trabajo modular actualizado (2)
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I.- INTRODUCCION
La ovinocultura tzotzil es una actividad femenina, y los rebaños en general son
pequeños y se manejan en estrecha relación con la actividad agrícola. Sus
objetivos son la producción de lana y la obtención de estiércol para el
autoabastecimiento familiar; el primero para elaborar prendas de vestir y el
segundo para abonar las parcelas agrícolas. Por motivos religiosos los tzotziles
generalmente no consumen la carne de ovino, pero estos animales aportan
aproximadamente el 30 por ciento de los ingresos globales de las unidades
familiares.
La problemática ovina se presenta según una estacionalidad asociada con
las condiciones ambientales, caracterizada en verano por un grave problema de
parasitosis.
Los programas de desparasitación mal llevados y la mala administración de
los productos farmacéuticos para el control de parásitos han dado como resultado
resistencia parasitaria.
El objetivo de este trabajo será evaluar el grado de eficacia de dos
fármacos comerciales y más utilizados para los ovinos de la familia de los
Bencidiamizoles: Albendazol y Febendazol.
II.- REVISION DE LITERATURA
2.1 Ovinos en los altos de Chiapas
2.1.1 Antecedentes
Al inicio del siglo XVI, encomenderos y religiosos españoles llegaron a la
recientemente pacificada provincia de Chiapas, en el Sureste mexicano, trayendo
consigo algunos rebaños de ovejas del Viejo Mundo. Un pequeño número de
ovejas sobrevivió y fue adoptado por los indígenas de la región montañosa de Los
Altos, siendo las mujeres quienes incorporaron a sus vidas los borregos y la lana,
rodeándolos de la magia de su propia cosmogonía y religión (Pedraza 1992).
Hoy día, las ovejas pertenecen exclusivamente a los indígenas, y siguen
siendo muy parecidas a las razas autóctonas que vinieron de España hace más de
450 años (Pedraza 1992).
El aislamiento del borrego Chiapas durante varios siglos y la falta de
selección artificial, ayudaron a mantenerlo en un estado sumamente puro
(Perezgrovas et al 2000).
Podría pensarse, entonces que estos borregos, con su lana gruesa y larga,
su baja productividad y su pequeña talla, muestran una imagen muy semejante a
la que las razas autóctonas españolas tenían hace unos 500 años (Pedraza 1992).
2.1.2 Características
En visitas periódicas a diferentes comunidades indígenas de Los Altos de
Chiapas, se registraron las particularidades de los diferentes fenotipos
encontrados en un total de 57 rebaños criados bajo condiciones tradicionales de
manejo, estableciendo las frecuencias de presentación para cada uno de ellos.
(Pedraza et al, 1992.)
Cuadro 1.- Caracterización del borrego Chiapas
Fenotipo y
origen Hispano
Parámetros
Reproductivos
Producción
de Leche
Desarrollo
Corporal
Producción
de Lana
Blanco:
(ICSAT), Churra.
Negro:
(SACJOL),
Manchega
Café:
(MESHA), Lacha
Nov.-Mayo:
Anestro.
Junio-Octubre:
Estro.
Nov.-Enero:
Partos (1/parto)
Promedio:
200 ml/12
horas.
Pico de
Lactancia:
11 días
postparto.
Persistencia:
110 días.
Peso al
Nacimiento
: 2,5 kg.
Peso
Adulto:
28,0 kg.
Promedio:
1,2 kg/año.
Longitud:
22 cm/año.
Rendimiento:
60%.
Finura:
33,8 micras.
2.1.3 Borrego Chiapas blanco.
Es un animal de tamaño mediano (27.8 kg), bien proporcionado, de piel y
vellón blancos con manchas definidas de color negro alrededor de los ojos, hocico,
ollares y parte distal de las orejas (pigmentación centrífuga), con punteados
negros en las patas. La cabeza y las extremidades están desprovistas de lana, el
perfil es ligeramente subconvexo y los machos pueden o no tener cuernos. La lana
es larga, gruesa y forma mechones definidos. (Perezgrovas et al 2000).
Figura 1.- Borrego CcCCcCChaChiapas blanco
2.1.4 Borrego Chiapas negro.
Es un ovino de tamaño mediano (28 kg), bien proporcionado. La piel del
vellón es de color negro uniforme, con un mechón blanco en la parte alta de la
cabeza y en el extremo distal de la cola. La cara y las extremidades están
desprovistas de lana, el perfil es ligeramente subconvexo y los machos pueden
presentar cuernos. La lana es larga, gruesa, formando mechones (Perezgrovas et
al 2000).
Es más difícil establecer con claridad la ascendencia del borrego Chiapas
en su variedad negra, debido a que presenta algunas semejanzas importantes con
varias razas autóctonas españolas, así como diferencias con cualquiera de ellas.
La capa de color negro con manchas blancas en la cabeza y punta de la cola
pueden ser una herencia de las razas Manchega y Castellana, pero la presencia
de cuernos en algunos de los machos del borrego Chiapas negro tendría que venir
de la raza Canaria. Algunos ejemplares del borrego Chiapas negro tienen una
coloración quemada o rojiza que recuerda a la variedad Roya de la raza
Castellana. La lana entrefina de la Castellana y la Manchega parecen combinarse
con las mechas largas y las fibras gruesas y meduladas de poca ondulación del
borrego Chiapas negro. En cuanto al peso corporal, el del borrego Chiapas negro
es más parecido al de los ejemplares de la raza Canaria que a los corpulentos
animales de la Castellana o la Manchega. (Perezgrovas. 1998).
Figura 2.- Borrego Chiapas Negro
2.1.5 Borrego Chiapas café.
Es un animal bien proporcionado, de tamaño mediano o pequeño (25.3 kg).
La piel es pigmentada en colores que van del amarillo claro al café oscuro; la lana
es de color cremoso, con cantidades variables de fibras cafés o negros, el vellón
está compuesto por mechones y esta partido en la región del dorso. El perfil es
recto o subconvexo, y los machos pueden presentar cuernos. Los corderos nacen
con lana fina de color canela, que van cambiando a color claro conforme crece el
animal (Perezgrovas et al 2000).
2.2 Nematodosis Gastrointestinal Ovina
2.2.1 Generalidades
Las Nematodosis Gastrointestinales, Gastroenteritis Parasitarias o
Tricostrongilidosis son quizás una de las parasitaciones más frecuentes e
insidiosas del ganado ovino, pues prácticamente la totalidad de los rebaños
explotados en extensivo sufren esta infestación, si bien, la carga parasitaria puede
variar dependiendo de localizaciones geográficas, tipos de explotación, programas
antiparasitarios puestos en práctica, etc. (Peña et. al., 2002).
Figura 3.- Borrego Chiapas Café
Las Nematodosis Gastrointestinales del ganado ovino podemos definirlas
como enfermedad parasitaria crónica, enzoótica, que puede cursar con elevada
morbilidad (pues la mayoría de los individuos de un rebaño se ven afectados en
mayor o menor medida), y baja mortalidad. Es prototipo de enfermedad
zootécnica, pues en ausencia de sintomatología clara y evidente, es origen de
pérdidas en la producción (carne, leche, lana), provocando descensos de los
índices de transformación, retraso en el crecimiento, disminución de la capacidad
reproductiva, etc. (Peña et. al., 2002).
Los nematodos parásitos generalmente tienen carácter crónico y la mayoría
interfiere con un buen crecimiento. Se localiza en la mayoría de los órganos, sin
embargo, el aparato digestivo es donde se encuentran la mayoría de las especies
(Hernández, et. al., 2007).
Las Nematodosis Gastrointestinales en el ganado ovino son infestaciones
mixtas o pluriespecíficas, es decir, suelen estar producidas por varias especies
diferentes. Estos vermes dependiendo de la especie, se localizan a distintos
niveles en el aparato digestivo: cuajar (Tricostrongílidos), intestino delgado e
intestino grueso (Estrongilados) (Urquhart, 2002).
2.2.2. Características principales de los nematodos
Los nematodos son gusanos de morfología cilíndrica, fusiforme o
filamentosa, de tamaño variable de alrededor de 1mm hasta de 50 cm. Poseen un
tubo digestivo completo, un sistema nervioso relativamente complejo y todos los
grupos poseen diferenciación sexual entre machos y hembras, siendo en general
las hembras de mayor tamaño que los machos (Perezgrovas, 1990).
Una característica es que todos los nematodos, a diferencia de los
platelmintos, tienen una gran semejanza morfológica, de modo que si bien hay
diferencias en el tamaño y otros aspectos todos responden a un plan anatómico
semejante. Además que todas las larvas poseen una morfología general también
semejante entre si y parecida a la de los adultos en pequeño (Matin et. al., 2002).
El cuerpo de los nematodos está limitado por una cutícula de gran
importancia funcional. De ellos se originan diversos elementos anatómicos de gran
importancia fisiológica como papilas sensitivas, estiletes bucales, espículas y
bolsas copulativas (Quiroz, 2005).
El aparato digestivo se inicia en la extremidad cefálica con la boca rodeada
de 3 a 6 labios. La cavidad bucal provista de órganos lacerantes. Sigue un
esófago cuyas diferencias estructurales poseen valor taxonómico. El intestino
recorre el cuerpo axialmente y termina, en las hembras, en un ano situado
ventralmente y próximo al extremo caudal y en los machos desemboca,
conjuntamente con los órganos genitales, en la cloaca (Quiroz, 2005).
El aparato reproductor consiste en las hembras en uno o dos órganos
tubulares o menos arrolladas alrededor del intestino cuyo extremo distal forma el
ovario, seguido por el oviducto y útero como una zona algo mas dilatada, que se
una en la zona más próxima al del otro útero para formar una vagina común que
se abre en una vulva ventral de situación variable. (Quiroz, 2005).
En los machos existe solo un tubo genital, cuya porción distal forma el
testículo al que sigue al espermiducto y un conducto eyaculador que desemboca
en la cloaca junto al tubo digestivo. Existe un conjunto de órganos auxiliares en la
cloaca para la copula, fundamentalmente una o dos espículas queratinizadas, en
ocasiones acompañadas de gobernáculo, formado por un engrosamiento de la
región dorsal de la cloaca. En la región caudal, alrededor de la cloaca, los machos
presentan un número variable de papilas genitales algunas veces modificadas
para formar una bolsa campaniforme sostenida por unos radios musculares
denominados copulatríz (Quiroz, 2005).
Para la reproducción, los espermatozoos tras la copulación alcanzan los
oviductos donde fertilizan los óvulos, dando lugar a los huevos y síntesis de la
cascara Romero.
Los huevos eliminados forman una larva que se libera tras la eclosión del
huevo y que pertenece al estadio 1 (L1) atravesó de mudas de la cutícula que
aumenta de tamaño y complejidad, manteniendo una relativa constancia
morfológica en los diversos estadios que siguen a las mudas 2, 3 y 4 (L2) (L3) (L4),
para alcanzar a la ultima la forma adulta con madurez sexual. (Quiroz, 2005).
2.2.3 Etiología
Las Nematodosis Gastrointestinales en el ganado ovino son infestaciones
mixtas o pluriespecíficas, es decir, suelen estar producidas por varias especies
diferentes. Estos vermes dependiendo de la especie, se localizan a distintos
niveles en el aparato digestivo: cuajar (Tricostrongílidos), intestino delgado
(Tricostrongílidos, Molineidos, Ancilostomátidos), e intestino grueso
(Estrongilados).Hay más de una treintena de especies que pueden llegar a
parasitar a los ovinos de nuestro país, siendo algunas de las más frecuentes las
siguientes:
- Teladorsagia circumcincta
- Trichostrongylus axei
- Trichostrongylus colubriformis
Figura 4.- características de los nematodos en ovinos.
- Trichostrongylus vitrinus
- Haemonchus contortus
- Nematodirus filicollis
- Nematodirus spathiger
- Bunostomum trigonocephalum
- Chabertia ovina
- Oesophagostomum venulosum
Cuadro 2.- Principales nematodos que afectan a los ovinos
Órgano digestivo Género Especie
Abomaso
Haemonchus
Teladorsagia
(Ostertagia)
Trichostrongylus
contortus
circumcincta
axei
Intestino delgado
Cooperia
Trichostrongylus
Nematodirus
Bunostomum
Strongyloides
curticei
colubriformis,
vitrinus
filicollis, spathiger
trigoncephalum,
papillosus
Intestino GruesoOesophagostomum,
Trichuris
columbianum,
globulosa
ovis
2.2.4 Ciclo evolutivo
Las larvas de Toxocara spp. (Orden Ascaridida) y Trichuris (Orden
Trichurida), evolucionan dentro del huevo. Cuando éstas maduran constituyen la
forma infectante, existiendo en el primero, además, transmisión transplacentaria.
Las formas parasitarias de Strongyloides spp. (Orden Rhabditida) son hembras
partenogenéticas. Sus huevos, una vez en el medio, dan lugar a la formación de
generaciones de adultos de vida libre y larvas 3 infectantes. Estas pueden también
provenir de esas generaciones de vida libre. Las L3 de strongyloides spp., infectan
atravesando la piel o la mucosa oral de los animales, con lo que las infecciones
suelen ser muy tempranas. Luego de una migración traqueal alcanzan el intestino
delgado y en pocos días cumplen totalmente el período prepatente iniciando la
oviposición (Cuéllar, 2008).
El resto de los nematodos mencionados pertenecen al orden Strongylida
con un patrón de ciclo evolutivo similar, en que los huevos liberados con la materia
fecal evolucionan en el medio ambiente (generalmente en el interior de la masa de
heces) eclosionando una L 1. Esta se alimenta en el medio fecal, crece y muda
dos veces. La larva 3 surgida de esa segunda muda retiene la cutícula de la L2, lo
que le da gran resistencia a las condiciones ambientales (como excepción,
Nematodirus spp. alcanza el estado L3 dentro del huevo y luego eclosiona
conservando su doble cutícula) Este proceso dura entre poco más de una y seis
semanas, según la temperatura, pudiendo detenerse cuando las temperaturas son
inferiores al umbral de cada especie, o retomarse si las condiciones no han sido
letales. Las L1 y 2 son las más susceptibles. La L3 es la infectante y su
supervivencia y capacidad de dispersión es clave en el proceso de alcanzar al
siguiente hospedador. Pueden sobrevivir varios meses y en condiciones ideales,
hasta un año o más. Una vez ingeridas las L3 deben fijarse en su órgano blanco,
luego de lo cual vuelven a mudar. En su estado de L4 son histotróficas y,
eventualmente, pasan un período en hipobiosis que prolonga a veces por varios
meses. El tiempo de prepatencia normalmente es de 3 a 4 semanas en
Trichostrongylidae y de 6 a 8 en Strongylidae para alcanzar el estado adulto en la
luz del estómago o intestino (Cuéllar, 2008).
2.2.5 Epidemiologia y transmisión (romero et al. 2006)
La dinámica del parasitismo puede representarse por modelos conceptuales
de la situación de campo que valoren la presencia, abundancia, distribución
espacial (regional o dentro de un determinado nicho) y temporal (estacionalidad)
de las principales especies (Morales, 2001).
El conocimiento de los requerimientos medioambientales de estos parásitos
junto a otras consideraciones de tipo geográfico, tipo de explotación y cinética de
contaminación del pasto, nos ha llevado a determinar los modelos epidemiológicos
que hoy en día nos permiten establecer las correctas medidas de lucha y control
frente a estas Nematodosis Gastrointestinales. Según estos modelos
epidemiológicos y en términos generales, podemos señalar que existen dos
periodos de máximo riesgo de infestación en el centro y sur peninsular (Peña,
2002).
Figura 5.- esquema del ciclo biológico de los nematodos.
El primero causado por las larvas que superaron el invierno, procedentes de
los huevos depositados mayoritariamente en otoño, junto a aquellas
correspondientes a los huevos eliminados en primavera, queda comprendido entre
los meses de Abril y Junio. Precisamente en el año en curso, cuando ya se estaba
hablando de sequía y tras las copiosas lluvias de finales de Marzo e inicios de
Abril, podemos prever una elevada presencia de elementos infestantes en el
medio en el momento que suban las temperaturas. No hubiese ocurrido así si las
condiciones de sequía se hubieran prolongado. Por lo tanto, entramos en periodo
de alto riesgo. (Romero et al. 2006)
El segundo, igualmente condicionado por las condiciones meteorológicas,
acontece a mediados y finales del otoño. En este caso resulta primordial que la
otoñada sea temprana y se vea acompañada de temperaturas suaves, de este
modo, las larvas que entraron en inhibición durante el verano alcanzaran la
madurez sexual al inicio del otoño comenzando la eliminación de huevos y la
contaminación del pasto en los meses siguientes. A estos elementos infestantes
debemos unir aquellos que fueron capaces de superar las adversidades del estío,
principalmente los pertenecientes a los géneros Teladorsagia y Nematodirus, al
resistir mejor condiciones de sequía (Morales, 2001).
Actualmente existen modelos informáticos que permiten formular
estrategias en el control parasitario, se basan en el conocimiento de los ciclos
biológicos y de las necesidades medioambientales de los parásitos a combatir.
Este método matemático nos ayudará a predecir riesgos de infestación y momento
óptimo para efectuar el control, basándose siempre en patrones epidemiológicos
conocidos (Romero et al. 2006).
Las Nematodosis Gastrointestinales son quizás una de las parasitaciones
más frecuentes e insidiosas del ganado ovino, pues prácticamente la totalidad de
los rebaños explotados en extensivo sufren esta infestación, si bien, la carga
parasitaria puede variar dependiendo de localizaciones geográficas, tipos de
explotación, programas antiparasitarios puestos en práctica, etc (Romero et al.
2006).
Para que tenga éxito el control de cualquier enfermedad producida por
helmintos, debe estar basado en un conocimiento profundo de su epidemiologia, la
cual suele variar en función de la especie de parasito. Por tanto, consideraremos
el control de cada enfermedad por separado. Los nematodos parásitos del ganado
ovino presentan un ciclo biológico directo simple en el que interviene solamente el
huésped y el ambiente. (Martin, 2002).
2.2.6 Signos clínicos
La gravedad de los síntomas y las lesiones producidas en el aparato
gastrointestinal a consecuencia del parasitismo dependen de la edad del huésped,
la raza, su experiencia inmunológica y su estado nutricional. La exposición de los
corderos receptivos a un número moderado o alto de larvas en el pasto conduce
de forma inevitable a una PGE clínica, salvo que las cantidades de larvas sean
controladas mediante un tratamiento de un antihelmíntico. (Martin, 2002)
Si son pocos parásitos y el ovino posee un buen estado nutricional, la
enfermedad incluso pasa inadvertida (subclínica, con ausencia de signos clínicos).
En una nematodosis gastrointestinal severa, en los corderos en crecimiento se
observa baja de peso, pérdida de la lana, anorexia, mucosas y conjuntivas pálidas
y apatía, también puede haber diarreas intermitentes y edema submandibular
(Morales 2001).
La clínica que acompaña a los ovinos afectados (normalmente los jóvenes),
suele ser de tipo gastrointestinal: diarreas más o menos intensas, con heces
fluidas de color negruzco, e incluso con sangre. Estos síntomas suelen estar
acompañados por otros como: adelgazamiento progresivo hasta el estado de
caquexia, anemia, edema submandibular (papo), ascitis, lana quebradiza e incluso
pérdida de esta y muertes en número variable (Romero, 2002).
2.2.7 Patología
Las lesiones provocadas por estos nematodos se relacionan con: la
penetración cutánea de la forma infectiva al huésped, su migración y su
permanencia y multiplicación en la mucosa del intestino delgado (Mendoza, 2005).
Las lesiones cutáneas pueden ser discretas. Cuando el inoculo es pequeño,
los signos y síntomas pasan inadvertidos; cuando es consideración, se presentan
placas eritematoescamosas, casi siempre en los espacios interdigitales de los
pies, en el dorso o en el arco. Cuando existe auto infestación externa se presentan
lesiones urticariformes transitorias y recurrentes en la zona anal y perianal
(Mendoza, 2005).
Las larvas desarrollan una acción mecánica, traumática e inflamatoria y una
acción hematófaga en la q se calcula 0.05 ml de sangre por gusano/día. Los
animales parasitados con nematodos presentan lesiones en abomaso y en el
intestino delgado; presentan gastritis hemorrágicas y la destrucción de células
Figura 6.- animal con Nematodosis
gástricas por las larvas juveniles. Hay inflamación junto con el engrosamiento de la
pared intestinal además de poder presentar edemas en abomaso (Quiroz, 2002).
Las hembras parasitarias ponen huevos larvados, estas larvas atraviesan
paredes y al hacerlo producen lesiones mecánicas, histoliticas e irritativas que
provocan una inflamación catarral con infiltrados eosinófilos y células epiteliales.
También se encuentran puntos hemorrágicos de diversos tamaños, lo que
depende de la carga parasitaria. La congestión y edema hacen que las paredes
intestinales aumenten de espesor y las vellosidades se alargen y achaten.
La mucosa se vuelve disfuncional, hay secreción mucosa abundante y aumento de
peristaltismo, en casos muy graves hay lesiones necróticas (Morales, 2001).
2.2.8 Diagnostico
Debido a que en la mayoría de los casos las Nematodosis
Gastrointestinales se presentan en ganado ovino de forma subclínica con
manifestaciones escasas o nulas de signos de enfermedad, el diagnóstico clínico,
a no ser que la sintomatología sea muy evidente, no tiene mucho valor. No
obstante, si esta existiese, únicamente tendrá valor orientativo. El conocimiento de
las características epidemiológicas del proceso puede ser de gran ayuda. En todo
caso, trataríamos de realizar un diagnóstico clínico-epidemiológico relacionando
una y otra información (Lukovich et, al. 2007).
Por lo anterior, el diagnóstico de laboratorio será una herramienta útil para
el la detección de NGE. Se recomienda efectuar exámenes de laboratorio como
las técnicas de flotación y Mc Master (donde se conoce el número de huevos
eliminados por gramo de heces) y de cultivo larvario (se identifican los tipos de
NGE presentes). Es conveniente efectuar los muestreos de heces y pruebas de
laboratorio en forma rutinaria cada mes o dos meses para conocer la dinámica de
eliminación de huevos de NGE y elegir el mejor momento y el producto
antiparasitario a utilizar (Lukovich et, al. 2007).
2.2.8.1 Recolección de la muestra de heces
Es indispensable la aplicación de medidas higiénicas estrictas como medida
de protección en la toma de muestras de heces, así como seguir las indicaciones
específicas para cada tipo de animal, utilizando recipientes limpios o estériles para
la recolección de la muestra.
En las especies de talla grande es más práctico e higiénico obtener muestras
directamente del recto del animal, con un guante de plástico. Una vez obtenida
una muestra adecuada, el guante es reversado hacia adentro, sirviendo de esta
forma como recipiente de recolección, una vez colectado se sella, se identifica y
se envía refrigerada al laboratorio.
2.2.8.2 Diagnostico McMaster
Figura 7.- muestreo de heces en ovinos
La técnica McMaster es usada para demostrar y contabilizar huevos de
helmintos en muestras fecales. Es el método más ampliamente utilizado para este
propósito (Mendoza, 2005).
La técnica McMaster utiliza cámaras de conteo que posibilitan el examen
microscópico de un volumen conocido de suspensión fecal (2 x 0.15 ml).
Por lo tanto, si se usan un peso de heces y un volumen de líquido de
flotación conocidos para preparar la suspensión, entonces el número de huevos
por gramo de heces (h.p.g.) puede ser calculado (Sanchez y Cub, 2005)).
Las cantidades son elegidas de tal manera que la cuenta de huevos fecales
puede ser fácilmente derivado al multiplicar el número de huevos dentro de las
áreas marcadas por un simple factor de conversión (op.cit).
La cámara de McMaster tiene dos componentes, cada uno marcado con
una rejilla sobre la superficie superior. Cuando la cámara es llenada con una
suspensión de heces en fluido de flotación, muchos de los detritos se irán al fondo
mientras los huevos flotan hacia la superficie, en donde pueden ser fácilmente
vistos y los que están dentro del la rejilla pueden ser contados (Lukovich et, al.
2007).
Lista de equipo
Figura 8.- cámara de McMaster
Dos vasos o recipientes de plástico
Una báscula
Un colador de té, estopilla o servilletas dentales
Probeta graduada
Instrumento para mezclar (tenedor, espátula, abate lenguas)
Pipetas Pasteur y goteros de hule
Fluido de flotación (la solución a escoger dependerá de la especie
que se espera esté presente y la disponibilidad de reactivos)
Cámara de conteo McMaster
Microscopio compuesto
1. Pesar 4 gramos de heces y colocar dentro del recipiente.
2. Añadir 56 ml del fluido de flotación seleccionado.
3. Revolver cuidadosamente los contenidos de los recipientes con un tenedor,
abate lenguas o espátula.
Figura 9.- materiales utilizados en la técnica de MacMaster
4. Filtrar la suspensión fecal con un colador de té o doble capa de estopilla o
toalla dental hacia adentro del segundo recipiente.
5. Revolver el filtrado en el recipiente dos con una pipeta Pasteur.
6. Utilizando la pipeta, retirar una sub-muestra mientras el filtrado es
mezclado.
7. Revolver el fluido y llenar el primer compartimiento de la cámara de conteo
McMaster con la sub-muestra.
8. Mezclar de nuevo el fluido y llenar el segundo compartimiento con otra sub-
muestra.
9. Dejar reposar la cámara de conteo por 5 minutos.
10.Es importante dejar reposar la cámara para permitir que los huevos floten
hacia la superficie y que los detritos se vayan al fondo de la cámara.
11.Examinar la sub-muestra del filtrado bajo un microscopio compuesto con
aumento de 10 x 10.
12.El número de huevos por gramo puede ser calculado de la siguiente
manera:
Contar el número de huevos dentro de la rejilla de cada cámara,
ignorando aquellos fuera de los cuadros
Multiplicar el total por 50 – esto da la cantidad de huevos por gramo
de heces (h.p.g.)
Por ejemplo:
Figura 11.- ejemplo de un conteo de huevos en la cámara de McMaster.
12 huevos observados en la cámara 1 y 15 en la cámara 2
= (12 +15) x 50 = 1350 h.p.g.
2.2.8.3 Cultivo de larvas de nematodos gastrointestinales
Existen varios métodos de cultivo de larvas, partiendo de huevos de
nematodos, que se encuentran en calidad y cantidad variable en las heces, o a
partir de huevos obtenidos de hembras maduras de parásitos (Santillán, T. 1999).
Todos los métodos se basan sobre los mismos principios: permitir que
maduren y eclosionen los huevos de nematodos y que desarrollen las larvas,
gracias a condiciones favorables, evolucionando hasta larvas infectantes.
El éxito del cultivo depende de tres factores: humedad, temperatura
adecuada y oxigenación. Las materias fecales demasiado secas deben
humedecerse, las demasiado húmedas o diarreicas deben consolidarse
(Mendoza, 2005).
Como materia consolidante se puede usar: carbón vegetal, musgo estéril,
o materia fecal bovina u ovina previamente desecada, esterilizada a 140-150° C y
posteriormente pulverizada. Es necesario comprobar la esterilidad de este
material, sometiéndolo a cultivo. El agua para cultivos, puede ser esterilizada o de
canilla, pero sin rastros de cloro, cuya presencia mata a las larvas de primer y
segundo estado. El agua proveniente de tanques debe ser examinada por la
posible presencia de nematodos de vida libre y en tal caso, hervida y filtrada
(Santillán, T. 1999).
Comparando varios sistemas de cultivo, hemos adoptado el método de
Corticelli y Lai (1963), el cual es una modificación del de Roberts y O'Sullivan
(1950).
El procedimiento de Corticelli y Lai consiste en el uso de dos cajas de
Petri. Una de tamaño corriente (10 cm de diámetro) que contiene el material en
cultivo y va colocada dentro de otra mayor (15 cm de diámetro) con agua a altura
de 1 cm, aproximadamente. La caja menor va sin tapa, la grande tapada. Así
formada una "cámara húmeda" con el cultivo, se coloca en estufa oscurecida, a
temperatura de 24-27° C durante 7-8 días, o en temperatura ambiente (10-15° C)
durante diez días. Diariamente se destapa la caja grande durante 1-2 horas para
airear el cultivo. Hemos observado que variaciones de temperatura (3-4° C)
parecen favorecer el cultivo, más bien que la temperatura constante (Cuéllar,
2008).
Figura 11.- Cultivo larvario
Figura 12.- clave para identificación de larvas de nematodos gastrointestinales.
Transcurridos 8-10 días, se invierte la caja chica con cultivo dentro De la
grande y se deja más o menos doce horas, término durante el cual la mayoría de
las larvas pasan al agua. Por sedimentación y/o centrifugación se concentran las
larvas. Observamos que con este método se recupera un mayor porcentaje de
larvas y además se obtiene una suspensión de ellas más limpia, libre de partículas
orgánicas y de tierra (Lukovich et, al. 2007).
En el término de 10 días, evolucionan casi todas las larvas infectantes de
nematodos gastrointestinales, con excepción de las de Nematodirus spp., que
necesitan más tiempo, variable según la especie (Cuéllar, 2008).
2.2.8.4 Recuperación de larvas del cultivo.
En casi todos los métodos la recuperación de larvas se obtiene utilizando
el clásico aparato de Baermann (Toral, 1999).
Las larvas caen al fondo y son recolectadas. El agua, que contiene las
larvas recuperadas con el método Corticelli-Lai interiormente mencionado, libre de
partículas gruesas. Las larvas, inmovilizadas por el frío, se juntan en el fondo del
recipiente. Decantado el líquido superior por si fonaje, se deja un residuo de 20-30
cc. Con pipeta se extrae el líquido del tubo de centrífuga dejando un culote de
unas décimas de centímetro cúbico, que contiene las larvas aptas para el examen
inmediato o posterior. Mantenidas en agua, las larvas se conservan durante
mucho tiempo a 4° C. Esta temperatura las inmoviliza, ahorrando sus reservas
alimenticias. Muchas especies mantienen su vitalidad durante varios meses, otras
no resisten tanto, pero de igual modo pueden ser diferenciadas en los exámenes
en base a su estructura morfológica (Toral, 1999).
2.2.9 Tratamiento y prevención
Desde los años sesenta que comenzaron a comercializarse los primeros
antihelmínticos con eficacia contrastada (imidazotiazoles) hasta la actualidad
(endectocidas), la industria farmacéutica ha conseguido importantísimos logros en
la lucha antiparasitaria. Actualmente contamos con un auténtico arsenal de
antihelmínticos válidos para controlar estas parasitosis, otra cuestión es que se
sepan usar en tiempo y forma (Peña, 2002).
2.2.9.1 Imidazotiazoles: Levamisol y Tetramisol.
Poseen buena actividad frente a las formas adultas y en menor medida
frente a las larvarias. Son también eficaces para combatir las bronconeumonías
verminosas (Lukovich et, al. 2007).
Actualmente se utilizan menos, aunque algunas presentaciones en las que
se combinan con productos activos frente a Oestrus ovis tienen mayor aceptación
en el mercado. Se administran oral o parenteralmente. Los periodos de supresión
son de 2 y 7 días para leche y carne respectivamente (Santillán, T. 1999).
2.2.9.2 Bencimidazoles principales: Albendazol y febendazol.
En 1950 se estableció el uso potencial de os bencidiamizoles como
quimioterapéuticos en las enfermedades parasitarias. Tienen además actividad
como antimicóticos, antimeoplasticos, cardiotónicos y analgésicos. Los
benzidiamidazoles con mayor actividad antihelmetica se denominan
benzimidazoles carbamatos. Su actividad esta íntimamente relacionada con la
presencia del grupo nitro en el anillo Benzimidazol (Sumano, 1997).
Albendazol: similar al mebendazol. Es insoluble en agua y soluble en alcohol.
Inhibe lla polimerización de la tubulina y la enzima reductasa de fumarato, lo que
produce deficiencia en la generación de energía (ATP) y por tanto ocasiona la
muerte del parasito (Sumano, 1997).
La absorción es mejor que otros bencimidazoles, aunque en el caso de los
rumiantes, absorción es menor ya que el líquido ruminal lo degrada parcialmente,
además de que se presenta un ciclo enterohepatico. En ovinos, después de
administrarlo por vía oral, no se detecta en el plasma debido al efecto del primer
paso. Se sabe que sigue cuatro rutas metabólicas que son Sulfoxidación,
hidrolización, acetilación y reducción (op.cit).
Febendazol: Además del efecto contra los parásitos al actuar sobre su tubulina,
interfiere en la similación de la glucosa, evitando su integración en forma de
glucógeno, de tal forma que se altera la producción de energía. Se han detectado
altas concentraciones de febendazol en intestinos, conductos excretores y sistema
nervioso de los parásitos. Es probable que los efectos neurotóxicos que presentan
los parásitos estén relacionados con esta distribución. Altera la morfología de los
huevos y evita la eclosión de la larva (op.cit).
La absorción en rumiantes es lenta, pero en monogástricos es rápido. La vida
media de este fármaco es también muy viable, dependiendo la especie (op.cit).
El febendazol que se absorbe se metaboliza y se convierte en oxfendazol,
fenbendazol sulfona, y fenbendazol 2- aminosulfona y otros metabolitos menores.
El fármaco que no se absorbe se elimina por las heces y el resto por la orina y
leche (Sumano, 1997).
2.2.9.3 Mebendazol, Oxfendazol, Oxibendazol, Parbendazol, Ricobendazol,
Triclabendazol.
La mayoría poseen actividad aceptable frente a estos parásitos en su
estado maduro, reduciéndose su eficacia frente a formas juveniles, especialmente
larvas inhibidas. Presentan cierta actividad ovicida, también frente a nematodos
broncopulmonares y algunos frente a Fasciola hepatica. Poseen buen margen de
seguridad, aunque algunos son teratógenos y pueden provocar malformaciones en
fetos, así como embriotoxicosis (Cuéllar, 2008).
La mayoría se administran vía oral, pues se absorben muy bien por vía
digestiva y algunos se asocian con Oestricidas o Fasciolicidas. El periodo de
retirada en prácticamente la totalidad de ellos, oscila entre 3-4 días para leche y
14-16 días en carnes (Santillán, T. 1999).
2.2.9.4 Probencimidazoles: Netobimin, Febantel, Tiofanato.
La metabolización de estos da origen a Bencimidazoles. Son activos frente
adultos y algunos presentan actividad, aunque limitada, contra larvas inhibidas, sin
embargo otros son buenos larvicidas y ovicidas. Algunos son activos contra
vermes broncopulmonares (Dictyocaulus filaria), trematodos (Dicrocoelium
dendriticum y Fasciola hepática) y cestodos (Moniezia spp.).
Poseen buen margen de seguridad y muestran escasa toxicidad. Se
administran vía oral principalmente, siendo el periodo de supresión de 3-4 días
para la leche y entre 7 y 10 para la carne
2.2.9.5 Lactonas macrocíclicas: Avermectinas (Ivermectina, Doramectina) y
Milbemicinas (Moxidectina)
Representan a los antiparasitarios endectocidas por excelencia, son por
tanto, potentes productos farmacológicos que nos permiten controlar la
parasitación por nematodos y artrópodos de forma simultánea. Son activos tanto
frente a los nematodos adultos como a larvas, incluidas las inhibidas. También lo
son frente a nematodos broncopulmonares (Toral, 1999).
Su actividad es más prolongada y se pueden administrar tanto vía oral
como parenteral. En la actualidad, algunos de ellos se combinan con vacunas de
enterotoxemia, lo cual supone un considerable ahorro en el manejo de los rebaños
(Peña, 2002).
El periodo de retirada de las Ivermectinas es de 28 días para la leche y 21
para carne. La Moxidectina, sin embargo y debido a su acción más prolongada,
posee un periodo de supresión para la carne más largo: 14 días cuando se
administra oralmente y 40 días cuando se aplica por vía parenteral. No se
recomienda usar la leche de los animales tratados con este producto.Como se
puede apreciar, la gama de productos es amplia, y las formas de aplicación
variadas. A pesar de ello, se producen frecuentemente fallos de tratamiento, los
cuales son consecuencia de:
Diagnósticos equivocados.
Dosificación inadecuada (subdosificación).
Aparición de resistencias.
Reinfestaciones.
Diferencias individuales o específicas en farmacocinética.
Utilización de productos inapropiados (incorrecto almacenamiento, mezcla,
distribución, etc.).
En relación con estos motivos, las resistencias de los helmintos a los
productos antiparasitarios es un problema poco estudiado en nuestro país,
lo cual no quiere decir que no exista, pues se dan motivos para su
presentación.
Los factores que influyen en su aparición pueden depender principalmente de
(Peña, 2002):
Potencial biótico del parásito.
Resistencia genética de los parásitos (hereditaria) a los antiparasitarios.
Momento de utilización de los antiparasitarios (emplear en épocas
apropiadas y con condiciones ambientales favorables).
Abuso de tratamientos (aplicación estratégica).
Uso repetido del mismo fármaco o grupo farmacológico (se recomienda la
alternancia).
Dosificación (no administrar dosis más bajas a las recomendadas).
Basándose en estos conocimientos generales, se puede planificar el
control de las Nematodosis Gastrointestinales (Peña, 2002).
Las características medioambientales de zona, de los sistemas de
explotación y manejo, especies potencialmente parásitas, grado de infestación de
pastos, entre otros, son factores a tener muy en cuenta a la hora de programar un
calendario de actuaciones (Santillán, T. 1999).
2.2.10 Resistencia a antiparasitarios
El gen o los genes que confieren la resistencia a un medicamento pide
encontrarse presente inicialmente con una frecuencia muy baja en una población
de nematodos, y la resistencia aparece cuando una mayor frecuencia de
individuos de la población tolera el nivel terapéutico del medicamento. La
resistencia es heredable y por lo tanto la repetición del tratamiento antihelmíntico
puede reducir la selección de una mayor proporción de individuos resistentes
(Toral, 1999).
Figura 13.- Cuadro antihelmínticos
2.2.10.1 Estrategias para retrasar el desarrollo/transmisión de la resistencia a
los antihelmínticos
Se puede considerar tres sistemas:
1.- Reducir la frecuencia de los tratamientos
Adoptar un programa de tratamientos estratégicos para reducir el numero
de generaciones del parasito expuestas a un medicamento particular mediante la
administración en periodos ecológicamente critico, sobre la base de un profundo
conocimiento de la epidemiologia de la especie parasitaria. En muchas granjas,
esto se puede realizar para conseguir pastos de bajo riesgo.(Martin, 2002)
2.- Optimizar la eficacia de los tratamientos antihelmínticos
Es importante calibrar el equipo de dispensación del medicamento y
también determinar el peso de grupos y clases representativos del ganado, así
como tratar en función de animales de mayor peso del grupo. Una ligera
sobredosificación es mejor que un tratamiento deficiente. La resistencia a los
antihelmínticos frente a un medicamento determinado es más probable que se
desarrolle cuando se utiliza de forma constante durante un largo periodo. La
alternancia anual de las tres principales familias de antihelmínticos de amplio
espectro, que poseen diferentes modos de actuación, puede retrasar la aparición
de la resistencia, aunque algunas modelizaciones realizadas recientemente
predicen que cambiar la familia cada año puede que no tenga ninguna ventaja con
respecto a un cambio realizado a intervalos menos frecuentes. La razón de utilizar
antihelmínticos de familias diferentes es que la resistencia ante un compuesto
puede conferir una resistencia lateral o cruzada frente algunos productos de la
misma familia. Investigaciones recientes han demostrado que la retirada del
pienso durante las 24 horas anteriores al tratamiento permiten maximizar la
eficacia de bencimidazol o del 3-AV administrados por vía oral ya que un menor
contenido del rumen disminuye la velocidad de transito del medicamento y
prolonga su disponibilidad. Tales prácticas no deberían aplicarse a ovejas al final
de la gestación. La administración del antihelmíntico sobre la lengua o mediante el
empleo de formulaciones del medicamento con bajo volumen permitirá reducir el
cierre de la gotera esofágica y que el producto se deposite en el rumen.
(Matin,2002)
3.- Evitar la importación de nematodos resistentes a las granjas
Las mayoría de las poblaciones resistentes de Gran Bretaña lo son frente al
grupo de medicamentos 1-BZ, y por lo tanto seria inteligente tratar a todos los
animales de nueva entrada con un medicamento o medicamentos pertenecientes
a las otras dos familias (2-LM y 3-AV). Los animales tratados deberían
permanecer alejados del pasto durante 24 hoyas para reducir la contaminación del
mismo con huevos de nematodos. (Martin, 2002)
2.2.10.2 Resistencia a antiparasitarios a nivel mundial
En el hemisferio sur principalmente se ha descrito la existencia de
resistencias en nematodos parasitos de pequeños rumiantes frente a los tres
grupos químicos de antihelmínticos de amplio espectro, 1-BZ (bencimidazoles y
probencimidazoles), 2-LM (levamisol/morantel) y 3-AV
(avermectinas/milbemicidas), lugares donde predomina Haemonchus spp. Y
Trichostrongylus spp. y donde el numero de generaciones anuales de nematodos
y la frecuencia de los tratamientos es superior a los de las zonas templadas como
las de Europa occidental. A pesar de ello, aunque la tasa de aparición de
aislamientos resistentes es menor en las regiones templadas, hay informes cada
vez más numerosos acerca de poblaciones de nematodos resistentes en las
especies ovina, caprina y equina en Gran Bretaña. (Martin, 2002)
Un estudio limitado realizado en 199º demostró que las granjas ovinas de
Escocia e Inglaterra existía un 24% y más de un 40%, respectivamente, de
nematodos resistentes a los antihelmínticos BZ. Un estudio más detallado
realizado en el sudeste de Inglaterra revelo que un 44% de las granjas
presentaban nematodos resistentes a antihelmínticos BZ, y existe datos recientes
al levamisol. En Gran Bretaña, la mayoría de los nematodos resistentes a los
antihelmínticos pertenecen al género Ostertagia spp., mientras que algunos
informes citan a Haemonchus y otras especies, especialmente en los condados
del sur de Inglaterra. (Martin, 2002)
2.2.10.3 Resistencia a antiparasitarios a nivel nacional
En ovinos, como ya se ha indicado, la prevalencia y extensión de la
resistencia de los nematodos gastrointestinales a los antiparasitarios
antihelmínticos es muy elevada en numerosos países de larga tradición de
producción lanar. Así por ejemplo, según estudios de prevalencia relativamente
recientes y más o menos extensos en cada país, el porcentaje de propiedades
afectadas por resistencia a los benzimidazoles de entre las estudiadas se eleva al
50% en México Lo mismo ocurre con la resistencia a los endectocidas
(ivermectina, moxidectina, etc.): 44% en
México.(parasitosdelganado.net/index.php?option=com_content...id)
En México los hallazgos de NGE resistentes a antihelmínticos (RA) son
escasos. Campos y col. (1988) reportan la detección de una cepa de H. contortus
resistente a bencimidazoles, específicamente al albendazol. Esa cepa fue aislada
de una explotación ovina de raza Pelibuey en clima subtropical húmedo. Se
empleó una prueba in vitro para conocer el factor de resistencia. Cabe mencionar
que el rebaño estudiado había sido desparasitado frecuente mente con albendazol
y se habían detectado fracasos en la terapia antihelmíntica, donde, a los pocos
días de la aplicación del fármaco, algunos animales morían y poseían grandes
cantidades del nematodo.
Profundizando en el estudio de ese caso, Mendoza (1991) no encuentra
diferencias en la cinética de anticuerpos contra cepas de H. contortus resistentes y
susceptibles a bencimidazoles en ovinos infectados experimentalmente. Heras y
col. (1992) no encontraron diferencias en los parámetros sanguíneos de corderos
infectados con cepas de H. contortus resistente y susceptible de albendazol.
Asimismo, Heras y Quiroz(1992) evaluaron la eficacia del netobimín y
albendazol contra cepas de H. contor tus resistente y susceptible al albendazol.
Encontraron una eficacia del netobimín del 77.4% y 100% contra la cepa
resistente y susceptible respectivamente. Por su parte, el albendazol tuvo una
eficacia del 76.6% y 97.8% también para ambas cepas.
Por otro lado, se ha detectado baja eficacia al tratamiento emplean do
fenbendazol y oxfendazol en H. contortus de Chapa de Mota, Estado de México
(Negrete col., 1998) y Tlapacoyan, Veracruz (Salas y col., 1998) respectivamente.
III. MATERIAL Y MÉTODOS
3.1 LOCALIZACION DEL ÁREA DE ESTUDIO
Las muestras utilizadas fueron obtenidas del ganado ovino que se encuentra en el
centro univercitario de investigacion y transferencia tecnologica (CUITT) que
pertenece a la UNACH, este se en cuentra en el muunicipio de Teopisca, Chiapas.
Se localiza en el Altiplano Central, por lo que su relieve es montañoso,
sus coordenadas son 16°33' N y 92°28’W.
Sus límites son al norte San Cristóbal de Las Casas, al este
con Amatenango del Valle, al sur con Venustiano Carranza y al oeste
con Totolapa y San Cristóbal de Las Casas.
Tiene una extensión territorial de 174 km², lo que representa el 4.61% de la
superficie de la región Altos y el 0.23 % del Estado, su altitud es de 1,800 msnm.
Figura. 14- Teopisca Chiapas
3.2 POBLACION OBJETIVO
Se tomaron borregos Chiapas de dos hatos del CEEA de los cuales se
eligieron los 30 animales con mayor carga de huevecillos encontrados en las
pruebas coporologicas para la administración del desparasitante.
3.3 METODOLOGIA
El trabajo se basó en dos visitas al CEEA de la UNACH.
a) Primera Visita al CEEA en el municipio de Teopisca, Chiapas.
Fecha: 31 de Agosto de 2011
1.-Se tomaron para las muestras de un rebaño de machos y otro de
hembras en total fueron 98 borregos.
Las muestras fueron recolectadas con bolsas de plásticos y con ayuda y
utilización de la manga que en el centro se encuentra. Cada bolsa fue identificada
con el número de animal, así también se tomo en cuenta la famacha de los
animales y la condición corporal que también fue marcada en la bolsa y estos
datos se registraron en una libreta.
Las muestras fueron transportadas al laboratorio de parasitología la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la U.NA.CH en donde fueron
preparadas para la prueba de McMaster que se ha indicado en la revisión de
literatura (Rodríguez y Cob, 2005 ) , cambiando solo algunos aspectos o
materiales.
Posteriormente una vez que tuvimos los resultados del conteo de huevos de
nematodos se tomaron en cuenta los que mayor numero de huevos tenia para
posteriormente hacer cultivos larvarios de estas.
A los 10 días fueron identificadas 100 larvas de 8 cultivos que teníamos.Todos
estos datos fueron registrados posteriormente.
B) Segunda visita. Desparasitación.
Fecha: 24 de septiembre de 2011
De los 98 animales muestreados se seleccionaron 45 para ser desparasitados con tres tratamientos distintos:
- 15 borregos con febendazol (panacur)- 15 con albendazol y- 15 como control
PA
NA
CU
R
ANIMAL COLOR PESO (KG)15-0 N 1122-0 N 1960-0 N 10.545-0 N 15
126-0 B 146-0 N 17
118-0 B 1550-0 N 13
134-0 C 13903-0 C 13
5-0 B 1928-0 N 11
108-0 N 16115-0 N 12917-0 c 16.5
Cuadro 3.- dosificaciones aplicadas de panacur
AL
BE
ND
AZ
OL
ANIMAL Color Peso (kg)117-0 B 1039-0 B 12
902-0 B 19117-0 N 14916-0 C 1213-0 B 12
138-0 N 14.5101-0 N 15116-0 N 1212-0 B 167-9 B 16
911-0 N 119-0 N 14.5
CO
NT
RO
L
Animal Color
No
se
reg
istr
aro
n l
os
pe
sos
de
los
an
ima
les
901-0 B92-9 N
133-9 N27-0 N1-0 N
129-9 N913-0 N915-0 N101-0 B103-9 B125-8 N125-0 N
4-0 B112-9 N19-0 N
IV.- RESULTADOS
Los resultados encontramos en el primer muestreo son los siguientes:
Valores de Hematocrito
Cuadro 4. Valores de HematocritoNo. animal
22-0 6.2 1.7 27.41 114-0 6.5 1.3 20 125-0 6.5 1.5 23.07 11-9 6.5 2.0 30.76 166-9 6.5 2.2 33.84 9-0 6.6 2.2 33.33 111-9 6.6 2.0 30.30 126-0 6.6 1.7 25.75 37-7 6.6 1.5 22.72 13-0 6.5 1.8 27.69 45-0 6.5 1.9 29.23 6-0 6.5 2.0 30.76 121-0 6.6 1.5 22.72 132-0 6.4 1.0 15.62 5-9 6.5 1.8 27.68
Cuadro 5. Resultados de la prueba McMaster
IDENTIFICACION SEXO CC FAMACHA MC
MASTER
NUMERO
105-9 M 950
14-0 M 0
121-0 M 1350
5-9 M 400
133-0 M 7000
24-9 M 1200
4-0 M 3000
109-9 M 800
101-8 M 550
113-0 M 250
18-0 M 700
49-0 M 400
125-0 M 9950
901-0 M 5950
92-9 M 3850
33-0 H 9950
9-0 H 0
126-0 H 50
54-0 H 1400
53-9 H 300
903-0 H 850
3-0 H 1.5 3 0
101-0 H 1 4 445
906-0 H 1.5 3 950
902-0 H 1.5 3 100
60-0 H 1 3 500
138-0 H 1 3 1600
111-6 H 2 3 150
116-7 H 1 3 50
19-6 H 1 4 50
129-7 H 1 4 50
47-8 H 1 3 0
55-6 H 1.5 3 0
8-2 H 1 3 150
Cuadro 6. Identificación de larvasMuestra Medida Muestra Medida
Strongyloides 700 mcStrongyloides 753mc Osteortagia 750McHaemochus 780mc Osteortagia no se pudo medirStrongyloides 650mc Haemochus 650McStrongyloides 760mc Haemochus 850McStrongyloides 650mc Haemochus 645McStrongyloides 820mc Haemochus 670McStrongyloides 700mc
muestra 112 Muestra 114Trichostrongylos 665Mc Strongyloides 660 micrasHaemochus 775Mc Strongyloides 720micras
Strongyloides no se pudo medirStrongyloides 680 micrasStrongyloides no se pudo medir
muestra 50-0 muestra 1-01Bonostomun 678 micras Trichostrongylos
v. 650 micrasBonostomun 678micras Teladorsagia 798micrasBonostomun 675 micras Haemochus no se pudo medirBonostomun no se pudo
medir Trichostrongylos 700 micrasTrichostrongylos no se pudo
medir Trinchostrongylos 650 micrasTrichostrongylos no se pudo
medir Strongyloides 680 micrasHaemochus 648 micras Haemochus 630 micrasHaemochus 647 micras Cooperia 600 micrasTrichostrongylos v.
630 micrasStrongyloides 700 micras
Cooperia 700 micras Cooperia 690 micrasBonostomun 650 micras Haemochus 720 micrasTrichostrongylos 650 micras Trinchostrongylos 690 micrasCooperia 643 micras Haemochus 650 micrasBonostomun 650 micras Osteortagia 670 micrasTrichostrongylos 650 micras Haemochus 650 micrasHaemochus 643 micras Haemochus 670 micrasStrongyloides 650 micras Trichostrongylos 720 micrastrichostrongylos V.
623 micrasCooperia 600 micrasStrongyloides 750 micras
Literales diferentes en la fila son estadísticamente significativas p<o.o1
V.-DISCUSION
De acuerdo a los resultados obtenidos tras la aplicación de los fármacos, estos
fueron efectivos pues nos indicaron una reducción significativa en el conteo de
huevos, incluso encontramos algunos sin ningún huevo.
Cuadro 7. Resultados estadísticos. ALBENDAZOL FEBENDAZOL CONTROLANTES 4540±903,214133a 3703.3±1328.21a 673.33±772.462b
DESPUES 200±903,214133b 276.66±1328.21b 3067.33±772.462a
Sin embargo, en estudios realizados anteriormente en el CEEA demostraron
resistencia ante el antiparasitario Albendazol, que en esta ocasión no coincide
con nuestros resultados de trabajos anteriores.
VI.- CONCLUSION
De acuerdo a los resultados obtenidos se demostró la eficacia de Fenbendazol y
Albendazol por la reducción de HPG
VII.- LITERATURA CITADA
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vol21n2/037_ve21n2_romero_gastroenteritis_ovina.pdf