MANUAL DE PROCEDIMIENTOS HEMATOLOGICOS

OBJETIVO: Establecer y estandarizar los procedimientos realizados en el área de hematologia que sirvan de ayuda diagnóstica al clínico.

ALCANCE: Será de utilidad para todos los profesionales y personal técnico.

INDICE

SECCION 1: OBTENCION DE MUESTRAS SANGUINEAS

1.1 OBJETIVO1.2 OBTENCION DE SANGRE VENOSA1.3 OBTENCION DE SANGRE VENOSA CON TUBOS AL VACIO1.4 OBTENCION DE SANGRE CAPILAR.

SECCION 2: ANTICOAGULANTES

2.1 CARACTERISTICAS DE ANTICOAGULANTES USADOS EN HEMATOLOGIA

2.2 ANTICOAGULANTES SOLIDOS 2.3 ANTICOAGULANTES LIQUIDOS.

SECCION 3: REALIZACION Y TINCION DE FROTIS SANGUINEOS

3.1 METODO DE LOS DOS PORTAOBJETOS3.2 COLORACIONES USADAS3.3 PREPARACION DE COLORANTES3.4 TINCION CON COLORANTE WRIGHT

SECCION 4: HEMOGRAMA

4.1 RECUENTO LEUCOCITARIO EN CAMARA4.2 DETERMINACION DE HEMATOCRITO4.3 DOSAJE DE HEMOGLOBINA4.4 FROTIS DE SANGRE PERIFERICA4.5 FORMULA LEUCOCITARIA4.6 PREPARACION DE LA SOLUCION DE TURK

SECCION 5: VELOCIDAD DE SEDIMENTACION GLOBULAR

5.1 METODO DE WINTROBE

SECCION 6: RECUENTO DE RETICULOCITOS

6.1 METODO DE RECUENTO DE RETICULOCITOS6.2 INDICE DE PRODUCCION MEDULAR (IPM)

SECCION 7: PORCENTAJE DE CELULAS LE7.1 DEFINICION7.2 METODO7.3 INTERPRETACION

SECCION 8: PERFIL DE COAGULACION8.1 PRINCIPIOS GENERALES8.2 MECANISMO DE COAGULACION8.3 EXPLORACION DE LA COAGULACION8.4 ONTENCION DEL PLASMA8.5 TIEMPO DE SANGRIA

8.5.1 METODO DE IVYTIEMPO DE COAGULACION8.6 TIEMPO DE PROTROMBINA8.7 TIEMPO DE TROMBINA8.8 FIBRINOGENO8.9 RECUENTO DE PLAQUETAS

OBTENCION DE MUESTRAS SANGUINEAS

OBJETIVO: Establecer y uniformizar criterios en el procedimiento de obtención de muestras sanguíneas con un adecuado control de calidad , ya que de ello depende que el resultado del análisis de la muestra sea el correcto.Se efectuará en ayunas o no , dependiendo de la prueba a usar.

1.2 OBTENCION DE SANGRE VENOSA

Materiales y Equipos requeridos Algodón Alcohol al 70% Ligadura de 25 a 30 cm. De largo Agujas de 20x1 Tubos con anticoagulante EDTA tripotásico o dipotásico

Fundamento

Constituye el tipo de extracción sanguínea más comúnmente empleado. El lugar de elección es generalmente la región venosa antecubital la cual posee piel fina, móvil y venas de un grueso calibre y relativamente superficiales. Las venas indicadas son la cefálica, la cefálica mediana y la basílica mediana.

La mejor postura para el paciente es el decúbito dorsal. Si está sentado, el brazo debe tener un buen apoyo. Las venas deben inspeccionarse y evaluarse aplicando un torniquete en la parte superior del brazo, unos cuatro centímetros por encima del lugar de

la puntura. Este debe apretarse sólo lo necesario para impedir la circulación venosa de retorno.

Procedimiento

Verificar que los elementos por utilizar estén listos, y que el paciente se sienta cómodo

Aplicar el torniquete aprox. Cuatro dedos por encima de la flexión del codo.

Limpiar la zona con Alcohol de 70% o alcohol yodado, en un área de 2 pulgadas.

El paciente deberá abrir y cerrar la mano durante unos segundos y después la mantendrá cerrada, esto ayudará a visualizar las venas superficiales.

Se retira el estuche protector de la aguja

Se coloca la aguja en dirección paralela a la vena, se perfora la piel haciendo avanzar la aguja 0,5 -1 cm en el tejido subcutáneo , luego se perfora la vena

Retirar el torniquete e indicar al paciente que deje de hacer puño. Se coloca el algodón seco encima de la punción y se retira la aguja.

Tapar y agitar el tubo por inmersión para homogenizar la muestra con el anticoagulante.

TOMA DE MUESTRAS DE SANGRE VENOSA

Tranquilizar al paciente

Distraerlo

Colocarle cómodamente

Proceder a la técnica de la extracción

1.3 OBTENCION DE SANGRE VENOSA AL VACIO

Materiales y equipos requeridos Algodón Alcohol al 70% Ligadura Tubos al vacío con anticoagulante EDTA Agujas con dispositivo para extracción de sangre al vacío.

PROCEDIMIENTO

Repetir los pasos 1 al 4 Se retira el estuche protector de la aguja y éste se enrosca al

dispositivo para la extracción de sangre al vacío Se coloca la aguja en dirección paralela a la vena ,se perfora

la piel haciendo avanzar la aguja entre 0,5 y 1 cm. En el tejido subcutáneo, se inserta el tubo al vacío por la aprte posterior y no preocuparse por la cantidad de sangre extraída ya que el mismo sonido del vacío avisará que la extracción de sangre terminó.

Retirar la ligadura Colocar un pedazo de algodón seco sobre la parte donde se

encuentra oculta la aguja. Sacar la aguja con un movimiento rápido y depositarla en un descartador de agujas.

Pedir al paciente que presione firmemente el algodón durante 3 minutos.

Mezclar por inmersión suave la sangre con el anticoagulante.

VENTAJAS DE LA EXTRACCION DE SANGRE VENOSA

Pueden hacerse repetidos exámenes con la misma muestra Parte de la muestra puede congelarse para referencia futura.

DESVENTAJAS DE EXTRACCION DE SANGRE VENOSA

La punción es técnicamente difícil en niños, pacientes obesos y pacientes en schock.

Se debe evitar la hemólisis pues se puede obtener una disminución en el recuento de eritrocitos.

Evitar éxtasis venosa producida por el torniquete, pues puede producir hemólisis y otros cambios que ponen la sangre en un estado inadecuado

1.5 OBTENCION DE SANGRE CAPILAR

Fundamento: Cuando la cantidad de sangre que se precisa es muy pequeña o cuando por diferente motivos no pueda practicarse una punción venosa, debe recurrirse a la punción capilar.

Materiales Requeridos Algodón Alcohol al 70% Lancetas desechables

Procedimiento

La sangre capilar se obtiene de la cara lateral del dedo medio o anular en los adultos y del dedo gordo del pie o talón en niños.

Desinfectar la zona zona con alcohol al 70%, secar con algodón estéril

Punzar la piel con una lanceta estéril desechable Desechar la primera gota y recoger las siguientes en tubos

capilares.

Ventajas

Puede obtenerse con facilidad Preferible para extensiones de sangre periférica

Desventajas

Sólo se puede obtener pequeñas cantidades de sangre La sangre en capilares frecuentemente se hemoliza Los resultados no pueden ser comparados con los resultados

de pruebas venosas El recuento de eritrocitos y leucocitos así como el recuento de

plaquetas y reticulocitos no debe realizarse en sangre capilar debido a la difícil estandarización del flujo sanguineo capilar.

Muestra capilar

ANTICOAGULANTES

OBJETIVO: Mantener la sangre extraída incoagulable mediante la adición de un anticoagulante.

DEFINICION: Sustancias que inhiben la formación del coágulo mediante diversos mecanismos.

2.1 CARACTERISTICAS DE ANTICOAGULANTES

No alterar el tamaño de los hematíes No producir hemólisis Evitar al máximo la agregación plaquetaria No alterar la morfología de los leucocitos.

2.2 ANTICOAGULANTES SOLIDOS

EDTA: Es la sal disódica o tripotásica del ácido etilendiaminotetra acético. Realizan su acción a través de un efecto quelante sobre el calcio, al fijarlo impiden su activación y por ende la coagulación sanguínea.

Ventajas:

Respeta morfología eritrocitaria y leucocitaria Asegura la conservación de los elementos formes sanguíneos Al inhibir la aglutinación de las plaquetas, facilita su recuento o

su expresión semicuantitativa a través del frotis. La concentración recomendada es de 1,5mg/ml de sangre.

Desventajas

Usado en exceso afecta a los eritrocitos y a los leucocitos, a los cuales les produce encogimiento y cambios en su forma, por ello debe cuidarse de agregar la cantidad correcta de sangre al anticoagulante.

2.3 ANTICOAGULANTE LIQUIDO CITRATO DE SODIO: Es ideal para las pruebas de

hemostasia .Actúa a través de la precipitación del calcio.La concentración para las pruebas de hemostasia es en proporción de 1:9 (0.5 de anticoagulante para 4.5ml de sangre total)

REALIZACION Y TINCION DE FROTIS SANGUINEO

Fundamento: Consiste en la extensión de una gota de sangre sobre un portaobjetos empleando el canto biselado de otro portaobjeto de igual dimensión.

Microscopio Portas y cubre-objetos Soporte de preparaciones

Cubeta

Lanceta Alcohol Metanol

Giemsa

Sangre obtenida por un pinchazo en el pulpejo del dedo

1. limpiar el pulpejo del dedo con una gota de alcohol, hacer una punción para conseguir una gota de sangre.

2. Depositar la gota de sangre, en un lado y en el centro de un porta bien limpio.

3. Seguidamente, con el empleo de un porta de borde esmerilado se hace un frotis o extensión de sangre.

El porta con el que se hace la extensión debe deslizarse bien colocado y lo más perfectamente aplicado en su borde contra el otro porta sobre el que se hace la extensión. Sólo debe pasarse una vez, de forma continua e ininterrumpida.

4. Es conveniente realizar dos o tres extensiones, con el fin de seleccionar para la tinción la mejor lograda. Las extensiones o frotis deben secarse al aire lo más rápidamente posible. La desecación se facilita con movimiento en forma de abanico, nunca soplando o por calor. La rápida desecación evita la deformación de los glóbulos sanguíneos.

PARTES DE UN FROTIS SANGUINEO

Zona excesivamente gruesa: Se halla en la región inmediata al punto de partida de la extensión (cabeza). En ella se aprecia siempre un aumento de linfocitos.

Zona excesivamente fina: Corresponde al final de la extensión y termina en un área donde las células adoptan una posición acartonada (barbas).En esta región existe un exceso de granulocitos y monocitos.

Zona ideal: Corresponde a la región intermedia del frotis y en ella existe un reparto equilibrado de células.

TINCION DEL FROTIS SANGUINEO

El frotis, una vez seco, se fija y se tiñe mediante colorantes adecuados. Generalmente, en los laboratorios hematológicos se emplean colorantes basados en la tinción de Romanowsky, basado en una combinación de eosina y azul de metileno.

Con la tinción de los elementos formes de la sangre se pueden distinguir los siguientes aspectos morfológicos de las células: 1.- La forma, dimensión y contorno de los hematíes (de color rosa pálido), leucocitos (células nucleadas) y plaquetas (pequeños corpúsculos). 2.- El núcleo: de color púrpura 3.- El citoplasma: de color azulado o gris en los linfocitos y monocitos. 4.- Granulaciones: mezcla de colores pardos (neutrófilos), anaranajadas (eosinófilos) y azul oscuro (basófilos).

Aunque cada laboratorio emplea su receta, los colorantes y los métodos de tinción más empleados son los siguientes

Tinción de Giemsa: 1.- Secar el frotis. 2.- Fijar con alcohol absoluto durante 3 minutos. 3.- Sumergir en solución de Giemsa (1 volumen de colorante y 9 de PBS) durante 10 minutos. 4.- Lavar con abundante agua y dejar secar antes de observar al microscopio.

Tinción de Wright: 1.- Secar el frotis. 2.- Teñir con colorante de Wright durante 1 minuto. 3.- Teñir con una mezcla de colorante en 2 ó 3 volúmenes de tampón (PBS) durante 10 minutos. 4.- Lavar en abundante agua y dejar secar antes de observar al microscopio.

Conservación de las extensiones de sangre periférica:

Para evitar que las extensiones se deterioren con el paso del tiempo, si éstas desean ser conservadas, hay que aplicar algunas procedimientos adicionales. Generalmente, el frotis se observa después de haberse secado después de la extensión y tinción, sin colocar un cubreobjetos sobre el portaobjetos. Pero si deseamos conservar las extensiones hay que colocar un cubreobjetos tras depositar sobre el portaobjetos una substancia adherente. Si ésto se realiza después de observar el frotis con aceite de inmersión, hay que limpiar la extensión con xilol para eliminar todo resto de aceite.

PREPARACION DEL COLORANTE WRIGHT

REACTIVOS: Colorante wright 3.8g Metanol 1 lt Glicerina 15ml

PROCEDIMEINTO

Disolver en un mortero el colorante con la glicerinaUna vez disuelto se adiciona el metanol trasvasando a un frasco oscuro .Agitar.Filtrar antes de usar

Observaciones

Una tinción satisfactoria debe dar los siguientes resultados:Glóbulos Rojos: rojo amarillento.Neutrófilos: cromatina púrpura oscuro, citoplasma rosa pálido y gránulos lila. Eosinófilos: cromatina púrpura oscuro, citoplasma azul pálido y gránulos rojo brillante. Basófilos: cromatina púrpura oscuro, gránulos azul oscuro. Linfocitos: cromatina púrpura oscuro, citoplasma azul cielo. Monocitos: cromatina púrpura medio, citoplasma azul grisáceo y gránulos lila Plaquetas: centrómero violeta o púrpura, hialómero azul claro.

Causas de error en la tinción del frotis sanguíneo.

Una extensión excesivamente azul (basófila).Extensión gruesa.Lavado insuficiente. Tiempo tinción excesivamente prolongado. Empleo de colorante excesivamente alcalino

Una coloración excesivamente rosada (acidófila).Extensión delgada.Exceso de buffer. Empleo de colorante excesivamente ácido.

Presencia de precipitados. Puede evitarse mediante filtración del colorante antes de su empleo.

Apreciación de artefactos morfológicos debido al anticoagulante. Cuando el frotis se realiza con sangre recolectada con EDTA, es muy importante no esperar más de 2 horas de la extracción, ya que pueden aparecer alteraciones morfológicas imprevisibles de las células sanguíneas.

HEMOGRAMA

El Hemograma de Shilling constituye uno de los exámenes de laboratorio más usados en el campo de la hematología comprende las siguientes pruebas:

RECUENTO LEUCOCITARIO