Titulo:

EVALUACION DEL VALOR NUTRICIONAL DE UN EXTRACTO LIPIDICO Y UN

CONCENTRADO PROTEÍNICO DE LANGOSTILLA (Pleuroncodes planipes) PARA EL

CAMARON BLANCO Litopenaeus vannamei

Tesis presentada para la obtención del grado deMAESTRO EN CIENCIAS PECUARIAS

ante elPOSGRADO INTERINSTITUCIONAL

EN CIENCIAS PECUARIASde la Universidad de Colima

porErnesto Goytortúa Bores

COMITÉ TUTORIAL

DR. ROBERTO CIVERA CERECEDODRA. ELIZABETH CRUZ SUÁREZ

DR. DOMENICO VOLTOLINA LOBINA

Colima, Col., México. Septiembre 2000

ÍNDICE

RESUMEN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1

ABSTRACT . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2

I. INTRODUCCIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

II. HIPOTESIS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9

III. OBJETIVOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10

IV. REVISIÓN DE LITERATURA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11

4.1 Generalidades . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11

4.2 Composición química . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11

4.3 Usos potenciales de la langostilla . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13

V. MATERIAL Y MÉTODOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17 5.1

Material biológico y organis mo experimentales . . . . . . . . . . . . . . . . 17 5.2 Materias

primas e ingredientes especiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17

5.3 Alimento de referencia. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

5.3.1 Composición

5.3.2 Fabricación

5.3.3 Estabilidad en agua

5.4 Sistema de cultivo para experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23 5.5

Experimento de crecimiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24

5.5.1 Alimentos experimentales

5.5.2 Condiciones de cultivo y controles periódicos

5.5.3 Criterios de evaluación

5.5.4 Análisis estadísticos

5.6 Experimento de digestibilidad . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

5.6.1 Alimentos experimentales

5.6.2 Condiciones de cultivo y controles periódicos

5.6.3 Criterios de evaluación

5.6.4 Análisis estadísticos

5.7 Análisis químicos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30

5.7.1 Análisis químico proximal

5.7.2 Lípidos totales

Proteína soluble

Energía bruta

Oxido crómico

Principales clases de lípidos

Electroforesis

Actividad enzimática

VI. RESULTADOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36

6.1 Análisis químico proximal de ingredientes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36

6.2 Ensayo de crecimiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37

6.3 Ensayo de digestibilidad . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41

VII. DISCUSIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48

7.1 Ensayo de crecimiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48

7.2 Ensayo de digestibilidad . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 56

VIII. CONCLUSIONES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66

IX. LITERATURA CITADA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68

APENDICE I . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

e minerales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21

Tabla 4 Composición de la premezcla de vitaminas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22

Tabla 5. Composición de alimentos experimentales para experimento

de crecimiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

Tabla 6. Composición de alimentos experimentales para experimento

de digestibilidad . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 28

Tabla 7. Composición química proximal de ingredietes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36

Tabla 8. Composición química proximal y estabilidad de los alimentos

experimentales utilizados en el experimento de crecimiento . . . . . . . . . . . . . . . . 37

Tabla 9. Condiciones de cultivo del experimento de crecimiento . . . . . . . . . . . . . . 38

Tabla 10. Composición química proximal y estabilidad de los alimentos

experimentales utilizados en el experimento de digestibilidad in vivo . . . . . . . . . . 42

Tabla 11. Condiciones de cultivo del experimento de digestibilidad . . . . . . . . . . . 42

Tabla 12. Principales clases de lípidos en hepatopáncreas de pre-adultos de

Litopenaeus vannamei alimentados con las dietas experimentales . . . . . . . . . . . . . . 46

Tabla 13. Indice hepatosomático, proteína soluble y actividad enzimática de

camarones L. vannamei alimentados con los tratamientos experimentales . . . . . 47

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Usos potenciales para la langostilla Pleuroncodes planipes . . . . . . . . . . . 13

Figura 2. Obrtención de un concentrado proteínico y un extracto lipídico de

langostilla (Pleuroncodes planipes) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19

Figura 3. Sobrevivencia, tasa de crecimiento y alimento consumido promedio

por tratamiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39

Figura 4. Número promedio de mudas por tratamiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40

Figura 5. Factor de conversión alimenticia y eficiencia proteínica promedio por

tratamiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41

Figura 6. Digestibilidad aparente de proteínas y de lípidos, energía disponible

promedio por tratamiento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44

Figura 7. Electroforesis en gel SDS-PAGE de músculo de juveniles de L. vannamei

alimentados con la diferentes tratamientos experimentales . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45

ESTE DOCUMENTO SE DEDICA A LA MEMORIA DE MI PAPA:

LIC. HORACIO GOYTORTUA RIVERA

Y A MI MAMA:

BERTHA BORES DE GOYTORTUA

A QUIENES LES DEBO TODO

AGRADECIMIENTOS:

A mi familia, muchas gracias por su amor y apoyo incondicional en todo momento.

Al Dr. Roberto Civera, quien no solo fue un excelente asesor, sino es un excelente amigo.

A Tere por todo el tiempo y cariño brindado sin condiciones, en la buenas y en las malas.

A IBQ Sonia Rocha, cIBQ Dolores Rondero y Luis integrantes del Laboratorio de Análisis Proximal, por

su apoyo.

A la palomilla, por ser amigos(as) en todos momentos, muchas gracias por el apoyo académico y personal

siempre brindando.

Al Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C. y a su director el Dr. Mario Martínez M. por la

facilidades prestadas para el buen desarrollo de esta investigación.

Al CONACyT por la beca de estudios de Maestría con la cual fui apoyado.

A la Federación Regional de Sociedades Cooperativas de la Industria Pesquera “Baja California” F.C.L., a

la S.C.P.P. “Pescadores Nacionales de Abulón” S.C. de R.L., a la S.C.P.P.R. “Leyes de Reforma” S.C. de

R.L., a la Promotora Industrial Acuasistemas S.A. de C.V., y al Ing. Cesar García gerente general de

Conservera San Carlos S.A. de C.V. por el apoyo brindado al proyecto CIB-96-COLAB-029-

FEDERACION, así como a los Acuacultores de la Paz (APSA) por el apoyo brindado.

A FOSIMAC por el apoyo brindado al proyecto “Aprovechamiento Integral de la langostilla Pleuroncodes

planipes y su uso en la alimentación de camarones peneidos”. Clave 980106024.

Al Dr. Carlos Martínez Palacios y al personal de la Unidad de Investigación y Desarrollo Tecnológico en

Acuicultura y Manejo Ambiental del CIAD, A.C. por haberme permitido integrarme al grupo de

estudiantes de posgrado, a los cuales también agradezco profundamente su amistad y compañerismo.

Agradezco a los doctores. Miguel A. Galina Hidalgo y Enrique Silva Peña, a la Lic. Hermelinda

Rodríguez Montaño y a todas las personas de la Universidad de Colima por el apoyo recibido en los

tramites y seminarios del PICP.

A mis sinodales Dra. Elizabeth Cruz Suárez y Dr. Domenico Voltolina Lobina, por su tiempo invertido en

la lectura del presente documento y por las observaciones hechas para el mejoramiento del presente

documento.

A todos mi compañeros de trabajo por el tiempo dedicado a responder a mis dudas.

A todas aquellas personas; amigos, compañeros y conocidos que me ofrecieron su ayuda desinteresada

para la buena realización del presente trabajo.

RESUMEN

Se determinó el valor nutricio de varios productos obtenidos a partir de langostilla mediante unexperimento de crecimiento y uno de digestibilidad con juveniles de Litopenaeus vannamei. La langostillaliofilizada se sometió a un proceso de extracción con éter de petróleo dando como resultado un extractolipídico y un concentrado proteínico. Los camarones fueron alimetandos con ocho dietas en las cuales laharina de sardina y el aceite de atún fueron parcial, o totalmente, reemplazados por los subproductos delangostilla.

Los resultados muestran que la fracción proteínica incrementa el crecimiento y el consumo de alimentoindicando la presencia del promotor de crecimiento. La inclusión de los productos de langostilla aumentael aprovechamiento de la proteína dietaria. El extracto lipídico de langostilla y el aceite de langostillaresultan ser excelentes sustitutos del aceite de atún en alimento balanceado para L. vannamei.

ABSTRACT

The nutritional value of several red crab products was evaluated throught two feeding trials(growth and digestibility) on juvenile shrimp (Litopenaeus vannamei). Freeze-dried red crab was submitedto an petroleum ether extraction resulting in a lipid extract and a protein concentrated. The shrimp werefed eigth diets in which sardine meal and tuna oil were partial, or total, replaced by the red crab products.

The results show the protein fraction enhances growth and feed consumption, indicating that itmay contain a growth promotor. The inclusion of red crab products in the diet increases proteinassimilation. Although the lipid extract and the red crab oil do not increase growth rate or proteindigestibility, they are excellent substitutes for tuna oil used in feeds for Litopenaeus vannamei.

I. INTRODUCCIÓN

La acuicultura es una de las disciplinas pecuarias que mayor crecimiento ha tenido a nivel mundial en losúltimos años. New (1997) reporta que de 1984 a 1995 la producción mundial por acuicultura aumentó un177%, y espera que dicha tendencia continúe. Este incremento en la producción es causado por laaparición de nuevas granjas, expansión en superficie de granjas existentes y por la intensificación en elsistema de cultivo, lo que a su vez tiene como consecuencia un incremento en el uso de alimentobalanceado, cuya producción también se ha visto incrementada. Tacon (1999) reporta que la producciónde estos alimentos fue de 11.5 millones de toneladas métricas en 1997, y tomando en cuenta la tasa decrecimiento del sector acuícola calcula que para el año 2000 se producirá alrededor de 14.5 millonestoneladas métricas.Si bien podemos considerar que no existen problemas mayores con el abasto de alimento balanceado, yaque la oferta cubre la demanda, no necesariamente su calidad es satisfactoria. El uso de alimento de bajacalidad representa un alto costo económico y ecológico, ya que si no proporciona los nutrientes requeridospor la especie bajo cultivo aumenta el riesgo de enfermedades por desnutrición y/o afecta el crecimientode los organismos; además el alimento no consumido y no digerido impacta directamente en la ecologíadel sistema de cultivo y su entorno. Por otro lado, el alimento representa el principal costo de producciónen sistemas de cultivo semi-intensivo e intensivo (Díaz, 1999) y su calidad y rentabilidad depende de losingredientes que lo componen, del proceso utilizado en su elaboración y del manejo que se le de en lagranja (Subramanyam, 1994), por lo cual el uso de alimento elaborado a partir de ingredientes de buenacalidad y elaborados con técnicas apropiadas, aumenta la probabilidad de éxito de un cultivo en términostanto económicos como ecológicos (Sudaryono, Hoxey, Kailis y Evans, 1995).El ingrediente que mayor impacto tiene sobre la calidad del alimento es la fuente de proteínas, que por sucosto y porcentaje de inclusión (hasta 60%) tiene un efecto directo sobre la economía del cultivo y que porsu naturaleza nitrogenada, puede impactar directamente la ecología del entorno. Dos tercios de la proteínautilizada en alimentos acuícolas proviene de harina de pescado (McCoy, 1990), por lo que la dependencia

de este insumo resulta ser un problema ya que la harina de pescado no solo es utilizada para la elaboraciónde alimento balanceado para acuicultura, sino además es ampliamente utilizada por el sector avícola y elsector porcícola entre otros, que son los principales consumidores de este insumo (aproximadamente un 55y 20% respectivamente), por lo que la adquisición de harina de pescado es sumamente competida sobretodo, cuando se trata de adquirir una harina de buena o excelente calidad, necesaria para los alimentosacuícolas de calidad.Una harina de pescado de excelente calidad se caracteriza por tener una alta palatabilidad, proteínas conbuena digestibilidad y nivel de aminoácidos esenciales disponibles en cantidad suficiente para cubrir losrequerimientos de la especie bajo cultivo, además de altos niveles de energía (Webster y Tidwell, 1992;Hardy, 1998). Son estas características las que hacen a la harina de pescado un ingrediente muy solicitadopor la industria de alimentos balanceados, y el nivel de producción de estas harinas es la principaldesventaja, ya que es un ingrediente escaso y con un futuro poco alentador ya que la captura de pecesdestinados a la elaboración de harinas, si bien mostró un crecimiento constante de los 60’s a los 80’s, se hamantenido constante desde entonces (Rumsey, 1993; Hardy, 1998), y se espera que estos niveles deproducción no aumenten (Chamberlain y Rosenthal, 1995).Debido a estos problemas diversos investigadores han dirigido su interés hacia la búsqueda de ingredientesque sustituyan, parcial o totalmente, a la harina de pescado. Las fuentes proteínicas que sustituyan a laharina de pescado deberán estar fácilmente disponibles, ser económicamente accesibles y tener unacalidad nutricia adecuada (Mazid, Zaher, Begun, Ali y Nahar, 1997; Mendoza, Aguilera y Montemayor,1998). Tratando de identificar ingredientes que cumplan estas características, se han evaluado ingredientestanto de origen vegetal como de origen animal (Métailler y Guillaume, 1999).Entre los ingredientes de origen vegetal analizados se encuentran subproductos de semillas de oleaginosas,proteínas unicelulares, concentrados proteínicos, subproductos agro-industriales, macrofitas acuáticas, asícomo también semillas y hojas de leguminosas (Olvera-Novoa y Olivera-Castillo, 1998; Martínez-Palacios, Chávez-Sánchez, Olvera-Novoa y Abdo de la Parra, 1999). Los resultados de estas evaluacionesson muy variados, pero predomina el hecho que niveles de inclusión altos de proteína de origen vegetal enalimentos acuícolas producen una reducción del crecimiento y una pobre eficiencia alimentaria en losorganismos que los consumen. Este efecto puede deberse al deficiente balance en nutrimentos requeridospor los organismos, a la presencia de factores antinutricionales y/o a la disminución de la palatabilidad yestabilidad de los alimentos (Treviño y Celis, 1999). Aunque ya se cuenta con tecnologías mejoradas parala remoción de factores antinutricionales de los ingredientes de origen vegetal, que permiten incrementarsu tasa de inclusión en alimentos acuícolas (Chamberlain, 1999), persiste el problema de que niveles altosde inclusión de estos ingredientes han mostrado reducir la palatabilidad de los alimentos, principalmenteen especies carnívoras. La soya es el ingrediente que mejor ejemplifica lo anterior y es también la fuenteproteínica de origen vegetal más estudiada (Lovell, 1991; Tacon y Akiyama, 1997; Treviño y Celis, 1999).También existen un gran número de investigaciones que evalúan ingredientes de origen animal terrestrecomo sustitutos de la harina de pescado, los cuales, si bien no contienen factores antinutricionales deorigen como el caso de los ingredientes vegetales, presentan otro tipo de desventaja como es un altocontenido en cenizas y deficiencia en algunos de los aminoácidos identificados como esenciales paraorganismos acuáticos. Los ingredientes obtenidos a partir de desechos de carnicerías y rastros, como es elcaso de la harina de carne y hueso, son deficientes en metionina y tirosina, mientras que altos niveles deinclusión de harina de sangre se ha reportado que provoca una deficiencia en isoleucina debido a un efectoantagónico por el exceso en leucina sobre el metabolismo de la isoleucina (Tacon y Akiyama, 1997).Aunque son pocos, existen trabajos que evalúan el efecto de la inclusión de ingredientes obtenidos a partirde subproductos avícolas sobre el desarrollo de especie acuícolas (Mendoza y Montemayor, 1998). Dentrode los ingredientes de origen animal destacan los provenientes del medio marino, ya que estos ingredientesno solo contienen los nutrimentos requeridos por diferentes especies acuícolas, sino que se ha reportado lapresencia de compuestos que actúan como promotores de crecimiento.Carrillo (1996) define a un factor o promotor de crecimiento como “cualquier elemento que al serincorporado en pequeñas cantidades a la dieta de una especie animal, sin variar de forma considerable sucomposición, logra una aceleración del crecimiento que se refleja en aumento de talla y peso corporal”.Estos elementos pueden actuar de diferentes maneras, que pueden ser:

1.- Nutrientes suministrados en dosis superiores al requerimiento, que actúan como antioxidantes oestimulan la secreción de hormonas. Por ejemplo se ha demostrado que la inclusión de levaduras enalimento para camarón incrementa la tasa de crecimiento (Cuzon, 1999), y este se atribuye al aporte de

vitaminas del complejo B. La astaxantina es otro compuesto que ha mostrado tener un efecto positivo en eldesarrollo de camarones (Meyer, 1998). Ambos compuestos tienen capacidad antioxidante y es a éstacapacidad que se atribuye el efecto promotor de crecimiento. La astaxantina también ha mostrado tener unefecto sobre la secreción de hormonas, ya que su presencia reduce el ciclo de muda y la tasa deecdisteroides en poslarvas de Penaues japonicus (Petit, Nègre-Sadargues, Castillo y Tirlles, 1997).

2.- Hormonas que regulan los procesos de crecimiento, síntesis proteínica y proliferación celular. Se hademostrado que la adición de hormonas estimulantes de la muda acelera la muda y el crecimiento enPenaeus monodon (Qinse, Rui y Chuihong, 1996). Fernández, Ramos, Huberman y Van Wormhoudt(1998) estudiando el efecto de hormonas esteroides de vertebrados sobre células disociadas dehepatopáncreas de Palaemon serratus, observaron que el estradiol y la progesterona estimulaban la síntesisproteínica y al probarlas en un experimento in vivo con Litopenaeus schmitti observaron un acortamientodel ciclo de muda y una mayor eficiencia alimentaria. Richardson, Anderson y Sara (1997) sugieren que laadición de péptidos semejantes a la insulina al alimento balanceado para langosta de agua dulce (Cheraxquadricarinatus) tiene influencia a nivel biológico en procesos relacionados al metabolismo y alcrecimiento.

3.- Agentes antimicrobianos que reducen toxinas microbianas depresoras del crecimiento y la destrucciónmicrobiana de nutrientes esenciales en el tracto gastrointestinal (Visek, 1978). Treviño, Cruz y Ricque(1999) citan que la presencia de antibióticos en alimento balanceado para animales mejora el desarrollo eíndices de conversión alimenticia en organismos juveniles, y relacionan este efecto con el control degérmenes no identificados y débilmente patógenos que residen principalmente en el tracto digestivo.También comentan que cuando evaluaron el uso del antibiótico flavofosfolipol (ingrediente activoutilizado como promotor de crecimiento en terneros, cerdos y aves) en alimento para L. vannamei, dichoproducto actúa como promotor de crecimiento mejorando la sobrevivencia, el nivel de producción(biomasa ganada) y la conversión alimenticia.

4. Enzimas que aumentan la actividad enzimática en el tracto y por lo tanto aumentan la eficiencia deutilización de los alimentos. Buchanan, Sarac, Poppi y Cowan (1997) trabajando con juveniles de P.monodon, incrementaron el valor nutricio de alimentos balanceados, manufacturados con altos porcentajesde ingredientes de origen vegetal, mediante la adición de enzimas exógenas. Davis y Arnold (1998)reportan una mejora en los valores de digestibilidad aparente en L. vannamei por el uso de una enzimaproteolítica en el alimento.Forrellat (1998) evaluó el uso de un producto multienzimático obtenido de hepatopáncreas de camaróncomo aditivo alimentario, y observó que la inclusión de este aditivo en alimento para poslarvas decamarón incrementa significativamente la tasa de crecimiento y estimula la actividad enzimática digestivade los organismos.

5.- Otras sustancias que aumentan la eficiencia de absorción y utilización de los nutrientes. López,Velasco, Hinrischsen, Lawrence y Rutman (1998) observaron que al incluir a un 2% de harina de krill aalimento para L. vannamei se producía un incremento en la tasa de crecimiento, y lo atribuyen a unaumento en el consumo de alimento y/o la presencia de un promotor de crecimiento, aunque no identificanel origen y el mecanismo de acción de este compuesto.En el mismo estado de conocimiento se encuentra la evaluación de la langostilla (Pleuroncodes planipes)como ingrediente proteínico en alimento para camarón. Existen evidencias de que la presencia de harinade langostilla en alimento para L. vannamei provoca un incremento en la tasa de crecimiento, en ladigestibilidad aparente de proteínas y lípidos, en el consumo de alimento y en la frecuencia de muda,aunque el contenido en aminoácidos de la harina de langostilla y no difiere del descrito para la harina depescado y además la digestibilidad aparente de proteína de la harina de langostilla es menor a la de laharina de pescado. Debido a todas estas evidencias se supone la presencia de un promotor de crecimientoen la langostilla, aunque se desconoce su naturaleza y modo de acción.Con el fin de conocer la naturaleza del promotor de crecimiento contenido en la langostilla, el presentetrabajo se propone fraccionar a la langostilla en una parte proteínica y otra lipídica, sin que el proceso deseparación afecte el valor nutricio de cada fracción obtenida. El presente trabajo pretende enriquecer elestado actual de conocimiento en el que se encuentran los estudios sobre el valor nutricio de la langostillaplanteando la hipótesis y los objetivos que se enlistan a continuación.

II. HIPOTESIS

El incremento en la tasa de crecimiento de Litopenaeus vannamei alimentados con dietas balanceadas queincluyen harina de langostilla puede ser debido a la acción de un promotor de crecimiento presente en lafracción proteínica, a la lipídica o a un efecto combinado que puede ser sinérgico.

Los mecanismos de acción de este promotor de crecimiento puede ser el incremento en la digestibilidadaparente de proteínas y lípidos, un incremento en el consumo de alimento, o bien, un acción de tipohormonal. III. OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL

Obtener un extracto lipídico y un concentrado proteínico a partir de la langostilla (Pleuroncodes planipes)y determinar su valor nutricional para el camarón blanco Litopenaeus vannamei.

OBJETIVOS ESPECIFICOS

Obtener un concentrado proteínico y un extracto lipídico a partir de langostilla, usando éter de petróleocomo solución extractora.

Evaluar el valor nutricio del extracto lipídico y del concentrado proteínico para juveniles de camarónblanco Litopenaeus vannamei, midiendo el efecto de la inclusión de los extractos en alimentosexperimentales sobre el crecimiento ponderal, la sobrevivencia, el factor de conversión alimenticia, lacomposición química de los organismos y la digestibilidad aparente in vivo de proteína y lípidos de losalimentos. IV. REVISIÓN DE LITERATURA.

4.1 GENERALIDADESExiste en los litorales mexicanos un gran número de especies que no se explotan con fines comerciales,probablemente porque son poco conocidas o porque no se han observado en una abundancia suficiente queamerite su pesca comercial. Sin embargo, el hecho de que no tengan una demanda de mercado, nosignifica que no puedan ser empleadas como insumo para alimentar otras especies de organismosterrestres o acuáticos, así como para otras industrias.En las costas de Baja California se ha reportado como fauna de acompañamiento en las pesquerías decamarón, atún y sardina el crustáceo Pleuroncodes planipes en cantidades tan importantes que se le llega aconsiderar como una “plaga” (Carrillo-Domínguez, 1993). Aurioles-Gamboa, Balart y Castro-Aguirre(1995) calculan que el rendimiento de pesca durante el período verano-otoño es de 109,000 toneladasmétricas, mientras que para el período frío (invierno-primavera) se ve reducida a 77,000 toneladasmétricas, lo que significa que en promedio se pudieran pescar hasta 93,000 tm anuales. Sin embargo,Aurioles et al. (1995) recomiendan que con el fin de no abatir el recurso, se tome como criterio que elrendimiento potencial sea un 10% de la biomasa estimada, al menos durante los primeros años de lapesquería.

4.2 COMPOSICIÓN QUÍMICALa composición química de la langostilla esta en función de varios factores, siendo los más importantes laetapa de vida en que se encuentra, además de la zona, profundidad y época del año en que se captura. Laproteína (35 a 55%), los minerales (13 a 38% expresado como cenizas) y la quitina (6.8 a 12.1 %) son loscomponentes químicos más abundantes en este recurso (Castro, Carrillo, Pérez y Calvo, 1995), ademáscomo se puede observar en la Tabla 1, posee un buen balance y cantidad de aminoácidos esenciales para eldesarrollo de peces y camarones (Spinelli, Lehman y Wieg, 1974; Gallardo, 1975).

Tabla 1. Composición en aminoácidos de la proteína de la langostilla Pleuroncodes planipes reportada porvarios autores (g/100 g proteína)

Aminoácidos Spinelli et al. (1974) Gallardo (1975) Millán (1992)Treonina@ 5.4 3.9 2.9Valina@ 5.5 7.9 6.7Metionina@ 2.2 2.0 3.2Isoleucina@ 3.7 3.6 6.7Leucina@ 6.6 5.9 9.6Fenilalanina@ 4.3 5.0 4.8Lisina@ 6.1 6.6 10.6Triptofano@ 1.4 1.5 1.1Acido aspártico 15.5 9.2 5.3Acido glutámico 16.9 12.1 8.2Serina 5.5 3.9 2.7Prolina 3.8 4.2 4.5Alanina 6.2 5.8 4.8Glicina 6.3 6.0 7.4Cisteina 1.4 0.8 0.8Tirosina 3.2 9.1 4.3Histidina@ 3.4 2.6 4.8Arginina@ 7.2 7.6 6.7@ Aminoácidos esenciales para peces y camarones.

El contenido en lípidos de la langostilla varía de 4.7 a 14% y estos están compuestos principalmente porácidos grasos poliinsaturados (Pierce, Van der Veen y Olcott, 1969; Spenilli et al. 1974; Gallardo, 1975),destacando el alto contenido en ácido eicosapentaenoico (20:5n3) y en ácido docosahexanoico (22:6n3).También destaca el alto contenido en carotenoides (10-16 mg/100g), lo que convierte a la langostilla enuna excelente fuente de pigmentos, especialmente en astaxantina (Spenilli et al. 1974; Wilkie, 1972).

4.3 USOS POTENCIALES DE LA LANGOSTILLAEl uso que se le pueda dar a la langostilla está en función de su tamaño. Una mayor talla resulta apropiadapara la producción de cola de langostilla en presentación fresca-congelada, para el consumo humano,como sucede en el caso de la explotación comercial de la langostilla chilena Pleuroncodes monodon, yaque aunque no se han llevado a cabo estudios sobre la biomasa de la langostilla bentónica (Aurioles-Gamboa et al. 1995), existen evidencias que indican grandes concentraciones de este recurso (Balartcomunicación personal).La langostilla de menor tamaño, debido a su composición química, puede ser utilizada como insumo paralas industrias del sector de alimentos, del farmacéutico, del biotecnológico y del acuícola. Existen variosestudios dirigidos al desarrollo de tecnologías que permitan su aprovechamiento. En la Figura 1 semuestran los usos potenciales que presenta la langostilla. La mayor parte de los trabajos evalúan a lalangostilla como insumo para alimentos acuícolas, aunque existen trabajos en donde se propone a lalangostilla como insumo en dietas para avicultura y para consumo humano.

Figura 1. Usos potenciales para la langostilla Pleuroncodes planipes (Tomado de Civera, Goytortúa,Rocha, Vega y Nolasco, 1998).

La langostilla ha sido evaluada como ingrediente en la elaboración de botanas (Gallardo, 1975; Jiménez-Beltrán, 1978), así como en dietas para aves de corral, ya sea como aceite y/o como harina, utilizadoscomo fuente de pigmentos obteniendo excelentes resultados (Carillo-Domíngues, 1993; Carrillo, Pérez,Avila y Castro, 1995). También ha sido utilizada como fuente de pigmentos en alimento para truchaarcoiris dando buenos resultados, comparables con los obtenidos al utilizar pigmentos sintéticos (Spinelliet al. 1974; Spinelli y Mahnken, 1978; Coral, Huberman, De la Lanza y Monroy, 1997 y 1998). Roldán,Molina, Cáceres y Civera (1998) al evaluar el poder enriquecedor en ácidos grasos del aceite de langostillaen rotiferos, utilizados como presas vivas para el cultivo de la cabrilla arenera Paralabraxmaculatofasciatus, reportaron que es un excelente enriquecedor en ácidos grasos y pigmentos.Existen evidencias prácticas que muestran que la langostilla entera puede ser utilizada como alimento paramaduración de camarones (Civera et al., 1998b). Van Olst, Ford, Carlberg y Dorband (1976) reportaronmejores resultados cuando usaron langostilla entera congelada como alimento para la langosta Homarusamericanus, que cuando la usaron como harina en dietas balanceadas; Hernández y González (1989)utilizaron harina de langostilla en la fabricación de alimento balanceado para alimentar camarón azul(Litopenaeus stylirostris) y camarón café (Farfantepenaeus californiensis) en estanques con un sistemasemi-intensivo, reportando buenos niveles de producción. Después de este trabajo se han llevado a cabouna serie de experimentos a nivel laboratorio, piloto y comercial para evaluar el efecto de la inclusión deharina de langostilla en alimentos balanceados para camarones peneidos.En 1990, Villarreal, Rivera y Millán reportaron que la harina de langostilla puede sustituir parcialmente ala harina de pescado (16%) y a la pasta de soya (18%) en alimentos balanceados para poslarvas y juvenilesde camarón café (F. californiensis), produciendo crecimientos significativamente superiores a losobtenidos con las dietas sin langostilla. Villarreal y Castro (1992) evaluaron la calidad de alimentoscomerciales para camarón usando juveniles de L. vannamei, en esta evaluación incluyeron un alimentoexperimental en el cual se sustituyó el 25% de la proteína aportada por la harina de desechos de atún porharina de langostilla, y reportaron que fue la dieta con harina de langostilla con la que se obtiene la tasa decrecimiento más elevada, también reportaron una mayor frecuencia de muda en los organismosalimentados con la dieta experimental.Goytortúa (1993), al sustituir 13, 25 y 38% de la proteína aportada por harina de desechos de atún endietas balanceadas para juveniles de L. vannamei, reportó que la inclusión de harina de langostilla acualquier nivel mejora el crecimiento y la digestibilidad aparente de proteínas y lípidos, sin embargo, elcrecimiento solo se mejoró significativamente cuando se sustituyó el 38% de la harina de pescado,mientras que la digestibilidad aparente de proteínas se ve mejorada significativamente a cualquier nivel desustitución. También reportó un incremento significativo en la frecuencia de muda al incluir harina delangostilla a cualquiera de los tres niveles, así como un incremento en el consumo de alimento.Villarreal et al. (1994) evaluaron el efecto de la sustitución de 33, 66 y 100% de la proteína aportada porharina de desechos de atún por harina de langostilla en dietas balanceadas para L. vannamei, y reportaronque un 66% de sustitución resultó ser el más eficiente. También observaron un incremento en el consumode alimento y en la frecuencia de muda al incluir langostilla en los alimentos. Civera et al. (1994)observaron un comportamiento similar al evaluar las dietas anteriores pero con juveniles de F.californiensis.Goytortúa y Civera (datos no publicados; Apéndice I), con el fin de determinar el nivel óptimo desustitución de harina de langostilla por harina de sardina en alimentos para camarón L. vannamei,diseñaron ocho alimentos con niveles de sustitución proteínica de 35, 40, 45, 50, 55 y 65%. Los seisniveles en que la harina de langostilla sustituye a la harina de pescado mejora significativamente la tasa decrecimiento de los organismos, identificándose un margen de sustitución óptimo que va de un 50 a un65%.

Ezquerra, García y Haard (1997a) utilizaron juveniles de L. vannamei para evaluar la digestibilidadaparente de proteínas de la harina de langostilla, utilizando un método in vitro y uno in vivo, y reportanuna digestibilidad de 69% y 66% respectivamente. Ezquerra, García, Civera y Haard (1997b) reporta tasasde crecimiento similares entre los organismos alimentados con dietas a base de harina de anchoveta yaquellos alimentados con una dieta con harina de langostilla.

Los resultados hasta ahora reportados ponen en evidencia que la inclusión de harina de langostilla ensustitución de harina de pescado y de pasta de soya, en alimento balanceado, incrementa la tasa decrecimiento, el consumo de alimento y la frecuencia de muda de juveniles de L. vannamei. También se hamostrado que incrementa la digestibilidad aparente de proteínas y de lípidos de los alimentos, a pesar deque la harina de langostilla no presenta valores altos de digestibilidad, y que su inclusión como sustitutode la harina de pescado en el alimento no modifica el perfil de aminoácidos de la dieta. Estos resultadoshacen suponer la presencia en la harina de langostilla de un compuesto que este actuando como promotorde crecimiento, sin embargo, no se cuenta con la información necesaria para definir de qué se trata y cuáles su mecanismo de acción. A continuación se presenta la metodología seguida para tratar de identificar lanaturaleza de dicho compuesto, así como para lograr tener una primera aproximación del posiblemecanismo de acción del mismo. V. MATERIAL Y MÉTODOS.

El presente trabajo fue realizado en los laboratorios de Nutrición Acuícola del Centro de InvestigacionesBiológicas del Noroeste, S.C. (CIBNOR), en la ciudad de La Paz, Baja California Sur, México.

5.1 MATERIAL BIOLÓGICO Y ORGANISMOS EXPERIMENTALES

La langostilla Pleuroncodes planipes utilizada fue capturada en las afueras de Bahía Magdalena, frente a laIsla Margarita en la costa del estado de Baja California Sur, México, durante el período Noviembre aDiciembre de 1996. Una vez capturada se mantuvo bajo congelación ( -20°C ) hasta su posterior uso en ellaboratorio.Los camarones utilizados en el presente trabajo pertenecen a la especie Litopenaeus vannamei, y fuerondonados por la empresa Acuacultores de la Paz (APSA) ubicada en la ciudad de La Paz, B.C.S. Un primerlote de cuatro mil poslarvas 30 (PL 30), proveniente del laboratorio de producción larvaria, recibió unproceso de aclimatación en el laboratorio de Nutrición Experimental del CIBNOR en tanques de plástico(2 500 l capacidad) y fue alimentado con una combinación de nauplios de Artemia/calamar ycalamar/pelet comercial con 40% de proteína, hasta que los organismos alcanzaran el tamaño requeridopara el experimento de crecimiento.El segundo lote de organismos donados consistió en 250 juveniles de Litopenaeus vannamei obtenidos dela granja de engorda de la empresa APSA. Estos organismos fueron aclimatados en el laboratorio deNutrición Acuícola alimentándolos con una dieta, con 40% de proteína cruda, elaborada en la Planta deAlimentos del CIBNOR hasta el momento de iniciar el experimento de digestibilidad.

5.2 MATERIAS PRIMAS E INGREDIENTES ESPECIALES

A excepción de los ingredientes especiales, todas las demás materias primas utilizadas en el presentetrabajo fueron adquiridas de casas comerciales. A continuación se describen a los ingredientes especiales:Langostilla liofilizada (LL): Un lote de langostilla fue descongelado mediante almacenamiento a 5°C. Lalangostilla se pasó a través de un molino de carne con un dado de salida con orificio de 1 mm, y la pastade langostilla obtenida se sometió a un proceso de secado por liofilización, y el producto liofilizado fuemolido en un molino de café para obtener un tamaño de partícula menor a 500 µ y almacenado bajorefrigeración a 5°C.

Harina de langostilla (HL): La langostilla se sometió a un proceso de escaldado en agua dulce a 100°C porcinco minutos, luego se dejó escurrir sobre una malla y se secó en una estufa con circulación de aire a40°C por 18 horas. Por último se molió en un molino de martillo y se tamizó a 500 µ. Este producto sealmacenó bajo refrigeración (5°C).

Concentrado proteínico (CPL) y extracto lipídico de langostilla (ELL): Un lote de langostilla liofilizada sesometió a una doble extracción en un aparato Soxhlet utilizando éter de petróleo como solvente. De estasextracciones se obtuvieron dos fracciones, una fracción insoluble en el solvente, denominada concentradoproteínico, y una segunda, fracción, soluble en el solvente, denominada extracto lipídico. Para cadaextracción se utilizó 400 ml de éter de petróleo por 4 gramos de muestra, el tiempo de extracción fue de 6horas a la temperatura de ebullición del solvente (aproximadamente 45°C). La muestra residual se sometióa una segunda extracción con un volumen nuevo de solvente. El material extraído (éter de petróleo +

fracción lipídica) se concentró en un rotavapor (35°C y vacío) y el solvente residual fue evaporadoutilizando una corriente de nitrógeno, mientras que la fracción sólida residual (concentrado proteínico) secolocó bajo una campana de extracción por 8 h, y por último se sometió a un secado en una estufa conflujo de aire a 40°C por 30 minutos, con lo que se aseguró la eliminación del solvente residual (Figura 2).

Langostilla liofilizada

Extracción Soxhlet conéter de petróleo por 6 h

Solución de Fracción sólida no éter de petróleo:lípidos soluble en éter de Petróleo

Extracción Soxhlet con éter de petróleo por 6 h

Solución de Fracción sólida no éter de petróleo:lípido soluble en éter de petróleo

Concentración en Evaporación de éter de Rotavapor petróleo a 40°C por 30 min. en estufa

Secado con nitrógeno gaseoso

Extracto lipídico de langostilla Concentrado proteínico de langostilla

Figura 2. Obtención de un concentrado proteínico y un extracto lipídico de langostilla (Pleuroncodesplanipes).

Aceite de langostilla (AL): El aceite de langostilla fue el subproducto de la obtención, a nivel industrial,de harina de langostilla (Planta harinera de Conservera San Carlos, San Carlos B.C.S.), en donde la

langostilla sufre un cocimiento para luego ser prensada y el líquido de prensa es tamizado y centrifugadoobteniendo como producto al aceite de langostilla al cual se le añadio BHT como antioxidante (Civera etal. 1998a).Harina de cabeza de camarón: La harina de cabeza de camarón fue elaborada siguiendo el mismoprocedimiento descrito para la fabricación de harina de langostilla. Esta harina se elaboró a partir decabezas de camarón de la especie L. vannamei.

Concentrado proteínico de sardina (CPP): Para obtener este concentrado proteínico se utilizó a la harina desardina incluida en los alimentos a utilizar en el presente trabajo. La harina de sardina se sometió a unadoble extracción por 6 horas en un sistema Soxhlet, utilizando éter de petróleo como solvente a razón de 4gramos de harina por 300 ml de solvente, dando como resultado el concentrado proteínico de sardina. Paraasegurar el ausencia del solvente, el producto se colocó dentro de una campana de extracción por 4 hseguido de un proceso de secado ligero a 40°C por dos horas.

5.3 ALIMENTO DE REFERENCIA

5.3.1 ComposiciónPara la formulación del alimento de referencia (DR) se tomó como base los requerimientos nutriciosreportados para el camarón blanco Litopenaeus vannamei (Akiyama y Dominy, 1989; Camba, Pedrazzoli,Yaguachi y Akiyama 1993), utilizando el software Mixit-2+ para el balanceo de nutrientes (Tabla 2). Lacomposición de las premezclas de minerales y de vitaminas se muestran en las Tablas 3 y 4,respectivamente. Estos mismos criterios fueron tomados en cuenta para la formulación de los alimentosexperimentales.

Tabla 2. Composición del alimento de referencia (g/100 g alimento)INGREDIENTE DRHarina de Sardina 25.00Harina de Trigo 16.00Almidón maíz 11.60Pasta de Soya 26.96Harina de cabeza de camarón 10.00Grenetina 4.00Aceite de atún 1.00Lecitina soya 1.50Premezcla mineral1 3.50Premezcla vitaminas2 0.26Vitamina C (Stay C 25% a.a.) 0.12Cloruro de colina 99% 0.04 1 y 2 La composición de estas mezclas se describe en la Tabla 3 y 4 respectivamente.

Tabla 3. Composición de la premezcla de mineralesMineral Origen g/ 100g premezcla g/kg de alimentoKCl Sigma Co. 14.29 0.5MgSO4.7H2O Sigma Co. 14.29 0.5ZnSO4.7H2O Sigma Co. 2.57 0.09MnCl2.4H2O Sigma Co. 0.67 0.0234CuCl2.2H2O Sigma Co. 0.15 0.005

KI Sigma Co. 0.15 0.05CoCl2.2H2O Sigma Co. 0.07 0.0025NaHPO4 Sigma Co. 67.71 2.37

Tabla 4. Composición de premezcla de vitaminasVitaminas Origen g/100g premezcla mg/ kg alimentoVitamina A acetato ICN Biomedicals Inc. 0.01 0.516Vitamina D3 (Colacalciferol) ICN Biomedicals Inc. 3.72 0.06Vitamina E (Tocoferol) ICN Biomedicals Inc. 7.93 400Vitamina K3 Menadiona ICN Biomedicals Inc. 0.40 20Tiamina (B1) mononitratoICN Biomedicals Inc. 2.98 150Riboflavina (B2) ICN Biomedicals Inc. 1.98 100Piridoxina (B6) hidroclorada ICN Biomedicals Inc. 0.99 50Acido D-pantoténico ICN Biomedicals Inc. 1.98 100Niacina (Ac. Nicotínico) ICN Biomedicals Inc. 5.95 300D-Biotina ICN Biomedicals Inc. 0.02 1Inositol ICN Biomedicals Inc. 9.92 500Acido fólico ICN Biomedicals Inc. 0.40 20Cianocobalamina (B12) ICN Biomedicals Inc. 0.002 0.1Celulosa (vehículo) ICN Biomedicals Inc. 19.84 1000

5.3.2 FabricaciónLos ingredientes sólidos ha utilizar fueron finamente molidos en un molino de café, y tamizados a travésde un tamiz de 500 micras, para después ser mezclados por 15 minutos en una mezcladora KitchenAidMR de 5 l, adicionando primero los macroingredientes secos (ingredientes incluidos en mayorporcentaje), seguidos de la mezcla de microingredientes, adicionando posteriormente la emulsión deaceite-lecitina. Una vez bien mezclados todos los ingredientes se agregó agua (alrededor del 50% en pesode mezcla sólida), y la pasta resultante fue pasada a través de un molino de carne en dos ocasiones paraobtener pelets de 2 mm de diámetro, mismos que fueron cortados manualmente, y secados en una estufacon flujo de aire a 35°C por 5 horas aproximadamente, para luego ser almacenados bajo refrigeración.

5.3.3 Estabilidad en aguaEl alimento fue sometido a una prueba de estabilidad en agua siguiendo la metodología a continuacióndescrita: 4 g de alimento (porcentaje de humedad conocido) se colocan en un matraz Erlenmeyer de 250ml, el cual contiene 200 ml de agua destilada. Después de una hora el contenido del matraz se filtra através de un papel filtro Whatman No. 1, previamente secado y pesado, con la ayuda de una bomba devacío. El papel filtro con el alimento residual se somete a un secado en una estufa con flujo de aire a 40°Cpor 24 horas. La fórmula utilizada para determinar la estabilidad de la muestra en el agua, calculado comoporcentaje de materia seca retenida, es la siguiente:

5.4 SISTEMA DE CULTIVO PARA EXPERIMENTOS

El sistema de cultivo utilizado para llevar a cabo las evaluaciones biológicas del presente trabajo consisteen una sala cerrada con clima y fotoperíodo controlados, en la cual se encuentran 24 acuarios de plástico(0.5 X 0.31 X 0.2 m) de 30 l de capacidad. La temperatura del agua de los acuarios se controló

independientemente con la ayuda de un calentador sumergible (250 Watts) en cada acuario y el nivel deoxígeno se mantuvo por medio de piedras difusoras alimentadas por un soplador de ¼ HP.El sistema de alimentación de agua consiste en un pozo, alimentado con agua de mar que pasa a través deun filtro de cama de arena. El agua es impulsada con una bomba de 3/4 HP hacia un aljibe con capacidadde 1.5 m3. Del aljibe se bombea el agua, pasando por un filtro de cartucho de 10µ, hacia un tinaco de 1m3, para después ser descargada por gravedad hacia los distintos acuarios, pasando antes por un filtro deluz ultravioleta.

5.5 EXPERIMENTO DE CRECIMIENTO

Después de un período de engorda de 45 días se seleccionaron 240 organismos con un peso promedio de0.225g ± 0.016 y se distribuyeron aleatoriamente en las 24 unidades experimentales de 30 l, a razón de 10organismos por acuario, y se contó con tres réplicas por cada tratamiento alimenticio.

5.5.1 Alimentos experimentalesPara evaluar el valor nutricio de los diferentes ingredientes especiales (harina de langostilla, langostillaliofilizada, concentrado proteínico y extracto lipídico de langostilla, aceite de langostilla, concentradoproteínico de sardina) se diseñaron siete dietas isoproteínicas, isolipídicas e isocalóricas.Para el diseño de estos alimentos se tomó como base al alimento de referencia, en donde cada uno de losingredientes especiales sustituyó el 50% de la proteína aportada por la harina de sardina y/o el 100% delaceite de atún, según se describe a continuación :Como referencia a trabajos anteriores se incluyó harina de langostilla sustituyendo el 50% de la proteínaaportada por la harina de sardina (dieta DHL). Para evaluar el efecto del tratamiento térmico sobre lalangostilla se diseño una dieta en la cual se incluyó langostilla liofilizada en lugar de la harina (dietaDLL). Mientras que para identificar en qué fracción de la langostilla se encuentra el promotor decrecimiento, en lugar de harina de langostilla se incluyó al concentrado proteínico de langostilla (dietaDCPL), y en otra dieta se sustituyó el 100% del aceite de atún por extracto lipídico de langostilla (dietaDELL); para evaluar un posible efecto sinérgico entre los compuestos de estas fracciones, ambas fueronincluidas en un alimento (dieta DCP+EL).Para evaluar el efecto del proceso de extracción sobre el concentrado proteínico de langostilla, se diseñóun alimento en el cual el sustituto proteínico fue el concentrado proteínico de sardina (dieta DCPP),obtenido bajo las mismas condiciones que el de langostilla. Y por último, se diseño un alimento en el cualel aceite de atún fue reemplazado por aceite de langostilla obtenido bajo condiciones diferentes al extractolipídico (dieta DAL).

Tabla 5. Composición de alimentos experimentales para experimento crecimientoINGREDIENTES

DHL DLL DCPL DELL DCP+EL DCPP DALHarina de Sardina 12.5 12.5 12.5 25.0 12.5 - - - - - - - -Harina de langostilla 25.1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -Langostilla liofilizada - - - - 24.3 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -Concentrado proteínico de langostillla. - - - - - - - - 23.1 - - - - 23.1 - - - - - - - -Extracto etéreo de langostilla. - - - - - - - - - - - - 1.59 1.59 - - - - - - - -Concentrado proteínico de sardina - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 23.3 23.3Aceite de langostilla - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 3.56Aceite de atún 1.0 1.0 2.14 - - - - 1.0 3.34 - - - -Harina de Trigo 15.1 15.9 15.9 16.0 15.5 16.0 16.0Almidón maíz - - - - - - - - - - - - 11.0 - - - - 11.0 10.8Los niveles de inclusión de la pasta de soya, harina de cabeza de camarón, grenetina, premezclas deminerales y vitaminas, y lecitina de soya se mantuvieron constantes en todos los alimentos, según semuestra en la Tabla 2 (alimento de referencia).

5.5.2 Condiciones de cultivo y controles periódicosDurante los treinta días experimentales se registró la temperatura, la salinidad, el número de mudas, elnúmero de muertos y la cantidad de alimento residual. Cada semana se seleccionaron aleatoreamente ocho

acuarios a los que se les determinó pH, nitritos y amonio disuelto, para lo cual se utilizó un equipoHACHMR para monitoreo de aguas.El primer día de experimento se suministró tomando como criterio el 10% de la biomasa total, y a partirdel segundo día se corrigió dicha cantidad tomando como base la cantidad de alimento residual, estimadopor apreciación visual cada mañana, el alimento fue dosificado en dos porciones al día (10:00 y 15:00 h).Una vez hecho el monitoreo diario se procedió a retirar, por medio de sifoneo, el alimento no consumido yla materia residual; el porcentaje diario de recambio de agua fue de 90%. Los organismos se pesaron alinicio, a los 15 días y al final del periodo experimental que fue de 30 días.

5.5.3 Criterios de evaluaciónEste experimento nos permite medir el efecto que tienen los diferentes alimentos experimentales sobre lasobrevivencia, desarrollo (crecimiento y número de mudas) y consumo de alimento de los organismosalimentados con dichos tratamientos durante un periodo de tiempo determinado. A continuación sepresentan los criterios nutricios y las fórmulas utilizadas para su cálculo.

Sobrevivencia (%) = (organismos inicio - organismos final / organismos inicio) X 100

Tasa de Crecimiento (%) = ( (Peso final - peso inicial ) / peso inicial ) X 100

Incremento en peso corregido = Biomasa final + (1/2(peso promedio final + peso promedio inicial) X número de muertos) - Biomasa inicial

5.5.4 Análisis estadísticosLa normalidad de los datos se verificó utilizando la Prueba de Lilliefors, mientras que la homogenidad devarianzas se probó utilizando la Prueba de Barttlet (Nieves-Soto y Ramírez-Reséndiz, 1993; Sokal, 1995;Conover, 1980; Ott, 1992).Los datos de peso final y tasa de crecimiento fueron los únicos que presentaron el número deobservaciones necesarias para ser sometidos a un análisis de normalidad y de homoscedasticidad (n > 3).Ambos criterios presentaron un comportamiento normal y homegenidad en sus varianzas por lo que parallevar a cabo el ANAVA y la prueba de comparación de múltiple de medias de estos datos se utilizó elmétodo paramétrico de Tukey (Statgraphic Ver. 5.1). Para los demás criterios nutricios (sobrevivencia,FCA, EP, número de mudas, alimento consumido) se utilizó el método no paramétrico de Kruskall Wallis,tanto para obtener su ANAVA y como para la prueba de comparación múltiple. Para evaluar la posiblecorrelación entre los diferentes criterios nutricios se utilizó el método no paramétrico de correlación porrangos de Spearman (STATISTICA 6.0).

5.6 EXPERIMENTO DE DIGESTIBILIDAD

Después de seis días de aclimatación a las condiciones experimentales, se pesó cada uno de los juvenilesde L. vannamei donados por la Granja APSA, de los cuales se seleccionaron 62 con un peso promedio de13.87±0.32 g. La distribución de organismos se llevó a cabo de manera aleatorea en las 24 unidadesexperimentales; en cada acuario se colocaron 3 organismos experimentales y cada tratamientoexperimental fue evaluado por tripicado.

5.6.1 Alimentos experimentalesPara la elaboración de estos alimetos se utilizaron las mismas formulaciones empleadas en la

fabricación de los alimentos utilizados en el experimento de crecimiento, solo que se les añadio 0.5% deóxido crómico disminuyendo en la misma proporción la harina de trigo para ajustar a 100%.Tabla 6. Composición de alimentos experimentales para experimento de digestibilidadINGREDIENTES

DHL DLL DCPL DELL DCP+EL DCPP DALHarina de Sardina 12.5 12.5 12.5 25.0 12.5 - - - - - - - -Harina de langostilla 26.1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -Langostilla liofilizada - - - - 23.0 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -Concentrado proteínico de langostillla. - - - - - - - - 22.5 - - - - 22.5 - - - - - - - -Extracto etéreo de langostilla. - - - - - - - - - - - - 1.59 1.59 - - - - - - - -Concentrado proteínico de sardina - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 23.3 23.3Aceite de langostilla - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 3.56Aceite de atún 1.0 1.0 2.14 - - - - 1.0 3.34 - - - -Harina de Trigo 13.5 16.0 16.0 16.0 15.5 16.0 16.0Almidón maíz - - - - - - - - - - - - 11.0 - - - - 11.0 10.8Oxido crómico 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5Los niveles de inclusión de la pasta de soya, harina de cabeza de camarón, grenetina, premezclas deminerales y vitaminas, y lecitina de soya se mantuvieron constantes en todos los alimentos, según semuestra en la Tabla 2 (alimento de referencia).

5.6.2 Condiciones de cultivo y controles periódicosLa temperatura, salinidad, pH y el amonio fueron registrados durante los 20 días de experimentación.Cada mañana se retiró la materia residual presente en las unidades experimentales por medio de sifoneo,para luego llevar a cabo un recambio de agua equivalente al 90% del volumen total. Una vez limpios losacuarios, se procedió a suministrar el alimento correspondiente, y una vez transcurridas dos horas se llevóa cabo la primera colecta de materia fecal en cada acuario. Luego de esta primera colecta se volvió aproporcionar alimento, para luego de una hora proceder a una segunda colecta, dosificando alimentonuevamente para, al cabo de una hora, realizar la tercera y última colecta del día (13:00, 15:00 y 17:00respectivamente).La colecta de materia fecal se llevó a cabo por medio de sifoneo, en donde la materia fecal es colectada enuna criba con 0.5 mm de luz de malla para luego ser sometida a un lavado por inmersión en agua destiladay posteriormente ser congelada a – 40°C para después liofilizarla. A estas muestras se les cuantificó elcontenido en óxido crómico, proteína total, lípidos y energía según la metodología descrita en la sección5.8Al finalizar el experimento se pesó cada uno de los organismos, y se identificaron a aquellos que seencontraban en estadio C de intermuda. El estadio de muda se caracterizó en base a la setogénesis de losurópodos, para lo cual se utilizó un microscopio estereoscópico. A fin de tratar de homogenizar, enmedida de lo posible, la cantidad de alimento presente en los hepatopáncreas de estos organismos, elmuestreo de cada organismo se llevó una hora después de la última alimentación. A estos organismos(intermuda “C”) se les extrajo el hepatopáncreas, mismos que fueron mezclados y suspendidos en unasolución buffer de fosfatos 10 nM (pH 7.0, 1:4 peso húmedo/ vol.), en un baño con hielo y agua, usandoun homogenizador de tejidos. Después se centrifugaron (15,000 r.p.m., 5 min.) y el sobrenadante fueremovido y se mantuvo dentro de un vial (5 ml) a – 20°C hasta su utilización. También se separaronmúsculos caudales de estos organismos, los cuales se almacenaron a – 20°C hasta su posterior análisis.

5.6.3 Criterios de evaluaciónLos alimentos fueron analizados en su composición química proximal (humedad, proteína cruda, lípidostotales, fibra cruda, cenizas, extracto libre de nitrógeno), contenido energético y óxido crómico.El uso de un marcador externo (óxido crómico) nos permitió llevar a cabo una colecta parcial de la materiafecal producida por los organismos alimentados con los tratamientos experimentales, y por medio de unbalance de materia, tomando como base al óxido crómico, se estimó la digestibilidad aparente deproteínas, lípidos y energía disponible con la ayuda de la siguiente fórmula:

Con el fin de evaluar un posible efecto del tratamiento alimenticio sobre la composición de algunos tejidosde los organismos experimentales, se evaluó el contenido proteínico de los músculos, y el perfil de clasesde lípidos en hepatopáncreas de organismos en estadio C de intermuda. También se evaluó el efecto delalimento sobre la actividad específica de proteasas, lipasas y amilasas en los hepatopáncreas de estosorganismos.

5.6.4 Análisis estadísticosLos criterios nutricios utilizados en este experimento presentan las mismas características descritas para elcaso del experimento de crecimiento, esto es, un tamaño de muestra menor de 3 (n < 3), por lo que elanálisis de varianza (ANAVA), el análisis de comparación múltiple de medias y los análisis de correlaciónfueron llevados a cabo utilizando métodos no paramétricos, como es el caso del método de Kruskall-Wallis para el ANAVA y comparación múltiple, y el método de Spearman para los análisis de correlación.

5.7 ANÁLISIS QUÍMICOS

5.7.1 Análisis químico proximalPara el análisis químico proximal se siguió la metodología descrita en los manuales de la A.O.A.C.(1995), en donde la humedad se determinó por diferencia de peso; el contenido de cenizas se determinópor calcinación en mufla a 550ºC; para la cuantificación de proteína bruta se utilizó un digestor y undestilador automático Tecator, siguiendo el método de microkjeldhal, utilizando un factor general de 6.25;el extracto etéreo se cuantificó utilizando un sistema Soxhlet, utilizando éter de petróleo como soluciónextractora; el contenido en fibra cruda se determinó por hidrólisis sucesiva, ácida y básica (ácido sulfúricoe hidróxido de sodio). Utilizando estos datos se calculó el extracto libre de nitrógeno, esto es, a 100 se leresto los porcentajes de proteína cruda, extracto etéreo, fibra cruda y cenizas, cada uno expresado en baseseca.5.7.2 Lípidos totalesPara obtener la cantidad de lípidos totales de las muestras (para el caso de los alimentos utilizados en elexperimento de digestibilidad y la muestras fecales colectadas) se tomó como base la metodología descritapor Folch, Lees y Sloane-Stanley (1957). A 100 mg de muestra liofilizada se le agregó 6.3 ml de la mezclametanol:cloroformo:agua (2:1:0.8; v:v:v) como primer solución extractora, se centrifugó (2500 r.p.m. por10 min.), y el residuo se sometió a una doble extracción con 5 ml de metanol:cloroformo (2ml y 3 mlrespectivamente). Por centrifugación (2500 r.p.m. por 10 min.) se separó la mezcla cloroformo:lípidos, yla fracción metanol:agua:lípidos residuales se sometió a un doble lavado con cloroformo (2 ml y 3 mlrespectivamente). A la mezcla cloroformo:lípidos se le añadió BHT como antioxidante (0.02% delcontenido de lípidos) y se sometió a un proceso de destilación en un rotavapor (20°C); los lípidosresiduales se recuperaron utilizando 1 ml de cloroformo para ser vertidos en viales de 1 ml. El cloroformose evaporó utilizando una corriente de nitrógeno. El porcentaje de lípidos totales se obtiene por ladiferencia entre el peso de la muestra inicial con lípidos y el peso de los lípidos recuperados.

5.7.3 Proteína solubleLa proteína soluble en hepatopáncreas se determinó usando el kit comercial Bio-Rad Protein Assay (1984)siguiendo la metodología descrita en el manual adjunto al kit el cual se basa en la metodología descrita porBradford (1976).

5.7.4 Energía brutaLa energía bruta se determinó por combustión de las muestras, bajo condiciones controladas, utilizando uncalorímetro isoperibólico y se utilizó ácido benzoico como estándar. Para el análisis de la materia fecal

colectada se utilizó ácido salicilico como vehículo (relación 0.8:1.2), el cual tiene un valor calóricoaproximado de 5.235 kcal/g. Para obtener el valor calórico de la muestra se utilizó las siguientes fórmulas:Fracción de muestra en la mezcla (Fs) =Fracción de vehículo en la mezcla (Fv)Valor calórico de la mezcla (Em)Valor calórico del vehículo (Ev)Contribución del vehículo en Em = Ev x FvContribución de la muestra en Em = Em – (Ev x Fv)Valor calórico de la muestra (Es) = (Em – EvFv)/ Fs

5.7.5 Óxido crómicoPara calcular el porcentaje de óxido crómico se utilizó el método sugerido por Olvera-Novoa (1994). Acontinuación se describe:

50 mg de muestra finamente molida (< 500 micras) se colocaron en un tubo Tecator aforado a100 ml y se les adicionó 5 ml de HNO3 y se colocaron en en un digestor Tecator. Al término de lareacción, indicada por el color verdoso claro de la solución, se dejó enfriar. Una vez fría la solución se leagregó con cuidado 3 ml de ácido perclórico y se sometió a un proceso de digestión hasta que la soluciónviró de verde a amarillo limón. La confirmación del final de la reacción se observó por un anillo rojo quese forma en la superficie de la solución una vez fría. La solución se pasó a un matraz volumétrico de 25 mly se aforó con agua destilada, y de ahi se tomó una muestra para leer su absorvancia en unespectrofotómetro a 350 nm.

Las fórmulas utilizadas para el cálculo del valor de óxido crómico fueron:

X = ( (Y – 0.0032) / 0.2089 ) / 4) en donde,

X = cantidad de óxido de cromo presente en la muestraY = absorvancia0.0032, 0.2089 y 4 son constantesEn donde:% Oxido crómico = 100 x ( X / A )A = Peso de la muestra

5.7.6 Principales clases de lípidosPara determinar las principales clases de lípidos presentes en los extractos dehepatopáncreas de los organismos experimentales se utilizó un analizador Iatroscan MK5 (IatronLaboratories, Tokyo Japan) y el software T-Scan data como integrador, siguiendo la metodología sugeridapor Fraser, Tocher y Sargent (1985). El detector de ionización por flama fue operado con un flujo de airede 2000 ml/min y una presión de hidrógeno de 0.7 kg/cm2. La velocidad de lectura se fijó a 30 segundospor lectura. Para llevar a cabo la separación los rods se alinearon en un tanque o cámara de cromatrogafía líneaconteniendo una mezcla de hexano:acetato de etilo:éter etílico:ácido fórmico (91:6:3:1 v:v:v:v). Elcorrimiento se detuvo hasta que el solvente se desplazó 10 cm del origen. Los rods fueron secado a 100°Cpor 2 minutos e inmediatamente “escaneados” en el Iatroscan.

5.7.7 ElectroforesisEl análisis electroforético de los extractos proteínicos obtenidos de los músculos de organismos enintermuda C, se llevó a cabo bajo condiciones desnaturalizantes (SDS-PAGE) según la técnica descritapor Laemmli (1970). Las muestras fueron mezcladas con azul de bromofenol (0.01%) y sacarosa al 10%.Se tomaron alícuotas de 25 µl y fueron colocadas en el borde superior del gel. La electroforesis fué llevadaa cabo con un voltaje constante (200 volts) hasta que la banda de colorante (azúl de bromofenol) llegó a1.5 cm del borde inferior del gel. El patrón de proteínas fué obtenido tiñiendo el gel con azúl de coomasieal 0.1% (en 40% de metanol/10% ácido acético) durante una hora y destiñiendo con una solución 40% demetanol y 10% de ácido acético durante 24 horas. Como marcadores de peso molecular se utilizó el kitcomercial SDS-PAGE std broad range de Biorad.

5.7.8 Actividad enzimáticaPara determinar la actividad específica de proteasas se tomó como base la metodología descrita por Vega-Villasante, Nolasco y Civera (1995), en donde 10 µl de extracto proteínicoco de hepatopáncreas mezcladoen 240 µl de Tris-HCl (50 mM, pH 7.2) fueron preincubados por 5 minutos a temperatura ambiente. Aesta suspensión se le adicionó 500 µl de azocaseína (2% en Tris-HCl 50 mM, pH 7.2) como sustrato y sedejó en incubación por 30 minutos a temperatura ambiente. Para detener la reacción se adicionó 500 µl deTCA (20%) y se centrifugó a 10,000 rpm por 5 minutos, y al sobrenadante se le determinó su absorbanciaa 440 nm. Para el caso de los testigos se siguió el mismo procedimiento agregando agua destilada y laenzima fue adicionada después de la adición de TCA (20%).

Una unidad de proteasa fué definida como la cantidad de enzima que causa un incremento de 0.01unidades de absorbancia a 440 nm, por minuto, en las condiciones establecidas.La actividad específica de lipasas se determinó tomando como base la técnica descrita por Versaw,Cuppett, Winters y Williams (1989): 10 µl de extracto extracto proteínico de hepatopáncreas mezclado en1900 µl de Tris-HCl (50 mM, pH 7.2) y 100 µl de tauracolato de sodio (100 mM) fueron preincubadospor 5 minutos a temperatura ambiente. A esta suspensión se le adicionó 20 µl de ß-Naftil-caprilato (200mM) como sustrato y se dejó en incubación por 30 minutos a temperatura ambiente. Para detener lareacción se adicionó 200 µl de TCA (0.72 N) y previo a la lectura en espectofotómetro se adicionó 2.71 mlde etanol:acetato de etilo (1:1 v/v), se agitó en vortex y se leyó absorbancia a 540 nm.

Una unidad de lipasa fué definida como la cantidad de enzima que causa un incremento de 0.01unidades de absorbancia a 540 nm, por minuto, en las condiciones establecidas.Para determinar actividad amilasas se utilizó como base el método reportado por Vega-Villasante, Nolascoy Civera (1993): se adicionó 5 µl de extracto extracto proteínico de hepatopáncreas a 500 µl de Tris-HCl(50 mM, pH 7.2) para luego ser preincubados por 5 minutos a temperatura ambiente. A esta suspensión sele adicionó 500 µl de almidón soluble (1% en Tris-HCl) como sustrato y se dejó en incubación por 10minutos a temperatura ambiente. Al producto de reacción se le adicionó 1.5 ml de reactivo DNS y se agitópara someterse a un baño María por 15 min. Se adicionó 7.3 ml de agua destilada, se agitó y se leyó laabsorbancia en espectofotómetro a 550 nm.

Una unidad de amilasa fué definida como la cantidad de enzima que causa un incremento de 0.01unidades de absorbancia a 550 nm, por minuto, en las condiciones establecidas. VI. RESULTADOS.

6.1. ANALISIS QUIMICO PROXIMAL DE INGREDIENTES.La composición química de las principales fuentes proteínicas utilizadas en el presente trabajo se muestraen la Tabla 7, en donde se puede apreciar que la harina de sardina presentó un alto contenido proteínico(66.93%) siendo superado solo por el concentrado proteínico de sardina que presentó una cantidad mayorde proteína (72.41%) y un reducido contenido de lípidos (1.13%) con respecto a su fuente original(7.02%).

TABLA 7. Composición química proximal de ingredientes.%MS %PC %E.E. %F.C. %C %E.L.N Energía

cal/gHarina de sardina96.3 66.93 11.80 0.00 14.07 7.20 4809Concentrado proteínico de sardina 95.8 72.41 1.80 0.00 14.00 11.79 4613Pasta de soya 92.2 43.40 7.59 5.18 7.35 36.48 4389Harina de cabeza camarón98.0 53.61 10.65 4.26 17.95 13.53 4548 Langostilla liofilizada 96.8 34.48 6.55 12.73 32.10 14.14 3228Harina de langostilla 97.7 33.38 7.02 13.20 32.26 14.14 3162Concentrado proteínico de langostilla 94.7 36.30 1.13 13.43 28.27 20.87 2905Harina de trigo 91.8 14.38 8.97 1.09 2.43 73.13 4049Almidón de maíz92.1 0.00 0.86 0.00 0.00 99.04 4000Extracto etéreo langostilla N.D. N.D. N.D. N.D. N.D. N.D. 8059Aceite de langostilla 99.8 N.D. 98.50 N.D. N.D. N.D. 8850Aceite de atún 100 0.71 99.15 0.00 0.14 0.00 8952Lecitina de soya 99.5 3.80 89.24 0.00 6.96 0.00 8355

Valores promedio de 3 repeticiones, expresados en base seca. MS: Materia seca; PC: Proteína cruda(NX6.25); E.E.: Extracto etéreo; F.C.: Fibra cruda; C: Cenizas; E.L.N.: Extracto libre de nitrógeno; N.D.:No determinado.

El contenido proteínico de la langostilla liofilizada y la harina de langostilla resultó ser muy similar (34.38y 34.48% respectivamente) siendo mayor en el caso del concentrado proteínico de langostilla (36.3%). Uncomportamiento inverso se presenta para el contenido en extracto etéreo, donde el concentrado proteínicode langostilla contiene únicamente 1.13%. Estos tres ingredientes presentan un alto contenido de cenizas.Los ingredientes seleccionados como principal fuente de proteína para los alimentos fueron la harina depescado, el concentrado proteínico de pescado, la harina de langostilla, la langostilla liofilizada, elconcentrado proteínico de langostilla, la harina de cabeza de camarón y la pasta de soya. Mientras que lafuente de lípidos fue el aceite de pescado, la lecitina de soya, el extracto lipídico de langostilla y el aceitede langostilla.

6.2 EXPERIMENTO DE CRECIMIENTOLa composición proximal de los alimentos empleados en el experimento de crecimiento se presentan en laTabla 8. En base a estos resultados se puede observar que cada uno de los alimentos cumplió con losrequerimientos nutricios reportados para Litopenaeus vannamei (Akiyama y Dominy, 1989; Camba et al.,1993). El contenido proteínico varió de 41.29% a 42.37% sin presentar diferencias significativas (P >0.05).

Tabla 8. Composición química proximal y estabilidad de los alimentos experimentales utilizados en elexperimento de crecimiento

DR DHL DLL DCPL DELL DCP+EL DCPP DALMateria seca (%) 92.7 92.9 92.4 93.3 92.3 93.0 91.5 93.3Proteína cruda1 42.24 41.75 41.61 42.37 41.90 42.01 41.54 41.29Extracto etéreo1 6.49 5.73 6.17 6.36 6.20 6.25 7.18 7.26Fibra cruda1 2.97 3.87 3.13 2.70 3.85 2.44 2.78 2.71Cenizas1 11.68 18.58 19.17 18.57 11.80 18.51 11.62 11.59E.L.N. 136.32 30.07 29.92 30.00 36.25 30.79 36.88 37.15Energía (cal/g) 1 4605 4332 4277 4361 4675 4418 4704 4757Estabilidad1,2 87.2 86.6 82.7 81.7 89.2 83.4 89.1 86.61 Valor promedio de tres repeticiones, expresados en base seca. E.L.N. Extracto libre de nitrógeno. 2Medido como porcentaje de materia seca retenida.

Las dietas DCPP y DAL son las que presentaron los valores más altos de lípidos, mientras que el menorvalor se presentó con la dieta DHL. La inclusión de la fracción sólida de la langostilla (fracción proteínica)incrementa el contenido de cenizas de las dietas que lo contienen. Los valores de estabilidad de losalimentos en el agua, expresada como porcentaje de materia seca retenida, fueron superiores al 80% entodos los alimentos.En la Tabla 9 se pueden observar las condiciones de cultivo mantenidas durante el experimento decrecimiento.

Tabla 9. Condiciones de cultivo del experimento de crecimientoEspecie: Litopenaeus vannamei Temperatura: 27.9 ± 0.07°CPeso inicial: 0.225 g Salinidad: 40.97 ± 0.05 partes por milAcuarios: 30 l (0.50 X 0.31 X 0.20 m) pH: 8.26 ± 0.26Densidad: 64.5 camarones/m2 Nitritos: 0.297 ± 0.13 mg/lDuración: 30 días Amonio disuelto: No detectadoRecambio de agua: 90% diario Alimentación: Ad libitum, dos veces al díaDiseño: 10 org por acuario y 3 acuarios por tratamiento Fotoperíodo: 12 h luz (07:00 a 19:00 h); 12h oscuridad

La sobrevivencia varió de 86.7 a 100%, sin observarse alguna relación con el tipo de alimentosuministrado. Los alimentos que contenían el concentrado proteínico (dietas DCPL y DCPL+EL)presentaron una tasa de crecimiento significativamente superior a las obtenidas con los demás alimentos;mientras que los alimentos que no contenían al concentrado proteínico (DHL, DLL, DELL, DCPP y DAL)no difirieron entre ellas. Sin embargo, se observa una mayor tasa de crecimiento con aquellas dietas quecontienen algún producto de langostilla (Figura 3).

Figura 3. Sobrevivencia (A), tasa de crecimiento (B) y alimento consumido (C) promedio por tratamientoobtenidos después de 30 días de experimentación con juveniles de Litopenaeus vannamei con un pesopromedio inicial de 0.225 g ± 0.016. Letras diferentes sobre las barras indican diferencias significativas (P< 0.05)

Los valores de TdeC (%) presentaron correlación con los valores de consumo de alimento (r = 0.91). Losorganismos alimentados con las dietas DCPL y DCP+EL presentan un consumo de alimentosignificativamente mayor (P<0.025) a los alimentados con las otras dietas, a excepción de los alimentadoscon la dieta DLL. Se observa que aquellas dietas que no contenían ningún producto proteínico delangostilla (DR, DELL, DCPP y DAL) presentan los consumos de alimento más bajos (Figura 3).La inclusión del concentrado proteínico de langostilla incrementó significativamente la frecuencia demuda, y de los alimentos con aceite o extracto lipídico de langostilla, presentaron valores similares a losalimentos que no contenian ninguna fracción de langostilla (Figura 4).Figura 4. Número promedio de mudas por tratamiento alimenticio obtenidos después de 30 días deexperimentación con juveniles de Litopenaeus vannamei con un peso promedio inicial de 0.225 g ± 0.016.Letras diferentes sobre las barras indican diferencias significativas (P < 0.05)

El factor de conversión alimenticia varía de 1.40 para la dieta con langostilla liofilizada (DLL) hasta 1.16para la dieta con aceite de langostilla (DAL), pero no se detectan diferencias significativas entre ningunode los diversos tratamientos alimenticios (P>0.025). Existe una correlación entre los valores de FCA y laeficiencia proteínica (r = 0.71), en donde la dieta DAL es la que presenta el valor más alto de eficienciaproteínica y la dieta DHL el más bajo (Figura 5). Los valores de eficiencia proteínica presentan untendencia a disminuir conforme se incrementa el contenido de cenizas en el alimento, aunque no existeuna correlación significativa (r = -0.60)

Figura 5. Factor de conversión alimenticia (FCA) y eficiencia proteínica promedio por tratamientoobtenidos después de 30 días de experimentación con juveniles de Litopenaeus vannamei con un pesopromedio inicial de 0.225 g ± 0.016. Letras diferentes sobre las barras indican diferencias significativas (P< 0.05).

6.3 EXPERIMENTO DE DIGESTIBILIDADLos alimentos utilizados en el experimento de digestibilidad presentaron una distribución uniforme delóxido crómico, cuyo contenido varió de 0.39 a 0.49 %. No se observó diferencia en el contenidoproteínico de los alimentos, el cual varió de 42.48 a 43.58% (Tabla 10). El contenido de cenizas presentaun comportamiento similar al observado en las dietas utilizadas en el experimento anterior (experimentode crecimiento), esto es, existe un incremento de cenizas en los alimentos que contienen la fracciónproteínica de la langostilla con respecto a aquellos alimentos que no la contienen. La estabilidad de estosalimentos varió del 80 al 86%.

Tabla 10. Composición química proximal y estabilidad de los alimentos experimentales utilizados en elexperimento de digestibilidad in vivo.

INGREDIENTE DR DHL DLL DCPL DELL DCP+EL DCPP DALMateria seca (%) 90.3 92.4 90.9 91.3 92.2 91.9 93.1 93.6Proteína cruda1 43.23 42.73 43.49 43.58 43.49 43.08 42.48 42.48Extracto etéreo1 5.49 4.43 5.21 4.95 5.66 4.75 6.68 6.57

Fibra cruda1 2.69 2.65 2.91 2.14 1.50 2.27 2.05 0.88Cenizas1 10.96 17.81 18.10 17.31 10.85 17.51 10.77 11.41E.L.N.1 37.63 32.38 30.29 32.02 38.50 32.39 38.02 38.66Oxido crómico1 0.435 0.425 0.406 0.490 0.418 0.462 0.383 0.38Energía (cal/g) 1 4566 4316 4494 4417 4713 4439 4606 4592Estabilidad 83.7 80.8 83.2 79.9 85.3 79.6 84.1 85.61 Valor promedio de tres repeticiones y están expresados en base seca. E.L.N. Extracto libre de nitrógeno

Las condiciones de cultivo mantenidas en el transcurso del presente experimento (Tabla 11) semantuvieron homogéneas entre los diferentes acuarios, y no se evidenció efecto alguno debido avariaciones en dichas condiciones, por lo que suponemos que el alimento fue la variable aleatoria delexperimento.

Tabla 11. Condiciones de cultivo del experimento de digestibilidadEspecie: Litopenaeus vannamei Temperatura: 28.3 ± 0.4°CPeso inicial: 13.87±0.32 g Salinidad: 35.6 ± 0.6 partes por milAcuarios: 30 l (0.50 x 0.31 x 0.20 m) pH: 7.56 ± 0.09Densidad: 19 camarones/m2 Nitritos: 0.32 ± 0.02 mg/lDuración: 40 días Amonio disuelto: 1.77 ± 0.51Recambio de agua: 90% diarioDiseño: 3 organismos por acuario y Alimentación: Ad libitum, 3 veces al día13:00, 15:00 y 17:00 h 3 acuarios por tratamiento Fotoperíodo: 6 h luz (09:00 a 15:00 h) ; 18 h oscuridad

La digestibilidad aparente de proteína se incrementó significativamente con respecto a la dieta dereferencia (65%) cuando se incluyó langostilla a las dietas (Figura 8), aunque este efecto no se presentó enla dieta que contenía el extracto lipídico de langostilla (DELL; 69.8%), la cual no difieresignificativamente de la dieta de referencia. La digestibilidad de proteínas de las dietas que contienen lafracción proteínica de la langostilla varió de 72.7 a 78.9 %. Las dietas DCPP y DAL presentan unadigestibilidad proteínica (72.8 y 73.6%) significativamente mayor a la que se presentó en la dieta dereferencia (Figura 6, gráfica A)Los valores de digestibilidad aparente de lípidos y de energía disponible, se observan en las gráficas B y Cde la Figura 6. A excepción de la dieta DHL que contiene harina de langostilla, las demás dietas consubproductos de langostilla no presentan un incremento significativo en los valores de digestibilidadlipídica, sin embargo sí se observa un incremento en dichos valores con respecto a la dieta de referencia(DR). Las dietas DCPP y DAL presentan los valores más altos de digestibilidad de lípidos, siendosignificativamente mayores a la dieta DR.El alimento DHL presenta el valor más alto de energía disponible (80 %), y la dieta de referencia presentael menor valor (60.5 %), siendo significativa dicha diferencia (P < 0.05). Con excepción de las dietas DHLy DCPL las demás dietas a las cuales se les incluyó langostilla presentan un ligero incremento en losvalores de energía disponible con respecto a la dieta de referencia, sin embargo dicho incremento no essignificativo (P > 0.05).

Figura 6. Digestibilidad aparente de proteínas (A) y de lípidos (B), energía disponible (C) promedio portratamiento medidos en camarones Litopenaeus vannamei con peso promedio de 13.9 ± 0.3 g. Letrasdiferentes sobre las barras indican diferencias significativas (P < 0.05)

El contenido en proteína total (N x 6.25) de los ocho extractos, obtenidos a partir de los músculos de losorganismos alimentados con los ocho dietas experimentales, varió de 83 a 86%, mientras que el perfilelectroforético de estas ocho muestras evidencian la presencia de cinco bandas con un peso molecularentre los 45,000 y los 14,400 daltons (Figura 7).

Figura 7. Electroforesis en gel SDS-PAGE de músculo de juveniles de L. vannamei alimentados con losdiferentes tratamientos experimentales. Linea A, marcador de peso molecular; linea B, dieta DR (84.9%);linea C, dieta DHL (84.4); linea D, dieta DLL (83.4%); linea E, dieta DCPL (85.7%); linea F, dieta DELL(85.4%); linea G, dieta DCP+EL (84.5%); linea H, dieta DCPP (85.6%); linea I, dieta DAL (85.2%).Valores entre parentesis representa el contenido proteínico del músculo expresado en base seca y es elpromedio de tres determinaciones.

El resultado del análisis de las principales clases de lípidos de los diferentes hepatopáncreas se presentanen la Tabla 12, destacándose el alto contenido en lípidos polares, principalmente fosfolípidos, y un bajocontenido en ésteres de colesterol.

Tabla 12. Principales clases de lípidos en hepatopáncreas de pre-adultos de Litopeneaus vannameialimentados con las dietas experimentales.

DR DHL DLL DCPL DELL DCP+EL DCPP DALEsteres de colesterol 0.82 0.50 0.97 0.56 1.09 0.53 0.87 0.62Triglicéridos 4.83 2.98 0.56 3.78 3.07 7.81 1.29 9.32Acidos grasos libres 16.82 16.43 8.14 16.52 11.62 7.81 10.05 15.92Colesterol 1.78 1.84 1.58 ND ND 1.86 1.61 3.47Diglicéridos 4.82 3.69 0.94 3.86 0.95 2.00 2.39 4.73Lípidos polares 70.93 74.55 87.81 75.28 83.28 79.99 83.78 65.94Los valores expresan el porcentaje que representa cada clase del total de lípidos determinados. ND: Nodetectado.

La Tabla 13 resume los resultados de los análisis químicos hechos a los extractos proteínicos obtenidos apartir de los hepatopáncreas de los organismos, en estadio de intermuda C, alimentados con las diferentesdietas experimentales.La actividad total de proteasas disminuyó al incorporar cualquier producto de langostilla a la dieta,tomando como criterio los valores reportados para la dieta de referencia. Un comportamiento inverso seobserva cuando la actividad proteolítica se expresa como actividad específicaLa actividad específica de proteasas varió de 0.73 a 0.89 U/mg siendo la dieta DHL el que presentóvalores mayores y la dieta DLL la menor. Al comparar los resultados de actividad obtenidos de losorganismos alimentados con la dieta DHL con las demás, se observa que con excepción de las dietasDCPL, DELL y DAL, existe una diferencia significativa con los obtenidos de los organismos alimentadoscon las demás dietas. No existe correlación entre estos valores y los valores de digestibilidad aparente deproteínas.La actividad total de lipasas varió de 73 a 226 U/ml, mientras que la actividad específica varió de 1.9 a 4U/mg de proteína, existiendo una correlación entre ambos criterios (r = 0.88). La actividad específica delipasas de los organismos alimentados con las dietas DLL y DCPL presentan valores significativamente

superiores (4.08 y 4.00 U/mg respectivamente) a los obtenidos con las demás dietas, siendo la dieta DCPPla que presenta una actividad específica de lipasas significativamente inferior a las demás (1.90 U/mg).

Tabla 13. Indice hepatosomático, proteína soluble y actividad enzimática de camarones L. vannameialimentados con los tratamientos experimentalesDieta Indice Proteína Actividad total (U/ml) 1 Actividad Específica (U/mg) 1

Hepatosomático1 soluble (mg/ml) ProteasaLipasas Amilasas Proteasas Lipasas AmilasasDR 0.037(0.01) 50.09 ab(1.69) 40.79 a(3.15) 137.9c(13.44) 2556.7(600.1) 0.81c(0.06) 2.60 c(0.08) 51.04 c(11.98)DHL 0.043(0.01) 38.16 e(1.89) 33.86 cd(1.38) 115.5c(6.9) 2976.1(363.8) 0.89 a(0.04) 2.92 bc(0.05) 78.00 a(9.54)DLL 0.044(0.01) 51.11 a(0.51) 37.47 abc(0.18) 225.6a(30.1) 2847.3(159.2) 0.73 d(0.01) 4.08 a(0.02) 55.70 bc(3.11)DCPL 0.039(0.01) 45.41 bc(2.04) 38.52 ab(0.72) 182.1b(1.10) 2638.1(308.1) 0.85 abc(0.02) 4.00 a(0.01) 58.10 bc(6.79)DELL 0.041(0.01) 40.56 cde(3.56) 35.24 bcd(0.85) 138.3c(13.49) 2596.9(112.3) 0.87 ab(0.02) 3.22 b(0.04) 64.02 b(2.77)DCP+EL 0.042(0.01) 39.65 de(0.90) 32.41 d

(0.66) 106.3cd(5.82) 2378.1(280.4) 0.82 bc(0.02) 2.63 c(0.16) 59.99 bc(7.07)DCPP 0.034(0.01) 35.52 e(0.64) 26.28 e(1.05) 72.9 d(10.45) 2092.9(220.2) 0.74 d(0.03) 1.90 d(0.17) 58.92 bc(6.20)DAL 0.041(0.01) 43.28 cd(1.32) 37.36 abc(0.25) 120.6 c(5.2) 2696.9(281.1) 0.86 abc(0.01) 2.72 c(0.07) 62.32 bc(6.50)Nivel sig -nificancia 0.3545 0.000 0.000 0.000 0.0970 0.000 0.000 0.01751 Valores promedio de tres determinaciones (desviación estándar). Valores por columna con diferenteletras difieren significativamente (P < 0.05).

La actividad total de amilasas no presenta diferencias significativas entre los tratamientos, mientras quelos valores de actividad específica sí. El valor más alto de actividad específica de amilasas lo presentan losorganismos alimentados con la dieta DHL (78.0 U/mg), siendo significativamente superior a los obtenidoscon los demás tratamientos. Los organismos alimentados con la dieta DR presentan el valor más bajo(51.04 U/mg) difiriendo significativamente a los obtenidos con las dietas DHL y DELL. Existe unacorrelación entre los valores de actividad específica de proteasas y amilasas (r = 0.71). VII. DISCUSIÓN

7.1 EXPERIMENTO DE CRECIMIENTOSegún los parámetros físico-químicos registrados, las condiciones de calidad del agua fueron adecuadaspara el desarrollo normal de los organismos (Hewitt 1992) bajo experimentación.En una revisión sobre requerimientos nutricios de crustáceos, Cuzon y Guillaume (1999) mencionan que30% de proteína en el alimento resulta ser el nivel óptimo para juveniles de Litopenaeus vannamei,aunque establecen que este requerimiento depende de la etapa de desarrollo en que se encuentre elorganismo. Creswell (1993) recomienda un 45% de proteína para camarones omnívoros desde poslarva PL25 hasta juveniles de 1 gramo. Aranyakananda y Lawrence (1999) también recomiendan este nivelproteínico, pero cuando se utilizan alimentos semi-purificados sin Artemia liofilizada para alimentarjuveniles de L. vannamei, sin embargo este requerimiento puede disminuir a 25% cuando el alimentosemi-purificado contiene 2% de Artemia liofilizada. Con base a esta información se puede afirmar que elcontenido en proteína bruta de los alimentos usados en el presente trabajo (41.29 a 42.37%) fueronadecuados para el buen desarrollo de los juveniles de L. vannamei (0.225 g peso inicial a 2.0 g peso finalmáximo).El método de Kjeldhal utilizado en el presente trabajo para la determinación de proteína cruda, parte delprincipio que la proteína en su mayor parte contiene nitrógeno, de tal manera que la determinación denitrógeno total es muchas veces un estimado del contenido total de proteínas. Este método determina elnitrógeno total, tanto proteínico como nitrógeno no proteínico (urea, aminoácidos, quitina, etc.). Se sabeque los crustáceos son una fuente muy rica de quitina, polímero de n-acetilglucosamina y glucosamina,fuentes ricas en nitrógeno, por lo que la adición de ingredientes que contienen quitina como lo son la

harina de cabeza de camarón y los subproductos de langostilla, con excepción del extracto lipídico,sobrestiman el valor de nitrógeno y el contenido de proteína en los alimentos. Lo anterior dejaría pensarque el nivel de proteína de los alimentos pudiera verse afectado de manera importante, sin embargo, Cruz-Suárez, Rique-Marie, Martínez-Vega y Wesche-Ebeling (1993) reportan que la harina de cabeza decamarón que ellos evaluaron como ingrediente en alimentos para camarón, contenía en promedio 10.56%de quitina, mientras que Calvo, Castro, Sánchezarmas y Pérez (1995) estiman un 8.75% de quitina enharina de langostilla, datos que coinciden con lo encontrado por Goytortúa y Civera (datos no publicados)también en harina de langostilla. En base a estos reportes se calculó el porcentaje teórico de participacióndel nitrógeno de la quitina aportada por la harina de cabeza de camarón y por los subproductos delangostilla, llegando a la conclusión que dicha contribución no resulta significativa en el valor total deproteína, ya que solo sobrestima con aproximadamente dos puntos porcentuales el contenido de proteína,con lo que el contenido proteínico de los alimentos que contienen la fracción sólida de langostilla (DHL,DLL, DCPL Y DCP+EL) en realidad sería de 39.29 a 40.37%.Diversas investigaciones han puesto en evidencia que la harina de langostilla, al sustituir parcial ototalmente a la harina de sardina en alimento para juveniles de L. vannamei, incrementa significativamentela tasa de crecimiento. Goytortúa (1993) trabajando bajo condiciones similares a las aquí reportadas,encontró que la inclusión de 15% de harina de langostilla en el alimento (42% proteína cruda),sustituyendo en un 33% la proteína aportada por la harina de pescado (desechos de atún), mejorabasignificativamente la tasa de crecimiento. Civera et al. (1994) observan este mismo efecto con porcentajesde sustitución de 30 a 100%, reportando como óptimo sustituciones entre 50 y 66% en L. vannamei, nivelóptimo que coincide con lo encontrado por Goytortúa y Civera (datos no publicados) trabajando con lamisma especie (Ver anexo I). En el presente trabajo dicho fenómeno no fue tan evidente, ya que elalimento con harina de langostilla (DHL) incrementó el crecimiento, pero sin llegar a ser estadísticamentediferente al alimento de referencia. Los valores de las tasas de crecimiento obtenidos aquí son ligeramentesuperiores a los reportados por Goytortúa (1993), bajo condiciones de cultivo similares, aunque lasdiferencias principales fueron, básicamente, el origen y la calidad de las harinas de pescado empleadas enambos experimentos.Dentro de los criterios tomados en cuenta para certificar las harinas de pescado como “premium”, esto es,de excelente calidad, se encuentra la composición química proximal, y dentro de ésta los puntos quemayor peso tienen son el contenido en proteína y en cenizas (Romero, Castro, Díaz, Rveco y Zaldívar1994; Cruz-Suárez, Ricque, Nieto y Salazar, 1998). La relación proteína/cenizas puede indicar el origen dela harina; cuando contiene un alto porcentaje de proteínas (65%) y bajo porcentaje de cenizas (14%)podemos pensar que esta harina fue elaborada a partir de peces enteros, mientras que un bajo contenidoproteínico (58%) y alto contenido en cenizas (23%) indica que procede de desechos de peces. En base aestos criterios y tomando en cuenta que la harina de sardina utilizada en el presente trabajo proviene deorganismos enteros (66.9 y 14% de proteína y cenizas respectivamente) y no de desechos de atún (57.30%proteína y 26.8% cenizas), como fue el caso de la harina utilizada por Goytortúa (1993), se podríanexplicar las diferencias en las respuestas de crecimiento obtenidas en estos trabajos.La tasa de crecimiento de los organismos alimentados con la dieta DHL no varió significativamente conrespecto a aquellos alimentados con la dieta con langostilla liofilizada por lo que, tomando en cuenta latasa de crecimiento como criterio, las operaciones unitarias empleadas en la elaboración de la harina delangostilla (cocimiento y secado) no afectaron la calidad de la langostilla. Sin embargo, el proceso deextracción con éter de petróleo al que fue sometida la langostilla liofilizada para obtener su respectivoconcentrado proteínico, sí tiene un efecto tratándose de un efecto positivo ya que los organismosalimentados con las dietas que contienen esta fracción (DCPL y DCP+EL ) presentaron una tasa decrecimiento significativamente mayor a los del alimento con langostilla liofilizada (DLL) y a los delalimento de referencia. Es probable que el éter de petróleo (solvento poco polar) utilizado en el presentetrabajo haya tenido un efecto desnaturalizante sobre la proteína de la langostilla logrando con esto unincremento en la disponibilidad de nutrientes. Tomando en cuenta estos resultados, además del hecho quela adición del concentrado proteínico de sardina obtenido bajo el mismo proceso empleado en la obtencióndel concentrado de langostilla no mejore la tasa de crecimiento de los organismos, pone en evidencia queen la fracción proteínica de la langostilla es donde se localiza el promotor de crecimiento sugerido enreportes anteriores (Goytortúa 1993; Civera et al., 1994; Civera et al., 1998b), y que el proceso deextracción potencia el efecto promotor de crecimiento de este compuesto.

Existen otros reportes en donde han observado un incremento en la tasa de crecimiento de camaronesalimentados con concentrados, o aislados proteínicos, con respecto a su fuente original (Cruz-Suárez,1983; Akiyama, Coelho, Lawrence y Robinson, 1989; Shiau, Lin y Chiou, 1992), de hecho Castell, et al.(1989) recomiendan el uso de un concentrado proteínico de cangrejo como fuente proteínica de referenciaen estudios de nutrición en crustáceos. Di Cesare, Moioli y Pestalozza (1982) al utilizar isopropanol comosolución extractora para la obtención de un concentrado proteínico de anchoveta, reportan que el solventemodifica las propiedades funcionales (características fisico-químicas) de las proteínas contenidas en laanchoveta pero no modifica la disponibilidad de la lisina, con lo que concluyen que el valor biológico delconcentrado proteínico no se ve modificado. La pérdida o modificación de las propiedades funcionales delas proteínas se debe al poder desnaturalizante que ejerce el solvente sobre la conformación o estructura dela molécula nativa de las proteína, modificación exclusiva de la hidrólisis de los enlaces covalentesprimarios, lo que excluye la proteólisis o ruptura de enlaces disulfuro (Badui, 1986). Sin embargo, unresultado de la desnaturalización es una mejor susceptibilidad a la proteólisis, ya que con ladesnaturalización se expone a ciertos constituyentes funcionales, como los grupos disulfuro de la cistina oel grupo fenólico de la tirosina, que en la proteína original se pudieran encontrar inaccesibles (Desrosier,1984).En el presente trabajo no solo se observó una mejoría en la tasa de crecimiento, sino que también existióun incremento en el consumo de alimento. Esta correlación (r = 0.91) podría indicar que el incremento enla tasa de crecimiento es consecuencia del incremento en el consumo de alimento, tal como lo comentanCruz-Suárez et al. (1993), sin embargo, resultados anteriores obtenidos por el grupo de Nutrición Acuícoladel CIBNOR, muestran que la inclusión de langostilla incrementa significativamente la tasa decrecimiento de juveniles de L. vannamei sin aumentar el consumo de alimento (Hernánez, 1999;Goytortúa y Civera, datos no publicados). Se sabe que compuestos nitrogenados (p. ej. nucleótidos,aminas ternarias, péptidos) son capaces de reaccionar con los quimioreceptores de los camarones actuandocomo atractantes y/o estimulantes alimenticios (Mackie, 1973; Carr 1978; Zimmer-Faust, 1987); tambiénse conoce que los crustáceos son una excelente fuente de estos compuestos, Holland y Borski (1993)identificaron una fracción de bajo peso molecular que, en conjunto con otros compuestos diferentes aaminoácidos presentes en un extracto de cabeza de camarón, estimularon la ingesta de alimento enjuveniles de L. vannamei. Montemayor et al. (1998) reportan que un prensado de langostilla resulta serexcelente atractante en alimentos para camarón, por lo que es muy probable que la langostilla incrementela tasa de crecimiento además de incrementar el consumo de alimento, tal como sucede con el calamar.Cruz-Suárez, Guillaume, Cuzon y AQUACOP (1987) fraccionaron, con el uso de solventes, al calamar enuna fracción lipídica, una fracción hidroalcohol-soluble y una fracción proteínica, determinando que enesta última se encuentra un péptido de bajo peso molecular que estimula el crecimiento de los camarones,sin incrementar el consumo de alimento, mientras que la fracción hidroalcohol-soluble incrementa elconsumo de alimento y no la tasa de crecimiento.La inclusión de la fracción lipídica de langostilla, en sustitución del aceite de atún (Dieta DELL), nomostró mejorar significativamente la tasa de crecimiento y el consumo de alimento de los organismos. Esya conocido el importante papel que desempeñan los lípidos en el metabolismo de los camarones (Cuzon yGuillaume, 1999), y también se ha reportado como la cantidad y calidad de la fuente de lípidos en losalimentos influyen en el crecimiento de camarones (Merican y Shim, 1995; D’Abramo 1997), por lo queresulta importante tomar en cuenta el método empleado para la extracción de la fracción lipídica (métodode Soxhlet), ya que es posible que la temperatura que alcanza el solvente (hasta 50°C) tenga un efectonegativo sobre el valor biológico del extracto obtenido. Cruz-Suárez, et al. (1998) reportaron que el uso deaceites altamente oxidados (100 meq peróxidos/kg dieta) en dietas para camarón reducen el consumo dealimento como principal efecto, mientras que aceites baja y medianamente oxidados (6 y 50 meqperóxido/kg dieta, respectivamente) no produjeron diferencias significativas en la tasa de crecimiento yconsumo de alimento. Al comparar la tasa de crecimiento y el consumo de alimento entre los organismosalimentados con la dieta DELL y los alimentados con la dieta que contiene langostilla liofilizada, endonde la fracción lipídica de langostilla no sufre ningún tratamiento térmico drástico (Dieta DLL), no seobserva un detrimento en estos criterios nutricios, por lo que podemos suponer que el grado de oxidacióndel extracto lipídico de langostilla es de bajo a mediano. No obstante, en base a estos resultados se puedeconsiderar que el extracto lipídico y el aceite de langostilla son buenos sustitutos del aceite de atún enalimento para juveniles de L. vannamei.Otros compuestos que pudieron haber presentado cierto grado de oxidación son los pigmentos presentesen el extracto lipídico de langostilla. Los pigmentos carotenoides presentan varias funciones fenológicas y

fisiológicas en especies acuáticas (Meyers y Latscha, 1997), en donde la adición de éstos al alimentobalanceado para crustáceos, además de haber mostrado que resulta ser nutrientes indispensables (Meyers,1998; Arango, 1999), se han relacionado con un incremento en la tasa de crecimiento en la langostaHomarus americanus (Bordner, D’Abramo, Conklin y Baum, 1986) y en el camarón L. vannamei(Arango, 1999). Contrariamente, Nègre-Sadargues et al. (1993) sugieren que la adición de astaxantina ycantaxantina a los alimentos no incrementa la tasa de crecimiento de juveniles de L. japonicus, lo cualcoincide con lo reportado por Yamada, Tanaka, Sameshima e Ito (1990), y con lo encontrado en elpresente trabajo ya que la adición del extracto lipídico y del aceite de langostilla, no mejora la tasa decrecimiento de juveniles de L. vannamei. Se ha reportado que la astaxantina incrementa la tolerancia alestrés y mejora la respuesta inmune de los camarones (Menasveta, 1993), por lo que se puede pensar queel efecto promotor de crecimiento de los pigmentos se manifestaría cuando los organismos se encuentranbajo condiciones estresantes, y no bajo las condiciones descritas para el presente trabajo.Meyers y Latscha (1997) reportan que la adición de astanxantina a los alimentos reducen el período dedesarrollo poslarval de L. japonicus, sugiriendo que este pigmento induce variaciones cuantitativas en lashormonas de la muda (ecdisonas), al respecto Nègre-Sadargues et al. (1993) coinciden en que la presenciade astaxantina tiene un efecto en la frecuencia de muda. Sin embargo en el presente trabajo, la fracciónlipídica de la langostilla (extracto y aceite) no tuvo efecto sobre la frecuencia de muda, mientras que lafracción proteínica si afectó la frecuencia de muda, ya que los alimentos DHL, DLL, DCPL y DCPL+ELincrementaron significativamente el número de mudas con respecto a todos los demás alimentos,incluyendo a los alimentos que contienen únicamente la fracción lipídica de langostilla (DELL y DAL).Este incremento en el número de mudas coincide con lo reportado en trabajos anteriores (Civera,Goytortúa, Rocha y Greene, 1992; Goytortúa, 1993; Civera et al., 1994; Villarreal et al., 1994) donde seevaluó la harina de langostilla en alimento para camarón.El crecimiento de los crustáceos es un proceso discontinuo regulado por el proceso de muda (Fernández,1998), esto es, el organismo necesita mudar para poder crecer. Bajo la hipótesis de que a una mayorfrecuencia de muda, será mayor la tasa de crecimiento, Qinse et al. (1996) adicionaron una hormonaestimuladora de la muda a los alimentos para L. monodon y Metapenaeus ensis reportando un incrementoen la frecuencia de muda y en la tasa de crecimiento de los camarones. Sin embargo no necesariamente auna mayor frecuencia de muda corresponde un mayor crecimiento, por ejemplo, condiciones estresantespueden incrementar la frecuencia de muda sin que el crecimiento se vea incrementado, al menos nosignificativamente. En el presente trabajo no se observó una correlación entre la frecuencia de muda y latasa de crecimiento, lo que evidencia que no necesariamente a una frecuencia de muda mayor correspondeuna mayor tasa de crecimiento, fenómeno que se ha detectado en otros trabajos en los cuales se incluyeharina de langostilla al alimento (Anexo I), sin embargo para poder afirmar esto se requiere medir elcrecimiento a la muda de los organismos alimentados con dietas que contengan langostilla. El proceso demuda o ecdisis es regulado por la hormona inhibidora de la muda (MIH) y por la hormona de la muda(MH), en donde la hormona de la muda se expresa cuando el balance entre los niveles de las dos hormonasle favorece, mientras esto ocurre la hormona inhibidora retarda el inicio del proceso de muda (Fernández,1998). Es posible que un compuesto presente en la langostilla induzca un desbalance entre la hormonaMIH y la MH provocando con esto un mayor número de mudas sin que necesariamente incremente la tasade crecimiento de juveniles de L. vannamei. Al momento no contamos con datos suficientes paraidentificar la naturaleza de dicho compuesto, sin embargo existen en la langostilla dos elementos que sesabe participan en el proceso de muda, estos son la quitina y el calcio, y posiblemente exista un terceroque es una hormona aceleradora de la muda. Esta última ya ha sido reportada en crustáceos y su función esla de estimular la producción de ecdiesteroides por el órgano Y (Zeller 1992; Withers 1992).En la langostilla se ha identificado la presencia de un péptido inmunologicamente similar a la insulinahumana, el cual pudiera tener actividad estimulante de crecimiento en camarones (Vega-Villasante, com.pers.), similar a la que ha sido identificada en crustáceos (Sanders, 1983a; Richardson et al. 1997). SegúnSanders (1983b) la función más importante de la insulina inmunoreactiva en los crustáceos es laestimulación de la síntesis de proteínas con el consiguiente efecto sobre el crecimiento. Con anterioridadse ha comprobado que estos péptidos estimularon el crecimiento de larvas de camarón L. schmitti y dejuveniles de camarón L. vannamei al ser suministrados en forma oral, mezclados con un alimentoconvencional balanceado (Gallardo et al. 1994; Galindo, Gallardo, Medina y Villagrama, 1995; Gallardo1998), por lo que se puede suponer que al adicionar langostilla al alimento de camarón L. vannameiestamos adicionando este tipo de hormona, sin embargo, no contamos con evidencia para afirmar esto, asícomo desconocemos el efecto que pudiera tener el éter de petróleo sobre la actividad de este compuesto.

Los valores de eficiencia proteínica se han sugerido como un buen criterio para evaluar fuentes proteínicasen alimentos balanceados (Cruz-Suárez, 1994), sin embargo la interpretación que se haga de estos valorestiene que ser hecha con cuidado, ya que el método presume que toda la proteína es utilizada paracrecimiento (Tacon, 1989), por lo que dicho criterio no necesariamente es biológico, sino más bien resultaser económico. Alvarez, Galindo, Barbaro-Jaime y Pelegrín (1999) reportan una disminución en losvalores de eficiencia proteínica conforme incrementan el nivel de proteína en alimentos prácticos para laengorda del camarón L. schmitti. La relación inversa entre la eficiencia proteínica y la proteína dietéticaha sido también reportada por Colvin (1976), Sedwick (1979) y Cousin, Cuzon, Blanchet y Ruelle (1991)en L. indicus, L. merguiensis y L. vannamei, respectivamente, lo que sugiere que cuando los aminoácidosdietéticos exceden los niveles requeridos para síntesis proteínica, estos son catabolizados y por lo tanto nosoportan el crecimiento (Molina, 1998). La incorporación de langostilla a los alimentos no mejora losvalores de eficiencia proteínica en juveniles de L. vannamei, con respecto a los obtenidos con losorganismos alimentados con la dieta de referencia, esto se debe a que el contenido de proteína de losalimentos fue alto, por lo que el exceso en proteína es utilizado como fuente de energía.Un comportamiento similar a la eficiencia proteínica se observó con los valores de factor de conversiónalimenticia (FCA), ya que para calcular el primero se utiliza la cantidad de proteína consumida y para elsegundo la cantidad de alimento consumido y al tratarse de alimentos isoproteínicos la cantidad deproteína ingerida está en función de la cantidad de alimento consumido o viceversa. Los valores de FCAaquí obtenidos (1.26 ± 0.09 promedio), aunque son buenos ya que indican que para incrementar el pesodel organismo en 1 g se requiere de 1.26 g de alimento, existe la posibilidad de mejorarlos. Se hareportado que el contenido de cenizas y de quitina tienen un efecto sobre la estabilidad de los alimentos(Fox, Blow, Brown y Watson, 1994), lo que puede traer como consecuencia un aumento en los valores deFCA, por lo que una disminución de estos compuestos pudiera tienen un efecto positivo sobre el FCA, deahí que resulte importante el identificar bien la función de los nutrientes presentes en la fracción proteínicade la langostilla, para que una vez identificado dicho factor, se pueda incrementar su valor por medio de laextracción de sustancias que estén actuando de manera adversa, como pudiera ser el caso del efecto delcontenido de cenizas sobre la conversión alimenticia.Los resultados del presente trabajo demuestran que las fracciones de langostilla obtenidas por extraccióncon éter de petróleo tienen efectos diferentes sobre los juveniles de L. vannamei. La fracción proteínicatiene un marcado efecto benéfico sobre el crecimiento en peso, el consumo del alimento y la frecuencia demuda de los camarones, mientras que la fracción lipídica no produce esas mismas respuestas. Esto nospermite pensar que el concentrado proteínico efectivamente contiene un promotor de crecimiento, sinembargo, se requiere realizar más estudios para identificar él o los compuesto(s) involucrado(s), así comoel modo de acción.

7.2 EXPERIMENTO DE DIGESTIBILIDAD

Varios autores que han utilizado óxido crómico como marcador en evaluaciones de digestibilidad aparenteen camarones, toman a la apariencia (color y consistencia) de la materia fecal colectada como criterio paracomparar el efecto del marcador sobre la velocidad de transito del alimento y del mismo marcador (Leavitt1981; Brown, Williams, Robinson, Akiyama y Lawrence, 1986; Cousin, Cuzon y Guillaume, 1996). Lamateria fecal colectada en el presente trabajo presentó un color verde homogéneo, por lo que se puedesuponer que el óxido crómico y el resto del bolo alimenticio pasaron a través del tracto digestivo de losorganismos a una misma velocidad.La proteína es el ingrediente más crítico en los alimentos para camarón, tanto desde el punto de vista decostos como en respuesta de crecimiento (Sudaryano, 1995), además de ser un criterio muy importantedesde el punto de vista ecológico. El nitrógeno proveniente de los alimentos es uno de los principalesfactores que contribuyen a la contaminación del sistema de cultivo y su entorno (Davis y Arnold, 1998).Una manera de reducir de forma directa y eficiente la producción de desechos nitrogenados al medio, eshacer uso del conocimiento que proporcione la determinación de los valores de digestibilidad aparente delos alimentos y/o ingredientes utilizados. Los valores de digestibilidad aparente indican “ la disponibilidadde un ingrediente o de un alimento” (Cruz-Suárez, Ricque-Marie y Nieto-López, 1999), de manera tal quees convertido en el aparato digestivo en sustancias útiles para la nutrición. Esto quiere decir que, a unmayor valor de digestibilidad aparente de proteína mayor será la cantidad de nitrógeno retenido por elorganismo, y por lo tanto, menor será el nitrógeno desechado al medio ambiente.

Uno de los criterios que hay que tomar en cuenta para la obtención de un alimento con alta digestibilidad,es la selección de ingredientes que hayan mostrado valores altos de digestibilidad en los organismos hacialos que va dirigido. Cruz-Suárez et al. (1998) recomiendan el uso de harina de pescado con valores dedigestibilidad proteínica mayores a 85%, sin embargo, este criterio no es suficiente para asegurar lacalidad de dicho ingrediente, ya que puede darse el caso de que un ingrediente, con valores no muy altosde digestibilidad, tenga un efecto benéfico sobre la digestibilidad del alimento en el cual esta incluido(Brown, Robinson, Clark y Lawrence, 1989). Colvin (1976) encontró que la harina de camarón resulta seruna mejor fuente proteínica para P. indicus que la harina de pescado, pero una mezcla de las dos resultaser todavía mejor. Tal es el caso de la harina de langostilla, para la cual Ezquerra et al. (1997a) reportanuna digestibilidad proteínica significativamente menor a la obtenida con una harina de anchoveta (73 y84% respectivamente) en juveniles de L. vannamei, sin embargo, Goytortúa (1993) al incluir harina delangostilla como sustituto de harina de desechos de atún en dietas para juveniles de L. vannamei, reportaun incremento significativo en la digestibilidad proteínica al compararlos con los obtenidos con la dieta dereferencia sin harina de langostilla.Los resultados obtenidos en el presente trabajo confirman lo anterior, ya que la inclusión de langostilla alas dietas incremento la digestibilidad proteínica de las mismas con respecto a la dieta de referencia sinlangostilla, siendo significativo dicho aumento solo con la dietas que no incluyeron al extracto lipídico delangostilla (DHL, DLL y DCPL). Existen varios factores que afectan a la digestibilidad de un nutrientecomo lo son la especie y edad del organismo, factores ambientales y la calidad del alimento suministrado(Lee y Lawrence, 1997); la calidad y cantidad de nutrientes, asociación entre nutrientes y/o palatabilidadde los alimentos, así como una modificación en la actividad enzimática digestiva son factores que afectanla digestibilidad de los nutrientes por parte de los organismos. Se sabe que la harina de langostilla no essuperior a la harina de pescado en términos de su composición en aminoácidos (Villarreal et al. 1994;Ezquerra et al. 1999) y de su digestibilidad proteínica aparente (Ezquerra et al., 1997a). Basados en estosconocimiento previos, además de que las dietas evaluadas en el presente trabajo eran isoproteínicas, sepuede descartar que el incremento en los valores de digestibilidad proteínicas obtenidos se deba a unincremento en la calidad y/o cantidad de proteínas suministradas en la dieta.Varios investigadores, al estar trabajando con crustáceos y alimentos peletizados, mencionan la existenciade efectos asociativos entre ingredientes, sin embargo aun no existen datos necesarios con los cuales seentienda mejor dicho fenómeno (Lee y Lawrence, 1997; Mendoza, 1999; Cruz-Suárez, 1999). Segúndescriben Brown et al. (1989) un efecto asociativo se puede entender como el cambio en la digestibilidadde un ingrediente (o compuesto específico de dicho ingrediente y/o dieta) al adicionar otro, en donde dichaasociación puede ser positiva (aumenta disponibilidad) o negativa (disminuye disponibilidad). Es probableque se esté presentando un efecto asociativo entre los nutrientes de la langostilla y los nutrientes de losdemás ingredientes contenidos en los alimentos, de manera tal que la digestibilidad proteínica se veincrementada, al menos para el caso de las dietas DHL, DLL y DCPL, ya que para el caso de las dietasDELL y DCP+EL se presentó una asociación negativa entre compuestos. Estas dos ultimas dietas nopresentaron valores de digestibilidad proteínica significativamente mayores a los obtenidos con la dieta dereferencia, probablemente debido a la incorporación del extracto lipídico de langostilla, el cualseguramente presentó cierto grado de oxidación (de leve a moderado, según se comentó anteriormente), endonde los productos de la oxidación pudieron haber reaccionado con ciertos aminoácidos ligados a lasproteínas con lo cual reduce su disponibilidad (Nielsen et al., 1985 citado por Mendoza, 1999), estocoincide con lo reportado por Cruz-Suárez et al. (1998) quienes indican que uno de los efectos del uso delípidos oxidados en dietas para camarón es una reducción en la digestibilidad de proteínas. Un factor relacionado con la digestibilidad al cual se le ha puesto poca atención es la palatabilidad delalimento. Este factor resulta importante, ya que como definen Lee y Lawrence (1997) debido a que laingestión precede a la digestión, la palatabilidad de un alimento determina finalmente qué nutrientes estándisponibles para la digestión. Si bien esto es cierto, el consumo de alimento se ha visto mas relacionadocon la digestibilidad de materia seca que con respecto a la digestibilidad de proteínas (Brown et al., 1986),aunque no se descarta la posibilidad de que para el caso de la langostilla, la palatabilidad este teniendo unefecto sobre la digestibilidad de los alimentos, sin embargo habrá de evaluar en un mismo experimentoambas variables.La digestión química de los alimentos en camarones se realiza gracias a la acción de enzimas digestivassiendo la tripsina la enzima predominante en el sistema digestivo de los camarones y en conjunto con otrasproteasas se encargan de la digestión y aprovechamiento de la proteína dietaria (Ceccaldi, 1997; Cahu,1999; Cruz-Suárez, 1999), por lo que cualquier modificación en el accionar de dichas enzimas tendrá

como consecuencia una modificación en la digestibilidad de los alimentos. Le Moullac, Van Wormhoudt yAQUACOP (1994) demostraron que la calidad proteínica de los alimentos puede ejercer una inducciónespecífica de enzimas. Smith, Lee, Lawrence y Strawn, (1985) señalan que el contenido de cenizas y dehumedad de un alimento son factores importantes para obtener una mejor digestibilidad total de losalimentos. De hecho Lan y Pan (1993) atribuyen una mejor digestibilidad al contenido de cenizas (Ca,NaCl y fosfatos) de alimentos peletizados para camarones con respecto a la misma formulación antes deser peletizados, argumentando que las cenizas actuarían como activadores de proteasas (Mendoza, 1999),por lo que tomando en cuenta que la inclusión de langostilla incrementa en contenido de cenizas en lasdietas, se podría esperar un incremento en la actividad enzimática de proteasas lo que a su vezincrementaría la digestibilidad proteínica, sin embargo al comparar los valores de digestibilidad proteínicacon la actividad específica de proteasas, se observa que no existe correlación ( r = 0.01), a pesar de queexiste un ligero incremento en la actividad específica de proteasas al incluir productos de langostilla alalimento.Este comportamiento coincide con lo reportado por Vega-Villasante (1998) quien observó que lasubstitución de insumos (harina de pescado, pasta de soya o harina de cabeza de camarón) por harina delangostilla en alimentos para juveniles de F. californiensis ejerce un efecto positivo en la ganancia en pesode los camarones, sin embargo este efecto no corresponde al comportamiento de la actividad enzimáticadigestiva global de proteasas, en donde la tendencia fue la de mantener los valores de actividad muycercanos al reportado para el alimento control. Esta falta de relación de la actividad específica de proteasascon el alimento reportados en el presente trabajo, en primer lugar puede ser atribuido a que se trató dealimentos isoproteínicos y aparentemente con un perfil de aminoácidos similar, aunado a la posibilidad deque las adaptaciones fisiológicas de las actividades enzimáticas digestivas pudieran estar enmascaradaspor otros procesos en el momento de determinar estas actividades (Vega-Villasante, 1998). Lee, Smith yLawrence (1984) encontraron que las actividades totales (actividad enzimática/min/g de hapatopácreas)demostraron ser más afectadas por el alimento que al considerar la actividad específica (U/mg proteína),sin embargo Ezquerra et al. (1997b y 1999) reportan que sustituciones de 15% de ingredientes proteínicosen alimentos para juveniles de L. vannamei tienen un efecto directo en la actividad específica de proteasas.El proceso utilizado en la preparación de alimentos acuáticos tiene un papel significante en ladisponibilidad de nutrientes presentes en el alimento (Lee y Lawrence, 1997), lo mismo se puede aplicarpara los ingredientes que reciben algún tipo de tratamiento antes de ser integrados al alimento.Ingredientes purificados o procesados han mostrado ser mejor digeridos por crustáceos que cuando seencuentran en su forma original (Akiyama, Coelho, Lawrence y Robinson, 1989; Shiau et al., 1992; Lee yLawrence, 1997), esto se debe a que el proceso anabólico de las proteínas, iniciado por la acción deproteasas, es más eficiente en un sustrato predigerido ya que los aminoácidos están más disponibles parala acción enzimática (Achupallas, 1998). Esto pudiera explicar el hecho de que el alimento al cual se leadicionó harina de langostilla (DHL) presente mejores valores de digestibilidad proteínica, aunque noexiste diferencia significativa, en comparación con aquellos alimentos que incluyeron langostillaliofilizada (DLL) o al concentrado proteínico (DCPL); es posible que el proceso térmico al que fuesometida la langostilla para su conversión a harina (escaldado y secado) haya provocado una hidrólisis delas proteínas, con lo que los aminoácidos estructurales queden más expuestos al ataque enzimáticomejorando con esto la digestibilidad proteínica del alimento.La inclusión de langostilla a los alimentos mostró tener un efecto sobre el crecimiento y la digestibilidadde los camarones L. vannamei, sin embargo este efecto no se ve reflejado a nivel de la composiciónproteínica del músculo de los organismos, fenómeno similar al reportado por Alvarez et al. (1999) quienesreportan que el nivel proteínico de los alimentos consumidos por camarones P. schimitti no mostró tenerefecto en el contenido proteínico muscular.Aunque en el presente trabajo no se observa correlación entre la respuesta en tasa de crecimiento obtenidaen el ensayo de crecimiento y la digestibilidad proteínica obtenida en el de digestibilidad, se ha reportadoque una mejoría en la digestibilidad proteínica incrementa la tasa de crecimiento de los organismos yademás permite disminuir la descarga de nitrógeno al medio (Davis y Arnold, 1998), lo cual por sí solo esde gran importancia. Un ejemplo del beneficio que puede traer el conocimiento de los valores dedigestibilidad de los alimentos se presenta en el caso de la industria de cultivo de salmón en Chile, ya quesegún cita Achupayas (1998) esta industria vio disminuido en un 133% los sólidos fecales por cadatonelada de alimento, al utilizar un alimento con una digestibilidad adecuada (mayor a 90%) en vez de unalimento comercial con digestibilidad reducida (63%). En base a esto se puede pensar que con el uso de

productos de langostilla en alimento para juveniles de L. vannamei no solo se mejorará la tasa decrecimiento, sino que también se disminuirá el grado de contaminación por desechos nitrogenados.Molina (1998) reporta una reducción sensible en la descarga de compuestos nitrogenados al medioambiente al disminuir la concentración de proteína en los alimentos para L. vannamei. El utilizar fuentesproteínicas con alta digestibilidad puede permitir disminuir la concentración proteínica de los alimentos,pero para que esto resulte se requiere conocer el requerimiento en proteínas de los organismos a cultivar.Pensamos que en el presente trabajo se excedió en la concentración de proteína en los alimentos y estapuede ser una de las causas por las que los valores de digestibilidad proteínica obtenidos sean menores alos reportados por Goytortúa (1993) trabajando con L. vannamei, pero con un peso menor (3.3 g pesopromedio inicial). Molina (1998) concluye que un alimento de 20% de proteína y 40% de almidóngelatinizado rindió los mayores beneficios a los camarones P. indicus y L. vannamei que una de 40% entérminos de alto consumo, crecimiento y digestibilidad, sin embargo esta disminución en el contenidoproteínico del alimento no solo esta en función del tamaño del organismo, sino que depende también de laadición de nutrientes que provean de energía al organismo de manera tal que la proteína no seacatabolizada para la obtención de energía.Se ha reportado que los lípidos y los carbohidratos tienen poca participación en el metabolismo energéticode los camarones peneidos (Bartley, Carlberg, Van Olst y Ford, 1980; Smith y Dall, 1991) y en general delos crustáceos (Claybrock, 1983), y se sugiere que una parte importante de las proteínas del alimentodeben de ser metabolizadas para la obtención de energía directa (Rosas, Gaxiola y Sánchez, 1998) sobretodo cuando se conjunta un nivel de proteína superior al requerido y un suministro de fuentes de energíapoco aprovechables por los organismos. El hecho de que exista una correlación entre los valores dedigestibilidad proteínica y energía disponible (r = 0.758), y no entre digestibilidad lipídica y la energíadisponible (r = 0.424), hace suponer que una parte importante de la proteína suministrada en el alimentofue catabolizada por parte de los organismo para la obtención de energía. El alimento DHL presentó unaenergía disponible significativamente mayor al obtenido con el alimento DR así como una actividadamilolítica significativamente mayor, esto podría indicar que el proceso de cocción al cual se sometió lalangostilla para transformarla a harina sirvió para predigerir compuestos glucosídicos presentes en lalangostilla volviéndolos más susceptibles a la acción de amilasas. A excepción de la harina, la inclusión delos demás subproductos de langostilla a alimentos de pre-adultos de L. vannamei parece no tenerinfluencia sobre la actividad específica de amilasas. El hecho de que la proteína excedente del alimentoesté siendo catabolizada para la obtención de energía no es recomendable no solo por su participación enla producción de desechos nitrogenados, sino que implica un incremento en los costos de produccióndebido al costo que representa la proteína en el alimento.Aunque los carbohidratos y las proteínas alimenticias pueden ser metabolizados por peces y crustáceoscomo fuente de energía, los lípidos neutros, particularmente los triglicéridos, son una buena fuente deenergía (Cruz-Suárez, Ricque y Domínguez, 1999). La harina de langostilla mostró tener un efecto sobrela digestibilidad lipídica de camarones L. vannamei tal como lo reportó Goytortúa (1993), sin embargo losdemás subproductos de langostilla parecen no haber tenido ningún efecto sobre la digestibilidad delípidos. Si bien no existe correlación entre los valores digestibilidad lipídica y la energía disponible seobserva como los alimentos DCPP y DAL presentan los valores más altos de digestibilidad ydisponibilidad de estos nutrimentos. Estos alimentos se diferencian del alimento DR en que la harina desardina utilizada en ella fue sometida a un proceso de extracción de lípidos (ver Materiales y Métodos),por lo que a fin de contar con alimentos isolipídicos, los lípidos extraídos de la harina de sardina sesustituyeron por aceite de atún (DCPP) y aceite de langostilla (DAL). Esto pudiera explicar el hecho deque sean estas dietas las que produzcan valores más altos de digestibilidad lipídica con respecto a la dietaDR, ya que es posible que los lípidos residuales en la harina de sardina sufran un proceso de oxidacióncausada por tratamiento térmico al cual se somete la sardina en el proceso de obtención de harina como hasido reportado por Hardy y Masumoto (1991). Opstevedt (1973) trabajando con pollos, reporta que ladigestibilidad aparente de lípidos residuales de una harina de arenque secada al vacío fue mayor que laharina obtenida con por un proceso de secado con alta temperatura. Esta diferencia la atribuye a laoxidación de lípidos por el tratamiento térmico, y los productos de la oxidación, al no ser fácilmenteesterificados, son pobremente digeridos por los pollos, dando una digestibilidad de lípidos totales baja.Merican y Shim (1995) reportan que adultos de P. monodon (20 g) digieren muy bien a los triglicéridos(96-100%) mientras que los ácidos grasos libres son los que menores valores de digestibilidad presentan(6-74%). Applenford y Anderson (1997) al trabajar con carpa común (Cyprinus carpio) reportan que alaumentar de 4 a 13.6% la inclusión de aceite de atún al alimento de los organismos se mejoran los valores

de digestibilidad lipídica, y esto se ve reflejado en un incremento significativo en los valores de energíadisponible.La digestión de los lípidos está asegurada por las lipasas y esterasas (Cruz-Suárez 1999). En elhepatopáncreas los lípidos sufren dos tipos de transformaciones antes de ser absorbidos: unaemulsificación y una hidrólisis, en donde las lipasas actúan sobre los lípidos emulsionados y las esterasascontinúan la digestión enzimática sobre los productos hidrosolubles obtenidos (Cruz-Suárez, 1999). Adiferencia de la actividad proteolítica, la actividad de lipasas se ve incrementada por la adición delangostilla a los alimentos, siendo significativo dicho incremento cuando se incluyen subproductos de lalangostilla liofilizada. Por los resultados obtenidos es posible pensar que la actividad lipasa puedeutilizarse como un indicador biológico para monitorear el tratamiento térmico que se le de a undeterminado ingrediente o alimento dirigido a la alimentación de camarones L. vannamei, sin embargo nocontamos con evidencias suficientes para sostener esta hipótesis y se requieren más estudios paracorroborarlo.El índice hepatosomático ha sido utilizado como un índice de condición de peces y crustáceos(Penaflorida y Millamena, 1990; Jiménez, García, Gandonou y Oliva, 1995: Moccia, Gurure, Atkinson yVandenberg, 1998; Watsons, Milani y Hedrik, 1998; entre otros), o sea, como un indicador del estado desalud de los organismos. Para el presente trabajo, según los diferentes índices hepatosomáticos, se asumeque la salud de los organismos no se vio afectada por el tratamiento alimenticio suministrado, dado que losvalores encontrados son muy semejantes.Al analizar las clases de lípidos en el hepatopáncreas de los camarones, se apreció que aquellosorganismos alimentados con los alimentos DLL y DCP+EL presentan los valores más bajos de ácidosgrasos libres (8.14 y 7.81 g/100g lípidos), coincidiendo con que también son dos de los tres alimentos quepresentan los valores más bajos de digestibilidad lipídica, lo que apoya la hipótesis de que el uso deconcentrado proteínico de sardina reduce la cantidad de ácidos grasos libres. Sin embargo, los organismosalimentados con el alimento DR presentan valores altos de ácidos grasos libres (16.8 g/100 g lípidos) ybajos valores de digestibilidad de lípidos (57.1 %) no existiendo correlación entre las clases de lípidospresentes en los hepatopáncreas de los camarones y los valores de digestibilidad lipídica obtenidos.Los resultados del presente trabajo muestran que el compuesto promotor de crecimiento presente en lalangostilla se encuentra en la fracción insoluble en éter de petróleo (concentrado proteínico de langostilla),y que el proceso de extracción con este solvente potencia el efecto promotor de crecimiento e incrementael consumo de alimento.Estos resultados hacen suponer la presencia de tres compuestos diferentes que modifican el desarrollo delos organismos, estos son: un compuesto promotor de crecimiento, el cual se presume pueda tratarse de unpéptido; un compuesto que incrementa el consumo de alimento, posiblemente debido a compuestosnitrogenados; y un compuesto que incrementa la frecuencia de muda, cuyo origen esta menos definido,pudiendo tratarse de una alteración en el sistema de producción hormonal, o bien a una adición de lashormonas presentes en la langostilla. Por el potencial que presentan estos tres compuestos en la nutriciónacuícola, se recomienda continuar con esta línea de investigación de manera que se corrobore la existenciao no de estos compuestos, y de estar presentes no solo identificarlos, sino determinar también sumecanismo de acción.También es recomendable investigar si el incremento en la digestibilidad proteínica reportado en elpresente trabajo tiene un impacto sobre la producción de desechos nitrogenados, así como evaluar el usodel aceite de langostilla en nutrición acuícola (i.e. sustituto de aceite de atún, enriquecedor de presas vivas,etc.).

VIII. CONCLUSIONES.

Las variables ambientales que ejercen una influencia directa sobre el desarrollo y crecimiento de loscamarones bajo cultivo (salinidad, temperatura, etc.) se monitorearon y controlaron, manteniéndolasuniformes entre cada unidad experimental, por lo que los efectos observados en ambos experimentos sepueden atribuir a los alimentos suministrados.

La tasa de crecimiento se incrementó significativamente al incluir el concentrado proteínico enalimentos para camarón, mientras que la inclusión de la fracción lipidica no produce un incremento en latasa de crecimiento, por lo que se concluye que el factor de crecimiento presente en la langostilla se

encuentra en la fracción proteínica (concentrado proteínico) y aparentemente no se debe a un efectosinérgico entre el concentrado proteínico y el extracto lipídico de la langostilla.

El uso de harina de langostilla o de langostilla liofilizada en alimentos balanceados para camarónblanco (L. vannamei) producen tasas de crecimiento similares entre si, por lo que podemos afirmar que elproceso térmico aplicado a la langostilla para su conversión a harina no tiene un efecto negativo sobre suvalor nutricio, al menos en términos de crecimiento.

La digestibilidad proteínica obtenida con la dieta que incluye al concentrado proteínico delangostilla resultó significativamente mayor a la obtenida con la dieta de referencia, mientras que ladigestibilidad de proteínas obtenida con la dieta que contiene al extracto lipídico de langostilla resultósimilar a la obtenida con la dieta de referencia, pero significativamente menor a la dieta con elconcentrado proteínico, por lo que podemos afirmar que el incremento en la digestiblidad de proteína nose debe a un efecto sinérgico entre las fracciones proteínicas y lipidicas de la langostilla.

El proceso de extracción con éter de petróleo incrementa el efecto benéfico del promotor decrecimiento presente en la fracción proteínica de la langostilla, así como también incrementa el efectoestimulante de la ingesta de alimento, mientras que no afecta la digestibilidad proteínica. A excepción delextracto lipídico, la inclusión de productos de langostilla mejora la digestibilidad proteínica, lo que puedeindicar que el uso de langostilla en alimento para camarón puede reducir la producción de desechosnitrogenados. Tomando como base todo lo anterior se recomienda el uso de harina de langostilla para laengorda de juveniles de Litopenaeus vannamei, aunque es aún mejor el uso del concentrado proteínico, elcual contiene un promotor de crecimiento para el camarón. IX LITERATURA CITADA

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APÉNDICE I

Resumen de resultados reportados al evaluar la harina de langostilla como sustituo, parcial ytotal de la harina de pescado en alimentos balanceados para camarones peneidos.

Alimento Proteína Peso Peso TdeC1 Alimento FCA2 Mudas DAP3 Duración Especie Referencia

(%) Inicial final (%) consumido (%) (días)Control4 37.65 0.13 2.78 2038.5 NR 5 Penaeus Villarreal et alCIB9045 38.94 0.13 3.55 2630.8 NR 4 californiensisCIB9056 38.23 0.13 3.24 2392.3 NR 3.8DC 17 25 0.382 0.96 151.3 54 5.24 7 30 Penaeus Villarreal y Castro,DC 27 35 0.382 1.33 248.2 44 2.91 12 vannamei 1992CIB108 43.76 0.382 1.48 287.4 88 2.55 46

Control4 44.46 0.261 1.396 434.9 79 1.54 54 79.68 30 Penaeus Goytortúa, 1993CIB108 43.76 0.26 1.424 447.7 75 1.57 49 83.56 vannamei

CIB159 42.22 0.26 1.678 545.4 89 1.41 95 84.02

Control4 38.45 0.054 0.77 1325.9 64.76 3.08 18 30 Penaeus Civera et al. 1994S66%P10 38.23 0.054 1.23 2177.8 88.51 2.64 20 californiensis

Control4 38.1 0.09 2.39 2555.6 0.09 1.71 69 45 Penaeus Villarreal et alS66%P10 37.4 0.09 3.36 3633.3 0.133 1.7 159 vannamei

Control4 38.45 0.51 1.56 205.9 186.8 4.4 25 Penaeus Fernández, 1996S66%P10 38.23 0.52 1.94 273.1 197.7 3.2 23 Californiensis

Control4 41.89 0.476 2.193 360.7 25.42 1.48 11.33 30 Penaeus Goytortúa y CiveraS35P10 41.89 0.469 2.528 439.0 28.76 1.4 15.33 vannamei Datos no publicados

S50P10 41.17 0.47 2.817 499.4 28.98 1.23 18.33S65P10 41.39 0.478 2.849 496.0 27.75 1.15 22.33

Anchoveta11 1.79 3.52 109.2 31.3 1.97 82.08 30 PenaeusDesechos de atún11 1.79 3.42 99.6 29.4 1.8 72.52 vannamei Ezquerra et al

Langostilla11 1.79 3.45 113.4 30.8 1.94 63.93

Control4 37.14 0.035 0.152 7.61 1.67 30 PenausDHL2012 37.93 0.034 0.266 10.05 3.16 vannamei Hernández, 1999.

DHL4012 37.14 0.034 0.231 8.84 2.481 Tasa de crecimiento. 2 F.C.A.: Factor de conversión alimenticia. 3 Digestibilidad aparente de proteínas. 4

Alimento control sin langostilla. 10 Porcentajes de sustitución de la proteína aportada por la harina depescado por harina de langostilla. 11 Se trata de los ingredientes incluidos a un 15% en alimento control.

APÉNDICE II

Nivel de inclusión de las principales fuentes de proteína contenidas en dos alimentosutilizados en el experimento llavado a cabo por Villarreal et. al. (1994).

Ingrediente Alimento Control%

Alimento S66P%

Harina de pescado 25 8.0Harina de langostilla 0 25.0

Harina de cabeza de camarón 10.0 10.0Pasta de soya 25.5 25.5

Proteína (% en base seca) 38.1 37.3Lípidos (% en base seca) 6.4 6.7

Aminoácidos Alimento Control Alimento S66P

(g/100g muestra seca) (g/100 g muestra seca)Ácido aspártico 3.09 3.07

Acido glutámico 5.47 5.38Serina 1.65 1.79

Histidina 0.70 0.76Glicina 2.45 2.38

Treónina 1.73 1.60Arginina 2.27 2.31Alanina 1.76 1.79Tirosina 1.02 1.25

Metionina 0.93 0.90Valina 1.56 1.65

Fenilalanina 1.57 1.58Isoleucina 1.36 1.33Leucina 2.56 2.45Lisina 1.94 1.89

Triptófano 0.75 0.61Total 30.79 30.76

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