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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONALCENTRO INTERDISCIPLINARIO DE CIENCIAS MARINAS
DEPARTMENTODEDESARROLLODETECNOLOGÍAS CICIMAR
distribución alimenticiaen el cultivo intensivo de juveniles delcamarón blanco Pencreus vcrnnamei
Que para obtener el Grado deMaestro en Ciencias con especialidad enManejo de Recursos Marinos
PRESEhT4:
r;,dli mar Cortés Jacinto
La Paz, B,CS. Octubre de 1998
C O N T E N I D O
4
5LISTA DE FIGURAS
LISTA DE TABLAS
RESUMEN
ABSTRACT
ABREVIATURAS
GLOSARIO
1. JUSTIFICACIÓ N
2. ANTECEDENTES
3. INTRODUCCIÓ N
3.1 Generalidades3.1.1. Biología del Camarón.3.1.2. Ciclo de vida del camarón Penaeus
3.2 Sistemas de Cultivo3.2.1. Sistema de Cultivo Extensivo.3.2.2. Sistema de Cultivo Semi-intensivo.3.2.3. Sistema de Cultivo Intensivo.
3.3 Situación Mundial del Cultivo de Camarón.3.3.1 Especies mas importantes en el Mundo.3.3.2. Especies con potencial de cultivo en México
3.4. El cultivo de camarón en México.
3.5. Nutrición de Peneidos.3.5.1. Proteínas3.5.2. Lípidos3.5.3. Carbohidratos3.5.6. .Vitaminas3.5.7. Minerales
3.6. Programas de alimentación sugeridos por fabricantes de alimento para camarón
4. OBJETIVOS
5. MATERIALES Y MÉTODOS.
5.1. Descripción del área de cultivo experimental.
5.2. Calendarización experimental.
6
7
8
9
I l
13
15
151515
17171819
192223
2<
262627282829
29
33
34
34
34
355.3. Organismos experimentales.
5.3.1 Condiciones del cultivo hiperintensivo de postlarvas de camarón blanco Penaeus vannamei enestanquería supralitoral.5.3.1.2. Efecto de variaciones de recambio de agua en el cultivo hiperintensivo de camarón blanco.5.3.1.3. Matemización hiperintensiva de postlarvas F2 de Penaeus vannamei.5.3.2. Evaluación en condiciones controladas de frecuencia alimenticia óptima para P. vannamei.
5.3.2.1. Condiciones de cultivo en la frecuencia alimenticia óptima para P. vant?amei.5.3.2.2. Diseño Experimental en la frecuencia alimenticia óptima para P. vannatnei.
5.3.3. Definición del horario óptimo de alimentación. Etapa 1.5.3.4. Definición del horario óptimo de alimentación. Etapa dos.
37383s3s3s414344
5.4. Análisis Bromatológicos. 45
5.5 Análisis Estadístico. 46
6. RESULTADOS 496.1. Maternización en estanquería supralitoral.
6.1.1. Calidad de agua en cultivo hiperintensivo.6.1.2. Efecto del recambio de agua en el cultivo hiperintensivo de camarón blanco.6.1.3. Maternización hiperintensiva de postlarvas F2 de Penaeus vannamei.
49495051
6.2. Calidad de agua en la evaluación de frecuencia alimenticia y tiempo óptimo de alimentación6.2.1 Análisis proximal del alimento comercial utilizado en las fases de cultivo experimental.6.2.2. Evaluación de crecimiento en función de la frecuencia alimenticia.6.2.3. Número aparente de mudas en evaluación de la frecuencia alimenticia.6.2.5 Evaluación de la supervivencia en la frecuencia alimenticia.
5253545s61
6.2.6 Comparación del crecimiento obtenido en la experimentación de la frecuencia alimenticia VS granjascomerciales. 63
6.3. Efecto del horario óptimo de alimentación. Etapa 1. 646.3.1 Evaluación de supervivencia. Etapa 1. 686.3.2 Producción de biomasa y Factor de Conversión Alimenticia WA). 686.4.1 Efecto del horario óptimo de alimentación en la supervivencia. Etapa 2. 746.4.3. Análisis proximal de P. vannamei cultivado en la Etapa dos durante 30 días. 766.4.4. Cuadro comparativo del análisis proximal de la dieta experimental 77
7. DISCUSION 78
7.1 Condiciones de cultivo. 787.1.1 Calidad de agua en los cultivos hiperintensivo. 7s7.1.2. Calidad de en Unidades Experimentales deagua 200 y 1500 1. 797.1.3 Dieta experimental. 79
7.2 Evaluación del cultivo hiperintensivo. 807.2.1. Cultivo hiperintensivo de postlarvas con variaciones del recambio de agua. so7.2.2. Maternización hiperintensiva de postlarvas de P. vannamei. 81
7.3 Evaluación de crecimiento en función de la frecuencia alimenticia 81
7.4 Evaluación de crecimiento y supervivencia en función del horario óptimo de alimentación. 83
7.5 Análisis Bromatológicos. 84
8. CONCLUSIONES. 859. RECOMENDACIONES 86
2
3
10. BIBLIOGRA FiA1. Apéndice.
87
93
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 CICLODEVIDADE~NCAMAR~NPENEIDO.(TOMADODE RPI 1989). 16FIGURA~.PORCENTAJESDEPRODUCCI~NDELOSPRINCIPALESPAÍSESPRODUCTORESDECAMAR~NC~TIVADO
@¿OSENBERRY~~~~). 21FIGURA~.ZONASDEC~TIVOLOCALIZADASENMÉXICO~ODIFICADODEG~EZYDELALANZA~~~~) 24FIGLTRA 4. ~ROPORCIóNDELOSSISTEMASCOMERCIALES DECULTIVODECAMARóNUTILIZ4DOS ENMÉXICO
(ROSENBERRY~~~~). 25FIGURA 5. LAN~TRICIÓNDECRUSTÁCE~SEN Lossmmws DEC~LTI~~.T~MAD~DETACON (1990) 30FIGURA 6. LOCALIZACIÓNGEOGRÁFICADELÁREADE ESTUDIO. A. LABORATORIODECLILTIVOEXPERIMENTALDE
CRUSTÁCEOS;B. SISTEMADEESTANQUERíASlJPRALITORAL. 36FIGURA~.ESTANQUER~ASIJPRALITORALDELCIBNOR 37FIG~RA~.UNIDADESEXPERIMENTALESDE 1500 1 ENELPATIODECULTIVODELCIBNOR 39FIGURA~.UNIDADESEXPERIMENTALESDE 2001 ELINTERIORDELLABORATORIOEXPERIMENTALDECRUSTÁCEOS. 39FIGURA~O.CRECIMIENTODEP. VatirfamiA 14,28 Y 35 D~ASDECULTIVOEXPERIMENTALCON CUATROFRECLTENCIASDE
ALIMENTACIóNENDOSSISTEMASDECLJLTIVO.A)U.E DE 2001.B) U.E.DE 1500 1. 57FIGURADO. A) NÚMEROAPARENTEDEMUDASPORD~AENUE.DE 2001. B) NÚMEROTOTALMUDASENU.E.DE~OO 1
ALOS 14,28 Y 35 DÍASDECLTLTIVO. 59FIGURA~~.A)NÚMERO APARENTEDEMIJDASPORD~AEN U.E. DE 15001,B) N~MEROTOTALDEMUDASEN U.E. DE
15001 A LOS 14,28 Y35 DÍASDEWLTIVO. 60FIGURADO. SUPERVIVENCIA DEP~~~~~~~~~~~~~?~~~ENLASDOS~IDADESEXPERIMENTALESEN 35 D~ASDECULTIVO, A)
EN U.E. DE 200 1 YB) EN U.E. DE 1,500 1. 62FIGURADO CoMrmmóN DELASCURVASDECRECIMIENTODELOSTRATAMIENTOS AC~YAC~CON UNACURVA
TIPIFICADADELCRECIMIENTODELCAMARÓN P. vatmanzeiEN GRANJASCOMERCIALES. 63FIG~~~.CRECIMIENTODEP.~~~~~~~~~~ALIMENTADOCONCUATROESQUEMASDEALIMENTACIÓNDURANTE 21 DÍAS
DE CULTIVO. A) EN U.E. DE 200 1, B) EN U.E. DE 1500 1 67FIGURA~~.SUPERVIVENCIADE P ~~~~~~~~ALIMENTADOCONCUATROESQUEMASDE mhfmmcIóN,NOC,DIA,
DAH Y DEM. A) CuLTIVADO EN U.E. DE 200 1, B) CuLTIVADO EN U.E. DE 1500 1. 69FIGURA~~.CRECIMIENTODE p. ~~~~~~~~ALIMENTADOCONTRESESQUE~MASDEALIMENTACI~N NOC,DIAyDAH
DURANTE 30 DíAS DE CULTIVO. A) EN U.E. DE 200 1 YB) EN U.E. DE 1500 1. 73FIGLRA~~. SUPERVIVENCIA DEP. vanrzamti~DURANTE 30 DíAs DECULTIVO. A) EN U.E. DE 2OOlyB) ENU.E.DE 1500
1. 75
5
LISTA DE TABLAS
TABLA~.PRODUCCI~NMUNDIALDECAMAR~NCULTIVADODELOSPRINCIPALESPA~SESPRODUCTORESEN 1995(MODIFICADODEROSENBERRY 1996 Y FAO 1997)... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .20
TABLAS. PRoDuccIóN T~TALMUNDL~LDEESPECIES DECAM~RÓN~ULTI~AD~EN 1993 (TACON 1996)..................22TABLA 3. ~O~oDEALIMENTACIóNYPORCENTAJEDELAPORCIóNDIARIAASUMINISTRAR ENSISTEMASMTENSIVOS.
TOMADODE AKIYAMAY CHWANG(~~~~) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30TABLA 4. FRECUENCIADEALIMENTA~IÓNPORD~ASUGERIDA PORRANGENINC............. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31TABLA~.CANTIDADDEALIMENTORECOMENDADAPORDÍAPORLASMARCASCOMERCIALES PIASA Y NICOVITA..32TABLA 6. ANÁLISISGARANTI~ADOPORELFABRICANTEDELADIETACOMERCIALRANGEN ~O,UTILIZADADURANTE
CADAUNADELASFASESDECULTIVOEXPERIMENTAL.... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41TABLA 7. FRECUENCIAALIMENTICIAEVALUADAENCULTIVOINTENSIVODELCAMARÓNBLANCO(P~~~~~~~~~~~~~~)
PORUN PERIODO DE 35 DíAS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .TABLA~.ESQUEMADEALIMENTACI~NENFUNCI~NDELAHORADELD~A, PARAELCAMARóNBLANCO(P. VUnnUmei).
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43TABLA 9. P~ETROSFISICOQUIMICOSDELACALIDADDELAGUAENCULTIVOHIPERINTENSIVOCONVARIACIONESDE
RECAMBIO DE AGUAY MATERNIZACIÓN HIPERINTENSIVADELCAMARÓN BLANCO (P. VUnnUmei)...................... 49TABLA~~.VALO~SDELA~R~D~~~I~N,SUPERVIVENCIA,PESOFINAL, FCA Y TCA DE P. vunnumei CULTIVADOCON
DIFERENTES RECAMBIOS DE AGUA................................................................................................................. 50TABLA~~.VAL~RESPROMEDIODELPESOFINAL,SUPERVIVENCIA, PRODUCCIóN,TASA DECRECIMIENTOAEhSOLUTOY
FCA, OBTENIDOSENLAMATERNIzACIÓNHIPERINTENSIVADEPOSTLARVAS Fz DE Penueusvunnumei.............5 1TABLA~~.P~ETROSFISICOQU~MICOSDELACALIDADDELAGUADURANTELOSTRESPERIODOSE~ERIMENTALES
DEEVALUACIóNALIMENTARíAPARAELCULTIVOINTENSIVOCONCAMARóNBLANCO(P. vunnumei)................ 52TABLA 13. ANÁLISISPROXIMALDELALIMENTOCOMERCIALPELETIZADOENBASESECO(RANGEN 40) UTILIZADO
DURANTELASFASESDECULTIVOEXPERIMENTALDE P. VUnnUmei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53TABLA~~.PESOINICIALYFINAL,TASADECRECIMIENTOABS~LUTA, FACT~RDECON~ER~IÓNALIMENTICIA, BIOMASA
YSUPERVIVENCIAEN P. VunnumeiCON CUATROFRECUENCIASDEALIMENTACIóNDIARIA, CULTIVADOEN U.E.DE 200 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . t... 54
TABLA 15. PESOINICIAL~FIN~L,TASADECRE~IMIENTOAB~~LUTA, FACT~RDE~~N~ER~IÓNALIMENTICIA, BIOMASAYSUPERVIVENCIAEN P. vunnumeiCON CUATROFRECUENCIASDEALIMENTACIóNDIARIA, CULTIVADOEN U.E1500 1. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .55
TABLA~~.VALORESDEA,YDELAORDENADAALORIGEN(B)DELMODELOCRECIMIENTOEXPONENCIAL,AJUSTADOALTIEMPO FINAL DELCULTIVO DE FRECUENCIA ALIMENTICIA............... ..,....................................................... 56
TABLA~~.PESOINICIALYFINAL,TASADECRECIMIENTOABSOLUTA, TASADECRECIMIENTOESPKIFICA, FACTORDECONVERSIóNALIMENTICIA,BIOMASAYSUPERVIVENCIADE Penueusvunnumei MANTENIDOSENU.E.DE2001POR 21 DíAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ......................... 64
TABLA~~.VALORESDEA,DELAORDENADAALORIGEN(B)DELMODELOCRECIMIENTOLINEALYEXPONENCIAL,ALTIEMPOFINALDEHORAR.IO~PTIMODEALIMENTACI~N.ETAPA~ . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65
TABLA~~.PESOINICIALYFINAL,TASADECRECIMIENTOABSOLUTA, TASADECRECIMIENTOESPECIFICAYFACTORDECONVERSIÓNALIMENTICIA, BIOMASAYSUPERVIVENCIADE Penueusvunnumei MANTENIDOSEN U.E. DE 1500 1POR 21 DíAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ......................... 66
TABLA~~.PESOINICIALYFINAL,TASADECRECIMIENTOABSOLUTA, TCE, FACTORDECONVERSIÓNALIMENTICIAYBIOMASA EN Penueus vunnumei MANTENIDOS EN U.E. DE 200 1 POR 30 DÍAS DE CULTIVO............................... 70
TABLA~~.PESOINICIALYFINAL,TASADECRECIMIENTOABSOLUTA, TCE, FACTORDECONVERSIÓNALIMENTICIAYBIOMASAEN Penueusvunnumei MANTENIDOSEN U.E. DE 15001POR30 DíASDECULTIVOEXPERIMENTAL......71
TABLA~~.VALORESDEA,DELAORDENADAALORIGEN (B)DELMODELOCRECIMIENTOLINEALYEXPONENCIAL,ALTIEMPO FINAL DE HORARIO ÓPTIMO DE ALIMENTACIÓN. ETAPA 2...........................................................,........ 72
TABLA~~.ANÁLISISPROXIMALDEMUESTRASDE~AMARÓNALIMENTADOCONTRATAMIENTOSDEDIFERENTEPORCENTAJEDEALIMENTACIóNDURANTEELDíAYLANOCHE,CULTIVADOEN U.E. DE 200 Y 1500 1...............76
TABLA~~.C~MPARACIÓNENTREELANALISISDEGARANT~A, Los REsuLTmos DELANÁLISISPROXIMALDELADIETAUTILIZADAEN LOS DOS CICLOS DE CULTIVO Y UNA DIETA DE REFERENCIA........................................................ 77
6
RESUMEN
Se efectuó un cultivo hiperintensivo en condiciones críticas de calidad de agua, con postlarvas F, de
camarón blanco Penaetls vannamei, P110 en estanques de 100 m2 por un periodo de 237 días en donde
se evaluó el nivel crítico de recambio de agua en función del crecimiento y supervivencia promedio
final. Posteriormente se realizó una maternización hiperintensiva por 232 días de cultivo y 20% de
recambio, con el objetivo de mantener material biológico del mismo historial nutricional para la
evaluación experimental.
En la evaluación experimental se realizó un ciclo de cultivo con juveniles, de 0.12 g, densidad de
siembra de 70/m*, por duplicado en unidades experimentales (U.E) de 1500 1 y por triplicado en
U.E de 200 1. Se utilizó una dieta comercial cuyo contenido protéico es del 40%, cada 4, 6, 12 y 24
h, por un periodo de 35 días. En las U.E. de 200 1 los mejores rendimientos se obtuvieron con los
camarones alimentados cada cuatro horas. En las U.E. de 1500 1 con los tratamientos de cada cuatro
y seis horas se obtuvieron los mejores rendimientos. La supervivencia de éstos en ambos sistemas
fue superior a 94%.
El horario óptimo de alimentación se evaluó en dos etapas, con el mismo sistema de cultivo que en
la experimentación de frecuencia alimenticia. La etapa uno se realizó con juveniles de 1 g. Seis
veces al día se le suministraba alimento de un 40% de proteína, proporcionado en diferentes
tratamientos: 70% de noche, 30% de día y viceversa; 50% de noche y 50% de día; y en función de
la demanda de alimento, por 21 días. La etapa dos se inició con juveniles de 2 g, a una densidad de
35 juveniles/m2, en las mismas condiciones por 30 días de cultivo, excluyendo la variable en función
de la demanda alimenticia. Se realizaron análisis bromatológicos de los organismos experimentales.para los diferentes tratamientos.
No se encontraron diferencias significativas en el contenido protéico del camarón entre los
tratamientos. Los resultados indican que para esta especie se debe alimentar con una frecuencia de
cuando menos cuatro veces por día distribuido preferentemente durante la noche (70%).
7
ABSTRACT
A hyperintensive culture of white shrimp Penaetls vannamei F2 postlarvae (lOOO/m*) was done in 100
m* tanks for 237 days to define critical water-exchange levels, testing various exchange rates. A
second r-un lasting 237 days was made using 20% water-exchange and continuous aeration to
provide organisms for the experimental trials.
In the first trials, juveniles were stocked at 70/m*, in duplicate 1500 1 tanks and triplicate 200 1 tanks.
A 40% protein commercial diet was fed every 4, 6, 12, and 24 h for 35 days. The best results for the
200 1 tanks were obtained feeding every four hours. The best results for the 1500 1 tanks were
obtained feeding every four and six hours. The feeding regimes that yielded best growth also gave
best survival.
Optimum feeding time was tested in two trials. The first ti-ial, at 70 organisms/m*, lasted 21 days
and used l-g juveniles fed six times per day with a 40% protein diet. The second trial used 2-g
juveniles at 35 organisms/m* following the same culture conditions for 30 days. Proximal analysis
showed no differences between the three treatments for tissue protein content.
The results show that feeding in this species should be done at least four times per day, distributing
feed preferentially during the night.
ABREVIATURAS
oc= Grados centígrados
FCA= Factor de conversión del alimento
HCl= Á cido clorhídrico
Hp= Caballos de fuerza
mg/l= Miligramos por litro
mm= Milímetros
pH= Logaritmo inverso de la concentración de hidrogeniones
WC= Tubería a base de Cloruro de Polivinilo
ppmil= Partes por mil.
rpm= Revoluciones por minuto.
TCA= Tasa de crecimiento absoluta
TCE= Tasa de crecimiento específica
tan= Toneladas métricas
UE= Unidad Experimental.
GLOSARIO
Acuacultura: Es el cultivo de organismos acuáticos, incluyendo peces, moluscos, crustáceos y
plantas acuáticas. La actividad del cultivo implica la intervención del hombre en el proceso de cría
para aumentar la producción, en operaciones como la siembra, la alimentación, la protección a los
depredadores, etc. (FAO 1997).
Alimento Balanceado: Alimento artificial formulado para satisfacer los requerimientos
nutricionales de un organismo (Flores et. al. 1994).
Biomasa: La cantidad de materia viviente en un volumen conocido que puede ser expresada como
el peso total de los organismos por unidad de área o volumen (Parker 1989).
Cultivo Extensivo: Es el sembrar o repoblar organismos acuáticos en embalses donde no los hay,
ó hayan desaparecido o disminuido las poblaciones naturales o introducidas debido a problemas de
contaminación o depredación (Martínez 1993).
Cultivo Semi-intensivo: Se caracteriza por un control parcial de las variables que inciden en el
proceso productivo, orientado a incrementar la productividad natural de los estanques mediante el uso de
alimentos balanceados y/o la participación de fertilizantes orgánicos e inorgánicos (Arredondo 1990;
Gamez y De la Lanza 1992).
Cultivo intensivo: Se caracteriza por un control de la calidad de agua, alta densidad de siembra; y
alimentación completa o de alta calidad; factores que contribuyen al crecimiento del camarón y son
ciclos de desarrollo completos desde la producción de huevo hasta adultos de talla comercial
(Martínez 1993; Rosenberry 1996).
Fitoplancton: Porción vegeta l del p lancton; conjunto de organismos microscópicos
fotosintetizadores que flotan libremente en aguas marinas y dulceacuícolas (Harris 1986).
Lixiviación: Disolución de las materias solubles de una mezcla con ayuda del agua en
componentes (Parker 1989).
uno 0 más
10
Omnívoro: Consumidor con una dieta mixta de material animal o vegetal (Martínez 1993).
Plancton: Grupo de organismos que flotan en las columnas de las aguas de los ríos, lagos y
océanos, cuyos movimientos siguen al de las corrientes (Harris 1986).
Matemización: Fase de cultivo intensivo postlarvario para la adpatación al interperie, previo a la
fase de engorda en un ciclo de cultivo.
Monitoreo: Muestreo sistemático de los parámetros como de calidad de agua; número de animales.
Postlarva: Primeros organismos similares a camarones adultos después de la fase lanaria (Flores et.
al 1994).
Zooplancton: Aquellos animales que son integrantes del plancton y se mueven pasivamente en
ecosistemas acuáticos (Parker 1989).
11
1. JUSTIFICACIÓN
En México durante los últimos años las pesquerías del camarón de altamar y aguas protegidas se han
mantenido en su nivel de rendimiento máximo sostenible (Villar-real 1988; 1990; Díaz 1996) con
promedios anuales del nivel de las 73 688 -f 8 891 toneladas (FAO 1995, Díaz 1996). Una de las
alternativas para sostener la demanda de camarón en el mercado ha sido por medio de su cultivo en
condiciones controladas.
El cultivo de camarón presenta una posibilidad de producir alimento de alta calidad para consumo
humano, y una alternativa en la captación de divisas a través de su exportación (Juárez y Palomo
1985). Rosenberry (1996) estimó una producción en México de 12 000 toneladas a partir de 14 000
hectáreas, con 65% de la cosecha proveniente del cultivo semi-intensivo, sistema que requiere un
cierto grado de tecnificación, y 10% proveniente del cultivo intensivo, para los cuales es
imprescindibIe el contar con insumos de buena a excelente calidad (Díaz 1996).
Por otro lado, el alimento para el cultivo de camarón constituye uno de los componentes
principales de los costos operacionales de una granja acuícola (Vergara y De la Garza 1988; Villarreal
1995; Chamberlain 1996; D’Abramo y Sheen 1996), los cuales en muchos de los casos son
superiores al 50% (Akiyama y Chwang 1989, Zendejas 1991, Rosenberry 1996). Tacon (1996) señalo
que los rendimientos y éxito de una dieta no solo dependerán de su contenido nutricional sino
también de sus características fisicas (color, tamaño, densidad, textura, sabor y estabilidad en el agua)
y el programa de suministro en la granja (almacenamiento, nivel y frecuencia de alimentación y
aplicación de la dieta). Apoyando esto, Bábaro et ar! (1994) ’ d’In icaron que entre otros factores a
tener en crienta para obtener un buen crecimiento de los camarones en cultivo, se encuentra la tasa
de adición del alimento.
Desde el punto de vista comercial, el alto costo de las raciones balanceadas hacen necesario llevar a
cabo investigaciones relacionadas con el manejo de la alimentación, para obtener una mayor
rentabilidad de los proyectos de cultivo de camarón en sistemas intensivos. Ademas, es necesario
12
minimizar el impacto ambiental generado por la sobrealimentación de los estanques, lo que ocasiona
la eutroficación del agua y sedimentos de material orgánico en los fondos de la estanquería.
En la actualidad la tendencia general en la camaronicultura es hacia la optimización del uso de la
infraestructura, la cual implica la intensificación del proceso productivo. Como resultado de dicha
tendencia y para poder sostener el incremento en la producción de camarón por unidad de área en
sistemas semi-intensivos, toma una especial relevancia suplir el alimento natural para el camarón
(fitoplancton, zooplancton y bentos), por alguno compuesto artificialmente. En los sistemas muy
intensivos el camarón depende casi exclusivamente del aporte nutricional que pueda tener a partir
del alimento balanceado. La utilidad asociada al uso de alimentos balanceados, es que permiten
maximizar la producción de camarón, sin tomar para ello en cuenta la productividad primaria del
estanque de cultivo.
Con el presente proyecto de investigación se pretende definir la frecuencia de alimentación de
juveniles del camarón blanco Penatws vannamei, que permita el avance en la optimización de las
técnicas de cultivo intensivo de esta especie. Adicionalmente, se aporta información relacionada con
la reducción del impacto en el medio ambiente de dichos cultivos.
13
2. ANTECEDENTES
El cultivo de camarón inició en el Sudeste de Asia donde se cultiva por tradición desde hace siglos,
utilizando métodos de cultivo extensivo (Cruz 1988, RPI 1989). El cultivo con bases científicas se
inicio en Japón en 1933 cuando el Dr. Fujinaga, obtuvo desoves de Penaezujqboninls en condiciones
de laboratorio, y años después el desarrollo de estadios lar-varios hasta postlarva (Rodríguez y
Reprieto 1984, RPI 1989).
Los primeros intentos para alimentar camarones en encierros o en tanques fueron realizados en
Japón usando alimento fresco, principalmente moluscos (Barrena 1987). En 1970, el Dr. Kanazawa
y colaboradores elaboraron una dieta artificial utilizando conocimientos sobre la nutrición del
salmón y la Atiemja, iniciándose así el estudio de los requerimientos nutricionales del camarón
Penaeusjaponictls (New 1976). Actualmente miles de toneladas de alimento de camarón son fabricadas
en el sudoeste de Asia, Latinoamérica y otros países (Barrena 1987).
El cultivo en México se inició en los setentas, basado en dos modelos técnicos de desarrollo: el
cultivo semi-intensivo y otro con el objeto de obtener una tecnología hiperintensiva (Martínez
1993). El primero nació en Sinaloa de la concepción de un grupo de técnicos en 1972, ubicados en
un campamento de camaronicultura del Instituto Nacional de Pesca; el segundo se desarrolló en ese
mismo año en colaboración con la Universidad de Arizona, Tucson, U.S.A., para el cultivo intensivo
del camarón azul (Penaeetrs styLhrutn>) y camarón café (P. ca&mziensis) en las instalaciones del Centro
de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de la Universidad de Sonora (CICTUS) en Puerto
Peñasco, Sonora, México (Anonimo 1973; Mahler et al. 1974; Rodríguez y Reprieto 1984;
Arredondo 1990; Martínez 1993).
El Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste (CIBNOR) ha enfocado, desde 1984, un
número importante de sus programas a la evaluación del potencial de cultivo de camarón en zonas
semiáridas. A partir de estos estudios, se ha encontrado que especies como P. styh~~tris y P.
ca.@miensis tienen potencial de cultivo en esta zona. Otra especie del Pacífico Mexicano, P. vannamei,
es la especie predominante en las granjas de cultivo comercial de la Costa del Pacífico y actualmente
se ha cultivado con éxito en la estanquería experimental del Centro.
Desde el punto de vista de los requerimientos nutricionales, a la fecha se han llevado a estudios
referentes a la utilización de fuentes alternas de proteína (vgr. harina de soya, calamar Lo&go sp y
14
langostilla Pleumncodesphn~~es entre otros), en dietas para camarón (New 1987; Akiyama et al. 1991;
Villarreal 1995).
Entre los estudios sobre camarón Penaeus que involucran aspectos de relevancia para el presente
trabajo es pertinente citar las investigaciones realizadas por Robertson et al. (1992) sobre la
evaluación del efecto de la frecuencia de alimentación y tiempo de alimentación diurna o nocturna
en el camarón blanco P. vumamei en estanquería para engorda, sus resultados indicaron que el
crecimiento es incrementado con la frecuencia alimenticia. Cortés (1993) evalúa dietas comerciales
con diferente nivel de proteína en juveniles de camarón blanco P. vannamei, con excelentes
resultados en el crecimiento y mayor supervivencia alimentado a esta especie con peletizado de alta
calidad (Rangen 40).
En relación con estudios nutricionales en crustáceos y problemas de aplicación de la investigación a
la practica en sistemas de granjas, Tacon (1990; 1996) hacía revisiones muy completas. Mientras que
con énfasis en el potencial del cultivo intensivo de ésta especie, Sandifer et al. (1987) demostraron
que el cultivo intensivo P. vannamei es posible utilizando una densidad de siembra de 42
camarones/m2, produciendo rendimientos de 6-7.5 ton/ha/cosecha. Wyban et nl: (1988) y Wyban y
Sweeney (1989), indicaron que P. vannamei muestra un rápido crecimiento y alta supervivencia
utilizando una densidad de siembra de 45 camarones/m2. Reid y Arnold (1992) utilizando sistemas
de recirculación tipo “raceway” en cultivo intensivo obtuvieron producciones de 110 ton/ha y 114
ton/ha en un ciclo de cultivo de 176 y 146 días de cultivo. Por otro lado, Aragón y Calderón (1997)
realizaron un estudio de factibilidad del cultivo intensivo del
el noroeste de México, utilizando densidades de siembra.
producción de 12 a 14 ton/ha/ciclo.
camarón blanco a escala comercial en
de 92 a 107 juveniles/m2, con una
15
3. INTRODUCCIÓN
3.1 Generalidades
La acuacultura es el cultivo de especies acuáticas en condiciones controladas, una de las técnicas de
producción de alimentos con mayor dinámica en nuestro país y con gran potencialidad en el manejo
de los recursos naturales (De la Lanza y Arredondo 1990). Es una actividad capaz de proporcionar
además de alimentos, recursos económicos y empleos (Arce 1989).
3.1.1. Biología del Camarón.
Los camarones son artrópodos pertenecientes a la clase Crustácea, son organismos mandíbulados
con apéndices birrámeos articulados, con dos pares de antenas, branquias, caparazón, presentan
larva nauplio y son de hábitos acuáticos; poseen un gran potencial reproductivo, ya que las hembras
pueden desovar hasta un millón de huevecillos (Barnes 1983; Martínez 1993).
3.1.2. Ciclo de vida del camarón Penaeus
En la Figura 1 se muestra el ciclo de vida de Pennetls, que consiste de huevo y larva las cuales son
oceánicas; éstas, a medida que avanzan en su desarrollo se acercan a la costa, alcanzan la fase de
postlarva y juvenil principalmente en ambiente estuarino. En su fase adulta presentan hábitos
predominantemente oceánicos (Rodríguez y Reprieto 1984; Martínez y Torres 1995).I
El género Penaetrs, presenta estadios de larva: Nauplio, Zoea y Misis, y de Postlarva (Matsunaga et al.
1987; RPI 1989). Se ha estimado que la vida de estos organismos es corta, ya que la mayoría de los
Penaetls viven en promedio entre 18 y 20 meses, con pocos individuos sobrepasando los dos años
(Martínez y Torres 1995).
16
Zona Litoral
Misis
-‘Lh
: :.. .-
.. -
.< . .
. . ..“.‘.. ,._. . *- -
,I... . **.-__.,+,~-‘,* _,<
Figura 1 Ciclo de vida de un camarón peneido. (Tomado de RPI 1989).
3.1.3. Alimentación del camarón Penaeus.
El aparato digestivo de los camarones, está constituido por la boca que se localiza en la parte ventral
anterior, tienen modificado el intestino anterior en un estómago de dos cámaras, que lleva dientes
trituradores y cerdas filtrantes en forma de peine (Barnes 1983). En el hepatopáncreas, los alimentos
entran en contacto con sustancias digestivas que los degradan y transforman en compuestosasimilables (Martínez 1993).
17
Los camarones básicamente son organismos omnívoros, variando sus preferencias de acuerdo a los
diferentes estadios de su ciclo de vida (Robertson et al. 1992; Martínez 1993). Durante sus primeras
etapas de vida, el alimento que consumen es de origen planctónico y, conforme su desarrollo, su
dieta varia de acuerdo al comportamiento bentónico que adquieren, ingiriendo algas, moluscos,
detritus y otros crustáceos (Martínez 1993; Martínez y Torres 1995).
3.2 Sistemas de Cultivo
Conforme se incrementan las densidades de siembra, las granjas camaroneras requieren menos área por
unidad producida, la tecnología requerida es más sofisticada y los costos de capital se incrementan
significativamente (SEPESCA 1994). Bajo estas consideraciones se establecen los criterios para clasificar
los sistemas de cultivo que se practican.
Los sistemas de cultivo que se practican en México abarcan tres niveles técnicos: Extensivo, Semi-
intensivo e Intensivo. La separación de estas técnicas radica en el nivel tecnológico que se aplica, el cual a
su vez es resultado del control que se ejerce sobre las variables que inciden en el desarrollo de los cultivos,
como la calidad del agua, la cantidad y calidad del alimento, que se traduce en las mejores tasas de
crecimiento e incremento en la producción &-redondo 1990).
3.2.1. Sistema de Cultivo Extensivo.
El sistema extensivo de camarón es ampliamente utilizado, debido a que el proceso de cultivo no
requiere de controlar los factores que intervienen en el crecimiento del camarón. En este sistema
quedan incluidas todas las formas de encierro de juveniles, manteniendo los organismos hasta llegar
a la talla comercial (Rodríguez & Reprieto 1984). Los rendimientos obtenidos en este sistema
dependen básicamente de la productividad natural y prácticamente no se aplican técnicas de manejo
durante el proceso productivo (Arredondo 1990; Gamez y De la Lanza 1992).
Las postlarvas o juveniles provienen del medio ambiente, cuando sube la marea se abren las compuertas
de los estanques y cuando se estabiliza la marea es colocada una malla, quedando atrapados los
organismos; la densidad de siembra es igual o menor a 2 organismo/m2 (Martínez 1993; Rosenberry
1996).
18
Las mareas proveen los recambios de agua a tasas de aproximadamente un 5%/día. La alimentación del
camarón se basa en organismos del mismo medio natural, los cuales pueden incrementarse con
fertilizantes orgánicos y/o inorgánicos (SEPESCA 1994).
La producción por cosecha es de 50 a 500 kg/ha Los costos de producción son de aproximadamente
$1.00 a $3.00 dólares por kg de camarón. Las granjas que utilizan este sistema tienen muy poco impacto
en el ambiente (Rosenberry 1996). Sin embargo, la estanquería utiliza grandes áreas para el cultivo, lo que
en ocasiones ha afectado las zonas costeras, bahías y esteros.
3.2.2. Sistema de Cultivo Semi-intensivo.
Aquí se establece un control parcial de las variables que inciden en el proceso productivo, orientado a
incrementar la productividad natural de los estanques mediante el uso de alimentos balanceados y/o la
participación de fertilizantes orgánicos e inorgánicos (At-redondo 1990; Gamez y De la Lanza 1992). En
este sistema ademas de la estanquería de engorda, se utilizan estanques para una fase de maternización,
donde se mantiene las postlarvas por un periodo de 30 a 45 días, hasta alcanzar una talla de 0.5 a 1.0 g
(Martínez 1993).
En el cultivo, la biotecnología utilizada esta enfocada a ejercer un control sobre las densidades de la
población y la calidad de agua (At-redondo 1990). Se utilizan densidades de siembra más altas, que en el
sistema anterior en un intervalo de 2.5 a 20 org/m’, por lo que existe competencia por el alimento
natural, lo que hace necesario que se adicione alimento peletizado de bajo contenido protéico, como
complemento alimenticio. El recambio de agua es mediante mareas y las tasas de recambio de agua varían
del 5 al lO%/día (SEPESCA 1994).
Con este sistema de cultivo se pueden producir de 500 a 5 000 kg/ha/año a un costo aproximado de
$3.00 a $6.00 dólares por kg de camarón. Las granjas que aplican este sistema de cultivo ocasionalmente
causan problemas en el medio ambiente (Rosenberry 1996), por sus descargas de agua residuales con
niveles excesivos de materia orgánica.
19
3.2.3. Sistema de Cultivo Intensivo.
Generalmente la infraestructura se construye en espacios reducidos, con un flujo elevado de agua y
tasas de siembra superiores a los 20 org/m2 @redondo 1990; SEPESCA 1994; Rosenberry 1996).
En este sistema existe un control de la calidad de agua y alimentación, factores que contribuyen al
crecimiento del camarón y son ciclos de desarrollo completos desde la producción de huevo hasta
adultos de talla comercial.
El cultivo está basado principalmente en la alimentación artificial, con un alto contenido de proteína
y aplicado de manera frecuente. Sin embargo, la información sobre el manejo del alimento es
limitada para el cultivo intensivo del camarón P. vamtamei. La tasa de recambio de agua es superior al
20%/día y se requiere de aeración. El control de las variables ambientales durante el ciclo de cultivo
es más completo, y en algunas tecnologías es complejo, lo que se logra fundamentalmente por el
manejo del camarón en estructuras cerradas utilizando canales ‘?-aceways” de corriente de agua con
recirculación (Reid y Arnold 1992; Martínez 1993; Rosenberry 1996).
Estos sistemas de cultivo se desarrollaron y utilizan a escala experimental y comercial en países
como Japón, Taiwan y Estados Unidos &-redondo, 1990), y se obtiene una producción anual de 5
000 a 20 000 kg/ha a un costo que puede variar de $5.00 a $8.00 dólares por kg de camarón
(Rosenberry 1996).
3.3 Situación Mundial del Cultivo de Camarón.
Según datos compilados por De la Lanza y Arredondo (1990), 1 a información estadística hasta 1989muestra &e la captura mundial de camarones peneidos se ha incrementado de 1.5 millones de
toneladas en 1985 a 2.2 millones en 1989, y que la participación del cultivo en 1985 fue de 7%,
mientras que en 1989 representó el 26%, con una producción de 565 000 ton. Por otro lado,
información compilada por Rosenberry (1996), señala que actualmente existen aproximadamente1.37 millones de hectáreas de estanquería en el ámbito mundial con un rendimiento promedio de506 kg/ha (Tabla 1).
20
Tabla 1. Producción mundial de camarón cultivado de los principales paisesproductores en 1995 (modificado de Rosenberry 1996 y FAO 1997).
PAIS
Tailandia
Indonesia
India
Filipinas
Ecuador
China
Vietnam
Bangladesh
otros
México
Malasia
Honduras
Perú
Sri Lanka
Venezuela
Costa Rica
Nicaragua
Australia
Estados Unidos-Belice
PRODUCCIÓN HECTAREAS PRODUCCIÓN NÚMERO DE
TOTAL DE CULTIVO Kg/haGRANJAS
(tan)276,982 70,000 2,286 16,000
135,710 350,000 257 60,000
96,876 200,000 350 10,000
90,456 60,000 417 1,000
90,000 130,000 923 1,200
78,416 120,000 667 6,000
37,600 200,000 150 2,000
34,030 140,000 250 13,000
39,000 60,000 1375 2,070
15,828 15,751 995 240
6,779 4,000 1,000 400
5,156 12,000 833 55
4,585 3,000 1,667 40
3,329 2,500 800 900
3057 800 2,500 7
2,551 800 1,250 4
2,503 4,000 750 20
1,648 400 4,250 33
1,000 700 1,857 30
936 600 3,333 6
Total 926,442 1,374,551 506 113.005
21
La tecnología utilizada en los paises asiáticos es sumamente eficiente, aún cuando no es sofisticada.
La cuarta parte de las granjas de producción son de tipo extensivo, coexistiendo con granjas semi-
intensivas, que son las más numerosas. Taiwan es la excepción, ya que el sistema de cultivo intensivo
es predominante (Gamez y de la Lanza 1992).
Los países más importantes en la producción de camarón se muestran en la Tabla 1, destacando
Ecuador entre los países de América Latina. Este país inició sus actividades de cultivo de camarón
en 1962 (Griffin et al 1984), produciendo actualmente 90 000 toneladas (FAO 1997) en 130 000 ha
(Rosenberry 1996).
En la actualidad, más de cuarenta países tienen granjas camaroneras (Gamez y de la Lanza 1992). En
la figura 2, se presenta el porcentaje de producción de camarón de cultivo de los principales países
productores. En 1996, la producción de este mismo se estimó en 696 828 toneladas. Tailandia,
Ecuador, Indonesia y China, obtienen ingresos de aproximadamente $ 1 billón de dólares por año
(Rosenberry 1996).
.
Honduras (1.48%)México (2.24%) 11
Bangladesh (5.19%)
ailandia (23.74%)
Ecuador (17.80%)
Figura 2. Porcentajes de producción de los principales países productores de camarón cultivado(Rosenberry 1996).
22
3.3.1 Especies mas importantes en el Mundo.
En la Tabla 2 se presentan las especies más utilizadas para el cultivo, donde sobresalen Penuew
monodon y P, jqonictls en el Sudeste de Asia, y l? chinensis en China (RI’1 1989; Gamez y de la Lanza
1992). Por otro lado, P. s~~~~tti.r y P. vunnamei se cultivan en América, siendo esta última la principal
especie de cultivo en Ecuador (Dore y Frimodt 1987; Rosenberry 1996; FAO 1997). A escala
mundial las especies mas cultivadas son: P. monodon, P. vannamei y P. chinensis, la producción de estas
tres especies en 1993 totalizó 625 487 toneladas, es decir 67% de la producción mundial cultivada
(Tacon 1996).
Tabla 2. Producción total mundial de especies de camarón cultivado en 1993 (Tacon1996)
Especies de Camarón Producción (ton)
Penaeus monodon
Penaeus vannamei
Penaeus cbinensis
Penaeus gb.
Penaeus megtirensis
Metqenaeus Spp.
Penaeus s&hstris
Metqbenaeus endeavouri
Penaeus japonicus.
Penaeus penicillatus
Penaeus in&us
443,128
94,23 1
88,128
62,371
37,748
25,544
9,739
9,490
2,491
2,233
1,865
Palaemon serratus
Total 777,018
Debido a las características que presentan, a los requisitos del cultivo
mercado, las mejores especies para el cultivo en Latinoamérica y Estados
sty¿ht7is y P. schmitti (RPI 1989).
23
y a las preferencias en el
Unidos son: P. vannamei, P.
3.3.2. Especies con potencial de cultivo en México
Existen seis especies de camarones peneidos con potencial de cultivo en el país. Cabe destacar en las
costas del Golfo de México a: Penaeus d~oranm, P. set$ms y P. a$ems y en el Pacífico a: I? ca&ziensU, P.
vannameiy P. s&hsttis (Arce 1989). Las dos últimas especies, en 1995 representaron respectivamente el 75
y 25% del camarón cultivado en el país (Rosenberry 1996). Sin embargo, a la fecha existen granjas que
han cultivado con éxito en alguna fase del ciclo anual el camarón café (P. cahjómiemis) (Figueroa 1996).
3.4. El cultivo de camarón en México.
En 1985 se construyeron dos granjas camaroneras, en Sinaloa. Las Grullas y Viveros de Camarón de
Agua Dulce, con una superkie total de 328 has. Estas granj,as proporcionaron un poderoso ímpetu para
el desarrollo de la camaronicultura en el estado. En ese mismo año en Baja California Sur, el Centro de
Estudios Tecnológicos del Mar La Paz (CET-Mar), comenzó a operar un criadero experimental a
pequeña escala (0.1 hectárea) con un sistema de cultivo intensivo en un tanque circular (Rosenberry
1992).
En 1990 se estableció la factibilidad técnica de un modelo experimental de producción con
capacidad de manejar dos ciclos de engorda por año (Martínez 1993) utilizando esquemas de
producción intensiva comercial en México, se han producido de 4 a 9 ton/ha @endejas 1994),
aunque algunas granjas en el noroeste de México han logrado producir hasta 14 ton/ha (Aragón y
Calderón 1997).
24
A la fecha, existen mas de 200 granjas que se ubican en los litorales de las costas del país,
predominantemente en Sinaloa, en terrenos clasificados como inadecuados para la agricultura (vgr.
zona de manglar). En este Estado se concentra el 76.6 % de la superficie total de estanquería del
país (Figura 3) (Rosenberry 1996). La producción de camarón cultivado en México se ha incrementado
en 18%, de 13 454 ton en 1994 a 15 867 ton producidas en 1995 (FAO 1997).
Figura 3. Zonas de cultivo localizadas en México (Modificado de Gamez y de la Lanza 1992)
25
La figura 4, presenta los sistemas de cultivo que se practican en México, siendo el más frecuente el cultivo
semi-intensivo (Rosenberry 1996).
Semi-intensivo
Intensivo10%
25%
Figura 4. Proporción de los sistemas comerciales de cultivo de camarón utilizados en México(Rosenberry 1996).
.Uno de los avances más importantes en la consolidación de la camaronicultura en el país ha sido el uso
de postlarvas de segunda generación (FJ producidas a partir de progenitores provenientes de estanques
de cultivo comercial. De la misma manera el uso de postlarva que son menos susceptibles a
enfermedades (vgr. IHHNV) y que ofrecen un mejor rendimiento en términos de crecimiento, ha
permitido lograr resultados más consistentes en el ámbito comercial. Actualmente en el país se utilizan
26
variedades de camarón blanco (P. vannamer) y camarón azul (P. s@rr~&>) con estas características
(Malagamba com. pers. 1996; Villar-real com. pers. 1997)
3.5. Nutrición de Peneidos.
La nutrición comprende los procesos químicos y fisiológicos que proveen de nutrientes al animal
para sus funciones normales, de mantenimiento y crecimiento. Por lo tanto, involucra la ingestión,
digestión, absorción, transporte de nutrientes y la eliminación de desechos (Akiyama & Dominy
1989; Zendejas 1991).
Debido a que la alimentación constituye uno de los principales capítulos en el cuadro de los costos
de una explotación industrial de crustáceos, y teniendo en cuenta los problemas planteados en
sistemas intensivos por la limitación de alimento natural, el desarrollo de una dieta compuesta
efectiva y económica es un requisito esencial para el éxito del cultivo (Fernández et al. 1987).
Los alimentos suplementarios son una fuente de nutrientes que suplen el alimento natural, dando
lugar así a un incremento en la capacidad de producción de camarón (Zendejas 1991). Además,
también necesitan de sustancias nutritivas en adecuada proporción para su crecimiento,
reproducción y el desarrollo normal de sus funciones metabólicas (Akiyama y Dominy 1989). Los
requerimientos de nutrientes en la dieta de toda especie cultivada pueden ser considerados en
grupos de nutrientes como proteínas, carbohidratos, lípidos, vitaminas y minerales (Rodríguez y
Reprieto 1984; Tacon 1990). Algunos de estos nutrientes son obtenidos hasta cierto grado del
ambiente natural por los camarones en cultivo (Akiyama y Dominy 1989).
3.5.1. Proteínas
Los crustáceos como otros animales se alimentan para satisfacer sus necesidades energéticas. La
cantidad de proteína en la dieta debe estar balanceada con la cantidad de energía disponible para de
27
esta manera alcanzar una ingestión protéica óptima y una buena tasa de conversión (D’Abramo y
Sheen 1996). Cuando la energía esta disponible, la proteína es utilizada para el crecimiento (Akiyama
et al. 1991).
El nivel óptimo de proteínas en la dieta de los crustáceos oscila entre 30 y 57% (Forster 1975;
Kanazawa 1985; Akiyama & Dominy 1989). Colvin y Brand (1977) han señalado que el
requerimiento protéico para un óptimo crecimiento y eficiencia alimenticia en Penaeus vannamei es de
30%
Los estudios sobre requerimientos protéicos han correlacionado las propiedades nutritivas de las
proteínas con su contenido y composición de aminoácidos. Las proteínas mas nutritivas para una
determinada especie suelen ser aquellas en las que su contenido en aminoácidos es semejante a la
composición de la especie (Deshimaru y Shigeno 1972).
3.5.2. Lípidos
Son una fuente concentrada de energía, y de ácidos grasos esenciales para el adecuado desarrollo y
supervivencia del camarón @endejas 1991). El nivel óptimo en la dieta de crustáceos oscila entre 6
y 10% (Forster 1975; Tacon 1990; Akiyama et al. 1991).
La función principal de los ácidos grasos esenciales se relaciona con su papel como componente de
fosfolípidos y precursores de prostaglandinas (Akiyama et al. 1991). Los camarones no pueden
sintetizar colesterol, muchos esteroles y componentes esenciales como hormonas, ácidos biliares y
vitamina D son sintetizados a partir del colesterol (Kanazawa et al. 1971, Cruz-Suárez et al 1996).
Estos compuestos mantienen la flexibilidad y permeabilidad de las membranas celulares, y
participan en la activación de ciertas enzimas (Akiyama et al. 1991).
Por otro lado, los lípidos son considerados importantes en la palatabilidad de las dietas (New 1987).
En general los niveles de lípidos en raciones comerciales para camarón varían de 6 a 7.5%.
28
3.5.3. Carbohidratos
Son utilizados metabólicamente como fuente para la producción de energía, en la síntesis de quitina,
en la formación de esteroides y de ácidos grasos (New 1976; Cruz 1988; Martínez 1993). La
principal forma de almacenamiento de carbohidratos en los animales es el glucógeno (Akiyama et al.
1991).
Los carbohidratos son generalmente la fuente mas barata de energía en los alimentos (New 1987),
pero su utilización por el camarón es limitada (Akiyama y Dominy 1989). Sin embargo, en la
ausencia de carbohidratos, el camarón podría utilizar proteína para mantener sus necesidades de
energía (Akiyama et al. 1991).
Investigaciones realizadas con camarones peneidos indican que estos crustáceos son capaces de
utilizar polisácaridos complejos tales como el glucógeno, almidón y dextrina de manera mas
eficiente que los azúcares simples como la glucosa (Andrews y Sick 1972).
3.5.6. Vitaminas
La deficiencia vitamínica implica una reducción de crecimiento y mayor propensión a enfermedades.
Las vitaminas C, E y muchas de las pertenecientes al complejo p se necesitan en la dieta de
crustáceos (Col1 1982). Por ejemplo el déficit de una de estas vitaminas en larvas de P. j@o?tz¿z.r
resulta en un atraso de la metamorfosis y alta mortalidad durante el desarrollo lar-vario (Kanazawa
1985). Cortés (1993) describió problemas en l? vannamei asociados con deficiencias en la mezcla
vitamínica de dietas comerciales utilizadas en evaluación experimental. De manera similar, algunos
síntomas de deficiencias de vitaminas han sido descritos en juveniles de camarón Penaet/s (New
1987).
En sistemas de cultivo donde la capacidad de carga del estanque no exceda niveles de 250 g/m’, el
alimento natural puede ser suficiente para abastecer algunas o todas las vitaminas esenciales. Los
requerimientos vitamínicos para camarón son influenciados por el tamaño del organismo, edad, tasa
de crecimiento, condiciones ambientales e interacción entre nutrientes (Akiyama y Dominy 1989).
29
3.5.7. Minerales
Existen aproximadamente 20 elementos inorgánicos que realizan funciones esenciales en el
organismo (Akiyama y Dominy 1989). Son importantes en los procesos metabólicos del calcio y
fósforo que intervienen en la síntesis del exoesqueleto (Martínez 1993), ayudan a mantener el
balance osmótico, son constituyentes estructurales de tejidos e intervienen en la transmisión de
impulsos nerviosos y en la contracción muscular (New 1987; Zendejas 1991). La cantidad total de
minerales que se incluyen en las dietas comerciales oscila entre 2 y 7%.
3.6. Programas de alimentación sugeridos por fabricantes de alimento para camarón.
El desarrollo de un régimen de alimentación para camarón en sistemas de cultivo intensivo requiere
primero del entendimiento básico de la nutrición y requerimientos de nutrientes en la dieta del
animal (Tacon 1990; 1996). Actualmente, las dietas disponibles comercialmente contienen proteína
de fuentes animales y vegetales, lípidos, complementadas con vitaminas, colorantes, atractantes y
minerales (Villar-real 1995).
En la figura 5, se esquematiza la importancia de la nutrición artificial y natural en función del sistema
de producción en los crustáceos. En los sistemas de cultivo intensivo, los camarones dependen
prioritariamente del aporte nutricional que pueda tener el alimento balanceado (Tacon 1990).
De acuerdo con varios autores vgr. Tacon (1990); Clifford (1994); Zendejas (1994) y productores de
alimento, 10’s camarones deben ser alimentados de forma frecuente, preferiblemente mas de una vez
al día. La tabla 3 presenta el horario recomendable de alimentación para sistemas intensivos de
cultivo de camarón. Por otro lado, la tabla 4 muestra la frecuencia sugerida para el camarón por el
productor de alimento balanceado Rangen Inc., de acuerdo al tamaño del organismo.
sistema ExtelsiM,
Sistetna Semi intensiw
Densidad de siembra Alinmtación artificial Sist. Intti~
30
Figura 5. La nutrición de crustáceos en los sistemas de cultivo. Tomado de Tacon (1990)
Tabla 3. Horario de alimentación y porcentaje de la porción diaria a suministrar en
sistemas intensivos. Tomado de Akyama y Chwang (1989).
HORA PORCENTAJE DE LA RACION DIARIA
.
06:OO 20
l o : o o 10
14:oo
17:oo
10
30
20:oo 30
31
Tabla 4. Frecuencia de alimentación por día sugerida por Rangen Inc.
Peso húmedo promedio del camarón Frecuencia
0 de alimentación por día. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
0.25 a 0.5 6
0.50 a 1.0 4
1.0 a4.0 4
4.0 a 8.0 3
La cantidad de alimento que se proporciona a un estanque se estima en función de la biomasa del
estanque. En la tabla 5, se presentan las guías generales para la alimentación de camarón, de acuerdo
con los productores de alimento de la marca comercial PIASA, de producción en Baja California
Sur y de una marca extranjera NICOVITA de producción peruana.
32
Tabla 5. Cantidad de alimento recomendada por día por las marcas comercialesPIASA y NICOVITA.
PIASAI
lN I C O V I T A
Peso Promedio del Tasa de alimentación Peso Promedio del Tasa de alimentación
Camarón Camarón\
@-
PL 30 a 0.6
0.6 a 1.0
1.0 a 5.0
5.0 a 10.0
(% de biomasa/día)_ _ _ _ _ __.~____.
~
0 (% de biomasa/día)___---___.-_-_--_-- -..-.-.--_.- _----_ .-.-. _-_~-__-_-
12a 15 l1
0.5 20
10 a 12 0.5 a 1.0 15
8a 10 1.5 a 3.0 8.5
5a8 3.0 a 6.0 5.5
33
4. OBJETIVOS
Objetivo General
Evaluar el efecto de la frecuencia alimenticia en el crecimiento y la
supervivencia de juveniles del camarón blanco (Penaezzs vannamel) en
condiciones de cultivo intensivo.
Objetivos Específicos.
A. Producción de juveniles (F2) de historial nutricional y de manejo homogéneo a partir de F, de
camarón blanco en cultivo hiperintensivo.
B. Efecto de variaciones de recambio de agua en la supervivencia y el crecimiento de juveniles F, de
Penaetls vannamei en condiciones hiperintensivas.
C. Definir la frecuencia alimentaria óptima para la producción de Penaezu vannamei en condiciones de
cultivo intensivo.
D. Determinar las tasas de crecimiento, supervivencia, factor de conversión alimenticia y
producción de biomasa de camarón para las condiciones experimentales.
E. Determinar la composición protéica del camarón blanco (Penaetls vannamet) alimentado con dietas
comerciales de alto contenido protéico.
34
5. M A T E R I A L E S Y M É T O D O S .
5.1. Descripción del área de cultivo experimental.
La evaluación experimental se realizó en el Laboratorio de Cultivo Experimental de Crustáceos, y la
estanquería supralitoral del Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste (CIBNOR), en La
Paz, B.C.S (Figura 6).
5.2. Calendarización experimental.
Número de días
120
237
P-4232
Preparación de infraestructuray adquisición de material biológico einsumos.
Evdaluación de variaciones de recambio deagua en cultivo hiperintensivo.
Evalaluación efecto de frecuenciaalimenticia.
Matemización hiperintensiva depostarvas Fz.
Evaluación Experimental de horarioóptimo de alimentación. Etapa 1.
Eval. Experimental de horario óptimode alimentación. Etapa 2
Análisis bromatólogico
Lavado de unidades experimentales.
Captura de información.
Análisis de datos.
+-+ Elaboración de tesis.
35
5.3. Organismos experimentales.
Hembras de primera generación (F,) de Penaem vannamei, obtenidas de desoves y engorda en
condiciones controladas en el sistema de estanquería del CIBNOR fueron maduradas en la
estanquería de mareas del mismo centro. Los desoves de las hembras y el seguimiento del desarrollo
larvario, se realizaron en el laboratorio de producción larvaria Acuacultores de La Paz, S.A. en
B.C.S. De éstas hembras se obtuvieron postlarvas de segunda generación (F2).
Una vez que las postlarvas F, alcanzaron la fase de postlarva de diez días de desarrollo (PLlO),
fueron transportadas en un contenedor de 2000 1, con oxigenación constante, temperatura de 27 “C
mantenida basándose en bolsas con hielo dentro del contenedor, y alimentadas con nauplios de
Artemia @. El número de nauplios de Artemia por postlarva fue de ll. Las postlarvas fueron
aclimatadas por un periodo de 2 hrs. en un tanque cilíndrico de 100 1 con recirculación de agua del
estanque a sembrar, hasta igualar la temperatura (30 “C) del agua contenida en el estanque. Cada uno
de los estanques supralitorales tienen una dimensión de 100 m’ de espejo de agua.
Se utilizaron un total de 619,800 postlarvas F,, en dos ciclos de cultivo hipertintensivos con 234 días
de duración promedio. En el primer ciclo se evaluó el efecto de condiciones críticas de calidad de
agua en la supervivencia y peso final de juveniles de camarón blanco. En la segunda evaluación se
mantuvieron postlarvas F, en condiciones hiperintensivas con el objetivo principal de mantener
material biológico con el mismo origen, historial nutricional, condiciones de manejo y
mantenimiento similares.
Por otro lado, el efecto de la frecuencia alimenticia en el camarón P. vamamei he evaluado en
términos de supervivencia, FCA y crecimiento en cultivo intensivo, por un período de 35 días,
utilizando-un total de 1,956 juveniles de camarón F,.
Posteriormente se realizaron dos evaluaciones de horario de alimentación en P. vannamei en los
mismos términos de la frecuencia alimenticia, utilizando un total de 1,956 y 738 juveniles F, por
períodos de 21 y 30 días respectivamente.
36
Figura 6. Localización geográfica del área de estudio. A. Laboratorio de cultivo experimental decrustáceos; B. Sistema de estanquería supralitoral.
37
5.3.1 Condiciones del cultivo hiperintensivo de postlarvas de camarón blanco Penaezrs vumamei en
estanquería supralitoral.
La evaluación experimental en la estanquería supralitoral se realizó en un total de siete estanques
supralitorales con dimensiones de 6.9 m de ancho x 14.5 m de largo, con un area de 100 m2 cada
uno (Figura 6B y 7). Se mantuvo un nivel de agua de 1.8 m de profundidad mediante recambio de
agua. La descarga de agua se realizó por medio de en un desagüe central mediante un tubo de PVC
de 4”. El control del nivel del agua se realizó por medio de tubos de PVC de 4” de diámetro y 0.5 m
de longitud; éstos se mantenían conectados con adaptadores de la misma medida.
Figura 7. Eknquería supralitoral del CIBNOR.
El sistema de aireación utilizó un soplador eléctrico Rotron de 5 Hp, que abastecía el aire a presión
en los estanques. En el fondo y a lo largo de cada estanque, se colocó una manguera de poro fino,
para la difusión del aire. El abastecimiento del agua se realizó mediante dos bombas centrífugas de
succión con salida de 4”. Cada bomba operaba con un motor de 10 Hp a 1700 rpm.
38
5.3.1.2. Efecto de variaciones de recambio de agua en el cultivo hiperintensivo de camarón blanco.
Esta fase de cultivo se realizó en tres de los estanques supralitordes, El, E2 y E3. El recambio de
agua por día fué de 20, 15 y 5%, respectivamente. El recambio bajo de agua en condiciones de
cultivo hiperintensivas es considerado crítico por la alta densidad de siembra en el cultivo. En la
realización del recambio de agua en los estanques se requirió de la colocación de filtros, cuya
abertura de malla fue de 2 mm en los primeros 30 días de cultivo. Posteriormente se cambió la malla
por una de 3 mm de abertura.
5.3.1.3. Maternización hiperintensiva de postlarvas F, de Penaeru vannamei.
Se realizó en cuatro de los estanques supralitorales, El, E2, E3 y E4. El recambio diario de agua en
cada uno de los estanques tüé del 20%. El abastecimiento y descarga del agua se realizó de la misma
manera que se indicó en el inciso 5.3.1.
5.3.2. Evaluación en condiciones controladas de frecuencia alimenticia óptima para P. vamamei.
5.3.2.1. Condiciones de cultivo en la frecuencia alimenticia óptima para l? vannamei.
Para la evaluación de la frecuencia alimenticia se emplearon dos sistemas de cultivo. Como unidades
experimentales se utilizaron 8 tanques de fibra de vidrio con dimensiones de 2 x 1.5 x 0.6 m
(volumen de operación = 1500 1) (Figura S), y 12 contenedores de 200 1 (Figura 9). En cada unidad
experimental (UE) se proporcionó aeración constante utilizando un aireador Turbo Blower de 5.5
Hp a través de difusores de sílica de 2.5 x 2.5 cm. La temperatura se mantuvo en 27 k loC, con
calentadores sumergibles de 250 Watts, y diariamente se estableció un recambio de agua filtrada (10
Pm) del 80% del volumen total en las UE de 1500 1 y de 150% del volumen total en cada UE de 200
1.
39
Figura 8. Unidades Experimentales de 1500 1 en el patio de cultivo del CIBNOR.
Figura 9. Unidades Experimentales de 200 1 el interior del laboratorio experimental de crustáceos.
40
Se realizó un registro sistemático de los siguientes parámetros fisicoquímicos del agua:
a) Oxígeno (mg/l), cada cinco días mediante electrodo y medidor digital,
b) Temperatura (OC), diariamente mediante termómetro sumergible máx-mín,
c) pH, cada cinco días mediante electrodo y medidor digital,
d) Salinidad (ppmil), diariamente por medio de un refractómetro,
e) Amonio ionizado, cada cinco días mediante análisis calorimétrico.
Las unidades experimentales se cubrieron con malla negra de nylon (con abertura de 1 mm de luz
de malla) para reducir la intensidad de luz y evitar que los camarones escaparan. Por otro lado, la
filtración de luz en las U.E. de 1500 1, mantenían productividad natural en este sistema
Cabe señalar que estas unidades experimentales se encontraban ubicadas en el patio de
laboratorio de cultivo experimental de crustáceos (Figura 8).
de cultivo.
cultivo del
Para la alimentación de los camarones
a la evaluación de dietas peletizadas
presenta el análisis garantizado de
experimentales.
se seleccionó un alimento comercial (Rangen 40) de acuerdo
para P. vannamei realizado por Cortés (1993). La Tabla 6,
la dieta comercial utilizada en cada una de las fases
Se realizó una selección de juveniles de acuerdo a su peso para estandarizar el
a 0.12 f 0.05 g. Los organismos seleccionados fueron colocados en 8 tanques
peso inicial promedio
de 1500 1 (Figura 8) y
12 cilindros de 200 1 (Figura 9) a una densidad de 70 org/m2 (210 org/UE de 1500 1 y 23 org/UE de
200 1). Los tratamientos se asignaron de manera aleatoria por replicado en las UE 1500 1 y por
triplicado en las UE de 200 1.
41
Tabla 6. Análisis garantizado por el fabricante de la dieta comercial Rangen 40,
utilizada durante cada una de las fases de cultivo experimental.
DETERMINACION RANGEN 40
(“/o>
Proteína 40.0
Grasa cruda 8.0
Fibra cruda 4.0
Ceniza 15.0
Minerales 2.0
Proveedor: Rangen Inc. Idaho, U.S.A.
El alimento no consumido, los camarones muertos y las mudas se retiraron diariamente de las
unidades experimentales mediante sifoneo con una manguera de media pulgada de diámetro. El
pesaje del alimento aplicado y de los organismos en cada biometría se realizó con una balanza digital
(con precisión de 0.01 g). Durante cada biometría se realizó un drenado completo y lavado de cada
unidad experimental.
5.3.2.2. Diseño Experimental en’ la frecuencia alimenticia óptima para P. uannamei.
Durante el primer ciclo de cultivo se evalúo la frecuencia alimenticia óptima de Penaexr uannamei. La
Tabla 7, presenta las frecuencias de alimentación evaluadas durante 35 días de cultivo.
42
Tabla 7. Frecuencia alimenticia evaluada en cultivo intensivo del camarón blanco (Penaetls
vannamez) por un periodo de 35 días.
Se realizaron biometrías a los 14, 28 y 35 días de cultivo, tomando una muestra de 40 y 10
camarones, respectivamente de cada UE de 1500 1 y 200 1, los cuales fueron pesados
individualmente en la balanza digital, después de un secado con papel absorbente. Adicionalmente
se contó el número total de organismos en cada unidad experimental para determinar supervivencia.IY se cuantificó el número de mudas presentes cada día, para cada unidad experimental.
La cantidad de alimento suministrado a las unidades experimentales en el primer día de cultivo (20%
de la biomasa total) se determinó con base al peso húmedo de los organismos. La ración total diaria
fué dividida de acuerdo al número de veces que se alimentaba cada unidad experimental (Tabla 8).
Después del primer día de cultivo, la cantidad de alimento suministrado a cada unidad fue
determinada diariamente con base al consumo de alimento.
43
Las UE de 1500 1 fueron mantenidas en el patio de cultivo a la intemperie. Por lo tanto se
mantendría productividad natural en el sistema. Por otro lado, las UE de 200 1 permanecieron en el
interior del laboratorio con flujo constante de agua filtrada sin productividad natural en este sistema.
5.3.3. Definición del horario óptimo de alimentación. Etapa 1.
De los resultados obtenidos en la evaluación de frecuencia alimenticia se estableció la frecuencia
alimentaria óptima para P. vannanzei. De esta forma se inició la evaluación del horario óptimo de
alimentación. La Tabla 8, presenta los esquemas de alimentación utilizada: nocturno (NOC), de día
@IA), de distribución alimenticia homogénea (DAH) y en función de la demanda alimenticia
@EM).
Tabla 8. Esquema de alimentación en función de la hora del día, para el camarón
blanco (P. vannamez).
Tratamiento Alimentación Nocturna
(%/Rac/día)
Alimentación Frecuencia de
Diurna Alimentación
(%/Rac/día) (Núm./día)
NOC 70 30 6
DIA 30 70 6.
D A H 50 50 6
D E M Ajuste de la alimentación de acuerdo a demanda
Nota: NOC, mayor porcentaje de alimentación nocturna; DIA, mayor porcentaje de día; DAI-I,
distribución alimenticia homogénea y DEM en función de la demanda.
44
Se realizó una selección de juveniles maternizados en la estanquería supralitoral del CIBNOR. La
selección permitió estandarizar el peso inicial en 1.0 k 0.27 g. Los organismos seleccionados fueron
colocados en cada uno de los 8 tanques y 12 cilindros a una densidad de 70 org/m7 (210 org/UE de
1 500 1 y 23 org/UE de 200 1). Dos UE de 1500 1 fueron asignados a cada tratamiento (replicados) y
tres unidades en el sistema de UE de 200 1 (triplicados) de manera aleatoria.
Las biometrías se realizaron a los 7, 14 y 21 días de cultivo. Para cada biometría se tomó una
muestra de 40 y 12 camarones respectivamente de cada UE de 1500 1 y 200 1 los cuales fueron
pesados individualmente usando la balanza digital. En cada biometría se realizó el mismo
procedimiento que en el ciclo experimental de la frecuencia alimenticia (ver inciso 5.3.2.2), que
incluyó el drenado total de agua, limpieza de las unidades experimentales y el reemplazo del
alimento Rangen 40 por un nuevo lote. La administración del alimento se ajustó de acuerdo a la
demanda de los camarones diariamente, incrementando la ración alimenticia por día en caso de que
los camarones dejasen alimento sin consumir.
5.3.4. Definición del horario óptimo de alimentación. Etapa dos.
Se realizó una segunda etapa de cultivo utilizando un mayor periodo de cultivo. Se colectaron
juveniles maternizados en la estanquería supralitoral del CIBNOR, y se seleccionaron
estandarizando el peso inicial en un promedio de 2.0 + 0.35 g. Los organismos seleccionados fueron
colocados en cada uno de 6 tanques de 1 500 1 y 9 cilindros a una densidad de 35 org/m* (105
org/UE de 1500 1 y 12 org/UE de 200 1), la densidad de siembra fue menor a la etapa 1 para evitar
que el peso inicial y la densidad de siembra tuviesen un efecto en el crecimiento del camarón
(Hernández-Llamas et al. 1993). Dos UE de 1500 1 fueron asignados a cada tratamiento (replicados)Iy tres unidades en el sistema de 200 1 (triplicados) de manera aleatoria.
Las biometrías se realizaron a los 10, 20 y 30 días de cultivo. Para cada biometría se tomó una
muestra de 40 y 12 camarones respectivamente de cada UE de 1500 1 y de 200 1. Se realizó la misma
rutina que en la evaluación de la etapa 1 que incluyó, pesaje, drenado total de agua, limpieza de las
unidades experimentales y reemplazo del lote de alimento. Asimismo se empleó el esquema de
alimentación de la etapa 1 (Tabla S), excluyendo la variable en función de la demanda (DEM).
45
5.4. Análisis Bromatológicos.
Después de realizada la biometría final, se preservó en congelación por 12 horas muestras de
camarón de cada tratamiento por unidad experimental y del alimento utilizado durante el periodo de
cultivo, para su posterior análisis bromatológico, como sigue (ver Apéndice I):
?? Determinación de humedad: basándose en la metodología descrita por la A.O.A.C.
(1984) p d’for 1 erencia de peso en estufa a 70°C por 24 hr.
?? Determinación de proteínas: Por el método de Microkjeldahl. A.O.A.C. (1984). El
análisis se cuantifica en función del Nitrógeno presente en la muestra. El principio
técnico es una digestión ácida de la muestra, seguida de una destilación del amoniaco y
titulación del mismo. El porcentaje de Nitrógeno (%N) es calculado mediante la
siguiente fórmula:
donde:
V,= ml de HCl utilizados en blanco,
V,= ml de HCl utilizados en muestra,
N = Normalidad de HCl utilizado,
Me = Miliequivalente de HCl,
w = peso en gramos de la muestra..
El porcentaje de proteína (%P) se define como:
Yo P = (%N) x 6.25
46
? Determinación de lípidos: Por el método de Soxhlet (A.O.A.C. 1984), basándose en la
extracción de lípidos por reflujo continuo con éter de petróleo durante 6 hrs.
?? Determinación de fibra: Por hidrólisis sucesiva utilizando ácido sulfúrico (H2S04) al
1.25% y NaOH al 1.25%, con posterior calcinación.
? Determinación de cenizas: Por el método descrito por A.O.A.C. (1984). Calcinación en
mufla a 550°C.
? Determinación de extracto libre de nitrógeno: Por diferencias a 100% de los valores
obtenidos en cada análisis químico.
5.5 Análisis Estadístico.
Para la fase inicial la hipótesis nula IH, establece que variaciones en el recambio de agua/día no
producen ningún efecto en la supervivencia y el peso de los organismos en cultivo. Para la
determinación de la frecuencia alimenticia y tiempo óptimo de alimentación la hipótesis nula (H,) de
la investigación establece que las variaciones en la frecuencia y horario de alimentación no producen
diferencias significativas en la velocidad de crecimiento y/o supervivencia de los camarones. La
hipótesis alterna (FL,) establece que frecuencia de alimentación, FCA y horarios diferentes producen
crecimiento y supervivencia diferentes.
El crecimiento es definido como el incremento de la biomasa debido a la transformación de
nutrientes y su incorporación a los tejidos orgánicos en un ser vivo (Vergara y De la Garza 1988).
La evaluación estadística de las diferencias de crecimiento, factor de conversión alimenticia y.
supervivencia se realizó utilizando la prueba estadística apropiada del paquete Statgraphics Plus
(Statgraphics 1994): regresión lineal y exponencial, para definir el modelo de crecimiento que mejor
ajuste a las curvas y velocidad de crecimiento de las mismas, análisis de varianza de una vía
(ANOVA) y la prueba de rangos múltiples de Tukey (Sokal y Rohlf 1984), para definir las
diferencias de los pesos finales en la evaluación de frecuencia alimenticia y horario optimo de
alimentación. Por otro lado, los parametros experimentales para la evaluación del rendimiento del
47
camarón en función de la frecuencia de alimentación, y del horario óptimo de la alimentación
fueron a los siguientes.
a) Tasa de crecimiento absoluta (TCA): Es el método simple de reportar crecimiento: Se
define como el incremento en peso por unidad de tiempo (Hopkins 1992). Se obtiene
mediante la siguiente ecuación:
ír-CA = (Pr - PJt
donde, Pf peso final, Pi peso inicial y t es el período de tiempo del cultivo experimental.
Frecuentemente se utiliza la regresión lineal de peso (g) contra tiempo (días) para estimar la
velocidad de crecimiento en función de la pendiente de la línea.
b) Tasa de crecimiento especifica (TCE): La tasa de crecimiento de un animal es un índice
sensitivo a la frecuencia alimenticia (Tacon 1990), denota el crecimiento promedio por día en
términos de porcentaje y supone que el incremento en peso es de forma exponencial
(Hopkins 1992). Se calcula con la siguiente formula:
TcE =lnPf-lnPixloat
donde, lnP, es el logaritmo natural del peso a un tiempo t y lnPi es el logaritmo natural del peso
inicial.
c) Biomasa (B): Definido a partir del número de organismos y el peso promedio a (g) de la
muestra
B=(# de organismos)x(m)
48
d) Factor de conversión del alimento (FCA): Detinido como la cantidad de alimento @ seco
necesaria para que el camarón aumente un gramo en peso húmedo. Calculado mediante la
siguiente formula:
FCA= Alimento seco suministrado fdIncremento en peso humedo(g)
d) Tasa de supervivencia: es el porcentaje de organismos vivos en un tiempo dado.
Tasa de Supervivencia = Núm. final de camarones x 100
Núm. inicial de camarones
49
6. RESULTADOS
6.1. Maternización en estanquería suprahtoral.
6.1.1. Calidad de agua en cultivo hiperintensivo.
La calidad de agua durante la maternización y mantenimiento de los camarones en la estanquería
supralitoral se mantuvo dentro de los rangos de tolerancia establecidos para el cultivo de camarón
del genero Penaeus (Boyd 1989; RPI 1989; Teichert-Coddington 1994).
Tabla 9. Parámetros fisicoquimicos de la calidad del agua en cultivo hiperintensivo convariaciones de recambio de agua y maternización hiperintensiva del camarón blanco (P.vannamet) .
Cultivo hiperintensivo con variaciones de recambio de agua
Estanque Oxígeno Temperatura Salinidad PHAmonia
(% de disuelto(OC)
ionizada
recambio) (mg/) Mb Mín @pmiI) (mg0
1 (20%) 5.6 + 0.1 29.0 25.2 37.1 * 0.5 8.1 f 0.2 0.08 f 0.1
2 (15%) 5.5 zk 0.2 29.0 25.1 38.0 f. 0.8 8.2 zk 0.2 0.09 f 0.2
3 (5%) 5.4 f 0.3 29.0 25.2 39.5 + 1.0 8.3 + 0.3 0.10 f 0.2___..___............................. ~~~~~~~~~~~~~~~
Maternización hiperintensiva
Es tanque Oxígeno Temperatura Salinidad PH Amonia(‘Yo de d i s u e l t o (“C> ionizada
recambio (mg/I) Má.x Mín ppmil (mg/I)
1 (20) 5.5 -r 0.1 29.0 25.1 37.5 + 1.0 7.92 f 0.21 0.05 f 0.03
2 (20) 5.4 f 0.2 29.0 25.2 37.5 f 1.0 7.90 rt 0.22 0.05 * 0.03
3 (20) 5.3 -t 0.2 28.8 25.2 37.3 f 1.1 7.89 + 0.22 0.06 + 0.02
4 (20) 5.4 * 0.1 29.0 25.1 37.2 + 1.5 7.91 f 0.21 0.06 + 0.03
50
6.1.2. Efecto del recambio de agua en el cultivo hiperintensivo de camarón blanco.
El menor porcentaje de recambio de agua produjo una mayor mortalidad de los camarones. Esto
originó durante el experimento una menor densidad, lo que provocó una mejor tasa de crecimiento.
En el estanque 3, se obtuvo un peso final de 4.2 g y el FCA rnk alto porque la supervivencia fué
menor. Por lo tanto el crecimiento y FCA hé mayor. Por otro lado, un peso promedio menor se
presentó en el estanque 1 con un peso final de 3.6 g (ver Tabla 10).
Tabla 10. Valores de la producción, supervivencia, peso final, FCA y TCA de P.vannamei cultivado con diferentes recambios de agua.
Estanque 1 2 3 Valores
promedio
Recambio de agua (%) 20 15 5
Días de cultivo 235 239 236 237
Densidad de siembra (org/m’) 700 800 750 750
Producción (g/m2) 798 665 426
Supervivencia (YO) 32 21 14
Peso final (g) 3.6 3.9 4.2
FCA 1.4 1.6 1.7
TCA (g/día) 0.015 0.016 0.018
51
6.1.3. Maternización hiperintensiva de postlarvas F, de Penaeus vannamei.
Los pesos finales promedio de postlarvas maternizadas en cultivo hiperintensivo se presentan en la
Tabla ll. La supervivencia más alta se registró en el estanque 1 con 37 %, produciendo el menor
peso final 2.4 g. Por otro lado, el mayor crecimiento se presentó en el estanque 4 (3.0 g), con una
supervivencia de 29%. La tasa de mortalidad se incremento después de los 60 días de cultivo. Los
FCA’s promedio se mantuvieron entre 1.4 y 1.6.
Tabla ll. Valores promedio del peso final, supervivencia, producción, tasa decrecimiento absoluto y KA, obtenidos en la maternización hiperintensiva depos tlarvas F, de Penaem vamamei
Estanque 1 2 3 4 Valores
promedio
Días de cultivo 228 229 230 240 232
Densidad de siembra (org/m*) 1000 988 1050 910 987
Producción por (g/m*) 898 775 810 790 818
Supervivencia (YO) 37 31 29 29 32
Peso final (g) 2.4 2.5 2.7 3.0 2.7.
FCA 1.4 1.6 1.6 1.5 1.5
TCA @día) 0.011 0.011 0.012 0.012 0.012
52
6.2. Calidad de agua en la evaluación de frecuencia alimenticia y tiempo óptimo de alimentación.
La Tabla 12 presenta los valores promedio de los principales parámetros de calidad de agua, en 10s
dos sistemas de cultivo utilizados, durante los tres ciclos de cultivo: frecuencia alimenticia, horario
óptimo de alimentación etapa 1 y 2.
Tabla 12. Parámetros fisicoquímicos de la calidad del agua durante los tres
periodos experimentales de evaluación alimentaría para el cultivo intensivo
con camarón blanco (P. ~annamet>.
Frecuencia alimenticia
Parámetro Oxígeno Temperatura Salinidad PH Amoniadisuelto ionizada
(mg/‘) (“C) @pmi’) (mg/‘)
n 8 35 35 8 8
UE de 200 1 5.8 f 0.2 27.0 f 1.0 37.0 k 0.5 7.80 + 0.2 0.03 f 0.2
UE de 1500 1 5.0 zk 0.3 27.0 f 1.0 37.0 f 1.0 7.80 It 0.2 0.04 * 0.3
Horario óptimo de alimentación. Etapa 1.
n 5 21 21 5 5
UE de 200 1 5.8 + 0.2 27.3 k 1.0 37.0 k 0.5 7.81 f 0.2 0.03 + 0.2
UE de 1500 1 5.5 * 0.2 27.2 + 1.1 37.0+ 1.0 7.82 + 0.3 0.04 + 0.2
Horario óptimo de alimentación. Etapa 2.
n 6 30 30 6 6
UE de 200 1. 5.7 -L 0.3 27.5 + 1.1 37.0 + 0.5 7.80 + 0.22 0.03 f 0.02
UE de 1500 1 5.0 * 0.5 27.1 rt 1.1 37.0 f 1.0 7.80 zk 0.22 0.04 f. 0.03
53
6.2.1 Análisis proximal del alimento comercial utilizado en las fases de cultivo experimental.
El análisis proximal de alimento peletizado de la marca comercial Rangen 40, se realizó para
corroborar el análisis de garantía presentado por el fabricante (ver Tabla 6). La Tabla 13, presenta
los resultados obtenidos en el Laboratorio de Análisis Proximal del CIBNOR. Los análisis
bromatológicos muestran que los niveles de composición cumplen con el mínimo reportado por el
fabricante del alimento.
Tabla 13. Análisis proximal del alimento comercial peletizado en base seco (Rangen
40) utilizado durante las fases de cultivo experimental de P. vannamei.
PARAMETRO (“W
Humedad 8.4
.
Proteína Cruda 44.5
Lípidos 9.8
Ceniza 12.5
E:L.N. 30.6
Fibra Cruda 2.4
54
6.2.2. Evaluación de crecimiento en fünción de la frecuencia alimenticia.
Las Tablas 14 y 15 presentan los resultados de la respuesta del incremento de peso en el crecimiento
del camarón para las diferentes frecuencias de alimentación evaluadas durante 35 días de cultivo.
Los tratamientos que implicaban una mayor frecuencia alimenticia produjeron mejores resultados,
en los dos sistemas de cultivo evaluados.
Tabla 14. Peso inicial y final, tasa de crecimiento absoluta, factor de conversión
alimenticia, biomasa y supervivencia en P. vamamei con cuatro frecuencias de
alimentación diaria, cultivado en U.E. de 200 1
PRAMETRO FRECUENCIA ALIMENTICIA
AC AC AC AC
(b/día) (4/día) (2/día) (1 /día)
Peso inicial (g) 0.12 k 0.04 a 0.12 + 0.04 a 0.122 0.04 a 0.12 k 0.04 a
Peso final @ 1.39 2 0.29 a 1.26 + 0.19 b 1.11 + 0.23 c 0.98 I1 0.25 d
T.C.A. (g/día) 0.036 k 0.001 a 0.032 tr 0.002 a,b 0.028 k 0.004 b,c 0.024 + 0.001 c
FCA.
Biomasa (g/m2)
1.4 k 0.05 a 1.4 It 0.05 a 2.0 tl 0.11 b 2.1 k 0.10 b
96 5 6.6 a 85 k 5.3 a 71 f 5.2 b 64 k 2.9 b
Supervivencia (%) 96 k 4.0 a 94 2 2.5 a 90 k 6.6 a 91 + 4.5 a
Valores para cada renglón con la misma letra no son significativamente diferentes (PO.05).
55
Tabla 15. Peso inicial y final, tasa de crecimiento absoluta, factor de conversión
alimenticia, biomasa y supervivencia en P. vannamei con cuatro frecuencias de
alimentación diaria, cultivado en U.E 1500 1.
I?AIZAMETRO FRECUENCIA ALIMENTICIA
AC AC AC AC
(b/día) (4/día) @/día) (1 /día)
Peso inicial (g) 0.12 + 0.04 a 0.12 + 0.04a 0.12 2 0.04a 0.12 t 0.04a
Peso final (gj 1.39 2 0.24a 1.34 ‘. 0.20 a 1.17 + 0.25 b 1.12rt 0.21 b
T.C.A. (g/día) 0.036 k 0.001 a 0.035 It 0.001 a 0.030 k 0.003 b 0.028 + 0.0007 b
FCA 1.7 f. 0.1 a 1.7 k 0.5 a 1.9 t 0.1 b,c 2.0 + 0.1 c
Biomasa (g/m*) 93 k 4.0 a 88 + 2.4 b 76 + 1.5 c 73 k 1.7 d
Supervivencia (%) 95 5 2.1 a 94 k 1.2 b 93 k 1.2 c 93 + 1.0 c
Valores para cada renglón con la misma letra no son significativamente diferentes (PO.05).
Durante el desarrollo de Penaetrs vannamei en el sistema de cultivo de U.E. de 200 1, se observó una
diferencia en el incremento de peso de los camarones a partir de los 28 días de cultivo (Figura 10).
Los camarones alimentados una vez al día (AC24) con un peso de 0.98 g, mostraron un crecimiento
significativamente menor (l?<O.OS), en las UE de 200 1. Al final del cultivo experimental los
camarones alimentados cada cuatro y seis horas (AC y AC6) presentaron diferencia significativas
56
entre sí (WO.O5), con pesos finales de 1.39 y 1.26 g respectivamente. Sin embargo, las TCA’s de
estos tratamientos no presentaron diferencias significativas (WO.05).
Por otro lado, en los sistemas de U.E. de 1500 1, no hubo diferencias significativas entre los
diferentes tratamientos (Tabla 15). El incremento de peso de los organismos experirnendes se muestra
en la Figura 10. La regresión exponencial proporcionó el mejor ajuste a los datos registrados en las
biometrias (Tabla 16). En el experimento en U.E. de 1500 1 los camarones alimentados con tratamientos
AC y AC no presentaron diferencias significativas en su incremento de peso y TCA (W-0.05), con
pesos finales de 1.17 y 1.12 g, y TCA’s de 0.030 y 0.028 g/día respectivamente.
Tabla 16. Valores de A, y de la ordenada al origen (b) del modelo crecimiento
exponencial, ajustado al tiempo final del cultivo de frecuencia alimenticia
Tratamiento Unidad Experimental de 200 I
AC
AC
AC
AC
X A b Y=exp(A+bx)
36 -2.189 0.070 1.417
36 -2.215 0.068 1.284
36 -2.139 0.063 1.121
36 -2.127 0.058 0.950
Unidad Experimental de 1500 I
X A b Y=exp(A+bx)I
AC 36 -2.096 0.070 1.554
AC 36 -2.116 0.069 1.450
AC 36 -2.093 0.066 1.317
AC 36 -2.099 0.065 1.277
57
41.6
1.3
E l . 0i?a 0.6
0.3
I 8 I I--
14 28Tiempo (días)
35
B) 1.6
1.3
3 1.0Sia 0.6
0.3
0.0 I I I I
0 14 28 35Tiempo (días)
Frecuenciaalimenticia
(lloras)-
AC-x-
AC
ACl
AC
Frecuencia alimenticia(horas)
Á c4- x-
AC
Ac
ii
Figura 10. Crecimiento de P. vannamei a 14, 28 y 35 días de cultivo experimental con cuatrofrecuencias de alimentación en dos sistemas de cultivo. A) U.E de 200 1. B) U.E. de 1500 1.
58
6.2.3. Número aparente de mudas en evaluación de la frecuencia alimenticia.
Debido a que el crecimiento de los organismos esta relacionado con el proceso de la muda, se evaluó este
parámetro.
En las UE de 200 1 el número de mudas füé más alto para el &-atiento de mayor frecuencia alimenticia,
con 160 mudas, mientras que el menor número de mudas se registró en el tratamiento alimentado una
vez por día (AC24), con 104 mudas. Por otro lado en las UE de 1500 1, el número de mudas presentó la
misma tendencia.
Las Figuras 12 y 13 muestran el número promedio de mudas por día y el acumulado de mudas totales en
UE de 200 y 1500 1 respectivamente.
59
4
Mudas
6fl I
5
4
3
2
1
014 28 35
Días de cultivo
150
120
90
60
.30
0
.
AC AC AC AC
Frecuencia alimenticia (horas)
11114 fZJ28??? 35 Días de cultivo
Figura ll. A) Número aparente de mudas por día en UE. de 200 1. B) Número total mudas en U. E.
de 200 1 a los 14,28 y 35 días de cultivo.
60
E‘3z
141210
86420
14 28 35
Días de cultivo
M
daS
AC AC AC ACFrecuencia alimenticia (horas)
?? 14??? 28 fl35 DíaS de cultivo
Figura 12. A) Número aparente de mudas por día en U.E. de 1500 1, B) Número total de mudas en
U.E. de 1500 1 a los 14,28 y 35 días de cultivo.
61
6.2.4. Efecto de la frecuencia alimenticia en la biomasa y el FCA.
En los dos sistemas de cultivo se produjo una mayor biomasa en los tratamientos con mayor frecuencia
alimenticia, seis (AC4) y cuatro veces (AC6), con 96 y 93 g/m2 en las UE de 200 y 1500 1 respectivamente
(Ver Tabla 14 y 15). Se evidencía que existe una relación entre el número de veces que se alimentó por día
y la biomasa final. Por otro lado, el FCA en los sistemas de cultivo realizados en las UE de 200 1 se
mantuvo con un mayor control alcanzando niveles de 1.4 en los tratamientos de seis (AC4) y cuatro
veces/día (AC6). En las UE! de 1500 1, los FCA’s para estos tratamientos hé de 1.7.
6.2.5 Evaluación de la supervivencia en la frecuencia alimenticia.
El tratamiento de alimentación seis veces al día (AC4) en las U.E. de 200 y 1500 1 produjo las
mejores tasas de supervivencia 96 y 95% (Tablas 14 y 15). Por otro lado, las menores supervivencia
se encontraron por encima del 90% (Tablas 14 y 15). La Figura 13 presenta la supervivencia en las
unidades experimentales a través del tiempo.
62
FrecuenciaAl100
g- 98
88
100
98
96
94
92
-r I I --
0 14 28 35
Tiempo (días)
0 14 28 35
Tiempo (días)
alimenticiaolo+
-I- AC-*-- AC--*--AC-*-AC
Frecuenciaalimenticia
(horas)
+AC4-*- AC--*--AC-*- AC
Figura 13. Supervivencia de Penaeus vannamei en las dos unidades experimentales en 35 días de
cultivo, A) en U.E. de 200 1 y B) en U.E. de 1,500 1.
63
6.2.6 Comparación del crecimiento obtenido en la experimentación de la frecuencia alimenticia VS
granjas comerciales.
RIP1 (1989) presenta una curva del crecimiento tipificado del camarón blanco P. vannamei, obtenida
de los datos de producción de granjas del Noroeste del país. Para fines de comparación con las
curvas de crecimiento del presente estudio, se ajustó la primera al tiempo experimental (Figura 14).
1.61.41.2
5 1.05: 0.82 0.6
0.40.20.0
0 14 28 35
Tierno0 (días1
C. Típica-* AC-t- AC
.
Figura 14 Comparación de las curvas de crecimiento de los tratamientos AC y AC con una curva
tipificada del crecimiento del camarón P. vannamez’ en granjas comerciales.
64
6.3. Efecto del horario óptimo de alimentación. Etapa 1.
Establecida la frecuencia de alimentación óptima en Penaeus vunnamei se realizó la evaluación
biológica para determinar el horario óptimo de alimentación en la misma especie. En las U.E. de
200 1 a los 30 días de cultivo, el mayor crecimiento fué registrado en camarones alimentados
preferentemente durante la noche (NOC), con un peso promedio final de 2.44 k 0.39g y una TCE
de 4.24 %/día. El menor crecimiento se registró en camarones alimentados con mayor porcentaje
de la ración durante el día @IA), con un peso promedio de 2.01 tr. 0.3Og y una TCE de 3.31 %/día
(ver Tabla 17). El efecto de la hora de la alimentación en el crecimiento de camarón blanco se
muestra en la Figura 15. Las curvas de crecimiento de los tratamientos NOC y DIA mostraron un
mejor ajuste al modelo lineal (ver Tabla 18).
Tabla 17. Peso inicial y final, tasa de crecimiento absoluta, tasa de crecimiento
especifica, factor de conversión alimenticia, biomasa y supervivencia de Penaezo
vannamei mantenidos en U.E. de 200 1 por 21 días.
PARAMETRO NOC
Peso inicial (s> 1.0 k_ 0.27 a
DIA
1.0 k 0.27a
D A H
1.0 rt 0.27a
D E M
1.0 _+ 0.27a
Peso final (g) 2.44 k 0.39a 2.01 + 0.3oc 2.21 t- 0.33 b 2.14 -t 0.36b, c
T . C . A . (g/día) 0.068 k 0.007 a 0.048 k 0.004 b 0.057 k 0.006 a,b 0.054 &- 0.006 b
TCE (%/día) 4.24 Ir 0.30 a 3.31 k 0.21 b 3.77 k 0.27 a,b 3.62 k 0.30 b
FCA _ 1.3 k 0.05 a 1.9 k 0.08 b 1.4+a 1.4 i 3
Biomasa (g/m2) 170 f: 9.0 a 134 rt 8.9 b 152 k 8.8 a,b 147 + 9.6 b
Supervivencia (%) 97.1 k 2.5 a 92.7 k 2.5 b 95.6 k 4.3 b 95.6 t 4.3 b
NOC=70% alim. Noc. y 30% de día, DIA=30% día y 70% noche, DAH=50% día y 50% noche y
DEM= Ajuste de la alimentación de acuerdo a demanda
65
Tabla 18. Valores de A, de la ordenada al origen (b) del modelo crecimiento lineal y
exponencial, al tiempo final de horario óptimo de alimentación. Etapa 1.
Tratamiento Unidad Experimental de 200 I
X A b Y= exp (A+bx) Y= A+bx
NOC 22 0.985 0.071 2.549
DIA 22 1.051 0.049 2.120
DAH 22 -0.013 0.039 2.332
*
DEM 22 -0.004 0.034 2.122
Tratamiento Unidad Experimental de 1500 I
A b Y= exp(A+bx) Y= A+bx
NOC 22 -0.006 0.045 2.670
DIA 22 0.945 0.047 1.979
DAH_ 22 -0.033 0.033 1.983
DEM 22 -0.030 0.034 2.042
66
De manera similar, en las U.E. de 1500 1, se registró mayor incremento en peso en los camarones
alimentados preferentemente durante la noche (NOC), con un peso final de 2.64 k 0.63 g y una
TCE de 4.6 %/día, el modelo de crecimiento exponencial füé el que mejor ajuste presentó a las
curvas de crecimiento con excepción del tratamiento DIA (ver Tabla 18). Por otro lado, los
camarones alimentados preferentemente durante el día (DIA) registraron un peso final de 1.94 ‘.
0.53 g y una TCE de 3.15 %/día. Sin embargo, este tratamiento no presentó diferencias
significativas en el peso final (IQO.05) con los tratamientos DAH y DEM (ver Figura 15 B y Tabla
19).
Tabla 19. Peso inicial y final, tasa de crecimiento absoluta, tasa de crecimiento
especifica y factor de conversión alimenticia, biomasa y supervivencia de Penaeus
uannamei mantenidos en U.E. de 1500 1 por 21 días.
PARAMETRO NOC DIA D A H D E M
Peso inicial (g) 1.0 $_ 0.27 a 1.0 k 0.27a 1.0 2 0.27a 1.0 I1 0.27a
Peso final (g) 2.64 k 0.63a 1.94 k 0.53 b 1.95 t 0.56b 2.04 + 0.62 b
T.C.A. (g/día) 0.078 k 0.011 a 0.045 _+ 0.005 b 0.045 2 0.004 b 0.049 k 0.007 b
TCE (%/día) 4.6 k 0.43 a 3.15 T1: 0.46 b 3.17 k 0.23 b 3.38 If: 0.37 b
FCA.
1.4+&5a 1.9 k 0.08 b 1.5 I1 0.04 a 1.5 i 0.04 a
Biomasa (g/m2) 182 L 14.4 a 132 + 12.8 b 134 k 5.90 b 140 It 8.74 b
Supervivencia (YO) 98.8 i 1.2a 96.9 k 0.23 a 98.5 & 0.47 a 98.3 k 1.66 a
Valores para cada renglón con la misma letra no son significativamente diferentes (W-0.05).
67
4 2.62.42.22.01.81.61.41.21.0
0 7 14 21Tiempo (días)
B)2.62.42.22.01.81.61.41.21.0
0 7 14 21
Tiempo (días)
+NOC-+- DIA- - * - - DAH-*- DEM
--i- NOC--+- DIA- - & - - DAH-s--- DEM
Figura 15. Crecimiento de P. vannamei alimentado con cuatro esquemas de alimentación durante 21días de cultivo. A) En U.E. de 200 1, B) En U.E. de 1500 1
68
6.3.1 Evaluación de supervivencia. Etapa 1.
El esquema de alimentación NOC en los dos sistemas de cultivo U.E. de 200 y 1500 1 en general
produjo mejores tasas de supervivencia. Por otro lado, la menor supervivencia se registró en los
camarones alimentados con un mayor porcentaje de la ración alimenticia en el día @IA). Las
diferencias no pudieron establecerse estadísticamente debido al número de réplicas.
La supervivencia registrada fué excelente en ambos sistemas de cultivo. La Figura 16 presenta la
supervivencia de camarones en las U.E. de 200 y 1500 1 para esta etapa.
6.3.2 Producción de biomasa y Factor de Conversión Alimenticia (FCA).
Como consecuencia del mayor peso y supervivencia finales, el esquema de alimentación nocturna (NOC)
produjo los mejores rendimientos en términos de biomasa en las U.E. de 200 y 1500 1, con 170 y 182
g/m2 respectivamente. Por otro lado, la producción menor se registró en las unidades experimentales
con esquemas de alimentación DIA, con 134 y 132 g/m’ respectivamente.
Mayores FCA’s de presentaron en el tratamiento NOC, lo que refleja un aprovechamiento del alimento
mas completo. El tratamiento DIA produjo un FCA’s significativamente más altos (Ver Tablas 16 y 17).
80
El análisis de garantía de la composición proximal se comprobó con el análisis efectuado a la dieta
experimental. El balance proteína lípido es ligeramente diferente de la recomendación teórica 6:l
(Akiyama & Dominy 1989). Sin embargo, no se considera que la formulación de la dieta tuviese un
efecto en los resultados de la evaluación experimental del presente trabajo.
Las tasas de alimentación reportadas para alimentos comerciales han sido basada en el porcentaje de
peso de los organismos, por lo cual se infiere un decremento en la tasas de alimentación a medida
que aumenta el peso @‘Abramo y Sheen 1994). Sin embargo, tanto la frecuencia alimenticia, como
el porcentaje del total del alimento a adicionar durante cada periodo de la alimentación, son
importantes (New 1987), los resultados de la presente investigación así lo indicaron.
7.2 Evaluación del cultivo hiperintensivo.
7.2.1. Cultivo hiperintensivo de postlarvas con variaciones del recambio de agua.
La evaluación de niveles críticos de calidad de agua en cultivo hiperintensivo demostró que con
recambios de 20% de agua en sistemas hiperintensivos es factible obtener mejores tasas de
supervivencia. La supervivencia de los camarones cultivados en el estanque con 5% de recambio de
agua mostró que existe un nivel crítico por encima de este flujo.
Por otro lado, el crecimiento en camarones cultivados con recambio del 20% fue significativamente
menor; esto debido a la alta densidad que mantenía el estanque, la que ocasiona mayor competencia
por espacih y alimento, e incrementa la susceptibilidad al estrés.
Martínez et al. (1995) concluyen que en cultivo intensivo es posible reducir el recambio de agua de
15 al 10% sin tener un efecto en el crecimiento y supervivencia para cultivo intensivo. Sin embargo,
utilizando altas densidades los resultados del presente trabajo demuestran que los requerimientos de
recambio de agua son de hasta 20%.
81
7.2.2. Maternización hiperintensiva de postlarvas de l? vannamei.
Los camarones maternizados en la estanquería supralitoral presentan un menor incremento de peso
y supervivencias por debajo de lo considerado como normal en el cultivo comercial de camarón
(Fast 1992). D e acuerdo a los resultados obtenidos es posible inferir que la matemización de P.
vannamei es factible a densidades de 1000 postlarvas/m2, sólo por períodos, inferiores a los 60 días,
debido a que a partir de los 60 días de cultivo, se manifiesta un incremento en la mortalidad de los
camarones, probablemente ocasionado por competencia por el espacio y alimento. Sin embargo, se
considera necesario realizar una investigación especifica en esta área.
7.3 Evaluación de crecimiento en función de la frecuencia alimenticia
El crecimiento de los crustáceos consiste en un incremento rápido en peso al momento de la muda,
seguido por un periodo relativamente largo de crecimiento tisular con poca ganancia en el peso
@‘Abramo y Castell 1994).
El efecto diferencial entre los tratamientos se debió a que, a mayor frecuencia de alimentación, los
camarones poseen las posibilidades de adquirir los nutrientes indispensables para su desarrollo
óptimo, incluyendo las funciones metabólicas, la inclusión de proteínas y por lo tanto la formación
del tejido muscular. Esto manifiestó una mayor velocidad de crecimiento, incremento en peso y talla
del camarón.
Por otro lado, el registro de mudas aparente por unidad de cultivo, permite inferir que alimentando
con may& frecuencia las unidades de cultivo (AC y AC6), 1os camarones tienden a mudar más que
alimentando con una frecuencia de una o dos veces al día (AC y AC24). Alimentando poco
frecuente posibilita la pérdida de nutrientes (lixiviación) y de palatabilidad del alimento. El FCA de
1.4 en las U.E de 200 1 para el tratamiento con mayor frecuencia alimenticia AC fué menor al
registrado en las U.E. de 1500 1 muy probablemente por las dimensiones de la unidad experimental,
lo que permitía tener un control mas adecuado, evitando el desperdicio de alimento. Ademas se
82
considera que alimentando con mayor frecuencia hay un mayor consumo, mayor crecimiento y
biomasa, lo que también se traduce en un menor FCA.
Los resultados obtenidos en el cultivo intensivo de P. vannamei apoyan trabajos previos en donde se
indica que se requiere que la alimentación tenga una frecuencia de más de una vez al día (vgr. Wyban
y Sweeney 1989). De manera similar Robertson et al. (1992) indicaron que el crecimiento de l?
vannamei se incrementa con una frecuencia alimenticia equivalente a cuatro veces por día. Aragón y
Calderón (1997) reportan que la alimentación de cuatro veces por día en granjas comerciales con
sistema de cultivo intensivo produce crecimientos semanales de 1.0 g/semana. En el presente
estudio el crecimiento semanal fue de 0.25 a 0.82 g/semana alimentando cada cuatro horas. Cabe
señalar que los cultivos que se desarrollaron fueron por periodos cortos de tiempo y el productofinal no fue de talla comercial. Por otro lado, en una granja comercial semi-intensiva, los camarones
se encuentran en un medio de cultivo donde existe productividad primaria (fitoplancton) y
secundaria (zooplancton) (Martínez et al. 1998). Esta productividad natural, constituida por
microalgas, macroalgas, materia orgánica en descomposición, crustáceos (vgr. copépodos,anfípodos) y rotíferos, etc., contribuyen de manera significativa a la nutrición de organismos. Otros
estudios con decápodos han demostrado que el acceso a alimentos variados incide positivamente enlas tasas de crecimiento de los camarones (Villarreal 1989).
En estanques comerciales el crecimiento del camarón del género Penaexr depende de varios factoresnutricionales. Entre ellos la productividad natural primaria (fitoplancton), secundaria (zooplancton)
y bentos, los cuales representan un alto porcentaje de los nutrientes que consume el camarón
(Martínez et al. 1998). Teniendo como base estos factores y apoyandose en el presente estudio, larecomendación que se puede ofrecer es alimentar al camarón blanco P. vannamei en cultivo intensivo
con una frecuencia de cada cuatro horas. Los resultados del presente experimento muestran
claramente que el crecimiento se ajusta al modelo exponencial y con una mayor frecuenciaalimenticia se incrementa la velocidad de crecimiento.
La supervivencia es otro índice comúnmente utilizado como una respuesta nutricional de loscamarones (D’Abramo y Castell 1994). La tasa de mortalidad que se presentó en ambas unidades decultivo lúe menor al lo%, y estuvo relacionada principalmente a factores como estrés ambiental
83
durante el manejo de los organismos en cada una de las biometrías realizadas, y el debilitamiento
que se puede presentar alrededor del proceso de muda. Supervivencias superiores a 80% son
consideradas necesarias para que tenga validez una investigación de evaluación nutricional (Akiyama
y Dominy 1989). El presente experimento cumple con dicho estándar.
7.4 Evaluación de crecimiento y supervivencia en función del horario óptimo de alimentación.
En las UE de 200 1 de esta fase experimental, los camarones no tuvieron una fuente alternativa
natural de alimento, que pudiese tener algún efecto en los tratamientos, por lo que la distribución de
la ración alimenticia ti& el factor fundamental que influenció en el crecimiento.
Los juveniles de P. vannamei cultivados en el sistema de cultivo de U.E. de 200 1, presentaron muy
buenos rendimientos. Los camarones alimentados con los tratamientos DIA y DAH, presentaron
un crecimiento significativamente menor con respecto a los evaluados con el tratamiento NOC. De
acuerdo a los resultados de esta unidad experimental, se puede establecer que un mayor porcentaje
de la ración debe ser suministrada durante la noche, estableciéndose consecuentemente, que P.
vannamei se alimenta preferentemente durante ese periodo. Perez-Farfante (1969) menciona que el
camarón P. vannamei pertenece al grupo de los camarones no acanalados que son activos durante el
día y la noche. Los patrones de actividad y preferencias alimenticias cambian con la edad del
camarón, por lo que la determinación del mejor horario para alimentar a los camarones es
complicada (Reymond y Lagardere 1990).
Por otro lado, los camarones cultivados en las U.E. de 1500 1, la tendencia del crecimiento fué clara
y presentaron diferencias estadisticamente significativas. Las curvas de crecimiento se ajustaron al.
modelo de crecimiento exponencial en las dos etapas, con excepción del tratamiento DIA en la
etapa 1. La tasa de supervivencia registrada, fué superior al 94%. Fast (1992) menciona que para
considerar exitoso un cultivo intensivo se deben obtener supervivencias de 80 a 90%.
El FCA en los ciclos de cultivo experimentales varió de 1.3 a 2.1, obteniéndose los mejores
rendimientos en aquellos tratamientos que se alimentó preferentemente durante la noche, seis veces
84
al día. Estos resultados son acordes a lo reportado por Wyban y Sweeney (1989) y Fast (1992)
quienes, en pruebas experimentales realizadas con P. vannamei cultivado a densidades de 45, 75 y
100/m2 en estanques de hasta 0.2 h, obtuvieron FCA’s alrededor de 2.0.
7.5 Análisis Bromatológicos.
Los resultados de los análisis bromatológicos indican que los tratamientos no produjeron diferencias
significativas entre los mismos. Akiyama et al (1991) señalan que las proteínas son el material
orgánico con mayor presencia en los tejidos del camarón, constituyendo aproximadamente de un 65
a 75 % del total de su peso en base seca. El porcentaje de proteína encontrado en los camarones fué
aproximadamente de 68% en base seca.
En cuanto a lípidos, se establecieron diferencias entre las unidades experimentales utilizadas. Esto
probablemente se debió a que en las U.E. de 200 1 se mantuvo con flujo constante de agua filtrada,
lo que garantizaba que los camarones se alimentaban exclusivamente del alimento proporcionado.
Por otro lado, en las U.E. de 1500 1 es posible que las diferencias de lípidos en los camarones se
deba a que adicionalmente del alimento proporcionado, la productividad primaría que se mantenía
en este sistema haya sido fuente alternativa de alimento natural para los camarones en cultivo. Se
sabe que tanto las microalgas como el zooplanton son una fuente excelente de lípidos (Tacon 1990).
85
8. CONCLUSIONES.
Los resultados de los análisis bromatológicos realizados en el alimento peletizado, empleado para
alimentar a los camarones en los diferentes ciclos de cultivo, indican que estuvieron dentro del
intervalo del análisis de garantía especificada por el fabricante. Ademas, se evidencía que se
encontraban dentro de los niveles nutricionales recomendados para el camarón (New 1976;
Kanazawa 1985; Akiyama et al 1991, Cruz-Suárez et al. 1996).
El cultivo intensivo del camarón blanco Penaeus vannamei se ha realizado con éxito en el Noroeste de
México. Los resultados de los ciclos de cultivo experimental realizados en el presente estudio, han
demostrado que existen diferencias significativas en términos de crecimiento y sobrevivencia del
camarón blanco P. vannamei, dependiendo de la frecuencia y del horario de alimentación. En el
presente experimento se encontró que la frecuencia de alimentación apropiada para esta especie es
de cada cuatro horas. Sin embargo, de acuerdo al análisis estadístico de los resultados, es factible
hacerlo cada seis horas, dependiendo de las condiciones de operación que se pudiesen presentar en
el desarrollo del cultivo.
En cuanto al horario óptimo de alimentación, los resultados indican que se debe alimentar
preferentemente por la noche, ya que los resultados fueron superiores a la alimentación
predominante en el día. Sin embargo, cuando hay productividad natural, la cual sirvió como
complemento alimenticio en el estanque de cultivo, no se encontraron diferencias significativas
entre el tratamiento nocturno (NOC) y de distribución alimenticia homogénea (DAH), y aún
manteniendo la productividad natural con la alimentación predominante de día (DÍA), esta
productividad no fué capaz de compensar totalmente la pérdida de calidad nutricional del alimento
proporcionado predominantemente durante el día, para las condiciones de cultivo intensivo.
Por último, cabe señalar que en un cultivo comercial, las condiciones medioambientales en que se
encuentran los camarones son diferentes a las del presente estudio. Los camarones generalmente
son cultivados en estanquería rústica, con productividad natural en el estanque. Las dimensiones de
las unidades de cultivo son de cientos de metros cuadrados, por lo que sera necesario evaluar los
resultados en dichos sistemas. A pesar de esto, los resultados ofrecen la posibilidad de generar una
86
estrategia de alimentación para mejorar los rendimientos en el cultivo intensivo del camarón blanco
l? vannamei.
9. RECOMENDACIONES
La maternización hiperintensiva con densidades promedio de las 1000 postlarvas/m2, es factible por
un periodo no mayor a los 60 días de cultivo, ya que posteriormente la tasa de mortalidad se
incrementa, debido al competencia por espacio y alimento entre otros factores.
Los resultados mostraron que la alimentación adecuada es de cada cuatro horas. Considerando las
dimensiones de los estanques comerciales se recomienda evaluar el uso de charolas de alimentación
u otros sistemas, que evitan desperdicio de alimento y permiten el óptimo control de la cantidad de
alimento que se proporciona. De esta manera, el impacto al ambiente podría ser menor y elrendimiento mayor.
Para los experimentos enfocados a la definición de horario de alimentación en cultivo intensivo se
recomienda, que se realicen por un mayor periodo de tiempo, con juveniles menores a un gramo.
Lo anterior para poder evidenciar claramente las diferencias entre los tratamientos experimentales.
La frecuencia y el horario óptimo de alimentación están en función del tipo de cultivo que se lleve a
cabo y de 1%. condiciones de cultivo. Se recomienda se realice un monitoreo de cada cuatro horas,
en los primeros días del cultivo, ajustando la cantidad y proporción de alimento durante el día de
acuerdo a las necesidades de consumo del camarón.
87
10. BIBLIOGRAFÍA
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93
1. Apéndice.
Método de Determinación de Humedad.
1. Pesar 2.0 g de muestra en un crisol o cápsula de porcelana, previamente a peso constante,
2. Colocar el crisol con su contenido en una estufa a 70°C y desecar durante 24 hrs,
3. Retirar el crisol de la estufa y dejar enfriar en un desecador durante 30 min.
4. Pesar la muestra seca en balanza analítica,
cálculos:
‘SiHumedad =Wm, - Wm,
Wm,x 100
donde,
W’m, =Peso de la muestra inicial,
W~J =Peso de la muestra final,
Método de Determinación de Proteína Cruda.
1. Pesar 0.1 g, de muestra seca,
2. Pesar catalizador 1.6 g (I&SO, y CuSOJ,
3. Agregar a la muestra 3.0 ml. de ácido sulfúrico concentrado.
4. Digerir la muestra en la parrilla de calentamiento a 400 “C,
5. Una vez que se cristaliza la muestra digerida, se mantiene la temperatura durante 30 min.,
6. Se agregan 10 ml de agua destilada
7. Se lleva al destilador (Tecatop Mod. DS12, serie 959) , en donde:
94
A. Se vacía la muestra por el embudo (lavar con agua destilada dos veces, 2 ml cada vez),
B. Agregar 15 ml de NaOH (Hidróxido de sodio 40%),
C. Recibir la muestra destilada en ácido bórico al 5%,
D. Titular con HClO.02 N.
Método de Determinación de Extracto Etéreo.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Poner a peso constante papel filtro Whatman grado 1
Manejando el papel con pinzas, se pesa hoja por hoja en una balanza analítica Ohaus
(precisión 0.001 g), registrar el peso, así como también marcar el papel con lápiz,
Sobre el papel filtro se pesa 3.000 g de muestra seca,
Una vez pesada la muestra junto con el papel filtro, se registra el peso, y se hace un paquete
de ambos amarrando el extremo con un cordel y se coloca cada paquete dentro de los
cartuchos (Cartuchos de celulosa Whatman) Soxhlet,
Se agrega 250 ml de éter de petróleo a cada uno de los matraces,
Se coloca el cartucho con su contenido en la cámara central con sifón del aparato Soxhlet,
Abrir la llave de agua para hacer funcionar el sistema de refrigeración del Aparato de
extracción,
Se enciende el aparato colocando el regulador de temperatura en la posición número 5, por
unos minutos hasta que el éter empiece a hervir, posteriormente se coloca el controlador de.
temperatura en la posición 1, se deja en esta posición hasta realizada la extracción por un
tiempo de 6 hrs.
Secar el cartucho por un tiempo de 2 hrs., posteriormente se coloca dentro de la estufa a
lOOOC,
1O.Pesa.r.
95
%EE = wmi - wmf x100Wm,
Determinación de Fibra Cruda.
1.
2.
Se toma la muestra desengrasada (2 g)
Transferir a un vaso de extracción (evitando la contaminación con la fibra del papel o
algodón),
3. Agregar al matraz 200 ml de Ác. Sulfúrico 1.25% (0.255N) a ebullición y 2 o tres gotas de
4.
5.
6.
7.
octano1 (antiespumante),
Colocar en el digestor de
Quitar el vaso y filtrar en
fibra y dejar hervir por 30 min.
papel filtro Whatman Núm. 541 al vacío en caliente,
Enjuagar con agua destilada en ebullición (cuatro lavados con 50 ml de agua)
Transferir el residuo al vaso de extracción con ayuda de 200 ml. de NaOH 1.25% hirviendo
y dejar hervir igual que el paso 4,
8.
9.
10
ll.
12.
13.
14.
Quitar el vaso y filtrar a vacío con papel filtro Whatman núm. 541 de peso conocido,
Lavar con 50 ml de HCI (1 9’0) a temperatura ambiente,
Lavar con agua destilada caliente,
Transferir el residuo con todo y papel a un crisol y secar a 120 “C durante 2 hrs.
Enfriar y pesar crisol y papel con muestra por separado,
Calcinar al mechero y posteriormente se introduce en la mufla por 24 hrs. a 550 “C,
Enfriar y pesar.
o/Fc= n--WC-Jw0 x 100
m
donde
96
IEs’j= Peso en gramos del residuo seco a 120 “C,
WC= Peso en gramos del papel
Wp= Peso en g de las cenizas y el papel filtro,
m= Peso en g de la muestra.
Determinación de Cenizas.
1. Pesar 2 g de muestra sólida y colocarla en un crisol previamente pesado,
2. Carbonizar sobre llama de mechero Bunsen o parrilla de calentamiento hasta obtener una
carbonizada,
3. Incinerar en mufla a 550 “C (Para quemar por completo al carbón) por 24 horas,
4. Retirar el crisol y colocarlo durante 30 min. en la estufa a 100 “C y posteriormente a temperatura
ambiental en un desecador durante 30 min.
5. Pesar
Wmc-x 100% Cenizas = wm,
I
l.F’mc= Peso de muestra carbonizada
Wmi= Peso inicial de muestraI