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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
Efecto de las labranzas y niveles de fertilización sobre la actividad enzimática en un suelo agrícola.
Trabajo de titulación previo a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo
AUTOR: Orellana Ruiz Marco Vinicio
TUTORA: M. Sc. María Eugenia Ávila Salem
Quito, 2019
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, ORELLANA RUIZ MARCO VINICIO en calidad de autor y titular de los derechos
morales y patrimoniales del trabajo de titulación: EFECTO DE LAS LABRANZAS Y
NIVELES DE FERTILIZACIÓN SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA EN UN
SUELO AGRÍCOLA, modalidad presencial, de conformidad con el Art. 144 del
CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCILA DE LOS CONOCIMIENTOS,
CREATIVIDAD E INNOVACIÓN.
Concedo a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita,
intransferible y no exclusiva para el uso no comercia de la obra, con fines
estrictamente académicos. Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la
obra, establecidos en la norma citada.
Así mismo, a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización y
publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el Art. 114 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma
de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la
responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y
liberando a la universidad de toda responsabilidad.
Marco Vinicio Orellana Ruiz
C.C.: 1718741620
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR/A
En mi calidad de Tutora del Trabajo de Titulación, presentado por MARCO VINICIO
ORELLANA RUIZ, para optar por el Grado de Ingeniero Agrónomo; cuyo título es:
EFECTO DE LAS LABRANZAS Y NIVELES DE FERTILIZACIÓN SOBRE LA ACTIVIDAD
ENZIMÁTICA EN UN SUELO AGRÍCOLA, considero que dicho trabajo reúne los requisitos
y méritos suficientes para ser sometido a la presentación pública y evaluación por parte del
tribunal examinador que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 17 días del mes de junio de 2019.
_________________________
M. Sc. María Eugenia Ávila Salem
DOCENTE – TUTORA
CC: 1710013143
iv
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
EFECTO DE LAS LABRANZAS Y NIVELES DE FERTILIZACIÓN SOBRE LA
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA EN UN SUELO AGRÍCOLA.
INFORME CORREGIDO Y APROBADO PARA GRADO ORAL
Lcda. María Eugenia Ávila Salem, M.Sc.
TUTORA DE LA INVESTIGACIÓN
Ing. Soraya Alvarado Ochoa, Ph.D.
PRESIDENTA DEL TRIBUNAL
Ing. Agr. Juan Pazmiño, M.Sc.
PRIMER VOCAL DEL TRIBUNAL
Ing. Agr. Fabián Montesdeoca, M.Sc.
SEGUNDO VOCAL DEL TRIBUNAL
v
DEDICATORIA
Este trabajo de titulación lo dedico de manera
especial a mis padres Gladys y Wilson, por el
ejemplo y apoyo incondicional que siempre me
han brindado.
A mis hermanos Liliana y Richard por el apoyo y
consejos a lo largo de mi formación personal y
profesional.
A Kathy por el apoyo y motivación de todos los
días de trabajo, para sacar nuestras tesis
adelante, que ahora se convirtió en una amistad
para toda la vida.
Marco
vi
AGRADECIMIENTO
Agradezco a Dios y mis padres por las bendiciones recibidas.
Dejo constancia de mi gratitud a la Facultad de Ciencias Agrícolas y a los docentes que
hicieron parte de mi formación profesional.
A mi tutora y mentora María Eugenia por su guía, consejos y preocupación durante la
realización de mi trabajo.
A mi compañera y amiga Kathy por formar parte del equipo de trabajo durante la realización
de nuestro trabajo.
Al Dr. Marco, Dr. Soraya e Ing. Consuelo por la guía y ayuda en el Laboratorio de Química
agrícola y suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas.
Infinitas gracias al Ing. Juan Pazmiño por su valiosa ayuda y conocimientos que me
permitieron efectuar y culminar este proyecto con éxito.
vii
ÍNDICE DE CONTENIDO
Capítulo Pág.
I. INTRODUCCIÓN ....................................................................................................... 1
II. REVISIÓN DE LITERATURA .................................................................................... 2
2.1. Propiedades biológicas del suelo ........................................................................ 2
2.2. Actividad enzimática ........................................................................................... 4
2.3. Prácticas de manejo que afectan la actividad biológica ...................................... 6
2.3.1. Labranza convencional ................................................................................ 7
2.3.2. Siembra directa ........................................................................................... 8
2.4. Manejo de la fertilización .................................................................................... 9
III. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................10
3.1. Ubicación ...........................................................................................................10
3.2. Materiales ..........................................................................................................11
3.2.1. Material experimental .................................................................................11
3.2.2. Materiales de laboratorio ............................................................................11
3.3. Reactivos ...........................................................................................................12
3.4. Equipos .............................................................................................................12
3.5. Métodos .............................................................................................................13
3.5.1. Procesamiento de las muestras .....................................................................13
3.5.2. Factores en estudio ........................................................................................13
3.5.3. Tratamientos ..................................................................................................13
3.5.4. Características de la unidad experimental ......................................................14
3.5.5. Distribución de tratamientos en campo ..........................................................14
3.5.6. Diseño experimental ......................................................................................14
3.5.7. Manejo específico del experimento en campo ................................................15
3.5.8. Análisis de las variables .............................................................................15
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................................18
V. CONCLUSIONES .....................................................................................................40
viii
VI. RECOMENDACIONES .........................................................................................42
VII. RESUMEN ............................................................................................................43
VIII. BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................................47
IX. ANEXOS ...............................................................................................................53
ix
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Tratamientos para evaluar el efecto de labranza y fertilización nitrogenada sobre la
actividad enzimática del suelo. ........................................................................................14
Cuadro 2. Esquema del análisis de la varianza del experimento para el cultivo de fréjol.15
Cuadro 3. Esquema del análisis de la varianza del experimento para los cultivos de amaranto
y maíz. .............................................................................................................................15
Cuadro 4. Análisis de normalidad para las variables en estudio, bajo los cultivos de fréjol,
amaranto y maíz. .............................................................................................................18
Cuadro 5. Análisis de la varianza de pH, humedad, MOP, fosfatasa, β-glucosidasa y FDA bajo
los cultivos de Fréjol, Amaranto y Maíz. ...........................................................................36
Cuadro 6. Prueba de significancia Scheffé al 5% y promedios para seis variables en el estudio,
en los cultivos de Fréjol, Amaranto y Maíz. ......................................................................37
Cuadro 7. Coeficientes de Correlación de Pearson para las variables en estudio, en los
cultivos de Fréjol, Amaranto y Maíz. ................................................................................39
Cuadro 8. % COT de MO > 53 µm y suelo total ..............................................................61
x
ÍNDICE FIGURAS
Figura 1. Efecto de la interacción Labranza*fertilización en el pH del suelo, bajo el cultivo de
fréjol. ................................................................................................................................19
Figura 2. Efecto de la interacción Labranza* fertilización en el pH del suelo, bajo el cultivo de
amaranto. ........................................................................................................................20
Figura 3. Efecto de la interacción Labranza* fertilización en el pH del suelo, bajo el cultivo de
maíz. ................................................................................................................................21
Figura 4. Efecto de la interacción Labranza* fertilización en el contenido de humedad del
suelo, bajo el cultivo de fréjol. ..........................................................................................22
Figura 5. Efecto de la fertilización en el contenido de materia orgánica particulada del suelo,
bajo el cultivo de fréjol. ....................................................................................................24
Figura 6. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en el contenido de materia
orgánica particulada del suelo, bajo el cultivo de amaranto. ............................................25
Figura 7. Efecto del factor fertilización en el contenido de MOP del suelo, bajo el cultivo de
maíz. ................................................................................................................................26
Figura 8. Efecto de la interacción Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima fosfatasa
del suelo, bajo el cultivo de fréjol. ....................................................................................27
Figura 9. Efecto de la interacción Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima fosfatasa
del suelo, bajo el cultivo de amaranto. .............................................................................28
Figura 10. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima
fosfatasa del suelo bajo el cultivo de maíz. ......................................................................29
Figura 11. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima
β-glucosidasa del suelo bajo el cultivo de fréjol. ..............................................................30
Figura 12. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima
β-glucosidasa del suelo bajo el cultivo de amaranto. .......................................................31
Figura 13. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima
β-glucosidasa del suelo bajo el cultivo de maíz................................................................32
Figura 14. Efecto de la fertilización en la actividad de la FDA del suelo, bajo el cultivo de fréjol.
........................................................................................................................................33
Figura 15. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la FDA del
suelo, bajo el cultivo de amaranto. ...................................................................................34
xi
Figura 16. Distribución de los tratamientos en el campo para el cultivo de fréjol. ............55
Figura 17. Distribución de los tratamientos en el campo para el cultivo de amaranto. .....56
Figura 18. Distribución de los tratamientos en el campo para el cultivo de maíz. ............56
xii
ÍNDICE DE ANEXO
Anexo 1. Descripción taxonómica del suelo ....................................................................53
Anexo 2. Características de la unidad experimental. .......................................................54
Anexo 3. Distribución de los tratamientos en el campo. ..................................................55
Anexo 4. Manejo específico del experimento de campo .................................................57
Anexo 5. Determinación de Materia Orgánica Particulada .............................................59
Anexo 6. Fotografías del proceso de determinación MOP...............................................59
Anexo 7. Determinación de la actividad fosfomonoesterasa (Fosfatasa ácida) ...............62
Anexo 8. Fotografías del proceso de determinación la actividad fosfatasa. ....................64
Anexo 9. Determinación de la actividad β-Glucosidasa (β-D-Glucósido glucohidrolasa) 65
Anexo 10. Fotografías del proceso de determinación de la actividad β-glucosidasa. ......68
Anexo 11. Determinación de la actividad microbiana total usando diacetato de fluoresceína
(Hidrólisis de FDA). ..........................................................................................................69
Anexo 12. Fotografías del proceso de determinación de la actividad FDA. .....................71
Anexo 13. Cuadros de regresión lineal múltiple para las variables en estudio.................72
xiii
TÍTULO: Efecto de las labranzas y niveles de fertilización sobre la actividad
enzimática en un suelo agrícola.
Autor: Marco Vinicio Orellana Ruiz
Tutora: María Eugenia Ávila Salem
RESUMEN
La actividad enzimática del suelo está relacionada con el ciclo de nutrientes y con la actividad
de los microorganismos en interacción con las plantas, por lo que se considera un indicador
sensible frente a los cambios en las prácticas de manejo del suelo. El presente estudio evaluó
la actividad enzimática en un suelo agrícola, bajo dos tipos de labranza (labranza
convencional y siembra directa) y cuatro niveles de fertilización (F0, F1, F2 y F3) en un Mollisol
bajo el cultivo de fréjol, amaranto y maíz. Para el efecto se cuantificó la actividad enzimática
fosfatasa ácida, β-glucosidasa e hidrólisis de di acetato de fluoresceína (FDA), pH, humedad,
materia orgánica particulada (MOP). Los resultados mostraron que la actividad enzimática
fosfatasa ácida, β-glucosidasa son afectadas por la labranza y la fertilización evaluada para
los tres cultivos. Se vieron efectos diferentes para cada cultivo estudiado en la actividad FDA,
pH, humedad y MOP.
PALABRAS CLAVE: MICROORGANISMOS, ACTIVIDAD ENZIMÁTICA, PROPIEDADES
DEL SUELO, RIZOSFERA, ACUMULACIÓN DE MATERIA ORGÁNICA.
xiv
TITLE: Effect of tillage and fertilization levels on the enzymatic activity in an
agricultural soil.
Author: Marco Vinicio Orellana Ruiz
Tutor: María Eugenia Ávila Salem
ABSTRACT
The enzymatic activity of soil is related to the nutrients´ cycle and to the microorganisms- plant
interaction, therefore, it is considered a sensitive indicator of soil management practices (tillage
and fertilization). This study evaluated the enzymatic activity in an agricultural soil, under two
types of tillage (conventional tillage and no-tillage) and four levels of fertilization (F0 = without
fertilizer, F1 = 1g, F2 = 2g, F3 = 3g) in a Mollisol under three crops: beans, amaranth and
maize. For this purpose, the enzymatic activity of the acid phosphatase, β-glucosidase and
hydrolysis of fluorescein di acetate (FDA), pH, moisture, and particulate organic matter (MOP)
were quantified. The results indicated that the enzymatic activity of the acid phosphatase, and
β-glucosidase are affected by the tillage and fertilization evaluated for the three crops, while
different effects were detected for each studied crop in the FDA activity, pH, humidity and
MOP.
KEYWORDS: MICROORGANISMS, ENZYMATIC ACTIVITY, SOIL PROPERTIES,
RHIZOSPHERE, ACCUMULATION OF ORGANIC MATTER.
xv
CERTIFICACIÓN
Quito, 17 de junio de 2019
A quien corresponda:
En calidad de tutora del trabajo de graduación cuyo título es “Efecto de las labranzas y niveles
de fertilización sobre la actividad enzimática en un suelo agrícola” presentado por el señor
Marco Vinicio Orellana Ruiz, previo a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo, certifico
haber revisado y corregido el ABSTRACT para el Trabajo de Grado, después de realizadas
las observaciones por los miembros del tribunal; por lo que apruebo el mismo, para el
empastado final.
_________________________
María Eugenia Ávila Salem, M. Sc.
TUTORA DE TESIS
1
I. INTRODUCCIÓN
El suelo es una entidad dinámica donde se producen interacciones entre los componentes
físicos, químicos y biológicos. El uso y manejo del suelo agrícola pueden tener un profundo
impacto sobre sus propiedades, que puede influenciar positivamente o negativamente su
productividad. Así mismo, la actividad microbiana puede aumentar considerablemente con un
mejor drenaje, encalado y enmiendas orgánicas; por lo que algunas propiedades biológicas
como la tasa de respiración y actividad enzimática que se derivan de organismos vivos del
suelo, pueden ser utilizadas como indicadores indirectos del manejo adecuado y calidad del
suelo (Delgado & Gómez, 2016).
Los microorganismos del suelo producen enzimas extracelulares que ayudan a descomponer
los residuos vegetales que están presentes en el suelo de forma orgánica y los transforman a
formas inorgánicas fácilmente asimilables para las plantas y otros organismos (Merino,
Godoy, & Matus, 2016). La actividad enzimática de suelo ayuda a mediar y catalizar
reacciones químicas involucradas en el ciclo de nutrientes del suelo, transformación de
residuos de plantas y animales, mineralización y transformación de la materia orgánica (MO)
para que estén disponibles para las plantas, por lo que la determinación de la actividad
enzimática es útil para evaluar la calidad de suelo (Blonska, Lasota, & Zwydak, 2017).
La MO es un factor clave que afecta la actividad biológica, por ser una fuente de carbono (C)
para muchos organismos que intervienen en los procesos de mineralización de la misma, así
garantizan la acumulación de macronutrientes necesarios para el desarrollo de las plantas.
En este sentido, la actividad microbiana aumenta considerablemente con la incorporación de
residuos orgánicos frescos (abonos verdes y residuos de cultivos), por lo que se cree que su
actividad ésta relacionada con la fertilidad de los suelos (Olszowska, 2016).
Las prácticas de manejo del suelo afectan su capacidad para seguir siendo productivo, al
acelerar el proceso de oxidación. La labranza convencional del suelo mejora la estructura para
la germinación de las semillas, el crecimiento de las raíces, el almacenamiento del agua,
nutrientes, intercambio gaseoso y aporta calor al cultivo; sin embargo, con esta práctica, el
suelo es más susceptible a procesos de erosión. Por otra parte, la no labranza o siembra
directa tiene entre sus ventajas el ayudar a que se incremente la MO en el suelo, con la
incorporación de los residuos de la cosecha, reduciendo la velocidad de oxidación de la MO,
al permitir que se acumule en la superficie. Además, la siembra directa permite disminuir la
mano de obra, y minimizar el proceso de erosión del suelo (Mijangos, Pérez, Albizu, & Garbisu,
2006).
2
La producción de los cultivos está influenciada por la disponibilidad de nutrientes, interfiriendo
en su crecimiento cuando hay baja disponibilidad, siendo el nitrógeno (N) el elemento que
limita el desarrollo de las plantas y la actividad microbiana del suelo en los procesos de
descomposición. En este sentido, la fertilización química ayuda a suplir las deficiencias,
aportando nutrientes que estén disponibles para las plantas. Sin embargo, con el tiempo se
ha convertido en una práctica costosa por su mal uso, además de tener consecuencias
ambientales negativas. Varios son los factores que afectan la disponibilidad de nutrientes y la
actividad microbiana del suelo, entre los que figuran el cambio climático, las condiciones
geográficas, y las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo; además, de factores
antropogénicos como la contaminación y el manejo agrícola (Cerón & Aristizábal, 2012).
Con estas consideraciones, la presente investigación evaluó la actividad enzimática en un
suelo agrícola andino, bajo dos tipos de labranza (siembra directa o no labranza y labranza
convencional), cuatro niveles de fertilización y tres cultivos: fréjol (Phaseolus vulgaris L.),
amaranto (Amaranthus caudatus L.) y maíz (Zea mays L.). Para este estudio se cuantificó la
actividad de las enzimas β-glucosidasa, fosfatasa ácida e hidrólisis del diacetato de
fluoresceína (FDA) con el objeto de identificar el mejor indicador de actividad enzimática del
suelo.
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Propiedades biológicas del suelo
Los suelos albergan una compleja red de organismos que pueden influir en sus propiedades
físicas, químicas y biológicas; tales como, la actividad de las lombrices, que aumenta la tasa
de infiltración debido a las galerías que realizan en el suelo para desplazarse, o la actividad
microbiana que ayuda en los procesos de mineralización de la MO del suelo. Sin embargo,
los cambios en el manejo del suelo afectan a las propiedades biológicas; algunas de ellas
pueden ser extremadamente sensibles, por ejemplo, la actividad microbiana puede
incrementarse mediante un encalado o enmienda orgánica. Por eso, las propiedades
biológicas pueden usarse como indicadores indirectos de un manejo adecuado del suelo.
Entre estos indicadores figuran la tasa de respiración, la biomasa microbiana o la actividad
enzimática, que pueden derivarse de organismos vivos presentes en el suelo (Delgado &
Gómez, 2016).
La MO juega un rol importante en la vida del suelo ya que está constituida por residuos
vegetales y de animales en diferentes etapas de descomposición; desde residuos frescos sin
descomponer, parcialmente descompuestos de corta duración, o altamente descompuestos
(humus). Estos residuos contienen azúcares, celulosa, hemi-celulosa, proteínas, ligninas,
3
ceras y lípidos. La mayoría de los suelos contienen al menos 5 % de MO; este pequeño
porcentaje tiene una gran importancia en la biología del suelo, puesto que proporciona
alimento para los microorganismos, almacena nutrientes, retiene agua, interviene como
mantillo y es un agente de agregación. Los residuos de la superficie del suelo al no estar
incorporados al suelo no forman parte aún de la MO del suelo (Juma, 1999; Osman, 2017).
La MO desempeña muchas funciones en las propiedades físicas, químicas y biológicas del
suelo. En el componente físico mejora la agregación, la aireación, el movimiento del agua,
reduce la evaporación y la conductividad térmica; además, puede retener hasta el 80-90% de
su peso en humedad, lo que ayudaría a soportar las condiciones de sequía. En el componente
químico mejora el intercambio iónico, translocación de sustancias dentro del suelo y
amortiguamiento. En el componente biológico sirve de alimento para los organismos, y como
almacén o reservorio de nutrientes. El tiempo de descomposición de los residuos depende de
su composición, aquellos que contienen carbohidratos y proteínas se descomponen
rápidamente; en tanto que aquellos con alto contenido de lignina se descomponen lentamente.
La MO puede proporcionar el 90 % de N y entre el 50-60 % de fósforo (P) y azufre (S) (Olness
& Archer, 2005; Osman, 2017).
La MO es clave en la actividad biológica del suelo, ya que es una fuente de carbono lábil, a
manera de hidratos de carbono para los organismos que en su mayoría son heterótrofos. Los
organismos presentes en el suelo son los que descomponen los residuos, participando
activamente en el ciclo de los nutrientes que serán posteriormente utilizados por las plantas
(Delgado & Gómez, 2016; Martínez, Fuentes, & Acevedo, 2008). El proceso de
descomposición de los residuos ocurre en tres fases: 1) fragmentación y mezcla con el suelo,
realizada por la macro y mega fauna, 2) ruptura de moléculas grandes mediante enzimas
liberadas por algunos hongos y bacterias, y 3) asimilación de los productos que se generaron
en la fase anterior, obteniendo como productos de la descomposición energía, agua y
elementos en forma de minerales (Martínez et al., 2008).
Los nutrientes contenidos en la MO se hallan en formas orgánicas (compuestos más
complejos), siendo no asimilables directamente por las plantas, por lo que se requiere de
acción microbiana para que las formas orgánicas de los nutrientes puedan ser asimilados de
forma inorgánica (compuestos más simples) por las plantas (Hernández, Ojeda, López, &
Arras, 2010). La mayor acción de los organismos ocurre en la rizosfera, que es un espacio de
interacción entre las raíces de las plantas y los microorganismos del suelo. La rizosfera es el
volumen de suelo alterado por la raíz y es la parte del perfil del suelo donde la concentración
de carbono proveniente de diferentes fuentes es mayor para los microorganismos. Los
microorganismos rizosféricos pueden afectar significativamente el desarrollo de las plantas
mediante la producción de reguladores de crecimiento y al aumentar la disponibilidad de
nutrientes (Delgado & Gómez, 2016).
4
La MO proveniente de deyecciones de animales proporciona N de forma orgánica, y mediante
procesos de mineralización permite que el N pase a su forma inorgánica y sea disponible para
las plantas. La mineralización puede estar determinada por diversos factores como la relación
carbono nitrógeno (C: N) de los insumos orgánicos, temperatura y humedad del suelo.
Residuos con una relación C:N baja (valores <10), hay disponibilidad de N estimulando la
actividad microbiana y tienden a descomponerse rápidamente, con una relación alta (valores
>12) implica que la MO se descomponga lentamente debido a que el N liberado es tomado
por los organismos (Xiangqian, 2014).
La actividad biológica del suelo actúa en la solubilización, movilización y disponibilidad de
nutrientes. La asociación de los microorganismos con las plantas ayuda a mejorar su nutrición,
como en el caso de las micorrizas (organismos simbiontes) y la fijación biológica de nitrógeno
por Rhizobium sp. Además, ciertos microorganismos pueden ejercer un control sobre otros,
ayudando a mantener un equilibrio, por ejemplo, el caso de Trichoderma sp sobre otros
hongos. Sin embargo, no todos los procesos que hacen los microorganismos son positivos,
existen bacterias y hongos que compiten por nutrientes como el fosfato (PO4-3), amonio (NH4)
o nitrato (NO3-), que pueden producir pérdidas como las ocasionados por los procesos de
desnitrificación, causando la volatilización del nitrógeno, y en el cual están involucradas
especies de bacterias como Pseudomonas sp y Thiobacillus sp (Jaramillo, 2002).
2.2. Actividad enzimática
La actividad de las enzimas en el suelo es importante ya que las enzimas son los mediadores
y catalizadores de los procesos bioquímicos del suelo. Además, ayudan a conocer el estado
en que se encuentran las poblaciones microbianas, su relación con la biología del suelo y la
producción de biomasa (Blonska et al., 2017). Las enzimas son moléculas proteicas
producidas por los seres vivos que ayudan a acelerar procesos bioquímicos; y son
consideradas como catalizadores biológicos, al reducir el consumo de energía en las
reacciones de transformación de sustancias. La velocidad de la reacción catalizada por una
enzima depende del pH, la fuerza iónica, la temperatura y de la presencia o ausencia de
inhibidores. La liberación de enzimas es un proceso constante, que puede ocurrir por
secreción o por lisis celular cuando los organismos mueren (Montejo et al., 2010).
Dependiendo de su ubicación, las enzimas pueden ser extracelulares o intracelulares. Las
enzimas intracelulares se encuentran en el citoplasma de las células viables, pero no
proliferantes (como las esporas) y las células muertas. Las enzimas extracelulares se liberan
en el suelo y se inmovilizan en arcillas, coloides húmicos, MO y complejos órgano-minerales
mediante interacciones iónicas, enlaces covalentes, enlaces de hidrógeno, atrapamiento y
otros mecanismos (Gianfreda & Rao, 2014; Srinivasa Rao, Grover, Kundu, & Desai, 2016)
5
Según Sarmentero, Molina, & Colmenares (1994) la actividad enzimática está influenciada por
el clima, cultivo, propiedades edáficas y el acondicionamiento del suelo, estando estos
factores relacionadas con el funcionamiento del ecosistema. Se han realizado varios estudios
para identificar los cambios de la actividad enzimática a causa de la lluvia ácida, los metales
pesados, los plaguicidas y otros productos químicos y de uso industrial. Para Dalurzo, Toledo,
& Vazquez (2000) el contenido de la MO y la actividad enzimática tienen una estrecha relación,
como un indicador de cambios en las propiedades edáficas inducidas por el manejo del suelo.
Los estudios de enzimología del suelo han permitido determinar tres orígenes de las enzimas;
el primero proveniente de los microorganismos tanto vivos como muertos, el segundo de los
animales del suelo y el tercero de las plantas o parte de los tejidos vegetales. Gran parte del
material liberado, puede ser metabolizado por otros organismos o puede que persistan en el
suelo durante algún período de tiempo. Un estudio realizado con el hongo Asperguillus oryzae
ha demostrado cómo las enzimas se vuelven disponibles en tiempos sucesivos; primero se
presentan las carbohidrasas y las fosfatasas, seguido por las proteasas y las esterasas, y
finalmente las catalasas (Giménez, 1984).
Se han determinado diferentes tipos de enzimas que se pueden encontrar en el suelo, como:
1) las oxido-reductasas, donde se encuentran la deshidrogenasa y catalasa, que permiten
tener una idea global de los procesos microbianos del suelo; 2) enzimas hidrolasas, cuya
actividad está implicada en el ciclo de los elementos biófilos; 3) carbohidrasas, quitinasa, β-
glucosidasa relacionadas en el ciclo del C; 4) ureasa y proteasa involucradas en el ciclo del
N; 5) fosfatasas relacionadas con el ciclo del P; 6) Arilsulfatasa involucradas en el ciclo del S
(Albiach et al., 2006).
Varias enzimas que se encuentran en el proceso de mineralización de la MO liberan nutrientes
específicos para las plantas. Las fosfatasas son un grupo de enzimas que catalizan la
hidrólisis de ésteres y anhídridos del ácido fosfórico; se clasifican de acuerdo al pH óptimo del
proceso en fosfatasas ácidas o fosfatasas monoesterasas, y fosfatasas alcalinas (Dalurzo et
al., 2000; Sarmentero, Molina, & Colmenares, 1994). La trasformación que realizan las
fosfatasas en la mineralización del P orgánico a fósforo inorgánico actúan sobre los enlaces
éster (Espino & Pacheco, 2003).
La fosfatasa se considera una enzima extracelular o abiótica, sintetizada por las raíces de las
plantas, los hongos y bacterias del suelo; su actividad se ve influenciada por el manejo del
suelo y disminuye con la intensidad de las labores agrícolas (Alvear, Pino, Castillo, Trasar-
Cepeda, & Gil-Sotres, 2006; Gómez & Guiñán, 2004; Ridge & Rovira, 1971). Además, la
actividad de la fosfatasa es crucial para descontaminar los suelos que han acumulado
pesticidas organofosforados (Garzillo, Badalucco, De Cesare, Grego, & Buonocore, 1996).
Deng & Tabatabai (1996b) reportaron que la actividad de la fosfatasa ácida y la fosfatasa
6
alcalina en suelos de 0-7.5 cm de profundidad fueron significativamente mayores en suelos
sin labranza, en comparación con los de labranza convencional.
Una de las enzimas que participa en el ciclo del C es la β-glucosidasa, la cual es una enzima
hidrolítica que actúa sobre el enlace β-1,4 de los oligómeros; produciendo sustancias
orgánicas de bajo peso molecular y compuestos solubles. La actividad β-glucosidasa se
encuentra influenciada por la temperatura, el pH, humedad, contenido de oxígeno (O), calidad
y ubicación de la MO, elementos minerales, fungicidas, y tiende a disminuir con la profundidad
del suelo, con la aridez o la condiciones climáticas (Giménez, 1984; Srinivasa Rao et al.,
2016). En relación con el uso y manejo del suelo, la actividad de la β-glucosidasa tiende a ser
mayor en suelos con alto contenido de MO fácilmente descomponible; por ejemplo, en suelos
que utilicen rotación de cultivos o siembra directa (Ferraz de Almeida, Naves, & Pinheiro da
Mota, 2015).
La fluoresceína (3-6 diacetil-fluoresceína) es un compuesto incoloro, conjugado a dos
radicales de acetato, que se hidroliza con las enzimas libres (exoenzimas) con las que se
encuentran en las membranas, liberando un producto final de color fluorescente. Las enzimas
responsables de la hidrólisis FDA son abundantes en el entorno del suelo; entre las que
figuran las esterasas no específicas, proteasas y lipasas, que han demostrado que hidrolizan
FDA y están involucrados en la descomposición de muchos tipos de tejidos. La capacidad de
hidrolizar está extendida para hongos y bacterias, mismos que son los principales
descomponedores. En general más del 90 % del flujo de energía pasa por los
descomponedores microbianos, por lo que el ensayo de la FDA proporciona una buena
estimación de la actividad microbiana total (Adam & Duncan, 2001; Gajda, Przewłoka, &
Gawryjołek, 2013; Green, Stott, & Diack, 2006).
2.3. Prácticas de manejo que afectan la actividad biológica
Las prácticas de manejo del suelo influyen en la población de microorganismos y en los
procesos microbianos del suelo a través de cambios en la cantidad y calidad de los residuos
en el perfil del suelo. Las propiedades físicas, químicas, biológicas y bioquímicas del suelo
pueden ser alteradas significativamente por las prácticas de manejo de residuos y labranza,
que a su vez conducen a la alteración de la composición, distribución de las comunidades y
enzimas microbianas del suelo (Saikia & Sharma, 2017).
Las prácticas de manejo del suelo modifican el rendimiento y la productividad en los cultivos,
a pesar de que se realizan de manera superficial. La labranza se introdujo con la finalidad de
facilitar algunas labores de campo como el control de malezas, establecimiento del cultivo,
incorporación de fertilizantes, incorporación de residuos de la cosecha y materia orgánica al
suelo (Martínez et al., 2008). Prácticas de manejo del suelo intensivas; labranza, quema de
rastrojos, monocultivos, conducen al deterioro general del suelo, el cual resulta de las
7
interacciones entre procesos físicos como la erosión, la formación de costras y el sellado;
procesos químicos como el agotamiento de nutrientes, acidificación y contaminación; y
procesos biológicos como el agotamiento de la MO y la pérdida de flora y fauna del suelo
(Gurjar et al., 2017). La labranza mecánica, el mono cultivo y la eliminación de residuos
afectan negativamente la actividad enzimática y por ende, la disponibilidad de nutrientes para
las plantas (Srinivasa Rao et al., 2016).
En este sentido, los cambios en las propiedades del suelo, tiene efectos significativos sobre
la rizosfera, puesto que es donde ocurre el intercambio de nutrientes asociado a la actividad
de los hongos micorrícicos que se relacionan con el crecimiento y salud de las plantas (Wright,
2005). Las raíces de las plantas pueden modificar las propiedades físico-químicas y
composición biológica por la liberación de exudados (Richardson, Barea, McNeill, & Prigent-
Combaret, 2009).
2.3.1. Labranza convencional
La labranza convencional consiste en la inversión y mullimiento de la capa superficial del suelo
a través de maquinaria por el arado y rastrado del suelo, facilitando labores de siembra y
siendo parte integral de la producción agrícola. El laboreo del suelo es responsable de la
perturbación en su estructura y de su consecuente degradación, causando una excesiva
descomposición de los agregados del suelo, lo cual conduce a la erosión; también ocasiona
la pérdida de carbono orgánico (CO) por oxidación de la MO, además de contribuir a las
emisiones de gases de efecto invernadero (Alvear et al., 2006).
La labranza convencional maneja el suelo uniformemente en toda la superficie del campo. El
primer paso es para aflojar el suelo e incorporar materiales de la superficie, seguido de dos a
tres pasos para generar un semillero adecuado, creando condiciones ideales para el
establecimiento de los cultivos. El arado depende de diferentes condiciones como el clima, el
tipo de suelo y el tipo de cultivo, lo que permite que aumente la porosidad del suelo, y el
intercambio de aire. La incorporación de enmiendas orgánicas durante el arado tiende a
influenciar directamente en la productividad y la sostenibilidad del suelo (Dewis, 2008). En
tiempo de cosecha se retira todo del campo, ya que la paja generalmente se emplea para la
cama de los animales, para el techo de las viviendas, la fabricación de ladrillos y de
combustible. En ocasiones los restos de las cosechas se proceden a quemar para la
eliminación de las malezas y el control de las plagas (Magdoff & Van Es, 2009).
La labranza convencional en zonas rurales es una actividad rutinaria (Reicosky & Saxton,
2001). Según Rojas & Chávez (2002), una de las ventajas del manejo convencional del suelo
es que permite realizar un control de malezas, ya que las hierbas pueden tener un ciclo anual
o perenne que puede ser controlado por maquinaria en época seca; pero a la vez que se
eliminan las malezas se generan las condiciones óptimas para que las nuevas semillas
8
despierten de su latencia. En la mayoría de los casos la maquinaria utilizada no se ha
adaptado a las zonas agroecológicas, y debería considerar el tipo de suelo, forma de relieve
y condiciones climáticas (FAO, 1996).
La preparación del suelo se aplica con la finalidad de modificar sus características, ayudando
a la germinación de las semillas, también en las labores culturales a realizar en diferentes
etapas de los cultivos, y a mejorar la relación planta-suelo-agua-aire durante el desarrollo de
las plantas. Entre las características que se modifican resalta la estructura del suelo, haciendo
a los agregados más pequeños por la acción mecánica, y el incremento de la aireación del
suelo, favoreciendo el movimiento de aire. En la labranza convencional, la compactación es
un problema que afecta el desarrollo de las plantas, esto se ocasiona por la lluvia y/o el paso
de trabajadores, por lo que es recomendable considerar el tipo de suelo y maquinaria a utilizar,
la humedad del suelo y el momento oportuno para labrar el suelo (Inostroza & Méndez, 2004).
2.3.2. Siembra directa
La aplicación de técnicas inadecuadas de preparación de la tierra son las principales causas
de degradación de los suelos, conduciendo a un rápido deterioro físico, químico y biológico
en las características del mismo, lo que conlleva a un descenso de la productividad agrícola
(Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y Agricultura & International
Institute of Tropical Agriculture, 1997). Tomando esto en cuenta, se busca una manera de
mejorar las áreas afectadas, empleando prácticas acertadas de labranza y conservación que
sean fáciles de aplicar y transmitir a los agricultores (García Francisco, 2006).
En un sistema de no labranza, el suelo es removido en un área muy estrecha, con poca
profundidad alrededor de la zona de la semilla; siendo más efectivo para prevenir la erosión
del suelo y la construcción de la MO. Este sistema combinado con un enraizamiento profundo,
reduce la susceptibilidad a la sequía de los cultivos. Los rendimientos de los cultivos al inicio
de la implementación del sistema tienden a ser más bajos, siendo una de las causas la baja
disponibilidad de N, por lo que una fertilización complementaria ayuda durante la transición
(Magdoff & Van Es, 2009).
Según Deng & Tabatabai (1996b), las prácticas de manejo de labranza y residuos de cultivos
pueden conducir a cambios significativos en las propiedades biológicas, químicas y
bioquímicas de los suelos y alterar la composición, distribución y actividad de la comunidad
microbiana del suelo y las enzimas. Los estudios demostraron que el contenido de C y N
orgánico se acumula en la parte superficial del suelo donde se han aplicado prácticas de
conservación, que consiste en dejar los residuos de los cultivos sobre el suelo.
La siembra directa es un método de labranza conservacionista del suelo, en donde los
residuos no utilizados de las plantas se dejan sobre la superficie. Según Burgos (1995) y
Reicosky & Saxton (2001) el sistema de labranza deja un 30 % o más de residuos de cobertura
9
después de sembrar, además reduce la pérdida de C que se encuentra almacenado en el
suelo al no removerlo. Este tipo de labranza es recomendado en zonas de laderas y para
pequeños agricultores que no pueden solventar un manejo tecnificado, permitiendo controlar
la erosión del suelo al permanecer éste cubierto durante todo el ciclo del cultivo (Valverde,
Ramos, & Parra, 2002). A través de prácticas de conservación se logra mantener la humedad
del suelo para el desarrollo de los cultivos, además de que se puede mejorar la infiltración del
agua por la acumulación de la MO (Mtakwa & Amuri, 2016).
Ante un deterioro de los suelos ocasionados por el manejo convencional, que induce a una
rápida oxidación de la MO y una disminución de los residuos incorporados; la actividad
microbiana disminuye considerablemente (García & Rivero, 2002). La actividad microbiana se
incrementa al incorporar residuos frescos tales como abonos verdes o residuos de cultivos,
que pueden ser fácilmente mineralizados por los organismos. Las formas estables de la MO
son los compuestos húmicos y fúlvicos, que no son una fuente adecuada de C para la
microbiota del suelo por la larga vida de estos compuestos (generalmente >1000 años); por
esta razón, los compuestos orgánicos estables no contribuyen significativamente a la actividad
microbiana del suelo, sino que constituyen un grupo de carbono estabilizado del suelo
almacenado que es muy relevante para el ciclo global de C, amortiguando las emisiones de
C a la atmósfera (Delgado & Gómez, 2016).
Los restos de las cosechas que se dejan sobre la superficie ayudan a amortiguar el impacto
de las gotas de lluvias y la insolación directa. La descomposición de las raíces del cultivo
anterior provee canales para que el agua pueda alcanzar los niveles más bajos del suelo para
las nuevas raíces (Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura,
2006). Se ha demostrado que la siembra directa aumenta la biomasa microbiana, incrementa
el contenido de C del suelo, aumenta el N mineralizable, la humedad del suelo y la actividad
enzimática (Saikia & Sharma, 2017). Estudios demuestran la acumulación de C y N orgánico
sobre la superficie del suelo entre los 0-25 cm de profundidad en labranza reducida con la
acumulación de residuos vegetales de las cosechas anteriores (Deng & Tabatabai, 1996b).
2.4. Manejo de la fertilización
La agricultura tiene como objetivo proveer a la población humana creciente de alimento y fibra
en las cantidades necesarias, por lo que los agricultores se ven en la urgencia de aumentar
su producción. Para mejorar los rendimientos de los cultivos se debe conocer el estado
nutricional del suelo, y para ello es primordial que se realicen estudios de suelos que permitan
determinar la cantidad de macronutrientes como N P, potasio (K) y micronutrientes como;
magnesio (Mg), S, calcio (Ca), en estado disponible para las plantas. Si el suministro de
nutrientes desde el suelo es amplio, los cultivos se desarrollan mejor y se obtendrá mejores
rendimientos; pero si presentan una deficiencia nutricional, el crecimiento de las plantas será
limitado y se reducirá su rendimiento. Este principio se conoce como la Ley de Liebig, que
10
establece que el nivel de crecimiento de la planta ésta limitado por el nutriente de menor
disponibilidad (Manitoba, 2013; Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y
Agricultura, 2002).
Las arcillas y la materia orgánica forman los complejos de adsorción que retienen los
nutrientes en una forma disponible para la planta. Con la aplicación de los fertilizantes se
ayuda a suplir deficiencias nutricionales de los cultivos. El caso más representativo se tiene
con el N; mismo que es considerado como el motor de crecimiento de las plantas, que da el
color verde a las hojas ayudando a la fotosíntesis; es absorbido como NO3- o NH4
+ que se
combina para formar aminoácidos y proteínas (Pereira et al., 2011). Un estudio realizado por
Malhi (2001) concluyó que el N es el nutriente más limitante en la producción de los cultivos y
su uso eficiente es necesario para aumentar la producción.
Cuando los fertilizantes nitrogenados y el estiércol se aplican al suelo, el N pasa a formar
parte del ciclo del N, en el que ocurren varios procesos de ganancia, pérdida, y
transformaciones de este elemento. Los principales procesos por los cuales las plantas
absorben el N a través de las raíces son: 1) el flujo masivo donde el NO3- viaja a las raíces,
ya que es altamente soluble, tiene carga negativa y no se adsorbe mayormente en las
partículas del suelo; y 2) la difusión de NH4+ a las raíces, compuesto que también es soluble,
pero de carga positiva, siendo atraído por las cargas negativas de las arcillas, la materia
orgánica del suelo y los óxidos (Manitoba, 2013).
Según Hawes et al. (2003), se ha demostrado que el uso de fertilizantes químicos a largo
plazo, puede tener efectos perjudiciales sobre la estructura del suelo y su salud; alterando el
equilibrio natural del suelo y puede quemar químicamente las raíces de las plantas (Orozco,
Valverde, Martínez, Chávez & Benavides, 2016). En suelos agrícolas, la fertilización altera
claramente el ciclo de los nutrientes al introducirlos de manera artificial, pero sin este
suministro, la entrada natural de nutrientes al suelo sería mucho menor que la extracción que
hacen los cultivos, causando un “balance negativo”, cesando progresivamente la
disponibilidad de los nutrientes (Delgado & Gómez, 2016).
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación
La investigación se realizó en el Laboratorio de Química Agrícola y Suelos (LQAS) de la
Facultad de Ciencias Agrícolas (FCAg) de la Universidad Central del Ecuador (UCE), ubicado
en la sede en la Ciudadela Universitaria Campus Quito.
11
3.1.1. Ubicación Política
País: Ecuador
Provincia: Pichincha
Cantón: Quito
Sector: Ciudadela Universitaria
3.1.2. Ubicación Geográfica
Latitud: 00°11´54.8” S
Longitud: 78°30´25.1” O
3.2. Materiales
3.2.1. Material experimental
Las muestras de suelo utilizadas fueron tomadas de parcelas bajo dos tipos de labranza
(siembra directa y labranza convencional), de cultivos de fréjol, amaranto y maíz a una
profundidad de 0-20 cm. La parcela experimental está ubicada en el Lote 4.2 del Campo
Académico Docente Experimental la Tola (CADET) de la FCAg de la UCE, Provincia de
Pichincha, cantón Quito, parroquia Tumbaco. La descripción taxonómica del suelo en estudio
se encuentra detallada en el Anexo 1 (Quishpe, 2017). Las muestras se conservaron en
congelación a una temperatura de -20 ºC hasta su respectivo análisis.
3.2.2. Materiales de laboratorio
- Cápsulas de aluminio
- Gradillas
- Matraz Erlenmeyer de 50 ml
- Pipetas automáticas de 5ml, 10ml, 1000 µl y puntas
- Morteros
- Papel filtro Whatmann 12
- Picetas
- Tamiz de 2 mm
- Tamiz de 53 µm
- Termómetro
- Tubos de ensayo
- Tubos de centrífuga de 50 ml tipo Falcón
- Varillas de vidrio
- Vasos de precipitación de 50 ml
- Celdas vidrio o cuarzo de 1.5 ml y 2 ml
12
3.3. Reactivos
- Acetona (CH3COCH3), Grado analítico
- Ácido bórico (H3BO3)
- Ácido cítrico (C6H8O7)
- Ácido clorhídrico (HCl) (0.1 M)
- Ácido málico (C4H4O4)
- Ácido orto fosfórico concentrado (H3PO4) al 85%
- Ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) al 97%
- Agua destilada
- Cloruro de calcio (CaCl2) 0,5 M
- Di fenilamina (C12H11N)
- Hexametafosfato de sodio (NaPO3)6
- Hidróxido de sodio (NaOH) 0,5 y 1 N
- Solución buffer de fosfato de potasio de 60 mM a pH 7.6
- Solución de sal de Mohr (NH4)2 Fe (SO4 )2.6 H2O 0.5N
- Solución de trabajo Buffer Universal Modificado (3.025 g Tris, 2.9 g ácido málico,
3.5 g de ácido cítrico, 1.57 g ácido bórico, 488 ml NaOH 1N) a pH 6,5
- Solución de trabajo de ρ-nitro fenol (20 µg mL-1)
- Solución de ρ-nitrofenilfosfato 25 mM
- Solución dicromato de potasio (K2Cr2O7) 1N
- Solución extractante de THAM-NaOH (12.9 g de hidroximetil amino metano en 100
ml agua destilada) 0,1M a pH 12
- Solución madre Buffer Universal Modificado (3.025 g Tris, 2.9 g ácido málico, 3.5
g de ácido cítrico, 1.57 g ácido bórico, 488 ml NaOH 1N) 0,1 M
- Solución madre de ρ-nitro fenol (1000 µg mL-1)
- Solución stock de di acetato de fluoresceína (3’6’-diacetil-fluorisceína)
- Tris (hidroximetil amino metano) grado biológico,
- Ρ-nitrofenil-β-D-Glucopiranósido (25 mM)
3.4. Equipos
- Agitador THYS 2
- Balanza analítica Citizon d:0.0001g
- Centrífuga Thermo Scientific
- Congelador -4 °C
- Espectrofotómetro Perkin Elmer
- Estufas incubadoras
- pH metro Thermo Scientific
- Refrigerador
13
- Titulador digital
- Vortex Genie 2 Daigger
3.5. Métodos
3.5.1. Toma de muestras
Las muestras se recolectaron al final del primer ciclo, bajo el cultivo de fréjol (27 de septiembre
de 2016), y al final del segundo ciclo bajo el cultivo amaranto y maíz (20 de marzo de 2018, y
8 de enero de 2018; respectivamente). Cada muestra de suelo resultó de cinco sub-muestras
tomadas al azar en cada tratamiento a una profundidad de 0-20 cm, mismas que se
homogenizaron con el fin de obtener una muestra representativa.
3.5.2. Procesamiento de las muestras
Previo al análisis de las muestras, se procedió a sacar las muestras del congelador hasta que
alcancen la temperatura ambiente, y se analizaron según la metodología descrita para cada
variable.
3.5.3. Factores en estudio
Los factores en estudio incluyeron dos sistemas de labranza y cuatro niveles de fertilización;
mismos que son detallados a continuación y que fueron aplicados en tres cultivos: fréjol
(Phaseolus vulgaris), amaranto (Amaranthus caudatus) y maíz (Zea mays).
Factor A: Sistemas de labranza
S1= Siembra Directa (SD)
S2= Labranza Convencional (LC)
Factor B: Niveles de fertilización
F0= Testigo
F1= 50 % de fertilizante
F2= 100% de fertilizante
F3= 150% de fertilizante
3.5.4. Tratamientos
Los tratamientos para cada uno de los cultivos (fréjol, amaranto y maíz) resultaron de la
combinación de los factores en estudio, como se describen en el Cuadro 1.
14
Cuadro 1. Tratamientos para evaluar el efecto de labranza y fertilización nitrogenada sobre la actividad
enzimática del suelo.
N° Sistemas de labranza Fertilización
T1 Siembra Directa F0
T2 Siembra Directa F1
T3 Siembra Directa F2
T4 Siembra Directa F3
T5 Labranza Convencional F0
T6 Labranza Convencional F1
T7 Labranza Convencional F2
T8 Labranza Convencional F3
3.5.5. Características de la unidad experimental en campo
La unidad experimental en la cual se realizó el muestreo está constituida por una parcela de
4054 m2. Las características se describen en el Anexo 1.
3.5.6. Distribución de tratamientos en campo
La distribución de los tratamientos en el campo se presenta en el Anexo 2
3.5.7. Diseño experimental
Se utilizó un diseño completamente al azar (DCA) con ocho observaciones en el cultivo de
fréjol, y con tres observaciones en el cultivo de amaranto y maíz; para analizar el efecto del
sistema de labranza y nivel de fertilización sobre las seis variables del estudio, de acuerdo
con al esquema indicado en los Cuadros 2 y 3.
Para el análisis estadístico de los datos se utilizó el programa Stata 10.0, con el que se realizó
pruebas de normalidad (Skewness/Kurtosis), el análisis de la varianza, prueba de significancia
Scheffé al 5 %, pruebas de correlación de Pearson y análisis de regresión lineal múltiple.
15
Cuadro 2. Esquema del análisis de la varianza del experimento para el cultivo de fréjol.
Fuentes de Variación Grados de Libertad
Total 63
Niveles de fertilización (A) 3
Sistemas de labranza (B) 1
Interacción (A*B) 3
Error 56
Cuadro 3. Esquema del análisis de la varianza del experimento para los cultivos de amaranto y maíz.
Fuentes de Variación Grados de Libertad
Total 23
Niveles de fertilización (A) 3
Sistemas de labranza (B) 1
Interacción (A*B) 3
Error 16
3.5.8. Manejo específico del experimento en campo
El manejo específico del experimento en campo se describe en el Anexo 3.
3.5.9. Variables en estudio
Actividad de la enzima β-glucosidasa del suelo
La β-glucosidasa es una enzima hidrolítica que participa en el ciclo del carbono actuando
sobre el enlace β-1,4 de los oligómeros, produciendo sustancias orgánicas de bajo peso
molecular y compuestos solubles. Se utilizó el método basado en la determinación del ρ –
nitro fenol liberado después de incubar la muestra con una solución de ρ – nitrofenil – β – D –
glucopiranósido por una hora a 37 °C a baño maría con agitación. La medición de la
absorbancia se realizó en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 420 ηm, según la
metodología descrita en el Anexo 6 (J. Paolini, 2010a).
16
Se expresa en µg ρ – NF g-1 suelo seco h-1, y se calcula mediante la siguiente fórmula:
β − glucosidasa =(muestra − control) ∗ FD
Ps ∗ t
En esta fórmula los valores en µg ρ – NF liberado de los controles se restan de los de la
muestra.
Donde, muestra = µg ρ – NF de la muestra; control = µg ρ – NF del blanco; FD = Factor de
dilución
PS = Peso seco de la muestra; t = Tiempo de incubación.
Actividad de la enzima fosfatasa ácida
La fosfatasa es una enzima que cataliza la hidrólisis de ésteres y anhídridos de ácido fosfórico,
haciendo que el fósforo esté disponible para las plantas. Para lo cual se utilizó la
determinación colorimétrica del ρ – nitrofenil liberado después de 30 minutos de incubación a
baño maría con agitación con ρ-nitro fenol fosfato. La medición de la absorbancia se realizó
en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 420 ηm, según la metodología descrita en
el Anexo 5 (J. Paolini, 2016).
Se expresa la cantidad de ρ – nitrofenil en µg y se calcula mediante la siguiente fórmula:
Fosfatasa =(Vp − Lp) ∗ Fd
g suelo ∗ t ∗ Fs= μg ρ − NF/gPS ∗ h
Donde:
VP = Promedio de las muestras (µg ρ – NF); LP = Promedio del control (µg ρ – NF); Fd =
Factor de dilución; T= tiempo de incubación; Fs = Factor de peso seco
Actividad enzimática utilizando Di acetato de fluoresceína (FDA)
La fluoresceína (3-6- di acetil-fluoresceína) es un compuesto incoloro, conjugado a dos
radicales de acetato, que se hidroliza con las enzimas libres (exoenzimas), las que se
encuentran en las membranas, liberando un producto final de color fluorescente. Para el
efecto se utilizó el método basado en el clivaje hidrolítico del FDA a fluoresceína por lipasas
después de 30 minutos de incubación a baño maría con una solución de 1000 µg ml-1 de FDA.
La medición de la absorbancia se realizó en el espectrofotómetro a una longitud de onda de
490 ηm, de acuerdo a la metodología descrita en el Anexo 7 (J. Paolini, 2010b).
Se expresa en µg de fluoresceína/g suelo seco*h, y se calcula mediante la siguiente fórmula:
FDA =(μg fluoresceína ml−1) ∗ 15.2 ml
g suelo seco ∗ t
Donde:
17
t= tiempo de incubación en horas
g peso seco= peso seco de la muestra
15,2 ml corresponde al volumen empleado (10 ml de buffer + 5 ml de acetona + 0,2 ml sustrato
o agua).
Materia orgánica particulada
Es la MO de tamaño mayor a 53 µm, considerada particulada, que se separa por medio físico
de dispersión y tamizado. Para luego, mediante la determinación del % de carbono orgánico
total (COT) en los residuos separados y suelo total, obtener el % MOP en el suelo, expresada
como COT (Weil and Magdoff, 2004). El % COT se determinó por el método colorimétrico de
Walkley-Black. La metodología y valores de COT separados y total se presenta en el Anexo
5.
Se calcula mediante la siguiente fórmula:
COT (g) =MS∗x % COT
100
% MOP =gCOTMO>53 µm x 100
g COTsuelo total
Donde:
MS* = peso de suelo seco (MO>53µ separadas y suelo total)
%COT= porcentaje de COT determinado en MO>53 µm y en suelo total
%MOP= porcentaje de COT asociado a la materia orgánica particulada en el suelo.
Humedad
La humedad del suelo se considera a la cantidad de agua por volumen de suelo. Para su
medición se utilizó el método de secado en estufa a 105 ºC por 24 h, que consiste en tomar
una muestra de suelo, pesarla antes y después de su secado (Metodología del LQAS, 2016).
Se expresa en porcentaje, y se calcula mediante la siguiente fórmula:
H (%) =(S. H − S. S)
S. S∗ 100
Donde:
S. H = suelo húmedo
S. S = suelo seco
18
pH del suelo
El pH mide la actividad de los iones de H+ que se encuentran libres en la solución del suelo y
de los que se encuentran en el complejo de intercambio. Para medirlo, se utilizó el método del
potenciómetro (Metodología del LQAS, 2016).
Se expresará en unidades de potencial hidrógeno pH.
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se realizó la prueba de normalidad (Skewness/Kurtosis) cuyos resultados se detallan en el
Cuadro 4. Los datos de las variables bajo el cultivo de fréjol, presentaron normalidad excepto,
β-glucosidasa y FDA que se realizó la transformación con logaritmo de base 10. Para los datos
de las variables bajo el cultivo de amaranto presentaron normalidad, excepto las variables
MOP y β-glucosidasa, y se transformaron con la inversa del cubo y logaritmo de base 10;
respectivamente. Los datos de las variables bajo el cultivo de maíz presentaron normalidad,
excepto fosfatasa y FDA, por lo que se transformaron mediante logaritmo base 10 e inversa
del cubo; respectivamente.
Cuadro 4. Análisis de normalidad para las variables en estudio, bajo los cultivos de fréjol,
amaranto y maíz.
Fréjol Amaranto Maíz
Variables Obs Prob>chi2 Obs Prob>chi2 Obs Prob>chi2
pH 64 0.0600 24 0.3126 24 0.8554
Humedad 64 0.3071 24 0.9140 24 0.4254
MOP 64 0.0631 24 0.0849 24 0.2592
Fosfatasa 64 0.1932 24 0.3757 24 0.0980
β-Glucosidasa 64 0.6555 24 0.0941 24 0.2671
FDA 64 0.1694 24 0.6584 24 0.9060
pH del suelo
Los resultados en el análisis de varianza para la variable pH del suelo (Cuadro 5), bajo el
cultivo de fréjol, muestra diferencia significativa en la interacción labranza*fertilización, con un
promedio de 6.89, y un coeficiente de variación de 1,81 %. El análisis funcional Scheffé al 5
% mostró tres rangos de significancia (Cuadro 6). La interacción siembra directa con F2
presentó el mejor rango de significancia (7.12) y el rango de significancia más bajo estuvo
asociado con la interacción labranza convencional con F1 y F3 (6.98 - 6.62) como se observa
en la Figura 1 el pH del suelo en siembra directa tiende a subir y bajar independientemente
19
de la fertilización, presentando un pH bajo F3, mientras que en labranza convencional el pH
del suelo presenta valores más bajos; en los dos tipos de labranzas, la F1 y F3 presentaron
valores bajos. Además, presentó correlación positiva con las variables humedad, fosfatasa y
negativa con FDA. Lo contrario se encontró en un estudio del efecto de la labranza cero y
labranza convencional sobre las características físicas y químicas en un vertisol dístrico a una
profundidad de 0-20 cm, donde observaron que el pH en labranza cero presentó un valor de
6.7 respecto a la labranza convencional la cual mostró un valor de 7.8. Con esto se demostró
que el manejo del suelo con siembra directa y dosis de fertilizante altas tienden a disminuir el
pH en la capa superficial del suelo, que se relaciona con los resultados de pH asociados a F3
en los dos sistemas de labranza (Ramírez, Figueroa, Ordaz, & Volke, 2006).
Figura 1. Efecto de la interacción Labranza*fertilización en el pH del suelo, bajo el cultivo de fréjol.
Los resultados obtenidos en el análisis de varianza para la variable pH del suelo (Cuadro 5),
bajo el cultivo de amaranto, muestra diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 7,03 y un coeficiente de variación de 0,94 %. El
resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable mostró dos rangos de
significancia para las interacciones (Cuadro 6). En la interacción siembra directa con F0 y F1
presentan el mejor rango de significancia (7.16 – 7.08) y la interacción de labranza
convencional con F0 y F3 (7.15 – 7.05) y el rango más bajo de significancia la interacción
labranza convencional con F1 (6.80), Figura 2. El pH en siembra directa presentó valores altos
en las diferentes dosis de fertilizante en especial F1, y en labranza convencional el pH
incrementó a medida que sube la dosis de fertilizante; el menor valor presentó F1, además
presentó una correlación positiva con la β-Glucosidasa y FDA que se relaciona con un estudio
realizado por Kahlon & Gurpreet (2014) sobre el efecto de las prácticas de labranza en las
propiedades físico-químicas, donde no se obtuvo diferencia significativa sobre el pH del suelo,
pero los valores más altos están presentes en labranza convencional con 7.27. Sin embargo,
Islam, Saleque, Hossain, & Islam (2016) reporta que el pH del suelo al que no se le ha
fertilizado, independientemente de la labranza, mantienen los valores a 7.37, además el pH
20
en la superficie tiende a acidificarse en labranza cero por la no remoción del suelo y por la
fertilización que reciba.
Figura 2. Efecto de la interacción Labranza* fertilización en el pH del suelo, bajo el cultivo de amaranto.
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable pH del suelo (Cuadro
5), bajo el cultivo de maíz, muestra diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 6,97 y un coeficiente de variación de 0,95 %. El
resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5% para la variable mostró tres rangos de
significancia para las interacciones (Cuadro 6). El rango de significancia más alto presenta la
interacción siembra directa con F0 y F2 (7.12 – 7.10) y en la interacción labranza convencional
con F0 y F2 (6.96 – 6.98) y el rango de significancia más bajo presentó la interacción labranza
convencional con F3 (6.62), Figura 3. El pH del suelo aumentó con F0 y F2 en los dos sistemas
y disminuyó en la F1 y F3 en los dos sistemas de labranza, pero en siembra directa y labranza
convencional la disminución es mayor F3, lo que concuerda en un estudio sobre la labranza
de conservación y fertilización en el cultivo de maíz y su efecto en el suelo, donde se
observaron diferencias significativas en la aplicación de fertilizantes nitrogenados a parcelas
de siembra directa, con variaciones en el pH de 0.5 en comparación de la labranza
convencional que no presentó cambios significativos (Galeana et al., 2000). En cambio Motta,
Reeves, & Touchton (2002) en un estudio sobre el efecto de la labranza intensiva en los
indicadores químicos del suelo, en el cultivo de maíz, reporta que el tipo de labranza no afecta
significativamente en el pH, pero observaron que tanto la labranza y no labranza mantuvieron
los valores similares de pH de 5.8 a una profundidad 0-30 cm. Sin embargo, en un suelo que
se maneja con varios ciclos de maíz consecutivos, tienden a ser más ácidos en la superficie
debido al uso de fertilizantes nitrogenados que demanda el cultivo (Zuber, Behnke, Nafziger,
& Villamil, 2015).
21
Figura 3. Efecto de la interacción Labranza* fertilización en el pH del suelo, bajo el cultivo de maíz.
Humedad del suelo
Los resultados en el análisis de varianza para la variable humedad del suelo (Cuadro 5), bajo
el cultivo de fréjol, muestra diferencias significativas para la interacción labranza*fertilización,
con un promedio de 8.88 % y un coeficiente de variación de 8.01 %. El resultado de la prueba
de significancia Scheffé al 5 % para la variable mostró tres rangos de significancia para las
interacciones (Cuadro 6), presentando el mejor rango de significancia la interacción labranza
convencional con F0 (13.84 %) y el rango de significancia más bajo en la interacción labranza
convencional con F3 (6.63 %), Figura 4. La humedad en labranza convencional tiende a
disminuir a medida que aumenta la dosis de fertilizante y en siembra directa se mantiene
constante en las diferentes dosis de fertilizantes. Además, se encontró una correlación
negativa del pH con la actividad FDA. Esto es lo contrario a lo encontrado en un estudio
realizado por Moraru & Rusu (2012) en el cultivo de maíz y soya donde determinaron que la
humedad del suelo es mayor en parcelas de siembra directa con un 80 % en las primeras
etapas del desarrollo del cultivo, debido a que según su desarrollo, la demanda de agua
aumenta, aunque también puede verse influenciado por las condiciones climáticas. La
humedad del suelo que recibe una fertilización química no tiene diferencia significativa, pero
si esta fertilización es acompañada con una enmienda orgánica o labranza de conservación,
puede aumentar la humedad del suelo incrementando en un 9.9 %, hasta los 20 cm de
profundidad, de acuerdo a un estudio del impacto de la fertilización a largo plazo en el
contenido de agua de un Haploborolls (Song, Zhang, Liu, Sui, & Li, 2010).
22
Figura 4. Efecto de la interacción Labranza* fertilización en el contenido de humedad del suelo, bajo el cultivo de
fréjol.
Los resultados obtenidos en el análisis de varianza para la humedad del suelo (Cuadro 5) bajo
el cultivo de amaranto, presentó diferencias significativas para el factor labranza, con un
promedio de 24.38 % y un coeficiente de variación de 2.84 %. El resultado de la prueba de
significancia Scheffé al 5 % presentó dos rangos de significancia para el factor labranza
(Cuadro 6). Con el mayor rango de significancia para siembra directa (25.77 %) y el rango
más bajo para labranza convencional (22.99 %), lo que indica que, al utilizar los restos de la
cosecha como cobertura, se ayuda a mantener la humedad en el sistema con siembra directa.
Además, la humedad presentó una correlación positiva con la actividad β-Glucosidasa (r =
0.7633) y FDA (r = 0.4354). Esto se relaciona con un estudio sobre el efecto de la labranza
en las propiedades físicas del suelo para el cultivo de amaranto, donde se determinó que la
no labranza del suelo ayuda a que la humedad del suelo se incremente en un 10 % y se
mantenga durante el desarrollo del cultivo, en comparación con las diferentes labranzas
convencionales (Afolayan, Babalola & Igbeka, 2004). Además el contenido de humedad del
suelo puede variar entre el 13.1 % al 25.6 % en la siembra directa al utilizar rastrojo en la
superficie, según un estudio sobre la reducción de la labranza y el manejo de los residuos en
las propiedades físicas del suelo, en el cultivo de avena (Marakoglu & Carman, 2016).
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable humedad del suelo
(Cuadro 5), bajo el cultivo de maíz, presentó diferencias significativas para el factor labranza,
con un promedio de 20.47 %, y un coeficiente de variación de 8.06 %. El resultado de la
prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable mostró dos rangos de significancia para
el factor labranza (Cuadro 6). El mayor rango de significancia presenta el factor siembra
directa (22.71 %) y el menor rango de significancia para el factor labranza convencional (18.24
%), Figura 6. Lo que concuerda con la literatura, que indica que la siembra directa ayuda en
la retención de humedad. Además, se observó una correlación positiva con MOP (r = 0.5348)
y una correlación negativa con la actividad fosfatasa (r = -0.7873) y FDA (r = -0.5712). Estos
23
resultados se relacionan con un estudio sobre efecto de la labranza y la estructura del suelo
para el cultivo de maíz y fréjol, donde la labranza convencional tiende a perder más humedad
(46 %), a este sistema previamente se le retiró todos los restos de la cosecha de la superficie,
mientras en el caso de la labranza cero al dejar los restos de la cosecha, la pérdida de
humedad es menor hasta un 35 % y se mantiene por mayor tiempo. Navarro, Figueroa, Oedaz
& Gonzáles (2000) en otro estudio relacionado al contenido de agua del suelo bajo cultivo de
maíz, en zonas con escasas precipitaciones, los tratamientos sin labranza presentaron un
valor de 22.2 % en el contenido de humedad y para labranza convencional el contenido es
bajo, hasta 12.8 % debido a que la no labranza mejora la capacidad de retención de agua (Yu,
Peng, Ma, & Zhang, 2011).
Materia Orgánica Particulada del suelo
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable MOP del suelo (Cuadro
5), bajo el cultivo de fréjol, presentó diferencias significativas para el factor fertilización, con
un promedio de 22.44 %, y un coeficiente de variación de 15.31 %. El resultado de la prueba
de significancia Scheffé al 5 % para la variable mostró dos rangos de significancia para el
factor fertilización (Cuadro 6). Con el mayor rango de significancia se encuentran F1 y F3
(23.29 - 24.43 %) y el rango de significancia más bajo F0 (19.46 %), Figura 7. El contenido de
MOP aumenta a medida que se incrementa la dosis de fertilizante. Además, presentó una
correlación positiva con la actividad fosfatasa (r = 0.3670) y FDA (r=0.4481), Los resultados
se relaciona con el estudio de fertilización nitrogenada en cultivo de leguminosas y granos,
donde el carbono orgánico del suelo puede aumentar en un 12 %, siempre que esté
acompañado por una enmienda orgánica, ya que la adición nitrógeno activa la vida microbiana
del suelo, acelerando los procesos de descomposición (Hao, Wang, Chang, & Wei, 2017).
Además, la concentración de carbono orgánico del suelo es mayor en sistemas de no labranza
a una profundidad de 0-30 cm, con una ganancia del 21 % en un período largos. La fertilización
nitrogenada afecta el contenido de CO en períodos cortos, puede llegar a ser altamente
significativo con el tiempo, en un sistema de labranza convencional la ganancia puede llegar
hasta un 2 % en el mismo período de tiempo (Mazzoncini, Sapkota, Bàrberi, Antichi, & Risaliti,
2011).
24
Figura 5. Efecto de la fertilización en el contenido de materia orgánica particulada del suelo, bajo el cultivo de
fréjol.
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable MOP del suelo (Cuadro
5) bajo el cultivo de amaranto, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 37.32 % y un coeficiente de variación de 3.68 %.
El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable mostró tres rangos
de significancia para las interacciones (Cuadro 6). Con el mayor rango de significancia para
la interacción siembra directa con F0 y F2 (42.33 - 43.68 %) y en la interacción labranza
convencional con F1 (42.10 %), y el rango de significancia menor para la interacción siembra
directa con F3 (31.18 %) y la interacción labranza convencional con F3 (22.12 %), Figura 8. El
contenido de MOP en siembra directa incrementó con F2 y disminuye con F3 y en labranza
convencional se mantuvo constante excepto en la F1 que aumentó la MOP, esto se relaciona
con el estudio del efecto de las labranzas y fertilización nitrogenada que provoca cambios en
el contenido de carbono orgánico del suelo, donde la siembra directa contiene un 25% de
MOP, mientras la labranza convencional un 20 %, debido al constante laboreo del suelo que
ayuda a incorporar la materia orgánica al suelo, acelerando su descomposición, mientras la
siembra directa reporta que se acumula en la superficie (0-10 cm) (Awale, Chatterjee, &
Franzen, 2013).
25
Figura 6. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en el contenido de materia orgánica particulada del
suelo, bajo el cultivo de amaranto.
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable MOP del suelo (Cuadro
5), bajo el cultivo de maíz, presentó diferencias significativas para los factores labranza y
fertilización, con un promedio general de 24.50 %, y un coeficiente de variación de 6.61%. El
resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable MOP mostró dos rangos
de significancia para los dos factores labranza y fertilización (Cuadro 6), con el rango de
significancia más alto en siembra directa (26.33 %) y el rango más bajo en labranza
convencional (22.67 %). En el factor fertilización, el rango de significancia más alto presenta
la F2 (26.64 %) y el rango más bajo en F1 (23.58 %), Figura 10. La MOP aumenta en siembra
directa por la cobertura de la superficie; en labranza convencional con las diferentes dosis de
fertilizantes, permaneció constante, excepto F2 que aumentó. Además, presentó una
correlación negativa con la actividad fosfatasa (r = -0.8185) y β-Glucosidasa (r = -0.4971), la
cual se relaciona con lo mencionado en un estudio realizado en el cultivo de maíz en siembra
directa, que se puede encontrar valores altos en el contenido de MOP con 12 % en la
superficie de 0-15 cm, mientras que en labranza convencional se obtiene una distribución
vertical más uniforme del carbono orgánico con 9 % (Balesdent, Mariotti, & Boisgontier, 1990).
En agricultura de conservación las raíces permanecen intactas por la no labranza del suelo,
aumentando la entrada de carbono orgánico en zonas más profundas hasta 30 cm, que
incrementando el contenido de MOP en un 34 % (Parihar et al., 2016). Además, en la fracción
de la materia orgánica, las partículas mayores a 53 µm son las que más contribuyeron al
contenido de carbono orgánico del suelo con el 40 %, debido a que el tamaño de las partículas
mayores a 53 µm siguen en procesos de descomposición (Blanco-Moure, Gracia, Bielsa, &
López, 2011).
26
Figura 7. Efecto del factor fertilización en el contenido de MOP del suelo, bajo el cultivo de maíz.
Actividad de la enzima fosfatasa ácida en el suelo
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la actividad de la enzima fosfatasa
del suelo (Cuadro 5) bajo el cultivo de fréjol, presentó diferencias significativas para la
interacción labranza*fertilización, con un promedio de 335,44 μg ρ-NF/g suelo seco*h y un
coeficiente de variación de 11 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 %
para la variable mostró tres rangos de significancia para la interacción (Cuadro 6). El mayor
rango de significancia presentó la interacción siembra directa con F3 (408.08 μg ρ-NF/g suelo
seco*h) y el rango de significancia más bajo presentó la interacción siembra directa con F0
(307.28 μg ρ-NF/g suelo seco*h) y en la interacción labranza convencional con F1 y F3 con
(297.03 – 305.66 μg ρ-NF/g suelo seco*h), Figura 10. La actividad fosfatasa en siembra directa
disminuye a medida que la dosis de fertilizante baja y en labranza convencional la actividad
permanece constante en las diferentes dosis excepto la F1 y F3 que tiende a bajar. Estudios
han demostrado que las plantas secretan enzimas por las raíces y la cantidad difiere de la
especie y manejo (Ndakidemi, 2006). En un estudio sobre el efecto de los sistemas de
labranza convencional y fertilización, determinaron que la fosfatasa ácida tiene variaciones de
200-400 μg ρ-NF/g suelo seco*h dependiendo del tipo de labranza (convencional o siembra
directa) y fertilizante (nitrogenado o fosforado) que se utilice, estos resultados se relacionan
con una investigación en cultivos de leguminosas y cereales, donde se demostró que las
leguminosas requieren más fósforo para su crecimiento, por lo que en deficiencia del elemento
las raíces exudan más enzimas, aumentado su actividad (Oprică, Olteanu, Dunca, Marius, &
Zamfirache, 2011,Tabatabai, Fu, & Basta, 1992).
27
Figura 8. Efecto de la interacción Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima fosfatasa del suelo, bajo el
cultivo de fréjol.
En el análisis de correlación de la fosfatasa bajo el cultivo de fréjol con un nivel de significancia
del 5%, (Cuadro 7) presentó una relación positiva de la actividad enzimática con pH y MOP,
que indica si incrementar el pH (r = 0.2529) y MOP (r = 0.3670), aumenta la actividad fosfatasa.
La regresión lineal múltiple, indicó que al incrementar en una unidad de pH y MOP incrementa
en 77.49 y 5.42 la actividad fosfatasa, según la siguiente ecuación:
Fosfatasa = -320.53 + 77.49 pH + 5.42 MOP; r2 = 0.2264 (Anexo 9). Estos resultados, se
relacionan con un estudio sobre la actividad fosfatasa con diferentes usos del suelo, donde la
fosfatasa presentó una correlación de 0.498 con la MOP además la MOP explicó el 25% de
la variación de la actividad fosfatasa con un r2 = 0.25 (Dalurzo et al., 2000).
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la actividad fosfatasa del suelo
(Cuadro 5), bajo el cultivo de amaranto, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 401,61 μg ρ-NF/g suelo seco*h y un coeficiente de
variación de 5,67 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable
mostró cuatro rangos de significancia en las interacciones (Cuadro 6), presentando el mayor
rango de significancia la interacción siembra directa con F0 (505.61 μg ρ-NF/g suelo seco*h)
y el rango de significancia más bajo la interacción siembra directa con F2 (303.77 μg ρ-NF/g
suelo seco*h), Figura 11. La actividad fosfática en siembra directa baja a medida que aumenta
la dosis de fertilizante; y en labranza convencional la actividad permanece constante, excepto
en la F2 que baja. Los valores obtenidos están influenciados por el sistema de labranza que
se aplique y el manejo de la fertilización ya que condiciones de deficiencia en fósforo
disponible para las plantas la secreción por parte de las raíces aumenta hasta en un 72%
obteniendo valores altos de actividad fosfatasas (Ndakidemi, 2006). Además, la siembra
directa facilita la acumulación del fósforo orgánico por parte de los residuos que se maneja en
la superficie y aumenta la actividad fosfatasa (140 μg ρ-NF/g suelo seco*h) del suelo (Wei,
Chen, Zhang, Liang, & Chen, 2014).
28
Figura 9. Efecto de la interacción Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima fosfatasa del suelo, bajo el
cultivo de amaranto.
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la actividad fosfatasa del suelo
(Cuadro 5), bajo el cultivo de maíz, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 392.39 μg ρ-NF/g suelo seco*h y un coeficiente de
variación de 0,81 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable
mostró tres rangos de significancia para las interacciones (Cuadro 6). El mayor rango de
significancia se obtuvo en el sistema con labranza convencional y todas las dosis de
fertilizantes (451.91 – 499.16 μg ρ-NF/g suelo seco*h) y el rango más bajo en siembra directa
con F2 (244.40 μg ρ-NF/g suelo seco*h), Figura 12. La actividad fosfática en siembra directa
presentó valores bajos con respecto a labranza convencional con valores altos en todas las
dosis de fertilizantes, pero el valor más bajo presenta F2 de siembra directa. Contrariamente
a lo encontrado por Heidari, Mohammadi & Sohrabi (2016), en su estudio sobre la respuesta
de labranzas y fertilización en el cultivo de soya y maíz en rotación, donde la mayor actividad
de la fosfatasa está presenta en labranza cero con 189.1 μg ρ-NF/g suelo seco*h y el más
bajo en labranza convencional con 125.9 μg ρ-NF/g suelo seco*h. La actividad fosfática
depende significativamente del tipo de abono (orgánico) y de la fertilización química que
reciba, debido a que pueden suprimir la actividad por el fósforo disponible.
29
Figura 10. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima fosfatasa del suelo
bajo el cultivo de maíz.
En el análisis de correlación de la actividad fosfatasa bajo el cultivo de maíz con un nivel de
significancia del 5 %, (Cuadro 7) presentó una relación inversa, indica que al disminuir la
humedad (r = -0.7873) y MOP (r = -0.8185) la actividad de la enzima fosfatasa también
disminuye. En la regresión lineal múltiple indicó que al incrementar en una actividad de
humedad y MOP incrementa en 16.69 y 19.79 la actividad fosfatasa, según la siguiente
ecuación: Fosfatasa = 1219.17 − 16.69 H − 19.79 MOP; r2 = 0.8411. Lo que concuerda con lo
obtenido por Paz-Ferreiro, Trasar-Cepeda, Leirós, Seoane & Gil-Sotres (2007) en su estudio
sobre las propiedades bioquímicas de suelos ácidos en pastizales, donde determinaron una
relación negativa del carbono orgánico con la fosfatasa (r=-0.53; p<0.10), a lo contrario de
Morugán-Coronado, García-Orenes, & Cerdà (2015) en su estudio sobre los cambios en la
actividad microbiana en suelos agrícolas, encontraron una relación positiva de la humedad
del suelo (r = 0.6174; p<0.05 ) con la fosfatasa debido a su contribución de mejorar la actividad
microbiana del suelo, cuando hay mejoras en la materia orgánica.
Actividad de la enzima β-Glucosidasa del suelo
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la actividad β-glucosidasa del suelo
(Cuadro 5), bajo el cultivo de fréjol, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 363.20 μg ρ-NF/g suelo seco*h y un coeficiente de
variación de 3,08 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la actividad
β-glucosidasa mostró tres rangos de significancia para las interacciones (Cuadro 6). Donde el
rango más alto corresponde a la interacción labranza convencional con F2 (351.06 μg ρ-NF/g
suelo seco*h) y el rango más bajo a la interacción siembra directa F0 (161.36 μg ρ-NF/g suelo
seco*h), Figura 13. La actividad β-Glucosidasa en siembra directa aumenta a media que se
incrementa la dosis de fertilizante y en labranza convencional la actividad permanece
constante. Contrariamente a lo encontrado por Deng & Tabatabai, (1996a) en su estudio sobre
el efecto de las labranzas y manejo de residuos, donde la actividad enzimática β-glucosidasa
30
fue mayor en suelos no labrados y doble cobertura con 300 μg ρ-NF/g suelo seco*h, debido a
que la cobertura del suelo aumenta la retención de agua, evitando que se pierda por
evaporación. Esto favorece el desarrollo microbiano y la síntesis de enzimas. Además, la
variación de los resultados puede verse influenciado por las condiciones de campo; la
alteración no uniforme del suelo o la incorporación de residuos pueden cambiar el ambiente
para el desarrollo microbiano, afectando la síntesis y persistencia de la enzima. En un estudio
realizado por Magan & Lynch (1986) demostraron que el crecimiento de hongos que
descomponen la celulosa de la MO del suelo, está influenciado por el contenido de agua del
suelo, ya que los hongos son las principales fuentes de la enzima β-glucosidasa en el suelo.
La actividad de la enzima β-glucosidasa es significativa en la superficie del suelo (no labranza)
al no realizar actividades de incorporación de residuos al suelo (labranza) y manejo de
fertilizantes que favorecen a la actividad microbiana, pero en labranza convencional se puede
encontrar valores más altos en capas más profundas (Ferraz de Almeida et al, 2015).
Figura 11. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima β-glucosidasa del
suelo bajo el cultivo de fréjol.
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la actividad β-glucosidasa del suelo
(Cuadro 5), bajo el cultivo de amaranto, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 174.52 μg ρ-NF/g suelo seco*h, y un coeficiente de
variación de 14,58 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5% para la variable
mostró tres rangos de significancia para las interacciones (Cuadro 6). El rango de significancia
más alto presenta la interacción siembra directa con F0 (273.92 μg ρ-NF/g suelo seco*h) y el
rango más bajo de significancia en labranza convencional con F1 y F2 (140.57 – 128.72 μg ρ-
NF/g suelo seco*h), Figura 14. La actividad β-Glucosidasa en siembra directa baja a medida
que aumenta la dosis de fertilizante; y en labranza convencional la actividad disminuye a
medida que sube la dosis de fertilizante hasta F2. Esto concuerda con Martín-Lammerding,
Navas, Albarrán, Tenorio, & Walter (2015) en su estudio sobre la agricultura de conservación
en la actividad enzimática, donde la actividad β-glucosidasa es mayor en siembra directa con
31
50 μg ρ-NF/g suelo seco*h y bajo en labranza convencional con 21 μg ρ-NF/g suelo seco*h,
debido a que en un sistema de labranza convencional se agota rápidamente la MO; lo que
ocasiona la disminución de azúcares simples, que utilizan los microorganismos para su
funcionamiento, relacionado con la disminución de la actividad enzima β-glucosidasa
(Adetunji, Lewu, Mulidzi, & Ncube, 2017).
Figura 12. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima β-glucosidasa del
suelo bajo el cultivo de amaranto.
En el análisis de correlación de la actividad β-glucosidasa bajo el cultivo de amaranto con un
nivel de significancia del 5 %, (Cuadro 7) se encontró una relación positiva que indica que al
incrementar el pH (r = 0.4831), humedad (r = 0.7633) y fosfatasa (r = 0.5251), la actividad de
la β-Glucosidasa también se incrementa. El análisis de regresión lineal múltiple indicó que al
incrementar en una unidad la humedad y la actividad fosfatasa incrementa en 17.27 y 0.28
la actividad β-glucosidasa, según la siguiente ecuación: β − Glucosidasa = −358.2 + 17.27 H +
0.28 Fasa; r2 = 0.7696. Lo que concuerda con un estudio sobre la variabilidad de la actividad
glucosidasa en un suelo bajo cultivo de trigo, donde encontraron una relación positiva con la
humedad (r = 0.41; p<0.05), pero no considera una relación marcada, ya que la actividad β-
glucosidasa es un factor importante en la actividad biológica que descompone a MO del suelo
(Piotrowska & Dlugosz, 2017).
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la actividad β-glucosidasa del suelo
(Cuadro 5), bajo el cultivo de maíz, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 157.90 μg ρ-NF/g suelo seco*h, y un coeficiente de
variación de 3,65 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable
mostró dos rangos de significancia para las interacciones (Cuadro 6). El rango de significancia
más alto presentó siembra directa con F0 (175.35 μg ρ-NF/g suelo seco*h) y labranza
convencional con F1 y F3 (173.96 – 174.65 μg ρ-NF/g suelo seco*h); y el rango más bajo
presentó siembra directa con F1 (121.90 μg ρ-NF/g suelo seco*h), Figura 15. La actividad β-
Glucosidasa en siembra directa incrementan con F2 y F3 con respecto a F1 y en labranza
32
convencional la actividad presenta valores altos en todos los niveles de fertilización. Los
resultados concuerdan con lo encontrado por Zhang et al., (2015) en su estudio sobre los
cambios de la actividad enzimática en diferentes regímenes de fertilización, donde la
fertilización inorgánica con nitrógeno tiene un impacto positivo en la actividad de la enzima
con 500 μg ρ-NF/g suelo seco*h, debido a que una disponibilidad alta de nitrógeno en el suelo,
permite que los microorganismos asignen el nitrógeno para la producción de enzimas y así
obtener energía para procesar el carbono.
Figura 13. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la enzima β-glucosidasa del
suelo bajo el cultivo de maíz.
En el análisis de correlación para la actividad β-glucosidasa bajo el cultivo de maíz con un
nivel de significancia del 5 %, (Cuadro 7) presentó una relación negativa con MOP (r = -0.4971)
y una relación positiva con la fosfatasa (r = 0.6316), que indica que al disminuir la MOP
disminuye la actividad y sí aumenta la Fosfatasa aumenta la actividad β-glucosidasa. El
análisis de regresión lineal múltiple indica que al incrementar en una unidad la MOP y
fosfatasa incrementa en 0.42 y 0.13 la actividad β-glucosidasa, según la siguiente ecuación:
β − Glucosidasa = 95.62 + 0.42 MOP + 0.13 Fasa; r2 = 0.4001. lo contrario a lo encontrado por
Pajares-Moreno, Gallardo-Lancho & Etchevers-Barra (2010), en su estudio sobre los
indicadores bioquímicos en un suelo volcánico, donde encontraron una relación positiva de
materia orgánica (r = 0.936; p<0.05) y de la fosfatasa (0.963; p<0.05) con la actividad β-
glucosidasa, ya que la enzima forma parte del proceso de mineralización de los residuos
orgánicos del suelo.
Actividad enzimática mediante el diacetato de fluoresceína
Los resultados obtenidos en el análisis de varianza para la variable FDA del suelo (Cuadro 5),
bajo el cultivo de fréjol, presentó diferencias significativas para el factor fertilización, con un
promedio de 144.01 µg de fluoresceína /g*h y un coeficiente de variación de 14.97 %. El
33
resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para esta variable mostró tres rangos
de significancia para el factor fertilización (Cuadro 6). El rango de significancia más alto
presenta la F3 (177.34 µg de fluoresceína /g*h) y el rango de significancia más bajo en la F0
(88.81 µg de fluoresceína /g*h), Figura 16. La actividad FDA aumenta a medida que la dosis
de fertilizante incrementa. La hidrólisis de di acetato de fluoresceína se utiliza para la
estimación de la actividad microbiana total del suelo, y se hidroliza por esterasas, proteasas
y lipasas que están involucradas en el proceso de descomposición de la materia orgánica
(Schnürer & Rosswall, 1982). En concordancia con lo obtenido por Sánchez-Monedero et al.,
(2008), la actividad de los microorganismos se ve influenciada por la adición de los fertilizantes
nitrogenados, con valores de FDA de 301.24 µg de fluoresceína /g*h, debido a que ayuda a
que la materia orgánica se descomponga más rápido por la acción de hongos y bacterias del
suelo que utilizan el nitrógeno disponible de la fertilización.
Figura 14. Efecto de la fertilización en la actividad de la FDA del suelo, bajo el cultivo de fréjol.
En el análisis de correlación de la actividad FDA bajo el cultivo de fréjol con un nivel de
significancia del 5%, (Cuadro 7) presentó una relación positiva con la MOP (r = 0.4481),
Fosfatasa (r = 0.3334) y β-glucosidasa (r = 0.4853) y una relación negativa con el pH (r = -
0.2829) y humedad (r = -0.4855), indica si incrementa la MOP, fosfatasa, β-glucosidasa
incrementa la actividad y sí disminuye el pH y humedad disminuye la actividad FDA. En el
análisis de regresión lineal múltiple indicó que al incrementar en una unidad el pH, Humedad,
MOP, Fosfatasa y β-glucosidasa incrementa en 20.64, 0.80, 3.39, 0.25 y 0.17 la actividad FDA
respectivamente, según la siguiente ecuación: FDA = 144.36 − 20.64 pH − 7.80 H +
3.39 MOP + 0.25 Fasa + 0.17βGlu; r2 = 0.6204. Se relaciona con el estudio de Gaspar, Cabello,
Pollero, & Aon (2001), que encontraron una correlación negativa de la humedad del suelo con
la actividad FDA (r = -0.658; p<0.001); en su estudio de FDA en su estudio de biomasa de
hongos del suelo y Benintende, Benintende, Sterren, & De Battista (2008) encontraron una
34
relación positiva de la MO con la actividad FDA del suelo (r = 0.74; p<0.05), en su estudio de
sobre indicadores biológicos del suelo.
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable FDA de suelo (Cuadro
5), bajo el cultivo de amaranto, presentó diferencias significativas para la interacción
labranza*fertilización, con un promedio de 148.48 µg de fluoresceína /g*h y un coeficiente de
variación de 11.51 %. El resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable
FDA presentó tres rangos de significancia para las interacciones (Cuadro 6). El rango de
significancia más alto en la interacción siembra directa con F1 (189.47 µg de fluoresceína /g*h)
y el rango de significancia más bajo presenta la interacción labranza convencional por F2
(93.52 µg de fluoresceína /g*h), Figura 17. La actividad enzimática FDA en siembra directa
permanece constante en las diferentes dosis de fertilizantes, excepto en la F1 que aumentó; y
en labranza convencional disminuye a medida que aumenta las dosis de fertilizante, excepto
con F3. Estos resultados se relacionan con lo estudiado por Chakraborty, Chakrabarti,
Chakraborty, & Ghosh, (2011), mencionan que debido a que la fertilización mineral que se
aplica al suelo, utilizan los microorganismos como para su metabolismo, por lo que los valores
más altos de la actividad microbiana presentaron las parcelas con un tratamiento de
fertilización 100% de la recomendación, más abonos orgánicos con valores de FDA de 104
µg de fluoresceína /g*h, y el más bajo en las parcelas testigos con 52 µg de fluoresceína /g
suelo*h.
Figura 15. Efecto de la interacción de la Labranza*Fertilización en la actividad de la FDA del suelo, bajo el cultivo
de amaranto.
En el análisis de correlación de la actividad FDA bajo el cultivo de amaranto con un nivel de
significancia del 5%, (Cuadro 7), presentó una relación positiva con el pH (r = 0.5905),
humedad (r = 0.5905) y β-Glucosidasa (r = 0.4853) que indica que, al incrementar el pH,
humedad y β-Glucosidasa incrementa la actividad FDA del suelo. En el análisis de regresión
lineal múltiple, indicó que al incrementar en una unidad pH, humedad y β-Glucosidasa
incrementa en 118.97, 2.54 y 0.11 la actividad FDA respectivamente, según la siguiente
35
ecuación: FDA = −767 + 118.91 pH + 2.54 H + 0.11 βGlu; r2 = 0.4093. El almacenamiento de
carbono del suelo depende de factores ambientales y humanos. Siendo la labranza del suelo
la actividad que afecta los procesos; de acumulación de carbono orgánico, humedad, por la
remoción que altera las condiciones de vida de los microorganismos. Valores de FDA mayores
se presentan en suelos no perturbados 4.56 µg de fluoresceína /g*h, los que están en
transición con 4.61 µg de fluoresceína /g*h, y los más bajos para para labranza convencional
con 3.65 µg de fluoresceína /g*h (Son, Keum, Rae, & Kim, 2006).
Los resultados obtenidos en el análisis de la varianza para la variable FDA del suelo (Cuadro
5), bajo el cultivo de maíz, presentó diferencias significativas para el factor labranza. Con un
promedio de 124.04 µg de fluoresceína /g*h y un coeficiente de variación de 4.08 %. El
resultado de la prueba de significancia Scheffé al 5 % para la variable mostró dos rangos de
significancia para el factor labranza (Cuadro 6). El mejor rango de significancia presenta
labranza convencional (132.26 µg de fluoresceína /g*h) para siembra directa el menor rango
de significancia (115.83 µg de fluoresceína /g*h), Figura 18. La actividad enzimática FDA
aumenta en labranza convencional y baja en siembra directa. Lo contrario a lo realizado por
Gajda et al. (2013), en un estudio sobre los cambios en la calidad del suelo asociados a la
labranza, utiliza la actividad FDA para evaluar los efectos, donde la actividad se vio afectado
significativamente en los suelos sin labranza presentó 126.7 µg de fluoresceína /g*h y
labranza de convencional presentó 50.5 µg de fluoresceína /g*h.
En el análisis de correlación de la actividad FDA bajo el cultivo de maíz con un nivel de
significancia del 5%, (Cuadro 7), presentó una relación negativa de la humedad (r = -0.5712)
y una relación positiva con la fosfatasa (r = 0.5340) que indica que al disminuir la humedad
disminuye la actividad y al aumentar la fosfatasa aumenta la actividad FDA. En el análisis de
regresión lineal múltiple, indicó que al incrementar en una unidad la humedad y fosfatasa
incrementa en 2.11 y 0.035 la actividad FDA respectivamente, según la siguiente ecuación:
FDA = 153.65 − 2.11 H + 0.035 Fasa; r2 = 0.3450. Estos resultados concuerdan con el estudio
de efecto de las labranzas con las actividades biológicas del suelo, donde presentan una
correlación positiva entre el carbono orgánico del suelo y parámetros biológicos estudiados
con FDA, donde la actividad se ve afectada significativamente por los sistemas de labranza
(Convencional, reducida y cero) para el cultivo de maíz, con valores para labranza cero de
27.95 µg de fluoresceína/g suelo*h y para labranza convencional de 22.91 µg de
fluoresceína/g suelo*h a una profundidad de 0-15 cm (Kumar, Panda, Srivastava, & Mishra,
2017).
36
Cuadro 5. Análisis de la varianza de pH, humedad, MOP, fosfatasa, β-glucosidasa y FDA bajo los cultivos de Fréjol, Amaranto y Maíz.
Fréjol
F.V. pH
Humedad (%)
MOP (%)
Fosfatasa
(μg ρ-NF/g suelo seco*h)
β-glucosidasa
(μg ρ-NF/g suelo seco*h)
FDA
(µg de fluoresceína
/g*h)
GL Cuadro Medios
Total 63 0.044 6.69 15.93 2846.16 0.072 2564.69
Labranza 1 0,56* 0.21ns 38.18ns 50783,75* 1,15* 2633.49ns
Fertilización 3 0,4* 51.83* 72,37* 6889,48* 0,4* 23535.84*
Labranza*Fertilización 3 0,05* 44.28* 29.20ns 8662,09* 0,19* 704.2ns
Error 56 0.02 2.38 11.80 1461.96 0.03 1539.67
Promedio 6.89 8.88 22.44 335.44 263.20 144.01
C.V. 1.81% 8% 15.31% 11% 3.08% 14.97%
Amaranto Total 23 0.016 3.298 5.58e-11 4825.92 0.052 1051.938
Labranza 1 0,035* 45,927* 3,146e-11* 7936,300* 0.46* 3440,658*
Fertilización 3 0,027* 6,514ns 1,718e-10* 23577,471* 0.16* 2310,668*
Labranza*Fertilización 3 0,06* 0.898ns 2,105e-10* 8006,873* 0.057* 3048,391*
Error 16 0.004 0.48 6.542e-12 519.176 0.0056 292.296
Promedio 7.02 24.38 37.32 401.61 174.52 148.48
C.V. 0.94% 2.84% 3.68% 5.67% 14.58% 11.51%
Maíz Total 23 0.2898 7.696 7.07 0.065 340.426 0.000024
Labranza 1 0.001ns 120,243* 80,337* 1.24* 2484,124* 2.1e-3*
Fertilización 3 0,177* 0.61ns 12,344* 0.05* 503,887* 1.6e-4ns
Labranza*Fertilización 3 0,0217* 3.8ns 1.077ns 0.022* 1100,931* 2.8e-4ns
Error 16 0.004 2.722 2.624 2.4e-2 33.201 1.4e-4
Promedio 6.97 20.47 24.5 392.39 157.902 124.04
C.V. 0.95% 8.06% 6.61% 0.81% 3.65% 4.08%
* = significativo; C.V.= coeficiente de variación; ns = no significativo
37
Cuadro 6. Prueba de significancia Scheffé al 5% y promedios para seis variables en el estudio, en los cultivos de Fréjol, Amaranto y Maíz.
Fréjol
pH Humedad
(%) MOP (%)
Fosfatasa
(μg ρ-NF/g suelo seco*h)
β-Glucosidasa
(μg ρ-NF/g suelo seco*h)
FDA
(µg de fluoresceína /g*h)
Labranza
L1 6.99 a 8.93 23.21 363.6 a 228.22 a 137.59 L2 6.8 b 28.13 21.67 307.27 b 298.18 b 150.42
Fertilización
F0 7.00 a 11.49 a 19.46 b 311.13 a 213.64 b 88.81 c F1 6.8 b 7.51 b 23.29 a 325.97 a 252.41 ab 152.08 b
F2 7.05 a 8.64 b 22.58 ab 347.77 a 287.27 a 157.80 b F3 6.72 b 7.89 b 24.43 a 356.87 a 299.48 a 177.34 a
Labranza*Fertilización
T1 7.04 ab 9.14 bc 18.23 307.28 c 161.36 c 90.31 T2 6.97 ab 7.78 bc 25.01 354.91 abc 242.75 bc 148.72
T3 7.12 a 9.7 b 23.92 384.14 ab 223.48 bc 145.93 T4 6.83 bc 9.14 bc 25.69 408.08 a 285.29 ab 165.42
T5 6.96 ab 13.84 a 20.69 314.98 bc 265.92 ab 87.31
T6 6.63 c 7.25bc 21.56 297.03 c 262.06 ab 155.45 T7 6.98 ab 7.58 bc 21.25 311.4 bc 351.06 a 169.68
T8 6.62 c 6.63 c 23.17 305.66 c 313.67 ab 189.25
Amaranto
Labranza
L1 7.06 a 25.77 a 38.41 a 383.42 a 199.99 a 160.45 a L2 6.98 b 22.99 b 36.23 a 419.79 a 149.05 b 136.51 a
Fertilización
F0 7.11 a 25.69 a 38.13 a 477.67 a 218.92 a 163.52 a F1 6.98 b 24.08 a 39.28 a 416.52 ab 168.72 ab 153.60 a F2 6.97 b 23.19 a 39.08 a 327.46 c 143.29 b 119.69 a F3 7.02 a 24.57 a 32.79 a 384.79 bc 167.16 ab 157.10 a
Labranza*Fertilización
T1 7.08 a 27.13 42.33 a 505.61 a 273.68 a 160.03 ab T2 7.16 a 24.91 36.46 b 400.62 bc 196.87 b 189.47 a
T3 6.99 ab 24.76 43.68 a 303.77 d 157.85 bc 145.87 abc
T4 7.00 ab 26.27 31.18 c 323.70 cd 171.56 bc 146.44 abc T5 7.15 a 24.25 33.93 bc 449.73 ab 164.16 bc 167.01 ab
T6 6.8 b 23.26 42.1 a 432.42 ab 140.57 c 117.73 bc T7 6.94 ab 21.62 34.49 bc 351.15 cd 128.72 c 93.52 c
T8 7.05 a 22.87 22.12 c 445.87 ab 162.76 bc 167.76 ab
38
Maíz
Labranza
L1 6.98 22.71 a 26.33 a 306.03 a 147.73 a 115.83 b L2 6.96 18.24 b 22.67 b 478.75 b 168.08 b 132.26 a
Fertilización
F0 7,15 a 20.95 23,82 b 402,19 a 168,41 a 117.2 F1 6,92 b 20.27 23,58 b 411,98 a 147,93 a 126.7 F2 7,05 ab 20.35 26,64 a 348,16 a 153,06 a 129.01 F3 6,76 c 20.33 23,96 ab 407,23 a 162,21 a 123.25
Labranza*Fertilización
T1 7,12 a 23.01 25.22 338,65 b 175,35 a 109.46 T2 6,87 bc 21.45 25.25 325,75 b 121,90 c 123.76
T3 7,10 a 23.14 29.04 244,40 c 143,90 b 111
T4 6,82 bc 23.24 25.79 315,31 b 149,77 b 119.08 T5 7,18 a 18.89 22.41 465,73 a 161,47 ab 124.94
T6 6,98 ab 19.08 21.91 498,20 a 173,96 a 129.63 T7 7,00 a 17.56 24.23 4.51.91 a 162,22 ab 147.03
T8 6,69 c 17.42 22.12 499,16 a 174,65 a 127.43
Medias con una letra en común no son significativamente diferentes (p>0.05).
39
Cuadro 7. Coeficientes de Correlación de Pearson para las variables en estudio, en los cultivos de Fréjol, Amaranto y Maíz.
Fréjol
pH Humedad MOP Fosfatasa β-Glucosidasa FDA
pH 1.0000 Humedad 0.3555* 1.0000 MOP -0.1282 0.0250 1.0000 Fosfatasa 0.2529* 0.1677 0.3670* 1.0000 β-Glucosidasa -0.1919 -0.1581 0.0848 0.0595 1.0000 FDA -0.2829* -0.4855* 0.4481* 0.3334* 0.4315* 1.0000
Amaranto
pH Humedad MOP Fosfatasa β-Glucosidasa FDA
pH 1.0000 Humedad 0.3809 1.0000 MOP -0.2525 0.1761 1.0000 Fosfatasa 0.2479 0.1260 0.1487 1.0000 β-Glucosidasa 0.4831* 0.7633* 0.2779 0.5251* 1.0000 FDA 0.5905* 0.4354* -0.0955 0.2393 0.4853* 1.0000
Maíz
pH Humedad MOP Fosfatasa β-Glucosidasa FDA
pH 1.0000 Humedad 0.2144 1.0000 MOP 0.1010 0.5348* 1.0000 Fosfatasa -0.1469 -0.7873* -0.8185* 1.0000 β-Glucosidasa 0.1368 -0.3493 -0.4971* 0.6316* 1.0000 FDA -0.1937 -0.5712* -0.3994 0.5340* 0.1643 1.0000
*: Existe correlación. p<0.05
40
V. CONCLUSIONES
La actividad enzimática de la β-glucosidasa en el suelo estudiado indicó que fue una variable
sensible a labranza y fertilización; evidenciando efectos significativos en la interacción de los
factores analizados (Labranza*Fertilización). Bajo el cultivo de fréjol la actividad β-glucosidasa
aumentó con el incremento de los niveles de fertilización en siembra directa, en labranza
convencional presentó una actividad alta, la mayor asociada a F2; bajo el cultivo de amaranto
el mayor rango ésta asociado a siembra directa con F0, para la branza convencional los niveles
de actividad son bajos en especial F1 y F2; bajo el cultivo de maíz la actividad más baja está
asociada a F1 en siembra directa, en labranza convencional presentó los valore más altos de
la actividad.
La actividad β-glucosidasa presentó correlación positiva con pH, humedad y fosfatasa bajo el
cultivo de amaranto; una relación negativa con MOP y positiva con fosfatasa bajo el cultivo de
maíz; y ninguna relación con las variables evaluadas bajo el cultivo de fréjol.
La actividad enzimática fosfatasa ácida en el suelo estudiado indicó que fue una variable
sensible a la labranza y fertilización; evidenciando efectos significativos en la interacción de
los factores analizados (Labranza*Fertilización). Bajo el cultivo de fréjol la actividad fosfatasa
presentó un incremento en la actividad a medida que aumenta la fertilización en siembra
directa, en labranza convencional la actividad es baja y permanece constante en los diferentes
niveles de fertilización; bajo el cultivo de amaranto la actividad fosfatasa es mayor en F0 y baja
con la fertilización, en labranza convencional la actividad es alta en todas las fertilizaciones
excepto con F2 que es baja; bajo el cultivo de maíz la actividad fosfatasa es baja en siembra
directa, en relación a labranza convencional que sus valores son altos.
La actividad fosfatasa presentó una correlación positiva con pH y MOP bajo el cultivo de fréjol,
y una relación negativa con la Humedad y MOP bajo el cultivo de maíz y ninguna relación con
las variables evaluadas bajo el cultivo de amaranto.
La actividad enzimática FDA en el suelo estudiado indicó que no fue una variable sensible a
los diferentes manejos aplicados al no obtener efectos significativos en la interacción de los
factores analizados en cultivo de fréjol presentó efecto los niveles de fertilización y maíz
presentó efecto los tipos de labranza; sin embargo, en el cultivo de amaranto, si presentó
efectos significativos en la interacción. Bajo el cultivo de fréjol presentó mayor actividad a
medida que aumentó la dosis de fertilizante el más alto en F3; bajo el cultivo de amaranto en
siembra directa la actividad fue alta en todos los niveles de fertilización, para labranza
convencional la actividad disminuye a medida que incrementa la dosis de fertilizante, excepto
41
en la F3 que aumenta, bajo el cultivo de maíz la mayor actividad presenta labranza
convencional.
La actividad FDA presentó una correlación negativa con pH, humedad y positiva con MOP,
fosfatasa, β-glucosidasa bajo el cultivo de fréjol; una relación positiva con pH, humedad y β-
glucosidasa bajo el cultivo de amaranto; una relación negativa con humedad y positiva con
fosfatasa bajo el cultivo de maíz.
El pH del suelo estudiado indicó que fue una variable sensible a labranza y fertilización;
evidenciando efectos significativos en la interacción de los factores analizados
(Labranza*Fertilización). Bajo el cultivo de fréjol aumentó a medida que incrementó la
fertilización excepto con F3 que baja en siembra directa, en labranza convencional presentó
valores bajos en especial F1 y F3, balo el cultivo de amaranto presentó valores altos de pH en
especial en F1 con siembra directa, en labranza convencional aumentó el pH a medida que
aumenta el fertilizante, excepto F0 que presentó un valor alto; bajo el cultivo de maíz el pH
aumentó con F0 y F2 en los dos sistemas y disminuyó en la F1 y F3 en los dos sistemas de
labranza, pero en siembra directa y labranza convencional la disminución es mayor F3
La humedad del suelo indicó que no fue una variable sensible a los diferentes manejos
aplicados al no obtener efectos significativos en la interacción de los factores analizados, sin
embargo, bajo el cultivo de fréjol presentó efectos significativos la interacción
(Labranza*Fertilización), para amaranto y maíz presentó efectos significativos los tipos de
labranza. Bajo el cultivo de fréjol la humedad presentó valores constantes en siembra directa,
para labranza convencional la humedad disminuye al aumentar la dosis de fertilizante, bajo el
cultivo de amaranto y maíz presentó mayor humedad en siembra directa.
La MOP del suelo indicó que no fue una variable sensible a los diferentes manejos aplicados
al no obtener efectos significativos en la interacción de los factores analizados bajo el cultivo
de fréjol presentó efectos significativos los niveles de fertilización y bajo el cultivo de maíz
presentó efectos significativos los factores por separado, sin embargo, bajo el cultivo de
amaranto presentó efectos significativos la interacción (Labranza*Fertilización). Bajo el cultivo
d fréjol presentó valores altos de MOP en los diferentes niveles de fertilización, excepto en F0
que es bajo, bajo el cultivo de amaranto presentó valores alto al incrementar la fertilización, a
excepción de F3 que es bajo para siembra directa, en labranza convencional presentó valores
altos de MOP, excepto en F3 que presentó valores bajos, bajo el cultivo de maíz presentó un
valor alto en siembra directa y para los niveles de fertilización presentó el valor más alto F2.
42
VI. RECOMENDACIONES
La actividad enzimática puede verse influenciada por el tiempo de conservación de las
muestras, ya que el suelo es un sistema vivo; por lo que se recomienda reducir el tiempo de
espera para el análisis de las muestras en laboratorio para que la actividad de las enzimas no
esté influenciada por el almacenamiento (congelación).
Los cambios de la actividad enzimática del suelo pueden diferir con el tiempo en el cual el
suelo ha estado bajo manejo de conservación o labranza intensiva, por lo que se recomienda
continuar con este tipo de investigaciones enzimáticas y de otros parámetros biológicos, para
determinar el efecto de la labranza y niveles de fertilización en un periodo mayor (5-10 años)
en el mismo sistema y suelo.
Se recomienda la aplicación de este estudio en diferentes cultivos de interés económico, con
la finalidad demostrar los beneficios al adoptar un manejo conservacionista del suelo.
43
VII. RESUMEN
Las prácticas de manejo del suelo afectan a la población de microorganismos y en sus
procesos microbianos en el suelo. Las propiedades físicas, químicas y bioquímicas pueden
ser alteradas significativamente por las prácticas de manejo como: los tipos de labranzas,
manejo de residuos de la cosecha, que permite que la MO se acumule. La MO del suelo
desempeña un rol importante en la vida de los microorganismos y está constituida por residuos
vegetales y de animales en diferentes etapas de descomposición. Las enzimas participan en
los procesos de mineralización de la MO que liberan nutrientes específicos que utilizan las
plantas. La actividad enzimática del suelo está relacionada con el ciclo de los nutrientes y con
la actividad de los microorganismos en interacción con las plantas, por lo que se considera un
indicador sensible frente a los cambios en las prácticas de manejo del suelo.
Por lo que antecede, la presente investigación evaluó la actividad enzimática en un suelo
agrícola andino, bajo dos tipos de labranza (siembra directa o no labranza y labranza
convencional), cuatro niveles de fertilización y tres cultivos: fréjol (Phaseolus vulgaris L.),
amaranto (Amaranthus caudatus L.) y maíz (Zea mays L.). Para este estudio se cuantificó la
actividad de las enzimas fosfatasa ácida, β-glucosidasa, e hidrólisis del diacetato de
fluoresceína (FDA) con el objeto de identificar el mejor indicador de actividad enzimática del
suelo.
La investigación se realizó en el LQAS, con muestras provenientes del experimento en campo
ubicado en el lote 4.2 del CADET de la FACg de la UCE, Provincia de Pichincha, Cantón
Quito, parroquia Tumbaco. Se tomaron las muestras al final de cada ciclo de cultivo de fréjol,
amaranto, maíz, que fueron manejadas con labranza convencional y siembra directa, con
cuatro niveles de fertilización. La muestra resultó de cinco sub-muestras aleatorias a una
profundidad de 0-20 cm para cada tratamiento y fueron congeladas hasta su respectivo
análisis.
Los resultados indican que la actividad enzimática es sensible a los cambios en el uso del
suelo ya que presentó un efecto significativo la interacción de los factores
(Labranza*Fertilización) bajo los cultivos fréjol, amaranto, maíz en las enzimas β-glucosidasa
y fosfatasa ácida, mientras que para la actividad enzimática FDA se obtuvo efectos
significativos diferentes para cada cultivo.
Bajo el cultivo de fréjol la actividad β-glucosidasa aumenta con el incremento de los niveles
de fertilización en siembra directa, en labranza convencional presentó una actividad alta, la
mayor asociada a F2; bajo el cultivo de amaranto el mayor rango ésta asociado a siembra
directa con F0, para la branza convencional los niveles de actividad son bajos en especial F1
44
y F2; bajo el cultivo de maíz la actividad más baja está asociada a F1 en siembra directa,
mientras que en labranza convencional presentó los valores más altos de la actividad.
Para la actividad fosfatasa ácida bajo el cultivo de fréjol, presentó un incremento en la
actividad a medida que aumenta la fertilización en siembra directa, en labranza convencional
la actividad es baja y presentó valores altos en los diferentes niveles de fertilización; bajo el
cultivo de amaranto la actividad fosfatasa ácida es mayor en F0 y baja con la fertilización en
siembra directa, mientras que en labranza convencional la actividad es alta en todas las
fertilizaciones excepto con F2 que es baja; bajo el cultivo de maíz la actividad fosfatasa ácida
es baja en siembra directa, en relación a labranza convencional que sus valores son altos.
Para la actividad FDA, el cultivo de fréjol presentó efectos significativos los niveles de
fertilización, a medida que aumentó la dosis de fertilizante incrementó la actividad, siendo el
más alto en F3; bajo el cultivo de amaranto en siembra directa la actividad fue alta en todos
los niveles de fertilización, para labranza convencional la actividad disminuye a medida que
incrementa la dosis de fertilizante, excepto en la F3 que aumenta; y bajo el cultivo de maíz la
mayor actividad presenta labranza convencional.
Los resultados indican que el pH de suelo es una variable sensible a los cambios en el uso
del suelo ya que presentó efectos significativos a los factores estudiados
(Labranza*Fertilización) para los cultivos fréjol, amaranto y maíz. La humedad del suelo indicó
que no fue una variable sensible a los diferentes manejos aplicados al no obtener efectos
significativos en la interacción de los factores analizados, sin embargo, bajo el cultivo de fréjol
presentó efectos significativos la interacción (Labranza*Fertilización), para amaranto y maíz
presentó efectos significativos los tipos de labranza. La MOP del suelo indicó que no fue una
variable sensible a los diferentes manejos aplicados al no obtener efectos significativos en la
interacción de los factores analizados; bajo el cultivo de fréjol se presentaron efectos
significativos con los niveles de fertilización, y bajo el cultivo de maíz se presentaron efectos
significativos de los factores por separado, sin embargo, bajo el cultivo de amaranto presentó
efectos significativos la interacción (Labranza*Fertilización).
45
SUMMARY
Soil management practices affect the population of microorganisms and in their microbial
processes in the soil; the physical, chemical and biochemical properties can be significantly
altered by management practices such as: type of tillage, management of crop residues, which
allows the OM to accumulate. Soil OM plays an important role in the life of microorganisms
and is constituted by vegetable and animal waste in different stages of decomposition.
Enzymes participate in the mineralization processes of OM that release specific nutrients to
be used by plants. The enzymatic activity of the soil is related to the cycle of nutrients and to
the activity of microorganisms in interaction with plants, which is why it is considered a sensitive
indicator against changes in soil management practices.
Therefore, the present investigation evaluated the enzymatic activity in an Andean agricultural
land, under two types of tillage (direct sowing or no tillage and conventional tillage), four levels
of fertilization and three crops: beans (Phaseolus vulgaris L.), amaranth (Amaranthus caudatus
L.) and corn (Zea mays L.). For this study, the activity of the enzymes β-glucosidase, acid
phosphatase and hydrolysis of fluorescein diacetate (FDA) was quantified in order to identify
the best indicator of soil enzymatic activity.
The research was conducted in the LQAS, with samples from the experimental field located in
lot 4.2 at CADET from the FACg from the UCE, Province of Pichincha, Canton Quito, Tumbaco
parish. Samples were taken at the end of each crop cycle of beans, amaranth, and corn, which
were managed with conventional tillage and direct sowing, with four levels of fertilization; the
sample resulted from five random sub-samples at a depth of 0-20 cm for each treatment and
were frozen until their respective analysis.
The results indicated that the enzymatic activity is sensitive to the changes in the use of the
soil since the interaction of the factors (Tillage * Fertilization) under the crops bean, amaranth,
corn in the enzymes β-glucosidase and acid phosphatase presented a significant effect; while
for the enzymatic activity FDA presented significant different effects obtained for each crop.
Under the cultivation of beans the β-glucosidase activity increased with the increase of
fertilization levels in direct sowing, in conventional tillage it presented a high activity, with the
highest activity associated to F2; under the cultivation of amaranth the highest rank is
associated with direct sowing with F0, for the conventional tillage, the activity levels were low
especially F1 and F2; under corn cultivation the lowest activity is associated to F1 in direct
sowing, while conventional tillage presented the highest values for this activity.
For the acid phosphatase activity under bean cultivation, an increase in this activity was seen
with an increase in fertilization under direct sowing; in conventional tillage the activity was low
and remained constant with the different fertilization levels; under the cultivation of amaranth
46
the activity of the acid phosphatase is higher in F0 and low with fertilization, in conventional
tillage the activity is high in all fertilizations except for F2 which is low; under the cultivation of
corn, the phosphatase activity is low in direct sowing, in relation to conventional tillage, where
values were high.
For the FDA activity under the bean crop, it showed greater activity as the fertilizer dose
increased, showing the highest values in F3; under the cultivation of amaranth in direct sowing,
the activity was high in all levels of fertilization, for conventional tillage the activity decreases
as the fertilizer dose increased, except in the F3 which increased; under the corn crop, the
highest activity occurred under conventional tillage.
The results indicated that soil pH is a variable sensitive to changes in land use as it has
significant effects on the factors studied (Tillage * Fertilization) for bean, amaranth and corn
crops. The humidity of the soil indicated that it was not a sensitive variable to the different soil
management because not significant effects were obtained in the interaction of the analyzed
factors, however, under the cultivation of beans, significant effects from the interaction (Tillage
* Fertilization) were observed; amaranth and corn showed significant effects on the types of
tillage.
The MOP of the soil indicated that it was not a sensitive variable to the different soil
management because no significant effects were obtained on the interaction of the analyzed
factors; under the bean crop significant effects were observed under the fertilization levels; and
under the corn crop significant effects were observed under the factors separately, however,
under the amaranth crop, significant effects occurred under the interaction (Tillage *
Fertilization).
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53
IX. ANEXOS
Anexo 1. Descripción taxonómica del suelo
El Horizonte A se trata de un epipedón mólico de 25 cm, donde se puede decir que es un
Molisol de origen volcánico.
Calicata 1
Orden: Mollisol
Suborden: Ustolls
Grande grupo: Durustolls
Subgrupo: Entic durustolls
Calicata 2
Orden: Mollisol
Suborden: Ustolls,
Gran grupo: Argiustolls
Subgrupo: Tipic Argiustolls
Cuadro de descripción del suelo de la parcela de investigación de las calicatas 1 y 2 (A y B).
A
54
Fuente: Quishpe, 2017
Anexo 2. Características de la unidad experimental.
Ítem Descripción
Número de tratamientos 8
Número de repeticiones 3
Número de unidades experimentales 24
Total área experimental 4054 m2
Área de cada parcela neta maíz 84 m2
Área de cada parcela neta amaranto 38,5 m2
Área de cada parcela neta fréjol 4032 m2
Total área neta 4032 m2
B
55
Anexo 3. Distribución de los tratamientos en el campo.
Figura 16. Distribución de los tratamientos en el campo para el cultivo de fréjol.
56
Figura 17. Distribución de los tratamientos en el campo para el cultivo de amaranto.
Figura 18. Distribución de los tratamientos en el campo para el cultivo de maíz.
57
Anexo 4. Manejo específico del experimento de campo
- Preparación del suelo
En la presente investigación se manejaron dos sistemas de labranza, la convencional y
siembra directa o labranza cero; en la labranza convencional se preparó normalmente el suelo
con arado y rastra. Para las parcelas de siembra directa se realizó una poda de las malezas,
posteriormente se realizó una siembra de avena al voleo y se cubrió con el rastrojo de la
maleza para su desarrollo.
- Riego
En la parcela se manejó un riego por aspersión para la parcela de fréjol-maíz y para la parcela
de fréjol-amaranto se manejó riego por goteo, el cual se continuó durante todo el ensayo
según los requerimientos cultivo.
- Surcado
Luego de la delimitación e identificación del área en estudio se realizaron los surcos en las
parcelas destinadas para labranza convencional. La distancia entre surco fue de 0,70 m. En
las parcelas destinadas a siembra directa no se realizó el surcado, la distancia de siembra fue
de 0,70 m entre filas.
- Fertilización
Para el cultivo de fréjol se fertilizó a los 30 días después de la siembra según la recomendación
del INAP 20 kg N, 100 kg de P2O5 por hectárea: se utilizó urea 46% N y fertilizante 12 N, 40
P, se aplicó por golpe en cada planta;
F0 = sin fertilizante
F1 = 1,25 g urea; 1,05 g 12 N, 40 P,
F2 = 2,49 g urea; 2,1 g 12 N, 40 P
F3= 3,74 g urea; 3,15 g 12 N, 40 P
Para el cultivo de amaranto, se fertilizó a los 15 días después del trasplante, la segunda
fertilización 20 días después de la primera aplicación y la tercera fertilización 25 días después
de la segunda aplicación, según la recomendación del INIAP de 100 kg de N por hectárea. Se
utilizó nitrato de amonio 33 % N
F0 = sin fertilizante,
F1 = 1g
F2 = 2g
F3= 3g
Para el cultivo de maíz, se fertilizó a los 12 días después de la siembra, la segunda fertilización
30 días después de la primera aplicación y la tercera fertilización 70 días después de la
segunda aplicación, según la recomendación del INIAP de 100 kg de N por hectárea. Se utilizó
nitrato de amonio 33 % N
F0 = sin fertilizante,
F1 = 1g
58
F2 = 2g
F3= 3g
Para labranza convencional y siembra directa respectivamente.
- Siembra
Se procedió a seleccionar las semillas de fréjol, amaranto y maíz, para desinfectarlas con
vitavax para la posterior siembra:
Para el cultivo de fréjol se colocó dos semillas por sitio a una distancia de 0,20 m entre planta
con ayuda de un espeque.
Para el cultivo de maíz se colocó dos semillas por sitio, a una distancia de 0,20 m entre planta
con ayuda de un espeque.
El para el cultivo de amaranto se manejó una siembra en semillero, que posteriormente se
trasplantó a una distancia de 0,20 m entre plantas con ayuda de un espeque.
- Deshierba
En las parcelas de siembra directa se realizó la eliminación de las malezas en forma manual,
sacando y dejando sobre el suelo, en labranza convencional se realizó con ayuda de azadas
y/o azadones.
- Control Fitosanitario
Los controles se realizaron dependiendo del umbral de acción ante la aparición de plagas y
enfermedades, con el fin de garantizar el desarrollo y rendimiento del cultivo para su posterior
evaluación de resultados.
- Cosecha
El cultivo de fréjol se cosechó en estado verde, cuando las vainas cambiaron de color de verde
a amarillo.
El cultivo de amaranto se cosechó cuando las panojas cambiaron de color de rojo a café.
El cultivo de maíz se cosechó en estado de choclo, cuando la mayoría de las inflorescencias
femeninas presentaban marchitez.
59
Anexo 5. Determinación de Materia Orgánica Particulada
Procedimiento
-Pesar 10 gramos de suelo poco disturbado en los tubos falcón de 50 ml y en una cápsula de
aluminio.
-Secar el suelo de la cápsula en una estufa por seis horas a 105 ºC. En los tubos falcón añadir
30 ml de hexameta fosfato de sodio 5 % (p/v) y dejar agitando toda la noche.
-Filtrar el contenido del frasco en el tamiz de 53 µm y lavar con agua destilada. Colocar el
tamizado en las cápsulas de aluminio y secar en la estufa a 65 ºC por 12 horas.
-Pesar y pulverizar la MO > 53 µm de las cápsulas de aluminio. Determinar el contenido de
materia orgánica de las muestras obtenida y de suelo total.
Determinación de % COT del suelo:
-Para determinar %COT se pesa 0.40 gramos de las muestras de suelo procesadas y de la
total. Se coloca en matraces Erlenmeyer por separado.
-Añadir 5 ml de la solución de dicromato de potasio 1N por muestra y 10 ml de ácido sulfúrico
al 97 % por muestra, agitar y dejar en reposo por 30 minutos.
-Después añadir 100 ml de agua destilada; 5 ml de ácido fosfórico 55 % y 1 ml de difenilamina.
-Titular el exceso de dicromato de sodio con sal de Mohr 0.5 N hasta el viraje de color de azul
a verde y anotar el volumen consumido.
Anexo 6. Fotografías del proceso de determinación MOP.
Fotografía 1. Pesado de las muestras de
suelo.
Fotografía 2. Colocación de la solución
extractante
60
Fotografía 3. Agitación de las muestras
por 12 horas.
Fotografía 4. Pesaje de las muestras
lavadas y secadas.
Fotografía 5. Pesaje de las muestras para
determinar materia orgánica.
Fotografía 6. Colocación de las
soluciones extractante de carbono
orgánico.
Fotografía 7. Muestras con indicador de
color.
Fotografía 8. Titulación de las muestras
61
Cuadro 8. % COT de MO > 53 µm y suelo total
Datos de la muestra perteneciente a la F0 repetición uno:
MSTotal = 8.06 g %COTtotal = 2.16
MS> 53 µm = 5.14 g % COT> 53 µm =0.83
Cálculo del % MOP:
𝐶𝑂𝑇 (𝑔) =𝑀𝑆∗𝑥 % 𝐶𝑂𝑇
100
% 𝑀𝑂𝑃 =𝑔𝐶𝑂𝑇𝑀𝑂>53 µm
𝑔 𝐶𝑂𝑇𝑠𝑢𝑒𝑙𝑜 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑥100
𝐶𝑂𝑇𝑇𝑜𝑡𝑎𝑙 (𝑔) =8.06𝑥 2.16
100 = 0.174 𝐶𝑂𝑇>53 µm (𝑔) =
5.14𝑥 0.83
100= 0.0427
% 𝑀𝑂𝑃 =0.0427
0.174𝑥100 = 24.52 %
Tratamientos
Fréjol Amaranto Maíz
%COMO >53 µm %COtatal %COMO >53 µm %COtatal %COMO >53 µm %COtatal
T1 0.98 1.73 1.25 2.00 0.84 1.99
T2 1.00 1.78 1.04 1.92 0.63 1.82
T3 0.89 1.69 1.14 1.99 0.80 2.06
T4 1.30 2.00 1.03 1.94 0.89 2.06
T5 0.78 1.64 1.18 2.12 0.78 1.70
T6 0.91 1.82 1.15 1.97 0.77 1.79
T7 1.17 1.98 1.03 1.69 0.80 1.60
T8 1.18 1.99 1.07 1.92 0.86 1.82
62
Anexo 7. Determinación de la actividad fosfomonoesterasa (Fosfatasa ácida)
Reactivos y Soluciones:
- Solución Madre de Buffer Universal Modificado (MUB).
Disolver 12.1 g de Tris Hidróximetil aminometano, 11.6 g de ácido málico, 14 g ácido cítrico,
6.3 g de ácido bórico en 488 ml de hidróxido de sodio 1 N y aforar con agua destilada a
1000ml. Ajustar el pH a 6.5 y almacenar en refrigeración.
- Solución de ρ-nitrofenilfosfato 25 mM
Disolver 0.460 g de la sal sódica de pNFF hexahidratada en 40 ml de MUB y aforar hasta 50
ml con MUB. Almacenar en refrigeración.
- Solución de cloruro de calcio 0.5 M
Disolver 73.5 g de CaCl2.2H2O en 700 ml de agua destilada y aforar a 1000 ml con agua.
- Solución estándar de ρ-nitrofenol (1000 µg ρ-NF/ml)
Disolver 1 g de ρ-nitrofenol en 70 ml de agua destilada y aforara a 100 ml con agua. Almacenar
en refrigeración.
- Curva de calibración del espectrofotómetro se prepara en tubos falcón según la
siguiente:
ml solución de ρ-NF 0 1 2 3 4 5
ml H2O 5 4 3 2 1 0
ml CaCl2 (0,5M) 1 1 1 1 1 1
ml NaOH (0,5M) 4 4 4 4 4 4
Agitar de forma manual y centrifugar por 10 min a 3500 revoluciones.
Procedimiento:
- Pesar 0,5 g de suelo húmedo en los tubos tipo falcón de 50 ml, para las muestras y
los blancos
Muestras:
- Añadir 4 ml de MUB pH 6,5 y 1 ml de la solución de ρ-nitrofenol fosfato, en cada tubo.
Agitar e incubar a baño maría a 35 ºC por 30 minutos.
Blancos:
63
- Añadir 4 ml de MUB (pH 6,5) en cada tubo. Agitar e incubar a baño maría a 35 ºC por
30 minutos.
Después de haber terminado la incubación:
Muestras:
- Añadir 1 ml de cloruro de calcio (0.5M) y 4 ml de hidróxido de sodio (0.5M), en cada
tubo. Tapar, agitar y centrifugar por 10 min a 3500 rpm.
Blancos:
- Añadir 1 ml de cloruro de calcio (0.5M), 4 ml de hidróxido de sodio (0.5M) y 1 ml de la
solución de ρ-nitrofenol fosfato, en cada tubo. Tapar, agitar y centrifugar por 10 min a
3500 rpm.
El sobrenadante obtenido se filtra en un vaso de precipitación y se procede a la medición de
la absorbancia en un espectrofotómetro uv-visible a una longitud de onda de 420 ηm.
Si la intensidad de color excede a los de la solución estándar (50 µd de ρ-nitro fenol): se debe
diluir una alícuota del centrifugado con hidróxido de sodio hasta que las lecturas estén dentro
de los límites.
Datos de la muestra perteneciente a la F0 repetición uno:
Factor suelo seco = 1
Factor de dilución = 2
Gramos de suelo 0.5 g
Tiempo = 0.5 h
Lectura del blanco = 35.062 µd de ρ-nitro fenol
Lectura A = 66.207 µd de ρ-nitro fenol
Lectura B = 61.887 µd de ρ-nitro fenol
Cálculo de la actividad:
Fosfatasa =(Vp − Lp) ∗ Fd
g suelo ∗ t ∗ Fs
FosfatasaA =(66.207 − 35.062) ∗ 2
0.5 ∗ 0.5 ∗ 1= 389.330 μg ρ − NF/gPS ∗ h
FosfatasaB =(61.887 − 35.062) ∗ 2
0.5 ∗ 0.5 ∗ 1 = 354.777 μg ρ − NF/gPS ∗ h
Fosfatasa = A + B
2=
389.330 + 354.777
2= 372.054 μg ρ − NF/gPS ∗ h
64
Anexo 8. Fotografías del proceso de determinación la actividad fosfatasa.
Fotografía 9. Pesaje de las muestras.
Fotografía 10. Colocación de las
soluciones extractante.
Fotografía 11. Incubación de las muestras
a baño maría y agitación.
Fotografía 12. Centrifugación de las
muestras.
Fotografía 13. Filtración de las muestras.
Fotografía 14. Lectura de las muestras en
el espectrofotómetro.
65
Fotografía 15. Estándares para
calibración del equipo.
Fotografía 16. Curva de calibración del
equipo.
Anexo 9. Determinación de la actividad β-Glucosidasa (β-D-Glucósido glucohidrolasa)
Reactivos y soluciones:
- Solución de ρ-nitrofenil-β-D-Glucopiranósido 25 mM
Disolver 0.377 g de ρ-nitrofenil-β-D-Glucopiranósido en 50 ml de tampón MUB + HCl pH6 (se
disuelve con dificultad). Preparar diariamente y conservar en nevera.
- Solución madre de ρ-nitro fenol (1000 µg ml-1)
Disolver 0.1 g de ρ-nitro fenol en agua destilada y en un balón aforar a 100 ml. Mantener en
nevera.
- Solución de trabajo de ρ-nitro fenol (20 µg ml-1)
Se toma 2 ml de la solución madre de ρ-nitro fenol y se lleva a 100 ml en un balón con agua
destilada. Conservar en nevera.
- Solución de Buffer Universal Modificado (MUB) 0.1M.
Disolver 12,1 g de Tris Hidróximetil aminometano, 11,6 g de ácido málico, 14 g ácido cítrico,
6,3 g de ácido bórico en 488 ml de hidróxido de sodio 1 N y aforar con agua destilada a
1000ml. Ajustar el pH a 6,5
- Solución MUB + HCl (pH6)
En un balón de 1000 ml añadir 200 ml de MUB y 100 ml de HCl 0,1 M. Ajustamos el pH y
aforamos con agua destilada. Conservamos en nevera.
- Solución extractante THAM-NaOH (0,1M) pH12
66
Disolver 12,2 g de tris (Hidróximetil amino metano) en 800 ml de agua destilada ajustamos el
pH 12 con NaOH 0,5 molar y aforamos a 1000 ml.
- Solución de cloruro de calcio 0.5 M
Disolver 36,74 g de CaCl2.2H2O en 400 ml de agua destilada y aforar a 500 ml con agua.
- Curva de calibración a partir de la solución de trabajo de 20 µg ρ-nitro fenol ml-1
ml solución 20
µg ρ-nitro fenol
ml-1
ml de H2O ml CaCl2 ml THAM-
NaOH pH 12
µg ρ-nitro fenol
concentración
0 5 1 4 0
1 4 1 4 20
2 3 1 4 40
3 2 1 4 60
4 1 1 4 80
5 0 1 4 100
Procedimiento:
- Pesar 0.5 gramos de suelo húmedo en los tubos tipo falcón de 50 ml, tanto para
muestras como para blancos
Muestras:
- Añadir 4 ml de MUB + HCL pH6 y 1 ml de ρ-nitrofenil-β-D-Glucopiranósido 25 mM en
cada tubo. Agitar en vórtex e incubar a baño maría a 37 ºC por 1 hora.
Blancos:
- Añadir 4 ml de MUB + HCl pH6 en cada tubo. Agitar en vórtex e incubar a baño maría
a 37 ºC por 1 hora.
Después de haber terminado la incubación
Muestras:
67
- Añadir 1 ml de CaCl2 (0,5M) y 4 ml de THAM-NaOH (0,1M) pH12 a cada tubo. Agitar
en vórtex y centrifugar a 3 500 rpm por 10 minutos.
Blancos:
- Añadir 1 ml de CaCl2 (0,5M), 4 ml de THAM-NaOH (0,1M) pH12 y 1 ml de ρ-nitrofenil-
β-D-Glucopiranósido 25 mM a cada tubo. Agitar en vórtex y centrifugar a 3 500 rpm
por 10 minutos.
El sobrenadante obtenido se filtra en un vaso de precipitación y se procede a la medición de
la absorbancia en un espectrofotómetro uv-visible a una longitud de onda de 420 ηm.
Datos de la muestra perteneciente a la F0 repetición uno:
Peso suelo seco = 0.5g
Tiempo = 1 h
Lectura del blanco = 5.7853
Lectura A = 96.965 µg ρ – NF
Lectura B = 100.61 µg ρ – NF
FD = 1
Cálculo de la actividad β-glucosidasa:
β − glucosidasaA =(muestra − control) ∗ FD
Ps ∗ t=
(96.965 − 5.7853) ∗ 1
0.5 ∗ 1
= 182.32 µg ρ – NF g−1 suelo seco h−1
β − glucosidasaB =(muestra − control) ∗ FD
Ps ∗ t=
(100.61 − 5.7853) ∗ 1
0.5 ∗ 1
= 189.61µg ρ – NF g−1 suelo seco h−1
β − glucosidasa =A + B
2=
182.32 + 189.61
2= 185.97 µg ρ – NF g−1 suelo seco h−1
68
Anexo 10. Fotografías del proceso de determinación de la actividad β-glucosidasa.
Fotografía 17. Incubación de las muestras
en baño maría por 30 min a 37 °C.
Fotografía 18. Centrifugación de las
muestras.
Fotografía 19. Vasos de precipitación para
filtrar.
Fotografía 20. Espectrofotómetro para
lectura de las muestras
Fotografía 21. Soluciones estándares para
calibración del equipo.
Fotografía 22. Curva de calibración del
equipo.
69
Anexo 11. Determinación de la actividad microbiana total usando di acetato de fluoresceína (Hidrólisis de FDA).
Reactivos y Soluciones:
- Solución buffer de fosfato de potasio (60 mi) pH 7,6
Disolver 8,7 gramos de K2HPO4 y 1,3 gramos de KH2 PO4 en 800 ml de agua destilada, ajustar
el pH a 7,6 y aforar a 1 litro. Se almacena en nevera.
- Solución stock de 1000 µg ml-1 de FDA.
Disolver 0,1 g de di acetato de fluoresceína en acetona en un balón de 100 ml. Se almacena
en congelación para evitar hidrólisis química.
- Solución estándar de 2 000 µg ml-1 de fluoresceína
Disolver 0,2265 g de sal sódica de fluoresceína en 80 ml de buffer de fosfato de potasio pH
7,6 y aforar a 100 ml con el mismo buffer
- Solución de trabajo de 20 µg ml-1 de fluoresceína
Pipetear 1 ml de la solución estándar de fluoresceína en un balón aforado de 100 ml y llevar
a la marca con el buffer de fosfato de potasio.
Curva de calibración a partir de la solución de trabajo de 20 µg ml-1 de fluoresceína en balones
aforados de 25 ml.
Con. (µg ml-1) ml sol. Trabajo µg fluoresceína Absorbancia
0 0 0 0,000
0,8 1 20 0,131
1,6 2 40 0,260
2,4 3 60 0,397
3,2 4 80 0,531
4 5 100 0,662
4,8 6 120 0,795
5,6 7 140 0,929
70
Procedimiento:
- Pesar 1 gramo de suelo seco en los tubos tipo falcón de 50 ml, tanto para muestras
como para blancos.
Muestras:
- Añadir 10 ml de fosfato de potasio pH 7,6 y 200 µl del sustrato (solución de 1000 µg
ml-1 de FDA). Agitar e incubar a baño maría por 30 minutos a 30 °C.
Blancos:
- Añadir 10 ml de fosfato de potasio pH 7,6 y 200 µl de agua destilada. Agitar e incubar
a baño maría por 30 minutos a 30 °C.
Después de haber terminado la incubación
- Añadir 5 ml de acetona a cada tubo tanto para Muestras como para los Blancos. Se
tapan y agitan fuertemente. Centrifugar a 3500 revoluciones por 5 minutos.
El sobrenadante obtenido se filtra en un vaso de precipitación y se procede a la medición
de la absorbancia en un espectrofotómetro uv-visible a una longitud de onda de 490 ηm.
Datos de la muestra perteneciente a la F0 repetición uno:
Lectura del blanco = 0.2147 μg de fluoresceína
Lectura A= 5.878 μg de fluoresceína
Lectura B = 6.0911 μg de fluoresceína
15,2 ml volumen empleado
Peso del suelo = 0.5 g
Tiempo = 0.5h
Cálculo de la actividad FDA:
FDA =(μg fluoresceína ml−1) ∗ 15.2 ml
g suelo seco ∗ t
FDAA =(5.878 − 0.2147) ∗ 15.2 ml
1 ∗ 0.5= 172.16 μg de fluoresceína g−1h−1
FDAb =(6.0911 − 0.2147) ∗ 15.2 ml
1 ∗ 0.5= 178.64 μg de fluoresceína g−1h−1
FDA = A + B
2=
172.16 + 178.64
2= 175.40 μg de fluoresceína g−1h−1
71
Anexo 12. Fotografías del proceso de determinación de la actividad FDA.
Fotografía 23. Incubación de las muestras
en baño maría por 30 min a 30 °C.
Fotografía 24. Centrifugación de las
muestras.
Fotografía 25. Filtración de la solución
extraída de las muestras.
Fotografía 26. Lectura de las muestras en
el espectrofotómetro.
Fotografía 28. Soluciones estándares para
calibración del equipo.
Fotografía 29. Curva de calibración del
equipo
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Anexo 13. Cuadros de regresión lineal múltiple para las variables en estudio.
Fréjol
Fosfatasa Coef. P>|t|
pH 77.49 0.009 MOP 5.43 0.001 Constante -320.53 0.125
Maíz
Fosfatasa Coef. P>|t|
Humedad -16.69 0.000 MOP -19.79 0.000 Constante 1219.17 0.000
Amaranto
β-Glucosidasa Coef. P>|t|
Humedad 17.27 0.000
Fosfatasa 0.28 0.000
Constante -358.2 0.000
Maíz
β-Glucosidasa Coef. P>|t|
MOP 0.42 0.841
Fosfatasa 0.13 0.031
Constante 95.62 0.185
Fréjol
FDA Coef. P>|t|
pH -20.64 0.280 Humedad -7.8 0.000 MOP 3.39 0.001 Fosfatasa 0.25 0.002 β-Glucosidasa 0.17 0.001 Constante 144.36 0.270
Amaranto
FDA Coef. P>|t|
pH 118.91 0.029 Humedad 2.54 0.599 β-Glucosidasa 0.11 0.591 Constante -767.83 0.042
Maíz
FDA Coef. P>|t|
Humedad -2.11 0.181 Fosfatasa 0.035 0.448 Constante 153.65 0.003