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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUDOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

“DETERMINACION IN VITRO DEL EFECTO INHIBITORIO DEL ALOE

VERA (L.) BURM.F. AL 100% Y LA CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE

LA PORPHYROMONA GINGIVALIS DERIVADA DEL ATCC 33277”

Proyecto de investigación presentado como requisito previo a la obtención del

título de Odontóloga

Autor: Suárez Cerón Jhoselin Andrea

Tutora: Dra. Marina Antonia Dona Vidale

Quito, junio 2017

ii

DERECHOS DE AUTOR

Yo, JHOSELIN ANDREA SUÁREZ CERÓN, con C.I. 1002532784, en calidad de

autora de la tesis realizada sobre: “DETERMINACIÓN IN VITRO DEL

EFECTO INHIBITORIO DEL ALOE VERA (L.) BURM.F. AL 100% Y LA

CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE LA PORPHYROMONA GINGIVALIS

DERIVADA DEL ATCC 33277.

Por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, a

hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o de parte de los que contiene

esta obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente

autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad a lo establecido en los

artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes a la Ley de Propiedad Intelectual y su

Reglamento.

También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización

y publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de

conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación

Superior.

-------------------------------------------------------------------

Jhoselin Andrea Suárez Cerón

C.I. 1002532784

[email protected]

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR/A DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Marina Antonia Dona Vidale, en mi calidad de tutora del trabajo de titulación,

modalidad Proyecto de investigación elaborado por JHOSELIN ANDREA

SUÁREZ CERÓN; cuyo título es: “DETERMINACIÓN IN VITRO DEL

EFECTO INHIBITORIO DEL ALOE VERA (L.) BURM.F. AL 100% Y LA

CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE LA PORPHYROMONA GINGIVALIS

DERIVADA DEL ATCC 33277”, PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL GRADO

DE ODONTÓLOGA considero que el mismo reúne los requisitos y méritos

necesarios en el campo metodológico y epidemiológico para ser sometido a la

evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que

APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de

titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito a los 30 días del mes de junio del 2017.

---------------------------------------------

Dra. Marina Antonia Dona Vidale

DOCENTE-TUTORA

C.I. 1708884422

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El Tribunal constituido por: Dr. Marco Medina, Dr. José Cerda

Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la obtención

del título de Odontóloga presentado por la señorita JHOSELIN ANDREA

SUÁREZ CERÓN

Con el título:

“DETERMINACIÓN IN VITRO DEL EFECTO INHIBITORIO DEL Aloe

vera (L.) BURM.F. AL 100% Y LA CLORHEXIDINA AL 0,12% SOBRE LA

Porphyromona gingivalis DERIVADA DEL ATCC 33277”.

Emite el siguiente veredicto:

Fecha: 30 de junio del 2017

Para constancia de lo actuado firman:

Nombre Apellido Calificación Firma

Presidente: Dr. Marco Medina …………… ……………………………

Vocal 1: Dr. José Cerda …………… ……………………………

v

DEDICATORIA

A los seres que me dieron la vida y

guían mi camino mis Padres Crnl.

(S.P) Germán A. Suárez C. y Dra.

Q.F. Inés del Rocío Cerón I. y a mi

hermana Jenniffer C. Suárez C. que

siempre estuvo a mi lado en todo

este camino.

Jhoselin A. Suárez C.

vi

AGRADECIMIENTO

Por mi formación religiosa católica, deseo iniciar agradeciendo a mi Señor de la

Justicia y a la Virgencita de Guadalupe que con su protección siempre estuvieron

guiando desde el cielo todos mis pasos desde el inicio de mi educación.

Agradezco a mis Padres Germán y Rocío que me dieron la vida, me apoyaron en

todo este trayecto de mi vida, nunca me dejaron decaer en los momentos difíciles y

me motivaron para vencer todos los obstáculos que se presentaron.

Agradezco con todo mi corazón, a mi Hermana Jenniffer por ser mi fortaleza,

siempre me escuchó, derramó lágrimas junto a mí y no me dejó darme por vencida,

una amiga incondicional, departimos momentos felices y tristes, pero siempre

salimos adelante.

No puedo olvidarme de mis Abuelitos (Carmelita, Inesita, Arturito y Juanito) que a

pesar de que los tres últimos años ya no están conmigo, desde el cielo me envían

sus bendiciones.

Agradezco a mis tíos, en especial a mi tío Alonzo, y primos que siempre estuvieron

presentes con una llamada, un mensaje e incluso confiaron en estas manos y en mi

conocimiento para que atendiera su salud bucal.

A mi tutora y profesora Dra. Marina Dona que me impartió y brindó sus

conocimientos apoyándome para el desarrollo de mi investigación en forma

incondicional.

A la MSc. Alma Koch, MSc. Jesica Maisincho y Ing. Patricia Gutiérrez quienes me

abrieron las puertas, me brindaron su amistad, sus conocimientos, su experiencia y

facilitaron todos los elementos necesarios para realizar la investigación y siempre

estuvieron pendientes.

Jhoselin A. Suárez C.

vii

ÍNDICE DE CONTENIDO

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL¡Error! Marcador no

definido.

INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR .... ¡Error! Marcador no definido.

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ......................... iv

DEDICATORIA ...................................................................................................... v

AGRADECIMIENTO ........................................................................................... vi

ÍNDICE DE TABLAS ............................................................................................. x

ÍNDICE DE GRÁFICAS ....................................................................................... xi

ÍNDICE DE FIGURAS ......................................................................................... xii

ÍNDICE DE ANEXOS ......................................................................................... xiv

RESUMEN ............................................................................................................. xv

SUMMARY ........................................................................................................... xv

INTRODUCCIÓN ................................................................................................. 15

CAPÍTULO I .......................................................................................................... 16

1. EL PROBLEMA ........................................................................................ 16

1.1. Planteamiento del problema................................................................ 16

1.2. Objetivos ............................................................................................. 17

1.2.1. Objetivo general .......................................................................... 17

1.2.2. Objetivos específicos ................................................................... 17

1.3. Justificación ........................................................................................ 18

1.4. Hipótesis ............................................................................................. 19

1.4.1. Hipótesis de Investigación ........................................................... 19

1.4.2. Hipótesis Nula ............................................................................. 19

CAPÍTULO II ........................................................................................................ 20

2. MARCO TEÓRICO ................................................................................... 20

2.1. ENFERMEDAD PERIODONTAL ................................................ 20

2.1.1. Periodontitis ............................................................................. 21

2.1.1.1. Periodontitis Crónica ........................................................... 22

2.1.1.1.1. Características Generales ............................................... 23

2.1.1.1.2. Características Clínicas ................................................. 23

2.2. BIOFILM ........................................................................................ 24

viii

2.2.1. Fases o Estadios del Biofilm .................................................... 25

2.2.2. Complejo Microbiano de Socransky........................................ 26

2.2.3. Genero Porphyromona ............................................................. 27

2.2.3.1. Porphyromona Gingivalis .................................................... 28

2.2.3.1.1. Morfología y Estructura ................................................ 28

2.2.3.1.2. Factores de Virulencia ................................................... 29

2.3. FITODONTOLOGÍA ..................................................................... 30

2.4. ALOE VERA .................................................................................. 30

2.4.1. Descripción Taxonómica y Botánica ....................................... 30

2.4.2. Estructura y Composición ........................................................ 31

2.4.3. Usos Medicinales ..................................................................... 31

2.5. CLORHEXIDINA .......................................................................... 34

2.5.1. Mecanismo de acción............................................................... 35

2.5.2. Usos ......................................................................................... 35

2.5.3. Sustantividad ............................................................................ 36

2.5.4. Efectos Adversos ..................................................................... 37

CAPÍTULO III ....................................................................................................... 38

3. METODOLOGÍA ...................................................................................... 38

3.1. Tipo de Diseño de la Investigación ................................................. 38

3.2. Población y muestra de estudio ....................................................... 38

3.2.1. Tipo de muestreo ..................................................................... 38

3.2.2. Unidad de muestra ................................................................... 39

3.3. Criterios de inclusión y exclusión ................................................... 39

3.3.1. Criterios de inclusión ............................................................... 39

3.3.2. Criterios de exclusión .............................................................. 39

3.4. Operacionalización de variables ..................................................... 40

3.5. Materiales y métodos ...................................................................... 41

3.5.1. Materiales para realizar el cultivo ............................................ 41

3.5.2. Materiales para determinar el efecto antimicrobiano .............. 41

3.5.3. Materiales para recolección de datos ....................................... 42

3.6. Procedimientos y técnicas ............................................................... 42

ix

3.6.1. Activación de la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC 33277

………………………………………………………………..42

3.6.2. Determinación del efecto inhibitorio ....................................... 46

CAPÍTULO IV ....................................................................................................... 52

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................... 52

4.1. Resultados ........................................................................................... 52

4.2. Discusión ............................................................................................ 60

CAPÍTULO V ........................................................................................................ 62

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ......................................... 62

5.1. Conclusiones ....................................................................................... 62

5.2. Recomendaciones ............................................................................... 63

BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................... 64

ANEXOS ............................................................................................................... 68

x

LISTA DE TABLAS

Tabla 1: Cuadro de Operacionalización de variables ............................................. 40

Tabla 2: Tabla de advertencias ............................................................................... 52

Tabla 3: Prueba de normalidad .............................................................................. 53

Tabla 4: Resultados de la medición de los halos de inhibición sobre la cepa

Porphyromona gingivalis, después de 48 hora de aplicación de cada tratamiento 54

Tabla 5: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 horas ......................... 56


Porphyromona gingivalis, después de 72 hora de aplicación de cada tratamiento 57

Tabla 7: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 horas ......................... 59

xi

LISTA DE GRÁFICOS

Gráfico 1: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 48 horas.. 54

Gráfico 2: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes ..................... 55

Gráfico 3: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 Horas ..................... 56

Gráfico 4: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 72 horas.. 57

Gráfico 5: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes ..................... 58

Gráfico 6: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 Horas ..................... 59

xii

LISTA DE FIGURAS

Fig. 1: Periodontitis ............................................................................................... 21

Fig. 2: Periodontitis crónica .................................................................................. 22

Fig. 3: Biofilm o placa bacteriana ......................................................................... 24

Fig. 4: Primer estadio o fase I (A. Superficie del diente limpia; B. Formación de la

biopelícula; C. Diente cubierto por biopelícula.) .................................................. 26

Fig. 5: Segundo estadio o fase II (Adhesión bacteriana: A. cocos; B. bacilos y cocos)

............................................................................................................................... 26

Fig. 6: Tercer estadio o fase III (multiplicación bacteriana) ................................. 26

Fig. 7: Cuarto estadio o fase IV (A. agregación bacteriana; B. maduración del

biofilm) .................................................................................................................. 26

Fig. 8: Complejo microbiano de Socransky .......................................................... 27

Fig. 9: Porphyromona gingivalis ........................................................................... 28

Fig. 10: Planta de Aloe vera .................................................................................. 30

Fig. 11: a) clorhexidina al 2% b) clorhexidina al 0,12% ...................................... 34

Fig. 12: Autoclavado del material ......................................................................... 42

Fig. 13: Materiales autoclavados........................................................................... 43

Fig. 14: Tubos de ensayo con caldo de nutrientes ................................................ 43

Fig. 15: Cepa de Porphyromona gingivalis derivada del ATCC 33277. .............. 44

Fig. 16: Activación de Porphyromona gingivalis por técnica de contacto. .......... 44

Fig. 17: Etiquetado ................................................................................................ 45

Fig. 18: Cámara anaerobia .................................................................................... 45

Fig. 19: Incubadora a 37° ...................................................................................... 46

Fig. 20: Siembra en agar sangre. ........................................................................... 46

Fig. 21: Obtención de extracto de Aloe vera......................................................... 47

Fig. 22: Colocación de los tratamientos en los vasos de precipitación ................. 47

Fig. 23: Cultivo de Porphyromona gingivalis (15 días). ....................................... 48

Fig. 24: Etiquetado. ............................................................................................... 48

xiii

Fig. 25: Sembrado de Porphyromona gingivalis. .................................................. 49

Fig. 26: Colocación de discos de filtro con tratamientos. ..................................... 49

Fig. 27: Cajas Petri con Porphyromona gingivalis................................................ 50

Fig. 28: Medición del halo de inhibición a las 48 horas. ...................................... 50

Fig. 29: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 48 horas de

incubación. ............................................................................................................ 50

Fig. 30: Medición del halo de inhibición a las 72 horas de incubación. ............... 51

Fig. 31: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 72 horas de

incubación. ............................................................................................................ 51

xiv

LISTA DE ANEXOS

Anexo 1: Certificado de traducción ....................................................................... 68

Anexo 2: Solicitud al Director del Departamento de Ciencias de la Vida y la

Agricultura de la Universidad de las Fuerzas Armadas ......................................... 69

Anexo 3: Permiso de ingreso al Laboratorio de Microbiología de la Carrera de

Ingeniería en Biotecnología de la Universidad de las Fuerzas Armadas ............... 70

Anexo 4: Certificado de elaboración de la Clorhexidina al 0,12% ........................ 71

Anexo 5: Certificado de Autenticidad de la cepa Porphyromona gingivalis

derivada del ATCC 33277 ..................................................................................... 72

Anexo 6: Ficha para lectura de los halos de inhibición ......................................... 73

Anexo 7: Desechos de la muestra .......................................................................... 74

Anexo 8: Certificado del Estadístico...................................................................... 89

Anexo 9: Certificado de realización de las pruebas microbiológicas .................... 90

Anexo 10: Certificado de Esterilización ................................................................ 91

Anexo 11: Certificado de Aprobación del SEISH-UCE ........................................ 92

Anexo 12: Análisis URKUND ............................................................................... 93

xv

TEMA: “Determinación in vitro del efecto inhibitorio del aloe vera (l.) Burm.f. al

100% y la clorhexidina al 0,12% sobre la porphyromona gingivalis derivada del

atcc 33277”

Autor: Jhoselin Andrea Suárez Cerón

Tutora: Marina Antonia Dona Vidale

RESUMEN

Bacteria en forma de cocobacilo o bacilo, Gram negativa denominada

Porphyromona gingivalis, que en conjunto con otras bacterias son causantes

de la enfermedad periodontal. Buscar alternativas de origen natural para

contrarrestar el efecto dañino que produce, con buenos resultados, además

que no presente efectos secundarios y se encuentre al alcance del ser

humano lleva a realizar este estudio in vitro, de tipo experimental, para

determinar el efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y la

clorhexidina al 0,12% como control positivo sobre la Porphyromona

gingivalis. Se empleó la prueba de sensibilidad antibacteriana

(antibiograma) con el fin de determinar el efecto inhibitorio del Aloe vera

(L.) Burm.f. al 100%, la clorhexidina al 0,12% como control positivo y

suero fisiológico como control negativo, con quince repeticiones de cada

uno de los tratamientos. Los resultados obtenidos indicaron que la cepa de

Porphyromona gingivalis ATCC 33277 es sensible a Aloe vera (L.) Burm.f.

al 100% y a la clorhexidina al 0,12% y resistente al suero fisiológico. Se

concluye que el Aloe vera (L.) Burm.f. posee efecto inhibitorio sobre la

Porphyromona gingivalis.

PALABRAS CLAVES: DETERMINACIÓN IN VITRO, EFECTO INHIBITORIO,

BACTERIA PATÓGENA ORAL, ANTIBIOGRAMA.

xvi

TITLE: Determination in vitro of the inhibitory effect of aloe vera (l.) Burm f. To

100% and chlorhexidine to 0,12% on porphyromona gingivalis strain atcc 33277

Author: Jhoselin Andrea Suárez Cerón

Tutora: Marina Antonia Dona Vidale

SUMMARY

Coccobacillus or bacillus, Gram-negative anaerobes called Porphyromona

gingivalis produce periodontal disease with other associated bacteria. Alternatives

of natural origin for counteract the pathogen effect with good results, no secondary

effects and easy to find have lead to this in vitro experimental research in order to

determine the inhibitory effect of Aloe vera (L.) Burm. f. to 100% and chlorhexidine

to 0,12% as positive control over Porphyromona gingivalis. It was applied

susceptibility bacterial testing technique (antibiotic discs sensitivity) to determine

the inhibitory effect of Aloe vera (L.) Burm. f. 100%, chlorhexidine 0,12% as

positive control and saline solution as negative control. Fifteen repetitions were

made for each treatment. The results obtained in this study show that

Porphyromona gingivalis strain ATCC 33277 is sensitive to Aloe vera (L.) Burm.

f. to 100% and to the chlorhexidine to 0,12% and is resistant to saline solution. This

study leads us to conclude that Aloe vera (L.) Burm. f. has an inhibitory effect on


KEYWORDS: IN VITRO DETERMINATION, INHIBITORY EFFECT, ORAL

BACTERIA PATHOGEN, ANTIBIOGRAM.

15

INTRODUCCIÓN

Desde mucho tiempo atrás, el ser humano ha utilizado las propiedades curativas de una

diversidad de plantas que se encuentran al alcance de sus manos, logrando extraer sus

componentes orgánicos, para sanar una serie de enfermedades causadas por gran cantidad

de microorganismos existentes en el ambiente en que vivimos1.

De la gran variedad de plantas que existen en nuestro medio, Aloe vera ha sido utilizado

como remedio eficaz para curar o retrasar el progreso de algunas enfermedades existentes

en la medicina moderna tales como el cáncer y el sida1.

Con el paso de los años el Aloe vera se ha ido introduciendo en varios campos como la

medicina, la cosmetología y el comercio, también utilizándola en la decoración, además

para quemaduras, incluso como planta que emite buena energía1.

De esta manera, al ser el Aloe vera una planta que posee beneficios en la medicina, en

este caso con acción antibacterial9, se pretende averiguar si causa efecto inhibitorio sobre

la Porphyromona gingivalis, cocobacilo gramnegativo que acompañado por otro conjunto

de bacterias presentes en la placa bacteriana de la cavidad bucal2, constituyen el factor

etiológico de las enfermedades periodontales3. Porphyromona gingivalis se encuentran

en un biofilm o biopelícula que se fija al diente y a los tejidos blandos, estructura

conformada por varias bacterias y rodeada por una matriz o glicocálix compuesto por

polisacáridos extracelulares3. La Porphyromona gingivalis en asociación con otras

bacterias causa gran destrucción de tejidos periodontales o periodontitis. La bacteria se

encuentra en la microbiota subgingival y produce degradación del colágeno2.

Para las enfermedades periodontales se está usando la clorhexidina como una sustancia

local ya que se adhiere sobre las superficies dentarias y produce la inhibición de bacterias

que ocasionan las enfermedades periodontales, pero al ser un producto químico sintético,

causa diversos efectos secundarios como la pigmentación de las piezas dentales19. Por

esta razón, se pretende realizar la investigación para comprobar si el Aloe vera posee

efecto inhibitorio sobre la Porphyromona gingivalis, para utilizarla como alternativa ya

que no presenta reacciones adversas, además es de origen natural y de fácil acceso para

el ser humano1.

16

CAPÍTULO I

1. EL PROBLEMA

1.1. Planteamiento del problema

En la actualidad, la población al encontrarse con múltiples actividades se ha ido

descuidando de su salud, en especial de la salud bucal, por lo cual ya no tenemos

tiempo para realizar una correcta higiene oral causando la proliferación de varias

bacterias dañinas, entre ellas la Porphyromona gingivalis, que causa

enfermedades periodontales, tal como la periodontitis.

El presente estudio tiene por objetivo comparar el efecto inhibitorio que produce

el Aloe vera y la clorhexidina como control positivo sobre la Porphyromona

gingivalis con el fin de identificar una alternativa de origen natural, sin efectos

secundarios, al alcance del paciente y eficaz para inhibir el crecimiento de


17

1.2.Objetivos

1.2.1. Objetivo general

Evaluar el efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% sobre la

Clorhexidina al 0,12% sobre la Porphyromona gingivalis.

1.2.2. Objetivos específicos

i. Describir el halo de inhibición del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100%

sobre la Porphyromona gingivalis a las 48 horas.

ii. Analizar el halo de inhibición del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100%

sobre la Porphyromona gingivalis a las 72 horas.

iii. Comparar el efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. y la

clorhexidina al 0.12% sobre la Porphyromona gingivalis.

18

1.3. Justificación

Actualmente se aplica una serie de medicamentos o fármacos de síntesis química

que tienen efectos secundarios en el ser humano; por ejemplo, la clorhexidina es

una sustancia que produce pigmentación de las piezas dentales y afecciones en el

sentido del gusto, entre otras. Se hace necesario buscar otras opciones, por lo que

se puede acudir a la medicina de origen natural y de fácil acceso que actúa en

forma eficiente para contrarrestar una de las enfermedades periodontales causada

por la Porphyromona gingivalis en conjunto con una diversidad de otras bacterias.

El Aloe vera al ser un producto de origen natural el cual no presenta ningún tipo

de contraindicaciones y efectos secundarios, constituye una alternativa de fácil

acceso.

19

1.4. Hipótesis

1.4.1. Hipótesis de Investigación

a. H1: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% tiene efecto inhibitorio sobre la

Porphyromona gingivalis en 48 horas de exposición.

b. H2: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% tiene efecto inhibitorio sobre la


c. H3: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y la clorhexidina al 0,12% tienen

diferencias en el efecto inhibitorio que producen sobre la Porphyromona

gingivalis.

1.4.2. Hipótesis Nula

a. H1: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% no tiene efecto inhibitorio sobre la


b. H2: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% no tiene efecto inhibitorio sobre la


c. H3: El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y la clorhexidina al 0,12% no tienen

diferencias en el efecto inhibitorio que produce sobre la Porphyromona

gingivalis.

20

CAPÍTULO II

2. MARCO TEÓRICO

2.1.ENFERMEDAD PERIODONTAL

Es una infección crónica3, lesiones inflamatorias de las encías que con su

progresión pueden llevar a la destrucción ósea y su posterior perdida de estructuras

dentarias22.

Las enfermedades periodontales están causadas por gran cantidad de

microorganismos39 ente ellos la Porphyromona gingivalis es una bacteria

precursora de la enfermedad periodontal principalmente de la periodontitis

crónica3.

Las enfermedades periodontales se clasifican en:

a. Enfermedades gingivales24,36.

o Enfermedades gingivales provocadas por biofilm2.

o Enfermedades gingivales no inducidas por biofilm2.

b. Periodontitis crónica24,36.

o Localizada2.

Leve2.

Moderada2.

Severa2.

o Generalizada2.

Leve2.

Moderada2.

Severa2.

c. Periodontitis agresiva 24,36.

o Localizada2.

Leve2.

Moderada2.

Severa2.

o Generalizada2.

21

Leve2.

Moderada2.

Severa2.

d. Periodontitis como manifestación de enfermedades sistémicas24,36.

o Asociada con desórdenes genéticos2.

o Asociada con enfermedades hematológicas2.

o Asociada a enfermedades no especificas2.

e. Enfermedades periodontales necrosantes24,36.

o Gingivitis ulceronecrotizante2.

o Periodontitis ulceronecrotizante2.

f. Abscesos del periodonto24,36.

o Absceso coronal2.

o Absceso gingival2.

o Absceso periodontal2.

g. Periodontitis asociada con lesiones endodónticas24,36.

h. Deformidades y anomalías del desarrollo o adquiridas24,36.

o Trauma oclusal2.

o Elementos afines al diente predisponente a gingivitis o

periodontitis relacionada al biofilm2.

o Condiciones y deformaciones mucogingivales alrededor del

diente2.

2.1.1. Periodontitis

Fig. 1: Periodontitis

Fuente: (Sociedad Española de Periodoncia y Osteointegración, 2009)3

22

Enfermedad inflamatoria de principio infeccioso el cual produce lesiones en los

tejidos de sostén del diente, la misma que al no ser controlada a tiempo, puede

causar pérdida de las estructuras dentarias3. (Fig.1)

2.1.1.1. Periodontitis Crónica

Fig. 2: Periodontitis crónica

Fuente: (Negroni, 2009)2

Es la pérdida de las estructuras de soporte de tejido conectivo. Ocurre la pérdida

de hueso alveolar y de uniones del ligamento periodontal al cemento, además

ocasiona la migración del epitelio de unión hacia apical produciendo, a su vez, la

formación de bolsas en torno a la estructura dentaria23. (Fig. 2)

La periodontitis crónica se inicia como gingivitis inducida por biofilm o placa

bacteriana y es una lesión irreversible23, 39.

El agente etiológico primario de la periodontitis crónica es el biofilm y puede ser

agravada por factores locales como restauraciones con insuficiente pulido o

desbordantes, trauma oclusal, apiñamiento dentario, prótesis sobrecontorneadas.

También pueden intervenir otros factores de riesgos sistémicos como el estrés,

osteoporosis, diabetes e incluso por el consumo de medicamentos y tabaco3.

23

2.1.1.1.1. Características Generales

a) El principal factor etiológico es la formación de biofilm o biopelícula en

donde encontramos una gran variedad de bacterias entre ellas la

Porphyromona gingivalis3,23.

b) Se puede presentar en adultos con mayor incidencia23.

c) La enfermedad puede agravarse por varios factores locales como el hábito

de fumar, el estrés y factores sistémicos que son considerados factores de

riesgo23.

d) También es un predisponente la cantidad de bacterias que forman parte de

la biopelícula subgingival la cual puede variar de persona a persona23.

e) Puede haber la presencia de cálculos subgingivales23.

f) Se presentan dos tipos de periodontitis crónica: localizada que afecta a

menos del 30% del sitio, y generalizada la cual afecta a más del 30%23.

g) También se puede clasificar la periodontitis crónica de acuerdo al grado

de pérdida de inserción: leve (1 a 2 mm), moderada (3 a 4 mm) y avanzada

(mayor o igual a 5 mm)23.

2.1.1.1.2. Características Clínicas

La periodontitis crónica presenta características tales como:

a) Cambios del color, textura y del volumen de la encía marginal3,24.

b) Puede existir sangrado el momento que se realiza el sondeo en la región

de la bolsa gingival e incluso durante el cepillado3,24.

c) Se produce la formación de bolsas periodontales3,24.

d) Pérdida del nivel de inserción3,24.

e) Contracción del margen gingival3,24.

f) Se va perdiendo el hueso alveolar3,24.

g) Puede existir o no visualización de la furcación radicular. Según Hamp y

cols en 1975 se clasifican en: grado I (perdida horizontal del soporte

periodontal no excede de 1/3 de ancho del diente), grado II (compromiso

del soporte periodontal que excede 1/3 del ancho del diente), grado III

(destrucción completa del soporte periodontal)24; Según Ramfjord y Asch

24

en 1979 se clasifica en: grado I (ligera pérdida ósea), grado II (parcial

destrucción ósea) y grado III (completa destrucción ósea)22.

h) Se puede presentar movilidad de las estructuras dentarias. Se tienen tres

grados: grado 1 (movilidad en sentido vestibulolingual no mayor a 1 mm),

grado 2 (movilidad en sentido vestibulolingual entre 1 y 2 mm) y grado 3

(movilidad en sentido vestibulolingual que sobrepasa los 2 mm y el diente

se puede introducir en el alveolo)3,24.

i) Desplazamiento y pérdida de las estructuras dentarias3, 24.

2.2.BIOFILM

Bacterias se adheridas a una superficie rígida y crean una película adherida

conocida como placa dental o biofilm, este es causante principalmente de las

enfermedades periodontales y las caries dentales3 (Fig.3).

Microorganismos adheridos a una superficie y recubierta por matriz

extracelular37.

La Porphyromona gingivalis es una de las colonizadores secundarios la cual

puede encontrase en las etapas iniciales de la acumulación del biofilm39.

Fig. 3: Biofilm o placa bacteriana


25

Según varios autores definieron a la placa bacteriana o biofilm como:

En 1683 Anthony van Leeuwenhoek indico que la placa bacteriana

está compuesta por depósitos blandos de restos alimenticios y

microorganismos3.

En 1898 Black menciono que la placa bacteriana son placas

gelatinosas blandas3.

En 1965 Egelberg y cols. presenciaron formación de estadios de la

placa bacteriana3.

1970 en el congreso de Edimburgo se dio como definición que la

placa bacteriana se constituía por polisacáridos extracelulares y

microorganismos y este se encontraba cubierto por células epiteliales,

leucocitos y restos de comida3.

En los 90 gracias al microscopio laser definen a la placa bacteriana

como biofilm el cual esta constituidos por una colectividad

bacteriana sumergida en líquido llamada matriz extracelular3.

2.2.1. Fases o Estadios del Biofilm

El biofilm o placa bacteriana consta de cuatro fases o estadios los cuales se

define como:

Fase I o primer estadio: Formación de la biopelícula (compuesta por

anticuerpos y glicoproteínas) sobre la superficie dentaria, favorece a

la posterior adhesión de bacterias3. (Fig. 4)

Fase II o segundo estadio: Se produce adhesión bacteriana en la

biopelícula especialmente cocos gram positivos, anaerobios

facultativos, bacilos gram positivos que irán aumentando en cantidad

formando una estructura de mazorca de maíz3. (Fig. 5)

Fase III o tercer estadio: Existe multiplicación bacteriana

principalmente de filamentosas gram positivas3. (Fig.6)

Fase IV o cuarto estadio: Se provoca coagregación bacteriana, hay

adhesión de bacterias gram negativas3. (Fig. 7)

26

Fig. 4: Primer estadio o fase I (A. Superficie del diente limpia; B. Formación de la

biopelícula; C. Diente cubierto por biopelícula.)


Fig. 5: Segundo estadio o fase II (Adhesión bacteriana: A. cocos; B. bacilos y cocos)


Fig. 6: Tercer estadio o fase III (multiplicación bacteriana)


Fig. 7: Cuarto estadio o fase IV (A. agregación bacteriana; B. maduración del biofilm)


2.2.2. Complejo Microbiano de Socransky

Socransky y cols. en 1998 describierón la presencia de cinco complejos (rojo, naranja,

púrpura, amarillo y verde), los cuales se encontraban estrechamente relacionados entre sí,

donde el complejo rojo y naranja se encontraban agrupados significativamente y los

complejos amarillo, verde y púrpura asociados entre ellos2(Fig. 8).

27

El complejo púrpura y amarrillo se encargan de la colonización inicial acompañados por

especies de Actinomyces y la posterior colonización de los complejos verde y naranja

estos son los complejos de colonización temprana. El complejo de colonización tardía es

el complejo rojo2.

Los complejos predominantes en las enfermedades periodontales son el complejo rojo y

naranja2.

Fig. 8: Complejo microbiano de Socransky

Fuente: (Negroni, 2009)2

2.2.3. Genero Porphyromona

Son anaerobios, cocobacilos o bacilos Gram negativos, no esporulados y no móviles. Se

desarrollan en agar sangre, mostrando colonias pequeñas brillantes, circulares y lisas,

con pigmento negro o marrón oscuro19.

Este género contiene a varias especies:

Porphyromona gingivalis19. (Fig. 9)

Porphyromona asaccharolytica19.

Porphyromona endodontalis19.

Porphyromona salivosa (presente en gatos)19.

28

2.2.3.1. Porphyromona Gingivalis

Fig. 9: Porphyromona gingivalis

Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017.

Es una especie que se encuentra principalmente en el surco gingival, cuando no

se presenta una correcta salud periodontal, en ocasiones se encuentra en la legua,

amígdalas y raras veces en la saliva. Esta bacteria se puede asociar con varias

enfermedades como la gingivitis, infecciones endodónticas, abscesos periapicales

y periodontales, pero principalmente se asocia a la destrucción y progresión de la

periodontitis19.

Se encuentra principalmente en el biofilm subgingival y se relaciona con

patologías periodontales, principalmente con la periodontitis crónica20.

2.2.3.1.1. Morfología y Estructura

Ramos y cols.20(p34) menciona “Porphyromona gingivalis es un bacilo corto o

cocobacilo, que mide de 0.5 a 0.8 um * 1 – 3.5 um, es anaerobio estricto, Gram

negativo.” En la membrana externa se encuentran endotoxinas. Posee cápsula y

no es esporulado, no presenta flagelos, contienen gran cantidad de fimbrias y

vesículas en cuyo interior presenta enzimas que son las causantes de la virulencia

de la bacteria, estas enzimas, además, son capaces de relegar a agregados

proteicos20,38.

29

Al ser un bacilo Gram negativo, anaerobio obligado y asacarolítico, es el principal

causante de la periodontitis, además es el agente de la enfermedad cardíaca

arterioesclerótica, así como de la neumonía por aspiración. La Porphyromona

gingivalis presenta varios factores de virulencia como proteasas de cisteína,

hemaglutininas, lipopolisacáridos y fimbrias21.

La Porphyromona gingivalis posee capacidad de adherirse a varios tejidos y

células, además presenta la habilidad de multiplicarse e invadir varios tejidos. Las

fimbrias facilitan su adhesión y coagregación2.

2.2.3.1.2. Factores de Virulencia

Posee una cápsula de polisacáridos, que produce evasión en el sistema

inmunológico evitando la fagocitosis, opsonización y accionar del

complemento20.

En la membrana externa se encuentra la endotoxina, formada por lípidos, la cual

a su vez es causante de la interrupción de la homeostasis inmunológica del

huésped, además ocasiona inflamación gingival que se relaciona con la

destrucción del tejido conectivo y la reabsorción ósea del hueso alveolar. Se

produce aceleración de los osteoclastos y liberación de las prostaglandinas20.

Por otro lado, en la membrana externa también se encuentran vesículas o sacos

cerrados que contienen en su interior enzimas tales como: fosfolipasa C, proteasas,

fosfatasa alcalina, hemolisinas, lipopolisacáridos, causantes de daño en las células

periodontales y en los neutrófilos20.

Las hemaglutininas son proteínas que causan la colonización por medio de la

agregación de bacterias a los receptores oligopolisacáridos de las células y tiene

la capacidad de aglutinar hematíes20.

P. gingivalis posee fimbrias capaces de unirse a los diferentes sustratos, moléculas

y a las células tales como las células epiteliales, fibrinógeno, fibronectina y

lactoferrina; presenta también propiedades quimiotácticas y de estímulo de

citoquinas en el proceso de adhesión a los diferentes tejidos del hospedador20.

30

Las proteínasas cisteinproteasas facilitan nutrientes que permiten el crecimiento

de la bacteria y producen degradación del colágeno20.

La proteinasa degenera el colágeno tipo I y IV, que forman gran parte del tejido

conectivo y proteínas de la matriz intracelular20.

Gingipainas son uno de los genes que favorecen a la virulencia de la

Porphyromona gingivalis31,32. Es una proteasa que cumple múltiples papeles

entre ellos encontramos que ayuda a la bacteria a colonizar, como mecanismo de

defensa y a la producción de nutrientes33.

2.3. FITODONTOLOGÍA

Cavalcante4(p5) indica “que la fitodontología estudia de manera científica las

plantas medicinales utilizadas en el área odontológica”.

2.4. ALOE VERA

Fig. 10: Planta de Aloe vera

Fuente: J. Suárez, 2017.

2.4.1. Descripción Taxonómica y Botánica

La página de trópicos5 indica textualmente:

“Clase: Equisetopsida C. Agardh

31

Subclase: Magnoliidea Novák ex Takht

Superorden: Lilianea Takht

Orden Asparagales Limk

Familia: Asphodelaceae Juss

Género: Aloe L”5.

Hirscher6(p9) señala que Aloe es una palabra del latín es un ajuste del árabe alloeh,

del sirio alwai o del hebreo halal el cual tiene significado de una “sustancia amarga

y brillante”, jugo que se encuentra en la pulpa de la planta, cubierto por la piel6.

2.4.2. Estructura y Composición

El Aloe vera posee raíz, tallo, hojas y flores, sus hojas nacen alrededor del tallo

localizado cerca del suelo en forma de una roseta. Las hojas presentan forma

lanceolada y dentada con pinchos que sirven de protección. La hoja está

compuesta por una corteza recubierta por una cutícula delgada de color verde, el

parénquima o pulpa, también llamado gel se encuentra en el centro de la misma7.

(Fig. 10).

Las plantas de Aloe vera, al llegar a la edad adulta, pueden alcanzar desde 45 cm

a 1,20 metros de altura y 15 hojas aproximadamente. Las hojas miden 7 cm de

ancho, cada una llega a pesar de 500 gramos a 1,5 kilogramos, dependiendo de las

condiciones en donde se desarrolla. Para que la planta de Aloe vera alcance su

madurez, puede tardar desde un año y medio a cinco años8.

2.4.3. Usos Medicinales

El Aloe vera tiene varias propiedades medicinales tales como:

Ayuda a estimular el funcionamiento correcto del aparato gastrointestinal,

tiene actividad gastroprotectora (ante enfermedades gastrointestinales

como úlceras y gastritis, entre otras)9.

Produce una mejor cicatrización en heridas y quemaduras9.

Es antibacterial9.

32

Se utiliza como laxante9.

Se utiliza además para la alopecia (pérdida de cabello)10.

Para eliminar barros y espinillas10.

Para aliviar dolores y heridas 10.

Antiulcerosa11.

Antituberculosa11.

Analgésica11.

Antiinflamatoria 11.

Efecto inmunoestimulante e inmunosupresor7.

Ayuda a disminuir los niveles altos de azúcar y grasa en la sangre, puede

ser utilizada en tratamientos para diabetes7.

Puede ser utilizado como antioxidante7.

Antonio Vega y cols. nos indican que el Aloe vera es una planta con

varias propiedades medicinales como antimicrobianas (antiviral y

antibacterial) al contener antraquinonas y acemanano, también posee

propiedades nutricionales al conservar gran cantidad de vitaminas12.

En la investigación realizada por Mohammadmehdi y Jamshid del Aloe

vera sobre bacterias cariogénicas y periodontopáticas usaron métodos

de difusión de disco y microdilución con Aloe vera puro y diluido,

como resultado se presentó actividad inhibitoria sobre las bacterias en

especial sobre la Porphyromona gingivalis13.

M. Saavedra y cols. en su estudio con el Aloe vera y la clorhexidina en

Streptococcus mutans utilizando como método la dilución en agar,

demostraron que el Aloe vera es una sustancia que no poseen efecto

antimicrobiano que actué sobre esta bacteria presentando resistencia14.

Reinaldo Rivero Martínez y cols. en la investigación con Aloe vera

sobre el herpes simplex tipo I, determinaron la inhibición del virus por

33

medio de observación mediante microscopio y así demostraron que

presentaba actividad antiviral15.

María Julia Martínez y cols. determinaron que la actividad

antimicrobiana del Aloe vera sobre Staphylococus areus, Bacillus

subtilis, Escherichia coli, Pseudonomas aeruginosa y Candida

albicans, utilizando el método de difusión en agar, el efecto inhibitorio

que se produjo fue únicamente sobre Staphylococus aureus siendo muy

ligero este efecto16.

Alarcón y Fernández indicaron que la planta de Aloe vera posee

múltiples propiedades como antiinflamatorias, cicatrizante,

antibacterial, se ha utilizado en enfermedades como las caries dentales

y enfermedades periodontales17.

Musmeci y Lezcano determinaron que la acción antimicrobiana que

produce el Aloe vera sobre Staphylococcus aureus, Escherichia coli,

Pseudomonas aeruginosa y Candida albicans utilizando la técnica de

difusión, realizando soluciones etanólicos al 70% y 50% de Aloe vera

demostraron que existe inhibición bacteria18.

34

2.5. CLORHEXIDINA

Fig. 11: a) clorhexidina al 2% b) clorhexidina al 0,12%


Es una sustancia bicatiónica con pH mayor a 3,525 y actúa sobre agentes

tensioactivos aniónicos como fosfatos, sulfatos y clorados presentes en pastas de

dientes2. (Fig. 11)

La clorhexidina se encuentra en varias formas que se puedan administrar como

enjuagues bucales, pastas o geles y barnices2.

La clorhexidina posee una fuerte carga positiva y presenta gran absorción en las

estructuras bucales, así como gran actividad antimicrobiana sobre las superficies

bacterianas que a su vez causa la muerte de los microorganismos26.

La clorhexidina se adhiere a la película adquirida, en el esmalte de las estructuras

dentarias y además a las proteínas que forman parte de la saliva; esta sustancia se

va liberando en un período de 12 hasta 24 horas después de su adherencia y de

esta manera evita que las bacterias se unan y formen enfermedades

periodontales25.

a b

35

2.5.1. Mecanismo de acción

La clorhexidina es una sustancia antimicrobiana que interviene en la membrana

citoplasmática de la bacteria3.

Destruye la membrana de la bacteria causando variaciones en la permeabilidad,

cuando se administra en bajas concentraciones se produce eliminación de los

elementos citoplasmáticos con menor peso molecular y en concentraciones altas

se produce la coagulación de citoplasma2.

2.5.2. Usos

La clorhexidina presenta varias utilidades entre ellas tenemos:

En endodoncia se utiliza como un irrigante, por presentar efecto

antibacterial25.

En implantología se realiza una irrigación del lugar en donde se va a

colocar el implante para evitar que se produzca periimplantitis25.

En cirugía oral se aplica para producir la desinfección de la cavidad bucal

el momento de realizar la cirugía25.

En periodoncia, al igual que en cirugía, se usa para eliminar

microorganismos que producen una serie de enfermedades a nivel de las

encías25.

En prótesis se utiliza para limpiar prótesis totales y removibles25.

Para desinfectar cavidades cariosas25.

Antiséptico para pacientes que van a ser sometidos a procesos

quirúrgicos34.

Es utiliza para realizar el lavado de manos quirúrgico34.

Posee efecto antiplaca35.

36

Donald Ramos y cols. nos indican que la Porphyromona

gingivalis es una de las bacterias causantes de la periodontitis

crónica, su tratamiento es la remoción el biofilm y la utilización

una sustancia local antimicrobiana como la clorhexidina al

0,12%20.

María Valentina Camejo Suáres demostró en su estudio in vitro

realizado sobre Streptococcus mutans para comprobar que

enjuague bucal es más efectivo teniendo como controles

compuesto fenólico, sanguinarina y gluconato de clorhexidina, al

medir los halos de inhibición dio como resultado que el enjuague

con gluconato de clorhexidina produce sensibilidad a

Streptococcus mutans 27.

Según Herrera, Herrera y Chávez en su investigación del

gluconato de clorhexidina al 0,12% para disminuir la cantidad de

Estreptococos mutans presentes en el cepillo dental, pepes

(chupones) y biberones, demostraron que el gluconato de

clorhexidina al 0,12% en spray disminuyo la cantidad de

Estreptococos mutans en 99.99% en pepes (chupones), 99.58% en

cepillos dentales y 96.72% en biberones 28.

Yévenes y cols. demostraron el efecto inhibitorio de colutorios de

clorhexidina al 0,12% y 0,1% en pacientes determina que esta

sustancia disminuye la cantidad de placa bacteria (biofilm), los

resultados que obtuvieron fueron que la clorhexidina al 0,1% tiene

la capacidad de evitar la producción de placa bacteriana o biofilm

y ser antimicrobiana como colutorio.29

2.5.3. Sustantividad

El efecto antimicrobiano de la clorhexidina es prolongado por poseer alta

sustantividad, la clorhexidina es una sustancia que se suspende en boca al

unirse con proteínas de la saliva y se liberan durante un periodo de 8-12 horas

37

e incluso puede liberarse bajas cantidades hasta 24 horas después de la

administración3.

2.5.4. Efectos Adversos

Produce tinción en las estructuras dentarias y en la lengua3.

Causas afecciones en el sentido del gusto3.

Puede ocasionar ulceraciones de la mucosa30.

Deja un sabor amargo30.

Sensación de quemazón en la cavidad bucal30.

38

CAPÍTULO III

3. METODOLOGÍA

3.1. Tipo de Diseño de la Investigación

Según las características presentes en la investigación, el estudio de tipo experimental in

vitro y prospectivo

Experimental in vitro: Se va a evaluar el efecto inhibitorio del Aloe vera

(L.) Burm.f. al 100% sobre la Porphyromona gingivalis.

Prospectivo: Los datos se registrarán en un periodo de tiempo

determinado desde el desarrollo del estudio en el presente hacia su

posterior evolución.

3.2. Población y muestra de estudio

Población: 15 cajas Petri inoculadas con Porphyromona gingivalis

derivada del ATCC 33277, con tres repeticiones en cada caja Petri de los

diferentes tratamientos (15 repeticiones de cada tratamiento).

Muestra: 15 cajas Petri inoculadas con Porphyromona gingivalis

derivada del ATCC 33277, con tres repeticiones en cada caja Petri de los

diferentes tratamientos (15 repeticiones de cada tratamiento).

3.2.1. Tipo de muestreo

Muestra no probabilística: Se utilizaron 15 cajas Petri inoculadas con

Porphyromona gingivalis ATCC 33277, con tres repeticiones en cada caja

Petri de los diferentes tratamientos (15 repeticiones de cada tratamiento)

con tres tratamientos de Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% y clorhexidina al

0,12% como control positivo y suero fisiológico como control negativo, la

muestra cumplió con los criterios de inclusión.

39

3.2.2. Unidad de muestra

Se trabajó con una cepa de Porphyromona gingivalis ATCC 33277,

importado por Medibac-Inc S.A identificadas por el laboratorio

microbiológico.

3.3. Criterios de inclusión y exclusión

3.3.1. Criterios de inclusión

Cajas Petri que contengan colonias de Porphyromona gingivalis ATCC

33277 no contaminadas.

Halo de inhibición formados por el Aloe vera (L.) Burm.f. definidos, que

permitan su descripción y medición.

3.3.2. Criterios de exclusión

Cajas Petri que contenga colonias de Porphyromona gingivalis ATCC

33277 contaminadas.

Halo de inhibición formado por el Aloe vera (L.) Burm.f. que no sea

definido y a su vez no permita su descripción de manera correcta por ser

ambiguo.

40

3.4. Operacionalización de variables

VARIABLES DEFINICIÓN CLASIFICA-

CIÓN

INDICADOR

CATEGÓRICO

ESCALA DE

MEDICIÓN

Independiente

Aloe vera (L.)

Burm.f.

Es una sustancia de

origen natural que

presenta grandes

propiedades como un

antibacterial

Cuantitativo Concentración

100% Ordinal

Dependiente

Porphyromona

gingivalis ATCC

33277

Halo de

inhibición (mm)

Es una especie

bacteriana que se

encuentra

principalmente en el

surco gingival,

cuando no se

presenta una correcta

salud periodontal, en

ocasiones se

encuentra en la legua,

amígdalas, raras

veces en la saliva.

Cuantitativo

Halo inhibición

(mm)

(escala)

De razón

Control

Clorhexidina

Es una sustancia que

actúa sobre agentes

tensioactivos

aniónicos.

Agente antiplaca

Cuantitativa

Concentración

0.12%

Ordinal

Tabla 1: Cuadro de Operacionalización de variables


Elaboración: J. Suárez, 2017.

41

3.5.Materiales y métodos

3.5.1. Materiales para realizar el cultivo

Caldo nutriente: Tripticasa de soya

Medio de cultivo estéril: Agar sangre en caja Petri.

Solución salina estéril.

Hisopos.

Mechero.

Autoclave.

Plancha caliente con agitación.

Refrigeradora.

Cámara para cultivo de anaerobios.

Bolsas para anaerobios.

3.5.2. Materiales para determinar el efecto antimicrobiano

Cepa de Porphyromona gingivales ATCC 33277

Aloe vera (L.) Burm.f. al 100%

Clorhexidina al 0.12%

Suero fisiológico

Papel filtro cortado en discos pequeños

Vaso de precipitación con etanol al 70%

Vasos de precipitación

Pinzas

Mechero

Incubadora

Cajas Petri

Gradillas

Utilería (5)

o Gorro

o Mascarilla

o Mandil

42

o Guantes

o Libreta de apuntes

Tubo de ensayo

Asa de inoculación

3.5.3. Materiales para recolección de datos

Ficha para lectura de los halos.

Regla en mm.

3.6. Procedimientos y técnicas

3.6.1. Activación de la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC 33277

1. Se realizó el autoclavado durante una hora a 121°C de los

materiales (cajas Petri, discos de fieltro, caldo de nutrientes

(tripticasa de soya), hisopos) para realizar la activación de la cepa

Porphyromona gingivalis ATCC 33277. (Fig. 12) (Fig. 13)

Fig. 12: Autoclavado del material


43

Fig. 13: Materiales autoclavados.


2. Una vez esterilizados los materiales para la activación de la cepa

Porphyromona gingivalis ATCC 33277, se procedió a realizar el

cultivo en siete tubos de ensayo que contenían caldo nutriente

(tripticasa de soya) estéril (Fig. 14) y la bacteria que se encontraba

en pellets (Fig. 15). La activación se realizó mediante la técnica de

contacto (Fig. 16).

Fig. 14: Tubos de ensayo con caldo de nutrientes


44

Fig. 15: Cepa de Porphyromona gingivalis derivada del ATCC 33277.


Fig. 16: Activación de Porphyromona gingivalis por técnica de contacto.


3. Se etiquetó (Fig. 17) y colocó los tubos de ensayo ya inoculados

con la bacteria en cámaras anaerobias con sobres captadores del

oxígeno (Fig. 18), en la incubadora a 37°C durante un periodo de

15 días (Fig. 19).

45

Fig. 17: Etiquetado


Fig. 18: Cámara anaerobia


46

Fig. 19: Incubadora a 37°

Fuente: Investigación – J. Suárez, 2017

4. Transcurridos los 15 días, se procedió a inocular la bacteria la cual

se encontraba en caldo de nutrientes (tripticasa de soya), en agar

sangre (Fig. 20) y se colocó en la incubadora a 37°C durante un

periodo de 15 días más.

Fig. 20: Siembra en agar sangre.


3.6.2. Determinación del efecto inhibitorio

1. Se realizó la obtención del extracto de Aloe vera. (Fig. 21)

47

Fig. 21: Obtención de extracto de Aloe vera.


2. Se procedió a colocar los tres tratamientos (suero fisiológico,

clorhexidina al 0,12% y Aloe vera al 100%) en vasos de

precipitación. (Fig. 22)

Fig. 22: Colocación de los tratamientos en los vasos de precipitación


3. Al transcurrir los 15 días de activación de la cepa en agar

sangre, se procedió a etiquetar y sembrar la bacteria

Porphyromona gingivalis ya activada en 15 cajas Petri las

cuales contenían agar sangre. (Fig. 23) (Fig. 24) (Fig. 25)

48

Fig. 23: Cultivo de Porphyromona gingivalis (15 días).


Fig. 24: Etiquetado.


49

Fig. 25: Sembrado de Porphyromona gingivalis.


4. Se embebieron las sustancias en los discos de papel filtro y se

colocaron tres discos en cada caja Petri. (Fig. 26) (Fig. 27). Se

procedió a colocar las cajas Petri en cámaras anaerobias con

bolsas captadoras de oxígeno y esto a su vez en la incubadora a

37°C hasta que se cumpla las 48 hora de exposición de cada

tratamiento.

Fig. 26: Colocación de discos de filtro con tratamientos.


50

Fig. 27: Cajas Petri con Porphyromona gingivalis.

a) Clorhexidina, b) Suero fisiológico, c) Aloe vera


5. Se realizó la primera medición a las 48 horas de incubación

de los tratamientos. (Fig. 28) (Fig. 29)

Fig. 28: Medición del halo de inhibición a las 48 horas.


Fig. 29: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 48 horas de incubación.


51

6. La segunda medición se la realizó a las 72 horas de haber

incubado los tratamientos. (Fig. 30) (Fig. 31)

Fig. 30: Medición del halo de inhibición a las 72 horas de incubación.


Fig. 31: a) Clorhexidina b) Suero fisiológico c) Aloe vera a las 72 horas de incubación.


a

b

c

52

CAPÍTULO IV

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Resultados

Prueba de Normalidad:

Primeramente, se debe verificar que las muestras tomadas provienen de una población

con distribución Normal, esto se realiza con las pruebas de Kolmogorov - Smirnov o con

la prueba de Shapiro - Wilk (menor a 20 datos).

Si las muestras provienen de poblaciones con distribución normal entonces se realizan

pruebas paramétricas (media, desviación estándar): T student, ANOVA.

Si las muestras No provienen de poblaciones con distribución normal entonces se realizan

pruebas no paramétricas (orden, signos): Mann Whitney, Kruskal Wallis, Wilcoxon.

Para cada prueba de Hipótesis, se compara el valor de significación con el 0,05 (95% de

confiabilidad), si el nivel de significación es superior a 0,05 se acepta Ho (hipótesis

inicial), si es inferior a 0,05 se acepta Ha (hipótesis alterna).

Hipótesis a demostrar

Ho: Las muestras SI provienen de poblaciones con distribución Normal.

Ha: Las muestras NO provienen de poblaciones con distribución Normal.

Advertencias

Suero Fisiológico 48 horas de incubación es constante.

Aloe vera 48 horas de incubación es constante.

Suero Fisiológico 72 horas de incubación es constante.

Aloe vera 72 horas de incubación es constante.

Tabla 2: Tabla de advertencias

Fuente: Investigación

Autor: Ing. Jaime Molina

53

Pruebas de normalidad

Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk

Estadístico Gl Sig. Estadístico Gl Sig.

Clorhexidina 48 horas 0,339 15 0,000 0,728 15 0,001

Clorhexidina 72 horas 0,355 15 0,000 0,746 15 0,001

Tabla 3: Prueba de normalidad



De la prueba de Normalidad de Shapiro-Wilk, todos los valores de significación (Sig) de

los grupos experimentales son inferiores a 0,05 (95% de confiabilidad), esto es, se acepta

Ha, las muestras NO provienen de poblaciones con distribución Normal, por lo que para

la comparación de medias o medianas se realiza con pruebas NO paramétricas: Kruskal

Wallis.

54

Pruebas no paramétricas Kruskal Wallis: 48 horas

Ho: (hipótesis nula) Las muestras proceden de poblaciones con la misma distribución de

probabilidad (Medias similares).

Ha: (hipótesis alternativa) Existen diferencias respecto a la tendencia central de las

poblaciones.


Porphyromona gingivalis, después de 48 hora de aplicación de cada tratamiento


Elaboración: Ing. Jaime Molina

Gráfico 1: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 48 horas de

incubación.



En la tabla 4 y grafico 1 podemos observar la suma y la obtención de una cantidad media

de los halos de inhibición de cada uno de los tratamientos a las 48 horas de exposición.

Descriptivos

TRATAMIENTO 48 Horas de incubación.

N Media

Desviación

Estándar

Error

Estándar

95% del intervalo de confianza

para la media

Mínimo Máximo Límite inferior Límite superior

Suero Fisiológico 15 0,00 0,000 0,000 0,00 0,00 0 0 Clorhexidina 15 10,13 6,446 1,664 6,56 13,70 5 20

Aloe vera 15 21,00 0,000 0,000 21,00 21,00 21 21 Total 45 10,38 9,403 1,402 7,55 13,20 0 21

0,00

10,13

21,00

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

Suero Fisiológico Clorhexidina Aloe vera

TRATAMIENTO 48 Horas

55

Gráfico 2: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes.



En el grafico 2 se observa los intervalos de medición de cada una de las sustancias es

decir del suero fisiológico es de 0, de la Clorhexidina va a ir de 5 a 20 mm y del Aloe vera

es de 21mm a las 48 horas de exposición.

De la Prueba de Kruskal-Wallis el valor de significación calculado (Sig. asintótica =

0,000) es menor a 0,05 (95% de confiabilidad), luego aceptamos Ha, esto es, existen

diferencias significativas con respecto a la tendencia central de las poblaciones. Para

verificar cuáles son diferentes se realizan pruebas dos a dos:

56

Gráfico 3: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 Horas de incubación.



Tabla 5: Comparaciones por parejas de sustancias a las 48 horas de incubación.


Autora: Ing. Jaime Molina

En el grafico 3, tabla 5 se puede observar que cada sustancia es diferente una de la otra

ya que se realizó comparaciones dos a dos, y se presentó datos menores a 0,05 a las 48

horas de exposición.

57

Pruebas no paramétricas: 72 horas de incubación.

Ho: (hipótesis nula) Las muestras proceden de poblaciones con la misma distribución de

probabilidad (Medias similares).

Ha: (hipótesis alternativa) Existen diferencias respecto a la tendencia central de las

poblaciones.


Porphyromona gingivalis, después de 72 hora de aplicación de cada tratamiento



Gráfico 4: Medias de los halos de inhibición de cada tratamiento a las 72 horas de

incubación.



En la tabla 4 y grafico 1 podemos observar la suma y la obtención de una cantidad media

de los halos de inhibición de cada uno de los tratamientos a las 72 horas de exposición.

Descriptivos


N Media

Desviación

Estándar

Error

estándar

95% del intervalo de confianza

para la media

Mínimo Máximo Límite inferior

Límite

superior

Suero

Fisiológico 15 0,00 0,000 0,000 0,00 0,00 0 0

Clorhexidina 15 10,33 6,287 1,623 6,85 13,81 5 20

Aloe vera 15 21,00 0,000 0,000 21,00 21,00 21 21

Total 45 10,44 9,368 1,396 7,63 13,26 0 21

0,00

10,33

21,00

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

Suero Fisiológico Clorhexidina Aloe vera


58

Gráfico 5: Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes



En el grafico 2 se observa los intervalos de medición de cada una de las sustancias es

decir del suero fisiológico es de 0, de la Clorhexidina va a ir de 5 a 20 mm y del Aloe vera

es de 21mm a las 72 horas de exposición.

De la Prueba de Kruskal-Wallis, el valor de significación calculado (Sig. asintótica =

0,000) es menor a 0,05 (95% de confiabilidad), luego aceptamos Ha, esto es, existen

diferencias significativas con respecto a la tendencia central de las poblaciones. Para

verificar cuáles son diferentes se realizan pruebas dos a dos:

59

Gráfico 6: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 Horas de incubación.



Tabla 7: Comparaciones por parejas de sustancias a las 72 horas de incubación.


Autora: Ing. Jaime Molina

En el grafico 3, tabla 5 se puede observar que cada sustancia es diferente una de la otra

ya que se realizó comparaciones dos a dos, y se presentó datos menores a 0,05 a las 48

horas de exposición.

A las 48 horas y 72 horas de incubación, todas las muestras son diferentes, menor valor

tiene el Suero Fisiológico, en la posición intermedia se ubica la Clorhexidina y los valores

más altos corresponden al Aloe vera.

60

4.2.Discusión

El presente trabajo consiste en la determinación in vitro del efecto inhibitorio del Aloe

vera (L.) Burm.f. al 100% y la Clorhexidina al 0,12% sobre la Porphyromona gingivalis

derivada del ATCC 33277.

Antonio Vega y cols.12 indicaron en su estudio que la planta de Aloe vera presenta

propiedad antimicrobiana, en mi investigación también se pudo comprobar el mismo

resultado ya que se presentó efecto antimicrobiano sobre la Porphyromona gingivalis.

En el estudio realizado por Mohammadmehdi y Jamshid13 determinaron la actividad

inhibitoria del Aloe vera sobre bacterias cariogénicas y periodontopáticas (Porphyromona

gingivalis), obteniendo como resultado un halo de inhibición de 32mm sobre la

Porphyromona gingivalis13, estos datos concuerdan con mi estudio ya que se produjo halo

de inhibición de 21mm, poseyendo efecto inhibitorio.

M. Saavedra y cols.14 en la investigación realizada con el Aloe vera en Streptococcus

mutans no presentó efecto inhibitorio14, a diferencia de este estudio que si se obtuvo

efecto inhibitorio sobre la Porphyromona gingivalis.

Reinaldo Rivero Martínez y cols.15 demostraron que el Aloe vera produjo efecto

inhibitorio y este concuerda con mi investigación ya que se pudo comprobar que el Aloe

vera presento efecto inhibitorio sobre la bacteria Porphyromona gingivalis.

Martínez, Betancourt y cols.16, determinaron que el Aloe vera, en estado natural, produjo

efecto inhibitorio sobre varias bacterias entre las cuales Staphylococus areus, Bacillus

subtilis, Escherichia coli, Pseudonomas aeruginosa y Candida albicans. También en mi

investigación, se demostró que el Aloe vera es una sustancia que posee efecto inhibitorio.

Alarcón y Fernández17 demostraron que el Aloe vera es una sustancia con múltiples

propiedades entre la que se destaca antibacterial y se puedo comprobar con el presente

estudio, que existe efecto antibacterial sobre la Porphyromona gingivalis, siendo el Aloe

vera una sustancia eficaz.

61

Musmeci y Lezcano18 indicaron que Aloe vera con diluciones del 70% y 50% posee

acción antimicrobiana sobre Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Pseudomonas

aeruginosa y Candida albicans, se pudo contrastar con mi estudio porque se produjo

acción antimicrobiana sobre la Porphyromona gingivalis.

Donald Ramos y cols.20 demostraron que la Porphyromona gingivalis se puede combatir

con un agente local como la Clorhexidina ya que posee efecto antimicrobiano, por lo

tanto, se pudo evidenciar en mi investigación que existió actividad antimicrobiana sobre

la Porphyromona gingivalis.

María Valentina Camejo Suáres27 en su estudio in vitro sobre Streptococcus mutans

demostró que los enjuagues bucales a base de gluconato de Clorhexidina son eficaces ya

que producen sensibilidad bacteriana, en mi estudio también se demostró que la

Clorhexidina produjo sensibilidad bacteriana e inhibición sobre la Porphyromona

gingivalis.

Herrera, Herrera y Chávez28 demostraron que el gluconato de Clorhexidina al 0,12%

produjo una disminución favorable del Estreptococos mutans produciendo inhibición, en

mi investigación se logró comprobar que la Clorhexidina al 0,12% causó inhibición sobre

la Porphyromona gingivalis.

Yévenes y cols.29 determinaron que al 0,1% de colutorios de Clorhexidina presentó la

capacidad de impedir la adherencia de la placa bacteriana (biofilm) y poseer efecto

antimicrobiano eficaz, en mi estudio la Clorhexidina al 0,12% presentó efecto

antimicrobiano sobre la Porphyromona gingivalis.

62

CAPÍTULO V

5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

5.1. Conclusiones

1. El efecto inhibitorio del Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% fue mayor frente a la

Clorhexidina al 0,12% sobre la Porphyromona gingivalis.

2. A las 48 y 72 hora de exposición el Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% produjo mayor

sensibilidad sobre la Porphyromona gingivalis.

3. El Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% presento un efecto inhibitorio mayor al que

produjo la Clorhexidina al 0,12%, frente a la Porphyromona gingivalis.

4. En la obtención de los datos estadísticos podemos concluir se presentó datos

significativos ya que se descartó las hipótesis nulas.

63

5.2. Recomendaciones

1. Se recomienda realizar diluciones del Aloe vera (L.) Burm.f. para que facilite la

manipulación de la sustancia ya que es viscosa y presenta dificultad para su

manipulación.

2. Realizar más estudios con mayor número de repeticiones que ayuden a comprobar

el efecto que produce con más muestras y posibles errores.

3. Aplicar la sustancia de Aloe vera (L.) Burm.f. al 100% en la cavidad bucal en los

seres humanos, para de esta manera determinar si el efecto inhibitorio es el mismo.

4. Se recomienda realizar mayor cantidad de repeticiones que permita tener un

mayor rango de probabilidades y margen de error.

64

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68

ANEXOS

Anexo 1: Certificado de traducción

69

Anexo 2: Solicitud al Director del Departamento de Ciencias de la Vida y la Agricultura

de la Universidad de las Fuerzas Armadas

70

Anexo 3: Permiso de ingreso al Laboratorio de Microbiología de la Carrera de

Ingeniería en Biotecnología de la Universidad de las Fuerzas Armadas

71

Anexo 4: Certificado de elaboración de la Clorhexidina al 0,12%

72

Anexo 5: Certificado de Autenticidad de la cepa Porphyromona gingivalis derivada del

ATCC 33277

73

Anexo 6: Ficha para lectura de los halos de inhibición

74

Anexo 7: Desechos de la muestra

89

Anexo 8: Certificado del Estadístico

90

Anexo 9: Certificado de realización de las pruebas microbiológicas

91

Anexo 10: Certificado de Esterilización

92

Anexo 11: Certificado de Aprobación del SEISH-UCE

93

Anexo 12: Análisis URKUND

universidad central del ecudor facultad de ......yo, jhoselin andrea suÁrez cerÓn, con c.i....

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