estudio descriptivo de leptospira spp, dentro de una
TRANSCRIPT
Universidad de La Salle Universidad de La Salle
Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle
Maestría en Ciencias Veterinarias Facultad de Ciencias Agropecuarias
1-1-2017
Estudio descriptivo de leptospira spp, dentro de una explotación Estudio descriptivo de leptospira spp, dentro de una explotación
lechera con seropositividad previamente detectada, ubicada en lechera con seropositividad previamente detectada, ubicada en
La Calera, Cundinamarca La Calera, Cundinamarca
Laura Camila Nossa González Universidad de La Salle, Bogotá
Follow this and additional works at: https://ciencia.lasalle.edu.co/maest_ciencias_veterinarias
Citación recomendada Citación recomendada Nossa González, L. C. (2017). Estudio descriptivo de leptospira spp, dentro de una explotación lechera con seropositividad previamente detectada, ubicada en La Calera, Cundinamarca. Retrieved from https://ciencia.lasalle.edu.co/maest_ciencias_veterinarias/60
This Tesis de maestría is brought to you for free and open access by the Facultad de Ciencias Agropecuarias at Ciencia Unisalle. It has been accepted for inclusion in Maestría en Ciencias Veterinarias by an authorized administrator of Ciencia Unisalle. For more information, please contact [email protected].
UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
MAESTRÍA EN CIENCIAS VETERINARIAS
ESTUDIO DESCRIPTIVO DE LEPTOSPIRA SPP. DENTRO DE UNA EXPLOTACIÓN
LECHERA CON SEROPOSITIVIDAD PREVIAMENTE DETECTADA, UBICADA EN LA
CALERA, CUNDINAMARCA
Trabajo de Grado
LAURA CAMILA NOSSA GONZÁLEZ
Trabajo de grado como requisito para optar el título de:
Magister en Ciencias Veterinarias
Bogotá, Colombia
2017
ii
UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
MAESTRÍA EN CIENCIAS VETERINARIAS
ESTUDIO DESCRIPTIVO DE LEPTOSPIRA SPP. DENTRO DE UNA EXPLOTACIÓN
LECHERA CON SERPOSITIVIDAD PREVIAMENTE DETECTADA, UBICADA EN LA
CALERA, CUNDINAMARCA
Trabajo de Grado
LAURA CAMILA NOSSA GONZÁLEZ
76131213
Director
CESAR AUGUSTO DÍAZ ROJAS, M.V., M.Sc.
Co-Director:
DIEGO SOLER-TOVAR, M.V., M.Sc.
Bogotá, Colombia
2017
iii
Aprobación
DIRECTOR
______________________________________
Cesar Augusto Díaz Rojas M.V., M.Sc.
CODIRECTOR
______________________________________
Diego Soler-Tovar M.V., M.Sc.
JURADO
______________________________________
Luis Carlos Villamil Jiménez D.M.V., M.Sc., Ph.D.
JURADO
______________________________________
Nelson Cifuentes Ávila D.M.V. M.Sc.
JURADO
______________________________________
Victoria Eugenia Pereira Bengoa M.V. M.Sc.
iv
Directivas de la Universidad de La Salle
Rector Hno. Alberto Prada Sanmiguel
Vicerrector Académico Dra. Carmen Amalia Camacho Sanabria
Vicerrector De Investigación
Y Transferencia Dr. Luis Fernando Ramírez Hernández
Vicerrector De Promoción y
Desarrollo Humano Hno. Diego Andrés Mora Arenas
Vicerrector Administrativo Dr. Eduardo Ángel Reyes
Decano Facultad de Ciencias
Agropecuarias Hno. Ariosto Ardila Silva
Secretario Académico Dr. Alejandro Tobón González
Director De Posgrados Dr. Luis Carlos Villamil Jiménez
v
Compromiso
El trabajo de grado no contiene ideas que sean contrarias a la doctrina católica en asuntos de dogma
y moral.
Ni la Universidad, ni el director, ni el jurado calificador son responsables de las ideas expuestas
por el graduando.
vi
Agradecimientos
Primeramente, a Dios y a mis padres por permitirme llegar a esta etapa de mi vida.
Al Doctor César Díaz por su apoyo incondicional, confianza y transmisión de conocimientos.
Al Doctor Diego Soler por su apoyo, formación académica y personal.
Al grupo de Investigación de Medicina y Sanidad Animal, tanto profesores como estudiantes, por
su permanente apoyo en todo el proceso de la tesis. Los profesores: Dr. Carlos Trujillo, Dr. Carlos
Venegas, Dr. Germán Rodríguez, Dr. Javier Piñeros y los estudiantes: Karol Gutiérrez, Natalia
Mejía, Estefany López, Hanna Stern, Juan Felipe Parada, María Alexandra Dangond, Laura
Jaramillo, Narda Constanza Farías, Natalia Materon y Juan David Cujar.
Al servicio de veterinaria del bioparque Wakata, del Parque Jaime Duque, especialmente el Dr.
Leonardo Arias por su colaboración y entrenamiento en la manipulación, manejo y captura de
animales silvestres.
Al Dr. Carlos Mario Jaramillo por su colaboración al prestar su finca como objeto de estudio.
Y, al centro de entrenamiento de alta montaña (Guasca), por su entrenamiento en captura de
animales silvestres.
vii
Resumen
Leptospirosis es una enfermedad re-emergente que ha cobrado gran importancia en salud pública
a nivel mundial por su aumento de la incidencia en países desarrollados y subdesarrollados. La
enfermedad es causada por las especies patógenas del género Leptospira spp., alojadas en los
túbulos renales de los hospederos adaptados y susceptibles, siendo eliminadas al ecosistema donde
pueden sobrevivir por semanas o meses, su probabilidad de infección aumenta en los casos que se
presenta un estrecho contacto entre animales domésticos y silvestres. Por esta razón, el objetivo
de este proyecto fue realizar un estudio descriptivo de Leptospira spp., dentro de una explotación
lechera con seropositividad previamente detectada, ubicada en la Calera, Cundinamarca,
determinando la eliminación de la bacteria en muestras de orina de animales silvestres y
domésticos, en riñones de animales sinantrópicos y la presencia en muestras de agua, por medio
de PCR del gen hap1, estableciendo el papel de las variables ambientales agua y temperatura en
la finca, describiendo así, las posibles relaciones que pudieron ocurrir entre serovares y variables
que contribuyeron al mantenimiento de la bacteria dentro del ecosistema del predio, esto, a razón
de que en la Sabana de Bogotá, se ha venido evidenciado la presencia de Leptospira spp., en los
diferentes reservorios y hospederos; además, la finca estudiada ha presentado condiciones
ambientales que favorecen la sobrevivencia de la espiroqueta, como fuentes hídricas y áreas de
reserva natural. Para llevar a cabo este proyecto, se muestrearon: bovinos (20), equinos (3), caninos
(6), roedores (7) y zarigüeyas (5); el muestreo en humanos se realizó con el personal (4) que
presentó contacto con la finca, y se desarrolló un cuestionario para establecer las variables
asociadas a la presentación de Leptospira spp., finalmente se realizó muestreo de cinco puntos de
las fuentes hídricas. Con las muestras serológicas, se realizó la prueba diagnóstica MAT y las
muestras de orina y agua se analizaron por PCR, identificando el gen hap1. Dentro de los
viii
resultados obtenidos, se logró evidenciar la presencia de genoma de leptospiras patógenas, en
fuentes hídricas del predio, a pesar de que la finca se encuentra a 2755 msnm; en los animales
domésticos se observó eliminación de la bacteria por orina, títulos a serovares de manutención y
accidentales, permitiendo catalogar a los equinos, bovinos y caninos como posibles hospedadores
de manutención; en bovinos, zarigüeyas y roedores se evidenció animales que eliminaban la
bacteria, pero no presentaron títulos, lo que nos llevó a concluir que presentaban adaptabilidad a
la bacteria, o estaba alojada en el riñón por lo que no generaron anticuerpos; se encontró que el
serovar Icterohaemorrhagiae fue el de mayor presentación en caninos, equinos y bovinos,
pudiendo relacionar a los roedores como principal variable que influencia la presencia de la
bacteria dentro de la finca, ya que Icterohaemorrhagiae, es un serovar de mantenimiento en
roedores, y accidental en las otras especies; el darse una sobreposición espacial entre la finca y las
reservas, conllevó a compartir espacios entre animales silvestres y la finca, evidenciando que las
zarigüeyas estuvieron involucradas en el ciclo de Leptospira spp., de la ganadería y posiblemente
de las zonas aledañas, como hospedador de mantenimiento; en cuanto los humanos, según el
cuestionario, las variables más relevantes fueron el contacto con animales domésticos, consumo
de agua sin proceso de purificación, proveniente de la reserva natural y convivencia con roedores,
reflejado en las titulaciones positivas; y finalmente se observó que el ciclo de Leptospira spp.,
dentro de la finca, estuvo influenciado por el macrosistema de temperatura, en donde se reportó en
promedio 14,5°C para el primer muestreo y 15°C para el segundo, teniendo un efecto directamente
proporcional sobre la temperatura del agua; además, las variaciones entre los límites máximos y
mínimos del segundo muestreo pudo influir en los factores intrínsecos de los animales.
Concluyendo que dentro de la finca, los animales domésticos, animales silvestres, animales
sinantrópicos, actuaron como hospedadores de mantenimiento de la bacteria, posiblemente
ix
contaminando el principal mecanismo de transmisión indirecta, el agua, la cual proviene de la
reserva natural y tiene contacto con todo el predio, simultáneamente, es de consumo animal y
humano, poniendo así, en evidencia una conexión entre las variables externas e internas de la finca.
Palabras clave: ecosistema, hospedero, Leptospira, transmisión, hap1.
x
Tabla de Contenido
Introducción .......................................................................................................................... 19
Marco Teórico ....................................................................................................................... 24
Cadena epidemiológica de Leptospira spp. ............................................................................... 24
Factores asociados al agente. ................................................................................................. 25
Fuente de Infección o hospedadores de mantenimiento. ....................................................... 33
Puerta de Salida. .................................................................................................................... 36
Transmisión. .......................................................................................................................... 36
Puerta de Entrada. .................................................................................................................. 37
Hospedador Accidental. ......................................................................................................... 37
Ambiente. .............................................................................................................................. 40
Diagnóstico................................................................................................................................ 41
Metodología .......................................................................................................................... 44
Marco Geográfico ..................................................................................................................... 44
Marco Demográfico .................................................................................................................. 44
Toma de Muestra en Animales Silvestres. ............................................................................ 44
Toma de muestra en animales sinantrópicos. ........................................................................ 53
Toma de muestra en animales domésticos. ........................................................................... 56
Toma de muestras de agua y ambiente. ................................................................................. 57
Toma de muestra en humanos (serología). ............................................................................ 60
Pruebas diagnósticas ................................................................................................................. 61
Prueba de Microaglutinación (MAT). ................................................................................... 61
Prueba Molecular. .................................................................................................................. 63
Resultados ............................................................................................................................. 64
xi
Factores climatológicos ............................................................................................................. 64
Animales domésticos................................................................................................................. 67
Bovinos. ................................................................................................................................. 68
Equinos. ................................................................................................................................. 71
Caninos. ................................................................................................................................. 72
Animales sinantrópicos ............................................................................................................. 73
Animales silvestres .................................................................................................................... 76
Fuentes hídricas ......................................................................................................................... 79
Humanos.................................................................................................................................... 80
Factores Climatológicos ............................................................................................................ 85
Animales domésticos................................................................................................................. 86
Bovinos. ................................................................................................................................. 87
Equinos. ................................................................................................................................. 90
Caninos. ................................................................................................................................. 90
Animales Sinantrópicos............................................................................................................. 91
Animales Silvestres ................................................................................................................... 92
Fuentes Hídricas ........................................................................................................................ 94
Humanos.................................................................................................................................... 94
Posibles hipótesis de relaciones que se generan dentro de la finca ........................................... 95
Animales silvestres – Humanos y Animales domésticos. ..................................................... 96
Humanos- Animales domésticos. .......................................................................................... 98
Humanos-Animales domésticos- Animales sinantrópicos. ................................................... 99
Entre Animales Domésticos. ............................................................................................... 101
Animales silvestres- Animales sinantrópicos. ..................................................................... 103
Conclusiones ....................................................................................................................... 105
xii
Recomendaciones ............................................................................................................... 107
Lista de Referencias ............................................................................................................ 108
Anexos ................................................................................................................................ 115
xiii
Lista de Tablas
Tabla 1.Serovares y sintomatología presente en animales hospederos de Leptospira spp. .......... 33
Tabla 2. Secuencia de Cebadores hap1 y rrl ................................................................................. 42
Tabla 3. Títulos y detección de Leptospira spp., en bovinos primer muestreo ............................. 69
Tabla 4. Títulos y detección de Leptospira spp., en bovinos segundo muestreo .......................... 70
Tabla 5. Títulos y detección de Leptospira spp., en bovinos muestreados en primero y segundo
muestreo ........................................................................................................................................ 71
Tabla 6. Títulos y detección de Leptospira spp., en equinos ....................................................... 72
Tabla 7. Títulos y detección de Leptospira spp., en caninos primer muestreo ............................. 72
Tabla 8. Títulos y detección de Leptospira spp., en caninos segundo muestreo .......................... 73
Tabla 9. Títulos y detección de Leptospira spp., en roedores I muestreo ..................................... 75
Tabla 10. Títulos y detección de Leptospira spp., en roedores II muestreo ................................. 75
Tabla 11. Clasificación taxonómica de las zarigüeyas ................................................................. 76
Tabla 12. Hoja de vida zarigüeyas ................................................................................................ 77
Tabla 13. Promedios de temperatura de agua, temperatura ambiental y Ph en puntos positivos y
negativos a Leptospira spp. ........................................................................................................... 80
Tabla 14. Resultados de cuestionario implementado en la finca .................................................. 81
Tabla 15. Resultados MAT humanos ........................................................................................... 83
xiv
Lista de Figuras
Figura 1. Distribución de tierras en la Calera, Cundinamarca. Adaptado de Castro (2009) ....... 22
Figura 2. Cadena Epidemiológica. Tomado de OPS (2011) ......................................................... 25
Figura 3. Expresión clínica de Leptospirosis. Tomada de (Céspedes, 2005) ............................... 29
Figura 4. Interfaz de Leptospira spp. Adaptado de Lloyd-Smith et al., (2009) ............................ 30
Figura 5. Localización de los puntos donde se realizaron los transectos dentro de la finca. ........ 45
Figura 6. Trampa tipo Tomahawk ubicada en un punto dentro del transecto .............................. 47
Figura 7. Algunos de los cebos implementados............................................................................ 48
Figura 8. Quitando el forro de la trampa dentro de las instalaciones del zoológico del Parque
Jaime Duque.................................................................................................................................. 49
Figura 9. Pesaje del animal ........................................................................................................... 50
Figura 10. Restricción física de la zarigüeya ................................................................................ 50
Figura 11. Restricción química ..................................................................................................... 51
Figura 12. Toma de muestra de sangre de la vena coccígea ......................................................... 52
Figura 13. Identificación del animal ............................................................................................. 52
Figura 14. Lugar de almacenamiento de comida de los animales ................................................ 54
Figura 15. Inducción de anestesia en el Roedor ........................................................................... 55
Figura 16. Toma de muestra Intracardiaca ................................................................................... 55
Figura 17. Necropsia de Roedor ................................................................................................... 56
Figura 18. Localización de los puntos donde se realizó el muestreo de agua .............................. 58
Figura 19. Recolección de muestras de agua ................................................................................ 58
Figura 20. Medición de pH ........................................................................................................... 59
Figura 21. Medición de Temperatura del agua ............................................................................. 59
xv
Figura 22. Medición de Temperatura ambiental ........................................................................... 60
Figura 23. Identificación del punto de toma de muestra ............................................................... 60
Figura 24. Toma de muestra en Humanos .................................................................................... 61
Figura 25. Desarrollo de titulaciones en caja de microtécnica. .................................................... 62
Figura 26. Curva de temperatura del punto 1. Finca La Calera (Cundinamarca). 2-3 de Octubre
del 2014 ......................................................................................................................................... 64
Figura 27. Curva de temperatura del punto 2. Finca La Calera (Cundinamarca). 17-18 de octubre
del 2014. ........................................................................................................................................ 65
Figura 28. Curva de temperatura del punto 3. Finca La Calera (Cundinamarca) 17-18 de octubre
del 2014 ......................................................................................................................................... 66
Figura 29. Clasificación morfológica de los roedores capturados. Tomado de: Wildscreen Arkive
(2016) ............................................................................................................................................ 74
Figura 30. Distribución geográfica de las zarigüeyas capturadas dentro de la finca. ................... 79
Figura 31. Esquema de los factores asociados a la presentación de Leptospira spp., en una finca
de La Calera. ................................................................................................................................. 84
Figura 32. Fragmentación de las reservas naturales ..................................................................... 92
Figura 33. Evidencia de nexos entre animales domésticos y reservas naturales .......................... 93
Figura 34. Posibles relaciones entre sistemas presentes en la finca ............................................. 96
Figura 35. Posibles relaciones entre Animales silvestres – Humanos y Animales domésticos .... 97
Figura 36. Relación Humanos- Animales domésticos .................................................................. 99
Figura 37. Relación Humanos- Animales domésticos- Animales sinantrópicos ........................ 100
Figura 38. Relación entre animales domésticos primer muestreo .............................................. 102
Figura 39. Relación entre animales domésticos segundo muestreo ............................................ 103
xvi
Figura 41. Animales silvestres- Animales sinantrópicos ............................................................ 104
xvii
Lista de Anexos
Anexo 1. Dosificación anestésica animales silvestres ................................................................ 115
Anexo 2. Historia clínica de animales domésticos ..................................................................... 116
Anexo 3. Consentimiento informado para la toma de muestras de sangre en humanos ............. 119
Anexo 4. Cuestionario para determinar factores asociados a la presentación de leptospirosis .. 120
xviii
Lista de Siglas
Sigla
Sv. Serovar
ANLA Agencia Nacional de Licencias Ambientales
CAR Corporación Autónoma Regional
EC Esfuerzo de captura
ECT Éxito de captura total
hap 1 Proteína asociada a hemolisis 1
IDEAM Instituto de Hidrología, Meteorología y Estudios Ambientales
MAT Prueba de Microaglutinación
PCR Reacción de la Cadena Polimerasa
rrl Gen del RNA ribosomal
SSAF Solución Salina Amortiguadora de Fosfatos
CAAT Prueba de absorción por aglutinación cruzada
Introducción
Tanto los animales domésticos como los silvestres y su ecosistema representan salud y bienestar
para la población humana, porque suministran alimentos de alto contenido proteico, son utilizados
como animales de trabajo, recreación o de compañía. Esta relación propicia un riesgo para la salud
pública, que emerge de la interfaz humano – animal – ecosistema, la cual se puede describir como
la exposición continua, directa o indirecta de los humanos con los animales, sus productos y
subproductos, así como el ecosistema donde se desenvuelven (Flores, 2010). Leptospira spp.
presenta un carácter altamente zoonótico, debido a que la específica asociación entre serovares con
hospedadores de mantenimiento, como serovariedad (sv) Canicola (caninos), sv Hardjobovis
(bovinos), sv Pomona y sv Bratislava (porcinos) y sv Copenhageni (ratas y roedores silvestres), no
es definitiva (Adler et al., 2011), por eso, para que la interfaz de Leptospira spp. ocurra, es
necesario presentar la interacción de los factores que hacen parte de la cadena epidemiológica
dentro de un espacio determinado, siendo este, una finca de La Calera, lugar donde se evaluaron
las variables.
Inicialmente se tuvieron en cuenta los hospedadores de mantenimiento, que corresponden
a animales sinantrópicos, silvestres y domésticos, entre ellos roedores, pequeños marsupiales,
bovinos, caninos y equinos, que al presentar una estrecha proximidad con el humano, se
convirtieron en la más importante fuente de infección (Yalin et al., 2011).
Los soportes que evidenciaron la necesidad de realizar este estudio se presentan a
continuación:
20
Al hacer referencia a bovinos, estudios realizados en la Sabana de Bogotá, reportaron de
200 bovinos, 83 (41,5%) positivos con títulos ≥ 1:50 para los serovares Hardjobovis, Pomona,
Canicola, Icterohaemorrhagiae, Grippotyphosa y Bratislava, 81 (40,5%) positivos con títulos ≥
1:100, 66 (33%), positivos con títulos ≥ 1:200 y el 37% de las muestras (74 de 200), positivas a
PCR (Hernández-Rodríguez et al., 2011). También, Caicedo y Suárez (2006), encontraron alta
seroreactividad para el serovar Icterohaemorrhagiae y Laiceca y García, (2006) evidenciaron una
prevalencia de 31.74%, con mayor prevalencia para los serovares L. sv. Hardjo 12.7%, L. sv.
Icterohaemorrhagiae 10.6% y L. sv. Pomona 7%.
En cuanto a caninos, en Bogotá D.C., Medrano, Díaz y Dalmau, (2011) realizaron un
estudio en caninos con enfermedad renal, encontrando el 33,3% de los animales muestreados,
positivos a MAT para los serovares Icterohaemorrhagiae, Canicola y Grippotyphosa
principalmente.
Al referirse a equinos, Valencia y Silva (2007) identificaron una prevalencia para los
serovares Hardjobovis de 23.1%, Pomona de 8.8%, Canicola de 27.7%, Icterohaemorrhagiae de
39.9%, Bratislava de 26.9%, Grippotyphosa de 26.7% y una prevalencia significativa de 40,4%.
En lo que corresponde a animales silvestres Arbeláez y Ruiz (2008) realizaron el estudio
en reservas alrededor del Parque Jaime Duque, reportando una positividad del 69,56%.
Al tener en cuenta la susceptibilidad del hospedador, Ortiz et al., 2009 citado por Pulido-
Villamarín, (2014), realizaron un estudio epidemiológico transversal entre agosto del 2006 y
marzo del 2007, luego de procesar 1.307 sueros de humanos, en donde se realizó MAT para 13
21
serovares, de los cuales resultaron positivos 165 sueros (230 reacciones positivas) y negativos
resultaron 1.142 sueros, reportando una prevalencia de 12,6%.
Y con respecto al modo de transmisión, que se da por aguas con orina contaminada de
Leptospira spp. (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010), en la bibliografía consultada no se ha
realizado un estudio sobre la presencia de esta espiroqueta en este recurso hídrico de la Sabana de
Bogotá, siendo esta una variable de importancia a tener en cuenta, especialmente en la finca, ya
que presenta un nacimiento en la reserva natural que finalmente se utiliza para consumo de los
animales domésticos.
Por otro lado, la finca se ha caracterizado por una previa positividad en bovinos, a L.
borgpetersenii serovar Hardjobovis, L. interrogans serovares Pomona, Grippotyphosa, Canicola e
Icterohaemorraghiae y positividad por PCR del gen hap 1 y rrl (Briñez, 2014), posiblemente por:
La permanente presencia de animales con afecciones reproductivas y serologías
positivas, a pesar de la implementación de medidas de control como saneamiento y
vacunación.
Cuenta con un nacimiento de agua dentro de la reserva natural que se usa como
suministro hídrico en los animales domésticos y consumo de los humanos.
La ubicación de la finca, ya que, el municipio cubre un área de 31640 hectáreas, de
las cuales 20492 hectáreas son dedicadas a actividades productivas. De esa área productiva
4172 hectáreas son dedicadas específicamente a la agricultura y 16319 hectáreas a la
ganadería, los bosques y pantanos ocupan 9297 hectáreas y las 1852 hectáreas sobrantes son
destinadas a usos urbanos, suburbanos aguas y afloramientos entre otros. Las áreas de pastos
22
se utilizan en la cría de ganado doble propósito. Este escenario, muestra que, la producción
principal es a base de ganadería, y que gran parte del terreno del municipio corresponde a
reservas naturales que cuentan con un alto porcentaje de fuentes hídricas, (Figura 1),
influyendo en la producción de la finca, ya que, de las 88 fanegadas de la finca 22 eran
utilizadas con fines agropecuarios, el resto correspondía a reservas naturales. Al ubicar la
finca en este contexto, se puede deducir que los factores que favorecen la sobrevivencia de
Leptospira spp. se pueden estar replicando dentro de la Calera por la similitud y
homogeneidad en el uso de suelos (Castro et al., 2009). Cabe anotar que, la Calera, de sur a
norte está rodeado por la cordillera oriental que presenta numerosas ramificaciones, entre
ellas la de Cruz Verde que lo cobija por los costados oriental y occidental, dando un aspecto
bastante quebrado, alternando valles, colinas y elevaciones boscosas, condiciones que
permitieron la proliferación de roedores y animales silvestres que interactuaron con los
animales domésticos y habitantes de la zona rural (CAR, 2013).
Figura 1. Distribución de tierras en la Calera, Cundinamarca. Adaptado de Castro (2009)
13%
52%
29%
6%
Distribución de tierras en la Calera, Cundinamarca
Agricultura
Ganadería
Bosques y Pantanos
Urbanos, sub urbanos yaguas
23
Por estas razones, se evidenció la necesidad de realizar un estudio descriptivo de Leptospira spp.,
dentro de una explotación lechera con seropositividad previamente detectada, ubicada en la Calera,
Cundinamarca; determinando la eliminación de la bacteria en muestras de orina de animales
silvestres y domésticos, en riñones de animales sinantrópicos y la presencia en muestras de agua,
por medio de PCR del gen hap1; identificando las posibles relaciones que puedan estar ocurriendo
entre serovares en esta población y de esta forma estén contribuyendo en el mantenimiento de la
enfermedad; estableciendo el papel de las variables ambientales agua y temperatura en la finca,
describiendo así, las posibles relaciones que pudieron ocurrir entre serovares y variables que
contribuyen el mantenimiento de la bacteria dentro del ecosistema de la finca.
24
Marco Teórico
Leptospirosis es una enfermedad de carácter zoonótico, considerada como un problema de salud
pública a nivel mundial, particularmente en áreas tropicales y subtropicales de países en vías de
desarrollo. La enfermedad es causada por las especies patógenas del género Leptospira spp. que
se alojan en los túbulos renales de los hospedadores adaptados y susceptibles, siendo arrojadas al
ecosistema donde pueden sobrevivir por semanas o meses. Esta zoonosis ocasiona pérdidas
económicas en la producción pecuaria mundial, principalmente de ganado porcino y bovino, al
causar fallas reproductivas en los hospedadores crónicos o de mantenimiento, pero también afecta
en forma severa a más de un millón de personas anualmente en el mundo, quienes se consideran
huéspedes susceptibles de Leptospira spp. (Yusti, Arboleda & Agudelo-Flórez, 2013).
Cadena epidemiológica de Leptospira spp.
Para entender el mecanismo de acción de Leptospira spp., se hace necesario conocer la
cadena epidemiológica (Figura 2), entendiendo que corresponde a las relaciones entre los
diferentes factores que conducen a la aparición de una enfermedad transmisible. El esquema busca
ordenar los llamados eslabones que identifican los puntos principales de la secuencia continua de
interacción entre el agente, el hospedador y el ecosistema (OPS, 2011).
25
Figura 2. Cadena Epidemiológica. Tomado de OPS (2011)
Factores asociados al agente.
Determinantes del agente.
Patogénesis.
La penetración de la bacteria, se puede producir por las mucosas sobre todo la ocular o
mucosa nasal. No muy frecuentemente la piel íntegra puede servir como puerta de entrada, salvo
que la exposición del agua sea prolongada por la movilidad que el microorganismo posee, la
hialuronidasa lo capacitan para penetrar en los tejidos (Gamarra, 2008).
Después de la fase de incubación, el microorganismo entra en el torrente sanguíneo a través
de los vasos linfáticos o directamente en los vasos. La leptospiremia da lugar a una diseminación
por todo el cuerpo y a la infección de múltiples órganos. Esta fase bacterémica dura de 4 a 7 días.
Posteriormente las lesiones por los componentes tóxicos celulares aparecen, la primera lesión es
el daño del endotelio de los vasos sanguíneos, que al localizarse generan isquemia en los órganos,
26
resultando en necrosis tubular renal, hepatocelular y pulmonar, meningitis, miositis y placentitis.
También se presenta con hemorragias y disminución de plaquetas. Una vez los anticuerpos
aparecen, Leptospira spp., es removida de la circulación y tejidos por fagocitosis (Adler & De La
Peña-Moctezuma, 2010).
A menudo hay fiebre y otros signos sistémicos en los animales con afectación clínica.
Pueden afectarse anticuerpos humorales al final de la fase bacteriémica. Se generan anticuerpos
opsonizadores que ayudan a eliminar la infección de la mayoría de los tejidos en el huésped.
Durante la fase de convalecencia, las leptospiras pueden localizarse en la glándula
mamaria, el riñón o el aparato genital, donde parece estar protegida de la respuesta inmunitaria.
Leptospira spp. coloniza las superficies de las células epiteliales del túbulo renal proximal. La base
molecular de la asociación célula – bacteria es desconocida. Se han descrito factores específicos
de adhesión a las células, pero no se ha especificado su acción en la enfermedad, por ejemplo, la
fibronectina-ligando LigB, no es necesaria para presentar la virulencia, mientras la mayor proteína
de superficie LipL 32 realiza la unión con las células del hospedador, pero no se requiere para
adquirir la enfermedad aguda o la colonización del riñón (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010)
Dependiendo de la virulencia de la serovariedad implicada, la infección renal crónica puede
crear algunos cambios fisiológicos, una nefritis intersticial leve o una nefritis intersticial difusa,
intensa y linfocitaria acompañada de fibrosis. La nefritis puede persistir mucho tiempo después de
que el hospedero haya eliminado el microorganismo. La infección crónica del riñón o del aparato
reproductor permite la transmisión del microorganismo por la orina, las secreciones uterinas y
vaginales, la placenta, los tejidos fetales y el semen. La bacteria reside en la luz de los túbulos
renales proximales, donde está protegida de los fagocitos y los anticuerpos humorales. La bacteria
no estimula ninguna respuesta inmunitaria mientras está localizada en la luz del túbulo proximal,
27
y por ello los títulos de anticuerpos séricos pueden disminuir y desaparecer, aunque el riñón esté
afectado y liberando bacterias (Bradford, 2010).
Virulencia y Patogenicidad.
Los agentes infecciosos varían en su habilidad de infectar y de inducir la enfermedad en
los animales. La habilidad para infectar es relacionada con la susceptibilidad inherente del
hospedador, y de si éste es inmune o no. Virulencia es la capacidad de un agente infeccioso para
producir la enfermedad, en un hospedador determinado, en términos de frecuencia y gravedad. La
patogenicidad es generalmente usada de manera incorrecta como sinónimo de virulencia, está
última se refiere a la variación en el potencial de inducción de la enfermedad por las diferentes
cepas que presentan organismos similares. Sin embargo, patogenicidad se refiere a la cualidad de
la inducción de la enfermedad (Stedman, 1989 citado por Thrusfield, 1990) y no debería utilizarse
de forma semicuantitativa para indicar el grado en que se induce la enfermedad.
La patogenicidad y la virulencia están determinadas por numerosas características del
hospedador y del agente. El agente infeccioso debe ser capaz de multiplicarse en el hospedador y
de resistir los mecanismos de eliminación y defensa del mismo. La multiplicación y la difusión de
las bacterias se ve favorecida por la liberación de toxinas. Un agente puede lograr la patogenicidad,
o aumentar su virulencia, mediante una modificación de su composición antigénica que eluda la
resistencia genética o inmunológica del hospedador (Bradford, 2010).
Leptospira spp. es un género diverso de espiroquetas móviles, aeróbicas obligadas, en
forma de espiral de unos 0,11 a 0,3 µm de diámetro y 6 a 20 µm de longitud. (Bradford, 2010).
Presenta una doble membrana, en donde la membrana citoplasmática y la pared de peptidoglicano
están estrechamente asociadas, esta unión es cubierta por otra membrana conformada por el
28
lipopolisacárido que le da la caracterización antigénica a Leptospira spp., por eso se le concede
una clasificación de Gram (-) (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010).
Múltiples factores de virulencia pueden contribuir a la leptospirosis. Se cree que el
lipopolisacárido (LPS) de Leptospira spp. y las proteínas de la membrana externa contribuyen al
desarrollo de la nefritis intersticial. Pero el LPS de la Leptospira spp. tiene diferentes propiedades
bioquímicas que le hacen menos tóxicos que los LPS de otros Gram negativos. La motilidad es un
importante mecanismo patogénico y contribuye a la invasión y diseminación de la bacteria.
Hasta 50 genes se relacionan con la motilidad de la Leptospira spp. Las cepas patógenas
de Leptospira spp. producen proteínas quimiotácticas, y algunas cepas muestran quimiotaxis hacia
la hemoglobina. La adherencia a las células la confiere en parte la proteína ligadora de fibronectina
presente en la superficie de las cepas patógenas, pero no en las cepas no patógenas. La proteína A
de Leptospira spp. de tipo inmunoglobulínico (Lig A) también puede participar en la unión e
invasión. Otras proteínas que pueden contribuir a la virulencia son las hemolisinas, las
esfingomielinasa C, la esfingomielinasa H y la proteína 1 asociada a hemólisis (hap 1) (Bradford,
2010).
En cuanto a la patogenicidad de Leptospira spp., varía ampliamente, con oscilaciones que
van desde procesos totalmente asintomáticos, que son los más frecuentes, pasando por las formas
de evolución generalmente benignas, hasta el desarrollo de cuadros graves ictero-hemorrágicos
con colapso vascular y serio compromiso de funcionamiento hepático-renal, que pude ser de
evolución fatal (enfermedad de Weil). De las formas clínicas sintomáticas de la enfermedad, el 80-
90% evoluciona en una forma anictérica benigna y 10-20% como leptospirosis grave con ictericia
e insuficiencia renal (Figura 3) (Céspedes, 2005)
29
Figura 3. Expresión clínica de Leptospirosis. Tomada de (Céspedes, 2005)
Clasificación de zoonosis según los mecanismos de difusión del agente dentro de la
cadena epidemiológica.
La clasificación de la forma en cómo actúan los agentes patógenos zoonóticos, delineando
5 estados de diseminación, iniciando con la infección exclusivamente en animales (estado I) hasta
a la infección de solo humanos (estado V). El componente zoonótico de este esquema (estados II
al IV) puede ser dividido en las fases que constituyen la transmisión y asociado con mecanismos
epidemiológicos. En el estado II los patógenos pueden ser transmitidos de animales a humanos
como causa “primaria” de infección, pero no exhibe de humano a humano (transmisión
secundaria). En el estado III, donde se encuentra Leptospira spp., se da un salto entre especies
30
desde reservorios animales a la población de humanos, pero no se mantiene en esta última. Estado
IV el patógeno se origina y persiste en los animales reservorios, pero puede mantenerse en las
cadenas de transmisión en la población humana (Figura 4) (Lloyd-Smith et al., 2009). Leptospira
spp. no se transmite entre la población humana ya que solo sobrevive en orina alcalina originaria
de animales herbívoros o animales con dieta que producen este tipo de orina (Adler & De La Peña-
Moctezuma, 2010).
Figura 4. Interfaz de Leptospira spp. Adaptado de Lloyd-Smith et al., (2009)
La dinámica de todas las zoonosis involucra múltiples fases, incluyendo la transmisión en
el animal reservorio, el salto entre especies a humanos y la posibilidad de mantenerlo, este tipo de
transmisión compartida es la que define las características de una zoonosis. Los factores que
influencian la potencia de la infección desde animales a humanos presentan tres componentes:
31
La prevalencia de infección en el animal reservorio, el grado en que esos humanos entran
en contacto con esos animales, y la probabilidad en que inicie la infección en el humano cuando
ocurra el contacto. Estos componentes son influenciados por diversas propiedades de la naturaleza,
agricultura y sistemas humanos con importantes diferencias en el manejo del modo de transmisión
del patógeno (Lloyd-Smith et al., 2009).
Una Interfaz se produce cuando ocurre un potencial de transmisión del patógeno desde
animales domésticos a animales silvestres, o desde animales domésticos a animales silvestres. En
general son las enfermedades de animales que ocurren en un país o región por fallas en una o más
de las tres categorías básicas nombradas a continuación:
Enfermedades mantenidas por animales silvestres: La cual es endémica en un país o región
y es mantenida generalmente por el ganado y población de vida silvestre. El factor más importante
responsable de producir la enfermedad es el contacto directo o indirecto (vector) de hospederos
infectados silvestres o poblaciones de animales domésticos susceptibles a la interfaz por sus
pastizales, o recursos compartidos como el agua (Greger, 2007), la deforestación y consecuente
pérdida del hábitat de los animales silvestres, incrementa la posibilidad de transmisión de las
zoonosis, como leptospirosis, causada por el movimiento de los animales entra ecosistemas
selváticos y domésticos (Costa da Silva, 2008).
Estas enfermedades, presentan la mayor distribución en el mundo, son generalmente
cíclicas en la naturaleza y los ciclos epidémicos aparecen relacionados con densidades
poblacionales de una o más especies, como también con los factores climáticos (Greger, 2007).
32
La transmisión de estas enfermedades depende de los factores temporal y espacial, estos
pueden variar, dependiendo del agente infeccioso y/o la presencia o necesidad de un vector
mecánico o biológico en el ciclo epidemiológico (Greger, 2007).
El potencial de transmisión también incluye aerosoles, contaminación de suelo, agua y
pastos, o aquellos relacionados con ciclos climáticos/estacionales y fluctuaciones en el número de
animales y distribución en la cantidad de vectores.
Enfermedades Exóticas: las cuales han sido introducidas en un país o región, usualmente
por la importación de animales infectados o sus productos (Greger, 2007)
Emergente o Re-emergente o enfermedades verdaderamente novedosas (Greger, 2007).
Taxonomía.
Antes de 1989, Leptospira se dividía en dos especies: patógenas (L. interrogans), y
saprofitas (L. biflexa). La taxonomía y clasificación actual de Leptospira usa un sistema complejo
de características serológicas y genéticas. La clasificación serológica se basa en el agrupamiento
antigénico del lipopolisacárido (LPS) y otros antígenos de superficie (Adler & De La Peña-
Moctezuma, 2010) usando la prueba de absorción por aglutinación cruzada (CAAT). Se
consideran que dos serovares son diferentes si, después de la absorción cruzada con la totalidad de
antígenos heterólogos, por lo menos 10% de los antígenos heterólogos permanecen asociados con
uno o dos anticuerpos (Cerqueira y Picardeau, 2009). Se han caracterizado más de 250
serovariedades. Las serovariedades con una relación antigénica se combinan en serogrupos
mayores, y las serovariedades también pueden caracterizarse en serotipos. Se han identificado 17
33
especies genómicas de la heterogeneidad de la secuencia de ADN (Badford, 2010), encontrando
como especies patógenas L. interrogans, L. kirschneri y L. noguchi, L. fainei, L. borgpeterseneii.
L. santarosai L. weilii, L. inadai, y L. alexanderi. Dentro de las no patógenas están L. biflexa, L.
meyeri y L. wolbachi. (Stanchi et al., 2007).
En el 2007 se realizó el Subcomité en Taxonomía de Leptospirosis en Quito, Ecuador, en
donde se decidió el status de las especies previamente descritas como genomoespecies 1, 3, 4 y 5,
resultando en una familia que comprende 13 especies de Leptospira patógenas: L. alexanderi, L.
alstonii, (genomospecies 1) L. borgpeterseneii. L. inadai, L. interrogans, L. fainei, L. kirschneri,
L. licerasiae, L. noguchi, L. santarosai, L. terpstrae (genomoespecie 3), L. weilli, L.wolffii, con
más de 260 serovares. Las especies saprofitas de Leptospira incluye L. biflexa, L. meyeri, L.
yanagawae (genomoespecie 5), L. kmetyi, L. vanthielii (genomoespecie 4) y L. wolbachii contiene
más de 60 serovares (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010).
Fuente de Infección o hospedadores de mantenimiento.
Los serovares y la forma de presentación de la enfermedad en los animales que sirven como
hospedadores intermediarios responsables del mantenimiento de Leptospira spp. se presenta en la
tabla 1.
Tabla 1.Serovares y sintomatología presente en animales hospederos de Leptospira spp.
HUÉSPED SEROVAR SINTOMATOLOGÍA
Bovinos Hardjobovis, Pomona,
Grippotyphosa
Terneros: Fiebre,
hemoglobinuria, ictericia,
anemia.
34
(Vijayachari, Sugunan &
Shriram, 2008).
Adultos: disminución de
producción Láctea
(coágulos, sangre, color
amarillo anormal), aborto,
Momias fetales, Mortalidad
5-15% (Adler y De La
Peña-Moctezuma, 2010).
Caninos Canicola,
Icterohaemorrhagiae
(Vijayachari, Sugunan y
Shriram, 2008).
Enfermedad de Weil´s:
Ictericia, hemorragias,
fiebre, uremia, vómito,
diarrea, coagulación
intravascular diseminada,
fallas reproductivas
(abortos, nacimientos
prematuros)
Porcinos Pomona, Tarassovi,
Grippotyphosa, Bratislava,
Sejroe, Icterohaemorrhagiae
y Canicola (Faine, 1994
citado en Vijayachari,
Sugunan&Shriram, 2008).
Adultos: asintomática
convirtiéndose en
portadores crónicos.
Lechones: septicemia
acompañada de ictericia y
hemorragias (Chung, 1994).
Hembras: aborto,
esterilidad, muerte fetal,
momificación fetal y
agalactia (Adler & De La
Peña-Moctezuma, 2010).
Equinos Bratislava (Ellis, 1999). Fiebre, ligera ictericia y
aborto (Chung, 1994).
Uveítis recurrente
(Rohrbach et al., 2005 citado
35
en Adler & De La Peña-
Moctezuma, 2010)
Animales Silvestres
Tayassu pecari
Armadillos
Icterohaemorrhagiae y
Autumnalis
(Tavares et al., 2010)
Autumnalis, Grippotyphosa,
Hardjobovis y Patoc
(Costa da Silva et al., 2008)
Animales Sinantrópicos
Ratones (Mus musculus)
Ratas (Rattus norvegicus y
R. rattus)
Ballum e
Icterohaemorrhagiae
(Vijayachari, Sugunan y
Shriram, 2008)
Icterohaemorragiae y
Grippotyphosa
(Asenga et al., 2015)
Generalmente cada serovar tiende a mantenerse en hospedadores de mantenimiento
específicos, sin embargo, en una región, una especie animal puede ser infectada por otros serovares
mantenidos en otras especies presentes en el área, generando una infección incidental que está
determinada por variables sociales, de manejo y ambientales que conllevan al contacto y
transmisión de leptospiras a otras especies (Ellis, 2015). La infección incidental está asociada con
enfermedad clínica aguda y la excreción renal de duración limitada.
Los hospedadores de mantenimiento se caracterizan por presentar manifestaciones clínicas
leves y un daño patológico mínimo, excepto bajo ciertas circunstancias por ejemplo: animales
inmuno-comprometidos como las hembras preñadas y los neonatos. También en donde se presenta
una infección concurrente con Diarrea Viral Bovina o circovirus en cerdos, persistiendo la
excreción renal (Ellis, 2015).
36
Puerta de Salida.
La infección crónica del riñón o del aparato reproductor permite la transmisión del
microorganismo por la orina, las secreciones uterinas y vaginales, la placenta, los tejidos fetales y
el semen. (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010).
Transmisión.
La transmisión puede ser directa o indirecta. La transmisión directa ocurre cuando
Leptospira spp., entra en contacto con tejidos, fluidos corporales u orina originaria de animales
infectados u hospedadores asintomáticos. La transmisión directa entre animales puede ocurrir
transplacental, por contacto sexual o por consumo de calostro, pudiendo persistir anticuerpos en
los terneros por cerca de 3 meses (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010). La transmisión directa
de animales a humanos se hace más representativa en carniceros, veterinarios, productores de
porcinos, bovinos y trabajadores en control de roedores. La transmisión indirecta ocurre cuando
un animal o un humano adquieren Leptospira spp., del medio ambiente contaminado originado
por la orina de un animal de un excretor (Ellis et al., 1978, 1985, 1986 citado por Vijayachari,
Sugunan & Shiriram, 2008).
37
Puerta de Entrada.
Los alimentos y el agua de superficie, la vida salvaje, los roedores y los animales
domésticos contaminados son posibles fuentes de serovariedades patógenas para el ganado bovino
(Gamarra, 2008). Las leptospiras atraviesan las superficies mucosas externas y piel laceradas. Las
bacterias se multiplican en la zona de entrada durante un período de incubación que puede durar 2
a 20 días (Adler & De La Peña-Moctezuma, 2010).
Hospedador Accidental.
Dentro de este grupo entran los animales domésticos, silvestres y sinantrópicos (Adler &
De La Peña-Moctezuma, 2010), al ser afectados por serovares que no son específicos de la especie.
Humano.
El humano se comporta como hospedero accidental ya que es sensible a todos los serotipos,
presentándose con cuadros de fiebre, ictericia, dolores musculares, erupciones y meningitis no
supuradas, síntomas que varían según el serotipo implicado (Chung, 1994), pero no elimina
Leptospira spp., al ambiente al presentar orinas acidas (Haake y Levett, 2015).
Para los humanos, la leptospirosis es una enfermedad potencialmente mortal pero
susceptible al tratamiento con antibióticos; su espectro clínico va desde la enfermedad
asintomática, pasando incluso por síntomas leves similares a una influenza, o asemejar hepatitis,
salmonelosis, dengue, fiebres hemorrágicas virales, rickettsiosis y meningitis. Puede cursar en su
38
forma severa como un síndrome icterohemorrágico con compromiso renal y multisistémico en
ocasiones fatal, o como un cuadro de hemorragia pulmonar (Yusti, Arboleda & Agudelo-Flórez,
2013).
Cuadro clínico.
.
Leptospirosis asintomática.
La existencia de formas subclínicas se hace evidente cuando se realizan encuestas
seroepidemiológicas, donde el 16-40% de personas expuestas a la fuente de infección presentan
títulos serológicos de anticuerpos específicos detectables; sin embargo, no recuerdan haber tenido
manifestaciones clínicas sugestivas de la enfermedad (Céspedes, 2005).
Leptospirosis sintomática.
Leptospirosis es típicamente una enfermedad bifásica, presentándose una fase inicial o de
leptospiremia con una duración de cuatro a siete días, caracterizada por la presencia de las
Leptospira en sangre y una segunda fase inmune o leptospiruria con una duración de 8 a 30 días
donde se puede detectar anticuerpos específicos en circulación. Ambas fases son comunes a las
dos formas clínicas de presentación: anictérica e ictérica (Céspedes, 2005).
Leptospirosis anictérica: Comienza de forma abrupta, con cefalea intensa y persistente,
mialgias en la región lumbar y gemelar, inyección conjuntival, escalofríos y dolor abdominal que
puede llegar a confundirse con abdomen agudo quirúrgico. Se presentan náuseas, vómitos y un
39
acentuado malestar general con postración. La fiebre es de carácter remitente alcanzando 40 ºC o
más. Con cierta frecuencia se observa un exantema macular de pocas horas de duración, en el
tronco. Se puede presentar confusión mental, tos, dolor toráxico o hemoptisis y exantema petequial
en el paladar. La evolución de estos casos es usualmente satisfactoria en un periodo de cuatro a
diez días (Céspedes, 2005).
Son muy pocos los pacientes que pasan a la segunda fase (fase inmune), donde sólo hay
fiebre ligera, la cefalea es intensa, señal de meningitis sin signos neurológicos, y con dolor retro-
ocular. Hay mialgias acentuadas en los músculos de las pantorrillas, en los paravertebrales y el
cuello, por lo cual existe la posibilidad de confusión con una meningitis viral. Raramente se
desarrollan signos neurológicos focales o de encefalitis.
A partir de la segunda semana puede desarrollarse uveítis en uno o ambos ojos, que puede
seguir un curso crónico o recurrente. Se han descrito compromisos pulmonares graves como
hemoptisis franca, hipoxemia e insuficiencia respiratoria aguda.
Leptospirosis ictérica (Síndrome de Weil): Es la forma más grave de la enfermedad, se
caracteriza por las alteraciones de la función hepática y renal, desarrollo de hemorragias, colapso
vascular, alteraciones graves de la conciencia y una mortalidad aproximadamente de 5 - 40%.
El inicio de la enfermedad es similar a la forma anictérica, pero al cabo de tres a seis días
de evolución, los síntomas alcanzan su máxima intensidad. La ictericia es una manifestación
constante y está asociada con daño hepatocelular, con predominancia de la bilirrubina directa.
Con la instalación de la insuficiencia renal, puede desarrollarse delirio y convulsiones,
junto con la aparición de manifestaciones hemorrágicas diversas y acentuación de la ictericia.
Puede aparecer esplenomegalia acompañada de una hepatomegalia dolorosa. Algunos de los
40
pacientes pueden desarrollar frotes pericárdicos sin evidencia de derrames, y en los casos graves,
puede desarrollarse insuficiencia cardiaca congestiva y shock cardiogénico (Céspedes, 2005).
Estudios de vigilancia prospectiva sugieren que infecciones de Leptospira spp., en
humanos, en áreas endémicas es de presentación suave y asintomática (Haake y Levett, 2015).
El desarrollo de los brotes más graves depende de tres factores: condiciones
epidemiológicas, susceptibilidad del hospedero y la virulencia del patógeno (Haake y Levett,
2015).
La magnitud del riesgo depende de la prevalencia de la bacteria en el reservorio y el grado
de frecuencia de exposición. En muchas ocasiones leptospirosis es prevenible con el uso apropiado
de protección personal (botas, guantes, gafas, ropa de protección) (Haake y Levett, 2015).
Ambiente.
Puede sobrevivir en el ambiente hasta 6 meses. Las especies de Leptospira spp., prefieren
un ecosistema húmedo y caliente con un pH de 7,2 a 8. La supervivencia es corta en condiciones
de sequedad o en temperaturas inferiores a 10°C. No sobrevive congelada en el ecosistema.
(Vijayachari, Sugunan & Shiriram, 2008). Puede permanecer en suelos y camas de pajas húmedos
cerca de 138 días, pero solo 30 minutos cuando estos se secan con aire. El microorganismo
sobrevive por más tiempo al señalado cuando se encuentra preferentemente en aguas estancadas
más que en las de corriente. La fuente de infección es casi siempre el animal mismo, el que
contamina potreros, aguas, suelos y comida mediante sus secreciones como orina, secreciones
41
uterinas post aborto o fetos abortados (Ganoza et al., 2006). Leptospira spp., no sobrevive en orinas
acidas, su viabilidad se da en orinas alcalinas por lo que animales herbívoros y que producen orinas
de alto pH son los encargados de transmitir la enfermedad (Adler & De La Peña-Moctezuma,
2010).
Para la transmisión de la enfermedad la mayoría de los serotipos se valen de los roedores
que conviven con el ganado o se alojan en bodegas donde se guardan alimentos de variados tipos
(transmisión urinaria).
En zonas urbanas se ha relacionado con un deteriorado sistema básico de saneamiento
ambiental que favorece la proliferación de roedores donde el hombre crea el medio ambiente ideal
para estas plagas brindándoles constantemente fuentes de refugio, agua y alimentación (Saad,
2006).
Diagnóstico
El diagnóstico basado en los signos clínicos es difícil de establecer porque no son
patognomónicos. El diagnóstico es un hecho complejo, en el que deben considerarse la
epidemiología, los factores de riesgo, los signos clínicos, las lesiones y los hallazgos de laboratorio
(Stanchi et al., 2007).
La eliminación de Leptospira spp., en la orina y el semen puede detectarse mediante
múltiples pruebas, como el cultivo de orina, la microscopia con contraste de fases, la microscopia
de campo oscuro, PCR, la hibridación de ácidos nucleicos y la inmunotransferencia. Los cultivos
de orina no suelen dar resultado por la naturaleza delicada del microorganismo, y no pueden
obtenerse resultados concluyentes al menos durante 6 meses (Stanchi et al., 2007).
42
Para la identificación por PCR del genero de Leptospira spp., se utiliza el gen rrl,
correspondiente a la fracción 23S de rRNA y para leptospiras patógenas se identifica el gen hap 1
que codifica para la proteína asociada a hemolisis (Tabla 2)
Tabla 2. Secuencia de Cebadores hap1 y rrl
PCR ensayo Especificidad Gene secuencia del primer (5´3´) Pares de bases(pb)
Hap 1 PCR Patógeno hap1 5´GACCCGAAGCCTGTCGAG 3´ 262
Leptospira spp 5´GCAAGCATTACCGCTTGTGG3´
23S rRNA PCR Género rrl 5´GCAAGCATTACCGCTTGTGG3´ 482
Leptospira 5´TGTTGGGGAAATCATACGAAC3´
Adaptado de León et al., 2006. Secuencia de Primers hap1 y rrl
Las muestras de biopsia o necropsia de tejido renal pueden tratarse con tinciones argénicas
de Warthin – Starry o Levaditi para el estudio microscópico. La tinción con inmunoperoxidasa se
ha mostrado más sensible para identificar especies de Leptospira spp., en el riñón y el hígado del
ganado bovino con una infección espontánea que la tinción argéntica de Levaditi. (Bradford,
2010).
La prueba de aglutinación microscópica (MAT) es la prueba serológica más utilizada en el
diagnóstico de la leptospirosis en el ganado bovino. La prueba de MAT detecta anticuerpos frente
a serovariedades específicas, pero hay reactividad cruzada entre serovariedades relacionadas, en
particular dentro del mismo serogrupo. De este modo, una infección por una cepa puede aumentar
el título de MAT frente a múltiples serovariedades (Bradford, 2010).
43
La prueba MAT presenta una sensibilidad del 41% durante la primera semana y pasa al
82% en el transcurso de la segunda a la cuarta semana y 96% los días posteriores en que se presenta
la enfermedad. Varios de los pacientes que habían obtenido resultados negativos a MAT durante
la segunda a cuarta semana, se volvieron positivos al obtener la muestra 30 días después de haber
iniciado la enfermedad (Sehgal et al., 1999, citado en Vijayachari, Sugunan & Shiriram, 2008).
44
Metodología
Marco Geográfico
La explotación estudiada se encuentra en las coordenadas N 4º 45.508’, W 73º 59.964’, a
una altura de 2755 msnm.
Marco Demográfico
Se realizó dos muestreos de animales domésticos, sinantrópicos y aguas, el primero se
ejecutó en el segundo semestre del 2014 y el segundo a finales del primer semestre del 2015. En
este último, se realizó la toma de muestras de los animales silvestres, durante un mes y del personal
que tiene contacto con la finca.
Toma de Muestra en Animales Silvestres.
Se realizó un entrenamiento, con la visita al Centro de Rehabilitación de Alta Montaña,
ubicado en Guasca (Cundinamarca), donde se hizo un intento de captura y capacitación en el
manejo de animales silvestres. Dentro de la finca se realizaron visitas previas buscando rastros de
animales silvestres y dejando cebos para evaluar la efectividad de estos. También se visitó el
zoológico del Parque Jaime Duque (Bioparque Wakatá), para reconocer la materia fecal de los
posibles animales silvestres (perro de agua, ardilla, guatín, comadreja) a capturar y planeación de
transectos.
Para la captura de los animales silvestres se contó con previa autorización del propietario
de la finca y el permiso de estudio para la recolección de especímenes de especies silvestres de la
45
diversidad biológica con fines de investigación científica no comercial, 1473 del 3 de diciembre
del 2014 del ANLA.
Se ubicaron con anticipación, los puntos donde se iban a desarrollar los transectos,
acordando con la ayuda de los biólogos, Catalina Rodríguez y Julio González de la Universidad
de La Salle y los médicos veterinarios especialistas en el tema, Dr. Leonardo Arias y Dr. Diego
Basa, que la mejor forma de asignarlos era rodeando las reservas, colocando 8 puntos para la
reserva 1 y 8 puntos para la reserva 2, en total fueron 16 (Figura 5).
Figura 5. Localización de los puntos donde se realizaron los transectos dentro de la finca.
Previamente a la captura se realizaron visitas a la finca donde se dejaba cebo en los
diferentes transectos, encontrando la ausencia de estos al otro día.
46
Se realizó procesamiento de la materia fecal y suelo de la reserva, recogidos en el pre-
entrenamiento, para identificación del gen rrl
El tiempo de captura fue de 1 mes, dando inicio en Mayo/2015 y terminando en Junio/2015,
colocando seis trampas tipo Tomahawk por transecto durante tres días, los diámetros de las
trampas correspondían en centímetros, en dos de ellas, de 66 de largo * 23 de ancho * 23 de alto
y en las otras cuatro, de 81 de largo * 25 de ancho * 30 de alto. Cada transecto constaba de 50
metros, en donde, las trampas se ubicaban cada 10 metros, en lugares planos que permitieran
estabilidad a la trampa, donde se observaba caminos, presencia de cuevas y algún rastro de algún
animal como materia fecal (Figura 6)
El esfuerzo de captura (EC), se calculó teniendo en cuenta:
NTC: Número de trampas colocadas
NM: Noches muestreo
La formula establecida fue:
EC= NTC*NM
Para calcular el éxito de captura total (ECT), se necesitó:
NTCap: Número total de capturas
NM: Noches muestreo
NTC: Número trampas colocadas
Desarrollando la ecuación: ECT= ((NTCap/NM))/NTC *100 (Sanchez, 1999, citado por
Arbelaez y Ruiz, 2008)
47
Figura 6. Trampa tipo Tomahawk ubicada en un punto dentro del transecto
Se evaluaron y utilizaron los siguientes cebos: (Figura 7):
Hígados de pollo
Salchichón
Sardinas
Mezcla de mantequilla de maní, sardinas, esencia de vainilla y avena
Plátanos
Manzanas
Maní
48
Figura 7. Algunos de los cebos implementados
La puesta de las trampas se llevó a cabo en las horas de la tarde y en horas de la mañana
del siguiente día, se revisaron, este proceso se realizó diariamente durante un mes.
Cada vez que se capturaba un animal, se transportaba al zoológico del Parque Jaime Duque,
la trampa era cubierta con un forro negro se llevaban en una camioneta cerrada tipo furgón (Figura
8).
49
Figura 8. Quitando el forro de la trampa dentro de las instalaciones del zoológico del Parque
Jaime Duque
Se identificó presencia de chip en los animales para evitar recaptura. Se procedió con la
restricción física usando una lona y utilizando guantes de carnaza como medida de bioseguridad,
posteriormente se pesó el animal para la administración de los agentes anestésicos suministrados
por vía intramuscular (Figura 9 y 10).
50
Figura 9. Pesaje del animal
Figura 10. Restricción física de la zarigüeya
Se manejó un protocolo anestésico con Ketamina (Ketamina 50®, Holliday Lab) (20
mg/kg) y Xilacina (10 mg/kg) (Rompun®, Bayer Lab), intramuscular (Figura 11) (Carpenter,
2006) (Anexo 1).
51
Figura 11. Restricción química
Una vez anestesiado el animal se realizó monitoreo de los signos vitales con el uso del
fisiógrafo, con monitoreo de frecuencia cardiaca, respiratoria y temperatura, para garantizar la
integridad del animal.
Se tomó muestra de sangre (máximo el 1% del peso corporal) de la vena femoral y/o
coccígea en tubos vacutainer tapa roja, se introdujeron en la cava de poliestireno que contenía
geles de hielo y se transportó a el laboratorio de Cultivos Celulares (LabCell) de La Universidad
de La Salle para la obtención del suero (Figura 12).
52
Figura 12. Toma de muestra de sangre de la vena coccígea
Después de tomada la muestra se prosiguió a identificar el animal con microchip marca
AVID® (Figura 13)
Figura 13. Identificación del animal
53
La orina fue recolectada en las toallas de papel que se colocaron entre la trampa y el forro
utilizado para su transporte, se cortó la zona humedecida, se introdujo en un tubo cónico falcón®
de 50 ml con 25 ml de SSAF y se almacenó en la cava de poliestireno que contenía geles de hielo,
posteriormente se realizó el transporte al laboratorio de Cultivos Celulares (LabCell) de La
Universidad de La Salle (Figura 10), y así se procedió a la identificación del gen rrl y hap 1 por
medio de PCR.
Se esperó a que el animal se recuperara de la anestesia y se liberó en el mismo lugar de la
captura.
Toma de muestra en animales sinantrópicos.
Se identificaron los posibles puntos donde se evidenciará mayor tránsito de roedores dentro
de la finca, encontrando en el lugar donde almacenaban la comida y una gaveta que mantenían
encerrada, el mayor porcentaje de materia fecal de estos animales (Figura 14), colocando allí las
trampas. Se realizaron dos muestreos, el primero en un período de 8 días y el segundo por 15 días,
con trampas tipo Tomahawk de 41 cm de largo*13 cm de ancho*13 cm de alto.
54
Figura 14. Lugar de almacenamiento de comida de los animales
Los cebos que se utilizaron fueron:
Manzana
Galletas con chips de chocolate
Salchichón
Maní
El esfuerzo de captura y el éxito de captura total se determino con las mismas
ecuasiones explicadas en animales silvestres.
Una vez capturados, se trasladaron a la Universidad de La Salle, en donde se les aplicó un
protocolo pre-anestésico dentro de una cava de poliestireno, colocando la trampa con el roedor
capturado y una gasa bañada en Éter ® (2-5%) (Figura 15). Posteriormente se aplicó la
combinación de ketamina (80 mg/kg ® IM) y la xilacina (16 mg/kg ® IM) para poder realizar la
toma de sangre intracardiaca (Carpenter, 2006) (Figura 16).
55
Figura 15. Inducción de anestesia en el Roedor
Figura 16. Toma de muestra Intracardiaca
Posteriormente se le aplicó, al roedor, una dosis letal de ketamina, 200 mg/kg IM® y
xilacina, 16 mg/kg IM® (De Segura, 2017), al observar desaparición de los signos vitales, se
procedió a realizar la necropsia para obtener los riñones (Figura 17) y así desarrollar la
identificación de Leptospira spp., por PCR.
56
Figura 17. Necropsia de Roedor
Se colocaron los riñones en solución SAAF en un tubo plástico cónico de 50 ml y el pulmón
en formalina tamponada al 10%.
Toma de muestra en animales domésticos.
Se realizó examen clínico de los animales (Anexo 2), posterior a esto se tomó las muestras
de orina en bovinos, por micción espontánea o estimuladas, en equinos y caninos, con la ayuda de
un catéter. Las muestras de sangre se tomaron de la vena coccígea en bovinos, yugular en equinos
y femoral en caninos. El muestreo fue del 10% de los grupos etarios (Vacas, novillas y terneras)
en bovinos, ya que han sido diagnosticados y se les ha realizado monitoreo con anterioridad,
(Briñez 2014). Las muestras de orina se almacenaron en tubos cónico falcón® de 50 ml con 25
ml de SSAF y estos se introdujeron en la cava de poliestireno que contenía geles de hielo, junto
con las muestras de sangre, para transportarlas al laboratorio de Cultivos Celulares (LabCell) de
57
La Universidad de La Salle, con el fin de lograr la identificación del gen rrl y hap 1 por medio de
PCR.
Toma de muestras de agua y ambiente.
Previo a los muestreos de agua, se realizaron las curvas de temperatura de ambiente y agua
durante 24 horas de los días 2, 17 y 18 de octubre del 2014, con el uso de un termocupla. Aquí se
determinó las horas donde el agua mantenía las temperaturas más altas, que se tuvieron en cuenta
en el segundo muestreo.
Se identificaron los puntos de toma de muestra de agua, teniendo en cuenta los siguientes
criterios de inclusión: lugares que coincidieran con el inicio del transecto, tuvieran cercanía con
los animales domésticos y humanos y aguas de movimiento lento o nulo (Figura 18)
La toma de muestras de agua se realizó en tubos cónico de plástico de 50 ml (Figura 19),
para determinar la presencia de Leptospira spp., se introdujeron en la cava de poliestireno que
contenía geles de hielo y se transportó a el laboratorio de Cultivos Celulares (LabCell) de La
Universidad de La Salle.
58
Figura 18. Localización de los puntos donde se realizó el muestreo de agua
Figura 19. Recolección de muestras de agua
Posteriormente se realizó medición de pH (Figura 20), curva de temperatura del agua
(Figura 21) y ambiental (Figura 22) con el uso de termocupla.
Reserva 2
Reserva 1
59
Figura 20. Medición de pH
Figura 21. Medición de Temperatura del agua
60
Figura 22. Medición de Temperatura ambiental
Y finalmente se identificó cada punto con una bandera roja (Figura 23)
Figura 23. Identificación del punto de toma de muestra
Toma de muestra en humanos (serología).
Un profesional de la salud tomó las muestras de sangre del personal presente en la finca
con previo consentimiento informado (Figura 24) (Anexo 3), se introdujeron en la cava de
poliestireno que contenía geles de hielo y se transportó a el laboratorio de Cultivos Celulares
(LabCell) de La Universidad de La Salle. Junto a este procedimiento, se realizó un breve
cuestionario relacionado con los posibles factores asociados a la exposición de la enfermedad.
(Anexo 4).
61
Figura 24. Toma de muestra en Humanos
Pruebas diagnósticas
Prueba de Microaglutinación (MAT).
En la prueba se utilizaron los serovares de Leptospira interrrogans: sv Canicola,
Icterohaemorrhagiae, y Bratislava: Leptospira borgpetersenii sv Hardjobovis, Pomona y
Grippotyphosa; mantenidos en medio EMJH®. Se realizó con la técnica de Myers 1988
modificada así (Medrano, Díaz y Dalmau, 2011):
- Se realizó una dilución madre 1:25 del suero con SSAF 0.01 M pH 7.6.
62
- En una caja de microtécnica fondo en U de 96 pozuelos se agregó 50 µl de la solución
madre y 50 µl de antígeno consistente en cultivos puros de Leptospira libres de aglutinación y con
crecimiento de media unidad de Mc Farland.
- Se incubó por 60 minutos a 37°C en cámara húmeda.
- Se leyó en Microscopio de campo oscuro a 100X., se dio como positivo la presencia de
aglutinación en más del 50% de las leptospiras
- Los sueros positivos se llevaron a titulación por series dobles desde 1:100 hasta 1:1600.
El título se dio como la reciproca de la dilución mayor donde aglutiné el 50% de las leptospiras
(Figura 25).
Figura 25. Desarrollo de titulaciones en caja de microtécnica.
63
Prueba Molecular.
Se recogió 15 ml de orina, se diluyó en 15 ml de SSAF, posteriormente se centrifugó,
después se descartó el sobrenadante y se adicionó 1 ml de SSAF, se agitó vigorosamente y se
transfirió a un vial de 2 ml, esto se centrifugó a 20000 g., se descartó 900 µL de sobrenadante y el
pellet que quedó fue usado para la extracción de ADN. Se usaron las cadenas ATCC L. interrogans
(23581), L.biflexa (23582) como control positivo.
Extracción de DNA.
Para este procedimiento se utilizó el kit Genejet® (Thermo Diagnostics, USA), bajo las
indicaciones del fabricante, en donde se garantizó el aislamiento de DNA de alta pureza y calidad.
Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR).
Se realizó la amplificación del gen que codifica para la proteína asociada a hemolisis (hap1)
relacionado con leptospiras patógenas y el gen que codifica para la porción 23SrRNA (rrl),
relacionado con el género de Leptospira spp., es decir, patógenas y saprofitas.
Para evaluar la prueba de PCR se utilizó electroforesis con agarosa gel del 1% y teñido con
colorante no radiactivo de EZ – Vision®. Finalmente, este proceso se observó en luz ultravioleta
(Hernández-Rodríguez et al., 2011)
64
Resultados
Factores climatológicos
El primer muestreo se realizó en octubre del 2014, con las siguientes curvas de temperatura
ambiental y agua, medidas en un lapso de 24 horas, los días 2-3 de octubre/2014 (Figura 26) y 17-
18 de octubre (Figura 27 y 28), en 3 diferentes puntos de la finca, donde se tomaron la muestras
de agua.
Figura 26. Curva de temperatura del punto 1. Finca La Calera (Cundinamarca). 2-3 de Octubre
del 2014
Los días 2-3 de octubre se registró la temperatura ambiental máxima en un intervalo de
14,1-15,4°C entre las 9:00 am hasta las 2:00 pm, este rango de tiempo coincidió con el intervalo
de temperatura máxima del agua que fue de 12-15,3°C. En cuanto a la temperatura mínima
ambiental fue de 8,7-9°C desde las 11:00 pm hasta las 3:00 am, a pesar de estas temperaturas bajas,
la temperatura del agua mínima fue de 10,5°C.
10,710,610,510,810,710,710,810,810,8 12 12 12,212,513,215,313,213,112,912,111,811,511,611,511,1
8,7 8,8 9 9 10,210,310,310,412,414,1 15 14,914,5
16,115,413,113,513,912,511,711,811,911,8
9
Tem
pe
ratu
ra (
°C)
Tiempo (Hora)
Curva de temperatura del punto 1
Tº Agua punto 1 Tº M. Ambiente
65
Figura 27. Curva de temperatura del punto 2. Finca La Calera (Cundinamarca). 17-18 de octubre
del 2014.
La segunda toma de temperatura se realizó los días 17 y 18 de octubre/2014 encontrando
que la temperatura ambiental máxima fue de 20,6 °C, se presentó al medio día, valor que coincidió
con la temperatura máxima del agua. A pesar de que la temperatura mínima ambiental fue de 9,6
°C, la temperatura más baja del agua que se reportó fue de 11,4°C.
11,7 11,4 11,7 11,9 12,1 11,7 11,4 11,4 11,8 12,2
17,4 18,920,6
13,4 13,7 13,5 13,5 12,7 12,7 12,8 12,3 12,1 12,1 11,9
9,7 9,8 10,2 10,6 9,7 9,6 9,9 10,713,1
14,6
16,311,4
20,6
15,3 16 17,6 18
12,5 12,5 12,4 12,811,1 10,6 10,4
Tem
pe
ratu
ra (
°C)
Tiempo (Hora)
Curva de temperatura del punto 2
Tº Agua punto 2 Tº M. Ambiente
66
Figura 28. Curva de temperatura del punto 3. Finca La Calera (Cundinamarca) 17-18 de octubre
del 2014
En la segunda toma de datos de los días 17-18 de octubre/2014, al medio día, se reportó la
temperatura ambiental máxima, de 18,6 °C, 2 grados por debajo de la temperatura máxima del
agua. La temperatura mínima del ambiente fue de 11,4 °C igual que la del agua.
En general, en octubre del 2014, el ambiente registró una temperatura máxima de 20,6°C
y mínima de 8,7°C, presentando un efecto directamente proporcional en las fuentes hídricas de la
finca, reportando como temperatura máxima de 20,6°C y mínima de 9,6°C.
Al encontrar que las temperaturas del agua más altas se reportaban al medio día, el segundo
muestro se realizó a esta hora, por lo que no se vio la necesidad de hacer otra curva de temperatura.
Por esta razón para los meses de mayo y junio del 2015, se consultó los datos del IDEAM en donde
el clima que se presentó en La Calera estuvo dentro de los intervalos mínimos de 5-11°C y
máximos de 17-29°C.
11,7 11,4 11,7 11,9 12,1 11,7 11,4 11,4 11,8 12,217,4 18,9 20,6
13,4 13,7 13,5 13,5 12,7 12,7 12,8 12,3 12,1 12,1 11,9
12,1 12,4 12,1 11,4 11,8 12,1 11,9 11,8 11,9 12,4
15,517,5
18,6
13,2 13 13,5 12,2 12,6 12,6 12,6 12,3 11,8 12,5 12,4
Tem
pe
ratu
ra (
°C)
Tiempo (Hora)
Curva de temperatura del punto 3
Tº Agua punto 3 Tº M. Ambiente
67
Animales domésticos
Las especies de animales domésticos que se encontraban en la finca fueron: bovinos,
terneros, caninos y equinos, los cuales permanecen dentro de la finca en estado de vida libre, lo
que permitió la interacción entre ellos, con la fuentes hídricas y las reservas naturales.
La población total de animales correspondió a 50 bovinos, 3 equinos y 6 caninos, ubicados
en un terreno de 22 fanegadas, espacio correspondiente a la producción agropecuaria de la finca.
El muestreo de animales domésticos se realizó en dos momentos, el primero se llevo a cabo
en Octubre/ 2014 en donde se tomo muestras de todos los animales domésticos presentes en la
finca, aguas y animales sinantrópicos. El segundo muestreo se ejecutó al final de la toma de
muestras de animales silvestres, en Junio/2015, donde se tomaron muestras de las mismas especies
domésticas, animales silvestres, aguas y humanos; estas se sometieron a la prueba de MAT
(prueba de Microaglutinación), en donde los resultados ≥ 1:100 se consideraron positivos y a PCR,
identificando el gen rrl y hap1.
68
Bovinos.
Correspondió a una explotación lechera de 50 animales, en donde se realizaban 2 ordeños
mecánicos, fijos por día, los bovinos consumían agua proveniente de la quebrada “Aguas Claras”,
se alimentaban con kikuyo y concentrado, se mantenían en pastoreo. Para el ordeño sus ubres se
limpiaban con agua que también provenían de la quebrada. El concentrado se administraba en el
lugar de ordeño.
Los terneros se encontraban estabulados, recibían leche por la mañana, el pasto y el agua
proveniente de la quebrada “Aguas Claras”, era ad-libitum.
La finca es libre de brucelosis, tuberculosis, los bovinos adultos fueron vacunados para
Diarrea viral Bovina, IBR, Leptospira spp. (Hardjobovis, Pomona, Canicola, Icterohaemorrhagiae,
Grippotyphosa), parainfluenza y campylobacter anualmente.
El primer muestreo correspondió a un total de 16 animales entre bovinos adultos y terneros
(Tabla 3), de los cuales nueve (9) de los bovinos fueron positivos al gen rrl (56,25%), de estos,
tres (3) animales (un bovino adulto y dos terneros) fueron positivos al gen hap 1, es decir el 18,7%.
De los animales positivos al gen rrl siete (7), que corresponden al 43,7% de la muestra,
presentaron títulos para los serovares Hardjobovis (6,25%; 1/16), Pomona (6,25%; 1/16), Canicola
(12,5%; 2/16),, Icterohaemorragiae (25%; 4/16), Grippotyphosa (6,25%; 1/16), Bratislava (6,25%;
1/16), Autumnalis (18,7%; 3/16) y (12,5%; 2/16) no presentaron títulos para ningún serovar. De
los siete (7/16; 43%) animales negativos al gen rrl, cuatro (25%; 4/16) presentaron, titulación al
serovar Icterohaemorragiae (6,25%; 1/16), al serovar Canicola (6,25%; 1/16), y Autumnalis
(12,5%; 2/16) y el (18,7%; 3/16) no presentó titulaciones positivas.
69
Tabla 3. Títulos y detección de Leptospira spp., en bovinos primer muestreo
Para los bovinos positivos a PCR rrl, que en total fueron 9:
Los títulos más altos los presentó un ternero (1:1600) y el bovino V252 (1:200) para el
serovar Icterohaemorrhagiae. El mismo ternero (T5) presentó una titulación a Autumnales
(1:200) y fue positivo al gen hap 1 por PCR.
Los otros dos (2) animales positivos al gen hap 1 fueron el bovino 905, el cual presentó
títulos de 1:100 a los serovares Hardjobovis, Pomona y Canicola y el Ternero 1, el cual
presentó una titulación de 1:100 para el serovar Icterohaemorrhagiae.
En cuanto a los bovinos negativos a PCR, que en total fueron 7 animales:
Con el Serovar Canicola se evidenció un título de 1:200
Se presentaron un título para el serovar Icterohaemorrhagiae (1:100).
Para el serovar Autumnales se encontraron 2 titulaciones
# Animal rrl hap 1 Hardjobovis Pomona Canicola IcterohaemorragiahaeGrippothyphosaBratislava Autumnalis
V905 Positivo Positivo 50 100 100 50 0 0 0
355-T1 Positivo Positivo 0 0 0 100 50 50 50
V107 Positivo Negativo 0 0 50 0 0 0 25
V179 Positivo Negativo 25 0 100 100 0 0 0
V209 Positivo Negativo 100 0 0 25 50 50 0
V225 Positivo Negativo 0 0 25 50 100 100 100
V255 Positivo Negativo 0 0 50 50 50 50 0
V252 Positivo Negativo 0 0 25 200 50 50 100
264 T5 Positivo Positivo 0 0 50 1600 0 0 200
356T-3 Negativo Positivo 0 0 50 0 0 25 200
GYR-T4 Negativo Negativo 0 0 0 50 0 25 0
V65 Negativo Negativo 25 0 50 50 0 0 100
V85 Negativo Negativo 0 0 200 0 50 50 0
V99 Negativo Negativo 50 0 50 0 0 0 0
V211 Negativo Negativo 0 0 0 0 50 0 0
V258 Negativo Negativo 0 25 0 100 25 0 0
70
En el segundo muestreo se tomaron muestras de veintiún (21) bovinos de los cuales nueve
(9/21; 42,8%) fueron positivos al gen rrl y hap 1, de estos, tres (3/21; 14,28%) presentaron
titulaciones positivas, en donde, uno (1/21; 4,76%) fue reactivo al serovar Hardjobovis, uno (1/21;
4,76%) al serovar Pomona y uno (1/21; 4,76%) al serovar Panamá. De los doce (12/21; 57,4%)
animales negativos al gen rrl, se presentó seroreactividad a Pomona (1/21; 4,76%), Grippotyphosa
(2/21; 9,52%) Bratislava (2/21; 9,52%) y Copenhague (1/21; 4,76%) (Tabla 4).
Tabla 4. Títulos y detección de Leptospira spp., en bovinos segundo muestreo
De los cinco animales presentes en los dos muestreos se evidenció (Tabla 5):
Tres animales fueron positivos por PCR al gen rrl en primero y segundo muestreo, uno
paso a ser negativo en el segundo muestro y uno se mantuvo negativo en los dos.
# Animal rrl hap 1 Hardjobovis Pomona GrippothyphosaBratislava Panamá Copenhague
v207 Positivo Positivo 0 0 0 25 0 0
v276 Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0
v252 Positivo Negativo 100 100 0 0 0 0
v125 Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0
v211 Positivo Positivo 0 0 50 0 0 0
v225 Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0
v905 Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0
v889 Positivo Positivo 0 0 0 0 100 0
T3 Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0
v273 Negativo Negativo 0 0 0 50 0 0
v65 Negativo Negativo 0 0 50 0 25 0
v197 Negativo Negativo 0 0 0 25 25 0
v259 Negativo Negativo 0 0 0 25 0 0
v168 Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0
v255 Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0
v34 Negativo Negativo 25 100 0 0 0 100
v285 Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0
T1 Negativo Negativo 0 0 100 100 0 0
T2 Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0
T4 Negativo Negativo 0 0 100 100 0 0
T5 Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0
71
En cuanto al gen hap 1, únicamente un bovino adulto fue positivo en los dos muestreos y
fue positivo a los serovares Pomona y Canicola en el primer muestro, en el segundo no presento
titulación.
Los otros títulos se evidenciaron en tres animales positivos al gen rrl, pero negativos a hap
1, siendo el título más alto para el serovar Icterohaemorrhagiae (1:200).
Un animal se mantuvo negativo en los dos muestreos en la identificación de los dos genes
y no presento títulos.
Tabla 5. Títulos y detección de Leptospira spp., en bovinos muestreados en primero y segundo
muestreo
Equinos.
Los caballos presentes en la finca en el primer muestreo correspondieron a un macho, una
hembra, ambos adultos y un potro, todos, raza belga. Se encontraban en pastoreo, junto con los
bovinos de la finca, por lo que las fuentes hídricas eran compartidas.
La razón productiva de los equinos en la finca era animales de tiro.
Los dos equinos adultos resultaron positivos a PCR del gen rrl y uno (1), de ellos,
equivalente al 33,3% de la población, presentó titulación positiva (1:100) para el serovar
# Animal Muestreo rrl hap 1 Hardjo bovis Pomona Canicola IcterohaemorragiaeGriphotyphosaBratislava Autumnalis
Primero Positivo Positivo 50 100 100 0 0 0 0
Segundo Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0 0
Primero Positivo Negativo 0 0 0 200 0 0 100
Segundo Positivo Negativo 100 100 0 0 0 0
Primero Positivo Negativo 0 0 25 50 100 100 100
Segundo Positivo Positivo 0 0 0 0 0 0 0
Primero Positivo Negativo 0 0 50 50 50 50 0
Segundo Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0 0
Primero Negativo Negativo 0 0 0 0 0 0 0
Segundo Negativo Negativo 0 0 0 25 50 0 0
v225
V252
V905
V255
v211
72
Icterohaemorrhagiae (Tabla 6) y el otro, aunque no presentó titulaciones, fue positivo al gen hap1
(33,3%).
Tabla 6. Títulos y detección de Leptospira spp., en equinos
# Animal rrl hap 1 Hardjobovis IcterohaemorragiahaeGrippothyphosa
E1 Positivo Positivo 0 0 0
E2 Positivo Negativo 25 100 0
Potro Negativo Negativo 0 0 0
Caninos.
Está población correspondió a seis (6) animales de raza criolla, tres (3) hembras, dos (2) en
edad juvenil y una (1) geriátrica y tres (3) machos, dos (2) edad juvenil y (1) uno geriátrico. Vivían
en estado libre con la posibilidad de recorrer toda la finca y por las noches dormían en las casas de
los trabajadores.
Los caninos muestreados por primera vez fueron cuatro (4), los cuales, dos fueron positivos
a rrl (50%); uno (1) presentó seroreactividad a Icterohaemorrhagiae (25% 1/4), Hardjoprajitno
(25%, 1/4) y positividad a hap 1 (25%, ¼), el otro no reportó títulos positivos (Tabla 7). De los
que dieron resultado de PCR negativo uno obtuvo títulos de 1:200 al serovar Icterohaemorrhagiae
(25%) y 1:100 a Grippotyphosa (25%).
Tabla 7. Títulos y detección de Leptospira spp., en caninos primer muestreo
# Animal rrl hap1 IcterohaemorragiahaeGrippothyphosaHardjoprajitno
C1 Negativo Negativo 200 100 0
C2 50 25 25
C3 Positivo Negativo 0 25
C4 Positivo Positivo 100 25 100
73
En el segundo muestreo, cinco (5) de los seis (6) caninos (Tabla 6), presentaron títulos
positivos, para los serovares; Hardjobovis (16,6%, es decir 1 animal de 6), Canicola (33,3% 2/6),
Icterohaemorrhagiae (16,6%, 1/6), Grippotyphosa (16,6%, 1/6), Bratislava (16,6% 1/6) y Panamá
(16,6% 1/6). La orina del canino que se obtuvo fue negativo por PCR al gen rrl y presentó títulos
(1:100) para los serovares Grippotyphosa y Ballum (Tabla 8).
Tabla 8. Títulos y detección de Leptospira spp., en caninos segundo muestreo
# Animal rrl Hardjobovis Canicola IcterohaemorragiahaeGrippothyphosaBratislava Panamá
C1 0 0 0 0 0 0
C2 0 100 50 25 0 50
C3 100 100 25 25 0 0
C4 50 0 100 0 0 50
C5 Negativo 0 50 0 0 100 0
C6 50 25 50 100 0 100
Animales sinantrópicos
Los roedores sinantrópicos capturados en total fueron 7, correspondientes a ratas de las
alcantarillas, Rattus norvegicus.
La clasificación de los roedores se realizó por sus características morfologícas, como
muestra la figura 29, catalogandola como Rattus norvegicus, ya que presentaban la cola más corta
que el cuerpo, de figura compacta, orejas pequeñas y hocico biselado, este roedor también se
conoce como roedor de alcantarillas y dentro de su comportamiento en vida silvestre esta el formar
madrigueras, (Rodríguez-Mahecha et al., 2006) sin embargo las capturas se realizaron en las
trampas que se colocaron en los tejados, caraterística más común de Rattus rattus, que se conoce
por su comportamiento como rata de los tejados. Esto debido al habitat e interacción de los
roedores entre vida silvestre y urbano, que le facilita desarrollar los dos comportamientos para
conseguir comida.
74
Figura 29. Clasificación morfológica de los roedores capturados. Tomado de: Wildscreen Arkive
(2016)
Los roedores fueron observados en las instalaciones donde se realizaba el ordeño,
almacenamiento de los alimentos de los bovinos y en los tejados de una de las casas donde han
sido escuchados en la cocina por las noches, por eso se escogieron estos lugares para realizar la
captura.
En el primer muestreo se capturaron cuatro (4) roedores en el lugar de almacenamiento de
alimentos, los cuales dieron positivos a la prueba de PCR al identificar el gen rrl y solo uno (1)
presentó titulaciones para el serovar Icterohaemorragiae (25%, 1/4) (Tabla 9).
75
Tabla 9. Títulos y detección de Leptospira spp., en roedores I muestreo
# de Animal rrl hap 1 Icterohaemorragiahae
Roedor 1 Positivo Negativo 200
Roedor 2 Positivo Negativo 0
Roedor 3 Positivo Negativo 50
Roedor 4 Positivo Negativo 0
Al tener en cuenta que las seis (6) trampas, se colocaron durante ocho (8) noches, el
esfuerzo de captura fue 48 trampas por noche.
De acuerdo a la formula de éxito de captura total, teniendo en cuenta los cuatro (4) animales
capturados durante ocho (8) noches con el uso de seis (6) trampas en el primer muestreo, se obtuvó
un porcentaje de 8:33%. ECT (((4/8))/6) *100 = 8,33%.
En el segundo muestreo se capturo un (1) roedor en el lugar donde se almacenan los
alimentos de los bovinos y dos (2) en una de las viviendas de los trabajadores, encontrando que
un (1) roedor presentó titulaciones para los serovares Bratislava (33,3%) y Grippothyphosa
(33.3%) (Tabla 10) y los tres roedores fueron negativos en la identificación del gen rrl por medio
de PCR.
Tabla 10. Títulos y detección de Leptospira spp., en roedores II muestreo
# de Animal rrl hap 1 GrippothyphosaBratislava
R1 Negativo Negativo 0 0
Roedor 1-2 Negativo Negativo 100 100
R2 Negativo Negativo 0 0
Para el segundo muestreo, el EC fue de 3 trampas por 15 noches, es decir, 45
trampas/noche, y el ECT fue (((3/15)/3)*100 = 6,66%.
76
Animales silvestres
Por el tipo de reserva, se esperaba capturar diversas especies de animales silvestres como
comadrejas, ardillas, conejos y roedores silvestres, pero solo se capturó la especie Didelphis
albiventris, probablemente por el tipo de transectos que se desarrolló ya que rodeaban la ganadería
Las zarigüeyas capturadas fueron 5 animales, en la tabla 11 se muestra su clasificación
taxonómica realizada por el Dr. Leonardo Arias médico veterinario de bioparque Wakata
Tabla 11. Clasificación taxonómica de las zarigüeyas
Familia Nombre
Científico
Nombre
Común
Imagen
Didelphidae Didelphis
albiventris
Fara, chucha,
zarigüeya
Modificado de: (Arbelaez y Ruiz, 2008).
De los resultados obtenidos en las actividades pre-captura se encontró que la materia fecal
recolectada en la reserva natural 1, fueron negativas al gen rrl.
En cuanto a la captura, el esfuerzo de captura correspondió a 6 trampas por 30 noches, es
decir, 180 trampas por noche
El éxito de captura total generado fue ((5 animales/30noches)/6 trampas)*100 = 2,77%.
77
Los cebos más efectivos fueron la mezcla de mantequilla de maní con avena, escencia de
vainilla y sardinas y el salchichón.
La captura de animales silvestres se realizó durante (1) mes, quince (15) días en la reserva
1 y quince (15) días en la reserva 2. Capturando dos (2) animales en la reserva 1 y tres (3) animales
en la reserva 2. (Figura 30).
De los animales capturados, tres (3) estaban en edad juvenil y dos (2) eran adultos de estos
ultimos, uno era una hembra. (Tabla 12)
Tabla 12. Hoja de vida zarigüeyas
Imagen Número de
Identificación
Edad Sexo Peso Ubicación rrl hap 1
5628
Juvenil
Macho
635 g.
Reserva 1
(4.758746,
-
74.000465
)
+
+
5788
Juvenil
Macho
810 g.
Reserva 1
(4.757580,
-
74.001702
)
+
+
5628
Adulto
Macho
1,35
Kg.
Reserva 1
(4.757557,
-
74.001884
)
+
+
78
4
Infante
Macho
635 g.
Reserva 2
(4.756436,
-
74.000595
)
-
-
5350
Adulto
Hembra
1625
g.
Reserva 2
(4.756480,
-
74.000296
)
-
-
De las cinco zarigüeyas capturadas, tres (60%:3/5), ubicadas en la reserva 1, fueron
positivas por PCR, al identificar el gen rrl y dos (40%;2/5), ubicadas en la reserva 2, no
evidenciaron eliminación de la bacteria por orina. Los cinco (5) animales no presentaron títulos
positivos para Leptospira spp (Figura 30).
79
Figura 30. Distribución geográfica de las zarigüeyas capturadas dentro de la finca.
Fuentes hídricas
La finca cuenta con dos fuentes hídricas que rodean a cada reserva natural, estas son
provenientes de una quebrada perteneciente a la Calera llamada “Aguas Claras”, son la fuente de
consumo de los animales domésticos y humanos. En la fuente hídrica de una de las reservas se
tomó un punto cerca a la casa, dos puntos entre la reserva natural y la finca y un punto para
consumo humano y animal autorizado por la CAR (Coorporación Autonoma Regional). Para la
fuente hídrica que rodeaba la otra reserva natural se tuvo en cuenta solo un punto.
En el primer muestreo, en cuanto a la fuente hídrica de la reserva natural 1, los dos primeros
puntos en fueron negativos a PCR del gen rrl, los siguientes dos (2) fueron positivos, de estos (1)
uno fue positivo al gen hap 1. El punto autorizado por la CAR para consumo humano y animal fue
1
2
80
negativo para los dos genes. En cuanto a las fuentes hídricas de la reserva natural 2, el punto donde
se realizó la toma de agua fue positivo al gen rrl y hap1. En el segundo muestreo de fuentes
hídricas, el punto 2 de la reserva natural 1 y el punto de la reserva natural 2 fueron positivos al rrl
y hap 1.
Al observar los promedios de temperatura del agua (Tabla 13), encontramos los valores
más bajos en las muestras negativas a PCR y el valor del promedio más alto (14,46) se dio para
las muestras positivas de PCR. Aunque la temperatura ambiental en el segundo muestreo fue la
más alta, no influyó directamente en la temperatura del agua. En cuanto a el pH, se mantuvo
cercano a 6 en todos los muestreos, sin evidenciar diferencias entre los resultados positivos y
negativos a PCR.
Tabla 13. Promedios de temperatura de agua, temperatura ambiental y Ph en puntos positivos y
negativos a Leptospira spp.
Promedio Temperatura
Agua
Promedio Temperatura
Ambiente
Ph
I Muestreo II Muestreo I Muestreo II Muestreo I Muestreo II Muestreo
PCR Negativo 12,53 13,42 13,43 16,55 6,5 5,7
PCR Positivo 14,46 12,95 15,26 15,35 6 5.75
Humanos
La población humana presente en la finca corresponde a 4 personas que se dedican a las
prácticas agropecuarias, sus viviendas se encuentran dentro de la finca, sus labores diarias
corresponden a trabajo en cultivos y lecherías. En general, en los humanos se encontró titulaciones
81
positivas para los serovares Hardjobovis, Pomona, Icterohaemorragiae, Grippotyphosa y
Bratislava.
Antes de la toma de muestra de sangre, se desarrolló un breve cuestionario (Anexo 4) a
cada una de las personas que tiene relación con la finca, donde se evidenciaron los datos reportados
en la tabla 14:
Tabla 14. Resultados de cuestionario implementado en la finca
Pregunta Si No Observaciones
¿Han presentado algún tipo de
contacto con los animales
silvestres?
2 2 Han observado armadillos y
zarigüeyas
Generalmente, ¿Tiene contacto
con los animales domésticos?
4 0
¿Alguno de los animales
domésticos han presentado
abortos?
2 2
¿Ha tenido contacto con animales
abortados?
1 3
¿Ha tenido contacto con ratas y
ratones?
3 1
¿Existe alguna época del año en la
que observe con mayor frecuencia
ratas y ratones?
2 2 En invierno
82
¿Se procesan las basuras dentro de
la finca?
4 0 Las basuras se entierran
¿La finca presenta sistemas de
drenajes?
2 2 Tienen sistemas de drenajes que
termina en pozos
¿El agua de consumo humano y
animal presenta algún tipo de
purificación?
0 4
¿El agua de consumo humano y
animal proviene de la reserva
natural?
4 0 El agua proviene de la quebrada
“Aguas Claras”
¿Ha presentado fiebre con dolor de
cabeza los últimos meses?
2 2
¿Dentro de sus actividades
laborales, hay una que implique
contacto con el agua por más de 5
minutos?
3 1
¿Alguna vez se ha bañado en el
rio?
2 2
En cuanto a las pruebas serológicas, se encontró que los títulos más altos fueron para el
serovar Hardjobovis (1:200) en la mujer 1 y el serovar Pomona (1:200) en el hombre 2.
Las titulaciones de 1:100 correspondieron de la siguiente forma:
Mujer 1: serovar Hardjobovis y Bratislava
83
Mujer 2: Grippotyphosa.
Hombre 1: serovar Hardjobovis y Grippotyphosa
Hombre 2: serovar Icterohaemorrhagiae
En general, tres (3) (75%: ¾) personas presentaron títulos positivos a Hardjobovis, entre
hombre y mujeres, dos (2) presentaron títulos al serovar Grippotyphosa (50%), uno (1) a
Icterohaemorragiae (25%), uno (1) a Pomona (25%) y uno (1) a Bratislava (25%) (Tabla 15).
Tabla 15. Resultados MAT humanos
Hardjobovis Pomona Canicola IcterohaemorragiahaeGrippothyphosaBratislava
Mujer 1 200 0 50 50 0 100
Mujer 2 100 0 0 0 100 50
Hombre 1 100 0 50 0 100 50
Hombre 2 25 200 50 100 25 0
84
Discusión
Los factores involucrados en la presentación de una enfermedad zoonótica, se encuentran
enmarcados dentro de una interfaz, es decir, en la conexión o frontera común que se
da entre dos sistemas independientes (RAE, 2016).
Dentro de la finca estudiada, se encontró varios sistemas interdependientes: animales
domésticos, sinantrópicos, silvestres, humanos que interaccionan por las fuentes hídricas entre
otras. La finca se encuentra dentro del macrosistema correspondiente a condiciones climáticas de
la época en que se realizó el muestreo, como se evidencia en la (Figura 31).
Figura 31. Esquema de los factores asociados a la presentación de Leptospira spp., en una finca
de La Calera.
85
Factores Climatológicos
Este es el mayor macrosistema ya que determina tiempos secos o de lluvias, días de
sol o días de temperaturas bajas, sobre el Municipio de La Calera influyendo en la
sobrevivencia de Leptospira spp.
De las curvas de temperatura realizadas en octubre, se evidenció que la temperatura
del agua era directamente proporcional a la del ambiente, por esta razón, en el segundo
muestreo, se tomó solo datos del IDEAM.
En este segundo muestreo, se observó que los límites máximos y mínimos
superaron a los del primer muestreo, pudiendo influir en los factores intrínsecos de los
bovinos, ya que presentaron títulos más altos. Esta temperatura también pudo tener
influencia en la conservación de Leptospira spp. en agua y la eliminación de la bacteria por
los roedores, ya que disminuyó en este tiempo.
En todos los muestreos se evidenció temperaturas que favorecieron la supervivencia
de Leptospira spp., ya que esta, es limitada por condiciones de sequedad o temperaturas
inferiores a 10°C. (Vijayachari, Sugunan & Shiriram, 2008).
En cuanto a la altura de la finca, a pesar de que se encuentra a 2755 msnm, se
evidencio la presencia de la bacteria y títulos positivos en los diferentes actores de la finca,
aunque las mayores incidencias se encuentran en las zonas más bajas del país. Esto se hace
visible, al consultar el boletín epidemiológico del Instituto Nacional de Salud (INS), en la
semana epidemiológica 31/2016, en donde se ingresó en el Sivigila 1 498 casos de
leptospirosis; 278 casos confirmados por laboratorio, 21 casos confirmados por nexo
epidemiológico y 1 199 casos sospechosos, reportando:
86
Incidencia nacional de leptospirosis de 0,61 casos por 100.000 habitantes,
encontrando que las dos entidades territoriales con mayor incidencia de
casos fueron Guaviare y Amazonas (Figura 32).
Figura 32. Incidencia de leptospirosis por entidad territorial de procedencia, Colombia, semanas
epidemiológicas 01-31, 2016
Animales domésticos
En los animales domésticos de la finca se ha reportado en previos estudios realizados
(Briñez, 2015) aborto en bovinos y aumento de los días abiertos, en los demás animales al
realizarles un examen clínico (Anexo 1) no se evidenció ninguna alteración aparente, pero, al
presentar títulos, se puede deducir lo que explica Mwachui et al., (2015) cuando afirman que
“varias especies de mamíferos pueden ser hospedadores de Leptospira spp., sin manifestaciones
clínicas de la enfermedad, porque presentan alta adaptabilidad, actuando como hospedadores de
manutención”.
87
Bovinos.
Al tener en cuenta factores de la población bovina, en cuanto a la densidad poblacional
Philips (2002) reporta que, la densidad ideal en una producción bovina es de 6 vacas por hectárea,
en este caso, al presentar 14,10 hectáreas, el número de animales presente en la finca debería ser
de 85 animales y el número presente en la finca era de 50 animales, lo que nos muestra que la finca
no presentó una sobrepoblación, por eso, esta variable no fue influyente dentro de la
susceptibilidad del hospedero.
En cuanto a los resultados de MAT, a pesar de que en la finca se vacuna contra Leptospira
spp., serovares Hardjobovis, Pomona, Canicola, Icterohaemorrhagiae, Grippotyphosa, los títulos
vacunales se caracterizan por: presentar títulos similares para los serovares vacunados, con una
duración de 6 meses después de aplicada la vacuna (OIE, 2008), los animales vacunados no
presentan sintomatología clínica, ni eliminación de la bacteria por riñón (Adler, 2015),
encontrando en la finca variabilidad de títulos para estos serovares y otros, la vacunación se había
realizado antes de los seis meses y en la orina de los animales se detectó la presencia del genoma
de la bacteria (gen hap 1 y rrl), evidenciando la eliminación de la bacteria, por lo que permite
deducir que la titulación es consecuencia de un contacto con la bacteria no vacunal.
Vijayachari et al., (2008) reportan que los serovares específicos de los bovinos son
Hardjobovis, Pomona y Grippotyphosa, lo que concuerda con las titulaciones del primer muestreo,
ya que el (6,25%; 1/16) de la población presentó títulos a Hardjobovis, Pomona y Grippotyphosa
y al tener presente que estos mismos estaban eliminando la bacteria ya que fueron positivos al gen
rrl y no presentaron sintomatología aparente, los cataloga como hospedadores de mantenimiento.
Esto concuerda con la definición de hospedador de mantenimiento que realiza Ellis (2015), cuando
88
dice que es todo aquel que presentan manifestaciones clínicas leves y un daño patológico mínimo,
en donde, la persistencia de excreción renal y urinaria puede durar años y en el caso de Leptospira
spp., cada serovar tiende a alojarse en un hospedador de mantenimiento específico (Ellis,2015),
como ocurrió en este caso. En esta clasificación también participa el (12,5%; 2/16) en que se
evidencio la eliminación de la bacteria pero no presentaron títulos para ningún serovar.
También se presentaron titulaciones positivas a Bratislava, Canicola, Autummnalis y
Icterohaemorrhagiae, siendo estos dos últimos los de mayor presentación en la población
muestreada con una positividad de (31,5%; 5/16). Estos serovares han sido reportados como causa
de infección incidental, considerando así al bovino hospedador accidental para estos serovares,
asociado con una enfermedad clínica aguda y la excreción renal de duración limitada (Ellis, 2015),
esto se hizo evidente a la titulación de 1:1600 a Icterohaemorrhagiae que presentó el ternero con
eliminación de leptospiras patógenas ya que se identificó el gen hap 1.
El (12,5%; 2/16) de estos animales positivos no presentaron títulos, pero estaban
eliminando la bacteria por orina, probablemente porque la bacteria no estimula ninguna respuesta
inmunitaria mientras está localizada en la luz del túbulo proximal, y por ello los títulos de
anticuerpos séricos pueden disminuir y desaparecer, aunque el riñón esté afectado y liberando
bacterias (Bradford, 2010).
También se evidenció en el (18,7%; 3/16) que no presentó eliminación de la bacteria, no
presentó títulos positivos y sintomatología, por lo que se podrían catalogar clínicamente sanos.
Al evidenciar eliminación de leptospiras patógenas en la orina por PCR, se puede deducir
que están actuando como fuente de infección de las fuentes hídricas y pastos.
89
El segundo muestreo se caracterizó por presentar una alta eliminación de leptospiras, con
títulos positivos para los serovares Hardjobovis, Pomona y Grippotyphosa lo que nos permite
catalogarlos como hospederos de manutención, pero con positividad a los serovares Bratistava,
Panamá y Copenhague actuando estos últimos como serovares accidentales.
Al comparar los dos muestreos se encontró:
La eliminación de Leptospira spp., estuvo a cargo de los bovinos adultos, ya que
generalmente, la prevalencia de excreción crónica en la orina incrementa con la edad del animal
(Levett, 2001).
De los animales positivos por PCR al gen rrl en primero y segundo muestreo, se evidenció
en de ellos que uno fue positivo en el primero y paso a ser negativo en el segundo, lo que nos
evidencia que la eliminación de leptospiras en la finca es intermitente (Adler y de la Peña
Moctezuma, 2010).
El animal positivo por PCR al gen hap 1 y rrl en el primer y segundo muestreo fue positivo
a los serovares Pomona y Canicola, lo que lo cataloga como serovar accidental, posiblemente por
alguna inmunodepresión o por haber ingresado recientemente a la finca.
Los otros títulos se evidenciaron en tres animales positivos al gen rrl pero negativos a hap
1, siendo el título más alto para el serovar Icterohaemorrhagiae (1:200).
Dos animales fueron positivos al gen rrl y hap 1 en el segundo muestreo, pero no
presentaron titulaciones.
90
Equinos.
El serovar Bratislava es el más común detectado en equinos a nivel mundial (Ellis, 1986),
pudiéndolo catalogar como el serovar de mantenimiento en esta especie. Aunque los equinos
muestreados no presentaron títulos positivos al serovar Bratislava, estaban eliminando leptospiras
por orina, de lo que se podría concluir que esta especie estuvo actuando como hospedador de
mantenimiento.
También se evidencio positividad a serovares accidentales, al encontrar positividad a
Icterohaemorrhagiae, como lo reporta Wood y Townsend (1999), cuando hace referencia a
estudios de seroprevalencia y aislamiento en donde se demostró que el equino es susceptible a
serovares accidentales, en particular Pomona, Grippotyphosa, Icterohaemorrhagiae, Autumnalis,
Sejroe, Canicola y Ballum. Esto también concuerda con el estudio realizado por Valencia y Silva
(2007) ya que encontraron que el 33,3% de la población de equinos muestreados en la Sabana de
Bogotá fueron positivos al serovar Icterohaemorrhagiae, siendo este el de mayor presentación y
de porcentaje similar al de este proyecto.
Caninos.
En el primer muestreo se encontró serovares accidentales en caninos al encontrar
positividad a Icterohaemorrhagiae, Grippotyphosa y Hardjoprajitno, lo que también se hizo
evidente en el segundo muestreo al presentar positividad a Hardjobovis, Grippotyphosa, Serjoe y
Ballum, esto concuerda con lo reportado por Medrano (2006) al registrar una positividad del 33,3%
a los serovares Icterohaemorrhagiae, Canicola y Grippotyphosa en la Sabana de Bogotá, lo que
nos lleva a replantear los serovares de mantenimiento para los caninos presentes en el trópico alto
Colombiano.
91
Por los resultados obtenidos en los dos muestreos se puede catalogar a los caninos como
hospedadores de mantenimiento por la evidencia en la eliminación de la bacteria, manifestaciones
clínicas leves, y positividad de 33,3% al serovar Canicola en el segundo muestreo, a pesar de que
fue positivo a serovares accidentales (Ellis, 2015).
Animales Sinantrópicos
Los bajos porcentajes del éxito de captura, ocurrieron posiblemente, porque la
población de roedores no era muy grande, tenían la posibilidad de interactuar con la reserva y
por la presencia de gatos en la zona.
En el primer muestreo todos los roedores fueron positivos al gen rrl, de los cuales solo
el 25% fue positivo al serovar Grippotyphosa. En este muestreo se observa el comportamiento
de los roedores como hospedadores de mantenimiento ya que no se evidenciaron signos, pero
mantuvieron las leptospiras en sus riñones, comportandose como importante fuente de
infección para los humanos y animales (Agudelo et al., 2010).
En el segundo muestreo todos los animales fueron negativos a PCR, ya que la excresión
de Leptospira spp., en orina es intermitente (Adler y de la Peña De La Peña-Moctezuma, 2010).
Asenga et al., (2015) reporta que los serovares que alojan esta especie son
Icterohaemorragiae y Grippotyphosa, lo que coincide con el primer muestreo ya que fue
positivo por serología a Icterohaemorragiae, y en el segundo Grippotyphosa.
92
Animales Silvestres
Para explicar la positividad por PCR a leptospiras patógenas por orina, solo en la
reserva dos (2), se encontró que esta reserva es más fragmentada que la reserva uno 1 (Figura
32), probablemente por esta razón se dio un mayor contacto con la finca, esto lo explica
Sanches, (2009) cuando hace referencia a los D. albiventris que son caracterizados por ser
solitarios, omnívoros pero con la deforestación, se han aproximado a las áreas urbanas,
adquiriendo hábitos sinantrópicos, adaptándose muy bien a la fragmentación del hábitat.
Figura 32. Fragmentación de las reservas naturales
El éxito de captura total fue de 2,77%, este, pudo verse afectado por la modificación
del hábitat, la estación climática, algunas limitaciones tales como el reducido número de
93
trampas en relación con el área abarcada y la cercanía a la finca (Arbeláez y Ruiz, 2008), esto
se evidencio en la captura de perros y gatos los primeros días de muestreo (Figura 33).
Figura 33. Evidencia de nexos entre animales domésticos y reservas naturales
En estas condiciones las zarigüeyas pueden estar actuando como hospedero de
mantenimiento, ya que la bacteria no estimula ninguna respuesta inmunitaria mientras está
localizada en la luz del túbulo proximal, y por ello los títulos de anticuerpos séricos pueden
disminuir y desaparecer, aunque el riñón esté afectado y liberando bacterias (Bradford, 2010), o
demuestra una característica de adaptabilidad. Esta condición también la evidenciaron Jorge et al.,
(2012), cuando lograron identificar Leptospira borgpetersenii por secuenciación en muestras de
94
orina de Didelphis albiventris ubicadas en Brasil, pero al realizar MAT encontraron que las
titulaciones eran bajas.
Fuentes Hídricas
Los datos de agua, demostraron que la positividad por PCR se dio en temperaturas más
altas que las de PCR negativo y los resultados de pH se mantuvieron alrededor de 6, así como lo
reportan Benacer et al., (2013); que encontraron 29 serovares patógenos en aguas y suelos
húmedos de Malasia y explican que esta contaminación se pudo dar por pH, temperatura,
características del agua y suelo y la presencia de animales que son considerados reservorios o
hospedadores de mantenimiento de Leptospira spp. (Kurilung et al., 2017), como ocurrió en este
caso.
Humanos
Se evidencio títulos positivos al serovar Hardjobovis, Grippotyphosa,
Icterohaemorrhagiae, Pomona y Bratislava, coincidiendo con lo reportado por (Assenga, et al.,
2015)., cuando afirma que, “el serovar Hardjobovis, que genera leptospirosis en bovinos,
ocasiona en la mayoría de los casos abortos, pero también ha sido la causa más común de
enfermedad en humanos, probablemente por el contacto entre bovinos y humanos generado
dentro de la finca”
Al cuestionario aplicado, se le realizó una clasificación de los datos obtenidos,
considerando como de mayor relevancia aquellos a las que las cuatro personas respondieron
positivo y de menor relevancia los que solo 2 personas contestaron positivo.
Encontrando como de mayor relevancia que tienen contacto con los animales domésticos,
las basuras se entierran dentro de la finca, el agua de consumo humano no presenta ningún tipo de
95
purificación y proviene de la reserva natural, lo que coincide con lo reportado por Pulido-
Villamarín et al., (2014), cuando dicen que en Colombia, se determinó que los posibles factores
de riesgo que generan y facilitan la transmisión de la enfermedad, son en orden: convivencia con
animales domésticos y roedores, actividades agrícolas y consumo de agua no potable.
Dentro de las respuestas que tres personas contestaron positivas se puede decir que no han
tenido contacto con abortos de animales domésticos, han tenido contacto con roedores y en sus
actividades laborales hay una que implica contacto con el agua por más de 5 minutos, observando
que los principales factores están relacionados con el agua y roedores, más que el contacto con
animales abortados.
Y como de menor relevancia encontramos que han presentado algún tipo de contacto con
animales silvestres, han evidenciado aborto en animales domésticos, consideran que en invierno
hay mayor presencia de roedores, presentaron fiebre con dolor de cabeza y alguna vez se han
bañado en el rio. Aunque se consideró fiebre con dolor de cabeza de menor relevancia, es un dato
a tener en cuenta, ya que puede ser una gripa, pero al considerar las titulaciones positivas podría
ser una reacción a Leptospira spp., como lo reporta Adler y de la Peña Moctezuma (2010):
leptospirosis en humanos puede variar en grado de severidad, de acuerdo al serovar implicado, a
la edad, estado de salud e inmunológico del paciente, su presentación clínica puede variar desde
una leve gripa a una infección con falla renal y hepática y muerte (la clásica enfermedad de Weil´s).
Posibles hipótesis de relaciones que se generan dentro de la finca
La relación huésped-patógeno en Leptospira spp., puede ser modificada, dependiendo
del contexto y las condiciones, logrando generar cambios en cuanto al reservorio principal. Los
ciclos involucran roedores, vida silvestre, ganaderías, mascotas, que se encuentran dentro del
96
contexto de un ecosistema contaminado por la bacteria.” (Mwachui, et al., 2015). Es por esta
razón que se hizo necesario conocer las relaciones presentes en la finca correspondiente al
segundo muestreo ya que mantienen la temporalidad en la toma de muestras y se encontró:
(Figura 34):
Figura 34. Posibles relaciones entre sistemas presentes en la finca
Animales silvestres – Humanos y Animales domésticos.
Al observar los datos obtenidos por PCR y MAT (Figura 35), se puede evidenciar que los
animales silvestres y los animales domésticos estaban eliminando leptospiras patógenas,
identificadas con el gen hap 1, que también estaban presentes en el agua, así que se podría asumir
que las zarigüeyas y animales domésticos fueron uno de los factores involucrados en la
contaminación de las fuentes hídricas, aunque no hay evidencia que nos indique que es el mismo
serovar.
97
Figura 35. Posibles relaciones entre Animales silvestres – Humanos y Animales domésticos
La hipótesis que se genera es que el posible contacto entre animales silvestres y humanos
se pudo dar por el principal mecanismo de transmisión indirecto, es decir por las fuentes hídricas
que recorren la finca y se originan en la reserva natural “Aguas Claras”. Aunque por la cantidad
de animales capturados, no se puede concluir la abundancia de población que tienen contacto con
los recursos de la finca, al generar la explotación lechera, una fragmentación de la reserva natural,
se da una sobreposición espacial de hábitats que favorece esta conexión.
La probabilidad de que los humanos o los animales domésticos entren en contacto con la
bacteria, estaría dado por el consumo y manipulación de aguas sin proceso de potabilización y uso
de fuentes hídricas como objeto de recreación.
98
Humanos- Animales domésticos.
Las personas además de convivir con los caninos en la finca, tienen contacto con los
bovinos en el momento de ordeño, aquí les suministran su alimentación y tiene contacto con las
fuentes hídricas para lavar las ubres de las vacas, otro momento de interacción se da en los abortos
de los bovinos. Estos son factores que pueden estar asociados a los títulos positivos en humanos
(Figura 36) ya que, durante la fase de convalecencia, las leptospiras pueden localizarse en la
glándula mamaria, el riñón, o el aparato genital, donde parecen estar protegidas de la respuesta
inmunitaria (Bradford, 2010), teniendo en cuenta que una puerta de entrada al humano puede ser
la piel humedecida (Adler y de la Peña De La Peña-Moctezuma, 2010), por lo que también se
genera el contacto al suministrar agua en los potreros.
Las manifestaciones clínicas que se reportaron en humanos, fueron unas posibles fiebres
con dolor de cabeza y en bovinos en el previo estudio realizado en la finca por Briñez, (2014), se
reportó aumento de los días abiertos por posible absorción embrionaria y un aborto hace un año,
lo que nos hace pensar, que los serovares presentes en la finca han pasado por un proceso de
adaptabilidad, que en el momento de alterarse el equilibrio de la finca, como en el ingreso de un
animal nuevo, una persona nueva o cambios climáticos, podrían llevar aumentos en la
sintomatología y casuística.
99
Figura 36. Relación Humanos- Animales domésticos
En los humanos presentes en la finca la probabilidades que generaron los títulos positivos
están dadas también por: consumo de aguas no potabilizada, piel humedecida antes de realizar el
ordeño y ausencia de medidas de bioseguridad por parte del personal que realiza el ordeño.
Humanos-Animales domésticos- Animales sinantrópicos.
Al analizar los datos de MAT y PCR (Figura 37), se evidencia que los roedores y animales
domésticos están eliminando la bacteria, lo que coincide con los resultados encontrados en el agua,
así que se podría concluir que están involucrados en la contaminación de las fuentes hídricas. Al
presentar una sobreposición espacial en el lugar de vivienda y ordeño, se puede relacionar el
contacto de la bacteria entre humanos, animales domésticos y animales sinantrópicos.
100
Figura 37. Relación Humanos- Animales domésticos- Animales sinantrópicos
La hipótesis que se genera es que el posible contacto entre humanos-animales domésticos
y animales sinantrópicos se pudo dar por: el suministro sin guantes de alimento para bovinos que
ha sido expuesto a la presencia de roedores, la presencia de roedores dentro de la casa, fuentes
hídricas contaminadas por orinas de roedor y animales domésticos y sobreposición espacial, al
compartir las mismas locaciones.
La relación de los roedores con las locaciones de bovinos y humanos, se vio reflejado en
el éxito de captura total, 8,33% para el primer muestreo y 6,66% para el segundo muestro, lo que
nos puede indicar el grado de convivencia y de permanencia en las instalaciones de la finca.
También al suponer que el recorrido que realizan los roedores en las noches puede involucrar la
zona de ordeño, sitio donde se le suministra la alimentación a los bovinos, el lugar donde se realiza
el almacenamiento de alimento y viviendas de humanos.
101
En los caninos, se da la susceptibilidad, al tener contacto con la finca, las casas de los
habitantes de la finca y las reservas naturales.
Los roedores presentaron títulos para Icterohaemorrhagiae, Grippotyphosa y Bratislava,
coincidiendo con los serovares positivos de los animales domésticos y humanos, al ser estos
serovares de mantenimiento en roedores y accidentales en bovinos caninos y humanos, se podría
deducir que la principal variable vinculada en esta relación son los roedores. Cabe anotar que en
todos los animales presentes en la finca se evidencio eliminación de leptospiras por orina, lo que
asocia la contaminación de las fuentes hídricas con la bacteria.
Entre Animales Domésticos.
Generalmente el equino se encuentra pastoreando con los bovinos y los caninos que
recorren toda la finca, suelen dormir en el lugar de ordeño.
Razón por la que posiblemente, los caninos en el primer período presentaron positividad a
los serovares accidentales; Hardjobovis e Icterohaemorrhagiae (Vijayachari, Sugunan y Shriram,
2008) y los bovinos a los serovares accidentales; Icterohaemorrhagiae y Canicola, siendo este
último reportado en caninos (Vijayachari, Sugunan y Shriram, 2008).
Por otro lado, el obtener en Bovinos, en el primer muestreo títulos de 31,5 %, en Equinos
de 33,3% y en caninos 50% para el serovar Icterohaemorrhagiae, concuerda con lo citado por
(Caicedo y Suarez, 2006) cuando afirman que este serovar, tiene una presentación que compite
con el serovar Hardjo, e incluso es superior, y actualmente el de más relevancia en la sabana de
102
Bogotá, por lo cual es posible esperar que, en el transcurso de algunos años, reemplace al serovar
Hardjo. Situación que también se está dando en caninos y equinos de esta finca.
En las figuras 37 y 38 se evidencia que todos los animales domésticos estaban
contribuyendo en la eliminación de leptospiras al agua y posible contaminación de pastos.
Figura 38. Relación entre animales domésticos primer muestreo
Los posibles mecanismos de transmisión se pudieron dar entre los mismos bovinos de
forma transplacentaria (Bradford, 2010), encontrando que los animales más susceptibles a adquirir
la enfermedad son los terneros, esto se evidenció con los títulos más altos en uno de ellos de
1:1600.
Los bovinos, equinos y caninos interactúan en el mismo espacio y al consumir aguas y
pastos contaminados con Leptospira spp., puede estar favoreciendo la perpetuación de la
enfermedad en estos animales domésticos, ya que la eliminación se evidenció en los dos muestreos
(Figura 37 y 38)
103
Figura 39. Relación entre animales domésticos segundo muestreo
Animales silvestres- Animales sinantrópicos.
Esta relación se pudo dar por el proceso de adaptabilidad tanto a la vida urbana como a la
vida silvestre, por parte de los roedores y zarigüeyas al interactuar con la finca, las reservas
naturales y las fuentes hídricas.
En la figura 41 se evidencia que los animales silvestres y sinantrópicos están eliminando la
bacteria y están actuando como fuentes de contaminación de las fuentes hídricas de la finca.
104
Figura 40. Animales silvestres- Animales sinantrópicos
105
Conclusiones
A 2755 m.s.n.m., se demostró que la temperatura del ambiente es directamente proporcional a la
temperatura del agua, dando resultados máximos y mínimos que permiten la sobrevivencia de la
bacteria, viéndose reflejado en la identificación de leptospiras patógenas en las fuentes hídricas.
En los animales domésticos se observó eliminación de la bacteria por orina, títulos
positivos a serovares de manutención y accidentales, signos clínicos reportados por Briñez (2014),
aborto y días abiertos en bovinos, lo que permite catalogar a los equinos, bovinos y caninos como
posibles hospedadores de manutención de la enfermedad dentro de la finca y fuentes de
contaminación de recursos hídricos y pastos.
En bovinos, zarigüeyas y roedores se evidenció animales que eliminaban la bacteria, pero
no presentaron títulos, lo que nos permite concluir que presentaban adaptabilidad a la bacteria, o
estaba alojada en el riñón por lo que no generaron anticuerpos.
En la finca ubicada en la Calera, Cundinamarca, entre el 2014 -2105, se evidenció que el
serovar Icterohaemorrhagiae fue el de mayor presentación en caninos, equinos y bovinos. Al ser
Icterohaemorrhagiae un serovar de mantenimiento en roedores y accidental en las otras especies,
posiblemente sea la principal variable que influenció la presentación de Leptospira spp., en la
finca.
La finca se desarrolló como fragmentación de una reserva natural, lo que generó que tuviera
conexión con dos reservas, al darse esta sobreposición espacial, conllevó a compartir espacios
entre animales silvestres y la finca, por lo que se evidenció que las zarigüeyas estaban involucradas
en el ciclo de Leptospira spp., de la ganadería y posiblemente de las zonas aledañas, como
hospedador de mantenimiento.
106
Según el cuestionario, las variables que compartían todos los humanos muestreados fueron
el contacto con animales domésticos, consumo de agua sin proceso de purificación, proveniente
de la reserva natural y convivencia con roedores, posibles razones que permitieron el contacto de
la bacteria con humanos, reflejado en las titulaciones positivas.
La densidad poblacional no fue una variable que influyera en la susceptibilidad de los
animales y humanos presentes en la finca, las conexiones entre ellos estaban dadas más por
sobreposición espacial.
107
Recomendaciones
Realizar vigilancia pasiva y diagnóstico de la enfermedad en trópico alto, al considerar, que los
humanos tienen un estrecho contacto dentro de explotaciones ganaderas con hospedadores de
mantenimiento y aguas contaminadas con Leptospira spp.
Realizar futuros estudios con pruebas moleculares en donde se pueda determinar la relación
entre las leptospiras halladas en agua, orina de animales domésticos y silvestres y riñones de
animales sinantrópicos
Continuar evaluando el tipo de serovares involucrados en la Sabana de Bogotá, ya que se
demostró que está determinada por el ecosistema y del lugar donde se encuentra la bacteria.
Como medida preventiva en el control de Leptospira spp., es de gran importancia
implementar un mecanismo de purificación del agua, especialmente la de consumo en humanos y
animales y la que se utiliza en el momento del ordeño.
Implementar medidas de bioseguridad, cambiando el mecanismo de lavado de ubres o
usando ropa de protección, lo mismo al tener contacto con un animal abortado, que a pesar de ser
normas que deberían tener presente el personal de la finca, no se estaban aplicando.
En temas de planeación territorial, se ve la necesidad de evitar la fragmentación de reservas
naturales o promover la conservación de bosques, limitando la entrada de caninos a la reserva
natural, para respetar el hábitat de los animales silvestres y disminuir esta conexión.
Evitar convivencia entre especies, generando separación de potreros entre equinos y
bovinos.
Desarrollar una estrategia de control de roedores.
108
Lista de Referencias
Adler, B. & De La Peña-Moctezuma, A., (2010), Leptospira and leptospirosis. Veterinary
Microbiology: 140. Elseiver. 287-296 p.
Adler, B. (2015). Vaccines against leptospirosis. In Leptospira and Leptospirosis (pp. 251-
272). Springer Berlin Heidelberg.
Adler, B., Lo, M., Seemann, T., & Murray, G. L. (2011). Pathogenesis of leptospirosis: the
influence of genomics. Veterinary microbiology, 153(1), 73-81.
Agudelo, P., Arango, J., Merizalde, E., Londoño, A., Quiroz, V., &Rodas.J., (2010).
Evidencia serológica de circulación de Leptospira spp., en Rattus norvegicus naturalmente
expuestos en una zona urbana colombiana. Rev. Salud pública.12 (6) 990-999 p.
Andicoberry-Alonso C, García-Peña FJ, Ortega-Mora LM. (2001) Epidemiología,
diagnóstico y control de la leptospirosis bovina. Investigador Agropecuario de Producción y
Sanidad Animal;16:205-25
Arbeláez, L. y Ruiz, V., (2008), Determinación de Anticuerpos de Leptospira spp. En
pequeños mamíferos no voladores, en un fragmento de Bosque Andino en la Montaña del
Zoológico Jaime Duque: Trabajo de grado para optar el título de Médico Veterinario. Universidad
de La Salle. Bogotá (Colombia).
Assenga, J. A., Matemba, L. E., Muller, S. K., Mhamphi, G. G., & Kazwala, R. R. (2015).
Predominant leptospiral serogroups circulating among humans, livestock and wildlife in Katavi-
Rukwa ecosystem, Tanzania. PLoS Negl Trop Dis, 9(3)
109
Bradford, P., (2010). Medicina Interna de Grandes Animales: Leptospirosis. Elseiver.
Barcelona (España). 967-970 p.
Benacer, D., Woh, P. Y., Zain, S. N. M., Amran, F., & Thong, K. L. (2013). Pathogenic
and saprophytic Leptospira species in water and soils from selected urban sites in peninsular
Malaysia. Microbes and environments, 28(1), 135-140.
Briñez G. P., (2014). Determinación prospectiva del impacto de la letospiruria sobre
aspectos reproductivos y productivos en 2 hatos de la Sabana: Trabajo de grado para optar el título
Maestrante. Universidad de La Salle. Bogotá (Colombia).
Caicedo, C. y Suarez, D., (2006). Dinámica serológica a infección a Leptospira spp. en
hatos de la Sabana de Bogotá y su correlación con variables medioambientales, productivas y
reproductivas: Trabajo de grado para optar el título de Médico Veterinario. Universidad de La
Salle. Bogotá (Colombia).
Carpenter, J., (2006) Formulario de Animales Exóticos. Inter-Medica. Buenos Aires
(Argentina).
Castro, J.A., Vanegas, D., Ramírez, E., Sotelo, J., Pinzón, R. (2009). Diagnóstico del
Estado Plan de Desarrollo y el Plan de Ordenamiento Territorial del Municipio la Calera en el
Departamento de Cundinamarca. Universidad Distrital Francisco Jose de Caldas. Facultad del
Medio ambiente y Recursos Naturales, Facultad de Ingeniería Topográfica. Bogotá D.C.
Cerqueira, G. y Picardeau, M., (2009).A century of Leptospira strain typing. Infection,
Genetics and Evolution: 9. Elseiver. 760 – 768 p.
Céspedes, M. (2005). Leptospirosis: enfermedad zoonótica emergente. Revista Peruana de
Medicina Experimental y Salud Pública, 22(4), 290-307.
110
Chung, Y. y Biberstein, E., (1994), Tratado de Microbiologia Veterinaria: Leptospiras: 32.
Acribia. Zaragoza (España).267-273p.
Costa da Silva, R., Zetun, C., Gimenes Bosco, S., Bagagli, E., Rosa, P y Langoni, H.,
(2008), Toxoplasma gondii y Leptospira spp. Infection in free-ranging armadillos: 157, Veterinary
Parasitology. Science Direct.
De Segura, I. Á. G. (2017). Métodos de anestesia, analgesia y eutanasia.
Ellis, W.A. (1986). The diagnosis of leptospirosis in farm animals, In: Ellis W.A., Little
T.W.A. (Eds.) Present state of leptospirosis diagnosis and control. Martinus Nijhoff Publishers,
pp.13-31.
Ellis, W. A. (2015). Animal leptospirosis. In Leptospira and Leptospirosis (pp. 99-137).
Springer Berlin Heidelberg.
Evangelista, K., & Coburn, J., (2010), Leptospiras an emerging pathogen: a review of its
biology pathogenesis and host immune respones. Future Medicine. 5 (9).USA.1413-1425 p.
Diccionario de la Real Academia, (2016). Definición de Interfaz.
Flores, R., (2010). La situación actual de las zoonosis más frecuentes en el mundo.
Simposio Gaceta Médica de México. México D.F. 423-429p.
Ganoza, C., Matthias, M., Collins-Richards, D., Brouwer, K., Cunningham, C., Segura, E.,
Gilman, R., Gotuzzo, E. y Vinetz, J.,(2006), Determining Risk for Severe Leptospirosis by
Molecular Analysis of Environmental Surface Waters for Pathogenic Leptospira: 3 (8), PLOS
Medicine.
111
Gamarra, R., (2008). Leptospirosis. Sistema de Revisiones en Investigación Veterinaria de
San Marcos (SIRIVS). Facultad de Medicina Veterinaria. Perú.
Greger, M., (2007), The Human/Animal Interface: Emergence and Resurgence of Zoonotic
Infectious Diseases: Cornell University.
Haake, D. A., & Levett, P. N. (2015). Leptospirosis in humans. In Leptospira and
Leptospirosis (pp. 65-97). Springer Berlin Heidelberg.
Hernández-Rodriguez, P., Díaz, C., Dalmau, E., Quintero, G., (2011), A comparison
between polymerase chain reaction (PCR) and traditional techniques for the diagnosis of
leptospirosis in bovines: 84, Journal of Microbiological Methods, Science Direct.
Instituto de Hidrología, Meteorología y Estudios Ambientales, (2016), Pronostico del clima
2014-2015, Colombia.
Instituto Nacional de Salud, (2016). Boletín epidemiológico.
Jorge, S., Hartleben, C. P., Seixas, F. K., Coimbra, M. A., Stark, C. B., Larrondo, A. G. y
Brod, C. S. (2012). Leptospira borgpetersenii from free-living white-eared opossum (Didelphis
albiventris): First isolation in Brazil. Acta tropica, 124(2), 147-151.
Kurilung, A., Chanchaithong, P., Lugsomya, K., Niyomtham, W., Wuthiekanun, V., &
Prapasarakul, N. (2017). Molecular detection and isolation of pathogenic Leptospira from
asymptomatic humans, domestic animals and water sources in Nan province, a rural area of
Thailand. Research in Veterinary Science, 115, 146-154.
Laiceca, V. y García., J. G., (2006). Correlación de las alteraciones producidas por la
leptospirosis a nivel hepato-renal con variables productivas y reproductivas en bovinos de la
112
Sabana de Bogotá: Trabajo de grado para optar el título de Médico Veterinario. Universidad de La
Salle. Bogotá (Colombia).
León, A., Pronost, S., Tapprest, J., Foucher, N., Blanchard, B., André-Fontaine, G.,
Laugier, C., Fortie, G. y Leclercq, R. (2006) Identification of Pathogenic Leptospira Strains in
Tissues of a Premature Foal by Use of Polymerase Chain Reaction Analysis. J VET Diagn Invest
2006 18: 218
Levett, P., (2001). Leptospirosis: Clinical Microbiology Reviews: 14 (2). American
Society for Microbiology.
Lloyd - Smith, L., Dylan, G., Pepin, K., Pitzer, V., Pulliam, J., Dobson, A., Hudson, P., y
Grenfell, B., (2009). Epidemic Dynamics at the Human-Animal Interface: 326. Sciencemag.
Medrano, C., Díaz, C. y Dalmau, E., (2011), Diagnóstico de leptospirosis canina por medio
de las técnicas DOT – ELISA Y MAT en perros con enfermedad renal en la ciudad de Bogotá: 21,
Revista de La Universidad de La Salle, Bogotá (Colombia).
Mwachui, M. A., Crump, L., Hartskeerl, R., Zinsstag, J., & Hattendorf, J. (2015).
Environmental and behavioural determinants of leptospirosis transmission: a systematic
review. PLoS Negl Trop Dis, 9(9)
Organización Internacional de Sanidad Animal (OIE), (2008). Leptospirosis: Código
Sanitario para Animales Terrestres.
Organización Panamericana de Salud (OPS), (2011), Módulo de Principios de
Epidemiología para el Control de Enfermedades (MOPECE). 2. Salud y Enfermedad en la
Población.
Phillips, C. (2002). Cattle behaviour and welfare. John Wiley & Sons.
113
Pulido-Villamarín, A., Carreño-Beltrán, G., Mercado-Reyes, M., & Ramírez-Bulla, P.
(2014). Situación epidemiológica de la leptospirosis humana en Centroamérica, Suramérica y el
Caribe. Universitas Scientiarum, 19(3), 247-264.
Saad. C., Moron. L., (2006), Leptospirosis humana; hallazgos clínicos e histopatológicos
en un caso y revisión de la literatura, Revista colombiana de enfermería. 1(1)
Sanches, V., (2009)., Área de vida de Didelphis albiventris (Marsuplia, Didelphidae) em
uma ilha do rio Paraná, Brasil: Anais do III Congresso Latino Americano de Ecologia, Sao
Lourenco. Minais Gerais, Brasil.
Stanchi, N., Martino, P., Gentilini, E., Reinosos, E. &Echeverria, M., (2007),
Microbiologia Veterinaria: 45; Leptospiras. Inter-Medica. Argentina.320-325 p.
Tavares de Freitas, P. T., Keuroghlian, A., Eaton, D. P., de Freitas, E. B., Figueiredo, A.,
Nakazato, L., ... & Lima, J. V. B. (2010). Prevalence of Leptospira interrogans antibodies in free-
ranging Tayassu pecari of the Southern Pantanal, Brazil, an ecosystem where wildlife and cattle
interact. Tropical animal health and production, 42(8), 1695-1703.
Thrusfield, M., (1990), Epidemiología Veterinaria. Ed. Acribia S.A. Zaragoza (España).
59-79 p.
Valencia, N., y Silva, O., (2007). Prevalencia de Leptospira spp. en Equinos de la Sabana
de Bogotá: Trabajo de grado para optar el título de Médico Veterinario. Universidad de La Salle.
Bogotá (Colombia).
114
Vijayachari, P., Sagunan, A. & Shriram, N., (2008), Leptospirosis: an emerging global
public health problem, Journal of Bioscience: Indian Academy of Sciences 33 (4). India. 557-569
p.
Wildscreen Arkive, (2016). Brown rat. Recuperado de: http://www.arkive.org/brown-
rat/rattus-norvegicus
Yalin, W., Lingbing, Z., Hongliang, Y., Jianmin, X., Xiaokui, G., Utpal, P. y Jinhong, Q.,
(2011), High Prevalence of Pathogenic Leptospira in wild and domesticated animals in an endemic
area of China: Asian Pacific Journal of Tropical Medicine. Elseiver. 841-845 p.
Yusti D, Arboleda M, Agudelo-Flórez P., (2013), Factores de riesgo sociales y ambientales
relacionados con casos de leptospirosis de manejo ambulatorio y hospitalario, Turbo-Colombia.
Biomédica; 33(Supl.1).
115
Anexos
Anexo 1. Dosificación anestésica animales silvestres
Especie Agente Dosis (mg/Kg) IM
Zarigüeya, fara Ketamina 15-25 (Fowler, 1978)
Xilacina 1 (Fowler, 1978)
Comadreja Ketamina 10-25 (Carpenter, 2006)
Xilacina 1-2 (Carpenter, 2006)
Rata Dómestica Ketamina 75-95 (Carpenter, 2006)
Xilacina 5 (Carpenter, 2006)
Ratón Silvestre Ketamina 75-95 (Carpenter, 2006)
Xilacina 5 (Carpenter, 2006)
Conejo Ketamina 40 (Carpenter, 2006)
Acepromacina 0,5-1 (Carpenter, 2006)
Antídoto o agente reversivo de la Xilacine: Yohimbina, solución de 2 mg/ml (Yobine®).
116
Anexo 2. Historia clínica de animales domésticos
Número
del
paciente
en el estudio:____________________________________
I. DATOS GENERALES:
1. Registro del Animal:
2. Edad:_________________ Raza:____________Sexo:_______________
II. ANAMNESIS:
1. Inmunización contra Leptospira:
Si__________ No___________ Tipo____________ Fecha___________________
2. Utilización de Antibióticos (Dos meses de antelación) Si_______ No_____
III. VALORACIÓN MÉDICA VETERINARIA
1. Temperatura: _______________
2. F.C: _______________________
3. F.R:_______________________
4. Palpación Ganglios Linfáticos: Normal:____________ Alterado:______________
Preescapulares
Prefemorales
Supramamarios
5. Mucosa Nasal: Normal______________ Alterado:__________________
Observación:___________________________________
UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS
AGROPECUARIAS
MAESTRIA EN CIENCIAS
VETERINARIAS
117
Traquea: Normal___________________Alterado:__________________
Observación:___________________________________
Cavidad Torácica: Normal______________ Alterado:________________
Palpación:_____________
Percusión:_____________
Auscultación:___________
6. Sistema Genito-Urinario
1. Micciones: Normal:______________Alterado___________
Hematuria:__________
Oliguria:____________
Otro:____________________
2. Orina:
Olor: Normal_______________ Alterado:______________________
Observación:______________________________________________
Color: Normal:________________Alterado:_____________________
Observación:______________________________________________
Aspecto: Normal:_______________Alterado:____________________
Observación:______________________________________________
pH:__________
3. Mucosa Genital: Normal:_________Alterado:_________________
Congestión _________
Petequias ___________
Vulvovaginitis _________
Descarga Vaginal: Si____ No_______
Tipo:
Mucoide _______
Purulenta _______
118
Mucopurulenta_____
Sanguinolenta_______
4. Historia de Abortos durante el último año
Abortos: Si_______ No_________
Cuantos? ____________________
Edad del Aborto (s)____________
Repetición de calores: Si_______ No_____
Cuantos?___________________________
Calores Irregulares: Si_________ No_____
Días de Intervalo _____________________
5. Glándula Mamaria:
Mastitis:
Prueba Positiva_____ Prueba Negativa______
Diagnóstico Clínico Presuntivo a Leptospirosis Si______ No_______
119
Anexo 3. Consentimiento informado para la toma de muestras de sangre en humanos
UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS
AGROPECUARIAS
MAESTRIA EN CIENCIAS
VETERINARIAS
Fecha: ____________________________
CONSENTIMIENTO INFORMADO
Por este medio hago constar que participo voluntariamente en la investigación “Establecimiento
de los factores asociados a la presentación de leptospirosis y sus posibles efectos en la salud
humana dentro de una explotación lechera de la calera, cundinamarca”, conociendo que:
• Conozco y se me informo que la participación en este estudio es voluntaria y no implica riesgo
alguno para mi salud ni la de mis familiares.
• Mi participación puede resultar beneficiosa para mi persona o mis familiares, así como aportar
nuevos conocimientos útiles a otros individuos.
Tengo además, el derecho a:
• Recibir información y explicación previas de los procederes incluidos en el estudio y decidir si
los acepto o no.
• Conocer los resultados que se obtengan en lo relativo a mi persona.
• Que sea respetada mi integridad física y moral, y se mantenga la máxima discreción en todo
momento.
• Retirarme en cualquier momento del estudio si tal es mi deseo.
Nombre: _____________________________________________________
Identificación: ________________________________________________
Firma: _______________________________________________________
120
Anexo 4. Cuestionario para determinar factores asociados a la presentación de leptospirosis
Para encontrar relación entre los factores a los que está sometido el humano y los serovares encontrados se aplicó
el siguiente cuestionario:
1. ¿Ha tenido contacto con algún animal de la finca?
La respuesta fue positiva en dos personas
2. Generalmente, ¿Tiene contacto con algún animal doméstico?
La respuesta fue positiva en las cuatro personas.
3. ¿Alguno de los animales domésticos ha presentado aborto?
La respuesta fue positiva en 2 personas de la finca.
4. ¿Ha tenido contacto con alguna rata o ratón?
La respuesta fue positiva en tres personas
5. ¿Existe alguna época del año en la que observe con mayor frecuencia ratas o ratones?
Dos (2) personas respondieron si y contestaron que en invierno.
6. ¿Se procesan las basuras dentro de la finca?
Las cuatro (4) personas contestaron que si, se entierran.
7. ¿La finca presenta sistema de drenaje?
Dos (2) respondieron si y contestaron que se lleva a pozos.
121
8. ¿El agua presenta algún tratamiento de purificación?
La respuesta de las cuatro (4) personas fue, no.
9. ¿El agua que consumen los animales domésticos y humanos proviene de la reserva natural?
Las cuatro (4) personas contestaron, si, aclarando que proviene de una quebrada que se llama “aguas claras” y
recorre la finca
10. ¿Ha presentado fiebre con dolor de cabeza los últimos meses?
Dos (2) personas respondieron que si.
11. ¿Dentro de sus actividades laborales, hay alguna que implique con el agua más de cinco (5) minutos?
Tres (3) personas respondieron afirmativamente.
12. ¿Alguna vez se ha bañado en el rio?
Dos (2) personas contestaron afirmativamente.
13. ¿Ha tenido algún contacto con animales abortados?
Una (1) persona respondió afirmativamente