operación de un reactor biológico para tratar agua...

IIINNNFFFOOORRRMMMEEE DDDEEE PPPRRRÁÁÁCCCTTTIIICCCAAASSS

Abril-Junio 2010

Kévin PASCUAL

ProfesorTutor: Dr. Francisco Javier Peñas

Cotutora: Bárbara Safont Resardi

Universidad de Navarra

Calle Irunlarrea

31009 PAMPLONA

Operación de un reactor

biológico para tratar agua

residual fenólica

2010 UNIVERSIDAD DE NAVARRA

Kévin PASCUAL | Informe de prácticas

2

AGRADECIMIENTOS

Para empezar, me gustaría dar la gracias a la Universidad de Lille1, particularmente

al IUT A de química, por haberme permitido realizar mi periodo de prácticas en la

Universidad de Navarra, a la que me gustaría también agradecer por su acogida generosa y

por toda la atención que me han dedicada lo largo de estos tres meses.

A continuación, agradezco vivamente a mi tutor, Javier Peñas, por haberme

enseñado tantas cosas sobre mi trabajo como lo referido a mi cultura personal, por su

disponibilidad, por los consejos que me dió y sobre todo por su simpatía.

Agradezco mucho a mi cotutora, Bárbara Safont, por haberme dedicado tanto

tiempo, por su paciencia y su generosidad. Pero también la agradezco por todos sus consejos

y su valiosa ayuda sobre mi trabajo, mi informe, y la vida en Pamplona.

Quiero agradecer también a Eneko, Guillermo, Rubén del laboratorio de Química -

Física por su acogida y su ayuda cuando la necesitaba pero también al personal del LICA

como José Mi, Asun, Nerea, Maite, Raúl, por lo bien que nos lo han hecho pasar este periodo

con buen humor cada día en el momento del almorzar y por los consejos sobre las ciudades

visitadas; a Blanca, Carolina, Marisa por su simpatía.

Gracias a Raquel Hernández, por su acogida al principio de las prácticas, mientras

acababa su tesis, por su tiempo y su simpatía desbordante.

Gracias a la Raquel Maetzu por sus buenas ondas también y por el ánimo que me ha

dado cuando la veía.

Gracias a mi profesor de matemáticas, Mustafa Hached por habernos visitado y a mi

profesor de inglés, Arnaud Caillier, por habernos ayudado en nuestros trámites.

Finalmente, gracias a todas estas personas que he conocido durante esta aventura. El

buen ambiente es un factor determinante para trabajar dentro buenas condiciones, y ellos me

ofrecieron estas condiciones.

OPERACIÓN DE UN REACTOR BIOLÓGICO PARA TRATAR AGUA RESIDUAL FENÓLICA 2010


3

INDICE

INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………………………..5

NOMENCLATURA………......……………………………………………………………………….6

LA UNIVERSIDAD DE NAVARRA………………………………………………………………...9

1. Histórico. ........................................................................................................................................ 9

2. Cifras. ............................................................................................................................................. 9

3. Estudios. ......................................................................................................................................... 9

3.1. Centros. .................................................................................................................................. 9

3.2. Titulaciones. ........................................................................................................................ 10

3.2.1. Campus de Pamplona. ............................................................................................... 10

3.2.2. Campus de San Sebastián. ......................................................................................... 10

3.2.3. Campus de Madrid y Barcelona. .............................................................................. 10

BIODEGRADACIÓN DEL FENOL EN UN REACTOR BIOLÓGICO…………………………11

1. Introducción ................................................................................................................................ 11

1.1. Un compuesto aromático: fenol ........................................................................................ 11

1.1.1. Fuentes de fenol .......................................................................................................... 11

1.1.2. Tratamiento de compuestos aromáticos .................................................................. 12

1.1.3. Biodegradación aerobia de fenol .............................................................................. 14

1.2. Material y modo de operación .......................................................................................... 14

1.2.1. Características del régimen “spouted-bed” ............................................................ 14

1.2.2. Sistema experimental ................................................................................................. 15

1.2.3. Parámetros monitorizados ........................................................................................ 18

1.3. Resultados ........................................................................................................................... 22

1.3.1. Parámetros ................................................................................................................... 22

1.3.2. Nitrato .......................................................................................................................... 28

2. Transferencia de oxígeno ........................................................................................................... 30

2.1. Materiales y métodos ......................................................................................................... 30

2.1.1. Equipamiento. ............................................................................................................. 30

2.1.2. Coeficiente de transferencia de oxígeno .................................................................. 32

2.1.3. Resultados.................................................................................................................... 37



4

CONCLUSIÓN…………………………………………………………………………………….....39

BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………………………………....40

1. Libros ............................................................................................................................................ 40

2. Artículos ....................................................................................................................................... 40

3. Sitios de internet ......................................................................................................................... 41

ANEXOS…………………………………………….………………………………………………...42

1. Hoja de seguridad del fenol ...................................................................................................... 42

2. Polímero de -ciclodextrina (PCD) .......................................................................................... 44

2.1. Síntesis .................................................................................................................................. 44

2.2. Características y fórmula ................................................................................................... 44

3. Biodegradación del fenol ........................................................................................................... 45

3.1. Mecanismo ........................................................................................................................... 45

3.2. Posible metabolitos formados ........................................................................................... 45

4. Material ........................................................................................................................................ 46

5. Datos kLa. ..................................................................................................................................... 48

5.1. Adquisición sonda. ............................................................................................................. 48

5.2. Tratamiento de datos. ........................................................................................................ 48

5.2.1. Hoja 1. ........................................................................................................................... 48

5.2.2. Hoja 2. ........................................................................................................................... 49



5

INTRODUCCION

Hice mi periodo de prácticas en la Universidad de Navarra en el Departamento de

Química y Edafología, en el área de Ingeniería Química.

Este informe es la transcripción no solo del trabajo hecho estos tres meses de

prácticas, sino que está un poco más desarrollado para poder entender perfectamente el

objetivo de mi trabajo.

¿Cómo se biodegrada el fenol?

¿Cuál es el principio y el funcionamiento de un reactor spouted-bed?

¿Qué parámetros son importantes en un reactor biológico? ¿Cómo se miden?

¿Qué es el coeficiente de transferencia de aire? ¿Para qué lo medimos?

En efecto, este informe puede descomponerse en dos grandes partes. La primera

parte presenta la Universidad de Navarra y su formación académica. La segunda parte, el

tema principal, tratará del reactor biológico.

Este biorreactor se utiliza para degradar agua contaminadas con fenol (compuesto

aromático) de forma biológica. Mi cotutora, Bárbara Safont, está haciendo su tesis sobre este

reactor en el Departamento de Química y Edafología, en colaboración con el de

Departamento de Microbiología. Empezaré esta parte con una introducción, describiendo

primero el fenol: qué fuentes lo producen, su nivel de peligrosidad y cómo se degrada. A

continuación se describirá el reactor utilizado así como las medidas de algunos parámetros y

los resultados obtenidos. Seguidamente se describirá la parte sobre la obtención del

coeficiente de transferencia de materia (oxígeno). Esta parte fue la más importante del

informe y mi línea principal de trabajo. Aquí desarrollaré el material y los métodos

utilizados para determinar el coeficiente de transferencia de oxígeno buscado, y después se

hablará de los resultados obtenidos.



6

NOMENCLATURA

C

C* Concentración saturada de oxígeno disuelto cuando (mg/L)

C1 Concentración de oxígeno disuelto en t1 (mg/L)

C2

Concentración de oxígeno disuelto en t2 (mg/L)

CL0 Concentración de oxígeno disuelto dentro del liquido en el tiempo t = 0 (mg/L)

CL

Concentración de oxígeno disuelto dentro del liquido por un tiempo t (mg/L)

C0

Concentración inicial de fenol en el depósito (g.L-1)

C’

Concentración de fenol entrante en el reactor (g.L-1)

C’’

Concentración de fenol en el efluente del reactor (g.L-1)

Ce

Carga de fenol entrante por día en el reactor (g.L.d-1)

Cs

Carga de fenol saliente por día del reactor (g.L.d-1)

Concentración de la biomasa (mg.L-1)

E

E

Eficacia (%)

I

I Intensidad fluorescente

K

kLa Coeficiente de transferencia de masa volumétrico del oxígeno (s-1)

KSV Constante de Stern-Volmer



7

O

Concentración de oxígeno

OD Oxígeno Disuelto

Velocidad de transferencia de oxígeno del gas al liquido

Tasa de consumo de oxígeno por los microorganismos (mol O2.m-3.s-1)

Q

Tasa especifica de oxígeno consumido por los microorganismos

Qe

Caudal total de alimentación del reactor (mL.min-1)

Qf

Caudal de entrada de fenol en el reactor (mL.min-1)

Qn

Caudal de entrada de nutrientes en el reactor (mL.min-1)

Qs

Caudal de salida del reactor (mL.min-1)

T

Tiempo de decaimiento de la fluorescencia

t

Tiempo de permanencia (s)

t1 Tiempo al instante 1 (s)

t2 Tiempo al instante 2 (s)

V

V

Volumen del reactor (m3)

P

PCD Polímero de -ciclodrextrina



8

R

Rpm revoluciones por minuto



9

LA UNIVERSIDAD DE NAVARRA

1. Histórico.

La Universidad de Navarra fue fundada el 17 de octubre de 1952 por Josémaría

Escrivá de Balaguer en Pamplona, como EscuelaG de Navarra de Derecho. Desde la

consolidación del estatus de la Universidad en 1960, Facultades, Escuelas, Institutos y otros

centros académicos fueron creadas hasta el momento actual.

La Universidad es privada y es una obra de apostolado corporativo del Opus Dei.

Según la prensa mundial (The Economist, The Times, El Mundo, The Wall Street Journal), la

Universidad ha alcanzado un alto prestigio en numerosas formaciones desde hace varios

años, clasificándola como una de las mejores Universidades de España.

2. Cifras.

Según los datos del año escolar 2008-2009 había, en la Universidad:

900 profesores con dedicación completa y 891 profesores asociados

1.117 personas dedicadas a tareas de administración y servicios

13.197 alumnos (8.850 en estudios de grado, 1.118 en doctorado, 1.230 en

programas máster y 1.999 en programas de especialización y otros estudios)

Y en la Clínica Universidad de Navarra:

499 médicos

768 enfermeras

1.032 otros profesionales

Se registraron 164.240 consultas; 13.733 hospitalizaciones y 11.861

intervenciones quirúrgicas.

3. Estudios.

3.1. Centros.

En la Universidad de Navarra se pueden cursar 42 titulaciones de grado y más de 300

programas de postgrado en 10 facultades, dos escuelas técnicas superiores, dos escuelas

universitarias, y otros centros e instituciones. Incluye la Clínica Universitaria de Navarra.

La universidad de Navarra se reparte en tres campus:

http://es.wikipedia.org/wiki/Josemar%C3%ADa_Escriv%C3%A1_de_Balaguer

http://es.wikipedia.org/wiki/Josemar%C3%ADa_Escriv%C3%A1_de_Balaguer

http://es.wikipedia.org/wiki/1960

http://es.wikipedia.org/wiki/Opus_Dei

http://es.wikipedia.org/wiki/The_Wall_Street_Journal



10

En Pamplona se imparten las siguientes titulaciones: Derecho, Derecho

Canónico, Ciencias, Comunicación, Eclesiástica de Filosofía, Económicas y

Empresariales, Farmacia, Filosofía y Letras, Medicina, Teología, Arquitectura,

Arquitectura Técnica y Enfermería.

En el de San Sebastián se divide en el Centro Tecnológico de la Universidad

de Navarra (TECNUN) y el Instituto Superior de Secretariado y

Administración (ISSA)

En Madrid y Barcelona se acoge el Instituto de Estudios Superiores de la

Empresa (IESE)

Más recientemente, en 2004, el Centro de Investigación Médica Aplicada (CIMA) fue

inaugurado en Pamplona.

3.2. Titulaciones.

3.2.1. Campus de Pamplona.

Derecho y Derecho Canónico

Ciencias

Comunicación

Eclesiástica de Filosofía

Económicas y Empresariales

Farmacia

Filosofía y Letras

Medicina

Teología

3.2.2. Campus de San Sebastián.

Escuela Superior de Ingenieros (TECNUN)

Instituto Superior de Secretariado y Administración (ISSA)

3.2.3. Campus de Madrid y Barcelona.

IESE Business School



11

BIODEGRADACIÓN DEL FENOL EN

UN REACTOR BIOLÓGICO

1. Introducción

1.1. Un compuesto aromático: fenol

1.1.1. Fuentes de fenol

1.1.1.1. Fuentes naturales

El fenol se presenta en la naturaleza en:

La madera,

Las agujas de pino,

La orina de los herbívoros,…

El fenol también se produce a través del metabolismo de las proteínas.

1.1.1.2. Fuentes artificiales

Más del 90% de la producción mundial de fenol está obtenida con la síntesis a partir

de cumeno:

Figura 1: Formación del Cumeno

Figura 2: Formación del fenol

Compuestos no tóxicos



12

Otros métodos de obtención menos empleados son la oxidación catalítica del benceno

y la hidrólisis de clorobenceno en fase vapor conocido como proceso Dow.

1.1.2. Tratamiento de compuestos aromáticos

Los fenoles y sus derivados son altamente tóxicos para el medio ambiente:

En el agua, la mayor parte de los compuestos fenólicos afectan al sistema

nervioso y circulatorio de los peces y mariscos en concentraciones de ppb. Pero un parte de

este fenol es degradado de forma aerobia1 gracias a los microorganismos existentes en el

medio.

En el aire, el fenol puede formar mezclas explosivas. Los vapores son más

pesados que el aire y el calor los oxida y explotan. Este efecto se acelera con el efecto de la luz

o de impurezas que actúan como catalizadores.

En el suelo, hay también degradación microbiana aerobia o anaerobia2 del

fenol aunque eso depende del suelo.

1.1.2.1. Tratamientos físico-químicos

En general, los tratamientos físicos-químicos se aplican a corrientes de agua residual

con alta concentración de compuestos orgánicos aromáticos. Pero el hecho es que estos tipos

de tratamientos necesitan alto costes de inversión y operación por el elevado consumo de

energía y de materias primas. Además, algunos de ellos no destruyen el contaminante, solo

lo transfieren a otra fase y generan contaminación segundaria.

Adsorción

Oxidación química.

1.1.2.2. Tratamientos biológicos

La degradación biológica o biorremediación es una tecnología que utiliza el potencial

metabólico de los microorganismos para transformar contaminantes orgánicos en

compuestos más simples, poco o nada contaminantes. Este método tiene aplicabilidad sobre

medios contaminados como suelos o sedimentos, emisiones industriales, aguas superficiales

o subterráneas, o aguas residuales como lo hace el biorreactor.

El principio fundamental de la degradación biológica se basa en que las células van a

producir una serie de reacciones de óxidación-reducción a partir de compuestos orgánicos.

Como hemos visto antes, la degradación puede hacerse de dos maneras distintas:

1 Forma en la cual los organismos necesitan oxígeno diatómico para vivir o poder desarrollarse. 2 Degradación en la que los organismos utilizan moléculas inorgánicas distintas del oxígeno (sulfato, carbonato, etc.) para vivir o poder desarrollarse.



13

Las ventajas de la biorremediación frente a los tratamientos físicos-químicos de

efluentes contaminados son varias:

Transferencia de poca contaminación de un medio a otro

Método económico de tratamiento

Aceptación por parte de la opinión publica

Para tratar aguas industriales, se pueden encontrar dos tipos de cultivo diferentes: los

cultivos en suspensión y los cultivos adheridos o soportados.

Cultivos en suspensión

Los cultivos en suspensión son sistemas que emplean microorganismos que crecen de

forma libre en el medio pudiéndose agrupar y formar flóculos entre ellos. Estos cultivos son

más sencillos que los sistemas soportados y más comúnmente utilizados para el tratamiento

de aguas residuales.

Lagunas de aeración

Lodos activos

Cultivos soportados

En los cultivos soportados se utilizan materiales sólidos como soportes para que los

microorganismos crezcan en superficies formando la película biológica. El agua residual a

tratar se hace pasar a través de este material colonizado por los microorganismos. Además,

las biopelículas aportan un aumento en la superficie específica del sistema, que se traduce en

una mayor eficacia de la biodegradación

En condiciones aerobias, la capa exterior de la biomasa realiza la degradación aerobia

de la materia orgánica. Los sustratos poco solubles como el oxígeno, pueden no difundir

hasta las zonas más internas de la biopelículas, con la consiguiente formación de zonas

anaerobias En esta interfase, dependiendo del espesor de la biopelícula, la fracción de

biomasa en contacto con el soporte suele producir degradación anaerobia.

Filtros percoladores

Discos biológicos

Reactores de lecho fluidizado

•Sustrato + O2 biomasa +CO2 +H2O

•Sustrato + (NO3-, SO42-,Fe3+, Mn4+, CO2)

Biomasa + CO2 + (N2, Mn2+, S2+, Fe2+, CH4)



14

El tratamiento de las aguas residuales de lecho fluidizado corresponde a una

fluidización de tipo particulado. Es una tecnología joven en el campo de tratamiento de

aguas. El reactor utilizado en este trabajo es un variante del lecho fluidizado, “spouted-bed”,

y ha sido utilizado el polímero de -ciclodrextrina3 como soporte biológico.

1.1.3. Biodegradación aerobia de fenol

Para llevar a cabo la degradación del fenol (y de los compuestos aromáticos en

general), primero se requiere reducirlos a compuestos más simples que puedan ser

catabolizados por rutas centrales del metabolismo celular. Pueden distinguirse tres etapas

principales en las rutas de biodegradación de los compuestos aromáticos:

1. Activación del anillo aromático

2. Rotura del anillo aromático

3. Conversión del producto de rotura en compuestos de estructura carbonada

lineal, que pueden entrar en el metabolismo central de la célula.

En condiciones aerobias, las reacciones de activación y de rotura del anillo aromático,

así como la reacción de degradación del primer alcano formado después de la rotura, son

llevadas a cabo por enzimas mono y dioxigenasas. Estos enzimas activan el oxígeno

molecular y lo reducen, incorporando dentro de la molécula de sustrato aromático uno o dos

átomos de oxígeno, respectivamente.

Podemos ver en el Anexo 2, los posibles metabolitos formados a partir de la

biodegradación del fenol.

Además, para obtener un buen rendimiento en el sistema y mantener una estabilidad

en los procesos de biodegradación, varios estudios muestran la importancia que tiene un

adecuado aporte de nutrientes inorgánicos. De entre los nutrientes inorgánicos, sulfatos,

fosfatos y nitrógeno parecen ser los más importantes con una atención particular al

nitrógeno. Por eso, hay que controlar de forma recurrente el sistema, midiendo algunos

parámetros como veremos a continuación.

1.2. Material y modo de operación

1.2.1. Características del régimen “spouted-bed”

En un reactor spouted-bed, el gas (aire) se introduce en el lecho por un orificio de

diámetro inferior al diámetro de la base del cono de entrada y abre una cavidad cilíndrica

(spout), que penetra hacia la superficie del lecho. Además parte del gas asciende por la zona

anular que rodea el spout, y por la que desciende el sólido.

3 Cf. Anexo 1



15

Figura 3: Reactor spouted-bed

El sistema utilizado en este estudio es un sistema tres fases, sólido-liquido-gas, donde

el líquido que es la fase continua es conducida principalmente con el concurrente flujo

ascendente del gas y líquido. En el reactor se incorpora un tubo concéntrico dispuesto en el

centro de la región del lecho, y un inyector de gas y líquido localizado debajo del tubo

central. El aire asciende por el interior del tubo central creando una diferencia de densidades

entre éste y la región anular del reactor. Como consecuencia se establece una recirculación

del fluido dentro el reactor.

1.2.2. Sistema experimental

El reactor utilizado ha sido un reactor hecho a medida, modificado de manera que el

aire llegue por el tubo central (grandes burbujas) para la circulación en el spout y de forma

lateral (pequeñas burbujas) para mejorar la transferencia de oxígeno. La oxigenación se

consigue mediante la implantación de seis agujas de diámetro pequeño dispuestas alrededor

de la parte inferior del reactor.



16

1.2.2.1. Esquema del sistema experimental.

En la Figura 4 se puede ver de manera clara como funciona este proceso. La solución

de fenol y de nutrientes están dentro depósitos de polietileno4 (Cole Parmer, USA) de 10 y 20

litros respectivamente. Después, cada solución llega a una bomba peristáltica Masterflex®

L/S® (Cole Parmer, USA) que ajusta el caudal de entrada de ambas soluciones. Un

compresor (Jun Air, Dinamarca) provee de aire al sistema después de pasar por un filtro de

aire (Festo, Alemania) y por un controlador de flujo másico GFC de 0-5000mL.min-1

(Aalborg, USA). que controla el caudal de aire de entrada al biorreactor. El aire se divide en

dos vías de entrada. La vía central entra junto con las soluciones de nutrientes y de fenol por

el orificio inferior del biorreactor y la vía lateral por el dispositivo de agujas explicado en el

apartado anterior. Por último el exceso de biomasa en suspensión se recoge en un

decantador.

Figura 4: Sistema experimental

4 Todo el material está descrito en el Anexo 4



17

El reactor y el decantador están descritos en las siguientes partes:

1.2.2.2. Reactor

Aquí están desarrolladas las medidas del biorreactor, con una vista de la parte

superior y de la inferior:

Figura 5: Fotografía y esquema del reactor Detalle de la parte superior

Detalle de la parte inferior



18

1.2.2.3. Decantador

El decantador también se realizó de manera única, según las siguientes medidas:

Figura 6: Esquema y fotografía del decantador

1.2.3. Parámetros monitorizados

Para seguir el funcionamiento del reactor, optimizar la biodegradación del

contaminante, en nuestro caso el fenol, y controlar los vertidos, hay que tener en cuenta

algunos parámetros importantes que afectan al proceso biodegradativo:

pH

conductividad

oxígeno disuelto

temperatura

concentración de amonio

densidad óptica

sólidos volátiles totales

potencial redox

concentración de nitrato

biomasa en el decantador

concentración de fenol



19

Las variables operativas de este trabajo son:

La carga orgánica de entrada

La carga de salida

La eficacia

El tiempo de residencia hidráulico

Una parte de mi trabajo consistía en las medidas de algunos de estos parámetros. Los

que voy a describir a continuación han sido los que he medido.

Para los análisis se toman, con una jeringa de 20mL, unos 40mL de muestra de la

zona del efluente en un vaso de 50mL, con guantes de protección.

Las medidas se tomaron a diario.

1.2.3.1. Oxígeno disuelto

Las medidas se tomaron con un oxímetro HI 91410 (Hanna, Italia), que mide el

oxígeno disuelto en el medio (ppm o mg/L), que fue calibrado y sometido a mantenimiento

según las instrucciones del fabricante.

Hay que realizar tres medidas o más con un tiempo de 1 minuto entre cada medida

para después hacer un promedio de estos valores.

Se tomaron medidas periódicamente del oxígeno disuelto en el sistema, de forma que

pudiéramos ajustar el caudal de aire de entrada dependiendo del valor de oxígeno disuelto

obtenido. Un valor por debajo de 2 ppm indica que el sistema requiere mayor cantidad de

aire. Un valor por encima de 5 ppm, indica que el sistema tiende a la saturación y, por tanto,

hay poca actividad degradativa.

1.2.3.2. Temperatura

Las medidas se realizaron con un termómetro HI 98804 (Hanna, Italia), que mide la

temperatura en grados centígrados (°C). El reactor dispone de un calentador Protemp S26

(JBL, Alemania) para calefactar el medio y obtener así una temperatura constante y óptima

para la biodegradación, que es de 28-30°C.

1.2.3.3. Conductividad

Las medidas se realizaron con un conductímetro 524 (Crison, España), que mide la

conductividad en mS.cm-1. Antes de realizar las lecturas, se consideró un tiempo de

aclimatación de la sonda de 3 minutos.

La conductividad eléctrica da una idea de la salinidad del medio, y por tanto, de la

proporción de nutrientes minerales presente. Se ha observado que una conductividad

alrededor de 2,5-3,5 mS.cm-1 es adecuada para el sistema.



20

1.2.3.4. Amonio, Nitrato, Potencial redox

Amonio y nitrato

Las medidas de la diferencia de potencial (ddp) generada por la presencia de nitrato

(NO3-) y amonio (NH4+) se tomaron con sondas específicas: Crison 9662 (España) para el

nitrato y Crison 9663 (España) para el amonio. Se mide la ddp con un electrodo de referencia

Crison. Las medidas están en milivoltios (mV). Gracias a la curva de calibrado que relaciona

la diferencia de potencial y la concentración, podemos determinar la cantidad de amonio y

nitrato que hay en nuestro medio.

N.B.: Los valores de concentración de amonio y nitrato también pueden ser

analizados con tiras de Merckoquant®. Es un método colorimétrico semicuantativo para

medir concentraciones entre 10 y 500 mg/L de nitrato o amonio.

Debido a estos estudios comparativos entre la sonda de nitrato y las tiras

colorimétricas de nitrato, se constató que los valores no eran los mismos, por lo que se

propuso utilizar un método alternativo (Método del salicilato sódico5 de J. Rodier) para

cuantificar el nitrato en el medio.

Potencial redox

Las medidas de potencial red/ox se tomaron con un electrodo Crison 5044 (España),

en milivoltios (mV). El potencial red/ox es una medida de la actividad de los electrones. Está

relacionado con el pH y con el contenido de oxígeno. Es análogo al pH ya que el pH mide la

actividad de protones y el potencial red/ox mide la de los electrones. Medidas positivas

corresponden a un medio oxidado, entonces oxigenado, en el que crecen las partículas

aerobias de nuestro sistema.

1.2.3.5. pH

Las medidas de pH se realizaron con un pH-metro HI 98615 (Hanna, Italia), que se

calibra de forma periódica con la soluciones tampón (pH 7 y 4), la temperatura viene

ajustada en el sistema. La solución nutritiva suele hacer tampón en el medio, porque en

general los compuestos generados por la biodegradación son ácidos. Si el pH está bastante

ácido (pH<5), se tiene que basificar un poco más la solución nutritiva añadiendo unos

mililitros de sosa concentrada, teniendo cuidado en no convertir el NH4+ en NH3 según la

reacción siguiente:

1.2.3.6. Concentración de fenol.

La medida de la concentración de fenol en el reactor se realizó en dos pasos:

Centrifugación y filtración

Análisis de espectrofotometría UV-visible

5 Cf. Bibliografía



21

Centrifugación y filtración

Dada la turbidez de las muestras, éstas se centrifugaron previamente a 5000 rpm

durante 15-20 minutos en centrífuga Labofuge 200 (Hearaeus, Alemania), y a continuación

fueron filtradas a través filtros de jeringa de nylon de diámetro 25mm y diámetro de poro de

0,45µm (Albert, España).

Análisis de espectrofotometría UV-visible

El análisis de la concentración de fenol en el efluente del reactor spouted-bed se llevó a

cabo mediante espectrofotometría UV-visible por medida de absorbancia a 270 nm. Se

empleó un espectrofotómetro HP 8452 (Hewlett Packard, EEUU), que puede medir un

intervalo de longitudes de onda de entre 190 y 820 nm. El espectrofotómetro se encuentra

controlado por un ordenador para el registro y análisis de datos. Las cubetas empleadas para

las medidas son de cuarzo (Hellma, Alemania) y con un paso óptico de 10 mm.

La concentración de fenol se obtuvo a partir de la recta de calibrado correspondiente

que relaciona la concentración de fenol con la absorbancia del fenol a 270 nm.

1.2.3.7. Carga orgánica de entrada

La carga de entrada se define como la

cantidad de gramos de fenol que entran en el

sistema en una unidad de volumen en un día.

Para ello se tiene en cuenta el caudal de

alimentación (Qe), tanto de nutrientes (Qn) como

de fenol (Qf), la concentración de fenol de

alimentación (C’), el tiempo de permanencia (t) y

el volumen del reactor (V).

Siendo

C0: concentración inicial de fenol en el deposito

1.2.3.8. Carga de salida

La carga de salida (Cs) se define como la cantidad de gramos de fenol que hay en el

efluente en una unidad de volumen durante un día. Teniendo en cuenta la ley de

conservación de la materia, el caudal de alimentación es igual al caudal de salida. La

concentración de fenol (C’’) es la registrada en el análisis de muestras del efluente por

espectrofotometría UV-visible. La carga de salida queda definida como:

Figura 7: Esquema explicativo



22

1.2.3.9. Eficacia

La eficacia de depuración o de biodegradación (E) se define como el porcentaje de la

carga de entrada eliminada en el reactor:

1.3. Resultados

1.3.1. Parámetros

Figura 8: Representación de la carga de entrada de fenol y de la eficacia del biorreactor durante mis prácticas

Mi periodo de prácticas se hizo durante las fases representadas en la Figura 8,

sabiendo que cada cambio de fase corresponde a un cambio de carga de entrada de fenol

cuando el sistema alcanza el estado estacionario (sistema más o menos estable). Se aumentó

la carga de entrada de fenol de 2,644 kg.m-3.d-1 hasta 3,881 kg.m-3.d-1 y la eficacia fue

relativamente alta por encima de 97,50% y la mayor parte del tiempo más de 99%. Así que, el

biorreactor funcionó muy bien en cuanto a su capacidad biodegradativa de fenol.

Efi

caci

a (

%)

Carg

a d

e e

ntr

ad

a (

kg

.m-3

.d-1

)

FASE 16 FASE 17 FASE 18 FASE 19



23

Los parámetros que voy a presentar a continuación corresponden primero a la Fase

16, fase inestable, y a la Fase 19, fase estable. Se escogen estas dos fases para representar el

comportamiento de los parámetros ante una variación en la eficacia de biodegradación.

1.3.1.1. Fase 16

Fecha Temperatura

(°C)

Conductividad

(mS.cm-1)

Oxígeno

disuelto

(mg.L-1)

Amonio

(mg.L-1)

Potencial

redox (mV) pH

08/04/2010 30,1 1,985 0 9,1 273 5,07

09/04/2010 29,9 2,44 0,03 43 254 5,82

12/04/2010 28,8 2,76 0,73 37 274 6,36

13/04/2010 29,4 4,15 0 108 289 6,75

14/04/2010 29,8 2,33 0 37 223 5,74

15/04/2010 30,6 2,31 0,04 33,4 311 5,99

16/04/2010 30,2 2,02 0,79 20,6 272 5,98

20/04/2010 29,6 2,35 1 33,4 288 6,37

21/04/2010 28,8 2,53 0,60 48,7 266 6,11

Tabla 1: Parámetros de la fase 16



24

A continuación se compararán los datos representados en la Gráfica 2 referidos al

potencial Red/Ox, al pH y a la concentración de amonio con la eficacia del sistema.

Figura 9: Eficacia y potencial redox en la Fase 16

En la Figura 9 se observa que cuando la eficacia aumenta, aumenta también el

potencial redox y viceversa. Esto puede significar que cuando el ambiente es reductor, el

sistema lo acusa bajando con ello la eficacia. En cambio, la Figura 10 referida al pH, tiene una

lectura diferente. Cuando el pH disminuye, aumenta la eficacia. Esto se traduce, que al haber

un aumento de la biodegradación, los metabolitos resultantes al ser casi todos ellos de origen

ácido, disminuyen el pH.

Figura 10: Eficacia y pH en la Fase 16

Po

ten

cia

l R

ed

/Ox

(ñ

V)

Efi

caci

a (

%)

pH

Efi

caci

a (

%)



25

Figura 11: Eficacia y concentración de amonio en la Fase 16

Por último, la Figura 11 muestra el comportamiento del amonio frente la eficacia.

Cuando la eficacia de degradación disminuye, aumenta la concentración de amonio. Esto es

debido a que el cultivo bacteriano no utiliza tanta fuente de nitrógeno-amonio al no

metabolizar tanta carga de fenol. En la misma gráfica, se aprecia un valor muy alto en la

concentración de amonio (108 mg/L) que no concuerda con la tendencia de la concentración

de amonio con respecto la eficacia comentada recientemente. Concretamente, según la

tendencia explicada, este punto del día 13-4-10 tendría que ser un poco menor que sus

puntos contiguos del 12-4-10 y del 14-4-10 (37 mg/L). Este hecho se puede explicar ya que

ese día hubo un cambio en el tubo del depósito de nutrientes. No se puso el tubo adecuado

que ajusta a la bomba peristáltica, por lo que no se pudo ajustar bien el caudal de entrada de

nutrientes y con ello el de amonio. Una vez constatado el error, se subsanó, y como se puede

ver en la gráfica el amonio volvió a su comportamiento anterior.

Este hecho también afectó al comportamiento del pH y del potencial redox. En el

mismo día se puede apreciar en la Gráfica 4, que el pH según el comportamiento esperado

referido a la eficacia de biodegradación tendría que ser más bajo. El hecho de haber mayor

entrada de volumen de nutrientes, propició a crear un efecto mayor de tampón en el pH,

enmascarando así la tendencia explicada en la Figura 11. Por último, también se puede

comentar que el potencial redox también se vio afectado, disminuyendo tremendamente su

potencial el día siguiente a este hecho como se puede apreciar en la Figura 9.

[NH

4+]

(mg

.L-1

)

Efi

caci

a (

%)



26

1.3.1.2. Fase 19

Fecha Temperatura

(°C)

Conductividad

(mS.cm-1)

Oxígeno

disuelto

(mg.L-1)

Amonio

(mg.L-1)

Potencial

redox (mV) pH

18/05/2010 29,3 2,91 0,04 35,6 271,3 6,59

19/05/2010 30,3 2,60 0,09 25,4 261 6,55

20/05/2010 29,7 2,49 0,21 55,2 293 5,86

21/05/2010 28,6 2,67 0,14 66,7 273 5,66

24/05/2010 29,7 2,83 0 62,6 286 4,83

26/05/2010 29,6 2,77 0,11 85,7 284 4,37

27/05/2010 29,1 3,06 0 91,2 293 4,61

28/05/2010 30,5 3,09 0,08 85,7 305 5,03

31/05/2010 30,4 2,67 0,04 62,6 287 4,61

Figura 12: Parámetros de la Fase 19



27

Figura 13: Eficacia y potencial redox en la Fase 19

Figura 14: Eficacia y pH en la Fase 19

Figura 15: Eficacia y concentración de amonio en la Fase 19

Po

ten

cia

l R

ed

/Ox

(ñ

V)

Efi

caci

a (

%)

pH

Efi

caci

a (

%)

[NH

4+]

(mg

.L-1

)

Efi

caci

a (

%)



28

En la Fase 19 observamos la misma tendencia de los parámetros redox, pH y

concentración de amonio con respecto a la eficacia que vimos en la Fase 16. Al ser esta Fase

19 más estable, las tendencias explicadas en la fase 16 se pueden apreciar mejor. Las Figura

13, 14, 15, muestran un potencial redox óptimo alrededor de 290-300 mV, un pH óptimo de

alrededor de 5 y una concentración de amonio óptima no superior a 60 mg.L-1.

1.3.2. Nitrato

Con el método del salicilato sódico, se realizaron medidas de nitrato con muestras

congeladas del inicio de las fases, para compararlos con los datos de la sonda y de la eficacia

en estos momentos:

Figura 16: Concentraciones de nitrato según la sonda y el método colorimétrico

Figura 17: Eficacia durante el mismo periodo que en la Figura 16

Co

nce

ntr

aci

ón

de

nit

rato

(m

g.L

-1)

Co

nce

ntr

aci

ón

de

nit

rato

(m

g.L

-1)

Método ionométrico Método colorimétrico

Efi

caci

a (

%)



29

Poniendo en relación las dos gráficas (Figura 16 y Figura 17), se puede ver que la tendencia de la concentración de nitrato dada por la sonda es la misma que la eficacia pero en sentido contrario, cuando aumenta la concentración de nitrato del método ionométrico, disminuye la eficacia. La concentración dada por la sonda es mucho más elevada que con el método colorimétrico, porque al parecer, esta sonda toma en cuenta también otros compuestos nitrogenados que pueden estar presentes en el medio (actualmente en estudio). Por ello, aunque a veces la sonda pueda dar niveles altos de nitrato, el método colorimétrico no los detecta (valores del 6-6-2009 al 26-6-209). Pero aunque haya esta diferencia, las variaciones son muy parecidas. Se puede observar que cuando la tendencia es la misma con los dos métodos, cuando hay un cierto equilibrio, la eficacia es óptima mientras que cuando hay un cambio entre ambos dos métodos, la eficacia se ve afectada y disminuye.



30

2. Transferencia de oxígeno

En procesos aerobios, el oxígeno es indispensable para el crecimiento, el

mantenimiento y la producción de microorganismos. Entonces es necesario aportar al

sistema la cantidad suficiente de aire en cada momento y por eso hay que saber la velocidad

a la que el oxígeno se disuelve en el medio y la velocidad a la que se consume. La

transferencia de oxígeno es a menudo el paso limitante de la velocidad dentro los procesos

aerobios debido a la baja solubilidad del oxígeno en el medio. Por eso la determinación del

coeficiente de transferencia de aire (kLa) es indispensable y crucial para el diseño, la

operación y un buen funcionamiento en un biorreactor aerobio.

2.1. Materiales y métodos

2.1.1. Equipamiento.

2.1.1.1. Reactor

Se ha empleado un reactor gemelo con el utilizado paralelamente en el estudio de

biodegradación de fenol (párrafo 1.2.2.2.). El reactor se llenó con agua desionizada, tomando

como volumen de trabajo hasta donde llegaba el sensor de la sonda (Figura 8).

Figura 18: Esquema del reactor



31

2.1.1.2. Sonda

El medidor utilizado para medir el oxígeno disuelto en el medio acuoso ha sido la

sonda óptica getOtwo SW C1001 LNR (Alemania). Esta sonda tiene una cápsula llena de tinte

sensible específico con moléculas que emiten una señal fluorescente:

Figura 19: Esquema explicativo de la cápsula

Cuando estas moléculas entran en contacto con el oxígeno, la señal fluorescente

disminuye y gracias a la relación de Stern-Volmer, se puede encontrar la concentración de

oxígeno:

I: intensidad fluorescente

: tiempo de decaimiento de la

fluorescencia

KSV: constante de Stern-Volmer

: concentración de oxígeno

Figura 20: Señal dada por la sonda con la evolución de la concentración de oxígeno



32

2.1.1.3. Controladores

Controladores de flujo másico GFC (Aalborg, USA), han sido utilizados para realizar

la aireación del sistema reactor-agua. Las medidas se realizaron según las condiciones

siguientes, dependiendo del caudal requerido, como lo veremos a continuación:

controlador GFC de 0-2000mL.min-1 caudal lateral

2 controladores GFC de 0-1000mL.min-1 en paralelo caudal central

2.1.2. Coeficiente de transferencia de oxígeno

Para determinar el kLa, que corresponde a la cantidad de oxígeno transferido por

unidad de aire introducido tomando en cuenta el volumen del reactor, existen varios

métodos (Métodos de medida del kLa sin consumo biológico de oxígeno)

Métodos químicos: método de oxidación del sulfito sódico, absorción del CO2

Métodos físicos, como el método dinámico

Cuando se selecciona un método, se tienen que tener en cuenta factores como:

Los sistemas de aeración y homogeneización utilizados,

El tipo de reactor y su diseño mecánico,

La composición del medio de fermentación,

El efecto posible de la presencia de microorganismos.

El balance de masa para el oxígeno disuelto en la fase líquida, bien mezclada, se

puede establecer como:

: velocidad de acumulación de oxígeno en la fase líquida

OTR: velocidad de transferencia de oxígeno del gas al líquido

OUR: tasa de consumo de oxígeno por los microorganismos (mol O2.m-3.s-1)

: tasa especifica de oxígeno consumido por los microorganismos

: concentración de la biomasa

En nuestro caso, se utilizo el método dinámico.

2.1.2.1. Método dinámico

Este método está basado en la medida de la concentración de oxígeno disuelto dentro

de un medio con absorción o desorción de oxígeno. Después de un cambio en la

concentración del gas de entrada (oxígeno o nitrógeno), se analiza el cambio de la dinámica



33

en la concentración de oxígeno. La ecuación (2.1.) puede ser utilizada, siendo OUR=0, con los

resultados de la integración (entre dos tiempos diferentes):

C*: concentración saturada de oxígeno disuelto cuando (mg/L)

t1, t2: tiempo (s)

C1, C2: concentración de oxígeno disuelto en t1 y t2 respectivamente (mg/L)

kLa: coeficiente de transferencia de masa volumétrico del oxígeno (s-1)

Desorción

La técnica de desorción consiste en suministrar aire hasta que se alcanza la

concentración saturada de oxígeno en el medio. Tras la saturación de oxígeno, se introduce

nitrógeno por la parte de la base del reactor y la concentración de oxígeno disuelto

disminuye con el tiempo. Con esas condiciones: C1=0 a t1=0, la ecuación (2.2.) se expresa

como:

t: tiempo (s)

CL: concentración de oxígeno disuelto dentro el liquido en un tiempo t (mg/L)

CL0: concentración de oxígeno disuelto dentro del liquido en el tiempo t = 0 (mg/L)

Absorción

La técnica de absorción consiste en producir la eliminación del oxígeno en la fase

liquida, burbujeando nitrógeno hasta que la concentración en oxígeno alcance el cero. Una

vez se alcanza una concentración de oxígeno de 0 ppm, se pone en contacto de nuevo la fase

acuosa con el aire, midiendo la variación de la concentración de oxígeno disuelto en función

del tiempo. Con estas condiciones: C1=0 a t1=0, la ecuación (2.2.) puede ser expresada como:



34

2.1.2.2. Técnica de absorción

Medidas

Se han realizado diferentes medidas con la sonda getOtwo (sonda óptica) para los

caudales y las proporciones caudal central/caudal total resumidos en la siguiente tabla:

Qspout/Qtotal

(%) 100 75 50 25 0

Qtotal

(mL/min) Qspout Qanular Qspout Qanular Qspout Qanular Qspout Qanular Qspout Qanular

250 250 0 187,5 62,5 125 125 62,5 187,5 0 250

500 500 0 375 125 250 250 125 375 0 500

750 750 0 562,5 187,5 375 375 187,5 562,5 0 750

1000 1000 0 750 250 500 500 250 750 0 1000

1250 1250 0 937,5 312,5 625 625 312,5 937,5 0 1250

1500 1500 0 1125 375 750 750 375 1125 0 1500

1750 1750 0 1312,5 437,5 875 875 437,5 1312,5 0 1750

2000 2000 0 1500 500 1000 1000 500 1500 0 2000

2500 1875 625 1250 1250 625 1875

3000 1500 1500

Tabla 2: Medidas realizadas con las condiciones del § 2.1.1.3.

Para las medidas de oxígeno disuelto se ha tenido en cuanta el parámetro presión

atmosférica de forma diaria. La presión ha sido medida en un barómetro en milímetros de

mercurio (mmHg) Esta medida ha sido transformando en milibares sabiendo que un 1 bar =

750,06 mmHg, ya que la presión atmosférica en el programa de la sonda viene expresada en

esta unidad de medida.

Esquema:

La sonda está sumergida

en el reactor como vemos en este

esquema adjunto. A su vez la

sonda está conectada al software

donde se descargan las medidas

tomadas de forma directa:

Figura 21: Esquema explicativo



35

Adquisición de datos:

En la Figura 11 se muestra una captura de la pantalla del programa de la sonda:

Figura 22: Captura de una pantalla del programa

Temperatura medida (°C)

Oxígeno disuelto (mg/L)

Barra de información sobre el estado del

programa

Barra de información sobre donde están

guardados los datos

Botón de marcha y parada para

registrar las medidas

Curva del oxígeno disuelto en función

del tiempo

Curva de la temperatura en función del

tiempo

El intervalo de tiempo, en segundo,

entre dos medidas

Los datos registrados se guardan con un formato texto (.csv), como se puede ver en Anexo

5 y se tratan con Microsoft Office Excel©:

1. Se toman los datos de la absorción: concentración mínima de oxígeno disuelto hasta

la concentración la máxima.



36

2. Para la interpretación de las medidas, se escogen entre el 20% y el 80% de estos datos

para trazar la curva

, según la ecuación (2.3.)

N.B.: Este porcentaje está tomado en cuenta para poder aproximar la respuesta dinámica del

electrodo como ecuación de primer orden.

3. El valor del kLa se obtiene directamente con la pendiente en s-1, cambiando el signo,

según la ecuación (2.3.).

N.B.: Cada medida se hace por triplicado (para un caudal y relación Qspout/Qtotal) para

obtener el correspondiente valor de kLa.

Ejemplo de grafico obtenido:

Condiciones : Qt = 500 mL.min-1

Qspout/Qtotal = 50%

Figura 23: Ejemplo de una curva de absorción

Resultado:

Pendiente = -0,0082 kLa = 0,0082 s-1

4. Los resultados finales se representaron en la gráfica kLa = f(VVM), con el kLa en h-1 y

el VVM en min-1. Siendo:

VVM: caudal de aire total entre el volumen de trabajo del reactor

Vreactor = 1250mL

y = -0,0082x - 0,0034R² = 0,9998

-1,8

-1,6

-1,4

-1,2

-1

-0,8

-0,6

-0,4

-0,2

0

0,2

0 50 100 150 200 250

Ln

(1-(

CL/C

*))

t(s)

Absorción O2



37

En esta tabla se puede ver la correspondencia entre ambos parametros:

Qtotal (mL/min) 250 500 750 1000 1250 1500 1750 2000 2500 3000

VVM (min-1) 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6 2 2,4

Tabla 3: Resumen de los caudales con los VVM

2.1.3. Resultados

2.1.3.1. Comentarios

Figura 24: Resultados obtenidos

Los resultados obtenidos han salidos como se habían previsto. En la Figura 24 se

observa que a mayor caudal de aire, aumenta la transferencia de oxígeno porque cuanto

mayor es la cantidad de oxígeno que se aporta al sistema, mayor es la transferencia de

materia. En segundo lugar, cuando se utiliza la aeración lateral, se aprecia una mejora en la

transferencia de oxígeno. Esto se debe al tamaño de las burbujas ya que cuando el aire entra

por el dispositivo lateral, el diámetro de salida es más pequeño que cuando el aire entra por

el tubo central. Con el dispositivo lateral la superficie de contacto de las burbujas con el

líquido es mayor y permite un mejor intercambio de oxígeno con el medio acuoso.

Las curvas obtenidas tienen una tendencia bastante lineal con una predisposición a

saturarse con altos caudales. Esto es debido a que, aunque se introduzca más oxígeno, el

volumen de líquido se satura y no puede oxigenarse más.

0

20

40

60

80

100

120

140

0 0,5 1 1,5 2 2,5

Kla

(h

-1)

VVM (min-1)

KLa = f(VVM)

Qspout/Qt (%) = 100%

Qspout/Qt (%) = 75%

Qspout/Qt (%) = 50%

Qspout/Qt (%) = 25%

Qspout/Qt (%) = 0%



38

Así, como en nuestro biorreactor no podemos solo oxigenar con la aireación lateral

porque es un reactor spouted-bed y necesita una buena fluidización, se tiene que encontrar el

caudal y la proporción Qspout/Qtotal ideal para una oxigenación eficaz para las bacterias.

Según los caudales utilizados en el biorreactor se puede ver que la proporción ideal para una

buena fluidización en spouted-bed es de Qspout/Qtotal = 25%. El caudal total se elige mediante

el nivel de crecimiento de las bacterias (los datos no se recogen en este trabajo) y las medidas

de oxígeno disuelto (cf. §1.2.3.1.)

2.1.3.2. Problemas encontrados

Antes de usar la sonda óptica getOtwo para hacer las medidas, se utilizó una sonda

eléctrica Orion 081010 (Orion, Canada). Pero con esta sonda era difícil tratar de manera

adecuada los datos porque había mucho ruido en la curva OD = f(t), como se puede ver en

este ejemplo:

Figura 25: Ejemplo con la sonda eléctrica

Aunque la tendencia sea la misma, hay mucho ruido. Este ruido se debo a una

acumulación de las burbujas de aire en la membrana de la sonda.

Un ajuste con un método matemático hubiera hecho posible el tratamiento de las

medidas tomadas con esta sonda, pero los resultados hubieran sido más imprecisos que con

los de la sonda óptica.

0

2

4

6

8

10

12

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450

DO

pp

m

t(s)

750 mL/min - 0%



39

CONCLUSION

elativo a la parte experimental, ¡el trabajo hecho ha sido extremadamente

interesante! Interesante en el sentido que me hubiera gustado trabajar sobre un

asunto en relación con el tratamiento de residuos y al final estuve trabajando con este tema.

En efecto desde el primer día, empecé a conocer el biorreactor, familiarizarme con él y vi

cómo se hacían las medidas de los parámetros y porqué se hacían. Llegar a controlar el

reactor no es una cosa tan sencilla, muchos parámetros tienen que ser tomados en cuenta y

además es un sistema que contiene bacterias, y ¡hay que cuidarlas!

Me esmeré en hacer mi trabajo, de modo que puse a punto, la segunda semana, el

método colorimétrico para medir el nitrato en las muestras. Vimos directamente que algo

interfería con las medidas de la sonda porque las medidas estaban diferentes, pero gracias a

este método hemos podido relacionar la concentración de nitrato y amonio y ver claramente

la tendencia.

La parte sobre la transferencia de oxígeno ha sido las más importante porque era

necesario realizar ensayos para optimizar le transferencia de oxígeno en el sistema spouted-

bed. Llegué a obtener resultados interesantes con el agua solo pero no me ha dado tiempo a

realizar más ensayos con partículas simulando el polímero dentro del biorreactor y tampoco

con un medio viscoso. Los resultados así obtenidos hubieran sido más cercanos a la realidad.

El tratamiento de manera biológica de los residuos debidos a la industria química es

el objetivo de mañana. Este trabajo ha sido solo la parte emergida del iceberg pero con el

mismo objetivo, es decir, optimizar este reactor encontrando las mejores condiciones

posibles, intentando minimizar la energía gastada.

elativo a la parte personal, ¡también ha sido una experiencia incomparable! He

conocido a personas que me ayudaron durante todo el periodo y con las que he

aprendido muchas cosas. Aprendí a ser más autónomo y tomar más iniciativas para intentar

ayudar el más posible a mi cotutora, que tenía ya muchas cosas que. El hecho de estar estos

meses en un ambiente hispánico hace mejorar mucho el idioma y sobre todo el vocabulario

cotidiano y del laboratorio. Al principio da un poco de vergüenza hablar con la gente así de

repente, pero las personas que frecuenté te hace sentir bien y a gusto en la universidad. Nos

han integrado rápidamente.

R

R



40

BIBLIOGRAFÍA

1. Libros

Metcalf & Eddy, Inc.,

Wastewater Engineering Treatment and Reuse

Fourth Edition, Mc Graw Hill, 2003.

Peñas F. J., Isasi J. R.,

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Análisis de las aguas.

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bed de tubo central soportado sobre polímeros de -ciclodrextrina.

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2. Artículos

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http://biomedbiotec.homelinux.org/congreso2010/Extensos/Tec_ambiental/AMB433SAA20100107.pdf



42

ANEXOS

1. Hoja de seguridad del fenol



43



44

2. Polímero de -ciclodextrina (PCD)

2.1. Síntesis

2.2. Características y fórmula

β-ciclodextrina, oligosacárido cíclico de 7

unidades de glucopiranosa

Comportamiento anfifílico

Polimerización por entrecruzamiento

Partículas insolubles de hidrogel de forma

esférica ( ø: 0.97)

Baja densidad (ρ: 1.40-1.41 g/ml)

poly(-cyclodextrin)

+

-cyclodextrin

O Cl

epichlorohydrin

NaOH

(aq)

poly(-cyclodextrin)

+

-cyclodextrin

O Cl

epichlorohydrin

NaOH

(aq)

poly(-cyclodextrin)poly(-cyclodextrin)

+

-cyclodextrin-cyclodextrin

O Cl

epichlorohydrin

O ClO Cl

epichlorohydrin

NaOH

(aq)

NaOH

(aq)



45

3. Biodegradación del fenol

3.1. Mecanismo

1. Difusión del contaminante en el agua residual

2. Absorción del contaminante en la película

biológica

3. Degradación biológica del contaminante en

subproductos

4. Desorción de los subproductos de la

biopelícula

5. Difusión de los subproductos a la fase líquida

6. Adsorción de los subproductos en la fase sólida

3.2. Posible metabolitos formados



46

4. Material

Depósito de

polietileno Bombas peristálticas Compresor Filtro de Aire

Controlador de flujo

másico GFC

jeringa de 20mL

+ tubo oxímetro HI 91410

Termó-

metro

HI 98804

Calentador

ProtempS26

Conductímetro 524 Crison 9662 Crison 9663 Tiras Merckoquant



47

Potenciómetro

Crison 5044

pH-metro HI 98615

Centrífuga Labofuge 200

Jeringa de naylon

Espectrofotómetro HP 8452

Cubeta Quartz

Sonda óptica getOtwo SW C1001 LNR

Orion 081010



48

5. Datos kL

a.

5.1. Adquisición sonda.

Condiciones: Qt = 500 mL.min-1

Qspout/Qtotal = 50%

Sensor Serial Nr 2,92E+12 Sensor EAN 2,51E+12 Macros ID C:\Archivos de programa\getSens\getOtwo SW C1001

LNR\Macros\getOtwo_Configuration.xml%06.05.2010 09:47:11 AM

Adj. ID not in use User admin Date 31.05.10 11:09:03

Time Temp. Sensor-Tip Unit Oxygen Unit User Comment Remarks

31.05.10 11:09:03 781 21,5743599 Â°C 0,49539519 mg/l 31.05.10 11:09:04 812 21,570879 Â°C 0,49535815 mg/l 31.05.10 11:09:05 796 21,5737782 Â°C 0,47882431 mg/l 31.05.10 11:09:06 828 21,5795803 Â°C 0,49454127 mg/l 31.05.10 11:09:07 859 21,5743599 Â°C 0,48350709 mg/l 31.05.10 11:09:08 875 21,5766811 Â°C 0,49026395 mg/l

5.2. Tratamiento de datos.

5.2.1. Hoja 1.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

0 50 100 150 200 250 300 350 400

DO

pp

m

t(s)

500 mL/min - 50%



49

5.2.2. Hoja 2.

Muestras t(s) DO (mg/L) Ln(1-(CL/C*))

784 0 0,84667515 -0,10116166

C* (mg/L)

Kla(s-1) Kla(h-1)

785 1 0,85542275 -0,10226213

8,8

0,0082 29,52

786 2 0,86052201 -0,10290419 787 3 0,88629524 -0,10615568 788 4 0,90023573 -0,1079188

20% C* (mg/L) 80% C* (mg/L) 789 5 0,91425553 -0,10969509

1,76 7,04

790 6 0,94098022 -0,11308983 791 7 0,97398103 -0,11729777

1116 362 8,06706245 -2,4854465



50



51

STAGE ERASMUS 2010

Etudiant : PASCUAL Kévin

Université d’accueil : Université de Navarre

Département : Chimie et Edaphologie

Aire : Génie chimique

Tuteur : Dr. Francisco Javier Peñas

Cotutrice : Bárbara Safont Resardi

Title of the Project: Operation of a biological reactor to

treat phenolic wastewater

Titulo del proyecto: Operación de un reactor biológico

para tratar agua residual fenólica

Titre du projet : Exploitation d’un réacteur biologique pour

traiter de l’eau résiduelle phénolique



52

Abstract: Introduction to treatment of phenolic waste water by using a spouted-bed

bioreactor. The work is based on the maintenance of the reactor and the study of air

transfer coefficient (kLA). It involves the measurement of important parameters on

the reactor (pH, redox, ammonium concentration, nitrate, calculate the efficiency of

the reactor,...), the development of a method for colorimetric determination of nitrate

and determining the oxygen transfer coefficient of the system.

Key-words: bioreactor, waste water, oxygen transfer, phenol, nitrate dosing, efficacy

Resumen: Introducción al tratamiento de aguas residuales fenólicas utilizando un biorreactor

de spouted-bed. El trabajo se basa en el mantenimiento del reactor y el estudio de

coeficiente de transferencia de aire (kLa). Se trata de medir los parámetros

importantes del reactor (pH, potencial redox, concentración de amonio y nitrato,

calcular el rendimiento del reactor,...), de desarrollar un método colorimétrico para

obtener la concentración de nitrato y de determinar el coeficiente de transferencia de

oxígeno del sistema.

Palabras claves: biorreactor, agua residual, transferencia de oxígeno, dosificación de nitrato, eficacia

Résumé : Initiation au traitement de l’eau résiduelle phénolique à l’aide d’un réacteur

biologique spouted-bed. Le travail est basé sur la maintenance du réacteur et l’étude

du coefficient de transfert d’air (kLa). Il consiste en la mesure des paramètres

importants concernant le réacteur (pH, potentiel redox, concentration en ammonium

et nitrate, calcul de l’efficacité du réacteur,…), la mise au point d’une méthode de

dosage colorimétrique du nitrate et la détermination du coefficient de transfert

d’oxygène lié au système.

Mots-clés : bioréacteur, eau résiduelle, transfert d’oxygène, phénol, dosage nitrate, efficacité

operación de un reactor biológico para tratar agua...

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