viabilidad v crecimiento depoblaciones diploidesv … · 2014-06-27 · 44 d. h. martinez, c. cells...

ACTA BIOLOGICA COLOMBIANA No. 9,1995 43

VIABILIDAD V CRECIMIENTODE POBLACIONES DIPLOIDES V TRIPLOIDES

DE TILAPIA NILOTICA,Oreochromis niloticus, LINEA GHANA

HECTOR A. MARTINEZ D., CESAR CELlS M.& PLUTARCO CALADepartamento de Biología, Facultad de Ciencias, Universidad Nacionalde Colombia, A.A 14490, Bogotá

RESUMENLa triploidía se obtuvo aplicando choques térmicos calientes (41.4 - 42 OC)a oocitos durante 3.5 - 4 minutos, 3.5 mino después de la fertilización, ychoques térmicos fríos (10.8 - 11.3 oC) a oocitos durante una hora, 5minutos de su fertilización. La triploidía se comprobó por análisis cromosomalen larvas y alevinos. Luego se monitoreó la tasa de crecimiento y sobre-vivencia de los huevos fertilizados. Los resultados indican que los choquescalientes y fríos fueron eficientes para producir ciento por ciento de triploidía,con tasas variables de sobrevivencia. Se observaron deformidades de pecestrioloides (25.5% con choques frfos, y 32.5% con choques calientes). Nose encontraron diferencias significativas en el crecimiento entre poblacionestriploides y diploides luego de tres meses de cultivo.

SUMMARVThe principal aim of this research was to produce triploid offspring of O.niloticus, applying warm thermic shocks (41A-42 oC) to eggs during 3,5-4min., 3,5 mino after fertilization, or cold shocks (10,8-11,3 oC) to oocytesduring one hour, 5 min after their fertilization. The best tissue to confirmtriploids was kidney and brain of larvae and alevines. Then, the survival offertilized eggs and growth rate were determined. The results show that thewarm and cold shocks are efficient to produce 100% triploids, with different

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rates of survival. Also, that 25,5% oftspring was deformed when coldshocks were applyed, and 32,5% deformities with warm shocks. There werenot significant difterences in growth between triploid and diploid populationsafter three months of age.

Palabras-Clave: Crecimiento poblaciones. Oreochromis. Triploidía. Piscicultura.

INTRODUCCION

En los últimos años, la ingeniería genética ha sido instrumento parael mejoramiento de especies acuícolas con alta fecundidad, viabilidad,tasa de crecimiento, eficiencia de conversión alimenticia, tolerancia alestrés biológico, físico y químico, resistencia a enfermedades, y fácilcrianza. Los principales avances se han realizado en la inducción depoliploidía, ginogénesis y androgénesis. La triploidía, es una gran alter-nativa que mediante técnicas apropiadas conduce a incrementar losniveles de producción. Individuos triploides de tilapia nilótica no hansido cultivados comercialmente en Colombia.

Este trabajo esboza algunas técnicas y ensayos en reproducción,fertilización artificial, incubación, citogenética y obtención de triploides.Igualmente, se hace un análisis de crecimiento y viabilidad de los diploidesy triploides durante el levante.

Generalidades

Oreochromis niloticus es un pez cíclido oriundo del Africa Central yOriental (Trewavas, 1982). Se ha introducido a Israel, algunos países deLatinoamérica, Indonesia, Tailandia, China, Taiwan, Estados Unidos, Indiay Asia Suroriental. A Colombia fue introducida en 1978 (Cala, 1989).

Esta especie se adapta a diversas condiciones ecológicas, y de ahísu gran dispersión geográfica. Esta diferencia de habitats le confierenresistencia a variaciones en parámetros físicos del agua (profundidad,velocidad de corriente, turbidez, temperatura), y de composición quí-mica, especialmente de salinidad, pH, oxígeno disuelto. Es una especiemuy prolífica y de fácil reproducción natural en cautiverio.

Las tilapias aprovechan bien la más variada alimentación suplemen-taria que pueda suministrárseles. Estas pueden alimentarse de nume-rosos vegetales, harinas y desperdicios. La alimentación suplementariase realiza principalmente con concentrado comercial, el cual tiene enpromedio 25% de proteína cruda para la fase de engorde y 50% deproteína cruda para el levante de alevinos (Piedrahita & Montoya, 1988).

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La dieta corriente característica de los adultos de O. niloticus enhabitat natural consiste principalmente de plancton bentónico, detritusy fitoplancton (95%), especialmente algas del grupo de las diatomeas,restos vegetales y otros microorganismos (4.3%) y zooplancton (1.2%).Es decir, una especie omnívora con preferencia por el microplancton,fitoplancton bentónico y detritus.

Control de reproducción

Uno de los principales problemas que presenta el cultivo comercialde tilapia nilótica es su alta prolificidad, que ocasionan altas pérdidaseconómicas. Por esto, la necesidad de cultivos monosexos (machos),híbridos y tripolides estériles.

La hibridación de dos especies de tilapias, para obtener unapoblación de solo machos, fue iniciada por Hickling (1960, citado porPandian & Varadaraj, 1987), quien describió la hibridización entre hem-bras de O. mossambicus y machos de O. Hornorum, dando como re-sultado toda la progenie macho.

Triploidización

La triploidía en peces presenta variaciones cromosomales numéricasque alteran el pool de cromosomas provocando aumento del número dejuegos cromosómicos presente en cada una de las células. Esto debidoa que el segundo cuerpo polar queda dentro del huevo fertilizado, poresto el huevo contiene tres núcleos haploides (n); el núcleo del oocito,el núcleo del espermatozoide y el núcleo del cuerpo polar. Estos sefusionan para formar un zigoto con un núcleo triploide (3n); dos juegosproceden de la madre y uno del padre (Chrisman et al., 1983; Pandian& Varadaraj 1990; Tave, 1990).

Se espera que los individuos triploides sean de mayor tamaño que losindividuos diploides de acuerdo a las hipótesis de Fankhauser (1945) ySwarup (1959), citados por Chrisman et al. (1983), según la cual el tamañodel volumen nuclear se incrementa en proporción al número de cromoso-mas en tanto que la relación nucleo-citoplasma se mantiene. Chrisman etal. (1983), señalan que el volumen celular aumenta en peces triploidesmientras que el número de células por órgano disminuye.

La triploidía al perturbar el desarrollo de la meiosis, impide la elabo-ración de células sexuales funcionales, especialmente sobre los oocitos,el individuo queda estéril, y se reduce la producción de hormonassexuales (Chourrout et al., 1987; Yamazaki, 1983). Debido a que lostriploides son estériles, y presentan 33 % más de genes que los diploides,

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no hay gasto de glicógeno para la producción de sus gametos, lo cualgenera mayor ganancia de peso, mejores tasas de conversión alimenti-cia y un crecimiento más rápido (Chourrout et al., 1987; Don & Avtalion,1986; lincoln & Bye, 1984; Perez & Beaumont, 1990).

MATERIALES Y METODOS-

Una parte de los estudios experimentales, se llevó a cabo en laEstación Piscícola de Apulo (EPA) perteneciente a la CorporaciónAutónoma Regional de las Cuencas de los ríos Bogotá, Ubaté y Suárez(CAR), municipio de Apulo, Cundinamarca, a 550 m de altitud y 25 Ocpromedio anual. La parte final se ejecutó en la Estación Piscícola AltoMagdalena (EPAM), Instituto Nacional de Pesca y Acuicultura (lNPA),en Gigante, Huila, a 930 m de altitud y 24 Oc promedio anual. El conteocromosomal se realizó en el Laboratorio de Inmunología y Genética delHospital Universitario San José en Bogotá.

Se midieron los parámetros fisicoquímicos básicos del agua, comoel oxígeno disuelto, la alcalinidad, el pH, el amonio, la turbidez y latemperatura. En los reservorios experimentales, estos se midieron a las24 horas postfertilización, durante el periodo de levante de larvas yalevinos.

Los reproductores se mantuvieron en estanques rectangulares pre-viamente lavados y desinfectados con formol al 0.08%. La alimentaciónde los animales se realizó con concentrado comercial del 45 % de pro-teína cruda. También se usó un tanque de 2 m de diámetro según RANA(1988, 1990a), y se le dió el mismo manejo de los tanques de concretorectangulares. Se hizo recambio de agua diariamente entre el 60 y el80% del volumen total.

Finalmente, se usaron cuatro acuarios con substrato arenoso, aireacióny calefacción para observar el comportamiento reproductivo, segúnChourrout & Itskovich (1983), Rothbard & Pruginin (1975), Valenti(1975). Los peces se alimentaron con Tetramin del 50% de proteina,y se cambió el 90% del volumen de agua semanalmente.

Dadas las dificultades de conseguir un lote sincronizado de hembraslistas para desovar, se probó en la EPA la reproducción inducida segúnlas recomendaciones de Harvey & Hoar (1980), en la cual se trabajaronlos peces con extracto de hipófisis heteroplástico de carpa, producidapor Crescent Research Chemicals, previamente determinadas las carac-terísticas externas de predesove. Antes de iniciar el tratamiento seextrajeron unos pocos huevos para observar la migración del núcleo,


mediante soluciones aclaradoras con las siguientes composiciones: 1)60% de etanol al 98%, 30% de formol al 40% y 10% de ácido acéticoglacial al 96%; 2) 60% de etanol al 98%, 35-39% de formol al 40%,y 1-5% de ácido sulfúrico al 98%; 3) 60% de etanol al 98%, 35-39.5%de formol al 40%, y 0.5-5% de ácido clorhídrico al 98%

La inducción para la tilapia nilótica se efectuó con dosis compuestaspor 80% de suero fisiológico al 0.9% de NaCI, 20% de Conceptal uOvalyse como disolventes, y la cantidad de extracto de hipófisis decarpa. Las inyecciones se aplicaron intraperitoneal y/o intramuscular-mente.

Para la extrusión y fertilización de los huevos se usó el método "enseco". El semen se diluyó con suero fisiológico (Chourrout & Itskovich,1983; Varadaraj & Pandian, 1988), o con solución Buffer fosfatada 1x(PBS) modificada. Estos dos diluyentes fueron agregados a razón de 10a 20 mi, dependiendo del volumen de esperma y del número de ovas.

Los huevos y el semen se mezclaron para la fertilización durante 1a 2 minutos con una pluma de ganso desinfectada y seca. Luego seagregó agua para hidratar los huevos, se agitó por espacio de un minuto,se hizo recambio de agua con el fin de eliminar residuos. A las dos horasde la fertilización, se tomaron muestras al azar de las ovas y se observóal estereoscopio el porcentaje de fertilización, el cual se determinó deacuerdo al número de huevos que mostraban división celular (2 a 4células).

Métodos para inducir triploidía

Se utilizaron los choques térmicos que consisten en sumergir loshuevos recién fertilizados en agua fría o caliente. El tiempo post-fertili-zación, la duración y la temperatura del choque térmico se debe deter-minar para cada especie (Cassani & Caton, 1985; Chourrout, 1986a).

Choque frío

El shock se aplicó a los 4-5 minutos después de la fertilización delhuevo, a 11 Oc durante una hora sin aclimatación, según recomenda-ciones de Don & Avtalion (1988a, 1988c) y Valenti (1975). Los huevosfueron sumergidos en vasos de precipitado de 600 mi, con agua herviday/o esterilizada. El vaso se colocó a su vez en otro recipiente aislantedel calor agregado de agua helada y hielo, con el fin de mantener latemperatura requerida dentro del vaso (11 Oc ±0.5). La temperatura secontroló constantemente antes y durante el choque. Antes de introducirlos huevos se agregó 0.1 mg/ml de oxitetraciclina con el fin de evitar


contaminación bacterial (Pandian & Varadaraj, 1988), El agua del choquese mantuvo constantemente oxigenada con un difusor, al cual se le insu-flaba aire empleando un pequeño motor, para mantener un ligeromovimiento de los huevos, asegurar suficiente provisión de oxígeno a cadauno y mantener estable la temperatura del agua en toda la columna.

Transcurrido el tiempo del choque los huevos se sacaron sin acli-matación (Valenti, 1975) y se dejaron en reposo durante dos horas másen las cajas de Petri. Se les cambió constantemente el agua. Se extra-jeron los huevos muertos y los otros se dividieron en grupos en lasincubadoras con temperatura dependiente del sistema de incubaciónutilizado.

Choque caliente

El shock se aplicó 3.5 minutos después de la fertilización, colocandolos huevos entre 40.5 y 42 Oc durante 3.5-4 minutos (Chourrout &Itskovihc, 1983; Don & Avtalion, 1986, 1988a; Penman et al., 1987a,1987b; Shah, 1986), en un baño serológico marca Equitron y en unaincubadora marca Blue M, con termostatos. Los demás parámetros semanejaron de igual forma que en el choque frío.

Evaluación de la eclosión

Para cada sistema de incubación se evaluó la viabilidad o eclosiónde diploides y triploides en porcentaje relativo, según la fórmula sugeridapor Don & Avtalion (1986):

V (%) (n * 10 4 )/(i * e)

Para determinar la eficiencia de la incubación, o tasa de producciónde alevinos, se utilizó la formula según Rana (1986):

P a ( % ) ( K f * K e * K s )/1 O O O O

Los desoves con 100% de mortalidad de los huevos tratados conchoques térmicos, o donde no hubo eclosión alguna, no se tuvieron encuenta en los resultados de viabilidad.


Sistemas de incubación artificial

Se utilizaron 8 sistemas diferentes de incubación, los cuales diaria-mente se observaron para extraer los peces muertos y determinar elporcentaje de viabilidad:

1. Doce botellas plásticas verticales con flujo de aire con un volumende 1500 mi (Moreno, 1985), provistas de pequeños embudos devidrio (5 mI) para la entrada de aire, suspendidas verticalmente.Diariamente se les cambió el 70 % del agua. El sistema se manejóde acuerdo a las recomendaciones de Penman et al. (1987b) YValenti (1975).

2. Las mismas botellas del experimento anterior, pero colocadas hori-zontalmente dentro de acuarios de 84 litros, provistos de termosta-tos, filtros externos de agua y difusores de aire para mantenerconstante la temperatura, buena calidad de agua y movimiento delas botellas. Las botellas se suspendieron a 5 cm bajo el nivel deagua, colgándoles pesas. Los acuarios e implementos se desinfec-taron cada dos días con formol al 0.08% de concentración y con0.02 g de Permanganato de Potasio por litro de agua (Rodríguez etal., 1988). Se adicionó 3.45 mg de Oxitetraciclina por litro de aguay 0.05 mg de Neoterramicina por litro después de la limpieza ydesinfección del acuario (Valenti, 1975).

3. Canasta de malla con tela "toul" de 0.8 m2 de área total. La formade este sistema de incubación la daban 4 pesas ubicadas sistemáti-camente formando un cajón donde se alojaban los huevos en unasola capa a 10 cm 2 bajo el nivel de agua. Estos huevos se man-tuvieron en continuo movimiento gracias al flujo de aire inducido enel fondo del acuario con una bomba de aire a través de piedrasdifusoras. Los acuarios estaban provistos de termóstatos y filtrosde agua. El agua fue previamente filtrada y esterilizada con unalámpara de 20 vatios de luz ultravioleta marca phillips, colocada a10 cm sobre la corriente de agua. Se adicionó 60 ppm de sal mineraly la mezcla de antibióticos arriba mencionada. Los acuarios serecubrieron totalmente con plástico negro para evitar la contami-nación y la incidencia de luz sobre los huevos.

4. Embudos de decantación con flujo de agua de 250 mi de capacidad,conectados para algunos desoves, directamente a los grifos de aguamediante mangueras, y para los otros desoves, el agua de alimen-tación fue tomada por gravedad desde los reservorios de agua dedonde llegaba filtrada y esterilizada. El flujo de agua fue de 0.5 0.1L/min. El agua se pasó a través de un lecho filtrante vertical de flujo


descendente, con capas de gravilla, carbón activado, Zeolita, arenafina y lana de Perlón. Una vez filtrada era esterilizada con lámparasde luz ultravioleta de 20 y 30 vatios.

5. Incubadoras cilíndricas según Rana(1986,1988). Al agua no se le aplicóningún tratamiento profiláctico, dadas las dificultades para hacerlo.

6. Incubadoras cilindro-cónicas (Woynarovich) de 60 litros de capaci-dad con aros recubiertos en malla para impedir la fuga de larvas(Cassani & Catan, 1985), y con filtros en Iycra en cada unión de latubería de alimentación de agua hasta la entrada de la incubadora.El agua fue filtrada y esterilizada.

7. Seis incubadoras cónicas con flujo de agua ascendente, tipo Woy-narobich, en forma cónica de 1125 litros de capacidad, fabricadasen nalgeno. El agua de alimentación se almacenó previamente enun tanque de concreto para decantar los sólidos en suspensión, deallí se pasó por un filtro vertical de flujo descendente marca Edos-pina. La temperatura se controló con tres calentadores marca Hacebde 105 litros de capacidad. El agua se bombeó hasta un tanqueaéreo para que llegara por gravedad al equipo de esterilización deluz ultravioleta marca Acuaculture.

8. Seis embudos de vidrio con flujo de aire marca Pirex con capacidadde 175 mi cada uno (Valenti, 1975), colocados dentro de un acuariopara controlar la temperatura con termoreguladores. Se usó aguahervida, con recambio cada día y medio.

Profilaxis de las ovas

Los huevos muertos se extrajeron diariamente de cada incubadora.En los sistemas de incubación donde no se utilizó agua filtrada y este-rilizada, se aplicó verde de malaquita en concentración de 2 ppm sindetener el flujo de agua (Subasinghe & Sommerville, 1985) ó 65 mgpor litro durante 30 segundos cada 24 horas (Wolters et al., 1981 a).

Levante de larvas

Luego de la reabsorción del saco vitelina las larvas fueron tras-ladadas a sitios de levante. Se usaron cuatro confinadores:

Acuarios de 84 litros de volumen, con temperatura y calidad deagua controladas según recomendaciones de Moreno (1985).

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Tanques de concreto de 1,5 m de ancho, 2,5 m de largo y 1 m deprofundidad, provistos de calentadores de 100 vatios yagua fil-trada. El nivel del agua fue mantenido entre 25 y 30 cm. La limpiezase realizó cada dos días por sifoneo.

Estanques en tierra con un área de 105 m2. Atendiendo la suge-rencia de Moreno (1985), se dividieron en dos secciones con mallade 1 mm de diámetro, para alojar en cada lado a los diploides otriploides. El estanque se encaló con 44 g de cal dolomítica/m2. Seadicionó gallinaza a razón de 36 g/m2 inicialmente y 24 g/m2 cada 15días. Se hizo recambio de agua (10% del volumen total) diariamente.

Jaulas de 1,5 x 1,5 x 0,5 m, con ojo de malla de 3 mm, inmersasen un estanque en tierra separadas 1 m entre sí, para no cambiarlas condiciones experimentales de los triploides y diploides.

Alimentación

En la EPA las larvas, una vez reabsorbieron su saco vitelino, se lessuministró Tetramin con 50% de proteína cruda cuatro veces al día(Moreno, 1985; Rana, 1990b). Las larvas en la EPAM fueron alimentadascon una mezcla de truchina con 50% de proteína cruda y leche en polvodel 27% de proteína cruda en relación de 80:20. Diariamente se les sumi-nistró plancton capturado con malla para plancton de 50 micras de ojo.Además se les suministró Artemia con 65 % de proteína cruda marcaArgent poco después de agregado el plancton (Moreno, 1985). Todos losalimentos fueron suministrados ad libitum cada dos horas, para un totalde siete raciones al día desde las 7 AM hasta las 7 PM.

Los animales que se trasladaron al estanque en tierra y a las jaulasfueron alimentados cuatro veces al día (7 & 11 AM, 2 Y 5 PM) conconcentrado Truchina 50, molido y tamizado. El concentrado Se sumi-nistró a saciedad.

Toma de muestras

Se contó el número de individuos deformes durante la incubaciónhasta el momento de la reabsorción del saco vitelino. Se tomaron mues-tras de peces correspondiente al 20% de la población total de los lotesque tuvieron la más alta viabilidad. Las medidas tomadas fueron: pesoy longitud después de la reabsorción del saco vitelino. Se usó unabalanza analítica Mettler H54AR y un vernier marca Scheer Tumico. Latasa espedfica de crecimiento (TEC) se evaluó según la recomendaciónde Watanabe et al. (1992), quienes aplican la siguiente fórmula:


TEC = [ Peso final(g) - Peso inicial(g) 1x 100Tiempo (dlas)

Identificación de ploidia

Se emplearon básicamente las técnicas de Baksi & Means (1988),Kligerman & Bloom (1977). Se capturó el 10% de larvas al día siguientede la reabsorción del saco vitelino y se colocaron en cajas de Petri consolución de colchicina al 0,01-0,02%, por espacio de 2-4 horas (Cassani& Caton, 1985; Chourrout et al., 1986; Don & Avtalion 1986; Varadaraj,1990). Luego de quitarles la cabeza y aletas, se maceraron en soluciónbúfer salina fosfatada (PBS) (Carvajal et al., 1991). Las células se colocaronen solución hipotónica de cloruro de potasio (KCI) 0,075 M durante 20-45min agitando frecuentemente. Después se centrifugó durante 10 min a950-1050 rpm, se adicionaron 6 mi de solución de Carnoy, y las célulasse dejaron 40 min en la solución. Luego se centrifugó a 1000-1300 rpmdurante 10 mino Se hicieron de dos a tres fijaciones más por 20-30 mincon su respectiva centrifugación. Finalmente, se adicionó ácido acéticoglacial en concentración del 48% y se tomaron gotas de la muestra sobreláminas precalentadas a 50 $C. Las láminas se dejaron secar al aire y luegofueron teñidas con colorante Giemsa 10-15 mino Los excesos de colorantese lavaron con agua corriente, y las láminas se secaron al aire. Las meta-fases se observaron al microscopio a 100 Y 1000 aumentos.

A los alevinos triploides se les inyectó intraperitoneal o intramuscular-mente colchicina a razón de 25 microgramos por gramo de peso, dejandoactuar por 1-6 horas (Cassani et al., 1984). Luego el pez se sacrificó parala extracción de riñón y cerebro. Cada tejido fue macerado en PBS, segúnprocedimiento arriba descrito. Se prepararon cinco láminas por especímeny por tejido. Se contaron 50 metafases por lámina. Las mejores metafasesfueron microfotografiadas con microscopios Zeiss y Leiss.

Análisis estadístico

Los datos se analizaron aplicando un diseño completamente al azarcon arreglo factorial 2x7. El modelo estadístico es el siguiente:

Yijk = j.1 +"tj + i + ni + ("telji +eijk


Los datos recopilados. fueron analizados empleando el programaSAS (Statistical Analysis System). Las interacciones que resultaronestadísticamente significativas se analizaron por la prueba SNK (Stu-dent-Newmann-Keuls). Para el ANAVA y la prueba SNK se definió unnivel de significancia del 5%

RESULTADOS y DISCUSION

Parámetros físico-químicos

Estos mostraron gran variación mensual durante el transcurso delos ensayos realizados. La estación de Apulo mostró las mayores varia-ciones respecto a la estación de Gigante, quizás debido a esto hubomás mortalidad en la estación piscícola de Apulo.

Los cambios físicoquímicas promedio más variables en las 8 incu-badoras fueron la alcalinidad (47 - 105 ppm) y la turbidez (32 - 92 cm).El oxígeno promedio varió entre 6.9 y 10 ppm; la temperatura entre 26y 28.3 oC, y el pH entre 7.4 y 8.

Manejo de reproductores

Los mejores sistemas fueron los estanques de cemento en Apulo ylos estanques excavados en tierra en Gigante. Los estanques en con-creto en Gigante dieron escasa cantidad de hembras maduras. Losacuarios de 80 litros no dieron óptimos resultados por su reducida área.Rothbard & Pruginin (1975) y Valenti (1975) usaron acuarios de 500litros de capacidad, los cuales presentan mayor espacio, que mejora lascondiciones de los padrotes para el apareo. Es de anotar la ausencia deluz artificial en el presente ensayo por lo cual las horas luz se reducena 10-12 horas, mientras que Don & Avtalion (1986), Rana (1986),Galman & Avtalion (1989), pudieron garantizar 14-16 horas luz/día,aspecto que influye en la excitación sexual de los reproductores.

Cuando el nivel del agua en los estanques de concreto en Apulosuperaba los 60 cm los peces exhibían mejor comportamiento reproductivoy comían mejor que a niveles de agua menores. Cuando se adicionó gravillaal fondo de los estanques, los machos excavaron nidos. Esta modificaciónfacilitó la visualización de las parejas listas para un desove.


Reproducción inducida

De las tres soluciones aclaradoras preparadas para observar lamigración nuclear en el oocito, la que mejor se comportó fue la quecontenía, además del etanol y el formol, ácido clorhídrico o sulfúrico.Presentan como inconveniente la rapidez de acción, razón por la cualse hizo necesario utilizar bajas concentraciones de los ácidos. La com-posición ideal establecida, con la cual los huevos no se queman y sepueden observar bien, es la siguiente: 1) etanol 60,0%, Formol 39,5%,ácido clorhídrico 0,5%, y 2) etanol 60,0%, formol 39,0%, ácidosulfúrico 1,0%

En todos los ensayos de inducción el resultado fue negativo, coin-cidiendo con lo reportado por Srisakultiew & Wee (1988), quienestampoco lograron reproducción inducida de O. niloticus con extracto depituitaria de carpa china, con dosis de 1 mg, 2,5 mg y 5 mg por kg depeso. Los animales tratados y colocados en acuarios mostraron notoriossíntomas de estrés. En los estanques de concreto la respuesta fue derechazo del macho. Las hembras presentaron reabsorción de los ooci-tos, y todas presentaron involución de las características secundariasreproductivas.

Los animales en los estanques de concreto presentaron compor-tamiento similar al descrito por Rothbard & Pruginin (1975). Las carac-terísticas de reproducción observadas fueron las mismas descritas porRothbard & Pruginin (1975), Y Hepher & Pruginin (1989).

Si se toma como parámetro bueno de fertilización promedia elpropuesto por Chourrout & Itskovich (1983) de 63,7%, entonces elpromedio de fertilización obtenido en este trabajo (80,91 % ± 11,48)es bastante satisfactorio. El resultado obtenido concuerda con el deValenti (1975), quien obtuvo un porcentaje de fertilización del 80% enO. aureus.

Desarrollo embrionario

A lo largo de todos las incubaciones de los desoves manuales se pudoobservar una eclosión más precoz de los diploides respecto a los triploidesinducidos por choque térmico (Tabla 1). Este desarrollo retardado de lostriploides puede ser debido al estrés físico al cual son sometidos los zigotos,presentándose un desarrollo metabólico más lento.

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TABLA No. 1DESARROLLO EMBRIONARIO DE DIPLOIDES y TRIPLOIDES O. NlLOTlCUS,

LINEA GHANA. INCUBADOS EN EL LABORATORIO A 25.21 ± 1.05 -cEDAD

(OlAS/GRADOS)ETAPA DE DESARROLLO

DIPLOIDES TRIPLOIDES

2 Células 1.06-3 2-3.4

4 Células 3-4.35 3.4-4.62

8 Células 4.35-5.68 4.62-5.91

16 Células 5.68-7.73 5.91-8.53

32 Células 7.73-11.2 8.53-11.93

Blástula 12.68-13.33 13.86-14.4

Gástrula 25-26.2 25.81-27

Anillo germinal 38.4-40.1 40-40.85

Formación cabeza 52.8-54 54.18-56.2

Melanóforos 88.5-90 90.66-92.8

Eclosión 100.8-112.6 113.9-122.66

Eficiencia de los sistemas de incubación

Las incubadoras que mejor eficiencia presentaron para los diploidesfueron los embudos de vidrio (35,49%), embudos de decantación(32,84%) y canasta de malla (28,75%). Los triploides mostraron unatendencia de mejor viabilidad en los embudos de vidrio (12,7%1. em-budos de nalgeno (5,8%) y botellas plásticas horizontales (4,18%).

Al comparar la viabilidad de la eclosión obtenida en este estudio, conrespecto a la obtenida por otros autores, se nota una baja eficiencia. En laincubación de diploides los mejores resultados se obtuvieron con canastasde malla y embudos de decantación. Las altas mortalidades en la incu-bación se deben a la gran fluctuación de la calidad del agua, principalmenteen Apulo, donde la calidad del agua fue deficiente. Es de anotar la falta deun sedimentador y filtros de agua en la Estación Piscícola de Apulo y elasentamiento humano kilómetros antes de la bocatoma de agua de laestación, población que arroja los desechos de alcantarillado al río, causade altos recuentos bacterianos en el agua. En varias ocasiones se realizaronanálisis biológicos del agua, encontrándose gran cantidad de cocos,bacilos, protozoarios, larvas de insectos, materia 'orgánica y otros.

Con el fin de mejorar la calidad del agua en Apulo, se hizo necesariocrear sistemas rudimentarios de filtración y desinfección a base de mate-riales como carbón activado, zeolita y gravilla. En general, cuando las


condiciones del agua se mejoraron, aumentó la viabilidad de los huevos.Aunque la luz ultravioleta y la filtración fueron efectivas para aumentar laviabilidad, no se logró alcanzar los promedios de otros autores (Tabla 2),debido a que usaron sistemas de recirculación de agua con filtros de altaefectividad y varias lámparas ultravioleta, o grandes cantidades de antibióti-cos de amplio espectro (Penicilina G y Sulfato de Estreptomicina).

TABLA No. 2PORCENTAJE DE VIABILIDAD O ECLOSION DE TRIPLOIDES DE CUATRO

LINEAS DE O. NlLOT/CUS EPA = ESTACION PICICOLA DE APULO.EPAM = ESTACION PISCICOLA ALTO MAGDALENA

LINEA CHOQUE VIABILIDAD AUTOR(oC) (0/0)

Africana 39.5-41.5 69.54 Chourrout &(Kenya) Iskovich (1983)

39.5-41.5 61.93 ..39.5-41.5 55.15 ..39.5-41.5 31.73 - -

Egipcia 40.8-41.1 31.91 Penman et al.(1987b)

Filipina 40.4-41.5 8 Don & Avtalion(Israel) (1988a)

11 45.5 - -

40.5 14 Don & Avtalion(1988b)

11 50 ..Ghana 41.5 49.57 Este trabajo(EPA)

11.3 1.10 ..(EPAM) 42 5.97 ..

11 30.90 ..10.8 1.81 ..11 3.60 ..

La quimioterapia aumentó las tasas de viabilidad

Los ensayos con mezcla de antibiótico presentaron buenos lndicesde eclosión. Cuando se agregaron antibióticos o antimicóticos se ob-servó un aumento de los vasos que recubren el corión; es muy posibleuna absorción del medicamento. Huevos incubados con antimicótico(Micostatina, 500 mg/80 litros de agua) presentaron bajas mortali-dades. Se probaron baños de formol al 1% en huevos de 48 horas dela fertilización, que aparentemente dieron resultados.


FIGURA No. 1 Metafase triploide (3n = 66) en riñón de O. niloticus. Observesela repetición 3 veces del cromosona 1 (más grande)

La profilaxis, inmersión de implementos en permanganato de pota-sio (KMn04), azul de metileno, el uso de sal en el agua de incubacióny la 'total' esterilidad en 105 desoves dieron por lo general buenosresultados.

Inducción de triploidía

Todas las larvas y alevinos sometidos a estudio citogenético fuerontriploides (Fig.. 1). Esto indica la efectividad de los choques térrmcos frfos ycalientes para inducir la triploidia. La inducción de tripoidia causó gran cantidadde individuos deformes (porcentajes promedio de 16,34 ± 3,45 en choque frfoy 19,32 ± 5,3 con choque caliente), como desviaciones de la columna vertebral(escoliosis, lordosis, cifosis), cuerpos desproporcionados, animales sin boca,ojos y aletas, larvas carentes de aletas. Otros autores obtuvieron proporcionesvariables de peces triploides deformes, ocasionados por los choques tér-micos en tilapias (e. g. Pandian & Varadaraj, 1988, obtuvieron anormali-dades del 15%; Varadaraj & Pandian, 1989, 2-6%; Varadaraj & Pandian,1990, 13-75%).

58 D. H. MARTINEZ. C. CELlS & P. CALA: TRIPLOIDIA TILAPIA

Nagy et al. (1978, citados por Don & Avtalion, 1988c) y Gervai etal. (1980) sugieren que las deformidades son producto de la consan-guinidad que permiten la expresión de genes recesivos letales. También,las deformidades pueden ser debidas a mutaciones producidas por eldrástico choque térmico al cual son sometidos los huevos.

La viabilidad por el choque térmico fue variable (8,4% a 74,37%con choque caliente, y 0,879% hasta 49,37% con choque frío). Lasviabilidades posteclosión de los triploides siguieron una tendencia simi-lar al diploide hasta los 20 días (41.5 oC) y 30 días (11 y 10.8 oC),momento en el cual se observó un descenso vertiginoso de la curva deviabilidad. En contraposición, la viabilidad del diploide muestra una claratendencia a estabilizarse. Las mortalidades posteclosión están re-lacionadas directamente con la producción de larvas deformes, puesson las primeras en morir, presentándose dificultades para el nado ybalance en el agua.

La Tabla 2 muestra las diferencias de viabilidad en cuatro líneas deO. niloticus, de las siete reportadas por MaClean & Dizon (1990). Segúnla literatura, la línea Ghana se ensayó por primera vez a nivel mundial.Es muy probable aceptar la hipótesis lanzada por Don & Avtalion(1988a), y Solar et al. (1984), que la mortalidad es debida al diferenteorigen de las líneas. Cassani & Caton (1985) piensan que la retencióndel cuerpo polar o su susceptibilidad a choques diversos dependen detendencias genéticas. A ésto, y a la calidad de los huevos, Rana (1988)atribuye los distintos resultados en comparación con otros autores.

La línea Ghana presentó resultados muy extremos, especialmenteentre las dos estaciones, posiblemente debido a la diversa consanguini-dad que a su vez afecta la cantidad de genes recesivos letales. EnApulose presume un alto coeficiente de consanguinidad, dado el mal manejode la reproducción, en contraste con la estación Alto Magdalena enGigante donde la reproducción se lleva a cabo mediante grupos cruzadosevitando en algo el alto grado de consanguinidad. Se cree que las líneasmás puras y especializadas se adaptan mejor al choque frío. Otra hipó-tesis que se abre paso es la de la diferencia de hembras usadas en pesoy edad. Según Rana (1985), Rana & Macintosh (1988) y Rana (1990a),la calidad del huevo y su viabilidad a factores externos dependen delpeso y edad de la hembra. Hembras pequeñas producen muchoshuevos, pero pequeños y frágiles (Cassani & Caton, 1985).

Los triploides eran lentos, asustadizos, aturdidos, lerdos. En com-paración con los diploides, no presentaron gran avidez por la comida ala hora de la alimentación. Quizá estas causas provocaron la mayor


mortalidad en el primer mes de edad. También la mortalidad se atribuyea la cantidad de vitelo contenido por los triploides durante sus primerasetapas, lo cual se relaciona directamente con el crecimiento y su-pervivencia del alevino.

Penman et al. (1987a) reportan aumento de la mortalidad de O.niloticus, línea egipcia, a la quinta semana al cambiarlos de medio.Valenti (1975) menciona una gran mortalidad alrededor de la sextasemana de edad de los animales tratados con choques térmicos en suetapa zigótica. Los alevinos triploides, al mes de nacidos, se introdujeronen jaulas en el estanque en tierra. La mortalidad se inició 10 días despuésde ser introducidos. Cabe anotar que los ensayos de crecimiento hechospor otros autores (e.g. Penman et al., 1987b; Rana, 1990a), han sidoen estanques con control del ambiente y de la temperatura, parámetrosque no fueron controlados en el presente trabajo, por lo que se piensaque los triploides obtenidos por este drástico sistema son susceptiblesde morir en condiciones de cultivo comercial, sin la temperatura optimadel agua.

La mayoría de autores (e. g. Valenti, 1975; Shah, 1986; Penmanet al., 1987b; Don & Avtalion, 1988a), en diversas especies de tilapias,observaron diferencias en viabilidad, principalmente desde el choquehasta la reabsorción del saco vitelino. Muchos piensan que ésta dependedel choque, del tiempo de aplicación, de la calidad del huevo, de la líneagenética y de otros factores que es necesario estudiar con más profundidad.

Crecimiento

El crecimiento, según el análisis de varianza, a un nivel de significanciap < 0,05, demostró ser igual en triploides y diploides. Cada variable derespuesta mostró no ser significativa. El incremento en peso fue igual paralas dos poblaciones (p = 0,3529). La longitud total (p = 0,2272) y lalongitud estándar (p = 0,2377) fueron similares en cada población anali-zada. Sinembargo, se observó un aparente mayor incremento en el pesoy tasa específica de crecimiento de los triploides respecto al diploide, expli-cable por la mayor mortalidad de las colas del grupo de triploides (Tabla 3).

Penman et al. (1987b), en O. niloticus, línea egipcia, registranmenor crecimiento en triploides que en diploides a las 21 y 25 semanasde edad, con un aumento de mortalidad a la quinta semana. Shah (1986)en O. niloticus, línea egipcia, indica una inferioridad general de lostriploides a las 32 semanas de edad.


TABLA No. 3TASA ESPECIFICA DE CRECIMIENTO (TEC) y GANANCIA DE PESO

DE TRIPLOIDES y DIPLOIDES DURANTE EL LEVANTEEDAD PESO LONGITUD LONGITUD TEC GANANCIA(dfas) (g) TOTAL STANDAR (%) PESO

(cm) (cm) (a)

TRIPLOIDES

10 0.0127 0.94 0.8135 0.0732 1.63 1.26 0.242 0.060550 0.1156 2.06 1.6 0.26 0.042365 4.4475 6.05 4.9 8.06 4.331875 13.785 8.16 6.65 21.2 9.337192 21.623 10.06 8.23 26.35 7.8384104 26.563 10.99 9 28.24 4.9395

DIPLOIDES

10 0.0109 1.03 0.8335 0.0884 1.68 1.27 0.31 0.0774950 0.1398 2.12 1.7 0.322 0.0513465 4.2154 5.72 4.65 7.64 4.0756475 13.7846 7.53 6.30 19.55 8.505592 18.1530 9.913 8.07 22.12 5.4321104 22.3300 10.41 8.45 23.71 4.1471

En otras especies los diploides y triploides crecen igualmente en lasetapas de prelevante y levante, i. e. Cyprinus carpio (Gervai et ai.,1980), Ctenopharyngodon idella (Cassani & Caton, 1986), Ictalaruspunctatus (Chrisman et al., 1983) y Oncorhynchus mykiss (Espinosa DeLos Monteros & Labarta, 1987; Chourrout et al., 1986; Solar et al., 1984).

Chourrout (Com. per.) recomienda producir tetraploides machospara cruzarlos con hembras diploides. Estos triploides presentan menosestrés que los obtenidos por los diferentes choques, los cuales puedenllegar a edades avanzadas y observarse mejor sus características deesterilidad y producción.

Estudio citogenético

El método de análisis cromosomal empleado en esta investigaciónfue eficiente para la identificación de la triploidía. Se comprobó elnúmero diploide (2n = 44 cromosomas) y el triploide (3n = 66 cro-mosomas) (Fig. 1 Y 2), en donde la mayoría de cromosomas son sub-telocéntricos. De igual forma se observa el cromosoma tres veces másgrande, el cual confirma la triploidia (Fig. 1). El mejor tejido para lapreparación de láminas resultó ser el de riñón, confirmando lo estudiadopor Kligerman & Bloom (1977), Cassani et al. (1984), y Carvajal et al.


FIGURA No. 2 Metafase diploide (2n = 44) en riñón de o. niloticus.

(1991). Con este tejido se obtuvieron hasta 600 metafases por láminaen comparación a otros tejidos como cerebro y larva macerada, dondese lograron hasta 200 metafases. Los peores tejidos para obtener altorndice rnltótlco fueron los de hrgado, branquias, corazón, gónadas eintestino (menos de 50 metafases por lámina).

Ensayos realizados en embriones con concentraciones de colchicinade 0,01-0,03%, inmersos durante dos horas dieron resultados nega-tivos, presentándose cristalización de la parte energética del huevo, loque impidió su resuspensión. Esta caracterfstica es reportada por Baksi& Means (1988), pero ellos obtuvieron buenos resultados en huevos deCyprinodon varie-gatus. Chourrout & Itskovich (1983) y Don & Avtalion(1986), de igual forma lograron excelentes metafases en embriones de40 horas de edad.

En prelarvas y larvas se lograron excelentes resultados usando con-centraciones de colchicina de 0,01 - 0,02% en inmersión. Baksi &Means (1988), Cassani & Caton (1985), y Varadaraj (1990) logranresultados similares con carpa y tilapia.

Se logró establecer que se necesitan tres o más fijaciones en solu-ción Carnoy para obtener un buen preparado, de igual forma que eltiempo en solución hipotónica 0,075M debe ser de 20-35 minutos.


Conclusiones

Estanques de concreto, con capacidad mayor de 80 litros y tempera-turas entre los 26 y 28 oC, dieron buenos resultados en la reproducciónde Oreochromis niloticus. No es necesaria la presencia de los machos enel mismo estanque para que se presente ovulación en las hembras de O.niloticus, pero su presencia influye en el intervalo entre los desoves.

La solución Buffer fosfatada y el suero fisiológico son aptos paralograr altos porcentajes de fertilización. La viabilidad de los huevos detilapia nilótica en sistemas de incubación artificial requiere poco estrésmecánico yagua de excelente calidad.

El desarrollo embrionario depende de las condiciones de incubacióny de la temperatura. Los embriones son muy susceptibles al estrés, loque afecta su tiempo de eclosión. La temperatura del choque térmicoafecta el tiempo de eclosión en la triploidía.

Los choques térmicos calientes y fríos fueron eficientes en la pro-ducción de triploides de O. niloticus, línea Ghana. El choque producedeformidades en los peces. El choque térmico afecta la vitalidad, elapetito y la rusticidad de las larvas.

La viabilidad de los triploides depende del choque, la líneatratada, la consan-guinidad, la edad y el pesode la hembra, lamadurezexacta de los huevos, Yotrosfactores del medio ambiente. Hembrasmayores de un año, con pesos superioresa los 300400 g producen mejor calidad de oocitos. No hubo diferencia signifi-cativa en el crecimiento de larvas y alevinos de triploides y diploides.

Agradecimientos

Parte del trabajo se realizó en el Departamento de Biología y Facultad deVeterinaria y Zootecnia de la Universidad Nacional de Colombia. Sincerosagradecimientos para C. Restrepo y N. Contreras, del Laboratorio de Genéticadel Hospital San José y Colegio Mayor de Nuestra Señora del Rosario, porsu colaboración financiera y asesoría en la estandarización de los cariotiposy determinación de la triploidía. Para J. Berdugo, por su colaboración yorientación en la estandarización del conteo cromosomal. Para C. Useche ydemás personal de la Estación Piscícola del Alto Magdalena (INPA), por elapoyo en la realización parcial experimental del presente trabajo. Para N.Martínez, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Na-cional de Colombia, por su asesoría en la estadística. Al personal adscritoa la Sección de Hidrobiología de la CAR por su colaboración durante losensayos preliminares realizados en la Estación Piscfcola de Apulo.


BIBLlOGRAFIABAKSI, S. M. y J. C. Means. 1988. Preparation of chromosomes from early stages of

fish for cytogenetic analysis. J. Fish Biol. 32: 321-325.

CALA, P. 1989. Sinopsis sobre la problemática de la acuicultura en Colombia, en relacióncon las especies exóticas. Mem. Taller Introd. Especies Hidobiol. Acuicult., Red. Nal.Acuicult., Colciencias, Bogotá oct. 1989. 29-33 pp.

CARVAJAL, S. C. ALZATE y G. HURTADO. 1991. Análisis cariológico de dos especiesicticas que habitan la parte alta del rfo Cauca: Pimelodus grosskopfii y Pimelodusclarias. Trabajo presentado en el XXVI Congreso Nacional de Ciencias Biológicas -Barranquilla. Universidad del Cauca, Popayan, 20-26 pp.

CASSANI, J. Y W. E. CANTON. 1985. Induced triploidy in grass carp, Ctenopharyngodonidel/a VAL. Aquaculture, 46: 37-44.

CASSINI, J. Y W. E. CANTON. 1986. Efficient production of triploid grass carp (Cteno-pharyngodon idel/a) utilizing hydrostatic pressure. Aquaculture, 55: 43-50.

CASSANI, J. R., W. E. CANTON y B. CLARK. 1984. Morphological comparisons of diploidand triploid hybrid grass carp, Ctenopharyngodon idella Ó' X Hypothalmichthysnobilis (/ J. Fish Biol., 25: 269-278.

HOURROUT, D. 1986a. Genetic manipulations in fish; review of methods. INRA. InstituteNational de la Recherche Agronomique. Laboratoire de Genétique des Poissons.JOSAS, Francia, 26 p.

CHOURROUT, D. Y J. ITSKOVICH. 1983. Three manipulations permitted by artifitialinsemination in Tilapia: induced diploid gynogenesis, production of all triploid popu-lations and intergeneric hibridization. In L. FISHELSON and Z. YARON (eds.) Pro-ceedings International Symposium on Tilapia in Aquaculture. Tel-Aviv, Israel. 246-255 pp.

CHOURROUT, D., B. CHEVASSUS, F. KRIEG, A. HAPPE, G. BURGER y P. RENARD. 1986.Production of second generation triploid and tetraploid rainbow trout by matingtetraploid males and diploid females - potential of tetraploid fish. Theor. Appl. Genet.72: 193-206.

CHOURROUT, D., B. CHEVASSUS y R. GUYOMARD. 1987. La mejora genética de lospeces. Mundo Cientfflco 63 (6): 1078- 1088.

CHRISMAN, C. L., W. R. WOL TERS y G. S. LlBEY. 1983. Triploidy in channel catfish. J.World Maricult. Society. 14: 279-293.

DON, J. Y R. R. AVTALlAN. 1986. The induction of triploidy in Oreochromis aureus byheat shock. Theor. Appl. Genet. 72: 186-192.

DON, J. Y R. R. AVTALlAN. 1988a. Comparative study on the induction of triploidy inTilapias, using cold and heat shock techniques. J. Fish Biol. 32: 665-672.


DON, J. Y R. R. AVTALlAN. 1988b. Productions of viab'e tetraploid Tilapias using thecold shock technique. The Israel Journal of Aquaculture-Bamidgeh, 40 (1): 17-21.

DON, J. Y R. R. AVTALlON. 1988c. Production of F1 and F2 diploid gynogenetic Tilapiasand analysis of the "Hertwig curve" obtained using ultraviolet irradiated sperm.Theor. Appl. Genet.76: 253-259.

ESPINOSA DE LOS MONTEROS, J. Y U. LABARTA (Eds.) 1987. Genética en acuicultura.Comision Asesora de Investigación Científica y Técnica (CAICYT). U. Madrid,España. 339 p.

GALMAN, O. R. y R. R. AVTALlON. 1989. Further study of the embrionic developmentof Oreochromis niloticus (Cichlidae, Teleosteil using scanning electron microscopy.J. Fish Biol., 34: 653-664.

GERVAI, J., S. PETER, A. NAGY, L. HORVATH y U. CSANYI. 1980. Induced triploidy incarp, Cyprinus carpio L. J. Fish Biol., 17: 667-671.

HARVEY, B. J. Y W. S. HOAR. 1980. Teoría y práctica de la reproducción inducida enlos peces. Ottawa, Canada. 48 p.

HEPHER, B. Y Y. PRUGININ. 1989. Cultivo de peces comerciales. Iímusa, México D. F. 380 p.

KLlGERMAN, A. D. Y S. E. BLOOM. 1977. Rapid chromosome preparation from solidtissues of fishes. J. Fish Res. Board Can. 34: 266-269.

MACLEAN, J. L. Y L. DIZON (eds). 1990. Report. International Center for Living AquaticResources Management (lCLARM), Manila. 95 p.

MORENO O., J. M. 1985. El uso de hormona (17-alfa metiltestosterona) en alevinos deTilapia nilótica para la producción de tilapias monosexuales en Panamá. Rev. Lat.Acui. 24 (44): 22-29.

PANDIAN, T. J. Y K. VARADARAJ. 1988. Techniques for producing all -male and all-triploid Oreochromis mossambicus. In the Second International Symposium on Tilapiain Aquaculture. Conference Proceedings 15: 243-249. Department of Fisheries,Bangkok, Thailand, and International Center for Living Aquatic Resources Manege-ment, Manila, Philippines.

PANDIAN, T. J. Y K. VARADARAJ. 1990. Techniques to produce 100% male Tilapia.NAGA The ICLARM. Ouarterly 13 (3): 3-17.

PENMAN, D. J., M. S. SHAH, J. A. BEARDMORE y D. O. F. S'<IBINSKI. 1987. Sex ratio sof gynogenetic and triploid Tilapia. Proc. World Symp. on Selection, Hybridizationand Genetic Engineering in Aquaculture, Berlin. 267-276.

PENMAN,. D. J., D. O. F. SKIBINSKI y J. A. BEARDMORE. 1987. Survival, grown rateand maturity in triploid Tilapia. Proc. World Symp. on Selection, Hybridization andGenetic Engineering in Aquaculture, Berlin, 277-288 pp.

PEREZ, J. Y A. BEAUMONT. 1990. Mejoramiento genético en acuicultura. Boletín RedAcuicultura, 4(2): 3-13.

ACTA .BIOLOGICA COLOMBIANA No. 9, 1995 65

PIEDRAHITA, H. yA. MONTOYA. 1988. Manual de piscicultura. Secretaria de Agriculturade Antioquia, Medellin. 51 p.

RANA, K. J. 1985. Influence of egg size on the growth, onset of feeding, point-of-no-return,and survival of unfed Oreochromis mossambicus fry Aquaculture, 46: 119-131.

RANA, K. J. 1986. An evaluation of two types of containers for the artificial incubationof Oreochromis eggs. Aquaculture and fisheries manegement, 17: 139-145.

RANA, K. J. 1988. Reproductive biology and the hatchery rearing of Tilapia eggs and fry.In J. F. Muir, and R. J. Roberts (eds.) Recent advances in aquaculture, Vol (3):344-405. Cambridge. Great Britain

RANA, K. J. 1990a. Influence of incubation temperature on Oreochromis niloticus (L.)

eggs and fry 1. Gross embryology, temperature tolerance and rates of embrionicdevelopment. Aquaculture 87: 165-181.

RANA, K. J. 1990b. The influence of maternal age and delayed initial feeding on thesurvival and growth of previously unfed O. niloticus (L.) and O. mossambicus (Peters)fry Aquaculture, 91: 295-310.

RANA, K. J. Y D. J. MACINTOSH. 1988. A comparison of the quality of hatchery-rearedOreochromis niloticus and O. mosambicus fry. In RSV Pullin, T. Bhukaswan, K.Tonguthai, and J. L. Maclearn (eds.) The Second International Symposium on Tilapiain Aquaculture. ICLARM Conference Proceedings 15: 499-502. Department of Fishe-ríes, Bangkok, Thailand, and International Center for Living Aquatic ResourcesManegement, Manila, Philippines.

RODRIGUEZ, G. H., E. ANZOLA Y C. LARA. 1988. Prevención y tratamiento de lasenfermedades de los peces. INDERENA. 39 p.

ROTHBARD, S. y Y. PRUGININ. 1975. Induced spawning and artificial incubation ofTilapia. Aquaculture, 5: 315-321.

SHAH, M. S. 1986. Triploid tilapia (Oreochromis niloticus) and their growth performancewith normal diploid. Proc.of the 11th anual Bangladesh Science Conference section2. Dhaka, Bangladesh. 24 p.

SOLAR, 1. l., E. M. DONALDSON y G. A. HUNTER. 1984. Induction of triploidy in raimbowtrout (Salmo gairdneri Richardson) by heat shock, and investigation of early growth.Aquaculture, 42: 57-67.

SRISAKULTIEW, P., Y K. L. WEE. 1988. Synchronous spawning of ni le tilapia throughhypophysation and temperature manipulation. In R. S. Pullin, T. Bhukaswan, K.Tonghutai, and J. MaClean (eds.) The 2nd. International Symposium on Tilapia inAquaculture. ICLARM, Conference Proceeding 15: 275-284. Department of FisheriesBangkok, Thailand and ICLARM.

SUBASINGHE, R. P. YC. SOMMERVILLE. 1985. Disinfetion of Oreochromis mossambicus(Peters) eggs againts commonly occurring potentially pathogenic bacteria and fungi un-der artificial hatchery conditions. Aquacult. fish. Man. 16: 121-127.


TAVE, D. 1990. Genetics and breeding: chromosomal manipulation. Aquaculture Man-agement, 16 (1): 62-65.

TREWAVAS, E. 1982. Tilapias: taxonomic and speciation. In R. S. V. Pullin, and R. H.Lowe McConnell (eds.) The Biology and culture of Tilapias. ICLARM ConferenceProceedings 7:3-13. International Center for Living Aquatic Resources Management,Manila, Philippines.

VALENTI, R. J. 1975. Induced poliploidy in Tilapia aurea (Steindachner) by means oftemperature shock treatment. J. Fish Biol. 7: 519-528.

VARADARAJ, K. 1990. Dominant red color morphology used to detect paternal contarnl-nation in batches of Oreochromis mossambicus (Peters) gynogens. Aquaculture andFisheries Management, 21: 163-172.

VARADARAJ, K. Y T. J. PANDIAN. 1988. Induction of triploids in Oreochromis mossem-bicus by thermal, hydrostatic pressure and chemical shocks. Proc. AquacultureInternational Congress and exposition. 531-535.

VARADARAJ, K. Y T. J. PANDIAN. 1989. Induction of allotriploids in the hybrids ofOreochromis mossambicus female X red tilapia male. Proc. Indian acad. sci. (Anim.seu. 98 (5): 351-358.

VARADARAJ, K. Y T. J. PANDIAN. 1990. Production of all-female sterile-triploid Oreo-chromis mossambicus. Aquaculture, 84: 117- 123.

WATANABE, W. O., S. J. SMITH, R. 1. WICKLUND y B. L. OLLA. 1992. Hatcheryproduction of florida red tilapia seed in brakishwater tanks under natural-rnouthbrood-ing and clutch-removal methods. Aquaculture, 102: 77-88.

WOLTERS, W. R., C. L. CHRISMAN, and G. S. LlBEY. 1981. Limphocyte culture forchromosomal analyses of channel catfish, Ictalarus punctatus. Copeia 2: 503-504.

YAMAZAKI, F. 1983. Sex control and manipulation in fish. Aquaculture. 33: 329-354.

viabilidad v crecimiento depoblaciones diploidesv … · 2014-06-27 · 44 d. h. martinez, c. cells...

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