exploraciÓn de la eficiencia de los extractos de tres
TRANSCRIPT
EXPLORACIÓN DE LA EFICIENCIA DE LOS EXTRACTOS DE TRES PLANTAS
MEDICINALES COLOMBIANAS COMO AGENTES ANTIMICROBIANOS PARA
LA FABRICACIÓN DE UN PRODUCTO DERMATOLÓGICO ANTIBACTERIAL.
Proyecto de grado presentado
por
DANIELA BARROS VEGA
Presentado a
Universidad de los Andes
En cumplimiento de los requisitos para obtener el título de
INGENIERO QUÍMICO
ASESOR
WATSON VARGAS ESCOBAR, M.Sc., Ph.D
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
FACULTAD DE INGENIERÍA
DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA
BOGOTA D.C.
2013
ii
EXPLORACIÓN DE LA EFICIENCIA DE LOS EXTRACTOS DE TRES PLANTAS
MEDICINALES COLOMBIANAS COMO AGENTES ANTIMICROBIANOS PARA
LA FABRICACIÓN DE UN PRODUCTO DERMATOLÓGICO ANTIBACTERIAL.
Proyecto de grado presentado
por
DANIELA BARROS VEGA
_____________________________________________ WATSON LAWRENCE VARGAS ESCOBAR, M.Sc., Ph.D
Asesor
_____________________________________________
ANDRES GONZALEZ BARRIOS, M.Sc., Ph.D.
Miembro del comité
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
FACULTAD DE INGENIERÍA
DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA
BOGOTA D.C.
2013
iii
ABSTRACT
Exploración de la eficiencia de los extractos de tres plantas medicinales colombianas
como agentes antimicrobianos para la fabricación de un producto dermatológico
antibacterial.
Daniela Barros Vega
Universidad de los Andes, Colombia.
Asesor: Watson Vargas Escobar, PhD
In this study process was performed an extraction and an evaluation of the antimicrobial
capacity of plant extracts of O. basilicum, P. lancefolium and E. cinérea, to determine
their ability to replace as an active compounds triclosán alcohol in antiseptic products.
Preparation of the plant material consisted of a washing and drying done before
extractions. Methods used were soxhlet extraction with n-hexane and ethanol 98%(v/v)
and 99%(v/v), respectively, and steam stripping. Susceptibility tests were performed
against S. aureus and S. epidermidis for the extracts obtained by soxhlet and E. coli and
P. aeruginosa to the extracts obtained by steam distillation and the products
manufactured. Finally it found that the steam stripping despite require more plant
material shows better results in terms of yield and purity, the E. cinérea extract has
proved to be the most effective between the three steam stripping extracts, with
inhibition diameters up to 1.2cm and 4cm, after manufacture the three products, the
antibacterial cream presented the best performance as antibacterial with inhibition
diameters of 1.8cm and 2.1cm. Finally the expected result was obtained in the behavior
of the products, as they all have a thixotropic behavior and pH values valid for
dermatologic implementation.
iv
RESUMEN
Exploración de la eficiencia de los extractos de tres plantas medicinales colombianas como
agentes antimicrobianos para la fabricación de un producto dermatológico antibacterial.
Daniela Barros Vega
Universidad de los Andes, Colombia.
Asesor: Watson Vargas Escobar, PhD
En este proceso de estudio se realizó la extracción y se evaluó la capacidad antimicrobiana
de los extractos vegetales de O. basilicum, P. lancefolium y E. cinérea, con el fin de
determinar su capacidad para reemplazar como compuestos activos el alcohol y el triclosán
de los productos antisépticos. La preparación del material vegetal consistió en un lavado y
un secado previos a las extracciones realizadas. Se emplearon métodos de extracción
soxhlet, con n-hexano y etanol al 98%(v/v) y 99%(v/v) respectivamente, y de arrastre por
vapor. Las pruebas de antibiogramas se efectuaron en contra de S. aureus y S. epidermidis
para los extractos obtenidos por soxhlet y E. coli y P. aeruginosa para los extractos
obtenidos por arrastre con vapor y los productos fabricados. Finalmente se encontró que la
extracción por arrastre con vapor a pesar de necesitar más material vegetal presenta mejores
resultados en cuanto a rendimiento y pureza, el extracto de E. cinérea probó ser el más
efectivo de los 3 como bactericida con diámetros de inhibición de hasta 1.2cm y 4cm;
después de fabricar los productos antibacteriales se encontró que la crema antibacterial
presenta los mejores resultados como bactericida con diámetros de inhibición de hasta
2.1cm y 1.8cm. Por último se obtuvo el resultado esperado en el comportamiento de los
productos, pues todos tienen un comportamiento tixotrópico y valores de pH válidos para
aplicaciones dermatológicas.
v
DEDICATORIA
A mis padres y hermano por apoyarme incondicionalmente, por acompañarme, darme
ánimos, despertarme y abrirme los ojos siempre que fue necesario, pues me ayudaron y
estuvieron conmigo ayudándome a ser una mejor persona con cada día que pasaba en la
universidad y gracias a eso he logrado culminar esta etapa.
A mi familia y las personas que me brindaron su colaboración, apoyo y amistad a lo
largo de mi vida universitaria, pues de todas he aprendido algo que me ha servido para
llegar hasta donde estoy.
Para aquellas personas que en algún momento han tenido una idea y que les da miedo
iniciar o se han estancado en algún proyecto y, sin embargo, han seguido adelante hasta
verlo hecho realidad; porque si no se ha fracasado o tenido tropiezos los retos no han sido
suficientemente grandes.
vi
AGRADECIMIENTOS
Expresómi gratitud más sincera a todas aquellas personas que de un modo u otro
colaboraron para que este trabajo terminara de la mejor manera posible.
En primer lugar al Dr. Watson Vargas, mi asesor yprincipal apoyo, por creer en mí y
darme la oportunidad de sacar adelante este proyecto y con el mi carrera profesional, por su
incondicional ayuda, sus opiniones, consejos y pistas, que a lo largo de la realización del
trabajo me permitieron ir aclarando cada parte del proceso y los resultados, que me hicieron
madurar y desarrollar mi pensamiento profesional y ético.
Agradezco a mi familia por su comprensión, cariño y apoyo, por cada uno de sus
consejos, por preocuparse por mí y por el desarrollo de mi trabajo y por obligarme a
responder preguntas que yo misma no me habría hecho.
Finalmente, quiero agradecer a todos los profesores que me brindaron su conocimiento
y su amabilidad a lo largo de la carrera; a los técnicos y el personal administrativo por su
ayuda para llevar a cabo toda la parte experimental, siempre diligentes y amables; y a mis
compañeros por comportarse como amigos y estar en los momentos indicados, colaborarme
y, sobretodo por confiar en mí.
vii
TABLA DE CONTENIDO
Page
ABSTRACT .......................................................................................................................... iii
RESUMEN ............................................................................................................................ iv
DEDICATORIA ..................................................................................................................... v
AGRADECIMIENTOS ....................................................................................................... vi
TABLA DE CONTENIDO .................................................................................................. vii
LISTA DE FIGURAS .......................................................................................................... ix
OBJETIVOS ........................................................................................................................... x
CAPITULO
I. INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 1
Microorganismos patógenos oportunistas ............................................................ 1
Productos antibacteriales ...................................................................................... 2
II. METODOLOGIA ................................................................................................... 3
Materia Prima ....................................................................................................... 3
Obtención de extractos ......................................................................................... 3
Pruebas microbiológicas para extractos ............................................................... 6
Desarrollo de muestras de productos ................................................................... 8
Pruebas microbiológicas para muestras de productos ........................................ 10
Caracterización reológica de producto ............................................................... 11
III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................... 13
viii
Extractos ............................................................................................................. 13
Productos ............................................................................................................ 18
IV. CONCLUSIONES Y TRABAJO FUTURO ........................................................ 21
REFERENCIAS ................................................................................................................... 23
APÉNDICE 1 ....................................................................................................................... 25
APÉNDICE 2 ....................................................................................................................... 28
APÉNDICE 3 ....................................................................................................................... 33
APÉNDICE 4 ....................................................................................................................... 37
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Montaje de extracción soxhlet de hojas de E. cinérea con etanol al 99%(v/v). ... 13
Figura 2. Resultado de extracción soxhlet y lavado con agua de E. cinérea con etanol al
99%(v/v). .............................................................................................................................. 13
Figura 3. Embudo de decantación con lavado de agua para el resultado de la extracción
soxhlet de O. basilicum con etanol. ...................................................................................... 14
Figura 4. Filtrado de la muestra mezcla de etanol y O. basilicum después de
rotoevaporación. ................................................................................................................... 14
Figura 5. Prueba de antibiograma de los extractos obtenidos usando como solvente hexano
y purificados en contra de S. aureus. Derecha–Hexano; Arriba–O. basilicum; Izquierda–E.
cinérea; Abajo–P. lancefolium. ............................................................................................ 15
Figura 6. Antibiograma de control para las muestras obtenidas por soxhlet con hexano
como solvente en contra de S. epidermidis. Arriba–Control negativo; Abajo–Control
positivo ................................................................................................................................. 15
Figura 7. Extracto obtenido por arrastre de vapor de la planta E. cinérea fresca................. 16
Figura 8. Embudo de decantación en el que se separaron el extractoy la fase acuosa de una
extracción de E. cinérea después de dejarla secando a temperatura ambiente. ................... 16
Figura 9. Antibiograma de extracto de E. cinérea en contra de E. coli. .............................. 17
Figura 10. Antibiograma de extracto de E. cinérea en contra de P. aeruginosa. ................ 17
Figura 11. Control positivo de los antibiogramas de extractos puros en contra de E. coli. 17
Figura 12. Control positivo de los antibiogramas de extractos puros en contra de P.
aeruginosa. ........................................................................................................................... 17
Figura 13. Gel antibacterial a base de solución de extracto al 20%(v/v) ............................. 19
Figura 14. Gel antibacterial a base de extracto puro ............................................................ 19
Figura 15. Crema antibacterial a base de extracto puro ....................................................... 19
x
OBJETIVOS
Objetivo General
Desarrollar un tipo de crema o gel antibacterial utilizando compuestos vegetales de origen y
cultivo colombiano como agentes activos antimicrobianos.
Objetivos Específicos
1. Determinar el mejor método de extracción de la esencia puratal que se obtengan los
compuestos necesarios, con la mayor pureza y el mayor rendimiento posible, de
aquellos que se encuentran disponibles en la universidad de los Andes.
2. Verificar la actividad antimicrobiana de tres plantas de origen colombiano, de
diferentes especies, referenciadas de la literatura y definir la que presente mayor
eficiencia.
3. Determinar la cantidad mínima de extracto necesario de cada una de las plantas, con
el fin de utilizarlos como agente activo en formulaciones comerciales.
4. Desarrollar un producto antibacterial fundamentalmente orgánico, con agentes
activos de origen colombiano, utilizando formulaciones comerciales.
5. Verificar el comportamiento reológicos de los productos desarrollados, con el fin de
que no se pierdan los beneficios de un gel antibacterial ni las propiedades
características de este. Así como que no se pierda la capacidad antimicrobiana de
los extractos utilizados.
1
CAPITULO I
INTRODUCCIÓN
El cuerpo humano cuenta con diferentes mecanismos de defensa encargados de evitar
los efectos de diversos agentes ambientales capaces de desencadenar reacciones no
deseadas en los procesos metabólicos requeridos para la homeostasis. El más importante de
ellos es la piel, básicamente una barrera física de pH ácido con presencia de humedad y
lípidos tóxicos que evitan el ingreso de microorganismos oportunistas al sistema (Vanegas,
2002).
Se consideran oportunistas a aquellos microorganismos que en condiciones normales se
encuentran en la piel y no producen efectos adversos, pero que son capaces de comportarse
como patógenos, cuando su concentración aumente considerablemente con respecto a lo
normal, si el paciente presenta heridas abiertas o un cuadro clínico de inmunosupresión.
Los avances en investigación científica e ingenieril? y en diseño de productos
permitieron, el desarrollo de un gel con alcohol, que se utiliza como antibacterial, tanto
para ser aplicado después de un adecuado lavado de las manos o como en lugar de este.
Como el alcohol se utiliza desde hace tiempo para desinfectar heridas, se ha demostrado
que el uso individual del antibacterial reduce significativamente la cantidad de bacterias
que se encuentran en las manos por lo que se puede tomar como una medida preventiva de
enfermedades que se transmiten por el contacto con objetos, otra persona o un animal.
Esta medida preventiva encontró su furor en Colombia durante los años 2010 y 2011,
debido a la, al parecer, inminente proliferación de enfermedades como la del virus H1N1 y
a la facilidad con que se presentan enfermedades alérgicas en zonas como Bogotá, por el
clima y la contaminación.
1.1 Microorganismos patógenos oportunistas
Algunos microorganismos oportunistas o patógenos capaces de adaptarse a las
condiciones de la piel humana incluyen: Pseudomona aeruginosa (P. aeruginosa),
Escherichia coli (E. coli), Staphylococcus aureus (S. aureus) y Staphylococcus epidermidis
(S. Epidermidis), entre otros; los cuales permanecen en la piel después de que esta entra en
contacto con cualquier elemento externo contaminado, desde objetos hasta las corrientes de
aire (Bessems, 1998).
S. aureus puede ocasionar infecciones cutáneas y de las mucosas, como conjuntivitis,
meningitis o endocarditis, además el contacto con alimentos infectados o viceversa produce
toxoinfección (Vanegas, 2002). Por otro lado S. epidermidis es una causa importante de
infecciones adquiridas en hospitales pues forma biopelículas como mecanismo de
protección en catéteres o implantes quirúrgicos, además de desarrollar resistencia a los
medicamentos (Salyers & Whitt, 2002).
2
E. coli es de especial interés debido a que existen cepas como la O157:H7 que son
patógenos no oportunistas asociada al síndrome urémico hemolítico, sin embargo las cepas
oportunistas pueden causar infecciones de vías urinarias y de heridas, neumonía en
pacientes con inmunosupresión y meningitis en recién nacidos, básicamente afecta
cualquier tejido humano (Winn, y otros, 2006).
P. aeruginosaestá relacionada con problemas en el tracto pulmonar, urinario e
infecciones de sangre; se considera un problema de salud pública como responsable de
infecciones severas en pacientes con fibrosis quística y también está asociada con
condiciones deficientes de sanidad en hospitales (Bessems, 1998).
1.2 Productos antibacteriales
Diversos estudios han probado la eficiencia y eficacia de los productos antibacteriales
o antisépticos en cuanto a disminuir la cantidad de bacterias, por lo que fueron muy bien
recibidos por la sociedad, pero con el tiempo se observaron síntomas como irritación o
resequedad en quienes usaban los geles antibacteriales con regularidad, lo que desencadenó
una serie de estudios que permitieran desvelar el motivo de estos problemas.
Así se reveló que el exceso de contacto del alcohol presente en los productos con la
piel, tienen como resultado un perjuicio, pues maltrata la flora de la piel, una persona que
usaba con frecuencia estos productos, después de un tiempo sentía sus manos demasiado
secas y notaba que parecían mudar de piel con regularidad (Ayliffe, G.A.J., 2004).
Por lo tanto es necesario buscar soluciones que permitan detener esta proliferación de
microorganismos, diferentes a las que se encuentran actualmente en el mercado que se
basan en el uso de alcohol como antibacterial.
Actualmente se han realizado estudios con diferentes plantas, cuyos aceites esenciales o
extractos, se ha demostrado, presentan actividad antibacterial y antimicótica. De acuerdo a
eso se quiere desarrollar un antibacterial, ya sea en forma de gel o crema, que tenga como
componente activo alguno de los extractos sintetizados naturalmente por una planta
(Mendes, Yae, Murakami, Frensch, Marques, & Nakashima, 2011).
3
CAPITULO II
METODOLOGIA
2.1 Materia Prima
Las plantas Eucaliptus cinérea (E. cinérea), Ocimumbasilicum (O. basilicum) yPiper
(P. lancefolium) lancefolium fueron conseguidas en una plaza de mercado local.
En general la familia Piperácea está compuesta en su mayoría por plantas y ha sido
reportada por sus propiedades medicinales, con el alcaloide piperina como principal agente,
en Colombia la infusión de Piper lancefolium se utiliza como un baño para tratar las
afecciones cutáneas, que se cree están relacionadas con la llovizna que acompaña la
presencia de un arcoíris, por lo que ha sido sujeto de estudios en los que se ha comprobado
su eficiencia antibacterial (López, Ming, & Towers, 2002) (Lopez, Hudson, & Towers,
2001).
Las hojas y flores de Ocimumbasilicumse han utilizado tradicionalmente como un
agente antiespasmódico, aromático, estomacal y tónico. Mientras que la infusión se ha
usado como un remedio para el tratamiento de diversas enfermedades febriles, nauseas,
calambres abdominales, gastroenteritis, migraña, depresión, insomnio, disentería, diarrea y
agotamiento crónico (Chopra, Nayar, & Chopra, 1986). Diferentes estudios han demostrado
que los extractos obtenidos por medio de extracción soxhlet poseen compuestos con
propiedades antimicrobianas en contra de Candida albicans y diferentes bacterias
patógenas y oportunistas (Adigüzel, Güllüce, Sengül, Ögütcü, Sahín, & Karaman, 2005).
El extracto de Eucaliptus cinérea está aprobado como un aditivo alimenticio y su aceite
esencial es considerado seguro y no tóxico tanto en Estados Unidos como en Europa, y
aparece en la Lista de Aditivos Alimenticios de Japón como un antioxidante (Batish, Sigh,
Kohli, & Kaur, 2008). Se han realizado un gran número de estudios que han demostrado el
potencial antimicrobiano de las muestras de extractos aromáticos de las hojas de E. cinérea
en contra de bacterias Gram–negativas, Gram–positivas y levaduras (Silva, Abe,
Murakami, Frensch, Marques, & Nakashima, 2011).
Se procedió a dejarlas secando a temperatura ambiente durante 3 días; sucesivamente se
maceraron las hojas secas y la muestra fue colocada en un dedal para la extracción soxhlet,
y para la extracción por arrastre con vapor se llenó el tanque de 60 litros con
aproximadamente 3kg para cada extracción. Es importante tener en cuenta que la falta de
los procesos de secado y trituración podrán incurrir en pérdidas de los extractos debido a
que la evaporación de los mismos se daría con facilidad.
2.2 Obtención de extractos
4
2.2.1 Extracción Soxhlet
Se trata de una extracción basada en el uso de solventes volátiles, así debido a sus
bajos puntos de ebullición se vaporizan a temperaturas fáciles de alcanzar, entonces el
vapor generado entrará en contacto con el material, de tal forma que arrastra con él la
esencia(Albarracín & Gallo, 2003).
Se utilizaron controladores de temperatura programados en una potencia de entre 30
y 50W, se realizaron extracciones durante 3 horas para cada muestra utilizando hexano y
etanol como solventes, debido a que las sustancias que se desean extraer son solubles en
este compuesto y porque es lo más utilizado en la literatura (Bart, 2011) (Adigüzel,
Güllüce, Sengül, Ögütcü, Sahín, & Karaman, 2005).
Vale la pena aclarar, que el método de extracción con el uso de solventes no es muy
utiliza a nivel industrial pues presenta complicaciones tales como: la posibilidad de que los
vapores del solvente solubilicen también grasas o ceras del material vegetal, disminuyendo
así la pureza del producto obtenido, lo anterior es un problema pues cuando se trata de
aceites esenciales o extractos vegetales se requieren purezas elevadas; además se puede dar
una elevación en los costos de obtención debido al solvente utilizado. Por lo anterior este
método suele utilizar mayormente en estudios de laboratorio (Albarracín & Gallo, 2003).
2.2.2 Concentración de extracto
La concentración de los extractos obtenidos, se basa en la remoción del solvente en
la mayor proporción posible, generalmente se hace uso de un rotoevaporador, para
recuperar el solvente, sin embargo, si el equipo opera al vacío, su selectividad no será la
mejor y a medida que el solvente se separé los extractos se secaran.
Por lo anterior se procedió a utilizar un sistema de purificación por separación
líquido-líquido, con adición de otra sustancia y embudos de decantación. Así los extractos
obtenidos con el disolvente hexano, requieren primero de un lavado con etanol, de tal forma
que después de la decantación los extractos vegetales queden en el etanol y luego se puede
hacer el lavado directo de la mezcla con agua, así por medio de procesos simples aunque
demorados, se podrá obtener un extracto medianamente concentrado para el desarrollo de
los productos y las pruebas.
2.2.3 Extracción por arrastre de vapor
Para este método de extracción se utiliza la planta completa o se seleccionan las
hojas, lo anterior debido a que numerosos estudios se han dedicado a probar los diferentes
5
métodos de extracción y las diferentes partes de las que se obtienen los extractos de las
plantas, para definir cuál es la mejor forma de proceder, los resultados observados sueles
converger en que los mayores rendimientos de extractos se obtienen de las hojas, en la
mayoría de las plantas(Lopez, Hudson, & Towers, 2001).
Como equipo para realizar la destilación por arrastre de vapor de agua se utilizó el
extractor multipropósito. El funcionamiento del equipo somete la muestra a una corriente
de vapor de agua, que se encarga de arrastrar la esencia deseada y posteriormente la mezcla
es condensada, después se deberá separar por decantación el extracto de la fase acuosa. Esta
técnica es usada con frecuencia en la industria de perfumería (Albarracín & Gallo, 2003).
Se realizaron extracciones durante aproximadamente 5h, manejando la presión del flujo de
entrada inferior a 10psi., y manteniendo la temperatura del vapor entre 95°C y 100°C.
Se debe tener en cuenta que el agua a altas temperaturas, en ocasiones puede
realizar reacciones indeseadas con el material vegetal, formando compuestos como
alcoholes o ácidos por descomposición de ésteres, lo que ocasiona una reducción en el
porcentaje de extracto obtenido. Por lo anterior es necesario asegurar que las temperaturas
no se eleven demasiado, a menos que el punto de ebullición del producto sea alto, pero
entonces es necesario que el tiempo de la destilación no sea demasiado grande(Albarracín
& Gallo, 2003).
Otros factores técnicos importantes para asegurar el funcionamiento adecuado del
equipo, por ejemplo el tanque y las uniones deben estar perfectamente selladas, para evitar
el peligro de que se dé un escape de vapor; también es necesario retirar la muestra obtenida
continuamente y como se trata de una mezcla de dos fases (acuosa y oleaginosa), es
necesario ponerla en un decantador para, después de un tiempo mínimo de asentamiento,
hacer una separación manual de las fases.
2.2.4 Caracterización extracto
La caracterización química del extracto obtenido se realizó con un equipo de
espectrometríade masa con el fin de determinar aproximadamente los compuestos más
significativos presentes en los extractos funcionales, después de realizadas las pruebas de
antibiograma. Otras propiedades físicas, serán determinadas con ayuda de picnómetro y
refractómetro.
Para el espectrómetro de masa se realizó un primer barrido entre 0 y 300 unidades
de masa, después se procedió a reducir el intervalo entre 0 y 100 para corroborar los
resultados obtenidos. Se inyectaron 4mL de gases, la temperatura de la sonda se fijó en
120°C, el vacío dentro de la cámara fue de 3.83e–7mbar y la velocidad de succión de
2mL/min, si bien la velocidad de succión coincide con la literatura, en cuanto a la
temperatura lo ideal es realizar ensayos a diferentes temperaturas, programando rangos de
6
entre 50°C y 200°C aproximadamente (Palacios, Bertoni, Rossi, Santander, & Urzúa,
2009).
Es necesario tener en cuenta que la muestra ingresada al espectrómetro de masa será
completamente gaseosa, por lo que este método de caracterización se usará exclusivamente
como un aproximado debido a la alta volatilidad de los aceites esenciales y extractos
vegetales, además de la sensibilidad del equipo a los líquidos. Aunque para identificar los
componentes de muestra lo ideal es realizar antes la lectura de un estándar, la
espectrometría de masa permite realizar lecturas cuyos espectros significativos pueden ser
comparadas con los espectros de cada compuesto por separado, los cuales se encuentran
con facilidad en una base de datos y la búsqueda puede ser restringida con ayuda de
caracterizaciones previas.
Una vez obtenidos los valores se utilizó el diagrama de picos de intensidad, de tal
forma que los componentes presentes en una muestra serán determinados por comparación
con la literatura acerca de la composición del extracto de E. cinérea(Zrira, Bessiere, Menut,
Elamrant, & Benjilali, 2004), y la base de datos desarrollada por el “National Institute of
Standards and Technology” (NIST).
Por otro lado la refracción es la cualidad de los materiales translucidos de desviar los
rayos de luz que lo atraviesan en una dirección determinada, de tal forma que el índice de
refracción se refiere al grado de cambio de dirección y velocidad de la luz al pasar de un
medio a otro, lo que lo convierte en un parámetro importante a la hora de evaluar un aceite
esencial o un extracto vegetal para control de impurezas y calidad, el rango aceptado está
entre 1.471 y 1.477 (Martinez, 2008). El refractómetro se calibra a 0 con agua desionizada
para luego secar con papel de arroz y colocar una gota de muestra de extracto sobre el
cristal.
2.3 Pruebas microbiológicas para extractos
Dado que el objetivo principal establecido busca evaluar la posibilidad de remplazar el
alcohol, es esencial realizar pruebas in vitro, que permitan verificar la actividad
antimicrobiana de los extractos obtenidos, por el método más utilizado.
2.3.1 Preparación del microorganismo
Con el fin de estandarizar las pruebas de antibiograma y determinar de manera
correcta la concentración mínima inhibitoria se debe conocer la concentración de
microorganismos que se espera inhibir. Para este fin en primer lugar se debe preparar un
7
medio de cultivo nutritivo para activar las cepas necesarias, pues se encuentran conservadas
a temperaturas bajo 0.
Una vez estén crecidos los cultivos masivos de cada una de las cepas, se realizan
siembras por aislamiento, pues esto facilitará alcanzar la concentración de microorganismos
deseada y finalmente en tubos de ensayo con agua des ionizada previamente autoclavados
se realizan diluciones bacterianas para estandarizarlas progresivamente.
La estandarización del inóculo se realizó utilizando un espectrofotómetro y un
indicador de McFarland, tal que la concentración de bacterias medida por densidad óptica
fuera lo más próxima posible a la de un estándar de 0.5 de McFarland, es decir valores en
0.08 y 1 de absorbancia a una longitud de 625nm, pues esto permitirá asegurar que la
concentración bacteriana se encuentra entre y UFC/mL (Konemann, y otros,
2006).
2.3.2 Antibiograma
Una vez obtenidos los extractos de las diferentes plantas en los diferentes métodos,
es necesario comprobar su acción antimicrobianapor medio de antibiogramas. La
manipulación de microorganismos debe realizarse siempre en una cabina de flujo laminar
horizontal con lámparas UV y con cierta cercanía a un mechero, para evitar la
contaminación.
Para empezar se deben dejar en el autoclave para desinfectar los materiales que se
van a utilizar, solución de agar y/o caldo nutritivo, cajas de Petri y discos para
antibiogramas. Una vez realizada la desinfección se procede a hacer una preparación de los
agares de cultivo.
Se debe agregar una capa uniforme hasta cubrir aproximadamente la mitad de una
caja de Petri, se repite el procedimiento de acuerdo a la cantidad de cultivos necesarios,
tanto de agar Mueller Hinton para los antibiogramas como el agar nutritivo para el
crecimiento de los microorganismos. Estás cajas de Petri se deben dejar dentro de la cabina
con el flujo de aire y el mechero encendido hasta que el medio solidifiqué, luego podrán ser
conservadas a baja temperatura para uso posterior hasta por 15 días.
Una vez estén listos los medios, es necesario utilizar primero los de crecimiento,
puesto que para el uso de los microorganismos es necesario activarlos en un medio nutritivo
antes de utilizarlos, por lo tanto se debe sembrar el microorganismo por aislamiento recién
sea sacado del congelador en los medios nutritivos, y llevarlo a una incubadora a
temperatura apta y durante el tiempo necesario para cada uno de los microorganismos, las
bacterias trabajadas se incubaron durante 24h a 37°C.
Para realizar las pruebas microbiológicas, es necesario preparar el agar Mueller
Hinton, se siembra el microorganismo en masivo y se ubicarán los discos para
8
antibiograma, impregnados de cada una de las sustancias, respectivos en cada una de las
zonas. Una vez realizados todos los cultivos deberán ser incubados. Así se podrán observar
los halos de inhibición radiales de cada una de las sustancias utilizadas(Vanegas, 2002).
Para corroborar los resultados se repite el procedimiento
Se debe tener en cuenta que se utilizarán dos sustancias más, además de los
extractos, para los controles, uno positivo, que es el alcohol, pues se busca competir con su
capacidad inhibitoria y uno negativo, que es el agua pues no tiene ninguna capacidad
inhibitoria.
En estas pruebas se realizaron los cultivos masivos de 100uL de cada uno de los
microrganismos a estudiar estandarizados y se ubicó un sensidisco de antibiograma
impregnado con la sustancia a evaluar –en este caso extractos vegetales-, así después de la
incubación de las cajas de Petri, se observó si existía o no zonas de inhibición en las que el
extracto impidiera el crecimiento de la bacteria.
2.3.3 Concentración mínima inhibitoria
En esta etapa del proceso se pretenden determinar las cantidades mínimas de cada
uno de los extractos, necesarias para lograr inhibir el crecimiento de los patógenos.
Básicamente se prepararon medios suficientes y diluciones de la sustancia cuya
concentración mínima inhibitoria se deseaba conocer, estás diluciones a diferentes
porcentajes volumétricos con ayuda de un vortex; se sumergía un disco de antibiograma en
una dilución determinada y se ubicaba en el centro de la caja de Petri, previamente
inoculada, finalmente se sellaron para evitar contaminación y se incubaron.
Después de que se dio el crecimiento de las bacterias se buscó la caja de Petri tal
que el sensidisco utilizado fuera el primero en orden ascendente de concentración en
mostrar un halo de inhibición, así la concentración de la dilución en la que se remojó este se
tomó como la concentración mínima inhibitoria (Kalemba & Kunicka, 2003).
2.4 Desarrollo de muestras de productos
2.4.1 Formulación de gel antibacterial comercial
Como control positivo se utilizará un gel antibacterial comercial producido en el
laboratorio.
Para 100mL de gel:
9
– 100mL de alcohol al 70%(v/v) (antiséptico)
– 0.7gr carbopol
– 1.4mL de glicerina
– 1mL de trietanolamina
Se añade lentamente el carbopol al alcohol. Agitar la mezcla para disolver los grumos
de carbopol. Añadir la glicerina. Agitar la mezcla hasta que se vea homogénea. Añadir la
trietanolamina y seguir agitando hasta que se forme el gel y quede homogéneo.
2.4.2 Formulaciones de gel antibacterial libre de alcohol
2.4.2.1 Primera formulación
Esta opción se realiza con el fin de evaluar la posibilidad de mantener la simplicidad del
procesos de producción de los geles antibacteriales, y determinar si el valor de
concentración mínima inhibitoria encontrado es suficiente como agente antibacterial en un
producto.
Para 100mL de gel:
– 20mL extracto
– 80mL agua destilada
– 0.7 gramos carbopol
– 1.4mL de glicerina
– 1mL de trietanolamina
Se añade el extracto en el agua en agitación continua. Se añade lentamente el carbopol.
Se agita la mezcla hasta disolver los grumos de carbopol. Se añade la glicerina y se agita
hasta la homogenización. Finalmente se añade la trietanolamina y se continúa agitando
hasta que se forme el gel y quede homogéneo.
2.4.2.2 Segunda formulación
La segunda formulación de gel a estudiar se realiza con una concentración baja del
extracto puro
Para 100gr de gel
– 2gr de extracto puro
– 1gr de carbopol
– 20gr de propilenglicol
– 5gr de glicerina
10
– 72gr de agua conservada
o Solución acuosa con concentraciones de 0.02% y 0.18% en peso de metil-
parabeno y propil-parabeno respectivamente.
Se dispersa el carbopol en el agua conservada hasta disolver todos los grumos de
carbopol. Se añade la glicerina. Disolver el extracto en propilenglicol. Añadir la fase del
extracto a la del polímero agitándola durante 10mins o hasta la homogenización de las
fases. Neutralizar añadiendo la trietanolamina a pH 6.4 y continuar con la agitación a
300rpm durante 10mins(Pandey, Jagtap, & A., 2010).
2.4.3 Formulación Crema
Finalmente la formulación de la crema antibacterial se realizará basado en la
reología de una emulsión aceite en agua.
Para 100gr de crema
- Fase oleaginosa:
o 10gr de ácido esteárico
o 5gr alcohol cetílico
o 5gr ácido palmítico
- Fase acuosa:
o 5gr de glicerina
o 2gr de trietanolamina
o 2gr de alcohol bencílico
o 70gr de agua
o 1gr del extracto
Se homogenizan por separado cada una de las fases. En la fase acuosa lo último que
debe agregarse en el extracto, durante la homogenización. Finalmente se adiciona la fase
oleaginosa a la fase acuosa hasta que la emulsión se homogénea (Handali, Hosseini, Ameri,
& Moghimipour, 2011).
2.5 Pruebas microbiológicas para muestras de productos
Con el fin de continuar asegurando que la actividad antimicrobiana de los extractos no
se haya perdido durante la preparación de los productos, por posibles reacciones del
extracto con los diferentes compuestos, se realizan unas pruebas microbiológicas de
acuerdo al procedimiento mencionado antes.
Las pruebas de antibiograma para los productos se realizaron con cultivos masivos
de 100uL de cada uno de los microrganismos a estudiar estandarizados y se ubicó un
sensidisco de antibiograma impregnado con la sustancia a evaluar –en este caso los
11
productos fabricados-, así después de la incubación de las cajas de Petri, se observó si
existía o no zonas de inhibición en las que el extracto impidiera el crecimiento de la
bacteria.
Como control positivo se utilizó el gel antibacterial con alcohol al 70%(v/v)
fabricado, y para los controles negativos se utilizó la misma formulación, pero utilizando
agua destilada en lugar de alcohol o dilución del extracto
2.6 Caracterización reológica de producto
Con el fin de comparar los comportamientos reológicos de las muestras realizadas con
el de un producto comercial, será necesario utilizar un viscosímetro y realizar pruebas de
flujo en el reómetro, también será necesario corroborar los valores de pH para asegurar que
se encuentran en un rango valido.
2.6.1 Viscosímetro
Para determinar la viscosidad con ayuda den un viscosímetro se debe tener en
cuenta cuál es la geometría indicada, en este caso de disco, pues es la que opone menor
resistencia y la que permite determinar las viscosidades más altas del rango trabajado por el
equipo. Se ingresa la velocidad de cizalla para la que se desea evaluar el fluido y se procede
a realizar la medición.
2.6.2 Reómetro
Debido a que después de intentar determinar la viscosidad de los productos con
ayuda de un viscosímetro y encontrar que las viscosidades eran demasiado altas para el
rango del equipo disponible, se optó por realizar pruebas de flujo en el reómetro. La prueba
de flujo es someter una muestra a una velocidad de cizalla que aumenta progresivamente
dentro de un intervalo y determinar el valor de la viscosidad para cada una de las
velocidades.
La mayor ventaja de la prueba de flujo es que permite realizar un análisis gráfico del
comportamiento de la viscosidad aparente, por lo que se puede determinar el tipo de fluido
que se evaluó, por otro lado el reómetro no presenta ningún problema debido a las altas
viscosidades y trabaja desde 0.1rps (s⁻¹). Vale la pena tener en cuenta que al trabajar en
rangos de viscosidades aparentes de alta magnitud es necesario realizar la prueba de flujo
con una geometría de discos paralelos, pues es la ideal para este tipo de fluidos.
12
2.6.3 pH–Metro
Los productos de limpieza en términos de pH buscan en realidad neutralizar el impacto
de los iones ácidos o alcalinos, pues cuando se desea limpiar una superficie el uso del
producto adecuado se traduce en la neutralización o limpieza. En canto a detergencia es
usual que los suelos y en general los desechos frescos suelen tener un pH ácido, por lo que
lo ideal es limpiar con un producto de pH alcalino (Healthier-Cleaning-Products.com,
2011), sin embargo algunas fuentes de bacterias pueden tener un pH ácido, por lo que será
mejor utiliza un producto de pH alcalino.
Dado lo que se desea desarrollar un producto compatible con la piel y de limpieza,
tal como lo es un antibacterial o desinfectante, se debe cumplir con un rango de pH tal que
no favorezca el crecimiento de microorganismos patógenos u oportunistas que puedan ser
acidófilos o alcalófilos. Por lo anterior los productos desarrollados deberán mantenerse en
un rango de pH cercano al de la piel, el cual se ha reportado en literatura y va desde 4 hasta
7 (Lambers, Piessens, Bloem, & Finkel, 2006).
Por lo anterior y teniendo en cuenta los principios de detergencia mencionados, se
estableció un rango de pH aceptado entre 6.4 y 7.4, de tal manera que se pueda mantener ya
sea la acides natural de la piel o los beneficios de la alcalinidad sin dañarla, así fue
necesario utilizar un pH–metro, es decir una herramienta que por medio de un diodo
determina el pH de una sustancia de manera electrónica. Esto también permite caracterizar
cada uno de los productos desarrollados, aunque este no sea el único requerimiento
necesario para ser probado en humanos, es un factor que debe ser tomado en cuenta por lo
sensible que es y el impacto que puede tener.
13
CAPITULO III
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1 Extractos
Respecto del método de extracción manejado, así como respecto de los solventes
utilizados, se observa que el etanol, no sólo arrastra los compuestos de interés, sino que en
realidad extrae moléculas como grasas o lípidos, que debido a las temperaturas manejadas
en el equipo soxhlet, se quemaban con facilidad arruinando las muestras, lo que se podía
observar debido a la pigmentación del solvente al cabo de poco tiempo de iniciado el
proceso de extracción. En la Figura 1 se puede apreciar el tono negro que toma en el capilar
lo cual indica la presencia de sustancias diferentes de los aromáticos y terpenos deseados
(Véase Figura 1 y 2).
Figura 1. Montaje de extracción
soxhlet de hojas de E. cinérea con
etanol al 99%(v/v).
Figura 2. Resultado de extracción
soxhlet y lavado con agua de E. cinérea
con etanol al 99%(v/v).
Para la siguiente muestra se realizó rotoevaporación por poco tiempo y se procedió
a realizar una filtración, para finalmente realizar un lavado con agua, debido a que los
extractos de interés son compuestos inmiscibles en agua, mientras que el alcohol sí es
soluble por lo que se debería dar una separación de fases, sin embargo se observa que las
bajas concentraciones de extracto, tan sólo permiten una separación de los compuestos más
pesados, los cuales en ausencia de etanol forman precipitados. Como se puede observar en
las Figuras 3 y 4 la cantidad de material filtrado es demasiado alta dado que se desea
14
extraer una sustancia que a temperatura y presión ambiente está en fase líquida y la
separación de fases por decantación produce un precipitado no deseado.
Figura 3. Embudo de decantación con
lavado de agua para el resultado de la
extracción soxhlet de O. basilicumcon
etanol.
Figura 4. Filtrado de la muestra mezcla
de etanol y O. basilicumdespués de
rotoevaporación.
Dado que se encontró un alto grado de dificultad en la separación por decantación de
una mezcla extracto-etanol, y este era un paso intermedio para la separación de la mezcla
hexano-extracto se optó por realizar rotoevaporación para las muestras de hexano y
proceder a realizar pruebas antimicrobianas preliminares. Sin embrago, después de tener en
consideración las bajas concentraciones de extracto presente en estás mezclas y de la
presencia necesaria de solvente para evitar la pérdida del extracto obtenido, se desestimaron
estos resultados.
Se realizaron pruebas de antibiograma de los extractos con trazas de hexano en contra
de S. aureus y S. epidermidis. Se encontró que tanto los tres extractos obtenidos como el
hexano puro presentaban halos de inhibición de tamaño considerables, sin embargo el halo
de inhibición más grande se presentó en el hexano, por lo que se reforzó la desestimación
de los resultados y se justificó el uso del método de arrastre por vapor y las grandes
cantidades de material vegetal (Apéndice 1).
A pesar de lo anterior las pruebas de antibiograma para los controles demuestran que el
alcohol al 99%(v/v) no llega a ser un antibacterial tan efectivo como se ha pensado, lo
anterior se puede observar en la Figura 6 donde se muestra el resultado obtenido para los
sensidiscos de control, en donde se puede notar un aro circundante alrededor del sensidisco,
pero no logra inhibir del todo pues el crecimiento bacteriano se dio hasta por encima del
sensidisco.
15
Figura 5. Prueba de antibiograma de los extractos obtenidos usando como solvente
hexano y purificados en contra de S. aureus. Derecha–Hexano; Arriba–O. basilicum;
Izquierda–E. cinérea; Abajo–P. lancefolium.
Figura 6. Antibiograma de control para las muestras obtenidas por soxhlet con
hexano como solvente en contra de S. epidermidis. Arriba–Control negativo; Abajo–
Control positivo
Del arrastre con vapor de agua se obtuvieron principalmente extracto de E. cinérea,
vale la pena aclarar que se obtuvo unrendimientomayor después de dejar el material vegetal
secando a temperatura ambiente, sin embargo, en cuanto a las muestras vegetales de P.
lancefolium y O. basilicum, no se obtuvo un extracto aceitoso insoluble en agua, por lo que
se procedió a concentrarcon ayuda del decantador, aunque dejando una cantidad de agua
16
considerable, la presencia de aquellos compuestos solubles y determinar si poseían
actividad antimicrobiana en estos. El rendimiento obtenido de las dos extracciones con E.
cinérea fue de 1.133L/100kg.
La Figura 7 presenta el extracto obtenido de una extracción por arrastre con vapor de E.
cinéreafresca, es decir sin haberla dejado secando, lo que implicó perdidas en el
rendimiento, la Figura 8 muestra un embudo de decantación con la capa de extracto
obtenido que se de separar de la fase acuosa.
Figura 7. Extracto obtenido por
arrastre de vapor de la planta E.
cinérea fresca.
Figura 8. Embudo de decantación
en el que se separaron el extractoy
la fase acuosa de una extracción de
E. cinérea después de dejarla
secando a temperatura ambiente.
Se procedió a realizar las pruebas de antibiograma para cada uno de los extractos
obtenidos por arrastre con vapor en contra de E. coli y P. aeruginosa, se encontró que O.
basilicum y P. lancefolium no inhiben significativamente ninguno de los microorganismo
trabajados, mientras que el extracto de E. cinérea inhibe ambos microrganismos y presenta
un mayor halo de inhibición para P. aeruginosa comparado con el control positivo
(Apéndice 2).
En las Figuras 9 y 10, se pueden observar los halos de inhibición obtenidos en las
pruebas del extracto de E. cinérea en contra de E. coli y P. aeruginosa, Los diámetros de
los halos de inhibición promedio obtenidos fueron de 1.2cm y 3cm, respectivamente. Por
otro lado las Figuras 11 y 12, se muestran los resultados obtenidos para el control positivo
en los mismos microorganismos, con diámetro promedios de inhibición de 3.6cm y 1.2cm.
17
Figura 9. Antibiograma de extracto de
E. cinérea en contra de E. coli.
Figura 10. Antibiograma de extracto de
E. cinérea en contra de P. aeruginosa.
Figura 11. Controlpositivo de los
antibiogramas de extractos puros en
contra de E. coli.
Figura 12. Controlpositivo de los
antibiogramas de extractos puros en
contra de P. aeruginosa.
A pesar de que se realizaron 3 réplicas para cada uno de los ensayos, debido a la falta
de normalidad en la distribución de los resultados obtenidos, no esposible realizar un
análisis estadístico. Por lo que las réplicas sólo permiten corroborar los resultados
obtenidos (Apéndice 2).
18
Los extractos de P. lancefolium yO. basilicum, se descartaron como inhibidores de P.
aeruginosa, debido a que los halos de inhibición observados no inhibían realmente, sino
que se observó un crecimiento de microorganismos de menor concentración, y este
comportamiento se presentaba también para el control negativo, lo que implica que no hay
inhibición real por parte de los extractos.
Debido a los resultados obtenidos se realizó una caracterización del extracto obtenido
por arrastre con vapor de E. cinérea por medio de un espectrómetro de masas, un
picnómetro y un refractómetro. Con ayuda del picnómetro se determinó que su densidad es
de 0.935gr/mL, con ayuda del refractómetro se determinó su índice de refracción a 19.1°C
en 1.463, finalmente los resultados obtenidos con el espectrómetro de masa demuestran que
los compuestos más representativos de la muestra medida fueron, además de nitrógeno y
oxigeno molecular, β–myrceno, citronelol, limoneno, eucaliptol y α–pineno (Maleknia,
Vail, Cody, Sparkman, Bell, & Adams, 2009) (Lucia, Licastro, Zerba, & Masuh, 2008).
A continuación se procedió a intentar determinar el valor aproximado de la
concentración mínima inhibitoria de extracto de eucalipto necesaria para inhibir el
crecimiento de los microorganismos estudiados, se trabajó en principio con soluciones de
extracto desde 5%, cada 5% hasta 30% en volumen, con ayuda de un vortex para asegurar
la homogeneidad de la solución, y se encontró un factor que el factor de dilución en el que
se presentaba el primer halo de inhibición era del 20%(v/v) (Apéndice 2).
Sin embargo para corroborar el resultado se procedió a utilizar un método de dilución
en el que el volumen de extracto fue adicionado directamente en el agar autoclavado, una
vez homogenizada la mezcla fue servida en la caja de Petri, y después de la solidificación el
medio sealmacenó durante 24h, luego fue inoculado con el microorganismo
estandarizado.Después de la incubación se buscó el medio en el que no se había dado
crecimiento durante el periodo el periodo de 24h de incubación (Martinez, 2008); se
realizaron diluciones al, 19%, 20% y 21% en volumen, y se encontró que aparentemente el
factor de dilución al que se empieza a dar inhibición es de 20% (v/v), por lo que no se
realizaron más pruebas.
3.2 Productos
Se formularon 3 productos diferentes y se evaluaron comparando su efectividad como
antimicrobianos usando gel antibacterial comercial como control positivo y agua como
control negativo.
En primer lugar se desarrolló una muestra de gel antibacterial reemplazando la cantidad
de etanol al 70%(v/v) con solución al 20%(v/v) de extracto de E. cinérea, como agente
activo en una formulación de gel comercial sin micro cápsulas humectantes, aromas ni
colorantes(Figura 13), con el fin de mantener la facilidad del proceso de fabricado y
19
determinar la eficiencia del presunto valor de concentración mínima encontrado como
antibacterial en una formulación. Las siguientes muestras fueron un gel y una crema
antibacteriales con extracto puro como agente activo. Todas las muestras se realizaron en el
laboratorio de diseño de productos con agitadores mecánicos (Figuras 14 y 15).
Figura 13. Gel
antibacterial a base de
solución de extracto al
20%(v/v)
Figura 14. Gel
antibacterial a base de
extracto puro
Figura 15. Crema
antibacterial a base de
extracto puro
Se realizaron los ensayos de antibiograma para cada una de las muestras realizadas
utilizando como control positivo el gel antibacterial fabricado con alcohol al 70%(v/v) y
como control negativo un gel fabricado sólo con agua destilada, tambiénse realizó la
caracterización de los productos con ayuda de un reómetro, con el fin de determinar o
comprobar su comportamiento reológico puesto que se busca mantener las propiedades de
un antibacterial comercial, a pesar de que no se consideran aptas aún para ser probadas en
humanos.
En los antibiogramas se observa que todas las muestras son efectivamente inhibitorias
de E. coli y P. aeruginosa, pero en ambos casos se observa un mejor desempeño de la
crema antibacterial, llegando a superar el gel antibacterial de etanol en contra de P.
aeruginosa (Apéndice 3).
Las pruebas de flujo realizadas a intervalos de velocidad de cizalla desde 0.1s⁻¹ hasta
500s⁻¹, con una geometría de platos paralelos con 20mm de diámetro y un gap de 1mm,
demuestran que los tres productos presentan un comportamientotixotrópico, es decir que se
obtuvieron los resultados esperados, pues esto permite asemejar su comportamiento al de
20
un gel antibacterial comercial a base de alcohol, la crema a pesar de mostrar una
ligeradiferencia en su comportamiento respecto de los geles, este se mantiene dentro del
comportamiento presentado por los resultados de pruebas de flujos de cremas comerciales
(Colo, Herh, Roye, & Larsson, 2004) (Apéndice 4).
Por otro lado se determinaron el pH y la densidad para cada una de las muestras de
productos, se obtuvo que: para el gel antibacterial a base de la dilución al 20%(v/v) el pH es
de 6.901 y la densidad de 0.867 gr/mL; para el gel antibacterial a base del extracto puro se
obtuvo un pH de 6.463 y una densidad de 0.936 gr/mL; y para la crema antibacterial a base
de extracto puro se obtuvo un pH de 7 y una densidad de 0.811 gr/mL.
21
CAPITULO IV
CONCLUSIONES Y TRABAJO FUTURO
En cuanto a la etapa de extracción se podría concluir en principio que efectivamente
que el n-hexano es un mejor solvente comparado con el etanol cuando de extractos
vegetales se trata, dado que es selectivo para los compuestos de interés; sin embargo
después de realizar una revisión del trabajo desarrollado para proyecto de mitad de carrera
se encontró una consistencia en la inutilidad de la extracción soxhlet y los diferentes
solventes evaluados entre ellos hexano y etanol (Barros y otros, 2012). El hexano no es un
solvente adecuado para la extracción de compuestos de extractos vegetales con el objetivo
propuesto por el estudio debido a que es un neurotóxico que no se puede separar por
completo de los extractos deseados, además de ser un buen antibacterial, lo que impide
conocer los alcances de los extractos propósito de estudio.
Por otro lado la etapa de extracción por arrastre de vapor mostró un éxito significativo
con la planta de Eucalipto cinérea pues se obtuvo un rendimiento considerable y en total se
extrajeron después de dos extracciones simples y no muy largas un total de casi 73gr, lo
que equivale a aproximadamente 78mL, a pesar de haber realizado una extracción con la
planta fresca en cuanto a los otros extractos, es probable que en los extractos de las plantas
O. basilicum y P. lancefolium haya presencia de antibacteriales, pues se han reportado en la
literatura, sin embargo la desventaja del método de extracción por arrastre de vapor esta en
los generalmente bajos rendimientos, sobre todo en plantas cuyos extractos no son tan
aromáticos ni abundantes.
A pesar de lo anterior se realizaron los antibiogramas para los 3 extractos obtenidos y se
encontró que efectivamente, como se esperaba por la revisión bibliográfica realizada, el
extracto de E. cinérea es un bactericida de actividad considerable, por lo que se decidió
realizar las muestras de productos únicamente para este extracto. Vale la pena tener en
cuenta que la falta de un método adecuado para determinar la composición del extracto
impide determinar con exactitud cuál o cuáles de los compuestos inhiben el crecimiento
microbiano y si existe alguno que lo potencie.
Es ideal realizar la caracterización por cromatografía, con estándares de parafinas,
aceites esenciales o alcanos como referencia para conocer lo índices de retención relativos,
puesto que a pesar de la alta volatilidad de los aceites esenciales y/o extractos vegetales
normales la masa atómica no es un parámetro suficiente para especificar un compuesto,
además los antibiogramas se realizaron sumergiendo los sensidiscos en el extracto, así
como fue este mismo el que se utilizó como componente activo en los productos
desarrollados, más no los compuestos volátiles evaporados, que es lo que se logra medir
utilizando únicamente el espectrómetro de masa y debido a los altos puntos de ebullición de
los compuestos característicos del extracto de E, cinérea se obtienen espectros de
intensidades bajas difíciles de comparar.
22
Con respecto a los productos fabricados se debe tener en cuenta que si se hace uso de
agitadores mecánicos es mejor hacerlos en grandes cantidades, de lo contrario no es factible
el uso del agitador. Es importante destacar, que si bien ninguno de los productos demostró
una capacidad inhibitoria significativamente más alta comparada con el antibacterial
comercial, todos demostraron tener capacidad inhibitoria, lo que implica que
probablemente el agente bactericida presente en el extracto no se perdió durante el proceso
de fabricación, desarrollados también se puede destacar su comportamiento tixotrópico,
propio del gel antibacterial y es un beneficio que se esperaba mantener a pesar de los
cambios en composición.
De los productos desarrollados también se puede destacar su comportamiento
tixotrópico, propio del gel antibacterial y es un beneficio que se esperaba mantener a pesar
de los cambios en composición, a su vez vale la pena dejar claro que a pesar de ser el mejor
producto la crema antibacterial, no es recomendable como producto comercializable a
menos que se realice en una proporción adecuada, pues tanto el proceso de extracción y
como el de fabricación son costosos y tienen complicaciones debido a los estados de los
reactivos y las temperaturas necesarias.
En cuanto al extracto como trabajo futuro se plantea realizar una caracterización
adecuada y más detallada del extracto con el fin de identificar los compuestos bactericidas,
así como sus proporciones y la facilidad de su extracción, para después ser probados como
agentes activos de los productos antibacteriales, los cuales una vez confirmada su
capacidad antibacterial deberán ser probados en cuanto a su duración en cámaras de
estabilidad y en cuanto a su uso comercial como cancerígenos, alergénicos o tóxicos con
injertos de piel y/o animales de laboratorio.
Es claro que el extracto de Eucaliptus cinérea tiene propiedades antibacteriales y se
puede utilizar como agente activo en producto desinfectantes y antibacteriales, además de
ser fácil de extraer por la abundancia de la planta y los considerablemente altos
rendimientos, pero para ser considerado una solución al uso de sustancias como el alcohol y
el triclosán será necesario comprobar que a diferencia de estos no tiene efectos secundarios
no repercusiones en la salud.
23
REFERENCIAS
Adigüzel, A., Güllüce, M., Sengül, M., Ögütcü, H., Sahín, F., & Karaman, I. (2005). Antimicrobial
effects of Ocimum basilicum (Labiatae) extract. Turkish journal of biology, 155-160.
Aidsmeds, s.f. (s.f.). Candidiasis (candidiasis oral; candiadisas vaginal; candidiasis esofágica).
Recuperado el 25 de Febrero de 2012, de AIDSMEDS:
www.aidsmeds.com/articles/candidiasis_8637.shtmal
Albarracín, G., & Gallo, S. (2003). Comparación de dos métodos de extracción de aceites esencial
utilizandos piper aduncum procedente de la zona cafetera. Manizales: Universidad
Nacional de Colombia, Sede Manizales.
Ayliffe, G.A.J. (2004). El efecto de los agentes antibacteriales en la flora de la piel. Revista de
infecciones en hospitales.
Bart, H.-J. (2011). Extraction of natural products from plants - An introduction. En H.-J. Bart, & S.
Pilz, Industrial scale natural products extraction (págs. 1-24). Alemania: Wiley.
Batish, D., Sigh, H., Kohli, R., & Kaur, S. (2008). Eucalyptus essential oil as a natural pesticide.
Fores ecology and management, 256 (12); 2166-2174.
Bessems, E. (1998). El efecto de las condiciones prácticas en la eficacia de los desinfectantes.
International Biodeterioration & Biodegradation.
Centro politecnico superior. (2011). Guía de seguridad y buenas prácticas en el laboratorio.
Zaragoza: Universidad de Zaragoza.
Chopra, R., Nayar, S., & Chopra, I. (1986). Glossary of indian medicinal plants (incluiding the
supplement). Nueva Dehli: Council of scientific and industrial research.
Colo, S., Herh, P., Roye, N., & Larsson, M. (2004). Rheology and the texture of pharmaceutical
and cosmetic semisolids. Reologica instruments, Inc.
Handali, S., Hosseini, H., Ameri, A., & Moghimipour, E. (2011). Fomulación y evaluación de una
crema antibacterial de extracto acuoso de Oxalis Cosniculata.Ahvaz Jundishapur: Revista
de microbiologia de Jundishapur.
Healthier-Cleaning-Products.com. (2011). Healthier-Cleaning-Products.com. Recuperado el 29 de
11 de 2012, de pH Scale - The measurement of acidity or alkalinity of a water based
solution: http://www.healthier-cleaning-products.com/pH-scale.html
Kalemba, D., & Kunicka, A. (2003). Antibacterial and antifungal properties of essential oils.
Current Medicinal Chemistry, 10: 813-829.
Konemann, E. W., Winn, W. C., Allen, S. D., Janda, W. M., Procop, G. W., Schrenckenberger, P., y
otros. (2006). Konemann. Diagnóstico microbiológico. Texto y atlas en color. Madrid,
España: Editorial medica panamericana.
Lambers, H., Piessens, S., Bloem, A., & Finkel, P. (2006). Natural skin surface pH is on average
below 5, which is beneficial for its resident flora. Internationa Journal of Cosmetic Science,
28 (5): 359-370.
24
Lopez, A., Hudson, J., & Towers, G. (2001). Antiviral and antimicrobial activities of colombian
medicinal plants. Journal of ethnopharmacology, 77, 189-196.
López, A., Ming, D., & Towers, N. (2002). Antifungal activity of benzoic acid derivatives form
Piper lancefolium. Journal of naatural products, 65(1), pp62-64.
Lucia, A., Licastro, S., Zerba, E., & Masuh, H. (2008). Yield, chemical composition, and bioactivity
of essential oils from 12 species of Eucalyptus on Aedes aegypti larvae. Entomologia
Experimentalis et Applicata, 129: 107-114.
Maleknia, S., Vail, E., Cody, R., Sparkman, d., Bell, T., & Adams, M. (2009). Temperature-
dependent release of volatile organic compounds of eucalyptus by direct analysis in real
tiem (DART) mass spectrometry. Rapid Communication in Mass spectrometry, 23: 2241-
2246.
Martinez, M. (12 de Mayo de 2008). Tesis profesional. Evaluación de la actividad antimicrobiana
de aceite esencial de lima. Cholula, Puebla, México: Universidad de las América, Puela.
Escuela de ingeniería. Departamento de Ingeniería Química y Alimentos.
Mendes, S., Yae, S., Murakami, F., Frensch, G., Marques, F., & Nakashima, T. (2011). Essential
oils from different plant parts of Eucalyptus cinérea F. Muell. ex Benth (Myrtaceae) as a
source of 1,8-cineole and their bioactivities. Pharmaceuticals, 4: 1535-1550.
Palacios, S., Bertoni, A., Rossi, Y., Santander, R., & Urzúa, A. (2009). Efficacy of essential oils
from edible plants as insecticides against the house fly, Musca domestica L. Molecules, 14,
1938-1947.
Pandey, A., Jagtap, J. V., & A., P. S. (2010). Formulation and evaluation of In-Vitro antimicrobial
activity of gel containing essential oils and effect of polymer on their antimicrobial activity.
Maharashtra: International journal of pharmacy and pharmaceutical sciences.
Salyers, A. A., & Whitt, D. D. (2002). Bacterial pathogenesis: a molecular approach. Washington
D.C.: ASM Press.
Silva, S. M., Abe, S., Murakami, F., Frensch, G., Marques, F., & Nakashima, T. (2011). Essential
oils from different plant parts of Eucalyptus cinérea F. Muell ex Benth. (Myrtaceae) as a
source of 1,8-cineole and their bioactivities. Pharmaceuticals, 4, 1535-1550.
Vanegas, C. (2002). Guías para el laboratorio de Microbiología: uso de desinfectantes y
antisépticos para ocntrol de microorganismos. Bogotá: Ediciones Uniandes.
Winn, W. C., Allen, S. D., Janda, W. M., Konemann, E. W., Procop, G. W., Schrenckenberger, P., y
otros. (2006). Konemann. Diagnóstico microbiológico. Texto y atlas en color. Madrid,
España: Editorial medica panamericana.
Yánez, X., Pérez, O., & Meza, H. (2010). Actividad larvicida del aceite esencial foliar de Eucaliptus
globulus contra Aedes aegypti Linnaeus. Bistua: Revista de la facultad de Ciencias
Básicas, Vol. 8, núm. 1, p. 71-77.
Zrira, S., Bessiere, J., Menut, C., Elamrant, A., & Benjilali, B. (2004). Chemical composition of the
essential oil of nine Eucalyptus species growing in Morocco. Flavour and Fragrance
Journal, 19: 172-175.
25
APÉNDICE 1
RESULTADOS DE ANTIBIOGRAMAS DE EXTRACCIONES SOXHLET
A continuación se presentan los resultados obtenidos en los antibiogramas
realizados para los extractos resultados de las extracciones soxhlet con hexano como
solvente. Es necesario tener en cuenta que el diámetro de las cajas de Petri utilizadas era de
9cm y el de los sensidiscos de 0.6cm.
Las Figura A.1.1 y A1.2 se muestran los resultados para los controles realizados en
los cultivos de S. aureus y S. epidermidis, respectivamente, en los que el control positivo
fue alcohol al 99%(v/v) y el control negativo agua des ionizada. Se muestran en la parte
superior los controles negativos y en la parte inferior los controles positivos. En S. aureus
se tiene un diámetro medio de halo de inhibición de 1cm de diámetro, mientras que en S.
epidermidis se obtuvo un diámetro promedio de 0.1cm.
Figura A.1.1. Control S. aureus.
Arriba–Agua; Abajo–Etanol.
Figura A.1.2. Control S. epidermidis.
Arriba–Agua; Abajo–Etanol.
En las Figuras A.1.3 y A.1.4 se puede observar el resultado del primer ensayo de
inhibición de las muestras de cada extracto y del hexano puro en contra de S. aureus y S.
epidermidis, respectivamente como sigue: en S. aureus en la derecha el hexano puro arriba
el extracto de O. basilicum, a la izquierda el extracto de E. cinérea y abajo el de P.
lancefolium; en S. epidermidis se tiene a la derecha el extracto de E. cinérea, abajo el de P.
lancefolium, a la izquierda el hexano y arriba el extracto de O. basilicum.
Para el ensayo con S. epidermidis no es posible determinar los diámetros de los
halos de inhibición, por lo que fue necesario realizar una verificación, por otro lado para S.
aureus se pudieron medir los diámetros de los halos de inhibición para cada uno de los
26
extractos y se obtuvo un diámetro promedio para E. cinérea de 1.9cm, para O. Basilicum de
1,4cm y para P. lancefolium de 1.5cm.
Figura A.1.3. Prueba de antibiograma de
los extractos obtenidos usando como
solvente hexano y purificados en contra de
S. aureus. Derecha–Hexano; Arriba–O.
basilicum; Izquierda–E. cinérea; Abajo–P.
lancefolium.
Figura A.1.4. Prueba de antibiograma de
los extractos obtenidos usando como
solvente hexano y purificados en contra
de S. epidermidis. Derecha–E. cinérea;
Abajo–P. lancefolium,
Izquierda─Hexano; Arriba–O. basilicum.
Con el fin de corroborar los resultados obtenidos se realizaron dos pruebas más de
antibiograma, en la primera se ubicó en el centro de la caja de Petri un sensidisco con
hexano puro (Figura A.1.5 y A.1.6). En la segunda se probaron nuevamente los tres
extractos, como se puede observar en la Figura A.1.7 con S. aureus y en la Figura A.1.8
con S. epidermidis.
Figura A.1.5. Ensayo de inhibición para
Hexano puro en contra de S. aureus.
Figura A.1.6. . Ensayo de inhibición para
Hexano puro en contra de S. epidermidis.
27
En cuanto a los diámetros de inhibición para el hexano se obtuvo que: en contra de
S. aureus tuvo un promedio de 4.5cm (Figura A.1.5), y en contra de S. epidermidis dio un
diámetro promedio de 2.5cm (Figura A.1.6).
En cuanto a los diámetros de inhibición de los extractos se obtuvo que: en contra de
S, aureus el extracto de E. cinérea de 1.5cm, el de P. lancefolium de 1.6cm y el de O.
basilicum de 0.7cm (Figura A.1.7–Abajo, Izquierda y Arriba, respectivamente); y en contra
de S. epidermidis el extracto de E. cinérea de 2cm, el de P. lancefolium de 2.5cm y el de O.
basilicum no presento inhibición (Figura A.1.8–Derecha, Abajo y Arriba, respectivamente).
Figura A.1.7. Ensayo de inhibición de
los 3 extractos obtenidos en contra de
S. aureus. Abajo–E. cinérea;
Izquierda–P. lancefolium; Derecha–O.
Basilicum.
Figura A.1.8. Ensayo de inhibición de
los 3 extractos obtenidos en contra de
S. epidermidis. Derecha–E. cinérea;
Abajo–P. lancefolium; Arriba–O.
Basilicum.
28
APÉNDICE 2
RESULTADOS DE ANTIBIOGRAMAS DE LAS EXTRACCIONES POR
ARRASTRE DE VAPOR.
A continuación se presentan los resultados de los antibiogramas realizados en contra
de E. coli y P. aeruginosa, de los extractos obtenidos de O. basilicum y P. lancefolium, de
los controles y del extracto de E. cinérea.
Se realizaron tres replicas para cada prueba, con el fin de obtener resultados
significativos, las Tablas A.2.1 y A.2.2 muestran los resultados obtenidos en los ensayos
realizados en contra de E. coli y P. aeruginosa, respectivamente, en donde:
C– : Control negativo = Agua
C+: Control positivo = Etanol al 99%(v/v)
E1: Extracto 1 = Extracto de O. basilicum
E2: Extracto 2 = Extracto de P. lancefolium
E3: Extracto 3 = Extracto de E. cinérea
Sustancia Ensayo 1* Ensayo 2* Ensayo 3* Promedio*
C– 0 0 0 0
C+ 3.8 3.5 3.6 3.63
E1 0 0.1 0 0.03
E2 0.2 0 0 0.06
E3 1.2 1 1.4 1.2
Tabla A.2. 1. Resultados obtenidos de las pruebas de antibiograma de cada uno de los
extractos y los controles, por replica y en promedio en contra de E. coli.
*Todos los resultados están en cm., y tienen en cuenta el diámetro del disco de
antibiograma.
Sustancia Ensayo 1* Ensayo 2* Ensayo 3* Promedio*
C– 0.9 1 0.7 0.86
C+ 1.2 1.3 1.1 1.2
E1 0.6 0.8 1.2 0.86
E2 0.2 0.9 0.6 0.56
E3 3.1 4 3.9 3.66
Tabla A.2. 2. Resultados obtenidos de las pruebas de antibiograma de cada uno de los
extractos y los controles, por replica y en promedio en contra de P. aeruginosa.
*Todos los resultados están en cm., y tienen en cuenta el diámetro del disco de
antibiograma.
29
Las figuras a continuación muestran uno de cada uno de los ensayos realizados. Se
marcaron según el microorganismo y la sustancia que se estaba probando. En primer lugar
se presentan las figuras para los ensayos inhibitorios de E. coli.
Figura A.2.1. Control positivo para
antibiograma de extractos contra E.
coli.
Figura A.2.2. Control negativo para
antibiograma de extractos contra E.
coli.
Figura A.2.3. Antibiograma de extracto
de O. basilicum en contra de E. coli.
Figura A.2.4. Antibiograma de extracto
de P. lancefolium en contra de E. coli.
30
Figura A.2.5. Antibograma de extracto de P. lancefolium en contra de E. coli
Ahora se presentan las figuras de un ensayo de inhibición en contra de P.
aeruginosa, siguiendo el mismo orden anterior.
Figura A.2.6. Control positivo para
antibiograma de extractos contra P.
aeruginosa.
Figura A.2.7. Control negativo para
antibiograma de extractos contra P.
aeruginosa.
31
Figura A.2.8. Antibograma de extracto
de P. lancefolium en contra de P.
aeruginosa.
Figura A.2.9. Antibograma de extracto
de O. basilicum en contra deP.
aeruginosa.
Figura A.2.10. Antibograma de extracto de P. lancefolium en contra de P. aeruginosa.
Finalmente las Figuras A.2.11, A.2.12 y A.2.13, presentan los ensayos realizados
para determinar la concentración mínima inhibitoria del extracto de E. cinérea sobre P.
aeruginosa, por ser más ilustrativos. Sin embargo en las pruebas se encontró que a una
dilución al 20%(v/v) se comenzaba a dar inhibición de los microorganismos. La Figura
32
A.2.14 muestra el ensayo de inhibición para una dilución al 20%(v/v) de extracto de E.
cinérea sobre E. coli.
Figura A.2.11. Antibiograma para
dilución al 15%(v/v) sobre P.
aeruginosa.
Figura A.2.12. Antibiograma para
dilución al 20%(v/v) sobre P.
aeruginosa.
Figura A.2.13. Antibiograma para
dilución al 30%(v/v) sobre P.
aeruginosa.
Figura A.2.14. Antibiograma para
dilución al 20%(v/v) sobre E. coli.
33
APÉNDICE 3
PRUEBAS DE ANTIBIOGRAMA PARA LOS PRODUCTOS ANTIBACTERIALES
DESARROLLADOS.
Debido a que se desea conservar las propiedades antibacteriales del extracto de E.
cinérea, después de realizadas las muestras de cada uno de los productos, se procedió a
realizar el mismo procedimiento que para los extractos, realizando las siembras masivas a
una concentración que coincidía con un patrón de 0.5McFarland y a ubicar en cada caja de
Petri un sensidisco? impregnado con cada una de las muestras.
Las Tablas A.3.1 y A.3.2 presentan los resultados obtenidos de los diámetros de
inhibición de los controles y cada uno de los productos para cada una de las bacterias (E.
coli y P. aeruginosa, respectivamente), así como los resultados promedio para cada uno de
los agentes inhibitorios, en donde:
C–: Control negativo = Agua
C+: Control positivo = Gel antibacterial comercial a base de alcohol al 70%(v/v)
P1: Producto 1 = Gel antibacterial a base de dilución al 20%(v/v) del extracto
P2: Producto 2 = Gel antibacterial a base de extracto puro
P3: Producto 3 = Crema antibacterial a base de extracto puro
Sustancia Ensayo 1* Ensayo 2* Ensayo 3* Promedio*
C– 0 0 0 0
C+ 3.6 3.6 3.5 3.56
P1 0.8 1 0.9 0.96
P2 1.5 1.4 1.3 1.4
P3 1.2 2.1 1.8 1.7
Tabla A.3. 1. Resultados obtenidos de las pruebas de antibiograma de cada uno de los
productos antibacteriales y sus controles, por replica y en promedio en contra de E. coli.
*Todos los resultados están en cm., y tienen en cuenta el diámetro del disco de antibiograma.
Sustancia Ensayo 1* Ensayo 2* Ensayo 3* Promedio*
C– 0.9 0.7 0.9 0.83
C+ 1.2 1.3 1.1 1.2
P1 1 0.8 0.9 0.9
P2 1.3 1.1 1 1.13
P3 1.6 1.4 1.8 1.6
Tabla A.3. 2. Resultados obtenidos de las pruebas de antibiograma de cada uno de los
productos antibacteriales y sus controles, por replica y en promedio en contra de P.
aeruginosa.
*Todos los resultados están en cm., y tienen en cuenta el diámetro del disco de antibiograma.
34
A continuación se presentan las figuras en las que se observa el comportamiento de
los controles y los productos probados para inhibir E. coli.
Figura A.3.1. Control positivo para los
antibiogramas de los productos en
contra de E. coli.
Figura A.3.2. Control negativo para los
antibiogramas de los productos en
contra E. coli.
Figura A.3.3. Antibiograma de gel antibacterial a base de dilución al 20%(v/v) en
contra de E. coli
35
Figura A.3.4. Antibiograma del gel
antibacterial a base de extracto puro en
contra de E. coli.
Figura A.3.5. Antibiograma de la
crema antibacterial a base de extracto
puro en contra de E. coli.
Ahora se presentan las figuras de las pruebas realizadas para medir la capacidad
inhibitorias de los productos sobre P. aeruginosa.
Figura A.3.6. Control positivo para los
antibiogramas de los productos en
contra de P. aeruginosa.
Figura A.3.7. Control negativo para los
antibiogramas de los productos en
contra P. aeruginosa.
36
Figura A.3.8. Antibiograma de gel
antibacterial a base de dilución al
20%(v/v) en contra de P. aeruginosa.
Figura A.3.9. Antibiograma del gel
antibacterial a base de extracto puro en
contra de P. aeruginosa.
Figura A.3.10. Antibiograma de la crema antibacterial a base de extracto puro en
contra de P. aeruginosa.
37
APÉNDICE 4
RESULTADOS DE LAS PRUEBAS DE FLUJO REALIZADAS SOBRE CADA UNO
DE LOS PRODUCTOS OBTENIDOS.
Las figuras A.4.1, A.4.2 y A.4.3 son los diagramas de viscosidad en P*s contra
velocidad de cizalla en s⁻¹, los cuales permiten observar como la viscosidad va
disminuyendo conforme aumenta la velocidad de cizalla.
Por otro lado se pueden observar las Figuras A.4.4, A.4.5 y A.4.6 en las que se
refleja como las muestras se comportan como sólidos en ausencia de un esfuerzo de corte.
Lo anterior permitió concluir que los productos tenían un comportamiento de fluidos
tixotrópicos, lo que concordó con lo encontrado en la literatura y en cuanto al
comportamiento de los productos comerciales actuales.
Figura A.4.1. Prueba de flujo de una muestra de gel cuyo agente activo es una dilución
al 20%(v/v) de extracto de E. cinérea. Se puede observar la caída de la viscosidad
aparente conforme aumenta la velocidad de corte aplicada, lo cual es un
comportamiento propio de los geles.
38
Figura A.4.2. Prueba de flujo de una muestra de gel cuyo agente activo es extracto de E.
cinérea puro. Se puede observar la caída de la viscosidad aparente conforme aumenta la
velocidad de corte aplicada, lo cual es un comportamiento propio de los geles.
Figura A.4.3. Prueba de flujo de una muestra de crema antibacterial cuyo agente activo es
extracto de E. cinérea puro. Se puede observar la caída de la viscosidad aparente conforme
aumenta la velocidad de corte, sobre todo el punto en el que se da una disminución abrupta de
viscosidad, lo que, según la literatura, es un comportamiento propio de las cremas
humectantes comerciales.
39
Figura A.4.4. Gel antibacterial a base de solución de extracto al 20%(v/v). Estas
figuras permiten evidenciar el comportamiento solido del producto cuando están en
ausencia de un esfuerzo aplicado, lo que indica tixotropía.
Figura A.4.5. Gel antibacterial a base de extracto puro. Estas figuras permiten
evidenciar el comportamiento solido del producto cuando están en ausencia de un
esfuerzo aplicado, lo que indica tixotropía.
Figura A.4.6. Crema antibacterial a base de extracto puro. Estas figuras permiten
evidenciar el comportamiento solido del producto cuando están en ausencia de un
esfuerzo aplicado, lo que indica tixotropía.
