 g de peso,
pudiéndose administrar como máximo 2 mL. La velocidad
a la cual se inyecta es rápida.
La inyección intraperitoneal.
El animal es firmemente sujetado con su
cabeza ligeramente hacia abajo. La aguja se
introduce en el área caudal izquierda de la
cavidad abdominal, como es observado por el
operador
Administración por vía intramuscular
También brinda una absorción rápida,
pero menos que la vía IP y los
volúmenes a inyectar son menores. Se
presenta el dorso del animal y el
fármaco se deposita, a través de una
aguja Nº 25 ó 27, en la parte posterior de
los cuartos traseros, la región del bíceps
femoral, el semitendinoso y el glúteo
superficial son los músculos más
frecuentemente usados para este tipo de
inyección. La figura muestra una
inyección en la cabeza de pelvis del
bíceps femoral. Hay que tener cuidado
de no insertar la aguja tan
profundamente para impedir causar
daño en los nervios subyacentes
inyectan pequeños volúmenes, la figura
también muestra que la pata trasera es
estirada durante la inyección. Una
aspiración corta debe realizarse para
asegurar que la aguja no ha entrado en
una vena. Habitualmente se administra
como máximo un volumen de 0,4 mL.
Administración por vía oral (intragástrica)
Para administrar fármacos por vía oral en la rata
como en otros animales de experimentación debe
asegurarse que el fármaco llegue al estómago por
lo tanto la administración debe hacerse mediante
una sonda gástrica de metal o de polietileno, el uso
depende de la experiencia del operador. El
animal se le sujeta de cualquiera de la formas
anteriormente mencionadas y se coloca en forma
vertical con la cabeza hacia arriba, estirando la
cola hacia abajo para que no se mueva.
En el caso de utilizar una sonda gástrica de caucho
o polietileno Nº 7 ú 8 corta la cual es introducida a
través de un agujero de una mordaza de madera o
plástico colocada detrás de los dientes frontales, la
mordaza se da vueltas hasta que saque la lengua
por la parte inferior y en ese momento se introduce
la sonda, sí resbala fácilmente a entrado a
esófago, si hay dificultad es posible que este
entrando a tráquea. Si el animal tose o se torna
cianótico probablemente la cánula esta en la
tráquea; y si esto ocurre, retirarla inmediatamente.
Si no hay contratiempo se introduce la sonda hacia
el estómago y se deposita el fármaco.
Administración por vía oral (intragástrica)
Cuando el procedimiento ha sido desarrollado
correctamente, la sonda se desliza suavemente.
En este caso, si el animal se mueve no hay peligro
de lesiones.
Cuando se utiliza la cánula de metal (del grosor de
una aguja de 18G aproximadamente de 10 cm de
largo con un bulbo en la punta para evitar hacer
lesiones en el esófago, laringe o tráquea) se debe
sujetar al animal lo mas recto posible sujetándolo
de la piel desde la nuca a lo largo del lomo y otra
persona jala de la cola para que no se mueva,
esto requiere más experiencia del manipulador
pero no es difícil.
El volumen a administrar puede ser variable, por
ejemplo 2 mL; hasta un máximo de 5 mL, en el
caso de hidratación (diuréticos) se puede
administrar aproximadamente 10 mL. También
depende del grado de llenado del estómago. La
velocidad de administración es lenta. Se utiliza
para determinar si el fármaco o extracto se
absorbe a nivel intestinal. La absorción es lenta en
comparación con la IP o IM. Por lo tanto, el efecto
se presenta lentamente y la duración es mayor.
Administración por vía subcutánea
Se contiene al animal
agarrándolo de la piel del cuello
como se muestra en la figura.
En el pliegue formado se
introduce la aguja 25G ó mas
pequeña la cual es posicionada
en plano horizontal y se empuja
todo el largo. Puede inyectarse
por el lado posterior para evitar
exponerse a la boca del animal.
El máximo volumen a
administrar es 1 mL. La zona es
menos irrigada, se utiliza para
obtener efectos prolongados.
Administración por vía intravenosa
Inyección en la vena de la cola Pueden utilizarse las dos venas ventrolaterales de
la cola de la rata. Antes de la inserción de la aguja
25G, la cola debe ser sumergida unos dos
minutos en agua caliente (40º C) o colocarla
debajo de una lámpara caliente, para dilatar las
venas (otra forma de dilatar las venas es
mediante el contacto con u algodón empapado
con xilol). Para asegurar un buen llenado venoso
y un alto porcentaje de éxito en la inyección, un
asistente debe aplicar presión en las base de la
cola con sus dedos. Las venas se hacen
inmediatamente visibles debajo de la piel y debe
entrarse con un ángulo casi paralelo a la cola. Se
debe evitar tirar excesivamente la cola durante la
inyección, debido a que la vértebra caudal podría
ocluir las venas con posible daño a los vasos. Por
esta vía no hay absorción, el fármaco entra
directamente a la sangre, presentándose los
efectos inmediatamente.
Inyección en la vena dorsal del pene. La vena provee una excelente vía para la
administración endovenosa. El pene es empujado
hacia afuera suavemente presionando su base,
debe ser sostenido del glande con el pulgar y el
índice, como muestra la figura. La vena del pene es
fácilmente visible y se puede entrar con una aguja
25G.
Otras vías de administración menos comunes
Inyección en la vena dorsal metatarsal La vena puede ser observada después de
presionar la superficie dorsal de la pata y
mojándolo con alcohol. La figura muestra como
presionar sobre la vena usando los dedos índice y
medio, mientras se sostiene los dedos con los
dedos anular y pulgar. La vena se observa
fácilmente y puede entrarse con una aguja 25G O
más pequeña. El pulgar puede ser usado para
estabilizar y sostener la aguja cuando entra en la
vena.
Para pequeñas cantidades (gotas) de
sangre se procede a realizar un pequeño
corte en la punta de la cola, previo a la
dilatación de las venas y presión en la
base de la cola, como se menciono
anteriormente.
Punción cardíaca. Para colectar una cantidad grande de
sangre mas grande se puede realizar
una punción cardíaca. Si se desea
seguir utilizando el animal se puede,
dependiendo del peso del animal,
colectar aproximadamente 5 mL; si el
animal va a morir se puede colectar
hasta 10 mL,. Este procedimiento se
realiza bajo anestesia suave con éter o
administración I.P. de tiopental. Puede
utilizarse también una combinación de
un analgésico (tramadol o fentanilo) más
una benzodiazepina.
Obtención de muestra sanguínea.
La punción cardíaca. (I)
La punción cardíaca es llevada a cabo bajo anestesia ligera.
Después de remover los pelos de la parte izquierda del tórax, la
piel es desinfectada con solución iodada. El animal es colocado
en posición supina, con su cabeza mirando al operador. El
corazón es palpado durante una compresión ligera del tórax con
el dedo índice y el pulgar de la mano izquierda. La aguja es Nº
20.
A: aguja 20G ;B: Jeringa
Punción cardíaca……. Una aguja nueva número 20G ó 21 y una
jeringa de 10 mL llenado con 100 uL de
heparina (500 UI/mL. o solución de citrato son
requeridos). Localizar el punto de máxima
palpitación del corazón colocando el dedo índice
sobre el cuarto espacio intercostal como se
muestra en la figura. La aguja (sin la jeringa)
debe ser insertada justo a través de la piel en
los músculos intercostales, próximo al dedo
índice en un ángulo de 45 º al plano coronal.
Con un corto empuje la aguja debe entrar en el
corazón y la sangre fluirá inmediatamente. En
forma siguiente se debe adaptar la jeringa a la
aguja sin cambiar su posición, y la sangre
puede ser extraída del animal. La extracción de
un máximo de 5 mL. de sangre por punción
cardíaca puede ser repetida en el mismo animal
después de algunos meses. Aunque el volumen
de sangre es rápidamente restaurada (en 24
horas) otros constituyentes de la sangre
requieren un tiempo mas largo para retornar a
niveles normales.
La punción cardíaca (II)
La aguja es empujada a través de los músculos intercostales.
En este momento los latidos del corazón son trasmitidos a la
aguja. Con un corto empuje de 3 a 4 mm dentro del corazón, y
la sangre saldrá hacia la aguja.
La punción cardíaca (III)
La jeringa se conecta a la aguja inmediatamente y la sangre es
retirada lentamente y a velocidad constante aproximadamente
0,2 mL/segundo o menos.
Términos aplicados para definir relaciones
espaciales En anatomía, la base para definir las relaciones
espaciales es el plano mediano imaginario, el cual
corre desde la cabeza a la cola. Este divide al animal
en dos mitades iguales (derecha e izquierda).
“Medial” y “lateral” son términos que muestran la
relación con el plano mediano, significando “alrededor
de” y “fuera de” el plano mediano, respectivamente.
Otro plano imaginario usado es el plano sagital, el
cual corre paralelo al plano mediano, este plano
divide al animal en secciones derecho e izquierdo
aunque no son necesariamente iguales. Pueden ser
muchos planos sagitales posibles a imaginar pero,
por definición puede ser solo un plano mediano. El
plano transverso yace perpendicularmente al plano
mediano, y divide al animal en una parte rostral y
otra caudal. El término rostral es aplicado para
definir estructuras que están situadas en dirección a
la cabeza. Mientras que Caudal se refiere a
estructuras situadas en dirección a la cola. Sin
embargo, los términos anatómicos latinos rostralis y
caudalis son usados solo para definir estructuras de
la cabeza. Los términos cranialis y caudalis son
utilizados en el resto del cuerpo.
Los términos proximal y distal significa
anatómicamente “hacia a” y “apartarse
de” el centro, línea mediana o punto de
vinculación u origen. Estos términos
son utilizados particularmente para
estructuras de las extremidades tales
como la cola, miembros y cabeza.
• Si bien es cierto el pentobarbital y el tiopental sódico (30 – 60 mg/Kg) son
los anestésicos mas usado en animales de experimentación, actualmente
existen fármacos con mejor perfil farmacológico y más seguros.
• Actualmente se puede utilizar una mezcla de fentanilo y fluanisona (0,3 –
1,0 mL/Kg. i.p.) de una solución diluida conteniendo 0,315 mg. de
fentanilo citrato (equivalente a 0,2 mg de fentanilo) y 10 mg de
fluanizona/ mL. Adicionado a Diazepam o midazolan 3,0 – 5,0 mg/Kg.
Produce profunda analgesia y suficiente relajación muscular para permitir
cirugía intra-abdominal e intra-toráxica de 15 a 30 minutos, pudiendo
alargarlo con administraciones adicionales.
• Otra posibilidad es la combinación de Ketamina (25 a 60 mg /Kg) más
xylazina (2,5 mg/Kg,)vía i.p. combinada con atropina.
• Para sedar se puede utilizar la combinación fentanilo-fluanisona (0,3 –
0,5 mL/Kg) i.p. (produce una neuroleptoanalgesia con pobre relajación
muscular, la duración es de 20 a 30 minutos); Diazepan o midazolam 4
mg/Kg; ketamina 25-60 mg/Kg.
• Para reducir la excesiva producción de saliva, contracción y secreción
bronquial, y proteger al corazón contra inhibición parasimpática (vagal) se
usa atropina a una dosis de 0,05-0,1 mg/Kg i.p. ó s.c.
Anestesia general y sedación de ratas
El ratón es un animal muy
sensitivo, nervioso y rápido;
siempre trata de no ser atrapado
y agrede cuando se siente
amenazado. Es capaz de
detectar inmediatamente a una
persona extraña manipulándolo.
Se recomienda no introducir
bruscamente la mano en la jaula.
Para sacarlo de la jaula se
puede introducir la mano y
colocar los dedos por debajo de
su cuerpo para que suba la
palma de la mano o cogerlo por
la cola.
Manejo del Ratón. (camundongos, lauchas) Nombre científico: Mus musculos.
Ingles: Mouse
Cepa: RATON BALB/c (Mus musculus)
RATON AKR (Mus musculus)
RATON ICR (Mus musculus)
RATON NIH (Mus musculus)
Un ratón adulto consume diariamente aproximadamente 12 gr. de alimento por
cada 100 gr. de peso corporal,
Básicamente los procedimientos son los mismos que
para la rata, con algunas modificaciones, no olvidar
que el ratón es más rápido.
Se puede llevar a cabo a través de dos
procedimientos. En uno de ellos, la misma persona
sujeta y administra. Se deposita al animal sobre una
superficie rugosa, que le sirva para hacer tracción, se
toma de la cola, se aprisiona entre la palma de la
mano y los dedos meñique y anular, y, con la misma
mano, se le toma suave pero firmemente de la piel
del dorso y cuello (con las orejas), y se le levanta
para proceder, con la otra mano, a la inyección
intraperitoneal.
El segundo procedimiento requiere de la
participación de dos personas y es relativamente
más seguro. En este caso, con una mano se le toma
de la cola y se jala suavemente hacia atrás y, con la
otra, se le toma al animal por la piel del dorso y
cuello. Se presenta la cara ventral para la inyección
intraperitoneal.
Las zonas de inyección son las mismas
mencionadas para la rata. Se utiliza, de acuerdo a la
consistencia del líquido a inyectar, agujas Nº 23, 25 ó
27. El volumen máximo a administrar es de 1 mL.
Manipulación y administración de
fármacos por vía intraperitoneal.
Uno de los procedimientos más comunes
para efectuar esta administración requiere de
la participación de dos personas. Una de
ellas (la que va a administrar) debe tomar al
ratón como se indicó anteriormente y
colocarlo verticalmente con la cabeza hacia
arriba bien sujeta y lo más recta posible. La
segunda sujeta la cola jalándola hacia abajo
para que el animal no se mueva, luego la
persona que sujeta al animal deberá
introducir la punta de la cánula en el hocico y
empujar suavemente, buscando que se
introduzca en el esófago. Si se presenta
resistencia puede estar ocurriendo que la
cánula esta en la tráquea o que la punta de la
misma este perforando el esófago, en cuyo
caso se observará cianosis en la piel y
tegumentos. En estos casos, se recomienda
retirarla ligeramente y rotarla. La correcta
ubicación en el esófago se identificará por un
deslizamiento suave y una penetración de
dos a tres centímetros. La cánula es del
tamaño de una aguja Nº 18, larga, y el
volumen máximo a administrar es de 1 mL.
Administración por vía oral (intragástrica)
El animal se introduce en un
recipiente pequeño con un agujero
en un extremo por donde sale la
cola y en el otro extremo existen
agujeros para que respire. Al igual
que la rata, se utiliza las venas de
la cola que son fácilmente visibles,
se recomienda dilatarlas con agua
caliente o xilol. Se aborda casi
paralelamente a la cola, sabemos
que esta en vena cuando la aguja
resbala fácilmente y al inyectar se
blanquea el trayecto de la vena.
La aguja es Nº 27 y el volumen
máximo a administrar es 0,4 mL.
Administración por vía intravenosa.
Obtención de muestra sanguínea. Para pequeñas cantidades (gotas) de sangre se procede a realizar un
pequeño corte en la punta de la cola, previo a la dilatación de las venas y
presión en la base de la cola, como se mencionó anteriormente para la rata.
Otra posibilidad que se menciona es obtener la muestra del seno orbitario.
El conejo es un animal sensitivo y huidizo, debe
dársele confianza. Se debe coger con una
maniobra rápida, aunque suave y firme, para
evitar asustarlo y la posibilidad de que luche,
huya y se lastime e incluso de que se
enfurezca y muerda. Se recomienda que con
una mano se le tome de la piel del cuello y
hombros y, con la otra se le soporte por debajo
del tren posterior; de esta manera se equilibra
el peso. Nunca se debe levantar por las orejas
o solamente de la piel por que se le lastima. El
sexo se determina al encontrar los testículos en
el macho o la carencia de ellos en la hembra.
Manejo del Conejo Nombre científico: Oryctolagus cuniculus
Orden : Logomorfos (antes pertenecía a los roedores),
Ingles : Rabbit.
Es una de las vías de administración más
utilizadas. Se puede realizar con el animal
sujeto en la caja de sujeción o sin ella. Al
quedar la cabeza fuera de la trampa se le
facilita la inyección de fármacos en la vena
marginal de la oreja. Esta maniobra requiere
rasurar la oreja y algunas veces producir
vasodilatación con compresas de agua
caliente o xilol. Se requiere que un ayudante
presione la base de la oreja para evitar el flujo
venoso y así dilatar la vena. La vena se
aborda con una aguja 25 a 26G x 1, casi
paralelamente al vaso y con una pequeña
inflexión se entra en la vena. Si resbala
fácilmente la aguja es positivo el abordaje,
además fluye sangre hacia la jeringa.
Frecuentemente se utiliza para inducir
anestesia (pentobarbital sódico 30 a 40
mg/Kg. de peso). También se extraen
pequeñas cantidades de sangre para analizar
sustancias como glucosa, colesterol, etc. Se
puede inyectar hasta un máximo de 10 mL.
Tener cuidado que el vaso que corre en medio
de la oreja es arteria.
Administración de fármacos por vía
intravenosa
Manejo del Cobayo. (cuy o conejillo de indias) Nombre científico: Cavia cobayo
Cavia porcellus
Ingles: Guinea-pig
Animal natural de sudamérica. El cobayo es un animal sumamente dócil y de fácil
manejo, rara vez ataca a las personas que lo manipulan. Tiene tendencia al escape
y cuando se intenta tomarlo emite algunos chillidos. Su manejo requiere acercar la
mano, sin ruidos que provoque su escape, y tomarlo del dorso a nivel del tórax, al
levantarlo se deben tomar de inmediato, con la otra mano, las patas traseras, esta
maniobra puede provocar movimientos bruscos del animal, sujételo con firmeza sin
presionar demasiado para no obstruir sus vías respiratorias.
Los cobayos son muy sensibles a la humedad elevada y a los cambios de
temperatura. Este animal de laboratorio tiene un requerimiento elevado y constante
de ciertas vitaminas y aminoácidos, pero fundamentalmente el ácido ascorbico
(vitamina C). El cobayo no vivirá, ni reproducirá, ni criará sus gazapos sin una
fuente adecuada de vitamina C, necesita como mínimo 0,5 mg diarios por cada 100
gramos de peso corporal. Los síntomas de deficiencia son, el crecimiento retardado,
hemorragias internas, rigidez de las patas traseras, aumento en las extremidades de
las costillas y diarreas
Enfermedades: Sufren pseudotuberculosis aguda o crónica, si es aguda, el animal
muere en pocos días. En la crónica, las vísceras presentan manchas blanco
amarillentas con apariencia de tuberculosis. Pueden tener pleuresías, neumonías,
producidas por pneumococos, etc.
Vivir no es solo existir....
Sino existir y crear.
Saber gozar y sufrir.
Y no dormir, sin soñar.
....Descansar,
es empezar a morir
Gracias por su atención