unidad de laboratorio de ciencias...

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Guía para Elaboración de Prácticas

Atención a Usuarios Unidad de Laboratorio de Ciencias Ambientales Revisión No. 02

Facultad de Planeación Urbana y Regional. Fecha: 21/07/09 Subdirección Académica. Unidad de Laboratorio de Ciencias Ambientales.

UNIDAD DE LABORATORIO DE CIENCIAS

AMBIENTALES

MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO DE

INDICADORES DE CALIDAD AMBIENTAL

LICENCIATURA EN CIENCIAS AMBIENTALES

ELABORÓ

DR. JOSÉ ARMANDO DIEZ PÉREZ

2




3




4




ÍNDICE

Coliformes Totales y Fecales en agua para Consumo Humano ................................................................... 8

1. Objetivo ................................................................................................................................................ 8

2. Introducción .......................................................................................................................................... 8

3. Seguridad ............................................................................................................................................. 8

4. Reactivos .............................................................................................................................................. 8

5.1 Material .......................................................................................................................................... 9

5.2 Equipo ............................................................................................................................................ 9

6. Muestreo y Almacenamiento ................................................................................................................ 9

7. Control de Calidad .............................................................................................................................. 10

8. Calibración y/o Verificación ............................................................................................................... 10

9. Interferencias ...................................................................................................................................... 10

10. Procedimiento................................................................................................................................... 10

11. Reporte ............................................................................................................................................. 11

12. Cálculos y Resultados ...................................................................................................................... 12

13. Manejo de Residuos ......................................................................................................................... 12

14. Referencias bibliográficas ................................................................................................................ 12

15. Histórico de Cambios ....................................................................................................................... 13

16. Anexos ............................................................................................................................................. 13

Sólidos totales disueltos y suspendidos ..................................................................................................... 15

1. Objetivo .............................................................................................................................................. 15

2. Introducción ........................................................................................................................................ 15

3. Seguridad ........................................................................................................................................... 15

4. Reactivos ............................................................................................................................................ 15

5.1 Material ........................................................................................................................................ 16

5.2 Equipo .......................................................................................................................................... 16

5




6. Muestreo y Almacenamiento .............................................................................................................. 16


8. Calibración y/o Verificación ............................................................................................................... 16

9. Interferencias ...................................................................................................................................... 16

10. Procedimiento................................................................................................................................... 16

11. Reporte ............................................................................................................................................. 17





16. Anexos ............................................................................................................................................. 17

Bio-indicadores ........................................................................................................................................... 18

1. Objetivo .............................................................................................................................................. 18

2. Introducción ........................................................................................................................................ 18

3. Seguridad ........................................................................................................................................... 18

4. Reactivos ............................................................................................................................................ 18

5.1 Material ........................................................................................................................................ 18

5.2 Equipo .......................................................................................................................................... 19



8. Calibración o Verificación ................................................................................................................... 19

9. Interferencias ...................................................................................................................................... 19

10. Procedimiento................................................................................................................................... 19

11. Reporte ............................................................................................................................................. 20




6





16. Anexos ............................................................................................................................................. 20

Determinación en agua de los aniones sulfato, fosfato y cloro libre ........................................................... 21

1. Objetivo .............................................................................................................................................. 21

2. Introducción ........................................................................................................................................ 21

3. Seguridad ........................................................................................................................................... 21

4. Reactivos ............................................................................................................................................ 21

5.1 Material ........................................................................................................................................ 22

5.2 Equipo .......................................................................................................................................... 22



8. Calibración y/o Verificación ................................................................................................................ 22

9. Interferencias ...................................................................................................................................... 22

10. Procedimiento................................................................................................................................... 22

11. Reporte ............................................................................................................................................. 23





16. Anexos ............................................................................................................................................. 24

Acidificación de cuerpos de agua ............................................................................................................... 25

1. Objetivo .............................................................................................................................................. 25

2. Introducción ........................................................................................................................................ 25

3. Seguridad ........................................................................................................................................... 25

4. Reactivos ............................................................................................................................................ 25

5.1 Material ........................................................................................................................................ 26

5.2 Equipo .......................................................................................................................................... 26

7






8. Calibración o Verificación ................................................................................................................... 26

9. Interferencias ...................................................................................................................................... 26

10. Procedimiento................................................................................................................................... 26

11. Reporte ............................................................................................................................................. 26





16. Anexos ............................................................................................................................................. 27

8




Unidad de Aprendizaje: Indicadores de Calidad Ambiental

Título de la práctica: Coliformes Totales y Fecales en agua para Consumo Humano

No. Práctica: 1

Fecha de Emisión: Octubre 2010 Páginas: 7

Fecha de Revisión: Octubre 2010 No. de Revisión: 00

Elaboró: José Armando Díez Pérez

1. Objetivo

El alumno Investigara la presencia de bacterias del grupo Coliforme en agua de consumo humano mediante la técnica del Número Más Probable (NMP), usando tubos de fermentación múltiple.. 2. Introducción

La potabilidad del agua es de gran importancia en cuanto a Salud Pública, ya que ésta puede servir como vehículo de microorganismos patógenos, productores de enfermedades llamadas comúnmente como Salmonelosis (Tifoidea y Paratifoidea), Shigelosis, Cólera, Hepatitis, etc. Estos microorganismos son todos de origen entérico. La OMS incluye dentro del grupo coliforme todos los bacilos aerobios y anaerobios facultativos Gram negativos, no esporulados, que producen ácido y gas al fermentar la lactosa, a 35 – 37 °C. Las especies clásicas de este grupo son Escherichia coli y Enterobacter aerogenes. El método se basa en la inoculación de alícuotas de la muestra sin diluir en una serie de tubos por quintuplicado con un medio que contiene lactosa (caldo lactosado o caldo lauril triptosa). Esta técnica para la determinación de coliformes totales y termotolerantes consta de dos fases: la fase presuntiva y la fase confirmatoria. 3. Seguridad

La práctica deberá de realizarse con el equipo y material necesarios de acceso a laboratorio de tal manera que

todo alumno se encuentre en perfecta seguridad; para esto se tiene como requisito mínimo la utilización de bata,

guantes y zapatos bajos.

4. Reactivos

Reactivo

1.Muestras de agua potable de diferente origen (Grifo, purificada y embotellada, tinaco, cisterna u otro), de un volumen mínimo de 100 mL. 2.Caldo lauril sulfato (caldo lauril triptosa) a doble concentración (para la prueba presuntiva del grupo coliformes). Véase la preparación de los medios en el apéndice A.

3.Caldo verde brillante lactosa bilis 2% a concentración simple para la prueba confirmativa de coliformes totales. 4.Caldo EColi para la prueba confirmativa de coliformes

9




fecales.

5. agua destilada para la preparación de los medios.

5.1 Material

Material

1Mechero Bunsen. 1Cerillos ó encendedor. 1Gradillas para tubos de 18 x 150 y de 20 x 20

1frasco de vidrio estériles y de boca ancha para el muestreo 1 pipetas serológicas de 10 mililitros esterilizada

2 pipeta serológica de 1ml esterilizada

1Asa bacteriológica 1Una perilla de 3 vías 5 Tubos de 20 x 180 mm con campana Durham en su interior, conteniendo 20 mL de caldo lauril triptosa estéril de doble concentración. tubos de 18 x 150 mm con campana Durham, conteniendo Caldo Lactosa Bilis Verde Brillante estéril. 10 Tubos de 18 x 150 mm con campana Durham en su interior, conteniendo 10mL de caldo E.C. (Escherichia coli) estéril de concentración sencilla.

5.2 Equipo

Equipo

1autoclave

1horno de aire caliente o estufa para esterilización.

1Baño María con una temperatura estable a 42 ± 0,2 °C Una incubadora a 35 ± 0,5 °C.

6. Muestreo y Almacenamiento

Las muestras para el análisis bacteriológico, se deben tomar en frascos ámbar que se hayan lavado con extremo cuidado y esterilizado. En su interior añadir, previo a la esterilización, 0.1 mL de solución de Na2S2O3 (tiosulfato de sodio). al 10%, por cada 120 mL de muestra con el propósito de neutralizar la acción del cloro que pudiera contener la muestra, cubriendo además el tapón del frasco hasta el cuello con papel aluminio. El análisis bacteriológico de la muestra debe practicarse inmediatamente después de su recolección. Es por ello que se recomienda que de no efectuarse así el análisis, se inicie dentro de las dos horas

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próximas a la recolección de la muestra y en ningún caso, este lapso debe de exceder de 24 horas para agua potable y de 6 horas para otros tipos de agua para que sea válido el resultado del análisis. Durante el período que transcurre del muestreo al análisis, se debe conservar la muestra a 4 °C, con objeto de inhibir la actividad bacteriana para no obtener resultados falsos o dudosos.

7. Control de Calidad

Cuestionario:

1. ¿Cuáles son los límites máximos permisibles de C. totales en agua para consumo humano. 2. Mencionar 5 enfermedades transmitidas por el agua, indicando el agente etiológico correspondiente. 3. Además de representar un riesgo para la salud pública el uso de agua Con coliformes totales, ¿Qué otros efectos indeseables puede representar? 4. ¿Cuáles son las características que debe reunir un Microorganismo Indicador? 5. ¿Por qué el número de Coliformes Totales es siempre mayor que el de Coliformes Fecales? 6. De acuerdo a la normatividad mexicana vigente ¿Cuáles son los límites permisibles en cuanto a Coliformes Totales y Coliformes Fecales en el agua para consumo humano? Dar los números de las Normas Oficiales Mexicanas correspondientes

8. Calibración y/o Verificación

El equipo antes de ser usado deberá ser verificado previamente para que su uso sea correcto.

9. Interferencias

La práctica deberá realizarse con medidas de asepsia y material esterilizado para obtener los resultados

confiables y evitar riesgos de contaminación.

10. Procedimiento

Prueba presuntiva, siembra de 5 tubos, cada tubo con 10 mL de muestra

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11. Reporte

El reporte de práctica deberá contener los siguientes apartados:

Caratula

Objetivo

Introducción

Reactivos, material y equipo

Procedimiento

Resultados

Bibliografía

12




12. Cálculos y Resultados

Se deberán revisar los tubos a las 24 y 48 horas y ver en la tabla No. 1 y Si el total de tubos son NEGATIVOS: El examen se da por terminado, reportando la AUSENCIA DE COLIFORMES TOTALES Y FECALES en la muestra analizada. Todos aquellos tubos que den POSITIVOS para prueba presuntiva se anotarán convenientemente y se procederá a realizar la PRUEBA CONFIRMATORIA. Los resultados se expresan de la siguiente manera: En el caso de coliformes totales, expresar como: NMP de coliformes totales/100 mL En el caso de coliformes termotolerantes(fecales), expresar como: · NMP de coliformes termotolerantes /100 mL

Tabla No. 1 Coliformes Totales en Agua para Consumo Humano

13. Manejo de Residuos

Los tubos que resulten positivos a coliformes totales o termotolerantes, se deberán esterilizar en autoclave para después ser desechados en la tarja y los que resulten negativos se desechan en la tarja.

14. Referencias bibliográficas

1. Organización Panamericana de la Salud (1988). Guías para la calidad del agua potable.Vol. 3. Control de la calidad del agua potable en sistemas de abastecimiento para pequeñas comunidades. Publicación Científica 508. Washington D. C., OPS.Organización Panamericana de la Salud (1978). 2. Procedimientos simplificados para el examen de aguas. Segunda edición en español. Publicación Científica 369. Washington, OPS.

No. de tubos Positivos Índice NMP/100ml

0 < 1.1

1 1.1

2 2.6

3 4.6

4 8.0

5 >8

13




3. Norma Oficial Mexicana NOM-181-SSA1-1998, Salud ambiental. Agua para uso y consumo humano. Requisitos sanitarios que deben cumplir las sustancias germicidas para tratamiento de agua, de tipo doméstico, SSA, México D.F. 4. MODIFICACION a la Norma Oficial Mexicana NOM-127-SSA1-1994, Salud ambiental. Agua para uso y consumo humano. Límites permisibles de calidad y tratamientos a que debe someterse el agua para su potabilización, SSA, México D:F: 5. Manual para análisis básicos de calidad de agua de bebida, Margarita Aurazo de Zumaeta OPS/CEPI, OMS, Lima, 15. Histórico de Cambios

Revisión Razón de Cambio Decía Dice

1

2

16. Anexos

A.1 Caldo lauril triptosa o lauril sulfato de sodio Fórmula (concentración simple) Triptosa ........................................................................................ 20,0 g Lactosa ......................................................................................... 5,0 g Fosfato de hidrógeno dipotasio (K2HPO4).......................... 2,75 g Fosfato dihidrógeno potasio (KH2PO4) ............................... 2,75 g Cloruro de sodio (NaCl) ......................................................... 5,0 g Lauril sulfato de sodio .............................................................. 0,1 g Agua destilada ............................................................................ 1.000 mL Fórmula (concentración doble) Triptosa ........................................................................................ 40,0 g Lactosa ......................................................................................... 10,0 g Fosfato de hidrógeno dipotasio (K2HPO4).......................... 5,5 g Fosfato dihidrógeno potasio (KH2PO4) ............................... 5,5 g Cloruro de sodio (NaCl) ......................................................... 10,0 g Lauril sulfato de sodio .............................................................. 0,2 g Agua destilada ............................................................................ 1.000 mL Preparación del medio Añadir los ingredientes deshidratados al agua destilada, mezclar cuidadosamente y disolver calentando. El pH final después de la esterilización debe ser 6,8 ± 0,2. Antes de esterilizar, dispensar 10 mililitros en tubos de fermentación con un tubo Durham invertido. Tapar los tubos con tapones de metal, plástico resistente al calor o tapones de algodón. Autoclavar por 15 minutos a 121 ºC. A.2 Caldo verde brillante lactosa bilis 2% Fórmula Peptona ........................................................................................ 10,0 g Lactosa ......................................................................................... 10,0 g Oxgall ........................................................................................... 20,0 g Verde brillante ............................................................................ 0,0133 g Agua destilada ............................................................................ 1.000 mL Preparación del medio

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Añadir los ingredientes deshidratados al agua destilada, mezclar cuidadosamente y disolver calentando. El pH final después de la esterilización debe ser 7,2 ± 0,2. Antes de esterilizar, dispensar en tubos de fermentación con un tubo Durham invertido, en cantidad suficiente como para cubrir el tubo después de la esterilización. Tapar los tubos con tapones de metal, plástico resistente al calor o tapones de algodón. Autoclavar por 15 minutos a 121 ºC. A.3Caldo EC Fórmula Triptosa o tripticasa ................................................................... 20,0 g Lactosa ......................................................................................... 5,0 g Mezcla de sales biliares o sales biliares N.º 3 ........................ 1,5 g Fosfato de hidrógeno dipotasio (K2HPO4) .......................... 4,0 g Fosfato dihidrógeno potasio (KH2PO4) ............................... 1,5 g Cloruro de sodio (NaCl) ......................................................... 5,0 g Agua destilada ............................................................................ 1.000 mL Preparación del medio Añadir los ingredientes deshidratados al agua destilada, mezclar cuidadosamente y disolver calentando. El pH final después de la esterilización debe ser 6,9 ± 0,2. Antes de esterilizar, dispensar en tubos de fermentación con un tubo Durham invertido, en cantidad suficiente como para cubrir el tubo después de la esterilización. Tapar los tubos con tapones de metal, plástico resistente al calor o tapones de algodón. Autoclavar por 15 minutos a 121 ºC.

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Unidad de Aprendizaje: Indicadores de calidad ambiental

Título de la práctica: Sólidos totales disueltos y suspendidos

No. Práctica: 2

Fecha de Emisión: Octubre de 2010 Páginas: 3

Fecha de Revisión: Octubre de 2010 No. de Revisión: 00


1. Objetivo

El alumno Investigara la presencia de sólidos disueltos y suspendidos por el método gravimétrico. 2. Introducción

Los sólidos en el agua tienen un efecto negativo sobre la calidad de la misma, por lo general, sí existe un alto contenido de sólidos el agua tendrá mal olor y sabor. Los sólidos totales (ST) son la suma de todos los sólidos disueltos y suspendidos en el agua. Cuando el agua se analiza para los ST se seca la muestra y el residuo se pesa después. ST pueden ser tanto las sustancias orgánicas como inorgánicas, los microorganismos y partículas más grandes como la arena y arcilla.

3. Seguridad


todo alumno se encuentre en perfecta seguridad; para esto se tiene como requisito mínimo la utilización de bata

y zapatos bajos.

4. Reactivos

Reactivo

No Aplica

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5.1 Material

Material

Muestra de agua residual

1 vaso de precipitado de 50 o 10 ml.

1 pipeta graduada de 5 ml.

1 desecador

5.2 Equipo

Equipo

1balanza analítica con precisión de 0,1 mg

1horno de aire caliente o estufa para esterilización.


Deben tomarse un mínimo de 500 mL de muestra en envases de polietileno y taparse inmediatamente después de la colecta. Pueden utilizarse muestras compuestas o simples. No se requiere de ningún tratamiento específico en campo. Debe preservarse la muestra a 4°C hasta su análisis. El tiempo máximo de almacenamiento previo al análisis es de 7 días. Sin embargo, se recomienda realizar el análisis dentro de las 24 h posteriores a su colecta. Las muestras deben estar a temperatura ambiente al momento del análisis.


Cuestionario:

1. Cuál es la calidad del agua muestreada? 2. Cuáles son los valores máximos permisibles de sólidos totales en agua para consumo humano?

8. Calibración y/o Verificación


9. Interferencias

No tocar el vaso de precipitado previamente tarado con las manos, para evitar la alteración del peso por la

grasa.

10. Procedimiento

1. Pesar un vaso de precipitado de 50 ó 10 ml previamente secado y llevado a peso constante.

2. Mezclar el agua problema de forma que sea homogénea medir y transferir 5 ml de esta al vaso de precipitado previamente pesado y marcado. 3. Colocar el vaso de precipitado con la muestra en una estufa a una temperatura de 105ªC para llevarlos a sequedad durante i o 1:30 horas. Enfriar en el desecado y pesar. .

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11. Reporte

El reporte de práctica deberá contener los siguientes apartados:

Carátula

Objetivo

Introducción

Reactivos, material y equipo

Procedimiento

Resultados

Bibliografía


Calcular el contenido de sólidos totales de las muestras como sigue: ST = (G1 - G ) / V donde: ST son los sólidos totales, en mg/L; G1 es el peso del vaso con el residuo, después de la evaporación, en mg; G es el peso del vaso vacío, en mg a peso constante, y V es el volumen de muestra, en mL.


N/A


1.Sawyer, Mc Carty Parkin Chemistry for Environmental Engineering, 4ª Ed. McGraw Hill Co. (1994) EUA.

2. NMX-AA-115-SCFI-2001 Análisis de agua - Criterios generales para el control de la calidad de resultados analíticos.Declaratoria de vigencia publicada en el DiarioOficial de la Federación el 17 de abril de 2001. 3. NOM-001-ECOL-1996 Que establece los límites máximos permisibles de contaminantes en las descargas de aguas residuales en aguas y bienes nacionales, publicada en el Diario Oficial de la Federación el 6de enero de 1997.

15. Histórico de Cambios

Colocar el siguiente cuadro para cuando sea necesario realizar alguna modificación de la práctica.


1

2

16. Anexos

Posibilidad de aplicar fotografías para ver el cambio tenido.

18




1. Objetivo

El alumno observará y comprenderá las razones por las que un componente natural puede alterarse

conforme a las condiciones de calidad climática y de recursos de casa lugar

2. Introducción

La práctica consistirá en realizar un solo proceso de crecimiento en un frijol, pero con agua de diferentes

lugares para ver cuál es la diferencia con el agua y las condiciones de una región y otra, es decir cada

alumno regara su frijol con agua de diferentes municipios o lugares.

3. Seguridad


todo alumno se encuentre en perfecta seguridad; para esto se tiene como requisito mínimo la utilización de bata

y zapatos bajos.

4. Reactivos

5.1 Material

Material

Frasco de vidrio

Frijol y algodón

Agua (muestras de agua de diferente lugar)


Título de la práctica: Bio-indicadores No. Práctica: 2

Fecha de Emisión: Septiembre de 2011 Páginas: 3

Fecha de Revisión: Septiembre de 2011 No. de Revisión: 00


Reactivo

Agua común de diferentes municipios

La misma especie de frijol para todos los alumnos

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5.2 Equipo

Equipo

No aplica.


Se irá verificando el material ya depositado en el frasco para darle un seguimiento, además de que se tiene que

regar constantemente con la muestra de agua para evitar que se seque y que no crezca.


No se debe aplicar por ningún motivo agua ajena a la primera muestra, es decir siempre se tiene que usar agua

del mismo lugar

.

Si el objetivo es adquirir conocimiento la forma seria aplicar un cuestionario para medir el aprendizaje adquirido.

8. Calibración o Verificación

Antes de utilizar la primera muestra de agua se tiene que asegurar que de donde se extrajo el agua por

primera vez se podrá seguir extrayendo para los riegos posteriores.

9. Interferencias

No aplica.

10. Procedimiento

a) En un frasco limpio se va a depositar algunos frijoles de la misma especie pero comprados en diferentes lugares

b) Posteriormente se los pondrá algodón como sustituto de tierra que servía como medio absorbente de agua para lograr tener un crecimiento de la planta del frijol

c) Una vez puesto el frijol con algodón en el frasco se regara constantemente agua extraída de diferentes municipios por alumno sin alterar el lugar de extracción para lograr el éxito de la planta

d) Finalmente se verá como creció cada frijol para ver las diferencias y se discutirá el por qué de estas

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11. Reporte

Reportar en el formato previamente convenido, anotando los cambios observados en la planta.

Cuestionario

a) ¿Por qué la planta crece de manera diferente en casa caso? b) ¿Qué factores intervienen en las diferencias de un frasco a otro? c) ¿Cuáles diferencias puedes observar con las plantas de los demás frascos?


No aplica.


No aplica.


No aplica.




1

2

16. Anexos

Posibilidad de aplicar fotografías para ver el cambio tenido.

21




1. Objetivo

Aprender sobre la determinación de valores de soluciones de diferentes aniones comunes en el agua y

muy importantes para la caracterización de la misma. Uso del colorímetro HATCH, apropiado para

gabinete y para campo.

2. Introducción

El cloro libre procede de la desinfección de aguas con dosis sobrada. Los sulfatos son característicos de

aguas subterráneas en zonas volcánicas y del uso de fertilizantes tipo sulfato de amonio. Los fosfatos

proceden de fertilizantes que contienen fosfatos, de algunos detergentes y son la principal causa de la

eutroficación de loscuerpos de agua que los reciben.

3. Seguridad

La práctica deberá de realizarse con el equipo y material necesarios de acceso a laboratorio de tal

manera que todo alumno se encuentre en perfecta seguridad; para esto se tiene como requisito mínimo la

utilización de bata y zapatos bajos.

4. Reactivos


Título de la práctica: Determinación en agua de los aniones sulfato, fosfato y cloro libre

No. Práctica: 3

Fecha de Emisión: Octubre del 2010 Páginas: 4

Fecha de Revisión: Octubre del 2010 No. de Revisión: 00


Reactivo

Sobre HATCH para cloro libre (DPD Free Chlorine)

Sobre HATCH sulfato (Método SulfaVer 4)

Sobrea HATCH ortofosfato (PhosVer3). Determinación

mediante ácido ascórbico.

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5.1 Material

Material

Pipetas volumétricas de 1,5 y 10 ml

5.2 Equipo

Equipo

Espectrofotómetro marca HATCH.


No se requiere muestreo ni almacenamiento 7. Control de Calidad

Realizar varias lecturas de cada concentración de anión. Revisar las posibles diferencias entre lecturas 8. Calibración y/o Verificación


9. Interferencias

NO APLICA.

10. Procedimiento

Para cada uno de los aniones (cloro, fosfato y sulfato):

Preparar dos soluciones, de diferente concentración, de cada uno de los aniones. Las

soluciones deben de prepararse justo antes de la realización de la medición.

Llenar una pipeta de observación (10 mL) con la solución calibradora (agua des-ionizada).

Oprima programa en( PRGM 7).

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La ventana del aparato mostrará PRGM ?

Ingrese el número del programa respectivo (Cl libre, sulfato y fosfato):

ANION PROGRAMA (PRGM)

Cl libre 9

Sulfato 91

Fosfato 79

Coloque la pipeta con el agua des-ionizada en el aparato, cúbrala con la tapa . Oprima ENTER.

Al oprimir ENTER (Ej. 9 ENTER, para el cloro) con cada número de programa la ventana

mostrará respectivamente:

Cl mg/L, CL2 y el ícono de cero)

SO4 mg/L, SO4y el ícono de cero)

PO4 mg/L, PO4 y el ícono de cero)

Luego coloque la pipeta con la muestra de estudio en el aparato y cúbrala con la tapa.

Oprima READ y en la ventana aparecerá la medida respectiva, de cada anión (en mg/L).

No usar detergentes para lavar las pipetas.

Realizar previamente una medida con el agua des-ionizada antes de la correspondiente a cada anión.

Realizar varias veces la lectura en cada una de las muestras 11. Reporte

Formato indicado por el maestro.


No Aplica


Una vez terminada la práctica, envasar las soluciones y etiquetarlas, para utilizarlas en la siguiente

práctica.

24





Dar a conocer los autores consultados que respalden el tema tratado en la práctica




1

2

16. Anexos

Agregar cualquier documento necesario para el desarrollo de la práctica que no este descrito en el

procedimiento.

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1. Objetivo

Evaluar el comportamiento de un indicador biológico ante un fenómeno causado por la emisión de

contaminantes.

2. Introducción

La lluvia ácida fue detectada en los años 70´s, después de que se observó una disminución en la

población de peces en los diferentes cuerpos de agua los cuales mostraban altos índices de acidificación,

causado por la emisión de contaminantes a la atmósfera, tales como el dióxido de azufre y los óxidos de

nitrógeno, los cuales en la atmósfera son convertidos a través de procesos químicos en ácido sulfúrico y

ácido nítrico respectivamente.

Se observará en el laboratorio, el efecto sobre el bioindicador ante diferentes niveles de pH en el agua.

3. Seguridad

El alumno deberá portar bata, lentes de seguridad y guantes de plástico.

4. Reactivos


Título de la práctica: Acidificación de cuerpos de agua No. Práctica: 4

Fecha de Emisión: Octubre del 2011 Páginas: 3

Fecha de Revisión: Octubre del 2011 No. de Revisión: 00


Reactivo

Ácido Nítrico

Ácido Sulfúrico

Agua

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5.1 Material

Material

Vasos de precipitado de 500 ml (3)

Pipetas volumétricas de 1,5 y 10 ml

Pipetas graduadas de 1,5 y 10 ml

Peces de ornato

5.2 Equipo

Equipo

Potenciómetro equipado


No Aplica


No Aplica

8. Calibración o Verificación

Calibrar el potenciómetro con sustancias de referencia, previo a su uso.

9. Interferencias

No Aplica

10. Procedimiento

Preparar soluciones ácidas utilizando los reactivos mencionados, a pH´s de 6.5, 5.5 y 4.5 las cuales

funcionarán como “peceras”

En las soluciones preparadas, incorporar un pez y realizar monitoreo cada 24 horas y describir las

observaciones correspondientes, comparándolas con el blanco.

En una “pecera” en la cual NO se utilizará solución ácida, mantener un pez como blanco

Alimentar de manera normal a los peces durante la semana que dure el experimento.

11. Reporte

Reportar de acuerdo al formato establecido por el maestro.

27





Indicar el método para realizar los cálculos necesarios.


Una vez terminada la práctica, envasar las soluciones y etiquetarlas, para utilizarlas en la siguiente

práctica.


National Environmental Indicator Series.




1

2

3

16. Anexos

No Aplica

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