unidad 2. la biotransformación de xenobióticos y … hill. p. 136. figura 2-4. obtención de...

Unidad 2. La biotransformación de xenobióticos Departamento de Farmacia, Facultad de Química, UNAM.

1 Profesores: Francisco Hernández Luis, María Elena Bravo Gómez, Perla Castañeda López. Servicio Social (2014-12/16–280): Circe Mouret-Hernández

Unidad 2. La biotransformación de xenobióticos y

su importancia toxicológica

2.1 La biotransformación hepática de xenobióticos

Cuando los xenobióticos que ingresan por vía oral, se absorben en

el intestino delgado, pasan a la vena mesentérica y luego a la vena porta, la

cual los conduce hacia el hígado. En este órgano es donde mayoritariamente

se van a efectuar las reacciones metabólicas. Cuando los xenobióticos al

pasar por primera vez por el intestino y el hígado, sufren de alguna

transformación metabólica, se dice que presentan un efecto de primer paso.

Figura 2-1. Paso de los xenobióticos del intestino delgado al hígado

Una vez que los xenobióticos llegan al hígado por la vena porta, se

difunden hacia los hepatocitos, que son las células encargadas de realizar

las reacciones metabólicas. Los hepatocitos se presentan en forma de

placas, las cuales están unidas mediante sinusoides.

Figura 2-2. Distribución de xenobióticos



Para mejor comprensión de los procesos metabólicos que se llevan

a cabo en el hígado, las reacciones que ocurren en este proceso se han

agrupado en tres apartados, denominados Fase I, Fase II y Fase III.

Figura 2-3. Las tres Fases del metabolismo

2.2 Fase I del metabolismo: oxidación, reducción,

hidrólisis

La importancia de la Fase I radica en lograr la biotransformación de

los grupos funcionales susceptibles que presenten los xenobióticos, a sufrir

reacciones de:

a) Oxidación,

b) Reducción

c) Hidrólisis

Las transformaciones efectuadas incrementan la hidrofilia de los

diversos compuestos y en consecuencia facilita su excreción corporal.

a) Reacciones de oxidación

La oxidación es probablemente la reacción más común en el

metabolismo de xenobióticos. Muchos compuestos son oxidados por un

grupo no específico de enzimas denominado mono-oxigenasas (Citocromo

P450, Flavin-monoxigena), los cuales se encuentra principalmente en los

microsomas hepáticos, una fracción derivada del retículo endoplásmico liso.

Tabla 2-1. Enzimas y su ubicación celular

Enzima Ubicación

Citocromo P450 retículo endoplásmico (microsomas) Favin-monooxigenasa (FMNO) retículo endoplásmico (microsomas)

Prostaglandin H sintetasa retículo endoplásmico (microsomas) Xantina oxidasa citosol

Alcohol deshidrogenasa citosol Aldehído deshidrogenasa citosol, mitocondria

Aldehído oxidasa citosol Monoamina oxidasa mitocondria

Klassen C. Cassaret Doull´s Toxicology. Sixth edition. Mc-Graw Hill. p. 136.

Figura 2-4. Obtención de microsomas

Xenobiótico

Fase II

Fase I

Fase III

Menor polaridad

Mayor polaridad



La superfamilia citocromo P 450 (CYP)

El término citocromo P450 representa a un grupo de enzimas

constituidas por hemproteínas (hem: porfirina y apoproteína, Figura 2.5). En

el cuerpo humano se ubican principalmente en el hígado, aunque su

presencia se detecta en varios otros órganos. La denominación 450 se debe

a que cuando esta hemoproteína, con el átomo de Fe en estado de oxidación

II, forma un complejo con el monóxido de carbono presenta una absorbencia

máxima a 450 nm en el espectro de luz visible.

Estas enzimas muestran una amplia capacidad de catalizar una

variedad de diversos sustratos. Uno de los aspectos importantes que hay

que resaltar es que para iniciar la biotransformación se requiere que el

sustrato interaccione con el citocromo. Por lo que los diversos compuestos

necesitan ser liposolubles para lograr alcanzar al sistema enzimático ubicado

en retículo plasmático; asimismo, deben presentar grupos funcionales

adecuados que puedan alterarse por reacciones enzimáticas y un tamaño

mayor a 150 D.

Figura 2-5. CYP, una hemoproteína

Figura 2-6. Absorbencia de CYP en complejo con monóxido de carbono

Para catalizar la formación de productos oxidados, el sistema

requiere de la coenzima nicotinamida adenina dinucleótido fosfato

(NADPH),oxígeno molecular, así como de la enzima NADPH CYP reductasa

o NADH CyT b5. El CYP es una mono-oxigenasa porque al oxidar a un

sustrato el producto sólo presenta uno de los dos átomos de la molécula de

oxígeno.

+ +sustrato

RH O2

ROH H2O

2 NADPH + H+ 2 NADP+

CYP

Figura 2-7. La actividad de las mono-oxigenasas

[CYP Fe+2 C=O]



[CYP-Fe+3] [CYP-Fe+3RH]

CYP-Fe+3

RH

CYP-Fe+3 RH

CYP-Fe+2 RH

NADPH CYPreductasa

NADPH + H+e-

CYP-Fe+3 RH

O2-.

O2

CYP-Fe+2 RH

O2-.

NADPH CYPreductasa

CyT b5

NADH

Cyt b5

reductasa

e-

O

CYP-Fe+3 RH

ROH

2H+

H2O

NADP+

NADH + H+

NAD+

e-

NADPH + H+

NADP+

o

Figura 2-8.

Hodgson E., Smart R.C. Introduction to Biochemical Toxicology. Third Edition. Wiley-interscience. 2001. USA. p. 72.

Existen prácticamente dos formas de presentar al citocromo P 450.

La más reciente utiliza la raíz CYP, seguido de un número que denota la

familia (40% de homología en la estructura primaria), la cual a su vez es

seguida por una letra mayúscula, para denotar la subfamilia (60% de

homología en su estructura primaria). Por último, un número para indicar la

forma correspondiente. La otra presentación utiliza las siglas, P 450, seguido

por un número romano para denotar la familia correspondiente (ej. P450 II).

Familia: 45-50% de homologación de la estructura primaria de la proteína

Subfamilia: 51-60% de de homologación de la estructura primaria de la

proteína

En algunas ocasiones se utiliza CYP para denotar a la proteína o al

mARN y CYP para referirse al gen que les da origen.

Treinta familias de citocromos P 450 han sido descritas, 10 en

mamíferos, 1 en insectos, 2 en caracoles, 1 en plantas, y 2 en bacterias. Las

familias identificadas en mamíferos se presentan en la siguiente tabla.

Tabla 2-2. Familas y subfamilias de citocromos P 450

P 450 No. de

subfamilas

No. de formas

Reacciones

CYP 1 A 1

familia

subfamiliaforma individual

ADN (genes) mARN Proteína (enzima)

CYPCYP



CYP1 1 3 metabolismo de xenobióticos CYP2 8 61 metabolismo de xenobióticos y esteroides CYP3 1 10 metabolismo de xenobióticos y esteroides CYP4 3 11 hidroxilación ω y ω-1 de ácidos grasos

CYP7 1 1 hidroxilación 7α en el colesterol

CYP11 2 4 hidroxilación 11β en esteroides

CYP17 1 1 hidroxilación 17α en esteroides

CYP19 1 1 aromatasa CYP21 1 2 hidroxilación en C-21 en esteroides CYP27 1 1 hidroxilación en C-27 en colesterol

Tabla 2-3. Nombres triviales para algunos CYP y su presencia en diversas

especies

Gen Hemoproteína Nombre trivial Especie

CYP1A1 CYP1A1 C,bNF-B rata P1, c, forma 6 humano Forma 6 conejo 1 A1 trucha Dah1 perro Mkah1 mono

CYP1A2 CYP1A2 P-448, d, HCB rata P3, d, forma 4 humano LM4 conejo MC4 trucha Dah2 perro Mkah2 mono

Hodgson E., Smart R.C. Introduction to Biochemical Toxicology. Third Edition. Wiley-interscience. 2001. USA. p. 75.

Figura 2-9. Abundancia de CYP en el hígado y su participación en el

metabolismo

(Hodgson E., Smart R.C. Introduction to Biochemical Toxicology. Third Edition. Wiley-interscience. 2001. USA. p. 77.

Tabla 2-4. Sustratos, inductores e inhibidores de algunos CYP

Enzima Sustrato Inductor Inhibidor

CYP1A2

acetaminofen, acetanilida, antipirina aminas aromáticas, cafeína, estradiol, teofilina, tacrina, warfarina

humo de cigarro, carne carbonizada, crucíferas, benzopireno, dioxina(TCDD**), safrol, omeprazol

ciprofloxacina, fluvoxamina, a-naftoflavona

CYP2D6

Amitriptilina, captopril, clorpromazina, cinnarizina, clozapina, codeína, detrometrofan, imipramina*

No conocido

celecoxib, fluoxetina, lobelin, quinidina,trifluoperidol, yohimbina

CYP3A4

acetaminofen, carbamazepina, dapsona, diltiazem, diazepam, lidocaína, omeprazol, taxol, teofilina, verapamil*

carbamazepina, fenobarbital, fenitoina, rifampina, sulfamidimina, hierba de San Juan*

clotrimazol, etinilestradiol, indinavil, ketoconazol, nicardipina, verapamil*

**TCDD = 2,3,7,8-tetraclorodibenzo-p-dioxina *La lista completa la puede consultar en la siguiente referencias: Klassen C. Cassaret Doull´s Toxicology. Sixth edition. Mc-Graw Hill. pp. 184-185. Hodgson E., Smart R.C. Introduction to Biochemical Toxicology. Third Edition. Wiley-interscience. 2001. USA. p. 74.

Abundancia en el hígado

3A4

2C

2E 12A61A2

2D6

Otros3A4

2C2E 11A2

2D6

Importancia en el metabolismo de fármacos



Figura 2-10. Localización e importancia de los CYP1

Figura 2-11. Reacciones de oxidación de Fase I del metabolismo

b) Reacciones de reducción

Los grupos carbonilos, azo y nitro son objetos de reducción,

resultando en la formación de grupos hidroxilos y aminos más polares. Hay

varias reductasas en el hígado, las cuales dependen de NADH o NADPH,

que catalizan tales reacciones.

Tabla 2-5. Reacciones de reducción presentes en la Fase I

Reacción Sustrato Producto Enzima Ubicación

Azo ArN=NAr ArNH2 + NH2Ar azo-reductasa Microsoma, citosol, microflora

Nitro R-NO2 R-NH2 nitro-reductasa Microsoma, citosol, microflora

Quinona O=Ar=O HO-Ar-OH DT-diaforasa Microsoma citosol Sulfóxido R-S(O)-R R-S-R FMO Citosol Carbonilo R-CHO R-CH2OH aldehído-

reductasa Microsoma, citosol, sangre


c) Reacciones de hidrólisis

Las hidrolasas constituye un grupo de enzimas generalmente de

baja especificidad, capaces de hidrolizar ésteres, amidas, lactonas, ésteres

de fosfatos y sulfatos, disacáridos, glicosidos, peptidos. El grupo éster es el

más lábil a sufrir tales reacciones. Recientemente, se ha mostrado que hay

múltiples isoenzimas de las esterasas hepáticas, algunas de las cuales han

sido caracterizadas. La hidrólisis de varios ésteres por la albúmina del suero

ha sido también reportada.

Tabla 2-6. Reacciones de hidrólisis presentes en la Fase I.

Reacción Sustrato Producto Enzimas Ubicación

Hidrólisis de ésteres

R-COO-R´ R-COOH + R-OH Esterasas Microsomas, citosol, sangre

Hidrólisis de amidas

R-CONH-R´ R-COOH + R-NH2 Peptidasa Sangre, lisosomas

Hidrólisis de epóxidos

R-C(0)C-R R-COH-COH-R Epóxido hidrolasa

Microsomas, citosol


CH2CH2CH2CH3

Oxidación de las cadenas laterales

CH2CH2CH2CH2OHCH2CH2CHCH3

OH

CHCH2CH2CH3

OH

-oxidación -1 oxidación - oxidación

Hidroxilación aromática

N

C

NH2

NH

Debrisoquina

N

C

NH2

NH

HO

N-dealquilación

N

CH2CH2CH2N

CH3

CH3

N

CH2CH2CH2NCH3

H

Imipramina

O-dealquilación

Fenacetina

C2H5O NHCCH3

O

NHCCH3

O

HO

S-dealquilación

N

N N

N

SCH3

H

6-Metiltiopurina

N

N N

N

H

SH

+

CH3COH

Deaminación oxidativa

Anfetamina

Sulfoxidación

N

S

CH2CH2CH2N(CH3)2

Cl

N

S

CH2CH2CH2N(CH3)2

O

Cl

Clorpromacina

CH2CHNH2

CH3

CH2CCH3

O

+NH3

+

HCOH

N-oxidación

(CH3)3N

(CH3)3N O

Trimetilamina

N-hidroxilación

NH2

Anilina

NHOH

CYP1A1

CYP1A2

CYP1B1

(extrahepático)

(hepático)

(extrahepático, menor proporción)

Activan algunos pro-mutágenos o pro-carcinógenos: - Hidrocarburos aromáticos policíclicos (HAP) - Arilaminas



Consecuencias del metabolismo de la Fase I en la actividad de

algunos fármacos

Tabla 2-7. Efectos por el metabolismo de xenobióticos

Efecto Xenobiótico Reacción efectuada

Desactivación Barbitúricos Oxidación Co-activación* Diacepam Oxidación Activación Hidrato de cloral Reducción Incremento de la toxicidad Metanol Oxidación

*tanto el metabolito como el fármaco presentan la misma actividad biológica.

Tabla 2-8. Activación de xenobióticos en el pulmón

Xenobiótico Enzima Tipo de toxicidad

4-ipomeanol P450 Necrosis de células clara Benzopireno P450, epóxido hidrolasa Carcinoma Tiourea P450, FMNO Daño a células Tipo I Nitrofurantoina P450 reductasa, xantina oxidasa Fibrosis Paraquat P450 reductasa Necrosis alveolar, edema Hodgson E., Smart R.C. Introduction to Biochemical Toxicology. Third Edition. Wiley-interscience. 2001. USA. p. 215.

2.3 Fase II del metabolismo: reacciones de conjugación

Las enzimas que participan en la Fase II generalmente catalizan la

adición de pequeñas moléculas polares a los metabolitos o fármacos para

hacerlos más polares. A estas enzimas se les denomina transferasas, ya que

adicionan una sustancia endógena a un xenobiótico o un metabolito del

mismo. Las reacciones más comunes son:

- Glucuronidación

- Conjugación con sulfato (sulfatación)

- Conjugación con glutatión (conjugados con ácido mercaptúrico)

- Metilación

- Acetilación

- Conjugación con aminoácidos

En general los compuestos químicos son convertidos por la Fase I

en una variedad de metabolitos nucleofílicos o electrofílicos. La interacción

de los electrófilos más reactivos con macromoléculas celulares de

importancia biológica, juega uno de los papeles más importantes en los

aspectos de la toxicidad de xenobióticos. Adicionalmente, en algunas

ocasiones, los metabolitos nucleofílicos más estables y abundantes, pueden

ser convertidos a intermediarios reactivos, de naturaleza electrofílica.

Figura 2-12. Reacciones para metabolitos nucleofílicos y electrofílicos

Muchos organismos, incluyendo los seres humanos, pueden realizar

reacciones de conjugación en determinados sitios de órganos y células. En

las ratas y en los seres humanos, la mayor cantidad de reacciones de Fase

II, ocurren en el hígado, aunque todos los órganos, incluyendo a la piel,

pueden bio-transformar con alguna extensión. En las células, los sistemas de

conjugación están concentrados en las membranas, el citosol, las

mitocondrias, los lisosomas y el retículo endoplásmico.

Tabla 2-9. Reacciones principales del la Fase II del metabolismo

Conjugado Coenzima Enzima Grupos conjugados

Glucuronido Ácido uridin-5´-

difosfo-α-D-

glucurónico (UDP-GA)

UDP-glucuronosil-transferasa (UGT)

-OH, -COOH, -NH2, -NR2, -SH,

ADN, ARN, Proteínas

FASE I

conjugados con

glutatión

glucurónidos,

ésteres de sulfatos

Metabolitos

electrofílicos

Metabolitos

nucleofílicos

X M

Excreción

Excreción

FASE II

FASE II



Sulfato 3´-fosfoadenosin-5´-fosfosulfato (PAPS)

Sulfotransferasa -OH (fenoles), NH-OH

Glutatión Glutatión (GSH) Glutatión S-transferasa

Ar-X, epóxido, carbocatión

Glicina Acil o aroil activados

Glicina N-aciltransferasa

-COOH

Acetilo Acetil coenzima A Acetiltransferasa -OH, -NH2

Metilo S-adenosilmetionina (SAM)

Metiltransferasa -OH, -NH2, -SH, -N (heterocíclos)

Tabla 2-10. Reacciones de Fase II en diversos tejidos y órganos

Tejido 1 2 3 4 5 6

Adrenal + + Vejiga + Células sanguíneas + Cerebro + + Intestino + + + + Riñón + + + + + + Hígado + + + + + + Pulmón + + + + Placenta + Piel + + Bazo + + + Timo +

1: glucuronidación; 2: metilación, 3 conjugación con glutatión 4: acetilación; 5: conjugación con aminoácidos; 6: ésteres de sulfatos

Tabla 2-11. Ubicación a nivel celular

Reacción Ubicación

Glucuronidación Microsomas Conjugación con sulfato Citosol Conjugación con glutatión Microsomas , citosol Conjugación con aminoácidos Microsomas , mitocondria Acetilación Citosol, mitocondria Metilación Microsomas, citosol Klassen C. Cassaret Doull´s Toxicology. Sixth edition. Mc-Graw Hill. p. 136

Reacciones de glucuronidación

Estas reacciones involucran la transferencia de un grupo glucuronilo

activado desde el ácido uridin-5´-difosfo-α-D-glucurónico (UDP-GA) hacia un

grupo funcional en el xenobiotico para formar O-, S-, N-, o C-

glucuronidación. La enzima que cataliza esta reacción se le denomina UDP

glucuronosiltransferasa.

O

O

HH

H

OH

OH

H OH

OHO

O

P-

O P-

O

O

O

O

O CH2

N

NH

O

O

OH OH

ácido uridin-5-difosfo-alfa-D-glucurónico

(UDP-GA)

uridin-5-difosfato(UDP)

O

UDP

HH

H

OH

OH

H OH

OHO

OH

+ UDP

ácido UDP-glucurónico

(UDP-GA) glucurónido de fenol

UDP -glucuronosil-

transferasa

O

HH

H

OH

OH

H OH

OHO

O

Figura 2-13. Reacción glucuronidación

En virtud de que grupos funcionales con oxígeno, azufre, nitrógeno y

carbono son susceptibles a formar glucuronidos, muchos xenobióticos, tales

como alcoholes, fenoles, ácidos carboxílicos, hidroxilaminas, aminas

aromáticas y tioles, asi como compuestos endógenos, tales como la

bilirrubina y esteroides, son substratos para la UDP-glucuronosiltransferasa

(UGT).



Conjugación con glutatión (conjugados con ácido mercaptúrico)

En la conjugación de los xenobióticos, especialmente de carácter

electrofílico, con glutatión es importante tomar en cuenta la ubicación de los

diferentes etapas del proceso.

a) Los procesos enzimáticos (al menos siete isoenzimas de la

glutatión-S-transferasa) y no enzimáticos para que ocurra la

conjugación se llevan a cabo en el citosol.

b) La remoción del grupo glutamilo del conjugado por la γ-

glutamiltransferasa, la hidrólisis para remover la glicina por medio de

dipeptidasas y la N-acetilación del conjugado con cisteína por la

acetilcoenzima A, para producir el tioéter, son procesos que se

llevan a cabo por enzimas unidas a membranas.

Figura 2-14. Conjugación del naftaleno con el glutatión y formación de derivados

del ácido mercaptúrico

A diferencia de la mayoría de las reacciones de Fase II, esta

conjugación requiere de xenobióticos metabólicamente activados, en lugar

de co-sustratos activos. Los tipos de metabolitos que se pueden conjugar

con el glutatión incluyen N-hidroxi-compuestos, uretanos, sulfonamidas,

aminas aromáticas, tiofenos, triazinas, éteres difenilos, compuestos

halogenados, nitro-compuestos, compuestos con dobles enlaces y sulfatos.

o r g a n e l o s

g l u t a t i ó n

t r a n s f e r a s a

X

F a s e I

E - S G

G S H

G S S G g l u t a t i ó n o x i d a d o

H 2 O 2

H 2 O

g l u t a t i ó n p e r o x i d a s a

N A D P +

N A D P H 2 e -

H +

g l u t a t i ó n

r e d u c t a s a

E ( e l e c t r ó f i l o )

X ( x e n o b i o t i c o )

E s p a c i o i n t r a c e l u l a r E s p a c i o e x t r a c e l u l a r

E - S G

c o n j u g a d o c o n g l u t a t i ó n

G S S G

Figura 2-15. El glutatión como un “amortiguador redox”

Los productos de conjugación van a excretarse por diferente partes

de organismo según sea su peso molecular.

Tabla 2-12. Excreción de los derivados de las reacciones de conjugación

Tipo de reacción Sitio preferente de excreción

Glucurónidos <250 D (riñon), >250 D (hígado)

Conjugados del ácido mercaptúrico Riñon

Conjugados con glutatión Hígado

Sulfatos Riñon

Conjugados acetilados Hígado

Conjugados con aminoácidos Riñon

N-acetilación

AcCoA

Ac. Glutámico Cisteína Glicina

GSH = HOOCCHCH2CH2CNHCHCNHCH2COOH

O O

NH2 CH2SH

"producto conjugado con

el ácido Mercaptúrico"Conjugado de Cisteína

Naftaleno

H2O

SCH2CHCOOH

NHCCH3

O pérdida de

Glutámico

y Glicina

SG

OH

Glutatión

(GSH)

O

Fase I

especie

electrofílica

ácido

Mercaptúrico

SG

conjugado de

Glutatión

SCH2CHCOOH

NH2



Figura 2-16. Activación tóxica: tipos de metabolitos reactivos

Figura 2-17. Intermediarios reactivos y daño ocasionado

Curtis D. Klaassen. Casarett and Doulls Toxicology. The basic Science of Poisons. 8 th edition. Mc Graw Hill, USA, 2013, p. 192.

NH CH3

O

OH

NH CH3

O

OC6H8O6

-

NH CH3

O

OSO3

-

NH CH3

O

O

N CH3

O

OH

N

O

CH3

O

NH CH3

O

OH

SG unión a proteínas hepáticas

y producción de cirrosis

unión a proteínas renales con

daño a la médula del riñón

acetaminofenglucurónido de

acetaminofen

sulfato de

acetaminofen

.

.

N-acetil-p-benzoqui-

noneimina (NAPQI)

CYP 2E1, 1A2,

3A4

NADPH2, O2

NADP, 2H2O

PHS

ROOH

ROH + H2O

H+, e-

H+, e-

conjugado

con glutatión

GSH

sulfato

transferasaUDP-glucurosil

transferasa

PAPSPAP UDP-GA UDP

Figura 2-18. Metabolismo del acetaminofén (paracetamol)


activación de xenobióticos

ácidos bases o neutros

UGT acilCoA sintetasa CYP peroxidasas

acilglucorónido acilCoA tioésterradicales

(het· )electrófilos radicales (C·)

hepatotoxicidad

hepatotoxicidad, inactivación de CYP

discrasia sanguínea



OH OH

OH

OH

OHOH

O

hígado

médula ósea

PHSmieloperoxidasa

estimulación

supresión de médula ósea por unión a proteínas y ADN

.

CYP CYP

Figura 2.19. Biotransformación del benceno

Acetilación y polimorfismo

Las reacciones de acetilación de xenobióticos primeramente ocurren

sobre grupos aminos primarios; los aminos secundarios y terciarios, en

general, no son acetilados. De la misma manera, procesos de diacetilación

prácticamente no son observados. En las reacciones de acetilación, la acetil

coenzima A, es la molécula donadora del acetilo en aminas alifáticas. La

enzima arilamina transferasa (varias isoenzimas), cataliza la acetilación de

numerosas aminas aromáticas y sulfonamidas. Esta enzima ha sido

detectada en el hígado, estómago, pulmones, timo, ovarios, útero, glándulas

adrenales, leucocitos, riñones, médula ósea, páncreas, glándulas salivales,

cerebro y músculo de muchos animales (excepto los perros) incluyendo al

hombre.

La acetilación es un proceso que se lleva a cabo en dos etapas.

Primero ocurre la acetilación del sitio activo de la enzima por la acetil

coenzima A. Enseguida, el grupo acetilo se transfiere al grupo amino del

xenobiótico. Este proceso en dos etapas permite que la enzima manifieste

mayor control sobre el proceso catalítico.

Figura 2-20. Mecanismo de acetilación por la N-acetiltransferasa

En el hombre la N-acetilación está determinada genéticamente. Los

tres fenotipos son: a) homocigotos acetiladores rápidos, b) homocigotos

acetiladores lentos y c) heterocigotos acetiladores intermedios. La

distribución de los acetiladores rápidos y lentos depende de la raza de los

individuos. Acetiladores lentos como los egipcios, acetiladores

rápidos/acetiladores lentos (50:50) en los Estados Unidos, y acetiladores

rápidos/acetiladores lentos (90:10) en los orientales.

La respuesta de los individuos a la reacción de acetilación está

determinada por factores genéticos. Las enzimas con este tipo de

comportamiento presentan el denominado polimorfismo genético (rasgo

monogenético heredado que existe en la población en al menos 2 genotipos;

O

SCoA

CoA

X-

O

H2NR¨

NR

OH

XX



se considera que el locus es polimórfico si el alelo más raro aparece con una

frecuencia mínima del 1%).

Se han detectado polimorfismos genéticos en más de 30 enzimas

que participan en el metabolismo de xenobióticos (acetiltransferasa, CYP,

glucuronidasa, entre otros), algunos de los cuales demuestran diferencias

étnicas sustanciales en la frecuencia de aparición y en las consecuencias

fenotípicas de su respuesta como son: la ampliación del efecto terapéutico

de los fármacos, aparición de reacciones adversas, dosis efectiva

incrementada de fármacos y aumento de las interacciones medicamentosas,

entre otras consecuencias.

Figura 2-21. Acetilación de la isoniazida

Aunque la acetilación frecuentemente destruye la actividad biológica

de los compuestos, en algunas ocasiones puede provocar lo contrario. Por

ejemplo, la N-acetilación del 2-aminofluoreno genera un compuesto

carcinogénico, el 2-acetilaminofluoreno.

Figura 2-22. Bioactivación del 2-acetilaminofluoreno

Mapa metabólico

Presenta las diversas rutas de biotransformación que presenta un

xenobiótico. Generalmente cada compuesto presenta una ruta de

transformación principal o predominante y otras rutas secundarias.

N

CNHNH2

O

Isoniazida

N

CNHNHCCH3

O O

Acetilisoniazida

N

COH

O

Ac. isonicotínico

CH3CNHNH2

O

CH3CNHNHOH

O

CH3CN=NH

O

CH3C

O

+

Acetilhidrazina

P450

Acetil-

transferasa

Hidrolasa

H2O

NHCCH3

O

2-Acetilaminoflureno

P450NCCH3

O

OH

PAPS Sulfotransferasa

NCCH3

O

OSO3-Na+

NCCH3

O

+



Figura 2-23. Metabolismo del cianuro

Figura 2-24. Ruta de biotransformación del 2,6-dinitrotolueno



CH3

OHO

O

OHOH

OH

OH

OH

tolueno

ácido cinámico

ácido quinico

OOH

CYP,

microsomas

-oxidación,

mitocondria

reducción y aromatización

por microflora intstinal

de humanos

ONH

OH

Oconjugación

con glicina

ácido benzoico ácido hipúrico

citoplasma

Figura 2-25. Ruta de biotransformación con un producto común


2.4 Fase III del metabolismo: transporte o excreción

En general, el metabolismo de xenobióticos se refiere a las Fases I y

II, en donde, la Fase I involucra la oxidación de compuestos y la Fase II a la

conjugación de los productos generados en la Fase I con glucurónido y

glutatión, entre otros. Sin embargo, hace poco se reconoció a la Fase III

como la última fase del metabolismo de xenobióticos, la cual se refiere al

transporte o excreción de los productos originados en la Fase II, a través de

la membrana celular para su posterior eliminación.

Los transportadores de la Fase III se expresan en varios tejidos

como: hígado, intestino, riñón y cerebro; en donde actúan como una barrera

en contra de la entrada de xenobióticos.

La importancia fisiológica de la Fase III radica en que en algunas

ocasiones las reacciones de conjugación con glutatión pueden dar lugar a la

activación tóxica de los compuestos en lugar de facilitar su excreción de la

célula. En estos casos, este sistema sirve de protección, ya que disminuye la

concentración intracelular de estos compuestos tóxicos.

Entre los transportadores involucrados en la Fase III se encuentran

la glicoproteína P, las proteínas asociadas a la resistencia a fármacos y el

polipéptido transportador de aniones orgánico.1,2 Tanto P-gp, MRPs como

OATPs se expresan en la membrana de los enterocitos intestinales, los

cuales excretan xenobióticos al lumen intestinal.2

OATP-polipéptido transportador de aniones orgánicos, MRP-proteínas asociadas a la resistencia a fármacos y P-gp- glicoproteína P.

Figura 2-26. Papel de los transportadores en la entrada y salida de compuestos

de la célula.



Glicoproteína P

La glicoproteína-p (P-gp) es uno de los primeros transportadores

ABC (ATP binding cassette) identificados y estudiados, el cual necesita de la

hidrólisis del ATP para llevar a cabo el transporte.2,3 La P-gp es una

glicoproteína de membrana de 107 kDa que regula la salida de ciertos

compuestos de las células.4

Esta proteína se expresa en bajas cantidades en la mayoría de los

tejidos, pero se encuentra en mayor cantidad en el colon, intestino delgado,

conductos pancreáticos, conductos biliares, riñón y en las glándulas

adrenales.5,6 También se ha encontrado que se expresa en la barrera

hematoencefálica, en donde protege al cerebro de la entrada de compuestos

tóxicos que pudieran llegar a él a través de la circulación sanguínea.7 En el

epitelio intestinal, las P-gp se encargan de la entrada de xenobióticos de la

sangre a la luz intestinal y previene que estos compuestos regresen a la

circulación sanguínea.

Proteínas asociadas a la resistencia a fármacos (MRP, multidrug-

resistance-associated protein)

Proteínas asociadas a la resistencia a fármacos lo que puede

contribuir a la disminución en la efectividad de algunos tratamientos como el

de la quimioterapia contra el cáncer.

Pertenecen a la familia de transportadores ABC (ATP-binding

cassettes). Llevan a cabo el transporte, dependiente de la hidrólisis de ATP,2,

3 de los productos de las reacciones de conjugación con glutatión,

glucurónido y sulfato, fuera de las células. Estos transportadores son de gran

importancia debido a que las reacciones de conjugación con glutatión son un

mecanismo de defensa clave en la desintoxicación de compuestos

electrófilos tóxicos y en el mantenimiento de la homeostasis celular.8, 9

En humanos, los MRPs descritos para el transporte de compuestos

conjugados son: MRP1, MRP2, MRP3, MRP4, MRP5 y MRP6.9

Los complejos formados con glutatión, glucurónido o sulfato durante

la Fase II son sustratos del MRP1,9 al igual que algunos aniones orgánicos

como las sales biliares monoaniónicas. Varios miembros de la familia de los

MRPs pueden participar en la eliminación de metales pesados, como

Arsenito y Antimonio. El mecanismo propuesto para la eliminación de estos

metales pesados involucra la conjugación con glutatión.10 MRP1 y

posiblemente MRP5 contribuyen a la resistencia en humanos al Arsenito.11

Existen xenobióticos presentes en los alimentos que pueden ser

excretados de las células a través de los MRPs. Un ejemplo, es el producto

de la conjugación de la aflatoxina B1 con glutatión, el cual es un sustrato de

alta afinidad para el MRP112, 13 (Figura 2-24).



Figura 2-29. Metabolismo de Fase I (oxidación), Fase II (conjugación) y Fase III

(eliminación) de la Aflatoxina B1 en el hígado.

Polipéptido transportador de aniones orgánicos (OATP, organic

anion transporting polypeptide)

Los OATPs son una gran familia de transportadores de membrana

que regulan la captación de una gran cantidad de compuestos tanto

endógenos como exógenos, en especial fármacos.14 En humanos, se han

descrito 11 de estos transportadores: OATP1A2, 1B1, 1B3, 1C1, 2A1, 2B1,

3A1, 4A1, 5C1, 5A1 y 6A1. De ellos, se ha caracterizado el papel que juegan

OATP1B1, 1A2, 1B3 y 2B1 en la farmacocinética de fármacos. El OATP1A2

facilita la entrada de sustancias al torrente circulatorio a través de la pared

duodenal.15 En humanos, OATP1B1, 1B3, 2B1, están localizados en los

hepatocitos y permiten la entrada de compuestos de la circulación sanguínea

a esta célula, lo cual representa un paso importante en la posterior

eliminación del compuesto, ya sea a través del metabolismo o la eliminación

biliar 14 (Figura 2-23).

Entre los sustratos endógenos del OATP1A1 y 1B1 se encuentran,

ácidos biliares (colato y taurocolato), esteroides conjugados con glucurónido

o sulfato, eicosanoides y hormonas tiroideas. Sin embargo, hay compuestos

de origen natural que puede inhibir a estos transportadores; el OATP1A2 se

inhibe por los jugos de naranja y toronja, así como por los flavonoides

presentes en ellos: naringina, en el jugo de toronja y hesperidina en el jugo

de naranja, lo cual afecta la entrada de xenobióticos, como fármacos, a la

célula.16 Además, OATP2B1 se inhibe significativamente por el jugo de

toronja.17

Consecuencias del metabolismo en una intoxicación aguda y

crónica

La diferencia entre un proceso de destoxificación y el de activación

tóxica radica en la reactividad química de los metabolitos formados. En la

siguiente figura se muestra la integración de la Fase I y la Fase II, en su

relación al proceso de destoxificación y activación tóxica.

Figura 2-30. Separación en las rutas de intoxicación y destoxificación metabólica.



La oxidación no impedida metabólicamente de los xenobióticos por

el CYP 2, produce metabolitos los cuales son fácilmente conjugados y por lo

tanto eliminados. La oxidación de los xenobióticos planares por el CYP1 (P

448) producen intermediarios reactivos los cuales no son fácilmente

conjugados y eliminados, por lo que interaccionan con nucleófilos

intracelulares provocando toxicidad y carcinogenicidad.

En general los intermediarios reactivos pueden clasificarse en cuatro

grupos principales que son:

a) Compuestos electrofílicos: (intermediario químico que presenta

deficiencia de electrones: R3C+)

b) Radicales libres (son entidades químicas que contienen un número

impar de electrones. R3C-).

c) Carbenos (son moléculas en las que el carbono solo tiene seis

electrones: R2C:) y nitrenos (son moléculas neutras en las que el

nitrógeno tiene sólo seis electrones: R-N:

d) Oxígeno activado (cuando el oxígeno molecular se reduce para

ganar un electrón y producir un anión superoxido: O2·-).

La mayor parte de los intermediarios reactivos son formados por el

P450. Sin embargo, existen ejemplos, donde la activación la provocan

reacciones de conjugación (Fase II).

Las consecuencias que se presentan en una exposición aguda o

crónica a un xenobiótico se presentan en la siguiente figura.

A. En la toxicidad aguda, el xenobiótico A ejerce su efecto tóxico por la inhibición directa de una enzima, y es subsecuentemente destoxificado y eliminado. B. En la toxicidad crónica, el xenobiótico B, es activado metabólicamente hacia un intermediario reactivo el cual se une covalentemente a glutatión (GSH), proteínas, DNA y posiblemente a receptores reguladores.

Fugura 2-31. Diferencias en el riesgo de una intoxicación aguda y una

intoxicación crónica.

Para muchos agentes tóxicos, la duración de su acción es

inversamente proporcional a la velocidad a la cual ellos son metabólicamente

inactivados. En otras palabras, entre más rápido sea transformado una

sustancia in vivo a sus metabolitos inactivos, más corta será la duración de

su efecto. Las diferencias observadas en la duración de acción de muchos

agentes activos dentro de la población humana son debidas primordialmente

a la variación en la composición y cinética de los sistemas enzimáticos que

participan en el metabolismo.



Bibliografía

1. Xu, C., Li, C.Y., Kong, A.N., Induction of phase I, II and III drug

metabolism/transport by xenobiotics. Arch Pharm Res., 2005. 28(3):

p. 249-268.

2. Yang, Y.M., Noh, K., Han, C.Y., Kim, S.G., Transactivation of genes

encoding for Phase II enzymes and Phase III transporters by

phytochemical antioxidants. Molecule, 2010. 15: p. 6332-6348.

3. Dean, m., Hamon, Y., Chimini, G., The human ATP-binding cassette

(ABC) transporter superfamily. J. Lipid. Res., 2001. 42: p. 1007-

1017.

4. Ishikawa, T., The ATP-dependent gluthatione S-conjugates export

pump. TIBS, 1992. 17: p. 463-468.

5. Thiebaut, F., Tsuruo, T., Hamada, H., Gottesman, M.M., Pasta, I.,

Willingham, M.C., Cellular localization of the multidrug-resistance

gene product P-glycoprotein in normal human tissues. Proc Natl

Acad Sci 1987. 84: p. 7735-7738.

6. Croop, J.M., Raymond, M., Haber, D., Devault, A., Arceci, R.J., Gros,

P., Housman, D.E, The three mouse multidrug resistance (mdr)

genes are expressed in a tissue specific manner in normal mouse

tissues. Mol Cell Biol, 1989. 9: p. 1346-1350.

7. Beaulieu, E., Demeule, M., Ghitescu, L., Beliveau, R., P-glycoprotein

is strongly expressed in the luminal membranes of the endothelium

of blood vessels in the brain. Biochem J, 1997. 326: p. 539-544.

8. Keppler, D., Leier, I., Jedlitschky, G., Köing, J., ATP-dependent

transport of gluthatione S-conjugates by the multidrug resistance

protein MRP1 and its apical isoform MRP2. Chemico-Biological

Interactions, 1998. 111-112: p. 153-161.

9. Homoloya, L., Váradi, A., Sarkadi, B., Multidrug resistance-

associated proteins: Export pumps for conjugates with gluthatione,

glucuronate or sulfate. Biofactors, 2003. 17(1-4): p. 103-114.

10. Salemo, M., Petroutsa, M., Garnier-Suillerot, A., The MRP1-

mediated effluxesof arsenic and antimony do not require arsenic-

glutathione and antimony-glutathione complex formation. J.

Bioenerg. Biomembr, 2002. 34(2): p. 135-145.

11. Zaman, G.J., Lankelma, J., van Tellingen, O., Beijnen, J., Dekker, H.,

Paulusma, C., Oude Elferink, R.P., Baas, F., Borst, P., Role of

glutathione in the export of compounds from cells by the multidrug-

resistance-associated protein. Proc Natl Acad Sci USA, 1995.

92(17): p. 7690-7694.

12. Keppler, D., Export pumps for gluthatione S-conjugates. Free

Radical Biology & Medicine, 1999. 27: p. 985-991.

13. Loe, D.W., Stewart, R.K., Massey, T.E., Deeley, R.G., Cole, S.P.,

ATP-dependent transport of aflatoxin B1 and it glutathione

conjugates by the product of the multidrug resistance protein (MRP)

gene. Mol Pharmacol, 1997. 51: p. 1034-1041

14. Niemi, M., Role of OATP transporters in the disposition of drugs.

Pharmacogenomics, 2007. 8: p. 787-802.

15. Kalliokoski, A., Niemi, N., Impact of OATP transporters on

pharmacokinetics. British Journal of Pharmacology, 2009. 158: p.

693-705.

16. Dresser, G.K., Bailey, D.G., Leake, B.F., Schwarz, U.I., Dawson,

P.A., Freeman, D.J., Fruit juices inhibit organic anion transporting

polypeptides-mediated drug uptake to decrease the oral availability

of fenoxfenadine. Clin Pharmacol Ther, 2002. 71: p. 11-20.

17. Satoh, H., Yamashita, F., Tsujimoto, M., Murakami, H., Koyabu, N.,

Ohtani, H., Citrus juices inhibit the function of human organic anion-



transporting polypeptide OATP-B. Drug Metab Dispos, 2005. 33: p.

518-523.

18. Loomis, T.A.; Hayes, A.N. Essentials of Toxicology Fourth edition.

Academic Press, USA. 1996

19. Timbrell, J.A. Principles of Biochemical Toxicology. Ed. Taylor and

Francis, LTD. London 1982, pp 134-176

20. Zakrazewski, S. F. Principles of Environmental Toxicology. ACS

professional reference book, American Chemical Society,

Washington D.C. USA, 1991, pp. 57-65.

21. Baynes, J.W.; Monnier, V.M. The Maillard reaction in aging, diabetes

and nutrition. Progress in Clinical and Biology Research, Vol 304.

Ed. Alan R. Liss, Inc. USA. 1989.

22. Rea, W.J. Chemical sensitivity Vol I. Lewis Publishers USA, 1992.

Lecturas complementarias 1. Hector C. Keun. Metabonomic modeling of drug toxicity.

Pharmacology and Therapeutics 2006, 109, 92 – 106.

2. Sébastien Anthérieu, Christophe Chesne, Ruoya Li, Christiane

Guguen-Guillouzo, André Guillouzo. Optimization of the HepaRG cell

model for drug metabolism and toxicity studies. Toxicology in Vitro

2012, 26, 1278–1285.

3. Shufeng Zhou, Hwee-Ling Koh, Yihuai Gao, Zhi-yuan Gong, Edmund

Jon Deoon Lee. Herbal bioactivation: The good, the bad and the

ugly. Life Sciences 2004, 74, 935–968.

4. Sean Ekins, Yuri Nikolsky and Tatiana Nikolskaya. Techniques:

Application of systems biology to absorption, distribution,

metabolism, excretion and toxicity. TRENDS in Pharmacological

Sciences 2005,26, 202-209.

5. B.K. Park, H. Laverty, A. Srivastava, D.J. Antoine, D. Naisbitt, D.P.

Williams. Drug bioactivation and protein adduct formation in the

pathogenesis of drug-induced toxicity. Chemico-Biological

Interactions 2011,192, 30–36.

6. Dominic P. Williams and B. Kevin Park. Idiosyncratic toxicity: the role

of toxicophores and bioactivation. Drug Discovery Today 2003, 8,

1044-1050.

7. Dominic P. Williams. Toxicophores: Investigations in drug safety.

Toxicology 2006, 226 1–11.

8. Hans F. Merk, Jens M. Baron, Mark M. Neis, Daniela Höller

Obrigkeit, Ann-Therese Karlberg. Skin: Major target organ of allergic

reactions to small molecular weight compounds. Toxicology and

Applied Pharmacology 2007, 224, 313–317.

9. Kevin Park, Dominic P. Williams, Dean J. Naisbitt, Neil R.

Kitteringham, Munir Pirmohamed. Investigation of toxic metabolites

during drug development. Toxicology and Applied Pharmacology

2005, 207, S425 – S434.

10. Werner J. Pichler, MD. Immune mechanism of drug hypersensitivity.

Immunology and Allergy Clinics of North America 2004, 24, 373–

397.

11. Werner J. Pichler, Dean J. Naisbitt, B. Kevin Park. Immune

pathomechanism of drug hypersensitivity reactions. Journal of

Allergy and Clinical Immunology, 2011, 127, S74-S81.

12. Camilla K. Smith Pease. From xenobiotic chemistry and metabolism

to better prediction and risk assessment of skin allergy. Toxicology

2003,192, 1-/22

unidad 2. la biotransformación de xenobióticos y … hill. p. 136. figura 2-4. obtención de...

Documents