efecto de la suplementación con alimento vivo en el
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Universidad de La Salle Universidad de La Salle
Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle
Zootecnia Facultad de Ciencias Agropecuarias
2015
Efecto de la suplementación con alimento vivo en el desempeño Efecto de la suplementación con alimento vivo en el desempeño
productivo del pez disco Symphysodon aequefaciatus productivo del pez disco Symphysodon aequefaciatus
Andrés Ruiz Rodríguez Universidad de La Salle, Bogotá
Alejandra del Pilar Troncoso Arjona Universidad de La Salle, Bogotá
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Citación recomendada Citación recomendada Ruiz Rodríguez, A., & Troncoso Arjona, A. d. (2015). Efecto de la suplementación con alimento vivo en el desempeño productivo del pez disco Symphysodon aequefaciatus. Retrieved from https://ciencia.lasalle.edu.co/zootecnia/36
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1
EFECTO DE LA SUPLEMENTACIÓN CON ALIMENTO VIVO EN EL
DESEMPEÑO PRODUCTIVO DEL PEZ DISCO (Symphysodon aequefaciatus)
ANDRÉS RUIZ RODRÍGUEZ
ALEJANDRA TRONCOSO ARJONA
UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE ZOOTECNIA
BOGOTÁ, D.C
2015
2
EFECTO DE LA SUPLEMENTACIÓN CON ALIMENTO VIVO EN EL
DESEMPEÑO PRODUCTIVO DEL PEZ DISCO (Symphysodon aequefaciatus)
ANDRÉS RUIZ RODRÍGUEZ
CODIGO: 13091089
ALEJANDRA DEL PILAR TRONCOSO ARJONA
CODIGO: 13072074
Trabajo de Grado presentado para optar al título de Zootecnista
DIRECTOR:
HERMANO ARIOSTO ARDILA SILVA
UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE ZOOTECNIA
Bogotá, Colombia
2015
3
DIRECTIVAS DE LA UNIVERSIDAD
HERMANO CARLOS GABRIEL GÓMEZ RESTREPO F.S.C.
RECTOR
HERMANO CARLOS ENRIQUE CARVAJAL COSTA F.S.C.
VICERRECTOR ACADEMICO
HERMANO FRANK LEONARDO RAMOS BAQUERO F.S.C.
VICERRECTOR DE PROMOCION Y DESARROLLO HUMANO
DOCTOR LUIS FERNANDO RAMIREZ.
VICERRECTOR DE INVESTIGACION Y TRANSFERENCIA
DOCTOR EDUARDO ANGEL REYES
VICERRECTOR ADMINISTRATIVO
DOCTORA PATRICIA INES ORTIZ VALENCIA
SECRETARIA GENERAL
DOCTORA CLAUDIA AIXA MUTIS
DECANA FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
DOCTOR ALEJANDRO TOBON
SECRETARIO ACADEMICO FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
DOCTOR ABELARDO CONDE PULGARÍN
DIRECTOR PROGRAMA DE ZOOTECNIA
DOCTOR CESAR AUGUSTO VASQUEZ SIERRA
ASISTENTE ACADEMICO
4
APROBACIÓN
_____________________________________
DOCTOR ABELARDO CONDE PULGARIN
DIRECTOR PROGRAMA
__________________________________________
DOCTOR CESAR AUGUSTO VASQUEZ SIERRA
ASISTENTE ACADÉMICO
_________________________________________________
DOCTOR ARIOSTO ARDILA SILVA
DIRECTOR TRABAJO DE GRADO
_____________________________________
DOCTORA LILIANA BETANCOURT LÓPEZ
JURADO
_____________________________________________
DOCTOR JULIO ALBERTO GONZALEZ ACOSTA
JURADO
5
AGRADECIMIENTOS
Al profesor Ariosto Ardila por estar desde un principio apoyando los diferentes
estadios por los que pasó esta investigación desde los primeros esbozos del
anteproyecto, por su colaboración en el desarrollo de este proyecto de
investigación, la cual se fue moldeando poco a poco hasta llegar al trabajo de
grado que hoy en día presentamos.
A mis padres Numael Ruiz y Gladys Rodríguez por su incondicional compañía
durante la carrera e indudable colaboración, apoyo y firmeza en los procesos de
cambios que tuvo este trabajo de grado del cual hoy mi compañera y amiga
Alejandra Troncoso nos sentimos muy orgullosos.
A la Universidad de la Salle por haber permitido realizar los estudios
bromatológicos, además al Museo de Lasalle y en su momento el director José
Edilson Espitia quien estuvo en disposición de apoyar desde un inicio el trabajo de
grado, creando espacios para montar lo que en el momento se necesitaba para la
producción de alimento vivo. Al laboratorio de ictiología de la universidad Nacional
junto a su monitor Oscar Javier Solórzano Neira por habernos prestado
información de algunos estudios relacionados a nuestra investigación, y habernos
brindado conocimiento de lo que ellos han encontrado y aprendido durante su
trabajo con los Symphysodon aequefaciatus.
También queremos brindar un atento agradecimiento al señor Manuel Cortes Díaz
socio de la granja Acuayadir Ltda, el cual siempre estuvo atento a cualquier
inquietud que surgió durante el proyecto, y muy receptivo a nuestras sugerencias
para implementarlas en su granja; a Sebastián Soriano quien estuvo
acompañándonos desde el momento en que se decidió trasladar el proyecto a
Bogotá, ayudándonos a realizar las cosechas programadas, pesajes y demás
cosas que se presentaron hasta el final de la investigación, al señor Jaime Marín,
Bertha Simbaqueva, Yinehida Rodríguez, y a todas las personas que estuvieron
acompañándonos y colaborándonos para la correcta realización de este proyecto.
6
DEDICATORIA
Dedico este trabajo de grado a Dios, a mis padres Numael Ruiz y Gladys
Rodríguez, a mi hermanita Natalia Ruiz, a mis abuelos José Esteban Rodríguez y
Olga Cuestas, al profesor Ariosto, a todos mis familiares y amigos que supieron el
trabajo que fue llevar a cabo este proyecto, también a los conocidos que
estuvieron ahí atentos a la investigación, a todos mil gracias.
Andrés Ruiz Rodríguez
Simplemente se debe soñar, ir más allá de lo convencional
e intentar hacer algo por lograr cumplir el sueño;
tan solo por medio de la investigación
se puede llegar a crear un mundo mejor.
7
DEDICATORIA
Primero que todo a Dios quien me ha brindado las bendiciones y la fortaleza
necesaria para asumir cada etapa de mi vida.
A mi madre Janeth Arjona y abuelo Fernando Arjona quienes desde el cielo
iluminan mi camino con sus bendiciones e hicieron de mí una persona correcta,
perseverante, luchadora y amorosa; a mi padre Roberto Troncoso y a mi hermano
Fabián Troncoso por su apoyo, persistencia y colaboración en mi proceso de
formación; a mi abuela Myriam Forero y a mi tía Clara Gómez por ser las personas
más incondicionales en mi vida y en mi formación profesional, por su cariño,
dedicación y entrega.
A mi novio Sebastián Soriano Vargas, por su apoyo constante de principio a fin en
nuestro proyecto; al profesor Julio Gonzales quien desde el inicio de mi carrera me
encamino hacia una de las ramas más maravillosas que tiene la zootecnia, al
profesor Ariosto y a todos los profesores quienes hacen hoy de mí una profesional
integra y completa; finalmente a mis compañeros y amigos que hicieron parte de
esta etapa de aprendizaje fundamental en mi vida.
Alejandra Troncoso Arjona
8
CONTENIDO
1. OBJETIVOS ............................................................................................................. 19
1.1 GENERAL ....................................................................................................................... 19
1.2 ESPECÍFICOS ..................................................................................................................... 19
2. MARCO TEÓRICO ................................................................................................... 20
2.1 ALIMENTO VIVO ............................................................................................................ 20
2.1.1 Qué es el alimento vivo ......................................................................................... 20
2.1.2 BENEFICIOS DEL ALIMENTO VIVO .................................................................. 21
2.2 PEZ DISCO (Symphysodon sp) ................................................................................... 26
2.2.1 Hábitat ...................................................................................................................... 27
2.2.2 Descripción de la especie ..................................................................................... 27
2.3 Tasa especifica de crecimiento .................................................................................... 29
2.4 Hábitos alimenticios del pez disco ............................................................................... 30
2.5 Ulumoides dermestoides (coleóptera) ........................................................................ 33
3. METODOLOGIA ....................................................................................................... 34
3.1 Descripción Geográfica ................................................................................................. 34
3.1.1 Mapa ......................................................................................................................... 34
3.1.2 Aspectos geográficos ............................................................................................. 34
3.1.3 Límites ...................................................................................................................... 34
3.1.4 Clima ......................................................................................................................... 35
3.2 Producción Ulumoides dermestoides (coleóptera) ......................................................... 35
3.3 Levante larvas Symphysodon aequifasciata .............................................................. 38
3.3.1 Tratamientos............................................................................................................ 39
3.3.2 Consumo .................................................................................................................. 39
3.3.3 Tiempo experimental y mantenimientos acuarios ............................................. 40
3.4 Análisis financiero ........................................................................................................... 40
3.5 Análisis de datos ............................................................................................................. 41
3.5.1 Tasa de crecimiento absoluto, relativo y especifico .......................................... 41
3.5.2 Análisis estadístico ................................................................................................. 41
3.6 Fórmulas .......................................................................................................................... 42
3.7 Análisis Bromatológico .............................................................................................. 43
4 RESULTADOS ......................................................................................................... 44
9
4.1 Ciclo de vida Ulumoides dermestoides (coleóptera) ................................................. 44
4.2 Desempeño productivo .................................................................................................. 44
4.3 Análisis Bromatológico .................................................................................................. 46
4.4 CONSUMOS ............................................................................................................ 48
4.4.1 Consumo de alimento balanceado .......................................................................... 48
4.4.2 Consumo de alimento vivo ........................................................................................ 49
4.5 FINANCIERO ........................................................................................................... 51
4.5.1 Mano de obra .............................................................................................................. 51
4.5.2 Sustrato de mogolla ................................................................................................... 51
4.5.3 Alimento con cáscara de naranja ............................................................................. 52
4.5.4 Costo-beneficio ........................................................................................................... 53
4.5.5 Costo alimento balanceado (T1 y T2) ..................................................................... 53
4.5.6 Costo alimento balanceado (T control) ................................................................... 54
4.5.7 Costo marginal producción alimento vivo ............................................................... 54
4.5.8 Costos totales.............................................................................................................. 55
4.5.9 Costos variables ......................................................................................................... 56
4.6 ANÁLISIS ESTADÍSTICO ........................................................................................ 56
4.7 DATOS SUPERVIVENCIA ....................................................................................... 57
4.7.1 INCREMENTO DE LONGITUD ................................................................................ 57
4.7.2 Ganancia de peso ...................................................................................................... 58
4.7.3 Ganancia de peso diaria ............................................................................................ 59
4.7.4 Conversión alimenticia ............................................................................................... 59
4.7.5 Consumo diario de alimento ..................................................................................... 60
4.7.6 Consumo de alimento vivo ........................................................................................ 62
4.7.7 Tasa específica de crecimiento ................................................................................ 63
4.7.8 Tasa de crecimiento absoluto y relativo .................................................................. 63
5. DISCUSIÓN DE RESULTADOS .............................................................................. 65
5.1 Ciclo de vida .................................................................................................................... 65
5.2 Bromatológico ................................................................................................................. 65
5.3 Consumo y aceptación .................................................................................................. 65
5.4 Tasas de crecimiento ..................................................................................................... 66
5.4.1 Especifica ................................................................................................................. 66
10
5.4.2 Absoluta ................................................................................................................... 66
5.5 Análisis estadístico ......................................................................................................... 67
5.6 Financiero ........................................................................................................................ 67
6. CONCLUSIONES ..................................................................................................... 69
7. RECOMENDACIONES ............................................................................................. 71
8. BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................ 72
9. ANEXOS ..................................................................................................................... 76
9.1 Producción de larvas y pupas por colonia durante 11 cosechas ............................ 76
9.2 Consumos ............................................................................................................................. 83
9.3. Estadística ........................................................................................................................... 85
9.4. Incremento de Longitud ..................................................................................................... 87
9.5. Ganancia de peso ............................................................................................................... 90
9.6. Tasa específica de crecimiento ........................................................................................ 95
11
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Clasificación taxonómica de los Discos. ..................................................................... 28
Tabla 2. Aceptación de peces y fauna silvestre al alimento vivo larvas de Z. opacus ........ 31
Tabla 3. Media y desviación estándar de la producción de larva y pupa durante la fase
experimental .................................................................................................................................... 45
Tabla 4. Materia Seca, Proteína, Energía y cenizas en base seca ........................................ 46
Tabla 5. Grasa Libre o extracto etéreo en base seca ............................................................. 47
Tabla 6. Grasa Ligada con hidrolisis ácida en base seca ........................................................ 47
Tabla 7. Grasa total en base seca ............................................................................................ 47
Tabla 8. Consumo de alimento balanceado durante el tiempo experimental ....................... 48
Tabla 9. Consumo de alimento balanceado diario en el tiempo experimental ..................... 49
Tabla 10. Resumen prueba de ANVA de consumo de alimento vivo en T1 y T2 ................ 50
Tabla 11. Cantidad de mogolla utilizada durante la fase experimental, para la producción
de Ulumoides dermestoides. ........................................................................................................ 51
Tabla 12. Cantidad de cáscara de naranja utilizada durante la fase experimental para la
producción de Ulumoides dermestoides ..................................................................................... 52
Tabla 13. Costos fijos del experimento. ...................................................................................... 55
Tabla 14. Costos variables del experimento .............................................................................. 56
Tabla 15. Resumen ANVA de la variable de peso respecto a los tramientos control, 1 y 2
........................................................................................................................................................... 57
Tabla 16. Promedio de Incremento de longitud del tratamiento control, 1 Y 2. .......... 57
Tabla 17. Promedio Ganancia de peso ...................................................................................... 58
Tabla 18. Promedio Ganancia diaria en los tratamientos ........................................................ 59
Tabla 19. Promedio de conversión alimenticia de los tratamientos control, 1 y 2, con
alimento balanceado vs alimento vivo ........................................................................................ 60
Tabla 20. Consumo de alimento vivo de los tratamientos control, 1 y 2. ............................. 62
Tabla 21. Promedio de tasa específica de crecimiento durante la fase experimental ....... 63
Tabla 22. Promedio de tasa específica de crecimiento absoluto y relativo .......................... 64
Tabla 23. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 1 ....................................... 76
Tabla 24 Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 2 ......................................... 77
Tabla 25. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 3 ....................................... 77
Tabla 26. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 4 ....................................... 78
Tabla 27. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 5 ....................................... 79
Tabla 28. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 6 ....................................... 79
Tabla 29. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 7 ....................................... 80
Tabla 30. Producción de larvas y pupas por colonia, <Cosecha # 8 ..................................... 80
Tabla 31. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 9 ....................................... 81
Tabla 32. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 10 ..................................... 82
Tabla 33. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 11 ..................................... 82
Tabla 34. Consumo de alimento balanceado durante el tiempo experimental ..................... 83
Tabla 35. Consumo de alimento vivo de los tratamientos control, 1 y 2. ............................. 84
12
Tabla 36. Consumo de alimento vivo durante la fase experimental ....................................... 84
Tabla 37. Evaluación de la variable del peso respecto a los tratamientos control, 1 y 2 .... 85
Tabla 38. Análisis estadístico consumo de alimento vivo durante la fase experimental .... 86
Tabla 39. Incremento de longitud del tratamiento control. ............................................... 87
Tabla 40. Incremento de longitud del tratamiento 1. ................................................................. 88
Tabla 41. Incremento de longitud del tratamiento 2. ................................................................. 89
Tabla 42. Ganancia de peso del tratamiento control. .............................................................. 90
Tabla 43. Ganancia de peso del tratamiento 1. ......................................................................... 91
Tabla 44. Ganancia de peso del tratamiento 2. ........................................................................ 92
Tabla 45. Ganancia de peso diaria del tratamiento control .................................................... 93
Tabla 46. Ganancia de peso diaria del tratamiento 1. .............................................................. 93
Tabla 47. Ganancia de peso diaria del tratamiento 2 ............................................................... 94
Tabla 48. Conversión alimenticia de los tratamientos control, 1 y 2, con alimento
balanceado vs alimento vivo ..................................................................................................... 94
Tabla 49. Tasa específica de crecimiento del tratamiento control. ........................................ 95
Tabla 50 Tasa específica de crecimiento del tratamiento 1. ................................................... 95
Tabla 51. Tasa especifica de crecimiento del tratamiento 2. ................................................. 96
Tabla 52. Tasa específica de crecimiento absoluto y relativo del tratamiento control. ....... 96
Tabla 53. Tasa específica de crecimiento absoluto y relativo del tratamiento 1 ................. 97
Tabla 54. Tasa específica de crecimiento absoluto y relativo del tratamiento 2 ................. 97
13
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Desarrollo de sistemas en pez gato africano (Clarias gariepinus) ....................... 24
Figura 2. Productividad total de las 11 cosechas durante la fase experimental .................. 44
Figura 3. Promedio de incremento de longitud tratamiento control, 1 y 2. ............................ 58
Figura 4. Promedio ganancia de peso diaria de T control, 1 y 2 ............................................ 59
Figura 5. Promedio de consumo alimento balanceado TO, T1 y T2 ...................................... 61
Figura 6. Consumo de alimento vivo durante la fase experimental ....................................... 62
Figura 7. . Incremento de longitud del tratamiento control. ..................................................... 87
Figura 8. Incremento de longitud del tratamiento 1. ................................................................. 88
Figura 9. Incremento de longitud del tratamiento 2. ................................................................. 89
Figura 10. Ganancia de peso del tratamiento control.............................................................. 90
Figura 11. Ganancia de peso del tratamiento 1. ...................................................................... 91
Figura 12. Ganancia de peso del tratamiento 2. ...................................................................... 92
ÍNDICE DE ILUSTRACIONES
Ilustración 1. Mapa sitio experimental, tomado de Google Maps, 2015 ................................ 34
Ilustración 2. Contenedor con reproductores Ulumoides dermestoides ............................... 36
Ilustración 3. Adultos Ulumoides dermestoides ......................................................................... 37
Ilustración 4. Larva y pupa del Ulumoides dermestoides ......................................................... 37
14
RESUMEN
En los sistemas de producción acuícola, la alimentación es uno de los principales
factores que influye en la productividad del sistema, interviniendo en aspectos
tales como el adecuado crecimiento de los peces, su porcentaje de supervivencia,
pigmentación y por ende su valor final; siendo la alimentación uno de los factores
más críticos para el desarrollo del pez disco en su estado de alevín, razón por la
cual es necesario suplementarlo con alimento vivo. Con el objetivo de determinar
el efecto de la suplementación con alimento vivo, gorgojo del maní (Ulumoides
dermestoides) en el desempeño productivo del pez disco (Symphysodon
aequefaciatus), se evaluaron 36 peces mediante un diseño completamente al
azar, con 3 repeticiones por cada tratamiento, los cuales son T0 (grupo control sin
suplementación), T1 (grupo suplementado con larvas), aportando un 45,39% PC y
un 23,90% EE; el T2 (grupo suplementado con pupas) aportaron un 54,71% PC y
un 20,90% EE ; para las variables evaluadas solo se encontró que hubo diferencia
estadísticamente significativa (p<0,05) en el peso de los peces disco durante los 2
meses experimentales, a favor de los tratamientos que fueron suplementados con
alimento vivo. Determinando un cien por ciento de aceptación de Ulumoides
dermestoides (coleóptera) en sus dos estadios, así presentado un mayor
desempeño productivo en cuanto a su pigmentación, menor costo por alimento
balanceado y por ende mayor beneficio económico.
Palabras clave: Suplementación, alimento vivo, desempeño productivo, peces
disco.
15
ABSTRACT
In the aquaculture production systems, feeding is one of the major factors
influencing the productivity of the system, operating in aspects such as the
appropriate fish growth, their survival rate, their pigmentation and thus its final
value. The feeding is one of the most critical factors for the development of the
discus fish in its alevin (juvenile) state; which is why it is necessary to supplement it
with live food. In order to determine the effect of the live food supplementation,
peanut weevil (ulumoides dermestoides) in the productive performance of the
discus fish (Symphysodon aequefaciatus), 36 fishes were evaluated using a
completely randomized model, with 3 replicates per treatment which are T0
(Control group without supplementation), T1 (supplemented group with larvae),
which provides a 45,39% PC and a 23,90% EE, the T2 (supplemented group with
pupae) which provides a 54,71% PC and a 20,90% EE. For the variables
evaluated it was found that there is a statistically significant difference (p<0,05) in
the weight of the discus fish during the 2 experimental months, favoring the
treatments that were fed with live food. This determined a 100% acceptance of live
food Ulumoides dermestoides (coleóptera) in its two stages, thus presenting a
more productive performance in their pigmentation, lower cost for a balanced diet
and therefore more profit.
Key words: Supplementation, living food, productive performance, discus fish.
16
INTRODUCCIÓN
En la acuicultura, a nivel mundial, se utilizan alimentos inertes con ingredientes
nutritivos bien balanceados (Castro et al., 2003); estos concentrados llegan a ser
de muy alto costo y no con la misma palatabilidad de un alimento vivo; es por ello
que existe la posibilidad de utilizar organismos vivos, como lo son las larvas y
pupas de los dermestoides, coleóptera. Este suplemento nutricional se realiza con
el fin de optimizar el crecimiento de los peces discos (Symphysodon
aequifasciata), y así, mejorar el desempeño productivo que estos peces poseen
en cautiverio.
La mayoría de las granjas y acuaristas compran alimento comercial. Sin embargo,
las plantas de concentrados, aun necesitan una mayor investigación para conocer
y suplir completamente los requerimientos para el correcto desempeño productivo
de los peces en acuario, tanto para peces de talla comercial, larvas, alevines y
peces juveniles pequeños, así mismo falta mayor investigación sobre la
administración de medicamentos para peces enfermos por medio de los
concentrados o papillas comerciales.
En particular, las granjas de peces ornamentales poseen una gran demanda de
alimento para su producción, estas requieren de distintas y variadas dietas con
ingredientes particulares; lo cual no es eficiente al ser muy altos los costos para
las plantas de concentrados, producir en bajas cantidades de dietas
especializadas, por lo mismo, muchas de las dietas comerciales tienen un alto
valor, lo cual acarrea mayores costos en la producción de las granjas. (Royes &
Chapman, 2003)
El alimento, ya sea vivo o inerte, debe cubrir los requisitos de la especie, como
son el tamaño, movilidad, olor, flotabilidad y contenido nutritivo adecuado. Es por
ello que siempre se debe suplementar a los peces, no solo por disminuir costos
sino por optimizar la supervivencia y crecimiento del pez.
17
El alimento vivo posee mayor aceptación, debido a que presenta cualidades como
el movimiento que estimula al ser atrapado por el depredador, el color ya que este
es atractivo para su captura, y mayor palatabilidad por ser parte de la dieta natural
del individuo (Castro, Op cit pag 1).
Livengood , Ohs, & Chapman , 2009, determinan la importancia comercial del
disco, al tratarse de una de las especies más populares en la acuariofilia. Se trata
de un pez atractivo por sus tonos coloridos, por su inusual forma de crianza y por
la gran variedad de morfotipos comerciales. Adicionalmente este presenta alto
valor comercial, que va desde $60–200 USD.
Es importante establecer protocolos de suplementación con alimento vivo en esta
especie para optimizar su desempeño productivo, mejorando el porcentaje de
supervivencia y aumentando su talla comercial, por dicha razón este proyecto
pretende optimizar el sistema de producción de los peces disco (Symphysodon
aequefaciatus), ya que estos peces tienen una gran demanda y su oferta en
Colombia es reducida, debido que para los acuaristas el disco silvestre es el más
apetecido dado su valor genético y su valor como pez ornamental; como bien se
sabe, la acuicultura y el comercio de peces ornamentales tienen una gran
demanda a nivel internacional, y Colombia al ser un país neo tropical, beneficia
para la producción de los mismos, por condiciones ecosistémica y de carácter
climático, es óptimo para la producción de estos ejemplares de talla nacional e
internacional; el alimento es la base de crecimiento y supervivencia en la correcta
producción acuícola; además en la mayoría de casos el concentrado comercial
perjudica ambientalmente el medio acuícola debido al amonio producido en su el
medio, pues no es consumido rápidamente, no siendo aprovechado en su
totalidad.
Por esta razón la propuesta del presente trabajo, alimentando los peces con
alimento vivo, reducirá el impacto ambiental y mejorara la calidad del agua
significativamente, para que pueda ser reutilizada en los reservorios; y de esta
manera optimizar notablemente el crecimiento de los peces disco que poseen una
18
lenta tasa de crecimiento en cautiverio (symphysodon), favoreciendo la reducción
de costos de producción, al agilizar su crecimiento.
El alimento vivo también incrementa cambios positivos en la producción del pez
disco, al ser un alimento que brinda grandes aportes nutricionales, tanto
productivamente como en su bienestar, ya que este alimento genera movimiento,
lo cual va a estimular su instinto de depredación, esto puede servir como un
enriquecimiento ambiental en la misma producción, una vez el animal se sienta
más cómodo y lo más cercano a sus condiciones naturales, su tasa de crecimiento
se elevará, lo cual es ideal por la parte comercial y satisfactorio al brindarle
condiciones óptimas y de bienestar que a su vez incrementara su óptimo
desarrollo.
Por esta razón el aporte zootécnico del presente trabajo es fundamental ya que
como productores sostenibles de especies animales, es de gran interés el aspecto
comercial y productivo, pero siempre basándonos en el bienestar y las condiciones
óptimas para las especies, generando el menor impacto ambiental posible.
19
1. OBJETIVOS
1.1 GENERAL
Establecer un protocolo de suplementación usando larvas o pupas del
Ulumoides dermestoides, con el fin de optimizar el desempeño productivo
del pez disco (Symphysodon aequifasciata).
1.2 ESPECIFICOS
Describir el ciclo vida y la productividad media (larva o pupa) obtenida del
Ulumoides dermestoides.
Establecer el valor nutricional de la larva y la pupa del Ulumoides
dermestoides, mediante análisis bromatológico.
Determinar la aceptación alimenticia de los dos estadios del Ulumoides
dermestoides en juveniles de pez disco (Symphysodon aequifasciata)
Evaluar el desempeño productivo de los individuos suplementados con
larva y pupa del Ulumoides dermestoides, con el fin de establecer el
protocolo de alimentación más adecuado.
Evaluar desde el punto de vista económico la implementación de dicho
protocolo en explotaciones comerciales mediante un análisis financiero.
20
2. MARCO TEÓRICO
2.1 ALIMENTO VIVO
2.1.1 Que es el alimento vivo
Se considera como alimento vivo a los animales o algas, que como su mismo
nombre lo indica se encuentran aún con vida y tienen el potencial para ser usados
para la nutrición de otras especies animales. La acuicultura, denomina el alimento
vivo como el grupo de organismos que componen el plancton (fitoplancton y
zooplancton), el cual constituye la unidad básica de producción del material
orgánico en los ecosistemas acuáticos (Castro,et al., 2003).
El alimento vivo es un recurso de gran valor nutricional para el cultivo de peces,
debido a que constituye una cápsula nutritiva que contiene los elementos básicos
de una dieta balanceada. Como consecuencia, hoy en día se incorporan a la
acuacultura una mayor variedad de organismos considerados como alimento vivo,
entre las especies más utilizadas se encuentran: Artemia franciscana, Daphnia
pulex, Eisenia foetida, Spirulina sp., Moina macrocopa, Brachionus plicatilis y
Tubifex tubifex, debido a su alto valor nutritivo, alta disponibilidad y abundancia,
tamaño aceptable, cuerpo blando, altas densidades de cultivo, ciclo de vida corto y
movilidad (Erdogan & Olmez, 2009) en Luna-Figueroa, et al, 2010.
21
2.1.2 BENEFICIOS DEL ALIMENTO VIVO
2.1.2.1 Ventajas del alimento vivo frente al comercial
El alimento vivo constituye un recurso natural de gran importancia en el
crecimiento de los peces, debido a que posee los constituyentes básicos de una
dieta y por el hecho de que estos organismos componen una cápsula nutritiva que
por lo general contiene los elementos de una dieta balanceada, lo que no sucede
con los alimentos comerciales (Luna-Figueroa & Figueroa Torres, 2003)
Una de las actividades importantes en la acuicultura es el manejo de los alimentos
balanceados. Hofer (1985), indicó que a pesar de que éstos son aceptados por la
mayoría de los peces, producen bajas tasas de crecimiento y alta mortalidad
cuando son suministrados como única fuente de alimento en las fases de cría-
juvenil, por lo tanto, la producción de larvas de peces, depende de la provisión de
alimento vivo solo o combinado con dietas formuladas, para incrementar el
crecimiento y sobrevivencia de los organismos (Bryant & Matty, 1981) en Soriano
Salazar & Hernandez Ocampo, 2002.
2.1.2.2 Estado larval y post larval
La composición bioquímica del alimento vivo es importante para los peces, ya que
contiene la mayoría de los elementos nutritivos que garantizan la sobrevivencia y
el óptimo desarrollo de las postlarvas, además de servir como base para la
formulación de dietas experimentales para peces. (Prieto, et al, 2006)
En la piscicultura a gran escala, los periodos larvario y post larvario, representan
una de las principales dificultades debido al escaso conocimiento sobre los
requerimientos nutricionales de éstas. Durante el desarrollo del pez, la fase
larvaria se inicia al momento de la eclosión, donde depende nutricionalmente de
las reservas presentes en el saco vitelino. Además, se ve expuesto a fuerzas
como abrasión, corrientes y ondas hídricas e incluso a cambios de
comportamiento, así como a potenciales depredadores. La finalización de la
22
nutrición a expensas del vitelo (endógena) y el inicio de la alimentación exógena
son cruciales para su desarrollo. En este punto, se puede considerar que finaliza
la etapa de larva y se inicia la de post larva, que culmina al iniciar la etapa de
alevinaje. No obstante, este cambio de etapa (larva a post larva), es difícil de
definir, percibir y determinar en algunos peces, ya que abarca un corto período
con dieta mixta (alimento vivo y artificial) mientras agotan los remanentes de vitelo
e inician el consumo de plancton, como es el caso de la carpa (Panush and
Delafuente, 1985) en Rivera, Carlos M y Botero, Mónica, 2009.
La sobrevivencia de las larvas presenta altas fluctuaciones debido a diversos
factores, como los fisicoquímicos (temperatura, iluminación, flujo de agua,
corrientes, oxígeno disuelto, amonio, salinidad, pH, etc.), considerados los más
importantes para la sobrevivencia y crecimiento (Merchie et al., 1996); y a factores
genéticos, etológicos (relacionados directamente con el comportamiento
alimenticio y los procesos de huída), biológicos (competencia y depredación) y
nutricionales (ácidos grasos y vitaminas), los cuales confieren a las larvas la
energía necesaria para mantener su metabolismo, crecer y asegurar su
sobrevivencia (Civera et al., 2004) en Rivera, Carlos M y Botero, Mónica.,2009.
En el cultivo de larvas de peces marinos, los rotíferos se proporcionan como
alimento iniciador durante los primeros días de la alimentación exógena,
dependiendo del tamaño de la boca de las larvas (Hagiwara et al, 2001;. Lubzens,
1987). Los rotíferos son excelentes como primer alimento vivo debido a su
pequeño tamaño (Akazawa et al, 2008;. Tanaka et al, 2005), la capacidad de
cultivarse a alta densidad (Hagiwara et al, 1997, 2001;. Yoshimura et al, 1997.) Y
la capacidad de ser manipulada nutricionalmente (Hagiwara et al, 2001;. Hayashi
et al, 2001) en Hagiwara, Wullur, Marcial, Hirai, y Sakakura, 2014.
El crecimiento y supervivencia larval durante el desarrollo temprano son procesos
complicados, y alta mortalidad y deformidad son encontrados bajo incluso las
mejores condiciones de crianza. Los requerimientos larvales nutricionales después
de la transición alimenticia de endógena a exógena afectan la capacidad de
23
proporcionar una dieta satisfactoria para la primera alimentación larval en
acuacultura. (Shan & Lin, 2014)
2.1.2.3 Desarrollo anatómico y fisiológico del sistema digestivo en
larvas
Algunas especies de peces tienen un sistema digestivo complicado que requiere
alimento suave y fácil de digerir ( Hagiwara, Wullur, Marcial, Hirai, & Sakakura,
2014)
Desde el punto de vista de la alimentación, la larva se enfrenta a la necesidad de
capturar su alimento con rapidez, lo que se dificulta al no tener su sistema
locomotriz completamente formado (Figura 1). Durante este periodo, el desarrollo
del canal alimentario abarca cambios morfológicos, fisiológicos e histológicos
(Figura 2) que están sincronizados por procesos genéticos y ambientales
(Civera et al., 2004).
El momento en el que termina la fase vitelina y comienza la alimentación exógena
es crítico, debido a las limitaciones morfológicas, como el tamaño de la boca y a
limitaciones fisiológicas, como el incompleto desarrollo de las glándulas digestivas
que permiten la digestión de los alimentos artificiales (Meza et al., 2002;
Sánchez et al., 2005); pero al mismo tiempo la larva está capacitada para
perseguir, capturar, tragar y digerir la presa (alimento vivo) (Verreth, 1999).
24
Figura 1. Desarrollo de sistemas en pez gato africano (Clarias gariepinus)
El desarrollo del tracto digestivo involucra la apertura de la cavidad bucal, la
formación de la conexión entre el esófago y el intestino, y la funcionalidad del
hígado y el páncreas, para hacer posible a la post larva la ingestión, la digestión y
Figura 2. Eventos histológicos en Pragus auriga, desde el dia 0 hasta los 30 dias
25
la asimilación del primer alimento exógeno antes de que el saco vitelino sea
completamente reabsorbido (Ostaszewska, 2002; Sánchez et al., 2005) (Figura 2).
El tamaño de la boca determina la cantidad y el tipo de presas consumidas por la
larva, además otras características morfológicas asociadas al aparato mandibular,
como presencia de faringe suctora y boca protráctil. Igualmente ojos pigmentados,
sistema digestivo funcional (hígado y páncreas) (Figura 1) y una buena capacidad
natatoria favorecen la captura, la ingestión y la asimilación de las presas (Meza y
Figueroa, 2002).
Aunque el sistema natatorio no está totalmente desarrollado al momento de
comenzar a comer, muchas veces se completa durante el estadio larval (variando
de especie a especie) o en el estadio juvenil, permitiendo distinguir larvas de
alevinos y/o juveniles (Verreth, 1999) (Figura 1).
El hígado es uno de los primeros órganos en desarrollarse, al estar involucrado en
la reabsorción vitelina. Mientras que el páncreas y la vesícula biliar, relacionados
con la digestión de proteínas, lípidos y carbohidratos, se diferencian después,
siendo completamente funcionales en el momento en el que se inicia la
alimentación exógena (Lazo, 2000) (Figura 1).
En términos de regionalización intestinal, las proteínas son digeridas y absorbidas
en la parte posterior, mientras que la digestión de lípidos ocurre principalmente en
la parte anterior (Govoni et al., 1986). La digestión intracelular se realiza
principalmente en la región posterior del intestino y ha sido puesta en evidencia
por Watanabe (Watanabe, 1985), quien observó la absorción de proteínas
(peroxidasa del rábano) por medio de pinocitosis y su posterior digestión
intraenterocítica por medio de lisosomas. Este mecanismo de digestión es más
importante en larvas que en juveniles o en adultos, y se cree que la digestión
intracelular compensa la baja digestión extracelular observada durante la etapa
larvaria (Cahu et al., 2003; Watanabe, 1985).
26
Al comienzo de la alimentación exógena las larvas de muchas especies son
capaces de absorber lípidos por el epitelio intestinal. Se han detectado diferentes
secciones de absorción, que varían para cada especie. Así, las larvas
de Coregonus lavaretus absorben lípidos principalmente en la parte anterior del
intestino (Segner et al., 1989), mientras que en Dicentrarchus labrax se marca en
la porción distal, permaneciendo durante todo el período larvario y ha sido
relacionado a la diferenciación incompleta del tracto digestivo, especialmente por
la ausencia de un estómago funcional (Deplano et al., 1991).
La habilidad de las larvas de absorber lípidos se mantiene hasta el final de la fase
lecitotrófica a través de los enterocitos, aunque éstos están pobremente
desarrollados, mostrando un escaso retículo endoplásmico y aparato de Golgi
(Deplano et al., 1991). De esta manera, solamente una pequeña proporción de los
lípidos es absorbida e incorporada dentro de partículas lipoproteínicas. Lo anterior
sugiere una reducción en la capacidad de transporte de lípidos. En los días
subsecuentes de la alimentación con zooplancton, un mayor número de vacuolas
lipídicas son observadas. En Dicentrarchus labrax la eficiencia de transporte de
lípidos mejora a partir del día 9 en adelante, cuando una clara intensificación de la
síntesis de lipoproteínas se conjunta con un incremento del depósito de glicógeno
en el hígado (Deplano et al., 1991) en Rivera, Carlos M y Botero, Mónica., 2009.
2.2 PEZ DISCO (Symphysodon sp)
Los peces disco fueron descubierto por Johann Nattener en la región del río negro
en Brasil. Posteriormente J. Heckel llamó a este pez Symphysodon discus y
publicó su primera descripción en 1840. Esta especie pertenece a la familia de los
cíclidos que sin lugar a dudas es el grupo íctico que reúne las mejores especies de
peces tropicales de la acuariofilia mundial.
En Asia es un pez cultivado, posee alta demanda y es consistente para
exportación. El cultivo de pez disco se ha desplazado de cepa salvaje a diversos
tipos de variedades cultivadas generados atreves de la selección de cepas y
programas de mestizaje. De (Koh et al., 1999) en Chong, 2002
27
El pez disco (Symphysodon sp) es una de las especies producidas más populares
de acuarios en Malasia. Como esta especie comanda un precio alto en
comparación con la mayoría de especies de consumo y otros peces ornamentales
de agua dulce, el cultivo de disco ha generado altos ingresos para los productores
locales (Chapman et al.1997) en Chong, Hashim, & Ali, 2002.
En Colombia la producción de discos en cautiverio aún no está lo suficientemente
desarrollada, tal vez porque los mercados nacionales e internacionales buscan y
aprecian el valor de los discos silvestres. Sin embargo, en el país existen algunos
criaderos dedicados a la producción de esta especie, actividad que se proyecta
como una de las más promisorias dentro de la piscicultura ornamental. (Landines,
Mora, Sanabria, & Urueña, 2007)
2.2.1 Hábitat
Los peces disco habitan cerca de las márgenes de pequeños ríos y lagunas de
aguas tranquilas y poco profundas, asociadas al río Amazonas. Estos cuerpos de
agua se caracterizan por poseer abundante cobertura vegetal, la cual además de
atenuar la penetración directa de la luz en el agua, les permite a los peces
protegerse de sus predadores y también les sirve como límite para establecer sus
propios territorios.
2.2.2 Descripción de la especie
Los discos son peces de tamaño mediano con una longitud estándar entre 13 – 15
cm, su cuerpo es comprimido lateralmente, sus aletas dorsal y anal son largas y
densamente escamadas en la base, su boca es pequeña con labios delgados y
provista con dientes cónicos dispuestos en una sola hilera, el opérculo es
escamado. Posee dos aberturas nasales, sus escamas son pequeñas en
disposición vertical, formando de 44 a 60 filas.
Se conocen dos especies: Symphysodon discus o de Heckel y Symphysodon
aequifasciata o disco común o de 9 bandas. La primera especie posee dos
28
subespecies y la segunda cuenta con tres, tal como se presenta en la siguiente
tabla. (Landines, Mora, Sanabria, & Urueña, 2007)
Tabla 1. Clasificación taxonómica de los Discos.
Género Especie Subespecie Nombre Común
Symphysodon discus discus (Heckel 1840) Disco de Heckel
Willisschwartzy (Heckel
1840)
Disco Piña
Symphysodon aequifasciata Axelrodi (Schultz 1960) Disco marrón
Haraldi (Schultz 1960) Disco azul
Aequifasciata (Pelegrin
1903)
Disco verde
2.2.3.1 Pez disco marrón (Symphysodon Aequifasciata Axelrodi)
Familia: cichlidae
Tipo de agua: temperatura 26-30 C; dGH 2-6; pH 5,5-6,5.
Tamaño: 20 cm
Origen: ríos Amazonas y Orinoco
Comportamiento: especie pacífica y tímida, a excepción de la agresividad
intrasexual e intraespecífica que existe entre los machos. Requiere un acuario
muy amplio con filtración a través de turba, sustrato de arena oscura, abundancia
de plantas sésiles y flotantes, numerosos recovecos a base de rocas y raíces e
iluminación no muy intensa. Son recomendables los cambios parciales de agua
(una cuarta parte cada tres semanas). No es una especie apta para el acuario
comunitario.
Alimentación: carnívoro, requiere alimento vivo (pulgas de agua, larvas de
mosquito, larvas de libélula, artemia). Solo se le deberían dar tubifex y larvas rojas
de mosquito si por su procedencia pueden resultar seguras. Una vez bien
29
aclimatado, acepta alimento congelado (larvas de mosquito, pulgas de agua,
mysis). De vez en cuando acepta alimento seco. Es importante darle una dieta
variada (Cánovas & Puigcerder, 2002).
2.2.3.2 Pez disco azul (symphysodon aequifasciata Haraldi)
Familia: cichlidae
Tipo de agua: temperatura 27-28 C; dGH 0-5; pH 6,2-6,5
Tamaño: 20cm
Origen: amazonas (Brasil)
Comportamiento: especie pacifica, tranquila, más bien tímida. Requiere un
acuario espacioso. Sensible a la calidad del agua, hay que vigilar sobre todo la
concentración de compuestos amoniacales. Apta para el acuario comunitario junto
a peces de fondo y cíclidos enanos del género apistogramma.
Alimentación: carnívoros, debe suministrársele preferentemente alimento vivo
tubifex; larvas de mosquito, pulgas de agua, etc. En su defecto, acepta también
alimento congelado (pequeños crustáceos, larvas de insectos). (Cánovas &
Puigcerder, 2002).
2.3 Tasa especifica de crecimiento
La velocidad especifica de crecimiento o tasa de crecimiento, indica la velocidad
de crecimiento en relación a la longitud corporal. (RODRIGUEZ, 2003)
Austreng & Refstie, 1979 en Soriano Salazar & Hernandez Ocampo, 2002,
consideran que la Tasa Específica de Crecimiento se incrementa con los
contenidos altos de proteína en la dieta. En el cultivo y estudios de nutrición de los
peces la Tasa de Crecimiento, es importante ya que es afectada por los tipos de
alimentos proporcionados a los organismos (Papoutsoglou y Papaparaskeva-
Papoutsoglou, 1978) y es un indicador de la calidad proteínica de las dietas y en
condiciones controladas la ganancia en peso de los peces está en proporción a los
30
aminoácidos esenciales suministrados (Tacon, 1987) en Soriano Salazar &
Hernandez Ocampo, 2002
2.4 Hábitos alimenticios del pez dico
Tal y como se observa esta especie tiene una preferencia por el consumo de
larvas de insectos, debido a que los requerimientos de proteina dietaria de
crecimiento del pez disco (Symphysodon aequifasciata) varian acerca del 50%, es
necesario suplementar esta especie con alimento vivo (Sales & Janssens, 2003).
Los criadores de disco a gran escala se basan principalmente en Alimento vivo
como Tubifex, gusano de sangre y nauplios de Artemia, al parecer los disco
también tienen requerimientos de proteína más altos que otras especies
ornamentales como el goldfish (Lochmann & Phillips, 1994) y el gourami enano
(Calce et al.1989), lo cual podría ser debido a la costumbre carnívora del disco: En
(Chong, Hashim, & Ali, 2000).
Otro de los posibles alimentos vivos que pueden ser utilizados en la acuicultura
son los zophobas opacus (coleoptera: tenebrionidae), como se demuestra en una
prueba exploratoria de aceptación de peces y fauna silvestre al alimento vivo
Larvas de Z. opacus, vease Tabla 2.
31
Tabla 2. Aceptación de peces y fauna silvestre al alimento vivo larvas de Z.
opacus
32
En este estudio (vease tabla 2) se encontó que de las 52 especies que sometimos
a la prueba, 5 no aceptaron, obteniéndose un éxito de aceptación global del
90,49%, entre ella el pez disco (Symphysodon aquefasciata). (Morote & Vásquez ,
2004).
Tal y como concluye Morote & Vásquez, 2004 en su conferencia de estudio de
escarabajo amazónico zophobas opacus (coleoptera: tenebrionidae) para incluirlo
como alimento vivo en sistemas de crianza de fauna silvestre en cautiverio, peces
ornamentales y de consumo; la producción de larvas de escarabajos mediante la
aplicación de tecnologías apropiadas, es una opción ecológica y económica,
debido a que una poca inversión permitiría satisfacer de modo general, las
necesidades alimenticias de diversas especies cautivas.
En este mismo estudio se demostró la importancia de utilizar un alimento seco y
un alimento húmedo, para la producción del zophobas opacus (coleoptera:
tenebrionidae), usando como alimento húmedo utilizamos cáscaras de plátano
Musa paradisiaca y restos de naranja Citrus sp y papa Solanum sp.; como
alimento seco, se utilizó molluelo y diferentes harinas. El empupamiento inducido
se realizó por aislamiento de larvas de cinco centímetros (tres meses de edad) en
pequeños envases negros, estos envases contenían básicamente aserrín y
cáscaras de vegetales que se retiraban al completar el empupamiento.
Según Chong, Hashim, & Ali, 2002, a pesar de la importancia económica del pez
disco en cultivo de peces ornamentales, no ha habido una investigación de
desarrollo de alimentación rentable para el cultivo intensivo de esta especie. En la
actualidad, los productores dependen en gran medida de alimento vivo como
gusanos Tubifex, gusanos de la sangre (Chirinomidae) y alimentos frescos
preparados, en su mayoría consisten en corazón de res, moluscos y camarones
como fuentes de proteína. La búsqueda de los ingredientes adecuados para un
alimento formulado para disco requiere estudios sobre su contenido de nutrientes
y la capacidad del organismo para digerirlos para el mantenimiento y crecimiento.
33
2.5 Ulumoides dermestoides (coleóptera)
Una alternativa de suplementación para peces es Palembus Ulumoides
dermestoides, como lo indica el manual (Castelli, 2005) que en algunos países,
básicamente es una plaga en molinos y silos, ya que ingiere y se reproduce en las
harinas. Sin embargo este insecto es muy preciado en el desarrollo de dietas para
animales insectívoros como aves en Cautiverio y peces, dado su alto valor
nutritivo y su inocuidad en la transmisión de enfermedades tales como salmonella,
leptospirosis o botulismo. Además del actual uso dado por la “Coleoterapia” en
seres humanos y animales.
La incubación de los huevos ocurre entre 16 -18 días y de ellos salen larvas de
aproximadamente 11-12 mm., las cuales pasan por 11 instares con un promedio
de duración de 5 días cada una de ellas. La pupa es móvil y tarda 4-6 días en
emerger el adulto.
La reproducción y el ciclo de vida de U. dermestoides son afectados por los
cambios climáticos, temperatura y alimento entre otros. Debido a esto, se deben
emplear sustratos adecuados para su crianza y mantenerlos bajo condiciones
constantes de temperatura y humedad para lograr su reproducción.
El cucarrón del maní, Ulumoides dermestoides (Coleóptera: tenebrionidae), es un
insecto que puede causar graves problemas en las cosechas y almacenamiento
de granos, pero podría aprovecharse como una alternativa de alimentación de
especies de interés doméstico y exótico. (Garcés Molina, Arango Gutiérrez, &
Gómez Fernández, 2008).
El valor nutritivo del gorgojo del mani es que actua en la actividad antioxidante de
extractos metanólicos de Ulumoides dermestoides. Liu y colaboradores en 2012,
demostró la actividad antioxidante de extractos polares de otro escarabajo,
el Holotrichia parallela (coleóptera: scarabaeidae), sugiriendo que este puede
usarse como nutracéutico para aliviar enfermedades inducidas por estrés oxidativo
y como aditivo antioxidante para la industria de alimentos. (Mendoza Meza,
Salgado Yepes, & Durant Ibarra, 2013)
34
3. METODOLOGIA
3.1 Descripción Geográfica
El presente estudio se llevó acabo en las instalaciones de la sede campestre
preescolar del colegio Liceo de ciencia y cultura Harvard, específicamente en el
laboratorio Aquarium Delux; ubicado en Bogotá, Colombia, en la localidad de suba
UPR borde noroccidental.
3.1.1 Mapa
Ilustración 1. Mapa sitio experimental, tomado de Google Maps, 2015
3.1.2 Aspectos geográficos
Geográficamente suba se ubica en el extremo noroccidental de Bogotá, la
orografía local presenta una zona plana y algunos sectores suavemente
inclinados, al igual que una zona montañosa que se extiende de sur a norte por la
zona central.
3.1.3 Limites
Limita al norte con el municipio de chía y el rio Bogotá (próximo a la zona
experimental); al sur, con la calle 100 y el rio Juan Amarillo que lo separan de
localidades de barrios unidos y negativa respectivamente; al occidente con el rio
Bogotá; y al oriente con la autopista norte; el área rural de suba está ubicada al
35
costado noroccidental de la localidad, la cual limita al sur con el humedal la
conejera y la UPZ Tibabuyes, Suba y Casa Blanca, y al oriente con las UPZ
Guaymaral, la Academia y San José de Bavaria.
3.1.4 Clima
3.1.4.1 Pluviosidad: En la sabana de Bogotá, caen en promedio 1500 mm
anuales en las estribaciones de los cerros orientales, siendo los meses de enero y
febrero los más secos, y octubre y noviembre los más lluviosos.
3.1.4.2 Temperatura: La temperatura promedio anual en la zona rural de
suba es de 13,6°C, la humedad relativa máxima es de 76,8% en los meses
lluviosos y 74% en los meses secos, la precipitación media anual es de 788,9 mm,
el brillo solar máximo es de 6,1 horas de insolación/día en enero y el menor es
3,46 en abril. La velocidad promedio del viento es de 2,2 m/s. La
Evapotranspiración real es de 913,4 mm/ año, siendo críticos los meses de agosto
y septiembre, dado que se requiere riego suplementado para atender la demanda
hídrica de los cultivos. (Osorio M, 2009)
3.2 Producción Ulumoides dermestoides (coleóptera)
Inicialmente se adquirieron 200 individuos adultos de Ulumoides dermestoides en
la granja Tropcol. Se estableció su cultivo de producción en el laboratorio
Aquarium Delux, con una temperatura ambiente que oscilo entre los 20°-28°C, los
cuales fueron distribuidos en 2 recipientes plásticos con tapa (100 por cada 1), de
7,5 cm de ancho x 17,5 cm de largo (Área = 131,25 ). Con el fin de garantizar
la ventilación cada contenedor fue dotado con agujeros laterales.
En cada contenedor se proporcionaron 100 gramos de mogolla de trigo como
sustrato, y 68 gramos de cascara de naranja.
36
Se realizaron observaciones diarias de cada colonia de Ulumoides dermestoides,
con el fin de determinar el ciclo de vida de la especie, esta se realizó mediante los
siguientes pasos:
Presencia de larvas de 0,1 mm aproximadamente, en donde se
recolectaron 10 para determinar su ciclo de vida desde este estadio.
Se ubicaron 2 individuos por recipiente pequeño con las mismas
condiciones ambientales de las colonias de producción
Observación diaria de cambios morfológicos en cuanto a metamorfosis
larva-pupa
Observación diaria de cambios morfológicos en cuanto a metamorfosis
pupa-adulto
Los datos obtenidos fueron consignados en registros de campo con los que se
determinó el tiempo promedio de cada estadio.
Ilustración 2. Contenedor con reproductores Ulumoides dermestoides
37
Ilustración 3. Adultos Ulumoides dermestoides
Ilustración 4. Larva y pupa del Ulumoides dermestoides
Para determinar el desempeño productivo de cada colonia de Ulumoides
dermestoides, se cosecharon en su totalidad las larvas y las pupas utilizando un
colador plástico, posteriormente se pesaron de forma independiente. Con las
siguientes fórmulas se determinara la productividad de las colonias.
38
3.3 Levante larvas Symphysodon aequifasciata
Se seleccionaron 36 individuos juveniles (90 días de edad) de disco
(Symphysodon aequifasciata) de la variedad turquesa, se realizó una biometría
inicial utilizando un calibrador pie de rey y una balanza digital de 0.1 gr de
precisión. Se determinaron las siguientes variables:
Peso en gr (W)
Longitud total (LT)
Longitud estándar (LE)
Profundidad 3(P)
Ancho del lomo (A)
Los juveniles fueron distribuidos en acuarios de 90 lt, con una temperatura
promedio en el agua de 26°C, aireación permanente a una densidad de 0.04
individuos por litro. Se llevó a cabo un proceso de aclimatación mínimo de 10
minutos.
39
3.3.1 Tratamientos
Se utilizó un diseño completamente al azar de 3 tratamientos, con 3 repeticiones
por cada uno.
Tratamiento # 0
Grupo control sin suplementación
Tratamiento # 1
Suplementación con larvas de Ulumoides dermestoides
Tratamiento # 2
Suplementación con pupas de Ulumoides dermestoides
3.3.2 Consumo
Los individuos experimentales fueron alimentados con alimento comercial (tetra
color tropical granules) el cual contiene un 47.5% PB y esta formulado para esta
especie. Se ofrecieron 3 raciones diarias ad libitum (el alimento fue consumido
durante 2 minutos) a las 8am, 12pm y 4pm para tratamiento control. Las larvas y
pupas de Ulumoides dermestoides para el tratamiento 1 y 2 fueron suministradas
en dos raciones diarias en las comidas 8am y 4pm, y se suministró el alimento
balanceado a las 12 pm. Cada unidad experimental conto con un recipiente
individual para contener el alimento y otra para el suplemento, se pesaron
diariamente en una balanza digital de 0.1gr precisión con el fin de determinar:
40
3.3.3 Tiempo experimental y mantenimiento de acuarios
Se realizó recambio quincenal del 20% en cada uno de los acuarios,
determinando pH, concentración de amonio, nitritos y nitratos; mediante un pull
por tratamiento.
El agua que se utilizó potable y posteriormente fue filtrada con el fin de evitar la
entrada de organismos patógenos, todos los utensilios fueron desinfectados en
una solución de formaldehido al 5%.
El periodo experimental tuvo una duración de 60 días, se realizó biometría al total
de los individuos los días: 0-30-60, donde se determinó:
Peso en gr (W)
Longitud total (LT)
Longitud estándar (LE)
Profundidad (P)
Ancho del lomo (A)
Condición corporal (Subjetiva)
En caso tal de que se produjera mortalidad en alguno de los tratamientos, se
reemplazarían con peces Symphysodon aequefaciatus de igual tamaño, pero
pertenecientes a la variedad marlboro, que son diferentes en su pigmentación lo
cual facilita su identificación para no incluirlos en las biometrías.
Los datos obtenidos en todo el procedimientos fueron almacenados en tablas del
software Excel ® 2000, para su posterior análisis.
3.4 Análisis financiero
Se determinó el costo de producción de cada gramo de larva o pupa de Ulumoides
dermestoides, para así establecer si su implementación es económicamente
viable, por medio de un análisis financiero (costo-beneficio).
41
3.5 Análisis de datos
Con el fin de establecer el protocolo de suplementación más adecuado, se
tuvieron en cuenta las siguientes variables:
3.5.1 Tasa de crecimiento absoluto, relativo y especifico
)/
)
/
) x 100
Dónde:
y
Peso o Talla al inicio y al final del experimento
y t
Tiempo al inicio y al final del experimento
Tasa especifica de crecimiento= (
)
3.5.2 Análisis estadístico
Los datos obtenidos fueron sometidos a un análisis de varianza (ANVA); para
verificar si existían diferencias entre tratamientos, (P≤0.05) utilizando el software
Excel ® 2000.
42
3.6 Fórmulas
Se calculó la conversión alimenticia, la cual fue desarrollada por medio de los
datos de peso del alimento vivo, alimento comercial y el peso obtenido de los
peces al finalizar el experimento, esto se realizó mediante la siguiente operación.
∑ ∑
- Se evaluó cuál fue el sistema de alimentación que optimizó el desempeño
productivo del pez disco (Symphysodon aequifasciata), y se determinó las
repercusiones económicas de estas, por medio de las siguientes fórmulas.
Se determinó el Costo para producir 1 gramo de dermestoides coleóptera por
medio de la siguiente fórmula.
Para determinar el Costo del sustrato y maní aprovechado se debe utilizó la
siguiente fórmula:
43
Para determinar el costo del maní suministrado se debe realizar la siguiente
fórmula
3.7 Análisis Bromatológico
Las muestras de larvas y pupa de Ulumoides dermestoides (Coleóptera) fueron
remitidas al laboratorio de nutrición de la universidad de la Salle Bogotá,
Colombia, con el fin de determinar Materia seca (MS), proteína bruta (PB), grasa
(%grasa) y ceniza (%ceniza); para lo cual se utilizó el protocolo establecido de
análisis bromatológico.
44
4 RESULTADOS
4.1 Ciclo de vida Ulumoides dermestoides (coleóptera)
Estadios de la metamorfosis
- Día 0 1 fase Larva
- Día 13 2 fase larva
- Día 28 Pupa
- Día 38 Adulto blanco
- Día 39 Adulto café claro
- Día 40 Adulto café oscuro
- Día 42 Adulto negro
El ciclo de vida de ulumoides dermestoides (coleóptera) indica que su edad
reproductiva ocurre a los 42 días, lo cual permite determinar el tiempo de
suministro de las pupas, que deben ser cosechadas y ofrecidas entre los días 28-
31, y en el caso de las larvas deben ser recolectadas y suministradas entre los
días 13-20 días.
4.2 Desempeño productivo
Figura 2. Productividad total de las 11 cosechas durante la fase experimental
0
5
10
15
20
25
30
35
40
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
Nº colonias/ cosecha
Productividad Total (g)
45
Tabla 3. Media y desviación estándar de la producción de larva y pupa durante la fase experimental
Media Desviacion estandar
Nº Cosecha Larvas Pupas Larvas Pupas
1 5,17 1,87 0,53 0,05
2 7,30 2,03 0,78 0,03
3 18,23 6,00 177,21 12,08
4 12,00 3,58 20,08 0,55
5 25,40 3,40 35,12 21,68
6 25,00 6,15 32,00 7,61
7 16,90 6,70 9,68 0,02
8 27,25 2,00 11,05 0,08
9 24,30 12,85 24,50 3,65
10 3,50 2,15 0,98 0,01
11 8,23 0,72 4,81 0,10
A partir de la cuarta cosecha se obtuvo un incremento significativo de la
producción de Ulumoides dermestoides, debido al tiempo requerido por la especie
para su correcta adaptación a las condiciones medio ambientales de la zona
experimental, junto con su debido suministro alimenticio. Las cosechas números,
3, 5, 7 y 9, arrojaron la mayor productividad por encima del resto de la media que
fue 19,93 g, destacándose la cosecha 6 y 9, sobre pasando los 30gr de
productividad por colonia.
46
4.3 Análisis Bromatológico
El análisis bromatológico indica que las larvas del Ulumoides dermestoides tienen
un 17,14% de Proteína en base húmeda y un 45,39% en base seca; (restando la
humedad del laboratorio) y un 8,84% de grasa total en base húmeda y un 23,90%
en base seca.
El análisis bromatológico indica que las pupas del Ulumoides dermestoides tienen
un 21,70% de Proteína en base húmeda y un 54,71% en base seca (restando la
humedad del laboratorio) ; un 8,15% de grasa total en base húmeda y un 20,90%
en base seca.
Tabla 4. Materia Seca, Proteína, Energía y cenizas en base seca
Materia
prima
Humedad
en lab. (%)
MS (%) Proteina
(%)
Energia
Cal/gr
Ceniza
(%)
Larva 1 0,9290 37,4045 45,8206 6413,9523 4,2965
Larva 2 0,9282 36,6037 46,8195 4,4062
Media 0,9 37,0 46,3 4,3
Pupa 1 0,9159 38,6934 56,0208 6066,9211 4,0450
Pupa 2 0,901 39,3421 55,2463 4,1941
Media 0,9 39,0 55,6 4,1
47
Tabla 5. Grasa Libre o extracto etéreo en base seca
Tabla 6. Grasa Ligada con hidrólisis ácida en base seca
La grasa ligada hace referencia a la grasa restante y está anexa a la proteína,
esta es tomada al tener las muestras un alto porcentaje de proteína.
Tabla 7. Grasa total en base seca
GRASA TOTAL %
Pupa 20,9
Larva 23,9
Muestra % Grasa Promedio
Desviación
estandar
Pupa 1 16,0284605
14,7
2,54 Pupa 2 13,860512
Pupa 3 14,4101238
Larva 1 18,27376
19,2
5,02 Larva 2 18,2977461
Larva 3 21,0310734
MUESTRA % GRASA PROMEDIO
Pupa 1 6,42949547
6,1 Pupa 2 5,72581662
Pupa 3 6,27296231
Larva 2 4,40391459 4,7
Larva 3 5
48
4.4 CONSUMOS
4.4.1 Consumo de alimento balanceado
Por medio de la siguiente fórmula se determinó el consumo de alimento
balanceado en cada tratamiento en la semana
Peso inicial = Concentrado comercial antes de ser ofrecido (10 g / sem)
Peso final= Residuo semanal del concentrado en el recipiente
Tabla 8. Consumo de alimento balanceado durante el tiempo experimental
Consumo A. balanceado durante fase experimental (g) Tratamiento 1 Tratamiento 2 Tratamiento 0
Promedio 12,68 12,57 22,4
Mediana 12,8 12,7 22,8
Moda valor máximo 12,95 12,8 23,2
valor minimo 12,3 12,2 21,2
Rango 0,65 0,6 2
desviacion estándar 0,34 0,32 1,06
desviacion media 0,26 0,24 0,8
Varianza 0,12 0,10 1,12
La media de consumo diario de alimento balanceado para el tratamiento control
fue de 0,31gr/día/acuario, lo cual indica que durante toda la fase experimental los
peces consumieron el 12,70% de la biomasa/ acuario.
El promedio del tratamiento 1 y 2 larvas y pupas fue de 0,17gr/día/acuario, lo cual
indica que durante toda la fase experimental los peces de dichos tratamientos
consumieron el 8,05% (T1) y 7,41% (T2) de la biomasa/ acuario. esto debido a
que se suplemento con alimento vivo por ende el consumo de alimento
49
balanceado fue menor que en el tratamiento control; el consumo diario del
tratamiento 2 estuvo por debajo de la media siendo este suplementado con pupa.
Tabla 9. Consumo de alimento balanceado diario en el tiempo experimental
Consumo A.balanceado/día (g) Tratamiento 1 Tratamiento 2 Tratamiento 0
Promedio 0,18 0,17 0,315
Mediana 0,18 0,18 0,315
Moda 0,18 0,18 valor máximo 0,18 0,18 0,33
valor minimo 0,17 0,14 0,3
Rango 0,01 0,04 0,03
desviacion estándar 0,01 0,02 0,18
desviacion media 0,00444 0,018 0,0150
Varianza 0,00003 0,001 0,0005
4.4.2 Consumo de alimento vivo
Por medio de la siguiente formula se determinó el consumo de alimento vivo en los
tratamientos 1 y 2 por semana.
Consumo de alimento vivo durante la fase experimental
Media/Acuario
T1 T2
Acuario # 1= 2.59 Acuario #2= 1,78
Acuario# 4= 2,64 Acuario #8= 1,75
Acuario #7= 2,71 Acuario # 11=1,81
Prueba de ANVA
Hipotesis: existe diferencia estadisticamente siginificativas entre las
semana de los 2 tratamientos?
50
Hipotesis nula: El promedio de consumo de alimento vivo en la fase
experimental en los 2 tratamientos es igual , con 95% de confiabilidad
Hipotesis alterna: En al menos un tratamiento el promedio de consumo de
alimento vivo en la fase experimental tiene diferencia, con 95% de
confiabilidad.
Tabla 10. Resumen prueba de ANVA de consumo de alimento vivo en T1 y T2
Valor prueba f
Valor p SI/ NO
497,06 2,40E-05 SI
Se encontró que el consumo diario del suplemento fluctuó significativamente
durante las 10 semanas de suministro, tanto en el tratamiento 1 como en el 2, esto
fue dependiente de agentes externos como los altibajos en la energía eléctrica
presentados en la zona experimental, en donde descendía la temperatura hasta
20°c en el agua y por ende disminuía el consumo de alimento vivo de los peces.
El promedio de consumo diario de suplemento representa un incremento mayor en
el tratamiento 1 con una diferencia de 0,9gr con respecto al tratamiento 2.
Probablemente esto fue debido a que la larva ofrecida en el tratamiento 1 presenta
mayor movilidad al ingresar al agua, lo cual estimula el habito alimenticio y
comportamiento natural del pez por consumir la presa viva; otra de las razones por
las que el consumo fue menor en el tratamiento 2, fue debido a que el tiempo
establecido para el consumo total de la pupa no era suficiente para suministrarle
más al pez.
El nivel de significancia es de 0,05 y el valor de p es menor a este, se rechaza la
hipotesis nula y queda la alterna, es decir al menos en un trtamiento el promedio
de consumo de alimento vivo es distinto con el 95% de confiailidad.
51
4.5 FINANCIERO
4.5.1 Mano de obra
En una granja piscícola donde se requiera suministrar alimento vivo, la mano de
obra, basándose en el salario mínimo ($644350) (Mintrabajo, 2015) tendría un
costo de $ 2684.791/hora, es decir $13423,958 por 5 horas requeridas para la
siembra, cosecha y separación de las colonias y su estadio metamórfico. Esta
actividad se realizara una vez por semana, siendo esta una actividad normal
dentro de la granja. Durante las 11 cosechas del tiempo experimental el valor
implícito es de $147663,538 pesos (En esta operación no se cuentan parafiscales)
4.5.2 Sustrato de mogolla
Se determinó el costo de producción de cada gramo de larva o pupa de Ulumoides
dermestoides, para así establecer si su implementación es económicamente
viable, por medio de un análisis financiero (costo-beneficio).
Tabla 11. Cantidad de mogolla utilizada durante la fase experimental, para la
producción de Ulumoides dermestoides.
# Cosecha # Cultivos Total gr utilizados,
mogolla
1 3 300
2 3 300
3 3 300
4 4 400
5 3 300
6 2 200
7 2 200
8 2 200
9 2 200
10 2 200
11 3 300
Total 27 2700 gr
52
Un bulto de mogolla de trigo contiene 40,000 gr lo que corresponde al valor de
$23000, lo cual indica que el valor para los 2700 gr que se utilizaron en los cultivos
de Ulumoides dermestoides durante la fase experimental corresponde a $1552,5;
correspondiendo a $57,5 el costo de la mogolla por cada cultivo.
Tal como se menciona en el desempeño productivo, hubo un incremento
significativo en la cuarta cosecha, en donde se tuvo que recolectar una colonia
adicional a las tres con las que se inició el experimento; la disminución de los
cultivos sembrados y cosechados a partir de la cosecha 5 a la 10 fueron el
resultado de la estabilización de la producción, disminuyendo el espacio requerido
y los costos de producción del Ulumoides dermestoides.
4.5.3 Alimento con cáscara de naranja
Tabla 12. Cantidad de cáscara de naranja utilizada durante la fase
experimental para la producción de Ulumoides dermestoides
# cosechas # Cultivos # cascaras # naranjas
1 3 6 1,5
2 3 6 1,5
3 3 6 1,5
4 4 8 2
5 3 6 1,5
6 2 4 1
7 2 4 1
8 2 4 1
9 2 4 1
10 2 4 1
11 3 6 1,5
Total 27 54 14,5
Según Corabastos (2014), el bulto de naranja que contiene 55 kg, es decir 55000
gr tiene un valor de $21000, lo cual indica que para la fase experimental el peso
53
promedio de la cáscara de naranja usada durante el experimento fue de 68 gr,
tuvo un costo de $25,46 es decir que el valor de las 14,5 naranjas utilizadas en el
proyecto fue de $369,17 para la producción de larva y pupa del Ulumoides
dermestoides.
El costo de producción por gramo de larva y pupa (Ulumoides dermestoides), fue
de $8,73 pesos, siendo esta la suma del costo de la cáscara de naranja y mogolla
de trigo.
4.5.4 Costo-beneficio
El valor del pez disco en granja de producción, con un tamaño entre 8-10 cm, se
comercializa en $90000 al primer intermediario (bodega, tiendas de peces
ornamentales o persona natural), siendo el promedio de longitud total de los peces
del proyecto de 7,9cm.
El costo-beneficio de implementar el suplemento con alimento vivo más el
alimento balanceado (Tetra color bits) de los peces disco durante los 3-5 meses
de edad fue de $794.899 pesos durante cada cosecha, es decir $8743.889 pesos
por las 11 cosechas experimentales; es decir la alimentación para los 24 peces
durante los dos meses experimentales con alimento vivo y concentrado tuvo un
costo de $10759,17 pesos, siendo esto la suma de $1552,5 correspondientes a la
mogolla de trigo utilizada durante el experimento, a $369,17pesos de las 14,5
cáscaras de naranja con las que se alimentó el alimento vivo (Ulumoides
dermestoides) y $8837,5 pesos correspondientes al alimento balanceado para los
24 peces. El total si se hubiese tenido el gasto de la mano de obra durante la fase
experimental sería de $158422,708 pesos.
Los 24 peces tienes un valor de 2´160,000, siendo el inicio de la inversión para los
24 peces de $840000 con una ganancia de 1´309240,83 pesos sin contar gastos
operativos ni servicios.
4.5.5 Costo alimento balanceado (T1 y T2)
Concentrado 300gr = $35000
54
El costo del alimento balanceado (tetra color bits) durante los dos meses
experimentales con un consumo de 75,75gr en los tratamientos 1 y 2 fue de
$8837,5 para los 24 peces correspondientes a los tratamientos mencionados
anteriormente; lo cual indica que el costo del concentrado durante los dos meses
experimentales es de $368,229/pez.
4.5.6 Costo alimento balanceado (T control)
El costo del alimento balanceado (tetra color bits) durante los dos meses
experimentales con un consumo de 67,72gr en el tratamiento control fue de
$7900,6 para los 12 peces correspondientes al tratamiento mencionado
anteriormente; lo cual indica que el costo del concentrado durante los dos meses
experimentales es de $658,388/pez ; con una diferencia de $290,15 /pez respecto
al tratamiento 1 y 2
El costo para en el suministro de concentrado en el tratamiento 1 y 2 tuvo una
diferencia de $290,15 pesos/pez con respecto al tratamiento control, lo cual indica
la disminución significativa del costo por alimentación con concentrado (treta color
bits) siendo esta diferencia de $6963,6 pesos para los 24 peces. Para una
producción periódica como la del señor Manuel Cortes Díaz en la granja Acuayadir
Ltda. con 100 peces promedio en tres periodos en fase de levante tendrían una
disminución en costos por alimentación balanceada de $87045 pesos durante esta
etapa; en caso de usar este suplemento en otra especie de pez comercial con un
consumo de alimento promedio de 0,31g/ día o 22,4g/ 2 meses con una
producción de 5000 animales en levante tendría una disminución de costos por
alimentación de $1´450,750, lo cual justifica el beneficio de producir su propio
alimento en granja.
4.5.7 Costo marginal producción alimento vivo
Se produjeron 220,09 g de larva y pupa de Ulumoides dermestoides (coleóptera)
durante la fase expeimental, presentándose un consumo en los tratamientos 1 y 2
de 143,6 g durante dicha fase, lo cual genero una sobreproducción de 76,49 g.
Generando un costo marginal de la mogolla de trigo y cáscara de naranja de
$670,05.
55
4.5.8 Costos totales
Tabla 13. Costos fijos del experimento.
COSTOS FIJOS
COSTOS MAQUINARIA Y EQUIPOS Cantidad valor unitario valor total
Recipientes reproductores 30 500 15000
Recipientes muestras de laboratorio 16 400 6400
bolsas de gel 2 2000 4000
Balanza digital portatil mh-100gr/0,01 1 25000 25000
Colador 2 3800 7600
Acuarios 12 23000 276000
motor 4 salidas 1 50000 50000
Calefacciones 18 3000 54000
pH- metro 1 6000 6000
Acidificador 2 5500 11000
Antiestress EYME 1 21000 21000
Filtros esponja 12 6000 72000
Bacterias 2 20000 40000
Bisturic 1 1700 1700
Manguera 1 28000 28000
Manguera recambio 2 2000 4000
COSTOS INFRAESTRUCTURA
Tabla Burra 3 12500 37500
Puntillas 50 100 5000
Caja chinches 1 1000 1000
Plástico invernadero 15 6800 102000
Base madera 6 4000 24000
Toma corriente 2 4000 8000
Multitoma 2 7000 14000
TOTAL 183 233300 813200
56
4.5.9 Costos variables
Tabla 14. Costos variables del experimento
COSTOS VARIABLES
COSTOS OPERACIONALES Cantidad
Valor
unitario Valor total
Transporte (unidades) 308 1500 462000
Alimentación estudiantes (día) 22 5000 110000
Servicios
Energía (meses) 2 8000 16000
Agua potable (meses) 2 8000 16000
COSTOS PRODUCCION (LEVANTE)
Costos de producción dermestoides
Mogolla (gr) 2700 0,575 1552,5
Cepa de reproductores (u. dermestoides)
(unidad) 200 100 20000
Cascara de naranja (unidad) 14,5 25,46 369,17
Costos Pez Disco
Alevines 45 35000 1575000
Concentrado tetra color bits 300 gr 1 35000 35000
Flete (granja angel fish) 1 180000 180000
TOTAL 3295,5 272626,035 2415921,67
Costos totales (Fijos y variables)= 813200+2415921,67= $ 3´229,121,67.
4.6 ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Los datos obtenidos fueron sometidos a un análisis de varianza (ANVA); para
verificar si existían diferencias entre tratamientos, (P≤0.05) utilizando el software
Excel ® 2000. (Vease tablas 15,37 y 38)
57
Tabla 15. Resumen ANVA de la variable de peso respecto a los tramientos control, 1 y 2
Valor prueba f
Valor p SI/ NO
5,67 4 SI
Se determinó que el análisis de varianza solo tuvo diferencia en la segunda
biometría (30 días) del tratamiento 1 y 2 con respecto al tratamiento control en
cuanto al peso, no se presentó diferencia entre los tratamientos 1 y 2 no, esto
dentro del rango (P≤0.05) menor al 5%. Las demás tablas encontradas en anexos
no presentaron diferencia sobre el rango (P≤0.05) siendo mayores del 5%.
4.7 DATOS SUPERVIVENCIA
Con el fin de establecer el protocolo de suplementación más adecuado, se
tuvieron en cuenta las siguientes variables:
Durante los dos meses experimentales la mortalidad fue nula en los 3 tratamientos
utilizados en la fase experimental.
4.7.1 INCREMENTO DE LONGITUD
I
Tabla 16. Promedio de Incremento de longitud del tratamiento control, 1 Y 2.
INCREMENTO DE LONGITUD (cm)
TRATAMIENTO ILT ILE
T CONTROL 1,85 1,2
T 1 2 1,9
T 2 2,17 1,33
58
|
Figura 3. Promedio de incremento de longitud tratamiento control, 1 y 2.
ILT: Incremento de longitud total
ILE: Incremento de longitud estándar
Se observa que el incremento de longitud durante la fase experimental fue mayor
en el tratamiento 2 respecto al 1 y al control. Lo que indica que el consumo de
pupas de Ulumoides dermestoides por los peces disco (Symphysodon
aquafasciatus) incrementa 0,31 cm de longitud durante los dos meses.
4.7.2 Ganancia de peso
Tabla 17. Promedio Ganancia de peso GANANCIA DE PESO
TRATAMIENTO GP (g)
T CONTROL 7,57
T 1 5,98
T 2 6,85
GP: Ganancia de peso
Se observa que el promedio de ganancia de peso durante la fase experimental fue
mayor en el tratamiento control respecto al 1 y al 2. Lo que indica que el consumo
de concentrado de los peces disco (Symphysodon aequefaciatus) incrementa
0,61gr de peso durante los dos meses del experimento.
0
0,5
1
1,5
2
2,5
T CONTROL T 1 T 2
ILT
ILE
59
4.7.3 Ganancia de peso diaria
Tabla 18. Promedio Ganancia diaria en los tratamientos
GANANCIA DE PESO DIARIO
Tratamiento GPD (g)
T Control 0,25
T 1 0,19
T 2 0,22
GPD: Ganancia de peso diaria
Figura 4. Promedio ganancia de peso diaria de T control, 1 y 2
Se observa que el promedio de ganancia diaria de peso durante la fase
experimental fue mayor en el tratamiento control respecto al 1 y al 2. Lo que indica
que el consumo de los peces disco (Symphysodon aequefaciatus) de concentrado
fue mayor por 0.001gr.
4.7.4 Conversión alimenticia
GPD (g)0,00
0,10
0,20
0,30
T CONTROL T 1T 2
GPD (g)
GPD (g)
60
Tabla 19. Promedio de conversión alimenticia de los tratamientos control, 1 y 2, con alimento balanceado vs alimento vivo
Tratamiento C.A
(Concentrado) C.A(Alimento
vivo) C.A
TOTAL
Control 0,80 - 0,80
1 1,13 0,53 1,66
2 1,35 0,90 2,71
Los peces disco (Symphysodon aequefaciatus) durante la fase experimental
requieren de 0,71gr de alimento vivo para producir un gramo de peso, y al
suplementarlos con alimento balanceado requieren de 1,23 g para producir un
gramo correspondiente a los tratamientos 1 y 2 que necesitaron de ambos para
su desarrollo; para el tratamiento control se requiere de 0,80gr de concentrado
para producir un gramo de peso. La razón por la cual se requiere de 0,43gr mas
de alimento vivo junto con alimento balanceado en los tratamiento 1 y 2 con
relación al tratamiento control es debido a que es notable un aumento de la
voracidad de los peces, siendo este uno de los principales factores que
condicionan al correcto mantenimiento del pez disco, ya que es una de las
principales características que determina su correcto crecimiento y desarrollo de
color en la especie, beneficiando a productores, tiendas y consumidores finales
(Acuarófilos).
4.7.5 Consumo diario de alimento
61
Figura 5. Promedio de consumo alimento balanceado TO, T1 y T2
El consumo total de concentrado durante los dos meses experimentales para los
tres tratamientos fue de 142,95gr y el consumo promedio para los mismos fue de
15,88gr.
Para el tratamiento 1 y 2 (acuarios: 1,4,7 y acuarios: 2,8,11) el promedio de
consumo fue de 12,62gr. El total de consumo en ambos tratamientos fue de
75,75gr/2 meses equivalente a $7575 pesos, es decir que el costo de alimento
balanceado fue de $315pesos/pez.
Para el tratamiento control (acuarios: 5, 9, 12) el promedio de consumo fue de
22,4gr. El total de consumo para dicho tratamiento fue de 67,2 g/ 2 meses
equivalente a $6729 pesos, es decir que el costo de alimento balanceado fue de
$560 pesos/ pez.
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
PromedioT0, T1 Y T2
PromedioT0
PromedioT1
PromedioT2
Consumo alimento balanceado/día (g)
Consumo alimentobalanceado/día (g)
62
4.7.6 Consumo de alimento vivo
Tabla 20. Consumo de alimento vivo de los tratamientos control, 1 y 2.
Promedio
Consumo alimento
vivo/2 meses (g)
Consumo alimento
vivo/semana (g)
Consumo alimento vivo/día
(g)
T1 13,22 2,64 0,38
T2 8,90 1,78 0,25
T1 Y T2 11,06 2,21 0,32
Figura 6. Consumo de alimento vivo durante la fase experimental
El consumo total de los tratamientos 1 y 2 de alimento vivo durante los dos meses
fue de 66,35 g con un promedio de 11,05 g/meses
El tratamiento 1 tuvo un consumo total de 39,65 g de larvas durante los dos
meses, a diferencia del tratamiento 2 que tuvo un consumo total de 26,7 g durante
dichos meses, estadísticamente se indica que en las variables medidas en el
experimento del T1 Y T2 no presentan diferencia, concluyendo con esto que un
menor consumo de pupas puede alcanzar una talla similar de peso, longitud total,
longitud estándar, profundidad y ancho, con respecto al consumo del T1.
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
14,00
Consumo alimentovivo/2 meses (g)
Consumo alimentovivo/semana (g)
Consumo alimentovivo/día (g)
T1
T2
T1 Y T2
63
4.7.7 Tasa específica de crecimiento
(
)
Tabla 21. Promedio de tasa específica de crecimiento durante la fase
experimental
Tasa especifica de crecimiento/ día
TRATAMIENTO
TCE (%)
T CONTROL 1,35
T 1 1,13
T 2 1,47
El tratamiento 2 indica el mayor aumento porcentual de la longitud de los peces
respecto a su peso. Observándose una diferencia < 0,12 %/día con respecto al
tratamiento 1 y al tratamiento control.
4.7.8 Tasa de crecimiento absoluto y relativo
)/
)
/
) x 100
Dónde:
y
Peso o Talla al inicio y al final del experimento
y t
Tiempo al inicio y al final del experimento
Tiempo inicial= peces de 3 meses (90 días)
Tiempo final= peces de 5 meses (150 días)
64
Tabla 22. Promedio de tasa especifica de crecimiento absoluto y relativo
TCA & TCR (cm)
TRATAMIENTO TCA TCR
T Control 0,03 0,54
T 1 0,03 0,63
T 2 0,03 0,60
TCA: Tasa de crecimiento absoluto TCR Tasa de crecimiento relativo
El tratamiento 2 indica el mayor aumento porcentual de la longitud de los peces
respecto a su peso. Observándose una diferencia < 0,12% / día con respecto al
tratamiento 1 y al tratamiento control.
65
5. DISCUSIÓN DE RESULTADOS
5.1 Ciclo de vida
El ciclo de vida arrojado por el estudio Argueta Reyes & Ramos Meléndez, 2013,
con una temperatura de 28°c para la producción (tenebrio molitor L.) en
condiciones de criadero, indica similitud con respecto al presente estudio, cuya
temperatura para la cría en cautiverio del Ulumoides dermestoides (coleóptera)
osciló entre 20°c- 28°c, presentado una similitud durante los 10 primeros días de
incubación. Teniendo Ulumoides dermestoides (coleóptera) un desarrollo
metamórfico más temprano.
5.2 Bromatológico
En el estudio bromatológico de las larvas del escarabajo Molitor l., realizado por
Argueta Reyes & Ramos Meléndez, 2013, arrojó un promedio de proteina del
51,94% y un 33, 29% de grasa; en el presente estudio los datos encontrados
fueron 46,32% de proteina y 23,90% de grasa en las larvas del Ulumoides
dermestodes (coleoptera), y un 55,63% de proteina y 20,90% de grasa en las
pupas de la misma especie. Esto probablemente debido al tipo de sustrato y
fuente alimenticia suministrados para los gorgojos, tal y como lo reporta Argueta
Reyes & Ramos Meléndez, 2013, los cuales describen en su experimento la
diferencia que existe a nivel nutricional en las larvas del escarabajo Molitor L., con
el uso de distintos tipos de sustratos; ademas la inexistencia de proximidad en el
valor nutricional es debido a que son dos especies distintas aunque pertenecientes
a la misma familia y género.
5.3 Consumo y aceptación
El consumo de alimento vivo de zophoba opacus por parte del pez disco
(Symphysodon aequefaciatus), registrado en el estudio de Morote Dias & Reategui
Navarro, 2004, presentó el 100% de aceptación, observando que los adultos son
capaces de recoger el alimento antes de caer al suelo del acuario y las crías
(alevines) recogen las larvas de la superficie, lo cual se asimila al presente estudio
66
en donde la aceptación alimenticia de los dos estadios del Ulumoides
dermestoides en juveniles de pez disco es del 100%.
5.4 Tasas de crecimiento
5.4.1 Especifica
Según Luna-Figueroa, J., & Figueroa Torres, J. 2003, datos registrados para
mojarra, indican que la tasa de crecimiento específica es del 9.24% / día con
alimento vivo (mezcla de Daphnia sp. y C. quinquefasciatus), siendo mayor
respecto al alimento comercial, de igual manera el estudio de escalares , arrojó
resultados mayores en el tratamiento donde se utilizó d.pulex como suplemento
vivo con un 4,86%/dia, mientras que con alimento balanceado (tetra bits) su TCE
es menor con un 3,58%/día; lo anterior indicando que en el presente estudio en el
tratamiento 2 (pupas de Ulumoides dermestoides) con un 1.47%/día resulta de
igual manera, en un aumento porcentual en la TCE con respecto al tratamiento 1
(larvas) y control (concentrado). Identificando que en el estudio de mojarras el
TCE reportada es mucho mayor con respecto a la de los otros dos estudios,
debido a que se evaluaron dietas en peces de consumo los cuales presentan una
ganancia de peso más alta que la de los peces ornamentales.
5.4.2 Absoluta
La tasa de crecimiento absoluta en el presente estudio, tanto para el tratamiento 1
como el 2 (alimento vivo), fue de 0,03cm/día, presentando mejores resultados
comparado con la TCA del tratamiento control (concentrado), que el obtenido,
0,02cm/día; estos resultados coinciden con los obtenidos en escalares, en donde
la TCA es mayor en los animales suplementados con alimento vivo (d.pulex) con
una TCA de 0,03cm/día, frente a las dos dietas con alimento balanceado; al igual
que en el estudio de mojarra, del cual se obtienen resultados similares con
relación entre los peces alimentados con concentrado comercial de 0.04cm/día vs
los suplementados con la mezcla de Daphnia sp. y C. quinquefasciatus de
0,06cm/día.
67
5.5 Análisis estadístico
El estudio realizado por Soriano Salazar & Hernandez Ocampo, 2002, indicó que
el aumento en el peso de las crias del pez escalar (Pteropyllum scalare) durante
los 30 dias del periodo experimental presenta diferencias (P<0.05), arrojaron un
aumento del peso de aquellos alimentados con alimento vivo (D. pulex), a
diferencia de los alimentos balanceados utilizados en dicho estudio. Así mismo, en
el estudio del efecto de la suplementación con alimento vivo en el desempeño
productivo del pez disco (symphysodon aequefaciatus) se comprobó que el
análisis de varianza solo tuvo diferencia en cuanto al peso en la segunda
biometría a los 30 días del tratamiento 1 y 2 (Suplemento con alimento vivo), con
respecto al tratamiento en donde sólo se alimentó con concentrado comercial, no
presentando diferencia entre los tratamientos 1 y 2, dentro del rango (P≤0.05)
menor al 5%; se determina en ambos estudios que después del día 30 se optimiza
el desempeño productivo tanto del P. Escalare como del Symphysodon
aequifasciata suplementándolos con alimento vivo.
De igual manera en datos estadísticos registrados por Jimenez-Rojas et al, 2012,
se observaron diferencias estadisticas (P≤0.05) para la variable del peso y
longitud; en donde señala que con la dieta 2 se suministró alimento vivo, junto con
el concentrado, presentándose mayor ganancia frente a la dieta 1 con suministro
de truchina y la 3 con solo alimento vivo; así como se obtienen diferencias en el
peso del pes disco en el presente estudio (P≤0.05) se destaca en ambos
experimentos que el incremento de peso es mayor en los peces cuando se
suministra concentrado suplementado con alimento vivo.
5.6 Financiero
Tal como lo menciona Luna-Figueroa & Figueroa Torres, 2003, el alto contenido
de carbohidratos en las dietas para peces es de bajo valor economico, por el
contrario las proteinas son el nutriente mas costoso en la formulacion de las dietas
de peces en cultivo, y esto influye en los costos de produccion de las granjas,
destacando la importancia de suplementar con larva y pupa del Ulumoides
68
dermestoides no solo al pez disco (Symphysodon aequefaciatus) sino a otras
especies de peces economicamente aprovechables, disminuyendo de esta
manera los costos en la formulacion de niveles de proteina y grasa requeridas por
la especie, por ende reduciendo costos de produccion por alimentacion.
69
6. CONCLUSIONES
- Se identificó que en la producción de gorgojo del maní el número de
colonias resultó ser muy variable por cosecha, dependiente de la
longevidad de los adultos y de su madurez sexual, que corresponde a los 36
días de edad, con una temperatura ambiental que osciló entre los 20-28c°,
siendo este el aspecto determinante en el tiempo del ciclo de vida del
ulumoides dermestoides.
- El valor nutricional de los estadios (larva y pupa) del Ulumoides
dermestoides (coleóptera), van ligadas al sustrato (mogolla de trigo) y a la
fuente de alimento y agua (cáscara de naranja) suministrados; presentando
mayor índice proteico la pupa respecto la larva del ulumoides dermestoides
- Hubo un 100% de aceptabilidad del alimento vivo, esto dado al movimiento
que ejerce la larva y la pupa en el momento de suministrarse, y su
palatabilidad. La razón por la cual se requiere de mayor cantidad de gramos
de alimento balanceado más el suplemento de alimento vivo en los
tratamiento 1 y 2 con relación al tratamiento control es debido a que es
notable un aumento de la voracidad de los peces, siendo este uno de los
principales factores que condicionan al correcto mantenimiento del pez
disco, por ser esta una de las principales características que determina su
correcto crecimiento y desarrollo de color en la especie, beneficiando así a
productores, tiendas y consumidores finales (hobbistas).
- Al suplementar el pez disco con alimento vivo, se presentó mayor
desempeño productivo en cuanto a su color de piel más vistoso, con líneas
características de la especie más definidas (sin ser una variable evaluada en
el experimento) y con mayor consumo de alimento, ofreciendo un valor
agregado en la venta de este, razón por la cual el protocolo más adecuado
para lograr el correcto desempeño productivo es alimentar 3 veces al día,
70
dos veces con alimento balanceado y una vez con alimento vivo (a voluntad
sin dejar sobrantes en acuarios), además de utilizar agua verde, en donde
se encuentran algas que gracias a su respiración acidifican el agua,
haciendo que no sea necesario aplicar insumos acidificantes a los acuarios.
Junto con las debidas rotaciones de las colonias para evitar auto
depredación y adecuada estabilización de la producción de ulumoides
dermestoides.
- Para el tratamiento control en el que se utilizó solo alimento balanceado, el
costo por individuo durante los dos meses del experimento, incluso teniendo
menor cantidad de animales fue mayor con respecto al tratamiento 1 y 2 los
cuales se suplementaron con larva y pupa, indicando una de las ventajas de
suplementar y autoabastecerse de alimento vivo en la producción acuícola
generando así una producción sustentable dentro de la granja. Por ello el
suplementar la dieta de los peces con ulumoides dermestoides coleóptera
producido en la misma granja disminuye costos por alimentación de una
manera significativa, siendo la proteína el nutriente más costoso en la
producción.
- Para mejorar el desempeño productivo del Symphysodon aequefaciatus, el
protocolo de suplementación a tener en cuenta según lo observado es el
Tratamiento 2 (suplementación con pupa entera) durante la etapa de
levante, sin olvidar que solo esta se debe suministrar en tanto el tamaño sea
apto para la boca del pez, ya que esta tuvo un menor consumo durante la
fase experimental respecto al consumo de larvas, pero aporto mayor nivel
proteico; de esta manera dando como resultado que se obtuviera un menor
consumo de pupas puede alcanzar una talla similar de peso, longitud total,
longitud estándar, profundidad y ancho, con respecto al consumo de larvas.
-
71
7. RECOMENDACIONES
Se sugiere realizar más estudios sobre el desempeño productivo de los peces en
cuanto a las variables de ganancia de peso, longitud total, tasa de crecimiento
espeíifico y supervivencia, evaluándolos con dietas a base de concentrado con
suplementación de alimento vivo Vs solo alimento vivo; dado que en nuestro
estudio y en otras investigaciones se encontró que el desempeño productivo de
los peces es mayor al ser alimentados con concentrado más alimento vivo, con
respecto a las dietas basadas únicamente en alimento balanceado; al ser la pupa
de un mayor valor nutricional se debería suministrar en las etapas de levante y
engorde de los peces, debido a que la pupa tiene la capacidad de soportar mayor
tiempo en congelador, es por esta razón que se prolonga su proceso de
metamorfosis.
Además es recomendable realizar estudios concretos sobre los requerimientos
nutricionales del pez disco en sus distintas etapas, ya que no se encontraron
estudios científicos que se hayan reportado hasta el momento.
Para el correcto suministro de larvas y pupas es aconsejable evitar su cambio de
estadio metamórfico manteniéndolas en un lugar con una temperatura menor a
10°c, estas deben estar ventiladas, y en el caso de las larvas deben conservar un
suministro alimenticio (cáscara de naranja) para evitar mortalidad, Es necesario
realizar cosechas programadas en donde se separen los estadios metamórficos
(huevo, larva, pupa y adulto) del ulumoides dermestoides, para estabilizar su
producción y evitar su auto depredación, junto con el enriquecimiento ambiental
para reproductores y el correcto suministro alimenticio cada 3 días de cáscara de
naranja.
72
8. BIBLIOGRAFÍA
Argueta Reyes, L., & Ramos Meléndez, G. K. (abril de 2013). Contenido de
proteína, Grasa, Calcio, Fosforo en larvas del escarabajo molinero
(coleóptero tenebrionidae: tenebrio molitor L.) alimentadas con diferentes
sustratos y fuentes de agua; silvestres., para ser utilizadas como
alimentación de animales. Universidad de El Salvador, Facultad de ciencias
agronomicas,Departamento de proteccion vegetal. San salvador, San
salvador, Salvador: Universidad de El salvador.
Canovas, A., & Puigcerder, M. (2002). Guias practicas, Peces tropicales de agua
dulce. Barcelona: Omega S.A.
Castelli, H. P. (2005). Descripción y Cría de PALEMBUS ULUMOIDES
DERMESTOIDES. En H. P. Castelli, Descripción y Reproducción (Gorgojo)
(pág. 3). medellin, Colombia: Lapureza.
Castro Barrera , T., & et al. (23 de Junio de 2003). Alimento vivo en la acuicultura.
Recuperado el 08 de 08 de 2013, de Departamento El Hombre y su
Ambiente. Divisi¶on de CBS. UAM Unidad Xochimilco.:
http://www.izt.uam.mx/newpage/contactos/anterior/n48ne/acuicultura.pdf
Chong, A. S., Hashim, R., & Ali, A. B. (2000). Dietary protein requirements for
discus (Symphysodon spp.). Aquaculture Nutrition, 275-278.
Chong, A. S., Hashim , R., & Ali, A. B. (2002). Assessment of dry matter and
protein digestibilities of selected raw ingredients by discus fish
(Symphysodon aequifasciata) using in vivo and in vitro methods.
Aquaculture Nutrition, 229-238.
Corabastos. (14 de 7 de 2014). precios de venta mayorista . recuperado el 2 de 12
de 2014, de productos primera calidad - boletín gratuito:
file:///c:/users/usuario/downloads/sipsa_corabastos_-_precios_mayoristas_-
_lunes_14_de_julio_de_2014.pdf
73
Garcés Molina, A. M., Arango Gutiérrez, G. P., & Gómez Fernández, T. (2008).
Cría de Ulumoides dermestoides, coleoptera:tenebrionidae, en tres tipos de
sustrato. revista lasallista de investigación, 6(2), 64-66.
Hagiwara, A., Wullur, S., Marcial, H., Hirai, N., & Sakakura, Y. (20 de Agosto de
2014). Euryhaline rotifer Proales similis as initial live food for rearing fish
with. Recuperado el 23 de 10 de 2014, de
http://www.sciencedirect.com.hemeroteca.lasalle.edu.co/science/article/pii/S
0044848614001379#
Jimenez-Rojas, J. E., Almeciga-Diaz, P. A., & Herazo Duarte, D. M. (2012).
Desempeño de juveniles del pez angel (Pterophyllum scalare) alimentados
con el oligoqueto (Enchytraeus buchholzi). Universitas Scientiarum, 30.
Latorre Duque, O. F., & Rodriguez Colorado, J. C. (2010). Proyecto de factibilidad
para la produccion y comercializacion del pez ornamental escalar
(pteropyllum scalare). Bogota: universidad de la salle.
Livengood, E. J., Ohs, C. L., & Chapman, F. A. (December de 2009). Candidate
species for Florifitable bda Aquaculture: Discus Symphysodon spp., a
Profitable but Challenging Species for Florida Aquaculture. Recuperado el 3
de 6 de 2014, de EDIS : http://edis.ifas.ufl.edu.
Luna-Figueroa, J., & Figueroa Torres, J. (2003). Crecimiento de juveniles de la
Mojarra Criolla Cichlasoma istlanum. II Congreso Iberoamericano Virtual de
Acuicultura . Estado de morales, Mexico: Laboratorio de Acuicultura-CIB,
Universidad Autónoma del Estado de Morelos (México).
Luna-Figueroa, J.e. (2010). Alimento vivo como alternativa en la dieta de larvas y
juveniles de Pterophyllum scalare. Avances en investigación agropecuaria,
universidad de Colima, 63-72.
Mendoza Meza, D., Salgado Yepes, M., & Durant Ibarra, L. (2013). Capacidad
antioxidante de extractos metanólicos de cuerpo entero del escarabajo
74
Ulumoides dermestoides. Programa de Química. Universidad del Atlántico.
Colombia.
Mintrabajo. (27 de enero de 2015). Ministerio de trabajo. Recuperado el 03 de
febrero de 2015, de mintrabajo.gov.co: http://www.mintrabajo.gov.co/enero-
2015/4158-ministro-del-trabajo-en-rcn-la-radio.html
Morote D, K., & Vásquez Bardales, J. (2004). Estudio de escarabajo amazonico
zophobas opacus (coleoptera: tenebrionidae) para incluirlo como alimento
vivo en sistemas de crianza de fauna silvestre en cautiverio, peces
ornamentales y de consumo. Manejo de Fauna silvestre en Amazonia y
Latinoamérica (p. 695). Amazonas, Peru: Instituto de Investigaciones de la
Amazonía Peruana.
Morote Dias, K., & Reategui Navarro, V. A. (2004). Aceptación de larvas de
Zophobas Opacus como alimento vivo para especies de fauna acuática y
terrestre mantenidos en cautiverio en el parque turistico Quistococha.
Manejo de fauna silvestre en Amazonia y latinoamerica. Iquitos, Peru:
Manejo de fauna silvestre en Amazonia y latinoamerica.
Osorio M, L. C. (2009). agenda ambiental localidad 11, Suba. En Agenda
ambiental local 11 (pág. 9). Bogota: Alcaldia mayor de bogota, Secretaria
de ambiente.
Prieto, M., Castaño, F., Sierra, J., Logato, P., & Botero, J. (2006). Alimento vivo en
la larvicultura de peces marinos: copépodos y mesocosmos. Rev.MVZ
Córdoba 11 Supl (1) , 31.
Rodriguez, F. C. (2003). Bases de la produccion animal. Sevilla: Universidad de
Sevilla. secretariado de publicaciones.
Rivera, Carlos M y Botero, Mónica. Alimento vivo enriquecido con ácidos grasos
para el desarrollo larvario de peces. Rev Colom Cienc Pecua [online]. 2009,
vol.22, n.4, pp. 607-618. ISSN 0120-069
75
Royes, J.-A. B., & Chapman, F. A. (Febrero de 2003). Preparing Your Own Fish
Feeds. Deparment of fisheries and aquatic Science, Florida cooperative
extension Service, FL 32611.
Sales, J., & Janssens, G. (2003). Nutrient requirements of ornamental fish. Aquatic
Living Resources.
S.C. Chong, A., Hashim, R., Chow-Yang, L., & B. Ali, A. (2002). Partial
characterization and activities of proteases from the digestive tract of discus
fish (Symphysodon aequifasciata). School of Biological Sciences, UniÕersiti
Sains Malaysia, 11800, Penang, Malaysia, 321-333.
Shan, X., & Lin, M. (2014). Effects of algae and live food density on the feeding
ability, growth and survival of miiuy croaker during early developmen.
Aquaculture, 284.
Soriano Salazar, M. B., & Hernandez Ocampo, D. (2002). Tasa de Crecimiento del
Pez Ángel Pterophyllum scalare (Perciformes:Cichlidae) en Condiciones de
laboratorio. Acta Universitaria Multidisciplinary scientific journal, 30.
Urueña, F. R., Mora, J. C., Landines, M. A., & Sanabria, A. I. (2007). Produccion
de peces Ornamentales en Colombia. Bogota: Ministerio de agricultura y
desarrollo rural, INCODER.
76
9. ANEXOS
9.1 Producción de larvas y pupas por colonia durante 11 cosechas
Tabla 23. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 1
= 5,16 gr larva
= 1,86 gr pupa
= 7,02 gr
3 colonias
Larvas Pupas
Colonia
1
5,3 1,7
Colonia
2
4,6 2
Colonia
3
5,6 1,9
77
Tabla 24 Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 2
= 7,3 gr larva
= 2,03 gr pupa
= 9,33 gr
Tabla 25. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 3
= 18,23 gr larva
3 colonias
Larvas Pupas
Colonia 1
7,8 1,9
Colonia 2
6,6 2,1
Colonia 3
7,5 2,1
3 colonias
Larvas Pupas
Colonia 1
29,1 4,2
Colonia 2
12,6 5
Colonia 3
13 8,8
78
= 6 gr pupa
= 24,23 gr
Tabla 26. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 4
= 12 gr larva
= 3,57 gr pupa
= 15,57 gr
4 colonias
Larvas Pupas
Colonia 1
11 3,4
Colonia 2
14,2 3,7
Colonia 3
14 4,1
Colonia 4
8,8 3,1
79
Tabla 27. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 5
= 25,4 gr larva
= 3,4 gr pupa
= 28,8 gr
Tabla 28. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 6
= 25 gr larva
3 colonias
Larvas Pupas
Colonia 1
20,8 1,4
Colonia 2
26,4 1,6
Colonia 3
29 7,2
2 colonias
Larvas Pupas
Colonia
1
29 4,2
Colonia
2
21 8,1
80
= 6,15 gr pupa
= 31,15 gr
Tabla 29. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 7
= 16,9 gr larva
= 6,7 gr pupa
= 23,6 gr
Tabla 30. Producción de larvas y pupas por colonia, <Cosecha # 8
2 colonias
Larvas Pupas
Colonia
1
19,1 6,8
Colonia
2
14,7 6,6
2 colonias
Larvas Pupas
Colonia
1
24,9 2,2
Colonia
2
29,6 1,8
81
= 27,25 gr larva
= 2 gr pupa
= 29,25 gr
Tabla 31. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 9
= 24,3 gr larva
= 12,85 gr pupa
= 37,15 g
2 colonias
Larvas Pupas
Colonia
1
20,8 11,5
Colonia
2
27,8 14,2
82
Tabla 32. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 10
= 3,5 gr larva
= 2,15 gr pupa
= 5,45gr
Tabla 33. Producción de larvas y pupas por colonia, Cosecha # 11
= 8,23
gr larva
Larvas Pupas
Colonia
1
4,2 2,1
Colonia
2
2,8 2,2
3 colonias
Larvas Pupas
Colonia
1
7,6 0,95
Colonia
2
10 0,5
Colonia
3
7,1 0,7
83
= 0,35 gr pupa
= 8,58 gr
9.2 Consumos
Tabla 34. Consumo de alimento balanceado durante el tiempo experimental
Acuario
Consumo alimento
balanceado/2 meses
(gr)
Consumo alimento
balanceado/semana
(gr)
Consumo alimento
balanceado/día (gr)
#1 12,95 1,29 0,18
#2 12,2 1,22 0,14
#4 12,8 1,28 0,18
#5 21,2 2,12 0,30
#7 12,3 1,23 0,17
#8 12,7 1,27 0,18
#9 23,2 2,32 0,33
#11 12,8 1,28 0,18
#12 22,8 2,28 0,32
84
Tabla 35. Consumo de alimento vivo de los tratamientos control, 1 y 2.
Acuario
Consumo alimento
vivo/2 meses (gr)
Consumo alimento
vivo/semana (gr)
Consumo alimento
vivo/día (gr)
#1 12,95 2,59 0,37
#2 8,9 1,78 0,254285714
#4 13,2 2,64 0,37714286
#5 - - -
#7 13,5 2,7 0,38571429
#8 8,75 1,75 0,25
#9 - - -
#11 9,05 1,81 0,258571429
#12 - - -
Tabla 36. Consumo de alimento vivo durante la fase experimental
Tratamiento Consumo semanal
Acuarios
Tratamientos
Sem
1
Sem
2
Sem
3
Sem
4
Sem
5
Sem
6
Sem
7
Sem
8
Sem
9
Sem
10
#1 T1 2,5 3,9 2,8 2,1 1,9 3 3,1 1,7 2,7 2,2
#2 T2 1 1,7 2,7 1,6 1,1 2,2 2,2 1,4 1,9 2
#4 T1 2,1 4,2 2,7 1,6 1,7 3,1 3,3 1,9 2,7 3,1
#5 T0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
#7 T1 2,7 4 3 1,9 1,8 3,2 3,5 1,9 2,5 2,6
#8 T2 1,2 2,1 2,6 0,8 1,2 2,2 2,5 1,3 1,8 1,8
#9 T0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
#11 T2 12 2,2 2 1,8 1,2 2,2 2,3 1,3 1,9 2
#12 T0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
85
9.3. Estadstica
Tabla 37. Evaluación de la variable del peso respecto a los tratamientos control, 1 y 2
Peso
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
Control 3 20,9 6,97 0,18
t1 3 25,05 8,35 0,60
t2 3 21,35 7,12 0,14
ANÁLISIS DE
VARIANZA
Origen de
las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilida
d
Valor
crítico
para F
Entre
grupos
3,4572222
2 2
1,7286111
1
5,6727438
5 4%
5,1432528
5
Dentro de
los grupos
1,8283333
3 6
0,3047222
2
Total
5,2855555
6 8
4%
86
Tabla 38. Análisis estadístico consumo de alimento vivo durante la fase experimental
Análisis de varianza de un factor
RESUMEN
Grupos Cuent
a Suma
Promedio
Varianza
Columna 1 3
7,94
2,64666666
7 0,00363
Columna 2 3
5,34 1,78
0,0009
ANÁLISIS DE VARIANZA
Origen de las variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de
los cuadrados
F Probabilida
d
Valor crític
o para
F
Entre grupos
1,12666666
7 1
1,12666666
7 497,059
2,40E-05
7,7086474
2 Dentro de los grupos
0,00906666
7 4
0,00226666
7
Total
1,13573333
3 5
HSD=
0,10802536
7 Multipl
icador= 3,93
MSe
0,00226666
7
87
9.4. Incremento de Longitud
Tabla 39. Incremento de longitud del tratamiento control.
INCREMENTODE LONGITUD (TRATAMIENTO CONTROL)
Acuario #5 Acuario #9 Acuario #12
# Pez ILT ILE # Pez ILT ILE #Pez ILT ILE
10 1,6 0,6 25 1,6 0,5 35 0,7 0,8
32 1,4 0,6 16 1,9 0,8 26 2,6 3,3
34 2,5 3,4 19 2,6 1,5 20 1,9 0,8
12 3,7 3,7 27 1,6 0,5 5 1 0,5
Media 2,4 2,15 Media 1,85 0,65 Media 1,3 0,8
ILT: Incremento de longitud total
ILE: Incremento de longitud estándar
.
n= 3
HSD (diferencia honestamente significativa)
MSe= Cuadrado del error medio
n= tamaño de muestra
Multiplicador= valor de Q alfa
Figura 7. . Incremento de longitud del tratamiento control.
88
Para el tratamiento control la media es de 1.85 cm durante los dos meses del
experimento.
Tabla 40. Incremento de longitud del tratamiento 1.
INCREMENTO DE LONGITUD (TRATAMIENTO 1)
Acuario #1 Acuario #4 Acuario #7
# Pez ILT ILE # Pez ILT ILE #Pez ILT ILE
18 2,6 0,9 4 2,2 1,5 36 3,6 4,1
1 2,4 1,5 3 2,5 2,4 24 1,2 0,1
29 1,6 1 13 1,1 1 31 2,4 2,8
23 1,3 1,7 30 3,9 4,3 11 1,4 2,2
Media 1,75 1,25 Media 2,35 1,95 Media 1,9 2,5
ILT: Incremento de longitud total
ILE: Incremento de longitud estándar
.
Para el tratamiento 1, la media es de 2 cm durante los dos meses del experimento
Figura 8. Incremento de longitud del tratamiento 1.
89
Tabla 41. Incremento de longitud del tratamiento 2.
INCREMENTODE LONGITUD ( TRATAMIENTO 2)
Acuario #2 Acuario #8 Acuario #11
# Pez ILT ILE # Pez ILT ILE #Pez ILT ILE
21 3,2 2 28 0,9 0,5 15 1,7 3,4
2 3 0,8 9 2,5 0,9 6 2,3 1,7
7 0,9 0,6 8 2,9 1,3 17 1,9 2,5
14 1,2 0,9 33 2,8 2,3 22 1,8 1,1
Media 2 0,75 Media 2,5 1,25 Media 2 2
ILT: Incremento de longitud total
ILE: Incremento de longitud estándar
Para el tratamiento 2 la media es de 2,16 cm durante los dos meses del
experimento.
Figura 9. Incremento de longitud del tratamiento 2.
90
9.5. Ganancia de peso
Tabla 42. Ganancia de peso del tratamiento control.
GANANCIA DE PESO ( TRATAMIENTO CONTROL)
Acuario #5 Acuario #9 Acuario #12
# Pez GP # Pez GP #Pez GP
10 5,9 25 3,3 35 5,9
32 3,6 16 8,4 26 11,2
34 12,4 19 10,4 20 9,1
12 12,5 27 5,9 5 0,9
Media 8,05 Media 7,15 Media 7,5
GP: Ganancia de peso
Figura 10. Ganancia de peso del tratamiento control.
Para el tratamiento control la media es de 7,57 gr durante los dos meses del
experimento.
91
Tabla 43. Ganancia de peso del tratamiento 1.
GANANCIA DE PESO ( TRATAMIENTO 1)
Acuario #1 Acuario #4 Acuario #7
# Pez GP # Pez GP #Pez GP
18 5,5 4 4,2 36 12,4
1 5,4 3 6,9 24 -0,7
29 3,8 13 3,3 31 10,9
23 4,9 30 9,5 11 3,8
Media 5,15 Media 5,55 Media 7,25
GP: Ganancia de peso
Para el tratamiento 1 la media es de 5,97gr durante los dos meses del
experimento.
Figura 11.Ganancia de peso del tratamiento 1.
92
Tabla 44. Ganancia de peso del tratamiento 2.
Acuario #2 Acuario #8 Acuario #11
# Pez GP # Pez GP #Pez GP
21 11,8 28 3 15 9,8
2 7,1 9 7,9 6 4,8
7 2 8 9,2 17 6,5
14 2,2 33 10,7 22 6,9
Media 4,35 Media 9,4 Media 6,8
GP: Ganancia de peso
Para el tratamiento 2 la media es de 6,85gr durante los dos meses del
experimento.
Figura 12. Ganancia de peso del tratamiento 2.
93
Tabla 45. Ganancia de peso diaria del tratamiento control
GANANCIA DE PESO DIARIA ( TRATAMIENTO CONTROL)
Acuario #5 Acuario #9 Acuario #12
# Pez GPD # Pez GPD #Pez GPD
10 0,19666667 25 0,11 35 0,19666667
32 0,12 16 0,28 26 0,37333333
34 0,41333333 19 0,34666667 20 0,30333333
12 0,41666667 27 0,19666667 5 0,03
Media 0,26833333 Media 0,23833333 Media 0,25
GPD: Ganancia de peso diaria
La ganancia de peso para el tratamiento control es de 0,25gr/día durante los dos
meses del experimento.
Tabla 46. Ganancia de peso diaria del tratamiento 1.
GANANCIA DE PESO DIARIA ( TRATAMIENTO 1)
Acuario #1 Acuario #4 Acuario #7
# Pez GPD # Pez GPD #Pez GPD
18 0,18333333 4 0,14 36 0,41333333
1 0,18 3 0,23 24 -0,02333333
29 0,12666667 13 0,11 31 0,36333333
23 0,16333333 30 0,31666667 11 0,12666667
Media 0,17166667 Media 0,185 Media 0,24166667
GPD: Ganancia de peso diaria
La ganancia de peso para el tratamiento 1 es en promedio 0,1994gr/día durante
los dos meses del experimento.
94
Tabla 47. Ganancia de peso diaria del tratamiento 2
GANANCIA DE PESO DIARIA ( TRATAMIENTO 2)
Acuario #2 Acuario #8 Acuario #11
# Pez GPD # Pez GPD #Pez GPD
21 0,39333333 28 0,1 15 0,32666667
2 0,23666667 9 0,26333333 6 0,16
7 0,06666667 8 0,30666667 17 0,21666667
14 0,07333333 33 0,35666667 22 0,23
Media 0,145 Media 0,31333333 Media 0,22666667
GPD: Ganancia de peso diaria
La ganancia de peso para el tratamiento 2 en promedio es de 0,2283gr/día
durante los dos meses del experimento.
Tabla 48. Conversión alimenticia de los tratamientos control, 1 y 2, con
alimento balanceado vs alimento vivo
Tratamiento #
Acuario
C.A
(Concentrado)
C.A(Alimento
vivo)
C.A TOTAL
1 1 0,953703704 0,463963964 1,417667668
2 2 1,035714286 0,57022472 2,994074074
1 4 1,027777778 0,490530303 1,518308081
0 5 0,894444444 - 0,894444444
1 7 1,421568627 0,626543209 2,048111837
2 8 1,740740741 1,253333333 2,994074074
0 9 0,722222222 - 0,722222222
2 11 1,259259259 0,876611417 2,135870676
0 12 0,78125 - 0,78125
95
9.6. Tasa específica de crecimiento
Tabla 49. Tasa especifica de crecimiento del tratamiento control.
TASA ESPECIFICA DE CRECIMIENTO (TRATAMIENTO CONTROL)
Acuario #5 Acuario #9 Acuario #12
# Pez TCE # Pez TCE #Pez TCE
10 2,01990162 25 0,9167439 35 1,31718488
32 0,89013748 16 1,4121631 26 1,62241524
34 1,57293021 19 1,53197515 20 1,77212154
12 2,98626578 27 1,23067295 5 0,30386926
Media 1,86730877 Media 1,27288878 Media 0,92460151
TCE: Tasa de crecimiento especifica
El promedio de tasa específica de crecimiento para el tratamiento control es de
1.35%/día.
Tabla 50. Tasa especifica de crecimiento del tratamiento 1.
TASA ESPECIFICA DE CRECIMIENTO (TRATAMIENTO 1)
Acuario #1 Acuario #4 Acuario #7
# Pez TCE # Pez TCE #Pez TCE
18 1,39506893 4 0,94562966 36 1,68386614
1 1,27495486 3 1,29082137 24 -0,27513292
29 0,74877955 13 1,23656224 31 1,97507466
23 1,0476811 30 1,35155036 11 1,03754936
Media 1,11662111 Media 1,20614091 Media 1,10533931
TCE: Tasa de crecimiento especifica
El promedio de tasa especifica de crecimiento para el tratamiento 1 es de
1.13%/día
96
Tabla 51. Tasa específica de crecimiento del tratamiento 2.
TASA ESPECÍFICA DE CRECIMIENTO (TRATAMIENTO 2)
Acuario #2 Acuario #8 Acuario #11
# Pez TCE # Pez TCE #Pez TCE
21 1,66167019 28 1,3140956 15 1,80864878
2 1,75626954 9 1,66612057 6 1,04565967
7 0,49377636 8 1,88077542 17 1,35155036
14 0,70202244 33 2,72042098 22 1,32205107
Media 1,15343463 Media 1,89535314 Media 1,38197747
TCE: Tasa de crecimiento especifica
El promedio de tasa especifica de crecimiento para el tratamiento 2 es de
1.47%/día
Tabla 52. Tasa específica de crecimiento absoluto y relativo del tratamiento
control.
TCA & TCR (TRATAMIENTO CONTROL)
Acuario #5 Acuario #9 Acuario #12
# Pez TCA TCR # Pez TCA TCR #Pez TCA TCR
10 0,03 0,49 25 0,03 0,49 35 0,01 0,19
32 0,02 0,42 16 0,03 0,48 26 0,04 0,69
34 0,04 0,66 19 0,04 0,68 20 0,03 0,53
12 0,06 1,16 27 0,03 0,44 5 0,02 0,31
Media 0,04 0,68 Media 0,03 0,52 Media 0,03 0,43
TCA: Tasa de crecimiento absoluto TCR Tasa de crecimiento relativo
El promedio de tasa de crecimiento absoluto para el tratamiento control es de 0,03
cm/día
El promedio de tasa de crecimiento relativo para el tratamiento control es de
0,54%/día
97
Tabla 53. Tasa específica de crecimiento absoluto y relativo del tratamiento
1
TCA & TCR( TRATAMIENTO 1)
Acuario #1 Acuario #4 Acuario #7
# Pez TCA TCR # Pez TCA TCR #Pez TCA TCR
18 0,04 0,88 4 0,04 0,65 36 0,06 0,98
1 0,04 0,71 3 0,04 0,71 24 0,02 0,41
29 0,03 0,45 13 0,02 0,35 31 0,04 0,67
23 0,02 0,35 30 0,07 1,07 11 0,02 0,41
Media 0,03 0,60 Media 0,04 0,69 Media 0,04 0,62
TCA: Tasa de crecimiento absoluto TCR Tasa de crecimiento relativo
El promedio de tasa de crecimiento absoluta para el tratamiento 1 es de
0,03cm/dia
El promedio de tasa de crecimiento relativo para el tratamiento 1 es de 0,63%/día.
Tabla 54. Tasa específica de crecimiento absoluto y relativo del tratamiento
2
TCA & TCR( TRATAMIENTO 2)
Acuario #2 Acuario #8 Acuario #11
# Pez TCA TCR # Pez TCA TCR #Pez TCA TCR
21 0,043 0,884 28 #### 0,655 15 0,060 0,984
2 0,040 0,714 9 #### 0,706 6 0,020 0,408
7 0,027 0,452 8 #### 0,353 17 0,040 0,667
14 0,022 0,349 33 #### 1,066 22 0,023 0,409
Media 0,033 0,600 Media #### 0,695 Media 0,036 0,617
TCA: Tasa de crecimiento absoluto TCR Tasa de crecimiento relativo
El promedio de tasa de crecimiento absoluta para el tratamiento 2 es de
0,03cm/día
El promedio de tasa de crecimiento relativa para el tratamiento 2 es de 0,60%/día.