universidad indÍgena boliviana quechua

UNIVERSIDAD INDÍGENA BOLIVIANA QUECHUA

”CASIMIRO HUANCA”

CARRERA: INGENIERIA EN INDUSTRIA DE ALIMENTOS

MANUAL SIMPLIFICADO DE LABORATORIO DE

ANALISIS DE ALIMENTOS

M.Sc. Arturo Espinoza Mejía

Chimore –Bolivia

2013

Manual Simplificado de Laboratorio de Análisis de Alimentos M.Sc. Arturo Espinoza Mejía

1

CONTENIDO

PRESENTACION ................................................................................................................................................. 2

INTRODUCCIÓN ................................................................................................................................................ 3

MÉTODOS DE ANALISIS CLÁSICOS DE ALIMENTOS ............................................................................................ 4

HUMEDAD ........................................................................................................................................................... 5

CENIZAS ............................................................................................................................................................... 7

PROTEÍNA ............................................................................................................................................................ 9

PROTEÍNA SOLUBLE (SOLUBILIDAD DE LA PROTEINA) ....................................................................................... 11

GRASA-EXTRACTO ETÉREO ................................................................................................................................ 13

EXTRACTO ETÉREO (CON HIDROLISIS ACIDA) ..................................................................................................... 15

FIBRA .................................................................................................................................................................. 17

CLORUROS PARA PRODUCTOS CARNICOS ......................................................................................................... 20

HIDRATOS DE CARBONO TOTALES ..................................................................................................................... 22

VALOR ENERGÉTICO ........................................................................................................................................... 23

ÍNDICE DE YODO ................................................................................................................................................ 24

INDICE DE SAPONIFICACION .............................................................................................................................. 27

INDICE DE ACIDEZ .............................................................................................................................................. 29

ÍNDICE DE PERÓXIDO ......................................................................................................................................... 31

BROMATOS ........................................................................................................................................................ 33

ACIDO BENZOICO ............................................................................................................................................... 34

VITAMINA C ....................................................................................................................................................... 36

MÉTODOS DE ANALISIS INSTRUMENTAL DE ALIMENTOS ................................................................................ 39

HIERRO ............................................................................................................................................................... 40

FOSFORO ........................................................................................................................................................... 43

AZUCARES REDUCTORES Y AZUCARES TOTALES ................................................................................................ 46

ALMIDÓN ........................................................................................................................................................... 50

NITRITOS ............................................................................................................................................................ 52


2

PRESENTACION

La Universidad Indígena Boliviana Quechua “Casimiro Huanca” –UNIBOL Quechua, a través

de la carrera de ingeniería en industria de alimentos creada por Decreto Supremo Nº 29664 de

2 de agosto de 2008, tiene como misión de contribuir al desarrollo de nuestro país y ser referente

en el control de calidad de alimentos en el trópico de Cochabamba, interviniendo activamente

en el diagnóstico y solución de problemas relacionados en el análisis de alimentos.

Este documento tiene sus inicios para el curso de laboratorio de análisis de alimentos de la

licenciatura en ingeniería en industria de alimentos, de la UNIBOL, se hace hincapié en la

comprensión de los principios químicos y analíticos fundamentales donde se introducen diversas

técnicas de laboratorio que son comunes en la investigación básica y aplicada en química y

análisis de alimentos.

A través de los años de experiencia en que se ha trabajado con este material, muchos

profesionales del área y estudiantes han efectuado con éxito las determinaciones que se

describen y continuamente se han ido mejorando y actualizando para tener una precisión y

exactitud de los resultados. Para las siguientes ediciones de este material se incluirá métodos

analíticos avanzados en el análisis de alimentos.

Es nuestro deseo que el esfuerzo realizado para publicar la primera edición de este manual

simplificado de análisis de alimentos, que a la brevedad será complementado con otros manuales

sobre temas relacionados, que beneficie y facilite el trabajo del personal y estudiantes dedicados

a realizar análisis fisicoquímico de alimentos.

Agradecemos al Centro de Alimentos y Productos Naturales de la Universidad Mayor de San

Simón, a la Comisión Interuniversitaria de la Comunidad Francesa belga y al Instituto de

Ciencias de la Vida de la Universidad Católica de Lovaina de Bélgica, por la formación y en lo

profesional por ser parte en proyectos de investigación en el área de nutrición y análisis de

alimentos.

Ing. Arturo Espinoza M.


3

INTRODUCCIÓN

El análisis de los alimentos son disciplinas muy amplias que se basan en los principios de la

fisicoquímica, química orgánica, biología y química analítica. Los avances en estas ciencias han

tenido un efecto importante en la comprensión de muchos aspectos de la ciencia y tecnología de

alimentos y han sido decisivos en el mejoramiento de la cantidad, calidad y disponibilidad del

suministro de alimentos a nivel mundial.

El análisis de alimentos es la disciplina que se ocupa del desarrollo, uso y estudio de los

procedimientos analíticos para evaluar las características de alimentos y de sus componentes.

Esta información es crítica para el entendimiento de los factores que determinan las propiedades

de los alimentos, así como la habilidad para producir alimentos que sean consistentemente

seguros, nutritivos y deseables para el consumidor.

Existen diferentes técnicas analíticas para determinar una propiedad particular del alimento. De

ahí que es necesario seleccionar la más apropiada para la aplicación específica. La técnica

seleccionada dependerá de la propiedad que sea medida, del tipo de alimento a analizar y la

razón de llevar a cabo el análisis.

Las determinaciones que se realizan más frecuentemente para conocer la composición de los

alimentos incluyen la determinación de humedad, cenizas, extracto etéreo (grasa cruda),

proteína total, fibra y carbohidratos asimilables, en un protocolo conocido como Análisis

Proximal bromatológico. Así mismo, dependiendo del objetivo del análisis, resultan importantes

las determinaciones relacionadas con la caracterización de algún grupo de nutrientes en

particular, tal es el caso del análisis de carbohidratos en el que se podría considerar la

diferenciación de los que presentan poder reductor, del contenido total. En el mismo sentido se

podrían analizar las proteínas solubles o considerar la caracterización de los lípidos extraídos de

un alimento.


4

MÉTODOS DE ANALISIS CLÁSICOS DE

ALIMENTOS


5

HUMEDAD

PRINCIPIO

Método gravimétrico, secado de la muestra en estufa a 105 °C, con circulación de aire hasta

peso constante.

MATERIAL

Estufa con circulación de aire.

Material básico de laboratorio.

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:

En una balanza analítica de precisión de 0,0001 g , pesar(vidrio de reloj, capsula de porcelana o

de aluminio previamente secado), posteriormente pesar 1 a 2 g de muestra homogenizada y

colocar a 105°C en una estufa con circulación de aire, al cabo de 3 horas, enfriar en desecador

y pesar. Secar nuevamente durante 1 hora, enfriar en desecador y pesar. Repetir esta operación

hasta obtener un peso constante.

CÁLCULOS

%𝐻 =𝑀2 − 𝑀3

𝑀2 − 𝑀1∗ 100

Donde:

M1: masa de la capsula vacía

M2: masa de la capsula vacía más la muestra

M3: masa de la capsula vacía más la muestra seca

OBSERVACIONES

Para la mayoría de las muestras, la determinación se realiza a 105°C.si se trata de frutas o

muestras que contengan un elevado porcentaje de azucares, la humedad se determina a 70°C en

estufa bajo vacío o utilizar el método de liofilización.

Si la muestra es sal, es decir, NaCl se determina la humedad a 150°C.


6

Entre las precauciones a considerar a fin de obtener buenos resultados, se deben considerar las

siguientes: manejar las muestras para pesar siempre con una pinza; el tiempo que la muestra

permanece en el desecador deber ser similar en cada pesada entre 5 y 10 minutos, ya que de

permanecer más tiempo, la muestra se hidrata.

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

AOAC 1995 .Official methods of analysis.16 edition .AOAC International, Arlington.USA.

Procedures d’Analyses Chimiques de Laboratoire. Biologie de la nutrition et toxicologie

environnementale.Universite catholique de Louvain-Belgique 2010.

Análisis de Alimentos. Nielsen Suzanne. Editorial Acribia .2009.


7

CENIZAS

PRINCIPIO

Se determina la cantidad total de minerales en una muestra incinerando a 550°C, eliminándose

así toda la materia orgánica.

MATERIALES

Mufla

Material básico de laboratorio

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

En una capsula de porcelana, previamente tratada 30 minutos en la mufla a 550°C, enfriada en

el desecador y pesada, pesar de 3 a 5 g de muestra. La cantidad de muestra a tomar, depende del

contenido de cenizas. Se debe secar y carbonizar la muestra antes de incinerarla, utilizando una

hornilla o si fuera necesario, quemar la muestra en mechero bunsen. Una vez carbonizada,

colocarla en la mufla por 4 horas a 550°C.Finalmente enfriar y pesar.

CÁLCULOS

%𝐶𝑒𝑛𝑖𝑧𝑎 =𝑀3 − 𝑀1

𝑀2 − 𝑀1∗ 100

Donde:

M1: masa de la capsula de porcelana vacía

M2: masa de la capsula de porcelana vacía más la muestra seca

M3: masa de la capsula vacía más la ceniza

OBSERVACIONES

Por lo general las cenizas tienden a ser de color blanco, aunque depende de las características y

composición de la muestra. Para blanquear las cenizas, una vez calcinado y enfriado, se suele

añadir unas gotitas de agua, luego se seca en hornilla y se calcina nuevamente durante 30

minutos. Enfriar en desecador y pesar.


8



Técnicas Analíticas de Análisis de Alimentos .Centro de Alimentos y Productos Naturales –

Universidad Mayor de San Simón 2012.





9

PROTEÍNA

PRINCIPIO

La muestra es digerida con H2SO4 concentrado, destruyendo toda la materia orgánica, según el

método de Kjeldhal, utilizando CuSO4 y Na2SO4 como catalizador .Una vez digerida la muestra,

se destila el nitrógeno bajo la forma de amoniaco por arrastre de vapor, previa neutralización

con NaOH. El amoniaco es recibido en una solución diluida de H2SO4 estandarizada y se titula

finalmente el ácido en exceso con solución estandarizada de NaOH.

REACTIVOS

H2SO4 Concentrado

CuSO4.5H2O

Na2SO4

NaOH al 32%

NaOH 0,1 N

H2SO4 0,1 N

Fenolftaleína al 1%.

MATERIAL

Tubos de Kjeldhal de 300 ml.

Digestor

Destilador Kjeldhal



Dependiendo de la cantidad de nitrógeno que pueda contener la muestra, pesar de 0,1 a 1 g e

introducirla luego en los tubos de Kjeldhal, previamente secados; añadir 5 g de Na2SO4 y 0,1

g de CuSO4.5H2O, más 10 ml de H2SO4 de ácido sulfúrico concentrado, lavando las paredes

del tubo, y proseguir con la digestión en el digestor, bajo campana, empezar a temperatura suave


10

para evitar la formación de espuma. Una vez carbonizada la muestra, es decir que ya no formara

espuma, subir la temperatura a máximo.

La digestión debe realizarse hasta que la solución sea cristalina(a veces incolora, verde clara o

azul bajo). Luego se enfría.

Disolviendo y enjuagando con un poco de agua destilada, introducir el contenido del tubo de

Kjeldhal en el destilador Kjeldhal y neutralizar con aproximadamente 40 ml de NaOH al 32%,

lentamente hasta color azul o pardo. Recoger el destilado en un Erlenmeyer de 500 ml, que

contenga 50 ml de H2SO4 0,1 N estandarizado. (El tubo del destilador debe burbujear dentro la

solución de ácido).Destilar hasta obtener un volumen de aproximadamente 150 ml.

Al destilado obtenido se agregan 5 gotas de indicador fenoftaleina y se valora con NaOH 0,1 N

utilizando una bureta de 50 ml, hasta color ligeramente rojo. Anotar el volumen gastado de

NaOH.

Conducir una prueba en blanco de la misma manera.

CÁLCULOS

%𝑁 =(𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻,𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜 − 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻,𝑀𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎) × 𝐶𝑁𝑎𝑂𝐻 × 1,4

𝑀𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎

%𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛𝑎 = %𝑁 × 𝑓 , 𝑑𝑜𝑛𝑑𝑒 𝑓 = 6,25 𝑔𝑒𝑛𝑒𝑟𝑎𝑙𝑚𝑒𝑛𝑡𝑒

OBSERVACIONES

Ver factores para el cálculo de proteínas según el tipo de muestra, en la tabla de composición

de alimentos bolivianos, países latinoamericanos, europeos, etc.

Si la muestra es tierra, a tiempo de destilar y antes de neutralizar, añadir unas granallitas muy

pequeñas de Zn.







11

PROTEÍNA SOLUBLE (SOLUBILIDAD DE LA PROTEINA)

PRINCIPIO

Determinación por el método de kjeldahl, previa extracción de la proteína en un medio alcalino

a un PH de 12,5.

REACTIVOS

H2SO4 Concentrado

CuSO4.5H2O

Na2SO4

NaOH al 32%

NaOH 0,1 N

Solución de KOH al 0,2% (0,42 N) PH=12.5 , tomar 2,36 g de KOH y disolver con agua hasta

1000 ml.

H2SO4 0,1 N

Fenolftaleína al 1%.

MATERIAL

Tubos de Kjeldhal de 300 ml.

Centrifuga

Agitador magnético

Digestor

Destilador Kjeldhal



Pesar 1,5 g de muestra (torta de soya) en un vaso de 250 ml, adicionar 75 ml de la solución de

KOH y mezclar durante 20 minutos.

Transferir 50 ml del líquido a un tubo de centrifuga durante 10 minutos a 2700 rpm.


12

Tomar 15 ml para la determinación de proteína por el método de kjeldahl.

De acuerdo con este procedimiento los 15 ml equivalen a 0,3 g de la muestra original.

CÁLCULOS

%𝑁 =(𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻,𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜 − 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻,𝑀𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎) × 𝐶𝑁𝑎𝑂𝐻 × 1,4

𝑀𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎

%𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛𝑎 𝑠𝑜𝑙𝑢𝑏𝑙𝑒 = %𝑁 × 𝑓 , 𝑑𝑜𝑛𝑑𝑒 𝑓 = 6,25 𝑔𝑒𝑛𝑒𝑟𝑎𝑙𝑚𝑒𝑛𝑡𝑒

%𝑆𝑜𝑙𝑢𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛𝑎 =%𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛𝑎 𝑠𝑜𝑙𝑢𝑏𝑙𝑒

% 𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛𝑎 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙∗ 100

OBSERVACIONES

Se debe tener cuidado cuando se comparan diferentes tortas de soya que tengan tamaño de

partículas diferentes .El tiempo de mezclado debe ser controlado cuidadosamente para tratar las

muestras de forma similar y pesar 1,5 g de muestra.


Soya noticias, Publicación de la asociación americana de soya, N°223 .1990





13

GRASA-EXTRACTO ETÉREO

PRINCIPIO

La materia grasa o extracto etéreo de una muestra, es extraída con hexano o éter de petróleo

utilizando un extractor soxhlet .Luego de evaporar el solvente, el residuo que se encuentra en el

balón de secado, representa el contenido de grasa que se determina de forma gravimétrica.

REACTIVOS

Éter de petróleo o hexano

MATERIALES

Extractor soxhlet



Lavar y secar cuidadosamente el extractor soxhlet, enjuagándolo con etanol .Pesar el balón

vacío, previamente lavado y secado (MBV).

Con papel filtro, formar un cartucho utilizando grapas o clips y pesar la muestra (M) en su

interior, generalmente se pesan 2 g de muestra, pero en caso de que el contenido de grasa sea

muy baja, aumentar la cantidad.

Armar el extractor soxhlet con el balón pesado anteriormente, colocando en el cuerpo el

cartucho que contiene la muestra. Adicionar 200 ml de éter de petróleo y extraer durante 4 horas.

Al cabo de este tiempo, recuperar el solvente y secar el balón con la grasa extraída en estufa con

circulación de aire por 2 horas a 98°C o 1 hora a 105°C .Luego enfriar en desecador y pesar

(MBG).

Para controlar si el peso es constante, secar por segunda vez durante 30 minutos a 98°C o 15

minutos a 105°C, enfriar en desecador y pesar.

Se debe realizar un blanco de la misma manera, pesando un balón para el blanco (MBVB), y

posteriormente después de la extracción pesar el balón (MBGB). Lo mínimo de grasa se debería

solo al papel filtro y posiblemente a la impureza del solvente.


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CÁLCULOS

%𝑔𝑟𝑎𝑠𝑎 =((𝑀𝐵𝐺 − 𝑀𝐵𝑉) − (𝑀𝐵𝐺𝐵 − 𝑀𝐵𝑉𝐵))

𝑀∗ 100

Donde

MBG peso del balón con grasa de la muestra

MBV peso del balón vacío para la muestra

MBGB peso del balón con grasa del blanco

MBVB peso del balón vacío para el blanco

M peso de la muestra

OBSERVACIONES

En caso de que la muestra este muy finamente molida, se debe usar doble cartucho.

Si la grasa se seca durante toda la noche, bajar la temperatura a 90°C.

Cuando las muestras sean cereales o harinas se debe hacer primero una hidrolisis acida para que

libere la grasa.

Al preparar el cartucho de papel filtro se debe tener cuidado de hacerlo con las manos bien

limpias, para no contaminar con la grasa propia de la piel.







Manuel Suisse des Denrees Alimentaires 5ta .Edic Vol.II ,Cap 15 Met.15 A/16 pag. 17(1976).


15

EXTRACTO ETÉREO (CON HIDROLISIS ACIDA)

PRINCIPIO

Se procede a hacer hervir una suspensión acuosa del producto a analizar con una solución de

ácido clorhídrico, las partículas de grasa son así liberadas del resto de la matriz orgánica que

compone la muestra. Luego se filtra, lavando hasta neutralizar y se seca, para continuar con la

extracción de la materia grasa en soxhlet utilizando éter de petróleo o hexano como solvente.

REACTIVOS

HCl (1:4)

Solución diluida de AgNO3

Éter de petróleo o hexano

MATERIALES

Extractor soxhlet



En una balanza analítica, pesar 2g de muestra (M) en un vaso de precipitados de 250 ml (si el

contenido de grasa en la muestra es muy bajo se puede pesar de mayor cantidad).

Agregar 50 ml de HCl(1:4).

Calentar en hornilla a ebullición por 30 minutos agitando con varilla cada 5 minutos y

manteniendo tapado con vidrio reloj. Mantener el volumen de agua perdida por evaporación,

añadiendo agua destilada.

Filtrar en caliente sobre papel filtro

Lavar con abundante agua destilada para neutralizar el medio acido, hasta ausencia de cloruros

verificando con gotas de una solución diluida de AgNO3 sobre un vidrio de reloj al que se añaden

gotas del filtrado, o utilizando un indicador (lavar hasta prueba negativa de cloruros).

Secar en estufa el papel tornasol con el residuo de la hidrolisis por 3 a 4 horas a 90-92 °C o a

80°C durante una noche. Una vez seco, plegarlo con cuidado e introducirlo en el cartucho de


16

papel filtro para la extracción en soxhlet. Añadir 200 ml de éter de petróleo o hexano y extraer

por 4 horas sobre un balón previamente pesado (MBV).

Al cabo de este tiempo, recuperar el solvente y secar el balón con la grasa extracción en estufa

con circulación de aire por 2 horas a 98°C o 1 hora a 105°C. Luego enfriar en desecador y pesar

(MBG). Para controlar si el peso es constante, secar por segunda vez durante 30 minutos a 98°C

o 15 minutos a 105°C, enfriar en desecador y pesar.

Se debe realizar un blanco de la misma manera, pesando un balón para el blanco (MBVB), y

posteriormente después de la extracción pesar el balón (MBGB). Lo mínimo de grasa se debería

solo al papel filtro y posiblemente a la impureza del solvente.

CÁLCULOS

%𝑔𝑟𝑎𝑠𝑎 =((𝑀𝐵𝐺 − 𝑀𝐵𝑉) − (𝑀𝐵𝐺𝐵 − 𝑀𝐵𝑉𝐵))

𝑀∗ 100

Donde

MBG peso del balón con grasa de la muestra

MBV peso del balón vacío para la muestra

MBGB peso del balón con grasa del blanco

MBVB peso del balón vacío para el blanco

M peso de la muestra

OBSERVACIONES

Es indispensable lavar bien la muestra después de la hidrolisis, hasta la reacción negativa con

nitrato de plata, ya que de lo contrario se quema el papel al secar y se pierde muestra al

manipular.







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FIBRA

PRINCIPIO

La muestra previamente separada de sus componentes lipídicos, por extracción con hexano o

éter de petróleo, es sometida a una digestión ácido-base en un sistema acuoso. El residuo de este

tratamiento resulta ser la fibra, que es cuantificada gravimétricamente.

REACTIVOS

H2SO4 0,255 N

NaOH 0.313 N

Éter de petróleo

Etanol comercial

Hexano comercial

Rojo de metilo al 1%

Fenoftaleina al 1%

MATERIALES

Equipo de reflujo

Matraces Erlenmeyer de 500 mL

Embudos de vidrio

Papel filtro

Cápsulas de porcelana

Desecador



En un vaso de precipitado de 100 mL se pesan 2 g de muestra (P) homogeneizada y molida, se

añaden 50 mL de hexano o éter de petróleo, se agita con varilla y se filtra (desgrasado)


18

Posteriormente se trasvasa toda la muestra, tanto del vaso como del papel filtro a un matraz

Erlenmeyer de 500 mL con 200 mL de solución de H2SO4 0.255 N contenidos en una piseta y

se añaden unos trocitos de porcelana para favorecer la ebullición.

Hervir la solución durante 30 minutos bajo campana, reponer con agua destilada el volumen

evaporado.

Filtrar en caliente, el residuo sobre el papel filtro se lava con agua caliente hasta que no se

observe reacción ácida del líquido filtrado (cambia de color rojo a amarillo al ser neutralizado,

con indicador rojo de metilo, en este sistema de filtrado se puede utilizar por duplicado con

papel filtro plegado para cada uno).

Luego se arrastra el residuo del papel filtro al matraz con 200 mL de NaOH 0.313 N. (utilizar

una piseta y una espátula).

Hervir la solución durante 30 minutos bajo campana, reponer con agua destilada el volumen

evaporado.

Filtrar en caliente, lavar con agua caliente hasta desaparición de reacción alcalina (cambia de

color rojo a incoloro o transparente del indicador fenoftaleina) y finalmente se lava con etanol.

Luego se trasvasa el residuo que queda en el papel filtro con etanol a una cápsula de porcelana.

Evaporar el alcohol en estufa con circulación de aire y secar por 2 horas a 130 ºC. Enfriar en

desecador y pesar (M1).

Finalmente calcinar a 550 ºC durante 30 minutos, enfriar en desecador y pesar (M2).

CÁLCULOS

%𝑓𝑖𝑏𝑟𝑎 =𝑝𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑓𝑖𝑏𝑟𝑎

𝑝𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎∗ 100

Donde; peso de la fibra = M1 (peso de capsula +muestra seca)-M2 (peso de capsula + muestra

calcinada).


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OBSERVACIONES

Si no se dispone de refrigerante a reflujo, hervir la solución en el Erlenmeyer bajo campana y

reponer con agua destilada el volumen evaporado.

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICA




Ciencia y Tecnología de los alimentos .Hebbel –Schimidt pag.35-36.


20

CLORUROS PARA PRODUCTOS CARNICOS

PRINCIPIO

Método volumétrico, valoración del exceso de nitrato de plata con tiocianato de potasio.

REACTIVOS

-Nitrobenceno p.a

-Sol 4 N de HNO3 = se mezcla 1 volumen de HNO3 concentrado (D=1,3 a 1,42 g/ml) con 3

volúmenes de agua.

-Soluciones para precipitar proteínas:

Reactivo 1: se disuelve 106 g de Ferrocianuro de potasio trihidratado (K4Fe(CN)6.3H2O) y 30

ml de ácido acético glacial en agua y se diluye a 1000 ml.

Reactivo 2: se disuelve 220 g de acetato de Zn dihidratado (Zn(CH3COO)2.2H2O) y 30 ml de

ácido acético glacial en agua y se diluye a 1000 ml.

-Solución valorada 0.1N de AgNO3 , se seca nitrato de plata, durante 2 h a 150°C y se deja

enfriar en un desecador .Se disuelve 1,6987 g de sal seca en agua y se disuelve a 100 ml .Se

determina su normalidad con una aproximación de 0.0001N.

-Solución valorada de tiocianato (sulfocianuro) de K 0.1 N. Se disuelve 0.97 g de tiocianato de

K en agua y se diluye a 100 ml , se determina su normalidad con una aproximación de 0.0001N

,valorándola frente a AgNO3 usando la solución antes preparada y la solución indicadora.

-Solución indicadora.- solución saturada de sulfato de Fe(III) y amonio , se disuelve

Fe(NH4)(SO4)2.12H2O en agua hasta saturar.


Se pesa 10 g de muestra y se transfiere cuantitativamente a un Erlenmeyer de 500 ml.

Se agregan 100 ml de agua caliente a la muestra contenida en el matraz y se calienta durante 15

minutos en un baño de agua hirviendo, agitando repetidamente.

Se deja enfriar hasta Temperatura ambiente y luego se le agrega sucesivamente 2 ml de reactivo

1 y 2 ml de reactivo 2 .Se mezcla cuidadosamente luego de cada adición.


21

Se deja reposar el matraz durante 30 minutos a temperatura ambiente, se transfiere el contenido

al matraz aforado de 250 ml y se diluye con agua hasta enrase .Se mezcla el contenido

cuidadosamente y se filtra a través de papel filtro plegado.

Se valora el contenido del matraz con la solución de 0.1 N de tiocianato de K .Se registra el

volumen requerido de la solución con una aproximación de 0.02 ml.

CÁLCULOS

El contenido de Cl se expresa como él % en masa de NaCl de la muestra, se obtiene:

meq NaCl = meq AgNO3-meq KSCN

Nota.- se debe estandarizar las soluciones





N.Boliviana 467-81 , INEN 181-N ecuatoriana


22

HIDRATOS DE CARBONO TOTALES

PRINCIPIO

Determinación efectuada por cálculo, previo conocimiento de los resultados analíticos de

humedad, proteína, grasa y cenizas.

PROCEDIMIENTO

Resultado calculado por diferencia, restando de 100 la suma de los porcentajes de proteínas,

grasa, humedad y cenizas.

CALCULO

%𝐻𝑖𝑑𝑟𝑎𝑡𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑐𝑎𝑟𝑏𝑜𝑛𝑜 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙𝑒𝑠 = 100 − [𝐻 + 𝑃 + 𝐺 + 𝐶]

Donde

H= humedad expresado en porcentaje

P=proteína expresado en porcentaje

G=grasa expresado en porcentaje

C=cenizas expresado en porcentaje

OBSERVACIONES

En algunas tablas de composición de alimentos los hidratos de carbono se calculan incluyendo

la fibra.

%𝐻𝑖𝑑𝑟𝑎𝑡𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑐𝑎𝑟𝑏𝑜𝑛𝑜 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙𝑒𝑠 = 100 − [𝐻 + 𝑃 + 𝐺 + 𝐶 + 𝐹]

Donde

F=fibra expresado en porcentaje

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

INCAP, Tabla de composición de alimentos para uso en américa latina, WOOT-TSUEN WU

LEUNS, Guatemala.

TCAB, tabla de composición de alimentos bolivianos, Ministerio de previsión social y salud

pública, la Paz –Bolivia 2005.


23

VALOR ENERGÉTICO

PRINCIPIO

Determinación efectuada por cálculo, empleando los factores calóricos que presenta las

publicaciones: Tabla de composición de alimentos bolivianos (TCAB) y Tabla de composición

de alimentos para uso en américa latina (INCAP).

PROCEDIMIENTO

Resultado determinado por calculo , efectuando la sumatoria de los productos del porcentaje de

proteína , grasa y carbohidratos, cada uno multiplicando por su respectivo factor , que depende

a su vez del alimento en consideración.

CÁLCULOS

𝑉𝐸 = 𝑃 ∗ 𝑓𝑃 + 𝐺 ∗ 𝑓𝐺 + 𝐻𝐶 ∗ 𝑓𝐻𝐶

Donde

VE =valor energético expresado en Kilocalorias por 100 g de alimento (Kcal/100g)

P=proteína expresado en porcentaje

G=grasa expresado en porcentaje

HC=Hidratos de carbono totales expresado en porcentaje

fP=factor para proteína

fG=factor para grasa o extracto etéreo

fHC=factor para hidratos de carbono


INCAP, Tabla de composición de alimentos para uso en américa latina, WOOT-TSUEN WU

LEUNS, Guatemala.

TCAB, tabla de composición de alimentos bolivianos, Ministerio de previsión social y salud

pública, la Paz –Bolivia 2005.


24

ÍNDICE DE YODO

PRINCIPIO

La determinación del índice de yodo consiste en tratar las grasas con soluciones alcohólicas de

yodo y con cloruro mercúrico. Ambas soluciones, al mezclarse, producen el monocloroiodo

liberado, que se adiciona a los ácidos grasos insaturados. Por lo tanto el índice de yodo refleja

el grado de instauración de aceites y grasas. El índice de yodo son los gramos de yodo absorbida

por 100 gramo de grasa o aceite. Debe especificarse el método utilizado para la determinación.

MATERIALES

- Vasos de precipitados de 100mL

- Bureta

- Pipetas

- Matraces volumétricos de 1 litro

- 1 pinza de bureta

- 4 matraces Erlenmeyer de 250 ml

- 1 espátula

REACTIVOS

- Yodo

- Tiosulfato se sodio

- Yoduro de potasio al 10%

- Carbonato de sodio

- Acido sulfúrico

- Almidón al 5%

- Aceite

- Cloroformo

- Cloruro de mercurio


25

- Reactivo de Hubel: 5g de yodo disueltos en 100mL de alcohol al 96% más 6g de cloruro

mercúrico (HgCl2) disueltos en 100mL de alcohol al 96% , mezclar ambas soluciones y esperar

entre 12 a 48 horas antes de utilizarse

Preparación y valoración del Tiosulfato de Sodio.-

Preparación de una solución de tiosulfato de sodio c.a 0.1N

Prepare 250mL de la solución 0.1N de Na2S2O3 Pese en una balanza aproximadamente 6.25g

de tiosulfato de sodio y disuélvalo en 250mL de agua destilada, agregando antes de aforar 0.25g

de carbonato de sodio para aumentar la estabilidad de la solución, guarde bien tapada la solución

durante unos 10 días y valore esta solución.

Valoración de tiosulfato de sodio c.a. 0.1N con KIO3 0.1N

Tome 15mL de la solución preparada de yodato de potasio 0.1N y viértalo en un matraz

Erlenmeyer de 250mL agregue 4g de yoduro de potasio y 2mL de H2SO4 4N

Llene la bureta con solución de tiosulfato de sodio aproximadamente 0.1N

Titule el yodo liberado con la solución de tiosulfato de sodio, agitando constantemente durante

la titulación. Cuando la solución sea amarillo pálido diluya a 150mL con agua destilada, agregue

dos gotas de solución de almidón y continúe titulando hasta que desaparezca el color azul, anote

el volumen de tiosulfato consumido.

Relacione estequiométricamente para determinar la normalidad exacta del tiosulfato .


Pese en un vaso de 50mL aproximadamente de 0.05 a 0.5 g de aceite dependiendo del aceite

que presenta dobles enlaces

Tome dos matraces de 250mL; uno para muestra y otro para el blanco.

Disuelva la muestra de aceite en 5mL de cloroformo y pásela del vaso al matraz, enjuague el

vaso con 10mL de una solución alcohólica de yodo cloruro mercúrico (reactivo de Hubel)

En el matraz que contiene el blanco coloque 5mL de cloroformo y 10mL de reactivo de Hubel

Tape los dos matraces y guarde en un lugar oscuro durante unas dos horas


26

Después de este tiempo añada a cada matraz 10mL de yoduro de potasio al 10% y 25mL de

agua destilada; agite y titule con una solución de tiosulfato de sodio 0.1N, cuando la solución

adquiera una coloración amarillenta, agregue 5mL de la solución de almidón y titule hasta que

desaparezca la coloración azul.

A partir de los mililitros de tiosulfato de sodio 0.1N consumidos durante la titulación de la

muestra y el blanco, calcule el índice de yodo de acuerdo a la fórmula indicada .

CÁLCULOS

Índice de yodo = ( NNa2 S2 O3 (Va-Vb) x 12,69)/M

NNa2 S2 O3 Normalidad del tiosulfato de sodio

Va mL de tiosulfato utilizados para la titulación del blanco

Vb mL de tiosulfato utilizados para la titulación de la muestra.

M masa de la muestra en gramos.

Verificar estequiometricamente la fórmula del índice de yodo.

OBSERVACIONES

Tener mucho cuidado y manejar con precaución los reactivos, debido a que se está manejando

reactivos tóxicos y combustibles.





27

INDICE DE SAPONIFICACION

PRINCIPIO

Método volumétrico previa saponificación de la muestra a reflujo en solución alcohólica básica.

El resultado se expresa en mg de KOH necesarios para saponificar 1 g de muestra, dicho

resultado es un indicador del peso molecular medio de los triglicéridos en la muestra.

REACTIVOS

KOH

Etanol 95%

HCl 0.5 N

Fenoftaleina al 1 % en solución alcohólica.

Solución alcohólica de KOH

Pesar 5 a 10 g de KOH en un frasco de 2 L, agregar unas granallas de zinc y de 1 a 2 l de etanol.

Hervir en un baño maría con refrigerante a reflujo por 30 a 60 minutos, luego destilar recogiendo

el alcohol destilado (Según AOAC la relación para reflujo es 10 h de KOH ; 1.2L de etanol ;6

g de aluminio en vez de Zinc para luego de preparar la solución alcohólica de KOH dejar un dia

en reposo).

Disolver 40g de KOH en un litro de alcohol destilado manteniendo la temperatura por debajo

de 15°C , mientras se disuelve el álcali. La solución a usarse debe ser filtrada antes de cada

determinación.

MATERIALES

Balones de 250 ml con cuello esmerilado para adaptar al refrigerante a reflujo.

Material básico de laboratorio.


La muestra a ensayar debe ser límpido y brillante, en caso contrario se calienta a baño maria

hasta unos 15°C por encima de la temperatura de fusión y filtrar.

Si a dicha temperatura la muestra continua turbia añadir Na2SO4 anhidro, agitar y filtrar.


28

Pesar 2 a 3 g de muestra con precisión de 1 mg, en un balón de 250 ml con cuello esmerilado,

Agregar con pipeta aforada 25 ml de solución alcohólica de KOH. Añadir perlitas de vidrio y

calentar a ebullición en baño maría de 30 a 60 minutos con refrigerante a reflujo.

Enjuagar el refrigerante con etanol al 95% , agregando el líquido de lavado al mismo balón.

Añadir 1 ml de fenoftaleina y valorar con HCl 0.5 N hasta desaparición de la coloración rosada.

Se realiza una determinación en blanco empleando cantidades iguales de reactivo y operando

de la misma manera que para la muestra.

CALCULOS

𝐼𝑆 =(𝑉𝐵 − 𝑉𝑀) ∗ 𝑁 ∗ 56.1

𝑀

IS , índice de saponificación (mgKOH/g)

N, normalidad de la solución de HCl

M, masa de la muestra en g

VB volumen de la solución de HCl en ml para el blanco

VM volumen de la solución de HCl en ml para la muestra

56.1 peso molecular de KOH.

OBSERVACIONES

La valoración en la norma boliviana se efectúa en caliente, mientras en AOAC se realiza en frio,

Si realizamos por ambas maneras, se recomienda por valoración en frio.


AOAC 1984 .Official methods of analysis.14 edition . metod 28.028 AOAC International,

Arlington.USA.



29

INDICE DE ACIDEZ

PRINCIPIO

Neutralizar una porción de muestra determinado de muestra con una solución valorada de álcali,

utilizando fenoftaleina como indicador. La acidez se expresa como contenido de acidos grasos

libres de un cuerpo graso , expresados en gramos de ácido oleico, palmítico, laurico u otros

según la naturaleza del producto o del que se trate por 100 g de muestra. El índice de acidez es

el número de mg de KOH requeridos para neutralizar los ácidos grasos libres de 1 g de muestra.

REACTIVOS

Disolvente alcohol etilico-eter etilico.

Se mezclan 2 volumenes de éter etílico y un volumen de alcohol etílico al 95%.

Fenolftaleína al 1% en etanol al 95%.

Solución valorada de NaOH.


Se homogeniza la muestra con una varilla de vidrio,si la muestra no esta completamente liquida

a temperatura ambiente se calienta en baño maria lo necesario para que pueda ser homogénea

por agitación.

La cantidad de muestra empleada en este ensayo esta determinada en función de la acidez según

la siguiente tabla.

Acidez (%) M, Muestra(g) Solvente (ml) Normalidad NaOH

0-0.2 56.4 ± 0.2 50 0.01 – 0.1

0.21-1 28.2 ± 0.2 50 0.1

1.1-30 7.05 ± 0.05 75 0.25

30.1-50 7.05 ± 0.05 100 0.25 o 1

50.1- o mas 3.52 ± 0.001 100 0.25 o 1

Se neutraliza el solvente con fenolftaleína y la solución de NaOH hasta liquido rosado. A la

muestra pesada se le añade el solvente neutralizado, indicador y se titula con NaOH.


30

CÁLCULOS

Si el aceite o grasa tiene un componente mayoritario como el ácido graso oleico, la acidez se

expresa en porcentaje de ácido oleico (%ac.Oleico).

%𝑎𝑐. 𝑂𝑙𝑒𝑖𝑐𝑜 =28.2 ∗ 𝑁𝑁𝑎𝑂𝐻 ∗ 𝑉𝑁𝑎𝑂𝐻

𝑀

El índice de acidez (IA) se calcula según a expresión:

𝐼𝐴 = 1.99 ∗ %𝑎𝑐. 𝑂𝑙𝑒𝑖𝑐𝑜


AOAC 1984 .Official methods of analysis.14 edition . AOAC International, Arlington.USA.



31

ÍNDICE DE PERÓXIDO

PRINCIPIO

Este método consiste en valorar con solución de tiosulfato de sodio el yodo liberado en una

cantidad determinada de muestra. El índice de peróxido de una materia grasa, es la medida de

su contenido d especies reactivas de oxígeno en forma de peroxido, expresado en términos de

mili equivalentes por kilogramo de muestra.

MATERIALES

Microbureta


REACTIVOS

Solución de ácido acético cloroformo, se mezclan tres volúmenes de ácido acético glacial con

dos volúmenes de cloroformo.

Solución saturada de yoduro de potasio. controlar añadiendo 2 gotas de una disolución al 1% de

almidon soluble.descartar si adquiere color azul y precisa mas de una gota de Na2S2O3 0.1 N

para decolorarla.

30 g KI + 21 ml agua=30 ml solución saturada de KI a 25°C.

Solución patrón de Tiosulfato de sodio 0,1 N(2.4818 g en 100 ml) y 0.01 N preparar esta última

inmediatamente antes de usarla ,por disolución de 0.1N.

Solución de almidón al 1% como indicador.


En un Erlenmeyer de 250 ml con tapón de vidrio esmerilado, se pesan 5 gramos de muestra, se

le añaden 30 ml de la solución ácido acético cloroformo y se agita hasta completa disolución.

Se agregan 0,5 ml de la solución de yoduro de potasio recién preparado, empleando la pipeta de

Mohr.

Se agita la solución durante 1 minuto, luego se le añaden 30 ml de agua destilada. Se valoran

con la solución de tiosulfato de sodio 0,1 N, añadiendo gradualmente y con constante agitación

hasta que el color amarillo haya casi desaparecido. Se agregan 0,5 ml de la solución indicadora


32

de almidón y se continúa la valoración, se agita vigorosamente el matraz, cuando se acerque al

punto final, agregar tiosulfato gota a gota hasta la desaparición de color azul.

Si en la valoración se emplean menos de 0,5 ml de la solución de tiosulfato, debe repetirse la

determinación usando la solución 0,01 N.

Se efectúa también una prueba en blanco, usando la misma cantidad de reactivos y valorando

en igual forma que con la muestra. La cantidad de solución 0,1 N de tiosulfato empleado no

debe exceder de 0,5 ml.

CALCULOS

𝐼𝑃 =(𝑉2 − 𝑉1) ∗ 𝑁 ∗ 1000

𝑀

Donde:

IP = Índice de peróxido

V1 = Volumen de la solución de tiosulfato empleado en la valoración de la muestra, expresado

en ml.

V2 = Volumen de la solución de tiosulfato empleado en prueba en blanco, expresado en ml.

N = Normalidad de la solución de tiosulfato de sodio.

M = Masa de muestra en gramos.






33

BROMATOS

PRINCIPIO

Método volumétrico titulando con tiosulfato de sodio, previo tratamiento de la muestra con KI

en medio ácido, el yodo liberado por el bromato y titulado con Na2S2O3.

REACTIVOS

ZnSO4 0.18 N 51.7 g/L

NaOH 0.18 N 7.2g/L

H2SO4 10%

KI 30%

NaOH 2N

Almidon

Na2SO4 0.01 N

Celita

MATERIALES



Pesar 10 g de harina y 0,5g de Celita en matraz Erlenmeyer con tapa de 500 ml, agitar

con 200 ml de agua durante 2 m i n , evitando exceso de espuma. Después de 15min

se agregan 25 ml de ZnSO4 y 25 ml de NaOH 0,18 N (7,2 g/1). Se mezclan y se

reposar 15min hasta que sobrenade un líquido límpido. A 50 ml filtrado ( = 2g de

harina), se agregan 10 ml de H2SO4 al 10%, 3 ml de una solución que contiene 30%

de KI y 0.4 ml de NaOH 2N y luego 1 ml de solución de almidón. El yodo liberado

por el bromato, se titula con tiosulfato N/100 desde una microbureta.

CALCULOS

1ml de tiosulfato N/100 corresponde a 0,278 mg KBrO3.


Ciencia y Tecnología de los alimentos Dr.Hermann Schmidt-Hebbel.


34

ACIDO BENZOICO

PRINCIPIO

Método volumétrico, determinando el ácido benzoico por titulación con NaOH 0,05N, previa

extracción con cloroformo en medio alcalino.

REACTIVOS

NaCl Comercial

NaOH al 10%

HCl (1:3)

Cloroformo

Etanol

NaOH 0.05 N

Fenolftaleína


En un matraz aforado de 250 ml tomar con pipeta aforada 100ml de muestra previamente

descarbonatada en un vaso de precipitados en un agitador magnético por 15 minutos.

Agregar NaCl hasta saturar la muestra (35 g).

Llevar a alcalino al papel de tornasol con NaOH al 10% (aproximadamente 10 ml)

Diluir a volumen con solución saturada de NaCl, agitar. Dejar en dilución 2 horas, agitando

frecuentemente y filtrar.

Tomar 100 ml del filtrado en un embudo de separación, neutralizar al tornasol

con HCl (1:3) y agregar 5 ml en exceso (acidificar).

Extraer con cloroformo 3 veces con 25 ml cada uno..

Transferir los extractos clorofórmicos a un vaso y evaporar a sequedad a temperatura ambiente

en corriente de aire seco.

Disolver el residuo en 30 ml de alcohol neutro a la fenolftaleina o conducir

un blanco, agregar 4 ml de agua, 1 ó 2 gotas de fenolftaleina y titular con NaOH 0,05N.


35

CALCULOS

Para los cálculos se debe emplear la estequiometria acido base.

OBSERVACIONES

Durante la extracción y separación de la fase clorofórmica no se debe arrastrar ni una gota de

agua, ya esta se encuentra en medio acido.

Los refrescos oscuros, se deben filtrar, lavar con cloroformo, recibiéndose el filtrado en un

embudo limpio, para separar ambas fases más fácilmente.


AOAC 1984 .Official methods of analysis.met 20.025 , 14 edition .AOAC International,

Arlington.USA.




36

VITAMINA C

PRINCIPIO

Método Volumétrico, valoración de la vitamina C con 2-6 diclorofenol-indofenol.

REACTIVOS

Comprimidos de 2,6 diclorofenol-indofenol sódico de 1,65 mg; equivalentes a 1mg de ácido

ascórbico).

Solución de 2,6- diclorofenol-indofenol: Se disuelven 0,0165 g de diclorofenol-infenol en 50 ml

de agua en un vaso de precipitados de 100 ml, calentando sobre baño de vapor y con frecuente

agitación. Cuando se observa que han desaparecido las partículas en suspensión, se enfría la

solución a la temperatura ambiente, se diluye con agua hasta 100 ml y se mezcla. 1 ml de esta

solución, es equivalente a 0,1 mg de acido ascórbico.

Éter etílico

Acido oxálico al 2%

2g acido oxálico > 100 ml agua desfilada.

Acido ascórbico

100 mg ac. Ascórbico > 1000 ml.

Pesar 0,1 de ac. Ascórbico enrazar a 100 ml. De esta solución, diluir 10 ml a 100 ml. La

concentración es 0,01 %

PROCEDIMIENTO: (para jugos)

Un volumen exactamente medido de la solución problema de vitamina C, que contenga de 0,2

a 1,0 mg de acido ascórbico, se pipetea en un erlenmeyer de 100 ml de capacidad y se diluye

hasta 20-30 ml con agua destílala recientemente hervida y enfriada rápidamente. Se añade un

poco(10 ml) de ácido oxálico y se agita la solución. Acto seguido se procede a su valoración

con solución de diclorofenol-indofenol contenida en una microbureta hasta que se obtiene

coloración debidamente rosada.

El cambio de color suele ser difícil o imposible de observar debido a la coloración que posee la

solución problema (como ocurre precisamente en Zumos de fruta)

En este caso, se añaden 10 ml de éter cuando se prevée que se esta a punto de alcanzar el punto

final de la valoración. Se agita vigorosamente la muestra, se deja reposar y se presta atención a

la coloración de la solución etérea- Si su tonalidad es violeta-rosada, significa que la valoración

ya se ha completado y que se halla presente un exceso de diclorofenol-indofenol. En cambio si


37

la solución es incolora o tiene otro color se acidifica un volumen igual de la solución problema

con acido oxálico y se trata con un volumen de la solución de diclorofenol-indofenol que exceda

en 1 ml al empleado anteriormente. La mezcla obtenida se agita de nuevo con 10 ml de éter. Si

la coloración de la capa etérea es ahora violeta-rosada, el punto final se halla comprendido entre

las dos cifras de valoración (volumen empleado en los dos ensayos, puede determinarse 'con

bastante exactitud empleando para la siguiente valoración 0,5 ml. de diclorofenol-indofenol y

así sucesivamente).

Frecuentemente los zumos de frutas contienen pigmentos de tonalidad rojiza o amarillenta (por

ejemplo zumo de naranja) que son solubles en éter y dificultan la detección del exceso de

diclorofenol-indofenol en la capa etérea.

En estos casos la valoración puede facilitarse extrayendo en éter un volumen considerable de la

solución problema, en un embudo de decantación, a continuación se valoran con diclorofenol-

indofenol diversas porciones de la capa acuosa.

CALCULOS

1 ml diclorofenol-indofenol 0,0165 % de valorante reacciona o oxida a 0,1 mg ácido ascórbico.

OBSERVACION

En la valoración con el diclorofenol-indofenol si el punto de viraje no se distingue, se debe llegar

al punto de viraje que se cree que es y luego recién se agrega los, 10 ml éter etílico, y si el color

en la fase orgánica es incoloro proceder de nuevo aumentando el volumen de valorante. Si

después de haber agregado el éter etílico el color de la fase etérea es incoloro, si a esta titulación

se agrega más volumen de valorante, el viraje de violeta rosado podría darse inmediatamente,

dando el punto final de la valoración equivocada. Por lo tanto, el agregado de éter etílico se debe

realizar al final de la valoración.

PROCEDIMIENTO PARA MUESTRAS SOLIDAS CON EXTRACCIÓN

Pesar 25 g de muestra (galleta) + 100 ml de ácido oxálico.

Agitar 30 minutos para extraer (se forma una pasta).

Filtrar, si es posible centrifugar.


38

Nueva extracción con ácido oxálico 2% con 50 ml, de 30' min y Centrifugar 10 in a 2500 rpm.

Filtrar. Tomar 10 ml de muestra filtrada + 30 ml de agua destilada y titular con 2,6 diclorofenol-

indofenol 0,0165 % (De color levemente amarillo ha rozado)

Observar el color con 10 ml de éter etílico, añadido luego de la titulación.

Para estandarizar, tomar 10 ml de ac. Ascórbico al 0,002 % + 30 de agua + 10 ml ac.

Oxálico y titular con diclorofenol-indofenol.


Análisis de vitaminas Strohecker página 280.

Análisis de vitaminas Chamarro página 281.



39

MÉTODOS DE ANALISIS INSTRUMENTAL DE

ALIMENTOS


40

HIERRO

PRINCIPIO

Método colorimétrico, utilizando ortofenantrolina como reactivo de color y realizando la lectura

a una longitud de onda de 510 nm.

MATERIALES

Espectrofotómetro

pH-metro

REACTIVOS

HCl concentrado

Sulfato ferroso amonico

Cloruro de hidroxilamina

Orto-fenantrolina

Acetato de sodio

Acido acético.

Preparación de los reactivos

- o-fenantrolina: 0,1 g. en 100 ml. de H2O a 80 C.

- Buffer: 8,3 g. de Na Ac. anhidro ó 13,77 g. NaAc.3H2O más 12 ml. de ácido ácetico conc,

enrazar a 100 ml. con agua destilada. Ajustar el pH = 5.

- Clorhidrato de hidroxilamina: 10g. en 100 ml. de H2O (calentando).

- Fe (NH4)2 (SO4)2 . 6H2O: 0,3511 g. enrazar a 500 ml con agua, obteniéndose una solución

patrón de 100 ppm de Fe (añadir 1 ml. de H2SO4 conc para evitar la oxidación).


El peso de muestra tomada debe estar en relación al contenido teórico de Fe, considerando que

el rango lineal de la curva es de 0 a 3.5 ppm.


41

Pesar la muestra en cápsula de porcelana y calcinar a 550 C, tratar las cenizas obtenidas con 5

ml. de HCl conc. y calentar a sequedad utilizando una hornilla bajo campana. Agregar 2 ml.

más de HCl redisolver el residuo, calentar si es necesario. Añadir aproximadamente 80 ml de

agua destilada, controlar el pH de la muestra, el cual deberá ser mayor a 1, si no es el caso

alcalinizar con NaOH diluido y luego enrasar a 100 ml con agua destilada. Filtrar sobre papel

filtro, eliminar los 15 a 20 ml de filtrado iniciales. Si es necesario realizar diluciones para que

la muestra esté en el rango lineal de la curva estándar.

En un tubo de ensayo, tomar una alícuota conocida de la solución preparada de la muestra llevar

a 13 ml con agua destilada, agregar 1 ml de clorhidrato de hidroxilamina más 1 ml. de

ortofenantrolina, agitar vigorosamente y añadir 5 ml de buffer controlando que el pH tanto de

la curva y las muestras debe estar entre 3,9 a 4,0, enrazar a 20ml. con agua destilada y leer en el

espectrofotómetro a 510 nm. Realizar un blanco de reactivos simultáneamente con la muestra

Preparación de la curva patrón.-

A partir del estándar de 100 ppm. Tomar 10 ml. y llevar a 100 ml. entonces la concentración

será de 10ppm Fe.

Estándar de Hierro

10 ppm (ml)

Volumen agua

(ml)

Volumen de enrace

(ml)

Concentración Hierro

(ppm)

0.0

1.0

2.0

4.0

6.0

7.0

13.0

12.0

11.0

9.0

7.0

6.0

20

20

20

20

20

20

0.0

0.5

1.0

2.0

3.0

3.5

Para medir la cantidad de solución estándar de Fe, utilizar una microbureta, de igual manera

para el agua.

Tomados los volúmenes de patrón de hierro indicados en la tabla llevar a 13 ml con agua

destilada como se realiza con la muestra, luego agregar 1 ml de clorhidrato de hidroxilamina, 1

ml. de ortofenantrolina, agitar y añadir el 5 ml de buffer de manera que el volumen total sea de

20 ml y realizar inmediatamente la lectura a 510 nm con las muestras y blanco de reactivos,

utilizando el “0” de la curva como referencia


42

CALCULOS

Graficar la absorbancia vs. Concentración [ppm] y realizar los cálculos considerando todas las

diluciones.

Para el cálculo, considerar 20 ml. como volumen final de lectura y la concentración obtenida

también en los 20 ml.

Si las diluciones realizadas son las siguientes el cálculo es:

Peso Muestra (M) -----> 100 ml

I Dilución (D)

X ml -------> Y ml

I

10ml + agua + reactivos = 20ml (lectura)

mg de Fe/100 g = C * 10 * D

M

Donde:

C: Concentración de la muestra (ppm = mg/L), obtenido a partir de la Gráfica Absorvancia

Vs Concentración.

D: Dilución de la muestra (opcional, solo si la muestra está concentrada). D = Y/X

M: Peso de la muestra (g)

OBSERVACIONES

El control del pH es muy importante para la formación del complejo coloreado con orto-

fenantrolina. Se puede utilizar también el método de absorción atómica, para lo cual, el

tratamiento de la muestra es similar y la curva de calibración es también de 0 á 5 ppm.

REFERENCIA BIBLIOGRAFICA:






43

FOSFORO

PRINCIPIO

Método calorimétrico, formación del complejo azul de molibdeno, previo tratamiento ácido de

las cenizas de la muestra. Lectura de la absorbancia a 700 nm de longitud de onda.

REACTIVOS

Disolución patrón de fósforo

Disolver en agua 0.4394g. de KH2PO4 deshidratado y enrazar a 1 Lt. Se tiene una concentración

de 100 ppm. Dilúyase 10 ml de esta solución a 100 ml obteniendo una concentración de 10ppm.

Solución de Molibdato de amonio

Dilúyase 1.25 g. de molibdato de amonio en 15 ml de agua.

Diluir con agua 3,75 ml de H2 SO4 a 10 ml y añadir esta solución a la de molibdato de amonio

(total 25 ml)

Solución hidroquinona

Disolver en agua 0.125 g. de hidroquinona ( quinol ), enrazando a 25 ml. Añadir una gota de

H2 SO4 para frenar la oxidación.

Sulfito de sodio Na2SO3

Disolver 5 g. en 25 ml. (prepara antes de usar)

HCl Concentrado

MATERIALES Y EQUIPOS

Balanza Analítica.

Espectrofotómetro UV- VIS

Mufla

Material usual de laboratorio


44


Se pesan de 0.5 a 5 ± 0.0001 g de muestra dependiendo del contenido de P en la muestra en

cápsulas de porcelana completamente secas. Las muestras se queman para eliminar toda la

materia orgánica, sobre una hornilla y bajo campana. Luego incinerar a 550 ºC por 4 h.

Enfriar las cenizas añadir unas gotas de agua y 5ml de HCL conc., evaporar a sequedad en

hornilla bajo campana, removiendo constantemente con una varilla evitando salpicaduras.

Añadir 2 ml de HCL conc., y disolver las cenizas, adicionar agua y transvasar a un matráz de

100 ml, enrazando con agua destilada.

Filtrar, descartando los 15 a 20 primeros ml del filtrado.

DETERMINACIÓN

La curva de calibración se prepara en el rango de 0 a 6 ppm. Utilizando tubos de ensayo, en los

cuales se añade el estándar con una micro bureta. A partir de un estándar diluido de 10 ppm de

P se toman las siguientes cantidades.

Conc. De Fósforo

(ppm)

Estándar de Fósforo

10 ppm (ml)

Agua

ml

Volumen de

enrace

0.0 0 7 10

1 1 6 10

2 2 5 10

3 3 4 10

4 4 3 10

5 5 2 10

6 6 1 10

Una vez colocada la alícuota de estándar más la cantidad de agua para completar los 7 ml se

añade 1 ml de molibdato de amonio, 1 ml de la solución hidroquinona, 1ml de la solución sulfito

de sodio, tapar los tubos y agitar moderadamente.

Dejar en reposo durante 30 min y leer en el espectrofotómetro a 700 nm al cabo de este tiempo.

De la misma manera para la muestra variar las alícuotas de la solución de la muestra y agua para

completar a 7 ml y posteriormente a 10 ml.

CALCULOS

El contenido en fósforo, esta dado directamente por la curva de calibración a partir de la

absorbancia encontrada.


45


I Dilución (D)

X ml -------> Y ml

I

7ml + reactivos = 10ml (lectura)

mg de P/100 g = C * 10 * D

M

Donde:

C: Concentración de la muestra (ppm = mg/L), obtenido a partir de la Gráfica Absorvancia

Vs Concentración.

D: Dilución de la muestra (opcional, solo si la muestra está concentrada). D = Y/X

M: Peso de la muestra

OBSERVACIONES

Si la muestra fuera aceite, se debe primero quemar con MgO en la capsula sobre hornilla, y

conduciendo un blanco paralelamente (0,1 g de MgO por gramo de muestra).

En el caso de fertilizantes es recomendable utilizar el método de digestión húmeda con ácido

nítrico concentrado.

REFERENCIA BIBLIOGRAFICA






46

AZUCARES REDUCTORES Y AZUCARES TOTALES

PRINCIPIO

Método colorimétrico utilizando como reactivo 2.4 - dinitrofenol a 560 nm de longitud de onda.

Para la determinación de azucares totales se realiza previamente una inversión en medio ácido

de los azucares de la muestra.

REACTIVOS:

Reactivo de color

2.4 Dinitrofenol 0,357 g.

Fenol 0,125 g.

Tartrato doble de sodio y potasio 5 g.

NaOH 5% 50 g.

H2O ' 1000 ml

Preparación de reactivo de color

Solución A: Pesar 0,3572 g. de 2,4 dinitrofenol, disolver en 11,5 ml de NaOIH al 5%, añadiendo

0,125 g. de fenol.

Solución B: Se disuelve 5 g. de tartrato de Na y K en 25 ml de agua destilada.

Se mezclan las soluciones A y B y se enraza a 1 1. con NaOH al 5% .

Soluciones clarificadoras.

Carrez I : K4Fe(CN)6.3H2O 15g en 100 ml.

Carrez II: Zn S04.7H2O 30g en 100 ml.

Na2HPO4 ó K2HPO4 al 10%, 5g. en 50 ml

HCl 25%

NaOH 4N 16 g. en 100 ml.

MATERIALES

Espectrofometro UV VIS



47


Una muestra del material a examinar es pulverizada y pesada (productos que contienen

aproximadamente 10% de azucares totales la toma de muestra es de 5 g y de 30 a 40% de

azucares la toma es de 2 a 2,5 g.), en un matraz aforado de 250 ml cubrir la muestra con

aproximadamente 150 - 200 ml de agua tibia a 40 °C y macerar 15 a 20 minutos bajo agitación

frecuente, manteniendo la temperatura. Luego enfriar a 20°C, filtrar y diluir si es necesario. De

la dilución o filtrado tomar 2 ml de muestra en un tubo de ensayo, agregar 6 ml de 2,4

dinitrofenol, luego realizar el desarrollo de color simultáneamente con la curva de calibración.

Clarificación optativa

Se añade al balón 5 ml de la solución de Carrez I, se agita y se añade 5 ml de la solución de

Carrez II., agitando nuevamente, añadir luego 1 ml de Na2HPO4 al 10 % y enrazar el balón al

aforo.

Agitar vigorosamente y filtrar, dcsechando los primeros 10 a 20 ml. Para el análisis de los

azúcares reductores el desarrollo del color se efectúa sobre esta solución filtrada, tomando 2 ml

de esta solución filtrada, agregando los 6 ml de 2, 4 dinitrofenol y realizando el desarrollo del

color junto con la curva de calibración

Inversión (Azúcares totales)

Con una pipeta aforada se toman 25 ml del filtrado clarificado en un matraz aforado de 50 ml y

se añaden 3 ml de HC1 al 25% (V/V), se agita y se calienta, a 70 C, por 10 minutos, luego se

enfria rápidamente a 20°C, y el exceso de ácido (verificar con papel indicador de pH) se

neutraliza con NaOH 4N hasta pH 8 a 9,5 completándose luego a 50 ml con agua destilada.

Solución lista para la determinación de azúcares totales. De la solución enrasada a 50 ml se

toman 2 ml, se agregan 6 ml de 2, 4 dinitrofenol y se realiza el desarrollo del color junto con la

curva de calibración

Preparación de curvas patrón

- Azúcares reductores:

Pesar 100 mg, de glucosa y enrazar a 100 ml, entonces se tiene una solución de 1mg de

glucosa/ml. Con esta solución realizar la curva de calibración como indica la tabla, realizando

las mediciones con microburcta.


48

-Azúcares totales:

Pesar 200 mg de sacarosa, enrazar a 100 ml lomar 25 ml. y realizar la hidrólisis acida juntamente

con las muestras para luego de neutralizar y enrazar a 50 ml, entonces se tiene una solución de

1mg de sacarosa invertida/ ml. Con esta solución realizar la curva de calibración como indica la

tabla, realizando las mediciones con microbureta.

Concentración

de sacarosa

inv o glucosa

(mg/ml)

ml de solución

de

azúcar(1mg/ml)

agua

destilada,

ml

2,4

dinitrofenol,

ml

Concentración

de sacarosa

inv o

glucosa(ppm)

Volumen

total

0 0 2 6 0 8

0.2 0.4 1.6 6 50 8

0.4 0.8 1.2 6 100 8

0.6 1.2 0.8 6 150 8

0.8 1.6 0.4 6 200 8

1 2 0 6 250 8

Nota: El volumen total es 8 ml. en base a este volumen esta calculado la concentración de

azucares en ppm.

Preparada la curva de calibración incluidas las muestras, calentar en baño María a ebullición

durante 6 minutos, luego enfriar inmediatamente bajo chorro de agua a temperatura ambiente y

proceder a las lecturas en un espectrofotometro a 560 de longitud de onda, utilizando el "0" de

la curva como referencia.

CÁLCULOS

Graficar absorbancia, Vs. concentración (mg/ml) y considerar todas las diluciones.

El cálculo para azucares reductores tomando el siguiente esquema dado en la técnica es:


I Dilución (D)

X ml -------> Y ml

I

2ml (lectura)

%Azucares reductores = C * 25 * D

M

El cálculo para azucares totales se toma el siguiente esquema:


49


I inversión

25 ml -------> 50 ml

I Dilución (D)

X ml -------> Y ml

2ml (lectura)

%Azucares Totales = C * 50 * D

M

Donde:

C: Concentración de azucares en la muestra (mg de azucar/ml), obtenido por regresión lineal u

otro tipo de regresión que se ajuste a la curva a partir de la gráfica Absorbancia Vs

Concentración.

D: Dilución de la muestra = Y/X (depende para cada muestra y, no esta indicado en la técnica)

M: Peso de la muestra (g)

OBSERVACIONES

Para los cálculos considerar 2 ml. como volumen final de lectura.

REFERENCIAS BIBLIOCRAFICAS

Potatoes Processiin. Met F.Ross Avi. Publishin Company (1975) .3 th edition.




50

ALMIDÓN

PRINCIPIO

Método colorimétrico para determinar azucares, con hidrolisis acida del almidón, previa

neutralización de la misma. El peso de la glucosa obtenido se multiplica por 0.92 para convertir

a peso del almidón.

REACTIVOS

HCl densidad 1.125 g/ml u otro

NaOH

Solución patrón de glucosa

Reactivo de 2,4 dinitrofenol

MATERIAL

Espectrofotometro



Pesar con precisión 1 g de muestra(dependiendo del contenido de almidon en la muestra se toma

el peso dela muestra) en un matraz Erlenmeyer de 125 ml.

Añadir 50ml de agua destilada.

Agitar por espacio de 1 hora utilizando agitador magnético.

Filtrar sobre papel filtro.

Lavar el residuo de con 250 ml de agua fría,eliminar las aguas de lavado.

Transferir el residuo del filtro con 200 ml de agua destilada a un matraz Erlenmeyer de 500ml.

Añadir 20.21 ml de HCl concentrado (densidad 1.125 g/ml).

Hervir a reflujo durante 2.5 horas o hervir en la hornilla adicionando agua destilada para

mantener el nivel. Enfriar

Neutralizar con solución de NaOH hasta PH de 7.8 con la ayuda del PHmetro.

Filtrar y lavar el residuo con agua recibiendo el filtrado en un matraz aforado de 250 ml y

enrazar.


51

Determinar la glucosa por el método de 2,4 dinitrofenol (ver la técnica de determinación de

azucares reductores y totales).

Preparacion de la curva patrón:

Pesar 100 mg de glucosa p.a y enrazar a 100 ml .

De esta solución tomar con microbureta 0.4 ; 0.6 ; 0.8; y 1 ml y enrazar a 2 ml con agua destilada

como se indica en la siguiente tabla:

Concentración

(mg/ml)

Estándar de

glucosa(ml)

Agua (ml) Volumen total

0 0 2 2

0.2 0.4 1.6 2

0.3 0.6 1.4 2

0.4 0.8 1.7 2

0.5 1 1 2

0.6 1.2 0.8 2

De cada uno de estos estándares tomar en un tubo de ensayo 2 ml y añadir 6 ml de reactivo 2,4

dinitrofenol. Calentar en baño maría a ebullición durante 6 minutos ,luego enfriar bajo el chorro

de agua a temperatura ambiente y proceder las lecturas en el espectrofotómetro a una longitud

de onda de 560 nm.

La muestra analizar se somete al mismo tratamiento,tomando 2 ml con la diluciones adecuadas

mas 6 ml de 6 ml de reactivo 2,4 dinitrofenol .

OBSERVACIONES

Para los cálculos tomar 2 ml como volumen final de lectura.

La muestra debe ser lavada siempre con agua destilada antes de proceder a la hidrolisis ya que

de lo contrario los azucares reductores aumentaría en el cálculo el porcentaje de almidon.

REFERENCIAS BIBLIOCRAFICAS

AOAC 1990 .Official methods of analysis.met 920,44A15 edition .AOAC International,

Arlington.USA.Stach in Baking Powers, modificado para almidon de yuca.


52

NITRITOS

PRINCIPIOS

Extracción de nitritos con solución caliente de bórax, del producto a base de carnes,

precipitación de las proteínas. Adición del α-naftol y determinación colorimétrica a 474 nm.

REACTIVOS:

Soluciones usadas para la precipitación de proteínas:

Reactivo I: Disolver 106 g de ferrocianuro de potasio trihidratado [K4Fe (CN)6.3H2O] en agua

y enrasar a 1000 ml.

Reactivo II: Disolver 220 g de acetato de Zinc dihidratado [Zn (CH3C00)2.2H20] y 30 ml de

ácido acético glacial en agua y se diluye a 1000 ml.

Solucionen de extracción:

Solución saturada de bórax: Se disuelve 50 g de tetraborato disodico decahidratado (Na2B407.10H20) en 1000 ml de agua templada y se deja enfriar hasta temperatura ambiente.

Reactivo Colorimétrico.-

Solución de α - naftol: En un matraz aforado de 250 ml con 180 ml de agua a 50 °C, agregar 25 ml de ácido acético y 0,125 g de ácido sulfanílico, disolver por agitación, luego agregar 0,1 g- de a-naftol, disolver por agitación, enfriar y añadir 45 ml de NH40H al 10%, completar a volumen si es necesario con agua.

Conservar estas soluciones en frascos de color topacio oscuro fuerte, bien cerrados.

Soluciones patrón de nitrito sódico:

Solución de NaN02 500 ppm: Se disuelven 0,2500 g de NaNO2, en agua y se diluye a 500 ml en un matraz aforado.

Solución de NaN02 5 ppm: se transfiere por medio de una pipeta volumétrica de 10 ml la solución anterior, disolver con agua en un matraz aforado de 1000 ml.


Preparación de la muestra: Homogenizar la muestra, mediante al menos 2 pasadas por la

máquina trituradora y mezclarla. Introducirla en un frasco, de forma que éste quede lleno de ella

y conservarla de forma que se evite _su deterioro y cualquier cambio ce su composición.

http://ir.~rcduci.rla/


53

Analizar la muestra lo más rápidamente posible y dentro las 24 horas siguientes.0En caso de

productos no conocidos, analizar inmediatamente.

Se pesa 10 g de la muestra con una aproximación de 0,0001 g.

Precipitación de las proteínas:

Trasvasar la muestra pesada al matraz erlenmeyer de 300 ml y añadir sucesivamente a 5 ml de

la solución saturada de bórax y 100 ml de agua a una temperatura de 70 °C como mínimo.

Calentar el matraz durante 15 minutos a baño maría a ebullición y agitar repetidamente.

Dejar enfriar a temperatura ambiente el matraz y su contenido. Añadir sucesivamente 2

ml de reactivo I y 2 ml de reactivo II. Mezclar cuidadosamente después de cada adición.

Trasvasar a un matraz aforado de 250 ml. Dejar reposar a temperatura ambiente, completando

con agua a 200 ml.

Mezclar cuidadosamente el contenido del matraz aforado y filtrar sobre papel filtro plegado.

Determinación:

Tomar la muestra con pipeta una alícuota de 5 ml o menos y ponerla en un tubo de ensayo. Si

es necesario, añadir agua para obtener un volumen de 5 ml exactamente, medidos con una

microbureta.

Añadir 5 ml del reactivo colorimétrico; mezclar y dejar reposar la solución durante 30 minutos

a una temperatura de 25-30. °C, expuesto a la luz.

A partir de 30 minutos y no más de 1 hora, medir la densidad óptica de la solución en una celda

de 1 cm. a una longitud de onda de 474 nm, simultáneamente con los puntos de la curva de

calibración.

Realizar paralelamente al análisis de la muestra un blanco de reactivos.


54

Preparación de la curva de calibración

CALCULOS

De la curva de concentración de nitritos vs Absorvancia se calcula la concentración para la

muestra a partir de su absorbancia.

Mg nitrito de Na = (C-B) * 250 * D

M

C, concentración de la muestra

B, concentración del blanco

D, dilución de la alícuota de la muestra en la lectura final ,que este dentro del rango de la curva

de calibracion.

M, masa de la muestra.

La diferencia porcentual entre los resultados de las dos determinaciones no debe ser

mayor al 10%.


Norma boliviana N.B 380-8 .Carnes y productos derivados-determinación de nitritos.



# NANO2

(ppm)

V(ml)

NaNO2 de

V (ml)

H2O

V (ml)

Reactivo de

color

VT

(ml)

1 0,0 0,0 5,0 5 10

2 0,2 0,4 4,6 5 10

3 0,5 1,0 4,0 5 10

4 0,8 1,6 3,4 5 10

5 1,1 2,2 2,8 5 10

6 1,4 2,8 2,2 5 10

universidad indÍgena boliviana quechua

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