valorizaciÓn energÉtica y tratamiento de …

UNIVERSIDAD DE CASTILLA-LA MANCHA

FACULTAD DE CIENCIAS Y TECNOLOGÍAS QUÍMICAS

DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA

VALORIZACIÓN ENERGÉTICA Y TRATAMIENTO

DE EFLUENTES RESIDUALES MEDIANTE CELDAS

DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS

Memoria que para optar al título de doctor por la Universidad de

Castilla-La Mancha presenta:

Araceli González del Campo García-Villarrubia

Directores:

Francisco Jesús Fernández Morales

Justo Lobato Bajo

Ciudad Real, 2015

D. Francisco Jesús Fernández Morales y D. Justo Lobato Bajo, Profesores Titulares

de Ingeniería Química de la Universidad de Castilla-La Mancha,

CERTIFICAN:

Que el presente trabajo de investigación titulado: “Valorización energética y tratamiento

de efluentes residuales mediante celdas de combustible microbiológicas” constituye la

memoria que presenta Dña. Araceli González del Campo García-Villarrubia para

aspirar al grado de Doctor por la Universidad de Castilla-La Mancha en el programa de

Doctorado de Ingeniería Química y Ambiental, y que ha sido realizado en los laboratorios

del Departamento de Ingeniería Química de la Universidad de Castilla-La Mancha bajo su

dirección.

Y para que conste a los efectos oportunos, firman el presente certificado.

En Ciudad Real, a 9 de Febrero de 2015.

D. Francisco Jesús Fernández Morales D. Justo Lobato Bajo

En estas líneas me gustaría mostrar mi agradecimiento a aquellas personas que han

contribuido al desarrollo de esta tesis doctoral.

En primer lugar, me gustaría agradecer al Departamento de Ingeniería Química de

Castilla-La Mancha la oportunidad que me ha dado para poder realizar esta Tesis

Doctoral. En especial, me gustaría mostrar mi más sentido agradecimiento a mis

directores, Francisco Jesús Fernández Morales y Justo Lobato Bajo. Gracias a ambos

por su dedicación en esta Tesis Doctoral, por todo lo que me han enseñado, por su

ayuda, por su supervisión y seguimiento y porque sin ellos este trabajo no hubiese sido

posible. Gracias a Manuel Andrés Rodrigo Rodrigo, por sus ideas, por su implicación y

dedicación en esta tesis doctoral. Quisiera dar las gracias también a Pablo Cañizares

por su interés y seguimiento en esta Tesis Doctoral, y a Antonio de Lucas, coordinador

del programa de doctorado, por su esfuerzo por darnos la mejor formación en el ámbito

académico y de la investigación.

También me gustaría agradecer a la JCCM la financiación de esta investigación a través

del proyecto POII10-0329-5194 desde 2010 hasta 2013.

Me gustaría dar las gracias a los compañeros del Departamento de Ingeniería Química,

en particular al grupo de Ingeniería Electroquímica y Ambiental, por hacer que el

trabajo resulte más ameno, por su apoyo y por las experiencias compartidas durante mi

estancia en el Departamento.

A todos aquellos que han pasado por el Laboratorio de Aguas del ITQUIMA, durante la

realización de esta Tesis Doctoral, por convertir el laboratorio en un lugar de trabajo en

el que da gusto estar. Me gustaría dar las gracias a mis alumnos de Desarrollo Práctico

Industrial, por haber contribuido en gran parte a la experimentación de esta Tesis

Doctoral durante la realización de su Desarrollo Práctico Industrial, porque habéis

compartido conmigo los momentos más complicados de la experimentación, por vuestra

dedicación, por vuestra capacidad de trabajo, especialmente fuera del horario lectivo e

incluso en días festivos.

Finalmente, a mis seres queridos y amigos, por su apoyo, por su compresión, paciencia y

ánimo en los momentos difíciles, por creer en mí y por estar siempre a mi lado, en los

buenos y en los malos momentos.

A todos ellos, MUCHAS GRACIAS.

Producción científica

______________________________________________________________________

I. ARTÍCULOS CIENTÍFICOS

II. CONTRIBUCIONES A CONGRESOS

i. Conferencia invitada

ii. Contribuciones orales

iii. Pósteres

III. PUBLICACIONES EN ACTAS DE CONGRESOS

IV. CAPÍTULOS DE LIBRO

PR

OD

UC

CIÓ

N C

IEN

TÍF

ICA


I. ARTÍCULOS CIENTÍFICOS

1. González del Campo A, Cañizares P, Lobato J, Rodrigo MA, Fernández FJ.

Electricity production by integration of acidogenic fermentation of fruit juice

wastewater and fuel cells. Int J Hydrogen Energ. 2012;37(11):9028-9037.

2. González del Campo A, Lobato J, Cañizares P, Rodrigo MA, Fernández Morales

FJ. Short-term effects of temperature and COD in a microbial fuel cell. Appl

Energy. 2013;101:213-217.

3. Lobato J, González del Campo A, Fernández FJ, Cañizares P, Rodrigo MA.

Lagooning microbial fuel cells: A first approach by coupling electricity-producing

microorganisms and algae. Appl Energy. 2013;110:220-226.

4. González del Campo A, Cañizares P, Rodrigo MA, Fernández FJ, Lobato J.

Microbial fuel cell with an algae-assisted cathode: A preliminary assessment. J

Power Sources. 2013;242:638-645.

5. González del Campo A, Fernández FJ, Cañizares P, Rodrigo MA, Pinar FJ,

Lobato J. Energy recovery of biogas from juice wastewater through a short high

temperature PEMFC stack. Int J Hydrogen Energ. 2014;39(13):6937-6943.

6. González del Campo A, Pérez JF, Cañizares P, Rodrigo MA, Fernández FJ,

Lobato J. Study of a photosynthetic MFC for energy recovery from industrial fruit

juice wastewater. Int J Hydrogen Energ. 2014;39(36):21828-21836.

7. González del Campo A, Lobato J, Cañizares P, Rodrigo MA, Fernández FJ.

Cathodic optimization of a MFC for energy recovery from industrial wastewater.

Chemical Engineering Transactions. 2014; 41:145-150.

8. González del Campo A, Pérez JF, Cañizares P, Rodrigo MA, Fernández FJ,

Lobato J. Characterization of light/dark cycle and long-term performance test in a

photosynthetic microbial fuel cell. Fuel. 2015;140:209-216.

II. CONTRIBUCIONES A CONGRESOS

i. Conferencia invitada

1. Fernández FJ, Lobato J, Rodrigo M, Serrano L, González del Campo A.

Integrating photosynthesis with microbial fuel cell. 11th International Chemical

and Biological Engineering Conference. Lisboa (Portugal). Septiembre 2011.

ii. Contribuciones orales

Congresos internacionales

1. González del Campo A, Rodrigo M, Lobato J, Fernández FJ. COD and

temperature stress-tests in a micro microbial fuel cell. 9th European Symposium

on Electrochemical Engineering. Chania (Grecia). Junio 2011.

2. Fernández FJ, González del Campo A, Cañizares P, Lobato J. Hydrogen

production by acidogenic fermentation of waste carbohydrates. 6th Dubrovnik

Conference on Sustainable Development of Energy, Water and Environment

Systems. Dubrovnik (Croacia). Septiembre 2011.

3. González del Campo A, Rodrigo M. Lobato J, Fernández FJ. COD and

temperatura stress-tests in micro microbial fuel cell. 6th Dubrovnik Conference on

Sustainable Development of Energy, Water and Environment Systems.

Dubrovnik (Croacia). Septiembre 2011.


Comparative electrogenic behavior of microbial fuel cell acclimatized under batch

or continuous operational modes. ANQUE International Congress of Chemical

Engineering 2012. Sevilla (España). Junio 2012.

5. Lobato J, Rodrigo MA, Cañizares P, Fernández FJ, González del Campo A. Bio-

hydrogen Production and Energy Harvesting through a High Temperature PEMFC

Stack with Composite PBI Based Membranes. 64th Annual Meeting of the

International Society of Electrochemistry. Santiago de Queretaro (México).

Septiembre 2013.

6. González del Campo A, Cañizares P, Lobato J, Rodrigo MA, Fernandez F.J.

Power Response of a Micro-Scale Microbial Fuel Cell for Transient Activation-

Deactivations. 64th Annual Meeting of the International Society of

Electrochemistry. Santiago de Queretaro (México). Septiembre 2013.

7. Trapero JR, González del Campo A, Fernández FJ, Horcajada L, Cañizares P,

Rodrigo MA, Lobato J. Microbial fuel cells (MFCs) for watewater treatment and

energy production. Energy and Environment Knowledge Week. Toledo (España).

Noviembre 2013.


8. González A, Lobato J, Cañizares P, Rodrigo MA., Fernández FJ. External load

influence on microbial fuel cell performance. Energy and Environment

Knowledge Week. Toledo (España). Noviembre 2013.

9. González del Campo A, Pérez FJ, Cañizares P, Fernández FJ, Rodrigo MA,


juice wastewater. 5th European Fuel Cell Technology & Applications Conference

- Piero Lunghi Conference. Roma (Italia). Diciembre 2013.

Congresos nacionales

1. González del Campo A, Infantes D, Villaseñor J, Fernández FJ. Hydrogen

generation from agro-food wastewater. 2nd Spain National Young Water

Professionals Conference. Madrid (España). Junio 2011.

2. Fernández FJ, González del Campo A, Pinar FJ, Cañizares P, Lobato J.

Producción de hidrógeno a partir de aguas residuales de las industrias de zumos de

frutas. III Iberian Symposium on Hydrogen, Fuel Cells and Advanced Batteries.

Zaragoza (España). Junio 2011.

3. González del Campo A, Cañizares P, Lobato J, Rodrigo MA, Vivar L, Fernández

FJ. Biocelda de combustible con cátodo asistido con algas. Un primer estudio. V

Congreso Nacional de Pilas de Combustible. Madrid (España). Noviembre 2012.

4. González del Campo A, Lobato J, Fernández FJ. Celdas de combustible

microbianas: bacterias que generan electricidad a partir de residuos. VII Simposio

Ciencia Joven. Ciudad Real (España). Mayo 2013.

iii. Pósteres

Congresos internacionales

1. González del Campo A, Rodrigo M, Lobato J, Fernández FJ. Aclimatization stage

of a micro-microbial fuel cell. 3rd international Microbial Fuel Cell Conference.

Leeuwarden (Holanda). Junio 2011.

2. González del Campo A, Cañizares P, Fernández FJ, Rodrigo MA, Lobato J.

Electrochemical study of a mediator-less MFC with a cathode assisted by algae.

63rd Annual Meeting of the International Society of Electrochemistry. Praga

(República Checa). Agosto 2012.

3. González del Campo A, Rodrigo MA, Cañizares P, Lobato J, Fernandez F.J.

Study of the cathodic compartment of a MFC assisted by algae. 6th European

Summer School on Electrochemical Engineering. Zadar (Croacia). Septiembre

2012.

4. González del Campo A, Cañizares P, Lobato J, Rodrigo MA, Fernández FJ. Must

and fruit juice wastewaters fermentation to Hydrogen. 4th European PEFC and H2

Forum 2013. Lucerne (Suiza). Julio 2013.

Congresos nacionales

1. González del Campo A, Infantes D, Villaseñor J, Fernández FJ. Producción de

bio-hidrógeno a partir del tratamiento anaerobio acidogénico de aguas residuales

de bodega. Mesa Española de Tratamiento de Aguas. Bilbao (España). Diciembre

2010.

2. González del Campo A, Rodrigo MA, Cañizares P, Fernández FJ, Lobato J.

Celdas de combustible microbianas: bacterias que generan electricidad a partir de

residuos. II Jornadas Doctorales de la Universidad de Castilla-La Mancha. Toledo

(España). Noviembre 2012.

3. González del Campo A, Fúnez M, Rodrigo MA, Cañizares P, Lobato J, Fernández

FJ. Caracterización del Estado Estacionario de una Microcelda de Combustible

Microbiana. III Jornadas Doctorales de la Universidad de Castilla-la Mancha.

Albacete (España). Octubre 2013.

III. PUBLICACIONES EN ACTAS DE CONGRESOS

1. Fernández FJ, González del Campo A, Pinar FJ, Cañizares P, Lobato J.

Producción de hidrógeno a partir de aguas residuales de las industrias de zumos de

frutas. Proceedings Book of the III Iberian Symposium on Hydrogen, Fuel Cells

and Advanced Batteries, HYCELTEC-2011. 2011. Pág. 365-368. ISBN: 978-84-

938668-8-4.

2. Rodrigo M. Lobato J, González del Campo A, Fernández FJ. COD and

temperature stress-tests in micro microbial fuel cell. Book of Abstracts of the 6th

Dubrovnik Conference on Sustainable Development of Energy, Water and

Environment Systems. 2011. Pág. 277-278. ISBN: 978-953-7738-12-9.


3. Fernández FJ, González del Campo A, Cañizares P, Lobato J. Hydrogen

production by acidogenic fermentation of waste carbohydrates. Book of Abstracts

of the 6th Dubrovnik Conference on Sustainable Development of Energy, Water

and Environment Systems. 2011. Pág. 337-338. ISBN: 978-953-7738-12-9.

4. González del Campo A. Celdas de combustible microbianas: bacterias que

generan electricidad a partir de residuos. Resúmenes de comunicaciones de las II

Jornadas Doctorales de la Universidad de Castilla-La Mancha. Vicerrectorado de

Investigación y Política Científica, UCLM. 2012. Pág. 124. ISBN: 978-84-695-

8233-6.

5. Trapero JR, González del Campo A, Fernández FJ, Horcajada L, Cañizares P,

Rodrigo MA, Lobato J. Microbial fuel cells (MFCs) for watewater treatment and

energy production. Proceedings of the Energy and Environment Knowledge

Week. 2013. Pág. 114-116. ISBN: 978-84-695-8372-2.

6. González A, Lobato J, Cañizares P, Rodrigo MA., Fernández FJ. External load

influence on microbial fuel cell performance. Proceedings of the Energy and

Environment Knowledge Week. 2013. Pág. 175-177. ISBN: 978-84-695-8372-2.

7. González del Campo A, Pérez FJ, Cañizares P, Fernández FJ, Rodrigo MA,


juice wastewater. Proceedings of the 5th European Fuel Cell Piero Lunghi

Conference. Italian national agency for new technologies, energy and sustainable

economic development. 2013. Pág. 31-32. ISBN: 978-88-8286-297-8.

IV. CAPÍTULOS DE LIBRO


Effects of external resistance on microbial fuel cell’s performance. Environment,

Energy and Climate Change II: Energies from New Resources and Climate

Change, Hdb Env Chem. Lefebvre G, Jiménez E, Cabañas B (eds.). Springer

International Publishing Switzerland. 2014. DOI 10.1007/698_2014_290.

Índice

______________________________________________________________________

ÍND

ICE

Índice

i

CAPÍTULO 1. RESUMEN ........................................................................................ 1

CAPÍTULO 2. INTRODUCCIÓN .......................................................................... 9

2.1. CONTAMINACIÓN AMBIENTAL .................................................................. 11

2.1.1. Contaminación atmosférica ..................................................................... 11

2.1.2. Residuos sólidos ........................................................................................ 13

2.1.3. Aguas residuales ....................................................................................... 16

2.2. PROBLEMÁTICA ENERGÉTICA ................................................................... 24

2.3. CELDAS DE COMBUSTIBLE .......................................................................... 28

2.3.1. Generalidades ........................................................................................... 28

2.3.2. Relación global entre sobrepotencial e intensidad de corriente

en una celda de combustible .................................................................... 32

2.3.3. Celdas de combustible de membrana polimérica .................................. 34

2.4. CELDAS DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS O

MICROBIANAS .................................................................................................. 35

2.4.1. Historia ...................................................................................................... 36

2.4.2. Tipos de celdas de combustible microbiológicas ................................... 37

2.4.3. Ventajas de las celdas de combustible microbiológicas ........................ 48

2.4.4. Estructura ................................................................................................. 49

2.4.5. Mecanismos de transferencia de electrones ........................................... 53

2.4.6. Inóculo de microorganismos ................................................................... 56

2.4.7. Biocátodos ................................................................................................. 57

2.4.8. Aplicaciones .............................................................................................. 61

2.5. BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................. 67

CAPÍTULO 3. ANTECEDENTES, OBJETIVOS Y ALCANCE

DEL TRABAJO .......................................................................................................... 83

ii

CAPÍTULO 4. INSTALACIONES EXPERIMENTALES,

MATERIALES, MÉTODOS Y PROCEDIMIENTOS ................................. 89

4.1. INSTALACIÓN EXPERIMENTAL PARA LA PRODUCCIÓN DE

BIOHIDRÓGENO MEDIANTE FERMENTACIÓN ACIDOGÉNICA ....... 91

4.2. STACK DE CELDAS DE COMBUSTIBLE PEM DE ALTA

TEMPERATURA ................................................................................................ 94

4.3. INSTALACIONES EXPERIMENTALES DE CELDAS DE

COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS ......................................................... 97

4.3.1. Microcelda de combustible microbiológica ............................................ 97

4.3.2. Celda de combustible microbiológica fotosintética ............................... 99

4.4. MATERIALES, MÉTODOS Y PROCEDIMIENTOS .................................. 102

4.4.1. Inóculos ................................................................................................... 102

4.4.2. Aguas residuales y medios de cultivos empleados ............................... 104

4.4.3. Preparación de electrodos y membranas ............................................. 107

4.4.4. Técnicas de caracterización físico-químicas ........................................ 110

4.4.5. Técnicas de caracterización electroquímicas ....................................... 116

4.5. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................ 120

CAPÍTULO 5. PRODUCCIÓN DE ELECTRICIDAD

MEDIANTE LA FERMENTACIÓN ACIDOGÉNICA DE LAS

AGUAS RESIDUALES DE LOS ZUMOS DE FRUTAS

ACOPLADA A PILAS DE COMBUSTIBLE ................................................ 123

5.1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................. 127

5.2. OBJETIVO Y ALCANCE ................................................................................ 129

5.3. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL ......................................................... 130

5.3.1. Fermentación acidogénica ..................................................................... 130

5.3.2. Stack de celdas de combustible de hidrógeno de alta

temperatura ............................................................................................ 132

5.4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 133

5.4.1. Etapa de aclimatación ............................................................................ 134

Índice

iii

5.4.2. Producción de biohidrógeno a partir de aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas ............................................................ 142

5.4.3. Generación de electricidad en el stack de celdas de combustible

de hidrógeno de alta temperatura ......................................................... 145

5.5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 156

5.6. BIBLIOGRAFIA ................................................................................................ 157

CAPÍTULO 6. PUESTA EN MARCHA DE LA MICROCELDA

DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICA Y ACLIMATACIÓN

DEL INÓCULO ........................................................................................................ 163

6.1. INTRODUCCIÓN.............................................................................................. 167



6.3.1. Instalación experimental ........................................................................ 169

6.3.2. Procedimiento experimental .................................................................. 170

6.3.3. Técnicas de caracterización ................................................................... 172

6.4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN........................................................................ 173

6.4.1. Aclimatación en modo discontinuo ....................................................... 173

6.4.2. Aclimatación en modo continuo ............................................................ 180

6.5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 194

6.6. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................ 196

CAPÍTULO 7. ESTUDIO PARAMÉTRICO: INFLUENCIA DE

LA TEMPERATURA, LA DQO A CORTO Y LARGO PLAZO,

LA RESISTENCIA EXTERNA Y ESTUDIO DE ESTABILIDAD

EN UNA MICROMFC ........................................................................................... 201

7.1. INTRODUCCIÓN.............................................................................................. 205




iv




7.4.1. Efecto de la temperatura ....................................................................... 213

7.4.2. Efecto de la DQO .................................................................................... 218

7.4.3. Efecto de la resistencia externa ............................................................. 232

7.4.4. Estudio de estabilidad a largo plazo ..................................................... 245

7.5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 249

7.6. BIBLIOGRAFIA ................................................................................................ 251

CAPÍTULO 8. PUESTA EN MARCHA DE LA CELDA DE

COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICA FOTOSINTÉTICA ................. 257

8.1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................. 261



8.3.1. Instalación experimental........................................................................ 266




8.4.1. Estudio de viabilidad de una celda de combustible

microbiológica fotosintética ................................................................... 273

8.4.2. Puesta en marcha de una celda de combustible microbiológica

fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas............................................................ 285

8.5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 302

8.6. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................ 303

ANEXO I ............................................................................................................. 309

ANEXO II ........................................................................................................... 310

Índice

v

CAPÍTULO 9. ESTUDIO PARAMÉTRICO DE UNA MFC

FOTOSINTÉTICA ................................................................................................... 311

9.1. INTRODUCCIÓN.............................................................................................. 315






9.4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN........................................................................ 326

9.4.1. Contribución de microorganismos en suspensión a la

producción de electricidad y depuración del agua residual ............... 327

9.4.2. Influencia de la concentración de DQO del agua residual ................. 334

9.4.3. Influencia de la fuente de carbono inorgánico en el

compartimento catódico ........................................................................ 342

9.4.4. Caracterización de la MFC fotosintética ............................................. 346

9.5. CONCLUSIONES .............................................................................................. 361

9.6. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................ 363

ANEXO I ............................................................................................................. 370

ANEXO II ........................................................................................................... 371

CAPÍTULO 10. CONCLUSIONES ................................................................... 373

CAPÍTULO 11. RECOMENDACIONES ........................................................ 379

NOMENCLATURA ................................................................................................. 383

Resumen

______________________________________________________________________

CA

PÍT

ULO

1

Resumen

3

La materia orgánica es uno de los contaminantes más comunes en las aguas

residuales. Esta materia orgánica suele ser estabilizada empleando grandes cantidades de

energía con los costes económicos y medioambientales que ello implica. Por estos

motivos, entre otros, la investigación de tecnologías alternativas para el tratamiento y

valorización energética de aguas residuales está adquiriendo un gran interés. Entre estas

técnicas destacan actualmente las celdas de combustible microbiológicas (MFC acrónimo

en inglés correspondiente con Microbial Fuel Cell). Las celdas de combustible

microbiológicas son dispositivos bioelectroquímicos que convierten la energía química

disponible en un sustrato biodegradable en energía eléctrica por medio de las reacciones

catalíticas que llevan a cabo los microorganismos.

En base a esto, y teniendo en cuenta la experiencia previa del Departamento de

Ingeniería Química en los tratamientos biológicos de aguas residuales y en la producción

de electricidad en celdas de combustible, se comenzó a trabajar en 2008 en una línea de

investigación enfocada al tratamiento de aguas residuales y la producción de electricidad

en celdas de combustible microbiológicas. El objetivo principal de esta Tesis Doctoral ha

sido la valorización energética de aguas residuales cuyo principal contaminante es la

materia orgánica biodegradable, como son las aguas residuales de la industria de los

zumos de frutas, mediante celdas de combustible microbiológicas. Para la consecución de

este objetivo, se plantearon una serie de subobjetivos:

• El primer subobjetivo fue la valorización energética de aguas residuales mediante

celdas de combustibles microbiológicas basadas en hidrógeno. Este tipo de celdas

constan de dos sistemas acoplados: un sistema de producción de biohidrógeno

mediante fermentación acidogénica y una celda de combustible, donde el

biohidrógeno generado se utiliza como combustible para producir electricidad.

Para ello, en primer lugar, se aclimató un fango activo bajo condiciones

acidogénicas (26 ºC, pH 5 y ausencia de oxígeno) hasta obtener un cultivo que

presentaba un rendimiento de 1,403 mol H2 mol hexosa-1 degradada y un

porcentaje de hidrógeno en la fase gas del 57 %.

Posteriormente, se estudió la producción de electricidad en el stack de

celdas de combustible polimérica que operaba alta temperatura a partir del

biohidrógeno obtenido sin ningún tratamiento de purificación. En base a los

resultados obtenidos, se determinó que el biohidrógeno obtenido a partir del agua

residual de las industrias de los zumos de frutas se puede emplear directamente

Capítulo 1

4

como combustible en un stack de HT-PEMFC sin necesidad de una etapa previa

de purificación ya que el rendimiento en la producción de electricidad fue similar

al obtenido con hidrógeno puro.

• Por otro lado, se estudió la producción directa de electricidad en una MFC, en las

que los microorganismos oxidan los contaminantes liberando directamente los

electrones al electrodo. La eficiencia energética de estas celdas es mayor, ya que

la producción de electricidad se lleva a cabo en una sola etapa siendo las pérdidas

energéticas menores. Sin embargo, es preciso estudiar y desarrollar el

funcionamiento de este tipo de celdas. En base a esto, se planteó el segundo

subobjetivo, que consistió en el estudio del efecto de las variables de operación

más importantes en el funcionamiento de una microcelda de combustible

microbiológica (microMFC).

En primer lugar, se estudió la puesta en marcha de la microMFC y la

aclimatación en modo discontinuo del cultivo de microorganismos procedentes

del biofilm de una MFC en funcionamiento. La producción de electricidad fue

muy rápida, obteniéndose 5 mV a las 5 horas de funcionamiento, posteriormente

disminuyó debido al agotamiento de sustrato, lo que marcó el fin del primer ciclo

y la necesidad de reemplazar el agua residual para comenzar un nuevo ciclo. El

porcentaje de DQO eliminada en cada ciclo fue del 90 %, sin embargo, la

velocidad de eliminación de DQO y la producción de electricidad disminuyeron a

lo largo de la aclimatación en modo discontinuo debido al desarrollo de

microorganismos no electrogénicos. Una vez formado el biofilm de

microorganismos, se cambió el modo de operación de discontinuo a continuo. En

este caso, la producción de electricidad aumentó hasta alcanzar en el estado

estacionario un valor de 7 mV y una densidad de potencia de 13 mW m-2 tras 8

días. En cuanto a la depuración del agua residual, la eliminación de DQO aumentó

hasta alcanzar valores en el estado estacionario de 81 %. En base a los resultados

se puede decir que el mejor modo de operación de la microMFC fue el modo

continuo ya que, en el estado estacionario, la depuración del agua residual, así

como la producción de electricidad, permanecieron constantes.

Una vez completada la puesta en marcha de la microMFC, se llevó a cabo

el estudio de la influencia de las variables de operación. El incremento de la

temperatura, desde 20 hasta 40 ºC, provocó un aumento exponencial de la

Resumen

5

densidad de corriente, debido al aumento de la actividad microbiológica con la

temperatura. Cabe destacar que no se observó histéresis cuando se disminuyó de

nuevo la temperatura, lo que indicó que el cambio de la temperatura no modificó

el funcionamiento de la microMFC.

La siguiente variable que se evaluó fue el efecto de la DQO, estudiando

valores desde 300 hasta 1.800 mg L-1. En estos experimentos se observó como al

aumentar la DQO se incrementó la producción de electricidad y la velocidad de

eliminación debido al aumento de la transferencia de materia y el crecimiento de

los microorganismos. En este caso, se observó histéresis cuando se disminuyó la

DQO a los valores iniciales debido a que cuando la DQO fue elevada, los

microorganismos adquirieron la habilidad de degradar la DQO a mayor velocidad.

Sin embargo, después de 7 días, los microorganismos perdieron esta habilidad.

También se estudió el efecto de la resistencia externa del circuito eléctrico

de la microMFC en la producción de electricidad y la depuración del agua

residual. Al aumentar la resistencia externa desde 120 hasta 1.000 Ω, aumentó la

potencia eléctrica generada y la velocidad de eliminación de DQO debido a que

disminuyeron las pérdidas energéticas. A partir de 1.000 Ω, la potencia y la

velocidad de eliminación de DQO, se mantuvieron prácticamente constantes, ya

que el aumento de la resistencia externa provocó el desarrollo de microorganismos

no electrogénicos que consumían el sustrato. Los cambios producidos en el

funcionamiento de la microMFC fueron irreversibles y no se recuperó la

producción de electricidad cuando la resistencia volvió al valor inicial.

• Con el fin de desarrollar un sistema más sostenible y ambientalmente favorable, el

tercer subobjetivo consistió en el estudio de la depuración del agua residual y la

producción de electricidad en una celda de combustible microbiológica

fotosintética (MFC fotosintética) que disponía de un cultivo de algas en el

compartimento catódico que producían el oxígeno necesario para la reacción de

reducción. En primer lugar, se estudió la viabilidad de la MFC fotosintética para

la producción de electricidad y depuración del agua residual simultáneamente.

Para ello, se sustituyó el sistema de aireación del compartimento catódico de una

MFC convencional por el cultivo de algas, lo que inicialmente provocó una caída

de voltaje debido a la caída del oxígeno disuelto. A los 8 días, comenzó a

aumentar el voltaje producido hasta alcanzar el estado estacionario a los 17 días,

Capítulo 1

6

generándose el mismo voltaje que en la MFC convencional. Una vez alcanzado el

estado estacionario, durante la fase lumínica, las algas produjeron oxígeno

mediante la fotosíntesis y el voltaje dependió de la concentración de DQO en el

ánodo. Durante la fase oscura (ausencia de luz en el cátodo), las algas dejaron de

producir oxígeno por lo que el voltaje producido estuvo limitado por el descenso

de la concentración de oxígeno disuelto en el cátodo. Durante la aclimatación, la

resistencia óhmica y la resistencia a la polarización del ánodo y del cátodo

disminuyeron. En todo momento la resistencia del cátodo fue superior a la del

ánodo, es decir, el cátodo fue el limitante.

Por último, se realizó un estudio paramétrico de las variables más

importantes para el óptimo funcionamiento de la MFC fotosintética. En primer

lugar, se estudió la influencia de los microorganismos en suspensión en el

compartimento anódico. En el caso de disponer de microorganismos en

suspensión y en biofilm, la producción de electricidad alcanzó el estado

estacionario en la fase lumínica más rápidamente que cuando se disponía

únicamente de microorganismos en el biofilm (en 4 h frente a 8 h) y la

eliminación de DQO del agua residual fue superior (78 % frente a 70 %).

También se evaluó el efecto de la concentración de DQO. Cuando la DQO

se incrementó desde 343 hasta 555 mg L-1, el voltaje y la velocidad de eliminación

de DQO aumentaron desde 15 hasta 17 mV (en la fase lumínica) y desde 24 hasta

51 mg L-1 h-1, respectivamente. Sin embargo, cuando la DQO aumentó hasta 1.066

mg L-1, la producción de electricidad disminuyó hasta 10 mV (en la fase lumínica)

a pesar de que la velocidad de eliminación de DQO aumentó. Esto fue debido al

crecimiento de los microorganismos no electrogénicos y a la inhibición de los

microorganismos electrogénicos.

Adicionalmente, se estudió el aporte de carbono a las algas empleando

CO2 y bicarbonato sódico. En ambos casos se produjo la misma electricidad, sin

embargo, cuando se empleó bicarbonato sódico se alcanzó antes el estado

estacionario ya que se evitó la desabsorción de oxígeno.

Para finalizar, se evaluó la evolución de las variables más importantes

durante las fases lumínica y oscura con el fin de caracterizar el funcionamiento de

la MFC fotosintética. Durante la fase oscura, se observó que el descenso del

voltaje fue menor que el descenso de oxígeno disuelto en el compartimento

Resumen

7

catódico, esto podría deberse a que en ausencia de oxígeno se consumieron otros

aceptores de electrones existentes en el catolito, como NO3- y SO4

2-. La

depuración del agua residual permaneció constante a lo largo de las 24 horas del

día, es decir, no se vio afectada por los ciclos de luz/oscuridad. De esta forma, se

eliminó un 75 % de DQO con una velocidad de 38 mg DQO L-1 h-1, siendo la

relación de DQO:N:P eliminado 100:5:1. La MFC fotosintética estuvo en

funcionamiento en modo continuo y en estado estacionario durante más de 10

meses, lo que demostró la elevada estabilidad y robustez de este sistema.

Introducción

_______________________________________________________________________________________________

2.1. CONTAMINACIÓN AMBIENTAL

2.1.1. Contaminación atmosférica

2.1.2. Residuos sólidos

2.1.3. Aguas residuales

2.2. PROBLEMÁTICA ENERGÉTICA

2.3. CELDAS DE COMBUSTIBLE

2.3.1. Generalidades

2.3.2. Relación global entre sobrepotencial e intensidad de corriente en una

celda de combustible

2.3.3. Celdas de combustible de membrana polimérica

2.4. CELDAS DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS O MICROB IANAS

2.4.1. Historia

2.4.2. Tipos de celdas de combustible microbiológicas

2.4.3. Ventajas de las celdas de combustible microbiológicas

2.4.4. Estructura

2.4.5. Mecanismos de transferencia de electrones

2.4.6. Inóculo de microorganismos

2.4.7. Biocátodos

2.4.8. Aplicaciones

2.5. BIBLIOGRAFÍA

CA

PÍT

ULO

2

Introducción

11

2.1. CONTAMINACIÓN AMBIENTAL

Se denomina ambiente al hábitat físico y biótico que nos rodea. Mientras que

podemos definir contaminación como un cambio indeseable en las características físicas,

químicas o biológicas del aire, agua o el suelo que puede afectar de manera adversa la

salud, la supervivencia o las actividades de los humanos o de otros organismos vivos [1].

En función del medio afectado, la contaminación puede tener diferente

denominación: contaminación atmosférica, del agua y del suelo. Sin embargo, esta

división es meramente teórica, ya que la mayoría de los contaminantes interactúan con

más de uno de los elementos del ambiente.

El medio ambiente natural abastece de recursos naturales a la población y pone a

su disposición el ecosistema para sostener su salud y bienestar y hacer que prospere

económicamente. Los recursos naturales incluyen recursos renovables, como la comida,

biomasa, etc., y no renovables, como los combustibles fósiles, metales y otras materias

primas. Los servicios del ecosistema incluyen la prestación de aire y agua limpios, suelos

fértiles y un clima estable, así como la capacidad para absorber los residuos [2].

El crecimiento de la población mundial, la creciente urbanización, la

intensificación de la producción industrial y agropecuaria, el desarrollo comercial y de las

comunicaciones y la utilización de los medios acuáticos y terrestres, así como de la

atmósfera para el transporte y otras actividades humanas, han sido los factores más

influyentes en la sobreexplotación y destrucción de los ecosistemas naturales, poniendo

en juego el bienestar y la economía de la población [3]. Por ello, es necesario que el

hombre proteja los recursos renovables y no renovables y que tome conciencia de que el

cuidado del ambiente es fundamental para la vida sobre el planeta.

2.1.1. Contaminación atmósferica

La contaminación atmosférica puede definirse como la presencia de materia o

energía en cualquiera de sus estados físicos y formas que, al incorporarse al aire, altera o

modifica su composición y condición natural, provocando un desequilibrio ecológico [4].

La atmósfera es una capa protectora que hace posible la vida en la Tierra. Sin

embargo, el uso sin control de combustibles con la finalidad de producir energía ha

provocado la superación del umbral de equilibro de la capacidad de amortiguamiento que

posee la naturaleza para ciertos contaminantes. Con la Revolución Industrial y la

Capítulo 2

12

explosión tecnológica del siglo XX, el ser humano ha hecho un uso todavía más intensivo

de combustibles, tales como el gas y los derivados del petróleo, cuyos productos de

combustión son los causantes principales de la contaminación atmosférica [3]. Además de

la combustión, existen otros procesos y actividades que generan emisiones a la atmósfera.

La contaminación atmosférica causa efectos negativos en la salud humana

(alergias respiratorias, cáncer, etc.), en los ecosistemas (rendimiento de los cultivos,

pérdida de la biodiversidad), en el patrimonio (edificios) y en el clima (los aerosoles y el

ozono provocan cambios en el clima) [5].

Según la Agencia Europea de Medio Ambiente (AEMA), los principales

contaminantes atmosféricos son [6]: óxidos de nitrógeno (NOx), monóxido de carbono,

dióxido de azufre (SO2), partículas en suspensión, ozono troposférico y metales pesados.

i. Dióxido de Carbono

El CO2 es un gas incoloro que surge naturalmente en la atmósfera, donde actúa

como nutriente esencial de las plantas y como un importante factor determinante del

equilibrio térmico de la atmósfera terrestre, controlando el clima y las temperaturas de la

Tierra. El CO2 absorbe la radiación terrestre saliente en longitudes de onda de 7 a 14 µm.

A su vez, esto hace que la energía (que de otra manera escaparía al espacio exterior)

quede atrapada dentro de la atmósfera calentando la superficie y la atmósfera exterior.

Este proceso es conocido como “efecto invernadero”. Otros gases como CH4, NH3, los

clorofluorocarburos (CFCs) y N2O tienen propiedades térmicas similares al CO2; por lo

que todos ellos son denominados colectivamente gases de efecto invernadero (GEI).

Las actividades humanas, mediante la quema de combustibles fósiles a base de

carbono y el cambio de las prácticas agrícolas, están incrementando la concentración

atmosférica global de CO2, lo que está provocando un importante cambio en algunos

parámetros climáticos [7] [8]. La concentración de CO2 atmosférico ha pasado del valor

preindustrial de 280 ppm a más de 400 ppm en el año 2013 [9]. Este incremento en la

concentración de CO2 se considera el causante del aumento de la temperatura media

global del aire. Así, en 2013 la temperatura global del aire fue 0,85 ºC superior que la

temperatura media del período 1961-1990 y 0,06 ºC superior que la media de los años

2001-2010 [10].

Los cambios del clima y de la temperatura han provocado consecuencias a escala

mundial en las tres últimas décadas como cambios en las precipitaciones, aumento del

Introducción

13

nivel medio del mar, deshielo de los glaciares y la disminución de la capa de hielo que

cubre el mar Ártico [11]. Si no se actúa, el cambio climático provocará importantes

impactos adversos.

En la Convención Marco sobre el Cambio Climático celebrada el 18 de Diciembre

de 2009 se estableció como objetivo internacional limitar el aumento de la temperatura

media mundial desde la época preindustrial por debajo de 2 ºC [12]. Para cumplir este

objetivo es necesaria una reducción sustancial en las emisiones globales de GEI. A largo

plazo, para alcanzar este objetivo será necesario que los países industrializados reduzcan

sus emisiones entre 25-40 % para el 2020 y un 80-95 % para el año 2050 (si los países en

desarrollo reducen también sus emisiones sustancialmente con respecto a sus

proyecciones actuales).

En el acuerdo relativo al “paquete de medidas de la UE sobre la energía y el

cambio climático” [13], la UE se ha comprometido a reducir las emisiones al menos un

20 % de los niveles de 1990 para el año 2020.

En España, las emisiones de GEI están por encima del objetivo marcado por el

Protocolo de Kyoto, así en el año 2010 se emitieron 355.898 kilotoneladas de CO2-eq, lo

que supone un incremento de 22,8 % sobre las del año base [14]. Por ello, el estudio de

estrategias encaminadas a la reducción de las emisiones de CO2 es muy importante.

2.1.2. Residuos sólidos

La Directiva 2008/98/CE define residuo como cualquier sustancia u objeto del

cual su poseedor se desprenda o tenga la intención o la obligación de desprenderse [15].

Todas las actividades diarias pueden dar lugar a una gran variedad de residuos.

Estos residuos proceden de los hogares, las actividades comerciales, la industria, la

agricultura, de la construcción y demolición. Una pequeña parte de los residuos que se

generan son peligrosos, es decir, que representa una amenaza sustancial o potencial para

la salud humana o para el medio ambiente [16].

Aproximadamente 2,5 billones de toneladas de residuos (100 millones de

toneladas de residuos peligrosos) son desechados en la Unión Europea cada año. Esto

equivale a unas 5 toneladas de residuos sólidos por cada europeo [17] [18].

En las últimas décadas, se ha generado una importante preocupación por el

impacto de los residuos en el medio ambiente. La naturaleza y la dimensión de estos

Capítulo 2

14

efectos dependen de la cantidad y composición de los residuos, así como del método

adoptado para el tratamiento de los mismos. El manejo inadecuado de los residuos ha

causado numerosos casos de contaminación de suelos y aguas subterráneas, amenazando

el funcionamiento natural de los ecosistemas y la salud de la población expuesta [16]. Por

ello, en la UE se ha desarrollado una política de gestión de residuos con el objetivo de

reducir los impactos ambientales y sanitarios de los residuos y mejorar la eficiencia del

uso de recursos en Europa. El objetivo es alcanzar niveles mucho más altos de reciclado y

reducir al mínimo la extracción de recursos naturales adicionales. La gestión de residuos

adecuada es un elemento clave para garantizar la eficiencia del uso de los recursos y el

crecimiento sostenible de la economía europea [19].

En cuanto a la evolución de la generación de residuos, en 2010, la generación total

de residuos procedentes de las actividades económica y los hogares en la UE-27 fue de

2.570 millones de toneladas, lo que fue ligeramente mayor que en 2008, pero inferior que

en 2004 y 2006. Las cifras relativamente bajas de 2008 y 2010, al menos en parte,

reflejan la desaceleración económica como consecuencia de la crisis financiera y

económica.

i. Gestión de Residuos

La Ley 22/2011, de 28 de Julio, de residuos y suelos contaminados, establece en el

artículo 8 el principio de jerarquía en la gestión de residuos. De esta forma, las

administraciones competentes, en el desarrollo de las políticas y de la legislación en

materia de prevención y gestión de residuos, aplicarán para conseguir el mejor resultado

ambiental global, la jerarquía de residuos por el siguiente orden de prioridad: prevención,

reutilización, reciclado y valorización energética [16] [19]-[21].

Los biorresiduos representan aproximadamente una tercera parte de los residuos

sólidos urbanos. El 40 % de los biorresiduos generados en la UE se depositan en

vertederos. Sin embargo, los biorresiduos son una muy prometedora fuente de energía

renovable y de reciclado de abono. La energía recuperada en forma de biogás o térmica

puede ayudar en la lucha contra el cambio climático. Se estima que alrededor de un tercio

de las energías renovables que se utilizarán en el transporte en el 2020 podrán satisfacerse

mediante el uso de biogás producido a partir de biorresiduos [19].

En 2010, unos 2.366 millones de toneladas de residuos fueron tratados en la UE-

27, lo que incluye el tratamiento de los residuos que se ha importado a la UE. Casi la

Introducción

15

mitad (48,2%) de los residuos tratados en la UE-27 en 2010 fue objeto de operaciones de

eliminación de residuos distintas de la incineración (esto fue predominantemente

vertederos, pero también se incluyen los residuos mineros dispuestos en y alrededor de

los yacimientos mineros y las descargas residuales en cuerpos de agua). Otro 46,3% de

los residuos tratados en la UE-27 en 2010 fueron enviados a las operaciones de

recuperación (excepto recuperación de energía). El restante 5,4 % de los residuos tratados

en la UE-27 en 2010 fueron incinerados (con o sin recuperación de energía) [22]. Así, en

la Figura 2.1 se muestran los tratamientos de residuos que se han llevado a cabo en los

diferentes países de la UE en 2010 [22].

Figura 2.1. Tratamientos de residuos en los diferentes países de la UE en 2010. Nota: (1) 2008.

0% 20% 40% 60% 80% 100%

EU-27

Bélgica

Bulgaria

República Checa

Dinamarca

Alemania

Estonia

Irlanda

Grecia

España

Francia

Italia

Chipre

Letonia

Lituania

Luxemburgo

Hungria

Malta

Holanda

Austria

Polonia

Portugal

Rumania

Eslovenia

Eslovaquia

Finlandia

Suiza

Reino Unido

Noruega

Croacia

Macedonia

Serbia

Turquia (1)

Recuperación de Energía

Incinerasión sinrecuperación de energía

Recuperación sinrecuperación de energía

Eliminación exceptoincineración

Capítulo 2

16

Por una parte, destacan países como Bulgaria, Estonia, Turquía, Eslovaquia y

Finlandia, en los que más del 60 % de sus residuos son tratados mediante operaciones de

eliminación. Por otra parte, las operaciones de recuperación (sin recuperación de energía)

son las más utilizadas como tratamiento de residuos en Grecia, Bélgica, República Checa,

Alemania, Irlanda, España, Italia, Lituania, Letonia, Luxemburgo, Hungría, Holanda,

Austria, Polonia, Portugal y Eslovenia. Destacan países como Croacia, en el que el

principal tratamiento es mediante operaciones con recuperación de energía, y Malta, en el

que el principal tratamiento es la incineración sin recuperación de energía.

2.1.3. Aguas residuales

El agua es un recurso natural escaso, indispensable para la vida humana y el

mantenimiento del medio ambiente. Sin embargo, todas las actividades que realizan los

seres humanos traen consigo la generación de residuos. La fracción líquida de los

mismos, aguas residuales, es esencialmente el agua que vierte la comunidad una vez ha

sido contaminada mediante los diferentes usos para los cuales ha sido empleada. Los

componentes bióticos y abióticos de los ecosistemas acuáticos soportan durante cierto

tiempo cantidades variables de contaminantes generados de forma natural (sedimentos,

restos orgánicos y nutrientes). Cuando se le incorporan al agua contaminantes más

agresivos en mayor cantidad y frecuencia, los procesos naturales de purificación son

insuficientes originándose entonces un grave problema de contaminación que modifica y

altera el equilibrio de los sistemas [23].

Si se permite la acumulación y estancamiento de agua residual, la descomposición

de la materia orgánica que contiene puede conducir a la generación de grandes cantidades

de gases malolientes. A este hecho cabe añadir la frecuente presencia en el agua residual

bruta, de numerosos microorganismos patógenos y causantes de enfermedades. También

suele contener nutrientes, que pueden estimular el crecimiento de plantas acuáticas, dando

lugar a eutrofización, y puede incluir también compuestos tóxicos [24].

Es por todo ello, que la evacuación inmediata y sin molestias del agua residual de

sus fuentes de generación, seguida de su tratamiento y eliminación, es no sólo deseable

sino también necesaria en toda sociedad industrializada.

i. Clasificación de Aguas Residuales

Según su origen, pueden distinguirse tres tipos de agua residuales:

Introducción

17

- Aguas residuales urbanas

Las aguas residuales urbanas, son una mezcla compleja que contiene agua (99 %)

mezclada con contaminantes orgánicos (fecales), disueltos o suspendidos, que se miden

en su conjunto por su demanda química de oxígeno (DQO) y su demanda biológica de

oxígeno (DBO); y contaminantes inorgánicos [1]. También, se pueden encontrar

organismos patógenos y productos químicos empleados en la limpieza. Estas aguas

residuales proceden de servicios domésticos y públicos, de locales comerciales y de la

escorrentía de aguas pluviales [24].

En la Tabla 2.1 se muestra las características del agua residual urbana generada en

España en función de la concentración de la misma [25]. La generación de aguas

residuales está relacionada con el consumo de agua, de forma que entre un 70 y un 90 %

del agua suministrada se convierte en agua residual [1].

La importancia de este agua es tal que requiere sistemas de canalización,

tratamiento y desalojo, generando graves problemas de contaminación cuando su

tratamiento es nulo o indebido.

Tabla 2.1. Características de las aguas residuales urbanas. (Valores en mg L-1).

Parámetro Contaminación

Fuerte Contaminación

Media Contaminación

Débil

Sólidos suspendidos totales 500 300 100

Sólidos sedimentables totales 250 180 40

Sólidos disueltos totales 500 200 100

DBO5 a 20 ºC 300 200 100

DQO 800 450 160

Oxígeno disuelto 0 0,1 0,2

Nitrógeno total (N) 86 50 25

Fósforo total (P) 17 7 2

Cloruros 175 100 15

pH 6-9 6-9 6-9

Grasas 40 20 0

- Aguas residuales industriales

La Directiva del consejo 91/271/CEE define las aguas residuales industriales

como todas las aguas residuales vertidas desde locales utilizados para efectuar cualquier

Capítulo 2

18

actividad comercial o industrial, que no sean aguas residuales domésticas ni aguas de

escorrentía pluvial.

La industria requiere y emplea agua para fines diversos, ya sea como materia

prima o como medio de producción en distintos procesos. De esta forma, el agua residual

industrial está formada por: líquidos residuales (los generados directamente en la

fabricación de los productos), aguas de proceso (provienen del empleo del agua como

medio de transporte, lavado, refrigeración, etc.) y aguas de drenaje (proceden de las

pluviales) [26]. Dentro de las diferentes aguas residuales industriales, las aguas de

proceso son las que causan más problemas, y varían con amplitud según el tipo de

industria [1].

En el sector industrial se generan numerosos y diversos contaminantes que alteran

la calidad original del agua y cuya eliminación es difícil por medio de los sistemas

convencionales de tratamiento utilizados en las Estaciones Depuradoras de Aguas

Residuales (EDAR’s), por ello en la mayoría de los casos es obligatorio un tratamiento

previo para eliminar ciertos contaminantes o una compensación para reducir la carga

hidráulica a fin de que las aguas residuales sean aceptables para el sistema municipal

[23].

En Castilla-La Mancha, destaca la industria agroalimentaria por su extensa

distribución y su densidad comparada con el resto de industrias. La industria

agroalimentaria, con su diversidad de segmentos, genera una gran cantidad de residuos y

consume una gran cantidad de agua. Las aguas residuales generadas por la industria

agroalimentaria se caracterizan por su elevada concentración de materia orgánica y la

biodegradabilidad media-alta, aunque las variaciones observadas entre aguas de diferentes

industrias son grandes. Así la DBO puede presentar valores entre 100 y 10.000 mg L-1,

los sólidos en suspensión pueden estar ausentes en algunos vertidos o alcanzar valores de

hasta 12.000 mg L-1 en otros, pueden presentar exceso o defecto de nutrientes y el pH

puede oscilar entre 3,5 y 11. Debido a estos motivos se hace necesario realizar un estudio

pormenorizado del tratamiento más adecuado para cada tipo de agua residual.

En la industria agroalimentaria y en particular en el subsector de los zumos de

frutas el agua es una materia prima imprescindible para el desarrollo de su actividad, de

hecho este sector es uno de los que tienen un mayor consumo de agua y el que más

consume si hablamos de agua potable [27].

Introducción

19

Son numerosas las fases de producción y las operaciones que se llevan a cabo en

este subsector que utilizan agua: lavado de materias primas, escaldado y enfriamiento,

tratamiento térmico, equipos auxiliares (producción de vapor, generación de frío),

limpieza, etc. Un hecho destacable en el consumo de agua de la industria de zumos de

frutas es que se necesitan aguas de distintas calidades en función de su destino. Esto es

importante porque permite las recirculaciones y reutilizaciones adecuando la calidad del

agua a las necesidades que el proceso u operación demande.

La generación de aguas residuales en las industrias de zumos (como consecuencia

del elevado consumo de agua) es importante, sobre todo en cuanto a su volumen o caudal.

Aproximadamente entre el 70 y 80 % del consumo de agua se vierte en forma de aguas

residuales (el 20-30 % restante se incorpora al producto como líquido de gobierno, se

pierde en evaporaciones, etc.) [28].

Otro aspecto importante de las aguas residuales de las industrias de zumos es la

carga contaminante que contienen. El agua entra en contacto con el producto y se produce

un intercambio de sustancias del producto al agua. Las características de las aguas

residuales procedentes de las industrias de zumos de frutas dependen del producto

elaborado, de las técnicas empleadas y de los sistemas de minimización de que disponga

la empresa (recirculaciones, reutilizaciones, etc.), entre otras cosas. Sin embargo, de

forma general, se caracterizan porque la carga contaminante se debe fundamentalmente a

la presencia de materia orgánica (DQO y DBO5), sólidos en suspensión, aceites y grasas

(con la elaboración de algunos productos) y en el caso de empleo de determinados

productos químicos (sosa cáustica para el pelado, etc.) también pueden darse casos de pH

alcalino o ácido, todo ello en concentraciones y valores variables. De esta forma, en la

siguiente tabla, Tabla 2.2, se muestran el valor de los parámetros característicos de este

tipo de aguas residuales [29].

Otra particularidad muy común en este tipo de industria es la irregularidad en la

producción en función de las diferentes campañas de elaboración y en ocasiones con

paradas de actividad entre campañas, dificultando todo ello el tratamiento de las aguas

residuales.

Capítulo 2

20

Tabla 2.2. Valores típicos de los contaminantes de las aguas residuales de las industrias de los zumos de

frutas.

Parámetro Valor

DQO (mg L-1) 2.300-11.000

DBO5 (mg L-1) 1.650-6.900

Conductividad (µS) 2.000

TKN (mg L-1) 38-252

Fosforo Total (mg L-1) 4,6-20,8

pH 5,4-8

SST(mg L-1) 118-1.534

Grasas (mg L-1) 18-717,8

Sulfatos (mg L-1) 72-214

Hierro (mg L-1) 0,1-4,4

Cloro (mg L-1) 80-1.000

- Aguas residuales agrícolas y ganaderas

La contaminación de origen agrícola deriva, principalmente, del uso de

plaguicidas, pesticidas, biocidas, fertilizantes y abonos, que son arrastrados por el agua de

riego, llevando consigo sales compuestas de nitrógeno, fósforo, azufre y trazas de

elementos organoclorados que pueden llegar al suelo por lixiviado y contaminar las aguas

subterráneas. En Europa existe un importante problema de contaminación de suelos y

aguas por nitratos relacionado con las prácticas agrícolas tradicionales.

En explotaciones ganaderas, la contaminación procede de los restos orgánicos que

caen al suelo y de vertidos con aguas cargadas de materia orgánica, que así mismo pueden

también contaminar las aguas subterráneas.

En España, el principal problema es el purín, mezcla de los excrementos sólidos y

líquidos del ganado porcino, las aguas residuales y los restos de comida de los cerdos. Es

lo que tradicionalmente se ha utilizado como abono en la agricultura. El problema se

localiza en las zonas en las que hay una ganadería intensiva. En ellas, la cantidad de

abono generado puede resultar contaminante. Esta contaminación (que afecta a las

reservas subterráneas de agua, debido precisamente a la excesiva cantidad de

excrementos) se produce cuando se filtran en el subsuelo desde los campos de cultivo

hasta alcanzar los acuíferos [30].

Introducción

21

ii. Legislación

La Directiva del Consejo 91/271/CEE sobre el tratamiento de las aguas residuales

urbanas regula la recogida, el tratamiento y el vertido de las aguas residuales urbanas y el

tratamiento y vertido de las aguas residuales procedentes de determinados sectores

industriales. La Directiva exige que todos los vertidos significativos de aguas residuales

sean tratados si la descarga se realiza a aguas superficiales continentales, a aguas

subterráneas, a estuarios o a aguas costeras. Los requisitos que deben cumplir dependerán

del tamaño de la población y de si las aguas receptoras son clasificadas como normales,

sensibles, o menos sensibles. Además, la directiva obliga a la recogida y tratamiento de

aguas residuales en todas las aglomeraciones de más de 2.000 habitantes equivalentes

(he). En la Tabla 2.3 se presentan los parámetros que debe tener el agua para su vertido

después de su tratamiento en las depuradoras de aguas residuales urbanas en Europa.

Tabla 2.3. Requisitos para los vertidos procedentes de instalaciones de tratamiento de aguas residuales

urbanas sujetos a lo dispuesto en los artículos 4 y 5 de la presente Directiva 91/271/CEE.

Parámetros Concentración Porcentaje mínimo

de reducción (1) Método de medida de referencia

Demanda bioquímica de oxígeno (DBO5 a 20 o C) sin nitrificación (2)

25 mg O2 L-1

70-90 %

40 % (3)

Muestra homogeneizada, sin filtrar ni decantar. Determinación del oxígeno disuelto antes y después de 5 días de incubación a 20 ± 1 °C, en completa oscuridad. Aplicación de un inhibidor de la nitrificación.

Demanda química de oxígeno (DQO)

125 mg O2 L-1

75 % Muestra homogeneizada, sin filtrar ni decantar. Dicromato potásico.

Total de sólidos en suspensión

35 mg L-1 (4)

35 mg L-1 (3) (más de 10.000 he)

60 mg L-1 (3) (de 2.000 a 10.000 he)

90 % (4)

90 % (3) (más de 10.000 he)

70 % (3) (de 2.000 a 10.000 he)

- Filtración de una muestra representativa a través de una membrana de filtración de 0,45 µm. Secado a 105 °C y pesaje.

- Centrifugación de una muestra representativa (durante 5 minutos como mínimo, con una aceleración media de 2.800 a 3.200 g), secado a 105 °C y pesaje.

(1) Reducción relacionada con la carga del caudal de entrada.

(2) Este parámetro puede sustituirse por otro: carbono orgánico total (COT) o demanda total de oxígeno (DTO), si puede establecerse una correlación entre DBO5 y el parámetro sustitutivo.

(3) En regiones de alta montaña (más de 1.500 m sobre el nivel del mar) donde resulte difícil la aplicación de un tratamiento biológico eficaz debido a las bajas temperaturas y, siempre y cuando, tales vertidos no perjudiquen al medio ambiente.

(4) Este requisito es optativo.

Capítulo 2

22

A nivel estatal, la normativa aplicable en cuanto a las aguas residuales es la

siguiente:

El 28 de diciembre de 1995 se incorpora al derecho nacional la disposición

comunitaria mediante el Real Decreto-Ley 11/1995, que establece las normas aplicables

al tratamiento de las aguas residuales urbanas, señalando las diferentes competencias de

las autoridades competentes españolas para alcanzar los objetivos de la Directiva.

En 1996 se aprobó el Real Decreto 509/1996, de 15 de marzo, de desarrollo del

citado Real Decreto Ley 11/1995. Así, el Real Decreto 509/1996 fija los requisitos

técnicos que deberán cumplir los sistemas colectores y las instalaciones de tratamiento de

las aguas residuales, los requisitos de los vertidos procedentes de instalaciones

secundarias o de aquellos que vayan a realizarse en zonas sensibles y regula

el tratamiento previo de los vertidos de las aguas residuales industriales cuando éstos se

realicen a sistemas colectores o a instalaciones de depuración de aguas residuales

urbanas.

Con posterioridad, el Real Decreto 2116/1998, de 2 de octubre, modificó el Real

Decreto 509/1996 para recoger la Directiva 98/15/CEE, por la que se modifica la

Directiva 91/271/CEE en relación con determinados requisitos establecidos en su Anexo

I.

Con fecha 20 de septiembre de 2012 se publicó el Real Decreto 1290/2012, de 7

de septiembre, por el que se modifica el Reglamento del Dominio Público Hidráulico,

aprobado por el Real Decreto 849/1986, de 11 de abril, y el Real Decreto 509/1996, de 15

de marzo, de desarrollo del Real Decreto-ley 11/1995, de 28 de diciembre, por el que se

establecen las normas aplicables al tratamiento de las aguas residuales urbanas.

En el año 1995 se publicó el primer Plan Nacional de Saneamiento y Depuración.

Actualmente, se encuentra en vigor el segundo Plan Nacional de Calidad de las Aguas:

Saneamiento y Depuración 2007-2015, que da respuesta tanto a los objetivos no

alcanzados por el anterior Plan, como a las nuevas necesidades planteadas por la

Directiva Marco del Agua, que entró en vigor el 22 de diciembre del 2000. Destacando

las actuaciones para garantizar el cumplimiento de los objetivos ambientales de esta

Directiva, algunas de las cuales afectarán a aglomeraciones urbanas menores de 2.000 he

que deberán disponer de un tratamiento adecuado.

Introducción

23

iii. Estado Actual en cuanto a la Depuración del Agua

La mayor parte de la población europea está conectada a sistemas de tratamiento

de aguas residuales urbanas [16]. La Figura 2.2 muestra la proporción de la población que

dispone de sistemas de tratamiento de aguas residuales en los países europeos (entre

paréntesis se muestra el año del último dato disponible) [16].

Figura 2.2. Proporción de la población de los diferentes países europeos que disponen de sistema de

tratamiento de aguas residuales (se muestran los últimos datos disponibles).

En España, en 2010, el grado de conformidad de las aguas residuales tratadas en

planta, según los criterios establecidos en la Directiva 91/271/CEE, alcanzó el 84%. Seis

de los 19 territorios autónomos alcanzaron el 100% de conformidad y diez superaron el

90 %. Solo cuatro Comunidades Autónomas todavía se encontraban con valores inferiores

al 75 % [31].

El objetivo principal del tratamiento de aguas residuales es eliminar la mayor parte

de la contaminación (sustancias disueltas y sólidos en suspensión) como sea posible,

antes de que el agua efluente se descargue al medio ambiente. De esta forma, el

tratamiento primario elimina alrededor de 60% de sólidos en suspensión de las aguas

0

10

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es (

%)

Tratamiento de aguas residuales urbanas

Tratamientos de aguas residuales independientes

Otros tratamientos de aguas residuales ( p.ej. Tratamientos de industrias)

Capítulo 2

24

residuales. El tratamiento secundario (biológico) elimina más del 90% de sólidos en

suspensión y una parte considerable de los nutrientes. El tratamiento terciario incluye la

eliminación selectiva de nutrientes como fósforo y nitrógeno y prácticamente toda la

materia orgánica en suspensión restante. El subproducto del tratamiento de aguas

residuales es lodo o fango húmedo o mixto con un componente líquido. La producción de

lodos varía entre 10 y 30 kg per cápita en la mayoría de los países europeos [16]. Estos

lodos posteriormente deben ser gestionados como residuos sólidos, incrementando los

costes y el impacto medioambiental.

El tratamiento de aguas residuales más común actualmente se lleva a cabo a

expensas de un consumo elevado de energía eléctrica, siendo el principal proceso de

consumo de energía la aireación de los fangos activos (tratamiento secundario), que

supone un 50 % de la electricidad usada en la planta. De esta forma, los procesos de

recolección de aguas residuales y el tratamiento de las mismas consumen 4-5 % de la

electricidad producida en un país desarrollado. Por otra parte, las aguas residuales urbanas

contienen aproximadamente 9,5 kJ L-1 de energía en forma de contaminantes orgánicos

oxidables que son eliminados mediante el tratamiento de fangos activos sin recuperar esta

energía [32]. Así, si se aprovechase la energía contenida en los contaminantes orgánicos

del agua residual se podría conseguir que una planta de tratamiento de aguas residuales

fuese autosostenible.

2.2. PROBLEMÁTICA ENERGÉTICA

La humanidad actualmente consume 410·1018 J de energía cada año. Esto es

equivalente a la energía que contiene 9·1016 L de petróleo. La sociedad es adicta a la

energía, de forma que la energía representa un recurso irreemplazable e insustituible [33]

[34].

Los combustibles fósiles son una fuente de energía ideal, ya que proporcionan una

energía de alta densidad y transportable. Así, desde el inicio de la revolución industrial,

los combustibles fósiles han sido la fuerza motriz del mundo industrializado y del

crecimiento económico. La energía fósil ha crecido desde niveles insignificantes en 1800

a una salida anual de cerca de 10.000 millones de toneladas equivalentes de petróleo (tep)

en el siglo XXI [35]. En la Figura 2.3 se puede observar esta evolución [34].

Introducción

25

Figura 2.3. Producción de energía a partir de combustibles fósiles desde 1900 hasta 2010, dividido en

carbón, petróleo y gas.

De esta forma, los combustibles fósiles han apoyado la industrialización y el

crecimiento económico de los países durante el siglo pasado. Sin embargo, el uso

insostenible de los combustibles fósiles conlleva graves consecuencias: agotamiento de

los combustibles fósiles y calentamiento global.

Todos los depósitos de combustibles fósiles son limitados física o

económicamente. Se necesitan millones de años para la acumulación de combustibles

fósiles, mientras que posteriormente son extraídos rápidamente, por lo que es imposible

que la velocidad de generación iguale la velocidad de extracción. De esta forma, el

recurso será finito en el sentido de que eventualmente serán agotados [36], el UK Energy

Research Center (UKERC) recogió más de 500 estudios sobre la producción futura de

petróleo y llegó a la conclusión de que antes del 2030 aparecerá un máximo global, e

incluso existe un significante riesgo de que este hecho se produzca antes del 2020 [37].

Por otra parte, España ha sido uno de los países con mayor dependencia de fuentes

energéticas importadas en la Unión Europea. En 1973, las fuentes de energía del país

solamente cubrían el 28,6 % de la energía demandada total. Por lo que el gobierno ha

desarrollado políticas de ahorro de energía y de diversificación de las fuentes de energía

primaria, de forma que el uso de energía producida en el país sea la prioridad.

i. Calentamiento global

Además del problema de la dependencia de un combustible limitado, la

transformación de los combustibles fósiles en energía se lleva a cabo mediante la

0

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En

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Gas natural Petróleo Carbón

Capítulo 2

26

combustión de los mismos. Esos procesos basados en la combustión conllevan la emisión

de contaminantes (por ejemplo, óxidos de nitrógeno, monóxido de carbono,

hidrocarburos) y GEI (por ejemplo, CO2, CH4) [38]. Los GEI provocan el calentamiento

global de la Tierra, que trae como consecuencia el cambio climático. Además, la

eficiencia de estos procesos es del 30 % [38].

La combustión de combustibles fósiles emite sobre 6 Gigatoneladas de carbono

(en forma de CO2) a la atmósfera cada año [39]. De esta forma, el sector energético es el

principal responsable de las emisiones totales de GEI, representando el 80 % de las

emisiones de GEI totales de la Unión Europea [40].

De esta forma, teniendo en cuenta los problemas que acarrean el uso de los

combustibles fósiles y con el fin de evitar las consecuencias del actual modelo energético,

basado en los combustibles fósiles, es necesario la transición progresiva del uso de

combustibles fósiles para la generación de energía al uso de fuentes de energía

alternativas, renovables y ambientalmente favorables.

ii. Fuentes de Energía Alternativas

El desarrollo de energías renovables puede servir como un mecanismo para

reducir el impacto medioambiental del consumo energético, mejorar la económica local e

incrementar la participación de la comunidad en la gestión local medioambiental [41]

[42], además, de reducir la dependencia energética de los combustibles fósiles.

Las tecnologías de energías renovables son menos competitivas que los sistemas

de conversión de energía eléctrica convencionales, principalmente debido a su

intermitencia y el coste de mantenimiento relativamente alto. Sin embargo, las fuentes de

energía renovables tienen varias ventajas, tales como la reducción de la dependencia de

los recursos de combustibles fósiles y la reducción en las emisiones de carbono a la

atmósfera [43]. Es importante seleccionar la fuente de energía renovable o la

combinación de las fuentes de energía renovables que son la mejor opción en cada lugar.

La UE, a finales de 2010, estableció mediante “Energía 2020” objetivos de ahorro

en el consumo de energía primaria del 20 % para 2020. Por su parte, el “Plan de

Eficiencia Energética 2011” es considerado como una herramienta básica para la plena

consecución de estos objetivos, y reconoce que el mayor potencial de ahorro de energía se

encuentra dentro de los edificios y en el transporte [31]. En España, el Plan de Acción

Nacional de Energías Renovables (PANER) que abarca el período 2011-2020, se

Introducción

27

configura como el marco estratégico para el impulso y desarrollo de las energías

renovables en España para ese horizonte.

La transformación a este nuevo sistema energético planteado, requiere conseguir

que el sistema energético sea más eficiente y aumentar el desarrollo de las energías

renovables.

iii. Situación actual

En la actualidad, alrededor del 80 % de toda la energía primaria en el mundo

proviene de los combustibles fósiles, el 32,8 % corresponde al petróleo, 27,2 % al carbón

y 20,9 % al gas natural [44]. La biomasa y los residuos (10,2 %), la energía nuclear

(5,8%) y las hidroeléctricas (2,3 %) son los mayores contribuyentes al sistema energético

mundial después de los combustibles fósiles [44]. Mientras que sólo el 0,8 % de la

energía primaria mundial procede de fuentes geotérmicas, eólicas (0,2 %), energía solar

(0,1 %) u otras alternativas [45].

En la Figura 2.4 se muestra el consumo de energía primaria en España y su

distribución por tipo de fuente [31].

Figura 2.4. Consumo de energía primaria y distribución por tipo de fuentes.

En España, el consumo de energía primaria presenta una tendencia de crecimiento

importante con un aumento del 47,9 % en el período 1990-2010 hasta llegar a los

130.133,6 Ktep. Sin embargo, desde el año 2005 se aprecia un cambio en esta evolución,

0

20.000

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Año

Hidráulica

Eólica, Solar yGeotérmica

Biomasa,biocarburantesy residuos

Capítulo 2

28

dando lugar a un descenso del 10,2 % hasta 2010 [31]. Por otra parte, aunque con rasgos

energéticos comunes a los de UE, la presencia del petróleo y sus derivados en el consumo

de energía primaria es notablemente superior a la media europea, teniendo una elevada

dependencia exterior [31]. Sin embargo, las fuentes de energía renovable son cada vez

más importantes. El carbón presenta un descenso significativo de utilización, también la

energía nuclear desciende, el petróleo se mantiene relativamente estable y el gas natural

ha incrementado su cuota de participación llegando al 24 % en 2010 [31].

Si nos centramos en la contribución de las energías renovables en el consumo de

energía primaria, pese a que ha ido aumentando progresivamente, en 2010 solo alcanzó el

11,8 %. En 2010, destaca la contribución de la biomasa, los biocarburantes y los residuos,

que en conjunto, casi generaron 5,3 % de la energía primaria consumida. También el

grupo de eólica, solar y geotérmica (3,7 %). España ocupa una posición destacable en la

UE-27 en la generación de electricidad de origen renovable, solo superada por 8 países.

En 2009, el 25,7 % de la electricidad producida tuvo un origen renovable, cifra superior a

la de la media de la UE-27, que fue del 18,2 % [31].

2.3. CELDAS DE COMBUSTIBLE

2.3.1. Generalidades

Según W.R. Grove (1839), una celda de combustible podría definirse como un

dispositivo electroquímico que convierte la energía química de una reacción directamente

en energía eléctrica mientras se suministre combustible y oxidante al propio dispositivo.

Esta última característica diferencia este tipo de pilas de las baterías convencionales, pues

ambas son generadores de electricidad, si bien estas últimas, una vez agotado los

reactivos electroquímicos dejan de producirla [46] [47]. Desde un punto de vista simplista

(ya que el desarrollo tecnológico ha sido completamente diferente), las baterías serían

reactores discontinuos y la denominación “celda de combustible” se reservaría para

reactores continuos.

Las reacciones que tienen lugar en las celdas de combustible son la oxidación del

combustible que se emplea y la reducción del oxidante. Generalizando, la reacción que

tendría lugar en una celda de combustible podría representarse por la Reacción 2.1.

Combustible (H2, CH3OH, CH4, CO, etc.) + oxidante O2→

→ Producto combustión del combustible (H2O, CO2, etc.) + calor [2.1]

Introducción

29

Separando la celda por compartimentos, en el ánodo tendrá lugar la reacción de

oxidación del combustible (Reacción 2.2), y en el cátodo la reducción del oxidante

(Reacción 2.3).

Combustible → forma oxidada del combustible + electrones [2.2]

Oxidante + electrones → forma reducida del oxidante [2.3]

En las reacciones de oxidación del combustible y reducción del oxidante, además

de la generación y consumo de electrones, existe un tránsito de cargas. El movimiento de

cargas electrónicas se hace a través de un circuito externo donde se encontrará aquel

elemento que solicite una determinada demanda de electricidad. Las cargas iónicas se

mueven a través de un electrolito que cierra el circuito eléctrico. Una representación

esquemática de lo que ocurre en una celda de combustible se muestra en la Figura 2.5.

Figura 2.5. Esquema básico de una celda de combustible.

Las celdas de combustibles convierten directamente la energía libre (∆G) de una

reacción en electricidad. La termodinámica permite relacionar la energía química con la

eléctrica, mediante la Ecuación 2.1 [48].

∆ [ec. 2.1]

donde, n es el número de electrones intercambiados, F es la constante de Faraday, y Eo es

el voltaje de la celda en equilibrio termodinámico.

Capítulo 2

30

Para el sistema más habitualmente usado en celdas de combustible, gas hidrógeno

como combustible y gas oxígeno como oxidante, el cambio de energía libre es de -237 kJ

mol-1, que corresponde con un potencial estándar de equilibrio de 1,23 V.

Idealmente, el potencial de equilibrio (Eo) es el resultado de la diferencia de los

potenciales de equilibrio de las reacciones que tienen lugar en el cátodo (Ec,o) y en el

ánodo (Ea,o), tal y como muestra la Ecuación 2.2. Sin embargo, el voltaje de celda real (E)

es siempre inferior al valor ideal termodinámico [46] [49]-[51]. A la caída de potencial

respecto al valor de potencial ideal se le denomina sobrepotencial (η), y se calcula por

medio de la Ecuación 2.3.

, , [ec. 2.2]

[ec. 2.3]

Tres son las fuentes responsables de los sobrepotenciales [46] [47] [49]-[51]:

• Cinética electroquímica, que da lugar al sobrepotencial de activación (ηact).

• Resistencias eléctricas (caídas óhmicas) que da lugar al sobrepotencial óhmico

(ηohm).

• Transferencia de materia, que da lugar al sobrepotencial de concentración (ηconc).

i. Sobrepotencial de Activación

Desde el punto de vista termodinámico, para que se produzca una reacción

electroquímica tan sólo es necesario que el potencial aplicado sea superior al de

equilibrio. Sin embargo, desde el punto de vista cinético, se constata que la velocidad de

reacción de un proceso electroquímico cualquiera es proporcional a la diferencia entre el

potencial aplicado y el termodinámico, y que la dependencia entre este sobrepotencial y la

intensidad de corriente resultante dependerá de las propiedades de la superficie

electródica (fenómenos electrocatalíticos), además de la temperatura.

La relación entre la intensidad de corriente resultante (j) y el sobrepotencial (η)

viene dada por la ecuación de Butler-Volmer (Ecuación 2.4) [48] [49] [52].

exp exp [ec. 2.4]

Introducción

31

donde, jo es la densidad de corriente de intercambio, αa y αc son los coeficientes de

transferencia de carga para la reacción anódica y catódica, respectivamente, F la constante

de Faraday, R la constante universal de los gases y T la temperatura.

En esta expresión, el parámetro jo es la densidad de corriente de intercambio y

representa el valor absoluto de la densidad de corriente anódica y catódica en el equilibrio

para la reacción electroquímica considerada. Este parámetro se puede relacionar con la

reacción, la superficie y la concentración de las especies oxidantes y reductoras

involucradas en la reacción (Cox y Cred) mediante la Ecuación 2.5 [52].

!"#$% #&'( [ec. 2.5]

donde, n es el número de electrones intercambiados, A es el área activa de reacción (cm2

de electrodo que realmente participan en la reacción), ko es la constante de velocidad

estándar para la reacción y, αa y αc, son los coeficientes de transferencia de carga para el

ánodo y el cátodo, respectivamente.

Una simplificación muy útil que puede aplicarse para sobrepotenciales mayores de

50-100 mV es la aproximación de Tafel (Ecuación 2.6) que genéricamente se presenta en

el formato de la Ecuación 2.7 [53]-[56].

) * ∙ ln ../ [ec. 2.6]

) 0 + 2 ∙ ln [ec. 2.7]

donde, a y b son dos constantes que agrupan los términos anteriores [a = (-RT/αnF) · ln j0;

b = (RT/αnF)]. Al parámetro b se le conoce como pendiente de Tafel.

ii. Sobrepotencial Óhmico

En cualquier celda electroquímica hay pérdidas energéticas asociadas a las

resistencias al flujo de iones que genera el electrolito y a la resistencia al flujo de

electrones que se produce en los electrodos, colectores de corriente, cables, conexiones, y

demás elementos de la celda. Estas pérdidas energéticas se traducen en una caída de

potencial, cuyo valor será proporcional a la intensidad eléctrica que se genere o consuma

en el reactor electroquímico [50], [51]. Su valor dependerá de los materiales empleados,

de la geometría de la celda y de la temperatura, presentando un comportamiento que

obedece a la ley de Ohm (Ecuación 2.8) [46].

Capítulo 2

32

34 ∙ 5 [ec. 2.8]

donde, R es la resistencia total.

Como se ha comentado anteriormente, esta resistencia total (R), ha de tener en

cuenta a todos los elementos de la celda, y se puede calcular a partir de la Ecuación 2.9

[46].

5 5& + 56 + 5 [ec. 2.9]

donde, Re es la resistencia al flujo electrónico, Ri es la resistencia al flujo iónico y Rc

representa las resistencias derivadas del contacto entre los diferentes elementos

constituyentes de la celda.

iii. Sobrepotencial de Concentración

El sobrepotencial de concentración surge como consecuencia de la falta de

reactivos que alcancen los centros activos del catalizador donde se produce la reacción

electroquímica, y dependen de la densidad de corriente (j), de la concentración de los

reactivos, de la estructura de los electrodos y de la temperatura (T) [46] [51] [52] [57]-

[60], según la Ecuación 2.10.

η89:8 ;<:= ln 1 ??@ [ec. 2.10]

donde, jL es la densidad de corriente límite, valor que representa a la densidad de corriente

que se alcanza cuando la concentración de los reactivos en los centros activos del

electrocatalizador es cero.

2.3.2. Relación global entre sobrepotencial e intensidad de corriente en una

celda de combustible

La suma combinada de todos los efectos anteriores genera sobrepotenciales que

pueden ser expresados según muestran las Ecuaciones 2.11, 2.12 y 2.13 para el ánodo,

cátodo y celda, respectivamente, y donde iR representa las pérdidas óhmicas que existen

en la celda [46].

á*' ), +*, [ec. 2.11]

á)' ), +*, [ec. 2.12]

Introducción

33

|á*'| |á)'| C5 [ec. 2.13]

Las contribuciones de cada uno de los sobrepotenciales se muestran en forma

gráfica en la Figura 2.6A, y la influencia de todas ellas en el potencial de celda se

representan en la Figura 2.6B.

A) B)

Figura 2.6. A) Contribución de cada uno de los sobrepotenciales. B) Forma habitual de una curva de

polarización para las celdas de combustible.

Se puede apreciar la existencia de tres regiones en las curvas de polarización

(gráficas potencial vs. densidad de corriente) [46] [49]-[51]:

• Región I: A bajas densidades de corriente hay una caída brusca del potencial con

la densidad de corriente. En esta zona, el mecanismo dominante son las pérdidas

(polarización) por activación, debido a la velocidad limitada de las reacciones

electroquímicas. Generalmente, el comportamiento de esta zona se ajusta bien a la

ecuación de Tafel (Ecuación 2.10).

• Región II: A valores intermedios de la densidad de corriente, las pérdidas son

debidas a la resistencia de los diferentes elementos de la celda, como puede

deducirse de la relación lineal entre el potencial y la densidad de corriente,

correspondiente a un comportamiento equivalente a la ley de Ohm. Es la zona de

pérdidas (polarización) óhmicas.

Capítulo 2

34

• Región III: Nuevamente a altas densidades de corriente se produce una caída

brusca del potencial con la densidad de corriente. En este caso, las pérdidas son

atribuidas a la falta de reactivos que alcancen los centros activos del

electrocatalizador en los electrodos. Es la zona de pérdidas (polarización) por

concentración (difusión).

2.3.3. Celdas de combustible de membrana polimérica

Las celdas de combustible tipo PEM (acrónimo en inglés correspondiente con

Proton Exchange Membrane, membrana de intercambio de protones) surgieron como

consecuencia de las dificultades encontradas para el manejo del electrolito alcalino en las

celdas AFC (Celdas de combustible alcalinas). La primera celda PEM fue desarrollada

por General Electric.

En la actualidad, en las celdas PEM el electrolito que se emplea es una membrana

de intercambio iónico con una alta conductividad protónica, existiendo distintos tipos.

Generalmente, se emplean catalizadores de platino soportado sobre carbón, con placas de

grafito o de materiales metálicos para conectar las celdas con el circuito externo. En la

Figura 2.7 se muestra un esquema de este tipo de celdas. Las reacciones que tienen lugar

en este tipo de sistemas se muestran a continuación (Reacciones 2.4 y 2.5):

Ánodo: H2→2H++ 2e- [2.4]

Cátodo: ½O2 + 2H++ 2e-→H2O [2.5]

Figura 2.7. Esquema de una celda de combustible de membrana polimérica.

Las ventajas que presentan las celdas PEM se derivan del electrolito polimérico.

Este material presenta una baja permeabilidad a los gases reactivos, apenas presenta

Combustible Aire

O2

H2O

H2

Combustible sobrante

Agua y calor residual

e-e-

Corriente eléctrica

e- e-

Introducción

35

problemas de sellado y manejo, y la baja temperatura de operación permite una respuesta

rápida ante cambios bruscos en la demanda. Las desventajas de este tipo de celdas son

consecuencia de la baja temperatura de operación, haciendo difícil mantener el balance

térmico e imposible la cogeneración de energía a partir del calor residual del sistema.

Además, la baja temperatura hace necesario el uso de corrientes de hidrógeno ultrapuras,

puesto que cualquier impureza envenena al catalizador de platino. En caso de utilizarse

hidrógeno procedente del reformado de un hidrocarburo, éste requiere ser rigurosamente

depurado, lo que aumenta los costes, complejidad, y tamaño de los sistemas integrados.

Por otro lado, el balance de agua en el sistema es también complicado de establecer,

puesto que se requiere que el electrolito se encuentre hidratado y, al mismo tiempo, que

se evite la saturación en agua de los electrodos [61]-[66].

Las celdas PEM se utilizan como fuentes de energía en aplicaciones

automovilísticas, para la generación estacionaria de energía y en la actualidad se está

investigando su uso en aplicaciones portátiles (generadores de corriente en ordenadores

portátiles, teléfonos móviles, etc.) [67]. Cabe destacar, el hecho de que existan ya

vehículos comerciales que funcionan con pilas de combustible tipo PEM, como es el caso

del FCX Clarity de la marca Honda [68].

2.4. CELDAS DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS O MICROBIANAS

Una celda de combustible microbiológica o microbiana (MFC acrónimo en inglés

correspondiente con Microbial Fuel Cell) es un tipo de celda de combustible en la que el

catalizador anódico es de naturaleza microbiana y que convierte directamente un sustrato

biodegradable en electricidad debido a la energía que contiene el sustrato. Los

microorganismos utilizan la materia orgánica para llevar a cabo sus funciones vitales,

transfiriendo electrones desde un donador (materia orgánica) a un aceptor de electrones

(normalmente oxígeno). La celda consta de dos electrodos, el ánodo y el cátodo y una

membrana semipermeable (normalmente una membrana polimérica de intercambio

protónico) situada entre los electrodos. La transferencia de electrones hasta el ánodo

puede ocurrir a través de la membrana celular o a partir de un mediador soluble [69].

Posteriormente, se genera un flujo de electrones a través de un circuito externo hacia el

cátodo. Produciéndose por otro lado una liberación de protones que difunden a través de

una membrana o separador poroso hacia el compartimiento catódico. En el cátodo, las

moléculas de oxígeno se combinan con los electrones y protones para formar agua. Los

Capítulo 2

36

microorganismos pueden encontrarse en suspensión en el interior del compartimento

anódico o inmovilizados en el electrodo. En la Figura 2.8 se muestra un esquema de una

celda de combustible microbiológica.

Figura 2.8. Esquema de una celda de combustible microbiológica.

Suponiendo que el sustrato fuese glucosa se producen las siguientes reacciones en

una celda de combustión microbiológica (Reacciones 2.6 a 2.8):

Ánodo: C6H12O6+6H2O→6CO2+24H++24e- [2.6]

Cátodo: 6O2+24H++ 24e- → 12H2O [2.7]

Reacción Global: C6H12O6+ 6O2 → 6CO2+6H2O [2.8]

2.4.1. Historia

La relación entre la generación de electricidad y procesos metabólicos fue

estudiada por primera vez en el siglo XVIII, cuando Luigi Galvani observó cómo al

aplicar una corriente eléctrica se producía una contracción nerviosa en una pata de rana y

estableció la primera teoría de “electricidad animal”. Desde ese momento, se ha

comprobado que muchos aspectos biológicos tienen una faceta bioelectroquímica, ya que

del mismo modo que una acción eléctrica puede inducir una reacción biológica, algunos

procesos biológicos también pueden ser utilizados para generar electricidad [70] [71].

Los primeros estudios en celdas de combustible microbiológicas se llevaron a

cabo en 1911, cuando M.C. Potter descubrió una forma de generar electricidad por medio

MEMBRANA

Resistenciae- e-

Multímetro

H+

O2

H2OMateria orgánica

CO2

ÁNODO CÁTODO

Introducción

37

de Escherichia Coli, usando un electrodo de platino [72]. Sin embargo, esto no generó

mucho interés debido a que la diferencia de potencial generado era de pequeña magnitud.

Ya en 1931, Barnet Cohen, a partir de los experimentos de Potter, desarrolló una

serie de celdas de combustible microbiológicas, que conectadas en serie, eran capaces de

producir más de 35 V, aunque sólo con una corriente de 2 mA [73].

Las celdas de combustible microbiológicas retomaron importancia en los años 60

cuando la NASA se interesó en transformar desechos orgánicos en electricidad para su

uso en viajes espaciales de larga duración [74]. Posteriormente, los trabajos realizados en

1962 por Davis y Yarborough involucraron la adición de bacterias tipo E. Coli en una

MFC que contenía glucosa, generando pequeñas cantidades de corriente. Además, se

obtuvieron corrientes más elevadas con la adición de azul de metileno al sistema. Esto se

explica por la ineficiencia de la transferencia directa de electrones desde los

microorganismos al electrodo, mientras que la presencia de un mediador, como el azul de

metileno, genera una eficiencia mucho mayor en la celda [75].

Wiebel y Dodge, en 1975, utilizaron diclorindofenol como mediador en una celda

basada en glucosa, con eficiencias cercanas al 100%. También fueron utilizados otros

mediadores como compuestos de hierro (ferroceno) para la oxidación de la glucosa [76].

En los años 70 y 80 se comenzó a explorar el concepto de microorganismos

usados como catalizadores en celdas de combustible microbiológicas [77] [78]. Por otra

parte, la MFC utilizada para tratar agua residual doméstica fue introducida por

Habermann y Pommer en 1991 [79]. Recientemente, se han llevado a cabo estudios que

han demostrado la posibilidad de producir energía eléctrica a la vez que se logra el

tratamiento de aguas residuales [80]. Además, recientemente han vuelto a ser dispositivos

atractivos para generar electricidad desarrollando oportunidades para aplicaciones

prácticas.

2.4.2. Tipos de celdas de combustible microbiológicas

Las celdas de combustible microbiológicas son dispositivos electroquímicos que

convierten la energía química disponible en un combustible (por ejemplo, la materia

orgánica del agua residual) en energía eléctrica por medio de las reacciones catalíticas que

llevan a cabo los microorganismos. Existen dos tipos de celdas de combustible

microbiológicas: las basadas en hidrógeno y las no basadas en hidrógeno.

Capítulo 2

38

i. Basadas en Hidrógeno

Las celdas de combustible microbiológicas basadas en hidrógeno son aquellas que

constan de dos sistemas acoplados: un sistema microbiológico de producción de

biohidrógeno y una celda de combustible de hidrógeno, donde el biohidrógeno generado

se utiliza como combustible para producir electricidad. El esquema de este tipo de sistema

se muestra en la Figura 2.9.

Figura 2.9. Esquema de la celda de combustible microbiológica basada en hidrógeno.

Una de las formas más comunes de producir biohidrógeno es mediante la

fermentación acidogénica. La fermentación acidogénica es una de las etapas de la

digestión anaerobia en la que la materia orgánica soluble de las aguas residuales es

transformada mediante microorganismos en productos finales como ácidos grasos

volátiles (ácido acético, fórmico, propiónico, butírico, valérico, láctico y etanol,

principalmente) y biohidrógeno (hidrógeno y dióxido de carbono), que son productos de

alto valor añadido y una importante fuente de energía como es el hidrógeno.

La principal ruta metabólica de degradación de glucosa para formar ácidos grasos

volátiles es la de Embdem-Meyerhof, que tiene como principal intermedio de reacción el

piruvato [81]. Dicha ruta se muestra en la Figura 2.10.

La fermentación acidogénica se puede realizar con diversos tipos de

microorganismos, y según los que se usen, se seguirá una ruta metabólica u otra, dando

lugar a diferentes productos finales. Los principales microorganismos suelen ser del

género Clostridium, que convierten la glucosa en ácido butírico, ácido acético, hidrógeno

y dióxido de carbono. Sin embargo, las condiciones de operación y otros factores influyen

sobre el metabolismo de las bacterias y, por lo tanto, en la distribución de productos. El

efecto de estos factores se ha estudiado principalmente para maximizar la producción de

hidrógeno. Se han realizado un gran número de investigaciones en todo el mundo con

Materia orgánica

H2 e- H+ O2

H2O

H2

e-

Introducción

39

este fin, aunque existen importantes diferencias en las conclusiones a las que se llegan

[82].

Figura 2.10. Esquema de las vías metabólicas de la fermentación de glucosa por un cultivo mixto de

microorganismos anaerobios.

Estos factores, no sólo afectan a las rutas metabólicas de las bacterias, sino que a

su vez, pueden hacer cambiar la población bacteriana si el cambio en las condiciones de

operación se mantiene durante un periodo de tiempo suficientemente largo. El proceso de

aclimatación-adaptación, se refiere a los cambios o ajustes fisiológicos que surgen en un

ambiente determinado como resultado de la selección natural, mejorando su oportunidad

para sobrevivir y dejar descendencia fértil.

A continuación, se nombran los factores que se han considerado más importantes

en la producción de hidrógeno mediante fermentación acidogénica: el tipo de inóculo, el

tipo de sustrato, el tipo de reactor utilizado, la temperatura, el pH y la presencia de

algunos compuestos como el nitrógeno, fosfato e iones metálicos [82].

Capítulo 2

40

- Inóculo

La influencia del inóculo viene determinada por los microorganismos que realizan

la fermentación acidogénica. Se suele distinguir entre cultivos puros y mixtos.

a) Cultivos puros: Las fermentaciones con cultivos puros son llevadas a cabo por un

único tipo de bacterias, generalmente del género Clostridium y Enterobacter. Con

estos cultivos es posible lograr un mayor rendimiento de hidrógeno que con el uso

de cultivos mixtos, pero presentan el problema de que se pueden contaminar

fácilmente con otro tipo de bacterias. Es por esto, por lo que a nivel industrial el

uso de este tipo de cultivos no resulta atractivo, ya que las medidas para mantener

el cultivo puro podrían suponer un coste importante comparado con el beneficio.

b) Cultivos mixtos: Las bacterias capaces de producir biohidrógeno son muy

comunes en entornos naturales como el suelo, lodos de aguas residuales, compost,

etc. Por tanto, estos materiales pueden utilizarse como inóculo para la obtención de

un cultivo acidogénico que permita la producción de biohidrógeno mediante

fermentación acidogénica. Además, la utilización de un cultivo mixto hace más

estable el proceso de fermentación y disminuye la preocupación por la posible

contaminación del cultivo con otras bacterias. Es por todo esto, que la utilización

de estos cultivos mixtos parece más práctica que la utilización de cultivos puros,

ya que son más sencillos de operar y fáciles de controlar. Además, con estos

cultivos se puede usar una amplia variedad de materias primas y residuos sin

necesidad de esterilizarlos. El riesgo que se corre es que en el inóculo se incluyan

bacterias no deseadas, como las metanogénicas. Para evitar esta contaminación

existen diversos métodos, donde se somete a los cultivos mixtos a unas

condiciones extremas (tratamientos térmicos, ácidos, bases, cloroformo, etc.), que

disminuyen o eliminan la población de las bacterias metanogénicas, al ser éstas

menos resistentes que las acidogénicas.

- Tipo de sustrato

Los sustratos que pueden emplearse en la fermentación acidogénica, y por tanto en

la producción de biohidrógeno, se pueden dividir en cuatro grupos [83]:

• Sustratos puros (por ejemplo, glucosa, celulosa y almidón).

• Cultivos energéticos (por ejemplo, Miscanthus, amaranto, hierba y remolacha

azucarera).

Introducción

41

• Residuos sólidos (por ejemplo, residuos de alimentos y la fracción orgánica de los

residuos sólidos).

• Aguas residuales industriales (por ejemplo, las aguas residuales de tofu o de

fábricas de azúcar y las aguas residuales de la industria del papel, bodegas, etc.).

De estos cuatro grupos, los sustratos puros han sido los más utilizados en los

estudios de producción de biohidrógeno, pero en los últimos años, se han comenzado a

utilizar también los residuos orgánicos. Algunos sustratos son demasiado complejos para

la producción de biohidrógeno mediante fermentación acidogénica. Por este motivo, a

este tipo de sustrato (normalmente vegetal con alto contenido en fibra) se le pueden

realizar algunos tratamientos previos (acidificación, congelación y descongelación o

esterilización) que mejoren la capacidad bacteriana para producir biohidrógeno. De esta

manera, se pueden conseguir interesantes rendimientos de hidrógeno a partir de purines

(14,6% de DQO utilizado), residuos de alimentos (19,3% de DQO utilizado) y el filtrado

de lodos residuales (24% de DQO utilizado) [83].

En cuanto a la concentración de sustrato, se ha demostrado que, dentro de un

intervalo apropiado, el aumento de la concentración de sustrato podría incrementar la

capacidad de las bacterias para producir hidrógeno [82]. Sin embargo, no se puede hablar

de una concentración óptima de sustrato para la producción de hidrógeno, ya que ésta

dependerá del tipo de inóculo y del tipo de sustrato utilizado.

- Tipo de reactor

Habitualmente, los estudios de fermentación acidogénica se llevan a cabo en

reactores discontinuos, debido a su mayor facilidad de control y operación, mientras que

las operaciones a gran escala requieren procesos de producción continua por razones

prácticas ingenieriles. Los reactores continuos de tanque agitado se presentan como una

solución a este conflicto, ya que además, se trata de reactores relativamente simples,

termostatizados, de mezcla completa y sin recirculación del efluente. El inconveniente

que presentan es que para obtener un tratamiento efectivo se requieren de largos tiempos

de retención hidráulico (TRH), de manera que se consiga una velocidad de crecimiento de

las bacterias mayor a la pérdida que se produce de éstas por el efluente, es decir, no se

produzca lavado celular. Se ha demostrado que, dentro de un intervalo apropiado, el

incremento del tiempo de retención hidráulico podría incrementar la habilidad de las

bacterias para producir hidrógeno durante la fermentación [84]. Sin embargo, aquí

Capítulo 2

42

también existen discrepancias sobre el tiempo de retención hidráulico óptimo para la

producción de hidrógeno. Estas discrepancias llegan al punto de obtenerse valores

óptimos tan dispares como 0,5 h [85] y 12 h [86], posiblemente debido a diferencias en el

inóculo utilizado, sustrato e intervalo de TRH estudiado.

Además de los reactores de tanque agitado, otros reactores que operan en modo

continuo son los reactores anaerobios de flujo ascendente (UASB, acrónimo en inglés

correspondiente con Upflow Anaerobic Sludge Blanket). Estos reactores se utilizan en la

depuración de aguas residuales de multitud de industrias. Se trata de un tipo de reactor

tubular que opera en régimen continuo y en flujo pistón ascendente. La retención de

fango activo en este tipo de sistemas hace posible la realización de un buen tratamiento

incluso a elevadas cargas orgánicas. Además, la elevada concentración de biomasa lo

hace más tolerante a la presencia de tóxicos.

Por último, los reactores discontinuos secuenciales (SBR, acrónimo en inglés

correspondiente con Sequencing Batch Reactor) son reactores discontinuos en los que el

agua residual se mezcla con un lodo biológico en un medio anaerobio. Este tipo de

sistemas consta de cuatro etapas cíclicas (Figura 2.11): llenado, reacción, decantación y

vaciado. Todas las etapas se producen en el mismo recipiente, por lo que supone un

ahorro en equipos y terrenos necesarios para la construcción de la planta.

Figura 2.11. Etapas de un ciclo de operación de un reactor SBR.

- Nutrientes: nitrógeno y fosfato

El nitrógeno es uno de los nutrientes más esenciales y necesarios para el

crecimiento de bacterias. Un nivel de nitrógeno adecuado es beneficioso para la

producción de hidrógeno en la fermentación acidogénica. La mayoría de los estudios que

investigan el efecto de la concentración de nitrógeno se centran en el nitrógeno amoniacal

Llenado

Reacción

MezclaReposo

Vaciado

Sedimentación

Introducción

43

como fuente de nitrógeno, pero existen diferencias entre las concentraciones óptimas

obtenidas.

El fosfato es otro de los nutrientes de mayor importancia. El fosfato es necesario

para la producción de hidrógeno debido a su valor nutritivo. Por ello, una adecuada

relación C/N y C/P es fundamental para la producción de hidrógeno en la fermentación

acidogénica. Sin embargo, aquí también existen ciertas diferencias sobre las relaciones

óptimas C/N y C/P para la producción de hidrógeno. Por ejemplo, según Argun y col.

(2008), las relaciones óptimas C/N y C/P para reactores discontinuos son de 200 y 1.000

[87], mientras que según O-Thong y col. (2008) son de 74 y 559, respectivamente [88].

- Presencia de iones metálicos

A pesar de que una elevada concentración de iones metálicos puede inhibir la

actividad de las bacterias productoras de biohidrógeno, la presencia de estos iones en

concentraciones traza es necesaria para la producción de biohidrógeno.

De todos los iones metálicos el efecto de la concentración del ión Fe2+ parece ser

el más importante, y por tanto el más investigado, debido a que su presencia es esencial

en la enzima hidrogenasa. Sin embargo, existen otros iones que, aunque son necesarios en

cantidades mucho más pequeñas, se convierten en tóxicos en concentraciones bajas. Estos

últimos son principalmente metales pesados, cuya toxicidad relativa podría ir en este

orden Cu > Ni > Zn > Cr > Cd > Pb según Li y Fang (2007) [89], o Zn > Cu > Cr según

Lin y Shei (2008) [90].

- pH

El pH es un factor importante que influye sobre la actividad de las bacterias que

producen hidrógeno, ya que puede afectar a la actividad de la enzima hidrogenasa y al

metabolismo. Este factor va a condicionar el tipo de microorganismos que va a sobrevivir

en el medio, puesto que cada especie tiene un intervalo de pH, dentro del cual es posible

su crecimiento. Se ha demostrado que en un intervalo adecuado de pH, el aumento de este

factor mejora la capacidad de las bacterias productoras de hidrógeno, incrementando su

producción.

Los estudios relacionados con el pH se pueden dividir en dos tipos: aquellos

donde se estudia el efecto del pH inicial (sin efectuar un control del pH durante los

experimentos) y aquellos donde existe un control del pH, y por lo tanto éste se mantiene

fijo en un valor durante toda la fermentación. Los primeros se tratan de fermentaciones en

Capítulo 2

44

discontinuo donde se han obtenido valores óptimos de pH entre los 4,5 [91] y 9 [92]. El

segundo tipo de estudios, donde el pH se mantiene constante, se puede realizar tanto en

procesos continuos como discontinuos. También en esta ocasión, se pueden encontrar

importantes diferencias en los resultados de pH óptimo obtenido [82].

- Temperatura

La temperatura es también uno de los factores más importantes, ya que influye en

el crecimiento y la supervivencia de las bacterias. El aumento de la temperatura

incrementa la velocidad de las reacciones enzimáticas y el crecimiento de los

microorganismos es más rápido. Sin embargo, cuando se trabaja a temperaturas muy

elevadas, las proteínas, ácidos nucleicos y otros componentes celulares pueden dañarse

irreversiblemente debido a la desnaturalización e inactivación de las proteínas.

Cada tipo de bacteria muestra una curva característica de tasa de crecimiento en

función de la temperatura (Figura 2.12). En ella se distinguen tres puntos característicos:

• Temperatura mínima: por debajo de la cual no hay crecimiento.

• Temperatura óptima: permite la máxima tasa de crecimiento

• Temperatura máxima: por encima de la cual las células permanecen vivas pero no

son capaces de llevar a cabo sus funciones vitales.

Figura 2.12. Efecto de la temperatura sobre la velocidad de crecimiento bacteriano.

Velo

cid

ad d

e cr

ecim

ien

to

Temperatura

Óptimo

Máxima velocidad de las reacciones

Incremento de la velocidad de las reacciones

Gelificación de la membrana; transportes tan lentos que no se produce crecimiento

Desnaturalización de la proteínas; colapso de la membrana citoplasmática; termólisis

MáximoMínimo

Introducción

45

En función de la temperatura óptima, los microorganismos se pueden clasificar en:

psicrófilos, con temperaturas óptimas bajas; mesófilos, con temperaturas óptimas

moderadas; termófilos, con altas temperaturas óptimas; e hipertermófilos, con

temperaturas óptimas muy elevadas.

Según los resultados recogidos por Wang y Wan (2009), con distintos inóculos y

sustratos, y a pesar de que las temperaturas óptimas difieren en los distintos casos

estudiados, en un intervalo mesófílo, el óptimo se obtuvo a 37 ºC, mientras que en un

intervalo termófílo, la temperatura óptima fue de 55 ºC [82]. Otros investigadores han

demostrado que la producción de hidrógeno y ácidos grasos volátiles aumenta desde los

33 ºC hasta los 40ºC, momento en el que empieza a disminuir [93]. Por otro lado, en el

estudio de Gadhamshetty y col. (2008), la producción de hidrógeno más alta se alcanzó en

torno a los 22 ºC [94].

- Presión parcial de hidrógeno

De acuerdo con algunos investigadores, otro de los factores que limita la

producción de hidrógeno, es la elevada presión parcial de hidrógeno en el reactor [95]. A

medida que la concentración de hidrógeno incrementa, la síntesis de hidrógeno disminuye

y las rutas metabólicas cambian hacia la producción de sustratos reducidos, tales como

lactato, etanol, acetona, o butanol [96]. Es por ello que en numerosos experimentos se ha

pretendido reducir dicha presión mediante el burbujeo de N2, agitación vigorosa,

reactores de membrana o haciendo vacío en la parte superior del reactor. A pesar de esto,

existen investigaciones que no dan demasiada importancia a este factor, ya que no

observaron cambios importantes.

Actualmente, como se ha mencionado anteriormente, los requerimientos de

energía a nivel mundial dependen mayoritariamente de los combustibles fósiles, por lo

que existe una importante búsqueda de nuevos recursos energéticos. En esta búsqueda, el

hidrógeno aparece con fuerza al tratarse de un vector energético que produce una energía

limpia y renovable, que posee un alto calor específico de combustión (122 kJ g-1), y que

no contribuye al efecto invernadero durante el proceso de generación de energía. El calor

específico de combustión del hidrógeno es mucho mayor que en otros productos

utilizados en la generación de energía como metano con 50,1 kJ g-1 o etanol con sólo 26,5

kJ g-1. Sin embargo, está por mejorar su almacenamiento, ya que este parámetro

disminuye mucho cuando se habla de poder calorífico por unidad de volumen.

Capítulo 2

46

Por otra parte, el inconveniente que presenta actualmente la producción de

hidrógeno es que los principales métodos de producción, como pueden ser la electrólisis

del agua y el reformado termocatalítico de los compuestos ricos en hidrógeno, requieren

una gran cantidad de energía, que por lo general se obtiene a partir de fuentes no

renovables. En la actualidad, los porcentajes de producción de hidrógeno por métodos no

renovables son muy elevados, un 40 % a partir de gas natural, 30 % de las fracciones

pesadas y naftas, 18 % del carbón, 4 % mediante electrólisis y sólo el 1 % a partir de

biomasa. Una alternativa a estos métodos de producción de hidrógeno es la que presenta

la producción biológica de hidrógeno, en la que mediante el uso de microorganismos se

convierten recursos energéticos renovables en hidrógeno utilizando procesos que operan a

temperatura ambiente y presión atmosférica [97]. Hay varios métodos para la producción

de hidrógeno biológicamente: la bio-fotólisis directa, bio-fotólisis indirecta, la foto-

fermentación y la fermentación acidogénica. Estos métodos todavía se encuentran en

estudio, con el objetivo de mejorar la baja producción de H2 comparado con los procesos

anteriores, y convertirse en una alternativa económicamente viable [98].

De todos los procesos biológicos, la producción de biohidrógeno mediante

fermentación acidogénica parece la tecnología más simple. Teóricamente, el rendimiento

máximo es de 4 mol H2 mol glucosa-1, cuando la glucosa es completamente metabolizada

a acetato. Sin embargo, los mejores rendimientos reales se encuentran en torno a 2 mol H2

mol glucosa-1. Para aumentar estos rendimientos de la fermentación acidogénica y

conseguir la degradación completa de la glucosa a CO2 e H2 se han utilizado procesos con

microorganismos modificados y/o la utilización de una combinación de procesos,

consiguiendo un rendimiento máximo de 5,1 mol H2 mol glucosa-1 [97].

Uno de los aspectos más problemáticos en la aplicación del hidrógeno es el

almacenamiento y el transporte del mismo. Por ello, una de las posibilidades para evitar

este problema es el acoplamiento del sistema de producción de hidrógeno con celdas

PEM, en las que el hidrógeno producido es directamente transformado en electricidad en

la celda PEM, siendo el único residuo obtenido el agua [49]. A este tipo de celdas se les

conoce como PEMFC (acrónimo inglés correspondiente con Proton Exchange Membrane

Fuel Cell).

Sin embargo, es necesario tener en cuenta que la corriente gaseosa producida en la

fermentación acidogénica tiene un porcentaje entre 40-64 % de H2 [99]-[102]. El

porcentaje restante corresponde a CO2 y trazas de CH4, H2S o NH3. Mientras que para el

Introducción

47

funcionamiento óptimo de las celdas PEM es necesario una pureza de H2 superior al 99 %

y un contenido en CO inferior a las 10 ppm [103]. El uso de corrientes impuras de

hidrógeno puede ocasionar problemas en las celdas PEM. Por lo que algunos autores han

incorporado sistemas de purificación del hidrógeno antes de la alimentación de la celda

PEM [104] [105].

Hasta ahora hay muy pocos estudios sobre el acoplamiento de sistemas de

fermentación acidogénica para producción de biohidrógeno y celdas de combustible de

hidrógeno. En el estudio de Lin y col. (2007) se obtuvo una potencia de 0,87 W en un

stack de 4 celdas PEM que fue alimentada con la corriente de biohidrógeno purificado

obtenida en la fermentación acidogénica de 30 g L-1 de sacarosa [104]. En otro estudio,

llevado a cabo por Wei y col. (2010), en el que se empleó la corriente de biohidrógeno

generada en la fermentación acidogénica de 5 g L-1 de almidón, una vez purificada, en un

stack de 2 celdas PEM (10 cm2), se obtuvo una potencia de 0,428 W [105]. Sin embargo,

hasta ahora, no se ha empleado este sistema utilizando agua residual como materia prima.

ii. No basadas en Hidrógeno

Una celda de combustible microbiológica no basada en hidrógeno es un

dispositivo electroquímico en el que la materia orgánica es transformada directamente en

electricidad mediante las reacciones metabólicas llevadas a cabo por los microorganimos.

En una celda de combustible microbiológica, los microorganismos oxidan la materia

orgánica en la cámara anódica transfiriendo los electrones a un electrodo y pasando los

protones a través de la membrana o un puente salino al compartimento catódico.

Posteriormente, los electrones son cedidos a un aceptor de electrones en el cátodo, que

suele ser el oxígeno [106]. Las comunidades de microorganismos que se desarrollan en la

cámara anódica tienen unas funciones muy similares a las de los microorganismos

metanogénicos. A diferencia de los metanogénicos, estos microorganismos pueden

transferir los electrones directamente a la superficie del electrodo.

De esta forma, mediante las celdas de combustible microbiológica se genera

electricidad directamente a partir de una fuente de materia orgánica, como son las aguas

residuales, por lo que son una tecnología emergente para producir electricidad

directamente a partir de residuos. La eficiencia energética de las celdas de combustible

microbiológicas puede ser elevada, ya que el proceso opera a temperatura ambiente y no

es necesario el aporte de energía. Así, se pueden conseguir eficiencias de hasta el 65 %

Capítulo 2

48

[107]. Además, el paso intermedio de generación y purificación del bio-hidrógeno es

eliminado. Por otra parte, la fermentación acidogénica tiene una eficiencia teórica del

33,3 % [108], ya que el rendimiento máximo de hidrógeno es de 4 moles de H2 por mol

de hexosa (siendo el ácido acético el único producto en fase líquida obtenido en la

fermentación acidogénica de la hexosa). Mientras que en la oxidación completa a CO2 y

H2, podrían producirse 12 moles de hidrógeno por mol de hexosa [106]. Además, en el

caso concreto de que una celda PEM operase con H2 como combustible y con O2 como

oxidante, en condiciones estándar se podría obtener una eficiencia máxima de un 83 %

[109]. Por lo que cabe esperar que la eficiencia en la producción de electricidad mediante

celdas de combustible microbiológicas (no basadas en hidrógeno) sea superior que la del

sistema resultante del acoplamiento de fermentación acidogénica y celdas de combustible

de hidrógeno (basadas en hidrógeno).

Actualmente, se han llevado a cabo varios estudios de generación de

bioelectricidad a partir de productos de fermentación y residuos orgánicos [110]-[112]. La

principal limitación para la implementación de las celdas de combustibles

microbiológicas es que su densidad de potencia todavía es relativamente baja y que la

tecnología se encuentra todavía en la fase de laboratorio. Aunque ya empieza a haber

estudios a escala algo mayor [113]. A continuación, en este capítulo se abordará en mayor

profundidad este tipo de sistemas.

2.4.3. Ventajas de las celdas de combustible microbiológicas

Existen otras tecnologías para la generación de energía a partir de materia

orgánica, como la digestión anaerobia, la fermentación acidogénica, etc. Sin embargo, las

celdas de combustible microbiológicas tienen ventajas que estas otras tecnologías no

presentan:

• La conversión de energía desde el sustrato a electricidad es directa, permitiendo

altas eficiencias [32] [114].

• Las MFCs operan eficientemente a temperatura ambiente, e incluso a muy bajas

temperaturas distinguiéndose de todos los demás procesos bioenergéticos actuales

[115].

• No requieren de energía extra para airear el cátodo, pues éste puede ser aireado

pasivamente [32].

Introducción

49

• Una MFC no requiere tratamiento de gases debido a que los gases de escape están

enriquecidos en CO2 de origen no fósil y no tienen valor energético residual [114].

• Las MFCs no tienen partes móviles y, por tanto, no necesitan aporte de energía

siempre que el cátodo sea aireado pasivamente [116].

• Las MFCs tienen una amplia aplicación en localizaciones donde se carece de

infraestructura eléctrica, así como para ampliar la diversidad de fuentes

energéticas que utilizamos para satisfacer nuestra demanda energética [114].

• Comparativamente con otras tecnologías de depuración de aguas tradicionales

(digestión anaerobia), las MFCs generan menor cantidad de fangos con el

consiguiente ahorro en los costes de deshidratación [32] [114].

• El hecho de trabajar con un combustible fácil de obtener y manipular es, sin duda,

una gran ventaja con respecto a los más conocidos como el hidrógeno o el

metanol.

• Por otra parte, la glucosa es una sustancia que está presente en nuestro organismo

abriendo la posibilidad de utilizar las MFCs en el campo de la medicina y los

biosensores.

2.4.4. Estructura

El principal desafío en la construcción de celdas de combustible microbiológicas

es la selección de materiales y arquitecturas que maximicen la potencia generada y la

eficiencia culómbica de la MFC, además de minimizar el coste y crear arquitecturas que

sean relativamente escalables [117]. Últimamente, también se tiene en cuenta criterios

sostenibles [32]. Al igual que una celda de combustible convencional, las MFCs constan

de un ánodo y un cátodo que pueden estar separados por una membrana de intercambio

protónico.

i. Ánodo

Los materiales con los que se deben construir los ánodos deben ser no corrosivos,

biocompatibles y químicamente estables en la solución del reactor, deben tener una

conductividad y porosidad elevada, bajo coste y facilidad de construcción a diferentes

tamaños [32].

Capítulo 2

50

El material más usado debido a su versatilidad y bajo coste es el carbón. El carbón

está disponible en forma de tela, papel, malla, espuma o carbón vítreo reticulado (RVC).

La tela de carbón es excelente para la formación del biofilm, pero puede resultar muy cara

(aproximadamente 750 € m-2) [117]. La malla de carbón puede trabajar tan bien o mejor

que el papel y la tela de carbón y además es más económica (aproximadamente 7,5-37 €

m-2) [118]. En algunas ocasiones se aplica un tratamiento de amoniaco a elevada

temperatura a estos materiales para incrementar la adhesión de las bacterias y la densidad

de potencia [119]. Se pueden alcanzar mayores áreas superficiales usando materiales

compactos como carbón vítreo reticulado, el cual se encuentra disponible con diferentes

tamaños de poro o usando capas de gránulos de carbón o esferas, siendo la mayor

desventaja que es demasiado frágil. En la Figura 2.13 se muestra algunas fotografías de

las diferentes configuraciones de carbón que se usan como electrodo anódico [32].

Figura 2.13. Diferentes formas de carbón utilizadas como electrodo anódico de las MFCs. A) Papel de

carbón (E-TEK). B) Tela de carbón (E-TEK). C) Diferentes tipos de carbón vítreo reticulado con diferente

tamaño de poro (10, 20 y 45 poros pulgada-1).

Por otra parte, hay una gran variedad de materiales de grafito que se pueden

utilizar para la fabricación del ánodo: varillas, fieltro, espumas, láminas y hojas de

grafito. Las barras de grafito han sido utilizadas en muchos estudios de celdas de

combustible microbiológicas [120]-[123], ya que poseen alta conductividad y tienen áreas

superficiales relativamente definidas (baja porosidad interna). Además, han sido

extensamente utilizadas en estudios electroquímicos [32]; también, son fáciles de moldear

y son baratas [124]. En la Figura 2.14 se muestran algunas imágenes de diferentes

configuraciones de grafito utilizadas en el ánodo de una MFC [32].

Introducción

51

Figura 2.14. Fotografías de algunos materiales de grafito utilizados en ánodos de MFCs. A) Varilla de

grafito. B) Plato de grafito. C) Lámina de grafito. D) Hoja de grafito.

Por otra parte, con las fibras y los cepillos de grafito es posible alcanzar altas áreas

superficiales y altas porosidades [125]. En la Figura 2.15 se muestran imágenes de

gránulos, fibras y cepillos de grafito utilizados como ánodo en MFCs [32].

Figura 2.15. Fotografía de: A) Gránulos de grafito de 1,5 a 5 mm de diámetro. B) Cepillo grande de grafito

de 5 cm de diámetro y 7 cm de largo con un área superficial de 7.170 m2 m-3 de volumen de cepillo. C)

Cepillo de grafito pequeño de 2,5 cm de diámetro y 2,5 cm de longitud con un área superficial de 18.200 m2

m-3 de volumen de cepillo. D) Sección de un haz de fibras de grafito.

Metales como el wolframio y el acero inoxidable también se pueden utilizar como

ánodo, en forma de cepillo al igual que el grafito [126] [127].

ii. Cátodo

El oxígeno es el aceptor de electrones más adecuado para una MFC debido a su

alto potencial de oxidación, disponibilidad, bajo coste, sustentabilidad, y la carencia de

residuos químicos. Pero el cátodo es el elemento limitante en una MFC, ya que la

reacción electroquímica ocurre en la interfaz de tres fases (líquida (agua), gaseosa

(oxígeno) y sólida (electrodo)), por lo que su diseño es el principal desafío en una MFC

[32] [117]. La elección del material del cátodo afecta de manera importante al desempeño

y a su variedad de aplicaciones.

Capítulo 2

52

En el cátodo se utilizan los mismos materiales que se han descrito anteriormente

para el ánodo. La principal diferencia cuando se utilizan estos materiales como cátodos es

que es necesario un catalizador para incrementar la velocidad de reducción de oxígeno.

Los catalizadores de platino son normalmente usados para oxígeno disuelto o en cátodos

de difusión de gas. Para reducir el coste de la MFC, la cantidad de platino más

recomendable es 0,1 mg cm-2. De esta forma, el material más utilizado es un papel de

carbón precargado con catalizador de platino en una de sus caras [32]. También, suele

aplicarse una capa difusa hidrofóbica de una mezcla de carbón en polvo y PTFE sobre la

otra cara del electrodo, para la difusión del oxígeno en el electrodo [32]. En la Figura 2.16

se muestran algunas fotografías de materiales utilizados como cátodos en MFCs [32].

Figura 2.16. Fotografías de algunos materiales catódicos. A) Tela de carbón. B) Tela de carbón con

platino en una cara. C) Tela de carbón con capa de difusión en una cara. D) Cátodo cuadrado.

También, se han realizado estudios utilizando metales no preciosos y compuestos

metalicorgánicos de cobalto y hierro como catalizadores [128] [129].

Un material nuevo e interesante que se utiliza para la reducción del oxígeno en el

cátodo de las MFCs es el carbón activado [117]. Este material proporciona incluso

superficies específicas mayores que los gránulos de grafito, sin embargo, la reducción del

oxígeno es inferior que cuando se utiliza tela de carbón con platino [117]. También se ha

probado el uso de carbón activado impregnado con hierro [130], presentando varias

limitaciones. Por otra parte, el uso de biocátodos evitaría la necesidad de utilizar

catalizadores de metales preciosos [117].

iii. Membrana

En la mayoría de las MFCs se utiliza una membrana para separar la cámara

anódica de la catódica [112]. Aunque la membrana no es imprescindible en la MFC, ya

que el transporte de protones se puede hacer a través de la fase líquida, es recomendable

el uso de membrana para evitar el paso de oxígeno a la cámara anódica que debe

mantenerse en condiciones anaerobias. Sin embargo, las membranas presentan un elevado

Introducción

53

coste y además, afectan a la cinética del sistema, disminuyendo el rendimiento global.

Otro efecto a tener en cuenta es el incremento de la resistencia interna [117].

En el caso de utilizar membranas en la MFC, éstas deben permitir la transferencia

de protones desde el ánodo al cátodo, por lo que debe ser una membrana de intercambio

protónico (PEM). La membrana más comúnmente utilizada es Nafion 115 ó 117 (DuPont

Co., USA) aunque existen otras opciones como Ultrex CMI-7000 que también son

adecuadas para MFCs [114]. Sin embargo, el mercado para las membranas está en

constante crecimiento, y se requieren más estudios para evaluar los efectos de la

membrana en el desempeño y la estabilidad a largo plazo [131] [132].

Por otra parte, como solución al alto coste de este tipo de membranas, se puede

utilizar como barrera cualquier material conductor iónico, siempre y cuando permita la

transferencia de protones del ánodo al cátodo. Además, es necesario que sean materiales

inertes y no biodegradables [133]. En la Figura 2.17 se muestran diferentes tipos de

membranas [32].

Figura 2.17. Diferentes membranas probadas en una MFC. A) Membrana de intercambio catiónico (CMI-

7000, Membranes International, Inc.). B) Membrana de intercambio aniónico (AMI-7001, Membranes

International, Inc.). C) Membranas de intercambio protónico: Nafion 117 (Ion Power, Inc.).

2.4.5. Mecanismos de transferencia de electrones

El factor más importante para que una MFC genere una corriente de electrones

que pueda ser utilizada es el microorganismo o microorganismos utilizados para degradar

la materia orgánica a compuestos como CO2 y H2O y la liberación de electrones al

sistema. Para que los electrones generados en la cadena respiratoria lleguen desde el

interior de los microorganismos hasta la superficie del ánodo se necesitan condiciones

anaerobias, ya que si hubiese oxígeno el proceso de reducción del mismo sería más

eficiente que cualquier otro proceso reductivo y, por tanto, no se podrían aprovechar los

electrones.

Capítulo 2

54

El mecanismo por el cual los electrones son liberados al electrodo en las MFCs es

uno de los principales objetivos de estudio para llegar a entender el funcionamiento de

estos dispositivos y mejorar así su eficiencia. De esta forma, se han planteado diferentes

mecanismos para explicar cómo los microorganismos ceden los electrones al electrodo:

transferencia directa con la participación de citocromos, transferencia con ayuda de

mediadores externos o producidos por el propio organismo y transferencia por medio de

los nanocables bacterianos o pili [134]. En la Figura 2.18 se muestran los tres

mecanismos de transferencia de electrones.

Figura 2.18. Mecanismos de transferencia de electrones. A) Transferencia con ayuda de mediadores

externos. B) Transferencia directa con la participación de citocromos. C) Transferencia por medio de

nanocables bacterianos o pili.

A) Transferencia con ayuda de mediadores externos o producidos por el propio

organismo.

Un mediador es un compuesto que puede interactuar con la célula, aceptar

electrones de los conductores intracelulares de electrones, convirtiéndose a su estado

reducido y entonces donar los electrones al ánodo. Estos mediadores juegan un papel

fundamental en la transferencia de electrones en aquellos microorganismos que son

incapaces de transferir electrones al ánodo directamente. Algunos microorganismos

sintetizan sus propios mediadores, mientras que otros no son capaces de sintetizar sus

propios mediadores por lo que es necesario adicionarlos externamente.

e-

e-

e-

Ánodo

Oxidado

Reducido

A)

B)

C)

Introducción

55

1. Mediadores producidos por el mismo microorganismo

Ciertos microorganismos producen sus propios mediadores para la transferencia

de electrones extracelular [138]. Las bacterias del género Shewanella lo logran liberando

quinonas solubles que pueden transportar electrones de la superficie celular al óxido de

hierro (III), aunque éste se encuentre a una distancia considerable de la célula [139]. Este

mecanismo también se ha observado en Pseudomonas en una celda de combustible

microbiológica en las que estaban aisladas del combustible. Esta especie produce fenazina

que actúa en la transferencia de electrones al electrodo [140].

2. Mediadores adicionados exógenamente

En el caso de microorganismos que no son capaces de producir sus propios

mediadores y que son incapaces de transferir eficientemente los electrones derivados del

metabolismo central al exterior de la célula, requieren la adición de mediadores exógenos

que transporten los electrones al ánodo. Estos mediadores son capaces de atravesar las

paredes de la célula, capturar los electrones y salir y ceder los electrones al electrodo

[138]. La adicción de mediadores es importante para las MFCs que trabajan con

Escherichia coli, Bacillus, etc., que no son capaces de transferir eficazmente los

electrones que obtienen de su metabolismo al exterior de la célula. Los mediadores más

comunes son: 2,6-diclorofenol, quelatos de hierro y rojo neutro, entre otros [141].

B) Transferencia directa con la participación de citocromos.

La transferencia directa de electrones al electrodo comprende el conjunto de

mecanismos por los cuales los electrones pueden transferirse directamente al electrodo.

Este mecanismo es el empleado por los microorganismos electrogénicos, que son

microorganismos que conservan la energía consiguiendo su crecimiento por la oxidación

de compuestos orgánicos a CO2 y con la transferencia directa de electrones al ánodo de la

MFC [135]. Esto ha estado siempre relacionado con la presencia de citocromos C, que

distribuidos entre la membrana interna, periplasma y membrana externa, permiten

transferir electrones desde el citoplasma hasta el exterior de la célula para respirar

sustratos extracelulares [136]. Estos microorganismos son conocidos también como

anodofílicos. Entre los más estudiados de esta clase se encuentran Geobacter y

Rhodoferax [134]. Una de las ventajas de su uso es la completa oxidación de la materia

orgánica a CO2, lo que se traduce en una alta eficiencia culómbica en el proceso. Otra

Capítulo 2

56

ventaja es su sustentabilidad a largo plazo. Se han conseguido MFCs que han operado

más de 2 años sin bajar su producción de electricidad [121] [137].

Desde el descubrimiento de los microorganismos electrogénicos, la eficiencia de

las MFC ha aumentado más de 1.000 veces y en la actualidad se puede lograr una

potencia de W m-2 frente a mW m-2 obtenidos hace tan sólo unos años.

C) Transferencia por medio de nanocables bacterianos o pili .

En estudios recientes se ha descubierto la presencia de nanocables (o pilis) en

algunos microorganismos electrógenos. Estos pilis se han identificado en diferentes tipos

de bacterias como: G. sulfurreducens, Shewanella oneidensis, una cianobacteria

fototrópica Synechocystis y un microorganismo fermentador termofílico Pelotamuculum

thermopropionicum [142]. Los nanocables son los responsables del mantenimiento del

biofilm mediante la coordinación de una comunidad electrónica cooperativa, agregando e

interconectando las células en una red capaz de distribuir eficazmente los electrones. Los

nanocables permiten la participación activa de las células situadas no sólo en la superficie

del electrodo, sino también en los límites exteriores del biofilm [138]

Estos pilis son los encargados de realizar la conexión eléctrica entre la célula y el

electrodo y deben estar en contacto directo con el ánodo de la MFC o formando una red

entre las células para facilitar la transferencia de electrones a través del biofilm lo mejor

posible. La bacteria Geobacter crece en monocapas, los pilis proveen soporte estructural

en la formación de dicho biofilm y son esenciales en la generación de corriente [138].

Los mecanismos B) y C) son los más deseables, ya que se eliminan procesos de

transferencia de materia donde el mediador puede sufrir transformaciones redox no

superficiales que reduzcan la eficacia del proceso. Sin embargo, existen pocos

microorganismos que tengan la habilidad de transferir directamente los electrones al

electrodo.

2.4.6. Inóculo de microorganismos

El factor más importante para que una MFC genere una corriente de electrones

que pueda ser utilizada, es el microorganismo o microorganismos utilizados para llevar a

cabo el proceso de degradación de la materia orgánica a compuestos como CO2 y H+ y la

liberación de electrones al sistema. Teniendo en cuenta los diferentes mecanismos de

transferencia de electrones, es deseable seleccionar un microorganismo que sea capaz de

Introducción

57

transferir los electrones directamente al ánodo, tal como Geobacter, o por medio de

nanocable, tal como Shewanella.

Mediante el uso de cultivos puros y específicos se consigue mayores rendimientos

y, por tanto, mayor densidad de potencia. Sin embargo, el uso de inóculos puros conlleva

elevados costes debido a la necesidad de esterilización del sistema. Además, los inóculos

puros no son aptos para utilizar como combustible residuos, ya que los residuos pueden

contener otros microorganismos que contaminarían el cultivo puro.

Por ello, es recomendable el uso de cultivos mixto, ya que permiten utilizar una

gran variedad de sustratos, entre ellos, residuos [137]. Así, se pueden emplear diferentes

tipos de inóculos en las MFCs que pueden provenir de lodos activos [143], lodos

anaerobios [144], aguas residuales domésticas [145], aguas residuales industriales [146],

sedimentos marinos [120] o sedimentos acuáticos [147]. Estos inóculos suelen contener

microorganismos electrófilos/anófilos y grupos de microorganismos que usan mediadores

naturales, por lo que no es necesaria la adición de mediadores externos [137]. Los

mejores resultados se han obtenido empleando fangos activos o anaerobios [144] .

2.4.7. Biocátodos

Como se ha comentado anteriormente, las celdas de combustible microbiológicas

convencionales disponen de un ánodo biótico y un cátodo abiótico separados por una

membrana tipo PEM. Normalmente, es necesario el uso de catalizadores en el cátodo para

incrementar la velocidad de reducción. Sin embargo, el uso de catalizadores incrementa

los costes y disminuye la sostenibilidad del proceso. Por ello, en los últimos años, se están

llevando a cabo estudios de celdas de combustible microbiológicas en las que se utilizan

biocátodos [148]-[150]. La primera referencia sobre la construcción de biocátodos data de

los años 60, pero en aquel momento no se consiguió ningún proceso práctico [151].

El uso de biocátodos tiene varias ventajas. En primer lugar, los costes de

construcción y operación de las celdas de combustible microbiológicas son reducidos y

aumenta la sostenibilidad del proceso. Además, bajo condiciones especiales, en el caso de

utilizar algas, éstas producen oxígeno mediante la fotosíntesis, por lo que no sería

necesario el suministro externo de oxígeno, lo que permitirá reducir los costes. Por

último, los biocátodos también pueden ser utilizados para obtener productos útiles o

eliminar componentes indeseables (por ejemplo, desnitrificación) [152].

Capítulo 2

58

Los biocátodos pueden clasificarse en función de si emplean oxígeno o no como

aceptor final de electrones [152] [153]:

i. Biocátodos Anaerobios

En estos casos no se emplea oxígeno en el cátodo. Los aceptores finales de

electrones son: nitratos, sulfatos, hierro, manganeso, seleniato, arseniato, y CO2, que son

reducidos como consecuencia del metabolismo microbiológico que utilizan los electrones

del cátodo [153]. Una ventaja que presenta este tipo de biocátodos con respecto a los

aerobios es que se elimina la posibilidad de difusión de oxígeno al ánodo y, por lo tanto,

la pérdida de electrones por la oxidación de materia orgánica con oxígeno en el ánodo

[152].

Gregory y col. (2004), demostraron que un cultivo puro de Geobacter

Metalireducens fue capaz de reducir nitrato a nitrito en una semicelda de combustible

microbiológica (un único compartimento (biocátodo) conectado a un potenciostato que

actúa como donador de electrones) con electrodos de grafito [154]. Lefebvre y col. (2008)

utilizaron una celda de combustible microbiológica con biocátodo para la eliminación de

materia orgánica en el ánodo y la desnitrificación en el cátodo. Este sistema generó 9,4

mW m-2, eliminando 65 % de DQO, 84 % de nitrógeno total y 30 % de sólidos en

suspensión de un agua residual urbana [155]. En otro caso en el que se utilizó una celda

de combustible microbiológica con un ánodo de sacrifico de magnesio y empleando agua

marina, se observó que la potencia generada fue mayor cuando el cátodo fue colonizado

por una bacteria reductora de sulfato [151].

ii. Biocátodos Aerobios

En los biocátodos aerobios se utiliza como aceptor final de electrones el oxígeno.

Estos sistemas suelen disponer de mediadores en el cátodo, como Mn2+ y Fe2+, cuya

función es reducirse aceptando los electrones del cátodo y posteriormente son reoxidados

por las bacterias estando de nuevo disponibles para recoger los electrones del cátodo

[153].

En el estudio de Rhoads y col. (2005) se empleó el ciclo de la reducción de Mn4+ y

la subsecuente reoxidación de Mn2+ en el cátodo de una MFC, observándose una

consistente producción de electricidad. Para ello, se empleó Leptothrix discophora en el

biocátodo para la oxidación del Mn2+ [156].

Introducción

59

Las celdas de combustible microbiológicas alimentadas con sedimentos marinos

se han estudiado para su aplicación como fuente de energía potencial en las zonas

remotas. En el cátodo de estas celdas se forma un biofilm, ya que el cátodo está expuesto

a un medio acuoso que contiene microorganismos [152]. Hasvold y col. (1997)

encontraron que la formación de un biofilm sobre el cátodo mejoró las tasas de reducción

de oxígeno [157]. Por otra parte, Bergel y col. (2005) observaron que la densidad de

potencia de una celda de este tipo disminuía de 270 a 2,8 mW m-2 cuando se eliminaba el

biofilm del cátodo [158].

Otro tipo de biocátodos aerobios son aquellos en los que se utiliza un cultivo

biológico, como las algas, para la producción del oxígeno necesario para llevar a cabo la

reacción de reducción en el cátodo. Este sistema se explicará detalladamente a

continuación.

- Celdas de combustible microbiológica con cátodo asistido por algas

Las algas son organismos autótrofos de organización sencilla, que realizan la

fotosíntesis (oxigénica) produciendo oxígeno. La fotosíntesis ocurre en dos fases:

• Fase lumínica: en presencia de luz, estos organismos utilizan la energía directa de

la luz para convertir el carbono inorgánico (CO2) en carbono orgánico (hidratos de

carbono) que utilizan como fuente energética y para formar su tejido celular. En

esta fase también se genera oxígeno que es excretado al medio como producto de

desecho. El proceso se describe según la Reacción 2.9:

6CO2+6H2O+hv → C6H12O6+6O2 [2.9]

• Fase oscura: En ausencia de iluminación, las algas llevan a cabo la respiración,

consumiendo oxígeno y liberando CO2 al medio. Las algas respiran a lo largo de

todo el día, es decir, durante la fase lumínica y durante la fase oscura. Sin

embargo, durante el día la producción de oxígeno en la fotosíntesis supera su

consumo en la respiración.

Además de agua, luz y CO2, estos organismos requieren nitrógeno, fósforo,

magnesio y calcio, así como trazas de otros minerales (hierro, cobre, cinc, etc.) que

utilizan como nutrientes. En algunos casos, pueden también requerir pequeñas cantidades

de algunos compuestos orgánicos, como vitaminas, para un mejor desarrollo.

Capítulo 2

60

Las algas son muy importantes en el planeta ya que producen casi la mitad del

oxígeno que se encuentra en la atmósfera [159]. Son los principales productores primarios

de los océanos (que cubren más del 70% de la superficie terrestre) convirtiendo la luz

solar y el CO2 en biomasa y oxígeno. Por otra parte, hasta ahora las algas se han utilizado,

algunas directamente como alimento, y como complementos alimenticios de animales y

humanos. Otras se cultivan para la extracción de productos de uso importante en la

industria y otras para la obtención de productos químicos finos con un alto valor añadido.

Sin embargo, últimamente, están recibiendo mucha atención debido a su rápida velocidad

de crecimiento, elevada fijación de CO2 y que no necesitan una superficie de suelo fértil

para su cultivo. De esta forma, se están vislumbrado como posibles sumideros para el

secuestro masivo de CO2 de la atmósfera y en la eliminación de distintos contaminantes

orgánicos e inorgánicos de las aguas residuales. Sin embargo, esto aún se está

desarrollando y no ha sido implementado comercialmente.

En el caso de las celdas de combustible microbiológicas, las algas se pueden

utilizar en el cátodo con el fin de suministrar el oxígeno necesario para la reacción de

reducción. De esta forma, se eliminaría la necesidad de suministrar oxígeno como aceptor

terminal de electrones en el cátodo mediante aireación, suponiendo esto un ahorro

considerable de los costes de operación.

La generación de oxígeno fotosintético puede realizarse in situ o ex situ por

recirculación de la solución desde el fotobiorreactor al cátodo de la MFC fotosintética

[160]. Powell y col. (2009) utilizaron la especie de algas Chlorella vulgaris en el cátodo

de una MFC y añadieron un mediador [161]. Postularon el siguiente mecanismo de

transferencia de electrones en este sistema: los electrones son transferidos en el medio del

cátodo y reducen el mediador desde su estado de oxidación a su estado reducido.

Posteriormente, el mediador penetra en la célula donde vuelve a su forma oxidada y libera

los electrones para el crecimiento de la célula. Las células usan los electrones en su

metabolismo, de forma que, junto con CO2 los transforman en hidratos de carbono

(C6H12O6), que utilizan como fuente energética y para formar su tejido celular, y oxígeno.

El mediador oxidado sale de la célula y pasa al medio donde de nuevo es reducido por los

electrones cedidos por el electrodo. Así, la reacción bioquímica (Reacción 2.10) que

ocurriría en el cátodo sería la siguiente [161]:

6CO2+12H++12e- → C6H12O6+3O2 [2.10]

Introducción

61

A pesar de este postulado, no se puede descartar que el oxígeno juegue un papel

muy importante, de forma que el mediador redox artificial puede haber transferido los

electrones directamente desde el cátodo no catalítico hasta el oxígeno producido

fotosintéticamente (sin una etapa de reacción biocatalítica).

En otro estudio, la generación de oxígeno in situ en una MFC fotosintética con un

cultivo mixto indeterminado se utiliza para invertir el ánodo y el cátodo durante los ciclos

de oscuridad y luz, respectivamente [162].

Por otra parte, Wang y col. (2010) diseñaron un tipo de celda de combustible

microbiológica llamada celda microbiológica de captura de carbono (MCC, acrónimo en

inglés correspondiente con Microbial Carbon Capture Cell). Este sistema consiste en una

celda de combustible microbiológica fotosintética (con biocátodo de algas), en la que se

utiliza el CO2 producido en el compartimento anódico, como consecuencia de la

oxidación de la materia orgánica por parte de los microorganismos, como alimento de las

algas del cátodo. En este sistema se obtuvo una densidad de potencia máxima de 5,6 W

m-3 y una eficiencia de captura de carbono del 94 % [163]. El esquema de esta celda se

muestra en la Figura 2.19.

Figura 2.19. Esquema de una celda de combustible microbiológica de captura de carbono.

2.4.8. Aplicaciones

Algunos factores, como los problemas de abastecimiento y contaminación

concernientes al uso de combustibles fósiles, la posibilidad de obtener electricidad a partir

de residuos y las aplicaciones de las MFCs en el campo de la medicina, han creado un

Capítulo 2

62

especial interés por este tipo de celdas de combustible. Estas aplicaciones y otras se

explican a continuación:

i. Generación de Electricidad

Actualmente, la mayor fuente de energía se deriva del uso de combustibles fósiles,

especialmente del petróleo. Este recurso no puede ser explotado indefinidamente y está

asociado a problemas medioambientales (emisión de NOx, SOx,…). Por tanto, la

utilización de MFCs se muestra como una posible alternativa que representa una forma

innovadora de obtención de energía, gracias a las condiciones de operación de la celda, ya

que son capaces de trabajar en intervalos de temperatura entre 10 y 60 ºC. Además,

cualquier compuesto biodegradable puede ser utilizado como combustible, incluidos

ácidos volátiles, carbohidratos, proteínas, alcoholes e incluso materiales como la celulosa.

Otro aspecto favorable es que la eficiencia de conversión puede ser superior al 70 %, ya

que la energía química es transformada directamente a energía eléctrica. A pesar de ello,

su rendimiento continúa siendo bajo debido a que la potencia obtenida también lo es

[164] [165]. Este problema podría resolverse almacenando la energía eléctrica en

dispositivos recargables y posteriormente, distribuyéndola a los usuarios finales [166]. De

esta manera, se pueden utilizar en forma de condensadores en robots como los EcoBots.

Así, los robots energéticamente autónomos pueden estar equipados con celdas que

utilizan combustibles como el azúcar, frutas, insectos muertos, el pasto y las malezas. El

robot EcoBot II únicamente obtiene su energía por medio de celdas microbiológicas para

llevar a cabo comportamientos como el movimiento, la detección, la informática y la

comunicación [167] [168].

Las MFC son especialmente adecuadas para la alimentación de pequeños sistemas

eléctricos que requieren bajos requerimientos energéticos y cuyas aplicaciones no

soliciten grandes consumos eléctricos [137]. Asimismo, se considera que las MFCs

podrían alimentar a largo plazo otros pequeños dispositivos electrónicos, como MP3s o

juguetes para niños. Investigadores de la Universidad de Massachusetts han logrado que

varios juguetes funcionen con celdas de combustible microbiológicas. Estas celdas están

acopladas a vasos de precipitados. Los vasos están rellenos de sedimentos de río cubiertos

con agua, con el ánodo enterrado en el sedimento y el cátodo suspendido en el agua,

ambos de grafito. Los cables unidos a los electrodos terminan en una resistencia.

Introducción

63

Las celdas de combustible microbiológicas pueden servir como sistemas de

energía distribuida para usos locales, sobre todo en las regiones subdesarrolladas del

mundo. La biomasa localmente suministrada puede ser utilizada para proporcionar

energía renovable para el consumo local. Las aplicaciones de las MFCs en una nave

espacial también son posibles, ya que pueden suministrar electricidad a partir de la

degradación de los residuos generados a bordo [137].

Sin embargo, desde un punto de vista económico la bioelectricidad mediante

MFCs está lejos de ser una alternativa viable, pues el coste del petróleo en la actualidad

es relativamente bajo y existen una gran cantidad de alternativas energéticas con un grado

de desarrollo tal que las hace muy competitivas a la hora de producir energía.

ii. Biosensores

Otra posible aplicación de las celdas microbiológicas es su uso como sensores

para el análisis de contaminantes in situ [169] [170]. La relación proporcional entre la

eficiencia culómbica alcanzada en una celda de combustible microbiológica y la

concentración de materia orgánica de las aguas residuales permiten que una MFC pueda

ser utilizada como sensor para la medida de la demanda biológica oxígeno (DBO) [171].

Los sensores de DBO a partir de celdas microbiológicas tienen ventaja sobre otros

tipos de sensor de DBO, debido a su excelente estabilidad de funcionamiento así como

buena reproducibilidad y precisión. Un sensor de DBO construido con microorganismos

en una MFC, puede mantenerse durante más de cinco años sin mantenimiento adicional

[166], mucho más tiempo que el tiempo de vida útil de otros tipos de sensores de DBO.

Otra aplicación importante en el campo de los biosensores es el análisis de

compuestos tóxicos. Las bacterias muestran una baja actividad metabólica cuando son

inhibidas por compuestos tóxicos. Esta inhibición provoca una baja transferencia de

electrones hacia el electrodo. De esta forma, un biosensor puede ser construido,

inmovilizando una bacteria en el electrodo de una MFC y protegiéndola detrás de una

membrana. La toxicidad de un compuesto se medirá por el cambio en el potencial del

sensor. Pueden ser de utilidad como indicadores de sustancias tóxicas en ríos o en la

entrada de plantas de tratamiento de aguas [69]. Una de las investigaciones más actuales

en la aplicación como biosensores es la utilización de celdas de combustible

microbiológicas para experimentos de exovida, es decir, transportar una de estas celdas a

algún planeta, tomar simplemente dos muestras de terreno, esterilizar una de ellas

Capítulo 2

64

calentándola y comprobar ambas. Esto es debido a que la cantidad de corriente que fluye

es un indicador directo de la cantidad de vida presente. Expertos de la Universidad de

Buenos Aires probaron el dispositivo en un terreno que contenía vida y en el mismo

terreno tras ser esterilizado, siendo las densidades de corriente y energía mucho más altas

cuando el ánodo estaba incrustado en muestras de terreno con vida en comparación con el

esterilizado [172].

iii. Aplicación en biomedicina

En el campo de la medicina, algunos científicos prevén que en un futuro se podría

implantar celdas de combustible microbiológicas en miniatura en el cuerpo humano,

alimentando el dispositivo médico con los nutrientes suministrados por el propio cuerpo

[173].

Las celdas son capaces de generar electricidad con las concentraciones de glucosa

y oxígeno presentes en el organismo, de forma que no necesitan nutrientes adicionales a

los que de por sí se consumen con la respiración o la alimentación. El sistema de

funcionamiento se basa en dos electrodos formados por nanotubos de carbono

empaquetados con enzimas. Uno de los electrodos obtiene electrones desde la glucosa,

mientras que el otro los agrega al oxígeno, cuando se les une mediante un circuito, se

genera una corriente eléctrica que puede ser aprovechada para un sinfín de tareas dentro

del organismo de pacientes con marcapasos u órganos artificiales.

Gracias a esto podrían utilizarse las celdas como dispositivos para contribuir al

desarrollo médico, tales como marcapasos o medidores de glucosa en la sangre. No

obstante, dicha aplicación será solamente posible si se consiguen solventar los problemas

colaterales relacionados con la salud y la seguridad que implica el uso de

microorganismos.

iv. Tratamiento de aguas residuales

Dadas las altas necesidades energéticas de la sociedad actual, es muy difícil

conseguir vivir de la electricidad generada por microorganismos. Por otra parte, como se

ha señalado anteriormente, las aguas residuales tienen un elevado contenido en materia

orgánica que mediante los tratamientos de depuración de aguas residuales que

normalmente se emplean, es eliminada sin aprovechar su contenido energético. Sin

embargo, existen tratamientos alternativos, como las celdas de combustible

microbiológicas, a partir de las cuales, no solo se consigue depurar parcial o totalmente el

Introducción

65

agua residual, sino que se obtiene energía eléctrica. De esta forma, el principal interés de

esta tecnología se centra en aprovechar la energía química contenida en los residuos.

Los residuos sanitarios, los procedentes de residuos de alimentación, las aguas

residuales porcinas y los rastrojos de maíz son fuentes de biomasa ricas en producción

ecológica [116] [174]-[176]. En algunos casos se puede eliminar hasta el 80 % de la DQO

[145] [176] y conseguir una eficiencia culómbica del 80 % [177].

Las aguas residuales municipales contienen una gran cantidad de compuestos

orgánicos susceptible de servir como combustible de las celdas microbiológicas. Según

un estudio, el agua residual de una ciudad de 150.000 habitantes podría ser usada para

generar unos 2,3 MW asumiendo un 100 % de eficiencia (0,5 MW siendo más realistas)

[32]. Así, la cantidad de energía generada por las MFC en un proceso de tratamiento de

aguas residuales puede, potencialmente, cubrir la mitad de las necesidades energéticas de

un proceso convencional de fangos activos, que consume una gran cantidad de energía

eléctrica en la aireación de los fangos activos. Además, producen entre un 50-90 % menos

de sólidos en suspensión [178]. De esta forma, las celdas de combustible microbiológicas

podrían utilizarse en una EDAR sustituyendo al proceso convencional de fangos activos.

Las MFCs comenzaron a ser estudiadas para el tratamiento de aguas a principios

de 1991 [79]. Durante los últimos años se han utilizado efluentes urbanos reales y aguas

residuales sintéticas (disoluciones acuosas contaminadas con compuestos orgánicos

concretos) como combustibles, para la obtención de energía de forma directa mediante

MFCs [69] [80]). El tratamiento se ha desarrollado mayoritariamente en celdas con dos

cámaras separadas (por membranas o por separadores porosos), aunque hay algunos casos

donde se ha utilizado un único compartimento [179]. En ambos casos, uno de los

objetivos del diseño del reactor es maximizar la eficacia global del proceso reduciendo la

cantidad de oxígeno en las proximidades del ánodo.

La potencia generada por la celda está determinada por la cantidad de oxígeno que

necesitan las bacterias para degradar toda la materia orgánica del agua residual (Demanda

Química de Oxígeno, DQO). A su vez, la DQO es una medida de la proporción de

materia orgánica en ese agua. Por lo tanto, al aumentar la DQO se incrementa la potencia

generada en la celda.

Los microorganismos utilizados pueden provenir de cultivos puros o de cultivos

mixtos como los fangos activos de estaciones depuradoras, siendo recomendable esta

última opción.

Capítulo 2

66

Los electrodos utilizados deben ser conductores electrónicos, biocompatibles, así

como mecánica y químicamente estables en el medio de reacción (agua residual). El

material más utilizado es el carbono (grafito) debido a su versatilidad, su

biocompatibilidad, porosidad y la facilidad de fijación de los microorganismos sobre este

tipo de soportes [179].

El uso de catalizadores químicos, tanto en los electrodos como en los electrolitos,

no está muy difundido. Esto es debido a que aunque en el caso de los electrodos, se utiliza

el platino para aumentar la velocidad del proceso de reducción de oxígeno, se intenta

evitar su uso ya que no es necesario en el proceso electroquímico y tiene un elevado

coste. En el caso de los electrolitos, pueden emplearse aceptores de electrones en el

compartimento catódico, como el ferrocianuro de potasio [180]. No obstante, el oxígeno

es el mejor aceptor de electrones para este tipo de sistemas, debido a su fácil

disponibilidad, su bajo coste, su alto potencial de oxidación y la formación de productos

inocuos como el agua [181].

No obstante, la relación coste-beneficio resultante de la aplicación de dichos

sistemas frente a los sistemas convencionales de tratamiento de aguas residuales es aún

muy alta debido a la necesidad de implantación de membranas selectivas al paso de

protones para el cumplimiento de la doble finalidad tratamiento de aguas-obtención de

energía.

v. Otras aplicaciones

Las celdas de combustible microbiológicas presentan otras muchas aplicaciones

entre las que se destacan las siguientes:

• Aplicación en el campo de la biorremediación de suelos: La especie Geobacter

tiene como ventaja que, además de producir electricidad, pueden ayudar a

biorremediar los ambientes contaminados. Por eso, los científicos miran cada vez

con más interés el potencial futuro de las bacterias electrogénicas. La labor

consistiría en tratar grandes extensiones de terreno que esté dañado con material

radiactivo como el uranio, el cromo y el cadmio, ya que lo utilizarían de

“alimento”, y que de otro modo resultan muy difíciles de eliminar, sobre todo en

el subsuelo puesto que son muy solubles y se filtran a las capas freáticas,

perjudicándolos. Los estudios sugieren que la bacteria es capaz, en 50 días, de

eliminar el 70 % del uranio de un acuífero subterráneo contaminado, además, los

Introducción

67

investigadores trabajan con ella para avanzar en el objetivo de generar electricidad

útil a partir de fuentes biológicas [182].

• Una de las aplicaciones prácticas de las celdas de combustible microbiológicas

son las aplicadas a sedimentos marinos. Una celda de combustible microbiológica

de sedimentos (SMFC, acrónimo en inglés correspondiente con Sediment

Microbial Fuel Cell) consiste en colocar el ánodo en el sedimento anaerobio y el

cátodo en el agua, ya que contiene oxígeno disuelto. La alta salinidad del agua del

mar proporciona una buena conductividad iónica entre los electrodos, y la materia

orgánica que necesitan las bacterias ya se encuentran en los sedimentos. La

utilidad de usar las SMFC en el fondo marino es para alimentar el dispositivo de

recogida de datos o cumplir una “recarga” de la estación eléctrica, también pueden

servir como fuente de luz o cargador de baterías para otras zonas [183].

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Antecedentes, objetivos y alcance del

trabajo

______________________________________________________________________

CA

PÍT

ULO

3

Antecedentes, objetivos y alcance del trabajo

85

Actualmente, la sociedad se enfrenta a diversos problemas, dentro de los cuales se

encuentra la dependencia energética de los combustibles fósiles y la problemática

medioambiental, incluyéndose en ésta la problemática de las aguas residuales.

Los combustibles fósiles son una fuente de energía ideal, ya que proporcionan una

energía de alta densidad y transportable. Pero el modelo energético actual basado en

combustibles fósiles presenta tres grandes inconvenientes. Por un lado, la inevitable

bajada de la tasa de retorno y su carácter no renovable. Por el otro, la problemática de

contaminación ambiental, perceptible tanto global como localmente, que se deriva de su

intenso uso. Por último, la distribución geográfica de las reservas. Solo unos pocos países

controlan la producción mundial de estos hidrocarburos, con las consiguientes

consecuencias económicas y desabastecimiento que un conflicto político entre estos

países y el resto podría generar. Por ello, el desarrollo e implantación de fuentes de

energía renovables alternativas es objeto de múltiples estudios.

En cuanto a la problemática de las aguas residuales, todas las actividades que

realizan los seres humanos conllevan la generación de efluentes contaminados. En el caso

de las aguas residuales urbanas y agroalimentarias, el principal contaminante es la materia

orgánica. El tratamiento más conocido para la eliminación de la materia orgánica del agua

residual es el proceso biológico de fangos activos. Este tratamiento presenta algunos

inconvenientes, como el elevado consumo energético que supone el suministro de

oxígeno y la generación de una gran cantidad de fango. Además, mediante este

tratamiento no se aprovecha el contenido energético de la materia orgánica de las aguas

residuales. Si se pudiese recuperar esta energía, las plantas de tratamiento de aguas

residuales podrían llegar a ser autosuficientes. Actualmente, un gran número de grupos de

investigación estudian el aprovechamiento energético de las aguas residuales. Una de las

tecnologías más novedosas y que más atención está recibiendo son las celdas de

combustible microbiológicas.

En el Departamento de Ingeniería Química de la UCLM existen dos líneas de

investigación consolidadas: los tratamientos anaerobios acidogénicos y las pilas de

combustible. En anteriores Tesis Doctorales se ha estudiado, por una parte, la

fermentación acidogénica de los efluentes de la industria vitivinícola y, por otra parte, el

desarrollo de membranas poliméricas basadas en polibenzimidazol para su aplicación en

stack de celdas de combustibles de hidrógeno de alta temperatura. De la convergencia de

ambas líneas de investigación y en base a los resultados obtenidos en ambas Tesis

Capítulo 3

86

Doctorales surgió la investigación sobre las celdas de combustible microbiológicas para

el tratamiento de aguas residuales y la producción de electricidad.

El objetivo principal de esta Tesis Doctoral fue la valorización energética de aguas

residuales cuyo principal contaminante es la materia orgánica biodegradable, como son

las aguas residuales de la industria de los zumos de frutas, mediante celdas de

combustible microbiológicas. Con este objetivo se perseguía no sólo la eliminación de la

materia orgánica de las aguas residuales, sino también la producción de electricidad

aprovechando el contenido energético de la materia orgánica eliminada. Para alcanzar el

objetivo principal, se plantearon los siguientes subobjetivos:

• Estudio de la valorización energética de las aguas residuales de la industria de los

zumos de frutas mediante una celda de combustible microbiológica basada en

hidrógeno. Este tipo de celda se basa en un proceso biológico de producción de

hidrógeno y un stack de celdas de combustible de hidrógeno donde se emplea el

hidrógeno producido biológicamente como combustible para la producción de

electricidad. Con el fin de conseguir este subobjetivo se plantearon los siguientes

hitos:

o Aclimatación de un cultivo mixto procedente del proceso de fangos activos

de una EDAR bajo condiciones anaerobias acidogénicas hasta obtener un

cultivo acidogénico.

o Producción de biohidrógeno a partir de aguas residuales de la industria de

los zumos de frutas mediante el proceso biológico de fermentación

acidogénica.

o Evaluación de la producción de electricidad en el stack de HT-PEMFC a

partir del empleo directo (sin etapa de purificación) del biohidrógeno

sintético (con la misma composición que el obtenido en la fermentación

acidogénica). Se realizaron diferentes ensayos a diferentes temperaturas y

empleando oxígeno puro y aire (simulando condiciones más reales) como

oxidante.

• Estudio del efecto de las variables de operación más relevantes en el tratamiento

de efluentes residuales contaminados con materia orgánica biodegradable y la

producción directa y simultánea de electricidad mediante celdas de combustible

microbiológicas. Para este estudio se empleó una microcelda ya que este tipo de

celdas (microMFC), dado su pequeño tamaño, tienen un tiempo de retención muy

Antecedentes, objetivos y alcance del trabajo

87

bajo y, por tanto, una rápida respuesta, lo cual las hace ideales para este tipo de

estudios. Con el fin de alcanzar este objetivo se plantearon los siguientes hitos:

o Puesta en marcha de la microcelda de combustible microbiológica, para el

tratamiento de aguas residuales y producción de electricidad

simultáneamente, y la aclimatación de los microorganismos del

compartimento anódico. En primer lugar, se llevó a cabo la aclimatación

del cultivo de microorganismos electrogénicos en modo discontinuo con el

fin de favorecer la formación de un biofilm de microorganismos

electrogénicos sobre el electrodo anódico. Posteriormente, se estudió la

aclimatación de los microorganismos y el funcionamiento de la microMFC

en modo continuo.

o Estudio de la influencia de las variables de operación más importantes:

temperatura, DQO del influente y resistencia externa del circuito eléctrico,

en el funcionamiento de la microcelda de combustible microbiológica.

Este estudio permitió evaluar la capacidad de la microMFC para adaptarse

a los cambios diarios y estacionales sufridos en la temperatura y DQO del

agua residual, así como la capacidad de recuperación de la misma después

de someterse a alguno de estos cambios.

• Estudiar el tratamiento de aguas residuales y la producción simultánea de

electricidad en una celda de combustible microbiológica autosostenible y

medioambientalmente favorable que dispone de un cultivo de algas fotosintéticas

en el compartimento catódico (celda de combustible microbiológica fotosintética,

MFC fotosintética). La principal ventaja de esta integración es que el sistema

fotosintético reemplaza al tradicional sistema de aireación, ya que durante la fase

lumínica, las algas producen oxígeno (aceptor final de electrones más empleado

en las MFCs). Para alcanzar este subobjetivo se establecieron los siguientes hitos:

o Evaluación de la viabilidad de una celda de combustible microbiológica

fotosintética para la producción de electricidad y la depuración de aguas

residuales simultáneamente y comparar su funcionamiento con el de una

MFC convencional. Para ello, se estudió la aclimatación de los

microorganismos del compartimento anódico, así como, el acoplamiento

del cultivo de algas en el compartimento catódico y se evaluó el

Capítulo 3

88

funcionamiento de la MFC fotosintética en modo de iluminación dinámico

con ciclos de luz/oscuridad.

o Estudio paramétrico de las variables más importantes para el óptimo

funcionamiento de la MFC fotosintética, teniendo en cuenta que el efecto

de las variables de operación más importantes para una MFC se estudiaron

en la microMFC. Además, se caracterizó el funcionamiento de la MFC

fotosintética en modo de operación continuo durante los ciclos de

luz/oscuridad.

Instalaciones experimentales, materiales,

métodos y procedimientos

______________________________________________________________________


BIOHIDRÓGENO MEDIANTE FERMENTACIÓN ACIDOGÉNICA


TEMPERATURA


COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS

4.3.1. Microcelda de combustible microbiológica

4.3.2. Celda de combustible microbiológica fotosintética

4.4. MATERIALES, MÉTODOS Y PROCEDIMIENTOS

4.4.1. Inóculos

4.4.2. Aguas residuales y medios de cultivos empleados

4.4.3. Preparación de electrodos y membranas

4.4.4. Técnicas de caracterización físico-químicas

4.4.5. Técnicas de caracterización electroquímicas

4.5. BIBLIOGRAFÍA CA

PÍT

ULO

4

Instalaciones experimentales, materiales, métodos y procedimientos

91


BIOHIDRÓGENO MEDIANTE FERMENTACIÓN ACIDOGÉNICA

En este trabajo se utilizó una instalación a escala laboratorio para estudiar el

proceso de fermentación acidogénica del agua residual de la industria de los zumos de

frutas con el objeto de producir biohidrógeno. En la Figura 4.1, se muestra un esquema de

la instalación experimental con el fin de aclarar los elementos de los que consta dicha

instalación.

Figura 4.1. Instalación experimental de fermentación acidogénica.

Dicha instalación constaba de dos líneas de proceso que son idénticas, siendo la

única diferencia entre ambas el modo de operación, una con funcionamiento discontinuo

secuencial y otra con funcionamiento discontinuo. Por ello, la explicación de la

instalación se centrará en la línea que trabajó en funcionamiento discontinuo secuencial y,

con posterioridad, se describirán las relaciones de equipos existentes en ambas líneas.

- Reactor biológico (C-1)

El reactor biológico es un depósito de vidrio cilíndrico de 4 L de capacidad en el

que se llevó a cabo el tratamiento biológico del agua residual. El cuerpo cuenta con dos

C-7

G-1

G-2

G-6

G-5

G-4

G-3

C-6 C-5 C-8

CONTROLADOR

PC

V-3 V-1

V-4

V-2

ANTIESPUMANTE

Agitación magnética

ANALIZADOR DE

GASES

N2 N2

PC SOSA

C-3

C-1

C-2

C-4

Baño

Termostatizado

Tanque de

recogida de

fangos

Tanque de

alimentación

Capítulo 4

92

conexiones con el exterior situadas a una altura correspondiente con 2,90 L (conexión que

se mantiene cerrada) y 1,15 L (conexión que se utiliza para evacuar el contenido del

reactor al finalizar el ciclo de reacción), además de una camisa a su alrededor para el

control de temperatura. Con el fin de mantenerlo cerrado en su parte superior se colocó

una tapa de vidrio que cuenta con múltiples bocas esmeriladas: una grande en la posición

central y cuatro de menor tamaño distribuidas alrededor. En esta investigación la boca

central se utilizó para el burbujeo de nitrógeno, mientras que las otras cuatro permitieron

la salida del gas producido, toma de muestra, medida y control del pH y la adición de

antiespumante, respectivamente.

- Sistema de agitación

La agitación del reactor se realizó mediante un agitador magnético a 400 rpm con

el fin de mantener el cultivo en suspensión, favorecer la homogeneidad del sistema y

asegurar un buen contacto entre el sustrato y los microorganismos.

- Depósito de alimentación de agua residual (C-2)

Depósito cilíndrico de vidrio Pirex de 20 L de capacidad compuesto por un tapón

roscado esterilizable. La tapa del depósito cuenta con una salida conectada a un filtro de

0,2 µm que permitió la entrada de aire estéril al recipiente, mientras que el fondo del

depósito dispone de una salida para la alimentación del reactor (C-1) mediante la

impulsión de la bomba peristáltica (G-1).

- Depósito de recogida de fangos (C-3)

Depósito rectangular de 50 L de capacidad, utilizado para la recogida de fangos o

purga de aguas provenientes del reactor biológico (C-1) mediante la impulsión de la

bomba peristáltica (G-2).

- Temporizador y controlador de pH de los reactores biológicos

La instalación contaba con un controlador ADI 1030 (Applikon, Países Bajos)

como principal equipo de control. Las funciones que desempeñó en el proceso

fermentativo fueron las siguientes:

• Temporizador: encendía y apagaba las bombas de alimentación y vaciado del

reactor biológico. Esta función permitió programar un tiempo de retraso, de

funcionamiento y de apagado para cada una de las bombas que alimentaban o

descargaban el reactor, con lo que se consiguió una instalación independiente.


93

• Medida y control de pH: la medida se realizó mediante un electrodo de pH

introducido en el seno del reactor y conectado al controlador. El controlador

mantuvo el pH del reactor en el setpoint establecido. Esto se consiguió con la

activación de la bomba peristálticas G-3, que se encargaba de la adición de base.

En este caso se usó como base una disolución de hidróxido sódico 3 M que se

encontraba en el recipiente C-5.

- Control de temperatura

La temperatura se controló mediante un baño de agua de temperatura regulada con

una precisión de ± 0,1 ºC y que fue impulsada a través de la camisa de calefacción del

reactor biológico.

- Control de la espuma en el reactor biológico (G-5/C-7)

La actividad biológica de los microorganismos genera espuma en la superficie del

reactor. Para evitarlo se adicionó al reactor una disolución acuosa de antiespumante de

2,5:100 v/v contenida en el recipiente C-7 mediante la bomba peristáltica G-5 con un

caudal de 25 µL min-1.

- Analizador de gases de salida del reactor

Mediante el equipo Rosemount Analytical NGA 2000 MTL (Emerson, Alemania)

fue posible medir los gases generados en los reactores biológicos. Puesto que el equipo

mide con precisión en un intervalo determinado, fue necesario introducir un caudal de

nitrógeno en el reactor con el fin de diluir los gases producidos hasta una concentración

adecuada, arrastrarlos y disminuir la presión parcial de los mismos. Dicho analizador no

detecta el nitrógeno adicionado, por lo que fue necesario conocer el caudal aportado para

obtener las cantidades de cada uno de los gases que realmente se generaban en los

reactores. Por otra parte, los gases producidos durante el proceso de fermentación debían

ser evacuados a la salida del analizador de gases. Esto se llevó a cabo mediante una

trampa de agua.

- Controlador de caudal másico de N2 gas a la entrada del reactor

Se utilizó un caudalímetro másico GFC 17 (Alboorg, EE.UU.) para controlar el

caudal de entrada de nitrógeno al reactor en 40 mL min-1. Esto fue necesario para

determinar el volumen real de gases que se generaban en el reactor, ya que salían del

mismo junto con el nitrógeno introducido.

Capítulo 4

94

- Sistema de monitorización y almacenamiento de datos

La instalación contaba con dos ordenadores. Uno de ellos estaba conectado al

controlador de ciclos y pH de los reactores biológicos. En él se encontraba instalado el

programa Bioexpert, que permitía registrar los datos de tiempo, pH y adición de sosa e

introducir algunos parámetros de control. El otro ordenador de la instalación se

encontraba conectado al analizador de gases, este equipo recogía y mostraba la

concentración de los gases de salida del reactor.

La línea de proceso que trabajaba en modo discontinuo disponía de los mismos

equipos que la línea de funcionamiento discontinuo secuencial que ha sido explicada, con

la salvedad de que al tratarse de un sistema discontinuo, la forma de alimentar y de

evacuar el reactor C-4 se realizaba manualmente, por lo que no fueron necesarias bombas

de adición de alimento y vaciado, ni el depósito de alimentación. La Tabla 4.1 resume la

relación de equipos de cada una de las líneas de proceso que cumplen funciones

semejantes.

Tabla 4.1. Relación de equipos que cumplen la misma función en las distintas líneas.

Descripción Línea con funcionamiento

discontinuo secuencial Línea con funcionamiento

discontinuo

Reactor biológico C-1 C-4

Bomba de alimentación G-1 -

Bomba de vaciado G-2 -

Sistema de adición de NaOH

G-3/C-5 G-4/C-6

Sistema de adición de antiespumante

G-5/C-7 G-6/C-8

Control salida de gas V-1/V-2 V-3/V-4


TEMPERATURA

En el stack de celdas de combustible PEM de alta temperatura (HT-PEMFCs) se

realizaron ensayos empleando hidrógeno puro y biohidrógeno sintetizado con la misma

composición que el obtenido en la fermentación acidogénica de aguas residuales de zumo

de frutas como combustible y oxígeno o aire como oxidante. Llevándose a cabo estos

ensayos a diferentes temperaturas. En la Figura 4.2 se muestra un esquema de la

instalación experimental del stack de celdas de combustible PEM de alta temperatura.


95

Figura 4.2. Esquema de la instalación experimental del stack de celdas de combustible PEM de alta

temperatura.

La instalación experimental a escala bancada contaba con los siguientes

elementos:

- Stack de celdas de combustible PEM de alta temperatura

El término stack es un anglicismo comúnmente aceptado para evitar confusiones

con el término pila, incorrectamente utilizado como sinónimo de celda electroquímica).

El stack de HT-PEMFCs contenía tres MEAs (acrónimo en inglés de Membrane-

Electrode Assembly) de 50 cm2 cada una y constaba de placas bipolares fabricadas en

grafito impregnado con una resina fenólica (EFC50-ST Electrochem Inc., Estados

Unidos). Las placas finales (Sofacel S.A., España) tuvieron que ser rediseñadas para

alojar en su interior los cartuchos calefactores (Watlow, Estados Unidos). La anchura de

los canales, su profundidad y la distancia entre los mismos, fueron de 0,75 mm, 1 mm, y

0,83 mm, respectivamente. La geometría empleada en este caso fue de serpentín de cinco

canales con 9 vueltas. La geometría de las tres placas bipolares colocadas entre las placas

finales fue exactamente igual a la de estas últimas, con la diferencia de que las placas

bipolares tenían mecanizado, en sus dos caras, canales para la distribución de los gases a

través de las mismas.

PC

OxidanteCombustibleControlador del caudal de gases

Controlador de temperatura

Banco de pruebas

Salida de oxidante que no ha reaccionado

Salida de combustible que no ha reaccionado

Capítulo 4

96

Las membranas fueron basadas en polibencimidazol (PBI) y tenían un contenido

de TiO2 (Merck) del 2 % p/p con un tamaño de partícula de 1,14 µm. Los electrodos

empleados fueron de papel de grafito Toray de 50 cm2 con una capa microporosa de 2 mg

cm-2 de carbono negro Vulcan XC-72R y 10 % de PTFE. Además, sobre esta capa, se

depositó una capa catalítica de platino, la carga de platino fue 0,35 mg Pt cm-2 en el

cátodo y 0,15 mg Pt cm-2 en el ánodo. Una vez las 3 MEAs estuvieron listas, se insertaron

en el stack. Así, se construyó el stack de HT-PEMFCs con un área de 150 cm2.

Para el sellado de las celdas se emplearon juntas de teflón compresibles (Gore

Tech., Estados Unidos), de 0,5 mm, aplicando sobre el stack un par de apriete óptimo de

1,5 N m. Para el aislamiento eléctrico de las celdas se dispusieron unas planchas del

mismo material y espesor que las juntas de teflón compresible empleadas. Entre esta

plancha de teflón y las placas finales, se situaron los colectores de corriente del stack.

Finalmente, sobre la capa de material aislante se situó una última placa final de acero

cuyo objetivo fue la garantía total de un apriete uniforme sobre todas las placas del stack.

Además, en este caso, las conexiones de acceso y salida de los gases Swagelok® iban

enroscadas en esta placa de acero.

- Banco de pruebas

El ánodo y el cátodo del stack estaban conectados a un banco de pruebas

Electrochem CompucellTM (Estados Unidos) equipado con una carga electrónica capaz de

alcanzar 800 W (150 A máx.), con el fin de realizar las medidas electroquímicas en el

stack. A su vez, el banco de pruebas estaba conectado a un ordenador con el fin de

registrar las medidas electroquímicas.

- Controlador de temperatura

La medida de la temperatura se realizó con ayuda de un termopar tipo K que se

acopló en la celda. El control de la temperatura del stack se llevó a cabo por medio de un

controlador de temperatura CAL 3300 (Cal Control Ltd, Reino Unido) [1] [2].

- Controladores de caudales de gases

Este sistema constaba de dos controladores de flujo másico, uno para la línea de

combustible, y otro para la línea de comburente, conectados ambos al controlador del

banco de pruebas (Electrochem Inc., Estados Unidos). Adicionalmente a las líneas de


97

combustible y comburente, existía una línea de purga de gases y un regulador manual de

la presión de salida para cada gas reactivo.


COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICAS

Por otra parte, en esta Tesis Doctoral se utilizaron dos tipos de celdas de

combustible microbiológicas con el fin de estudiar la generación de electricidad

directamente a partir de agua residual, así como la depuración de la misma. De esta

forma, se utilizó una microcelda de combustible microbiológica para estudiar la

influencia de las variables de operación y una celda de combustible microbiológica

fotosintética en la que se estudió la producción de electricidad de una forma

autosostenible.

4.3.1. Microcelda de combustible microbiológica

En la Figura 4.3 se muestra la instalación experimental de la microcelda de

combustible microbiológica que se empleó para estudiar la influencia de las variables de

operación en la producción de electricidad y en la eliminación de contaminantes

orgánicos del agua residual.

Figura 4.3. Esquema de la instalación experimental de la microcelda de combustible microbiológica.

Esta instalación constaba de los siguientes elementos:

PCMultímetro

Aire

Agua residual

Agua tratada

Capítulo 4

98

- Microcelda de combustible microbiológica

Esta celda disponía de dos compartimentos: anódico y catódico. Los

compartimentos estaban formados por placas bipolares de grafito cuadradas. El

compartimento anódico (donde se encontraban los microorganismos) tenía un volumen

útil de 0,95 cm3. Mientras que el compartimento catódico estaba constituido por una

configuración de canales en paralelo que permitían la circulación del aire a través de todo

el electrodo catódico, siendo su volumen útil de 0,5 cm3. Ambas placas de grafito

disponían de dos conexiones Swagelok® (EE.UU.) al exterior para la entrada y la salida

del agua (en el caso del ánodo) y la entrada y la salida del aire (en el caso del cátodo). En

el caso del cátodo las conexiones estaban abiertas al exterior normalmente para la entrada

del aire y la salida del agua generada. Las conexiones eléctricas se realizaron a partir de

conexiones roscadas mecanizadas en las placas bipolares, éstas se encontraban

constituidas de acero inoxidable y bañadas en oro. En la Figura 4.4 se muestra la

configuración de los compartimentos anódico y catódico de la microcelda.

Figura 4.4. Configuración de los compartimentos anódico (izquierda) y catódico (derecha) de la microcelda

de combustible microbiológica.

Los electrodos utilizados fueron de papel de carbón Toray TGPH-120 (E-TEK,

EE.UU.) con 10 % de teflón en el cátodo y 20 % de teflón en el ánodo. Se utilizó teflón

para mejorar las propiedades mecánicas del carbono durante el estudio y porque el teflón

únicamente causa una pequeña caída en el rendimiento [3]. Además, el electrodo catódico

contenía una capa catalítica de 0,5 mg Pt cm-2 depositada sobre una capa microporosa. La

superficie activa de cada electrodo fue 4,65 cm2. Ambos compartimentos y, por tanto,

ambos electrodos, se encontraban separados por una membrana de intercambio protónico

Sterion®, que presentaba una elevada conductividad iónica (0,9-0,02 M eq g-1) y una baja

conductividad electrónica (8·10-2 cm-1).

El ensamblaje entre la membrana y los electrodos se ejecutó con ayuda de una

prensa, con unas condiciones de 133 ºC y 100 kg cm-2 de presión, durante un tiempo

determinado igual a 3 minutos. Para favorecer la adhesión de los electrodos a la


99

membrana durante el ensamblaje, éstos se impregnaron con una disolución de Nafion (1

mg cm-2) [4].

El sellado de la celda se realizó por medio de cuatro tornillos incorporados a una

lámina de polietercetona reforzada con fibra de vidrio que proporcionaba un aislamiento

eléctrico adecuado a la celda. Para un buen sellado de la celda se aplicó un par de apriete

de 1,5 N m.

- Depósito de alimentación

Depósito cilíndrico de vidrio Pirex de 5 L de capacidad compuesto por un tapón

roscado esterilizable. El tapón del depósito cuenta con una salida conectada a un filtro de

0,2 µm que permitió la entrada de aire estéril al recipiente y otra salida para la

alimentación al reactor que se llevó a cabo mediante una bomba peristáltica (en el caso de

trabajar en modo continuo).

- Depósito de agua tratada

Depósito cilíndrico de vidrio Pirex de 10 L de capacidad, utilizado para la

recogida del agua a la salida de la microcelda.

- Multímetro

El ánodo y el cátodo estaban conectados mediante cables conductores y una

resistencia (R) de 120 Ω. Se eligió un valor de resistencia externa bajo para prevenir las

pérdidas de activación y facilitar la transferencia de electrones durante el período de

aclimatación. El potencial de la celda se registraba de forma continua por medio de un

multímetro (Keithley Instruments, EE.UU) conectado a los bornes de la resistencia. La

intensidad (i) se calcula a partir del voltaje obtenido (E) mediante la ley de Ohm

(Ecuación 4.1).

=

[ec. 4.1]

4.3.2. Celda de combustible microbiológica fotosintética

En la Figura 4.5 se muestra la instalación experimental a escala laboratorio de la

celda de combustible microbiológica fotosintética que se empleó con el fin de estudiar la

producción de electricidad y la depuración del agua residual de forma autosostenible

medioambientalmente favorable. En esta celda no se emplearon catalizadores artificiales

Capítulo 4

100

de elevado coste, ya que en ambos compartimentos se emplearon catalizadores

biológicos. En el compartimento catódico se empleó un cultivo de algas que capturaba

CO2 y producía el oxígeno necesario para la reacción de reducción.

Figura 4.5. Esquema de la instalación experimental de la celda de combustible microbiológica fotosintética.

Esta instalación constaba de los siguientes elementos:

- Celda de combustible microbiológica

El reactor o celda de combustible microbiológica fue la parte principal de la

instalación. Ésta tenía una geometría cúbica, de dimensiones 19,8 x 11,0 x 7,9 cm3 y el

material utilizado para su construcción fue metacrilato. Consta de dos compartimentos:

ánodo (izquierda) y cátodo (derecha), ambos del mismo tamaño, con un volumen útil de

807,15 cm3 cada uno. Los compartimentos estaban separados por una membrana de

intercambio protónico Sterion® (con iguales características que la que se utilizó en la

microcelda y que ha sido descrita en el apartado 4.3.1), disponiendo de un área para el

paso de protones de 38 cm2. La celda dispone de una tapa con cierre hermético para

impedir la entrada de aire al compartimento anódico. La tapa dispone de dos cavidades

sobre cada compartimento para la toma de muestra y alimentación de los mismos, así

como para la introducción del sensor de oxígeno en el compartimento catódico. El

compartimento anódico se cubrió para impedir el paso de la luz y evitar así la

Agua residual

H+

ÁNODO

PEM

120 Ωe- CÁTODO

Sustrato orgánico

CO2

O2

H2O

e-

Oxímetro

Multímetro

PC

Agua tratada


101

proliferación de algas. Además, la tapa dispone de una salida al exterior en la zona del

compartimento anódico por donde se introducía nitrógeno para mantener condiciones

anaerobias en dicho compartimento. Por otro lado, ambos compartimentos disponen de un

rebosadero para la salida del efluente en el caso de trabajar en modo de alimentación

continuo.

Los electrodos utilizados en esta celda fueron de tela de carbón con 10 % de teflón

(Basf, Alemania). Estos electrodos se situaron a ambos lados de la membrana, es decir,

prácticamente sin separación entre ellos para que las pérdidas internas del sistema fuesen

mínimas y, por lo tanto, el voltaje de la celda fuese máximo. Los electrodos tenían un

tamaño de 2 x 2 cm2, siendo la superficie total 8 cm2 (ambas caras activas).

La celda de combustible microbiológica se situó sobre un agitador magnético, que

mantenía el contenido de los compartimentos anódico y catódico en agitación constante,

de modo que se conservase en el medio una composición homogénea y se minimizase las

limitaciones por transferencia de materia.

- Depósito de alimentación

Depósito cilíndrico de polipropileno de 20 L de capacidad compuesto por un tapón

roscado esterilizable. La tapa del depósito cuenta con una salida conectada a un filtro de

0,2 µm que permite la entrada de aire estéril al recipiente y otra salida para la

alimentación al reactor que se llevó a cabo mediante una bomba peristáltica (en el caso de

trabajar en modo continuo).

- Depósito de agua tratada

Depósito cilíndrico de vidrio Pirex de 10 L de capacidad, utilizado para la

recogida del agua a la salida de la celda.

- Compresor

Se utilizó un compresor de aire para el suministro de oxígeno al compartimento

catódico con un caudal de 6 L min-1 de aire a 1,5 atm de presión. Este compresor se

utilizó únicamente en la primera parte del estudio durante el período de aclimatación de

los microorganismos, durante el cual el compartimento catódico únicamente contenía

agua.

Capítulo 4

102

- Sistema de iluminación de las algas

La iluminación de las algas se llevó a cabo de forma artificial. Se utilizó una

lámpara Philips de 11 W-50 Hz con una luminancia de 2,7 cd cm-2 que se mantenía a 10

cm sobre el compartimento catódico para la iluminación de las algas. Esta lámpara estaba

conectada a un temporizador programable las 24 horas, con el fin de iluminar el

compartimento catódico durante 12 horas al día (de 8:00 h a 20:00 h). De este modo, las

algas disponían de horas de luz para la realización de la fotosíntesis y de horas de

oscuridad para llevar a cabo la respiración.

- Multímetro

El ánodo y el cátodo estaban conectados mediante cables conductores y una

resistencia de 120 Ω. El potencial de la celda se registraba de forma continua por medio

de un multímetro (Keithley Instruments, EE.UU) conectado a los bornes de una

resistencia. La intensidad se calcula a partir del potencial obtenido mediante la ley de

Ohm (Ecuación 4.1).

- Oxímetro

La instalación contaba con un oxímetro WTW Oxi 340i (WTW, Alemania) en el

compartimento catódico con el fin de registrar de forma continua el oxígeno disuelto en la

fase líquida del compartimento catódico. Este oxímetro medía la presión parcial del

oxígeno disuelto en la fase líquida.

4.4. MATERIALES, MÉTODOS Y PROCEDIMIENTOS

A continuación, se mostrarán los materiales, métodos y procedimientos empleados

en el desarrollo de este trabajo.

4.4.1. Inóculos

En este apartado se decribirán los inóculos de microorganismos y algas empleados

en el desarrollo de esta Tesis Doctoral.

i. Inóculo de microorganismos de la fermentación acidogénica

En los estudios de producción de biohidrógeno mediante la fermentación

acidogénica de aguas residuales se empleó un cultivo mixto de microorganismos. Como

inóculo inicial se utilizó un fango activo procedente del reactor biológico de la EDAR de


103

Ciudad Real. Se puede encontrar más información de esta planta en el estudio de

Rodríguez-Mayor y col. (2004) [5]. El fango fue activado y filtrado previamente con un

tamiz con una luz de malla de 500 µm para eliminar los sólidos grandes.

Debido al predominio de microorganismos aerobios, este fango no posee la

capacidad de degradar la materia orgánica en condiciones anaerobias, siendo necesario un

periodo de aclimatación hasta conseguirlo. En un estudio previo a esta Tesis Doctoral

llevado a cabo en este grupo de investigación, se determinaron que las condiciones

óptimas para la máxima producción de biohidrógeno mediante la fermentación

acidogénica son 26 ºC y pH 5 [6]. El objetivo de este estudio fue la producción de

biohidrógeno, por lo que fueron éstas las condiciones utilizadas durante el estudio,

además de la ausencia de oxígeno (condiciones anaerobias). De esta forma, por selección

natural se desarrollaron en mayor medida los microorganismos encargados de la

fermentación acidogénica, microorganismos anaerobios.

Una vez concluida la aclimatación, el inóculo obtenido fue empleado en los

estudios posteriores de producción de biohidrógeno mediante fermentación acidogénica.

ii. Inóculo de microorganismos de las celdas de combustible microbiológicas

Para la puesta en marcha de las celdas de combustible microbiológicas se empleó

como inóculo inicial un fango activo procedente del reactor biológico de la EDAR de

Ciudad Real. El fango fue activado y filtrado previamente con un tamiz con una luz de

malla de 500 µm para eliminar los sólidos grandes.

Debido al predominio de microorganismos aerobios fue necesario un período de

aclimatación hasta conseguir que los microorganismos electrogénicos se desarrollasen y

formasen un biofilm sobre el electrodo anódico. Para ello, durante el período de

aclimatación se trabajó en modo discontinuo. Además, se mantuvieron condiciones

anaerobias en el compartimento anódico.

iii. Inóculo de algas

En el compartimento catódico de la celda de combustible microbiológica

fotosintética se emplearon dos tipos de inóculo.

En primer lugar, el cátodo se inoculó con agua de una fuente de agua estancada de

Ciudad Real y se aclimató hasta conseguir un cultivo de algas. Posteriormente, se

sustituyó dicho cultivo mixto de algas por un cultivo puro de algas de la especie Chlorella

Capítulo 4

104

vulgaris. Esta especie fue seleccionada porque presenta varias ventajas como su facilidad

de cultivo, la elevada velocidad de consumo de CO2 y alta tasa de reproducción.

4.4.2. Aguas residuales y medios de cultivos empleados

En este apartado se describirán los diferentes tipos de aguas residuales empleadas

en la fermentación acidogénica y en las celdas de combustible microbiológicas, así como,

el medio de cultivo para las algas del compartimento catódico de la MFC fotosintética.

i. Agua residual utilizada en la fermentación acidogénica

El agua residual utilizada en el estudio de la producción de biohidrógeno mediante

fermentación acidogénica fue sintetizada en el laboratorio. Se prepararon dos tipos de

agua residual sintética con diferentes sustratos.

En primer lugar, se utilizó un agua residual para la aclimatación de los

microorganismos. Este agua residual contenía glucosa y fructosa como única fuente de

carbono. Una vez aclimatados los microorganismos, se estudió la fermentación

acidogénica del agua residual de la industria de los zumos de frutas, así como los gases

producidos. Para ello, se sintetizó un agua residual sintética que contenía fructosa,

glucosa y sacarosa en la proporción en la que se encuentran en el zumo de frutas, 59%,

21% y 20% p/p, respectivamente. La composición de azúcares del agua residual de los

zumos de frutas se estableció en base al análisis de zumo de manzana llevado a cabo en el

laboratorio. Además, ambas aguas residuales contenían una serie de nutrientes cuya

composición fue fijada en base a la bibliografía [7] [8]. La composición de los dos tipos

de agua residual se muestra en la Tabla 4.2.

Para evitar la degradación de las aguas durante su almacenamiento, éstas se

esterilizaron en un autoclave (JP Selecta, España) a 105 ºC durante 30 min.


105

Tabla 4.2. Características del agua residual sintética.

Compuesto Agua residual para la aclimatación (g L-1)

Agua residual de los zumos de frutas (g L-1)

Fructosa 4,5 5,68

Glucosa 4,5 3,02

Sacarosa - 2,77

(NH4)Cl 3,02 3,02

KH2PO4 1,76 1,76

NaCl 0,66 0,66

Na2SO4 0,13 0,13

MgCl2·6H2O 0,27 0,27

EDTA 0,11 0,11

ZnSO4·7H2O 7,20·10-3 7,20·10-3

FeSO4·7H2O 6,98·10-3 6,98·10-3

MnCl2·4H2O 5,63·10-3 5,63·10-3

CuCl·2H2O 4,95·10-3 4,95·10-3

CoCl2·6H2O 2,17·10-3 2,17·10-3

CaCl2 1,35·10-3 1,35·10-3

NiCl2·6H2O 1,13·10-3 1,13·10-3

Na2MoO4·2H2O 2,25·10-4 2,25·10-4

ii. Agua residual utilizada en las celdas de combustible microbiológicas

El agua residual empleada en la alimentación de los microorganismos del

compartimento anódico de ambas celdas fue sintetizada en el laboratorio. El agua residual

contenía una fuente de carbono y una serie de nutrientes. Se emplearon diferentes aguas

residuales, con diferente carga orgánica, siendo los sustratos empleados glucosa en el

caso de simular un agua residual urbana, o glucosa y fructosa en el caso de simular un

agua residual de la industria de los zumos de frutas. Esta composición se seleccionó

teniendo en cuenta que el principal contaminante de la industria de los zumos de frutas

son los azúcares y la composición de azúcares del zumo de frutas [9]. Es importante

mencionar que aunque la sacarosa también está presente en algunos zumos de frutas, no

se incluyó en el agua residual sintética empleada porque no está presente en todos los

zumos y además, es un disacárido compuesto de glucosa y fructosa, por lo que es

hidrolizada a fructosa y glucosa fácilmente por microorganismos. Además, en las celdas

de combustible microbiológicas no se estudió el consumo de cada uno de los sustratos por

Capítulo 4

106

separado, sino el consumo de la materia orgánica como DQO en general. En la Tabla 4.3

se muestra la relación de nutrientes por gramo de DQO del agua residual empleada.

Tabla 4.3. Composición de sales minerales por gramo de DQO del agua residual alimentada al

compartimento anódico de las celdas de combustible microbiológicas.

Compuestos Composición (g g DQO-1)

NaHCO3 32,36·10-2

(NH4)2SO4 21,63·10-2

KH2PO4 12,97·10-2

MgSO4·7H2O 10,82·10-2

CaCl2 8,78·10-2

(NH4)2 Fe(SO4)2 9,04·10-3

Para evitar la degradación de las aguas durante su almacenamiento, éstas se

esterilizaron en un autoclave (JP Selecta, España) a 105 ºC durante 30 min.

iii. Medio de cultivo de las algas

Las algas son organismos autótrofos que utilizan el carbono inorgánico como

fuente de carbono para llevar a cabo la fotosíntesis durante la fase lumínica. Dicho

carbono inorgánico se adicionó a las algas cada día mediante el burbujeo de CO2 con una

pureza de 99,9% o en forma de bicarbonato sódico en disolución, según el caso.

Por otra parte, las algas también necesitan una serie nutrientes para formar sus

tejidos celulares. De esta forma, se utilizó el medio Basal de Bold [10] modificado como

fuente de nutrientes para las algas. La composición del medio Basal de Bold modificado

se muestra en la Tabla 4.4.


107

Tabla 4.4. Medio Basal de Bold modificado.

Compuestos Composición (mg L-1)

NaNO3 250

CaCl2·2H2O 25

MgSO4·7H2O 75

K2HPO4 175

KH2PO4 75

NaCl 25

EDTA 50

KOH 31

H3BO3 11,42

FeSO4·7H2O 4,98

H2SO4 (µl) 1

ZnSO4·7H2O 8,82

MnCl2·4H2O 1,76

CuSO4·5H2O 1,57

4.4.3. Preparación de electrodos y membranas

i. Preparación de los electrodos

Como se ha mencionado anteriormente, los electrodos del stack de HT-PEMFCs y

el electrodo catódico de la microcelda de combustible microbiológica disponían de una

capa catalítica sobre una capa microporosa. El procedimiento de preparación de estos

electrodos se describe a continuación.

En primer lugar, se llevó a cabo el lavado de los electrodos con acetona y,

posteriormente, se secaron en una estufa (150 ºC) durante 1 hora. Posteriormente, se

adicionó la capa microporosa y la capa catalítica. El procedimiento fue el siguiente [11]

[12]:

- Capa microporosa

Para la capa microporosa se preparó una tinta consistente en una disolución de

negro de carbón Vulcan XC-72 con una emulsión de 10% de teflón y 2-propanol como

disolvente, teniendo en cuenta que se precisaba una carga de 2 mg C cm-2 y que la pureza

del teflón era del 60 %. Una vez preparada la tinta, se mantuvo durante 1 hora en

ultrasonidos para la total disolución y homogenización de la tinta.

Capítulo 4

108

Tras ello, con ayuda de un aerógrafo, se procedió a la deposición de la tinta sobre

el soporte carbonoso. Éste, se colocó sobre una placa de acero inoxidable que disponía de

un cartucho calefactor (Mervilab S.A., España), termopar (tipo K, Amidata, España) y un

controlador de temperatura (Jumo LAN M, Jumo Process Control Ltd., EE.UU.),

permitiendo su calentamiento a 60 ºC, para evaporar el disolvente. Una vez depositada la

capa microporosa, y alcanzado el peso deseado para obtener una carga de carbón de 2 mg

cm-2, se procedió a su sinterizado, proceso que distribuye homogénea y uniformemente

todo el teflón depositado sobre las partículas de carbón. Este proceso se llevó a cabo a

una temperatura de 360 ºC durante 30 minutos [13].

- Capa catalítica

Una vez depositada la capa microporosa, se preparó la capa catalítica. Para ello, se

preparó en un vial la tinta, adicionando las cantidades necesarias y proporciones justas

para alcanzar la composición deseada. En el caso de los electrodos del stack, la tinta

consistió en el catalizador (40 % p/p de platino sobre negro de carbón Vulcan XC-72), la

disolución de PBI (20 veces menos que la cantidad de carbón existente en el catalizador)

en N,N-dimetilacetamida (DMAc), y la propia DMAc como disolvente. Mientras que la

tinta empleada para la preparación de la capa catalítica del electrodo catódico de la

microcelda de combustible microbiológica consistió en el catalizador (40 % p/p de platino

sobre negro de carbón Vulcan XC-72) y 15 % de emulsión de Nafion como disolvente.

La carga de platino depositada sobre los electrodos empleados en el stack de HT-

PEMFCs estándar fue 0,35 mg Pt cm-2 en el cátodo y 0,15 mg Pt cm-2 en el ánodo. La

carga de platino depositada sobre el electrodo catódico de la microcelda de combustible

microbiológica fue de 0,2 mg Pt cm-2.

Cuando se tuvo el catalizador en el vial, este se empapó con 2-propanol y se llevó

2 minutos a ultrasonidos para facilitar su disolución. A continuación, se depositó la tinta

sobre la capa microporosa con ayuda del aerógrafo, empleando una temperatura en la

placa de acero de 90 ºC, hasta alcanzar el peso final deseado en función de la carga de

metal noble establecido.

Una vez depositadas ambas capas, los electrodos se secaron a 190 ºC durante 2

horas. Esto además permite la evaporación de cualquier remanente de disolvente que

pudiera quedar en los mismos [14].


109

Completados todos los procesos de deposición, los electrodos del stack de HT-

PEMFCs necesitaron un acondicionamiento adicional para su uso en los ensamblajes

membrana-electrodo. Para ello, éstos fueron impregnados con una cierta cantidad de

ácido fosfórico (2 mg cm-2) a partir de una disolución de ácido al 10 % p/p [14]. Una vez

añadido, los electrodos se dejaron durante una noche para permitir el completo y

homogéneo “mojado” de los mismos, quedando listos para ser empleados como

electrodos en sistemas de alta temperatura basados en PBI impregnado con ácido

fosfórico.

ii. Preparación de las membranas utilizadas en el stack de celdas de combustible

PEM de alta temperatura

Las membranas empleadas en el stack de HT-PEMFCs se basaban en PBI y tenían

un contenido de TiO2 del 2 % p/p con un tamaño de partícula de 1,14 µm. El

procedimiento de preparación de las membranas se describe a continuación [12].

En primer lugar, se preparó una disolución de PBI (2,2 % p/p) en DMAc para

favorecer la dispersión del TiO2. Posteriormente, la cantidad necesaria de TiO2, para

obtener 2 % p/p de TiO2 en la membrana, se mezcló con la disolución de PBI y la mezcla

se mantuvo durante 2 horas en ultrasonidos. Finalmente, a partir de las disoluciones del

PBI se puede realizar el proceso de mecanizado de las membranas. Para ello, se utilizó un

aplicador de película (Elcometer 4340, Reino Unido), que sirve para extender la

disolución junto con el accesorio Doctor Blade (Elcometer 3600) sobre una placa de

metal o vidrio, proporcionando así una membrana homogénea y de grandes dimensiones

(30 x 20 cm2). Posteriormente, la placa sobre la que se extiende la disolución se introdujo

en una estufa para proceder a la lenta y homogénea evaporación del disolvente,

facilitando así la obtención de una membrana uniforme. El proceso de evaporación se

realizó a una temperatura de 80 ºC durante al menos 10 horas.

Una vez finalizado el proceso de evaporación, se retiró la placa de la estufa y se

dejó enfriar hasta alcanzar la temperatura ambiente. Posteriormente, la placa con la

película de polímero formada sobre su superficie se introdujo en un baño de agua

desionizada, con el fin de que se desprendiese de la placa. Tras la separación de la

membrana de la placa de vidrio, ésta se introdujo en agua desionizada hirviendo durante 2

horas para eliminar las trazas finales de DMAc. Finalizado el proceso de eliminación de

los últimos restos de disolvente, las membranas se introdujeron en una disolución con un

Capítulo 4

110

85 % p/p de H3PO4 a temperatura ambiente para dopar las membranas. Para mejorar la

absorción de H3PO4 en las membranas, se introdujeron en un baño ácido durante un

mínimo de 5 días [15].

iii. Preparación de la membrana de intercambio protónico utilizada en ambas celdas

La membrana de intercambio protónico (Sterion®) requiere ser sometida a un

sencillo proceso de preparación:

a) Introducir la membrana en una disolución de H2O2 al 3 % v/v a 100 ºC durante un

tiempo estimado de 1 hora para eliminar los compuestos orgánicos que ésta pueda

contener.

b) Limpieza de la membrana en agua mili-Q a 100 ºC durante 1 hora.

c) Introducir la membrana en una disolución de H2SO4 (1 M) a 100 ºC durante un

tiempo aproximado de una hora con el objetivo de eliminar los compuestos

inorgánicos que dicha membrana pudiera presentar.

d) Protonación de la membrana en agua mili-Q durante otra hora.

4.4.4. Técnicas de caracterización físico-químicas

Durante la realización de los experimentos se tomaron muestras de la fase líquida.

La medida de los sólidos suspendidos en el agua, así como, pH, conductividad, turbidez y

potencial redox se realizó inmediatamente después del muestreo. Posteriormente, las

muestras fueron centrifugadas a 13.000 rpm, filtradas con un filtro de Nylon de 0,45 µm y

almacenadas a - 4 ºC hasta que se realizaron el resto de análisis.

i. Sólidos suspendidos totales (SST)

La determinación de sólidos totales se rige por la Norma 2540 D [16]. Este

análisis permitió estudiar la cantidad de materia en suspensión que existe en el reactor.

El análisis se hace por gravimetría. El procedimiento que indica la norma es el

siguiente: se filtra un volumen de muestra conocido, en este caso 50 mL, con un filtro de

fibra de vidrio de 0,45 µm y, posteriormente, se seca durante 24 h a 105 ºC. Es obligatorio

que tanto el filtro como la cápsula utilizada estén secos y libres de grasa, ya que cualquier

perturbación supondría un error importante.

Mediante la Ecuación 4.2 se calcula los SST.


111

=

[ec. 4.2]

donde, Ps es el peso de la muestra seca, Pc+f es el peso de la capsula y el filtro, y Vf es el

volumen de muestra filtrada.

ii. Sólidos suspendidos volátiles (SSV)

La determinación de sólidos volátiles se rige por la Norma 2540 E [16]. Este

análisis permitió estudiar la cantidad de materia volátil en suspensión que existe en el

reactor, la cual está relacionada con biomasa existente en el mismo.

El análisis se realiza por gravimetría, calcinando el residuo seco a 550 ºC durante

120 min.

Mediante la Ecuación 4.3 se calcula los SSV.

=

[ec. 4.3]

donde, Pc es el peso de la muestra calcinada.

iii. Turbidez

Para calcular la concentración de microorganismos mediante gravimetría (SSVs)

es necesario un volumen de muestra de al menos 50 mL. Teniendo en cuenta el elevado

tiempo de residencia de las celdas no fue posible la determinación de este parámetro

mediante este método. Por ello, los sólidos en suspensión se midieron de forma indirecta

mediante la turbidez empleando un espectrofotómetro (Hach, EE.UU.). La turbidez se

puede relacionar con la concentración de sólidos en suspensión mediante una recta de

calibrado. De esta forma, se realizaron dos calibrados, para determinar la concentración

de microorganismos (Ecuación 4.4) y para determinar la concentración de algas

(Ecuación 4.5).

= 8,395 · 10' · ()*+,-./ [ec. 4.4]

0 = 1,922 · 102 · ()*+,-./ [ec. 4.5]

iv. pH

La medida de pH se realizó con electrodos selectivos de membrana con electrolito

líquido. En el caso de la fermentación acidogénica para el control de pH se utilizó el

Capítulo 4

112

controlador, descrito en la instalación experimental. Mientras que la medida de pH en las

celdas de combustible microbiológicas se realizó con un pHmetro PCE-228 (PCE,

España).

v. Potencial Redox

El potencial redox es un parámetro que mide la actividad de los electrones y da

idea del poder reductor-oxidante de la solución. Un valor del potencial redox alto y

positivo indica un ambiente que favorece las reacciones de oxidación, mientras que un

valor del potencial bajo y negativo indica un ambiente fuertemente reducido.

La medida del potencial redox se realizó con el mismo pHmetro empleado para la

medida del pH. La medida del potencial redox (mV) se realiza introduciendo la sonda del

medidor en el compartimento deseado, ánodo y cátodo, y dejando que se estabilice en un

determinado valor para tomar la medida.

vi. Conductividad

La conductividad de una solución de electrolito es una medida de su capacidad

para conducir la electricidad. Se mide determinando la resistencia de la solución entre dos

electrodos separados una distancia fija. La resistencia se midió con un conductímetro

Jenway 470 (Jenway, Reino Unido). La medida se realiza introduciendo la sonda del

conductímetro en la disolución y esperando a que la medida se estabilice.

vii. DQO

La demanda química de oxígeno (DQO) es una medida de la cantidad de oxígeno

requerida para oxidar químicamente la fracción orgánica disuelta o en suspensión de una

muestra. Por lo que este parámetro es representativo de la contaminación orgánica de un

agua. Se expresa en miligramos de DQO por litro (mg DQO L-1).

La medida se llevó a cabo siguiendo la Norma 5220 D mediante colorimetría. Para

ello, se utilizaron test en cubetas de DQO de Merck, de un intervalo de 25 a 1.500 mg

DQO L-1. Este procedimiento se basa en la oxidación de la materia orgánica utilizando

dicromato de potasio como oxidante en presencia de ácido sulfúrico e iones de plata como

catalizador. Los cloruros son enmascarados con sulfato de mercurio. Para ello, se

introducen 3 mL de la muestra a analizar en la cubeta de digestión, se agita la muestra y

se introduce durante 120 minutos a 148 ºC en el termorreactor Velp ECO-16 (Velp

Scientifica, Italia) precalentado. Posteriormente, se deja enfriar a temperatura ambiente, y


113

después se mide la concentración mediante un espectrofotómetro Pharo 100 Spectroquant

(Merck, Alemania).

En este estudio se midió la DQO filtrada, ya que el objetivo era medir la materia

orgánica disuelta.

viii. Cromatógrafo de Gases

Los ácidos grasos volátiles, ácido acético, propiónico, n-butírico, iso-butírico, n-

pentanoico e iso-pentanoico, se analizan empleando un cromatógrafo de gases con un

detector FID (Perkin Elmer, EE.UU.). Las características de operación del cromatógrafo

son [6]:

a) La temperatura inicial del horno es de 140 ºC, se mantiene 1,5 minutos y luego

asciende hasta los 190 ºC con una rampa de 25 ºC min-1.

b) La temperatura inicial del inyector es de 200 ºC y la del detector de 230 ºC.

c) El gas portador es N2 con un flujo de 10 mL min-1.

d) La columna de separación fue CROSSBOND CARBOWAX 15 m, 0,32 mmID,

0,25 µm df (Perkin Elmer). Para el buen funcionamiento de la columna se necesita

que todos los iones a analizar estén en su forma ácida. Para que ello ocurra, se

hace una dilución de la muestra con ácido fosfórico al 34 % (1,4 mL de muestra y

0,2 mL de dicho ácido).

Previamente a la realización de los análisis se realizó el calibrado de los distintos

ácidos.

ix. HPLC

El HPLC se emplea para el análisis de ácido fórmico y láctico, y para el análisis

de azúcares, a continuación se explicará el método utilizado para cada uno de los análisis.

El análisis de ácido fórmico y láctico se llevó a cabo empleando el HPLC (Agilent

Technologies, Alemania) con detector UV–DAD. Este método viene a completar el

análisis de ácidos grasos volátiles con el cromatógrafo de gases. El método de trabajo

tiene las siguientes características [6]:

a) La temperatura del horno de la columna es 25 ºC

b) La fase móvil es un tampón de pH 2 (disolución acuosa 20 mM de NaH2PO4 y

H3PO4).

Capítulo 4

114

c) La columna de separación utilizada es Zorbax SB-Aq 4,6 x 150 mm 5-microm

(Agillent).

d) El detector UV-DAD utiliza una longitud de onda de detección 210/8 nm mientras

que la de referencia es de 360/80 nm.

De igual manera, fue necesario el calibrado de los ácidos a analizar (láctico y

fórmico) cada vez que se cambió la fase móvil.

El análisis de sustrato, glucosa, fructosa y sacarosa, de las muestras obtenidas en

la fermentación acidogénica se realizó con el HPLC usando el Índice de Refracción (RID)

como detector. Las características para realizar el análisis son las siguientes:

a) La temperatura de la columna y de la celda del detector es 35 ºC.

b) La fase móvil está formada por un 84 % de acetonitrilo y un 16 % de agua (v/v).

El flujo utilizado es de 1,2 mL min-1.

c) La columna utilizada es una HP Column Zorbax Carbohydrate 4,6 x 150 mm 5 –

Microm (Agillent).

Al igual que en el caso de los ácidos, el calibrado de la fructosa, glucosa y sacarosa

se repitió en cada análisis para verificar la recta.

x. Cromatógrafo de iones

Mediante esta técnica se pueden identificar y cuantificar los iones inorgánicos del

medio. Para llevar a cabo esta medida se disponía de un cromatógrafo de iones (Shimadzu

LC-20A, Alemania). Se emplean dos métodos de trabajo diferentes para la medida de

aniones y cationes. El método para el análisis de aniones (fosfato, nitrito, nitrato, sulfato)

es el siguiente [17]:

a) La columna de separación utilizada es una columna aniónica IC I-524A.

b) La presión estándar de trabajo es 0,9-1,1 MPa.

c) La fase móvil utilizada es una disolución acuosa que contiene 2,5 mM de ácido

ftálico a pH 4. El caudal es 1 mL min-1.

En el caso del análisis de cationes (amonio), el método se describe a

continuación:

a) La columna de separación es una columna catiónica 4K-421.

b) La presión de trabajo es 6-7 MPa.

c) La fase móvil consiste en una disolución de 5 mM ácido L(+)-tartárico, 1 mM

ácido 2,6-piridinadicarboxílico y 24 mM ácido bórico. El caudal es 1 mL min-1.


115

Para llevar a cabo la medida de aniones y cationes se introducen 12 µL de muestra

de forma automática.

xi. Análisis de carbono en fase líquida

Para la medida del Carbono Inorgánico (CI) se empleó un analizador COT Multi

N/C 3100 (Analytik Jena, Alemania). El procedimiento analítico es el siguiente: se

acidifica la muestra mediante la adición de ácido fosfórico al 10 %, con lo que se

consigue el desplazamiento del equilibrio de carbonatos y bicarbonatos hacia ácido

carbónico (dióxido de carbono). Así, la liberación del dióxido de carbono, se mide

mediante espectrofotometría infrarroja y se relaciona con el valor de CI asociado a la

muestra analizada.

Cabe destacar que el equipo efectúa un mínimo de tres medidas por muestra,

dando por válido un resultado si la variación entre éstas es inferior al 2 %.

xii. Analizador de Gases

Los gases producidos durante la fermentación acidogénica en los experimentos

fueron medidos con el fin de conocer las cantidades producidas de cada uno. Para ello, se

utilizó un analizador de gases, Rosemount Analytical NGA 2000 MTL (Emerson,

Alemania).

Dicho analizador registra valores de concentraciones de gases en continuo, en

unidades de partes por millón (ppm). Las características de este analizador son las

siguientes:

a) Cuatro canales, en cada uno se mide un compuesto gaseoso. En este caso, los

gases medidos fueron: H2, CO2, CO y O2.

b) El intervalo de medida de los gases es de 2 a 20 %. Como ya se comentó

anteriormente, se debe introducir un caudal de nitrógeno conocido en el reactor

que permita arrastrar y diluir dichos gases, con el fin de que la concentración de

estos gases a la entrada del analizador se mantenga dentro del intervalo de medida.

c) Este analizador presenta un medidor fotométrico y múltiples módulos de análisis,

módulo de análisis infrarrojo (NDIR), ultravioleta (NDUV), espectroscopia visible

(VIS), sensor de conductividad térmica (TC), y tecnologías de sensores

electroquímicos y paramagnéticos (PMD) de oxígeno.

d) La temperatura de trabajo de este equipo es de 50-65 ºC pudiendo llegar a 120 ºC.

Capítulo 4

116

El calibrado del equipo se realizó periódicamente utilizando un patrón que

contiene 18,37 % v/v de hidrógeno y 17,79 % v/v de dióxido de carbono y 63,84 % v/v de

nitrógeno. También se utilizó un patrón de nitrógeno puro para el cero.

El resto de gases, monóxido de carbono y ácido sulfhídrico fueron analizados por

la unidad móvil del Departamento de Química Física de la Universidad de Castilla-La

Mancha (sistema comercial LP-DOAS activo (OPSIS model AR 500) [18].

4.4.5. Técnicas de caracterización electroquímicas

A continuación, se describen las técnicas empleadas para obtener cada uno de los

parámetros necesarios para la caracterización electroquímica del stack y de las celdas de

combustible microbiológicas: la diferencia de potencial o voltaje (V), la densidad de

corriente (A m-2) y la densidad de potencia (W m-2), expresados en relación al área

superficial de los electrodos empleados, así como, la resistencia ofrecida por los

diferentes elementos de la celdas. Tanto la densidad de corriente como la densidad de

potencia son parámetros que se obtienen a partir de las curvas de polarización y potencia.

Por otra parte, la impedancia se usa frecuentemente para describir las diferentes

resistencias en sistemas electroquímicos clásicos y su uso se ha extendido al estudio de

las MFC.

i. Medida del voltaje a circuito abierto

El voltaje a circuito abierto (open circuit voltage, OCV), es la diferencia de voltaje

eléctrico entre los bornes de una celda cuando no hay una carga externa conectada, es

decir, a circuito abierto. Corresponde al valor máximo de voltaje que se puede alcanzar.

Para medir la OCV, se utilizó un multímetro.

ii. Curvas de polarización y potencia

Se utilizan para caracterizar la corriente eléctrica en función del voltaje. Esto se

consigue variando la resistencia del circuito externo, lo que proporciona diferentes

valores de voltaje. Por medio de la ley de Ohm, estos valores se relacionan con la

intensidad de la corriente. Así, las curvas de polarización resultan de la representación de

los valores de voltaje frente a los de intensidad de corriente para cada valor de resistencia

externa.


117

Las curvas de polarización en el stack de HT-PEMFCs se realizaron con en un

banco de pruebas Electrochem CompucellTM (Estados Unidos) equipado con una carga

electrónica capaz de alcanzar 800 W (150 A max.), en modo potenciodinámico. El

procedimiento empleado fue el siguiente:

a) Previamente a la realización de las curvas de polarización, se llevó a cabo un

proceso de acondicionamiento de la celda, consistente en mantener a la misma a

una densidad de corriente de 0,2 A cm-2 durante al menos 24 horas, con objeto de

alcanzar un valor de voltaje estable.

b) Como electrodo de trabajo y sensor se utilizó el electrodo catódico, mientras que

el electrodo anódico actúa como contraelectrodo y electrodo de referencia.

c) Se realizó un barrido de voltaje desde el valor de OCV hasta aquel voltaje que el

sistema de medición nos permitiera llegar a una velocidad de 1 mV s-1. Se

realizaron varios scans hasta que las curvas obtenidas fueron reproducibles.

Para realizar las curvas de polarización a las celdas de combustible

microbiológicas se empleó un potenciostato/galvanostato Autolab PGSTAT30

(Ecochemie, Países Bajos) y el programa GPES, en modo potenciodinámico. Las curvas

de polarización se realizaron del siguiente modo:

a) Como electrodo de trabajo y sensor se utilizó el electrodo catódico, mientras que

el electrodo anódico actuó como contraelectrodo y electrodo de referencia.

b) Antes de realizar la curva de polarización fue necesario dejar la celda en circuito

abierto durante 30-45 minutos hasta que se estabilizó el valor de OCV.

c) Se realizó un barrido de potencial desde el valor de OCV hasta 0 a una velocidad

de 1 o 0,5 mV s-1, según el caso. Realizándose 3 scans.

A partir de las curvas de polarización se puede determinar la densidad de potencia

máxima, la densidad de corriente máxima y la resistencia interna.

La densidad de potencia máxima se obtuvo a partir de la curva de potencia que

relaciona la densidad de potencia (potencia por superficie de electrodo anódico) con la

densidad de corriente. La densidad de potencia máxima se corresponde con el punto

superior de la curva.

La resistencia interna (Rint) se puede calcular de dos formas diferentes [19]:

a) Pendiente de la región II de la curva (zona lineal).

Capítulo 4

118

b) A partir de la potencia máxima obtenida (Pmáx) y de la densidad de corriente a la

que se obtiene dicha potencia máxima (jPmáx) según la Ecuación 4.6. De acuerdo

con el Teorema de Jacobi de la máxima potencia generada por una fuerza

electromotriz: una celda de combustible que opera bajo una resistencia externa

igual a su resistencia interna, dará la potencia máxima.

34Ω =6á8

9:6á8; [ec. 4.6]

iii. Espectroscopia de impedancia electroquímica

La impedancia (corriente alterna) se considera análoga a la resistencia (corriente

continua) al paso de la corriente eléctrica. En los sistemas electroquímicos, las

impedancias son dependientes de la frecuencia de la señal aplicada. La frecuencia de un

sistema de corriente alterna se expresa en unidades denominadas Hertz (Hz) o número de

ciclos por segundos (s-1). Las magnitudes de la impedancia son el resultado de la función

de transferencia definida por una señal de entrada y su correspondiente señal de salida. La

señal de entrada corresponde a un pequeño voltaje y la señal de salida es la medida del

desplazamiento del ángulo de fase y la amplitud de la corriente o tensión, para cada

frecuencia. El desarrollo matemático de esta técnica permite describir la impedancia de

un sistema a través de números complejos, definidos por un componente real y uno

imaginario, asociados a la raíz cuadrada de -1.

Los resultados de una impedancia pueden presentarse de dos formas: el argumento

plano complejo, también llamado diagrama de Nyquist, y el diagrama de Bode. Un

diagrama de Nyquist, expresa la impedancia, con una parte real (eje X) y una parte

imaginaria (eje Y), como un semicírculo. Cada punto representa la impedancia en una

cierta frecuencia. La impedancia en el límite de alta frecuencia es la resistencia óhmica y

el diámetro del semicírculo es la resistencia a la polarización o resistencia de

transferencia de carga, que se ve afectada por la cinética de las reacciones del electrodo

[20] [21]. Por otro lado, el diagrama de Bode muestra información del ángulo de

impedancia, frecuencia y ángulo de fase [21]. Los ejes tanto del módulo de la impedancia

como la frecuencia están en escala logarítmica.

Las mediciones de espectroscopia de impedancia electroquímica se realizaron con

potenciostato/galvanostato Autolab PGSTAT30 (Ecochemie, Países Bajos) y el programa

FRA (Frequency Response Analyser). El procedimiento fue el siguiente:


119

a) La impedancia se puede realizar a la celda completa (modo de 2 electrodos) o a un

compartimento (modo de 3 electrodos). En el caso de realizarse a la celda

completa se utilizó como electrodo de trabajo y sensor el electrodo catódico,

mientras que el electrodo anódico se utilizó como contraelectrodo y electrodo de

referencia. Cuando se realizó la impedancia a un compartimento, el electrodo del

compartimento en cuestión se utilizó como electrodo de trabajo y sensor, se

empleó un electrodo de referencia de calomelanos que se introdujo en dicho

compartimento y el contraelectrodo fue el otro compartimento [22].

b) Se dejó la celda en circuito abierto durante aproximadamente 45 minutos hasta

que se estabilizó el valor de la OCV.

c) Las mediciones de espectroscopia de impedancia electroquímica se realizaron al

valor de OCV con una amplitud de 10 % de dicho potencial, en un intervalo de

frecuencia de 10 kHz-1 mHz.

Con el fin de obtener la resistencia que ofrecía cada uno de los elementos de la

celda, fue necesario ajustar los datos del diagrama de Nyquits a un circuito equivalente.

En la Figura 4.6 se muestran los circuitos empleados para determinar las resistencias de la

celda completa (Figura 4.6A) y de los diferentes compartimentos (Figura 4.6B).

A) B)

Figura 4.6. Circuitos equivalentes empleados para determinar la resistencia de los elementos de las celdas

de combustible microbiológica a partir de las impedancias. A) Celda completa. B) Cada compartimento o

celda completa (evaluándose la resistencia a la polarización del ánodo y del cátodo de forma conjunta).

El circuito equivalente A consistió en un componente de resistencia a la

polarización del ánodo (Ra, resistencia a la transferencia de carga entre el ánodo y el

sistema electrolito/microorganismos), que se encontraba en paralelo con un elemento de

constante de fase (CPE), seguido de un componente de resistencia óhmica (Rohm,

resistencia de la membrana y la solución), seguido de un componente de resistencia a la

polarización del cátodo (Rc, resistencia a la transferencia de carga entre el cátodo y el

sistema electrolito/ algas), que se encontraba en paralelo con un elemento de constante de

Ánodo CátodoCPEa CPEc

Ra Rc

Rohm

CPE

Ra+c

Rohm

Capítulo 4

120

fase (CPE). El CPE se utilizó en lugar de un capacitor para simular el comportamiento

no-ideal de la capacitancia distribuida, típica de los electrodos porosos [23].

El circuito equivalente B consistió en un componente de resistencia óhmica (Rohm,

resistencia de la membrana y la solución), seguido de un componente de resistencia a la

polarización (Ra+c, resistencia a la transferencia de carga entre el ánodo y el cátodo y el

sistema electrolito/bacterias-algas), que se encontraba en paralelo con un elemento de

constante de fase (CPE).

4.5. BIBLIOGRAFÍA

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121

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Capítulo 4

122


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[23] Borole A, Aaron D, Hamilton C, Tsouris C. Understanding long-term changes in

microbial fuel cell performance using electrochemical impedance spectroscopy.


Producción de electricidad mediante la

fermentación acidogénica de las aguas

residuales de los zumos de frutas acoplada

a pilas de combustible

______________________________________________________________________

5.1. INTRODUCCIÓN

5.2. OBJETIVO Y ALCANCE

5.3. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

5.3.1. Fermentación acidogénica

5.3.2. Stack de celdas de combustible de hidrógeno de alta temperatura

5.4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.4.1. Etapa de aclimatación


industria de los zumos de frutas

5.4.3. Generación de electricidad en el stack de celdas de combustible de

hidrógeno de alta temperatura

5.5. CONCLUSIONES

5.6. BIBLIOGRAFÍA

CA

PÍT

ULO

5

5.1. INTRODUCCIÓN

Las industrias de los zumos de frutas producen una gran cantidad de aguas residuales con una concentración de carbohidratos

elevada. Debido a esto, estos efluentes son muy útiles para la generación de biohidrógeno mediante fermentación acidogénica.

Mediante este proceso, el sustrato de las aguas residuales es transformado en ácidos grasos volátiles y biohidrógeno (H2 y CO2). Este

biohidrógeno puede ser utilizado en las celdas de combustible para producir electricidad.

Las celdas PEM convencionales usan membranas Nafion que tienen algunas limitaciones, como la necesidad de hidrógeno de

elevada pureza, que son solucionadas con las celdas HT-PEM que operan a elevada temperatura. Las membranas de

polibencimidazol dopadas con ácido fosfórico son una de las mejores candidatas para su uso en HT-PEMFC ya que presentan

excepcional estabilidad térmica, oxidativa, química e hidrolítica a elevadas temperaturas (100-200 ºC). Entre ellas, las membranas

basadas en PBI con titanio muestran buen rendimiento y elevada durabilidad. Así, la combinación de celdas HT-PEM y membranas de

PBI permite el empleo de una corriente de H2 de baja pureza como es la generada en procesos de fermentación acidogénica.

PRODUCCIÓN DE ELECTRICIDAD MEDIANTE LA FERMENTACIÓN ACIDOGÉNICA DE LAS

AGUAS RESIDUALES DE ZUMOS DE FRUTAS ACOPLADA A PILAS DE COMBUSTIBLE


Estudiar la aplicación potencial del biohidrógeno producido a

partir de las aguas residuales de los zumos de frutas en un

stack de celdas HT-PEM. Objetivos específicos:

• Producción de biohidrógeno a partir de la fermentación

acidogénica del agua residual de la industria de los zumos

de frutas.

• Estudiar el funcionamiento del stack de HT-PEMFC de 150

cm2 con membranas basadas en PBI con TiO2 a partir del

empleo directo del biohidrógeno.

5.5. CONCLUSIONES

Las aguas residuales de los zumos de frutas son aptas para la producción de

hidrógeno mediante fermentación acidogénica, siendo su rendimiento 1,4 mol H2

mol hexosa-1

.

El uso de biohidrógeno sin purificar como combustible en el stack de HT-PEMFC

con membranas de PBI es viable.

PRODUCCIÓN CIENTÍFICA

Int J Hydrogen Energ:

- 37(11):9028-9037. 2012.

- 39(13):6937-6943. 2014.



Fermentación acidogénica

2ª Etapa: Fermentación acidogénica de agua residual de la

industria de los zumos de fruta

Rendimiento (mol mol hexosa-1)

Agua residual Acético Butírico Láctico H2 CO2 % H2

Glucosa y fructosa 0,546 0,392 0,394 1,088 0,855 56

Efluentes de zumos de frutas

0,551 0,340 0,548 1,403 1,057 57

Stack de HT-PEMFC

Experimentos con H2 puro y bioH2 a diferentes temperaturas

El biohidrógeno obtenido a partir de agua residual de las

industrias de los zumos de frutas puede ser alimentado

directamente a este tipo de tecnología sin procesos de

purificación.

El rendimiento eléctrico fue de aprox. 20 %, mientras que el

rendimiento global energético fue del 5-6 %.

1ª Etapa: Aclimatación de un fango activo hasta obtener un

cultivo acidogénico productor de biohidrógeno

Al comienzo, la producción de

hidrógeno fue baja (50 mL g

hexosa-1

) porque el principal

producto de la fase líquida fue el

ácido láctico.

Posteriormente, la producción de

hidrógeno aumentó hasta 135

mL g hexosa-1

.

Una vez desarrollado el cultivo

Se observó una pequeña caída en el rendimiento cuando se opera

con biohidrógeno en el stack debido a la menor [H2].

Al aumentar la temperatura aumenta el rendimiento.

Fermentación acidogénica

Stack de HT-PEMFC

3 MEAs (150 cm2)

Combustible: H2. Oxidante: O2 Combustible: BioH2 (55 % H2, 45 % CO2 y 10

ppm de CO). Oxidante: O2

los principales ácidos fueron acético, butírico y láctico y el principal

componente de la fase gas fue el hidrógeno (56 % v/v).

Volumen de H2 y CO2 producido en cada

ciclo de la aclimatación.

Se obtuvo 1,403 mol H2 mol de hexosa-1

y 57 % v/v de H2 en la fase

gas. En una industria de zumos de fruta de tamaño mediano la

producción de hidrógeno sería aprox. 134.400 L d-1

.

Experimentos con H2 puro y

bioH2 y aire como oxidante

Cuando se utiliza aire en lugar

de oxígeno puro en el stack se

observa una pequeña caída en

el rendimiento.

Oxidante: aire. Temperatura: 150 ºC

Rendimientos de la aclimatación en función del agua residual

0,00 0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,350,00,20,40,60,81,01,21,41,61,82,02,22,4 Voltaje

Potencia

Densidad de corriente (A cm-2)

Vo

ltaje

(V

)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

H2

BioH2

H2

BioH2

Potencia (W

)

Azucares

del agua

residual

(9 g L-1)

CO2

Azucares

del agua

residual

(9 g L-1)

AGV

BioH2

CO2

26 ºC,

pH 5

O2

Fango

activo

Cultivo

acidogénico

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,60,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5 175 ºC150 ºC

125 ºC

175 ºC150 ºC


Vol

taje

(V

)

Voltaje

125 ºC

0

5

10

15

20

25

30

35

Pote

ncia (W

)

Potencia

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,60,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5 Voltaje Potencia


Vol

taje

(V

)

0

5

10

15

20

25

30

35

175 ºC150 ºC

125 ºC

175 ºC

125 ºC150 ºC

Potencia (W

)

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.0000

20

40

60

80

100

120

140

160

180

Ga

ses

(mL

g h

exo

sa-1)

Tiempo (h)

H2

CO2

II I

I III

Producción de electricidad mediante la fermentación acidogénica de las aguas residuales de zumos de

frutas acoplada a pilas de combustible

127

5.1. INTRODUCCIÓN

Hoy en día, los requerimientos de energía, según el World Energy Council (2013),

están cubiertos en un 80 % con combustibles fósiles [1]. Durante décadas, los

combustibles fósiles han proporcionado energía a los hogares, al transporte y a la

industria; sin embargo, las evidencias muestran que la explotación de ese tipo de

combustibles está causando el cambio climático global [2]. Además, las reservas de los

combustibles fósiles son limitadas. Por ello, es necesario la búsqueda de fuentes de

energía renovables y medioambientalmente sostenibles.

Al final del último siglo, ha aumentado el interés en la llamada economía del

hidrógeno, un sistema en el que la energía se obtiene a partir de hidrógeno. El hidrógeno

se presenta al futuro como un vector energético limpio, ya que solamente produce agua

cuando se quema, generando directamente electricidad. Dado que el hidrógeno no se

encuentra libre en la naturaleza, debe ser producido mediante algún método que implica

el consumo de energía. Actualmente, el hidrógeno es producido principalmente a partir de

combustibles fósiles, biomasa y agua [3] [4]. Pero hay otras formas más sostenibles de

producir hidrógeno, como bioprocesos de transformación de residuos [5] [6]. Entre ellos,

la fermentación acidogénica se considera un método viable que está ganando importancia

y abriendo nuevos campos para la utilización de fuentes de energía renovables [7].

Mediante la fermentación acidogénica se produce biohidrógeno a partir de residuos

orgánicos a una velocidad y rendimiento razonables, a temperatura y presión ambiente,

principalmente a partir de corrientes ricas en carbohidratos [7]. Para producir

biohidrógeno mediante procesos biológicos se pueden utilizar diferentes sustratos: aguas

residuales de almidón [8], residuos ricos en azúcares [9], etc. El hidrógeno tiene varias

ventajas con respecto a los combustibles fósiles; algunas de ellas son las siguientes: puede

producirse a partir de materias primas renovables, presenta un rendimiento energético por

unidad de peso elevado, aproximadamente 120 MJ kg-1, y se puede usar directamente

para producir electricidad mediante las celdas de combustible. Sin embargo, es preciso

solucionar algunas cuestiones como los elevados costes de producción, distribución,

almacenamiento, conversión y aplicaciones finales del hidrógeno; ya que el hidrógeno es

un vector energético y no una fuente de energía primaria (como el carbón o el petróleo).

En la actualidad, las industrias agroalimentarias producen una gran cantidad de

aguas residuales con una concentración de carbohidratos elevada. Debido a esto, estos

efluentes son muy útiles para la generación de biohidrógeno mediante procesos de

Capítulo 5

128

fermentación acidogénica. En el caso de la industria de zumos de frutas, esos efluentes

son originados en operaciones de lavado, aclarado y desinfección durante la trituración y

el prensado de fruta, limpieza de tanques y tuberías, etc. [10]-[12]. Los efluentes

generados en estas industrias se caracterizan por un elevado contenido de materia

orgánica, bajo pH, déficit de nutrientes, importantes fluctuaciones estacionales en cuanto

a volumen y composición, sólidos disueltos y sólidos suspendidos [13] [14]. Por lo que es

necesario un tratamiento previo de este tipo de aguas residuales antes de su vertido al

alcantarillado, colector o cauce público. En algunas ocasiones, a este tipo de aguas

residuales se le aplica un tratamiento biológico aerobio. Sin embargo, este tratamiento

tiene algunas desventajas como un elevado coste energético, generación de una gran

cantidad de fango y, además, no se obtiene ningún producto de valor. De esta forma, el

tratamiento más apropiado para estos efluentes, teniendo en cuenta sus características,

serían los tratamientos biológicos anaerobios.

La fermentación acidogénica es una etapa de la digestión anaerobia, en la que el

sustrato de las aguas residuales puede ser transformado en un efluente líquido que

contiene ácidos grasos de cadena corta, siendo los más comunes el ácido acético, butírico,

propiónico, láctico y fórmico [13] y en una corriente gaseosa (biohidrógeno) compuesta

de hidrógeno y dióxido de carbono.

Teniendo en cuenta que una de las cuestiones más críticas para la aplicación

práctica del hidrógeno es su almacenamiento y transporte, es importante encontrar un

procedimiento viable para su almacenamiento o aplicación directa. Un posible método

para solucionar este problema es el acoplamiento de la producción de hidrógeno con

celdas de combustible. En este sistema el hidrógeno producido puede ser directamente

convertido en electricidad, siendo el agua el único residuo producido [15].

Las celdas de combustible de membrana de intercambio protónico (PEMFCs,

acrónimo en inglés de Polymer Exchange Membrane Fuel Cells) convencionales usan

membranas Nafion como electrolito y operan a baja temperatura (353 K), por lo que

requieren hidrógeno de una elevada pureza. Debido a esta limitación y a otras que implica

la baja temperatura de operación de estas membranas, recientemente se están haciendo

grandes esfuerzos para el desarrollo de celdas de combustible de hidrógeno de elevada

temperatura (T>100 ºC) (HT-PEMFCs, acrónimo en inglés de High-Temperature Proton

Exchange Membrane Fuel Cells). Estas celdas presentan mejor tolerancia al CO y la

operación a alta temperatura también permite una mejor conexión entre los sistemas de



129

almacenamiento de hidrógeno y las celdas de combustible. Por ello, se está investigando

para preparar membranas alternativas térmicamente estables y rentables [16]. Las

membranas basadas en polibencimidazol (PBI) dopadas con ácido fosfórico son una de

las mejores candidatas para su uso en HT-PEMFCs debido a su excepcional estabilidad

térmica, oxidativa, química e hidrolítica bajo las condiciones de operación de las celdas

de combustible, particularmente a elevadas temperaturas (100-200 ºC) [16] [17].

Recientemente, se han investigado membranas de diferentes compuestos basados en PBI

con el objetivo de mejorar la retención de ácido y mantener las propiedades mecánicas

dentro del intervalo deseado a pesar de la adición de ácido fosfórico [18] [19]-[21]. Entre

ellos, las membranas basadas en PBI con titanio muestran muy buen rendimiento y una

elevada durabilidad.

Aunque la idea de combinar biohidrógeno y producción de electricidad mediante

PEMFC no es nueva [8] [9] [16] [22]-[24], en bibliografía no se ha descrito hasta el

momento ningún proceso en el que se acople la producción de biohidrógeno con la

generación de energía eléctrica empleando un stack de PEMFCs.


El objetivo de este capítulo fue estudiar la producción de biohidrógeno a partir de

aguas residuales de la industria de los zumos de frutas, mediante el proceso biológico de

fermentación acidogénica, así como su aplicación como combustible en pilas (stack) de

celdas de combustible de hidrógeno de alta temperatura (HT-PEMFCs). Para alcanzar

este objetivo se plantearon los siguientes objetivos parciales:

• Estudiar la producción de biohidrógeno a partir de la fermentación acidogénica

del agua residual de la industria de los zumos de frutas. Para ello, en primer lugar

se estudió la aclimatación de un cultivo mixto procedente del proceso de fangos

activos de una EDAR bajo condiciones anaerobias acidogénicas necesarias para la

fermentación acidogénica. Posteriormente, una vez obtenido el inóculo

acidogénico, se estudió la producción de biohidrógeno mediante la fermentación

acidogénica de aguas residuales sintéticas de la industria de los zumos de frutas.

• Estudiar la producción de electricidad en un stack de celdas de combustible de

hidrógeno de alta temperatura de 150 cm2 con membranas basada en PBI con TiO2

a partir del empleo directo (sin etapa de purificación) del biohidrógeno sintético

Capítulo 5

130

(con la misma composición que el obtenido mediante fermentación acidogénica).

Con el fin de evaluar el funcionamiento del stack con biohidrógeno y la necesidad

de purificación del mismo, se estudió la producción de electricidad empleando

hidrógeno y biohidrógeno como combustible. También se estudió el efecto de la

temperatura en la producción de electricidad a partir de hidrógeno puro y

biohidrógeno, así como, la producción de electricidad en condiciones más reales,

es decir, empleando aire como oxidante.

Cabe destacar, que esta investigación se centra en la convergencia de dos líneas de

investigación consolidadas del Departamento de Ingeniería Química como son: los

tratamientos anaerobios acidogénicos y las pilas de combustible. De esta forma, en

anteriores Tesis Doctorales se ha estudiado la fermentación acidogénica de los efluentes

de la industria vitivinícola [25] y, por otra parte, el desarrollo de membranas poliméricas

basadas en polibenzimidazol para su aplicación en stack de celdas de combustibles de

hidrógeno de alta temperatura, como la que se utilizó en este estudio [26].


5.3.1. Fermentación acidogénica

En este trabajo se usó la instalación experimental a escala bancada descrita en el

Apartado 4.1 (Figura 4.1) para llevar a cabo la fermentación acidogénica. La instalación

disponía de dos líneas idénticas cuya única diferencia era el modo de funcionamiento:

discontinuo secuencial (línea 1: para llevar a cabo la aclimatación del inóculo) y

discontinuo (línea 2).

Las condiciones de operación, pH 5 y 26 ºC, se establecieron en base a los

resultados obtenidos en un trabajo previo [27], en el que se determinaron las condiciones

óptimas para maximizar la producción de hidrógeno por fermentación acidogénica.

En primer lugar, fue necesaria la aclimatación del fango activo empleado como

inóculo inicial. El fango se activó aireándolo durante 24 h y, posteriormente se filtró con

un filtro con una luz de malla de 500 µm con el fin de eliminar sólidos grandes. Durante

la aclimatación se utilizó como alimento un agua residual sintética que contenía 4,5 g L-1

de glucosa y 4,5 g L-1 de fructosa como sustrato orgánico y sales minerales como

nutrientes de acuerdo con la bibliografía [28] [29]. La composición del agua residual

empleada se mostró en la Tabla 4.2 del Apartado 4.2.2. Al inicio de la etapa de



131

aclimatación, el reactor se alimentó con 1,15 L de fango filtrado y 1,85 L de agua residual

sintética. El pH se ajustó inmediatamente a 5 usando una solución 3 M de HCl y una

solución 3 M de NaOH. Para la aclimatación, el modo de operación fue discontinuo

secuencial. En la Figura 5.1 se muestra un esquema del procedimiento de operación.

Figura 5.1. Esquema del procedimiento de operación de la fermentación acidogénica en modo discontinuo

secuencial.

El procedimiento a seguir es el siguiente: una vez consumido completamente el

sustrato, comenzó un nuevo ciclo. Para el nuevo ciclo, se mantuvieron 1,15 L del

contenido del reactor al final del ciclo anterior y se adicionaron 1,85 L de agua residual

sintética, de forma que la concentración de sustrato al inicio de cada ciclo fuese 9 g L-1.

Una vez aclimatado el cultivo, se estudió la fermentación acidogénica del efluente

de la industria de los zumos de frutas. Para ello, se llevaron a cabo una serie de

experimentos en modo de operación discontinuo en el reactor de la línea 2. El agua

residual utilizada para los experimentos en discontinuo se sintetizó en el laboratorio con

las mismas características que los efluentes reales de la industria de los zumos de frutas,

con el fin de determinar la composición y caudal del biohidrógeno que podría ser

obtenido mediante la fermentación acidogénica de estos efluentes. Así, el agua residual

sintética de los zumos de frutas contenía 3,02 g L-1 de glucosa, 5,68 g L-1 de fructosa y

2,77 g L-1 de sacarosa. Dichas concentraciones se determinaron en base a la proporción en

la que se encuentran estos azúcares en los zumos de frutas (59 % de fructosa, 21 % de

glucosa y 20 % de sacarosa), que se analizaron en el laboratorio mediante el HPLC

utilizando el detector RID, tal y como se comentó en el Apartado 4.4.4. Además, se

AGV y microorganismos obtenidos al final del ciclo

Agua residual

EVACUACIÓN DE 2/3 DEL CONTENIDO

ADICIÓN DE 2/3 DE AGUA RESIDUAL

NUEVO CICLO

Capítulo 5

132

adicionó una serie de sales minerales. La composición y concentración de los

componentes de estas aguas residuales se mostraron en la Tabla 4.2 del Apartado 4.4.2.

En la Figura 5.2 se muestra un esquema del procedimiento seguido.

Figura 5.2. Esquema del procedimiento de operación de los experimentos de fermentación acidogénica en

modo discontinuo.

Los pasos seguidos para llevar a cabo los experimentos en modo discontinuo son

los siguientes: el reactor se cargó con 1,15 L del contenido del reactor que trabajaba en

modo discontinuo secuencial al final del ciclo (inóculo de microorganismos acidogénicos)

y se adicionó 1,85 L de agua residual sintética de la industria de los zumos de frutas, de

forma que la concentración de sustrato al inicio de cada experimento fuese 9 g L-1. Al

final del experimento el reactor se vació por completo y se limpió para el próximo

experimento.

Durante la aclimatación y los experimentos en discontinuo se tomaron una media

de 8 muestras de la fase líquida en cada ciclo con el fin de analizar la eliminación de

sustrato (glucosa, fructosa y sacarosa), el crecimiento de la biomasa y la producción de

ácidos grasos volátiles. Mientras que la composición de los gases generados se analizó en

continuo. Los métodos analíticos empleados se explicaron en el Apartado 4.4.4.

5.3.2. Stack de celdas de combustible de hidrógeno de alta temperatura

Los experimentos de producción de electricidad a partir de biohidrógeno se

llevaron a cabo en un stack de celdas de combustible de hidrógeno de alta temperatura

que contenía tres MEAs de 50 cm2 cada una. Se emplearon membranas basadas en PBI

con un contenido de TiO2 del 2 % p/p y dopadas con ácido fosfórico. Los electrodos

AGOTAMIENTO DE SUSTRATO: FIN DE CICLO

Agua residual sintética de la industria de los zumos de frutas

REACTOR EN FUNCIONAMIENTO

DISCONTINUO SECUENCIAL

AGV y microorganismos obtenidos al final del ciclo

COMIENZO DE NUEVO

EXPERIMENTO

AGOTAMIENTO DE SUSTRATO: FIN DE

EXPERIMENTO

NUEVO EXPERIMENTO

REACTOR EN FUNCIONAMIENTO DISCONTINUO



133

empleados eran de papel de grafito Toray de 50 cm2 con una carga de platino de 0,35 mg

Pt cm-2 en el cátodo y 0,15 mg Pt cm-2 en el ánodo. Esta instalación experimental se

describió en el Apartado 4.2 (Figura 4.2).

Para facilitar la realización de experimentos largos en el stack de HT-PEMFC se

empleó biohidrógeno sintético. La composición de este biohidrógeno fue idéntica al

biohidrógeno obtenido en la fermentación acidogénica de las aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas.

i. Caracterización Electroquímica

La caracterización del stack de HT-PEMFCs consistió en lo siguiente: Al

principio, el stack se sometió a una etapa de acondicionamiento donde se utilizó como

combustible hidrógeno y como oxidante oxígeno y se registró el voltaje para una

densidad de corriente constante de 0,2 A cm-2 y una temperatura constante (125 ºC)

durante 24 h. Una vez que se estabilizó el voltaje, se realizaron curvas de polarización y

un test de vida preliminar para caracterizar el stack y las MEAs tal y como se describió en

el Apartado 4.4.5. Dichas curvas se realizaron con oxígeno o aire como oxidante e

hidrógeno o biohidrógeno como combustible con una estequiometría constante de 3 y 2,

respectivamente, y a presión atmosférica. Las medidas se llevaron a cabo a diferentes

temperaturas: 125, 150 y 175 ºC. Con el fin de estudiar la durabilidad y estabilidad del

stack de HT-PEMFC con membranas basada en PBI, se operó a una densidad de corriente

constante (0,2 A cm-2), a 150 ºC y utilizando biohidrógeno como combustible.


La primera etapa de esta investigación consistió en estudiar la aclimatación de un

fango activo y su evolución a un cultivo acidogénico capaz de producir ácidos grasos

volátiles, hidrógeno y dióxido de carbono, utilizando fructosa y glucosa como sustratos.

Una vez que el fango se aclimató, se determinó la producción de biohidrógeno a

partir de las aguas residuales de la industria de los zumos de frutas, así como la

composición del mismo. Para ello, se realizaron varios experimentos en modo

discontinuo usando el cultivo acidogénico aclimatado y alimentando un agua residual

sintética con las mismas características que el agua residual de la industria de los zumos

de frutas [30].

Capítulo 5

134

Por último, se utilizó una corriente de biohidrógeno sintético con la misma

composición que el obtenido en la fermentación acidogénica de las aguas residuales de

los zumos de frutas como combustible en un stack de celdas de combustible de hidrógeno

de alta temperatura. De esta forma, se estudió la producción de electricidad a diferentes

temperaturas, con diferentes combustibles: hidrógeno puro y biohidrógeno sintético, y

distintos oxidantes: oxígeno y aire. Finalmente, se realizó un estudio de vida del stack

utilizando biohidrógeno sintético.

A continuación, se mostrarán y discutirán los resultados obtenidos en este estudio.

5.4.1. Etapa de aclimatación

Durante la etapa de aclimatación se llevaron a cabo varios ciclos en

funcionamiento discontinuo secuencial hasta obtener un cultivo de microorganismos

acidogénicos productores de biohidrógeno.

Como se ha comentado anteriormente, el inóculo inicial empleado en este estudio

se obtuvo del proceso de fangos activos de la EDAR de Ciudad Real. Este inóculo

contenía principalmente microrganismos aerobios: bacterias (90 % aproximadamente),

protozoos, rotíferos, nematodos y otros invertebrados según se determinó anteriormente

en este grupo de investigación [31] [32]. También se podían encontrar microorganismos

acidogénicos, Clostridium y Klebsiella, y microorganismos facultativos, como

Lactobacillus sp., aunque en concentraciones bajas [33]. Los microorganismos

Lactobacillus sp. son capaces de realizar la fermentación produciendo ácido láctico

cuando la concentración de oxígeno es baja [34]. Con el objetivo de incrementar la

concentración de microorganismos acidogénicos que produjesen biohidrógeno fue

necesario realizar un proceso de aclimatación del cultivo mixto.

En la Figura 5.3 se muestra la evolución de la concentración de biomasa durante la

etapa de aclimatación.



135

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.0000,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1

1,2

Con

cent

raci

ón (

g S

SV

L-1)

Tiempo (h)

Figura 5.3. Evolución de la concentración de biomasa durante la etapa de aclimatación.

Se pueden observan 2 fases. En la Fase I, la concentración de biomasa aumentó

desde 0,2 a 0,9 g SSV L-1 durante un tiempo de 800 h. Finalmente, en la Fase II, se

alcanzó el estado estacionario con una concentración de biomasa más o menos constante

en torno a 0,9 g SSV L-1.

La evolución observada durante la Fase I se debió a que el fango activo utilizado

como inóculo contenía principalmente microrganismos aerobios, microorganismos

facultativos y una concentración muy baja de microorganismos acidogénicos. Los

microorganismos aerobios desaparecieron rápidamente debido a la ausencia de oxígeno.

Los microorganismos facultativos se desarrollaron durante las primeras horas, sin

embargo, su concentración disminuyó posteriormente debido a las condiciones ácidas.

Finalmente, únicamente los microorganismos acidogénicos, cuya concentración era muy

baja inicialmente, crecieron lentamente llegando a ser los mayoritarios en el medio ácido.

A partir de las 800 h de estudio la concentración de biomasa se mantuvo más o menos

estable.

En la Figura 5.4 se muestra el tiempo necesario para la degradación completa del

sustrato orgánico durante los ciclos de la aclimatación.

I II

Capítulo 5

136

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.0000

5

10

15

20

25

30

35

40

Tie

mpo

de

de

gra

daci

ón (

h)

Tiempo (h)

Figura 5.4. Evolución del tiempo necesario para degradar el sustrato orgánico durante la etapa de

aclimatación.

Al inicio de la aclimatación el tiempo necesario para la eliminación completa del

sustrato fue de 37 h. Como se puede observar, la evolución del tiempo del ciclo durante el

período de aclimatación fue inversa a la de la concentración de biomasa. Así, el tiempo

del ciclo disminuyó a medida que aumentó la concentración de biomasa hasta que se

alcanzó el estado estacionario a las 800 h de la puesta en marcha. Esto se debió a que al

aumentar la concentración de microorganismos acidogénicos, aumentó la velocidad de

eliminación de sustrato y disminuyó el tiempo necesario para la eliminación del sustrato.

En el estado estacionario, el tiempo necesario para consumir el sustrato fue 12 h. Este

tiempo está dentro del tiempo de retención óptimo, entre 8 y 14 h, para obtener el máximo

rendimiento en la producción de hidrógeno sin que se dé la metanogénesis [28] [35]- [37].

Durante la fermentación acidogénica se produjeron ácidos grasos de cadena corta.

En la Figura 5.5 se muestra la evolución de los principales ácidos producidos durante la

etapa de aclimatación, en concreto, se muestra la concentración de los ácidos al final del

ciclo.

I II



137

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.0000

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Áci

dos

(mM

)

Tiempo (h)

Ácido acético Ácido propiónico Ácido butírico Ácido fórmico Ácido láctico

Figura 5.5. Evolución de los ácidos producidos durante la aclimatación.

Los principales productos de la fase líquida fueron los ácidos acético, butírico y

láctico, también se obtuvieron trazas de ácido fórmico y propiónico. En la Figura 5.5 se

observan 4 fases. En la primera fase (Fase I), la concentración de ácido acético y butírico

aumentó y la concentración de ácido láctico disminuyó. En la siguiente fase (Fase II), 200

h después del comienzo de la aclimatación, se observa un descenso de la concentración de

ácido butírico y un ligero incremento de la concentración de ácido láctico. Después de

500 h (Fase III), la concentración de ácido butírico aumentó, también la concentración de

ácido propiónico aumento ligeramente, mientras que la concentración de ácido láctico

disminuyó y la concentración de ácido acético permaneció constante. Finalmente, después

de aproximadamente 2.000 h (Fase IV), las concentraciones de ácido láctico, butírico y

propiónico alcanzaron un valor constante, indicando un comportamiento estacionario.

La evolución de los productos de la fermentación se puede explicar teniendo en

cuenta la estequiometría de las reacciones que tienen lugar durante la fermentación

acidogénica:

C6H12O6→CH3CH2CH2COOH+2CO2+2H2 [5.1]

C6H12O6+2H2O→2CH3COOH+2CO2+4H2 [5.2]

C6H12O6→2CH3CHOHCOOH [5.3]

5C6H12O6+6NH3→6C5H9O3N+12H2O [5.4]

CH3CHOHCOOH+H2→CH3CH2COOH+H2O [5.5]

II III I IV

Capítulo 5

138

CH3CHOHCOOH + H2O → CH3COOH + CO2 + 2H2 [5.6]

5CH3CHOHCOOH + 3NH3 → 3C5H9O3N + 6H2O [5.7]

CH3CH2COOH + 2H2O → CH3COOH + CO2 + 3H2 [5.8]

3CH3CH2COOH + CO2 + 2NH3 → 2C5H9O3N + 2H2O + H2 [5.9]

CH3CH2CH2COOH + 2H2O → 2CH3COOH + 2H2 [5.10]

CH3CH2CH2COOH + CO2 + NH3 → C5H9O3N + H2O [5.11]

H2 + HCO3- → HCOO- + H2O [5.12]

HCO3- + 2H2 + 0,5H+ → 0,5CH3COO- + 2H2O [5.13]

Todas estas reacciones han sido obtenidas de otros estudios. Las Reacciones 5.1 a

5.11 fueron propuestas por Costello y col. (1991) [38], la Reacción 5.12 fue propuesta por

Temudo y col. (2007) [29] y la Reacción 5.13 fue propuesta por Siriwongrungson y col.

(2007) [39]. Además, se puede encontrar más información sobre la cinética y

estequiometría de estas reacciones en otros trabajos previos desarrollados en este

Departamento [28] [40].

La concentración de ácido láctico al inicio de la aclimatación tenía un valor muy

alto, 75 mM, debido la presencia de microorganismos facultativos, que producen ácido

láctico en ausencia de oxígeno [28]. En la Fase I, la concentración de ácido láctico

disminuyó hasta 25 mM debido a que los microorganismos facultativos murieron y

comenzaron a desarrollarse los microorganismos acidogénicos. Como consecuencia de

esto, en la Fase I aumentó la concentración del ácido acético y butírico, desde 10 mM

(ambos) hasta 35 y 25 mM, respectivamente, ya que éstos son productos directos de la

fermentación acidogénica de la glucosa y de la fructosa, como se muestra en las

Reacciones 5.1 y 5.2. Por estas razones, las concentraciones de ácido acético y butírico

aumentaron y la de ácido láctico disminuyó. Posteriormente, en la Fase II el descenso de

la concentración de ácido butírico, hasta 15 mM, y el aumento de la concentración de

ácido láctico, hasta 32 mM, y viceversa en la Fase III, podría ser debido a la competición

por el sustrato de los microorganismos productores de ácido butírico que aún no estaban

totalmente adaptados a las condiciones de la fermentación acidogénica y los

microorganismos facultativos productores de ácido láctico que quedaban vivos.

Finalmente, la concentración de estos ácidos al final del ciclo de fermentación en estado

estacionario (Fase IV) fue 37 mM de ácido acético, 20 mM de ácido butírico y 19 mM de

ácido láctico.



139

Las producciones de ácido fórmico y propiónico fueron muy bajas, con un valor

en el estado estacionario de 1 mM para el ácido fórmico y 2 mM para el propiónico. La

baja producción de ácido propiónico fue debida a que este ácido no es un producto directo

de la degradación de los sustratos, tal y como se observa en la Reacción 5.5, por lo que su

producción requiere un mayor número de pasos que la producción de otros ácidos. Por

otra parte, la concentración de ácido propiónico aumentó cuando la concentración de

ácido láctico disminuyó (Fase III). Esto se puede explicar considerando la Reacción 5.5,

en la que se observa que se puede obtener ácido propiónico a partir de ácido láctico e

hidrógeno. También se puede producir ácido acético a partir de ácido propiónico según la

Reacción 5.8. Todo esto explica la baja concentración de ácido propiónico obtenida.

La baja concentración de ácido fórmico se explica debido a que la producción de

este ácido está favorecida a pH alto [29], y este estudio se llevó a cabo a un pH

ligeramente ácido, 5, por lo que las condiciones no eran óptimas para la producción de

ácido fórmico.

Así, los principales ácidos producidos en este trabajo fueron: acético, butírico y

láctico, al igual que en estudios similares llevados a cabo en este grupo de investigación

[40] [41]. En otros estudios de fermentación acidogénica en los que se emplearon otros

sustratos como arabinosa, la fracción orgánica de los residuos sólidos urbanos, lodos,

residuos de comida o efluentes de la industria del arroz, los principales ácidos producidos

fueron también el acético y el butírico [29] [42]-[45], sin embargo, las concentraciones de

ácido láctico fueron más bajas en otros casos [43] [45] o incluso este ácido no se produjo

[29] [42] [46] [47].

Con respecto a la fase gas producida en la fermentación, cabe destacar que el

hidrógeno y el dióxido de carbono fueron los principales componentes. En la Figura 5.6

se muestra el volumen específico de hidrógeno y dióxido de carbono producido en los

ciclos estudiados de la aclimatación del fango activo bajo condiciones anaerobias, pH 5 y

26 ºC.

Capítulo 5

140

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.0000

20

40

60

80

100

120

140

160

180

Ga

ses

(mL

g he

xosa-1)

Tiempo (h)

H2

CO2

Figura 5.6. Volumen específico de hidrógeno y dióxido de carbono (en condiciones normales de presión y

temperatura) producido en cada ciclo de la aclimatación.

Como se puede observar, la producción de hidrógeno aumentó progresivamente

durante las primeras 140 h de la aclimatación, alcanzando un valor constante en la Fase

II. Como ya se explicó, al comienzo de la aclimatación, la concentración de

microorganismos acidogénicos (productores de biohidrógeno) era inferior que la

concentración de microorganismos aerobios y facultativos. Por ello, en los primeros

ciclos de la aclimatación la producción de hidrógeno fue baja. Durante las Fases II y III,

los microorganismos acidogénicos crecieron y los microorganismos aerobios murieron

debido a las condiciones ácidas del proceso. Una vez que se alcanzó el estado

estacionario, se obtuvieron alrededor de 135 mL H2 g hexosa-1 (en condiciones normales

de presión y temperatura) en cada ciclo. Este valor es mayor que los valores obtenidos en

otros estudios previos [28], en los que se obtuvieron valores de aproximadamente 70 mL

H2 g hexosa-1 (en condiciones normales de presión y temperatura) a partir de la

fermentación acidogénica de glucosa a pH 5 y 35 ºC, pero sin evacuar los gases

producidos con nitrógeno. Esto se puede explicar teniendo en cuenta que la producción de

hidrógeno es mayor cuanto menor es la presión parcial de hidrógeno dentro del reactor

[38] [41] [48].

En cuanto al dióxido de carbono, inicialmente, en la Fase I el volumen de dióxido

de carbono obtenido aumentó. Además, el volumen de dióxido de carbono producido fue

muy similar al volumen de hidrógeno obtenido y en algunos ciclos incluso ligeramente

II I

I

III



141

superior. En la Fase II, la producción de dióxido de carbono disminuyó alcanzando un

valor medio en torno a 106 mL CO2 g hexosa-1 (en condiciones normales de presión y

temperatura) en la Fase III, en torno a las 600 h.

El descenso en la producción de dióxido de carbono en la Fase II estuvo

relacionado con el descenso en la producción de ácido butírico según la Reacción 5.1, ya

que en la generación de ácido butírico también se produce dióxido de carbono.

En general, la producción de dióxido de carbono fue más baja que la de

hidrógeno. Por tanto, el hidrógeno fue el principal componente en la fase gas. En la Fase

I, la diferencia entre el volumen de hidrógeno producido y el de dióxido de carbono fue

mínima (52 % de hidrógeno y 48 % de dióxido de carbono). Esta diferencia aumentó en

la Fase II y en la Fase III se mantuvo constante hasta el final del estudio. Así, el

porcentaje de cada gas en el estado estacionario fue 56 % de hidrógeno y 44 % de dióxido

de carbono. Este porcentaje está dentro del intervalo encontrado en bibliografía (40-64

%). En el estudio de Lin y Lay (2005) se obtuvo un 40,6 % de hidrógeno a partir de 30 g

DQO L-1 de sacarosa [44], Lin y Chang (1999) estudiaron el efecto del pH y el tiempo de

retención de sólidos y obtuvieron un porcentaje de hidrógeno entre 43,1 y 53,3 % [49]. El

porcentaje de hidrógeno máximo, 64 %, se obtuvo en un estudio de Cheong y Hansen

(2007) con un cultivo a pH 5 después de enriquecerlo con un tratamiento de calor [50], un

valor similar obtuvo también Fang y col. (2007) en la fermentación de glucosa a pH 5,5 y

36 ºC [51]. La razón por la que se produjo mayor volumen de hidrógeno que de dióxido

de carbono fue porque la producción de los principales ácidos grasos volátiles obtenidos

conlleva una mayor producción de hidrógeno según la relación estequiometria que se

puede observar en las Reacciones 5.1, 5.2, 5.6, 5.8 a 5.10.

Si se compara la producción de gases con la producción de ácidos, se observa que

la producción de hidrógeno mejoró con el incremento en la producción de ácido acético y

butírico y con el descenso en la producción de ácido láctico. Esto fue debido a la

producción de hidrógeno cuando se genera ácido butírico (Reacción 5.1) y ácido acético

(Reacción 5.2) y debido a que no se produce hidrógeno en la reacción de generación de

ácido láctico (Reacción 5.3). En el estudio de Fang y Liu (2007) [51] se encontraron

resultados similares a los obtenidos en este trabajo, siendo los principales ácidos

generados acético y butírico, también se obtuvo una mayor producción de hidrógeno que

de dióxido de carbono.

Capítulo 5

142

Así, el rendimiento de hidrógeno obtenido en este estudio, fue aproximadamente

1,088 mol H2 mol hexosa-1. Este valor está dentro del intervalo encontrado en bibliografía

(0,9-3,71 mol H2 mol hexosa-1 [9] [41] [48] [49] [52] [53]). Teniendo en cuenta que el

rendimiento máximo de hidrógeno teóricamente es 4 mol H2 mol hexosa-1 cuando la

hexosa es transformada totalmente en ácido acético, en este trabajo se obtuvo un

rendimiento de hidrógeno del 30 % del valor máximo estequiométrico. El bajo

rendimiento obtenido pudo ser debido a que el sustrato no fue transformado totalmente en

ácido acético, sino que también se generó nueva biomasa y otros ácidos grasos volátiles

como butírico y láctico, lo que provocó una reducción del rendimiento de hidrógeno. Por

otro lado, el rendimiento de dióxido de carbono fue de 0,855 mol CO2 mol hexosa-1, que

con respecto al teórico (cuando la hexosa es transformada totalmente en ácido acético), 2

mol CO2 mol hexosa-1, el rendimiento fue del 43 % aproximadamente.


industria de los zumos de frutas

Una vez finalizada la etapa de aclimatación, desarrollado el cultivo acidogénico

productor de biohidrógeno y alcanzado el estado estacionario en la producción de

biohidrógeno mediante la fermentación acidogénica de fructosa y glucosa, se llevaron a

cabo más de 100 experimentos en modo discontinuo alimentando un agua residual

sintética con las características de los efluentes de las industrias de los zumos de frutas.

En cada experimento se partió del cultivo acidogénico del reactor de la aclimatación que

se mantuvo operando en modo discontinuo secuencial y se añadió agua residual sintética

de la industria de los zumos de frutas, de forma que, en un volumen de 3 L, la

concentración de azúcares fuese 9 g L-1. La reproducibilidad fue muy elevada, siendo la

variabilidad en la producción de hidrógeno inferior al 5 %. En la Figura 5.7 se muestra la

degradación de glucosa, fructosa y sacarosa (Figura 5.7A) y la producción de hidrógeno y

dióxido de carbono (Figura 5.7B) durante uno de los experimentos llevados a cabo en

modo discontinuo con agua residual sintética de la industria de los zumos de frutas.



143

A)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 150

1

2

3

4

5

6

Su

stra

to (

g L-1)

Tiempo (h)

Fructosa Glucosa Sacarosa

B)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 150

20

40

60

80

100

120

140

160

Ga

ses

(mL

g he

xosa-1)

Tiempo (h)

H2

CO2

Figura 5.7. Evolución del sustrato y de los gases en la fermentación acidogénica del agua residual sintética

de la industria de los zumos de frutas. A) Eliminación de fructosa, glucosa y sacarosa. B) Volumen

específico acumulado de hidrógeno y dióxido de carbono.

En cuanto a la eliminación del sustrato (Figura 5.7A), a las 10 horas la glucosa se

consumió por completo, mientras que se necesitaron 12 horas para la eliminación

completa de fructosa y sacarosa. Sin embargo, la fructosa fue el azúcar que se consumió a

mayor velocidad, con una velocidad media de eliminación de 0,42 mg L-1 h-1, mientras

que la velocidad de eliminación de glucosa y sacarosa fue 0,18 y 0,15 mg L-1 h-1,

Capítulo 5

144

respectivamente. La menor velocidad de eliminación de sacarosa pudo ser debido a que la

sacarosa es un disacárido mientras que la glucosa y fructosa son monosacáridos, por lo

que la degradación de la sacarosa por parte de los microorganismos necesita una etapa

previa de hidrólisis. La mayor velocidad de eliminación de fructosa que del resto de los

azúcares es muy importante, ya que la fructosa es el principal componente de las aguas

residuales de la industria de los zumos de frutas y, si su velocidad de eliminación fuese

lenta, podría ser la etapa limitante de la producción de biohidrógeno a partir de estas

aguas residuales. Precisamente, la mayor concentración de fructosa que de glucosa podría

ser el motivo por el que los microorganismos presentaron mayor afinidad por la fructosa

que por la glucosa. Aunque en otro estudio bibliográfico en el que se estudió la

fermentación acidogénica de la glucosa y fructosa por separado, se observó que el tiempo

necesario para consumir la fructosa fue inferior que para el consumo de la glucosa, siendo

la concentración de ambos iguales [40], por lo que se puede decir que

independientemente de la concentración, los microorganismos acidogénicos presentan

mayor afinidad por la fructosa que por la glucosa.

Como se puede observar en la Figura 5.7B, la producción de hidrógeno se detuvo

a las 12 h, al mismo tiempo que se consumió por completo el sustrato, lo que indica que

los sustratos endógenos no contribuyeron a la producción de hidrógeno. El volumen de

hidrógeno producido en la fermentación acidogénica de las aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas fue aproximadamente 150 mL g hexosa-1 (en condiciones

normales de presión y temperatura), lo que supone un rendimiento aproximadamente de

1,3 NL H2 (L de agua residual de la industria de los zumos de fruta)-1 (en condiciones

normales de presión y temperatura) y un rendimiento molar de 1,4 mol H2 mol hexosa-1.

En la fase gas también se obtuvo dióxido de carbono, siendo su rendimiento molar 1,057

mol CO2 mol hexosa-1. También se analizaron otros componentes de la fase gas,

obteniéndose únicamente trazas de CO, menos de 1 ppm.

Como resumen, se presentan en la Tabla 5.1 los rendimientos de biomasa y de los

productos obtenidos mediante la fermentación acidogénica del agua residual empleada en

el proceso de aclimatación y del agua residual sintética de la industria de los zumos de

frutas. El rendimiento de biomasa se calculó teniendo en cuenta que la fórmula empírica

para la biomasa es CH1,8O0,5N0,2, cuyo peso molecular es 24,6 g mol-1 [54].



145

Tabla 5.1. Rendimientos de biomasa y de los productos obtenidos en la fermentación acidogénica de las

aguas residuales con glucosa y fructosa y de las aguas residuales de zumo de frutas sintéticas y porcentaje

de hidrógeno en la corriente gaseosa obtenida en ambos casos.

Rendimiento (mol mol hexosa-1) % H 2 en fase gas Agua residual Biomasa Acético Propiónico Butírico Fórmico Láctico H2 CO2

Glucosa y fructosa

0,691 0,546 0,027 0,392 0,018 0,394 1,088 0,855 56

Agua residual sintética de zumos de frutas

0,732 0,551 0,017 0,340 0,085 0,548 1,403 1,057 57

En la Tabla 5.1 se observa que los ácidos mayoritarios en la fermentación

acidogénica de las aguas residuales de la industria de los zumos de frutas fueron el ácido

láctico, acético y butírico, al igual que en la fermentación acidogénica de glucosa y

fructosa. Los rendimientos de biomasa, ácido acético y ácido fórmico fueron mayores

cuando se alimentó agua residual de los zumos de frutas. El rendimiento de hidrógeno

aumentó aproximadamente un 12 %, permaneciendo prácticamente constante el

rendimiento de CO2. Por ello, el porcentaje de hidrógeno en la fase gas aumentó hasta un

57 % en la fermentación de las aguas residuales de los zumos de frutas. Este resultado es

muy interesante porque indica que las aguas residuales de los zumos de frutas presentan

un elevado potencial para la producción de hidrógeno mediante su fermentación bajo

condiciones acidogénicas.

Considerando la carga orgánica de las aguas residuales de los zumos de frutas, su

caudal diario en una industria de zumos de frutas de tamaño mediano (alrededor de

100.000 L d-1) y el rendimiento de hidrógeno obtenido en este estudio, se puede estimar el

potencial de generación de hidrógeno cuando se trata este tipo de aguas residuales en una

industria real. Así, el hidrógeno que potencialmente se podría obtener a partir del

tratamiento mediante fermentación acidogénica de las aguas residuales de una industria

de zumos de frutas de tamaño mediano sería alrededor de 135.000 NL H2 d-1.

5.4.3. Generación de electricidad en el stack de celdas de combustible de

hidrógeno de alta temperatura

Con el fin de disponer de cantidad de biohidrógeno suficiente para poder estudiar

la producción de electricidad a partir del biohidrógeno producido en la etapa de

Capítulo 5

146

fermentación acidogénica, se alimentó una corriente de biohidrógeno sintética que

simulaba las características de la corriente real, 55 % de hidrógeno, 45 % de dióxido de

carbono y 10 ppm de monóxido de carbono, a un stack de celdas de combustible de

hidrógeno de alta temperatura (3 MEAs de 50 cm2 cada una). La composición del

biohidrógeno se seleccionó teniendo en cuenta la composición del gas generado en la

fermentación acidogénica de aguas residuales de la industria de los zumos de frutas y,

desde un punto de vista conservador, considerando que el porcentaje de hidrógeno en el

biohidrógeno producido a partir estas aguas residuales podría ser algo más bajo que el

obtenido en este estudio y considerando una mayor cantidad de monóxido de carbono en

el biohidrógeno que podría afectar al rendimiento del stack.

Los experimentos en el stack de HT-PEMFCs se realizaron a distintas

temperaturas (125, 150 y 175 ºC) y empleando como combustible biohidrógeno e

hidrógeno puro y como oxidante aire y oxígeno, con el objetivo de comparar la

producción de electricidad empleando diferentes combustibles y oxidantes y estudiar el

efecto de la temperatura.

i. Efecto de la temperatura

En las Figura 5.8 se muestran las curvas de polarización del stack cuando se

utilizó hidrógeno puro (Figura 5.8A) y biohidrógeno (Figura 5.8B) como combustible.

Los ensayos se realizaron a tres temperaturas diferentes: 125, 150 y 175 ºC.

Cabe destacar que la densidad de potencia máxima del sistema no se alcanzó

debido a la limitación en la instalación experimental usada en este trabajo, ya que el

caudal máximo de oxígeno en esta instalación fue 2,5 NL min-1.

En las Figuras 5.8 se puede observar la influencia positiva de la temperatura. De

forma que al aumentar la temperatura mejoró el funcionamiento del stack. Este

comportamiento fue debido a que la cinética de la reacción mejora al aumentar la

temperatura, además también mejora el transporte de protones a través de la membrana

basada en PBI debido a una mejora de la conductividad de la misma cuando la

temperatura aumenta [19]-[21]. No obstante, hay que tener en cuenta que a elevada

temperatura los fenómenos de degradación son mayores y, por tanto, la durabilidad de

este tipo de sistema se debería evaluar y considerar.



147

A)

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,60,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

175 ºC150 ºC

125 ºC

175 ºC150 ºC


Vol

taje

(V

)

Voltaje

125 ºC

0

5

10

15

20

25

30

35

Pote

ncia (W

)

Potencia

B)

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,60,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0



Vol

taje

(V

)

0

5

10

15

20

25

30

35

175 ºC150 ºC

125 ºC

175 ºC

125 ºC

150 ºC

Pote

ncia (W

)

Figura 5.8. Curvas de polarización del stack a diferentes temperaturas (125, 150 ºC y 175 ºC). A) Con

hidrógeno puro y oxígeno (λH2 = 2; λO2 = 3). B) Con biohidrógeno y oxígeno (λBioH2 = 2; λO2 = 3). Presión =

1 atm para ambos gases.

El rendimiento obtenido en el stack con biohidrógeno (Figura 5.8B) a una

densidad de corriente de 0,3 A cm-2 fue ligeramente inferior al obtenido cuando se operó

con hidrógeno puro (Figura 5.8B). Así, a 125 ºC se alcanzaron 20,2 W con hidrógeno

puro y 17 W (un 15 % más bajo) con biohidrógeno. A 175 ºC, se consiguió 23,7 W y 21,9

W (un 7,8 % más bajo) con hidrógeno puro y biohidrógeno, respectivamente, lo que

Capítulo 5

148

significa que al aumentar la temperatura las diferencias entre los dos combustibles fueron

menores. Las pérdidas de potencia cuando se alimentó biohidrógeno con respecto a

cuando se alimentó hidrógeno puro se debieron al menor contenido de hidrógeno en la

corriente de biohidrógeno. Se debe tener en cuenta que la corriente de biohidrógeno

contenía únicamente un 55 % de hidrógeno y el resto fue principalmente dióxido de

carbono. Así, la baja concentración de hidrógeno en el biohidrógeno pudo provocar una

pérdida de rendimiento en el stack debido a la limitación en el transporte de materia del

hidrógeno para alcanzar los sitios activos del catalizador. A pesar de esto, cabe destacar

que las diferencias en la potencia generada en el stack con ambos combustibles no fueron

muy notables. Además, la limitación en el transporte de materia disminuye cuando la

temperatura aumenta.

La densidad de potencia máxima observada en la Figura 5.8 a las diferentes

temperaturas estudiadas (125, 150 y 175 ºC) fue 29,2, 34,4 y 36,3 W (a 0,5 A cm-2

aproximadamente), respectivamente, cuando se empleó hidrógeno puro y 17, 20,9 y 21,9

W (a 0,3 A cm-2 aproximadamente), respectivamente, cuando se empleó biohidrógeno. En

otro estudio llevado a cabo en el mismo stack pero con membranas de PBI estándar [55],

se alcanzó un pico de potencia de 21,5 W a 125 ºC empleando hidrógeno como

combustible y oxígeno como oxidante. En este estudio en el que se emplearon membranas

basadas en PBI con óxido de titanio, el pico de potencia alcanzado a 125 ºC fue 29,2 W

cuando se empleó hidrógeno como combustible y 17 W cuando se empleó biohidrógeno.

Por lo que se puede decir que el funcionamiento del stack con membranas basadas en PBI

con óxido de titanio en la que se utiliza como combustible hidrógeno puro fue mucho

mejor. Incluso en el caso en el que se utilizó el biohidrógeno obtenido en la fermentación

acidogénica de zumos de frutas, la máxima potencia fue ligeramente inferior que cuando

se utilizaron membranas de PBI estándar e hidrógeno puro como combustible.

ii. Efecto del oxidante

Con el objetivo de trabajar en condiciones más cercanas a la realidad, se estudió el

uso de aire en lugar de oxígeno como oxidante. En la Figura 5.9 se muestran las curvas de

polarización del stack a 150 ºC, trabajando con hidrógeno puro o biohidrógeno en el

ánodo y con aire (Figura 5.9A) y oxígeno (Figura 5.9B) en el cátodo.



149

A)

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,60,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0



Vol

taje

(V

)

0

5

10

15

20

25

30

35

H2

BioH2

H2

BioH2

Pote

ncia (W

)

B)

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,60,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

BioH2 H

2

BioH2

Voltaje Potencia


Vol

taje

(V

)

H2

0

5

10

15

20

25

30

35

Pote

ncia (W

)

Figura 5.9. Curvas de polarización del stack a 150 ºC con biohidrógeno e hidrógeno puro como

combustible. A) Con aire como oxidante. B) Con oxígeno como oxidante. λbioH2 = 2; λH2 = 2; λaire = 3; λO2 =

3. Presión = 1 atm para ambos gases. T = 150 ºC.

Como se esperaba, el stack funcionó peor cuando se reemplazó el oxígeno puro

por aire debido a la baja presión parcial del oxígeno en el aire. De esta forma, en este caso

la pérdida de rendimiento en el stack observada entre las Figuras 5.9A y 5.9B se debió a

la resistencia a la difusión del oxígeno en el cátodo hasta el sitio activo del catalizador.

Así, en el caso de utilizar oxígeno como oxidante en el stack, la potencia fue de 17,4 W a

Capítulo 5

150

0,3 A cm-2 cuando se utilizó hidrógeno puro, mientras que cuando se utilizó biohidrógeno

se obtuvo 14,1 W, a la misma densidad de corriente. Cuando se utilizó aire en lugar de

oxígeno como oxidante la potencia disminuyó aproximadamente 3 W en el caso de

emplear hidrógeno puro y 7 W cuando se utilizó biohidrógeno como combustible. El

descenso en la potencia obtenida en el stack cuando se sustituyó aire por oxígeno fue más

acusado cuando se empleó biohidrógeno ya que, en este caso, se sumaron dos factores

limitantes: la baja presión parcial del oxígeno en el aire y la baja presión parcial de

hidrógeno en el biohidrógeno.

iii. Ajuste de las curvas de polarización del stack empleando diferentes combustibles,

oxidantes y temperaturas a la ecuación modificada de Tafel

Con el fin de obtener los parámetros cinéticos que caracterizan las celdas del stack

se empleó la ecuación modificada que resulta de la representación del voltaje

fenomenológico frente a la densidad de corriente (Ecuación 5.1) [56] [57].

= − ∙ − · + 1 − !

" [ec. 5.1]

donde, E (mV) es el voltaje de celda, Eo (mV) es el voltaje de equilibrio y también

incluye la contribución del potencial del electrodo de oxígeno y de la baja velocidad de

paso del hidrógeno al cátodo (voltaje a circuito abierto: open circuit voltage, OCV), b

(mV dec-1) es la pendiente de Tafel (relativa al sobrepotencial de activación), j (A cm-2)

es la densidad de corriente, Rint (Ω cm2) es la resistencia interna por superficie de

electrodo y jlim (A cm-2) es la densidad de corriente límite, relativa al sobrepotencial de

difusión.

Sin embargo, la Ecuación 5.1 solo se puede utilizar para monoceldas y teniendo

en cuenta que se puede considera el stack como un conjunto de n monoceldas conectadas

en serie, de forma que la corriente que fluye por cada celda es la misma y el potencial

total del stack es la suma del potencial de cada celda [58], los parámetros cinéticos de la

Ecuación 5.1 son la suma de la contribución de las n celdas que forman el stack. De esta

forma, las curvas de polarización mostradas en las Figuras 5.8A, 5.8B y 5.9A se ajustaron

a la Ecuación 5.2 con el fin de obtener los parámetros cinéticos del stack. En la Tabla 5.2

se muestran los parámetros resultantes de dicho ajuste.

∑ $% = ∑

$% − ∑

$% ∙ − · ∑

$% + 1 −

!" [ec. 5.2]



151

En este caso, n (número de monoceldas que componen el stack) es igual a 3. Por

lo que el voltaje del stack es la suma del voltaje a circuito abierto de cada una de las tres

monoceldas. Lo mismo ocurre con los parámetros Eo, b y Rint.

Tabla 5.2. Parámetros resultantes del ajuste de la Ecuación de Tafel (Ecuación 5.2) a las curvas de

polarización del stack (Figuras 5.8A, 5.8B y 5.9A).

Gases T (ºC) ∑ &'

('$)

(mV dec-1) ∑ *'(+'

('$) (Ω cm2)

∑ ,-'('$)

(mV)

P (W) a

j=0,25 A cm-2 r 2

H2 y O2

(Figura 5.8A)

125 379±9 0,708±0,023 2.471±14 18,66 0,993

150 318±4 0,545±0,013 2.528±6 19,91 0,998

175 260±7 0,494±0,034 2.483±10 20,48 0,996

BioH2 y O2

(Figura 5.8B)

125 357±9 1,251±0,051 2.428±14 15,77 0,991

150 279±12 0,715±0,027 2.377±13 18,52 0,990

175 227±9 0,428±0,024 2.256±13 19,44 0,973

H2 y aire

(Figura 5.9A) 150 363±9 0,240±0,049 2.295±13 15,46 0,993

BioH2 y aire

(Figura 5.9A) 150 365±14 1,013±0,099 2.277±17 12,71 0,992

Se debe tener en cuenta que los parámetros mostrados en la Tabla 5.2 son la suma

de la contribución de las tres celdas que forman el stack. Esos valores se deben dividir por

3 (número de celdas) para compararlos con los valores obtenidos en celdas individuales.

Los valores resultantes (Eoi, Rinti y bi) se muestran en la Tabla 5.3.

Tabla 5.3. Parámetros medios de las monoceldas que componen el stack.

Gases T (ºC) bi (mV dec-1) Rinti (Ω cm2) Eoi (mV)

H2 y O2

(Figura 5.8A)

125 126 0,236 824

150 106 0,182 843

175 87 0,164 828

BioH2 y O2

(Figura 5.8B)

125 119 0,417 809

150 93 0,238 792

175 76 0,143 752

H2 y aire

(Figura 5.9A) 150 121 0,08 765

BioH2 y aire

(Figura 5.9A) 150 122 0,337 759

Como puede observarse en ambos casos (cuando se utilizó como combustible

hidrógeno puro y cuando se utilizó biohidrógeno en el stack) al aumentar la temperatura

Capítulo 5

152

la resistencia interna (Rint) y la pendiente de Tafel (b) disminuyeron como era de esperar,

confirmándose el efecto beneficioso de la temperatura. Además, todos los valores de

potencial de equilibrio (potencial a circuito abierto), mostrados en la Tabla 5.2,

calculados con la Ecuación 5.2 son ligeramente superiores a los obtenidos

experimentalmente. Esto fue debido a que es imposible obtener el valor de voltaje a

circuito abierto total debido a que el paso de hidrógeno desde el ánodo hasta el cátodo es

inevitable [58].

En cuanto a los valores de Eoi, Rinti y bi, mostrados en la Tabla 5.3, éstos son

acordes a los mostrados en las celdas individuales con este tipo de membranas basadas en

compuestos de PBI [19] [20].

Cuando se utilizó como combustible biohidrógeno se observó una ligera pérdida

de rendimiento fruto del menor porcentaje de hidrógeno en el mismo, sin embargo, no se

observó ningún efecto negativo adicional. Se debe considerar que cuando el stack operó

con biohidrógeno, los parámetros resultantes del ajuste de la Ecuación 5.2 fueron muy

similares a los obtenidos con hidrógeno puro, lo que significa que este biohidrógeno

puede ser alimentado directamente al stack de HT-PEMFC sin ningún tratamiento. Esto

se debió a que la cantidad de CO en el biohidrógeno era demasiado pequeña para afectar

negativamente al rendimiento del stack como se ha demostrado anteriormente, ya que a

altas temperaturas la adsorción de CO sobre los centros activos de Pt disminuye [59].

Por último, cuando se empleó aire como oxidante e hidrógeno puro o

biohidrógeno como combustible se observa que las pendientes de Tafel fueron similares.

Aunque se observa una ligera pérdida de rendimiento cuando se empleó aire en lugar de

oxígeno debido a la menor presión parcial de oxígeno en el aire, la similitud de los

parámetros resultantes significa que el mecanismo de reacción fue casi independiente de

la concentración de oxígeno [55] [60].

iv. Pruebas preliminares de durabilidad

Una de las principales desventajas de esta tecnología es su durabilidad, ya que a

elevada temperatura los fenómenos de degradación son mayores. Por ello, después de

realizar los test previos (curvas de polarización), se realizó un estudio preliminar de

durabilidad a 150 ºC y a 0,2 A cm-2 usando oxígeno como oxidante durante las 100

primeras horas. Las 48 h siguientes se usó aire en lugar de oxígeno para evaluar el



153

funcionamiento del stack en condiciones más cercanas a la realidad. En la Figura 5.10 se

muestra el valor del voltaje durante este test de durabilidad.

Como se puede observar, el voltaje del stack fue prácticamente constante durante

las primeras 100 h, alrededor de 1,4 V, operando con oxígeno puro, es decir, en un

ambiente muy oxidante. Esto implica que el sistema presentó una buena estabilidad.

Cuando el oxígeno se sustituyó por aire, el rendimiento del stack disminuyó, como era de

esperar, debido a la baja presión parcial de oxígeno presente en el cátodo. Después de 2 h

de operación, se alcanzó un voltaje estable de 1,2 V que se mantuvo hasta el final del

experimento. Además, este voltaje fue igual que el obtenido en la curva de polarización

para la densidad de corriente de 0,2 mA cm-2 llevada a cabo con biohidrógeno como

combustible y aire como oxidante a 150 ºC, por lo que se puede decir que no se produjo

una degradación significativa de los elementos del stack a lo largo de estos experimentos.

Aunque, la duración de los test no fue muy elevada para concluir que la pila fuese estable,

la presencia de una elevada cantidad de CO2 y ppm de CO no provocó pérdidas

significativas en el rendimiento del stack, alcanzándose una potencia cercana a 14 W (a

0,2 mA cm-2) cuando se usó oxígeno. En stacks de HT-PEMFCs con MEAs comerciales

de BASF, cuando se utiliza gas reformado (70 % de H2, 29 % de CO2 y 1 % de CO) en

lugar de hidrógeno, se produce un descenso del 12 % del voltaje y del 5 % de la potencia

debido a la presencia de CO [61].

0 20 40 60 80 100 120 1400,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

Vol

taje

(V

)

Tiempo (h)

Figura 5.10. Voltaje del stack durante el test de durabilidad preliminar. * Se sustituyó el oxígeno por aire

como oxidante.

*

Capítulo 5

154

v. Balance de energía

Por último, con el fin de determinar la eficiencia energética de este sistema

compuesto por un proceso de fermentación acidogénica y un stack de HT-PEMFCs, se

realizó un balance de energía. Para ello, es preciso determinar el rendimiento energético

de la fermentación acidogénica de las aguas residuales de la industria de los zumos de

frutas y la eficiencia eléctrica del stack en el que se utilizó como combustible el

biohidrógeno obtenido en dicha fermentación. A partir de las eficiencias de ambos

procesos se puede determinar la eficiencia total del sistema.

En primer lugar, en el caso de la fermentación acidogénica, la eficiencia

energética (ηf) se calculó con la Ecuación 5.3 [62].

η. = /01/2/3

· 100 [ec. 5.3]

donde, Ep (kJ) es la energía contenida en el hidrógeno producido, Ec (kJ) es la energía

consumida en mantener la temperatura de la fermentación acidogénica y Es (kJ) es la

energía contenida en la sustrato del agua residual. Estas energías se calcularon a partir de

las Ecuaciones 5.4, 5.5 y 5.6 [62].

4 = 5 · 6 · 7 · 89:; · 8<; [ec. 5.4]

= = 89:; · >? · 9@? · A. − A? [ec. 5.5]

B = 89:C · DEF + 89:G · DHF + 89:I · D6F [ec. 5.6]

donde, Y es el rendimiento de hidrógeno en la fermentación acidogénica de aguas

residuales de la industria de los zumos de frutas (1,4 mol H2 mol hexosa-1); S es la

concentración molar de sustrato (5,64·10-2 mol L-1); V es el volumen del reactor de la

fermentación (3 L); PCIH, PCIG, PCIF y PCIS son el poder calorífico inferior del

hidrógeno (120 kJ g-1), glucosa (16 kJ g-1), fructosa (16 kJ g-1) y sacarosa (16 kJ g-1),

respectivamente; PMH es el peso molecular del hidrógeno (2 g mol-1), ρa es la densidad

del agua (1 kg L-1), Cpa es el calor específico del agua (4,186 kJ kg-1 ºC-1), Tf y Ta son la

temperatura a la que se lleva a cabo la fermentación acidogénica (299 K) y la temperatura

del agua residual (298 K).

En este trabajo la eficiencia energética obtenida en la fermentación acidogénica

fue 31 %. Cabe destacar, que para el cálculo de esta eficiencia se tuvo en cuenta la



155

energía consumida para mantener el reactor en la temperatura óptima de operación (26

ºC), considerando que la temperatura del agua residual era 25 ºC [62].

En la siguiente etapa, se alimentó el biohidrógeno producido en el stack. La

eficiencia eléctrica (ηe) del stack se calculó a partir de la Ecuación 5.7 [61].

ηJ

KL3MN2OPQRSPM

T;U

100VWKL3MN2OPXRSPM

KKYZ

100 [ec. 5.7]

donde, PWstack es la potencia generada en el stack, dnH2/dt es el caudal molar de

hidrógeno, dvH2/dt es el caudal volumétrico de hidrógeno, R es la constante de los gases

ideales (8,31 J mol-1 K-1), T es la temperatura (423 K), p es la presión total del gas (105

Pa) y PCI es el poder calorífico inferior del hidrógeno (241,8 kJ mol-1, [63]). Bajo estas

condiciones, la eficiencia eléctrica fue 18,6 % y 16 % cuando se utilizó oxígeno y aire,

respectivamente, lo que significa que solamente se perdió un 14,4 % de eficiencia cuando

se sustituyó oxígeno por aire. Estos valores son similares a los obtenidos en otro trabajo

con el mismo sistema pero usando hidrógeno puro y aire (18,1 % [26]). Por el contrario,

Mocotéguy y col. (2010) alcanzaron mayores eficiencias eléctricas (33 %) para un stack

comercial de 24 celdas (con Celtec-P 1000 MEAs) operando a 160 ºC [61]. Sin embargo,

se debe resaltar que en este caso el stack usado tenía una baja carga de Pt en los

electrodos (en total 0,5 mg Pt cm-2) mientras que las MEAs comerciales tienen una carga

total de Pt de 1,75 mg Pt cm-2 [64]. En el trabajo de Schimidt y Baurmeister (2008) [64]

se usaron MEAs Celtec-P 1000 comerciales que funcionaban con aire e hidrógeno puro o

hidrógeno reformado (71 % de H2; 2,1 % de CO; 26,9 % de CO2) y se obtuvieron valores

de eficiencia eléctrica (calculados a partir de la densidad de potencia y la estequiometria

del hidrógeno de la referencia [64]) de 14,4 % a 160 ºC con hidrógeno puro y 12,5 %

cuando se utilizó hidrógeno reformado a 180 ºC. Esto significa que la eficiencia eléctrica

obtenida en este estudio es similar a la obtenida en otros trabajos. Además, en este

sistema se obtuvo la energía directamente del biohidrógeno producido a partir de las

aguas residuales de la industria de los zumos de fruta sin ningún pretratamiento de

purificación.

Teniendo en cuenta que el rendimiento energético en la producción de hidrógeno

en la fermentación acidogénica de las aguas residuales de la industria de los zumos de

frutas fue 31 % y que la eficiencia energética resultante de acoplar los dos sistemas:

fermentación acidogénica y stack de celdas de combustible hidrógeno de alta temperatura

Capítulo 5

156

fue 5,8 % en el caso de utilizar oxígeno como oxidante y 5 % en el caso de utilizar aire

como oxidante, la energía recuperada fue aproximadamente 5 % (en el caso de utilizar

aire como oxidante) de la energía potencial contenida en los residuos considerados. No

obstante, hay que mencionar que este tipo de pilas PEMFC que operan a alta temperatura

se pueden acoplar a un sistema de cogeneración con objeto de aprovechar la energía

térmica del vapor de agua generado, por lo que la eficiencia energética sería mayor.

Además, cabe resaltar que aunque el rendimiento energético sea muy bajo, es importante

tener en cuenta que la materia prima utilizada para la producción de biohidrógeno es la

materia orgánica del agua residual, cuyo tratamiento alternativo (fangos activos)

conllevaría un consumo de energía bastante elevado en la aireación del fango.

De esta forma, queda demostrado que en este sistema se puede recuperar energía

directamente a partir del biohidrógeno obtenido a partir de las aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas sin pretratamiento ni purificación.

5.5. CONCLUSIONES

A partir de este estudio se obtuvieron las siguientes conclusiones:

• Las aguas residuales de los zumos de frutas son aptas para la producción de

hidrógeno mediante el proceso de fermentación acidogénica, siendo su

rendimiento aproximadamente 1,4 mol H2 mol hexosa-1. Los principales

subproductos en la fase líquida fueron los ácidos acético, butírico y láctico. El

rendimiento energético, en términos de producción de hidrógeno, del proceso de

fermentación resultó ser el 31 % del valor teórico, considerando la energía

consumida en el mantenimiento de la temperatura del reactor en 26 ºC.

• También se ha demostrado la viabilidad del uso directamente del biohidrógeno,

obtenido a partir de aguas residuales de la industria de los zumos de frutas, en un

stack de celdas de combustible de hidrógeno de alta temperatura que opera con

membranas basadas en compuestos de PBI.

• La elevada concentración de CO2 no provocó fallos en el funcionamiento del

stack, únicamente se produjo un descenso en el rendimiento del stack debido a la

menor concentración de hidrógeno. Con respecto al CO, no se produjo un

envenenamiento del catalizador por CO, lo que puede explicarse debido a que su

concentración en el biohidrógeno era muy baja.



157

• Los análisis preliminares a largo plazo mostraron una buena estabilidad del

sistema con biohidrógeno a 150 ºC y 0,2 A cm-2, obteniéndose eficiencias

eléctricas de 18,6 y 16 % cuando se utilizó como oxidante oxígeno y aire,

respectivamente.

• Cuando se acoplaron ambos sistemas, fermentación acidogénica y un stack de

celdas de combustible de hidrógeno de alta temperatura alimentado por

biohidrógeno sin purificar, el rendimiento energético resulto ser entre 5 y 6 % de

la energía teórica contenida en las aguas residuales de los zumos de frutas. Sin

embargo, se debe remarcar que esta energía viene de un residuo y que junto con la

energía recuperada se elimina una cantidad importante de contaminantes lo que

conlleva un valor añadido para esta tecnología.

5.6. BIBLIOGRAFIA

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Puesta en marcha de la microcelda de

combustible microbiológica y aclimatación

del inóculo

______________________________________________________________________

6.1. INTRODUCCIÓN



6.3.1. Instalación experimental

6.3.2. Procedimiento experimental

6.3.2. Técnicas de caracterización


6.4.1. Aclimatación en modo discontinuo

6.4.2. Aclimatación en modo continuo

6.5. CONCLUSIONES

6.6. BIBLIOGRAFÍA

CA

PÍT

UL

O 6

6.1. INTRODUCCIÓN

Las celdas de combustible microbiológicas (MFC)

generan electricidad a partir de compuestos

biodegradables del agua residual, logrando el

tratamiento de las aguas residuales simultáneamente.

El cultivo de microorganismos influye en el rendimiento

de la MFC. Los cultivos mixtos tienen una elevada

estabilidad, robustez, gran adaptabilidad. Sin embargo,

es necesaria la aclimatación del cultivo mixto con el fin

de desarrollar microorganismos electrogénicos. La

aclimatación del inóculo en modo discontinuo favorece

que los microorganismos electrogénicos se fijen al

electrodo anódico y evita que sean lavados. Mientras

que en modo continuo la producción de electricidad es

continua.

El desarrollo de MFC a escala de mililitro (microMFC)

presenta una elevada relación superficie-volumen, lo

que les permite tener menores tiempos de respuesta,

mayor flexibilidad en su construcción y mayor corriente

volumétrica y densidad de potencia que las MFC de

mayor escala.

PUESTA EN MARCHA DE LA MICROCELDA DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICA Y

ACLIMATACIÓN DEL INÓCULO


El objetivo principal de este trabajo fue estudiar la puesta en marcha

y la aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico

de una microMFC, utilizando como inóculo los microorganismos de

una MFC que operaba en estado estacionario. El estudio se centró

tanto en el tratamiento de aguas residuales y la producción de

electricidad de forma simultánea, como en el desarrollo de los

microorganismos.

Se estudió la aclimatación del inóculo en modo discontinuo y,

posteriormente, en modo continuo.



Modo discontinuo

A corto plazo, en cada ciclo el voltaje aumentó rápidamente y,

posteriormente, disminuyó debido al consumo de sustrato. El

pH descendió (de 7,5 a 6,5) debido a la generación de ácidos

por parte de los microorganismos no electrogénicos.

A largo plazo, el voltaje aumentó en los dos primeros ciclos

(hasta 9 mV) y posteriormente disminuyó (hasta 2,5 mV) ya que

se desarrollaron microorganismos no electrogénicos que

compitieron con los electrogénicos por el sustrato, generando

ácidos que inhibieron a los electrogénicos.

La eliminación de DQO del agua residual fue aprox. 90 % en

cada ciclo, mientras que la velocidad de eliminación de DQO

disminuyó a lo largo de la aclimatación en modo discontinuo

debido a la inhibición de los microorganismos electrogénicos.

La concentración de microorganismos en suspensión disminuyó

a lo largo de cada ciclo, lo que demuestra la formación del

biofilm.

Modo continuo

A C

Agua residual

Aire

A C

Modo discontinuo Modo continuo

La inoculación de un cultivo

procedente del biofilm de una MFC

frente a un fango activo supuso: una

mayor velocidad de crecimiento y

una mayor producción de

electricidad en el estado estacionario.

Ya que la mayor parte de los

microorganismos del biofilm de la

MFC usada como inóculo eran

electrogénicos.

6.5. CONCLUSIONES

La inoculación de microorganismos del biofilm de una MFC redujo el tiempo de puesta en marcha y permitió una mayor producción

de electricidad.

La aclimatación en modo discontinuo fue necesaria para la formación del biofilm. Después, el mejor modo de operación fue el

continuo, ya que en este modo de operación la producción de electricidad y la depuración del agua residual fueron más estables.

La eliminación de DQO aumentó,

alcanzando el estado estacionario

el día 9 (81,35 % y 8.371,07

mgDQO L-1

h-1

), más tarde que el

voltaje, lo que indica que la

adaptación de los microorganismos

no electrogénicos que consumen

materia orgánica pero no producen

electricidad fue más lenta.

La producción

de electricidad

fue muy rápida

(a las 5 h se

produjo 5 mV).

Evolución del voltaje y DQO a lo largo de la aclimatación en

modo discontinuo

Evolución del voltaje durante la

aclimatación en continuo en

función del inóculo.

Evolución del la DQO del efluente y el

% DQO eliminada en modo continuo.

Día OCV (mV) jmáx (mA m-2) Pmáx (mW m-2) jPmáx (mA m-2) Rint (Ω)

1 108,60 95,36 3,12 46,51 2304,44

4 104,50 119,14 3,50 55,74 1804,54

6 116,17 158,50 5,53 77,01 1493,25

9 204,50 185,62 12,52 93,41 2295,31

A lo largo de los días de la aclimatación en continuo OCV, Pmáx e

Imáx aumentaron y la Rint disminuyó, excepto el último día debido

al crecimiento del biofilm.

Parámetros de la caracterización electroquímica de la aclimatación en

modo continuo de los microorganismos del biofilm de una MFC

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 260

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Voltaje DQO

Tiempo (d)

Vo

ltaje

(m

V)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

DQ

O (m

g/L)

Ciclo 1 Ciclo 2 Ciclo 3 Ciclo 4 Ciclo 5

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Inóculo de fango activo Ajuste inóculo fango activo Inóculo de biofilm Ajuste inóculo biofilm

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (d)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 150

50

100

150

200

250

300

350 DQO efluente % DQO eliminada

Tiempo (d)

DQ

O (

mg

L-1)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

DQ

O e

limin

ada (%

)

Aire

Agua residual

Agua tratada

A C

Puesta en marcha de la microcelda de combustible microbiológica y aclimatación del inóculo

167

6.1. INTRODUCCIÓN

La producción de energía a partir de aguas residuales es una prioridad para la

sociedad, teniendo en cuenta las tendencias actuales de crecimiento de la población y el

agotamiento de los recursos energéticos en todo el mundo. Las aguas residuales que

contienen una elevada concentración de materia orgánica constituyen una materia prima

ideal para producir vectores energéticos alternativos, como biogás, biohidrógeno y

bioelectricidad [1]. Además, los tratamientos de aguas residuales convencionales

requieren una elevada energía y un elevado coste, por lo que resulta interesante buscar

una tecnología de tratamiento alternativa con emisiones nulas o muy bajas y rentable

económicamente [2] [3].

Entre las fuentes de energía renovables alternativas se encuentran las celdas de

combustible microbiológicas (MFC). Las celdas de combustible microbiológicas son un

tipo de celdas de combustible que proporcionan nuevas oportunidades para la producción

sostenible de energía, como electricidad directa a partir de compuestos biodegradables

presentes en las aguas residuales, logrando el tratamiento de las aguas residuales de forma

simultánea.

Este tipo de celdas utilizan microorganismos como catalizadores para la obtención

de energía eléctrica a partir de la oxidación de la materia orgánica. En las celdas de

combustible microbiológicas, el voltaje y la electricidad se generan debido a la diferencia

de potencial entre el aceptor de electrones y el sistema respiratorio de las bacterias [4] [5].

Por lo tanto, el cultivo de microorganismos tiene un papel fundamental en la producción

de bioelectricidad en una MFC, influyendo directamente en el rendimiento de la misma

[6]. La transferencia de electrones desde los microorganismos al electrodo se puede llevar

a cabo mediante tres mecanismos: transferencia con ayuda de mediadores, transferencia

directa mediante citocromos y transferencia directa mediante nanocables. La transferencia

de electrones dependerá del cultivo de microorganismos empleados. En algunos estudios

se han utilizado cultivos puros [3] [7]-[9]. Cuando las MFCs son inoculadas con cultivos

puros son operativamente estables y tienen una elevada eficiencia culómbica. Sin

embargo, en los cultivos puros los microorganismos crecen lentamente, por lo que tienen

un elevado riesgo de contaminación microbiana y elevada especificidad de sustrato en

comparación con los cultivos mixtos [10]. Por ello, actualmente el uso de cultivos mixtos

está aumentando debido a su estabilidad, robustez, gran adaptabilidad a cualquier tipo de

sustrato y a condiciones de estrés y por su tendencia general a producir densidades de

Capítulo 6

168

corriente más elevadas [11] y mayor densidad de potencia que las que operan con cultivos

puros [12]. Además, los cultivos mixtos se obtienen del medio natural, por lo que su

disponibilidad es mayor [13]. Sin embargo, es necesario la inoculación y aclimatación del

cultivo mixto con el fin de conseguir el desarrollo de un consorcio de microorganismos

capaz de utilizar el electrodo como aceptor de electrones [13].

Otro aspecto a considerar en la puesta en marcha de una MFC y en su operación

en general es el modo de operación: discontinuo o continuo. Las primeras etapas de

colonización y aclimatación del inóculo se suelen llevar a cabo en modo discontinuo con

el fin de que los microorganismos electrogénicos se fijen al electrodo anódico formando

el biofilm y no sean lavados [14]. Sin embargo, las MFCs se suelen operan en modo

continuo ya que se desea una producción de electricidad continua [15].

Por otra parte, el desarrollo de celdas de combustible microbiológicas a escala de

mililitro, denominadas microceldas de combustible microbiológicas (microMFC), supone

una gran oportunidad como fuente de energía a largo plazo en lugares remotos, donde las

fuentes de energía clásicas no son prácticas. Además, la capacidad de los

microorganismos para transformar la materia orgánica en energía eléctrica hace de este

tipo de celdas a pequeña escala una tecnología muy interesante ya que no se requieren

fuentes de energía externas y compuestos químicos artificiales o refinados [16]. Las

microMFC tienen características únicas como una elevada relación superficie/volumen,

pequeña distancia entre electrodos, tiempo de respuesta rápido y proporcionan mayor

flexibilidad en su construcción. En las microMFC se suelen utilizar ánodos de carbono

[17] o una configuración mejorada del dispositivo con electrodos de tela ensamblados que

proporcionan un rendimiento mejor en términos de corriente volumétrica y densidad de

potencia que las celdas de combustible microbiológicas de mayor escala [18].

Teniendo en cuenta las numerosas ventajas que ofrecen las configuraciones de las

microMFC, se consideró interesante emplear una de ellas en este trabajo para la

producción de electricidad a partir de aguas residuales.


En bibliografía se encuentran diversos trabajos en los que se ha estudiado la

puesta en marcha de las celdas de combustible microbiológicas utilizando diferentes tipos

de inóculos, puros y mixtos. En un estudio de este grupo de investigación, se utilizó fango

activo del reactor biológico de la EDAR de Ciudad Real como inóculo, siendo necesario


169

un período de aclimatación de aproximadamente 20 días. Partiendo de esta premisa, el

objetivo principal de este trabajo fue estudiar la puesta en marcha de una microMFC

(destinada el tratamiento de aguas residuales y producción de electricidad

simultáneamente) y la aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico,

utilizando como inóculo los microorganismos de una MFC que operaba en estado

estacionario. De esta forma, se plantearon los siguientes objetivos parciales:

• Con el objetivo de reducir el período de puesta en marcha y aclimatación de las

celdas de combustibles microbiológicas, y con ello, los costes de esta etapa, el

primer subobjetivo fue la puesta en marcha de una microMFC inoculada con

microorganismos procedentes del biofilm del electrodo anódico de una MFC que

operaba en estado estacionario. Así, se estudió la aclimatación de un cultivo mixto

de microorganismos electrogénicos procedentes de una MFC.

• El segundo subobjetivo fue estudiar la aclimatación del cultivo de

microorganismos electrogénicos empleando inicialmente un modo de operación

discontinuo con el fin de favorecer la formación de un biofilm de

microorganismos electrogénicos y, posteriormente, en modo continuo con el fin

de depurar el agua residual y producir electricidad de forma estable y continua.

Así como, comparar la aclimatación en modo continuo de un fango activo

procedente de una EDAR con la aclimatación de un inóculo de microorganismos

procedentes del compartimento anódico de una MFC.



En este estudio se utilizó la instalación experimental mostrada en la Figura 4.3 del

Apartado 4.3.1. El elemento principal de la instalación es la microMFC (Figura 4.4) que

consta de dos cámaras, separadas por una membrana Sterion®. Los electrodos del ánodo

y del cátodo son de papel de carbono Toray TGPH-120 (E-TEK, EE.UU.), con un

contenido en teflón del 20 % en el ánodo y 10 % en el cátodo. En el cátodo se depositó

una capa catalítica con una carga de 0,5 mg Pt cm-2 sobre una capa microporosa y la

membrana de intercambio protónico se sometió a un tratamiento de limpieza y

protonación antes del montaje de la celda. Los procedimientos seguidos para ello se

explicaron en el Apartado 4.4.3. El montaje de la celda se detalló en el Apartado 4.3.1.

Capítulo 6

170

Los electrodos anódico y catódico se conectaron por medio de cables de cobre y una

resistencia de 120 Ω con el objeto de determinar el potencial entre los bornes de la

resistencia mediante un multímetro (Keithley Instruments, EE.UU).


En la Figura 6.1 se muestra un esquema del procedimiento experimental seguido

en la realización de la experimentación expuesta en este capítulo y, a continuación, se

describe dicho procedimiento experimental.

Figura 6.1. Esquema del procedimiento experimental de la puesta en marcha y la aclimatación en modo

discontinuo y continuo de la microMFC.

En el laboratorio se disponía de una microMFC (denominada microMFC

primaria), que se encontraba operando en modo continuo y en estado estacionario. La

configuración de la microMFC primaria era idéntica a la de la microMFC objeto de este

estudio. El compartimento anódico de la microMFC primaria contenía un cultivo mixto

de microorganismos electrogénicos desarrollados a partir del fango activo procedente del

reactor biológico de la EDAR de Ciudad Real [19] que se utilizó como inóculo inicial. La

aclimatación de este inóculo en la microMFC primaria se llevó a cabo en modo continuo.

Una vez montada la microMFC objeto de este estudio, el compartimento anódico

de la misma se inoculó con el cultivo mixto de microorganismos procedentes del biofilm

formado sobre el electrodo anódico de la microMFC primaria. El modo de operación

empleado inicialmente para la aclimatación de los microorganismos electrogénicos y la

formación del biofilm sobre el electrodo anódico de la microMFC objeto del presente

estudio fue discontinuo. En la Figura 6.2 se muestra un esquema de la inoculación y la

aclimatación del inóculo de la microMFC en modo discontinuo.

MFC primaria

MicroMFC

Aclimatación en

modo discontinuo

MicroMFC

Aclimatación en

modo continuo

Fango activo

Agua residual Agua residual Agua residual


171

Figura 6.2. Esquema de la inoculación y la aclimatación del inóculo de la microMFC en modo discontinuo.

El procedimiento que se siguió para la inoculación y aclimatación de la

microMFC en modo discontinuo se describe a continuación. En primer lugar, se preparó

una disolución de 400 mL formada por el inóculo de microorganismos y el agua residual

sintética utilizada como alimento para dicho inóculo. La composición del agua residual se

muestra en la Tabla 4.3 del Apartado 4.4.2. En este caso, el agua residual utilizada

contenía 343 mg L-1 de DQO (50 % de glucosa y 50 % de fructosa). Esta disolución se

almacenó en una botella de 500 mL y se alimentó al compartimento anódico de la

microMFC empleando una bomba peristáltica con un caudal de 0,5 mL min-1. El efluente

de la microMFC se recirculó de nuevo a la botella que contenía el agua residual y el

inóculo. La botella se mantuvo en condiciones anaerobias mediante el burbujeo de

nitrógeno gas en la fase líquida. La tapa de la botella dispone de 4 bocas, para la salida de

la disolución contenida que era alimentada al compartimento anódico, la entrada del

efluente de la microMFC, la entrada de nitrógeno y el venteo de la botella. Además, la

botella se sitúo sobre un agitador magnético a 250 rpm con el fin de mantener el cultivo

en suspensión, favorecer la homogeneidad del sistema y asegurar un buen contacto entre

el sustrato y los microorganismos. Una vez agotado el sustrato, se desconectó la botella

del compartimento anódico, se evacuaron 100 mL del contenido de la botella y se

Capítulo 6

172

sustituyeron por agua residual nueva, comenzándose un nuevo ciclo. La DQO del

contenido de la botella al inicio de cada ciclo fue 343 mg L-1.

Cabe destacar que aunque la MFC empleada es de tamaño micro, al conectarla a la

botella que contenía el agua residual y el inóculo, el volumen anódico aumentó hasta 401

mL.

Posteriormente y una vez formado el biofilm de microorganismos sobre el

electrodo anódico, se modificó el modo de operación de discontinuo a continuo. En este

caso, se empleó una botella de 5 L de agua residual sintética, que se alimentó al

compartimento anódico en modo continuo con un caudal de 0,5 mL min-1. La

composición del agua residual empleada fue la misma que en la etapa anterior, salvo que

en este caso no contenía inóculo de microorganismos. Previamente a su uso en la

microMFC, el agua residual se esterilizó en un autoclave a 105 ºC durante 30 min, tal y

como se explicó en el Apartado 4.4.2. El agua residual solo pasaba una vez por la

microMFC, de esta forma, el efluente del compartimento anódico se evacuó del sistema a

la salida de la microMFC. En este caso, el volumen anódico fue igual al volumen del

compartimento anódico de la microMFC, es decir, 1 mL.

Durante todo el estudio, el cátodo se mantuvo abierto a la atmósfera, con el fin de

permitir la convección libre del aire para el suministro de oxígeno (aceptor final de

electrones) al electrodo catódico.


Durante este estudio, se registró continuamente el voltaje de la microMFC

mediante un multímetro digital (Keithley Instruments, EE.UU). Periódicamente, cada día,

se cogió una muestra del efluente del compartimento anódico, a la que se le midió pH y

sólidos suspendidos. Una porción de esta muestra se centrifugó y filtró para la medida de

la DQO soluble. Los procedimientos seguidos se describieron en el Apartado 4.4.4.

En este sistema, la corriente eléctrica se generó debido a la oxidación de la materia

orgánica. Esta oxidación se monitorizó mediante la velocidad de eliminación de DQO

(rDQO) y el porcentaje de eliminación de DQO (%DQO). La velocidad de eliminación de

DQO se puede calcular con la Ecuación 6.1 en el caso de trabajar en modo discontinuo,

donde ∆DQO es la cantidad de DQO eliminada en el compartimento anódico a lo largo

del tiempo (t). Cuando se trabajó en modo continuo, se empleó la Ecuación 6.2 para el


173

cálculo de rDQO, donde Q (mL h-1) es el caudal volumétrico, Va es el volumen del

compartimento anódico (0,001 L) y ∆DQO (mg L-1) es la DQO eliminada en el

compartimento anódico, es decir, la diferencia entre la DQO del alimento y la DQO del

efluente. El porcentaje de eliminación de DQO (%DQO) se calculó a partir de la

Ecuación 6.3 donde DQOo es la DQO inicial del agua residual.

= ∆ [ec. 6.1]

= · ∆ [ec. 6.2]

% = ∆ · 100 [ec. 6.3]

Por otra parte, también se realizaron curvas de polarización y potencia, siguiendo

el método descrito en el Apartado 4.4.5. A partir de estas curvas se pudieron determinar

parámetros de interés en el funcionamiento de una celda de combustible microbiológica,

como son: la densidad de potencia máxima, la densidad de corriente máxima, la densidad

de corriente a densidad de potencia máxima y la resistencia interna.

La resistencia interna (Rint) de la microMFC se calculó según el Teorema de

Jacobi con la Ecuación 4.6, a partir de los datos obtenidos en la curva de potencia:

densidad de potencia máxima (Pmáx) y densidad de corriente a densidad de potencia

máxima (jPmáx).


En este apartado se mostrarán y discutirán los resultados obtenidos en la puesta en

marcha de la microMFC y aclimatación de los microorganismos del compartimento

anódico. En primer lugar, la aclimatación se llevó a cabo en modo discontinuo con el fin

de desarrollar un biofilm de microorganismos electrogénicos sobre el electrodo anódico

de la microMFC. Posteriormente, se estudió la aclimatación en modo continuo con el fin

de depurar el agua residual y producir electricidad de forma estable.

6.4.1. Aclimatación en modo discontinuo

Una vez montada la microcelda de combustible microbiana, se comenzó

alimentando en modo discontinuo una disolución, que contenía aproximadamente 343 mg

DQO L-1 de sustrato y el inóculo de microorganismos (325 mg SSV L-1), con un caudal

Capítulo 6

174

de 0,5 mL min-1, tal y como se explicó anteriormente. El objetivo de esta etapa fue la

formación de un biofilm de microorganismos electrogénicos sobre el electrodo anódico,

así como la aclimatación y desarrollo de los mismos para la depuración del agua residual

y producción de electricidad. De esta forma, para el seguimiento de esta etapa se registró

continuamente el voltaje y se tomaron muestras diariamente del efluente, con el fin de

determinar la materia orgánica eliminada y los parámetros más relevantes del proceso (pH

y concentración de microorganismos en suspensión).

i. Producción de electricidad y el consumo de DQO durante el período de

aclimatación en modo discontinuo

En la Figura 6.3 se puede observar la evolución del voltaje y de la concentración

de DQO del efluente del compartimento anódico durante el primer ciclo del estudio.

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 1000

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10 Voltaje DQO

Tiempo (h)

Vol

taje

(m

V)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

DQ

O (m

g L -1)

Figura 6.3. Evolución del voltaje de la microMFC y de la concentración de DQO del efluente del

compartimento anódico durante el primer ciclo de la aclimatación de los microorganismos en modo de

operación discontinuo.

La producción de electricidad fue muy rápida, a las 5 horas de la puesta en marcha

de la microMFC se comenzó a registrar un voltaje de 5,5 mV que se mantuvo durante las

10 horas siguientes, para posteriormente comenzar a ascender exponencialmente. Esto se

debió a que la mayor parte de los microorganismos del inóculo empleado eran

electrogénicos, ya que procedían del biofilm del electrodo anódico de una MFC. En torno

a las 20 h de operación se alcanzó el máximo en la producción de electricidad, 7 mV.

Esto supone una ventaja con respecto a otras MFC, en las que es necesario un período de


175

tiempo entre 5 y 20 días para que el sistema comience a producir electricidad [14] [20]-

[23]. Posteriormente, el voltaje comenzó a descender hasta alcanzar 1,5 mV al final del

ciclo, posiblemente debido a que la concentración de sustrato no era suficiente para que

los microorganismos pudiesen llevar a cabo sus funciones vitales y producir electricidad.

Con respecto a la concentración de DQO del efluente del compartimento anódico,

ésta descendió desde 350 mg L-1 hasta 70 mg L-1 en 70 horas, es decir, el porcentaje de

eliminación de DQO fue del 80 %. Esto confirma que el descenso de voltaje estuvo

motivado por el descenso de la concentración de DQO del agua residual que se

alimentaba al sistema. La velocidad de eliminación de DQO disminuyó a lo largo del

tiempo desde 5,82 a 1,85 mg L-1 h-1. Cuando la concentración de DQO era elevada, los

microorganismos consumían dicha materia orgánica a gran velocidad. A medida que la

concentración de DQO fue disminuyendo, los microorganismos disponían de menor

cantidad de sustrato para la producción de electricidad, por lo tanto, la velocidad de

eliminación de DQO disminuyó y el voltaje descendió. Por otra parte, la concentración de

microorganismos en suspensión del efluente disminuyó desde 325 hasta 101,3 mg SSV L-

1. Esto indica que los microorganismos se fueron fijando sobre el electrodo anódico

formando el biofilm, aunque esto se analizará en detalle más adelante.

Una vez que el voltaje de la microMFC alcanzó el estado estacionario en un valor

de 1,5 mV (valor más bajo alcanzado a lo largo de todo el ciclo), en torno a las 90 h,

debido a la baja concentración de materia orgánica del agua residual, el ciclo se dio por

concluido. Para el comienzo del nuevo ciclo se renovó 100 mL de la disolución obtenida

al final del ciclo por agua residual sintética nueva, tal y como se explicó en el Apartado

6.3.2, de forma que la concentración de sustrato al inicio del nuevo ciclo fue 343 mg

DQO L-1. Así, comenzó un nuevo ciclo en funcionamiento discontinuo. Esto se repitió

hasta que los ciclos fueron reproducibles, lo que indicó que la microMFC operaba en

estado estacionario.

En la Figura 6.4 se muestra la evolución del voltaje y la concentración de DQO a

lo largo de cada uno de los ciclos llevados a cabo en modo discontinuo.

Atendiendo a la producción de electricidad y eliminación de la materia orgánica

del agua residual se puede distinguir dos comportamientos: uno a corto plazo (observado

a lo largo de cada uno de los ciclos) y otro a largo plazo (considerando la evolución de

ambas variables a lo largo del estudio).

Capítulo 6

176

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 260

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Voltaje DQO

Tiempo (d)

Vol

taje

(m

V)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

DQ

O (m

g L -1)

Figura 6.4. Evolución del voltaje y de la concentración de DQO del efluente del compartimento anódico a

lo largo de los diferentes ciclos del estudio llevado a cabo en modo discontinuo.

A corto plazo, se observa como al comienzo de cada ciclo el voltaje aumentó

rápidamente, esto se debió a que los microorganismos electrogénicos estaban activos y la

transferencia de electrones entre la bacteria y el electrodo fue inmediata [24]. En todos los

ciclos la evolución del voltaje fue la misma, el voltaje aumentó rápidamente, se alcanzó el

voltaje máximo en las primeras horas de operación y se mantuvo durante un tiempo

(inferior a un día). Posteriormente, el voltaje descendió, durante las primeras horas de

forma rápida y después más lentamente, hasta que alcanzó un valor bajo entre 1,5 y 0,5

mV. Esto podría ser debido a que al comienzo del ciclo los microorganismos disponían de

una concentración de sustrato elevada y suficiente para llevar a cabo sus funciones vitales

y producir electricidad. Sin embargo, con el tiempo la concentración de sustrato

disminuyó ya que los microorganismos lo consumieron y, pasado un tiempo, la

concentración de sustrato en el medio no era suficiente para producir electricidad y, por lo

tanto, el voltaje disminuyó.

Por otra parte, a corto plazo se observa que la concentración de DQO disminuyó a

lo largo de cada uno de los ciclos desde aproximadamente 343 mg L-1 hasta valores de 25

mg L-1 (excepto en el primer ciclo). Cabe resaltar que la tendencia seguida en el descenso

de la concentración de DQO varió. Ya que en los primeros ciclos la velocidad de

eliminación de DQO fue elevada al inicio del ciclo y al final del ciclo (cuando la DQO

fue baja) disminuyó. Sin embargo, en los tres últimos ciclos esta tendencia cambió, de

forma que al inicio la velocidad de eliminación de DQO fue baja y luego aumentó. Esto



177

podría ser debido a que los microorganismos no electrogénicos presentes en el inóculo,

que competían con los microorganismos electrogénicos por el sustrato [21] [22] [25]-

[30], se adaptaron a las nuevas condiciones presentes en el sistema más lentamente que

los microorganismos electrogénicos. Por este motivo, inicialmente los microorganismos

electrogénicos consumieron materia orgánica y produjeron electricidad. Sin embargo, a

medida que avanzó el ciclo, los microorganismos no electrogénicos se adaptaron a las

nuevas condiciones y consumieron materia orgánica más rápidamente que los

microorganismos electrogénicos, por lo que la producción de electricidad disminuyó

debido a que a los microorganismos electrogénicos disponían de menor concentración de

materia orgánica o porque los microorganismos no electrogénicos o sus productos

inhibieron a los electrogénicos. La razón por la que en el primer ciclo la concentración de

DQO al final del ciclo fue mayor que en el resto de ciclos pudo ser debido a que los

microorganismos no electrogénicos no estaban adaptados y los electrogénicos no fueron

capaces de degradar la materia orgánica a bajas concentraciones de DQO.

A largo plazo, se puede observar que el voltaje máximo obtenido en este estudio

fue de 9 mV y se alcanzó en el segundo ciclo. A partir de este ciclo, el voltaje máximo

alcanzado en los ciclos posteriores disminuyó a 5,5, 4 y 2,5 mV, sucesivamente. Esto

podría ser debido a que a medida que transcurrió el proceso de aclimatación, los

microorganismos no electrogénicos se adaptaron a las nuevas condiciones, afectando

negativamente a la producción de electricidad por parte de los microorganismos

electrogénicos. En cuanto a la eliminación de DQO en cada uno de los ciclos, el

porcentaje de eliminación de DQO fue aproximadamente 90 %. Lo que demuestra que la

capacidad de depuración del sistema fue muy elevada y superior a la obtenida en otras

MFC [14] [25] [31]. Sin embargo, a partir del segundo ciclo, la velocidad media de

eliminación de DQO en cada ciclo disminuyó desde 5,61 hasta 2,20 mg L-1 h-1, mientras

que el tiempo de duración del ciclo aumentó. El descenso en la velocidad media de

eliminación de DQO demuestra que el descenso en la producción de electricidad a lo

largo de la aclimatación no se produjo por la carencia de sustrato disponible para los

microorganismos electrogénicos, sino porque el desarrollo de los microorganismos no

electrogénicos afectó negativamente a los microorganismos electrogénicos, posiblemente

debido a que los microorganismos no electrogénicos en condiciones anaerobias pudieron

producir ácidos provocando un descenso del pH del medio que pudo provocar la

inhibición de los microorganismos electrogénicos.

Capítulo 6

178

ii. Evolución de los microorganismos en suspensión durante el período de

aclimatación en modo discontinuo

A lo largo de la aclimatación en modo discontinuo también se realizó un

seguimiento de los microorganismos en suspensión. En la Figura 6.5 se muestra la

evolución de la concentración de microorganismos en suspensión en la corriente de salida

del compartimento anódico.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 260

50

100

150

200

250

300

350

Mic

roo

rgan

ism

os

(mg

SS

V L-1)

Tiempo (d)

Figura 6.5. Concentración de microorganismos en suspensión en la corriente de salida del compartimento

anódico de la microMFC a lo largo de la aclimatación en modo discontinuo.

Al inicio del primer ciclo, la concentración de microorganismos en suspensión fue

325 mg SSV L-1. La concentración de microorganismos en suspensión disminuyó a

medida que avanzó el ciclo hasta alcanzar un valor mínimo estimado de 125 mg SSV L-1.

Esto podría ser debido a dos causas: la fijación de los microorganismos sobre el electrodo

anódico formando el biofilm y el metabolismo endógeno de los microorganismos, en el

que los microorganismos muertos son empleados como alimento por los vivos cuando la

concentración de materia orgánica del medio es baja [32]. Al comienzo del segundo ciclo,

la concentración de microorganismos en suspensión fue 100 mgSSV L-1. El descenso en

la concentración de microorganismos observado desde el final del primer ciclo hasta el

inicio del segundo ciclo se debió a la dilución de dicha concentración al reemplazar 100

mL de la disolución de la botella que contenía el agua residual y los microorganismos por

100 mL de agua residual nueva. Después de un día del comienzo del segundo ciclo, la

concentración de microorganismos aumentó hasta aproximadamente 225 mgSSV L-1, lo



179

que indica que se produjo un rápido crecimiento de los microorganismos en suspensión

que coincidió con el pico de máxima producción de voltaje. Este aumento de la

concentración de microorganismos en suspensión también se pudo deber en parte al

lavado de microorganismos muertos del biofilm. Posteriormente, la concentración de

microorganismos en suspensión disminuyó hasta alcanzar el valor mínimo al final del

ciclo, esto podría indicar que los microorganismos electrogénicos se adhirieron al

electrodo anódico a lo largo del ciclo formando el biofilm. Este comportamiento se repitió

a lo largo de todos los ciclos. En el último ciclo, el descenso de la concentración de

microorganismos en suspensión fue más lento, lo que podría deberse a que el biofilm de

microorganismos ya estaba completamente formado o al mayor desarrollo de

microorganismos en suspensión.

iii. Evolución del pH del efluente durante el período de aclimatación en modo

discontinuo

Otro parámetro importante para el funcionamiento de una celda de combustible

microbiológica es el pH. En la Figura 6.6 se muestra la evolución del pH a lo largo de la

aclimatación en modo discontinuo.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 263

4

5

6

7

8

9

10

pH

Tiempo (d)

Figura 6.6. Evolución del pH a lo largo de los ciclos de la aclimatación en modo discontinuo.

El pH influye en el metabolismo de los microorganismos y en los mecanismos de

generación de electrones y protones. Los microorganismos únicamente pueden llevar a

cabo sus funciona vitales en un intervalo de pH determinado. En el caso de los

microorganismos electrogénicos, este intervalo está entre 6,5 y 8,5 [33]. Por esta razón, la


Capítulo 6

180

mayoría de las MFCs operan a pH neutro. Además, una baja concentración de protones en

el ánodo incrementa la resistencia interna de la celda [34].

En la Figura 6.6 se puede observar que, a lo largo de todo el estudio, el pH varió

entre 6,5 y 7,5, este pH se encuentra dentro del intervalo óptimo para los

microorganismos electrogénicos. Este parámetro presentó una evolución similar a lo largo

de cada uno de los ciclos. Al inicio del ciclo el pH se encontraba cerca de la neutralidad,

entre 7 y 7,4 (pH del agua de alimentación). A lo largo del ciclo, el pH descendió entre 2

y 5 décimas (excepto en el ciclo 2, que presentó un comportamiento anómalo ya que el

agua de alimentación tenía un pH de 6,8). Esta evolución se debió a que a lo largo de cada

ciclo los microorganismos no electrogénicos consumieron el sustrato en condiciones

anaerobias produciendo ácidos, lo que provocó una bajada del pH. En el estudio de

Kannaiah Goud y Venkata Mohan (2013) [35] se observó una caída de pH, acompañada

de un aumento de la concentración de ácidos en el compartimento anódico, durante los

ciclos de una MFC que operaba en modo discontinuo.

6.4.2. Aclimatación en modo continuo

El modo de operación discontinuo es el más recomendable para la formación del

biofilm [14]. Sin embargo, este modo de operación presenta algunas desventajas frente al

modo continuo como la irregularidad en la producción de electricidad debido al

agotamiento de materia orgánica y nutrientes del medio con el tiempo. Por ello, una vez

finalizada la aclimatación en modo de operación discontinuo y transcurrido el tiempo

necesario para la formación del biofilm de microorganismos, se cambió el modo de

operación de discontinuo a continuo. Cualquier cambio en la operación de un proceso

biológico conlleva un período de adaptación o aclimatación de los microorganismos a las

nuevas condiciones de operación. Por tanto, en este apartado se estudiará la aclimatación

de los microorganismos del compartimento anódico en modo de operación continuo. Para

ello, se preparó un agua residual sintética, idéntica a la empleada en modo de operación

discontinuo, que contenía 343 mg DQO L-1 de materia orgánica y sales minerales (Tabla

4.3). Este agua se esterilizó antes de alimentarla al compartimento anódico de la celda. En

este caso, el agua residual se alimentó al compartimento anódico con un caudal de 0,5 mL

min-1 y el efluente de dicho compartimento fue evacuado directamente sin recircularlo a

la botella que contenía el alimento.


181

i. Producción de electricidad durante el período de aclimatación en modo continuo

En la Figura 6.7 se observa la evolución del voltaje producido en la microMFC a

lo largo del período de aclimatación de los microorganismos en modo continuo.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 150

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (d)

Figura 6.7. Evolución del voltaje generado en la microMFC durante el período de aclimatación de los

microorganismos del compartimento anódico en modo continuo.

Las primeras horas, el voltaje se mantuvo en valores muy bajos, 0,35 mV. Sin

embargo, a partir de las 7 horas de operación el voltaje aumentó hasta alcanzar el estado

estacionario, en torno a 7 mV, el día 8. De esta forma, en la Figura 6.7 se observan 3 de

las 4 etapas del ciclo de crecimiento típico de los microorganismos en cultivos

discontinuos [32]:

• Fase de latencia (I): es el período en el que los microorganismos se adaptan a las

nuevas condiciones. En este período no se observa crecimiento microbiano, los

microorganismos degradan la mínima cantidad de sustrato para mantenerse vivos.

De esta forma, durante las primeras 7 horas, el voltaje producido fue muy bajo.

• Fase exponencial (II): el crecimiento de los microorganismos es exponencial,

siendo la velocidad de crecimiento máxima. Durante este período, 7,7 días, el

voltaje producido por los microorganismos electrogénicos aumentó.

• Fase estacionaria (III): se alcanza un estado estacionario, en el que la

concentración de microorganismos se mantiene constante, después de alcanzar la

máxima velocidad de crecimiento durante la fase exponencial. Así, a partir de este

momento y siempre y cuando las condiciones de operación se mantengan

I II III

Capítulo 6

182

constantes, la producción de electricidad se mantiene constante. Esta etapa se

alcanzó el día 8.

Si se comparan la producción de electricidad durante la aclimatación en modo

discontinuo (Figura 6.4) con la producción de electricidad durante la aclimatación en

modo continuo (Figura 6.7) se observan las siguientes diferencias:

• En modo discontinuo la producción de electricidad fue inmediata, es decir, a las 5

horas de la puesta en marcha el voltaje fue 5,5 mV, mientras que en modo

continuo fue necesario 5 días para alcanzar dicho voltaje. Esto podría deberse a

dos factores fundamentalmente: el tiempo de retención y los microorganismos en

suspensión. En modo discontinuo el tiempo de retención fue de días mientras que

en modo continuo, el tiempo de retención fue de 2 minutos. Además, en modo

discontinuo se favoreció el crecimiento de microorganismos en suspensión (ya

que el efluente del compartimento anódico era devuelto a la botella y el volumen

anódico era de 0,401 L frente a 0,001 L en modo continuo), por lo que la

concentración de microorganismos en suspensión fue elevada. En modo continuo,

sin embargo, los microorganismos que salían del compartimento anódico eran

evacuados del sistema, por lo que únicamente los microorganismos adheridos al

biofilm o en suspensión en el volumen del compartimento anódico (0,001 L)

podían producir electricidad. Por ello, la producción de electricidad en la

microMFC durante el período de adaptación a las nuevas condiciones fue más

lenta en modo continuo que en modo discontinuo.

• El voltaje máximo alcanzado en modo discontinuo fue de 9 mV, este valor solo se

alcanzó en el ciclo 2, frente a 7 mV en modo continuo durante el estado

estacionario. A pesar de esto, el voltaje máximo alcanzado en el resto de ciclos en

modo discontinuo fue inferior al voltaje obtenido en modo continuo una vez

alcanzado el estado estacionario. Esto se debió a varios factores. Por una parte, el

crecimiento de microorganismos electrogénicos resultó muy favorecido en modo

discontinuo ya que el tiempo de retención era muy elevado, por tanto, la

producción de electricidad puntual fue mayor que en modo continuo. Sin

embargo, en modo discontinuo también se favoreció que con el tiempo creciesen

otros microorganismos no electrogénicos que compitieron con los electrogénicos

por el sustrato y produjeron ácidos que inhibieron a los microorganismos

electrogénicos. Esto provocó que la producción de electricidad en modo


183

discontinuo fuese elevada en los primeros ciclos (cuando los microorganismos no

electrogénicos aún no se había desarrollado), pero que en los últimos ciclos

disminuyera. Sin embargo, en modo continuo el crecimiento de microorganismos

no electrogénicos fue más complicado por el bajo tiempo de retención empleado y

porque los microorganismos en suspensión eran evacuados del sistema.

• La producción de voltaje fue irregular en modo discontinuo, manteniéndose el

valor máximo de voltaje únicamente durante unas horas, mientras que en modo

continuo una vez alcanzado el estado estacionario (8 días), el voltaje producido en

la MFC se mantuvo constante, siempre y cuando no cambiasen las condiciones de

operación del sistema. Esto se puede explicar teniendo en cuenta que el voltaje

producido dependía de la concentración de materia orgánica disponible en el

medio para ser oxidada por los microorganismos electrogénicos. En modo

discontinuo, al inicio del ciclo, cuando la concentración de la materia orgánica fue

elevada se obtuvo la máxima producción de voltaje, y al disminuir la

concentración de materia orgánica disminuyó la producción de electricidad. Sin

embargo, en modo continuo la concentración de materia orgánica suministrada al

sistema a lo largo del tiempo fue constante y, por tanto, la producción de

electricidad también lo fue.

Para estudiar el crecimiento de microorganismos se emplean modelos

matemáticos. Uno de los más fiables es el modelo matemático modificado de Gompertz

(Ecuación 6.4) [36]. Esta ecuación únicamente tiene en cuenta el crecimiento de los

microorganismos, sin considerar el consumo del sustrato, por lo que solamente se podrá

utilizar cuando el sustrato no sea un factor limitante para el crecimiento de los

microorganismos [36].

= · − · · − ! + 1#$ [ec. 6.4]

donde, N es la número de microorganismos, A el número de microorganismos máximo

alcanzable, µm (d-1) es la velocidad máxima de crecimiento específico, λ (d) es el período

de latencia, t (d) es el tiempo.

Considerando que el factor limitante en la producción de electricidad en una MFC

durante el proceso de aclimatación de los microorganismos es el crecimiento de los

mismos, se puede utilizar el modelo matemático modificado de Gompertz para describir

Capítulo 6

184

la evolución del voltaje durante la aclimatación de los microorganismos en una MFC

(Ecuación 6.5).

% = %&á( · )− ·*á+ · − ! + 1#, [ec. 6.5]

donde, E (mV) es el voltaje y Emáx (mV) es el voltaje máximo alcanzable.

Los valores obtenidos del voltaje en la microMFC con respecto al tiempo de

aclimatación de los microorganismos en modo de operación continuo (Figura 6.7) se

ajustaron a la Ecuación 6.5. En la Figura 6.8 se muestra dicho ajuste. La expresión

resultante del ajuste del modelo modificado de Gompertz es la siguiente (Ecuación 6.6):

% = 7,151 · − 0,112·3,040 · − ! + 1#$ [ec. 6.6]

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Aclimatación en continuo Ajuste Modelo de Gompertz

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (d)

Figura 6.8. Ajuste de los datos experimentales de voltaje durante la aclimatación en modo continuo al

modelo modificado de Gompertz.

El modelo matemático modificado de Gompertz predijo de una forma adecuada la

producción de voltaje a lo largo del período de aclimatación en modo continuo, siendo el

coeficiente de correlación del ajuste 0,960. De acuerdo con dicho modelo, el voltaje

máximo que se podía obtener en este sistema era 7,151 mV, aunque experimentalmente

este valor fue ligeramente superior. La velocidad máxima de crecimiento específico de

los microorganismos electrogénicos fue 1,449 d-1. Por último, cabe destacar que según

este modelo no existió tiempo de latencia, es decir, no fue necesario un período para que


185

los microorganismos comenzasen a producir electricidad, esto se debió a que en la etapa

anterior (modo discontinuo) se formó un biofilm de microorganismos productor de

electricidad, por lo que al comienzo de esta etapa, la producción de electricidad fue

instantánea, aunque muy baja.

Hasta el momento, no existen estudios en bibliografía en los que se haya utilizado

el modelo modificado de Gompertz para estudiar el crecimiento de microorganismos

electrogénicos en una MFC, por lo que este ajuste no se pudo comparar con otros

resultados anteriores. Sin embargo, en otras publicaciones se ha calculado la velocidad

máxima de crecimiento específico de los microorganismos en sistemas

bioelectroquímicos. En el estudio de Pinto y col. (2010) se obtuvo una velocidad máxima

de crecimiento específico de 3,2 d-1 empleando un cultivo puro de Shewanella y ácido

acético como sustrato [37]. Lee y col. (2009) obtuvieron un valor de velocidad máxima de

crecimiento específico de 1.97 d-1 utilizando como sustrato ácido acético [38]. La razón

por la que la velocidad máxima de crecimiento específico fue inferior en el presente

estudio que en los estudios bibliográficos pudo ser debido a que en este estudio se utilizó

un cultivo mixto y un sustrato más complejo (glucosa y fructosa) que el ácido acético.

Como se ha dicho anteriormente, el inóculo de microorganismos, utilizado para la

puesta en marcha de esta microMFC, procedía del biofilm del electrodo anódico de la

microMFC primaria. Como inóculo inicial, en la microMFC primaria, se empleó un fango

activo procedente del reactor biológico de la EDAR de Ciudad Real, que se aclimató en

modo continuo. Con el fin de comparar la aclimatación de ambos inóculos (fango activo y

biofilm de una MFC) en modo continuo, en la Figura 6.9 se representa el voltaje

producido durante dicho período empleando como inóculo el fango activo y el biofilm de

una MFC, así como, el ajuste de dichos datos al modelo matemático modificado de

Gompertz.

En la Tabla 6.1 se muestran los parámetros resultantes de ambos ajustes.

Capítulo 6

186

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Inóculo de fango activo Ajuste inóculo fango activo Inóculo de biofilm Ajuste inóculo biofilm

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (d)

Figura 6.9. Comparación de la evolución del voltaje producido en la microMFC durante la aclimatación en

modo continuo cuando se utilizó como inóculo un fango activo y cuando se utilizó como inóculo los

microorganismos del biofilm de la microMFC.

Tabla 6.1. Parámetros resultantes del ajuste de la Ecuación de Gompertz a los valores de voltaje obtenidos

durante la aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico de una MFC en función del

inóculo empleado.

Inóculo A (mV) µ (d-1) λ (d) r2

Fango activo 2,197 0,893 0,1 0,991

Biofilm del ánodo de una MFC 7,151 1,449 0,0 0,960

En primer lugar, la producción de electricidad fue instantánea cuando se empleó

como inóculo el biofilm de la microMFC primaria frente a un fango activo para el que se

necesitó un período de latencia de 0,1 d. Esto se debió a que en el fango activo la mayoría

de los microorganismos eran no electrogénicos, por lo que se necesitó un tiempo para que

los microorganismos electrogénicos se desarrollasen, creciesen y comenzasen a producir

electricidad. Sin embargo, en el biofilm de la microMFC primaria la mayoría de los

microorganismos son electrogénicos, por lo que la producción de electricidad fue

instantánea cuando se empleó este inóculo. Además, cuando se empleó el biofilm de la

microMFC primaria como inóculo, previamente a la aclimatación en modo continuo se

llevó a cabo la aclimatación del inóculo en modo discontinuo durante la cual se formó el

biofilm de microorganismos.


187

Por otra parte, aunque el estado estacionario se alcanzó más rápidamente cuando

se empleó un fango activo que cuando se empleó el biofilm de la microMFC primaria, en

2 días frente a 8 días, el voltaje máximo alcanzable fue mucho mayor cuando se empleó

el biofilm como inóculo, 7,151 frente a 2,197 mV. Esto se debió a que durante la

aclimatación se llevó a cabo una selección natural de los microorganismos. Cuando se

empleó un fango activo, una vez alcanzado el estado estacionario, como resultado de la

selección natural prevalecieron los microorganismos electrogénicos (ya que las

condiciones eran propicias para el desarrollo de estos microorganismos), pero también

sobrevivieron algunos microorganismos no electrogénicos. Los microorganismos no

electrogénicos compitieron con los electrogénicos por el sustrato, consumiéndolo sin

producir electricidad. Cuando se empleó el biofilm de microorganismos de una

microMFC primaria, inicialmente la mayoría de los microorganismos eran electrogénicos,

además durante la aclimatación se volvió a realizar una selección natural de los

microorganismos, lo que favoreció de nuevo el desarrollo de microorganismos

electrogénicos (mayoritarios) frente a los no electrogénicos contenidos en el biofilm. Así,

los microorganismos presentes en la microMFC se sometieron a una doble selección, por

lo que la concentración de microorganismos electrogénicos fue más elevada que en la

microMFC primaria, existían menos competidores que consumiesen el sustrato sin

producir electricidad y, por tanto, la producción de electricidad fue mayor.

Por último, la velocidad máxima de crecimiento específico también fue mayor

cuando se empleó el biofilm de la microMFC primaria, 1,449 frente a 0,893 d-1. Este

hecho se debió a lo comentado anteriormente, en el biofilm la mayoría de

microorganismos eran electrogénicos, mientras que en el fango activo la mayoría de

microorganismos eran no electrogénicos. Por ello, la velocidad máxima de crecimiento

específico de los microorganismos electrogénicos cuando se empleó como inóculo el

biofilm fue casi el doble que cuando se empleó el fango activo. A pesar de ello, la

velocidad máxima se alcanzó antes cuando se empleó un fango activo (1 día) que cuando

se empleó el biofilm de la microMFC primaria (1,8 días).

Por tanto, se observó un claro beneficio, en cuanto a la producción de electricidad

se refiere, cuando se empleó como inóculo el biofilm de la microMFC primaria en estado

estacionario. Ya que aunque el período de aclimatación fue mayor, la velocidad máxima

de crecimiento específico de los microorganismos electrogénicos y la producción de

electricidad en estado estacionario, también fueron mayores.

Capítulo 6

188

Con el fin de caracterizar electroquímicamente el período de aclimatación de la

microMFC en modo continuo, se realizaron curvas de polarización y de potencia a lo

largo de este período que se muestran en la Figura 6.10.

A)

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 2000

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

220

Día 1Día 4

Día 6

Vol

taje

(m

V)

Densidad de corriente (mA m-2)

Día 9

B)

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 2000

2

4

6

8

10

12

14

Día 1

Día 4

Día 6

Día 9

De

nsid

ad

de p

ote

ncia

(m

W m-2)

Densidad de corriente (mA m-2) Figura 6.10. A) Curvas de polarización y B) curvas de potencia realizadas durante el período de

aclimatación de la microMFC.

A partir de las curvas de polarización se puede obtener información sobre las

pérdidas de voltaje del sistema. Como se comentó anteriormente, en las curvas de

polarización ideales se distinguen tres regiones. En la Región I, a baja intensidad, se


189

produce una caída brusca del voltaje debido a las perdidas por activación (debido a la

limitación de las reacciones electroquímicas). A continuación, se presenta la Región II

donde la caída del voltaje con la intensidad es menor, siendo esta zona representativa de

las pérdidas óhmicas debidas a los diferentes elementos de la celda. La pendiente de esta

región se corresponde con la resistencia interna del sistema. Por último, cuando la

densidad de corriente es elevada se produce una caída brusca del voltaje debido a las

limitaciones en la transferencia de materia (Región III). La polarización por

concentración ocurre cuando un reactivo es consumido rápidamente en la superficie del

electrodo en la reacción electroquímica, por lo que se establece un gradiente de

concentración, siendo éste el factor limitante [39].

En las curvas de polarización obtenidas durante la aclimatación en modo continuo

(Figura 6.10A) no se observa la Región I, lo que indica que las pérdidas por activación

fueron despreciables en este sistema. Sin embargo, las regiones 2 y 3 se identificaron

claramente. Las pérdidas por transferencia de materia predominaron frente a las pérdidas

óhmicas, especialmente en los primeros días de la aclimatación, lo que indica que la

limitación por transferencia de materia disminuyó a medida que transcurrió la

aclimatación. Esto confirma que durante la etapa de aclimatación, los microorganismos

incrementaron la producción de mediadores de electrones que se usan en la transferencia

de electrones del microorganismo al electrodo [23]. En la Figura 6.10B se muestran las

curvas de potencia. Se observa que a medida que transcurrió la aclimatación, la densidad

de potencia máxima y la densidad de corriente aumentaron, ya que los microorganismos

electrogénicos se desarrollaron a medida que avanzó la aclimatación, produciendo cada

vez más electricidad.

A partir de las curvas de polarización y potencia se obtuvieron parámetros

importantes para la caracterización electroquímica de la celda: voltaje a circuito abierto

(open circuit voltage, OCV), densidad de corriente máxima (jmáx), densidad de potencia

máxima (Pmáx) y densidad de corriente a potencia máxima (jPmáx) (condiciones óptimas de

funcionamiento). Además, considerando el Teorema de Jacobi, que postula que la

potencia generada en una celda será máxima cuando la resistencia externa sea igual a la

interna, se calculó la resistencia interna del sistema a partir de la Ecuación 4.6. En la

Tabla 6.2 se muestran los valores obtenidos para estos parámetros a partir de las curvas de

polarización y potencia de la Figura 6.10.

Capítulo 6

190

Tabla 6.2. Parámetros obtenidos a partir de las curvas de polarización y de potencia (Figura 6.10).

Día OCV (mV) jmáx (mA m-2) Pmáx (mW m-2) jPmáx (mA m-2) Rint (Ω)

1 108,60 95,36 3,12 46,51 2.304,44

4 104,50 119,14 3,50 55,74 1.804,54

6 116,17 158,50 5,53 77,01 1.493,25

9 204,50 185,62 12,52 93,41 2.295,31

El voltaje a circuito abierto, la densidad de corriente máxima, la densidad de

potencia máxima y la densidad de corriente a potencia máxima aumentaron a medida que

transcurrió la aclimatación, los máximos valores, 204,5 mV, 185,62 mA m-2, 12,52 mW

m-2 y 93,41 mA m-2, respectivamente, se obtuvieron el día 9 (una vez alcanzado el estado

estacionario en cuanto a producción de electricidad). Cabe destacar que mientras que la

mayor subida de voltaje se produjo durante los primeros 5 días registrándose un aumento

del voltaje del 76 % con respecto al valor del estado estacionario, en la Tabla 6.2 se

observa que el mayor aumento de OCV y Pmáx se produjo del día 6 al día 9 (con un

aumento del 92 % y 74 %, respectivamente, con respecto a los valores del estado

estacionario), siendo la variación de voltaje únicamente del 15 % durante este período.

Esto se debió a que los procesos electroquímicos y biológicos presentan diferentes

dinámicas, las curvas de polarización y potencia representaban las mejores condiciones de

funcionamiento de la microMFC desde el punto de vista electroquímico, mientras que el

proceso biológico era el controlante ya que presentaba una dinámica más lenta [23].

La resistencia interna de la microMFC disminuyó a lo largo del período de

aclimatación, tal y como era de esperar, ya que a medida que transcurrió la aclimatación

se fue formando el biofilm de microorganismos electrogénicos, reduciéndose las pérdidas

óhmicas. Esta tendencia cambió el día 9, ya que la resistencia interna aumentó a pesar de

que la potencia también aumentó. Esto se puede explicar teniendo en cuenta que a lo

largo de la aclimatación, los microorganismos electrogénicos se fueron adaptando y

desarrollando, lo que conllevó un descenso en la resistencia interna y un aumento de la

potencia. Sin embargo, con el tiempo el crecimiento del biofilm tanto por la adhesión de

nuevos microorganismos como por el crecimiento de los ya adheridos provocó un

aumento de la resistencia a la difusión [40]. Además, el aumento de la biomasa del

biofilm pudo traer consigo un aumento de los componentes celulares no conductores [41]

que se utilizan como revestimiento protector. Todos estos factores provocaron que aunque


191

los microorganismos electrogénicos produjesen una mayor electricidad, la resistencia

interna del sistema también aumentase.

ii. Depuración del agua residual durante el período de aclimatación en modo

continuo

Con el fin de estudiar la depuración del agua residual en la microMFC, así como

otros parámetros importantes para el correcto funcionamiento del sistema, durante el

período de aclimatación en modo continuo también se midió la DQO y el pH.

En la Figura 6.11 se muestra la concentración de DQO del efluente del

compartimento anódico de la microMFC, así como, el porcentaje de eliminación de DQO

en la microMFC (calculado teniendo en cuenta que la DQO del agua residual alimentada

era 343 mg L-1) a lo largo del período de aclimatación en modo continuo.

La concentración de DQO del efluente disminuyó a lo largo del tiempo y, por

tanto, el porcentaje de eliminación de la DQO del agua residual aumentó, ya que a

medida que transcurrió la aclimatación, los microorganismos se fueron adaptando a las

nuevas condiciones y consumiendo la materia orgánica del agua residual a mayor

velocidad, por lo que la DQO eliminada resultó ser superior.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 150

50

100

150

200

250

300

350 DQO efluente % DQO eliminada

Tiempo (d)

DQ

O (

mg

L-1)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

DQ

O e

limina

da

(%)

Figura 6.11. Concentración de DQO del efluente del compartimento anódico y porcentaje de eliminación de

DQO del agua residual durante la aclimatación en modo continuo.

En la Figura 6.11 se observa que al comienzo de la aclimatación el porcentaje de

eliminación de DQO fue 37,83 %, este valor se mantuvo durante el primer día y, a partir

Capítulo 6

192

de ese momento comenzó a aumentar con una tendencia prácticamente lineal,

alcanzándose el estado estacionario el día 9. En el estado estacionario, el porcentaje de

eliminación de DQO fue 81,35 %. Este porcentaje fue inferior que el alcanzado en modo

discontinuo, esto se puede explicar considerando que en modo discontinuo el tiempo de

retención fue mucho mayor (entre 3 y 7 días) que en modo continuo (2 minutos) [14].

Además, en otros sistemas en los que el tiempo de retención fue mayor el porcentaje de

eliminación de DQO fue similar [42] o mayor [14] [31] que el obtenido en este estudio.

De la misma forma, la velocidad de eliminación de DQO aumentó desde 3.893,55 hasta

8.371,07 mg L-1 h-1 durante la aclimatación en modo continuo, siendo esta velocidad

superior a la velocidad de eliminación de DQO en modo discontinuo (5,61-2,20 mg L-1 h-

1). Por tanto, aunque el porcentaje de eliminación de DQO fue superior en modo

discontinuo, la velocidad de eliminación fue mucho más pequeña que en modo continuo,

por lo que se elimina mayor cantidad de materia orgánica con respecto al tiempo en modo

continuo. Esto se podría deber a que en modo continuo los microorganismos

desarrollaron la capacidad de degradar la materia orgánica a mayor velocidad, ya que la

concentración de DQO a lo largo del tiempo era mayor que en modo discontinuo, en el

que al inicio del ciclo la concentración de DQO fue igual que en modo continuo, pero a lo

largo del ciclo la concentración de DQO fue disminuyendo.

Si se compara la evolución del voltaje producido por la microMFC con la

evolución del porcentaje de eliminación de DQO en modo continuo, se observan algunas

similitudes y diferencias. Por una parte, el aumento de la producción de electricidad se

correspondió con el aumento del porcentaje de eliminación de DQO. Esto indica que a

medida que transcurrió la aclimatación los microorganismos electrogénicos consumieron

mayor cantidad de materia orgánica del agua residual, utilizando los electrones que

obtuvieron de dicho consumo para la producción de electricidad, por lo que el voltaje y la

potencia aumentaron a medida que transcurrió la aclimatación. A pesar de esto, la

tendencia de ambos procesos fue diferente. Mientras que el aumento del voltaje siguió

una tendencia asintótica, la tendencia del porcentaje de eliminación de DQO fue lineal.

Lo que indica que al aumento de la DQO consumida también contribuyeron otros

microorganismos no electrogénicos, que consumen materia orgánica pero no producen

electricidad. También se observa otra diferencia, y es que la producción de electricidad

alcanzó más rápidamente el estado estacionario que la depuración del agua residual. Esto

podría ser debido a que los microorganismos no electrogénicos necesitasen más tiempo


193

para adaptarse a las nuevas condiciones que los electrogénicos, al igual que se observó

durante el período de aclimatación en modo discontinuo. A pesar de esto, la influencia de

los microorganismos no electrogénicos en modo continuo fue inferior que en modo

discontinuo. Esto se debió a que las condiciones de operación fueron más propicias para

el desarrollo de microorganismos electrogénicos.

Otro parámetro de interés en la operación de un proceso biológico en general, y de

las celdas de combustible microbiológicas en particular, es el pH. Como se ha dicho

anteriormente, para el óptimo funcionamiento de las celdas de combustible

microbiológicas el pH debe estar entre 6,5 y 8,5. En la Figura 6.12 se muestra la

evolución del pH del efluente de la microMFC durante la aclimatación en modo continuo.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 156,0

6,2

6,4

6,6

6,8

7,0

7,2

7,4

7,6

7,8

8,0

pH

Tiempo (d)

Figura 6.12. Evolución del pH del efluente del compartimento anódico de la microMFC a lo largo de la

aclimatación de la misma en modo continuo.

Se observa como al comienzo de la aclimatación en modo continuo el pH tenía un

valor de 6, por debajo del intervalo óptimo de operación de la MFC. A medida que

avanzó la aclimatación el pH fue aumentando hasta que se estabilizó en un valor de 6,9

(pH óptimo para el funcionamiento de la microMFC). Esta evolución se puede explicar

por la presencia de ácidos en el compartimento anódico producidos durante la operación

en modo discontinuo. Durante la operación de la microMFC en modo discontinuo se

desarrollaron microorganismos no electrogénicos, que en condiciones anaerobias

consumieron la materia orgánica del agua residual produciendo ácidos grasos volátiles,

dióxido de carbono, metano e hidrógeno. Dichos ácidos provocaron un descenso del pH

Capítulo 6

194

hasta 6,5 al final de la aclimatación en discontinuo. Por ello, al comienzo de la

aclimatación en continuo el compartimento anódico y el biofilm contenían ácidos, que

fueron arrastrados por la corriente alimento y evacuados en el efluente provocando una

bajada inicial de pH en dicho efluente. Posteriormente, a medida que transcurrió la

aclimatación, la concentración de ácidos del compartimento anódico disminuyó al ser

evacuados en el efluente. Además, el aumento de la producción de electricidad conllevó

un aumento del consumo de protones en la reacción de reducción. De esta forma, el pH se

estabilizó en torno a 7.

Si comparamos la evolución del pH en ambos modos de operación, discontinuo

(Figura 6.6) y continuo (Figura 6.12), se observa que mientras que en modo discontinuo

el pH disminuyó debido a la acumulación de los ácidos producidos por microorganismos

no electrogénicos, en modo continuo el pH se mantuvo cercano a la neutralidad (dentro

del intervalo óptimo). Esto se debió a que, en modo continuo, los productos en fase

líquida se evacuaron con el efluente continuamente, además, en modo continuo se

favoreció el desarrollo de microorganismos electrogénicos frente a los no electrogénicos.

Por tanto, en modo continuo el pH se mantuvo en un valor óptimo sin necesidad de llevar

a cabo ningún mantenimiento extra, lo cual reduce los costes de operación.

6.5. CONCLUSIONES

A partir de este estudio, se obtuvieron las siguientes conclusiones:

• La inoculación de un cultivo mixto de microorganismos electrogénicos en una

celda de combustible microbiológica supuso una ventaja frente a la inoculación de

un cultivo de fangos activos, ya que la producción de electricidad en la microMFC

fue más rápida y más elevada.

• La aclimatación en modo discontinuo facilitó la formación del biofilm de

microorganismos sobre el electrodo anódico. Durante dicha aclimatación se

obtuvo la mayor producción de electricidad y la máxima depuración del agua

residual. Sin embargo, la producción de electricidad fue puntual (duró unas horas),

es decir, al inicio del ciclo, cuando la concentración de DQO fue elevada, la

producción de electricidad fue elevada. Posteriormente, a medida que la DQO se

consumió la producción de electricidad bajó. El tiempo de retención hidráulico fue

muy elevado, lo que implica que sería necesario un volumen de reacción muy

grande.


195

• En modo de operación discontinuo se favoreció el crecimiento de

microorganismos no electrogénicos que compiten con los electrogénicos por el

sustrato. Estos microorganismos en condiciones anaerobias produjeron ácidos que

se acumularon en el medio y provocaron una caída del pH. Esto supuso un

problema, ya que el pH ácido inhibió los microorganismos electrogénicos y

provocó el descenso del rendimiento de la microMFC.

• La aclimatación en modo continuo de un cultivo de microorganismos

electrogénicos frente a la aclimatación de un cultivo de microorganismos del

fango activo del reactor biológico de una EDAR presentó ciertas ventajas: una

mayor velocidad máxima de crecimiento específico de los microorganismos y una

mayor producción de electricidad en estado estacionario.

• Durante la aclimatación en modo continuo se produjo un aumento de la OCV,

densidad de potencia máxima y densidad de corriente máxima, lo que implicó un

aumento en el rendimiento electroquímico del sistema a medida que transcurrió la

aclimatación de los microorganismos. En los primeros días, se produjo un

descenso de la resistencia interna de la celda, sin embargo, los últimos días antes

de alcanzar el estado estacionario la resistencia interna aumentó debido al

crecimiento del biofilm. También se observó un aumento en el porcentaje de

eliminación de DQO a lo largo de la aclimatación, lo que indicó que a lo largo de

la aclimatación la mayor producción de electricidad se correspondió con un mayor

consumo de DQO.

• Aunque el modo discontinuo fue necesario para la formación del biofilm de

microorganismos sobre el electrodo anódico, una vez formado el biofilm el mejor

modo de funcionamiento fue el modo continuo. Este modo de operación presentó

ciertas ventajas frente al modo discontinuo: una vez alcanzado el estado

estacionario, en torno a los 8 días, la producción de electricidad se mantuvo

constante; el tiempo de retención fue mucho más pequeño, lo que permite un

volumen de reacción inferior (de cara a su aplicación a gran escala); se obtuvo una

mayor velocidad de depuración del agua residual; y, a pesar de que los

microorganismos no electrogénicos generaron ácidos, éstos se evacuaron con el

efluente, por lo que el pH del medio se mantuvo constante en torno a la

neutralidad.

Capítulo 6

196

6.6. BIBLIOGRAFÍA

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Estudio paramétrico: Influencia de la

temperatura, la DQO a corto y largo plazo,

la resistencia externa y estudio de

estabilidad en una microMFC

______________________________________________________________________

7.1. INTRODUCCIÓN







7.4.1. Efecto de la temperatura

7.4.2. Efecto de la DQO

7.4.3. Efecto de la resistencia externa

7.4.4. Estudio de estabilidad a largo plazo

7.5. CONCLUSIONES

7.6. BIBLIOGRAFIA

CA

PÍT

UL

O 7

7.1. INTRODUCCIÓN

Las características del agua residual, la temperatura y la DQO sufren variaciones a corto y a largo

plazo. Con el fin de desarrollar las celdas de combustible microbiológicas (MFC) para el tratamiento

de aguas residuales es necesario estudiar el efecto de estas variaciones, ya que pueden provocar

cambios en la comunidad de microorganismos, en la producción de electricidad y en la eficiencia

culómbica. El metabolismo microbiológico se lleva a cabo a diferentes intervalos de temperatura,

dependiendo de la tolerancia de los microorganismos, y a diferentes concentraciones de DQO.

Otro factor de diseño que debe ser optimizado es la resistencia externa (Rext). Por otro lado, una

baja resistencia externa favorece el desarrollo de microorganismos electrogénicos, mientras que

una resistencia externa alta provoca un menor crecimiento de los microorganismos electrogénicos.

Por otra parte, para minimizar las pérdidas de energía es necesario operar el sistema bajo

condiciones óptimas de producción de potencia con una resistencia externa igual a la resistencia

interna (Teorema de Jacobi).

Para llevar a cabo el estudio de estas variables de operación, las microMFC son las más

recomendadas debido a su rápido tiempo de respuesta. Además, las microMFC son muy útiles para

el estudio de nuevos materiales, nuevas estructuras y para realizar test de durabilidad y estabilidad.


Un aumento de la T provocó un

aumento exponencial de la densidad

de corriente. Este aumento fue

debido principalmente a una mayor

actividad microbiana, aunque

también a un descenso de la

resistencia interna debido al aumento

de la conductividad de la membrana.

ESTUDIO PARAMÉTRICO: INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA, LA DQO A CORTO Y LARGO PLAZO,

LA RESISTENCIA EXTERNA Y ESTUDIO DE ESTABILIDAD EN UNA MICROMFC

7.2. OBJETIVO Y

ALCANCE

Estudiar el efecto de la

temperatura, DQO y de la

resistencia externa en el

funcionamiento de una

microMFC que trataba

agua residual sintética

mediante un biofilm de

microorganismos mixto

formado sobre el

electrodo anódico.

Realizar un estudio de la

estabilidad de la

microMFC.

7.5. CONCLUSIONES

Applied Energy

101:213-217. 2013.


Efecto de la DQO

Al aumentar la DQO desde 300 a

1.800 mg/L, la corriente y la

velocidad de eliminación de DQO

aumentaron debido al aumento

de la transferencia de materia y

del crecimiento de los

microorganismos.

Efecto de la Rext

Efecto de la temperatura

No se observó histéresis, lo que indicó que el cambio de la

temperatura no modificó el comportamiento de la microMFC a

largo plazo y, por lo tanto, la microMFC puede trabajar a

temperatura ambiente.

Se observó ciclo de histéresis debido a que cuando la DQO

fue elevada, los microorganismos adquirieron la habilidad de

degradar la DQO más rápidamente y producir más

electricidad. La eficiencia culómbica disminuyó debido a que

se desarrollaron microorganismos no electrogénicos. Pasados

7 días el sistema dejó de estar influenciado por lo sucedido

anteriormente.

Estudio de vida

Parámetro Media Desviación estándar

Voltaje (mV) 2,66

0,29

DQO eliminada (%) 39,86 6,55

La microMFC presentó una gran estabilidad

durante 9 meses, para el tratamiento de

aguas residuales y la producción de

electricidad. Las mayores desviaciones se

produjeron debido a los cambios de la

temperatura ambiente y éstos repercutieron

especialmente en la eliminación de DQO.

Al aumentar la Rext desde 120 a 1.000 Ω aumentó la potencia

y aumentó la velocidad de eliminación de DQO, debido a que

disminuyeron las pérdidas energéticas a medida que la

resistencia externa se acercó a la interna (2.210 Ω). A partir

de 1.000 Ω, la potencia y la velocidad de eliminación de DQO

se mantuvieron prácticamente constantes. Esto fue debido a

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50

20

25

30

35

40

Tem

pera

tura

(ºC

)

Tiempo (h)

que la resistencia al flujo de electrones provocada por el aumento de la Rext causó

cambios en el consorcio de microorganismos. Se desarrollaron microorganismos no

electrogénicos que degradaron el sustrato a ácidos grasos volátiles. Esto provocó la

bajada del pH y, con ello, la inhibición de los microorganismos electrogénicos. Por lo

que al disminuir la Rext no se recuperaron las condiciones iniciales.

La microMFC utilizada en este estudio es apta para el tratamiento de aguas residuales en las

cuales se producen cambios en su temperatura y concentración de DQO, debido a la gran

reversibilidad del sistema ante dichos cambios.

Cuando la resistencia externa fue igual a la interna se obtuvo la máxima potencia, sin embargo, al

aumentar la resistencia se desarrollaron microorganismos no electrogénicos que inhibieron a los

electrogénicos.

La microMFC presentó una gran estabilidad durante 9 meses.

Densidad de corriente en función de la

temperatura del agua residual

Densidad de corrientes en función de DQO

Potencia en función de la Rext

Estabilidad del voltaje y la DQO eliminada

Estudio de

estabilidad:

9 meses

% DQO vs t

E vs t

0 3 6 9 12 15

300

600

900

1.200

1.500

1.800

DQ

O (

mg

L-1)

Tiempo (h)

T DQO corto plazo DQO largo plazo R

0 100 200 300 400 500 600 700 800

300

600

900

1.200

1.500

1.800

DQ

O (

mg

L-1)

Tiempo (h)

0 10 20 30 40 50 60 70 800

500

1.000

1.500

2.000

2.500

3.000

Res

iste

nci

a (Ω)

Tiempo (d)

1 día 2 días 3 días 4 días 5 días 6 días 7 días

300 600 900 1.200 1.500 1.800150

200

250

300

350

400

450

Efecto a corto plazo del aumento de DQO Efecto a corto plazo del descenso de DQO Efecto a largo plazo del aumento de DQO Efecto a largo plazo del descenso de DQO

DQOo

De

nsi

dad

de

co

rrie

nte

(mA

m-2)

0 10 20 30 40 503,6

3,8

4,0

4,2

4,4

4,6

4,8

5,0

5,2

20

25

30

35

40

De

nsi

dad

de

cor

rien

te (

mA

cm-2)

Tiempo (h)

Tem

pe

ratu

ra (

ºC)

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000,00

2,50x10-4

5,00x10-4

7,50x10-4

1,00x10-3

1,25x10-3

1,50x10-3

1,75x10-3

2,00x10-3

Pot

enci

a (m

W)

Resistencia (Ω)


Estudio paramétrico: Influencia de la temperatura, la DQO a corto y largo plazo, la resistencia externa

y estudio de estabilidad en una microMFC

205

7.1. INTRODUCCIÓN

Durante el último siglo la población mundial ha experimentado un crecimiento

continuo. Las predicciones actuales indican que en el año 2050 se alcanzarán

aproximadamente los 9 billones de habitantes [1]. Actualmente, cerca de dos billones de

personas del planeta carecen de instalaciones sanitarias adecuadas, y un billón no tiene

acceso a agua potable [2] [3]. Al mismo tiempo, la población genera una elevada cantidad

de aguas residuales que provocan que la calidad del agua sea cada vez más reducida.

Estas aguas residuales deben ser gestionadas adecuadamente antes de su evacuación al

medio. Sin embargo, la demanda de energía por parte del tratamiento convencional de

aguas residuales supone una parte significativa del problema de esta gestión,

especialmente en regiones subdesarrolladas. Por ello, es necesario el desarrollo de nuevas

tecnologías para el tratamiento y reutilización de las aguas residuales generadas [4].

Una opción prometedora para el tratamiento de aguas residuales es la aplicación

de las celdas de combustible microbiológicas (MFC), en las que los microorganismos

convierten la energía contenida en los enlaces químicos de los contaminantes orgánicos

en energía eléctrica [5]. Los microorganismos no son tan selectivos y sensibles como los

catalizadores químicos, por lo que el espectro y cualidades de los potenciales

combustibles que pueden ser empleados son mayores que en los procesos tradicionales.

Una MFC no sólo permite la recuperación de energía sino al mismo tiempo permite

eliminar los contaminantes del agua residual. Por lo tanto, las MFCs se pueden considerar

también como una tecnología para el tratamiento de aguas residuales.

Con el fin de desarrollar las celdas de combustible microbiológicas para el

tratamiento de aguas residuales es necesario estudiar el efecto del cambio de las

condiciones de operación (temperatura, pH, concentración de materia orgánica,

caudal,…) y el valor óptimo de las mismas [6] y de otras variables de operación, como la

resistencia externa del circuito eléctrico, en el crecimiento y desarrollo de

microorganismos electrogénicos en particular y en el funcionamiento de las MFC en

general.

El metabolismo bacteriano se puede llevar a cabo a diferentes intervalos de

temperatura, dependiendo de la tolerancia de las bacterias, que van desde temperaturas

moderadas (15-35 ºC) a temperaturas altas (40-60 ºC) y bajas (< 15 ºC) y a diferentes

cargas de DQO [7].

Capítulo 7

206

Por una parte, el efecto de la DQO en la aplicación práctica de las MFCs es muy

importante porque el perfil de DQO de las aguas residuales sufre cambios a corto plazo

debido a los cambios diarios y a largo plazo debido a los cambios estacionales [8]. Por

otra parte, con el fin de disminuir costes en el tratamiento de aguas residuales es

importante poder trabajar a temperatura ambiente, por lo que la temperatura de operación

de la celda de combustible microbiológica sufrirá modificaciones diarias y estacionales

[9]. Estos cambios provocarán cambios en la densidad de potencia y la eficiencia

culómbica que es preciso evaluar previamente. A pesar de la importancia de la

temperatura y la DQO en el metabolismo microbiano, no hay suficiente información

disponible en la literatura sobre el efecto de dichas variables en una MFC. De esta forma,

la mayoría de estudios sobre el funcionamiento de una MFC se han realizado a una

temperatura entre 20 y 35 ºC [10].

Otro factor de diseño que debe ser optimizado es la resistencia externa, un

componente integral de las MFCs. La resistencia externa, se utiliza para disipar la energía

eléctrica cuando la celdas de combustible funcionan independientemente de un

dispositivo eléctrico, y como parte integrante de una red eléctrica que controla las

características de las celdas de combustible [11]. La resistencia externa controla el ratio

entre la corriente generada y el voltaje de una celda de combustible mediante la ley de

Ohm [12].

Por una parte, una baja resistencia externa conlleva un voltaje bajo y corriente

elevada, lo que implica una mayor disponibilidad del ánodo como aceptor de electrones,

lo que favorece el desarrollo de microorganismos electrogénicos [11] [13] [14]. Esto es

muy interesante especialmente durante la puesta en marcha de la MFC cuando se emplea

un cultivo mixto de microorganismos. Cuando la resistencia externa es elevada ocurre lo

contrario, baja la corriente y disminuye la velocidad de transferencia de electrones al

ánodo provocando una menor generación de energía por parte de los microorganismos

electrogénicos y un menor crecimiento de los mismos [15]. Esto podría favorecer el

desarrollo de microorganismos no electrogénicos y la competición por el sustrato, lo que

supondría un aumento de la DQO eliminada pero también un descenso de la producción

de electricidad y, por lo tanto, de la eficiencia culómbica [11] [14] [16]. Así, el valor de la

resistencia externa es uno de los factores que determina la comunidad de

microorganismos en el compartimento anódico, así como, el rendimiento de los mismos.



207

Por otra parte, una solución para minimizar las pérdidas de energía de la celda es

operar el sistema bajo condiciones óptimas de producción de potencia con una resistencia

externa adecuada [17]. El teorema de la máxima potencia o Teorema de Jacobi postula

que para obtener la máxima energía externa desde una fuente con una resistencia interna

finita, la resistencia de la carga (resistencia externa) debe ser igual que la resistencia de la

fuente (resistencia interna).

Teniendo en cuenta ambas premisas, es necesario estudiar el efecto de la

resistencia externa sobre el funcionamiento de la MFC, en cuanto a la depuración de

aguas residuales y producción de electricidad.

Para llevar a cabo el estudio de estas variables de operación, dentro de los

diferentes tipos y tamaños de MFC encontrados en bibliografía, las microMFC son las

más recomendadas debido a su rápido tiempo de respuesta [18]. Además, el desarrollo de

microceldas de combustible microbiológicas (microMFC) ofrece muchas oportunidades

como fuente de energía a largo plazo en lugares remotos donde el acceso a la energía

eléctrica no es sencillo. Sin embargo, su aplicación como tratamiento de aguas residuales

y generación de electricidad está todavía en fase de investigación [19] [20]. Las

microceldas de combustible microbiológicas también podrían ser muy útiles para estudiar

nuevas configuraciones, nuevos materiales, etc., así como para llevar a cabo test de

durabilidad y estabilidad [21]. Mientras que las MFC a gran escala se emplean para

estudiar la aplicación práctica de las celdas de combustible microbiológicas para el

tratamiento de aguas residuales reales y la producción de energía eléctrica

simultáneamente [22] [23]. También se investigan MFC a escala planta piloto con el fin

de determinar los factores limitantes que surgen como consecuencia del escalado con el

fin de mejorar el rendimiento de MFC a escala planta piloto [24].


En este contexto, el objetivo de este capítulo fue estudiar la influencia de las

variables de operación más importantes, temperatura, DQO del influente a corto y a largo

plazo y resistencia externa del circuito eléctrico, en el funcionamiento de una microMFC

empleada para el tratamiento de aguas residuales y la producción de electricidad. Otro

objetivo fue realizar un estudio estadístico de la estabilidad del sistema. De esta forma, se

plantearon los siguientes objetivos parciales:

Capítulo 7

208

• Estudiar la influencia de la variación de la temperatura a corto plazo en la

producción de electricidad en la microMFC, así como, determinar la capacidad de

la microMFC para adaptarse a los cambios diarios y estacionales sufridos en la

temperatura del agua.

• Determinar el efecto de la DQO del influente a corto y largo plazo sobre la

producción de electricidad y la eliminación de materia orgánica en la microMFC.

Esto permitió evaluar la capacidad de adaptación de la microMFC ante los

cambios de la DQO del agua residual influente.

• Estudiar el efecto a largo plazo de la resistencia externa en la operación de la

microMFC, es decir, en la producción de electricidad, en la depuración de aguas

residuales y en el cultivo de microorganismos del compartimento anódico. Este

estudio también permitió comprobar el Teorema de Jacobi, que postula que la

potencia generada será máxima cuando la resistencia externa del circuito sea igual

a la resistencia interna de la celda.

• Realizar un estudio estadístico de la estabilidad de la microMFC operando en

modo continuo para el tratamiento de aguas residuales y la producción simultánea

de electricidad a lo largo del tiempo.

Así, los resultados se discutieron teniendo en cuenta el actual conocimiento de la

tecnología y el elevado interés en la operación de las MFCs para las actuales aplicaciones,

en especial para el tratamiento de aguas residuales, en las que los cambios de las

condiciones de operación son un hecho.



Para llevar a cabo este estudio se utilizó la instalación experimental que se

muestra en la Figura 4.3 del Apartado 4.3.1.

El compartimento anódico de la microMFC contenía un cultivo mixto de

microorganismos desarrollado a partir de del biofilm de una MFC en estado estacionario,

tal y como se explicó en el Capítulo 6. El modo de operación empleado en este estudio

fue continuo. El compartimento anódico de la microMFC se conectó a un depósito de

aguas residuales de 5 L y se utilizó una bomba peristáltica para recircular el influente

desde el depósito a través de la cámara anódica de la microMFC con un caudal de 0,5 mL



209

min-1. El agua residual utilizada fue agua residual sintética, cuya composición se muestra

en la Tabla 4.3 del Apartado 4.4.2.

En estos estudios el cátodo se mantuvo abierto a la atmósfera, con el fin de

permitir la convección libre del aire para el suministro de oxígeno al cátodo.


En este capítulo se estudió el efecto de diferentes variables de operación

(temperatura, concentración de DQO y resistencia externa) en el funcionamiento de la

microMFC. Estos estudios se llevaron a cabo después de la aclimatación de los

microorganismos en la microMFC, explicada en el Capítulo 6. Por último, se llevó a cabo

el estudio de la estabilidad del sistema. Antes de cada estudio, la microMFC se mantuvo

en el estado estacionario durante un mes con objeto de obtener resultados reproducibles.

En cada uno de los experimentos, las variables de operación (excepto la variable sometida

a estudio) se mantuvieron constantes: la DQO del agua residual influente fue 343 mg L-1,

la microMFC operó a temperatura ambiente y la resistencia externa del circuito eléctrico

fue 120 Ω.

Los estudios de las variables de operación consistieron en aumentar el valor de la

variable sometida a estudio desde un valor mínimo hasta un máximo. Posteriormente, se

realizó la operación inversa, disminuyendo el valor desde el máximo hasta el mínimo, con

el fin de determinar si el efecto de la variable de operación era reversible o por el

contrario existe histéresis.

En la Figura 7.1 se muestra el esquema del procedimiento experimental seguido

en cada uno de los estudios de los que consta este capítulo. Posteriormente se explicará el

procedimiento experimental de cada uno de los estudios detalladamente.

Capítulo 7

210

Figura 7.1. Procedimiento experimental de cada uno de los estudios de los que consta el capítulo.

El estudio del efecto de la temperatura consistió, tal y como se muestra en la

Figura 7.1A, en incrementar la temperatura del agua residual influente al compartimento

anódico de la microMFC gradualmente de 20 a 40 ºC, con incrementos de 5 ºC.

Posteriormente, la temperatura se disminuyó desde 40 a 20 ºC con una disminución

gradual de 5 ºC. Teniendo en cuenta que el tiempo de retención hidráulico (TRH) era 2

minutos, cada temperatura se mantuvo durante 5 horas con el fin de asegurarnos de que se

alcanzaba el estado estacionario para cada temperatura. Para ello, el agua residual

Efecto de la

temperatura

Efecto de la

DQO a corto

plazo

Efecto de la

DQO a largo

plazo

Estudio de la

resistencia

externa

Estudio de la

estabilidad

de la

microMFC

0 100 200 300 400 500 600 700 800

300

600

900

1.200

1.500

1.800

DQ

O (

mg

L-1)

Tiempo (h)

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50

20

25

30

35

40

Te

mpe

ratu

ra (

ºC)

Tiempo (h)

A)

B)

C)

D)

E)

MicroMFC

Estado estacionario

Modo continuo

Condiciones de

operación constantes

9 meses

E vs t

% DQO vs t

1 día 2 días 3 días 4 días 5 días 6 días 7 días

0 3 6 9 12 15

300

600

900

1.200

1.500

1.800

DQ

O (

mg

L-1)

Tiempo (h)

Estudio estadístico

0 10 20 30 40 50 60 70 800

500

1.000

1.500

2.000

2.500

3.000

Res

iste

nci

a (Ω)

Tiempo (d)



211

influente con una DQO de 343 mgDQO L-1 se mantuvo en una botella de 250 mL con una

camisa conectada a un baño termostático para el control de la temperatura.

Posteriormente, una vez que la microMFC alcanzó el estado estacionario después

de los experimentos a diferente temperatura, se llevó a cabo el estudio del efecto de la

DQO siguiendo la gráfica mostrada en la Figura 7.1B y 7.1C. Este estudio se dividió en

dos: efecto de la DQO a corto plazo (Figura 7.1B) y efecto de la DQO a largo plazo

(Figura 7.1C). El efecto de la DQO a corto plazo consistió en incrementar la DQO del

agua residual influente a la microMFC desde 300 mg L-1 a 900 mg L-1 y a 1.800 mg L-1.

Posteriormente, se disminuyó desde 1.800 mg L-1 a 900 mg L-1 y a 300 mg L-1. Teniendo

en cuenta que el tiempo de retención hidráulico (TRH) era 2 minutos, cada valor de DQO

se mantuvo durante 3 horas con el fin de asegurarnos de que se alcanzara el estado

estacionario para cada DQO. El estudio de la DQO a largo plazo consistió en repetir el

experimento a corto plazo incrementando el tiempo entre cada experimento, 0, 1, 2, 3, 4,

5, 6, y 7 días. Durante el tiempo entre experimentos se mantuvo la DQO en 300 mg L-1.

Esto se realizó con el fin de evaluar el tiempo que se mantenían las perturbaciones en el

sistema después de someterlo a un cambio de DQO. Estos experimentos se realizaron a

temperatura ambiente.

Una vez evaluadas las principales variables del agua residual que pueden sufrir

variaciones con el tiempo, perturbando al funcionamiento de la microMFC, se evaluó el

efecto de la resistencia externa del circuito eléctrico de la microMFC (Figura 7.1D). Este

estudio se realizó incrementando la resistencia externa gradualmente desde la utilizada en

la operación normal (120 Ω) hasta 1.000, 1.500, 2.200, 2.700 y 3.300 Ω. La resistencia

máxima se seleccionó con el fin de superar la resistencia interna de la microMFC, que

oscilaba entre 2.200 y 3.000 Ω. Posteriormente, se disminuyó la resistencia gradualmente

desde 3.300 hasta 120 Ω. Cada resistencia externa se mantuvo hasta que el sistema

alcanzó el estado estacionario, aproximadamente una semana.

Por último, se estudió la estabilidad de la microMFC en cuanto a la depuración del

agua residual y la producción de electricidad. Para ello, se mantuvo la microMFC

operando en modo continuo en estado estacionario durante aproximadamente 9 meses

(Figura 7.1E). Durante este período se registró continuamente la DQO del efluente y el

voltaje generado en la microMFC. A partir de los resultados obtenidos se realizó un

estudio estadístico con el fin de determinar la estabilidad de la microMFC.

Capítulo 7

212


El voltaje de la microMFC se registró continuamente mediante un multímetro

conectado a los bornes de la resistencia externa del circuito eléctrico de la microMFC.

Este voltaje (E, V) se relaciona directamente con la corriente que fluye entre los

electrodos (i, A) en función de la resistencia externa (Rext, Ω) mediante la ley de Ohm

(Ecuación 7.1).

=

[ec. 7.1]

Durante estos experimentos se midió el pH, la concentración de microorganismos

en suspensión y la concentración de DQO del efluente del compartimento anódico.

Eventualmente, también se analizaron otros productos en el efluente del compartimento

anódico. Esos productos fueron ácidos grasos volátiles (AGV). Los ácidos acético,

propiónico y butírico se determinaron mediante el cromatógrafo de gases (Perkin Elmer)

y los ácidos fórmico y láctico mediante el HPLC (Agilent). Los procedimientos seguidos

se describieron en el Apartado 4.4.4.

La eliminación de DQO del agua residual fue monitorizada mediante la velocidad

de eliminación de DQO (rDQO). En modo continuo, este parámetro se puede calcular de

acuerdo con la Ecuación 7.2.

=

· ∆ [ec. 7.2]

donde, Q (L h-1) es el caudal volumétrico, Va (L) es el volumen del compartimento

anódico y ∆DQO (mg L-1) es la concentración de DQO eliminada de dicha corriente.

La eficiencia culómbica (Ec) se define como el ratio de culombios totales

transferidos al ánodo a partir del sustrato frente a los culombios máximos que se

obtendrían si todo el sustrato eliminado se utiliza para producir corriente eléctrica [25].

Una baja eficiencia culómbica significa que una gran parte de los electrones son

consumidos por otros mecanismos distintos de la reacción de reducción en el cátodo [26].

Este parámetro se calcula mediante la Ecuación 7.3.

=· ·

·· ·∆ [ec. 7.3]



213

donde, i (A) es la intensidad, t (s) el tiempo, ∆DQO (g L-1) la DQO eliminada, F (96.485

mol C (mol e-)-1) la constante de Faraday, PMo (16 g mol-1) el peso molecular del

oxígeno, Va (L) el volumen del ánodo y N los moles de electrones que se podrían obtener

teóricamente por mol de DQO eliminada (4 mol e- mol DQO-1).

También se realizaron medidas electroquímicas siguiendo los métodos descritos

en el Apartado 4.4.5. Se realizaron curvas de polarización y de potencia, con el fin de

determinar el voltaje a circuito abierto (OCV), la densidad de potencia máxima y la

resistencia interna. Además, la forma de la curva permitió obtener información sobre la

etapa limitante que controló el funcionamiento de la celda [27].

La resistencia interna del sistema se calculó según el Teorema de Jacobi con la

Ecuación 4.6.

La principal fuente de error en las técnicas de caracterización utilizadas en este

estudio se debió a la variabilidad en el comportamiento de los microorganismos del

biofilm anódico.


En este apartado se mostrarán y discutirán los resultados obtenidos en los estudios

sobre el efecto de las diferentes variables de operación (temperatura, DQO a corto y largo

plazo y resistencia externa) en el funcionamiento de la microMFC, así como, en el estudio

de la estabilidad del sistema.

7.4.1. Efecto de la temperatura

En primer lugar, se estudió el efecto de la temperatura sobre la intensidad

generada en la microMFC y el comportamiento electroquímico de la misma. Los

experimentos se llevaron a cabo a diferentes temperaturas durante un período de 5 horas,

manteniendo el resto de las variables constantes. La temperatura del agua residual se

aumentó gradualmente de 20 a 40 ºC, con incrementos de 5 ºC, posteriormente, la

temperatura se disminuyó con una disminución gradual de 5 ºC, tal y como se indicó

anteriormente.

En la Figura 7.2 se puede ver la variación de la densidad de corriente de la

microMFC para cada ensayo a diferente temperatura. En la Figura 7.2A se muestra la

Capítulo 7

214

densidad de corriente de la microMFC en función del tiempo y la temperatura y en la

Figura 7.2B se muestra la densidad de corriente en función de la temperatura.

A)

0 10 20 30 40 503,6

3,8

4,0

4,2

4,4

4,6

4,8

5,0

5,2

20

25

30

35

40

De

nsid

ad

de c

orr

ient

e (

mA

cm

-2)

Tiempo (h)

Te

mpe

ratu

ra (

ºC)

B)

15 20 25 30 35 40 453,6

3,8

4,0

4,2

4,4

4,6

4,8

5,0

5,2

Temperatura (ºC)

De

nsi

dad

de c

orrie

nte

(m

A c

m-2)

Figura 7.2. A) Densidad de corriente de la celda en función de la temperatura. B) Relación cíclica de la

densidad de corriente con la temperatura.

En la Figura 7.2A se puede observar que el aumento de la temperatura provocó un

incremento significativo de la densidad de corriente de la microMFC con una tendencia

exponencial. Cuanto mayor fue la temperatura mayor fue el aumento de la densidad de

corriente. Esta tendencia también se observó en el estudio de Di Lorenzo (2009), aunque



215

dicho estudio se realizó para un intervalo de temperaturas más pequeño (de 20 a 30 ºC)

[28].

En la Figura 7.2B, se puede observar que la modificación de la temperatura,

dentro del intervalo de temperaturas estudiado en este trabajo, generó una curva sin

histéresis. La ausencia de histéresis indica que el comportamiento del sistema fue idéntico

antes y después de la prueba de estrés de temperaturas, lo que indica que la modificación

de la temperatura a corto plazo no provocó un cambio irreversible sobre el consorcio de

microorganismos del biofilm anódico y, por tanto, sobre el funcionamiento del sistema.

De esta forma, un cambio puntual en la temperatura del agua residual dentro del intervalo

estudiado (20 a 40 ºC) no supuso un cambio irreversible en la celda.

El incremento de la densidad de corriente de la celda al aumentar la temperatura

que se muestra en la Figura 7.2 pudo estar relacionado con la mejora del metabolismo

microbiológico, con la mejora de la permeabilidad de la membrana y con la reducción de

la resistencia óhmica debido a la mayor conductividad de la fase líquida. Para estudiar

estos efectos, se analizó la contribución del metabolismo microbiano, la conductividad de

la membrana y la resistencia óhmica de modo independiente.

Como ya se sabe, el efecto de la temperatura sobre la actividad de los

microorganismos presenta una tendencia exponencial. En este sentido, la tendencia

exponencial observada en este experimento indica que la mayor parte del efecto

observado sobre la densidad de corriente generada por la microMFC se debió al aumento

de la actividad microbiológica, aunque existieron otros factores que influyeron sobre la

densidad de corriente y que se explicarán posteriormente.

La relación entre la constante de la velocidad de reacción y la temperatura se

expresa mediante la ecuación de Arrhenius. Teniendo en cuenta que la densidad de

corriente es proporcional a la velocidad de reacción, la ecuación de Arrhenius también se

puede utilizar para determinar los efectos de la temperatura sobre la densidad de corriente

generada por la microMFC como se muestra en la Ecuación 7.4.

= ! · "#$ %& [Ec. 7.4]

donde, j (mA m-2) es la densidad de corriente, A (mA m-2) es el factor preexponencial, Ea

(J mol-1) es la energía de activación de la reacción y T (K) es la temperatura.

Capítulo 7

216

Tomando el logaritmo natural de la ecuación de Arrhenius se obtiene la Ecuación

7.5.

'() * = '()!* −,

·

-

. [ec. 7.5]

Los datos experimentales se ajustaron a la Ecuación 7.5 con un coeficiente de

correlación de 0,96, obteniéndose que Ea tenía un valor de 1,11·104 J mol-1, siendo el

factor preexponencial 366,24 mA m-2. Desafortunadamente, fue imposible comparar estos

valores con los obtenidos en otros trabajos realizados en celdas de combustible

microbiológicas, ya que no existe información en la bibliografía científica sobre estos

parámetros en este tipo de sistemas.

La sensibilidad de la densidad de corriente al incremento de la temperatura es muy

importante para explicar el comportamiento de los procesos biológicos en la microMFC y

se puede determinar usando la ecuación modificada de Arrhenius (Ecuación 7.6),

)/º1* = )20º1* · 4).#56º7* [ec. 7.6]

donde, θ (ºC-1) es la constante de temperatura.

Con estas condiciones de estudio, a partir del ajuste de los datos experimentales a

la Ecuación 7.6 se obtuvo un valor de θ de 1,011 ºC-1, con un coeficiente de correlación

de 0,96, un valor muy cercano al valor típico obtenido cuando se trabaja con cultivos

mixtos de microorganismos heterótrofos (1,094 ºC-1) [29].

En cuanto a la permeabilidad de la membrana Sterion®, se ha observado

previamente que una modificación de la temperatura dentro del intervalo estudiado en

este trabajo apenas influye en la permeabilidad de la membrana [12]. Por lo tanto, los

cambios en la permeabilidad de la membrana causados por el incremento en la

temperatura llevado a cabo en este trabajo no deberían influir de un modo significativo en

la generación de electricidad en la MFC, por ello, no se han considerado en este estudio.

En cuanto a la conductividad, en bibliografía se encontró que el efecto de la

temperatura sobre este parámetro presenta una tendencia lineal, con un incremento medio

de la conductividad de las soluciones iónicas de aproximadamente 2 % ºC-1 [30].

Teniendo en cuenta la relación inversa entre la conductividad y la resistencia, y que la

resistencia interna de la microMFC no sólo se debe al electrolito y a los electrodos, sino

también a la membrana, cabía esperar que hubiese una relación lineal entre el aumento de



217

la temperatura y el descenso de la resistencia interna de la microMFC de

aproximadamente 2 % ºC-1. Con el fin de comprobar esto, se realizaron curvas de

polarización y potencia a la microMFC en cada uno de los ensayos a diferente

temperatura. En la Figura 7.3 se muestran las curvas de polarización obtenidas.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 220

20

40

60

80

100

120

140

20 ºC 25 ºC 30 ºC 35 ºC 40 ºC

Densidad de corriente (mA cm-2)

Vol

taje

(m

V)

Figura 7.3. Curvas de polarización de la microMFC a diferentes temperaturas.

En ninguna de las curvas de polarización realizadas a diferentes temperaturas,

Figura 7.3, se observa la primera zona, es decir, aquella relativa a las perdidas por

activación. Esto indica que dichas pérdidas fueron despreciables en este sistema frente a

las pérdidas por transferencia de materia y pérdidas óhmicas, es decir, las reacciones

electroquímicas no limitaron la producción de electricidad en la microMFC. A partir de

las curvas de polarización y potencia (no mostradas) se puede obtener el voltaje a circuito

abierto (OCV), la densidad de potencia máxima, la densidad de corriente a densidad de

potencia máxima y la resistencia interna de la microMFC. En la Tabla 7.1 se muestran

estos parámetros en función de la temperatura.

Tabla 7.1. Efecto de la temperatura sobre el funcionamiento de la microMFC.

T ± 1 (ºC) OCV (mV) Pmáx (mW cm-2) jPmáx (mA cm-2) Rint (KΩ)

20 111 0,73 18,26 15,36

25 112 0,75 18,41 15,04

30 117 0,82 19,27 14,55

35 119 0,88 20,75 14,16

40 133 1,01 21,72 13,45

Capítulo 7

218

En estos experimentos, se observa que con el aumento de la temperatura (de 20 a

40 ºC), la OCV, la potencia máxima y la densidad de corriente a potencia máxima

aumentaron, desde 111 hasta 133 mV, desde 0,73 hasta 1,01 mW cm-2 y desde 18,26

hasta 21,72 mA cm-2, respectivamente. Este resultado pudo deberse a que al aumentar la

temperatura, el metabolismo microbiano fue más rápido y, por lo tanto, el voltaje, la

corriente y la potencia máxima aumentaron.

En cuanto a la resistencia interna de la microMFC, ésta disminuyó desde 15,36

hasta 13,45 KΩ, es decir, aproximadamente un 0,6 % ºC-1 (este valor fue inferior al 2 %

ºC-1 encontrado en bibliografía debido a que la resistencia de los electrodos no se vio

influenciada por la temperatura). Este fenómeno se debió a que al aumentar la

temperatura, la conductividad iónica de la membrana aumentó y, por tanto, la resistencia

óhmica de la microMFC disminuyó.

Otro parámetro importante es el coeficiente de temperatura QT, que es el ratio de

la densidad de corriente generada en función de la temperatura en el intervalo

seleccionado (Ecuación 7.7), normalmente 10 ºC.

-6 =8).9-6º7*

8).º7* [ec. 7.7]

Este coeficiente expresa el cambio de la densidad de corriente de una celda de

combustible con la temperatura. En este trabajo, el coeficiente de temperatura obtenido

fue 1,12, lo que indica que un aumento en la temperatura de 10 ºC causó un incremento

del 12 % en la densidad de corriente generada por la microMFC.

La principal utilidad de estos resultados relativos a los efectos de la temperatura

fue el hecho de que se puede predecir el comportamiento electroquímico de la microMFC

en función de la temperatura. Esto significa que la microMFC es un dispositivo muy

robusto cuando se somete a cambios a corto plazo de la temperatura. Además, en el caso

de utilizar estos dispositivos electroquímicos como sensores, éstos serían muy robustos e,

incluso, se podrían utilizar para aplicaciones médicas.

7.4.2. Efecto de la DQO

Otra variable de interés en la operación de una microcelda de combustible

microbiológica empleada para el tratamiento de aguas residuales es la concentración de

materia orgánica, ya que esta variable sufre variaciones diarias y estacionales. Por ello,



219

también se estudió el efecto de la concentración de DQO del agua residual que se

alimenta al compartimento anódico sobre la intensidad, sobre el comportamiento

electroquímico del sistema y sobre la depuración del agua residual en la microMFC. El

estudio del efecto de la DQO sobre el funcionamiento de la microMFC se realizó a corto

y largo plazo. El resto de condiciones se mantuvieron constantes. Los test se realizaron

con las siguientes concentraciones de DQO del influente (DQOo): 300 mg L-1

(denominada “n”), 900 mg L-1 (denominada “3n”) y 1800 mg L-1 (denominada “6n”).

Con el fin de determinar la posible histéresis del sistema, se estudió el efecto del aumento

de la DQOo (desde “n” hasta “6n”), así como, el descenso de la misma (desde “6n” hasta

“n”).

A continuación, se mostrarán y discutirán los resultados obtenidos en los

experimentos de variación de la DQOo realizados a corto y largo plazo.

i. Efecto a corto plazo de la concentración de DQOo

Teniendo en cuenta el caudal influente y el volumen del compartimento anódico

de la microMFC, el tiempo de retención hidráulico (TRH) resultante fue

aproximadamente 2 minutos. En este estudio, la DQOo se mantuvo durante 3 horas. Este

período es mucho mayor que el TRH, con lo que se aseguró alcanzar las condiciones de

estado estacionario hidráulico [31], causándose únicamente modificaciones a corto plazo

debido a la corta duración del experimento. Se consideró que se había alcanzado el estado

estacionario cuando la densidad de corriente y la concentración de DQO en el efluente se

mantuvieron constantes.

En la Figura 7.4 se muestra la influencia a corto plazo de la DQOo durante los

experimentos en la eliminación de DQO del agua residual en la microMFC.

En la Figura 7.4A se puede observar la DQO del efluente, así como, la velocidad

de eliminación de DQO en función de la DQOo. Tal y como se observa en la Figura 7.4A,

la velocidad de eliminación de DQO tenía una gran dependencia de la DQOo. Al

aumentar la DQOo, la velocidad de eliminación de DQO aumentó. Este incremento no fue

proporcional, lo que indicó que el efecto del aumento de la DQOo estaba limitado. Esta

limitación podría ser debida al crecimiento de la biomasa y a la transferencia de materia

en el ánodo y el cátodo [32]. De este modo, la conversión de la materia orgánica

disminuyó a medida que aumentó la DQOo. Para la DQOo más baja (300 mg L-1), la

conversión fue aproximadamente un 65 %, mientras que para la DQOo más alta (1800 mg

Capítulo 7

220

L-1), la conversión fue aproximadamente del 35 %. También es importante destacar que,

la conversión de la DQO presentó una dependencia lineal con la DQOo.

A)

0 5 10 150

250

500

750

1.000

1.250

1.500

1.750

2.000

0

2.500

5.000

7.500

10.000

12.500

15.000

17.500

20.000

22.500

25.000 DQO0

DQO

DQ

O (

mg

L-1)

Tiempo (h)

rDQO

r DQ

O (

mg

DQ

O L

-1 h

-1)

B)

300 600 900 1.200 1.500 1.8000

2.500

5.000

7.500

10.000

12.500

15.000

17.500

20.000

22.500

25.000

Aumento de DQO Descenso de DQO

DQO0

r DQ

O (

mgD

QO

L-1 h

-1)

Figura 7.4. A) Concentración de DQO del efluente y velocidad de eliminación de DQO durante los

experimentos de aumento y descenso de la DQOo. B) Relación cíclica de la velocidad de eliminación de

DQO con la DQOo.

En la Figura 7.4B, se representa la velocidad de eliminación de DQO que se

obtuvo al aumentar y al disminuir la DQOo en función de la DQOo. En la Figura 7.4B, se

observa un estrecho ciclo de histéresis, obteniéndose una mayor velocidad en los



221

experimentos de descenso de la DQOo (al disminuir la DQO de 1.800 a 900 y a 300 mg

L-1). Esto sugiere que existió algún tipo de adaptación rápida de los microorganismos al

incremento de la concentración de DQO del alimento. Esta adaptación pudo ser de los

microorganismos electrogénicos y los no electrogénicos, ya que la materia orgánica fue

consumida por ambos tipos de microorganismos. La amplitud de la curva de histéresis al

disminuir la DQOo fue aproximadamente 5 %, por lo que se considera que el efecto a

corto plazo de la DQOo en la degradación de materia orgánica fue despreciable. Este

resultado es muy relevante para el uso potencial de las MFCs como sensores.

En la Figura 7.5 se muestra la densidad de corriente en función de la DQOo

durante los experimentos de aumento y descenso de DQOo.

300 600 900 1.200 1.500 1.800150

200

250

300

350

400

450


DQOo

De

nsid

ad

de c

orrie

nte

(m

A m-2)

Figura 7.5. Densidad de corriente en función de la DQOo durante los experimentos de aumento y descenso

de DQOo.

En la Figura 7.5 se observa que la corriente eléctrica generada cambió en función

de la DQOo. Al aumentar la DQOo, la densidad de corriente generada aumentó, aunque la

tendencia no fue lineal. El aumento de la densidad de corriente fue cada vez más pequeño

al aumentar la DQOo, alcanzando un valor asintótico a 400 mA m-2. Esto se explica

teniendo en cuenta la cinética de Monod del crecimiento de los microorganismos

electrogénicos. Para concentraciones pequeñas el sistema se comportó con una cinética de

primer orden, mientras que para concentraciones elevadas la reacción cinética tendió a

orden cero. De esta forma, los datos de densidad de corriente frente a DQOo se ajustaron a

una ecuación del tipo Monod (Ecuación 7.8):

Capítulo 7

222

=8:á·<

=>9< [ec. 7.8]

donde, j (mA m-2) es la densidad de corriente, S (mg DQO L-1) es la concentración de

sustrato, jmáx (mA m-2) es la densidad de corriente máxima y Ks (mg DQO L-1) es la

constante de semisaturación.

Del ajuste de los datos del incremento de la DQOo se obtuvo un coeficiente de

correlación (r2) de 0,992, por lo que se puede considerar que los datos se ajustaron

correctamente a la ecuación del tipo Monod, siendo los resultados de los parámetros jmáx

y Ks de 592 mA m-2 y 736,53 mg DQO L-1, respectivamente. Mientras que en el ajuste de

los datos de descenso de DQOo se obtuvo una densidad de corriente máxima de 512 mA

m-2 y una constante de semisaturación de 386,33 mg DQO L-1, siendo el ajuste algo peor

que el anterior con un coeficiente de correlación de 0,976. Los valores de densidad de

corriente máxima obtenidos a partir del ajuste de la ecuación de Monod a los datos

experimentales de los experimentos de aumento de DQOo y de los experimentos de

descenso de DQOo fueron similares y superiores al valor máximo de densidad de

corriente obtenido experimentalmente. Esto indica que en el intervalo de DQOo estudiado

no se alcanzó la máxima densidad de corriente que se podía producir en esta microMFC.

Otro punto importante fue la histéresis observada cuando se disminuyó la DQOo

(Figura 7.5). Al disminuir la DQOo, los valores de densidad de corriente fueron superiores

que los valores correspondientes al aumentar la DQOo. Además, la constante de

semisaturación obtenida en los test de descenso de DQOo fue inferior al valor obtenido en

los test de incremento de DQOo, lo que indica que la afinidad por el sustrato de los

microorganismos electrogénicos mejoró después de ser sometidos a elevada carga

orgánica. Esto es acorde al efecto observado en la velocidad de eliminación de DQO. Por

tanto, la histéresis observada pudo ser debida a una mejora en la transferencia de materia

[32], por un aumento de la actividad de los microrganismos depositados en la superficie

del ánodo, mejorando éstos su capacidad para sintetizar enzimas durante los períodos de

alta carga para degradar tanta DQO como sea posible [33], o por la mejora de la

capacidad de los microorganismos para producir electricidad.

Con el fin de evaluar el efecto de la DQOo sobre la eficiencia culómbica, se

calculó este parámetro para cada concentración de DQOo. Los resultados se muestran en

la Figura 7.6.



223

300 600 900 1.200 1.500 1.80010

15

20

25

30

35

40


DQOo

Efic

ienc

ia c

ulóm

bica

(%

)

Figura 7.6. Eficiencia culómbica para cada DQOo durante los experimentos de aumento y descenso de

DQOo.

La eficiencia culómbica obtenida osciló entre 37 % (para la concentración más

baja de DQOo) y 16 % (cuando se alimenta el agua residual con la DQOo más elevada).

Estos resultados indican que al aumentar la concentración de DQOo, la eficiencia

culómbica bajó, a pesar que, de acuerdo con la Figura 7.5, se produjo más electricidad.

Esto se debió a la contribución de los microorganimos no electrogénicos que, al aumentar

la DQOo, se desarrollaron en mayor medida que los electrogénicos, compitiendo con éstos

por el sustrato y consumiendo más DQO sin generar electricidad [34]. Esto provocó una

reducción de la eficiencia culómbica al aumentar la DQOo [35], ya que a medida que

aumentó la DQOo, aumentó la DQO consumida por los microorganismos no

electrogénicos. Esto demuestra que los microorganismos no electrogénicos, en

condiciones de estado estacionario, fueron capaces de adaptarse en cortos períodos de

tiempo al consumo de sustrato procedente de una corriente con elevada concentración del

mismo, mientras que los microorganismos electrogénicos necesitaron un período de

tiempo superior [6].

A diferencia de los cambios de DQO discutidos anteriormente, los cambios de la

corriente y la eficiencia culómbica solo pudieron estar motivados por los

microorganismos electrogénicos. De esta forma, la hipótesis más acertada es que se

produjo una especie de rápida adaptación de los microorganismos electrogénicos a un

aumento de la concentración de DQOo debido a la mejora de su capacidad para sintetizar

Capítulo 7

224

enzimas. Incluso cuando la concentración de DQOo alta desapareció, la capacidad

desarrollada por los microorganismos para sintetizar más enzimas se mantuvo durante

algún tiempo. En estas situaciones, los microorganismos fueron capaces de degradar la

DQO a mayores velocidades cuando se disminuyó la DQOo, aumentando la intensidad

máxima producida por la microMFC y la eficiencia culómbica.

Una vez analizado el comportamiento del sistema ante el cambio de la DQOo

durante un período de tiempo pequeño, con el fin de entender la mejora obtenida después

de someter a la microMFC a una elevada carga orgánica y estudiar la duración de dicha

mejora se pasó a estudiar el efecto de la DQO del alimento a largo plazo.

ii. Efecto a largo plazo de la concentración de DQOo

El estudio del efecto a largo plazo de la DQOo consistió en repetir el experimento

de incremento y descenso de DQOo varias veces, variando el tiempo transcurrido entre los

experimentos, de 0 a 7 días. A continuación, se muestran y discuten los principales

resultados obtenidos.

En la Figura 7.7 se muestran la velocidad de eliminación de DQO del agua

residual en la microMFC en función de la DQOo para los diferentes experimentos

realizados variando el tiempo transcurrido entre los mismos. En la leyenda se muestran

los días entre los diferentes experimentos realizados.

300 600 900 1.200 1.500 1.8000

2.500

5.000

7.500

10.000

12.500

15.000

17.500

20.000

22.500

25.000

0 días 1 día 2 días 3 días 4 días 5 días 6 días 7 días

r DQ

O (

mgD

QO

L-1 h

-1)

DQOo

Figura 7.7. Velocidad de eliminación de DQO frente a la DQOo para los diferentes experimentos realizados

variando el tiempo transcurrido entre los mismos.



225

En primer lugar, es importante remarcar que la tendencia de la velocidad de

consumo de DQO observada en cada experimento con respecto a la DQOo fue similar a la

obtenida en el estudio del efecto de la DQOo a corto plazo, aunque con diferentes valores,

tal y como se observa en la Figura 7.7.

En la Figura 7.7 se observa que la velocidad de consumo de DQO tiene una ligera

cinética exponencial de crecimiento en todos los casos, igual que se observó en el estudio

realizado a corto plazo. Además, se puede observar que la velocidad de consumo de DQO

fue máxima cuando el tiempo transcurrido entre experimentos fue de 3 días para los casos

en los que se alimentó 300 y 900 mg L-1 de DQO. Mientras que cuando la DQOo fue la

más alta (1.800 mg L-1), la máxima velocidad de consumo de DQO se alcanzó tras 4 días.

Esto indica que la mejora observada en el metabolismo de los microorganismos cuando se

aumentó la DQOo se mantuvo 3 días cuando la DQOo fue 300 y 900 mg L-1 y 4 días

cuando la DQOo fue 1.800 mg L-1.

En la Figuras 7.8 se muestra la densidad de corriente generada en la microMFC,

respectivamente, en función de la DQOo para los diferentes experimentos realizados

variando el tiempo transcurrido entre los mismos. En la leyenda se muestra los días entre

los diferentes experimentos realizados.

300 600 900 1.200 1.500 1.800100

150

200

250

300

350

400

450

500

550


De

nsid

ad

de c

orrie

nte

(m

A m-2)

DQOo

Figura 7.8. Densidad de corriente frente a la DQOo para los diferentes experimentos realizados variando el

tiempo transcurrido entre los mismos. (Símbolo con relleno: test de aumento de DQOo, símbolo sin relleno:

test de descenso de DQOo).

Capítulo 7

226

En la Figura 7.8 se puede observar la densidad de corriente cuando se aumentó y

se disminuyó la DQOo. En esta Figura se observa que la tendencia de la densidad de

corriente en función de la DQOo fue igual independientemente del tiempo transcurrido

entre cada experimento e idéntica a la observada en el estudio a corto plazo. Esta

tendencia es la típica del crecimiento de los microorganismos de acuerdo a la cinética de

Monod. La densidad de corriente fue máxima cuando el tiempo transcurrido entre

experimentos fue de 3 días para las DQOo más bajas y de 4 días para la DQOo más alta, al

igual que se observó en los resultados de la velocidad de consumo de DQO. Esto indica

que la mejora observada en el metabolismo de los microorganismos electrogénicos se

mantuvo 3 días para las DQOo más bajas y 4 días para la DQOo más alta.

Con el fin de discutir más detalladamente el efecto de la DQOo a largo plazo, en

las Figuras 7.9 y 7.10 se muestran la velocidad de consumo de DQO y la densidad de

corriente, respectivamente, en función de la DQOo (n, 3n y 6n) frente al tiempo y frente al

tiempo transcurrido entre experimentos.

0 5 10 15 20 25 300

2.500

5.000

7.500

10.000

12.500

15.000

17.500

20.000

22.500

25.000

n

3n

6n

7654321

Tiempo entre experimentos (d)

Tiempo (d)

r DQ

O (

mgD

QO

L-1 h

-1)

0

Figura 7.9. Velocidad de eliminación de DQO en función de la DQOo frente al tiempo y frente al tiempo

que transcurre entre cada experimento.

En la Figura 7.9, se muestra la velocidad de eliminación de DQO. En esta Figura,

se observan dos comportamientos diferentes. En la primera etapa, cuando el tiempo entre

experimentos fue 3 o inferior a 3 días, la velocidad de eliminación de DQO aumentó en

todos los casos (cuando la DQOo fue n, 3n y 6n) al aumentar el tiempo entre

experimentos, lo que prueba la existencia de un efecto acumulativo. La máxima velocidad



227

de degradación se obtuvo cuando el tiempo entre experimentos fue 3 días. El incremento

de la velocidad de degradación presentó una tendencia prácticamente lineal cuando la

DQOo fue baja, sin embargo, esta tendencia fue asintótica cuando el sistema operó con la

concentración de DQOo más alta. A largo plazo, el aumento de la velocidad de

degradación de la DQO pudo ser causado por el aumento de la concentración de biomasa

en la superficie del electrodo anódico debido a la previa exposición a altas cargas de

DQO. En la segunda parte, cuando el tiempo transcurrido entre los experimentos fue

superior, entre 4 y 7 días, el sistema se comportó de una forma diferente, es decir, la

velocidad de eliminación de DQO disminuyó a medida que aumentó el tiempo entre los

experimentos. Este descenso de la velocidad de eliminación de DQO se debió a que el

crecimiento de la biomasa disminuyó a medida que aumentaron los días entre

experimentos durante los que la DQOo fue la más baja. En este caso, el descenso de la

velocidad de eliminación de DQO presentó una tendencia lineal en todos los casos, que

coincidió con la tendencia del descenso de la biomasa [36]. Estos resultados indicaron

que la microMFC tenía una pequeña memoria que permitió al sistema mejorar en base a

lo sucedido en los días previos. Cuando el tiempo entre los experimentos fue 7 días, el

sistema se comportó de igual forma que en los experimentos realizados el primer día, por

lo que se puede decir que después de 7 días el sistema no resultó influenciado por lo

sucedido previamente.

0 5 10 15 20 25 30100

200

300

400

500

600

n

3n

7654321Tiempo entre experimentos (d)

Tiempo (d)

De

nsid

ad

de

cor

rient

e (

mA

m-2)

0

6n

Figura 7.10. Densidad de corriente para cada DQOo frente al tiempo y frente al tiempo entre cada

experimento. (Símbolo relleno: test de aumento de DQOo, símbolo vacío: test de descenso de DQOo).

Capítulo 7

228

En cuanto a la densidad de corriente generada, los resultados se exponen en la

Figura 7.10. En dicha figura, los resultados obtenidos cuando se aumentó la DQOo se

representan con un símbolo con relleno y los resultados obtenidos cuando se disminuyó la

DQOo se representan con un símbolo sin relleno. En esta figura, al igual que en la Figura

7.9 (velocidad de eliminación de DQO), se pueden observar dos etapas. Sin embargo, la

densidad de corriente generada presentó una tendencia diferente a la obtenida en la Figura

7.9. En este caso, la tendencia fue asintótica en todos los casos, obteniéndose la máxima

densidad de corriente cuando el tiempo entre los experimentos fue 3 o 4 días

(dependiendo de la concentración de DQOo). Cuando la concentración fue “n” y “3n”, la

densidad de corriente fue máxima cuando el tiempo entre experimentos fue de 3 días,

mientras que cuando la concentración fue “6n”, la máxima densidad de corriente se

obtuvo después de 4 días. Teniendo en cuenta esto, se puede decir que al aumentar la

concentración de DQO la mejora en el metabolismo de los microorganismos para la

producción de electricidad fue mayor. Estos resultados fueron similares a los obtenidos

para la velocidad de eliminación de DQO. Pasados 3 o 4 días (según el caso) los

microorganismos perdieron la capacidad de sintetizar las enzimas que les permitieron

producir mayor electricidad. Debido a esto, en la segunda parte, cuando el tiempo entre

experimentos fue superior a 4 días, la densidad de corriente disminuyó. Pasados 7 días

entre los experimentos, al igual que se observó para la velocidad de eliminación de DQO,

la densidad de corriente fue igual que en los experimentos realizados el primer día, es

decir, el sistema dejó de estar influenciado por lo sucedido anteriormente.

Teniendo en cuenta las diferentes tendencias en la velocidad de degradación de

DQO y la densidad de corriente, cabría esperar cambios en la eficiencia culómbica con el

tiempo transcurrido entre experimentos y la concentración DQOo.

En la Figura 7.11A se muestra la eficiencia culómbica obtenida, en función de la

DQOo, cada uno de los días en los que se llevó a cabo el experimento. Además, con el

objetivo de discutir la evolución de la eficiencia culómbica en función del tiempo

transcurrido entre experimentos para cada DQOo, en la Figura 7.11B se muestran los

valores de la eficiencia culómbica para cada DQOo en función del tiempo entre

experimentos.



229

A)

0 300 600 900 1.200 1.500 1.80005

10152025303540455055606570


Efic

ien

cia

cu

lóm

bica

(%

)

DQOo

B)

0 5 10 15 20 25 300

10

20

30

40

50

60

70

n

3n

6n


Tiempo (d)

Efic

ienc

ia c

ulóm

bic

a (

%)

0

Figura 7.11.A) Eficiencia culómbica frente a la carga orgánica en función de los días transcurridos entre

los experimentos. B) Eficiencia culómbica obtenida en los experimentos realizados variando la carga

orgánica del alimento en diferentes días, siendo el tiempo entre experimentos variable.

En cuanto a la evolución de la eficiencia culómbica, en todos los experimentos

dicho parámetro disminuyó al aumentar la DQOo (Figura 7.11A). Sin embargo, la forma

de la curva varió en función de los días transcurridos entre los experimentos. Al aumentar

el número de días entre los experimentos de 0 a 4 días, la caída de la eficiencia culómbica

fue cada vez mayor al aumentar la DQOo. Mientras que cuando el número de días entre

Capítulo 7

230

los experimentos fue entre 5 y 7 días, al aumentar el tiempo la caída de la eficiencia

culómbica disminuyó. Esto se debió a que las variaciones observadas con el transcurso de

los días fueron más pronunciadas cuando la DQO fue la más baja.

Tal y como se puede observar en la Figura 7.11B, la tendencia de la eficiencia

culómbica en función de los días transcurridos entre experimentos presenta una gran

dependencia de la concentración de DQOo. En el caso de la concentración de DQOo más

elevada, la eficiencia culómbica fue prácticamente independiente del tiempo transcurrido

entre los experimentos. Sin embargo, cuando la concentración de DQOo fue la más baja,

la eficiencia culómbica fue muy sensible al tiempo transcurrido entre los experimentos,

variando entre 35 y 65 %. De esta forma, la eficiencia culómbica fue superior cuando la

DQOo fue la más baja y ésta aumentó cuando aumentó el tiempo entre experimentos hasta

que el tiempo entre experimentos fue de 4 días, momento a partir del cual la eficiencia

culómbica disminuyó. Esto se debió a la combinación del efecto de la elevada afinidad

por el sustrato de los microorganismos electrogénicos y el crecimiento de biomasa de los

microorganismos electrogénicos y no electrogénicos cuando se realizaron los ensayos de

estrés. Cuando se trabajó con una elevada DQO los microorganismos no electrogénicos

compitieron con los electrogénicos y, por ello, no se observó una mejora en la eficiencia

culómbica. Sin embargo, cuando la carga orgánica fue baja prevaleció la mejora en la

capacidad de los microorganismos electrogénicos adquirida para producir electricidad

durante los experimentos de elevada DQOo.

Con el objetivo de comprobar las diferencias en la densidad de corriente generada

en función de la concentración de DQO del alimento en los experimentos a corto y largo

plazo, en la Figura 7.12 se muestra la densidad de corriente obtenida en dichos

experimentos.

En la Figura 7.12 se observa que los resultados obtenidos cuando se trabajó con

baja DQOo fueron similares en ambos casos. Sin embargo, cuando se trabajó con la DQOo

más alta, el sistema mostró una mejora en los experimentos realizados a largo plazo. Esta

mejora pudo estar relacionada con el crecimiento de la biomasa comentado anteriormente,

así, al aumentar la concentración de biomasa, la eliminación de DQO aumentó y se

produjo más electricidad.



231

300 600 900 1.200 1.500 1.800150

200

250

300

350

400

450

Efecto a corto plazo del aumento de DQO Efecto a corto plazo del descenso de DQO Efecto a largo plazo del aumento de DQO Efecto a largo plazo del descenso de DQO

DQOo

De

nsid

ad

de c

orrie

nte

(m

A m-2)

Figura 7.12. Comparación de la intensidad de corriente producida en función de la DQOo cuando se

aumentó y cuando se disminuyó la DQOo.

Por último, con el fin de caracterizar electroquímicamente el sistema se realizaron

curvas de polarización y se determinó el potencial a circuito abierto (Open Circuit

Voltages, OCV). Así, en la Figura 7.13 se pueden observar los valores de OCV obtenidos

en los diferentes experimentos de estrés realizados al sistema.

0 5 10 15 20 25 300,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

n n 3n 3n 6n


Tiempo (d)

OC

V (

V)

0

Figura 7.13. Potencial a circuito abierto (OCV) obtenido en los diferentes experimentos realizados para

evaluar el efecto de la DQOo.

Capítulo 7

232

En la Figura 7.13 se observa que a pesar de los cambios en la DQOo, la OCV se

mantuvo prácticamente constante. Esto se debió a que la OCV únicamente depende de la

diferencia de potencial entre el ánodo y el cátodo. Tal y como ya se sabe, el potencial de

los electrodos depende de las reacciones de oxidación y reducción que tienen lugar, pero

no de la extensión de la reacción [7]. La estabilidad de las reacciones químicas, y, por

tanto, de la OCV, indicó que la población de microorganismos electrogénicos situados en

el compartimento anódico no cambió significativamente a lo largo de los experimentos.

7.4.3. Efecto de la resistencia externa

En este apartado se mostrarán y discutirán los resultados obtenidos en el estudio

del efecto de la resistencia externa sobre la producción de electricidad, la capacidad para

tratar agua residual y el cultivo de microorganismos en la microMFC. La primera

resistencia externa evaluada fue la utilizada en la operación normal de la celda, es decir,

la de 120 Ω. Gradualmente, se incrementó la resistencia externa a 560, 1.000, 1.500,

2.200, 2.700 y 3.300 Ω. La máxima resistencia se seleccionó con el fin de superar la

resistencia interna de la microMFC, que oscilaba entre 2.200 y 3.000 Ω. Posteriormente,

con el fin de evaluar si el cambio de la resistencia externa influía en el funcionamiento del

sistema a largo plazo, se evaluó el efecto de la bajada de la resistencia externa en la

microMFC, para ello, se disminuyó la misma desde 3.300 hasta 120 Ω, gradualmente.

Cada resistencia externa se mantuvo en el sistema de la microMFC hasta que se

alcanzó el estado estacionario (normalmente, una semana). En ese momento, se llevó a

cabo la caracterización del sistema que consistió en medir pH, DQO y concentración de

microorganismos del efluente del compartimento anódico. Posteriormente, se cambió la

resistencia externa.

i. Efecto de la resistencia externa en la producción de electricidad

En primer lugar, se mostrarán los resultados del efecto de la resistencia externa

sobre la producción de electricidad teniendo en cuenta algunos parámetros de

caracterización electroquímica como la intensidad y la potencia obtenida.

En la Figura 7.14 se muestra la intensidad de la microMFC frente al tiempo a lo

largo de todo el estudio durante el que se incrementó (Figura 7.14A) y disminuyó (Figura

7.14B) la resistencia externa del sistema. En estas figuras se marca con una línea roja el



233

valor de la intensidad para cada resistencia externa una vez que el sistema alcanzó el

estado estacionario

A)

0 5 10 15 20 25 30 35 40 450,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

0,06

0,07

Intensidad Resistencia

Tiempo (d)

Inte

nsid

ad

(mA

)

0

500

1.000

1.500

2.000

2.500

3.000

3.500

Re

sistencia

(Ω)

B)

36 40 44 48 52 56 60 64 68 72 76 80 840,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

0,06

0,07

Intensidad Resistencia

Tiempo (d)

Inte

nsid

ad

(mA

)

0

500

1.000

1.500

2.000

2.500

3.000

3.500

Re

sistencia

(Ω)

Figura 7.14. Intensidad de la microMFC frente al tiempo. A) Etapa de incremento de la resistencia externa.

B) Etapa de descenso de la resistencia externa.

En las Figuras 7.14, se observa una gran variación de intensidad durante los

primeros días después de cambiar la resistencia externa, por ello, la resistencia externa se

mantuvo al menos 7 días para lograr alcanzar el estado estacionario. En la Figura 7.14A,

se observa que la intensidad disminuyó cuando se aumentó la resistencia externa. Esto se

debió a que, tal y como postula la Ley de Ohm, al aumentar la resistencia externa del

Capítulo 7

234

circuito eléctrico, el flujo de electrones, es decir, la corriente eléctrica, tiene que vencer

una mayor pérdida de carga, lo que conlleva mayores pérdidas de corriente. Los mayores

cambios se obtuvieron cuando la resistencia se incrementó de 560 a 1.000 Ω y de 1.000 a

1.500 Ω. Sin embargo, a partir de 2.200 Ω la intensidad permaneció prácticamente

constante alrededor de 0,025 mA hasta 3.300 Ω. Esto podría ser debido a que al aumentar

la resistencia eléctrica los microorganismos emplean y almacenan una menor cantidad de

energía para llevar a cabo sus funciones vitales, por lo que una mayor cantidad de energía

queda disponible para la generación de energía eléctrica [37] [38]. También pudo ser

debido a que cuando la resistencia externa es cercana a la resistencia interna las pérdidas

energéticas son menores [17]. Por tanto, el descenso de intensidad fue menor al aumentar

la resistencia externa.

En la Figura 7.14B se observa que, contrariamente a lo que cabría esperar, cuando

se disminuyó la resistencia externa la intensidad no aumentó. La intensidad se mantuvo

constante alrededor de 0,023 mA. Esto indica que el aumento de la resistencia externa

perjudicó a la producción de electricidad en la microMFC. Esto podría ser debido a que la

comunidad de microorganismos sufrió cambios cuando se aumentó la resistencia.

Con el fin de comparar la intensidad obtenida para cada resistencia, en la Figura

7.15 se muestra la intensidad (una vez alcanzado el estado estacionario) en función de la

resistencia externa cuando se incrementó y disminuyó de la resistencia externa.

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

0,06

0,07

Inte

nsid

ad

(mA

)

Resistencia (Ω)

Figura 7.15. Intensidad en función de la resistencia externa (en cada parte del estudio de aumento y

descenso de la resistencia externa) una vez alcanzado el estado estacionario.



235

En la Figura 7.15 se observa que la intensidad generada en la microMFC para

cada resistencia externa fue inferior cuando la resistencia externa se disminuyó de 3.300 a

120 Ω que cuando la resistencia externa se aumentó de 120 a 3.300 Ω, generándose una

curva de histéresis. Esto indica que se produjeron cambios en la producción de

electricidad a largo plazo después de que el sistema trabajase con elevada resistencia

externa. Esto podría ser debido a un cambio en la comunidad de microorganismos del

compartimento anódico cuando la resistencia externa fue elevada, ya que al aumentar la

resistencia externa, la corriente disminuye y la diferencia de potencial del ánodo también.

Esto provoca que decrezca la transferencia de electrones al ánodo, provocando una menor

generación de energía eléctrica por parte de los microorganismos electrogénicos y menor

crecimiento de los mismos [15]. Asociado a esto, se podría producir un aumento en las

pérdidas de activación del electrodo anódico, que dependen de la actividad electroquímica

de los microorganismos electrogénicos [11]. Por tanto, las diferencias generadas en la

intensidad y en el potencial del ánodo en función de la resistencia externa influyen en la

selección de los microorganismos del compartimento anódico [39].

La diferencia en la intensidad generada cuando se aumentó la resistencia externa y

cuando se disminuyó la resistencia externa fue especialmente pronunciada en el intervalo

de 1.000 a 120 Ω, ya que cuando la resistencia externa es baja los microorganismos

electrogénicos emplean mayor energía en su metabolismo electrogénico [37] [38].

De acuerdo con lo anteriormente expuesto, los mejores resultados en cuanto a

intensidad se obtuvieron cuando la resistencia externa fue 120 Ω Sin embargo, es preciso

evaluar el efecto de la resistencia externa sobre la potencia generada en la microMFC, ya

que según el Teorema de Jacobi cuando la resistencia externa es igual que la resistencia

interna la potencia obtenida es máxima.

Para caracterizar el sistema antes de este estudio se realizó una curva de

polarización con el fin de determinar la resistencia interna del sistema, obteniéndose una

resistencia interna de 2.210 Ω.

En la Figura 7.16 se muestra la potencia generada en el estado estacionario para

cada resistencia evaluada A partir de estos resultados también se podrá evaluar si se

cumplió el Teorema de Jacobi.

Capítulo 7

236

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000,00

2,50x10-4

5,00x10-4

7,50x10-4

1,00x10-3

1,25x10-3

1,50x10-3

1,75x10-3

2,00x10-3

Pot

enc

ia (

mW

)

Resistencia (Ω)

Figura 7.16. Potencia en estado estacionario en función de la resistencia externa.

En la Figura 7.16 se observa que la potencia generada en la microMFC aumentó

con el aumento de la resistencia externa. Cuando la resistencia externa se incrementó de

120 a 560 Ω, la potencia aumentó de 3,76·10-4 a 1,57·10-4 mW. A partir de una

resistencia de 1.000 Ω, la potencia permaneció prácticamente constante alrededor de

1,6·10-3 mW. El aumento de la potencia cuando se aumentó la resistencia externa de 120

a 1.000 Ω pudo ser debido a que al aumentar la resistencia externa disminuyen las

pérdidas energéticas en la microMFC [17]. Sin embargo, la razón por la que la potencia

permaneció prácticamente constante a partir de 1.000 Ω fue porque la resistencia al flujo

de electrones por el circuito eléctrico pudo causar cambios en la comunidad de

microorganismos electrogénicos. Dado esto, a pesar de que los microorganismos

empleasen menos energía de la obtenida para realizar sus funciones vitales debido al

incremento de la resistencia externa, el descenso del flujo de electrones pudo provocar la

inhibición de microorganismos electrogénicos. En la fase de descenso de la resistencia

externa se observa un descenso de la potencia desde 1,6·10-3 hasta 4,8·10-5 mW cuando se

disminuyó la resistencia externa desde 3.300 hasta 120 Ω. Sin embargo, el descenso de la

potencia con la resistencia externa no fue continuo, ya que la potencia aumentó desde

1,05·10-3 hasta 1,27·10-3 cuando la resistencia externa descendió desde 2.700 hasta 2.200

Ω. Esto se explica con el Teorema de Jacobi, que postula que la potencia máxima se

alcanza cuando la resistencia externa es igual a la resistencia interna, ya que la resistencia



237

interna de este sistema fue 2.210 Ω. Posteriormente, cuando la resistencia externa se

disminuyó desde 2.200 hasta 120 Ω, la potencia disminuyó.

Es importante destacar que la curva presentó un ciclo de histéresis, es decir, la

potencia obtenida para cada resistencia externa fue siempre superior en la fase de

incremento de la resistencia externa que en la fase de descenso de la resistencia externa.

Esto se debió a los cambios a largo plazo producidos en la comunidad de

microorganismos cuando se incrementó la resistencia externa. Lyon y col. (2010)

advirtieron un cambio en la comunidad de microorganismos cuando la resistencia externa

fue igual o superior a 1.000 Ω y cuando se cambió la resistencia externa [40]. Esta podría

ser la razón por la que después de someter al sistema a una elevada resistencia externa la

potencia disminuyó.

La máxima potencia fue diferente cuando se incrementó la resistencia externa con

respecto a cuando ésta se disminuyó. Durante la primera etapa del estudio (incremento de

la resistencia externa), la máxima potencia, 1,69·10-3 mW, se obtuvo cuando la resistencia

fue 2.700 Ω. Esta resistencia fue superior a la resistencia interna de la microMFC

obtenida antes de realizar este estudio (2.210 Ω). Esto podría ser debido a que el cambio

del comportamiento de la microMFC durante la fase de incremento de la resistencia

externa pudo provocar un cambio en la resistencia interna de la microMFC. Mientras que

en la fase de bajada de la resistencia externa la potencia máxima, 1,27·10-3 mW, se

obtuvo para una resistencia externa de 2.200 Ω, mismo valor que el de la resistencia

interna. Por lo que se puede decir, que se cumplió el Teorema de Jacobi a pesar de los

cambios sufridos en la producción de electricidad de la microMFC como consecuencia

del cambio de la resistencia externa.

ii. Efecto de la resistencia externa en el tratamiento del agua residual

En la microcelda de combustible microbiológica, los microrganismos del

compartimento anódico oxidaron la materia orgánica para llevar a cabo sus funciones

vitales, eliminando de este modo los contaminantes orgánicos del agua residual. En esta

sección, se mostrarán y discutirán los resultados del efecto de la resistencia externa sobre

la capacidad de tratar las aguas residuales en la microMFC utilizada. Con el fin de evaluar

esto, se analizó la DQO del efluente y los ácidos producidos y se calculó la velocidad y el

porcentaje de eliminación de DQO del agua residual.

Capítulo 7

238

En la Figura 7.17, se representa la DQO del efluente en función de la resistencia

externa.

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000

50

100

150

200

250

300

DQ

O d

el e

flue

nte

(m

g L-1)

Resistencia (Ω)

Figura 7.17. DQO del efluente en el estado estacionario para cada resistencia externa ensayada.

Tal y como se observa en la Figura 7.17, la DQO del efluente disminuyó cuando

se aumentó la resistencia externa desde 120 a 1.000 Ω. Esto indica que al aumentar la

resistencia externa hasta 1.000 Ω, aumentó el sustrato consumido por los

microorganismos y, por tanto, la capacidad de depuración de la MFC mejoró.

Posteriormente, cuando se aumentó la resistencia desde 1.000 hasta 3.300 Ω, la DQO del

efluente permaneció constante. Teniendo en cuenta que la intensidad disminuyó, se

deduce que el aumento del consumo de materia orgánica no se debió a una mejora de la

actividad de los microorganismos electrogénicos. Esto demuestra que en el

compartimento anódico había otros microorganismos (no electrogénicos) que degradaron

la materia orgánica del agua residual y no produjeron electricidad y que estos

microorganismos degradaron una mayor cantidad de materia orgánica al aumentar la

resistencia externa del sistema. Esto podría ser debido a la menor actividad de los

microorganismos electrogénicos al aumentar la resistencia externa.

Con el fin de evaluar la capacidad de depuración de aguas residuales de la

microMFC en función de la resistencia externa se calculó la velocidad de eliminación de

DQO y el porcentaje de DQO eliminada. En la Figura 7.18 se muestra la velocidad y el

porcentaje de eliminación de DQO en la microMFC en función de la resistencia externa.



239

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000

1.000

2.000

3.000

4.000

5.000

6.000

7.000

rDQO

% DQO eliminada

Resistencia (Ω)

r DQ

O (

mgD

QO

L-1 h

-1)

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

DQ

O e

limina

da

(%)

Figura 7.18. Velocidad y porcentaje de eliminación de DQO para cada resistencia externa.

Tal y como se observa en la Figura 7.18, el porcentaje y la velocidad de

eliminación de DQO aumentó, desde 2.100 a 4.560 mg L-1 h-1 y desde 20,4 a 44,3 %,

respectivamente, al aumentar la resistencia externa desde 120 a 1.000 Ω. Posteriormente,

tanto la velocidad de eliminación de DQO como el porcentaje de eliminación

permanecieron constantes. En base a estos resultados, la máxima capacidad de

eliminación de DQO de la microMFC se alcanzó cuando se trabajó con una resistencia de

1.000 Ω o superior. La máxima potencia también se alcanzó con las resistencias externas

de 2.700 Ω (durante la etapa de aumento de la resistencia externa) y de 2.200 Ω (durante

la etapa de descenso de la resistencia externa), aunque la máxima intensidad se alcanzó a

120 Ω. En base a estos resultados se puede decir que las mejores condiciones de

funcionamiento de la microMFC en cuanto a potencia generada y tratamiento de aguas

residuales se alcanzaron cuando la resistencia externa fue 2.200 y 2.700 Ω.

El pH puede influir en la eficiencia de las MFCs. El pH es un parámetro

importante para los microorganismos porque ellos únicamente pueden llevar a cabo sus

funciones vitales en un intervalo de pH determinado. El metabolismo de los

microorganismos normalmente está desfavorecido fuera del intervalo de 6,5 a 8,5. En un

estudio de Jadhav y Ghangrekar (2009) se observó que la corriente generada disminuyó

cuando el pH del influente al compartimento anódico fue superior a 7 o inferior a 6 [41].

Mientras que en el trabajo de Gil y col. (2003) la máxima producción de electricidad se

obtuvo cuando el pH del compartimento anódico fue 7 [26]. Por esta razón, la mayoría de

Capítulo 7

240

las MFCs operan a pH neutro para favorecer el crecimiento de los microorganismos [42].

El pH puede influir en el metabolismo de los microorganismos y en los mecanismos de

generación de electrones y protones [43]. Teniendo en cuenta esto, durante este estudio,

también se midió el pH y la concentración de microorganismos del efluente de la

microMFC. En la Figura 7.19, se puede observar la concentración de microorganismos y

el pH en función de la resistencia externa.

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000

20

40

60

80

100

120

140

Microorganismos pH

Resistencia (Ω)

Mic

roo

rga

nism

os (

mg

SS

V L-1)

4,0

4,5

5,0

5,5

6,0

6,5

7,0

pH

Figura 7.19. Concentración de microorganismos y pH en el efluente para cada resistencia externa en la

etapa de aumento de la resistencia externa y en la etapa de descenso de la resistencia externa.

En la Figura 7.19, se observa que la concentración de microorganismos en el

efluente aumentó con el incremento de la resistencia externa. Teniendo en cuenta que la

producción de electricidad disminuyó cuando la resistencia externa aumentó, es posible

que el aumento de la concentración de microorganismos en suspensión no fuese debido al

crecimiento de los microorganismos electrogénicos. En un estudio de Pinto y col. (2011)

se demostró que independientemente de la composición microbiológica del inóculo, el

crecimiento de microorganismos electrogénicos únicamente es posible cuando la

resistencia externa es igual o inferior que la resistencia interna de la MFC [14]. Además,

en ese estudio se demostró que los valores más bajos de resistencia externa facilitan la

transferencia de electrones a través del circuito favoreciendo el crecimiento de los

microorganismos electrogénicos [14]. Precisamente, cuando la resistencia externa fue

superior a la interna (2.200 Ω) fue cuando se observó el mayor crecimiento de los

microorganismos en suspensión. Una posible explicación al aumento de la concentración



241

de microorganismos del efluente al aumentar la resistencia externa fue que al aumentar la

resistencia externa y disminuir la actividad de los microorganismos electrogénicos (como

se comentó anteriormente) otras especies de microorganismos no electrogénicos crecieron

en el compartimento anódico compitiendo con los microorganismos electrogénicos por el

sustrato.

En la Figura 7.19, se observa que el pH se mantuvo constante alrededor de 6,7

(dentro del intervalo de pH óptimo para los microorganismos electrogénicos) cuando se

aumentó la resistencia externa hasta 1.500 Ω. Posteriormente, cuando la resistencia

externa aumentó desde 1.500 a 3.300 Ω, el pH disminuyó hasta 5,8. Es decir, el pH del

efluente disminuyó cuando la resistencia externa del sistema aumentó. En la segunda fase,

cuando se disminuyó la resistencia externa desde 3.300 hasta 120 Ω, el pH continuó

bajando, hasta 5,5, es decir, un pH ácido (que pudo provocar que la actividad de los

microorganismos electrogénicos fuese más lenta [41]). Este hecho podría haber sido

causado por la producción de ácidos por otros microorganismos no electrogénicos

(acidogénicos) cuando la resistencia externa aumentó. Además, el comienzo del descenso

del pH coincidió con el aumento de la concentración de la concentración de

microorganismos en suspensión en el efluente. En el estudio de Rismani-Yazdi (2011) se

observó un aumento de la concentración de ácidos grasos volátiles, cuando se aumentó la

resistencia desde 20 hasta 1.000 Ω [11].

Con el fin de comprobar si la producción de ácidos causó la caída de pH, se

analizaron los ácidos grasos volátiles (AGV) del efluente. En el efluente del

compartimento anódico se encontró ácido acético y propiónico. En la Figura 7.20, se

muestra la concentración de ácido acético, propiónico y de ácidos totales en el efluente

para cada resistencia externa.

Capítulo 7

242

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

Acético Propiónico Total

Áci

dos

(m

M)

Resistencia (Ω)

Figura 7.20. Concentración de ácidos grasos volátiles en el efluente en función de la resistencia externa.

En la Figura 7.20, se puede observar que la concentración de ácido acético fue

similar para cada resistencia externa, aproximadamente 0,8 mM. Sin embargo, la

concentración de ácido propiónico aumentó desde 0 a 0,6 mM cuando se aumentó la

resistencia externa y, por tanto, la concentración de ácidos totales también aumentó. Esta

tendencia se corresponde con la caída de pH que se observó previamente. Esto demuestra

que el incremento de la resistencia externa conllevó el crecimiento de otros

microorganismos (no electrogénicos) que en condiciones anaerobias consumieron sustrato

orgánico del agua residual y produjeron AGV. Estos resultados coincidieron con el

modelo propuesto por Picioreanu y col., que muestra que un aumento de la resistencia

externa favorece el crecimiento de microorganismos anaerobios [44] [45]. Además, el

incremento de la producción de los AGVs cuando la resistencia externa fue elevada pudo

provocar cambios en el metabolismo de los microorganismos de respiración a

fermentación y/o reducción del consumo de sustrato por parte de los microorganismos

electrogénicos debido a las menores tasas de respiración y transferencia de electrones al

ánodo.

Teniendo en cuenta que la glucosa y fructosa eran los contaminantes orgánicos

presentes en el agua residual que se pretendían eliminar en la microMFC, resulta

interesante determinar cómo afectó la resistencia externa a la eliminación de DQO de

glucosa y fructosa en la microMFC. Para ello, se calculó la DQO de los ácidos

producidos por los microorganismos. Teniendo en cuenta la DQO de los ácidos y la DQO



243

total, se puede calcular la DQO de glucosa y fructosa del efluente. En la Figura 7.21, se

muestra la DQO total, la DQO de los ácidos y DQO de glucosa y fructosa del efluente en

función de la resistencia externa.

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000

50

100

150

200

250

300

DQO del efluente DQO de fructosa y glucosa DQO de ácidos

DQ

O (

mg

L-1)

Resistencia (Ω)

Figura 7.21. DQO total, de ácidos y de glucosa y fructosa en el efluente con cada resistencia externa.

Como ya se explicó, la DQO del efluente disminuyó con el incremento de la

resistencia hasta 1.000 Ω, luego permaneció prácticamente constante. Por otra parte, en la

Figura 7.21 se muestra que la DQO de los AGVs aumentó cuando se incrementó la

resistencia externa del sistema. Por tanto, la DQO de glucosa y fructosa del efluente

disminuyó de 215 a 51,85 mg L-1 cuando la resistencia externa se incrementó desde 120 a

3.300 Ω. Así, el consumo de glucosa y fructosa por parte de los microorganismos

aumentó con el incremento de la resistencia externa. Es decir, a medida se aumentó la

resistencia externa, especialmente a partir de 1.000 Ω, la intensidad disminuyó, mientras

que la concentración de microorganismos en suspensión en el efluente, la concentración

de ácidos en el efluente y el consumo de glucosa y fructosa aumentaron. Se puede

concluir que a medida que se aumentó la resistencia externa, los microorganismos

electrogénicos disminuyeron su actividad, mientras que los no electrogénicos, se

desarrollaron, crecieron (provocando un aumento en la concentración de

microorganismos en suspensión en el efluente) y consumieron glucosa y fructosa

produciendo AGVs.

Por último, con el fin de determinar el porcentaje de sustrato que se usó para

producir electricidad y AGVs en función de la resistencia externa, se calculó la eficiencia

Capítulo 7

244

culómbica y el porcentaje de ácidos producidos a partir del sustrato degradado para cada

resistencia externa. Estos resultados se muestran en la Figura 7.22.

0 500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.5000

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100 Acético Propiónico Total Eficiencia culómbica

Resistencia (Ω)

Pro

ducc

ión

de

áci

dos

(%

)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

Eficie

ncia

culóm

bica (%

)

Figura 7.22. Porcentaje de ácidos producidos a partir del sustrato degradado y eficiencia culómbica en

función de la resistencia externa.

En la Figura 7.22 se observa que la eficiencia culómbica disminuyó desde 0,79

hasta 0,18 % con el incremento de la resistencia externa desde 120 a 3.300 Ω. Katuri y

col. (2011) demostraron que la eficiencia culómbica máxima se obtiene cuando se trabajó

con la resistencia externa más baja y este parámetro disminuyó cuando la resistencia

externa aumentó [15]. También, en el estudio de Juang y col. (2011) se observó este

efecto [46]. Como se ha comentado anteriormente, el efecto observado en la eficiencia

culómbica cuando se aumentó la resistencia externa podría ser debido a que al aumentar

la resistencia externa, el flujo de electrones y el potencial del ánodo disminuyeron, lo que

provoca una menor actividad de los microorganismos electrogénicos favoreciéndose el

desarrollo de otros microorganismos no electrogénicos. Como resultado de esto, se

produce menos electricidad, mayor cantidad de AGVs y se elimina más DQO. Cabe

destacar que cuando la resistencia externa se disminuyó desde 3.300 hasta 1.000 Ω la

eficiencia culómbica permaneció constante alrededor de 0,18 %, posteriormente cuando

la resistencia se disminuyó desde 1.000 hasta 120 Ω la eficiencia culómbica aumentó

hasta 0,28 %. Esta evolución se corresponde con la evolución de la intensidad y de la

velocidad y porcentaje de eliminación de DQO. A pesar de que la tendencia de la

eficiencia culómbica cuando se aumentó y se disminuyó la resistencia externa fue muy



245

similar, los valores obtenidos cuando se disminuyó la resistencia externa fueron inferiores

a los obtenidos cuando se aumentó la resistencia externa, obteniéndose una curva con

histéresis. Esto fue debido a la reducción de la actividad de los microorganismos

electrogénicos y el desarrollo de los microorganismos no electrogénicos provocado por el

aumento de la resistencia externa del sistema.

Además, la eficiencia culómbica fue muy baja, lo que demuestra que la mayor

parte del sustrato no se utilizó para generar corriente eléctrica. En este estudio, la

eficiencia culómbica fue inferior al 1 %. Esto quizás se debió a la competición por el

donador de electrones entre los microorganismos electrogénicas y no electrogénicos [15].

También, como se ha dicho anteriormente, hay otros factores que contribuyeron a la baja

eficiencia culómbica: una parte del sustrato oxidado por los microorganismos se usó para

el metabolismo de los mismos [47]; es probable que un gran porcentaje de electrones se

perdiesen al ser oxidado el sustrato en condiciones aerobias debido a la difusión de

oxígeno a través de la membrana [43]; y también existieron pérdidas de electrones debido

a los diferentes elementos de la celda (membrana, electrodos, etc.), pérdidas en la

difusión de electrones desde la solución al electrodo, etc.

En cuanto al porcentaje de ácidos producidos con respecto al sustrato degradado,

el porcentaje de ácido acético se mantuvo constante en torno a 13 %, mientras que el

porcentaje de ácido propiónico aumentó desde 0 a 31 % cuando la resistencia externa

aumentó desde 120 a 3.300 Ω. Así, el porcentaje de ácidos producidos a partir del sustrato

oxidado aumentó desde 13 a 46 %. Esto confirma que una gran parte del sustrato fue

empleado por los microorganismos no electrogénicos para producir AGVs, especialmente

cuando la resistencia externa fue elevada.

A partir de estos resultados, se puede decir que la depuración del agua residual y

la potencia aumentaron al aumentar la resistencia externa hasta 1.000 Ω. Mientras que

una resistencia externa superior a 1.000 Ω provocó cambios en la comunidad de

microorganismos a largo plazo, desarrollándose microorganismos no electrogénicos que

degradan la materia orgánica y producen AGVs. Por otra parte, atendiendo a la eficiencia

culómbica, la resistencia externa óptima fue 120 Ω.

7.4.4. Estudio de estabilidad a largo plazo

Un proceso de tratamiento de aguas residuales debe presentar una gran durabilidad

y estabilidad con el fin de reducir costes de mantenimiento y tiempos muertos. Además,

Capítulo 7

246

la estabilidad de la producción de electricidad en una MFC es indispensable para su

comercialización y aplicación real [48]. Hasta ahora, solo algunos investigadores han

estudiado la durabilidad y estabilidad de diferentes elementos de una MFC durante 400

días [48], 250 días [49], seis meses [50] y de 3 a 5 semanas [51] de operación, pero no la

estabilidad en la depuración de aguas residuales en la MFC durante un largo período de

tiempo. En este estudio de estabilidad, se evaluó la producción de electricidad y la

capacidad de depuración de la microMFC en modo continuo y en estado estacionario a lo

largo de más de 9 meses. Para ello, se mantuvieron las condiciones de operación

constantes, es decir, se alimentó un agua residual con 343 mg DQO L-1 con un caudal de

0,5 mL min-1, la resistencia externa empleada fue de 120 Ω, el cátodo se mantuvo abierto

a la atmósfera y la temperatura de operación fue la temperatura ambiente.

En las Figuras 7.23 y 7.24 se muestran el voltaje obtenido en la microMFC y el

porcentaje de eliminación de DQO del agua residual alimentada al sistema en modo

continuo, respectivamente, durante el período de tiempo señalado. El valor medio se

representa con una línea verde, mientras que los límites superior e inferior se representan

con una línea roja.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 100

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10 Voltaje Voltaje medio Límite superior e inferior

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (meses)

Figura 7.23. Voltaje generado en la microMFC operando en modo continuo durante 9 meses.

En la Figura 7.23 se observa como el voltaje osciló continuamente en torno al

valor medio (2,66 mV). Las mayores variaciones de intensidad pudieron ser debidas a

cambios de las condiciones ambiente (cambios de temperatura día-noche o estacionales) o

por operaciones de mantenimiento (cambio del alimento, limpieza de las conducciones,



247

etc…). En cuanto a la evolución a largo plazo, se observa que el primer mes y medio el

voltaje se situó ligeramente por encima de la media, posteriormente (hasta el mes 5) el

voltaje se mantuvo por debajo de la media y, por último, el voltaje volvió a ascender

manteniéndose por encima de la media. Esto se debió a las variaciones estacionales de la

temperatura ambiente, ya que los meses 2, 3, 4 y 5 se corresponden con los meses de

Diciembre, Enero, Febrero y Marzo, que son los meses más fríos del año en Ciudad Real

[52]. Además, cabe destacar que no se observa una caída del voltaje generado a lo largo

del tiempo, como ocurrió en el estudio de Zhang y col. (2012) [48]. En dicho estudio se

observó una bajada de la producción de electricidad en una MFC del 44 % a los 400 días

de operación debido a un aumento de la resistencia interna por el deterioro de los

electrodos. Santoro y col. (2013) también observaron una disminución de la producción

de electricidad con el tiempo (3 meses) debido al deterioro del platino empleado como

catalizador en el cátodo [53]. Esto podría ser debido a que Zhang y col. (2012) utilizaron

electrodos de grafito y Santoro y col (2013) emplearon electrodos de fibras de grafito,

mientras que en este estudio se utilizaron electrodos de papel de carbono con Teflón, que

contribuye a mejorar las propiedades mecánicas del papel de carbono [54].

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 100

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

DQO eliminada DQO eliminada media Limite superior e inferior

DQ

O e

limin

ad

a (

%)

Tiempo (meses)

Figura 7.24. Voltaje generado en la microMFC operando en modo continuo durante 9 meses.

En la Figura 7.24 se muestra la evolución del porcentaje de eliminación de DQO

en la microMFC durante los más de 9 meses de duración del experimento. Esta variable

presentó una gran oscilación en torno al valor medio de 39,86 %. Al igual que en el

voltaje generado, la oscilación se debió a cambios en las condiciones ambiente. La

Capítulo 7

248

tendencia del porcentaje de eliminación de DQO fue similar a la del voltaje generado. Al

comienzo (durante un mes y medio), el porcentaje de eliminación de DQO se situó por

encima del valor medio. Después de un mes y medio (entre Noviembre y Diciembre) y

hasta el mes 5 (Marzo) se produjo un descenso del porcentaje de eliminación de DQO,

situándose en valores inferiores al valor medio. Esto se debió a la bajada de la

temperatura durante ese período de tiempo. Por último, en mitad del mes 5 (Marzo) se

produjo un aumento del porcentaje de eliminación de DQO, situándose dicho valor por

encima del valor medio debido al aumento de la temperatura producido durante los meses

de primavera y verano. Al igual que en la evolución de la voltaje, no se observó una

bajada de la eliminación de DQO con el tiempo, lo que indica que el sistema presentó una

elevada estabilidad y durabilidad.

Con el fin de poder analizar de una forma más precisa la estabilidad del voltaje y

del porcentaje de eliminación de DQO de la microMFC se realizó un estudio estadístico.

En la Tabla 7.2 se muestra la media, la desviación estándar, el límite superior e inferior y

el intervalo de confianza al 95 % de los valores de voltaje y porcentaje de eliminación de

DQO obtenidos en la celda durante el tiempo de estudio indicado.

Tabla 7.2. Análisis estadístico de la estabilidad de la producción de electricidad y depuración del agua

residual en una microMFC.

Parámetro Media Desviación estándar

Valor máximo

Valor mínimo

Intervalo de confianza (95 %)

Voltaje (mV) 2,66 0,29 3,63 1,88 2,65-2,68

DQO eliminada (%) 39,86 6,55 50,15 29,74 37,21-42,96

El voltaje generado en la microMFC fue 2,66 ± 0,29 mV. El voltaje máximo y

mínimo fueron 1,88 y 3,63 mV, respectivamente. Esto indica que esta variable presentó

una variación del 48 %. A pesar de esto, el intervalo de confianza (al 95 %) mostró una

variación menor de 1 %. Esto indica que los valores máximos y mínimos fueron

puntuales, tal y como se puede observar en la Figura 7.23. Por tanto, el voltaje generado

en la microMFC presentó una estabilidad buena.

En cuanto a la capacidad de depuración del agua residual en la microMFC, dicha

variable se situó en un valor de 39,86 ± 6,55 %. El porcentaje de eliminación de DQO

máximo y mínimo fue 50,15 y 29,74 %, respectivamente. En este caso la variación de

esta variable fue del 40,70 %, ligeramente inferior a la variación del voltaje. Sin embargo,

el intervalo de confianza al 95 % presentó una variación del 13,38 %, mayor que la del



249

intervalo de confianza del voltaje. Se puede observar que el intervalo de confianza del

porcentaje de eliminación de DQO fue más amplio, en términos relativos, que el del

voltaje, mientras que el intervalo (en términos relativos) entre el valor máximo y mínimo

fue más amplio en el caso del voltaje. Esto se debió a que los valores máximos y mínimos

del voltaje se alcanzaron en momentos puntuales, volviendo posteriormente a un valor

cercano al valor medio, mientras que el porcentaje de eliminación de DQO sufrió

oscilaciones que se alejaron del valor medio y que se prolongaron en el tiempo.

La diferencia en los resultados del porcentaje de eliminación de DQO y el voltaje

generado en la microMFC, se debieron a que mientras que el voltaje se produjo por los

microorganismos electrogénicos, los microorganismos electrogénicos y no electrogénicos

contribuyeron a la eliminación de la DQO.

Este estudio demostró la gran estabilidad y robustez que presentó la microMFC

para el tratamiento de aguas residuales y la producción de electricidad. Ya que las

variables se mantuvieron prácticamente constantes, siendo su desviación muy baja,

durante un período de más de 9 meses operando de forma ininterrumpida. Durante este

tiempo no fue necesario volver a inocular y aclimatar los microorganismos del

compartimento anódico, ni sustituir o reparar ningún elemento de la microMFC,

eliminando los tiempos muertos de estas operaciones. Por tanto, esta microMFC se puede

utilizar para el tratamiento de aguas residuales con la producción de electricidad

simultáneamente, asegurando una capacidad de eliminación de DQO y producción de

electricidad constantes con el tiempo durante al menos 9 meses.

7.5. CONCLUSIONES

A partir de los resultados obtenidos en el presente capítulo, las conclusiones que

se obtuvieron fueron las siguientes:

• La modificación de la temperatura del compartimento anódico de una microMFC

modificó la respuesta de la misma. El aumento de la temperatura, en el intervalo

estudiado, causó un incremento de la intensidad. Esta respuesta se debió

principalmente a la mayor actividad microbiológica, aunque el aumento de la

conductividad de la membrana también favoreció el incremento de la intensidad.

Capítulo 7

250

• Las modificaciones de la temperatura no modificaron el comportamiento del

sistema a largo plazo, por lo que la microMFC puede operar dentro del intervalo

de variación de temperaturas que sufre el agua residual a lo largo del tiempo.

• La modificación de la concentración de la DQO del agua residual alimentada al

compartimento anódico también causó modificaciones en el funcionamiento de la

microMFC a corto y a largo plazo. El aumento de la DQO causó el incremento de

la habilidad de los microorganismos para degradar la DQO del agua residual

alimentada a mayor velocidad y producir más electricidad. A largo plazo, la

influencia de los eventos previos se mantuvo un máximo de 7 días.

• El comportamiento electroquímico de la microMFC también se vio afectado por la

variación en la DQO del agua residual. A corto plazo la eficiencia culómbica

disminuyó debido a la contribución de los microorganismos no electrogénicos,

que consumen materia orgánica y no producen electricidad, cuando el sistema

trabajó con una elevada DQO. A largo plazo el efecto fue similar, mejorando la

eficiencia culómbica a lo largo del tiempo cuando se trabajó con una DQO baja.

• La intensidad generada y la eficiencia culómbicas disminuyeron al aumentar la

resistencia externa de la microMFC. Sin embargo, la depuración del agua residual

y la potencia aumentaron al aumentar la resistencia externa hasta 1.000 Ω. El

aumento de la resistencia externa, especialmente a partir de este valor, provocó

una menor actividad de los microorganismos electrogénicos frente a los no

electrogénicos. Los microorganismos no electrogénicos utilizaron la mayor parte

del sustrato para producir ácidos grasos volátiles, lo que provocó el descenso del

pH, inhibiendo a los microorganismos electrogénicos.

• Los cambios producidos como consecuencia del aumento de la resistencia externa

se mantuvieron a largo plazo, por lo que la producción de electricidad no se

recuperó cuando la resistencia externa volvió a ser la inicial.

• El estudio del efecto de la resistencia externa permitió demostrar el Teorema de

Jacobi, que postula que la potencia generada en el sistema será máxima cuando la

resistencia externa es igual a la resistencia interna.

• La microMFC presentó una gran estabilidad en cuanto a la depuración del agua

residual y producción de electricidad durante su operación en modo continuo

durante más de 9 meses.



251

• Finalmente con este estudio quedó demostrada la posibilidad de emplear este tipo

de MFC para el tratamiento de aguas residuales y la producción de electricidad de

forma simultánea. Otra aplicación muy interesante dado el pequeño tamaño de

esta MFC y su gran estabilidad es su uso como sensor.

7.6. BIBLIOGRAFIA

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Puesta en marcha de la celda de

combustible microbiológica fotosintética

______________________________________________________________________

8.1. INTRODUCCIÓN







8.4.1. Estudio de viabilidad de una celda de combustible microbiológica

fotosintética


fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de la industria

de los zumos de frutas

8.5. CONCLUSIONES

8.6. BIBLIOGRAFÍA

ANEXO I

ANEXO II

CA

PÍT

UL

O 8

8.1. INTRODUCCIÓN

Las celdas de combustible microbiológicas (MFCs) son sistemas bioelectroquímicos

(BES) prometedores para el tratamiento de aguas residuales y producción simultánea

de electricidad. Sin embargo, es necesario resolver muchos obstáculos técnicos y

económicos para que su aplicación a gran escala sea factible. Actualmente, el platino se

usa como catalizador de la reducción de oxígeno, lo que requiere una significativa

inversión. Por ello y por otras cuestiones como reducir los costes y desarrollar un

sistema más sostenible, recientemente, ha aumentado el interés por los biocátodos. El

empleo de algas en el compartimento catódico (MFC fotosintética) tiene varias

ventajas. Las algas capturan dióxido de carbono (gas de efecto invernadero) mediante

fotosíntesis, usando luz solar, y producen oxígeno, de esta forma, se reducen los costes

de operación por la eliminación de la aireación mecánica. Este sistema se asemeja a un

lagunaje en el que, además de tratar el agua residual, se produce electricidad.


ÁNODO CÁTODO

Agua

residual

Modo

discontinuo:

100 mL cada

día


El estado estacionario se

alcanzó a los 25 días con

un voltaje de 18 mV. El

tiempo de aclimatación

fue superior que en la

MFC convencional, pero el

voltaje alcanzado fue

mayor debido a diversas

PUESTA EN MARCHA DE LA CELDA DE COMBUSTIBLE MICROBIOLÓGICA FOTOSINTÉTICA


Se plantearon los siguientes

objetivos:

• Estudio de la viabilidad de una MFC

fotosintética para la producción de

electricidad y depuración del agua

residual simultáneamente.

• Caracterización físico-química y

electroquímica de la puesta en

marcha de una MFC fotosintética

para el tratamiento de aguas

residuales de la industria de los

zumos de frutas.

8.5. CONCLUSIONES

Este trabajo demostró la viabilidad de la integración de un cátodo asistido por algas en una

MFC (MFC fotosintética) sin la necesidad de usar mediadores artificiales o catalizadores que

contengan metales nobles. Esta MFC fotosintética se puede considerar como un

tratamiento de aguas residuales autosostenible y medioambientalmente favorable, ya que

se evita el consumo de energía en la aireación, se produce energía eléctrica y se captura CO2

(gas de efecto invernadero). La producción de electricidad a lo largo del día en la MFC

fotosintética no fue constante, dependió en gran medida de la concentración de oxígeno

(tiempo de iluminación) y de la carga orgánica.


Appl Energy

110:220-226.

2013.

J Power Sources

242:638-645.

2013.

Estudio 2 Estudio 1

Estudio de viabilidad de una celda de combustible microbiológica fotosintética

Sustitución del sistema de aireación mecánica por el cultivo de algas

13 días, la concentración de O2 disuelto en el cátodo comenzó a

aumentar hasta alcanzar 5,5 mg L-1

debido a un incremento en la

concentración de algas. Una vez que las algas alcanzaron el estado

estacionario, el voltaje fue similar al de la MFC convencional (Etapa I).

Cambio de iluminación de continua a perfil dinámico de día/noche

Modo discontinuo: el voltaje estuvo limitado por el sustrato

durante el día y por la baja concentración de O2 por la noche.

Modo continuo: el voltaje dependió de la concentración de O2

disuelto. Durante el día las algas producen O2 mediante

fotosíntesis. Durante la noche disminuye la concentración de O2.

Caracterización de la puesta en marcha de una MFC fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de los zumos

de frutas

mejoras acometidas. El tiempo de puesta en marcha de la

MFC fotosintética fue inferior que en el estudio anterior.

Al inicio, la

velocidad de

eliminación de

DQO disminuyó

debido a la

muerte de los

microorganismos

aerobios. Después

aumentó hasta

Es necesario burbujear CO2 al

menos 0,5 hdía-1

para el óptimo

funcionamiento de la celda.

Etapa I: Fueron necesarios 15 días

para alcanzar el estado estacionario

en la MFC convencional.

Etapa II: Cuando se sustituyó el

sistema de aireación por las algas

en el compartimento catódico, el

voltaje disminuyó debido a una

reducción de la concentración de O2

disuelto de 8 a 3 mg L-1

. Después de

Voltaje de la MFC convencional (Etapa I)

y la MFC fotosintética (Etapa II).

Perfiles de O2 y voltaje. Modo discontinuo. Perfiles de O2 y voltaje. Modo continuo.

Voltaje de la MFC fotosintética en

función del tiempo de burbujeo de CO2. Voltaje durante la puesta en marcha

de la MFC fotosintética.

Velocidad de eliminación de DQO

durante la puesta en marcha de la

MFC fotosintética.

0 5 10 15 20 25 30 35 400,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Datos experimentales Ajuste

Vo

ltaje

(m

V)

Tiempo (días)

Etapa I Etapa II

0 5 10 15 20 25 30 350

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Datos experimentales Ajuste Ec. Gompertz

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (días)

0 5 10 15 20 25 30 350

2

4

6

8

10

12

14

16

18

r DQ

O (

mg

DQ

O L

-1 h

-1)

Tiempo (días)

MFC CONVENCIONAL MFC FOTOSINTÉTICA

Alimentación en

modo continuo

6-8 mg L-1

h-1

(en el estado estacionario), una

vez desarrollados los electrogénicos.

Puesta en marcha de la celda de combustible microbiológica fotosintética

261

8.1. INTRODUCCIÓN

Las industrias agroalimentarias son muy importantes en España, en particular, en

la región de Castilla-La Mancha. Esta industria supone el 9 % del Producto Interior Bruto

del país y ha llegado a ser uno de los sectores más importantes para la economía española

[1].

Los efluentes de aguas residuales de las industrias de los zumos de frutas

contienen principalmente una elevada concentración de materia orgánica (2.300-11.000

mg L-1) [2]. Ocasionalmente, son descargados al sistema municipal de recogida de aguas

residuales y procesados en las plantas de tratamientos de aguas residuales urbanas. Sin

embargo, estos efluentes son normalmente pretratados en la industria antes de ser

descargados con el objetivo de reducir su carga contaminante. Los principales problemas

asociados al tratamiento de efluentes de la industria de los zumos de frutas son los bajos

valores de pH, la carencia de nutrientes y las fluctuaciones diarias de caudal y carga

orgánica [3] [4]. Debido a la elevada solubilidad de los contaminantes y su elevada

biodegradabilidad, en algunas ocasiones se utilizan los tratamientos biológicos aerobios.

No obstante, el tratamiento biológico aerobio tiene algunas desventajas, como la elevada

generación de lodo y el elevado consumo de energía. La aireación es el principal proceso

de consumo de energía, suponiendo entre un 30 y 50 % de la demanda de energía total del

tratamiento biológico aerobio [5]. Además, los costes de la energía son muy elevados

como consecuencia de las limitaciones de los recursos basados en el carbono y de que las

energías renovables aún no son competitivas. Por tanto, es necesario un cambio radical de

las tecnologías de tratamientos de aguas residuales aerobias hacia una alternativa que no

solo requiera menos energía, sino que también produzca energía para que la operación

global de las plantas de tratamiento de aguas residuales sea autosostenible.

Por otra parte, actualmente, la principal fuente de energía son los combustibles

fósiles, que desafortunadamente contribuyen al calentamiento global del planeta [6]. Por

tanto, es necesario hacer un esfuerzo para disminuir las emisiones de CO2 y conseguir el

desarrollo de nuevas fuentes de energía con una elevada eficiencia energética. Las nuevas

fuentes de energía deben ser renovables y el balance de carbono del proceso de

producción de energía debe ser neutro. Por ello, la producción de energía a partir de

biomasa (bioenergía) debe ser considerada como una alternativa muy interesante. Así, los

procesos que involucren a microorganismos son prometedores ya que tienen el potencial

Capítulo 8

262

para producir energía verde a gran escala, sin perturbar el medioambiente o las

actividades humanas [7].

Las celdas de combustible microbiológicas (MFCs, acrónimo en inglés

correspondiente con Microbial fuel cells) son sistemas bioelectroquímicos (BES,

acrónimo en inglés correspondiente con Bioelectrochemical System) para la generación de

electricidad. Estos sistemas están basados en reacciones biocatalizadas por células activas

de microorganismos [8]. Así, las MFCs proporcionan nuevas oportunidades para la

producción de energía sostenible, ya que se produce electricidad directamente a partir de

compuestos biodegradables. El agua residual urbana y de las industrias agroalimentarias

contiene un elevado porcentaje de compuestos orgánicos biodegradables que pueden ser

utilizados como combustible en las MFCs, consiguiendo simultáneamente el tratamiento

del agua residual y la producción de electricidad.

Aunque las MFCs son sistemas prometedores para el tratamiento de aguas

residuales, aún es necesario resolver muchos obstáculos técnicos y económicos para que

su aplicación a gran escala sea factible [9]. La combinación de sistemas

bioelectroquímicos con otras tecnologías para la producción de energía ha sido uno de los

temas más investigados durante décadas.

Actualmente, el platino se usa a menudo como catalizador de la reducción de

oxígeno, lo que requiere una significativa inversión. Por ello y por otras cuestiones como

reducir los costes y desarrollar un sistema más sostenible, recientemente, ha aumentado el

interés por los biocátodos [10]. Sin embargo, los biocátodos en las MFCs han de ser

investigados en profundidad, ya que muestran una elevada resistencia o sobrepotencial y,

por tanto, pérdidas de energía [11] [12]. Hay tres conceptos diferentes de biocátodos:

a) Biocátodos aerobios, en los que se emplean metales de transición, como Mn2+ o

Fe2+, como mediadores de electrones entre el electrodo catódico y los

microorganismos, que finalmente ceden los electrones al oxígeno [13].

b) Biocátodos anaerobios, que usan compuestos como nitratos, sulfatos, hierro,

manganeso, selenato, arseniato, fumarato y dióxido de carbono como aceptor

terminal de electrones [14].

c) Biocátodos de algas, en los que el coste de aireación es eliminado al sustituir el

sistema de aireación mecánica por algas suministradoras de oxígeno [15] [16]. Por

lo tanto, un cultivo de algas fotosintético en el cátodo, utiliza luz solar y CO2


263

como fuente de carbono para realizar la fotosíntesis y producir oxígeno, que actúa

como aceptor terminal de electrones en la generación de electricidad. Las algas

también pueden actuar como aceptores de oxígeno, mientras que simultáneamente

reducen el dióxido de carbono a biomasa [17].

Una celda de combustible microbiológica fotosintética es un sistema

bioelectroquímico en el que la luz solar se convierte en electricidad mediante la reacción

metabólica de una MFC [8]. Las MFC fotosintéticas originalmente se testaron en la

década de los sesenta con electrocatalizadores metálicos y en los ochenta con mediadores

de electrones artificiales en el ánodo [18] [19]. Sin embargo, la combinación de esos

sistemas con algas en el compartimento catódico de una MFC ha sido propuesta

recientemente [8] [17] [20] [21]. Este BES puede simultáneamente producir oxígeno para

la MFC y eliminar el dióxido de carbono usando la energía de la luz solar. En el caso de

biocátodos abiertos a la atmósfera (por ejemplo, MFC con un cátodo asistido por algas),

la limitación de la transferencia de materia de oxígeno se reduce, pero la resistencia a la

transferencia de carga continúa siendo un problema [13]. Teniendo en cuenta esta

información, este BES podría representar una primera aproximación a un tratamiento de

aguas residuales por lagunaje con celdas de combustible microbiológicas.

La técnica del lagunaje es bien conocida y es un tratamiento natural muy utilizado,

que consiste en la acumulación del agua residual en estanques o cuencas, conocidos con

el nombre de estanques biológicos o de estabilización, donde se dan una serie de procesos

biológicos, bioquímicos y físicos. Durante este tratamiento, se dan sinergias entre

microorganismos heterótrofos y algas. Así, las algas producen oxígeno usando la energía

de la luz solar y asimilan nutrientes y bicarbonatos, mientras que los microorganismos

heterótrofos eliminan la materia orgánica usando oxígeno, produciendo bicarbonatos y

nutrientes como productos de reacción. El lagunaje es una tecnología muy eficiente para

purificar aguas residuales de poblaciones pequeñas y medianas y de comunidades con una

población variable, ya que es una tecnología muy robusta para gestionar caudales

altamente cambiantes. El lagunaje con plantas también se puede utilizar para el

tratamiento de aguas residuales producidas por industrias agroalimentarias, las cuales se

caracterizan por su carácter estacional [22].

Sin embargo, algunas características importantes de este sistema de MFC

fotosintética empleando algas en el compartimento catódico todavía han de ser evaluadas,

Capítulo 8

264

particularmente la puesta en marcha, la sinergia entre los microorganismos y las algas, el

efecto de los ciclos de luz (día/noche), modo de operación, etc...


Teniendo en cuenta que el aceptor de electrones más empleado en una celda de

combustible microbiológica es el oxígeno y, con el fin de desarrollar un sistema

totalmente autosostenible y medioambientalmente favorable, el objetivo de este trabajo

fue estudiar la puesta en marcha de una celda de combustible microbiológica fotosintética

para el tratamiento de aguas residuales y la producción simultánea de electricidad. Esta

MFC fotosintética consistió en un sistema fotosintético de producción de oxígeno

utilizando algas en el cátodo, acoplado a un sistema microbiológico anódico. Para ello,

fue necesaria la aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico, así

como el acoplamiento del cultivo de algas del compartimento catódico. La principal

ventaja de esta integración es que el sistema fotosintético reemplaza al tradicional sistema

de aireación, ésta es una opción más sostenible en términos económicos y

medioambientales. Además, este sistema permite reducir las emisiones de CO2 de la

respiración y del metabolismo de los microorganismos. En este proceso no se añadieron

mediadores artificiales. También es digno de mención que no se utilizaron metales

preciosos como catalizadores en el cátodo. Partiendo de estas premisas, se llevaron a cabo

dos estudios con los siguientes objetivos:

El primer estudio se planteó con el objetivo de estudiar la viabilidad de una celda

de combustible microbiológica fotosintética para la producción de electricidad y

depuración de aguas residuales urbanas, simultáneamente. Para ello, se sustituyó el

sistema de aireación mecánico empleado en el compartimento catódico de una celda de

combustible microbiológica convencional por un cultivo mixto de algas. Dentro de este

estudio se plantearon los siguientes subobjetivos:

• Estudiar la aclimatación del cultivo mixto de algas en el compartimento catódico

hasta obtener un cultivo de algas que generase, in situ, el oxígeno requerido para

las reacciones electroquímicas que tienen lugar en el compartimento catódico.

• Comparar el funcionamiento de la celda de combustible microbiológica

fotosintética con la celda de combustible microbiológica convencional en cuanto

al oxígeno disuelto en el compartimento catódico y la producción de electricidad.


265

A partir de estos resultados se pudo determinar la viabilidad de la MFC

fotosintética.

• Estudiar el funcionamiento de la MFC fotosintética en modo de iluminación

dinámico con ciclos día/noche con el fin de conseguir un acercamiento a las

condiciones reales de iluminación.

• Determinar el mejor modo de alimentación del agua residual al compartimento

anódico para el óptimo funcionamiento de la MFC fotosintética.

El objetivo del siguiente estudio fue la puesta en marcha de una celda de

combustible microbiológica fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas. Para ello, se empleó un fango activo como inóculo

inicial de microorganismos en el compartimento anódico y un cultivo de algas de la

especie Chlorella vulgaris en el compartimento catódico. Los subobjetivos que se

plantearon dentro de este estudio fueron:

• Aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico en una celda de

combustible microbiológica fotosintética alimentada con agua residual sintética.

Se pretendió estudiar la aclimatación de dichos microorganismos empleando un

cátodo asistido por algas que producían oxígeno en estado estacionario. De esta

forma, se pretendió reducir el tiempo de la puesta en marcha de la celda de

combustible fotosintética.

• Estudiar la depuración del agua residual de la industria de los zumos de frutas en

la MFC fotosintética, así como, la producción de electricidad en dicha MFC.

• Caracterización físico-química y electroquímica de la celda de combustible

microbiológica fotosintética durante el período de aclimatación de los

microorganismos electrogénicos, alimentando el compartimento anódico en modo

discontinuo.

• Optimizar la dosificación de CO2 en el compartimento catódico de la MFC

fotosintética, con el fin de satisfacer las necesidades de carbono de las algas para

su crecimiento, producción de oxígeno y, por tanto, para el óptimo

funcionamiento de la MFC fotosintética.

Capítulo 8

266



En este trabajo se empleó la celda de combustible microbiológica fotosintética

descrita en el Apartado 4.3.2 y mostrada en la Figura 4.5. Esta instalación consiste en una

MFC con dos compartimentos con un volumen útil de 800 mL cada uno, separados por

una membrana de intercambio protónico (Sterion®), que tiene una elevada capacidad de

intercambio de iones (0,9-0,02 meq g-1), una elevada conductividad iónica (8·10-2 S cm-1)

y una baja conductividad electrónica (<10-10 S cm-1). Los electrodos del compartimento

anódico y catódico eran de tela de carbón con un 10 % de teflón para mejorar las

propiedades mecánicas del soporte de carbón. En el primer estudio (en el que se estudió la

viabilidad de la MFC fotosintética), los electrodos tenían un tamaño de 3 cm x 3 cm,

únicamente una de sus caras era activa, de forma que la superficie activa del electrodo fue

9 cm2. Posteriormente, en el segundo estudio (en el que se estudió la puesta en marcha de

la MFC fotosintética), estos electrodos se sustituyeron por otros idénticos pero con un

tamaño de 2 cm x 2 cm, siendo las dos caras activas, por lo que la superficie activa fue de

8 cm2. La membrana de intercambio protónico se sometió a un tratamiento de limpieza y

protonación (descrito en el Apartado 4.4.3) antes del montaje de la celda y antes del

segundo estudio. Los electrodos se conectaron por medio de cables de cobre y por una

resistencia externa de 120 Ω.


Como se ha establecido previamente en publicaciones de este grupo de

investigación [23] [24], la aclimatación de los microorganismos es un factor clave en la

puesta en marcha de una celda de combustible microbiológica. En esta etapa, se imponen

las condiciones necesarias para que los microorganismos productores de electricidad

crezcan, mientras que otros microorganismos aerobios no pueden sobrevivir (debido a la

carencia de oxígeno). Así, esta etapa promueve el desarrollo de microorganismos que

usan los electrodos directamente para respirar, es decir, ceden los electrones obtenidos en

su metabolismo al electrodo.

Nuestra celda de combustible microbiológica fotosintética era incluso más

compleja que una MFC convencional, ya que contenía dos cultivos biológicos diferentes

y sinérgicos: microorganismos en el compartimento anódico y algas en el compartimento


267

catódico. Por ello, en este trabajo se realizaron dos estudios: en primer lugar fue necesario

evaluar la viabilidad de una MFC fotosintética en la que se utilizó un cultivo de algas en

el compartimento catódico. Posteriormente, una vez demostrada la viabilidad de esta

MFC, se estudió la puesta en marcha de una MFC fotosintética para el tratamiento de

aguas residuales de la industria de los zumos de frutas y la aclimatación del inóculo de

microorganismos. En este apartado se explicará el procedimiento seguido en cada uno de

los estudios. Es importante destacar que a lo largo de ambos estudios se utilizó la misma

instalación experimental (descrita en el Apartado 8.3.1) con ligeras modificaciones en su

configuración.

i. Estudio de viabilidad de una MFC fotosintética

El primer estudio consistió en determinar la viabilidad de una MFC fotosintética

empleando un cultivo mixto de microorganismos y un cultivo mixto de algas en el cátodo.

En la Figura 8.1 se muestra un esquema del procedimiento experimental seguido para el

desarrollo de este estudio y, a continuación, se describe dicho procedimiento

experimental.

Figura 8.1. Procedimiento experimental del estudio de viabilidad de una MFC fotosintética.

Capítulo 8

268

Se partió de una MFC convencional que disponía de un cultivo mixto de

microorganismos en el compartimento anódico y que operaba en estado estacionario. El

compartimento anódico se alimentaba en modo discontinuo. Cada día se reemplazaban

200 mL del contenido del compartimento anódico por agua residual sintética cuya

composición se asemejaba a las aguas residuales urbanas reales. El agua residual sintética

contenía 161 mg L-1 de glucosa y 161 mg L-1 de peptona de soja y una serie de nutrientes

(en la Tabla 4.3 del Apartado 4.4.2 se muestra la composición de la disolución alimento).

En el compartimento catódico, se disponía de un compresor de pecera para suministrar

aire con un caudal de 1,6 L min-1 y una presión máxima de 1,2 m de columna de agua. El

inóculo inicial empleado en la puesta en marcha de esta MFC convencional fue un fango

activo procedente de la estación depuradora de aguas residuales de Ciudad Real (España).

Con el fin de convertir la MFC convencional en una MFC fotosintética se

reemplazó el sistema de aireación mecánico por un inóculo de un cultivo mixto de algas

procedente de una fuente de agua estancada. Se empleó una lámpara fluorescente

(Philips) de 11 W localizada sobre el compartimento catódico con el fin de suministrar

luz solar artificial a las algas durante 24 horas al día. Diariamente se burbujeaba CO2 en

el compartimento catódico durante media hora y se reemplazaba 50 mL del

compartimento catódico por el medio Basal de Bold, cuya composición se mostró en la

Tabla 4.4 del Apartado 4.4.2.

Una vez que se alcanzó el estado estacionario en la MFC fotosintética que operaba

con un suministro de luz continuo, se modificó el suministro de luz de continuo a un

perfil dinámico de día/noche mediante un temporizador con ciclos de iluminación de 12

horas de luz y 12 horas de oscuridad, con el fin de conseguir un acercamiento a las

condiciones reales de iluminación. En este nuevo modo de iluminación se estudiaron los

perfiles de voltaje y oxígeno disuelto alimentando el compartimento anódico en modo

discontinuo (50 mL al día) y en modo continuo (1,2 mL min-1).

ii. Puesta en marcha de una MFC fotosintética para el tratamiento de aguas

residuales de la industria de los zumos de frutas

Una vez que se demostró la viabilidad de una MFC fotosintética, se procedió a la

puesta en marcha de una MFC fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas. En el segundo estudio se empleó la misma instalación

experimental con ligeras variaciones, se sometió a la membrana de intercambio protónico


269

a un tratamiento de limpieza y protonación (descrito en el Apartado 4.4.3) y se

sustituyeron los electrodos. Los electrodos empleados fueron idénticos, pero de unas

dimensiones de 2 cm x 2 cm, siendo ambas caras activas, por lo que su superficie activa

total fue 8 cm2. En la Figura 8.2 se muestra un esquema con el procedimiento

experimental seguido en este estudio. A continuación, se describirá detalladamente dicho

procedimiento experimental.

Figura 8.2. Procedimiento experimental de la puesta en marcha y caracterización de la MFC fotosintética.

En primer lugar fue necesario la aclimatación de los microorganismos del

compartimento anódico hasta un cultivo electrogénico que oxidase la materia orgánica y

produjese electrones. Para ello, se empleó un fango activo procedente de la planta de

tratamiento de aguas residuales de Ciudad Real (España) como inóculo del

compartimento anódico. En este estudio, la peptona de soja del agua residual sintética se

sustituyó por fructosa con el fin de que la composición del agua residual sintética fuese

similar a la de las aguas residuales de la industria de los zumos de frutas, teniendo en

cuenta la composición orgánica del zumo de frutas [25].

El compartimento anódico se rellenó con fango activo y agua residual en un ratio

de 3:1. La celda de combustible microbiológica fotosintética operó en modo discontinuo.

Para ello, diariamente se purgaba 100 mL del compartimento anódico y se reemplazó por

agua residual sintética. Con esta elevada velocidad de purga se pretendió acelerar la

ÁNODO CÁTODOAgua

residual

Modo

discontinuo:

100 mL cada

día

Capítulo 8

270

formación de un biofilm de microorganismos electrogénicos sobre el electrodo anódico.

El contenido del compartimento anódico se mantuvo bajo condiciones anaerobias

mediante el burbujeo de nitrógeno durante el período de aclimatación de los

microorganismos para permitir el crecimiento de microorganismos electrogénicos.

En el compartimento catódico se empleó un cultivo de algas Chlorella vulgaris, ya

que esta especie presenta varias ventajas como su facilidad de cultivo, la elevada

velocidad de consumo de CO2 y alta tasa de reproducción. Las algas se sometieron a

ciclos de iluminación de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad empleando una lámpara

fluorescente (Philips) de 11 W localizada sobre el compartimento catódico. Cada día se

burbujeaba CO2 en el compartimento catódico y se reemplazaba el agua evaporada del

compartimento catódico por el medio Basal de Bold.

No fue necesaria la aclimatación de las algas, ya que el cultivo estaba desarrollado

y producía oxígeno de forma estable. En este caso, la producción continua de electricidad

marcó el fin del período de aclimatación.

Una vez que la MFC fotosintética alcanzó un estado estacionario, se realizó un

estudio en el que se modificó el tiempo de burbujeo de CO2 en el cátodo en diferentes

días: 0, 0,5 ó 1 h, con el fin de optimizar la dosificación de CO2.

Las reacciones bioquímicas que se dan en el ánodo y en el cátodo de las MFCs

son las siguientes [26]:

En el compartimento anódico (Reacción 8.1):

C6H12O6+6H2O→6CO2+24H++24e- [8.1]

En el compartimento catódico (con aireación mecánica) (Reacción 8.2):

O2+4e-+4H+→H2 [8.2]

En el compartimento catódico (con algas) (Reacciones 8.3 y 8.4):

nCO2+nH2O alga+hv (CH2O)n(biomasa)+nO2 [8.3]

O2+4e-+4H+→H2 [8.4]

Durante el período de luz, las algas llevan a cabo la fotosíntesis, usando el dióxido

de carbono y la luz para producir materia orgánica y biomasa (Reacción 8.3). Durante la


271

fase oscura, las algas consumen oxígeno para oxidar la materia orgánica, previamente

generada, con el fin de obtener energía de acuerdo a la Reacción 8.5.

C6H12O6+6O2→6CO2+6H2O [8.5]

Por tanto, durante la fase oscura, el oxígeno se consume en la respiración de las

algas y en las reacciones de reducción que tienen lugar en el compartimento catódico.


La celda de combustible microbiológica fotosintética se conectó a un multímetro

digital (Keithley Instruments, EE.UU), con el fin de registrar continuamente el voltaje de

la celda a través de una resistencia de 120 Ω. El oxígeno disuelto en el compartimento

catódico se monitorizó continuamente con un oxímetro Oxi538 WTW. Eventualmente, se

midió el oxígeno disuelto en el compartimento anódico con un oxímetro idéntico al

empleado en el compartimento catódico. Cada día, en ambos compartimentos se midieron

la conductividad con un conductímetro Jenway 470 y pH y potencial redox con un

pHmetro PCE-228. También se recogieron muestras del compartimento anódico y

catódico con el fin de medir los sólidos suspendidos volátiles (concentración de

microorganismos y algas). Una parte de la muestra se filtró empleando un filtro de Nylon

de 0,45 µm con el fin de determinar la DQO soluble. Los procedimientos de los análisis

que se llevaron a cabo en ambos estudios se explicaron detalladamente en el Apartado

4.4.4.

Durante el estudio se realizaron curvas de polarización e impedancias siguiendo

los métodos correspondientes descritos en el Apartado 4.4.5. A partir de las curvas de

polarización se obtiene el voltaje a circuito abierto (OCV), la densidad de potencia

máxima (Pmáx), la densidad de corriente máxima (jmáx), la densidad de corriente a

densidad de potencia máxima (jPmáx) y la resistencia interna (Rint). Con el fin de

cuantificar y analizar la evolución de las resistencias de la celda de combustible

microbiológica fotosintética (resistencia óhmica o a la difusión y resistencia a la

polarización o a la transferencia de carga), durante la aclimatación de los

microorganismos en el segundo estudio se realizaron impedancias. Las impedancias se

realizaron en dos configuraciones diferentes: celda completa y ánodo. A partir de las

impedancias realizadas a la celda completa se determinó la resistencia óhmica y la

resistencia a la polarización de ambos electrodos de la MFC fotosintética. A partir de las

Capítulo 8

272

impedancias realizadas al compartimento anódico, se obtuvo la resistencia a la

polarización del electrodo anódico. El procedimiento seguido para realizar las

impedancias a la celda completa y al compartimento anódico se describió en el Apartado

4.4.5.



llevados a cabo.

En el primer estudio se evaluó la viabilidad de una MFC fotosintética en la que se

utilizó un cultivo mixto de algas en el compartimento catódico. Para ello, se empleó una

MFC convencional y se transformó en una MFC fotosintética. Con el fin de poder

comparar la aclimatación de los microorganismos con la aclimatación de las algas, en este

estudió se mostrará la aclimatación de los microorganismos electrogénicos del

compartimento anódico de la MFC convencional previamente. Así, los resultados de este

estudio se presentan en las siguientes etapas:

Etapa I: Aclimatación de los microorganismos en el compartimento anódico de

una MFC convencional.

Etapa II: Cambio del sistema de aireación mecánica por el cultivo de algas.

Etapa III: Cambio de la iluminación de un modo continuo a perfiles dinámicos de

día/noche.

En el segundo estudio, se estudió la puesta en marcha de la celda de combustible

microbiológica fotosintética en una sola etapa. Puesto que el cuello de botella en el

procedimiento de puesta en marcha de una MFC es la producción de un cultivo robusto

de microorganismos electrogénicos, se estudió la aclimatación de los microorganismos

electrogénicos del ánodo en la celda de combustible microbiológica fotosintética que

disponía de un cultivo de algas en estado estacionario. Esta etapa se podría ver afectada

por los continuos perfiles de concentración de oxígeno (concentración de oxígeno elevada

durante el día y baja concentración de oxígeno durante la noche debido al proceso

fotosintético), al igual que en un proceso de lagunaje. Durante este estudio se llevó a cabo

una caracterización físico-química y electroquímica de la MFC fotosintética durante el

período de aclimatación de los microorganismos hasta formar un cultivo de


273

microorganismos electrogénicos. Posteriormente, se evaluó el tiempo de burbujeo de CO2

necesario para el óptimo funcionamiento de la MFC fotosintética.

8.4.1. Estudio de viabilidad de una celda de combustible microbiológica

fotosintética

i. Etapa I: Aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico en una

MFC convencional

El cultivo de microorganismos electrogénicos se desarrolló directamente en el

compartimento anódico de una celda de combustible microbiológica acorde al

procedimiento descrito en publicaciones previas [23] [24]. El compartimento anódico se

inóculo con fango activo de la EDAR de Ciudad Real y se llenó con agua residual urbana

sintética en una relación 3:1. El agua residual empleada en este caso contenía 161 mg L-1

de glucosa y 161 mg L-1 de peptona de soja. Simultáneamente, el compartimento catódico

se llenó con agua destilada y se suministró aire mecánicamente mediante un compresor de

pecera acoplado con un difusor de burbuja gruesa. Este sistema de aireación se mantuvo

continuamente conectado y, así, el agua del compartimento catódico se saturó en oxígeno.

El suministro de oxígeno no se reguló, pero el oxígeno disuelto en el compartimento

catódico se monitorizó continuamente. Los valores de oxígeno disuelto en ambos

compartimentos durante esta etapa se representan en la Figura 8.3.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 200

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Ánodo Cátodo

Oxí

geno

dis

uelto

(m

g L-1)

Tiempo (días)

Figura 8.3. Oxígeno disuelto en los dos compartimentos durante la aclimatación de los microorganismos del

compartimento anódico.

Capítulo 8

274

En la Figura 8.3 se observa que, durante la aclimatación de los microorganismos

en el compartimento anódico, el oxígeno disuelto se mantuvo en niveles de saturación (7-

8 mg/L) en el compartimento catódico y en cero en el compartimento anódico.

Cada día, 200 mL del contenido del compartimento anódico se reemplazaban por

agua residual fresca. Las pérdidas de agua del compartimento catódico (por evaporación)

se compensaban con agua con el fin de mantener el volumen constante. La aclimatación

de los microorganismos acabó cuando el sistema alcanzó un estado estacionario

caracterizado por una velocidad de consumo de DQO en el compartimento anódico y una

producción de electricidad estables. El cambio en el voltaje y en la velocidad de consumo

de DQO (calculada mediante balance de materia) durante la aclimatación se muestra en la

Figura 8.4A. En la Figura 8.4B se muestra la evolución de los microorganismos en

suspensión durante la aclimatación.

Como se puede observar, después de aproximadamente dos semanas de operación,

el sistema alcanzó un estado estacionario. En este sistema, el tiempo de retención

hidráulico (TRH) fue 4 días. Teniendo en cuenta la forma en la que se hizo la renovación

de agua residual del compartimento anódico (no hay etapa de sedimentación y el

contenido del compartimento anódico fue homogeneizado y mantenido en suspensión

mediante un agitador magnético), en este reactor biológico el TRH determinó el tiempo

de retención celular (TRC). El TRC de este sistema fue inferior que el de estudios

previos, con una MFC similar y utilizando el mismo agua residual [24]. Sin embargo, la

elevada producción de electricidad observada demostró que la velocidad de crecimiento

de los microorganismos electrogénicos fue mucho mayor que la de muchos otros

microorganismos en un sistema de fangos activos típico. Esto se puede observar en la

Figura 8.4B, en la que se puede ver que la concentración de microorganismos en

suspensión disminuyó a partir del día 9 hasta un valor constante. Esto significó que

algunos microorganismos se eliminaron del compartimento anódico debido al bajo TRC

del sistema. Sin embargo, el incremento en la producción de electricidad sugirió que los

microorganismos electrogénicos no fueron evacuados del ánodo bajo estas duras

condiciones. Esto podría deberse a que los microorganismos electrogénicos formasen un

biofilm sobre el electrodo anódico en modo discontinuo [27].


275

A)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 200,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Voltaje r

DQO

Tiempo (días)

Vol

taje

(m

V)

0

2

4

6

8

10

12

rDQ

O (mgD

QO

L -1 h-1)

B)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 201.200

1.300

1.400

1.500

1.600

1.700

1.800

1.900

2.000

2.100

2.200

2.300

2.400

Mic

roor

gani

smos

en

susp

ens

ión

(mgS

SV

L-1)

Tiempo (días)

Figura 8.4. A) Evolución del voltaje y la velocidad de consumo de DQO. B) Evolución de la concentración

de microorganismos en el ánodo durante la aclimatación de los microorganismos.

Para calcular la velocidad máxima de crecimiento especifico (µm, días-1) de los

microorganismos electrogénicos, los datos del voltaje obtenidos durante la aclimatación

del cultivo se ajustaron a un modelo de crecimiento exponencial usando la ecuación

modificada de Gompertz (Ecuación 8.1) [28].

= á · − ·á · − + 1 [ec. 8.1]

Capítulo 8

276

donde, E (mV) es el voltaje, Emáx (mV) es el valor de voltaje máximo alcanzable, λ (días)

es el período de latencia y t (días) es el tiempo de aclimatación.

La longitud de la fase de latencia (etapa de aclimatación) fue de 4,7 días, aunque

no se alcanzó el estado estacionario hasta el día 12. Recientemente, en otras MFCs

similares a la empleada en este estudio se necesitó alrededor de 20 a 30 días para

conseguir el estado estacionario [22] [23] [29] usando el mismo agua residual pero con un

TRC mayor. Esto significó que el uso de una baja edad de fango pudo acelerar la

aclimatación. La velocidad máxima de crecimiento especifico obtenida (0,49 días-1, es

decir, los microorganismos se renovaron cada 2,04 días) confirmó que el cultivo de

microorganismos electrogénicos desarrollados en nuestra MFC pudieron sobrevivir al

lavado de sólidos (es decir, a la evacuación de los microorganismos debido a la elevada

velocidad de renovación del compartimento anódico) incluso con bajo TRC.

ii. Etapa II: Cambio del sistema de aireación mecánica por el cultivo mixto de algas

La sustitución del sistema de aireación mecánico por el cultivo mixto de algas se

realizó rápidamente y consistió en reemplazar el agua del compartimento catódico por un

cultivo mixto de algas. Así, la celda de combustible microbiológica se convirtió en una

celda de combustible microbiológica fotosintética.

Desde ese momento, diariamente se reemplazaron 50 mL del compartimento

catódico por la solución de nutrientes sintética para las algas y la luz estuvo funcionando

continuamente 24 horas al día. El tiempo de retención celular y el tiempo de retención

hidráulico en el compartimento anódico se mantuvo en 4 días, como en la Etapa I. Para

ello, diariamente se reemplazaron 200 mL del compartimento anódico por agua residual

sintética, tal y como se realizó durante la aclimatación de los microorganismos (Etapa I).

El cambio en la producción de electricidad en la celda de combustible

microbiológica fotosintética cuando se sustituyó el sistema de aireación mecánico por el

cultivo de algas se muestra en la Figura 8.5A, el resultado se compara con la producción

de electricidad durante la aclimatación de los microorganismos. En la Figura 8.5B se

muestra la concentración de oxígeno disuelto en el ánodo y en el cátodo durante la

aclimatación de los microorganismos y durante la aclimatación de las algas.


277

A)

0 5 10 15 20 25 30 35 400,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Datos experimentales Ajuste

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (días)

B)

0 5 10 15 20 25 30 35 400

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Ánodo Cátodo

Oxí

geno

dis

uelto

(m

g L-1)

Tiempo (días)

Figura 8.5. Evolución de diferentes parámetros con respecto al tiempo durante la aclimatación de los

microorganismos (Etapa I) y las algas (Etapa II) de la MFC: A) Voltaje de celda; B) Concentración de

oxígeno disuelto en el ánodo y en el cátodo.

El día 20 fue cuando se apagó el sistema de aireación y las algas comenzaron a

producir oxígeno en el compartimento catódico, lo que significó una reducción del voltaje

de 1,4 a 0,68 mV en ese día, tal y como se observa en la Figura 8.5A. Esto se debió a la

disminución drástica de oxígeno disuelto en el cátodo [30], de 8 a 3 mg L-1

aproximadamente, que se produjo ese mismo día, como se observa en la Figura 8.5B. A

Etapa I Etapa II

Etapa I Etapa II

Capítulo 8

278

partir del día 33, la concentración de oxígeno disuelto en el cátodo comenzó a aumentar

hasta alcanzar un valor constante el día 37 en torno a 5,5 mg L-1. Este incremento en la

concentración de oxígeno disuelto se debió a un incremento en la concentración de algas

en el compartimento catódico, que sigue la misma tendencia que el oxígeno. Así, al

comienzo de la Etapa II la concentración de algas fue aproximadamente 100 mg SSV L-1

y al final (días 35-40) había incrementado hasta 340 mg SSV L-1.

En la Etapa II, el voltaje producido en la MFC fotosintética fue el resultado de la

contribución de los microorganismos electrogénicos y las algas. El ajuste de los datos de

voltaje con respecto al tiempo durante la Etapa II a la ecuación modificada de Gompertz

(Ecuación 8.1) aportó información importante sobre la interacción de los dos cultivos. En

este caso, el período de latencia obtenido en el ajuste, 8,21 días, fue mayor que 4,7 días

obtenido en la aclimatación de los microrganismos del compartimento anódico, mientras

que la velocidad máxima de crecimiento específico fue más baja en la Etapa II (0,11

días-1 vs 0,49 días-1). Estos resultados demostraron claramente que en la puesta en marcha

de una MFC fotosintética en la que el cultivo de microorganismos del compartimento

anódico se encontraba en estado estacionario, el cultivo de algas se convirtió en el cuello

de botella del sistema, ya que su crecimiento fue más lento y, además, las algas

necesitaron un período de tiempo mayor (17 días) para alcanzar el estado estacionario. No

obstante, una vez que las algas alcanzaron el estado estacionario, el voltaje final fue

similar: 1,42 mV en la Etapa I (MFC convencional, suministro de aire mediante un

aireador mecánico) y 1,38 mV en la Etapa II (MFC fotosintética, suministro de oxígeno

mediante un cultivo de algas). Esto demostró que la operación de la MFC fotosintética es

viable y que a pesar de que se requirió mayor tiempo para la puesta en marcha del

sistema, la producción de oxígeno por parte del cultivo de algas fue suficiente para

mantener la producción de electricidad de la MFC convencional.

Un parámetro importante para el escalado del tratamiento de lagunaje y, por lo

tanto, de este sistema de MFC fotosintética, es el pH, debido a la complejidad de los

microorganismos que coexisten. Este parámetro también es muy significativo en las

MFCs convencionales debido a que un gradiente de pH inapropiado a través de la

membrana puede reducir el voltaje de la celda significativamente [31] y,

consecuentemente, esto puede afectar al rendimiento de los microorganismos

electrogénicos. Los seres vivos solamente pueden llevar a cabo sus funciones vitales en

un intervalo de pH limitado. Por esta razón, para conseguir un crecimiento óptimo de los


279

microorganismos y de las algas, la mayoría de las MFCs operan a pH neutro. Con

respecto al ánodo, el pH puede influir en la actividad metabólica aeróbica y esto a su vez

afecta al mecanismo de generación de electrones y protones [32]. Valores por debajo o

por encima del intervalo de 6,5 a 8,5 perjudican fuertemente el metabolismo de los

microorganismos. Con respecto al cátodo, el crecimiento de la microalgas de agua dulce

es óptimo cuando el pH se encuentra dentro del intervalo de 6 a 8 [33]. Por otra parte, es

importante mantener un pH neutro o ligeramente ácido cerca del cátodo para maximizar

la generación de potencia [34]. Sin embargo, un pH más o menos neutro implica que la

resistencia interna de la celda sea relativamente alta debido a la baja concentración de

protones.

La variación del pH en ambos compartimentos durante las Etapas I y II se muestra

en la Figura 8.6.

0 5 10 15 20 25 30 35 404,0

4,5

5,0

5,5

6,0

6,5

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

Ánodo Cátodo

pH

Tiempo (días)

Figura 8.6. Evolución del pH del ánodo y del cátodo durante la aclimatación de los microorganismos en el

compartimento anódico (Etapa I) y durante la aclimatación de las algas en el compartimento catódico

(Etapa II).

Durante la aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico

(Etapa I) no se observaron variaciones significativas del pH, excepto por un pequeño

aumento durante los primeros días, que podría ser debido al efecto tampón de algunas

sales del agua residual sintética. El pH del ánodo alcanzó un estado estacionario en la

Etapa I en un valor de 7,2, que es sostenible para la actividad biológica [35]. Cuando las

algas se inoculan en el cátodo (Etapa II), la actividad de las algas controló el pH en el

Etapa I Etapa II

Capítulo 8

280

cátodo, por lo que el pH descendió desde 7,7 a 6,7 al final de la etapa. Esto se debió a que

durante los primeros días de la Etapa II, el compartimento anódico funcionó

perfectamente, los microorganismos degradaron la materia orgánica y produjeron dióxido

de carbono, protones y electrones. Los protones y electrones pasaron al compartimento

anódico, pero debido a la baja concentración de oxígeno disuelto no se produjo la

reacción de reducción, por lo que los electrones se perdieron y los protones se

acumularon en el compartimento catódico provocando el descenso de pH que se observa

en la Figura 8.6. A su vez, esto provocó un ligero descenso del pH del compartimento

anódico. Una vez alcanzado el estado estacionario en la Etapa II, el pH del ánodo se

mantuvo en torno a 7,1, mientras que el pH del cátodo se mantuvo en torno a 7. Estos

valores son óptimos para la actividad de los microorganismos [35] y algas [33].

iii. Etapa III: Cambio de la dosificación de luz de modo continuo a un perfil dinámico

día/noche

Una vez que se alcanzó el estado estacionario en la MFC fotosintética con un

suministro de luz continuo, comenzó una nueva etapa de estudio, Etapa III. Esta etapa

supuso el cambio del suministro de luz continuo (24 h al día) a un perfil dinámico de

día/noche (12 horas de luz y 12 horas de oscuridad) con el fin de conseguir un

acercamiento a las condiciones reales de iluminación. Claramente, esta modificación se

vio reflejada en el rendimiento de la MFC fotosintética.

Con el fin de obtener información adicional, se evaluaron dos modos de

alimentación de los microorganismos del compartimento anódico: modo discontinuo

(alimentando únicamente una vez al día) y modo continuo (suministro del agua residual

sintética continuamente). En ambos casos, la luz se encendió a las 8:00 h (inicio de la fase

lumínica) y se apagó a las 20:00 h (inicio de la fase oscura). Además, se burbujeó

nitrógeno en el compartimento anódico durante unos días, con el fin de evacuar el

oxígeno, hasta que se alcanzó el estado estacionario en la producción de electricidad. Esto

supuso una mejora en la eficiencia de producción de electricidad por parte de los

microorganismos electrogénicos aumentando el voltaje producido en el estado

estacionario de 1,4 mV a 14 mV. La mejora se debió a que al burbujear nitrógeno en el

compartimento anódico se evacuó el oxígeno presente en la fase gas del compartimento

anódico, que podría ser utilizado por los microorganismos para oxidar la materia orgánica

de forma aerobia sin producir electricidad.


281

Los perfiles del estado estacionario de la concentración de oxígeno disuelto y el

voltaje (obtenidos después de varios días trabajando en las mismas condiciones de

operación) se muestran en las Figura 8.7A y 8.7B para los modos de operación

discontinuo y continuo, respectivamente.

A)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 242

4

6

8

10

12

14

Voltaje Oxígeno disuelto

Tiempo (h)

Vol

taje

(m

V)

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

5,0

Oxíge

no disuelto (m

g L -1)

B)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 242

4

6

8

10

12

14


Tiempo (h)

Vol

taje

(m

V)

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

5,0

Oxíge

no disuelto (m

g L -1)

Figura 8.7. Evolución del voltaje y del oxígeno disuelto durante la operación de la MFC fotosintética: A) en

modo discontinuo, y B) en modo continuo. Sol (fase lumínica: 8:00 – 20:00 h); Luna (fase oscura: 20:00 –

8:00 h). *Momento de alimentación en modo discontinuo.

Período 1 Período 2 Período 3 Período 4

*

Período 1 Período 2

Capítulo 8

282

En la Figura 8.7 se puede observar que la evolución de los perfiles de oxígeno

disuelto y voltaje dependieron de la hora del día, de forma, que se observan varios

períodos: cuatro en el modo discontinuo y dos en el modo continuo durante la fase

lumínica y, únicamente, uno en la fase oscura independientemente del modo de

operación.

En el modo de alimentación discontinuo, el compartimento anódico se alimentó

con 50 mL de agua residual cada día a las 18:00 h aproximadamente. En este modo de

alimentación se observan 4 períodos durante la fase lumínica (Figura 8.7A). El 1er período

(comenzó con la fase lumínica) se correspondió con un incremento de la concentración de

oxígeno disuelto debido a la producción fotosintética de oxígeno por parte de las algas, y

consecuentemente, del voltaje. En el 2º período se alcanzó la máxima concentración de

oxígeno en el compartimento catódico, lo que condujo a la máxima producción de voltaje.

En este período, había suficiente sustrato disponible para ser oxidado y la producción de

voltaje permaneció constante. Cuando el sustrato se agotó, comenzó el 3er período. En

este período, la concentración de oxígeno disuelto permaneció en el nivel máximo, sin

embargo, el voltaje disminuyó debido a la carencia de sustrato para ser oxidado. El último

período de la fase lumínica (4º período) comenzó cuando se llevó a cabo la adición de

sustrato (sobre las 18:00 h) y, por tanto, se observa un incremento en el voltaje producido

alcanzándose los valores máximos (debido a que la concentración de sustrato dejó de ser

el factor limitante), mientras que el oxígeno permaneció constante en el nivel máximo.

Así, durante la fase lumínica el proceso anódico controló el funcionamiento de la MFC

fotosintética, siendo el factor limitante la disponibilidad de sustrato para los

microorganismos. Durante la fase oscura, la ausencia de luz evitó que se llevase a cabo el

proceso fotosintético y, por tanto, la concentración de oxígeno disuelto disminuyó.

Consecuentemente, el voltaje decreció debido a que el proceso catódico limitó el proceso

electroquímico. Por lo tanto, en este modo de operación, durante los períodos 1 y 2 de la

fase lumínica y la fase oscura el funcionamiento de la MFC fotosintética estuvo

controlado por el cátodo, mientras que los procesos anódicos controlaron el

funcionamiento de la MFC fotosintética durante los períodos 3 y 4 de la fase lumínica.

Como se ha comentado previamente, también se trabajó en modo de alimentación

continuo. Para ello, se empleó una bomba peristáltica que suministraba el agua residual

sintética con un caudal de 1,2 mL min-1. Los perfiles de voltaje y oxígeno disuelto

durante la operación de la MFC fotosintética en modo continuo una vez alcanzado el


283

estado estacionario se muestran en la Figura 8.7B. La primera observación importante es

que durante la fase lumínica hubo únicamente 2 períodos frente a los 4 períodos

observados en modo discontinuo. El 1er período comenzó cuando empezó la fase lumínica

y se caracterizó por un incremento del oxígeno disuelto (que se producía en el proceso

fotosintético de las algas) y, consecuentemente, del voltaje. En el 2º período se observa

que tanto el oxígeno disuelto como el voltaje alcanzaron un estado estacionario que se

mantuvo hasta que comenzó la fase oscura. Durante la fase oscura, se observa lo mismo

que ocurría en modo discontinuo, es decir, las algas dejaron de realizar la fotosíntesis, la

concentración de oxígeno disminuyó y por tanto, también disminuyó el voltaje. Cabe

destacar que durante la fase lumínica sí se observaron diferencias significativas con

respecto a la operación en modo discontinuo. En modo continuo la producción de oxígeno

controló la producción de electricidad. En modo continuo no hubo carencia de sustrato

orgánico para los microorganismos del ánodo en una hora particular del día y el proceso

catódico controló por completo el funcionamiento de la celda durante las 24 horas del día,

ya que el perfil de evolución del voltaje de celda siguió completamente el perfil de

concentración de oxígeno disuelto en el cátodo.

Si se compara el perfil de oxígeno disuelto con el perfil de voltaje, se observa que

en ambos modos de operación la principal diferencia entre dichos perfiles se observó

entre las 8:00 h y las 10:00 h. Esta diferencia se debió a la rápida respuesta en la

producción de oxígeno por parte de las algas cuando la luz se encendió y la lenta

respuesta de los microorganismos electrogénicos, que se debió a la mayor complejidad

requerida en el proceso de adaptación de los microorganismos electrogénicos a estos

cambios continuos.

La MFC fotosintética se caracterizó electroquímicamente en modo continuo y

discontinuo mediante la realización de curvas de polarización y potencia. Los resultados

se muestran en la Tabla 8.1. Dicha caracterización se realizó a las 12:00 h.

Tabla 8.1. Parámetros electroquímicos obtenidos a partir de las curvas de polarización y potencia realizadas

a la MFC fotosintética operando en modo discontinuo y continuo.

Modo Voltaje (mV) (Rext = 120 Ω) Pmáx (mW m-2) jmáx (mA m-2) Rint (kΩ)

Discontinuo 7,9 11,5 95,0 9,6

Continuo 8,8 12,6 129,8 4,4

Capítulo 8

284

En modo continuo, se alcanzó la mayor densidad de potencia máxima, la mayor

densidad de corriente máxima y, también, la resistencia interna más baja. Esto implica un

mejor rendimiento en modo continuo. Para analizar estos resultados, cabe destacar que las

curvas se realizaron a las 12:00 h, en ese momento la concentración de oxígeno en ambos

modos de operación era cercana al valor máximo alcanzado durante el período lumínico.

Sin embargo, en modo discontinuo este momento fue justo antes de disminuir el voltaje

debido a la carencia de sustrato, lo que indica que la concentración de sustrato era baja, es

decir, los microorganismos no disponían de suficiente sustrato para oxidar y producir

electrones. Esto provocó también que la resistencia interna fuese superior en modo

discontinuo que en modo continuo. Mientras que en modo continuo, el único factor

limitante era el oxígeno, cuya concentración era igual que en modo discontinuo, es decir,

este factor afectaba de igual forma en ambos modos de operación. Por ello, en modo

discontinuo el voltaje, la densidad de potencia máxima y la densidad de corriente máxima

fueron más bajos mientras que la resistencia interna fue más elevada. Otros autores

obtuvieron similares resultados (mejores rendimientos en operación en modo continuo

que en modo discontinuo) en un sistema de MFC similar al usado en este trabajo pero sin

algas en el compartimento catódico [36]. Lo que indica que con el fin de maximizar la

producción de electricidad y, sobretodo, que dicha producción de electricidad sea

continua, el modo de operación más recomendable es el modo continuo.

Esto demuestra que, siempre y cuando los microorganismos dispongan de la

suficiente cantidad de sustrato en el compartimento anódico, el proceso catódico

controlará el funcionamiento de la MFC fotosintética en estas condiciones y, por lo tanto,

en una MFC la concentración del oxígeno controla el completo funcionamiento del

sistema. Este hallazgo fue consistente con los resultados de estudios previos, en los que se

observó que el voltaje disminuyó cuando la concentración de oxígeno en el cátodo

disminuyó [30].

Por otra parte, cada día se burbujeó CO2 durante una hora (desde las 9:00 h hasta

las 10:00 h) en el compartimento catódico. La producción de oxígeno depende del

consumo de carbono inorgánico por parte de las algas. De esta forma, con el fin de

registrar el consumo de carbono inorgánico por parte de las algas, se recogieron muestras

para medir el carbono inorgánico periódicamente, desde que se encendió la luz hasta que

se apagó. Así, se determinó que la velocidad de consumo de carbono inorgánico por parte

de las algas fue 0,4 mg L-1 h-1. Este resultado fue igual en ambos modos de operación.


285

Con este estudio quedó demostrada la viabilidad de una MFC fotosintética. A

pesar de que durante la fase oscura la concentración de oxígeno disminuyó y con ello el

voltaje, la producción de oxígeno por parte de las algas durante la fase lumínica, fue

suficiente para mantener la producción de electricidad de la MFC convencional a lo largo

de todo el día.


fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de la industria de

los zumos de frutas

Una vez demostrada la viabilidad de la MFC fotosintética, se estudió la puesta en

marcha de una MFC fotosintética para el tratamiento de aguas residuales de la industria

de los zumos de frutas. La MFC fotosintética se caracterizó durante la aclimatación de los

microorganismos del compartimento anódico. En este estudio se utilizó la misma

instalación experimental que en el estudio anterior. La celda de la instalación se vació y

se limpió, también se protonó la membrana PEM, tal y como se indicó en el Apartado

4.4.3. Por último, se sustituyeron los electrodos por otros del mismo material, pero de

unas dimensiones de 2 x 2 cm2, en este caso con ambas caras activas en lugar de una

(etapa anterior), de forma que la superficie activa de cada electrodo era 8 cm2.

i. Preparación del cultivo de las algas (Chlorella vulgaris)

Teniendo en cuenta que en el estudio anterior se ha demostrado que el factor limitante en

una MFC fotosintética es la concentración de oxígeno en el compartimento catódico y

ésta a su vez depende de la concentración de algas, en este caso se empleó un cultivo de

algas Chlorella vulgaris con una concentración de 300 mg SSV L-1 (similar a la

concentración de algas en el compartimento catódico del estudio anterior). Las algas se

cultivaron en un recipiente con un volumen útil de 800 mL. Dicho cultivo se iluminó

desde las 8:00 h hasta las 20:00 h. Cada día se reemplazó el agua evaporada por el medio

Basal de Bold y se burbujeó CO2 durante una hora. Continuamente se registró el oxígeno

disuelto del medio que contenía las algas. En la Figura 8.8 se muestra el perfil diario de

oxígeno disuelto del cultivo de las algas fuera del compartimento catódico.

Capítulo 8

286

00:00 04:00 08:00 12:00 16:00 20:00 24:000

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Día 1 Día 2 Día 3 Día 4O

xíge

no d

isue

lto (

% d

e s

atu

raci

ón)

Tiempo (h)

Figura 8.8. Perfil de oxígeno disuelto diario de las algas fuera del compartimento catódico. Nota: El

experimento comenzó el día 1 a las 11:00 h. *Burbujeo de CO2.

Como se puede observar, el perfil de oxígeno disuelto se repitió desde el segundo

día, lo que indica que el cultivo de algas se encontraba en el estado estacionario. Durante

el burbujeo de CO2 se observa que el oxígeno disuelto disminuyó debido a que se

desabsorbió del medio.

ii. Etapa de aclimatación de los microorganismos de la MFC fotosintética

La puesta en marcha de la MFC fotosintética se realizó en una etapa. El

compartimento anódico de la MFC fotosintética se inoculó con fango activo procedente

del reactor biológico aerobio de la EDAR de Ciudad Real. En este caso se empleó agua

residual sintética con la composición orgánica de las aguas residuales de la industria de

los zumos de frutas (50 % de glucosa y 50 % de fructosa), siendo la concentración de

sustrato 343 mg DQO L-1. Así, el compartimento anódico se llenó con el fango activo y el

agua residual en un ratio de 3:1 (v/v). El contenido del compartimento anódico se

mantuvo bajo condiciones anaerobias mediante el burbujeo de nitrógeno durante el

período de aclimatación de los microorganismos para permitir el crecimiento de

microorganismos electrogénicos. En el compartimento catódico se introdujeron 750 mL

del cultivo de algas Chlorella vulgaris y 50 mL de medio Basal de Bold. No fue necesaria

la aclimatación de las algas, ya que el cultivo ya estaba desarrollado y producía oxígeno

de forma estable, tal y como se observó en la Figura 8.8. En este caso, la producción

continua de electricidad marcó el fin del período de aclimatación.

*


287

A pesar de que en el estudio anterior se determinó que el mejor modo de

operación de la MFC fotosintética fue el modo continuo; en este estudio, durante la

aclimatación, la celda de combustible microbiológica fotosintética operó en modo

discontinuo con el fin de favorecer la formación de un biofilm de microorganismos

electrogénicos sobre el electrodo anódico [27] y evitar el lavado de los microorganismos.

Por tanto, diariamente se purgaron 100 mL del compartimento anódico y se reemplazó

por agua residual sintética. Por lo que el tiempo de retención hidráulico y celular en el

compartimento anódico fue de 8 días. La velocidad de purga fue el doble que en el

estudio anterior (50 mL día-1), para evitar los problemas ocasionados por el agotamiento

del sustrato, tal y como se observó en la Figura 8.7A. Además, con esta elevada velocidad

de purga se pretendió acelerar la formación de un biofilm de microorganismos

electrogénicos sobre el electrodo anódico al igual que en la aclimatación de inóculo de la

MFC convencional del estudio anterior (en la que la velocidad de purga fue superior, 200

mL día-1).

En la Figura 8.9 se muestra la evolución del voltaje generado en la MFC

fotosintética a lo largo del período de aclimatación. Estos datos se ajustaron a la Ecuación

de Gompertz (Ecuación 8.1). El ajuste también se muestra en la Figura 8.9.

0 5 10 15 20 25 30 350

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Datos experimentales Ajuste Ec. Gompertz

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (días)

Figura 8.9. Evolución del voltaje generado en la MFC fotosintética durante el período de aclimatación de

los microorganismos del compartimento anódico.

Como era de esperar, el voltaje fue muy bajo durante los primeros 5 días, lo que

indicó que la concentración de microorganismos electrogénicos en el fango activo era

Capítulo 8

288

muy baja. A pesar de esto, desde el principio se produjo electricidad (0,2 mV) lo que

demostró que el inóculo inicial (fango activo) contenía microorganismos electrogénicos

que produjeron electricidad incluso en la etapa de latencia. Después de 5 días, el voltaje

aumentó con una tendencia exponencial. Después de aproximadamente 25 días, el sistema

alcanzó un estado estacionado caracterizado por un voltaje constante de aproximadamente

16 mV. Este resultado fue acorde con trabajos recientes en MFCs, en los que el estado

estacionario se alcanzó después de 20-30 días [23]. En la aclimatación de la MFC

convencional (estudio anterior), el estado estacionario se alcanzó después de 12 días en

las mismas condiciones de operación con un agua residual de diferente composición y

empleando aireación mecánica en el compartimento catódico en lugar de algas, es decir,

el estado estacionario se alcanzó más rápidamente en una MFC convencional que en una

MFC fotosintética. Esto se debió a que durante la fase oscura la producción de

electricidad se vio perjudicada por la baja concentración de oxígeno en el compartimento

catódico. En este estudio, el tiempo de latencia fue inferior al de la aclimatación de los

microorganismos en una MFC convencional (estudio anterior), 3,25 vs 4,7 días, y la

velocidad máxima de crecimiento especifico fue mayor, 1,18 vs 0,49 días-1, lo que

demuestra que en esta etapa la adaptación y crecimiento de los microorganismos

electrogénicos fue más rápido y, por lo tanto, la producción de electricidad en el estado

estacionario fue mayor. Las mejoras observadas en la aclimatación de los

microorganismos electrogénicos en este estudio con respecto a la aclimatación en una

MFC convencional (estudio anterior), pudieron ser debidas a la purga de oxígeno

mediante nitrógeno en el compartimento anódico, ya que en presencia de oxígeno los

microorganismos utilizan éste como aceptor de electrones en lugar del electrodo anódico,

y al empleo de un TRH y TRC superior.

Con este estudio también queda demostrado que fue posible la aclimatación de los

microorganismos electrogénicos empleando un cátodo fotosintético, aunque el período de

aclimatación se prolongó el doble de tiempo con respecto a una MFC convencional. A

pesar de esto, si se tiene en cuenta el tiempo de aclimatación de los microorganismos en

la MFC convencional y el tiempo de aclimatación de las algas (cuando se transformó la

MFC convencional en fotosintética), el tiempo total de puesta en marcha de la MFC

fotosintética en el estudio anterior fue de 35 días, mientras que en este estudio en el que

se inocula en una sola etapa el compartimento anódico y catódico el tiempo de

aclimatación fue de 25 días.


289

Durante la aclimatación de los microorganismos, se registraron otros parámetros

importantes para la operación de una MFC, como pH, conductividad, potencial redox,

eliminación de DQO y la concentración de microorganismos y algas. Sin embargo,

únicamente se discutirán aquí los parámetros que muestran una influencia significativa en

la aclimatación.

El pH puede jugar un papel importante en la eficiencia de las MFCs. Como ya se

dijo anteriormente, valores por debajo del intervalo de 6,5 a 8,5 perjudican fuertemente el

metabolismo de los microorganismos. Con respecto al cátodo, el crecimiento de la

especie Chlorella sp. es óptimo cuando el pH se encuentra dentro del intervalo de 7 a 8

[37] [38]. El pH ácido (en el intervalo 3-6,2) y alcalino (en el intervalo 8,3-9) retardan el

crecimiento de esta especie de alga [37], aunque su actividad no se detiene por completo.

Fuera de estos intervalos, no se observa actividad del alga. En la Figura 8.10 se muestra la

evolución del pH en el ánodo y en el cátodo.

0 5 10 15 20 25 30 350

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Ánodo Cátodo

pH

Tiempo (días)

Figura 8.10. Evolución del pH del compartimento anódico y catódico durante la etapa de aclimatación de

los microorganismos en la MFC fotosintética.

El pH del ánodo durante la fase de aclimatación aumentó ligeramente de 7 a 7,5.

Esto significa que no hubo procesos biológicos significativos que afectasen al pH como

ocurre en la fermentación acidogénica [39]. En contraste, el pH del cátodo aumentó

lentamente desde 5 a 7 debido al efecto tamponador de carbonatos/bicarbonatos. En torno

al día 20, el pH del compartimento catódico alcanzó un valor constante. En el estado

estacionario, el pH de ambos compartimentos se mantuvo prácticamente constante en

Capítulo 8

290

torno 7, pH óptimo para los microorganismos electrogénicos y para las algas. Cabe

destacar que al igual que se observó en el estudio anterior, una vez alcanzado el estado

estacionario en la MFC fotosintética, el pH del compartimento catódico se mantuvo

ligeramente por debajo del pH del compartimento anódico. Esto podría ser debido a que

la velocidad de la reacción de oxidación en el compartimento anódico fuese más rápida

que la reacción de reducción en el compartimento catódico, ya que en el compartimento

catódico no se empleó ningún catalizador metálico.

Otro parámetro importante es la concentración de microorganismos y algas en los

compartimentos anódico y catódico, respectivamente. La evolución con el tiempo durante

la aclimatación de estas dos concentraciones se puede observar en la Figura 8.11.

0 5 10 15 20 25 30 350

250

500

750

1.000

1.250

1.500

1.750

2.000

2.250

2.500

Microorganismos Algas

Tiempo (días)

Mic

roor

gani

smos

en

susp

ens

ión

(mg

SS

V L

-1)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

Alga

s en suspe

nsión (mg S

SV

L-1)

Figura 8.11. Evolución de la concentración de microorganismos y algas durante esta fase de aclimatación

de los microorganismos.

Al comienzo del experimento, después de la inoculación de ambos

compartimentos, la concentración de microorganismos en el ánodo era muy elevada,

2.150 mg SSV L-1. La concentración de microorganismos decreció durante la

aclimatación hasta aproximadamente 100 mg SSV L-1. Este descenso puede ser atribuido

a la baja edad de fango, que favoreció el crecimiento solamente de los microorganismos

electrogénicos en el biofilm del electrodo anódico e hizo disminuir la concentración de

microorganismos en suspensión (debido al lavado de microorganismos). Con respecto al

estudio anterior, se observa que la concentración de microorganismos una vez alcanzado

el estado estacionario fue unas 10 veces inferior en este estudio que en el anterior, lo que


291

indica que el crecimiento de microorganismos en suspensión en esta etapa fue inferior.

Cabe pensar, dado los buenos resultados obtenidos en cuanto a producción de

electricidad, que en este caso se obtuvo un mayor crecimiento de microorganismos en el

biofilm a pesar de que la superficie de electrodo fuese 1 cm2 más pequeña.

La concentración de algas disminuyó durante los primeros 10 días y luego retornó

a la concentración inicial. El efecto del pH sobre la actividad de las algas podría explicar

este comportamiento, ya que el pH óptimo para las algas está dentro del intervalo de 7 a

8, y como se muestra en la Figura 8.10, el pH del compartimento catódico fue inferior a 6

durante los primeros 10 días. Además, las algas son seres autótrofos que no pueden llevar

a cabo el metabolismo endógeno. Por lo que la concentración de algas debería

incrementar, pero esto no se observó debido a que otros microorganismos heterótrofos

crecieron en el cátodo y se alimentaron de las algas muertas. Sin embargo, este fenómeno

no afectó a la eficiencia de la MFC ya que, durante el día, la concentración de oxígeno

alcanzó valores de saturación de oxígeno en agua.

En este tipo de sistema generador de electricidad también es importante la

velocidad de eliminación de DQO, sobre todo teniendo en cuenta que este sistema

pretende usarse como tratamiento de aguas residuales. Este parámetro se evaluó cada día

y se muestra en la Figura 8.12.

0 5 10 15 20 25 30 350

2

4

6

8

10

12

14

16

18

r DQ

O (

mgD

QO

L-1 h

-1)

Tiempo (días)

Figura 8.12. Evolución de la velocidad de eliminación de DQO durante la aclimatación de los

microorganismos.

Capítulo 8

292

Durante los primeros dos días (correspondientes a la etapa de latencia de los

microorganismos electrogénicos), se obtuvo un porcentaje y una velocidad de eliminación

de DQO elevados, con valores de aproximadamente 80 % y 16 mg L-1 h-1,

respectivamente. El inóculo de microorganismos procedía de una EDAR (donde estaba

adaptado al tratamiento de un agua residual más compleja) y la concentración de fango

era muy elevada (Figura 8.11), lo que significa que había una elevada concentración de

microorganismos activos. Ambos factores explican el buen rendimiento del sistema

biológico para la eliminación de contaminantes durante ese breve tiempo. A partir del

segundo día de la puesta en marcha y hasta el día 6, se observa una caída en la velocidad

de eliminación de DQO hasta 0,5 mg L-1 h-1. Esta caída podría ser debida a que los

microorganismos aerobios fueron muriendo debido a la ausencia de oxígeno en el

compartimento anódico, ya que el oxígeno se evacuó mediante el burbujeo de nitrógeno,

y además, la baja edad de fango promovió el lavado de los microorganismos. Esto

provocó que el consumo de DQO fuese prácticamente nulo. Esto se corresponde con la

bajada de la concentración de microorganismos que se observó en la Figura 8.11.

Posteriormente, a partir del día 6, se observa un incremento de la velocidad de

eliminación de DQO. Esto se debió a que los microorganismos electrogénicos se

adaptaron y formaron un biofilm sobre el electrodo anódico, lo que promovió, de nuevo,

el aumento de la degradación de la DQO. Una vez que la MFC alcanzó el estado

estacionario, el porcentaje y la velocidad de eliminación de DQO estuvieron

comprendidos entre 46-60 % y 6,5-8 mg L-1 h-1, respectivamente. Estos valores fueron

similares a los obtenidos en el estudio anterior a pesar de que el sustrato del agua residual

fue distinto. En el estudio de Ahn y Logan (2010) [40], que estudiaron el tratamiento de

aguas residuales urbanas a diferentes temperaturas usando una MFC, también se obtuvo

una velocidad de eliminación de DQO similar a la de este estudio: 9 mg L-1 h-1 bajo

condiciones mesófilas y 11 mg L-1 h-1 para condiciones ambiente.

Durante el período de aclimatación, la conductividad y el potencial redox se

midieron cada día. La conductividad del cátodo se mantuvo constante con un valor de

1.200 µS cm-1, mientras que la conductividad del ánodo disminuyó desde 1.500 a 700 µS

cm-1. Esto se debió a que el fango activo inoculado tenía mayor conductividad que el agua

residual sintética alimentada al sistema. En el compartimento anódico, el potencial redox

se mantuvo en un valor constate de -50 mV. En otros estudios de MFC también se obtuvo

un potencial redox negativo en la solución del compartimento anódico [41]-[43]. Mientras


293

que en el compartimento catódico, el potencial redox varió a lo largo del día en función

de la concentración de oxígeno disuelto, que a su vez es función de la iluminación. Esto

es debido a que el potencial redox depende de la concentración de oxidantes y reductores

y del pH del medio [44], siendo en este caso el factor más influyente la concentración de

oxígeno disuelto en el medio. Por la mañana y por la noche, cuando la concentración de

oxígeno disuelto en el cátodo se encontraba en el punto más bajo (fase oscura), el

potencial redox fue aproximadamente -50 mV, y por la tarde, cuando se alcanzó el valor

más alto de oxígeno disuelto (fase lumínica), el potencial redox aumentó hasta 20 mV.

Esta evolución del potencial redox también se observó en una MFC implementada en un

humedal empleado para el tratamiento de aguas residuales y producción de electricidad

[45]. En la parte más profunda de este sistema (cercana al ánodo), en la que la

concentración de oxígeno disuelto es baja, el potencial redox tenía un valor negativo,

mientras que en la parte superior (cercana al cátodo), en la que el oxígeno disuelto es

elevada, el potencial redox era positivo [45]. Wang y col. (2013) [44] midieron el pH,

oxígeno disuelto y potencial redox en el biocátodo aerobio de una MFC, observando que

cuando el oxígeno disuelto se mantenía en valores cercanos a la saturación el potencial

redox era positivo, dependiendo su valor del potencial generado en la MFC.

En la Figura 8.13 se muestra, a modo de ejemplo, el oxígeno disuelto en el

compartimento catódico y el voltaje generado en la MFC fotosintética durante un día, una

vez que la MFC fotosintética alcanzó un estado estacionario.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

2

4

6

8

10

12

14

16

18


Tiempo (h)

Vol

taje

(m

V)

0

2

4

6

8

10

12

14

Oxíge

no disuelto

(mg L -1)

Figura 8.13. Evolución del voltaje y del oxígeno disuelto durante un día del estado estacionario. *Burbujeo

de CO2.

*

Capítulo 8

294

A las 8:00 h, cuando se encendió la luz, la fase de iluminación comenzó y las

algas llevaron a cabo la fotosíntesis, capturando luz y dióxido de carbono y liberando

oxígeno. Así, se puede observar que el oxígeno disuelto en el cátodo aumentó y, por

tanto, el voltaje también lo hizo. A las 9:00 h, el oxígeno disuelto en el cátodo y, por

tanto, el voltaje, disminuyeron hasta 2 mg L-1 y 8 mV, respectivamente, ya que en ese

momento se burbujeó el dióxido carbono necesario para la fotosíntesis, y se produjo el

desplazamiento del oxígeno, lo que provocó el descenso del voltaje. A continuación, el

voltaje y el oxígeno disuelto aumentaron hasta alcanzar el estado estacionario a las 14:00

h. Estos parámetros se mantuvieron constantes en aproximadamente 18 mV y 12 mg L-1,

respectivamente, hasta las 20:00 h, cuando la luz se apagó y comenzó la fase oscura.

Durante la fase oscura, las algas consumieron oxígeno en la respiración. En este punto, el

oxígeno disuelto y el voltaje cayeron a 4 mg L-1 y 11 mV, respectivamente. Estos

resultados sugirieron que la concentración de oxígeno disuelto en el cátodo controló el

rendimiento de la MFC fotosintética en las condiciones de operación empleadas.

Schamphelaire and Verstraete (2009) estudiaron la producción de electricidad en un

sistema similar, donde observaron una elevada fluctuación en la producción de

electricidad debido a la variación del oxígeno en el compartimento catódico a lo largo de

las 24 horas del día, con un máximo de producción de electricidad durante el día (en torno

a las 15:00-16:00 h) y un mínimo durante la noche (en torno a las 3:00-4:00 h) [46]. Este

comportamiento también se observó en otras publicaciones [31] [47]. Este

comportamiento ha sido observado también en una MFC estándar [48], donde el oxígeno

disuelto tiene una influencia significativa en el rendimiento de la MFC. Kang y col.

(2003) determinaron que la concentración crítica de oxígeno en el compartimento

catódico cuando se empleó grafito como electrodo fue 6,6 mg L-1 [49].

Nuestra MFC fotosintética continuó produciendo electricidad durante la fase

oscura, más del 60 % de la electricidad producida durante la fase lumínica. Este

comportamiento no es fácil de explicar, pero en trabajos previos [30] se observó que

cuando la concentración de oxígeno fue baja, otras sustancias distintas del oxígeno

actuaron como aceptor de electrones. Este fenómeno se ha verificado en estudios

posteriores que se realizaron para ayudarnos a entender el comportamiento de nuestra

MFC durante la fase oscura y cuyos resultados se expondrán en el Capítulo 9 de esta

Tesis Doctoral.


295

Si se comparan los perfiles de oxígeno disuelto y voltaje obtenidos en este estudio

con los obtenidos en el estudio anterior en las mismas condiciones de operación (modo

discontinuo), se observa que mientras en el estudio anterior se obtuvieron 4 períodos

durante la fase lumínica debido al agotamiento del sustrato, en este estudio únicamente se

observan 2. La diferencia se debió a que en este estudio se reemplazaban 100 mL del

compartimento anódico por agua residual fresca en lugar de los 50 mL que se

reemplazaban en el estudio anterior. Por ello, en este estudio no se observó el

agotamiento del sustrato cuando se trabajó en modo discontinuo. También se observa que

el oxígeno disuelto durante la fase lumínica fue superior en este estudio que en el estudio

anterior, ya que el cultivo de algas era diferente. Esto demuestra que la producción de

oxígeno por parte de la especie Chlorella vulgaris fue superior que cuando se usó un

cultivo mixto de algas.

Durante la aclimatación de los microorganismos en la MFC fotosintética también

se llevó a cabo una caracterización electroquímica. Se realizaron curvas de polarización

los días 5, 10, 13, 20, 24 y 27 (mostradas en la Figura 8.I del Anexo I de este capítulo).

En la Tabla 8.2 se muestran los parámetros electroquímicos obtenidos a partir de las

curvas de polarización y potencia: densidad de potencia máxima (Pmáx), densidad de

corriente a densidad de potencia máxima (jPmáx), resistencia interna (Rint) y voltaje a

circuito abierto (OCV).

Tabla 8.2. Parámetros electroquímicos obtenidos a partir de las curvas de polarización y potencia durante

esta etapa de aclimatación.

Día Pmáx (mW m-2) jPmáx (mA m-2) OCV (mV) Rint (kΩ)

5 3,63 25,09 479,9 7,2

10 9,73 72,79 490,4 2,3

13 13,53 104,25 489 1,6

20 14,40 116,96 462,8 1,3

24 12,35 93,72 460,8 1,8

27 13,16 93,69 459,9 1,9

La densidad de potencia máxima y la densidad de corriente a densidad potencia

máxima aumentaron desde 3,63 a 14,40 mW m-2 y desde 25,09 a 116,96 mA m-2,

respectivamente, ya que durante este período los microorganismos electrogénicos

crecieron y se fueron adaptando a las nuevas condiciones, por tanto, se produjo más

electricidad. La resistencia interna disminuyó durante la aclimatación desde 7,2 a 1,3 kΩ,

Capítulo 8

296

ya que las conductividades iónica y eléctrica mejoraron. De esta forma, la mayor

densidad de potencia máxima fue 14,40 mW m-2 y la resistencia interna mínima fue de

1,3 kΩ y se obtuvieron el día 20, cuando la MFC fotosintética todavía no había alcanzado

el estado estacionario. Los días 24 y 27 se observa un ligero descenso de la densidad de

potencia máxima y de la densidad de corriente y un ligero aumento de la resistencia

interna. Esto se puede explicar teniendo en cuenta que con el tiempo el crecimiento del

biofilm tanto por la adhesión de nuevos microorganismos como por el crecimiento de los

ya adheridos provocó un aumento de la resistencia a la difusión [50].

Si comparamos estos resultados con los obtenidos en el estudio anterior, se

observa que la densidad de potencia máxima fue superior en este estudio que en el estudio

anterior en las mismas condiciones de operación (modo discontinuo) (14,4 vs 11,5 mW

m-2) e incluso superior al valor obtenido en modo continuo. Además, la resistencia interna

fue inferior en este estudio que en el estudio anterior (9,6 y 4,4 kΩ, en modo discontinuo

y continuo, respectivamente, frente a 1,3 kΩ). Por tanto, se concluye que los cambios

realizados en este estudio (burbujeo de nitrógeno durante la aclimatación en el

compartimento anódico, empleo de un cultivo de algas de Chlorella vulgaris e

inoculación de microorganismos y algas al mismo tiempo) causaron un efecto beneficioso

en la generación de potencia en la MFC fotosintética. Además, estos cambios permitieron

disminuir la resistencia interna de la MFC fotosintética.

La densidad de potencia máxima obtenida fue similar o mayor que la obtenida en

otras publicaciones de MFCs convencionales donde no se utilizaron catalizadores [51]-

[54]. Así, Kim y col. (2004) [52] obtuvieron una densidad de potencia máxima de 8,3

mW m-2 en una MFC que operaba en modo discontinuo, sin ningún catalizador en el

cátodo y usando un consorcio de microorganismos enriquecidos en el ánodo. En otro

estudio [53] de generación de electricidad con Geobacter sulfurreducens en una MFC sin

mediadores, que operaba en modo discontinuo sin catalizador en el cátodo, se obtuvo una

densidad de potencia máxima de 16 mW m-2. Este valor fue superior que el obtenido en

este estudio debido a que se usó un cultivo puro como biocatalizador en el ánodo.

Además, la densidad de potencia máxima obtenida en este estudio fue mayor que

la obtenida en otros estudios de MFC fotosintéticas similares a la usada en esta

investigación [21]. Por ejemplo, Powell y col. (2009) [17] alcanzaron una densidad de

potencia máxima de 2,7 mW m-2 con Chlorella vulgaris en el cátodo. Así, en celdas de

combustible fotomicrobiológicas se obtuvo una densidad de potencia máxima de 0,82


297

mW m-2 [53]. En una MFC donde se utilizó un hongo blanco como biocátodo y platino

como catalizador, se obtuvo una densidad de potencia máxima de 6,4 mW m-2 [10].

Por otra parte, los valores de OCV se mantuvieron constante a lo largo de los días

y similares a los publicados por Ieropoulos y col. empleando una MFC de 500 mL [55].

También se realizaron impedancias en dos configuraciones diferentes: a la celda

completa y al compartimento anódico, los días 10, 17, 25 y 32 de la aclimatación. Los

resultados de las impedancias se ajustaron al circuito equivalente mostrado en la Figura

8.14, con el fin de evaluar la resistencia óhmica (Rohm) y la resistencia a la polarización

(Ra+c).

Figura 8.14. Circuito equivalente empleado para el ajuste de las impedancias a la celda completa y al

compartimento anódico realizadas durante la aclimatación de los microorganismos de la MFC fotosintética.

El circuito equivalente empleado consistió en un componente de resistencia

óhmica (resistencia de la membrana y la solución), seguido de un componente de

resistencia a la polarización (resistencia a la transferencia de carga entre el ánodo y el

cátodo y el sistema electrolito/bacterias-algas), que se encontraba en paralelo con un

elemento de constante de fase (CPE). El CPE se utilizó en lugar de un capacitor para

simular el comportamiento no-ideal de la capacitancia distribuida, típica de los electrodos

porosos [56].

En las Figuras 8.15A y 8.15B, se pueden observar los diagramas de Nyquist de la

celda completa correspondientes a diferentes días.

En la Tabla 8.3 se muestran los parámetros obtenidos del ajuste del circuito

equivalente a los datos de las impedancias realizadas a la celda completa y al


Las impedancias muestran una elevada resistencia a la polarización representada

por un semicírculo sin cerrar para impedancias realizadas a las celdas completas y un

semicírculo cerrado para las impedancias realizadas al compartimento anódico

(representaciones mostradas en la Figura 8.II del Anexo II de este capítulo). La primera

CPE

Ra+c

Rohm

Capítulo 8

298

intersección de la curva de Nyquist con el eje x representa la resistencia de la solución +

membrana (resistencia óhmica). La proyección del punto de la intersección de la curva

más lejano desde el origen con el eje x es representativa de la impedancia total [57].

A)

0 20.000 40.000 60.000 80.000 100.000 120.000 140.0000

10.000

20.000

30.000

40.000

50.000

60.000

70.000

Día 10 Día 17

Z''

(Ω)

Z' (Ω)

B)

0 4.000 8.000 12.000 16.000 20.000 24.0000

2.000

4.000

6.000

8.000

10.000

12.000

Día 25 Día 32

Z''

(Ω)

Z' (Ω)

Figura 8.15. Impedancias a la celda completa realizadas durante la aclimatación de los microorganismos de

la MFC fotosintética. A) Curva de Nyquist de los días 10 y 17. B) Curva de Nyquist de los días 25 y 32.


299

Tabla 8.3. Parámetros obtenidos del ajuste del circuito equivalente a las impedancias realizadas a la celda

completa y al ánodo durante la aclimatación de los microorganismos de la MFC fotosintética.

Día Rohm (Ω) Ra+c (Ω) Ra (Ω)

10 1.441 145.000 1.069

17 3.230 58.600 1.362

25 217,9 22.670 1.002

32 192,8 17.690 938

El coeficiente de correlación del ajuste del circuito equivalente a las impedancias

realizadas a la celda completa y al compartimento anódico fue 0,98 en todos los casos. La

resistencia óhmica de la MFC fotosintética disminuyó durante la aclimatación desde

1.441 a 192,8 Ω, y la resistencia a la polarización de la celda completa disminuyó desde

145.000 hasta 17.690 Ω.

La resistencia a la polarización del ánodo se calculó a partir de las impedancias

realizadas a dicho compartimento. Este valor disminuyó desde 1.069 a 938,3 Ω, lo que

indica que la resistencia a la polarización del ánodo fue mucho menor que la resistencia a

la polarización del cátodo. Por tanto, la elevada resistencia a la polarización de la celda

completa se debió a la elevada resistencia a la polarización del cátodo. Los valores de la

resistencia a la polarización del ánodo fueron más bajos que los obtenidos en otras

investigaciones. Sin embargo, los valores de la resistencia a la polarización de la celda

completa fueron mayores que los obtenidos en otros estudios [58]-[60]. La resistencia a la

polarización del cátodo fue mayor que la resistencia a la polarización del ánodo porque,

en este sistema, no se utilizó ningún catalizador en el cátodo.

Ramasamy y col. (2008) [58], durante el crecimiento del biofilm sobre el ánodo de

una MFC, realizaron impedancias a tres configuraciones diferentes: celda completa,

ánodo y cátodo. El primer día, las resistencias a la polarización de la celda completa y del

ánodo fueron 40.050 y 39.150 Ω, respectivamente. Una vez formado el biofilm, estos

valores fueron 8.250 y 7.200 Ω para la celda completa y el ánodo, respectivamente.

Siendo la resistencia a la polarización del cátodo la diferencia entre la resistencia a la

polarización de la celda completa y la del ánodo. En otro estudio [60], también se

realizaron las impedancias a la celda completa, al ánodo y al cátodo, se empleó un

tampón para controlar el pH, y se utilizó lactato y Shewanella oneidensis como analitos.

En ese caso, la resistencia a la polarización de la celda completa y del ánodo fue de

Capítulo 8

300

72.000 y 10.200 Ω, respectivamente, mientras que la resistencia a la polarización del

cátodo fue la diferencia de ambas.

Aunque en ninguno de los electrodos de la MFC fotosintética empleada en este

estudio se utilizó catalizador, se debe recordar que el biofilm formado sobre la superficie

del ánodo, actuó como biocatalizador de las reacciones que tienen lugar en el ánodo [61].

Por el contrario, las algas principalmente actuaron como productoras de oxígeno (durante

la fase lumínica), mientras que no está muy claro que pudieran actuar como reductoras de

oxígeno, lo que podría explicar por qué, a lo largo de este estudio, el cátodo siempre fue

el electrodo limitante en la producción de electricidad.

iii. Estudio de la adición de CO2

Las algas son organismos fotosintéticos autótrofos que usan el dióxido de carbono

como fuente de carbono para su crecimiento. Como se ha explicado anteriormente, para

aportar esta fuente de carbono, se burbujeó CO2 en el compartimento catódico de la MFC

fotosintética cada día. Una vez alcanzado el estado estacionario en la producción de

electricidad y depuración del agua residual en la MFC fotosintética, se estudió durante

cuánto tiempo era necesario suministrar CO2 para satisfacer las necesidades de carbono

para el crecimiento de las algas, producción de oxígeno y, por tanto, para el óptimo

funcionamiento de la MFC fotosintética. Para ello, se realizó un estudio en el que se

burbujeó CO2 en el cátodo durante 0,5 ó 1 h en diferentes días y estos resultados se

compararon con los obtenidos cuando no se añadió CO2.

En las Figuras 8.16A y 8.16B, se representan los perfiles de voltaje y oxígeno

disuelto, respectivamente, durante los días en los que se burbujeó CO2 durante 0,5 horas,

1 hora y cuando no se burbujeó CO2.

Cuando se burbujeó CO2, el oxígeno disuelto disminuyó y, por lo tanto, el voltaje

también disminuyó, ya que se produjo la desabsorción del oxígeno del agua. Cuando se

burbujeó CO2 durante 1 hora, se necesitaron 4 horas para alcanzar el estado estacionario.

Sin embargo, cuando el CO2 se burbujeó únicamente durante media hora se produjo

menor desabsorción de oxígeno, como cabría esperar, por lo que la MFC fotosintética se

recuperó más rápidamente, alcanzando de nuevo el mismo régimen estacionario que en el

caso anterior después de 1 hora. Cuando no se burbujeó CO2, el voltaje máximo fue más

bajo, a pesar de que el perfil de oxígeno no se vio perturbado.


301

A)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

1 hora 0,5 horas Sin CO

2

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (h)

B)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

1

2

3

4

5

6

7

8

1 hora 0,5 horas Sin CO

2

Oxí

geno

dis

uelto

(m

g L-1)

Tiempo (h)

Figura 8.16. Evolución del voltaje y el oxígeno disuelto con y sin adición de CO2. A) Voltaje. B) Oxígeno

disuelto.

Los cambios en el voltaje y oxígeno disuelto a lo largo de los días de este estudio

se pueden observar en la Figura 8.17. El primer día, se burbujeó CO2 durante media hora

y los siguientes días no se añadió CO2.

Capítulo 8

302

0 12 24 36 48 60 72 84 960

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20


Tiempo (h)

Vol

taje

(m

V)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

Oxíge

no disuelto

(mg L -1)

Figura 8.17. Evolución del voltaje y el oxígeno disuelto durante diferentes días con y sin adición de CO2.

El oxígeno disuelto se mantuvo constante en aproximadamente 6 mg L-1 cada día

durante el estado estacionario de la fase lumínica. Sin embargo, el voltaje (durante el

estado estacionario de la fase lumínica) decreció con el tiempo, desde 17 mV hasta 14

mV (prácticamente un 20 %). Este cambio permitió concluir que la adición durante 0,5 h

de dióxido de carbono fue necesaria para asegurar el buen funcionamiento de las algas.

En esta MFC fotosintética, el burbujeo de CO2 durante media hora fue suficiente

para conseguir una buena respuesta en la MFC fotosintética. En otras palabras, no se

observaron beneficios cuando se burbujeó más CO2 en el cátodo ya que los

requerimientos de carbono se satisficieron en el período de 0,5 h. Esto indica que había

una cantidad limitada de dióxido de carbono que pudo ser almacenada con esta técnica, y

la adición de más CO2 no mejoró el rendimiento de la MFC fotosintética.

8.5. CONCLUSIONES

Este trabajo demostró la viabilidad de la integración de un cátodo asistido por

algas en una MFC (MFC fotosintética) sin la necesidad de usar mediadores artificiales o

catalizadores que contengan metales nobles. Esta MFC fotosintética se puede considerar

como un tratamiento de aguas residuales autosostenible y medioambientalmente

favorable, ya que se evita el consumo de energía en la aireación, se produce energía

eléctrica y se captura CO2 (gas de efecto invernadero). Las principales conclusiones que

se pudieron extraer de este estudio fueron:

0,5 h 0 h 0 h 0 h


303

• El tiempo de puesta en marcha de la MFC fotosintética se redujo cuando se realizó

en una sola etapa, es decir, inoculando los microorganismos y las algas que

operaban en régimen dinámico de luz/oscuridad al mismo tiempo.

• La producción de electricidad a lo largo del día en la MFC fotosintética no fue

constante, dependió de la concentración de oxígeno (iluminación) y de la carga

orgánica. Esto explica las grandes diferencias observadas usando diferentes modos

de alimentación del sustrato y diferentes cargas orgánicas, ya que los niveles de

producción de electricidad máxima se obtuvieron durante la fase lumínica y con

una elevada carga orgánica.

• A pesar de que la producción de electricidad durante la fase oscura (noche)

disminuyó con respecto al día debido al descenso de la concentración de oxígeno

en el compartimento catódico, esta tecnología fue también capaz de producir una

gran cantidad de electricidad durante la fase oscura.

• La producción de oxígeno fue mayor (alcanzando el 100 % de saturación de

oxígeno en agua) cuando se empleó un cultivo de algas Chlorella vulgaris, sin

necesidad de mantener condiciones estériles en el sistema, que cuando se empleó

un cultivo mixto de algas.

• La MFC fotosintética fue apta para el tratamiento de aguas residuales urbanas y de

la industria de los zumos de frutas, obteniéndose una velocidad de eliminación de

DQO similar en ambos casos y aceptable.

• La resistencia a la polarización del cátodo fue mayor que la resistencia a la

polarización del ánodo y, por tanto, el cátodo fue el electrodo limitante en la

producción de electricidad de este sistema.

• El burbujeo de CO2 en el cátodo, durante 30 minutos cada día, fue suficiente para

la operación eficiente de la MFC fotosintética bajo nuestras condiciones de

operación.

• Este tipo de MFC (MFC fotosintética) resultó ser una tecnología robusta y

prometedora que puede ser considerada como una primera aproximación a un

sistema de lagunaje.

8.6. BIBLIOGRAFÍA

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Capítulo 8

304

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Capítulo 8

308

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309

ANEXO I: Curvas de polarización durante la etapa de la aclimatación de los

microorganismos de la MFC fotosintética

En este Anexo se muestran las curvas de polarización realizadas durante la etapa

de aclimatación de los microorganismos del compartimento anódico de la MFC

fotosintética (Figura 8.I).

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 2500

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Día 5 Día 10 Día 13 Día 20 Día 24 Día 27

Vol

taje

(m

V)

Densida de corriente (mA m-2) Figura 8.I. Curvas de polarización realizadas durante la etapa de aclimatación de los microorganismos de la

MFC fotosintética.

Capítulo 8

310

ANEXO II: Impedancias al ánodo realizadas durante la aclimatación de los

microorganismos de la MFC fotosintética

A continuación, en la Figura 8.II se muestran las impedancias realizadas al ánodo

de la MFC fotosintética durante la aclimatación de los microorganismos del


0 200 400 600 800 1000 1200 1400 16000

100

200

300

400

500

600

700

800

Día 10 Día 17 Día 25 Día 32

Z''

(Ω)

Z''(Ω)

Figura 8.II. Impedancias realizadas al ánodo de la MFC fotosintética durante la aclimatación de los

microorganismos del compartimento anódico.

Estudio paramétrico de una MFC

fotosintética

______________________________________________________________________

9.1. INTRODUCCIÓN







9.4.1. Contribución de microorganismos en suspensión a la producción de

electricidad y depuración del agua residual

9.4.2. Influecia de la concentración de DQO del agua residual

9.4.3. Influencia de la fuente de carbono inorgánico en el compartimento

catódico

9.4.4. Caracterización de la MFC fotosintética

9.5. CONCLUSIONES

9.6. BIBLIOGRAFÍA

ANEXO I

ANEXO II

CA

PÍT

UL

O 9

9.1. INTRODUCCIÓN

Una celda de combustible microbiológica fotosintética (MFC fotosintética) es aquella en la que la luz solar se emplea para producir

electricidad. Dentro de las diferentes MFCs fotosintéticas, la producción fotosintética de O2 en el cátodo por parte de algas es

bastante interesante ya que se reducen los costes energéticos del suministro de O2. Como fuente de carbono inorgánico para las

algas se suele utilizar CO2, sin embargo, es preciso evaluar la forma de suministrarlo.

En el ánodo se usan microorganismos como catalizador para generar electricidad a partir de la oxidación de un sustrato

biodegradable. Una buena fuente orgánica para producir electricidad en las MFCs es el agua residual de la industria de los zumos de

fruta debido a su elevada biodegradabilidad. Sin embargo, su funcionamiento puede verse perturbado por el cambio estacional en la

concentración de materia orgánica del influente, típico de este tipo de industrias.

Un factor importante en la generación de electricidad en una MFC es la población de microorganismos y el mecanismo de

transferencia de electrones entre los microorganismos y el electrodo anódico. Los microorganismos que formen un biofilm sobre el

ánodo podrán transferir los electrones al electrodo directamente, mientras que los microorganismos en suspensión únicamente

podrán transferir los electrones al electrodo mediante mediadores externos, lo que conlleva una elevada tasa energética.


La depuración del agua

residual no se vio afectada

por los ciclos de

luz/oscuridad. La DQO se

eliminó en un 75 % con una

velocidad de 38 mg L-1

h-1

. La

relación de DQO:N:P

eliminado fue 100:5:1.

ESTUDIO PARAMÉTRICO UNA MFC FOTOSINTÉTICA


El objetivo general fue estudiar una MFC fotosintética, como un sistema autosostenible para la

depuración y valorización energética de aguas residuales. Se plantearon los siguientes subobjetivos:

• Estudiar el efecto de las variables más importantes para el óptimo funcionamiento de la MFC

fotosintética: la presencia de microorganismos en suspensión, la concentración de DQO del agua

residual, la fuente de carbono inorgánico para las algas y la concentración de la misma.

• Caracterizar los ciclos de luz/oscuridad de la MFC fotosintética.

9.5. CONCLUSIONES

Esta MFC fotosintética es adecuada para el tratamiento de aguas residuales con una DQO de hasta

555 mg L-1

, una DQO superior provocó la inhibición de los microorganismos electrogénicos. El

estado estacionario de la fase lumínica se alcanzó antes cuando se desarrollaron microorganismos

en suspensión (además de en el biofilm). El compartimento catódico fue el limitante, especialmente

durante la fase oscura debido a la baja [O2]. La fuente de carbono inorgánico más idónea para las

algas fue el NaHCO3, por lo que será necesaria la absorción previa de CO2 en el medio que se

alimentará a las algas. La MFC fotosintética presentó una gran durabilidad y robustez.

9.3. PROCEDIMIENTO

EXPERIMENTAL

Influencia de los microorganismos en suspensión

Influencia de la concentración de DQO del agua residual

Caracterización de la MFC fotosintética

ácidos, provocando la bajada del pH y la inhibición de los

microorganismos electrogénicos.

Cuando se redujo la [DQO] a 555 mg L-1

, el sistema se recuperó.

Voltaje a lo largo del día

Cuando se permitió el crecimiento de

microorganismos en suspensión en el

compartimento anódico se alcanzó

antes el estado estacionario en

cuanto a la producción de

electricidad. Una vez alcanzado el

estado estacionario la producción de

electricidad fue prácticamente igual.

La eliminación de DQO del agua residual fue ligeramente superior

cuando se disponía de microorganismos en suspensión en el


Al aumentar la [DQO], el voltaje y la

velocidad de eliminación de DQO

aumentaron. Cuando la [DQO]

aumentó hasta 1.066 mg L-1

, el voltaje

disminuyó hasta 10 mV (fase

lumínica). Esto se debió a que los

microorganismos anaerobios

consumieron DQO y produjeron

ácidos,

Durante la fase lumínica las algas produjeron oxígeno

mediante la fotosíntesis, por lo que la producción de

electricidad aumentó. En la fase oscura el sistema estuvo

limitado por la baja concentración de O2, especialmente a

las 9:00 h.

Influencia de la fuente de

carbono inorgánico

Con CO2 y NaHCO3 se produjo la

misma electricidad. Sin embargo

con NaHCO3 se alcanzó antes el

estado estacionario.

La MFC fotosintética se mantuvo

durante más de 10 meses depurando

y produciendo electricidad en modo

continuo y de forma estable a pesar

de los cambios a los que se sometió.

Voltaje a lo largo del día en

función de la DQO.

Perfil de voltaje y oxígeno disuelto.

Voltaje en función de la fuente de

carbono inorgánico.

Voltaje en la fase lumínica y en la fase

oscura.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110

5

10

15

20

25

30

35

17:00 h Media (17:00 h) 5:00 h Media (5:00 h)

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (meses)

0 50 100 150 200 250 3000,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

Vol

taje

(V

)


9:00 h 20:00 h

17:00 h

13:00 h


Int J Hydrogen

Energ

39(36):21828-21836.

2014.

Fuel

140:209-216. 2015.

Estudio paramétrico de una MFC fotosintética

315

9.1. INTRODUCCIÓN

Las celdas de combustible microbiológicas (MFCs) son dispositivos

electroquímicos que usan los microorganismos como catalizador para generar electricidad

a partir de la oxidación de un sustrato biodegradable [1]. En este sentido, el uso de aguas

residuales con contaminantes orgánicos es una opción muy prometedora debido a que

combina el actual tratamiento del agua residual con la generación de energía [2]. En una

MFC, las reacciones de oxidación y reducción se llevan a cabo en la cámara anódica y

catódica, respectivamente. Normalmente, la reacción de oxidación la realizan los

microorganismos y la reacción de reducción se lleva a cabo con catalizadores químicos.

Sin embargo, los biocátodos se pueden incluir con éxito en MFCs [3]. Los biocátodos

tienen algunas ventajas frente a los cátodos abióticos [4]: el coste de las MFC es más bajo

debido a que el catalizador metálico y/o los mediadores de electrones artificiales se

sustituyen por microorganismos; los microorganismos, algas, pueden producir oxígeno

mediante las reacciones fotosintéticas evitando el coste del suministro externo de oxígeno

y fijando el CO2 atmosférico al mismo tiempo; los biocátodos mejoran la sostenibilidad

de las MFC, debido a que problemas como el envenenamiento del platino o el consumo y

reemplazamiento de mediadores de electrones son eliminados; y el metabolismo

microbiano en biocátodos puede ser utilizado para producir productos útiles o eliminar

compuestos indeseables [5].

Por otra parte, la luz solar puede ser usada mediante microorganismos

fotosintéticos en una MFC. En este caso, el sistema se conoce como MFC fotosintética.

Hay muchas posibles configuraciones de MFCs fotosintéticas [6]. En particular, la

producción fotosintética de oxígeno en el cátodo por parte de algas (biocátodo) es

bastante interesante para suministrar el aceptor terminal de electrones, oxígeno, evitando

la necesidad del uso de compresores o turbinas obteniendo así, el consecuente ahorro

energético.

Así, estas nuevas tecnologías pueden sustituir al proceso tradicional de fango

activo en el tratamiento de aguas residuales con la producción de menos fango y menos

requerimientos energéticos, ya que la aireación en el cátodo no sería necesaria.

Por una parte, actualmente, se ha investigado el tratamiento de diferentes tipos de

aguas residuales, como agua residual sintética [7]-[9], agua de procesado del almidón

[10], lixiviados de vertedero [11], agua residual doméstica [12], etc., con la producción

simultánea de electricidad en las MFCs. La densidad de potencia máxima producida

Capítulo 9

316

parece ser relativa a la complejidad del sustrato (por ejemplo, un solo compuesto frente a

varios compuestos) [13]. El agua residual de la industria de los zumos de fruta se

caracteriza por una elevada biodegradabilidad [14], ya que el principal contaminante es el

azúcar. Debido a esto, este agua residual es una buena fuente orgánica para producir

electricidad en las MFCs. Sin embargo, su funcionamiento y la comunidad de

microorganismos puede verse perturbada por el cambio estacional de la concentración de

materia orgánica en el influente [15], típico de este tipo de industrias.

Por otra parte, un factor importante en la generación de electricidad en una MFC

es la población de microorganismos y el mecanismo de transferencia de electrones entre

los microorganismos y el electrodo anódico. A menudo se requieren mediadores externos

para transferir los electrones del microorganismos al electrodo [16], en otros casos, los

mediadores los producen los propios microorganismos [17] y, en el mejor de los casos,

los microorganismos transfieren directamente los electrones al electrodo [18]. La

transferencia directa de electrones únicamente se podrá llevar a cabo por los

microorganismos que se adhieran al electrodo anódico formando un biofilm, mientras que

los microorganismos en suspensión únicamente podrán transferir los electrones al

electrodo mediante mediadores externos. Desafortunadamente, a pesar de las ventajas de

la interacción a larga distancia con un electrodo, la transferencia de electrones mediante

mediadores supone una tasa energética, por lo que, quizás no sea el mecanismo más

deseable para los microorganismos [19]. Además, la transferencia directa de los

electrones genera una mayor eficiencia culómbica y evita la necesidad de utilizar

mediadores inestables y potencialmente tóxicos y, por tanto, esto simplifica el diseño de

la MFC y reduce sus costes [20]. Sin embargo, no todos los microorganismos tienen la

habilidad de transferir directamente los electrones al electrodo. En muchos estudios se

utilizan cultivos de microorganismos puros con esta habilidad para producir tanta

electricidad como sea posible [21]. Sin embargo, los cultivos puros son inestables para

aplicaciones prácticas. Las biotecnologías que emplean cultivos mixtos, comparados con

las que utilizan cultivos puros, presentan ventajas específicas: no requieren esterilización,

presentan una elevada capacidad de adaptarse al uso de sustratos mixtos (como las aguas

residuales) y la posibilidad de usarse en procesos en modo continuo [22]. De esta forma,

la optimización de las condiciones de operación, tales como el modo de operación, para

maximizar la transferencia de electrones es necesaria. Dependiendo del modo de

alimentación, las MFCs se dividen en dos tipos: discontinuas y continuas. En contraste


317

con el modo de operación continuo, en el modo discontinuo no se puede suministrar

electricidad continuamente [23]. Sin embargo, la aclimatación del inóculo se recomienda

que se lleve a cabo en modo discontinuo para facilitar el crecimiento de los

microorganismos sobre la superficie del electrodo formando el biofilm [24] [25].

Además, es preciso considerar que este tipo de sistema (MFC fotosintética)

necesita luz y una fuente de carbono inorgánico para llevar a cabo la fotosíntesis y

producir oxígeno. Como fuente de carbono inorgánico se suele utilizar dióxido de

carbono [26]-[30], de esta forma, este sistema hace las funciones de sumidero de CO2

[26]. Sin embargo, no han sido evaluadas otras fuentes de carbono inorgánico y la forma

de suministrar el mismo.


Teniendo en cuenta el contexto energético actual y la problemática ambiental que

genera el vertido de las aguas residuales, se planteó el estudio de una novedosa tecnología

que es capaz de abordar ambos problema as: las celdas de combustible microbiológicas

fotosintéticas (MFC fotosintética). En el capítulo anterior se demostró la viabilidad de

utilizar una MFC fotosintética para el tratamiento y valorización energética de aguas

residuales y se puso en marcha este sistema electroquímico.

El objetivo general de este capítulo fue profundizar en el estudio y conocimiento

de una celda de combustible microbiológica fotosintética, como un sistema autosostenible

para la depuración y valorización energética de las aguas residuales típicas de la industria

de los zumos de frutas. Por ello, el sistema carecía de mediadores artificiales para la

transferencia de electrones desde los microorganismos al electrodo o de catalizadores

para la reducción del oxígeno en el compartimento catódico. Para profundizar en el

estudio de este tipo de sistema se planteó un estudio paramétrico de las variables más

importantes para el óptimo funcionamiento de una celda de combustible microbiológica

fotosintética, en la que se empleó un cultivo de algas Chlorella vulgaris productor de

oxígeno en el compartimento catódico. Teniendo en cuenta que en el Capítulo 7 se

estudió el efecto de las variables de operación más importantes en una microcelda de

combustible microbiológica, en este capítulo únicamente se estudiaron las que se

consideró que afectan especialmente al funcionamiento de la MFC fotosintética como

sistema autosostenible y medioambientalmente favorable de depuración de aguas

residuales y producción de energía eléctrica. De esta forma, las variables que se

Capítulo 9

318

estudiaron fueron: la presencia de microorganismos en suspensión, la concentración de

DQO del agua residual, la fuente de carbono inorgánico para las algas y la concentración

de la misma. Además, también se planteó la caracterización de los ciclos de luz/oscuridad

de la MFC fotosintética. Teniendo en cuenta estas premisas, los objetivos parciales de

este capítulo fueron los siguientes:

• Estudiar la contribución de microorganismos en suspensión en el compartimento

anódico a la producción de energía eléctrica y depuración del agua residual. Se

planteó estudiar la producción de electricidad y depuración del agua residual en la

MFC fotosintética con microorganismos en suspensión y microorganismos en

biofilm y, únicamente, con microorganismos en biofilm.

• Determinar la influencia de la concentración de DQO del agua residual en el

funcionamiento de la MFC fotosintética. Esto estudio permitió determinar la

concentración óptima para la máxima producción de electricidad y máxima

depuración del agua residual, así como la máxima concentración de DQO que

puede tolerar el cultivo electrogénico del compartimento anódico.

• Estudiar la influencia de la fuente de carbono inorgánico que necesitan las algas

del compartimento catódico como sustrato para llevar a cabo la fotosíntesis y

producir el oxígeno necesario para la reacción de reducción. Para esto, se estudió

el efecto del tipo de fuente de carbono inorgánico y la concentración de la misma

sobre la producción de oxígeno y electricidad en la MFC fotosintética.

• Caracterizar la celda de combustible microbiológica fotosintética a lo largo de un

ciclo de luz/oscuridad, es decir, a lo largo de un día (24 horas). Para ello, se

planteó analizar la evolución de las/os variables/parámetros más representativas/os

del sistema (oxígeno disuelto, voltaje, DQO, otros aceptores de electrones en el

compartimento catódico, potencia máxima, resistencia interna, resistencia del

compartimento anódico y catódico, etc…), con el fin de conocer que sucedía

durante ambos períodos (luz y oscuridad) y optimizar las condiciones de



319



La celda de combustible microbiológica fotosintética (MFC fotosintética)

empleada para llevar a cabo los experimentos de este capítulo, consistió en un reactor

biológico dividido en dos cámaras idénticas, de 800 mL de volumen útil cada una,

mediante una membrana de intercambio protónico (PEM, Sterion®) [31]. La MFC

fotosintética se situó sobre un agitador magnético multiposición para mantener en

suspensión el contenido de los compartimentos anódico y catódico y mejorar la

transferencia de materia. En cada compartimento, se emplearon electrodos de tela de

carbón con 10 % de Teflón, con una superficie activa de 8 cm2 cada electrodo. Durante la

operación normal, el ánodo y el cátodo se conectaron mediante cables y una resistencia

externa de 120 Ω, de forma que, los valores de voltaje de celda mostrados se

corresponden con esta resistencia externa. No se emplearon metales preciosos como

catalizadores. Esta instalación experimental se explicó detalladamente en el Apartado

4.3.2 y se mostró en la Figura 4.5.

El inoculo inicial de microorganismos fue un fango activo de la EDAR de Ciudad

Real. Después de un período de aclimatación de 25 días se obtuvo un biofilm estable de

microorganismos sobre la superficie del electrodo anódico. En este estudio, el

compartimento anódico se alimentó continuamente con un caudal de 1,2 mL min-1 de

agua residual sintética, que contenía glucosa y fructosa como materia orgánica y una serie

de nutrientes (Tabla 4.3 del Apartado 4.4.2). La concentración de materia orgánica

(DQO), así como la concentración de nutrientes, del agua residual sintética dependió del

estudio realizado.

El compartimento catódico se inoculó inicialmente con un cultivo puro de

Chlorella vulgaris. La energía solar artificial necesaria para que las algas llevasen a cabo

la fotosíntesis se suministró con una lámpara fluorescente (Philips). Cada día se alimentó

el compartimento catódico con carbono inorgánico (dióxido de carbono o bicarbonato

sódico en disolución) como fuente de carbono inorgánico para las algas. Así, en el caso

de utilizar CO2, éste se burbujeó en el compartimento catódico durante 30 minutos. Cada

día, el contenido evaporado del compartimento catódico se reemplazó por el medio Basal

de Bold que contiene los nutrientes necesarios para el crecimiento de las algas, cuya

composición se mostró en la Tabla 4.4 del Apartado 4.4.2.

Capítulo 9

320

La puesta en marcha y la aclimatación del inóculo de microorganismos y de algas

(Chlorella vulgaris) en la MFC fotosintética se estudió en el Capítulo 8.


En este apartado se describen los diferentes procedimientos experimentales

empleados para el desarrollo de cada uno de los estudios.

Las condiciones de operación empleadas en estos estudios, salvo que se indique lo

contrario en el procedimiento experimental, fueron las siguientes: el compartimento

anódico se alimentó en modo continuo con el agua residual descrita anteriormente, con

una DQO de 343 mg L-1; las algas del compartimento catódico se iluminaron 12 horas al

día (desde las 8:00 hasta las 20:00 h). Cada día, el contenido evaporado del

compartimento catódico se reemplazó por el medio Basal de Bold y se burbujeó CO2

durante 30 minutos en el compartimento catódico. La temperatura del compartimento

anódico y catódico fue 26 ± 1 ºC.

i. Contribución de los microorganismos en suspensión a la producción de

electricidad y depuración del agua residual en la MFC fotosintética

Con el fin de determinar la influencia de los microorganismos en suspensión del

compartimento anódico en el funcionamiento de la MFC fotosintética, se operó de dos

formas diferentes en el compartimento anódico. En la Figura 9.1 se muestra un esquema

de cada modo de operación.

En primer lugar, el compartimento anódico se operó alimentando el agua residual

al compartimento anódico en modo continuo y reemplazando el contenido del

compartimento anódico cada dos días, sustituyéndolo por agua residual nueva (Figura

9.1A). De esta forma, se pretendió eliminar los microorganismos en suspensión que

pudieran crecer en el compartimento anódico, favoreciendo únicamente el desarrollo y

crecimiento de los microorganismos que formaban el biofilm sobre el electrodo anódico.

Posteriormente, el compartimento anódico se operó alimentando el agua residual

en modo continuo, sin evacuar en ningún momento el contenido del compartimento

anódico (Figura 9.1B). Esta forma de operar permitió el crecimiento de los

microorganismos en suspensión y en el biofilm.


321

A)

B)

Figura 9.1. Procedimiento experimental del estudio de la influencia de los microorganismos en suspensión.

A) Operación para evitar el crecimiento de microorganismos en suspensión. B) Operación que permitió el

crecimiento de microorganismos en suspensión.

ii. Estudio de la influencia de la concentración de DQO del agua residual en el

funcionamiento de la MFC fotosintética

Teniendo en cuenta que las aguas residuales de la industria de los zumos de frutas

tienen una concentración de DQO mayor que la del agua residual empleada hasta ahora

343 mg L-1, esto es, entre 2.500 y 10.000 mg L-1 [32], y con el objetivo de estudiar la

posibilidad de emplear la MFC fotosintética para el tratamiento de aguas residuales

reales, se incrementó la DQO del agua residual sintética alimentada a la MFC

Capítulo 9

322

fotosintética gradualmente. El procedimiento seguido se muestra en la Figura 9.2 y se

explica detalladamente a continuación.

0 10 20 30 40 50 60 70 80300

400

500

600

700

800

900

1.000

1.100

1.200

DQ

O (

mg

L-1)

Tiempo (d)

Figura 9.2. Procedimiento experimental del estudio de la influencia de la materia orgánica del agua residual

en el funcionamiento de la MFC fotosintética.

Como se observa en la Figura 9.2, la concentración de DQO del agua residual se

incrementó gradualmente desde 343 hasta 555 mg L-1 y, posteriormente, hasta 1.066 mg

L-1. No se evaluaron concentraciones de DQO superiores a 1.066 mg L-1 debido a que

surgieron problemas operativos en la MFC fotosintética que se mostrarán y explicarán en

el Apartado 9.4.2. Posteriormente, la concentración de DQO del agua residual se

disminuyó hasta 555 y, por último, a 343 mg L-1, con el fin de determinar el efecto de la

fluctuación de la concentración de DQO en el funcionamiento de la MFC fotosintética. La

concentración de nutrientes del agua residual fue proporcional a la DQO, tal y como se

mostró en la Tabla 4.3. Cada concentración de DQO se mantuvo hasta que se alcanzó el

estado estacionario en la MFC fotosintética, normalmente 15 días. Una vez alcanzado el

estado estacionario con cada concentración de DQO, se realizó la caracterización físico-

química y electroquímica de la MFC fotosintética. Durante este estudio, la MFC

fotosintética operó en modo continuo, sin renovar el contenido del compartimento

anódico, es decir, con microorganismos en biofilm y en suspensión.


323

iii. Estudio de la influencia de la fuente de carbono inorgánico que necesitan las algas

del compartimento catódico

Las algas son organismos autótrofos que utilizan como sustrato carbono

inorgánico. En este estudio se evaluaron dos fuentes de carbono inorgánico: dióxido de

carbono o bicarbonato sódico, con diferente concentración de carbono inorgánico. A

continuación, se explica el procedimiento experimental seguido en este estudio y en la

Figura 9.3 se muestra un esquema explicativo de este estudio.

Figura 9.3. Esquema explicativo del estudio de la influencia de la fuente de carbono inorgánico en el


En primer lugar, cabe destacar que tal y como se representa en el esquema (Figura

9.3), la solubilidad del dióxido de carbono en agua depende del pH del agua. Por tanto, la

concentración de carbono inorgánico inicial en el compartimento catódico de la MFC

fotosintética después de burbujear dióxido de carbono dependió del pH de dicho

compartimento. Teniendo en cuenta esta premisa, se llevaron a cabo varios experimentos

burbujeando dióxido de carbono en el compartimento catódico, cuando el pH del mismo

fue 5 y 7, obteniéndose una concentración inicial de carbono inorgánico de 25 y 35

mg L-1, respectivamente. Posteriormente, se realizaron varios experimentos en los que se

empleó bicarbonato de sodio en disolución como fuente de carbono inorgánico, de forma

que las concentraciones iniciales de carbono inorgánico en el compartimento catódico

fueron también 25 y 35 mg L-1. En cada uno de los experimentos se cogieron muestras del

compartimento catódico: antes de añadir la fuente de carbono, inmediatamente después y

periódicamente a lo largo del día y de la noche durante 24 horas; con el fin de analizar la

concentración de carbono inorgánico a lo largo del tiempo. Durante ese tiempo también

Capítulo 9

324

se registró continuamente el voltaje generado en la MFC fotosintética y el oxígeno

disuelto en el compartimento catódico.

iv. Caracterización de la MFC fotosintética a lo largo del ciclo de luz/oscuridad

Con el fin de profundizar y entender mejor el funcionamiento de la MFC se

planteó la caracterización de la MFC fotosintética a lo largo de un ciclo de luz/oscuridad.

Para ello, se analizó la evolución de las variables más relevantes en el funcionamiento de

la MFC fotosintética a lo largo de un ciclo de operación durante una semana natural (7

días consecutivos). Durante este estudio, la MFC fotosintética se mantuvo en el estado

estacionario operando en modo continuo, alimentando agua residual sintética con una

concentración de DQO de 555 mg L-1 al compartimento anódico y burbujeando CO2

durante 30 minutos cada día. La fase lumínica comenzó a las 9:00 h y finalizó a las 20:30

h. En la Tabla 9.1 se muestran las horas de muestro y el momento en el ciclo de la MFC

fotosintética.

Tabla 9.1. Tiempos de muestreo a lo largo del día.

Hora de muestreo Momento del ciclo

8:40 Antes de comenzar la iluminación

9:10 10 minutos después de comenzar la iluminación

10:00 15 minutos después del burbujeo de CO2 y de añadir medio nutriente a las algas

16:30 Estado estacionario de la fase lumínica

20:00 Antes de finalizar el ciclo de iluminación

20:30 Fin ciclo de iluminación

20:45 15 minutos después de cesar iluminación

21:30 1 hora después de cesar la iluminación

23:30 3 horas después de cesar la iluminación

Además, se realizaron curvas de polarización y espectroscopia de impedancia

electroquímica a diferentes horas del día (a las 13:00 h y a las 17:00 h durante la fase

lumínica y a las 9:00 h y a las 20:00 h durante la fase oscura), con el fin de determinar la

OCV, la densidad de potencia máxima y la resistencia óhmica y la resistencia a la

polarización, respectivamente. La realización de estos estudios electroquímicos (curvas

de polarización e impendancias) perturban el sistema, por lo que no fue posible

simultanear este estudio y el muestreo a distintas horas del día. Además, con el fin de

evitar que los resultados obtenidos en cada prueba estuviesen perturbados por la

anteriormente realizada, no se realizó más de una de estas pruebas al día. Los días que se


325

realizaron las curvas de polarización o la impedancia a las 9:00 h, la fase lumínica

comenzó cuando finalizó la prueba, mientras que los días que se realizaron alguna de

estas pruebas a las 20:00 h la fase oscura comenzó a las 18:30 h.


Se utilizó un multímetro digital Keithley 2000 conectado al sistema para

monitorizar continuamente el potencial de celda. La concentración de oxígeno del

compartimento catódico fue monitorizada continuamente con un oxímetro Oxi538 WTW.

En ambos compartimentos, se midió la conductividad y el pH con un

conductímetro Jenway 740 y un pHmetro PCE-228, respectivamente. La demanda

química de oxígeno (DQO) se determinó mediante fotometría con test de DQO (Merck) y

un espectrofotómetro Pharo 100 (Merck). La concentración de carbono inorgánico

(Inorganic Carbon, IC) se analizó con un analizador Multi N/C 3100 Analytik Jena.

También se midieron otros productos del efluente del compartimento anódico. Esos

productos son ácidos grasos volátiles. Los ácidos acético, propiónico y butírico se

determinaron con un cromatógrafo de gases (Perkin Elmer) empleando el detector de

índice de llama (FID). Los aniones y cationes se midieron mediante un cromatógrafo de

iones (Shimadzu LC-20A, Alemania) [33]. Los procedimientos de los análisis llevados a

cabo en este capítulo se explicaron detalladamente en el Apartado 4.4.4.

La eliminación de DQO del agua residual fue monitorizada mediante la velocidad

de eliminación de DQO (rDQO) y el porcentaje de eliminación de DQO (%DQO). En

modo continuo, estos parámetros se pueden calcular de acuerdo con las Ecuaciones 9.1 y

9.2, respectivamente.

= ∆ · [ec. 9.1]

% = ∆

· 100 [ec. 9.2]

donde, Q (L h-1) es el caudal volumétrico, Va (L) es el volumen del compartimento

anódico, ∆DQO (mg L-1) es la concentración de DQO eliminada de dicha corriente y

DQOo (mg L-1) es la concentración de DQO del agua residual a la entrada al


La eficiencia culómbica (CE) se define como la relación de culombios totales

transferidos al ánodo a partir del sustrato entre los culombios máximos que se obtendrían

Capítulo 9

326

si todo el sustrato eliminado se utilizase para producir corriente eléctrica [34]. Este

parámetro se calcula mediante la Ecuación 9.3.

= ···∆ · 100 [ec. 9.3]

donde, i (A) es la intensidad de corriente, F es la constate de Faraday (96.485 C mol-1), Q

(L s-1) es el caudal volumétrico y ∆DQO (g L-1) es la concentración de DQO eliminada de

dicha corriente.

Durante este estudio se realizaron curvas de polarización y espectroscopia de

impedancia electroquímicas siguiendo el método descrito en el Apartado 4.4.5.

Las curvas de polarización se realizaron usando un potenciostato/galvanostato

Autolab PGSTAT30 (Ecochemie, The Netherlands) a una velocidad de 0,5 mV s-1 y un

incremento de potencial de 1 mV. Esas curvas permiten obtener 5 parámetros claves: el

potencial a circuito abierto (OCV), la densidad de potencia máxima (Pmáx), la densidad de

corriente a potencia máxima (jPmáx), la densidad de corriente máxima (jmáx) y la resistencia

interna (Rint) [35]. Además, analizando la curva, pueden ser identificados los procesos

limitantes que controlan el funcionamiento de la celda [36] [37].

El mismo potenciostato/galvanostato usando el módulo FRA se empleó para

realizar espectroscopia de impedancia electroquímica (Electroquemical Impedance

Spectroscopy, EIS). Las medidas de EIS se realizaron a la celda completa. Los datos de la

impedancia realizada a la celda completa se ajustaron a un circuito equivalente para

obtener la resistencia óhmica y la resistencia a la polarización de cada electrodo.

La principal fuente de error en las técnicas de caracterización utilizadas en este

trabajo fue debido a la variabilidad en el comportamiento de los microorganismos del

biofilm anódico [38].



llevados a cabo en este capítulo.


327

9.4.1. Contribución de microorganismos en suspensión a la producción de

electricidad y depuración del agua residual

Con el fin de determinar la contribución de los microorganismos en suspensión del

compartimento anódico de una MFC fotosintética a la producción de electricidad y

depuración del agua residual, se evaluaron dos formas de operar el compartimento

anódico de la MFC fotosintética. En este sistema, los microorganismos en suspensión

únicamente pudieron transferir los electrones mediante mediadores producidos por ellos

mismos ya que no se adicionaron mediadores externos, mientras que los microorganismos

del biofilm transfirieron los electrones directamente al electrodo. En primer lugar, se

evaluó el funcionamiento de la MFC fotosintética impidiendo el desarrollo de los

microorganismos en suspensión y únicamente permitiendo el crecimiento de los

microorganismos en el biofilm. Posteriormente, se evaluó el funcionamiento de la MFC

permitiendo el desarrollo y el crecimiento de los microorganismos en suspensión, además

de los microorganismos del biofilm.

i. Producción de electricidad

En la Figura 9.4 se muestra el oxígeno disuelto en el compartimento catódico

representado como porcentaje de saturación de oxígeno en agua (Figura 9.4A) y el voltaje

generado en la MFC fotosintética (Figura 9.4B) en función del tipo de microorganismos

en el compartimento anódico (biofilm o biofilm y microorganismos en suspensión)

durante un día (24 horas) una vez alcanzado el estado estacionario.

Como se puede observar en la Figura 9.4A, los perfiles de oxígeno disuelto en el

compartimento catódico fueron idénticos, independientemente de que en el

compartimento anódico hubiese microorganismos en suspensión y en el biofilm o

únicamente microorganismos en el biofilm. Los perfiles de oxígeno disuelto en el

compartimento catódico dependieron únicamente del ciclo de luz/oscuridad al que fueron

sometidas las algas y del burbujeo de CO2 [25], como ya se observó y explicó en el

Capítulo 8. La producción de oxígeno por parte de las algas del compartimento catódico

fue independiente de los eventos que ocurrieron en el compartimento anódico.

Capítulo 9

328

A)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Biofilm Biofilm +

Microorg en suspensión

Oxí

geno

dis

uelto

(%

de

sa

tura

ció

n)

Tiempo (h)

B)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (h)

Biofilm Biofilm +

Microorg en suspensión

Figura 9.4. A) Oxígeno disuelto (representado como porcentaje de oxígeno disuelto en agua) en el

compartimento catódico y B) Voltaje generado en función del tipo de microrganismos en el compartimento

anódico (biofilm o biofilm y microorganismos en suspensión) durante 1 día. * Burbujeo de CO2.

+ Evacuación del medio del compartimento anódico.

La evolución del voltaje a lo largo del día (Figura 9.4B) fue idéntica

independientemente de la presencia o ausencia de microorganismos en suspensión,

dependiendo únicamente de la evolución del oxígeno en el compartimento catódico [25].

La misma evolución fue observada anteriormente en el Capítulo 8 cuando el agua residual

se alimentaba al compartimento anódico en modo discontinuo. A pesar de esto, se

*

+


329

observan algunas diferencias en el perfil de voltaje cuando se emplearon

microorganismos en suspensión y en el biofilm y cuando únicamente se emplearon

microorganismos en el biofilm. En primer lugar, se observa que al comienzo de la fase

lumínica, la producción de electricidad fue mayor cuando únicamente se permitió el

crecimiento de los microorganismos en el biofilm que cuando se permitió el crecimiento

de microorganismos en suspensión y en el biofilm. Esto pudo ser debido a que cuando

únicamente se permitió el crecimiento de microorganismos en el biofilm, se favoreció el

desarrollo de microorganismos electrogénicos sobre el electrodo frente a los no

electrogénicos (a los cuales les resulta más difícil adherirse al electrodo). Sin embargo, el

estado estacionario de la fase lumínica se alcanzó antes (a las 12:00 h) en presencia de

microorganismos en suspensión que en ausencia de microorganismos en suspensión en el

ánodo (a las 17:00 h). Esto se debió a que a las 10:30 h se evacuó el compartimento

anódico y, con ello, los microorganismos electrogénicos en suspensión productores de

electricidad, por lo que el sistema tardó más tiempo en alcanzar el estado estacionario. A

pesar de esto, una vez alcanzado el estado estacionario, el voltaje producido fue similar,

14 mV, cuando se disponía de microorganismos en suspensión en el ánodo y en ausencia

de los mismos. Esto implica que, una vez alcanzado el estado estacionario en la

producción de electricidad, la contribución de los microorganismos en suspensión a la

producción de electricidad fue prácticamente nula. Durante la fase oscura, el voltaje

producido fue similar, 10 mV, independientemente de la presencia o ausencia de

microorganismos en suspensión, ya que durante la fase oscura la producción de voltaje

estaba limitada por la baja concentración de oxígeno en el compartimento catódico.

También, se realizaron curvas de polarización y potencia (mostradas en la Figura

9.I del Anexo I) en ambos modos de operación a diferentes horas del día, durante la fase

lumínica a las 13:00 y a las 17:00 h, y durante la fase oscura a las 9:00 h y a las 20:00 h.

A partir de estas curvas de polarización se determinaron la densidad de potencia máxima

(Pmáx), la densidad de corriente a potencia máxima (jpmáx), la densidad de corriente

máxima (jmáx) y la resistencia interna (Rint). En la Tabla 9.2 se muestran los valores

obtenidos de estos parámetros a diferentes horas del día con biofilm y microorganismos

en suspensión y, únicamente con biofilm.

Capítulo 9

330

Tabla 9.2. Parámetros obtenidos a partir de las curvas de polarización realizadas a diferentes horas del día

cuando se disponía en el compartimento anódico de microorganismos en suspensión y en el biofilm y

cuando únicamente se permitió el desarrollo de microorganismos en biofilm.

Biofilm Biofilm y microorganismos en suspensión

Hora Pmáx

(mW m-2) j pmáx

(mA m-2)

j máx

(mA m-2)

Rint

(Ω m2)

Pmáx (mW m-2)

j pmáx (mA m-2)

j máx

(mA m-2)

Rint

(Ω m2)

9:00 10,3 47,2 93,4 4,6 13,4 81,5 139,7 2,0

13:00 15,4 94,2 186,1 1,7 22,7 130,9 230,6 1,3

17:00 22,8 129,2 246,7 1,4 24 147,2 261,9 1,1

20:00 15,5 80,3 155,4 2,4 16,7 90,9 161,9 2,0

Como se puede observar en la Tabla 9.2, los valores más altos de densidad de

potencia máxima, densidad de corriente a potencia máxima y densidad de corriente

máxima se obtuvieron cuando se permitió el crecimiento de microorganismos en

suspensión además de en el biofilm. Además, como se puede observar, la resistencia

interna de la MFC fotosintética disminuyó cuando se permitió el crecimiento de

microorganismos en suspensión, posiblemente debido a que la resistencia a la

transferencia de materia disminuyó cuando se disponía de microorganismos en

suspensión. La diferencia más significativa se obtuvo a las 13:00 h, especialmente en la

densidad de potencia máxima (15,4 mW m-2 sin microorganismos en suspensión frente a

22,7 mW m-2 con microorganismos en suspensión). Esto se debió a que cuando se

disponía de microorganismos en suspensión en el compartimento anódico, el estado

estacionario durante la fase lumínica se alcanzó antes que cuando no se disponía de

microorganismos en suspensión. Así, cuando se disponía de microorganismos en

suspensión, la densidad de potencia máxima fue similar a las 13:00 h (22,7 mW m-2) y a

las 17:00 h (24 mW m-2), ya que el estado estacionario se alcanzó a las 12:00 h. Una vez

alcanzado el estado estacionario, a las 17:00 h, la diferencia en la densidad de potencia

máxima, la densidad de corriente a potencia máxima y la densidad de corriente máxima

cuando se disponía de microorganismos en suspensión (24 mW m-2, 147 mA m-2 y 261,9

mA m-2, respectivamente) y cuando no se disponía de microorganismos en suspensión

(22,8 mW m-2, 129,2 mA m-2 y 246,7 mA m-2, respectivamente) fue inferior al 10 %, es

decir, prácticamente despreciable. Lo mismo se observa a las 20:00 h.

Por otra parte, en el Capítulo 8, cuando se operó el compartimento anódico en

modo discontinuo, se obtuvo una densidad de potencia máxima de 14,4 mW m-2, es decir,

inferior a la obtenida en modo continuo. Esto fue debido a que en modo continuo se


331

favoreció la producción de electricidad de una forma más uniforme, lo que favoreció la

mayor producción de electricidad.

Con el fin de obtener los parámetros cinéticos que caracterizan la MFC

fotosintética en función de la presencia o ausencia de microorganismos en suspensión en

el compartimento anódico, se ajustaron las curvas de polarización obtenidas durante la

fase lumínica a la ecuación de semiempírica que resulta de la representación del voltaje

fenomenológico frente a la densidad de corriente (Ecuación 9.4). Esta ecuación se obtuvo

a partir de las Ecuaciones 2.3, 2.6, 2.7 y 2.8 del Capítulo 2, considerando el

sobrepotencial de concentración despreciable [39]. Para este ajuste únicamente se

consideraron las curvas de polarización de la fase lumínica, ya que durante la fase oscura

existía una gran limitación por la baja concentración del aceptor de electrones (oxígeno),

por lo que no se consideraron útiles para determinar la influencia de los microorganismos

en suspensión.

= − · log − · ! [ec. 9.4]

donde, E (mV) es el voltaje de celda, Eo (mV) es el voltaje de equilibrio (voltaje a circuito

abierto, en inglés open circuit voltage, OCV), b (mV dec-1) es la pendiente de Tafel

(relativa al sobrepotencial de activación), j (mA m-2) es la densidad de corriente, jo (mA

m-2) es la densidad de corriente de intercambio y representa el valor absoluto de la

densidad de corriente anódica y catódica en el equilibrio para la reacción electroquímica

considerada y R (Ω m2) es la resistencia interna por superficie de electrodo.

En la Tabla 9.3 se muestran los parámetros resultantes de dicho ajuste.

Tabla 9.3. Parámetros resultantes del ajuste de la Ecuación de Tafel (Ecuación 9.4) a las curvas de

polarización de la MFC fotosintética cuando se disponía de microorganismos en biofilm y cuando se

disponía de microorganismos en biofilm y en suspensión durante la fase lumínica.

Hora Eo (mV) R (Ω m2) jo (mA m-2) b (mV dec-1) r2

Microorganismos en biofilm

13:00 458,9 1,7 0,3 22,8 0,996

17:00 458,8 1,4 0,3 17,8 0,999

Microorganismos en biofilm y en suspensión

13:00 423,0 1,4 0,5 12,6 0,995

17:00 428,3 1,2 0,6 16,4 0,997

Dado el coeficiente de correlación obtenido para cada uno de los ajustes, se puede

decir que el ajuste de la Ecuación 9.4 a las curvas de polarización obtenidas en este

Capítulo 9

332

estudio fue muy bueno. Como se ha comentado anteriormente, la pendiente de Tafel es

relativa al sobrepotencial de activación, lo que implica que cuanto más pequeña sea la

pendiente de Tafel, menor será el sobrepotencial de activación y, por lo tanto, la cinética

electroquímica será mejor. Como se puede observar en la Tabla 9.3, cuando se disponía

de microorganismos en suspensión la pendiente de Tafel fue inferior que cuando no se

disponía de los mismos, es decir, la cinética electroquímica mejoró cuando se permitió el

crecimiento de microorganismos en suspensión. Sin embargo, al igual que se observó en

los valores de voltaje, densidad de potencia máxima, densidad de corriente a potencia

máxima y densidad de corriente máxima, mientras que a las 13:00 h la diferencia entre la

pendiente de Tafel obtenida con y sin microrganismos en suspensión (12,6 vs 22,8 mV

dec-1) fue pronunciada, a las 17:00 h la diferencia (16,4 vs 17,8 mV dec-1)) fue

despreciable. Esto se debió, tal y como se comentó anteriormente, a que el estado

estacionario en la producción de electricidad se alcanzó antes cuando se emplearon

microorganismos en suspensión y a que una vez alcanzado el estado estacionario no

existió ninguna mejora en cuanto a la producción de electricidad cuando se permitió el

crecimiento de microorganismos en suspensión.

Los valores de voltaje de equilibrio (voltaje a circuito abierto) obtenidos a partir

del ajuste de la ecuación de Tafel fueron ligeramente superiores a los obtenidos

experimentalmente. Esto fue debido a que es imposible obtener el valor de voltaje a

circuito abierto total experimentalmente. En cuanto a la resistencia interna, los valores

fueron similares a los obtenidos a partir de las curvas de polarización.

ii. Depuración del agua residual

En este estudio también se determinó la influencia de los microorganismos en

suspensión en el compartimento anódico de la MFC fotosintética en la eliminación de

DQO del agua residual. Para ello, se determinó la velocidad y el porcentaje de

eliminación de DQO en función de la presencia o ausencia de microorganismos en

suspensión. En la Tabla 9.4 se muestra el porcentaje de eliminación de DQO, la velocidad

de eliminación de DQO y la eficiencia culómbica en función de la presencia o ausencia

de microorganismos en suspensión y la fase del ciclo (lumínica y oscura).


333

Tabla 9.4. Velocidad y porcentaje de eliminación de DQO y eficiencia culómbica en función del tipo de

cultivo de microorganismos en el compartimento anódico y de la fase (lumínica u oscura).

Tipo de cultivo Eliminación DQO

(%) Velocidad de eliminación de DQO (mgDQO L-1 h-1)

Eficiencia culómbica (%)

Biofilm (fase lumínica) 70,3 (±6,7) 22,2 (±2,1) 0,21 (±0,05)

Biofilm (fase oscura) 70,1 (±7,7) 23,8 (±2,4) 0,12 (±0,04)

Biofilm + En suspensión (fase lumínica)

78,3 (±7,6) 24,8 (±2,4) 0,21 (±0,03)

Biofilm + En suspensión (fase oscura)

75,6 (±11,6) 23,6 (±3,7) 0,12 (±0,04)

Como se muestra en la Tabla 9.4 cuando se disponía de microorganismos en

suspensión en el compartimento anódico el porcentaje y la velocidad de eliminación de

DQO del agua residual fue mayor, 24,8 ± 2,4 mg L-1 h-1 y 78,3 ± 7,6 %, respectivamente,

que cuando no se disponía de microorganismos en suspensión, 22,2 ± 2,1 mg L-1 h-1 y

70,3 ± 6,7 %. Esto se debió a que al aumentar la concentración de microorganismos,

aumentó el consumo de DQO y, con ello, la depuración del agua residual. Sin embargo, la

diferencia no fue muy elevada (en torno al 10 %), lo que indica que la evacuación de los

microorganismos en suspensión del compartimento anódico no afectó a la depuración del

agua residual, bien porque la mayor parte de la DQO era eliminada por los

microorganismos del biofilm, al igual que se observó en la producción de electricidad, o

porque se desarrollaron microorganismos en suspensión con una gran velocidad de

crecimiento después de la evacuación.

En cuanto a la eficiencia culómbica, no se observaron diferencias entre la

presencia de microorganismos en suspensión y la ausencia de dichos microorganismos.

Esto indica que independientemente de la presencia o ausencia de los microorganismos en

suspensión, la proporción de electricidad producida en función de la DQO oxidada fue la

misma. Además, teniendo en cuenta que la eficiencia culómbica fue inferior al 1 %, se

puede afirmar que los microorganismos no electrogénicos (anaerobios) fueron los

responsables del consumo de la mayoría de la DQO del agua residual, ya que estos

microorganismos y los electrogénicos tienen las mismas condiciones de crecimiento, por

lo que compiten entre ellos por el sustrato [40]. También, como se ha dicho en otros

capítulos, hay otros factores que pudieron contribuir a la baja eficiencia culómbica: una

parte del sustrato oxidado por los microorganismos se usa para el metabolismo de los

mismos [41]; es probable que un gran porcentaje de electrones se perdiesen al ser oxidado

Capítulo 9

334

el sustrato en condiciones aerobias debido a la difusión de oxígeno a través de la

membrana [42]; y también pudieron existir pérdidas de electrones debido a los diferentes

elementos de la celda (membrana, electrodos, etc.), pérdidas en la difusión de electrones

desde la solución al electrodo, etc.

En cuanto a las diferencias observadas en los parámetros evaluados durante la fase

lumínica y durante la fase oscura, se observa que no existieron diferencias en la

eliminación de DQO del agua residual durante ambas fases. Esto indica que el hecho de

que la reacción de reducción se llevase a cabo en menor medida en la fase oscura no

influyó en la depuración del agua residual en el compartimento anódico. Esto en parte

podría ser debido a que, como ya se ha comentado, los microorganismos no

electrogénicos fueron los que consumieron la mayor parte de la DQO. Sin embargo, sí

que se observan diferencias en la eficiencia culómbica durante la fase lumínica y la fase

oscura. La eficiencia culómbica, independientemente de la presencia o ausencia de

microorganismos en suspensión, durante la fase lumínica fue casi el doble que durante la

fase oscura. Esto indica que casi el doble de los electrones generados durante la fase

oscura se perdieron debido a la limitación de la reacción de reducción, debido a la baja

concentración de oxígeno en el compartimento catódico durante la fase oscura.

A partir de los resultados obtenidos, teniendo en cuenta que cuando se trabajó con

microorganismos en suspensión (además del biofilm) en el compartimento anódico de la

MFC fotosintética, la producción de electricidad y la depuración del agua residual fueron

ligeramente superiores a cuando se trabajó únicamente con los microorganismos que

crecieron en el biofilm, se puede concluir que no se observó una mejora significativa

cuando se permitió el crecimiento de microorganismos en suspensión. Sin embargo, cabe

resaltar que cuando se trabaja con microorganismos en suspensión, el estado estacionario

durante la fase lumínica se alcanzó antes, lo cual supone una mejora significativa en el


9.4.2. Influencia de la concentración de DQO del agua residual

En este apartado se muestran y discuten los resultados obtenidos en el estudio del

efecto de la concentración de DQO del agua residual en el funcionamiento de la MFC

fotosintética. Teniendo en cuenta que la concentración de DQO en el agua residual de la

industria de los zumos de frutas oscila entre 2.500 y 10.000 mg L-1, siendo la

concentración de DBO soluble aproximadamente 1.080 y 1.620 mg L-1 [32], se decidió


335

aumentar la concentración de DQO hasta llegar a esos valores. Además, este estudio nos

permitió evaluar la adaptabilidad del sistema al cambio de la concentración de DQO, ya

que en una planta de zumo de frutas reales, la concentración de DQO del agua residual

presenta variaciones diarias y estacionales, por lo que es importante que el sistema de

depuración se adapte rápidamente a los cambios con el fin de reducir los tiempos

muertos. Para ello, la concentración de DQO del agua residual sintética alimentada al

compartimento anódico se aumentó paulatinamente desde 343 mg L-1 (concentración de

DQO típica de las aguas residuales urbanas) hasta 1.066 mg L-1. No se evaluaron

concentraciones de DQO superiores a 1.066 mg L-1 debido a que surgieron problemas

operativos. Con objeto de estudiar si este efecto era reversible, en vez de poner en marcha

de nuevo la MFC fotosintética, se decidió disminuir de nuevo la concentración de DQO

para ver si era posible recuperar el buen funcionamiento del sistema.

i. Producción de electricidad

En la Figura 9.5 se muestra el voltaje producido en la MFC fotosintética a lo largo

de un ciclo de luz/oscuridad, una vez que se alcanzó el estado estacionario para cada

concentración de DQO del agua residual alimentada al compartimento anódico.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

343 mg DQO L-1 (subida)

555 mg DQO L-1 (subida)

1.066 mg DQO L-1

555 mg DQO L-1 (bajada)

343 mg DQO L-1 (bajada)

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (h)

Figura 9.5. Perfil de voltaje producido durante los experimentos llevados a cabo con diferente

concentración de DQO del agua residual sintética alimentada al compartimento anódico de la MFC

fotosintética.

En la Figura 9.5 se observa que los perfiles de voltaje muestran la misma

evolución a lo largo del día, comentada y explicada anteriormente, en función del ciclo de

Capítulo 9

336

luz/oscuridad. Teniendo en cuenta que durante la fase oscura el voltaje estuvo limitado

por la baja concentración de oxígeno disuelto en el cátodo, a continuación, se analizará la

influencia de la concentración de DQO del agua residual sobre el voltaje generado en

base a los valores alcanzados durante el estado estacionario de la fase lumínica.

Al aumentar la concentración de DQO de 343 hasta 555 mg L-1 el voltaje

producido aumentó desde 15 hasta 17 mV (valores del estado estacionario de la fase

lumínica). Esta tendencia también se observó previamente en la microMFC en el Capítulo

7, así como en otras investigaciones [43] [44]. Sin embargo, cuando la concentración de

DQO del agua residual aumentó hasta 1.066 mg L-1, el voltaje disminuyó hasta 10 mV

(valor en el estado estacionario de la fase lumínica). Esto indicó que esta concentración

de DQO provocó un efecto negativo en los microorganismos electrogénicos bajo las

condiciones de operación empleadas en esta MFC fotosintética. Esto se debió

posiblemente a que una concentración de DQO tan elevada causó la inhibición de los

microorganismos electrogénicos o a que la acumulación de productos intermedios

(producidos por microorganismos no electrogénicos al degradar el sustrato) a elevadas

concentraciones afectase al metabolismo de los microorganismos electrogénicos [45].

Posteriormente, cuando la concentración de DQO se disminuyó hasta 555 mg L-1,

el voltaje aumentó hasta 21 mV (durante el estado estacionario de la fase lumínica). Esto

indica que no solo desapareció la inhibición de los microorganismos electrogénicos al

disminuir la DQO de 1.066 hasta 555 mg L-1, sino que además, el voltaje obtenido fue

superior que cuando se evaluó anteriormente la misma concentración de DQO. Cuando la

concentración de DQO se disminuyó hasta 343 mg L-1, el voltaje disminuyó ligeramente

hasta 20 mV. Este valor de voltaje también fue superior al obtenido para la misma DQO

cuando se estudió el aumento de la misma. Esto se debió a que los microorganismos tras

ser sometidos a elevadas cargas orgánica adquirieron la habilidad (mediante la

producción extra de enzimas, metabolismos alternativos, etc…) para degradar la materia

orgánica, y producir más electricidad. Sin embargo, tal y como se observó en el Capítulo

7, en el que se estudió el efecto a largo plazo de la variación de la DQO en el

funcionamiento de una microMFC, este efecto fue temporal y desapareció después de un

tiempo [38]. El voltaje máximo se obtuvo con una concentración de DQO de 555 mg L-1

cuando se estudió el descenso de la concentración de DQO.

Con el fin de caracterizar electroquímicamente el sistema para cada concentración

de DQO, se realizaron curvas de polarización durante el estado estacionario de la fase


337

lumínica. En el Anexo II de este capítulo se muestran las curvas de polarización y

potencia en función de la concentración de DQO del agua residual (Figura 9.II). Los

parámetros clave obtenidos a partir de las curvas de polarización (voltaje a circuito

abierto (OCV), resistencia interna (Rint) y densidad de potencia máxima (Pmáx) se

muestran en la Tabla 9.5.

Tabla 9.5. Voltaje a circuito abierto, resistencia interna y densidad de potencia máxima de la MFC

fotosintética en función de la concentración de DQO del agua residual.

DQO (mg L-1) OCV (mV) Rint (Ω) Pmáx (mW m-2)

343 (subida) 404 1.380 23,97

1.066 396 1.523 22,50

555 (bajada) 502 1.280 42,98

343 (bajada) 467 1.964 34,37

La densidad de potencia máxima y la OCV disminuyeron cuando se alimentó un

agua residual con una concentración de DQO de 1.066 mg L-1, esto se correspondió con

la bajada observada en el voltaje y fue debido a la inhibición sufrida por los

microorganismos electrogénicos a esta carga orgánica. Por este motivo, la resistencia

interna aumentó a pesar de que la conductividad del medio del compartimento anódico

aumentó desde 300 hasta 900 µS cm-1, cuando la concentración de DQO aumentó desde

343 hasta 1.066 mg L-1, debido a que la concentración de sales inorgánicas del agua

residual sintética se aumentó en proporción al aumento de la concentración de DQO [46].

Posteriormente, cuando la concentración de DQO del agua residual alimentada al

compartimento anódico se redujo a 555 mg L-1, la OCV y la densidad de potencia

máxima aumentaron desde 396 hasta 502 mV y desde 22,50 hasta 42,98 mW m-2,

respectivamente. Este aumento se debió a que la inhibición de los microorganismos

electrogénicos desapareció, lo que provocó también un descenso de la resistencia interna

de la MFC fotosintética hasta 1.280 Ω a pesar de que la conductividad de la solución del

compartimento anódico disminuyó hasta 500 mS cm-1. Finalmente, cuando la

concentración de DQO se disminuyó hasta 343 mg L-1, la OCV y la densidad de potencia

máxima disminuyeron hasta 467 mV y 34,37 mW m-2, respectivamente. Al igual que se

observó con el voltaje, la densidad de potencia máxima y la OCV fueron mayores que al

inicio del experimento con la misma concentración de DQO. Como se ha explicado

anteriormente, y tal y como se observó en el estudio del efecto de la DQO en el

funcionamiento de una microMFC (Capítulo 7), después de un período de elevada carga

Capítulo 9

338

orgánica, la habilidad desarrollada por los microorganismos electrogénicos para degradar

el sustrato y producir más electricidad se mantuvo a pesar de que la DQO disminuyó. En

cuanto a la resistencia interna, cuando se disminuyó la DQO desde 555 hasta 343 mg L-1,

se observó un aumento de la resistencia interna debido a la bajada de la conductividad del

medio del compartimento anódico hasta 300 µS cm-1.

Por tanto, la densidad de potencia máxima (42,98 mW m-2) se obtuvo a 555 mg

DQO L-1. En el estudio de Wang y col. (2013), en el que se evaluó la influencia del

aumento de la concentración de DQO desde 100 hasta 1.500 mg L-1, se obtuvo la

densidad de potencia máxima más elevada cuando la concentración de DQO del agua

residual fue 400 mg L-1, disminuyendo la densidad de potencia máxima al aumentar la

concentración de DQO del agua residual por encima de dicho valor [47].

ii. Depuración del agua residual

También se estudió la capacidad de tratamiento de la MFC fotosintética en

función de la concentración de DQO del agua residual alimentada al compartimento

anódico de la MFC fotosintética. En la Figura 9.6 se muestra la velocidad y porcentaje de

eliminación de DQO en función de la concentración inicial de DQO del agua residual.

343 555 1.066 555 3430

10

20

30

40

50

60

DQO (mg L-1)

r DQ

O (

mg

DQ

O L

-1 h

-1)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

DQ

O e

limina

da (%)

Figura 9.6. Velocidad y porcentaje de eliminación de DQO en función de la concentración de DQO del

agua residual cuando se aumentó y se disminuyó dicha DQO.

La velocidad de eliminación de DQO aumentó desde 23,71 hasta 50,55 mg L-1 h-1

cuando la concentración de DQO del agua residual aumentó desde 343 hasta 1.066

mg L-1. De acuerdo con Monod, cuando la concentración de materia orgánica aumenta, la


339

velocidad de crecimiento de los microorganismos aumenta y, por tanto, la velocidad de

eliminación de materia orgánica también aumenta [48]. Sin embargo, el porcentaje de

eliminación de DQO disminuyó, cuando la concentración de DQO aumentó desde 343

hasta 1.066 mg L-1, desde el 75 % hasta el 50 %. Esto se debió a que el tiempo de

retención hidráulico permaneció constante a lo largo de todo el experimento, por tanto, al

aumentar la concentración de DQO, los microorganismos dispusieron del mismo tiempo

para degradar más cantidad de materia orgánica. A pesar de que los microorganismos

degradaron la materia orgánica más rápidamente cuando la concentración de DQO del

agua residual fue mayor, el porcentaje de DQO eliminada fue inferior. Teniendo en

cuenta la bajada en la producción de electricidad al aumentar la concentración de DQO

del agua residual, el aumento de la velocidad de eliminación de DQO únicamente pudo

ser debido a los microorganismos no electrogénicos. Estos resultados demuestran que

mientras que los microorganismos electrogénicos se vieron perjudicados por el aumento

de la concentración de DQO, los microorganismos no electrogénicos, entre los que cabe

destacar los microorganismos anaerobios no electrogénicos, cuyo metabolismo está

favorecido a elevada concentración de DQO [49], se vieron beneficiados.

Cuando la concentración de DQO del agua residual disminuyó de nuevo, la

velocidad de eliminación de DQO disminuyó y, por el contrario, el porcentaje de

eliminación de DQO aumentó. En este caso no se observó histéresis, es decir, la

velocidad y el porcentaje de DQO para cada concentración de DQO fue similar en la fase

de incremento y en la fase de descenso de la concentración de DQO. Esto indica que no

se produjo ninguna mejora en cuanto a la depuración de DQO en la MFC fotosintética

después del estudio de aumento y descenso de la DQO, al contrario de lo observado en

cuanto a la producción de electricidad. Teniendo en cuenta la mejora observada en la

producción de electricidad en la fase de descenso de la DQO, se puede decir que la

actividad de los microorganismos electrogénicos mejoró después del experimento de

aumento y descenso de la DQO. Esto quiere decir que después de este estudio los

microorganismos electrogénicos aprovecharon más eficientemente la DQO degradada

para producir más electricidad. Como prueba de esto, en la fase de descenso la eficiencia

culómbica aumentó hasta 0,23 % cuando la concentración de DQO del agua residual fue

343 mg L-1 y hasta 0,19 % cuando la concentración de DQO del agua residual fue 555 mg

L-1, con respecto a la fase de ascenso en la que la eficiencia culómbica fue 0,20 % y 0,16

% cuando la concentración de DQO del agua residual fue 343 y 555 mg L-1,

Capítulo 9

340

respectivamente. En base a la eficiencia culómbica obtenida se puede decir que el sistema

fue más eficiente energéticamente cuando la concentración de DQO del agua residual fue

343 mg L-1 en la fase de descenso, a pesar de que la mayor densidad de potencia máxima

se obtuvo cuando la concentración de DQO del agua residual fue 555 mg L-1.

El pH es una de las variables más importantes en un proceso biológico, ya que

tiene una gran influencia sobre el crecimiento y metabolismo de los microorganismos.

Los microorganismos electrogénicos y las algas pueden llevar a cabo sus funciones

vitales en un intervalo de pH determinado, de 6,5 a 8,5 para los microorganismos

electrogénicos y de 7 a 8 para la Chlorella vulgaris [50]. En la Figura 9.7, se muestra el

pH del compartimento anódico y catódico en función de la concentración de DQO del

agua residual durante el estudio en el que se aumentó y se disminuyó la DQO del agua

residual.

343 555 1.066 555 3435,0

5,5

6,0

6,5

7,0

7,5

8,0

Ánodo Cátodo

pH

DQO (mg L-1) Figura 9.7. pH del compartimento anódico y catódico en función de la DQO del agua residual alimentada al

compartimento anódico de la MFC fotosintética durante los experimentos en los que se aumentó y se

disminuyó la DQO del agua residual.

El pH del compartimento anódico disminuyó desde 6,5 hasta 5,5 cuando la

concentración de DQO aumentó desde 343 hasta 1.066 mg L-1. Esta bajada del pH pudo

provocar la bajada en la producción de electricidad observada anteriormente, ya que el pH

de 5,5 pudo inhibir el crecimiento de los microorganismos electrogénicos. En otros

estudios también se obtuvo una bajada del rendimiento de una MFC en cuanto a la

producción de electricidad cuando el pH fue bajo [42]. La caída del pH en el


341

compartimento anódico provocó una disminución de pH en el compartimento catódico

desde 7 hasta 6. Esto puede ser explicado teniendo en cuenta que ambos compartimentos

estaban separados mediante una membrana de intercambio protónico (PEM) y los

protones migran a través de la PEM a favor del gradiente (desde donde el pH es más bajo

a donde es más alto). El descenso del pH al aumentar la DQO del agua residual pudo ser

debido a que los microorganismos no electrogénicos del compartimento anódico, bajo

condiciones anaerobias, consumiesen la materia orgánica y produjesen ácidos grasos

volátiles que provocasen la bajada del pH [51]. Con el fin de confirmar esta hipótesis, se

analizó la concentración de ácidos grasos volátiles en el compartimento anódico cuando

la concentración de DQO del agua residual alimentada al compartimento anódico fue

1.066 mg L-1.

La concentración de ácido propiónico y butírico en el compartimento anódico,

cuando el agua residual alimentada contenía una concentración de DQO de 1.066 mg L-1,

fue menor de 1 mM. Sin embargo, se detectaron concentraciones altas de ácido acético,

de hasta 5,6 mM. Se observó que ésta aumentó con el tiempo, registrándose un

incremento del 80 % en un período de 10 días desde que se comenzó a alimentar el agua

residual con una concentración de DQO de 1.066 mg L-1. También se pudieron producir

otros ácidos como láctico, fórmico o etanol en concentraciones trazas por lo que no

fueron detectados en los análisis. Considerando estos resultados, se puede afirmar que

cuando se alimentó un agua residual que contenía 1.066 mg DQO L-1, dado que la carga

orgánica en el compartimento anódico era demasiado elevado, se favoreció el crecimiento

de microorganismos no electrogénicos, que degradaron la materia orgánica mediante

fermentación acidogénica y produjeron ácidos grasos volátiles. La fermentación

acidogénica es un proceso indeseable en la MFC fotosintética, ya que no se produce

electricidad mediante este proceso, y, lo que es peor, los ácidos grasos volátiles

producidos inhiben el crecimiento de los microorganismos electrogénicos debido a la

disminución del pH que provocan [52].

Estos resultados muestran que hay cierta concentración de DQO (1.066 mg L-1 en

este caso) que bajo nuestras condiciones de operación no puede ser excedida, ya que esto

provocó un efecto negativo en la producción de electricidad.

Cuando la concentración de DQO del agua residual alimentada al compartimento

anódico de la MFC fotosintética se disminuyó, el pH volvió a aumentar, ya que la

concentración de ácidos grasos volátiles disminuyó. A pesar de esto, no se recuperaron

Capítulo 9

342

los valores de pH iniciales, lo que indica que la comunidad de microorganismos del

compartimento anódico cambió como consecuencia de la variación de la concentración de

DQO del agua residual.

En resumen, esta MFC fotosintética puede ser empleada para el tratamiento de

aguas residuales que contenga una concentración de DQO inferior a 1.066 mg L-1 bajo

nuestras condiciones de operación. Los microorganismos electrogénicos fueron inhibidos

y, por tanto, se redujo la producción de electricidad como consecuencia de la bajada de

pH cuando la concentración de DQO fue 1.066 mg L-1. Sin embargo, cuando la DQO del

agua residual disminuyó, el pH volvió a aumentar y los microorganismos electrogénicos

se recuperaron rápidamente y no fue necesaria una nueva inoculación de

microorganismos electrogénicos. De esta forma, la producción de electricidad aumentó

cuando la concentración de DQO del agua residual se redujo a 555 mg L-1. Por tanto, este

sistema demostró una correcta adaptación a los cambios de la concentración de DQO del

agua residual alimentada. Para el tratamiento de aguas residuales con una DQO superior a

1.066 mg L-1 sería necesario impedir el crecimiento de microorganismos acidogénicos o,

en su defecto, controlar el pH del compartimento anódico, aunque esto únicamente

evitaría la inhibición de los microorganismos electrogénicos y no impediría el

crecimiento de microorganismos acidogénicos.

9.4.3. Influencia de la fuente de carbono inorgánico en el compartimento

catódico

Como se ha observado en apartados anteriores, las algas del compartimento

catódico de esta MFC fotosintética pueden usarse como sistema de captación de dióxido

de carbono [26]. Sin embargo, el suministro de carbono inorgánico vía burbujeo de CO2 a

las algas del compartimento catódico provocó la desabsorción del oxígeno disuelto, con la

consiguiente caída del voltaje. Para evitar esto, se estudió una forma alternativa de

suministrar el carbono inorgánico a las algas: bicarbonato sódico en disolución. En este

estudio se evaluó el consumo de carbono inorgánico, el oxígeno disuelto en el

compartimento catódico y el voltaje generado en la MFC fotosintética usando diferentes

fuentes de carbono inorgánico, CO2 y NaHCO3, a diferente concentración inicial de

carbono inorgánico, con el fin de determinar la mejor fuente de carbono inorgánico y la

concentración inicial necesaria para el óptimo funcionamiento de la MFC fotosintética.


343

En primer lugar, se realizaron dos experimentos con dióxido de carbono a

diferente pH con objeto de tener dos concentraciones iniciales diferentes de dióxido de

carbono, debido a que la solubilidad del dióxido de carbono depende del pH de medio en

el que se quiere disolver. Cuando el pH del compartimento catódico fue 5, la

concentración inicial de carbono inorgánico en el compartimento catódico, después de

burbujear media hora el CO2, fue 25 mg L-1, y, cuando el pH fue 7, la concentración

inicial de carbono inorgánico fue 35 mg L-1. Los experimentos con NaHCO3 se realizaron

de forma que la concentración inicial de carbono inorgánico en el compartimento

catódico fuese también 25 y 35 mg L-1. En la Figura 9.8 se puede observar la evolución

del carbono inorgánico en el compartimento catódico de la MFC fotosintética a lo largo

del día en función de la fuente de carbono inorgánico y de la concentración inicial.

000:08 000:12 000:16 000:20 000:24 001:04 001:08 001:120

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

HCO-

3 CI

o=35 mg L-1

CO2 CI

o=35 mg L-1

HCO-

3 CI

o=25 mg L-1

CO2 CI

o=25 mg L-1

Ca

rbon

o in

orgá

nico

(m

g L-1)

Tiempo (d:h)

Figura 9.8. Concentración de carbono inorgánico en el compartimento catódico de la MFC fotosintética a lo

largo del día en función de la fuente de carbono inorgánico.

A las 8:00 h comenzó la fase lumínica. En cada experimento, a las 9:00 h se

alimentó el carbono inorgánico en el compartimento catódico. Cuando se alimentó la

fuente de carbono inorgánico se observa un aumento de la concentración de carbono

inorgánico hasta 25 ó 35 mg CI/L según el caso. Después, durante la fase lumínica, las

algas realizaron la fotosíntesis y consumieron carbono inorgánico, por lo que la

concentración de carbono inorgánico disminuyó hasta alcanzar, a las 20:00 h,

aproximadamente 15 mg L-1 (cuando la concentración inicial fue 25 mg L-1) y

aproximadamente 20 mg L-1 (cuando la concentración inicial fue 35 mg L-1). La

Capítulo 9

344

velocidad de consumo de carbono inorgánico aumentó de 1 a 1,5 mg L-1 h-1 cuando

aumentó la concentración inicial de carbono inorgánico de 25 a 35 mg L-1. Esto se debió a

que al aumentar la concentración de carbono inorgánico, el sustrato disponible para las

algas fue mayor y éstas lo consumieron más rápidamente. El consumo de carbono

inorgánico fue superior que cuando se empleó un cultivo de algas mixto en la MFC

fotosintética (Capítulo 8), esto fue porque la especie Chlorella vulgaris presenta una

elevada velocidad de consumo de carbono inorgánico. Una vez que la fase lumínica acabó

(y comenzó la fase oscura), el consumo de carbono inorgánico por parte de las algas se

detuvo, ya que durante la fase oscura llevaron a cabo la respiración y consumieron

oxígeno [25].

En la Figura 9.9 se muestra el perfil diario de oxígeno disuelto en el

compartimento catódico (representado como porcentaje de saturación de oxígeno en

agua) (Figura 9.9A) y el voltaje producido (Figura 9.9B) en función de la fuente de

carbono inorgánico y la concentración inicial del mismo.

Cuando se burbujeó CO2, independientemente de la concentración inicial de

carbono inorgánico, en el perfil de oxígeno disuelto y en el perfil de voltaje se observa

una caída pronunciada. Esto fue debido a que al burbujear el CO2 se produjo el

desplazamiento del oxígeno disuelto y, por tanto, al disminuir la concentración de

oxígeno disuelto (aceptor de electrones), el voltaje también disminuyó. Sin embargo,

cuando se empleó bicarbonato como fuente de carbono inorgánico no se produjo el

desplazamiento del oxígeno disuelto, es decir, la concentración de oxígeno disuelto se

mantuvo y continuó aumentando y, por tanto, se evitó la caída del voltaje.

Independientemente de la fuente de carbono inorgánico y de la concentración

inicial del mismo, en todos los experimentos, la saturación de oxígeno en agua (alrededor

de 7 mg L-1) se alcanzó a las 14 horas. Esto indica que cuando se burbujeó dióxido de

carbono la producción de oxígeno fue más rápida, esto podría ser debido a que las algas

presentaron mayor afinidad por el dióxido de carbono que por el bicarbonato. El nivel de

oxígeno saturado en agua se mantuvo hasta las 20:00 h, cuando comenzó la fase oscura,

independientemente de la fuente de carbono inorgánico y la concentración inicial.


345

A)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Oxí

ge

no d

isue

lto (

% d

e s

atu

raci

ón)

Tiempo (h)

HCO-

3 CI

o=35 mg L-1

CO2 CI

o=35 mg L-1

HCO-

3 CI

o=25 mg L-1

CO2 CI

o=25 mg L-1

B)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (h)

HCO-

3 CI

o=35 mg L-1

CO2 CI

o=35 mg L-1

HCO-

3 CI

o=25 mg L-1

CO2 CI

o=25 mg L-1

Figura 9.9. Perfil diario de: A) oxígeno disuelto en el compartimento catódico de la MFC fotosintética; y B)

voltaje producido en la MFC fotosintética en función de la fuente de carbono inorgánico y de la

concentración inicial del mismo.

El estado estacionario del voltaje se alcanzó a las 10:00 h, con un valor en torno a

17 mV, cuando se usó bicarbonato sódico como fuente de carbono inorgánico. Sin

embargo, cuando se utilizó CO2, el estado estacionario se alcanzó después, a las 13:00 h,

en torno a un valor de 16 mV (cuando la concentración de carbono inorgánico inicial fue

25 mg L-1) y 18 mV (cuando la concentración de carbono inorgánico inicial fue 35 mg L-

Capítulo 9

346

1). Teniendo en cuenta que no se observaron diferencias en el voltaje en los experimentos

realizados con diferente concentración inicial de carbono inorgánico cuando se empleó

bicarbonato, la diferencia en el voltaje obtenido en el estado estacionario cuando se

empleó CO2 no pudo deberse a la diferente concentración inicial de carbono inorgánico.

Esta diferencia en el voltaje obtenido cuando se empleó CO2 como fuente de carbono

inorgánico se debió a un factor externo al funcionamiento del compartimento catódico,

probablemente a un aumento de la temperatura del medio del compartimento anódico o

una mejora en el funcionamiento de los microorganismos electrogénicos. El voltaje se

mantuvo en el estado estacionario hasta que acabó la fase lumínica (a las 20:00 h) debido

al descenso de la concentración de oxígeno disuelto.

En base a los resultados obtenidos, se puede afirmar que ambas fuentes de carbono

inorgánico fueron óptimas como fuente de carbono inorgánico para las algas del

compartimento catódico de la MFC fotosintética. Sin embargo, cuando se empleó

NaHCO3 la producción de electricidad no se interrumpió debido a la desabsorción de

oxígeno disuelto causada por el burbujeo de CO2 y se alcanzó antes el estado estacionario

de la fase lumínica, lo que pudo contribuir a mejorar la estabilidad del sistema. En base a

esto, el NaHCO3 fue la mejor fuente de carbono inorgánico en términos de producción de

electricidad. A pesar de esto, desde el punto de vista de la aplicación práctica, el uso de

CO2 en el biocátodo es perfectamente posible. Con el fin de poder emplear CO2, Wang y

col. (2010) sugirieron disolver el CO2 en una cámara de pretratamiento antes de

alimentarlo al compartimento catódico [26]. Por este motivo se siguió empleando CO2

como fuente de carbono inorgánico para las algas del compartimento catódico de la MFC

fotosintética.

9.4.4. Caracterización de la MFC fotosintética

Una vez estudiadas la influencia de las variables más importantes en el

funcionamiento de una MFC fotosintética y teniendo en cuenta los resultados obtenidos,

en este apartado se muestra y discute la evolución de las variables más importantes en el

funcionamiento de la MFC fotosintética en estado estacionario a lo largo de 24 horas. El

compartimento anódico de la MFC fotosintética se alimentó de forma continua con un

agua residual sintética, con la misma composición que la de la industria de los zumos de

frutas y una concentración de DQO de 555 mg L-1 (ya que con esta concentración de

DQO se obtuvo la máxima producción de electricidad) y burbujeando CO2 en el


347

compartimento catódico durante media hora cada día a la misma hora. Durante 7 días se

analizaron una serie de parámetros con objeto de caracterizar el comportamiento

dinámico de la MFC durante los diferentes períodos del día.

i. Perfil diario de voltaje y oxígeno disuelto en el cátodo

En la Figura 9.10, se muestra el voltaje y el oxígeno disuelto en el compartimento

catódico de la MFC fotosintética durante 24 horas. Durante estos experimentos, el cátodo

operó bajo un régimen de 11,5 horas de luz y 12,5 horas de oscuridad.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 240

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20


Tiempo (h)

Vol

taje

(m

V)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Oxíge

no disuelto (m

g L -1)

Figura 9.10. Voltaje y oxígeno disuelto en el compartimento catódico de la MFC fotosintética durante 24

horas. * Burbujeo de CO2.

La evolución del oxígeno disuelto y del voltaje siguieron la misma tendencia que

se observó en los casos anteriores y que ya fue explicado ampliamente en el Capítulo 8 de

esta Tesis Doctoral. Por ello, únicamente cabe destacar que en el estado estacionario de la

fase lumínica el voltaje se mantuvo en 18 mV, mientras que la concentración de oxígeno

disuelto fue aproximadamente 7 mg L-1. Durante la fase oscura el oxígeno disuelto en el

compartimento catódico disminuyó hasta 2 mg L-1 y, como consecuencia de esto, el

voltaje descendió hasta 10 mV (55 % del valor obtenido durante la fase lumínica).

De acuerdo con estos resultados, cabría esperar que el voltaje descendiese a la par

que el oxígeno disuelto, de forma que cuando el oxígeno disuelto fuese prácticamente

nulo, el voltaje tendría que ser cero, ya que en ausencia de aceptor de electrones en el

compartimento catódico no se podría obtener electricidad. Con el fin de verificar este

razonamiento, se midió el voltaje de celda durante el descenso de oxígeno disuelto en el

*

Capítulo 9

348

compartimento catódico desde las 20:00 h (cuando se apagó la luz) hasta las 00:00 h

(cuando se alcanzó el estado estacionario en la fase oscura). Los valores de voltaje

obtenidos se muestran en la Figura 9.11.

6 5 4 3 2 1 00

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

V

olta

je (

mV

)

Oxígeno disuelto (mg L-1) Figura 9.11. Descenso del voltaje frente al descenso del oxígeno disuelto desde las 20:00 h (cuando

comenzó la fase oscura) hasta las 00:00 h (cuando se alcanzó el estado estacionario en la fase oscura).

Los valores de voltaje frente al oxígeno disuelto se ajustaron mediante regresión

lineal, obteniéndose un coeficiente de correlación (r2) de 0,92, lo que indica que existía

una relación lineal entre la concentración de oxígeno disuelto en el cátodo y el voltaje de

celda producido durante este período. Es importante resaltar que la intersección de la

recta con el eje Y no fue cero, sino 6,7 mV. Esto quiere decir que cuando el oxígeno

disuelto fuese cero, se continuaría produciendo electricidad. Esto indica que otros

compuestos, distintos del oxígeno, actuaron como aceptores de electrones, especialmente

cuando la concentración de oxígeno disuelto en el compartimento catódico fue baja.

Algunos compuestos añadidos en el compartimento catódico como nutrientes para las

algas (tales como nitratos y sulfatos) pudieron actuar como aceptor de electrones [4] [53].

ii. Evolución de la conductividad, pH, concentración de DQO y nutrientes durante 24

horas

La conductividad y el pH en ambos compartimentos se midieron a las horas

indicadas en la Tabla 9.1. Por un lado, la conductividad permaneció constante en el

compartimento catódico (en torno a 2,4 mS/cm). Por otro lado, en el compartimento

V = 6,68 + 1,97·[O2]


349

anódico la conductividad osciló entre 500 y 600 µS/cm. En la Figura 9.12, se muestra la

evolución del pH en ambos compartimentos a lo largo de las 24 horas del día.

8 10 12 14 16 18 20 22 244,0

4,5

5,0

5,5

6,0

6,5

7,0

Ánodo Cátodo

pH

Tiempo (h)

Figura 9.12. Evolución del pH del compartimento anódico y del compartimento catódico a lo largo de las

24 horas de un día.

El pH del compartimento catódico disminuyó desde 6 hasta 4,5 cuando se

burbujeó el dióxido de carbono. Esto se debió a que el dióxido de carbono, una vez

disuelto en agua, se transforma en ácido carbónico y, como consecuencia de esto, el

equilibrio entre el ácido carbónico, carbonato y bicarbonato se desplaza hacia la

generación de bicarbonato/carbonato, generándose protones, lo que provocó la

disminución del pH observada. Después del burbujeo de CO2, el pH aumentó hasta 6

debido al efecto tamponador del equilibrio ácido carbónico/bicarbonato/carbonato y,

también debido al consumo de protones en la reacción de reducción del oxígeno [26] [54]

[55]. En cuanto al pH del compartimento anódico, éste permaneció constante durante las

24 horas del día, en torno a un valor de 6. Por tanto, aunque el pH de ambos

compartimentos estaban ligeramente por debajo del límite inferior del crecimiento de los

microorganismos electrogénicos (6,5-8) y de la especie Chlorella vulgaris (7-8), resultó

ser sostenible para el correcto funcionamiento de la MFC fotosintética.

Durante este estudio, se analizó la concentración de DQO del compartimento

anódico, así como, la concentración de nutrientes (nitrato, sulfato, fosfato y amonio) en

ambos compartimentos. La concentración de DQO del compartimento anódico

permaneció constante a lo largo de las 24 horas del día. El porcentaje de eliminación de

Capítulo 9

350

DQO fue aproximadamente 75 % y la velocidad de eliminación de DQO fue 38,0 ± 2,2

mg L-1 h-1 (valores similares a los obtenidos en el estudio de la influencia de la

concentración de DQO del agua residual, cuando se empleó la misma concentración de

DQO). La estabilidad de estos parámetros a lo largo de las 24 horas del día indica que no

existió una relación entre el voltaje producido y la DQO eliminada por los

microorganismos. Los ciclos de luz/oscuridad no influyeron en la cantidad de DQO

consumida en el compartimento anódico, ya que la actividad de los microorganismos del

compartimento anódico no dependió de los ciclos de luz/oscuridad, sino del metabolismo

de los mismos.

La eficiencia culómbica fue inferior al 1 %. La eficiencia culómbica es una

medida directa de la competición entre los microorganismos electrogénicos y no

electrogénicos en un cultivo mixto [56]. Una eficiencia culómbica elevada indica que los

microorganismos electrogénicos consumen la mayor parte de la materia orgánica,

mientras que una eficiencia culómbica baja indica lo contrario, otros microorganismos no

electrogénicos consumen la mayor parte de la materia orgánica del agua residual. Por

tanto, se puede decir que otros microorganismos no electrogénicos presentes en el

compartimento anódico consumieron la mayor parte de la materia orgánica. Esto pudo ser

debido a que la mayor parte de los microorganismos electrogénicos se encontraban en el

biofilm y, por tanto, debido a problemas difusionales tenían menor capacidad de degradar

la materia orgánica y produjeron menor electricidad que la que cabría esperar.

Los microorganismos y las algas requieren nutrientes y elementos trazas para su

crecimiento óptimo. Entre ellos, los más importantes son el nitrógeno y el fósforo. La

carencia de esos nutrientes tiene un efecto negativo en el crecimiento y funcionamiento

de los microorganismos y algas [57]. Además, algunos compuestos añadidos en el

compartimento catódico como nutrientes para las algas (tales como nitratos y sulfatos)

pueden actuar como aceptores de electrones [4] [53]. Con este objetivo, se analizó la

concentración de amonio, nitrato, nitrito, sulfato, sulfito y fosfato en el efluente del

compartimento anódico y en el compartimento catódico.

En primer lugar, es importante resaltar que el amonio y el fosfato fueron los

únicos compuestos de nitrógeno y fósforo, respectivamente, encontrados en el

compartimento anódico. Esto indica que en el compartimento anódico no se dieron

procesos de nitrificación. En la Figura 9.13 se muestra la evolución de los nutrientes en el


351

compartimento anódico (Figura 9.13A) y en el compartimento catódico (Figura 9.13B)

durante las 24 horas de un día.

A)

000:08 000:12 000:16 000:20 000:24 001:04 001:080

5

10

15

20

25

30

35

40

NH+

4

PO3-

4

Tiempo (h)

Con

cent

raci

ón (

mg

L-1)

B)

000:08 000:12 000:16 000:20 000:24 001:04 001:08100

150

200

250

300

350

400

PO3-

4

NO-

3

SO2-

4

Con

cent

raci

ón (

mg

L-1)

Tiempo (h)

Figura 9.13. Evolución de nutrientes (amonio, nitrato, sulfato y fosfato) durante las 24 horas de un día. A)

En el compartimento anódico. B) En el compartimento catódico.

La concentración de amonio y fosfato en el efluente del compartimento anódico

permaneció constante a lo largo de las 24 horas del día, alrededor de 10 y 37 mg L-1,

respectivamente. Teniendo en cuenta el caudal (1.2 mL min-1) y la concentración inicial

de amonio (33 mg L-1) y fosfato (50 mg L-1) en el agua residual sintética alimentada al

Capítulo 9

352

compartimento anódico, el porcentaje de amonio y fosfato eliminado fue 70 % y 26 %,

respectivamente. Esto significa que la relación de DQO:N:P eliminado en el

compartimento catódico fue 100:5:1. Teniendo en cuenta que la relación DQO:N:P que

necesitan los microorganismos aerobios de un tratamiento convencional de fango activo

es 100:20:1 [58], esto implica que en la MFC fotosintética se necesitó menor cantidad de

nitrógeno en el agua residual para eliminar la DQO. Por tanto, se puede decir que el

tratamiento de aguas residuales con déficit de nutrientes, como pueden ser las aguas

residuales agroalimentarias, en esta MFC fotosintética resultó ser apto [59] [60].

En el compartimento catódico, se encontró nitrato, fosfato y sulfato, que fueron

añadidos como nutrientes para el crecimiento de las algas. Es importante resaltar que el

nitrato y el sulfato pueden actuar como aceptores de electrones, según la Reacciones 9.1 y

9.2, respectivamente [61]. Sin embargo, en el compartimento catódico no se encontró

ningún producto de la reducción de estos compuestos.

NO3- +6H++5e-→ 1

2N2+3H2O [9.1]

SO42-+4H2O+8e-→S2-+8OH- [9.2]

En la Figura 9.13B se muestra la evolución de nitrato, fosfato y sulfato en el

compartimento catódico durante 24 horas. La evolución de los tres compuestos es la

misma. Al inicio de la fase lumínica, la concentración de fosfato, nitrato y sulfato

disminuyó desde 229 hasta 220 mg L-1, desde 360 hasta 340 mg L-1 y desde 282 hasta 240

mg L-1, respectivamente. Esas concentraciones se mantuvieron constantes durante la fase

lumínica. Cuando se apagó la luz, las concentraciones aumentaron ligeramente y después

disminuyeron hasta 174, 205 y 161 mg L-1, respectivamente. Finalmente, la concentración

aumentó durante la noche antes de comenzar la fase lumínica hasta alcanzar los valores

de 230, 350 y 264 mg L-1 aproximadamente. Este comportamiento se observó cada día de

los siete días que se realizaron estos experimentos a pesar de que fue inusual y no se ha

observado anteriormente en otras investigaciones.

Teniendo en cuenta que durante la fase oscura se produjo electricidad, a pesar de

que la concentración de oxígeno (aceptor de electrones) era muy baja, y que en ausencia

de oxígeno, otros compuestos, como nitrato, sulfato, hierro, manganeso, selenato,

arseniato, urinato, fumarato y dióxido de carbono pueden actuar como aceptor terminal de


353

electrones [62] [63], se estudió el consumo teórico de nitrato, sulfato y fosfato durante la

fase oscura considerando la electricidad producida durante esta fase.

De acuerdo a sus potenciales redox, el potencial del cátodo cuando se emplea

nitrato, manganeso y hierro como aceptor terminal de electrones es comparable a cuando

se utiliza oxígeno [61]. Mientras que el sulfato tiene un potencial más bajo [61]. Por

tanto, el mejor aceptor de electrones presente en el compartimento catódico, después del

oxígeno, fue el nitrato. Por ello, se realizaron los cálculos en base al nitrato. Se estimó el

consumo teórico de nitrato en el caso de que éste se usase como aceptor de electrones

durante la fase oscura, teniendo en cuenta que la electricidad producida en el estado

estacionario de la fase oscura fue 15 mV y la estequiometría de la reacción de reducción

de nitrato a nitrógeno (Reacción 9.1). La velocidad de consumo teórico de nitrato (desde

las 00:00 h hasta las 8:00 h) sería 7,2·10-2 mg L-1 h-1, es decir, en 8 horas el consumo

teórico de nitrato en la reacción de reducción sería 0,578 mg L-1. Siguiendo el mismo

razonamiento el consumo teórico de sulfato en la reacción de reducción sería 0,361 mg

L-1. Esto implica que, dado que el consumo teórico de nitrato y sulfato en el caso de ser

usados como aceptores de electrones fue inferior que el consumo observado durante la

fase oscura, tanto el nitrato como el sulfato pudieron actuar como aceptores de electrones

durante la fase oscura en ausencia de oxígeno. Sin embargo, esto no explica el elevado

consumo de nitrato y sulfato observado durante la fase oscura (Figura 9.13B). Por lo que

las algas debieron ser las principales responsables de la evolución de estos nutrientes. Con

el fin de confirmar esta hipótesis, se estudió la evolución de la concentración de nitrato,

fosfato y sulfato durante la fase oscura en un cultivo de Chlorella vulgaris fuera del

compartimento catódico (Figura 9.14).

En la Figura 9.14, se observa la misma tendencia que se observó en el

compartimento catódico, a pesar de que el consumo de nitrato, sulfato y fosfato fue

distinto al obtenido en el compartimento catódico. Esto se debió a que el cultivo de

Chlorella vulgaris empleado para este experimento se obtuvo de un reactor de 50 L en el

que el medio basal de Bold se alimentaba de forma discontinua añadiendo 1 L a la

semana, por lo que la concentración de los nutrientes en el cultivo de Chlorella vulgaris

que creció fuera del cátodo fue distinta.

Capítulo 9

354

18:00 20:00 22:00 00:00 02:00 04:00 06:00 08:00 10:0080

90

100

110

120

130

140

150

160

PO3-

4

SO2-

4

NO-

3

Tiempo (h)

Con

cent

ratio

n P

O3- 4 (

mg

L-1)

0

5

10

15

20

25

30

Conce

ntration N

O -3 -SO

2-4 (mg L

-1)

Figura 9.14. Evolución de nutrientes (amonio, nitrato, sulfato y fosfato) en un cultivo de Chlorella vulgaris

fuera del compartimento catódico durante la fase oscura.

Al comenzar la fase oscura se observó un ligero aumento en la concentración de

los nutrientes, posteriormente la concentración de los nutrientes disminuyó hasta las

00:00 h y a partir de ese momento se observó un incremento de la concentración hasta

que finalizó la fase oscura. En base a estos resultados, está claro que la evolución de los

nutrientes durante la fase oscura se debió a un proceso metabólico no definido de las

algas, mediante el cual durante la primera parte de la fase oscura las algas acumularon los

nutrientes, expulsando parte de ellos al finalizar la fase oscura. Es importante mencionar,

que aunque el inoculo inicial del compartimento catódico fue Chlorella vulgaris, no se

mantuvieron condiciones estériles, por lo que fue posible el crecimiento de otros

microorganismos heterótrofos que se alimentasen de las algas muertas o de los nutrientes

añadidos para el crecimiento de las algas. A pesar de esto, este hecho no causó ningún

efecto negativo en el compartimento catódico ni en el funcionamiento de la MFC

fotosintética.

iii. Caracterización electroquímica a lo largo de 24 horas

Con el fin de caracterizar electroquímicamente la MFC fotosintética a lo largo de

24 horas, se realizaron curvas de polarización y espectroscopia de impedancia

electroquímica a las 9:00 h (fase oscura, antes de encender la luz), a las 13:00 y 17:00 h

(fase lumínica) y a las 20:00 h (fase oscura, después de apagar la luz).


355

- Curvas de polarización

Una curva de polarización ideal tiene 3 regiones características de descenso de

voltaje y, como ya fue explicado en el Capítulo 2 de esta Tesis Doctoral, cada región

muestra un tipo de pérdidas de corriente [64]. En base a la forma de la curva de

polarización se puede determinar el tipo de pérdida de corriente predominante en una

MFC. En la Figura 9.15 se muestran las curvas de polarización a diferentes horas del día.

0 50 100 150 200 250 3000,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

Vol

taje

(V

)


9:00 h 20:00 h

17:00 h

13:00 h

Figura 9.15. Curva de polarización a diferentes horas del día.

En las curvas de la fase oscura (cuando la concentración de oxígeno fue baja), la

Región III (alta densidad de corriente) fue la predominante. Esto indica que el sistema

estaba limitado por la ausencia de reactivos, en particular, por la baja concentración de

oxígeno disuelto en el compartimento catódico. La pendiente de la Región III a las 9:00 h

fue mayor que a las 20:00 h, esto se debió a que la concentración de oxígeno fue mayor a

las 20:00 h (después de apagar la luz, comienzo del consumo de oxígeno) que a las 9:00 h

(después de 12 h en la fase oscura, la concentración de oxígeno disuelto fue la más baja

que se alcanzó a lo largo del día). Esto demuestra que el oxígeno fue el aceptor de

electrones más importante del compartimento catódico. Esto confirma que la

concentración de oxígeno fue el factor limitante en la producción de electricidad,

especialmente durante la fase oscura.

A las 13:00 h, la región predominante también fue la Región III debido a que la

concentración de oxígeno estaba aumentando, pero la concentración de oxígeno máxima

todavía no se había alcanzado. Sin embargo, a las 17:00 h, cuando ya se había alcanzado

Capítulo 9

356

la concentración de oxígeno máxima, la región predominante fue la I (baja densidad de

corriente). Esto indica que cuando la concentración de oxígeno alcanzó el nivel de

saturación en agua, la producción de corriente eléctrica estuvo limitada por la velocidad

de reducción de oxígeno en el cátodo. Esto se debió a la ausencia de catalizador químico

en el cátodo, ya que la reducción de oxígeno presenta un elevado sobrepotencial cuando

se emplean electrodos sin catalizador, a pesar de que es el aceptor de electrones más

versátil [65].

A partir de las curvas de polarización se calculó el voltaje a circuito abierto

(OCV), la densidad de potencia máxima (Pmáx), la densidad de corriente máxima (jmáx) y

la resistencia interna de la MFC fotosintética (Rint). A partir de los valores de densidad de

corriente máxima y de los valores de DQO se calculó la eficiencia culómbica máxima

(Ecmáx) para cada una de las horas del día a las cuales se realizaron las curvas de

polarización. En la Tabla 9.6 se pueden observar los valores obtenidos a diferentes horas

del día.

Tabla 9.6. Valores de OCV, densidad de corriente máxima, densidad de potencia máxima, resistencia

interna y eficiencia culómbica máxima a diferentes horas del día.

Hora OCV (V) Pmáx (mW m-2) Rint (Ω) j máx (mA m-2) Ecmáx (%)

9:00 0,460 8,2 8.060 86,1 0,06

13:00 0,502 43,0 1.680 303,1 0,23

17:00 0,541 30,9 1.840 295,1 0,22

20:00 0,502 22,2 4.370 171,5 0,11

Como se observa en la Tabla 9.6, la OCV, la densidad de corriente máxima, la

densidad de potencia máxima y la resistencia interna oscilaron entre 0,460 y 0,541 mV,

86,1 y 303,1 mA m-2, 8,18 y 42,98 mW m-2 y 8.060 y 1.680 Ω, respectivamente. Los

valores más altos de densidad de corriente máxima y de densidad de potencia máxima y

los más bajos de resistencia interna se obtuvieron a las 13:00 h, cuando se obtuvo el

máximo voltaje del día y una vez alcanzado el estado estacionario de la fase lumínica. El

valor más bajo de densidad de corriente máxima y de densidad de potencia máxima y el

más alto de resistencia interna se obtuvo a las 9:00 h, cuando se obtuvo el valor de voltaje

más bajo del día debido a la ausencia de oxígeno durante toda la fase oscura. Esto quiere

decir que la baja concentración de oxígeno a las 9:00 h causó un incremento de la

resistencia interna y un descenso de la densidad de corriente máxima y de la densidad de


357

potencia máxima, ya que la reacción de reducción estuvo limitada por la baja

concentración de oxígeno.

El valor más elevado de eficiencia culómbica máxima (0,23 %) se obtuvo durante

la fase lumínica, ya que durante esta fase la densidad de corriente máxima alcanzó su

valor más elevado mientras que la eliminación de DQO se mantuvo prácticamente

constante durante las 24 horas del día independientemente de la fase. Cabe destacar que al

igual que se observó en la densidad de potencia máxima, la densidad de corriente máxima

y la OCV, la eficiencia culómbica máxima alcanzó su valor más bajo (0,06 %) a las 9:00

h (fase oscura), ya que a esa hora la celda había estado operando durante toda la noche

con una concentración baja del principal aceptor de electrones (oxígeno disuelto), por lo

que la producción de electricidad se encontraba muy limitada.

La densidad de potencia máxima más alta obtenida en la MFC fotosintética, 42,98

mW m-2, fue similar o incluso superior a la obtenida en otros estudios de MFC en los que

tampoco se usó catalizador en el compartimento catódico [66]-[69].

- Espectroscopia de impedancia electroquímica

Con el fin de determinar las resistencias (óhmica, o a la difusión, y a la

polarización, o a la transferencia de carga) de cada parte de la MFC fotosintética, se

realizaron impedancias a diferentes horas del día. La impedancia se realizó a la celda

completa [70]. La Figura 9.16 muestra el circuito equivalente utilizado en el ajuste de los

resultados de las impedancias para obtener la resistencia óhmica (Rohm) y las resistencias

a la polarización del ánodo (Ra) y del cátodo (Rc).

Figura 9.16. Circuito equivalente.

El circuito equivalente empleado consistió en un componente de resistencia a la

polarización del ánodo (resistencia a la transferencia de carga entre el ánodo y el sistema

electrolito/microorganismos), que se encontraba en paralelo con un elemento de constante

de fase (CPE), seguido de un componente de resistencia óhmica (resistencia de la

Ánodo CátodoCPEa CPEc

Ra Rc

Rohm

Capítulo 9

358

membrana y la solución), seguido de un componente de resistencia a la polarización del

cátodo (resistencia a la transferencia de carga entre el cátodo y el sistema electrolito/

algas), que se encontraba en paralelo con un elemento de constante de fase (CPE). El CPE

se utilizó en lugar de un capacitor para simular el comportamiento no-ideal de la

capacitancia distribuida, típica de los electrodos porosos [61] [70].

En la Tabla 9.7 se muestran los parámetros obtenidos del ajuste de los datos de las

impedancias al circuito equivalente.

Tabla 9.7. Parámetros obtenidos en el ajuste de las impedancias realizadas a diferentes horas del día al

circuito equivalente.

Hora Ra (Ω) Rohm (Ω) Rc (Ω) r2

9:00 1.634 204,9 12.650 0,996

13:00 1.776 250,1 6.930 0,991

17:00 2.393 198,2 8.810 0,996

20:00 1.834 200,1 13.210 0,976

El coeficiente de correlación en todos los casos fue superior a 0,99, excepto en la

impedancia realizada a las 20:00 h. La resistencia óhmica fue similar durante todo el día,

es decir, tanto durante la fase lumínica como durante la fase oscura, y osciló entre 200 y

250 Ω. Esto se debió a que la resistencia de la membrana y de la solución no se vio

afectada por los ciclos de luz/oscuridad. Este tipo de resistencia fue la más baja de la

MFC fotosintética. La resistencia a la polarización del compartimento anódico fue similar

a lo largo del día, como era de esperar, ya que el ciclo fotosintético no afectó al

compartimento anódico. La resistencia a la polarización del ánodo osciló entre 1.600 y

2.200 Ω debido a los cambios que sufrió el biofilm en los diferentes días en los que se

llevaron a cabo las impedancias, ya que aunque las condiciones de operación se

mantuvieron constantes durante todo el estudio, es posible que el biofilm cambiase con el

tiempo por factores externos.

En cuanto a la resistencia a la polarización del compartimento catódico, ésta

cambió a lo largo del día en función del ciclo de luz/oscuridad, entre 6.930 y 13.210 Ω.

La resistencia a la polarización del compartimento catódico más elevada se alcanzó a las

9:00 h y a las 20:00 h, cuando la concentración de oxígeno en el compartimento catódico

fue baja y, como consecuencia de esto, la reacción de reducción se vio limitada. La

resistencia a la polarización del compartimento catódico más baja se obtuvo a las 13:00 h


359

cuando la concentración de oxígeno fue máxima y se alcanzó el estado estacionario del

período lumínico.

La resistencia a la polarización del compartimento catódico fue mucho mayor que

la del compartimento anódico, entre 3 (durante la fase lumínica) y 7 (durante la fase

oscura) veces, aproximadamente. Esto fue porque el electrodo catódico de esta MFC

fotosintética no contenía ningún catalizador químico, mientras que sobre la superficie del

electrodo anódico se formó un biofilm de microorganismos que actuó de catalizador de la

reacción anódica [35] [71]. En general, los biocátodos presentan una resistencia mayor,

debido a que en un biocátodo las pérdidas energéticas son superiores [62] [72] [73].

iv. Producción de electricidad y depuración de agua residual en la MFC fotosintética

a lo largo del tiempo que estuvo en funcionamiento

Por último, se muestra la recopilación de los valores de voltaje y de DQO

eliminada obtenidos en los diferentes experimentos realizados en la MFC fotosintética a

lo largo del tiempo que estuvo en funcionamiento alimentando el compartimento anódico

en modo continuo, es decir, 10 meses (300 días) aproximadamente. Algunos

investigadores han estudiado la durabilidad y estabilidad de diferentes elementos de una

MFC durante 400 días [74], 250 días [75], seis meses [76] y de 3 a 5 semanas [77] de

operación, pero no la estabilidad en la depuración de aguas residuales en la MFC durante

un largo período de tiempo, como ya se comentó en el Capítulo 7.

En la Figura 9.17 se muestra el voltaje generado en la MFC fotosintética en el

estado estacionario de la fase lumínica y en el estado estacionario de la fase oscura

durante los 10 meses que se mantuvo en funcionamiento esta celda. También, se muestra

el valor medio del voltaje generado durante el estado estacionario de la fase lumínica y

durante el estado estacionario de la fase oscura.

El voltaje generado en el estado estacionario de la fase lumínica osciló entre 8 y

32 mV, siendo el valor medio 16,6 mV. En el estado estacionario de la fase oscura, el

voltaje osciló entre 9 y 16 mV, siendo el valor medio 9,7 mV. Las variaciones de estas

variables se debieron a los diferentes experimentos realizados en la MFC fotosintética

durante ese tiempo. Es importante resaltar que las variaciones del voltaje fueron mayores

durante la fase lumínica que durante la fase oscura. Esto se debió a que durante la fase

oscura, la baja concentración de oxígeno disuelto fue el factor limitante, por tanto, la

Capítulo 9

360

producción de electricidad estuvo limitada por el funcionamiento del compartimento

catódico.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110

5

10

15

20

25

30

35

17:00 h Media (17:00 h) 5:00 h Media (5:00 h)

Vol

taje

(m

V)

Tiempo (meses)

Figura 9.17. Voltaje generado en la MFC fotosintética en el estado estacionario de la fase lumínica y en el

estado estacionario de la fase oscura durante los 10 meses que estuvo en funcionamiento este sistema.

En la Figura 9.18 se muestra el porcentaje de eliminación de DQO en la MFC

fotosintética a lo largo de los 10 meses.

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Por

cent

aje

de

elim

ina

ción

de

DQ

O (

%)

Tiempo (meses)

Figura 9.18. Porcentaje de eliminación de DQO en el compartimento anódico de la MFC fotosintética

durante el estudio de vida.


361

El porcentaje de eliminación de DQO varió entre 31 y 95 %, siendo el valor medio

65,4 %. Las variaciones de esta variable fueron debidas al cambio de las condiciones de

operación en los diferentes experimentos llevados a cabo durante este tiempo.

Si comparamos estos resultados con los obtenidos en el estudio de estabilidad de

la microMFC del Capítulo 7, se observa que aunque la producción de electricidad y la

depuración del agua residual en la MFC fotosintética presentó una mayor variabilidad

debido a los cambios producidos en el sistema durante el tiempo, la producción de

electricidad y depuración del agua residual fue superior en la MFC fotosintética, a pesar

de la ausencia de catalizador metálico en el compartimento catódico.

Teniendo en cuenta estos resultados, se puede afirmar que la MFC fotosintética

trabajó durante 10 meses sin tiempos muertos (no siendo necesaria una reinoculación ni la

solución de otros problemas operativos). El sistema fue aceptablemente estable en cuanto

a la producción de electricidad se refiere, tratando al mismo tiempo eficientemente el

agua residual. Además, los electrodos no se deterioraron con el tiempo debido a que

contenían Teflón, que mejora las propiedades mecánicas del electrodo de tela de carbón.

Por otra parte, aunque se observó el ensuciamiento de la membrana de intercambio

protónico, esto no afectó al funcionamiento de la misma. Como conclusión, se puede

decir que el sistema mostró una gran estabilidad y robustez, siendo capaz de recuperarse

después de los cambios producidos en las condiciones de operación.

9.5. CONCLUSIONES

En este capítulo se han estudiado algunas de las variables de operación más

importantes en el funcionamiento de una MFC fotosintética autosostenible y

medioambientalmente favorable, empleada para el tratamiento de aguas residuales de la

industria de los zumos de frutas, producción simultánea de electricidad y captura de

dióxido de carbono. Las conclusiones obtenidas se presentan a continuación:

• Cuando se permitió el crecimiento de microorganismos en suspensión en el

compartimento anódico, además de los microorganismos del biofilm, empleando

un modo de alimentación del agua residual continuo, se alcanzó antes el estado

estacionario en la producción de electricidad durante la fase lumínica. Esto

implica que el funcionamiento de la MFC fotosintética fue mejor cuando se

trabajó con microorganismos en suspensión frente a cuando se trabajó únicamente

Capítulo 9

362

con los microorganismos del biofilm. Además, la depuración del agua residual

aumentó cuando se permitió el crecimiento de microorganismos en suspensión ya

que también se desarrollaron microorganismos en suspensión no electrogénicos.

• En la MFC fotosintética empleada y con las condiciones de operación empleadas,

valores de concentración de DQO del agua residual superiores a 1.066 mg L-1

produjeron una disminución de la electricidad producida debido a la proliferación

de microorganismos no electrogénicos. En la MFC fotosintética, la máxima

producción de electricidad se obtuvo cuando la concentración de DQO del agua

residual fue 555 mg L-1, aunque se obtuvo mayor eficiencia culómbica cuando la

concentración de DQO fue 343 mg L-1.

• La mejor fuente de carbono inorgánico para las algas del compartimento catódico

fue el bicarbonato, ya que evitó la caída del voltaje, que se produjo cuando se

burbujeó dióxido de carbono, y la acidificación del medio. Desde un punto de

vista técnico y en la aplicación a gran escala sí sería posible emplear esta MFC

fotosintética como sumidero de dióxido de carbono, mediante la disposición de un

tanque previo donde se produjese la absorción del dióxido de carbono en el medio

que se alimentará posteriormente a las algas.

• La producción de electricidad en la MFC fotosintética dependió de la

concentración de oxígeno disuelto en el compartimento catódico. La producción

de electricidad durante la noche, indicó la presencia de otros aceptores de

electrones en el compartimento catódico (nitrato y sulfato). El cátodo fue el

compartimento limitante de la MFC fotosintética, aportando la mayor parte de la

resistencia del sistema, especialmente durante la fase oscura.

• La MFC fotosintética estudiada ha demostrado ser un sistema robusto, duradero y

estable en cuanto a la producción de electricidad y la depuración del agua residual.

Además, este sistema presentó una gran reversibilidad siendo capaz de recuperarse

ante cambios producidos en las condiciones de operación. Este sistema presenta

un potencial elevado para su aplicación industrial en cuanto a durabilidad se

refiere, ya que ha estado funcionando más de 10 meses de forma ininterrumpida

sin necesidad de tiempos muertos para reparaciones, sustitución de elementos,

reinoculaciones, etc.


363

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Capítulo 9

370

ANEXO I: Curvas de polarización y potencia obtenidas cuando únicamente se

disponía de microorganismos en biofilm en el electrodo anódico y cuando se disponía

de microorganismos en biofilm y en suspensión en el compartimento anódico

En la Figura 9.I se muestran las curvas de polarización y de potencia obtenidas

durante la fase lumínica (a las 13:00 h y a las 17:00 h) y durante la fase oscura (a las 9:00

h y a las 20:00 h) cuando únicamente se disponía de microorganismos en el biofilm del

electrodo anódico y cuando se permitió el crecimiento de microorganismos en suspensión

en el compartimento anódico además de los del biofilm.

A) B)

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250 2750

50

100

150

200

250

300

350

400

450 Biofilm Biofilm y en suspensión Biofilm Biofilm y en suspensión

Densidad de corriente (mA/m2)

Vo

ltaje

(m

V)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

26

Densidad de

potencia (mW

/m 2)

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250 275

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Biofilm Biofilm y en suspensión Biofilm Biofilm y en suspensión

Desnidad de corriente (mA/m2)

Vo

ltaje

(m

V)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

26

Densidad de

potencia (mW

/m 2)

B) D)

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250 2750

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Biofilm Biofilm y en suspensión Biofilm Biofilm y en suspensión


Vo

ltaje

(m

V)

0

2

4

68

10

1214

16

18

2022

24

26

Densidad de

potencia (mW

/m 2)

0 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250 275

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450 Biofilm Biofilm y en suspensión Biofilm Biofilm y en suspensión


Vo

ltaje

(m

V)

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

24

26

Densidad de

potencia (mW

/m 2)

Figura 9.I. Curvas de polarización y potencia obtenidas con microorganismos en biofilm y con

microorganismos en biofilm y en suspensión en el compartimento anódico: A) a las 9:00 h, B) a las 13:00 h,

C) a las 17:00 h y D) a las 20:00 h.


371

ANEXO II: Curvas de polarización y de potencia para cada concentración de DQO

del agua residual evaluada

En este Anexo se muestran las curvas de polarización realizadas a la MFC

fotosintética durante la fase lumínica en función de la concentración de DQO del agua

residual alimentada al compartimento anódico (Figura 9.II).

A)

0 50 100 150 200 250 300 3500

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Vol

taje

(m

V)


343 mgDQO L-1 (subida)

1000 mgDQO L-1

555 mgDQO L-1 (bajada)


B)

0 50 100 150 200 250 300 3500

5

10

15

20

25

30

35

40

45

De

nsid

ad

de p

ote

ncia

(m

W m-2)


343 mgDQO L-1 (subida)

1.066 mgDQO L-1



Figura 9.II. A) Curvas de polarización y B) curvas de potencia realizadas a la MFC fotosintética en función

de la concentración de DQO del agua residual alimentada al compartimento anódico.

Conclusiones

______________________________________________________________________

CA

PÍT

ULO

10

Conclusiones

375

Esta Tesis Doctoral ha tenido como objetivo principal estudiar la valorización

energética y el tratamiento de aguas residuales cuyo principal contaminante es la materia

orgánica biodegradable mediante celdas de combustible microbiológicas. Con el fin de

alcanzar este objetivo se plantearon una serie de subobjetivos:

- Valorización energética de las aguas residuales de la industria de los zumos de

frutas mediante una celda de combustible microbiológica basada en hidrógeno.

- Estudio del efecto de las variables de operación más relevantes en el tratamiento

de aguas residuales contaminadas con materia orgánica biodegradable y la

producción directa y simultánea de electricidad mediante celdas de combustible

microbiológicas.

- Tratamiento de aguas residuales y producción simultánea de electricidad en una

celda de combustible microbiológica autosostenible y medioambientalmente

favorable (celda de combustible microbiológica fotosintética, MFC fotosintética),

que dispone de un cultivo de algas fotosintéticas en el compartimento catódico.

En base a los resultados obtenidos en cada uno de los estudios llevados a cabo

para alcanzar los objetivos planteados se obtuvieron las siguientes conclusiones finales:

• El biohidrógeno producido en la fermentación acidogénica de las aguas residuales

de la industria de los zumos de frutas puede ser alimentado directamente en stacks

de celdas de combustible tipo PEM que operan a alta temperatura (100-200 ºC),

mejorando el funcionamiento del stack al aumentar la temperatura.

• La puesta en marcha de una MFC se debe hacer en dos secuencias. En primer

lugar, es necesaria la aclimatación del inóculo en modo discontinuo para la

formación de un biofilm de microorganismos sobre el electrodo anódico. En

segundo lugar, una vez formado el biofilm, el mejor modo de funcionamiento fue

el modo continuo, ya que la producción de electricidad fue superior y estable a lo

largo del tiempo y se obtuvo una mayor velocidad de depuración del agua residual

con un menor tiempo de retención hidráulico.

• La producción de electricidad aumentó al incrementarse la temperatura del agua

residual alimentada a la microMFC debido a la mayor actividad microbiológica y,

en parte, al aumento de la conductividad de la membrana. Este efecto resultó ser

reversible, lo que demuestra la viabilidad del empleo de la microMFC para el

tratamiento de aguas residuales cuya temperatura sufre cambios diarios y

estacionales.

Capítulo 10

376

• El aumento de la DQO del agua residual alimentada a la microMFC, causó el

incremento de la habilidad de los microorganismos para degradar la DQO del

agua residual alimentada a mayor velocidad y producir más electricidad. A largo

plazo, la influencia de los eventos previos se mantuvo durante 7 días,

recuperándose el funcionamiento normal de la microMFC transcurrido este

tiempo después del cambio. Por tanto, este efecto fue reversible, demostrando la

viabilidad del empleo de este sistema para el tratamiento de aguas residuales en

las que la concentración de la DQO sufre variaciones diarias y estacionales.

• El aumento de la resistencia externa provocó un efecto negativo e irreversible en

la eficiencia culómbica de la microMFC, a pesar que la DQO eliminada aumentó.

Esto fue debido a que, al aumentar la resistencia externa, se favoreció el

crecimiento de microorganismos no electrogénicos.

• La microMFC operando en modo continuo presentó una gran estabilidad en

cuanto a la producción de electricidad y depuración del agua residual durante más

de 9 meses.

• Se ha demostrado la viabilidad de la celda de combustible microbiológica

fotosintética como tratamiento autosostenible y medioambientalmente favorable

de aguas residuales, ya que se evita el consumo de energía en la aireación, se

produce electricidad y se captura dióxido de carbono, sin el empleo de

catalizadores metálicos ni mediadores. Cabe destacar que la puesta en marcha de

la MFC fotosintética fue más rápida cuando se inocularon los microorganismos y

las algas al mismo tiempo. En este sistema la producción de electricidad a lo largo

del día dependió de la concentración de oxígeno y de la carga orgánica.

• El funcionamiento de la MFC fotosintética fue mejor cuando se trabajó con

microorganismos en suspensión frente a cuando se trabajó únicamente con los

microorganismos del biofilm.

• La MFC fotosintética resultó ser apta para el tratamiento de aguas residuales

urbanas y para el tratamiento de aguas residuales cuyo principal contaminante son

los azúcares. Sin embargo, altas cargas de DQO pueden dañar el funcionamiento

de la MFC fotosintética, ya que se favorece el crecimiento de microorganismos no

electrogénicos, lo que causa la inhibición de los microorganismos electrogénicos.

Conclusiones

377

• El burbujeo de dióxido de carbono provocó la deabsorción del oxígeno disuelto en

el compartimento catódico y, con ello la caída del voltaje. Esto se evitó mediante

el empleo de bicarbonato sódico como fuente de carbono inorgánico.

• El cátodo fue el compartimento limitante de la MFC fotosintética, presentando la

mayor parte de la resistencia del sistema, especialmente durante la fase oscura.

• La MFC fotosintética demostró ser un sistema robusto, duradero y estable en

cuanto a la depuración del agua residual y producción de electricidad, siendo

capaz de recuperarse ante los cambios producidos en las condiciones de

operación.

Recomendaciones

______________________________________________________________________

CA

PÍT

ULO

11

Recomendaciones

381

En base a los resultados obtenidos, se plantean las siguientes recomendaciones de

cara a continuar con esta línea de investigación:

• Con el fin de poder emplear esta MFC fotosintética para el tratamiento de aguas

residuales de elevada carga orgánica, sería necesario investigar otra estrategia para

impedir el desarrollo de microorganismos no electrogénicos o al menos disminuir

los efectos que éstos provocan en los microorganismos electrogénicos. Para ello,

se propone controlar el pH del compartimento anódico mediante el uso sustancias

tamponadoras. Otra estrategia para el tratamiento de aguas residuales con elevada

concentración de DQO podría ser realizar la puesta en marcha y aclimatación de

los microorganismos empleando un agua residual con mayores valores de

concentración de DQO.

• En el caso en el que no se pueda proceder al tratamiento de aguas residuales de

elevada carga orgánica mediante celdas de combustible microbiológicas se

propone investigar el tratamiento de dichas aguas en varias fases. En primer lugar,

el agua residual con elevada carga orgánica se podría tratar mediante fermentación

acidogénica, de forma que el biohidrógeno producido se utilice como combustible

en una celda de combustible de hidrógeno. Posteriormente, el efluente de la

fermentación acidogénica se podría tratar en una celda de combustible

microbiológica, ya que la carga orgánica del agua residual se verá parcialmente

reducida en la fermentación acidogénica y los productos de la fermentación

acidogénica presentan una elevada biodegradabilidad.

• Dado que uno de los principales factores que causó una baja eficiencia culómbica

en esta investigación fue el crecimiento de microorganismos electrogénicos, se

propone estudiar diferentes mecanismos para inhibir el crecimiento de dichos

microorganismos y potenciar el crecimiento de los microorganismos

electrogénicos.

• Investigar el tratamiento de otro tipo de aguas residuales del sector

agroalimentario, sector muy potente en Castilla-La Mancha y en el que se generan

grandes volúmenes de aguas residuales, cuyo tratamiento es imprescindible y

aumenta los costes de la planta.

Capítulo 11

382

• Determinar los mediadores de electrones que utilizan los microorganismos

electrogénicos en suspensión en el compartimento anódico.

• Aumentar la relación superficie/volumen de la celda de combustible fotosintética

con el fin de favorecer el crecimiento de microorganismos formando un biofilm

sobre el electrodo anódico. De esta forma, se reducirían las perdidas energéticas

ya que el mecanismo de transferencia de electrones en el biofilm es directo,

mientras que el mecanismos de transferencia de electrones de los

microorganismos en suspensión es mediante mediadores, lo que supone elevadas

pérdidas energéticas.

• Estudiar el papel de las algas en el compartimento catódico de la MFC

fotosintética, es decir, si éstas únicamente actúan como productoras de oxígeno o

también participan en la reducción de oxígeno y si las algas pueden formar un

biofilm sobre el electrodo catódico actuando como catalizador de la reacción de

reducción.

• Estudiar a fondo las reacciones de reducción de otros aceptores de electrones en el

compartimento catódico durante la fase oscura y potenciarlas. Así como, estudiar

otros aceptores de electrones, compatibles con las algas y con la reducción de

oxígeno, que permitan aumentar la electricidad producida durante la fase oscura.

• Investigar el empleo de la MFC fotosintética como sumidero de dióxido de

carbono, mediante la disposición de un tanque previo donde se produjese la

absorción del dióxido de carbono en el medio que se alimentará posteriormente a

las algas.

• Diseñar y construir una planta piloto de celda de combustible microbiológica

fotosintética con el fin de estudiar la producción de electricidad y depuración de

aguas residuales a mayor escala. En base a estos resultados se podrá realizar un

estudio de rentabilidad y viabilidad económica de este sistema.

• Investigar la valorización de las algas que crezcan en exceso en el compartimento

catódico.

Nomenclatura

______________________________________________________________________

NO

ME

NC

LA

TU

RA

Nomenclatura

385

Acrónimos

AEMA Agencia Europea de Medio Ambiente

CFCs Clorofluorocarburos

COT Carbono orgánico total

CPE Constant phase element (Elemento de constante de fase)

DMAc N,N-dimetilacetamida

EDAR Estación depuradora de aguas residuales

GEI Gases de efecto invernadero

he Habitantes equivalentes

HPLC High performance liquid chromatography (cromatografía líquida de alta resolución)

HT-PEMFC High temperature PEM fuel cell (celda de combustible PEM de alta temperatura)

MEA Membrane electrode assembly (ensamblaje electrodo-membrana)

MFC Microbial fuel cell (celda de combustible microbiológica)

microMFC Microcelda de combustible microbiológica

PANER Plan de Acción Nacional de Energías Renovables

PBI Polibencimidazol

PTFE Politetrafluoroetileno (teflón)

RID Refractive index detector (detector de índice de refracción)

RVC Reticulate vitreous carbon (carbón vítreo reticulado)

PEM Proton exchange membrane (membrana de intercambio protónico)

PEMFC Proton exchange membrane fuel cell (celdas de combustible PEM)

UKERC UK Energy Research Center (centro de investigación de energía del Reino Unido)

UV-DAD Ultraviolet diode array detector (detector de diodos de ultravioleta)

Símbolos

%DQO Porcentaje de eliminación de DQO (%)

A Factor preexponencial (mA m-2)

B Pendiente de Tafel (relativa al sobrepotencial de activación) (mV dec-1)

bi Pendiente de Tafel de cada celda del stack (relativa al sobrepotencial de activación) (Mv

dec-1)

BioH2 Biohidrógeno producido en la fermentación acidogénica

CI Carbono inorgánico (mg L-1)

Cpa Calor especifico del agua (kJ kg-1 ºC-1)

DBO Demanda biológica de oxígeno (mg L-1)

DBO5 Demanda biológica de oxígeno a los 5 días (mg L-1)

dnH2/dt Caudal molar de hidrógeno (mol s-1)

DQO Demanda química de oxígeno (mg L-1)

DQOo DQO del influente (mg L-1)

dvH2/dt Caudal volumétrico de hidrógeno (mol s-1)

E Voltaje (mV o V)

386

Ea Energía de activación de la reacción (J mol-1)

Ec Eficiencia culómbica (%)

Ec Energía consumida en mantener la temperatura de la fermentación acidogénica (kJ)

Emáx Voltaje máximo alcanzable (mV o V)

Eo Voltaje de equilibrio (mV o V)

Eoi Voltaje de equilibrio de cada celda del stack (mV o V)

Ep Energía contenida en el hidrógeno producido (kJ)

Es Energía contenida en la sustrato del agua residual (kJ)

F Constante de Faraday (96485 mol C (mol e-)-1)

H2 Hidrógeno puro

i Intensidad (mA)

j Densidad de corriente (mA m-2, A cm-2, mA cm-2)

j lim Densidad de corriente limite (A cm-2)

jmáx Densidad de corriente máxima (mA m-2)

jPmáx Densidad de corriente a densidad de potencia máxima (mA m-2)

Ks Constante de semisaturación (mgDQO L-1)

LN Volumen en litros en condiciones normales de presión y temperatura

N Moles de electrones que se podría obtener teóricamente por mol de DQO eliminada (4

mol e- mol DQO-1)

n Número de celdas

OCV Open circuit voltage (voltaje a circuito abierto) (mV o V)

P Densidad de potencia (mW m-2)

p Presión total del gas (Pa)

Pc Peso de la muestra calcinada (g)

Pc+f Peso de la capsula más el filtro (g)

PCI Poder calorífico inferior (kJ mol-1)

PCIF Poder calorífico inferior de la fructosa (kJ g-1)

PCIG Poder calorífico inferior de la glucosa (kJ g-1)

PCIH Poder calorífico inferior del hidrógeno (kJ g-1)

PCIS Poder calorífico inferior de la sacarosa (kJ g-1)

Pmáx Densidad de potencia máxima (mW m-2)

PMH Peso molecular del hidrógeno (g mol-1)

PMo Peso molecular del oxígeno (g mol-1)

Ps Peso de la muestra seca (g)

PWstack Potencia generada en el stack (W)

Q Caudal volumétrico (L h-1)

QT Ratio de la densidad de corriente generada en función de la temperatura en el rango

seleccionado

R Constante de los gases ideales (J mol-1 K-1)

r2 Coeficiente de correlación

Nomenclatura

387

Ra Resistencia a la polarización del ánodo (Ω)

Rc Resistencia a la polarización del cátodo (Ω)

rDQO Velocidad de eliminación de DQO (mgDQO L-1 h-1)

Rext Resistencia externa (Ω)

Rint Resistencia interna (Ω, Ω cm-2, Ω m-2)

Rinti Resistencia interna por superficie de electrodo de cada celda del stack (Ω cm-2)

Rohm Resistencia óhmica (Ω)

S Concentración de sustrato (mgDQO L-1, mol L-1)

SST Sólidos suspendidos totales (mg L-1)

SSV Sólidos suspendidos volátiles (g L-1, mg L-1)

t Tiempo (h o d)

Ta Temperatura del agua residual (K).

Tep Toneladas equivalentes de petróleo

Tf Temperaturas a la que se lleva a cabo la fermentación acidogénica (K)

TKN Concentración de nitrógeno orgánico y amonio (del anglicismo Total Kjeldahl Nitrogen)

(mg L-1)

TRC Tiempo de retención celular (d)

TRH Tiempo de retención hidráulico (h o min)

Ts Temperatura del stack (K)

V Volumen del reactor de la fermentación (L)

Va Volumen del compartimento (L)

V f Volumen de la muestra filtrada (L)

Y Rendimiento de hidrógeno en la fermentación acidogénica (mol H2 mol hexosa-1)

∆DQO Cantidad de DQO eliminada (mg L-1)

∆G Energía libre de Gibs (kJ mol-1)

λ Período de latencia (d)

λaire Estequiometria del aire

λBioH2 Estequiometria del biohidrógeno

λH2 Estequiometria del hidrógeno

λO2 Estequiometria del oxígeno

µm Velocidad máxima de crecimiento específico (d-1)

η Sobrepotencial (mV o V)

ηe Eficiencia eléctrica (%)

ηf Eficiencia energética (%)

ρa Densidad del agua (kg L-1)

θ Constante de temperatura (ºC-1)

valorizaciÓn energÉtica y tratamiento de …

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