revisiÓn de plantas y dosis utilizadas para el control

1

REVISIÓN DE PLANTAS Y DOSIS UTILIZADAS PARA EL CONTROL BIOLÓGICO DE MOSQUITOS.

LAURA CAMILA RAMOS CHACÓN

ANGELA DANIELA SALGADO RUBIANO

UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DEL MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES

TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL BOGOTA D.C

2021

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REVISIÓN DE PLANTAS Y DOSIS UTILIZADAS PARA EL CONTROL BIOLÓGICO DE MOSQUITOS.

Laura Camila Ramos Chacón

cód.20171085030 Angela Daniela Salgado Rubiano

Cód.20171085002

Proyecto de grado en modalidad Monografía presentado como requisito parcial para optar

por el título de Tecnólogas en Saneamiento Ambiental

Diego Tomas Corradine Mora

Médico Veterinario – MSc. Salud Pública Director

Universidad Distrital Francisco José de Caldas

Facultad del Medio Ambiente y Recursos Naturales Tecnología en Saneamiento Ambiental

Bogotá D.C 2021

3

DEDICATORIA.

Dedico este logro alcanzado en primer lugar a Dios, por permitir que cada paso de este proceso

personal y profesional lo pudiera dar, por brindarme paciencia, fortaleza y salud para poder

culminar este proyecto de la mejor manera.

A las personas que hicieron todo en la vida para que yo pudiera alcanzar mis sueños, mis padres

Anibal Ramos Herrera y Cielo Chacón Esquivel, gracias por siempre darme la mano.

A mi familia: Julieth Natalia, Valery Juliana y Yensi Liliana por siempre estar a mi lado y

motivarme siempre.

A Angela por pasar este proceso junto a mi puesto que hubiera sido más aburrido y tedioso sin

ella.

Finalmente, a mi pequeño Gabriel, por ser ese motor diario desde hace 7 meses y por darme

las fuerzas necesarias para culminar con éxito mi proceso.

Laura Camila Ramos Chacón.

4

DEDICATORIA.

El presente logro se lo dedico en primera instancia, a mi mamá Pilar Rubiano, es ella quien

merece este avance en mi proceso educativo dado que es la persona que instruye mi vida, me

motiva a mejorar y lograr mis metas.

A Nalla y Doggy por darme el amor más leal que en mis días existe y a mis hermanos Miguel y

Camila, por ser mi compañía.

A Laura Ramos Chacón, por ser mi amiga más que mi compañera de monografía, ser paciente

y ayudarme mientras espera a su bebé.

Ángela Daniela Salgado Rubiano

5

AGRADECIMIENTOS Agradecemos a nuestros padres por apoyar nuestros sueños, por confiar y siempre creer en

nosotras, por los valores y principios enseñados.

Agradecemos al docente Diego Tomas Corradine Mora, director de nuestro proyecto de grado

en la modalidad de monografía quien compartió con nosotras su conocimiento, nos guio con

paciencia.

Ángela Daniela Salgado Rubiano y Laura Camila Ramos Chacón.

6

Tabla de contenido

Resumen

Abstract

1. Introducción ..................................................................................................................... 10

2. Problema o pregunta de investigación ............................................................................. 11

3. Antecedentes y justificación ............................................................................................ 11

4. Objetivos ......................................................................................................................... 12

4.1. Objetivo general ........................................................................................................... 12

4.2. Objetivos específicos ................................................................................................... 12

5. Marco Teórico ................................................................................................................. 12

5.1. Mosquitos .................................................................................................................... 12

5.1.1 Etapas del ciclo vital ...................................................................................................... 14

5.1.2 Control de mosquitos ..................................................................................................... 17

5.1.3 Extractos botánicos ....................................................................................................... 19

6. Metodología .................................................................................................................... 19

7. Desarrollo de la propuesta .............................................................................................. 20

7.1 Inhibición de la Oviposición .......................................................................................... 20

7.2 Control de Larvas ........................................................................................................ 22

7.3 Control de Adultos ....................................................................................................... 38

8. Analisis de resultados...................................................................................................... 42

8.1. Analisis de resultados inhibición de la oviposicion. ...................................................... 42

8.2. Analisis de resultados control de larvas. ...................................................................... 43

8.3. Análisis de resultados control de adultos. .................................................................... 45

9. Conclusiones ................................................................................................................... 47

10. Bibliografía ................................................................................................................... 48

7

Índice de Tablas

Tabla 1. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra

Mosquitos de la familia Anopheles.


Mosquitos de la familia Aedes.


Mosquitos de la familia Culex.

Tabla 4. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de

la familia Anopheles.


la familia Aedes.


la familia Culex.

Tabla 7. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de

la familia Anopheles.


la familia Aedes.


la familia Culex.

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Resumen

Los mosquitos son insectos que ocupan una categoría importante como transmisores de enfermedades,

los cuales tienen una importancia económica y social alrededor del mundo, en donde el hombre es el

más afectado.

El uso de insecticidas comerciales, los cuales incluyen la aplicación de productos agroquímicos

sintéticos, ocasiona consigo problemas para la salud humana, los ecosistemas agrícolas, el medio

ambiente en su sentido más amplio y resistencia a los mismos; por ende, teniendo en cuenta lo

mencionado anteriormente, surgen preocupaciones frente al objetivo de lograr la mitigación de los

peligros que representa el uso de dichos insecticidas. El hecho de emplear alternativas basadas en

extractos naturales es una opción viable, teniendo en cuenta que obtenemos una alta efectividad en el

control biológico de los mosquitos, evitando la aparición de efectos secundarios que sean nocivos para

el entorno y los individuos que en él encontramos. En la presente monografía se realizó una revisión

exhaustiva de alrededor de 115 artículos científicos y reportes de investigación en donde se logró

categorizar la información sobre el control biológico de mosquitos, de los cuales 7 se clasifican en

repelentes para la oviposición,8 ovicidas,96 para larvicida , 1 para otro tipo de efecto ,9 para insecticida

y 15 para repelente, empleando extractos botánicos, los cuales fueron evaluados previamente y con los

que podemos evidenciar su uso como repelente o insecticida, verificando la efectividad de los mismos

en etapas correspondientes a la inhibición de la oviposición, larvas y adultos.

Palabras claves: Mosquitos, insecticidas, extractos botánicos, control biológico,

repelente, insecticida, oviposición, larvas.

9

Abstract

Mosquitoes are insects that occupy an important category as transmitters of diseases, which have an

economic and social importance around the world, where man is the most affected.

The use of commercial insecticides, which include the application of synthetic agrochemical products,

causes problems for human health, agricultural ecosystems, the environment in its broadest sense and

resistance to them; therefore, taking into account the aforementioned, concerns arise regarding the

objective of achieving mitigation of the dangers represented by the use of said insecticides. The fact of

using alternatives based on natural extracts is a viable option,

taking into account that we obtain a high effectiveness in the biological control of mosquitoes, avoiding

the appearance of side effects that are harmful to the environment and the individuals that we find in it.

In this monograph an exhaustive review of around 115 scientific articles and research reports was carried

out in which it was possible to categorize the information on the biological control of mosquitoes, of which

7 are classified as repellants for oviposition, 8 ovicides, 96 for larvicide, 1 for another type of effect, 9 for

insecticide and 15 for repellent, using botanical extracts, which were previously evaluated and with which

we can evidence their use as a repellent or insecticide, verifying their effectiveness in stages

corresponding to the inhibition of oviposition, larvae and adults.

Keywords: Mosquitoes, insecticides, botanical extracts, biological control, repellent, insecticide,

ovipositi,larvae.

10

1. Introducción

Dado que los mosquitos representan una amenaza para la salud del hombre y de los animales debido a

que actúan como vectores de distintas enfermedades, se hace evidente que el control de estos

organismos es esencial en temas de salud pública; es por ello, que los plaguicidas se han convertido en

una parte indispensable de los programas mundiales de gestión integrada de vectores. (Morner et al.,

2002)

Los mosquitos son el principal vector de transmisión de malaria, dengue, fiebre amarilla, filariasis,

esquistosomiasis, etc., causando millones de muertes cada año; también causan respuestas alérgicas

en humanos que incluyen piel local y reacciones sistémicas como angioederma (Organización Mundial

de la Salud. 2020)

El control de mosquitos se ha vuelto cada vez más difícil debido a los usos indiscriminados de

insecticidas químicos, los cuales producen un impacto adverso en el medio ambiente generando así una

perturbación en el equilibrio biológico ya que no son fácilmente degradables y se propagan tóxicos

efectos; en el caso puntual de los mosquitos, el hecho de aplicar insecticidas en estanques, pozos y

otros cuerpos de agua pueden causar peligros para la salud de seres humanos y animales. (Devine et

al., 2008).

Debido a la problemática mencionada anteriormente es necesario desarrollar nuevas estrategias para

el control selectivo de mosquitos con el fin de lograr la prevención de las enfermedades; en

consecuencia, una alternativa es el control biológico, en donde se utiliza un agente para reducir el

tamaño de una población de insectos vectores o plagas, de allí surge el concepto de manejo integrado

de plagas, incluyendo controladores biológicos y la implementación de insecticidas de origen vegetal,

los cuales proporcionan modos de acción novedosos y reducen el impacto ambiental. (Organización

Mundial de la Salud. 2013)

Se hace necesario evaluar insecticidas vegetales que no presenten riesgo alguno para el ser humano,

sean efectivos en el control de mosquitos, no generen impactos al medio ambiente y en los que los

costos no sean demasiado elevados; es por ello, que se realizará un compendio de bibliografía en la

cual podremos encontrar las plantas que han sido evaluadas para el control de la oviposición y acción

insecticida en larvas y adultos de Aedes, Anopheles y Culex.

Los extractos o aceites esenciales de plantas son alternativas viables ya que no son tóxicos, presentan

una disponibilidad inmediata y son potencialmente adecuados para el control de larvas de mosquitos,

11

además de que tienen menos efectos nocivos en terceros ya que son selectivos y, por otra parte, los

componentes defensivos de las plantas son biodegradables, por lo que no se van a presentar efectos

residuales sobre el medio biológico. (Leyva et al., 2017).

2. Problema o pregunta de investigación

¿Qué extractos botánicos son eficientes para el control biológico de mosquitos?

3. Antecedentes y justificación

Los mosquitos se encuentran en el centro de la investigación entomológica mundial debido a su

importancia, ya que afectan tanto a humanos como a animales. Más de la mitad de la población

mundial vive bajo el riesgo de infectarse con mosquitos que transmiten los agentes causantes de

enfermedades como la malaria, el dengue, chikunguña, fiebre del Nilo Occidental, encefalitis japonesa

o filariasis linfáticas. (Murugesan y Thilagavathy, 2008).

Las valoraciones realizadas por la Organización Mundial de la Salud (OMS) muestran que, en 2006, las

personas que tuvieron enfermedades transmitidas por mosquitos corresponden a 247 millones, de las

cuales murieron alrededor de un millón de personas. (Organización Mundial de la Salud, 2020).

El control vectorial es un aspecto necesario para evitar y disminuir la propagación de enfermedades

transmitidas por mosquitos, gracias a su efectividad es la primera línea de acción en cuanto a defensa

de las mismas; pero es necesario resaltar que el uso continuo de insecticidas sintéticos puede conducir

a un desarrollo de resistencia a los mismos y causando afectaciones permanentes en el entorno,

resultando perjudicial para animales y humanos a largo plazo. Teniendo en cuenta lo anterior, es

importante buscar insecticidas alternativos, los cuales sean fácilmente degradables, para controlar los

mosquitos vectores y cuidar el entorno; de forma tal, que puedan ser empleados dentro y alrededor de

una habitación en donde se encuentren otros individuos y no se vean afectados. Diversas fuentes

determinan que el uso de algunos extractos naturales, presentan componentes biológicamente activos

que ejercen control en los mosquitos, siendo biodegradables. El presente documento, tiene como fin

recopilar la información de aquellas plantas que poseen un potencial eficiente para el control de

mosquitos vectoriales, gracias a los componentes defensivos presentes en las mismas; esto con el fin

de encontrar y aplicar alternativas viables para el medio ambiente, mediante la mitigación de agentes

químicos residuales presentes en insecticidas convencionales encontrados en el mercado y evitar los

efectos secundarios generados por los mismos en la salud de humanos y animales.

12

4. Objetivos

4.1. Objetivo general

Llevar a cabo un compendio de información basado en el estudio de extractos botánicos para el

control biológico de mosquitos, que presentan afectaciones en el área de la salud pública.

4.2. Objetivos específicos

● Investigar información de contenido científico-técnico, libros, bases de datos y literatura

precisa y oportuna sobre la aplicación de extractos esenciales de origen vegetal para el

control biológico de mosquitos.

● Categorizar la efectividad de los extractos naturales como estrategias de control, aplicados

en mosquitos adultos, larvas e inhibición de oviposición.

● Realizar la compilación de la información obtenida a lo largo de la investigación

identificando las plantas con mejor efectividad comprobada.

5. Marco Teórico

5.1. Mosquitos

Los mosquitos (nombre científico Dípteros que en griego significa "dos alas") son aquellos

insectos caracterizados, en el estado adulto, por la presencia de un solo par de alas, que

funcionan como órganos de propulsión aérea, las alas posteriores están presentes en el tercer

segmento torácico, las cuales transformadas en pequeños órganos claviformes (balancines o

halterios) tienen como función estabilizar el vuelo (Savat, 1968).

Los mosquitos son insectos, es decir, que al igual que otros grupos de animales como los

crustáceos (bichos bolita, langostinos, camarones, cangrejos), quilópodos (ciempiés) y arácnidos

(arañas, ácaros, garrapatas y escorpiones) pertenecen al grupo de los artrópodos (”patas

articuladas”). Se caracterizan por presentar apéndices del cuerpo como patas y antenas,

divididos en segmentos articulados entre sí y su característica más llamativa es el exoesqueleto

o cutícula articulado, secretado por la epidermis subyacente. Este esqueleto externo es protector;

a menudo impermeable y brinda puntos de inserción a los músculos; éste no crece, y, por lo

tanto, a medida que el animal progresa y se desarrolla debe descartarlo y volver a formarlo,

proceso conocido como muda; al exoesqueleto descartado se lo denomina exuvia. (Rossi, G. &

Almiron, W. 2004).

13

Los artrópodos, al igual que muchos otros animales, presentan una simetría bilateral, de modo

que tienen una línea media del cuerpo la cual lo divide en dos mitades (derecha e izquierda) más

o menos equivalentes; se considera que la simetría bilateral es una adaptación a la movilidad.

En estos animales, el extremo anterior o frontal por lo general tiene una cabeza, donde se

concentran los órganos de los sentidos; de este modo, la cabeza puede recibir la mayor parte de

los estímulos del ambiente, en tanto que el extremo posterior puede estar dotado de estructuras

especializadas para la locomoción. Los mosquitos adultos, como los insectos en general,

presentan el cuerpo dividido en tres regiones (cabeza, tórax y abdomen), poseen un par de

antenas, dos pares de alas y tres pares de patas. Los mosquitos pasan por cuatro estados

durante su ciclo biológico: HUEVO, LARVA, PUPA y ADULTO. Los estados inmaduros (huevo,

larva y pupa) son acuáticos, en tanto que el adulto es de vida terrestre y se denomina criadero a

todo ambiente acuático donde viven y se desarrollan las formas inmaduras de mosquitos. (Rossi,

G. & Almiron, W. 2004).

● Importancia en la Salud pública

Enfermedades humanas son transmitidas por vectores, tales como: paludismo, dengue,

filariasis linfática, enfermedad de Chagas, leishmaniasis, fiebre chikunguña, zika, fiebre

amarilla y esquistosomiasis; dichas enfermedades corresponden a un aproximado del 17% de

la carga mundial y afectan a las poblaciones más pobres, debido a que factores sociales,

demográficos y medioambientales son determinantes para la propagación de los patógenos

de transmisión vectorial.

Gran parte de las enfermedades transmitidas por vectores se pueden prevenir empleando un

control sobre los mismos, siempre y cuando dicho control se realice correctamente, esto

incluye un firme compromiso político y financiero en donde se implementen intervenciones

adaptadas a las situaciones locales.

Es por ello que en respuesta a la necesidad, se requiere el desarrollo de recursos y competencias

entomológicas (y malacológicas) en el ámbito de la salud pública, la adopción de un programa

nacional de investigación adecuadamente definido, una mejor coordinación intrasectorial e

intersectorial, la participación de la comunidad en el control de vectores, el fortalecimiento de los

sistemas de monitoreo y la implementación de intervenciones innovadoras de eficacia

demostrada (Organización Mundial de la Salud. 2017)

● Importancia sanitaria de Culicidae

14

Los mosquitos requieren una particular atención en todo el mundo debido a su importancia

sanitaria como reservorios y vectores de importantes enfermedades. El papel que desempeñan

como vectores de enfermedades humanas es perfectamente conocido y, en consecuencia, el

patógeno, el mosquito vector y el hombre susceptible son los tres eslabones de la cadena

epidemiológica que se deben tener en cuenta en los estudios relacionados con estos insectos de

interés sanitario. Su interferencia en el trabajo de campo, en la cría de ganado y en su producción

se ve reflejada en las pérdidas que provocan y los daños ocasionados en la ganadería pueden

expresarse como reducción de la producción de leche y pérdida de peso del ganado. La

transmisión de patógenos al ganado es también digna de tener en cuenta; los vectores más

importantes de enfermedades, respecto a patologías animales, son las garrapatas, en segundo

lugar, los mosquitos y luego los flebótomos, simulium y tábanos. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).

5.1.1 Etapas del ciclo vital

● Oviposición

La oviposición es la última fase de reproducción de los insectos, los mosquitos hembras tienen

una oviposición aproximada entre 50 y 500 huevos en un promedio de 2 a 4 días (o más en

climas templados fríos) después de la ingesta de sangre. Por lo general, los mosquitos se pueden

dividir en dos grupos según su comportamiento de puesta de huevos 6 y si los embriones entran

o no en un período de latencia (período de descanso activado externamente) o diapausa (período

de descanso genéticamente determinado) (Becker et al., 2003).

La oviposición en mosquitos (puesta de huevos), no se evidencia con mucha frecuencia en

condiciones naturales; generalmente, las hembras realizan la oviposición en horas del día que

haya baja luminosidad o en la noche. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).

Los huevos constan de una cubierta llamada corion y por lo general es de color claro en el

momento de la puesta, luego de unas horas tienden a presentar una apariencia más oscura.

Respecto al tamaño de los huevos, éste varía según la especie de mosquito, pero en términos

generales no alcanzan el milímetro de longitud, presentan tendencias entre 0,6 y 0,8 mm. (Rossi,

G. & Almiron, W. 2004).

En cuanto a la eclosión, los huevos pueden ser divididos en dos categorías: 1) aquellos que

eclosionan inmediatamente después del desarrollo embrionario, como ocurre en Anopheles,

Culex, Mansonia, Uranotaenia; 2) aquellos que presentan un período de reposo luego del

15

desarrollo embrionario y que antecede a la eclosión, como ocurre en Aedes, Ochlerotatus y

Psorophora. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).

Los programas de control de mosquitos para que sean efectivos no se pueden ejecutar sin

realizar una inspección, en donde se ubiquen los principales sitios de crianza de los mosquitos,

para definir las zonas más importantes a tratar ante esta problemática, reduciendo los niveles de

enfermedades contagiadas por estos vectores (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).

● Larva

La larva es la fase en la que el mosquito deja el huevo. Esta vive en el agua, aunque sube a la

superficie para respirar; son tubulares y ágiles, con cabeza redondeada, mudan su piel cuatro

veces aumentando de tamaño es por ello que se consideran cuatro estadios larvarios, se

alimentan de microorganismos y materia orgánica presentes en el agua, cuentan con un sifón

presente en la parte posterior del cuerpo, que les facilita la respiración, para ello es necesario la

suspensión en la superficie del agua cada cierto tiempo (Montaño, 2002).

Las larvas de mosquitos generalmente son acuáticas y poseen una gran movilidad con un cuerpo

que se divide en: cabeza, tórax y abdomen; su alimentación se basa en microorganismos

(bacterias, hongos, protozoos) y detritos orgánicos (animales y vegetales) los cuales encuentran

en el agua y pueden consumir gracias a los cepillos bucales que poseen. (Rossi, G. & Almiron,

W. 2004).

En el caso de las larvas de Anopheles, éstas pueden rotar su cabeza 180° para así buscar el

alimento en la superficie del agua, mientras que los demás mosquitos obtienen su alimento en

diferentes profundidades del agua; existen también larvas depredadoras, en las cuales los

cepillos bucales toman forma de garras para atrapar a las presas, entre ellas se pueden citar las

siguientes especies: Toxorhynchites, Psorophora y Culex. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).

En cuanto a la respiración en larvas, estas se dirigen periódicamente a la superficie con el fin de

llevar a cabo dicha acción, aunque cabe aclarar que estando sumergidas el proceso de

respiración continúa, efectuándose por medio del tegumento. (Montaño, 2002).

El abdomen posee un par de espiráculos (orificios respiratorios) en el extremo posterior, situados

dorsalmente en el octavo segmento (como en Anopheles) o bien en el extremo del sifón dorsal

(Aedes, Culex, Haemagogus, Limatus, Ochlerotatus, Psorophora, Toxorhynchites y Uranotaenia,

16

entre otros). Debe tenerse en cuenta que el sifón se encuentra ubicado dorsalmente y queda

perpendicular al eje del cuerpo de la larva (Rossi, G. & Almiron, W. 2004).

● Pupa

El estado de pupa es un período de transición en el que ocurren profundas transformaciones que

llevan a la formación del adulto y al cambio del hábitat acuático por el terrestre. Durante este

estado el individuo no se alimenta, por lo que los cambios que ocurren son posibles gracias a la

energía acumulada durante el estado larval. La cabeza y el tórax constituyen una estructura

única, llamada cefalotórax, en la que se destacan las trompetas respiratorias (estructuras

tubulares para la respiración). Los movimientos de la pupa están limitados al abdomen, siendo

éstos muy enérgicos y activos, aunque tienden a permanecer inmóviles, colocando la abertura

de las trompetas respiratorias en contacto con la superficie del agua para respirar. Como

mencionamos anteriormente, las pupas de Mansonia se fijan por medio de las trompetas

respiratorias a las raíces y tallos de plantas acuáticas, de donde obtienen oxígeno y están

protegidas de los depredadores. Dentro de cada especie, las pupas de los machos son de menor

tamaño que las de las hembras. Al final del estado de pupa, y en preparación para la emergencia

del adulto, las pupas extienden el abdomen casi paralelo a la superficie del agua. En general, la

duración del estado pupal es de alrededor de dos días en condiciones favorables. (Rossi, G. &

Almiron, W. 2004).

● Adulto

La última fase del ciclo de vida de los mosquitos es la adulta. Se caracterizan por tener una

cabeza pequeña, semiesférica, ojos reniformes, con facetas de igual tamaño, similares en ambos

sexos, sin ocelos. Poseen antenas con escapo muy pequeño, pedicelo agrandado, globoso y 13

flagelos largos y finos. Cada flagelómero con un mechón de pelos que son mucho más largos y

abundantes en el macho en relación con los de la hembra. Tórax ovoide, ensanchado

dorsalmente, por lo general muy escamoso dorsalmente menos en las partes laterales (Vargas,

1998).

Los adultos de los mosquitos tienen una apariencia de insectos pequeños, con un porte delgado

y patas largas, por dicho motivo son conocidos comúnmente como zancudos; por lo general, los

machos tienden a ser de menor tamaño que las hembras y dependiendo de las especies, el largo

del cuerpo de las hembras oscila entre 0,5 y 2 cm. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)

17

Los mosquitos adultos generalmente procuran estar en lugares húmedos y sin corrientes de aire

en donde permanecen en reposo, como: arbustos, hojas, raíces y troncos huecos; también

pueden ser encontrados debajo de piedras, en excavaciones, habitaciones, etc. (Rossi, G. &

Almiron, W. 2004)

Respecto a la alimentación en mosquitos, los machos se alimentan de sustancias azucaradas

como néctar de frutos y de éstos obtienen la energía necesaria para volar hasta encontrarse con

hembras de su especie y aparearse; las hembras por otra parte, también ingieren sustancias

azucaradas, pero a diferencia de los machos necesitan ingerir sangre (hematofagia) para poder

desarrollar los huevos. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)

Cuando un mosquito hembra pica al hospedador buscando una fuente de sangre, primero inyecta

saliva en el lugar de la picadura, ésta tiene efecto anestésico, anticoagulante e histamínico, de

modo que el hospedador no perciba al mosquito mientras pica, la sangre no coagule como

producto de la lesión ocasionada, y mucha sangre llegue rápidamente a la zona para que el

mosquito esté el menor tiempo posible en contacto con el hospedador; luego de ingerir sangre,

buscan un refugio donde descansar y así ciertas especies tienden a permanecer en las

habitaciones. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)

La longevidad de los mosquitos adultos está sujeta a condiciones climáticas y numerosos

infortunios a los que los individuos están expuestos en la naturaleza; también está relacionada

con el sexo, siendo las hembras más longevas que los machos. Observaciones sobre Aedes y

Anopheles indican un período de vida de aproximadamente dos semanas; Aedes aegypti vive en

promedio un mes o más, aunque estudios en laboratorio permitieron mantener hembras por

dieciséis y diecisiete semanas. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)

Las principales funciones del estado adulto son la reproducción y la dispersión; en general, se

considera que una hembra puede poner entre 100 y 300 huevos luego de una comida sanguínea.

A partir de la sangre ingerida, la hembra formará las reservas nutritivas de los huevos que

permitirán el desarrollo de los embriones. Cabe recordar que, a lo largo de su vida, una hembra

puede alimentarse varias veces con sangre y en consecuencia puede depositar una cantidad

importante de huevos. Para Aedes aegypti se han registrado hasta 750 huevos colocados por

una hembra. (Rossi, G. & Almiron, W. 2004)

5.1.2 Control de mosquitos

● Insecticidas

18

Los insectos son considerados portadores de enfermedades, como lo son las especies que

transmiten el dengue o la fiebre amarilla, para lograr un control de estos existen los insecticidas,

son sustancias destinadas a la prevención, destrucción y control de insectos; El producto en

general presenta grandes desventajas, pero tiene una gran importancia en los seres humanos

ya que son capaces de controlar las plagas que suele haber en la apicultura o la agricultura y en

los hogares en el día a día (Del Puerto Rodríguez, A.-M., etal, 2014).

Cuando millones de seres humanos mueren o quedan incapacitados anualmente por

enfermedades transmitidas por vectores, y el daño global por insectos, enfermedades

transmitidas por vectores, malezas y roedores se estima en > $ 100 mil millones anuales, se hace

evidente que el control de varios organismos nocivos es esencial para el desarrollo futuro de la

salud humana, la agricultura y la industria. En el proceso de dar cabida a estas necesidades

humanas vitales, los plaguicidas se han convertido en consecuencia en una parte indispensable

de los programas mundiales de gestión integrada de vectores. (Becker etal 2010).

- Insecticidas químicos

El objetivo de los métodos de control químicos consta de reducir la densidad y longevidad en los

mosquitos. Para llevar a cabo este método, se aplican insecticidas en las superficies y el entorno,

obteniendo así un efecto residual. (Organización Panamericana de la salud OPS, 2011).

- Insecticidas naturales

Los insecticidas de origen biológico nos brindan una acción novedosa, mientras se reduce el

riesgo de que exista resistencia por parte de los mosquitos; la aplicación de éstos es una

alternativa viable ya que son biodegradables y presentan una disponibilidad inmediata, además

de un bajo costo, sin necesidad de emplear metodologías complejas (Torres, Henao, & Pajon,

2007).

● Repelentes

Son sustancias que, por su olor o naturaleza, ofrecen protección contra las picaduras de insectos.

Se aplican sobre las diversas zonas expuestas del cuerpo mediante diferentes sistemas:

lociones, cremas, vaporizadores, roll-on, stick-gel, toallitas impregnadas, etc., a través de los

cuales los principios activos son depositados sobre la piel. Generalmente aseguran una

19

protección de 4 a 8 horas después de su utilización. No matan al insecto, pero lo mantienen

alejado de la zona donde se ha aplicado el repelente (Ministerio de salud, 2009).

La mayoría de repelentes o insecticidas que se encuentran en el mercado contienen

componentes químicos que pueden llegar a afectar tanto el entorno como la salud de las

personas para esto se deben buscar métodos como el control biológico, este se basa en la

introducción de organismos que depreden o parasiten las poblaciones de las especies que se

pretende controlar, que compitan entre ellas o las reduzcan de algún modo (OMS, 2020).

5.1.3 Extractos botánicos

Los extractos botánicos son métodos de control biológico, los cuales están compuestos de la

obtención de sustancias biológicamente activas presentes en los tejidos de plantas, por el uso

de un solvente (alcohol, agua, mezcla de estos u otro solvente selectivo) y un proceso de

extracción adecuado; de una misma planta, dependiendo de la parte de ella utilizada, del solvente

y de la técnica de extracción, podremos obtener una diferente gama de sustancias (Santamaría,

C. A, et al., 2015).

6. Metodología

● Fase I: Se buscó información en documentos hallados de bases de datos como

Science Direct, Oxford, Springer Nature, Proquest. También se hizo uso del buscador

académico de Google (Google Scholar), además se amplió la búsqueda con el RIUD

de la Universidad Distrital y en diversos textos científicos, con estudios descriptivos y

observacionales referentes a los extractos esenciales de origen vegetal para el control

biológico de mosquitos.

● Fase II: Se clasifico la información encontrada sobre los efectos de los extractos

naturales de diversas plantas según su evaluación bien sea como insecticidas en

adultos, repelentes, larvicidas o inhibidores de la oviposición.

● Fase III: Se analizó y seleccionó la información sobre cuales extractos esenciales de

origen vegetal demostraron efectividad para ser utilizados en el control biológico,

agrupándolos por tipo de plantas, diferentes partes de la planta, efectos y dosis

recomendados con mejor eficiencia en cada investigación. Después de esto se

realizaron las conversiones adecuadas unificando unidades de los efectos que causan

dejando todas en partes por millón (ppm).

● Fase IV: Con base a los resultados obtenidos en las fases anteriores se organizó la

20

información mediante el desarrollo de cuadros resumen de las revisiones hechas.

7. Desarrollo de la propuesta

7.1 Inhibición de la Oviposición

La Tabla 1, se presenta la información recopilada en cuanto a la planta y parte utilizada, así como la

concentración empleada para lograr su efectividad en la repelencia o inhibición de la oviposición sobre

mosquitos Anopheles stephensi.

Se encontraron cuatro artículos, en donde se emplean cuatro diferentes plantas con efectos ya sea de

repelente de la oviposición u ovicida especificados por colores (rojo y azul respectivamente) y

posteriormente se encontrará la fuente bibliográfica consultada.

Tabla 1. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra Anopheles.

Anopheles

Planta Parte

de la planta

Mosquito Repelente de la

oviposición/Ovicida

Bibliografía

Cassia fistula. Hoja Anopheles

stephensi

200 ppm = sin eclosión durante

18 horas

Govindarajan

et al, 2008.

Cassia obtusifolia. Hoja Anopheles

stephensi

92,5% de disuasión de la

oviposición a 400 ppm

Rajkumar y

Jebanesan,

2009.

Citrullus vulgaris Hoja Anopheles

stephensi

0% de incubabilidad = 300 ppm,

tiempo de protección de 119-

388 min = 1-5 mg ext. /cm 2,

regulación del crecimiento.

Mullai et al,

2008.

Sapindus

emarginatus

Semilla Anopheles

stephensi

96 h de exposición: CL50 =

1100 ppm

Koodalingam

et al,2009

En cuanto a las plantas eficaces para encontrar una acción ovicida o de repelencia en la Oviposición de

mosquitos pertenecientes a la familia Aedes, los cuales para este caso son: Aedes aegypti y Aedes

albopictus; se encontraron cinco artículos evidenciados en la Tabla 2, en donde se evalúa la acción de

21

cinco plantas especificando la parte que se utilizó en cada uno de los estudios realizados y haciendo

énfasis en las concentraciones empleadas por los autores, con el fin de demostrar la concentración en

la que el extracto empleado tendrá una mayor efectividad, además se especifica por colores si es

repelente de la oviposición u ovicida especificados (rojo y azul respectivamente) .

Tabla 2. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra Aedes.

Aedes

Planta Parte de la planta

Mosquito Repelente de la oviposición/Ovicida

Bibliografía

Cassia fistula (Lluvia de oro)

Hoja Aedes aegypti Sin eclosionar ≥ 120 ppm Govindarajan, 2009.


Hoja Aedes aegypti Sin eclosionar ≥ 140 ppm. Govindarajan,2009.


Hoja Aedes aegypti Sin eclosionar ≥ 160 ppm. Govindarajan, 2009.

Melia azedarach. (Cinamomo)

Hoja senescente

Aedes aegypti 1000 ppm = 100% disuasión de oviposición.

Coria et al, 2008.

Pemphis acidula (Lovinjo)

Hoja Aedes aegypti Sin eclosión 450 ppm. Magadula, 2009.


Hoja Aedes aegypti 18.8% de eclosión a 500 ppm. Magadula, 2009.

Pemphis acidula (Lovinjo).

Hoja Aedes aegypti Sin eclosión a 500 ppm. Magadula, 2009.

Swertia chirata (Genicana India).

Toda la planta

Aedes aegypti 1000 ppm = 11.4 (0-6 h),17.8 (6-12 h), 23.4 (12-18 h) % incubabilidad

Balaraju, 2009.

Syzygium aromaticum

Capullo de la flor

Aedes albopictus

CE50 ovídica = 200 ppm

Bhat y Kempraj, 2009.

Syzygium aromaticum

Hoja Aedes albopictus

CE50 ovídica = 370 ppm

Bhat y Kempraj, 2009.

Se encontraron un total de nueve artículos referentes a la acción ovicida o repelente de la oviposición

en mosquitos Culex quinquefasciatus, en donde se evaluaron once plantas cuya información se

encuentra consolidada en la Tabla 3, especificando así la parte de la planta utilizada y la concentración

en la que se debe emplear el extracto de la misma, con el fin de obtener resultados eficientes según los

22

autores de la bibliografía consultada además se especifica por colores si su efecto es repelente de la

oviposición u ovicida (rojo y azul respectivamente).

Tabla 3. Extractos de plantas ovicidas y repelentes de la oviposición con actividad contra Culex.

Culex

Planta Parte de la planta Mosquito

Repelente de la oviposición/Ovicida Bibliografía

Cassia fistula. (Caña Fìstula) Hoja

Culex quinquefasciatus

200ppm = sin eclosión durante 12 h, 39% eclosión después de 12-18 h (ctrl: eclosión en 3 h)

Govindarajan et al,2008.

Cucurbita colocynthis (Coloquintida) Hoja

Culex quinquefasciatus 0% eclosión = 450 ppm ext.

Mullai y Jebanesan,2007.

Cucurbita maxima (Calabaza/Zapallo) Hoja

Culex quinquefasciatus 0% eclosión = 600 ppm ext.

Mathew et al,2009.

Pongamia glabra Hoja Culex quinquefasciatus Sin eclosión > 350ppm

Samidurai,2009.

Pongamia glabra Hoja Culex quinquefasciatus Sin eclosión > 400ppm

Samidurai,2009.

Pongamia glabra Hoja Culex quinquefasciatus Sin eclosión >450 ppm

Samidurai,2009.

Sapindus emarginatus Semilla


96h de exposición: LC50 = 1300ppm

Koodalingam et al,2009.

Satureja hortensis. (La ajedrea de Jardìn)

Parte superior floreciente


200ppm= 100% disuasión de oviposición

Pavela,2009.

Swertia chirata Toda la planta


1000 ppm = 12,6 (0-6 h), 20,4 (6-12 h), 25,4 (12-18 h) % de incubabilidad

Balaraju,2009.

Thymus saturejoides (Tomillo, Serpol) Hierba


200ppm= 100% disuasión de oviposición

Pavela,2009.

Thymus vulgaris. (Tomillo)



200ppm = 100% disuasión de oviposición

Pavela et al,2009.

Thymus vulgaris., Satureja hortensis.


Disuasión 100% de oviposición (repelencia)

Pavela,2009.

Piper marginatum Aceite de hojas y tallos


Efecto disuasorio de la oviposición a 50 y 100 ppm (<50%)

Autran et al,2008.

7.2 Control de Larvas

Para el caso del control biológico mediante extractos de plantas empleados contra las larvas de

mosquitos de la familia Anopheles plasmado en la Tabla 4 , se encontraron 16 artículos, en donde se

23

evaluó la efectividad de 38 plantas que presentaron acción larvicida y se incluyó la parte de la planta

utilizada en cada estudio, así como la concentración empleada por los autores con el fin de lograr una

mayor efectividad en el control larvario de dichos mosquitos, también se especifica por colores si su

efecto es larvicida o si causa otro efecto (Azul y verde respectivamente).

Tabla 4. Extractos de plantas larvicidas y otros efectos con actividad contra Mosquitos de la familia

Anopheles.

Anopheles


Mosquito Estadio Larvicida/otro efecto Bibliografía

Andrographis paniculata

Hoja Anopheles subpictus

4 estadio LC50 = 67.2 ppm Elango et al,2009.

Annona cherimola

Semilla Anopheles sp.

4 estadio CL50= 120 ppm Bobadilla et al,2002.

Annona muricata

Semilla Anopheles sp.

4 estadio CL50= 40 ppm Bobadilla et al,2002.

Annona squamosa. (Anón)

Corteza de tallo, Corteza de raíz

Anopheles gambiae sp

Estadios 24 h LC50 = 13-50 ppm Kihampa et al,2009.

Annona squamosa.


4 estadio LC50 = 17.5 ppm Bagavan et al,2009.

Apium graveolens. (APIO)

Anopheles dirus

4 estadio LC50= 59.4 ppm LC95= 112 ppm

Pitasawat,2007.

Asteranthe lutea

Corteza de raíz


Estadios 24 h LC50 = 59 ppm Kihampa et al,2009.

Carum carvi.(alcaravea)

Anopheles dirus

4 estadio LC50=72.3 ppm LC95=105 ppm

Pitasawat,2007.

Cassia auriculata.


4 estadio

LC50 = 44.2 ppm

Kamaraj et al,2009.

Cassia auriculata.

Flor Anopheles subpictus

4 estadio

LC50 = 44.7 ppm

Kamaraj et al,2009.

Cassia fistula. Hoja Anopheles stephensi

Estadios LC50 = 18.0 ppm LC90 = 31.7 ppm


Cassia obtusifolia.

Hoja Anopheles stephensi

Estadios LC50 = 52.2 ppm LC90 = 109 ppm

Rajkumar y Jebanesan,2009.

24

Centella asiatica


4 estadio

LC50 = 26.6 ppm

Bagavan et al,2009.

Citrullus vulgaris



Mullai et al,2008.

Citrullus vulgaris



Mullai et al,2008.

Citrullus vulgaris



Mullai et al,2008.

Citrullus vulgaris



Mullai et al,2008.

Clitoria ternatea.

Semilla Anopheles stephensi

Estadios

LC50 = 65.2 ppm

Mathew et al,2009.

Curcuma zedoaria

Anopheles dirus

4 estadio LC50=29.7 ppm LC95=40.2 ppm

Pitasawat,2007.

Eclipta prostrata


4 estadio

LC50 = 78.3 ppm

Elango et al,2009.

Eucalyptus tereticornis


1 - 4 estadio 160 ppm de EO mata: 90-

95% de estadios

Nathan,2007.



1 estadio LC50 = 18.3 ppm LC90 = 51.6 ppm

Nathan,2007.




Nathan,2007.

Foeniculum vulgare (hinojo)

Anopheles dirus

4 estadio LC50=35.3 ppm LC95=38.8 ppm

Pitasawat,2007.

Gloriosa superba.


4 estadio

LC50 = 18.4 ppm

Bagavan et al,2009.

Lettowianthus stellatus

Corteza de tallo


Estadios

24 h LC50 = 93 ppm

Kihampa et al,2009.

Leucas aspera Flor Anopheles subpictus

4 estadio

LC50 = 53.2 ppm

Kamaraj el al,2009.

Ocimum basilicum.


Estadios LC50 (24 / 48 h) = 8.3 / 4.6 ppm

Maurya et al,2009.

Pergularia daemia


4 estadio

LC50 = 34.1 ppm

Bagavan et al,2009.

Polyalthia tanganyikensis

Corteza de raíz

Anopheles gambiae

Estadios

24 h LC50 = 96 ppm

Kihampa et al,2009.

25

Pongamia glabra

Anopheles stephensi

4 estadio

LC50 = 2100ppm

Shanmugasundaram et al,2008.

Rhinacanthus nasutus

Flor Anopheles subpictus

4 estadio

LC50 = 41.1 ppm

Kamaraj el al,2009.

Sapindus emarginatus

Grano de semilla

Anopheles stephensi

1-4 estadio

24h / 48 h LC50 = 1600 – 3300 ppm / 1500 – 3100 ppm

Koodalingam et al,2009.

Solanum torvum


4 estadio

LC50 = 35.3 ppm

Kamaraj et al,2009.

Solanum torvum

Semilla Anopheles subpictus

4 estadio

LC50 = 28.9 ppm

Kamaraj et al, 2009.

Tessmannia martiana var. Pauloi

Corteza de tallo


Estadios 83 deformidades en forma de cola causadas

Kihampa et al,2009.

Uvaria faulknerae

Corteza de raíz, corteza de tallo


Estadios

24 h LC50 = 27-82 ppm

Kihampa et al,2009.

Uvaria kirkii Corteza de raíz, corteza de tallo


Estadios

24 h LC50 = 48-95 ppm

Kihampa et al,2009.

Uvaria leptocladon

Corteza de tallo


Estadios

24 h LC50 = 88 ppm

Kihampa et al,2009.

Uvaria lungonyana

Corteza de tallo


Estadios

24 h LC50 = 93 ppm

Kihampa et al,2009.

Uvariodendron pycnophyllum

Corteza de tallo, corteza de raíz


Estadios

24 h LC50 = 56 ppm

Kihampa et al,2009.

Valeriana jatamansi

Raíz Anopheles culicifacies

Estadios

LC50 = 42.8 ppm

Dua et al,2008.

Valeriana jatamansi

Raíz Anopheles stephensi

Estadios

LC50 = 68.1 ppm

Dua et al,2008.

Vitex negundo.


4 estadio

LC50 = 44.4 ppm

Kamaraj el al,2009.

Zanthoxylum armatum

Raíz Anopheles stephensi

3 estadio

LC50 = 58 ppm

Tiwary et al,2007.

Zanthoxylum limonella

Anopheles dirus

4 estadio LC50=57.2 ppm LC95= 76.2 ppm

Pitasawat,2007.

26

En el caso de la acción larvicida encontrada en extractos botánicos contra la familia Aedes, se indagó

en 70 artículos, de los cuales encontramos efecto con 103 plantas. De las plantas empleadas se

utilizaron diferentes partes, las cuales se especifican en la Tabla 5, junto con los estadios en los que

cada una realizan el efecto en concentraciones precisas, según el estudio realizado por cada autor

citado, igualmente se especifica por colores si su efecto es larvicida o si causa otro efecto (Azul y verde

respectivamente).


Aedes.

Aedes


Mosquito Estadio Larvicida/Otro efecto Bibliografía

Agave sisalana Hoja Aedes aegypti

Estadios CL50=322 ppm Pizarro et al,1999.

Anacardium humile

Hoja Aedes aegypti

4 estadio CL50 = 20.9 ppm Porto et al,2008.

Anacardium humile

Hoja Aedes aegypti

4 estadio CL 50 = 20,9 ppm 24 h Porto et al,2008.

Annona cherimola

Semilla Aedes aegypti

4 estadio LC100=200 ppm Beltran y Viasus, 2015.

Annona cherimola


4 estadio LC100=250 ppm Beltran y Viasus, 2015.

Annona crassiflora

Corteza de la raíz, madera de raíz y tallo

Aedes aegypti

4 estadio CL50 <200 ppm Omena et al,2007.

Annona crassiflora

Raíz de corteza

Aedes aegypti

Estadios LC50=710 ppm Omena et al,2007.

Annona glabra Semilla Aedes aegypti

Estadios LC50=60 ppm Omena et al,2007.

Annona muricata


4 estadio 96% letalidad=500ppm Cardenas y Vargas, 2014.

Annona muricata


4 estadio 38.5 %letalidad=100ppm Cardenas y Vargas, 2014.

Annona muricata

Material vegetal seco

Aedes aegypti

Estadios

LC50 = 900 ppm

Parra et al,2007.

27

Annona muricata


4 estadio CL50= 20 ppm 48 H Bobadilla et al,2004.

Annona squamosa


4 estadio 98.7% letalidad= 500ppm Martínez y Zamora,2014.

Apium graveolens

Aedes aegypti


Pitasawat et al,2007.

Argemone subfusiformis

Hoja Aedes aegypti

4 estadio CL50=6,24 ppm Vidal et al,2009.

Artemisia abrotanum

Hoja Aedes aegypti

3 estadio CL50= 193 ppm Leyva et al,2008.

Auxema glazioviana

Fibra leñosa

Aedes aegypti

Estadios LD100 = 502,98 ppm Costa et al,2004.

Azadirachta indica (Neem)

Fruto Aedes aegypti

4 estadio LC50 = 2.900 ppm Shanmugasundaram et al,2008.

Azadirachta indica (Neem) con Pongamia glabra

Fruto Aedes aegypti

4 estadio LC50 = 2900 ppm Shanmugasundaram et al,2008.

Cananga odorata

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

CL50 = 52,9 ppm Smith et al,2014.

Cananga odorata

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio


Carica papaya Semilla Aedes aegypti

4 estadio LC50 = 48,8 ppm Gomez,2015.

Carum carvi (Alcaravea)

Aedes aegypti



Cassia fistula Hoja Aedes aegypti

Estadios 24 h LC50 = 10.7 ppm LC90 = 20.5 ppm

Govindarajan,2009.



Govindarajan,2009.



Govindarajan,2009.

Chamaecyparis formosensis

Duramen

Aedes aegypti


Kuo et al,2007.

Chamaecyparis formosensis

Duramen

Aedes albopictus


Kuo et al,2007.

Citrus sinensis Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio


Clitoria ternatea.


Estadios LC50 = 154 ppm Mathew et al,2009.

28

Cordia curassavica

Hoja Aedes aegypti

3 estadio LC50= 97,7 ± 1,0 ppm Santos et al,2006.

Cordia leucomalloides

Hoja Aedes aegypti

3 estadio LC 50 = 63,1 ± 0,5 ppm Santos et al,2006.

Coriandrum sativum

Toda la planta

Aedes aegypti

4 estadio LC50=438ppm Patiño, Salgado y Vega,2015.

Croton heliotropiifolius

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

CL50=544 ppm Doria et al,2010.

Croton pulegiodorus

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

LC50=159 ppm Doria et al,2010.

Croton rhamnifolioides

Hoja Aedes aegypti

Estadios LC50=122.35 ppm Santos et al,2014.

Croton zenhtneri

Hoja Aedes aegypti

3 estadio CL50 = 28 ppm Morais et al,2006.

Curcuma aromatica

Aedes aegypti

4 estadio CL50 de 57.15 ppm Rueda et al,2010.

Curcuma longa Rizoma Aedes aegypti


Curcuma zedoaria (Zedoaria)

Rizoma Aedes aegypti


Champakaew et al,2007.

Cymbopogon flexuosus

Hojas Aedes aegypti

3-4 estadio


Eucalyptus camaldulensis

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

LC 50=26.8 ppm Lucia et al,2008.

Eucalyptus dunnii

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

LC 50= 25.2 ppm Lucia et al,2008.

Eucaliptus grandis

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

CL50=32. 4 ppm Lucia et al,2007.

Eucaliptus globulus

Tallo y hojas

Aedes aegypti

4 estadio 1000 ppm = 87% de mortalidad

Arias,2015.

Eucaliptus globulus

Tallo y hojas

Aedes aegypti

4 estadio 100 ppm = 9% mortalidad Arias,2015.

Eucaliptus globulus

Hojas secas

Aedes aegypti

Estadios CL50= 5.856 ppm Rueda et al,2010.

Eucaliptus globulus

Hoja Aedes aegypti

4 estadio CL50= 5.856ppm Yáñez et al,2010.

Eucalyptus gunnii

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio


Eucalyptus saligna

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio



Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio


29

Eugenia brejoensis

Hoja Aedes aegypti

4 estadio LC 50=214,7 ppm Gomes et al,2015.

Eugenia piauhiensis

Hoja Aedes aegypti

3 estadio LC 50=230 ppm Gomes et al,2015.

Eugenia triquetra

Hoja Aedes aegypti

3 estadio LC 50 = 64,8 ± 5,6 ppm Mora et al,2010.

Eupatorium microphyllum

Material vegetal (tallos, hojas, flores y raíces)

Aedes aegypti

4 estadio CL50=37,722 ppm Rozo et al,2008.

Euphorbia tirucalli (Árbol de los dedos)

Corteza de tallo

Aedes aegypti

4 estadio LC50 = 4.25 ppm Rahuman et al,2008.

Foeniculum vulgare (Hinojo)

Aedes aegypti



Guarea humaitensis

Ramas Aedes aegypti

3 estadio LC (50) = 48.6 ppm Magalhães et al,2010.

Guarea scabra Hojas Aedes aegypti

3 estadio LC (50) = 98.6 ppm Magalhães et al,2010.

Guarea silvatica

Hojas Aedes aegypti

3 estadio LC (50) =117.9 ppm Magalhães et al,2010.

Guatteria blepharophylla

Hojas Aedes aegypti

3-4 estadio

LC50 = 58.72 ppm 24 H Aciole et al,2011.

Guatteria friesiana

Hojas Aedes aegypti

3 -4 estadio

LC50 = 52,60 ppm 24 H Aciole et al,2011.

Guatteria hispida

Hojas Aedes aegypti

3 -4 estadio

LC50 = 85,74 ppm 24 H Aciole et al,2011.

Hyptis martiusii Hoja Aedes aegypti

3 estadio CL50=18,2 ppm Costa et al,2005.

Jatropha curcas. (Coquillo)

Hoja Aedes aegypti


Kaempferia galanga. (Galanga)



Sutthanont et al,2010.

Lippia alba Hojas Aedes aegypti

3-4 estadio


Lippia origanoides

Hojas Aedes aegypti

3-4 estadio


Lippia sidoides Hoja Aedes aegypti


Melaleuca leucadendron

Hoja Aedes aegypti


30

Melaleuca quinquenervia

Hoja Aedes aegypti

Estadios LC50=47 ppm Leyva et al,2016.


Hoja Aedes Albopictus

Estadios LC50=49 ppm Leyva et al,2016.

Melia azedarach. (Cinamomo)

Hoja senescente

Aedes aegypti

Estadios LC50 = (96 h) 760 ppm Coria et al,2008.

Moringa oleifera

Semillas Aedes aegypti

3 estadio CL 50 =1260 ppm Ferreira et al,2009.

Myracrodruon urundeuva

Hojas Aedes aegypti

Estadios LC 50 = 433 ppm Souza et al,2011.

Ocimum americanum

Hoja Aedes aegypti

Estadios LC50 = 67 ppm Cavalcanti et al,2004.

Ocimum basilicum

Tallos, hojas y flores

Aedes aegypti

4 estadio mortalidad acumulada de 95%= 1500 ppm

Mejia y Perez,2018.

Ocimum gratissimum

Hoja Aedes aegypti

Estadios LC50=60 ppm Cavalcanti et al,2004.


Hoja Aedes aegypti

Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 22.1 / 43.7

Magadula et al,2009.


Hoja Aedes aegypti




Hoja Aedes aegypti

Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 57.7 / 107


Pimenta pseudocaryophyllus

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

CL 50 = 44,09 ppm Aciole,2009.

Pinus caribaea Hoja Aedes aegypti


Pinus caribaea (Pino macho)

Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

LC50 = 92 ppm Mullai et al,2007.

Pinus tropicalis Hoja Aedes aegypti


Piper aduncum Hoja Aedes aegypti

3-4 estadio

LC 50 = 289,9 ppm Marinho,2010.

Piper auritum Hojas Raíz, Corteza

Aedes aegypti

Estadios CL50=17 ppm Leyva et al, 2009.

Piper betle. (pimienta)

Hoja Aedes aegypti

Estadios LD50 = 86 ppm LD50 = 48 ppm

Gleiser et al,2007.

Piper marginatum

Hidrodestilación de hojas,

Aedes aegypti

Estadios LC100 =16 ppm Autran et al,2008.

31

tallos e inflorescencias

Piper marginatum (Cordoncillo negro)

Hoja, tallo, inflorescencia

Aedes aegypti

Estadios LC50 = 19-24 ppm Autran et al,2009.

Polygonum hydroperoides

Tallos

Aedes aegypti

4 estadio 60% mortalidad acumulada=2000ppm

Chiguasuque y Laverde,2015.

Pongamia glabra (Haya india)

Aedes aegypti

4 estadio LC50 = 1500ppm Shanmugasundaram et al,2008.

Porophylum ruderale

Flor y Hoja

Aedes aegypti

2 estadio LC50=774,82 ppm Fontes et al,2012.

Ricinus Communis


4 estadio LC50=725,906ppm Castellanos y Molano,2014.

Ricinus. communis

Material vegetal seco

Aedes aegypti

Estadios LC50=860 ppm Parra et al,2007.

Rollinia leptopeptala

Hoja Aedes aegypti

3 estadio LC50=104.7 ± 0.2 ppm Feitosa et al,2009.

Rollinia leptopeptala

Tallo Aedes aegypti

3 estadio LC50= 34.7 ± 0.3 ppm Feitosa et al,2009.

Rosmarinus officinalis

Aedes aegypti

4 estadio LC100=3000ppm Espinosa y Gomez,2013.

Ruta Graveolens

Tallo, Hojas y flores

Aedes aegypti

4 estadio LC50=52,875 ppm

Galeano y Calvo. 2014.

Ruta Graveolens

Hojas, tallos y flores

Aedes aegypti

estadio LC50=477,037ppm Castellanos y Molano,2014.

Scoparia dulcis Hoja Aedes aegypti

4 estadio CL 50 = 83,426 ppm CL 90 = 158.829 ppm

Dos Santos et al,2012.

Spondias purpurea

Hojas Aedes aegypti

3 estadio LC 50 = 39.7 ± 1.8 ppm 24 H

Lima et al,2011.

Swertia chirata (Genicana India)

Toda la planta

Aedes aegypti

1-4 estadio

LC50 = 193-339 ppm Balaraju et al,2009.

Swinglea glutinosa

Hojas Aedes aegypti

3-4 estadio


Syzygium aromaticum

Todo el clavo

Aedes aegypti

4 estadio 400ppm= 100% mortalidad

Manrique y Suares,2015.

Syzigium aromaticum

Hoja Aedes aegypti


Syzygium aromaticum

Capullo de la flor

Aedes albopictus

4 estadio LC50 = 17.8 ppm LC95 = 24000 ppm

Bhat et al,2009.

32

(Árbol del clavo)

Syzygium aromaticum (Árbol del clavo)

Hoja Aedes albopictus

4 estadio LC50 = 5300 ppm LC95 = 7000 ppm

Bhat et al,2009.

Tabernaemontana cymosa


3-4 estadio

CL50= 35,1 ppm Díaz et al,2012.

Tagetes erecta Raíces y flores

Aedes aegypti

3 estadio CL50 = 79,78 ppm Marques et al,2011.

Tagetes elliptica

Hojas Aedes aegypti

3 estadio LC 50 = 111,0 ppm Ruiz et al,2011.

Tagetes filifolia Hojas Aedes aegypti

3 estadio LC 50 = 47,7 ppm Ruiz et al,2011.

Tagetes lucida Hojas Aedes aegypti

3-4 estadio


Tagetes patula Hoja Aedes aegypti

4 estadio CL50=72,21 ppm Vidal et al,2009.

Trichilia hirta Semilla Aedes aegypti

3-4 estadio

CL50= 219,22 ppm Díaz et al,2012.

Valeriana jatamansi (Valeriana)

Raíz Aedes aegypti

Estadios LC50 = 51.2 ppm Dua et al,2008.

Valeriana jatamansi (Valeriana de la India)

Raíz Aedes albopictus

Estadios LC50 = 53.8 ppm Dua et al,2008.

Zanthoxylum armatum (Fresno espinoso alado)


4 estadio LC50 = 54 ppm Tiwary et al,2007.

Zingiber zerumbet (Jengibre amargo)



Sutthanont et al,2010.

En la Tabla 6 se plasma la recopilación de 34 artículos, en los cuales se evaluaron un total de 50 plantas,

las cuales presentan un efecto larvicida en mosquitos de la familia Culex; se consolida la información

respecto a la parte de la planta empleada para el extracto, así como la concentración que resulta eficaz

para el control larvario según los autores consultados, así mismo se especifica por colores si su efecto

es larvicida o si causa otro efecto (Azul y verde respectivamente).


33

Culex.

Culex


Mosquito Estadio Larvicida/otro efecto Bibliografía

Aegle marmelos (Membrillo)

Hoja Culex tritaeniorhynchus

4 estadio LC50 = 99.0 ppm Elango et al,2009.

Agave sisalana Hojas Culex quinquefasciatus

Estadios CL50=183 ppm Pizarro et al,1999.

Annona muricata (guanábana)

Hoja Culex quinquefasciatus

3 estadio LC50 = 56.5 ppm Magadula et al,2009.

Annona muricata

Semilla Culex quinquefasciatus

1 estadio LC100=100ppm Cortez y Parra,2011.

Annona muricata



Annona muricata



Annona muricata



Annona senegalensis (Chirimoya africana)



Annona squamosa


4 estadio CL50 = 2,5 ppm Pérez et al,2004.

Annona squamosa (Nonita, Chirimoya)



Bagavan et al,2009.

Annona squamosa (Anon)



Capsicum annuum

Semilla


4 estadio

250 ppm = 76% mortalidad

Reyes et al,2015.

Capsicum annuum

Semilla


4 estadio

500ppm= 84% mortalidad Reyes et al,2015.

34

Capsicum annuum

Semilla


4 estadio

750ppm= 96% mortalidad Reyes et al,2015.

Capsicum annuum

Semilla


4 estadio

1000 ppm = 96% de mortalidad

Reyes et al,2015.

Capsicum annuum

Semilla


4 estadio

1250 ppm = 100% de mortalidad

Reyes et al,2015.

Cassia auriculata (Senna, Matura árbol de té)


Estadios LC50 = 69.8 ppm Kamaraj et al,2009.

Cassia auriculata (Senna, Matura árbol de té)

Flor Culex tritaeniorhynchus


Cassia fistula (Caña Fìstula)




Citrullus colocynthis Schrad. (Tuera)


Estadios LC50(ppm)=61.7 Mullai y Jebanesan,2007.

Clitoria ternatea (Conchita azul)


Estadios LC50 = 54 ppm Mathew et al,2009.

Cucurbita maxima (Calabaza/Zapallo)


Estadios LC50 = 75.9 ppm Mathew et al,2009.

Erythrina americana


4 estadio CL50= 225 ppm García et al,2004.

Eucalyptus globulus

Corteza Culex quinquefasciatus

4 estadio LD50=100ppm Bolivar y Mosquera,2014.

Eucalyptus globulus



Eucalyptus globulus



Euphorbia tirucalli (Arbusto de los dedos, árbol de goma)

Corteza de tallo



35

Hyptis martiusii Hoja Culex quinquefasciatus


Jatropha curcas (Coquillo)



Leucas aspera (Thumbai o Thumba)



Lippia sidoides Hoja Culex quinquefasciatus

3 estadio CL50= 16,6 ppm Costa et al,2005.

Lippia turbinata (Poleo)


Estadios LC50 = 74.9 ppm LC90 = 125 ppm

Gleiser y Zygadlo,2007.


Hoja Culex. Quinquefasciatus

Estadios LC50=21ppm Leyva et al,2016.

Melissa officinalis (toronjil)

Flor Biotipo molestus de Culex pipiens

3 - 4 estadio

48h LC50 =61.3 ppm LC90=88.6 ppm

Koliopoulos et al,2010.

Ocimum basilicum (Albahaca)


Estadios LC50 (24 / 48 h) ppm = 10.1 / 6.1

Maurya et al,2009.

Ocimum basilicum (Albahaca)


Estadios LC50 (24 / 48 h) ppm = 63.5 / 53.8

Maurya et al,2009.

Pemphis acidula



Samidurai et al,2009.

Pemphis acidula




Pemphis acidula


Estadios 24 h LC50 / LC90 ppm = 53.2 / 105


Pergularia daemia (Pergularia)


4 estadio LC50 = 31.9 ppm Bagavan et al,2009.

Phyllanthus emblica (Emblica)


4 estadio LC50 = 69.1 / LC90 = 54.8 ppm

Bagavan et al,2009.

Pongamia glabra


4 estadio LC50 = 2600 ppm de aceite en la torta

Shanmugasundaram et al,2008.

Pseudocalymma alliaceum


estadios LC50=267.33 ppm Granados et al,2014.

36

Rhinacanthus nasutus (Flor de grúa blanca)


4 estadio LC50 = 71.8 ppm Kamaraj et al,2009.

Ricinus communis


1 estadio LC100=1000 ppm Cardenas y Vargas,2014.

Ricinus communis



Ricinus communis



Ricinus communis



Ricinus communis

Semillas Culex sp 3 - 4 estadio

1000ppm= Letalidad 65% Población

Corradine et al,2014.

Salvia fruticosa Flor Biotipo molestus de Culex pipiens

3 - 4 estadio

48h LC50 =91.5 ppm/ LC90 =139 ppm


Salvia pomifera subsp. calycina Hayek


3 - 4 estadio

48h LC50 =81.7 ppm LC90=96.8 ppm


Salvia pomifera subsp. pomifera


3 - 4 estadio

48h LC50 =79.5 ppm LC90 =98.5 ppm


Satureja hortensis (La ajedrea de Jardìn)



4 estadio LC50 = 36.1 ppm LC90 = 45.5 ppm, 16.0% emergencia adulta

Pavela,2009.

Satureja montana

Tallo, hoja, flor (fresca)

Biotipo molestus de Culex pipiens


Michaelakis et al,2007.

Satureja parnassica subsp. parnassica





Satureja spinosa





Satureja thymbra





37

Solanum nigrum (La hierba mora)

Fruto seco


3 - 4 estadio

LC50 = 12.3 ppm LC90 = 56.2 ppm

Raghavendra et al,2009.

Solanum torvum (Hierba Sosa, Berenjenita cimarrona, o Pendejera)



Solanum torvum (Hierba Sosa, Berenjenita cimarrona, o Pendejera)

Semilla Culex tritaeniorhynchus


Swertia chirata Fruto seco


1-4 estadio

LC50 = 165-326 ppm Balaraju et al,2009.

Syzigium aromaticum



Thymus saturejoides (Tomillo, Serpol)

Hierba Culex quinquefasciatus

4to estadio

LC50 = 43.6 / LC90 = 81.5 ppm, 15.3% emergencia adulta

Pavela,2009.

Thymus vulgaris (Tomillo)



4to estadio

LC50 = 33, LC90 = 99,1 ppm, 12,3% emergencia adulta

Pavela et al,2009.




3er - 4to estadio

LD50 = 14.2-32.9ppm, emergencia adulta baja

Pavela et al,2009.

Valeriana jatamansi (Valeriana de la India)

Raíz Culex quinquefasciatus

Estadios LC50 = 80.6 ppm Dua et al, 2008.

Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la India)


4to estadio

LC50 = 65.4 ppm Karunamoorthi et al,2008.

Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la India)


Estadios LC50 = 2.49, LC90 = 5.19 ppm

Karunamoorthi et al, 2008.

38

Zanthoxylum armatum (Fresno espinado alado)


3er estadio

LC50 = 49 ppm Tiwary et al,2007.

Zingiber officinale (Jengibre)

Rizoma Culex quinquefasciatus

Estadios LC50 = 50.8, LC90 = 94.0 ppm

Pushpanathan et al,2008.

7.3 Control de Adultos

En cuanto a los extractos botánicos de las plantas que han sido objeto de estudio, para encontrar una

acción ya sea insecticida o de repelencia en mosquitos adultos de la familia Anopheles, se encontraron

un total de 10 plantas por medio de 7 artículos consultados en la Tabla 7; obteniendo así, datos

referentes a la parte de la planta utilizada y la concentración que se suministró para obtener los efectos

esperados ,de la misma manera se especifica por colores si su efecto es insecticida o repelente (Azul y

rojo respectivamente).

Tabla 7. Extractos de plantas insecticidas y repelentes con actividad contra Mosquitos de la familia

Anopheles.

Anopheles

Planta Parte de la planta Mosquito Insecticida/Repelente Bibliografía

Corymbia citriodora (Hook.) Toda la planta

Anopheles arabiensis 65-73% de repelencia Dugassa et al, 2009.

Corymbia citriodora (Hook)

Anopheles darlingi & otras especies de mosquitos

Formulación PMD / LGEO: Pruebas de campo en Perú, Guatemala> 95% de protección durante 6 h ≥ 15-20% DEET Moore et al,2007.

Cymbopogon citratus Hoja

Anopheles albimanus CL 50 = 7.000ppm Cárdenas et al, 2013.

Cymbopogon nardus Hoja

Anopheles albimanus CL 50 = 1z8.600ppm Cárdenas et al, 2013.

Eucalyptus camaldulensis Toda la planta

Anopheles pharoensis 65-73% de repelencia Dugassa et al, 2009.

Eucalyptus tereticornis Hoja

Anopheles stephensi

160 ppm de EO mata 75% de adultos. Nathan,2007.

Lantana Hoja Anopheles LD50 = 0.06 / LD90 = 0.10 Dua et al,2010.

39

camara stephensi mg/cm2, KD50 = 14 / KD90 = 23 min

Lantana camara Hoja

Anopheles fluviatilis

LD50 = 0.05 / LD90 = 0.09 mg/cm2, KD50 = 12 / KD90 = 18min Dua et al,2010.

Lantana camara Hoja

Anopheles culicifacies

LD50 = 0.05 / LD90 = 0.09 mg/cm 2, KD50 = 15 / KD90 = 25 min Dua et al,2010.

Ocimum basilicum Toda la planta


Ocimum gratissimum (albahaca de clavo) Hierba


Letal para los mosquitos urbanos, no rurales

Oparaocha et al,2010.

Ocimum suave Toda la planta


Valeriana jatamansi Raíz

Anopheles stephensi

LC50 = 0.14ppm, LC90 = 0.24 ppm, KT50 = 13, KT90 = 24 min Dua et al, 2008.

En el caso de los mosquitos de la familia Aedes, se encontraron 13 artículos, en los cuales se realizó la

evaluación de 17 extractos botánicos en los que se encontró efectividad frente a acción insecticida o de

repelencia; dicha información se presenta en la Tabla 8, en donde se evidencia la parte de la planta que

se empleó en cada caso y la concentración que se empleó por cada autor con el fin de lograr dicha

efectividad, en esta se especifica por colores si su efecto es insecticida o repelente (Azul y rojo

respectivamente).


Aedes.

Aedes


Aloysia citriodora Toda la planta Aedes aegypti

%protección concentración 20%=100%.

Devia y Rodríguez, 2016.

Aloysia citriodora Hoja Aedes aegypti

Concentración (20%) = 100% protección

Devia y Rodriguez,2016.

Aloysia citriodora (Cedrón) Aedes aegypti

12.5-50% EO repelencia 70-90 min Gillij et al, 2008.

Azadirachta indica (Nimbo de la India)

Aedes albopictus

Repelencia ED50 = 0.579% ext. Chio y Yang, 2008.

Baccharis spartioides (Pichana) Aedes aegypti

12.5-50% EO repelencia por 90 min Gillij et al, 2008.

40

Cassia fistula (Lluvia de oro) Hoja Aedes aegypti

5.0 mg/cm 2 = 6.0 h 100% repelencia Govindarajan, 2009.





Chenopodium spp (Cenizo) Semilla

Aedes albopictus


Chenopodium spp (Cenizo) Hoja

Aedes albopictus


Cymbopogon citratus Hoja Aedes aegypti

Concentración 60%= protección 90 min-120 min Gomez,2015.

Cymbopogon citratus Hojas y tallos Aedes aegypti

Concentración de 40%= protección máxima de 1 hora y 30 minutos (90 minutos)

Molina y Mendez,2018.

Cymbopogon citratus Hoja Aedes aegypti CL 50 = 107000000ppm

Cárdenas et al, 2013.

Cymbopogon nardus Hoja Aedes aegypti CL 50 = 107000000ppm

Cárdenas et al, 2013.

Eucaliptus globulus Hoja Aedes aegypti

Concentración 0.6%= 100% repelencia

Zubieta y Morales,2015.

Lantana camara (Lantana o cinco negritos) Hoja Aedes aegypti

LD50 = 0.06 / LD90 = 0.10 mg/cm2, KD50 = 20 / KD90 = 35 min Dua et al, 2010.

Lavandula spp Flor Aedes aegypti

Concentración de 60%= Protección 90 min – 120 min Gomez et al,2015.

Ocimum basilicum Hoja Aedes aegypti

Concentración de 60%=Protección de 90 min a 120 min Gomez et al,2015.

Platycladus orientalis Hoja Aedes aegypti

Concentración 0.6%=100% repelencia

Zubieta y Morales,2015.

Rosmarinus officinalis (catalán) Flor Aedes aegypti

12.5-50% EO repelencia por 60-90 min Gillij et al, 2008.

Syzygium aromaticum Hoja Aedes aegypti

Concentración óptima 40%, = efecto de repelencia de 2 horas Abril et al,2018.

Valeriana jatamansi (Valeriana) Raíz Aedes aegypti

LC50 = 0.09ppm, LC90 = 0.25ppm, KT50 = 12, KT90 = 21 min Gillij et al, 2008.

Valeriana jatamansi (Valeriana de la India) Raíz

Aedes albopictus

LC50 = 0.08ppm, LC90 = 0.21ppm, KT50 = 13, KT90 = 20min Chio y Yang, 2008.

41

La Tabla 9 consolida la información recopilada respecto a 5 artículos, en los que se realizó la evaluación

de 14 plantas las cuales mostraron efecto insecticida o repelente sobre mosquitos de la familia Culex,

allí se plasma la concentración en la que realizó el estudio de los autores, con el fin de obtener resultados

satisfactorios y se especifica por colores si su efecto es insecticida o repelente (Azul y rojo

respectivamente).


Culex.

Culex


Aloysia triphylla Hoja


Porcentaje de Protección Eficaz (PPE) concentración 50%= 100.0 Estrada, 2014.

Annona Muricata

Semilla


LC100=20.000ppm Barrios,2011.

Bursera linaloe Hoja



Lantana camara (Carrasposa) Hoja


LD50 = 0.05 / LD90 = 0.10 mg/cm2, KD50 = 18 / KD90 = 28 min Dua et al, 2010.

Lantana camara Linnaeus Hoja



Lippia turbinata. (Poleo) Hoja


LC50 = 90.5 ppm / LC90 = 197 ppm Dua et al, 2010.

Litsea glaucencens Hoja



Piper auritum Hoja Culex quinquefasciatus


Porophyllum tagetoides Hoja



Satureja macrostema Hoja



Tagetes lucida Hoja



Thymus Parte superior Culex Actividad fumigante: LC50 = Pavela et al, 2009.

42

vulgaris (Tomillo)

floreciente quinquefasciatus 1.1-1.8 ppm




Prueba de tarso: LD50 = 44, LD90 = 63 μg / cm2 Pavela et al, 2009.

Valeriana jatamansi (Valeriana de la India) Raíz

Culex quinquefasciatus LD = 0.28 mg/cm2 Pavela et al, 2009.

Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la India) Hoja

Culex tritaeniorhynchus

Repelente de artículos de tela 2,0 mg ext./cm2 protección completa para 8 h

Karunamoorthi et al, 2008.

Zingiber officinale (Jengibre) Rizoma


4 mg / cm2 = 100% de repelencia durante 2 h Pavela et al, 2009.

8. Analisis de resultados

8.1. Analisis de resultados inhibición de la oviposicion.

● Análisis Tabla 1: inhibición de la oviposición Anopheles.

- Repelente de la oviposicion.

En cuanto a la repelencia de la oviposición en mosquitos Anopheles, se encontró que

la planta con mejor efecto es Citrullus vulgaris, ya que se encuentra un 0% de la

incubabilidad; por otra parte, encontramos que Cassia obtusifolia es la planta menos

efectiva ya que proporciona un 92,5% de disuasión de la oviposición pero deja un

7,5% libre.

- Ovicida.

Para el caso de las plantas evaluadas con acción Ovicida en Anopheles, se encuentra

que la que mejor acción presenta corresponde a Cassia fistula ya que usa 200 ppm =

sin eclosión durante 18 horas, así que no requiere demasiada concentración a fin de

cumplir con el objetivo de ovicida; cabe mencionar, que en el caso de Sapindus

emarginatus. 96 h de exposición: CL50 = 1100 ppm, se encuentra la menor efectividad

reportada, ya que se requiere demasiada concentración del producto y se obtiene una

acción ovicida en solamente la mitad de los huevos.

● Análisis Tabla 2: inhibición de la oviposición Aedes.

- Repelente de la oviposición.

Melia azedarach (Cinamomo), Corresponde a la planta con mayor efectividad

43

reportada cuando de repelencia de oviposición en Aedes se trata, esto debido a que

obtenemos una disuasión de oviposición del 100% al emplear su extracto en 1000

ppm; en el caso de Swertia chirata. (Genicana India) se encuentra la menor

efectividad reportada en los extractos botánicos, dado que se obtienen porcentajes

de protección menores de 50%, 11.4 % de 0 a 6 horas ,17.8% de 6 a 12 horas y

23.4% de 12 a 18 horas incubabilidad.

- Ovicida.

En el caso de las plantas evaluadas como ovicidas para Aedes, se encuentra que

Cassia fistula (Lluvia de oro) contiene una mejor efectividad ya que no da eclosión a

un valor de 120 ppm, lo que corresponde a una baja concentración y óptimos

resultados. Caso contrario al que se evidencia al emplear Pemphis acidula (Lovinjo),

ya que permite un 18.8% de eclosión a 500 ppm.

● Análisis Tabla 3: inhibición de la oviposición Culex.

- Repelente de la oviposición.

Con el fin de lograr una mejor efectividad en repelencia de oviposición para Culex, el

extracto con resultado deseado corresponde a Thymus vulgaris, Satureja hortensis

ya que tiene una disuasión del 100% de la oviposición. Swertia chirata. es la planta

cuyo resultado obtenido es el más bajo en cuanto a la efectividad esperada para

repeler la oviposición, evidenciando así que sus porcentajes de protección son

menores de 50% 12,6 % de 0 a 6 horas, de 20,4% de 6 a 12 horas y 25,4% de 12 a

18 horas de incubabilidad.

- Ovicida.

Cassia fistula (Caña Fìstula), corresponde a la planta utilizada con mayor efectividad

Ovicida en Culex, con el dato reportado de: 200 ppm = sin eclosión durante 12 h. La

planta que menor rendimiento demostró en las investigaciones frente a su acción

ovicida es Sapindus emarginatus, obteniendo así que en 96h de exposición: LC50 =

1300ppm.

8.2. Analisis de resultados control de larvas.

● Análisis Tabla 4: Control de larvas Anopheles.

- Otro efecto.

44

Referente a la planta Tessmannia martiana var. Pauloi, se evidencia que el efecto

encontrado en la misma es diferente a los demás, ya que dicho extracto ocasiona

deformidades en la forma de la cola, pero no actúa como larvicida.

- Larvicida.

Se obtienen resultados positivos al emplear Annona squamosa (Anón) & Ocimum

basilicum, ya que LC50=13-50 ppm & LC50 = 8.3 ppm respectivamente, con lo que

se evidencia una concentración considerablemente más baja que en las demás. Caso

contrario se evidencia con Sapindus emarginatus & Pongamia glabra, en donde las

concentraciones letales corresponden a: LC50 = 1600 – 3300 ppm & LC50 = 2100

ppm respectivamente, requiriendo concentraciones demasiado elevadas de los

extractos botánicos a fin de obtener la acción larvicida esperada.

Los resultados más eficientes respecto a concentraciones letales de 90 corresponden

a Cassia fistula con un LC 90 de 31.7 ppm & Citrullus vulgaris. Con un LC90 de 39.1

ppm; mientras que, se obtuvieron resultados de baja eficiencia en los extractos de

Cassia obtusifolia con un LC90 = 109 ppm & Apium graveolens (APIO) con un LC95=

112 ppm, requiriendo en ellas concentraciones muy elevadas.

● Análisis Tabla 5: Control de larvas Aedes.

- Larvicida.

Respecto a la información recopilada de los extractos botánicos utilizados como

larvicidas para Aedes, se encontró que los que presentan una mayor eficiencia son:

Euphorbia tirucalli (Árbol de los dedos) con una LC50 de 4.25 ppm & Argemone

subfusiformis con la cual se obtiene una LC50 a partir de 6,24 ppm, lo que nos indica

que son concentraciones bajas, haciendo eficiencia en un 50% del muestreo. Lo

anterior, es el caso contrario a las plantas Eucaliptus globulus CL50 de 5.856ppm &

Syzygium aromaticum (Árbol del clavo) LC50 de 5300 ppm, las cuales requieren

concentraciones elevadas, con el fin de obtener el efecto deseado.

En el caso de las plantas con mejor eficiencia correspondiente al LC90 larvicida para

Aedes, se encuentran Cassia fistula con un LC90 = 20.5 ppm & Piper marginatum con

un LC100 de 16 ppm, lo cual corresponde a una eficiencia total con una concentración

pequeña del extracto; por otra parte, las plantas Syzygium aromaticum (Árbol del

clavo) con un LC95 24000 ppm & Syzygium aromaticum (Árbol del clavo) con un LC95

45

= 7000 ppm, requieren una concentración demasiado elevada del extracto, para lograr

la obtención de los resultados esperados.

● Análisis Tabla 6: Control de larvas Culex.

- Larvicida.

Respecto al control de larvas Culex, las plantas con mayor eficiencia en LC50

corresponden a Euphorbia tirucalli (Arbusto de los dedos, árbol de goma) con un LC50

de 5.52 ppm & Annona squamosa con un LC50 de 2.5 ppm. En cuanto a las plantas

cuyo extracto es significativamente menor en efectividad de larvicida con LC50

tenemos Eucalyptus globulus LD50=5000ppm, Eucalyptus globulus LD50=1000ppm

& Pongamia glabra LC50 = 2600 ppm, las cuales requieren dosis demasiado

concentradas para lograr la efectividad de larvicida.

Para lograr una mayor efectividad en cuanto a letalidad en larvas de Culex, se

encuentra que aquellos extractos de plantas con los que se obtiene una mejor

respuesta corresponden a Vitex negundo (sauzgatillo chino y negundo macho de la

India) LC90 = 5.19 ppm & Pemphis acidula LC90=20.6, con las que no se requiere

una concentración tan elevada del extracto para obtener un control efectivo. Aquellos

extractos que no brindan un control acertado ya que se requiere demasiada

concentración, son: Ricinus communis, la cual para obtener un LC 100 requiere 1500

ppm y 1700 ppm & Capsicum annuum con una CL100=1250 ppm.

8.3. Análisis de resultados control de adultos.

● Análisis Tabla 7: control de adultos Anopheles.

- Repelente.

El extracto botánico cuya eficiencia de repelencia es mejor corresponde a Corymbia

citriodora (Hook.), con el que se obtiene un 95% de protección (repelencia) y en

cuanto a los restantes se evidencia una eficiencia menor, resaltando: Corymbia

citriodora (Hook.), Eucalyptus camaldulensis, Ocimum basilicum & Ocimum suave los

cuales tienen el mismo valor 65-73% en efectividad de repelencia.

- Insecticida.

Para obtener efectos de insecticida sobre los mosquitos Anopheles, según los

artículos consultados, se encuentra que el extracto con mayor eficiencia corresponde

al de Valeriana jatamansi ya que para su LC50 solo usa 0.14 ppm; por otra parte, se

encuentra que aquel extracto cuya eficiencia no es muy buena debido a la alta

46

concentración que se requiere para su efecto insecticida corresponde a Cymbopogon

nardus con LC50 de 18.600ppm

En este análisis no se tuvo en cuenta el valor del extracto de Lantana camara ya que

no se obtiene un valor exacto de la concentración empleada para la dosis letal.

● Análisis tabla 8: control de adultos Aedes.

- Repelente

Para acción repelente de mosquitos Aedes, se encuentra la Cassia fistula (Lluvia de

oro) con valores de 5.0 mg/cm 2 = 6.0 h 100% repelencia ,5.0 mg/cm 2 = 5.0 h 100%

repelencia y 5.0 mg/cm 2 = 4.3 h 100% repelencia, esta no se toma en cuenta ya que

no da valores de una dosis exacta.

El extracto ideal corresponde al Eucaliptus globulus & Platycladus orientalis con

concentración de 0.6%= 100% repelencia y en cuanto a los que encontramos peor

eficacia corresponden a Lavandula spp, Cymbopogon citratus Y Ocimum basilicum

con concentración de 60%=Protección de 90 min a 120 min

Para la acción repelente de mosquitos Aedes se encuentra una dosis efectiva en el

50% del muestreo cuando se trabaja con Chenopodium spp (Cenizo), cuando se

emplea la hoja del mismo, obteniendo así una repelencia con ED50 = 0.532% ext. En

el caso de Chenopodium spp (Cenizo) en donde la parte usada corresponde a la

semilla, se encuentra una repelencia ED50 = 0.93% ext, siendo así el que menor

efectividad nos brinda.

- Insecticida.

La acción insecticida más eficiente para los adultos de Aedes, se encuentra en el

extracto botánico de Valeriana jatamansi (Valeriana de la India) con la que se obtiene

un LC50 empleando 0.08ppm; caso contrario es el de los extractos de Cymbopogon

nardus y Cymbopogon citratus ya que para la intención de la CL50 se requieren

107000000 ppm.

En el análisis no se tuvo en cuenta el valor de Lantana camara (Lantana o cinco

negritos) ya que no se evidencia un valor exacto respecto a la dosis letal.

● Análisis tabla 9 control de adultos Culex.

47

- Repelente.

En el caso de los mosquitos Culex, cuando de repelencia se trata, la planta que mejor

efectividad nos brinda con su extracto corresponde a Aloysia triphylla, ya que a una

concentración del 50% se obtiene un porcentaje de protección del 100.0%; en el caso

del extracto de Piper auritum se encuentra la más baja efectividad ya que a una

concentración del 50% da un porcentaje de protección de 42.50%

Para este análisis no se tuvieron en cuenta los valores de Vitex negundo (sauzgatillo

chino y negundo macho de la India) & Zingiber officinale (Jengibre), debido a que no

ofrecen un valor exacto para repelencia.

- Insecticida.

En el caso de los artículos en donde se evalúan extractos empleados como

insecticidas, se obtiene que el más eficaz corresponde al de Thymus vulgaris

(Tomillo) ya que para LC50 usan 1.1-1.8 ppm. Por otra parte, el extracto de Lippia

turbinata contiene la más baja efectividad debido a que para su LC50 se emplean

90.5 ppm, lo que nos indica que requiere una concentración mucho más elevada.

Para este análisis no se tuvieron en cuenta los valores de Lantana camara

(Carrasposa), Thymus vulgaris (Tomillo) & Valeriana jatamansi (Valeriana de la India)

ya que no se obtiene un valor exacto de dosis.

9. Conclusiones

● Basados en los artículos revisados para obtener la recopilación de extractos

botánicos, según los resultados obtenidos se realiza la clasificación de 6 maneras,

las cuales corresponden a: repelentes en la oviposición, ovicidas, larvicidas, otro

efecto, repelentes e insecticidas.

● En los artículos consultados se encuentra que el efecto de los extractos generados

para el control biológico de mosquitos a partir de plantas, se distribuye de la siguiente

manera: 19% para inhibición de oviposición y ovicidas, 62% se aplican a control

larvario y 19% son efectivos en control de mosquitos en estado adulto.

● Teniendo en cuenta los resultados de los artículos consultados, se encuentra que es

más efectivo el control de los mosquitos, cuando están en su estado larvario

empleando extractos naturales.

48

● Es necesario emplear medidas alternativas para el control de mosquitos, las cuales

conlleven un menor impacto al medio ambiente y que no altere a terceros como ocurre

con los insecticidas químicos, por ello se plantea llevar a cabo el control biológico de

los mosquitos con extractos botánicos, evidenciando resultados positivos basados en

gran cantidad de estudios y en una diversidad de plantas encontradas en los mismos.

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