en calidad de tutores del trabajo de...

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

TRABAJO DE TITULACIčN

PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:

M£DICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

TEMA

ñEVALUACIčN DE LA APLICACIčN DE PROBIčTICO Saccharomyces

boulardii EN CERDAS EN FASE REPRODUCTIVAò

AUTOR

GABRIEL ANDR£S REYNA CEDE¤O

TUTOR ACADÉMICO

Dr. H£CTOR FREDIZMAN RIVAS QUINTO

Guayaquil

2014

CERTIFICACIčN DE TUTORES

En calidad de tutores del trabajo de titulación:

CERTIFICAMOS

Que hemos analizado el trabajo de Titulación como requisito previo para

optar por el Título de Tercer Nivel de Médico Veterinario Zootecnista.

El trabajo de titulación se refiere a:



Presentado por:

Gabriel Andr®s Reyna Cede¶o C®dula # 1724129968

TUTORES

_ _ _ _ _ _ __ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ Dr. Héctor Fredizman Rivas Quinto Blgo. Cristóbal Antonio Freire Lascano

TUTOR ACAD£MICO TUTOR METODOLčGICO

_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _

Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD.

TUTOR DE ESTADĉSTICA

Guayaquil

2014

La responsabilidad por las ideas,

investigaciones, resultados y conclusiones

sustentadas en éste trabajo de titulación

corresponden exclusivamente al autor.

GABRIEL ANDRÉS REYNA CEDEÑO

Dr. Roberto Cassís Martínez, PhD.

RECTOR.

Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD.

DECANA

Abgdo. Evert Vidal Arteaga Ramírez

SECRETARIO

Dr. Héctor Fredizman Rívas Quinto

TUTOR ACADÉMICO



GABRIEL ANDR£S REYNA CEDE¤O

TRABAJO DE TITULACIÓN

PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA.

Los miembros del Tribunal de Sustentación designados por la Comisión

Interna de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, damos por

Aprobada la presente investigación con la Nota de _ _ _ _ _ _ _ _ _ ( _ _ _ ),

Equivalente a _ _ _ _ _ _ _ _ _.

Dr. Santiago Rangel Bajaña, Mg. Sc. PRESIDENTE

Dra. Lucila Silva Morán Blgo. Cristóbal Antonio Freire Lascano

EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR PRINCIPAL

Dr. Agustín Cabrera Rodríguez EXAMINADOR SUPLENTE

i

DEDICATORIA

Dedico el presente trabajo investigativo a mis Padres Ricardo Reyna y

Gladys Cedeño y mis hermanas Ana y Cristina, quienes son parte

fundamental en mi vida personal y académica; con sus críticas y consejos he

podido llegar hasta donde estoy ahora.

A mi tata Cristina Ayong G. (+) y mi tío Mario Cedeño A.(+), que mientras

estuvieron a mi lado desearon lo mejor para mí; aunque se me adelantaron

un poco, este es un triunfo que se los dedico con todo el amor del mundo.

Sé que desde arriba lo están disfrutando conmigo.

A mi tío Carlos Cedeño y familia, que gracias a su apoyo incondicional pude

desarrollarme en mi vida universitaria les agradezco mucho.

Dios los colme de bendiciones.

Los quiero.

ii

AGRADECIMIENTO

Mi agradecimiento eterno a Dios que hizo de mí la persona que soy ahora

junto con mis padres, siempre dándome la sabiduría necesaria para dar

cada paso en mi vida.

Mi familia que siempre ha estado conmigo disfrutando de cada triunfo, con

su apoyo he logrado mucho (Padres, hermanas, tíos, primos y primas).

Agradezco a mi Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, sus docentes

y demás personal; quienes fueron mi guía durante mi vida universitaria.

A la Corporación Fernández y su equipo de colaboradores que me abrió sus

puertas en la granja “Buenos Aires”, donde realicé la presente investigación,

han sido una buena escuela y personas, muy gratas.

A la empresa James Brown Pharma y su equipo de profesionales, con los

cuales tenemos una amistad de años, muchas gracias por la oportunidad

brindada.

iii

PENSAMIENTO

Solo la honorabilidad de servir y ayudar nos hará libres de espíritu.

Gabriel Reyna Cedeño

iv

ĉNDICE

DEDICATORIA ................................................................................................ i

AGRADECIMIENTO ....................................................................................... ii

PENSAMIENTO ............................................................................................. iii

ÍNDICE ........................................................................................................... iv

ÍNDICE DE CUADROS ................................................................................ viii

ÍNDICE DE TABLAS ....................................................................................... x

ÍNDICE DE FIGURAS .................................................................................... xi

ÍNDICE DE ANEXOS .................................................................................... xii

INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1

1.1. OBJETIVOS ....................................................................................... 2

II. MARCO TEÓRICO ..................................................................................... 4

2.1 PROBIÓTICOS ...................................................................................... 5

2.1.2 Definición ......................................................................................... 5

2.2 MECANISMO DE ACCIÓN DE LOS PROBIÓTICOS ............................ 6

2.3 RESPUESTAS DE LOS ANIMALES A LOS INÓCULOS

MICROBIANOS.. ......................................................................................... 8

2.4 MICROORGANISMOS UTILIZADOS COMO INÓCULOS

MICROBIANOS ......................................................................................... 10

2.5 LEVADURAS ....................................................................................... 11

2.5.1 Modo de acción de las levaduras en los monogástricos ............... 11

2.5.2 Efectos benéficos de las levaduras en los animales ..................... 11

2.5.3 Impacto de las levaduras en la alimentación de lechones ............. 13

2.6 SACCHAROMYCES ........................................................................... 15

2.6.1 Clasificación taxonómica ............................................................... 16

2.6.2 Saccharomyces boulardii ........................................................... 17

v

2.6.3 PRODUCTO COMERCIAL QUE CONTIENE Saccharomyces

boulardii ................................................................................................ 17

2.6.4 Saccharomyces cerevisiae y s. boulardii: una variedad de

levadura única. ....................................................................................... 19

2.7 CERDA GESTANTE ............................................................................ 20

2.7.1 Generalidades ............................................................................... 20

2.7.2 MANEJO POST CUBRICIÓN DE LA CERDA ............................... 20

Cuidados inmediatos post cubrición ....................................................... 21

Evitar las situaciones de estrés .............................................................. 22

Alimentación ........................................................................................... 22

2.7.3 ALIMENTACIÓN DE LA CERDA SEGÚN SUS NECESIDADES

INDIVIDUALES ...................................................................................... 23

Alimentación de la Cerdas jóvenes ........................................................ 24

III. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................... 27

3.1. CARACTERÍSTICAS DEL ÁREA DE ESTUDIO................................. 27

3.2. MATERIALES. .................................................................................... 27

3.2.1. Sustancias. ................................................................................... 27

3.2.2. Materiales de campo .................................................................... 27

3.2.3. Semovientes ................................................................................. 28

3.2.4. Materiales de Oficina. ................................................................... 28

3.3. METODOLOGÍA DE TRABAJO.......................................................... 28

3.3.1. Condición corporal de la cerda. .................................................... 28

3.3.2. Periodo de descanso en las cerdas destetadas hasta la nueva

gestación con el porcentaje de fertilidad. ............................................... 29

3.3.3. Número y peso de los lechones al nacimiento. ............................ 29

3.3.4. Número y peso de lechones destetados. ..................................... 29

3.3.5. Índice de diarreas. ........................................................................ 30

vi

3.3.6. De la genética .............................................................................. 30

3.3.7. Del probiótico ............................................................................... 30

3.4. Análisis Estadístico. ............................................................................ 31

3.4.1. Unidades experimentales ............................................................. 31

3.4.2. Factores de Estudio. ..................................................................... 31

3.4.3. Tratamientos ................................................................................ 31

3.4.4. Población y Muestra. .................................................................... 31

3.4.5. Datos a Evaluar. ........................................................................... 32

3.4.6. Diseño Estadístico. ....................................................................... 32

IV. RESULTADOS EXPERIMENTALES Y DISCUSIÓN ............................... 34

4.1. Peso inicial de las cerdas ................................................................... 34

4.2. Peso de cerdas al parto ...................................................................... 35

4.3. Peso de cerdas al destete .................................................................. 37

4.4. Medición de grasa dorsal de las cerdas antes del parto ..................... 41

4.5. Medición de grasa dorsal de las cerdas al destete (mm) .................... 43

4.6. Periodo de descaso o días abiertos en las cerdas ............................. 44

4.7. Porcentaje de fertilidad en las cerdas ................................................. 45

4.8. Número de lechones al nacimiento..................................................... 46

4.9. Peso de lechones al nacimiento ......................................................... 47

4.10. Número de lechones al destete ........................................................ 48

4.11. Peso de lechones al destete ............................................................. 49

4.12. Porcentaje de mortalidad en los lechones ........................................ 51

4.13. Índice de diarreas en los lechones hasta el destete ......................... 53

V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES............................................ 57

5.1. CONCLUSIONES ............................................................................... 57

5.2. RECOMENDACIONES ....................................................................... 58

vii

VI. RESUMEN ............................................................................................... 59

VI. SUMMARY .............................................................................................. 60

VII. BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................... 61

VIII. ANEXOS ................................................................................................ 69

viii

ĉNDICE DE CUADROS

CUADRO #

TĉTULO PĆGINA

2.1 Tiempos en los cuales los aditivos bacterianos pueden

ser más efectivos.

9

4.1 ANDEVA para la variable Peso inicial de cerdas en kg. 34

4.2 Tukey al 5% para las medias de peso inicial de cerdas

según los partos.

35

4.3 ANDEVA para peso de cerdas en kg. al parto. 36

4.4 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al parto

según el número de partos.

36

4.5 ANDEVA para peso de cerdas en kg. al destete. 38

4.6 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al

destete según el número de partos.

38

4.7 Tukey al 5% para la interacción Grupos * Partos en el

peso al destete de cerdas en kg.

39

4.8 ANDEVA para medición de grasa dorsal de las cerdas

antes del parto en mm.

41

4.9 Tukey al 5% para los promedios de medición de grasa

dorsal de las cerdas antes del parto en mm. según el

número de partos.

41

4.10 ANDEVA para medición de grasa dorsal de las cerdas al

destete en mm.

43

4.11 Tukey al 5% para los promedios de la medición de grasa

dorsal de las cerdas al destete en mm. según el número

de partos.

43

4.12 ANDEVA para periodo de descaso o días abiertos en las

cerdas.

45

4.13 Análisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas

destetadas y posterior sometidas a inseminación del

Grupo Control.

45

ix

4.14 Análisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas

destetadas y posterior sometidas a inseminación del

Grupo Experimental.

46

4.15 ANDEVA para número de lechones al nacimiento. 46

4.16 ANDEVA para peso de lechones en kg. al nacimiento. 47

4.17 ANDEVA para número de lechones al destete. 48

4.18 Tukey al 5% para las medias de número de lechones al


48

4.19 ANDEVA para peso de lechones en kg. al destete. 50

4.20 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en kg.

al destete según el número de partos.

50

4.21 Porcentaje de mortalidad dentro del grupo. 51

4.22 Tabla de contingencia para el % de mortalidad de

lechones por camadas.

52

4.23 Porcentaje de lechones con diarrea dentro del grupo. 54

4.24 Tabla de contingencia para lechones con diarrea hasta el

destete.

55

x

ĉNDICE DE TABLAS

TABLA # TĉTULO PĆGINA

2.1

Condiciones sugerida para cerda primeriza.

24

2.2 Valoración de GD (mm) datos por empresas genética. 25

2.3 Registro de pesos por parto datos aportados por

empresa genética (kg).

25

2.4 Registro de datos de GD. 25

2.5 Evolución del peso por parto (kg). 26

xi

ĉNDICE DE FIGURAS

FIGURA # TĉTULO PĆGINA 2.1 Cuidados inmediatos post cubrición. 21

2.2 Medidas de las condición corporal de las cerdas

(Body Condition Score).

24

4.1 Tukey al 5% para las medias de peso inicial en kg. de

cerdas según el número de parto.

35


parto según el número de partos.

37



39

4.4 Tukey al 5% para la interacción Grupos * Partos en el

peso al destete de cerdas en kg.

40

4.5 Tukey al 5% para los promedios de medición de

grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm.

según el número de partos.

42

4.6 Tukey al 5% para los promedios de medición de

grasa dorsal de las cerdas al destete en mm. según

el número de partos.

44

4.7 Tukey al 5% para las medias de número de lechones

al destete según el número de partos.

49

4.8 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en

kg. al destete según el número de partos.

50

4.9 Mortalidad de lechones por camada. 53

4.10 Número de lechones con diarrea por camada. 56

xii

ĉNDICE DE ANEXOS

ANEXO #

TĉTULO PĆGINA

3.1 Recopilación de datos del Grupo Experimental. 69

3.2 Recopilación de datos del Grupo Control. 73

4.1 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos en kg. 77

4.2 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos x Partos

en kg.

77

4.3 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos en kg. 77

4.4 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos x Partos

en kg.

77

4.5 Medias del peso al destete de cerdas para Grupos en kg. 78

4.6 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas

antes del parto en mm. para Grupos.

78

4.7 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas

antes del parto en mm. para Grupos x Partos.

78

4.8 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas al

destete en mm. para Grupos.

78

4.9 Promedios de medición de grasa dorsal de las cerdas al

destete en mm. para Grupos x Partos.

79

4.10 Medias para periodo de descaso o días abiertos en las

cerdas para Grupos.

79


cerdas para Partos.

79


cerdas para Grupos x Partos.

80

4.13 Medias del número de lechones al nacimiento para

Grupos.

80


Partos.

80


Grupos x Partos.

80

xiii

4.16 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para

Grupos.

81

4.17 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para

Grupos.

81

4.18 Medias del peso de lechones al nacimiento para Grupos. 81

4.19 Medias del número de lechones al destete para Grupos. 81

4.20 Medias del número de lechones al destete para Grupos x

Partos.

82

4.21 Medias del peso de lechones en kg. al destete para

Grupos.

82

4.22 Medias del peso de lechones en kg. al destete para

Grupos x Partos.

82

8.1 Fotos tomadas durante el experimento. 83

INTRODUCCIčN

En el medio en que vivimos, es normal hablar de bacterias ya que estas hacen

parte de nuestra vida diaria, el problema radica cuando estas no son benéficas

y ponen en riesgo la salud animal y humana.

En la producción de cerdos existen diversos problemas de índole sanitaria y

nutricional dando como resultado el bajo rendimiento en las explotaciones.

Por tal motivo es indispensable buscar alternativas que permitan mejorar el

estado sanitario y nutricional de los animales.

El uso indiscriminado de antibióticos como promotores de crecimiento en el

alimento de los animales, ha dado como resultado la resistencia de los

patógenos a muchas de las enfermedades que se pueden presentar en los

animales a varios antimicrobianos, por esta razón “en 1998 la Unión Europea

decidió prohibir la utilización de algunos antibióticos en la alimentación animal

como promotores de crecimiento, creando la necesidad de buscar alternativas

para sustituir estos productos”. (Gutierrez, 2003)

“Una alternativa es la utilización de Probióticos o inóculos bacterianos ó

microorganismos de aplicación directa (MAD), enzimas exógenas y

prebióticos, en la alimentación animal” (Mitsuoka, 1997); (Escalante, 2001).

“Los inóculos microbianos son suplementos alimenticios microbianos que

afectan benéficamente al hospedante, promoviendo un balance microbiano

adecuado”. (Fuller, 1989).

Esta investigación aporta con una nueva tendencia para mejorar las

condiciones sanitarias y de producción de las unidades productivas porcinas,

cambiando la flora microbiana patógena en el tracto gastrointestinal de los

animales en gestación y de forma conjunta para mejorar el estado inmune de

las crías al nacimiento hasta el destete.

2

Esta investigación fue desarrollada en la empresa CORPORACION AVÍCOLA

FERNÁNDEZ S.A. en el área de porcinos, ubicada en el sector de Buenos

Aires km 86 Guayaquil-Salinas, a 4 km vía a Sacachún, provincia de Santa

Elena, República del Ecuador, en el que se plantearon los siguientes

objetivos:

1.1. OBJETIVOS

1.1.1. OBJETIVO GENERAL.

Evaluar los resultados de la aplicación del probiótico Saccharomyces

boulardii en cerdas gestantes, lactantes hasta el destete (21 días) y

sus efectos sobre los lechones lactantes.

1.1.2. OBJETIVOS ESPECĉFICOS.

1.1.2.1. Determinar porcentaje de fertilidad y condición corporal de

cerdas durante el proceso reproductivo (gestación, parto,

destete, y periodo de descanso).

1.1.2.2. Comparar peso y número de lechones de la camada al

nacimiento y al destete entre el grupo experimental y el

grupo control.

1.1.2.3. Establecer el porcentaje de mortalidad en lechones de

ambos grupos.

1.1.2.4. Evaluar el índice de diarreas en los lechones hasta el

destete de ambos grupos.

3

1.2. HIPčTESIS.

1.2.1. Hi: La aplicación del probiótico Saccharomyces boulardii influye

positivamente en las cerdas en fase reproductiva y sus

lechones.

1.2.2. Ho: La aplicación del probiótico Saccharomyces boulardii no

influye positivamente en las cerdas en fase reproductiva y sus

lechones.

1.3. VARIABLES.

Variable Independiente:

Probiótico

Variable Dependiente:

Condición corporal de la cerda a los 21 días de gestación, al finalizar la

gestación y al destete.

Periodo de descanso en las cerdas desde el destete hasta la nueva

gestación con porcentaje de fertilidad.

Mortalidad en lechones hasta el destete.

Número y peso de los lechones al nacimiento.

Número y peso de lechones al destete.

Índice de diarreas en lechones hasta el destete.

4

II. MARCO TEčRICO

Para la presente investigación se buscó información en el ámbito nacional con

datos relacionados a la especie de levadura utilizada como probiótico en las

cerdas; no se encontraron datos publicados, tampoco a nivel de

Latinoamérica; se encontró información referente a otros parámetros

evaluados (consumo de alimento de la cerda en lactancia, vitalidad del lechón

al nacimiento) en Europa, específicamente en Francia por la empresa

Lallemand.

Hay que hacer referencia a la taxonomía del Saccharomyces boulardii a lo

citado por Malgoire “Está emparentada, pero es distinta del Saccharomyces

cerevisiae en muchas de sus características taxonómicas, metabólicas y

genéticas”. (Malgoire, 2005). Esta aclaración es fundamental porque existen

trabajos documentados y publicados en cerdas gestantes con estudio de

diferentes parámetros pero con las suministración de Saccharomyces

cerevisiae.

En una investigación desarrollada en Perú por la Universidad Nacional Mayor

de San Marcos donde se adicionó a la dieta de las cerdas gestantes de la

línea PIC los siguientes probióticos Saccharomyces cerevisiae 12 x 109

CFU/g, Bacillus subtilis 15 x 1010 CFU/g y Bacillus coagulans 15 x

1010CFU/g, donde se observó que el peso nacimiento en el Grupo

Experimental fue de 1,49 kg. y 11,52 lechones por camada; para el Testigo

1,37 kg. por lechón y 11,96 lechones en promedio por camada, esto tiene

significancia estadística en ambos casos. En el peso de las cerdas antes del

parto con los probióticos tuvieron 292 kg. y al destete 255,40 kg. dando una

pérdida de peso de 36,6 kg. El testigo tuvo al inicio 292,40 kg. y al destete

264,28 kg. teniendo una pérdida de 28,12 kg. (Lázaro C. , 2005)

El peso observado en los lechones al destete en el grupo Experimental fue de

5,14 kg. con 11 lechones promedio por camada y en el Testigo 5,40 kg. con

10,80 lechones promedio por camada, sin que genere diferencia estadísticas.

5

El porcentaje de diarreas al utilizar el probiótico fue de 1,09% mientras que en

el testigo fue de 5,93% lo que nos da una diferencia de 4,84% menos casos

de diarreas utilizando el probiótico. (Lázaro C. , 2005)

2.1 PROBIčTICOS

2.1.2 Definici·n

El complejo de flora microbiana en el tubo digestivo provee una resistencia

efectiva hacia las enfermedades. Sin embargo, la composición de esta flora

protectora es alterada por la dieta y las influencias medioambientales,

haciendo a los animales hospedantes susceptibles a enfermedades o

reduciendo su eficiencia para la utilización de los alimentos (Fuller, 1989).

El término probiótico fue utilizado por primera vez por (Lilly & Stilwell, 1965)

para describir sustancias producidas por un microorganismo que estimula el

crecimiento de otro. (Fuller, 1989) Los definió como “suplementos alimenticios

microbianos que afectan benéficamente al hospedante, promoviendo un

balance microbiano adecuado”.

Un grupo europeo propuso que los probióticos deben incluir otros mecanismos

diferentes a los efectos mediados por la flora intestinal, estableciendo la

siguiente definición: “Los probióticos son microorganismos vivos utilizados

como ingredientes de alimentos que tienen un efecto benéfico sobre la salud

animal” (Escalante, 2001). Sin embargo, otra definición se refiere a los

probióticos como “preparaciones o componentes de células microbianas que

tienen un efecto benéfico sobre la salud y el bienestar de quien los consume”;

esto implica que los probióticos no necesariamente deben estar vivos, ni

tampoco ser células enteras, es decir, pueden ser células muertas o

componentes celulares. De acuerdo con esta propuesta, cualquier compuesto

químico que genere una serie de beneficios y que no necesariamente sean

de origen microbiano, podría considerarse como probiótico (Escalante, 2001),

de ahí que ahora en día el término probiótico ha dejado de ser utilizado y ha

sido remplazado por el de inóculos microbianos o microorganismos de

inoculación o aplicación directa (MAD). Independientemente de la definición,

6

los inóculos microbianos deben ser inocuos a la salud del animal para su uso

como aditivos de alimentos (Escalante, 2001).

Quizás la definición de probiótico que podemos considerar más completa y

adecuada es “una preparación de, o un producto conteniendo, unos

microorganismos definidos, viables y en suficiente cantidad para alterar la

microbiota de un compartimento del huésped y ejercer efectos beneficiosos

para la salud de este huésped” (Schrezenmeir, 2001).

De acuerdo con la Organización Mundial de la Salud (OMS o WHO), la

definición de probiótico es: "Microorganismos vivos que, cuando son

suministrados en cantidades adecuadas, promueven beneficios en la salud

del organismo hospedero." (Wikipedia, 2013).

2.2 MECANISMO DE ACCIčN DE LOS PROBIčTICOS

(Bioibérica, 2013) El intestino de los animales recién nacidos es relativamente

estéril y por lo tanto es deficiente en microorganismos que proporcionan

resistencia a la enfermedad. La intervención de un suplemento probiótico

establece la microflora intestinal.

Se ha observado que los probióticos actúan por los siguientes mecanismos:

Competici·n por los nutrientes: Dentro del intestino, los microorganismos beneficiosos así como los

patógenos utilizarán los mismos tipos de nutrientes. Así pues hay una

competición general por estos nutrientes para crecer y reproducirse. Por lo

tanto, cuanto más se inunde el intestino con microorganismos beneficiosos,

más competición se crea entre los microorganismos beneficiosos y los

patógenos.

Competici·n por los lugares de adherencia: El unirse a los lugares de adherencia a lo largo de la pared intestinal es un

factor importante para la colonización y muchos patógenos intestinales

7

confían en la adherencia a la pared intestinal para prevenir ser barridos hacia

afuera por los movimientos peristálticos a lo largo del tracto intestinal.

Est²mulo del sistema inmunol·gico: Estimulación de la producción de anticuerpos.

Actividad macrof§gica creciente: Aumento de los niveles de gamma interferón.

Efecto antimicrobiano directo: Esto se produce vía las bacteriocinas que se sabe son producidas por muchas

especies de bacterias del ácido láctico o también por la producción de ácidos

orgánicos que pueden tener un efecto directo o funcionar reduciendo el pH.

Mejora en la digesti·n: Los microorganismos probióticos actúan como un añadido a la microflora sana

produciendo enzimas que ayudan a la ruptura de las moléculas de

polisacáridos y por lo tanto utilizan mejor los nutrientes de los alimentos. La

microflora también produce vitaminas que proveen al anfitrión de una fuente

secundaria de las mismas.

BENEFICIOS PRODUCIDOS POR LOS PROBIčTICOS.

Los beneficios producidos por los inóculos microbianos incluyen los

siguientes:

• Control de enfermedades entéricas (Armuzzi, 2001) (Pothoulakis, 1993).

• Estimulación y modulación del sistema inmune (Bonomo, 1980) (Brassart,

1997) (Ciprandi, 1986) (Pestka, 2001) (Salminen, 1993) (Wagner R.D., 1997).

• Control de algunos tipos de cáncer (De Roos, 2000) (Matsuzaki, 1998) (Rao,

1999) (Wollowski, 2001).

• Exclusión competitiva de microorganismos patógenos (Fuller, 1975).

8

• Recuperación de la microflora después del tratamiento con antibióticos

(Mazza, 1994).

• Incremento en ganancia de peso (Apgar & Kornegaay, 1993), producción

láctea (Jaquette, 1988) (Were, 1988) y producción de carne (Fellner, 2001).

• Mejor conversión alimenticia (Chesson, 1994) (King, 1968).

Sin embargo, los resultados son muy variables e inconsistentes, lo cual

muestra que todavía es necesario investigar su potencial como promotores

del crecimiento, profilácticos y terapéuticos (Ewing & Cole, 1994).

Los antibióticos se utilizan frecuentemente para el control de ciertos agentes

patógenos causantes de diarreas; sin embargo, los microorganismos han

comenzado crear resistencia hacia una gran variedad de ellos, provocando

que la antibioterapia ya no sea eficaz. Además, el uso de antimicrobianos

como promotores de crecimiento ha acelerado el desarrollo de resistencia de

especies bacterianas patógenas importantes. Así, en 1998, la Unión Europea

decidió prohibir la utilización de cuatro antimicrobianos utilizados como

promotores de crecimiento: Tilosina, virginiamicina, espiramicina y

bacitracina. (Communities, 1998).

Por tanto, es necesario buscar alternativas para sustituir los antibióticos en el

mantenimiento de la salud y el mejoramiento productivo de las especies

pecuarias; como alternativa se encuentran los inóculos microbianos. Éstos se

han utilizado para disminuir la colonización de microorganismos patógenos en

el intestino, ayudando a reducir la utilización de antibióticos profilácticos como

aditivos en los alimentos para animales. (Mitsuoka, 1997) (Escalante, 2001).

2.3 RESPUESTAS DE LOS ANIMALES A LOS INčCULOS MICROBIANOS

La respuesta de los animales a los inóculos microbianos es muy variable y

está influenciada por varios factores: Tipo de cepas bacteriana; dosis del

inóculo microbiano; vía de administración del inóculo microbiano (directa, en

el agua, en el alimento); condiciones de manejo del inóculo microbiano y del

9

animal; composición de las dietas; estrategias de alimentación; interacciones

con medicamentos; edad y estado fisiológico del animal (Chesson, 1994).

En algunos momentos la aplicación de los inóculos microbianos puede ser

más efectiva:

Cuadro 2.1 Tiempos en los cuales los aditivos bacterianos pueden ser m§s efectivos.

Becerros

Como estímulo al pronto establecimiento de la

microflora benéfica; en el cambio a alimentación

en cubeta; antes y después de ser transportados;

al destete; después de la administración de

antibióticos.

Bovinos adultos

Para reestablecer la microflora bacteriana y el

apetito después de: Cetosis; tratamiento

antibiótico; timpanismo; dificultades en el parto.

Corderos

Como estímulo al pronto establecimiento de la

microflora benéfica; durante cambios en la leche;

si ocurren problemas digestivos; corte de cola y

castración; al destete.

Ovinos adultos


apetito después de: Enfermedad del parto

gemelar; dificultades en el parto; tratamiento

antibiótico.

Lechones

Para prevenir diarreas asociadas a condiciones de

estrés como recorte de colmillos, aplicación de

hierro, castración, destete y transporte; después

de tratamiento antibiótico.

Cerdos adultos


apetito después de: Tratamiento antibiótico; parto,

particularmente después de dificultades en éste;

transporte.

Fuente: (Ewing & Cole, 1994).

10

Los inóculos microbianos son más efectivos en animales jóvenes,

presumiblemente, porque el desarrollo del tubo digestivo es más sensible a la

estimulación microbiana y aún no hay una microflora bien establecida. En el

caso de los adultos que poseen una dieta balanceada y una estable microflora

gastrointestinal, es menos probable que el tubo digestivo sea colonizado por

microorganismos adicionales; además hay un menor efecto de los inóculos

microbianos en animales viejos que en jóvenes (Chesson, 1994) (Ewing &

Cole, 1994).

2.4 MICROORGANISMOS UTILIZADOS COMO INčCULOS MICROBIANOS

Varios microorganismos se han utilizado comercialmente como

microorganismos de aplicación directa (Ewing & Cole, 1994):

1. Lactobacillus. Utilizado comúnmente como inóculo microbiano debido a

que no es patógeno, además de ser habitante normal del tubo gastrointestinal

y proporcionarle efectos benéficos.

2. Bacillus subtilis. Microorganismo formador de esporas y, por tanto, más

estable que Lactobacillus y Streptococcus; su viabilidad debe ser su menor

problema. Este Bacillus puede reducir el número de Eschericia coli en las

heces, el tubo digestivo y en la sangre. Al no ser un habitante normal del tubo

digestivo y ser aerobio estricto, se cuestiona su utilidad como inóculo

microbiano.

3. Streptococcus. Los Streptococcus utilizados como inóculos microbianos

fueron originalmente clasificados dentro de la familia LACTOBACILLACEAE,

debido a su fisiología común con éstos. Sin embargo, son miembros de la

familia STREPTOCOCCACEAE y llamados Enterococcus; son Gram

positivos, anaerobios facultativos, no motiles, esféricos u ovoides y se

encuentran en pares o formando cadenas. Tienen requerimientos

nutricionales complejos y un metabolismo fermentativo (homo-fermentativo),

produciendo D-Lactato a partir de glucosa. Se localizan en la boca y en todo

el tubo digestivo. Son altamente tolerantes a temperatura, bilis, NaCl y pH

11

bajo. Su función sería mantener el balance de la microflora y, por esta razón,

son utilizados como inóculos microbianos. Sin embargo, se les ha prestado

menor atención a la dada a los Lactobacillus, probablemente porque algunas

especies de Streptococcus son patógenas.

4. Hongos y levaduras. Estos microorganismos se han utilizado en la

manipulación del tubo digestivo en rumiantes. Saccharomyces cerevisiae y

Aspergillus han recibido la mayor atención, aunque es importante el uso de

Saccharomyces boulardii en dietas para no rumiantes.

5. Además se han utilizado como inóculos microbianos los géneros

bacterianos Bacteroides, Bifidobacterium, Pediococcus y Leuconostoc.

2.5 LEVADURAS

Las levaduras son microorganismos eucariotas y sus propiedades son

completamente diferentes a las de las bacterias. Por ejemplo, las levaduras

son resistentes a los antibióticos, sulfamidas y otros agentes antibacteriales.

Esta resistencia es genéticamente natural y no es susceptible a ser modificada

o transmitida a otros microorganismos. El tamaño de las levaduras varia

alrededor de 5 x 10 µm y es también significativamente mayor al de la bacteria

(0.5 x 5 µm) (Auclair, 2001) citado por (Lázaro, 2005).

2.5.1 Modo de acci·n de las levaduras en los monog§stricos

Los beneficios de suplementar monogástricos con levaduras se relacionan

con la estimulación de las disacaridasas en las microvellosidades, el efecto

antiadhesivo sobre patógenos, la estimulación de inmunidad no específica, la

inhibición de la acción de las toxinas microbianas, y el efecto antagonista

frente a micro-organismos patógenos. (Castro, 2005).

2.5.2 Efectos ben®ficos de las levaduras en los animales

Las levaduras han sido usadas durante muchos años como una fuente de

proteína de alta calidad en las dietas para animales. Su alto contenido en

vitaminas, enzimas y otros importantes co-factores también las hacen

12

atractivas como una ayuda digestiva con efectos positivos en animales

rumiantes y monogástricos (Dawson, 1994). El caso de las levaduras es muy

interesante, pues durante décadas ha sido utilizado como agente preventivo

y terapéutico para la diarrea y otros problemas gastrointestinales en humanos.

Las levaduras son incorporadas a las dietas con el propósito de mejorar la

salud y sobre todo el desempeño de los animales y mejorar sus características

zootécnicas. La utilización de las levaduras beneficia al hospedero en varios

aspectos:

• Pueden actuar como probióticos o prebióticos (manano-oligosacáridos).

• Producción de minerales (por selección de cepas ricas en Se y Cr o por

enriquecimiento del medio de cultivo con estos minerales), de vitaminas

(hidrosolubles del complejo B) y de enzimas (fitasas).

• Promueven el crecimiento.

• Mejoran la eficiencia alimenticia.

• Mejoran la absorción de nutrientes mediante el control de la diferenciación y

proliferación de las células epiteliales del intestino.

• Eliminan y controlan microorganismos intestinales que producen

enfermedades subclínicas o clínicas.

• Estimulan la inmunidad no específica y específica en el intestino.

• Reducción del olor de las excretas.

Las levaduras, al contrario de otros microorganismos con potencial probiótico,

tienen una limitada capacidad para colonizar el tracto gastrointestinal del

animal que las recibe. Algunos autores han demostrado que S. cerevisiae

solamente es capaz de multiplicarse en el tracto digestivo de ratones

gnotobióticos (Ducluzeau & Bensaada, 1982). La levadura es drásticamente

eliminada del tracto digestivo de ratones normales por efecto antagonista de

la flora intestinal, pues su complejo ecosistema microbiano hace a la levadura

incapaz de competir. En ovejas que recibieron levaduras, el número de células

13

viables de estos microorganismos declinó 30 horas después de finalizado el

tratamiento (Fiems, 1993). En otros experimentos realizados con corderos,

entre 17 y 34% de las células de las levaduras permanecieron vivas durante

su tránsito a través del tracto digestivo (Durand-Chaucheyras, 1998). El grado

de recuperación de levaduras en las heces puede estar influido por el uso de

antibióticos, especialmente de neomicina, ampicilina o clindamicina (Boddy,

1991). Hasta 1994 no se había reportado que las levaduras indujeran

alteraciones morfológicas en la mucosa intestinal, ni tampoco que

influenciaran la deconjugación de los ácidos biliares o la emulsión y la

digestibilidad de las grasas (Buts, 1986) (El Hennawy, 1994).

Cuarón en 1999 estudió la suplementación con levaduras vivas para mejorar

el estado inmunológico de cerdos. El desempeño de los cerdos en finalización,

cuando son transportados de un lugar limpio (condiciones de laboratorio con

bajos niveles de patógenos) a un área sucia (condiciones de campo con altos

niveles de patógenos) se vio notablemente mejorado en animales tratados, en

comparación con las bajas respuestas obtenidas en animales control,

probablemente por el estrés digestivo inducido por la presencia de altas

cantidades de patógenos.

2.5.3 Impacto de las levaduras en la alimentaci·n de lechones

En la industria porcina, uno de los principales problemas es la alta mortalidad

causada por infecciones del sistema digestivo que tienen un impacto

económico. Los cerdos son particularmente susceptibles a la diarrea durante

tres periodos: la primera semana de vida, de la segunda a la tercera semana

y al destete. Se deduce que la media de lechones nacidos que no llegan al

destete está entre 15% y 20%. De éstos, 80% mueren como consecuencia de

diarreas (Mantecón & Ahumada, 2000). Pero quizás la época más crítica para

el lechón es el destete donde la incidencia de diarrea y muerte está entre 20%

y 47% (Backstrom, 1973). En los cerdos se ha demostrado que la inclusión de

levaduras en la dieta puede incrementar la ganancia de peso durante el

crecimiento y mejorar la eficiencia alimenticia sin incrementar el consumo de

alimento. Jurgens et. al. midieron el desempeño de cerdas y cerdos que

14

recibieron un suplemento de levadura en dietas de maíz y torta de soya;

evaluaron el desempeño de las cerdas desde el día 93 de gestación hasta el

día 21 de lactancia y la composición de la leche. El efecto sobre el crecimiento

del cerdo fue medido desde el nacimiento hasta los 28 días después del

destete. La levadura fue adicionada utilizando concentraciones de 0%, 0,1%,

ó 0,2% en la dieta de gestación, y de 0%, 0,15%, ó 0,3% en la dieta de

lactancia de la cerda, y para el lechón se utilizaron concentraciones de 0%,

0,2%, ó 0,4% en la dieta de preiniciador, una semana antes y una semana

después del destete, y 0,5%, 0,125% ó 0,25% durante las últimas 3 semanas

en precebo. La fuente de levaduras consistía en un concentrado de S.

cerevisiae (más de 15 x 109 células vivas·g-1). La leche de las cerdas

alimentadas con levaduras secas activas presentó altas cantidades de sólidos

totales, proteína cruda, y gamaglobulinas, comparada con la leche de las

cerdas alimentadas con la dieta control. Una alta concentración de

gamaglobulinas podría sugerir un incremento similar de inmunoglobulina A en

la leche (Ammann & Stiehm, 1966); (Klobasa & Butler, 1987). Durante la

lactancia no se afectó el consumo de alimento en las cerdas por el tratamiento,

ni hubo diferencias en el tamaño de camada, peso de la camada al nacimiento

y peso de la camada a los 21 días de edad. La suplementación de la levadura

seca activa a la cerda y a sus lechones produjo una mejora en la ganancia de

peso y eficiencia alimenticia, pero no afectó el consumo de alimento. Las

levaduras también incrementan la disponibilidad de energía metabólica entre

2% y 3% y mejoran el estatus de salud de los animales en general: observaron

que cuando se incluía S. cerevisiae en una concentración de 5 x 106, 5 x 107

ó 2,5 x 107 UFC·g-1 de alimento en la dieta de hembras gestantes disminuía

la pérdida de peso durante la lactancia en 5,3%, 11,4% y 18,9%,

respectivamente y en comparación con el grupo control (Roques, 1994) citado

por (Castro, 2005). En estos grupos, el crecimiento de los lechones durante la

lactancia se incrementó en 6,8%, 7,4% y 20,8%, respectivamente y

comparado con el grupo control. También se encontró una reducción en la

mortalidad, un incremento en el número de lechones nacidos vivos por

camada, una reducción en la mortalidad a los tres días y un incremento en

15

ganancia de peso a los 60 días fue también encontrado. La levadura

Saccharomyces cerevisiae Sc47 suplementada de manera permanente a

lechones, aumentó su resistencia al estrés y los protegió parcialmente contra

algunas de las enfermedades infectocontagiosas respiratorias y digestivas

más comunes (Cuarón I. M., 1998). En los cerdos se ha visto que el uso de

las levaduras como probiótico ha tenido un efecto positivo en diversos

aspectos del desarrollo del animal, participando en numerosas funciones

metabólicas:

• Fomentan el equilibrio natural de la flora intestinal en los cerdos y

proporcionan mejores procesos digestivos (Van Heugten, 2003); (Kornegay,

1995).

• Estimulan el sistema inmunológico de los cerdos mejorando su resistencia a

las enfermedades más comunes (O’Quinn, 2001).

• Reducen las diarreas o la severidad de éstas cuando han aparecido

(Bekaert, 1996). Todos estos factores permiten, mejorar la ganancia de peso

corporal, el consumo y la conversión alimenticia.

Además, se ha comprobado que los probióticos reducen el mal olor de las

excretas porcinas (Russell, 1998); (Chang & Cheng, 2003). En lechones

neonatos se recomienda la administración de levaduras a lechones débiles,

luego de la descolmillada y castración, cuando hay problemas

gastrointestinales y, especialmente, al destete (Jonsson & Conway, 1992).

2.6 SACCHAROMYCES

El género Saccharomyces incluye muchos tipos diferentes de levaduras y

forma parte del reino de los hongos. La incapacidad para utilizar nitratos y la

capacidad de fermentar varios carbohidratos son las características típicas de

los Saccharomyces. Sus colonias pueden crecer y madurar en 3 días y

muestran un color amarillo oscuro. Muchos miembros de este género se

consideran muy importantes en la producción de alimentos. Un ejemplo es el

Saccharomyces cerevisiae, que se usa en la producción de vino, pan y

cerveza. Otros miembros de este género son: S. bayanus, utilizado para la

16

producción de vino y S. boulardii, usado en medicina. Más recientemente, se

ha demostrado que el S. boulardii es una subespecie del S. cerevisiae.

Saccharomyces Kéfir es un hongo ASCOMYCETE producto de la asociación

de una bacteria Lactobacilus acidophylus y la levadura Sacharomyces,

que produce la fermentación láctica de la leche transformándola en ácido

láctico y en fermentación hidroalcohólica por lo que produce gas a

temperatura ambiente, ésta en muy pequeña cantidad; el aspecto externo

semeja a una coliflor, por dentro esta hueco y segrega una sustancia filante.

(Wikipedia, 2013).

2.6.1 Clasificaci·n taxon·mica

Saccharomyces

Clasificaci·n cient²fica

Reino: FUNGI

Filo: ASCOMYCOTA

Clase: HEMIASCOMYCETES

Orden: SACCHAROMYCETALES

Familia: SACCHAROMYCETACEAE

Género: Saccharomyces

Especies

Saccharomyces bayanus

Saccharomyces boullardii

Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces uvarum

Fuente: (Wikipedia, 2013)

17

2.6.2 Saccharomyces boulardii

S. boulardii es una cepa de levadura tropical aislada por primera vez de las

frutas del lichi y del mangostán en 1923 por el científico francés Henri Boulard.

Está emparentada, pero es distinta del Saccharomyces cerevisiae en

muchas de sus características taxonómicas, metabólicas y genéticas.

(Malgoire, 2005) citado por (Wikipedia, 2013)

S. boulardii ha probado ayudar a mantener y restaurar la flora intestinal

natural en el intestino grueso y delgado y se lo clasifica como probiótico.

Boulard aisló la levadura después de haber observado a nativos del sureste

de Asia, mascar la cáscara del lichi y del mangostán en su intento por controlar

los síntomas del cólera. S. boulardii ha mostrado ser no patógena, no

sistémica (se mantiene dentro del tracto gastrointestinal en vez de propagarse

a las demás zonas del organismo), y crece a una temperatura inusualmente

alta de 37 °C. (McFarland L., 1993) citado por (Wikipedia, 2013).

2.6.3 PRODUCTO COMERCIAL QUE CONTIENE Saccharomyces boulardii

LEVUCELL ® SB es una levadura viva natural y perfectamente documentada:

Saccharomyces cerevisiae boulardii (CNCM I-1079).

Esta cepa fue específicamente seleccionada a la vista de su extensa

documentación como probiótico para salud humana capaz de mantener una

flora intestinal sana y equilibrada.

Las investigaciones demuestran que LEVUCELL ® SB mejora tanto el tránsito

intestinal y las condiciones del parto de las cerdas, como la vitalidad de los

lechones. Además, reduce la diarrea neonatal y la mortalidad de los lechones.

(LALLEMAND, s.f.)

LEVUCELL® SB es una levadura viva: Saccharomyces cerevisiae boulardii

(CNCM I-1079).

18

Control de la microflora

LEVUCELL® SB ha sido seleccionado por sus efectos específicos.

Ampliamente utilizado y documentado por numerosos estudios de uso en

medicina humana, LEVUCELL® SB propicia un equilibrio intestinal óptimo que

repercute positivamente en el bienestar y el rendimiento de los animales.

Validado por numerosos ensayos científicos y pruebas en explotaciones

comerciales.

Opciones de uso

Se han desarrollado dos presentaciones para piensos para cubrir los

requerimientos prácticos de la alimentación de los monogástricos:

• LEVUCELL® SB 20: Fórmula concentrada para piensos en harina.

• LEVUCELL® SB 10ME TITAN: Fórmula microencapsulada para

piensos granulados.

Beneficios en Cerdas

• Mejora del tránsito intestinal durante el periparto

• Mejora de las condiciones del parto

• Mejora de la producción y la calidad de la leche y del calostro.

Beneficios en Lechones

• Mayor vitalidad al nacer

• Mayor crecimiento durante la lactación

• Menor tasa de mortalidad al nacer y durante la lactación

• Menor incidencia de diarreas neonatales.

19

Dosificaci·n de Levucell

2.6.4 Saccharomyces cerevisiae boulardii: una variedad de levadura ¼nica.

De entre las miles de cepas de Saccharomyces cerevisiae que existen, la

variedad boulardii posee unos mecanismos de acción y un metabolismo que

la aleja del resto de cepas de levadura. La cepa S. c. boulardii I-1079

(Levucell® SB) es la única cepa de esta variedad registrada en la Unión

Europea como aditivo para alimentación animal (cerdas y lechones). S. c.

boulardii regula la microflora bacteriana y favorece la flora positiva (bacterias

lácticas, bacterias celulolíticas), reduce los patógenos flagelados mediante su

fijación a las membranas de la levadura y neutraliza toxinas bacterianas

(Clostridium difficile, E. coli). Por otro lado, ejerce un efecto protector de la

estructura intestinal, mejorando la altura de las vellosidades, protegiendo la

integridad de la mucosa y mejorando la función barrera (refuerzo de las

uniones estrechas de las células epiteliales). Además, S. c. boulardii estimula

la inmunidad del animal y reduce los procesos inflamatorios. En cerdas, S. c.

LEVUCELLÈ SB20

Fórmula concentrada para piensos

en harina

LEVUCELLÈ SB 10ME TITAN

Fórmula microencapsulada para piensos

granulados

2*1010 UFC/g de producto

. Uso: premezclas de minerales y

vitaminas, piensos en harina

. Vida útil (envase cerrado y

conservado en un lugar fresco y

seco): 24 meses

1*1010 UFC/g de producto

. Uso: piensos granulados, premezcla de minerales

y vitaminas, piensos en harina con componentes

agresivos

. Vida útil (envase cerrado y conservado en un

lugar fresco y seco):24 meses

Dosis:

. Cerdas: mínimo 50 g por tonelada

de pienso completo

. Lechones: mínimo 100 g por

tonelada de pienso completo

Dosis:

. Cerdas: mínimo 100 g por tonelada de pienso

completo

. Lechones: mínimo 200 g por tonelada de pienso

completo

20

boulardii ha demostrado mejorar el tránsito intestinal (menos estreñimiento)

en fases críticas como el periparto, reducción de la mortalidad de cerdas por

Clostridium, incremento de los niveles de inmunoglobulinas en el calostro y

en la leche, reducción de endotoxinas y del Síndrome de Disgalaxia asociado,

o reducción de la incidencia y persistencia de diarreas neonatales por E. coli

y C. difficile. Otro parámetro que muy a menudo se ve mejorado por S. c.

boulardii es el consumo de pienso de la cerda en lactación. (Revuelta &

Guillou, 2014)

2.7 CERDA GESTANTE

2.7.1 Generalidades

(Cíntora, 2009) La cerda doméstica es poliéstrica anual con ciclos estrales de

aproximadamente 21 días. El mismo se divide en proestro que dura dos días,

estro dos a tres días, el metaestro uno a dos días y el diestro que ocupa el

resto del ciclo. Los cuerpos lúteos son funcionales durante alrededor de 16

días después de la ovulación. La ovulación ocurre espontáneamente, 36 a 44

horas después del inicio del estro o un poco después de la mitad del estro.

La pubertad ocurre alrededor de los seis o siete meses con un peso corporal

de 100 a 110 Kg. En el macho la pubertad ocurre aproximadamente a la

misma edad.

La gestación dura en promedio 114 días, dando camadas de 8 a 10 lechones

para cerdas de primer parto y 10 a 16 lechones en cerdas adultas.

Durante la lactancia, la cerda puede tener un estro corto poco después del

parto, pero normalmente no cicla y no se cruza hasta después del destete de

los lechones.

2.7.2 MANEJO POST CUBRICIčN DE LA CERDA

(Collell, 2007), si bien se podría decir que el trabajo más duro de la cubrición

termina una vez hecha la misma, es un grave error pensar que la gestación

termina con la cubrición.

21

El éxito de una sala de gestación termina precisamente con el parto. No se

hace un buen trabajo en gestación si no tenemos partos al final. El objetivo

entonces en este manejo de gestación es que tengamos el mínimo de

pérdidas posibles. En este sentido contemplaremos como momentos

importantes los cuidados inmediatos post-cubrición, el control de repeticiones

y el diagnóstico de gestación.

Cuidados inmediatos post cubrici·n

El primer mes de gestación es el más delicado.

Figura 2.1 Cuidados inmediatos post cubrici·n

Fuente: (Collell, 2007)

Tal y como podemos ver en el esquema no es hasta los 35 días en los que se

da la osificación. Esto significa que no será hasta este momento en el que la

gestación será algo más sólida. Podemos ver también como la implantación

propiamente dicha no se da hasta los 14 días, lo que significa que en estos

primeros días sea extremadamente fácil perder la gestación.

Las circunstancias que nos pueden hacer perder la gestación son

básicamente las situaciones de estrés, la alimentación, la falta de estímulos

(verraco) y las enfermedades.

22

Evitar las situaciones de estr®s

Para evitar estas situaciones tendremos en cuenta:

a) Evitar el traslado de las cerdas

Si hemos de trasladar a la cerda de lugar lo podemos hacer después de los

treinta minutos y hasta los 2 días después de haberla cubierto. No moveremos

nunca a la cerda en los primeros treinta minutos después de la cubrición,

buscamos con ello un ritmo de contracciones uterinas correcto.

b) Ofrecer un buen ambiente

Evitaremos temperaturas muy elevadas o muy bajas, intentaremos aportar el

espacio necesario, evitando elevadas densidades de animales y un excesivo

número de cerdas por corral (entre 8 y 10 como máximo). También nos

aseguraremos que no existe competencia por la comida y suministraremos

agua abundante.

c) Evitar las vacunaciones de las cerdas durante el primer mes de gestación.

Alimentaci·n

Tenemos que conseguir que las cerdas tengan una condición corporal

aceptable antes de un mes y que lo mantengan durante toda la gestación.

Para ello durante este primer mes de gestación debemos alimentar a las

cerdas según su condición corporal.

El objetivo que perseguimos es el de no tener a las cerdas ni demasiado

gordas ni demasiado delgadas al entrar a partos. Un plan de alimentación

podría ser el siguiente:

• Primer mes.

— Entre 2,7 y 2,8 kg. pienso/día en cerdas en jaula

— Entre 3,0 y 3,2 kg. pienso/día en cerdas en parques

23

• Posteriormente restringiremos la cantidad de pienso (aportando entre 2 y 2,5

Kg. diarios) para evitar que las cerdas se engorden demasiado y conseguir

una buena ingestión durante la fase de lactación.

• En las últimas 3 semanas de gestación deberemos volver a aumentar la

cantidad de pienso suministrada.

• Sin embargo, unos 5 días antes del parto es recomendable volver a reducir

la cantidad de pienso aportada.

Cabe decir que esta pauta de alimentación puede variar según sea la genética

o el balance energético de la dieta de las cerdas.

2.7.3 ALIMENTACIčN DE LA CERDA SEGĐN SUS NECESIDADES INDIVIDUALES

(Paulino, 2006)En los últimos años se han conocidos nuevas informaciones

con relación al crecimiento extrauterino, que permiten predecir con mayor

exactitud las necesidades de las cerdas. Primero cada vez conocemos más

sobre la proporción de carne y grasa de la cerda, segundo, se sabe que la

segunda y tercera camada de las cerdas muestran un descenso de los

resultados técnicos porque se ha perdido mucha condición física en la primera

lactancia.

Existen diferencias sobre la condición física correcta de las cerdas en una

explotación. Dos métodos para averiguar esa condición son el BCS (Body

Condition Score) y la medición del grosor de la grasa dorsal. Realizando

ambas mediciones en el momento de la inseminación o monta de las cerdas,

puede determinarse el esquema correcto de alimentación (Figura 2.2) y el tipo

de alimentación adecuado para que las cerdas lleguen a las parideras en una

condición física ideal. La alimentación de la cerda según sus necesidades

individuales obtiene un significado totalmente nuevo que proviene de la

situación práctica del animal individual.

24

Figura 2.2 Medidas de la condici·n corporal de las cerdas (Body Condition Score).

Fuente: (Paulino, 2006)

Las cerdas bajas en condición corporal, es favorable que sean alimentadas

de la forma más rápidas y adecuadas para recuperar su condiciones física.

Esto permite superar el llamado descenso de la segunda camada.

Alimentaci·n de la Cerdas j·venes

Debido a las necesidades de inseminación, cada vez es más frecuente utilizar

cerdas jóvenes. Un método mejor es utilizar las cerdas jóvenes según su

edad, peso y grosor de la grasa dorsal. Con este método puede aumentarse

la producción de lechones de las cerdas.

Tabla 2.1 Condiciones sugerida para cerda primeriza.

Edad 220-230 días

Peso corporal 130- 140 kg

Grasa dorsal 16-20 mm

Monta 2º o 3º celo


25

Tabla 2.2 Valoraci·n de GD (mm) datos por empresas gen®tica

Fase de producción Dalland Stambock Hypor UPB PIC

Primerizas Cubrición 11-12 13-14 - 16-18 16-17

Multíparas Dest-cub. 10-11 12-13 14-16 16-17 17-18

Parto 14-15 17-18 18-20 21-22 19-21

Nota: existe una tendencia de pérdida de GD por ciclo y por edad.


Tabla 2.3 Registro de pesos por parto datos aportados por empresa gen®tica (kg).

Nº. Partos

Cubrición Parto

1 130 200

2 170 220

3 190 230

4 210 240

5 220 245

6 230 250

7 235 255

8 240 260


Tabla 2.4 Registro de datos de GD.

Nro parto

Fecha Cubrición

Verraco

Estimado

Real

Nacido Vivo

Nacido Muerto

Adopciones

Eliminado

Muertos

Fecha Destete

--- --- --- --- --- --- --- --- --- --- ---

--- --- --- --- --- --- --- --- --- --- ---

Nota: La variación de GD en cada ciclo, independientemente del tipo genético, la variación máxima no debe ser superior a 4- 5 mm. Las medidas de GD, deben realizarse con periodicidad (semanal, mensual y trimestral) por los encargados y técnicos. Fuente: (Paulino, 2006)

26

Tabla 2.5 Evoluci·n del peso por parto (kg)

Pérdida de peso entre ciclo

Nº. Parto

Cubrición Parto Aumento de peso en cada ciclo

- 1 130 200 +70

-30 2 170 220 +50

-30 3 190 230 +40

-20 4 210 240 +30

-20 5 220 245 +25

-15 6 230 250 +20

-15 7 235 255 +20

-15 8 240 260 +20

Datos aportados por empresa de genética.


27

III. MATERIALES Y M£TODOS

3.1. CARACTERĉSTICAS DEL ĆREA DE ESTUDIO.

El presente estudio se realizó en la CORPORACIÓN AVÍCOLA

FERNÁNDEZ S.A. en el área de porcinos, ubicada en el sector de

Buenos Aires km 86 Guayaquil-Salinas, a 4 km vía a Sacachún,

perteneciente a la provincia de Santa Elena, República del Ecuador, Sur

América. 2º14´0´´S 80º 54´30´´O.

Posee un agradable clima tropical con temperaturas medias que oscilan

entre 20 a 35° C. Tiene una altitud de 13 metros.

Su precipitación promedio anual es de 137.8 mm. (INAMHI, Estación

Meteorológica Santa Elena-Universidad)

3.2. MATERIALES.

3.2.1. Sustancias.

Tabletas con el probiotico Saccharomyces boulardii

3.2.2. Materiales de campo

Instalaciones de gestación sin ambiente controlado de la granja.

Instalaciones de maternidad con ambiente controlado de la granja.

Guantes

Jeringuillas de 10ml.

Jeringuillas de 3ml.

Balanceado.

Detergente.

Rótulos

Báscula electrónica de 1000 kg. HW 2012120530

Balanza electrónica de 50 kg. ACUWEIGH Ac.03a

Indumentaria

Medidor de grasa dorsal Renco SERIE 12 (S/N: 45000)

28

3.2.3. Semovientes

192 cerdas gestantes clasificadas por sus números de partos

(chanchillas, cerdas de un parto, cerdas de dos partos y cerdas de

tres o más partos) y sus respectivas camadas de lechones de la línea

genética PIC.

3.2.4. Materiales de Oficina.

Computador.

Libreta y registro de campo.

Cámara fotográfica.

Papel, carpeta y esferográficos.

Impresora.

3.3. METODOLOGĉA DE TRABAJO.

3.3.1. Condici·n corporal de la cerda.

La condición corporal se midió 2 días antes del parto y al destete; se lo efectuó

utilizando un medidor de grasa dorsal RENCO y también se tomó el peso de

las cerdas; para el peso inicial en las chanchillas se utilizó el peso con el que

llegaron a la cubrición, para las cerdas multíparas se utilizó el peso del destete

anterior; los siguientes pesajes se realizaron al momento que las cerdas

pasaban a maternidad y al momento del destete cuando regresaron al área

de destetadas. Se utilizó una báscula electrónica.

La medición de la grasa dorsal se realizó a la altura de la última costilla, 6 a 7

cm de la línea media (P2). (Barceló, 2005).

Y los datos obtenidos se los registró para posterior comparación y hacer los

cambios en la alimentación de la cerda, conforme el manejo de la granja.

29

3.3.2. Periodo de descanso en las cerdas destetadas hasta la nueva gestaci·n con el porcentaje de fertilidad.

El periodo de descanso en las cerdas, se calcula entre la diferencia del día de

destete y el día de la próxima inseminación; con comprobación de la nueva

gestación a los 21 días; estos datos fueron registrados de acuerdo al formato

establecido. Para el porcentaje de fertilidad se aplicó la siguiente fórmula matemática.

% de Fertilidad= 𝑁º 𝑐𝑒𝑟𝑑𝑎𝑠 𝑝𝑟𝑒ñ𝑎𝑑𝑎𝑠

𝑁º 𝑐𝑒𝑟𝑑𝑎𝑠 𝑖𝑛𝑠𝑒 x100

3.3.3. N¼mero y peso de los lechones al nacimiento.

El número de lechones se contó y registró al momento del parto por cada

cerda utilizando el formato establecido.

El peso se lo tomó inmediatamente después del nacimiento, en una balanza

electrónica; y se calculó los promedios de pesos de las camadas para cada

unidad experimental con los que se realizaron los análisis estadísticos.

Posterior al conteo y pesaje y con un máximo de 48 horas se homogenizaron

las camadas, como parte del manejo interno de la granja.

3.3.4. N¼mero y peso de lechones destetados.

El número de lechones destetados, es la diferencia entre el número de

lechones nacidos vivos homogenizados menos el número de lechones

muertos.

El peso de los lechones destetados, se obtuvo al pesar todos los lechones

que llegaron al destete; y para el análisis estadístico los promedios por

camada.

30

3.3.5. ĉndice de diarreas.

Se realizó un control diario de los animales, en los casos que se presentó

diarreas se registraron en la hoja de control, para el cálculo porcentual se

utilizó la siguiente fórmula.

% de diarreas = 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐥𝐞𝐜𝐡𝐨𝐧𝐞𝐬 𝐚𝐟𝐞𝐜𝐭𝐚𝐝𝐨𝐬

𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐭𝐨𝐭𝐚𝐥 𝐝𝐞 𝐥𝐞𝐜𝐡𝐨𝐧𝐞𝐬 𝐧𝐚𝐜𝐢𝐝𝐨𝐬 𝐯𝐢𝐯𝐨𝐬 x 100

3.3.6. De la gen®tica

El presente trabajo se lo realizó con cerdas de la línea genética PIC tanto en

su línea materna como paterna.

3.3.7. Del probi·tico

Son comprimidos de 1 g con una concentración de Saccharomyces boulardii

mayor o igual que 2.5x107 UFC/g.

Estos comprimidos tienen un olor a vainilla.

Se suministró dos tabletas por animal, en sus comederos individuales, junto

con la ración de balanceado que se carga en el comedero por la mañana para

ser consumido al día siguiente.

Se inició el suministro del probiótico a los 21 días de gestación de las cerdas,

durante la lactancia y hasta la nueva gestación.

31

3.4. An§lisis Estad²stico.

3.4.1. Unidades experimentales

Cada unidad experimental constó de seis cerdas gestantes y sus respectivas

camadas al parto, para cada repetición; se realizaron cuatro repeticiones en

el presente trabajo. Para los análisis estadísticos en cada variable se calculó

el promedio por cerda.

3.4.2. Factores de Estudio.

Factor A: Grupos

Grupo Experimental (GE)

Grupo Control (GC)

Factor B: Partos

Cerdas primerizas (p0)

Cerdas primer parto (p1)

Cerdas segundo parto (p2)

Cerdas tercer o más partos (p3)

3.4.3. Tratamientos

TRATAMIENTOS

NÜ DE TRATAMIENTO Grupos Partos SIMBOLOGĉA

1 GRUPO EXPERIMENTAL PRIMERIZAS GE p0

2 GRUPO EXPERIMENTAL PRIMER PARTO GE p1

3 GRUPO EXPERIMENTAL SEGUNDO PARTO GE p2

4 GRUPO EXPERIMENTAL TERCERO O MAS PARTOS GE p3

5 GRUPO CONTROL PRIMERIZAS GC p0

6 GRUPO CONTROL PRIMER PARTO GC p1

7 GRUPO CONTROL SEGUNDO PARTO GC p2

8 GRUPO CONTROL TERCERO O MAS PARTOS GC p3

3.4.4. Poblaci·n y Muestra.

La población porcina en la granja es de 1200 cerdas gestantes. El número de

animales muestreados fueron de 192 cerdas gestantes con sus respectivas

camadas al parto.

32

3.4.5. Datos a Evaluar.

Condición corporal de la cerda al inicio de la gestación, al parto y al destete.

Periodo de descanso en las cerdas destetadas hasta la nueva gestación con

porcentaje de fertilidad.

Número y peso de los lechones nacidos vivos.

Número y peso de lechones destetados.

Mortalidad en los lechones hasta el destete

Índice de diarreas en lechones hasta el destete.

3.4.6. Dise¶o Estad²stico.

Para la presente investigación se utilizó estadística descriptiva y el Diseño en

Bloques Completamente al Azar en arreglo factorial A x B cuyo Modelo

Matemático o El Modelo Estadístico Lineal, es el siguiente:

ŷij = µ + ti + j + ij

ŷijk = µ +( ai + bk + abik ) + j + ij

En donde:

µ = un efecto medio global.

ai = efecto del factor A

bk = efecto del factor B

abik = efecto de la interacción A x B

ti = un efecto del tratamiento.

j = un efecto del bloque.

ij = una desviación aleatoria debida a causas desconocidas o error

experimental.

33

De acuerdo con el modelo antes citado, el análisis de varianza

correspondiente es el siguiente:

FUENTES DE VARIACIÓN GRADOS DE LIBERTAD

Repeticiones r-1 3

Grupos g-1 1

Partos p-1 3

Grupos x Partos (g-1)(p-1) 3

Error (r-1)(pxg-1) 21

Total rxpxg-1 31

De haber significancia estadística en el ANDEVA (Análisis de varianza) los

datos serán evaluados mediante la Prueba de Tukey al 5%.

Las hipótesis para los análisis de varianza fueron las siguientes:

H0: GC = GE Ha: GC ≠ GE H0: P0 = P1 = P2 = P3 Ha: P0 ≠ P1 ≠ P2 ≠ P3 H0: No hay interacción entre Grupos x Partos Ha: Si hay interacción entre Grupos x Partos

34

IV. RESULTADOS EXPERIMENTALES Y DISCUSIčN

4.1. Peso inicial de las cerdas

En el Cuadro 4.1 se observan diferencias altamente significativas para la

fuente de variación Partos, por lo que aceptamos la hipótesis alternativa (Ha)

y rechazamos la hipótesis nula (H0). Las otras fuentes de variación

(Repeticiones, Grupos; Grupos x Parto) no presentan diferencias significativas

por lo que se acepta la hipótesis nula y se rechaza la hipótesis alternativa.

El peso inicial promedio de las cerdas para el ensayo es de 200 kg. El

coeficiente de variación de 4,20% es bueno.

En el Cuadro 4.2 se observan cuatro rangos de significación donde el rango

A lo conforman las cerdas de tres partos en adelante con un peso promedio

inicial de 258,87 kg; en el B están las cerdas con dos partos con un promedio

de peso inicial de 215,42 kg; en el C se encuentran las cerdas de primer parto

con 190,26 kg y en el D las primerizas o chanchillas con un promedio de peso

inicial de 136,25 kg.

Cuadro 4.1 ANDEVA para la variable Peso inicial de cerdas en kg

F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 74,53 3 24,844 0,351600 0,7884 Ns

Grupos 0,002 1 0,002 0,000028 0,9959 Ns

Partos 62901,96 3 20967,318 296,771100 <0,0001 **

Grupos x Partos 185,69 3 61,897 0,876100 0,4693 Ns

Error 1483,68 21 70,652

Total 64645,86 31

Media 200,20

CV% 4,20 F.V.: Fuente de variación SC: Suma de Cuadrados Gl: Grados de libertad CM: Cuadrados medios F: Prueba de Fisher p-valor: Probabilidad de valor CV%: Porcentaje de Coeficiente de Variación

35

Cuadro 4.2 Tukey al 5% para las medias de peso inicial de cerdas seg¼n los partos

PARTO Medias 3 258,87 A

2 215,42 B

1 190,26 C

0 136,25 D

Medias con una letra com¼n no son significativamente diferentes (p > 0,05) Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=11,71437

Figura 4.1 Tukey al 5% para las medias de peso inicial en kg de cerdas seg¼n el n¼mero de parto

Reyna ï Cede¶o, G. A. (2014). Trabajo de Titulaci·n

4.2. Peso de cerdas al parto

En el Cuadro 4.3 se observan diferencias altamente significativas para la

fuente de variación Partos, por lo que aceptamos la hipótesis alternativa (Ha)

y rechazamos la hipótesis nula (H0). Las otras fuentes de variación no

presentan diferencias significativas por lo que se acepta la hipótesis nula y se

rechaza la hipótesis alternativa.

3 2 1 0 PARTOS

0,00

67,03

134,06

201,09

268,12

KILOGRAM

OS

A

B

C

D

A

B

C

D

36

El peso al parto promedio de las cerdas para el ensayo es de 240 kg. El

coeficiente de variación de 3,72% es muy bueno.

En el Cuadro 4.4 se observan cuatro rangos de significación donde el rango

A lo conforman las cerdas de tres partos en adelante con un peso promedio

al parto de 282,80 kg; en el B están las cerdas con dos partos con un promedio

de peso al parto de 252,56 kg; en el C se encuentran las cerdas de primer

parto con 233,59 kg y en el D las primerizas o chanchillas con un promedio de

peso al parto de 192,09 kg.

Cuadro 4.3 ANDEVA para peso de cerdas en kg al parto

F.V. SC Gl CM F p-valor Repeticiones 366,65 3 122,22 1,5325 0,2354 ns

Grupos 8,25 1 8,25 0,1035 0,7509 ns

Partos 34605,42 3 11535,14 144,6431 <0,0001 **

Grupos x Partos 348,05 3 116,02 1,4548 0,2554 ns

Error 1674,73 21 79,75

Total 37003,10 31

CV% 3,72

Media 240,26

Cuadro 4.4 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al parto seg¼n el n¼mero de partos


2 252,56 B

1 233,59 C

0 192,09 D

Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0,05)

Test:Tukey Alfa=0,05 DMS=12,44574

37

Figura 4.2 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al parto seg¼n el n¼mero de partos


El peso de cerdas al parto en el grupo Experimental es de 240,77 kg. y en el

grupo Control es de 239,75 kg. estos pesos son inferiores a los que obtuvo

Lázaro C., 2005 (Lázaro realizó su investigación con la línea genética PIC)

donde obtuvo 292 y 292,40 kg. respectivamente.

4.3. Peso de cerdas al destete

En el cuadro 4.5 se detectan diferencias altamente significativas para partos

y la interacción Grupos x Partos es significativa, por lo que ambos casos

rechazamos la hipótesis nula y aceptamos la hipótesis alternativa. No hay

diferencias estadísticas para Repeticiones y para Grupos, el coeficiente de

variación de 2,28% es muy bueno. El peso promedio del ensayo de cerdas al

destete es de 220,4 kg..

En el cuadro 4.6 se observan cuatro rangos de significación de Tukey al 5%

para la fuente de variación Partos encabezados por cerdas con tres o más

partos con una media de 269,71 kg. que corresponde al rango A; en el rango

B están las cerdas de dos partos con 231,79 kg.; las cerdas de primer parto

3 2 1 0

PARTO

0,00

72,66

145,32

217,98

290,65

KILOGRAMOS

A

B

C

D

A

B

C

D

38

con 210,67 kg. integra el rango C; mientras que en el rango D están las

primerizas o chanchillas con 169,47 kg.

La interacción Grupos x Partos para peso al destete de las cerdas, la prueba

de Tukey arroja cuatro rangos de significación: en el rango A esta la

interacción GEp3 (272,88 kg.) y la interacción GCp3 (266,54 kg.); el rango B

lo integran las interacciones GCp2 y GEp2 con 236,34 kg. y 227,23 kg.

respectivamente; las interacciones GEp1 y GCp1 conforman el rango C con

211,29 kg. y 210,04 kg. respectivamente; en el rango D están las interacciones

GCp0 y GEp0 con medias de 171,4 kg. y 167,54 kg. cada una. Cuadro 4.7

Cuadro 4.5 ANDEVA para peso de cerdas en kg. al destete

F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 143,32 3 47,77 1,8866 0,1628 ns

Grupos 14,47 1 14,47 0,5713 0,4581 ns

Partos 41998,94 3 13999,65 552,8566 <0,0001 **

Grupos x Partos 264,94 3 88,31 3,4876 0,0338 *

Error 531,77 21 25,32

Total 42953,44 31

CV% 2,2831

Media 220,4

Cuadro 4.6 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al destete seg¼n el n¼mero de partos


2 231,79 B

1 210,67 C

0 169,47 D



39

Figura 4.3 Tukey al 5% para las medias de peso de cerdas al destete seg¼n el n¼mero de partos


Cuadro 4.7 Tukey al 5% para la interacci·n Grupos * Partos en el peso al destete de cerdas en kg.

GRUPO PARTO Medias GE 3 272,88 A

GC 3 266,54 A

GC 2 236,34 B

GE 2 227,23 B

GE 1 211,29 C

GC 1 210,04 C

GC 0 171,40 D

GE 0 167,54 D



3 2 1 0

PARTO

0,00

69,15

138,30

207,44

276,59

KILOGRAMOS

A

B

C

D

A

B

C

D

40

Figura 4.4 Tukey al 5% para la interacci·n Grupos * Partos en el peso al destete de cerdas en kg.


Lázaro, C., 2005 en un ensayo con otro tipo de probióticos obtuvo en su grupo

Experimental un peso de 255,40 kg. y para el control 264,28 kg.; que difieren

a la actual investigación donde se obtuvieron en el grupo experimental 219,74

kg. en el grupo control 221,08 kg.

En el grupo Experimental hay una perdida entre el peso del parto y el destete

de 21,03 kg. que difiere de Lázaro donde observó una pérdida de 36,60 kg.

Mientras que en el grupo Control en el presente ensayo se obtuvo una pérdida

de 18,67 kg. siendo menor que el grupo experimental y difiere a lo de Lázaro

donde se pierde 28,12 kg.. Tanto en el ensayo de Lázaro como en el actual

tiene mayor pérdida de peso en el grupo donde se suministra probiótico.

GE:3GC:3

GC:2GE:2

GE:1GC:1

GC:0GE:0

GRUPO*PARTO

0,00

70,20

140,40

210,59

280,79

KILOGRAMOS

A A

BB

C C

D D

A A

BB

C C

D D

41

4.4. Medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto

Según el ANDEVA en el Cuadro 4.8 se observan diferencias altamente

significativas para partos por lo que se rechaza la hipótesis nula y se acepta

la hipótesis alternativa. Las fuentes de variaciones Repeticiones, Grupos,

Grupos x Partos no presentan diferencias significativas por lo que se acepta

la hipótesis nula y se rechaza la hipótesis alternativa.

El coeficiente de variación de 7,86% es bueno. La media general del ensayo

es de 13,21mm de grasa dorsal de las cerdas antes del parto.

En la prueba de Tukey al 5% con Cuadro 4.9, las medias de partos arrojan

dos rangos de significación. Las cerdas de tres partos en adelante tienen una

media de 14.87mm y conforman el rango A. las cerdas con dos partos, con un

parto y con cero partos conforman el rango B con 13,05mm, 12,71mm,

12,23mm respectivamente de grasa dorsal.

Cuadro 4.8 ANDEVA para medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm


Grupos 0,13 1 0,13 0,1238 0,7284 ns

Partos 31,93 3 10,64 9,8729 0,0003 **


Error 22,64 21 1,08

Total 67,69 31

CV% 7,86 Media 13,21

Cuadro 4.9 Tukey al 5% para los promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm seg¼n el n¼mero de partos


2 13,05 B

1 12,71 B

0 12,23 B



42

Figura 4.5 Tukey al 5% para los promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm seg¼n el n¼mero de partos


En la publicación realizada por Paulino, J., 2006 en relación a la Grasa Dorsal,

sobre las primerizas y cerdas multíparas antes del parto, se marca una

diferencia en mm de grasa de la siguiente manera: para primerizas 16-20mm

entre la cubrición y la llegada al parto, mientras que en las multíparas de 19-

21mm al parto. Los datos obtenidos en el presente ensayo nos indican valores

por debajo de lo señalado por Paulino, presentándose de la siguiente manera:

12,23mm para las primerizas y un 12,71 a 14,87mm para las multíparas. Por

lo tanto no podemos coincidir con lo expresado por Paulino.

3 2 1 0

PARTO

0,00

3,85

7,69

11,54

15,39

mm

A

BB

B

A

BB

B

43

4.5. Medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete (mm)

En el cuadro 4.10 se observan diferencias altamente significativas para Partos

por lo que se rechaza la hipótesis nula y se acepta la hipótesis alternativa. Las

otras fuentes de variación no presentan significancias estadísticas.

El coeficiente de variación de 9,34% es bueno. El promedio de grasa dorsal

en cerdas al destete es de 11,74 mm.

En la prueba de Tukey al 5% en la fuente de variación Partos arroja dos rangos

de significación, el rango A con 13,95mm de promedio lo conforman las cerdas

con tres partos o más, en el rango B se localizan cerdas de dos partos, de un

parto y de cero partos con las siguientes medias 11,55mm; 11,28mm y

10,19mm respectivamente.

Cuadro 4.10 ANDEVA para medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm


Grupos 0,001 1 0,001 0,0010 0,9746 ns

Partos 60,468 3 20,156 16,7422 <0,0001 **


Error 25,282 21 1,204

Total 90,238 31

CV% 9,34 Media 11,74

Cuadro 4.11 Tukey al 5% para los promedios de la medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm seg¼n el n¼mero de partos


2 11,55 B

1 11,28 B

0 10,19 B



44

Figura 4.6 Tukey al 5% para los promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm seg¼n el n¼mero de partos


En lo expresado por Paulino, J., 2006, en su publicación indica que los mm de

grasa para cerdas multíparas están entre 17-18mm al destete; en el presente

ensayo no coincide con los valores antes mencionados, se obtuvo un valor

menor a lo expresado, que fue de 11,28 a 13,95 mm en cerdas multíparas.

4.6. Periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas

De acuerdo al cuadro 4.12 las Repeticiones presentan diferencias

significativas. Grupos, Partos y Grupos x Partos son no significativos por lo

que en este caso aceptamos hipótesis nula y rechazamos la hipótesis

alternativa.

El coeficiente de variación de 30,89% es alto, lo que refleja la variabilidad

intrínseca de cada cerda. La media general del experimento es 5,3 días

abiertos.

3 2 1 0

PARTO

0,00

3,64

7,28

10,91

14,55

mm

A

B B

B

A

B B

B

45

Cuadro 4.12 ANDEVA para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas

4.7. Porcentaje de fertilidad en las cerdas

Para esta variable se realizó un análisis de frecuencia tanto para el Grupo

Control (4.13) y para el Grupo Experimental (4.14). En el primer grupo el 7%

de cerdas repitieron celo, mientras que el 93% de cerdas de este grupo no

repitieron celo. En el segundo grupo el 2% repitió celo y el 98% no repitió celo.

Cuadro 4.13 An§lisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas destetadas y posterior sometidas a inseminaci·n del Grupo Control

GRUPO Variable Clase LI LS MC FA FR FAA FRA

GC % fertilidad 1 [ 50,00 58,33 ] 54,17 7 0,07 7 0,07

GC % fertilidad 2 ( 58,33 66,67 ]* 62,5 0 0 7 0,07

GC % fertilidad 3 ( 66,67 75,00 ] 70,83 0 0 7 0,07

GC % fertilidad 4 ( 75,00 83,33 ] 79,17 0 0 7 0,07

GC % fertilidad 5 ( 83,33 91,67 ] 87,5 0 0 7 0,07

GC % fertilidad 6 ( 91,67 100,00 ] 95,83 89 0,93 96 1 * La notación (a, b], con a<b, indica que la clase incluye números estrictamente mayores que “aò y

menores o iguales que “bò.

LI: Límite inferior LS: Límite superior MC: Media de clase FA: Frecuencia absoluta FR: Frecuencia relativa FAA: Frecuencia absoluta acumulada FRA: Frecuencia relativa acumulada

F.V. SC gl CM F p-valor Repeticiones 36,90 3 12,30 4,5845 0,0128 *

Grupos 0,73 1 0,73 0,2721 0,6074 Ns

Partos 8,34 3 2,78 1,0367 0,3967 Ns


Error 56,35 21 2,68

Total 106,80 31

CV% 30,89

Media 5,30

46

Cuadro 4.14 An§lisis de frecuencia del % de fertilidad en las cerdas destetadas y posterior sometidas a inseminaci·n del Grupo Experimental

GRUPO Variable Clase LI LS MC FA FR FAA FRA

GE % fertilidad 1 [ 50,00 58,33 ] 54,17 2 0,02 2 0,02

GE % fertilidad 2 ( 58,33 66,67 ] 62,5 0 0 2 0,02

GE % fertilidad 3 ( 66,67 75,00 ] 70,83 0 0 2 0,02

GE % fertilidad 4 ( 75,00 83,33 ] 79,17 0 0 2 0,02

GE % fertilidad 5 ( 83,33 91,67 ] 87,5 0 0 2 0,02

GE % fertilidad 6 ( 91,67 100,00 ] 95,83 94 0,98 96 1

4.8. N¼mero de lechones al nacimiento

En el cuadro 4.15 se observa que no existe significancia estadística para

ninguna de las fuentes de variación por lo que se acepta la hipótesis nula y se


El coeficiente de variación del 16,3 % es aceptable. En el ensayo el promedio

es de 12,06 lechones por camada.

Cuadro 4.15 ANDEVA para n¼mero de lechones al nacimiento


Grupos 0,07 1 0,07 0,0200 0,8939 ns

Partos 1,68 3 0,56 0,1500 0,9315 ns


Error 81,07 21 3,86

Total 103,31 31

CV% 16,3

Media 12,06

47

En este ensayo se obtuvo que el grupo Experimental tiene en promedio 12,01

lechones en promedio por camada y el grupo Control 12,10. Estos resultados

difieren con los de Lázaro, 2005 donde se observaron que el promedio de

lechones por camada con el probiótico fue de 11,52 y para el testigo 11,96,

siendo esta diferencia significativa, lo que también difiere con el presente

ensayo donde la diferencia es no significativa.

4.9. Peso de lechones al nacimiento

En el cuadro 4.16 se observa que no existe significancia estadística para

ninguna de las fuentes de variación por lo que se acepta la hipótesis nula y se


El coeficiente de variación del 12,06 % es aceptable. En el ensayo el promedio

es de 16,26 kg. por camada.

Cuadro 4.16 ANDEVA para peso de lechones en kg. al nacimiento

Lázaro, C., 2005 obtuvo en su grupo Experimental un peso promedio por

lechón de 1,49 kg. y para el control 1,37 kg.; que difieren a la actual

investigación donde se obtuvo en el grupo experimental 1,39 kg. en promedio

y en el grupo control 1,29 kg.


Grupos 9,22 1 9,22 2,3983 0,1364 ns

Partos 16,45 3 5,48 1,4271 0,2630 ns


Error 80,70 21 3,84

Total 117,85 31

CV% 12,06

Media 16,26

48

4.10. N¼mero de lechones al destete

De acuerdo al ANDEVA para esta variable existe diferencia significativa para

el número de partos por lo que se acepta la hipótesis alternativa y se rechaza

la hipótesis nula. Las otras fuentes de variación no presentan diferencias

estadísticas.

El coeficiente de variación de 4,73% es bueno. El promedio de lechones por

camada es de 11,52.

En la prueba de Tukey al 5% en la fuente de variación Partos se observan dos

rangos de significación: el rango A encabezado por las cerdas cero partos con

11,87 lechones en promedio; cerdas con un parto con 11,69 lechones; cerdas

con dos partos con 11,45 lechones; estas últimas comparten con el rango B

que lo conforman con cerdas de tres y más partos con 10,97 lechones de

promedio.

Cuadro 4.17 ANDEVA para n¼mero de lechones al destete


Grupos 0,008 1 0,008 0,0263 0,8726 ns

Partos 4,022 3 1,341 4,5200 0,0135 *


Error 6,229 21 0,297

Total 11,228 31

CV% 4,73

Media 11,52

Cuadro 4.18 Tukey al 5% para las medias de n¼mero de lechones al destete seg¼n el n¼mero de partos


1 11,79 A

2 11,45 A B

3 10,97 B


Test: Tukey Alfa=0,05 DMS=0,75904

49

Figura 4.7 Tukey al 5% para las medias de n¼mero de lechones al destete seg¼n el n¼mero de partos


4.11. Peso de lechones al destete

En el cuadro 4.19 no hay diferencias significativas para las fuentes de

variación Repeticiones, Grupos, y Grupos x Parto por lo que se rechaza la

hipótesis alternativa y se acepta la hipótesis nula. La fuente de variación

Partos presenta diferencias altamente significativas en este caso se acepta la

hipótesis alternativa y se rechaza la nula.

El coeficiente de variación de 7,47% es bueno y el promedio por camada es

de 67,29 kg.

En la prueba de Tukey al 5% para el peso de lechones por camada al destete

presentan tres rangos de significación, en el A están las cerdas de segundo y

primer parto con 72,67 kg. y 69,96 kg. respectivamente, estás últimas

comparten el rango B con cerdas de tres y más partos con un promedio de

65,57 kg. por camada, estas últimas a su vez comparten el rango C con las

cerdas primerizas cuyo promedio al destete de los lechones es de 60,96 kg.

por camada.

0 1 2 3

PARTO

0,00

3,03

6,06

9,09

12,12

NÜ de lechones

A AAB

B

A AAB

B

50

Cuadro 4.19 ANDEVA para peso de lechones en kg. al destete


Grupos 10,49 1 10,49 0,4152 0,5263 ns

Partos 632,95 3 210,98 8,3477 0,0008 **


Error 530,76 21 25,27

Total 1415,61 31

CV% 7,47

Media 67,29

Cuadro 4.20 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en kg. al destete seg¼n el n¼mero de partos


1 69,96 A B

3 65,57 B C

0 60,96 C


Test: Tukey Alfa=0,05 DMS=7,00644

Figura 4.8 Tukey al 5% para las medias de peso de lechones en kg. al destete seg¼n el n¼mero de partos


2 1 3 0

PARTO

0,00

18,78

37,56

56,34

75,12

KILOGRAMOS

AAB

BC

C

AAB

BC

C

51

Lázaro, C., 2005 obtuvo en su grupo Experimental un peso promedio por

lechón de 5,14 kg. y para el control 5,40 kg.; que difieren a la actual

investigación donde se obtuvieron en el grupo experimental 5,80 kg. y en el

grupo control 5,88 kg. Esta diferencia es no significativa.

4.12. Porcentaje de mortalidad en los lechones

En el cuadro 4.21 se observa que el porcentaje de mortalidad que se presentó

en el grupo Control es de 5,69%, superando al grupo Experimental en 2,52%

de lechones muertos, el grupo Experimental tuvo 3,71%.

En el cuadro 4.22 se observa que en 53 camadas dentro del grupo control y

60 camadas en el grupo experimental no hubo mortalidad de lechones, siendo

el 27,6% y el 31,3% respectivamente del total de camadas involucradas en el

ensayo; con un lechón muerto tenemos 28 (14,6%) camadas en el Grupo

Control y 31 (16,1%) camadas para el Grupo Experimental; en 12 camadas

(6,3%) dentro del Grupo Control tienen dos lechones muertos y en cinco

camadas (2,6%) dentro del Grupo Experimental. Con tres lechones muertos

hay una camada dentro del Grupo Control (0,5%). Y con cuatro lechones

muertos hay en dos camadas (1,0%) dentro del Grupo Control.

Cuadro 4.21 Porcentaje de mortalidad dentro del grupo

GC GE TOTAL

N¼mero lechones al destete

1108 1105 2213

Mortalidad durante la lactancia

63 41 104

% del grupo

5,69% 3,71%

% del total

2,85% 1,85%

52

Cuadro 4.22 Tabla de contingencia para el % de mortalidad de lechones por camadas

GRUPO

Total GC GE

Muertos 0 Recuento 53 60 113

% dentro de muertos 46,9% 53,1% 100,0%

% dentro de GRUPO 55,2% 62,5% 58,9%

% del total 27,6% 31,3% 58,9%

1 Recuento 28 31 59


% dentro de GRUPO 29,2% 32,3% 30,7%

% del total 14,6% 16,1% 30,7%

2 Recuento 12 5 17


% dentro de GRUPO 12,5% 5,2% 8,9%

% del total 6,3% 2,6% 8,9%

3 Recuento 1 0 1

% dentro de muertos 100,0% ,0% 100,0%

% dentro de GRUPO 1,0% ,0% ,5%

% del total ,5% ,0% ,5%

4 Recuento 2 0 2

% dentro de muertos 100,0% ,0% 100,0%

% dentro de GRUPO 2,1% ,0% 1,0%

% del total 1,0% ,0% 1,0%

Total Recuento 96 96 192

53

Figura 4.9 Mortalidad de lechones por camada


4.13. ĉndice de diarreas en los lechones hasta el destete

En el cuadro 4.23 se observa que el porcentaje de lechones que presentaron

diarrea en el grupo Control es de 4,87%, superando al grupo Experimental en

3,43% de lechones que presentaron diarreas, el grupo Experimental tuvo

1,45%.

En el cuadro 4.24 se observa que en 21 camadas se presentaron lechones

con diarrea que equivale al 10,94% del total de camadas involucradas en el

experimento. Estas 21 camadas se desdoblan de la siguiente manera: dentro

del grupo control en 13 camadas se presentan diarreas (61,9%) y en el grupo

experimental hay ocho (38,1%) camadas que presentan diarreas.

54

Un lechón con diarrea se presentó en cuatro camadas del grupo control, esas

cuatro camadas representan el 19,0% de las 21 camadas donde se

presentaron diarreas, así mismo en dos camadas (9,5%) dentro del grupo

experimental.

Presentaron diarrea dos lechones en dos camadas (9,5%) dentro del grupo

control y cinco camadas (23,8%) dentro del grupo experimental.

Se encontraron tres lechones con diarrea únicamente en dos camadas (9,5%)

en el grupo control.

Cuatro lechones con diarrea se presentaron en una camada (4,8%) solamente

en el grupo experimental.

Cinco lechones con diarrea se encontraron en dos camadas (9,5%) en el

grupo control.

En una camada (4,8%) en el grupo control tuvieron seis lechones con diarrea;

en el mismo grupo y con el mismo número y porcentaje de camadas se pudo

observar que hubo una con 11 lechones con diarrea y otra camada con 13

lechones afectados.

Cuadro 4.23 Porcentaje de lechones con diarrea dentro del grupo

GC GE TOTAL

N¼mero lechones total al destete

1108 1105 2213

N¼mero de diarreas durante la lactancia

54 16 70

% del grupo

4,87% 1,45%

% del total

2,44% 0,72%

55

Cuadro 4.24 Tabla de contingencia para lechones con diarrea hasta el destete

GRUPO

Total GC GE

diarreas 1 Recuento 4 2 6

% dentro de diarreas 66,7% 33,3% 100,0%

% dentro de GRUPO 30,8% 25,0% 28,6%

% del total 19,0% 9,5% 28,6%

2 Recuento 2 5 7


% dentro de GRUPO 15,4% 62,5% 33,3%

% del total 9,5% 23,8% 33,3%

3 Recuento 2 0 2

% dentro de diarreas 100,0% ,0% 100,0%


% del total 9,5% ,0% 9,5%

4 Recuento 0 1 1

% dentro de diarreas ,0% 100,0% 100,0%

% dentro de GRUPO ,0% 12,5% 4,8%

% del total ,0% 4,8% 4,8%

5 Recuento 2 0 2



% del total 9,5% ,0% 9,5%

6 Recuento 1 0 1



% del total 4,8% ,0% 4,8%

11 Recuento 1 0 1



% del total 4,8% ,0% 4,8%

13 Recuento 1 0 1



% del total 4,8% ,0% 4,8%

Total Recuento 13 8 21


% dentro de GRUPO 100,0% 100,0% 100,0%

% del total 61,9% 38,1% 100,0%

56

Figura 4.10 N¼mero de lechones con diarrea por camada

Reyna – Cedeño, G. A. (2014). Trabajo de Titulación

Lázaro, C., 2005 obtuvo en su grupo Experimental un porcentaje del 1,09% y

para el control 5,93%; datos que tienen la misma tendencia que el actual

ensayo donde se obtuvo en el grupo experimental tuvo 1,45% de cerdos con

diarrea y en el grupo control 4,87%.

57

V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

De la presente propuesta de investigación se concluye y recomienda lo

siguiente:

5.1. CONCLUSIONES

5.1.1. El uso del probiótico disminuye en 3,43% la presencia de diarreas en

los lechones.

5.1.2. El suministro del probiótico influye en la disminución de la mortalidad de

los lechones hasta el destete en 2,52%.

5.1.3. El probiótico no influye significativamente en el peso ni en la grasa

dorsal de la cerda durante la gestación y al destete.

5.1.4. No se presentó diferencia estadística en el periodo de descanso, el

porcentaje de fertilidad se ve influenciado por el uso del probiótico en un 5%.

5.1.5. El probiótico no presentó diferencia estadística en el peso ni en el

número de lechones al nacimiento y destete.

58

5.2. RECOMENDACIONES

5.2.1. Para futuras investigaciones tendrían que realizarse en otras regiones,

y en otras épocas del año; en granjas con otro tipo de manejo o tecnificación.

5.2.2. Se podrían realizar estudios en granjas con mayores problemas

sanitarios para medir eficacia y eficiencia del probiótico.

5.2.3. Evaluar en forma continua la administración de la levadura en las cerdas

y en sus respectivas camadas.

5.2.4. Realizar el seguimiento a los lechones que nacen de madres tratadas y

comparar con lechones de madres no tratadas, para observar la ganancia de

peso y conversión alimenticia.

5.2.5. Realizar evaluaciones con diferentes concentraciones de UFC/g en la

dosificación del probiótico.

59

VI. RESUMEN

En la presente investigación se trabajó con 192 cerdas de la línea PIC y sus

lechones, fueron utilizadas para determinar el efecto del probiótico

(Saccharomyces boulardii 2.5x107 UFC/g) suministrado en forma de

tabletas (2g/cerda) en la alimentación diaria de los animales. Las cerdas

fueron divididas aleatoriamente, teniendo en cuenta el número de partos, en

dos grupos (Experimental y Testigo). Las tabletas fueron suministradas desde

los 21 días de gestación, durante el periodo de lactancia hasta su retorno a

celo.

El tratamiento constó en la suministro de las tabletas al grupo Experimental y

al control no se le proporcionó, esto tanto en gestación, maternidad como al

destete. La alimentación durante la gestación fue restringida (1.8-2.5-3.0

kg../día). En lactación el consumo fue ad libitum. Los parámetros medidos en

las cerdas fueron los siguientes: la condición corporal (peso y grasa dorsal) y

al destete el porcentaje de fertilidad con su periodo de descanso, mientras que

en los lechones fue el número y peso, al nacimiento y destete, así como su

mortalidad y el índice de diarreas que presentaron hasta el destete. Los

resultados obtenidos muestran que el probiótico disminuye en un 3,43% las

diarreas, siendo esto de gran importancia (rentabilidad) y además un punto

crítico (peso del lechón al destete) dentro de la industria porcina.

Palabras claves: Probióticos, cerdas, lechones, Saccharomyces boulardii.

60

VI. SUMMARY

In the present investigation we worked with 192 sows the PIC line and their

piglets, were used to determine the effect of probiotics (Saccharomyces

boulardii 2.5x107 CFU/g) supplied in tablet form (2g / sow) in daily feeding

animals. The sows were randomly divided, considering the number of births in

two groups (experimental and control). The tablets were supplied from 21 days

of gestation, during lactation until his return to estrus.

Treatment consisted in the supply of tablets Experimental and control group

was not provided, that both pregnancy, maternity and weaning. Diet during

pregnancy was restricted (1.8-2.5-3.0 / kg day). Lactating consumption was ad

libitum. The parameters measured in sows were: body condition (weight and

backfat) and weaning the percentage of fertility in its sleep period, while the

piglets was the number and weight at birth and weaning, and mortality and the

rate of diarrhea presenting to weaning. The results show that probiotic

decreased by 3.43% diarrhea, this being of great importance (profitability) and

also a critical point (piglet weight at weaning) within the swine industry.

Keywords: Probiotics, sows, piglets, Saccharomyces boulardii.

61

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VIII. ANEX

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s)

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RTO

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DA

N Ü

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AL

DE

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E

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LE

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TETE

/ CAMADA

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PROM

LECHONES

DES

TETE

Kg.

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S/

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DA

CER

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E

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E

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E

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PIT

E

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E

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PIT

E

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6,6

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E

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8

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E

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E

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E

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4

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NO

RE

PIT

E

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RTO

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PA

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(ado

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os y

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#MUE

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E

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TETE

/ CAMADA Kg.

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RE

PIT

E

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1

1

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E

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0

1,0

470

-5

1

11

53,3

58

4,8

507

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

3

2079

2

193

245

15

210

11

2

14

17,5

2

1,2

514

-3

0

11

79,1

4

7,1

945

6

NO

RE

PIT

E

GC

2

3

2101

2

215

243

16

239

15

0

9

15,2

6

1,6

958

4

2

11

74,6

6,7

818

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

3

2130

2

227

280

19

253

14

3

12

15,7

4

1,3

113

-2

0

10

70,5

17

7,0

517

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

3

2107

2

230

255

13

227

13

4

14

18,0

5

1,2

896

-2

1

11

69,0

7

6,2

791

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

3

34047

4

255

276

16

263

12

4

14

17,1

1

1,2

218

-2

1

11

78,2

72

7,1

156

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

3

1846

3

242

257

10

238

9

25

16

22,6

1

1,4

128

-4

0

12

77,5

62

6,4

635

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

3

33972

4

227

267

11

261

10

0

11

16,0

4

1,4

585

-2

0

9

55,5

03

6,1

670

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

3

1620

4

234

274

16

256

13

4

18

20,6

2

1,1

457

-6

0

12

87,8

69

7,3

224

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

3

1659

4

285

282

13

279

10

0

12

16,8

7

1,4

061

0

0

12

63,9

09

5,3

258

5

NO

RE

PIT

E

GC

3

3

1006

6

266

283

16

275

14

3

11

12,4

1

1,1

281

3

2

12

74,0

38

6,1

698

0

NO

RE

PIT

E

GC

0

4

A525

0

136

205

9

189

7

5

12

17,2

4

1,4

364

1

0

13

85,0

1

6,5

392

11

NO

RE

PIT

E

GC

0

4

A519

0

134

189

13

170

11

5

12

17,2

9

1,4

412

1

0

13

72,3

76

5,5

674

13

NO

RE

PIT

E

GC

0

4

A568

0

134

169

14

160

10

5

10

11,8

8

1,1

882

3

0

13

65,9

84

5,0

757

0

NO

RE

PIT

E

GC

0

4

A506

0

130

174

12

156

10

4

11

17,7

4

1,6

127

3

2

12

73,4

83

6,1

236

0

NO

RE

PIT

E

75

GRUPO

PA

RTO

REP

ID

N PA

RTO

S

PESO

INICIAL

CER

DA

Kg.

PESO

AL

PA

RTO

CER

DA

Kg.

MGD

ANT

ES

PARTO

mm

PESO

DE

STET

E CER

DA

Kg.

MGD

DEST

ETE

mm

DIAS

ABIER

TOS

NÜ LEC

HONE

S VIVO

S NAC

IMIENT

O

PESO

LE

CHONE

S NAC

IMIENT

O/

CAM

ADA Kg.

PROMED

IO

PESO

NAC

IMIENT

O

Kg.

HOMOGEN

IZAC

IčN

(ado

ptad

os y

cedido

s)

#MUE

RTO

S/CER

DA

NÜ

LECHONES

AL

DE

STET

E

PESO

LE

CHONES

DES

TETE

/ CAMADA Kg.

PESO

PROM

LECHONES

DES

TETE

Kg.

# DIARREA

S/

CER

DA

CER

DAS

REP

ETIDORAS

21 DIAS DE

GES

TACION

GC

0

4

A574

0

130

163

10

152

10

6

10

12,2

0

1,2

201

3

0

13

63,1

59

4,8

584

0

NO

RE

PIT

E

GC

0

4

A517

0

132

183

10

176

10

10

14

17,7

9

1,2

705

-1

0

13

78,5

13

6,0

395

0

NO

RE

PIT

E

GC

1

4

A284

1

187

230

16

219

15

2

9

11,6

7

1,2

964

3

0

12

63,3

99

5,2

833

0

NO

RE

PIT

E

GC

1

4

A310

1

175

239

12

210

10

4

13

21,5

2

1,6

554

-2

0

11

62,5

6

5,6

873

0

NO

RE

PIT

E

GC

1

4

A287

1

181

222

10

209

10

5

12

18,2

2

1,5

181

-1

0

11

68,1

5

6,1

955

0

NO

RE

PIT

E

GC

1

4

A290

1

186

260

13

215

11

5

15

20,2

0

1,3

466

-6

0

9

46,5

38

5,1

709

0

NO

RE

PIT

E

GC

1

4

A324

1

170

210

10

197

9

4

11

18,1

3

1,6

481

0

0

11

61,6

99

5,6

090

0

NO

RE

PIT

E

GC

1

4

2124

1

198

233

11

242

10

4

12

18,5

8

1,5

483

0

0

12

68,8

73

5,7

394

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

4

A103

2

245

298

15

269

12

4

16

21,6

1

1,3

506

-4

0

12

84,4

09

7,0

341

3

NO

RE

PIT

E

GC

2

4

A136

2

230

239

16

235

15

0

12

18,7

2

1,5

598

1

0

13

68,5

83

5,2

756

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

4

2111

2

236

264

18

246

16

0

13

16,2

5

1,2

500

0

1

12

76,2

44

6,3

537

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

4

2136

2

217

253

14

231

11

3

13

15,5

1

1,1

932

0

1

12

84,2

69

7,0

224

5

NO

RE

PIT

E

GC

2

4

A126

2

241

239

14

238

12

3

14

15,9

4

1,1

384

-1

0

13

80,8

96

6,2

228

0

NO

RE

PIT

E

GC

2

4

A152

2

235

244

12

250

11

2

12

14,3

9

1,1

989

-1

0

11

65,9

52

5,9

956

1

RE

PIT

E

GC

3

4

1354

5

258

212

17

280

17

3

8

9,2

6

1,1

573

3

0

11

62,5

21

5,6

837

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

4

532

7

295

294

17

299

16

4

10

14,2

0

1,4

204

-1

1

8

45,0

02

5,6

253

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

4

34541

3

210

241

16

226

14

4

7

10,4

2

1,4

879

6

0

13

76,5

64

5,8

895

0

RE

PIT

E

GC

3

4

1051

6

284

293

21

300

21

0

9

9,8

4

1,0

930

3

1

11

46,2

1

4,2

009

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

4

33821

4

217

245

7

250

7

5

5

8,0

3

1,6

064

7

0

12

68,3

49

5,6

958

0

NO

RE

PIT

E

GC

3

4

1309

5

264

282

17

272

15

0

11

14,3

4

1,3

032

0

0

11

66,9

83

6,0

894

0

NO

RE

PIT

E

76

77

ANEXO 4.1 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos en kg.

GRUPO Medias GC 200,21 A

GE 200,19 A

ANEXO 4.2 Medias del peso inicial de cerdas para Grupos x Partos en kg.


GC 3 258,83 A

GC 2 219,13 B

GE 2 211,71 B C

GE 1 193,27 C D

GC 1 187,25 D

GE 0 136,88 E

GC 0 135,62 E

ANEXO 4.3 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos en kg.

GRUPO Medias GE 240,77 A

GC 239,75 A

ANEXO 4.4 Medias del peso al parto de cerdas para Grupos x Partos en kg.


GC 3 276,96 A

GC 2 254,25 B

GE 2 250,88 B C

GC 1 236,29 B C

GE 1 230,90 C

GE 0 192,67 D

GC 0 191,51 D

78

ANEXO 4.5 Medias del peso al destete de cerdas para Grupos en kg.


GE 219,74 A

ANEXO 4.6 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm para Grupos.


GC 13,15 A

ANEXO 4.7 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas antes del parto en mm para Grupos x Partos.


GC 3 14,50 A B

GC 2 13,80 A B C

GE 1 13,04 A B C

GE 0 12,54 B C

GC 1 12,38 B C

GE 2 12,29 B C

GC 0 11,93 C

ANEXO 4.8 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm para Grupos.


GE 11,74 A

79

ANEXO 4.9 Promedios de medici·n de grasa dorsal de las cerdas al destete en mm para Grupos x Partos.


GC 3 13,79 A

GC 2 12,08 A B

GE 1 11,52 A B

GC 1 11,04 B

GE 2 11,02 B

GE 0 10,29 B

GC 0 10,08 B

ANEXO 4.10 Medias para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas para Grupos.

GRUPO Medias

GE 5,45 A

GC 5,15 A

ANEXO 4.11 Medias para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas para Partos.


2 5,70 A

1 4,81 A

3 4,78 A

80

ANEXO 4.12 Medias para periodo de descaso o d²as abiertos en las cerdas para Grupos x Partos.


GC 0 6,03 A

GE 0 5,79 A

GE 3 5,32 A

GC 2 5,20 A

GC 1 5,13 A

GE 1 4,50 A

GC 3 4,25 A

ANEXO 4.13 Medias del n¼mero de lechones al nacimiento para Grupos.


GC 12,10 A

ANEXO 4.14 Medias del n¼mero de lechones al nacimiento para Partos.


1 12,15 A

2 12,08 A

3 11,69 A

ANEXO 4.15 Medias del n¼mero de lechones al nacimiento para Grupos x Partos.

GRUPO PARTO Medias GC 0 11,63 A

GC 1 13,17 A

GC 2 12,17 A

GC 3 11,46 A

GE 0 13,00 A

GE 1 11,13 A

GE 2 12,00 A

GE 3 11,92 A

81

ANEXO 4.16 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para Grupos.


GC 15,72 A

ANEXO 4.17 Medias del peso de lechones en kg. al nacimiento para Grupos.


2 16,76 A

3 15,60 A

0 15,51 A

ANEXO 4.18 Medias del peso de lechones al nacimiento para Grupos.


GE 2 17,40 A

GE 1 16,90 A

GE 3 16,72 A

GE 0 16,14 A

GC 2 16,12 A

GC 0 14,88 A

GC 3 14,47 A

ANEXO 4.19 Medias del n¼mero de lechones al destete para Grupos.


GE 11,51 A

82

ANEXO 4.20 Medias del n¼mero de lechones al destete para Grupos x Partos.


GC 0 11,95 A

GE 0 11,79 A

GC 1 11,63 A

GC 2 11,62 A

GE 2 11,29 A

GE 3 10,98 A

GC 3 10,96 A

ANEXO 4.21 Medias del peso de lechones en kg. al destete para Grupos.


GE 66,72 A

ANEXO 4.22 Medias del peso de lechones en kg. al destete para Grupos x Partos.


GE 1 71,47 A

GE 2 71,12 A

GC 1 68,46 A B

GC 3 65,83 A B

GE 3 65,31 A B

GC 0 62,95 A B

GE 0 58,97 B

83

ANEXO 8.1 Fotos tomadas durante el experimento.

Foto 1. Pesaje de las cerdas en b§scula.


Foto 2. Instalaciones de gestaci·n


84


Foto 3. Suministro de tabletas de probi·tico Saccharomyces boulardii


85

Foto 4. Medici·n de Grasa dorsal en cerdas


Foto 5. Instalaciones de maternidad (ambiente controlado)


86

Foto 6. Detección de celo en cerdas que formaron parte del experimento



87

Foto 7. Visita del Dr. Héctor Rivas (Tutor de Trabajo de Titulación) a la

granja.



88

Foto 8. Pesaje de lechones al nacimiento


Foto 9. Pesaje de lechones al destete


89

Foto 10. Atención al parto



90

Foto 11. Carta de certificación de trabajo de campo en granja Buenos

Aires


en calidad de tutores del trabajo de...

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