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i
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
CARRERA DE QUÍMICA FARMACÉUTICA
Control microbiológico de jarabes de origen natural para trastornos
gastrointestinales, de la ciudad de Quito.
Proyecto de investigación presentado como requisito previo para la obtención del título
de Química Farmacéutica.
Autora: Gabriela Estefanía Alejandro Zuriaga
Tutora: Terán Soto Rommy Ivette
DMQ, febrero 2018
ii
Dedicatoria
Dedico este trabajo a mis padres Vicente y Fanny quienes han
sido mi mayor motivación para culminar este proyecto, gracias
por sus consejos y los valores que me han inculcado, para ser
una persona de bien.
iii
Agradecimientos
Agradezco a todo el personal docente de la Facultad de Ciencias Químicas de la
Universidad Central del Ecuador, por compartir su conocimiento, por su apoyo y de
prepararme para ser una excelente profesional.
A mis hermanos Jair y Mishelle por su cariño, brindado en esta etapa importante de mi
vida. A una persona muy especial Kevin Espín por ser un gran apoyo durante esta etapa
estudiantil, por sus consejos y su amor incondicional.
Agradezco a la Msc. Rommy Terán por el tiempo, dedicación, paciencia, quien, con sus
conocimientos, su experiencia, y su motivación me han permitido terminar este proyecto
de investigación con éxito.
Agradezco a los siguientes profesores por sus enseñanzas y conocimientos impartidos a
lo largo de la carrera en especial a la Dra. Liliana Naranjo, a la Dra. Dayana Borja, al Dr.
Fernando Novillo, Dr. Javier Santamaría que han sido excelentes profesores y que fueron
un gran apoyo en el desarrollo de este proyecto de investigación.
Agradezco a mis amigas y amigos de la carrera por su amistad sincera y apoyo en el
transcurso de toda esta etapa universitaria ya que ustedes hicieron este recorrido muy
alegre. Además, a mis amigas y amigos de química de alimentos y de bioquímica clínica
que me brindaron su amistad incondicional.
iv
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
CIENCIAS QUÍMICAS
CARRERA DE QUÍMICA FARMACÉUTICA
Yo, Alejandro Zuriaga Gabriela Estefanía C.I.:1721008314 en calidad de autora del
trabajo de investigación: “Control microbiológico de jarabes de origen natural para
trastornos gastrointestinales, de la ciudad de Quito”, autorizo a la Universidad
Central del Ecuador, a hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de
los que contiene esta obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi/nuestro favor, de conformidad con lo establecido en
los artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización y
publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
Quito, 31 de enero, 2018.
__________________________
Gabriela Estefanía Alejandro Zuriaga
CI:1721008314
v
Constancia de aprobación del tutor
Yo, Rommy Ivette Terán Soto en calidad de tutora del trabajo de investigación titulado
“Control microbiológico de jarabes de origen natural para trastornos
gastrointestinales de la ciudad de Quito”, elaborado por la señorita estudiante Gabriela
Estefanía Alejandro Zuriaga de la Carrera de Química Farmacéutica, Facultad de
Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador, considero que el mismo reúne
los requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico y en el campo
epistemológico, de manera que APRUEBO su ejecución, a fin de que sea sometido a la
evaluación por parte del tribunal calificador que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 22 días, del mes de enero 2018.
Rommy Ivette Terán Soto MSc.
CI. 1708168966
vi
Constancia de aprobación del trabajo final por tribunal
El Tribunal constituido por: Msc. Rommy Terán, Dra. Dayana Borja, Dr. Fernando
Novillo, luego revisar el trabajo de investigación titulado: “Control microbiológico de
jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales de la ciudad de Quito”,
previo a la obtención del título (o grado académico) de previo a la obtención del título de
Química Farmacéutica presentado por la señorita Gabriela Estefanía Alejandro Zuriaga
APRUEBA el trabajo presentado.
Para constancia de lo actuado firman:
Dra. Rommy Terán Dra. Dayana Borja
CI: 1708168966 CI: 1710993849
Dr. Fernando Novillo
CI: 1707216527
vii
Índice de Contenidos
Dedicatoria .......................................................................................................................ii
Agradecimientos ............................................................................................................. iii
Constancia de aprobación del tutor .................................................................................. v
Constancia de aprobación del trabajo final por tribunal .................................................. vi
Índice de Contenidos ......................................................................................................vii
Índice de Anexos .............................................................................................................. x
Índice de Figuras ............................................................................................................. xi
Índice de Tablas ..............................................................................................................xii
Lista de Abreviaturas .................................................................................................... xiii
Resumen ........................................................................................................................ xiv
Abstract........................................................................................................................... xv
Introducción ...................................................................................................................... 1
Capítulo I .......................................................................................................................... 3
1. El Problema ............................................................................................................... 3
1.1. Planteamiento del Problema .............................................................................. 3
1.2. Formulación del problema ................................................................................. 4
1.3. Objetivos de la Investigación ............................................................................. 5
1.3.1. Objetivo General ........................................................................................ 5
1.3.2. Objetivos Específicos ................................................................................. 5
1.4. Justificación e importancia ................................................................................ 5
Capítulo II ......................................................................................................................... 7
2. Marco Teórico ........................................................................................................... 7
2.1. Antecedentes ...................................................................................................... 7
2.2. Marco Referencial.............................................................................................. 9
2.2.1. Formas Farmacéuticas no estériles. ............................................................ 9
2.2.2. Formas farmacéuticas orales líquidas. ........................................................ 9
2.2.3. Trastornos Gastrointestinales ................................................................... 11
2.2.4. Plantas medicinales para el tratamiento de Enfermedades
Gastrointestinales. ................................................................................................... 12
2.2.5. Enfermedades Gastrointestinales que se tratan con jarabes. .................... 14
viii
2.2.6. Criterios de aceptación microbiológica para formas farmacéuticas no
estériles según la Farmacopea de Estados Unidos. ................................................. 15
2.2.7. Microorganismos Objetables en productos no estériles. .......................... 19
2.2.8. Control Fisicoquímico. ............................................................................. 24
2.3. Marco Legal ..................................................................................................... 24
2.4. Hipótesis .......................................................................................................... 25
2.4.1. Hipótesis nula (Ho)................................................................................... 25
2.4.2. Hipótesis alternativa (Hi). ........................................................................ 25
2.5. Conceptualización de variables ....................................................................... 26
Capitulo III ..................................................................................................................... 27
3. Marco metodológico ................................................................................................ 27
3.1. Diseño de investigación ................................................................................... 27
3.2. Población y muestra ......................................................................................... 28
3.2.1. Población. ................................................................................................. 28
3.2.2. Muestra. .................................................................................................... 28
3.3. Métodos y Materiales....................................................................................... 28
3.3.1. Métodos. ................................................................................................... 28
3.3.2. Materiales ................................................................................................. 33
3.4. Diseño Experimental........................................................................................ 40
3.5. Operacionalización de las variables ................................................................. 40
3.6. Técnicas e instrumentos de recolección de datos ............................................ 41
3.7. Técnicas de procesamiento y análisis de datos ................................................ 41
Capitulo IV ..................................................................................................................... 42
4. Análisis y discusión de resultados ........................................................................... 42
4.3. Resultados del análisis microbiológico............................................................ 42
4.3.1. Aptitud del método de recuento microbiano en el producto. ................... 42
4.3.2. Contaje de bacterias aerobias en los jarabes. ............................................ 44
4.3.3. Contaje de mohos y levaduras en los jarabes. .......................................... 49
4.3.4. Determinación de Escherichia coli en los jarabes. ................................... 57
4.3.5. Microorganismos Aislados en los jarabes. ............................................... 58
4.3.6. Resultados del control organoléptico. ...................................................... 61
ix
4.3.7. Evaluación del cumplimiento de normas de empaque e información sobre
el producto. .............................................................................................................. 63
4.3.8. pH de los jarabes analizados..................................................................... 66
Capítulo V ...................................................................................................................... 69
5. Conclusiones y Recomendaciones .......................................................................... 69
5.1. Conclusiones .................................................................................................... 69
5.2. Recomendaciones ............................................................................................ 70
Bibliografía ..................................................................................................................... 72
Anexos ............................................................................................................................ 78
x
Índice de Anexos
Anexo A: Esquema Causa-Efecto…………………………………………………….78
Anexo B: Tabla Militar Estándar. ……………………………………………………79
Anexo C: Sondeo de jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales…...80
Anexo D: Diagramas de flujo………………………………………………………...81
Anexo E: Identificación de microorganismos ……………………………………….86
Anexo F: Identificación de Levaduras/Hongos……………………………………... 87
Anexo G: Pruebas de identificación de microorganismos…. ......……………….......89
xi
Índice de Figuras
Figura 1. Comparación entre extensión y vertido para el contaje de microorganismos
aerobios........................................................................................................................... 47
Figura 2. Comparación entre extensión y vertido para el contaje de mohos y levaduras.
........................................................................................................................................ 53
xii
Índice de Tablas
Tabla 1. Criterios de aceptación para la calidad microbiológica de formas
farmacéuticas no estériles ............................................................................................... 16
Tabla 2. Características de los jarabes naturales para trastornos gastrointestinales ...... 36
Tabla 3. Operacionalización de variables ...................................................................... 40
Tabla 4. Prueba de aptitud del método de extensión para el RTMA (% de
recuperación). ................................................................................................................. 43
Tabla 5. Prueba de aptitud del método de extensión para el RTML (% de
recuperación). ................................................................................................................. 44
Tabla 6. Recuento total de microorganismos aerobios en los jarabes ........................... 45
Tabla 7. Resultados de la ANOVA para RTMA ........................................................... 49
Tabla 8. Recuento total de mohos y levaduras en los jarabes ....................................... 50
Tabla 9. Resultados de la ANOVA para RTML ........................................................... 54
Tabla 10. DMS de RTML.............................................................................................. 55
Tabla 11. Comparación entre el RTMA y RTML ......................................................... 56
Tabla 12.Detección de Escherichia coli ........................................................................ 58
Tabla 13. Porcentaje de microorganismos aislados en los jarabes ................................ 59
Tabla 14. Características organolépticas de los jarabes y su relación con la
contaminación microbiana encontrada. .......................................................................... 62
Tabla 15. Comparación de los envases primarios de los jarabes en relación con su
contenido microbiano. .................................................................................................... 64
Tabla 16. Cristalización de los jarabes en relación con su contenido microbiano. ....... 65
Tabla 17. pH de los jarabes naturales en relación con los microorganismos aislados. . 66
Tabla 18. Pruebas de identificación de microorganismos ............................................. 89
xiii
Lista de Abreviaturas
ARCSA: Agencia Nacional de Regulación, Control y Vigilancia Sanitaria
PNPUM: Productos Naturales Procesados de Uso Medicinal
BPM: Buenas Prácticas de Manufactura
BPA: Buenas Prácticas de Agricultura
RTMA: recuento total de microorganismos aerobios
RTML: recuento total de mohos y levaduras
USP-NF: The United States Pharmacopeia and The National Formulary
UFC: Unidades formadoras de colonias
OMS: Organización Mundial de la Salud
INEC: Instituto Nacional de Estadística y Censos
xiv
Control microbiológico de jarabes de origen natural para trastornos
gastrointestinales, de la ciudad de Quito.
Autor: Gabriela Alejandro
Tutor: Rommy Terán
Resumen
Los jarabes naturales al ser una forma farmacéutica no estéril, pueden estar expuestos a
una contaminación microbiana, sin embargo, la cantidad permisible de microorganismos
no pueden superar 102 ufc/ml en el caso de microorganismos aerobios totales (RTMA) y
de 101 ufc/ml en el recuento total de mohos y levaduras (RTML). Además, no deben
presentar Escherichia coli como microorganismo específico. La presente investigación
evaluó el control microbiológico de jarabes de origen natural, comercializados en centros
naturistas de la ciudad de Quito. En la primera etapa de esta investigación se efectuó la
revisión en la base de la Agencia Nacional de Regulación, Control y Vigilancia Sanitaria
(ARCSA) y se aplicó un sondeo comercial en el que se determinó una muestra de 8
jarabes que representan la mayor demanda para el tratamiento de trastornos
gastrointestinales. En la segunda etapa, se realizó la aptitud del método con
microorganismos aerobios totales y mohos y levaduras, en la tercera etapa, se hizo la
prueba en producto donde se determinó el RTMA, el RTML y la determinación del
microorganismo específico (Escherichia coli). Adicionalmente, se realizó la medición
del pH y el control organoléptico de los jarabes. Los resultados obtenidos fueron que 10
de 24 jarabes no cumplen con las especificaciones de la USP para el RTMA y RTML.
Ninguno de los 24 jarabes presentó Escherichia coli, los microorganismos aislados
fueron: Bacillus subtilis, Bacillus cereus, Candida spp. y Aspergillus spp.
Palabras Clave: JARABE, PRODUCTO NATURAL, CONTROL
MICROBIOLÓGICO, Escherichia coli.
xv
Microbiological control of syrups of natural origin for gastrointestinal disorders,
in the city of Quito.
Author: Gabriela Alejandro
Tutor: Rommy Terán
Abstract
The natural syrups being a non-sterile pharmaceutical form, may be exposed to microbial
contamination, however, the allowable amount of microorganisms can not exceed 102
ufc/ml in the case of total aerobic microorganisms (RTMA) and 101ufc/ml in the total
count of molds and yeasts (RTML). In addition, they should not present Escherichia coli
as a specific microorganism. The present investigation evaluated the microbiological
control of syrups of natural origin, commercialized in naturist centers of the city of Quito.
In the first stage of this investigation, a review was carried out at the base of the Agencia
Nacional de Regulación, Control y Vigilancia Sanitaria (ARCSA) and a commercial
survey was applied in which a sample of 8 syrups was determined, representing the
greatest demand for the treatment of gastrointestinal disorders. In the second stage, the
aptitude of the method was performed with total aerobic microorganisms and molds and
yeasts, in the third stage, the product was tested where the RTMA, the TMLR and the
determination of the specific microorganism (Escherichia coli) were determined.
Additionally, the pH measurement and the organoleptic control of the syrups were carried
out. The results obtained were that 10 out of 24 syrups do not comply with USP
specifications for RTMA and RTML. None of the 24 syrups presented Escherichia coli,
the microorganisms isolated were: Bacillus subtilis, Bacillus cereus, Candida spp. and
Aspergillus spp.
Keywords: SYRUP, NATURAL PRODUCT, MICROBIOLOGICAL CONTROL,
Escherichia coli.
1
Introducción
Los jarabes son soluciones acuosas de gran viscosidad, que contienen un tipo de
azúcar (sacarosa) o diversos carbohidratos (sorbitol, dextrosa, glicerina) en medios que
oscila en una concentración del 45-85% (p/p), en agua destilada o en diversos líquidos
acuosos, además de una cantidad de principio activo que se encuentra disuelto con fines
terapéuticos (Jover & García, 2004). A menudo en la elaboración de jarabes se incluye
el alcohol, que actúa como conservador y también como disolvente para esencias
aromatizantes (Hernández, Moreno, Zaragozá, & Porras, 2010).
Este tipo de forma farmacéutica se viene utilizando desde hace mucho tiempo, ya
sea por su fácil administración, su conservación prolongada, y su gusto dulce, que
enmascara el sabor desagradable de las drogas. Una ventaja del uso de jarabes es que
facilita su dosificación tanto en niños como en geriátricos de acuerdo con su peso.
Además, los jarabes pueden tratar una amplia gama de enfermedades.
El desarrollo de Productos Naturales Procesados de Uso Medicinal (PNPUM)
debería cumplir con la aplicación de Buenas Prácticas de Manufactura (BPM) para
asegurar la calidad microbiológica del producto terminado, sin embargo, en el país el
control posregistro es escaso, por ende, los Productos Naturales Procesados de Uso
Medicinal podrían no ser seguros para el consumidor, por lo que se ha planteado hacer
el análisis microbiológico de jarabes de origen natural de venta libre y que se emplean
para trastornos gastrointestinales.
El primer capítulo de esta investigación se describe el planteamiento del
problema donde se evalúa la situación actual en la utilización de jarabes a base de
productos naturales que cuentan con registro sanitario, además de la formulación del
problema y la justificación, mostrando la importancia de la investigación hacia los
consumidores que utilizan estos jarabes para aliviar sus trastornos gastrointestinales.
En el segundo capítulo, se presenta el marco teórico donde se localiza la
información científica correspondiente a estudios microbiológicos de jarabes como
formas farmacéuticas no estériles, el marco legal relacionado al Régimen del Buen vivir,
la reglamentación de la Agencia Nacional de Regulación, Control y Vigilancia Sanitaria
(ARCSA), además se enuncian las hipótesis, concluyendo con la conceptualización de
las variables.
El tercer capítulo, describe el marco metodológico, el diseño, tipo y nivel que
requirió esta investigación, además de la población y muestra necesaria para el desarrollo
del control microbiológico de los jarabes de origen natural, así como el procedimiento a
seguir, basándose en los capítulos de la (USP39-NF34): «capítulo 61» Examen
microbiológico de productos no Estériles: pruebas de recuento microbiano y «capítulo
2
62» Examen microbiológico de productos no Estériles: Pruebas de microorganismos
específicos. En este capítulo se menciona los métodos y materiales que se utilizó, así
como la operacionalización de variables, las técnicas de recolección de datos y el análisis
de estos.
En el cuarto capítulo se detalla el análisis y discusión de los resultados obtenidos
de la investigación.
Finalmente, en el quinto capítulo se hallan las conclusiones y recomendaciones.
3
Capítulo I
1. El Problema
1.1.Planteamiento del Problema
Los medicamentos orales, al ser una forma farmacéutica no estéril, pueden ser
propensos a una contaminación microbiana debida al ambiente donde se elaboran, el
operador, la calidad de la materia prima y el agua. Algunas de las formas de dosificación
de fármacos por vía oral, como los jarabes pueden servir como sustrato para el desarrollo
de microorganismos. De acuerdo con el estudio de Khanom et al. (2013), se analizaron
40 formas farmacéuticas líquidas orales sintéticas entre jarabes y suspensiones, se
encontró que todas las muestras ensayadas estaban contaminadas por hongos, resultando
una carga fúngica de 103 ufc/ml en jarabes para la tos lo cual sobrepasa ampliamente el
límite de 101 ufc/ml para este tipo de forma farmacéutica. En 6 jarabes se encontró que
el contaje de bacterias viables totales superaba el límite establecido en la USP 102 ufc/ml;
además en los 24 jarabes se aislaron microorganismos como Staphylococcus aureus y
Bacillus spp. El estudio concluye que el operador, el ambiente y la materia prima podrían
ser las principales fuentes de esta contaminación ( Khanom, Kanta , Banik, & Noor,
2013).
La evaluación microbiológica de los productos no estériles es particularmente
pertinente, ya que la presencia de microorganismos, muchos de ellos son patógenos,
pueden afectar a la salud del paciente. Los fabricantes de productos farmacéuticos no
estériles deben evaluar la carga microbiana de los productos y aplicar la metodología
correspondiente al tipo de presentación de la forma farmacéutica y la vía de
administración. De acuerdo con el estudio de Gad et al. (2010), se analizaron 300
productos farmacéuticos no estériles sintéticos: 120 jarabes, 20 suspensiones, 60 gotas
orales, 80 comprimidos y 20 gotas nasales, que fueron comprados al azar en 20 farmacias
de Egipto, se reportó que los jarabes y suspensiones presentaron un recuento microbiano
mayor a 103 ufc/ ml. Las bacterias que se aislaron en los jarabes, suspensiones y gotas
orales fueron: Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus aureus, Bacillus subtilis.
Además, estas formas farmacéuticas mostraron un recuento elevado de hongos como
Aspergillus niger, Aspergillus flavus, Rhizopus y Alternaria. El estudio concluye que la
contaminación provenía principalmente de la flora humana y del ambiente donde se
almacenaban los productos, apoyando a la idea de un control microbiológico previo a la
comercialización ( Gad, Ibrahem , & El-din, 2011).
4
Con los valores estadísticos del Instituto Nacional de Estadística y Censos (INEC)
del 2015, entre las 10 principales causas de morbilidad en egresos hospitalarios se
encontraron diarrea y gastroenteritis con 2.48% afectando a una población entre 25-34
años. Otras patologías que se encontraron en los egresos hospitalarios fueron
enfermedades del reflujo gastroesofágico, úlcera gástrica, úlcera péptica, úlcera
gastroyeyunal, gastritis y duodenitis, dispepsia (Instituto Nacional de Estadística y
Censos, 2015).
En el Ecuador, los jarabes naturales que más comúnmente se venden, son los que
tratan enfermedades respiratorias (catarros nasales y de la garganta, bronquitis, faringitis,
laringitis, amigdalitis, rinofaringitis y faringoamigdalitis), enfermedades gástricas
(gastritis, colitis, dispepsia, estreñimiento, reflujo gastroesofágico, úlcera
gastroduodenal, diarrea), problemas en el aparato genitourinario (quistes, útero
inflamado, inflamación vías urinarias), y para el sistema nervioso (debilidad cerebral,
falta de retención, mareos, desmayos, dolor de cabeza, cansancio). Por ende, los jarabes
naturales se direccionan hacia cualquier tipo de dolencia y se usan a cualquier edad y sin
distinción de sexo.
Un jarabe natural no debería estar exento de cumplir los límites microbianos de
los productos orales acuosos no estériles. Sin embargo, en el país el análisis
microbiológico posregistro de jarabes naturales no es una práctica común, la Agencia
Nacional de Regulación, Control y Vigilancia Sanitaria (ARCSA), realiza inspecciones
técnicas de muestras de los Productos Naturales Procesados de Uso Medicinal, para un
análisis de control de calidad. Sin embargo, parece que estos controles no son periódicos
y podrían estar circulando productos que no cumplen con los criterios microbianos
respectivos. De tal manera, que este proyecto se realizó el control microbiológico de
jarabes naturales para trastornos gastrointestinales comercializados en centros naturistas
de la ciudad de Quito, debido a que no se han encontrado estudios en Ecuador sobre este
tipo de análisis en estos productos naturales, con la problemática ya mencionada se
realiza un Esquema causa- efecto sobre una alta tasa de contaminación microbiana de
jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales como se visualiza en el
ANEXO A.
1.2.Formulación del problema
¿Los jarabes naturales para el tratamiento de trastornos gastrointestinales y que
se comercializan en los centros naturistas de Quito, cumplen con el control
microbiológico de las especificaciones de la USP 39 NF 34 para productos acuosos orales
no estériles en cuanto a microorganismos aerobios totales, mohos, levaduras y
microorganismos específicos?
5
1.3.Objetivos de la Investigación
1.3.1. Objetivo General
Realizar el control microbiológico de jarabes naturales para trastornos
gastrointestinales que se expenden en centros naturistas de la ciudad de Quito.
1.3.2. Objetivos Específicos
Seleccionar los jarabes naturales para trastornos gastrointestinales que sean los más
vendidos en la ciudad de Quito.
Realizar la aptitud del método y la prueba en producto de los jarabes para la
determinación de microorganismos aerobios totales, mohos y levaduras.
Determinar la presencia o ausencia de Escherichia coli como microorganismo
específico en este tipo de forma farmacéutica.
Determinar las características organolépticas y el pH de los jarabes.
Determinar si los jarabes a base de productos naturales cumplen con las
especificaciones microbiológicas de la USP 39 NF 34 para ser comercializados.
1.4.Justificación e importancia
Según la Organización Mundial de la Salud, muchos productos medicinales
tradicionales o alternativos, son de venta libre. De 142 países encuestados, 99 indicaron
que la mayoría de esos productos podían adquirirse sin prescripción médica. La atención
primaria de salud revela que un 80% de la población de los países en vías de desarrollo
utilizan preparaciones a partir de plantas medicinales (Organización Mundial de Salud,
2013).
La seguridad de muchos productos naturales puede verse comprometida por la
falta de control de calidad, etiquetado incorrecto y ausencia de información para el
paciente (Raynor, Dickinson, Knapp, Long, & Nicolson, 2011). De manera que algunos
países, han tratado de establecer una legislación para este tipo de medicamentos y en
muchos se los regula como drogas. En Estados Unidos, por ejemplo, se venden como
suplemento dietético. En otros países se los considera como fármacos, por lo que
necesitan un registro y pruebas de seguridad y eficacia (Calixto, 2000). A pesar de que
la Organización Mundial de la Salud (OMS), proporciona guías para la regulación de
medicinas naturales, hasta el año 2000, solo 25 países han establecido políticas
nacionales para estos medicamentos, y alrededor de 70 países tienen regularización y
procedimiento de registros (World Health Organization, 2003).
6
En América Latina, algunos países cuentan con regulaciones para la venta y
fabricación de los medicamentos naturales. En Argentina, por ejemplo, existe un registro
obligatorio de medicamentos naturales, sin embargo, se tienen dificultades con la materia
prima debido a la falta de criterio científico en la recolección de las plantas e
inconvenientes sobre el control en los métodos de secado, molido y conservación. En
Brasil, se ha tratado de implementar regulaciones similares a las de Francia y Alemania
para exigir documentación de eficacia y seguridad de estos productos, sin embargo, no
se ha logrado establecer un control de calidad para estos productos. En Chile, si se exige
un registro y autorización de venta de medicamentos naturales con indicaciones
terapéuticas, en farmacias y droguerías (Calixto, 2000).
En el Ecuador, la normativa técnica sanitaria sustitutiva para la obtención del
registro sanitario y control de PNPUM, en el capítulo XIII (De la Vigilancia y Control)
menciona que: “las acciones de vigilancia y control posregistro se ejecutarán
periódicamente con el objeto de verificar el cumplimiento de las especificaciones
técnicas del producto con las cuales se otorgó el Registro Sanitario” (Agencia Nacional
De Regulación, Control y Vigilancia, 2016, pág. 22). Además, el ARCSA tendría la
potestad de realizar un control en los establecimientos, tomando las muestras Productos
Naturales Procesados de Uso Medicinal, y realizar los estudios de control de calidad,
pero esta medida, no es una práctica común o secuencial, por lo tanto, los productos
naturales pueden comercializarse libremente y muchos de ellos podrían presentar
problemas de contaminación microbiana resultado de una inadecuada fabricación,
envasado, distribución y/o almacenamiento.
Debido a que una contaminación microbiana en los productos farmacéuticos
podría provocar cambios en sus características físicas, agravar la enfermedad o generar
otra al paciente que consume estos productos naturales. Este trabajo investigó si los
productos naturales para trastornos gastrointestinales, que son expendidos en la ciudad
Quito cumplen con las especificaciones establecidas en la Farmacopea de Estados Unidos
(2016). Se encontró algunas irregularidades en la seguridad microbiológica de los
productos analizados, por lo que estos resultados serán notificados al ARCSA mediante
su página web en la sección de servicios, para que tome las medidas pertinentes.
7
Capítulo II
2. Marco Teórico
2.1.Antecedentes
En la elaboración de productos naturales a base de plantas medicinales, se debe
considerar que las plantas pueden estar contaminadas principalmente por bacterias y
hongos. Pero que bajo normas de calidad y buenas prácticas se pueden elaborar productos
microbiológicamente seguros. En la investigación de Paz, et al. (2007), en Cuba,
realizaron 6 lotes de una formulación de un medicamento anti ulceroso de origen natural
(Aloe vera) que se envasó en frascos de vidrio ámbar. Se analizó la calidad
microbiológica y la estabilidad químico-física durante 12 meses a temperatura ambiente.
Obteniendo un conteo microbiológico de bacterias de 30 ufc/ml y menos de 10 ufc/ml
los hongos. Concluyendo que los 6 lotes de la formulación de la solución viscosa (jarabe)
es segura y cumple con lo establecido en la Farmacopea Europea (Paz, Morales, &
Torres, 2007).
El problema surge cuando los productos pueden afectar la salud del paciente por
tener un alto contaje de bacterias y hongos o por ser portadores de microorganismos
patógenos. En la investigación de Govender, et al. (2006), se analizaron 15 medicamentos
a base hierbas para el tratamiento del VIH/SIDA, recolectados de cuatro tiendas herbales,
aislándose Bacillus spp, bacterias de la familia Enterobacteriaceae, Penicillium, Mucor
y Aspergillus, concluyendo que estas medicinas pueden afectar a la salud de pacientes
inmunosuprimidos por tener microorganismos potencialmente patógenos. Este estudio
refiere que los medicamentos a base de hierbas medicinales deberían cumplir con los
límites para la carga microbiana y microorganismos patógenos y así garantizar la
seguridad en su uso por el paciente (Govender, Plessis, & Downing, 2006).
En la investigación de Okunlola, et al. (2007), se analizaron 21 productos
medicinales comercializados en puntos de venta de medicina tradicional: 1 tableta, 1
suspensión, 3 cápsulas, 4 polvos y 12 formas de dosificación líquidas. Estos productos
presentaron diferentes niveles de contaminación por bacterias y hongos. Lo relevante del
estudio fue el alto nivel de contaminación microbiana, por microorganismos Gram-
negativos cómo Escherichia coli y Salmonella, que podrían ser un indicador de la
contaminación de los productos por heces fecales, se aisló también Staphylococcus
aureus, indicando que la manipulación influye en la calidad microbiológica de
medicamentos de origen natural (vegetal) a más de las Buenas Prácticas de Manufactura
8
en proceso como cosecha y secado (Okunlola, Babatunde, Adewoyin, &
Oluwatoyin, 2007).
En Nigeria, un estudio desarrollado por Abba, et al. (2009), se analizó la
contaminación bacteriana de los preparados medicinales a base de plantas en polvo
recolectadas en centros herbarios en diversas partes de la metrópoli de Kaduna, alrededor
de una muestra de 150 preparaciones de diferentes hierbas fueron analizadas. Del análisis
de 150 medicamentos herbales, 70 (46,67%) estaban contaminados con Salmonella typhi,
29 (19,33%) con Shigella spp, 88 (58,67%) y 98 (65,33%) estaban contaminadas con
Escherichia coli y Staphylococcus aureus, respectivamente. De las 150 muestras 19
(12,67%) estaban libre de contaminación, pero 35 (23,33%) tenían recuentos de bacterias
en el intervalo de 1 x 107 ufc/g a 4.5 x 107 ufc/g; mientras que 46 (30.07%) mostraron un
recuento bacteriano entre 5 x 107 ufc/g a 8.5 x 107 ufc/g. Además, las preparaciones
herbales presentaron un nivel preocupante de bacterias Gram negativas patógenas
(Escherichia coli, Salmonella typhi). Concluyendo que estos hallazgos pueden deberse a
un alto contenido de humedad en las plantas trituradas (polvo), a una contaminación
fecal, así como la inadecuada manipulación de la materia prima, o la utilización de
equipos o materiales para el procesamiento (Abba, Inabo, Yakubu, & Olonitola, 2009).
En el estudio de Ratajczak et al. (2014), se analizó la calidad microbiológica de
los productos farmacéuticos no estériles de origen sintético y fármacos que contienen
materias primas de origen natural (específicamente de origen vegetal). Se evaluó la
calidad microbiológica de 1285 muestras entre comprimidos, cápsulas, ungüentos y
jarabes, antes de su comercialización y se reportó incumplimiento de los medicamentos
que contenían materias de origen natural. En 4 muestras, el contaje de microorganismos
fue 4.3 x 105 ufc/g como bacterias Bacillus, Micrococcus y Enterococcus. y en 7
muestras una mayor contaminación de hongos (la mayor contaminación fue 1.4 x 105
ufc/g y como microorganismos aislados fueron Aspergillus, Rhizopus, Alternaria y
Mucor. Los medicamentos orales provenientes de materia prima vegetal natural no
cumplieron las especificaciones de la Farmacopea Europea representando un 5,7%, ya
sea por la fuente de contaminación proveniente del agua y así como del suelo (Ratajczak,
Kubicka, Kaminska, Sawicka, & Długaszewska, 2014).
La investigación microbiológica de formas farmacéuticas no estériles acuosas de
origen natural para el tratamiento de trastornos gastrointestinales en Ecuador no ha sido
reportada, por tal razón este proyecto realizó el análisis microbiológico de este tipo de
jarabes.
9
2.2.Marco Referencial
2.2.1. Formas Farmacéuticas no estériles.
De acuerdo con la USP 39 NF34, 2016, expresa “El contenido microbiano en
productos no estériles se controla a un nivel que sea congruente con respecto a la
seguridad del paciente” (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016, pág. 1495), es decir,
en estas formas farmacéuticas permiten una máxima cantidad de carga microbiana, pero
una ausencia total de patógenos.
Los productos no estériles son propensos a contaminarse con microorganismos
como bacterias, mohos y levaduras durante el proceso de fabricación: pesado, llenado,
almacenamiento, distribución y durante su utilización diaria. Sin embargo, no deben
exceder los límites establecidos (Garcés, Gutiérrez, Infante, & Saravia, 2009).
Una contaminación en productos no estériles puede disminuir o inactivar la
función curativa del principio activo y puede afectar a la salud del paciente, además
puede provocar cambios en las características físicas, químicas y organolépticas de los
productos (Garcés, Gutiérrez, Infante, & Saravia, 2009). Se puede solucionar el problema
de contaminación microbiana en la fabricación, prestando una adecuada atención en las
etapas del proceso y controlando periódicamente la calidad del agua, la materia prima, la
higiene de los operadores y el ambiente de fabricación (Arias, Paradela, Martinez, &
Regueira, 2002).
Las formas farmacéuticas no estériles según su estado físico se clasifican en
sólidos, semisólidos y líquidos. Entre las formas liquidas se encuentran jarabes,
suspensiones y gotas (Garcés, Gutiérrez, Infante, & Saravia, 2009).
2.2.2. Formas farmacéuticas orales líquidas.
Las formas farmacéuticas líquidas son soluciones, emulsiones, suspensiones,
donde se encuentra uno o más principios activos disueltos en un vehículo apropiado
(Jover & García, 2004).
2.2.2.1.Jarabes.
Los jarabes son soluciones acuosas de gran viscosidad, que contienen un tipo de
azúcar (sacarosa) o diversos carbohidratos (sorbitol, dextrosa, glicerina) en medios que
oscila en una concentración del 45%-85% (p/p), en agua destilada o en diversos líquidos
acuosos, además de una cantidad de principio activo que se encuentra disuelto con fines
terapéuticos (Jover & García, 2004). A menudo en la elaboración de jarabes se incluye
el alcohol, que actúa como conservador y también como disolvente para esencias
aromatizantes (Betés, Duran, & Maestres, 2008).
10
2.2.2.2.Clasificación de los jarabes.
Jarabes aromáticos: (jarabes no medicamentosos) sirven como vehículo de
varias preparaciones, a más de servir como aglutinante o edulcorante en la elaboración
de otras formas farmacéuticas que pueden ser partida de jarabes con principio activo
(Hernández, Moreno, Porras, Alberto, & Zaragoza, 2010).
Jarabes medicamentosos: son aquellos que sirven para administrar fármacos, y
se preparan disolviendo el o los fármacos y demás excipientes en el jarabe simple, con
efecto terapéutico (Hernández, Moreno, Porras, Alberto, & Zaragoza, 2010).
Jarabes naturales
Las plantas medicinales son vegetales que contienen principios activos
(metabolitos secundarios), con actividad benéfica sobre el organismo, en el cual
proporciona un mejoramiento en la calidad de vida de un paciente enfermo, lo que le
permite recuperar la salud parcial o totalmente (Olaya & Mendéz, Guía de plantas y
productos medicinales, 2003). Según la OMS, define a una planta medicinal “es aquella
que, en uno o más de sus órganos, contiene sustancias que pueden ser utilizadas con fines
terapéuticos o preventivos o que son precursores para la semi-síntesis química-
farmacéuticas” (Organización Mundial de la Salud, 1996).
Un medicamento natural de uso medicinal se elabora con recursos naturales de
uso medicinal (material obtenido de organismos vivos y minerales que presentan una
actividad terapéutica en el organismo). En la Resolución del ARCSA-023-2016-YMIH,
establece la definición de un producto de origen natural: “ Producto medicinal terminado
y etiquetado cuyos ingredientes activos están formados por cualquier parte de los
recursos naturales de uso medicinal o sus combinaciones, como droga cruda, extracto
estandarizado o en una forma farmacéutica reconocida, que se utiliza con fines
terapéuticos” (Agencia Nacional De Regulación, Control y Vigilancia, 2016, pág. 7).
Los jarabes naturales son líquidos elaborados con una concentración alta de
azúcar, contienen jugos o alcoholatos, pueden considerarse como preparados vegetales,
proviniendo de una naturaleza aromática (List & Schmidt, 2000). Los alcoholatos se
preparan a partir de plantas frescas, o partes de plantas, por maceración con etanol. Los
alcoholes se recuperan generalmente sólo de los extractos de las plantas, en las que los
constituyentes esenciales se pierden total o parcialmente en un proceso de secado. En la
elaboración de los jarabes naturales, las plantas se trituran y se maceran con etanol frío
(85%-95%) para poder extraer el contenido de metabolitos secundarios presentes en la
planta (List & Schmidt, 2000).
11
2.2.2.3.Fuentes de contaminación de la materia prima.
Las plantas medicinales poseen diferentes actividades terapéuticas que las hacen
aptas para ser elegidas por consumidores en busca de aliviar sus dolencias. Sin embargo,
a pesar de sus aspectos beneficiosos pueden hallarse, en ellas, componentes químicos,
microorganismos y/o algunos de sus metabolitos, que podrían agravar la salud del usuario
(Alonso, 1998).
La calidad de las materias primas vegetales medicinales y de los productos
terminados depende de varios factores como: “intrínsecos o extrínsecos (medio, métodos
de recolección, cultivo, cosechado, procesado poscosecha, transporte y prácticas de
almacenamiento)”. (Organización Mundial de la Salud, 2003, pág. 9)
Las plantas medicinales pueden presentar una contaminación inadvertida por
microorganismos en las diferentes etapas de la producción, que comprometen la
inocuidad y la calidad. La calidad de la materia vegetal se debe a la contaminación ya
sea por contaminación del suelo, el aire o el agua con sustancias químicas peligrosas
(Organización Mundial de la Salud, 2003).
2.2.2.4.Preservación de jarabes.
Los jarabes se deben elaborar en cantidades que puedan consumirse en el
transcurso de algunos meses, además, pueden tener preservantes que evitan la
proliferación de microorganismos, los preservantes utilizados son por ejemplo los ésteres
del ácido para-hidroxibenzoico, metilparabeno a una concentración de 0,2% y
propilparabeno 0,5%, (Sharapin, 2000).
Esta forma farmacéutica debe conservarse en frascos esterilizados, secos y
cerrados herméticamente para prevenir cualquier tipo de contaminación, la cantidad de
jarabe debe ser proporcional al tipo de envase y a la cantidad de preservante en la
solución, los jarabes deben ser llenados completamente para evitar la degradación de los
componentes por acción del oxígeno y ser conservados en un lugar a temperatura
ambiente y si son fotosensibles deben ser protegidos de la luz (Gennaro, 2000).
2.2.3. Trastornos Gastrointestinales
Son enfermedades afectan a los órganos que conforman el sistema digestivo,
generalmente son ocasionadas por bacterias, parásitos, virus y algunos alimentos.
Fisiología de los órganos del sistema digestivo.
12
2.2.3.1.Estómago.
El estómago es un reservorio muscular entre el esófago y el duodeno donde se
almacena el alimento y se secreta ácido gástrico (Latarjet & Ruiz, 2008). El estómago de
un adulto mide de 25 cm de longitud y 1 cm de ancho, posee una capacidad de 1,5 litros.
Suele tener la forma de una J (Segarra, 2006).
El estómago está limitado por los esfínteres, el superior o cardias se encuentra
entre el esófago y el estómago; el esfínter inferior o píloro está en la unión del conducto
pilórico y el duodeno. Presenta 3 partes anatómicas que son el cuerpo, el fondo y el antro,
desde una división fisiológica el estómago se divide en 2 porciones: oral y caudal
(Segarra, 2006).
2.2.3.2.Intestino delgado.
Se extiende desde el estómago hasta el colon su longitud es aproximadamente de
5 m (Segarra, 2006). Consta de 3 partes: duodeno es la primera porción del intestino
delgado, el yeyuno y el íleon. Su movilidad debido a la longitud de su meso, el mesenterio
que se encuentra en la parte posterior del abdomen.
El duodeno tiene la forma de C mide entre 25-30 cm y se extiende desde el píloro,
el yeyuno y el íleon no se diferencian y están suspendidos en la pared abdominal (Segarra,
2006).
2.2.3.3.Intestino grueso.
Presenta una longitud 1 a 1,5 m, consta de ciego, el apéndice, colon ascendente,
transverso, descendente y sigmoide, el recto y ano (Segarra, 2006). El intestino grueso
carece de pliegues y vellosidades, pero presenta abundantes glándulas secretoras.
Las funciones del colón son de absorción de agua y electrolitos de quimo y del
almacenamiento de la materia fecal hasta que se expulse.
2.2.4. Plantas medicinales para el tratamiento de Enfermedades
Gastrointestinales.
Existe una clasificación botánica de acuerdo con la función que desempeñen las
plantas medicinales, considerando el órgano o sistema en específico a tratar. En la
actualidad hay trastornos que forman parte de la vida cotidiana, que pueden llegar a ser
o no patologías, pero se pueden tratar con plantas medicinales (Olaya & Mendéz, Guía
de plantas y productos medicinales, 2003).
Plantas digestivas: son las responsables para aliviar trastornos digestivos que son
causados por una alimentación desbalanceada y por la incidencia del estrés, además de
13
favorecer a la digestión (Olaya & Mendez, Guía de plantas y productos medicinales,
2003). Algunas plantas digestivas:
- Manzanilla (Matricaria chamomilla): estimula el peritaltismo y las secreciones
gástricas.
- Cúrcuma (Cúrcuma longa): Estimula las secreciones digestivas gástricas.
- Cardamono (Elettaria cardomomum): se emplea como digestivo, estimulante,
tónico estimulante.
- Jengibre (Zingiber officinale): estimulante aromático, tratamiento de nauseas,
vómito (Gómez & Jimenez, 2007)
Plantas estomacales: son plantas que se direccionan a tratar el estómago mediante
acciones de regular o normalizar las funciones del mismo.
- Manzanilla (Matricaria chamomilla): con propiedades antiinflamatorias,
antiespasmódicas, carminativas.
- Cúrcuma (Cúrcuma longa): Estimula las secreciones digestivas gástricas.
- Cardamono (Elettaria cardomomum): Esta planta contiene tripsina colabora con
el proceso digestivo.
- Lúpulo (Humulus lupulus L.). El lúpulo se utiliza en casos de dispepsia atónica.
- Romero (Rosmarinus officinalis): para atonía del estómago, dispepsias (Gómez
& Jimenez, 2007)
Plantas carminativas: calman los gases intestinales ayudan al peristaltismo (Ciarlotti &
Golberg, 2015). Algunos ejemplos de plantas carminativas:
- Hierba Luisa (Lippia triphylla): Ayuda a las digestiones pesadas y a eliminar las
flatulencias.
- Hinojo (Foeniculum vulgare): Planta digestiva, carminativa y las flatulencias.
- Anís (Pimpinella anisum L.). Favorece la expulsión de los gases.
- Eneldo (Anethum graveolens L.): eficaz para eliminar gases y ventosidades
(Bueno, 2008)
Plantas antiulcéricas: reducen el dolor causado por una úlcera o bien para promover su
curación. Algunos ejemplos de plantas antiulcéricas:
- Regaliz (Glycyrrhiza hirsute): el extracto de raíz de regaliz sirve para tratar
úlceras y a proteger el estómago de los efectos de algunos medicamentos como
los analgésicos.
- Ginseng (Panax ginseng): la raíz de ginseng puede ayudar a combatir las
infecciones por Helicobacter Pylori (Mire, 2015).
- Aloe Vera (Aloe Barbadensis Miller): Sirve para tratar la acidez y problemas de
úlcera péptica, laxante (Mire, 2015).
14
- Arándano (Vaccinium erythrocarpum): Sirve para desinflamar el estómago y
relajar el sistema digestivo, es preventivo de úlceras gástricas (Mire, 2015).
Plantas colagogas: reducen los cólicos biliares, estimulan la producción y salida de la
bilis desde la vesícula biliar, además de ser laxante.
- Aloe Vera (Aloe Barbadensis Miller): Sirve para tratar la acidez, problemas de
úlcera péptica, colagoga, laxante (Mire, 2015).
- Arándano (Vaccinium erythrocarpum): Sirve para desinflamar el estómago,
colagoga, relajar el sistema digestivo, es preventivo de úlceras gástricas (Mire,
2015).
2.2.5. Enfermedades Gastrointestinales que se tratan con jarabes.
Entre las enfermedades gastrointestinales más susceptibles de tratarse mediante
jarabes están: la enfermedad por reflujo gastroesofágico o la dispepsia, la diarrea, el
estreñimiento, la flatulencia y enfermedades del colón (Vilplana, 2006).
2.2.5.1.Dispepsia.
La dispepsia es una enfermedad que se da en un 20-30% de la población, que
constituye el 2-5% de consultas al médico. Esta patología genera molestias y/o dolor
localizados en la parte alta del abdomen, generalmente están acompañadas, por náuseas,
hinchazón abdominal, acidez, digestión pesada, eructos (Vilplana, 2006).
Clases de Dispepsia:
Dispepsia orgánica: alteración estructural, que afecta a las acciones metabólicas
ya sea por el consumo de alcohol o fármacos (Díaz & Rey, 2007).
Dispepsia funcional: está en relación con los trastornos de la función del tracto
digestivo superior (Díaz & Rey, 2007).
2.2.5.2.Estreñimiento.
Provoca una difícil defecación de modo persistente, infrecuente o incompleta. El
estreñimiento provoca heces duras, dolor al intento de defecar, en ciertas ocasiones
evidencias de hematíes. La causa más común es la falta de ejercicio y la dieta que siguen
las personas con este trastorno. Los estudios realizados en los últimos años refieren una
prevalencia de este problema en el 15-37% de las poblaciones pediátricas (Vilplana,
2006).
15
2.2.5.3.Úlcera Péptica.
Es una enfermedad frecuente en adultos que presentan múltiples manifestaciones
clínicas, con lesiones en la mucosa que se extiende hasta las muscularis mucosa. La
úlcera péptica se produce por la colonización por Helicobacter pylori (Cotillo, 2004). El
Helicobacter pylori es un microorganismo relacionado con la patología gastroduodenal,
es un bacilo Gramnegativo helicoidal o curvado cuando se localiza en la mucosa gástrica.
Presenta de 4 a 6 flagelos con un gancho y una placa basal de anclaje a las células. Se
considera que su origen más probable es la saliva o la mucosa gástrica su transmisión es
oral-fecal (Fajardo, 2003).
2.2.5.4.Colón irritable.
Esta patología presenta dolor o molestia abdominal asociado a cambios en la
frecuencia y/o consistencia de las expulsiones (Mearin & Montoro, 2011).
2.2.5.5.Diarrea.
La diarrea es un aumento en la frecuencia de las deposiciones, por lo general las
heces tienden hacer líquidas o semi-sólidas y en ocasiones demasiado voluminosas,
provocando uno los mayores peligros es la deshidratación (Vilplana, 2006).
2.2.6. Criterios de aceptación microbiológica para formas farmacéuticas no
estériles según la Farmacopea de Estados Unidos.
El examen microbiológico de productos no estériles se efectúa con los métodos:
Pruebas de Recuento Microbiano «capítulo 61» y Pruebas de Microorganismos
Específicos «capítulo 62» de la USP 39 NF 34 (Farmacopea de los Estados Unidos,
2016).
Los criterios de aceptación para productos farmacéuticos no estéril están
establecidos en: Examen microbiológico de productos no Estériles: criterios de
aceptación para preparaciones Farmacéuticas y sustancias de uso farmacéutico «capítulo
1111», según la Farmacopea de Estados Unidos (USP39 NF34), que se detallan en la
Tabla 1. Los análisis a los que deben ser sometidos los productos no estériles son recuento
total de microorganismos aerobios (RTMA), recuento total combinado de hongos
filamentosos y levaduras (RTML) y microorganismo específico (Farmacopea de los
Estados Unidos, 2016).
Estos criterios de aceptación se fundamentan en los resultados individuales o en
el promedio de recuentos repetidos.
101 ufc: recuento máximo aceptable = 20;
102 ufc: recuento máximo aceptable = 200;
103 ufc: recuento máximo aceptable = 2000; etc (Farmacopea de los Estados
Unidos, 2016, pág. 1486)
16
Tabla 1. Criterios de aceptación para la calidad microbiológica de formas farmacéuticas no estériles
Vía de administración Recuento Total de
Microorganismos Aerobios
(ufc/g o ufc/ml)
Recuento Total de Combinado de
Hongos Filamentosos y Levaduras
(ufc/g o ufc/ml)
Microorganismo(s) Especifico (s)
Preparaciones no acuosas para uso oral 103 102 Ausencia de Escherichia coli (1 g o
1 ml)
Preparaciones acuosas para uso oral 102 101 Ausencia de Escherichia coli (1 g o
1 ml)
Uso rectal 103 102 -
Uso oromucosal 102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
Uso gingival 102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
Uso cutáneo 102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
Uso nasal 102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
17
Uso auricular 102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
Uso vaginal 102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
Ausencia de Candida albicans (1 g
o 1 ml)
Parches transdérmicos (límites para un
parche incluyendo la capa adhesiva y el
soporte)
102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 parche)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 parche)
Uso por inhalación (los requisitos
especiales aplican a las preparaciones
líquidas para nebulización)
102 101 Ausencia de Staphylococcus aureus
(1 g o 1 ml)
Ausencia de Pseudomonas
aeruginosa (1 g o 1 ml)
Ausencia de bacterias Gram
negativas tolerantes a la bilis (1 g o
1 ml)
Adaptado de la farmacopea (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016)
Elaborado por Alejandro, Gabriela
18
2.2.6.1.Métodos para el recuento total de microorganismos aerobios totales (RTMA) y
el recuento total combinado de hongos filamentosos y levaduras (RTML) en
productos No Estériles.
Existen tres métodos para el recuento microbiano de microorganismos aerobios,
para la elección de uno de estos métodos se considera la naturaleza del producto y el
límite de microorganismos que debe cumplir. El método que se escoja debe permitir el
análisis de un tamaño de muestra significativo para juzgar el cumplimiento con la
especificación (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016).
Métodos para el recuento total de microorganismo aerobios totales:
Filtración por Membrana
Método de Recuento en Placa
Método del Número Más Probable (NMP)
Métodos para el recuento total de mohos y levaduras
Filtración por Membrana
Método de Recuento en Placa
Filtración por membrana.
Consiste en pasar un volumen conocido de líquido o de aire a través de un filtro
de membrana (con un poro no mayor de 0,45 μm), haciendo vacío. Los poros del filtro
son lo suficientemente pequeños como para que no puedan pasar las células microbianas,
además se enjuaga la membrana con un volumen adecuado de diluyente (Mynell &
Mynell, 2003). La membrana se transfiere a la superficie del Agar Digerido de Caseína
y Soja para el recuento total de microorganismos aerobios (RTMA) y para la superficie
del Agar Sabouraud Dextrosa para determinar el recuento total combinado de hongos
filamentosos y levaduras (RTCHL). Los medios se incuban a 30-35 °C y 20-25 °C para
bacterias y hongos respectivamente, para luego registrar el número de ufc/ml o g de
producto (Agencia Nacional De Regulación, Control y Vigilancia, 2016).
Número más probable (NMP).
Esta técnica tiene una menor precisión y exactitud que las del método de
Filtración por Membrana o el Método de Recuento en Placa debido a que los resultados
no son confiables en el recuento de hongos filamentosos. Este método consiste en
inocular en 9 tubos con diluciones del producto, se incuba todos los tubos a una
temperatura de 30º a 35º C durante no más de 3 días. De acuerdo con el número de tubos
positivos se lee en la Tabla: de Valores del Número Más Probable de Microorganismos
del capítulo «61» (Examen microbiológico de productos No Estériles: pruebas de
recuento microbiano), para determinar el número más probable de microorganismos por
g o por ml del producto (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016).
19
Método de Recuento en Placa.
Este método mide el número de células viables en el producto. Los métodos de
contaje en placa son: método de extensión en superficie y vertido en placa.
Método de extensión en superficie.
En este método se coloca en el medio solidificado 0,1 ml del inóculo y se extiende
uniformemente con el asa de Digralsky sobre la superficie del Agar Digerido de Caseína
Soja para recuento total de microorganismos aerobios (RTMA) y sobre el Agar
Sabouraud Dextrosa para recuento total combinado de hongos filamentosos y levaduras
(RTCHL). Esta técnica permite el crecimiento de las colonias de microorganismos
aerobios sobre la superficie del medio. Los cultivos se incuban y se realiza el conteo
(Farmacopea de los Estados Unidos, 2016). Es importante considerar que crezca un
número limitado de colonias según la Food and Drug Administration (FDA) sugiere que
se cuenten sólo las placas con 25 a 250 colonias, debido a que, si existe, demasiadas
colonias, pueden ser apiñadas y no se pueden desarrollar lo que ocasiona un error en el
recuento (Tortora, Funke, & Case, 2007). La inconveniencia de la técnica es que la
cantidad de suspensión microbiana es muy poca o no existe uniformidad en la extensión
(Dauget, 1977).
Método de vertido en placa.
Se adiciona a la placa Petri 1 ml de la muestra a analizar y 20 a 25 ml de agar
fundido a una temperatura de 45 ºC. Se emplea agar Digerido de Caseína y Soja para
recuento total de microorganismos aerobios (RTMA) y al Agar Sabouraud Dextrosa para
recuento total combinado de hongos filamentosos y levaduras (RTCHL) (Farmacopea de
los Estados Unidos, 2016). La muestra y el agar se homogeniza y se deja solidificar,
luego de la incubación se realiza el conteo de unidades formadoras de colonias, donde
algunas colonias quedarán embebidas en el agar y otras crecerán en la superficie. Las
colonias superficiales son generalmente más grandes que las que crecen en el entremedio
del agar (Tortora, Funke, & Case, 2007).
La técnica de vertido en placa presenta una ventaja al tener mayor cantidad de
inoculo a analizar, pero se debe tomar precauciones ya que los microorganismos son
sensibles al calor y pueden resultar afectados por el agar fundido.
2.2.7. Microorganismos Objetables en productos no estériles.
Un microorganismo objetable es aquel que no puede estar presente en un producto
ya que puede degradarlo y causar infecciones al paciente. La Administración de Drogas
y Alimentos de los Estados Unidos (FDA, por sus siglas en inglés) afirma que "se deben
establecer procedimientos escritos apropiados diseñados para prevenir microorganismos
objetables en productos farmacéuticos no estériles (Administration Food and Drug,
2016)".
20
En el caso de los jarabes, el microorganismo objetable es Escherichia coli. Es una
bacteria presente frecuentemente, en el intestino distal de los organismos de sangre
caliente. La Escherichia coli pertenece a la familia de Enterobacteriaceae, es un bacilo
corto Gram-negativo, fermentador de lactosa, anaerobio facultativo, catalasa positiva y
oxidasa negativa. (Sánchez, Rodriguez, Marfil, & Jodral, 2009).
Algunas cepas de Escherichia coli son inocuas y viven naturalmente en los
intestinos de los seres humanos, hay otras, como la Escherichia coli O157:H7, que son
infecciosas y se propagan a través del agua o los alimentos contaminados, o a través de
personas infectadas, esta cepa produce una toxina que daña el revestimiento del intestino
delgado, lo que lleva a calambres abdominales intensos y severos (KidsHealth, 2016).
Las causas de contaminación por Escherichia coli son: el beber agua sin tratar y
nadar en agua contaminada con heces de personas infectadas. En el caso de jarabes, la
Escherichia coli puede estar presente si no se ha tratado el agua que es el vehículo del
jarabe o durante el proceso de manufactura los operadores no han seguido la guía de
Buenas Prácticas de Manufactura y han contaminado el producto con heces fecales
(FoodSafety, 2009).
El uso de materias primas altamente contaminadas, lo que provoca que el
producto final este contaminado. El grado de contaminación de las materias primas
depende del origen de las sustancias naturales, además del agua utilizada en la fabricación
del producto (Leranoz, 2002).
2.2.7.1.Determinación de Escherichia coli en jarabes.
La detección de Escherichia coli como un microorganismo específico para
formas farmacéuticas no estériles acuosas, es un proceso de varias etapas: la
revitalización de la muestra, selección y subcultivo.
Preparación de la muestra y revitalización.
Revitalizar consiste en otorgar mayor vitalidad a los microorganismos en un
medio rico de nutrientes. Este proceso es importante debido que, si Escherichia coli está
presente, puede no estar totalmente viable en la muestra, de manera que con la
revitalización se consigue activar al microorganismo asegurando así su aislamiento e
identificación. Previamente se prepara la muestra en una dilución 1 en 10, es decir 1 g o
1 ml del producto a analizar en 10 ml Tryptic Soy Broth (TSB), se mezcla e incuba a una
temperatura de 30 a 35ºC durante un período de 18 a 24 horas (Farmacopea de los Estados
Unidos, 2016).
21
Selección y Subcultivo.
En esta parte del procedimiento se quiere dar el medio selectivo. En la selección
se utiliza 100 ml Caldo MacConkey, donde crecen los coliformes que son
microorganismos que fermentan la lactosa, con producción de ácido y gas, al acidificar
el medio, se produce un viraje del indicador de pH del color púrpura al amarillo. Este
medio es selectivo por la bilis de buey que estimula el crecimiento de las bacterias
coliformes e inhibe a gran parte de la flora Grampositiva (Britanialab, 2008).
En el subcultivo, el agar MacConkey permite aislar y diferenciar a los
microorganismos por las características de las colonias. Las colonias de Escherichia coli
en el agar MacConkey son de color rosado pálido debido a que fermenta la lactosa, son
circulares, planas (Forbes & Sahm, 2009).
La presencia de Escherichia coli, se confirma mediante una batería de pruebas
bioquímicas. Estas pruebas bioquímicas permiten determinar las características
metabólicas de las bacterias objeto de identificación. Estas son algunas de las pruebas
más comunes para la identificación de Escherichia coli:
Prueba de movilidad
Esta prueba permite determinar si un microorganismo es móvil o inmóvil, se
realiza una siembra en forma de picadura en un medio semisólido (SIM, MIO) y se incuba
a 24 horas a 37°C. Para que el resultado sea positivo (móvil) los microorganismos se
desplazan por la línea de siembra, produciendo una turbidez. Resultado: Positivo para
Escherichia coli (MacFadin, 2003).
Prueba de Voges – Proskauer (VP)
Determina la capacidad de algunos microorganismos de producir un producto
final neutro, la acetoína a partir de la fermentación de la glucosa cual se convierte a
diacetilo por la reacción entre el naftol KOH en presencia de O2 atmosférico, estos
reaccionan con la acetoína produciendo un complejo del color rojo. Resultado: Negativo
para Escherichia coli (Lizzi & Herrera, 2011).
Prueba de rojo metilo
Detecta la presencia de ácidos provenientes de la fermentación de la glucosa.
Resultado Positivo para Escherichia coli color rojo (Britania, s.f.).
Prueba de Ureasa
Los microorganismos que hidrolizan la urea a través de la enzima ureasa, liberan
amoníaco lo cual produce una alcalización del medio. Resultado: Negativo para
Escherichia coli (Lizzi & Herrera, 2011).
22
Producción de Indol
La capacidad de un microorganismo para separar el indol a partir del triptófano.
El indol es un compuesto que se genera mediante la desaminación reductiva
del triptófano y esta reacción es llevada a cabo por algunas bacterias que poseen las
enzimas denominadas triptofanasas. Para detectar la producción de indol se evidencia
con el reactivo de Kovacs (aldehído), donde el indol producido reacciona generando una
coloración rosa intensa. Resultado Positivo para Escherichia coli (Baldíon, Cruz, &
Cervantes, 2003).
Prueba de Citrato
Determina si un microorganismo es capaz de utilizar el citrato como única fuente
de carbono para el metabolismo y el crecimiento con alcalinidad resultante. Resultado:
Negativo para Escherichia coli (MacFadin, 2003).
Prueba de fermentación de azúcares
A través del medio TSI permite determinar la capacidad de los bacilos
gramnegativos para fermentar lactosa, sacarosa y glucosa, así como para determinar su
capacidad de producir gas a partir de estos azucares (Lizzi & Herrera, 2011).
Utilización de lactosa y/o sacarosa. Algunos microorganismos tienen la facultad
de fermentar la glucosa, la lactosa y sacarosa resultando una reacción ácida en la
superficie (amarilla) y ácida en el fondo (amarilla, A/A).
Resultado Escherichia coli fermenta glucosa, lactosa y/o sacarosa.
Producción de gas es positivo
Producción de H2S es negativo (Lizzi & Herrera, 2011).
Prueba de producción de H2S
Determina si se ha liberado enzimáticamente ácido sulfhídrico (H2S) gaseoso a
partir de los aminoácidos azufrados. Las enzimas responsables de esta actividad son la
cisteína desulfhidrasa y tiosulfato reductasa. El H2S es un gas incoloro y se debe utilizar
un indicador para visualizar la producción de H2S. Por lo que coloración negra en el
medio, se debe cuando el gas entra en contacto con ciertos metales: hierro, plomo que
forma los sulfuros de estos metales. Resultado: Escherichia coli es negativo (MacFadin,
2003).
23
2.2.7.2.Bacillus subtilis.
El Bacillus subtilis no es común de la flora humana, pero podrían colonizar la
piel, el tubo digestivo o el aparato respiratorio. Este microorganismo no es considerado
como patógeno ni tóxico. Presenta esporas que le permite soportar factores ambientales
como calor, ácido y sal para su desarrollo (Graumann, 2012). Bacillus subtilis está
presente fácilmente en todas partes como el aire, el suelo y en partes de la planta. Además,
el Bacillus subtilis produce una enzima que contribuye al proceso de degradación de la
planta, esta enzima es la subtilisina que puede causar reacciones alérgicas si hay
exposición repetida en altas concentraciones (Kirk, 2009).
2.2.7.3.Bacillus cereus.
Las infecciones por Bacillus cereus pueden ser intestinales o extraintestinales. En
las enfermedades gastrointestinales provoca un síndrome emético (náuseas y vómitos)
debido a la contaminación de ciertos alimentos (arroz, pasta, chocolate o frutas) por las
esporas. De tal manera que el consumo de jarabes contaminados por este microorganismo
patógeno puede provocar gastroenteritis en el paciente debido a que produce
enterotoxinas en el intestino delgado provocando diarrea, náuseas y dolores abdominales
(Elika, 2015).
2.2.7.4.Candida spp.
La levadura Candida spp., forma parte de la flora de la piel, las mucosas, el tracto
gastrointestinal y el aparato genitourinario del ser humano. Está levadura se ha
encontrado en animales, plantas, objetos inanimados y medio ambiente (Tortora &
Funke, Introudccion a la microbiología, 2007). La candidiasis diseminada aguda, se debe
a la invasión al torrente sanguíneo desde las superficies mucosas infectadas. Las
infecciones sistémicas por Candida spp. son causadas desde el tracto gastrointestinal
afectando principalmente a neonatos (Ruza, 2003).
2.2.7.5.Aspergillus spp.
El género de Aspergillus spp incluye más de 186 especies, la presencia de este
microorganismo en diferentes formas farmacéuticas es de importante cuidado, debido a
que se conoce por lo menos 10 especies de Aspergillus que son patógenas para el ser
humano, como: Aspergillus fumigatus( 90%), Aspergillus niger (1.5-3%) y Aspergillus
flavus (12%) que son las especies más comunes (Kelley, 1992). Este microorganismo
causa enfermedad en humanos sanos e inmunocomprometidos, el desarrollo de una
infección por Aspergillus spp. depende del estado inmunológico del paciente puede
causar una intoxicación por ingesta de metabolitos fúngicos (micotoxicosis), provocando
daños a diversos órganos, aun cuando al momento de la ingesta, el hongo ya no esté
presente. Se ha demostrado el potencial hepatotóxico y cancerígeno de muchos
metabolitos como las aflatoxinas de diversas especies de Aspergillus (Uribarren, 2015).
24
El Aspergillus spp es un patógeno oportunista que puede inducir micosis a partir
de una infección por vía respiratoria, inoculación percutánea o por contacto directo con
las esporas del hongo. Una vez que se ha inhalado las esporas del hongo colonizan la
mucosa con presencia de moco y provocan la destrucción del epitelio bronquial mediante
necrosis (Romero, 2007).
2.2.8. Control Fisicoquímico.
2.2.8.1.Control Organoléptico.
Un análisis organoléptico es una valoración cualitativa que se realiza sobre una
muestra basada exclusivamente en la valoración de los sentidos (vista, gusto, olfato, etc.).
Color
El color se utiliza como una forma de identificación y facilita la aceptación por
parte del paciente. Por lo cual, el color debe ser uniforme en todos los lotes de su forma
farmacéutica (FDA, 2003).
Olor
El olor es un factor importante ya que cambios en él indican contaminación
microbiana (FDA, 2003).
Sabor
Los jarabes presentan solución de sorbitol como agente edulcorante e 70 % p/p,
lo cual se analiza en los estudios de preformulación (Gennaro, 2000).
2.2.8.2.Control pH.
Gran número de agentes quimioterapéuticos tienen carácter ácido o básico, la
solubilidad de estos puede modificar el pH de la solución. El pH apropiado afecta los
caracteres organolépticos. Con detectores muy sensibles los valores de pH se dan
manifestó en señales eléctricos por cables hacia el aparato indicador (Hopp, 2005).
2.3.Marco Legal
El presente estudio se basa en la en la siguiente reglamentación:
Constitución de la República del Ecuador
Título VII
RÉGIMEN DEL BUEN VIVIR
Sección segunda de salud
Art. 363.- El Estado será responsable de:
25
“Garantizar la disponibilidad y acceso a medicamentos de calidad, seguros y eficaces,
regular su comercialización y promover la producción nacional y la utilización de
medicamentos genéricos que respondan a las necesidades epidemiológicas de la
población” (ECUADOR, 2008, pág. 166).
Normativa sanitaria para la obtención del Registro sanitario
Capitulo III
Del registro sanitario
Art 4. “Los Productos Naturales Procesados de Uso Medicinal, previo a su
fabricación, importación, almacenamiento, distribución y comercialización, deberán
obtener obligatoriamente el correspondiente Registro Sanitario, otorgado por la Agencia
Nacional de Regulación, Control y Vigilancia Sanitaria - ARCSA” (Agencia Nacional
De Regulación, Control y Vigilancia, 2016, pág. 9).
Capitulo XIII
De la vigilancia y control
Art 54. “Las acciones de vigilancia y control posregistro en los establecimientos
donde se fabrican, almacenan, distribuyen y comercializan Productos Naturales
Procesados de Uso Medicinal, se ejecutarán periódicamente con el objeto de verificar el
cumplimiento de las especificaciones técnicas del producto” (Agencia Nacional De
Regulación, Control y Vigilancia, 2016, pág. 20).
Art 55. “El muestreo para el análisis de control de calidad posregistro estará a
cargo de la Comisión Inspectora que la Agencia Nacional de Regulación, Control y
Vigilancia Sanitaria-ARCSA designe, conformada por profesionales farmacéuticos”
(Agencia Nacional De Regulación, Control y Vigilancia, 2016, pág. 22).
2.4.Hipótesis
2.4.1. Hipótesis nula (Ho).
Los jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales no contienen una
carga microbiana aceptable de acuerdo con las especificaciones de la Farmacopea de
Estados Unidos (USP 39 NF34) y tienen microorganismos específicos, siendo
inadecuados para el consumo del paciente.
2.4.2. Hipótesis alternativa (Hi).
Los jarabes para trastornos gastrointestinales de origen natural analizados
contienen una carga microbiana aceptable de acuerdo con las especificaciones de la
26
Farmacopea de Estados Unidos (USP 39 NF34) y se encuentran libres de
microorganismos específicos, siendo aptos para el consumo del paciente.
2.5.Conceptualización de variables
En los jarabes se realiza la aptitud del método con el recuento total de
microorganismo aerobios: Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus
subtilis; el recuento total de mohos y levaduras: Candida albicans, Aspergillus niger
mediante el contaje por ufc/ml. La prueba en jarabe para el RTMA y para RTML;
microorganismo específico Escherichia coli. Finalmente, con el control organoléptico y
el pH.
27
Capitulo III
3. Marco metodológico
3.1.Diseño de investigación
La investigación tuvo un enfoque cuantitativo, ya que se realizó un estudio
experimental, el mismo que proporcionó datos que son cuantificados. De acuerdo con
Hernández et al. (2010), definen al enfoque cuantitativo: “la recolección de datos para
probar hipótesis, con base en la medición numérica y el análisis estadístico, para
establecer patrones de comportamiento y probar teorías” (Hernandez, Fernadez, &
Baptista, 2010, pág. 4). Con el enfoque cuantitativo en esta investigación se encaminó
a cuantificar la carga microbiana (recuento total de aerobios totales, recuento total de
mohos y levaduras, y microorganismo especifico), en el jarabe natural para trastornos
gastrointestinales, el cual se obtuvo mediante un proceso rigurosamente sistemático,
y lo más objetivo posible.
El presente trabajo presenta un nivel de investigación exploratorio de acuerdo
con Hernández, R et al, (2010) definen al nivel exploratorio: “examinar un tema o
problema de investigación poco estudiado, del cual se tienen muchas dudas o no se
han abordado antes” (Hernandez, Fernadez, & Baptista, 2010, pág. 114). Este nivel
permitió a esta investigación acercarse a un tema poco estudiado, que es el control
microbiológico de jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales, debido
a que en la actualidad no se ha encontrado estudios en Ecuador. Además, el estudio
tiene un nivel descriptivo debido a la definición de Hernández, R et al, (2010), “busca
especificar propiedades, características y rasgos importantes de cualquier fenómeno
que se analice. Describe tendencias de un grupo o población” (Hernandez, Fernadez,
& Baptista, 2010, pág. 80). Por ende, este tipo de nivel descriptivo se relaciona con
el estudio de los jarabes naturales (Hernandez, Fernadez, & Baptista, 2010).
Esta investigación es pre-experimental de acuerdo con Hernández, R et al,
(2010), porque su grado de control es mínimo y también es bibliográfica, porque los
estudios se compararon con las especificaciones establecidas en la USP 39 NF34.
Este proyecto de investigación analizó el control microbiológico de jarabes naturales
para trastornos gastrointestinales de la ciudad Quito, a través de las metodologías:
aptitud del método con microorganismos aerobios totales, mohos y levaduras, la
prueba en producto (extensión y vertido), e incluyendo el análisis de microorganismo
28
específico, concluyendo con un análisis organoléptico. Este estudio se llevó a cabo
con materiales necesarios y equipos del laboratorio de Microbiología General y
Farmacéutica de la Facultad de Ciencias Químicas.
3.2.Población y muestra
3.2.1. Población.
La población está constituida por 25 marcas de jarabes para trastornos
gastrointestinales (úlcera, dolor estomacal, gastritis, estreñimiento, colon irritable)
naturales de diversos laboratorios que se venden en centros naturistas de la ciudad de
Quito.
3.2.2. Muestra.
La muestra está constituida de 8 marcas de jarabes para trastornos
gastrointestinales naturales de laboratorios como: Fitoterapia, Farma Ciencia Natural,
Pronavit, Labmac, ADT, que son comprados en centros naturistas de la ciudad de Quito.
Cada marca de jarabe se analizó por triplicado, dando un total de 24 muestras para el
análisis. La elección del tamaño de muestra se basó en la Tabla Militar Estándar que
permite determinar el tamaño de la muestra de acuerdo con la población de estudio como
se visualiza en el Anexo B.
3.3.Métodos y Materiales
3.3.1. Métodos.
Debido a que se van a medir varias respuestas útiles para el control
microbiológico de jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales de la ciudad
de Quito. Es necesario el uso de varios métodos.
3.3.1.1.Sondeo en los centros naturistas sobre jarabes de origen natural para
trastornos gastrointestinales.
Se realizó un sondeo en los centros naturistas de la ciudad de Quito sobre los
jarabes que se dispensan con mayor frecuencia para trastornos gastrointestinales. En
función de los jarabes comercializados, se elaboró una base de datos, que se comparó con
la base de datos de la Agencia Nacional de Regulación Control y Vigilancia Sanitaria,
donde se escogió a los jarabes para realizar el control microbiológico como se visualiza
en el Anexo C.
29
3.3.1.2.Recuento de microorganismos en el producto.
En este estudio se realizó el conteo de recuento total de microorganismos aerobios
(RTMA) y el recuento total combinada de hongos filamentosos y levaduras (RTML) se
visualiza de manera mejor en los diagramas de flujo en el Anexo D.
Aptitud del método de Recuento en placa en Presencia del Producto.
La aptitud del método en presencia del producto permitió asegurar que el
crecimiento microbiano no es inhibido por las propiedades antimicrobianas presentes en
el producto terminado, lo cual permitió comprobar la aplicabilidad del método en la
detección de microorganismos. La aptitud del método se realizó siguiendo los
lineamientos de la USP 39 NF 34 en «capítulo 61» (Examen microbiológico de productos
no Estériles: pruebas de recuento microbiano), se preparó la muestra y neutralizó su
actividad antimicrobiana. En este estudio se realizó la preparación diluyendo la muestra
en Tryptic Soy Broth (TSB) con lo cual se neutraliza también la actividad antimicrobiana,
y en algunos casos se usó polisorbato 80 para la neutralización (Farmacopea de los
Estados Unidos, 2016).
Posteriormente se inoculó la muestra preparada con una suspensión microbiana
de concentración conocida (100 ufc/ml) de microorganismo. El método es apto debido a
que se recuperó por el método de extensión alrededor 100 ufc/ml. Los microorganismos
que se inocularon en los jarabes: Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus,
Bacillus subtilis, y los hongos: Candida albicans y Aspergillus niger en los medios de
TSA para bacterias y SAB para mohos y levaduras por el método de extensión las cuales
se incubaron a 37°C por 24 horas y 25°C de 3-7 días respectivamente (Farmacopea de
los Estados Unidos, 2016).
Prueba en producto.
La prueba en producto se siguió los lineamientos de la USP 39 NF 34, la cual
consistió en diluir y neutralizar la muestra para contar los microorganismos presentes.
En el recuento total de microorganismos aerobios, la muestra diluida con Tryptic Soy
Broth (TSB), se transfirió a la placa Petri de Tryptic Soy Agar (TSA) y para el recuento
total de mohos y levaduras se transfirió a la placa Petri de Sabouraud Dextrose Agar
(SAB) (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016).
Por la técnica de extensión se colocó 0,1 ml de la muestra diluida en la placa
Petri con TSA para el recuento total de microorganismos aerobios y en SAB para el
recuento total de mohos y levaduras. Se extendió uniformemente con bolitas de cristal.
Los medios se incubaron a temperatura entre 30º y 35º C de 24 horas para RTMA y a una
temperatura entre 20º y 25º C durante un período de 5 a 7 días para RTML y finalmente
se contó las unidades formadoras de colonia y se calculó las ufc/ml del producto
(Farmacopea de los Estados Unidos, 2016)
30
Por la técnica de vertido se colocó 1 ml de la muestra diluida en la placa Petri y
se incuba con TSA para el recuento total de microorganismos aerobios y en SAB para el
recuento total de mohos y levaduras. Los medios se incubaron a temperatura entre 30º y
35º C de 24 horas para RTMA y a una temperatura entre 20º y 25º C durante un período
de 5 a 7 días para RTML y finalmente se contó las unidades formadoras de colonia y se
calculó las ufc/ml del producto (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016).
3.3.1.3.Control de esterilidad.
Aseguramiento de esterilidad de medios de cultivo
Se incubó las cajas Petri con medios sin inocular microorganismo a 35°C por 24
horas en caso de que sean medios para bacterias y a 25°C por 5 días en caso de ser medios
para hongos y levaduras. Se determinó que los medios son estériles, debido a que no se
observó crecimiento alguno de microorganismos.
Aseguramiento de esterilidad del ambiente en la cabina biológica de flujo laminar
Se destapó una caja de TSA y una caja SAB en la cabina de flujo laminar en un
intervalo de 30 minutos y se las incubó en un periodo de 24 horas a 37°C y 5 días a 25°C
respectivamente.
Control de la zona de procesamiento de muestras
Se destapó una caja de TSA y una caja SAB cerca de la zona de procesamiento
de los jarabes para la determinación de la calidad microbiológica del aire y se las incubo en
un período de 24 horas a 37°C y 5 días a 25°C respectivamente. Se identificó las bacterias
por tinción Gram y hongos por identificación macroscópica y por tinción simple.
3.3.1.4.Determinación de Escherichia coli como microorganismo específico
para formas farmacéuticas no estériles acuosas.
Preparación de la muestra y revitalización.
Preparación de la muestra e incubación Previa: se realizó siguiendo los
lineamientos de la USP 39 NF34 en el «capítulo 62» (Examen microbiológico de
productos no Estériles: pruebas de microorganismos específicos), en el que se diluyo la
muestra ( 1 en 10 ml en Caldo Digerido de Caseína y Soja), se mezcló e incubó a una
temperatura de 30º a 35º durante un período de 18 a 24 horas (Farmacopea de los Estados
Unidos, 2016).
31
Selección y subcultivo.
Se agitó el tubo que fue revitalizado, se tomó un 1 ml de la dilución (1 en 10) del
jarabe previamente incubado, luego se añadió el 1 ml a 100 ml de Caldo MacConkey y
posteriormente se incubó a una temperatura 44-45ºC durante un período de 24 a 48 horas.
Si se observa un cambio de coloración amarilla y precipitado se subcultiva en una placa
Petri de Agar MacConkey se incuba a una temperatura de 30º a 35º C durante un período
de 18 a 72 horas. (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016).
Interpretación.
Si en el agar MacConkey se visualiza crecimiento de colonias que son de color
rosado pálido debido a la fermentación de la lactosa, circulares, planas, y un precipitado
de sales biliares, indica la posible presencia de Escherichia coli, lo que se confirma
mediante una batería de pruebas bioquímicas (Farmacopea de los Estados Unidos, 2016).
3.3.1.5.Identificación de los microorganismos aislados en los jarabes.
Para la identificación de bacterias se procedió a realizar primero una tinción Gram
para la distinción de Grampositivas y Gramnegativas y de la forma de las bacterias. Se
visualiza de manera mejor en los diagramas de flujo en el Anexo E.
Bacillus spp.
De las colonias que crecieron en el medio TSA agar se hizo la tinción Gram, que
dio como resultados bacilos Grampositivos. Los pasos siguientes para la identificación
fueron:
Prueba de la Catalasa
Se colocó en un portaobjeto limpio y seco una gota de agua oxigenada de 30
volúmenes. Con la ayuda de un palillo estéril se tomó colonias del medio TSA donde se
encontraban estos bacilos. Luego se homogenizó la muestra en la gota de agua oxigenada.
Se observó el aparecimiento de burbujas dando como resultado positivo.
Siembra en Agar MYP
Para diferenciar que tipo de Bacillus presentó el jarabe. Se procedió a través de la
técnica de estriación en el agar MYP y se incubó a 37 °C por 24- 48 horas.
Si el resultado es un crecimiento óptimo de las colonias típicas de Bacillus
cereus de 5mm, son ásperas, rugosas y secas con un fondo rosado brillante rodeado por
un precipitado de yema de huevo.
32
Si el resultado es un crecimiento de 10 – 300 ufc/ml de colonias cremosas de
Bacillus subtilis de color amarillo sin zona de precipitado.
Diferenciación de las especies de Candida de otras levaduras
Para la identificación de levaduras que se aislaron en el medio SAB se procedió
a realizar primero una tinción simple. Se visualiza de manera mejor en los diagramas de
flujo en el Anexo F.
El crecimiento de colonias de Candida en el agar SAB son lisas, brillantes, de
color blanco o ligeramente beige. Se colocó una colonia en el portaobjetos para realizar
la Tinción Simple con azul de lactofenol, se observó con el lente de 100X, 40X
posteriormente se determinó de que eran levaduras, para la identificación del tipo de
levadura se realizó las siguientes pruebas:
Prueba de clamidosporas
Se sembró las colonias de Candida en el agar Harina de maíz, luego se colocó un
cubre-objeto sobre la superficie de agar cubriendo una parte de las estrías de siembra. Se
incubó a 30-37 °C durante 24-48 horas. Se examinó en el microscopio a 100x el
cubreobjetos que se encontraba en la caja Petri. Como resultado se observó las
clamidosporas como estructuras redondas u ovales, de 6-12 μm de diámetro y pared
gruesa, con aspecto de esporas, presentes en las seudohifas.
Prueba del tubo germinal
Se emulsionó la levadura aislada en 0.5ml de suero humano o plasma. Se incubó
a 35°C durante de 2-3 horas, luego se colocó una gota de la emulsión sobre un
portaobjetos limpio y desengrasado, y se visualizó con el lente de 100x la formación del
tubo germinal que es una extensión filamentosa de la levadura, sin estrechamiento en su
origen, cuyo ancho suele ser la mitad de la célula progenitora y su longitud tres o cuatro
veces mayor que la célula madre.
Prueba de fermentación
Se sembró la levadura aislada en tubos de OF con glucosa y lactosa. Se incubó a
35 °C durante de 24 horas. Los resultados de la prueba de utilización de carbohidratos
positiva se indica mediante el desarrollo de un color amarillo en el medio. Pero si la
prueba es negativa de utilización de carbohidratos se indica por la ausencia de un color
amarillo (el medio permanece verde).
Prueba de Urea
Se sembró la levadura aislada en Agar urea, se incubó a 35 °C durante de 24
horas.
33
Identificación de hongos
Criterios macroscópicos
Se describió las características de las colonias en la vista frontal y en el anverso
de la caja Petri con agar SAB, o en el cual se observó el color de las hifas, el grado de
crecimiento.
Criterios microscópicos
Se colocó una gota de azul de Lactofenol en un portaobjetos, se tomó con una
cinta adhesiva una muestra de la parte frontal de la colonia y se observó en el microscopio
con el lente de 40x.
Para mejor entendimiento observar en el Anexo G las pruebas de identificación de los
microorganismos.
3.3.1.6.Control Organoléptico y pH.
El control organoléptico se realizó con la intervención de los sentidos para la
identificación del color, olor y sabor los mismos que fueron comparados con las
declaradas en el registro sanitario. Para el color se colocó 5 ml del jarabe a analizar en
un dosificador y se observó la variación de color; en el olor se percibe con la interacción
de los receptores olfativos y el sabor con la degustación por parte del investigador.
En la detección del pH, se utilizó el potenciómetro del laboratorio de Tecnología
Farmacéutica, se colocó el jarabe en un vaso de precipitación donde tuvo contacto con el
electrodo de medición y luego se lavó con agua destilada al electrodo y se procedía a
detectar el nuevo el valor del pH.
3.3.2. Materiales
En este proyecto de investigación se utilizó los siguientes materiales para el
control microbiológico de los jarabes de origen natural.
Materiales:
- Tubos de ensayo
- Cajas Petri GOLD LAB
- Asa de inoculación
- Asa de Digralsky
- 100 tubos Eppendorf 1,5 ml
- Puntas de 100 l y 1000 l
- Erlenmeyer de 250 ml, 500 ml, 1000 ml GOLD LAB
- Papel aluminio
- Pipetas graduadas 0,5 ml, 1 ml, 2 ml GOLD LAB
34
- Gradilla
- Botellas de vidrio
- Vasos de precipitación
- Esferas de vidrio
- Portaobjetos
- Cubreobjetos
Equipos:
- Autoclave WISECLAVE
- Micropipetas 1000 l SUMEDIX
- Micropipetas 100 l THERMO SCIENTIFIC
- Balanza METTLER TOLEDO
- Vortex CLASSIC VELP SCIENTIFICA
- Estufa BINDER FD
- Incubadora INCUCELL
- Espectrofotómetro FISHER SCIENTIFIC
- Potenciómetro METTLER TOLEDO
- Microscopio
Reactivos:
- Polisorbato 80%
- Agua destilada
- naftol
- KOH
- Urea MERCK
- Rojo de metilo MERCK
- Cristal violeta MERCK
- Cloruro de sodio MERCK
- Mezcla de alcohólica con cetona MERCK
- Safranina MERCK
- Aceite de inmersión
- Azul-Lactofenol
- Suero humano
Medios:
- Tryptic Soy Agar (TSA) DIFCO
- Tryptic Soy Broth (TSB) DIFCO
- Sabouraud Dextrose Agar (SAB) DIFCO
- McConkey Broth DIFCO
- McConkey Agar DIFCO
- Citrato de Simmons MERCK
35
- Triple sugar iron Agar (TSI) MERCK
- Urea Agar MERCK
- Rojo de Metilo y Voges Proskauer caldo MERCK
- OF basal medium MERCK
- Agar harina de maíz MERCK
Productos para análisis:
Los productos se adquirieron en centros naturistas de la ciudad de Quito en los
sectores; norte centro y sur. En la Tabla 2 se encuentra la descripción de los jarabes
naturales para trastornos gastrointestinales que se requirieron, indicando su composición,
registro sanitario, fecha de elaboración y caducidad.
36
Tabla 2. Características de los jarabes naturales para trastornos gastrointestinales
Código de
jarabes
Nombre del
medicamento
Laboratorio
Farmacéutico
Fecha de
elaboración
Fecha de
caducidad Composición Envase Primario Envase Secundario Registro Sanitario
A
1
Ulcerfit 600
Laboratorio
Fitoterapia
1/12/2015
1/12/2017
Tintura de llantén
(Plantago major
l)
sangre de drago
latex (Croton
lechleri muell
Frasco plástico
blanco con tapa
blanca rosca y sello
de seguridad plástico
No contiene 032-MNN-0503
2
3
B
1
Triple
Magnificum
Complex
Vegetal
Farma
Ciencia
Natural
30/8/2016
30/8/2019
Extracto
hidroalcoholico
de hojas y tallos
de berro, extracto
hidroalcohólico
de raíces de
rábano Extracto
hidroalcoholico
de hojas de
espinacas
(Spinaca
oleraceal.)
Frasco de vidrio de
color ámbar, tapa de
plástico
polipropileno de
color negro, tipo
rosca.
No contiene 398-MNN-0110
2
3
C 1 Biogastrin
Laboratorios
Pronavit
1/5/2017
1/5/2020
Extracto acuoso
al 40% de corteza
de uña de gato,
extracto acuoso
al 40% de planta
entera de cola de
caballo
Extracto acuoso
al 40% de corteza
de sangre de
Frasco de plástico de
polietileno
tereftalato de color
blanco, tapa de
plástico de
polietileno de alta
densidad de color
blanco, secundario:
Caja de cartulina
dúplex termo
encogible de
seguridad externo
de plástico
poliestireno cristal.
1080-MNN-09-13
37
drago Extracto
acuoso al 40% de
hojas de aloe
vera, extracto
acuoso al 40% de
planta entera de
Taraxaco,
extracto acuoso
al 40% de
guabiduca
corteza de uña de
gato, extracto
alcohólico de raíz
de jengibre.
2
3
D
1 Gastriul plus
Laboratorios
Labmac
1/3/2017
1/3/2020
Extracto
hidroalcoholico al
40% de corteza de
sangre de drago
Frasco de vidrio tipo
III, de color ámbar
tapa de plástico de
polietileno de baja
densidad, de color
blanco tipo rosca.
vasito dosificador de
plástico polietileno de
alta densidad, de color
incoloro.
Caja de cartulina
dúplex 707-MNN-03-12
2
3
38
Código de
jarabes
Nombre del
medicamento
Laboratorio
Farmacéutico
Fecha de
elaboración
Fecha de
caducidad Composición Envase Primario Envase Secundario Registro Sanitario
E
1
New colon
Laboratorios
Labmac
1/11/2016
1/11/2019
Extracto
hidroalcoholico de
hojas de sábila aloe
(Barbadensis l.)
Extracto
hidroalcoholico de
cascara sagrada
(Rhamnus
purshiana dc)
extracto hidro-
alcohólico de
rizomas de jengibre
(Zingiber officinale)
Frasco de vidrio tipo
III de color verde, tipo
rosca + vasito
dosificador de
plástico polipropileno
de color transparente.
Caja de cartulina
dúplex
428-MNN-05-10
2
3
F
1
Ultra Herbal ADT
8/3/2017
8/3/2019
Extracto acuoso raíz
de zarzaparrilla
(Smilax regelii) extracto acuoso de
sumidades aéreas de
ortiga (Urticaria
doica) extracto
acuoso de hojas de
boldo (Peumus
boldus)
Frasco de plástico
blanco, tapa blanca
rosca plástica,
fabricada en
polipropileno
Caja de cartulina
dúplex
880-MNN-1212
2
3
39
E
1
New colon
Laboratorios
Labmac
1/11/2016
1/11/2019
Extracto
hidroalcoholico de
hojas de sábila aloe
Extracto
hidroalcoholico de
cascara sagrado
extracto hidro-
alcohólico de
rizomas de jengibre
Frasco de vidrio tipo
III de color verde, tipo
rosca + vasito
dosificador de
plástico polipropileno
de color transparente.
Caja de cartulina
dúplex
428-MNN-05-10
2
3
F
1
Ultra Herbal ADT
8/3/2017
8/3/2019
Extracto acuoso raíz
de zarzaparrilla,
extracto acuoso de
sumidades aéreas de
ortiga, extracto
acuoso de hojas de
boldo
Frasco de plástico
blanco, tapa blanca
rosca plástica,
fabricada en
polipropileno
Caja de cartulina
dúplex
880-MNN-1212
2
3
G
1
Uña de gato+
Sangre de
drago
Laboratorios
Labmac
1/8/2016
1/8/2019
Extracto
Hidroalcohólico de
Corteza de Uña de
Gato, Resina de
Sangre de Drago
Ámbar de vidrio tipo
III, tapa blanca rosca
plástica, fabricada en
polipropileno
Caja de cartulina
dúplex 794-MNN-0812
2
3
H
1
Col-ón Herbal ADT
5/8/2016
5/8/2018
Extracto acuoso de
hojas de boldo
Extracto acuoso de
raíz de Zarzaparrilla
Extracto acuoso de
hojas de alcachofa
Extracto acuoso de
sumidades de áreas
de Ortiga
Ámbar de vidrio tipo
iii, tapa blanca rosca
plástica, fabricada en
polipropileno
Caja de cartulina
dúplex
1050-MNN-0813
2
3
Elaborado por Alejandro, Gabriela
40
3.4. Diseño Experimental
Se realizó el control microbiológico de los jarabes naturales, considerando las
siguientes variables independientes: marca del jarabe y el método de recuento en placa
en el jarabe; variables dependientes: prueba en el jarabe para el RTMA y RTML,
presencia o ausencia de Escherichia coli; control organoléptico y pH.
3.5. Operacionalización de las variables
En la Tabla 3 se describe las variables que se requirieron para el presente proyecto
de investigación, junto con las dimensiones, indicadores, además se detalla en el Anexo
D la categorización de las variables que consiste en una breve descripción de las variables
que se emplearon.
Tabla 3. Operacionalización de variables
Control microbiológico de jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales en la ciudad de
Quito.
Variables Dimensiones Indicadores
Dependientes
Recuento total de
microorganismo aerobios
Staphylococcus aureus
ufc /ml Pseudomonas aeruginosa
Bacillus subtilis
Recuento total de Mohos y
Levaduras
Candida albicans
ufc /ml
Aspergillus niger
Microorganismo específico Escherichia coli Ausencia
Independientes
Marca del Jarabe
Registro Sanitario
Base de datos del ARCSA
Método Extensión y Vertido ufc /ml
Elaborado por Alejandro, Gabriela
41
3.6. Técnicas e instrumentos de recolección de datos
Al ser una investigación experimental se utilizó un cuaderno de laboratorio en el
cual se registraron los datos recopilados de la aptitud del método, prueba en producto,
microorganismo específico, control organoléptico y la determinación de pH.
3.7. Técnicas de procesamiento y análisis de datos
Los datos se muestran en tablas, gráficas de barras, que se obtuvieron mediante
el programa estadístico SPSS 20 desarrollado por IBM.
Para el análisis de ufc/ml para Prueba en Producto (jarabe) se utilizó una ANOVA
bifactorial. En la cual el primer factor fue la marca del jarabe con 8 niveles; en el segundo
factor el método: el método de extensión y método vertido, son los niveles de este. Para
los datos obtenidos de Escherichia coli se calculó el porcentaje de jarabes que
contuvieron este microorganismo.
Para los resultados del control organoléptico y pH se utilizó un cuadro
comparativo con la base de Productos Naturales Procesados de Uso Medicinal del
ARCSA.
Una vez obtenido los estimadores estadísticos, se realizó la comparación entre los
métodos de contaje en placa (extensión superficial y vertido en placa) y marcas de jarabes
sólo para la prueba en producto. Los resultados de RTMA y RTML se comparó con los
criterios de la Farmacopea de Estados Unidos, estableciendo una matriz de aceptación o
rechazo en los jarabes de acuerdo con las especificaciones.
Se expresó mediante porcentajes los jarabes que no cumplen para el recuento
total de microorganismos aerobios (RTMA), el recuento total de mohos y levaduras
(RTML).
Mediante la caracterización de control organoléptico y de pH en los jarabes, se
estableció si los cambios de pH o características organolépticas están o no con relación a
su grado de contaminación microbiana.
42
Capitulo IV
4. Análisis y discusión de resultados
4.3. Resultados del análisis microbiológico
En 24 jarabes naturales para trastornos gastrointestinales, se realizó el análisis
microbiológico: aptitud del método, prueba en producto y microorganismo especifico.
4.3.1. Aptitud del método de recuento microbiano en el producto.
Con la aptitud del método se aseguró que el crecimiento microbiano no es
inhibido por las propiedades antimicrobianas del producto, para lo cual se inocularon en
los jarabes suspensiones de concentraciones conocidas de microorganismos (100 ufc/ml)
como Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Bacillus subtilis, Candida
albicans y Aspergillus niger. Si el método es apto, el producto no inhibe el crecimiento
de los microorganismos inoculados. Los resultados mostrados en las Tablas 4 y 5, indican
el porcentaje de recuperación de la suspensión inoculada de microorganismos en
presencia del jarabe.
El porcentaje de recuperación de todos los microorganismos es adecuado para la
mayoría de las muestras de jarabes (80 a 120% de recuperación). El microorganismo que
mejor se recupera en todas las muestras es Bacillus subtilis y los que tienen más valores
por fuera del rango de recuperación son Aspergillus niger y Staphylococcus aureus. El
alto porcentaje de recuperación de la suspensión microbiana en los jarabes naturales se
debería a que existe adicionalmente la presencia de estos microorganismos en los jarabes
que se inocularon, sin embargo, el bajo porcentaje de recuperación de los microrganismos
inoculados posiblemente se debe a las propiedades que presentan los jarabes que no son
aptas para el crecimiento de estos.
En el jarabe C, la recuperación de las bacterias inoculadas no fue exitosa debido
a la carga microbiana existente en este producto y que interfería con el contaje de los
microorganismos ensayados. Sin embargo, el contaje de mohos y levaduras, en especial
de Aspergillus niger es adecuado en el producto C, posiblemente porque en el medio
Agar Sabouraud Dextrosa contiene un pH 5.6 que resulta favorable para el crecimiento
de los hongos y ligeramente inhibitorio para las bacterias.
43
Tabla 4. Prueba de aptitud del método de extensión para el RTMA (% de recuperación).
Microorganismos
Jarabes
Recuento
promedio de
las cajas
ufc/ml
% de recuperación
de
microorganismos
por el método de
extensión
Staphylococcus aureus
A 111 111 %
B 76 76 %
C * *
D 98 98 %
E 78 78 %
F 87 87 %
G 117 117 %
H 125 125 %
Pseudomonas aeruginosa
A 116 116 %
B 115 115 %
C * *
D 110 110 %
E 85 85 %
F 101 101 %
G 78 78 %
H 78 78 %
Bacillus subtilis
A 109 109 %
B 111 111 %
C * *
D 75 75 %
E 120 120 %
F 106 106 %
G 98 98 %
H 90 90 %
* Método no es apto debido a la alta concentración de microorganismos contaminantes en el jarabe.
En negrillas los datos que están por fuera del rango de recuperación (80-120%).
Elaborado por Alejandro, Gabriela
44
Tabla 5. Prueba de aptitud del método de extensión para el RTML (% de recuperación).
Microorganismos
Jarabes
Recuento
promedio de las
cajas
ufc/ml
% de recuperación de
microorganismos por
el método de
extensión
Candida albicans
A 102 102 %
B 117 117 %
C 75 75 %
D 80 80 %
E 84 84 %
F 105 105 %
G 110 110 %
H 96 96 %
Aspergillus niger
A 72 72 %
B 84 84 %
C 89 89 %
D 83 83 %
E 89 89 %
F 68 68 %
G 71 71 %
H 85 85 %
En negrillas los datos que están por fuera del rango de recuperación (80-120%).
Elaborado por Alejandro, Gabriela
Estos resultados indican que la aptitud del método de recuento a través de la
técnica de extensión para el contaje de microorganismos aerobios y de mohos y levaduras
es apto para 7 (A, B, D, E, F, G, H) de las 8 marcas de jarabes naturales, indicando que
la preparación de la muestra es suficiente para neutralizar la actividad antimicrobiana de
los jarabes y que pudiese influir en los resultados de la prueba en producto.
4.3.2. Contaje de bacterias aerobias en los jarabes.
Para cumplir con las especificaciones de la farmacopea americana, las formas
farmacéuticas líquidas orales deben tener un máximo de 102 ufc/ml para
microorganismos aerobios. En la Tabla 6 se observa que, al analizar los productos por la
técnica de extensión, 20 de las 24 muestras de jarabes presentaron un contaje menor a
102 ufc/ml siendo 83.33% de las muestras. Los jarabes C1, C2, F1 y G3 superan el límite
de 102 ufc/ml y representan el 16.67%, es decir estos jarabes no cumplen con la
especificación de la USP 39 NF34. El contaje más alto fue en el jarabe C1 con un recuento
de 5.1 x 104 ufc/ml.
Con el método de vertido, 21 de las 24 muestras de jarabes presentan un contaje
menor a 102 ufc/ml y representan el 87.50% de las muestras. Los jarabes C1, C2 y F1
superan el contaje microbiano permitido y representan el 12.50%, de igual forma estos
jarabes no cumplen con la especificación USP 39 NF34. El contaje más alto sigue siendo
45
el jarabe C1 con 3.9 x 103 ufc/ml. Por este método el jarabe G3 si cumple no así por el
método de extensión.
A pesar de que la cantidad de la muestra analizada en la técnica de extensión es
menor que en la de vertido, por la primera técnica se aislaron más microorganismos que
por la técnica de vertido, este fenómeno puede ser explicado por la sensibilidad al calor
de los microorganismos presentes en las marcas de jarabes, pudiendo ser afectados por
el agar caliente que se coloca sobre la muestra en el método de vertido.
Tabla 6. Recuento total de microorganismos aerobios en los jarabes
Jarabes
Método de Extensión Método de vertido
ufc/ml de
muestra
Interpretación
(C o NC)
ufc/ml de
muestra
Interpretación
(C o NC)
A
1 0.0 C 0.0 C
2 0.0 C 0.0 C
3 0.0 C 0.0 C
B
1 < 50 C 0.0 C
2 0.0 C 0.0 C
3 0.0 C 0.0 C
C
1 𝟓. 𝟏 × 𝟏𝟎𝟒 NC 𝟑. 𝟗 × 𝟏𝟎𝟑 NC
2 𝟔. 𝟎 × 𝟏𝟎𝟐 NC 𝟓. 𝟎 × 𝟏𝟎𝟐 NC
3 < 50 C 3.5 x 101 C
D
1 0.0 C 2.0 x 101 C
2 0.0 C 0.0 C
3 0.0 C 0.0 C
E
1 0.0 C 1.5 × 101 C
2 < 50 C 0.0 C
3 1.0 × 102 C 0.0 C
F
1 𝟑. 𝟓 × 𝟏𝟎𝟐 NC 𝟐. 𝟏 × 𝟏𝟎𝟐 NC
2 1.0 × 102 C 7.5 × 101 C
3 1.0 × 102 C 4.0 × 101 C
G
1 0.0 C < 5 C
2 1.0 × 102 C 9.0 × 101 C
3 𝟑. 𝟓 × 𝟏𝟎𝟐 NC 7.0 × 101 C
H
1 0.0 C 0.0 C
2 < 50 C <5 C
3 < 50 C 0.0 C
En negrillas el contaje de microorganismos aerobios que sobrepasan la especificación de la USP 39 NF 34
para formas farmacéuticas acuosas de uso oral. C= cumple; NC= no cumple
Elaborado por Alejandro, Gabriela
Los jarabes que excedieron con la especificación de la USP 39 NF34 en los
métodos de recuento en placa representan un 16.67% por el método de extensión y un
12.50% por vertido. Estos resultados contrastan con los del estudio de Daniyan, S. y
Sangodere T. (2011), en el que se estudiaron 18 marcas de jarabes sintéticos donde el
72,22% tienen un crecimiento microbiano que sobrepasan las especificaciones de formas
farmacéuticas acuosas orales. En otro estudio, que también contrasta el porcentaje de
46
RTMA es de Okunlola, et al. (2007), donde se evaluó 12 formas farmacéuticas líquidas
no estériles a base de plantas medicinales, y se encontró que el 75% de los productos
analizados, presentaron una carga microbiana que excedía el límite de la especificación
de la USP.
Por lo cual los jarabes sintéticos y a base de plantas medicinales de los estudios
de Daniyan, S. & Sangodere T y Okunlola, et al. respectivamente presentaron un mayor
porcentaje de contaminación para el RTMA, los posibles factores que pudieron influir
para que se exceda la especificación de la carga microbiana fue quizás la falta de las
BPA, el ambiente de la manufactura inapropiado, propiedades fisicoquímicas de los
jarabes, condiciones de almacenamiento, a diferencia de este estudio de los jarabes
naturales para trastornos gastrointestinales representa un porcentaje menor para el
RTMA en jarabes naturales, posiblemente se deba a que si existió BPM durante la
elaboración de los jarabes y la contaminación pueda deberse por parte del ambiente o
condiciones de almacenamiento.
Los jarabes C1, C2 y F1 por los dos métodos de recuento en placa, sobrepasan de
manera excesiva en microorganismos aerobios, estos jarabes están elaborados a base de
extracto acuoso de una mezcla de plantas. Al ser un extracto acuoso el agua debe ser
purificada, y cumplir con las especificaciones de pureza química y microbiológica, de lo
contrario el medio acuoso puede ser favorable para el desarrollo de bacterias
(Farmacopea de los Estados Unidos, 2016). Los jarabes a base de extracto acuoso
deberían tener preservantes, pero en el empaque primario o secundario de estas marcas
no indican la sustancia que actúa como preservante. Al contrario, la marca de jarabe H
también está elaborado por extractos acuosos, pero ninguno sobrepasa la carga
microbiana en ninguno de los dos métodos.
A diferencia de las marcas de jarabes con extracto alcohólico o hidroalcoholico
como: A, B, D, E y G, presentaron una carga microbiana de aerobios totales dentro de la
especificación de la USP 39 NF34 a excepción del jarabe G3, esto se debe a que el etanol
actúa como conservante y evita la proliferación de microorganismos.
Por ende, estos resultados del RTMA muestran mayor contaminación en los
jarabes C1, C2, F1 y G3 y que el mejor método fue por extensión ya que en 4 jarabes se
detectó un contaje de bacterias en un rango entre 3.5 x 102 ufc/ml- 5.1 x 104 ufc/ml.
En la figura 1 se aprecia la diferencia entre los dos métodos de recuento en placa
(extensión y vertido), se observa que los jarabes C1 y C2 por los dos métodos de recuento:
extensión y vertido sobrepasan la especificación de la USP 39 NF 34 con un valor de
5.1x 104 ufc/ml, 6.0 x 102 ufc/ml y 3.9 x 103 ufc/ml, 5.0 x 102 ufc/ml respectivamente, el
mismo caso se da en el jarabe F1 con 3.5 x 102 ufc/ml por extensión y 2.1 x 102 ufc/ml
por vertido y por último el jarabe G3 con un valor 3.5 x 102 ufc/ml por el método de
extensión.
47
Figura 1. Comparación entre extensión y vertido para el contaje de microorganismos aerobios.
Elaborado por Alejandro, Gabriela
6.0 x 102
3.5 x 102 3.5 x 102
5.0 x 102
2.1 x 102
0
100
200
300
400
500
600
A B C D E F G H
ufc
/ml
Tipo de jarabe
Recuento extendido Recuento vertido Norma
48
Productos como A1, A2 y A3 no presentaron carga microbiana por ningún método
de recuento en placa, ya que su composición es de un extracto alcohólico de Llantén y
Sangre drago, esto se debería a que el principal metabolito del Llantén es la
aucubigemina, en el proceso de catabolismo de esta sustancia, por hidrólisis, se forma un
dialdehído que podría actuar como bactericida, ya que desnaturaliza las proteínas de
ciertos microorganismos, impidiendo su presencia en el jarabe. La desventaja de este
metabolito es que si se calienta la planta la aucubigemina pierde su efecto y además es
tóxica sobre el aparato digestivo.
En los jarabes B1, B2, B3, D1, D2, D3, H1, H2 y H3 el contaje total de
microorganismos aerobios es nula o es baja, esto podría deberse a que los jarabes de
marca B y D son extractos hidroalcohólicos y su envase primario es de vidrio color ámbar
que impiden la proliferación de microorganismos sin embargo en la marca del jarabe H
es un extracto acuoso con un envase de plástico blanco, pero las plantas del extracto
tienen flavonoides que van a actuar como antibacteriano y antifúngico.
4.3.2.2.Análisis factorial para el recuento total de microorganismos aerobios.
Para analizar la dependencia del crecimiento de microorganismos en la prueba en
producto, con los factores: marca de jarabe y método de recuento en placa, se realizó un
análisis factorial, enunciando las siguientes hipótesis para comparar sus valores medios:
Para el factor de tipo de jarabe:
𝐻𝑜 : 𝛼𝑖 = 𝛼𝑗
𝐻𝐴 : 𝛼𝑖 ≠ 𝛼𝑗
Para el factor de tipo de método:
𝐻𝑜 : 𝛽𝑖 = 𝛽𝑗
𝐻𝐴 : 𝛽𝑖 ≠ 𝛽𝑗
Para la interacción entre jarabe-método:
𝐻𝑜 : (𝛼𝛽)𝑖𝑗 = 0
𝐻𝑜 : (𝛼𝛽)𝑖𝑗 ≠ 0
En la Tabla 7 se visualiza los resultados de la ANOVA del RTMA con el
programa estadístico SPSS. Debido a que el valor de la significancia es mayor o igual
0.05, que implica la aceptación de la hipótesis nula, es decir no hay diferencias
significativas entre las medias de los factores y su interacción. Evidenciando que no
existe dependencia entre la marca del jarabe y le método de recuento en placa.
49
Tabla 7. Resultados de la ANOVA para RTMA
Origen Suma de
cuadrados gl
Media
cuadrática F Significancia
Jarabes 454573970 7 64939138.6 1.207 0.327
Método 47970004.68 1 47970004.7 0.892 0.352
Jarabes *
Método 323599699 7 46228528.5 0.859 0.548
Error 1721161983 32 53786312
Total 2547305657.81 47
Elaborado por Alejandro, Gabriela
4.3.3. Contaje de mohos y levaduras en los jarabes.
Para cumplir con las especificaciones de la farmacopea americana, las formas
farmacéuticas líquidas orales deben tener un máximo de 101 ufc/ml para hongos
filamentosos y levaduras. En la Tabla 8 se visualiza que por la técnica de extensión 16
de 24 muestras de jarabes tienen un contaje menor a 101 ufc/ml siendo el 66.67%. Los
jarabes A1, C1, C3, F2, G2, G3, H1 y H2 superan el límite de 101 ufc/ml representando el
33.33%. El contaje más alto fue en el jarabe C1 de igual forma que en microorganismos
aerobios, con un recuento de 3.5 x 102 ufc/ml.
Por el método de vertido 20 de las 24 muestras de jarabes tienen un contaje menor
a 101 ufc/ml que es el 83.33%. los jarabes C1, C3, F2 y G3 sobrepasan el contaje de mohos
y levaduras, y representan el 16.67%. El contaje más alto es el jarabe C3, con un valor de
1.60 x 102 ufc/ml seguido del jarabe C1 con un valor de 2.5 x 101 ufc/ml.
50
Tabla 8. Recuento total de mohos y levaduras en los jarabes
Jarabes
Método de Extensión Método de vertido
ufc/ml de
muestra
Interpretación C
o NC
ufc/ml de
muestra
Interpretación C
o NC
A
1 2.0 x 102 NC 0.0 C
2 0.0 C 0.0 C
3 0.0 C 0.0 C
B
1 0.0 C 0.0 C
2 0.0 C 0.0 C
3 0.0 C < 5 C
C
1 3.5 x 102 NC 2.5 x 101 NC
2 0.0 C 0.0 C
3 3.0 x 102 NC 1.60 x 102 NC
D
1 0.0 C 0.0 C
2 0.0 C 0.0 C
3 0.0 C < 5 C
E
1 0.0 C 0.0 C
2 0.0 C < 10 C
3 0.0 C 0.0 C
F
1 0.0 C < 5 C
2 1.0 x 102 NC 1.5 x 101 NC
3 0.0 C < 5 C
G
1 0.0 C < 10 C
2 1.0 x 102 NC < 10 C
3 5.0 x 101 NC 1.5 x 101 NC
H
1 5.0 x 101 NC < 10 C
2 2.5 x 102 NC < 5 C
3 0.0 C 0 C
En negrillas el contaje de mohos y levaduras que sobrepasan la especificación de la USP 39 NF 34 para
formas farmacéuticas acuosas de uso oral. C= cumple; NC= no cumple
Elaborado por Alejandro, Gabriela
En este estudio de jarabes naturales presentaron por el método de extensión con
33.33% y por vertido con 16.67% con valores de recuento que sobrepasaron la
especificación de la 101 ufc/ml de la USP 39 NF34 para RTML. Por lo cual tuvo un
mayor porcentaje de contaminación por hongos y levaduras en comparación con el
estudio de Ratajczak, et al., que evaluaron 104 formas farmacéuticas acuosas orales entre
sintéticos y naturales que reveló que alrededor de 1.87% dio un contaje superior a las
especificaciones de la Farmacopea Europea, para mohos y levaduras. Los posibles
factores que pudieron influir en el crecimiento de mohos y levaduras en los jarabes
naturales pudieron ser la calidad de materia prima natural (por factores del suelo, restos
vegetales), el aire, humedad, y temperatura del ambiente durante la manufactura.
51
En el estudio realizado por Khanom, et al. (2013), el análisis microbiológico de
26 jarabes dio un 76.92% de contaminación por hongos, el jarabe Nid (Elemental Zinc)
tuvo el nivel más alto de contaje con de 1.5 x 103 ufc/ml. En relación con esta
investigación, los jarabes que presentaron mayor contaje de mohos y levaduras: C1 con
el método de extensión con un valor de 3.5 x 102 ufc/ml y el C3 por el método de vertido
con 1.60 x 102 ufc/ml. Las posibles causas de esta contaminación, en los dos estudios se
debería a la materia prima, los compontes, la falta de manipulación aséptica.
A más en esta investigación de los jarabes naturales para trastornos
gastrointestinales se identificó a un hongo patógeno (Aspergillus spp.) que podría deberse
a la condición ambiental antihigiénica. Para evitar o reducir la proliferación de mohos y
levaduras y la posibilidad de deterioro durante la preparación de medicamentos líquidos,
se debería agregar un agente antimicrobiano.
Los jarabes A1, G2 y G3 sobrepasan la especificación de la USP 39 NF34 de
mohos y levaduras, estos jarabes están elaborados a base de un extracto hidroalcoholico,
(extractos líquidos concentrados), obtenidos de la extracción de una planta o parte de
ella, utilizando como solvente alcohol y agua. Por lo cual el crecimiento de mohos y
levaduras en un extracto hidroalcoholico no es inhibido, ya que no influye en estos la
cantidad de agua para el desarrollo de estos microorganismos, a diferencia de la mayoría
de las bacterias (Gimeno, 2002).
Los preservantes protegen a las formas farmacéuticas del crecimiento
microbiano o de los microorganismos que se introducen de modo inadvertido durante o
después del proceso de manufactura. En esta investigación los jarabes B1, B2, B3, D1, D2,
D3 en el empaque primario y secundario reportan tener metilparabeno, propilparabeno lo
cual indicaría que, si ejerce su acción debido a que en estos jarabes el RTML es nula o
muy baja.
Caso contrario sucede con los jarabes G2 y G3 que de igual manera en los dos
envases se registra preservantes como metilparabeno, propilparabeno que de acuerdo con
la literatura los parabenos son efectivos en un amplio rango de pH y tienen un amplio
espectro de actividad antimicrobiana, aunque son más efectivos contra levaduras y mohos
(Rowe, Sheskey, & Quinn, 2009). Pero en esta investigación ocurre lo contrario ya que
a pesar de que estos parabenos estén en las etiquetas de los jarabes se dio los siguientes
valores en G2 y G3 por el método de extensión con 1.0 x 102 ufc/ml y 5.0 x 101 ufc/ml
respectivamente, las posibles razones serían que no se agregó en la concentración
establecida o existe una interacción con el pH.
Se evidencia crecimiento de mohos y levaduras en los jarabes naturales por los
dos métodos de recuento en placa en los jarabes a base de extractos acuosos como: C1,
C3, F2, H1 y H2 y con la literatura antes mencionada la cantidad de agua existente en el
ambiente y en los sustratos permite el desarrollo de los hongos y para la producción de
micotoxinas. Además, por ser una forma farmacéutica a base de extractos naturales
52
(plantas), estas son propicias para el crecimiento de levaduras, ya que estos ya están
presentes en hojas, tallos y flores.
Por ende, estos resultados del RTML muestran mayor contaminación en los
jarabes A1, C1, C3, F2, G2, G3, H1 y H2 y que el mejor método fue por extensión ya que en
8 jarabes se detectó un contaje de hongos y levaduras en un rango entre < 50 ufc/ml-
3.5x102 ufc/ml.
La figura 2 se visualiza la diferencia entre los métodos de recuento en placa, se
observa que el jarabe A1 por el método de extensión presenta un contaje de 2 x 102 ufc/ml,
en los jarabes C1 y C3 presentan valores de 3.5 x 102 ufc/ml; 3.0 x 102 ufc/ml por el
método de extensión y 2.5 x 101 ufc/ml; 1.60 x 102 ufc/ml por el método de vertido, para
el jarabe F2 con 1.0 x 102 ufc/ml por extensión y por vertido 1.5 x 101 ufc/ml, G2 y G3
con valores de 1.0 x 102 ufc/ml y 5.0 x 101 ufc/ml por el método de extensión y por último
los jarabes H1 y H2 con 5.0 x 101 ufc/ml y 2.5 x 102 ufc/ml por el método de extensión.
53
Figura 2. Comparación entre extensión y vertido para el contaje de mohos y levaduras.
Elaborado por Alejandro, Gabriela
2x102 3.5x102
3x102 1x102
1x1022.5x102
2.5x101
1.5 x101 1.5 x101
0
10
20
30
40
50
A1 A2 A3 B1 B2 B3 C1 C2 C3 D1 D2 D3 E1 E2 E3 F1 F2 F3 G1 G2 G3 H1 H2 H3
ufc
/ m
l
Tipo de Jarabe
Método Extensión Método Vertido Norma
54
4.3.3.2.Análisis factorial para el recuento total de mohos y levaduras.
De igual forma se analizó la dependencia del crecimiento de microorganismos,
con los factores: marca de jarabe y método de recuento en placa, con un análisis factorial,
enunciando las siguientes hipótesis para comparar sus valores medios:
Para el factor de tipo de jarabe:
𝐻𝑜 : 𝛼𝑖 = 𝛼𝑗
𝐻𝐴 : 𝛼𝑖 ≠ 𝛼𝑗
Para el factor de tipo de método:
𝐻𝑜 : 𝛽𝑖 = 𝛽𝑗
𝐻𝐴 : 𝛽𝑖 ≠ 𝛽𝑗
Para la interacción entre jarabe-método:
𝐻𝑜 : (𝛼𝛽)𝑖𝑗 = 0
𝐻𝑜 : (𝛼𝛽)𝑖𝑗 ≠ 0
La Tabla 9 muestra los resultados de la ANOVA del RTML, donde se puede ver
que hay diferencias significativas para los dos factores, es decir se rechaza la hipótesis
nula, y se evidencia dependencia del crecimiento de las ufc/ml de hongos, mohos y
levaduras por los factores controlados. Sin embargo, la interacción de estos dos factores
no presenta una diferencia significativa, aceptando la hipótesis nula para la interacción
de los factores.
Tabla 9. Resultados de la ANOVA para RTML
Origen Suma de
cuadrados
gl
Media
cuadrática F Significancia.
Jarabes 88249.47 7 12607.068 2.517 0.035
Método 25438.02 1 25438.02 5.078 0.031
Jarabes *
Método 33832.81 7 4833.25 0.965 0.473
Error 160300.00 32 5009.37
Total, 307820.31 47
Negrilla la dependencia del crecimiento de las ufc/ml de hongos, mohos y levaduras por los
factores controlados. Elaborado Alejandro, Gabriela
55
Por las diferencias entre las medias, se realizó una prueba estadística de diferencia
mínima significativa (DMS), los resultados de esta prueba se encuentran en la Tabla 10
que detalla las parejas de medias de tratamientos, que se van a comparar.
Tabla 10. DMS de RTML
Marcas de
jarabes
Marcas de
jarabes Sig.
A
B 0.432
C 0.014
D 0.432
E 0.468
F 0.762
G 0.968
H 0.642
B
C 0.002
D 1.000
E 0.952
F 0.628
G 0.456
H 0.215
C
D 0.002
E 0.002
F 0.007
G 0.013
H 0.042
D
E 0.952
F 0.628
G 0.456
H 0.215
E
F 0.671
G 0.493
H 0.238
F
G 0.793
H 0.444
G H 0.614 En negrillas los datos que presentan diferencia significativa
Elaborado por Alejando, Gabriela.
El análisis de la DMS muestra diferencias entre las medias del jarabe A y C; B y
C; C y D; C y E; C y F; C y G; C y H, las demás combinaciones no presenta diferencias
significativas entre las medias.
La Tabla 11 se observa la comparación entre el RTMA y RTML con los dos
métodos de recuento en placa. Los jarabes que no cumplen con las especificaciones de la
USP 39 NF34 son: A1, C1, C2, C3, F1, F2, G2, G3, H1, H2 debido a que su contaje sobrepasa
56
a los límites, en estos jarabes se observa mayor contaminación por microorganismos
aerobios. El incumplimiento de estos jarabes posiblemente se debería a la calidad de la
materia prima (vegetal), además ciertos jarabes están elaborados con extractos acuosos
que son favorables para el crecimiento bacteriano y a la influencia de microorganismos
que son resistentes a factores extremos ambientales.
Por ende, los resultados de la Tabla 11 en la comparación del RTMA y RTML
muestran que los A1, C1, C2, C3, F1, F2, G2, G3, H1 y H2 no cumplen con las
especificaciones de la USP 39 NF34 para productos no estériles acuosos por lo cual
representarían un riesgo para la salud del paciente.
Sin embargo, los jarabes que si cumplen las especificaciones para RTMA y
RTML son: A2, A3, B1, B2, B3, D1, D2, D3, E1, E2, E3, F3, G1, H3.
Tabla 11. Comparación entre el RTMA y RTML
Jarabes
RTMA RTML
C o NC con la
USP 39 NF34:
RTMA
(102 ufc/ml)
Método de
Extensión
Método de
Vertido
Método
de
Extensión
Método de
Vertido
C o NC con la
USP 39 NF34:
RTML
(101 ufc/ml)
Recuento final
ufc/ml de
muestra
Recuento
final
ufc/ml de
muestra
Recuento
final
ufc/ml de
muestra
Recuento
final
ufc/ml de
muestra
A
1 0.0 0.0 2 x 102 0.0 C NC
2 0.0 0.0 0.0 0.0 C C
3 0.0 0.0 0.0 0.0 C C
B
1 < 50 0.0 0.0 0.0 C C
2 0.0 0.0 0.0 0.0 C C
3 0.0 0.0 0.0 < 5 C C
C
1 5.1 x 104 3.9 x 103 3.5 x 102 2.5 x 101 NC NC
2 6.0 x 102 5.0 x 102 0.0 0.0 NC C
3 < 50 < 50 3.0 x 102 1.6 x 102 C NC
D
1 0.0 < 50 0.0 0.0 C C
2 0.0 0.0 0.0 0.0 C C
3 0.0 0.0 0.0 < 5 C C
E
1 0.0 1.5 x 101 0.0 0.0 C C
2 < 50 0.0 0.0 101 C C
3 1.0 x 102 0.0 0.0 0.0 C C
F
1 3.5 x 102 2.1 x 102 0.0 < 5 NC C
2 1.0 x 102 7.5 x 101 1.0 x 102 1.5 x 101 C NC
3 1.0 x 102 4.0 x 101 0.0 < 5 C C
57
Continuación de la Tabla 11
Jarabes
RTMA RTML
C o NC con
la USP 39
NF34:
RTMA
(102 ufc/ml)
Método de
Extensión
Método
de
vertido
Método
de
Extensión
Método
de
vertido
C o NC con
la USP 39
NF34:
RTML
(101 ufc/ml)
Recuento
final ufc/ml
de muestra
Recuento
final
ufc/ml
de
muestra
Recuento
final
ufc/ml de
muestra
Recuento
final
ufc/ml de
muestra
G
1 0.0 < 5 0.0 101 C C
2 1.0 x 102 9.0 x 101 1.0 x 102 101 C NC
3 3.5 x 102 7.0 x 101 5.0 x 101 1.5 x 101 NC NC
H
1 0.0 0.0 5.0 x 101 101 C NC
2 < 50 <5 2.5 x 102 < 5 C NC
3 < 50 0.0 0.0 0 C C
En negrilla los jarabes que no cumplen con la USP 39 NF 34. C= Cumple; NC= No cumple
Elaborado por Alejandro, Gabriela
4.3.4. Determinación de Escherichia coli en los jarabes.
La Tabla 12 detalla que ninguno de los 24 jarabes naturales para trastornos
gastrointestinales estaba contaminado con Escherichia coli, esto puede indicar que el
agua con que elaboraron los jarabes no estaba contaminada con heces fecales de animales
y humanos, además podría indicar que el agua de riego está libre de estos contaminantes
e inclusive que el operador sigue buenas prácticas de higiene. En el estudio de Khanom,
et al. (2013), tampoco se detectó la presencia de patógenos Gram-negativos incluyendo
Escherichia coli, Vibrio spp., Salmonella spp., Shigella spp. Clostridium spp. y
Pseudomonas spp.
Caso contario sucede en el estudio de Abba et al, (2009), en el cual se analizó 150
preparaciones liquidas a base de hierbas medicinales de las cuales 88 preparaciones
contenían Escherichia coli que representa el 58.7%, la presencia de este microorganismo
es un índice del grado de contaminación fecal, las posibles fuentes de contaminación
según los autores asocian la presencia en las plantas o también pueden indicar
contaminación con material fecal debido a que estas bacterias son habitantes del tracto
gastrointestinal de humanos y animales.
58
Tabla 12.Detección de Escherichia coli
Jarabes N° Escherichia coli
A
1 -
2 -
3 -
B
1 -
2 -
3 -
C
1 -
2 -
3 -
D
1 -
2 -
3 -
E
1 -
2 -
3 -
F
1 -
2 -
3 -
G
1 -
2 -
3 -
H
1 -
2 -
3 -
Nota: + presencia de Escherichia coli; - ausencia de Escherichia coli
Elaborado por Alejando, Gabriela.
4.3.5. Microorganismos Aislados en los jarabes.
La presencia de ciertos microorganismos en preparaciones no estériles puede
reducir e inactivar la actividad terapéutica del producto y ocasionalmente afectar a la
salud del paciente. Estos jarabes naturales cuyo principio activo es una mezcla de
extractos de plantas medicinales pueden ser más propensos a contaminarse. Los
microorganismos más comunes son los que presentan resistencia a factores ambientales
y con poca necesidad nutricional. En la Tabla 13 se aprecia el porcentaje de
microorganismos aislados por la marca de jarabe, los microorganismos identificados son:
Bacillus subtilis, Bacillus cereus, Candida spp. y Aspergillus spp. En los jarabes C1, C2,
C3, F1, F2 y F3 presentaron mayor contaminación de Bacillus subtilis con un 12.5%, los
jarabes E1, E2, E3, G1, G2 y G3 presentaron mayor porcentaje de Bacillus cereus con
12.5%, los jarabes C1 y C3 presentaron mayor contaminación por Candida spp. y los
jarabes F1, F2, F3, G1, G2 y G3 presentaron mayor porcentaje de Aspergillus spp. con
12.5%.
59
Tabla 13. Porcentaje de microorganismos aislados en los jarabes
Jarabes
Bacillus subtilis Bacillus cereus Candida spp. Aspergillus spp
% % % %
A
1 - 0 - 0 + 4.16 - 0
2 - 0 - 0 - 0 - 0
3 - 0 - 0 - 0 - 0
B
1 - 0 + 4.16 - 0 - 0
2 - 0 - 0 - 0 - 0
3 - 0 - 0 - 0 + 4.16
C
1 +
12.5
- 0 + 4.16 - 0
2 + - 0 - 0 - 0
3 + - 0 + 4.16 - 0
D
1 + 4.16 - 0 - 0 - 0
2 - 0 - 0 - 0 - 0
3 - 0 - 0 + 4.16 - 0
E
1 - 0 +
12.5
- 0 - 0
2 - 0 + - 0 + 4.16
3 - 0 + - 0 - 0
F
1 +
12.5
- 0 - 0 +
12.5 2 + - 0 - 0 +
3 + - 0 - 0 +
G
1 - 0 +
12.5
- 0 +
12.5 2 - 0 + - 0 +
3 - 0 + - 0 +
H
1 - 0 - 0 - 0 + 8.33
2 - 0 + 8.33
- 0 +
3 - 0 + - 0 - 0
Total 29.17 37.49 16.64 41.65
+ Presencia; - Ausencia
Elaborado por Alejando, Gabriela.
La mayoría de los jarabes (83.33%) tienen al menos un microorganismo
contaminante. El microorganismo que se encontró en mayor presencia es Aspergillus spp.
seguido de Bacillus cereus, luego de Bacillus subtilis y el microorganismo que se
encontró con menor presencia en los jarabes fue Candida spp.
Aspergillus spp. causa enfermedad en humanos sanos e inmunocomprometidos,
las fuentes de contaminación para estos microorganismos suele ser el suelo, aire, agua,
plantas y materia orgánica en descomposición, en sitios cerrados se los encuentra en el
polvo y los alimentos. Su desarrollo se ve favorecido por la humedad y las temperaturas
elevadas (termófilos). Consistentemente se ha demostrado ser las principales fuentes de
contaminación de los productos farmacéuticos (Prescott, Harley, & Klein, 2005).
En el estudio de Gad, et al. (2011), de una muestra de 120 jarabes sintéticos se
aisló en 10 jarabes Bacillus subtilis en un 8.3%, por lo que los autores predicen que se
dio una contaminación desde el suelo y las manos del operador durante la manufactura
de los medicamentos, además su incidencia en los medicamentos no significa que pueda
60
afectar al paciente, de acuerdo a la literatura se requiere una carga microbiana superior
1 × 105 ufc/ml - 1 × 106 ufc/ml para que afecte a la salud. En comparación con esta
investigación de los 24 jarabes en 7 se aisló Bacillus subtilis lo que representa un 29,17%
es decir tiene mayor porcentaje que del estudio anterior posiblemente se deba a las
siguientes fuentes de contaminación como materia prima de origen vegetal debido a que
está en contacto con el suelo, lugar de manufactura (aire y suelo).
Es muy raro que esta bacteria colonice el cuerpo humano por esto es poco
probable que produzca patogenicidad. Si bien su presencia puede no ser relevante para
la calidad microbiológica del producto, el siguiente paso debería ser la cuantificación del
microorganismo en los jarabes ya que concentraciones altas podrían resultar perjudiciales
para el paciente.
Otro bacilo Gram positivo que se aisló es Bacillus cereus en un 37.49% de los
jarabes. En comparación con el estudio de Khanom, et al. (2013), a partir de 26 jarabes
sintéticos, 6 jarabes contenían Bacillus cereus (23.1%). En este caso los jarabes naturales
para trastornos gastrointestinales tienen mayor contaminación por este microorganismo
que los sintéticos, lo cual puede deberse a que en la fabricación de productos naturales la
materia prima es de origen vegetal y estos contienen una carga microbiana considerable,
a más de ser formas farmacéuticas no estériles son manufacturados en una zona con carga
microbiana, a más de otras posibles fuentes de contaminación como el suelo, el polvo,
el pelo de los animales y el agua dulce. Este microorganismo podría provocar meningitis,
endocarditis, conjuntivitis o gastroenteritis aún más en pacientes inmunocomprometidos.
(Forbes B. A., 2007).
En la Tabla 13 se observa se aisló Candida spp. en 4 jarabes (16.64%) y
Aspergillus spp en 10 jarabes (41.65%), el porcentaje de Aspergillus spp. es alto en
comparación con el estudio de Mugoyela, et al. (2010), que obtuvo un 18.18% de
Aspergillus spp. y 54.54% Candida spp. Las posibles causas de la presencia de levaduras
en las formas farmacéuticas es que esta especie se encuentra en vegetales, suelo, agua,
aire, alimentos y algunas de ellas forman parte de la biota normal de la piel y membranas
mucosas de mamíferos. La presencia de agentes patógenos oportunistas, podrían causar
un deterioro significativo en el estado de salud de los pacientes, particularmente aquellos
que están inmunológicamente comprometidos, y de bebés con un sistema inmune
inmaduro.
Por ende, con estos resultados el microorganismo que más se aisló en los jarabes
es Aspergillus spp. con 41.65% y el microorganismo en menor proporción es Candida
spp con 16.64%. Por lo que es importante conocer la patogenicidad de los
microorganimos aislados y como podrían influir en la salud del paciente.
61
4.3.6. Resultados del control organoléptico.
Se utilizó la base de datos del ARCSA para productos naturales en el cual se
describe la forma farmacéutica, el envase (primario y secundario), presentación
comercial, principio activo y registro sanitario. En la Tabla 14 se observan los resultados
del control organoléptico de los jarabes: olor, sabor, color y se relacionan con el RTMA,
RTML y el microorganismo aislado.
En la Tabla 14 se observa que los jarabes B, C, F y H tenían colores diferentes a
la base de datos del ARCSA, por ejemplo, los jarabes B1, B2 y B3 presentaron un color
transparente a diferencia del color declarado en el ARCSA que es “pardo caramelo”, la
carga microbiana de estos jarabes no varía para el RTMA y RTML ya que es baja o nula
y se encuentra dentro de las especificaciones USP 39 NF 34.
En el jarabe C3 presentó un color café pálido a diferencia de los jarabes C1 y C2
que son de color marrón pero el contenido microbiano de RTMA de los jarabes C1, C2 es
mayor que C3 a diferencia del RTML de los jarabes C1 y C3 es mayor su recuento que el
jarabe C2. Sin embargo, los 3 jarabes presentaron Bacillus subtilis, este microorganismo
ayuda a la descomposición de residuos vegetales, produciendo enzimas para la
elaboración de productos químicos provocando un cambio de coloración en el jarabe por
ser una mezcla de extractos de plantas (Tortora, Funke, & Case, 2007).
Además, otras posibles causas del cambio de color se deberían a los diversos
factores que alteran a un jarabe, por ejemplo, los cambios debidos a alteraciones en los
componentes de un producto que puede resultar del pH, reacciones redox u otros cambios
causados por actividades metabólicas de un microorganismo, o la producción de
pigmentos por los contaminantes mismos (Smart & Spooner, 1972). A más, de la
presencia del oxígeno, temperatura, humedad, dióxido de carbono, pH y el tipo de envase.
(Sharapin, 2000).
Los jarabes F1, F2 y F3 presentaron un color verde claro a diferencia del que se
declaró en el ARCSA un color “ámbar claro” y solo la carga microbiana del jarabe F3
está dentro de las especificaciones de la USP 39 NF 24 para el RTMA y RTML y los
jarabes H1, H2 y H3 presentaron un color café oscuro/morado e igual manera el que se
declaró es “ámbar claro” los 3 jarabes cumplen con el RTMA pero en RTML los jarabes
H1, H2 no cumple con el límite de 101 ufc/ml por el método de extensión.
Con estos resultados de cambio de color en los jarabes B1, B2, B3, C3, F1, F2, F3,
H1, H2 y H3, es un factor que influye en la carga microbiana debido a las actividades
metabólicas provocadas por los microorganismos.
Además, el color no implica un cambio de registro sanitario por parte del
laboratorio fabricante, pero debe contar con la aprobación de esta instancia previo a la
comercialización del producto con dichos cambios.
62
Tabla 14. Características organolépticas de los jarabes y su relación con la contaminación microbiana encontrada.
Jarabes
N° Olor Sabor Color (producto) Color declarado en
el ARCSA*
Recuento de microorganismos
RTMA
C o NC
RTML
C o NC
Microorganismo aislado
A 1 Suigéneris Llantén Café pardo Café pardo C NC Candida spp.
2 Suigéneris Llantén Café pardo C C -
3 Suigéneris Llantén Café pardo C C -
B 1 Llantén Llantén Transparente Café pardo C C Bacillus cereus
2 Llantén Llantén Transparente C C -
3 Llantén Llantén Transparente C C Aspergillus spp
C 1 Suigéneris Aloe vera Marrón Marrón NC NC Bacillus subtilis, Candida spp.
2 Suigéneris Aloe vera Marrón NC C Bacillus subtilis
3 Suigéneris Aloe vera Café pálido C NC Bacillus subtilis, Candida spp.
D
1 Aloe vera Aloe vera Café pardo Café pardo C C Bacillus subtilis
2 Aloe vera Aloe vera Café pardo C C -
3 Aloe vera Aloe vera Café pardo C C Candida spp
E 1 Suigéneris Jengibre Café pardo Café pardo
C C Bacillus cereus
2 Suigéneris Jengibre Café pardo C C Bacillus cereus, Aspergillus spp
3 Suigéneris Jengibre Café pardo C C Bacillus cereus
F
1 Boldo Boldo Verde claro Ámbar claro NC C Bacillus subtilis, Aspergillus spp
2 Boldo Boldo Verde claro C NC Bacillus subtilis, Aspergillus spp
3 Boldo Boldo Verde claro C C Bacillus subtilis, Aspergillus spp
G
1 Hierbas Suigéneris Café pardo Café pardo
C C Bacillus subtilis, Aspergillus spp
2 Hierbas Suigéneris Café pardo C NC Bacillus subtilis, Aspergillus spp
3 Hierbas Suigéneris Café pardo NC NC Bacillus subtilis, Aspergillus spp
H
1 Suigéneris Boldo Café obscuro Ámbar claro C NC Aspergillus spp.
2 Suigéneris Boldo Café obscuro C NC Bacillus cereus, Aspergillus spp
3 Suigéneris Boldo Café obscuro C C Bacillus cereus
Negrilla son las inconsistencias de color.
Elaborado por Alejando, Gabriela
63
4.3.7. Evaluación del cumplimiento de normas de empaque e información
sobre el producto.
En la Tabla 15 se observa una comparación del envase primario del jarabe natural
con el envase primario declarado en el ARCSA y se relaciona con el RTMA, RTML y el
microorganismo aislado. La inconsistencia que se detectó en el análisis de los jarabes
naturales es el envase primario, los jarabes A1, A2 y A3 su contenido estaba en un envase
primario plástico de polietileno blanco, pero en la base de datos del ARCSA tiene
registrado un “frasco plástico ámbar”. El jarabe A, tiene una mezcla de Llantén (el cual
contiene ácidos fenólicos, flavonoides- plantaginina, colina, el alcaloide noscapina y
ácido cítrico y ácido málico) y Sangre de drago (contiene esteroides, cumarinas,
alcaloides (taspina), flavonoides, ácido gálico, vitamina A, E y C) que se conservaría de
mejor manera en un envase plástico ámbar.
Lo mismo se da en los jarabes E1, E2 y E3 se encontraban en frascos de vidrio
ámbar, pero en el reporte del ARCSA el envase es de “vidrio color verde”. El envase de
color verde permite el paso de rayos visibles y UV, y esta propiedad física no cumple
con las especificaciones para envases resistentes a la luz, por lo cual un frasco de vidrio
ámbar proporcionan mayor protección (Gennaro, 2000). En los jarabes 𝐹1, 𝐹2 y 𝐹3 su
envase primario es de plástico blanco, el envase de plástico tiene una desventaja, estos
pueden reaccionar con el medicamento, hay mayor permeabilidad del vapor de agua el
cual influye en la proliferación de la carga microbiana y en el ARCSA se reporta un
envase de “vidrio color ámbar” al ser un envase de vidrio estos se pueden esterilizar y
disminuir la carga microbiana. En estas 3 marcas de jarabes A, E y F con inconsistencias
en el tipo de envase primario no se requiere un cambio de registro sanitario, pero el
cambio del material del envase y el color se debe notificar al ARCSA indicando que no
afectará a la estabilidad de los jarabes.
Además, en la Tabla 15 se detalla que solo el jarabe H tiene el prospecto lo cual
es un requisito para la solicitud de Registro Sanitario, el prospecto debe estar
obligatoriamente el envase y en todas sus presentaciones de los productos naturales
procesados de uso medicinal, con información para el usuario, la misma que detalla el
nombre comercial del producto; composición cuantitativa en peso y cualitativa en
excipientes; nombre científico (género y especie) del/os recurso/s natural/es; la forma
farmacéutica indicaciones precauciones entre otros (Agencia Nacional De Regulación,
Control y Vigilancia, 2016). Al mismo tiempo la marca del jarabe H presentó una
inconformidad debido a una contaminación cruzada, es decir en el envase secundario
contenía un jarabe diferente al enunciado, llamado ¨Nerviosano¨, además de contener el
prospecto para las dolencias gastrointestinales
64
Tabla 15. Comparación de los envases primarios de los jarabes en relación con su
contenido microbiano.
Jarabes
N° Envase
primario
Envase
primario
declarado en
el ARCSA
Prospecto Recuento de microorganismos
RTMA
C o NC
RTML
C o NC
Microorganismo
aislado
A 1 Frasco
plástico
blanco, tapa
plástica de
color blanco.
Frasco
plástico
ámbar con
tapa blanca
rosca.
- C NC Candida spp.
2 - C C -
3 - C C -
B 1 Frasco de
vidrio tipo III
color ámbar.
Frasco de
vidrio tipo
III, de color
ámbar.
- C C Bacillus cereus
2 - C C -
3 - C C Aspergillus spp
C 1 Frasco
plástico de
color blanco
Frasco
plástico de
color blanco
- NC NC Bacillus subtilis,
Candida spp.
2 - NC C Bacillus subtilis
3
-
C
NC
Bacillus subtilis, Candida spp.
D
1 Frasco de
vidrio tipo III,
de color
ámbar
Frasco de
vidrio tipo
III, de color
ámbar
- C C Bacillus subtilis
2 - C C -
3 - C C Candida spp
E 1 Frasco de
vidrio color
ámbar
Frasco de
vidrio color
verde.
- C C Bacillus cereus
2 - C C Bacillus cereus, Aspergillus spp
3 - C C Bacillus cereus
F
1 Frasco de
plástico color
blanco
Frasco
ámbar de
vidrio tipo
III.
- NC C Bacillus subtilis, Aspergillus spp
2 - C NC Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
3 - C C Bacillus subtilis, Aspergillus spp
G 1 Frasco de
vidrio tipo III
color ámbar.
Frasco de
vidrio tipo
III de color
ámbar.
- C C Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
2 - C NC Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
3 - NC NC Bacillus subtilis, Aspergillus spp
H 1 Frasco blanco
plástico.
Frasco
blanco
plástico.
+ C NC Aspergillus spp.
2 + C NC Bacillus cereus,
Aspergillus spp
3 + C C Bacillus cereus
Negrilla las inconsistencias del envase primario comparado en el ARCSA; - es Ausencia, + presencia; C
cumple. NC no cumple.
Elaborado por Alejando, Gabriela.
Por lo tanto, el contenido del jarabe debe estar en un envase primario apropiado
considerando las propiedades de los extractos de las plantas, para evitar la degradación
de los componentes y la proliferación de microorganismos por la influencia de la
permeabilidad al vapor de agua por ciertos tipos de envases.
65
En la Tabla 16 se detalla otra irregularidad en los jarabes naturales que es la
cristalización. Las muestras A1, A2, A3, C1, C2, C3, E1, E2, E3, F1, F2 y F3 presentaron
cristalización del azúcar alrededor del orificio del envase primario, esto podría ser por
una concentración de sacarosa alta, y por fermentación fúngica (Sharapin, 2000). La
elevada concentración de azúcar preserva a los jarabes de la proliferación de bacterias
sin embargo para hongos es un medio enriquecedor para producir la fermentación. Sin
embargo, los jarabes C1, C2 y C3 tienen una alta concentración de azúcares y presentaron
cristalización alrededor de la boca del envase, además sobrepasaron los límites aceptables
para RTMA y RTML y estaban contaminados con Bacillus subtilis y Candida spp.
Tabla 16. Cristalización de los jarabes en relación con su contenido microbiano.
Jarabes
N° Cristalización Recuento de microorganismos
RTMA
C o NC
RTML
C o NC
Microorganismo aislado
A 1 + C NC Candida spp.
2 + C C -
3 + C C -
B 1 - C C Bacillus cereus
2 - C C -
3 - C C Aspergillus spp
C 1 + NC NC Bacillus subtilis,
Candida spp.
2 + NC C Bacillus subtilis
3 +
C
NC
Bacillus subtilis,
Candida spp.
D
1 - C C Bacillus subtilis
2 - C C -
3 - C C Candida spp
E 1 + C C Bacillus cereus
2 + C C Bacillus cereus,
Aspergillus spp
3 + C C Bacillus cereus
F
1 + NC C Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
2 + C NC Bacillus subtilis, Aspergillus spp
3 + C C Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
G 1 - C C Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
2 - C NC Bacillus subtilis, Aspergillus spp
3 - NC NC Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
H 1 - C NC Aspergillus spp. 2 - C NC Bacillus cereus,
Aspergillus spp
3 - C C Bacillus cereus
- es Ausencia, + presencia; C cumple. NC no cumple.
Elaborado por Alejando, Gabriela.
66
Por lo cual la cristalización es un factor que influye en la carga microbiana en
especial de hongos y levaduras ya que representa un excelente medio de cultivo las
soluciones de sacarosa. Por ende, las marcas de jarabes A, C, E y F presentaron en su
contenido los siguientes hongos: Candida spp. y Aspergillus spp teniendo relación con la
cristalización de los jarabes.
4.3.8. pH de los jarabes analizados.
La Tabla 17 detalla el promedio de las mediciones de pH de los jarabes naturales
y el rango encontrado fue de 3.43 a 7.37.
Tabla 17. pH de los jarabes naturales en relación con los microorganismos aislados.
Tipo
de
Jarabe
N° Repeticiones
Promedio Promedio
General
Microorganismo
Aislado 𝟏𝒓𝒂 𝟐𝒅𝒂 𝟑𝒓𝒂
A
1 3.40 3.43 3.41 3.41
3.43
Candida spp.
2 3.43 3.46 3.44 3.44 -
3 3.43 3.45 3.44 3.44 -
B
1 7.27 7.37 7.43 7.25
7.37
Bacillus cereus
2 7.24 7.38 7.52 7.39 -
3 7.23 7.42 7.45 7.47 Aspergillus spp
C
1 4.55 4.22 4.17 4.54
4.30
Bacillus subtilis,
Candida spp.
2 4.52 4.20 4.14 4.21 Bacillus subtilis
3 4.54 4.21 4.14 4.15 Bacillus subtilis,
Candida spp.
D
1 4.90 5.03 5.03 4.89
4.97
Bacillus subtilis
2 4.88 5.04 4.98 5.03 -
3 4.90 5.02 4.96 4.99 Candida spp
E
1 4.65 4.64 4.66 4.64
4.64
Bacillus cereus
2 4.64 4.64 4.65 4.64 Bacillus cereus,
Aspergillus spp
3 4.64 4.64 4.63 4.65 Bacillus cereus
F
1 7.58 7.12 7.09 7.60
7.27
Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
2 7.53 7.08 7.10 7.10 Bacillus subtilis, Aspergillus spp
3 7.70 7.09 7.13 7.11 Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
G
1 4.78 4.61 4.61 4.79
4.67
Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
2 4.83 4.61 4.62 4.61 Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
3 4.76 4.6 4.62 4.62 Bacillus subtilis,
Aspergillus spp
67
Continuación de la Tabla 17
Tipo
de
Jarabe
N° Repeticiones Promedio Promedio
General
Microorganismo
Aislado
H
1 5.8 5.91 5.95 5.80
5.91
Aspergillus spp.
2 5.79 5.98 5.97 5.94 Bacillus cereus,
Aspergillus spp
3 5.80 5.94 6.02 5.98 Bacillus cereus
Elaborado por Alejandro, Gabriela
El pH del ambiente donde crecen los microorganismos es un factor importante,
influye en el desarrollo de estos. Cada organismo tiene un rango de pH donde puede
crecer, la mayoría de los ambientes naturales tienen un pH entre 5 y 9, que es lo más
común para el desarrollo de microorganismos, pocas especies crecen a un pH menor a 2
como Thiobacillus thiooxidans o mayor a 10 como Bacillus alcalophilus (Lurá,
Gonzales, & Basil, 1997). Los jarabes 𝐶1, 𝐶2 y 𝐶3, que presentaron un mayor contaje de
microorganismo aerobios en especial de Bacillus subtilis tenían un pH de 4.30, de
acuerdo con la literatura Bacillus subtilis crece a un pH de 4.4 a 4.9 por lo cual este
microorganismo en estos jarabes prolifera por tener un ambiente óptimo.
La mayoría de las bacterias comensales y patógenas tienen crecimiento óptimo
en un pH neutro o ligeramente alcalino: de 7.2 a 7.6 (Lurá, Gonzales, & Basil, 1997). En
este estudio los jarabes naturales (B1, B2, B3, F1, F2 y F3) presentaron un pH entre 7.37 a
7.27 respectivamente, que puede promover el crecimiento de bacterias potencialmente
patógenas. Estas dos marcas de jarabes contenían Bacillus cereus y el rango de pH para
su crecimiento es de 4.5 a 9.3 por lo cual esta bacteria estaría en un pH adecuado para su
desarrollo.
La mayor parte de levaduras y hongos crecen en un rango de 4.5 a 8, siendo el pH
óptimo de 5.5 y 7.5. Los hongos que pueden crecer a un pH menor a 2 se denominan
ácidofilos o ácidotolerantes, esto significa que soportan más el medio acido que el
alcalino (Lurá, Gonzales, & Basil, 1997). Los jarabes (C1, C2, C3, G1, G2, G3, H1, H2 y
H3) que tienen mayor contaje de hongos tenían un pH de 4.30, 4.67 y 5.91
respectivamente, por lo cual los valores de pH son favorables para el crecimiento óptimo
de estas especies (Candida spp. y Aspergillus spp.). Por ende, es importante mencionar
que los hongos tienen la propiedad de modificar el pH mediante el consumo de ácidos
excretados por bacterias acidificantes los cuales utilizan como energía, esto podría
provocar un ascenso o descenso de los jarabes que contienen hongos en su contenido.
Los jarabes F1, F2, F3, G1, G2, G3, H1, H2 y H3 que contenían Aspergillus spp.
presentaron un pH de 7.27; 4.67 y 5.91 respectivamente. El pH óptimo para el desarrollo
de Aspergillus spp. es entre 1.5 a 9.8 por lo cual, el pH de estos jarabes sería apropiado
para el crecimiento de Aspergillus spp.
68
En este estudio de jarabes naturales se aisló Bacillus subtilis en un pH de 4.30 a
4.67 en las marcas de los jarabes C y F y el Aspergillus spp. se aisló con un valor de pH
de 5.91 en los jarabes H1, H2 y H3. En comparación con el estudio Daniyan et al. (2011),
se midió el pH de 18 de jarabes sintéticos, el rango estaba entre 2.93 a 6.23, en los jarabes
que presentaron un pH desde 4.82 a 4.88 aislaron Bacillus subtilis y en 3 jarabes que
tenían un pH de 5.30; 5.81 y 5.90 se aisló 3 especies de Aspergillus (Aspergillus niger,
Aspergillus fumigatus y Aspergillus flavus). Por ende, los valores de pH para estas
especies estarían acorde con el pH teórico para su crecimiento.
Por lo cual el pH de los jarabes naturales es un factor que influye en el
metabolismo y crecimiento de bacterias, hongos y levaduras. Estos jarabes tienen un
rango de 3.43 a 7.37 por lo que las bacterias que se aislaron bacterias como Bacillus
subtilis y Bacillus cereus y los hongos Candida spp. y Aspergillus spp que son
69
Capítulo V
5. Conclusiones y Recomendaciones
5.1.Conclusiones
- Se detectó que para el RTMA y RTML el mejor método es extensión en placa ya
que se obtuvo una mayor cantidad de jarabes con microorganismos. Para RTMA
los jarabes C1, C2, F1, G3, y para RTML los jarabes A1, C1, C3, F2, G2, G3, H1, y
H2, que no cumplieron con la especificación del RTMA de 102 ufc/ml y la
especificación del RTML de 101 ufc/ml, respectivamente descrita en la USP 39
NF34 para formas no estériles acuosas.
- Al comparar los resultados obtenidos del RTMA y RTML se establece que los
jarabes A1, C1, C2, C3, F1, F2, G2, G3, H1 y H2, no cumplen con las especificaciones
de la USP 39 NF34 para productos no estériles acuosos, por lo cual representarían
un riesgo para la salud del paciente, por lo tanto, no se recomendaría su
comercialización.
- En los 24 jarabes naturales para trastornos gastrointestinales no se detectó
Escherichia coli, como microorganismo específico en este tipo de forma
farmacéutica.
- Se aislaron bacterias aerobias, como: Bacillus cereus y Bacillus subtilis. Los
contaminantes fúngicos encontrados fueron: Candida albicans y Aspergillus spp.
El microorganismo que más se aisló en los jarabes es Aspergillus spp. con 41.65%
y el microorganismo se aisló en menor porcentaje fue Candida spp. con 16.67%.
70
- El control organoléptico, de los jarabes B1, B2, B3; F1, F2, F3 y H1, H2 y H3, se
observó un color diferente al declarado en la base de datos del registro sanitario
para Productos Naturales Procesados de Uso Medicinal. A más se encontraron
otras irregularidades como en el material del envase primario para algunos jarabes
y presencia el contenido del prospecto con información para el paciente.
- Las marcas de jarabes A, C, E y F presentaron en su contenido los siguientes
hongos: Candida spp. y Aspergillus spp teniendo relación con la cristalización de
la sacarosa.
- El pH de los jarabes naturales es un factor que influye en el metabolismo y
crecimiento de bacterias, hongos y levaduras. Se identificó Bacillus subtilis con
un rango de pH 4.30 a 4.67 en los jarabes C, F y G, para Bacillus cereus con un
rango de pH de 4.64 a 5.91 en los jarabes B, E y H, para el desarrollo de hongos
y levaduras (Aspergillus spp. y Candida spp.) se requirió un rango de pH de 4.30
a 5.91en los jarabes C, G y H.
5.2.Recomendaciones
- En el proceso de manufactura de los jarabes naturales, es necesario un control de
la materia prima, trabajar con BPA, BPM, realizar controles microbiológicos en
el aérea de trabajo y/o de almacenamiento y establecer guías al operador para
evitar la contaminación.
- Controlar el pH de los jarabes naturales, manteniendo un rango en el cual el
crecimiento de microorganismos se minimice, siempre y cuando este
procedimiento no afecte a los principios activos naturales.
- El ARCSA debe realizar controles Post-Registro semestral ya que existen jarabes
que sobrepasan las especificaciones de RTMA y RTML de la USP 39 NF34 para
formas farmacéuticas no estériles, y esto podría disminuir la incidencia de jarabes
contaminados que pueden afectar a la salud del paciente. Además, debe garantizar
que para la comercialización de los jarabes naturales se encuentre los prospectos
con la información apropiada para que el paciente se entere de que se está
administrando para su salud.
- Se recomienda realizar un control de calidad a los jarabes naturales para
trastornos gastrointestinales, el cual incluya la evaluación de la actividad química,
toxicológica y estabilidad a fin de determinar si estas cumplen con los requisitos
dados por la USP 39 NF 34 para productos no estériles acuosos.
71
- Analizar la susceptibilidad antimicrobiana de los microorganismos aislados en
los jarabes naturales ya que la ingesta de jarabes con cepas de microorganismos
resistentes, puede ser un mecanismo de diseminación de bacterias de difícil
tratamiento.
72
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79. Smart, R., & Spooner, F. (1972). Microbiologicasl poilage in pharmaceuticaalns .
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mycotoxins. Food Scientific Technoly, 25.
89. Yoshizawa, T. (2000). General view on Mycotoxins”,. Japan: Hyogo International.
78
Anexos
ANEXO A. Esquema Causa-Efecto
Alta tasa de contaminación microbiana de jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales
Condiciones de
materia prima
Almacenamiento
Lavado, secado,
molienda
Incumplimiento de
BPM
Operadores mal
capacitados
Falta de aseo
personal
Infraestructura
inadecuada
Poca limpieza
Envases
incorrectos
Frascos incorrectos
Sellado hermético
Condiciones
fisicoquímicas del
producto
pH incorrecto
Cristalización del
azúcar
Densidad baja
Falta de control
posregistro
Microorganismo patógeno
Enfermedades
Diarrea
Síndrome urémico
Complicaciones de la salud del
paciente
Deterioro de
Calidad del
producto
Bajo contenido
API
Turbidez del
Producto
Condiciones fisicoquímicas
pH alterados
Inestabilidad física
Cambio de color
79
ANEXO B. Tabla Militar Estándar
80
ANEXO C. Sondeo de jarabes de origen natural para trastornos gastrointestinales
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
CIENCIAS QUIMICAS
QUÍMICA FARMACÉUTICA
Establecimientos de Venta de Productos Naturales
Fecha: ________________
Nombre del establecimiento: _________________________________________
Sector: ______________________________________________________________
1. Llene la siguiente encuesta
2. Coloque los nombres de jarabes para trastornos gastrointestinales (ulcera,
dolor estomacal, gastritis, estreñimiento, colon irritable).
3. Su ayuda será de utilidad para un proyecto de investigación
Marca del jarabe Cantidad (ml) Casa Farmacéutica
¿El nombre de la patología que acude más los pacientes a comprar un jarabe?
------------------------------------------------------------------------------------------------
Gracias por su colaboración.
81
ANEXO D. Diagramas de flujo
D.1. Aptitud del método de Recuento en placa en Presencia del Producto
INICIO
TOMAR Colonias del
microorganismo
inocular
RECIPIENTE 1
COLOCAR 9 ml de Solución
Salina 0,9% RECIPIENTE 1
AGITAR 2 min en el
Vortex
LEER Espectrofotómetr
o a 540 nm
DILUIR Tubos
Eppendorf
900 ul de
Solución Salina
0,9%
AÑADIR Polisorbato 80 Tubos de TSB
9ml
AGITAR
100 ul de la
suspensión
microbiana INOCULAR
Estufa para
bacterias 37°C,
Estufa hongos
25°C
SEMBRAR Técnica:
Extensión
FIN
1 min en el
Vortex
INCUBAR Contar ufc
Tubos de TSB 9ml+ 1ml jarabe
82
D.2. Prueba en Producto
RTMA: Extensión
RTMA: Vertido
INICIO
DISOLVER 1 ml del jarabe
natural Tubos de TSB 9ml
SEMBRAR 100 ul
INCUBAR Estufa para
bacterias 37°C
1-2 días
TSA agar
CONTAR
FIN
INICIO
DISOLVER 1 ml del jarabe
natural Tubos de TSB 9ml
SEMBRAR 1 ml de la
suspensión del
jarabe
INCUBAR Estufa para
bacterias 37°C
1-2días
TSA agar
CONTAR
FIN
83
D.3. Prueba en Producto
RTML: Extensión
RTML: Vertido
INICIO
DISOLVER 1 ml del jarabe
natural Tubos de TSB 9ml
SEMBRAR 100 ul
INCUBAR
Estufa a 25°C
5-7 días
SAB agar
CONTAR
FIN
INICIO
DISOLVER 1 ml del jarabe
natural Tubos de TSB
9ml
SEMBRAR 1 ml de la
suspensión del
jarabe
INCUBAR
Estufa a 25°C
5-7 días
SAB agar
CONTAR
FIN
84
D.4. Microorganismo especifico
Revitalización
Selección y subcultivo
SI
NO
INICIO
REVITALIZAR 1 ml del jarabe
natural Tubos de TSB
9ml
AÑADIR 1% polisorbato
AGITAR 1 min en el vortex
INCUBAR
FIN
30°C-35°C de 18-
24 horas
INICIO
AGITAR 1ml del cultivo
revitalizado
COLOCAR 100 ml de Caldo
MacConkey
INCUBAR 44°C a 24h-48 h
Turbio
amarill
o
SUBCULTIVAR
Estriación en
MacConkey agar FIN
A
85
D.5. Control organoléptico
D.6. Medición del pH
A
REALIZAR Batería de pruebas
bioquímicas
FIN
INICIO
COLOR 1 ml del jarabe
natural Recipiente 1
OLOR
SABOR
Recipiente 1
Recipiente 1
FIN
INICIO
COLOCAR 1 ml del jarabe
natural Recipiente 1
MEDIR Recipiente 1 En el
potenciómetro
FIN
86
E. Identificación de microorganismos
E.1. Bacillus spp.
Rosado
Morado
INICIO
Colocar Una colonia del
microorganismo Portaobjetos
Realizar Tinción Gram
Color
Negativos
Positivos
Cocos Bacilos Realizar Prueba
Catalasa
Positivo
Inocular
Cajas Petri MYP
Colonias
amarillas Colonias
rojas
Bacillus
cereus
Bacillus
subtilis
87
F.1. Identificación de Levaduras/Hongos
Candida spp.
INICIO
Colocar Una colonia de la
levadura Portaobjetos
Realizar Tinción Simple
Inocular Harina de maíz
agar
Observar estructuras
morfológicas
Observar
clamidosporos
Inocular Suero humano
37°C 2-4 horas
Observar tubos
germinales
Inocular Urea agar Negativo
Inocular OF agar
Lactosa (Negativo)
Glucosa (Positivo)
FIN
88
F.2. Identificación de Hongos
Descripción macroscópica
Descripción microscópica
INICIO
Describir Moho de la caja
Petri
Colocar
Colocar
1 gota de
Lactofenol
Grado de
crecimiento
Aspectos de las
colonias (color,
forma y estructura).
Hifas, olor, tipos de
esporas.
Frente
Reverso
INICIO
Ubicar
Portaobjetos
Cinta scotch Caja Petri
Observar Microscopio
Cinta scotch Portaobjetos
40X Esporas,
esporangios,
micelios, hifas
89
G. Pruebas de identificación de microorganismos
Tabla 18. Pruebas de identificación de microorganismos
Pruebas Microorganismos
Bacillus subtilis Bacillus cereus Candida spp Aspergillus spp
Morfología y Gram Bacilos, Grampositiva Bacilos, Grampositiva Colonias pastosas, células
aisladas esféricas,
ovoideas
-
Tinción simple Bacilos Bacilos Colonias ovoideas -
Lactofenol NC NC NC Hifas, conidios,
esporangio, esporas.
Catalasa Desprendimiento de
burbujas
Desprendimiento de
burbujas NC NC
Agar MYP Colonias rosadas, con un
halo de precipitación.
Colonias amarillas,
cremosas sin halo de
precipitación.
NC NC
Formación de
clamidosporas NC NC
Formación de esporas,
redondas de pared gruesa. NC
Formación del tubo
germinal NC NC
Extensión filamentosa de
la levadura, sin
estrechamiento en su
origen, cuyo ancho suele
ser la mitad de la célula
progenitora
NC
Ureasa - V - NC
OF/glucosa basal
medium NC NC Fermentador NC
OF/lactosa basal
medium NC NC Oxidativo no fermentador NC
NC: no corresponde; -: Negativo;
Elaborado por Alejandro, Gabriela