6 carbohidratos 2010

Elaborado por: Revisado Por: Aprobada por: Fecha de Aprobación:

Dr. Ricardo Benítez Benítez Dr. Luis Alberto Lenis V.

Mag. Efrén Giraldo

Mag. Carlos F. Sánchez Responsable del Área

Comité de Plan del Dpto Química Comité Desactivación Residuos

Químicos

Ec. CARLOS VALLEJO Presidente Comité Técnico

Ambiental Mag. DANILO R. VIVAS

Rector Enero 2007

UNIVERSIDAD DEL CAUCA

FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES EXACTAS Y DE LA EDUCACIÓN DEPARTAMENTO DE QUÍMICA

LABORATORIO DE BIOQUÍMICA I MACROMOLÉCULAS

Práctica # 6 Pruebas para Carbohidratos

1. INTRODUCCIÓN Los carbohidratos contienen los grupos funcionales hidróxidos o cetonas potenciales. Existen varias pruebas para caracterizar a los azúcares específicos dependiendo de las propiedades fisicoquímicas de los mismos. Las pruebas que se proponen para esta práctica, deben realizarse con algunos productos comerciales conocidos que contengan entre 1 y 10 g/L de carbohidrato. Se utilizarán mezclas problema comestibles tales como jugos de frutas, miel y papas, además de soluciones de azucares específicos.

2. OBJETIVOS. 2.1. Reconocer la presencia o ausencia de carbohidratos en una muestra problema a través de la ejecución de reacciones características de carbohidratos.

3. CONSULTAS PRELIMINARES 3.1. Que indica el término azúcar reductor. 3.2. ¿Que pruebas se espera, sean positivas para este tipo de carbohidratos? 3.3. Consultar las frases R y S de los reactivos a manipular en la práctica 3.4. Consultar las fichas de seguridad de los reactivos a manipular en la práctica. 3.5. Escribir todas las reacciones químicas que se presenten durante la práctica. 3.6. Escriba como se realiza y en que consiste la prueba de ozasonas

4. MATERIALES MATERIAL CANTIDAD

Pipeta graduada de 5 mL 2 Pipeta graduada de 1 mL 1 Vaso de precipitados de 250 mL 2 Vaso de precipitados de 100 mL 1 Varilla de vidrio 1 Tubos de ensayo 20 Gradilla 1 Pinza de madera 1 Goteros 3 Propipeta 2 Termómetro 1 Frasco lavador 1 Trípode 1 Mechero 1 Malla de asbesto 1



Mag. Efrén Giraldo



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5. REACTIVOS* SUSTANCIAS CANTIDAD

Solución patrón de carbohidratos: Glucosa, Fructosa, Lactosa, Maltosa, Ribosa, Galactosa, Sacarosa, 2 muestras problemas: Al 1%.

100 mL c/u

Almidón al 1% 50 mL Jugo de frutas recién elaborado o comercial (de color claro) 10 mL Agua destilada 1 galón Reactivo de Molish 10 mL Reactivo de Bail 30 mL Reactivo de Barfoed 80 mL Reactivo de Seliwanoff 80 mL Reactivo de Benedict 100 mL Solución de yoduro (0.01M de I2 y 0.12M de KI). 10 mL

*Remitirse al manual de protocolo de riesgo/ seguridad y fichas técnicas de seguridad.

6. EQUIPOS

EQUIPOS CANTIDAD Agitador mecánico (vortex) 2 Plancha de calentamiento 1

7. METODOLOGÍA 7.1. Prueba de Molish Añadir 1 mL de cada una de las soluciones de carbohidrato a tubos de ensayo rotulados y posteriormente agregar 2 gotas del reactivo de Molish a cada tubo. Cuidadosamente agregar 0.5mL de H2SO4 concentrado a través de las paredes de los tubos, de tal forma que el ácido forme una capa por debajo de la solución del carbohidrato. Un color rojo violeta en la interfase entre el ácido y la solución acuosa indica una prueba positiva para carbohidratos. 7.2. Prueba de Seliwanoff Añadir 1 mL del reactivo de Seliwanoff a 0.5 mL de las soluciones de carbohidrato en tubos de ensayo debidamente rotulados. Mezclar y colocar los tubos en un baño de agua hirviendo por 4 minutos. Un color rojo intenso es prueba positiva para cetohexosas. El color es más fuerte si se continúa calentando, pero en éste caso las aldohexosas también darán color rojo. La prueba también es positiva para sacarosa, indique en su informe por que. Un color verde índica una prueba (+) para pentosas.



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7.3. Prueba de Bial o de Orcinol Añadir 1 mL de reactivo de Bial a 0.5 mL de las soluciones de carbohidrato en tubos de ensayo debidamente rotulados. Mezclar y calentar suavemente los tubos en un mechero hasta que la solución comience a hervir. Dejar enfriar ligeramente el contenido. Agregar 5 mL de agua y mezclar. Finalmente, añadir 0.5 mL de alcohol butílico (1- butanol), mezclar bien, dejar reposar y examinar la capa de alcohol butílico. Un color amarillo oscuro es prueba positiva para hexosas y verde oliva positiva para pentosas.

7.4. Prueba para azucares reductores. Reacción de Benedict. A 2 mL del reactivo de Benedict añadir 8 gotas de la solución de la muestra de carbohidrato en tubos de ensayo debidamente rotulados. Mezclar y calentar la solución en un baño de agua hirviente durante 5 minutos. Un precipitado verde; amarillo o rojo, indica resultado positivo para azúcares reductores. Los diferentes colores que pueden aparecer se deben al tamaño de las partículas formadas: Las partículas grandes forman precipitados rojo y las partículas pequeñas un precipitado verde.

7.5. Prueba de yodo para polisacáridos Añadir 2 gotas de solución de yoduro a 1 mL de la solución de carbohidrato en tubos de ensayo debidamente rotulados. Mezclar. ¿Qué indica un color azul o rojo oscuro en la muestra? Es conveniente comparar con un blanco que contenga agua y solución de yoduro.

7.6. Prueba de Barfoed A 1 mL de reactivo de Barfoed agregar 0.5 mL de solución de carbohidrato en tubos de ensayo debidamente rotulados y mezclar. Poner los tubos en baño de agua hirviendo por exactamente un minuto. Remover y luego dejar reposar a temperatura ambiente. El tiempo de reacción es fundamental, debido a que el reactivo reaccionará con monosacáridos y disacáridos, pero en el caso de los monosacáridos la reacción será más rápida. El calentamiento prolongado puede dar reacciones falsamente positivas ¿por qué? Examinar el color y la cantidad de precipitado obtenido. Una pequeña cantidad de precipitado no es prueba positiva.

8. OBSERVACIONES, CÁLCULOS Y RESULTADOS Tabla I. Registro de pruebas colorimétricas para la identificación de carbohidratos.

Carbohidratos Pruebas

Molish Seliwanoff Bial Benedict Polisacaridos Barfoed Almidón Sacarosa Glucosa Galactosa Ribosa Fructosa Muestra Problema 1 Muestra Problema 2

Indicar coloración, y si es + (prueba positiva) ó – (prueba negativa)



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Observaciones ______________________________________________________________ ______________________________________________________________ ______________________________________________________________ 9. PREGUNTAS COMPLEMENTARIAS 9.1. ¿Por qué la fructuosa da una prueba positiva con el reactivo de Benedict el cual es específico para azucares reductores? 9.2. ¿Por qué se dice que la maltosa y la lactosa tienen un grupo aldehído potencial? 9.3. ¿Por qué el glucógeno y el almidón dan resultados negativos como azucares reductores? 9.4. Explique por que en la prueba de Barfoed los disacáridos reaccionan más lentamente que los monosacáridos. 9.5. ¿Qué se deduce de la solubilidad del ácido glucosacárido? 10. RECUPERACIÓN, DESACTIVACIÓN Y/O ALMACENAMIENTO TEMPORAL DE LOS RESIDUOS QUÍMICOS 10.1 RECUPERACIÓN No aplica 10.2 DESACTIVACIÓN No aplica 10.3 ALMACENAMIENTO TEMPORAL Los residuos generados en el procedimiento 7.1 deben depositarse en el recipiente para ácidos y bases, los generados en 7.2 y 7.5 en el recipiente de hidrocarburos no halogenados, los del 7.3 en el recipiente para solventes orgánicos y los residuos de la pruebas 7.4 y 7.6 deben depositarse en el recipiente de agroquímica. 11. BIBLIOGRAFÍA LOZANO, J. A and TUDELA, J.; “Practicas de Bioquímica:

Experimentación y simulación” 1ed Ed Síntesis, Madrid, 1989. ISBN: 84-7738-027-9

PLUMMER, D. T. "Bioquímica Practica" 2da. Ed. Mc Graw-Hill Latinoamericana, Bogotá, 1981. ISBN: 968-451-054-3.

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