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T E S I S

INCLUSIÓN DE ENSILADO DE PESCADO COMO FUENTE

DE PROTEÍNA Y DE PROBIÓTICO EN LA DIETA DEL

CAMARÓN BLANCO (Litopenaeus vannamei)

Que para obtener el título de

INGENIERO EN PESQUERÍAS

Presenta

Andrés García Rodríguez

Director de tesis

Ph.D. Maurilia Rojas Contreras

La Paz, Baja California Sur, México Abril, 2010

2

DEDICATORIA

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3

AGRADECIMIENTOS

A Dios por permitirme lograr este objetivo en mi vida y espero me permita hacer realidad otros más.

A la Universidad Autónoma de Baja California Sur (en especial al Laboratorio de Ciencia y Tecnología de

Alimentos del Área Interdisciplinaria de Ciencias Agropecuarias) y al Laboratorio de Nutrición Acuícola del

CIBNOR, por darme las facilidades para desarrollar mi tesis.

A la Dra. Maurilia Rojas por creer en mí para la realización de este trabajo, así como por todo su apoyo

recibido y su amistad que me ha brindado incondicionalmente.

Al Dr. Marco Antonio Cadena Roa, al Dr. Ricardo Vázquez Juárez, al Dr. Ernesto Goytortúa y al Dr. Roberto

Civera por todo el apoyo y las facilidades otorgadas.

A la empresa Acuacultora Mahr, por su apoyo mediante el donativo de gran parte de organismos que se

usaron a lo largo de este trabajo.

A todos mis compañeros de laboratorio.

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CONTENIDO

RESUMEN .......................................................................................................................................................... 6

LISTA DE TABLAS ............................................................................................................................................. 8

1. INTRODUCCIÓN............................................................................................................................................ 9

2. OBJETIVOS.................................................................................................................................................. 11

3. HIPOTESIS................................................................................................................................................... 11

4. REVISION DE LITERATURA ....................................................................................................................... 12

4.1 Ensilado de pescado............................................................................................................................... 12

4.2 Ensilado biológico de pescado en la acuacultura ................................................................................... 16

4.3 Fuentes de proteínas para camarón....................................................................................................... 19

4.4 Sistema digestivo del camarón ............................................................................................................... 27

4.5 Microflora intestinal del camarón ............................................................................................................ 34

4.6 Bacterias ácido lácticas........................................................................................................................... 36

4.7 Probióticos en acuacultura del camarón................................................................................................. 40

5. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................................................................ 44

5.1 Elaboración del EBP ............................................................................................................................... 44

5.2 Análisis del EBP...................................................................................................................................... 45

5.3 Elaboración de los alimentos .................................................................................................................. 46

5.4 Análisis de los alimentos......................................................................................................................... 47

5.5 Evaluación de los alimentos en juveniles de camarón blanco................................................................ 47

5.6 Análisis estadístico.................................................................................................................................. 48

6. RESULTADOS.............................................................................................................................................. 49

6.1 Análisis del EBP...................................................................................................................................... 49



7. DISCUSIONES ............................................................................................................................................. 58

7.1 Análisis del EBP...................................................................................................................................... 58

5



8. CONCLUSIONES ......................................................................................................................................... 68

9. RECOMENDACIONES................................................................................................................................. 69

10. BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................... 71

11. ANEXOS ..................................................................................................................................................... 80

Anexo 1 ......................................................................................................................................................... 80

Anexo 2 ......................................................................................................................................................... 81

6

RESUMEN

Los alimentos y los tratamientos para enfermedades son los principales insumos en las empresas dedicadas

al cultivo de camarón y constituyen fracciones significativas dentro de los costos de operación. De los

alimentos, la proteína es el componente más importante en una dieta para la acuacultura debido al costo y al

requerimiento nutricional de los organismos. En esta investigación se evaluó el efecto de la inclusión de un

ensilado biológico de pescado (EBP) como fuente de proteína y de una bacteria probiótica en la dieta de

juveniles de camarón blanco (Litopenaeus Vannamei; LV). El EBP se elaboró con materias primas locales y

como cultivo iniciador probiótico se utilizó la bacteria ácido láctica (BAL) Lactobacillus plantarum TD23

autóctona del camarón blanco LV. Dicho EBP se adicionó en una dieta en reemplazo de la proteína

proveniente de la harina de pescado (HP, 21.45%) en 4 niveles de inclusión: 0% control interno, 50%

ensilado de pescado (50% EBP), 50 y 100% ensilado de pescado liofilizado (50% EBPL y 100% EBPL) y un

control externo (dieta comercial). Se llevo a cabo un bioensayo en juveniles de camarón blanco LV en

tanques con 100 litros, con 30 organismos de aproximadamente 0.1 g cada uno, por triplicado, por 30 días,

con un diseño completamente aleatorio. Las dietas se ofrecieron a saciedad cada tres horas y recambios de

agua diarios al 50%. El EBP obtenido presento una humedad 68.3%, proteína 14%, lípidos 2.3%,

carbohidratos 14.1% y un crecimiento de BAL de 2X109 UFC/g. La liofilización del EBP presento una

humedad 4.3%, proteína 38.7%, lípidos 7.6%, carbohidratos 45% y BAL de 2X107 UFC/g. En las dietas

experimentales el pH bajo alrededor de 6.74 a 4.86 conforme se incrementó la inclusión del EBP. Las UFC/g

de BAL se encontraron en el mismo orden 105 para las dietas 50% EBP y 50% EBPL. Sin embargo en 100%

EBPL se obtuvo tan solo 102 UFC/g. La composición químico proximal entre los alimentos evaluados no

muestran diferencias significativas (p<0.05) en proteínas; exceptuando el control externo el cual presento la

mayor cantidad de proteína; lípidos y energía bruta. La estabilidad del alimento fue inversamente

proporcional al nivel de inclusión del EBP; a mayor inclusión mayor pérdida de materia seca (PMS) y

capacidad de absorción de agua (CAA), a diferencia de los controles que obtuvieron las menores PMS y los

mayores porcentajes en CAA. Los resultados fueron similares entre las inmersiones de una y tres horas.

Durante el ensayo in vivo la tasa de sobrevivencia fue del 100%. En la evaluación biológica, no se

detectaron diferencias significativas (p<0.05) entre peso inicial, peso final y peso ganado de los tratamientos.

7

La viabilidad de las BAL en los organismos fue acumulativa pero distinta en cada tratamiento. En los

tratamientos 50% EBP y 50% EBPL iniciaron la primera semana con 101 y la cuarta semana con 105 y 102

respectivamente, en 100% EBPL no se obtuvo crecimiento en las cuantas viables indicando que las UFC de

BAL en el alimento no fueron suficientes para permanecer ó detectarse en los organismos. El EBP es un

medio propicio para hacer crecer e incluir probióticos en la dieta de los camarones; convirtiéndolo así en un

“alimento funcional” por sus funciones adicionales a las de su valor nutritivo. Los resultados anteriores

permiten concluir que los alimentos que contenían ensilado de pescado; a pesar de la lixiviación;

presentaron parámetros productivos similares a los obtenidos por los alimentos controles.

8

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Características físicas de los EBP................................................................................................... 49

Tabla 2. Composición químico proximal de los principales ingredientes ...................................................... 50

Tabla 3. pH y UFC de BAL en los alimentos ................................................................................................. 53

Tabla 4. Composición químico proximal de los alimentos............................................................................. 54

Tabla 5. Estabilidad de los alimentos en el agua .......................................................................................... 55

Tabla 6. Resultados de la evaluación biológica ............................................................................................ 56

Tabla 7. Sobrevivencia de las BAL en UFC de los organismos.................................................................... 57

Tabla 8. Sobrevivencia de las BAL en UFC/g del organismo........................................................................ 57

Tabla 9. Composición porcentual de las dietas ............................................................................................. 81

Tabla 10. Composición químico proximal pretendida en los alimentos ........................................................ 82

Tabla 11. Premezclas de minerales para crustáceos (MINCRUS0409) ....................................................... 82

Tabla 12. Premezclas de vitaminas para crustáceos (VITCRU0604) ........................................................... 83

Tabla 13. Composición química proximal del resto de los ingredientes en la dieta...................................... 84

9

1. INTRODUCCIÓN

Los alimentos y los tratamientos de enfermedades son de los principales insumos en las empresas

dedicadas al cultivo de camarón, que constituyen fracciones significativas dentro de los costos de operación.

La proteína es el componente más importante en una dieta para acuacultura, debido al costo y el requisito

nutricional de los organismos (García et al., 1996).

Históricamente la HP es la principal fuente de proteínas en la mayoría de las dietas acuícolas (Cruz, 1996).

A pesar de ser una fuente proteica muy completa, su fabricación es un proceso sumamente costoso (Padilla

et al., 1996). El EBP resulta más económico y de fácil elaboración, con cualidades antimicrobianas (contra

bacterias patógenas y putrefactivas) conserva en mayor grado la calidad de la proteína presente en el

producto fresco al no ser sometido el pescado a las altas temperaturas del proceso de producción de la HP

(Berenz, 1994). El EBP es un método de conservación basado en dos fenómenos; que se complementan;

una corresponde a la acidificación misma que conlleva a la otra la hidrólisis ó licuefacción. Los estudios de

estabilidad del EBP muestran que es factible almacenar este producto por períodos prolongados de tiempo a

temperatura ambiente (mayores a 6 meses sin requerir de refrigeración) sin que se reduzca su valor

nutricional ni la calidad higiénica (Kjos, 2001; Bello, 1994).

El EBP se ha estado utilizando a nivel comercial desde hace tiempo en la alimentación de animales

terrestres (mascotas, aves, cerdos, ovejas, rumiantes, etc.) en países como Dinamarca, Finlandia, Polonia,

Argentina, Costa Rica, Trinidad y Tobago, Uruguay, Paraguay, etc. (Parin y Zugarramurdi, 1994). El

aprovechamiento del EBP como fuente de proteínas en dietas para diferentes organismos acuícolas ha dado

origen a una gran cantidad de trabajos publicados; como: Padilla et al. (2000), González et al. (2007),

Nwanna (2003), Lessi (1994), Agudelo et al. (2004), Balsinde et al. (2003), Borghesi et al. (2008), Fagbenro

et al. (1997), Fagbenro y Jauncey (1998) y Meire et al. (2002); sin embargo ninguno de estos trabajos utilizo

bacterias candidatas a probióticos propios de los organismos a alimentar, elaborar el EBP, incluir en la

alimentación y evaluar su efecto in vivo.

10

El EBP se caracteriza por la producción de ácido láctico por fermentación microbiana de carbohidratos. Los

microorganismos pueden ser adicionados por inoculación de cepas seleccionadas de BAL; (Bello, et al,

1992). El método descrito en Ottati et al. (1990) para elaborar EBP se distingue por utilizar mínimos

ingredientes a adicionar al pescado y ha sido utilizado y evaluado en diferentes trabajos de investigación

como Ottati y Bello (1990ab), Cordova et al. (1990), Guevara et al. (1991), Martínez et al. (1991), Meire et al.

(2002) y González y Marín (2005) con resultados satisfactorios. En el camarón se han detectado y reportado

BAL que tienen potencial para usarse como probióticos destacándose el Lactobacillus plantarum (TD23)

(García, 2003 y 2006). Utilizar bacterias candidatas a probióticos de los organismos a alimentar para

elaborar EBP le otorga una cualidad extra por sus funciones adicionales a las de su valor nutritivo;

convirtiéndolo en un “alimento funcional”.

Los probióticos son una alternativa prometedora al uso de antibióticos, reduciendo las posibilidades de

colonización y desarrollo de potenciales bacterias patógenas; bajo el principio de exclusión competitiva y la

estimulación del sistema inmune (Fuller, 1989; Gatesoupe, 1999). El uso de antibióticos se ha estado

restringiendo ó reduciendo debido a que hacen más resistentes a los patógenos, su efecto al medio

ambiente crean problemas ecológicos y por las restricciones en las exportaciones por presencia de residuos

en los tejidos de camarones y su incidencia en la salud humana (Alday, 1999).

Los objetivos de este trabajo es el de evaluar la inclusión de EBP en dos formas fresco y liofilizado en la

dieta del camarón blanco LV in vivo, para esto se evaluaran las respuestas nutricionales de los organismos.

De presentar éxito alguno de los alimentos con inclusión de EBP, sería una excelente alternativa en la

producción de alimento para camarón, y al alojarse las bacterias con potencial probiótico en el tracto

digestivo significaría en menos espacios a ocupar por potenciales bacterias patógenas para instalarse y

multiplicarse, esto repercutiría en menos ó nulo uso de tratamientos contra enfermedades por parte de la

empresa acuacultura.

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2. OBJETIVOS

Objetivo general

Evaluar el efecto de la inclusión de ensilado de pescado como fuente de proteína y de bacteria probiótica en

la dieta de juveniles de camarón blanco (Litopenaeus vannamei).

Objetivos específicos

1. Elaborar un ensilado biológico de pescado inoculado con Lactobacillus plantarum TD23 nativa del tubo

digestivo del camarón blanco (Litopenaeus vannamei) y seleccionada por su potencial probiótico.

2. Elaborar alimentos con diferentes grados de inclusión del ensilado fresco y liofilizado, cumpliendo con

los requerimientos nutricionales del camarón blanco (Litopenaeus vannamei).

3. Realizar el experimento in vivo en juveniles de camarón blanco (Litopenaeus vannamei).

3. HIPOTESIS

1. El ensilado de pescado elaborado con una bacteria probiótica mejorará la calidad de la proteína de la

dieta y aportará un probiótico vivo al tubo digestivo de los camarones.

2. Los camarones alimentados con dietas complementadas con el ensilado de pescado elaborado con una

bacteria probiótica presentarán una mejor respuesta nutricional que el control.

12

4. REVISION DE LITERATURA

4.1 Ensilado de pescado

El ensilado de pescado es un método de conservación basado en dos fenómenos; que se complementan;

una corresponde a la acidificación misma que conlleva a la otra la hidrólisis ó licuefacción. La acidificación

depende del ácido empleado para este fin el cual puede ser añadido (ensilado químico) ó producido in situ

por bacterias (ensilado biológico ó microbiano; EBP). La hidrólisis de las proteínas se alcanza por enzimas

proteolíticas presentes naturalmente (provenientes del pescado y de las bacterias presentes) ó en conjunto

con añadidas (ensilado enzimático). Estas enzimas presentan su mayor actividad cuando el pH se reduce a

valores próximos de 4; por efecto de la acidificación. También a ese pH inhibe el crecimiento de organismos

putrefactivos y patógenos (Borghesi et al, 2008; Bello, 1994; Parin y Zugarramurdi, 1994; Córdova y Bello,

1990; Ojeda, 1993; Torres, 2007).

El ensilado químico es elaborado por la adición de ácidos minerales y/ó orgánicos al pescado triturado. Los

ácidos se han empleado solos; como el fórmico, sulfúrico, clorhídrico, propiónico; ó combinados; como

mezclas de acético, fórmico y fosfórico, fórmico y sulfúrico ó propiónico y sulfúrico. El ensilado químico

aunque más sencillo en su elaboración es costoso por la adquisición de los ácidos, se requiere equipo

anticorrosivo y representa un peligro en su manipulación y almacenamiento. Además los ácidos antes

mencionados a excepto del fórmico requieren neutralización; antes de su empleo en la alimentación animal;

por el excesivo descenso del pH en el producto (Bello, 1994; Parin y Zugarramurdi, 1994; Cordova y Bello,

1986; Ojeda, 1993). Goddard et al. (2001) y Borghesi et al. (2008) elaboraron ensilado químico con ácidos

fórmico y propinóico, con utilización de ethoxyquin ó butylhydroxytoluene para reducir la oxidación lipídica

obteniendo buenos resultados.

El EBP se caracteriza por la producción de ácido láctico por fermentación microbiana de carbohidratos. Los

microorganismos pueden ser los presentes en el pescado (autofermentado), adicionados por un fermento

biológico ó por cepas seleccionadas de BAL (inoculación) (Bello, et al, 1992). Se han utilizado bacterias tipo

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homofermentativos de los géneros Lactobacillus, Pediococcus ó Streptoccoccus (Bello, 1994). La ruta de

fermentación homofermentativa es más eficiente que la heteroláctica ya que garantiza una menor pérdida de

materia seca y una disminución rápida de pH.

De entre los Lactobacillus utilizados como cultivo iniciador se destaca el Lactobacillus plantarum; una de las

bacterias preferidas por un gran número de investigadores en la elaboración de EBP inoculado; es

heterofermentativa facultativa y frecuentemente es aislado de material de plantas, de varios alimentos

fermentados y encontradas en el tracto gastrointestinal de humanos y animales (Ottati et al., 1990; Bello,

1994; Bello et al., 1993; Berenz, 1994; Parin y Zugarramurdi, 1994; Borghesi et al., 2007, Cordova et al.,

1990; Fagbenro et al., 1997; Fagbenro y Jauncey, 1998; Meire et al., 2002; Nwanna, 2003; García, 2006;

Torres, 2007).

Cordova et al. (1990) realizo pruebas de obtención de varios tipos de EBP concluyendo que la especie de

pescado afecta la velocidad de producción del ensilado, siendo mayor en las magras, de igual forma, la

adición de frutas y el mantenimiento del mismo a temperaturas superiores a las del ambiente.

Existen varios métodos de producir EBP con inoculación de un fermento biológico, se destacan los utilizados

en FAO (1985), en Lessi (1994), y Lessi et al. (1992). Donde en general al pescado triturado se le añade:

harina de trigo como fuente de carbohidratos, como agentes antimicótico vinagre y sal, vegetales que

aporten mas carbohidratos ó que contienen enzimas proteolíticas; y el fermento biológico; cultivo iniciador

autofermentado; en base a vegetales ricos en BAL y de enzimas proteolíticas como el repollo (Brassica

oleracea), cambur (Musa sapientum), lechosa (Carica papaya), piña (Ananas comosur), etc.

El uso de un fermento biológico se puede aplicar al resto de los ensilados biológicos; donde al producto

obtenido de un ensilado posterior funciona también como fermento biológico para producir nuevo ensilado;

como cultivo iniciador (Parin y Zugarramurdi, 1994). Lessi (1994) realizo comparaciones entre la harina de

trigo y el azúcar refinada como fuente de carbohidratos en la elaboración de ensilados; en reducción de pH y

acidez láctica alcanzada; resultando que las formulaciones con base en azúcar cristal presentan mejores

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resultados a los de la harina de trigo. La azúcar como sustrato fermentable para las bacterias tiene igual

aceptación que la melaza en plantas industriales de EBP (Parin y Zugarramurdi, 1994).

El EBP producido por autofermentación fue utilizado por Cordova et al. (1990) y recientemente por González

y Marín (2005) siendo el más sencillo en su elaboración en comparación con el resto de los ensilados

biológicos. Estos autores añadieron al pescado molido: melaza, ácido sórbico y con / sin el uso de frutas

(piña y papaya; para acelerar la hidrólisis). Todo homogenizado y almacenado. Obteniéndose buenos

resultados.

El EBP con uso de frutas e inoculado ha sido utilizado por Cordova et al. (1990), Bello et al. (1993),

González y Marín (2005) y recientemente por Torres (2007); Todos utilizando los mismos ingredientes a

adicionar al pescado triturado en cantidades similares, variando únicamente en la cepa utilizada como cultivo

iniciador. El uso de frutas es una vía para acelerar el proceso de hidrólisis donde Reyes et al. (1991)

concluyo en utilizar de la piña madura únicamente el jugo y de la papaya solo la corteza verde; porque son

los lugares donde se encuentra mayor concentración de sus enzimas proteolíticas; bromelína y papaína

respectivamente; así como sus niveles de inclusión optimo.

Este trabajo está basado en el método descrito en Ottati et al. (1990); el cual es un EBP inoculado que se

distingue por no utilizar fruta. Este autor efectuó pruebas para determinar las proporciones mínimas de los

ingredientes; en el cual al pescado triturado se le adiciona 15% de melaza como fuente de carbohidratos,

0.25% de ácido sórbico como agente antimicótico y de 1 a 5% de la cepa Lactobacillus plantarum 8014

utilizada como cultivo iniciador. Todo homogenizado y almacenado a 30°C en condiciones anaeróbicas. Este

método ha sido utilizado y evaluado en diferentes trabajos de investigación como Ottati y Bello (1990ab),

Cordova et al. (1990), Guevara et al. (1991), Martínez et al. (1991), Meire et al. (2002) y González y Marín

(2005) con resultados satisfactorios.

Una comparación entre el EBP y el ensilado químico mostró que en la obtención del primero llevo solo la

mitad del tiempo, y presenta un sabor y olor más atractivo (Bello, 1994). Los estudios de estabilidad del EBP

muestran que es factible almacenar este producto por períodos prolongados de tiempo a temperatura

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ambiente (mayores a 6 meses sin requerir de refrigeración) sin que se reduzca su valor nutricional ni la

calidad higiénica (Kjos, 2001; Bello, 1994).

Muchos trabajos de elaboración de EBP son similares al método descrito en Ottati et al. (1990) con cambio ó

excepción de algún ingrediente ó el incluir algún paso extra. Por ejemplo el no utilizar un agente antimicótico;

obteniendo aun así buenos resultados (Berenz, 1994; Fagbenro et al., 1997; Fagbenro y Jauncey, 1998;

Plascencia et al., 2002; Borghesi et al., 2008; Nwanna, 2003). Aunque varios autores señalan que la

incorporación de ácido sórbico es fundamental en este tipo de productos, ya que se sabe que la

contaminación del producto fermentado suele ser causada generalmente por levaduras que asimilan el ácido

láctico. Plascencia et al. (2002) utilizo azúcar refinada de caña como fuente de carbohidratos para la cepa

utilizada como cultivo iniciador en lugar de melaza, obteniendo buenos resultados. Berenz (1994) cita un

trabajo en el cual sometieron al pescado (residuos y desechos) a cocción; para disminuir la carga microbiana

presente en la materia prima utilizada; ya que debido al origen del pescado la frescura no es asegurada y

esta juega un importante rol en la velocidad de reducción del pH inicial. Esto se debe a que se establece un

mecanismo de competencia entre las BAL y los microorganismos descomponedores.

El ensilado enzimático de pescado es debido a la presencia natural de enzimas proteolíticas endógenas;

estas se encuentran en las vísceras y músculo del pescado (este proceso es llamado “autolisis”) (Ivar, 2005);

sin embargo Bello (1994) señala que es recomendable solo en pescados frescos. La complementación con

la adición de enzimas exógenas hacen al proceso hidrólitico más rápido, controlable y reproducible (Ivar,

2005). Las enzimas comerciales preferidas por más investigadores son preparaciones de proteasas de

origen bacteriano; pero también las hay de origen vegetal y animal. Las enzimas proteolíticas son referidas

como proteasas, proteinasas ó peptidasas, donde el ultimo termino con frecuencia es asociada con esas

enzimas que actúan en péptidos, más que en proteínas (Ivar, 2005). Borghesi et al. (2008) presento en su

trabajo la elaboración de un ensilado enzimático de pescado el cual fue elaborado adicionando al pescado

molido proteasa tipo II de Aspergillus oryzae de Sigma (Corporación Química) diluido en agua destilada.

Esto puesto en contenedores y a incubación; obteniendo excelentes resultados.

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Borghesi et al (2008) realizo una comparación entre ensilados; químico (ácidos fórmico y propinoico),

biológico (inoculado) y enzimático (enzimas exógenas) de pescado; concluyendo que estos tiene un alto

coeficiente de digestibilidad aparente de proteínas y aminoácidos, y que los ensilados enzimático y químico

producen mejores resultados que el biológico. El ensilado enzimático (enzimas exógenas) produce

excelentes resultados; sin ayuda de inoculación de microorganismos y de su respectiva fuente de

carbohidratos; y se puede utilizar como un complemento para métodos biológicos. Un ejemplo es lo

mencionado por Tomé et al. (1994) al trabajar en EBP con enzimas exógenas se obtiene la ventaja de

comenzar a hidrolizar antes de la disminución del pH dando un efecto paralelo lo que facilita el contacto del

ácido producido por los microorganismos con las partículas del pescado disminuyendo dramáticamente el

tiempo de liquefacción a solo horas, evitando de esta manera una putrefacción.

4.2 Ensilado biológico de pescado en la acuacultura

El EBP se ha estado utilizando a nivel comercial desde hace tiempo en la alimentación de animales

terrestres (mascotas, aves, cerdos, ovejas, rumiantes, etc.) en países como Dinamarca, Finlandia, Polonia,

Argentina, Costa Rica, Trinidad y Tobago, Uruguay, Paraguay, etc. (Parin y Zugarramurdi, 1994). La proteína

animal obtenida mediante la utilización de tecnologías simples y de baja inversión para obtener productos

como el EBP, minimiza los efectos de la contaminación ambiental, sumando además ventajas nutricionales

para los productos que lo incluyen en su formulación (Balsinde et al., 2003).

El aprovechamiento del EBP en la acuacultura como fuente de proteínas en dietas ha dado origen a una

gran cantidad de trabajos. Como ejemplos: Padilla et al. (2000) utilizo EBP en sustitución de HP en raciones

para juveniles de gamitana (Colossoma macropomum); González et al. (2007) utilizo el EBP en dietas para

camarón blanco (Litopenaes schmitti); Nwanna (2003) lo utilizo en la formulación de dietas para pez gato

africano (clarias gariepinus); Lessi (1994) señala su utilización para preparar raciones a alevines de

tambaqui (Colossoma macropomum) y también para alimentar post-larva de camarón (Macrobrachium

rosembergii), Agudelo et al. (2004) hizo ensayos en peces (Paco Piaractus brachypomus), Balsinde et al.

(2003) a experimentado alimentando camarón (Litopenaeus schmitti), Borghesi et al. (2008) en tilapía

(Oreocromis niloticus), Fagbenro et al., (1997) en juveniles de pez gato (Clarias gariepinus), Fagbenro y

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Jauncey (1998) en tilapía (Oreochromis niloticus), Meire et al. (2002) en peces (Pacu Piaractus

mesopotamicus), etc. Obteniendo en todos buenos resultados. Sin embargo ninguno de estos ensilados

utilizó como cultivo iniciador bacterias candidatas a probióticos propias de los organismos a alimentar.

El ensilado de pescado es adicionado a las dietas en fresco (húmedo; tal y como se obtiene); secado

conjunto (ó co-secado) y deshidratado (ó desecación). En el ensilado de pescado en fresco Balsinde et al.

(2003) señala que además de la aportación del agua proporciona aceite de pescado por su contenido de

lípidos. El secado conjunto del ensilado de pescado se ha probado principalmente con harinas de soya y de

plumas; solas ó en combinación; sin embargo por la humedad en el producto obtenido habitualmente

continúan con algún otro método de deshidratación; como el secado en horno. El secado conjunto es con la

intención de producir productos con mejor composición química y balance de amino ácidos en busca de

similitud al de la HP (Parin y Zugarramurdi, 1994; Fagbenro et al., 1997; Fagbenro y Jauncey, 1998; Nwanna

2003).

En cuanto a la deshidratación de ensilados de pescado; a excepción de equipos de secado convencional de

HP; hay varios métodos que son de conservación tanto para alimentos como para los microorganismos

presentes en el. El principal beneficio de utilizar la deshidratación con el ensilado es la reducción de peso y

volumen; por la eliminación del agua; lo que ayuda a concentrar la proteína y facilita su almacenaje y

transportación. El ensilado secado al sol es la técnica más barata que cualquier otro método de

deshidratación pero disminuye las propiedades nutritivas del alimento y sus características organolépticas.

Este fue utilizado por Lessi (1994) y Padilla et al., (2000) exponiendo por periodos de 20 y 48 horas

respectivamente para obtener un producto semi seco. El ensilado secado en horno o estufa de aire forzado

fue utilizado por Borghesi et al. (2008), Lessi (1994) y Nwanna (2003) a 50 - 60°C por tiempos de 15 hasta

48 horas; Torres (2007) utilizo temperaturas de secado de 37 a 45°C de 24 a 48 h en EBP con frutas y BAL

(incluida la cepa TD23) obteniendo sobrevivencias menores a 10 UFC/gr de un inicial de 108 UFC/gr.

En cuanto a la liofilización (ó crío desecación) Torres (2007) realizo pruebas en EBP con frutas y con BAL

(incluida la cepa TD23) obteniendo reducciones de una a dos ordenes logarítmicas. La liofilización consiste

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en un proceso en el que se congela el alimento para posteriormente introducirlo en una cámara de vacío

para que se remueva el agua por sublimación (el agua pasa de sólido a gas, sin pasar por líquido). Es

utilizado principalmente en la industria alimentaria y farmacéutica. Sus pros y contras conocidos son: En

conservación de microorganismos: estabilidad genética alta, método de conservación de largo plazo en

microbiología (Viables por 10 años ó más), solo para concentraciones celulares del orden de 108 a 109

células por ml en el caso de las bacterias, comodidad de almacenamiento a temperaturas de más de 0º C y

menos de 20º C, el crioprotector a utilizar puede ser el mismo medio de cultivo, requieren guardarse al vació

para evitar la rehidratación por medio del aire y por que el oxigeno daña las células por la formación de

radicales libres; ya que están asociados con pérdida de viabilidad; y requieren guardarse en oscuridad. En

conservación de alimentos: No altera las propiedades nutritivas y organolépticas del alimento, los gastos de

la liofilización suelen ser unas cuatro veces mayores que en el caso de la deshidratación por horno, al

rehidratar el alimento se devuelven prácticamente en su totalidad las propiedades primitivas, son

susceptibles a oxidarse lo cual se puede evitar envasando los alimentos en atmósferas de gases inertes.

Los métodos utilizados para formar los pellets de alimentos con inclusión de ensilado de pescado son el

peletizado y el extruido. Los alimentos peletizados son obtenidos por la compactación y el forzado del paso

del alimento mediante un molino de carne a través de las aberturas de un dado para después proceder a

secarlos en horno eléctrico desde temperaturas de 50°C por 15 horas hasta 100°C por 3 horas (González et

al, 2007; Borghesi et al., 2008; Lessi, 1994). Balsinde et al (2003) realizo pruebas con la extrusión con

temperaturas de trabajo de 128 a 135°C y sometiendo al producto obtenido aun proceso de secado a 60°C

por una hora; obteniendo en las pruebas de hidroestabilidad mejores resultados que un alimento peletizado

comercial; este autor menciona que la tecnología de extrusión ofrece la ventaja de poder incluir dentro de la

mezcla ingredientes frescos con alto contenido de agua y que el alimento obtenido por esta vía es más

digerible y con menor nivel de humedad y de microorganismos que el peletizado. La mayoría de estos

trabajos solo contemplan las bacterias para la obtención del ensilado; por lo que no tenían inconvenientes en

utilizar altas temperaturas para formar los pellets y aunque había excepciones esto no fue objeto de su

estudio.

19

El uso de cepas probióticas en la elaboración de EBP y su utilización en preparación de dietas; lo convierten

en un “alimento funcional” por sus funciones adicionales a las de su valor nutritivo. Sin embargo son pocos

los reportes que se han encontraron sobre la adición de cultivos iniciadores con potencial probiótico al EBP y

posteriormente incluir en una dieta para ser evaluada in vivo en camarón blanco (LV).

4.3 Fuentes de proteínas para camarón

Las proteínas, carbohidratos y lípidos son los principales nutrimentos; y son los intermediarios entre la

alimentación y el metabolismo. La cantidad y calidad de la proteína en la dieta son los principales factores

que influyen sobre el crecimiento de los camarones (Gutiérrez, 2002). Se ha demostrado que las proteínas

son el principal componente de los ecosistemas bentónicos donde habitan los camarones peneidos (Rosas

et al., 2000) y el componente más importante en una dieta para acuacultura, debido al costo y el requisito

nutricional de los organismos (García et al., 1996).

Las proteínas son indispensables para la estructura y función; utilizadas continuamente por el animal para

crecimiento y reparación de tejidos. Varios autores trabajando con camarones LV reportan distintos niveles

óptimos de proteína en dietas, pero en general los valores están alrededor del 33.5% (Tacon, 1989; Kureshy

y Allen, 2000). Aunque muchos alimentos comerciales para camarón usados en México rondan los 35% y

hay algunos que llegan a contener hasta 40% de proteína cruda (Cruz et al., 2002).

Las proteínas son moléculas complejas constituidas por aminoácidos. Los aminoácidos se dividen en

esenciales y no esenciales. Los aminoácidos esenciales (AAE) son aquellos que el organismo no puede

sintetizar ó al menos no en cantidades suficientes. Se ha sugerido que la composición de aminoácidos de los

alimentos debería ser muy similar al de los animales ha alimentar (Mente et al., 2002). Tacon (1989)

menciona que en las dietas se recomienda que incluyan a los 10 aminoácidos considerados como

esenciales para los crustáceos: treonina, valina, metionina, isoleucina, leucina, fenilalanina, lisina, triptófano,

histidina y arginina.

20

En el caso de los crustáceos y, especialmente en los estadios larvarios y de juveniles, es ampliamente

reconocido que los AAE deben ser aportados por el alimento para mejorar el crecimiento y sobrevivencia de

los organismos en cultivo (Gutiérrez, 2002). En general, entre más se aproxime el patrón de AAE de la

proteína a los requerimientos dietéticos de AAE de la especie en cuestión, mayor será su valor nutricional y

utilización (Tacon, 1989).

Las proteínas se clasifican de acuerdo a su origen: animal, vegetal y microbiana. Las proteínas más

utilizadas comercialmente en la preparación de alimentos para camarón se presentan como harinas y

principalmente son de origen animal marino (Cruz, 1996). Históricamente, la HP es la principal fuente de

proteína en casi todas las dietas comerciales sobre todo para camarón, debido a que es muy atractante, muy

digestíva y rica en AAE, principalmente en lisina y otros aminoácidos básicos (Cruz, 1996).

El rendimiento de la materia prima para producir HP es variable; dependiendo en gran parte de las

condiciones de la misma y de la eficiencia tecnológica del proceso en cada planta; por lo que fluctúa entre

5.5 y 6 unidades de materia prima para la obtención de una unidad de HP (Rodríguez et al., 1996). Un

rendimiento más optimista es reportado en Tornes (1973) de entre 4 a 4.5 unidades de materia prima por

unidad de HP.

Una HP de buena calidad suele contener de 65 a 75% de proteína de alta digestibilidad, buen perfil de

aminoácidos; debe tener pocos lípidos y cenizas, un bajo índice de peroxidación de lípidos y no debe

contener histamina (Cruz, 1996; Akiyama y Dominy, 1989, Kjos, 2001). La calidad de la proteína y la

composición nutricional de las harinas de pescado varía dependiendo de su frescura y del tipo de materia

prima, así como de la temperatura de secado. En México generalmente las harinas de pescado se fabrican a

partir de subproductos de pescado y pocas son de pescado de buena calidad (Gutierrez, 2002).

La HP nominalmente contienen 10% aproximadamente en lípidos; la cual es particularmente propensa a la

oxidación debido al alto contenido de ácidos grasos poli-insaturados (Ackman, 1996). Un valor mayor al de

10% anuncia menor palatabilidad y menor crecimiento en camarón con respecto a una harina hecha con

pescado de mayor frescura (Ricque et al., 1996). La HP necesita ser estabilizada con antioxidantes (como el

21

BHT) solo así tendrá pocos cambios posteriores en los ácidos grasos. En ausencia de su protección hay una

pérdida considerable a través de la oxidación de los ácidos grasos de cadena larga altamente insaturados n3

(omega-3); el calentamiento producido puede dañar seriamente a la proteína y representar un riesgo de

incendio por autooxidación (Ackman, 1996). Los ácidos grasos n3 de la grasa de pescado disfrutan de una

favorable reputación entre los dietistas, nutricionistas y escritores, un factor favorable para el mercadeo ya

que estos son considerados como esenciales para la nutrición de camarones (Ackman, 1996).

Estudios sobre el perfil de aminoácidos en harinas preparadas con diferentes peces, sugieren que la especie

es una variable tan importante como el proceso (Ackman, 1996). La fabricación de la HP es un proceso

sumamente costoso (Padilla et al., 1996), presentan gran variabilidad en su composición nutricional y un alto

porcentaje de estas harinas tienen problemas de sobre-cocimiento durante su procesamiento causando

desnaturalización de las proteínas con la respectiva disminución en la cantidad de aminoácidos disponibles,

ó la producción de tóxicos como la mollerosina; por lo que no conserva la calidad de la proteína presente en

el producto fresco (Tacon, 1989; Berenz, 1994; Kjos, 2001). Aun las mejores harinas de pescado en el caso

de dietas para Penaeus vannamei no deben de ser incluidas en niveles que excedan un 40%, para que no

haya una depresión del crecimiento; las razones de este efecto no son bien conocidas (Cruz, 1996).

Se puede obtener un efecto benéfico de otras fuentes de proteínas como son: los solubles ó concentrados

proteicos de pescado, las harinas de camarón y de calamar. El uso de proteínas tales como harina de carne

y sangre está limitado principalmente por su contenido en ácidos grasos saturados (Cruz, 1996).

El EBP como fuente de proteínas resulta muy económico en su fabricación, es de fácil elaboración, tiene

cualidades antimicrobianas (contra bacterias patógenas y putrefactivas), conserva en mayor grado la calidad

de la proteína presente en el producto fresco, tiene mayor valor nutricional comparado con el producto

obtenido por adición de ácidos inorgánicos y los estudios de estabilidad del ensilado muestran que es

factible almacenar este producto por períodos prolongados de tiempo a temperatura ambiente (mayores a 6

meses) sin que se reduzca su valor nutricional ni la calidad higiénica (Berenz, 1994; Parín y Zugarramurdi,

1994; Kjos, 2001; Bello, 1994).

22

En el EBP inoculado y sin fruta el pescado compone desde el 80 hasta el 85% (Ottati et al., 1990; Cordova et

al., 1990; Gonzáles y Marín, 2005; Ottati y Bello, 1990ab; Guevara et al., 1991; Martínez et al., 1991; Meire

et al. ,2002). Mientras que en la HP para obtener una unidad se requiere desde 4 hasta 6 unidades de

materia prima (Rodríguez et al., 1996; Tornes, 1973). Sin embargo la composición química proximal del

ensilado húmedo indica elevados porcentajes de agua (60 a 80%) y variables porcentajes de proteína bruta

(12 a 19%) de elevado valor nutricional además de mantener las vitaminas intactas (Parin y Zugarramurdi,

1994).

El EBP al ser almacenado en condiciones anaeróbicas y por la presencia de líquido reduce el contacto con

el oxígeno del aire lo que ayuda a mantener la estabilidad de las vitaminas; así mismo se debe evitar el

contacto con agentes catalíticos como el hierro y el cobre (Campabadal y Celis, 1996).

Los valores calóricos y de carbohidrato; reportados por diversos autores; para el EBP húmedo son variables,

pero en promedio son de 1.80 kcal/g; pudiendo alcanzar 5 kcal/g y 10% a 20%; respectivamente (Bello,

1994; Parin y Zugarramurdi, 1994, Lessi et al., 1992, Padilla et al., 1996). Sin embargo los carbohidratos

tienen poca participación en el metabolismo energético de los camarones peneidos, y en general de los

crustáceos (Gutiérrez, 2002); su capacidad de utilización es muy reducida comparada con las proteínas (hay

menos amilasas que proteasas). Sin embargo, su uso es muy aconsejado para disminuir los requerimientos

de proteínas como fuente de energía (Cruz, 1996).

El contenido de lípidos en el EBP húmedo reportados por diversos autores también es bastante variable,

generalmente alrededor de 5% pero abarcando desde 1 hasta 15% (Balsinde et al., 2003; Lessi, 1994;

Cordova et al., 1990; Gonzáles y Marín, 2005; Mattos et al. 2003; Nwanna, 2003; Padilla et al., 2000;

Plascencia et al., 2002).

La utilización de diferentes técnicas y materias primas utilizadas en la elaboración de los EBP, muestran

mucha divergencia en su composición (Padilla et al., 1996). Por esta razón existen controversias entre

autores sobre la eficiencia alimenticia; ya que hay quienes aseguran que la digestibilidad del ensilado es

cerca del 100 % y la de la HP fluctúa entre 75 y 80% (Padilla et al., 2000).

23

La proteína presente en el EBP debe tener una excelente digestibilidad y eficiencia alimenticia por

presentarse ya hidrolizada; gracias a la actividad proteolítica de enzimas como la pepsina y la tripsina (Bello

et al., 1993). Estas enzimas ayudan a la digestión de las proteínas y la tripsina representa por sí sola el 60%

de la actividad proteasa del hepatopáncreas en los crustáceos peneidos. Esta enzima corta específicamente

los aminoácidos básicos que son esenciales en la nutrición de crustáceos (Cruz, 1996).

En el ensilado gran parte de la proteína ha sido hidrolizada a fragmentos solubles y aminoácidos libres

(Parín y Zugarramurdi, 1994). Estos compuestos actúan como atractantes y/ó estimulantes alimenticios y

favorecen el crecimiento de acuerdo con el nivel de inclusión en el alimento (Gutiérrez, 2002; Cruz, 1996;

Borghesi et al., 2008). Sin embargo se ha declarado que el uso de ingredientes que contienen altos niveles

de aminoácidos libres y pequeños péptidos, pueden causar reducción en la disponibilidad biológica de la

lisina y de otros aminoácidos (Padilla et al., 2000).

Tacon (1989) resume experiencias en juveniles de peces y camarones alimentados con raciones en las que

una porción significativa de la proteína dietética es suministrada en forma de aminoácidos “libres” dando

como resultado un crecimiento subóptimo y una eficiencia de conversión alimenticia baja, comparada con

animales alimentados con proteína “entera” ó con proteínas en las que los aminoácidos son elementos

constitutivos de estas. Sin embargo también menciona que en general, los aminoácidos incorporados a la

dieta en forma libre, son asimilados más rápidamente por los peces, en comparación con los aminoácidos

que integran la proteína.

Kjos et al. (2000) señalan que el perfil de aminoácidos presentes en el EBP contiene niveles más bajos de

lisina, metionina y triptófano que las harinas de pescado de alta calidad. Sin embargo estos mismos autores

en el 2001 mencionan que las variaciones en el contenido de aminoácidos dependen del origen del

producto; pudiendo ser debido a que los músculos del pescado en general tienen mejor composición de

aminoácidos, mientras que las proteínas encontradas en huesos y piel (restos) tienen menor contenido de

los aminoácidos lisina, metionina y cistina. Siendo los restos de pescado de otras industrias el producto

24

usualmente utilizado para ensilar en la mayoría de los trabajos realizados; como cabezas de camarón, restos

de fileteadoras, enlatadoras, etc.; ya que los distintos autores buscan el aprovechamiento de esos recursos.

Borghesi et al (2008) evaluó ensilados; químico, enzimático y biológico; de pescado en alimentos para tilapía

(Oreocromis niloticus) concluyendo que estos tienen un alto coeficiente de digestibilidad aparente de

proteínas y aminoácidos, y que los ensilados enzimático y químico producen mejores resultados que el

biológico. Tacon (1989) menciona que bajo ciertas condiciones cuando las proteínas en la dieta están

parcialmente digeridas algunos de los aminoácidos pueden no estar disponibles. En el caso del EBP el

cultivo iniciador hace uso de los nutrientes rápidamente; en su crecimiento y producción de ácido; dado que

se establece un mecanismo de competencia entre las BAL y los microorganismos descomponedores.

Una evaluación del perfil de ácidos grasos del EBP, indica que posee todos los ácidos grasos presentes en

el pescado, mostrando una menor proporción de ácidos grasos saturados (aproximadamente 40%) con

prevalencia de los ácidos Palmítico (C16:0) y Esteárico (C18:0), al igual que un elevado porcentaje de ácidos

grasos saturados (mono y poli-insaturados; aproximadamente 60%), la mayoría de estos de más de 20

átomos de carbono, resaltando los ácidos C20:5 n3 (ácido eicosapentanóico) y C22:6 n3 (ácido

docosahexaenóico) (Ottati et al., 1990); estos ácidos tienen un carácter esencial para estas especies ya que

numerosos estudios han demostrado que los crustáceos no pueden sintetizar ácidos poli-insaturados de

cadena larga ó al menos no en cantidades suficiente como para satisfacer sus requerimientos (Forrellat et

al., 2004). Se afirma que estos ácidos grasos son los que favorecen una buena tasa de crecimiento y un

mayor índice de mudas en camarón (Pacheco y Sánchez, 2003).

La mayoría de los estudios en camarones indican que los ácidos grasos de la serie del linolénico (n3) tienen

un mayor carácter esencial que los ácidos grasos de la serie del linoléico (n6) (Tacón, 1987). Los ácidos

grasos de la serie n3 tienen un mayor grado de insaturación y esta característica favorece la estructura de

las membranas biológicas haciéndolas más fluidas, flexibles y permeables a bajas temperatura; condición

que generalmente predomina en el ambiente acuático (Forrellat et al., 2004). Una comparación realizada por

Berenz (1994) en contenido de ácidos grasos entre un ensilado biológico de residuos de sardina y de la HP

25

dio como resultados valores aproximados entre ambos; Observándose que predominan los ácidos grasos

insaturados en el ensilado.

En pruebas del ácido tiobarbitúrico hechas al EBP reportado en Ottati et al. (1990); como índice de oxidación

lipídica; muestran que son muy bajos los productos de oxidación; Esto puede deberse a las condiciones

anaeróbicas del proceso y la presencia del líquido en el cual están inmersas las grasas reduciendo su

contacto con el oxígeno del aire. Ackman (1996) señala que el aceite es protegido de la oxidación por el uso

de contenedores cerrados; tal y como sucede en el ensilado; otras formas de protección pueden ser

añadiendo un antioxidante ó utilizar contenedores que puedan ser llenado con un gas inerte. Una

comparación hecha entre el EBP y el ensilado químico concluye que en los ensilados biológicos la grasa es

un poco más estable a la oxidación que en los ensilados químicos (Parin y Zugarramurdi, 1994).

En comparaciones de costos relativos de la producción del ensilado con la HP, se han observado ventajas

muy importantes para el costo unitario de proteína para alimento balanceado, aún en países con altos costos

internos. La producción de ensilado industrial compite favorablemente con la HP, principalmente como

resultado de una menor inversión de capital. Esto es porque el precio de una planta de ensilado biológico

con equipo separador de aceite es aproximadamente la mitad del correspondiente a una planta de HP con la

misma capacidad (Parin y Zugarramurdi, 1994).

Balsinde et al. (2003) obtuvieron en su trabajo un EBP con humedad de 70% y con proteína de 16.9%

señalando que “tiene las características bromatológicas adecuadas para ser utilizado en la sustitución de la

HP en la elaboración de dietas para el camarón de cultivo”. Bello (1994) menciona que “el EBP tiene un alto

contenido proteico; similar a la HP; y puede ser utilizado como sustituto de la HP en la elaboración de

raciones de alimentos concentrados, ó directamente como un complemento en la alimentación animal”. Parin

y Zugarramurdi (1994) mencionan que “el ensilado se usa del mismo modo que la HP en los alimentos para

animales”. Meire et al., (2002) “es factible de utilizar en la acuacultura y una adecuada fuente de proteínas

en alimentos para peces”. Nwanna (2003) concluye; basado en estimaciones del beneficio económico e

índice de utilización de nutrientes; “la harina producida de EBP puede remplazar efectivamente a la HP”.

Berenz (1994) señala que “es factible de ser utilizado en formulaciones de alimentos para animales” y es que

26

se sabe que en muchos países donde no se procesa HP, los ensilados han sido empleados como un

sustituto de la misma, obteniendo buenos resultados.

El EBP al utilizarse en fresco en la elaboración de las dietas aporta agua, proporciona aceite de alta calidad

por su contenido de lípidos y carbohidratos (Balsinde et al., 2003); sin embargo Parin y Zugarramurdi (1994)

mencionan que se requiere aproximadamente cuatro veces más ensilado para la misma entrada de proteína

de la HP. Cifras más optimistas reportan que la relación de reemplazo del EBP (elaborado con residuos) por

la HP en dietas de animales es de 3 a 1 (3 Kg. de ensilado por Kg. de harina), pero que si se tratara de un

ensilado integral (usando todo el pescado como resulta en el proceso de HP), la relación es de 2 a 2.5

unidades de ensilado por unidad de harina (Balsinde et al., 2003). En el ensilado deshidratado; con humedad

menor al 10%; su porcentaje de proteína bruta aumenta significativamente a rangos de 35 a 45% (Gonzáles

y Marín, 2005). También se ha probado el secado conjunto (ó co-secado) con harinas de soya y de plumas;

solas ó en combinación; para producir productos secos con composición química y balance de amino ácidos

similares al de la HP (Parin y Zugarramurdi, 1994; Fagbenro et al., 1997; Nwanna 2003).

Otra buena fuente de proteínas son los vegetales que son usadas en menor grado en las dietas para

camarón porque son menos atractantes, su composición en aminoácidos es menos balanceada y muchas

contienen productos tóxicos como el factor antitripsico de la soya, el gosypol del algodón etc.; aflatoxinas u

otros hongos muy tóxicos. En la práctica solo las mejores proteínas vegetales son utilizadas; como la harina

de pasta de soya (Cruz, 1996). También están las proteínas de origen microbiológico como las levaduras

desprovistas de factores antinutricionales y las bacterias fermentadoras de alcoholes. Substituciones de

hasta un 30% se han revelado eficaces, mientras que porcentajes mayores requieren suplementación con

aminoácidos libres (Cruz, 1996).

La elaboración de alimentos de alta calidad es una necesidad vital para el desarrollo de la industria acuícola

(Campabadal y Celis, 1996). La calidad de estos alimentos está determinada por el tipo, calidad y

composición de ingredientes que se utilicen, la formulación de la dieta, y los métodos de procesamiento

empleados en su elaboración, ya que pueden influir en la atractabilidad, palatabilidad y disponibilidad de

nutrientes (Campabadal y Celis, 1996). La calidad de las proteínas se resume esencialmente en dos

27

características: coeficiente de utilización digestiva y valor biológico (equilibrio de aminoácidos esenciales y

principalmente del valor relativo del aminoácido esencial menos abundante con respecto a los

requerimientos: aminoácido limitante) (Cruz, 1996).

La medición precisa de la digestión de los nutrientes y la eficiencia de asimilación de los componentes en

una dieta, denominadas comúnmente digestibilidad, es esencial para lograr una buena formulación biológica

y económicamente optima. Algunos investigadores han estimado la digestibilidad de los alimentos ó sus

eficiencias de asimilación a partir de datos experimentales de crecimiento (Cabanillas et al., 2001). El

análisis de las enzimas digestivas es también otra herramienta analítica que se utiliza para evaluar la

digestión de los crustáceos marinos (Cabanillas et al., 2001).

La medición directa de la digestibilidad aparente de las dietas en los camarones es difícil por los problemas

que representa medir en el medio acuático la ingesta total y las heces (Akiyama y Dominy, 1989). Sin

embargo, estudios previos de digestibilidad en camarón LV reportan que los coeficientes de digestibilidad de

la dieta y de las proteínas son influenciados por las diferentes fuentes proteicas de la dieta, así como por la

edad de los animales estudiados (Cabanillas et al., 2001).

El crecimiento es una respuesta integradora en la cual se resumen las adaptaciones fisiológicas,

bioquímicas y moleculares de los organismos por lo que ha sido de gran utilidad en los ensayos nutricionales

para determinar el tipo de dieta que es óptima para el cultivo de una especie (Rosas et al., 2000). La tasa de

crecimiento de un animal, es un indicador bastante sensible de la calidad proteínica; así bajo condiciones

controladas la ganancia en peso está en proporción a los aminoácidos esenciales suministrados.

4.4 Sistema digestivo del camarón

El conocimiento de los aspectos fisiológicos y bioquímicos de la nutrición son necesario para comprender la

mejor forma de satisfacer los requerimientos nutricionales de los camarones en cultivo y así poder diseñar

dietas que sean adecuadas y reduzcan su efecto contaminante al ambiente (Rosas et al., 2000).

28

La nutrición de camarones implica procesos químicos y fisiológicos que proveen nutrientes al animal para

sus funciones normales, de mantenimiento y crecimiento. Una parte importante de estos procesos es la

digestión, que involucra descomposición mecánica, solubilización y absorción de nutrientes, el cual depende

de la anatomía y fisiología del sistema digestivo de cada especie (Molina et al., 2002).

El camarón detecta el alimento a distancia por quimiorecepción, mediante los receptores antenales, y una

vez que se ha dirigido a él, por contacto, lo degusta con los receptores presentes en pereiopodos y

apéndices bucales, dando como respuesta la aceptación ó el rechazo del alimento. Por lo que el alimento

debe ser atractante (atraiga al camarón) y palatable (le guste el sabor). Siendo el color del alimento

irrelevante, pero si debiéndose presentar uniforme (Cruz, 1996).

El uso de sustancias atractantes permite que los alimentos sean localizados y consumidos más rápido por

los animales. Estos compuestos son moléculas muy solubles en agua y son de bajo peso molecular; como:

aminoácidos, compuestos cuaternarios de amonio, trimetilamina, betaina (trimetilglicina), nucleótidos,

aminas biogénicas y ácidos orgánicos. De manera comercial se encuentran disponibles en el mercado

harinas, solubles y aceites de pescado, moluscos ó crustáceos; que funcionan como excelentes atractantes

(Cruz, 1996).

Los principales nutrientes alimenticios; carbohidratos, proteínas y lípidos; son requeridos por los animales,

no solo como materiales esenciales para la formación de tejidos, sino además como fuentes de energía

química almacenada, que será el combustible requerido para la realización de esos procesos. Por lo tanto, la

capacidad que tenga un alimento para proporcionar energía, es de gran importancia en la determinación del

valor nutricional para los animales (Tacon, 1989).

La formulación de alimentos no solo tiene que llenar los requerimientos de los animales; debe también

producir un alimento muy estable en el agua porque los camarones se alimentan lenta y continuamente. La

estabilidad en el agua es de suma importancia en la alimentación de camarón, ya que una gran cantidad de

nutrientes se disuelven en las primeras dos ó tres horas después de su distribución. Sin embargo, la

estabilidad optima en el agua es dependiente del manejo del alimento, es decir entre más veces se alimente

29

al camarón menos estabilidad en el agua será requerida y viceversa. Además el pellet necesita ser lo

suficientemente pequeño para poder ser llevado a la boca y permitir al camarón cargarlo mientras nada

(Cruz, 1996).

En los camarones el sistema digestivo se compone de boca, estomago, hepatopáncreas; situados en el

cefalotórax; un intestino, una glándula intestinal en el abdomen y el ano situado ventralmente donde

comienza el telson (Cruz, 1996). Los crustáceos decápodos se consideran filtradores intensos en virtud de la

presencia de múltiples filtros en su aparato digestivo, de ahí la importancia de una buena molienda de los

insumos utilizados en los alimentos (Cruz, 1996).

La digestión comienza en la cavidad cardiaca del estómago y se continúa en los túbulos del hepatopáncreas.

Es a nivel de ésta glándula que la digestión se hace más activa, con la participación de enzimas producidas

por células especializadas (Molina et al., 2002).

La producción de enzimas digestivas en el hepatopáncreas de los crustáceos se encuentra controlada, en

parte, por hormonas del pedúnculo ocular (Molina et al., 2002). El hepatopáncreas a diferencia del intestino y

estómago, presenta una mayor actividad enzimática, esto sugiere la importancia de éste órgano en la

síntesis y secreción de enzimas digestivas (Molina et al., 2002).

En camarón LV al igual que en otras especies de peneidos, se ha determinado la presencia de enzimas

endógenas tales como, tripsina, quimotripsina, aminopeptidasa, lipasas, carbohidrasas, carbopeptidasa A y

B (Molina et al., 2002). La colagenasa quitinasa y celulasa, son enzimas también identificadas pero se cree

que son de fuente exógena (Molina et al., 2002).

Nutrientes como proteínas, carbohidratos y lípidos son componentes esenciales de una dieta balanceada e

inciden sobre aspectos como la palatabilidad del alimento, la digestibilidad (acceso de enzimas digestivas a

sitios de hidrólisis en el alimento) y la absorción (Molina et al., 2002). Los organismos en cultivo toman

componentes de la dieta y los utilizan para formar las moléculas de construcción de su cuerpo. Otras son

usadas como combustible para dar energía a actividades como movimiento, reproducción, defensa contra

30

parásitos y depredadores, etc. (catabolismo). La síntesis de moléculas para la construcción del cuerpo del

organismo se realiza utilizando la energía derivada del catabolismo (anabolismo). Catabolismo y anabolismo

forman el metabolismo. Este está dirigido y modulado por enzimas específicas para cada una de las

reacciones químicas (García et al., 1996).

La digestión química de proteínas se realiza por un conjunto de enzimas proteolíticas (proteasas) que están

constituidos de dos grupos: endopeptidasas, que cortan los enlaces peptidicos en el interior de las cadenas

proteicas y las exopeptidasas, que cortan los enlaces peptidicos aminoterminales, carboxiterminales y los

dipeptidos. La tripsina representa por sí sola el 60% de la actividad proteasica del hepatopáncreas en los

crustáceos peneidos. Esta enzima es especifica hacia los aminoácidos básicos que son esenciales en la

nutrición de crustáceos (Cruz, 1996). Dada la importancia de la tripsina, mientras más aminoácidos básicos

tenga la proteína, la capacidad de hidrólisis será mayor y por lo tanto, la digestibilidad y la eficiencia

alimenticia. La complementación de proteínas con aminoácidos puros no es recomendable en organismos

acuáticos por su gran solubilidad en el agua (Cruz, 1996).

También existen enzimas que digieren los glúcidos (carbohidrasas): amilasas, maltasas, sacarasas, algunas

veces celulasas (Cruz, 1996). El glucógeno es la molécula de almacenamiento de carbohidratos en los

crustáceos decápodos, y es la glándula digestiva el sitio donde principalmente se acumula (Rosas et al.,

2000). De acuerdo con numerosos autores el glucógeno en crustáceos es utilizado principalmente como

materia prima para la formación de la quitina; la cual puede llegar a ser hasta el 35% del peso seco de los

camarones (Rosas et al., 2000);, ácidos nucleicos y en la formación de esteroides y de ácidos grasos (Cruz,

1996).

Se asegura que las proteínas pueden ser convertidas en carbohidratos, ya que los camarones contienen la

maquinaria enzimática necesaria para llevar a cabo la gluconeogénesis (Rosas et al., 2000). Sin embargo el

uso de carbohidratos es recomendable; 30 a 40% de la materia seca del alimento; para disminuir los

requerimientos de proteínas como fuente de energía ahorrando así cantidades sustanciales (Cruz, 1996).

31

La digestión de los lípidos está asegurada por las lipasas y esterasas. Los lípidos alimenticios deben sufrir

dos tipos de transformaciones para poder ser absorbidos: una emulsificación; que conduce a una micro-

emulsión; y una hidrólisis. Las lipasas actúan sobre los lípidos emulsionados y las esterasas continúan la

digestión enzimática sobre los productos hidrosolubles obtenidos. También se han encontrado en crustáceos

enzimas como la desoxiribonucleasa, la ribonucleasa y fosfatasas alcalinas (Cruz, 1996).

Se ha sugerido que los niveles de lípidos recomendados en los alimentos comerciales para camarones

deben estar en un intervalo de 6,0 a 7,5% y que no deben excederse del 10%, ya que valores por encima

influyen en la reducción del crecimiento (Lista y Velasquez, 2003). Uno de los factores que se asocia a estos

bajos requerimientos de lípidos es la baja actividad de las lipasas en los crustáceos, por lo que niveles

elevados de lípidos en las dietas (> 10%) no son aprovechados por éstos organismo (Lista y Velasquez,

2003).

Se sabe que los crustáceos usan generalmente bien las grasas como fuente de energía y como una fuente

de ácidos grasos esenciales, necesarios para el crecimiento normal y la sobrevivencia de los animales. Los

lípidos sirven además como vehículos de las vitaminas liposolubles y proveen otros compuestos, como

esteroles y fosfolipídos, que son esenciales para el buen funcionamiento metabólico del camarón. Las

actividades enzimáticas digestivas varían en función del ciclo de muda, ciclo circadiano, desarrollo (larvario,

de crecimiento, de reproducción), tipo de alimento y factores ambientales. La acidez del sistema digestivo de

crustáceos es mínima, ya que el pH es aproximadamente 5 - 7. (Cruz, 1996).

Los ácidos grasos poli-insaturados de cadena larga no pueden ser sintetizados por los crustáceos y por lo

tanto son considerados como esenciales; por lo que las fuentes de lípidos usadas deben contener ácidos

grasos linoleico (18:2 n6), linolenico (18:3 n3), ecosapentaenoico (20:5 n3) y docohexaenoico (22:6 n3)

(Cruz, 1996); la mayoría de los estudios indican que los ácidos grasos de la serie del linolénico (n3) tienen

un mayor carácter esencial que los ácidos grasos de la serie del linoléico (n6) (Tacón, 1987). Los ácidos

grasos de la serie n3 tienen un mayor grado de insaturación y esta característica favorece la estructura de

las membranas biológicas haciéndolas más fluidas, flexibles y permeables a bajas temperatura; condición

que generalmente predomina en el ambiente acuático (Forrellat et al., 2004).

32

La expresión de las enzimas digestivas es afectada por una serie de factores limitantes como son:

Parámetros físico-químicos del agua (pH, oxígeno, salinidad y temperatura), edad y tamaño del camarón,

cambios ontogenéticos, ayuno, ingredientes de la dieta, nivel y fuente proteica, nivel y tipo de aglutinantes,

aditivos promotores de crecimiento, cantidad y frecuencia de alimentación, ritmos circadianos, ciclo de muda

e incluso ha sido reportado que el agua de cultivo ejerce un efecto estimulante sobre la actividad enzimática

digestiva (Molina et al., 2002).

La habilidad de los camarones para utilizar diferentes sustratos energéticos está estrechamente relacionada

con las necesidades de materia y energía, la capacidad de almacenamiento y la capacidad adaptativa de las

enzimas digestivas (Rosas et al., 2000).

La energía es definida como la capacidad para hacer un trabajo, y es derivada por los animales a través del

catabolismo de los carbohidratos, lípidos y proteínas dentro del cuerpo (Tacon, 1990). La energía digestible

de ingredientes no ha sido determinada para camarones. En general se considera que los organismos

acuáticos tienen requerimientos energéticos menores que los animales terrestres, debido a varios factores:

son poiquilotermos, requieren menos energía para mantener su posición y para moverse en el agua en

comparación con los animales terrestres y además los desechos nitrogenados son excretados en forma de

amoniaco en vez de urea ó ácido úrico, perdiendo menos energía en el catabolismo proteico y en la

excreción de desechos nitrogenados (Cruz, 1996).

Los camarones utilizan preferentemente la proteína como fuente de energía (Cruz, 1996); sin embargo es

relativamente ineficiente en comparación con lípidos (Kureshy y Allen, 2000) y los factores abióticos como

temperatura y salinidad pueden afectar el requerimiento proteico (Kureshy y Allen, 2000).

Un método simple para proveer niveles adecuados de energía en alimentos para camarón es mantener una

proporción proteína lípidos de aproximadamente 6:1 (Akiyama y Dominy, 1989). En promedio; según datos

de diversos autores; el nivele optimo de energía para camarón debe rondar los 4 Kcal/g sin embargo hay

33

varios alimentos comerciales usados en México que llegan a contener desde 4.6 hasta 5 Kcal/g (Cruz et al.,

2002).

Varios autores han determinado los requerimientos de proteína y energía digestibles para camarón L.

vannamei señalando como óptima; en medio controlado y en ausencia de producción natural; 24% y 3.6

Kcal/g respectivamente dando la relación proteína-energía de 67 mg/Kcal digestible (Cruz et al., 2000; Cruz

et al., 2002).

Conforme a estudios in vivo realizados en camarón LV por Cruz et al. (2002) a varios alimentos comerciales;

adicionando oxido de cromo; al analiza las heces y comparar los valores de proteína bruta y digestible se

observo que la proteína disponible (bruta) fue en promedio 10 puntos menor y la energía disminuyo en un

punto. De acuerdo a lo anterior los valores proteína-energía brutos deberían estar en 74 mg/Kcal (34% y 4.6

Kcal/g) para aproximarse a la relación de 67 mg/Kcal de proteína-energía digestibles considerada como

óptima. Sin embargo estas estimaciones solo son validas y efectivas en los alimentos que presentan

características similares en composición a los alimentos evaluados por Cruz et al. (2002).

Kureshy y Allen (2000) encontraron que para camarón LV se induce un mayor crecimiento con 32% en

proteína cruda, 4.02 Kcal/g en energía bruta y con relación de 12.57 Kcal/g energía-proteína comparado con

dietas con 16% y 48% de proteína, 4.0 y 4.3 Kcal/g de energía bruta y con relación proteína-energía de 25.1

Kcal/g y 8.9 Kcal/g respectivamente. Aunque la dieta optima presento la relación de 12.57 Kcal/g energía-

proteína brutas esta es utiliza por diversos autores pero con unidades invertidas, de tal forma se obtendrían

79.6 mg/Kcal de proteína-energía bruta.

Velasco et al. (1996) señala que el contenido de proteína del alimento debe ser mínimo por dos razones: 1)

Para evitar el uso de la proteína como fuente de energía y asimismo reducir la cantidad de Nitrógeno

liberada al agua en forma de amonio, y 2) Para reducir el costo del alimento.

En los camarones el fósforo se encuentra principalmente asociado al Calcio en el exoesqueleto. También, es

un componente de fosfolipídos y de compuestos de alto contenido energético como: el adenosin trifosfato

34

(ATP), ácidos nucleicos (como el ácido desoxirribonucleico; ADN) y el ácido ribonucleico (ARN), coenzimas,

intermediarios metabólicos, y tiene un papel importante como regulador de pH de los fluidos intra y

extracelulares (Velasco et al., 1996). Aunque los camarones son capaces de asimilar minerales directamente

del agua las concentraciones de fósforo son generalmente muy bajas en el agua (Velasco et al., 1996).

Consecuentemente, el fósforo es uno de los principales componentes de la fracción inorgánica de los

alimentos (Velasco et al., 1996).

La acuacultura se visualizo como una actividad no contaminante durante sus primeras etapas de desarrollo.

Sin embargo, con la rápida expansión e intensificación de la industria, hay una creciente preocupación sobre

la sustentabilidad a largo plazo de la acuacultura con relación a su impacto ambiental (ejemplo: las

descargas de los efluentes) y el desarrollo de políticas ambientales (Velasco et al., 1996). Las agencias

gubernamentales ya han establecido acciones regulatorias en varios países con respecto a los estándares

de calidad de agua y a las limitaciones de descarga (Velasco et al., 1996).

En los efluentes de agua de descarga de las operaciones de acuacultura el Nitrógeno y el fósforo han sido

considerados como dos de los más importantes agentes contaminantes del medio natural. La introducción

del Nitrógeno es de particular preocupación porque es generalmente un nutriente limitante en los

ecosistemas marinos. Como los alimentos se han identificado como la principal fuente de estos elementos

en los efluentes de acuacultura, debe realizarse investigación para optimizar los niveles de proteína dietaría

(aminoácidos esenciales) y de fósforo para obtener buena sobrevivencia, crecimiento y al mismo tiempo

minimizar la descarga de Nitrógeno y fósforo en el agua (Velasco et al., 1996).

4.5 Microflora intestinal del camarón

En animales terrestres la microflora intestinal ayuda al mantenimiento del equilibrio en el tracto digestivo e

inhibe el establecimiento y el crecimiento de microorganismos patógenos. Se ha sugerido que cada especie

de animal posee una flora microbiana autóctona, donde la mayor parte de la flora estaría compuesta por

organismos anaeróbicos (McCartney, 1994).

35

En el ambiente marino las bacterias Gram negativas predominan y en menor proporción las Gram positivas;

estas usualmente constituyen la mayoría de las bacterias que normalmente se presentan en la microflora

asociada a los camarones silvestres y de cultivo (Morales, 2000; García, 2003). La gran mayoría de los

microbios presentes en el ambiente marino (bacterias, virus, hongos o parásitos) son inocuos o son

controlados exitosamente por los mecanismos internos de defensa de los organismos en cultivo (Morales,

2000). Las etapas tempranas del ciclo de vida de los organismos suelen ser más susceptibles a los ataques

de dichos agentes, sobre todo cuando se llevan cultivos larvarios en forma intensiva, que por efecto del

estrés provocado por las altas densidades, reduce el potencial de defensa de los organismos (Morales,

2000).

La ruptura del equilibrio dinámico de la flora intestinal es provocada por el estrés que se genera por las

condiciones intensivas de la producción animal. Cuando descienden las concentraciones de bacterias

beneficiosas, aparece la oportunidad para las bacterias menos deseables ó para que los patógenos

potenciales se instalen y se multipliquen (Zazueta, 2003). En camarones el estrés está determinado por la

calidad del agua, la alimentación, variación drástica de los parámetros (oxigeno, temperatura, salinidad, pH,

etc.) y las practicas de manejo (Morales, 2000). Las principales manifestaciones de estrés en un camarón

peneido son: Bacterias filamentosas y/ó protozoos epibiotes, presencia de bacterias en la hemolinfa,

enfermedad del caparazón, opacidad anormal de la musculatura, retrazo de la muda, movimientos

desorientados ó desordenados, y branquias negras (Siderman, 1984). El estrés causa alteraciones en el

metabolismo del animal, el cual se ve reflejado en el aprovechamiento de los nutrientes y por lo tanto, en el

destino metabólico de estos últimos (Lista y Velasquez, 2003).

La mayoría de las enfermedades que asechan a los camarones son especies de Vibrio principalmente V.

parahaemolyticus, V. alginolyticus y V. harveyi presentando muy altas mortandades cuando en los

camarones se rompe su equilibrio ó se encuentran con su sistema inmune suprimido (Morales, 2000;

Garriques y Arevalo, 1995). Los vibrios son agentes que forman parte de la microflora natural del camarón al

encontrarse en camarones sanos, razón por la cual se les considera patógenos oportunistas al

desencadenar enfermedades cuando el organismo presenta estrés (Morales, 2000). Es ampliamente

reconocido que los probióticos son capaces de mejorar la salud del hospedador por recuperación del

36

equilibrio microbiano intestinal (Fuller, 1989; Gatesoupe, 1999) y que el género Lactobacillus contiene los

principales microorganismos utilizados como probióticos (Axelsson, 1990; Ivar, 2005). Estudios realizados a

camarones demostraron que el género Lactobacillus es parte de la flora microbiana natural que se

encuentran acompañándolo en todos sus estadios de vida y parte de dichas bacterias tienen potencial para

usarse como probióticos en la acuacultura (García, 2003).

4.6 Bacterias ácido lácticas

Las BAL se caracterizan por ser Gram positivas, no forman esporas, catalasa generalmente negativas,

carecen de citocromos, son anaerobias pero aerotolerantes, de forma bacilar, comúnmente se asocian en

cadenas cortas, ácidotolerantes y estrictamente fermentativas, teniendo como producto principal de su

metabolismo de carbohidratos el ácido láctico. Son organismos importantes en la preservación de la comida

y alimentos fermentados por cultivos lácticos conocidos como el yogurt, queso, etc. (Axelsson, 1990, Estela

et al. 2007). Las vías bioquímicas de la fermentación son: las homofermentativas; que conducen a un

producto principal (ác. láctico) y las heterofermentativas estrictos; que dan dos o más productos (ác. láctico,

ác. acético y CO2) (Estela et al. 2007). El ácido láctico es de amplio uso en la industria; debido a sus

características benéficas, se utiliza en la industria alimentaria (en bebidas y como conservante), en farmacia,

medicina, textilería, en la industria del cuero y para la producción de plásticos bío-degradables. El Food

Chemical Codex (compendios en química de alimentos) en el año 1996 especifica el uso del acido láctico en

alimentos con una pureza del 88% (Estela et al. 2007).

Hoy los géneros más importantes de BAL son: Carnobacterium, Enterococcus, Lactobacillus, Lactococcus,

Leuconostoc, Oenococcus, Pediococcus, Streptococcus, Etragenococcus, Vagococcus, y Weissella (Ivar,

2005). Las Bifidobacterias son consideradas parte de BAL sobre una base “fisiológica”; por que producen

ácido láctico como producto principal de la fermentación. Sin embargo por taxonomía, morfología y criterio

genético las Bifidobacterias son distintas de las BAL (Ivar, 2005).

Muchas BAL principalmente el género Lactobacillus tiene el estatus GRAS por la FDA (GRAS generally

regarded as safe; generalmente consideradas como seguras; FDA food and drug administration;

37

administración de alimentos y medicamentos; Notice No. GRN 000049) por su natural ocurrencia en el

cuerpo humano y en una gran variedad de productos alimenticios. Su asociación positiva con la salud

humana es de gran interés en la industria de los alimentos y farmacéutica (Ivar, 2005).

Las BAL son consideradas importantes bacterias probióticas, esto es: “microorganismos vivos, que cuando

son ingeridos en cierto número, ejercen beneficios en la salud del hospedador mas allá de la inherente

nutrición” (Ivar, 2005). Desde una perspectiva práctica el Lactobacillus por ser importante en el tracto gastro-

intestinal se destaca de las BAL. Varias cepas de las siguientes especies de Lactobacillus son reconocidas

como probióticos: L acidophilus, L. plantarum, L. casei, L. fermentum, L. reuteri, L. lactis, entre otros (Ivar,

2005; Axelsson, 1990).

La actividad antimicrobiana del Lactobacillus se encuentra directamente asociada con su producción de

varios productos como ácidos orgánicos (láctico y acético), producción de otros productos finales del

metabolismo, producción de bacteriocinas, péptidos inhibidores del crecimiento microbiano y producción de

sustancias antimicrobianas de bajo peso molecular (Axelsson, 1990). Algunas especies del género

Lactobacillus son heterofermentativos facultativos; en condiciones de anaerobiosis y microaerobiosis se

comportan como homofermentativos, y en condiciones aeróbicas forman además de ácido láctico, ácido

acético, acetoina y peróxido de hidrógeno. La temperatura óptima de crecimiento de los Lactobacillus está

entre 30 a 40 °C y nutricionalmente son fastidiosas por necesitar medios complejos para su crecimiento

(Estela et al., 2007; Ivar, 2005). Lactobacillus Plantarum es reconocida como heterofermentativo facultativo y

frecuentemente es encontrado en material de plantas, de varios alimentos fermentados, en el tracto

gastrointestinal de humanos y utilizado en la elaboración de pescado ensilado que se utiliza para

complementar dietas para animales de importancia acuícola (García, 2006; Martín, 2005; Landete, 2005).

En el tracto digestivo de camarones sanos se han encontrado BAL y en particular el género Lactobacillus

probando que son parte de la flora natural microbiana que acompañan al camarón en todos sus estadios de

vida y parte de dichas bacterias tienen potencial para usarse como probióticos en la acuacultura (García,

2003). Este mismo autor en el año 2006 reporto distintas cepas como potenciales probióticos en camarón

blanco (LV) incluyendo la cepa TD23 utilizada en el presente trabajo. De acuerdo con la identificación

38

molecular la cepa TD23 presento 99% de identidad con la especie Lactobacillus plantarum AB102857 ya

reportada anteriormente como potencial probiótico.

Torres (2007) utilizo la cepa TD23 en la elaboración de diferentes EBP que incluían frutas en su

composición, realizando análisis microbiológicos y registrando las variaciones del pH por 72 h. La BAL en los

EBP presentaron cinéticas de crecimiento con fases de latencia de alrededor de 3 h, fases exponenciales

con duración aproximada de 8±1 h, tasas especifica de crecimiento de 0.3 h-1, pH 5.8 inicial promedio, pH 5

final al crecimiento exponencial y una producción de ácido láctico en la fase exponencial del crecimiento

estimada entre 2.2 y 2.8 g/l/h (20 g/l / 8±1 h; 2% ácido láctico); de acuerdo a valores presentados en las

graficas en Torres (2007) y acidez láctica reportado en cordova et al. (1990) en EBP de composición

semejante e inoculado con Lactobacillus plantarum.

Estela et al. (2007) realizo pruebas de producción de ácido láctico con Lactobacillus plantarum L10, en

medios sintéticos, en cultivos batch y continuo. Encontrando en batch tasas especificas de crecimiento de

0.2 h-1 y una producción de ácido láctico en la fase exponencial del crecimiento de 6.5 g/l/h mientras en

cultivo continuo obtuvo la mejor productividad (en ácido láctico y biomasa) con diluciones de 0.46 a 0.51 h-1.

Señalando la influencia esencial que tiene la presencia de sales de manganeso, fosfatos y la concentración

de fuente de carbono, cumplen un rol importante en la conversión completa de la glucosa y en los demás

parámetros de producción de ácido láctico. También menciona que los factores limitantes en la producción

de ácido láctico por la vía fermentativa son principalmente, la baja concentración de BAL en el sistema y la

inhibición del crecimiento por el producto. Torres (2007) con los EBP con frutas, independientemente de la

concentración de las BAL inicial (0 h), en la fase exponencial de crecimiento estas alcanzan o tienden hacia

109 UFC/ml y durante la fase estacionaria continúan produciendo ácido láctico hasta un pH final estacionario

de 4.1 al tiempo 36 h, tiempo en que también comenzaron a descender las UFC/ml de BAL.

En promedio los EBP inicialmente (0 h) presentan pH 5.7 (rango 5.4 - 5.9) y ácido láctico 0.7% (rango 0.6 -

0.8) después de 3 días (72 h) muestran pH 4.4 (rango 4.9 - 4.1) y ácido láctico 3.6% (rango 2.7 - 5%)

posterior a las 72 h las variaciones son mínimas; sin importar la composición o los inoculos utilizados; suero

de leche, BAL seleccionadas, yogurt, fermento biológico; de los EBP (Lessi, 1994; cordova et al., 1990;

39

Gonzáles y Marín, 2005; Padilla et al., 2000; Padilla, 1996, Torres, 2007; Plascencia et al, 2002). La cantidad

de ácido láctico producido inicialmente en el pescado está relacionado con la cantidad de carbohidrato

almacenado (glucógeno) en el tejido vivo. En general, el músculo de pescado contiene un nivel relativamente

bajo de glucógeno, comparado con los mamíferos y por esta razón se genera mucho menos ácido láctico

después de la muerte (glucólisis), lo que origina un pH post mortem alto; aproximadamente entre 5.8 a 6.1;

y mientras más agotado y desnutrido este el pescado este contendrá menos glucógeno (Huss, 1998).

El EBP se puede definir como un cultivo batch de medio complejo; dado que aporta las sustancias

fundamentales para el crecimiento de BAL (fuentes de carbono y nitrógeno) pero de composición

químicamente indefinidas y variables; al ser rico en compuestos nutritivos eso explicaría las diferencias entre

el batch de Estela et al. (2007) y el EBP con fruta de Torres (2007) en cuanto a las tasas especificas de

crecimiento, aunque en la producción de ácido láctico Estela et al. (2007) obtuvo más producto con menos

BAL. Sin embargo el EBP inoculado es una técnica que consiste en incrementar en una población mixta, el

número de microorganismos de interés en relación al resto, por lo que existe una competencia inicial por

hacer uso de los nutrientes. Dicha competencia por los nutrientes no se dio en Estela et al. (2007) dado que

sus medios eran esterilizados previamente.

L. plantarum ha demostrado actividad bactericida frente a E. coli in vitro (Gutiérrez et al., 2008). Torres

(2007) realizo pruebas en EBP con fruta inoculado con L. plantarum TD23 de la viabilidad de bacterias

patógenas del pescado; al inicio registro poblaciones por el orden de 104 UFC/ml y al siguiente conteo (al

lapso de 72 h) obtuvo para Staphylococcus aureus un efecto bacteriostático mientras en Salmonella y

coliformes totales fue bactericida. Gonzáles y Marín (2005) obtuvieron en sus EBP efectos bacteriostáticos

en mesófilos aerobios y S. aureus; mientras en E. coli, mohos, levaduras, coliformes totales y fecales

mostraron efecto bactericida.

Varios autores concluyen que el mayor efecto inhibidor de las BAL es debido al pH, por la producción de

ácidos orgánicos; principalmente el ácido láctico; sobre todo en bacterias Gram+ como Listeria

monocytogenes, Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes (Martín et al., 2008, Gutiérrez et al.,

2008). Sin embargo también se ha comprobado que en algunos casos la presencia de las BAL también

40

inhiben a los patógenos, mientras que un efecto inhibidor diferente al de disminuir el pH y la presencia de las

BAL son muy escasas; las llamadas bacteriocinas (Martín et al., 2008). Un pH de 5 es muy desfavorable

para el desarrollo de un gran número de bacterias patógenos y causantes de alteración en alimentos como:

Salmonella, S. aureus, Listeria spp., L. monocytogenes, Clostridium botulinum, Enterobacteriacea,

Enterococcus spp., Pseudomonas, Enterobacter, Micobacterium thermosphactum y E. coli (Martín, 2005).

La disminución a pH 4 produce una acción bacteriostática cuando no bactericida sobre la mayoría de las

bacterias patógenas autóctonas y no autóctonas del pescado (Peréz, 1985; Huss, 1997); sin embargo en el

caso de los virus entéricos (intestinal; adjetivo medico) todos son resistentes al pH ácido, a las enzimas

proteolíticas y a las sales biliares del intestino (Huss, 1997). Las bacterias patógenas autóctonas son los que

normalmente se encuentran en el pescado y se encuentran limitadas en su crecimiento a partir de un pH

mínimo: C. botulinum 5-4, Vibrio sp. 5, V. cholerae 6, V. parahaemolyticus 4.8, V. vulnificus 5, Aeromonas

sp. 4, Plesiomonas sp. 4 y Listeria monocytogenes 5 (Huss, 1997). Las bacterias patógenas no autóctonas

del pescado son de origen principalmente de aguas residuales o del mal manejo después de la captura y se

encuentran limitadas en su crecimiento a partir de un pH mínimo: Salmonella 4, Shigella 5.5, E. coli 4.4,

Staphylococcus aureus 4, Staphylococcus aureus producción de toxinas 5 (Huss, 1997).

En general la flora bacteriana de los peces es dominada por las bacterias Gram negativas mientras los Gram

positivos (como los Bacillus y Lactobacillus) son encontrados en menores proporciones; sin importar si son

peces de aguas templadas, tropicales o frías. Los microorganismos se encuentran en todas las superficies

externas (piel y branquias) y en los intestinos de los peces vivos saludables y recién capturados; el músculo

es estéril hasta que el pez muere, el sistema inmunológico colapsa y las bacterias proliferan libremente. Los

microorganismos depende más del medio ambiente de captura que de la especie; por ejemplo en pescados

capturados en aguas contaminadas se encuentra en piel >107 ufc/cm2 y branquias e intestinos >109 ufc/g

(Huss, 1998). La adición de pequeñas cantidades de sal y ácido cambia la microflora dominante, de manera

que pasa a estar formada principalmente por especies bacterianas Gram positivas (Huss, 1997).

4.7 Probióticos en acuacultura del camarón

41

Una definición de probiótico es suplemento alimenticio microbiano que al administrarse permanecen vivos

dentro del hospedador y son capaces de mejorar la salud de este por recuperación del equilibrio microbiano

intestinal (Fuller, 1989; Gatesoupe, 1999). Esta definición más concreta fue necesaria por la confusión en el

uso del término probiótico utilizándose en varias ocasiones para referirse a bacterias y algas mejoradoras de

la calidad del agua y suelo del cultivo, sin tomar en cuenta el paso por tracto digestivo y el concepto de la

colonización del mismo en el hospedador. La colonización es el proceso por el cual los microorganismos al

ingresar al tracto digestivo del hospedador se mantienen viables (Fuller, 1989) siendo también importante la

capacidad de adherirse y multiplicarse (Gatesoupe, 1999; Zazueta, 2003).

En la acuacultura se había vuelto de uso común la utilización de antibióticos sin requerirse ó como una forma

de prevención ante cualquier signo considerado de patógenos. Últimamente se está presentado la tendencia

de restringir ó reducir el uso de antibióticos debido a la transferencia horizontal de factores de resistencia los

cuales hacen más resistentes a los patógenos, su efecto al medio ambiente creando problemas ecológicos,

por las restricciones en las exportaciones debido a la presencia de residuos en los tejidos de camarones y su

incidencia en la salud humana (Alday, 1999).

Los probióticos son una alternativa prometedora al uso de antibióticos, reduciendo las posibilidades de

colonización y desarrollo de potenciales bacterias patógenas, bajo el principio de exclusión competitiva

(Fuller, 1989; Gatesoupe, 1999). La exclusión competitiva es un mecanismo de protección que ayuda al

hospedador y es una propiedad que se puede investigar in vivo (huéspedes en el hospedador), con el fin de

demostrar la capacidad probiótica de las bacterias en estudio. Los autores mencionados sugieren que en

este mecanismo está involucrada la producción de compuestos antimicrobianos (antagonismo), la

competición por nutrientes ó por sitios de adhesión. La propiedad antagónica también ha sido estudiada en

pruebas de desafió in vitro (patógeno versus probiótico); este proceso generalmente se debe a la producción

de antibióticos, bacteriocinas, sideróforos, lizosimas, enzimas digestivas (proteasas) y ácidos orgánicos. Otro

mecanismo de acción de los probióticos que ayudan al hospedador es estimulando el sistema inmune

(Fuller, 1989). La propiedad antagónica disminuye la acción patógena dándole la capacidad al sistema

inmune del hospedador para resistir y defenderse de su agresión, atenuando o anulando sus efectos, que

generalmente le producirían enfermedad.

42

En general existen cuatro formas de obtener bacterias candidatas a probióticos en la acuacultura para ser

evaluadas: utilizando las ya reportadas con efecto probiótico en animales terrestres (resultados confusos,

mencionan Avendaño y Riquelme 1999), del agua de mar (Nogami y Maeba, 1992; Direkbusarakom et al.,

1997; Rengpipat et al., 1998; Tanasomwang et al., 1998), de los alimentos naturales consumidos por los

organismos y de su tracto digestivo (García, 2003; Wang et al., fide; Rengpipat et al., 2000).

La mayoría de las bacterias aisladas por diferentes autores corresponden al género Vibrio. Se han reportado

el uso de las siguientes especies: Vibrio alginolyticus (Garriques y Arevalo 1995; Griffith 1995), Vibrio fluvialis

y Vibrio campbellii (Wang et al., fide). También se han utilizado cepas de bacillus spp. (Ziaei et al., 2005;

Vaseeharan and Ramasamy, 2003; García, 2006; Moriarty, 1998; Rengpipat et al., 1998; Rengpipat et al.,

2000), levaduras y hongos (Intriago et al., 1998). Y también hay que considerar los varios presuntos

probióticos; que incluyen todo tipo de microorganismos; citados en el trabajo de Verschuere et al. (2000) lo

cual incrementa significativamente el número de estudios realizados al respecto.

En el tracto gastro-intestinal de animales terrestres se destacan los Lactobacillus de las BAL y varios son

reconocidos como probióticos (Ivar, 2005; Axelsson, 1990). Estudios del tracto digestivo de camarones

sanos prueban que las BAL y en particular el género Lactobacillus son parte de la flora microbiana natural

que se encuentran acompañando al camarón en todos sus estadios de vida y parte de dichas bacterias

tienen potencial para usarse como probióticos en la acuacultura (García, 2003).

García (2006) reporta distintas cepas como potenciales probióticos en camarón blanco LV incluyendo la

cepa TD23 utilizada en el presente trabajo. La cepa TD23 en retos in vivo fue la que mejor colonizo el tubo

digestivo de camarones de entre otras BAL independientemente de la presencia de Vibrio, también se

demostró in vivo la interacción antagónica entre TD23 y Vibrio observando que las UFC de vibrio en general;

incluyendo V. Alginoliticus; disminuyen cuando TD23 estuvo presente (independientemente de la salud del

camarón). Señalando el autor que será necesario optimizar la dosis de TD23 para lograr efectos más

significativos.

43

Aunque una interacción antagónica entre las cepas TD23 y Vibrio V22 con concentraciones celulares

similares no logra efectos significativos, varios autores señalan que la mayoría de las bacterias que asechan

a los camarones son oportunistas en espera de que se rompa su equilibrio microbiano intestinal ó se

suprima su sistema inmune (Morales, 2000; Garriques y Arevalo, 1995). Es ampliamente reconocido que los

probióticos son capaces de mejorar la salud del hospedador por recuperación del equilibrio microbiano

intestinal (Fuller, 1989; Gatesoupe, 1999).

44

5. MATERIALES Y MÉTODOS

5.1 Elaboración del EBP

Se elaboró ensilado biológico a nivel laboratorio basado en el método descrito en Ottati et al. (1990) con

modificación. Composición: 5% de cultivo iniciador, 15% de azúcar blanca refinada 0.25% de ácido sórbico y

pescado comúnmente llamado cadernal (Paranthias colonus) adquirido en un mercado local. El pescado fue

fileteado, lavado con agua fría estéril, congelado (-20°C por 24h) y triturado en molino de carne con criba de

1.5 mm de diámetro. Todos los ingredientes se mezclaron y se colocaron en un contenedor estéril, llenado

hasta topar con la tapa y cerrado herméticamente. Este permaneció en incubación a 30°C durante 72 horas.

El producto resultante se guardo en refrigeración hasta su utilización y análisis; características físicas,

químico proximal, pH, acidez láctica y de viabilidad de las BAL.

La cepa que se utilizo como cultivo iniciador fue la denominada con la clave TD23 esta BAL se encuentra

almacenada en caldo MRS (DIFCO) más 40% de glicerol como crioprotector a -85°C, bajo el resguardo del

Laboratorio de Ciencia y Tecnología de Alimentos del Área Interdisciplinaria de Ciencias Agropecuarias de la

UABCS. La cepa fue reactivada al 1% en caldo MRS (DIFCO) (Anexo 1) incubando a 30ºC de 12 a 24 horas,

posteriormente se inoculo por estría cruzada en Agar Rogosa (DIFCO) (Anexo 1) incubando a la misma

temperatura y periodo de tiempo en condiciones anaeróbicas, posteriormente se tomo una colonia aislada

para inocular caldo MRS incubando a 30°C hasta la fase de crecimiento logarítmica máxima

(aproximadamente 12 horas, 109 UFC/ml). El paquete celular fue recuperado centrifugando a 3500 rpm por 5

minutos a 4°C; lavando 2 veces con buffer de fosfatos (PBS)(Anexo 1) estéril y centrifugando nuevamente

en las mismas condiciones, El paquete celular fue resuspendido en PBS al mismo volumen inicial. Esta

suspensión se adiciono al resto de los ingredientes.

Parte del ensilado obtenido se liofilizo en un equipo marca Labconco a un vació de 133X10-3 mBAR y

temperatura de -40°C. El producto resultante se molió en un mortero, hasta obtener un polvo fino el cuál se

guardo en bolsas de plástico y en refrigeración hasta su utilización y análisis; igual que el ensilado fresco.

45

5.2 Análisis del EBP

Análisis sensorial: color, olor y consistencia.

Determinación del pH. Mediante un potenciómetro con 1 g de muestra en 5 ml de agua destilada.

Acidez total titulable (expresado como porcentaje de ácido láctico). 10 g de muestra diluido en 10 ml de agua

destilada añadiendo 3 gotas de solución alcohólica fenolftaleína y titulado con hidróxido de sodio 0.1N.

Análisis químico proximal:

�� Proteína cruda: Se determino por triplicado en un dLJHVWRU�\�GHVWLODGRU�PDUFD�%(FKL�PRGHORV�.-424 y B-

324 respectivamente por el método Kjeldahl (A.O.A.C., 2002). Usando 0.5 g de muestra por tubo y como

factor de conversión 6.25

�� Lípidos (contenido de extracto etéreo): Por triplicado en equipo de extracción�%(FKL�PRGHOR�%-811 por el

método de extracción Soxhlet (A.O.A.C., 2002). Se coloco 1 g de muestra por cartucho y éter de petróleo

como solvente destilando durante 4 horas.

�� Humedad: Por triplicado por el método gravimétrico (A.O.A.C., 2002), en estufa de aire por convección

mecánica, utilizando 1 g de muestra la cuál fue colocada en charolas de aluminio (puestas previamente a

peso constante), por cuatro horas a 100° C.

�� Ceniza: Se coloco 1 g por muestra utilizando crisoles a peso constante, se calcinaron por triplicado en

una mufla (Felisa) a 550° C por 4 horas (A.O.A.C., 2002).

�� Extracto libre de nitrógeno (ELN): Medida indirecta de los carbohidratos solubles o digeribles. Calculado

por diferencia del 100% y la sumatoria de los valores porcentuales de humedad, proteína, lípidos, ceniza.

�� Energía bruta: Calculada por la sumatoria de los productos de los contenidos energéticos gruesos

promedios para Carbohidratos 4.1 Kcal/g (17.2 KJ/g), Lípidos 9.5 Kcal/g (39.8 KJ/g) y Proteínas 5.6 Kcal/g

(23.4 KJ/g); valores tomados de Tacon (1989).

Análisis de la viabilidad de las BAL. Se realizaron cuentas viables. Se diluyo 1 g de muestra en 9 ml de

solución de PBS al 0.1% las diluciones de 10-5 hasta 10-9 se sembraron por vaciado placas con agar Rogosa

y se incubaron a 30°C de 24 a 48 horas.

46

5.3 Elaboración de los alimentos

Las dietas experimentales están basadas en una dieta que cubre los requerimientos nutricionales para

camarón blanco LV y que ha sido utilizada y evaluada en el Laboratorio de Nutrición Acuícola del CIBNOR.

Se realizaron los niveles de inclusión para las dietas experimentales de 0% control interno, 50% ensilado de

pescado fresco (50% EBP), 50 y 100% ensilado de pescado liofilizado (50% EBPL y 100% EBPL) en

reemplazo de la cantidad de proteína proveniente de la HP. Las operaciones de reemplazo se efectuaron en

una hoja de cálculo (Excel MC) de acuerdo a la composición química proximal de los ingredientes. La

ecuación utilizada para calcular la cantidad de nutriente aportado por el ingrediente en la dieta (NiD): NiD =

(Ni) (iD) / 100; donde: Ni porcentaje del nutriente en el ingrediente é iD porcentaje que constituye el

ingrediente en la dieta; ambas en BH. La ecuación utilizada para convertir el contenido de nutrientes de base

seca (BS) a base humedad (BH): BH = (BS) (MS) / 100. La materia seca (MS) fue calculada mediante la

siguiente ecuación: MS = 100 – (Humedad). Detalles de las dietas véase anexo 2.

La elaboración de los alimentos peletizados se realizo en el Laboratorio de Nutrición Acuícola del CIBNOR y

su preparación se llevo a cabo según la metodología descrita en Goytortúa, (1993). Se inicio tamizando las

harinas (de pescado, trigo y soya) a través de una malla de 0.25 mm, después se pesaron las cantidades

requeridas, luego se mezclan por separado los macro ingredientes (MI) y micro ingredientes (mi); mezclando

ambos posteriormente. En seguida se mezclaron los micro ingredientes líquidos (mil) junto con el

antioxidante Butyl-hydroxy-toluene (BHT); mezclando todo después. En el caso del EBP fresco por su alto

contenido de humedad se añadió al final. Durante la mezcla final se le fue añadiendo agua de a poco hasta

conseguir la consistencia adecuada (no arenoso al tacto más similar a una masa; alrededor de 50% del peso

de los ingredientes en agua añadida, excepto 50% EBP con 30%). El pellet se obtuvo en un molino de carne

con salida de 2 mm de diámetro dando dos pasadas por él, una rápida y otra lenta, las tiras se cortaron

manualmente mediante una espátula; verificando que la superficie fuera lisa y no presentara escamaciones.

Los pellets con inclusión de ensilado fueron secados en un horno eléctrico a 37°C por 48 horas, para el

control interno a 60°C por 24 horas. Finalmente los alimentos fueron empacados en bolsas plásticas,

cerradas y puestos en refrigeración hasta su uso y análisis.

47

5.4 Análisis de los alimentos

Análisis químico proximal: Proteína cruda (A.O.A.C., 2002), Lípidos (A.O.A.C., 2002), Humedad (A.O.A.C.,

2002), Ceniza (A.O.A.C., 2002), ELN y Energía. Detalles véase sección 5.2 Análisis del EBP.

Determinación del pH. Mediante un potenciómetro con 1 g de alimento molido en 3 ml de agua destilada.

Análisis de la viabilidad de las BAL. Se efectuaron como se describe en la sección 5.2 Análisis del EBP.

Análisis de estabilidad de los alimentos. Se realizaron pruebas de pérdida de materia seca; PMS% = (antes

de lixiviar – después de lixiviar) * 100 / (antes de lixiviar), alimento en BS; y capacidad de absorción de agua;

CAA% = (después de sumergir – antes de sumergir) * 100 / (antes de sumergir), alimento en BH; con 1 g de

muestra, en agitación constante (aproximadamente 2 Hz) en tubos falcón con 20 ml de agua de mar sintética

(Anexo 1) a 28°C, con tiempos de inmersión de 1 y 3 horas por triplicado.

5.5 Evaluación de los alimentos en juveniles de camarón blanco

Condiciones y parámetros para los bioensayos. Los camarones juveniles fueron proporcionados por la

empresa acuacultura Mahr los cuales fueron transportados hasta la unidad Pichilingue de la UABCS y

mantenidos en un tanque de 5000 litros con aireación y alimentación comercial por 3 días como

aclimatización. Los bioensayos se llevaron a cabo en el área de peces de dicha unidad utilizando tanques de

150 litros llenados con 100 litros de agua de mar. El agua utilizada fue pasada por dos filtros de arena, filtros

de cartucho de 15 hasta 1 µm y luz ultravioleta. La aireación fue suministrada por la bomba de aire de la

unidad; a través de tuberías de polietileno con llaves de regulación y difusores en cada tanque. La

iluminación fue natural e indirecta y temperatura ambiente. El experimento se efectuó con un diseño

completamente aleatorio. Los tratamientos constan de las 3 dietas experimentales, un control interno y otro

externo (dieta comercial) racionado de 9, 12, 15 y 18 horas. También se llevo otro tratamiento con el control

externo con alimentación automática racionando a cada hora. La alimentación inicial fue al 10% del peso de

la biomasa; después a saciedad. Cada tratamiento se evalúo por triplicado con 30 organismos por tanque.

48

Se realizaron recambios de agua diarios al 50% por sifoneo antes de alimentar, ayudando a retirar el

material sedimentado. El bioensayo tuvo una duración de 30 días, en el mes de mayo.

Evaluación biológica; através de la respuesta nutricional de los organismos: Tasa de sobrevivencia (%);

como parámetro de salud; Ts = Nf * 100 / Ni donde: Nf es número de organismos final y Ni es número de

organismos inicial; Ganancia en peso; como parámetro de consumo y crecimiento; Gw = Pf – Pi donde Pf es

el peso final promedio de los organismos y Pi es el peso inicial promedio de los organismos; porcentaje de

peso ganado; %W = Gw * 100 / Pi; y tasa especifica de crecimiento (% / día); Tec = (Ln Pf – Ln Pi) * 100 / t

donde t es el tiempo total en días.

Análisis de la viabilidad de las BAL en los organismos. Se realizaron muestreos cada 7 días antes de hacer

recambios de agua, un organismos por tratamiento, registrando el peso del organismo previamente secado,

posteriormente se enjuago en PBS (0.1%) para realizar cuentas viables, El tubo digestivo se extrajo se

homogenizo en 900 µl de PBS (0.1%) se hicieron diluciones y se sembraron las de 10-5 hasta 10-9 por

vaciado en placas con agar Rogosa y se incubo a 30° C de 24 a 48 horas.

5.6 Análisis estadístico

Los datos fueron sometidos a una prueba de homogeneidad de varianzas (Chi-cuadrado de Bartlett).

Cumplidos los supuestos se procedió a un análisis de varianza de una vía (ANDEVA) y en existencia de

diferencias significativas a una prueba de comparación múltiple de Duncan. No cumplidos los supuestos se

llevo a cabo un análisis de varianza no paramétrico de Kruskal-Wallis (K-W). En todos los casos alfa a 0.05.

El programa estadístico utilizado fue Statistica 7.0 de Stat Soft Inc (2004).

49

6. RESULTADOS


La Tabla 1 presenta características físicas evaluadas sensorialmente, pH, Acidez láctica y de viabilidad de

las BAL que presento el EBP (fresco) y el EBPL (liofilizado). El EBP presento un inusual color debido a que

no se utilizo melaza como sustrato fermentable para las bacterias; lo que hubiera dado el característico color

marrón; si no azúcar blanca refinada lo que dejo ver un color amarillo claro en el producto, este color se

intensifico al liofilizarse, lo contrario ocurrió con el olor ya que el ensilado fresco presentaba un olor dulce

ácido el cual disminuyo al liofilizarse. El aroma “dulce-ácido” es debido a la producción de ácido láctico por

fermentación microbiana del azúcar. La consistencia obtenida en el EBP fue cremosa, la cual al liofilizarse y

molerse quedo como polvo. El pH y la acidez láctica entre ambos fueron idénticos. En el EBP fresco el

conteo de colonias se obtuvieron alrededor 109 UFC/g de BAL las cuales disminuyeron en dos órdenes al

liofilizarse.

Tabla 1. Características físicas de los EBP

Ensilado Color Olor Consistencia pH Acidez láctica % BAL UFC/g

EBP Amarillo claro Dulce ácido Cremosa 4 3.1 2X109

EBPL Amarillo intenso Dulce ácido ligero

Polvo 4 3.1 2X107

Bello et al. (1993) señalan que el pH es uno de las variables de mayor importancia; ya que refleja el

desarrollo del proceso, la calidad del ensilado y manifiesta cualquier cambio que pueda afectar el producto.

El descenso del pH a 4 es inversamente proporcional al ascenso de la acidez llegando a 3.1%. Este

comportamiento está acorde con el hecho de que la producción de ácido es de naturaleza microbiana y

depende de un adecuado contenido de carbohidratos fermentables que son utilizados rápidamente por las

BAL en la producción de ácido.

50

Existe una correlación entre el pH y el nitrógeno no proteico, ya que a medida que disminuye el pH, se

favorece la actividad proteolítica de ciertas enzimas (pepsina, tripsina), las cuales actúan sobre las proteínas

del tejido muscular del pescado produciendo la hidrólisis (Bello et al., 1993). A medida que transcurre el

tiempo (días), el ensilado se va tornando “más líquido”. Lo que está estrictamente relacionado con el proceso

de solubilización de las proteínas y el proceso de licuefacción, consecuentemente a la par del mismo, el

nitrógeno comienza a ser soluble (Bello et al., 1993).

La Tabla 2 presenta las características químicas proximales del pescado utilizado en la elaboración del

ensilado, del ensilado obtenido, del ensilado liofilizado y de la HP que se utilizo en la elaboración de la

dietas. Esta muestra como el EBP mantiene semejanza proteica al de la materia prima, en cuanto a sus

demás propiedades muestra un aumento significativo a excepción de la humedad. Al liofilizar el ensilado su

composición de proteína, lípidos, cenizas, ELN y MS se concentro aproximadamente tres veces (EBPL /

EBP) obteniéndose así una buena reducción de peso y volumen; por la eliminación del agua. En contenido

de ceniza y lípidos la HP presento los mayores índices seguido por el EBPL y este por el EBP.

Tabla 2. Composición químico proximal de los principales ingredientes

Composición Pescado EBP EBPL HP

Humedad % 82.81±0.12 68.31±0.49 4.32±0.21 1.70±0.61

Proteína % 14.46±0.12 14.04±0.17 38.70±0.01 64.83±0.42

Lípidos % 0.79±0.14 2.33±0.05 7.61±0.49 10.94±0.09

Ceniza % 0.55±0.06 1.21±0.07 4.33±0.50 16.48±0.05

ELN % 1.40±0.10 14.11±0.07 45.04±0.13 6.06±0.12

EB Kcal/g MS 5.20±0.03 3.76±0.03 4.87±0.05 5.00±0.08

Resultados expresados en base húmeda. Promedio ± desviación estándar. ELN extracto libre de nitrógeno.

EB energía bruta. MS materia seca.

El EBP debería presentar 71.40% en humedad; humedad del pescado 66.25% (80 * 82.81 / 100; donde: 80

cantidad de pescado en el EBP y 100 = 82.81% humedad del pescado) + inoculo 5.0% (suponiendo 0% MS);

51

sin embargo la humedad obtenida en el EBP fue de 68.31% lo que da una leve diferencia entre las cifras de

apenas 3.09% (71.40 – 68.31; en contra de la humedad obtenida); parte del 3% contiene error de cálculo; lo

que demuestra que en realidad no hay una cantidad significativa de agua perdida en el proceso. La

disminución en el porcentaje de la humedad entre el pescado y el EBP es debido principalmente al azúcar

por ser hidrosoluble altera el contenido de agua y posiblemente hay una insignificante perdida de humedad

menor al 3% a causa del congelamiento del pescado y su respectiva trituración en el molino de carne.

El EBP debería presentar 11.57% en proteína (80 * 14.46 / 100; donde: 80 cantidad de pescado en el EBP y

100 = 14.46% proteína del pescado) sin embargo la proteína obtenida en el EBP fue de 14.04% lo que da

una leve diferencia de apenas 2.47% (14.04 – 11.57; a favor de la proteína obtenida). El EBP debería

mostrar una cantidad de proteína un poco menor o aparentemente igual al de 11.57% por que las bacterias

hacen uso de las proteínas para su crecimiento. Sin embargo también hay que tomar en cuenta el error entre

las cifras obtenidas (2.47%), además de que el método de determinación de proteína también incluye a las

mismas bacterias; por lo que una pequeña porción de proteína debe provenir de las BAL y

consecuentemente no estará completamente disponible en el alimento. Sin embargo los cálculos de

sustitución de proteína en las dietas se realizaron en base a una proteína de 15.6% del EBP (14 + 1.6;

donde: proteína EBP + porcentaje en base al error entre las cifras).

El contenido de lípidos en el EBP son muy altos respecto a lo determinado en el pescado; sin embargo en el

EBP el pescado se encuentra bien homogenizado por la trituración en el molino por lo que su resultado debe

ser más representativo; mientras que en el pescado las muestras fueron tomadas sobre el filete de este. En

el contenido de ceniza del EBP el pescado solo aporta el 0.44% (80 * 0.55 /100; donde: 80 cantidad de

pescado en el EBP y 100 = 0.55% ceniza del pescado) menos lo obtenido de ceniza en el EBP 1.21% se

obtiene una diferencia de 0.77% lo que posiblemente es ceniza aportada por la azúcar.

Se requirió de aproximadamente 0.80 unidades de pescado para obtener una unidad de EBP con un

porcentaje de proteína de 14% y altos niveles de humedad, 68%. Mientras que en el caso de la HP presento

un porcentaje de proteína cerca de 65%; un valor próximo a una harina de calidad como es señalado en Kjos

(2001) y Akiyama y Dominy (1989); y un porcentaje de lípidos de casi 11%; donde el 10% de lípidos en la HP

52

se considera el límite máximo para que tenga una buena calidad porque un valor mayor anuncia menor

palatabilidad y menor crecimiento en camarón (Ricque et al., 1996) y niveles de humedad muy bajos 1.7%.

Al calcular cuánto se requiere de EBP para la misma cantidad de proteína de la HP se obtiene 4.62 veces

más ensilado (64.83 HP / 14.04 EBP). Al comparar la materia prima requerida para una entrada de proteína

igual al de la HP se obtiene que el EBP solo utiliza 3.67 unidades (0.80 * 4.62; cantidad de pescado en una

unidad de EBP por EBP requerido para obtener la misma cantidad de proteína de la HP). Mientras Tornes

(1973) y Rodríguez et al. (1996) reportan de 4 a 4.5 y de 5.5 a 6 unidades de materia prima para fabricar una

unidad de HP; respectivamente.

Dado que se mantiene semejanza proteica entre el pescado y el EBP se podría pensar que el EBP al

deshidratarse se obtendría aproximadamente la misma cantidad de proteína al de la HP, no obstante se

observa en la Tabla 2 una gran diferencia de 26.13% en proteína a favor de la HP (64.83 HP – 38.70 EBPL);

ya que el contenido de humedad entre ambos son muy bajos la diferencia debería ser mínima. Esto es

debido a que el azúcar ocupa una porción importante en la composición del EBPL por lo que para obtener

una cantidad de proteína igual al de la HP se requiere 1.67 unidades de EBPL (64.83 HP / 38.70 EBPL). Sin

embargo la MS se concentro al liofilizarse 3.02 veces (95.68 EBP / 31.69 EBPL; donde: ambos MS) por lo

que se debía obtener 42.12% de proteína en el EBPL (14.04 * 3.02; donde: proteína en el EBP por veces en

que se concentro la MS) sin embargo se obtuvo 38.70% dando una leve diferencia de apenas 3.42% (42.12

– 38.70). Observada la diferencia entre ambas cifras y las posibles complicaciones que puede presentar

como sucedió en el EBP, los cálculos de sustitución de proteína en las dietas se realizo en base a una

proteína de 46.30% en el EBPL (42.1 + 2.6 + 1.6; donde: proteína estimada EBPL + error entre cifras + error

utilizado en el EBP).

Dado que el EBPL contiene 3 veces la MS del EBP también debería presentar lo triple en UFC/g de BAL

esto es 6X109 (3 * 2X109); sin embargo solo presenta 2X107 UFC/g dos órdenes por debajo del EBP como

se observa en la Tabla 1.

53


Las mediciones de pH y UFC de BAL en los alimentos se muestran en la Tabla 3. Se puede observar la

disminución del pH dada en las dietas conforme se incrementa la inclusión del EBP. Las UFC de BAL se

muestran cercanas entre 50% EBP y 50% EBPL; sin embargo en 100% EBPL no se obtuvo lo esperado por

problemas durante el secado del alimento en el horno eléctrico sufriendo una sobre exposición de calor a

60ºC dejándolo tan solo con 102 UFC/g de BAL.

Tabla 3. pH y UFC de BAL en los alimentos

Alimento pH BAL UFC/g

Control interno 6.74 0

50% EBP 5.46 5x105

50% EBPL 5.67 1x105

100% EBPL 4.86 1x102

Control externo 5.99 0

En el alimento 50% EBP se utilizo 66.87% de EBP (en BH) y cada gramo de EBP contiene 2x109 UFC/g de

BAL; por lo que un gramo de alimento debería contener en BAL 1.3x109 UFC/g (2x109 UFC/g * 0.6687). Sin

embargo contiene 5x105 UFC/g en BAL; 4 ordenes logarítmicas menos de lo que debería contener; significa

que hubo una alta mortalidad de BAL. Posiblemente este alimento también sufrió variaciones drásticas de

temperatura durante el secado del pellet afectando la viabilidad de las BAL.

En el alimento 50% EBPL se utilizo 22.57% de EBPL (en BH) y cada gramo de EBPL contiene 2x107 UFC/g

de BAL; por lo que un gramo de alimento debería contener en BAL 4.5x106 UFC/g (2x107 UFC/g * 0.2257).

Sin embargo contiene 1x105 UFC/g en BAL cayendo solo 1 orden logarítmica de lo que debería contener;

significa que hubo una buena sobrevivencia de BAL.

54

En el alimento 100% EBPL se utilizo 47.13% de EBPL (en BH) y cada gramo de EBPL contiene 2x107 UFC/g

de BAL; por lo que un gramo de alimento debería contener en BAL 9.4x106 UFC/g (2x107 UFC/g * 0.4713).

Sin embargo contiene 1x102 UFC/g en BAL cayendo 4 ordenes logarítmicas de lo que debería contener;

significa que hubo una alta mortalidad de BAL. Este alimento sufrió una sobre exposición de calor a 60°C

durante el secado del pellet.

La composición químico proximal de los alimentos se presenta en la Tabla 4. En esta se observa que la

humedad vario entre ellos presentándose solo una similitud entre el control interno y 50% EBPL. El nivel de

proteína no muestran diferencias significativas (P>0.05) entre las dietas a excepción del control externo que

supero a los demás y presenta similitud con 50% EBPL. En cuanto a sus niveles de lípidos no hay

diferencias significativas (KW); sin embargo el mayor porcentaje lo presento el control interno seguido por

50% EBP, 50% EBPL, control externo y el menor 100% EBPL. El contenido de ceniza fue diverso

presentando los controles los mayores porcentajes. En ELN solo se presento similitud entre los controles y

50% EBP. La energía bruta se presento homogénea. La relación proteína-energía se encuentran en valores

brutos presentándose solo similitud entre el control interno y 50% EBPL.

Tabla 4. Composición químico proximal de los alimentos

Composición Control interno 50% EBP 50% EBPL 100% EBPL Control externo

Humedad % 3.14±0.01 a 6.68±0.37 b 3.16±0.28 a 4.50±0.57 c 5.60±0.11 d

Proteína % 33.58±0.48 a 34.01±0.57 ab 33.13±0.03 a 32.10±1.50 a 36.10±0.49 b

Lípidos % 8.77±1.70 a 7.62±0.83 a 7.50±0.28 a 6.36±0.20 a 7.20±0.10 a

Ceniza % 9.38±0.01 a 7.48±0.02 b 7.29±0.08 c 5.03±0.10 d 8.77±0.07 e

ELN % 46.75±2.12 a 47.50±0.12 a 50.44±0.44 b 53.97±1.61 c 45.25±0.34 a

EB Kcal/g MS 4.68±0.12 a 4.60±0.06 a 4.64±0.01 a 4.62±0.04 a 4.57±0.02 a

PC/EB mg/Kcal 71.97±1.04 a 73.63±1.91 b 71.40±0.10 a 69.55±2.69 c 78.70±1.01 d

Resultados expresados en base seca. Promedio ± desviación estándar. Letras iguales entre columnas

sugieren que no existen diferencias significativas (P>0.05). ELN extracto libre de nitrógeno. PC proteína

cruda. EB energía bruta. MS materia seca.

55

La dieta control debería presentar 35% de proteína sin embargo solo se obtuvo en los análisis 33.58% una

diferencia de apenas 1.42% (35 – 33.58). Para que una dieta tenga éxito nutricional, además de estar

balanceada debe presentar una serie de propiedades, tales como tamaño de las partículas, estabilidad en el

agua, ser atrayente y de buena apetencia (Lista y Velasquez, 2003).

La estabilidad del alimento se define como la perdida de materia seca en el agua. La determinación de la

estabilidad de los alimentos (Tabla 5) dio como resultado que a mayor inclusión de ensilado mayor PMS y

CAA. Los controles obtuvieron la menor PMS y altos porcentajes en CAA. Los resultados obtenidos durante

la primera hora de inmersión se mantuvieron próximos a los obtenidos en la prueba de tres horas de

duración.

La CAA se pude malinterpretar como que el alimento absorbió menos agua sin considerar la PMS.; por esto

se deben evaluar en conjunto (Cruz et al., 2002). Un ejemplo drástico fue lo sucedido en el alimento 100%

EBPL que aunque resulto con CAA de 73.3% llego a una PMS de 25.1%. Comparando los alimentos de 50%

EBP y 50% EBPL en CAA se observan diferencias drásticas, mientras que en PMS se mostraron próximos.

Tabla 5. Estabilidad de los alimentos en el agua

Alimento CAA% 1H CAA% 3H PMS% 1H PMS% 3H

Control interno 77.42±0.87 a 91.48±0.74 a 8.14±0.51 a 10.26±0.07 a

50% EBP 66.78±0.85 b 68.64±2.55 b 14.19±0.09 b 15.92±0.53 b

50% EBPL 81.41±0.63 c 82.01±0.65 c 15.58±0.44 c 16.85±0.82 b

100% EBPL 73.30±0.24 d 73.91±0.64 d 25.10±0.11 d 25.19±0.65 c

Control externo 100.49±2.11 e 105.48±0.70 e 11.09±0.34 e 13.01±0.52 d

Promedio ± desviación estándar. Letras iguales entre filas sugieren que no existen diferencias significativas

(P>0.05). CAA capacidad de absorción de agua; PMS perdida de materia seca. 1H y 3H duración en horas

de cada prueba.

56


No se observaron rechazos en ninguno de los tratamientos por la dieta suministrada. Durante el experimento

la tasa de sobrevivencia de los camarones fue de 100%. La Tabla 6 muestra los resultados de la evaluación

biológica. Entre los tratamientos no se detectaron diferencias significativas (p<0.05) en peso inicial, peso

final y en peso ganado; Sin embargo 50% EBP presento el mayor porcentaje seguido de cerca por 100%

EBPL, Control externo, 50% EBPL y por último el Control interno; Este resultado no es decepcionante ya que

al parecer el EBP ofrece resultados análogos al de la HP.

Tabla 6. Resultados de la evaluación biológica

Tratamiento Peso inicial g. Peso final g. % Peso ganado TEC % / día

Control interno 0.11±0.049 0.47±0.133 374.64±123.651 5.12±0.820

50% EBP 0.08±0.042 0.42±0.159 487.79±87.199 5.88±0.519

50% EBPL 0.12±0.072 0.51±0.149 377.86±170.507 5.05±1.341

100% EBPL 0.11±0.049 0.59±0.139 480.09±156.994 5.78±0.895

Control externo 0.10±0.034 0.48±0.093 417.63±108.964 5.43±0.693

Control externo 1h 0.09±0.029 0.40±0.067 373.35±69.597 5.16±0.514

Promedio ± desviación estándar. TEC Tasa especifica de crecimiento. 1h Alimentación a cada hora.

La tasa específica de crecimiento (TEC) es un indicador bastante sensible de la calidad proteínica; denota el

crecimiento promedio por día en términos de porcentaje suponiendo que el incremento en peso es de forma

exponencial; así bajo condiciones controladas la ganancia en peso está en proporción a los aminoácidos

esenciales suministrados. (Rosas et al., 2000).

En la Tabla 7 se muestra la sobrevivencia de las BAL en los organismos en donde los muestreos hechos

entre los controles reportaron crecimiento cero revelando que no hubo contaminación entre tratamientos. La

viabilidad de las BAL en los organismos fue acumulativa pero distinta en cada tratamiento. El tratamiento

50% EBP en el ultimo muestreo alcanzo el orden 105 contenido en el alimento por gramo originalmente, lo

57

cual no fue alcanzado por el 50% EBPL que solo llego a 102. En el caso de 100% EBPL no se obtuvo

crecimiento en las cuantas viables; indicando las UFC en el alimento no fueron suficientes para permanecer

ó detectarse en los organismos.

Tabla 7. Sobrevivencia de las BAL en UFC de los organismos

Muestreo.

Tratamiento 1 2 3 4

Control interno 0 0 0 0

50% EBP* 8.4X101 1.4X104 1.2X104 1.8X105

50% EBPL 4.2X101 3.1X101 2.0X101 7.5X102

100% EBPL* 0 0 0 0

Control externo 0 0 0 0

Lapso entre muestreos 7 días. * Sobre exposición de calor a 60°C

La Tabla 8 muestra la sobrevivencia de las BAL expresados en UFC/g del organismo. Dado que el tubo

digestivo fue extraído para homogenizar y realizar las cuentas viables; con las puras UFC no se tiene

suficiente información para lograr una adecuada comparación entre los tratamientos; es por ello que se

recurrió a dividir las UFC entre el peso de los organismos que se muestrearon.

Tabla 8. Sobrevivencia de las BAL en UFC/g del organismo

Muestreo

Tratamiento 1 2 3 4

Control interno 0 0 0 0

50% EBP* 6.0 X102 5.6 X104 3.5 X104 3.4 X105

50% EBPL 2.1 X102 1.4 X102 5.7 X101 1.1 X103

100% EBPL* 0 0 0 0

Control externo 0 0 0 0

58

7. DISCUSIONES


Se elaboro EBP a nivel laboratorio basado en el método descrito en Ottati et al. (1990) el cual se distingue

por utilizar cultivo iniciador y no usar fruta. Las características de olor, consistencia, pH y acidez láctica del

ensilado obtenido concuerdan con varios trabajos reportados; inclusive con los de otros métodos biológicos;

(Ottati y Bello, 1990ab; Cordova et al., 1990; Guevara et al., 1991; Martínez et al., 1991; Meire et al., 2002;

González y Marín, 2005; Plascencia et al., 2002; Nwanna, 2003; Torres 2007). La única variación que

presento es debido al color ya que no se utilizo melaza; lo que hubiera dado el característico color marrón; si

no azúcar blanca refinada lo que dejo ver un color amarillo en el producto. La azúcar como sustrato

fermentable para las bacterias ya había sido utilizado por Lessi (1994) y Plascencia et al. (2002) en sus

formulaciones (alrededor del 10%) obteniendo excelentes resultados; y tiene igual aceptación que la melaza

en plantas industriales de EBP (Parin y Zugarramurdi, 1994). Sin embargo el método de elaboración del EBP

utilizaba 15% de melaza originalmente (Ottati et al., 1990). La melaza de caña es un subproducto de la

manufactura o refinado de la sacarosa de la caña de azúcar; esta contendrá alrededor de 50% en azúcar

total (Tacon, 1989). Tomando en cuenta esta información se debió utilizar alrededor de 7.5% de azúcar

refinada; dejando así más espacio para la proteína. Sin embargo es recomendable hacer una optimización

del azúcar que se debe agregar al ensilado.

En las cuentas de las BAL en el EBP y EBPL se obtuvieron reducciones por los ordenes reportados por

Torres (2007) (109 y 107 UFC/gr respectivamente) utilizando esta misma cepa como cultivo iniciador pero en

formulaciones de ensilados con uso de frutas. La BAL TD23 se ha destacado por su potencial probiótico en

camarones LV y se ha identificado molecularmente presentando 99% de identidad con la especie

Lactobacillus plantarum AB102857 ya reportada anteriormente como probiótico potencial (García, 2006).

Aunque varios Lactobacillus son reconocidos como probióticos, el Lactobacillus Plantarum se destaca sobre

todo por su actividad antimicrobiana asociada con ácidos orgánicos y productos finales del metabolismo

(Ivar, 2005; Axelsson, 1990; García, 2003). El Lactobacillus plantarum es una de las bacterias preferidas por

59

un gran número de investigadores en la elaboración de EBP inoculado (Ottati et al., 1990; Bello, 1994; Bello

et al., 1993; Berenz, 1994; Parin y Zugarramurdi, 1994; Borghesi et al., 2007, Cordova et al., 1990; Fagbenro

et al., 1997; Fagbenro y Jauncey, 1998; Meire et al., 2002; Nwanna, 2003; Torres, 2007). Sin embargo en

ninguno de estos trabajos se utilizaron cepas autóctonas con potencial probiótico de los organismos para

incluirse y probarse en la dieta.

El EBP con uso de frutas ha sido utilizado por varios autores; Cordova et al. (1990), Reyes et al. (1991),

Bello et al. (1993), González y Marín (2005) y recientemente por Torres (2007); todos utilizando los mismos

ingredientes a adicionar al pescado triturado en cantidades similares. El uso de frutas es con el propósito de

acelerar el proceso de hidrólisis. Sin embargo las cantidades utilizadas (generalmente de 10 a 15%) dejan

menos espacio para el pescado dando una disminución en el contenido de proteína del EBP obtenido en

comparación con un EBP sin fruta; como sucedió en comparaciones realizadas por Gonzáles y Marín (2005)

y en Cordova et al. (1990).

La composición química proximal del EBP obtenido es comparable al de otros trabajos. Padilla et al., (1996)

explica que la utilización de diferentes técnicas y materias primas utilizadas (especie de pescado, época de

captura y tipo de residuos) en la elaboración de los EBP, muestran mucha divergencia en su composición.

Lo anterior concuerda con varios trabajos donde los EBP muestran elevadas cantidades de agua desde 60

hasta 80%, porcentajes de proteína bruta desde 12 hasta 19%, lípidos alrededor del 5% pero abarcando

desde 1 hasta 15%, valores calóricos que en promedio aportan alrededor de 1.80 kcal/g; pudiendo alcanzar

5 kcal/g; y carbohidratos por alrededor del 10%; pudiendo alcanzar 20% (Balsinde et al., 2003; Cordova et

al., 1990; Gonzáles y Marín, 2005; Mattos et al. 2003; Nwanna, 2003; Plascencia et al., 2002; Bello, 1994;

Parin y Zugarramurdi, 1994, Lessi et al., 1992; Lessi, 1994; Padilla et al. 2000; Padilla et al., 1996).

La liofilización; a comparación de otros métodos de deshidratación; es un método de conservación de largo

plazo en microbiología (microorganismos viables por 10 años ó más), no altera las propiedades nutritivas y

organolépticas, concentra la proteína y facilita su almacenaje. Pero los gastos de la liofilización suelen ser

unas cuatro veces mayores que en el caso de la deshidratación por horno. Sin embargo es práctico para la

60

transportación de la cepa y su correspondiente uso como cultivo iniciador en la producción de EBP tanto a

nivel artesanal como a escala industrial.

Diversos autores han demostrado que el EBP es factible de almacenar por períodos prolongados de tiempo

a temperatura ambiente (mayores a 6 meses sin requerir de refrigeración) sin que se reduzca su valor

nutricional ni la calidad higiénica (Kjos, 2001; Bello, 1994). Sin embargo por su alto contenido de agua hace

difícil su almacenaje y transportación. En el mejor de los casos la liofilización del ensilado hizo que su

proteína se concentre aproximadamente 3 veces respecto al ensilado fresco; valor aproximado a los

ensilados deshidratados en estufa de aire forzado de González y Marín (2005) que estuvieron alrededor de

las 3.3 veces de concentración de proteína respecto a su ensilado fresco.

La cantidad de EBP necesario para obtener la misma cantidad de proteína de la HP (4.62 veces) está

acorde a lo reportado por Parin y Zugarramurdi (1994) (4 veces). Cifras más optimistas reportan que la

relación de reemplazo del EBP (elaborado con residuos) por la HP en dietas de animales es de 3 a 1 (3 Kg.

de ensilado por Kg. de harina), pero que si se tratara de un ensilado integral (usando todo el pescado como

resulta en el proceso de HP), la relación es de 2 a 2.5 unidades de ensilado por unidad de harina (Balsinde

et al., 2003).

El EBP requirió 3.67 unidades de materia prima para una cantidad de proteína igual a la de HP;

aproximadamente lo reportado por Tornes (1973) y Rodríguez et al. (1996). Estos investigadores

encontraron que para fabricar una unidad de HP se requiere de 4 - 4.5 y de 5.5 - 6 unidades de materia

prima respectivamente. Sin embargo se necesitan realizar análisis más objetivos dada la diferencia de

especies utilizadas como materia prima en cada producto. Además de que en México generalmente las

harinas de pescado se fabrican a partir de subproductos de pescado y pocas son de pescado de buena

calidad (Gutierrez, 2002). También el mal manejo y el sobreprocesamiento que sufren en las plantas

reductoras son causas de perdidas en su rendimiento y de proteínas.

No obstante dado que el EBP conserva la proteína presente de la materia prima es lógico que la cantidad de

EBP necesario para obtener la misma cantidad de proteína que la HP sea semejante a la materia prima

61

requerida para fabricar una unidad de HP. Esto puede explicar las coincidencias que se observan entre

diversos autores; Tornes (1973), Parin y Zugarramurdi (1994) y el presente trabajo. Dado lo anterior

posiblemente no exista proteína conservada en el EBP en comparación con la reducción a HP; ya que para

obtener la misma cantidad de proteína ambos métodos utilizarían la misma cantidad de materia prima. Sin

embargo la forma de obtener la proteína es lo importante. El EBP en comparación con la HP se obtiene con

una tecnología simple y de baja inversión que minimiza los efectos de la contaminación ambiental, sumando

además ventajas nutricionales para los productos que lo incluyen en su formulación (Nwanna, 2003; Parin y

Zugarramurdi, 1994; Balsinde et al., 2003).

La “proteína de la materia prima conservada en el EBP” ha sido una de las características más señalada por

varios autores (Berenz, 1994; Gonzáles y Marín, 2005; Meire et al., 2002) y ha sido nombrada por muchos

como “el sustituto perfecto de la HP” (Balsinde et al., 2003; Bello, 1994; Parin y Zugarramurdi, 1994; Meire et

al., 2002; Nwanna, 2003; Berenz, 1994).

El EBP con probióticos confiere por su forma de producción y su contenido de compuestos antimicrobianos

antagonismo contra Vibrio y una fuente de proteína de excelente calidad convirtiéndolo en un “alimento

funcional” por sus funciones adicionales a las de su valor nutritivo. El uso de EBP con bacterias probióticas

en bioensayos permitirá conocer sus niveles de inclusión en el alimento de LV, cuya finalidad es la de lograr

un mejor crecimiento, disminuir ó anular el uso de tratamientos contra enfermedades, incrementando la

rentabilidad del cultivo, y así lograr el aprovechamiento de esta tecnología para su uso en la acuacultura.


Los alimentos presentaron una disminución del pH conforme se incrementa la inclusión del EBP. Esto es

normal debido al ácido láctico presente en el EBP (pH 4). Cruz (1996) señala que en los crustáceos la acidez

del sistema digestivo es mínima, ya que el pH es aproximadamente 5 – 7. El alimento 100% EBPL tuvo el

menor pH con 4.86 mientras que el máximo fue con el Control interno alcanzando un pH de 6.74. El alimento

comercial (Control externo) presento un pH de 5.99; lo que vendría siendo la acidez media del sistema

digestivo en los crustáceos. Las cuentas de las BAL en los alimentos muestran que 50% EBP y 50% EBPL

62

están en el mismo orden 105 UFC/g pero en 100% EBPL solo se obtuvo 102 UFC/g; los alimentos 50% EBP

y 100% EBPL sufrieron una sobre exposición de calor a 60°C durante el secado del pellet.

Las raciones que poseen un elevado contenido de humedad (>10%) las hace propensas al ataque

microbiano (Tacon, 1989). Los niveles de humedad en dietas comerciales varían desde 6.4 a 8.4% (Cruz et

al., 2002). El alimento 50% EBP es el único que se encuentra dentro de este rango, mientras que los demás

alimentos incluyendo controles contenían porcentajes por debajo de 5.6% en humedad.

Los niveles de proteína en los alimentos variaron desde 33 hasta 36%; muy próximos al 33.5% en el cual

estaría alrededor de este, el nivel optimo de proteína en dietas para camarones LV (Tacon, 1989; Kureshy y

Allen, 2000). Aunque muchos alimentos comerciales para camarón usados en México contienen

aproximadamente 35%; pero abarcan desde 34.8 a 40% (Cruz et al., 2002).

Los niveles de lípidos en los alimentos variaron desde 6 hasta 9%. Se ha mencionado que los niveles de

lípidos recomendados en los alimentos comerciales para camarones deben estar en un intervalo de 6,0 a

7,5% y que no deben excederse del 10%, ya que valores por encima influyen en la reducción del crecimiento

(Lista y Velásquez, 2003). La mayoría de los alimentos comerciales contienen 8%; con rangos de 5.8 a

12.4% (Cruz et al., 2002).

En lo referente al contenido de ceniza los alimentos presentaron niveles por debajo a los máximos

recomendados (15%); este valor es importante porque un exceso tiende a disminuir la digestibilidad de los

alimentos (Cruz et al., 2002). La mayoría de los alimentos comerciales contienen 9%; con rangos de 7 a

10.4% (Cruz et al., 2002). Los niveles de carbohidratos (ELN) en los alimentos superan los recomendados

por Cruz (1996) de 30 a 40% incluso por los controles. En este rango se mantienen la mayoría de los

alimentos para camarón usados en México con un promedio de 34% (Cruz et al., 2002). El contenido

energético grueso de las dietas se aproximaron al que varios autores aseveran estaría el nivel optimo de

energía para camarón; 4 Kcal/g (Cruz et al., 2002; Cruz, 1996; Alvarez et al., 2003). Sin embargo la mayoría

de los alimentos comerciales para camarón usados en México se mantienen entre 4.6 a 5 Kcal/g (Cruz et al.,

2002).

63

Para camarón L. vannamei la relación proteína-energía de 67 mg/Kcal digestible (ó 14.92 Kcal/g proteína

digestible) (24% y 3.6 Kcal/g) es señalada como óptima en medio controlado y en ausencia de producción

natural (Cruz et al., 2002). Una aproximación a la relación de 67 mg/Kcal proteína-energía digestible a

valores brutos se obtendría 74 mg/Kcal (34% y 4.6 Kcal/g). De acuerdo a Cruz et al. (2002) la proteína y la

energía disponible es en promedio 10 puntos y un punto menor respectivamente a valores digestibles; cifra

aproximada a lo encontrado por Kureshy y Allen (2000) de 79.6 mg/Kcal proteína-energía bruta (32% y 4.02

Kcal/g) que para camarón L. vannamei indujo mayor crecimiento. Aunque los datos obtenidos en las dietas

evaluadas efectivamente están alrededor de las cifras señaladas es necesario que se confirmen con pruebas

de digestibilidad; ya que estas estimaciones no son totalmente efectivas.

La estabilidad de los alimentos muestran que a mayor inclusión de ensilado mayor PMS y CAA. La perdida

sucedió durante la primera hora de inmersión. Lo mismo se dio en González et al. (2007) y Nwanna (2003) al

aumentar el porcentaje de inclusión de EBP paralelamente aumentaba la PMS. A Gutierrez (2002) le sucedió

con el extracto de langostilla liofilizado que afectó negativamente la estabilidad de los alimentos en el agua

conforme se aumentó el nivel de inclusión de langostilla en las dietas; el extracto de langostilla es un

prensado del cuerpo completo del animal, definiéndose como el material liquido que contiene todos los

fluidos corporales (principalmente del cefalotórax). A Durazo y Viana (2001) les sucedió en alimentos para

abulón evaluando el efecto de tres ficocoloides (agar, alginato y carragenano) en diferentes concentraciones

y con dos fuentes de proteínas; HP y ensilado químico de vísceras de abulón. Los resultados muestran que

tanto la estabilidad como la dureza se vieron influenciadas por el tipo de fuente de proteína más que por el

tipo y concentración del enlazante.

La proteína hidrolizada es difícil de enlazarse con los demás ingredientes. Esto indica la importancia de que

un alimento que va a estar sumergido en agua tenga estabilidad y sea sellado adecuadamente, para evitar

que durante las primeras horas sufra un lavado de nutrientes que, consecuentemente, no estarán

disponibles para los organismos. Sin embargo como señala Cruz (1996) la estabilidad optima en el agua es

dependiente del manejo del alimento, es decir entre más veces se alimente al camarón menos estabilidad en

el agua será requerida y viceversa.

64

Cruz et al. (2002) señala que alimentos en que su CAA (de 70 – 140%) produzca una textura suave tipo gel

hace que el consumo del alimento aumente y con ello el crecimiento en comparación con alimentos con

menor CAA. En análisis a alimentos comerciales para camarón usados en México realizados por Cruz et al.

(2002) se observa que la CAA con duración de una hora es de 70 a 85%; presentándose el caso en la

mayoría de los alimentos evaluados; excepto por 50% EBP con 66.78% y el control externo con 100.49% el

cual se trata de un alimento comercial. Entre los alimentos 50% EBPL y 50% EBP presentaron CAA

notablemente diferentes entre sí debido seguramente a que en el primero el ensilado se agrego

deshidratado y pulverizado mientras en el segundo en fresco (es decir cómo se obtiene) a las dietas, sin

embargo presentan PMS semejantes. El alimento 100% EBPL presento una alta CAA y PMS entre las dietas

con inclusión de ensilado; seguramente porque en esta dieta se sustituyo totalmente a la HP.


No se observaron rechazos en ninguno de los tratamientos por las dietas suministradas. En el ensilado la

proteína intacta ha sido hidrolizada a fragmentos más pequeños y aminoácidos libres solubles como lo

mencionan Parín y Zugarramurdi (1994); estos compuestos actúan como atractantes y/ó estimulantes

alimenticios y favorecen el crecimiento de acuerdo con el nivel de inclusión en el alimento (Gutiérrez, 2002;

Cruz, 1996; Borghesi et al., 2008).

Los alimentos con inclusión de EBP durante el ensayo in vivo ofrecieron resultados análogos a los obtenidos

por los controles. Este suceso es recurrente en distintos trabajos en que se evalúan dietas con inclusión de

EBP en diversos organismos de interés comercial acuícola. No se logra obtener suficiente evidencia entre

los alimentos con inclusión de EBP y los controles manejados (generalmente interno y/ó comercial; con base

en HP) de que las primeras brindaran mejores resultados. En varios casos solo se observo un efecto

comparable y equitativo con el comportamiento biológico de los organismos alimentados con los controles.

No afecto que fueran ensilados distintos entre sí, tanto por los ingredientes que los constituyen como por la

forma de incluirlo a la dieta; en fresco, co-secado y deshidratado (González et al., 2007; Nwanna, 2003;

Lessi, 1994; Agudelo et al., 2004; Balsinde et al., 2003; Borghesi et al., 2008; Meire et al., 2002).

65

Es posible que no se obtenga una respuesta biológica rotunda en los organismos alimentados con dietas

con EBP debido al lavado de nutrientes sufrido durante la primera hora de inmersión; en comparación con

los controles que se mantuvieron muy estables. Este es un efecto negativo descrito por varios autores al

utilizar proteína hidrolizada en dietas acuícolas (Gutiérrez, 2002; Cruz, 1996;). Esto resulta evidente en el

alimento 100% EBPL en el cual el EBPL compone el 45% de la dieta y que presento la mayor PMS (25%);

una pérdida importante de la fracción proteica.

Un alimento con EBP con su estabilidad optimizada quizás requiera menos proteína que al utilizar HP.

Aunque teóricamente ambos métodos utilizan la misma cantidad de materia prima para obtener una misma

cantidad de proteína, la calidad de la proteína obtenida en cada caso marcaría la diferencia. Cruz (1996)

resume la calidad de las proteínas esencialmente en dos características: coeficiente de utilización digestiva y

valor biológico (equilibrio de aminoácidos esenciales y principalmente del valor relativo del aminoácido

esencial menos abundante con respecto a los requerimientos: aminoácido limitante); los cuales no fueron

objeto de este trabajo.

Son varios los autores que señalan múltiples virtudes del EBP como bioconservador; al conservar en mayor

grado la calidad de la proteína presente en el producto fresco, mantener las vitaminas intactas, poseer todos

los ácidos grasos presentes en el pescado, inhibir el crecimiento de microorganismos putrefactivos y

patógenos; y presentar enzimas proteolíticas como la pepsina y la tripsina (Berenz, 1994; Parín y

Zugarramurdi, 1994; Kjos, 2001; Bello, 1994; Ottati et al., 1990; Bello et al., 1993). La tripsina representa por

sí sola el 60% de la actividad proteasica del hepatopáncreas en los crustáceos peneidos y es especifica

hacia los aminoácidos básicos que son esenciales en la nutrición de crustáceos (Cruz, 1996).

Se ha señalado que la digestibilidad del ensilado es cerca del 100% y que en la HP fluctúa entre 75 y 80%

(Padilla et al., 2000). Tacon (1989) menciona que los aminoácidos incorporados a la dieta en forma libre, son

asimilados más rápidamente por los peces, en comparación con los aminoácidos que integran la proteína.

Cruz (1996) señala que mientras más aminoácidos básicos tenga la proteína, la capacidad de hidrólisis será

mayor y por lo tanto, la digestibilidad y la eficiencia alimenticia.

66

Tacon (1989) resume experiencias en juveniles de peces y camarones alimentados con raciones en las que

una porción significativa de la proteína dietética es suministrada en forma de aminoácidos “libres” dando

como resultado un crecimiento subóptimo y una eficiencia de conversión alimenticia baja, comparada con

animales alimentados con proteína “entera” ó con proteínas en las que los aminoácidos son elementos

constitutivos de estas. Cruz (1996) señala que la complementación de proteínas con aminoácidos puros no

es recomendable en organismos acuáticos por su gran solubilidad en el agua. También se ha reportado que

el uso de ingredientes que contienen altos niveles de aminoácidos libres y pequeños péptidos, pueden

causar reducción en la disponibilidad biológica de la lisina y de otros aminoácidos (Padilla et al., 2000). Se

ha reportado que al haber carencia de uno ó varios aminoácidos en la dieta del LV, los demás aminoácidos

no pueden ser aprovechados en su totalidad para la síntesis de proteínas, por lo que parte de ellos pueden

ser desáminados y el nitrógeno excretado, sin haber sido utilizados para el crecimiento (Gutiérrez, 2002). La

desaminación se produce cuando la proteína es deficiente en uno ó más aminoácidos esenciales ó hay un

pobre balance de aminoácidos, cuando se ingieren cantidades excesivas de proteínas, ó cuando la cantidad

de energía derivada de los lípidos y carbohidratos es insuficiente para mantener los procesos vitales.

Desafortunadamente en este estudio no se midieron los compuestos nitrogenados excretados, por lo que no

se puede llegar a una conclusión al respecto.

Borghesi et al. (2008) evaluó diferentes ensilados; químico, enzimático y biológico; de pescado en alimentos

para tilapía (Oreocromis niloticus) concluyendo que estos tienen un alto coeficiente de digestibilidad

aparente de proteínas y aminoácidos; y que los ensilados enzimático y químico producen mejores resultados

que el biológico. Tacon (1989) menciona que bajo ciertas condiciones cuando las proteínas en la dieta estén

parcialmente digeridas algunos de los aminoácidos pueden no estar disponibles.

En el caso del EBP, el cultivo iniciador hace uso de los nutrientes del pescado rápidamente en su

crecimiento, estableciendo un mecanismo de competencia inicial entre las BAL y los microorganismos

descomponedores; la cual debido a la cantidad del inoculo y su producción de acido láctico es rápidamente

ganada por las BAL (Borghesi et al., 2008; Bello, 1994; Parin y Zugarramurdi, 1994; Córdova y Bello, 1990).

67

La BAL TD23 es simbiotica al camarón dado que se favorecen mutuamente; la BAL encuentra en el tracto

digestivo del camarón un ambiente adecuado para su desarrollo y el camarón se beneficia de su acción

probiótica. Por lo anterior se opina que la BAL TD23 si bien utiliza los nutrientes del pescado en el EBP esta

no debe causar deficiencias como para desfavorecer la nutrición de su hospedero y los presentes resultados

in vivo lo confirman al obtenerse resultados análogos entre los alimentos con inclusión de EBP y los

controles; aun con la marcada lixiviación presentada en los primeros. Sin embargo serán necesarios análisis

de aminoácidos entre la materia prima y el ensilado, teniendo en cuenta que las BAL no formaran parte

nutricionalmente del alimento (deberá realizarse una diferenciación) para resultados más precisos.

La viabilidad de las BAL en los organismos fue acumulativa pero distinta en cada tratamiento, los alimentos

con 50%EBP y 50%EBPL iniciaron con el mismo orden de BAL tanto en el alimento como en los

organismos, sin embargo al transcurrir del tiempo se observa como 50%EBP se distancia de 50%EBPL. Se

encuentra con frecuencia que las bacterias liofilizadas presentan una fase de retardo demasiado extendida

requiriendo tiempo para salir del estado latente, pasar al estado de adaptación e iniciar el crecimiento. Se

sugiere que las BAL no completan su activación durante el paso del alimento por el sistema digestivo;

mientras que en el alimento 50%EBP las bacterias siempre se encontraron activas sufriendo solo el secado

del pellet; logrando permanecer activas un mayor numero en el tracto digestivo del camarón LV.

Esta bacteria probiótica es una alternativa prometedora al uso de antibióticos, reducen las posibilidades de

colonización y desarrollo de potenciales bacterias patógenas, bajo el principio de exclusión competitiva;

producción de compuestos antimicrobianos (antagonismo), competición por nutrientes ó por sitios de

adhesión y la estimulación del sistema inmune (Fuller, 1989, Gatesoupe, 1999). El EBP es una fuente de

proteína de excelente calidad y un medio propicio para hacer crecer e incluir probióticos en la dieta de

organismos; ayudando a disminuir ó anular el uso de tratamientos contra enfermedades, incrementando así

la rentabilidad del cultivo. Convirtiéndolo así en un “alimento funcional” por sus funciones adicionales a las

de su valor nutritivo.

68

8. CONCLUSIONES

La producción de EBP resulta ser una tecnología simple, un medio de cultivo adecuado para el crecimiento

de BAL (TD23) con potencial probiótico, es una adecuada fuente de proteínas; que presenta similitud al de la

materia prima utilizada; y un medio propicio de incluir probióticos en la dieta de camarón blanco LV. Aunque

en la práctica la composición del ensilado va a depender de la fuente de carbohidratos y principalmente del

pescado (especie, época de captura y tipo de residuos; estos son factores a los que también responde la

composición de la HP).

En el EBP gran parte de la proteína ha sido hidrolizada a fragmentos más pequeños y aminoácidos libres

solubles que actúan como atractantes; sin embargo su enlace con los demás ingredientes de la dieta se

vuelve difícil. Lo anterior tiene como consecuencias altas PMS comparados con los controles. Aunque en el

bioensayo se obtuvieron resultados biológicos equiparables entre los tratamientos; optimizar la estabilidad

de alimentos con EBP posiblemente hará que se requiera menos proteína que la utilizada con la HP.

La liofilización; a diferencia de otros métodos de deshidratación; es un método de conservación de largo

plazo, concentra la proteína, facilita su almacenaje, mantiene viable a la bacteria probiótica, no altera las

propiedades nutritivas y organolépticas. Sin embargo encarece demasiado el producto final; ya que es el

método de deshidratación más caro. Las bacterias liofilizadas presentaron una fase de retardo demasiado

extendida. Este método es práctico para el almacenamiento y traslado de la cepa, para su uso como cultivo

iniciador en la producción de EBP (como es el caso con BAL comercializadas para elaborar quesos).

El utilizar la cepa con potencial probiótico (TD23), en la elaboración de ensilado biológico y su inclusión en la

preparación de dietas para juveniles de camarón; lo convirtieron en un “alimento funcional” por sus

beneficios adicionales a las de su valor nutritivo lo cual favoreció el crecimiento y la salud, confiriendo a los

organismos la capacidad de resistir enfermedades.

69

9. RECOMENDACIONES

Se deben probar nuevas formulaciones de EBP donde se utilicen niveles menores de azúcar del 15%, al

reducir su concentración aumenta el espacio disponible para la proteína. Además el azúcar es hidroscópica

lo que permite la entrada de humedad en los pellets almacenados suavizándolos antes de ser usados en el

agua (Tacon, 1989).

Comparar entre el EBP vs. HP; en sus análisis químicos proximales, de aminoácidos y de ácidos grasos;

para conocer las diferencias en cuanto al rendimiento de la materia prima, conservación y calidad en la

proteína obtenida de manera clara y objetiva. Determinar cual método ofrece mayores beneficios

económicos y es amigable con el medio ambiente.

Se deben efectuar nuevas formulaciones de EBP en que se prueben otras fuentes de carbono con

disponibilidad y costo reducido como algunos granos, melazas, suero de queso, celulosas, etc. También

deben considerarse las de origen marino (algas y fitoplancton) contienen importantes niveles de hidratos de

carbono; (algunas se aproximan al 50% ELN en BS; Tacon, 1989) y cantidades significativos de proteínas,

vitaminas y minerales. Por lo anterior también se podría utilizar como materia prima en lugar del pescado

obteniendo ensilados biológicos de algas ó fitoplancton como fuente de proteína y de probiótico.

El EBP hace difícil su inclusión al alimento; al utilizarlo como fuente de probióticos no se pueden utilizar altas

temperaturas para obtener el pellet; lo que hace necesario realizar pruebas en condiciones de laboratorio y

en estanquería, donde se integren nuevas metodologías (probadas), que le proporcionen a los pellets una

mayor estabilidad en el agua sin afectar a las bacterias probióticas contenidas.

Se deben continuar los estudios de optimización de la composición del alimento artificial y prácticas de

alimentación en el cultivo de la especie en sistemas semi e intensivos. Además es necesario conocer la

digestibilidad in vivo de las dietas utilizadas aquí, para poder calcular los valores la proteína digestible,

energía digestible, coeficientes de digestibilidad aparente de proteína, de carbohidratos y lípidos.

70

Se sugieren estudios para saber si las sustancias antagónicas producidas por la bacteria probiótica y

contenidas en el EBP sean suficientes para inhibir el crecimiento de bacterias patógenas y se determine su

concentración mínima inhibitoria (originalmente probiótico se refería a los microorganismos o sus sustancias

que contribuyen al equilibrio microbiano intestinal; definido por Parker en 1974). Si se diera el caso se

podrían elaborar alimentos sin la restricción de las altas temperatura; como la extrusión lo que mejoraría

inmensamente su estabilidad en el agua. Además las proteínas de origen microbiológico se han revelado

eficaces en substituciones de hasta un 30%.

Se sugieren realizar pruebas con pellet extruido en que se le incorpore el EBP por inmersión (debido a su

bajo volumen y naturaleza porosa, el pellet extruido presenta CAA de 200 a 300%; Tacon, 1989); sin

embargo el EBP es demasiado espeso posiblemente no pueda ser absorbido por el pellet por lo que se

debería disolver este en más agua. La ventajas que presenta la extrusión es que son extremadamente

estables en agua; ideales para los camarones por sus hábitos alimenticios lentos; y son estables en estado

seco; se pueden almacenar por largos períodos de tiempo sin degradación de los nutrientes (Tacon, 1989).

71

10. BIBLIOGRAFÍA

Ackman R.G., 1996. Factores de calidad en harina de pescado y en los lípidos de alimentos para peces.

Canadian Institute of Fisheries Technology. Avances en Nutrición acuícola III. Memorias del Tercer

Simposium Internacional de Nutrición Acuícola, 11 - 13 nov., UANL, México.

A.O.A.C. (Association of Official Analytical Chemist). 2002. Official methods of analysis. 19th edition.

Published by AOAC International Arlington, USA.

Agudelo C., Alzate C., Chaparro A., Arguelles C. y Peña V. 2004. Proyecto cuantificación y aprovechamiento

de los subproductos pesqueros en el trapecio amazónico colombiano. Programa nacional de

transferencia de tecnología agropecuario; Instituto amazónico de investigaciones científicas. Leticia,

Amazonas.

Alday, V.,1999. Diagnostico y prevención de la enfermedad del punto blanco. El mundo acuícola. 5:3 – 7.

Avendaño R.E. y Riquelme C.E. 1999. Establishment of mixedculture probiotics and microalgae as food for

bivalve larvae. Aquaculture Research. Vol. 30. P 893 – 900.

Axelsson, Lars. 1990. Lactobacillus Reuteri, a member of the Gut Bacterial Flora. Studies on antogonism,

metabolism and genetics. Pag. 12 – 30.

Akiyama, D.M. and Dominy, W.G., 1989. Penaeid shrimp nutrition for the commercial feed industry. In: Texas

Shrimp farming Manual, Vol.1: Grow-out technology. Texas Agricultural Extension Service and Texas

A&M University, Sea Grant College Program. 50p.

Balsinde R., Fraga C. y Galindo L. 2003. Inclusión de ensilado de pescado. Alternativa en la elaboración de

alimento extruido para el camarón de cultivo (Litopenaeus schmitti). II Congreso Iberoamericano de

Acuicultura. P. 303-309.

Bello R. 1994. Cap. 1. Experiencias con ensilado de pescado en Venezuela. Taller: tratamiento y utilización

de desechos de origen animal y otros desperdicios en la ganadería. FAO. Habana, Cuba. Disp. en

línea http://www.fao.org/ag/aga/agap/frg/APH134/Cap1.htm

Bello R., Gutiérrez M.,Ottati M. y Martinez A. 1992. Estudio sobre la elaboración de ensilado de pescado por

vía microbiana en Venezuela. FAO Informe de Pesca 441, p.1-17, Supl. Roma, FAO.

72

Bello R., Cardillo, E., y Martinez, R. 1993. Estudio del efecto de la adición de frutas tropicales, piñas (Ananas

comosus) y lechosas (cariaca papaya) en la elaboración de ensilado biológico de pescado. Arch.

Latinoamer. Nutr. 43(3):228-233.

Berenz Z. 1994. Capítulo 2: Utilización del ensilado de residuos de pescado en pollos. Taller: tratamiento y

utilización de desechos de origen animal y otros desperdicios en la ganadería. FAO. Habana, Cuba.

Disp. en línea http://www.fao.org/ag/aga/agap/frg/APH134/.

Borghesi R.; Portz L.; Oetterer M. & Cyrino J.E.P. 2008. Apparent digestibility coefficient of protein and amino

acids of acid, biological and enzymatic silage for Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture

Nutrition 14; 242-248.

Cabanillas B., Ponce P., Martinez P., Chávez S y G. Ross. 2001. Comparación de la digestibilidad a base de

harina de pescado y harina de soya en Litopenaeus vannamei Boone 1931, utilizando diferentes

temperaturas y salinidades de cultivo. Ciencias Marinas 27(4): 577-593

Campabadal y Celis, 1996. Factores que afectan la calidad de los alimentos acuícolas. Avances en Nutrición

acuícola III. Memorias del Tercer Simposium Internacional de Nutrición Acuícola, 11 - 13 nov., UANL,

Monterrey, Nuevo León, México.

Cordova E. y Bello R., 1986. Obtención de ensilado de pescado a partir de la fauna de acompañamiento del

camarón. Archivos latinoamericanos de la nutrición. 36(3): 522-535.

Cordova E. Marmol C. Miranda L. Navarrete J.A. Reyes G. 1990. Ensilado biológico de pescado. curso

regional sobre tecnología de productos pesqueros. Universidad Central de Venezuela; Facultad de

Ciencias; Instituto de Tecnología de Alimentos, proyecto FAO/DANIDA. GCP/INT/391/DEN.

Cruz S. 1996. Digestión en camarón y su relación con formulación y fabricación de alimentos balanceados.

IV enzimas digestivas y estudios sobre digestibilidad para organismos acuáticos. Avances en

Nutrición acuícola. Memorias del Tercer Simposium Internacional de Nutrición Acuícola, 11 al 13 de

noviembre, UANL, Monterrey, Nuevo León, México.

http://www.uanl.mx/publicaciones/maricultura/acuicolaIII/indice.html

Cruz S., L. E., Ricque M., D., Tapia S., M., Marín Z., L. F., Guajardo B., C., Nieto L., M., Salinas M., A., 2002.

Historia y estatus actual de la digestibilidad y de algunas características fisicoquímicas de los

alimentos comerciales para camarón usados en México. In: Cruz-Suárez, L. E., Ricque-Marie, D.,

Tapia-Salazar, M., Gaxiola-Cortés, M. G., Simoes, N. (Eds.). Avances en Nutrición Acuícola VI.

73

Memorias del VI Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 3 al 6 de Septiembre del 2002.

Cancún, Quintana Roo, México.

Direkbusarakom S., Yoshimizu M., Ezura Y., Ruangpan L., Danayadol Y. 1997. Vibrio spp. The dominant

flora in shrimp hatchery against some fish pathogens viruses, Journal of Marine Biotechnology 6: 266

– 267.

Durazo B. y Viana. 2001. Efecto de la concentración de agar, alginato y carragenano en la estabilidad,

dureza y lavado de nutrientes en alimentos balanceados para abulón. Ciencias Marinas, 27(1): 1-19

Fagbenro O., Jauncey K. y Krueger R. 1997. Nutritive value of dried lactic acid fermented fish silage and

soybean meal in dry diets for juvenile catfish, Clarias gariepinus (Burchell, 1822). Journal Appl.

lchthyol. 13 (1997), 27-30.

Fagbenro O. y Jauncey K. 1998. Physical and nutritional properties of moist fermented fish silage pellets as a

protein supplement for tilapia (Oreochromis niloticus). UK. Animal Feed Science Technology 71:ll-18.

Forrellat B., Del Monte M., Estevez. L., Boburg C., Nolasco S. y Carrillo F. 2004. Caracterización de lipasas

en tres especies de camarones peneidos. Su importancia en la digestión. CIVA 2004

(http://www.civa2004.org), 767-776

FAO, 1985. Relatorio de tecnología e controle de qualidade de productos de pesca. Praia, Rep. de Cabo

Verde, 27/11 a 11/12 de 1984. Roma. 24p.

Fuller, R. 1989. Probiotics in men and animals. Journal of applied Bacteriology 66: 365 – 378.

García R. R. 2003. Relevancia de las bacterias ácido lácticas en los diferentes estadios del cultivo del

camarón. Tesis. UABCS, La Paz BCS, México.

García R. R. 2006. Inhibición de Vibrio patógeno para camarón usando Lactobacillus. Tesis. UABCS, La Paz

BCS, México.

García Carreño F. L., Navarrete del Toro M. A., Hernández Cortes P., Ezquerra J. M., Serviere E., Maeda A.

1996. Tecnología enzimática en acuicultura. CIB del Noroeste. Avances en Nutrición acuícola III.

Memorias del Tercer Simposium Internacional de Nutrición Acuícola, 11 al 13 de noviembre de 1996,

UANL, Monterrey, Nuevo León, México.

Garriques, D. and Arevalo, G. 1995. An evaluation of the production and use of a live bacterial isote to

manipulate the microbial flora in the commercial production of penaeus vannamei postlarvae in

Ecuador. Word Aquaculture Society, 53 – 59.

74

Gatesoupe, F. 1999. The use of probiotics in aquaculture. Aquaculture, 180, 147 – 165.

González D. y Marin M. 2005. Obtención de ensilados biológicos de pescados a partir de los desechos del

procesamiento de sardina. Revista científica, FCV-LUZ / Vol. XV, N 6, P. 560 – 567.

González D., Córdoba J., Indorf F. y Biutrago E. 2007. Estudios preliminares en la formulación de dietas para

camarón blanco (Litopenaeus schmitti) utilizando ensilado de pescado. Revista científica, FCV – LUZ

/ Vol. XVII. N. 2. P. 166 – 172.

Goddard, J.S., Perret, J., Al-Yahyai, D.S.S., McLean, E., and Wille, K. 2001. An appraisal of dried fish silage

as an ingredient in aquafeeds. 1st International Conference on Fisheries, Aquaculture and

Environment in the NW Indian Ocean, Sultan Qaboos University, Muscat, Sultanate of Oman, pp.

135-141.

Goytortúa B. 1993. Evaluación de la digestibilidad de dietas compuestas a base de harina de langostilla

(Pleuroncodes planipes) y su efecto en el crecimiento del camarón blanco (Penaeus vannamei).

Tesis. Universidad Autónoma de San Luis Potosí, México.

Gutiérrez R. L. Adriana, Otálvaro A., Elly Vanesa. Determinación del potencial bactericida In vitro de un

aislado nativo de Lactobacilus casei frente E. coli. Corporación Universitaria Lasallista, Colombia.

Revista Lasallista de Investigación, Vol. 5, Núm. 2, julio-diciembre, 2008, pp. 68-73. Disponible en:

http://redalyc.uaemex.mx/src/inicio/ArtPdfRed.jsp?iCve=69550209

Gutiérrez L. 2002. Calidad nutricional de dos productos a base de langostilla (Pleuroncodes planipes) como

fuente de proteína ó aditivo alimentario en alimentos balanceados para juveniles de camarón blanco

(Litopenaeus vannamei). Tesis. UABCS, La Paz BCS, México.

Griffith, D.R.W. 1995. Microbiology and the role of probiotics in Ecuadorian shrimp hatcheries. In: P. Lavens,

E. Jaspers, 1. Roelants editores. Larvi 95 Fish and Shellfish larviculture. Symposium European

Aquaculture. Special publication, Gent, Belgium.

Guevara, J., Bello, R. y Montilla, J. 1991. Evaluación del ensilado de pescado elaborado por vía

microbiológica como suplemento proteico en dietas para pollos de engorde. Archivos

latinoamericanos de nutrición. 41(2):247-256.

Huss, H.H. 1997. Aseguramiento de la calidad de los productos pesqueros. FAO Documento Técnico de

Pesca. No. 334. Roma, FAO. 174p.

75

Huss, H.H. 1999. El pescado fresco: su calidad y cambios de su calidad. FAO Documento Técnico de Pesca.

No. 348. Roma, FAO. 202p.

Intriago p., Krauss E. y Varonil R. 1998. El uso de levaduras y hongos como probióticos en larvicultura de

Penaeus vannamei. Word aquaculture society. Febrero 15 – 19. Las Vegas Nevada USA. Resumen

No 263.

Ivar A. 2005. Proteolytic conversion of cod viscera to ingredients for microbial growth media. Norwegian

University of Life Sciences, Universitetet for miljø- og biovitenskap, Philosophiae Doctor Thesis.

Kjos N., O. Herstad, M. Overland, and A. Skrede. 2000. Effects of dietary fish silage and fish fat on growth

performance and meat quality of broiler chicks. Can. J. Anim.Sci. 80:625-632.

Kjos N. 2001. The use of fish by-products in animal feeding. Proceeding of Workshop on improved utilization

of by-products for animal feeding in Vietnam. NUFU project.

http://www.vcn.vnn.vn/sp_pape/spec_5_4_2001_14.htm.

Kureshy y Allen. 2000. Metabolic requirement for protein by pacific white shrimp, Litopenaeus vannamei. In:

Cruz -Suárez, L.E., Ricque-Marie, D., Tapia-Salazar, M., Olvera-Novoa, M.A. y Civera-Cerecedo, R.,

(Eds.). Avances en Nutrición Acuícola V. Memorias del V Simposium Internacional de Nutrición

Acuícola. 19-22 Noviembre, 2000. Mérida, Yucatán, México.

Landete I. J. Maria. 2005. Estudio y caracterización molecular de la produccion de aminas biógenicas por

parte de bacterias lácticas de origen enológico. Tesis doctoral. Universidad de Valencia.

Lessi E. 1994. Capitulo 3. Ensilaje de pescado en Brasil para la alimentación animal. Taller “tratamiento y

utilización de desechos de origen animal y otros desperdicios en la ganadería”. FAO. La Habana,

Cuba. Disponible en Internet pagina oficial de la FAO.

http://www.fao.org/WAICENT/FAOINFO/AGRICULT/AGA/AGAP/FRG/APH134/cap3.htm.

Lessi, E.; Ximenes - Carneiro, A. R.; Lupin, H.M. 1992. Obtención de ensilado biológico de pescado. En: 2ª

Consulta de Expertos sobre Tecnología de productos pesqueros en América Latina. Montevideo

(Uruguay), 11-15 de Diciembre de 1989. Informe de pesca 441. Supl. Roma. FAO. 368 pp.

Lista y Velasquez. 2003. Influencia de tres dietas experimentales en el crecimiento de postlarvas de

litopenaeus vannamei (Boone, 1931). Revista Científica, FCV-LUZ / Vol. XIII, Nº 3, 167-172.

Mattos C., Chauca F., San Martín H., Carcelén C. y Arbaiza F. 2003. Uso del ensilado biológico de pescado

en la alimentación de cuyes mejorados. Rev Inv Vet Perú; 14(2): 89-96.

76

Meire R. V., Carneiro D. J., and Macedo E. M. 2002. Acid and Fermented Silage Characterization and

Determination of Apparent Digestibility Coefficient of Crude Protein for Pacu Piaractus

mesopotamicus. Journal of the World Aquaculture Society. Vol. 33, No. 1. March, 2002.

Martín J. B. 2005. Estudio de las comunidades microbianas de embutidos fermentados ligeramente

acidificados mediante técnicas moleculares. Estandarización, seguridad y mejora tenica. Tesis

doctoral. Universitat de Girona.

Martín del C. M. Cástulo I.; Gómez H. Héctor E.; Alaníz de la O. R. 2008. Bacterias ácido lácticas con

capacidad antagónica y actividad bacteriocinogénica aisladas de quesos frescos. Universidad de

Guadalajara, Guadalajara, México; e-Gnosis, Vol. 6, sin mes, 2008, pp. 1-17. Disponible en:

http://redalyc.uaemex.mx/src/inicio/ArtPdfRed.jsp?iCve=73011197005

Martinez, R., Pascual, M. Y Bello, R. 1991. Elaboración de ensilados biológicos de pescado en Venezuela y

España. Alimentaría. 28(221):43-49.

Mente, Coutteau P., Houlihan D., Davidson I. and Sorgeloos P. 2002. Protein turnover, amino acid profile and

amino acid flux in juvenile shrimp Litopenaeus vannamei: effects of dietary protein source. The

Journal of Experimental Biology 205, 3107–3122.

Morales Covarrubias M. S. 2000. Principales enfermedades de los camarones peneidos, en el pacifico

mexicano. Rev. Panorama acuícola. Nov – Dic. Vol. 6. No 1. Pag. 54 – 55.

Molina P. C., Escobar V., Gamboa D. J., Cadena E., Orellana F., Piña R., 2002. Estrategia de alimentación

de acuerdo a la demanda fisiológica del juvenil Litopenaeus vannamei (Boone). Avances en

Nutrición Acuícola VI. Memorias del VI Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 3 al 6 de Sep.

Cancún, Quintana Roo, México.

Moriarty, D.J. 1998. Control of luminous Vibrio in penaeid aquaculture ponds. Aquaculture 164: 351 – 358.

McCartney E. 1994. Probióticos: Biorregulacion, probióticos y su aplicación en piensos. Boletín agropecuario

técnico 2. Concepto de probiótico (2). Jul – Sep 1994. Barcelona, España.

Nogami, K. y Maeba, M. 1992. Bacteri as biocontrol agents for rearing larvae of the Crab Portunus trituber

Culatus, Canadian Journal of Fisheries and aquatic sciences, 4.9: 2373 – 2376.

Nwanna L. C. 2003. Nutritional value and digestibility of fermented shrimp head waste meal by african catfish

clarias gariepinus. Department of fisheries and wildlife, federal university of technology. Asian

network for scientific information. Pakistan journal of nutrition 2 (6): 339-345.

77

Ojeda R. de la P., 1993. Aprovechamiento integral de la almeja catarina (Argopecten circularis) mediante la

elaboración de ensilado químico a partir de sus residuos. Tesis. UABCS, La Paz BCS, México.

Ottati, M. Gutierrez, M. y Bello, R. 1990. Estudio sobre la elaboración de ensilado microbiano a partir de

pescado proveniente de especies subutilizadas. Archivos latinoamericanos de nutrición. 40(3):408-

425.

Ottati, M. y Bello, R. 1990a. Ensilado microbiano de pescado en la alimentación porcina. I Valor nutritivo del

producto en dietas para cerdos. Alimentaría. 27(211):37-44.

Ottati, M. y Bello, R. 1990b. Ensilado microbiano de pescado en la alimentación porcina. II. Evaluación de la

canal y caracterización de la carne. Alimentaría. 27(212):109-113.

Pacheco V. y Sánchez S.. 2003. Evaluación de la calidad de la larva de Litopenaeus vannamei al suministrar

como alimento la microalga Chaetoceros muelleri cultivada en un medio agrícola. CIVA 2003

(http://www.civa2003.org), 703-710.

Padilla P., Pereira F. y Mori P. 1996. Influencia del ensilado biológico de pescado y pescado cocido en el

crecimiento y la composición corporal de alevinos de gamitana Colossoma macropomum. Folia

amazónica Vol. 8(2) P. 91-104.

Padilla P.; Alcántara F. y García J. 2000. Sustitución de harina de pescado por ensilado biológico de

pescado en raciones para juveniles de gamitana, Colossoma macropomum. Folia amazónica Vol.

10(1-2) P. 225-240.

Parin A. y Zugarramurdi A., 1994. Aspectos económicos del procesamiento y uso de ensilado de pescado.

Taller: Tratamiento y utilización de desechos de origen animal y otros desperdicios de la ganadería.

FAO. Habana, Cuba. Disponible en Internet pagina oficial de la FAO:

http://www.fao.org/ag/aga/agap/frg/APH134/Cap4.htm.

Pérez Salmeron. 1985. Higiene y control de los productos de la pesca. Compañía editorial Continental, SA y

CV. México. P 165.

Plascencia J., Olvera N., Arredondo F., M Hall and Shirai. 2002. Feasibility of fishmeal replacement by

shrimp head silage protein hydrolysate in Nile tilapia (Oreochromis niloticus L) diets. Journal of the

Science of Food and Agriculture 82:753-759.

Rengpipat, S., Phianphak, W., Menasveta, P., PiyatiratitivoraKul, S. 1998. Effects of a probiotic bacterium on

black tiger shrimp Peneaus monodom, survival and growth. Aquaculture 167: 301 – 313.

78

Rengpipat, S., Rukpratanpom, S., Menasveta, P., PiyatiratitivoraKul, S. 2000. Hnnunity enhancement in black

tiger shrimp (Penaeus monodon) by a probiont bacterium (Bacillus S11). Aquaculture 191: 271 – 288.

Reyes, G., Martinez, R., Rodríguez, L., Bello, R. y Pascual, M. 1991. Efecto de la adición de desechos de

frutas tropicales sobre la velocidad de producción de ensilado microbiano de pescado. Alimentaria.

28(219):99-108.

Ricque Marie D., Cruz S. L.E., Del Angel P.S.M., Pike I., 1996. Efecto de aceites oxidados y deficiencia en

vitamina e y/ó antioxidante artificial en dietas para camarón. Avances en Nutrición acuícola III.

Memorias del Tercer Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 11 - 13 nov., UANL, Monterrey,

Nuevo León, México.

Rodríguez S., Hernández V., Llunch B., Felix U., Ortega G., Villa A., Ponce D., Llunch C. 1996. Pesquería de

pelágicos menores (sardinas y anchovetas). Estudio del potencial pesquero y acuícola de Baja

California Sur. P 317-348.

Rosas, C., Cuzon, G., Gaxiola, G., Pascual, C., Brito, R., Chimal, M. y Van Wormhoudt, A. 2000. El

Metabolismo de los Carbohidratos de Litopenaeus setiferus, L. vannamei y L. stylirostris. Avances en

Nutrición Acuícola V. Memorias del V Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 19-22

Noviembre. Mérida, Yucatán.

Statistica 7.0. 2004. StatSoft, Inc. 1984 –2004.

Siderman, C. J. 1984. Diseases in marine aquaculture. Helgol. Meeresunters. 37:505 – 532.

Tacon G. 1989. Nutrición y alimentación de peces y camarones cultivados; manual de capacitación. Fao –

Italia. Documento de campo N. 4.

Tanasomwang, V., Nakai, T., Nishimura, Y., Muroga, K. 1998. Vibrio inhibiting marine bacteria isolated from

black tiger shrimp hatchery. Fish Pathology 33(5): 459 – 466.

Tomé E, Levy Benshimol A, Bello Rafael A. 1995. Proteolytic activity control in fish silage. Arch Latinoam

Nutr. 1995 Dec;45(4):317-21.

Tornes Elif. 1973. El manejo y procesado del pescado. Serie de manuales de ciencia pesquera. Ciencias

marinas, UABC FAO/PNUD/MEXICO.

Torres Cerna R. 2007. Elaboración de ensilados biológicos de pescado utilizando cepas con potencial

probiótico como cultivo iniciador. Tesis. UABCS, La Paz BCS, México.

79

Velasco M., Lawrence A. L. y Neill W. H. 1996. Efectos de la proteína y el fósforo dietario en la calidad de

agua de acuacultura. Avances en Nutrición acuícola III. Memorias del Tercer Simposium

Internacional de Nutrición Acuícola, 11 - 13 Nov, UANL, Monterrey, Nuevo León, México.

Verschuere L., Rombaut G., Sorgeloos P. and Verstraete W. 2000. Probiotic Bacteria as Biological Control

Agents in Aquaculture. Microbiology and molecular biology reviews, Dec. 2000, p. 655–671.

Vaseeharan B. and Ramasamy P. 2003. Control of pathogenic Vibrio spp. by Bacillus subtilis BT23, a

possible probiotic treatment for black tiger shrimp Penaeus monodon. Letters in Applied Microbiology

2003, 36, 83–87.

Vizcarra M., Ávila E. and Sotelo A. 1999. Silage preparation from tuna fish wastes and its nutritional

evaluation in broilers. J Sci Food Agric 79:1915-1922.

Wang, X.H., Li, H.R., Feng, J., Han, L.L., Qi, Z.Z., Li, Y., Zhang, X.H., Ji, W.S., Xu, H.S., Yang, X.S., Ma,

J.K., Sun, X.X. fide. Feasibility study on the delivery of a probiotic flora to penaeid larvae and the

bacterial flora in the digestive tract of adult shrimp. Ocean University of Qingdao, P.R. China.

Zazueta P. 2003. Estudio del potencial de cepas del genero Lactobacillus para usarse como probióticos en

lechones. Tesis. UABCS, La Paz BCS, México.

Ziaei N., Habibi R., Azari T., L. Lovett, Reza M., Shakouri. 2005. The effect of Bacillus spp. bacteria used as

probiotics on digestive enzyme activity, survival and growth in the Indian white shrimp

Fenneropenaeus indicus. Elsevier B.V. All rights reserved.

80

11. ANEXOS

Anexo 1

Agua de mar sintética

Cloruro de sodio 24 g, cloruro de potasio 0.7 g, cloruro de magnesio 5.3 g, sulfato de magnesio 7 g, disolver

en 1 litro de agua destilada.

Buffer de fosfatos (PBS)

Cloruro de sodio 8.5 g, Fosfato de potasio dibásico 1.21 g, Fosfato de potasio monobásico 3.9 g, Disolver en

agua destilada aforar a 1 L, Ajustar pH a 7.2. Finalmente esterilizar a 121ºC por 15 minutos.

Caldo MRS (DIFCO)

Suspender 55 gramos en un litro de agua destilada y disolver completamente. Finalmente esterilizar a 121ºC

por 15 minutos.

Agar rogosa (DIFCO); Agar selectivo para Lactobacillus

Suspender 75 gramos en un litro de agua destilada, calentar para disolver, adicionar 1.32 ml de ácido

acético glacial, mezclar y hervir de 2 a 3 minutos. No necesita esterilización.

81

Anexo 2

Composición porcentual de las dietas Tabla 9. En donde a partir de la segunda columna en la primera fila se

encuentra la clave utilizada para identificar cada dieta y a partir de esta de forma descendente el porcentaje

que lo constituye de cada ingrediente.

Tabla 9. Composición porcentual de las dietas

Ingredientes Control interno 50% EBP 50% EBPL 100% EBPL

MI HP (HP0607) 33.00 16.50 16.50 0.00

MIL EBP* 0.00 22.57 0.00 0.00

MI EBPL 0.00 0.00 22.57 45.13

MI Harina integral de Trigo (HIT0607) 25.30 25.25 25.25 24.72

MI Pasta de Soya (PSoy0607) 20.00 20.00 20.00 20.00

mil Aceite de hígado de bacalao (AcHiBac 0704) 0.92 1.63 1.63 2.36

mil Lecitina de soya (LSoy0607) 2.00 2.00 2.00 2.00

MI Almidón de maíz (Sigma S-0876) 12.98 6.25 6.25 0.00

mi Ácido algínico (Sigma A-7128) 2.00 2.00 2.00 2.00

mi Premezcla de vitaminas (VITCRU0604) 1.80 1.80 1.80 1.80

mi Fosfato dibásico sodio (S-0876) 1.20 1.20 1.20 1.20

mi Premezcla de minerales (MINCRUS0409) 0.50 0.50 0.50 0.50

mi Cloruro de colina 0.20 0.20 0.20 0.20

mi Vitamina C (Stay-C 35% aa) 0.09 0.09 0.09 0.09

mil BHT (ICN101162) 0.004 0.004 0.004 0.004

Ingrediente en base húmeda. En paréntesis claves de uso interno del Laboratorio de Nutrición Acuícola del

CIBNOR. MI y mi: macro y micro ingredientes respectivamente. MIL y mil: macro y micro ingredientes

líquidos respectivamente. * En el EBP la proteína contenida en 66.87% equivale a la cantidad de proteína

contenida en 22.57% del EBPL; pero no en volumen por el contenido de agua; dado que el total de

ingredientes sumaran 100% en la composición de la dieta se le considero al EBP como al EBPL pero no al

momento de elaborarlo.

82

La composición químico proximal que se pretendía en los alimentos se muestra en la Tabla 10. Se determino

a través de una hoja de calculo (Excel MC) en base a análisis proximales y el porcentaje que lo constituye de

cada ingrediente en las dietas.

Tabla 10. Composición químico proximal pretendida en los alimentos

Nutrientes %. Control interno 50% EBP 50% EBPL 100% EBPL

Proteína cruda 35.00 35.00 35.00 34.92

Lípidos 7.00 7.00 7.00 7.00

Fibra cruda 2.40 2.40 2.40 2.39

Cenizas 8.82 6.10 6.10 3.37

ELN 46.78 49.50 49.50 52.32

EB Kcal/g 4.54 4.65 4.65 4.76

Expresados en base seca. ELN extracto libre de nitrógeno. EB energía bruta.

Composición de premezclas de minerales y vitaminas para crustáceos, Tabla 11 y 12 respectivamente;

facilitados por el Laboratorio de Nutrición Acuícola del CIBNOR.

Tabla 11. Premezclas de minerales para crustáceos (MINCRUS0409)

Minerales Catálogo SIGMA g/100 g de premezcla

Cobalt chloride C - 2644 0.004

Cupric sulfate pentahydrate C - 6917 0.25

Ferrous sulfate F - 7002 4

Magnesium sulfate heptahydrate M - 9697 28.398

Manganous sulfate monohydrate M -3634 0.65

Potassium iodide P - 4286 0.067

Sodium selenite S - 1382 0.01

Zinc sulfate heptahydrate Z - 0501 13.193

Filler (alfa-cellulose) C- 8002 53.428

83

Tabla 12. Premezclas de vitaminas para crustáceos (VITCRU0604)

Premezcla de Vitaminas Catálogo g/kg de premezcla

Vit. A Acetate (20,000 UI/g) ICN 160079 5

Vitamin D3 (850,000 UI/g) ICN 160107 0.001

dl-alfa-tocopheryl acetate (250 UI/g) SIGMA T-3376 8

Menadione ICN 102259 2

Thiamin-HCl ICN 103029 0.5

Riboflavin (B2) ICN 102813 3

Pyridoxine-HCl (B6) ICN 102777 1

DL Ca-Pantothenate ICN 101228 5

Nicotinic acid ICN 102446 5

Biotin ICN 101023 0.05

Inositol ICN 102052 5

Vitamin B12 ICN 103271 0.002

Folic acid ICN 101725 0.18

Filler (alfa-cellulose) SIGMA C- 8002 865.266

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