tesis pargo canané por alain eduardo tapia ortiz, victor avila velazquez
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DIVISIÓN DE BIOTECNOLOGÍA
EVALUACIÓN DE DIETAS PARA CRECIMIENTO DE PARGO CANANÉ (Ocyurus chrysurus)
EN SISTEMAS CONTROLADOS.
TESIS
PARA OBTENER EL TÍTULO DE
INGENIERO EN BIOTECNOLOGÍA
PRESENTAN
VÍCTOR ÁVILA VELÁZQUEZ
ALAIN EDUARDO TAPIA ORTIZ
ASESOR INSTITUCIONAL: Dr. MIGUEL ANGEL OLVERA NOVOA
ASESORES ACADÉMICOS:
M EN E. MARÍA YESENIA SÁNCHEZ ZEPEDAI.G. PAOLA SOLÍS VENCES
INSTITUCIÓN: CENTRO DE INVESTIGACIÓN Y DE ESTUDIOS AVANZADOS DEL I.P.N., UNIDAD MÉRIDA
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GENERACIÓN: MAYO 2012-DICIEMBRE 2013
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EVALUACIÓN DE DIETAS PARA CRECIMIENTO DE PARGO CANANÉ (Ocyurus chrysurus)
EN SISTEMAS CONTROLADOS.
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DEDICATORIA
Dedico este trabajo,
A mi madre Julieta Ortiz Yrisson que tanto amo por
guiarme, apoyarme y confiar en mí, por sus consejos,
por darme su amor incondicional. Te estaré
eternamente agradecido.
A mi abuela Teresa Yrisson Velázquez por cuidarme y
quererme tanto, por animarme a seguir siempre
adelante. Mi éxito es tuyo
A mi hermana Dana por los grandes momentos que
hemos vivido y los que vienen por delante…
A la memoria de mi amigo Aarón García que en donde
se encuentre, siempre estará presente.
Alain Eduardo Tapia Ortiz
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DEDICATORIA
“ES MAS PADRE EL QUE CRIA QUE EL QUE ENGENDRA”
A mi madre:
Me llevó usted siempre por el buen camino, me dio aliento para seguir en la
senda de la mi educción “Que orgullosa debe estar usted, esté donde esté”, Te
amo Mamá”.
A mi padre:
Tu esfuerzo, dedicación y preocupación por nosotros (Tus hijos) ha
sido la mejor de tus batallas, “Sin duda el mejor padre y el único
padre que he tenido”, Te amo Papá.
A mis hermanos:
Nuestras jugarretas y charlas me enseñaron entre
otras muchas cosas a no darme por vencido en
situaciones de estrés. Los amo hermanos.
A mis sobrinos:
Quienes amo con todo mi ser y por quienes me esfuerzo cada día por ser su
ejemplo a seguir
“Daniel, Guillermo Emanuel, Manuel, Emily Tilma, Galia y Camino”.
Victor Ávila Velázquez
AGRADECIMIENTOS
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Al Centro de Investigación y de Estudios Avanzados (CINVESTAV) Unidad Mérida
por abrir sus puertas y permitirme realizar mi estancia profesional.
Agradezco al macroproyecto “Desarrollo de alimentos formulados nutricionalmente
eficientes para el cultivo rentable de peces” FonSec SAGARPA-2011-08-164673,
subproyecto “Crecimiento de pargo canané Ocyurus chrysurus" por el apoyo
económico otorgado durante el desarrollo de este trabajo de tesis.
Gracias al Dr. Miguel Olvera por haberme permitido trabajar a su lado, apoyarme
personal y académicamente, sin olvidar su buen humor.
A Itzel Tapia y a Gloria Martínez por brindarme su amistad, su apoyo y su ayuda
en cualquier momento y en cualquier lugar.
Agradezco de igual manera a todos mis amigos Leo Solares, Noé Vera, José Luis
Benítez, David García, Luis Ávila, Mariana Rodríguez, Kriztina y Mariana Ochoa,
que hicieron de esta etapa de mi vida una aventura continua, llena de grandes
anécdotas, consejos y experiencias.
Y gracias a todas las personas que tocaron mi vida y contribuyeron a este logro
directa o indirectamente, no quisiera quitarles méritos, gracias y…vamos por más.
Alain Eduardo Tapia Ortiz
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AGRADECIMIENTOS
Gracias a mi familia quien me ha apoyado a lo largo de mi educación
“Este logro es para ustedes, los amo”.
Agradezco al macroproyecto "Desarrollo de alimentos formulados nutricionalmente
eficientes para el cultivo rentable de peces" FonSec SAGARPA-2011-08-164673,
subproyecto "Crecimiento de pargo canané Ocyurus chrysurus" por el apoyo
económico otorgado durante el desarrollo de este trabajo de tesis, así como al
Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN por el espacio asignado
para la puesta en marcha de este proyecto.
Gracias al Dr. Miguel A. Olvera Novoa por guiarnos en el camino de la sabiduría y
enseñarnos el verdadero amor a la ciencia y la investigación.
Gracias a Itzel A. Sánchez Tapia, Gloria Martínez Milián y Saúl Pensamiento
Villarauz, quienes después de mi padre y el Dr. Olvera son mis ejemplos a seguir.
Gracias a mi mejor amiga Nancy Citlalli Ruiz Castro (Citlaltzin), has sido mi
cómplice y mi confidente, gracias por aguantar tantas cosas, enseñarme tantas
otras, aprender y compartir tantas aventuras. Gracias por tu amistad.
Gracias a mi mejor amigo Cruz Ángel Medina Sánchez, Mi hermano capoerista,
escritor y pensador, gracias por incursionarme en el mundo capoerístico, Gracias
por tu valiosa amistad.
Gracias a mi compañero de tesis Alain Eduardo Tapia Ortiz, “Quien vive la vida
con adrenalina y sabor”.
Victor Ávila Velázquez
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Tabla de contenido
AGRADECIMIENTOS..............................................................................................5
RESUMEN...............................................................................................................9
ABSTRACT............................................................................................................10
1. INTRODUCCION...............................................................................................11
2. OBJETIVOS.......................................................................................................14
2.1 Objetivo general: 14
2.2 Objetivos particulares: 14
3. HIPÓTESIS........................................................................................................15
4. JUSTIFICACION................................................................................................16
5. PROGRAMA Y CRONOGRAMA........................................................................17
6. MARCO TEORICO.............................................................................................18
6.1 Clasificación taxonómica del Pargo Canané (Ocyurus chrysurus) 21
6.4.1 Nombres comunes..................................................................................21
6.2 Morfología 22
6.3 Distribución 22
6.5 Ciclo de Vida 24
7. METODOLOGIA.................................................................................................27
7.1. Obtención de las crías. 27
7.2. Identificación y caracterización de ingredientes 27
7.3. Dietas para engorda 27
7.3.1 Formulación de las dietas para alimentar al Pargo canané....................28
7.4. Sistema implementado 29
7.5. Alimentación de los organismos 29
7.6. Densidad de siembra 29
7.7. Diseño experimental. 30
7.8. Parámetros físico- químicos 30
7.9. Biometrías 31
8. RESULTADOS Y DISCUSIÓN...........................................................................32
8.1. Análisis bromatológicos de las fuentes de proteína. 32
8.1.1. Composición de dietas experimentales.................................................33
8.3. Calculo de aprovechamiento alimenticio de Pargo canané (O. chrysurus) 33
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9. CONCLUSIONES...............................................................................................36
10. BIBLIOGRAFIA................................................................................................37
11. ANEXOS..........................................................................................................39
INDICE DE TABLAS
Tabla 1.Programa y cronograma de actividades....................................................17Tabla 2.Formulación de las dietas para alimentar al pargo canané (O. chrysurus)...............................................................................................................................28Tabla 3.Distribución espacial de las tinas, tratamientos y replicas.........................30Tabla 4.Tabla de contenido proteínico de los ingredientes utilizados para la dieta de O. chrysurus......................................................................................................32Tabla 5.Composición proximal de las dietas seleccionadas para alimentación de O. chrysurus...........................................................................................................33Tabla 6.Parámetros de alimentación para Pargo canané (O. chrysurus)...............34
INDICE DE FIGURAS
Figura 1.Características geográficas de México....................................................18Figura 2.Ejemplar de Pargo Canané (O. crysurus) en etapa adulta.......................21Figura 3.Área de distribución y pesca de O. chrysurus en el Atlántico occidental. 23Figura 4.Ciclo de Vida del Pargo canané (O. chrysurus).......................................24Figura 5.Gráfica de Crecimiento promedio.............................................................35
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RESUMEN
La pesca es una de las actividades primarias con mayor impacto ambiental y
representa gran parte de la economía mundial. La acuacultura es cada vez más
importante, ya que los organismos acuáticos tienen un gran interés comercial, hoy
representa casi el 50% de los productos pesqueros destinados a la alimentación
(FAO, 2011).
El Pargo canané (Ocyurus chrysurus) es una de las especies con mayor
importancia económica en la costa de Yucatán, el cual cuenta con una gran
demanda en el mercado regional y nacional. En la Estación Marina del Centro de
Investigación y de Estudios Avanzados del I.P.N. se lleva a cabo la cría del pargo
canane en sistemas controlados con una dieta estándar. El propósito de este
trabajo fue formular una dieta de alta calidad nutricional y económicamente
rentable, a su vez, hacer sostenible el acuicultivo de esta especie. Una manera de
lograr este objetivo es la utilización de diversas fuentes de proteínas con
ingredientes disponibles para la formulación de alimentos balanceados en la
industria pecuaria. Los ingredientes que se tomaron para la formulación de las
dietas fueron la harina de cerdo, harina de camarón, harina de atún, harina de
pescado y harina de pollo. En este estudió se instaló un sistema controlado semi-
abierto con recirculación con 15 tanques de 1m3. El objetivo del presente trabajo
fue evaluar la el crecimiento del Pargo canané (Ocyurus chrysurus) usando cinco
diferentes dietas. El crecimiento del pargo fue similar para las cinco dietas en las
primeras semanas del experimento (seis semanas) posteriormente se dio un
cambio significativo en el crecimiento de los peces que consumieron las dietas con
harinas de pescado debido a que dichas harinas contienen cadenas más
completas de aminoácidos y son mejor digeribles, de este modo durante la fase
experimental los organismos que consumieron la dieta 3 tuvieron el mayor índice
de crecimiento en sus tres respectivas replicas siendo la opción para un
crecimiento más acelerado.
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ABSTRACT
Fishing is one of the primary activities with greater environmental impacts and
accounts for much of the global economy. Aquaculture is getting increasing
importance because aquatic organisms have a strong commercial interest, now
accounts for almost 50% of fish products for food (FAO, 2011) .
Pargo (snapper) canané (Ocyurus chrysurus) is one of the most economically
important species in the Yucatan coast, which has a great demand in the regional
and national market. In the Marine Station of the Centro de Investigation y Estudios
Avanzados del IPN are growing Pargo canané (O. chrysurus) in controlled systems
with a standard diet. The purpose of this study was to formulate a diet of high
nutritional quality and cost-effective, in turn, make sustainable the aquaculture of
this species. One way to achieve this is the use of various protein sources
available for animal husbandry. The ingredients were used to formulate diets
including pork meal, shrimp meal, tuna meal, fish meal and chicken meal. The
study was made in a semi-open recirculating system with 15 1m3-tanks. The aim of
this study was to evaluate the growth of Pargo canané (O. chrysurus) using five
different diets. The growth of snapper was similar for the five diets in the first
weeks of the experiment (six weeks) then a significant change occurred in the
growth of the fish consumed diets with fish meal because these flours contain more
complete chains best digestible amino acids and are thus during the pilot phase
organisms consumed diet 3 had the highest growth rate in the three respective
replicas still the choice for faster growth.
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1. INTRODUCCION
Desde la antigüedad, los grupos humanos han desarrollado diversas acciones
para cubrir sus necesidades haciendo uso de los recursos naturales. Tal es el
caso de la pesca, ya que es una de las actividades primarias que representa gran
parte de la economía mundial, pero la explotación de los mares debido a esta
actividad trae consigo desequilibrio ambiental. México cuenta con más de 11,500
km de litoral marino y 1.3 millones de ha en lagunas costeras, sin embargo la
pesca no ha tenido un desarrollo considerable. La acuacultura en México toma
cada vez más importancia, ya que los organismos acuáticos tales como peces,
moluscos, crustáceos y plantas, tienen un gran interés comercial por su valor
monetario y aporte nutrimental. Posiblemente es éste el sector de producción de
alimentos con crecimiento más acelerado y actualmente contribuye con casi el
50% de los productos pesqueros destinados a la alimentación (FAO, 2011).
El acuicultivo se considera como la mejor alternativa para la sustentabilidad de las
especies acuáticas silvestres y la mejor herramienta para alcanzar la seguridad
alimentaria humana, pues utiliza métodos y técnicas para el manejo, control y
crianza de especies que habitan en agua dulce, salobre o marina, como lo son
algunas especies de la familia Lutjanidae, entre las que destacan el huachinango
(Lutjanus campechanus), la biajaiba (Lutjanus synagris) y el pargo canané (O.
chrysurus), este último de gran interés comercial pues a medida en que
desaparecen las especies más demandadas el sector pesquero se dirige a nuevas
especies de grupos tróficos más bajos, por lo que su producción masiva es vital
para cubrir las necesidades del mercado.
El pargo canané o rabirrubia (O. chrysurus) es nativa del Atlántico tropical y
subtropical, con distribución en el Golfo de México y Mar Caribe desde
Massachussetts en los Estados Unidos de Norteamérica hasta Brasil, incluyendo
las Bahamas y el Gran Caribe (Rincón, 2010). Este organismo en conjunción con
Lutjanus synagris, L. analis y L. griseus conforma el llamado “complejo rubia”, que
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sostiene actualmente la pesquería de escama en la Península de Yucatán ante la
disminución de las capturas de Mero (Epinephelus morio), atribuida a su
sobreexplotación y si esto mismo ocurre con el pargo canané la pesca se dirigiría
a la captura de especies en un nivel trófico aún más bajo como lo es el pez loro
(Sparisoma spp.) que al ser herbívoro y alimentarse de algas, mantienen el
bienestar de arrecifes. Como un ejemplo de su importancia regional, en el 2009 la
captura de estos pargos alcanzó las 1,638 t, de las cuales 1,582 (96.6%)
provinieron del Golfo de México y Mar Caribe (Conapesca, 2010).
Actualmente se desarrollan cultivos de pargo canané (O. chrysurus) en algunos
estados de la República mexicana (Campeche, Yucatán y Quintana Roo), pero el
alto costo en la alimentación da como resultado una baja rentabilidad en su
producción, ya que el uso de alimentos comerciales formulados para otras
especies elevan sustancialmente los costos de manutención, los cuales
representan el 50% de los costos de producción (Siddiqui, 2013).
La formulación de dietas nutricionalmente eficientes para el crecimiento y engorda
de los juveniles, es de suma importancia en la producción de especies de peces
para consumo humano, en este caso el pargo canané (O. chrysurus), ya que de
este modo se asegura el desarrollo apropiado de los ejemplares, la satisfacción
del mercado y la rentabilidad de los cultivos y por ende el éxito de proyectos
acuícolas que ayudan a la economía mexicana.
El objetivo principal de este proyecto es contribuir a la competitividad de la cadena
productiva del cultivo de pargo en sistemas controlados, mediante el desarrollo de
alimentos específicamente formulados, de alta eficiencia y rentabilidad, que
repercuta en el adecuado crecimiento de la especie, mejor supervivencia y Factor
de Conversión Alimenticia, con el fin de elevar la producción de proteína de alta
calidad para consumo humano, para lo cual es necesario desarrollar dietas
utilizando ingredientes localmente disponibles, ya que su principal fuente de
proteína es la harina de pescado, pero esta resulta cada vez más costosa, por lo
que busca sustituirla con fuentes de proteína animal o vegetal de menor costo.
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2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo general:
Formulación y evaluación de dietas balanceadas para el crecimiento óptimo de
pargo canané (Ocyurus chrysurus) en sistemas controlados.
2.2 Objetivos particulares:
Elaborar cinco dietas balanceadas basadas en análisis químicos proximales
para alimentación de pargo canané en sistemas controlados.
Identificar la mejor fuente de proteína para la elaboración de una dieta
viable para el cultivo del pargo canané.
Disminuir los costos de alimentación en el cultivo del pargo canané.
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3. HIPÓTESIS
El Pargo Canané (O. chrysurus) es un pez carnívoro, por lo que la adición
de soya a la dieta mermará su desarrollo, debido a la gran cantidad de
carbohidratos contenidos.
El Pargo Canané al alimentarse principalmente de crustáceos, moluscos y
peces, las dietas a base de harina de cerdo y de harina de pollo no tendrán
el aporte nutricional apropiado para su crecimiento.
El crecimiento del Pargo canané no se verá afectado por la incorporación
de dietas a base de harina de camarón, harina de atún puesto que el
aporte proteico no presentara variaciones significativas.
las harinas de origen marino tendrán un mejor valor nutricional que las
terrestres por sus perfiles de ácidos grasos y aminoácidos.
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4. JUSTIFICACION
La necesidad existente de reducción de costos de alimentación en el cultivo de
especies marinas y el desarrollo alimentos formulados, es de suma importancia
para la rentabilidad en la producción de una determinada especie, ya que
aproximadamente el 50% de los costos de producción se destinan en la
alimentación de los ejemplares (Siddiqui, 2009). Sin duda, el éxito comercial del
cultivo de peces marinos depende en gran medida de la disponibilidad de
alimentos especificamente formulados y con la calidad adecuada, ya que las dietas
comerciales disponibles no satisfacen sus requerimientos nutricionales, de ahí el
interés del Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del I.P.N., Unidad
Mérida por desarrollar dietas nutricionalmente eficientes, con el fin de reducir
costos de la producción de pargo canané (O. chrysurus) en sistemas controlados
que repercuta en el incremento en la producción de proteína de alta calidad para
consumo humano y satisfacer las necesidades de la población.
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5. PROGRAMA Y CRONOGRAMA
EVALUACIÓN DE DIETAS PARA CRECIMIENTO DE PARGOCANANÉ (Ocyurus chrysurus)
EN SISTEMAS CONTROLADOS.
Semana
Actividad
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
Definición del nombre del
proyectoElaboración de
índice de contenido
Construcción del sistema
acuícolaElaboración de
resumen y abstract
Elaboración de introducción
Establecimiento de objetivos
Formulación de hipótesis
Elaboración de la justificaciónElaboración de
programa y cronograma
Elaboración de marco teóricoBiometrías de
los organismosElaboración de
dietasAlimentación de los organismos
Resultados y discusión
Elaboración de conclusiones
Organización de bibliografías
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6. MARCO TEORICO
Desde la antigüedad, los grupos humanos han desarrollado diversas acciones para
cubrir sus necesidades haciendo uso de los recursos naturales, tal es el caso de la
pesca, ya que es una de las actividades primarias que representa gran parte de la
economía mundial, pero la explotación de los mares debido a esta actividad trae
consigo desequilibrio ambiental.
Desde hace varios años, en México se realizan esfuerzos para resolver la problemática
de la producción pesquera debido al aumento de la tasa de población, que alcanza
índices muy altos. La república mexicana tiene 11,592.77 km de costa, de los cuales
8,475.06 corresponden al litoral del Pacífico y 3,117.71 al del Golfo de México y Mar
Caribe, incluyendo islas. Su plataforma continental es de aproximadamente 394,603
km², siendo mayor en el Golfo de México; además cuenta con 12,500 km² de lagunas
costeras y esteros y dispone de 6,500 km² de aguas interiores, como lagos, lagunas,
represas y ríos (Secretaría de Pesca, 1985).
Figura 1. Características geográficas de México
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Por la ubicación geográfica del país, sus aguas ofrecen medios muy diversos para las
distintas especies de organismos acuáticos debido a la variabilidad de climas y de
condiciones ecológicas, la cual es mayor en las aguas marinas. Esto permite que en los
mares del país se encuentren especies de climas templados, cálidos y fríos, de fondo y
superficie, costeras y de alta mar, regionales y migratorios, y de todas las transiciones
entre estos tipos extremos (CIFUENTES et al., 1997).
Las zonas tropicales se caracterizan por albergar una gran variedad de especies y no
hay predominancia de alguna en específico. Esto es frecuente en las aguas de las
costas mexicanas, lo que permite a México establecer grandes pesquerías comerciales,
principalmente en el golfo de California y península de Yucatán. En estas aguas se
aprovechan aproximadamente 305 especies diferentes (CIFUENTES et al., 1997).
Las principales especies pesqueras en México son para consumo humano directo. Esta
captura se compone de peces óseos, como el guachinango, el mero y el atún; de
elasmobranquios: el tiburón y el cazón; de crustáceos: los camarones y las langostas; y
de moluscos: el abulón y el ostión. Para consumo indirecto están las algas, las
anchovetas, las sardinas y la fauna de acompañamiento, entre otras. Además existen
otros recursos potenciales que ofrecen las aguas marinas mexicanas como son peces
de fondo, peces picudos, mejillones y almejas (CIFUENTES et al., 1997).
En los ríos, lagos y represas del país, se localizan especies importantes para la pesca.
Se hacen pesquerías comerciales en los ríos, principalmente en los estados de
Tabasco y Veracruz y en los lagos en Chapala, Pátzcuaro, Cuitzeo, Zirahuén y
Catemaco. Entre las especies de peces utilizadas están los bagres, el bobo, las carpas,
los charales, el pescado blanco, las tilapias y las truchas, además de almejas, tortugas,
cocodrilos, etcétera (CIFUENTES et al., 1997).
La diversidad de especies no representa un obstáculo como tal, ya que mediante una
adecuada flexibilidad en las técnicas de captura, industrialización y comercialización se
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pueden obtener ventajas, ampliando el número de organismos que se aprovechen
(CIFUENTES et al., 1997).
Dentro del Programa de Desarrollo Pesquero, se han realizado una serie de acciones
en materia de acuicultura. La mayor parte de esta producción está formada por
especies dedicadas a reforzar la producción de alimento. Este programa cuenta con
cincuenta y tres piscifactorías (centros acuícolas), seis granjas comerciales y cuatro
laboratorios ostrícolas y de abulón, así como granjas para la cría de camarón, y 1,371
unidades de producción acuícola distribuidas en ambos litorales y en estados del
interior (CIFUENTES et al., 1997).
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6.1 Clasificación taxonómica del Pargo Canané (Ocyurus chrysurus) (Lindom, 2005).
Reino: Animalia
Phylum: Chordata
Subphylum: Vertebrata
Superclase: Osteichthyes
Clase: Actinopterygii
Subclase: Neopterygii
Infraclas: Teleostei
Superorden: Acanthopterygii
Orden: Perciforme
Suborden: Percoidei
Familia: Lutjanidae
Subfamilia: Lutjaninae
Género: Ocyurus (Gill, 1862)
Ocyurus chrysurus (Bloch, 1791)
6.4.1 Nombres comunes
Nombres FAO:
Español – Rabirrubia
Inglés – Yellowtail Snapper
Francés – Vivaneau queuejanue
Figura 2.Ejemplar de Pargo Canané (O. crysurus) en etapa adulta.
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Nombres locales: Cuba, Puerto Rico y Venezuela – Rabirrubia
Estados Unidos de América – Yellowtail Snapper (Manooch, 1984)
República Dominicana – Colirrubia
México – Pargo Canané y Rabirrubia (Bello y Buesa, 1973)
6.2 Morfología
Es un pez de cuerpo alargado y poco alto. Es de ojos y boca pequeños. La parte
superior de su cuerpo es color oliváceo o azuloso con manchas olivo-amarillas, su
vientre es color oliváceo o azuloso en la parte superior con manchas olivo-amarillas,
rosado en el vientre; con una banda amarilla brillante que comienza en la cabeza,
recorre el costado y se ensancha en la cola que es en su totalidad de ese color (Allen,
1985; Anderson, 2003).
6.3 Distribución
Es una especie nativa del Atlántico tropical y subtropical con distribución en el Golfo de
México y Mar Caribe, desde Massachussetts en los Estados Unidos de Norteamérica
hasta Brasil, incluyendo las Bahamas y el Gran Caribe (Figura 3; Rincón, 2010). Es más
abundante en los Cayos de La Florida, las Antillas Mayores, el Banco de Campeche y
Venezuela (Fischer, 1978; Allen, 1985). Es común en Bonaire y Curazao, pero menos
abundante en Aruba. Bastante común en St. Martin, St. Eustatius, Saba y Antillas
Holandesas (Nagelkerken, 1981). También ha sido reportada en las Islas de Cabo
Verde (Lloris y Rucabado, 1990).
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6.4 Hábitat
En todo su rango de distribución geográfica, los adultos de O. chrysurus son
comúnmente encontrados cerca de áreas con formaciones arrecifales, asociadas a
fondos duros y también cerca de naufragios y arrecifes artificiales. Esta especie es
conocida por formar grandes cardúmenes, siempre cerca del fondo. Los adultos tienden
a ser más abundantes a profundidades de entre 20 a 40 m (Thompson y Munro, 1974).
Este pargo ocupa una gran variedad de hábitats durante su ciclo de vida, realizando
migraciones ontogénicas entre el asentamiento, su fase juvenil y el estado adulto. Las
larvas experimentan una existencia pelágica relativamente corta, asentándose en las
camas de pastos marinos después de 35 a 40 días de nacidas (Riley et al., 1995). Los
juveniles son encontrados en áreas costeras poco profundas ya sea sobre arrecifes o
sobre pastos marinos (especialmente Thalassia testudinum). Los adultos habitan
típicamente áreas arenosas cercanas a los arrecifes, a profundidades de entre 10 a 70
m (Muller et al., 2003).
Figura 3. Área de distribución y pesca de O. chrysurus en el Atlántico occidental (Allen, 1985; Anderson, 2003).
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6.5 Ciclo de Vida
En la figura 4 se presenta la reproducción de O. chrysurus, la cual es gonochórica, con
fertilización externa, sin caracteres externos de dimorfismo sexual, la eclosión se
presenta pasadas de 22 a 26 horas después de la fertilización. El desarrollo larval y
juvenil ha sido reportado por varios autores (Richards et al., 1994; Riley et al., 1995;
Lindeman, 1997; Clarke et al., 1997) presentan el cuerpo alargado, una franja medio-
lateral. Los juveniles grandes, de color rosado de noche. No poseen mancha
dorsolateral. En su etapa adulta presentan cuerpo alargado una altura promedio de 9
cm, Mandíbula inferior ligeramente proyectante Con una franja amarillo brillante desde
el hocico hasta la caudal. (Guitart, 1977; Allen, 1985).
En Campeche, Gorduño y López (1985) encontraron ejemplares maduros y desovados
de abril a octubre, con picos en esos mismos meses, aunque también encontraron
ejemplares en proceso de maduración (estadío III) en diciembre y febrero.
Figura 4.Ciclo de Vida del Pargo canané (O. chrysurus)
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6.4 Alimentación
O. chrysurus es un importante predador de peces arrecifales, generalmente
considerado como oportunista o generalista en términos de sus hábitos alimenticios
(Parrish, 1987). Aunque se reporta que sus hábitos alimenticios cambian continuamente
conforme los organismos van creciendo, tanto juveniles como adultos se alimentan
principalmente de peces, camarones y cangrejos (Bortone y Williams, 1986). Pequeños
juveniles (<10 cm Lt), presentan la tendencia a alimentarse de zooplancton (Cocheret
de la Morinière et al., 2003) y posteriormente durante su crecimiento, de crustáceos
bentónicos (camarones y cangrejos), de crías y de juveniles de otros peces (Randall,
1967; Piedra, 1969). Otros grupos alimenticios dentro de su dieta incluyen cefalópodos
y gusanos (Barbieri y Colvocoresses, 2003). Thompson y Munro (1974), indican que O.
chrysurus no restringe su alimentación a periodos nocturnos, como es comúnmente
observado en otros lutjánidos, sino que se alimenta por todo el arrecife tanto de día
como de noche. Varias investigaciones reportan una variabilidad temporal en su
alimentación. Carrillo de Albornoz y Ramiro (1988), encontraron que la mayoría de los
estómagos de organismos muestreados en Cuba parecen estar llenos de enero a abril,
mientras que se observó una reducción en el contenido estomacal durante el mes de
mayo, lo cual tendría una correlación con la temporada de desove para esta especie en
esta región.
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7. METODOLOGIA
7.1. Obtención de las crías.
Las crías usadas en los experimentos fueron producidas y proporcionadas por la UMDI
de la UNAM en el puerto de Sisal, Yucatán.
7.2. Identificación y caracterización de ingredientes
Se realizó un inventario de ingredientes disponibles localmente, los cuales fueron
clasificados de acuerdo con su origen y procesamiento al que habían sido previamente
sometidos. A cada uno se le realizó análisis químicos proximales
7.3. Dietas para crecimiento
Fue necesario diseñar dietas que permitan un crecimiento apropiado para el pargo
canane con el menor costo posible; de este modo se tomó como base los ingredientes
identificados y caracterizados con anterioridad. Se formularon cinco dietas que
incluyeron combinaciones de los mismos en base a su perfil de aminoácidos, a fin de
satisfacer los requerimientos del organismo como una aproximación al concepto de
proteína ideal (Furuya et al., 2004; Kaushik y Seilez, 2010).
Todas las dietas fueron formuladas con un 50% de proteínas y un 14% en lípidos en su
composición para satisfacer los valores apropiados para la especie (Parra et al., 2010).
La formulación de las dietas se obtuvo mediante un balanceo porcentual de los niveles
de proteína de los diferentes materiales. A cada dieta se le añadió la misma cantidad de
harina de soya, una premezcla de vitaminas y minerales. Se utilizo carboximetil celulosa
como aglomerante. Se utilizo almidon de maíz como relleno en las dietas para asi poder
balancear el contenido energético a fin de obtener valores similares de energía en cada
una de ellas (Tabla 3).
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7.4. Sistema experimental
Se utilizaron 15 tanques de polietileno de 1000 L bajo condiciones ambientales
naturales, instalados bajo una casa sombra para reducir la insolación. El suministro de
agua marina fue un flujo cerrado con tratamiento previo de filtro de arena y de radiación
UV.
7.5. Diseño experimental.
La distribución de los tratamientos a evaluar y sus respectivas replicas fue aleatoria
(Figura 5). Se utilizó una densidad de cultivo de 27 organismos por tanque probandose
cada tratamiento por triplicado. La alimentación fue manual a saciedad. El alimento fue
almacenado en recipientes de polietileno de 250ml cada uno rotulado con el número de
tratamiento y numero de tanque. Las biometrías se realizaron cada dos semanas. Para
determinar el peso de los organismos se utilizó una balanza electrónica Ohaus. Para
minimizar el manejo las biometrías se llevaron a cabo determinando el peso de una
muestra representativa de cada réplica (nueve peces).
Figura 5. Distribución espacial de las tinas, tratamientos y replicas
48
7.6. Parámetros físico- químicos
Diariamente se registraron en cinco tanques los parámetros de salinidad (%),
concentración de oxigeno disuelto (mg/L), pH, temperatura (ºC), durante la duración del
experimento (periodo comprendido del 5 de febrero al 12 de agosto del 2014). Los
parámetros se midieron con un multianalizador de campo marca Hanna. Los
parámetros se midieron dos veces al día a las 9:00 y las 17:00 h, ubicando la sonda en
la zona central en el fondo de los tanques.
7.7. Métodos de análisis químicos
7.7.1 Alimentos para animales - determinación de humedad en alimentos
terminados.
Este procedimiento se usó para determinar la cantidad de agua (en porcentaje)
presente en los ingredientes alimenticios y los alimentos formulados.
PROCEDIMIENTO
1. Se pesaron por diferencia entre 2 y 5 g de muestra en el recipiente de
metal previamente pesado.
2. Se repitió el paso 1 hasta tener tres muestras pesadas en contenedores
individuales.
3. Se pusieron las muestras en la estufa y se secó a una temperatura de 105°c por
1 hora.
4. Se removieron las muestras de la estufa, se introdujeron a un desecador y se
mantuvieron allí por 30 min.
5. Se repitieron los pasos 3 y 4 hasta obtener peso constante.
La diferencia en peso representa el contenido de humedad de la muestra y se expresa
como un porcentaje del peso original de la muestra.
CALCULOS
48
7.7.2 Alimentos para animales - determinación de cenizas en alimentos
terminados
En este procedimiento la muestra se incineró a 600°C para quemar todo el material
orgánico. El material inorgánico que no se destruyó a esta temperatura se le llama
cenizas.
PROCEDIMIENTO
1. Se pesaron 2,0 g de muestra en un crisol de porcelana.
2. Se repitió el paso 1 hasta obtener tres muestras en crisoles individuales.
3. Las muestras se colocaron en la mufla y se mantuvo una temperatura de 600°C
durante 2 horas.
4. Se dejaron enfriar los crisoles y posteriormente pasar a un desecador hasta
temperatura ambiente y pesar.
La diferencia en peso representa el contenido de humedad de la muestra y se expresa
como un porcentaje del peso original de la muestra.
CÁLCULOS
48
7.7.3 Determinación de extracto etéreo (método soxhlet) en alimentos.
El método Soxhlet utiliza un sistema de extracción de los componentes solubles en éter
que se encuentran en el alimento.
PROCEDIMIENTO
1. Se pesaron de 3 a 5 g de muestra en un cartucho o dedal y se cubrió con una
porción de algodón.
2. Se colocó el cartucho dentro del extractor Soxhlet.
3. Se añadió éter por el extremo superior del refrigerante en cantidad suficiente
para tener dos o tres descargas del extractor (alrededor de 80 ml)
4. Se hiso circular el agua por el refrigerante y se calentó hasta obtener una
frecuencia de dos gotas por segundo.
5. Se efectuó la extracción durante 4 a 6 horas.
6. Evaporar suavemente el éter del matraz y secar a 100°C hasta peso constante.
CALCULOS
Donde:
P = Masa en gramos del matraz con grasa.
p = Masa en gramos del matraz sin grasa.
M = Masa en gramos de la muestra.
48
7.7.4 Determinación de porcentaje de Nitrógeno por cromatografía de gases en
alimentos.
En esta técnica se usó para evaluar la cantidad de nitrógeno en las muestras de
alimento mediante el método de Dumas (M. E. Watson, 2002) usando un analizador
elemental ThermoQuest Flash EA 1112®, en el cual la muestra se calcina y los vapores
son pasados por detectores para determinar el contenido de N y C.
PROCEDIMIENTO
1. Se pesó por triplicado de 15 a 20 mg de muestra en cartuchos de estaño
2. Se cerraron los cartuchos y se colocaron en el muestreador del equipo
cromatográfico.
3. Se puso en marcha el equipo
4. Se registraron los valores de nitrógeno para calcular el contenido de proteína en
la muestra (N x 6.25).
48
7.7.5 Análisis de aminoácidos por Cromatografía Líquida de Alta Resolución
usando un gradiente binario y un sistema ternario de solventes (HPLC).
Esta técnica se usó para evaluar la presencia y la cantidad de los diferentes
aminoácidos esenciales usando el método pico tac (TORRES et al. 1994). Análisis de
aminoácidos por Cromatografía Líquida de Alta Resolución usando un gradiente binario
y un sistema ternario de solventes) Para el análisis se utilizó un Cromatógrafo Líquido
Agilent Tecnologies 1200®, con detector de arreglo de diodos. El flujo fue constante a
1mL/min. La preparación de solventes, así como el gradiente, fue una modificación del
método propuesto por Umagat, realizada por Torres y col (1982). La identificación y
cuantificación de los aminoácidos se realizó por comparación con los tiempos de
retención del estándar AA Sigma®
POCEDIMIENTO
1. Las muestras fueron hidrolizadas a 110°C durante 22 horas en ácido clorhídrico
(HCl) 6N.
2. Se neutralizó y ajustó pH a 2,2 con buffer citrato 0,02 N.
3. Se aforo el volumen a 100 mL con el mismo buffer;
4. Se filtró una alícuota de 10 mL a través de un filtro Millipore de 0.22 µm de poro.
5. Los hidrolizados fueron derivatizados usando orto-ftaladehido (OPA), siguiendo
la metodología de Umagat y col.
6. Se inyectó al Cromatógrafo y se puso en marcha el equipo.
7. Se registraron los valores por comparación.
48
7.8. Diseño experimental y análisis estadísticos
El experimento se realizo basado en un diseño totalmente aleatorizado con tres réplicas
por cada tratamiento (dieta). Con los datos de peso corporal y alimento consumido
diario se calcularon los parámetros productivos incluyendo supervivencia (en %), peso
ganado (en % y g/día), tasa específica de crecimiento (en %/día), alimento consumido
(en g/día) y tasa de conversión alimenticia. Se determinó el costo de cada dieta en base
a su formulación y se calculó la tasa de eficiencia económica e índice de peso ganado
para cada una.
Se realizó un análisis de varianza de una vía con una significancia del 95% (P<0.05)
para los resultados de desempeño de los diferentes tratamientos. Dichos análisis
estadísticos se realizaron utilizando el paquete de computación Statgraphics. La prueba
de rangos múltiples LSD se utilizó para comparar identificar las medias de los
tratamientos con diferencias significativas.
Tabla1. Parámetros de crecimiento calculados para cada tratamiento.
Parametro Expresión Variables
Supervivencia (%) Número final
Número inicial
Peso Ganado (%) Peso Inicial
Peso Final
Peso Ganado Individualmente (g/día)
Tiempo en días
Tasa Especifica de Crecimiento (%/día)Alimento Consumido Individual (g/día)Tasa de Conversión Alimenticia
ACI peso secoPGI peso húmedo
48
7.9 ANÁLISIS ECONOMICO
Para la evaluación económica de los resultados de este estudio se parte de la
suposición de que los alimentos desarrollados se aplicarían en una unidad de
producción de crías, las cuales se comercializan por unidad, por lo cual se usó un
modelo equivalente para calcular el costo unitario de alimentación (CUA) o costo de
alimento necesario para producir una unidad de peso de pescado (Clifford, 1992),
representado por la formula.
CUA= CT X TCA
Donde:
CT=Costo directo del alimento
TCA= Tasa de conversión alimenticia
Bajo la misma premisa, se aplicó también el índice de eficiencia económica del alimento
(IEE) sugerido por New (1987)
IEE= Precio del kg de pescado / precio del kg de alimento
48
8. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
8.1. Composición proximal de las fuentes de proteína.
En el laboratorio de nutrición acuícola del CINVESTAV se realizaron los análisis
proximales de los ingredientes contenidos en las dietas implementadas en la
experimentación, siendo seleccionados la harina de pescado, harina de atún, harina de
camarón, harina de pollo y la harina de soya como las fuentes de proteína. En la Tabla
2 se muestra la composición proximal y contenido de aminoácidos esenciales de los
ingredientes seleccionados.
Tabla 2. Composición proximal y contenido de aminoácidos de los ingredientes utilizados para las dietas de O. chrysurus.
Ingrediente (% bh)
Harina de
sardina
Harina de atún
Harina de camarón
Harina de pollo
Harina de
cerdo
Harina de soya
Cuerpo del Pez
Humedad 4.86 7.74 6.20 2.25 4.18 2.85 70.60Proteína 70.49 44.29 60.61 65.34 57.76 45.50 19.40
E. etéreo 8.98 12.38 4.70 12.39 10.04 1.69 3.33
Cenizas 12.05 21.21 20.89 15.66 28.46 6.65 5.81
Fibra 0.00 2.87 4.47 1.29 0.00 5.33 0.00
ELN 3.62 11.51 3.13 3.07 0.00 37.98 0.86
Precio /Kg $31.42 $22.76 $16.60 $25.08 $14.48 $6.08Aminoácidos*Arginina 4.24 5.29 4.97 4.86 4.18 5.00 1.68Histidina 1.74 2.27 1.43 2.28 1.93 2.12 0.54Isoleucina 2.08 1.73 2.49 1.94 1.28 3.03 0.99Leucina 5.63 3.64 5.54 5.25 3.81 7.16 0.53Lisina 5.04 8.17 3.25 3.15 2.22 3.87 2.08Metionina 1.67 0.96 1.25 1.22 0.87 0.89 1.00Cistina 0.00 0.00 0.00 0.00 0 0.00 0.00Fenilalanina 2.47 2.00 2.83 3.05 0.36 0.37 1.24Tirosina 2.09 0.00 2.20 2.05 1.52 1.43 0.82Treonina 3.19 3.43 3.19 3.31 1.94 2.99 1.25Triptófano* 0.58 0.00 0.71 0 0.00 0.00 0.00Valina 3.69 2.87 4.06 3.63 2.37 4.11 1.35
48
8.1.1. Dietas experimentales
La composición de las dietas para la alimentación cumplió con el porcentaje estimado
en contenido proteico mínimo de 50% de proteína y un mínimo de 14% de lípidos. Las
dietas se formularon utilizando varias combinaciones de los ingredientes seleccionados;
la harina de pescado se utilizó en cada una de las dietas elaboradas pero en diferentes
porcentajes de inclusión, la harina de atún se utilizó para la Dieta 2 y dieta 3, la harina
de camarón se incluyó en las dieta 2, dieta 4 y dieta 5. La harina de pollo en la dieta 1 y
dieta 5. La harina de cerdo se incluyó únicamente en la dieta 1. En la Tabla 3 se
muestra la formulación y costo de cada una de las dietas. Los datos fueron
proporcionados por el laboratorio de nutrición acuícola del CINVESTAV.
Tabla 3. Formulación de las dietas para alimentar al pargo canané (O. chrysurus)
(Composición (g/100 g) Dieta 1 Dieta 2 Dieta 3 Dieta 4 Dieta 5Harina de pescado 17.73 34.05 45.4 28.37 18.44Harina de atún 0 16.93 29.35 0 15.8Harina de camarón 0 22.27 0 41.25 20.62Harina de pollo 38.26 0 0 0 19.13Harina de cerdo 12.98 0 0 0 0Harina de soya 10.99 10.99 10.99 10.99 10.99Aceite de pescado 0 0.8 0 2.51 0.05Aceite de canola 6.18 6.81 6.1 6.81 6.81Almidón 5.85 0.14 0.16 2.06 0.15Premezcla mineral 2 2 2 2 2Premezcla vitaminas 3 3 3 3 3Carboximetil C 3 3 3 3 3Energía bruta (kJ/g) 15.13 16.8 17 16.86 16.77Precio/Kg $16.41 $19.71 $22.07 $17.94 $18.77
48
En cada tina del sistema experimental descrito con anterioridad se colocaron 27
juveniles de pargo canané con un peso promedio de 7.73g. La experimentación tuvo
una duración de 186 días, en los cuales se alimentaron los peces a saciedad aparente,
en un sistema aleatorizado con tres replicas por dieta utilizada aplicando la metodología
descrita previamente. Aunque las dietas fueron formuladas isoproteica e isolipidica, se
lograron niveles cercanos como lo muestra la Tabla 4 en la composición proximal y el
contenido de aminoácidos esenciales. El perfil de aminoácidos esenciales de las dietas
fue adecuado, satisfaciendo los requerimientos de los peces.
Tabla 4.Composición proximal y porcentaje de aminoácidos esenciales de las
dietas seleccionadas para alimentación de O. chrysurus.
Parámetros (%) Dieta 1
Dieta 2 Dieta 3
Dieta 4 Dieta 5 Cuerpo del Pez
Proteína b. h. 51.08 54.30 55.46 53.31 53.32
Proteína b. s. 52.02 55.13 56.86 54.29 54.69
Lípidos b. h. 15.90 17.77 17.53 18.09 16.63
Lípidos b. s. 16.22 18.11 17.79 18.46 17.10
Fibra 0.98 2.97 0.88 4.39 3.63
Cenizas 15.01 16.42 15.22 16.4 16.73
Humedad 1.98 1.85 2.46 1.98 2.75
AAE (g/100 g Proteina)Arginina 3.71 4.00 4.03 3.80 4.12 1.68Histidina 1.66 1.53 1.69 1.32 1.64 0.54Isoleucina 1.61 1.89 1.79 1.95 1.88 0.99Leucina 4.29 4.55 4.41 4.67 4.55 0.53Lisina 2.81 4.25 5.11 3.20 3.92 2.08Metionina 0.97 1.04 1.14 0.97 0.99 1.00Cistina 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00Fenilalanina 1.69 1.85 1.75 1.91 1.98 1.24Tirosina 1.51 1.36 1.11 1.66 1.39 0.82Treonina 2.41 2.70 2.78 2.55 2.75 1.25Triptófano 0.10 0.36 0.26 0.46 0.25 0.00Valina 2.80 3.10 2.97 3.17 3.12 1.35
48
8.3. Aprovechamiento alimenticio de Pargo canané (O. chrysurus)
Como se observa en la Tabla 5 las dietas utilizadas no afectaron la supervivencia de los
organismos. Los peces que consumieron La Dieta 3 mostraron una diferencia
significativamente mayor en peso ganado (mg/día) al igual que la T.C.A. La tasa
específica de crecimiento (T.E.C) fue más favorable en las Dietas 2 y 3. Se obtuvo un
efecto positivo en la utilización de la Dieta 3 que contenía un 45% de harina de
pescado, 24% de harina de atún y 10% de harina de soya dando como resultado un
mayor crecimiento en os peces que consumieron dicha dieta (Figura 5).
Tabla 5. Resultados en términos de crecimiento, eficiencia alimenticia y de los peces alimentados con las dietas experimentales
Parámetro D1 D2 D3 D4 D5
Peso inicial 7.625ª ± 0.119 7.853ª ± 0.217 7.718 ª ± 0.200 7.802 ª ± 0.054 7.701a ± 0.235
Peso final 37.552ª ± 3.258 44.161b ± 1.494 54.648bc ± 8.412 34.225c ± 1.685 35.280c ± 2.177
Supervivencia (%)
97.53ª ± 2.14 87.65ª ± 11.31 95.06ª ± 5.65 93.83ª ± 4.28 95.06ª ± 5.66
PG (%) 392.12bc ± 35.15 462.23b ± 3.71 606.42ª ± 90.50 338.74c ± 24.45 357.79c ± 14.26
PGI (g/día) 0.161bc ± 0.017 0.195b ± 0.007 0.252ª ± 0.044 0.142 ± 0.009c 0.148 ± 0.010c
TEC (%/día) 0.85c ± 0.04 0.93b ± 0.00 1.05a ± 0.07 0.79c ± 0.03 0.82c ± 0.02
ACI (g/día) 0.442b ± 0.18 0.534ª ± 0.035 0.547ª ± 0.025 0.466b ± 0.007 0.453b ± 0.006
TCA 2.77b ± 0.33 2.74b ± 0.24 2.20c ± 0.29 3.29ª ± 0.22 3.06ab ± 0.22
C.U.A $45.4557 $54.0054 $48.554 $59.0226 $57.4362
I.E.E 8.35 6.95 6.21 7.64 7.30
PG=Peso Ganado, TEC=Tasa Específica de crecimiento, PGI=Peso Ganado Individual, A.C.I.=Alimento Consumido Individual, TCA= Tasa de conversión alimenticia, C.U.A=Costo unitario de alimentación I.E.E=Índice de eficiencia económica.
48
Figura 6. Curvas de crecimiento promedio en peso de O. chrysurus.
Los resultados obtenidos en este trabajo indicaron que los juveniles de pargo canane,
con un peso inicial de 7.3 g, alimentados con Dieta 3 que contiene 45% de harina de
pescado, 24% de harina de atún y 29% de harina de soya, obtuvieron un mayor
crecimiento y tasa de conversión alimenticia, bajo las condiciones experimentales en las
cuales se llevó a cabo. Los organismos que consumieron la Dieta 2 también
presentaron un crecimiento favorable al contener un 28% de harina de pescado, 41%
de harina de atún y 11% de harina de soya, pero significativamente diferente a los
organismos que consumieron la Dieta 3 (P<0.05).
Se ha demostrado que los peces marinos carnívoros necesitan en sus dietas altos
niveles protéicos (entre 40% y 60%) para su óptimo crecimiento. García-Ortega (2009)
obtuvo que el requerimiento de proteína en la dieta para subadultos de pargo lunarejo
silvestre (peso inicial de 110 g) fue de 40%. En estudios realizados con otras especies
de pargos se han obtenido resultados similares; por ejemplo, Catacutan et al. (2001) y
48
Abbas et al. (2005) determinaron un requerimiento del 40% de proteína en la dieta para
el pargo rojo de mangle Lutjanus argentimaculatus (peso inicial de 24,8±0,4 g). Miller et
al. (2005) reportaron un requerimiento de proteína del 35% para subadultos (peso inicial
de 115 g) de huachinango L. campechanus, mientras que en el presente estudio el
contenido protéico de la Dieta 3 fue del 55.46% que es cercano a los requerimientos
proteicos reportados para especies similares.
Otro factor que puede influir en el crecimiento del pargo, puede estar relacionado con el
origen de la fuente de proteína de las dietas experimentales, tal y como se reporta en
experimentos donde las fuentes protéicas fueron exclusivamente de origen animal
(harina de pescado y caseína), y se obtuvo un mayor crecimiento (Parra et al., 2010)
que en otros trabajos en donde las dietas fueron elaboradas con fuentes protéicas de
origen vegetal (pasta de soya, harina de trigo, harina de arroz y tapioca), que tal vez no
contenían un balance adecuado de aminoácidos esenciales para estos peces. Además,
es posible que estas dietas de origen vegetal no sean muy digestibles para los pargos,
debido a que los peces carnívoros presentan una limitada habilidad para digerir
carbohidratos (Webster y Lim, 2002).
Finalmente, el origen de la proteína (marino o terrestre) parece influir en el crecimiento
de los organismos. En experimentos con pargo lunarejo, Lutjanus guttatus, Hernández
(2014) reporta un mejor crecimiento en los ejemplares que consumieron la dieta de
origen marino que contenía 50% de harina de pescado y 30% harina de atún. En el
presente estudio, se observó que a partir de la tercera biometría (día 63) los
organismos que consumieron las dietas 3 y 2, a base de ingredientes de origen marino,
mostraron un mayor crecimiento en comparación con el obtenido con las 1, 4 y 5, las
cuales contienen ingredientes de origen terrestre (pollo y cerdo), ya que se ha sugerido
que las proteínas de pescado contienen cadenas más completas de aminoácidos, por lo
que las hace mejor asimilables para algunos organismos, dando una tasa de conversión
alimenticia baja y un mayor crecimiento (Ávila y Rivera, 2011).
48
9. CONCLUSIONES
De acuerdo a este estudio, el mejor crecimiento se obtuvo en los peces que
consumieron dietas conteniendo harinas de atún, de sardina y de soya, siendo las
fuentes de proteína de origen marino una mejor fuente de proteína, ya que se
asimilaron de una forma favorable, Se recomienda la utilización de esta dieta para el
crecimiento del pargo canané (O. chrysurus) hasta llegar a la tasa de siembra (50 g)
para su engorda en el menor tiempo posible. Las fuentes alternas de proteína como la
harina de cerdo y harina de pollo no son nutricionalmente competitivas en comparación
con la harina de pescado y atún, asimismo la adición de harina de soya a la dieta no
mermó su desarrollo, ya que se adicionó la misma proporción en todas las dietas.
Con base en los resultados obtenidos en el presente estudio, se recomienda incluir por
lo menos 45% de harina de pescado y 29% de harina de atún en las dietas de juveniles
de pargo canane. Estos resultados serán de gran utilidad para contribuir en gran
medida a la disminución de tiempo de crecimiento y por ende una disminución de los
costos de alimentación para dicha especie y coadyuvar en el desarrollo tecnológico del
cultivo de esta especie importante en el mercado mexicano.
48
10. BIBLIOGRAFIA
Abbas, G.P. Siddiqui, J.A., 2013. The effects of varying dietary protein level on growth,
feed conversion, body composition and apparent digestibility coefficient of
juvenile mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus (Forsskal 1775),
Aquaculture Research 94(1):75-84.
Ávila V.V., Rivera L.J., 2011. Determinación de las causas de mortandad, del cocodrilo
de río (Crocodylus acutus) en cautiverio a edades menores de un año, en la
reserva ecológica Kiekari, Nayarit, México. Tesis profesional, Universoidad
Tecnológica de Tecámac, 84 pp.
Allen, G.R., 1985. FAO Species cCatalogue. Vol. 6. Snappers of the world. An annotated and illustrated catalogue of Lutjanid species known to date. FAO Fisheries Synopsis (125) Vol 6, 208 pp.
Anderson, W.D., Jr., 1967. Field guide to the snappers (Lutjanidae) of the Western Atlantic. Washington Fish Wild. Serv. Circ. 252, 14 pp.
Bortone, S.A., Williams, J.L., 1986. Species profiles: life histories and environmental requirements of coastal fishes and invertebrates (South Florida) - gray, lane, mutton, and yellowtail snappers. Biological Report 82 (11.52) U. S. Army Corps of Engineers, TR EL-82-4. 18 pp.
Barbieri, L.R., Colvocoresss, J. A., 2003. Southeast Florida reef fish abundance andbiology. Five-year performance report to the U.S..
Carrillo de Albornoz, C., Ramiro, M.E., 1988a. Estudio biológico de la rabirrubia (Ocyurus chrysurus) en el W de la plataforma SE de Cuba. I. Edad y crecimiento. Rev. Invest. Mar. 9(1):9-24..
Catacutan MR, GE, Pagador, Teshima, S. 2001. Effects of dietary protein and lipid levels and protein to energy ratios on growth, survival and body composition of the mangrove red snapper, Lutjanus argentimaculatus (Forsskal, 1755) Aquaculture Research 32: 811-818.
CONAPESCA, 2010 Anuario Estadístico de Acuacultura y Pesca. México: CONAPESCA. 305 pp.
Cocheret de la Morinière, E., Pollux, B.J.A., Nagelkerken, I., van der Velde, G., 2003 Diet shifts of Caribbean grunts (Haemulidae) and snappers (Lutjanidae) and the relation with nursery-to-coral reef migrations. Estuar Coast Shelf Sci 57:1079–1089.
48
Da Costa, A., 1973 Aprovechamiento del Pescado y Desarrollo de sus Sistemas de
Mercado. Informe Técnico 4, México, D.F. FAO-PNUD, 59 pp.
FAO, 1973. Energy and protein requirements. Report of a Joint FAO/WHO ad hoc
Expert Committee. FAO Nutrition Meeting Report Series No. 52.
FAO, 1986 Anuario Estadístico de Pesca (Productos Pesqueros). Organización de las
Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación FAO, Roma, Vol. 59.
FAO, 2002. El Estado Mundial de la Pesca y Acuicultura 2000. FAO, Roma, 253.
García-Ortega, A., 2009. Nutrition and feeding research in the spotted rose snapper
(Lutjanus guttatus) and bullseye puffer (Sphoeroides annulatus), new species for
marine aquaculture. Fish Physiology and Biochemistry 35(1): 69-80.
Grande-Vidal, J.M., 1983. Catálogo de Artes de Pesca Costera. Instituto Nacional de la
Pesca, Secretaría de Pesca, México, Vol. 1: 626 pp.
Cifuentes, L.J.L, Torres, G.M., Frías M.M., 2002. El océano y sus recursos, II. Las
ciencias del mar: Oceanografía geológica y oceonografía química. México: FCE,
SEP, CONACyT, 170 pp.
Cifuentes, L.J.L, Torres, G.M., Frías, M.M., 2003. El océano y sus recursos, III. Las
ciencias del mar: Oceanografía física, matemáticas e ingeniería. México: FCE,
SEP, CONACyT, 160 pp.
Lindholm, J., 2005. Movement of yellowtail snapper (Ocyurus chrysurus Block 1790)
and black grouper (Mycteroperca bonaci Poey 1860) in the Northern Florida Keys
National Marine Sanctuary as determined by acoustic telemetry. Silver Spring,
Md: U.S. Dept. of Commerce, National Oceanic and Atmospheric Administration,
National Ocean Service, Office of Ocean and Coastal Resource Management,
Marine Sanctuaries Division. Vol. 3, 17 pp.
Lloris, D., Rucabado, J., 1990. Check-list of the fishes of the Eastern tropical Atlantic
(CLOFETA). JNICT, Lisbon; SEI, Paris; UNESCO, Vol. 2 773-779.
De la Parra, M.I., Rodríguez-Ibarra, L.E., Hernández, C., Hernández, K., González-
Rodríguez, B., Martínez-Rodríguez, I., García-Ortega, A., 2010. Efecto de
diferentes niveles de proteína y lípidos totales en la dieta sobre el crecimiento y
48
supervivencia de juveniles de pargo lunarejo Lutjanus guttatus. Revista de
Biología Marina y Oceanografía 45(3): 433-439.
Martínez-Palacios, C.A., Galván, C.R., Olvera, N.M.A., Chávez-Martínez, C., 1988. The
use of Jack bean (Canavalia ensiformis Leguminosae) meal as a partial
substitute for fish meal in diets for tilapia (Oreochromis mossambicus Cichlidae).
Aquaculture 68:165-175.
Watson, M.E., Galliher, T.L., 2002. Comparison of Dumas and Kjeldahl methods with
automatic analyzers on agricultural samples under routine rapid analysis
conditions. Communications in Soil Science and Plant Analysis 32(13-14): 2007 –
2019.
Miller, C.L., Davis, D.A., Phelps, R.P., 2005. Effects of dietary protein and lipid on
growth and body composition of juvenile red snapper Lutjanus campechanus.
Aquaculture Research 36: 52-60.
Muller, R.G., Murphy, M.D., de Silva, J., Barbieri, L.R., 2003. A stock assessment of
yellowtail snapper, Ocyurus chrysurus, in the Southeast United States. Florida
Fish and Wildlife Conservation Commission IHR 2003-10. Florida Marine
Research Institute, St. Petersburg, FL. 182 p
Nagelkerken, W.P., 1981. Distribution and ecology of the Groupers (Serranidae) and
Snappers (Lutjanidae) of the Netherlands Antilles. Publications of The Foundation
for Scientific Research in Surinam, The Netherlands Antilles, 107(3).
Parrish, J.D., 1987. The trophic biology of snappers and groupers. In: Polovina, J.J.,
Ralston, S. (eds.), Tropical Snappers and Groupers: Biology and Fisheries
Management, pp. 405--463. Westview Press. Inc.• Boulder
PROMAR, 1982. Ciencias y tecnología para el aprovechamiento de los recursos
humanos. CONACYT, México.
Rincón-Sandoval, L.A., Brulét, T., Montero-Muñoz, J.L,, Pérez-Díaz, E., 2009. Dieta de
la rabirrubia Ocyurus chrysurus (Lutjanidae: Lutjaninae) y su variación temporal
en la costa de Yucatán, México. Proceedings of the Sixty-Second Annual Gulf
and Caribbean Fisheries Institute. pp. 207-218. Cumaná Venezuela.
48
Piedra, G., 1969. Materials on the biology of the yellow-tail snapper (Ocyurus
chrysurus Bloch). In: Bogdanov, A.S. (ed.) Soviet-Cuban fishery research. Isr.
Progr. Sci. Trans. Jerusalem, Israel. p. 251-296.
Ruiz-Durá, F., 1985. Recursos Pesqueros de las Costas de México. LIMUSA, México.
208 pp.
Riley, C.M., Holt, G.J., Arnold, C.R., 1995 Growth and morphology of larval and juvenile
captive bred yellowtail snapper, Ocyurus chrysurus. Fish. Bull. 93:179-185.
Sevilla, M.L., 1983. Biología Pesquera. Recursos Pesqueros de las Costas de
México. Editorial Limusa, S.A. 131 pp.
Secretaría del Medio Ambiente, Recursos Naturales y Pesca, 2002. Anuario Estadístico
de Pesca, México, 271 pp.
Thompson, R., Munro, J., 1974. The biology, ecology, exploitation and management of
Caribbean reef fishes. The biology and dynamics of Caribbean reef fishes
Lutjanus (snappers). Univ. of the West Indies, Part 5d. Department of Zoology.
Research Report 3. Kingston, Jamaica. 88-102.
Torres, G., Gómez, O., Márquez, E., 1994. Análisis de aminoácidos por cromatografía
líquida de alta resolución usando un gradiente binario y un sistema ternario de
solventes. Acta Cient Vzlna 4(1):312.
Umagat, H., Kucera, P., 1982. Total amino acid analysis using pre-column fluorescence
derivatization. Journal of Chromatography 239: 463 – 474
Webster, C.D., Lim, C., 2002. Nutrient requirements and feeding of finfish for
aquaculture, 177 pp.
Yáñez-Arancibia, A., 1985. Recursos pesqueros potenciates de México. UNAM, México.
238 pp.
48
11. ANEXOS
11.1 NMX-Y-098-SCFI-2001
CANCELA A LA
NMX-Y-098-1979
ALIMENTOS PARA ANIMALES - DETERMINACIÓN DE
HUMEDAD EN ALIMENTOS TERMINADOS E INGREDIENTESPARA ANIMALES -
MÉTODO DE PRUEBA (CANCELA A LANMX-Y-098-1979)
ANIMAL FEED - DETERMINATION OF MOISTURE
1 OBJETIVO Y CAMPO DE APLICACIÓN
Esta norma mexicana establece el método de prueba para la determinación de la
humedad en alimentos terminados e ingredientes para animales.
Esta norma mexicana es de cobertura nacional.
2 FUNDAMENTO
Se basa en la pérdida de agua por calentamiento.
3 APARATOS Y EQUIPO
- Horno con aire forzado;
- Recipientes de aluminio de 50 mm de diámetro por 20 mm de alto con tapadera;
- Desecador;
- Pinzas;
- Espátulas;
48
- Balanza analítica con sensibilidad 0,000 1 g,
- Molino de laboratorio.
4 PROCEDIMIENTO
Moler la muestra en molino con malla de orificios circulares de 1 mm.
Se utilizan recipientes de aluminio limpios y a peso constante. Se ponen los recipientes
a secar en el horno a 105°C ± 2°C por una hora como mínimo. Se sacan del horno y se
trasladan a un desecador, se deja enfriar y se pesa.
Se pesan por diferencia entre 1,5 g y 2 g de muestra en el recipiente de metal.
Se coloca la tapadera en la parte inferior del recipiente y se pone en el horno a 133°C ±
2°C durante 2 h. Se sacan los recipientes con la muestra, se les coloca la tapadera y se
colocan en un desecador hasta enfriarlos. Se saca el recipiente del desecador y se
pesa rápidamente.
5 EXPRESIÓN DE RESULTADOS
48
11.2 NMX-Y-093-SCFI-2003
CDU: 636.084:62.001.4
CANCELA A LA
NMX-Y-093-1976
ALIMENTOS PARA ANIMALES - DETERMINACIÓN DE CENIZAS
EN ALIMENTOS TERMINADOS E INGREDIENTES PARA ANIMALES - MÉTODO DE
PRUEBA (CANCELA A LA NMX-Y-093-1976) ANIMAL FOOD - ASH
DETERMINATION IN ANIMAL FEED AND INGREDIENTS FOR ANIMAL - TEST
METHOD
1 OBJETIVO Y CAMPO DE APLICACIÓN
Esta norma mexicana establece el procedimiento para la determinación de cenizas en
alimentos terminados e ingredientes para animales.
2 FUNDAMENTO
La muestra se incinera a 600°C para quemar todo el material orgánico. El material
inorgánico que no se destruye a esta temperatura se le llama cenizas.
3 MATERIAL Y EQUIPO
- Mufla que mantenga una temperatura de 600°C ± 10°C;
- Balanza analítica con sensibilidad de 0,000 1 g;
- Crisoles de porcelana;
- Desecador con desecante;
- Pinzas largas metálicas para crisol;
48
- Guantes largos resistentes a altas temperaturas, y
- Careta.
4 PROCEDIMIENTO
Pesar 2,0 g de muestra en un crisol de porcelana. Colocar en la mufla y mantener a
temperatura de 600°C durante 2 h (para harina de trigo y productos lácteos
deshidratados utilizar 550°C).
Dejar enfriar los crisoles y posteriormente pasar a un desecador, hasta temperatura
ambiente y pesar.
NOTA.- Cuando los crisoles se usen por primera vez poner a peso constante en una
mufla a 600°C.
5 CÁLCULOS
48
11.4 NMX-F-089-S-1978
DETERMINACION DE EXTRACTO ETEREO
(METODO SOXHLET)
EN ALIMENTOS
FOODSTUFF-DETERMINATION OF ETHER EXTRACT (SOXHLET)
0 INTRODUCCION
El método Soxhlet utiliza un sistema de extracción ciclíca de los componentes solubles
en éter que se encuentran en el alimento.
1 OBJETIVO Y CAMPO DE APLICACION
Esta Norma Oficial Mexicana establece el procedimiento para la determinación de
ácidos grasos (extracto etéreo) por el método de Soxhlet en todos los alimentos sólidos,
excepto los productos lácteos.
2 REACTIVOS Y MATERIALES
• Éter etílico anhidro
3 APARATOS E INSTRUMENTOS
• Extractor Soxhlet.
• Cartucho de extracción de tamaño adecuado para el extractor
48
• Parrilla eléctrica de placa con termostato.
• Estufa (100 – 110°C) con termostato y termómetro.
• Balanza analítica con sensibilidad de 0.1 mg.
4 PROCEDIMIENTO
Transferir 2.0 g de muestra finamente dividida en el cartucho o dedal; cubrir con una
porción de algodón.
Colocar el cartucho dentro del extractor Soxhlet.
En la parte inferior ajustar un matraz con cuerpos de ebullición (llevados previamente a
peso constante por calentamiento a 100 – 110°C). Colocar el refrigerante.
Añadir éter por el extremo superior del refrigerante en cantidad suficiente para tener 2 ó
3 descargas del extractor (alrededor de 80 ml)
Hacer circular el agua por el refrigerante y calentar hasta que se obtenga una
frecuencia de unas 2 gotas por segundo.
Efectuar la extracción durante 4 a 6 horas. Suspender el calentamiento, quitar el
extractor del matraz y dejar caer una gota de éter del extractor a un papel o vidrio de
reloj, si al evaporarse el éter se observa una mancha de grasa, ajustar el Soxhlet de
nuevo al matraz y continuar la extracción.
Evaporar suavemente el éter del matraz y secar a 100°C hasta peso constante.
5 CALCULOS
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Donde:
P = Masa en gramos del matraz con grasa.
p = Masa en gramos del matraz sin grasa.
M = Masa en gramos de la muestra.
APENDICE A
A.1 Observaciones
A.1.1 Precaución: El éter es extremadamente inflamable. Se pueden formar peróxidos
inestables cuando se almacenan mucho tiempo o se expone a la luz del sol.
Puede reaccionar con explosión cuando está en contacto con el óxido de cloro, litio o
con agentes fuertemente oxidantes. Por ello es recomendable el empleo de extractores
efectivos de vapores y evitar la electricidad estática. A.1.2 Se puede emplear papel
filtro en lugar del cartucho de extracción.