biologÍa celular y molecular capítulo 14 ... -...

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. BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 14. Reproducción celular

Reproducción celular

Capítulo 14

14.1 El ciclo celular 14.2 Fase M: mitosis y citocinesis 14.3 Meiosis PERSPECTIVA HUMANA: Falta de disyunción meiótica y sus consecuencias VÍAS EXPERIMENTALES: Descubrimiento y caracterización del factor promotor de maduración (MPF)

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Figura 14.1 Una revisión del ciclo celular eucariota. Este diagrama del ciclo celular indica las etapas por las que una célula pasa de una división a la siguiente. El ciclo celular se divide en dos fases principales: fase M e interfase. La fase M incluye los fenómenos sucesivos de la mitosis y la citocinesis. La interfase se divide en fases G1, S y G2; la fase S es equivalente al periodo de síntesis de DNA. La división de la interfase en tres fases independientes con base en el momento de la síntesis de DNA fue propuesta por primera vez en 1953 por Alma Howard y Stephen Pelc, del Hammer smith Hospital, Londres, a partir de sus experimentos con células del meristemo.

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Figura 14.2 Resultados experimentales que demuestran que la replicación ocurre durante un periodo definido del ciclo celular. Se cultivaron células HeLa durante 30 min en un medio que contenía [3H]timidina y luego se incubaron (cazaron) por periodos diversos en un medio sin marca antes de fijarlas y prepararlas para la autorradiografía. Cada caja de cultivo se exploró en busca de células que estuvieran en mitosis al momento de fijarlas y se trazó la gráfica del porcentaje de las células cuyos cromosomas estaban marcados. (Tomada de un estudio de R. Baserga y F. Wiebel.)

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Figura 14.3 Demostración experimental de que las células contienen factores que estimulan el inicio de la mitosis. Las fotografías muestran los resultados de la fusión de una célula HeLa en fase M con una célula PtK2 de rata canguro que estaba en (a) fase G1, (b) fase S o (c) fase G2 al momento de la fusión celular. Como se describe en el texto, la cromatina de las células PtK2 en fase G1 y en fase G2 se somete a compactación prematura, mientras que la de la célula en fase S se pulveriza. Las cromátides alargadas de la célula en fase G2 en C son el doble que las de la célula G1 en a. (Tomada de Karl Sperling y Potu N. Rao, Humangenetik 23:437, 1974. Con la amable autorización de Springer Science_Business Media.)

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Figura 14.4 Fluctuación de los niveles de ciclina y MPF durante el ciclo celular. Este dibujo ilustra los cambios cíclicos que ocurren durante el desarrollo temprano de la rana, cuando las divisiones mitóticas son rápidas y sincrónicas en todas las células del embrión. El trazo superior muestra la alternancia entre los periodos de mitosis e interfase; el trazo intermedio ilustra los cambios cíclicos en la actividad del MPF, y el trazo inferior, los cambios cíclicos en las concentraciones de las ciclinas que controlan la actividad relativa de la proteína cinasa de MPF. (De A.W. Murray y M.W. Kirschner, Science 246:616, 1989; © Derechos reservados 1989; Reimpresa con autorización de American Association for the Advancement of Science, en el formato de reproducción en libro/libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 14.5 Modelo simplificado para la regulación del ciclo celular en la levadura con fisión. El ciclo celular está controlado sobre todo en dos puntos, START y la transición G2–M. El paso de la célula por estas dos transiciones críticas (flechas negras) requiere la activación de la misma proteína cinasa de cdc2 por tipos distintos de ciclina, ya sea ciclinas G1/S o ciclinas mitóticas. Una tercera transición crucial ocurre al final de la mitosis y se desencadena por un descenso rápido de la concentración de ciclinas mitóticas. (Nota: cdc2 también se conoce como Cdk1.)

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Figura 14.6 La progresión por el ciclo celular de una levadura con fisión requiere la fosforilación y la desfosforilación de residuos críticos de cdc2. (a) Durante la fase G2, la proteína cinasa cdc2 interactúa con una ciclina mitótica, pero permanece inactiva como resultado de la fosforilación de un residuo clave de tirosina (Tir 15 en la levadura con fisión) por efecto de Wee1 (paso 1). Una cinasa distinta, llamada CAK, transfiere un fosfato a otro residuo (Thr 161), que es necesario para la actividad de la proteína cinasa cdc2 más adelante en el ciclo celular. Cuando la célula alcanza un tamaño crítico, se activa una enzima llamada fosfatasa de Cdc25, que retira el fosfato inhibidor del residuo Tir 15. La activación consecuente de la proteína cinasa cdc2 conduce a la célula a la mitosis (paso 2). Para el final de la mitosis (paso 3), el grupo fosfato estimulante de Thr 161 se retira por acción de otra fosfatasa. Después la ciclina libre se degrada y la célula inicia otro ciclo. (La Cdk mitótica en las células de los mamíferos se fosforila y desfosforila en forma similar.) (b) La proteína cinasa Wee1 y la fosfatasa Cdc25 se identificaron mediante el estudio de mutantes que se comportaban como se muestra en esta figura. La línea 1 ilustra las etapas G2 y M de una célula nativa. La línea 2 muestra el efecto de un gen wee1 mutante; la célula se divide en forma prematura, con lo que se forman células pequeñas (wee, en inglés). La línea 3 muestra el efecto de un gen cdc25 mutante; la célula no se divide, sino que continúa creciendo. La flecha roja marca el momento en que la temperatura se elevó para desactivar la proteína mutante. (a, tomada de T. R. Coleman y W. G. Dunphy, Curr Opin Cell Biol 76:877, 1994. Reproducida con autorización de Elsevier Ltd. En el formato de reproducción en libro/libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Figura 14.7 Demostración experimental de la localización subcelular durante el ciclo celular. Micrografías de una célula HeLa viva a la que se le inyectó ciclina B1 unida con proteína verde fluorescente (pág. 273). La célula que se muestra en a está en fase G2 de su ciclo celular y la ciclina B1 con marca fluorescente se localiza casi por completo en el citoplasma. La micrografía b muestra la célula en la profase de la mitosis y la ciclina B1 marcada se concentra en el núcleo celular. La base para este cambio en la localización, se explica en el texto. (Tomada de Paul Clute y Jonathan Pines, Nature Cell Biol 1:83, 1999. Derechos reservados 1999, Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 14.8 Ciclina-Ckd en el ciclo celular de los mamíferos. (a) Combinaciones entre varias ciclinas y proteínas cinasas dependientes de ciclina en distintas etapas del ciclo celular de los mamíferos. La actividad de Cdk durante la fase G1 temprana es muy baja, lo que favorece la formación de complejos previos a la replicación en los orígenes de la replicación (fig. 13.20). Para la mitad del G1, la actividad de Cdk es evidente por la relación de Cdk4 y Cdk6 con las ciclinas de tipo D (D1, D2 y D3). Entre los sustratos para estas Cdk se encuentra una proteína reguladora importante llamada pRb (sección 16.3, fig. 16.12). La fosforilación de Rb conduce a la transcripción de varios genes, inclusive los que codifican para las ciclinas E y A, Cdk1 y proteínas participantes en la replicación. La transición de G1 a S, que comprende el inicio de la replicación, es impulsada por la actividad de la ciclina ECdk2 y los complejos ciclina A-Cdk2. La transición de G2 a M se inicia por la activación de ciclina A-Cdk1 y los complejos ciclina B1- Cdk1, que se que fosforilan sustratos tan diversos como proteínas citoesqueléticas, histonas y proteínas de la envoltura nuclear. (La cinasa Cdk1 de los mamíferos es equivalente a la proteína cinasa cdc2 de las levaduras con fisión; su inhibición y activación son similares a las que se indican en la fig. 14.6.) (a: C. G. Sherr, cell 73:1060, 1993; Cell by Cell press. Reproducida con autorización de Cell Press en el formato de reproducción en libro/libro de texto vía copyright Clearance Center, H.A. Coller, Nature Revs. Mol. Cel Biol. 8:667, 2007. Nature Reviews Molecular Cell Biology by Nature Publishing Group. Reproducida con autorización de copyright Clearance Center.)

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Figura 14.8 Ciclina-Ckd en el ciclo celular de los mamíferos. (Continuación) (b) Efectos en el desarrollo del ratón de la deleción de genes (en rojo) que codifican diversos Cdk. De las cuatro Cdk primarias de mamíferos sólo Cdk1 es absolutamente indispensable para la división celular. Los embriones que expresan únicamente Cdk1 fallecen durante el desarrollo embrionario. Los ratones que expresan Cdk1 y Cdk4 terminan por ser adultos estériles a causa de defectos en los ciclos meióticos. E, número de días embrionarios; P, número de días posnatales. (b: Malumbers y Barracid, Nat Revs Cancer 9, 160, 2009 figura 2. Nature Reviews Cancer by Nature Publishing Group. Reproducida con Autorización de Nature Publishing Group en el formato de reproducción como texto por medio de copyright Clearance Center.)

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Figura 14.9 Modelos para el mecanismo de acción de dos puntos de verificación de daño de DNA. Las ATM y ATR son proteínas cinasas que se activan con daños específicos del DNA. Cada una de estas proteínas actúa mediante puntos de verificación que señalan las vías que conducen al paro del ciclo celular. ATM se activa como respuesta a las roturas en la cadena doble, que detecta el complejo proteínico MRN (paso 1). Por otro lado, ATR se activa por el ssDNA cubierto con proteína que se forma cuando la horquilla de replicación se atasca o cuando se repara el DNA después de varios tipos de daño. En la vía de G2 que aquí se muestra, ATR fosforila y activa la proteína cinasa del punto de verificación Chk1 (paso 2), que fosforila y desactiva la fosfatasa Cdc25 (paso 3), y que en condiciones normales se desplaza entre el núcleo y el citoplasma (paso 4). Una vez fosforilada, Cdc25 se une con una proteína adaptadora en el citoplasma (paso 5) y no puede importarse de nuevo al núcleo, lo que deja a la Cdk en su estado fosforilado inactivo (paso 6). En la vía G1 mostrada aquí, ATM se fosforila y activa la proteína cinasa del punto de verificación Chk2 (paso b), que fosforila p53 (paso c). En condiciones normales p53 tiene una vida muy corta, pero la fosforilación mediante Chk2 estabiliza la proteína, lo que aumenta su capacidad para activar la transcripción de p21 (paso d). Tras su transcripción y traducción (paso e), p21 inhibe en forma directa la Cdk (paso f ). Muchas otras proteínas, incluidas las enzimas modificadoras de histonas, los complejos de remodelación de cromatina y variantes histónicas, participan en la mediación de la respuesta al daño del DNA, pero no se exponen en este texto (véase Curr. Opin. Cell Biol. 21:245, 2009; Nature Revs. Mol. Cell Biol. 10:243, 2009; Nature Cell Biol. 13:1161, 2011; y Genes Develop. 25:409,2011).

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Figura 14.10 p27, un inhibidor de Cdk que detiene la progresión del ciclo celular. (a) Estructura tridimensional de un complejo entre p27 y ciclina A-Cdk2. La interacción con p27 altera la conformación de la subunidad catalítica Cdk, lo que inhibe su actividad de proteínas cinasas. (b) Un par de hermanos de camada a las 12 semanas de edad. Además de poseer distintos genes para el color del pelo, el ratón con pelo oscuro se modificó mediante ingeniería genética de tal manera que carece de ambas copias del gen p27 (indicado como p27-/-), lo que explica su tamaño mayor. (c) Comparación de los timos de un ratón normal (izquierda) y uno p27-/- (derecha). La glándula del ratón con eliminación de p27 es mucho más grande por la mayor cantidad de células. (a: reimpresa con autorización de Alicia A. Russo et al., Nature 382:327, 1996; fig. 2a. cortesía de Nikola Pavletich Howard Hughes Medical Institute; reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited; b,c: tomadas de Keiko Nakayama et al. Cortesía de Keiichi Nakayama, Cell 85:710-711, 1996; con autorización de Elsevier.)

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Figura 14.11 Etapas de la mitosis en una célula animal (dibujos de la izquierda) y una vegetal (micrografías de la derecha). (Micrografías de Andrew Bajer.)

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Figura 14.11 Etapas de la mitosis en una célula animal (dibujos de la izquierda) y una vegetal (micrografías de la derecha). (Continuación) (Micrografías de Andrew Bajer.)

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Figura 14.12 Morfología del núcleo en profase. Corte observado con microscopio óptico a través de dos núcleos de células murinas en profase, registrado con microscopio de iluminación 3D estructurado con superresolución (3D-SIM). Los cromosomas condensados se señalan en color rojo; la cubierta nuclear en color azul y los microtúbulos, en verde. La barra de la escala es de 5 µm. (Cortesía de Lothar Schermelleh.)

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Figura 14.13 Compactación de cromosoma durante la mitosis. (a) Micrografía electrónica de una preparación con montura completa de un cromosoma mitótico humano. Se observa que la estructura está compuesta por una fibra nudosa de 30 nm de diámetro, similar a la que se encuentra en los cromosomas de la interfase. (b) Aspecto de un cromosoma mitótico después de eliminar las histonas y la mayor parte de las proteínas no histonas. Las proteínas residuales forman un andamiaje del que puede verse que surgen las hélices de DNA (las hélices de DNA se muestran con más claridad en la fig. 12.15). (a: por cortesía de Gunther F. Bahr, Armed Forces Institue of Pathology, Washington, D.C.; b: tomada de James R. Paulson y Ulrich K. Laemmli, Cell 12:820, 1997; con autorización de Elsevier.)

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Figura 14.14 Modelos de las funciones de condensina y cohesina en la formación de los cromosomas mitóticos. Inmediatamente después de la replicación, las hélices de DNA de un par de cromátides hermanas se mantendrían juntas por efecto de moléculas de cohesina que rodean las hélices de DNA hermanas, como se muestra en la parte superior del dibujo. Al entrar en mitosis la célula comenzaría el proceso de compactación, con la ayuda de moléculas de condensina, como se muestra en la parte inferior del dibujo. En este modelo, la condensina induce la compactación del cromosoma formando un anillo alrededor de lazos superenrollados de DNA dentro de la cromatina. Las moléculas de cohesina continuarían manteniendo juntas a las cromátides hermanas de DNA. Se propone (pero no se muestra en este dibujo) que ciertas interacciones cooperativas entre moléculas de condensina entonces organizarían los lazos superenrollados en giros más grandes, que se plegarían en una fibra de cromosoma mitótico. Los recuadros superior e inferior muestran la estructura subunitaria de un complejo individual de cohesina y condensina, respectivamente. Ambos complejos se construyen alrededor de un par de subunidades SMC. Cada uno de los polipéptidos SMC se repliega en sí mismo para formar un lazo torcido antiparalelo muy alargado con un dominio globular de unión a ATP donde los extremos N y C se reúnen. La cohesina y la condensina también tienen dos o tres subunidades no SMC que completan la estructura anular de estas proteínas.

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Figura 14.15 Cada cromosoma mitótico comprende un par de cromátides hermanas conectadas entre sí por el complejo proteínico cohesina. (a) Micrografía electrónica de barrido de varios cromosomas humanos en metafase, que muestra las cromátides idénticas emparejadas y vinculadas de manera laxa a lo largo y unidas con firmeza por el centrómero. Las cromátides no se separan hasta la anafase. (b) Micrografía con fluorescencia de un cromosoma en metafase en una célula humana cultivada. El DNA se tiñó de azul, los cinetocoros son verdes y la cohesina es roja. En esta etapa de la mitosis, la cohesina ya desapareció de los brazos de las cromátides hermanas, pero permanece concentrada en los centrómeros, donde ambas se mantienen unidas. (a: Andrew Syred/Photo researchers, Inc.; b: tomada de S. Hauf y Jan-Michael Peters, Nature Cell Biol 3:e17, 2001; Fig. 1c. Reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 14.16 El cinetocoro. (a) Micrografía electrónica de un corte a través de uno de los cinetocoros de un cromosoma en metafase de mamífero, que muestra su estructura de tres capas (trilaminar). Puede observarse que los microtúbulos del huso mitótico terminan en el cinetocoro. (b) Representación esquemática del cinetocoro que contiene una placa interna y otra externa electrodensas separadas por una zona intermedia con tinción clara. En la parte a se indican las funciones propuestas de las placas interna y externa. La placa interna contiene varias proteínas unidas con la heterocromatina centromérica del cromosoma. Relacionada con la placa externa se observa una corona fibrosa, que une las proteínas motoras que participan en el movimiento cromosómico. (c) Modelo esquemático de la disposición de las proteínas motoras en la superficie externa del cinetocoro. Entre las proteínas motoras relacionadas con el cinetocoro, la dineína citoplásmica se mueve hacia el extremo (–) de un microtúbulo, mientras que CENP-E se mueve hacia el extremo positivo. También es probable que estos motores participen en la fijación del microtúbulo al cinetocoro. La proteína rotulada “despolimerasa” pertenece a la superfamilia de cinesinas que interviene en la despolimerización de microtúbulos más que en la motilidad. En este dibujo, las despolimerasas se encuentran en estado inactivo (el microtúbulo no está despolarizándose). Ndc80 es un complejo proteínico consistente en cuatro subunidades proteínicas distintas que forman una molécu la de 57nm de largo con forma cilíndrica que se extiende fuera del cuerpo del cinetocoro. Los dominios globulares en cualquiera de los extremos del complejo median la unión al microtúbulo y el cinetocoro. Estas fibrillas de Ndc80 se han implicado como acopladores del cinetocoro al extremo positivo de un microtúbulo dinámico. (a: cortesía de Kevin Sullivan, tomada de Don W. Cleveland, UCSD, et al., Cell 112:408, 2003; fig. 1c, con autorización de Cell Press.)

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Figura 14.17 El ciclo del centrosoma de una célula animal. (a) Al final de la mitosis, el centrosoma contiene un solo par de centríolos orientados en ángulos rectos entre sí. Durante la fase S los procentríolos hijos se sitúan de modo adyacente a los centríolos maternos, de manera que hay dos pares de centríolos visibles dentro del centrosoma (véase b). Los procentríolos hijos continúan su elongación durante la fase G2 y al principio de la mitosis, el centrosoma se divide y cada par de centríolos se convierte en parte de su propio centrosoma. Mientras se separan, los centrosomas organizan las fibras de los microtúbulos que conforman el huso mitótico. (b) Se ve que el centrosoma de esta célula contiene dos pares de centríolos. Los centríolos más cortos de la célula hija se señalan con flechas. (c) Esta célula mamaria cancerosa de ratón contiene más del complemento normal de dos centrosomas (rojo) y ensambló un aparato de huso multipolar (verde). Los centrosomas adicionales producen una separación defectuosa de los cromosomas y cantidades anormales de cromosomas (azul), que son característicos de las células malignas. (a: tomada de D. R. Kellog, et al., reproducida con autorización de The Annual Review of Biochemistry, vol, 63; © 1994, por Annual Review en el formato de reproducción en libro vía copyright; b, tomada de Jerome B. Rattner y Stephanie G. Phillips, J Cell Biol 57:363, 1973; Fig. 4. reproducida con autorización de Rockefeller University Press; C, cortesía de Thea Goepfert y W. R. Brinkley, Baylor College of Medicine, Houston, Tx.)

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Figura 14.18 Formación del huso mitótico. Durante la profase, mientras los cromosomas empiezan a condensarse, los centrosomas se separan entre sí y se organizan en haces de microtúbulos que forman el huso mitótico. Esta micrografía muestra una célula pulmonar de salamandra, cultivada en la profase temprana que se tiñó con anticuerpos fluorescentes contra tubulina, lo que revela la distribución de los microtúbulos celulares (verde). Se observa cómo los microtúbulos del huso mitótico en desarrollo emanan de los ásteres de dos sitios dentro de la célula. Estos sitios corresponden a la localización de los dos centrosomas que se mueven hacia los polos opuestos en esta etapa de la profase. Los centrómeros se sitúan sobre el núcleo celular, que se ve como una región oscura no teñida. (Tomada de Jennifer Waters Shuler, Richard W. Cole y Conly L. Rieder, J Cell Biol 122:364, 1993, Fig. 2. Reproducida con autorización de la Rockefeller University Press. Cortesía de Conly L. Rieder.)

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Figura 14.19 Formación de un polo del huso en ausencia de centrosomas. En este modelo cada proteína motora tiene múltiples cabezas, las cuales se unen con distintos microtúbulos. El movimiento de estas proteínas motoras dirigidas hacia el extremo menos hace que los microtúbulos converjan para formar un polo distintivo del huso. Se cree que este tipo de mecanismo facilita la formación de los polos del huso en ausencia de centrosomas. (Tomada de A.A. Hyman y E. Karsenti, Cell 84:406, 1996; con autorización de Cell Press en el formato de reproducción en libro/libro de texto vía Copyright Clearance Center.)

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Figura 14.20 Prometafase. (a) Micrografía con fluorescencia de una célula pulmonar de salamandra, cultivada en la prometafase temprana de la mitosis, justo después de que la envoltura nuclear se rompiera. Ahora los microtúbulos del huso mitótico pueden interactuar con los cromosomas. El huso mitótico se ve verde después de la marca con un anticuerpo monoclonal contra tubulina, mientras que los cromosomas aparecen azules después de marcarlos con un pigmento fluorescente. (b) Esquema de algunos de los pasos sucesivos de las interacciones cromosoma-microtúbulo durante la prometafase. En el paso 1, un cinetocoro entró en contacto con la pared de un microtúbulo y puede utilizar motores propios del cinetocoro para deslizarse en una u otra direcciones por el microtúbulo. En el paso 2, un cromosoma quedó unido al extremo (+) de un microtúbulo y de un polo del huso (unión terminal que forma un cromosoma monoorientado). En el paso 3 el cromosoma quedó unido en una orientación “terminal” a los microtúbulos desde ambos polos (y con ello tiene una doble orientación). En el paso 4, el cromosoma con doble orientación (biorientado) se desplazó al centro de la célula y se convertirá en parte de la placa de metafase. Los cromosomas en esta etapa están bajo tensión (como lo señala el espacio entre las cromátides) por las fuerzas de tracción contrarias ejercidas por los microtúbulos desde polos opuestos. El cromosoma del paso 3a tiene los dos cinetocoros unidos a los microtúbulos del mismo polo del huso. Esta adherencia sintélica anormal se expone en la página 596. (a: con autorización y cortesía de Alexey Khodjakov, Wadsworth Center, NY.)

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Figura 14.21 Consecuencia de una proteína motora faltante en la alineación cromosómica durante la prometafase. La micrografía superior muestra un huso mitótico que se ensambló en un extracto completo de huevos de rana. La micrografía inferior muestra el huso mitótico que se ensambló en un extracto de huevos de rana en la que se eliminó una proteína particular similar a la cinesina llamada Kid, que se encuentra en los brazos de los cromosomas en prometafase. En ausencia de esta proteína motora, los cromosomas no se alinean en el centro del huso, sino que se encuentran estirados sobre los microtúbulos del huso y aglomerados cerca de los polos. En condiciones normales, Kid proporciona la fuerza necesaria para que los cromosomas se alejen de los polos. (fig. 14-33a). (Tomada de Celia Antonio et al., Cell, vol. 102, portada #4, 2000, con autorización de Elsevier. Cortesía de Isabelle Vernos.)

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Figura 14.22 Comportamiento de los microtúbulos durante la formación de la placa de la metafase. Al principio el cromosoma se conecta con los microtúbulos de los polos opuestos, que pueden tener una longitud muy distinta. Conforme la prometafase continúa, este desequilibrio se corrige como resultado del acortamiento de los microtúbulos de un polo debido a la pérdida rápida de subunidades de tubulina en el cinetocoro y la elongación de los microtúbulos del polo opuesto mediante la rápida adición de subunidades de tubulina en el cinetocoro. Estos cambios se sobreponen a una polimerización y una despolimerización mucho más lentas (dibujo inferior) que ocurren de manera continua durante la prometafase y la metafase, lo que determina que las subunidades del microtúbulo se muevan hacia los polos en un proceso conocido como flujo microtubular.

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Figura 14.23 El compromiso de un cromosoma durante la prometafase y su movimiento a la placa de la metafase. Esta serie de fotografías tomadas de un video muestra los movimientos de los cromosomas de una célula pulmonar de salamandra en un periodo de 100 s durante la prometafase. Aunque la mayor parte de los cromosomas de la célula estaba casi alineada en la placa de la metafase al principio de la secuencia, uno de los cromosomas no se había unido con las fibras del huso de ambos polos (flecha). En B el cromosoma extraviado se unió al huso ecuatorial y luego se mueve hacia el polo con velocidad variable hasta que llega a su posición estable en F. La posición de un polo se indica con la punta de flecha en A. (Tomada de Stephen P. Alexander y Conly L. Rieder, J Cell Biol 113:807, 1991; reproducida con autorización de Rockefeller University Press. Cortesía de Conly. L. Rieder.)

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Figura 14.24 El huso mitótico de una célula animal. Cada polo del huso contiene un par de centríolos rodeados por material pericentriolar amorfo, en el que se forman los núcleos de los microtúbulos. Pueden verse tres tipos de microtúbulos del huso: astrales, cromosómicos y polares; cuyas funciones se describen en el texto. Todos los microtúbulos del huso, que pueden ser miles, tienen sus extremos (–) dirigidos hacia el centrosoma. Si bien no se muestran aquí, los husos también pueden contener microtúbulos más cortos que no entran en contacto con un cinetocoro ni con un polo del huso.

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Figura 14.25 Flujo de tubulina a través de los microtúbulos del huso mitótico en la metafase. Aunque los microtúbulos parecen estacionarios en esta etapa, la inyección de subunidades de tubulina fluorescente indica que los componentes del huso se encuentran en un estado dinámico de flujo. Las subunidades se incorporan de preferencia en los cinetocoros de los microtúbulos cromosómicos y en los extremos ecuatoriales de los microtúbulos polares, y la pérdida es mayor en los extremos (–) de los microtúbulos en la región de los polos. Las subunidades de tubulina se mueven por los microtúbulos de un huso en metafase a una velocidad aproximada de 1 µm por minuto.

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Figura 14.26 Actividades de SCF y APC durante el ciclo celular. SCF y APC son subunidades de complejos que ubicuitinan sustratos con ubicuitina, lo que conduce a su destrucción por medio de proteasomas. (a) SCF se encuentra activo sobre todo durante la interfase, mientras que APC (complejo promotor de anafase) se activa durante la mitosis y G1. Se indican dos versiones diferentes de APC. Los dos APC difieren en su contenido de una proteína adaptadora Cdc20 o Cdh1, lo que modifica el sustrato que el complejo APC reconoce. APCcdc20 tiene actividad en una etapa más temprana de la mitosis que APCCdh1. El nombre SAC se refiere a punto de verificación de ensamble del huso (spindle assembly checkpoint), que se explica en la p. 584. El SAC impide que APCCdc20 inicie la anafase hasta que todos los cromosomas estén bien alineados en la placa de metafase. (b) APCCdc20 es el encargado de destruir proteínas que inhiben la anafase, como la securina. La destrucción de estos sustratos promueve la transición metafase-anafase. APCCdh1 se encarga de unir con ubicuitina proteínas como las ciclinas mitóticas, que inhiben la salida de la mitosis. La destrucción de estos sustratos induce la transición mitosis-G1. La actividad de APCCdh1 durante el principio de G1 ayuda a mantener baja la actividad de ciclina-Cdk (fig. 14.8) necesaria para ensamblar complejos de prerreplicación en los orígenes de replicación (fig. 13.20). (Aun cuando no se analiza aquí, la activación de las fosfatasas que separan los grupos fosfatos agregados por Cdk1 también tiene una función muy importante en el impulso de los sucesos que tienen lugar en las últimas etapas de la mitosis y la reentrada en G1; véase Nature Revs. Mol. Cell Biol. 12:469, 2011.) (a: según datos de J-M Peters, Curr. Opin. Cell Biol. 10:762, 1998; copyright 1998. Current Opinion In Cell Biology By Elsevier Ltd. Reproducida con autorización de Elsevier Ltd. en el formato de reproducción en libro/libro de texto vía copyright Clearance Center. Véase también Nature Revs. Mol. Cell Biol. 7:650, 2006.)

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Figura 14.27 Demostración experimental de la importancia de la proteólisis en la salida celular irreversible de la mitosis. Esta ilustración muestra cuadros de un video de una célula que se detuvo en la mitosis por la presencia de un inhibidor del proteasoma (MG132). En el tiempo 0 se agregó un inhibidor de Cdk1 (flavopiridol) al medio, lo que hace que la célula complete la mitosis e inicie la citocinesis. En el minuto 25, la célula se lava para eliminar el inhibidor de Cdk1. Como la célula todavía contenía ciclina B (que en condiciones normales se habría destruido en los proteasomas), la célula reingresa a la mitosis y avanza a la metafase, como se observa en los últimos cinco cuadros del video. La hilera superior muestra imágenes con contraste de fase de la célula en varios momentos; la hilera inferior muestra las micrografías con fluorescencia correspondientes con indicación de los tiempos. El video 3, del cual se tomaron estos cuadros, puede verse en la versión en línea de este documento. La barra en el extremo inferior derecho equivale a 10 µm. (tomada de Tamara A. Potapova, et al., Nature 440:954, 2006. © 2006. Reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited. Cortesía de Gary J. Gorbsky.)

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Figura 14.28 El huso mitótico y los cromosomas en la anafase. (a) Micrografía electrónica de la anafase tardía como ocurre en un extracto libre de células. Se observa que los brazos de los cromosomas quedan detrás, mientras los cinetocoros unidos con las fibras cromosómicas del huso dirigen el camino hacia los polos respectivos. Las fibras cromosómicas del huso en esta parte tardía de la anafase son muy cortas, y ya no se observan entre los bordes de avance de los cromosomas y los polos. Sin embargo, los microtúbulos polares del huso son muy evidentes en la zona intermedia entre los cromosomas que se separan. Se cree que el movimiento relativo de los microtúbulos polares es la causa de la separación de los polos que ocurre durante la anafase B. (a: tomada de Felipe Mora-Bermudaez, Daniel Gerlich y Jan Ellenberg, portada de Nature Cell Biol. 9 #7, 2007; © 2007, Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 14.28 El huso mitótico y los cromosomas en la anafase. (Continuación) (b) Dinámica de los microtúbulos durante la anafase. Las subunidades de tubulina se pierden de ambos extremos de los microtúbulos cromosómicos, lo que produce el acortamiento de las fibras cromosómicas y el movimiento de los cromosomas hacia los polos durante la anafase A. Mientras tanto, las subunidades de tubulina se agregan a los extremos (+) de los microtúbulos polares, que también se deslizan unos sobre otros, lo que produce la separación de los polos durante la anafase B.

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Figura 14.29 Demostración experimental de que la despolimerización de los microtúbulos puede mover los cromosomas unidos in vitro. La estructura de la parte inferior izquierda es el remanente de un protozoario destruido. En presencia de tubulina, los cuerpos basales en la superficie del protozoario se usaron como sitios para el inicio de microtúbulos, que crecieron hacia fuera en el medio. Una vez que los microtúbulos se formaron, los cromosomas mitóticos condensados se introdujeron en la cámara y se permitió que se unieran con los extremos de los microtúbulos. La flecha muestra un cromosoma unido al extremo de un haz de microtúbulos. La concentración de tubulina soluble en el interior de la cámara se disminuyó después mediante dilución, lo que ocasionó la despolarización de los microtúbulos. Como lo muestra esta secuencia de video, el encogimiento de los microtúbulos se acompañó del movimiento del cromosoma unido. La barra equivale a 5 µm. (Tomada de Martine Coue, Vivian A. Lombillo y J. Richard McIntosh, J Cell Biol 112: 1169, 1991; reproducida con autorización de la Rockefeller University Press.)

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Figura 14.30 Mecanismo propuesto para el movimiento de los cromosomas durante la anafase en levaduras en gemación y células animales. En el modelo presentado aquí, el movimiento del cromosoma hacia los polos se logra mediante una combinación de flujo hacia el polo, que mueve al cuerpo de cada microtúbulo hacia uno de los polos, y la despolimerización simultánea del microtúbulo en ambos extremos. Las cinesinas despolimerizadoras de la familia de la cinesina-13 se han localizado tanto en el extremo (+) (cinetocoro) como en el (–) (polar) de los microtúbulos cromosómicos, y se postula que son las encargadas de la despolimerización en sus sitios respectivos. En este modelo, el complejo proteínico Ndc80 de la placa exterior del cinetocoro actúa como un dispositivo que acopla la despolimerización del microtúbulo con la separación cromosómica. La fuerza necesaria para el desplazamiento del cromosoma se obtiene de la liberación de la energía de distensión a medida que se despolimeriza el microtúbulo. La energía liberada es utilizada por los extremos rizados de los protofilamentos despolimerizantes para desviar el movimiento de las cabezas unidas del complejo Ndc80 (flecha negra de guiones) hacia el extremo (–) del microtúbulo. Las proteínas motoras del cinetocoro como la dineína citoplásmica también pueden intervenir como generadoras de fuerza en el desplazamiento cromosómico durante la anafase.

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Figura 14.31 Punto de verificación del huso. Micrografía con fluorescencia de una célula de mamífero en la prometafase tardía marcada con anticuerpos contra la proteína del punto de verificación del huso Mad2 (rosa) y la tubulina de los microtúbulos (verde). Los cromosomas se ven azules. Se observa que sólo uno de los cromosomas de esta célula contiene Mad2 y este cromosoma aún no se alinea en la placa de la metafase. La presencia de Mad2 en el cinetocoro de este cromosoma es suficiente para prevenir el inicio de la anafase. (Tomada de Jennifer Waters, Rey-Huei Chen, Andrew W. Murray y E.D. Salmon, J Cell Biol, vol 141, portada #5, 1998, reproducida con autorización de la Rockefeller University Press.)

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Figura 14.32 Telofase. Micrografía electrónica de un corte a través de un linfocito humano en telofase. (David M. Phillips/ Photo Researchers, Inc.)

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Figura 14.33 Actividad propuesta de las proteínas motoras durante la mitosis. (a) Prometafase. Las dos mitades del huso mitótico se separan una de la otra hacia los polos opuestos, lo que al parecer es resultado de la acción de los motores dirigidos al extremo (+), que causa que los microtúbulos polares de los polos contrarios se deslicen uno sobre otro (paso 1). (Los motores adicionales relacionados con los centrosomas y la corteza no se muestran.) Mientras tanto, los cromosomas se unieron con los microtúbulos cromosómicos y se ven oscilando adelante y atrás sobre los microtúbulos. Al final los cromosomas se mueven al centro del huso, a la mitad entre ambos polos. Los movimientos cromosómicos hacia los polos están mediados por motores dirigidos a los extremos (–) (es decir, dineína citoplásmica) que se encuentran en el cinetocoro (paso 2). Los movimientos cromosómicos que se alejan de los polos están mediados por motores dirigidos al extremo (+) (o sea, proteínas similares a cinesina) que se encuentran en el cinetocoro y sobre todo en los brazos cromosómicos (paso 3) (fig. 14.21). (b) Metafase. Las dos mitades del huso mantienen su separación como resultado de la actividad del motor dirigido al extremo (+) que se encuentra sobre los microtúbulos polares (paso 4). Se cree que los cromosomas se mantienen en el plano ecuatorial por la actividad equilibrada de las proteínas motoras que están en el cinetocoro (paso 5). (c) Anafase. Se piensa que el movimiento de los cromosomas hacia los polos requiere la actividad de los motores del cinetocoro (paso 6) que se mueven sobre los microtúbulos cromosómicos o anclan los cromosomas a los microtúbulos mientras se despolimerizan. La separación de los polos (anafase B) parece consecuencia de la actividad continua de los motores dirigidos al extremo (+) de los microtúbulos polares (paso 7). (Tomada de K.E. Sawin y J.M. Scholey, Trends Cell Biol 1:122, 1991. Trends in cell biology by Elsevier Ltd. Reproducida con autorización de Elsevier Ltd. en el formato de reproducción en libro/libro de texto vía Copyright Clearance Center.)

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Figura 14.34 Citocinesis. (a) Estas células cultivadas de mamífero se encuentran en el paso final de la citocinesis, llamado abscisión, en el cual el surco de separación corta el cuerpo central, se observa un diminuto puente citoplásmico empacado con remanentes de la porción central del huso mitótico. Los microtúbulos están teñidos de verde, la actina de rojo, y el DNA de azul. (b) Este óvulo de erizo de mar acaba de dividirse en dos células por citocinesis. (Reimpresa con autorización de Ahna R. Skop et al., Science 305:61, 2004, fig. 1a: Reimpresa con autorización de AAAS. b: cortesía de Tryggve Gustafson.)

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Figura 14.35 Formación y operación del anillo contráctil durante la citocinesis. (a) Los filamentos de actina ensamblan un anillo en el ecuador celular. La contracción del anillo, que requiere la acción de la miosina, produce la formación de un surco que divide la célula en dos.

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Figura 14.35 Formación y operación del anillo contráctil durante la citocinesis. (Continuación) (b) Micrografía de fluorescencia confocal de un espermatocito de mosca que experimenta la citocinesis, al final de la primera división meiótica. Se observa que los filamentos de actina, teñidos por la toxina de hongo faloidina, se concentran en una banda ecuatorial circular dentro del surco de separación. (b: tomada de Daniel Saul et al., J. Cell Science 117:3893, 2004 # 17 portada, cortesía de Julie A. Brill, con autorización de Company of Biologists, Ltd. http://jcs.biologists.org/content/117/17. cover-expansion)

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Figura 14.36 Demostración experimental de la importancia de la miosina en la citocinesis. (a) y (b) Localización de la actina y la miosina II en una ameba Dictyostelium durante la citocinesis, demostrada por inmunofluorescencia doble. (a) Los filamentos de actina (rojos) se localizan en el surco de separación y en la periferia celular, donde desempeñan una función clave en el movimiento celular (sección 9.7). (b) La miosina II (verde) se localiza en el surco de división, parte de un anillo contráctil que rodea el ecuador. (c) Huevo de estrella de mar al que se aplicó una microinyección de anticuerpo contra miosina de estrella de mar, como se observa con luz polarizada (que hace que los husos mitóticos se vean más brillantes o más oscuros que el fondo por la presencia de microtúbulos orientados). Mientras la citocinesis se suprime por completo con los anticuerpos, la mitosis (como lo revelan los husos mitóticos) continúa intacta. (a y b, por cortesía de Yosho Fukui; c, tomada de Daniel P. Kiehart, Issei Mabuchi y Shinya Inoué, J cell Biol 94:167, 1982; fig. 1. reproducida con autorización de la Rockefeller University Press.)

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Figura 14.37 El sitio de formación del plano de separación y el momento en el que la división ocurre depende de la posición del huso mitótico. (a) Se permitió que este huevo de equinodermo se dividiera una vez para formar un embrión de dos células. Luego, una vez que el huso mitótico apareció en ambas células, se extrajo una con una micropipeta, lo que ocasionó que adquiriera una forma cilíndrica. Las dos manchas oscuras en las células son los polos del huso que se formaron antes de la segunda división de cada célula. (b) Luego de 9 min, la célula cilíndrica ha completado la división, mientras que la célula esférica aún no empieza a dividirse. Estas fotografías indican que: (1) el plano de división se forma entre los polos del huso, sin importar su posición, y (2) que la división ocurre con más rapidez en la célula cilíndrica. La barra equivale a 80 _m. (c) Estos resultados pueden explicarse si se asume: (1) que el plano de división (barra color marrón) se forma donde se superponen los microtúbulos astrales y (2) que la división ocurre más pronto en la célula cilíndrica porque la distancia entre los polos (esferas azules) y el sitio de división es menor, lo que acorta el tiempo que tarda la señal de división en llegar a la superficie. (a y b: tomadas de Charles B. Shuster y David R. Burgess, J Cell Biol 146:987, 1999; fig. 5. reproducida con autorización de la Rockefeller University Press.)

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Figura 14.38 Formación de una placa celular entre dos núcleos hijos vegetales durante la citocinesis. (a) Micrografía electrónica de bajo aumento que muestra la formación de la placa celular entre las futuras células hijas. Las vesículas secretoras derivadas de los aparatos de Golgi cercanos se alinearon a lo largo del plano ecuatorial (flecha) y empiezan a fusionarse una con otra. La membrana de las vesículas forma las membranas plasmáticas de las dos células hijas y el contenido de las vesículas proveerá el material que forma la placa celular que separa las células. (a: David Phillips/ Photo Researchers inc..)

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Figura 14.38 Formación de una placa celular entre dos núcleos hijos vegetales durante la citocinesis. (Continuación) (b) Pasos en la formación de la placa celular como se describen en el texto. (b: tomada de A. L. Samuels, T. H. Giddings Jr. y L. A. Staehelin, J Cell Biol 130:1354, 1995; reproducida con autorización de la Rockefeller University Press en el formato de reproducción en libro de texto vía el Copyright Clearance Center.)

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Figura 14.39 Etapas de la meiosis.

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Figura 14.40 Comparación de los tres grupos principales de organismos basada en la etapa del ciclo vital en la que la meiosis ocurre y la duración de la fase haploide. (The Cell in Development and Heredity by Wilson, Edmund B. Copyright 1987. Reimpresa con autorización de Taylor & Francis Group Llc – Libros en el formato de libro de texto vía Copyright Clearance Center.)

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Figura 14.41 Etapas de la gametogénesis en los vertebrados: comparación entre la formación de espermatozoides y huevos. En ambos sexos, una población relativamente pequeña de células germinales primordiales presentes en el embrión prolifera mediante mitosis para formar una población de células germinales (espermatogonia u oogonia) a partir de las cuales se diferencian los gametos. En el macho (a), la meiosis ocurre antes de la diferenciación, mientras que en la hembra (b), ambas divisiones meióticas tienen lugar después de la diferenciación. Por lo general, cada espermatocito primario da origen a cuatro gametos viables, mientras que cada ovocito primario produce sólo un huevo fertilizable y dos o tres cuerpos polares.

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Figura 14.42 Etapas de la profase I. Los eventos de cada etapa se describen en el texto.

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Figura 14.43 Asociación de los telómeros de los cromosomas meióticos con la envoltura nuclear. Cromosomas en etapa de profase meiótica del saltamontes macho; los cromosomas homólogos mantienen una relación física como parte de un bivalente. Los bivalentes se disponen en un “ramo” bien definido con sus regiones terminales aglomeradas cerca de la superficie interna de la envoltura nuclear, en la base de la fotografía. (Tomada de B. John, Meiosis, © 1990. Cambridge University Press. Reimpresa con autorización. Cortesía de Bernard John.)

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Figura 14.44 El complejo sinaptonémico. (a) Micrografía electrónica de un bivalente del paquiteno humano que muestra un par de cromosomas homólogos que se mantienen en un conjunto paralelo muy ordenado. K, cinetocoro. (b) Esquema del complejo sinaptonémico y sus fibras cromosómicas relacionadas. Los gránulos densos (nódulos de recombinación) que se ven en el centro del SC (indicados con la punta de flecha en la parte a) contienen la maquinaria enzimática necesaria para completar la recombinación genética, que se cree comienza en una etapa mucho más temprana en la profase I. Se muestran las asas apareadas de DNA de las dos cromátides hermanas de cada cromosoma. Es probable que las asas se mantengan en una configuración de parejas mediante la cohesina (no se muestra). Se supone que la recombinación genética (entrecruzamiento) ocurre entre las hélices de DNA de cromátides no hermanas, como se muestra. (a: cortesía de Alberto J. Solari, Chromosoma 81:330, 1980. Con la amable autorización de Springer Science + Business Media.)

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Figura 14.45 Evidencia visible de entrecruzamiento. (a,b) Bivalentes del diploteno del saltamontes que muestran los quiasmas formados entre las cromátides de cada cromosoma homólogo. El recuadro indica el entrecruzamiento que se supone ocurrió dentro del bivalente en a. Las cromátides de cada cromosoma en diploteno se mantienen muy próximas, excepto en los quiasmas. (c) Micrografía electrónica de barrido de un bivalente de la langosta del desierto con tres quiasmas (flechas). (a y b: tomadas de Bernard John, Meiosis, © 1990 Cambridge University Press. Reimpresas con autorización, c: tomada de Klaus Werner Wolf, BioEss 16:108, 1994. Reimpresa con autorización de John Wiley & Sons.)

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Figura 14.46 Separación de cromosomas homólogos durante la meiosis I y separación de cromátides durante la meiosis II. (a) Esquema de un par de cromosomas homólogos en la metafase I. Las cromátides se mantienen unidas al nivel de los brazos y los centrómeros mediante cohesina. El par de homólogos se mantiene como bivalente por medio del quiasma. La micrografía del recuadro muestra que los cinetocoros de las cromátides hermanas están situados en un lado del cromosoma, de frente al mismo polo. Los puntos negros son partículas de oro unidas a la proteína motora CENP-E (fig. 14.16c). (b) En la anafase I, la cohesina que sujeta los brazos de las cromátides se aleja, lo cual permite que los homólogos también se separen entre sí. La cohesina se mantiene en el centrómero, conservando juntas a las cromátides. (c) En la metafase II, las cromátides se mantienen cerca en el centrómero, con los microtúbulos de los polos opuestos unidos a los dos cinetocoros. La micrografía del recuadro muestra que los cinetocoros de las cromátides hermanas ahora están en lados opuestos del cromosoma, de frente a polos opuestos. (d) En la anafase II, la cohesina que mantiene unidas las cromátides ya se separó, y ello permite que los cromosomas se muevan a los polos opuestos. (Recuadros tomados de Jibak Lee, et al., Mol. Reprod. Develop. 56:51, 2000. Reimpresa con autorización de John Wiley & Sons.)

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Perspectiva Humana Figura 1 La falta de disyunción meiótica ocurre cuando los cromosomas no se separan durante la meiosis. Si la falta de separación tiene lugar durante la primera división meiótica, lo que se llama falta de disyunción primaria, todas las células haploides poseen una cantidad anormal de cromosomas. Si la falta de disyunción se presenta durante la segunda división meiótica, lo que se denomina falta de disyunción secundaria, sólo se afectan dos de las cuatro células haploides. (También puede haber tipos más complejos de falta de disyunción de los que se muestran aquí.)

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Perspectiva Humana Figura 2 Cariotipo de una persona con síndrome de Down. El cariotipo muestra un cromosoma 21 extra (trisomía 21). (PHANIE/Photo Researchers, Inc.)

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Figura 14.47 Un mecanismo propuesto para la recombinación genética iniciada por roturas en la cadena doble. Los pasos se describen en el texto.

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Vías Experimentales Figura 1 Cambio de actividad del factor promotor de la maduración en el citoplasma del ovocito de Rana pipiens durante el transcurso de la maduración y el desarrollo temprano. Ordenadas: cociente de frecuencia de maduración inducida sobre volumen de citoplasma inyectado. A mayor cociente, más eficaz el citoplasma. nl, nanolitros de citoplasma inyectado. Abscisas: edad de los donadores (horas después de la administración de progesterona). (Tomada de Y. Masui y C. L. Markert, J. Exp. Zool. 177:142, 1971. Reimpresa con autorización de John Wiley & Sons Publishers, Inc.)

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Vías Experimentales Figura 2 Ciclo de la actividad del MPF en huevos fertilizados de R. pipiens. Ordenadas: porcentaje de ovocitos receptores que se someten a la descomposición de la vesícula germinal como respuesta a 80 nl de citoplasma de huevos fertilizados. Abscisas: tiempo después de la fertilización cuando el citoplasma de huevos de Rana se probó para buscar actividad de MPF. Las flechas indican el tiempo de las divisiones. (Tomada de W. J. Wasserman y L. D. Smith, J Cell Biol 78:R17, 1978; The Journal of Cell Biology by Rockefeller Institute; American Society for Cell Biology Copyright 1978. Reproducida con autorización de la Rockefeller University Press en el formato de reproducción en libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Vías Experimentales Figura 3 Actividad promotora de maduración de extractos de células HeLa durante diferentes etapas del ciclo celular. Como 228 ng de proteína mitótica indujeron la rotura de la vesícula germinal (GVBD) en 100% de los casos, la actividad porcentual para otras fases del ciclo celular se normalizó según la cantidad de proteína. E, temprana; M, media; T, tardía. (Tomada de P. S. Sunkara, D. A. Wright y P. N. Rao, Proc Natl Acad Science USA. 76:2801, 1979.)

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Vías Experimentales Figura 4 Correlación del nivel de ciclina con el ciclo de división celular. Se fertilizó una suspensión de huevos y después de 6 min se agregó [35S]metionina. Se tomaron muestras para análisis mediante electroforesis en gel a intervalos de 10 min, a partir de 16 min después de la fertilización. La autorradiografía del gel electroforético se escaneó para marcar la densidad y se trazó una gráfica con los datos. La proteína A, que varía de acuerdo con el ciclo celular y se llama ciclina, se muestra como círculos negros. La proteína B (que no debe confundirse con la ciclina B) no muestra fluctuación durante el ciclo celular y se graficó como triángulos oscuros. El porcentaje de células que experimenta división en cualquier periodo determinado se presenta como el índice de división (cuadros huecos). (Tomada de T. Evans et al., Cell 33:391, 1983; Cell by Cell Press. Reproducida con autorización de Cell Press en el formato de reproducción en un libro/libro de texto vía copyright Clearance Center.)

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Vías Experimentales Figura 5 Cinética de la activación del ovocito de Xenopus con progesterona y mRNA de ciclina A. Se aislaron ovocitos grandes e inmaduros de los fragmentos de ovarios y se incubaron con progesterona o se les aplicó una microinyección con cantidades variables de mRNA de ciclina A. Luego de 3 a 4 h de la inyección, se retiraron los ovocitos con daño evidente (dos a cuatro por cada grupo inicial de 20) y se permitió que los restantes (que representan 100% del valor) se desarrollaran. La rotura de la vesícula germinal (GVBD) y la activación del ovocito se indicaron mediante la formación de un punto blanco en la región del polo animal y se confirmaron con la disección de los ovocitos. (Tomada de K. I. Swenson, K. M. Farrell y J. V. Ruderman, Cell 47:865, 1986; Cell by Cell Press. Reproducida con autorización de Cell Press en el formato de reproducción en un libro/libro de texto vía copyright Clearance Center.)

biologÍa celular y molecular capítulo 14 ... -...

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