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Universidad de Colima DOCTORADO EN CIENCIAS. ÁREA: BIOTECNOLOGÍA
Presencia, identificación y patogenicidad de nematodos entomopatógenos (Rhabditidae: Heterorhabditidae, Steinernematidae) aislados de suelos del Pacífico Centro Mexicano
Tesis
Que para obtener el grado de Doctor en Ciencias Área: Biotecnología
PRESENTA
Martín González Ramírez
ASESORES:
DR. Roberto Lezama Gutiérrez
DR. Jaime Molina Ochoa Tecomán, Col Marzo 2006
i
Agradecimientos
A la Universidad de Colima; por su gran interés, por llevar sus carreras
profesionales a los lugares indicados que hacen posible la realización del deseo
de superación del estudiantado
A la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias; por permitirme y
bridar el apoyo suficiente para la realización de mis estudios.
Al Dr. Carlos Salazar Silva, rector de la Universidad de Colima y
autoridades universitarias, quienes permitieron mi formación académica.
Al Dr. Javier Farias Larios por sus consejos y sugerencias durante mis
estudios.
Al Dr. Roberto Lezama Gutiérrez por su asesoria durante mis estudios, sus
atinadas sugerencias en el proceso académico y de redacción del escrito de tesis
doctoral.
Al Dr. Jaime Molina Ochoa por sus consejos durante mi formación y
redacción de tesis doctoral.
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología por la beca económica para
realizar mis estudios en la universidad de Colima, durante el período de 1997-
2000.
ii
Dedicatorias
A ti Señor, por dejarme alcanzar una vez más otra meta deseada.
A mi esposa Juana de la Cruz Olivares Arias, Claudia Isabel González
Olivares y Edith Jaqueline González Olivares quienes sin saberlo, con su sonrisa,
cariño y amor alimentan mi vida y hacen que el sol brille más fuerte en los días
nublados.
A mis compañeros de la Generación 1997-2000 del Doctorado en Ciencias
en Biotecnología
A mi Alma Mater
iii
Indíce Pag. Agradecimientos.................................................................................................... i
Dedicatorias...........................................................................................................ii
Indice .....................................................................................................................ii
Lista de cuadros ..................................................................................................vii
Lista de figuras .................................................................................................... iix
Abstract ................................................................................................................xi
Resumen .............................................................................................................xii
I. Introducción ....................................................................................................... 1
II. Antecedentes.................................................................................................... 8
2.1 Los nematodos entomopatógenos................................................................. 8
2.2. Biología del complejo nematodo/bacteria ..................................................... 9
2.3. Las bacterias mutualistas ........................................................................... 12
2.4. Las interacciones nematodo/bacteria con hospederos............................... 15
2.5. Biogeografía ............................................................................................... 17
2.5.1. Incidencia y la distribución ................................................................... 18
2.6. Presencia natural de nematodos entomopatógenos................................... 20
2.7. Los factores limitantes ................................................................................ 42
2.7.1. Factores de abióticos ........................................................................... 44
2.7.1.1. La textura y la estructura del suelo ................................................ 44
2.7.1.2. Humedad y la aireación del suelo.................................................. 46
2.7.1.3. La temperatura del suelo ............................................................... 49
2.7.1.4. El pH del suelo............................................................................... 51
2.7.1.5. Plaguicidas .................................................................................... 51
2.7.2. Factores de bióticos ............................................................................. 52
2.7.2.1 Los patógenos microbianos............................................................ 53
2.7.2.2. Depredadores de nematodos ........................................................ 55
2.7.2.3. Hospederos no plaga..................................................................... 56
2.7.2.4. Raíces de plantas y microflora de la rizosfera ............................... 57
2.8. Rango de hospederos................................................................................. 58
2.9. La conducta ecológica ................................................................................ 59
iv
2.10. Ecología.................................................................................................... 60
2.11. Sobrevivencia ........................................................................................... 61
2.12. El reciclaje de nematodos......................................................................... 63
2.13. Genética ................................................................................................... 64
2.14. Producción masiva, formulación y comercialización................................. 65
2.15. La formulación y almacenamiento ............................................................ 67
2.16. El control de calidad.................................................................................. 68
2.16. La comercialización .................................................................................. 68
2.17. Las estrategias de aplicación.................................................................... 69
2.18. Los métodos de la aplicación.................................................................... 70
2.19. Los efectos de agroquímicos y agentes de control biológico.................... 71
III. Materiales y Métodos..................................................................................... 73
3.1. Lugar del experimento ................................................................................ 73
3.2. Cría de Galleria mellonella L....................................................................... 73
3.3. Lugares de muestreo.................................................................................. 74
3.4. Colecta de suelo ......................................................................................... 80
3.5. Aislamiento de nematodos entomopatógenos............................................ 80
3.6. Postulados de Koch´s................................................................................. 81
3.7. Identificación de nematodos entomopatógenos.......................................... 82
3.8. Preparación de JIs para estudios morfométricos....................................... 82
3.9. Origen de las moscas de la fruta ................................................................ 82
3.10. Reproducción de nematodos .................................................................... 83
3.11. Prueba de patogenicdad de nematodos a A. ludens ................................ 83
3.11.1 Experimento de larvas de A. ludens en cajas de petri......................... 83
3.11.2. Experimento de larvas y pupas de A. ludens en botes de plástico con
suelo areno-limoso......................................................................................... 84
3.12. Diseño experimental ................................................................................. 84
3.13. Análisis de datos....................................................................................... 84
IV. Resultados .................................................................................................... 86
4.1. Presencia de nematodos entomopatógenos por localidad y estado........... 86
v
4.3. Presencia de nematodos entomopatógenos del número de muestras
analizadas.......................................................................................................... 86
4.5. Tipo de hábitat ............................................................................................ 90
4.6. Características físico-químicas del suelo.................................................... 92
4.6.1. pH del suelo ......................................................................................... 92
4.6.2. Conductividad eléctrica del suelo (dS/m) ............................................. 95
4.6.3. Materia orgánica del suelo (%)............................................................. 97
4.6.4. Nitrógeno del suelo (%)........................................................................ 97
4.6.5. Fósforo del suelo (mg/kg suelo) ........................................................... 97
4.6.6. Potasio del suelo (cmol/kg suelo)......................................................... 98
4.6.7. Calcio del suelo (cmol/kg suelo)......................................................... 100
4.6.8. Análisis de correlación de las características físico-químicas ............ 101
4.7. Textura del suelo para nematodos entomopatógenos.............................. 101
4.8. Altitud sobre el nivel del mar (msnm)........................................................ 105
4.9. Virulencia de cepas y aislados de nematodos entomopatógenos ............ 107
4.9.1. Tiempo letal 50 de nematodos evaluados sobre larvas de A. ludens. 113
4.10. Virulencia de nematodos a larvas de A. ludens en botes con suelo estéril.
.......................................................................................................................... 114
4.11. Virulencia de nematodos a pupas de A. ludens en un suelo estéril......... 118
V. Discusiones.................................................................................................. 120
5.1 Presencia de nematodos entomopatógenos ......................................... 121
5.2. Tipo de hábitat .......................................................................................... 122
5.3. Características físico-químicas del suelo.................................................. 123
5.3.1. pH del suelo ....................................................................................... 123
5.3.2. Conductividad eléctrica ...................................................................... 125
5.3.3. Materia orgánica................................................................................. 125
5.3.4. Nitrógeno............................................................................................ 126
5.3.5. Fósforo ............................................................................................... 126
5.3.6. Potasio ............................................................................................... 127
5.3.7. Calcio ................................................................................................. 127
5.4. Textura del suelo ...................................................................................... 128
vi
5.5. Altitud........................................................................................................ 130
5.6. Virulencia de nematodos sobre larvas de A. ludens. ................................ 131
5.7. Virulencia de nematodos sobre larvas y pupas de A. ludens en un suelo
areno-limoso. ................................................................................................... 133
5.8. Tiempo letal 50% (TL50) de nematodos sobre larvas de A. ludens. .......... 134
VI. Conclusiones............................................................................................... 135
V. Literatura consultada.................................................................................... 137
vii
Lista de cuadros
Cuadro 1. Especies descritas de nematodos entomopatógenos y sus respectivas especies de bacterias simbióticas ...……..……………..
12
Cuadro 2. Algunos factores que afectan la sobrevivencia y la infectivididad de nematodos de entomopatógenos …………………….…………...
43
Cuadro 3. Distribución vertical de Steinernema glaseri de cuatro tipos de suelo diferentes, 5 días después de la colocación de 30,000 nematodos a una profundidad de 16 cm (Georgis y Poinar, 1983c)
45
Cuadro 4: Efectos del tipo suelo y raíces de maíz sobre la infectividad de Heterorhabditis bacteriophora a larvas de la polilla de la cera (Galleria mellonella) (Choo y Kaya, 1991) …………………………...
58
Cuadro 5. Número de localidad, código, número de muestras por localidad, fecha de colecta, localidad, localización geográfica, altitud y cultivo de seis estados del Pacífico Centro Mexicano ……………...
75
Cuadro 6. Porcentaje de localidades positivas con nematodos entomopatógenos en seis estados de la Republica Mexicana …….
86
Cuadro 7. Porcentaje de muestras positivas con nematodos entomopatógenos en seis estados de la Republica Mexicana …....
87
Cuadro 8. Características físico-químicas del suelo: pH, Conductividad eléctrica, materia orgánica, Nitrógeno, Fósforo, Potasio, Calcio de las localidades que resultaron positivas con la presencia de nematodos entomopatógenos ….……………………………………..
88
Cuadro 9. Valores de correlación de las características físico-químicas del suelo con relación a la presencia de nematodos entomopatógenos
102
Cuadro 10. Presencia de nematodos entomopatógenos en función de la altitud (msnm) y textura del suelo (arena: limo: arcilla) …..………...
108
Cuadro 11. Porcentaje de mortalidad de larvas A. ludens a diferentes especies y cepas de nematodos entomopatógenos en suelo y prueba de separación de medias por Tukey al 0.05 .……………….
111
Cuadro 12. Evolución del porcentaje de mortalidad de larvas de A. ludens inoculadas con 23 cepas o aislados de nematodos entomopatógenos nativos a la concentración de 1000 JIs por mililitro en cajas de petri ……………………………………………….
112
viii
Cuadro 13. Estimación de los tiempos letales, limite de confianza de 23 aislados y cepas de nematodos entomopatógenos (Steinernematidae: Heterorhabditidae) evaluados sobre larvas de mosca de la fruta A. ludens ……………………………………………
115
Cuadro 14. Porcentaje de mortalidad de larvas A. ludens a diferentes especies y cepas de nematodos entomopatógenos en suelo y prueba de separación de medias por Tukey al 5% …………………
116
Cuadro 15. Evolución del porcentaje de mortalidad de larvas de Anastrepha ludens inoculadas con aislados de nematodos entomopatógenos en suelo estéril a la concentración de 1000 JIs por mililitro .……….
117
Cuadro 16. Porcentaje de mortalidad de pupas A. ludens a diferentes especies y cepas de nematodos entomopatógenos en suelo y prueba de separación de medias por Tukey al 5% …………………
118
Cuadro 17. Evolución del porcentaje de mortalidad de pupas de A. ludens inoculadas con aislados de nematodos entomopatógenos en suelo estéril a la concentración de 1000 JIs por mililitro …………...
119
ix
Lista de figuras
Figura 1. Ciclo de vida generalizado de steinernematidos y heterorhabditidos IJ = Juvenil infectivo ………………………………………………………
10
Figura 2. Juvenil infectivo del tercer estadio de (A) Steinernema carpocapsae muestra la pérdida de la cutícula del segundo estadio (arriba) y (B) Heterorhabditis bacteriophora muestra la cutícula bien pegada del segundo estadio (arriba) …………………………………………………
10
Figura 3. Mapa de muestreo de los estados de colecta de muestras de suelo del Pacífico Centro Mexicano ……………………………………………
73
Figura 4. Porcentaje de muestras con presencia de nematodos entomopatógenos de los estados de Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M), Nayarit (N), Sinaloa (S) y Veracruz (V) en la Zona Centro Occidente de México …………………………………………….
90
Figura 5. Porcentaje de muestras positivas con nematodos entomopatógenos en función del tipo de hábitat de muestreo como maíz (M), maíz-sorgo (M/S), sorgo para grano (SG), sorgo forrajero (SF), pasto Sudán (PS), limón (L), palma gigante (PG), palma híbrida (PH), mango (m) y naranja valencia (N) .……………………..……………....
91
Figura 6. Porcentaje de recuperación de especies de nematodos entomopatógenos en función del tipo de hábitat: maíz (M), maíz-sorgo (M/S), sorgo para grano (SG), sorgo forrajero (SF), pasto Sudán (PS), limón (L), palma gigante (PG), palma híbrida (PH), mango (m) y naranja valencia (N) ………………………………………
92
Figura 7. Frecuencia relativa de la presencia de nematodos entomopatógenos en función del pH del suelo de las muestras positivas como: muy ext. ácido (4.0-4.5), fuerte. Ácido (4.6-5.5), ácido (5.6-6.5), mod. ácido (6.6-6.8), neutro (6.9-7.2), mod. alcalino (7.3-7.5) y no analizados …………………………………………………………………
93
Figura 8. Frecuencia relativa a la presencia de nematodos Steinernema y Heterorhabditis con relación al pH del suelo de las localidades positivas como muy ext. ácido (4.0-4.5), ext. ácido (4.6-5.5), ácido (5.6-6.5), mod. ácido (6.6-6.8), neutro (6.9-7.2), mod. alcalino (7.3-7.5) y no analizados ………………………………………………………
94
Figura 9. Presencia de nematodos entomopatógenos en función de la conductividad eléctrica o salinidad del suelo EN= (< 0.25), DPSS=
x
(0.26-0.75), OMP= (0.76-1.25), RC= (1.26-1.75), ST= (1.76-2.25), TMP= (> 2.26) y ND= no determinado …………………………………
96
Figura 10. Presencia de nematodos entomopatógenos, tipo de especie Heterorhabditis y Steinernema en función de la conductividad eléctrica o salinidad del suelo EN= (< 0.25), DPSS= (0.26-0.75), OMP= (0.76-1.25), RC= (1.26-1.75), ST= (1.76-2.25), TMP= (> 2.26) y ND= no determinado …………………………………………….
96
Figura 11. Porcentaje de la presencia de nematodos en función del fósforo presente en las muestras positivas ……………………………………..
98
Figura 12. Presencia de nematodos en función del potasio presente en las muestras positivas con estos agentes ………………………………….
99
Figura 13. Porcentaje de la presencia de nematodos entomopatógenos dentro de las muestras positivas en función de calcio del suelo …………….
100
Figura 14. Correlación de las características físico-químicas con respecto a la presencia de nematodos entomopatógenos …………………………..
102
Figura 15. Presencia de nematodos entomopatógenos tipo de textura del suelo (areno-limoso A-L, franco arenoso F-A, franco F, franco-limoso F-L, franco-arcillo-arenoso F-Ar-A, franco-arcilloso F-Ar, arcilloso Ar y muestras no analizadas NA) …………………………….
103
Figura 16. Presencia de especies de entomopatógenos en función de la textura del suelo (areno-limoso A-L, franco arenoso F-A, franco F, franco-limoso F-L, limoso L, franco-arcillo-arenoso F-Ar-A, franco-arcilloso F-Ar, arcilloso Ar y muestras no analizadas ………………...
104
Figura 17. Presencia de nematodos entomopatógenos por estado de muestreo en función de la textura del suelo (areno-limoso A-L, franco arenoso F-A, franco F, franco-limoso F-L, limoso L, franco-arcillo-arenoso F-Ar-A, franco-arcilloso F-Ar, arcilloso Ar y muestras no analizadas NA) ………………………………………………………...
105
Figura 18. Porcentaje de la presencia de nematodos entomopatógenos de suelo en función de la altitud sobre el nivel del mar de las localidades de Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M) y Nayarit (N)
106
Figura 19. Porcentaje de presencia de Steinernema y Heterorhabditis en función de la altitud sobre el nivel del mar de las localidades de Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M) y Nayarit (N) …………………
107
xi
PRESENCE, IDENTIFICATION AND PATHOGENICITY OF ENTOMOPATHOGENIC NEMATODES (RHABDITIDAE; HETERORHABDITIDAE, STEINERNEMATIDAE) ISOLATED FROM SOILS OF THE MEXICAN CENTRAL PACIFIC REGION
Abstract
The objective of this research was to detect the presence of entomopathogenic nematodes (EPN) in six Mexican states of the Central Pacific region. About 147 soil samples were obtained from 89 localities. The EPN were isolated by baiting soil samples with larvae of the greater wax moth, Galleria mellonella L., and were incubated at 25°C. The recovery rate of EPN’s from soil samples was about 23.8%. The genus of EPN mostly recovered was Steinernema with 25 isolates (17%), and Heterorhabditis with 10 isolates (6.8%), belonging to the families Steinerenematidae, and Heterorhabditidae. Steinernema had higher recovery rates than Heterorhabditis, and it was frequently recovered from cornfields. A simple logistic regression analysis revealed a positive association with chemical, and physical soil characteristics such as pH, phosphorus, and potassium, but also revealed negative associations with electrical conductivity, organic matter content, nitrogen, and calcium. The pathogenicity of the EPN isolated was evaluated against third instars of the Mexican fruit fly, Anastrepha ludens Loew. The Petri dish technique was used to evaluate the pathogenicity of 23 isolates. Petri dishes were lined with two pieces of filter paper Whatman No. 1, 1 ml of a diluted concentration of EPN were made in sterile distilled water containing 1000 infective juveniles of each isolated was added to the Petri dishes and kept at 15% humidity, and then 20 larvae were placed in each dish. The experiment was replicated 4 times, and kept under laboratory conditions. The larval mortality was recorded every 24 h postinoculation, and the cadavers were dissected to verify the presence of EPN. The insect pest exhibited differential grades of susceptibility to EPN. The larval mortality percentages ranged from 51.1 to 90.6%. Seven isolates showed higher levels of pathogenicity, four belonged to Steinernema, and three to Heterorhabditis. An association between the larval mortality rate, and exposure time to EPN’s was observed. The lethal mean time (LT50) was estimated by Probit analysis. The LT50 was 13 at 62 h, the isolates SM45, SC3b, S. carpocapsae LDV, SC1b, HC10bm, HC21c were four-fold more pathogenic than S. riobrave. The results suggested that these isolates have potential as biological control agents of A. ludens. Key words: Biological control, Steinernematidae, Heterorhabditidae, Mexican fruit fly, Anastrepha, Tephritidae.
xii
PRESENCIA, IDENTIFICACIÓN Y PATOGENICIDAD DE NEMATODOS ENTOMOPATÓGENOS (RHABDITIDAE; HETERORHABDITIDAE, STEINERNEMATIDAE) AISLADOS DE SUELOS DEL PACÍFICO CENTRO MEXICANO
Resumen
El objetivo de esta investigación fue detectar la presencia de nematodos entomopatógenos (NEP) en seis estados del Pacífico Centro Mexicano. Alrededor de 147 muestras de suelo fueron obtenidas de 89 localidades. Los NEP fueron aislados al cebar muestras de suelo con larvas de palomilla mayor de la cera, Galleria mellonella L., y fueron incubadas a 25°C. La tasa de recuperación de NEP de las muestras de suelo fue alrededor de 23.8%. El género de NEP mayormente recuperado fue Steinernema con 25 aislados (17%), y Heterorhabditis con 10 aislados (6.8%), pertenecientes a las familias Steinerenematidae y Heterorhabditidae. Steinernema tuvo tasas de recuperación más grandes que Heterorhabditis, y fue más frecuentemente recuperado de suelos de maizales. Un análisis simple de regression logística reveló una asociación positiva con características físicas y químicas de suelo tales como: pH, fósforo, y potasio; pero también reveló asociaciones negativas con la conductividad eléctrica, contenido de materia orgánica, nitrógeno y calcio. La patogenicidad de los NEP aislados fue evaluada en contra de terceros estadios de la mosca mexicana de la fruta, Anastrepha ludens Loew. La técnica de platos de Petri se usó para evaluar la patogenicidad. A los platos de Petri se les colocaron dos piezas de papel filtro Whatman No. 1 y luego 1 ml de una concentración diluida de NEP hecha con agua destilada estéril conteniendo 1000 juveniles infectivos de cada aislado fue adicionada a los platos de Petri; mantenidas a 15% de humedad, luego 20 larvas fueron colocadas en cada plato. El experimento fue repetido cuatro veces y mantenido bajo condiciones de laboratorio. La mortalidad larvaria fue registrada cada 24 h postinoculación, y los cadáveres fueron diseccionados para verificar la presencia de NEP. El insecto plaga mostró grados variables de susceptibilidad a NEP. Los porcientos de mortalidad variaron de 51.1 a 90.6%. Siete aislados mostraron los niveles más altos de patogenicidad, cuatro pertenecieron a Steinernema y tres a Heterorhabditis. Se observó una asociación entre la tasa de mortalidad larvaria y el tiempo de exposición larvaria a NEP. Los tiempos letales promedios (TL50) fue estimado mediante análisis Probit. El TL50 fué 13 a 62 h; los aislados de NEP: SM45, SC3b, S. carpocapsae LDV, SC1b, HC10bm y HC21c fueron cuatro veces más patógenos que S. riobrave. Los resultados sugieren que estos aislados tiene potencial como agentes de control biológico de A. ludens. Key words: Control biológico, Steinernematidae, Heterorhabditidae, mosca mexicana de la fruta, Anastrepha, Tephritidae.
1
I. Introducción
El uso excesivo de los insecticidas químicos ha provocado el desarrollo de
la resistencia de los insectos a los insecticidas, los cuales además tienen efectos
adversos sobre los insectos benéficos, vida silvestre y sobre la salud humana en
todo el mundo. En respuesta a ésto se han incrementado las demandas para
buscar nuevas alternativas de control, así como la selección de los agentes de
control de plagas, en particular el uso de control biológico. En general, existen tres
tipos de control biológico los cuales están organizados como: natural, clásico y
aumentativo (Gaugler, 1988).
Durante la última década, han tenido un elevado interés tanto por las
universidades, los gobiernos y los científicos industriales sobre el control biológico
aumentativo de insectos por medio del uso de nematodos entomopatógenos ya
que estos reúnen muchos criterios de selección, los cuales pertenecen a las
familias de Steinernematidae y Heterorhabditidae (Georgis, 1992; Kaya y Gaugler,
1993; Midituri et al., 1996).
Los nematodos steinernemátidos y heterorhabdítidos están asociados
simbióticamente con las bacterias patógenas de insectos de los géneros
Xenorhabdus y Photorhabdus, respectivamente (Akhurst y Dunphy, 1993;
Boemare et al., 1993). La forma infectiva de estos nematodos es en la fase juvenil
(dauer) que se encuentra en el suelo donde puede sobrevivir varios meses sin
alimentarse y llevar una sola especie de bacteria, como simbionte, dentro del
intestino (Akhurst, 1990).
Los nematodos al encontrar un insecto hospedero entran por las aberturas
naturales (boca, ano, espiráculos), pero también en el caso de la especie de
Heterorhabditis, penetran a través de la cutícula y para invadir al hospedero, hasta
el hemocelo donde libera la bacteria simbiótica en la hemolinfa del insecto, en
donde ésta produce proteínas antibacterianas que previenen la infección de otros
agentes biológicos (Dunphy, 1994). La bacteria proliferante, mata al insecto
hospedero en un período de 24 a 48 horas y establece condiciones satisfactorias
2
para la reproducción de los nematodos ya que le proporciona los medios
necesarios como nutrientes e inhibir el crecimiento de otros microorganismos
(Kaya et al., 1993).
Los nematodos se han aplicado exitosamente en el control de insectos
plaga en cultivos agrícolas, hortícolas, forestales y zonas urbanas, en muchos
países (Georgis, 1992). En Europa, los productos a base de nematodos están
disponibles primeramente para el control de Otiorhynchus sulcatus (F), y moscas
esciaridas en hongos comestibles y cultivos hortícolas. En los Estados Unidos de
Norte América y Canadá, se dispone de los productos comerciales para el control
de un amplio espectro de insectos que viven en el suelo y en lugares crípticos.
Sin embargo, en México y el resto de Latinoamérica, no se han explotado
completamente, más aun existe poca difusión de estos agentes de control
biológico. Tal vez una de las razones es la carencia de información acerca de su
potencial, identificación y distribución de nematodos nativos, lo cual podría permitir
la selección de aislados o especies eficaces (Stock, 1995).
La investigación sobre agentes de control biológico, que tienen gran
potencial para el control de insectos plaga, como los nematodos
entomopatógenos, por su habilidad para actuar como agentes efectivos contra
insectos con la finalidad de conocer cuales son los nuevos y mejores aislados de
nematodos, ya que estos se han clasificado por sus características de acción
como acechadores, emboscadores y/o navegadores quienes son atraídos al
insecto hospedero (Lewis et al., 1993).
Durante los últimos años, el número de aislados reportados se ha
incrementado enormemente, siendo estos obtenidos de diferentes tipos de suelos
donde habitan los insectos en diferentes países los cuales pertenecen a las
familias Heterorhabditidae y Steinernematidae (Poinar, 1990). Muchos de los
nematodos que se han aislado a partir de suelo mediante la técnica de trampa de
Galleria mellonela L. (Bedding y Akhurst, 1975) se han demostrado que estos
nematodos se distribuyen en muchas partes del mundo como Asia (Zhang et al.,
3
1992; Amarasinghe et al., 1994), África del norte (Shamseldean y Abd-Elgawad,
1994), Australia y Nueva Zelanda (Akhurst y Bedding, 1986; Wouts, 1979),
Canadá (Mracek y Webster, 1994), Europa (Mracek, 1980; Deseo et al., 1984;
Burman et al., 1986; Blackshaw, 1988; Vanninen et al., 1989; Hominick y Briscoe,
1990a, 1990b; Ehlers et al., 1992; Griffin et al., 1991, 1994; Boag et al., 1992;
Haukeland, 1993; Tallosi et al., 1995; Delpino y Palomo 1996); Región
Mediterránea (Glazer et al., 1991c; Ozer et al., 1995, América del sur (deDoucet,
1986b; Nguyen y Smart, 1988; deDoucet y deDoucet, 1990; Stock, 1995), América
del Norte, EEUU (Akhurst y Brooks, 1984; Hara et al., 1991; Rueda et al., 1993;
Liu y Berry, 1995a), Corea (Choo et al.,1995) y Malasia (Mason et al., 1996).
En tanto que, el género Heterorhabditis se ha aislado de Santa Fé
Argentina (Stock, 1993); Bracon Australia (Poinar, 1975); Vietnam (Phan et al.,
2003); China (Liu, 1994); (Stock et al., 2002); islas de Hawai (Garned et al., 1994);
Tamil Nadu India (Poinar et al., 1992); Oregon EEUU (Liu y Berry, 1996a); Ohio,
EEUU (Poinar et al., 1987); (Nguyen et al., 2004); (Kakulia y Mikaia, 1997); y
Nueva Zelanda (Poinar, 1990b).
Hasta la fecha la familia Steinernematidae contiene dos géneros
Neosteinernema (Nguyen y Smart, 1994) con una especie y Steinernema (Steiner,
1923) de estas se conocen 45 especies, aisladas de distintas áreas geográficas
(Poinar, 1990); como S. abbasi (Elawad et al., 1997); S. aciari (Qiu et al., 2005); S.
affinis (Bovien, 1937); S. anomali (Kozodoi, 1984); S. anatoliense (Hazir et al.,
2003); S. apuliae (Triggiani et al., 2004); S. asiaticum (Shahina et al., 2002); S.
bicornutum (Tallosi y Ehlers, 1995); S. carpocapsae (Weiser, 1955); S. caudatum
(Xu et al., 1991); S. ceratophorum (Jian et al., 1997); S. cubana (Mracek et al.,
1994); S. diaprepesi (Nguyen y Duncan, 2002); S. feltiae (Filipjep, 1934); S. glaseri
(Steiner, 1929); S. guangdogense (Qiu et al., 2004); S. hermaphroditum (Stock et
al., 2004); S. intermedia (Poinar, 1985); S. jollieti (Spiridonov et al., 2004); S. karii
(Waturu et al., 1997); S. kraussei (Steiner, 1923, Mracek, 1994); S. kushidai
(Mamiya, 1988); S. litorale (Yoshida, 2004), S. loci (Phan et al., 2001); S.
longicaudum (Shen y Wang, 1991); S. monticolum (Stock et al., 1997); S.
4
neocurtillis (Nguyen y Smart, 1992); S. oregonensis (Liu y Berry, 1996b); S.
pakistanense (Shahina et al., 2001); S. puertoricensis (Roman y Figueroa, 1994);
S. rara (deDoucet, 1986b); S. riobravis (Cabanillas et al., 1994); S. ritteri
(deDoucet, 1990); S. robustispiculum (Phan et al., 2005); S. sangi (Phan et al.,
2001); S. scapterisci (Nguyen y Smart, 1990); S. scarabaei (Stock y Koppenhofer,
2003); S. siamkayai (Stock et al., 1998); S. silvaticum (Sturhan et al., 2005); S.
tami (Van Luc et al., 2000); S. thanhi (Phan et al., 2001); S. thermophylum
(Gangula y Singh, 2000); S. weiseri (Mracek et al., 2004); S. websteri (Cutler y
Stock, 2003); S. yirgalemense (Nguyen et al., 2005) y una especie de
Neosteinernema longicurvicauda (Nguyen y Smart, 1994).
En tanto que, la familia Heterorhabditidae compuesta del género
Heterorhabditis, la cual contiene doce especies H. argentinensis (Stock, 1993); H.
bacteriophora (Poinar, 1975); H. baujardi (Phan et al., 2003); H. brevicaudis (Liu,
1994); H. downesi (Stock et al., 2002); H. hawaiiensis (Garned et al., 1994); H.
indicus (Poinar et al., 1992); H. marelatus (Liu y Berry, 1996a); H. megidis (Poinar
et al., 1987) sinónimo H. californicus (Stock et al., 1996); H. mexicana (Nguyen et
al., 2004); H. poinarii (Kakulia y Mikaia, 1997); y H. zealandica (Poinar, 1990).
Muchos de los nematodos aislados en la actualidad permanecen sin
clasificar al nivel específico de especie, no obstante muchos autores han creado
claves taxonómicas utilizando machos y juveniles infectivos por lo difícil de
encontrar un buen diagnóstico de los caracteres morfológicos para su
identificación de estos nematodos (Nguyen y Smart, 1992b, 1996; Poinar, 1990;
Wright, 1990; Joyce et al., 1994a). Por otro lado, la identificación de aislados es un
aspecto importante de la investigación y desarrollo de cada familia de nematodos
entomopatógenos. Curran (1990) concluye que el análisis de secuenciación del
DNA constituye el método molecular preferido para la discriminación entre
categorías de nematodos entomopatógenos bajo el nivel de especie.
Lo anterior nos obliga a utilizar las diferentes técnicas que se han
desarrollado para la identificación de nematodos, así como el apareamiento
cruzado (Dix et al., 1992), electrofóresis en gel de almidón y acetato de celulosa
5
(Akhurst, 1987; Jagdale et al., 1996), análisis de enzimas de restricción RFLPs
(Smits et al., 1991; Joyce et al., 1994a; Fallas et al., 1996,) enfoque isoeléctrico
(IEF) (Joyce et al., 1994b), y marcadores de polimorfismo RAPD (Garned et al.,
1994; Liu y Berry, 1996c) y la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (Liu y
Berry, 1995b) son algunas de las técnicas usadas para la identificación de
aislados y entre especies de estos nematodos entomopatógenos.
Se ha demostrado que diferentes aislados y especies de nematodos
entomopatógenos varían en su eficacia como agentes de control biológico de
insectos (Bedding et al., 1983), para lo cual se requiere un método rápido y
confiable para identificar su variabilidad genética. Sin embargo, para este
propósito se usa polimorfismo de longitud de fragmentos de restricción (RFLPs) en
la unidad repetida del DNA ribosomal. Lo cual permite identificar si los nematodos
pertenecen a diferentes especies o son miembros de la misma especie (Akhurst y
Bedding, 1978).
Stock y Kaya (1996) mencionan que existen algunas carencias en el
diagnóstico de caracteres morfológicos para todas las especies reconocidas hasta
la fecha que se han descrito por morfología y asociaciones morfométricas. Sin
embargo, es necesario analizar estadísticamente las características morfológicas
de las especies de nematodos y revisar los métodos de caracterización
morfométrica tradicional para la diferenciación de las especies de estos
nematodos (Stock y Kaya, 1996).
Los nematodos se han aislado en diferentes estudios realizados sobre la
distribución estacional de nematodos steinernemátidos y heterorhabdítidos en
diferente tipo de suelo, los cuales se asocian con suelos calcáreos en Inglaterra
(Hominick y Briscoe, 1990a), de barro arenoso y suelos de barro en Irlanda
(Blackshauw, 1988), en humus y suelos arenosos en Suecia (Burman et al., 1986),
y de humus con capas de suelo órgano-mineral en Checoslovaquia (Mracek,
1982).
6
En contraste, la presencia de steinernemátidos y heterorhabdítidos no es
influenciada por el tipo de suelo o la vegetación en Italia (Deseo et al., 1988).
Akhurst y Brooks (1984) especulan sobre las diferencias en la distribución de
nematodos en varios países que refleja la disponibilidad de insectos hospederos
satisfactorios, aunque las influencias ambientes tales como tipo del suelo pueden
también determinar su distribución. Estos estudios indican que los
steinernemátidos se encuentran en muchas partes del mundo a diferente altitud,
mientras que los heterorhabdítidos se localizan más cerca a las zonas costeras
(Griffin et al., 1991, 1994a).
En algunos países como Australia, Estados Unidos, Gran Bretaña y Nueva
Zelanda tienen leyes de cuarentena tocante a la importación de organismos
exóticos con el fin de proteger la fauna y flora nativa, así como la agricultura
(Bedding et al., 1996; Richarson, 1996; Rizvi et al., 1996).
Algunos nematodos entomopatógenos tienen un amplio rango de
hospederos en el laboratorio (Poinar, 1990); lo cual puede ser una amenaza a
insectos nativos, ya que muchas de las especies de insectos estarían en peligro.
Las especies de nematodos entomopatógenos tienen diferencias en la
sobrevivencia e infectividad de insectos hospederos, son más favorables de
usarse en programas de control biológico (Bedding et al., 1983). Las condiciones
bióticas y abióticas del sitio aislado juegan un papel importante en su adaptación.
El uso de nematodos que ocurren naturalmente como agentes de control biológico
pueden también reducir el riesgo a organismos no plaga cuándo son comparados
con aislamientos exóticos (Blackshaw, 1988).
Por esta razón es importante conocer la distribución natural de los
nematodos entomopatógenos nativos del Pacifico Centro Mexicano, los cuales
pueden tener diferente ocurrencia. Ya que es un requisito importante para crear un
criterio sobre futuras introducciones de nematodos entomopatógenos exóticos. Lo
anterior hace necesario, que para impulsar el control microbiano en México, se
deba hacer un inventario de los microorganismos nativos en diferentes áreas
7
ecológicas del país, con el fin de documentarlos, evaluar su potencialidad de uso
en las diferentes plagas que afectan la producción agropecuaria y forestal, para
así ofrecer una alternativa ecológica y sustentable de control de plagas. Por tal
motivo es importante realizar este trabajo para la obtención de germoplasma como
un recurso para su uso en los trópicos, ya que ellos tienen una mejor adaptación al
medio ambiente, los cuales pueden ser más efectivos contra especies de plagas
en zonas tropicales.
Por lo antes expuesto se plantean la siguiente:
Hipótesis:
Las poblaciones de nematodos entomopatógenos nativos difieren en su
presencia en suelos del Pacífico Centro Mexicano y en su patogenicidad sobre
larvas y pupas de mosca de la fruta A. ludens.
Objetivo principal
- Determinar la presencia e identificación de nematodos entomopatógenos
aislados de suelos del Pacifico Centro Mexicano y su patogenicidad sobre larvas y
pupas de A. ludens.
Objetivos particulares
- Determinar la presencia de nematodos entomopatógenos de diferentes
localidades en los estados de Colima, Jalisco, Michoacán, Nayarit, Sinaloa y
Veracruz.
- Aislar e identificar los nematodos entomopatógenos nativos hasta el nivel
de género.
- Evaluar la patogenicidad de los aislados de nematodos en mosca de la
fruta A. ludens.
- Determinar el tiempo letal 50 de los nematodos evaluados sobre larvas y
pupas de A. ludens.
8
II. Antecedentes
2.1 Los nematodos entomopatógenos
Existen más de 3000 asociaciones simbióticas entre insectos y nematodos,
8 Órdenes de las cuales comprenden la mayoría de los nematodos capaces de
parasitar insectos sanos (Poinar, 1979). Esto ha dado origen a los nematodos
entomopatógenos de los géneros Steinernema ≈ Neoaplectana y
Neoesteinernema (Steinernematidae) y Heterorhabditis (Heterorhabditidae), a
partir de Rhabditoides microbiotróficos y bacteriófagos (Poinar, 1990).
Estos tres géneros de nematodos son interesantes porque dependen de
bacterias como fuente alimenticia y han desarrollado mecanismos para transportar
e introducir bacterias del género Xenorhabdus y Photorhabdus en insectos. Estas
bacterias son capaces de matar a los insectos en 48 horas convirtiendo los
cadáveres en un hábitat conveniente para su crecimiento y reproducción (Akhurst,
1982). Los nematodos de insectos son principalmente parásitos obligados y
facultativos, pueden atacar a los estadíos biológicos de larva, prepupa, pupa y
adulto de insectos (Kaya y Hara, 1981).
Los nematodos de las familias Steinernematidae y Heterorhabditidae,
poseen los atributos de un agente de control biológico "ideal" (Timper et al., 1988;
Kaya y Gaugler, 1993; Kaya, 1993), considerando su seguridad a invertebrados,
plantas, y otros organismos no plaga (Akhurst, 1990; Poinar, 1989). Por sus
características, tienen una distribución geográfica amplia y un rango de
hospederos (Poinar, 1990; Zimmerman, 1978); solamente en América Latina
alrededor de 100 especies de 11 Órdenes de insectos son susceptibles a estos
nematodos (Poinar, 1979; Wassink y Poinar, 1984). Su presencia en los suelos
esta bien documentada (Poinar y Hom, 1986; Timper et al, 1988; Kung et al.,
1990a, b, c). Las larvas del tercer estadío juvenil constituyen una forma
especializada para sobrevivir, dispersarse e invadir al hospedero (Kaya y Gaugler,
1993).
9
Los cuales son fácilmente aplicados usando equipos estándares de
aspersión (Georgis, 1990; Georgis y Poinar, 1994), son compatibles con
insecticidas químicos (Forschler et al., 1990, Hara y Kaya; 1983, Rovesti et al.,
1988; Rovesti y Deseo, 1990), producción masiva (Friedman, 1990), variación
genética (Gaugler et al, 1989; Poinar, 1991; Gaugler, 1993), su virulencia (Glazer
et al., 1991) y un amplio rango de hospederos (Gaugler, 1988; Figueroa y Roman,
1990).
Así como a su disponibilidad para probar su habilidad de búsqueda y
exterminio rápido del hospedero (Lewis et al., 1992; 1993). Además las ventajas
que presentan para realizar en ellos mejoramiento genético que les permita
aumentar su persistencia hacia la desecación, a la radiación ultravioleta y su
virulencia, por el corto período de sus generaciones, su facilidad de manejo y
cultivo (Gaugler, 1987; Gaugler et al, 1989; Gaugler et al., 1992a; Gaugler, 1993;
Gaugler et al., 1994).
Estos nematodos entomopatógenos, sirven como vectores de la bacteria
del género Xenorhabdus y Photorhabdus, lo cual ha reforzando la vinculación
entre nematología de insectos y patología de insectos (Gaugler y Kaya, 1990;
Tanada y Kaya, 1993).
2.2. Biología del complejo nematodo/bacteria
Los steinernematidos y heterorhabditidos, patógenos obligados en la
naturaleza, tienen la no-alimentación, vida libre, tercer estado juvenil infectivo o
juveniles dauer que infectan al insecto hospedero en el ambiente del suelo (Figura
1). El juvenil infectivo, es la única etapa que ocurre fuera de un insecto, está
protegido por la cutícula del segundo estadio que se pierde fácilmente en los
steinernematidos (Figura 2a) pero es retenido en los heterorhabditidos (Figura 2b)
hasta apenas antes de o a poco de la infección del hospedero. Además, la
asociación del nematodo/bacteria es sumamente específica. En el juvenil infectivo,
las células bacterianas se albergan en una vesícula en la parte anterior del
intestino para steinernematidos y en el tracto intestinal para el heterorhabditidos.
10
Figura 1. Ciclo de vida generalizado de steinernematidos y heterorhabditidos. IJ =
Juvenil infectivo.
Figura 2. Juvenil infectivo del tercer estadio de (A) Steinernema carpocapsae
muestra la pérdida de la cutícula del segundo estadio (arriba) y (B)
11
Heterorhabditis bacteriophora muestra la cutícula bien pegada del segundo
estadio (arriba).
El juvenil infectivo infecta al hospedero por aberturas natural (boca,
espiráculos, ano) o adelgazada áreas de la cutícula del hospedero (común sólo en
heterorhabditidos) (Kaya y Gaugler, 1993) y penetra en el hemocelo del
hospedero. El juvenil infectivo entonces libera la bacteria por el ano para los
steinernematidos o por la boca para los heterorhabditidos (Ciche y Ensingh, 2003).
La bacteria mutualistica se propaga y produce substancias que matan
rápidamente al hospedero y protegen el cadáver de la colonización por otros
microorganismos.
El nematodo inicia su desarrollo, alimentándose de las células bacterianas y
tejidos del hospedero que ha sido metabolizado por la bacteria y tiene de 1-3
generaciones, dependiendo del tamaño del hospedero. Cuando los recursos de
alimento en el cadáver del hospedero se agotan, una nueva generación de
juveniles infectivos se produce y emergen del cadáver del hospedero dentro del
suelo para buscar nuevos hospederos (Figura 1).
Una diferencia mayor entre steinernematidos y heterorhabditidos es que
todos pero una especie en el grupo anterior son amfimícticos, mientras que la
especie en el último grupo son hermafroditas en la primera generación pero
amfimícticos en la siguiente generación. Así, los steinernematidos requieren un
juvenil infectivo masculino y un femenino para invadir a un insecto hospedero para
producir progenie, mientras que los heterorhabditidos necesita sólo un juvenil
infectivo penetrar en un hospedero como resulta el adulto hermafrodito es auto-
fértil. Sin embargo, Griffin et al. (2001) encontró una especie de Steinernema sin
describir de Indonesia que consiste en gran parte de hermafroditas auto-fértiles
con una frecuencia baja de machos (1-6% de la población).
Una especie dada del nematodo se asocia específicamente con una
especie simbiótica bacteriana, pero la especie bacteriana se puede asociar con
más de una especie de nematodo (Cuadro 1). Akhurst y Boemare (1990)
12
mencionan que la mejor reproducción del nematodo ocurre con su simbionte
natural, pero algunas veces, el nematodo se puede desarrollar en otra especie
bacteriana. La relación entre el nematodo y la bacteria es mutualista por las
razones siguientes: el nematodo es dependiente de la bacteria para (a) matar
rápidamente a su insecto hospedero, (b) crear un ambiente favorable para su
desarrollo produciendo antibióticos que eliminan microorganismos que compiten,
(c) transfor los tejidos de hospedero en una fuente de alimento, y (d) sirvir como
un recurso de alimento. La bacteria necesita al nematodo para (a) protección del
ambiente externo, (b) la penetración dentro del hemocelo del hospedero, y (c) en
la inhibición de las proteínas antibacterianas del hospedero.
2.3. Las bacterias mutualistas
Las bacterias Xenorhabdus y Photorhabdus son móviles, Gram negativa,
facultativo, no-forman esporas, las barras anaerobias en la familia
Enterobacteriaceae. En el género Xenorhabdus, existen 5 especies que se
asocian con Steinernema, mientras que el género Photorhabdus, existen 3
especie que se asocian con Heterorhabditis (Cuadro 1) (Fisher-Le Saux et al.,
1999, Burnell y Stock, 2000, Boemare, 2002, Hazir, 2003) con una especie, P.
luminescens, dividido en cinco subespecies (Hazir, 2003). La subespecie de P.
luminescens es subsp. luminescens, laumondii, akhurstii, kayaii, y thraciaensis
(Boemare, 2002).
Cuadro 1. Especies descritas de nematodos entomopatógenos y sus respectivas especies de bacterias simbióticas.
Genero de nematodo Especie de nematodo Especie simbiótica Steinernema abbasi Sin describir affine Xenorhabdus bovienii anatoliense Sin describir arenarium(= anomali)1 Xenorhabdus sp asiaticum Sin describir bicornutum Sin describir carpocapsae 2 X. nematophila caudatum Sin describir ceratophorum Sin describir
13
cubanum X. poinarii diaprepesi Sin describir feltiae (= bibionis) 3 X. bovienii glaseri X. poinarii intermedium X. bovienii karii Sin describir kraussei X. bovienii kushidai X. japonica loci Sin describir longicaudum Sin describir monticolum Sin describir neocurtillae Sin describir oregonense Sin describir puertoricense Sin describir rarum Xenorhabdus sp riobrave. Xenorhabdus sp ritteri Xenorhabdus sp sangi Sin describir scapterisci Xenorhabdus sp scarabaei Sin describir siamkayai Sin describir tami Xenorhabdus sp thanhi Sin describir thermophilum Sin describir websteri Sin describir wesieri Sin describir Sin describer X. beddingii serratum Sin describir Neosteinernema longicurvicauda Sin describir Heterorhabditis bacteriophora Sin describir (= heliothidis) P. luminescens 4 (= argentinensis) P. temperata 5 baujardi Sin describir brevicaudis 3 P. luminescens 4 downesi Photorhabdus sp. indica Sin describir (= hawaiiensis) P. luminescens marelata Sin describir (= hepialius) P. luminescens 4 megidis P. temperata poinari 3 Photorhabdus sp taysearae Sin describir zealandica P. temperata
Cuadro 1. En paréntesis utilizaron previamente los nombres y/o los
14
sinónimos. 2 las especies "carpocapsae" se ha referido a como "feltiae" en la
literatura principalmente entre 1983 y 1989. El nombre "feltiae" es válido y tiene
prioridad sobre la especie inquerida "bibionis”. 3 especie inquerida. 4 Fischer Saux
et al. (1999) mostró que Photorhabdus es un grupo heterogéneo. P. luminescens
se asocia con H. indica con alguno pero no todos aislados de H. bacteriophora. La
posición del simbionte bacteriano con H. argentinensis, H. brevicaudis y H.
marelatus no esta clara y hemos mantenido la especie bacteriana como P.
luminescens. Esto puede cambiar en una fecha futura, algunos subgrupos de H.
bacteriophora se asocian con P. temperata (Fischer-Le Saux et al., 1999).
Las diferencias mayores ocurren entre los dos géneros bacterianos
(Boemare, 2002). Por ejemplo, La mayoría de las Photorhabdus spp., son
luminiscente y catalasa positiva, mientras que Xenorhabdus spp., no tiene
luminescencia y es catalasa negativo. Ambos géneros bacterianos producen
variantes fenotípicas de los tipos de células llamadas forma primaria (fase I) y
forma secundaria (fase II) (Forst y Clarke, 2002). La forma primaria es el de tipo
célula naturalmente asociado con los nematodos, mientras que la forma
secundaria puede surgir espontáneamente cuando se cultiva la bacteria, estas en
la etapa inmóvil de no-crecimiento. La forma secundaria de Xenorhabdus puede
volver a la forma primaria, pero este fenómeno no se ha documentado para
Photorhabdus spp.
Las diferencias entre las formas primarias y secundarias se presentan. Por
ejemplo la forma primaria produce antibióticos, absorbe ciertos tintes, y desarrolla
inclusiones intracelulares grandes compuestas de proteínas de cristal, mientras
que la forma secundaria no produce o sólo produce débilmente antibióticos, no
produce tintes de absorción, y produce inclusiones intracelulares ineficazmente. La
forma primaria es superior a la forma secundaria en su habilidad de sostener la
propagación del nematodo in vitro, aunque alguna evidencia sugiere que esto no
es siempre el caso (Lysenko y Weiser, 1974, Ehlers et al., 1990, Volgyi et al.,
1998). La razón para la presencia de las dos formas no se conoce (Boemare,
2002).
15
La asociación entre la bacteria y el nematodo es esencialmente
monoxénica, pero otras especies de bacterias se han aislado de juveniles
infectivos de varias especies de steinernematidos (Lysenko y Weiser, 1974,
Aguillera et al., 1993, Aguillera y Smart, 1993) y heterorhabditidos (Jackson et al.,
1995, Babic et al., 2000). Los estudios recientes por Vivas y Goodrich-Blair (2001)
con X. nematophila y S. carpocapsae encontraron que un gen bacteriano sirve
para retener la especificidad entre la bacteria y el nematodo. Además, Martens et
al., (2003) han mostrado que pocas células de X. nematophila inician la
colonización de un juvenil infectivo y que éstos crecen dentro del lumen del
intestino en un patrón reproductivo polifásico durante la colonización.
Un adelanto mayor ha sido secuenciando el genoma entero de P.
luminescens, cepa TT01 (Duchaud et al., 2003). La sucesión completa del genoma
tiene 5,688,987 pares de bases y contiene 4,839 genes codificados de proteína
predeterminados. Los autores indican que esta bacteria será un modelo
prometedor para el estudio de interacciones de simbiosis y la interacción
hospedero-patógeno.
2.4. Las interacciones nematodo/bacteria con hospederos
Aún con el amplio rango de hospedero de la mayoría de los especies de
nematodos entomopatógenos, su eficacia varía con muchos factores biológicos,
inclusive la especie de nematodo y cepa y la especie de insecto y su estado de
desarrollo (Gaugler et al., 1994, Eidt y Thurston, 1995, Simoes y Rosa, 1996). Uno
de los factores que afectan la eficacia es que muchos insectos que viven en el
suelo han evolucionado las conductas que tienen como resultado en reducir la
búsqueda del hospedero, la fijación, o la penetración por los juveniles infectivos.
Algunos de los documentos sobre la conducta del insecto incluyen (1) una mayor
proporción de defecación que reduce la infección vía el ano (larvas de
escarabajos), (2) la baja producción CO2 o liberación de CO2 en chorros que
aminoran las señales químicas (pupas de lepidópteros y larvas de escarabajos),
(3) la formación de capullos impenetrables o células del suelo antes de la
pupación que sirven como barreras físicas (muchos lepidópteros y escarabajos),
16
(4) individuos que matan al nematodo que evitan reducir la contaminación de
otros insectos en un nido (comejenes), y (5) un arreglo agresivo o conducta de
evasión que reduce el contacto de los juveniles infectivos (larvas de escarabajos)
(Gaugler et al., 1994, Koppenhofer et al., 2000b).
Los juveniles infectivos pueden penetrar dentro de insectos utilizando varias
rutas, dependiendo de que sean accesibles (Eidt y Thurston, 1995). En algunos
insectos, las rutas usuales de la entrada pueden ser inaccesibles porque la boca
puede ser obstruida por filtros orales (gusano de alambre) o es demasiado
estrecha (insectos con partes de la boca chupadores/penetradores o insectos
pequeños con partes de la boca masticadores). El ano puede estar apretado por
músculos u otras estructuras (gusanos de alambre), o los espiráculos pueden
estar cubiertos con septa (gusanos de alambre) o platos de cedazo (larvas de
escarabajos) o son simplemente demasiado estrechos para la entrada del
nematodo (algunos dípteros y lepidópteros).
Los juveniles infectivos pueden penetrar por la cutícula (inclusive la
traquea) o el intestino para entrar al hemocelo. Para entrar por la cutícula, los
nematodos emplean la fuerza física tal como el cuerpo que empuja para reventar
por la traquea delgada o, al igual que los Heterorhabditis, utiliza un diente anterior
para penetrar directamente en el hemocelo. Para entrar por el intestino, ellos
utilizan la fuerza física y/o secreciones proteolíticas para digerir los tejidos del
intestino para entrar en el hemocelo (Abu-Hatab et al., 1993, Peters y Ehlers,
1994).
Dentro del hemocelo de los insectos, los nematodos y las bacterias vencen
la respuesta inmunológica de los hospederos (Dunphy y Thurston, 1990, Kaya y
Gaugler, 1993) que involucran recíprocamente, los factores humorales y celulares.
Para contrarrestar las células bacterianas, el insecto puede utilizar las
proteínas antibacterianas y/o fagocitosis seguidas por la formación de nódulos,
para desactivar los nematodos, los hemocitos de los insectos pueden encapsular
estos seguido por la melanización. En algunos casos, los nematodos pueden
17
vencer las defensas de insecto. Así, S. glaseri es encapsulado inicialmente por
larvas del escarabajo japonés, Popillia japonica (Newman), pero escapa de la
cápsula e infecta exitosamente a su hospedero (Wang et al., 1995) porque el
nematodo tiene las proteínas que cubren la superficie que eliminan la respuesta
inmunológica de los hospederos y destruyen los hemocitos (Wang y Gaugler,
1998). Una especie de Heterorhabditis evita la encapsulación en larvas de
tipulidos por la cubierta de la cutícula del segundo estadio durante la penetración
del hospedero (Peters et al., 1997).
Además, los nematodos que invaden pueden producir inhibidores
inmunológicos como los factores que destruyen los factores antibacterianos
producidos por los insectos y permiten que la bacteria mutualística produzca
toxinas insecticidas que matan rápidamente al hospedero (Bowen et al., 1998).
Los nematodos pueden paralizarlo al producir también exotóxinas y citotóxicas y
las enzimas extracelulares proteolíticas. Las reacciones de arriba son
dependientes del insecto hospedero y el complejo nematodo/bacteria (Dowds y
Peters, 2002) y contribuyen a la eficacia variable de los nematodos
entomopatógenos contra diferentes especies de insectos.
2.5. Biogeografía
Los nematodos entomopatógenos se han recuperado de suelos de muchas
partes del mundo (Hominick, 2002). Algunas especies de nematodos parecen
tener una distribución global y son esencialmente ubicuo (Hominick, 2002). S.
carpocapsae y S. feltiae se distribuyen ampliamente en regiones templadas, H.
bacteriophora es común en regiones con climas continentales y mediterráneos, y
H. indica se encuentra mucho a través de los trópicos y el subtrópico. Otras
especies tales como S. rarum, S. kushidai, S. ritteri y H. argentinensis parecen
tener una distribución mucho más restringida, pero como muchos estudios se han
conducido estas especies se puede encontrar más ampliamente
En Turquía, se han conducido varios estudios con aislamiento de varias
especies conocidas y por lo menos una nueva especie (Ozer et al., 1995, Susurluk
18
et al., 2001, Hazir et al., 2003a). Ozer et al. (1995) recuperaron S. feltiae de la
costa del Mar Negro, y Susurluk et al., (2001) aislaron H. bacteriophora, un
Heterorhabditis sp., y S. feltiae de Ankara Turquia. Hazir et al. (2003a) hicieron
una inspección extensa a través de Turquía y aislaron H. bacteriophora, S. feltiae,
S. affine, y una especie sin describir de Steinernema. (Hazir et al. (2003a)
describieron subsiguientemente la especie nueva como S. anatoliense. En este
estudio, la especie más común era S. feltiae, que se aisló de 10 sitios en seis
regiones, H. bacteriophora de siete sitios en cinco regiones, S. affine de cuatro
sitios en dos regiones, y la nueva especie descrita S. anatoliense de un sitio
2.5.1. Incidencia y la distribución
Las especies de Steinernema y Heterorhabditis se ha aislado de muestras
de suelo tomadas a través del mundo (Kaya, 1990) pero muy pocos estudios se
han hecho a largo plazo de su dinámica de población. Hominick y Briscoe (1990a)
en un estudio de suelos de Reino Unido no encontraron ninguna evidencia de la
temporada en la incidencia de nematodos, cuando ellos examinaron varios
hábitats por dos años. Ellos sospecharon que la vegetación, quizás sea la causa
de la persistencia de S. bibionis (= S. feltiae); suelos de orillas de césped o pastos
que producen más muestras positivas, que los suelos de otros hábitats. Los
estudios conducidos proporcionan en otra parte algo de evidencia contradictoria
para la presencia estacional y la preferencia del hábitat para steinernematidos.
Griffin et al., (1991) analizaron los resultados de un rango de inspecciones
de suelo y concluyó que había la evidencia de la temporada. Ellos sugirieron
también que, cuando nematodos se recuperaron de todos los tipos hábitats
probados en Irlanda, no había la asociación significativa entre el hábitat y la
frecuencia de la recuperación.
En Checoslovaquia, los steinernermatidos eran más común en bosques que
en cultivos y estaban ausentes en praderas (Mracek, 1980). Ellos fueron
descubiertos frecuentemente en suelos calientes, localidades secas pero nunca en
suelos de pantano. Mracek (1979) sugirió que las larvas de la mosca de la sierra
19
son susceptibles a nematodos, las cuales están presentes en suelos de bosque
donde la altitud del bosque, y tipo de localidad afectó la distribución del nematodo.
En Carolina del Norte, Akhurst y Books (1984) encontraron al nematodo Rhabditis
parásito de insectos era menos común en bosques que aquellos que estaban en
cultivos o pasto. Akhurst y Bedding (1986) atribuyen los diferentes resultados a las
variaciones en la distribución del insecto hospedero y a la especie de nematodos
implicados.
En el Reino Unido., los steinernematidos se asocian particularmente con
suelos que tienen un horizonte de subsuelo calcáreo (Hominick y Briscoe, 1990b);
suelos con mucha agua los hacen suelos con altos contnidos en materia orgánica.
Vanninen et al., (1989) estudiaron suelos cultivados en Finlandia y encontraron
una alta incidencia de steinernematidos en suelos de humus que en suelos de
cualquier otro tipo; ellos no encontraron nematodos en suelos arcillosos. Lu baja
incidencia de nematodos entomopatógenos en suelos arcillosos había sido notada
por Burman et al., (1986) en Suecia y Blackshaw (1988) en Irlanda.
La evidencia comienza a sostener el panorama de que la familia
Heterorhabditidae es endémica a climas calientes mientras que Steinernematidae
prevalece en regiones templadas. En Israel, los heterorhabditidos han sido
encontrados, en suelos arenosos, bajo la sombra de árboles de albaricoque
regados en el desierto de Negev (Glazer et al., 1991c). Los resultados negativos
se obtuvieron cuando las muestras se tomaron de suelos menos aireados, aún
cuándo estaba húmedo, o de suelos arenosos pero secos. En las islas de Hawaii,
veintidos sitios fueron positivos para Heterorhabditis spp.; su incidencia fue mas
correlacionada con los sitios de muestreo dentro de los 100 metros de la orilla del
mar. Las suelos eran moderadamente alcalinos (pH 8.0) y contenido de materia
orgánica (12%). El único aislado de Steinernema encontrado vino de áreas
interiores donde los suelos eran franco arcilloso y franco limoso donde contenido
orgánico era mayor (15-35 %) (Hara et al., 1991).
20
2.6. Presencia natural de nematodos entomopatógenos
El conocimiento de la presencia de los nematodos entomopatógenos, es un
paso esencial en la valoración del papel que desempeñan en el suelo. Estudios
sobre los factores geográficos y ecológicos proporcionan un entendimiento acerca
de la presencia, distribución y abundancia de las especies, que es influenciada
fuertemente por los insectos hospederos susceptibles, vegetación nativa, y sus
asociaciones con las diferentes regiones climáticas y tipos de suelo. Considerando
además, muchas áreas que han sido afectadas por la agricultura y aquellas que
forman parte de los ecosistemas naturales.
Poinar y Brooks (1977) recuperan poblaciones del nematodo entomógeno
Neoaplectana ≈ Steinernema glaseri de larvas del escarabajo Stringoderma
arboricola, en un campo del condado de Wilson, en Carolina del Norte. También,
observan una bacteria simbiótica que es contenida en el intestino de los estadios
juveniles infectivos. El hecho de que N. glaseri fue recuperado de insectos vivos
en el suelo, sugiere que los estadios infectivos de esta especie permanecen en el
suelo, y puede ser un efectivo agente de control biológico de insectos plaga que
viven en el suelo.
Mráček (1980) analiza un total de 57 muestras de suelo 35 fueron de
bosques, 12 de campos y 10 de praderas. Los nematodos steinernematidos solo
estuvieron presentes en 21 muestras, de estas 19 fueron de muestras de suelo, y
dos de un campo de maíz. Steinernema kraussei fue aislado de Cephalia abietis
(L.) de cuatro localidades, y también de un campo de maíz adyacente a un bosque
infestado. La mayoría de los aislados fueron obtenidos de bosques, ninguno de
biotipos húmedos. La incidencia de estos nematodos no avanza gradualmente con
relación a la altitud (de 150-1000 msnm). Por lo tanto, no tiene influencia sobre su
existencia, ya que las larvas infectivas fueron encontradas en muestras de tierras
bajas, laderas de campos y bosques, así como favorablemente en los suelos de
bosques montañosos a 1000 msnm.
Román y Beavers (1983) determinan la presencia de nematodos
entomógenos en suelos de Puerto Rico, mediante dos técnicas. En la primera
21
usan 10 larvas de Diaprepes abbreviatus (L.) colocadas en cajas individuales
ocultas en campos de caña de azúcar en ocho localidades, y en la segunda
colectan muestras de suelo de campos de caña de azúcar y pastizales en cinco
zonas geográficas. En la primera recuperan 46 larvas (35 vivas y 11 muertas), una
larva (2.3%) fue recuperada de un campo de caña de azúcar e infectada con
Heterorhabditis sp. No fueron recuperados Neoaplectana sp. en esta prueba. El
pH de las muestras de suelo tuvo un rango de 3.5 a 7.9 y parece no tener efecto
sobre la capacidad de N. carpocapsae para parasitar las larvas de D. abbreviatus
en el estudio de laboratorio. Los hallazgos de este estudio indican que la población
natural de nematodos entomógenos es muy baja, aunque parece ser el primer
reporte de la presencia de Heterorhabditis sp., en Puerto Rico.
Akhurst y Brooks (1984) recolectan un total de 510 muestras de suelo en 14
localidades de Carolina del Norte. Determinan la incidencia de nematodos en
bosques, pastos, huertas de durazno, viñedos y en hábitat de tierras con cultivos
anuales. Los nemátodos fueron aislados en 13 de las 14 localidades y en cada
hábitat. Destacan que la mayoría de los nematodos aislados comúnmente fueron
de Heterorhabditis (13/14 localidades) y todos parecen ser de una especie H.
heliothis. Tres especies de Steinernema (= Neoplectana) fueron aisladas: S.
feltiae, S. glaseri y una especie sin describir, fueron aisladas. Steinernema glaseri
solo fue aislado de dos localidades que estaban separadas por lo menos 25 Km.
La incidencia de los nematodos cuándo los resultados de cada muestra se usaron
como la unidad, se encontró que la incidencia en tierras cubiertas de bosque fue
menos significativa (P < 0.001) que en pastos, huertas/viñedos o en tierras
cultivadas.
Akhurst y Bedding (1986) detectan la existencia natural de nematodos
patogénos de insectos en suelos de Australia. Los nematodos steinernematidos
y/o heterorhabditidos fueron encontrados en cada estado y territorio. Cuatro
nuevas especies de Steinernema, un nuevo género de Steinernematidae y al
menos tres nuevas especies de Heterorhabditis se aislaron, así como
Heterorhabditis bacteriophora Poinar, Steinernema bibionis (Bovien) y S. feltiae
22
(Filipjev). Cuando los nematodos fueron detectados en cada sitio de Tasmania y
Queensland, y 10 o más muestras se tomaron, los nematodos se presentaron en
un promedio de 24% (rango de 10-60%) de las muestras. Ocasionalmente en
Tasmania y el Norte de Queensland, dos o más especies se aislaron de sitios
individuales. La inspección de Tasmania no muestra diferencias significativas en la
incidencia de nematodos en los sitios de bosques (19/119) y en pastizales
(39/165). Sin embargo, el tiempo de muestreo afectó significativamente los
resultados con existencia de nematodos detectados más comúnmente en sitios
muestreados en invierno y primavera (16/54 y 12/55 respectivamente), que en
aquellos muestreados en verano y otoño (7/54 y 18/121 respectivamente).
Hokkanen y Zimmermann (1986) inspeccionan muestras de suelo de varias
partes de Finlandia, desde la costa Sur al Norte del círculo ártico. En 11 muestras
de un total de 30 cebadas con Tribolium destructor (Uyttenboogart, 1934) y
Acanthocinus aedelis (L.), fue aislado un nematodo patógeno de insecto,
Neoaplectana sp.
Deseö et al., (1988) examinan la presencia natural de nematodos
entomopatógenos en suelos agrícolas de Italia. La incidencia de los nematodos en
diferentes sitios, no puede ser considerada característica de su distribución en
Italia; el número de muestras y el tipo de suelo de las tierras cultivadas fueron
diferentes.
Mráček y Jensen (1988) reportan por primera vez la incidencia de
nematodos entomógenos en plantaciones experimentales de árboles frutales y de
bosques en Budapest, Hungría. Nematodos de la familia Steinernematidae se
encontraron en todas las huertas de la estación experimental, excepto en la huerta
de árboles de nogal. En el sitio experimental de bosques, solamente fue
encontrada una larva muerta, en la cual la reproducción de nematodos no fue
exitosa. La especie de nematodos representando esta familia, fue determinada
como Steinernema feltiae. El número de nematodos de esta especie, recuperados
de las muestras de la huerta experimental fueron encontrados estrechamente
correlacionados con aquellos hospederos favorables de este nematodo. La mayor
23
tasa de mortalidad de larvas de Galleria mellonella (L.) en las muestras de suelo
de una huerta de pera y cerezo (90%), respectivamente y en manzano fue del
100%. En la huerta privada de Szigethalom, fueron descubiertos miembros de la
familia Heterorhabditidae, representada por la especie Heterorhabditis heliothidis,
en la cual Polyphylla fullo (L.), el hospedero de este nematodo fue abundante.
Vänninen et al., (1989) estudian la distribución y abundancia de hongos y
nematodos entomoparásitos en suelos cultivados en Finlandia. Alrededor de 243
muestras de suelo de diferentes partes del país fueron procesadas mediante
larvas de T. molitor (L.) como insecto cebo. En cuanto a los nematodos 14 fueron
aislados, aunque fueron considerablemente menos frecuentes que los hongos,
existiendo en las muestras solamente 27.8% de las localidades, y solamente
pudieron ser aislados de 5.8% de las muestras. Todos los aislados pertenecen a la
familia Steinernematidae. De estos, cinco han sido identificados como
Neoaplectana bibionis Bovien., el resto de los aislados en identificaciones
provisionales incluye a Steinernema feltiae entre otros. Los nematodos fueron
obtenidos solamente de suelos bajo frambueso (21% de los casos), campos de
heno o pastos (17%), colza o nabo silvestre (11%), árboles de fresno (5%) y
cereales (4%). El pH de las muestras promedió 5.97, fluctuando de 4.30 a 7.45, el
promedio de la conductividad 191.3% (54-689) y el contenido de materia orgánica
8.9% (2.2-59.9). El análisis de correlación no sugirió que estos factores tengan
algún efecto significativo sobre la existencia de los patógenos. Aunque fueron
encontrados significativamente más en suelos de humus, que en otro tipo de
suelo.
Mamiya y Ogura (1990) obtienen nematodos entomógenos en hábitats de
bosque en 24 localidades de varias regiones en Japón. Donde los nematodos
steinernematidos fueron aislados de 6 localidades. Steinernema feltiae fue
encontrada por primera vez en Japón en suelos de bosque de pino. Nematodos
heterorhabditidos no se aislaron. Los resultados de estas inspecciones indican que
los steinernematidos pueden estar ampliamente distribuidos y de una existencia
común en Japón.
24
de Doucet (1990) comunica la existencia de especies autóctonas de
nematodos entomófagos, obtenidos de muestras de suelos de diferentes
localidades de la provincia de Córdoba, Argentina. Fueron halladas 20 poblaciones
pertenecientes a las familias Steinernematidae y Heterorhabditidae. Los géneros y
especies identificadas son: Neoaplectana carpocapsae, N. glaseri, N. rara,
Neoaplectana. sp. 1 y Neoaplectana. sp. 2; y Heterorhabditis bacteriophora y
Heterorhabditis. sp. Por otro lado, Neoaplectana carpocapsae, N. rara y H.
bacteriophora fueron encontrados naturalmente parasitando larvas y pupas de
lepidópteros (Noctuidae). Hasta el momento los resultados obtenidos evidencian
una diversidad considerable y una amplia distribución de este grupo de nematodos
en la zona Centro-Sur de la provincia de Córdoba.
Sturhan (1990) estudia la existencia natural de Steinernema y
Heterorhabditis en suelos de la República Federal de Alemania. Los juveniles
infectivos de estos nematodos entomopatógenos, se presentaron en un 25% de
las muestras colectadas en diferentes biotopos. Estos fueron comúnmente
encontrados en bosques y prados, pero raramente en suelos agrícolas. Con base
a los caracteres morfológicos de los juveniles, Heterorhabditis sp., Steinernema
affinis, S. intermedia y 5 formas de Steinernema adicionales pudieron ser
identificados o diferenciados. Steinernema “forma A” y S. intermedia fueron los
más comunes y ampliamente distribuidos, seguidos por S. affinis y Steinernema
“forma B”. Sólo se encontró en pocas localidades a Heterorhabditis sp. Mientras
que S. affinis es reportado de campos y prados, la existencia de ciertas especies
de Steinernema fue casi restringida a suelos de bosques.
Hominick y Briscoe (1990a) documentan la existencia de entomopatógenos
rhabditoideos en suelos británicos. En una inspección conducida en arbustos,
orillas de camino, bosques y sitios de tierras o campos sanos, 403 muestras de
suelo fueron cebadas con larvas de Galleria. Steinernematidos (61) fueron
recuperados de 48.6% de los sitios (80), pero solamente un sitio (0.25%) produjo
Heterorhabditis sp. Frecuentemente la especie más recuperada fue Steinernema
bibionis (Bovien). El hábitat tiene poca asociación con la presencia de los
25
steinernematidos. A menudo, la mayoría de los nematodos prevalecen en varios
hábitats, desde un continuo como en las orillas de camino o herbáceos, mientras
que en tierras sanas a menudo producen menos. Las tierras sanas es el tipo de
hábitat, el cual proveen un solo sitio con Heterorhabditis sp. La presencia de los
steinernematidos varió geográficamente en diferentes partes de Inglaterra, y fue
influenciada con el tipo de suelo especialmente de subsuelo calcáreo. Un alto
porcentaje de las muestras de suelos litomórficos es la forma usual de los
nematodos. Para los suelos que están periódica o estacionalmente con grandes
mantos de agua, fueron favorables. Los suelos enriquecidos con humus y de alto
contenido de materia orgánica, frecuentemente alojaron nematodos. Para suelos
cafés, los nematodos fueron más comunes en aquellos con subsuelos calcáreos
ricos de arcilla. Relativamente los dos steinernematidos son especies no
especializadas, existiendo en diversos hábitats y tipos de suelo, y están adaptados
a temperaturas frías.
Hominick y Briscoe (1990b) determinan la persistencia de nematodos
entomopatógenos en 15 sitios en tierras sanas, arbustos, orillas de camino,
viñedos, pastos y bosques. La mayoría de los nematodos obtenidos se
identificaron como Steinernema (= Neoaplectana) bibionis (Bovien) La vegetación
puede estar enlazada para la persistencia de S. bibionis. Los dos sitios de tierras
sanas nunca produjeron nematodos, pero dos sitios de bosques con el mismo tipo
de suelo al de las tierras sanas, regularmente produjeron un gran número de
larvas infectadas en el bioensayo. Usualmente los suelos de pastizales resultaron
con más larvas infectadas, más que los suelos de otros tipos de hábitats.
Griffin et al., (1991) reportan la existencia de nematodos parásitos de
insectos en la República de Irlanda. Los nematodos parásitos de insectos se
recuperaron de 58 (10.5%) de las 551 muestras de suelo probadas.
Heterorhabditis se recuperó de un solo sitio, el resto de los aislados fueron de
Steinernema. Dos tipos de Steinernema se encontraron morfológicamente
distintos. Estos se identificaron como S. feltiae Filipjev, 1934 (= S. bibionis Bovien,
1937) y S. affinis Bovien, 1937 (18 muestras). Las muestras no produjeron más
26
que una especie de nematodo parásito de insectos. La asociación entre la
frecuencia de recuperación de nematodos, fue altamente significativa (P < 0.001).
Estos se presentan dos veces en muchas muestras de suelos arenosos o
turbosos, así como arcillosos o franco arcilloso. Sin embargo, la diferencia entre
los grupos de textura del suelo no fue significativa. Los nematodos se presentaron
en un amplio rango de hábitats, incluyendo tierras de cultivos, césped (pastos,
orillas de camino) y bosques. Las dos especies de Steinernema difieren un poco
en su representación en diferentes hábitats. S. affinis se encontró en pastizales y
tierras cultivadas, pero no en suelos de bosques. S. feltiae se recuperó de todos
los hábitats, y la frecuencia de recuperación en bosques y tierras cultivadas, fue
dos veces más que en pastizales. Sin embargo, no se muestra asociación a P <
0.05 entre el hábitat y la existencia de nematodos, cuando cada especie fue
probada separadamente o juntas. También fueron menos probables para ser
recuperados en mayo-junio que en otro tiempo del año.
Downes y Griffin (1991) recuperan heterorhabditidos para entender su
existencia dentro de las islas de Irlanda y Escocia. Dentro de las islas
Heterorhabditis no fue detectado en ninguno de los 31 sitios muestreados, pero
fue recuperado de 18 (a 13.7%) de los 131 sitios costeros. El género fue presente
en 2 (3.9%) de los 51 sitios muestreados en Escocia. La existencia de
Steinernema el cual fue frecuentemente presente, no se recuperó en esta
inspección. Todos los sitios de los cuales Heterorhabditis fue recuperado a pocos
metros bajo el nivel del mar, fueron predominantemente en cualquier sistema de
dunas o en prados cercanos usados para pastos o recreación. Los únicos suelos
muestreados en la presente inspección, fueron suelos de arena de las costas. El
contenido de materia orgánica fluctuó de 3 a 7%, y el pH de 4.6 a 8.1.
Figueroa et al., (1991) determinan la presencia de nematodos
entomopatógenos en muestras de suelo en pastos, bosques y tierras cultivadas en
10 áreas geográficas de 84 localidades de Puerto Rico. Los nematodos se
encontraron muy frecuentemente en muestras del área húmeda del este de Puerto
Rico. El pH del suelo promedió de 4.8 a 9.2; la materia orgánica de 0.15 a 15.20%;
27
la elevación sobre el nivel del mar a 705 m; y la precipitación de 24 a 180 cm/año.
Los nematodos no fueron recuperados de muestras de suelo en la región seca de
la isla. Aparentemente, esta no es común o abundante desde el sureste al noreste
de Puerto Rico. En esta región la mayoría de los suelos fueron de limoneros
cultivados, moderada o fuertemente permeables o porosos. Los nematodos se
encontraron en cultivos de hortalizas, caña de azúcar, frutales y árboles forestales.
Glazer et al., (1991c) realizan una inspección en el desierto de Negev,
Israel. Nematodos entomopatógenos se aislaron bajo la sombra de albaricoque.
Este hábitat es caracterizado por suelo de humedad continua (18/22 w/w), debido
al sistema de riego. Subsecuentemente, las muestras de suelo se tomaron de 3
sitios adicionales en el noreste del desierto Negev. En estos 3 sitios las muestras
se tomaron bajo la sombra de huertos de árboles regados artificialmente (cítricos
en Gevulot y Ze’elim, y pera en Retamin), así como de 3 o 4 hábitats naturales
(por ejmplo: orillas de camino, vegetación natural) a una distancia de 50-100 m de
los huertos. Poblaciones nuevas de nematodos entomopatógenos se recuperaron
de las muestras tomadas de cada huerto, y ninguna de los hábitats naturales.
Todas las nuevas poblaciones aisladas se identificaron como heterorhabditidos.
Los sitios se caracterizan por suelos de arena y húmedos (18-24 w/w).
Hara et al., (1991) reportan la existencia de poblaciones naturales de
nematodos entomopatógenos en las Islas Hawaii. Un total de 351 muestras se
colectaron de las 6 mayores islas; 24 sitios 6.8% fueron positivos para los
nematodos entomopatógenos; de estos 22 sitios 6.3% fueron positivos para 22
Heterorhabditis sp. y solo dos aislados de Steinernema sp. Los heterorhabditidos
fueron altamente correlacionados con las playas del océano, donde 15.8% (21 de
133 muestras de suelo) fueron positivas para nematodos heterorhabditidos.
Además, 95.5% de las muestras positivas a Heterorhabditis sp., contenían granos
de arena, coral y concha, con pH moderadamente alcalino (8.0) y contenido
orgánico (12%). Los 22 sitios positivos tienen una precipitación media anual de
90.0 ± 9.4 cm y fluctúa de 32.3 a 216.1 cm. Los steinernematidos aislados
provienen de áreas dentro de la isla, en suelos limosos arcillosos y franco limoso,
28
con alto contenido orgánico (15-35%). Tiene una temperatura del suelo, contenido
de materia orgánica y salinidad, dentro del rango de aquel Heterorhabditis sp.,
encontrado en la muestra positiva, pero el pH fue neutro a ácido y una
precipitación media anual de 45.2 y 68.1 cm.
Zang et al., (1992) examinan la existencia de nematodos entomopatógenos
en diferentes tipos de suelo y hábitats en el área de Beijing China. Cinco especies
de Steinernema y seis de Heterorhabditis fueron obtenidas, sumados para un
13.1% de incidencia de nematodos en las muestras. La tasa de incidencia en los
suelos se encontró influenciada por el tipo de suelo y hábitat. En suelos de
huertas, jardines de hortalizas, campos de cereales y tierras no cultivadas, fue de
28.2, 10.5, 7.7 y 12.2%, respectivamente; mientras que en aquellos suelos de
poca arena, franco arenoso, medio franco y franco alto, fueron 20.8, 15.1, 12.2 y
5.4%, respectivamente.
Boag et al., (1992) reportan la distribución y persistencia de nematodos
entomopatógenos en Escocia. De un total de 1014 muestras examinadas, solo se
encontraron en 22 (2.2%) y todos los nematodos recuperados e identificados
pertenecen a una sola especie, Steinernema feltiae. La presencia de las muestras
positivas dentro de los 5 mayores tipos de vegetación, indica que S. feltiae a
menudo fue encontrado más en prados permanentes que en tierras arables,
bosques de coníferas o bosques deciduos, en cambio no fue recuperado ninguno
de arbustos o tierras cultivadas. También se encontró en 25 de las 256 muestras,
una presencia de 9.77%. Estas tienen una correlación significativa entre el número
de G. mellonella cebadas muertas y los números de juveniles recuperados
(Coeficiente de correlación r= 0.92; GL= 3; P < 0.05), indicando que tiene una
distribución muy agregada.
Mrácek y Webster (1993) examinan muestras de suelo de 125 sitios de 87
localidades al Oeste de Canadá. Los nematodos entomopatógenos se
recuperaron de 25 sitios (20% del total) en 21 localidades; 18 sitios (14.4%) fueron
positivos para la existencia de steinernematidos y 7 sitios (5.6%) para
heterorhabditidos. Los steinernematidos se identificaron como Steinernema feltiae,
29
y otros pertenecen al menos a 2 especies. Todos los aislados de heterorhabditidos
se identificaron como Heterorhabditis megidis, presente solo en la región seca y
caliente, en una huerta frutícola. Los steinernematidos se recuperaron de bosques
de coníferas, bosques de hoja ancha y matorral espinoso, huertos y campos de
granos. La mayoría de los nematodos existen en los sitios donde el impacto
humano sobre la naturaleza ha sido substancial (tierras cultivadas, orillas de
camino) grandes áreas de bosques o regiones adyacentes a estas con diverso
impacto. También en aquellos sitios con daños visibles en el follaje de insectos
plaga, y en donde ocurre una parte de su ciclo de vida en el suelo (larvas de
escarabajos, gusano de alambre, larvas de palomillas, etc.). Los nematodos se
recuperaron de Abril a Septiembre, y esta fue una tendencia para más sitios que
fueron positivos a nematodos, en el inicio del verano (Abril-Julio) que al final del
verano (Agosto-Septiembre).
Rueda et al., (1993) investigan la existencia natural de nematodos
entomopatógenos en viveros en Tennessee EEUU. De un total de 113 muestras
de suelo, Heterorhabditis bacteriophora fue el único heterorhabditido recuperado,
presente en un 15% (17 de 113) de muestras de suelo de semilleros. Steinernema
carpocapsae el único steinernematido recuperado, también existió en el 15% de
las muestras. H. bacteriophora y S. carpocapsae se encontraron en muestras de
suelo de la mayoría de los sitios inspeccionados de los viveros. La relación entre
las especies de plantas de los semilleros y la frecuencia de recuperación de
nematodos, fue significativa (P < 0.05). En las muestras de suelo positivas para H.
bacteriophora, la materia orgánica promedio 2.1-2.6%; el pH, 5.6-6.2; el contenido
de humedad, 10.8-15.7% y la temperatura del suelo al momento del muestreo,
21.5-26.9oC. Mientras que en las muestras de suelo positivas para S.
carpocapsae, la materia orgánica promedio 1.8-2.5%; pH, 5.6-6.1; contenido de
humedad, 8.4-15.9% y la temperatura del suelo al momento del muestreo, 23.3-
26.4oC. Heterorhabditis bacteriophora se recuperó más frecuentemente de suelos
limo-arenosos (59%), seguido por franco limoso (18%). Mientras que S.
carpocapsae existe más frecuentemente en franco limoso (35%), seguido por
30
franco arcilloso (29%) y franco arenoso (29%). La relación entre la textura del
suelo y la incidencia de recuperación de H. bacteriophora y S. carpocapsae no fue
significativa para cada especie individual o juntas.
Yoshida (1993) reporta la distribución de nematodos entomofílicos en 17
regiones de Japón. Aproximadamente 500 muestras de suelo de 135 sitios fueron
procesadas; nueve sitios en seis regiones fueron aislados steinernematidos,
mientras que los heterorhabditidos en ocho sitios de cinco regiones. Los
steinernematidos están ampliamente distribuidos por todo Japón. Los
heterorhabditidos se localizan en áreas subtropicales y de clima templado a través
de la costa del Pacífico. Los nematodos se encontraron en bosques (14 sitios) y
pastizales (2 sitios), pero no campos labrados. Estos son detectados más
frecuentemente de suelos arenosos y francos (15 sitios) que en los arcillosos (un
sitio).
Amarasinghe y Hominick (1993) inspeccionan la existencia de nematodos
entomopatógenos endémicos adaptados climáticamente en Sri Lanka. Especies
de Steinernema y Heterorhabditis se recuperaron de suelos arenosos del área
costera del Sureste, dentro de 5-100 m del océano. En la zona seca no dieron
positivo a nematodos. Este es el primer reporte de heterorhabditidos y
steinernematidos de la costa tropical. Entre los 33 sitios positivos a lo largo de la
costa, se encontraron dos tipos genéticos de Heterorhabditis y dos de
Steinernema. De todos los sitios positivos, cuatro produjeron simultáneamente
heterorhabditidos y steinernematidos, pero nunca en el mismo hospedero. De los
38 aislados, 17 fueron steinernematidos y 21 de heterorhabditidos. La vegetación
asociada en todos los sitios positivos a lo largo de la costa, fue coco Cocos
nucifera (L.), camote Ipomoea sp., y pasto común. El pH tiene un rango de 7.8-8.9.
El análisis de la textura del suelo muestra que la prevalencia de los nematodos en
suelos arenosos, franco arena, arena franco y franco, fue de 70.4, 18.5, 11.1 y
0.0%, respectivamente. La temperatura tomada al momento de los muestreos fue
de 30oC o más alta.
31
Pollit et al., (1993) descubren en un campo de fresa en Scheleswing-
Holstein, Alemania un alto nivel de infección natural con una población nativa del
nematodo entomopatógeno Steinernema feltiae sobre larvas del picudo Phyllobius
urticae (De Geer, 1775) (Curculionidae). Este nematodo fue encontrado en
Septiembre de 1992, en un 16.2% de los insectos (n= 179) colectados. También
fue el principal factor de mortalidad en Octubre, aunque las temperaturas del suelo
tenían humedad debajo de los 12oC después de Octubre.
deAgüera y Gabarra (1994) reportan la existencia de nematodos
entomopatógenos en Cabrils, Catalogne, España. Dos poblaciones de larvas
infectivas fueron encontradas, Steinernema glaseri y Heterorhabditis
bacteriophora. La presencia de S. glaseri es reportada por primera vez en la
región Paleártica, fuera de las regiones Nearticas y Neotropicales. Ambos
nematodos se probaron contra Frankliniella occidentalis (Hook) y Trialeuroides
vaporarium (Westwood) y H. bacteriophora es más agresiva que S. glaseri.
Stuart y Gaugler (1994) investigan la distribución y abundancia de
nematodos entomopatógenos a lo largo de transectos en diversas localidades de
Nueva Jersey, EEUU. Estos se recuperaron de 12 de los 13 sitios (92.3%) y en 72
de 600 muestras de suelo (12.0%). Los heterorhabditidos (probablemente H.
bacteriophora) fue el más común y abundante. Mientras que los steinernematidos
fueron los menos frecuentes, con S. glaseri, S. feltiae y S. carpocapsae.
Totalmente, los heterorhabditido fueron igualmente abundantes en hábitats de
pastos, malezas y árboles dispersos, de estos las malezas producen
significativamente más muestras positivas que las áreas de pastos, pero menores
en bosques cerrados de sombra. En un solo sitio (13) de dos transectos paralelos
recorridos a través de césped en orillas de caminos y en un barbecho de malezas
en un campo de maíz, produjeron aproximadamente una tercio de todas las
muestras positivas de heterorhabditidos, con 19 de 40 muestras que dieron
positivas.
Amarashinge et al., (1994) documentan la presencia y distribución de
nematodos entomopatógenos en suelos de Sri Lanka. Las muestras colectadas de
32
diferentes regiones agroecológicas (plantaciones de té, pastizales) y diversos tipos
de hábitat (bosques naturales) cercanos a las plantaciones de té; revelan que la
presencia de nematodos fue restringida a suelos arenosos costeros (franco arcillo
arenosos, franco arenosos, franco arcillosos y franco). El pH de estos suelos fue
de un rango de 3.5-5.1. Dos Heterorhabditis y tres Steinernema se descubrieron
dentro de 5-100 m del mar. Los miembros de ambas familias fueron igualmente
prevalecientes, siendo el primer reporte de ambos nematodos en un área costera
en los trópicos. Estos nematodo están presentes a altas temperaturas (algunos
arriba de los 30oC), y ninguna lluvia monzónica o la sequía tiene efecto sobre su
presencia.
Liu y Berry (1995a) determinan la distribución natural de nematodos
entomopatógenos adaptados en suelos de Oregon. Los nematodos se
recuperaron de 11.8% de las muestras probadas (30/255), representando el
27.1% de los 14 sitios muestreados, y de regiones geográficas del estado.
Heterorhabditis spp. fue recuperado de 24 muestras de suelo de 10 sitios, y
Steinernema spp. se recuperó en siete muestras de suelo de cinco sitios. La
asociación entre las regiones geográficas y la frecuencia de recuperación de estos
nematodos, fue altamente significativa, siendo más alta en la región costera. Los
nematodos se presentaron en un amplio rango de hábitat, incluyendo las playas,
bosques, césped, maíz y trigo. La asociación entre el hábitat y la frecuencia de
recuperación de nematodos, fue altamente significativa. Los nematodos se
recuperaron frecuentemente más de las playas. La diferencia entre la textura del
suelo y la frecuencia de recuperación de los nematodos, también fue altamente
significativa. Los nematodos se recuperaron en un 21% (29/138) de las muestras
de suelo arenoso, y en un 0.1% (1/100) de las muestras de suelo franco arenoso.
La mitad de las muestras de suelo en las cuales los nematodos se recuperaron de
humedad media. También dos muestras de nematodos se recuperaron de suelo
seco. Aproximadamente el 75% de las muestras de suelo colectadas de la región
costera, fueron positivas para especies de Heterorhabditis y Steinernema, se
recuperó solamente de una muestra tomada en la región costera, pero se
33
recuperó de seis muestras de suelo obtenidas en otras regiones geográficas. La
asociación entre los géneros de nematodos y las regiones geográficas fue
significativa.
Choo et al., (1995) determinan la existencia de nematodos
entomopatógenos en la República de Corea. De un total de 499 muestras, 23
(4.6%) fueron positivas con 19 (3.8%) contenían Steinernema y cuatro (0.8%)
Heterorhabditis. Con base a morfometría, los aislados de Heterorhabditis se
identificaron como H. bacteriophora. Los steinernematidos fueron identificados
como S. carpocapsae, S. intermedia, S. glaseri y S. feltiae. Las muestras positivas
de los sitios de cada hábitat incluyeron 15 de 415 (3.6%) de bosques; una de 27
(3.7%) de pastizales incluyendo parques y campos de golf; tres de 24 (12.5%) de
campos agrícolas, dos de 16 (12.5%) a lo largo de áreas ribereñas, y dos de 17
(11.8%) cerca de las playas del mar. Los dos aislados de Heterorhabditis se
colectaron de áreas ribereñas, uno se colectó en un campo de cacahuate
adyacente a un área ribereña, y otro de un bosque. Catorce de los sitios positivos
a Steinernema se aislaron de hábitat de bosques de coníferas, deciduos o en
recrecimiento; dos se aislaron cerca de las playas del mar, con un aislado de una
área de pastizales y una entre árboles de pino negro; dos se aislaron de campos
agrícolas, con uno seguido del otro en malezas; y uno fue de pastos en un campo
de golf. Solo se encontró una infección natural de insectos en cadáveres de larvas
un gusano de escarabajo desconocido, probablemente Adoretus sp., infectado
como un steinernematido.
Hominick et al., (1995) comparan la biodiversidad, variabilidad geográfica y
el hábitat específico de nematodos entomopatógenos en dos inspecciones en el
Reino Unido (UK) y una en los Países Bajos (Holanda). La presencia promedio de
los nematodos steinernematidos en las tres inspecciones. Fue marcadamente
similar. Sin embargo, en el caso de la presencia de los heterorhabditidos, varió
grandemente. En la primera inspección de UK que excluyó sitios costeros,
produjeron solamente un heterorhabditido (0.25%). Mientras que en la segunda
fueron restringidos en dos sitios de áreas arenosas costeras (1.27%). En la
34
inspección de Holanda, la cual involucró tierra adentro, más que sitios costeros,
produjeron heterorhabditidos en 13 sitios (13%). La distribución de los nematodos
en Países Bajos así como en Reino Unido, no fue restringida a un área geográfica
particular tierra adentro. Un total de ocho especies de steinernematidos y dos
heterorhabditidos fueron aislados. Steinernema feltiae fue el más común de las
tres inspecciones, con su prevalencia promediando de 31.9% a 5.73% del total de
nematodos aislados. Steinernema affinis fue el más común en la segunda
inspección de UK. El nematodo heterorhabditido aislado produjo patrones
idénticos al aislado original de Heterorhabditis megidis. S. feltiae fue encontrado
predominante en campos y márgenes, con un 80% de todos los aislados de esta
especie. Similarmente S. affinis fue encontrado principalmente en estos dos
hábitats (86% de todos los aislados), pero 73% de todos los miembros de esta
especie, fueron encontrados en margenes.
Stock (1995) aísla e identifica poblaciones autóctonas de nematodos
entomopatógenos en la región Pampera de Argentina. Un total de 310 muestras
de suelo fueron extraídas de 14 localidades. Nematodos pertenecientes a la
familia Steinernematidae (Steinernema feltiae, S. carpocapsae y S. scapterisci)
fueron hallados en 65.9% de las muestras positivas, mientras que el 34.1%
restante estuvo representado por nematodos de la familia Heterorhabdtidae
(Heterorhabditis bacteriophora y H. argentinensis). Suelos francos produjeron
poblaciones de nematodos en 19 ocasiones, y en franco arenoso en 22 ocasiones.
No se encontraron nematodos en suelos arcillosos. Sobre un total de 264 insectos
colectados, 27 de estos fueron recuperados parasitados naturalmente por
steinernematidos y heterorhabditidos, estos fueron el picudo de la alfalfa (Orden:
Curculionidae), gusanos blancos (Coleoptera: Scarabaeidae) y ninfas del grillo
topo (Orthoptera: Gryllotalpidae).
García y Palomo (1996) determinan la existencia natural de nematodos
entomopatógenos en el área Mediterránea de España. Estos se recuperaron de 35
sitios (23.3%); 33 sitios (94%) fueron positivos para steinernematidos y los otros
dos sitios (5.7%) para heterorhabditidos. Cinco tipos de Steinernema
35
morfológicamente distintos fueron identificados como S. feltiae (69.5% de los
steinernematidos encontrados), S. carpocapsae (11.1%), S. affinis (2.8%).
También otros dos tipos pertenecen al menos a 2 especies diferentes. Solamente
en dos muestras fueron más de una especie de nematodos recuperados, y en
ambos casos las dos especies fueron S. feltiae y S. carpocapsae. Todos los
heterorhabditidos aislados se identificaron como Heterorhaditis bacteriophora.
Esta inspección no muestra diferencias significativas sobre la existencia de
nematodos en la primavera (22.2% del total de los sitios) y en el otoño (25%). Los
nematodos se presentaron en 3 hábitats muestreados; campos cultivados (28.2%),
bosques (16.3%) y pastos (23.3%). También se presentaron en muestras de suelo
localizadas entre 0 a 2,000 m de elevación, aunque no fueron observadas
diferencias significativas. Analizando las relaciones entre la existencia de
nematodos con la temperatura del aire y la precipitación pluvial, no se encontraron
que tengan algún efecto significativo estadísticamente. Sin embargo, los
nematodos se encontraron más comunes en sitios con temperatura media anual
bajas (6-8oC) y en precipitación media anual alta (1000-1100 mm).
Miduturi et al., (1996) reportan la existencia natural de nematodos
entomopatógenos en Bélgica. Sesenta aislados de diferentes hábitats fueron
recuperados. Estos muestran caracteres consistentes con las descripciones de
Steinernema sp y Heterorhabditis sp. Dentro de las poblaciones pertenecientes al
género Steinernema, 10 se encontraron comparables con S. feltiae; S. affinis y
Steinernema spp. B3. El aislado de Heterorhabditis tiene las medidas descritas de
H. megidis; aunque, son más pequeños que la descripción original. Los
nematodos entomopatógenos se recuperaron de 16 (12.3%) de las muestras de
suelo. Heterorhabditis fue recuperado solo de un sitio, el resto de los aislados
fueron Steinernema spp. Los nematodos entomopatógenos se aislaron de 50%,
18.8% a 12.3% de las muestras tomadas en dunas de arena, pastizales y bosques
respectivamente. S. feltiae y S. affinis fueron aislados de estos tres hábitats. El
Heterorhabditis sp. fue aislado de un sitio de pastizales. S. feltiae A1 fue más
común en suelos arenoso franco, con un amplio rango de contenido de materia
36
orgánica (1.2-8.4%). S. affinis fue aislado en arenoso franco a franco arenoso con
un contenido de materia orgánica (4.2-5.3%). Heterorhabditis sp. (tipo NWE) y
Steinernema especie B3 fueron aislados de suelos franco arenoso, con un
contenido de materia orgánica de 5.6% y 7.5%, respectivamente. Los suelos de
los sitios positivos muestreados fueron en el rango de pH de 4.0-8.1. S. feltiae y la
especie B3 fueron aisladas de suelos ácidos y neutros (pH 4.2-7.1), S. affinis se
encontró en suelos neutros y alcalinos (pH 6.5-8.1). El Heterorhabditis se presentó
en suelo casi neutro (pH 6.8).
Steiner (1996) investiga la distribución de nematodos entomopatógenos en
las regiones alpinas de Suiza. Las siguientes especies de nematodos
entomopatógenos fueron identificadas: Steinernema affinis, S. feltiae, S.
intermedia, S. kraussei, Steinernema sp. (una especie cercana a S. intermedia) y
Heterorhabditis sp. Las últimas dos especies solamente fueron encontradas una
vez. En general, estos son muy comunes en el rango montañoso. Steinernema
kraussei fue claramente la especie más frecuente (representando el 52% de 67
aislados identificados), y restringido a las regiones alpinas, mientras que S. affinis,
S. feltiae y S. intermedia están ampliamente distribuidas. El porcentaje total de las
muestras de suelo que produjeron nematodos entomopatógenos, fue de 27% (128
aislados en 473 muestras), encontrados en altitudes entre los 490 y 2,530 msnm
(S. affinis y S. kraussei respectivamente), y la mayoría de los aislados se
recuperaron en altitudes entre los 1,500 y 2,100 m. Además, S. kraussei parece
tener una especificidad para algunos tipos de vegetación. Esta fue excesivamente
frecuente en las hierbas alerces alpinas y en bosques. Solamente un aislado de S.
intermedia y S. feltiae fue recuperado en suelos de bosques, aunque parecen
preferir hábitats de pastizales. Similarmente, S. affinis, Heterorhabditis sp. y
Steinernema sp., fueron confinados a hábitats de pastizales. Los valores de pH y
las desvacions de este parámetro fueron para S. feltiae (6.4 ± 1.2), S. intermedia
(6.2 ± 0.7), S. affinis (6.9 ± 0.4), Heterorhabditis sp. (6.5) y Steinernema sp. (7.8).
Chlander et al., (1997) describen la abundancia y diversidad de especies de
hongos y nematodos entomopatógenos en suelos del UK. En el estudio principal
37
70 aislados de nematodos (4.3%) fueron obtenidos de tres especies. Seis aislados
de Steinernema feltiae A1 fueron aislados de 400 muestras de suelo (1.5% de
existencia), 7 aislados de Steinernema sp. tipo RFLP C1 (1.8% de existencia) y 4
de S. feltiae tipo RFLP A2 (1.0%). Estas diferentes no fueron significativas en la
existencia de nematodos en las muestras colectadas de arbustos (8.0%) y
bosques (5.5%). Los nematodos no fueron aislados de los campos de cebada,
fueron aislados significativamente más de muestras de suelo de arbustos y
bosques, que de campos de cebada.
Miduturi et al., (1997a) señalan la distribución natural de poblaciones
nativas de nematodos entomopatógenos en suelos de Bélgica. Con base a la
identificación morfométrica, permitieron identificar al nivel de especie a 20 de los
21 aislados como Steinernema spp. y una población de Heterorhabditis sp. Los
nematodos entomopatógenos fueron aislados de 21 (8.5%) de las 248 muestras
de suelo colectadas. Los nematodos se recuperaron de 38.1%, 28.5%, 23.8% y
9.6% de las muestras tomadas en bosques, orillas de camino, campos cultivados y
pastizales respectivamente. Steinernema feltiae tipo A1, fue recuperado de todos
los hábitats, excepto de orillas de camino, mientras que S. affinis no se encontró
en campos cultivados. Steinernema sp. B3 fue recuperado de campos cultivados y
orillas de camino, mientras que H. megidis se detectó en un pastizal.
Los suelos arenosos a franco arenoso con un amplio rango de contenido de
materia orgánica (3.1-35.0%) fueron asociados con S. feltiae, mientras que S.
affinis fue asociado con arena y franco arcilloso arenoso, con un contenido de
materia orgánica (6.0-27.8%). H. megidis (tipo NWE) fue aislado en suelo franco
arenoso con un contenido de materia orgánica de 5.6%, mientras que la especie
B3 fue asociada con suelos francos con un contenido de materia orgánica de
7.5%. Todos los aislados se encontraron en suelos con un rango de pH de 3.6-7.8.
Sin embargo, la mayoría de las poblaciones de S. feltiae fueron aisladas de suelos
ácidos.
Miduturi et al., (1997b) estudian la distribución de Steinernema feltiae y
Heterorhabditis megidis en un hábitat de pastizales en Bélgica. Los resultados
38
indican una distribución agregada para ambas especies. Ninguna de las muestras
(106) contenía poblaciones mezcladas de nematodos entomopatógenos. La
fracción de arena y el contenido de materia orgánica no siempre influyeron en su
distribución. El mayor número de S. feltiae fue detectada en muestras con una
fracción de arena más del 90%. El área en la cual H. megidis algunas veces fue
detectada, limitada y tenía una fracción de arena más del 94%. La cantidad de S.
feltiae fue influenciada negativamente por un alto contenido de materia orgánica.
Yoshida et al., (1998) colectan nematodos entomopatógenos nativos de
Japón. Un total de 1416 muestras de 266 sitios, fueron obtendidas en cinco
regiones climáticas, las muestras positivas representan el 10.0% del número total
de las muestras de suelo (142). En 62 y 24 sitios fueron detectados 120
steinernematidos y 29 heterorhabditidos. Por medio de morfología y/o análisis
RFLP, fueron reconocidas ocho especies de steinernematidos: siete especies sin
describir y Steinerema kushidai. La distribución de los steinernematidos fue muy
amplia, extendiéndose de sitios de playas a sitios tierra adentro y de regiones
subtropicales a templadas frías, mientras que la mayoría de los heterorhabditidos
existen en el área costera de la región caliente; donde cada especie tiene una
incidencia y diversidad característica: tres con una distribución amplia y común,
una costera, una subtropical y tres con una mayor presencia en las montañas. En
contraste, los heterorhabditis fueron identificados como Heterorhabditis indica y H.
megidis. La primera fue ampliamente encontrada de la región costera del
subtropico a la zona caliente templada, mientras que la última fue encontrada
principalmente en la parte oriental de la región costera caliente templada. La
distribución vertical de los steinernematidos se extendió desde las playas a
montañas cerca de los 1,400 msnm. S. kushidai y H. megidis fueron aislados de
bosques. Aunque en la mayoría de los sitios positivos muestreados, solamente
una especie de nematodo fue recuperada una vez, algunas especies existieron
simpátricamente en 14 sitios muestreados, y los steinernematidos y
heterorhabditidos fueron aislados de la misma muestra de suelo en seis de estos
14 sitios.
39
Constant et al., (1998) identifican nematodos entomopatógenos nativos del
área Caribeña, particularmente de las Islas Guadalupe. De 538 sitos muestreados,
35 fueron positivos. De estos sitios, 34 produjeron el género Heterorhabditis (97%)
mientras que solamente un sitio produjo Steinernema (3%). Dos especies distintas
de Heterorhabditis fueron encontradas: H. indica (88%) y H. bacteriophora (12%).
Un Steinernema probablemente fue una nueva especie, la cual es estudiada. Los
nematodos existen en la costa (91.4%), tierras bajas del trópico (5.7%) y en las
áreas tropicales de altitud media (2.9%). Los nematodos fueron más frecuentes en
pH 8.0-9.3, los cuales corresponden a hábitats de playa de arena calcárea. En
baja elevación (vertisol; pH 6.5-7.2), fueron encontrados dos aislados de H. indica
en pastos. Mientras que en elevación media (bosque; pH 5.5) la especie fue
identificada como H. bacteriophora, así como en dos muestras de tierras
cultivadas.
Stock et al., (1999) inspeccionan la diversidad de nematodos
entomopatógenos en 30 hábitat no disturbados de 10 regiones geográficas de
California, EEUU. Los steinernematidos comprenden el 80% y los heterorhabitidos
el 20% de los nematodos recuperados. Los aislados fueron identificados como
Steinernema carpocapsae, S. feltiae, S. kraussei, S. longicaudatus, S.
oregonensis, Heterorhabditis marelatus y H. bacteriophora. Entre los
steinernematidos, S. kraussei fue el más abundante (32.8% del total de las
muestras positivas) y ampliamente distribuida, y junto con S. feltiae fueron los más
comunes, generalmente existiendo en suelos ácidos con alto contenido de materia
orgánica. S. oregonense y S. longicaudum fueron aislados de valles y montañas.
Entre los heterorhabditidos, H. bacteriophora fue recuperado a lo largo de la costa
del Sureste, mientras que H. marelatus fue recuperado a lo largo de la costa
Noreste de California. Los steinernematidos fueron recuperados de bosques de
coníferas, de roble y pastizales, mientras que los heterorhabditidos de las costas
pantanosas. No se recuperaron nematodos de las muestras de suelo colectadas
en las regiones desérticas. En términos de diversidad de especies, los bosques de
coníferas y roble, 33.8% y 33.8%, respectivamente; fueron los hábitats más ricos,
40
produjeron cuatro de cinco especies de los Steinernema recuperados. Los
siguientes fueron las costas pantanosas (23.9%) donde dos especies de
Heterorhabditis (H. marelatus y H. bacteriophora) y un steinernematido (S. feltiae)
fue recuperado. Los bosques de roble fueron caracterizados por la presencia de S.
kraussei y S. carpocapsae y en pastizales por S. kraussei y S. feltiae. En términos
de recuperación el más notable fue el bosque de roble, en el cual el 100% de los
sitios muestreados fueron positivos en todas las regiones. En general, los
steinernematidos fueron encontrados en suelos franco-arenosos, que se
presentaron en un suelo de pH ácido (5.0) a neutro. El contenido de materia
orgánica de las muestras de suelo positivos-nematodos, varió de 2.4% a 7.1%.
Mientras para las especies de Heterorhabditis, H. bacteriophora fue recuperado de
suelos franco-arenoso, con un pH que fueron un rango de ligeramente ácido a
ligeramente alcalino (6.3-7.1). El contenido de materia orgánica de estos suelos,
fue el menos recuperado de todas las muestras de suelo positivas. Los tipos de
suelo donde H. marelatus fue encontrado, fluctuaron de franco a franco-arenoso.
El pH de los suelos fue similar para aquellos de H. bacteriophora (6.3-7.2). El
contenido de materia orgánica de estos suelos, fue tan ligera como en aquellos de
H. bacteriophora (2.1-3.9% contra 1.1-1.2%).
Mrácek et al., (1999) evalúan la presencia de nematodos entomopatógenos
en el territorio de la República Checa. De las 342 muestras estudiadas, 184
(53.8%) fueron positivas, solamente un sitio muestreado fue habitado por un
nematodo heterorhabditido, el cual fue identificado como H. megidis. Todos los
otros nematodos aislados pertenecen a 6 especies de Steinernema. De estas las
más frecuentes fueron S. kraussei (19.8% prevalece en hábitat de árboles) y S.
feltiae (35.9% en campos y hábitat de árboles), mientras que S. intermedia, S.
affine (4.3%), S. bicornutum (2.2%) y Steinernema sp. perteneciente al grupo
“glaseri” (0.5%) fueron raros. Las últimas cuatro especies son nuevos reportes de
la fauna de la República Checa. El 34.3% pertenece a especies no determinadas.
Los nematodos presentan una distribución omnipresente en los ecosistemas
naturales, subecosistemas y hábitats. Estos se encontraron más frecuentes en
41
árboles frutales (orillas de camino y huertas), en hábitat probable-virgen, bosques
y hábitat de bosques deciduos, fueron más del 50% de los sitios muestreados,
contenían nematodos entomopatógenos. En los hábitats deciduos fueron más
prevalecientes en bosques de álamo y lima y de aliso, abedul y bosques de roble
viejo. Los nematodos fueron escasos en los hábitats agrícolas, donde la existencia
excede el 50% solamente en los campos de maíz y bosques florecidos. La
prevalencia de los nematodos fue más significativamente en los suelos ligeros. De
205 sitios muestreados con insectos de abundancia severa o moderada, el 66.5%
fueron positivos para nematodos, mientras en aquellos con ligera incidencia o no
visible (40 sitios muestreados), solamente el 15% contiene nematodos.
Griffin et al., (1999) reportan el aislamiento y caracterización de
Heterorhabditis spp. de Hungría, Estonia y Dinamarca. El género fue recuperado
en promedio de 33% de los sitios y en 16% de las muestras. Tres especies fueron
detectadas H. megidis tipo NWE en Dinamarca y Estonia; Heterorhabditis tipo Iris
en Dinamarca y Hungría, y H. bacteriophora (tipo HP88 perfil restringido) en
Hungría. En Estonia, Heterorhabditis tipo NWE fue detectado en praderas, áreas
de tierra de pastos recreativos, bosques de coniferas abiertos con extensos pastos
que protegen los márgenes de un campo de cereal. En Sjaelland (Dinamarca) los
tipos Iris y NWE de Heterorhabditis fueron aislados. La mayoría de los sitios de
recuperación fue en dunas o áreas de césped recreativas, a menudo con arbustos
(Rosa rugosa (Thumb.), Empetrum nigrum (L.) y brezo) y/o coníferas. Mientras
que el tipo NWE procede de trebol/hierbas en los márgenes de orillas de camino.
En Hungría, H. bacteriophora fue la especie tipo dominante, pero el tipo Iris fue
identificada en dos sitios en la región de Kecskemét (46%), que incluyen praderas,
pastos, un ladera herbácea con enebro, un campo de centeno asociado con
viñedos, un bosque a orilla de camino, y el banco de un lago seco alcalino. En el
área de Debrecen, solamente H. bacteriophora (21%) fue detectada. Los sitios en
esta región existen suelos pesados, franco arenoso o franco arcilloso arenoso más
bien que arenoso, a igual que todos sitios muestreados de los tres países. Los
42
hábitats positivos aquí fueron pastos, terreno desértico y en los márgenes de un
campo de maíz.
2.7. Los factores limitantes
Para el propósito de esta revisión sólo la zona radicular del suelo se
considera. Además de variado vertical y lateralmente, pueden las propiedades de
suelo que resultan de, o afectar, el crecimiento de la planta y el cambio de la
actividad biológica con las estaciones así como también sobre períodos más
cortos o más largos. Estas propiedades inestables incluyen los números y la
distribución de organismos de varias clases, la cantidad de descomposición de la
materia orgánica, la geometría del espacio del poro, la distribución del líquido y
fases gaseosas, el pH y la temperatura (Richardson y Grewal, 1994).
Si o no las fases infectivas de los ciclos de vida del nematodo serán
exitosas al encontrar a un hospedero favorable a parasitar depende casi
totalmente en cómo ellos son afectados por un rango de factores que limitan
potencialmente, muchos de estos son del ambiente y ligados al suelo. Los
nematodos son, por ejemplo, casi totalmente dependientes del agua para sus
actividades. Ellos no se pueden mover, alimentar, ni ponen huevos a menos que
halla la humedad suficiente en su ambiente. Muchas especies puede sobrevivir en
condiciones secas hasta cierto punto pero ellos están entonces quietos, un estado
de anhidrobiótico e incapaz de actividad (Richardson y Grewal, 1994).
Akhurst (1986) resumió un rango de factores que podrían afectar la
habilidad de los infectivos, siguiendo activamente los gradientes del bióxido de
carbono, para localizar a los hospederos. La humedad excesiva del suelo,
alcalinidad, desprendimiento de bióxido de carbono de la raíz y actividad
microbiana, el tamaño de poro del suelo, la compactación de suelo, la temperatura
y la disponibilidad de agua suelta estaban entre las consideraciones que se deben
reconocer que influyen potencialmente en la actividad del nematodo. Las
diferencias en el comportamiento del nematodo (Gaugler, 1988), no atracción de
los insectos a nematodos, resistencia del hospedero a la infección puede también
43
contribuir a la falta de éxito de algunos ensayos de campo (Choo et al., 1989).
Wallace (1965) advirtió del peligro inherente a atribuir la distribución de nematodo,
a la densidad, o a patogenicidad, a cualquiera de los factores. Se aclara que
muchos componentes del ambiente de suelo pueden combinar y actuar
recíprocamente para afectar las poblaciones de nematodos de entomopatógenos
(Cuadro 2).
Cuadro 2: Algunos factores que afectan la sobrevivencia y la infectivididad de
nematodos de entomopatógenos
Factores abióticos Factores bióticos
1. Suelo 1. Hospederos
Textura Insectos
Estructura Otros invertebrados
Humedad
Temperatura 2. Enemigos naturales y enfermedades
Aireción Patógenos microbianos
pH Depredadores
2. Plaguicidas 3. Raíces y la rizosfera
3. Topografía 4. Prácticas culturales
44
2.7.1. Factores de abióticos
2.7.1.1. La textura y la estructura del suelo
Ambos factores afectan el movimiento y la persistencia de nematodos como
la textura del suelo y tamaño de poro. Los nematodos son incapaces de moverse
entre partículas de suelo cuando los diámetros de poro son menos que el ancho
del cuerpo, así que su habilidad de la dispersión disminuye conforme los
porcentajes de limo y arcilla se incrementan en el suelo. Un suelo que contiene
más del 20% de arcilla puede restringir la migración de Steinernema (Ames y
Smart, 1989); en suelos arcillosos, aún en la presencia de un hospedero (Cuadro
3) no puede aumentar la dispersión del juvenil infectivo (Georgis y Poinar, 1983a y
b). Los nematodos entomopatógenos pueden emigrar horizontalmente y
verticalmente (Georgis y Poinar, 1983 a, b y c; Nguyen y Smart, 1990b, Schroeder
y Beavers, 1987). Heterorhabditis spp., exhibe una mayor movilidad que
Steinernema spp. (Georgis y Poinar, 1983a).
Las larvas infectivas de la mayoría de las especies de los rhabditidos
sobreviven menos en suelos de arena o arcilla que en aquellos suelos francos.
Poinar y Hom (1986) mostraron que los infectivos de S. carpocapsae permanecían
viables e infectivos por lo menos siete semanas después de la aplicación en el
surco de suelo franco en el campo. En pruebas de laboratorio se ha demostrado
las diferencias en la persistencia entre las especies de Steinernema en las
proporciones conocidas de arena, limo o arcilla. Kung et al., (1990a) demostraron
que S. carpocapsae sobrevivió más que S. glaseri en un suelo franco arenoso; en
arena, al contrario ambas especies sobreviven pobremente en suelos de
arcillosos.
45
Cuadro 3. Distribución vertical de Steinernema glaseri de cuatro tipos de suelo diferentes, 5 días después de la
colocación de 30,000 nematodos a una profundidad de 16 cm (Georgis y Poinar, 1983c).
% promedio de juveniles recuperados*
Profundidad (cm) Arena sílica pura Franco arenoso grueso Franco arcillo limoso Arcilloso
P A P A P A P A
0-4 1.4 a 0.6 h 1.1 a 0.3 h 0 0 0 0
4-8 2.9 ae 3.1 e 3.8 e 2.8 e 0.2 h 0 0 0
8-12 13.3 b 15.6 b 9.3 g 11.6 bg 6.7 ge 5.8 0 0
12-16 20.6 c 26.3 c 22.7 cd 30.1 d 84.3 j 81.6 j 100 k 100 k
16-20 31.1 d 33.7 d 34.6 d 28.9 b 6.4 12.3 0 0
20-24 18.6 b 14.5 b 17.5 b 19.8 ge 0.3 0.3 0 0
24-28 8.6 g 4.3 e 7.2 g 5.3 f 0.1 0 0 0
28-32 4.1 e 1.9 f 3.8 e 1.2 0 0 0 0
Media total de
nematodos
recuperados
26.82
27.08
27.31
24.69
27.52
23.91
25.73
27.99
* Medias seguidas por la misma letra no hay diferencias significativas al nivel del 5%.
P = Pupas de polilla de la cera (Galleria mellonella) presentes a 0.4 cm y 28-32 cm profundidad.
A = Pupas de polilla de la cera ausentes.
46
El diámetro de poro del suelo podría tener un efecto indirecto en la
sobrevivencia de nematodos entomopatógenos en suelos infestados con hongos
nematófagos. Jaffee et al., (1990) demostraron que las diferencias en las
proporciones de transmisión de conidias del hongo (Hirsutella rhossiliensis) a
juveniles del nematodo enquistado de la remolacha azucarera (Heterodera
schachtil) era atribuible a los efectos del diámetro de poro de suelo. Los
nematodos de diámetro pequeño, en poros grandes, evitan a la conidia más
rápidamente que los nematodos de diámetro mayor. Timper et al., (1991)
comentan sobre la aplicabilidad de estos hongos a nematodos steinernematidos
cuyas larvas infectivas de vida libre difieren substancialmente en tamaño, tales
como: (S. carpocapsae = 572 µm de largo X 26 µm de ancho; y S. glaseri = 1060
µm X 45 µm).
2.7.1.2. Humedad y la aireación del suelo
Los nematodos que habitan en el suelo necesitan un medio aeróbico y
acuático para sus actividades y el contenido de humedad del suelo, que puede
fluctuar ampliamente, es por lo tanto crítico (Simons, 1973).
Los métodos de la medición de la disminución de la humedad de suelo en
dos categorías generales (Kaya, 1990). El contenido de humedad se expresa
como gramos de agua por 100 gramos de suelo seco. El potencial del agua mide
las fuerzas que tiene el agua en el suelo. El contenido de humedad es más fácil de
determinar pero el potencial del agua tiene una mejor definición de la humedad de
suelo, que es como se describe la habilidad biológica del agua. Aunque la
humedad del suelo se considera el factor más importante que influye en la
sobrevivencia de los nematodos entomopatógenos, su impacto se ha examinado
raramente de otra manera que en ensayos de laboratorio
Es conocido que las larvas infectivas son capaces de sobrevivir a la
desecación por períodos relativamente largos. Por otro lado, más del 90% de S.
carpocapsae estaba todavía vivo en un 79.5% de humedad relativa (HR) después
de 12 días (Simons y Poinar, 1973). Esto corresponde a una medida del potencial
47
de la humedad (pF) de 5.5 y esta por debajo del punto de marchitamiento
permanente de las plantas. Aún después de cuatro días de exposición a 48.4% de
HR (pF 6.0), que corresponde a una suelo muy seco, más del 80 % de los
nematodos sobrevivió. La sobrevivencia del nematodo depende de la proporción
de desecación; la proporción más lenta (comienza de un ambiente saturado) la
más grande oportunidad para la sobrevivencia. Kamionek et al., (1974) informan
que ambas factores como la temperatura y la humedad del aire en la cual las
larvas de nematodos se colocan después del secado tiene un efecto importante en
el trascurso de la mortalidad de nematodos. La restauración de la actividad de los
nematodos a la desecación no disminuye necesariamente su patogenicidad ha
insectos hospederos (Simons y Poinar, 1973; Kamionek et al., 1974; Kung et al.,
1991).
La continuidad de las películas de agua a través de la masa del suelo es
afectada por la textura de suelo. Por ejemplo, en un nivel correspondiente al punto
que marchitamiento de las plantas, el contenido de la humedad de la arena fina
(0.3%) es bajo en comparación al franco arenoso (5%) y franco arcilloso (20%)
(Molyneux y Bedding, 1984). Aunque el área de la superficie de las partículas en el
franco arcilloso es 60 veces mayor que en un franco arenoso, su contenido de
humedad es sólo cuatro veces más grande. Esto indica una película mucho más
delgada de agua (la humedad / área de superficie) franco arcilloso, una
característica que tendería a inhibir al movimiento del nematodo. En la arena fina,
la partícula pequeña del área de superficie asociada con bajo contenido de
humedad produce esta película de agua casi ninguna en forma contínua. El franco
arenoso retiene suficiente humedad en potenciales bajos para proporcionar las
películas de agua contínuas para el movimiento del nematodo.
La aeriación del suelo es una fuente delgada situación que es gobernada
por niveles de consumo de oxígeno y producción de C02. El oxígeno es
reemplazado por la difusión de la atmósfera dentro de los poros del suelo; difusión
del bióxido de carbono de los poros del suelo a la atmósfera. Los gradientes de los
gases son establecidos por actividades biológicas y químicas en el suelo, y en la
48
proporción de difusión es controlada por las propiedades físicas (Rhichardson y
Grewal, 1994).
El movimiento del nematodo dentro de los suelos requiere poros llenos de
agua o películas de espesor suficiente y la continuidad para permitir la migración
(Wallace, 1958). Como se incrementa el contenido de humedad, los poros llenos
de aire disminuye el espacio. Esto limita las oportunidades para la respiración
aeróbica y para el establecimiento de gradientes continuos de bióxido de carbono
a que los nematodos pueden responder. La disponibilidad del oxígeno es un factor
limitante en suelos arcillosos, suelos llenos de agua, o suelos con alto contenido
orgánico.
Los niveles de parasitismo se incrementan cuando se presentan en suelos
arenosos, el potencial de la humedad es alto ya que refleja el nivel de aireación en
estos suelos (Molyneux y Bedding, 1984). Por ejemplo, en un potencial de 0.01
bares equivalentes de los contenidos de humedad de 14, 23, y 52% en la arena
fina, franco arenoso y franco arcilloso corresponde a la porosidad llena de aire de
20, 12 y 1 %, respectivamente. Cuando la difusión del oxígeno de la atmósfera en
la suelo varían directamente con la cantidad de aire en el suelo (Wallace, 1965),
cuando el contenido de arcilla aumenta disminuye el movimiento del nematodo y
afecta el parasitismo de insectos.
Gaugler et al., (1980) demostraron la orientación de los juveniles infectivos
de S. feltiae a los gradientes de C02. La localización de las larvas del insecto sería
menos efectiva en suelos cercanos a la saturación, o con una aireación pobre,
desde la difusión de C02 es 104 veces más rápida por aire que por agua.
Kung et al., (1990b) reportan que la sobrevivencia y patogenicidad de S.
carpocapsae y S. glaseri disminuyó como las concentraciones probadas de
oxígeno disminuyeron de 20% a 1%. Ellos concluyeron que los nematodos
steinernematidos proporcionarían inoculaciones pobres de control biológico en
áreas sujetas a frecuente inundación o irrigación excesiva. Las opiniones, en este
respeto, parecen diferir más fuerte. Georgis y Gaugler (1991) sugieren que el uso
49
efectivo de nematodos en el suelo puede ser restringido a sitios donde la irrigación
está disponible o a áreas geográficas con lluvias frecuentes.
2.7.1.3. La temperatura del suelo
La temperatura influye en proporción a las reservas alimenticias que son
utilizadas por los nematodos y afectan la sobrevivencia de larvas infectivas de
Steinernema y Heterorhabditis. El suelo libera su calor casi totalmente del sol y un
aumento pequeño en la temperatura que se presenta en suelo seco sujeto a la
misma entrada de calor en la superficie. El calor solar penetra más profundo en el
suelo mojado pero el aumento resultante en la temperatura es menos que en el
suelo seco. Las capas más profundas amortiguan más que la superficie, que
tiende a calentarse arriba y enfriarse hacia abajo junto con la atmósfera y bajo la
influencia de luz directa del sol (Richardson y Grewal, 1994).
Los nematodos aplicados en la superficie con los rocíos, si las condiciones
son favorables, intentan escapar de la radiación solar moviéndose dentro del
suelo. Su sensibilidad aguda a la radiación ultravieoleta (UV), a la luz del sol
natural (Gaugler y Boush, 1978), y a la radiación gamma (Gaugler y Boush,
1979a) restringen severamente su uso contra plagas del follaje aunque se ha
desarrollado materiales fotoprotectores para extender la persistencia del nematodo
(Gaugler y Boush, 1979b; Shapiro et al., 1985).
El rango de temperaturas sobre los nematodos a la que pueden sobrevivir,
infectar y reproducir varía entre cepas y especies. Los períodos cortos a
temperaturas extremas bajas no parecen ser catastróficas a las poblaciones de
nematodos como las temperaturas altas. Los ensayos donde se utilizaron juveniles
de S. carpocapsae enterrados en cilíndros con suelo esterilizado mostró que los
nematodos pueden sobrevivir a las temperaturas del invierno con rangos de 9
hasta 19 °C sin la pérdida de la infectividad (Fedorko, 1971).
La temperatura alta del suelo puede disminuir en forma rápida la
sobrevivencia del nematodo. Cuando los infectivos de S. feltiae se aplicaron en el
suelo en casas de Turquía y evaluado en muestras de suelo para la sobrevivencia
50
del nematodo, Geden y Axtell (1988) mostraron que ningún nematodo sobrevivió
más allá de dos semanas después que el tratamiento se mantuvo a una
temperatura mayor de 24°C. Los nematodos eran todavía perceptibles a más de
dos meses después del tratamiento en el suelo estuvieron a 20 y 24°C.
Gray y Johnson (1983) reportaron que la mayor proporción de
sobrevivencia de S. carpocapsae en el suelo estaba a 30°C; la sobrevivencia
disminuye significativamente cuando las temperaturas excedieron los 35°C pero
algunos nematodos sobrevivieron aún a 40°C.
Kung et al., (1991) reportaron que la sobrevivencia y patogenicidad de S.
carpocapsae era significativamente más grande a 5-25°C que a 35°C.
Opuestamente a S. glaseri la sobrevivencia y patogenicidad eran
significativamente mayores a 15-35 ° C que a 5 ° C.
Molyneux (1985) menciona que la diferencia en la sobrevivencia de la
especie de nematodo a varias temperaturas puede reflejar sus hábitats climáticos
originales. Los orígenes tropicales húmedos y calientes de Heterorhabditis sp. de
la cepa D1 podría justificar su longevidad muy corta a 10°C.
Las temperaturas por arriba de 35ºC, sobre un período extendido de
tiempo, son invariablemente perjudiciales a los juveniles infectivos. Generalmente,
estas condiciones no se experimentan en el campo a menos que el cadáver de
hospedero se coloque cerca de la superficie de suelo. A mayor profundidad en el
suelo, los infectivos se protegen de ambientes extremos (Kaya, 1990). Milstead
(1981) informó que H. bacteriophora podría matar larvas de mariposa de cera en
temperaturas que recorren de 12-28ºC pero el desarrollo subsiguiente de los
parásitos se inhibieron a 12ºC y a 30ºC. En este caso, el rango de la temperatura
de la bacteria simbionte parece estar más amplia que la de su vector. En Irlanda,
Blackshaw y Newell, (1987) mostraron que a 28ºC era la temperatura óptima para
la actividad de los infectivos de H. heliothis (≈H. bacteriophora).
Los gradientes de la temperatura facilitan la búsqueda del hospedero y
comportamiento migratorio de los nematodos. Burman y Pye (1980) reportan que
51
el crecimiento de juveniles infectivos a 10, 20 o 25ºC emigró en un declive hacia
sus temperaturas respectivas de crecimiento cuando se probaron inmediatamente
después de cosechar de su medio de cultivo. Byers y Poinar (1982) reportan la
agregación de S. carpocapsae en respuesta a la emanación de calor de una larva
de insecto en la ausencia de sustancias químicas y gradientes de CO2. Los
gradientes químicos (Schmidt y All, 1978; Pye y Burman, 1981) y los gradientes de
CO2 (Gaugler et al., 1980) la distribución de los insectos en la suelo puede jugar
un papel en un rango mayor de atracción de los nematodos. Los gradientes
térmicos podrían ser significativos en rangos cortos a la atracción así como
también actuando como un atrayente en el hospedero (Byers y Poinar, 1982).
2.7.1.4. El pH del suelo
Los efectos del pH en el suelo sobre la sobrevivencia e infectividad de
nematodos rhabditidos parásitos de insectos no han sido estudiados
extensamente. Sin embargo, la evidencia disponible sugiere que los infectivos
pueden tolerar una gran variedad de pH del suelo y por eso ni su eficacia ni su
persistencia son probables de ser afectados adversamente por el espectro de pH
de la mayoría de los suelos agrícolas. Kung et al., (1990b) reportan que la
sobrevivencia y patogenicidad de S. carpocapsae y S. glaseri disminuyó sólo
levemente con el pH de suelo probado, cuando este disminuyó de pH 8 a pH 4.
Sin embargo, ambos parámetros se afectaron significativamente en pH 10. Por lo
tanto, sólo en suelos sumamente alcalinos deben afectar su acción nematicida
para estas especies.
2.7.1.5. Plaguicidas
Aunque la especie de Steinernema y Heterorhabditis sean compatible con
muchos plaguicidas químicos y puedan ser aplicados junto con ellos en sistemas
de manejo integrado de plagas (Kaya, 1985), la exposición por tiempos largos a
algunos compuestos es perjudicial. Por ejemplo, fenamiphos tenía efectos
nematicidas a S. feltiae en la arena sobre un período de exposición de 4-7 días y
afectó adversamente la habilidad de nematodo para infectar insectos hospederos
52
(Kaya y Burlando, 1989). Zimmerman y Cranshaw (1990) mencionan que la
evidencia producida de que diferentes especies de nematodos varían en su
sensibilidad a los plaguicidas. A las concentraciones probadas, los insecticidas
carbaril, carbamato y bendiocarb, por ejemplo, eran sumamente tóxicos a
Heterorhabditis sp. Pero eran menos tóxicos a S. carpocapsae. Además, S. feltiae
era más sensible al chlorpirifos que Heterorhabditis sp. o S. carpocapsae.
Forschler et al., (1990) mostraron que los herbicidas alaclor y 2,4-D eran tóxicos a
S. feltiae y que podrían reducir la eficacia de los nematodos.
En un estudio del laboratorio que evaluaron los efectos de 75 plaguicidas,
Rovesti et al., (1988) encontraron que a las proporciones de aplicación
recomendadas, los fungicidas, herbicidas, nematicidas y un regulador de
crecimiento de ácaros eran tóxicos a H. bacteriophora. Algunos de los plaguicidas
tuvieron un efecto transitorio; los nematodos rápidamente recuperados después se
lavaron bien o se colocaron en la arena (Rovesti y Deseo, 1990). Rovesti et al.,
(1988) mencionan la necesidad de considerar la formulación del plaguicida,
particularmente con respecto a plaguicidas granulares del suelo. La persistencia
de la concentración y toxicidad de los plaguicidas son gobernados por un rango de
factores e inclusive el contenido de agua de la suelo. Tales consideraciones llegan
a ser significativas en las situaciones donde los nematodos y sustancias químicas
se combinan en estrategias de control integrado.
2.7.2. Factores de bióticos
En ecosistemas naturales, los organismos que habitan en el suelo, en
varios niveles de tróficos, viven en un estado de homeostasis ecológico. Los
nematodos introducidos en tales ambientes se enfrentan a la depredación y
parasitismo por la fauna endémica del suelo. Ishibashi y Kondo (1987) consideran
que la persistencia de los infectivos de S. feltiae podría ser más afectados por los
factores de bióticos que por factores de abióticos.
53
2.7.2.1 Los patógenos microbianos
Una gran variedad de virus, bacterias, hongos y protozoarios se presentan
naturalmente en suelos reducen las poblaciones de nematodos parásitos de
plantas y han sido notados como probables candidatos para el control biológico de
nematodos; los heterorhabditidos y steinernematidos son susceptibles a varios de
estos antagonistas. La mayoría de los antagonistas bacterianos de nematodos ha
recibido poca atención y las enfermedades víricas de nematodos son virtualmente
un grupo desconocido (Sayre y Starr, 1988). Las epizootias de nematodos pueden
presentarse regularmente en un suelo pero es desapercibido y sin registrar.
A. Los protozoarios: Un rango de protozoarios son capaces de parasitar
nematodos pero ha sido ignorados virtualmente como prospectivos antagonistas
de Rhabditis benéfico. Poinar y Hess (1988) discutieron que su incidencia puede
ser más extensa que lo asumido comúnmente y es sugerido que su papel en la
regulación natural de poblaciones de nematodos requirió la evaluación cuidadosa.
Los nematodos Rhabditis parásitos de insectos son susceptibles a la
infección por microsporidios. Poinar (1988) consideró una infección natural de S.
glaseri como un patógeno importante de los nematodos cuando liberó en el campo
pero también a su cultivo masivo. La infección tuvo como resultado
frecuentemente parcial, y a veces completa, la castración parasitaria en ambos
sexos del nematodo. En experimentos de laboratorio, Veremtchuk e Issi (1970)
infectaron a S. carpocapsae con dos especie de microsporidios; Nosema mesnili
(Paillot) y Plistophora schubergi (Zwolfer) pasando nematodos por insectos
infectados por los protozoarios.
B. Los hongos nematófagos: Varios estudios de la presencia de hongos
nematófagos han mostrado que este grupo se encuentra en suelos a través del
mundo y de toda clase de climas (Gray, 1988). La mayoría de las especies
parecen bastante ubicuas, pocos son restringidos geográficamente y una corriente
constante de especies nuevas continúa descubriendo.
54
Los hongos nematófagos caen en dos grupos amplios; esos que son
parásitos de nematodos (los hongos de endoparásitos) con conidia o zoospora
pequeña y con esos que capturan nematodos (los hongos depredadores) usar las
hifas como trampas modificadas. La habilidad del grupo para capturar y destruir
nematodos proporciona la posibilidad de utilizar los hongos como agentes de
control biológico de especies de plagas pero podrían tener repercusiones cuando
los nematodos entomopatógenos son introducidos al suelo infectado con el hongo
(Richardson y Grewal, 1994).
Es poco conocido de la especificidad a nematodos en particular
endoparásitos u hongos atrapadores (Gray, 1988). Algunos hongos se han
observado que limitan su ataque a una sola especie de nematodo; en otros casos
un rango de nematodos fue atacado. La mayoría de la especies endoparásitos se
conoce que tienen un amplio rango de hospederos. Timper et al., (1991)
mencionan que un rango de existencia adhesiva en conidias de hongos y mucho
depende de la especie de nematodo y el hongo involucrado. Los nematodos se
deben mover para encontrar la conidia, las diferencias en la movilidad entre la
especie de nematodo tienen como resultado las diferencias en el número de
conidias encontradas. Los infectivos que sólo se mueven una distancia corta antes
localizar a un hospedero, son menos probables de encontrar a antagonista fúngico
que a los nematodos que se mueven distancias más largas. Las variaciones en la
abundancia de antagonistas en el suelo pueden bien iniciar la inconsistencia en el
nivel del control logrado por nematodos entomopatógenos.
Los rhabditidos parecen poseer un elemento de la resistencia incorporada a
la infección por hongos endoparásitos. Poinar y Jansson (1986) reportan que las
conidias adhesivas del hongo nematófago, Drechmeria conidiospora sólo
raramente ataca y nunca penetra, las etapas infectivas de S. carpocapsae, S.
glaseri, S. intermedia y H. heliothis. Timper y Kaya (1989) sugieren que la cutícula
de segundo estadio es retenida por larvas infectivas las protege de la infección por
el hongo endoparásitos, Hirsutilla rhossiliensis (Minter y Brady). Timper et al.,
(1991) identificaron una combinación de los rasgos del nematodo que puede
55
reducir la mortalidad causada por hongos parasitarios. Estos incluyen el tamaño
pequeño de los infectivos, habilidad limitada de dispersión, y de ambas la
tendencia hacia la retención de la cutícula del segundo estadio y a la resistencia a
la adhesión micótica de la espora. Cuando los infectivos de Heterorhabditis spp.,
tiende a retener su cutícula exterior protectora por más tiempo que Steinernema
spp., ellos pueden ser más adecuados para el uso en suelos infestadas con
hongos nematófagos (Timper y Kaya, 1989).
Los hongos depredadores son parásitos facultativos. Ellos existen en la
suelo como micelio saprofito y bajo condiciones de baja disponibilidad de alimento
nutritivo producen un rango de artefactos atrapando nematodos como las perillas,
redes o hifas adhesivas, o anillos apretadores o no apretadores. Rosenzweig et al.
(1985) encontraron que siete especies de hongos depredadores eran capas de
atrapar y consumir rhabditis entomopatógeno. En experimentos de laboratorio,
Poinar y Jansson (1986) demostraron la susceptibilidad de larvas infectivas de S.
carpocapsae, S. glaseri, S. intermedia y H. heliothidis a la infección por los hongos
depredadores, Monacrosporium ellipsosporum (Grove) R.C. Cooke & C.H.
Dickinson y Arthrobotrys oligospora (Fresenius).
2.7.2.2. Depredadores de nematodos
A. Ácaros (Acari): Los estudios de laboratorio (Epsky et al., 1988)
mostraron que varias especies de ácaros se alimentan sobre infectivos de S.
feltiae y podría afectar la sobrevivencia de nematodos entomopatógenos aplicados
en campo. Dos especies depredadoras, Gamasellodes vermivorax (Walter) y
Alycus roseus, completaron su ciclo vida y produce huevos viables con los
steinernematidos como la fuente principal de alimento. Epsky et al., (1988)
también demostraron diferencias significativas entre las estimaciones de dosis
letales promedio (DL50) de la eficacia del nematodo se obtuvo cuando los ácaros
estaban presentes o ausentes, los resultados les sugiriron que esa aplicación
inundativa del suelo con Rhabditidis podría promover un incremento inicial en la
tasa de depredación.
56
B. Collembola: La mayoría de los insectos del suelo se alimentan de
collembolos sobre la materia orgánica muerta, hongos y nematodos. En
experimentos de laboratorio, Epsky et al., (1988) demostraron que el colembolo
Hypogastrura scotti (Yosii 1962) se alimenta, desarrolla sobre una dieta de
infectivos de S. feltiae. Muy poco se conoce acerca de los efectos de los
depredadores omnívoros sobre la eficacia de campo de los nematodos, su número
y la diversidad completa en la naturaleza sugieren que ellos justifican investigación
adicional.
C. Tardígrados: Un grupo de depredadores polífagos frecuentan los
hábitats húmedos tales como el musgo. Ishibashi et al., (1987) reportan el
consumo de estados infectivos de S. feltiae (DD-136) un tardígrado, de
Macrobiotus sp. (Zchultze)
D. Los nematodos: Una vez aplicado al suelo, los nematodos
entomopatógenos pueden encontrar nematodos que son depredadores generales,
se alimentan sobre un rango de microorganismos, o depredadores obligados que
se alimentan específicamente sobre nematodos. Hasta la fecha, has muy poca
información sobre el impacto de nematodos depredadores sobre la actividad de
nematodos parásitos de insectos. Sin embargo, la depredación de S. feltiae ambos
por un nematodo mononchido (Clarkus sp.) y por un nematodo dorilaimido
Actinolaimus sp. ha sido demostrado (Ishibashi et al., 1987).
2.7.2.3. Hospederos no plaga
Los nematodos rhabditidos poseen un amplio rango de hospederos; S.
carpocapsae se conoce que infecta cerca de 250 especies de insectos (Poinar,
1979). Por lo tanto la presencia de organismos no plaga, especialmente insectos,
quizás afecten el potencial de control biológico de ciertas especies de nematodos
en particular para controlar plagas específicas de insectos. Si una densidad alta de
hospederos alternativos esta presente durante el período pico de la plaga,
entonces el efecto de control biológico se podría reducir. Una alta incidencia de
organismos no plaga a la vez cuando a la plaga destinada es de incidencia baja
57
puede, sin embargo, ser benéfico para un programa de control; el reservorio
natural de hospederos susceptibles sirven para perpetuar la población de
nematodos (Richardson y Grewal, 1994).
Otros grupos de invertebrados, inclusive Gastropoda, Symphyla, Arachnida,
Crustacea y Diplopoda se conocen también que son susceptibles a la infección por
nematodos de heterorhabditidos y steinernematidos (Poinar, 1989).
2.7.2.4. Raíces de plantas y microflora de la rizosfera
Las raíces de las plantas pueden influir en la habilidad de búsqueda del
hospedero de rhabitidos infectivos. Bird y Bird (1986) demostraron que las larvas
de S. glaseri se orientan hacia el crecimiento de las puntas de la raíz de semilleros
de tomate. En experimentos de laboratorio, Choo et al., (1989) encontraron que la
habilidad de búsqueda del hospedero de H. bacteriophora (H. heliothidis) fue
afectado adversamente por la densidad de raíces del maíz, maravilla y tomate,
mientras que S. feltiae no fue afectado. La densidad del sistema radicular podría
haber cambiado las características de abióticas y bióticos del suelo e influido por
la porosidad, composición química o poblaciones de microorganismos. Choo et
al., (1989) mencionan que los cambios de esta naturaleza podrían haber afectado
H. bacteriophora más que S. feltiae. En un estudio comparativo de los efectos de
cuatro de tipos suelo, y de la ausencia o presencia de raíces, sobre la infección de
larvas de la polilla de la cera por H. bacteriophora. Choo y Kaya (1991) señalan
que muchos insectos fueron parasitados en sistema radicular que contenía humus,
así como también fueron parasitados en humus sin raíces (Cuadro 4). En arena,
franco y arcilla, el porcentaje de infección era levemente, pero no
significativamente, más alto en la presencia de raíces.
El ambiente normal del suelo se modifica considerablemente en la vecindad
de las raíces de la planta (rizosfera). Exudados y lisados del crecimiento de las
raíces activamente estimulan la microflora específica inclusive bacterias de la
rizosfera (Lynch, 1990). Los efectos combinados de la actividad de la microflora y
la raíz quizás afecten notablemente la habilidad de búsqueda del hospedero de
58
nematodos. En pruebas de laboratorio, Pye y Burman (1981) demostraron el
efecto atractivo de los gradientes bacterianos en el comportamiento migratorio de
S. carpocapsae. Esto confirma que en otros grupos de nematodos, la especie de
entomopatógeno puede detectar hospederos por el movimiento dirigido a un
gradiente de la concentración hacia una fuente amplia de estímulos. Los estudios
sobre los efectos de la rizosfera y/u otra microflora del suelo sobre la actividad de
los nematodos parásitos de insectos parece merecer más atención.
Cuadro 4: Efectos del tipo suelo y raíces de maíz sobre la infectividad de
Heterorhabditis bacteriophora a larvas de la polilla de la cera (Galleria
mellonella) (Choo y Kaya, 1991)
Tipo de suelo % de Galleria infectada
Presencia de raíces Ausencia de raíces
Humus 77.8 ± 2.2 a 64.4 ± 2.2 b
Arena 53.3 ± 3.9 c 51.1 ± 4.4 c
Franco 42.2 ± 5.9 d 40.0 ± 0 d
Arcilla 6.7 ± 0 e 2.2 ± 2.2 e
Medias ± error estandar (tres ensayos). Medias seguidas por la misma letra no son
significativamente diferentes al 5% de nivel.
2.8. Rango de hospederos
En el laboratorio, la mayoría de los especies de nematodos
entomopatógenos infectan una variedad de insectos donde reciben el contacto con
el hospedero y las condiciones ambientales son óptimas, y no existe ninguna
barrera ecológica ni de conducta a la infección (Kaya, y Gaugler, 1993; Gaugler et
al., 1997). En el campo, los nematodos entomopatógenos atacan un rango
apreciablemente más estrecho de hospederos que en el laboratorio (Akhurst,
1990; Georgia et al., 1991; y Bathon, 1996), añadiendo esta cualidad a su
59
seguridad como agentes de control biológico. Ya que estos nematodos están
adaptados al ambiente del suelo, los hospederos principales son insectos de
suelo. El aislamiento de nuevas cepas/especies de nematodos se hace
generalmente utilizando larvas de la polilla mayor de cera, G. mellonella, y por lo
tanto, el rango de hospederos de las especies de nematodos conocidas tiende a
estar influenciado hacia generalistas o especies adaptados a insectos
lepidópteros. Sin embargo, alguna especie de nematodo que se ha aislado de
cadáveres de hospederos en el campo tiene un rango restringido de hospederos
con S. kushidai (Mamiya, 1989) y S. scarabaei (Stock y Koppenhofer, 2003) esta
bien adaptado a larvas de escarabajos. S. scapterisci parece estar adaptado a
grillos del lunar o grillo topo e infecta pobremente otros insectos (Grewal et al.,
1993, Parkman y Smart, 1996), pero Bonifassi et al. (1999) demostraron que una
combinación de de Xenorhabdus cepa UY61 y S. scapterisci infecta rápidamente
la polilla mayor, G. mellonella.
2.9. La conducta ecológica
El mayor factor que restringe el rango de hospedero de los nematodos
entomopatógenos es la conducta diferente de los juveniles infectivos. Estos
nematodos emplean diferentes estrategias adentrándose para localizar e infectar a
hospederos, que recorren de un extremo se sienta y espera (emboscador) el otro
de estrategia que se desplaza extensamente (acechador) (Campbell y Lewis,
2002, Lewis, 2002). La mayoría de las especies de nematodos se colocan como
intermediario en las estrategias de alimentación (S. riobrave y S. feltiae) (Campbell
y Gaugler, 1997, Campbell y Kaya, 1999ª, 1999b). Estas estrategias intermedias
son adaptadas a infectar insectos que ocurren apenas debajo de la superficie de
suelo, tal como prepupas de insectos lepidópteros, de mosquitos de hongos, o de
larvas de gorgojos. Las estrategias de sentarse y espera o amboscadores (S.
carpocapsae y S. scapterisci) son caracterizados por su baja movilidad y una
tendencia para permanecer cerca de la superficie de suelo. Ellos no tienden a
responder a señales volátiles y contacto con el hospedero a menos que se
presente una sucesión apropiada para infecta eficientemente la especie del
60
hospedero móvil tal como la palomilla dorso de diamante, los grillos del lunar y
gusanos cortadores cerca de la superficie de suelo.
En el otro extremo, las extensas estrategias alimenticias o navegadores (S.
glaseri y H. bacteriophora) son caracterizados por su alta movilidad y son
distribuidos a través del perfil de suelo. Ellos se orientan a señales volátiles del
hospedero y conectar una búsqueda localizada después del contacto con el
hospedero y están bien adaptados para infectar a hospederos sedentarios tales
como escarabajos, prepupas y pupas de lepidópteros (Campbell y Kaya, 1999ª,
1999b).
Otra conducta de los juveniles infectivos es su ondeando su cuerpo típico
donde 30-95% de su cuerpo se levanta lejos del sustrato por unos pocos
segundos. La mayoría de las especies de nematodos que tienen una estrategia
emboscadora o intermedia pueden ondear su cuerpo levantándolo >95% de su
cuerpo del sustrato, parándose en una curva en la cola y asumiendo una postura
recta o alternar períodos de ningún movimiento y ondeo activo (Campbell y Kaya,
1999ª, 1999b). Los navegadores pueden ondear su cuerpo pero no pueden
pararse en su cola. Los juveniles infectivos que pueden pararse en su cola y
ondear su cuerpo (emboscadores y algunas alimentaciones intermedias) pueden
saltar también. Esta conducta de saltar se puede utilizar para la fijación al
hospedero o es indirecta donde puede jugar un papel en la dispersión (Campbell y
Kaya, 1999a).
2.10. Ecología
La dispersión - Además de saltar para alguna especie de nematodo, los
juveniles infectivos se pueden dispersar en el suelo hasta 90 cm en ambas
direcciones horizontales y verticales dentro de 30 días (Kaya, 1990). Esta
dispersión, especialmente para nematodos navegadores, le permite a los
nematodos entomopatógenos para buscar activamente a hospederos. Los factores
que influyen en la movilidad de los juveniles infectivos son la humedad, la
temperatura, y la textura de suelo, de las cuales la humedad es la más crítica
61
porque los nematodos necesitan una película de agua en los espacios interiores
del suelo para la propulsión efectiva. Cuando esta película de agua llega a ser fina
también (en suelo seco) o los espacios interiores llegan a estar llenos
completamente de agua (en suelo saturado), el movimiento de nematodo es
restringido (Koppenhofer et al., 1995).
Las diferentes especies/cepas del nematodo tienen diferente temperatura
óptima y rangos (Griffin, 1993, Grewal et al., 1994) eso afecta su sobrevivencia y
movilidad. Los nematodos pierden la movilidad en temperaturas bajas (<10-15 °C)
y son inactivados a temperaturas altas (>30-40 °C).
La porosidad del suelo afecta la dispersión del nematodo con menos
dispersión que ocurre como en suelos porosos llega a ser más pequeños (Kaya,
1990). Los nematodos pueden ser dispersados también a gran distancia
pasivamente por el agua, el viento, foresis, hospederos infectados, la actividad
humana, etc., que puede, en parte, contar para su distribución global esparcida.
2.11. Sobrevivencia
Después de la aplicación de campo de los juveniles infectivos, la
persistencia es generalmente corta (Smits, 1996). Los factores no bióticos así
como las temperaturas extremas, la humedad de suelo, el estrés osmótico, la
textura de suelo, humedad relativa y la radiación ultravioleta (Glazer, 1996, Smits,
1996, Baur y Kaya, 2001) y los factores bióticos tales como antibiosis, la
competencia y enemigos naturales (Kaya y Koppenhofer, 1996, Kaya, 2002) son
las causas extrínsecas primarias que afectan la sobrevivencia del juvenil infectivo.
Los juveniles infectivos pueden sobrevivir a condiciones bajas de humedad
bajando su tasa de metabolismo. La eliminación gradual del agua de los juveniles
infectivos les da tiempo de adaptarse a las condiciones de desecación (Patel et al.,
1997, Solomon et al., 1999). Así, los suelos naturales permiten a los juveniles
infectivos persistir más largo en suelos secos. Los juveniles infectivos pueden
sobrevivir a las condiciones de desecación quedando dentro del cadáver de
hospedero hasta que la situación de la humedad de suelo mejore (Brown y
62
Gaugler, 1997).
La sobrevivencia del nematodo a temperaturas diferentes varía con la
especie y la cepa (Grewal et al., 1994, Hazir et al., 2001). La exposición
prolongada a temperaturas extremas (debajo de 0 °C o encima de 40 °C) es
mortal para la mayoría de las especies de nematodos entomopatógenos (Brown y
Gaugler, 1996). En el ambiente de suelo, los juveniles infectivos son normalmente
amortiguados de las temperaturas extremas. Para el almacenamiento, la mejor
longevidad de los juveniles infectivos está entre 5 y 15 °C. A temperaturas más
altas, los juveniles infectivos han aumentado la actividad metabólica y agotan sus
reservas de energía, acortando su vida.
La luz ultravioleta (UV) puede matar los nematodos dentro de minutos
(Gaugler et al., 1992a). La radiación UV es muy importante cuando los nematodos
se aplican como insecticidas biológicos. La exposición directa a la luz UV (la luz
del sol) puede ser aminorada aplicando a los juveniles infectivos temprano por la
mañana o la tarde, o utilizando las cantidades suficientes de agua para lavar a los
juveniles infectivos en la suelo.
La textura del suelo afecta la sobrevivencia de los juveniles infectivos, con
la ocurrencia más pobre en suelos arcillosos (en los mismos potenciales de agua).
La pobre tasa de sobrevivencia en suelos arcillosos es probablemente es debido a
los niveles más bajos de oxígeno en los poros más pequeños de suelo. El oxígeno
es también un factor limitante en suelos saturados de agua y suelos con alto
contenido de materia orgánica, pero el pH no tiene un efecto fuerte en la
sobrevivencia de los juveniles infectivos. La salinidad de suelo tiene también un
efecto insignificante en la sobrevivencia de los juveniles infectivos aún en salinidad
por encima de los niveles de tolerancia de la mayoría de las plantas de cultivo
(Thurston et al., 1994). El agua de mar no tiene efectos negativos en la
sobrevivencia de varias especies/cepas de Heterorhabditis (Griffin et al., 1994)
como ellos han sido aislados con frecuencia de suelos cerca de la orilla del mar.
Varios factores bióticos (enemigos naturales) afectan la sobrevivencia del
63
nematodo (Kaya y Koppenhofer, 1996, Kaya, 2002). Entre los enemigos naturales
de nematodos, los hongos de nematófagos han recibido la mayoría de las
atenciones. Por ejemplo, Hirsutella rhossiliensis causa una mortalidad más alta de
los juveniles infectivos de S. glaseri que de los juveniles infectivos H.
bacteriophora. Esta mortalidad diferencial se asocia con la retención de la cutícula
del segundo estadio por los juveniles infectivos de H. bacteriophora.
Otros enemigos naturales de los juveniles infectivos incluyen colémbolos,
ácaros, tardígrados y nematodos depredadores, pero su impacto bajo condiciones
de campo no es entendido bien. Los animales que se alimentan de carroña tales
como hormigas se alimentarán menos en insectos muertos por nematodos (Baur
et al., 1998). La diferencia en la actividad alimenticia por hormigas esta asociada
con factores asociados y producidos por Photorhabdus y Xenorhabdus (Zhou et
al., 2002).
2.12. El reciclaje de nematodos
El reciclaje es deseable después de una aplicación de nematodos
entomopatógenos porque puede proporcionar el control adicional y prolongado de
una plaga. Los factores no bióticos y bióticos que afectan la persistencia,
infectividad, y la motilidad de los juveniles infectivos influyen el reciclaje de los
nematodos.
Ya que ellos son patógenos obligados, la disponibilidad de hospederos
favorables es una clave para el reciclaje de los nematodos. El reciclaje es bastante
común (Kaya, 1990, Klein, 1993) después de la aplicación del nematodo pero
probablemente no es suficiente para la eliminación prolongada del hospedero, y
los nematodos se tienen que volver aplicar para mantener el control adecuado de
plagas de insectos del suelo.
En poblaciones naturales de nematodos entomopatógenos, el reciclaje
ocurre en sus insectos hospederos, pero sólo unos pocos estudios han examinado
la dinámica de poblaciones de nematodos y los factores que los afectan. La
distribución dentro del sitio de las poblaciones de nematodos es desigual (Stuart y
64
Gaugler, 1994, Campbell et al., 1997, 1998), y los factores bióticos y no bióticos
así como las fluctuaciones estacionales, estrategias alimenticias de los juveniles
infectivos, dinámicas de población de hospedero y hospederos alternativos juegan
un papel clave en el reciclaje del nematodo.
2.13. Genética
Los nematodos entomopatógenos son patógenos obligados en el campo,
pero en el laboratorio ellos se pueden mantener in vivo o in vitro. Durante su
conservación en laboratorio, la diversidad genética se puede perder, o la variación
genética se puede haber limitado durante la colección o perdido durante la
importación y cría. Por otro lado, la conservación de la variación genética para
nematodos es afectada por el efecto fundador, por la endogamia, y por la
selección inadvertida (Stuart y Gaugler, 1996). Un problema grave para
nematodos entomopatógenos es el efecto fundador porque sólo un número
limitado de cadáveres de insectos se colectan en solo sitios geográficos, teniendo
como resultado variación genética reducida. Para mantener o aumentar la
diversidad genética, la misma especie de nematodo se debe colectar de muchos
sitios geográficos como sea posible y los aislados deben ser cruzados. Si la
adaptación de laboratorio ocurre o es sospechada, los nematodos se pueden
cruzar con aislados nuevos de campo o con otras fuentes para mantener o
influenciar la diversidad genética.
Los nematodos entomopatógenos pueden beneficiar de la mejora genética
por cruzas selectivas o ingeniería genética. Los ejemplos de la cruza selectiva
exitoso son la selecciones tolerantes al frió (Griffin y Downes, 1994; Grewal et al.,
1996), la mejora de la eficacia de control (Tomalak, 1994) y la resistencia a
nematicidas (Glazer et al., 1997).
Además, la ingeniería genética para mejorar los rasgos benéficos de
nematodos entomopatógenos y sus bacterias asociadas se han hecho en una
escala limitada. Hashmi et al. (1995ª, 1995b) incorporaron un plasmido que
contiene genes de proteína de choque calórico del nematodo de vida libre
65
Caenorhabditis elegans dentro de H. bacteriophora, y la cepa transgénica
resultante tiene una tolerancia más alta a los picos más cortos de temperatura que
tenia el tipo silvestre (Hashmi et al., 1998). Pruebas de campo no mostraron un
aumento en la persistencia de la cepa transgénica comparado con el nematodo
del tipo silvestre que indica que la forma de transgénica no tiene ventaja sobre el
tipo silvestre (Wilson et al., 1999). Así, el nematodo transgénico tuvo una ventaja
sobre el tipo silvestre en almacenamiento y aplicación porque de su mayor
tolerancia a los picos más cortos de temperatura. Sin embargo, las leyes
reguladoras en varios países pueden afectar la comercialización y la liberación
eventual de campo de nematodos transgénicos.
Para las bacterias mutualistas, algunas de los objetivos principales para el
mejoramiento genético incluyen la patogenicidad, especificidad del hospedero,
especificidad del simbionte, la resistencia a ambientales extremos, y control de la
variación de la fase (Burnell y Dowds, 1996). Varios genes de estas bacterias se
han clonado tales como: los genes de proteína de membrana exterior, genes
inducidos por la baja temperatura, genes luz, genes de enzima extracelular y
genes (Forst y Clarke, 2002). Las proteínas con actividades de insecticidas se han
aislado y los genes se identificaron, y ellos muestran potencial para ser
incorporados en plantas para el control de insectos (Bowen et al., 1998, Webster
et al., 2002).
2.14. Producción masiva, formulación y comercialización
Producción masiva. Los nematodos entomopatógenos se cultivan
fácilmente in vivo o in vitro para pruebas de laboratorio o para la producción
comercial (Friedman, 1990). La polilla de la cera G. mellonella, es el insecto de
elección para la producción in vivo porque se produce comercialmente en mayor
número en varios países para cebo de pez y alimento de pájaro y lagarto. El
método básico para la producción a pequeña-escala se describe en Kaya y Stock
(1997), mientras que el método a gran escala para producir nematodos son
descritos por Gaugler et al., (2002). En la producción in vivo requiere mucha mano
de obra, la falta de economía de la escala, y es costoso, pero es también sencilla y
66
seguro y tiene como resultado nematodos de alta calidad (Shapiro-Ilan et al.,
2003). La producción in vivo a escala industrial puede ser aplicable en países
desarrollados, y en algunas industrias algodoneras en países desarrollados
utilizan también esta tecnología.
Para la producción a gran escala, en métodos in vitro que utilizan medios
sólidos de tres dimensiones o los métodos de fermentación líquida se han
empleado (Ehlers, 1996, Grewal y Georgia, 1998). El método de medio sólido de
tres dimensiones, primero descrito por Bedding (1981), utilizan espuma de
poliuretano de poliéster de cámara revestido con un medio nutritivo, y inicialmente
inoculado con las bacterias simbióticas y entonces con nematodos, produciendo
65 millones de juveniles infectivos en frascos de 500 ml (Bedding, 1981) o 2 mil
millones de juveniles infectivos por bolsa de plástico estéril aireada (Bedding,
1984). Las ventajas de los métodos de medios sólidos es que los costos de capital
son bajos y se requiere experiencia limitada (pero más que en el método in vivo), y
la logística de producción es flexible. A causa de la economía limitada de la
escala, este método de producción es más conveniente para los países que tienen
costos de mano de obra bajos o para servir los mercados de alto valor (Ehlers,
2001b).
Esta tecnología tiene el costo de producción masiva más bajo y es el
método de elección para compañías más grandes con múltiples productos en
países industrializados. Para el cultivo líquido exitoso, los factores claves son
medios favorables, monoxénica (sólo las bacterias simbióticas presentes), y
oxígeno adecuado (Ehlers, 2001a, Gaugler y Han, 2002).
Los componentes típicos de un medio son extractos de levadura como una
fuente de nitrógeno; una fuente de carbohidratos tal como harina de soya, glucosa
o glicerina, lípidos de plantas u origen animal y las sales. La transferencia del
oxígeno dentro de un bioreactor no debe ser fuerte con resultados perjudiciales a
los nematodos. El equipo convencional (propulsores de hoja plana, las columnas
de ascensor de búrbuja y bioreactores internos de lazo) han tenido éxito (Surrey,
1996, Ehlers et al., 1998). Varias especies de nematodos se ha producido
67
exitosamente en bioreactores de 7,500-80,000 L inclusive S. carpocapsae, S.
riobrave, S. kushidai, S. feltiae, S. glaseri, S. scapterisci, H. bacteriophora y H.
megidis, con capacidad de producción tan alto como 250,000 juveniles
infectivos/ml que depende de la especie de nematodo.
Con Heterorhabditis, en fermentación líquida produce números
inconsistentes de juveniles infectivos. El tiempo de producción se puede prolongar
debido a la recuperación variable de los juveniles infectivos inoculados dentro de
los cultivos y la incapacidad de los adultos de amfimícticos para aparearse bajo
condiciones de cultivo líquido (Ehlers et al., 1998, Strauch y Ehlers, 1998).
2.15. La formulación y almacenamiento
La siguiente producción en gran escala, los nematodos pueden ser
almacenados en masa en tanques aireados refrigerados por períodos prolongados
o formulados inmediatamente. Los juveniles infectivos pueden ser almacenados
en una suspensión acuosa a 4-15 °C (dependiendo de la especie de nematodo)
sin mucha pérdida de la actividad por 6-12 meses para la especie Steinernema y
3-6 meses para la especie de Heterorhabditis.
En el tipo más sencillo de la formulación, los nematodos se mezclan con un
sustrato húmedo (esponja); tales formulaciones requieren la refrigeración continua
para mantener la calidad del nematodo por períodos prolongados. Se han
desarrollado para mejorar el período de conservación y la resistencia a extremos
de temperatura, las formulaciones que reducen el metabolismo de los juveniles
infectivos por la inmovilización o desecación parcial. Estas formulaciones
contienen alginato, vermiculita, arcilla, carbones activados, poliacrilamida, y
gránulos dispersables de agua (Grewal y Georgia, 1998, Georgia y Kaya, 1998).
Es difícil de obtener una formulación óptima para todas las especies de
nematodos porque ellos tienen requisitos específicos diferentes para la humedad y
el oxígeno. Una de las mejores formulaciones en gránulo de dispersión de agua
que se ha desarrollado para steinernematidos (S. carpocapsae y S. feltiae) como
cuando se combina el período de conservación relativamente largo de nematodo
68
sin la refrigeración pero con la facilidad de manejo. Los juveniles infectivos
parcialmente desecados en gránulos de dispersión humectables en agua tienen un
período de conservación a 25 °C de 5 a 6 meses para S. carpocapsae, 2 meses
para S. feltiae, y 1 mes para S. riobrave (Grewal, 2000). Esta formulación se
mezcla con agua antes de rociar la aplicación, y los juveniles infectivos
parcialmente desecados se rehidratan después de la aplicación a un ambiente
húmedo del suelo. Sin embargo, para lograr la infectividad óptimo los juveniles
infectivos necesitan rehidratarse hasta tres días en el suelo (Baur et al., 1997b).
2.16. El control de calidad
Antes y después de la formulación, la calidad de los nematodos se debe
verificar. En un mínimo, su viabilidad e infectividad se deben monitorear. Varios
protocolos de bioensayos están disponibles, pero ensayos que utilizan muchos
nematodos se consideran inadecuados para propósitos de control de calidad
debido a las interacciones parasito/hospedero tales como reclutamiento. Grewal
(2002) recomienda el uso de uno en uno (un nematodo a una larva de Galleria) el
ensayo de pared-arena como un instrumento uniforme de control de calidad. El
ensayo uno en uno trabaja bien para steinernematidos y el ensayo cinco en uno
trabajo bien para heterorhabditidos (Gaugler et al., 2000). Los parámetros
adicionales del control de calidad incluyen: la evaluación de reservas de energía
(peso seco o el contenido total de lípidos) como un pronosticador de la longevidad.
2.16. La comercialización
El primer paso en el desarrollo de un producto comercial es la selección de
la cepa. Las propiedades claves de una cepa comercial son virulencia alta contra
las plagas (objetivos) y la facilidad de cultivo. También es deseable el período de
conservación y la eficacia contra múltiples plagas de insectos (Gaugler y Han,
2002). Todos rasgos se deben personificar en la misma cepa. Por ejemplo,
aunque S. glaseri sea efectivo contra larvas de coleópteros, es difícil de vender a
causa de los problemas con la formulación y el almacenamiento.
Las regulaciones en el uso de nematodos entomopatógenos para el control
69
de insectos, ya que estas regulaciones varían entre países; los nematodos
indígenas están exentos de registro en muchos países europeos, en Australia, y
en los EEUU, mientras en otros países, ellos están sujetos a procedimientos
semejantes de registro en cuanto a un plaguicida químico. La importación y el uso
de especies de nematodos no-indígenas y transgénicos están sujetos a
regulaciones estrictas en la mayoría de los países. Algunos países consideran las
cepas extranjeras de especies endémicas pueden ser exóticas, y esto puede ser
un obstáculo mayor a la comercialización de nematodos entomopatógenos
(Richardson, 1996, Bedding et al., 1996, Rizyi et al., 1996).
2.17. Las estrategias de aplicación
Los nematodos entomopatógenos casi se han aplicado exclusivamente
utilizando el enfoque inundativo donde una gran cantidad de juveniles infectivos
son liberados en una distribución uniforme y el control de las poblaciones de
plagas se espera que sea rápido y completo. Este enfoque es posible para
cosechas de alto valor comercial (invernaderos decorativos y verduras, cítricos,
arándanos, y césped, etc.). Sin embargo, los nematodos con un ataque pobre
para el enfoque inundativo (un paradigma de plaguicidas químicos) en muchos
sistemas de cultivo (cosechas de bajo valor y/o cultivos con mucha superficie así
como el algodón y la soya) son limitados o retringidos a causa de su período de
conservación, susceptibilidad a ambientes extremos, costo alto, etc. Las
liberaciones inoculativas, la conservación y manejo de poblaciones endémicas de
nematodos necesitan ser explorados, ya que ellos pueden ser más promisorios y
factibles en muchas situaciones de la plaga (Lewis et al., 1998).
La liberación inoculativa de nematodos entomopatógenos con la esperanza
que ellos establecerán poblaciones nuevas o aumentarán poblaciones bajas para
la eliminación a largo plazo de la plaga sólo se ha procurado pocas veces y es
poco conocido acerca del enfoque óptimo de esta estrategia. S. glaseri, aislado
originalmente de larvas de escarabajos en Nueva Jersey, fue liberado en un
programa de control de inoculación masiva de 1939 a 1942 contra larvas del
escarabajo japonés en los pastizales (Gaugler et al., 1992b). Gaugler et al.,
70
(1992b) notaron que la eliminación del simbionte bacteriano por el uso de
antibacterianos el procedimiento de reproducción masiva, y la posible pobre
adaptación climática de este nematodo neotropical limitaron el éxito de este
programa. Más recientemente, S. scapterisci aislado originalmente de Uruguay fue
introducido exitosamente en Florida para el control biológico clásico de plagas del
grillo de lunar (Parkman y Smart, 1996).
Las liberaciones exitosas de inoculación de nematodos entomopatógenos
son dependientes a largo plazo, sobrevivencia multigeneracional y reciclaje de las
poblaciones de nematodos. Para lograr esta meta, varias condiciones se deben
incluir (1) la presencia de insectos hospederos moderadamente susceptibles a
través de la mayor parte del año, (2) un alto nivel de umbral económico de las
plagas de insectos objetivo, y (3) condiciones del suelo favorables para la
sobrevivencia del nematodo (Kaya, 1990).
Las liberaciones aumentativas en las poblaciones establecidas de
nematodos y/o manejo de la susceptibilidad de las poblaciones de
hospederos/plagas (utilizando un estresor tales como otros agentes de control)
hay dos enfoques adicionales que se pueden utilizar, sean estas para aumentar o
manejar las poblaciones de nematodos establecidos y que requiere más atención
(Koppenhofer et al., 1999, 2000a).
2.18. Los métodos de la aplicación
El método de aplicación más común para nematodos entomopatógenos
deberá utilizar el mismo tipo del equipo utilizado para rociar plaguicidas químicos.
Así, los nematodos pueden ser aplicados al sitio de la plaga con la mayoría de los
equipos de rocio comercialmente disponibles tales como atomizadores de mano o
suelo, atomizadores de niebla y aéreos en helicópteros (Georgis et al., 1995).
Los juveniles infectivos pueden resistir presiones de hasta 1068 kPa y
pasar por los atomizadores con tipos de boquilla comunes con aberturas tan
pequeñas como 100 µM de diámetro, pero las pantallas en las bocas se deben
quitar para aminorar el daño a los nematodos. Los nematodos se han aplicado
71
también vía sistemas de riego inclusive de goteo, microinyectores, riego de
regadera y de surco (Georgis et al., 1995, Cabanillas y Raulston, 1996). El riego
de pre- y postaplicación con humedad moderadamente contínua del suelo son
esenciales para el buen desempeño del nematodo. Si agua se limitada, la
aplicación subterránea de los nematodos puede ser un método eficiente de
liberación (Klein, 1993).
Los insectos barrenadores de plantas han sido controlados exitosamente
inyectando suspensiones de nematodos directamente en los hoyos del barrenador
o bloqueando los hoyos con esponjas empapadas con suspensiones de
nematodos (Yang et al., 1993). Para el gorgojo del plátano, una suspensión de
nematodos puede ser colocada en cortes de rizomas residuales de plátanos para
atraer los insectos (Treverrow y Bedding, 1993). Aunque no es posible
comercialmente en este momento, cebos que contengan juveniles infectivos
puede ofrecer una manera rentable de controlar insectos móviles así como adultos
de moscas domésticas (Renn, 1998).
Los efectos perjudiciales de la desecación y radiación UV a menudo
pueden ser reducidos al agregar adyuvantes a la formulación o suspensión de
nematodos. Aunque el uso de nematodos para plagas de insectos foliares no han
tenido gran éxito, algunos estudios ha mostrado que la agregar adyuvantes mejoró
el desempeño del nematodo contra plagas que se alimentan del follaje. Así, la
radiación solar se puede filtrar con abrillantadores de estilbeno (Baur et al., 1997),
mientras que los antidesecantes así como ciertos aceites comerciales, los
productos a base de plantas, y la glicerina (Glazer et al., 1992, Broadbent y Olthof,
1995, Baur et al., 1997) han proporcionado una protección a corto plazo para
nematodos en hábitats expuestos.
2.19. Los efectos de agroquímicos y agentes de control biológico
Los nematodos entomopatógenos a menudo son aplicados a
sistemas/sustratos que se tratan regularmente con muchos otros agentes,
inclusive plaguicidas de sustancias químicas o bioracionales, abonos del suelo y
72
los fertilizantes. Dependiendo de los agentes, tiempo de aplicación, y las
características físico-químicas del sistema, los nematodos pueden o no actuar
recíprocamente con estos otros agentes. Si las interacciones ocurren, ellos tienen
un rango antagónico a sinérgico. Además de estos agentes, la depredación interna
entre parasitoides y nematodos puede ocurrir (Rosenheim et al., 1995), pero Sher
et al. (2000) y Lacey et al. (2003) han mostrado que algunos parasitoides son
compatibles con S. carpocapsae.
Los nematodos entomopatógenos parecen ser compatible con muchos
plaguicidas, pero no todos los herbicidas, fungicidas, acaricidas, insecticidas,
nematicidas (Rovesti y Deseo, 1990, Ishibashi, 1993, Georgis y Kaya, 1996),
azadirachtina (Stark, 1996), productos de Bacillus thuringiensis (Kaya y Burlando,
1989), y el jabón de plaguicidas (Kaya et al., 1995). Los efectos negativos de
varios plaguicidas en los juveniles infectivos se han documentado (Rovesti y
Deseo, 1990, Patel y Wright, 1996). Por otro lado, la interacción sinérgica entre
nematodos entomopatógenos y otros agentes de control se ha observado con
varios insecticidas (Koppenhofer et al., 2000a, Nishimatsu y Jackson, 1998) y
patógenos (Thurston et al., 1994, Koppenhofer et al., 1999). En vista de la
diversidad de la disponibilidad de insecticidas químicos o bioracionales, una
generalización sobre la compatibilidad nematodos-plaguicidas no se puede hacer.
La compatibilidad de cada plaguicida químico y la especie de nematodo deben ser
evaluadas en base caso por caso.
73
III. Materiales y Métodos
3.1. Lugar del experimento
La investigación se realizó en las diferentes zonas de los estados de
Colima, Jalisco, Michoacán, Nayarit y Sinaloa que se localizan en el Pacífico
Centro Mexicano y Veracruz del golfo de México. En la mayoría de las zonas, se
tomaron muestras de suelo al azar de cultivos como maíz, sorgo para grano,
palma de coco, pasto Sudán y sorgo forrajero (Figura 3). La otra parte se llevó a
cabo en el laboratorio de control biológico de la Facultad de Ciencias Biológicas y
Agropcuarias, de la Universidad de Colima; ubicada en el Km 40 de la autopista
Colima-Manzanillo a una temperatura de 25 ± 1 °C.
Figura 3. Mapa de muestreo de los estados de colecta de muestras de suelo del
Pacífico Centro Mexicano
3.2. Cría de Galleria mellonella L.
Con el propósito de establecer una colonia de larvas de G. mellonella (L.) y
la multiplicación in vitro de los nematodos según Woodrig y Kaya (1988). Primero
74
se recuperó la cera contaminada de apiarios de la localidad con la finalidad de
recuperar larvas o adultos para su multiplicación y reproducción.
Se colocaron las larvas dentro de frascos de vidrio, donde tienen una
cantidad aproximada de 30-50 g de la dieta para su reproducción, posteriormente
se colocaron en una estufa de incubación a 30 °C, se revisaron constantemente
para verificar que estuviera en buenas condiciones la dieta y en caso contrario se
cambió la dieta hasta la emergencia de los adultos, los cuales se pasaron a
frascos con dieta y unos pedazos de cera para la oviposición de los adultos con la
finalidad de mantener la cría de la polilla de la cera según el método descrito por
Woodring y Kaya (1988).
La dieta de Galleria estuvo compuesta de 100 ml de agua destilada, 100 ml
de miel precalentada, 100 ml de glicerina, 5 ml de vitaminas y 1200 gr de salvado
de trigo, después se mezclaron todos los ingredientes líquidos y se agregaron al
recipiente que contenia el germen de trigo y posteriormente se mezclaron hasta
tener una dieta homogénea (Woodring y Kaya, 1988).
3.3. Lugares de muestreo
Las muestras de suelo se colectaron en la zona centro occidente de los
estados de Colima, Jalisco, Michoacán, Nayarit y Sinaloa; mientras que del golfo
de México fue el estado de Veracruz.
En el Cuadro 5, se presentan los números de localidad, código, número de
muestras por ocalidad, fcha de colecta, localidad, localización geográfica
(cordenadas geográficas), altitud y cultivo, en los seis estados muestreados.
Los datos de localización geográfica y altitud fueron obtenidos mediante el
uso de un GPS marca Garmin e-trex.
75
Cuadro 5. Número de localidad, código, número de muestras por localidad, fecha de colecta, localidad, localización geográfica,
altitud y cultivo de seis estados del Pacífico Centro Mexicano.
No. Loc
Código No. muestras
Fecha Localidad Norte Oeste Altitud Cultivo
C1 C1 4 17/8/98 Los mezcales, Comala 19° 20.811’ 103° 47.639’ 608 M
C2 C2 2 12/8/98 Los colomos 19° 25.000’ 104° 45.000’ 1080 M
C3 C3 3 13/8/98 Cerro colorado 19° 30.000’ 104° 30.000’ 1080 M
C4 C4 4 13/8/98 El bordo - - - - - - - - - - - - - - - M
C5 C5 2 13/8/98 Crucero de Tepames 19° 08.231’ 103° 37.996’ 519 M
C6 C6 4 13/8/98 Peña blanca - - - - - - - - - - - - - - - M y S
C7 C7 3 14/8/98 El naranjito - - - - - - - - - - - - - - - M
C8 C8 3 14/8/98 Colima, Comala, Cuauhtémoc
19° 20.000’ 103° 36.000’ 970 M
C9 C9 1 04/8/02 El poblado, Coquimatlán 19° 13.698’ 103° 47.722’ 422 M
C10 C10 1 04/8/02 Pueblo Juárez, Coquimatlán 19° 10.752’ 103° 54.634’ 279 M
C11 C11 1 04/8/02 Amachico, Coquimatlán 19° 10.667’ 103° 56.351’ 328 M
C12 C12 1 06/8/02 Los mezcales, Comala 19° 20.811’ 103° 47.639’ 608 M
C13 C13 1 06/8/02 El remate, Comala 19° 24.825’ 103° 47.639’ 817 M
C14 C14 1 06/8/02 Carrizalillo, Quesería 19° 25.389’ 103° 41.000’ 1550 M
C15 C15 1 06/8/02 Quesería 19° 23.362’ 103° 34.882’ 1304 M
C16 C16 1 06/8/02 Villa de Álvarez 19° 17.201’ 103° 47.030’ 515 M
C17 C17 1 06/8/02 Juluapan, Villa de Álvarez 19° 18.890’ 103° 49.611’ 539 M
76
C18 C18 1 07/8/02 Tepames, Colima 19° 08.231’ 103° 37.996’ 519 M
C19 C19 1 07/8/02 Estapilla, Colima 19° 59.549’ 103° 31.140’ 304 M
C20 C20 1 14/8/02 Estación, Tecomán 18° 54.000’ 103° 36.000’ 33 L
C21 C21 1 14/8/02 Estación, Tecomán 18° 54.000’ 103° 36.000’ 33 PG
C22 C22 1 14/8/02 Estación, Tecomán 18° 54.000’ 103° 36.000’ 33 PH
C23 C23 1 14/8/02 Estación, Tecomán 18° 54.000’ 103° 36.000’ 33 m
C24 C24 1 14/8/02 Estación, Tecomán 18° 54.000’ 103° 36.000’ 33 N
24 49
J25 J1 5 19/8/98 Los pozos 19° 41.000’ 103° 28.000’ 1520 M
J26 J2 5 19/8/98 Apestepec 19° 41.000’ 103° 28.000’ 1520 M
J27 J3 5 19/8/98 Los depósitos 19° 41.000’ 103° 28.000’ 1520 M
J28 J4 5 19/8/98 Sayula 19° 52.000’ 103° 35.000’ 1304 M/S
J29 J5 5 20/8/98 Sayula 19° 52.000’ 103° 35.000’ 1304 M
J30 J6 5 20/8/98 Sayula 19° 52.000’ 103° 35.000’ 1304 M
J31 J7 1 28/8/98 Jesús Maria 20° 41.190’ 102° 13.530’ 2220 M
J32 J8 1 04/8/02 Ciudad Guzmán 19° 40.110’ 103° 28.830’ 1557 M
J33 J9 1 04/8/02 Los pinitos, Tonila 19° 25.343’ 103° 32.447’ 1326 M
J34 J10 1 04/8/02 Pialla, Tuxpan 19° 27.293’ 103° 28.514’ 1079 M
J35 J11 1 04/8/02 Atenquique, Tuxpan 19° 31.778’ 103° 27.851’ 1338 M
J36 J12 1 04/8/02 Canoas, Zapotiltic 19° 34.073’ 103° 27.324’ 1391 M
J37 J13 1 04/8/02 Apastepe 19° 38.060’ 103° 30.950’ 1709 M
J38 J14 1 17/8/02 Teocuitatlán 20° 07.035’ 103° 32.704’ 1369 M
J39 J15 1 17/8/02 Zacoalco de Torres 20° 11.988’ 103° 33.806’ 1425 M
77
J40 J16 1 17/8/02 Acatlán de Juárez 20° 25.362’ 103° 33.406’ 1575 M
J41 J17 1 17/8/02 Tlajomulco de Zúñiga 20° 29.396’ 103° 28.298’ 1607 M
J42 J18 1 18/8/02 Zapopan 20° 43.129’ 103° 29.041’ 1670 M
J43 J19 1 18/8/02 Magdalena 20° 53.008’ 103° 02.509’ 1496 M
J44 J20 1 23/8/02 Crucero de Magdalena 20° 56.300’ 104° 02.509’ 1386 M
20 44
M45 M1 5 07/8/98 El jazmín - - - - - - - - - - - - - - - M
M46 M2 2 07/8/98 El batillero - - - - - - - - - - - - - - - M
M47 M3 2 08/8/98 La sidra - - - - - - - - - - - - - - - M
M48 M4 2 08/8/98 El hueso - - - - - - - - - - - - - - - M
M49 M5 3 08/8/98 Carreras - - - - - - - - - - - - - - - M
M50 M6 1 09/8/02 Totolán 19° 58.990’ 102° 40.183’ 1590 M
M51 M7 1 09/8/02 Santa Inés Tocumbo 19° 44.502’ 102° 34.967’ 1630 M
M52 M8 1 09/8/02 Peribán 19° 33.106’ 102° 26.586’ 1476 M
M53 M9 1 10/8/02 Cointzio 19° 41.609’ 101° 16.398’ 1932 M
M54 M10 1 10/8/02 Cerro “La Esperanza” 19° 41.233’ 101° 18.890’ 1998 M
M55 M11 1 11/8/02 Tejabán 19° 13.342’ 101° 53.714’ 587 M
M56 M12 1 11/8/02 Carretera a Nueva Italia 19° 03.290’ 102° 02.458’ 442 M
M57 M13 1 11/8/02 Presa de Zicuirán 18° 56.191’ 101° 54.650’ 292 M
M58 M14 1 11/8/02 El ceñidor, Nueva Italia 18° 59.651’ 102° 11.577’ 350 M
M59 M15 1 12/8/02 La Guadalupe Parácuaro 19° 07.472’ 102° 12.519’ 540 SF
M60 M16 1 12/8/02 Las yeguas Parácuaro 18° 57.308’ 102° 16.733’ 359 SF
M61 M17 1 12/8/02 El cirián, Nueva Italia 18° 53.661’ 102° 07.483’ 255 M
78
17 26
N62 N1 1 18/8/02 Santa María del Oro 21° 20.121’ 104° 40.147’ 1160 M
N63 N2 1 18/8/02 El rincón, Tepic 21° 32.472’ 104° 56.123’ 849 M
N64 N3 1 18/8/02 El pichón, Tepic 21° 33.479’ 104° 56.937’ 774 M
N65 N4 1 19/8/02 Jalisco 21° 19.601’ 104° 55.060’ 1042 M
N66 N5 1 19/8/02 El refilión, Xalisco 21° 19.407’ 104° 55.323’ 964 M
N67 N6 1 19/8/02 Compostela 21° 17.858’ 104° 54.044’ 920 M
N68 N7 1 19/8/02 La presa, Compostela 21° 13.714’ 104° 52.162’ 928 M
N69 N8 1 20/8/02 Las lumbres, Acaponeta 22° 20.795’ 105° 18.141’ 48 M y SG
N70 N9 1 23/8/02 Seboruco 21° 20.850’ 104° 40.749’ 1134 M
N71 N10 1 23/8/02 Ahuacatlán 21° 06.331’ 104° 27.427’ 1120 M
10 10
S72 S1 1 21/8/02 Bacurimi, Culiacán 24° 51.688’ 107 29.478’ 70 SG
S73 S2 1 21/8/02 La campana, Culiacán 24° 58.415’ 107 33.517’ 143 SG
S74 S3 1 21/8/02 Pericos, Mocorito 25° 03.574’ 107 39.547’ 80 SG
S75 S4 1 21/8/02 Rancho viejo Mocorito 25° 06.033’ 107 43.165’ 89 SG
S76 S5 1 22/8/02 Aguapepito Mocorito 25° 03.861’ 107 39.547’ 68 PS
S77 S6 1 22/8/02 Comanito Mocorito 25° 09.006’ 107 39.645’ 91 SG
S78 S7 1 22/8/02 La poma Badiraguato 25° 15.749’ 107 40.739’ 157 M
S79 S8 1 22/8/02 La majada Badiraguato 25° 14.076’ 107 39.781’ 145 M
8 8
V80 V1 1 02/9/02 Seis de Enero, Xalapa 19° 34.115’ 96 50.207’ 950 M
V81 V2 1 02/9/02 Altolucero, Almolonga 19° 35.063’ 96 47.384’ 1080 M
79
V82 V3 1 02/9/02 Actopan 19° 34.623’ 96 48.589’ 260 M
V83 V4 1 02/9/02 Los González, Actopan 19° 31.894’ 96 41.294’ 432 M
V84 V5 1 02/9/02 Bocana, Actopan 19° 24.416’ 96 36.731’ 311 M
V85 V6 1 03/9/02 El volador, Coatepec 19° 21.594’ 96 51.037’ 709 M
V86 V7 1 03/9/02 Palmillas 19° 12.293’ 96 46.221’ 702 M
V87 V8 1 03/9/02 Tierra Colorada 19° 13.255’ 96 21.916’ 46 M
V88 V9 1 04/9/02 Cerro gordo 19° 25.252’ 96 39.566’ 443 M
V89 V10 1 04/9/02 La cumbre 19° 23.320’ 96 38.807’ 366 M
10 10
* Maíz (M), maíz-sorgo (M/S), sorgo forrajero (SF), sorgo de grano (SG), pasto Sudán (PS), coco gigante (PG), coco hibrido (PH), Mango (m), Limón (L), y Naranja Valencia (N)
** Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M), Nayarit (N), Sinaloa (S), y Veracruz (V).
80
3.4. Colecta de suelo
Dentro de cada hábitat, se seleccionó un área de 10 m2, las muestras de
suelo se obtuvieron de cinco puntos al azar. De cada punto se tomaron cinco
submuestras de 10 x 10 x 15 cm de profundidad con una pala de mano pequeña y
se agruparon en una bolsa de polietileno de capacidad de 4 kg (41x71 cm) y se
mezclaron las muestras de aproximadamente 1 kg de suelo; lo anterior debido a
que más del 90% de los entomopatógenos se encuentran en los primeros 15 cm
de la superficie del suelo). Se tomaron las muestras en intervalos de 1-3 m (Hara
et al., 1991, Choo et al., 1995).
Las muestras se transportaron al laboratorio en bolsas de polietileno o
cartones de papel encerado, con la finalidad de evitar la exposición a calor
excesivo. Posteriormente se colocaron a temperatura de laboratorio (13-15°C)
(Stock, 1995). Las muestras de suelo fueron procesadas en un período no mayor
a 24 horas después de la colecta usando una modificación de la metodología
empleada por Akhurst y Bedding (1978) y deDoucet (1986).
Los insectos que se encontraron durante la toma de muestra de suelo
fueron separados y examinados para detectar una infección por
entomopatógenos. Estos insectos se colocaron en frascos de plástico de 100 cc
con suelo del área de muestreo y transportados al laboratorio. Los insectos
muertos encontrados durante el reconocimiento se lavaron varias veces con agua
destilada estéril y después se colocaron en trampas de White (Woodring y Kaya,
1988) para colectar los juveniles infectivos que emergieran.
3.5. Aislamiento de nematodos entomopatógenos
Con la finalidad de detectar nematodos entomopatógenos en las muestras
de suelo, se colocaron cinco larvas del último instar de G. mellonella sobre la
superficie del suelo de cada muestra (Bedding y Akhurst, 1975). De cada una de
las muestras se tomaron 250 g de suelo de la bolsa de plástico y se colocaron en
recipientes de plástico de 1000cc con la tapa de plástico con orificios para
asegurar la aireación; los botes que contienían las larvas y el suelo fueron
81
invertidos por 7 días y se pusieron en incubación (deDoucet, 1986; Miduturi et al.,
1996; Midituri et al., 1997a).
Las trampas de Galleria fueron incubadas a 25 °C y a 85 % de humedad
relativa y mantenidos en la oscuridad. Después de una semana de colocadas las
larvas, se separaron las larvas muertas o moribundas, se lavaron y desinfectaron
con hipoclorito de sodio al 0.5%, para después examínalas al microscopio y
comprobar la presencia de nematodos (Poinar, 1979; Hominick y Briscoe, 1990a;
Glazer, 1992a).
Las larvas muertas con características y síntomas de infección de
nematodos entomopatógenos, de cada muestra de suelo fueron enjuagadas en
agua bidestilada y se colocaron sobre un papel filtro dentro de la trampa de White
en caja de Petri (100 x 15 mm), para después colectar los juveniles infectivos que
emergieran de los cadáveres de 9-10 días después de exposición inicial al suelo
(Poinar, 1979; Woodring y Kaya 1988). Los insectos sobrevivientes fueron
mantenidos en cajas de Petri de 60 x 15 mm con un papel filtro húmedo para
observar los signos de infección (Stock, 1995).
La trampa de White consistió en una tapa de caja Petri invertida (60 mm
diámetro) puesta dentro de otra caja Petri de mayor tamaño (100 x 15 mm). Los
cadáveres de larvas de G. mellonella eran colocados en un papel filtro de 55 mm
en la tapa de la caja de Petri (60mm) y la caja de Petri (100 x 15 mm) y finalmente
se colocaron 5 ml de agua destilada. Los cadáveres permanecieron en la trampa
por una semana para que los juveniles infectivos (JIs) emigraran al agua. Se
colectaron durante los primeros cinco días después de iniciada la emergencia de
los juveniles infectivos de los cadáveres (Nguyen y Smart, 1995).
3.6. Postulados de Koch´s
Una vez recuperados los nematodos entomopatógenos se realizaron
ensayos con los juveniles infectivos, sobre cinco larvas del último instar de G.
mellonella por caja de Petri (60x15mm) con la finalidad de confirmar los
postulados de Koch y su patogenicidad. Las muestras de suelos que resultaron
82
positivas con nematodos y hongos entomopatógenos, se analizaron en el
laboratorio de sulos y agua de la FCBA para determinar su pH, Conductividad
eléctrica (C.E.), Materia orgánica (M.O.), Nitrógeno (N), Fósforo (P), Potasio (K),
Calcio (Ca) y textura del suelo.
3.7. Identificación de nematodos entomopatógenos
Con la finalidad de identificar a los nematodos recuperados de las trampas
de Galleria o provenientes de insectos muertos de campo fueron identificados
mediante un examen microscópico usando un Microscopio Compuesto equipado
con ocular micrométrico, siguiendo la metodología propuesta por Nguyen y Smart
(1996) y Stock y Kaya (1996).
Los colores de los cadáveres se registraron de 4 a los 8 días después de
muertos los insectos; los nematodos steinernematidos son de color gris, ocre o
café son disectados de 4 a 5 días posteriores a la infección; y para los
heterorhabdítidos de color rojo o naranja fueron disectados de 8 a los 10 días. Los
juveniles infectivos y machos adultos fueron utilizados para identificar los géneros
de los nematodos (Akhurst y Bedding, 1978; Woodring y Kaya, 1988; Dix et al.,
1992; Griffin et al., 1994; Stock y Kaya, 1996).
3.8. Preparación de JIs para estudios morfométricos
Los nematodos se identificaron al nivel de género por reexaminación de
montaje temporal de 10 juveniles infectivos para cada muestra aislada (Nguyen y
Smart, 1996). Los juveniles infectivos se mataron y fijaron en formaldehído
caliente al 4% (Woodring y Kaya, 1988).
3.9. Origen de las moscas de la fruta
Las larvas de Anastrepha ludens fueron proporcionadas por el laboratorio
de producción masiva de moscas de la fruta, MOSCAFRUT-SAGAR, Metapa de
Domínguez , Chiapas, México.
83
3.10. Reproducción de nematodos
Las larvas de G. mellonella se expusieron a los juveniles infectivos (JIs),
aplicando 2 ml de agua en una caja de Petri de 9 cm de diámetro, provistas de dos
capas de papel filtro whatman # 1. Después de 3 a 5 días las larvas muertas se
colocaron en una capa de papel filtro húmedo en la trampa de White (Woodring y
Kaya 1988). Los nematodos se multiplicaron según Dutky et al., (1964), Kaya y
Stimmann (1983), Matha y Mracek (1984) en condiciones de laboratorio (25±1°C )
y almacenados a 10°C hasta su utilización, previa titulación y dilución (Poinar y
Georgis, 1990; Spaull, 1991, 1992).
Después de aproximadamente dos semanas se extrajeron los JIs que se
encontraban en la película de agua y se almacenaron por una semana. Los
nematodos se almacenaron en 30 ml de agua aproximadamente a 5°C, en
matraces Erlermeyer de 250 ml tapados, a densidades mayores a los 20,000
nematodos/ml (Smits et al., 1991).
3.11. Prueba de patogenicdad de nematodos a A. ludens
3.11.1 Experimento de larvas de A. ludens en cajas de petri
La unidad experimental estuvo constituida por cajas de petri de 100 x 15
mm de diámetro/altura, donde se colocó una capa doble de papel filtro humeda y
un grupo de 20 larvas del tercer instar de moscas de la fruta a una concentración
de 1000 JIs por caja de petri (Beavers y Calkins, 1984). En total se utilizaron 80
larvas por tratamiento, ya que se hicieron cuatro repeticiones por tratamiento. El
testigo estuvo constituido por 80 larvas y un ml de agua destilada estéril,
unicamente.
Una vez realizada la inoculación, se efectuaron las observaciones a partir
de las 48 h postratamiento y después cada 24 horas, registrándose el porcentaje
de larvas muertas por el método de Finney y Bennet (1984). Las larvas muertas se
colocaron en una caja de Petri hémeda, con la finalidad de observar su
sintomatología y constatar más tarde la presencia de nematodos (Woodring y
Kaya, 1988).
84
3.11.2. Experimento de larvas y pupas de A. ludens en botes de
plástico con suelo areno-limoso.
El experimento de larvas y pupas estuvó constituido por botes de plástico
de 5 x 5 cm de diámetro/profundidad (19.63 cm2) a los que les agregó 70 g de
suelo de textura areno-limoso, previamente tamizado (malla 18), esterilizado y
ajustado a una humedad de 15% (peso/volumen) (Toledo et al., 2001). Se
agregaron 20 larvas de tercer instar o pupas de A. ludens de 48 h de edad. Se
evaluaron dos concentraciones de 0 y 50 JIs/cm2 (Yee y Lacey, 2003). La
concentración correspondiente se aplicó en un ml de suspensión que se ditribuyó
uniformemnte con una pipeta sobre la superficie del suelo de cada recipiente
(Beavers y Calkins, 1984). En total se utilizaron 80 larvas por tratamiento, ya qu
se hicieron cuatro repeticiones por tratamiento (Lindegren y Vial, 1986). El testigo
estuvo constituido por la aplicación de las larvas o pupas en un ml de agua
destilada esteril.
Una vez realizada la inoculación, se efectuaron observaciones a partir de 48
hrs postratamiento, registrandose el porcentaje de larvas y pupas muertas (Finney
y Bennet, 1984) para ello, se tamizó el suelo de cada unidad para localizar las
larvas y pupas muertas que se colocaron en una caja de petri humeda, con la
finalidad de observar su sintomatología y constatar más tarde la presencia de
nematodos (Woodring y Kaya, 1988).
3.12. Diseño experimental
Todos los experimentos fueron establecidos bajo el diseño completamente
al azar, con cuatro repeticiones (Steel y Torrie, 1993).
3.13. Análisis de datos
Se realizó primeramente una prueba de correlación entre la presencia de
nematodos con respecto a las características físico-químicas del suelo para la
presencia de nematodos entomopatógenos.
El segundo termino para los bioensayos de patogenicidad, la mortalidad de
las moscas fue ajustada utilizando la fórmula de Abbott (1925). El análisis de
85
varianza fue realizado sobre el porcentaje de mortalidad de los datos
transformados a arcoseno √% para normalizar los datos (Dimbi et al., (2003). Las
medias fueron separadas usando la prueba de Tukey al 0.05 de probabilidad
(SAS, 1998).
El tercero, aplicable para los calculos de la concentración y tiempos letales
50% (TL50) fueron determinados para cada repetición utilizando el método de
análisis Probit para correlacionar el tiempo y la mortalidad según Finney (1971),
Throne et al., (1995) y Dimbi et al., (2003).
86
IV. Resultados
4.1. Presencia de nematodos entomopatógenos por localidad y estado
En la mayoría de las muestras analizadas de suelo se encontraron
nematodos entomopatógenos.
En general de las 89 localidades, 27 resultaron positivas (30.3%) con
nematodos entomopatógenos de los géneros Heterorhabditis y Steinernema. La
distribución relativa de las localidades positivas fue la siguiente: en los estados de
Colima 15.7%, Jalisco 5.6%, Michoacán 7.9%, Nayarit 1.1%; no se localizó ningún
nematodo en los estados de Sinaloa y Veracruz (Cuadro 6).
Cuadro 6. Porcentaje de localidades positivas con nematodos entomopatógenos
en seis estados de la Republica Mexicana
Estado Total de localidades Localidades positivas %
Colima 24 14 15.7
Jalisco 20 5 5.6
Michoacán 17 7 7.9
Nayarit 10 1 1.1
Sinaloa 8 0 0
Veracruz 10 0 0
Totales 89 27 30.3
4.3. Presencia de nematodos entomopatógenos del número de muestras analizadas
Se encontraron 35/147 muestras con nematodos entomopatógenos
(23.8%); encontrándose los géneros Steinernema y Heterorhabditis. El porcentaje
de muestras positivas localizadas para cada uno de los estados en función al
87
número de muestras recogidas se encontró 13.6% para Colima, 4.8% en Jalisco y
Michoacán y un 0.7% para Nayarit (Cuadro 7).
Cuadro 7. Porcentaje de muestras positivas con nematodos entomopatógenos en
seis estados de la Republica Mexicana
Estado Total de muestras Muestras positivas %
Colima 49 20 13.6
Jalisco 44 7 4.8
Michoacán 26 7 4.8
Nayarit 10 1 0.7
Sinaloa 8 0 0
Veracruz 10 0 0
Totales 147 35 23.8
De las muestras positivas se aislaron nematodos del género Steinernema,
en el estado de Colima 40.0% (14/35) los cuales fueron aislados de las
localidades: C1, C3a, C3b, C3c, C8, C13, C14, C15, C20a, C20b, C20c, C21a,
C21c y C24; además, se detectó un 17.1% (6/35) de Heterorhabditis en las
localidades: C5, C9, C10, C21b, C22 y C23. Por otro lado, en Jalisco se ubicaron
14.3% (5/35) de Steinernema sp., en las localidades de J27b, J29a, J29c, J33 y
J34, respectivamente; con un 5.7% (2/35) de los aislados de Heterorhabditis sp.,
en las localidades J31 y J38.
Mientras en Michoacán obtuvo 14.3% (5/35) de los aislados de Steinernema
sp., en las localidades de M45, M46, M52, M54 y M60, mientras un 5.7% (2/35)
de los aislados de Heterorhabditis sp., fueron ubicados en localidades M55 y M56,
respectivamente; y por último en Nayarit solo se aisló el 2.8% de Steinernema sp.,
en la localidad de N62. No se encontró ningún aislado de nematodo en los
estados de Sinaloa y Veracruz (Cuadro 8, Figura 4).
88
Cuadro 8. Características físico-químicas del suelo: pH, Conductividad eléctrica, materia orgánica, Nitrógeno, Fósforo, Potasio, Calcio de las localidades que resultaron positivas con la presencia de nematodos entomopatógenos
Estado Lugar de colecta Cultivo pH C.E MO % N P K Ca Nematodos
C1 Los mezcales, Comala M 5.78 0.49 2.29 0.11 4 136 625 Steinernema sp.
C3a Cerro colorado M 4.72 0.65 5.25 0.26 4 90.5 3000 Steinernema sp.
C3b Cerro colorado M 4.72 0.65 5.25 0.26 4 90.5 3000 Steinernema sp.
C3c Cerro colorado M 4.72 0.65 5.25 0.26 4 90.5 3000 Steinernema sp.
C8 Colima, Comala, Cuauhtémoc M 5.54 0.25 1.36 0.06 4 45.5 375 Steinernema sp.
C13 El remate, Comala M 5.67 0.34 1.45 0.07 4.2 60.3 380 Steinernema sp
C14 Carrizalillo, Quesería M 5.19 0.46 0.43 0.02 3.3 50.1 220 Steinernema sp.
C15 Quesería M 6.46 1.55 8.53 0.4 8.1 113 340 Steinernema sp.
C20a Estación, Tecomán L 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Steinernema sp.
C20b Estación, Tecomán L 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Steinernema sp.
C20c Estación, Tecomán L 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Steinernema sp.
C21a Estación, Tecomán PG 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Steinernema sp.
C21c Estación, Tecomán PG 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Steinernema sp.
C24 Estación, Tecomán N 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Steinernema sp.
J27b Los depósitos M 4.99 0.6 0.9 0.05 4 90.5 1375 Steinernema sp.
J29a Sayula M 6.95 0.5 1.03 0.05 4 68 2000 Steinernema sp.
J29c Sayula M 6.95 0.5 1.03 0.05 4 68 2000 Steinernema sp.
J33 Los pinitos, Tonila M 5.09 0.57 1.65 0.08 3.2 60.3 290 Steinernema sp.
J34 Pialla, Tuxpan M 4.98 0.58 0.73 0.03 1.3 50.1 220 Steinernema sp.
M45 El jazmín M 5.66 0.34 5.19 0.26 4 68 250 Steinernema sp.
89
M46 El botillero M 6.11 1.15 5.91 0.29 4 68 375 Steinernema sp.
M52 Peribán M 5.98 0.4 2.51 0.12 4.2 80.3 280 Steinernema sp.
M54 Cerro “La Esperanza” M 5.73 0.47 2.71 0.14 5.1 82.5 230 Steinernema sp.
M60 Las yeguas Parácuaro SF ND ND ND ND ND ND ND Steinernema sp.
N62 Santa María del Oro M 5.36 0.56 0.92 0.05 1.1 62.5 280 Steinernema sp.
C5 Crucero de Tepames M 5.86 0.38 1.93 0.09 4 90.5 1500 Heterorhabditis sp.
C9 El poblado, Coquimatlán M 6.7 1.02 1.58 0.08 5.1 110 320 Heterorhabditis sp.
C10 Pueblo Juárez, Coquimatlán M 7.38 0.63 2.38 0.12 6.15 135 436.5 Heterorhabditis sp.
C21b Estación, Tecomán PG 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Heterorhabditis sp.
C22 Estación, Tecomán PH 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Heterorhabditis sp.
C23 Estación, Tecomán M 7.37 0.24 1.16 0.05 7 47 460 Heterorhabditis sp.
J31 Jesús Maria M 4.22 0 2.03 0.1 2.5 180 900 Heterorhabditis sp.
J38 Teocuitatlán M ND ND ND ND ND ND ND Heterorhabditis sp.
M55 Tejabán M 6.43 0.77 2.78 0.14 4.8 82.4 490.5 Heterorhabditis sp.
M56 Carretera a Nueva Italia M 5.63 0.81 1.19 0.06 3.1 78 320 Heterorhabditis sp.
M= maíz, L= limón, PG= palma gigante, PH= palma híbrida, m= mango, N= naranja, SF= sorgo forrajero ND: No determinado.
90
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
C J M N S VEstados de colecta
% m
uest
ras
posi
tivas
SteinernemaHeterorhabditis
Figura 4. Porcentaje de muestras con presencia de nematodos entomopatógenos de los estados de Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M), Nayarit (N), Sinaloa (S) y Veracruz (V) en la Zona Centro Occidente de México.
4.5. Tipo de hábitat
Los nematodos entomopatógenos fueron aislados en un amplio rango de
sistemas agrícolas. En términos de frecuencia de recuperación de los nematodos
de los cultivos analizados, se infiere que hubo una frecuencia superior de
muestras positivas en maíz, ya que en este cultivo se obtuvieron la mayoría de las
muestras de suelo; sin embargo, en general se logró un total de recuperación en
23.8% (35/147) de las muestras analizadas.
Con respecto al número de muestras positivas con nematodos sobresale el
cultivo de maíz con 65.7%; siguiéndole el limón mexicano y palma gigante con
8.6%, maíz-sorgo con 5.7%, mientras con 2.9% palma híbrida, naranja, mango y
91
sorgo forrajero. No se aislaron nematodos de los cultivos pasto Sudán, sorgo para
grano (Figura 5).
0
10
20
30
40
50
60
70
M M/S SG SF PS L PG PH m N
Tipo de hábitat
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas
Nematodos
Figura 5. Porcentaje de muestras positivas con nematodos entomopatógenos en función del tipo de hábitat de muestreo como maíz (M), maíz-sorgo (M/S), sorgo para grano (SG), sorgo forrajero (SF), pasto Sudán (PS), limón (L), palma gigante (PG), palma híbrida (PH), mango (m) y naranja valencia (N).
De los 35 aislados recuperados de nematodos veinticinco son de
Steinernema con 71.4% (25/35); el cual fue recuperado de maíz 45.7% (16/35),
limón 8.5% (3/35), palma gigante, maíz-sorgo con 5.7% (2/35), sorgo forrajero y
naranja Valencia con 2.9% (1/35); en tanto que Heterorhabditis, se encontró con
28.6% (10/35) de las muestras, aislados de maíz 20.0% (7/35), palma gigante,
palma híbrida y mango 2.9% (1/35). No se registró ningún aislado de nematodo
Heterorhabditis en los cultivos de pasto Sudán, sorgo forrajero, sorgo para grano,
asociación maíz-sorgo, limón y naranja Valencia (Figura 6).
92
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
M M/S SG SF PS L PG PH m N
Tipo de hábitat
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas
Steinernema
Heterorhabditis
Figura 6. Porcentaje de recuperación de especies de nematodos entomopatógenos en función del tipo de hábitat: maíz (M), maíz-sorgo (M/S), sorgo para grano (SG), sorgo forrajero (SF), pasto Sudán (PS), limón (L), palma gigante (PG), palma híbrida (PH), mango (m) y naranja valencia (N).
4.6. Características físico-químicas del suelo
A los suelos que dieron positivo en este estudio con nematodos en
diferentes tipos de hábitat, se realizó análisis de suelo de las características físico-
químicas de pH, CE, MO, N, P, K y Ca.
4.6.1. pH del suelo
Los sitios positivos con nematodos se registraron seis tipos de pH del suelo
que varían desde muy extremadamente ácido hasta moderadamente alcalino con
un pH que va de 4.0 hasta 7.5, sobresaliendo en cantidad los suelos ácidos (4.5-
5.5) y moderadamente alcalinos (7.3-7.5) con un 28.6%, siguiéndoles en
importancia extremadamente ácidos (4.6-5.5) con 25.7%; neutro (6.9-7.2) y las
93
muestras no analizadas con 5.8% y por último muy extremadamente ácido (4.0-
4.5) y moderadamente ácido (6.6-6.8) con un 2.8% (Figura 7).
0
5
10
15
20
25
30
35
Muy. Ext.Ácido
Ext, ácido Acido Mod.ácido
Neutro Mod.alcalino
N/A
Nematodos entomopatógenos
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas
pH del suelo
Figura 7. Frecuencia relativa de la presencia de nematodos entomopatógenos en función del pH del suelo de las muestras positivas como: muy ext. ácido (4.0-4.5), fuerte. Ácido (4.6-5.5), ácido (5.6-6.5), mod. ácido (6.6-6.8), neutro (6.9-7.2), mod. alcalino (7.3-7.5) y no analizados.
Los nematodos steinernematidos y heterorhabditidos se aislaron
principalmente de suelos con promedio de pH 5.83, con un rango de pH que tuvo
un rango entre 4.22 y 7.37.
Los sitios que dieron positivo para nematodos entomopatógenos en el caso
para Steinernema sp., en su mayoría se distinguieron por valores de pH 5.79 con
rangos que oscilaron de 4.72-7.37; sobresaliendo los suelos extremadamente
ácidos con 25.7% de las muestras en las localidades C20a, C20b, C20c, C21a,
C21c, C24 con 7.37 de pH, siguiéndole un pH ácido con 20% de las localidades
94
J29a y J29c con 6.95; así como un 17.1% con un pH moderadamente alcalinos y
resto de las localidades con pH neutro (6.9-7.2) con 5.7% de las muestras.
En tanto que los suelos que dieron positivo para Heterorhabditis sp., se
asocian con un pH 6.48 con un rango de 4.22-7.37; sobresale el pH
moderadamente alcalino con 11.4%; siguiéndole los suelos con un pH ácido con
8.6% y los muy extremadamente ácidos y moderadamente ácidos con 2.8% de las
muestras. Estos resultados muestran que el pH fue un factor importante de la
distribución de los nematodos, así como un indicador de la composición del suelo
(Figura 8).
0
5
10
15
20
25
30
Muy.Ext.
Ácido
Ext,ácido
Acido Mod.ácido
Neutro Mod.alcalino
N/A
pH del suelo
% m
uest
ras
posi
tivas
SteinernemaHeterorhabditis
Figura 8. Frecuencia relativa a la presencia de nematodos Steinernema y
Heterorhabditis con relación al pH del suelo de las localidades positivas como muy ext. ácido (4.0-4.5), ext. ácido (4.6-5.5), ácido (5.6-6.5), mod. ácido (6.6-6.8), neutro (6.9-7.2), mod. alcalino (7.3-7.5) y no analizados.
95
4.6.2. Conductividad eléctrica del suelo (dS/m)
Se basa principalmente en el hecho de que las sales contenidas en una
solución, dejan pasar la corriente eléctrica con mayor facilidad lo que permite
conocer la salinidad presente en un suelo por medio de un conductímetro que
expresa su valor en dS/m (decisimens por metro) utilizando una relación de suelo-
agua 1:2.
En general la salinidad se mide dentro de los rangos permitidos para las
plantas: EN= escasos nutrientes, DPSS= deseable para plantas sensibles a sales,
OMP= óptimo para la mayoría de los cultivos, RC= reducción del crecimiento, ST=
síntomas de toxicidad y TMP= tóxico para la mayoría de las plantas.
El estudio permitió agrupar a los nematodos entomopatógenos dentro de
cuatro grupos; sobresaliendo el grupo DPSS con 48.6% de las muestras con un
rango de (0.26-0.75 dS/m), siguiéndole el grupo EN con 31.4% de las muestras
con un rango (< 0.25 dS/m), así como el grupo OMP con 14.3% de las muestras
con un rango (0.76-1.25 dS/m) y RC con 5.7% de las muestras (1.26-1.75 dS/m);
además de 5.7% de las muestras no analizadas. No se encontró ningún nematodo
entomopatógeno del grupo ST y TPM (Figura 9).
Los sitios positivos con Steinernema sp., en su mayoría se distinguieron por
valores de 0.48 dS/m de C.E. con rangos que oscilaron de 0.24-0.65 dS/m; DPSS
que sobresale con 42.8%, siguiéndole EN con un 20%, RC con 5.7% y por último
OMP, muestra no terminada con 2.8% de las muestras. Mientras que los suelos
que dieron positivo para Heterorhabditis sp., se asociaron con 0.43 dS/m de C.E.
con un rango de 0.24-1.02 dS/m; sobresaliendo EN y OMP con 11.4% de las
muestras, siguiéndole DPSS con 5.7% y ub 2.8% de la muestra no determinada;
no se encontró RC, ST y TPM, respectivamente (Cuadro 8, Figura 10).
96
0
10
20
30
40
50
60
EN DPSS OMP RC ST TMP NDSalinidad del suelo
C.E
. (dS
/m)
Nematodos
Figura 9. Presencia de nematodos entomopatógenos en función de la conductividad eléctrica o salinidad del suelo EN= (< 0.25), DPSS= (0.26-0.75), OMP= (0.76-1.25), RC= (1.26-1.75), ST= (1.76-2.25), TMP= (> 2.26) y ND= no determinado.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
EN DPSS OMP RC ST TMP NDSalinidad del suelo
C.E
. (dS
/m)
Heterorhabditis
Steinernema
Figura 10. Presencia de nematodos entomopatógenos, tipo de especie Heterorhabditis y Steinernema en función de la conductividad eléctrica o salinidad del suelo EN= (< 0.25), DPSS= (0.26-0.75), OMP= (0.76-1.25), RC= (1.26-1.75), ST= (1.76-2.25), TMP= (> 2.26) y ND= no determinado.
97
4.6.3. Materia orgánica del suelo (%)
Los nematodos entomopatógenos steinernemátidos y heterorhabdítidos se
aislaron de suelos con 1.74% de M.O. con un rango que fluctuó de 0.73-5.25%.
Mientras que los sitios que dieron positivo para Steinernema sp. en su mayoría se
distinguieron por tener valores de 1.74% de M.O. con rangos que oscilaron de
0.73-5.25%, sobresaliendo la localidad C15 con 8.53%, siguiéndole M46 con
5.91%, C3a, C3b, C3c con 5.25% de M.O.; M45 con 5.19%, M54 con 2.71%, M52
con 2.51%, C1 con 2.29% y el resto de las localidades por debajo de 1.65% de
M.O. Por otro lado, los suelos que dieron positivo para Heterorhabditis sp., se
asociaron con 1.66% de M.O. con un rango que varió de 1.16-2.78%,
sobresaliendo la localidad M55 con 2.78% siguiéndole C10 con 2.38%, J31 con
2.03%, C5 con 1.93%, C9 con 1.58% y el resto de las localidades por abajo del
1.5% de M.O. (Cuadro 8).
4.6.4. Nitrógeno del suelo (%)
Los nematodos entomopatógenos steinernemátidos y heterorhabdítidos se
caracterizan principalmente por tener en promedio 0.08% de nitrógeno, con un
rango de 0.03-0.40%; en Steinernema sobresaliendo la localidad C15 con 0.40%,
siguiéndole, M46 con 0.29%, C3a, C3b, C3b con 0.26% de nitrógeno, seguido por
M54 con 0.14%, M52 con 0.12%, C1 con 0.11% de nitrógeno y el resto de las
localidades por abajo del 0.10% de nitrógeno. En tanto que, los suelos que dieron
positivo para Heterorhabditis sp., registraron 0.08% de nitrógeno con un rango de
0.05-0.14%, sobresaliendo la localidad M55 con 0.14% de nitrógeno, seguido por
C10 con 0.12%, J31 con, 0.10% de nitrógeno y el resto de las localidades por
abajo del 0.10% de nitrógeno (Cuadro 8).
4.6.5. Fósforo del suelo (mg/kg suelo)
La presencia de nematodos en suelos muy bajos en fósforo con 57.1%,
seguido por suelos bajos en fósforo con 37.1% de las muestras, respectivamente y
un 5.7% de muestras no analizadas (Figura 11). Los nematodos entomopatógenos
steinernematidos y heterorhabditidos se caracterizan principalmente por tener en
promedio 4.59 mg de fósforo con un rango que fluctúa de 1.1-7.0 mg.
98
Los sitios que dieron positivo para Steinernema sp., en su mayoría se
distinguieron por tener valores en promedio 3.88 mg de fósforo con rangos que
oscilaron de 1.1-7.0 mg; sobresaliendo la localidad C15 con 8.1 mg, C20a, C20b,
C20c, C21a, C21c, C24 con 7 mg de fósforo, siguiéndole M54 con 5.1 mg, C13,
M52 con 4.2 mg y resto de las localidades por debajo de 4.1 mg.
Fósforo (mg/kg suelo)
0
10
20
30
40
50
60
Nematodos
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas
Muy bajo
Bajo
N/A
Figura 11. Porcentaje de la presencia de nematodos en función del fósforo presente en las muestras positivas.
En tanto que Heterorhabditis sp., registró en promedio 5.16 mg de fósforo
con rangos que oscilaron entre 2.0-7.0 mg; sobresaliendo las localidades C21b,
C22, C23 con 7 mg, siguiéndole C10 con 6.15 mg, C9 con 5.1 mg de fósforo y el
resto de las localidades por debajo de los 5 mg (Cuadro 8).
4.6.6. Potasio del suelo (cmol/kg suelo)
La presencia de nematodos entomopatógenos en función del potasio
presente en el suelo (cmol(+)/kg suelo) de las muestras positivas se localizan en
99
suelos muy bajos hasta moderadamente bajos; sobresaliendo los suelos muy
bajos y bajos con un 48.6% de las muestras, modernamente bajo con 8.6% y con
un 5.7% de las muestras no analizadas (Figura 12).
Potasio (cmol(+)/kg suelo)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Nematodos
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas
Muy bajoBajoMod. bajoN/A
Figura 12. Presencia de nematodos en función del potasio presente en las muestras positivas con estos agentes.
Los nematodos entomopatógenos steinernematidos y heterorhabditidos se
caracterizan por tener en promedio 69.07cmol de potasio, con un rango que
fluctúa de 45.5-180 cmol. Mientras que los sitios que dieron positivo para
Steinernema sp., en su mayoría se distinguieron por valores promedios de
58.86cmol de potasio, con rangos que oscilaron de 47-135 cmol; sobresaliendo la
localidad C1 con 136 cmol, siguiéndole C15 con 113 cmol, C3a, C3b, C3c, J27b
con 90.5 cmol, M54 con 82.5 cmol, M52 con 80.3 cmol, J29a, J29c, M45, M46 con
100
68 cmol, N62 con 62.5 cmol, C13, J33 con 60.3 cmol y el resto de las localidades
están por debajo de los 60 cmol de potasio.
Mientras que Heterorhabditis sp., registró en promedio 86.4 cmol de
potasio, con rangos que oscilaron de 47-180 cmol; sobresaliendo J31 con 180
cmol de potasio, siguiéndole C10 con 135 cmol, C9 con 110 cmol, C5 con 90.5
cmol, M55 con 82.4 cmol, M56 con 78 cmol de potasio y el resto de las localidades
están por debajo de los 50 cmol de potasio, respectivamente (Cuadro 8).
4.6.7. Calcio del suelo (cmol/kg suelo)
Los nematodos entomopatógenos se aislaron en suelos bajos de calcio con
37.1%, siguiéndole muy bajo y medio con 25.7%, moderadamente bajo en calcio
con 8.6% y 5.7% de las muestras no analizadas (Figura 13).
Calcio (cmol(+)/kg suelo)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Nematodos
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas Muy bajo Bajo
Mod. bajo MedioN/A
Figura 13. Porcentaje de la presencia de nematodos entomopatógenos dentro de las muestras positivas en función de calcio del suelo.
Los nematodos entomopatógenos steinernematidos y heterorhabditidos se
aislaron de suelos que se caracterizan principalmente por tener 681.74 cmol de
calcio, con un rango que fluctuó de 220-3000 cmol. Los sitios positivos para
101
Steinernema sp. en su mayoría se distinguieron por valores de 741.2 cmol de
calcio, con rangos de 220-3000 cmol; sobresaliendo las localidades C3a, C3b, C3c
con 3000 cmol de calcio, siguiéndole J29a, J29c con 2000 cmol, C1 con 625 cmol,
C20a, C20b, C20c, C21a, C21c, C24 con 460 cmol y el resto de las localidades
por debajo de los 375 cmol de calcio, respectivamente.; en tanto que
Heterorhabditis sp., tiene 580.7cmol de calcio con rangos que oscilaron de 320-
1500 cmol de calcio; sobresaliendo la localidad C5 con 1500 cmol, siguiéndole J31
con 900 cmol, M55 con 490.5 cmol, C21b, C22 y C23 con 460 cmol y el resto de
las localidades no sobrepasan los 437 cmol de calcio, respectivamente (Cuadro 8).
4.6.8. Análisis de correlación de las características físico-químicas El análisis regresión registró que la probabilidad de encontrar nematodos
entomopatógenos con respecto a las características físico-químicas de suelo
están correlacionadas positivamente con el pH (R= 0.197, P= 0.270), fósforo (R=
0.125, P= 0.489) y potasio (R= 0.309, P= 0.079); así como una correlación
negativa con la conductividad eléctrica (R= -0.037, P= 0.839), materia orgánica
(R= -0.182, P= 0.310), nitrógeno (R= -0.179, P= 0.318) y calcio (R= -0.150, P=
0.404) (Figura 14; Cuadro 9).
4.7. Textura del suelo para nematodos entomopatógenos
La frecuencia de recuperación de nematodos registró siete tipos de textura
del suelo de las muestras positivas, sobresaliendo la textura areno-limoso con
34.3% (12/35), franco-arenoso, franco-limoso con 17.1% (6/35), franco y arcilloso
con 11.4% (4/35), franco-arcillo-arenoso y franco-arcilloso con 2.8% (1/35),
respectivamente y con un 5.7% las muestras no analizadas. No se encontró
ningún agente entomopatógeno en los tipos de textura arenoso, franco-arcillo-
limoso, limoso, arcillo-arenoso y arcillo-limoso (Figura 15).
102
-0.3
-0.2
-0.1
0
0.1
0.2
0.3
0.4
pH C.E. M.O. N P K Ca
Características físico-químicas
Val
ores
de
corr
elac
ión
Figura 14. Correlación de las características físico-químicas con respecto a la
presencia de nematodos entomopatógenos Cuadro 9. Valores de correlación de las características físico-químicas del suelo
con relación a la presencia de nematodos entomopatógenos
CA K P N MO CE pH Nem CA 1.0000 0.2238 -0.1900 0.3464 0.3308 0.0791 -0.3501 -0.1503
0 0.2104 0.2894 0.0483 0.0600 0.6616 0.0458 0.4036 K 1.0000 -0.2447 0.3871 0.3695 0.2877 -0.4080 0.3094 0 0.1699 0.0260 0.0343 0.1044 0.0184 0.0797
P 1.0000 0.0317 0.0668 -0.0934 0.8046 0.1249 0 0.8608 0.7116 0.6051 0.0001 0.4885
N 1.0000 0.9983 0.6414 -0.3175 -0.1790 0 0.0001 0.0001 0.0718 0.3188
MO 1.0000 0.6392 -0.2892 -0.1821 0 0.0001 0.1026 0.3102
CE 1.0000 -0.1766 -0.0366 0 0.3255 0.8394
pH 1.0000 0.1977 0 0.2701
Nem 1.0000 0
103
0
5
10
15
20
25
30
35
40
A-L F-A F F-L F-Ar-A F-Ar Ar NA
Textura de suelo
% m
uest
ras
posi
tivas
Nematodos entomopatógenos
Figura 15. Presencia de nematodos entomopatógenos tipo de textura del suelo (areno-limoso A-L, franco arenoso F-A, franco F, franco-limoso F-L, franco-arcillo-arenoso F-Ar-A, franco-arcilloso F-Ar, arcilloso Ar y muestras no analizadas NA).
Con respecto a la especie de nematodo, se encontró que Steinernema está
presente en suelos con textura areno-limoso con 25.7%, franco-arenoso con
14.3%, franco, franco-limoso y arcilloso con 8.6%, franco-arcillo-arenoso y no
analizadas con 2.8%. Mientras que Heterorhabditis está en suelos areno-limoso y
franco-limoso con 8.6%, franco-arenoso, franco-arcilloso, arcilloso una muestra no
analizada con 2.8% de las muestras, respectivamente (Cuadro 10, Figura 16).
104
0
5
10
15
20
25
30
A-L F-A F F-L F-Ar-A F-Ar Ar NA
Texturas del suelo
No.
mue
stra
s po
sitiv
asSteinernema
Heterorhabditis
Figura 16. Presencia de especies de nematodos entomopatógenos en función de la textura del suelo (areno-limoso A-L, franco arenoso F-A, franco F, franco-limoso F-L, limoso L, franco-arcillo-arenoso F-Ar-A, franco-arcilloso F-Ar, arcilloso Ar y muestras no analizadas.
Con relación al tipo de textura en cada uno de los estados analizados
Colima registró 20 muestras de suelo con 57.1%; sobresale la textura areno-
limoso con 31.4%(11/35), siguiéndole franco-arenoso y arcilloso con 8.6% (3/35) y
el resto de las texturas fueron franco-limoso, franco-arcillo-arenoso y franco-
arcilloso con 2.8% (1/35), respectivamente; Jalisco se encontraron nueve
muestras de suelo con 25.7%, sobresaliendo la textura franco-limoso con 8.6%
(3/35), le sigue la textura franca con 5.7% y una muestra areno-limoso, franco-
arenoso, arcilloso y una muestra no analizada con 2.8%; Michoacán fueron cinco
muestras de suelo con 14.3%, sobresaliendo la textura franco-limoso 5.7% (3/35)
y con una muestra franco-arenoso, franco y la no analizada con 2.8%. Nayarit solo
se encontró un suelo de textura franco-arenoso con el 2.8% (Figura 17).
105
0
5
10
15
20
25
30
35
Colima Jalisco Michoacán Nayarit Sinaloa VeracruzEstados de muestreo
% d
e m
ues
tras
po
siti
vas
A-L F-A FF-L F-Ar-A F-ArAr NA
Figura 17. Presencia de nematodos entomopatógenos por estado de muestreo en función de la textura del suelo (areno-limoso A-L, franco arenoso F-A, franco F, franco-limoso F-L, limoso L, franco-arcillo-arenoso F-Ar-A, franco-arcilloso F-Ar, arcilloso Ar y muestras no analizadas NA).
4.8. Altitud sobre el nivel del mar (msnm)
La presencia de nematodos en función de la altitud se pudo observar que
existe una mayor cantidad muestras con nematodos a una menor altitud de 500
msnm con 37.1%, le sigue en importancia de 1001-1500 msnm con 28.6%,
siguiéndole 1501-2000 msnm con un 14.3%, entre 501-1000 msnm con 11.4% y
solamente una muestra por arriba de los 2000 msnm. Así como dos muestras no
analizadas (Figura 18).
106
0
5
10
15
20
25
30
35
40
< 500 501-1000 1001-1500 1501-2000 > 2001 NDAltitud (msnm)
% m
uest
ras
posi
tivas
Nematodos entomopatógenos
Figura 18. Porcentaje de la presencia de nematodos entomopatógenos de suelo en función de la altitud sobre el nivel del mar de las localidades de Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M) y Nayarit (N).
La presencia de nematodos se localizó desde 33 hasta los 2220 msnm;
con relación a Steinernema se registró la mayor incidencia a 1001-1500 msnm
con 22.8%, le sigue en importancia a menos de 500 msnm con 20%, 1501-2000
msnm con 14.35 y en menor proporción a 501-1000 msnm con 8.6%; mientras
que Heterorhabditis tiene la mayor cantidad a menos de 500 msnm con 17.1%,
siguendole de 501-1000 msnm, 1001-1500 msnm y a más de 2000 msnm con
2.8% de las muestras, respectivamente (Cuadro 10, Figura 19).
107
0
5
10
15
20
25
< 500 501-1000 1001-1500 1501-2000 > 2001 ND
Altitud (msnm)
% d
e m
uest
ras
posi
tivas
Steinernema
Heterorhabditis
Figura 19. Porcentaje de presencia de Steinernema y Heterorhabditis en función de la altitud sobre el nivel del mar de las localidades de Colima (C), Jalisco (J), Michoacán (M) y Nayarit (N).
4.9. Virulencia de cepas y aislados de nematodos entomopatógenos
Con la finalidad de determinar la(s) especie(s) de nematodos mas
virulenta(s) y la susceptibilidad de larvas de tercer instar de A. ludens.
El análisis de varianza de los datos de porcentaje de mortalidad acumulada,
mostró diferencias altamente significativas para las fuentes principales (F= 40.36;
gl= 119, 479; P<0.0001), al descomponer los factores de interacción mostró
diferencias altamente significativas para los factores: tiempo de exposición (F=
399.59; gl= 119, 479; P<0.0001), nematodos (F= 125.99; gl= 23, 479; P<0.0001) y
la interacción tiempo-nematodo (F= 3.34; gl= 119, 479; P<0.0001).
108
Cuadro 10. Presencia de nematodos entomopatógenos en función de la altitud (msnm) y textura del suelo (arena: limo:
arcilla)
Localidad Lugar de colecta
Cultivo Altitud %
arcilla %
limo %
arena Textura del suelo Nematodos
C1 Los mezcales, Comala M
625 23.24 26.16 50.6 Franco-Arcillo-
Arenoso Steinernema sp.
C3a Cerro colorado M 1080 53.24 24.16 22.6 Arcilloso Steinernema sp.
C3b Cerro colorado M 1080 53.24 24.16 22.6 Arcilloso Steinernema sp.
C3c Cerro colorado M 1080 53.24 24.16 22.6 Arcilloso Steinernema sp.
C8 Colima, Comala, Cuauhtémoc M 970 10.52 21.24 68.2 Franco-Arenoso Steinernema sp.
C13 El remate, Comala M 817 12.84 7.28 79.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C14 Carrizalillo, Quesería M 1550 6.84 5.28 87.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C15 Quesería M 1304 6.84 23.28 69.9 Franco-Arenoso Steinernema sp.
C21c Estación, Tecomán PG 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C20b Estación, Tecomán L 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C20c Estación, Tecomán L 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C21a Estación, Tecomán PG 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C21c Estación, Tecomán PG 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
C24 Estación, Tecomán N 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Steinernema sp.
J27b Los depósitos M 1520 5.24 20.16 74.6 Areno-Limoso Steinernema sp.
J29a Sayula M 1304 12.52 34.52 53 Franco Steinernema sp.
J29c Sayula M 1304 12.52 34.52 53 Franco Steinernema sp.
J33 Los pinitos, Tonila M 1590 16.84 29.28 53.9 Franco-Arenoso Steinernema sp.
109
J34 Pialla, Tuxpan M 1630 4.84 53.28 41.9 Franco-Limoso Steinernema sp.
M45 El jazmín M 0 5.24 59.44 35.3 Franco-Limoso Steinernema sp.
M46 El batillero M 0 3.24 34.16 62.6 Franco-Arenoso Steinernema sp.
M52 Peribán M 1338 14.84 41.28 43.9 Franco Steinernema sp.
M54 Cerro “La Esperanza” M 1709 12.84 53.28 33.9 Franco-Limoso Steinernema sp.
M60 Las yeguas Parácuaro SF 1496 ND ND ND ND Steinernema sp.
N62 Santa María del Oro M 255 18.84 23.28 57.9 Franco-Arenoso Steinernema sp.
C5 Crucero de Tepames M 400 33.24 34.16 32.6 Franco-Arcilloso Heterorhabditis sp.
C9 El poblado, Coquimatlán M 422 4.84 59.28 35.9 Franco-Limoso Heterorhabditis sp.
C10 Pueblo Juárez, Coquimatlán M 279 10.84 15.28 73.9 Franco-Arenoso Heterorhabditis sp.
C21b Estación, Tecomán PG 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Heterorhabditis sp.
C22 Estación, Tecomán PH 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Heterorhabditis sp.
C23 Estación, Tecomán m 33 4.84 19.28 75.9 Areno-Limoso Heterorhabditis sp.
J31 Jesús Maria M 2220 40.5 29.6 29.8 Arcilloso Heterorhabditis sp.
J38 Teocuitatlán M 587 ND ND ND ND Heterorhabditis sp.
M55 Tejabán M 1369 6.84 79.28 13.9 Franco-Limoso Heterorhabditis sp.
M56 Carretera a Nueva Italia M 1425 2.84 71.28 25.9 Franco-Limoso Heterorhabditis sp.
110
El análisis varianza mostró diferencias altamente significativas entre los
nematodos evaluados con respecto al tiempo; se presenta la evolución de la tasa
de mortalidad larval con cada uno de los aislados (Cuadro 11).
Se evaluaron 23 nematodos entomopatógenos de los cuales 17 son nativos
y seis exóticos; estos pertenecen al género Steinernema con 12 aislados y cepas
y Heterorhabditis con 11 aislados y cepas. Los resultados experimentales,
permitieron determinar 13 aislados de nematodos nativos (steinernematidos y
heterorhabditidos) evaluados presentaron una mayor actividad entomopatógena
que los nematodos exóticos sobre larvas del tercer instar de A. ludens.
Los aislados de nematodos entomopatógenos que mostraron una mayor
virulencia sobre larvas de tercer instar registraron doce niveles de significativas.
Los porcentajes de mortalidad acumulada fluctuaron de 51.1 hasta 90.6% de
mortalidad, respectivamente; sobresaliendo Heterorhabditis HC10a, Steinernema
SM46, SM45, SC1b, SC3b, Heterorhabditis HC22 y HC10c con una mortalidad de
80.5 hasta 90.6%. En tanto, que las especies menos virulentas fueron H. megidis y
S. riobrave con 55.7% y 51.1% de mortalidad, respectivamente.
La evolución del porcentaje de mortalidad registradas a las 24 horas, el
análisis mostró diferencias altamente significativas el cual registró seis niveles de
significancia (F=23.88; gl= 23, 72; P<0.0001) con una mortalidad 22.2 hasta
68.8%; los nematodos mas virulentos fueron Steinernema SM45 con 68.8%,
siguiendo en importancia Steinernema SC3b con 66% de mortalidad el cual no
tiene diferencias con Heterorhabditis HC10a, HC10c, HC10b, HC21c, HC5, HC23,
HC21 o Steinernema SM46, SC3a, SC20a, S. carpocapsae LDV, All, S. feltiae
Fla. Con respecto a los demás nematodos, existen diferencias con los aislados de
Heterorhabditis HC21c, HJ31, H. megidis y S. riobrave (Cuadro 12).
111
Cuadro 11. Porcentaje de mortalidad de larvas A. ludens a diferentes especies y cepas de nematodos entomopatógenos en suelo y prueba de separación de medias por Tukey al 0.05.
Nematodo Mortalidad
Heterorhabditis HC10a 90.6 A
Steinernema SM46 89.1 A
Steinernema SM45 88.4 AB
Steinernema SC1b 88.0 AB
Steinernema SC3b 88.0 AB
Heterorhabditis HC22 86.0 AB
Heterorhabditis HC10c 80.5 ABC
Heterorhabditis HC21c 79.8 BCD
Heterorhabditis HC10b 79.3 BCDE
Heterorhabditis HC5 78.6 CDEF
Heterorhabditis HC23 78.2 CDEF
Steinernema SC20a 78.1 CDEFG
Heterorhabditis HC21a 75.9 CDEFG
S. carpocapsae All 74.3 DEFG
S. carpocapsae LDV 73.9 DEFG
Steinernema SC3a 73.9 DEFG
Heterorhabditis HC21b 71.6 EFGH
Steinernema SC1a 71.2 FGH
S. feltiae Fla 69.8 GHI
S. carpocapsae Davis 63.8 HIJ
Heteorhabditis HJ31 61.3 IJ
H. megidis 55.7 JK
S. riobrave 51.1 K
Testigo 0 L * Valores dentro de la columna, seguida con la misma letra no son diferentes estadísticamente, en base a la prueba de Tukey al 0.05 de probabilidad
MSD12.592
112
Cuadro 12. Evolución del porcentaje de mortalidad de larvas de A. ludens inoculadas con veintitrés cepas o aislados
de nematodos entomopatógenos nativos a la concentración de 1000 JIs por mililitro en cajas de petri
Especies/Cepas 24 48 72 96 120 Steinernema SC1b 64.0 ABC 88.5 ABC 91.3 ABC 96.4 AB 100 A Steinernema SC3b 66.0 AB 84.9 ABCD 89.2 ABCD 100 A 100 A Heterorhabditis HC10c 61.6 ABC 65.0 DEFG 82.9 ABCD 92.8 ABC 100 A Heterorhabditis HC21a 53.2 ABC 58.1 EFGH 75.3 ABCDEF 92.8 ABC 100 A Heterorhabditis HC23 55.6 ABC 60.6 EFGH 78.6 ABCDE 96.4 AB 100 A Heterorhabditis HC10a 64.0 ABC 92.8 A 96.4 A 100 A 100 A Steinernema SM46 61.4 ABC 91.3 AB 92.8 AB 100 A 100 A Heterorhabditis HC5 57.4 ABC 73.0 ABCDE 76.5 ABCDEF 86.2 ABCDE 100 A Heterorhabditis HC10b 61.5 ABC 71.8 BCDE 74.8 BCEDF 88.5 ABCD 100 A Heterorhabditis HC21c 59.7 ABC 72.6 ABCDE 77.1 ABCDEF 89.7 ABCD 100 A Heterorhabditis HC22 50.7 BCD 90.1 AB 92.8 AB 96.4 AB 100 A Steinernema SM45 68.8 A 91.3 AB 92.8 AB 92.8 ABC 96.4 AB S. carpocapsae LDV 60.6 ABC 66.7 EDF 68.7 DEFG 77.2 BCDEF 96.4 AB Steinernema SC20a 57.3 ABC 60.6 EFGH 81.2 ABCD 94.9 AB 96.4 AB S. carpocapsae All 54.1 ABC 69.9 CDEF 74.4 BCDEF 77.6 BCDF 96.4 AB Heterorhabditis HJ31 35.0 DE 67.7 FGH 56.5 FGH 71.0 CDEF 94.9 AB Steinernema SC3a 59.7 ABC 72.6 DEF 69.5 DEFG 77.6 BCDEF 94.9 AB Steinernema SC1a 51.5 ABCD 57.3 EFGH 71.9 CDEFG 82.4 ABCDEF 92.8 AB Heterorhabditis HC21b 47.5 CD 66.9 DEF 73.1 BCDEF 77.6 BCDEF 92.8 AB S. carpocapsae Davis 49.2 BCD 54.0 EFGH 58.0 EFGH 70.6 DEF 87.3 AB S. feltiae Fla 57.2 ABC 58.9 EFGH 70.6 DEFG 75.6 BCDEF 86.5 AB H. megidis 29.8 E 46.0 GH 51.6 GH 64.9 EF 86.1 AB S. riobrave 22.2 E 44.2 H 46.7 H 61.6 F 81.0 B Testigo 0 F 0 I 0 I 0 G 0 C
* Valores dentro de la columna, seguidas con la misma letra no son diferentes estadísticamente, en base a la prueba de Tukey al
0.05 de probabilidad.
113
En tanto que, a las 48 horas de la inoculación registró diferencias altamente
significativas con nueve niveles (F=27.98; gl= 23, 72; P<0.0001), que tienen una
mortalidad de 44.2 hasta 92.8%; sobresaliendo los aislados de Heterorhabditis
HC10a, HC22, HC5, HC21c y Steinernema SM46, SM45, SC1b, SC3a, SC20a y
los menos virulentos H. megidis y S. riobrave con 45 y 44.2% de mortalidad.
Se observó a las 72 horas diferencias significativas (F=27.96; gl= 23, 72;
P<0.0001) con nueve niveles de significancia con una mortalidad de 46.7 hasta
96.4%; siendo los nematodos mas sobresalientes los nematodos de
Heterorhabditis HC10a, HC22, HC10c, HC23, HC21c, HC5 y Steinernema SM46,
SM45, SC1b, SC3a y los nematodos menos virulentos H. megidis y S. riobrave
con 51.6% y 46.7% de mortalidad, respectivamente.
A las 96 horas de la inoculación existen diferencias significativas (F=25.39;
gl= 23, 72; P<0.0001) con siete niveles de significancia los cuales registran una
mortalidad 61.6 al 100%. Además, 14 nematodos fueron los mas sobresalientes
de Heterorhabditis HC10a, HC23, HC22, HC21a, HC10c, HC21c, HC10b, HC5 y
Steinernema SM46, SC3a, SC1b, SC20a, SM45 y los nematodos menos
virulentos H. megidis y S. riobrave con 64.9 y 61.6% de mortalidad,
respectivamente.
La mortalidad acumulada a las 120 horas, después de la inoculación
existen diferencias significativas (F=34.70; gl= 23, 72; P<0.0001) con tres niveles
de significancia y una mortalidad 81 hasta 100%. Se observó que once nematodos
alcanzaron el 100% de mortalidad siendo ocho de Heterorhabditis HC10c, HC21a,
HC23, HC10a, HC5, HC10b, HC21c, HC22; así como tres de Steinernema SC1b
SC3a y SM46; además los nematodo que presentaron la menor mortalidad fueron
H. megidis y S. riobrave con 86.1 y 81.0%.
4.9.1. Tiempo letal 50 de nematodos evaluados sobre larvas de A. ludens
Los nematodos que presentaron porcentajes de mortalidad superior al 50%
se les realizó análisis de regresión, entre el logaritmo del tiempo de infección y el
114
probit de la mortalidad, para a partir de la ecuación formada, calcular sus tiempos
letales 50%. Como se observa en el (Cuadro 13).
Los valores obtenidos para cada uno de los nematodos entomopatógenos
evaluados donde se puede observar el TL50 de los 23 aislados, se encuentran
comprendidos entre 13.5 y 62.3 horas. Los valores con el menor TL50
corresponden a las cepas SM45 y SC3b que presentaron los tiempos letales más
precoces, correspondiendo estos a 13.5 y 14.8 horas, respectivamente.
Los mayores valores registrados de los nematodos evaluados fueron H.
megidis y S. riobrave con 54.4 y 62.3 horas, respectivamente. Se observa que las
cepas que presentan mayor pendiente fueron de los géneros Heterorhabditis
HC10b y Steinernema SC1b, S. carpocapsae LDV, SC3b y SM45 con valores de
16.0, 15.6, 15.5, 14.8 y 13.5 horas, respectivamente. Lo cual indica que presentan
una respuesta más homogénea, a pequeños incrementos de tiempo hay grandes
incrementos en la mortalidad de los insectos.
Además, se observó que 16 de los 23 nematodos evaluados registraron un
TL50 menor a las 24 horas; por otro lado, se encontró a dos de los nematodos
evaluados con un TL50 mayor a las 48 horas siendo H. megidis y S. riobrave con
valores de 54.4 y 62.3 horas.
4.10. Virulencia de nematodos a larvas de A. ludens en botes con
suelo estéril.
Los resultados experimentales, permitieron determinar que los seis
nematodos evaluados presentan actividad entomopatógena sobre larvas del tercer
estadio de A. ludens en un suelo estéril.
El análisis de varianza de los datos de porcentaje de mortalidad acumulada,
mostró diferencias altamente significativas para las fuentes principales (F= 79.96;
gl= 34, 139; P<0.0001), al descomponer los factores de interacción mostró
diferencias altamente significativas para los factores: tiempo de exposición (F=
429.07; gl= 24, 139; P<0.0001), nematodos (F= 115.07; gl= 6, 139; P<0.0001) y la
interacción tiempo-nematodo (F= 12.99; gl= 24, 139; P<0.0001).
115
Cuadro 13. Estimación de los tiempos letales, limite de confianza de veintitrés aislados y cepas de nematodos
entomopatógenos (Steinernematidae: Heterorhabditidae) evaluados sobre larvas de mosca de la fruta A.
ludens
Nematodos (especies / Cepas)
TL50 Horas
Intervalo Confianza
Ecuación de Regresión
X2 prob.
X2 exp.
Steinernema SM45 13.49 A 09.01-20.19 Y = 2.68 X ±3.38 7.81 0.39 Steinernema SC3b 14.77 A 10.20-21.39 Y = 2.82 X ±3.92 5.99 0.83 S. carpocapsae LDV 15.55 A 06.70-23.11 Y = 2.68 X ±0.22 7.81 14.79 Steinernema SC1b 15.59 A 11.23-21.65 Y = 2.91 X ±4.28 7.81 1.02 Heterorhabditis HC10b 15.99 A 10.51-24.32 Y = 1.95 X ±1.25 7.81 5.13 Heterorhabditis HC21c 17.55 A 12.38-24.88 Y = 2.21 X ±2.16 7.81 3.34 Steinernema SM46 18.08 A 14.25-22.94 Y = 3.71 X ±7.08 5.99 1.27 Heterorhabditis HC10a 18.33 A 14.91-22.54 Y = 2.68 X ±10.34 3.84 0.47 Heterorhabditis HC10c 19.27 A 13.20-24.56 Y = 2.48 X ±3.13 7.81 13.15 Heterorhabditis HC5 19.55 A 14.31-26.70 Y = 2.26 X ±2.45 7.81 3.96 Steinernema 3 19.69 A 12.83-25.74 Y = 2.00 X ±1.59 9.49 15.29 S. feltiae Fla 21.77 A 15.02-31.55 Y = 1.62 X ±0.42 9.49 7.65 Heterorhabditis HC22 23.19 B 19.89-27.06 Y = 4.15 X ±8.98 7.81 2.29 S. carpocapsae All 23.59 B 17.64-28.82 Y = 2.42 X ± 3.18 9.49 10.72 Steinernema SC20a 23.60 B 18.05-28.45 Y = 2.68 X ±4.04 9.49 17.41 Heterorhabditis HC23 23.86 B 18.68-28.29 Y = 3.01 X ±5.16 7.81 11.62 Heterorhabditis HC21b 26.10 B 20.28-31.22 Y = 2.57 X ±3.77 9.49 9.58 Heterorhabditis HC21a 27.92 B 22.53-32.60 Y = 2.87 X ±4.90 7.81 16.59 Steinernema SC1a 28.01 B 21.79-33.49 Y = 2.40 X ±3.27 9.49 10.17 S. carpocapsae Davis 32.69 B 23.51-40.29 Y = 1.75 X ±1.15 7.81 11.02 Heterorhabditis HJ31 46.68 C 41.04-52.04 Y = 3.12 X ±6.44 9.49 24.23 H. megidis 54.42 C 48.58-60.10 Y = 3.11 X ±6.60 9.49 16.51 S. riobrave 62.30 D 56.60-67.96 Y = 3.56 X ±8.52 9.49 19.08
116
Los nematodos entomopatógenos mostraron una mayor virulencia para el
estado de larva sobre un suelo estéril registrándose tres niveles de significancia.
Los porcentajes de mortalidad acumulada fluctuaron de 35.4 hasta 51.4%,
respectivamente; sobresaliendo Heterorhabditis HC21c, HM56, HC5 y S.
carpocapsae Mex. En tanto, las especies menos virulentas fueron S. carpocapsae
All y Steinernema SC8 con 37.0 y 35.4% de mortalidad, respectivamente (Cuadro
14).
Cuadro 14. Porcentaje de mortalidad de larvas A. ludens a diferentes especies y cepas de nematodos entomopatógenos en suelo y prueba de separación de medias por Tukey al 5%.
Nematodos Mortalidad
Heterorhabditis HC21c 51.4 A
Heterorhabditis HM56 49.0 A
Heterorhabditis HC5 49.0 A
S. carpocapsae Mex 44.4 A
S. carpocapsae All 37.0 B
Steinernema SC8 35.4 B
Testigo 00.0 C
* Valores dentro de la columna, seguida con la misma letra no son diferentes
estadísticamente, en base a la prueba de Tukey al 0.05 de probabilidad
MSD 11.511
Con respecto a la evolución de la tasa de mortalidad para cada uno de los
nematodos evaluados con respecto al tiempo, se observó que los nematodos de
Heterorhabditis cepas HC21c y HC5 causaron la mayor mortalidad de larvas de
Anastrepha de 15 y 13.5% respectivamente, a partir de las 48 y 96 horas de la
inoculación; mientras que S. carpocapsae All y la cepa SC8 alcanzaron 3.6 y 0%
de mortalidad después de la inoculación. Además, se observó que de los seis
nematodos evaluados registraban menos del 50% de mortalidad de las larvas a
las 96 horas (Cuadro 15).
117
En tanto que, a las 144 horas de la inoculación existen diferencias
significativas con tres niveles de significancia de los nematodos tenían arriba del
50% de mortalidad, sobresaliendo Heterorhabditis HM56, HC21c, HC5 y S.
carpocapsae Mex; mientras que S. carpocapsae All un 36.2%.
Además, a las 192 horas los nematodos mostraron diferencias significativas
siendo los mas virulentos Heterorhabditis HC5 y HC21c quienes presentan 74.8 y
73.4% de mortalidad, respectivamente; mientras que el nematodo de Steinernema
cepa SC8 con 56.5% de mortalidad.
Por ultimo, la mortalidad acumulada a las 240 horas, se observó diferencias
significativas sobresaliendo Heterorhabditis HC21c con una mortalidad de 96.4%.
Tres nematodos de Heterorhabditis HC21c, HM56 y HC5 registraron una
mortalidad por arriba del 86% y el nematodo con la menor mortalidad fue
Steinernema cepa SC8 con 70.6%.
Cuadro 15 Evolución del porcentaje de mortalidad de larvas de Anastrepha ludens inoculadas con aislados de nematodos entomopatógenos en suelo estéril a la concentración de 1000 JIs por mililitro.
Especies/Cepas 48 96 144 192 240
Heterorhabditis HC21c 15 A 15 A 57.4 A 73.3 A 96.4 A
Heterorhabditis HM56 12.3 A 12.3 A 60.7 A 69.8 AB 89.7 AB
Heterorhabditis HC5 13.5 A 13.5 A 56.5 A 74.8 A 86.5 ABC
S. carpocapsae Mex 8.7 A 8.7 A 58.9 A 68.6 AB 77.1 BC
S. carpocapsae All 3.6 A 3.6 A 36.2 B 67.8 AB 73.8 C
Steinernema SC8 0 A 0 A 50 AB 56.5 B 70.6 C
Testigo 0 A 0 A 0 C 0 C 0 D
* Valores dentro de la columna, seguida con la misma letra no son diferentes
estadísticamente, en base a la prueba de Tukey al 0.05 de probabilidad.
118
4.11. Virulencia de nematodos a pupas de A. ludens en un suelo estéril.
El análisis de varianza de los porcentajes de mortalidad acumulada, mostró
diferencias altamente significativas para las fuentes principales (F= 251.42; gl= 34,
139; P<0.0001), al descomponer los factores de interacción mostró diferencias
altamente significativas para los factores: tiempo de exposición (F= 1502.12; gl=
24, 139; P<0.0001), nematodos (F= 235.30; gl= 6, 139; P<0.0001) y la interacción
tiempo-nematodo (F= 47.00; gl= 24, 139; P<0.0001).
La separación de medias de la mortalidad total de pupas registró cuatro
niveles de significancia, el primero lo componen los nematodos Steinernema SC8
y Heterorhabditis HC5 con 43.8 y 43.1% de mortalidad; que estadísticamente es
igual a los del segundo bloque que lo componen Heterorhabditis HC56, HC21c y
S. carpocapsae Mex con 36.7 hasta 43.8% de mortalidad, respectivamente. El
tercer bloque lo compone el nematodo S. carpocapsae All con 30.9% de
mortalidad y por último el cuarto bloque compuesto por el testigo que no presento
mortalidad natural (Cuadro 16).
Cuadro 16. Porcentaje de mortalidad de pupas A. ludens a diferentes especies y cepas de nematodos entomopatógenos en suelo y prueba de separación de medias por Tukey al 5%.
Nematodos Mortalidad
Steinernema SC8 43.8 A
Heterorhabditis HC5 43.1 A
Heterorhabditis HM56 39.9 AB
Heterorhabditis HC21c 37.7 B
S. carpocapsae Mex 36.7 B
S. carpocapsae All 30.9 C
Testigo 00.00 D
* Valores dentro de la columna, seguida con la misma letra no son diferentes
estadísticamente, en base a la prueba de Tukey al 0.05 de probabilidad.
MSD 11.812
119
Se presenta la evolución de la tasa de mortalidad de pupas con cada uno
de los nematodos evaluados, donde se observan diferencias significativas,
sobresaliendo cuatro nematodos nativos por arriba de 50% de mortalidad. El
nematodo mas sobresaliente fue Heterorhabditis cepa HM56 con 56.4% de las
pupas a las 144 horas de la inoculación mientras que S. carpocapsae All solo
28.4% de mortalidad después de la inoculación (Cuadro 17).
En tanto que, a las 192 horas de la inoculación cuatro nematodos tenían
arriba del 60% de mortalidad; mientras que S. carpocapsae All no superó el
56.2%. Sin embargo, a las 240 horas los nematodos Steinernema SC8 y
Heterorhabditis HC21c alcanzaron el 91.3% de mortalidad mientras que el
nematodo S. carpocapsae All solo 69.6%.
Cuadro 17. Evolución del porcentaje de mortalidad de pupas de A. ludens inoculadas con aislados de nematodos entomopatógenos en suelo estéril a la concentración de 1000 JIs por mililitro
Especies/Cepas 48 96 144 192 240
Steinernema SC8 0 0 54.8 A 72.8 A 91.3 A
Heterorhabditis HC5 0 0 51.6 AB 72.8 A 91.3 A
Heterorhabditis HC21c 0 0 50.8 AB 65.9 AB 86.5 A
Heterorhabditis HM56 0 0 56.4 A 59.0 B 84.1 AB
S. carpocapsae Mex 0 0 42.7 B 62.2 AB 78.6 AB
S. carpocapsae All 0 0 28.4 C 56.6 B 69.6 B
Testigo 0 0 0 0 0
* Valores dentro de la columna, seguida con la misma letra no son diferentes estadísticamente, en base a la prueba de Tukey al 0.05 de probabilidad.
120
V. Discusiones
Los nematodos entomopatógenos son agentes de control biológico que han
sido un foco de investigación desde que Glaser demostró su potencial como
agentes de control de insectos plaga (Glaser, 1931; 1932). Posteriormente, se ha
intensificado su investigación sobre la patogenicidad de los nematodos, función de
la bacteria simbionte y mecanismos de defensa de los insectos los cuales se han
desarrollado en diferentes laboratorios especialmente en Europa y Estados Unidos
de Norteamérica. Con el progreso de la producción a gran escala en medio líquido
(Ehlers, 2001a) la investigación se ha expandido en muchas direcciones. Los
nematodos entomopatógenos representan una parte importante del gran espectro
de los bioplaguicidas. Ellos han sido utilizados para el control de insectos plaga en
cultivos de alto valor económico y pueden ser utilizados a gran escala en sistemas
agrícolas sostenibles.
Aunque el uso de nematodos entomopatógenos como agentes de biocontrol
ha aumentado en las últimas décadas, todavía es restringido a cultivos con alto
valor económico que cubren una proporción pequeña del mercado de la
agricultura en el mundo. Además de los factores económicos, la expansión
restringida del uso de nematodos entomopatógenos como agentes de biocontrol
es debido a varios factores intrínsecos como los bióticos y no bióticos. Cuando el
interés aumenta sobre el uso de nematodos indígenas o exóticos, el conocimiento
de su ecología y requisitos ambientales específicos de cada especie o cepa de
nematodo que se quiera usar como agente de biocontrol.
En este estudio se confirma la hipótesis de que en la Zona Centro
Occidente y el Golfo de México se encuentran nematodos entomopatógenos;
dichos agentes se recuperaron en hábitats de suelos cultivados con maíz,
asociación maíz-sorgo, sorgo forrajero, limón mexicano, coco gigante, coco
híbrido, mango y naranja. No se encontró ninguno de estos agentes en el pasto
Sudán y sorgo para grano en forma natural.
Los nematodos que se aislaron e identificaron al nivel de género 23.8%
121
(35/147) y corresponden a la familia Steinernematidae y Heterorhabditidae. Los
nematodos del género Steinernema se encontraron de manera mas frecuente que
Heterorhabditis; 71.4% de Steinernema sp. y 28.6% de Heterorhabditis sp.
5.1 Presencia de nematodos entomopatógenos
La presencia de estos nematodos en la zona Centro Occidente de México
confirma su distribución cosmopolita, pues han sido aislados en suelos de muchos
países, como Puerto Rico (Roman y Beauvers, 1983), Islas Hawaianas (Hara et
al., 1991), Egipto (Shamseldeam y Abdelgawad, 1994), Italia (Deseo et al., 1988),
Suecia (Burman et al., 1986), Suiza (Steiner, 1994), Checoslovaquia (Mracek
1980), en Guadalupe (Deseo et al., 1988), Gran Bretaña (Hominick y Briscoe,
1990), México (Lezama et al., 2001; Molina et al., 2003).
El género de nematodos Steinernema es reportado en Uruguay (Nguyen y
Smart, 1988), Cuba (Mracek et al., 1994), Puerto Rico (Román y Figueroa, 1994),
Texas EUA (Cabanillas et al., 1994), España (Doucet y Gabarra, 1994), México
(Lezama et al., 2001, Molina et al., 2003) y Jamaica (Constant et al., 1998). El
género Heterorhabditis es menos abundante que Steinernema se reporta en
irlanda, Escocia e Inglaterra (Griffin et al., 1994), en Finlandia (Vanninen y El
Awady, 1994), México (Lezama et al., 2001, Molina et al., 2003) y Nueva Jersey,
EUA (Stuart y Gaugler, 1994).
La presencia de nematodos entomopatógenos con 23.8% es mayor a lo
reportado Ehlers et al., (1991) en Alemania (1.2%), Boag et al., (1992) Escocia
(2.2%), Blackshaw et al., (1988) en Irlanda del norte (3.8%), Rosa et al. (2000) en
Azores (3.9%), Choo et al., (1995) en Corea (4.6%), Ehlers et al., (1991) en Italia
(5%), Deseo et al., (1988) de Italia (6%), Midituri et al., (1996) al este de Bélgica
(6.1%), Hara et al., (1991) en las islas de Hawai (6.8%), Belair et al., (2001) en
Québec (9.1%), Shamseldean y Abd-Elgawad (1994) en Egipto (9.5%), Yoshida et
al., (1998) en Japón (10%), Griffin et al., (1991) en Irlanda (10.5%), Liu y Berry
(1995) en Oregón (11.8%), Midituri et al., (1996) al Oeste de Holanda (12.3%),
Gwynn y Richardson (1996) en Gran Bretaña (12.8%), Stock (1995) en la región
122
pampera de Argentina (13.2%), Downes y Griffin ((1991) en Israel y Escocia
(13.7%), Rueda et al., (1993) en Tennessee (15%), Mracek y Webster (1993) al
oeste de Canada (20%), Akhurst y Brooks, (1984) en Carolina del Norte (20.2%),
Garcia del Pino (1996) en la región de Cataluña de España (23.3%).
Sin embargo, esta proporción esta por debajo de lo reportado por otros
autores; Burman et al., (1986) en Suecia (25%), Stock et al., (1999) en California
(26.3%), Steiner (1996) en los Alpes Suizos (27%), Armarasinghe et al., (1994) en
el suroeste de la zona costera de Sri Lanka (30%). La mayor presencia fue
observada por Sturhan y Liscova (1999) en la Republica Eslovaca (36%), Mracek
(1980) en Checoslovaquia (36.8%), y Hominick y Briscoe (1990) en Inglaterra
(48.6%).
Rosa et al. (2000) encontraron nematodos del género Steinernema y
Heterorhabditis solo en el grupo del Oeste y central de Azores. Heterorhabditis
está presente en seis de las nueve islas, en tanto que Steinernema se encuentra
solo en tres. La distribución del archipiélago no muestra ser un artefacto resultante
del número de muestras tomadas de cada isla porque en Sao miguel, donde la
densidad de las muestras fue menor, ambos géneros se encontraron.
En contraste, los steinernematidos dominaron en pocos estudios en Europa
(Burman et al., 1986; Griffin et al., 1991; Hominick et al., 1995; Steiner, Garcia del
Pino, 1996 y Yoshida et al., 1998). Una gran proporción de Heterorhabditis sobre
Steinernema han sido reportados de las islas de Hawaii, donde el 92% de las
muestras positivas fueron Heterorhabditis (Hara et al., 1991), Egipto
(Shamseldean y Abd-Elgawad, 1994), Sri Lanka (Amarasinghe et al., 1994) y
Puerto Rico (Román y Figueroa, 1995) en las indias occidentales francesas.
5.2. Tipo de hábitat
La presencia de nematodos steinernematidos y heterorhabditidos con
respecto al tipo de hábitat analizado registró la mayor presencia en el cultivo de
maíz, limón mexicano y palma gigante dichos resultados coinciden con lo
reportado por Mracek et al., (1999) quienes encontraron a nematodos
123
steinernematidos más frecuente en muestras de hábitats de árboles frutales
(orillas de camino y huertas), en hábitat probable-virgen, bosques y hábitat de
bosques deciduos, fueron más del 50% de los sitios muestreo, contenían
nematodos entomopatógenos.
Sin embargo, Stock et al., (1999) localizan nematodos en bosques de
coníferas (33.8%) y de roble (33.8%). Las costas pantanosas y pastizales
produjeron el resto de muestras positivas (23.9% y 8.5%, respectivamente). Los
resultados sugieren que hay una incidencia mayor de nematodos
entomopatógenos en suelos cultivados, lo cual es respaldado por Kaukeland
(1993); Choo et al., (1995) y García y Palomo (1995), quienes encontraron un
mayor porcentaje de recuperación en suelos cultivados.
Hominick y Briscoe (1990a) en un estudio de suelos de Reino Unido no
encontraron ninguna evidencia de la temporada en la incidencia de nematodos
cuando ellos examinaron varios hábitats por dos años. Ellos señalan que la
vegetación quizás sea la causa de la persistencia de S. bibionis (= S. feltiae);
suelos de bordos de césped o pastos quienes encontraron más muestras positivas
que los suelos de otros hábitats.
Griffin et al., (1991) analizaron los resultados de un rango de inspecciones
de suelo y concluyen que había la evidencia de la temporada. Ellos sugirieron que
los nematodos se recuperaron de todos los tipos hábitats probados en Irlanda, no
había la asociación significativa entre el hábitat y la frecuencia de la recuperación.
5.3. Características físico-químicas del suelo
5.3.1. pH del suelo
La presencia de nematodos entomopatógenos en función del pH de suelo
registrado en este estudio se observó en cinco tipos de pH para Steinernema y
Heterorhabditis en suelos desde fuertemente ácidos, moderadamente ácidos,
ácidos y alcalinos. Sin embargo Rosa et al., (2000) observaron que
Heterorhabditis está presente mas frecuentemente en suelos con bajo contenido
de materia orgánica y un pH más alcalino que Steinernema. Por su parte, Steiner
124
(1996) también reporta una distribución relacionada al pH del suelo entre las
especies de Steinernema.
En términos de tolerancia del pH, los nematodos entomopatógenos fueron
encontrados en suelos con un pH (pH 5) a ligeramente alcalino (pH 7.2). Esto
coincide con otros estudios donde el pH de las muestras positivas con nematodos,
varía de 4.6 a 8 (Hara et al., 1991; Griffin et al., 1994). Para el pH, se aislaron
nematodos entomopatógenos de los suelos levemente ácidos (pH 5.6) a
levemente alcalinos (pH 7.9).
Esto coincide con otros estudios donde el pH del suelo con la presencia de
nematodos varió a partir el 4.6 a 8 (Mracek y Becvar 1988; Hara et al. 1991; Griffin
et al. 1994). Downes y Griffin (1991) encontraron al nematodo Heterorhabditis en
la zona costera en un pH de 4.6 a 8.1. Figueroa et al., (1991) determinaron la
presencia de nematodos en un pH del suelo promedio de 4.8 a 9.2. Hara et al.,
(1991) encontraron a Heterorhabditis sp. y Steinernema sp., en suelos que
contenían granos de arena, coral y concha, con pH moderadamente alcalino (8.0).
Rueda et al., (1993) reportan la presencia de S. carpocapsae y H. bacteriophora
en un suelo con pH, 5.6 a 6.2. Amarasinghe y Hominick (1993) señalan la
presencia de Steinernema y Heterorhabditis sp., en la zona costera en suelos con
un pH entre 7.8 a 8.9. Amarashinge et al., (1994) reportan un pH de estos suelos
entre 3.5 a 5.1 en la zona costera de Sri Lanka.
Vänninen et al., 1989 reportan que el pH de las muestras promedió 5.97,
señalan que este factor tenga algún efecto significativo sobre la existencia de los
patógenos, aunque fueron encontrados significativamente más en suelos de
humus, que en otro tipo de suelo.
Los suelos de los sitios positivos tienen un rango de pH de 4.0-8.1. S. feltiae
y la especie B3 fueron aisladas de suelos ácidos y neutros (pH 4.2-7.1), S. affinis
se encontró en suelos neutros y alcalinos (pH 6.5-8.1). El nematodo
Heterorhabditis esta presente en suelo casi neutro (pH 6.8) (Miduturi et al. 1996).
125
Los valores de pH para S. feltiae (6.4 ± 1.2), S. intermedia (6.2 ± 0.7), S.
affinis (6.9 ± 0.4), Heterorhabditis sp. (6.5) y Steinernema sp. (7.8), lo que sugiere
que estas especies evitan condiciones de pH del suelo extremas (Steiner, 1996).
Miduturi et al. (1997a) reportan que los aislados se encontraron en suelos con un
rango de pH de 3.6-7.8. Sin embargo, la mayoría de las poblaciones de S. feltiae
fueron aisladas de suelos ácidos
Constant et al. (1998) señalan que los nematodos estan más frecuentes en
pH 8.0-9.3, los cuales corresponden a hábitats de playa de arena calcárea.
Stock et al. (1999) señalan que los steinernematidos fueron encontrados en
suelos franco-arenosos, que promediaron de ácido (pH 5.0) a neutro. El pH de los
suelos fue similar para aquellos de H. bacteriophora (6.3-7.2).
5.3.2. Conductividad eléctrica
La conductividad es la medida de la capacidad que tiene un material para
conducir la corriente eléctrica. Las soluciones nutritivas contienen partículas
iónicas que llevan cargas y por lo tanto poseen esta habilidad. Cuanto mayor es la
cantidad de estos iones disueltos en el agua la conductividad de la solución
resultante es mayor. Por lo tanto, la medición de la conductividad eléctrica de una
solución nutritiva tiene una relación directa con la cantidad de materiales sólidos
disociados que hay disueltos en ella.
Rueda et al. (1993) señalan la presencia de H. bacteriophora a una
conductividad eléctrica promedió de 0.006-0.013 S/m, además presenta a S.
carpocapsae con una conductividad eléctrica promedió de 0.004-0.006 S/m
Hara et al., (1991) encontraron a Heterorhabditis sp. en suelos con salinidad
promedia de 996±124 micromho
5.3.3. Materia orgánica
La materia orgánica es la fracción orgánica del suelo excluyendo residuos
vegetales y animales sin descomponer; entre sus componentes se incluyen los
residuos vegetales y animales en descomposición (10-20%), la biomasa
126
microbiana (1-5%) y el humus (50-85%). La importancia de la materia orgánica
radica en su relación con numerosas propiedades del suelo: físicas, químicas y
biológicas. El contenido de materia orgánica de los suelos es determinado por los
factores formadores del suelo (tiempo, clima, vegetación, material madre,
topografía, manejo). La materia orgánica forma parte del ciclo del nitrógeno, del
azufre y del fósforo, contribuye a la asimilación de nutrientes, mejora la estructura
y la retención de agua del suelo y da soporte a todo un mundo de
microorganismos cuya actividad resulta beneficiosa para el cultivo.
Vänninen et al. (1989) mencionan un contenido de materia orgánica de
8.9%. Downes y Griffin (1991) señalan que la M.O fluctúa de 3 a 7%. Figueroa et
al., (1991) reportan de 0.15 a 15.2%. Rueda et al. (1993) promedian 2.1-2.6%.
Miduturi et al. (1996) registran un rango de 1.2-8.4%. Miduturi et al. (1997a)
muestran desde un 3.1-35.0%. Stock et al. (1999) varían de 2.4% a 7.1%.
5.3.4. Nitrógeno
Este es el caso del nitrógeno cuyas formas inorgánicas son todas solubles
independientemente del pH reinante por lo que no debería verse afectada su
asimilabilidad. Sin embargo para valores de pH inferiores a 6 o superiores a 8 se
atenúa la actividad bacteriana con lo que disminuye tanto la liberación de amonio
como su oxidación a nitrato y ello hace bajar la concentración de nitrógeno en
forma asimilable.
Los nematodos entomopatógenos steinernematidos y heterorhabditidos se
caracterizan principalmente por tener en promedio 0.08% de nitrógeno, con un
rango de 0.03-0.26%; lo cual coincide con lo reportado por Shapiro-Ilan et al.,
(2003) quienes mencionan rangos similares de 0.04 hasta 0.15% donde aislaron a
los nematodos S. carpocapsae, S. glaseri, S. riobrave y H. bacteriophora en un
estudio realizado en Georgia de huertos con nogal.
5.3.5. Fósforo
En el caso del fósforo el pH puede inducir su fijación o su precipitación, solo
entre valores comprendidos entre 6.5 y 7.5 su asimilabilidad es óptima. Cuando el
127
pH se sitúa por debajo de 6.5, se inicia un incremento en el contenido en cargas
positivas del complejo absorbente, ello provoca una fuerte fijación de los aniones
sobre todo el fosfato, por poseer una estructura similar a los tetraedros
estructurales de las arcillas, puede incorporarse a ellas; este hecho provoca una
inmovilización definitiva del mismo.
Los nematodos entomopatógenos steinernematidos y heterorhabditidos se
caracterizan principalmente por tener en promedio 4.59mg de fósforo con un rango
que fluctúa de 1.1-7.0mg. Estos resultados se encuentran por debajo de los
niveles reportados por Shapiro-Ilan et al., (2003) quienes mencionan a los
nematodos steinernematidos y heterorhabditidos con rangos de 95.9-195 mg de
fósforo.
5.3.6. Potasio
La presencia de nematodos en función del contenido de potasio sobresalen
aquellas que tienen muy bajo contenido de potasio con 26, 22, 14%,
respectivamente. Así como un 4% de las muestras que no se analizaron.
Los nematodos entomopatógenos steinernematidos y heterorhabditidos se
caracterizan por tener en promedio 69.07cmol de potasio, con un rango que
fluctúa de 45.5-180cmol. Estos resultados se encuentra por debajo de los
reportados por Shapiro-Ilan et al., (2003) quienes mencionan para nematodos un
rango de 209.9-676.1 cmol.
5.3.7. Calcio
La presencia de nematodos steinernematidos y heterorhabditidos se
caracterizan principalmente por tener 681.74 cmol de calcio, con un rango que
fluctuó de 220-3000 cmol de calcio. Es resultados se encuentran por debajo de lo
reportado por Shapiro-Ilan et al., (2003) quienes mencionan rangos de 1147-
9163cmol de calcio para nematodos S. glaseri tiene 83.14 cmol de calcio.
128
5.4. Textura del suelo
La textura del suelo determina el tamaño de poro y la capacidad de
retención de la humedad del suelo, ello afecta la movilidad de los nematodos y la
persistencia (Molineux y Bedding, 1984). En este estudio la mayor cantidad de
nematodos encontrados fueron localizados en 24 de las 35 muestras sobresalen
los suelos areno-limoso, franco-limoso y franco-arenoso.
El nematodo Steinernema se localizó en suelos con texturas areno-limoso y
franco-arenoso, en tanto que Heterorhabditis se encontró en suelos con texturas
areno-limoso y franco-limoso, aunque en menor frecuencia, lo que indica que los
nematodos del género Steinernema tiene más hábitats con diferentes tipos de
suelos, tal vez esto explica porque se encontró en menor proporción al nematodo
Heterorhabditis.
Con relación a otros estudios (Hara et al., 1991, Griffin et al., 1994), en este
estudio demostró que los suelos areno-limoso y franco-arenosos parecen ser los
tipos de suelo preferidos para los nematodos entomopatógenos. Esto está
apoyado por el hecho de la movilidad y la supervivencia de los nematodos
entomopatógenos es favorecido en suelos con un alto contenido de arena,
mientras que los suelos con alto contenido de arcilla restringen los movimientos
del nematodo (Molyneux y Bedding 1984; Kung et al. 1990).
En el Reino Unido, los steinernematidos se asocian particularmente con
suelos que tienen un horizonte de subsuelo calcáreo (Hominick y Briscoe, 1990b);
suelos con mucha agua los hacen suelos altos en materia orgánica. Vanninen et
al., (1989) en suelos cultivados en Finlandia encontraron una alta incidencia de
steinernematidos en suelos de humus que en suelos de cualquier otro tipo: ellos
no encontraron nematodos en suelos arcillosos. Su baja incidencia en suelos
arcillosos había sido notada por Burman et al., (1986) en Suecia y Blackshaw
(1988) en Irlanda.
Generalmente, los nematodos entomopatógenos se han aislado de suelos
con alto contenido de arena y bajo contenido de arcilla. En nuestro estudio, la
129
mayoría de las muestras con nematodos eran suelos arenosos a franco arenoso.
Estos resultados son similares a los reportados por otros investigadores
(Blackshaw, 1988; Hominick y Briscoe, 1990; Griffin et al., 1991; Hara et al., 1991;
Liu y Berry, 1995; Midituri et al., 1997; y Stock et al., 1999).
En Suiza, los steinernematidos tienen una alta incidencia en suelos con
humus que en arena, francos o suelos arcillosos (Burman et al., 1986). En Irlanda
del Norte. S. bibionis fue recuperado más frecuente en suelos francos (arcilla
calcárea), menos en franco arcilloso, en suelos pantanosos y nunca de suelos
arcillosos (Blackshaw, 1988). En general, los steinernematidos y los
heterorhabditidos son más efectivos en suelos porosos bien drenados, con bajo
contenido de materia orgánica (Akhurst, 1986). El hallazgo más centrado fue la
asociación de los steinernematidos con suelos calcáreos, especialmente aquellos
con un subsuelo de horizonte calcáreo. La presencia o ausencia de calcio,
usualmente como carbonato de calcio en la forma arcilla calcárea (franco) o limo,
es un factor importante en el medio ambiente del suelo (Dowdswell, 1987).
Aunque muchos Heterorhabditis fueron extraídos de muestras de suelo
cercanos al nivel del mar, estos suelos tienen un alto porcentaje de arena. Estos
suelos son muy similares a estos en donde se encontró a Steinernema esta
búsqueda fue completamente diferente de las observadas en Hawai (Hara et al.,
1991), Irlanda (Blackshaw, 1988; Griffin et al., 1991), y Suecia (Bruman et al.,
1986). Donde Heterorhabditis se encontró en suelos arenosos y Steinernema en
suelos limosos.
La evidencia comienza a sostener el panorama que la familia
Heterorhabditidae son endémicos a climas calientes mientras que
Steinernematidae prevalece en regiones templadas. En Israel, los
heterorhabditidos han sido encontrados, en suelos arenosos, bajo la sombra de
árboles irrigados de albaricoque en el desierto de Negev (Glazer et al., 1991). Los
resultados negativos se obtuvieron cuándo las muestras se tomaron de suelos
menos aireados, aún cuándo estaba húmedo, o de suelos arenosos pero secas.
En las islas de Hawaii, veintidós sitios fueron positivos para Heterorhabditis spp.;
130
su incidencia fue mas correlacionada con los sitios de muestreo dentro de los 100
metros de la orilla del mar. Las suelos eran moderadamente alcalinos (pH 8.0) y
bajo contenido orgánico (12%). El único aislado de Steinernema vino de áreas del
interior donde los suelos eran franco arcilloso y franco limoso con mayor contenido
orgánico (15-35 %) (Hara et al., 1991).
5.5. Altitud
La altitud tiene una influencia clara sobre la distribución de ambos géneros
en las islas. Heterorhabditis fue mas abundante de las muestras de suelo en
altitudes bajas, y su abundancia relativa disminuye con la altitud. Al rededor de los
300 msnm Steinernema es el más abundante. Hara et al., (1991) en las islas de
Hawaii hubo una alta presencia de Heterorhabditis al nivel del mar y Steinernema
por arriba de los 300 msnm.
En el archipiélago de Azores, la temperatura del suelo y la humedad
dependen de la altitud y son probablemente determinantes en la distribución de
estos nematodos. En la parte Oeste de la isla Sao Miguel, que tiene una baja
elevación de la parte Este es quien tiene la mayor temperatura del suelo,
Heterorhabditis es el género predominante en el lado Este, mientas que
Steinernema es más común. La temperatura y la precipitación también afectan la
distribución de insectos que potencialmente pueden ser hospederos de estos
nematodos entomopatógenos. Steiner (1996) el porcentaje total de las muestras
de suelo que produjeron nematodos entomopatógenos, fueron encontrados en
altitudes entre los 490 y 2,530 msnm (S. affinis y S. kraussei respectivamente), y
la mayoría de los aislados se recuperaron en altitudes entre los 1,500 y 2,100
msnm.
Mráček (1980) menciona que la incidencia de estos nematodos no avanza
gradualmente con relación a la altitud (150-1000 msnm), ya que las larvas
infectivas fueron encontradas en muestras de suelo bajas, laderas de campos y
bosques, así como favorablemente en suelos de bosques montañosos (a 1000
msnm).
131
Rosa et al., 2000 encontraron nematodos entomopatógenos hasta los 750
msnm, en tanto que un Heterorhabditis por debajo de los 150 msnm, mientras que
los Steinernema se encontraron por arriba de los 300 msnm.
5.6. Virulencia de nematodos sobre larvas de A. ludens.
Otro de los objetivos de la investigación fue evaluar la virulencia de aislados
de nematodos entomopatógenos, encontrando que presentan diferente grado de
susceptibilidad de las larvas de A. ludens a la acción del nematodo.
Para poder seleccionar un nematodo entomopatógeno, como posible
agente de control biológico es importante evaluar primero sus propiedades; así
como las características del hospedero y los factores responsables de la
efectividad que pueda influir en los nematodos, para controlar la plaga; como los
mecanismos de defensa del hospedero, los factores bióticos y abióticos.
Los resultados indican que las larvas de A. ludens son susceptibles a
nematodos, siete de los veintitrés nematodos alcanzaron una mortalidad mayor al
80% de larvas; cuatro son steinernematidos y tres heterorhabditidos. Del total de
los nematodos evaluados alcanzaron un porcentaje de mortalidad de 51.1 hasta
un 90.6%; en estado de larva.
Beauver y Calkins (1984) evaluaron la virulencia de nematodos
entomopatógenos en A. suspensa y encontraron que S. glaseri parásita larvas y
adultos en un 15 y 58% respectivamente. Lo anterior significa, que las larvas de A.
ludens son más susceptibles que A. suspensa a estos nematodos. Estos mismos
autores reportan que H. bacteriophora mata un 79 y 76% de larvas y adultos de A.
suspensa.
En este trabajo registró que exciten diferencias altamente significativas en
la virulencia entre los aislados y cepas evaluadas; las cepas que causaron la
mayor mortalidad en el caso de Heterorhabditis HC10a con 90.6%, mientras que
los steinernematidos del género Steinernema aislado SM46, SM45, SC1b, SC3b
con 89.1-88% de mortalidad del estado de Colima y Michoacán; en tanto que otros
heterorhabditidos fueron los aislados HC22, HC10c, HC21c, HC10b, HC5 y HC23
132
con una mortalidad de 86-78.2% del estado de Colima, resultados que son
comparables a los reportados por Beavers y Calkins (1984) con la cepa H.
bacteriophora NC evaluada en este trabajo, fue inferior a los encontrados con las
cepas locales. También, ellos mismos encontraron diferencias en la virulencia
entre especies de larvas de A. suspensa; resultados que coinciden con los aquí
obtenidos. Del mismo modo; también observaron un 1% de infección en pupas de
A. suspensa con los nematodos S. feltiae y H. bacteriophora; en este trabajo se
encontró un parasitismo comprendido entre 73-100% de mortalidad, lo que indica
que las pupas de A. ludens son sensibles a todos los nematodos aquí evaluados.
Lindegren y Vail (1986) reportan que el tercer estadio de C. capitata, D.
cucurbitae y D. dorsalis son susceptibles a este nematodo S. feltiae; también es
capaz de parásita larvas y pupas de A. ludens, lo que aumento su rango de
insectos hospederos; por otro lado, Poinar y Hislop (1981) también encontraron
que los adultos de C. capitata son susceptibles a S. feltiae y H. bacteriophora en
pruebas de laboratorio.
Los resultados obtenidos corroboran lo reportado por Lezama et al (1996)
sobre la susceptibilidad de larvas de A. ludens a los nematodos entomopatógenos
S. riobravis y S. glaseri. Sin embargo, en este trabajo se encontró que la especie
de S. carpocapsae Davis causó la mas baja mortalidad con un 87% a la
concentración de 1000 nematodos por caja de petri, mientras que Lezama et al.,
(1996) reportan 90% con la concentración de 4000 nematodos, así como también
reportan un 76.25% de larvas muertas por el nematodo y un 13.75% de mortalidad
en estado biológico de pupa.
Toledo et al., (2001) mencionan una posible explicación de las diferencias
en la infección de los nematodos, en las larvas de A. ludens, pudo haber sido que
las larvas de tercer estadio, utilizadas en este estudio, hayan estado en la fase
terminal del estadio y próximas a entrar al estado de pupa, por lo que no dieron
tiempo a que los nematodos entraran en las larvas, debido a que tienden a
enterrarse en el suelo y es posible que Lezama et al. (1996) hayan utilizado larvas
133
jóvenes de tercer estadio, por lo que estuvieron mayor tiempo expuestas a los
nematodos.
Duncan y McCoy (1996) reportan que S. riobravis tiene como
comportamiento el de permanecer en la superficie del suelo a menos de un
centímetro de profundidad en un 99% del total de los nematodos aplicados. Lo
anterior, puede explicar los resultados encontrados en este estudio. Mas
investigaciones se hacen necesarias para comprobar la hipótesis ya que de ser
cierta, la oportunidad de que el nematodo ataque a las larvas, se condiciona al
momento en que estas salen del fruto caído sobre la superficie del suelo, por lo
que es el único momento en que los nematodos pueden infectarla.
Algunas investigaciones se han realizado para reducir el efecto de esta
conducta, se han hecho aplicaciones del nematodo en el agua de riego, para
incorporarlo bajo la superficie y se han logrado mejores resultados que cuando se
aplica sobre la superficie del suelo (Cabanillas y Raulston, 1996).
5.7. Virulencia de nematodos sobre larvas y pupas de A. ludens en un suelo areno-limoso.
Los resultados de mortalidad, encontrados con la especies evaluadas en
este trabajo de Heterorhabditis cepas HC5, HC21c, HM56 y las de S. carpocapsae
cepas Mex y All, además de Steinernema cepa SC8 este trabajo, a la
concentración de 1000 nematodos fue mayor al 75% siendo muy superiores a los
reportados por Lezama et al., (1996) a la misma concentración que fue de 52.5% y
con 5000 nematodos apenas alcanzó la misma mortalidad 75%. Downes y Griffin
(1996) reportan que S. glaseri tiene como comportamiento la capacidad de
desplazarse hasta 90 cm de profundidad, posiblemente esta sea la razón por la
que se registraron niveles de parasitismo mas elevados que con S. riobravis.
Por su parte Lindegren y Vail (1986) reportan diferencias entre la mortalidad
de larvas de tercer estadio de C. capitata bajo el efecto de concentraciones,
resultados que concuerdan con los aquí obtenidos. Por otro lado, Lindegren et al.,
(1990) evalúan al nematodo Steinernema carpocapsae a la concentración de
134
500JIs/cm2 aplicados al suelo para controlar A. suspensa, Bactrocera cucurbitae
S. carpocapsae con 89%, B. dorsalis con 94% y Ceratitis capitata con S. feltiae
con 87.1% y S. carpocapsae con 97% de mortalidad, respectivamente. Sin
embargo, Gazit et al., (2000) al evaluar a S. riobrave a la concentración de 100
nematodos por cm2 aplicados al suelo para controlar C. capitata causan una
mortalidad de 82.5%.
5.8. Tiempo letal 50% (TL50) de nematodos sobre larvas de A. ludens.
En lo que respecta a los tiempos letales 50% de cada cepa evaluada en
larvas del tercer estadio de A. ludens se pudo constatar que oscilan entre 13 y 62
horas; sin embargo, los aislados sobresalientes presentan un TL50 de 13-28 horas
después de la inoculación.
Con relación al TL50 obtenido en larvas de moscas de la fruta es mayor a lo
reportado en algunos trabajos sobre lepidópteros como González-Ramírez (1995)
evaluó a H. bacteriophora sobre sietes instares larvarios de M. latipes encontrando
un TL50 de 1.5-4.3 días. Mas tarde, Medeiros et al., (2000) evaluaron cepas de
nematodos de Steinernema y Heterorhabditis sobre los diferentes instares de
Pseudaletia unipuncta sobresaliendo un aislado de Steinernema cepa A48 que
alcanzó un TL50 de 32.3-49.2 h. En tanto que, Rosa y Simoes, (2004) evaluaron 28
cepas de nematodos nativos sobre P. unipuncta obteniendo a H. bacteriophora
cepa Az29 como el mas virulento con un TL50 de 44 h. Mientras que Schroer et
al., (2005) quienes evaluaron a S. carpocapsae sobre larvas de Plutella xylostella
con un TL50 mayor a las 40 h, siendo similares a lo encontrado sobre A. ludens.
135
VI. Conclusiones
En base a las condiciones en que se desarrolló este experimento se puede
establecer las siguientes conclusiones.
El conocimiento de la diversidad de agentes a nivel de especie, género o
aislado en este estudio y su posible variación en la virulencia, pudiera ser un
reflejo de la diversidad de hábitats encontrados en este estudio.
Es probable que los nematodos encontrados tengan una mayor adaptación
en función de su frecuencia de recuperación, fue mayor en diferentes ambientes.
Esto es un aspecto muy importante a considerar ya que podrían a contribuir al uso
de aislados en programas de manejo integrado en los estados o climas similares.
Es necesario evaluar la virulencia de diferentes especies de nematodos
steinernematidos y heterorhabditidos en otras especies de moscas de la fruta, con
el fin de conocer su potencial de uso dentro de programas de manejo integrado de
plagas.
Se encontró, que todas las especies y cepas de nematodos evaluados en
este estudio tienen un potencial de control biológico, en contra de larvas de A.
ludens; con un porcentaje de parasitismo entre 51 hasta 90.6%.
Los aislados de nematodos entomopatógenos que se evaluaron en contra
de larvas de A. ludens, presentaron actividad entomopatógena, pero diferente
grado de mortalidad a la dosis empleada, encontrándose que al nematodo H.
megidis y S. riobrave presentan los mas bajos parasitismos con un 51% de
mortalidad. Los aislados o cepas mas sobresalientes fueron Steinernema de los
aislados SM46, SM45, SC1b, SC3b; mientras que Heterorhabditis fueron los
aislados HC10a, HC22 y HC10c, por arriba del 80% de mortalidad, con tiempos
letales 50% de 13 hasta 62 horas, respectivamente.
La agresividad de las cepas evaluadas presentaron diferencias
significativas entre las nativas e introducidas. Sin embargo, hubo una tendencia de
los aislados mexicanos a ejercer su acción más rápidamente, por lo que se
perfilan como las más adecuadas a fin de ser utilizadas en control biológico.
136
Los nematodos mas sobresalientes en suelo estéril sobre larvas fue
Heterorhabditis cepa HC5 con el 100% de mortalidad, HC21c, HM56 y HC5 fueron
los más virulentos, siendo estos los que se recomiendan para utilizarse en
próximos trabajos.
En el caso de las pupas de A. ludens los nematodos Steinernema SC8 y
Heterorhabditis aislado HC5 tienen la mayor mortalidad en un suelo estéril con
90% de mortalidad a las 240 horas de exposición.
Es necesario determinar sí estos nematodos solos o combinados con otro
agente entomopatógeno, suprimen significativamente poblaciones de insectos
plaga.
Lo anterior, permite concluir que no obstante que un aislado sea patógeno
contra una especie de plaga, se debe de evaluar su virulencia, en todos los
estados biológicos del insecto, para conocer el grado de impacto y posible control
que el nematodo pudiera tener al aplicarlo al campo contra esta plaga.
Los resultados ponen en evidencia que la actividad patógena de los
aislados de nematodos a larvas de A. ludens, con respecto al insecto donde fue
aislado, no es estrecha, ya que las cepas de nematodos provienen de un insecto
trampa como G. mellonella.
Es necesario continuar las investigaciones para demostrar la sensibilidad de
A. ludens a nematodos entomopatógenos nativos y que se determine sus
respectivas concentraciones letales 50% (CL50).
Así mismo, se evalué su efectividad al nivel de invernadero antes de pasar
a campo, con el fin de seleccionar la especie de nematodo más prometedora en el
control de A. ludens.
Seria prudente evaluar la virulencia de los nematodos nativos en otras
especies de moscas de la fruta, con el fin de conocer su potencialidad de uso
dentro de programas de manejo integrado.
137
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