UNIVERSIDAD DE COLIMA

CENTRO UNIVERSITARIO DE INVESTIGACIONES BIOMEDICASY FACULTAD DE MEDICINA

PARTICIPACION DE LOS RECEPTORESSENOCAROTIDEOS EN LA REGULACION DE

GLUCOSA Y SU RETENCION ENCEFALICA ENRATAS

TESIS

QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRO EN CIENCIASEN LA ESPECIALIDAD DE FISIOLOGIA

PRESENTA:

MED. CIR. SERGIO ADRIAN MONTERO CRUZ

DIRECTOR DE TESIS: DR. RAMON ALVAREZ-BUYLLA

COLIMA, COL. DICIEMBRE, 1993

Este trabajo se realizó en el laboratorio de Neuroendocrinología del Centro

Universitario de Investigaciones Biomédicas, Facultad de Medicina, Universidad de

Colima.

Agradezco a todas las personas, que de una LI otra forma, hicieron posible la

realización de este trabajo:

Al Dr. Ramón Alvarez-Buylla, por la asesoria contínua en el desarrollo de esta

tesis, por sus valiosas criticas y estimulantes discusiones, tanto de los resultados como de

conceptos; por su interés y paciencia, y por el enfoque para visualizar los problemas de la

investigación en biología. A la Dra. Esperanza García y al Dr. Mauro Pacheco, revisores

y sinodales, por la cuidadosa revisión de la tesis, sus criticas y comentarios

complementaron este estudio. Al Dr. Jesús Muñiz, al Dr. Miguel Huerta, y a los maestros

del CUIB, por su ayuda y comprensión a lo largo de mis estudios de maestria en este

Centro. Al Dr. Justino Pineda, por facilitarme el equipo de computación de la UIP,

fundamental para la presentación de este trabajo. A Angeles Cortez, por su colaboración

en algunos experimentos y por su amistad. A Juán Carlos Muñoz, por su ayuda en el

trabajo fotográfico para la presentación oral de la tesis. A la Biol. Elena Roces de

Alvarez-Buylla por aclararme conceptos y ayudarme a descifrar algunos manuscritos. A

mis compañeros de la Maestría por sus comentarios en los seminarios de investigación y

por su amistad. A todo el personal del CUIB y de la CGIC, por su colaboración y ayuda,

recibidos a lo largo de la carrera.

Le dedico esta tesis a mi esposa Lourdes, y a mis padres por confiar en mí y por el

apoyo que siempre me han dado.

INDICE

INTRODUCCION

Consideraciones generales

Morfología

Fisiología

Datos farmacológicos

Mecanismos de la bioquímica celular 24

Papel de la glucosa en la función quimiorreceptora, yparticipación de los receptores cuerpo-seno carotídeoen la homeostasis de la glucosa

Hipótesis de trabajo 29

OBJETIVO

Ojetivos espec@cos

MATERIAL Y METODOS

Animales y técnicas quirúrgicas 33

1

1

6

14

21

26

31

31

33

Medidas de glucosa y registro respiratorio

Protocolo experimental

Análisis estadistico

RESULTADOS

Estimulación barorreceptora por oclusióncarotidea en ratas normales

Estimulación barorreceptora por oclusión carotídeaen ratas normales, antes y después de lasección de los dos nervios de Hering

Estimulación ekktrica del cabo central delnervio de Hering seccionado en ratas denervadas

Estimulacidn quimiorreceptora con NaCN solo, ó conNaCN + glucosa en ratas normales

DISCUSION

CONCLUSIONES

BIBLIOGRAFIA

36

36

39

40

40

43

46

48

58

67

69

I I

INTRODUCCION

Consideraciones generales

La función respiratoria es crítica en el tiempo y juega un papel crucial en el

mantenimiento de la vida celular, desde los organismos unicelulares hasta los mamíferos,

siendo la glucosa y el oxígeno (0,) los elementos principales en esta función (Alvarez-

Buylla y de Alvarez-Buylla, 1990). La glucosa constituye el 98 % del metabolismo

oxidativo del cerebro (Ruderman y Goodman, 1980), y es fuente principal de energía para

el balance adenosin trifosfato-difosfato (ATP-ADP) (Alvarez-Buylla y Alvarez-Buylla,

1975). Por tanto, la función respiratoria mantiene la vida celular dependiendo de la

glucosa como su principal combustible (Ruderman y Goodman, 1980).

Disponemos de mucha información sobre la influencia de los receptores aórticos y

carotídeos (quimio y barorreceptores) en la regulación de la respiración y presión arterial

(Alvarez-Buylla, 1954; Black y col., 1971; Torrance, 1977; Eyzaguirre y Zapata, 1984).

Los vertebrados tienen mecanismos receptores (sensores) capaces de reaccionar ante

cambios en la PO,, pCO,, pH, y presión en sangre (Eyzaguirre y Koyano, 1965a;

Eyzaguirre y Zapata, 1984), y las variaciones en los impulsos procedentes de estos

receptores inducen reflejos ventilatorios y circulatorios para mantener constantes estas

variables. La actividad celular del organismo se regula por el sistema nervioso que

modifica el consumo de 0, y la producción de CO,, ajustando sus necesidades por medio

de cambios en la ventilación pulmonar, en la presión arterial y en la frecuencia cardiaca

(Alvarez-Buylla, 1954; Fitzgerald y col., 1992). Sin embargo, la correlación entre los

cambios en la concentración de glucosa en sangre y la actividad quimiorreceptora, así

1

como la influencia de las zonas reflexogénicas senocarotídeas en la homeostasis de la

glucosa, ha sido objeto de análisis solo en los últimos años (Alvarez-Buylla, 1981;

Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, 1990).

Hay hechos que demuestran la importancia de la glucosa en la respiración celular.

Algunas células anaeróbicas pueden vivir en ausencia de O,, pero no en ausencia de

glucosa, (Clostridium perfrigens, Clostridium botulinum, etc.) (Capella y col., 1980). El

mantenimiento de la vida celular en cultivos, es decir, su proliferación y sobrevida, es

dependiente de glucosa, y en algunos casos no necesariamente del 0, (bacterias

anaerobias y facultativas). Jiang y Haddad, 1992, observan que los cultivos de neuronas

neocorticales privados de O,, no presentan despolarización, ni pérdida de la homeostasis

iónica al K+, en cambio, la ausencia de 0, y glucosa juntas lleva a una rápida

despolarización; concluyen que el metabolismo anaeróbico de la glucosa en neocorteza de

humano y rata es importante para la supervivencia neurona1 durante la anoxia. Con

respecto a los efectos sistémicos, una severa neuroglucopenia produce cambios, en el

electroencefalograma (EEG) y en la histología neuronal, semejantes a los observados con

la anoxia (Himwich, 1976). En la rata, el EEG muestra una supresión total de actividad

durante la hipoglucemia sostenida (Auer y col., 1984).

Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, plantean que los receptores de las zonas

reflexogénicas cardioaórtica y senocarotídea (figura l), estratégicamente localizados,

intervienen en la integración funcional de la ventilación y circulación para asegurar la

respiración celular. Estos receptores son sensibles a cambios en los niveles de glucosa en

sangre, y participan en la regulación de la glucosa sistémica cuando se alteran sus niveles

locales. Los experimentos de Alvarez-Buylla y col., y los de otros autores (Schlig, 1971;

González y col., 1985; Obeso y col., 1986) sugieren que la glucosa es un elemento

2

importante en la quimiorrecepción. La función de estos receptores se inicia desde épocas

tempranas en el desarrollo embrionario (Adams, 1958), y en la escala filogenética,

aparecen en vertebrados como peces, anfibios, reptiles y aves (Van Vliet y West, 1992).

Desde que Claudio Bernard, 1857, postula la intervención del sistema nervioso en

la regulación de la glucemia, se han realizado numerosos estudios sobre este importante

problema de la fisiología. Después del descubrimiento de la insulina (Banting y Best,

1922), la mayor parte de los trabajos analizan la influencia del sistema nervioso central

(SNC) en la secreción de esta hormona (Frohman y Bernardis, 1971; Martin y col., 1973;

Porte y col., 1973; Lockhart-Ewart y col., 1976), y corroboran la presencia de inervación

vaga1 efectora en el páncreas (Puche, 1927; Clark, 193 1; Frohman y col., 1967; Kaneto y

col., 1967). La participación del SNC en la regulación de la glucemia se confirma con la

obtención de reflejos condicionados hipoglucemiantes en perros (Alvarez-Buylla y

Carrasco-Zanini, 1960; Alvarez-Buylla y col., 196 la y 196 lb; Alvarez-Buylla, de, 1961;

Segura, 1962) y en ratas (Woods y Porte, 1974; Alvarez-Buylla y Alvarez-Buylla, 1975).

Estudios posteriores demuestran que el sistema nervioso, a través del vago, glándulas

adrenales y riñón, juega un papel importante en la homeostasis de la glucosa después de

incrementar los niveles de glucosa o insulina en el líquido cefalorraquídeo @CR) por

encima de los niveles fisiológicos (Alvarez-Buylla y col., 1986).

Siendo la glucosa, la fuente primaria de energía para el SNC (Sokoloff, 1960,

1984), la actividad funcional de las células cerebrales debe reflejar el nivel de utilización de

este carbohidrato (Erecinska y Silver, 1989). El acople entre actividad y utilización de

glucosa por las neuronas, es un hecho bien establecido (Ueki y col., 1988). El SNC

requiere esta energía, principalmente, para mantener la actividad neurona1 y el

metabolismo de las células glíales. Pequeñas cantidades de glucosa se utilizan para el

crecimiento neuronal, transporte axonal, y para la síntesis y metabolismo de

neurotransmisores (Sokoloff y col., 1977; Ruderman y Goodman, 1980).

Cuando la captación de glucosa está restringida, algunos tejidos, particularmente el

muscular, utilizan la glucogenolisis como fuente alternativa de energía, de ATP. Pero en

un órgano tan crítico, como el cerebro, con almacenes de glucógeno pequeños (3-4

umol/g), se requiere un suministro contínuo de glucosa de la circulación. El almacén de

glucógeno suministra energía solo por pocos minutos en ausencia de glucosa plasmática

(Lund-Andersen, 1979; Forster, 1993). Durante el ayuno, el SNC puede utilizar otras

fuentes de energía, como beta-hidroxibutirato y acetoacetato (Hawkins y col., 1974), sin

embargo la glucosa plasmática se hace esencial en forma inmediata, y deben existir

mecanismos homeostáticos para asegurar el suministro y transporte de este sustrato hacia

el cerebro (Guarner y Alvarez-Buylla, 1991). Aunque el cerebro contiene insulina e

insulinorreceptores (Daniel y col., 1975; Wozniak y col., 1993), se sabe que esta hormona

no estimula la captación de glucosa por las neuronas (Werner y col., 1989), y

tradicionalmente, se ha visto al SNC como independiente del efecto de la insulina (LeMay

y col., 1988). En contraste, en cultivos de glías, la insulina tiene un efecto estimulador

sobre la captación de glucosa que está asociada con la activación del ARNm que codifica

al transportador de glucosa (Glut 1) (Mudd y col., 1989).

La participación del sistema nervioso autónomo es indispensable en la regulación

de la glucemia; analiza los niveles de glucosa circulantes, y realiza una rápida transmisión

de señales hacia la periferia con la movilización de hormonas y sustratos adecuados

(Ensinck y Williams, 1972). Hay evidencias anatómicas que indican la existencia de líneas

de conducción directas desde las áreas interoceptivas hasta estructuras del SNC (Finley y

Katz, 1992). Desde el punto de vista funcional es notorio que la mayor parte de las

4

estructuras del cerebro anterior reciben proyecciones de las áreas vegetativas a través de

circuitos hipotalámicos, y se ha postulado su primordial importancia en la regulación de

los mecanismos neuroendócrinos y la integración metabólica (Ricardo y Koh, 1978).

Estudios electrofisiológicos sugieren la presencia de mecanismos glucosensores en el

hipotálamo (Oomura, 1983; Fukada y col., 1985). El LCR está involucrado en las

funciones neuroendócrinas como elemento de comunicación entre las distintas regiones del

SNC (Jackson, 1984); en años recientes, se ha descrito la presencia de neuropéptidos

glucosensores (factor de crecimiento fibroblástico) en el LCR. La síntesis, y liberación al

LCR de neuropéptidos glucosensores, se realiza por células ependimarias (Oomura y col.,

1992)

A pesar del interés creciente sobre los mecanismos de control en la respiración

cerebral, se sabe poco de la organización central de las vías quimiorreceptoras y su

participación en este proceso. Estudios anteriores apoyan la existencia de vías aferentes

desde los quimiorreceptores periféricos hasta neuronas respiratorias centrales (Finley y

Katz, 1992). El núcleo del tracto solitario (NTS) juega un papel importante en el

procesamiento de las entradas aferentes de reflejos respiratorios y cardiovasculares

(Jordan y Spyer, 1986). El proceso de integración central está modulado (inhibición o

facilitación) por influencias descendentes de otras regiones del SNC (Spyer, 1990; Silva-

Carvalho y col., 1993).

La respuesta hiperventilatoria a la inyección intravenosa de cianuro (CN), que

inhibe a la citocromo-oxidasa, se utiliza como prueba para determinar la presencia o

ausencia de vías neurales entre el cuerpo carotídeo y los centros respiratorios (Alvarez-

Buylla, 1950; Serani y Zapata, 1981). Experimentos recientes de nuestro laboratorio

demuestran que el estímulo anóxico al cuerpo carotídeo, circulatoriamente aislado,

5

aumenta los niveles de glucosa en el LCR, e incrementa la captación de glucosa por el

cerebro en perros y gatos (Alvarez-Buylla y col., en preparación). Estos autores proponen

la presencia de dos sistemas para la captación de glucosa: uno específico para las células

del SNC con la participación de los receptores carotídeos, y otro para el resto de las

células del organismo.

Morfologta

El cuerpo carotídeo es una estructura esférica, con aspecto glandular, y que pesa

alrededor de 1 mg en la rata. Se encuentra en las proximidades de la bifurcación de la

carótida común (figuras 1 y 2). Es un órgano muy vascularizado, con un flujo sanguíneo

elevado (SOpl/min para una estructura de 1 mms), aunque la mayor parte de este flujo se

realiza a través de cortocircuitos arteriovenosos. La arteria del cuerpo carotídeo en la

rata, es una rama de la arteria occipital o de la carótida externa (Chungcharoen y col.,

1952; Finley y Katz, 1992). El drenaje venoso es abundante y complejo, y se realiza a

través de la vena yugular interna.

Desde el cuerpo carotídeo mismo, emergen fibras nerviosas aferentes que se unen

de inmediato con otras fibras que vienen de la pared del seno carotídeo; estas fibras

forman el nervio de Hering (nervio del seno carotídeo o nervio carotídeo), que es una

rama del noveno par craneal o nervio glosofaríngeo (Gallego, 1979) (figura 2). Las fibras

que salen del cuerpo carotídeo se activan por estímulos químicos, mientras que aquellas

que se originan en la pared del seno se estimulan por los cambios mecánicos producidos

por las ondas pulsátiles, o por la presión intrasinusal sostenida. La eliminación selectiva,

anatómica o funcional, de cualquiera de las fibras del cuerpo o seno carotídeos, pone de

manifiesto la independencia funcional de las dos estructuras (Alvarez-Buylla, 1954).

6

G c-

FIG. 1. Esquema que muestra las zonas reflexogénicas: seno carotídeo y arco aórtico, y

sus relaciones con los paquetes vasculonerviosos en el cuello y el cayado de la aorta.

(ACC) Arteria carótida común; (ACE) areria carótida externa; (ACI) arteria carótida

interna; (D) nervio depresor; (GA) glomus aórtico; (GC) glomus carotídeo; (N) ganglio

nodoso; (NH) nervio de Hering; (S) ganglio simpático cervical; (SC) seno carotídeo; (IX)

nervio glosofaríngeo; (X) nervio vago. (Tomado de un dibujo original de J. Nonídez).

7

ACE

AO

ACC

FIG. 2. Representación esquemática de la zona de la bitircación carotídea en la rata.

(ACC) Arteria carótida común; (ACE) arteria carótida externa; (ACI) arteria carótida

interna; (AO) arteria occipital; (AL) arteria lingual; (SC) seno carotídeo; (CC) cuerpo

carotídeo; (NC) nevio del seno carotídeo o nervio de Hering; (NGF) nervio

glosofaríngeo. (Modificado de Shoukas y col., 1991).

El cuerpo carotídeo de los mamíferos recibe su inervación de tres fuentes: 1)

nervio glosofaringeo, via nervio carotídeo; 2) ganglio cervical superior, vía nervio

ganglioglomerular (carotídeo interno); y 3) nervio vago, vía una rama de diámetro variable

que sale del ganglio nodoso (Eyzaguirre y Zapata, 1984). La naturaleza sensorial del

cuerpo carotídeo fue establecida, por primera vez, por De Castro, 1926, quien encontró

que la sección del nervio glosofaringeo en su salida del cráneo produce degeneración de

todas las terminaciones nerviosas y fibras distribuídas en el glomoides, mientras la

extirpación del ganglio cervical superior lleva a una degeneración de las fibras

concentradas alrededor de las arterias y arteriolas del órgano. De estos experimentos se

deduce que, el parénquima del cuerpo carotídeo está inervado por el nervio de Hering

mientras que sus vasos sanguíneos están inervados por el simpático.

Finley y Katz, 1992, encuentran que las neuronas aferentes del cuerpo carotídeo

proyectan hacia diversos puntos en el tallo cerebral caudal de la rata. Las proyecciones

más prominentes son bilaterales e incluyen a un subnúcleo dentro del NTS así como a la

médula ventrolateral caudal.

El parénquima del cuerpo carotídeo está formado por una yuxtaposición de nidos

de células rodeados de una red capilar y penetrados por fibras sensoriales. Las células

principales (células del glomus) son las más prominentes (De Castro, 1928, 1929;

Nonídez, 1949); son ovoides, con núcleo grande, abundantes mitocondrias y procesos

citoplasmáticos que pueden extenderse por alguna distancia en estrecho contacto con los

vasos sanguíneos del glomérulo (De Kock y Dunn, 1966) (figura 3). De Kock y Dunn,

1966, caracterizaron a las células tipo 1 por la presencia de gránulos de centro denso y un

complejo de Golgi próximo al núcleo, estas características no están presentes en las

células tipo II. Utilizando técnicas de fluorescencia y microscopía electrónica, las células

9

del glomus se identifican por la presencia de fluorescencia inducida por formaldehído y

abundantes gránulos de centro denso (Hellström, 1976), características comunes a las

células que contienen catecolaminas.

El segundo tipo celular del parénquima del cuerpo carotídeo, está formado por las

células tipo II, (“sustentaculares”,”satélite” o “capsulares”). Generalmente estas células se

encuentran envolviendo a varias células tipo I y a sus sinapsis por medio de una o dos

prolongaciones alargadas del citoplasma (figura 3). Su morfología, los experimentos con

denervación, y la localización inmunocitoquímica de la proteína S- 100 (marcador de

células glíales) en su citoplasma, sugieren que son semejantes a la glía (Kondo y col.,

1982).

Las células del glomus, también llamadas glomoides, se organizan alrededor de los

capilares tipo 1, de curso muy sinuoso y epitelio fenestrado con lámina basal delgada

(McDonald y Larue, 1983). El flujo sanguíneo puede desviarse del glomoides a través de:

1) capilares tipo II, con regiones rectas y curvas que no penetran al tejido del glomus; 2)

anastomosis arteriovenosas (“shunts”), formadas por arteriolas terminales directamente

unidas a pequeñas vénulas; y 3) muchas ramas de primer o segundo orden de la arteria

glómica que sobrepasan al glomus, y continúan hacia el seno carotídeo y hacia los ganglios

nodoso y cervical superior. Mas aún, se puede desviar el flujo sanguíneo sin pasar por el

cuerpo carotídeo, por medio de una especie de almohadilla, tipo esfinter, formada por la

íntima y músculo liso, localizada en el orificio de origen de la arteria glómica. Se

presentan también, esfínteres precapilares que están formados por una protrusión de

células endoteliales envueltas por células del músculo liso o pericitos (McDonald y Haske,

1983). Todos estos mecanismos tienen dos objetivos: 1) controlar el flujo sanguíneo total

a través del cuerpo carotídeo en forma independiente del flujo sistémico (esfinter en la

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arteria glómica); 2) controlar el f lujo sanguíneo local al tejido glómico,

independientemente del flujo total del órgano (capilares tipo II y “shunts”) (McDonald y

Haske, 1983). Cuando se aumenta la presión en la arteria carótida común en el gato, de

100 a 150 Torr, por pinzamiento de la arteria carótida externa, el flujo sanguíneo total al

cuerpo carotídeo se incrementa de 50 a 65 ul/rnin, pero su flujo sanguíneo local y la p0,

tisular permanecen constantes. Este flujo sanguíneo local “autorregulado” se sabe que es

dependiente de la p0, (Acker, 1980). Es importante tener en cuenta que la actividad de

los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo no cambia dentro de un amplio rango de

valores de presión sanguínea, sin embargo, cuando la presión cae hasta 60 Torr la

descarga quimiorreceptora aumenta (Purves, 1970).

Las células tipo 1 están inervadas por terminaciones del nervio de Hering; después

de perder su mielina, algunas fibras, terminan en forma de pié o caliz (caliciformes), y

otras, en forma de botón sobre las células glómicas formando verdaderas sinapsis. El

elemento presináptico lo constituye la célula glómica, y el postsináptico la membrana de la

terminal nerviosa en aposición con la célula del glomus. Con respecto a la naturaleza

sensorial de la inervación del cuerpo carotídeo, después de los trabajos de De Castro

(citado antes), se han hecho estudios de la sinapsis entre las células del glomus y las

terminaciones caliciformes del nervio carotídeo, llegando a la conclusión que las células

del glomus son los elementos quimiorreceptores primarios, y que transmiten su actividad

hacia las terminaciones nerviosas sensoriales a través de la sinapsis aferente (figura 3)

(Feria-Velasco y col., 1966). Los estudios ultraestructurales del glomus muestran que las

terminaciones nerviosas en las células del glomus son ricas en pequeñas vesículas de

centro claro (figura 3) (Lever y col., 1959).

La presencia de sinapsis sensoriales en el cuerpo carotídeo sugiere que éste es un

1 1

FIG. 3. Representación esquemática de la unidad quimiorreceptora en la rata, después de

los estudios con microscopía electrónica. (1) Células tipo 1 (quimiorreceptoras, 0

principales); (PI) proceso citoplasmático especializado de las células tipo 1, hasta la

proximidad de los capilares sanguíneos; (C) capilares sanguíneos; (Sin) complejos

sinápticos, localizados entre la membrana plasmática de las células tipo 1 y las expansiones

citoplasmáticas de las fibras nerviosas; (FN) fibras nerviosas que forman el nervio de

Hering; (II) células tipo II (capsulares, satélites o sustentaculares) ricas en granulaciones,

que envuelven a las células tipo 1 y a los complejos sinápticos; (SNC) sistema nervioso

central. (Modificado de Feria-Velasco y col., 1966).

12

receptor compuesto o secundario, es decir, un órgano en el que la detección del estímulo

requiere la presencia de elementos neurales (terminaciones nerviosas) y estructuras

preneurales (células glómicas y células sustentaculares). De tal manera, que las

terminaciones nerviosas carotídeas solas, no estarían capacitadas para detectar distintos

estímulos, como alteraciones en pH, pOz y pC0, de la sangre arterial que va a irrigar a

encéfalo (Zapata y col., 1969). La aposición de terminales nerviosas a las células del

cuerpo carotídeo es por tanto imprescindible para que se realice la función

quimiorreceptora.

El origen embriológico de las células del glomus ha sido objeto de debates.

Muchos embriólogos opinan que las células del cuerpo carotídeo se diferencían de una

prolongación mesodermal (Kastschenko, 1887; Boyd, 1937). Otros proponen que las

células del cuerpo carotídeo tienen su origen en neuroblastos que emigran de los ganglios

craneales o del ganglio simpático cervical superior (Watzka, 1938; de Winiwarter, 1939).

Las células del cuerpo carotídeo, de origen neural, migran a través del nervio

glosofaríngeo después de sufrir una diferenciación. Se ven como células pequeñas

obscuras en el sitio o en la vecindad del contacto del nervio del seno con lo que será

posteriormente el cuerpo carotídeo. En la rata estas células contribuyen a la formación de

la mayor parte de la región cortical del cuerpo carotídeo en desarrollo (Rogers, 1965).

El origen neural de las células del glomus ha sido confirmado en años recientes

utilizando técnicas inmunocitoquímicas con enolasa, marcador específico de neuronas

(Kondo y col., 1982). Por lo tanto, estas células podrían incluírse dentro del grupo de las

“paraneuronas” (Fujita y Kobayashi, 1979). En aves, Le Douarin y col., 1972, demuestran

la procedencia neural de las células del glomus, utilizando el transplante de células de la

cresta neural de codorniz en la cresta neural de pollo en estado embrionario. Después del

1 3

nacimiento, los pollos transplantados presentan células glómicas con núcleos

característicos de codorniz, es decir, procedentes de la cresta neural. Estos experimentos

plantean una pregunta interesante: ¿por qué las células del glomus adulto son diferentes,

en sus propiedades biofisicas, de las neuronas?. Haciendo una analogía con la médula

adrenal, cuando las células del glomus están agrupadas en un medio de cultivo, se

desarrollan en forma semejante a las células cromafínes adrenales ordinarias. Sin

embargo, si se disocian y crecen en forma aislada en un medio que contenga factor de

crecimiento nervioso (NGF), se diferencían a neuronas (Unsicker y col., 1978).

FisioZogZa

Los barorreceptores aórticos y carotídeos son receptores al estiramiento. Los

cambios de presión en las paredes de estos vasos (presión arterial) excitan a los

barorreceptores iniciando un reflejo que regula la presión sanguínea por control de la

función cardiaca y del tono arteriolar (Alvarez-Buylla, 195 1; Alvarez-Buylla 1954; Rau y

col., 1992) (figura 4).

Los quimiorreceptores senocarotídeos y aórticos son estructuras que responden a

la disminución de p0, y de pH (acidosis), y al aumento de pC0, en sangre. Estos

receptores son capaces de detectar cambios en las variables anteriores y transducirlos a

señales nerviosas, dando lugar a reflejos ventilatorios y circulatorios que mantienen la

homeostasis. Un descenso agudo en la p02 arterial, provoca, en pocos segundos,

aumento en la ventilación pulmonar con incrementos paralelos en la presión arterial y en el

gasto cardiaco. Se produce también, una dilatación de las arteriolas periféricas para

proporcionar más 0, a las células. Cuando aumentan las descargas sensoriales se

14

incrementa la ventilación, y ocurre lo contrario, cuando las descargas disminuyen

(Alvarez-Buylla, 195 1, 1954; Alvarez-Buylla y Russek, 1952, Eyzaguirre y Zapata, 1984).

Si las respuestas regulatorias no son suficientemente rápidas, se puede presentar daño

celular, y, posteriormente, la muerte. La naturaleza del estímulo quimiorreceptor fue

establecida fisiológicamente por Heymans y col., 193 1; Von Euler y col., 1939; Alvarez-

Buylla, 1952; Heymans y Neil, 1958 (figura 5). Alvarez-Buylla, 1952, demuestra que

existe una relación lineal entre el grado de saturación de la hemoglobina con el 0,, y la

frecuencia de descarga de los quimiorreceptores carotídeos, en el gato el umbral de

respuesta a 96 % de saturación (figura 6). En la rata, la exposición crónica a niveles altos

de 0, puede reducir la sensibilidad de estos receptores. Los quimiorreceptores del cuerpo

carotídeo son también sensibles a cambios en el flujo (probablemente por la acumulación

de agentes químicos diversos, incluyendo transmisores), a cambios en la temperatura y en

la osmolaridad (Gallego y col., 1979).

Los estímulos naturales (PO,, pCO,, pH) pueden actuar directamente sobre las

terminaciones nerviosas sensoriales. Para provocar un aumento en la frecuencia de

descarga en los receptores del cuerpo carotídeo (de adaptación lenta) los estímulos deben

despolarizar la terminal sensora induciendo la formación de un potencial generador como

prerrequisito para la iniciación del impulso. La hipoxia es capaz de despolarizar las

membranas de las terminaciones nerviosas sensoriales, pero en el caso de la hipercapnia o

de la acidosis, no se produce la despolarización directa de las terminaciones nerviosas; es

probable que actúen como estabilizadores ejerciendo su efecto sin alterar el potencial de

reposo o induciendo una ligera hiperpolarización (Eyzaguirre y Zapata, 1968). La

alcalinidad (pH 8.0) tiene un efecto hiperpolarizante.

No está claro el mecanismo por medio del cuál los quimiorreceptores detectan

1 5

FIG. 4. Quimograma que muestra la bradicardia e hipotensión producidas por el aumento

de la presión en la región senocarotídea en el perro anestesiado. (1) Electrocardiograma;

(2) presión arterial; (3) respiración; (4) presión endosinusal (en el seno carotídeo); (5)

tiempo=1 seg. (Tomado de Alvarez-Buylla, 195 1).

16

FIG. 5. Registros oscilográficos del nervio de Hering (arriba) e integrador de voltaje

(abajo), en el gato descerebrado. (A) respiración normal; (B) asfixia; (C) hiperventilación.

(Tomado de Alvarez-Buylla, 1952).

17

0

A

+-QL.

+

A. . . .

Dgo 80 70 60 5'0 d0.

30 2'04

10 0

PORCENTAJE DE SATURACION DE Hb CON 02

FIG. 6. Relación entre el grado de saturación de la hemoglobina @Ib) arterial (se toma

como 100 % la actividad registrada durante la respiración normal), y la actividad

quimiorreceptora en el nervio de Hering valorada con el integrador de voltaje en gatos

descerebrados (4 experimentos diferentes). (Tomado de Alvarez-Buylla, 1952).

18

cambios en la p0, (Nuutinen y col., 1984). Se han hecho esfuerzos para estudiar la

participación de los distintos componentes del cuerpo carotídeo en el proceso de

quimiorrecepción. En estudios in vitre, con el órgano completo o con rebanadas de

tejidos, registros con microelectrodos indican un potencial de membrana de -20 mV para

las células del glomus (aunque se han reportado potenciales de reposo de -60 a -70 mV).

La resistencia de entrada tiene un amplio margen de variación. Cuando se elimina el Na+

del medio externo, se produce una hiperpolarización y un aumento en la resistencia de

entrada. El potencial de membrana de las células del glomus no se afecta

significativamente por cambios externos en la concentración de K+, en cambio, la

reducción en los niveles de Cl’ induce una despolarización. El aumento de temperatura en

el medio provoca incrementos, tanto en el potencial de membrana como en la resistencia

de entrada (Barón y Eyzaguirre, 1977). Estas observaciones parecen indicar la presencia

de bombas metabólicas para mantener el equilibrio iónico entre las células del glomus y su

entorno, pero hay que tomar en cuenta que las células sustentaculares rodean a las células

glómicas (figura 3) alterando el medio extracelular real (Barón y Eyzaguirre, 1977).

Es importante hacer notar que la estimulación eléctrica del nervio carotídeo no

produce cambios de potencial en las células del glomus. Este hecho representa un

argumento en contra de la presencia de fibras centrífugas en este nervio que pudieran ser

las responsables de la función de las células glómicas (Goodman y McCloskey, 1972). La

presencia de ruido de membrana en las células del glomus podría representar la apertura

de canales iónicos (Eyzaguirre y Fidone, 1978).

Utilizando preparaciones in vitro, perfimdiendo a los cuerpos carotídeos aislados,

es posible estudiar también las funciones del órgano, sin las complicaciones de la

circulación sistémica. El cuerpo carotídeo en estas condiciones responde bien a: hipoxia,

19

hipercapnia, acidez, CN, y agentes colinérgicos como acetilcolina (ACh) y nicotina

(Eyzaguirre y Koyano, 1965a). La misma preparación permite estudiar los cambios

producidos por variaciones en la temperatura, flujo y presión osmótica. En estas

condiciones se comprueba que la función receptora propiamente dicha con el proceso de

transducción (quimiotransducción), está localizada en las células tipo 1 (Acker y col.,

1992). No se sabe exactamente cuál es el mecanismo de transducción, pero el sensor es

alguna estructura intrlnseca de la membrana quimiorreceptora. Se acepta que los cambios

en la p0, liberan un transmisor de las células tipo 1, que a su vez genera potenciales de

acción en las terminales nerviosas postsinápticas del nervio carotídeo. La despolarización

de membrana, bajo condiciones de hipoxia, va acompañada por una disminución en la

corriente rectificadora de salida de K+, lo que llevarla a una apertura de los canales de

Ca*+ con incremento del Ca*+ citosólico para facilitar la liberación del transmisor

(Pietruschka, 1985; Sato y col,, 1991). Dicho transmisor será el responsable de la

excitación local (potencial generador) y posteriormente, de los impulsos propagados a lo

largo del axón. Las observaciones morfológicas acerca de la aposición de terminaciones

nerviosas con las células del glomus, y estudios con microscopía electrónica con la

aparición de procesos exocitócicos en las células glómicas después de incubar con Ca*+,

apoyan este mecanismo.

Con respecto a la naturaleza del transmisor químico, experimentos con

preparaciones de dos cuerpos carotídeos en serie (tipo-Loewi), en los que la estimulación

al primero provoca respuesta en el segundo, indican que: 1) efectivamente se libera un

producto químico por los tejidos del cuerpo carotídeo durante la estimulación; 2) este

producto es capaz de estimular las terminaciones nerviosas, y 3) este agente no es

específico pues estimula tanto las terminaciones quimiorreceptoras como las

barorreceptoras. A pesar de algunas observaciones negativas, la mayoría de los hallazgos

20

parecen favorecer la hipótesis colinérgica. Schweitzer y Wright, 1938, proponen por

primera vez que las fibras nerviosas aferentes del cuerpo carotídeo se activan por ACh.

En resumen, el cuerpo carotídeo se comporta como un receptor que responde a

estímulos químicos, térmicos, osmóticos y de flujo; de tal manera que la misma fibra

cambia su frecuencia de descarga al ser excitada por distintos estímulos. ¿Cómo se realiza

la integración de toda esta información? ¿Cúales son los mecanismos para que el SNC

decida mandar la señal efectora de hiperventilación ylo modificación de la diuresis?.

, .Datosfirrmadogms

Diversos agentes químicos, al ser aplicados al cuerpo carotídeo, producen

potenciales de acción en las fibras quimiorreceptoras del nervio de Hering: 1) metabólicos

(CN, 2-4 dinitrofenol); 2) colinomiméticos (ACh, nicotina); 3) aminas biógenas.

El CN produce anoxia citotóxica con estimulación quimiosensorial y un

incremento en la ventilación pulmonar. En la mayoría de las especies de mamíferos, el

cuerpo carotídeo tiene mayor sensibilidad al CN que el cuerpo aórtico (Serani y Zapata,

1981). Anichkov y col., 1963, observan que el CN (bloqueador del transporte de

electrones) y el 2-4 dinitrofenol (desacoplador de la fosforilación oxidativa) son poderosos

agentes quimioexcitatorios, y sugieren que la anoxia aumenta la descarga quimiosensorial

por reducción de los niveles de ATP.

En los registros electrofisiológicos de las células tipo 1 en respuesta al CN, Biscoe

y Duchen,1990, observan un aumento en la conductancia al K+ dependiente del Caz+. Se

especula que el CN podría incrementar la excitabilidad de las células del cuerpo carotídeo

21

iniciando un aumento de la concentración del Caz+ interno (Biscoe y Duchen, 1989).

Eyzaguirre y col., 1989, encuentran un aumento en las descargas sensoriales (3.8 f

0.8 veces) después de la inyección de CN en el seno carotídeo, pero mientras que en

algunas células motiva despolarización, en otras induce hiperpolarización.

Se ha descrito la presencia de un sistema metabólico colinérgico en el cuerpo

carotídeo. Las terminaciones quimiosensoriales son sensibles a pequeñas cantidades de

ACh (1O-‘-1O-8 g/ml), umbral que se reduce al agregar eserina a la preparación (la eserina

inactiva la colinesterasa hística) (Eyzaguirre y Zapata, 1968). Además, en el gato, durante

la estimulación del cuerpo carotídeo por hipoxia, se libera ACh en el efluente venoso in

vivo, con un incremento concomitante en la ventilación (Metz, 1969). En el conejo, sin

embargo, la ACh deprime la descarga quimiosensora (Eyzaguirre y Monti-Bloch, 1982).

Este efecto también se ha visto en preparaciones in vitro; el agregado de colina al líquido

que baña al cuerpo carotídeo en estas condiciones, protege la preparación. El hemicolinio

(LIC-3) droga que interfiere en la síntesis de ACh a nivel presináptico, no modifica la

sensibilidad de los elementos postsinápticos a la ACh. El hexametonio y el curare

(bloqueadores colinérgicos) deprimen, pero no bloquean la respuesta quimiosensora a la

estimulación, sin embargo, la mecamelamina (que atraviesa la membrana mejor que los

componentes de amonio cuaternario) tiene una acción bloqueadora muy efectiva (Korkala

y Waris, 1977). Los agentes anticolinesterasa, como eserina 0 prostigmina, intensifican y

prolongan los efectos inducidos por ACh, confirmando la presencia de acetilcolinesterasa

en el cuerpo carotídeo (Korkala y Waris, 1977). Los agonistas nicotínicos (nicotina,

suberildicolina), también producen excitación quimiosensora en el gato y en el conejo,

efecto que desaparece por la administración de agentes anticolinérgicos (mecamilamina,

hexametonio y d-tubocurarina) (Anichkov y Belen’Kii, 1963). Los agentes muscarínicos

22

(pilocarpina) no cambian la respuesta en el gato, pero sí en el conejo. Estos experimentos

y los citados mas arriba, indican que el gato contiene predominantemente receptores

nicotínicos, y el conejo, receptores muscarínicos.

Aunque se ha confirmado la presencia de adrenalina, noradrenalina (NA),

dopamina y serotonina en el cuerpo carotídeo de distintas especies (Eyzaguirre y Koyano,

1965b; Zapata, 1975; Hellström, 1976), su papel en la función de este órgano no es claro.

Las catecolaminas no parecen jugar un papel importante en la transmisión de los impulsos

sensoriales en el cuerpo carotídeo in vivo, pero podrían ejercer una función de modulación

o inhibición, participando en el control simpático de la circulación local del cuerpo

carotídeo (Bisgard y col., 1979; Kummer, 1989). Sabemos que la hipoxia libera dopamina

de las células glómicas, pero su aplicación exógena puede inducir tanto inhibición como

excitación de las descargas quimiorreceptoras, dependiendo de la dosis y de la especie.

Las células quimiorreceptoras en cultivo, muestran liberación de dopamina después de

estimulación por hipoxia, y existe una correlación estrecha entre los mecanismos básicos

de la membrana y la liberación de dopamina (Pérez-García y col., 1992). En

preparaciones perfimdidas in vitre, donde no hay interferencia con los cambios en el tono

vascular, la adrenalina y la NA no producen excitación (Zapata, 1975), tampoco se

observa efecto al isoproterenol (Llados y Zapata, 1978). Estos experimentos indican que

no existen a- o R-adrenorreceptores que participen directamente en la quimiorrecepción

del cuerpo carotídeo, y han llevado a la conclusión de que existen dos tipos de receptores

dopaminérgicos en el cuerpo carotídeo: inhibitorios y excitatorios. Dichos receptores,

probablemente se encuentran en una proporción distinta en diferentes especies de

mamíferos (Eyzaguirre y Monti-Bloch, 1980).

2 3

iQué papel juega la célula del glomus en el proceso de quimiotransducción?.

Hipótesis metabólica: El cuerpo carotídeo es un tejido metabolicamente activo, sin

embargo, los valores obtenidos por distintos investigadores para la utilización de 0,,

varían dentro de un amplio rango (Fay, 1970). Parece ser que la utilización de 0, por el

tejido del cuerpo carotídeo es dependiente en una relación directamente proporcional a la

p0, externa (Delpiano y Acker, 1980; Acker y col., 1989).

Varios investigadores han tratado de identificar los elementos de la cadena

metabólica responsables de la actividad quimiorreceptora en el cuerpo carotídeo, dando

lugar a la hipótesis metabólica en el proceso de quimiorrecepción. Anichkov y Belen’Kii,

1963, como hacíamos notar en una sección anterior, demuestran que los bloqueadores del

transporte de electrones y de la fosforilación oxidativa actúan como quimioexcitadores, y

sugieren que la hipoxia incrementa las descargas de los receptores por reducción de los

niveles de ATP. Sin embargo, la excitación quimiosensora puede no iniciarse al disminuír

el ATP, sino con el aumento concomitante de los niveles de fosfatos inorgánicos (Hilton y

col., 1972). Estudios bioquímicos (Eyzaguirre y Zapata, 1984) muestran que la mayor

parte de la actividad ATPasa permanece en el componente soluble del citoplasma de las

células del glomus, células sustentaculares y fibras nerviosas, y esta enzima no se inhibe

con la ouabaína (no es dependiente de Na+-K+).

Joels y Neil, 1968, sugieren que la interrupción del metabolismo energético en las

células del glomus libera una sustancia que excita las terminaciones nerviosas

quimiosensibles. Para que esto ocurra los quimiorreceptores deben detectar variaciones

en los niveles de 0, durante la respiración tisular normal. Mills, 1975 y Jöbsis, 1977,

24

apoyan esta hipótesis, y describen dos citocromo-oxidasas, una de baja afinidad para el 0,,

y otra de alta afinidad. Hay cierta discrepancia en cuanto a la localización de los

citocromos en las células del cuerpo carotídeo. Algunos autores, piensan que las células

sustentaculares podrían contener el citocromo de baja afinidad (sensor del 0,), mientras

que las células del glomus el citocromo de alta afinidad. Otros autores opinan lo contrario

(Milis, 1975). La presencia de valores altos de p0, en el cuerpo carotídeo, y el hecho que

la descarga en las terminaciones nerviosas aumenta aún cuando los niveles de O2 son

todavía altos, apoyan la presencia de una cadena respiratoria especial en este órgano.

Wilson y col., 1979, sugieren que solamente es necesario un tipo de citocromo en la

cadena respiratoria en el parénquima del cuerpo carotídeo.

Lahiri, 1977, postula dos caminos metabólicos diferentes en la respuesta sensora a

la hipoxia y a la hipercapnia, pero no descarta la posibilidad de interacciones (el umbral a

uno de los estímulos es dependiente del nivel del otro). Este autor aumenta las descargas

quimiosensoras después de inyectar inhibidores de la fosforilación, y en estas condiciones

hay una falta de respuesta a la hipoxia. Debemos hacer notar que cuando se per-funden los

cuerpos carotídeos in vitre con un medio sin glucosa, desaparece la descarga

quimiorreceptora a la hipoxia, pero no a la acidez y ACh (Almaraz y col., 1984).

Obeso y col., 1989, utilizando la técnica de 2-desoxiglucosa y autor-radiografía

localizaron estructuras metabólicamente activas dentro de las células del glomus in vitro.

En medios equilibrados con 0, al 100 %, el consumo basal de glucosa para el cuerpo

carotídeo fue 61 nmo1.g de tejido-r’min-1, en comparación con 42 nmol’g de tejido-r’min-1

en el ganglio nodoso. Bajando la p0, (20 % de 0,~ aumenta el consumo de glucosa en el

cuerpo carotídeo en un 44 %, pero no en el ganglio nodoso. Las células tipo 1 constituyen

el componente con mayor consumo de glucosa dentro del cuerpo carotídeo.

25

El descenso en la p0, disminuye la conductancia al K+ en las células tipo 1

disgregadas. Se sugiere la presencia de un mecanismo de transducción que podria disparar

la despolarización y activación de la bomba de sodio. El gasto de ATP por la bomba de

sodio podría llevar a una retroalimentación de activación en el consumo de glucosa.

(Lopez-Bameo y col., 1988).

., . . . . .,de laglucosa en laficncron qmmorrecqtora, y par&rpacron de los receDtores

, .o-setw carotrdeo en la homgm&ws de laglucosa .

Varios autores han estudiado los efectos que se producen al inhibir el proceso

glucolítico en las células quimiorreceptoras, o al eliminar la glucosa del líquido de

perfusión. El monoyodoacetato, factor que inhibe la glucólisis anaeróbica nulifica la

respuesta a la anoxia, pero no la respuesta al exceso de CO, (Winder, 1937). En 1952,

Jarisch y col., observan que la inyección de monoyodoacetato en la carótida produce un

aumento en la descarga de los quimiorreceptores cuando se utilizan concentraciones

pequeñas (concentraciones que no alcanzarían a evitar la glucólisis anaeróbica).

Krylov y A.nichkov, 1966, estudiando diversos inhibidores metabólicos, postulan

que la interferencia en la producción de ATP, y la ausencia de glucosa dan como resultado

una pérdida en la sensibilidad de los quimiorreceptores carotídeos; estos mismos autores

concluyen que los receptores del cuerpo carotídeo requieren glucosa para responder a los

estímulos. Mas recientemente, Obeso y col., 1989, encuentran que la hipoglucemia o la

sustitución de glucosa por 2-desoxiglucosa (que induce glucopenia celular por inhibición

en la utilización de glucosa), incrementan de forma importante la descarga

quimiosensorial. De todos estos estudios se desprende que un nivel de glucosa apropiado

es importante para mantener la actividad quimiorreceptora normal.

2 6

Utilizando una preparación de seno carotídeo aislado de la circulación general,

Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, muestran que la perfusión de glucosa al seno,

deprime la actividad quimiorreceptora y la respuesta a la inyección de CN; la respuesta de

los barorreceptores, en estas condiciones, no se altera. Estos resultados, y los

experimentos con disociación de baro y quimiorreceptores, indican un efecto selectivo de

la glucosa sobre ambos tipos de receptores.

Con respecto a la posible intervención de los receptores carotídeos en la

homeostasis de la glucosa, los experimentos de Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988,

indican que los niveles de glucosa sanguínea se alteran después de la estimulación baro y/o

quimiorreceptora, y se obtiene un reflejo hiperglucémico con aumento de la diferencia

vena-arteria (V-A) de glucosa hepática. La estimulación eléctrica del cabo central del

nervio carotídeo en gatos, también induce el reflejo hiperglucemiante (Alvarez-Buylla y de

Alvarez-Buylla, 1990). El mecanismo efector en estas hiperglucemias reflejas es a través

de neurohipófisis, adrenales e hígado.

Los trabajos clásicos de Houssay, plantean que la hipófisis participa en la

homeostasis de la glucosa, y demuestran la acción diabetogénica de los extractos

pituitarios (Houssay y Magenta, 1924; Houssay, 195 1). En los experimentos de Alvarez-

Buylla, realizados en ratas, la estimulación con CN de los receptores del cuerpo carotídeo

produce un aumento inmediato en la salida de glucosa hepática. Después de la

adrenalectomía bilateral o de la neurohipofisectomía, la misma dosis de CN falla para

incrementar la salida de glucosa hepática. La secreción refleja de glucosa por el hígado se

mantiene después de la adenohipofisectomía, o en ratas adrenalectomizadas con

autotrasplante adrenal a epiplón (Alvarez-Buylla y col., en preparación), indicando que la

estimulación es humoral. La liberación de catecolaminas adrenales en respuesta a la

2 7

hipoxia del glomus carotídeo es un componente sustancial que persiste aún después de la

denervación adrenal (Critchley y col., 1980).

La reducción en la diferencia V-A de glucosa hepática, observada después de

pefindir la región del seno con plasma rico en glucosa, representa una prueba más de la.participación de los receptores carotídeos en la homeostasis de la glucosa por el hígado

(Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988). Existe una correlación significativa entre los

cambios de NA y la concentración de glucosa después de la estimulación eléctrica de los

nervios hepáticos (Garceau y col., 1983), y se ha visto que la estimulación de los baro y

quimiorreceptores del cuerpo-seno carotídeo ocasiona liberación selectiva de adrenalina o

NA de la médula adrenal (Critchley y col., 1980).

En el gato los receptores del cuerpo-seno carotídeo, tónicamente activos bajo

niveles de glucosa normales, aumentan su actividad después de la aplicación de CN al seno

aislado, observándose un incremento en la retención de glucosa por el cerebro. Por el

contrario, los animales con cuerpo-seno carotídeo denervados, no muestran cambios en la

retención de glucosa cerebral (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988). Estas

observaciones están de acuerdo con otras anteriores, que apoyan la presencia de una

neurosecreción en el LCR, pocos segundos después de la estimulación eléctrica del cabo

central del vago abdominal, o de microinyecciones de insulina en la zona insulinosensible

abdominal (irrigada por el tronco celiaco) (Alvarez-Buylla, 197 1). Las inyecciones de

glucosa en el LCR inducen un aumento en la secreción de insulina pancreática

acompañado de glucosuria (Alvarez-Buylla y col., 1986).

Menéndez y Atrens, 1991, observan que la inyección de insulina en el núcleo

ventral del hipotálamo activa al sistema nervioso simpático para inducir la liberación de

28

adrenalina y NA inhibiendo a su vez la liberación de insulina pancreática con un aumento

subsecuente de la glucosa sistémica. La NA actúa a través de receptores D-adrenérgicos

sobre las superficies de las células glíales aumentando los niveles de AMPc y estimulando

la secreción de glucosa a partir de los almacenes de glucógeno. La inyección intracisternal

de insulina produce una disminución de los niveles de glucosa en el LCR y una

disminución de catecolaminas en sangre periférica (Alvarez-Buylla y col., 1986)

La concentración de hemoglobina aumenta al bajar la p0, (a través de la acción de

eritropoyetina sobre la médula ósea, y formación de nuevos eritrocitos). Es interesante,

que después de la estimulación de las zonas reflexogénicas cardioaórtica y senocarotídeas

con CN, in vivo, se produce una liberación de glucosa a partir de los almacenes de

glucógeno en los eritrocitos. Estas células se comportan como hepatocitos circulantes

(Guarner y Alvarez-Buylla, 1989).

Wozniak y col., 1993, plantean que los almacenes de glucógeno de las células

glíales pueden ser la fuente de glucosa para las neuronas y para las propias glías. La

insulina disminuye la captura de NA por las neuronas, incrementándose la concentración

de este neurotransmisor en la hendidura sináptica, que a su vez actúa sobre los receptores

R-adrenérgicos en la superficie de las células glíales para inducir una elevación de los

niveles de AMI%, y subsecuentemente la liberación de glucosa a partir de los almacenes de

glucógeno al líquido extracelular (Wozniak y col., 1993).

Hipótesis de trabajo

Disponemos de gran cantidad de información con respecto a la influencia de los

receptores del cuerpo-seno carotídeo y arco aórtico en la regulación de la función

29

respiratoria y de la presión arterial (Heymans y col., 193 1; Alvarez-Buylla, 195 1, 1954;

Torrance, 1977; Eyzaguirre y Zapata, 1984). Sin embargo, la correlación entre

concentración de glucosa y actividad quimiorreceptora, así como el análisis de la

participación de los receptores del seno y cuerpo carotídeo en la homeostasis de la

glucosa, son aún pobres (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988).

La glucosa es fuente imprescindible de energía para el SNC, con el 0,, participa en

la fosforilación oxidativa, proporcionando ATP para la respiración neuronal. Hay razones

anatómicas para sospechar la existencia de interorreceptores que proporcionan

información al SNC para llevar a cabo la integración metabólica. La utilización de glucosa

por el cerebro parece ser independiente del efecto de la insulina. En trabajos anteriores,

Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, postulan la participación de las zonas

reflexogénicas del cuerpo-seno carotídeo en la homeostasis de la glucosa. Una

disminución en las descargas barorreceptoras, provocada por la oclusión carotídea, o la

estimulación quimiorreceptora con pequeñas dosis de CN, aumenta los niveles de glucosa

en sangre arterial y en LCR en perros y gatos. Por otro lado, la infusión de glucosa en el

seno carotídeo aislado circulatoriamente, disminuye significativamente los impulsos en el

nervio de Hering. Es decir, estos receptores estarían involucrados en proporcionar

información de todas las variables necesarias para la respiración neuronal: p02, pCO,,

presión arterial, temperatura y glucosa.

En este trabajo nos proponemos comprobar la participación de los baro y

quimiorreceptores senocarotídeos en la homeostasis de la glucosa en la rata, estudiando su

función en la captación de glucosa por el cerebro. Postulamos que hay un sistema dual

para la captación de glucosa: a) para las células del sistema nervioso, y b) para los otros

tipos celulares.

30

OBJETIVO

El objetivo fundamental de este trabajo es: estudiar, en ratas, la participación de

los receptores cuerpo-seno carotídeo en la regulación de glucosa sistémica, y su retención

enceflica.

Objetivos espectficos

l.- Investigar la intervención de los barorreceptores del seno carotídeo en la

homeostasis de la glucosa, y en su retención encefálica. Comprobar la participación del

nervio carotídeo como vía aferente de los reflejos hiperglucemiantes por estimulación

barorreceptora. Para estos fines utilizaremos los siguientes protocolos:

a) Estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo por oclusión de ambas

carótidas primitivas (reflejo de Hering) en ratas normales.

b) Estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo en ratas con los dos

nervios de Hering seccionados.

c) Estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado en ratas

con ambos nervios de Hering seccionados.

2.- Utilizando una preparación de seno carotídeo temporalmente aislado de la

circulación general, estudiar la intervención de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo

sobre la regulación de la glucemia y su retención por encéfalo. Analizar el efecto de la

31

glucosa inhndida en el seno, simultaneamente con el estímulo anóxico. Con este fin

utilizaremos los siguientes protocolos:

a) Estimulación de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo con NaCN

infhdido en el seno carotídeo temporalmente aíslado de la circulación general.

b) Estimulación de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo con NaCN +

glucosa en la misma preparación.

32

MATERIAL Y METODOS

Animales y técnicas quirúrgicas

Los experimentos se realizaron en 26 ratas Wistar de ambos sexos de 400-500

g. de peso, en ayuno de 18 horas. Los animales se anestesiaron con pentobarbital sódico,

3 mg/100 g por vía intraperitoneal y se mantuvieron con respiración artificial. Se utilizó

un respirador Palmer conectado a la cánula traqueal por vía bucal, con frecuencia de 40

respiracionesknin y presión positiva hasta evitar los movimientos respiratorios de la rata.

El nivel de anestesia se mantuvo constante por infusión intraperitoneal contínua (2

gotas/min) del anestésico diluído en solución salina (1.8 mg/100 ml). La profundidad de la

anestesia se vigiló periódicamente examinando la respuesta palpebral.

Se colocó la rata sobre la mesa de operaciones (Alvarez-Buylla y col., 1991) en

decúbito dorsal. Se realizó incisión por línea media en cara ventral del cuello, desde un

cm por debajo del maxilar inferior hasta el borde anterior del esternón. Se localizó la vena

yugular externa derecha, se disecó en un tramo de 2 cm, con ayuda de ganchillos de

vidrio, y se dejó referida entre dos ligaduras sin interrumpir la circulación.

Con disección roma se separaron hacia ambos lados los músculos

esternohioideo, hornohioideo y esternomastoideo hasta llegar a las carótidas primitivas.

Las dos arterias carótidas se separaron del paquete vasculonervioso y se disecaron en un

tramo de 2 cm partiendo de la bifurcación carotídea en dirección caudal. Se disecaron

también las arterias carótida externa derecha, carótida interna derecha y lingual derecha.

Todos estos vasos se dejaron referidos entre dos ligaduras sin interrumpir la circulación.

33

En algunos protocolos experimentales, se preparó el nervio de Hering utilizando la

técnica de Alvarez-Buylla (Alvarez-Buylla, 1950). Se alcanzó la región senocarotídea a

través de la línea que separa el borde externo del esternohioideo del borde interno del

esternomastoideo; este último músculo se seccionó, lo mismo que el digástrico, haciendo

la resección de los ganglios linfáticos que cubren la superficie externa de la bifurcación

carotídea. Se disecó el tejido conjuntivo que une la cara externa de la bifurcación

carotídea con el nervio hipogloso y tejidos adyacentes; también se disecó el conjuntivo que

une la carótida interna a los ganglios nodoso y simpático cervical superior. Se

seccionaron las ramas musculares que salen del nervio glosofaríngeo, y se continuó la

disección de este nervio hasta su entrada por el foramen yugular. Una vez terminada la

disección del nervio glosofaríngeo se localizó la salida del nervio de Hering y se disecó

con la ayuda de pequeños ganchillos de vidrio hasta su llegada al cuerpo carotídeo (la

preparación contenía fibras procedentes de quimio y barorreceptores). Tanto en los

experimentos con denervación, como en los que se utilizó la estimulación eléctrica del

nervio de Hering, se seccionaron ambos nervios inmediatamente después de su salida del

cuerpo carotídeo, previa ligadura con hilo de seda (000000).

El seno carotídeo derecho se aisló temporalmente de la circulación cefálica

durante la inyecciones de cianuro de sodio (NaCN) y glucosa en la arteria carótida común

derecha, por medio de un catéter de polietileno (Clay Adams PE-10) (JJ en figura 7). La

arteria carótida externa se cateterizó a través de la arteria lingual con un catéter de

polietileno (Clay Adams PE-50), por medio de este catéter se derivó la sangre del seno

carotídeo durante el tiempo de las inyecciones al seno (JS en la figura 7). Tanto la

carótida externa derecha (por encima de la arteria lingual) como la carótida interna

derecha (cerca del foramen yugular) se ocluyeron temporalmente (SO-60 seg) con objeto

de evitar que el NaCN o la glucosa penetraran a la circulación cerebral y/o general. Las

34

arterias faringea y occipital derechas se ligaron permanentemente. Una vez terminadas las

inyecciones, se abrieron inmediatamente las carótidas externa e interna para restaurar la

circulación normal.

Las muestras de sangre se obtuvieron de catéteres heparinizados, introducidos

en: arteria femoral hasta la aorta abdominal (Clay Adams PE-lo), y seno yugular, a través

de la vena yugular externa derecha (Dow Corning 602- 155), sin interrumpir la circulación

en los vasos (Alvarez-Buylla y Bencosme, 1981). Al final de cada experimento se verificó

la colocación correcta de los catéteres. Las muestras de sangre se mantuvieron en hielo

hasta su centrifugación, se centrifugaron durante 5 minutos a una velocidad de 3000

rev/min, utilizando una centríífUga refrigerada (Beckman T J-6).

Los cambios en la actividad barorreceptora se produjeron por la oclusión

simultánea de las dos arterias carótidas comunes (reflejo de Hering) durante 90 segundos;

la estimulación quimiorreceptora se realizó por la inyección lenta de NaCN (3-5 ug/lOO g

en 0.1 ml de solución salina) al seno carotídeo derecho temporalmente aíslado, con una

aguja del número 27 (para evitar la estimulación barorreceptora, Alvarez-Buylla, 1954).

En algunos experimentos se administraron inyecciones de NaCN (misma dosis anterior) +

glucosa (0.2 rnl al 40 %) en el seno carotídeo derecho temporalmente aíslado de la

circulación.

La estimulación eléctrica del nervio carotídeo derecho seccionado, se hizo

colocando el cabo cefálico sobre un electrodo unipolar de alambre de platino conectado a

un estimulador (Grass S4) y otro electrodo indiferente colocado en una región próxima

(alfiler de seguridad subcutáneo). Se aplicaron pulsos de onda cuadrada (2 mseg, 5 V, 20

cicloskeg) durante 90 segundos.

35

Medidas de glucosa y registro respiratorio

La concentración de glucosa sanguínea se midió en mg/dl por el método de

glucosa-oxidasa en un autoanalizador Beckman, en muestras de 10 ul de plasma,

obtenidas de los catéteres heparinizados. Con este método, se determina la concentración

de glucosa a partir de la depleción de 0, en una solución de glucosa-oxidasa saturada con

0,. El consumo de 0, es directamente proporcional a la concentración de glucosa en la

muestra (Kadish, 1965). Los datos se expresaron en valores absolutos. En algunas

gráficas, para hacer comparaciones directas de las respuestas, los datos se representaron

como cambios en por ciento del valor basal, tomando el promedio de los 2 ó 3 valores

basales (representado en las gráficas como tiempo=O).

La retención de glucosa encefálica se calculó por la diferencia entre los valores

de la concentración de glucosa arterial y la concentración de glucosa en el seno yugular

(diferencias A-V de glucosa).

El registro respiratorio se realizó utilizando un transductor de presión

volumétrico (Grass PT-5-A) conectado a un polígrafo Grass-7. La entrada del

transductor se conectó a la cánula traqueal, interrumpiendo la respiración artificial durante

la maniobra experimental.

Protocolo experimental

Las ratas fueron sometidas a los siguientes procedimientos experimentales

(véase figura 7):

36

A).- Estimulación barorreceptora del seno carotídeo (reflejo de Hering) en 10

ratas.

B).- Estimulación barorreceptora del seno carotídeo (reflejo de Hering) después

de seccionar ambos nervios carotídeos en 5 ratas.

C).- Estimulación barorreceptora del seno carotídeo por oclusión de las

carótidas comunes durante 90 seg, en 5 ratas con ambos nervios carotídeos seccionados, y

estimulación eléctrica del cabo central del nervio carotídeo seccionado.

D).- Estimulación quimiorreceptora del cuerpo carotídeo con NaCN (3-5

pg/lOO g en 0.1 ml de solución salina), y estimulación quimiorreceptora del cuerpo

carotídeo con NaCN (misma dosis anterior)+glucosa (0.2 ml-40 %) en 6 ratas.

En la mayor parte de los experimentos, el tiempo para las tomas de muestras de

sangre fhe de 38 min: un periodo control-basal de 6 min (representado en las gráficas

como tiempo=O) antes de la intervención experimental (tres muestras), y un periodo

experimental de 32 min (2 min, 4 min, 8 min, 16 min y 32 min), después del estímulo. En

cada tiempo se tomaron 0.1 ml de sangre arterial y 0.1 ml de sangre venosa.

En el protocolo D (inyección de NaCN solo, o NaCN + glucosa), el tiempo de

obtención de las muestras de sangre he de 20 min, con un periodo basal de 4 min (-4 min

y -2 min), y un periodo experimental de 16 min (2 min, 4 min, 8 min y 16 min).

37

C

ACI

wACE

,YL

a

D ME

FIG. 7. Representación esquemática de la región del seno carotídeo que muestra las

distintas variables experimentales: (A) estimulación barorreceptora por oclusión carotídea;

(B) estimulación barorreceptora por oclusión carotídea, y sección del nervio de Hering;

(C) estimulación barorreceptora por oclusión carotídea, y estimulación eléctrica del cabo

central del nervio de Hering seccionado; (D) preparación del seno carotídeo aíslado de la

circulación general, y estimulación quimiorreceptora; (ACC) arteria carótida común;

(ACE) arteria carótida externa; (ACI) arteria carótida interna; (AL) arteria lingual; (CC)

cuerpo carotídeo; (E.E.) estimulación eléctrica; (JI) jeringa de infkión; (JS) jeringa para

derivar la sangre durante la infhión de drogas al seno carotídeo; (L) ligadura temporal;

(NSC) nervio del seno carotídeo o nervio de Hering; (S) sección en el nervio de Hering.

38

Análisis estadistico

Los datos fueron analizados estadisticamente con la prueba de t de Student,

comparando los correspondientes a los valores basales con los de cada punto

experimental. Cuando las varianzas fueron heterogéneas se utilizó la prueba de Cochran y

Cox, 1962. El valor fùe considerado significativo cuando *p<O.OS, **p<O.O25, y

***p<O.OOl. En todas las gráficas, las líneas verticales representan los errores estándar.

Las probabilidades (valor de “p”) entre los datos de las diferencias A-V de glucosa con

respecto a su basal, se calcularon como muestras pareadas.

39

RESULTADOS

Estimulacidn barorreceptora por oclusidn carotidea en ratasnormales

Para demostrar la intervención de los barorreceptores del seno carotídeo en la

homeostasis de la glucosa sistémica, y en la retención de este carbohidrato por encéfalo, se

realizaron los siguientes experimentos:

En 10 ratas se estimularon los barorreceptores del seno carotídeo, por oclusión

de las 2 carótidas primitivas durante 90 seg (reflejo de Hering). Dos min después del

inicio del estímulo, se observó un aumento en la concentración de glucosa en sangre, que

alcanzó valores máximos entre 8 y16 min (curvas en la figura 8). Ocho min después del

estímulo, la glucosa arterial aumentó desde 142kS mgId (t=O) hasta 186*10 mg/dl,

paralelamente, la glucosa en el seno venoso aumentó desde 125k4 mg/dl (t=O) hasta

155*8 mg/dl. La comparación estadística entre las diferencias A-V de glucosa basal y las

diferencias A-V obtenidas después de la estimulación, fue significativa a los 2, 4 y 8 min;

el efecto máximo se obtuvo a los 8 min después de la estimulación, en que la retención de

glucosa cerebral subió de 17*3 mg/dl (t=O) a 3 lk5 mg/dl (figura 9). Es decir, el reflejo de

Hering indujo: 1) aumento reflejo en la concentración de glucosa sanguínea, y 2) aumento

reflejo en la retención de glucosa por encéfalo.

40

180

160

0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2

TIEMPO (MIN)

FIG. 8. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo sobre la

glucemia en ratas (n=lO). (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa en el seno yugular. La

flecha indica el inicio de la estimulación; (O.C.) oclusión simultánea de las dos carótidas

primitivas. El tiempo=0 es el promedio de 3 muestras basales. En esta gráfica, y en las

siguientes, las líneas verticales representan los errores estándar.

Observe que el aumento en la concentración de glucosa en la sangre arterial es mayor que

el de la sangre venosa.

41

0.?aQ

40

30

20

10

00 2 4 8 16 32

TIEMPO (MIN)

FIG. 9. Efecto de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo sobre la

retención de glucosa por cerebro en ratas (expresada como la diferencia A-V de glucosa)

(n=lO). La flecha indica el momento de la estimulación; (0.C) oclusión simultanea de las

dos carótidas primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales. Los

asteriscos indican el nivel de significancia, *p<O.OS, **p<O.O25, ***p<O.OOl.

Note que la retención de glucosa encefálica aumenta en forma inmediata después del

estímulo.

42

Estimulación barorreceptora por oclusidn carotidea en ratasnormales, antes y después de la seccidn de los dos nervios deHering

Con objeto de ver si los resultados obtenidos en el protocolo anterior, se debían

a la estimulación barorreceptora propiamente dicha, y no a una disminución en el flujo

sanguíneo cerebral, se realizaron los siguientes experimentos control.

En 5 ratas, antes de la sección de los nervios carotídeos, la oclusión de las

carótidas provocó incrementos paralelos en las concentraciones de glucosa en sangre, y en

las diferencias A-V de glucosa cerebral. Los resultados obtenidos fueron semejantes a los

del protocolo anterior; 8 min después del inicio de la oclusión, la glucosa arterial subió

desde 113*12 mg/dl (t=O) hasta 157k6 mg/dl; en el mismo tiempo, la glucosa en el seno

venoso subió desde 84*13 mg/dl (t=O) hasta ll lk7 mgId (figura 1OA). La diferencia A-

V de glucosa en estas ratas, aumentó de 2W3 mg/dl (t=O) a 46*9 (t=8 min). Por lo tanto,

se confirma que la estimulación barorreceptora provoca aumentos paralelos en las

concentraciones de glucosa en sangre y en la retención de glucosa por el cerebro. El

aumento en la diferencia A-V de glucosa fue significativo desde los 2 min hasta los 16 min

postestimulación (figura 11 A).

Se repitió la estimulación en las mismas ratas, después de la sección de ambos

nervios carotídeos. En estas condiciones, el estímulo barorreceptor provocó cambios muy

variables en las concentraciones de glucosa arterial y venosa, y que no tuvieron

significación estadística (figura 1OB). Tampoco se observaron aumentos en las diferencias

A-V de glucosa enceftiica (figura 11B). De estos experimentos concluímos que la sección

de ambos nervios de Hering anula la retención refleja de glucosa por el cerebro.

4 3

O.C.

- 0 - a----l ---’ v

O.C.260

180 360-

320-

1

280-

60 240

20 2 0 0 '0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 20 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2

ATIEMPO (MIN)

B

FIG. 10. Efectos de la estimulación barorreceptora del seno carotídeo sobre la glucemia

en ratas (n=5). (A) Ratas normales; (B) mismas ratas que en (A) después de la sección de

los dos nervios de Hering. (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa del seno yugular. Las

flechas indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión simultánea de ambas

carótidas primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales.

Note que en las ratas denervadas (B) el incremento en las concentraciones de glucosa

arterial y venosa es paralelo.

44

O.C.70

60

50

40

30

20

10

0

70 -

60 -

0 2 4 8 16 32 0 2 4 8 16 32

A BTIEMPO (MIN)

FIG. ll. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo sobre la

retención de glucosa cerebral en ratas (expresada como la diferencia A-V de glucosa)

(n=S). (A) Ratas normales; (B) mismas ratas que en (A) después de la sección de los dos

nervios de Hering. Las flechas indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión

simultánea de ambas carótidas primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3

muestras basales; (*p<O.OS, **p-=0.025, ***p<O.OOl).

Observe que en las ratas denervadas (B) no hay aumento en la retención de glucosa

cerebral.

45

Para hacer la comparación de los resultados obtenidos con la estimulación

barorreceptora, antes y después de la sección de los nervios carotídeos, en la figura 12

grafkamos los valores de las diferencias A-V de glucosa como cambios porcentuales con

respecto al promedio de las muestras basales. Se ve que la retención de glucosa por

encéfalo a los 2, 4, 8, 16 y 32 min después de la oclusión carotídea, alcanzó valores

significativamente mayores en las ratas antes de la sección de los nervios de Hering

(columnas obscuras).

Los resultados obtenidos en las ratas denervadas, nos indican que las respuestas

reflejas, de hiperglucemias y retención de glucosa por el cerebro, se deben a impulsos

aferentes generados en los receptores del seno carotídeo y conducidos por el nervio de

Hering a SNC.

Estimulacidn ekktrica del cabo central del nervio de Heringseccionado en ratas denervadas

La intervención del nervio de Hering como conductor de señales aferentes

generadas en los barorreceptores senocarotídeos, y conducidas al SNC, se comprobó en

los experimentos con estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering

seccionado.

En 5 ratas denervadas (sección de ambos nervios de Hering), se repitió la

estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo por oclusión carotídea. Los

resultados obtenidos fueron semejantes a los del protocolo anterior con ratas normales,

después de la sección de los nervios de Hering (figura 13A). Es decir, hubo incrementos

46

n NO.C. El D

0 2 4 8 16 3 2

TIEMPO (MIN)

FIG. 12. Comparación de los efectos obtenidos por estimulación barorreceptora del seno

carotídeo sobre la retención de glucosa cerebral (expresada como la diferencia A-V de

glucosa) (n=5). (N) Ratas normales (columnas obscuras); (D) mismas ratas que en (N)

después de la denervación del seno carotídeo (columnas claras). Para facilitar la

comparación, los valores se expresan como cambios en porcentaje de la basal. La flecha

indica el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión simultánea de las dos carótidas

primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales; (*p<O.O5,

**p<o.o25, ***p<o.ool).

Note que el aumento en la retención de glucosa cerebral se obtiene, unicamente, antes de

la denervación.

47

paralelos, no significativos, de las glucemias arterial y venosa, y no se presentó el aumento

en la diferencia A-V de glucosa (figura 14A). Sin embargo, la estimulación eléctrica del

cabo central de uno de los nervios de Hering seccionados, produjo en todas las ratas, un

aumento significativo en la concentración de glucosa sanguínea (figura 13B), acompañado

de un incremento en las diferencias A-V de glucosa en la sangre enceftiica (figura 14B).

La diferencia A-V de glucosa basal (t=O) fue 24*6 mg/dl, y 16 min después de la

estimulación alcanzó un valor máximo de 44*10 mg/dl(p<O.O25).

Los efectos en la retención de glucosa encefálica después de la estimulación

barorreceptora en ratas con ambos nervios de Hering seccionados, fueron comparados

con los obtenidos después de la estimulación eléctrica del cabo central del nervio de

Hering seccionado en las mismas ratas (figura 15). Estos resultados se expresaron como

cambios en el porcentaje con respecto a la basal (promedio de 3 muestras, 100 %),

observándose un aumento significativo en la retención de glucosa cerebral únicamente en

los experimentos con estímulo eléctrico; el efecto máximo se obtuvo a los 16 min del

inicio de la aplicación del estímulo (185 O/o), pero los valores alcanzados a los 2 mm

después de la estimulación, ya fueron significativos (compare las columnas claras con las

columnas obscuras en la figura 15).

Estimulacidn quimiorreceptora con NaCN solo, 6 con NaCN +glucosa en ratas normales

Para demostrar la intervención de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo en

la homeostasis de la glucosa sistémica, y en la retención de glucosa por encéfalo, se

realizaron los siguientes experimentos.

48

260

240

140-

1

aV

E.E.320-

112o;.I*,.I'I '1'1'1.1' 180;~1~1~1~,~1~,.,.,~

0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2 0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2

A B

TIEMPO (MIN)

FIG. 13. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo, y la

estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado, sobre la glucemia

en ratas con ambos nervios carotídeos seccionados (n=5). (A) Oclusión carotídea; (B)

estimulación eléctrica. (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa del seno yugular. Las flechas

indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión carotídea; (E.E.) estímulación

eléctrica. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales.

Note que en (B) el aumento en la concentración de glucosa en la sangre arterial es mayor

que el de la sangre venosa.

4 9

E.E.

1

**

**

T T

0 0 . .0 2 4 8 16 32 0 2 4 8 16 32

A BTIEMPO (MIN)

FIG. 14. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo, y la

estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado, sobre la retención

de glucosa cerebral (expresada como la diferencia A-V de glucosa) en ratas con ambos

nervios de Hering seccionados (n=S). (A) Oclusión carotídea; (B) estimulación eléctrica.

Las flechas indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión simultánea de

ambas carótidas primitivas; (EE.) estimulación eléctrica del cabo central del nervio de

Hering seccionado. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales; (*p<O.O5,

**p<o.o25, ***p<o.ool).

Observe el aumento significativo de la retención de glucosa cerebral después del estímulo

eléctrico.

50

n200-

180-

160-

140-

120-

IOO-

8o l

60-1

40-l

20-l

l0-r

O.C. E.E. qI I

0 2 4 8 16 32

TIEMPO (MIN)

FIG. 15. Comparación de los efectos obtenidos por estimulación barorreceptora del seno

carotídeo y por estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado,

sobre la retención de glucosa cerebral (expresada como la diferencia A-V de glucosa), en

ratas denervadas (n=5). (O.C.) Oclusión carotídea (columnas obscuras) ; (E.E.) estímulo

eléctrico (columnas claras). Para facilitar la comparación, los valores se expresan como

cambios en porcentaje de la basal. La flecha indica el momento del inicio de los estímulos.

El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales; (*p<O.O5, **p<O.O25,

***p<o.ool).

Note el aumento significativo de la retención de glucosa cerebral después del estímulo

eléctrico.

51

En 6 ratas se estimularon los quimiorreceptores con NaCN (3-5 pg/lOO g)

infhndido en el seno carotídeo temporalmente aíslado de la circulación. Después de la

infusión de NaCN, en forma inmediata, se registró un incremento importante en la

amplitud y frecuencia de los movimientos respiratorios. Estos efectos se mantuvieron

durante el tiempo que duró la estimulación quimiorreceptora (50 seg), una vez finalizada

la infhión, los movimientos respiratorios basales se recuperaron en forma paulatina

(figura 16).

La estimulación quimiorreceptora, con la misma dosis de NaCN, causó también

incrementos en las concentraciones de glucosa plasmática a partir de los 4 min del inicio

de la infusión. Los valores de glucemia basal obtenidos antes del estímulo (t=O) fueron

134k6 mg/dl en sangre arterial, y 114*4 mg/dl en sangre venosa; después del estímulo

quimiorreceptor se registró un aumento mayor en la concentración de glucosa en sangre

arterial, que alcanzó valores máximos a los 16 min después del inicio de la infksión de CN

(19218 mg/dl); el valor promedio de glucosa en la sangre del seno yugular, en el mismo

tiempo, fke 161U4 mg/dl (figura 17). El aumento en la diferencia A-V de glucosa tie

significativo a los 4 y 8 min después de la infusión de NaCN (figura 19, columnas

obscuras).

Con objeto de ver si la glucosa petindida en el seno carotídeo deprime la

respuesta de los quimiorreceptores al CN, se realizó el siguiente protocolo experimental.

En las mismas ratas se repitió la infhión de NaCN (3-5 pg/lOO g) acompañada de una

solución de glucosa (0.2 ml 40 %) en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado. En

estas condiciones, las concentraciones de glucosa arterial y del seno yugular aumentaron

en forma paralela. Los valores basales promedio (t=O) obtenidos, fueron: 185*19 mg/dl

para la sangre arterial, y 16 lkl0 mg/dl para la sangre venosa; 16 min después del inicio de

52

íO seg

FIG. 16. Efecto de la estimulación de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo con

NaCN (3-5 pg/lOO g) sobre la respiración en ratas. La barra superior indica el tiempo que

duró la infhión de NaCN en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado. La barra inferior

indica la calibración del tiempo.

Observe un aumento en la amplitud y en la frecuencia de los movimientos respiratorios

durante la inhsión de NaCN.

53

180

160

140

120

100

801 m,.,.,.,'0 4 8 12 16

TIEMPO (MIN)

FIG. 17. Efectos de la estimulación (NaCN) de los quimiorreceptores del cuerpo

carotídeo sobre la glucemia en ratas (n=6). (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa en el

seno yugular. La flecha indica el inicio de la estimulación; (NaCN), infusión de NaCN (3-

5 @lOO g) en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado. El tiempo=0 representa el

promedio de 2 muestras basales.

Note que el aumento en la concentración de glucosa en la sangre arterial es mayor que el

de la sangre venosa.

54

la infusión de CN+glucosa, la glucemia arterial subió hasta 232*38 mg/dl y la venosa hasta

208*29 mg/dl (figura 18). Las diferencias A-V de glucosa, en estas condiciones, no

fueron significativas con relación a la basal (figura 19, barras claras).

Los resultados obtenidos en el protocolo anterior, muestran que la glucosa

infundida simultaneamente con el estímulo quimiorreceptor (NaCN) al seno carotídeo

circulatoriamente aíslado, deprime la respuesta efectora producida por el CN solo.

55

eaN a C N + G L U . ----*--- v

28C

260

240

180

160

140 I ’ , . , . , d

0 4 8 12 16

TIEMPO (MIN)

FIG. 18. Efectos de la estimulación de los quimiorreceptores senocarotídeos acompañada

de una infusión de glucosa (NaCN+Glu) sobre la glucemia en ratas (n=6). (a) Sangre

arterial; (v) sangre venosa en el seno yugular. La flecha indica el inicio de la estimulación

por la infusión de NaCN (3-5 ug/lOO g) + glucosa (0.2 ml 40 %) en el seno carotídeo

circulatoriamente aíslado. El tiempo=0 representa el promedio de 2 muestras basales.

Note que las concentraciones de glucosa en sangre arterial y venosa aumentan en forma

paralela.

56

Nd% NaCN+GLU. q

Y **T TT

TIEMPO (MIN)

FIG. 19. Comparación de los efectos obtenidos por estimulación quimiorreceptora del

cuerpo carotídeo con NaCN solo, ó con NaCN + glucosa sobre la retención de glucosa

cerebral (expresada como la diferencia A-V de glucosa) en ratas (n=6). Columnas

obscuras, NaCN (3-5 @OO g); columnas claras, NaCN (misma dosis) + glucosa (0.2 rnl

40 %). El tiempo=0 representa el promedio de 2 muestras basales; (*p<O.O5, **p<O.O25,

***p<o.ool).

Observe que la retención de glucosa cerebral, aumenta significativamente, solo, cuando se

infhde el NaCN sin glucosa.

57

DISCUSION

Estos estudios fueron diseñados para investigar los efectos de la estimulación de

los receptores del cuerpo-seno carotídeo en la homeostasis de la glucosa en ratas, y

analizar la retención de ghrcosa por el cerebro en estos animales.

Los resultados de la primera serie de experimentos muestran que la estimulación

de los barorreceptores del seno carotídeo produce un aumento reflejo en las

concentraciónes de glucosa arterial y venosa (figuras 8, ZOA, y 13B), y este reflejo

hiperglucémico se presenta con un tiempo de latencia de 2 mm. Se observa también, en

forma paralela, un incremento significativo de la diferencia A-V de glucosa (figuras 9,

ll A, 12, 14B y 15), es decir, la sangre venosa procedente del cerebro (seno yugular) tiene

una concentración de glucosa, proporcionalmente menor, después de la estimulación

barorreceptora. Estos resultados concuerdan con las observaciones de Alvarez-Buylla y

de Alvarez-Buylla, 1988, 1990, obtenidas en otras especies y demuestran la presencia de

un aumento reflejo de la retención de glucosa por encéfalo.

LOS barorreceptores arteriales son receptores al estiramiento, las terminales

nerviosas sensibles a cambios en la presión sanguínea están localizadas en la adventicia y

en la túnica media de las paredes del seno y del arco aórtico (figuras 1 y 2).

Consecuentemente, un aumento de presión sanguínea, dilata las paredes de estos vasos, y

estimula a los barorreceptores (Sagawa, 1983), iniciando un reflejo de hipotensión, con

disminución de la frecuencia y contractilidad cardiacas, y del tono arteriolar. Las señales

aferentes procedentes de los barorreceptores llegan al centro cardiovascular del tallo

cerebral, donde se realiza la integración central (Rau y col., 1992). Por el contratio, la

5 8

hipotensión endosinusal por oclusión de las dos carótidas, desencadena una respuesta

refleja caracterizada por hiperventilación, aumentos en la frecuencia cardiaca y en la

presk% tie~%J (reB& de Herir@ (Alvarez-Buylla, 1954). Además de las respuestas

descritas, y cuya finalidad es aumentar el aporte de 0, al cerebro (Eugenin y col., 1989;

Finley y Katz, 1992), en nuestros experimentos encontramos, también, un aumento del

aporte de glucosa, molécula esencial para su respiración (figuras 8, lOA, y 13B). El

incremento en la diferencia A-V de glucosa en la circulación cefálica (arteria carótida

interna-seno yugular), indica que el cerebro ha retenido más cantidad de glucosa para su

metabolismo oxidativo.

La denervación del seno carotídeo (por sección de ambos nervios de Hering)

disminuye el reflejo hiperglucemiante (figura 1OB) obtenido por la estimulación

barorreceptora y anula el incremento en la retención de glucosa por el cerebro (figura

1 lB), es decir, la interrupción de las vías aferentes al SNC, elimina este reflejo. Se podría

pensar que los niveles elevados de glucosa, en estos experimentos, son la causa de la falta

de efectos. Esta posibilidad se descarta por los resultados obtenidos en ratas denervadas

con niveles basales de glucosa cercanos a los normales, donde la oclusión carotídea se

realizó en un primer tiempo, y tampoco produjo el reflejo hiperglucemiante ni el aumento

en la retención de glucosa encefálica (figuras 13A y 14B). Mas aún, en estas ratas, en un

segundo tiempo, la estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado

sí provocó el aumento en la concentración de glucosa sanguínea (figura 13B) y la

retención de glucosa por encéfalo (figura 14B). Los experimentos anteriores, apoyan el

papel de estos receptores en la homeostasis de la glucosa, y descartan la posibilidad de que

los efectos obtenidos se deban a una disminución en el flujo sanguíneo cerebral o a una

saturación de receptores encefálicos a la glucosa. Alvarez-Buylla y col., (trabajo en

preparación), sugieren que la neurohipófisis y la médula suprarrenal (adrenalina) participan

59

en la vía efectora de estos reflejos hiperglucemiantes, estimulando los almacenes hepáticos

(por glucogenolisis). La participación de las adrenales ha sido descrita con anterioridad

por Critchley, 1982.

Los receptores arteriales del cuerpo carotídeo son receptores secundarios o

compuestos (terminales nerviosas y células del glomus), y las fibras nerviosas procedentes

de éllos, responden con un aumento en las descargas cuando el cuerpo carotídeo se

expone a una gran variedad de estímulos: disminución de PO,, aumento de pCO,, aumento

de pH, ACh, CN, etc. (Alvarez-Buylla, 1950; Eyzaguirre y Fidone, 1978). Estas señales

constituyen el componente aferente del reflejo respiratorio. Existe una determinada

relación entre la cantidad de CN que se inyecta, la magnitud de las descargas que se

registran en el nervio carotídeo, y la magnitud de la respuesta respiratoria (Alvarez-Buylla,

1950) (figura 20). Es por ésto que las respuestas a la inyección intravenosa de CN se

utilizan para determinar la presencia o ausencia de vías neurales entre el cuerpo carotídeo

y los centros respiratorios (Serani y Zapata, 198 1).

Como ya hemos visto que el cuerpo carotídeo es sensible a múltiples factores,

decidimos probar su sensibilidad al CN y/o glucosa utilizando un diseño experimental que

se aproximara a las condiciones normales del animal. Con esta finalidad, Alvarez-Buylla y

de Alvarez-Buylla, 1988, describen la preparación del seno carótideo in vivo,

temporalmente aíslado de la circulación general durante las perfusiones al seno carotídeo,

esta preparación excluye la posibilidad que las inyecciones del CN o glucosa actúen en un

lugar diferente del seno mismo.

Con respecto a la posible participación de los quimiorreceptores del cuerpo

carotídeo en la homeostasis de la glucosa, utilizando la preparación descrita en el párrafo

60

FIG. 20. Quimogramas que muestran las respuestas reflejas sobre respiración y presión

arterial a diferentes dosis de cianuro de sodio (NaCN) en perro anestesiado con Nembutal.

Trazo superior: respuesta respiratoria; trazo inferior: presión arterial en mmHg. (A) 5 pg

de NaCN; (B) 10 vg de NaCN; (C) 20 pg de NaCN; (D) 80 vg de NaCN; (E) 160 vg de

NaCN; (F) 400 pg de NaCN.

Note que la respuesta umbral se obtiene con 5pg de NaCN, y después de la dosis de 80

pg, los receptores del cuerpo carotídeo disminuyen su sensibilidad. (Tomado de Alvarez-

Buylla, 195 1).

61

anterior, en la segunda serie de experimentos, mostramos que la estimulación de estos

receptores con NaCN, además de producir una respuesta hiperventilatoria (figura 16),

semejante a la descrita en trabajos anteriores (Alvarez-Buylla, 1952; Eyzaguirre y Zapata,

1984) modifica las concentraciones de glucosa arterial y venosa en la circulación cerebral

(figuras 17 y 18). La estimulación quimiorreceptora del cuerpo carotídeo, modifica

también la retención de glucosa cerebral. En efecto, la inyección de NaCN en el seno

aíslado, produjo, con un tiempo de latencia muy corto, un incremento significativo en la

retención de glucosa por el cerebro (figura 19, columnas obscuras). Esta retención podría

ser debida a la neurosecreción hipotetizada en trabajos anteriores (Alvarez-Buyfla, 1973;

Alvarez-Buylla y Bencosme, 1981), donde la estimulación de una zona reflexogénica

insulinosensible, desencadena, en pocos minutos, un reflejo hipoglucemiante con retención

de glucosa por encéfalo.

Nuestros experimentos muestran que la respuesta de los quimiorreceptores al CN

se modifica por la infusión de glucosa en el seno circulatoriamente aíslado. La infusión

simultánea de NaCN + glucosa elimina la retención de glucosa por el cerebro, ya que en

estas condiciones, las curvas de concentración de glucosa en sangre arterial y en el seno

yugular son paralelas (figura 18). Si asumimos que los barorreceptores del seno carotídeo

no se afectan por estas dosis pequeñas de CN (Alvarez-Buylla, 1954), el efecto

estimulador observado en las ratas normales debe atribuírse a la actividad

quimiorreceptora. El hecho que la infusión de glucosa no cambie las salvas

barorreceptoras (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988), apoya el efecto selectivo de

la glucosa sobre la función quimiorreceptora. Se ha demostrado que las soluciones

hiperosmóticas (99.3 mM de glucosa) aumentan la frecuencia de descarga en las fibras

quimiosensoras (Gallego y col., 1979). La posibilidad de que en nuestros experimentos la

glucosa (6 mM) contribuya al efecto estimulador, se descartó en trabajos anteriores en

62

donde las infusiones control de manito1 (misma molaridad que la glucosa) fueron

inefectivas (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988).

Este estudio, y los de otros autores (González y col., 1985; Obeso y col., 1986;

Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988; Alvarez-Buylla y col., en preparación) sugieren

que la glucosa es un elemento importante para la fìlnción quimiorreceptora. En los

trabajos citados, se demuestra que un exceso de glucosa deprime la actividad de los

receptores del cuerpo carotídeo, mientras que la falta de este substrato o su reemplazo con

2-desoxiglucosa, aumenta en forma clara la respuesta quimiosensora. De tal manera, que

la actividad normal de los quimiorreceptores es solo compatible con niveles apropiados de

glucosa en sangre. Todos estos hechos están de acuerdo con la hipótesis metabólica de la

función quimiorreceptora (Anichkov y Belen’kii, 1963), donde los bloqueadores del

transporte de electrones (NaCN) son poderosos agentes quimioexcitatorios, por reducción

de niveles de ATP. Obeso y col., 1989, también observan una reducción en los niveles de

ATP durante la estimulación hipóxica. La activación metabólica es consecuencia de la

despolarización inducida por la entrada de Na+ y la activación de la bomba de Na+. El

gasto de ATP para activar la bomba de Na+, lleva a una retroalimentación para activar el

consumo de glucosa. Cuando la infusión de NaCN se realiza con glucosa, el exceso de

este sustrato compensa para los niveles de ATP, y se explica que la retención de glucosa

encefálica disminuya (figuras 17 y 18).

A pesar del interés creciente en los mecanismos de control para la respiración

cerebral, se sabe poco acerca de la organización central de las vías quimiorreceptoras.

Los estudios con técnicas de transporte transgangliónico, revelan que la mayor parte de

las fibras aferentes de la región cuerpo-seno caortídeos, llegan al NTS (Ciriello y col.,

1981; Chen y col., 1987). Algunos trabajos electrofisiológicos, ponen también de

63

manifiesto que el NTS es la mayor terminal para las aferencias del seno carotídeo. En

trabajos anteriores se demuestra que el estímulo anóxico al cuerpo carotídeo aíslado

aumenta la retención de glucosa por el cerebro, elevando la concentración de los niveles

de glucosa en el LCR (Alvarez-Buylla y Roces, en preparación). La inyección, en

ventrículos cerebrales, de LCR obtenido de un perro donador, después de la estimulación

quimiorreceptora por NaCN, produce retención de glucosa cerebral en un segundo animal

receptor. La denervación de la región del cuerpo-seno carotídeo anula estos efectos. Si la

captación de glucosa por el cerebro no es causada por insulina secretada por el páncreas

(LeMay y col., 1988), se podría postular la existencia de otra neurosecreción. Un gran

número de trabajos reconocen los efectos de las endorfinas y encefalinas en la

glucorregulación (Ipp y col., 1980; Frohman, 1983; Radosevich y col., 1984, 1989), y

algunos de ellos postulan la participación de los reflejos carotídeos en la integración de la

respuesta efectora. La lista de neuropéptidos presentes en el SNC es extensa, pero las

encefalinas se encuentran en mayor proporción alrededor del NTS (Watson y Barchas,

1979), sugiriendo que estos péptidos cerebrales podrian participar en la glucoregulación

humoral después de la estimulación de los receptores del cuerpo-seno carotídeo. Aunque

se tiene evidencia de la participación de las encefalinas en mecanismos de dolor y analgesia

en el tallo cerebral y médula espinal, su presencia en el NTS también podria estar

relacionado con dichos efectos.

Los resultados obtenidos en este trabajo nos indican que el cerebro recibe la

información procedente de los quimio y barrorreceptores del seno carotídeo, para integrar

respuestas ventilatorias y circulatorias que aseguran la respiración celular. Debido a la

demanda de energía que tiene el SNC para controlar el funcionamiento de todos los

aparatos del organismo (digestivo, respiratorio, circulatorio, urinario y locomotor); es

importante la presencia de mecanismos receptores que informen al SNC sobre la

64

concentración de glucosa en la sangre que irriga al encéfalo.

La glucosa, ya sea que se absorba en el intestino, o se libere de los almacenes

hepáticos, viaja a todas la células del organismo, y se utiliza como fuente de energía

(Lienhard y col., 1992). El cerebro consume el 20 %, del total disponible, de este

carbohidrato (Erecinska y Silver, 1989). El mecanismo primordial, por medio del cuál los

organismos superiores, generan energía (ATP), es a través de la fosforilación oxidativa,

siendo la glucosa el principal combustible metabólico. En presencia de 0, la glucosa

completa su combustión hasta CO,, H,O y energía. Esta energía se atrapa parcialmente en

forma de ATP por medio de dos procesos consecutivos: gucólisis anaeróbica (2 mol

ATP/mol de glucosa) y fosforilación oxidativa (36 mol de ATP/mol de glucosa). De aquí

se deriva la importancia no solo de la glucosa sino también del oxígeno. Nuestros

experimentos apoyan la idea de que en condiciones normales existe una correspondencia

marcada entre el consumo de glucosa y el de 0, (Kintner y col., 1984), y por lo tanto

resulta interesante que mecanismos receptores periféricos, localizados en las mismas

estructuras del cuerpo-seno carotídeo, sean sensibles a estas dos variables tan importantes

en el mantenimiento de la vida celular, y en primer lugar de las neuronas.

Los procesos reguladores para mantener la concentración de glucosa en sangre,

dentro de límites normales son, sin duda, muy complejos. En esta regulación participan

mecanismos endocrinos y nerviosos. Las acciones de varias hormonas sobre la

homeostasis de la glucosa han sido objeto de numerosos estudios, pero aún queda mucho

por aprender de su modo de acción. Por otro lado, la influencia del SNC sobre la glucosa

sanguínea está menos estudiada. Como resultado de algunas investigaciones, ciertos

autores proponen la existencia de centros glucorreguladores en el cerebro (Sakata y col.,

1963), pero no está claro el papel del cerebro para contrarrraregular la hipoglucemia. Se

65

ha bpotetikado que el centro gfucosensor podn’a estar localizado a lo largo de la

distribución de la arteria carótida interna (hipotálamo). La respuesta de estrés

hipoglucémico es multihumoral, con liberación de adrenalina y NA endógenas (Sieber y

Traystman, 1992). La hipoglucemia va acompañada con una disminución en la captación

de glucosa cerebral, sin embargo, el consumo de 0, por el cerebro solo disminuye durante

la hipoglucemia severa. La falta de glucosa como substrato, provoca cambios en la

síntesis de proteínas, en la liberación de neurotransmisores, en las funciones de membrana

y en el metabolismo de aminoácidos por las neuronas, llegando a producir alteraciones en

la actividad eléctrica cerebral y en casos extremos, muerte cerebral. Es por tanto

importante que el cerebro reciba el aporte adecuado de glucosa, y pensamos que deben

existir mecanismos receptores para detectar variaciones en la cantidad de glucosa

disponible para el cerebro.

Los resultados de este trabajo demuestran que los receptores del cuerpo y seno

carotídeos intervienen en la homeostasis de la glucosa, son sensibles a variaciones en los

niveles de glucosa en la sangre que los irriga, y participan en la regulación de la retención

de este substrato por el cerebro en la rata. Es decir, los baro y quimiorreceptores de la

región del seno carotídeo informan al SNC sobre las condiciones físicas y químicas de la

sangre arterial que lo va a irrigar para asegurar su respiración, y por lo tanto la

supervivencia de todo el organismo.

CONCLUSIONES

Con base en los resultados obtenidos en este trabajo se llegaron a las siguientes

conclusiones:

l.- En ratas, la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo por

hipotensión arterial (oclusión carotídea) produce hiperglucemia refleja y aumento de

retención de glucosa por el cerebro.

2.- La sección de ambos nervios de Hering disminuye la hiperglucemia refleja y

elimina el aumento de retención de glucosa encefálica producida por la estimulación

barorreceptora en ratas.

3.- La estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado

provoca hiperglucemia refleja con aumento de retención de glucosa por encéfalo en ratas.

4.-La estimulación quimiorreceptora del cuerpo carotídeo (anoxia histotóxica

por NaCN inyectado en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado) produce

hiperventilación, hiperglucemia refleja, y aumento en la retención de glucosa por cerebro

en ratas.

5.- La infusión de glucosa en el seno carotídeo circulatoriamente aislado, en

forma simultánea con la estimulación por NaCN, reduce la respuesta efectora obtenida

con NaCN solo.

67

6.- A pesar de su independencia anatómica y fùncional, los receptores del

cuerpo y seno carotídeos intervienen, de manera integral, en la homeostasis de la glucosa.

68

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