INFORME LABORATORIO

BIOQUIMICA

PRESENTADO POR:

Laura Gutiérrez Vargas

C.c. 53094646

John Jairo Mogollón

C.C. 80069787

Edwin León Manzano

PRESENTADO A: DIEGO ALBARRACIN

UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA

BOGOTA

PRÁCTICA 1

pH Y SOLUCIONES BUFFER

Resumen.

En el presente informe se encuentran contenidos los pasos y procedimientos seguidos en la preparación de soluciones Buffer ácidas y básicas, con el fin de determinar de manera experimental el ph para estas soluciones en distintas concentraciones, los resultados obtenidos fueron comparados con el ph teórico y así poder deducir los posibles inconvenientes y errores que se cometieron durante el calculo experimental y establecer el por que de la variación de los ph de estas soluciones.Introducción.

En esta practica de laboratorio, se trabajo con soluciones buffer, también conocidas como tampón, las cuales son sustancias que afectan la concentración de los iones de hidrogeno (o hidronios) en el agua.

Las soluciones buffer o tampón, son disoluciones que por el agregado de cantidades moderadoras de ácidos o bases fuertes mantienen prácticamente constante el ph.

También se dice que una solución es amortiguadora, reguladora o tampón si la concentración de protones H+, es decir el ph de una solución no se ve afectada significativamente por la adición de pequeñas cantidades o volúmenes de ácidos y bases.

Los buffer consisten en sales hidroliticamente activas que se disuelven en el agua. Los iones de estas sales se combinan con ácidos y álcalis. Estas sales hidroliticamente activas son los productos que resultan de la reacción entre los ácidos débiles y los álcalis fuertes como el carbono de calcio (a partir del acido carbónico e hidróxido de calcio) o entre ácidos fuertes y álcalis débiles como el cloruro de amonio (a partir del acido clorhídrico e hidróxido de amonio).

Un acido buffer reacciona cuando un acido débil o base débil se combina con su correspondiente sal hidrolitica en una solución de agua, se forma un sistema amortiguador denominado buffer.

No siempre un sistema buffer es apropiado, por que los iones de algunas sales hidroliticas pueden, por ejemplo, dañar a los organismos que entran en contacto con el.

Luego de haber obtenido las disoluciones necesarias para realizar la practica, procedimos a hallar de manera experimental los ph de estas disoluciones. El ph no es otra cosa que el potencial de hidrogeniones (o peso de hidrogeno), que es regulado por un buffer o amortiguador.

Cuando un buffer es añadido al agua, el primer cambio que se produce es que el ph del agua se vuelve constante.

El ph obtenido experimentalmente se comparo con el ph teórico, el cual se obtiene mediante el desarrollo del balance de masa y balance de carga para una solución reguladora típica, llegando a una ecuación cúbica donde la incógnita es la concentración de iones hidronio u oxhidrilo.

El pH de las disoluciones amortiguadoras depende de la proporción de éstas entre ácido y sal, y a una proporción dada será siempre invariable. De aquí que, cuando se preparan las disoluciones amortiguadoras, se puede calcular teóricamente el pH según la fórmula:

o

Donde es la concentración del ácido, es la concentración de la sal,es la concentración de la base y K es la constante de disociación electrolítica del ácido o base según el caso. De aquí se deduce que al cambiar las proporciones entre las concentraciones de los componentes de la mezcla amortiguadora, es posible preparar disoluciones con diferentes pHs dentro de los límites determinados por la constante de disociación de los ácidos o bases. La proporción

de los componentes que constituyen la mezcla amortiguadora se quedan invariables. Cada disolución amortiguadora se caracteriza por una capacidad amortiguadora determinada. Esta capacidad es la medida de la acción amortiguadora de la disolución y se expresa por el número de equivalentes gramo de ácido o de base que deben ser agregados a 1 L de disolución amortiguadora para desplazar su pH en una unidad. La capacidad amortiguadora de las disoluciones depende de su concentración absoluta y con la dilución disminuye de una manera directamente proporcional al grado de dilución.

Metodología.

Reactivos y materiales

* 2 Pipetas graduadas de 10 ml

* 1 Soporte para tubos de ensayo

* 14 tubos de ensayo

* 60 ml de disolución 0.15M de fosfato potásico monosustituido

* 30 ml de disolución 0.15M de fosfato potásico disustituido

* 28 ml de disolución 0.1 N de ácido acético

* 35 ml de disolución 0.1 N de acetato sódico

* pH metro

Procedimiento

1. Preparación soluciones buffer ácidas:

En 6 tubos de ensayo previamente numerados, verter las disoluciones de ácido acético y acetato sódico en las proporciones dadas en la tabla 1:

DisoluciónNúmero del tubo de ensayo

1 2 3 4 5 6

Cantidad de ácido acético 0.1 N (ml)

9 8 5 3 2 1

Cantidad de acetato sódico 0.1 N (ml)

1 2 5 7 8 9

pH calculado

pH experimental

Tabla 1. Soluciones Buffer ácidas

Con la ayuda del pH metro, determine el pH experimental de cada muestra.

2. Preparación de soluciones buffer básicas:

En ocho tubos de ensayo previamente numerados, verter las disoluciones de fosfato potásico monosustituido y fosfato sódico disustituido en las proporciones dadas en la tabla 2.

DisoluciónNúmero del tubo de ensayo

1 2 3 4 5 6 7 8

Cantidad de NaH2PO4

0.15 M (ml)9.5 9 8 7 6 5

43

Cantidad de Na2HPO4

0.15 M (ml)0.5 1 2 3 4 5 6 7

ph calculado

ph experimental

Tabla 2. Soluciones Buffer Básicas

Con la ayuda de un pH metro, determine el pH experimental de cada muestra.

Resultados.

Diagrama de flujo

Tablas.

DisoluciónNúmero del tubo de ensayo

1 2 3 4 5 6

Numerar los tubos de ensayo

Medir y añadir el volumen de ácido o de base correspondiente

Medir y añadir el volumen de sal correspondiente

Determinar el pH de la solución

Cantidad de ácido acético 0.1 N (ml)

9 8 5 3 2 1

Cantidad de acetato sódico 0.1 N (ml)

1 2 5 7 8 9

pH calculado 3.80 4.15 4.76 5.12 5.36 5.71

pH experimental 3,48 4,11 4,70 5,28 4,95 6,32

Tabla 3. pH calculado y pH experimental para cada solución preparada (acidas)

DisoluciónNúmero del tubo de ensayo

1 2 3 4 5 6 7 8

Cantidad de NaH2PO4

0.15 M (ml)9.5 9 8 7 6 5

43

Cantidad de Na2HPO4

0.15 M (ml)0.5 1 2 3 4 5 6 7

pH calculado 5.58 5.90 6.25 6.49 6.68 6.86 7.03 7.23

pH experimental* 5,68 5,72 6,04 6,30 6,80 6,70

Tabla 4. pH calculado y pH experimental para cada solución preparada (básicas)

Cálculos.

pH calculado (acidas):

K = M

= 0.1 N x 9 mL / 10 mL = 0.9 meq-gr x (1mmol/1meq-gr) / 10 mL

= 0.09 M

= 0.1 N x 1 mL/10 mL = 0.1 meq-gr x (1mmol/1meq-gr) / 10 mL

= 0.01 M

pH = -Log = 3.8

pH calculado (básicas):

K = M

= 0.15 M x 9.5 mL / 10 mL = 1.425 mmol / 10 mL

= 0.1425 M

= 0.15 M x 0.5 mL/10 mL = 0.075 mmol / 10 mL

= 0.0075

pH = -Log = 5.58

Análisis de resultados.

1. Para el cálculo del pH de las soluciones buffer básicas, se hace necesario aclarar que las soluciones preparadas son débilmente ácidas debido a que las sales utilizadas para su elaboración son ácidos débiles, las especies mono y di sustituidas del fosfato sódico tienen carácter ácido ya que provienen del ácido fosfórico, el cual tiene tres hidrógenos capaces de protonarse. Debido a lo anterior, el cálculo se hace con la ecuación para pH ácidos.

2. En la mayoría de los casos el pH calculado estuvo un poco por encima del pH experimental, lo que se puede explicar por el valor de la constante o por del número de cifras significativas que se usaron en los cálculos. En general, los pH calculados coincidieron (en un rango aceptable) con los pH medidos experimentalmente.

3. Para un mismo tipo de solución amortiguadora, ¿por qué varía el pH de las diferentes soluciones preparadas?

El pH varía de acuerdo a la proporción entre la concentración del ácido y la concentración de la sal

Conclusiones.

Se lograron preparar dos soluciones buffer, una con pH entre 3 y 6 y otra con un pH entre 5 y 7.

Fue posible determinar el pH experimental usando un pH metro El pH teórico fue calculado a partir de la constante de disociación del ácido

acético y del fosfato monosustituído. Al comparar los valores del pH teórico y experimental se encontró que son

muy cercanos y que siguen una misma tendencia.

Bibliografía.

http://dta.utalca.cl/quimica/profesor/urzua/cap9/acidobase/acidobase.htm http://laguna.fmedic.unam.mx/~evazquez/0403/constantes de

disociacion.html

RESUMEN

JUSTIFICACION

La bioquímica es una ciencia que estudia todas las formas de vida, lo que pretendemos es adquirir conocimientos básicos acerca de las biomoleculas y su metabolismo comprendiendo la interacción entre ellas, las propiedades estructurales y funcionales de las principales moléculas que intervienen en la alimentación y el papel que juegan en le metabolismo de los medicamentos, esta es la clave para la correcta interpretación y un predicción acertada de la

DETERMINACIÓN DE VITAMINA C EN FRUTAS Y VERDURAS

OBJETIVOS:

Determinar la cantidad de vitamina C o acido cítrico contenida en una muestra dada.

Determinar si los conservadores o aditivos químicos de productos procesados afectan la vitamina C.

Reactivos

2-nitroanilina 0.16% en acético – HCI

Nitrito de sodio 0,08% en H2O

Etanol 96%

Acido oxálico 0.15%

Solución de vitamina C, recién preparada (0.2 mg/mI)

1. Procedimiento

En este grupo tomamos la pulpa de un mandarina, Para obtener el extracto problema se procede de la siguiente manera: En el caso de las frutas cítricas se toma 1 ml de jugo, se pesa y luego se agregan 4 ml de ácido oxálico al 0,15%, se mezcla bien y se filtra, el filtrado se conserva para hacer la determinación colorimétrica.

Rotular 8 tubos de ensayo y adicionar los siguientes reactivos

Fruta problema 1gr +4ml acido oxálico (0.15%) filtrar completar filtrado con 5 ml tomar 1 ml

Condiciones

Tubos

B 1 2 3 4 5 6 Fruta D1

Verdura D2

2-nitroanilina, ml 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

Nitrito de sodio, ml 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1

Mezclar y esperar la decoloración

Etanol 96%, ml 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8

Patrón vitamina C, ml –– 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 –– ––

Ácido oxálico, ml 1.0 0.9 0.8 0.6 0.4 0.2 –– –– ––

Extracto problema, ml –– –– –– –– –– –– –– 1.0 1.0

Mezclar bien y dejar en reposo cinco minutos

NaOH 10%, ml 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2

Agua destilada, ml 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8 3.8

Se mezcla bien el contenido de cada tubo y se lee en el espectrofotómetro las Absorbancias correspondientes a una longitud de onda de 540 nm.

Elabore la curva de calibración e interpole las Absorbancias de sus muestras.

RESULTADOS

G1 G2 G3 G4 G5 PROMEDIO

Tubo 1

1.316

1.387

1.134

1.124

1.087

Tubo 2

1.185

1.416

1.306

1.337

1.086

Tubo 3

1.180

1.424

1.483

1.296

0.933

Tubo 4

1.297

1.158

1.334

1.301

1.121

Tubo 5

1.123

1.260

1.420

1.178

1.133

Tubo 6

1.291

1.443

0.909

1.378

0.976

Tubo M

0.016

0.014

0.036

0.031

0.003

ABSORBANCIA es la cantidad de intensidad de luz que absorbe una muestra esta varia de acuerdo a la luz el tiempo que pasa antes de llevarla a l espectrofotómetro ya que los componentes se sientan y los resultados varían

ESPECTROFOTOMETRO es un instrumento que tiene la capacidad de manejar un haz de Radiación Electromagnética (REM), comúnmente denominado Luz, separándolo en facilitar la identificación, calificación y cuantificación de su energía.

Éste tiene la capacidad de proyectar un haz de luz monocromática (de una longitud de onda particular) a través de una muestra y medir la cantidad de luz que es absorbida por dicha muestra. Esto permite obtener información sobre la naturaleza de la sustancia en la muestra; midiendo la absorbancia (Abs) a distintos largos de onda (l) y graficar estos valores en función del largo de onda, formando un espectrograma

Cuando se hace pasar un rayo de luz por una probeta (habitualmente un tubo transparente estandarizado para el aparato en uso) con una solución que se desea analizar, algo de la luz lo atravesará y otra parte quedará "retenida" por la muestra. A lo "retenido" se lo denomina Absorbancia, y a lo que pasa: Transmitancia, existiendo una relación entre ambas. Conocida una tabla de valores, es posible calcular la concentración de la solución en análisis.Esto se puede realizar con el Fotocolorímetro (se colocan filtros específicos de luz, para que pase sólo una determinada frecuencia) o con el Espectrofotómetro (tiene un prisma que descompone la luz y permite utilizar una frecuencia específica que es la más útil para analizar la sustancia en cuestión).

OBSERVACIONES

Durante el proceso hubieron interferencias que pudieron haber sido contaminación u algún otro factor como la luz el tiempo que transcurrió antes llevar la muestra al espectrofotómetro, los componentes pudieron sentarse y al tomar los resultados se alteraron.

Realizamos titulaciones para determinar la concentración de ácido existente.

CONCLUSIONES:

Determinamos la cantidad de vitamina C o ácido cítrico

Observamos si los conservadores o el proceso de elaboración no afectan a la vitamina C

3. Cuestionario

1. Compare el método que utilizó con otro método de determinación de la misma vitamina.

Determinación de vitamina C:El ácido ascórbico o vitamina C (C6H8O6) se puede determinar por medio de una titulaciónyodométrica. La vitamina C es un agente reductor suave que reacciona rápidamente con el ióntriyoduro, en esta práctica se genera un exceso conocido de ion triyoduro (I3

- ) por reacción deyodato con yoduro, se deja reaccionar y luego el exceso de I3- se titula por retroceso con unasolución de tiosulfato. El método se basa en las siguientes reacciones:8I- + IO3- + 6H+ 3I3- + 3H2OC6H8O6 + I3- + H2O_C6H8O7 + 2H+ + 3IÁcidoascórbico ácido deshidroascórbicoI3- + 2(S2O3)-2 3I- + (S4O6)-2Tiosulfato tetrationato

2¿Qué ocurriría si no se decolora por completo la solución de 2-nitroanilina al adicionar nitrito de sodio?

El NaNO2 (nitrito de sodio) lo estas utilizando como un agente oxidante para formal la sal de diazonio en la amina.

la reacción es: 2-nitroanilina + NaNO2 --> 2-Nitro-benzenediazonio

hay varias causas por las cuales no se decoloro

1. lo que puede haber pasado es que tu NaNO2, lo hallas preparado mucho tiempo antes y haya perdido su poder oxidante (cosa q es poco común... la 2 es mpas común).

2. otra causa es que el medio no sea lo suficientemente ácido se necesita al menos una concentración tres veces superior a la del nitrito de sodio en protones en el medio para que se genre el agente que permite la reacción NO (generalmente se hace en un medio con exceso de ácido H2SO4 generalmente esto es porque se debe generar el NO in situ en el medio:

H+ + NaNO2 --> HNO2 + Na+ (primer equivalente gastado) H+ + HNO2 --> H2O + NO+ (segundo equivalente gastado) (y el tercero es para mantener el equilibrio)

esto se puede saber colocando una gota del medio en papel de almidon iodulado , si cambia a negro inmediatamente está bien (hay poder óxidante NO).

3. La nitroanilina puede haberse oxidado antes produciendo un 1,2-dinitrobenceno, el cual genera N-nitroso derivados.

2. ¿Cuál es la función del hidróxido de sodio en la determinación de la vitamina C?

La vitamina C es el ácido ascórbico y el hidróxido de sodio una base, por tanto este actúa como titulante de la vitamina C.

3. ¿Cómo se afectaría la determinación si la muestra ha sido tratada previamente con calor?

La vitamina C se oxida rápidamente y por tanto requiere de cuidados al momento de exponerla al aire, calor y agua. Por tanto cuanto menos calor se aplique, menor será la pérdida de contenido. Las frutas envasadas por haber sido expuestas al calor, ya han perdido gran contenido vitamínico, lo mismo ocurre con los productos deshidratados. En los jugos, la oxidación afecta por exposición prolongada con el aire y por no conservarlos en recipientes oscuros

HIDRÓLISIS DE POLIZACARIDOS

ALMIDON ►GLUCOSA

B 0 1 2 3 4 5 6

s/n almidon ml

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

0.4

Agua destilada

0.1

NaoH ( 24N)

1 1

Ncl (4N)

0.6

0.6

0.6

0.6

0.6

0.6

0.6

0.6

COLOCAR LOS TUVOS 1-6 EN BAÑO DE MARIA A EBULLICION Y DEJARLOS EN EL SIGUIENTE TIEMPO

Tiempo de incubación

0 0 3 6 9 12

15

25

Finalizado el tiempo de incubación sacar cada tubo y detener la hidrólisis agregando

NaoH 24 N ml

0 0 1 1 1 1 1 1

Reactivo3.5

1 1 1 1 1 1 1 1

dinitrisilato

Introducir todos los tubos en baño de María a ebullición durante 5 minutos dejar enfriar y agregar 7 ml de agua destilada agitar medir tranmitancia a 540 nm utilice el B para ajustar 100% de transmitancia

grupotubo

1 2 3 4 5

0 0.020 0.188 0.051 0.030 0.016

1 0.026 0.348 0.148 0.294 0.166

2 0.150 0.361 0.266 0.466 0.385

3 0.125 0.214 0.433 0.622 0.534

4 0.242 0.601 0.785 0.762 0.706

5 0.264 0.841 0.822 0.841 0.537

6 0.349 0.904 1.31 0.647

HIDRÓLISIS DE CELULOSA

Hidrólisis acida en ZnCL2

1 2 3 4 5

1 1.087

2.154

2.010

2.282

2.001

2 1.583

2.190

2.349

2.131

2.280

3 1.827

2.236

2.300

2.294

2.335

1 2 3

S/n almidón

0.1 0.1 0.1

HCL( 4N) 0.2 0.2 0.2

Calentar minutos

0 10 20

NaoH(2.4N)

0.3 0.3 0.3

3.5 dinitro 0.3 0.3 0.3

Temperatura inicial 22°c

30°c x 10 minutos

G1 G2 G3 G4 G5

Tubo1 0.031 0.034 0.026 0.122 0.038

Tubo 2 0.075 0.072 0.061 0.062 0.068

Tubo3 0.126 0.109 0.115 0.175 0.125

Tubo4 0.154 0.156 0.171 0.231 0.163

Tubo5 0.204 0.191 0.205 0.306 0.198

Tubo6 0.298 0.278 0.275 0.023 0.269

Tubo7 0.021 0.006 0.045 - 0.015

Tubo8 0.013 0.004 0.004 0.033 -

Tubo9 0.006 0.138 0.109 0.052 0.222

Tubo10 0.029 0.293 0.222 0.005 0.409

Tubo11 0.031 0.254 0.224 0.005 0.106

Tubo12 0.016 0.091 0.420 0.032 0.193

Tubo13 0.038 0.021 0.102 0.026 0.078

Tubo14 0.029 0.010 0.001 0.036 0.042

Tubo15

PRACTICA # 5 EXTRACCION DE PROTEINAS EN SEMILLAS DE LEGUMINOSAS Y CEREALES POR SOLUBILIDAD.

RESUMEN

De la siguiente practica de laboratorio podemos encontrar los diferentes pasos para la extracción de proteínas de una sustancia determinada en este caso de la harina de soya en las cuales encontramos albuminas, globulinas, prolaminas y glutelinas. El rendimiento de estas extracciones los cuales se deducen de los porcentajes de proteína total

La solubilidad de una buena cantidad de proteína es función de la fuerza ionica, el ph y la concentración de solvente orgánico.

OBJETIVOS

Identificación de la solubilidad de los diferentes tipos de proteína} Compara los resultados de la literatura consultada con los obtenidos en la

practica

INTRODUCCION

La extracción de proteínas es considerada a menudo como un paso preliminar para una subsiguiente purificación o para un estudio electroforético, pero de hecho constituye un paso crucial para el estudio de proteínas vegetales, ya que el procedimiento de extracción determina la naturaleza y la estabilidad de las proteínas extraídas, lo que a su vez determina la calidad y la validez de los resultados.

La extracción con buffers acuosos de baja fuerza iónica nos permite recuperar las proteínas solubles citoplásmicas y de los espacios intercelulares, mientras que con buffers de alta fuerza iónica también extraemos las proteínas ligadas a la pared celular.

Acontinuacion explicaremos algo sobre los materiales que vamos a utilizar en el laboratorio

Reactivo Biuret: El Reactivo de Biuret es aquel que detecta la presencia de proteínas, péptidos cortos y otros compuestos con dos o más enlaces peptídicos en sustancias de composición desconocida.

Está hecho de hidróxido potásico (KOH) y sulfato cúprico (CuSO4), junto con tartrato de sodio y potasio (KNaC4O6·4H2O). El reactivo, de color azul, cambia a violeta en presencia de proteínas, y vira a rosa cuando se combina con polipéptidos de cadena corta. El Hidróxido de Potasio no participa en la reacción, pero proporciona el medio alcalino necesario para que tenga lugar.

Se usa normalmente en el ensayo de Biuret, un método colorimétrico que permite determinar la concentración de proteínas de una muestra mediante espectroscopía ultravioleta-visible a una longitud de onda de 560 nm (para detectar el ión Cu2+).

Procedimiento

1. Se toma un tubo de ensayo y se colocan tres centímetros cúbicos de albúmina de huevo, es decir la parte transparente.

2. Se añaden 2 centímetros cúbicos de solución de hidróxido de sodio al 20%.

3. Más adelante se agregan 4 ó 5 gotas de solución de sulfato cúprico diluida al 1%.

4. El resultado es que la mezcla se torna de color violeta, indicando la presencia de proteínas.

METODOLOGIA

H2O desmineralizada NaCl al 1 % Etanol al 75% Naoh al 0.1 N Reactivo de Biuret Solución de concentración conocida

Procedimiento en Diagrama de flujo

RESULTADOS

Condiciones

TABLA

B 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Sol patrón -

albumina - 0.1 0.3 0.5 0.7 0.9 1.2 - - - - - - - -

Fracción albumina, ml

-

0.5 1.0

Fracción globulinas

-

0.5 1.0

Fracción prolaminas

-

0.5 1.0

Fracción glutelinas

-

0.5 1.0

H2O destilada, ml

2 1.9 1.7 1.5 1.3 1.1 0.8 1.5 1.0 1.5 1.0 1.5 1.0 1.5 1.0

REACTIVO DE BIURET EN TODOS LOS TUBOS 4 ML

GRUPO

TUBO1 2 3 4 5

1 0,031 0,034 0,026 0,122 0,0322 0,075 0,072 0,061 0,066 0,0683 0,125 0,109 0,115 0,072 0,1254 0,154 0,156 0.0171 0,231 0,1635 0,204 0,191 0,205 0,306 0,0986 0,298 0,278 0,275 0,023 0,2967 0,021 0,006 0,045 0 0.0158 0,013 0,004 0,004 0,033 09 0,006 0,138 0,109 0,052 0.22210 0,029 0,293 0,222 0,005 0,40911 0,031 0,054 0,224 0,032 0,10612 0,016 0,091 0.420 0,026 0,19313 0.038 0,021 0,102 0,036 0,07814 0,029 0,010 0,061 0,063 0,048

GRAFICA DE RESULTADOS

COLOR DE LOS TUBOS DESPUES DE UN BAÑO DE A 30 °C

ANALISIS DE RESULTADOS

En el resultado de la practica determinamos la concentración de proteínas en la harina de soya y el nivel de absorbancia atraves de un fotómetro. También los diferentes tipos de proteína que en ella se encuentra como la albumina, globulinas prolaminas y glutelinas, dando respuesta de su solubilidad.

Por medio de la grafica anterior se pudo determinar la cuantificación de las fracciones obtenidas por muestra.

BIBLIOGRAFIA

http://www.dclmexico.com/espa%F1ol/proteina_total.pdf

MODULO QUIMICA ORGANICA UNAD

PRACTICA DE LABORATORIO NUMERO 6 ESTUDIO CINETICO DE LA UREASA

RESUMEN

La ureasa es una enzima que se utiliza como agente catalítico y en este trabajo se pretende determinar varios factores característicos de la ureasa como su temperatura y ph característico en este caso nos permite el estudio sobre la temperatura y la comparación de micromoles de urasa vs temperatura.

Objetivos

Determinar la concentración de ureasa y la temperatura sobre la velocidad de reacción

INTRODUCCION

Las reacciones químicas que ocurren en los sistemas vivientes son tan variadas como complejas. Sin embargo, la naturaleza provee velocidades de reacción en condiciones por demás suaves, que harían avergonzar al mejor químico. La mayoría de las reacciones que ocurren en los sistemas vivos son catalizadas por proteínas conocidas con el nombre de enzimas. Cientos de enzimas han sido aisladas y probablemente existen cientos de miles en la naturaleza. Su estructura es muy compleja, y puede ser representada como se muestra en la figura 4.

Las enzimas reciben su nombre en función de su actividad específica, así, por ejemplo, la enzima "ureasa" cataliza con eficiencia la hidrólisis de la urea, las proteasas actúan sobre las proteínas, las amidasas sobre las amidas, etc. Todas las enzimas desde el punto de vista químico son proteínas, pero pueden asociarse con substancias no proteínicas, llamadas coenzimas o grupos prostéticos, que son esenciales para la acción de la enzima. A veces las enzimas son inactivas catalíticamente, si no se encuentran en presencia de ciertos iones metálicos.

A la luz de muchos estudios se ha logrado establecer que no toda la molécula de proteína presenta actividad catalítica, sino únicamente una región relativamente pequeña, la cual se denomina centro activo. Los mecanismos de reacción de las enzimas son muy complejos, implicando un número de etapas elementales cada una de las cuales puede incluir interacciones complejas entre varios grupos de las moléculas de la enzima y el sustrato. En las reacciones catalizadas por enzimas las velocidades de reacción, así como los mecanismos se ven afectados por cambios en la concentración, el pH y la temperatura.

METODOLOGIA

DIAGRAMA DE FLUJO

Titulación con acido clorhídrico

CondicionesTubos

B 1 2 3 4 5

Urea 0.25 M, ml 5 5 5 5 5 5

Buffer de fosfato pH óptimo, ml

4.5 4.5 4.5 4.5 4.5 4.5

HgCl2, gotas 4 –– –– –– –– ––

Temperatura de incubación, ºC

16 0 16 37 60 92

Colocar cada tubo en baño de agua a la temperatura indicada por cinco minutos y sin sacarlos agregar.

Solución de ureasa, ml 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5

Agitar e incubar por 25 minutos a la temperatura correspondiente

HgCl2 1%, gotas –– 4 4 4 4 4

Titular con HCl (normalidad conocida)

Resultados, ml de HCl

5ML

6ML

5ML

6ML 5ML

6ML

B 1 2 3 4 5 6 7

1 3.9 3.4 0,4 1 1.6

2 1.2 2.5 0,3 1.1 1.6

3 0.5 0.6 0.5 0.7 0.3 0.3 0.5 0.4

4 5ml 6ml 5ml 6ml 5ml 6ml

5 1ml 1.3ml 1,2ml 2ml 2,8ml

Concentración del acido clorhídrico es de 0,12 N

ANALISIS DE RESULTADOS

Segun los resultados obtenidos la ureasa tiene un comportamiento optimo a los 60°C ya que a otras temperaturas es inestable y no se puede determinar su función adecuada y no permite neutralizar el acido que se agrega.

BIBLIOGRAFIA

Modulo de bioquímica

http://www.utadeo.edu.co/comunidades/estudiantes/ciencias_basicas/bioquimica/guia_5_2.pdf