mejoramiento del valor nutricional y digestibilidad de los desechos agroindustriales por el efecto...
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Tesis Licenciatura en Química-UNACHI-PanamáTRANSCRIPT
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CHIRIQUÍ
ESCUELA DE QUÍMICAFACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS
MEJORAMIENTO DEL VALOR NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE LOS DESECHOS AGROINDUSTRIALES
POR EL EFECTO DEL CRECIMIENTO DE HONGOS COMESTIBLES
Presentado Por:
HERIBERTO FRANCO ÁVILA
TESIS LICENCIATURA EN QUÍMICAProf. Guía: M.Sc. Aracelly Vega Ríos
DAVID, CHIRIQUÍ, REPÚBLICA DE PANAMÁ
OCTUBRE 2000
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
ANTECEDENTES
En Panamá se genera gran cantidad de desechos agroindustriales como la pulpa de
café, aserrín, bagazo de caña, paja de arroz, entre otros, los cuales son vertidos a las
fuentes naturales de agua o quemados al aire libre, generando problemas de
contaminación ambiental y por ende afectando la salud de la población.
A continuación algunos datos respecto a los desechos que se generan en mayor
volumen, producto de las actividades de la agroindustria: 1,024,580 quintales de cáscara
de arroz, 95,594 quintales de pulpa fresca, 581,814 quintales de bagazo de caña de
azúcar, 488,075 quintales de olote de maíz, 273, 322 quintales de tuza de maíz.
Según cifras de la Contraloría General de la República (17,18), en Chiriquí se
cosechan 181,300 quintales de café pilado, lo que representa el 76.1 de la producción
nacional. Tomando en cuenta que la pulpa de café representa el 28.7% en base seca del
fruto del café, significa que se están generando alrededor de 93, 922 quintales de pulpa de
café, que pueden convertirse en un grave problema ambiental, si no se disponen o
utilizan en una forma adecuada.
La producción de caña de azúcar se estima en 2,154,869 toneladas cortadas, de
las cuales en Chiriquí se utiliza un 95,7% para la venta a los ingenios, 51,7% para la
molienda (producción de jugo, miel y panela), 1,2 % para la alimentación de animales,
0,1% para semillas y 0,2% para otros fines.
La producción nacional de arroz se estima en 5,122,900 quintales en cáscara;
Chiriquí produce el 41,7% de la producción nacional. Además es importante señalar que
para el cultivo de este rubro se utilizan a nivel nacional 317,940 quintales de fertilizantes
químicos y sólo en Chiriquí se utilizan 147,490 quintales de fertilizantes químicos.
La producción nacional de maíz se estima en 1,952,300 quintales de los cuales
Chiriquí produce 335,200 quintales. Para el cultivo de este rubro se utilizan 174,900
quintales de fertilizantes químicos a nivel nacional y en Chiriquí se utilizan 31,710
quintales de ese total de fertilizantes a nivel nacional. De la producción de maíz a nivel
nacional se utilizan 314,100 quintales para la alimentación animal, 15,5% para el
consumo del hogar y 67,00% para la venta.
Como nos indican las cifras mencionadas anteriormente, la producción de la
agroindustria, al mismo tiempo que resulta en beneficios económicos, también genera
una cantidad considerable de desechos, que con una buena utilización pueden servir para
reemplazar la considerable cantidad de fertilizantes químicos que se importan al país.
Además, estos desechos, según la composición química (19), se pueden utilizar como
base nutricional en dietas para animales (ej. Pollos, gallinas ponedoras, ganado vacuno y
caballar, cerdos) y de esta forma disminuir la utilización de productos como maíz, arroz,
trigo, sorgo, que tienen un costo mucho mayor y pueden ser utilizados para suplir la
creciente demanda de alimento para los seres humanos en el mundo.
La composición química de la pulpa de café que según estudios (19) es: 30,11%
de fibra cruda, 1,50% de potasio, 0,56% de calcio, 0,1255 % de magnesio, 53% de
celulosa y hemicelulosa 8,0% de azúcares (arabinosa, galactosa, manosa, xilosa), 9,80%
de proteína; además de ser utilizada en la alimentación animal (20,21,22), permite que
sea utilizada en la producción de biogas (10, 2), manufactura de papel, fertilización de
suelos (24), que son estrategias que tienen los países más desarrollados logrando buenos
resultados.
El aserrín generado en los aserraderos, también puede utilizarse para el cultivo de
hongos comestibles (4), y como abono orgánico. La paja de arroz, ha sido utilizada en la
alimentación de vacas lecheras (12,13,14), obteniéndose resultados positivos. Todas estas
estrategias ecológicamente viables, para el tratamiento de los residuos del agro, se está
implementando en otros países con resultados positivos.
En la actualidad el Laboratorio de Recursos Naturales de la Universidad
Autónoma de Chiriquí cuenta con una planta de producción de hongos comestibles en
donde se estudia tanto el substrato o residuo agroindustrial, como las diferentes clases de
cepas de hongos comestibles que se pueden cultivar.
Los estudios llevados a cabo por la planta además de evaluar la producción y
eficiencia de las diferentes clases de cepas, también se enfocan en el proceso de
degradación o mecanismo por el cual el hongo obtienen los nutrientes de estos residuos.
Los resultados obtenidos de estos estudios permiten corroborar que al final del proceso
de degradación los residuos son más inocuos para la salud, ya que su contenido de
sustancias como polifenoles, taninos y cafeína han disminuido producto del tratamiento
del substrato y del metabolismo enzimático de los hongos. Esto es interesante ya que al
reducir esta toxicidad que afecta la digestibilidad y asimilación de nutrientes, por los
animales, permite que estos residuos sean mejor aprovechados. El cultivo de hongos es
una alternativa viable y prometedora, para nuestro país por sus bajos costos y sus
resultados beneficiosos. En esta actividad se obtiene un producto de alto valor
nutricional como lo demuestran los análisis químicos: alto contenido de proteínas,
minerales, fibra y bajo contenido de grasa, también se obtiene un residuo enriquecido
con proteínas, minerales, fibra y bajo contenido de sustancias tóxicas. Así con esta
alternativa de uso de desechos del agro se cumple un ciclo biológico, en donde se obtiene
alimento para los seres humanos (hongos), alimento para animales (residuo más micelio),
abono para las plantas (lombricompostaje), y disminución de la contaminación del
ambiente.
JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA
Está investigación se justifica ya que busca aumentar la eficiencia y rentabilidad
de actividades del agro y agroindustrias, al utilizar los desechos que se generan para
producir nuevos subproductos con un alto valor agregado, como lo son los hongos
comestibles.
También se pretende dar un valor a los residuos agroindustriales, al comprobar su
valor nutricional e inocuidad a la salud potenciando su uso como alimento para animales
y como abono orgánico. Se disminuirá el problema de la contaminación por estos
desechos, vertidos al medio sin tratamiento previo y aprovechamiento adecuado.
Lo anterior se logró con esta investigación ya que en ella se plantea cuantificar la
reducción de sustancias tóxicas para la alimentación animal de los residuos
agroindustriales, por el crecimiento de los hongos comestibles en ellos.
También se comparará cuales de los sustratos son más eficientes para la
producción de hongos. Caracterizando químicamente las diferentes cepas de hongos se
podrá establecer su valor nutricional. Todos estos estudios permitirán establecer el uso
más adecuado que se le debe dar a los residuos del agro.
OBJETIVO GENERAL
Evaluar el cultivo de hongos comestibles como alternativa para el
aprovechamiento de residuos agroindustriales y la obtención de un producto de alto valor
nutricional (hongos).
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1- Evaluar el efecto del crecimiento de hongo comestibles, en el mejoramiento de la
composición fisicoquímica y digestibilidad de residuos agroindustriales para su
aprovechamiento como alimento animal y abono orgánico.
2- Cuantificar el valor nutricional de los hongos comestibles: Shiitake, Pleurotus,
mediante su caracterización química.
CAPÍTULO II
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1 CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
2.1.1 CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL CULTIVO DE HONGOS
COMESTIBLES
El proceso para el cultivo de los hongos comestibles, incluye etapas como
selección, tratamiento y siembra del substrato, incubación y cosecha de los hongos. Se
llama substrato al material sobre el que crecen los hongos, al cual degradan para su
alimentación; por tal motivo, la naturaleza química del substrato, tiene relación directa
con las necesidades de crecimiento del hongo, además están los factores físico-químicos,
como el pH y textura del substratos, factores ambientales como la humedad y temperatura
que afectan el crecimiento del hongo.
Las especies de Pleurotus toman de la degradación del complejo lignina–celulosa
sus materiales nutritivos, por lo que crecen sobre madera o productos relacionados con
los mismos; las especies de Pleurotus no necesitan degradación previa del substrato.
La pared celular de los tejidos vegetales está compuesta de celulosa, además de
hemicelulosa y lignina, que son substancias químicas muy complejas (polisacáridos),
difíciles de degradar, que solamente las bacterias y los hongos, debido a que poseen
enzimas que rompen las moléculas, liberan la celulosa y hemicelulosa de la lignina. Esta
última es la más difícil de degradar. Dependiendo de cómo los hongos ataquen la lignina,
se clasifican en hongos de pudrición obscura (o de color café) y de pudrición blanca.
Estos últimos tienen la capacidad de metabolizar totalmente la lignina, como el caso de
Pleurotus, Lentinus, Volvariella (especies lignocelulolíticos). Los hongos de pudrición
obscura sólo modifican la estructura de la lignina sin degradarla totalmente, liberando
celulosa y hemicelulosa que las aprovecha.
Para el buen crecimiento de un hongo es necesario que el substrato en donde se
desarrolle contenga las substancias que necesita; en general los subproductos agrícolas
empleados en el cultivo de los hongos comestibles, están constituidos principalmente por
celulosa (40-60%), hemicelulosa(15-50%), y lignina (10-30%). Los hongos comestibles
requieren pocos nutrientes para su desarrollo y las sustancias esenciales son fuentes de
nitrógeno, carbono, minerales y factores de crecimiento. El hongo utiliza carbono como
fuente de energía metabólica y como materia prima anabólica para la elaboración de
substancias estructurales de la célula. Entre los compuestos comúnmente empleados
están los carbohidratos (mono y polisacáridos), ácidos orgánicos, aminoácidos, algunos
alcoholes y lignina. El hongo necesita el nitrógeno para la elaboración de sus proteínas,
siendo sus principales fuentes de obtención la degradación de los aminoácidos, peptona y
caseína. Entre los minerales, más importantes para el crecimiento de los hongos están el
hierro, cobre, magnesio, calcio, potasio, sodio y fósforo que se pueden suministrar por
medio de cloruros, fosfatos y carbonatos entre otras sales.
En la selección del substrato para el cultivo de hongos comestibles, además de los
mencionados anteriormente, se debe considerar la ausencia de substancias antifisiológicas
que afectan el crecimiento del micelio como son taninos, fenoles, ácidos, resinas,
compuestos aromáticos. La capacidad de retención de humedad que debe ser de un 70 a
80% para el crecimiento óptimo. Debido a la excreción de los hongos en el substrato se
libera calor, CO2, agua y otros metabolitos, que deben ser liberados al medio en forma
eficiente a través de espacios porosos del substrato, para no provocar la muerte del
micelio.
2.1.2 TRATAMIENTO DE LOS SUBSTRATOS
La preparación del substrato que se utiliza para el cultivo de los hongos
comestibles depende de su estructura y composición química, con el tratamiento dado al
substrato se debe facilitar al micelio la absorción de nutrimentos de manera eficiente,
para el rápido crecimiento del hongo. Entre los tratamientos más comúnmente empleados
se encuentran:
FERMENTACIÓN: se utiliza para aquellos substratos con una gran cantidad de
azúcares solubles, que promueven el crecimiento de mohos, levaduras y bacterias, las
cuales competirán con el micelio por el substrato. En el caso del cultivo de Pleurotus, los
substratos como pajas, rastrojos, fibra de algodón, tienen la ventaja de que se les separa
fácilmente la celulosa y la lignina, sin necesidad de fermentarlos. Los substratos que se
recomiendan fermentar, para ablandar la fibra que compone estos materiales y permitir
una mayor retención de la humedad, necesaria para el desarrollo del micelio y también
reducir compuestos no deseados en los substratos como taninos, fenoles, resinas, ácidos,
que afectan el desarrollo del micelio son: pulpa de café, bagazo de caña de azúcar, tallos
de plátano,. Al final de la fermentación tendremos un substrato rico en celulosa y lignina,
pobre en hemicelulosa y quitina, idóneo para el crecimiento de hongos comestibles como
especies de Pleurotus o Lentinus (4).
HIDRATACIÓN: la hidratación debe realizarse a substratos secos como aserrín,
pajas, rastrojos, papel, pulpa de café deshidratada. Para hidratar el substrato se pueden
utilizar varios métodos como: remojo en agua, adición de agua y formación de pilas, y
compactación. El remojo en agua consiste en sumergir el substrato contenido en un
canasto de malla metálica o en un saco por espacio de 20 horas, al término de las cuales
el substrato puede tener un 70% de humedad.
PASTEURIZACIÓN: se utiliza para eliminar los microorganismos presentes en
el substrato, tales como bacterias, mohos y levaduras; se estima que cada gramo de
substrato posee cerca de 100,000 microorganismos, que si no se eliminan competirán
con el micelio del hongo. El método consiste en sumergir el substrato en agua a 80 °C
durante 30 a 45 minutos. Con temperaturas superiores se puede modificar la composición
química del substrato, limitando un aprovechamiento eficaz de las fuentes de carbono por
el micelio del hongo.
SIEMBRA DEL SUBSTRATO: el substrato pasteurizado y enfriado, debe estar
bien escurrido, para evitar que se formen acumulaciones de agua en el fondo de las bolsas
en donde se inocularán con el hongo. Para ello se puede pasteurizar el substrato un día
antes de la siembra y dejarlo escurrido durante la noche tapado con una bolsa de plástico
dentro de la zona de siembra, con las debidas precauciones que eviten la contaminación.
Para la siembra se utilizan bolsas de plásticos transparentes, dentro de la cual se coloca el
substrato y se mezcla con el inóculo, el cual se desgrana con ayuda de una espátula sin
maltratarlo demasiado, el inóculo que se debe colocar en cada bolsa será equivalente
entre 3 y 5 % del peso húmedo del substrato. Las bolsas al terminar la siembra se cierran
haciendo un nudo en la parte superior y se marca con los datos de la cepa sembrada, el
substrato utilizado y la fecha de siembra. Se recomienda colocar entre 7 y 10 Kg de
substrato en cada bolsa.
Después de la siembra continua la etapa de inoculación, que consiste en el
crecimiento del micelio sobre el substrato. El micelio es el verdadero hongo, y es una
masa algodonosa, generalmente los micelios son laxos y blancos, pero cuando envejecen,
se pueden endurecer, apelotonar y obscurecer.
COSECHA: las bolsas con el micelio completamente desarrollado sobre el
substrato y puestas bajo la luz, se observarán en pocos días, la aparición de los
primordios de las fructificaciones, sobre todo en los lugares cercanos a las aberturas de la
bolsa. Cuando se han desarrollado los cuerpos fructíferos, estos se deben cortar
selectivamente, es decir cosechando los más grandes y dejando los más pequeños.
2.1.3 VALOR NUTRICIONAL DE LOS HONGOS COMESTIBLES
Los hongos comestibles son consumidos por su alto valor nutricional y
palatibilidad (color, textura, sabor). Para determinar su valor nutricional es necesario
realizar un análisis proximal y estudiar los aminoácidos, vitaminas y ácidos nucleicos
presentes en los hongos comestibles; estos parámetros dependen de la constitución
genética de las especies y pueden ser afectados por las condiciones ambientales,
incluyendo la naturaleza del substrato. Los métodos utilizados para realizar estos análisis,
también influyen en los datos analíticos, en adición a los cambios en la composición
relativa de los hongos y el almacenamiento después de cosechados, es así que el ámbito
en los que fluctúan los resultados analíticos obtenidos en varios trabajos para determinar
el valor nutricional de los hongos comestibles, indican que los mismos pueden ser usados
para describir la composición general de los mismos.
En peso seco, los hongos comestibles contienen 19 a 35% de proteína cruda, en
comparación con 7,3% del arroz, 13,2% del trigo, 25,2% de la leche, 39,1% en soya (2);
la estimación de proteína cruda es una forma indirecta de conocer la cantidad total de
aminoácidos presentes en los hongos, debido a la variación de los niveles de nitrógeno no
proteínico, presente en la muestra. En Panamá se han reportado valores de proteína cruda
para la especie Pleurotus de 23,34%(3). En la mayoría de los hongos ( Pleurotus florida,
Pleurotus ostreatus, Lentinus edodes) existen los nueve aminoácidos esenciales para el
hombre (lisina, metionina, triptófano, teonina, valina, leucina, isoleucina, histidina y
fenolftaleína), de los cuales el cuerpo humano puede convertirlos en otros aminoácidos.
De estos aminoácidos el más abundante en los hongos mencionados anteriormente, es la
lisina y los menos abundantes son el triptófano y metionina.
El contenido de extracto etéreo en diferentes especies de hongos está en el rango
de 1,1% a 8,3% en peso seco, por lo general el extracto etéreo es representativo de toda
clase de lípidos incluyendo los ácidos grasos libres, monoglicéridos, diglicéridos,
triglicéridos, esteroles, ésteres de esterilo y fosfolípidos.
En cuanto al contenido de vitaminas, los hongos comestibles poseen tiamina,
riboflavina, niacina, biotina y ácido ascórbico.
Los carbohidratos más comunes en los hongos comestibles son las pentosas,
metilpentosas, hexosas, amino azúcares, disacáridos alcohol azúcares y azúcares ácidos.
En la especie Pleurotus el contenido de carbohidratos está en el ámbito de 46,6% a
81,8%. El contenido de fibra cruda está en el ámbito de 7,4 a 27,6% en las especies de
Pleurotus. En Panamá se han reportado valores para el contenido de fibra cruda de 6,8%
para la especie Pleurotus (3).
De los minerales presentes en los hongos comestibles el que se encuentra en
mayor concentración es el potasio, le siguen el fósforo, sodio, calcio y magnesio, además
de elementos menores como cobre, zinc, hierro, manganeso, molibdeno y cadmio. En
determinaciones realizados por García(3), el mineral más abundante para especies de
Pleurotus es el potasio con un 2,65% en base seca. En el siguiente cuadro se puede
observar la concentración de los demás minerales, reportados por García, J.R.
Cuadro I- CONCENTRACIÓN DE MINERALES EN MUESTRAS DE PLEUROTUSOSTREATUS RECIÉN RECOLECTADAS.
BolsaFecha
de
muestre
o
K
(%)
Na
(ppm
)
Mg
(ppm)
Ca
(ppm)
Mn
(ppm)
Cu
(ppm
)
Fe
(ppm
)
Zn
(ppm)
1 17/6/96 2.45 205.1
3
409.19 278.31 15.81 40.60 209.9
3
127.4
3 17/6/96 2.51 124.7
1
413.97 869.34 9.57 20.70 270.3
8
90.81
4 17/6/96 2.43 185.0
9
328.02 759.87 6.24 14.14 247.7
7
102.6
8
2 23/6/96 3.07 89.96 1920.7
3
- 17.29 27.61 383.8
2
107.3
9
1 26/6/96 2.65 174.5
6
1474.9
7
2449.2
5
135.0
5
26.93 134.3
7
87.28
2 26/6/96 3.08 142.3
7
1748.1
5
2651.8
5
43.55 58.37 149.4
8
87.41
2 8/7/96 2.48 66.15 1749.4
8
1123.1
9
115.7
3
36.23 277.9
5
106.6
2
3 8/7/96 2.46 188.6
6
1685.5
7
1908.2
5
28.66 24.23 232.9
9
54.84
4 8/7/96 1.70 303.2 1201.5 1535.8 26.45 24.51 251.9 86.82
9 5 5 4
Promedi
o
2.53 164.4
3
1214.6 1446.9
9
44.26 30.37 239.8
5
94.58
En las especies de Pleurotus el contenido de cobre es alto, varía entre 12.2-21.9
ppm, mientras que el contenido de cadmio y plomo varía entre 0,3-0,5 ppm y 1,5-3,2
ppm, respectivamente. El contenido de zinc es alto para esta especie; en el caso del
potasio, fósforo sodio, calcio y magnesio, estos minerales constituyen cerca del 56% al
70% del total del contenido de cenizas.
En general, podemos decir que según los análisis de la composición proximal de
los hongos comestibles comúnmente cultivados, que estos son ricos en proteínas y
carbohidratos, moderados en fibra cruda y cenizas, y tienen un bajo contenido de grasas.
2.1.3 CRECIMIENTO DE HONGOS COMESTIBLES SOBRE PULPA DE CAFÉ
La presencia de cafeína y polifenoles se constituye en un obstáculo para la
utilización de la pulpa de café como alimento para animales. El crecimiento de hongos
sobre pulpa de café, ha demostrado que la pulpa de café mejora o aumenta su contenido
de proteína y además reduce el contenido de cafeína; se ha reportado reducciones en el
contenido de cafeína hasta de un 92,5% (20). De León, R. (33), ha realizado estudios a
nivel de frascos pequeños, para 26 cepas de basidiomicetos en pulpa de café con períodos
de crecimiento de 30 y 60 días. Los resultados de la disminución de cafeína (analizada
por el método de Isher) y polifenoles (método de la AOAC), indican que para el
Pleurotus ostreatus(florida), la reducción fue la siguiente. Cafeína: 15% y 34,9%;
polifenoles: 32,2% y 60,8%, para los dos períodos de crecimiento respectivamente. Para
el Pleurotus sp las reducciones fueron: para la cafeína de un 50,5%, 30,0% y 24,1%;
polifenoles 45,1%, 34,34% y 24,1%. La especie Lentinus edodes (Shiitake), registró
reducciones para la cafeína de 18,3% y 37,5%; para los polifenoles las reducciones
fueron de 44,0% y 42,8%, para los dos períodos de crecimiento señalados anteriormente.
Se puede suponer que el porcentaje de cafeína que se reduce en la pulpa de café, puede
estar en los cuerpos fructíferos de los hongos comestibles, pero esto no ha sido
confirmado, ya que en determinaciones realizadas por Martínez-Carrera, no detectan la
presencia de cafeína en los hongos (4).
Además de la reducción de estos factores de toxicidad, se enriquece a la
pulpa con proteína, al transformar el nitrógeno presente en forma inorgánica, en
nitrógeno de proteína, aumentando el valor nutritivo del substrato. Los desechos
generados en la producción de hongos comestibles sobre pulpa de café, se pueden utilizar
en la alimentación de animales y como fertilizante orgánico y acondicionador del suelo,
ya que el material está formado básicamente de lignina y celulosa degradada por la
acción del hongo, proporcionando una fuente útil de nitrógeno y carbono para el
desarrollo de las plantas.
2.1.4 DEGRADACIÓN DE SUBSTRATOS LIGNOCELULÓSICOS
Los hongos por su incapacidad de utilizar la luz solar para la síntesis de sus
nutrientes tiene que obtenerlos por absorción, para lo cual producen diferentes enzimas
extracelulares que los capacitan para desdoblar biomoléculas complejas, como la
lignocelulosa, en sustancias de pesos moleculares bajos y poder utilizar sus nutrientes.
Los hongos de pudrición blanca, degradan en forma completa y selectivamente a la
lignina en un proceso oxidativo que se cree se lleva a cabo a través de cuatro rutas
metabólicas secundarias y es afectada por el tipo y composición de la lignina (25).
Principales enzimas involucradas en la degradación de lignina
Los hongos de pudrición blanca pueden secretar varios tipos de enzimas
oxidativas como fenoloxidasas, peroxidasas y catalasas. La peroxidasa dependiente de
manganeso es una glicoproteína extracelular de peso molecular de 49-60 KD, capaz de
oxidar compuestos fenólicos en presencia de manganeso y peróxido(fig1).
CompostLacasa
Peroxidasa dependiente de manganeso
HongoTirosinasa
Figura 1. Enzimas Lignolíticas producidas por especies de hongos comestibles
Se ha reportado que esta enzima tiene un poder oxidante mayor que la peroxidasa del
rábano, corta enlaces carbono alfa-carbono beta y está involucrada en reacciones de
depolimerización de lignina y oxidación de colorantes. Ha sido encontrada en diferentes
especies de hongos de pudrición blanca y de pudrición café, como Pleurotus ostreatus,
Lentinus edodes y Panus tigrinus.
La peroxidasa de lignina es una glicoproteína extracelular que también depende
de peróxido, con peso molecular de 41-46 KD. La enzima puede oxidar compuestos de
lignina monoméricos y diméricos, depolimerizar parcialmente a la lignina y además
muestra poca especificidad por el substrato, reaccionando con una amplia variedad de
compuestos relacionados a la lignina. Es capaz de oxidar anillos aromáticos metoxilados
sin grupos fenólicos libres, generando cationes con enlaces carbono alfa-carbono beta y
con anillos aromáticos abiertos. (fig. 2)
Lignina
Productos de oxidación
Espontáneamente
Catión radical
Preoxidasa dep. de Mn
-
Alcohol veratrílico Peroxidasa de lignina
Figura 2. Oxidación de la lignina por la acción de las enzimas lignina peroxidasa y
manganeso peroxidasa.
La lignina es un polímero con una estructura tridimensional muy compleja ,
consistente en grupos de ácido fenil propanóico unidos por enlaces C-C y enlaces tipo
éter. Su irregularidad estérea la hace resistente al ataque de enzimas, es imposible que
sea absorbida y degradada por enzimas intracelulares. La degradación es muy
complicada por los carbonos quirales, en configuraciones levógiras y dextrógiras, que
tiene este polímero. Los hongos de pudrición blanca degradan la lignina a través de un
mecanismo que depende de peroxidasas secretadas dentro del ambiente extracelular del
hongo. Estas enzimas (peroxidasa de lignina y peroxidasa dependiente de manganeso)
son producidas por el hongo, debido a los bajos niveles de carbono, nitrógeno y
nutrientes sulfurosos en el substrato. Estas condiciones se les llama lignolíticas, en las
cuales las enzimas oxidasas producidas por los hongos utilizan glucosa, glioxal, metil
glioxal y otros productos de la degradación de celulosa y lignina como substrato para la
producción de peróxido de hidrógeno, utilizado en la oxidación de los productos
generados en la degradación lignolítica.
La polifenoloxidasa (tirosinasa), es una enzima bifuncional que contiene cobre, es
una oxidasa que tiene actividades de catecolasa y creolasa, al mismo tiempo. Las
características de la polifenoloxidasa de los hongos son: peso molecular de 128000, es un
tretámero que contiene cuatro átomos de cobre por molécula y dos sitios de unión para
compuestos fenólicos del substrato, los que tienen un sitio de enlace diferente para el
oxígeno y otro sitio de unión para el cobre. El cobre está probablemente en el estado
cuproso, la inactivación de la enzima esta asociada con incrementos en Cu2+, su pH
óptimo está entre 6,0-7,0, su coeficiente de extinción es 24,9. Sus inhibidores son
compuestos que contienen cobre; la enzima es también inhibida competitivamente por
ácido benzóico con respecto al catecol y por cianuro con respecto al oxígeno. La
polifenoloxidasa es una enzima de transferencia de oxígeno, también usa oxígeno para
catalizar la dehidrogenación de catecoles a ortoquinonas y la ortohidroxilación de fenoles
a catecoles. (fig 3) y (fig.4)
Figura 3. Mecanismo de transferencia de Oxígeno de las polifenoloxidasas de los
hongos.
La lacasa es una polifenoloxidasa que contiene cobre, con un peso molecular de
70000 a 81000 daltones, cataliza la oxidación de fenoles a radicales fenoxil, los cuales
sufren interacciones no enzimáticas, llevando a la oxidación de carbonos alfa, rompiendo
grupos de alquil-fenil y desmetoxilación. Estas reacciones son importantes en la
desmetilación y eliminación de cadenas laterales de la lignina y compuestos
relacionados.
monofenol
fenolasa
quinona polifenol
fenolasa
Figura 4. Mecanismo de reducción de quinonas en hongos de pudrición blanca, generando superóxido, el cual es dismutado a peróxido de hidrógeno por el Manganeso.
Sistema celulasa: son un grupo de enzimas que actúan de manera sinergísta sobre
la celulosa para hidrolizarla a su componente monomérico más simple: la glucosa. Estas
se clasifican en celulasas agregativas y no agregativas. Las celulasas agregativas,
presentes en bacterias, tienden a estar asociadas a la célula y forman complejos
multienzimáticos llamados celulosomas (permiten a la bacteria estar en estrecha relación
con su substrato). En las celulasas no agregativas existen tres tipos de enzimas
involucradas en la hidrólisis de celulosa: endonucleasas, exogluconasa o alobiohidrolasa
y beta- glucosidasa celobiohidrolasa, encontrándose en todas las celulasas de hongos.
lacasa
micelio del hongo
hidroquinona
quinona reductasa
semiquinona
quinona
2.2 CALIDAD NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE ALIMENTOS PARA
ANIMALES
2.2.1 PARÁMETROS PARA DETERMINAR LA CALIDAD DE FORRAJES EN
LA ALIMENTACIÓN ANIMAL.
La calidad del forraje se puede determinar en términos del tipo y cantidad de
nutrientes disponibles para el animal. Esta calidad está en función de la cantidad de
alimento y nivel de consumo, cantidad de alimento y digestión, y la eficiencia en la
utilización de los nutrientes específicos.
En Panamá, Rosas y Pimentel (11) reportaron, a través de las diferentes
determinaciones bromatológicas que las deficiencias más comunes en el contenido de
nutrientes de los forrajes son: energía, proteína, fósforo y beta Caroteno.
2.2.1.1 MÉTODOS PARA EVALUAR LA CALIDAD DE LOS FORRAJES.
Para evaluar la calidad de los forrajes existen varios métodos, entre los que
mencionamos los siguientes:
1. Método químicos.
2. Métodos físicos
3. Método In Vitro por utilización de líquido del rumen y solución pepsina.
4. Método In Vivo, en el cual muestras de forraje se suspenden en el rumen o en el ciego
de los animales vivos.
El método más utilizado en la actualidad para evaluar forrajes es el desarrollado
por Van Soest y colaboradores (departamento de Agricultura de Estados Unidos de
América), en el que se realiza la siguiente división de la materia orgánica del forraje
usando el sistema de análisis con detergentes.
Cuadro II- DIVISIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA DEL FORRAJE USANDO EL SISTEMA DE ANÁLISIS CON DETERGENTES
Fracción ComponentesContenido celular(soluble en Fibra
Detergente Neutro )Lípidos, Azúcares, Ácidos
Orgánicos y materias solubles en agua, pectina, almidón compuestos proteicos no nitrogenados, proteínas solubles
Fibra insoluble en Detergente Neutro:1. Solubles en detergente ácido Fibra “proteína enlazante”,.
Hemicelulosa 2. Fibra Detergente Ácido Celulosa, lignina, compuestos
nitrogenados lignificados.
Está separación la realiza Van Soez, para diferenciar la materia orgánica del
forraje en una porción con mayor digestibilidad: lípidos, azúcares, almidón, proteínas
solubles, etc., y la otra con menor digestiblidad: fibra, hemicelulosas, lignina, celulosa,
etc.
La celulosa es muy abundante en los alimentos fibrosos y por consiguiente tiene
una baja digestibilidad y reduce la digestibilidad de otros nutrientes. El ganado vacuno,
ovejas, cabras y caballos, digieren la celulosa con bastante efectividad y en menor grado
los cerdos.
La lignina se encuentra abundantemente en las hierbas o pastos en floración o
después de la floración, pajas y en la cáscara de los granos. Esta es ingerible por los
animales domésticos y reduce la digestibilidad de los otros nutrientes y en esencial la
celulosa. A la lignina no se le conoce ningún valor nutritivo excepto como un simple
llenante. En el siguiente cuadro se muestra el % de proteína, minerales y materia seca, de
residuos y subproductos utilizados en la alimentación animal (11):
Cuadro III- COMPOSICIÓN QUÍMICA DE RESIDUOS Y SUBPRODUCTOS UTILIZADOS EN LA ALIMENTACIÓN ANIMAL
Residuos Proteína(%) Ca (%) P(%) Materia Seca(%)
Sorgo, rastrojo6.64 0.33 0.06 52.57
Melaza pura 3.20 0.71 0.04 74.50
Trigo, afrecho grueso 17.60 0.02 1.55 85.80
Carnarina 49.52 12.78 2.86 93.01
Citropulpa 8.90 1.36 0.15 90.40
Gallinaza (6 meses)
18.13 2.05 0.87 90.92
Maíz, rastrojo 6.68 0.40 0.15 94.50
Pescado, harina 63.09 6.41 3.14 91.54
Arroz, rastrojo 5.40 0.29 0.36 89.00
Arroz, pulidura 18.20 0.01 1.48 90.00
Arroz, afrecho 6.70 0.76 0.35 87.70
Maíz, ensilaje 9.50 0.22 0.11 29.30
Heno 7.53 0.35 0.08 90.56
Zapallo 11.90 0.22 0.68 12.35
La proteína es fundamental como materia prima para la síntesis de tejido muscular
y leche en caso del ganado. La proteína soluble es necesaria como fuente de nitrógeno
para los microorganismos ruminales. Su déficit origina un rumen poco activo y su exceso
interfiere con el uso eficiente de la energía y genera problemas reproductivos (26).
Las grasas son el complemento de la carga energética aportada por la energía. Su
limitación está que con valores superiores al 6% en el total de la dieta, puede deprimir la
digestión de la fibra.
2.2.1.2 IMPORTANCIA DE LOS MACRO Y MICRO ELEMENTOS EN LA
ALIMENTACIÓN ANIMAL
Existen por lo menos 20 elementos químicos que forman parte de los nutrientes
esenciales de los alimentos. Estos elementos aislados o combinados llegan a formar parte
de los que se conocen con el nombre de "“nutrientes de los alimentos", terminología que
se aplica a cualquier constituyente de un alimento que pueda ayudar a proporcionar
nutritivamente la vida de un animal en determinada especie. De los 20 elementos
químicos, cuatro se consideran como elementos orgánicos: C, H, O y N. Los otros 16
elementos restantes se consideran como elementos minerales de los cuales siete son
macro elementos (se requieren en grandes cantidades) y nueve micro elementos (se
requieren en pequeñas cantidades o trazas).
Los macro elementos son: Azufre, Calcio, Cloro, Fósforo, Magnesio, Potasio,
Sodio. Los micro elementos son: Cobalto, Cobre, Fluoro, Hierro, Manganeso,
Molibdeno, Selenio, Yodo, Zinc. La importancia de los minerales es dar rigidez y solidez
a huesos y dientes. También entran en los compuestos orgánicos, tales como las proteínas
y lípidos que componen los músculos, órganos, células de la sangre y otros tejidos
blandos. También mantienen las relaciones osmóticas y equilibrios entre los ácidos y
bases e influyen en irritabilidad de los músculos y de los nervios.
Macro elementos
Fósforo: la deficiencia de fósforo en bovinos, puede ocasionar los siguientes
síntomas: huesos frágiles, caquexia, anorexia, apetito depravado, raquitismo, osteoporosis
de las articulaciones. Por lo general los requerimientos de fósforo en bovinos, se obtienen
multiplicando el peso del animal por 0,02.
Calcio: la deficiencia de calcio en vacas con alta producción láctea, produce una
hipocalcemia (fiebre de leche), fragilidad de los huesos, raquitismo en animales jóvenes y
osteómalacia en adultos.
Micro elementos:
Hierro: las funciones del hierro son de hematopoyético y en la respiración celular.
Todos los alimentos contienen suficiente hierro excepto la leche que contiene de 20-25
ppm de hierro por kilogramo de leche en base seca. Los requerimientos de hierro
mínimos para la mayoría de las especies de animales es de 80 mg de hierro por
kilogramo de dieta.
Cobre: las funciones del cobre son: absorción del hierro, participa en sistemas
enzimáticos, síntesis de keratina para el crecimiento del pelo, en la formación de
hematíes. Los niveles adecuados de cobre por kilogramo de alimento son: bovino y oveja
de 10-100 mg/Kg; cerdos 6mg/Kg; caballos 5- 8 mg/Kg.
Zinc: desempeña funciones como componente y activador de numerosas enzimas,
previene parakeratosis, promueve el crecimiento normal del pelo y lana de los animales,
promueve que las heridas sanen rápido y normalmente. Sus requerimientos diarios en la
dieta de animales es la siguiente: ganado de carne: 20-30 mg/Kg en base seca; ganado de
leche 40-1000 mg/Kg en base seca al aire; caballos: 10-30 mg/Kg en base seca; cerdos:
50 mg/Kg en base seca al aire.
Manganeso: sus principales funciones son: influye en el sistema enzimático del
estius, ovulación, desarrollo del feto, producción de leche, influyen en el metabolismo
óseo. Sus requerimientos para bovinos en niveles de 20 mg/Kg de la dieta.
2.2.2 UTILIZACIÓN DE LA PAJA DE ARROZ EN LA ALIMENTACIÓN ANIMAL
Estudios realizados en Panamá (12,13,14), señalan que la paja de arroz, presenta
como principal factor depresor en su digestibilidad el alto contenido de sílice (13-16%),
aún cuando su contenido de lignina es bajo (4-5%). La proteína cruda también se
convierte en un factor limitante de la paja de arroz en la capacidad de mantenimiento de
animales como las vacas, pero con sólo adicionar un 6 a 8% de proteína suplementaria, se
corrige esta deficiencia (13).
En análisis químicos realizados por Guerra, P y Morrison (12), se indican valores
de materia seca de 89,05 y 92,5%; proteína cruda 3,73 y 3,90%; grasa 1,54 y 1,40%; fibra
cruda 37,60 y 33,40%; ceniza 12,77 y 14,50% respectivamente; calcio 0,26%; fósforo
0,04%; y extracto libre de nitrógeno de 39.2 %.
En cuanto a los factores que influyen en la composición química de la paja de
arroz depende mucho de la fase de recolección, ya que a medida que sea mayor el tiempo
transcurrido entre el corte de la paja de arroz y su recolección, mayor será la disminución
del contenido de proteína. En análisis realizados en el Centro Experimental del IDIAP en
Gualaca, se han obtenido niveles de proteína cruda de 6,5% base seca en la paja de arroz
verde recién cortada y valores de 4,0% mucho tiempo después de la cosecha. El nivel de
fósforo en la paja de arroz (0,02-0.16%), es inferior al nivel de 0,3% que los animales
necesitan para desarrollarse y tener una fertilidad adecuada. Los niveles de calcio
adecuados para el ganado son de 0,40%, la paja de arroz posee niveles que oscilan entre
0,25 a 0,55 de fósforo (13).
2.2.3 UTILIZACIÓN DE LA PULPA DE CAFÉ EN LA ALIMENTACIÓN DE
ANIMALES
La pulpa de café se define como la parte de la cereza de café, formada por el
epicarpio o película roja exterior, que rodea al endocarpio o pergamino. Se desprende del
grano en la parte inicial del beneficio del café. La composición química de la pulpa de
café puede variar mucho debido al método de cultivo, variedad, zona de cultivo y el tipo
de procesamiento empleado (27). Por ejemplo, en análisis realizados en el Laboratorio
de Nutrición Animal de Costa Rica (28), se han encontrado valores para el contenido de
proteína cruda de 9-16%, con un valor promedio de 11%. De este contenido el 4% se
encuentra en el contenido celular y un 7% en la pared celular; un 50 a 60% de la proteína
total es usada en forma muy variable por los rumiantes y escasamente por los
monogástricos. El contenido de grasa varía de 1,4% a 3% que constituye un nivel de
nutriente de poca importancia para la alimentación animal. La pulpa de café presenta
valores de fibra que fluctúan de 18 a 27.65, lo que indica que debe ser más utilizada en la
alimentación de rumiantes, que de monogástricos. Del contenido fibroso la lignina
representa un 8,21%, celulosa un 18.30%, hemicelulosa 2,80%, fibra ácido detergente un
34,80%, fibra detergente neutro 37,40%.
El contenido de cenizas presenta valores que fluctúan entre un 6 y 10%. El Calcio
y el potasio son los minerales que se encuentran en mayor proporción: 1,53% y 2,85%
respectivamente. El potasio tiene un valor muy alto para la alimentación animal, lo que
pudiera ocasionar problemas en la utilización del Sodio por los animales(27,28). El
Fósforo presenta un valor de 0,10%; magnesio 0,10%; hierro 780 ppm; zinc entre 38 y
130,42 ppm (19,28); Cobre 15 ppm; Manganeso 390 ppm. El contenido de energía para
la pulpa de café es bajo, tanto para la energía digestible (valores entre 2852 a 2100
Kcal/Kg de energía digestible), como para la energía metabolizante (2200 a 1645
Kcal/Kg de energía metabolizante), son bajos. La digestibilidad in vitro de la proteína
cruda de la pulpa de café presenta valores de 34% y la digestibilidad in vitro de la
materia seca un 67,8%.
La pulpa de café se caracteriza por la presencia de sustancias tóxicas para la
alimentación de animales, que afectan su valor nutritivo entre las que se pueden
mencionar los taninos (2,30- 5,56%), cafeína (0,60-1,2%), ácido clorogénico (0,18—
3,16%), ácido caféico (0,28-2,58%). La presencia de estas sustancias afecta la
palatibilidad de la pulpa, reduciendo el consumo voluntario para los animales. El ensilaje
de la pulpa de café disminuye en un 50% el contenido de cafeína y taninos en la pulpa de
café (27).
2.2.3.1 UTILIZACIÓN DE LA PULPA DE CAFÉ EN LA ALIMENTACIÓN
DE CERDOS
En estudios realizados(28,29) para la utilización de la pulpa de café en la
alimentación de cerdos, se ha demostrado una relación inversa en lo que concierne a la
ganancia de peso, consumo de alimento y a la conversión alimenticia, con respecto al
nivel de pulpa incorporada en la dieta; estos resultados negativos se atribuyen al nivel de
fibra y a la presencia de tóxicos en la materia prima. En estudios realizados por la
Escuela de Zootecnia de la Universidad de Costa Rica(28), se concluye que para cerdos
en período de iniciación(10-35 Kg) el nivel más rentable para la utilización de la pulpa
de café es de un 2,5%, también se encontró que a partir de valores mayores a 5% de pulpa
en la dieta, existe una disminución en el consumo de alimento por efecto de la
palatibilidad. En el período de engorde y desarrollo, el nivel óptimo de utilización fue de
5%. En animales reproductores la pulpa de café, puede utilizarse hasta niveles de 7,5%,
para animales lactantes el nivel más recomendable es de 5% de pulpa de café en la dieta.
2.2.3.2 UTILIZACIÓN DE LA PULPA DE CAFÉ EN LA ALIMENTACIÓN DE
BOVINOS
Los estudios realizados, para sustituir forrajes en la alimentación de ganado
bovino (29), reportaron una disminución en el peso final de los animales alimentados con
niveles de 48-30% de pulpa de café ensilada deshidratada y 30 % de pulpa de café
deshidratada sin ensilar. Las ganancias de peso guardan una relación inversa con el
contenido de pulpa en la ración, mostrándose efectos más severos cuando el nivel de
pulpa sobrepasó el 20% de la ración; los distintos ensayos (27,28,29) sugieren la
conveniencia de incorporar gradualmente la pulpa de café en las raciones, comenzando
con un nivel de 10%, para acostumbrar a los animales a la presencia de pulpa e
incrementar el consumo con el tiempo, el cual no debe exceder el 20% en base a la
materia seca en la ración total. En las vacas lecheras estudios de Flores Recinos (29)
indican que la pulpa de café puede ser incorporada a niveles que van de 20 –40% del
concentrado y de 10-20% de la materia seca de la ración completa, sin que produzca
disminuciones en la producción de leche.
2.2.3.3 UTILIZACIÓN DE LA PULPA DE CAFÉ EN RACIONES PARA POLLOS
La utilización de la pulpa de café en aves, ha sido estudiada en condiciones
prácticas, tanto en pollos de engorde como en aves de postura, demostrándose que en
pollos de engorde el nivel máximo de utilización fue de un 2,5% y de 5% para inicio,
desarrollo y postura. Niveles mayores de 50% de pulpa de café en raciones para pollos
causa mortalidad total de los mismos (29), la que no puede ser explicada por el
contenido de fibra cruda. En estudios realizados por Solís (1977), se alimento fibra cruda,
en forma de celulosa pura, para proveer el mismo nivel que el aportado por 20% de pulpa
de café, las ganancias de peso y la conversión del alimento no fueron adversamente
afectadas como los grupos que se alimentaron con pulpa.
2.3 SUSTANCIAS TÓXICAS QUE AFECTAN LA CALIDAD
NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE ALGUNOS RESIDUOS
AGROINDUSTRIALES
2.3.1 FACTORES TÓXICOS DE LA PULPA DE CAFÉ
De las sustancias tóxicas para la alimentación animal presentes en la pulpa de
café podemos mencionar a la cafeína, ácido clorogénico, ácido cafeíco y polifenoles.
2.3.1.1 CAFEÍNA
Los estudios realizados en rumiantes (27), señalan que al suministrar niveles de
cafeína pura de 0.12 y 0.24% a terneros de la raza Holstein de 95.5 Kg de peso y 100
días de edad, y pulpa de café que proporcionaban 0,11 y 0,15 % de cafeína en la ración,
la ganancia de peso y el consumo de alimentos de los animales fueron significativamente
menores (menores a 0,05) cuando las raciones contenían pulpa de café o niveles de
0,24% de cafeína pura. La adición 0,12% de cafeína pura produjo resultados similares a
la ración testigo, deduciéndose que los efectos negativos de la pulpa de café se
produjeron por otros factores que actuaron en forma aislada o combinada con la cafeína.
La cafeína puede constituir más del 50% del nitrógeno total de la pulpa, afectando la
digestibilidad de la proteína y de la materia orgánica en general.
La cafeína en seres humanos (30) es un estimulante del sistema nervioso central,
inhibe la enzima fosfodiesterasa y tiene un efecto antagónico con el receptor adenosina
central. Una cucharada de café contiene aproximadamente 100 mg de cafeína. La
fórmula de la cafeína es C8 H10N4O2 y recibe nombres como: 1,3,7 trimetilxantina o
1,3,7-1-H-purina 2,6 diona.
Figura 5. Estructura Química de la Cafeína
Su peso molecular es de 194,2 g/mol, punto de fusión 238°C, sublima a 178|°C a
1 atmósfera de presión. Solubilidad: 50 mg/mL de cloroformo, 1g/ 660 mL de etanol,
1g/60 mL de agua a temperatura ambiente, 1g/ 5 mL de agua a 80°C, 1g/ 1,5 mL. de agua
a 100°C. Se descompone en álcalis fuertes.
2.3.2 EFECTO TÓXICO Y ANTINUTRICIONAL DE LOS TANINOS EN
ANIMALES
Los efectos de los taninos en rumiantes aparentemente son similares a los
observados en monogástricos; inhiben la actividad proteolítica y la biosíntesis por los
microorganismos del rumen. En detalle podemos señalar un gran número de aspectos
relacionados con los taninos como su ocurrencia, toxicidad, estructura, definición, entre
otras.
Definición de tanino: son compuestos fenólicos que precipitan proteínas. Están
compuestos de diversos grupos de olígomeros y polímeros. Está definición de tanino es
muy superficial, ya que existen otras substancias que precipitan proteínas como el
pirogallol y resorcinol (compuestos fenólicos). No todos los polifenoles precipitan
proteínas o forman complejos con polisacáridos. Una de las definiciones más
satisfactorias de "tanino” es la de Horvath (1981): “ un compuesto fenólico de peso
molecular lo suficientemente alto que contiene suficientes grupos hidróxilos y otros
grupos sustituibles(por ejemplo carboxilos) para formar efectivamente complejos estables
con proteínas y otras macromoléculas bajo las condiciones experimentales en
estudio”(31). Otra definición de tanino es la de Swain y Bate-Smith (1962): “toda
substancia que ocurre naturalmente la cual tiene propiedades físicas y químicas, que la
hacen capaz de teñir cueros. Estos pueden ser compuestos fenólicos solubles en agua,
tienen un peso molecular entre 500 y 3,000 g/mol, y exhiben las reacciones usuales de los
fenoles; tienen la propiedad especial de precipitar alcaloides, gelatinas y otras
proteínas”(32).
Los taninos actúan como un mecanismo de defensa en las plantas, contra
patógenos, herbívoros y condiciones ambientales hostiles. Generalmente los taninos
inducen una respuesta negativa cuando son consumidos, estos efectos pueden ser
instantáneos como la astringencia o sabor amargo desagradable, o puede tener un efecto
a largo plazo relacionado con efectos antinutricionales o tóxicos. Los taninos afectan
negativamente el consumo de alimento, digestibilidad y eficiencia de la producción.
Estos efectos varían dependiendo del contenido y tipo de tanino digerido y la tolerancia
de los animales, la que depende del tipo de tracto digestivo, tamaño corporal, mecanismo
de detoxificación comportamiento alimenticio (31).
2.3.2.2 PARTES DEL SISTEMA DIGESTIVO ANIMAL AFECTADAS POR
LOS TANINOS
Los sitios de acción de los tanino en los animales son:
Cavidad oral: la masticación causa la ruptura del tejido celular de las plantas y expone
proteínas y carbohidratos para los enlaces con los taninos.
Rumen y tracto gastrointestinal: los taninos libres complejan proteínas dietéticas y
proteínas metabólicas.
2.3.2.2 CONSUMO DE ALIMENTO POR LOS ANIMALES
Los taninos al ser compuestos astringentes, reducen el consumo de alimento por
la disminución de la palatibilidad, afectando negativamente la digestión y productividad
animal. La astringencia es la sensación causada por la formación de complejos entre
taninos y glicoproteínas salivares.
La reducción de la digestibilidad es causada por la asociación del alimento con los
taninos, lo que lo hace indigesto. Estudios realizados (31), han reportado alto consumo de
alimento y ganancias de peso con dietas libres de taninos, comparado con dietas que
contienen taninos. La forma como el forraje es ingerido puede influenciar en la forma
como los taninos afectan la alimentación. Los forrajes ricos en taninos son consumidos en
grandes cantidades cuando están secos en lugar de cuando están frescos; el secado
reduce la solubilidad de los taninos y reduce la habilidad de estos de formar complejos
con las proteínas (los taninos se polimerizan más, resultando en un bajo número de
hidróxilos libres para formar enlaces con las proteínas).El consumo de alimentos ricos en
taninos, para dietas de animales, puede ser incrementado usando compuestos inofensivos
para la dieta de animales y con una alta afinidad por taninos y no por proteínas, que
incrementan la palatibilidad y digestibilidad. El consumo de alimento puede decrecer por
compuestos fenólicos de bajo peso molecular, en plantas verdes, los cuales son
absorbidos dentro del cuerpo y exhiben efectos sistemáticos como alteración de sistemas
fisiológicos, incrementando los requerimientos de detoxificación y rata de reducción de
los tóxicos. La baja digestibilidad de los carbohidratos, es el resultado de la interacción
de taninos con enzimas celulasas y bacterias del rumen (31,32).
2.3.2.3 TOXICIDAD DE LOS TANINOS PARA MICROORGANISMOS
La toxicidad de los taninos para los microorganismos del rumen ha sido descrita
para muchas especies de bacterias como: Strepococus bovis, Butynibrio fibrosolvens,
Fibrobacter succinogenes, Prevotella ruminicola y Ruminobacter amylophilis. Los tres
mecanismos de toxicidad que han sido identificados para los microorganismos son:
Inhibición de enzimas y pérdida del substrato.
Acción en membranas.
Pérdida de iones metálicos
Los taninos inducen a cambios en la morfología de varias especies de
bacterias ruminales. Los mecanismos de defensa de los microorganismos incluyen la
secreción de cadenas de polímeros, síntesis de enzimas resistentes a los taninos,
biodegradación de taninos (31,32).
2.3.2.4 TOXICIDAD PARA RUMIANTES
Los taninos hidrolizables son tóxicos para los rumiantes. La toxicidad de estos
taninos puede ocurrir en animales alimentados con Quercus spp (roble) y tres
leguminosas tropicales(Terminalia oblongata y Clidema hirta). El metabolismo
microbial y la digestión gástrica convierten los HTs en metabolitos de bajo peso
molecular absorbibles(algunos de estos compuestos son tóxicos). Las mayores
lesiones asociadas con HTs venenosos son gastroenteritis hemorrágica, necrosis del
hígado y daños en los riñones. La alta mortalidad de animales debido a la ingestión
de taninos ha sido observada en carneros y ganado alimentados con roble y otras
especies con más de 20% de taninos hidrolizables. La toxicidad de las Pas es difícil
de separar de los efectos de la digestión de proteínas y carbohidratos. Las
Proantocianidinas no son absorbidas por el tracto digestivo, pero pueden causar daños
a la mucosa del tracto gastrointestinal, disminuyendo la absorción de aminoácidos
esenciales como la metionina y lisina, incrementando la toxicidad de glicósidos
cianogénicos (31).
2.3.2.5 TOXICIDAD PARA MONOGÁSTRICOS
Los animales que se alimentan con dietas con niveles de taninos por debajo de
5%, experimentan retardo del crecimiento, baja utilización de la proteína, daño a la
mucosa que cubre el tracto digestivo, alteración en la excreción de ciertos cationes, y
un incremento en la excreción de proteínas y aminoácidos esenciales. En aves de
corral, pequeñas cantidades de taninos en la dieta, pueden causar efectos adversos con
niveles de 0,5% a 2,0%, pueden causar retardo en el crecimiento y disminución de la
producción de huevos. Niveles de 3 a 7% pueden causar la muerte. En cerdos,
efectos similares se han observado. Estos efectos negativos de los taninos pueden ser
reducidos con la adición de proteínas y aminoácidos en los alimentos (31).
2.3.2.6 MECANISMOS DE DEFENSA DE LOS ANIMALES ANTE LA
PRESENCIA DE ALIMENTOS QUE CONTIENEN TANINOS
Algunos insectos consumen alimentos con altos niveles de taninos, ellos son
capaces de adaptarse a los taninos usando varios mecanismos intestinales con pH
alcalino, presencia de surfactantes que decrecen la afinidad entre los taninos
ingeridos y las proteínas, la presencia de membranas peritróficas que absorben
taninos y son excretados en las heces. Muchos animales que consumen taninos
secretan una mucosa tanino-proteína en la saliva. La capacidad de enlazar taninos de
la mucosa salival está directamente relacionada con el contenido de prolina. La
ventaja de utilizar la prolina-salival rica en proteínas (PRPs), es que inactiva taninos
para un amplio número de proteínas de dieta, resultando en una reducción del
nitrógeno fecal. Las PRPs contienen nitrógeno no específico y aminoácidos no
esenciales, esto las hace conveniente para un animal, que las puede usar como
proteína de dietas.
2.3.2.7 ANÁLISIS QUÍMICO DE TANINOS
La cantidad y el tipo de taninos sintetizados por las plantas, dependen del modo
de cultivo de la planta, tejido, condiciones ambientales, etapa de desarrollo. En el
análisis químico de los taninos, se ha utilizado muchos métodos de cuantificación,
pero ninguna de ellos es completamente satisfactorio, por la alta complejidad de los
taninos. Entre estos métodos podemos mencionar: Folin-Ciocalteau, Vanilina- HCl,
Butanol-HCl, método gravimétrico con Iterbio, Método gravimétrico basado en el
sistema detergente. El método de Folin-Denis y otras modificaciones(Folin-
Ciocalteau), están basados en la reducción de ácido fosfomolíbdico por fenoles en
solución alcalina. El método de Folin-Ciocalteau determina el total de grupos
fenólicos libres y es un método para determinar el total de polifenoles solubles
(Taninos hidrolizables y proantocianidinas); no diferencia entre taninos y muchos
polifenoles que no son taninos, además interfieren compuestos como el ácido
ascórbico, tirosina y posiblemente glucosa también son medidos.
Los métodos de la Vanilina-HCl y Butanol-HCl son específicos para las
Proantocianidina. El método gravimétrico con Iterbio se basa en la habilidad del
iterbio trivalente de precipitar selectivamente polifenoles de los extractos de las
plantas, su inconveniente está en que no todos los polifenoles son precipitados y su
baja repitibilidad en plantas con bajos niveles de taninos. Este método determina sólo
los taninos solubles, los taninos insolubles no son detectados.
2.4 USO DE RESIDUOS ORGÁNICOS COMO ABONOS
2.4.1 INTRODUCCIÓN
Una gran cantidad de residuos orgánicos de origen animal incluyendo diversas
clases de estiércol, y de procedencia agroindustrial, como la cachaza, se emplean como
fuentes de materia orgánica y nutrientes con el propósito de mejorar el rendimiento de los
cultivos, a través de cambios favorables en las propiedades físicas y químicas del suelo.
Uno de los efectos que resulta del empleo de estos materiales es el incremento de la
capacidad de almacenamiento de agua del suelo disponible para las plantas. Así estos
suelos proporcionarán más agua accesible al cultivo que aquellos fertilizados solamente
con abonos químicos, el cual resulta en un mayor rendimiento.
La mayor parte de los nutrientes contenidos en los residuos están presentes en
combinaciones orgánicas que son directamente aprovechables por las plantas. La
velocidad de transformación de las materias orgánicas, depende de la relación entre los
contenidos de carbono y nitrógeno(C/N) que varía para los distintos residuos. Cuanto
más estrecha es la relación C/N, menor es el tiempo necesario para que el nitrógeno sea
mineralizado a nitratos, y los otros nutrimentos cambien a las formas inorgánicas
disponibles. En condiciones favorables de humedad y temperatura, una tercera parte del
nitrógeno contenido en la gallinaza, principalmente los compuestos de amonio y ácido
úrico, podría ser nitrificada en un plazo de 2 a 3 semanas, lo cual es comparable con la
velocidad de transformación de la urea, un fertilizante nitrogenado orgánico sintético. En
el siguiente cuadro se presenta la composición química en base seca de algunas clases de
estiércol y residuos usados como abonos.
Cuadro IV- COMPOSICIÓN QUÍMICA DE ALGUNAS CLASES DE
ESTIÉRCOL Y RESIDUOS USADOS COMO ABONOS
Nutri
mento
Vacunos Mulares Cerdos Caprinos Conejo Gallinaza Cachaza
Carbono orgánico(%)
28,4 29,3 26,3 29,8 37,1 31,4 26,5
Mat.Orgánica (%)
48,9 50,5 45,3 52,8 63,9 54,1 45,7
CaCO3(%)
0,60 0,92 0,64 1,56 1,60 1,18 -
Nitrógeno (%N)
1,27 1,65 1,36 1,55 1,94 2,38 1,14
Fósforo (%P2O5)
0,81 0,83 1,98 2,92 1,82 3,86 1,80
Potasio %K2O
0,84 0,87 0,66 0,74 0,95 1,39 0,48
Calcio %CaO
2,03 1,88 2,72 3,20 2,36 3,63 2,81
Magnesio (%MgO)
0,51 0,54 0,65 0,57 0,45 0,77 0,13
Fuente: Avance Agroindustrial, Marzo 1991. Laboratorio de Suelos, EEAOC.
Los materiales orgánicos son de bajo grado si se les compara con los fertilizantes
industriales comunes en el mercado. Teniendo en cuenta que una tonelada de residuo,
proporcionará de 10 a 25 Kg de nitrógeno, 10 a 40 Kg de fósforo(P2O5) y 5 a 15 Kg de
potasio(K2O), son bajos con respecto a los de un abono 15-15-15, capaz de suministrar
150 Kg/ ton. de cada uno de los 3 elementos.
Uno de los usos de residuos orgánicos es la fertilización de cultivos hortícolas
intensivos, pero teniendo en cuenta que en el caso de tubérculos como la papa, se pueden
producir daños a estos al incrementar la cantidad de estiércol, utilizados en su
fertilización. En el caso de los cítricos, las aplicaciones frecuentes de gallinaza pueden
inducir a la deficiencia de zinc (foliocelosis), por una reducción de la solubilidad del zinc
en presencia de una alta concentración de fosfatos suministrados por el residuo, y efectos
de desequilibrio nutricional. La cachaza puede usarse como fuente de nitrógeno para
reemplazar ventajosamente la fertilización con urea. Se debe tener cuidado con el uso de
estiércol y cachaza como substrato de frutales y plantas ornamentales sensibles a las sales
y a la alcalinidad (9).
En Panamá, se han realizado estudios sobre la utilización de la pulpa de café
como abono orgánico, en ese sentido se señala el siguiente cuadro de resultados que
expresa la composición química de un compost a base de pulpa de café (10).
Cuadro V- COMPOSICIÓN QUÍMICA DE UN COMPOST A BASE DE
PULPA DE CAFÉ
#Muestra %M.S.105°C
MO (%)
pH N (%) Mg (%)
Ca (%)
K (%)
P (%) Cu ppm
Fe ppm
Zn ppm
1 91.59 75.42 7.92 3.39 0.28 6.11 8.11 0.19 27.3 50.77 35.80
2 91.71 73.61 7.46 3.52 0.28 7.02 4.65 0.17 16.4 50.70 34.3
3 92.55 72.28 7.30 2.96 0.27 7.44 2.78 0.14 13.5 43.38 31.1
4 93.41 67.12 7.37 2.68 0.29 10.20 2.89 0.12 16.1 47.91 35.6
5 93.86 65.08 7.65 2.77 0.29 10.94 3.46 0.13 15.6 52.74 45.3
*Análisis realizado en el Laboratorio de suelos, IDIAP Gualaca.Panamá
2.4.2 BIOENSAYO CON MICROORGANISMOS Y ABONOS
ORGÁNICOS.
El bioensayo con microorganismos consiste en utilizar el crecimiento de la
población nativa del suelo, para predecir el suministro de nutrimentos disponibles en los
abonos orgánicos. La prueba procura condiciones óptimas para el crecimiento de
microorganismos en cuanto a humedad y aireación del medio de crecimiento, fuente de
carbono y energía, de esta forma el crecimiento microbiano en un lapso de tiempo será
afectado por la cantidad de nutrimentos disponibles en el medio de crecimiento(suelo +
abono orgánico).Así, al evaluar diferentes abonos orgánicos en mezcla con un mismo tipo
de suelo, las variaciones de biomasa indicaran variaciones en contenidos de nutrimentos.
A pesar que las bacterias utilizan de inmediato otras formas orgánicas de nutrimentos no
disponibles para la planta, la prueba tiene su fundamento, en simular, mediante la adición
de glucosa, el efecto rizosférico, provocado por la exudación de substratos orgánicos de
fácil utilización para los microorganismos (8). Con esta metodología se obtienen los
resultados del ensayo en dos días en lugar de 5 a 6 semanas si se utilizan plantas
indicadoras (6)
En estudios realizados en la Universidad Nacional de Costa Rica (5), se señala
que un abono con un valor de fertilización inferior a 130% es pobre, mientras que un
valor superior a 190% indica que el abono es muy rico en nutrimentos. La siguiente
escala relativa de valor de fertilizante, es otra manera de predecir o indicar la utilidad de
un abono orgánico:
Cuadro VI- ESCALA RELATIVA DEL VALOR DE FERTILIZANTE DE ABONOS ORGÁNICOS
Clasi
ficación
mg C microbiano/100 mg
de abono
% de
Fertilización
Pobre Menor a 0,03 Mayor de
26%
Medi
ano
0,3-1,0 16-26
Buen
o
1,0-2,0 10-16
Excel Mayor de 2, 0 Menor de
ente 10%
En Panamá se han realizado estudios con microorganismos(15) para determinar
la calidad de varios abonos orgánicos, que presentan diferentes residuos, como pulpa de
café, gallinaza, entre otros. Para el abono orgánico de pulpa de café, se obtuvieron
valores a corto plazo de N= 0,165mg/100mg de abono, P2O5 = 0,194 mg/100 mg de
abono, K2O= 0,066 mg/ 100 mg de abono. A largo plazo (dos años) se estimaron valores
de N=0,634mg/100 mg de abono, P2O5= 0,685mg/100 mg de abono y K2O= 0,227 mg/
100 mg de abono, concluyéndose que el mejor abono en cuanto a concentraciones de NP,
es el de pulpa de café.
2.4.2.1 INFLUENCIA DE LOS ABONOS ORGÁNICOS EN EL MEJOR,MIENTO DE SUELOS
Los abonos orgánicos aumentan la producción agrícola debido a factores como:
Actúan como “pega” y previenen la erosión.
Previenen el estrés hídrico.
Actúan como fertilizantes al liberar nutrientes en forma lenta.
Aportan cargas eléctricas
Activan la microflora, controlando enfermedades del suelo.
Suple a las plantas de Nitrógeno del aire y formas insolubles de fósforo y potasio de
las reservas del suelo.
Son equilibrados. Quiere decir que tienen todos los nutrimentos mayores, menores y
oligoelementos en forma equilibrada.
Su variedad es muy amplia. No existen dos abonos orgánicos iguales.
2.4.2.2 INCONVENIENTES DE LOS ANÁLISIS CORRIENTES PARA
LOS ABONOS ORGÁNICOS
Existen dos tipos de análisis químicos disponibles para comprobar el valor
fertilizante de un abono orgánico: el análisis tipo suelo y análisis tipo foliar.
El análisis tipo suelo es poco conveniente para las muestras de abono
orgánico porque este análisis mide los nutrimentos intercambiables, o sea ya
disponibles. No tiene en cuenta la liberación lenta por efecto de los microorganismos.
El análisis tipo foliar evalúa el contenido total en nutrimentos de un
residuo orgánico por medio de una digestión completa de la muestra con ácidos fuertes,
es decir que este análisis debe indicar la cantidad de nutrimentos que liberará el abono,
pero no indicará el plazo al cual se liberarán los niutrimentos.
Calidad nutricional de un compost: la calidad nutricional de un compost
depende de varios factores entre los cuales podemos mencionar:
Tipo de residuo usado en su elaboración
Condiciones del compostaje: humedad, grado de división, frecuencia de volteo,
tamaño de la pila, tipo de tierra.
Esto significa que las condiciones empleadas durante el proceso de compostaje
influyen mucho en la calidad del producto final y se sabe muy poco acerca de las
condiciones óptimas.
CAPÍTULO III
METODOLOGÍA
3.1 REACTIVOS, MATERIALES Y EQUIPO
3.1.1 Reactivos
Ácido clorhídrico 37%, densidad = 1.19Kg/L;Merck
Ácido Sulfúrico 96.5%, gravedad específica= 1.84; J.T. Baker
Molibdato de Amonio
Tartrato de Antimonio y Potasio
Ácido Ascórbico
Éter Etílico
Hidróxido de Sodio
Sulfato de Cobre
Sulfato de Potasio
Bromuro de Cetil trimetil Amonio
Acetona
Metanol 99.5%, densidad = 0.791-0.795; Panreac Química, S.A.
Permanganato de Potasio
Nitrato Férrico nonahidratado
Nitrato de Plata
Acetato de Potasio
Ácido Acético Glacial
Alcohol Butílico terciario
Ácido Oxálico dihidratado
Alcohol Etílico al 95%
D(+)Glucosa
Cloruro de Bario
Cafeína 98.5- 101.0%; Spectrum Quality Products, Inc
Carbonato de Calcio
Ácido Tánico
Tungstato de Sodio dihidratado
Molibdato de Sodio dihidratado
Ácido orto-Fosfórico 85% de pureza; densidad= 1.70 Kg/L Panreac Química, S.A.
Sulfato de Litio
3.1.2 Materiales
Vasos químicos Pyrex de 100, 250 y 500 mL
Matraces aforados de 25 mL(precisión + 0.3mL), 50 mL(precisión +0.5mL) y 100
mL(precisión +0.8mL)
Tubos de ensayo Pyrex (No. 2895)de 10 mL
Pipetas Volumétricas Pyrex de 1, 5, 10, 20 y 25 mL
Papel filtro Whatman # 1
Embudos de Separación de 250 mL
Tamiz de 20mm
Matraces Erlenmeyer de 500 y 1000 mL
Botellas lavadoras
Baño María
Bomba de Aire Marca KnF Neuberger 78, Modelo tipo MW 10, 1400 U/min, 110 voltios,
50 Hz
Probetas Pyrex de 10, 25, 50, 100 y 250 mL
Crisoles filtrantes Gooch de porosidad C
Vasos de Berzelius de 500 mL
Desecador
Espátulas
Sobres de Papel
Crisoles de Porcelana
3.1.3 Equipo
Horno modelo 45EG ( Precision Scientific 1996) de transferencia de calor por gravedad
de convección.
Mufla Vulcann Box Furnace modelo A-1750 (200 a 1100 °C)
Espectrofotómetro de absorción atómica Perkin Elmer 2380.
Espectrofotómetro Spectronic Genesis 5 ( 200 a 1100 nm).
Extractor Soxhlet 34/45
Balanza Analítica Denver Instrument Company, Modelo 250, precisión de 0.1mg
Aparato para digestión de fibra cruda Labconco, modelo 30001,115Volt,50/60Hz.
Sistema de destilación Micro- Kjeldahl,
Equipo “ Sustrated Induced System” para bioensayo
Molino de aspas de acero inoxidable de 40 mesh
3.2 PREPARACIÓN DE SOLUCIONES
3.2.1 Reactivo A para fósforo
Se pesaron en la balanza analítica 12 g de molibdato de amonio y se disolvió en
250 mL de agua destilada; se pesaron y disolvió 0,5816 gramos de tartrato de antimonio
y potasio en 200 mL de agua destilada. Ambos reactivos se agregaron a 1000 mL de
ácido sulfúrico 5N. Se Mezclaron y envasaron a 2000 mL. Este reactivo es de duración
indefinida.
3.2.2 Reactivo B para fósforo
Se pesaron en la balanza analítica 1,056 gramos de ácido ascórbico y se disolvió
en 200 mL de reactivo A. Este reactivo es estable por 24 horas.
3.3.3 Solución detergente ácido
Se pesaron 20 gramos de bromuro de cetyl trimetil amonio y se disolvieron en un
litro de solución de ácido sulfúrico 1N y se agitó hasta que se disolviera completamente.
3.3.4 Permanganato de potasio( KmnO4 ), solución saturada
Se midió en la blanza analítica 50 gramos de permanganato de potasio y se
disolvieron en un litro de agua destilada. Se protege de la luz solar.
3.3.4 Solución Buffer de Lignina
Se midió en la balanza analítica 6,0 gramos de nitrato férrico nonahidratado y
0,15 gramos de nitrato de plata, ambos reactivos se disolvieron en 100 mL de agua
destilada. Esta mezcla se combinó con 500 mL de ácido acético glacial y 5 gramos de
acetato de potasio. Posteriormente se le agregó 400 mL de alcohol butílico terciario y se
mezcló la solución.
3.3.5 Solución de Permanganato combinada:
Se mezcló (antes de ser usada), la solución de permanganato saturada con la
solución buffer de lignina en la relación de 2:1 por volumen. La porción no utilizada de
esta mezcla puede mantenerse por una semana en refrigeración en ausencia de luz. Esta
solución puede utilizarse si mantiene el color morado y está libre de precipitado.
.3.6 Solución desmineralizadora
Se midió en la balanza analítica50 gramos de ácido oxálico dihidratado y se
disolvió en 700 mL de alcohol etílico al 95 %, se agregó 50 mL de ácido clorhídrico
concentrado y 250 mL de agua destilada, luego se mezcló..
3.3.7 Alcohol etílico al 80%
Se midió en una probeta 155 mL de aguas destilada y 845 de alcohol
etílico al 95%, y se procedió a mezclar ambas sustancias.
3.3.8 Amortiguador de pH 6.5
Se midió en la balanza analítica 8 gramos de hidróxido de sodio y se
disolvió en 70 mL de H2O destilada, se adicionaron 10 mL de ácido acético
glacial, se ajustó el pH con ácido acético diluido, usando un medidor de pH, y se
diluyo a 100 mL con agua destilada.
3.3.9 Solución patrón de cafeína de 2000 ppm
Se midió en la balanza analítica 0.2 gramos de cafeína pura y se disolvió
en alcohol etílico al 50%(v/V) en un vaso químico de 250 mL. Esta solución se
transfirió a un matraz volumétrico 1 L y se llevó a la marca con la solución de
etanol al 50%. A partir de esta solución se preparó la solución madre de 100 ppm.
La curva patrón se preparó transfiriendo 25,15, y 5 mL de la solución de 100
ppm a matraces volumétrico de 50 ml, y además de la solución de 100 ppm, se
transfirió 10 y 5 mL a matraces volumétricos de 25 mL, los matraces se aforaron
con la solución de etanol al 50%, con lo cual se prepararon los patrones de 50
ppm, 30 ppm, 10ppm, 40 ppm y 20 ppm respectivamente
3.3.10 Reactivo Folin-Ciocalteau
Se midió en la balanza analítica 100 gramos de tungstato de
sodio(Na2WO4.2H2O) y 25 gramos de molibadato de sodio(Na2MO4.2H2O), se
disolvieron en 700 mL de agua destilada en un balón de fondo redondo de 2 L.
Luego se añadieron 50 mL de ácido fosfórico (H3PO4) y 100 mL de HCl
concentrado. La mezcla se sometió a reflujo por 10 horas (no es necesario que el
proceso sea continuo) con algunas perlas de ebullición. Al final del período de
ebullición se adicionó 150 gramos de sulfato de litio(Li2SO4.H2O), 50 mL de agua
destilada y unas gotas de Br2, luego se hirvió la mezcla sin el condensador, para
remover el exceso de Br2. La solución se enfrió, se diluyó a un litro y se filtró a
través de un crisol filtrante (si la mezcla no es lo suficientemente clara). Se
almacenó en un recipiente ámbar. El reactivo no debe aparecer verdoso, porque
esto indica presencia de productos de reducción azules. Cuando esto ocurre, se
adicionan unas gotas de Br2 y se elimina el exceso por ebullición.
3.3.11 Solución patrón de Ácido Tánico
Se midió 0.1 gramos de ácido tánico en la balanza analítica, se diluyó con
agua destilada en un vaso químico de 250 ml y se transfirió a un balón aforado de
1 L. Esta solución madre equivale a 100 ppm de ácido tánico, a partir de la cual
se preparan soluciones de 90, 80, 70, 60, 50 ppm.
3.3.12 Solución patrón de fósforo de 50 ppm
Se midió en al balanza analítica 0.2195 gramos de KH2PO4 previamente secado al
horno a 105°C y se disolvió en agua destilada contenida en un matraz volumétrico de
1000mL, el caul se afora con agua destilada. Se tomaron alícuotas de esta solución de
5,10,20,30 y 40 mL, transfiriéndose a matraces volumétricos de 50 mL, en donde se
desarrolla el color con el reactivo B y se aforan con agua destilada. Estas soluciones
corresponden a concentraciones de 5, 10, 20, 30 y 40 ppm.
3.4 MÉTODOS QUÍMICOS PARA LA EVALUACIÓN DE ALIMENTOS
3.4.1 MATERIA SECA A 105 °C
Principio: la materia seca de una muestra, es lo que queda después de eliminar
totalmente el agua. Está constituida por las proteínas, minerales o cenizas, extracto
etéreo, fibra cruda, e hidratos de carbono.
Procedimiento:
1- Limpie un crisol de porcelana para pesar muestras y se secó a 105°C por una hora.
Se sacó el crisol y enfrió en un desecador.
2- Se midió en la balanza analítica el crisol vacío y registró el peso en la columna como
crisol vacío.
3- Se colocó 2.0000 (+ o -) 50 mg y registró el peso como crisol + muestra seca al aire.
4- Se colocó el crisol con la muestra en un horno a 105°C durante toda la noche.
5- Se sacó el crisol y se colocó en un desecador hasta enfriar.
6- Se midió en la balanza analítica el crisol con la muestra y registró el peso como crisol
+ muestra seca a 105°C.
7- Se guardo la muestra para determinar Extracto Etéreo.
3.1.1 CENIZAS
Principio: las cenizas están formadas por minerales. Estos constituyentes se agrupan
en macroelementos: Calcio(Ca) y Fósforo (P) y microelementos (oligoelementos):
Hierro (Fe), Potasio(K), Sodio (Na), Cobalto (Co), Sílice (si), Cobre ( Cu),
Manganeso (Mn), Zinc ( Zn), Yodo (I), Selenium (Se), y Fluoro(F).
Procedimiento:
1- Se Lavó un crisol con agua y jabón. Luego se colocó el crisol en una solución al 10
% (v/v), caliente por 30 minutos.
2- Se sacó el crisol y enjuagó con agua destilada. Se colocó el crisol en un incinerador a
550 ° C durante una hora.
3- Se sacó el crisol, se puso en un desecador y cuando se enfrío y pesó el crisol
registrando el peso como crisol vacío.
4- Se pesó 2.0000(+o-) 50 mg de la muestra molida y registro el peso como crisol +
muestra seca al aire.
5- Se colocó el crisol con la muestra en un horno a 550°C durante toda la noche.
6- A la mañana siguiente, se saco el crisol con la muestra y enfrío en el desecador.
7- Se peso el crisol con la ceniza y registre como crisol + ceniza.
8- Se guardaron las cenizas para el análisis de macro y micro elementos.
3.1.2 MINERALES
Principio: los minerales presentes solubles en ácido clorhídrico se extraen de las cenizas y se diluyen para determinarlos mediante métodos espectrofotométricos.
Procedimiento:
1- Las cenizas obtenidas sirven para hacer la extracción.
2- Se agregó 20 mL de ácido clorhídrico al 50 % al crisol que contiene las cenizas.
3- Se calentó a 90°C hasta que la mitad se evaporo.
4- Se agregó agua destilada y calentó por 15 minutos más.
5- Se filtró a través de un papel filtro Whattman 41.
6- Se recogió el filtrado en un volumétrico de 50 mL y aforó.
Se determinó la concentración de sodio, potasio, calcio, magnesio, hierro, cobre,
manganeso y zinc en el aparato de Absorción Atómica. El aparato lee directamente la
concentración en ug/ml.
Fósforo: se determina por el Método Colorimétrico.
Procedimiento:
1- Se colocó 0,5 ml del extracto mineralizado en un matraz de 25 mL.
2-Se agregó 4 mL de reactivo B, agregar agua destilada y aforar a 25 mL. Agitar.
3-Después de 10 minutos se realizó la lectura en el colorímetro a 700 nm. El color es
estable por 72 horas.
4-Para la curva patrón, se utilizaron las soluciones patrones de fósforo de 5, 10, 20, 30,
40 y 50 ppm.
3.4.4 EXTRACTO ETÉREO
Principio: el éter extrae todos los lípidos y ácidos grasos presentes en una muestra.
El éter se evapora y se condensa continuamente, al pasar a través de la muestra extrae
materiales solubles. El extracto se recoge en un beaker y cuando el proceso se
completa, el éter se destila y se recolecta en otro recipiente y la grasa cruda que queda
en el beaker, se seca y se pesa.
Procedimiento:
1- Se secaron los matraces del equipo Soxhlet a 105°C, durante una hora.
2- Se midió en al balanza analítica los matraces del equipo Soxhlet.
3- Se colocaron 2 gramos de muestra en el tubo de extracción.
4- Se añadireron 200 mL de éter etílico en el matraz del equipo Soxhlet.
5- Se reflujó la muestra durante 6 horas en el aparato de extracción Soxhlet, a una
temperatura de aproximadamente 35 °C.
6- El éter contenido en el matraz se recupero por destilación. Se secó el matraz en el
horno a 105°C durante una hora. Se enfrió en el desecador y luego se pesó el
matraz.
3.4.5 FIBRA CRUDA
Principio:
Una muestra libre de humedad y grasa se digiere primero con una solución de
ácido débil y luego con una solución de base débil; estos ácidos y bases débiles no
destruyen la celulosa principal componente del tejido vegetal. Los residuos orgánicos
restantes se recogen en un crisol de filtro. La pérdida de peso después que se quema la
muestra, se denomina fibra cruda.
Procedimiento:
1- Se pesó 1 gramo de la muestra desengrasada obtenida de la determinación de grasa
cruda y colocó en el aparato de digestión de fibra cruda.
2- Se añadieron 100 mL de ácido sulfúrico al 1.25% y reflujaron durante 30 minutos ( a
una temperatura aproximada de 75°C).
3- Se filtró la solución en un crisol de Gooch, se lavaron con agua caliente varias veces
para eliminar el ácido sulfúrico.
4- Se colocaron el filtrado en el aparato de digestión de fibra cruda y adicionaron 100
mL de hidróxido de sodio al 1.25 % y se reflujaron durante 30 minutos.
5- Se retiró la muestra del aparato digestor, se filtró en el crisol de Gooch y lavó varias
veces con agua caliente.
6- Se colocó la muestra en el horno a una temperatura de 105% durante toda la noche.
Luego se dejó enfriar en un desecador y se pesó en ala balanza aanalítica.
7- Se colocó la muestra en la mufla a 600°C durante 2 horas; se enfrió en el desecador
y pesó en la balanza analítica.
3.4.6 PROTEÍNA CRUDA
Principio: el nitrógeno de las proteínas, de un alimento, se transforma en Sulfato de
Amonio como resultado de la digestión con ácido sulfúrico concentrado. El nitrógeno
contenido se desprende por reacción del Sulfato de Amonio formado, con hidróxido
de sodio concentrado en medio acuoso. El nitrógeno desprendido se recoge en una
solución de ácido bórico y se titula. El % de nitrógeno obtenido se multiplica por 6.25
y el valor obtenido se llama proteína cruda.
Procedimiento:
1- Se colocó 0.1 gramos de muestra en un matraz Kjeldhal de 50 ml, se le añade 4 mL
de ácido sulfúrico concentrado y 1.5 gramos de mezcla digestora (sulfato de cobre y
sulfato de potasio).
2- Se digirió hasta la aparición de un color azul característico del digestado.
1- Se añadió el digestado en el matraz del aparato de destilación Kjeldahl, se adicionó
10 mL de agua destilada y añadió 10 mL de hidróxido de sodio al 50%.
2- Se destiló la muestra y recogió el destilado en un vaso químico de 100 mL
conteniendo 10 mL de solución de ácido bórico con indicadores(rojo de metilo y azul
de metileno). Se continúo la destilación hasta que el volumen del destilado alcance
los 75 mL.
3- Se valoró el complejo nitrogenado con una solución valorada de HCl 0,01N.
3.4.7 FIBRA POR EL MÉTODO ÁCIDO-DETERGENTE
Principio: este procedimiento permite una rápida determinación de la ligno-celulosa.
Sin embargo en esta fracción también aparece el sílice. La diferencia entre el valor de
las paredes celulares y la fibra ácido detergente, da una estimación del valor de la
hemicelulosa, ya que esta diferencia también incluye una fracción de proteína
adherida a las paredes celulares. El método de fibra por ácido detergente también se
emplea como paso preliminar en la determinación de la lignina.
Procedimiento:
1- Se midió en la balanza analítica 1 gramo de muestra y colocó en un vaso de
Berzelius. Se añadió 100 mL de solución detergente ácido a temperatura ambiente y
2 mL de decahidronaftaleno. Se calentó la solución para que hirviera en el término
de 5 a 10 minutos( aprox. A 80°C). Cuando se inició la ebullición, se bajó la
temperatura para evitar la formación de espumas y mantener la solución en reflujo
por una hora.
2- Se filtró la solución, con poca succión, a través de un crisol filtrante previamente
pesado. Con una varilla de vidrio, se aflojó la capa de muestra que se había
compactado en el fondo del crisol y lavó dos veces con agua caliente. Se lavó los
lados del crisol de la misma manera.
3- Se repitió el lavado con acetona hasta que desapareció totalmente el color,
desintegrando cualquier grumo que se hubiera formado para que el disolvente entre
en contacto con todas las partículas de fibra.
4- Se lavó la muestra con hexano, mientras aún contenía acetona( el hexano se puede
omitir si la formación de grumos no constituye un problema). Se mantuvo la muestra
bajo succión hasta que se liberó del hexano y se secó a 105°C por 8 horas mínimo,
luego se enfrió en un desecador y se midió en la balanza analítica.
3.4.8 DETERMINACIÓN DE LIGNINA Y CELULOSA POR PERMANGANATO
Principio: los materiales que interfieren con la determinación, se separan con la
preparación de la fibra ácida que está compuesta principalmente por lignina, celulosa y
minerales insolubles. La lignina se oxida con una solución de ácido acético amortiguado
con permanganato de potasio conteniendo hierro y plata monovalente como catalíticos.
Los óxidos de Mn e hierro que se depositan, se disuelven con una solución alcohólica de
ácido oxálico e hidroclorhídrico, permaneciendo la celulosa y los minerales insolubles. El
contenido de lignina se determina en base a la pérdida de peso de la muestra, ocasionado
por los tratamientos a que ha sido sometida, mientras que la celulosa se determina en
base a la pérdida de peso de la muestra al ser incinerada. El residuo de cenizas consiste
principalmente de sílice y gran parte del material no silicato residual, puede eliminarse
por medio del lavado con ácido hidrobrómico concentrado.
Procedimiento:
1- El residuo de la determinación de fibra por el método ácido- detergente puede
utilizarse (aplicando el peso original de la muestra). Se colocaron los crisoles en una
bandeja de vidrio con una capa de 1 cm de espesor de agua fría. La fibra dentro de los
crisoles no se debe mojar.
2- Se agregó 25 mL de la solución de permanganato de potasio sin llenarlos demasiado.
Se ajustó el nivel del agua en la bandeja a manera de reducir la corriente de paso de la
solución a través de los crisoles. Se Colocó una varilla de vidrio en cada crisol, con el
objeto de revolver su contenido, deshacer los grumos y bañar todas las partículas que
se adhieren a las paredes internas del crisol con la solución de permanganato de
potasio.
3- Se mantuvo a los crisoles un tiempo de 90 (+o-) 10 minutos a temperatura de 20°C;
agregando si fuera necesario, una cantidad adicional de la solución combinada de
permanganato de potasio.
4- Se filtró la muestra.. Se llenó a la mitad los crisoles con solución desmineralizadora.
A los 5 minutos, se filtró la porción líquida remanente y se volvió a llenar hasta la
mitad con la misma solución. Se debe tomar la precaución de evitar el derrame
debido a la producción de espuma. Se repitió la adición de la solución
desmineralizadora por tercera vez si se nota que el filtrado se encuentra de color café
oscuro. Se lavaron las paredes internas de los crisoles con una corriente fina de la
solución desminaeralizadora, hasta que el color de la fibra fue el blanco(20-30
minutos).
5- Se llenó y lavó el contenido de los crisoles con alcohol etílico al 80%, se fíltró y
repitió este lavado por dos veces consecutivas. Se lavó y filtró la muestra dos veces
con acetona, de igual manera que se hizo con el alcohol.
Contenido de lignina: se secaron los crisoles durante toda la noche a 105°C de
temperatura; luego se dejaron enfriar en un desecador y se pesaron en la balanza
analítica. El contenido de lignina se calculó en base a la pérdida en peso original de la
fibra obtenida por el método detergente ácido.
Contenido de celulosa: se incineró la muestra procedente de la determinación de
lignina a 500°C durante 3 horas; se dejo enfriar y se pesó en la balanza analítica. La
pérdida de peso equivale al contenido de celulosas.
3.2 MÉTODOS QUÍMICOS Y BIOLÓGICOS PARA LA EVALUACIÓN DE
ABONOS ORGÁNICOS
3.5.1 BIOENSAYO MICROBIANO PARA DETERMINAR LOS NUTRIMENTOS
DISPONIBLES EN ABONOS ORGÁNICOS
Principio: para estimar los nutrimentos disponibles en los abonos orgánicos se
utiliza la técnica del Sustrated Induced Respiration , en el cual se utiliza el crecimiento
de la población microbiana nativa del suelo , inducida por la glucosa, como fuente
energía y carbono, limitándose de esta forma su crecimiento solamente por la cantidad de
nutrimentos disponibles en la mezcla. A los dos días se obtiene el máximo crecimiento de
de la cantidad de microorganismos y se determina la biomasa microbiana ,que nos sirve
para calcular el contenido de nutrimentos en la biomasa, gracias a las relaciones
conocidas de C:N, C:P,C:K en la biomasa, que representan las cantidades inmobilizadas
por los microorganismos al crecer, la que se correlaciona con la cantidad de nutrimentos
disponibles para las plantas. El Carbono microbiano producido se determina por la
técnica del “Sustrated Induced System” , que consiste en pasar un flujo de aire( libre de
dióxido de carbono) por las muestras y capturar el carbono microbiano en trampas con
una solución de hidróxido de sodio ; el cambio en alcalinidad se utiliza para cuantificar
la cantidad de carbono microbiano absorbido y puede detectar niveles de el gas de hasta
1%. El cambio de color se mide por titulación con ácido clorhídrico.
Procedimiento:
Primer día:
1- Se pasó el suelo por malla de 2mm. Se almacenó húmedo
2- Se determinó la humedad del suelo y del abono y también la humedad a capacidad de
campo del suelo, que es la humedad óptima para el bioensayo microbiano.
3- Se mezcló bien el suelo húmedo( el equivalente de 270 g de suelo seco) con el abono
orgánico húmedo( el equivalente de 30 g de abono seco).
4- Se ajustó la humedad de la mezcla a capacidad de campo.
5- Se repite con solo suelo (sin agregarle abono).
Segundo día:
1- Se dividió la mezcla suelo + abono en dos partes de igual peso que se colocan en dos
frascos erlenmeyer de 1L.
2- En uno de los frascos se agregó glucosa en polvo(1% del peso total) .Se mezcló muy
bien.
3- Se hizó lo mismo con la muestra de suelo sin abono.
4- Se dejaron los frascos sin tapar a temperatura ambiente y en la oscuridad( por 48
horas).
Cuarto día:
1- Se dividieron cada una de las cuatro muestras en tres triplicados de igual peso que se
colocaron en frascos erlenmeyer(1 L a 0.5 L).
2- Se agregó 0.4 g de glucosa en cada frasco y se mezcló muy bien. Esta glucosa se
utilizó para determinar la biomasa microbiana. La evolución de CO2 por las muestras
es proporcional a la biomasa microbiana siempre y cuando el Carbono de fácil
utilización(glucosa) no sea limitante.
3- Después de media hora se conectaron los 12 frascos, además de 3 frascos vacíos, al
aparato de flujo de aire sin todavía conectar las trampas de NaOH (esto es para
remover el CO2 que se produzca cuando todas las muestras estén equilibradas).
4- Después de otra media hora, se conectaron las trampas con 40 mL. de NaOH(0.03N).
Se arregló el burbujeo hasta lograr un flujo de burbujas casi continuo y
aproximadamente parejo entre los frascos. Esto asegura un flujo de alrededor de
2L/hora, suficiente para evacuar el aire en el espacio arriba del suelo en el
erlenmeyer.
5- Después de 1h, se detuvo el flujo de aire y se transfirió cuantitativamente el
contenido de las trampas en pequeños frascos erlenmeyer en donde se agregaron 6
mL. de BaCL2 (0.2N) y dos gotas de fenolftaleína(indicador de pH), queda un color
púrpura. El BaCl2 se utilizó para precipitar el carbonato. Una muestra que produjo
mucho CO2 neutraliza mucho NaOH y al agregar el BaCl2 formará un precipitado
blanco.
6- titularon las 15 muestras con HCl de título conocido con precisión (alrededor de
0.15M) hasta que cambió el color de púrpura a blanco.
3.6 MÉTODOS QUÍMICOS PARA EL ANÁLISIS DE LAS SUSTANCIAS
TÓXICAS PARA LA ALIMENTACIÓN ANIMAL EN LOS RESIDUOS
AGROINDUSTRIALES
3.6.1 CUANTIFICACIÓN DEL CONTENIDO DE CAFEÍNA
Principio: el contenido de cafeína en las muestras de pulpa de café y hongos fue
determinado por el método desarrollado por el Laboratorio de Análisis del Gobierno de
Zimbabwe(34), el cual consiste en la extracción de la cafeína con cloroformo; el
cloroformo es evaporado y la cafeína se determina en una solución al 50 % de etanol. La
determinación de cafeína es posible en cloroformo, pero la región ultravioleta de
absorción máxima tanto para la cafeína como para las substancias residuales que
interfieren en su determinación, están mucho más cerca en cloroformo que en alcohol al
50%. La interferencia de sustancias, particularmente 5-hidroximetilfurfural, en la
determinación de cafeína por espectroscopia ultravioleta, puede ser eliminada al
reaccionar estas con metabisulfito de sodio.
Procedimiento:
1- Se adicionaron en un vaso químico, 0.5 gramos de muestra seca, 0.5 gramos de
metabisulfito de sodio y 5 mL de amortiguador de pH 6.5 y se mezclaron.
2- Se adicionaron 100 mL de cloroformo y colocaron en un vaso químico de 200 mL en
agua helada. Se agitó mecánicamente por 30 minutos.
3- Se transfirió el contenido a un embudo de separación y se filtró la capa clorofórmica
a través de un papel filtro.
4- Se tomaron 3 alícuotas de 10 mL del filtrado, se colocaron en tubos de ensayo de 10
mL y evaporaron hasta sequedad, utilizando cámara de extracción.
5- Se disolvió el residuo del tubo de ensayo en una solución acuosa de etano al 50 % y
se leyó el valor de la absorbancia en un espectrofotómetro ultravioleta, a una longitud
de 280 nm.
6- Para la curva de calibración se utilizan patrones de cafeína de 10, 20, 30, 40 y 50
ppm.
3.6.2 CONTENIDO DE POLIFENOLES TOTALES
Principio: el método de Folin-Ciocalteau se utiliza para analizar el total de
polifenoles solubles, que incluyen a los tanino hidrolizables, tanino condensados y
polifenoles que no son tanino, con diversas funciones y reactividades, además
interfieren compuestos como el ácido ascórbico, tirosina y posiblemente glucosa
también son medidos.
Procedimiento:
1- Se midió en la balanza analítica 1 gramo de muestra seca y se adicionó dentro de
un vaso químico de 50 mL con 20 mL de metanol al 50 % en agua.
2- Se colocó en un baño de agua a 77-80 °C durante una hora.
3- El extracto obtenido se filtró cuantitativamente dentro de un matraz aforado de 50 ml
utilizando papel filtro Whatman # 1 y llevando a la marca con agua. Se agitó.
4- Se pipeteó 1 ml del extracto anterior dentro de un matraz aforado de 50 ml y
añadió 2,5 ml de reactivo Folin-Ciocalteau diluido 10 veces, 2 ml al 7,5% de
carbonato de sodio(Na2CO3). Se aforó a la marca con agua.
5- Se leyó a una absorbancia de 765 nm(Spectronic Genesis 5 ( 200 a 1100 nm) después
de calentar 15 minutos a 45°C. Se utilizó una mezcla de reactivo y agua como blanco.
6- La curva patrón se preparó utilizando soluciones de ácido tánico de 100, 90, 80, 70,
60, 50 ppm.
3.7 Preparación del Substrato para el cultivo de Hongos Comestibles
3.7.1 Preparación del Aserrín para el cultivo de Shiitake ( Lentinus edodes)
Figura 6. Proceso de preparación del substrato(aserrín) para la siembra y cosecha
de Shiitake.
3.7.2 Preparación del Substrato para el cultivo de Pleurotus pulmonarius,
Pleurotus híbrido y Pleurotus ostreatus
PROCESO DE HIDRATACIÓNPROCESO DE HIDRATACIÓN
PERÍODO DEPERÍODO DEINCUBACIÓN YINCUBACIÓN Y
COSECHACOSECHA
Mezclar con 10.8% demelaza
Homogeneizar yllenado de bolsas con
1150g c/u
Esterilización
121ºC / 10 - 15 psiInoculación
Aserrín
Completarcon agua
Filtrar en una mallade alambre
Figura 7a. Proceso de Preparación del inóculo de las diferentes cepas de hongos
comestibles
Llenado de las bolsascon 200g c/u
Granos desorgo
Hidratación
90ºC/25min
Esterilización
121ºC / 10 - 15 psi
Inoculación
(Cámara de transferencia)
Incubación
(Un mes)Inóculo
Cepa certificada
Inoculación (Sala de
inoculación)
Inoculo de Pleurotus sp. En granos de sorgo
Pasarlo a la sala de incubación
Perforar las bolsas para mejor
intercambio gaseoso
Pasarlo a la sala de fructificación
Humedad 80%, 28ºC ,luz y
ventilación
Incubación 2 - 3 semanas
Remover parcial o totalmente la
bolsa
Período de cosecha
(2 - 3 semanas)
SUB-PRODUCTOS
Alimento para animales
(vacuno, caballar y bovino)
Abono orgánico (agricultura y
jardinería)
Escurrir y enfriar a menos de
320ºCHumedad 70
- 80 ºC
Recolección del substrato (pulpa de
café paja de arroz, etc)
Pasterización
agua a temp. > de 80ºC
Substrato pasteurizado
PROCESO DE PRODUCCIÓN DE HONGOS COMESTIBLES DE LA ESPECIE PROCESO DE PRODUCCIÓN DE HONGOS COMESTIBLES DE LA ESPECIE PLEUROTUSPLEUROTUS
Figura 7b. Proceso de producción de los hongos comestibles de la especie Pleurotus
sobre paja de arroz y pulpa de café.
3.8 RECOLECCIÓN, SECADO Y MOLIDO DE LAS MUESTRAS
Las muestras de paja de arroz, pulpa de café, aserrín, abonos orgánicos y hongos
comestibles, fueron sometidas al siguiente procedimiento de recolección secado y
molido:
3.8.1 PULPA DE CAFÉ
Se tomaron dos muestras de pulpa de café fresca, traída del beneficio de café(Bajo
Mono, Boquete), y se colocaron a secar al sol durante una semana para determinarles el
% de materia seca a 105 °C. Después del proceso de pasteurización(T= 80-90°C) se
procedió de igual forma que con las muestras de pulpa de café fresca. A los 15 días de
haberse sembrado el inoculo de las distintas cepas (136, 38 y k-99) se recolectó una bolsa
de cada una de estas cepas (peso aproximado húmedo de 8 libras) y se colocaron al sol
durante una semana para determinar el % de materia seca a 105°C. Al final del proceso
de producción de hongos comestibles, el residuo final se colocó al sol durante una
semana, posteriormente se mezclaron cuatro pasteles sembrados el mismo día y con la
misma cepa, para obtener después de molido el residuo, una sola muestra de estos
pasteles, que fue empacada en sobres de papel de una capacidad aproximada de 50
gramos, con su respectiva identificación.
3.8.2 PAJA DE ARROZ
Se tomaron dos muestras de paja de arroz antes del proceso de pasteurización; dos
muestras después del proceso de pasteurización, a estas muestras se le determinó el % de
humedad a 105°C, después de haberse secado al sol durante una semana. Después de
treinta días de sembrado el inoculo de la cepa k-9, se recolectó un pastel de cada uno de
los dos días de siembra, se colocaron al sol, para posteriormente molerlos. Al final del
proceso de producción de hongos comestibles(dos meses aproximadamente) se
recolectaron los pasteles, se secan al sol durante una semana, se molieron y se
almacenaron en sobres de papel. Al igual que se hizo con la pulpa de café, de cada cuatro
pasteles de paja de arroz se obtuvo una muestra.
3.8.3 ASERRÍN
Se recolectaron tres muestras de aserrín antes de esterilizado y se les aplico el
mismo tratamiento que ha los dos substratos mencionados anteriormente. A los dos
meses de sembrado el inóculo de la cepa RN-7(Shiitake), se recolectaron tres muestras
de aserrín, las cuales se colocaron a secar al sol durante una semana, se molieron y
empacaron en sobres de papel. A los cinco meses de iniciado el proceso se retiran los
pasteles de aserrín, se secan, se muelen y se mezcla el residuo de cada 5 pasteles para
obtener una sola muestra, y se empacan al igual que las muestras anteriores, para realizar
los análisis correspondientes.
3.8.3 HONGOS COMESTIBLES
Se recolectaron hongos de distintas cosechas de las cepas 38,136, k-99 y shiitake,
los cuales se colocaron al sol durante una semana. Después, se molieron y empacaron en
sobres de papel. En algunos casos se dividieron los hongos en setas y pies, para tomar
muestras de estas partes y compararlas con el hongo completo.
3.8.4 ABONOS ORGÁNICOS
Para la realización del bioensayo se tomaron muestras de cachaza, gallinaza, de
los lombricompostaje de pulpa sola y pulpa más desechos varios, y de los residuos
finales de la producción de hongos comestibles sobre pulpa de café, paja de arroz y
aserrín. Las muestras se secaron al aire libre (pero no al sol), se pasaron por un tamiz de
20 mesh y se almacenaron en bolsas plásticas para la realización del bioensayo.
CAPÍTULO IV
DISCUSIÓN DE RESULTADOS
MEJORAMIENTO DEL VALOR NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE LOS
DESCHOS AGROINDUSTRIALES POR EFECTO DEL CRECIMIENTO DE LOS
HONGOS COMESTIBLES
Para este estudio se analizaron muestras de tres tipos de residuos como los son la
pulpa de café, paja de arroz y aserrín; se estudiaron muestras recogidas durante diferentes
fases del proceso como fresca, después de pasteurizada, colonizada y el residuo final. El
tratamiento se hizo con tres tipos de cepas Pleurotus Ostreatus, Pleurotus pulmonarius y
el híbrido de Pleurotus ostreatus.
COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA PULPA DE CAFÉ EN LAS DIFERENTES
FASES DEL PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
El CuadroVII nos muestras la composición química de la pulpa de café en
distintas etapas del proceso de producción de hongos: fresca, pasteurizada, colonizada y
el residuo final para tres tipos de cepas: híbrido de Pleurotus(K-99), Pleurotus
pulmonarius(136) y Ostreatus(38).
Cuadro VII- COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA PULPA DE CAFÉ UTILIZADA EN EL PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
CEPA K-99 (Pulpa de Café)
CEPA 136 (Pulpa de Café)
CEPA 38 (Pulpa de Café)
TRATAMIENTO
ANÁLISIS Fresca
Pasteurizado
Colonizado
Residuo Final
Colonizado
Residuo Final
Colonizado
Residuo Final
Materia Seca(%) 88.33+ 0.68
87.99+ 0.14
88.17+ 0.08
88.35+ 0.75
87.93+ 0.07
88.58+ 0.46
89.07+ 0.02
88.70+ 0.56
Cenizas(%) 7+ 1
6.08+0.74
6.04+ 0.04
7.89+ 0.80
5.58+0.01
6.33+ 0.91
5.44+0.05
7.18+ 0.8
Na(ppm) 183+ 5
129+ 6
150.08+ 7
165+38
115+7
146+ 40
123+ 11
133+ 2
K(%) 2.34+0.64
1.46+0.33
1.53+0.57
1.68+ 0.16
1.41+ 0.1
1.46+ 0.14
1.41+ 0.22
1.63+ 0.11
Mg(%) 0.09+ 0.01
0.10+ 0.01
0.13+0.04
0.14+0.01
0.12+ 0.01
0.12+ 0.01
0.10+ 0.01
0.14+0.01
Ca(%) 0.47+ 0.04
0.49+ 0.06
0.49+ 0.04
0.8+0.1
0.38+ 0.03
0.70+0.10
0.46+ 0.01
0.60+0.04
Fe(ppm) 820+7
653+ 4
914+ 49
830+ 54
194+14
671.75 1200+ 1
1008+ 13
Cu(ppm) 14+ 2
12.41+ 0.64
13+2 18.26+ 0.71
11.07+0.7
18+2 12.33 + 0.25
17.46+ 0.13
Mn(ppm) 9+ 2
10.22+ 0.69
12.04+ 0.17
59+ 3
8.55+ 0.5
54+ 3 13.97+ 0.01
62+1
Zn(ppm) 309+ 3
375+ 65
415+ 32
94+ 5
100+3
88+ 7 690+ 7
104.07+ 0.14
Fibra Cruda(%)
30+1
32+1 31+ 2
17+2 28+ 3 19+ 1 28.35+ 0.50
26.07+0.30
Proteína Cruda(%)
14.6+ 0.45
14.33+ 0.94
16+ 1
18.55+ 0.85
13.89+0.9
18+ 1 16.1+ 0.5
17.38+ 0.6
Fósforo(%) 0.09+ 0.02
0.07 + 0.01
0.19 + 0.02
0.04 + 0.01
0.18+ 0.01
0.04+0.01
0.16+ 0.02
0.070+ 0.002
FAD(%) 60+10
60+5 52+6 43+3 54+2 51+7 53.00+3
54+3
Lignina(%) 24.63+0.23
23+2 19+2 20+4 20+ 3
14+5 16+2 12+1
Celulosa(%)
34+2
37+4 33+ 4
26+ 2
35+ 2 31+7 32 + 2 26+2
# de replicas
4 4 4 12 2 6 2 2
Parámetros como la materia seca se mantiene casi invariable (88%)a través de
todo el proceso , al igual que la ceniza la cual osciló entre el 6 y 8%, Los macroelementos
K y Na, experimentaron disminución con el proceso de pasteurización, siendo más
importante la reducción en el caso del potasio(37.61%), esta disminución del potasio en
mayor proporción que el sodio, sería beneficiosa para la alimentación animal, tomando
en consideración que el potasio en un alto porcentaje puede interferir en la utilización del
sodio por los animales. Se observa un aumento del calcio y magnesio, para todas las
cepas cultivadas(Figuras8,9 y 10).
Figura 8.Contenido de macro elementos en la pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus híbrido
Figura 9. Contenido de macro elementos en la pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus Pulmonarius
Figura 10. Contenido de macro elementos en pulpa de café utilizada en el cultivo Pleurotus pulmonarius
Los micro elementos Cu y Mn aumentan en un 26% y 483%, respectivamente en
comparación con la pulpa fresca. Estos microelementos están involucrados en procesos
enzimáticos propios del metabolismo de los hongos comestibles, como en el caso de la
polifenoloxidasa (tyrosinasa) que contiene cuatro átomos de cobre en su estructura
molecular y la peroxidasa de manganeso que oxida compuestos fenólicos en presencia de
manganeso y peróxido. El Zn, experimenta una disminución al final del proceso de
producción de los hongos comestibles de 69.22% (figuras11,12 y 13).
Figura 12. Contenido de micro elementos en pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus pulmonarius
Figura 13. Contenido de micro elementos en pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus híbrido
Los análisis de fósforo, proteína cruda, fibra ácida detergente, lignina y celulosa,
los discutiré en forma particular para cada cepa.
CONTENIDO DE PROTEÍNA: Podemos observar el enriquecimiento de la pulpa de café
por efecto del crecimiento del hongo. Este aumento fue incrementándose en cada etapa
del proceso, y se observó lo mismo en cada cepa, siendo mayor este aumento con la cepa
del híbrido de ostreatus(K-99). Al inicio del proceso de producción de hongos
comestibles, el contenido de proteína para la pulpa de café fresca es de 14.78% que se
encuentra dentro del rango (9 a 16%) señalado por investigadores de la Universidad
Nacional de Costa Rica(28). Con el proceso de pasteurización se presenta una reducción
del 1.75%. Los resultados obtenidos se calcularon de la siguiente forma:
% de Proteína tal como ofrecido = % de nitrógeno tal como ofrecido* 6.25
% de Proteína base seca = % de Proteína tal como ofrecido/% de materia seca
105%
CONTENIDO DE PROTÍINA PARA LA PULPA DE CAFÉ(CEPA K-99)
A los 15 días de colonización el contenido de proteína aumentó en un 2.72%
para la pulpa con esta cepa. El residuo final (4 meses después de iniciado el proceso)
presenta un incremento de 2.8% con relación a la etapa de colonización, lo que indica que
después de colonizado el substrato por el micelio, el mismo continua enriqueciéndose de
proteína. En la figura 14 se puede observar el aumento de proteína en el proceso de
cultivo.
Nitrógeno Proteína cruda
Figura 14. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en pulpa de café utilizada para el cultivo de Pleurotus híbrido
CONTENIDO DE PROTEÍNA PARA LA PULPA DE CAFÉ(CEPA 38)
Para la pulpa de café inoculada con la cepa 38 se presenta un incremento de
3.03% a los 15 días de colonización y 3.97 % entre esta etapa y la etapa final del
proceso. En la figura 14 se observa el comportamiento del nitrógeno y la proteína en el
cultivo del Pleurotus ostreatus.
Figura 14. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en la pulpa de café utilizada en el cultivo de hongos comestibles Pleurotus ostreatus
CONTENIDO DE PROTEÍNA PARA LA PULPA DE CAFÉ(CEPA 136)
A los 15 días de colonización la pulpa de café registró un incremento de 0.86%,
muy inferior al experimentado por la pulpa de café colonizada por el micelio de las cepas
k-99 y 38. El residuo final incrementó su contenido de proteína en un 1.29% con
relación a la etapa de colonización(figura 15). Estos resultados indican que la cepa k-99
produce un incremento en el contenido de proteína de la pulpa de café ligeramente mayor
que las cepas 136 y 38.
Figura 15. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en la pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus Pulmonarius
CONTENIDO DE FIBRA CRUDA
En cuanto al contenido de fibra se observa una disminución significativa, en las 3
cepas cultivadas. Este hecho es muy importante ya que la reducción de la fibra cruda
ayudará a ser más digerible la pulpa de café, para los animales, si la pulpa se utilizará
para ese fin.
La fibra cruda no es afectada por el proceso de pasteurización de la pulpa de café.
El período de colonización tampoco causa cambios en el contenido de fibra cruda .
El residuo final de pulpa de café inoculada con la cepa k-99(figura 16), presenta
una reducción del 42% en el contenido de fibra cruda. En comparación con los
resultados obtenidos por Marca Young, del IINREB de Xalapa, México (21), en donde el
residuo final de la pulpa de café con micelio de Pleurotus Ostreatus fue de 31%, los
resultados obtenidos en esta investigación son muy inferioesr: 17%.
Figura 16. Disminución del contenido de Fibra cruda por el crecimiento del hongo Pleurotus híbrido
Figura 17. Disminución de la fibra cruda por crecimiento de Pleurotus pulmonarius en la pulpa de café
Para la cepa 136(figura 17), la reducción en el contenido de fibra cruda para el
residuo final de la pulpa de café, disminuyó en 34.99% en relación con la pulpa fresca,
un poco inferior a la experimentada por la cepa K-99. La pulpa de café con micelio de la
cepa 38(figura 18), sólo experimenta una reducción del 12%.
Figura 18. Disminución del contenido de fibra cruda en pulpa de café, por el crecimiento
de Pleurotus ostreatus.
El contenido de fibra cruda se realizó de acuerdo al siguiente cálculo:
% de Fibra Cruda tal como ofrecido = (P.S-P.C)(100)/Pf
P.S= Peso del residuo seco
P.C= Peso del residuo calcinado
P.F= Peso de la muestra inicial, incluyendo contenido de humedad y grasa
% de Fibra Cruda base seca = % de fibra cruda tal como ofrecido*100/% de
materia seca 105%
CONTENIDO DE FÓSFORO EN LA PULPA DE CAFÉ
El proceso de pasteurización no afecta significativamente el contenido de fósforo
en la pulpa de café, sin embargo el período de 15 días de colonización produce un
aumento considerable(96%), para todas las cepas evaluadas. Al final del proceso de
cultivo se obtienen porcentajes de fósforo en el residuo final de la pulpa de café, que
equivalen a la mitad del contenido inicial de fósforo en al pulpa fresca. Esto supone que
el micelio del hongo utiliza el fósforo en el proceso de fructificación de los hongos
comestibles, siendo la reducción más evidente para la cepa k-99 y 136, que para la cepa
38. Estos resultados los apreciamos en las figuras 19, 20 y 21.
Figura 19. Cambio en el contenido de fósforo en pulpa de café sobre la que ha crecido .Pleurotus híbrido
Figura 20. Cambio en el contenido de fósforo en pulpa de café sobre la que ha crecido .Pleurotus pulmonarius.
Figura 21. Cambio en el contenido de fósforo en pulpa de café sobre la que ha crecido .Pleurotusostreatus.
El contenido de fósforo se calcula de la siguiente manera:
% de P "base seca al aire” = lectura ppm* factor de dilución/10000
% de P base seca” = % de fósforo base seca al aire/% de materia seca al aire
Factor de dilución = volumen de la solución en la que se disolvió la ceniza de la
muestra(50 ml)/ peso de la muestra (2 gramos)
CONTENIDO DE FIBRA DETERGENTE ÁCIDO
El contenido de fibra detergente ácido para la pulpa de café no presenta cambios
durante las etapas de pasteurización y colonización para ninguna de las cepas. Al final del
proceso la única cepa que produce una reducción apreciable de FAD es la k-99. Es
importante señalar que la FAD esta constituida por celulosa, lignina y compuestos
nitrogenados lignificados, por lo que una disminución de FAD indicaría la degradación y
pérdida de algunos de los componentes mencionados anteriormente. El contenido de fibra
detergente ácido se calculó de la siguiente forma:
% FAD seca al aire = (peso del crisol + fibra) –(peso del crisol) *100/peso de la
muestra
% FAD base seca = % FAD seca ala aire/% de materia seca a 105°C
COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA PAJA DE ARROZ EN LAS DIFERENTES
FASES DEL PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
El Cuadro VIII nos muestra la composición química de la paja de arroz en las
diferentes etapas del proceso de cultivo de hongos comestibles de la cepa K-99, híbrido
de Ostreatus. La paja de arroz utilizada en el cultivo de los hongos comestibles fue
analizada fresca, pasteurizada, colonizada por el micelio de la cepa K-99 y el residuo
final. Los porcentajes de materia seca, oscilaron entre 90 y 92% para todos los
tratamientos antes mencionados. Como se observa en le cuadro VIII, el contenido de
cenizas disminuye con el proceso de pasteurización de 35% a 29%, que indica la pérdida
de algún mineral en el proceso.
nsr= no se realizó nsd = no se detectó
Cuadro VIII- COMPOSICIÓN QUÍMICADE LA PAJA DE ARROZ Y ASERRÍN UTILIZADOS EN EL CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
Análisis Fresca Pasteurizada Colonizada Residuo Final Fresco Colonizado Residuo Final
Materia Seca(%) 105°C 90.12+0.65 92.12+ 0.15 91.98+ 0.10 90.70+ 0.77 90.93+ 0.68 91.46+ 0.29 83.84+ 0.33Cenizas(%) 35.07+0.17 30+ 2 29.24+0.18 39. + 3 13+ 5 9+ 2 10.13+ 0.30Na(ppm) 129+7 136+ 23 59+ 10 76+20 95+27 100+ 22 99+ 22K(%) 1.70+ 0.07 0.73+ 0.03 0.51+ 0.08 0.63+ 0.08 0.07+ 0.02 0.32+ 0.02 0.28+ 0.09Mg(%) 0.10+ 0.01 0.06+ 0.1 0.06+ 0.01 0.11+ 0.08 0.05+ 0.01 0.05+ 0.01 0.06+ 0.01Ca(%) 0.25+ 0.01 0.25+0.01 0.19+ 0.03 0.27+ 0.03 0.36+ 0.04 0.22+ 0.08 0.28+ 0.09Fe(ppm) 125+ 13 127+ 48 216+ 31 431+ 65 1279+ 486 1343+ 212 1817+ 82Cu(ppm) 2.07+ 0.14 2.09+ 0.4 1.14+ 0.6 4.43+ 0.36 13+ 6 2.63+ 0.8 6.33+ 0.9Mn(ppm) 126+7 85+ 11 182+ 13 187+ 10 16+ 6 45+ 3 66+ 4Zn(ppm) 11.73+0.7 21+4 40+ 5 37+8 46+5 25.86+ 0.64 45+ 9Fibra Cruda(%) 22+ 3 32+3 28+ 3 12+1 64+11 55+ 2 58+ 2Proteína Cruda(%) 9.87+ 5.76+ 0.42 6+ 1 8.13+ 0.67 0.85+0.34 2.78+ 0.7 3.70+0.3Fósforo(%) 0.27+ 0.03 0.20+0.03 0.24+ 0.03 0.13+ 0.01 0.14+ 0.09 0.07+0.01 0.09+ 0.01FAD(%) 65+2 63+4 65+2 60+4 73+ 11 68+ 12 74+ 4Lignina(%) 12+7 11.13+0.02 10+ 1 10+2 19+ 4 13+ 1 nsdCelulosa(%) 18+3 25+ 6 36+ 5 13+ 5 47+ 9 53+1 34+ 10Extracto Etéreo(%) 3.57 nsr nsr 2.93+0.06 nsr nsr nsr# de replicas 4 4 4 16 6 6 12
Cepa k-99( Paja de arroz)TRATAMIENTO
Cepa RN7 (Shiitake) Aserrín
Los macro elementos como el Na y K disminuyen en su contenido al final del
proceso de cultivo; el potasio disminuye su concentración en la paja de arroz en 57% con
el proceso de pasteurización, siendo la reducción mayor que la experimentada por este
mineral en la pulpa de café para el mismo proceso(37%). Los micro elementos Cu, Mn,
Fe y Zn aumentan su contenido en un 114%, 49%, 244% y 213%, respectivamente, como
se observa en la figura 22, siendo evidente el enriquecimiento de minerales en el
substrato de paja de arroz más micelio. Esto es un factor favorable que se obtiene con el
crecimiento de hongos comestibles sobre paja de arroz, porque como ha señalado Rosas y
Quintero (1), los micro elementos en la alimentación animal están involucrados en
procesos enzimáticos y celulares vitales para el buen crecimiento y desarrollo de los
animales.
Figura 22. Contenido de micro elementos en paja de arroz sobre la que ha crecido Pleurotus híbrido
Contenido de Micro Elementos en Paja de Arroz( k-99)
0
100
200
300
400
500
Fe(ppm) Cu(ppm) Mn(ppm) Zn(ppm)
Descripción de la Muestra
Mic
ro
Ele
men
tos(
pp
m)
Pulpa Fresca Paja Pasteurizada Paja ( 45 dc) Paja ( rf)
CONTENIDO DE PROTEÍNA EN LA PAJA DE ARROZ
La paja de arroz utilizada en el cultivo de hongos comestibles de la cepa k-99,
contenía inicialmente un 9.87% de proteína, contenido superior a los encontrados por
Guerra, P(12), que fueron de un 3.73% y los encontrados por el Laboratorio de
Bromatología del IDIAP de Gualaca de 6.5%. Sin embargo con el proceso de
pasteurización se da una disminución de 9.87% a 5.76%, que puede ser ocasionada por la
pasteurización y por el tiempo de almacenamiento de la paja (3 meses), factor que ha sido
mencionado como determinante en la composición química de la paja de arroz(13). Al
final del proceso de cultivo el residuo de paja de arroz más micelio contiene 8.13% de
proteína, lo que demuestra la efectividad del micelio de enriquecer de proteína al
substrato(figura 23).
Figura 23.Contenido de nitrógeno y proteína cruda en paja de arroz.
Contenido de Nitrógeno y Proteína Cruda en Paja de Arroz(k-99)
0
2
4
6
8
10
12
Paja de arroz Paja Pasteurizada Paja (15dc)k-99 Paja(rf) k-99
Descripción de la Muestra
% d
e N
y Pro
teín
a
CONTENIDO DE FIBRA CRUDA EN PAJA DE ARROZ
La fibra cruda en la paja de arroz presenta un valor de 22% al inicio del proceso
de cultivo del hongo de la cepa k-99. La pasteurización y la colonización(45 días) no
producen cambios significativos en la fibra cruda. El residuo final de la paja de arroz (3
meses después de iniciado el proceso de cultivo) presenta una reducción en el contenido
de fibra cruda de 48%, indicativo de la efectividad de la cepa k-99 de degradar material
lignocelulósico de la paja de arroz y utilizar sus nutrientes. La reducción de fibra cruda en
paja de arroz es similar a la observada en la pulpa de café para esta misma cepa que fue
del 42%( figura 24).
Figura 23. Disminución del contenido de fibra cruda en paja de arroz por el crecimiento de Pleurotus híbrido.
Contenido de Fibra Cruda en Paja de Arroz(k-99)
0
5
10
15
20
25
30
35
Paja de arroz Paja Pasteurizada Paja(45dc) Paja(rf)k-99
Descripción de la muestra
% d
e Fib
ra C
ruda
CONTENIDO DE FÓSFORO
El fósforo no presenta cambios importantes en su contenido, en los procesos de
pasteurización y colonización del substrato, pero experimenta una reducción del 50% al
final del proceso, similar a la disminución que ocurre en la pulpa de café. El fósforo es
uno d los minerales más importantes en el crecimiento de los hongos comestibles y lo
obtiene de la absorción de fosfatos presentes en el substrato.
CONTENIDO DE FAD, LIGNINA Y CELULOSA
Los valores para estos tres parámetros no experimentaron cambios significativos a
través del cultivo, excepto la paja de arroz con 45 días de colonización que aumentó el
contenido de celulosa en 45% con relación a la paja pasteurizada, pero el residuo final
experimenta una reducción de 64% con relación a la paja de arroz pasteurizada, lo que
sugiere que el hongo de la cepa k-99, a través de su sistema de enzimas extracelulares,
como las celulasas y lacasa, podrían en primera instancia romper los enlaces de la
lignocelulosa e hidrolizar la celulosa liberada a glucosa, además de utilizar la lignina
como fuente de carbohidratos para su crecimiento.
COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL ASERRÍN EN LAS DIFERENTES FASES DEL
PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
Es importante señalar que al inicio del proceso se mezclaron tres tipos de aserrín
de maderas diferentes y se analizaron por separado, lo cual en algunos casos produjo
resultados con desviación estándar muy altos; en este proceso se cultivaron hongos de la
cepa RN7 ( Shiitake) y se analizaron muestras de aserrín fresco, colonizado y residuo
final. En el Cuadro VIII, se pueden observar los resultados de la composición química
del aserrín.
La materia seca para el aserrín oscila en un rango de 84 a 91%; el contenido de
cenizas no experimenta cambio alguno en su composición a través del cultivo de
Shiitake.
El contenido de fibra cruda para el aserrín no mostró cambios significativos en el
proceso de cultivo del Shiitake, a diferencia de la disminución de fibra cruda que se
produce para todas las cepas estudiadas en paja de arroz y pulpa de café. El contenido de
fósforo, al igual que en los demás substratos estudiados, decrece al final del proceso de
cultivo, reducción que equivale aproximadamente al 50% del contenido original. El
potasio experimenta un aumento de 300 % en el aserrín sobre el que ha crecido el
Shiitake, en comparación con el aserrín sin inocular; este aumento no se observa en
ninguno de los otros substratos (paja de arroz y pulpa de café) que se utilizaron en el
cultivo de los hongos comestibles. Los micro elementos hierro y manganeso, aumentan
su contenido en un 42% y 312%, respectivamente, al final del proceso de cultivo.
CONTENIDO DE PROTEÍNA EN ASERRÍN
De todos los substratos utilizados el aserrín es el que obtiene un incremento en el
contenido de proteína mayor por el crecimiento de Shiitake sobre el mismo. Al inicio del
proceso el contenido de proteína cruda era muy bajo: 0.85%, a los 60 días de
colonización el incremento de la proteína fue de 227% y al final del proceso (5 meses) el
incremento en el contenido de proteína era de 33% con relación a la que había a los 60
días de colonización. Como observamos, en el proceso de colonización del aserrín es el
período en el que el contenido de proteína aumenta considerablemente(figura 24).
Figura 24. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en aserrín utilizado en el cultivo de
Shiitake
CONTENIDO DE FAD, LIGNINA Y CELULOSA
El contenido de fibra ácida detergente no presenta variaciones importantes en el
cultivo del Shiitake, pero la lignina y celulosa presentan variaciones interesantes, como la
disminución de la lignina a los 60 días de colonización de 19% a 13% y a los 5 meses de
iniciado el proceso, el residuo no presenta contenido detectable de lignina; así mismo la
celulosa experimenta una disminución del 47% a 34%( figura 25). Al ser el Shiitake un
hongo de pudrición blanca, actúa sobre los componentes de la pared celular(lignina y
celulosa), produciéndose la disminución antes mencionada, en especial de la lignina.
Figura 25. Contenido de fibra detergente ácido, lignina y celulosa en aserrín utilizado en el proceso de cultivo de Shiitake
CONTENIDO DE CAFÉÍNA EN PULPA DE CAFÉ
En el cuadro IX se muestran los porcentajes de cafeína en muestras de desechos
de diferentes etapas del proceso: pulpa fresca, pulpa pasteurizada, pulpa con 15 días de
colonización y residuo final. Este análisis se hizo utilizando 3 cepas: Pleurotus
ostreatus(38), Pleurotus pulmonarius (136) y el híbrido de Pleurotus Ostreatus(k-99) Los
resultados se obtuvieron a través de los siguientes cálculos:
% de cafeína seca al aire = (Lectura(ppm)x0.1/10000)/peso de la muestra x100
% de cafeína en base seca = (% de cafeína seca al aire/ % de materia seca de la
muestra) x100
Ejemplo: si se obtiene una lectura de 16.769 ppm, este resultado se multiplica por
0.1(volumen de cloroformo utilizado en la extracción de cafeína), este resultado nos da
los miligramos de cafeína que hay en los 1OO ml de cloroformo; luego lo dividimos
entre 1000 para obtener la cantidad de gramos de cafeína y lo dividimos entre el peso de
la muestra original (0.5 gramos) y obtenemos el % de cafeína que hay en la muestra seca
al aire(0.3354 %).
La pulpa de café utilizada para el cultivo de hongos comestibles contenía 0.32%
de cafeína base seca, disminuyendo 34% con el proceso de pasteurización, lo que se
sustenta en la solubilidad que señala la literatura para la cafeína pura en agua a 80 °C
(temperatura aproximada del agua para la pasteurización) que es de 1 gramo en 5 mL.. Al
final del cultivo, el residuo de pulpa de café más micelio contenía un 0,08% para la pulpa
con micelio de la cepa 136; 0.05 para la que contenía micelio de la cepa 38 y 0.1% para
la pulpa con micelio de la cepa k-99. Estos resultados indican que la cepa 38 produce una
mayor reducción (76%) que la cepa 136 (62%) y la cepa k-99(52.4%).En las figuras 26 y
27 y 28 se observan las reducciones de cafeína experimentadas por el crecimiento de los
hongos comestibles. El residuo de pulpa de café más micelio de estas cepas, no
producirían problemas en la alimentación de ganado bovino por ejemplo, para el que se
señala que dosis de 0.12% de cafeína pura no produce efectos negativos en el crecimiento
del mismo(27).Como se ha planteado en los objetivos, se comprueba que el crecimiento
de hongos comestibles aumenta su digestibilidad e inocuidad al reducir sustancias
tóxicas.
Figura 26. Cambio en le contenido de cafeína en la pulpa de café por el cricimiento de Pleurotus híbrido.
Figura 27. Cambio en el contenido de cafeína en la pulpa de café, producida por el crecimiento de Pleurotus pulmonarius.
Figura 28. Cambio en el contenido de cafeína en pulpa de café por efecto del crecimiento de Pleurotus ostreatus.
Contenido de Cafeína en Pulpa de Café(38)
00.10.20.30.4
Pulpa Fresca PulpaPasteurizada
Pulpa (15dc) 38 Pulpa (rf) 38
Descripción de la muestra
% C
afeí
na
Sin embargo los análisis realizados a muestras de hongos de las cepas k-99 y 136,
crecidos sobre pulpa de café indican que contienen cafeína en diferentes partes: cuerpo
fructífero completo: 0.22% de cafeína base seca (una muestra por duplicado); setas de k-
99: 0.17% de cafeína; pie del cuerpo fructífero: 0.11% de cafeína; cuerpo fructífero
completo de hongo de la cepa 136: 0.19% de cafeína. Estos resultados son contrarios a
los encontrados por Martínez-Carrera (21) quien señala que en los cuerpos fructíferos de
Pleurotus cultivados sobre pulpa de café no contienen cafeína. También se analizaron
muestras de hongos de la cepa K-99 crecidos sobre paja de arroz en los que no se detectó
la presencia de cafeína en los mismos. Al realizar el análisis por espectroscopia
infrarroja, se puede sugerir la presencia de cafeína en nuestras muestras de hongos
crecidos sobre pulpa de café, sin embargo debe realizarce un estudio que de un
seguimiento más estricto de la presencia de cafeína en las distintas etapas de crecimiento
de los cuerpos fructíferos de los hongos comestibles.
COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LOS HONGOS COMESTIBLES
Los hongos comestibles a los que se le determinó su composición química
fueron Pleurotus(k-99) crecido en pulpa de café y en paja de arroz; Pleurotus
Pulmonarios(136) crecido en paja de arroz y pulpa de café; y Shiitake (RN7) crecido
en aserrín. Todos los hongos comestibles caracterizados, como se puede observar en
el cuadro X, presentan resultados similares en su composición, resaltando el bajo
contenido de extracto etéreo (entre 2 y 3 %) que se calculó de la siguiente forma: [%
de Extracto Etéreo tal como ofrecido: Peso del extracto etéreo*100/Peso de la
muestra antes del secado % de Extracto Etéreo base seca: % de extracto etéreo tal
como ofrecido*100/% de materia seca a 105°C], alto contenido de proteína (19 a
28%), que es similar al contenido de proteína de alimentos como la leche(25,2%) y el
arroz con 7.3%. En lo que respecta a los minerales, el potasio se encuentra en una
mayor proporción que el sodio, magnesio y Ca, este último mineral se encuentra en
una baja concentración (0.02 a 0.07%) para todas las especies; el fósforo tiene un
contenido entre 0.51 y 0.56% para todas las cepas, porcentaje que es muy superior
al que contienen los substratos utilizados para su cultivo como la pulpa de café (0.09
%), paja de arroz (0.27%) y aserrín (0.14%). El cobre se encuentra en
concentraciones altas para todas las especies de hongos evaluadas, en especial para el
Shiitake crecido sobre Aserrín(40 ppm) y el Pleurotus(k-99) con 18 a 14 ppm de
cobre. La caracterización fisicoquímica de los hongos nos demuestra, el alto valor
nutricional de los mismos y la opción que representan como sustitutos de otros
alimentos en la dieta de los seres humanos.
BIOENSAYO MICROBIANO PARA DETERMINAR LA CALIDAD DE
ABONOS ORGÁNICOS
En el cuadro XI se muestran los resultados del bioensayo aplicado a los siguientes
siete abonos: pulpa de café + caballaza+ cáscara de arroz(desechos varios), pulpa de café,
estos abonos fueron obtenidos a través de la descomposición producida por lombrices;
cachaza (residuo del procesamiento de la caña de azúcar); además se analizaron los
residuos de pulpa de café, paja de arroz y aserrín utilizados en el cultivo de hongos
comestibles. En todos ellos se evaluó el contenido de nitrógeno, fósforo y potasio,
nutrientes importantes en la evaluación de la calidad de los abonos. Según la escala de
valor de fertilizante, podemos clasificar los abonos orgánicos de la siguiente forma: pulpa
de café + micelio(27.44 %) excelente; paja de arroz + micelio(5.39%) excelente;
gallinaza(3.43%) excelente; pulpa de café(2.29%) excelente; aserrín (2.20%); desechos
varios(1.35%) bueno; cachaza(1.08) bueno.
Los porcentajes de fertilización química óptima, que es la cantidad de abono
orgánico que hay que agregar al suelo para obtener una fertilización igual a la producida
por un abono químico fueron los siguientes: 12.99% para el abono de desechos varios del
lombricompost, 8.95% para el lombricompost de pulpa de café, 14.93% para la cachaza y
6.50% para la gallinaza, siendo la gallinaza el abono orgánico que en menor cantidad
habría que añadir al suelo.
Los abonos de los residuos del cultivo de hongos comestibles analizados, por
medio del bioensayo, presentaron valores de 0.96% de fertilización química óptima para
la pulpa de café, que fue el mejor de todos los analizados, la paja de arroz con 4.42% de
fertilización química óptima y el aserrín con 9.23 % de fertilización química óptima,
siendo el residuo de pulpa de café y el de paja de arroz, superiores en cuanto al contenido
de nutrientes, sobre los demás abonos analizados. Si nos basamos en los análisis
químicos realizados a los residuos del cultivo de hongos comestibles, los resultados con
relación a la cantidad de nutrientes de estos nos llevarían a la conclusión de que la pulpa
de café es superior a la paja de arroz y al aserrín, pero estos resultados sólo nos servirían
como referencia para conocer la cantidad total de esos nutrientes y no la cantidad
disponible para las plantas. Los análisis químicos realizados a los abonos de pulpa de
café del lombricompost, desechos varios y cachaza, muestran a la pulpa de café con un
mayor contenido de N y K, lo que también se obtuvo con el bioensayo. Los resultados
del bioensayo se calculan de la siguiente froma:
1- Se calcula e promedio de los triplicados( ml de HCl gastados en la titulación del
NaOH remanente, no neutralizado por el CO2 durante la incubación de las muestras
en el aparato de flujo contínuo de aire).
2- Se calcula la diferencia con el volumen de HCl usado para los frascos sin suelo ( que
debe ser más alto que las muestras, reflejan la cantidad de equivalentes disponibles a
ser neutralizados en las alícuotas de la base en toda la corrida de la muestra).
3- Se multiplica por la molaridad del HCl(mol/L).
4- Se multiplica por 6( mg CO2-C/ meq de H+).
5- Se divide por el periodo de burbujeo en las trampas(1h).
6- Se multiplica por 2( u otro factor dependiendo del contenido de agua en las muestras),
para expresar el resultado con base de 100 g de suelo seco(mg de CO2-C/h.100 g
seco).
7- Se multiplica por 0.75 para obtener la concentración de la biomasa microbiana( mg
Cmic/ g seco; Cmic= C microbiano).
8- Se calcula el contenido de nutrimentos disponibles a corto plazo de la siguiente
manera:
( Bcrecida-Bbase)mezcal-(Bcrecida-Bbase)suelo= mg Cmic/100 mg abono(indica la cantidad de
biomasa microbiana que se puede generar a partir de los nutrimentos contenidos en el
abono orgánico).
B= biomasa
Se divide el carbono microbiano por 6, 13 o 20 para obtener los mg de N, P(P 2O5)
o K (K2O) disponibles en 100 mg de abono.
Para el mediano plazo, se calcula así: (Bcrecida-Bbase) mezcla= mg Cmic/100 mg de
abono a mediano plazo. Estos valores se multiplican por 3 para obtener
aproximadamente los valores fertilizantes a largo plazo.
Otra manera de expresar los resultados es el equivalente de fertilizante químico,
que es la proporción de abono orgánico que hay que mezclar con suelo para lograr una
fertilización óptima. Se usa la ecuación siguiente:
Y= 37X +27
donde X es el resultado de los mg C microbiano/ 100 mg abono y Y es el porcentaje de
rendimiento máximo, que se consigue al agregar una parte de abono a nueve partes de
suelo( 10% peso seco/peso seco). Entonces se calculo la fertilización química óptima con
la siguiente fórmula: %= 10% x 100/Y.
POLIFENOLES TOTALES
El método utilizado para cuantificar los polifenoles totales( taninos y no tanino),
fue el de Folin-Ciocalteau, el cual detecta el total de grupos hidroxilos de los polifenoles,
y tiene como posible interferencia a la glucosa. En los resultados obtenidos para
polifenoles totales se observó un aumento en la concentración de estos compuestos en la
pulpa de café, paja de arroz y aserrín, con el crecimiento de los hongos comestibles,
resultado contrario al obtenido en investigaciones anteriores (27,28) en donde se señala
una disminución de los polifenoles por el crecimiento de los hongos comestibles. En los
cuadros XII Y XIII se observan los resultados obtenidos para este análisis. El resultado
fue obtenido se calculó de la siguiente manera:
% de Polifenoles Totales “ base seca”: ( Lectura(ppm) x FD/10000)/% Materia
Seca x 100
La paja de arroz es la que muestra un menor aumento en el contenido de
polifenoles totales(0.32 a 0.38%), la pulpa de café de 0.42 a 0.58% y el aserrín de 0.35 %
a 0.72%. Al analizar los factores que influyen en la degradación de compuestos
fenólicos, podemos mencionar que la peroxidasa de manganeso es una glicoproteína que
oxida compuestos fenólicos en presencia de manganeso y peróxido. La paja de arroz es la
que mayor contenido de manganeso tiene: 125 ppm, la pulpa de café (9ppm) y el aserrín
con 16 ppm; esto indica que existe una condición favorable en la paja de arroz ante la
presencia de esta enzima extracelular de los hongos comestibles, para degradar mayor
cantidad de compuestos fenólicos.
La lacasa (oxidorcductasa) es una enzima que contiene cobre en su estructura
molecular, al igual que la Tyrosinasa, la que es inhibida por concentraciones de Cu2,
actúan también en la degradación de los polifenoles, observándose aumentos del cobre
para todos los substratos; en el caso de la pulpa de café y aserrín la concentración inicial
de Cu era más alta, 14 ppm, que para la paja de arroz: 2 ppm, este hecho favorecería una
mayor actividad de la Tyrosinasa en la paja de arroz que en los otros substratos.
La glucosa, que se menciona como un factor de interferencia en la cuantificación
de polifenoles totales por el método de Folin- Ciocalteau, puede ser producida en la
degradación de la celulosa por el sistma celulasa, que hidroliza la celulosa a glucosa, que
puede explicar el aumento de polifenoles totales cuantificados con el método,
principalmente para el aserrín (0.35 a 0.72%) en donde creció el Shiitake y degrado toda
la lignina y parte de la celulosa, que podrían haber sido hidrolizadas y cuantificadas en el
residuo final.
V
CONCLUSIONES
Los resultados obtenidos nos permiten concluir que los diferentes substratos
utilizados en el cultivo de hongos comestibles de las especies Pleurotus ostreatus (38),
Pleurotus pulmonarius (136), Pleurotus híbrido (k-99) y Lentinus edodes (Shiitake), se
benefician con un incremento en el contenido de proteína cruda, siendo la cepa de
Shiitake crecida sobre aserrín la más efectiva en este proceso de enriquecimiento
proteico.
El proceso de pasteurización de la paja de arroz y pulpa de café, produce la
disminución del contenido de potasio en ambos substratos, resultado que produce un
beneficio, al ser el potasio un limitante en la utilización de sodio por los animales,
cuando se encuentra en una mayor proporción que le sodio. En lo que respecta a la
concentración de minerales como el cobre y el manganeso que intervienen en
procesos enzimáticos de los hongos comestibles, se registra un aumento en su
concentración con el crecimiento de los hongos comestibles sobre paja de arroz,
pulpa de café y aserrín; mientras que el fósforo experimenta una reducción en su
contenido de 50 % aproximadamente al final del proceso de cultivo de los hongos
comestibles de todas las cepas en estudio. El aumento de manganeso en la paja de
arroz y pulpa de café mejoran la calidad nutricional de los substratos, al encontrarse
la concentración de este mineral dentro de los parámetros óptimos para dietas de
animales. La reducción del fósforo es un factor negativo en este proceso, si tomamos
en cuenta que este mineral presenta bajas concentraciones en los forrrajes utilizados
en la alimentación animal y los substratos utilizados en el cultivo de hongos
comestibles no presentan la concentración necesaria para suplir esta deficiencia.
Las determinaciones realizadas a los hongos comestibles de las cepas evaluadas,
indican que los hongos tienen un alto contenido de proteínas en comparación con
alimentos como la carne, además tienen un alto contenido de minerales como potasio,
fósforo y cobre, bajo contenido de calcio y un contenido bajo de extracto etéreo. El bajo
contenido de calcio y alto contenido de cobre (18 ppm) son factores desfavorables de los
hongos comestibles para la alimentación de humanos, si utilizamos los hongos para
sustituir alimentos como la leche en dietas ricas en calcio y en el caso del cobre podría
afectar procesos del metabolismo humano.
En lo que respecta a la fibra cruda, la misma experimenta una reducción más
evidente en la paja de arroz que en la pulpa de café; reducción que es beneficiosa para
mejorar la calidad nutricional de estos substratos que al inicio del proceso de cultivo
tenían un alto contenido de fibra cruda y que al final del proceso tenían un contenido de
fibra cruda que se encuentra dentro del valor de fibra cruda para forrajes, que es de un
18%. En el aserrín al final del proceso de producción de Shiitake, no se detecta la
presencia de lignina, con lo cual se demuestra la efectividad y selectividad de las enzimas
lignocelulósicas de los hongos comestibles para degradar lignina de estos materiales
lignocelulósicos.
La concentración de cafeína en la pulpa de café, que es un factor antifisiológico
en la alimentación animal, es reducida de la pulpa de café fresca por el proceso de
pasteurización y también es reducida por el crecimiento de los
hongos comestibles, siendo la más efectiva la cepa de Pleurotus ostreatus (38), seguida
de la cepa Pleurotus pulmonarius (136) y la cepa Pleurotus híbrido (k-99). El hecho de la
reducción de la cafeína en todas las fases del proceso de cultivo de hongos comestibles,
es una contribución importante al mejoramiento de la calidad de la pulpa de café como
potencial alimento para animales, porque la cafeína en la pulpa de café es el factor más
importante que limita el uso de este residuo en la alimentación de animales.
VI
RECOMENDACIONES
1. Mejorar la metodología para el análisis químico de polifenoles totales, taninos
hidrolizables y taninos condensados, mediante la implementación de técnicas de
análisis que disminuyan la interferencia en la determinación de estos
compuestos, por la presencia de compuestos como el ácido ascórbico, glucosa y
tirosinasa. De esta forma se podría corroborar o descartar el efecto de reducción
que produce el crecimiento de hongos comestibles sobre residuos
agroindustriales.
2. Continuar realizando investigaciones en las que se pueda dar seguimiento a la
presencia de cafeína en la pulpa de café a través del proceso de cultivo de hongos
comestibles y verificar si los cuerpos fructíferos contienen o no cafeína.
3. Utilizar los residuos finales de la producción de hongos comestibles en la
fertilización de suelos, y de esta manera reducir la utilización de abonos químicos.
4. Utilizar la paja de arroz sobre la que ha crecido hongos comestibles, debido a que
presenta buenas características químicas, en la alimentación de animales como
cerdos, ganado vacuno y caballar.
5. El residuo final de aserrín, contiene una cantidad importante de celulosa y
ausencia de lignina, lo que facilitaría el procesamiento de la celulosa para ser
utilizada en la manufactura de derivados de celulosa, como carboximetil celulosa,
acetatos de celulosa y otros, sin la necesidad de utilizar altas concentraciones de
químicos en su procesamiento.