t e s i s - dspace hometesis.ipn.mx/jspui/bitstream/123456789/6974/1/caracfisiquim.pdf · lodo...
TRANSCRIPT
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
SECRETARIA DE INVESTIGACIÓN Y POSGRADO
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
SECCIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN
CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA Y EVALUACIÓN DE
LAS POBLACIONES MICROBIANAS QUE PARTICIPAN EN
LA TRANSFORMACIÓN DEL NITRÓGENO Y DEL AZUFRE
EN LOS LODOS ACTIVADOS DE UN BIORREACTOR
FACULTATIVO PARA EL TRATAMIENTO DE AGUAS
RESIDUALES
T E S I S
MAESTRÍA EN CIENCIAS QUIMICOBIOLÓGICAS
P R E S E N T A
MAYELA CRUZ GONZALEZ
DIRECTORA
DRA. ENRIQUETA FELICIANA AMORA LAZCANO
MÉXICO, D.F. 2010
El presente trabajo de investigación se realizó en el
Laboratorio de Bioquímica Microbiana ubicado del
Departamento de Microbiología de la Escuela Nacional
de Ciencias Biológicas del Instituto Politécnico
Nacional bajo la dirección de la
Dra. Enriqueta Feliciana Amora Lazcano.
DEDICATORIAS
A Dios
Todo en la vida y en la ciencia es una meditación, en
la que contemplas lo divino y experimentando de esta
manera, todo en la vida esta bendito.
A mi esposo José Juan
Porque con tu amor descubro todas las razones
habituales para vivir y me descubro otras.
A mis padres María y Alfredo Rogelio
A través de mi vida, han hecho que mis recuerdos
sean preciosos, que mis sueños sean especiales y que
mi vida sea maravillosa.
AGRADECIMIENTOS
Con especial agradecimiento, cariño y respeto a la
Dra. Enriqueta Feliciana Amora Lazcano.
Por su paciencia, apoyo y comprensión justo ahí
cuando la marcha en el camino se hacía más pesada y
el desistir era mejor que continuar.
TABLA DE CONTENIDO
Página
Abreviaturas y símbolos usados i
Glosario ii
Índice de figuras viii
Índice de tablas Xi
Resumen Xii
Abstract xiii
1. INTRODUCCIÓN 1
1.1 Etapas del tratamiento de aguas residuales 3
1.1.1 Pretratamiento 3
1.1.2 Tratamiento primario o fisicoquímico 4
1.1.3 Tratamiento secundario o biológico 5
1.1.4 Tratamiento biológico facultativo 7
1.1.5 Tratamiento terciario 8
1.1.6 Transferencia de oxígeno y oxígeno disuelto 10
1.1.7 Sistemas de aireación convencional en plantas de
tratamiento
11
1.2 Grupos microbianos que participan en la transformación
del nitrógeno y del azufre en aguas residuales
13
1.2.1 Asimilación de nitrógeno 14
1.2.2 Mineralización de nitrógeno orgánico 14
1.2.3 Nitrificación 15
1.2.4 Desnitrificación 21
1.2.5 El nitrógeno en las aguas residuales 21
1.2.6 Reacciones de oxidación y reducción del azufre 22
1.2.6.1 Oxidación de compuestos de azufre inorgánico 22
1.2.6.2 Oxidación de sulfuros metálicos 26
1.2.6.3 Reducción microbiana de compuestos de azufre inorgánicos 27
2. ANTECEDENTES 29
2.1 Planta de tratamiento de aguas residuales con reinyección al
acuífero
29
2.1.1 Pretratamiento 34
2.1.2 Tratamiento primario 34
2.1.3 Tratamiento biológico de aguas residuales en un biorreactor
facultativo
36
3. JUSTIFICACIÓN 39
4. HIPÓTESIS 40
5. OBJETIVO GENERAL 41
5.1 Objetivos particulares 41
6. MATERIALES Y MÉTODOS 42
6.1 Ubicación del biorreactor facultativo y toma de muestras 42
6.2 Metodología para la caracterización del biorreactor
facultativo
43
6.2.1 Caracterización fisicoquímica 47
6.2.2 Caracterización microbiológica 58
6.2.2.1 Cuantificación de las poblaciones microbianas que
intervienen en las transformaciones bioquímicas del
nitrógeno y del azufre por la técnica del número más
probable (NMP)
59
6.3 Interpretación del crecimiento 61
6.3.1 Microorganismos oxidadores del azufre elemental 61
6.3.2 Microorganismos reductores de sulfato 62
6.3.3 Microorganismos amonificantes 63
6.3.4 Microorganismos oxidadores de amonio 64
6.3.5 Microorganismos desnitrificantes 65
7. RESULTADOS 67
7.1 Caracterización fisicoquímica 67
7.2 Cuantificación de las poblaciones microbianas 91
7.3 Descripción microscópica de las muestras 93
8. DISCUSIÓN 96
8.1 Caracterización fisicoquímica 96
8.2 Evaluación de las poblaciones microbianas 104
8.3 Observación al microscopio de las poblaciones
microbianas
113
9. CONCLUSIONES 117
10. PERSPECTIVAS 118
11. APENDICES 119
12. BIBLIOGRAFÍA 127
ABREVIATURAS Y SÍMBOLOS USADOS
DQO Demanda Química de Oxígeno
DBO Demanda Bioquímica de Oxígeno
g Gramo
L Litro
NMP Número más probable
NMX
THR
SAAM
OD
Norma Mexicana
Tiempo Hidráulico de Retención
Sustancias Activas al Azul de Metileno
Oxígeno Disuelto
VL Valor libre
GyA Grasas y Aceites
i
GLOSARIO
Acuífero. Capa en el suelo que es capaz de transportar un volumen significativo
de agua subterránea.
Ablandador. Equipo de tratamiento de agua, el cual usa resinas de intercambio
de sodio, para eliminar los cationes que causan la dureza (calcio y magnesio).
Aerobio. Proceso que ocurre en presencia de oxígeno molecular.
Agentes contaminantes biodegradables. Sustancias que son capaces de ser
descompuestas bajo condiciones ambientales estándar.
Agente tensoactivo catiónico. Surfactante que posee uno o más grupos
funcionales ionizables en soluciones acuosas, que producen iones orgánicos
cargados negativamente, responsables de la actividad superficial.
Agua. Sustancia que a la temperatura media del planeta Tierra es un líquido
normalmente inodoro, insípido e incoloro; fundamental para la existencia de la
vida. Por su elevada constante dieléctrica puede disociar, descomponer y
transportar numerosas sustancias. En la naturaleza contiene pequeñas cantidades
de gases y sólidos disueltos (principalmente sales).
Agua cruda. Agua que no ha recibido ningún tipo de tratamiento, o agua que
entra a una planta para tratamiento posterior.
Aguas negras. Aguas que contienen los residuos de seres humanos, animales o
alimentos.
ii
Aguas residuales. Agua desechada por una casa, una comunidad, una granja, o
industria que contiene materia orgánica disuelta o suspendida.
Agua residual doméstica. Agua proveniente de los desechos de una comunidad.
Agua residual industrial. Agua descargada resultante de un proceso industrial, y
que no tiene ningún valor inmediato para éste.
Aireación. Introducción de aire en un líquido.
Aireación mecánica. Uso de la energía mecánica para inyectar aire al agua y
causar una corriente residual para que absorba oxígeno.
Anaerobio. Proceso que ocurre en ausencia de oxígeno molecular.
Bioacumulación. Acumulación neta, en función del tiempo, de metales y otras
sustancias persistentes en un organismo a partir de fuentes tanto bióticas (otros
organismos) como abióticas (suelo, aire y agua).
Bacterias coliformes. Indicador de contaminantes y patógenos cuando son
encontradas en las aguas. Usualmente encontradas en el tracto intestinal de los
seres humanos y otros animales de sangre caliente.
Biopelícula. Población de varios microorganismos, contenidos en una capa de
productos de excreción, unida a una superficie.
Caudal. Flujo de agua superficial en un río o en un canal.
iii
Cloración. Proceso de desinfección del agua en el cual el cloro es añadido para el
control de organismos presentes. También usado en procesos de oxidación de
productos contaminantes en el agua.
Coagulación química. Procedimiento que consiste en agregar un producto
químico (el coagulante) destinado a la desestabilización de las materias coloidales
dispersas y a su agregación bajo la forma de flóculo.
Coagulantes. Partículas líquidas en suspensión que se unen para formar
partículas con un volumen mayor.
Conductancia específica. Método para estimar el contenido de sólidos disueltos
en el suministro de agua comprobando su conductividad.
Contaminantes tóxicos del agua. Compuestos que no son encontrados de forma
natural en el agua pura y vienen dados en concentraciones que causan la muerte,
enfermedad, o defectos de nacimiento en organismos que los ingieren o
absorben.
DBO. La demanda bioquímica de oxígeno es la cantidad de oxígeno disuelto
utilizado por los microorganismos para la oxidación bioquímica de la materia
orgánica.
DBO5T. La demanda biológica de oxígeno cinco total, se emplea para medir el
contenido de materia orgánica presente en una muestra de agua. Es un parámetro
indirecto, pues indica el oxígeno disuelto utilizado por los microorganismos
presentes en una muestra de agua para la oxidación de materia orgánica al cabo
de 5 días. Se expresa como concentración de oxígeno.
iv
DQO. La demanda química de oxígeno se emplea para medir el equivalente en
oxígeno de la materia orgánica que puede ser oxidada químicamente utilizando
dicromato en solución ácida. La DQO, es un parámetro análogo a la DBO5, pero
en este caso es una determinación exclusivamente química. También se expresa
como concentración de oxígeno.
Dureza Total. Es la suma de la dureza del calcio y el magnesio en el agua,
expresada como carbonato de calcio equivalente.
Efluente. Agua descargada proveniente de procesos industriales o sistemas de
tratamiento.
Estratificación. La existencia o formación de distintas clinas o capas en un
cuerpo de agua, identificado por sus características térmicas o salinas o por
diferencias en el contenido de oxígeno o nutrientes.
Eutroficación. El enriquecimiento del agua, tanto dulce como salina, por
nutrientes especialmente compuestos de nitrógeno y fósforo que aceleran el
crecimiento de algas y formas vegetales superiores.
Floculación. Formación de partículas gruesas por aglomeración de partículas
pequeñas; el proceso es generalmente acelerado por medios mecánicos, físicos,
químicos o biológicos.
Flotación con aire disuelto (FAD). Un proceso donde se induce la flotación con
burbujas de aire o “micro burbujas” de 40 a 70 micras de diámetro.
Flotación mecánica. Un término utilizado en la industria mineral para describir el
uso de dispersar aire para producir burbuja que miden entre 0.2 a 2 mm de
diámetro. v
Flujo. Es la proporción del caudal de un recurso, expresado en volumen por
unidad de tiempo.
Inóculo. Es una suspensión de microorganismos vivos que se han adaptado para
reproducirse en un medio específico.
Laguna de aguas residuales. Estanque natural o artificial o depósito utilizado con
fines diversos tales como decantación, descomposición, enfriamiento y
almacenamiento de las aguas residuales y lodos.
Laguna de almacenamiento de agua. Una laguna para líquidos residuales,
diseñada para lograr algún grado de tratamiento bioquímico.
Laguna de oxidación. Cuerpo de agua construido por el hombre en el cual los
residuos son consumidos por las bacterias.
Laguna aireada. Depósito para el tratamiento de aguas que acelera la
descomposición biológica de la materia orgánica estimulando el crecimiento y la
actividad de las bacterias, que son responsables de la degradación.
Lodo activado. Residuo semisólido que contiene microorganismos y sus
productos, de cualquier sistema de tratamiento de aguas.
Nitrificación. Proceso biológico durante el cual bacterias nitrificantes convierten el
amoniaco tóxico en nitrato para disminuir su efecto dañino. Esto es comúnmente
utilizado para eliminar sustancias de nitrógeno de las aguas residuales, pero en
lagos y en pantanos, esto ocurre de forma natural.
vi
Oxidación ultravioleta. Proceso que usa longitud de onda extremadamente corta
que puede matar microorganismos (desinfección) o romper moléculas
orgánicas (foto oxidación) dejándolas polarizadas o ionizadas para ser eliminadas
más fácilmente del agua.
Tratamiento de agua avanzado. Es el nivel de tratamiento de aguas que requiere
una reducción del 85 por ciento en la concentración del agente contaminante,
también conocido como tratamiento terciario.
Tratamiento de aguas residuales avanzado. Cualquier tratamiento de aguas
residuales que incluye el retiro de nutrientes tales como fósforo y nitrógeno y un
alto porcentaje de sólidos suspendidos.
Turbiedad. Disminución de la transparencia de una masa de agua debido a la
presencia de partículas finamente dispersas en suspensión.
Xenobiótico. Cualquier sustancia no sintetizada por un organismo, capaz de
alterar sus procesos biológicos en sus diferentes niveles de organización,
generalmente de origen antropogénico.
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Página
1. Asimilación del amonio por las enzimas glutamina
sintetasa (GS) y glutamato sintasa (GOGAT)
14
2. Reacción de mineralización del nitrógeno 15
3. Etapas y reacciones de nitrificación 17
4. Oxidación del amoniaco a nitrito por las bacterias del
grupo .nitroso
18
5. Oxidación del nitrito a nitrato por las bacterias del grupo
nitro
19
6. Reacciones de desnitrificación 21
7. Reacciones de oxidación de azufre elemental 22
8. Reacciones de oxidación de sulfito a sulfato 25
9. Reacciones de oxidación de tiosulfato a sulfato 26
10. Reacciones de oxidación de sulfuros metálicos 26
11. Vista satelital de la zona sur oriente de la Ciudad de
México
30
12. Vista satelital de la Planta de Tratamiento de Aguas
Residuales “El Llano”
30
13. Diagrama de flujo: Planta de tratamiento de aguas
residuales con reinyección al acuífero “El Llano”
33
14. Zona de pretratamiento de la planta “El Llano” 35
15. Zona de tratamiento primario de la planta “El Llano” 35
16. Imagen del biorreactor facultativo en operación 36
17. Filtro de carbón activado de flujo descendente como parte
del tratamiento terciario
38
18. Vista de la Planta de tratamiento de aguas residuales “El
Llano”
42
viii
19. Puntos de muestreo en el biorreactor facultativo 43
20. Diagrama general de trabajo para la caracterización
fisicoquímica y la evaluación de las poblaciones
microbianas en el biorreactor
45
21. Botella van Dorn horizontal de 2.2 litros 46
22. Interpretación de la prueba para presencia de sulfato 62
23. Interpretación de la prueba para la reducción de azufre 63
24.
Interpretación de la prueba para la formación de amoniaco
en el medio
64
25. Interpretación de la prueba para la oxidación de amonio 65
26. Interpretación para la prueba de desnitrificación y
producción de nitrógeno gaseoso
66
27. Concentración de oxígeno disuelto a diferentes
profundidades del biorreactor
67
28. Concentración de sólidos totales en el biorreactor después
de ocho meses de operación
68
29. Sólidos disueltos totales durante los primeros ocho meses
de trabajo del biorreactor
69
30. Sólidos suspendidos totales en el biorreactor durante los
primeros ocho meses de actividad
70
31. Evaluación de los sólidos sedimentables en el biorreactor
durante ocho meses
71
32. Sólidos suspendidos volátiles en el biorreactor durante
ocho meses de actividad
72
33. Evaluación de la demanda bioquímica de oxígeno (DBO5T)
en el biorreactor durante ocho meses de operación
73
34. Demanda química de oxígeno total en el biorreactor 74
35. Color de las muestras del biorreactor a diferentes
profundidades durante ocho meses de operación
75
36. Turbiedad del biorreactor a diferentes profundidades 76
37. Grasas y aceites en el biorreactor 77
ix
38. Conductividad para muestras del biorreactor 78
39. Valores de pH en el biorreactor 79
40. Orto-fosfatos del biorreactor en ocho meses de operación 80
41. Concentraciones de sulfitos en el biorreactor después de
ocho meses de operación
81
42. Concentración de sulfatos en el biorreactor después de
ocho meses de operación
82
43. Concentración de nitrógeno amoniacal en el biorreactor 83
44. Concentración de nitritos en el biorreactor después de
ocho meses de operación
84
45. Concentración de nitratos en el biorreactor después de
ocho meses de operación
85
46. Resultados de concentración de nitrógeno orgánico en el
biorreactor después de restar al nitrógeno total el
nitrógeno amoniacal
86
47. Concentración de nitrógeno total en el biorreactor después
de ocho meses de operación
87
48. Concentración de ión férrico en el biorreactor después de
ocho meses de operación
88
49. Concentración de cadmio en el biorreactor después de
ocho meses de operación
89
50. Concentración de SAAM en el biorreactor para las
muestras a diferentes profundidades
90
51. Fotografías usando el microscopio óptico 100x para
muestras a tres metros de profundidad
94
52. Fotografías usando el microscopio óptico 100x para
muestra a seis metros de profundidad
95
x
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla Página
1. Géneros representativos de bacterias nitrificantes 20
2. Ejemplos de posibles oxidaciones de azufre realizadas por los
microorganismos
24
3. Diferentes formas de azufre utilizadas por los microorganismos 28
4. Valores obtenidos de la caracterización del influente a la planta
y valores para cumplir NOM-001-Tipo B
32
5. Resultado de los lodos activados recibidos para inoculación 43
6. Parámetros de caracterización fisicoquímica del agua residual 48
7. Grupos fisiológicos microbianos evaluados 60
8. Cuantificación de las poblaciones microbianas 92
9. Análisis microscópico por grupo fisiológico 115
xi
RESUMEN
Debido al grado de contaminación de las aguas residuales, se han diseñado
una gran variedad de biorreactores para su depuración, entre los que se encuentra
el de la planta de tratamiento “El Llano”, en la Delegación Tláhuac. Este es de tipo
facultativo ya que usa un sistema de aireación por microburbuja que favorece la
formación de tres estratos en función del oxígeno disuelto.
El objetivo de este trabajo fue caracterizar fisicoquímica y
microbiológicamente los lodos activados de este biorreactor. Para ello se evaluó
durante ocho meses la demanda química de oxígeno, demanda bioquímica de
oxígeno, nitrógeno total, nitritos, nitratos, nitrógeno amoniacal, pH, temperatura,
ortofosfatos, sólidos suspendidos totales, sólidos suspendidos volátiles y el
oxígeno disuelto, en muestras de la superficie, tres y seis metros de profundidad.
Una vez estable el biorreactor, se evaluaron las poblaciones microbianas que
participan en la transformación del nitrógeno y el azufre utilizando la técnica del
número más probable.
En promedio la remoción de DBO5T fue del 98.48%, DQOT 96.54%,
compuestos nitrogenados 97.38%, grasas y aceites 97.98% y SAAM del 93.82%.
La concentración de oxígeno disuelto varió desde 2.0 a 3.5 mg/L en la superficie,
1.9 a 3.2 mg/L a tres metros y 0.2 a 1.0 mg/L a seis metros de profundidad por lo
que quedó demostrada la estratificación. Los resultados obtenidos para cada
grupo microbiano fueron diferentes dependiendo de las condiciones de cada
estrato, encontrándose la mayor actividad a una profundidad de tres metros. Se
observaron bacilos cortos Gram negativos en su mayoría y agregados microbianos
esféricos con bacterias filamentosas entretejidas adheridas a materia suspendida.
Este trabajo nos permitió conocer la dinámica que existe entre los
parámetros fisicoquímicos y los microorganismos que se encuentran en un
biorreactor facultativo. Esto nos llevará a comprender mejor el funcionamiento de
estos sistemas.
xii
ABSTRACT
Due to the contamination of residual waters from domestic and industrial
waste, there have designed a variety of bioreactors to improve them, and among
them is the treatment plant of “ El Llano” in the Tláhuac district in México D.F. This
plant is of facultative type because it use an aeration system by micro bubbles
which helps to the formation of three layers.
The goal of this work was to characterize physicochemical and
microbiologically the activated sludges in this bioreactor. To do it, was evaluated
during 8 months the chemical demand of oxygen, biochemical oxigen demand,
total nitrogen, nitrites, nitrates, ammoniacal nitrogen, pH, temperature, ortho
phosphates, total solids suspended, volatile solid suspended, and dissolved
oxygen, in samples taken from the surface, at three and six meters of depth. When
the stability of the reactor was achieved, the microbial populations that participate
in the nitrogen and sulfur transformation were evaluated using the most probable
number technique.
On average, the bioreactor showed a removal of 98.48% of DBO5T, 96.54%
of DQOT, 97.38% of nitrogen compounds, 97.98% of lipids and oils and 93.82% of
SAAM with respect to the effluent. The dissolved oxygen changed in function of the
depth, showing values between 2.0 and 3.5 mg/L in the surface, 1.9 and 3.2 mg/
mL at three meters and 0.2 and 1.0 mg/ mL at six meters of depth, as was
demonstrated by the stratification of the bioreactor. The results obtained for each
microbial group were different depending of each stratum, found increased activity
at a depth of three meters. There were observed mostly short bacilli Gram negative
and spherical microbial aggregates combined with filamentous bacteria attached to
suspended matter.
This work permitted to know the dynamic between the physicochemical
parameters and the microorganisms present in this facultative bioreactor used for
treatment of residual waters. This study helps to the knowledge of the function of
this kind of systems for future improvement of this bioreactor model.
xiii
1
1. INTRODUCCIÓN
La actividad industrial y el desarrollo material y económico alcanzado, han
traído como consecuencia la contaminación del aire, el agua y el suelo;
modificándolos física, química y biológicamente.
Esto ha producido un deterioro en la calidad del agua, dando como
resultado problemas de contaminación que afectan tanto la productividad de los
sistemas como la salud humana.
Al líquido de composición variada proveniente de uso municipal, industrial,
comercial, agrícola, pecuario o de cualquier otra índole, ya sea pública o privada, y
que por tal motivo haya sufrido degradación o alteración en su calidad original se
le conoce como agua residual (Droste, 1997).
El crecimiento acelerado de la industria y la falta de agua para atender las
necesidades básicas, hace necesario concentrar las aguas residuales de todo tipo
para darles tratamiento efectivo antes de verterlos en los cuerpos receptores u
otros compartimentos como es el subsuelo.
El objetivo del tratamiento de aguas residuales es la remoción de
sustancias contaminantes a fin de evitar efectos negativos en los ecosistemas
acuáticos y lograr que la calidad del agua sea la adecuada de acuerdo con sus
usos potenciales (Enviromental Protection Agency, 2006).
El tratamiento que se decida dar al agua, para que cumpla con la
normatividad vigente, dependerá de su caracterización inicial, su volumen y
composición y de los usos que se le vaya a dar una vez tratada.
2
La caracterización del agua residual y de los lodos activados es una
herramienta utilizada para el control y optimización de los procesos existentes y el
desarrollo de nuevos métodos (Henze, 1994).
La gran variedad y cantidad de productos que se vierten como residuos al
agua residual, obliga a una investigación propia para la caracterización de cada
planta de tratamiento.
A pesar de los estudios realizados aún no están totalmente desarrollados
los métodos y definidos los criterios por aplicar en su tratamiento. También falta
información respecto a la caracterización del agua residual y de las poblaciones
microbianas, particularmente en nuestro país.
A partir de los años setenta, se incrementó el conocimiento respecto a los
mecanismos involucrados en el tratamiento biológico de aguas residuales;
incluyendo la caracterización del sustrato y de las poblaciones microbianas
involucradas (Wanner, 1994).
En diferentes partes del mundo las poblaciones microbianas presentes en
los sistemas de remoción de nutrientes biológicos en lodos activados han sido
evaluadas y caracterizadas previamente (Kristensen et al., 1992; Schade &
Lemmer, 1994; Ganczarczyk, 1994; Kavanaugh et al. 1994; Wanner, 1994,
Sliekers et al., 2005; Gómez-Villalba et al., 2006; Liu et al., 2006, 2007 e Ivanov et
al., 2008).
Pero los sistemas aerobios de tratamiento biológico enfrentan un gran reto:
desarrollar sistemas de aireación más eficientes. Debido a que la aireación es la
operación más intensa respecto a consumo de energía durante el tratamiento de
aguas residuales, se están construyendo nuevos prototipos con el objetivo de
3
incrementar su eficiencia, optimizar su escala y minimizar su limpieza y
mantenimiento (Rosso et al., 2008).
1.1 ETAPAS DEL TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES
En las últimas décadas se han valorado una gran variedad de procesos
físicos, químicos y biológicos para el tratamiento de aguas residuales. Cada uno
de ellos se caracteriza por una serie de limitaciones relacionadas con la
aplicabilidad, eficiencia y costos económicos (Arnáiz, et al., 2000).
Un tratamiento convencional de aguas residuales consta principalmente de
las siguientes etapas.
1.1.1 PRETRATAMIENTO
En la primera etapa las aguas de desecho son sometidas a un
pretratamiento cuyo objetivo es la retención del volumen de agua para evitar
fluctuaciones durante el proceso posterior. En éste también se lleva a cabo la
igualación u homogenización, que tiene como finalidad amortiguar las variaciones
de contaminantes.
Así pues, con el mezclado y homogenización de los distintos efluentes
generados se consigue disminuir las fluctuaciones de caudal de los diferentes
vertidos, consiguiendo una corriente única de caudal y concentración.
En resumen, la función del pretratamiento es garantizar que las aguas
lleguen al proceso primario del tratamiento con las mismas características (URL-
1).
4
1.1.2 TRATAMIENTO PRIMARIO O FISICOQUÍMICO
Con la denominación de tratamientos físico-químico de aguas residuales se
agrupan una serie de tratamientos primarios y terciarios que se suelen aplicar
frecuentemente en las industrias.
Algunos de los procesos que el tratamiento primario incluyen lo siguiente
(Metcalf & Eddy, 1991):
Neutralización: Tratamiento ácido-base del agua residual, el cual puede
utilizarse para los siguientes fines:
1. Ajuste final del pH (5.0-5.9) del efluente antes de la descarga al
medio receptor.
2. Antes del tratamiento biológico: pH entre 6.5-8.5 para una actividad
biológica óptima.
3. Precipitación de metales pesados en forma de hidróxidos: se utiliza
cal (incluir fórmula) hasta alcanzar el pH óptimo de precipitación
entre 6.0-11.0.
Coagulación-floculación: Elimina sólidos en suspensión y material coloidal.
La coagulación consiste en la desestabilización de las partículas coloidales,
empleando productos químicos (coagulantes) que neutralizan la carga
eléctrica de los coloides. Los principales compuestos químicos usados
como coagulantes son:
1. Sales de aluminio: Sulfato de aluminio, cloruro de aluminio,
policloruro de aluminio (polímero inorgánico de aluminio).
2. Sales de hierro: Cloruro de hierro (III), sulfato de hierro (III).
5
La floculación consiste en la agrupación de las partículas coloidales
desestabilizadas, formando agregados de mayor tamaño denominados
“flóculos”, los cuales sedimentan por gravedad. Para favorecer la formación
de flóculos más voluminosos y su sedimentación, se utilizan productos
químicos (floculantes) generalmente de naturaleza polimérica. Éstos
establecen puentes de unión entre los flóculos inicialmente formados
(Seoánez, 2002).
Decantación. Durante este proceso se elimina la materia en suspensión de
los flóculos precipitados durante el proceso de coagulación-floculación o de
la separación de contaminantes en un proceso de precipitación química
(Galli et al., 2007).
Filtración. La filtración es una operación que consiste en hacer pasar un
líquido que contiene materias en suspensión a través de un medio que
permite el paso del líquido, pero no el de las partículas sólidas. De este
modo, las que no han sedimentado en el decantador son retenidas en los
filtros (Metcalf & Eddy, 1991).
El efluente obtenido puede cumplir con las normas después de este
tratamiento o estar preparado para el tratamiento biológico o secundario.
1.1.3 TRATAMIENTO SECUNDARIO O BIOLÓGICO
El tratamiento biológico consiste en el consumo de la materia orgánica
contenida en las aguas de desecho y de una parte de los nutrientes, por parte de
los microorganismos. Este tiene como objetivo eliminar la materia orgánica
biodegradable presente en el agua después del tratamiento primario (Ronzano &
Dapena, 2002).
6
La norma mexicana describe este tratamiento como “el proceso biológico
del agua residual en el cual ésta es mezclada con el lodo activado y es
posteriormente agitada y aireada. El lodo activado es a continuación separado del
agua residual tratada por sedimentación y es eliminado o recirculado en el proceso
según se requiera” (NMX-AA-089-1-1986).
Los tratamientos biológicos más comunes son (Metcalf & Eddy, 1991):
Lodos activados: Las aguas de desecho decantadas, son sometidas a un
proceso de oxidación mediante la aportación de aire atmosférico o bien
enriquecido con oxígeno. A mayor aireación, mayor costo y mayor
mineralización de los lodos. Los lodos activados son una mezcla de
microorganismos que metabolizan los compuestos orgánicos e inorgánicos
del agua residual o los transforman en formas inocuas al ambiente. Los
principales organismos que participan en la estabilización de los desechos
son: algas, bacterias y hongos, aunque también se encuentran otros
organismos como rotíferos, crustáceos y protozoarios (Ivanov, 2008).
Lechos bacterianos: Este proceso consiste en hacer circular la masa de
agua de forma laminar, de modo que se desarrolla una película bacteriana
denominada zooglea, que transforma la materia orgánica del agua en
presencia de oxígeno en biomasa (Metcalf & Eddy, 1991).
.
Laguna facultativa de estabilización: Son excavaciones poco profundas
cercadas por taludes de tierra. Remueven la materia orgánica que ocasiona
la contaminación y eliminan microorganismos patógenos. La eficiencia de la
depuración del agua residual en las lagunas de estabilización depende
ampliamente de las condiciones climáticas de la zona, temperatura,
radiación solar, frecuencia y fuerza de los vientos locales, y otros factores
que afectan directamente a la biología del sistema.
7
Tratamiento anaeróbico del agua: En ella se produce una fermentación
metanogénica y un elevado consumo de materia orgánica por
microorganismos presentes en el agua en ausencia de aire.
Fosas sépticas: Aquí se permite la disgregación de todas las materias
sólidas biodegradables y la fermentación anaeróbica de las aguas de
desecho. Presentan problemas por la elevada producción de amoniaco y
los malos olores.
Algunas de sus aplicaciones se mencionan a continuación:
1. Eliminación de la materia orgánica
2. Reducción de compuestos de azufre y fósforo
3. Transformación del nitrógeno a través de los procesos de nitrificación y
desnitrificación
4. Estabilización de los lodos
1.1.4 TRATAMIENTO BIOLÓGICO FACULTATIVO
Desde el punto de vista microbiológico durante un tratamiento facultativo se
presenta un proceso continuo de cambios de poblaciones que conduce a la
degradación de la materia orgánica hasta llegar a comunidades relativamente
estables. En este la dinámica de estas poblaciones depende de la facilidad de
incorporación de los nutrientes por parte de los diferentes organismos, ya que la
competencia es el principal factor regulador (Winkler, 1986; URL-2).
En los sistemas facultativos, las bacterias son los microorganismos que
intervienen en la degradación, predominan sobre los protozoarios, hongos y otras
formas de vida. Se ha visto que en los lodos el 95% de los organismos presentes
son bacterias (Liu et al., 2006).
8
En algunos casos se utilizan tratamientos aerobios y anaerobios de forma
consecutiva, alternante o produciéndose ambos a la vez (Peralta, et al., 2000).
Esto último es lo que sucede en las denominadas lagunas facultativas, con
zonas de depuración aerobia (zona más superficial) y anaerobia (zonas más
profundas). En los sistemas de laguna se combinan los tres ambientes: anaerobio,
aerobio y facultativo.
1.1.5 TRATAMIENTO TERCIARIO
En este tipo de tratamiento las aguas son pulidas para lograr un mayor
grado de calidad.
El objetivo principal de los tratamientos terciarios es la eliminación de
contaminantes que perduran después de aplicar los tratamientos primario y
secundario; son tratamientos específicos y costosos, que se usan cuando se
requiere un efluente final de mayor calidad que la obtenida con los tratamientos
convencionales (Winkler, 1986).
Algunas de sus etapas son:
Arrastre con vapor de agua o aire: Denominados como procesos de
“stripping”, para la eliminación de compuestos orgánicos volátiles (COV),
como disolventes clorados (tricloroetileno, clorobenceno, dicloroetileno,
entre otros) o contaminantes gaseosos (amoníaco).
Procesos de membrana: En éstos el agua residual pasa a través de una
membrana porosa, mediante la adición de una fuerza impulsora,
consiguiendo una separación en función del tamaño de las moléculas
presentes en el efluente y del tamaño de poro de la membrana.
9
Intercambio iónico: Sirve para eliminar sales minerales, esto se realiza
pasando el agua residual a través de una resina de intercambio (H+ en las
resinas de intercambio catiónico y OH- en las de intercambio aniónico).
Adsorción con carbón activado: Permite eliminar compuestos orgánicos.
El adsorbente se puede utilizar en forma granular (columnas de carbón
activado granular (GAC) y en polvo (PAC).
Procesos de oxidación: Sirven para eliminar o transformar a la materia
orgánica y la inorgánica oxidable.
Los principales procesos de oxidación se pueden clasificar en:
Procesos convencionales de oxidación: Se usan como oxidantes
ozono, peróxido de hidrógeno, permanganato de potasio, hipoclorito
de sodio, cloro y oxígeno.
Procesos de oxidación avanzada: Combinación de los siguientes
oxidantes: O3 + UV, O3 + H2O2, H2O2 + UV, O3 + pH alcalino.
Procesos a alta temperatura y presión: Oxidación con aire húmedo
(WAO) y oxidación en condiciones supercríticas.
Detoxificación solar: Utiliza la radiación UV solar, con catalizador de
TiO2.
Procesos de reducción: Elementos metálicos en alto estado de oxidación
son reducidos, ejemplos: de Cr6+ a Cr3+ mediante sulfito de sodio, tiosulfato
de sodio o sulfato ferroso.
10
Precipitación química: Se basa en la utilización de reacciones químicas
para la obtención de productos de muy baja solubilidad. La especie
contaminante a eliminar pasa a formar parte de esa sustancia insoluble,
que precipita y puede ser separada por sedimentación y filtración (URL-3).
Otros procesos importantes son la electrodiálisis y la ultrafiltración (Geradi,
2001; Grady, 1999).
1.1.6 TRANSFERENCIA DE OXÍGENO Y OXÍGENO DISUELTO
Cuando el agua se encuentra insaturada de oxígeno disuelto (OD), el
oxígeno atmosférico se trasfiere al agua. La solubilidad del oxígeno en agua a
15oC es de 47 partes por millón (ppm), a una atmósfera de presión. Las
concentraciones obtenidas en los tanques, por ejemplo, son bastantes más bajas
generalmente entre 3 a 12 ppm (Barnabé, 1991).
Hay una serie de consideraciones para lograr la disolución del oxígeno en el
agua, los cuales se pueden evitar mediantes medios mecánicos (Galli & Miguel,
2007):
El enriquecimiento del aire con oxígeno aumenta las posibilidades de
disolución de éste.
El agua, y el oxígeno, en contacto, están separados por una película o
interfase de naturaleza particular que se opone al paso de una fase a otra.
Como consecuencia la agitación del gas y/o el líquido aumentan las
posibilidades de disolución.
Cuanto menos tiempo están en contacto el aire y el agua menos se
oxigena. Como consecuencia, a mayor tiempo de permanencia de la fase
gaseosa (burbujas) en el seno de la fase líquida, mayor será la disolución.
11
Para un volumen dado de agua, cuanto mayor sea la interfase líquido-gas
mayor será la disolución del oxígeno.
Comprimiendo el aire, el agua aumenta el poder de disolución de todos los
gases, representando una ventaja para el oxígeno, pero un inconveniente
para el nitrógeno (Petit, 1978).
1.1.7 SISTEMAS DE AIREACIÓN CONVENCIONALES EN PLANTAS DE
TRATAMIENTO BIOLÓGICO
La selección de equipos de aireación es una tarea crítica en el diseño de
una planta de tratamiento biológico.
Los aireadores llevan a cabo dos funciones básicas: favorecer la
transferencia de oxígeno necesario para la oxidación de materia orgánica del agua
residual y mantener un nivel adecuado de turbulencia en el reactor biológico, con
objeto de conseguir concentraciones relativamente uniformes de oxígeno disuelto
y de microorganismos en toda la masa líquida.
La aireación es un proceso esencial en la mayoría de las plantas de
tratamiento de agua residual, representa entre el 45 y 75% de los costos de
energía de la planta (Reardon, 1995).
En los sistemas de aireación, la transferencia de oxígeno en el medio
líquido se realiza por el esfuerzo de corte en la superficie del líquido con un
mezclador o turbina; o por liberación de aire a través de orificios microscópicos de
materiales porosos (Rosso & Stenstrom, 2006).
Los aireadores normalmente utilizados pueden clasificarse en:
1. Aireación por difusión de aire comprimido
12
2. Aireación de turbina
3. Aireación mecánica superficial
Los dos primeros tipos realizan la aireación por borboteo de aire en zonas
profundas, y se les reconoce por el término general de “aireadores por burbujeo”.
(Ramahlo, 1996). Estos sistemas de aireación pueden ser de alta o reducida
profundidad y con difusores de burbujas de tamaño fino o grueso, con o sin
ayudas tubulares.
Dentro de los sistemas de aireación convencional, los de difusión de aire,
se han convertido en la tecnología más común en el tratamiento de agua, debido a
su alta eficiencia en relación al consumo de energía (Stenstrom et al., 1984).
El tamaño de burbuja en la transferencia de oxígeno es fundamental. Para
los difusores de aire tenemos una clasificación dependiendo del tamaño de
burbuja en: difusores de poro fino y difusores de burbuja grande.
Los difusores de poro fino liberan burbujas con aire a presión a través de
pequeños orificios o poros de membranas o materiales porosos, como piedras o
plásticos. Otros equipos de aireación de este tipo son las turbinas sumergidas o
propulsores jet. Las pequeñas burbujas producidas poseen una gran superficie
por unidad de volumen, permiten un buen contacto oxígeno-líquido, por lo que se
consiguen valores relativamente elevados de rendimiento de transferencia de
oxígeno. El diámetro de las burbujas que salen de estos difusores es de 2-2.5 mm,
el rendimiento de estos equipos va del 5-15 % como valores normales (Ramahlo,
1996).
Los difusores de burbuja grande, o equipos de agitación hidráulica (efecto
cortante del líquido) tienen rendimientos de transferencia de oxígeno inferiores a
los de burbuja fina, ya que el área de interfase para transferencia es
13
considerablemente inferior. El tamaño de burbuja llega hasta 25 mm de diámetro.
Tienen sin embargo la ventaja de no requerir filtros de aire exigiendo menos
gastos de mantenimiento pero poseen menor potencia que los compresores de
aire (URL-4).
El proceso de transferencia de oxígeno de una fase gaseosa a otra líquida
es el siguiente:
a. Las moléculas de gas son transferidas a la superficie del líquido,
alcanzando condiciones de saturación o de equilibrio en la interfase. La
velocidad de transferencia es muy rápida y la película de gas-líquido es
muy fina, estimada de por lo menos, tres moléculas de espesor.
b. Las moléculas de oxígeno atraviesan esta película por difusión molecular.
c. El oxígeno se dispersa en el líquido por difusión y convección.
1.2 GRUPOS MICROBIANOS QUE PARTICIPAN EN LA TRANSFORMACIÓN
DEL NITRÓGENO Y DEL AZUFRE EN AGUAS RESIDUALES
Para el tratamiento de las aguas residuales el análisis de la transformación
de algunos nutrientes a través de reacciones químicas, en el contexto de un ciclo
biogeoquímico, es muy importante en especial las transferencias de masa y de
energía dentro del medio acuático. Al nivel cualitativo y cuantitativo muchos de
estos procesos están mediados principalmente o exclusivamente por los
procariotes (URL-5) y los más importantes son realizados exclusivamente por grupos
microbianos específicos.
14
1.2.1 ASIMILACIÓN DE NITRÓGENO
Los compuestos nitrogenados (nitratos y nitritos) son incorporados al
interior celular mediante procesos de transporte a través de la membrana y una
vez dentro de la célula son metabolizados para generar amonio, que es el
compuesto nitrogenado inorgánico que se incorpora a esqueletos carbonados
mediante la ruta glutamina sintetasa-glutamato sintasa (Figura 1) (URL-6).
Figura 1. Asimilación del amonio por las enzimas glutamina sintetasa (GS) y glutamato sintasa (GOGAT); CN (compuestos nitrogenados); C (fuente de carbono); N (fuente de nitrógeno); aa
(aminoácidos) (URL-7).
1.2.2 MINERALIZACIÓN DE NITRÓGENO ORGÁNICO
La transformación de nitrógeno orgánico a formas inorgánicas, se lleva a
cabo por acción de los microorganismos. Durante la mineralización el nitrógeno
orgánico se transforma a amoníaco (NH3) o amonio (NH4+). Por otro lado, la
amonificación sucede a través de la hidrólisis de proteínas y ácidos nucleicos
también para producir amoniaco (Figura 2).
GS GOGAT
Glutamato + NAD(P)-
2-oxaglutarato + NAD(P)H
Glutamato
Glutamina
CN
ATP + NH4+
ADP+Pi
N
C
aa
15
CH2O(NH3) + O2 NH4+ + HCO3
-
materia
orgánica
oxígeno
disuelto
amonio bicarbonato
Figura 2. Reacción de mineralización del nitrógeno.
El primer producto nitrogenado inorgánico que se libera por acción de los
microorganismos es el radical amonio (NH4+).
La inmovilización es el proceso contrario a la mineralización y el balance
entre ellos se conoce como mineralización neta (URL-8).
1.2.3 NITRIFICACIÓN
Es el proceso de oxidación del amonio el cual se lleva a cabo en dos pasos
y está mediado por microorganismos autótrofos, cuya finalidad es la obtención de
energía.
La nitrificación consiste en la oxidación biológica del amonio (NH4+), primero
a nitrito (NO2-) y luego a nitrato (NO3
-) realizada por las bacterias nitrificantes. El
amonio se produce tanto en presencia como en ausencia de oxígeno, pero la
formación de nitrato requiere oxígeno, por lo que sí predominan las condiciones
reductoras, la formación del nitrato se dificulta. Estas reacciones de oxidación
producen acidez (Morales et al, 2005).
16
La nitrificación se puede describir como dos reacciones de oxidación parcial
independientes entre ellas (Figura 3).
En la primera reacción las bacterias del género Nitrosomonas oxidan el
amonio a nitrito en varias etapas. En la primera se genera hidroxilamina mediante
la acción de una monooxigenasa; no se produce energía en este proceso.
Posteriormente, la hidroxilamina es oxidada a nitrito, formándose ATP en esta
etapa debido a la transferencia de electrones a través de una cadena de
citocromos y posteriormente un proceso de fosforilación oxidativa.
Durante esta reacción participa un complejo enzimático asociado a
membrana y otro sistema enzimático que oxida un intermediario hipotético, el
nitroxilo (NOH) a nitrito (Figura 4) (Parés, 1997).
Pero es necesario un flujo inverso de electrones para generar el poder
reductor necesario. Este flujo se consigue con gasto de ATP derivado de la
cadena respiratoria. Por estas razones se conoce que el crecimiento neto de estas
bacterias, como en la mayoría de los quimiolitotrofos, es relativamente bajo.
17
Figura 3. Etapas y reacciones del proceso de nitrificación
Los seis electrones producidos en la oxidación del amonio hasta nitrito no
son transferidos en un paso único, sino de manera pareada en tres etapas (Figura
4). En la primera de ellas, catalizada por la amonio monooxigenasa, se incorporan
uno de los dos átomos de oxígeno atmosférico (O2) a la molécula de amonio,
formándose hidroxilamina. Los dos pasos siguientes están catalizados por la
hidroxilamina óxidoreductasa. En primer lugar la hidroxilamina se oxida con una
molécula de H2O a nitrosilo, el cual se oxida finalmente a NO2- (Parés & Juárez,
1997).
La amonio monooxigenasa es una enzima integral de la membrana
plasmática, mientras que la hidroxilamina óxido-reductasa se encuentra en el
periplasma.
NITRIFICACIÓN
NITRITACIÓN
Oxidación de amoniaco a nitrito
NH4+ + H2O NH2OH + 2 [H] + H+
NH2OH + O2 NO2- + [H] + H+
O2 H2O
Nitrosomonas Nitrosococcus
NITRATACIÓN
Oxidación de nitrito a nitrato
NO2- + H2O NO3
- + 2 [H]
Nitrobacter
18
Con la nitrificación se alcanza el mayor nivel de oxidación del nitrógeno.
Figura 4. Oxidación del amoniaco a nitrito por las bacterias del grupo nitroso. AMO
(amonio monooxigenasa); HOR (hidroxilamina óxido-reductasa); c554 (citocromo c554); aa3
(citocromo aa3); Q (quinonas); MP (membrana periplásmica) (Castillo, 2005).
Las ecuaciones químicas correspondientes a la oxidación de amoniaco a
nitrito son:
NH3 + O2 + 2 H+ + 2 e- NH2OH + H2O
NH2OH + H2O (NOH) NO2- + 5 H+
En la segunda reacción las bacterias del género Nitrobacter convierten el
nitrito en nitrato. A diferencia de la oxidación de amoniaco a nitrito, la nitratación
ocurre en un solo paso.
periplasma
citosol
MP AMO Q aa3
cit c
c554
HOR NH2OH + H2O NO2 + 5 H+
NH2OH + H2O NH4+ +O2 + H+
2H+
H2O ½ O2 + 4 H+
19
La reacción es catalizada por una nitrito oxidasa. La cual es una
molibdoproteína localizada en la cara interna de la membrana. Al contrario de lo
que pudiera pensarse el nitrito no es oxidado directamente por el oxígeno, sino por
el agua, que se utiliza como donador de H2 es una reacción concomitante del
NAD+. El oxígeno sólo sirve como aceptor final de los electrones. Los electrones
llegan al oxígeno a través de una cadena que incluye citocromos a1, c y aa3 de la
cadena respiratoria (Figura 5).
La reacción global es:
NO2 - + ½ O2 NO3
- ( G = -74.1 kJ/mol) (Castillo, 2005)
Aunque la energía liberada en la oxidación de nitrito sería suficiente para la
fosforilación de dos moléculas de ADP parece que sólo se sintetiza una molécula
de ATP, probablemente debido a la corta cadena de electrones que se establece
(Parés ,1997).
Figura 5. Oxidación del nitrito a nitrato por las bacterias del grupo nitro (Castillo, 2005).
periplasma
citosol
MP NiO aa3
cit c
NO2- + H2O NO3
- + 2H+ 4H+ + ½ O2 H2O
2H+
20
Los microorganismos participantes en el proceso se enlistan en la Tabla 1.
Tabla 1. Géneros representativos de bacterias nitrificantes
Género Morfología Motilidad Habitat
Grupo nitroso
Nitrosomonas Bacilos + Suelo, aguas
dulces, saladas o
residuales
Nitrosospira
Nitrosococcus
Nitrosolobus
Espirales
Cocos
Pleomórficos
+
+
+
Suelo
Suelo
Suelo
Grupo nitro
Nitrobacter Bacilos cortos + Suelo, aguas
dulces, aguas
saladas
Nitrospina
Nitrococcus
Nitrospira
Bacilos largos y finos
Cocos grandes
Células helicoidales a
vibrioides
-
+
-
Aguas saladas
Aguas saladas
Aguas saladas
Parés, 1997
21
1.2.4 DESNITRIFICACIÓN
Es la reducción, por acción de bacterias heterótrofas en condiciones
anaerobias y en presencia de carbono asimilable, del nitrato en nitrógeno gaseoso
(N2) o en óxidos de nitrógeno (NO2-, N2O) también gaseosos, los cuales pasan
directamente a la atmósfera (Figura 6).
4NO3- + 5C + H2O 2N2(g) + CO2
nitrato materia
orgánica
Figura 6. Reacciones de desnitrificación.
Este fenómeno sucede por la carencia de oxígeno que obliga a ciertos
microorganismos a emplear nitrato en lugar de oxígeno durante su respiración. Por
tanto, las condiciones más favorables para que tenga lugar la desnitrificación
bacteriana incluyen: Baja tensión de oxígeno, temperaturas superiores a 25ºC,
acidez y suficiente aporte de materia orgánica que fácilmente se pueda
descomponer (URL-8).
1.2.5 EL NITRÓGENO EN LAS AGUAS RESIDUALES
Gracias a los procesos microbianos en las aguas de desecho, el nitrógeno
está presente en las aguas residuales crudas en más de una forma como por
ejemplo nitrógeno amoniacal, nitrógeno orgánico este último como aminoácidos,
proteínas y compuestos heterocíclicos de nitrógeno (Ekama & Marais, 1984).
22
Durante el tratamiento biológico el nitrógeno orgánico se convierte a
nitrógeno amoniacal el cual se oxida junto con el amoniaco ya presente formando
nitratos a través del proceso de nitrificación (Wanner, 1994).
1.2.6 REACCIONES DE OXIDACIÓN Y REDUCCIÓN DEL AZUFRE
1.2.6.1 OXIDACIÓN DE COMPUESTOS DE AZUFRE INORGÁNICO
El azufre puede existir en muchos estados de oxidación, y los
microorganismos pueden realizar conversiones entre ellos.
La oxidación abiótica de compuestos que presentan azufre reducido puede
ocurrir hasta un límite, pero las reacciones microbianas dominan claramente el
proceso (Silva et al., 1998).
Dentro de la oxidación microbiana de los compuestos de azufre inorgánico
encontramos a los microrganismos con metabolismo quimioautótrofo y
quimioheterótrofo.
La oxidación biológica de azufre elemental aparentemente sucede a través
de una secuencia particular de reacciones (Figura 7) y es común en heterótrofos
(Tabla 2). Sin embargo, otros productos son generados por medio de reacciones
abióticas (Kelly, 1995).
So S2O32- S4O6
2- SO42-
Azufre elemental Tiosulfato Tetrationato Sulfato
Figura 7. Reacciones de oxidación de azufre elemental.
23
Muchas bacterias quimioautótrofas (género Thiobacillus) son capaces de
oxidar compuestos con azufre reducido, la secuencia de reacciones más común
es la oxidación a sulfito mediante la acción de una enzima azufre oxidasa (Pronk
et al., 1990).
El género Thiobacillus puede oxidar el azufre elemental, sulfuros, tiosulfato
o tetrationato a sulfato. Tolera las condiciones muy ácidas que se producen en su
microhábitat particular, común en algunos suelos o en agua y sobre todo, en lodos
ricos en materia orgánica.
En la Tabla 2, se escriben algunas posibles reacciones de oxidación. Las
actividades de Thiobacillus pueden afectar de manera considerable el pH del
medio, el ácido producido puede aumentar la solubilidad y, por lo tanto, la
disponibilidad de otros elementos (Campbell, 1987).
Así mismo, las bacterias sulfurosas fotosintéticas, son importantes sólo en
aguas poco profundas con alto contenido de materia orgánica. Estas bacterias son
uno de los pocos medios por los cuales el azufre reducido puede ser oxidado en
condiciones anaeróbicas (URL-27).
24
Tabla 2. Ejemplos de posibles oxidaciones de azufre realizadas por los microorganismos
Sustrato
Inicial
Organismos Reacciones posibles
S° Thiobacillus thiooxidans
Thiobacillus thioparus
2S + 3O2+ 2H2O 2H2SO4
S2O32- T. thiooxidans S2O3
2- + 2O2 + H2O 2HSO4-
S2O32- T. thioparus 5S2O3
2- + H2O + 4O2 5SO42- + H2SO4 + 4S
S4O62- T. thioparus S4O6
2- + 2CO3- + 2O2 3SO4
2-+ S + 2CO2
S° T. denitrificans 6NO3- + 5S + 2CaCO3 3SO4
2- + 2CaSO4 + 2CO2 + N2
S2- Thiobacillus spp.
Beggiatoa spp
Thiothrix spp.
4H2S + O2 4S + 2H2O
S2- Bacterias fotosintéticas
sulfurosas
CO2 + 2H2S (CH2O)n + 2S + H2O
S metálico T. ferrooxidans 2FeS2 + 7O2 + 2H2O 2FeSO4 + 2H2SO4
Campbell, 1987
El sulfito es oxidado a sulfato mediante la participación de dos sistemas
enzimáticos diferentes (Figura 8). Uno de ellos involucra una sulfito oxidasa ligada
a membrana que transfiere los electrones al citocromo c. Otras bacterias disponen
del sistema de la adenilfosfato reductasa (APS).
25
Figura 8. Reacciones de oxidación de sulfito a sulfato (Parés,1997).
La ruta usada por organismos heterotróficos en la oxidación del azufre no
ha sido establecida claramente, aunque numerosos estudios sugieren que es una
reacción enzimática (Parés, 1997).
Es probable que muchos microorganismos oxidadores iniciales de
compuestos de azufre reducido sean heterótrofos aunque los pH suficientemente
ácidos permitir la oxidación llevada a cabo por quimiolitótrofos. Existe evidencia de
consorcios de heterótrofos y autótrofos que oxidan el azufre conjuntamente (Silva
et al., 1998).
Otras bacterias pueden además oxidar el azufre, por ejemplo las bacterias
deslizantes oxidadoras de azufre, bacterias fototróficas, bacterias quimiolitotróficas
no filamentosas. Los miembros más importantes de este grupo son Beggiatoa,
Chromatium, Chlorobium, Sulfolobus, Thiospira y Thiomicrospira (Lens & Kuenen,
2000).
SO32-
SO42-
APS SO42-
ADP sulfurilasa
Pi ADP
26
Figura 9. Reacciones de oxidación de tiosulfato a sulfato (Parés, 1997).
1. una rodonasa rompe la molécula y produce azufre y sulfito
2. una enzima reductora que origina sulfito y sulfhídrico
3. un complejo multienzimático oxidante forma dos moléculas de sulfato
4. la formación de tetrationato antes de formar sulfato.
1.2.6.2 OXIDACIÓN DE SULFUROS METÁLICOS
Los sulfuros metálicos se forman por reacciones bióticas y abióticas. En
ambos casos el sulfuro del metal resulta de la interacción entre el ión metálico y el
ión sulfuro.
Un ejemplo de microorganismo que oxida sulfuros metálicos es Thiobacillus
ferrooxidans, la reacción es:
2FeS2 + 7O2 + 2H2O 2FeSO4 + 2H2SO4
Figura 10. Reacciones de oxidación de sulfuros metálicos (Campbell,1987).
S2O32-
S2O32-
S0
SO32-
2 SO42-
S2O32- + 2H+ + 2e- SO3
2- + SH2
2 S2O32- S4O6
2-
S3O62-
SO42-
(1)
(3)
(2)
(4)
27
Para que la reacción de la Figura 10 se lleve a cabo, es necesario un
potencial redox positivo y condiciones aerobias.
1.2.6.3 REDUCCIÓN MICROBIANA DE COMPUESTOS DE AZUFRE
INORGÁNICO
La reducción de sulfato a sulfuro de hidrógeno ocurre principalmente
anaeróbicamente a través del metabolismo de las bacterias sulfato-reductoras.
Los microorganismos reducen compuestos oxidados de azufre por procesos
asimilatorios o desasimilatorios.
Cuando se reduce el sulfato para usarlo como aporte para el crecimiento,
se dice que se asimila. Sólo se reduce la cantidad de sulfato suficiente para
satisfacer las necesidades del crecimiento, los átomos reducidos se convierten en
parte estructural de algunas macromoléculas. Por otra parte, cuando el sulfato se
usa como aceptor de electrones en el metabolismo energético se le denomina
proceso desasimilatorio. En este caso, se reduce una cantidad comparativamente
mayor de sulfato que es expulsado al medio.
Muchos organismos llevan a cabo el metabolismo asimilador, por ejemplo
bacterias, arqueas, hongos, plantas superiores y algas, mientras que sólo los
procariotes realizan metabolismo desasimilador. En bacterias ocurre por un
proceso estrictamente anaerobio usando el sulfato como aceptor final de
electrones. A consecuencia de lo anterior se liberan grandes cantidades de sulfuro
de hidrógeno (H2S) (Yamamoto, 1994).
Las especies Desulfovibrio spp., Desulfomonas spp. y Desulfotomaculum
spp. son especies de bacterias sulfato reductoras desasimilatorias que usan los
productos finales de la fermentación como donadores de electrones (Parés, 1997).
28
Grupo Conversión del azufre Habitat
requerimientos:
Habitat: ejemplo Ejemplo de géneros
Heterótrofos que usan
especies de azufre
oxidadas como aceptor
de electrones.
SO4
2- HS-
S2O32- HS- o So
So HS-
SO3- HS-
Anaeróbico, sustratos
orgánicos disponibles,
luz no requierida.
Sedimentos anóxicos
y suelos
Desulfomonas,
Desulfovibrio,
Desulfotomaculum,
Desulfomonas,
Campylobacter
Autótrofos obligados y
facultativos que usan
azufre reducido como
fuente de energía.
HS- So
So SO42-
S2O32 SO4
2-
Interfase H2S-O2; luz
no requerida.
Lodos, aguas
termales, drenaje de
minas, suelos.
Thiobacillus,
Thiomicrospira,
Achromatium, Beggiatoa
Fotótrofos que usan
azufre reducido como
fuente de energía
HS- So
So SO42-
Anóxico, H2S; luz. Sedimentos anóxicos,
metalimneo e
hipolimneo; agua
anóxica.
Chlorobium, Chromatium,
Ectothiohodospira,
Thiopedia,
Rhodopseudomonas
Heterótrofos que usan
compuestos con azufre
orgánico como fuente
de energía o que
hidrolizan esteres.
S orgánico HS-
S orgánico S orgánico volátil
éster SO4 SO42-
Fuente de compuestos
de azufre orgánicos
Sedimentos; suelos;
columnas de agua.
Bacillus, Pseudomonas y
Arthrobacter
Tabla 3. Diferentes formas de azufre utilizadas por los microorganismos
Cook, 1992
29
2. ANTECEDENTES
2.1 PLANTA DE TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES CON
REINYECCIÓN AL ACUÍFERO “EL LLANO”
Como resultado de los efectos de la contaminación y la sobreexplotación de
agua subterránea en la zona sur oriente del Valle de México, la disponibilidad de
agua para las actividades agrícolas en el Distrito Federal ha disminuido en los
últimos años.
Con el objetivo de fomentar la producción sustentable y la aplicación de
prácticas agrícolas sanitarias y para apoyar a los pequeños productores de
legumbres y hortalizas de esa región del Valle de México, el Gobierno del Distrito
Federal decidió construir una Planta de Tratamiento de Aguas Residuales en la
Delegación Tláhuac (Figuras 11 y 12).
Después de los estudios socioeconómicos y de factibilidad, se decidió
construir una planta de tratamiento de aguas residuales con reinyección al
acuífero durante la temporada de estiaje en la Colonia “El Llano” de dicha
demarcación.
30
Figura 11. Vista satelital de la zona sur oriente de la Ciudad de México (Google Earth, 2008).
Figura 12. Vista satelital de la Planta de Tratamiento de Aguas Residuales “El Llano” (Google
Earth, 2008).
31
Al utilizar tecnología patentada, la eficiencia, costo, espacio y versatilidad
de estas instalaciones, se alcanzaron ventajas sobre los sistemas convencionales.
La empresa encargada de la construcción realizó una campaña de
muestreo y aforo y la caracterización del agua residual con el objetivo de efectuar
pruebas de tratabilidad que permitieron en su conjunto, precisar el diseño y
condiciones de operación de la planta para el tratamiento de las aguas residuales
con tecnología propia patentada para el pretratamiento, tratamiento primario y
tratamiento biológico, cuyo producto final cumpla con la NOM- 001-Tipo B (Tabla
4).
Con estos datos se diseñó el tren de tratamiento de la planta (Figura 13):
32
Tabla 4. Valores obtenidos de la caracterización del influente a la planta y valores para
cumplir NOM-001-Tipo B
Parámetro Unidades Influente NOM- 001-Tipo B
Riego Reinyección
Temperatura oC
pH 7.43
Color UPt/Co 250 60 75
Olor NUO 3 3
GyA mg/l 162.4 VL 0
Alcalinidad mg/l 395.28 500 500
DQO mg/l 1,825.2 35 15
DBO5 mg/l 946 20 5
ST mg/l 2,388 2,000 800
SST mg/l 1,140 100 10
N-total mg/l 129.84 30 1
Fósforo total mg/l 17.13 5 1
Fosfato total mg/l 105.18 15 3
Cobre mg/l 0.245 0.2 1
Arsénico mg/l 0.005 0.1 0.05
Cadmio mg/l 0.3 0.001 0.75
Fierro mg/l 5.818 5 0.3
VL: valor libre
33
Figura 13. Diagrama de flujo: Planta de tratamiento de aguas residuales con reinyección al acuífero “El Llano”.
34
2.1.1 PRETRATAMIENTO
El objetivo principal del pretratamiento es la retención del volumen de agua
necesario para la planta y la homogenización de los contaminantes para evitar
variaciones importantes. Una caja de derivación a la entrada de la planta que
permite controlar el caudal de ingreso da paso a un cárcamo primario. El cárcamo
tiene como objetivo separar materiales y objetos por decantación en corto tiempo.
Si la decantación no es eficiente como método de separación, el cárcamo
secundario se encarga de triturar objetos flotantes para garantizar su eliminación
con un sistema de recolección y autolimpieza en banda vertical.
Una vez que el agua sale del cárcamo secundario es llevada a un cuerpo
contenedor para ser bombeada a un sistema de centrifugación patentado que
permite la separación de materiales de poco tamaño y bajo coeficiente de
sedimentación. A la salida del sistema de centrifugación se adiciona sulfato de
aluminio al 7.5%, para coagular y homogenizar el efluente del pretratamiento.
2.1.2 TRATAMIENTO PRIMARIO
Durante el proceso de tratamiento primario se ajusta el pH del agua para
llevar a cabo el proceso de coagulación. Este se realiza por medio de la adición de
un agente coagulante inorgánico con frecuencia acompañado por un polímero.
Posteriormente se llevan a cabo los procesos de sedimentación, filtración y
separación de aceites y grasas por medio de flotación. En este tratamiento
primario, se eliminan fundamentalmente los siguientes contaminantes: por
neutralización, los ácidos y álcalis; por sedimentación, las partículas suspendidas
coloidales orgánicas (materia orgánica muerta, bacterias, algas, etc.) e inorgánicas
y por flotación las grasas y aceites; quedando como contaminantes dominantes la
materia orgánica e inorgánica disuelta ( Figura 15).
35
Figura 14. Zona de pretratamiento de la planta “El Llano”.
Figura 15. Zona de tratamiento primario de la planta “El Llano”.
36
2.1.3 TRATAMIENTO BIOLÓGICO DE AGUAS RESIDUALES EN UN
BIOREACTOR FACULTATIVO
El biorreactor facultativo presenta una estratificación donde destacan:
1. Una zona superficial con bacterias aerobias
2. Una zona intermedia parcialmente aeróbica donde se descompone la
materia orgánica por bacterias facultativas
3. Una zona anaeróbica del fondo, donde se acumulan sólidos
descompuestos activamente por bacterias anaerobias
El uso de sus sistemas de patente de alta eficiencia por microburbujas
utilizados en los procesos de aireación, flotación y oxidación del
biorreactor facultativo en la planta “El llano”, confieren condiciones de oxigenación
especiales para la remoción de materia orgánica biodegradable y la nitrificación
(Figura 16).
Figura 16. Imagen del biorreactor facultativo en operación.
37
A diferencia de otros sistemas de tratamiento biológico, en el biorreactor
facultativo la calidad del efluente está más controlada debido a la presencia de
zonas anaeróbicas en la porción baja del biorreactor. A consecuencia de esto, la
materia orgánica se descompone en metano y bióxido de carbono. La parte
superior del biorreactor es aeróbica por la aireación que cruza la interfase aire-
líquido. En esta zona, los compuestos reducidos se oxidan después del
rebosamiento del efluente. En los sistemas biológicos facultativos convencionales,
la relación sinérgica entre las algas y las bacterias es de vital importancia para la
oxigenación del sistema pero en los sistemas de tratamiento facultativo esto no
sucede.
La estratificación del oxígeno disuelto del biorreactor es a través de los
equipos de patente que proporcionan microburbujas en el centro del biorreactor a
tres metros de profundidad por lo que se logra:
Acelerar los procesos de oxidación
Mantener una mejor suspensión de la materia
Mejorar la aireación por unidad de potencia
Minimizar los tiempos hidráulicos de retención (THR) a 12 horas en
cada paso del tratamiento
Se tienen valores de pH más controlados
No existe una dependencia marcada de los factores ambientales
Mayor captación de nutrientes
No hay olores desagradables
La cantidad de sólidos generados es baja
No se necesita una aireación intensiva
Un solo punto de alimentación
El oxígeno utilizado proviene del aire
Después del tratamiento biológico, el efluente se conduce a los filtros de
38
arena que tiene como objetivo separar partículas y microcontaminantes que no
han quedado retenidas en los procesos anteriores con el objetivo de disminuir la
turbiedad y el color.
Figura 17. Filtro de carbón activado de flujo descendente como parte del tratamiento terciario.
La adsorción en carbón activado granular tiene como objetivo mejorar las
propiedades organolépticas del agua y eliminar por completo la turbiedad, esto se
realiza en el filtro vertical mostrado en la Figura 17.
El proceso de desinfección se lleva a cabo en dos etapas: desinfección con
cloro y desinfección con luz U.V.
39
3. JUSTIFICACIÓN
La contaminación del agua por las actividades industriales y domésticas ha
traído como consecuencia el deterioro de su calidad. En las últimas décadas y
para tratar de dar solución a esta problemática se han desarrollado procesos para
el tratamiento de aguas residuales.
Sin embargo, hoy en día no se tienen las instalaciones completas y el
conocimiento para explicar todas las transformaciones que ocurren en el proceso
de remoción de nutrientes en el tratamiento biológico, esto limita de manera
importante la aplicación práctica para propósitos de control y mejora de los
sistemas de tratamiento de agua residual.
También necesario conocer los parámetros fisicoquímicos, los nutrientes
disponibles y su concentración así como las poblaciones microbianas presentes
en los lodos activados a lo largo del proceso biológico, con el objetivo de describir
detalladamente los procesos que ocurren en el biorreactor.
Por consecuencia, la caracterización de los lodos activados y el sustrato de
las aguas residuales en los sistemas de tratamiento biológico son temas de gran
importancia para la investigación. Generalmente se clasifica a los grupos
microbianos de los lodos activados de acuerdo con el proceso metabólico que
llevan a cabo en el tratamiento del agua residual, así como su importancia para la
salud pública.
La evaluación de las poblaciones microbianas es vital para entender los
fenómenos que gobiernan las relaciones entre los microorganismos presentes en
el tratamiento biológico y de esta manera cumplir con los parámetros de calidad
del producto final del proceso.
40
4. HIPÓTESIS
En el biorreactor facultativo se formaran tres estratos debido la
concentración de oxígeno disuelto a diferentes profundidades en los que se
desarrollaran las poblaciones microbianas que participan en las transformaciones
del nitrógeno y del azufre.
41
5. OBJETIVO GENERAL
Caracterizar los parámetros fisicoquímicos y evaluar las poblaciones
microbianas que participan en la transformación del nitrógeno y del azufre en los
lodos activados de un biorreactor facultativo para el tratamiento de aguas
residuales.
5.1 OBJETIVOS PARTICULARES
Monitorear la estratificación del biorreactor facultativo en función del
oxígeno disuelto
Evaluar los parámetros fisicoquímicos en el biorreactor facultativo
Cuantificar las poblaciones microbianas viables cultivables que intervienen
en las transformaciones del nitrógeno y el azufre presentes en los lodos
activados del biorreactor facultativo
Observar al microscopio los grupos microbianos presentes en los lodos
activados del biorreactor facultativo
42
6. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 UBICACIÓN DEL BIORREACTOR FACULTATIVO Y TOMA DE MUESTRAS
El biorreactor facultativo se encuentra dentro de la Planta de Tratamiento de
Aguas Residuales con reinyección al acuífero “El Llano”, ubicada en el pueblo de
San Juan Ixtayopan, colonia El Llano en la Delegación Tláhuac (Figura 18).
Figura 18. Vista de la Planta de tratamiento de aguas residuales “El Llano”.
A inicio del mes de Abril del 2001 se inoculó el biorreactor con doce pipas
de lodos activados, provenientes de la planta de tratamiento de agua residual
“Cerro de la Estrella” en Iztapalapa, D.F.
Se tomaron muestras de los lodos y se realizaron los análisis
correspondientes para conocer la calidad de lodos recibidos (Tabla 5).
43
Tabla 5. Resultados de los lodos activados recibidos para inoculación
Parámetro Resultado
Sólidos totales 5,212 mg/L
Sólidos Suspendidos Totales 2,379 mg/L
Sólidos Sedimentables a 45’ 900 mL
Sólidos Suspendidos Volátiles 1,823 mg/L
6.2 METODOLOGÍA PARA LA CARACTERIZACIÓN DEL BIOREACTOR
FACULTATIVO
En la Figura 19 se muestra el diagrama general de trabajo.
Para la caracterización fisicoquímica se seleccionaron cinco puntos de
muestreo en el biorreactor con capacidad de 2,376 m3 a tres diferentes niveles de
profundidad: en la superficie, tres y seis metros, como se muestra en la Figura 20.
Figura 19. Puntos de muestreo en el biorreactor facultativo
44
Las profundidades de muestreo se establecieron con base en las
características de diseño para el biorreactor, seleccionando la superficie, tres y
seis metros de profundidad (Figura 21).
Los lodos se mantuvieron un mes con una oxigenación promedio de 6 mg/L
de oxígeno disuelto y con alimentación de agua cruda por seis horas diarias.
En mayo del mismo año se comenzó con la caracterización fisicoquímica
del biorreactor hasta febrero del 2002.
Una vez que los lodos activados se adaptaron al biorreactor, comenzó la
operación de la planta en la cual se recibe agua residual doméstica, agua de lluvia
y agua de rastros. El tiempo de operación fue de ocho horas diarias con un flujo
de 250 litros/segundo.
45
Figura 20. Diagrama general de trabajo para la caracterización fisicoquímica y la evaluación de las poblaciones microbianas en el biorreactor.
ETAPA 2
Caracterización
fisicoquímica y medición
de oxígeno disuelto en el
bioreactor facultativo
durante 8 meses de
operación de la planta
ETAPA 1
Determinación de los
puntos de muestreo en el
bioreactor facultativo
ETAPA 5
Toma de muestras en los 3
puntos de muestreo del
bioreactor facultativo.
Almacenamiento a 4°C
ETAPA 4
Preparación de medios de
cultivo selectivos, material y
reactivos necesarios
ETAPA 3
Análisis de los resultados
de la caracterización
fisicoquímica del
bioreactor facultativo
ETAPA 6
Diluciones decimales de las
muestras
ETAPA 7
Incubación a 28°C
durante 5 semanas
ETAPA 8
Evaluación de las
poblaciones microbianas
usando la técnica de NMP
ETAPA 9
Tinción de Gram y
observación al microscopio
de las preparaciones de las
poblaciones
ETAPA 10
Análisis de resultados
Evaluación de las poblaciones microbianas Caracterización fisicoquímica
46
Cuando se desea realizar un estudio de aguas residuales, es necesario
hacer una planificación y selección adecuada de los puntos de muestreo; elegir la
frecuencia para la toma de muestras, el tipo de muestras, establecer aforos,
determinar los análisis a realizar y los métodos de conservación de las muestras
(Gerady, 2001).
Para la toma de muestras a estas profundidades, se utilizó una botella van
Dorn horizontal de 2.2 litros, con mensajero de 240 gramos y cable de acero
inoxidable de diez metros (Figura 21).
Figura 21. Botella van Dorn horizontal de 2.2 litros.
Las muestras analizadas fueron compuestas de tres litros. Cada muestra
puntual fue tomada en intervalos de 2 horas durante 8 horas de operación con un
flujo de 250 L /seg por ocho meses. Esto fue realizado para asegurar una
operación estable y controlada del sistema antes de la caracterización
microbiológica.
47
El volumen de las muestras puntuales, se calculó según la siguiente formula
(Peralta, 2000):
Vmsi = Vmc * (Qi/ Qt)
Donde:
Vsmi = Volumen de la muestra simple “i” en litros
Vmn = Volumen de la muestra compuesta a realizar
Qi = Caudal en el momento del muestreo de Vsmi, en litros / segundo
Qt = Qi hasta Qn en litros / segundo
Si el Vmc fue de tres litros y el caudal al momento del muestreo en promedio
de 250 litros/segundo durante ocho horas de operación para tres muestreos
entonces Qt es de 750 L / segundo. Aplicando la formula tenemos que:
V msi = 1.0 litros
Los tres litros muestreados se repartieron de la siguiente manera: Un litro
para la determinación de sólidos sedimentables, otro litro para el análisis semanal
de una muestra compuesta de metales pesados (arsénico, cadmio y hierro. El
volumen restante para la caracterización fisicoquímica del biorreactor (Peralta,
2000).
6.2.1 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA
Para realizar un estudio de aguas residuales es necesaria la planificación y
selección adecuada de los puntos de muestreo. Elegir la frecuencia para la toma
de muestras, el tipo de muestras, establecer aforos, los métodos de conservación
y definir los análisis a realizar (Gerady, 2001).
48
Los contaminantes en las aguas residuales domésticas e industriales
generalmente son una mezcla compleja de compuestos orgánicos e inorgánicos.
Dada su naturaleza no es posible realizar un análisis completo de la mayoría de
aguas residuales.
Dentro de los parámetros a determinar para la caracterización de agua
residual se recomiendan (Tabla 6):
Tabla 6. Parámetros de caracterización fisicoquímica del agua residual
Propiedades fisicoquímicas
Propiedades
relacionadas con carga eléctrica
Nutrientes
Oxígeno disuelto
Sólidos totales pH
Metales pesados
Sí
Sólidos suspendidos totales Conductividad Sulfitos
Sólidos sedimentables Sulfatos
Sólidos disueltos totales
Nitritos
Sólidos suspendidos volátiles
Nitratos
DBO. total
Nitrógeno total
DQO. total
N-amoniacal
Color
Nitrógeno orgánico
Turbiedad
Grasa y Aceites
Grady, 1999
49
Los análisis realizados fueron:
Sólidos totales (NMX-AA-034-SCFI-2001)
La norma describe a los sólidos totales como el material que
permanece como residuo en una cápsula previamente tarada
después de evaporar y secar una muestra a una temperatura de
376 K – 378 K (103 °C – 105 °C). Corresponde a la suma de los
sólidos suspendidos totales y los sólidos disueltos totales.
Sólidos disueltos totales (NMX-AA-020-1980, AOAC)
Es el material soluble constituido por materia inorgánica y orgánica
que permanece como residuo después de evaporar y secar una
muestra filtrada a través de un filtro de vidrio con poro de 1.2 m a
una temperatura de 376 K – 378 K (103 °C -105 °C). La norma
mexicana especifica que la diferencia en peso de los sólidos totales
y sólidos suspendidos totales corresponde a los sólidos disueltos
totales.
Sólidos suspendidos totales (NMX-AA-034-SCFI-2001)
Es el material constituido por los sólidos sedimentables, los sólidos
suspendidos y coloidales que son retenidos por un medio
filtrante, secado y llevando a peso constante a una temperatura
entre 376 y 378 K (103 °C – 105 °C), siguiendo la norma
correspondiente.
.
50
Sólidos sedimentables (NMX-AA-004-SCFI-2000)
Cantidad de sólidos de un litro de muestra, que a 45 minutos se
depositan en el fondo de un cono Imhoff en condiciones estáticas.
El método utilizado en la norma mexicana es volumétrico.
Sólidos suspendidos volátiles (NMX-AA-034-SCFI-2001)
La norma describe a los sólidos suspendidos volátiles como
aquellos sólidos suspendidos que se volatilizan en la calcinación a
823K + 50 K (550 °C + 50 °C). Corresponde a la diferencia en peso
de los sólidos suspendidos totales y los sólidos suspendidos fijos.
Demanda Bioquímica de Oxígeno a 5 días. DBO5T (NMX-AA-
028-SCFI-2001, AOAC)
La norma indica que la DBO5T es la cantidad de oxígeno que
requieren los microorganismos para efectuar la oxidación de
materia orgánica presente en aguas naturales y residuales. Se
determina por la diferencia entre el oxígeno disuelto inicial y el
oxígeno disuelto al cabo de cinco días de incubación a 20 °C. Para
la determinación de oxígeno disuelto (OD) se puede emplear
cualquiera de los dos métodos establecidos en la norma mexicana
NMX-AA-012-SCFI. En este trabajo se emplearon el método de
Winkler modificado y el oxímetro YSI 90, para conocer la
concentración de oxígeno disuelto.
51
Demanda Química de Oxígeno Total. DQOT (NMX-AA-030-SCFI-
2001, AOAC)
Es la cantidad de compuestos orgánicos e inorgánicos oxidados
con una mezcla de dicromato de potasio y ácido sulfúrico a reflujo
con sulfato de plata como catalizador y sulfato mercúrico para
eliminar la interferencia por cloro. La norma establece que después
de la digestión, el dicromato no reducido se mide por titulación con
sulfato ferroso utilizando difenilamina como indicador, para
determinar la cantidad de dicromato consumido y calcular la materia
oxidable en términos de oxígeno equivalente.
Grasas y aceites (NMX-AA-005-SCFI-2000)
Son los compuestos orgánicos constituidos principalmente por ácidos
grasos de origen animal y vegetal, así como de hidrocarburos del petróleo
extraídos de la muestra utilizando realizando la extracción descrita en la
norma, empleando hexano como disolvente.
Se tomó una muestra semanal de un litro para cada profundidad en los
cinco puntos de muestreo para los análisis de grasas y aceites en envases de
vidrio con tapa metálica entre las 14:00 y 15:00 horas. Se realizaron los análisis de
laboratorio según lineamientos de la NMX-005-SCFI-2000 y se calculó la media
aritmética mensual.
52
Color (Fotómetro Nova 60 Merck, APHA, AWWA, WPCF)
La técnica utilizada por fotómetro Nova 60 de Merck se fundamenta
en la medición del color verdadero y/o aparente en una muestra de
agua natural, mediante su comparación visual con una escala
estandarizada
de platino-cobalto a una longitud de onda de 445 nanómetros. Esta
técnica es respaldada por la APHA, AWWA y WPCF.
Orto-fosfatos (NMX-AA-029-SCFI-2001, Merck Spectroquant
fosfatos, APHA, AWWA, WPCF)
El fósforo generalmente se encuentra en aguas naturales,
residuales y residuales tratadas. La norma clasifica los
compuestos fosforados como orto-fosfatos, fosfatos condensados y
compuestos órganofosfatados. Los ortofosfatos provienen de
una gran cantidad de fuentes, tales como productos de limpieza,
fertilizantes, procesos biológicos, etc.
Sulfitos (Merck Spectroquant Sulfitos 1.01746)
En solución neutra los iones sulfito forman con el ácido 2,2’-dinitro-
5,5’-ditiodibenzoico (reactivo de Ellman), un tiosulfato orgánico. En
esta reacción se libera un tiol que se determina fotométricamente a
412 nanómetros.
53
Sulfatos (Merck Spectroquant Sulfatos, APHA, AWWA,
WPCF,AOAC)
La norma describe que el ion sulfato precipita en una disolución de
ácido clorhídrico y cloruro de bario para formar cristales uniformes
de sulfato de bario y se lee la turbiedad a 420 nanómetros.
Nitritos (Merck Spectroquant Nitritos 1.09713, ISO 7890/1)
Los nitritos forman parte de muchas formulaciones de sales. El
método Merck Spectroquant indica que en solución sulfúrica y
fosfórica los iones nitrito forman con el 2,6-dimetilfenol (DMP) el
compuesto 4-nitro-2,6-dimetilfenol que se determina
fotométricamente.
Nitratos (Merck Spectroquant Nitratos, APHA, AWWA, WPCF,
AOAC)
En la técnica Merck Spetroquant Nitratos, el ión nitrato reacciona
con la brucina en presencia de ácido sulfúrico a 100 °C para formar
un compuesto colorido del cual se lee su absorbancia a 410 nm.
Nitrógeno total (Merck Spectroquant Nitrógeno total, APHA,
AWWA, WPCF, AOAC)
La muestra se digiere con ácido sulfúrico para convertir el nitrógeno
orgánico a nitrógeno amoniacal el cual se destila después de la
alcalinización y se determina por titulación, siguiendo la técnica
descrita por Merck.
54
Nitrógeno amoniacal (NMX-AA-026-SCFI-2001)
La muestra se lleva a pH de 9.5 para ser destilada en una solución
de ácido bórico y determinarse posteriormente con un método
colorimétrico a 425 nm, tal y como lo indica la norma mexicana.
En el caso de nitrógeno amoniacal se destilaron 100 mL de muestra, como
lo recomienda la norma NMX-AA-026-SCFI-2001 para efluentes biológicos.
Nitrógeno orgánico (cálculo)
La norma mexicana AA-02-SCFI-2001, establece la siguiente
fórmula para calcular el nitrógeno orgánico:
mg/L Nitrógeno orgánico = (mg nitrógeno total/ L) – (mg nitrógeno
amoniacal/ L)
Sustancias Activas al Azul de Metileno S.A.A.M. (Merck
Spectroquant Detergentes 1.14697, EPA 425.1, US Standard
Methods 5540 C, EN 903)
Los tensioactivos aniónicos del tipo de los sulfonatos y sulfatos se
evaluaron con la técnica de Merck Spectroquant Detergentes, con
el colorante catiónico azul de metileno forman un par iónico que se
extrae con cloroformo. El color azul de la fase orgánica se mide
fotométricamente a 652 nanómetros. Las SAAM se reportan como
la sal sódica del ácido dodecano-1-sulfónico.
55
Arsénico (Merck Spectroquant arsénico 1.01747, EPA 206.4, US
Standard Methods 3500-As, EN 26595)
En solución ácida los compuestos de arsénico se reducen a hidruro
de arsénico mediante una mezcla de reductores compuesta de zinc,
cloruro de estaño (II) y yoduro potásico. En un tubo de absorción el
hidruro de arsénico reacciona con dietilditiocarbamato de plata dando
un compuesto rojo que se determina fotométricamente a 543
nanómetros al realizar la técnica propuesta por Merck Spectroquant
arsénico.
Cadmio (Merck Spectroquant 1.01745)
En la determinación Merck Spectroquant cadmio, en solución alcalina
los iones cadmio forman con un derivado del 1-(4-nitrofenil)-3-(4-
fenilazofenil)triazeno) un complejo rojo que se determina
fotométricamente a 543 nanómetros.
Fierro (Merck Spectroquant 1.14671)
Utilizando Merck Spectroquant, todos los iones hierro se reducen a
iones hierro (II). Éstos, en medio amortiguado con tioglicolato, forman
con un derivado de triazina un complejo violeta rojizo que se
determina fotométricamente.
Las siguientes determinaciones se hicieron directamente en campo,
promediando mensualmente los resultados:
56
Turbiedad (NMX-AA-038-SCFI-2000)
En la norma se compara la intensidad de la luz dispersada por la
muestra bajo condiciones definidas y la intensidad de luz
dispersada por una suspensión de referencia bajo las mismas
condiciones. A mayor dispersión de luz corresponde mayor
turbiedad. Las lecturas fueron realizadas con el turbidímetro
calibrado usando una suspensión de referencia de formacina. El
aparato empleado en esta determinación fue un turbidímetro
portátil, Merck Turbiquant 1000IR, con sensibilidad de +0.1 NTU y
calibración a 4 puntos para la determinación de turbiedad. Este
equipo usa una fuente de luz para iluminar la muestra con varios
detectores fotoeléctricos y un dispositivo de lectura exterior para
indicar la intensidad de la luz dispersada a 90° de la dirección del
haz de luz incidente.
Se empleó un turbidímetro portátil, Merck Turbiquant 1000IR, con
sensibilidad de +0.1 NTU y calibración a 4 puntos para la determinación de
turbiedad.
Conductividad (APHA, AWWA, WPCF)
Se compara la conductividad de la muestra contra una disolución
estándar de cloruro de potasio (KCl) usando un conductímetro con
puente tipo Wheatstone a temperatura de 25 °C (20-30 °C). La
determinación de conductividad de realizó inmediatamente para
evitar un intercambio de gases tales como dióxido de carbono (CO2)
y amonio (NH4+) o una posible actividad biológica post muestreo.
57
pH (NMX-AA-008-SCFI-2000)
Se determina por el cambio de potencial en el electrodo estándar de
Calomel, medido contra una solución reguladora de pH 4.0, 7.0 y
10.0. Las evaluaciones de pH se realizaron directamente en el
biorreactor sin extraer muestra a tres profundidades (superficie, tres
y seis metros) y también la temperatura.
Oxígeno disuelto (NMX-AA-012-SCFI- 2001)
En el método electrométrico los electrodos de membrana sensible
al oxígeno, ya sean galvánicos o polarizados están constituidos
por dos electrodos de metal en contacto con un electrolito de
soporte. Están separados de la disolución muestra por medio de
una membrana selectiva al oxígeno. En el método de Winkler, se
adiciona a una muestra de agua una disolución de manganeso
divalente y una de yoduro-azida de sodio. El oxígeno disuelto, OD,
oxida al hidróxido de manganeso en cantidad equivalente, para
producir un precipitado de manganeso. Se acidifica la muestra y los
iones yoduro reducen al manganeso a su estado divalente
produciéndose yodo equivalente al contenido de oxígeno disuelto
inicial. El yodo se titula con una disolución normalizada de tiosulfato
de sodio. El punto final de la valoración se detecta visualmente con
un indicador de almidón. En este trabajo el oxígeno disuelto se
evalúo directamente en el biorreactor para las tres profundidades
utilizando un oxímetro marca YSI modelo 59 con accesorio de
agitación para evitar interferencias por la turbulencia del sistema. El
equipo se calibró diariamente por el método de Winkler modificado
58
(NMX-AA-012-SCFI-2001) realizando la fijación del oxígeno
directamente en campo.
Se debe mencionar que:
Las determinaciones de nutrientes (orto-fosfatos, sulfitos, sulfatos,
nitratos, nitritos, nitrógeno total y nitrógeno orgánico, SAAM) se
realizaron diariamente empleando diluciones de 1:10 en agua
bidestilada.
Para las determinaciones de DBO5T, solidos, SAAM y DQO T las
muestras se analizaron forzosamente el mismo día del muestreo ya
que se recomienda no usar ningún preservador. Las diluciones
empleadas
para DBO 5T fueron 1 y 3 mL por duplicado utilizando el patrón
glucosa-ácido glutámico.
6.2.2 CARACTERIZACIÓN MICROBIOLÓGICA
Las poblaciones microbianas involucradas en el tratamiento biológico son
muy variadas. La evaluación de las mismas está en función de las condiciones de
operación de los biorreactores.
Los sistemas de tratamiento biológico facultativo presentan condiciones de
oxigenación diferentes, por lo que las poblaciones microbianas presentan
diferencias con los sistemas convencionales. Los grupos microbianos se
59
evaluaron de acuerdo a criterios de trabajos previos (Juang & Morgan, 2002;
Geradi, 2001; Grady, 1999):
CICLO DEL AZUFRE
a) Microorganismos oxidadores del azufre elemental
b) Microorganismos reductores de sulfato
CICLO DEL NITRÓGENO
a) Bacterias amonificantes
b) Bacterias oxidadoras de amonio
c) Microorganismos desnitrificantes
6.2.2.1 CUANTIFICACIÓN DE LAS POBLACIONES MICROBIANAS VIABLES Y
CULTIVABLES QUE INTERVIENEN EN LAS TRANSFORMACIONES
BIOQUÍMICAS DEL NITRÓGENO Y DEL AZUFRE POR LA TÉCNICA
DEL NÚMERO MÁS PROBABLE (NMP)
Después de ocho meses de operación y con el proceso controlado se inició
la cuantificación de las poblaciones microbianas del biorreactor.
Se tomaron muestras de un litro para cada punto de muestreo siguiendo los
lineamientos de la Norma Mexicana para Muestreo de Aguas Residuales (NMX-
AA-003-1980). Las muestras se colectaron de manera puntual.
Se homogenizaron las muestras, una vez hecho esto se tomaron
alícuotaspara realizar las diluciones decimales en frascos de cien mililitros, de
60
acuerdo al número de microorganismos estimados por punto de muestreo, como
se muestra en la Tabla 7 y las Figuras 23 y 24.
Tabla 7. Grupos fisiológicos microbianos evaluados
Grupos fisiológicos de microorganismos
evaluados
Diluciones decimales
estimadas
Transformaciones bioquímicas del azufre
Microorganismos oxidadores del
azufre elemental
De 10-1 hasta 10-7
Microorganismos reductores de sulfato De 10-2 hasta 10-7
Transformaciones bioquímicas del nitrógeno
Microorganismos amonificantes De 10-4 hasta 10-10
Microorganismos oxidadores del amonio De 10-4 hasta 10-10
Microorganismos desnitrificantes De 10-2 hasta 10-7
De acuerdo al grupo de microorganismos que se desea evaluar, se
utilizaron los medios de cultivo y las condiciones adecuados para su crecimiento
(Apéndice A).
Se realizó la inoculación en tubos de ensayo por triplicado (Figura 25) y se
incubaron durante cuatro semanas a 28 ºC.
61
Después del tiempo de incubación se agruparon los tubos para su
interpretación.
6.3 INTERPRETACIÓN DEL CRECIMIENTO
Al término del tiempo de incubación, se realizó la lectura de los cultivos y se
llevaron a cabo las pruebas necesarias para evidenciar el crecimiento de los
grupos microbianos de interés.
Después de obtener la interpretación del crecimiento en los medios de
cultivo, se obtuvieron los números característicos para la dilución utilizada con el
objetivo de encontrar el número más probable usando las tablas de Mc Grady.
6.3.1 MICROORGANISMOS OXIDADORES DEL AZUFRE ELEMENTAL
Se colocaron muestras de cinco a diez gotas del medio Starkey (1935) con
crecimiento en un vidrio de reloj y se agregaron cinco gotas de ácido clorhídrico
(HCl) concentrado más cinco gotas de cloruro de bario (BaCl2) al 5 % (Díaz,
2004).
La prueba se considera positiva si se forma un precipitado blanco de sulfato
de bario (BaSO4) debido a la oxidación bioquímica del azufre elemental hasta ión
sulfato (Figura 22).
S2- + 2 O2 SO42-
S0 + H2O+ 1/2 O2 SO42- + 2 H+
S2O32- + H2O + 2 O2 2 SO4
2- + 2 H+
BaCl2 + SO42- + HCl BaSO4(s) + HCl
62
Figura 22. Interpretación de la prueba para presencia de sulfatos.
6.3.2 MICROORGANISMOS REDUCTORES DE SULFATO
La formación de un precipitado negro en el medio de cultivo, producido por
la reacción de los sulfuros provenientes de la reducción de los iones sulfato con el
hierro presente, es indicio de una prueba positiva como se aprecia en la Figura 23
(Díaz, 2004).
SO42- + 4 H2 S
2- + 4 H2O
SO32- + 6 H+
S2- + 3 H2O
Fe2+ + S2- FeS (pp)
Prueba negativa Prueba positiva
63
Figura 23. Interpretación de la prueba para la reducción de azufre.
6.3.3 MICROORGANISMOS AMONIFICANTES
Se tomó un mililitro del medio de Pochon & Tardieux con crecimiento y se
agregaron dos gotas del reactivo de Nessler. La prueba se considera
positiva al formarse un precipitado de color naranja por la presencia del
amoniaco en el medio como muestra la Figura 24 (Díaz, 2004).
R- NH2 + H2O 2 NH3 + CO2 Hidrólisis enzimática
Pruebas consideradas positivas Tubo testigo
64
Figura 24 Interpretación de la prueba para la formación de amoniaco en el medio.
6.3.4 MICROORGANISMOS OXIDADORES DEL AMONIO
Al tubo con crecimiento se adicionaron cinco gotas del reactivo de Griess-
Ilosvay (Díaz, 2004). Debido a la presencia de nitritos se forma un complejo
colorido rosa o fucsia, por lo que se considera la prueba como positiva (Figura
25).
NH3 + O2 + 2H+ Amonio monooxigenasa NH2OH+ H2O
NH2OH…(NOH)… Hidroxilamina oxidorreductasa NO2 + 4 H+
NO2 + H2O Nitrito oxidasa NO3 + 2 H+
Prueba positiva Prueba negativa Prueba +/-
65
Figura 25. Interpretación de la prueba de oxidación de amonio.
6.3.5 MICROORGANISMOS DESNITRIFICANTES
La prueba se consideró negativa cuando se agregan 2 gotas de
difenilamina ácida al tubo con crecimiento y se forma un complejo colorido azul
que desaparece. El resultado fue positivo si no se presenta cambio de color y con
burbujas de nitrógeno gaseoso cuando se agregaron dos gotas del mencionado
reactivo como en la Figura 26 (Díaz, 2004).
NO3- Nitrato reductasa NO2
- Nitrito reductasa NO Reductasa del óxido nitroso N2O N2
Prueba negativa Prueba +/- Prueba positiva
66
Figura 26. Interpretación para la prueba de desnitrificación y producción de nitrógeno gaseoso.
Prueba positiva Prueba negativa Producción de gas
67
7. RESULTADOS
7.1 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA
Después de ocho meses de operación de mayo del 2001 a febrero de 2002
los resultados de la caracterización fisicoquímica se presentan en las siguientes
gráficas.
El oxígeno disuelto presentó una disminución significativa con relación al
tiempo de operación cuando se alcanzó la estabilización del biorreactor A partir de
la semana 16 se documentaron las fluctuaciones menores particularmente en la
zona anoxica (Figura 27):
Figura 27. Concentración de oxígeno disuelto a diferentes profundidades del biorreactor.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31
O.D
. mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(semanas)
68
Un factor importante es el oxígeno disuelto. Grady (1999) señaló que no es
posible establecer un valor en la concentración de oxígeno disuelto óptimo para la
actividad del biorreactor, existen otros como la temperatura, sustancias tóxicas y el
pH.
Se observó estratificación del contenido de sólidos totales en el biorreactor
(Figura 28). Probablemente estas variaciones se deben a la distribución y
estratificación de las poblaciones microbianas.
Figura 28. Concentración de sólidos totales en el biorreactor después de ocho meses de
operación.
0
500
1.000
1.500
2.000
2.500
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
S.T.
mg/
L 6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
69
La concentración de los sólidos disueltos totales presentó diferencias en su
estratificación y fue mayor en la zona más profunda de biorreactor (Figura 29).
Figura 29. Sólidos disueltos totales durante los primeros ocho meses de trabajo del
biorreactor.
0
200
400
600
800
1.000
1.200
1.400
1.600
1.800
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
S.D
.T.
mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
70
Los sólidos suspendidos aumentaron particularmente a seis metros de
profundidad y la estratificación estuvo más definida conforme el tiempo de
estabilización (Figura 30).
Figura 30. Sólidos suspendidos totales en el biorreactor durante los primeros ocho meses de
actividad.
0
100
200
300
400
500
600
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
S.S.
T. m
g/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
71
Los sólidos sedimentables presentaron un comportamiento esperado, debido
a que a seis metros de profundidad su cantidad fue significativamente mayor en
comparación con los otros dos estratos. Además la concentración a tres metros de
profundidad presentó una estabilidad durante los dos últimos meses. En la
superficie los valores fueron menores pero con una tendencia hacia la estabilidad.
(Figura 31).
Figura 31. Evaluación de los sólidos sedimentables en el biorreactor durante ocho
meses.
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
16,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
S.SE
D.
mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
72
La concentración de sólidos suspendidos volátiles fue mayor a tres metros de
profundidad que en la superficie o el fondo y a diferencia de las otras formas de
sólidos, no hubo solapamiento en su cantidad en los tres estratos bajo estudio
(Figura 32).
Figura 32. Sólidos suspendidos volátiles en el biorreactor durante ocho meses de actividad.
0
100
200
300
400
500
600
700
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
SSV
mg/
l
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
73
La demanda bioquímica de oxígeno 5T presentó fluctuaciones importantes
entre los estratos. Sin embargo, en los tres últimos meses de observación se
documentó una estratificación de este parámetro (Figura 33).
Figura 33. Evaluación de la demanda bioquímica de oxígeno (DBO5T) en el biorreactor durante
ocho meses de operación.
0
50
100
150
200
250
300
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
DB
O5
Tm
g O
2/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
74
La demanda química de oxígeno fue mayor a tres metros de profundidad
que en los otros estratos (Figura 34). Sin embargo, en agosto y octubre, los
promedios de esta zona fueron similares a los de superficie y fondo,
respectivamente.
Figura 34. Demanda química de oxígeno (DQOT) en el biorreactor.
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
DQ
OT
mgO
2/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
75
El color evaluado como unidades Pt/Co después de seis meses de
operación tuvo una clara relación con la estratificación del biorreactor, mayor en la
superficie que en el fondo eliminando los sólidos suspendidos y las partículas
coloidales (Figura 35).
.
Figura 35. Color de las muestras del biorreactor a diferentes profundidades durante los ocho
meses de operación.
0
50
100
150
200
250
300
350
400
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
U P
t/C
o
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
76
La turbiedad fue significativamente mayor a tres metros de profundidad que
en los otros estratos durante todo el periodo de observación. Sin embargo, entre la
superficie y el fondo no hubo una clara diferenciación de este parámetro (Figura
36).
Figura 36. Turbiedad en el biorreactor a diferentes profundidades.
0
200
400
600
800
1.000
1.200
1.400
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
NTU
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
77
El contenido de grasas y aceites presentó fluctuaciones importantes en las
tres profundidades. Sólo en los últimos cuatro meses de estudio fue mayor a tres
metros de profundidad que en superficie (Figura 37).
Figura 37. Grasas y aceites en el biorreactor.
0
50
100
150
200
250
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
mg/
L 6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
78
La conductividad también presento variaciones a lo largo del periodo de
observación. Sólo en los cuatro meses finales, fue menor en el fondo y la final del
estudio hubo una tendencia hacia la estratificación (Figura 38).
Figura 38. Conductividad para muestras del biorreactor.
0
200
400
600
800
1.000
1.200
1.400
1.600
1.800
2.000
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
S
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
79
Los valores de pH se fueron igualando en las tres profundidades conforme
la estabilidad del biorreactor (Figura 39).
Figura 39. Valores de pH en el biorreactor.
6,2
6,4
6,6
6,8
7,0
7,2
7,4
7,6
7,8
8,0
8,2
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
Un
idad
es
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
80
La concentración de orto-fosfatos se mantuvo entre 9 y 13 mg/litro dentro
del biorreactor para las diferentes profundidades. Sin embargo, no se documentó
diferencia significativa entre los estratos (Figura 40).
Figura 40. Orto-fosfatos del biorreactor en ocho meses de operación.
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
PO
4 m
g/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
81
El ión sulfito presentó una clara estratificación, a tres y seis metros su
concentración fue comparativamente mayor que en superficie con excepción del
mes de agosto donde esta diferencia se pierde al igual que ocurrió con otros
parámetros (Figura 41).
Figura 41. Concentraciones de sulfitos en el biorreactor después de ocho mese de operación.
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
4,0
4,5
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
SO3
mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
82
Los sulfatos presentaron variaciones en todos los meses bajo estudio y
solamente se detectó una mayor concentración a tres metros de agosto a enero
(Figura 42).
Figura 42. Concentración de sulfatos en el biorreactor después de ocho meses de operación.
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
16,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
SO4
mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
83
Las aguas residuales presentan una elevada carga contaminante, que
responde en gran parte a la materia orgánica que contienen, donde se encuentran
los compuestos de nitrógeno. Entre las formas de nitrógeno, una de las de mayor
interés en las aguas residuales es el nitrógeno amoniacal (Figura 43) (Sardiñas,
2004).
Figura 43. Concentración de nitrógeno amoniacal en el biorreactor.
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
40,0
45,0
50,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
NH
4m
g/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
84
En la Figura 44, se observa que durante los ocho meses de operación el
comportamiento de los nitritos a diferentes profundidades fue cambiando. En los
últimos dos meses se observó una clara estratificación a diferentes profundidades.
Figura 44. Concentración de nitritos en el biorreactor después de ocho meses de operación.
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
NO
2m
g/L
3 metros
superficie
6 metros
Tiempo
(meses)
85
En la Figura 45, se presentan las concentraciones de nitratos a lo largo de
la estabilización del biorreactor, observando que después de ocho meses la mayor
concentración se encuentra en la superficie y la menor a seis metros de
profundidad.
Figura 45. Concentración de nitratos en el biorreactor después de ocho meses de operación.
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
NO
3m
g/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
86
En la Figura 46, observamos que los valores de nitrógeno orgánico para las
diferentes profundidades se tuvieron valores menores a 10 mg/L a excepción de la
última muestra de 6 metros.
Figura 46. Resultados de concentración de nitrógeno orgánico en el biorreactor después de restar
al nitrógeno total el nitrógeno amoniacal.
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
No
rg.
mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
87
Se realizó la cuantificación del nitrógeno total en el biorreactor y los
resultados que se obtuvieron se presentan en la Figura 47. A simple vista se
tuvieron valores consistentes a la profundidad de tres metros.
Figura 47. Concentración de nitrógeno total en el biorreactor después de ocho meses de
operación.
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
N t
ota
l mg/
L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
88
En el biorreactor la concentración de ión férrico cambió a lo largo de la
estabilización del biorreactor y después de ocho meses de operación la mayor
concentración se observa en la superficie (Figura 48).
Figura 48. Concentración de ión férrico en el biorreactor después de ocho meses de operación.
0,000
0,010
0,020
0,030
0,040
0,050
0,060
0,070
0,080
0,090
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
Fe3
+m
g/L
6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
89
El cadmio es tóxico para todas las formas de vida y tiene gran tendencia a
formar compuestos complejos acuosos en los que se une de uno a cuatro
ligandos. La presencia de cadmio en el biorreactor se deba tal vez plaguicidas
utilizados en la agricultura sin embargo, las concentraciones se encuentran dentro
de la norma (Figura 49).
Figura 49. Concentración de cadmio en el biorreactor después de ocho meses de operación.
0,000
0,020
0,040
0,060
0,080
0,100
0,120
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
Cd
mg/
L 6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
90
Se observa en las Figura 50 que la concentración de tensoactivos para las
tres profundidades de muestreo. La tendencia durante los ocho meses de
operación de la planta fue que los tensoactivos se concentraban en la superficie
del biorreactor, mientras que a tres y seis metros de profundidad la concentración
era menor, tal y como se esperaba.
Figura 50. Concentración de SAAM en el biorreactor para las muestras a diferentes profundidades.
.
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
40,0
MAY JUN JUL AGO SEP OCT ENE FEB
mg/
L 6 metros
3 metros
superficie
Tiempo
(meses)
91
7.2 CUANTIFICACIÓN DE LAS POBLACIONES MICROBIANAS
Una vez estabilizado el biorreactor, se tomaron muestras puntuales por
triplicado para cuantificar a los siguientes grupos microbianos: oxidadores del
azufre elemental, reductores de sulfato, amonificadores, oxidadores de amonio y
desnitrificantes.
Schade (1994) concluyó que para el conteo de bacterias de grupos
metabólicos seleccionados la técnica de Número Más probable (NMP) es
adecuada.
En la Tabla 8, se muestran los resultados obtenidos de la cuantificación de
los diferentes grupos microbianos, calculados utilizando las Tablas de McGrady el
cual requiere un número característico.
Para los diferentes puntos de muestreo se tiene que:
92
Tabla 8. Cuantificación de las poblaciones microbianas
Grupo de microorganismos NMP
mo /mL *
Superficie
Oxidadores del azufre elemental 250
Reductores de sulfato >2.5 x 107
Amonificantes 9.5 x 109
Oxidadores de amonio 9.5 x 104
Desnitrificantes 4 x 104
3 metros de profundidad
Oxidadores del azufre elemental 250
Reductores de sulfato >2.5 x 107
Amonificantes >25 x 109
Oxidadores de amonio 15 x 104
Desnitrificantes 4 x 104
6 metros de profundidad
Oxidadores del azufre elemental 150
Reductores de sulfato 4.5 x 106
Amonificantes 11.5 x 108
Oxidadores de amonio 1.5 x 104
Desnitrificantes 70
*Promedio de tres repeticiones
93
7.3 DESCRIPCION MICROSCÓPICA DE LAS MUESTRAS
La formación de agregados de los lodos activados se ve modificada por la
diversidad de compuestos químicos a la entrada del tratamiento biológico y a las
condiciones de operación bajo las cuales se generan los lodos.
Existe una gran variedad en cuanto a la calidad, morfología y características
microbiológicas de los lodos. Sayed & De Zeew (1988) describieron tres tipos de
agregados microbianos que se forman en los experimentos a nivel laboratorio:
Tipo A. Granos esféricos compactos
Tipo B. Esféricos con bacterias filamentosas difusamente entretejidas
adheridas a una partícula inerte.
Tipo C. Granos esféricos compactos con diámetros menores (0.5
mm)
En cuanto a la morfología de los lodos ésta es variada, algunos se observan
como pequeños agregados, que vistos al microscopio se aprecian como poros.
De las muestras colectadas para el presente estudio se tomaron fotografías
con el microscopio óptico observándose las imágenes de las muestras en la
superficie, tres y seis metros en el biorreactor facultativo.
94
Figura 51. Fotografías usando el microscopio óptico 100x para muestras a tres
metros de profundidad. a) Bacterias filamentosas y dendritos de materia orgánica; b)
y c) materia orgánica inerte y bacilos Gram (-); d) rotíferos y dendritos de materia
orgánica.
Se observaron en la Figura 51 y 52, agregados microbianos suspendidos
de forma irregular y baja densidad (floc) o con una estructura esférica alargada y
densa (granulo); así como agregados celulares adheridos a partículas orgánicas
suspendidas.
b) a)
c) d)
95
Figura 52. Fotografías usando el microscopio óptico 100x para muestras a seis
metros de profundidad. a) Bacterias filamentosas adheridas a materia orgánica; b) y
c) materia orgánica inerte, bacterias filamentosas y algunos bacilos Gram (-); d)
dendritos de materia orgánica y bacilos Gram (-).
a) b)
c) d)
96
8. DISCUSIÓN
8.1 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA
Los resultados en la determinación de oxígeno disuelto que se aprecian en
la gráfica 27 permiten observar que existe una estratificación formando zonas de
oxigenación características para el desarrollo de las poblaciones microbianas.
Un factor importante es el oxígeno disuelto. Grady (1999) señaló que no es
posible establecer un valor en la concentración de oxígeno disuelto óptimo para la
actividad del biorreactor, ya que este no es el único factor que influye en el
metabolismo microbiano ya que muchos factores como la temperatura, sustancias
tóxicas, el pH entre otros influyen.
Los agregados de los grupos microbianos en el biorreactor se dispersan en
función de su densidad. Suman et al., (2004) reportaron que los agregados más
pequeños son más densos que los agregados grandes, y la relación
tamaño/densidad tiene forma de una función hiperbólica.
La distribución y estratificación de los lodos activados dentro del biorreactor
determinó las relaciones entre las poblaciones microbianas y sus funciones en el
biorreactor (Figura 28).
Los sólidos disueltos totales indican la disponibilidad de substancias
orgánicas e inorgánicas solubles en agua; aumentando en función de la
profundidad del biorreactor. Estos resultados coinciden con lo reportado por Clark
(1976). Los grupos microbianos se distribuyeron de acuerdo a los nutrientes
disponibles; lo que origina la estratificación (Figura 29). Se formaron gradientes de
concentración de nutrientes disueltos y de metabolitos dentro del biorreactor
(Ivanov et al., 2008) lo cual permite que microorganismos de diferentes grupos
97
fisiológicos coexistieran en los agregados microbianos, como han reportaron
Steward & Franklin (2008) en sus investigaciones.
Estos diferentes grupos fisiológicos coexistentes realizan la biodegradación
más eficientemente de los contaminantes orgánicos al biorreactor.
Los sólidos suspendidos relacionan el tamaño de los agregados
microbianos y su distribución dentro de un biorreactor, debido a que a menor
tamaño “se permite una mayor concentración de biomasa por unidad de volumen”
(Sayed, 1988). Trabajos realizados por Wanner (1994), demostraron
invariablemente que las muestras a profundidad, presentaban un crecimiento
disperso con agregados tipo pin-point. El autor reportó que los lodos activados al
formar agregados pequeños (100 m) generan lodos densos en comparación con
agregados de mayor tamaño (1,000 m). La concentración de los sólidos
suspendidos en el biorreactor fue mayor a seis metros de profundidad, ya que los
agregados son de menor tamaño, mientras que a tres metros y en la superficie su
tamaño aumenta alcanzando concentraciones comparativamente menores (Figura
30).
Recordemos que los sólidos sedimentables de las muestras representan los
materiales detectados en el fondo del cono Imhoff debido a su sedimentación
(NMX-AA-004-SCFI-2000). Los lodos densos son aquellos agregados pequeños
más fácilmente sedimentables. Durante todo el estudio de la caracterización, la
concentración de sólidos sedimentables coincidió con el tamaño de los sólidos en
las muestras a simple vista (Figura 31).
Para Patry y Takacs (1992) la velocidad de sedimentación de los sólidos es
adecuada cuando el crecimiento de microorganismos filamentosos es escaso y el
tamaño de floculo se ubica entre 100-1,000 m, además de su densidad,
porosidad y permeabilidad. Tomando en cuenta lo anterior, se observa que la
98
diferencia entre la cantidad de sólidos sedimentables para las diferentes
profundidades está relacionada con la estratificación dentro del biorreactor.
Se considera que la concentración de biomasa microbiana y de sólidos
suspendidos volátiles mantienen una relación directa. Henze (1992) reportó que la
biomasa de los lodos activados es entre el 10 al 80% de los sólidos suspendidos
volátiles. Sin embargo Osorio (URL-14), ha reportado porcentajes entre el 60 y
85%. Oettinger & Droppelmann (URL-20) determinaron que el porcentaje de
sólidos suspendidos volátiles aumenta al disminuir el tiempo hidráulico de
retención, ya que esto implica un menor tiempo de residencia del lodo, evitando la
sedimentación. García et al., (URL-21), describieron la distribución de
microorganismos de un biorreactor expresada como sólidos suspendidos volátiles.
En la Figura 32 los sólidos suspendidos volátiles a tres y seis metros de
profundidad se encuentran a concentraciones comparativamente mayores que en
la superficie. Se muestra que el estrato de mayor concentración de agregados
microbianos fue a tres metros de profundidad.
La demanda bioquímica de oxígeno proporciona información sobre la
relación entre la disponibilidad de los sustratos y la estratificación de los grupos
microbianos en el biorreactor como una relación de la cantidad de oxígeno disuelto
utilizado por los microorganismos para la oxidación de la materia orgánica.
Para Ekama & Marais (1984) la DBO se forma de compuestos orgánicos
con bajo peso molecular que pueden ser inmediatamente metabolizados por las
células, transportados y oxidados o convertidos a productos de almacenamiento o
biomasa. Ejemplos típicos de compuestos rápidamente biodegradables son los
alcoholes (metanol, etanol), ácido acético, aminoácidos de bajo peso molecular,
glucosa y otros monosacáridos.
99
En la superficie del biorreactor, los valores de DBO fueron menores en
comparación con los otros puntos de muestreo (Figura 33). Henze, (1992) reportó
que los compuestos orgánicos de bajo peso molecular son rápidamente
metabolizados, y se encuentran en la superficie del biorreactor.
Wanner, (1994) investigó todos aquellos compuestos químicos que han de
ser hidrolizados por enzimas extracelulares antes de que puedan ser
transportados a las células. Se sabe que la hidrólisis extracelular es un proceso de
tasa limitada en el metabolismo de compuestos orgánicos, bajo cualquier
condición de cultivo. Los compuestos lentamente biodegradables se presentan
en forma soluble y suspendida. A la profundidad de tres y seis metros, la cantidad
de compuestos lentamente biodegradables fue comparativamente mayor que en la
superficie para los valores de DBO obtenidos.
Henze (1992) reportó compuestos orgánicos no biodegradables
particulados que están fijos a la biomasa (lodos activados en floc o biopelícula)
que demandan al oxidarse químicamente cantidades de oxígeno mayores (DQO).
Winkler (1986) y Sollfrank (1992) han hecho algunas estimaciones que
muestran que la DQO no biodegradable es del 20 al 25 % de la DQO total. Los
compuestos orgánicos rápidamente oxidables típicamente son el 20% de la DQO
total.
Recordemos que la cantidad de sólidos suspendidos volátiles fue mayor a
tres metros, por lo tanto la DQO también fue mayor a esta profundidad (Figura 34).
Los valores de DQO para seis metros y en la superficie corroboran la
estratificación de los agregados microbianos en el biorreactor.
Por otro lado, el color en las muestras de la superficie fue menor en
comparación con las muestras a tres y seis metros, debido a que los compuestos
100
suspendidos se encuentraron a mayor concentración en los estratos bajos (Figura
35).
La presencia de partículas suspendidas y disueltas, materia en suspensión
orgánica e inorgánica finamente dividida, así como compuestos solubles coloridos,
plancton y diversos microorganismos originan la turbiedad del agua (Campbell,
1987).
Así pues, un indicador útil de la distribución de la materia en suspensión
dentro del biorreactor fue la turbiedad (Figura 36), inclusive como parte del control
del proceso biológico.
Al determinar las grasas y aceites se cuantificó a las sustancias con la
misma solubilidad frente a un solvente orgánico. Esto incluye ácidos grasos,
jabones, grasas, ceras, hidrocarburos, aceites y cualquier otra sustancia
susceptible de ser extraída con hexano (NMX-AA-005-SCFI-2000). Los resultados
de grasas y aceites en los estratos no permite identificar con claridad un
comportamiento (Figura 37). Las muestras fueron tomadas de manera puntual una
vez a la semana entre 14:00 y 15:00 horas y se obtuvo la media aritmética
mensual. La hora de muestreo se estableció por experiencia, ya que la cantidad
de grasas y aceites aumentaba visiblemente a esa hora en la superficie del
biorreactor, debido a las descargas por actividades domésticas e industriales.
En la Figura 38, es evidente que en la superficie la conductividad eléctrica
se mantuvo por arriba de los 1,000 S. Se observan sin embargo, a tres metros de
profundidad valores menores mientras que a seis metros, estos son homogéneos
hacia la parte final del estudio. Debido a que la conductividad eléctrica es un
parámetro acumulativo de la concentración de iones de una solución, mientras
más sales, ácidos o bases se encuentren disociados en el estrato, más alta será
su conductividad. Una ventaja del biorreactor facultativo ha sido, la formación de
101
estratos que pueden amortiguar valores elevados de conductividad a la entrada
del biorreactor y que provienen del tratamiento primario, evitando así la
destrucción de los agregados microbianos.
Para el tratamiento biológico con lodos activados el valor de pH en el
biorreactor permite la realización óptima de los procesos microbianos. La
eliminación de nutrientes como nitrógeno, fósforo y azufre dependen
estrechamente del valor de pH. El intervalo de pH óptimo para microorganismos
acuáticos es entre 6.5-8.5 (Winkler, 1986). En nuestros resultados (Figura 39), la
estabilización del biorreactor permitió alcanzar estos valores recomendados
durante el presente estudio.
El fósforo es uno de los principales nutrientes de los procesos
microbiológicos; la ausencia de éste afecta significativamente el crecimiento de los
microorganismos de los lodos activados. Pero por otro lado, elevadas
concentraciones de fósforo contribuyen a la llamada eutroficación de agua.
El fósforo presente en el biorreactor fue en forma soluble (principalmente
orto-fosfato) y en forma particulada (fósforo orgánico de la biomasa). Los orto-
fosfatos participan en las reacciones bioquímicas de los sistemas de tratamiento
biológicos (Chiu, 2007). La Figura 40, muestra que la eliminación de los orto-
fosfatos no representó una diferencia significativa.
Kavanaugh (1994) reportó que la eliminación biológica de orto-fosfatos es
más un asunto hidráulico que de disponibilidad. Con la recirculación de lodos en el
tanque de aireación, los ortofosfatos se disuelven nuevamente para incorporarse a
la biomasa formando fósforo orgánico.
Otro nutriente presente en el agua generalmente es el azufre. El control de
los compuestos azufrados en el biorreactor es importante ya que causan
problemas de corrosión en la tubería; además, algunos de los grupos bacterianos
102
que utilizan el azufre son filamentosos y originan agregados pesados (Metcalf,
1991).
Buitrón et al., (2008) investigaron en un sistema de tratamiento biológico
alternativo que combina, en un solo biorreactor dos ambientes: uno aerobio y otro
anaerobio la transformación más eficiente de sulfitos a sulfatos. Para la Figura 41,
en la superficie observamos una concentración de sulfitos significativamente
menor que a tres y seis metros de profundidad. Esto debido a que la
concentración de sulfito presente en la superficie y tres metros se oxida
rápidamente y se convierte a sulfato por la presencia del oxígeno. Así los
resultados son consistentes con lo esperado para el estrato a seis metros.
Los estratos del biorreactor pueden propiciar la reducción del ión sulfato en
condiciones anaerobias a tres y seis metros de profundidad, por lo que su
concentración indicó una disminución hacia la parte final del estudio, mientras que
en la superficie, la concentración de sulfatos aumentó en el último mes de
muestreo (Figura 42). Este nutriente se encuentran en las aguas naturales en un
amplio intervalo de concentraciones. La norma mexicana NOM-127-SSA1 (1994),
establece como límite máximo permisible 400 mg/L.
El amoniaco fue uno de los componentes transitorios en el biorreactor,
como parte del ciclo del nitrógeno. Es un producto natural de la descomposición
de los compuestos orgánicos nitrogenados. Las aguas superficiales no deben
contener normalmente amoniaco. En general, la presencia de amoniaco libre o
ión amonio se considera como una prueba química de contaminación reciente y
peligrosa (Sardiñas & Pérez, 2004).
En nuestro caso no observamos diferencia en la concentración de nitrógeno
amoniacal en las tres profundidades analizadas (Figura 43). En la superficie y a
103
tres metros de profundidad la presencia de microorganismos oxidadores del
amonio fue muy semejante.
Sin embargo, nuestros resultados no muestran que esté llevándose a cabo
este fenómeno. Para llevar a cabo esta oxidación abiótica la alcalinidad en el
biorreactor debe mantenerse en 7.14 lb CaCO3 / lb NH3 oxidado (URL-20).
La concentración de nitratos (Figura 45) durante los ocho meses de
operación, dificulta la discusión de los resultados, ya que no hay un modelo que
permita analizar su comportamiento. Probablemente a las descargas domésticas e
industriales de las actividades domésticas, industriales, comerciales, agrícolas y
de alimentos contaminan el influente a la planta.
El nitrógeno orgánico presente en el agua se encuentra formando
compuestos tales como proteínas, polipéptidos y aminoácidos (NMX-AA-026-
SCFI-2001). El nitrógeno orgánico es teórico ya que se calcula con una resta entre
el nitrógeno total menos el nitrógeno amoniacal (Figura 46). Al igual que los
nitratos, para el nitrógeno orgánico, no existen elementos suficientes para dar una
discusión.
Para la remoción de metales como el cadmio y el fierro se aprovecha su
poca solubilidad, utilizando métodos de separación como la precipitación dentro de
los estratos microbianos (Figura 48 y 49). La importancia de eliminar a estos
metales fue para disminuir el olor y sabor del efluente del biorreactor que son
características de la calidad de agua tratada.
El grupo de Sustancias Activas al Azul de Metileno (SAAM) conformado por
jabones y detergentes. Estas sustancias, flotan en el agua. Las muestras se
tomaron sin embargo para los tres estratos podemos considerar un
comportamiento predecible para tres y seis metros de profundidad (Figura 50). Al
104
final de la estabilización las SAAM presentan un comportamiento como lo
establecido.
Con todo lo dicho anteriormente, al calcular los porcentajes de remoción a
la salida y entrada del biorreactor para comparar resultados promedio tenemos
que durante la caracterización del biorreactor, presentando un 45.24% DQO,
36.12% DBO, 56.07% NTK y 24.45% para orto-fosfatos al comparar los valores de
estos parámetros del influente y efluente del biorreactor facultativo. Esto nos indica
que a pesar de existir ciertos fenómenos que no se están dando adecuadamente
en el biorreactor, se está cumpliendo con lo esperado en el diseño.
8.2 EVALUACION DE LAS POBLACIONES MICROBIANAS
Existen muchos grupos bacterianos y cada uno tiene una función particular
en el tratamiento de aguas. Incluso pueden estar formando consorcios que
favorecen la actividad de los diferentes grupos microbianos.
Las bacterias presentes en las aguas residuales domésticas, incluyen
bacterias Gram positivas y Gram negativas. Se han reportado densidades de
población de hasta 1011 UFC/g en peso seco (Roth, 1994).
Carbono, oxígeno, hidrógeno, azufre, fósforo y nitrógeno son los
constituyentes principales en las células bacterianas. Durante el tratamiento, cada
uno de estos compuestos se utiliza aunque a diferentes tasas y relaciones de
consumo.
Los grupos fisiológicos que se evaluaron se encontraron en cantidades
variables en el biorreactor facultativo:
105
Amonificantes. En la superficie y a tres metros de profundidad se
encontró el mismo número de microorganismos. A seis metros hubo una
disminución del orden de diez.
En la superficie y tres metros de profundidad, la concentración de materia
orgánica nitrogenada fue mayor, lo que favoreció el crecimiento de
microorganismos amonificantes.
Aunado a esto una mayor disponibilidad de oxígeno disuelto incrementó
dicha actividad, por lo que la concentración de nitrógeno amoniacal fue mayor en
la superficie y a tres metros de profundidad. En el estrato a seis metros, el
potencial óxido-reducción fue menor, por lo tanto disminuyó la concentración de
nitrógeno amoniacal y la actividad de este grupo fisiológico de microorganismos.
En el agua residual, la amonificación no fue un proceso específico para un
género microbiano, ya que pudo realizarse por todas aquellas bacterias que en
general poseen enzimas desaminasas. Es muy difícil concretar cuáles fueron las
bacterias que intervinieron y predominaron: sin embargo los géneros
Pseudomonas, Bacillus, Proteus, Bacterium son los más comunes (URL-21).
El proceso de amonificación es muy complejo de describir, ya que se realiza
con sustratos muy diversos como proteínas, aminoácidos complejos, azúcares
aminados, ácidos nucléicos, bases púricas, amidas, aminas, ácido úrico y es
evidente que el metabolismo de cada uno es muy diferente. Otro aspecto
importante es considerar que las sustancias nitrogenadas están siempre
asociadas a compuestos carbonados con diferentes rutas metabólicas. Sin
embargo parámetros abióticos como la granulometría de los lodos activados
favorecen el proceso. A menor granulometría mayor actividad amonificante ya que
la superficie de contacto con la materia orgánica adherida es mayor (URL-26).
106
Oxidadores de amonio. No existió mayor diferencia entre el
número de microorganismos en la superficie y a los tres metros,
disminuyendo su presencia diez veces a seis metros de profundidad.
Debido a que en la oxidación del amonio las bacterias quimiolitotrofas
utilizan la energía liberada en la oxidación del NH4+ para sus reacciones
metabólicas, este proceso es muy poco eficiente, por lo que es
necesaria la oxidación de considerables cantidades de amonio para que pueda
producirse un crecimiento apreciable de este tipo de microorganismos. Por
ejemplo Nitrosomonas sp. debe oxidar 30 g de amonio para formar 1 g de
biomasa en peso seco (Winter, 2004).
En la superficie y a tres metros la cantidad de nitritos y nitratos fue
ligeramente mayor respecto a los seis metros de profundidad. Debido a que los
géneros oxidadores de amonio son microorganismos aerobios, no oxidan el
amonio sin la adecuada concentración de oxígeno disponible. La nitrificación
consume grandes cantidades de oxígeno. Por cada libra de amoniaco oxidado son
necesarias 4.6 libras de oxígeno. Se han sugerido niveles recomendados de
oxígeno disuelto de 2 mg/l para que la nitrificación pueda llevarse a cabo sin
problemas (URL-20), sin embargo a seis metros de profundidad el oxígeno
disponible en el biorreactor fue menor a lo recomendado durante los ocho meses
de operación, por lo tanto la concentración de nitritos y nitratos fue la esperada
para este estrato.
Las bacterias oxidadoras de amonio se ubican bajo cinco géneros,
Nitrosomonas, Nitrosovibrio, Nitrosococcus, Nitrolobus, Nitrospira y los oxidadores
de nitritos bajo tres géneros Nitrobacter, Nitrococcus y Nitrospira. La oxidación no
solo produce nitrato, sino que también altera el pH levemente hacia el intervalo
ácido, facilitando la disponibilidad de materiales solubles (URL-21).
107
La dinámica de las poblaciones microbianas para la oxidación de nitritos a
nitratos no tuvo un comportamiento que permitiera una interpretación clara
de los resultados en la superficie y a tres metros de profundidad. Debido a que la
planta se localiza en zonas de cultivo, pudieron existir infiltraciones de agua rica
en fertilizantes en la red de drenaje. Se identificaron vertidos residuales de lugares
donde se procesan productos cárnicos, además de las descargas domésticas que
incluyen materia orgánica, dando como resultado aportaciones externas de nitritos
y nitratos al biorreactor facultativo.
Entre los factores abióticos que intervienen en la oxidación de amonio, un
factor importante fue el tiempo hidráulico de retención (THR) calculado entre 6-8
horas. Cuando los THR son de 30 días o más, aumenta considerablemente la
eficiencia del proceso (Ramahlo, 1996).
Por otro lado, existen reportes que la nitrificación bacteriana se realiza a
una tasa más rápida a valores de pH entre 7.5 - 8.5 y a temperaturas entre 25 - 30
ºC (URL-20).
Desnitrificantes. La población se mantiene en la superficie y a
los tres metros donde la concentración de nitratos se encuentra entre 0.4 y
0.9 mg/L y a los seis metros donde se esperaba una mayor población esta
fue de 70 mo/mL debido a que la concentración de nitratos presentes
fue de 0.1 mg/L.
El proceso de desnitrificación es mediado por una serie de bacterias
anaeróbicas obligadas o facultativas. Algunos géneros bacterianos reportados
capaces de desnitrificar son: Achromobacter, Acinetobacter, Agrobacterium,
Alcaligenes, Arthrobacter, Bacillus, Chromobacterium, Corynebacterium,
Flavobacterium, Hypomicrobium, Moraxella, Neisseria, Paracoccus,
Propionibacterium, Pseudomonas, Rhizobium, Rhodopseudomonas, Spirillium, y
108
Vibrio (Tchobanoglous et al., 2003). Lotter & Muphy (1985) aislaron de lodos
activados bacterias que pertenecían a los géneros Citrobacter, Aeromonas y
Pasteurella-Actinobacillus capaces de realizar la desnitrificación.
Para el tratamiento de aguas residuales es obvio que el contenido de
nitratos es importante para que ocurra el proceso de desnitrificación. Así mismo el
contenido de materia orgánica y el tamaño de floc para los lodos activados son
factores importantes dentro del proceso, ya que una disminución en la
concentración de materia orgánica disponible afecta negativamente la actividad
desnitrificante en lodos de gran tamaño.
Se esperaba que la configuración nitrificación-desnitrificación en el
biorreactor colocaría a las bacterias nitrificadoras en la zona aerobia (superficie y
tres metros) y a los géneros de bacterias desnitrificadoras en la zona anaerobia a
seis metros de profundidad. Sin embargo, aunque existe una menor concentración
de oxígeno en el estrato a seis metros, los microorganismos de este grupo no
cuentan con el último aceptor de electrones de la cadena respiratoria anaerobia,
por lo que su número es menor.
Oxidadores del azufre. No hubo diferencia en la población de
este tipo de bacterias en la superficie y a tres metros del biorreactor,
disminuyendo en un 40% a seis metros de profundidad.
Los grupos de bacterias quimiolitototróficas capaces de crecer pobremente
con sulfuro de hidrógeno, azufre elemental o tiosulfato como donadores de
electrones, son Thiobacillus, Thiosphaera, Thiomicrospira, Thermothrix, Beggiatoa
y Sulfolobus como géneros representativos. El aceptor final de electrones
requerido es el oxígeno y el producto final de la oxidación del azufre en la mayoría
109
de los casos son el ión sulfito SO32- y el ión SO4
2- , este último en disolución
acuosa forma ácido sulfúrico.
Nuevamente a una profundidad de tres metros la concentración de sulfitos
fue mayor. En este estrato, el proceso de oxidación aerobia cubre con las
concentraciones de oxígeno requerido. Sin embargo, el comportamiento en la
superficie y a seis metros de profundidad no es como se esperaba. A mayor
profundidad la cantidad de oxígeno disponible disminuyó significativamente, sin
embargo un grupo reducido de bacterias quimiolitotróficas que oxidan azufre
pueden utilizar nitratos (NO3-) como aceptador final de electrones, en lo que
constituye un proceso de respiración anaerobia, logrando la oxidación anaerobia
del azufre. Este patrón metabólico ha sido observado en bacterias de los géneros
Thiobacillus denitrificans, Thiomicrospira y Thermothrix (URL-25).
Para la formación de sulfatos, en los estratos, superficial y tres metros,
reportaron concentraciones de sulfatos como se esperaba. En ambos casos
debido al oxígeno disuelto disponible, la oxidación se realizó satisfactoriamente.
Bacterias reductoras de sulfato. Se esperaba un incremento
en la población de estos microorganismos a seis metros de profundidad, sin
embargo se observó una disminución a pesar de la baja concentración de
oxígeno. Esto debido a que la concentración de los sulfatos en esta
profundidad es la más baja a lo largo del biorreactor.
La reducción de sulfato representa un patrón de respiración anaerobia y
consiste en la capacidad de un selecto grupo de microorganismos procariotes para
utilizar sulfato como aceptador final en cadenas de transporte de electrones que
generan energía. Dicho grupo lo componen bacterias anaerobias estrictas. Por un
lado tenemos bacterias reductoras de sulfato que crecen por quimiolitototrofía.
110
Dichas bacterias crecen a expensas de CO2, (fuente de carbono), H2
(fuente de electrones) y SO42- (aceptor de electrones). Por otro lado, tenemos que
la mayoría de las bacterias reductoras de SO42- son quimiorganotróficas. Estas
utilizan compuestos orgánicos como fuente de carbono y fuente de electrones y
utilizan el SO42- como aceptor de electrones (URL-25). En consecuencia, las
bacterias reductoras de sulfato exhiben una razón de crecimiento menor a la
que presentan bacterias que crecen a expensas de
oxígeno o nitratos, como aceptador de electrones, por lo tanto el número de
microorganismos a seis metros de profundidad es significativamente menor dado
que la concentración del aceptor final de electrones en baja.
Dentro de todo el biorreactor en la profundidad de tres metros se alcanzó la
mayor actividad microbiana durante los ocho meses bajo las condiciones de
operación establecidas.
Fenchel & Jorgensen (1977) reportaron en células bacterianas que la
relación de C:N es cerca de 6:1 y para C:P es de 27:1. La relación óptima de
C:N:P en el tratamiento de agua residual se ha reportado de 146:16:3 con la
fuente de carbono como reactivo limitante en muchos casos (La Riviere, 1977).
Respecto al fósforo, las formas usuales en que se encuentra en el agua
residual son orto-fosfatos, polifosfatos y fosfato orgánico. Los orto fosfatos (PO4 3-
,
HPO4
2-
, H2PO
4- , y H
3PO
4) estuvieron siempre disponibles para el metabolismo
bacteriano. Dentro de los géneros bacterianos que utilizan orto fosfatos tenemos:
Acinetobacter, Actinobacteria, Rhodocyclus, y muchas bacterias no cultivadas
(Drysdale et al, 2001).
Smolders et al., (2004) reportaron que la relación de DQO:P óptima para la
reducción de orto-fosfatos fue de 2:1.
111
Las sales solubles en agua de los metales pesados son tóxicas y
acumulables por los organismos que los absorben, en este caso los lodos
activados. Por su toxicidad y abundancia en el agua residual es importante el
seguimiento del cadmio, arsénico y fierro en los sistemas de tratamiento biológico.
Se realizó la cuantificación de arsénico en el biorreactor: sin embargo, dichos
resultados no se graficaron ya que los valores encontrados fueron siempre cero.
Para el caso del cadmio y fierro, en la superficie y tres metros los valores
estimados fueron mayores. Esto se debió a que la materia orgánica presente
(DBO) reacciona con los metales formando complejos y quelatos. Los metales
una vez que forman quelatos o complejos no pueden migran mayor facilidad a lo
largo del biorreactor.
Los tensoactivos presentes en el biorreactor, provinieron de residuos
acuosos del lavado doméstico e industrial de ropa y otras operaciones de limpieza.
Van Oosdrecht et al., (1987) realizaron investigaciones para el
esclarecimiento del efecto de las condiciones de crecimiento de los grupos
microbianos en los sistemas de tratamiento. De acuerdo a Fitzpatrick et al,. (1993)
algunas de las ventajas de los agregados bacterianos es la rapidez de la tasa de
reacción, ya que permite un orden heterogéneo de poblaciones de
microorganismos sintróficos, en forma de asociaciones multicelulares bajo
condiciones fisiológicas favorables.
Así mismo al existir estas asociaciones, se favorece la interacción e
intercambio genético entre organismos adyacentes, se incrementa la toma de
nutrimentos y se protege a las poblaciones de sus depredadores.
112
Debido a que la distancia de difusión es mínima en un agregado es esta
una forma eficiente de conservar la energía disponible en los sistemas de
degradación complejos. Se crean además microambientes favorables dentro del
agregado para la continuación del metabolismo.
Kavanaugh (1994), obtuvo de las poblaciones microbianas utilizando la
técnica de NMP, cultivos puros de Gram-negativos donde se identificaron:
Acinetobacter spp. Aeromonas/Vibrio, coliformes y Pseudomonas.
Para Juang & Morgan (2002), los géneros Pseudomonas, Aeromonas,
Acinetobacter y coliformes, están involucradas tanto en la remoción de fósforo
como de nitrógeno.
Ivanov et al (2005), informó que el diámetro típico o grosor de los
agregados celulares procarióticos es de 100 a 1,000 m.
La estructura de los agregados incluye cientos de capas bacterianas y de
agregados celulares. Tal como en las biopelículas fijas, existen gradientes de
concentración de nutrientes y de metabolitos dentro de los agregados
suspendidos. Debido a estos gradientes reportaron Steward & Franklin (2008); los
microorganismos de diferentes grupos fisiológicos coexisten en los agregados
celulares.
Para Ivanov (2008, 2009) la diversidad de los genotipos en la comunidad
del biorreactor facultativo, no siempre refleja la diversidad fisiológica porque:
a) La diversidad fisiológica en el biorreactor, pudo deberse a la mezcla
mecánica de microorganismos provenientes de diferentes influentes. Esta
mezcla puede mostrar una amplia diversidad genotípica en términos de la
concentración de oxígeno presente.
113
b) Las propiedades fisiológicas de los grupos microbianos no pudieron
relacionarse con su agrupación filogenética. La clasificación fisiológica de
procariotes quimiótrofos basada en el tipo de generación de energía
(relacionado al oxígeno) y el tipo de pared celular incluye, 12 grupos
fisiológicos de procariotes quimiótrofos que pueden ser usados en estudios
teóricos y de estudio sobre la diversidad de los ecosistemas
c) Cuando se presentó una variación en la aireación, la sedimentación de los
gránulos aeróbicos no cambió, el cambio ocurrió en la forma de los
gránulos cambiaron de estructuras regulares redondeadas a estructuras
alargadas
8.3 OBSERVACION AL MICROSCOPIO DE LAS POBLACIONES
MICROBIANAS
La formación de los lodos activados provenientes del biorreactor depende
principalmente de las condiciones de crecimiento, de la organización y arreglo de
las poblaciones microbianas.
Después de analizar las muestras de los lodos activados del biorreactor
facultativo, se observó que la morfología de los grupos microbianos es variada de
acuerdo al estrato donde se tomó la muestra. Los microorganismos encontrados
en el biorreactor, fueron bacilos cortos Gram negativos en su mayoría.
114
Por ejemplo Díaz (2004), reportó que las bacterias amonificantes presentan
una morfología esférica y bacilar corta con una tinción de Gram negativa.
Parés (1997), reportó que los grupos nitroso y nitro de las bacterias
nitrificantes presentan una morfología muy variada, Gram negativas y positivas;
encontrándose bacilos, cocos, espirales, pleomórficos, vibrioides y células
helicoidales. Recordemos que los géneros para estos grupos fisiológicos son:
Nitrosospira, Nitrosococcus, Nitrosolobus así como Nitrobacter, Nitrospina,
Nitrococcus y Nitrospira respectivamente.
Las bacterias desnitrificantes y reductoras de sulfatos comparten la misma
morfología: forma esférica y bacilar Gram negativas. Flavobacterium,
Pseudomonas Bacillus, Chromobatcerium, Micrococcus, Spirillum, Moraxella,
Paracoccus y Alcaligenes son géneros de bacterias desnitrificantes. Los géneros
para reductoras de sulfatos son Desulfomonas, Desulfovibrio y Campylobacter por
mencionar algunos (Cook & Kelly, 1992).
Las bacterias oxidadoras de azufre son bacilos cortos y cocos todos Gram
negativos entre los que se encuentran los géneros Thiobacillus, Beggiatoa,
Thiothrix y bacterias fotosintéticas sulfurosas.
Es probable que los grupos que intervienen en las transformaciones del
nitrógeno y del azufre tengan importancia en la formación y arreglo del lodo
activado. Además, la estratificación del biorreactor facilita la selección y
localización de los grupos fisiológicos en función del oxígeno disponible en toda la
profundidad del biorreactor, formando agregados microbianos suspendidos de
formas variadas, de densidad y estructura característica adheridos a materia
suspendida.
115
Díaz (2004), reportó el siguiente análisis microscópico de un biorreactor
UASB (Tabla 9):
Tabla 9. Análisis microscópico por grupo fisiológico
Grupo fisiológico Características microscópicas
Oxidadores del azufre elemental Formas esféricas y bacilos cortos. Gram
negativos
Oxidadores de tiosulfatos Formas esféricas y bacilos cortos. Gram
negativos
Reductores de sulfatos Formas esféricas y bacilos cortos. Gram
negativos
Mineralizadores de azufre
orgánico
Formas esféricas y bacilos cortos. Gram
negativos
Oxidadores de amonio Formas esféricas y bacilos. Gram negativos
y positivos (en abundancia)
Desnitrificantes Formas esféricas y bacilos. Gram negativos
(Díaz,2004)
Existe sin embargo, algunas dudas respecto a dos grupos microbianos que
se han encontrado:
Gram negativos, positivos Nessler como Acinectobacter spp que acumulan
fósforo.
Microorganismos filamentosos. Los microorganismos filamentosos son un
grupo morfológico específico de organotróficos en su mayoría. De hecho los
microorganismos filamentosos aún no han sido identificados en su taxa,
con excepciones como Nocardia spp,Thiothrix spp, Sphaerotilus natans.
116
Los tipos se caracterizan por número por ejemplo Tipo 0041 o tipo 021N o
por nombres inválidos como Microthrix parvicella (Eikelboom, 1975).
Soddell et al., (1990) sugieren métodos prácticos y rápidos en la
identificación utilizando las pruebas de genes in situ.
La identificación de microorganismos es una de las pruebas más difíciles en
la microbiología de las aguas residuales.
Afortunadamente en la práctica no hay necesidad de identificar todos los
microorganismos en un cultivo mixto de lodos activados.
117
9. CONCLUSIONES
1. Después de 8 meses de operación el oxígeno disuelto varió en función de
la profundidad, por lo que queda demostrada la estratificación del
biorreactor de la siguiente manera concentraciones entre 2.0 y 3.5 mg/L en
la superficie, 1.9 y 3.2 mg/L a tres, 0.2 y 1.0 mg/L a seis metros de
profundidad.
2. En promedio todo el tratamiento biológico presenta una remoción de DBO
5T 98.48%, DQOT 96.54%, compuestos de nitrogenados 97.38%, grasas y
aceites 97.98% y SAAM del 93.82% con respecto al influente del
biorreactor. La remoción de metales pesados es de 97.12 %.
3. Los grupos fisiológicos que se evaluaron para las transformaciones de
nitrógeno y azufre, se encontraron en cantidades variables dentro de los
estratos del biorreactor.
4. La mayor actividad microbiana y porcentajes de remoción fue a tres metros
de profundidad.
5. Las muestras de lodos se encontraron bacilos cortos Gram negativos en su
mayoría además de agregados microbianos esféricos con bacterias
filamentosas entretejidas adheridas a materia suspendida y esféricos
compactos.
118
10. PERSPECTIVAS
Se podría comparar la eficiencia del biorreactor facultativo con otros sistemas de
tratamiento secundario que emplean sistemas de aireación convencional.
Establecer las condiciones límite de operación del biorreactor facultativo de la
planta de tratamiento de aguas residuales “El Llano”.
Identificar a los microorganismos que participan en la amonificación, nitrificación,
desnitrificación, oxidación del azufre y reducción de sulfato.
Evaluar e identificar las poblaciones microbianas que intervienen en las
transformaciones del fósforo, carbono y hierro entre otros.
Identificar a los grupos microbianos que se encuentran en los lodos activados
formando agregados en los diferentes sustratos.
Probar si el biorreactor facultativo se puede adaptar con otras calidades de agua a
tratar para alcanzar los requerimientos específicos del efluente.
119
11. APÉNDICES
APÉNDICE A Medios de cultivo
a) Microorganismos oxidadores del azufre elemental (Starkey, 1935)
Disolver; NH4Cl, 0.3 g; KH2PO4, 3.0g; MgCl2 ∙ 6H2O, 0.4g y 0.01g de FeCl3;
en un volumen final de 1000 mL de agua destilada y repartir en matraces
Erlenmeyer de 250 mL en porciones de 50 mL; agregar a cada uno 500 mg de
azufre elemental y se esterilizan en autoclave con la válvula abierta durante 45
minutos.
b) Microorganismos oxidadores de tiosulfatos (Parker & Prisk, 1953)
Solución I
(por litro)
Cantidad
(gramos)
Solución II.
Metales traza
(por litro)
Cantidad
(gramos)
KH2PO4 4.0 Na2 EDTA 50.0
K2HPO4∙3H2O 4.0 ZnSO4 2.2
MgSO4∙7H2O 0.8 CaCl2∙2H2O 7.34
NH4Cl 0.4 MnCl∙4H2O 2.5
KHCO3 0.7 CoCl2∙6H2O 0.5
Na2S2O3∙5H2O 10.0 (NH4)6Mo7O24∙4H2O 0.5
FeSO4∙7H2O 5.0
CuSO4∙5H2O 0.2
NaOH 11.0
120
Preparación de la solución II. Se disuelve primero el EDTA, después se
ajusta el pH a 6.0 empleando NaOH. Inmediatamente disolver las sales una a una,
manteniendo el pH, posteriormente adicionar HCl concentrado hasta alcanzar un
pH de 4.0, envasar la solución en frascos y mantener en refrigeración a 4°C. Se
deben adicionar 2 mL de la solución II por cada litro de solución I para obtener un
buen crecimiento, el pH debe mantenerse entre 6.2 y 7.0. Repartir en matraces
Erlenmeyer de 250 mL y esterilizar en autoclave durante 15 minutos 121°C.
c) Microrganismos reductores del azufre (Postgate, 1963 y modificado por
Lapage et al,, 1970).
Para el aislamiento y cuenta directa se emplean 15 gramos de agar por
cada litro de solución I y en caso de ser necesario 25 gramos de NaCl por litro.
Solución II
(por litro)
Cantidad
(gramos)
FeSO4∙7H2O 0.5
Agua destilada 10 mL
Solución III
(por litro)
Cantidad
(gramos)
Ácido ascórbico 0.1
Tioglicolato de sodio 0.1
Agua destilada 10 mL
Preparación: el pH de las soluciones I y III deben ser ajustados a pH 7.4 y
las tres soluciones se deben esterilizar por separado en autoclave por 20 minutos
Solución I
(por litro)
Cantidad
(gramos)
K2HPO4 0.5
NH4Cl 1.0
NaSO4 1.0
CaCl2∙2H2O 0.1
MgSO4∙7H2O 2.0
Lactato de sodio
(70%) 3.5
Extracto de levadura 1.0
Agua destilada 980 mL
121
a 121 °C. Cuando el medio ha permanecido en almacenaje, la solución I debe ser
hervida inmediatamente después de su uso. Las tres soluciones deberán
combinarse y mezclarse para posteriormente ser distribuidas en un soporte para el
cultivo (tubos, placas). Si el medio va a usarse inmediatamente, entonces todos
los componentes pueden mezclarse desde un principio antes de la esterilización
en autoclave.
d) Microorganismos amonificadores (Pochon y Tardieux, 1962)
Solución salina de Winogradsky.
Disolver; K2HPO4, 5.0 g; MgSO4∙ 7H2O, 2.5 g; NaCl, 2.5 g; MnSO4∙H2O;
0.05 g y Fe2(SO4)3; 0.05 g; en un volumen final de 100 mL de agua destilada.
Solución de Oligoelementos.
Disolver; molibdato de potasio, 0.05 g, borato de sodio, 0.05 g; citrato de
fierro al 1%, 2.0 mL, nitrato de cobalto, 0.05 g; sulfato de cadmio, 0.05 g; sulfato
de cobre, 0.05 g; sulfato de zinc, 0.05 g; sulfato de manganeso, 0.05 g en 1000 mL
de agua destilada.
Medio líquido Pochon & Tardieux.
Mezclar solución salina de Winogradsky 50 ml; asparagina u otro
aminoácido, 0.2g; solución de oligoelementos, 1 mL en 950 mL de agua destilada.
122
e) Microorganismos desnitrificantes (Gamble et al., 1977)
Solución C
(Solución Stock de
trazas de sal)
Cantidad
(gramos)
FeSO4∙7H2O 0.5
Agua destilada 10 mL
Solución B
(Solución de sulfato
de magnesio )
Cantidad
(gramos)
Ácido ascórbico 0.1
Tioglicolato de sodio 0.1
Agua destilada 10 mL
La solución C puede tomar un color amarillo inmediatamente después de
salir de la esterilización en autoclave pero el color regresa a su condición original
después de algunas horas.
Preparación: Adicionar 10 mL de la solución B y 10 mL de la solución C al
medio A en condiciones asépticas. Si el medio a emplear va a ser sólido se
deberán adicionar 15 gramos de agar por cada litro de solución A antes de
esterilizar. Si el medio es semisólidos se deberán agregar 3 g de agar por cada
litro de solución A antes de la esterilización en autoclave.
Solución A
Cantidad
(gramos)
K2HPO4 0.5
NH4Cl 1.0
NaSO4 1.0
CaCl2∙2H2O 0.1
MgSO4∙7H2O 2.0
Lactato de sodio
(70%) 3.5
Extracto de levadura 1.0
Agua destilada 980 mL
123
A pesar de la naturaleza tóxica de los nitritos la concentración de nitritos en
el medio de cultivo es usualmente más baja que cuando los nitritos son usados
como aceptores de electrones. Se ha demostrado que 0.5 gramos por litro de
nitritos en una solución para preparar el medio permite obtener buenos resultados
bajo estas condiciones. Distribuir en matraces, frascos o tubos de ensaye con
tapón de algodón, tapar y esterilizar durante 15 minutos a 121°C en autoclave.
f) Microorganismos oxidadores del amonio (Soriano & Walker, 1968)
Constituyentes
químicos
Gramos/ 100
mL de
solución
Solución de Stock requerida por cada litro
de medio(mL)
Oxidadores de NH4
1+ Oxidadores del
NO21-
(NH4)2SO4 5.0 10.0 -
KNO3 0.85 - 1.0
CaCl2∙2H2O 1.34 1.0 1.0
MgSO4∙7H2O 4.0 1.0 5.0
Azul de
bromotimol 0.004
5.0 -
K2HPO4 3.48 - 4.0
KH2PO4 2.72 7.5 1.0
Hierro (quelante) 1.0 1.0
FeSO4∙7H2O 0.246 - -
EDTA sódico 0.331 - -
Elementos traza 1.0 1.0
NaMoO4∙2H2O 0.01
MnCl2 0.02
CoCl2 ∙6H2O 0.0002
ZnSO4 ∙7H2O 0.01
CuSO4 ∙5H2O 0.002
124
APÉNDICE B
Indicadores
1. Agentes modificados de Griess-Ilosvay (agente para la prueba de nitrito
y nitrato): Mezclar ambos agentes en proporción 2 partes de a por 1
parte de b al momento de usar.
a) Agente diazociante: disolver 0.5 g de sulfanilamida en 100 mL de
HCl 2.4 N y mantener en refrigeración.
b) Agente acoplante: Disolver 0.3 g de hidrocloruro de N-(1-naftil)-
etilendiamina en 100 mL de HCL 0.12 N, mantener la solución en
un frasco ámbar y en refrigeración.
2. Indicador de difenilamina I (agente para la prueba de nitrito y nitrato):
disolver 0.5 g de difenilamina en 20 mL de agua y 100 mL de ácido
sulfúrico concentrado, mantener la solución en frascos cerrados de
vidrio protegidos de la luz.
125
APÉNDICE C
Soluciones diversas
1. Solución de cloruro de bario al 10% (w/v) ( Agente para identificar la
presencia de sulfatos). Disolver 10 gramos de cloruro de bario en 100
mL de agua.
2. Solución de K2Cr2O7 1N (solución valorada para la determinación de la
demanda bioquímica de oxígeno). Disolver exactamente 49.025 g de
K2Cr2O7 en un poco de agua destilada y aforar una vez disuelto a 1000
mL con agua destilada.
126
APENDICE D
Tablas de Mc Grady
Número característico
Número de microorganismos
Número característico
Número de microorganismos
000 0.0 222 3.5
001 0.3 223 4.0
010 0.3 230 3.0
011 0.6 231 3.5
020 0.6 232 4.0
100 0.4 300 2.5
101 0.7 301 4.0
102 1.1 302 6.5
110 0.7 310 4.5
111 1.1 311 7.5
120 1.1 312 11.5
121 1.5 313 16.0
130 1.6 320 9.5
200 0.9 321 15.0
201 1.4 322 20.0
202 2.0 323 30.0
210 1.5 330 25.0
211 2.0 331 45.0
212 3.0 332 110.0
220 2.0 333 140.0
221 3.0
3 tubos/dilución. (Valdés, M.& Medina, N., 2005)
127
12. BIBLIOGRAFÍA
Aguas continentales: Gestión de recursos hídricos, tratamiento y calidad de agua.
(2008). CSIC. Madrid. pp 277.
Alcántara, S., Velasco, A., Muñoz, A., Cid, J., Revah, S. & Razo-Flores, E. (2004).
Hydrogen sulfide oxidation by a microbial consortium in a recirculation reactor
system: sulfur formation under oxygen limitation and removal of phenols.
Environ Sci Technol 38: 918-923.
Aoi, Y., Shiramasa, Y., Kakimoto, E., Tsuneda, S., Hirata, A. & Nagamune, T.
(2005). Single-stage autotrophic nitrogen-removal process using a composite
matrix immobilizing nitrifying and sulfur-denitrifying bacteria. Appl Microbiol
Biotechnol 68: 124-130.
Arboledas, V. J. (1973). Teoría, diseño y control de los procesos de clarificación
del agua. Departamento de Ingeniería y Ciencias del Ambiente. Serie
Técnica 13. Centro Panamericano de Ingeniería Sanitaria y Ciencias del
Ambiente (CEPIS). Organización Mundial de la Salud. pp 558.
Arnáiz, C., Isac, L. & Lebrato, J. (2000). Tratamiento biológico de aguas
residuales. Eliminación de carbono. Revista tecnológica del agua 20 (198):
20-26.
Azevedo, N. & Martiniano, J. (1992).Innovative and low cost technologies utilized
in wastewater treatment. Technical series No. 29. pp 94.
Bernabé, G. (1991). Acuicultura Vol. I y II. Editorial Omega S.A. Barcelona,
España. pp 1099.
128
Bortone, G., Gemelli, S., Rambaldi, A. & Tilche, A. (1992). Nitrification,
denitrification and biological phosphate removal in sequencing batch reactors
treating piggery wastewater. Wat Sci Tech 26: 977-985.
Buitrón, G., Canziani, R., Torrijos, M., Gutierrez, S., Moreno-Andrade, I., Mazouni,
D., Fiocchi, N.,Ficara, E., Moreno, G., Benitez, A., Perez, J. & Ferrari, A.
(2009). Experiments for modelling the biodegradation of wastewater in
sequencing batch reactors. Mathematical and Computer Modelling of
Dynamical Systems 14:1.
Büttner, J., Borth R., Boutwell, J.H., Brougton, P. & Bowyer R. International
Federation of Clinical Chemistry, Part 2. Assesment of analytical methods for
routine use (1976). Clin Chem 22 (11): 1922-1932.
Campbell, R. (1987). Ecología microbiana. Limusa. Primera edición. México. pp
268.
Castillo E.I. & Arjona G. E. (1997). Manual de muestreo y análisis de laboratorio
para el control del proceso en las plantas de tratamiento de aguas residuales.
D.D.F. Secretaria General de Obras, Dirección General de Construcción y
Operación Hidráulica, 1ª edición , México, D.F.
Castillo, R., F. (2005). Biotecnología ambiental. Trébar. pp 158-183.
Chiu, ZC., Chen, MY., Lee, DJ., Wang, C.H. & Lai, JY. (2007). Oxygen diffusion
and consumption in active aerobic granules of heterogeneous structure. Appl
Microbiol Biotechnol 75: 685-691.
129
Clark, B.B. Chapman, K., Bisset, R. & Wathern, P. (1976). Assessment of major
industrial applications: a manual. Research Report No. 13. Department of
Environment, London. pp190-210.
Cook, P. F., Nalabolu, S. R., & Tai, C.-H. (1992) Mechanism of O-Acetylserine
Sulfhydrylase from Salmonella typhimurium. Amino Acids 2: 119-125.
Díaz, E. (2004). Evaluación de las poblaciones microbianas que intervienen en las
transformaciones del nitrógeno y del azufre en un biorreactor UASB. Tesis de
licenciatura. ENCB.IPN. pp 89.
Droste, L. R. (1997). Theory and practice of water and wastewater treatment. John
Wiley & Sons, Inc. 1a edition, U.S.A. pp 816.
Echeverría, E., Seco, A., Ferrer, J. (1992). Study of the factors affecting activated
sludge settling in domestic wastewater treatment plants. Wat Sci Tech 25 (4-
5): 273-279.
Eikelboom, D.H. (1975) Filamentous organism observed in activated sludge. Wat
Resech 9: 365–388.
Ekama, G.A., Marais G. v R. (1984). The nature of municipal wastewaters. Theory,
design and operation of nutrient removal activated sludge process. Pretoria,
South Africa, Water Research Commission. WRC Report No. TT 16/84.
Enviromental Protection Agency (2006). Methods for chemical analysis of water
and wastes. E.P.A. Environmental monitoring and support laboratory,
Washington, U.S.A.
130
Fenchel, T.M., & Jorgensen, B.B. (1977). Detritus food chains of aquatic
ecosystems: The role of bacteria. Advances in Microbiol Ecology Vol 1 ( M.
Alexander, ed.). pp. 1-58, Plenum Press, New York.
Freeze R. A. & Cherry J. A. (1979). Groundwater. Prentice - Hall, Inc. pp 367-389
FitzPatrick, E. A. (1993). Suelos: su formación, clasificación y distribución. CECSA
México. pp 430.
Fujie, K., Urano, K., Kubota, H. & Kasakura, T. (1992). Hydrodynamics and oxygen
transfer characteristics in activated sludge aeration tanks. Wat Sci Tech 26
(3-4): 791-800.
Galli, O. y Miguel, F. (2007). Recirculación y tratamiento de agua. Secretaría de
Agricultura, Ganadería, Pesca y Alimentos. CENADAC. Colombia. pp 160.
Ganczarczyk, J.J. (1994). Microbial aggregates in wastewater treatment. Wat Sci
Tech 30 (8): 87-95.
Gasnner , G.(1993). Diccionario de Química y de Productos Químicos. Omega,
S.A. Barcelona, España. pp 1192.
Geradi, M. (2001). Waste Water Biology. The Microlife. Alexandria. U.S.A. pp 285.
Glynn, H., H. Gary. (1999). Enviromental science and engineering. Prentice Hall.
México. pp 424-425.
Grady, L and Daigger G. (1999). Biological Wastewater Treatment. Marcel Dekker
Inc. 2ª edition, New York, U.S.A.
131
Gómez-Villalba, B., Calvo, C., Vilchez, R., González-López, J., Rodelas, B. (2006).
TGGE analysis of the diversity of ammonia-oxidizing and denitrifying bacteria
in submerged filter biofilms for the treatment of urban wastewater. Appl
Microbiol Biotechnol 72:393-400.
Haas, C.N. (1993). Microbial sampling: is it better to sample many times or use
large samples? Wat Sci Tech 27 (3-4):19-25.
Harris, D.C. Análisis químico cuantitativo. Reverté. 2006. Madrid, España. pp 981.
Henze, M. (1994) Characterization of wastewater for modeling of activated sludge
processes. Wat Sci Tech 25 (6): 1-15.
ISO 6107/1-1980. Water quality-vocabulary. Part 1.
ISO-3435. International Standard Statistics. Vocabulary and symbols First edition.
1977.
Ivanov, V, Saam, J.,Kühn, H. & Holzhütter, H.(2008). Physiological heterogeneity of
suspended microbial aggregates. Wat Sci Tech 58 (12): 2435-2441.
Juang D. & Morgan J. (2002). The applicability of the API 20E and API Rapid NFT
systems for the identification of bacteria from activated sludge. Environ
Biotechnol 4:839-852.
Kavanaugh, R., Randall, C. (1994). Bacterial Populations in a biological nutrient
removal plant. Wat Sci Tech 29: 25-34.
Kelly, D. (1995). Sulfur and its Doppelganger. Arch Microbiol 163: 157-158.
132
Klees, R. & Silverstein, J. (1992). Improved biological nitrification using
recirculation in rotating biological contactors. Wat Sci Tech 26:545-553.
Kristensen, G.H., JØrgensen, P.E. & Henze, M. (1992). Characterization of
functional microorganisms groups and substrate in activated sludge and
wastewater by AUR, NUR and OUR. Wat Sci Tech 25 (6): 43-57.
Lens P. N. L & Kuenen J. G. (2000). The biological sulfur cycle: novel opportunities
for enviromental biotechnology. Wat Sci Tech 43 (1): 57-65
Leschber, R. (1994). Sludge characterization and standardization methods:
development, status, trends. Wat Sci Tech 30n (8): 81-86.
Liu, QS. & Tay, J.H. (2006). Characteristics of aerobic granular sludge in a
sequencing batch reactor with variable aeration. Appl Microbiol Biotechnol
71:761-766.
Liu, QS. & Tay, J.H. (2007). Characteristics and stability of aerobic granular
cultivated different starvation time with variable aeration. Microbiol Biotechnol
75:205-210.
Martín, M.A., Enriquez, L., Fernández-Polanco, M., Villaverde, S. & García-
Encina, P. (2007). Nutrients removal in hybrid fluidised bed bioreactors
operated with aeration cycles. Wat Sci Tech 55 (8-9): 51-58
Mendonca, M.M., Silverstein, J. & Cook, N.E. (1992). Short and long-term
responses to changes in hydraulic loading in a fixed denitrifying biofilm. Wat
Sci Tech 26 (3-4): 535-544.
133
Metcalf & Eddy (1991). Wastewater engineering treatment, disposal and reuse.
McGraw-Hill, Civil Engineering Series, 3a edition, New York, N.Y.
Mid-Decade Evaluation of Water Supply and Sanitation in Latin America and the
Caribbean. (1997). Washington, D.C. PAHO/HEP/97/14.
Morales, J., González, S. & González, O. (2005). Remoción biológica simultánea
de fósforo y nitrógeno de agua residual. Proyecto 7.2.10. Instituto de
Ingeniería. UNAM.
Norma Mexicana para Muestreo de Aguas Residuales. NMX-AA-003-1980.
Norma Mexicana para la determinación de Arsénico NMX-AA-046-SCFI-2000.
Norma Mexicana para la determinación de Cadmio NMX-AA-060-SCFI-2000.
Norma Mexicana para la determinación de conductividad NMX-AA-093-SCFI-
2000.
Norma Mexicana para la determinación de D.B.O.5T NMX-AA-028-SCFI-2001.
Norma Mexicana para la determinación de D.Q.O. T NMX-AA-030-SCFI-2001.
Norma Mexicana para la determinación de Fierro NMX-AA-057-SCFI-2000.
Norma Mexicana para la determinación de Grasas y aceites NMX-AA-005-SCFI-
2000.
Norma Mexicana para determinación de Nitrógeno total NMX-AA-026-SCFI-2001.
134
Norma Mexicana para la determinación de Oxígeno disuelto NMX-AA-012-SCFI-
2001.
Norma Mexicana para la determinación de pH NMX-AA-008-SCFI-2000.
Norma Mexicana para la determinación de Sólidos totales NMX-AA-034-SCFI-2001.
Norma Mexicana para la determinación de Sólidos disueltos totales NMX-AA-020-
1980.
Norma Mexicana para la determinación de Sólidos sedimentables NMX-AA-004-SCFI-
2000.
Norma Mexicana para la determinación de Turbiedad NMX-AA-038-SCFI-2000.
Norma Mexicana para la protección al ambiente. Vocabulario-Parte 1. NMX-AA-
089/1-1986.
Norma Mexicana para la protección al ambiente. Vocabulario-Parte 2. NMX-AA-
089/2-1992.
Pacheco, J., Pat, R. & Cabrera, A. (2002). Análisis del ciclo del nitrógeno en el
medio ambiente con relación al agua subterránea y su efecto en los seres
vivos Ingeniería Revista Académica. Universidad Autónoma de Yucatán. 6
(3), 73-81.
Parés, R. & Juárez A. (1997). Bioquímica de los microorganismos. Reverté.
Madrid, España. pp 380.
135
Patry, G. & Takács, I. (1992). Settling of flocculent suspensions in secondary
clarifiers. Wat Resech 26 (4): 473-480.
Peralta, F., Yungán, J., Ramírez, W., Ernesto V. & Landívar, J. (2000). Diseño de
lagunas de estabilización para el tratamiento de aguas residuales de la
industria procesadora (empacadoras) de camarón. Revista Tecnológica 12
(1): 31-35.
Petit, J. & Sabaut, J.J. (1978) The influence of temperature and wet weight on the
oxygen demand of rainbow trout (Salmo gairdneri) in fresh water. Aquaculture
14: 355-363.
Pérez, S. & Torralba, A. (1997). La fijación del Nitrógeno por los seres vivos.
Seminario Fisiología Vegetal, 21.01. Facultad Biología Oviedo.
Pöpel, H.J. & Wagner, M. (1994). Modelling of oxygen transfer in deep diffused -
aeration tanks and comparision with full-scale plant data. Wat Sci Tech 30
(4): 71-80.
Pronk J. T., Meulenberg R., Hazeu W., Bos P. & Kuenen J.G. (1990). Oxidation
of reduced inorganic sulphur compounds by acidophilic thiobacilli. FEMS Microbiol
Rev 75:293-306.
Ramahlo, R. Tratamiento de aguas residuales. Reverté. 1996. Madrid, España. pp
705.
Reardon, D.J. (1995). Turning down the power. Civ Eng 65 (8): 54-56.
136
Rosso, D. & Stenstrom, M.K. (2006). Surfactant effects on a factors in aereation
systems. Wat Resech 40: 1379-1404.
Rosso, D. & Stenstrom, M.K. (2008). Aeration of large-scale municipal wastewater
treatment plants: state of the art. Wat Sci Tech 57 (7): 973-978.
Ronzano, E. & Dapena J. L. (2002). Tratamiento biológico de aguas residuales.
Díaz Santos. 1a edición. España. pp 524.
Sardiñas, O. & Pérez A. (2004). Determinación de nitrógeno amoniacal y total en
aguas de consumo y residuales por el método de fenato. Rev Cubana Hig
Epidemiol [online]. 2004, vol.42, (2): 0-0.
Sayed, S. & De Zeeuw, W. (1988). Anaerobic degradation of various
fractions of
laughterhause wastewater. Biological Waste 24: 199-212.
Schade, M. & Lemmer, H. (1994). Counting bacteria of selected metabolic groups
in activated sludge-an assessment of methods. Wat Sci Tech 29 (7): 75-79.
Seoánez, M. (2002). Manual de tratamiento, reciclado, aprovechamiento y gestión
de las aguas residuales de las industrias agroalimentarias. MundiPrensa.
Madrid. pp 465.
Silva R.; Longeri L.; Vidal, I. & Sandoval, M. (1998). Influencia de la temperatura y
humedad sobre la oxidación de azufre elemental en un suelo derivado de
cenizas volcánicas. Agricultura Técnica (Chile): 58(3): 213-220
137
Sliekers, A.O., Haaijer, C.M., Stafsnes, M.H., Kuenen, J.G. & Jetten, M.S.M.
(2005). Competition and coexistence of aerobic ammonium- and nitrite-
oxidizing bacteria at low oxygen concentrations. Appl Microbiol Biotechnol
68:808-817.
Soddell, J. A. & Seviour, R. J. (1990). A review: microbiology of foaming in
activated sludge plants. J Appl Bacteriol 69: 145-176.
Sollfrank, U. Kappeler, J. & Gujer, W. (1992). Temperature effects on wastewater
characterization and the release of soluble inert organic material. Wat Sci
Tech 25(6): 33-41.
Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater American Public
Health Association. (1976). Highteenth Street, N.H., Washington, D.C. 20036,
14th edition.
Standar Methods for the Examination of Water and Wastewater American Public
Health Association. (1993). American Water Works Association and Water
Pollution. Control Federation. 16 th edition.
Starkey R. L. (1935). Isolation of some bacteria which oxide thiosulfate. Soil
Science 39:197-219.
Stenstrom, M.K., Vazirinejad, H.O. & Ng, A. (1984). Economic evaluation of
upgrading aeration systems. J Water Pollut Control Fed 56 (1): 20-26.
Stewart, P.S. & Franklin M. (2008). Physiological heterogeneity in biofilms.
Nat Rev Microbiol 6:199-209
138
Suman Raj D. S., Hima Bindu V., Reddy, M. R. P. & Anjaneyulu, Y. (2004). Aerobic
oxidation of common effluent treatment plant wastewaters and sludge
characterization studies. International Journal of Environmental Studies 61:
99 – 111.
Tendaj, M., Reinius, G &, Hultgren, J. (1992) Some observations on nitrification
and denitrification following full-scale trials at Henriksdal and Bromma
sewage treatment plants in Stockholm. Wat Sci Tech 24:195-202.
Tenks, D.B. (1976). Quality Control in Clinical Laboratories with Special Reference
to Clinical Chemistry Laboratories. Chem General Diagnostics. pp 175-178.
Tesauro de Ingeniería Sanitaria y Ciencias del ambiente. REDIPICSA
OPS/OMS.1984.
Tsukamoto, R.Y. (2002). Tratamiento Primario Avanzado: El paradigma Moderno
de Tratamiento de Aguas Residuales Sanitarias.
Valdés, M. & Medina, N. (2005). Ecología microbiana del suelo. Compendio
práctico. Instituto Politécnico Nacional. Dirección de Publicaciones. México.
pp 161.
Wanner, J. (1994). Activated sludge population dynamics. Water Sci Technol 30
(11): 159-169.
Winkler, M. (1986). Tratamiento biológico de aguas residuales. Limusa, 2ª edición,
México, D.F. pp 15-44.
139
Yamamoto, R. et al. (1994). Ecological interactions among denitrification, poly-P
accumulation, sulfate reduction, and filamentous sulfur bacteria in activated
sludge. Wat Sci Tech 30 (11): 201-210.
Yáñez, F. (1980). Transferencia de oxígeno y aireación. Centro. Panamericano de
Ingeniería Sanitaria y Ciencias del Ambiente (CEPIS). Perú. pp 60
Zhao, QI., Li, W. & You, Sj. (2006). Simultaneous removal of ammonium-nitrogen
and sulphate from wastewaters with an anaerobic attached-growth bioreactor.
Wat Sci Tech 54 (8): 27-35.
140
Páginas web consultadas
URL-1 http://www.agualatinoamerica.com/docs/pdf/5-6-02int.pdf
URL-2 http://www.analizacalidad.com/aguas.pdf
URL-3 http://www.bvsde.paho.org/bvsacd/scan2/05862/05862-11.pdf
URL-4 http://books.google.com.mx/books?id=30etGjzPXywC&printsec=frontcover#PPA252,M1
URL-5 http://cbs.xoc.uam.mx/licenciaturas/biologia/documentos/gmcb.pdf
URL-5 http://scriptusnaturae.8m.com/Articulos/FijN/nitrogenasa
URL-6 www.ibvf.cartuja.csic.es/Cianobac_Diferenciacion/Diferenciacion_Cianobac.htm
URL-7
http://books.google.com.mx/books?id=19ffPAm3E3kC&pg=PA174&lpg=PA174&dq=figura+de+Asimilaci%C3%B3n+del+am
onio+por+las+enzimas+glutamina+sintetasa+y+glutamato+sintasa&source=bl&ots=BOoimnZWQK&sig=6evhSefaSlmgYx8a
RHe7fY1YsaM&hl=es&ei=1L19S43OLo-
nnQe408zKBA&sa=X&oi=bookresult&ct=result&resnum=10&ved=0CC0Q6AEwCQ#v=onepage&q=
figura%20de%20Asimilaci%C3%B3n%20del%20amonio%20por%20las%20enzimas%20glutamina%20sintetasa%20y%20gl
utamato%20sintasa&f=false
URL-8 www.miliarium.com/Proyectos/Nitratos/Nitrato/CicloNitrogeno.asp
URL-9 todoexpertos.com/categorias/ciencias-e
ingenieria/respuestas/362737/dbo-dqo
URL-10
http://books.google.com.mx/books?id=epi_sNsEOQEC&printsec=frontcover&dq=depuracion+de+las+aguas+residuales+Mar
iano+seoanez&source=bl&ots=XTV9mBuwT&sig=aH7F1bRjzEejj3rRF7KPuTF7ol4&hl=es&ei=SmBS_DXGorgsQPek9j8Cw
&sa=X&oi=book_result&ct=result&resnum=1&ved=0CAYQ6AEwAA#v=onepage&q=&f=
141
URL-11 office.microsoft.com/es-es/excel/fx100487623082.aspx?ofcresset=1
URL-12 www.hiru.com/es/matematika/matematika_06600.html
URL-13 www.wiziq.com/tutorial/11026-Intervalos-de-Confianza
URL-14
http://books.google.com.mx/books?id=H_8vZYdL70C&pg=PA66&lpg=PA66&dq=intervalo+de+confianza+t+stu
dent&source=bl&ots=QF0dbpPrJn&sig=rZetk1VSGmCYOU5gn0t9nta161A&hl=es&ei=5HT7SqHfNJWrnge9lb
WMBQ&sa=X&oi=book_result&ct=result&resnum=9&ved=0CBwQ6AEwCA#v=onepage&q=intervalo%20de%2
0confianza%20t%20student&f=false
URL-15 www.cepis.org.pe/bvsaidis/aresidua/i-146.pdf
URL-16 www.des_ia.umich.mx/~des_ia/fades06/C20.pdf
URL-17 www.eluniversal.com.mx/cultura/56348.html
URL-18 www.xtec.cat/~gjimene2/llicencia/students/03aguas.html
ULR-19 www.lagoonsonline.com/ripple.htm
URL-20 http://educasitios.educ.ar/grupo068/
URL-21
http://books.google.com.mx/books?id=G3ixH8ALMpcC&pg=PA201&dq=microorga
nismos+amonificantes&cd=6#v=onepage&q=%20oxidadores%20de%20amonio&f
=false
142
URL-22
http://www.prodti.us.es/congreso/ponencias/TRATAMIENTO/OETTINGER.pdf
URL-23 http://www.bvsde.paho.org/bvsaidis/aresidua/i-159.pdf
URL-24
http://translate.google.com.mx/translate?hl=es&langpair=en%7Ces&u=http://www.
envisupply.com/rentals/sampling/KemmererSampler.htm
URL-25 http://www.uprm.edu/biology/profs/massol/manual/p3-azufre.pdf
URL -26
http://books.google.com.mx/books?id=k8bIixwJzYUC&pg=PA283&lpg=PA283&dq=microbiologia+r
eactivo+de+nessler&source=bl&ots=l0KxUxr4G-&sig=AshVY50V_9-
rjVAgSu0YU7GXiBU&hl=es&ei=txyTS-
mdNYT6sgP2jqj8Aw&sa=X&oi=book_result&ct=result&resnum=5&ved=0CBQQ6AEwBA#v=onepag
e&q=amonio&f=false
URL-27 http://www.monografias.com/trabajos-pdf/uso-bacterias-sulfuricas/uso-
bacterias-sulfuricas.pdf