esteroles2001

Alejandro Martínez M., 2002

UNIVERSIDAD DE ANTIOQUIA

ESTEROLES

Profesor Alejandro Martínez Martínez Facultad de Química Farmacéutica E-mail: [email protected]

Medellín, Abril de 2002


ESTEROLES

DISTRIBUCION Y ESTADO NATURAL Los esteroles se encuentran ampliamente distribuidos en los reinos animal y vegetal; y se les encuentra en forma libre (También llamados agliconas esteroides), como ésteres o como glicósidos. Todos contienen un núcleo ciclopentanoperhidrofenantreno y presentan un grupo hidroxilo en el carbono 3. La mayoría de esteroles naturales poseen una cadena lateral de 8 a 10 átomos de carbono y un enlace doble en el C-5 (Figura 1).

HO

1

2

3

45

6

7

89

10

1112

13

14 15

1617

18

19

2021 22

23

24

25

26

27

Figura 1. Enumeración de los átomos de carbono en la molécula de colesterol En los animales superiores (Incluido el hombre) se encuentra principalmente el colesterol, el cual es un constituyente importante de membranas y precursor de sustancias fisiológicamente importantes (Hormonas, Acidos biliares, Vitamina D, etc.). En las plantas superiores se encuentran principalmente los denominados fitosteroles: β-Sitosterol, Campesterol y Estigmasterol (Figura 2). Un esterol menos común es el Fucosterol, el cual es el esteroide principal de muchas algas pardas y también se le ha detectado en el coco (Cocus nucifera L.).


En los hongos y levaduras se encuentra principalmente el Ergosterol. En cambio, los animales inferiores (Principalmente invertebrados marinos tales como esponjas, estrellas, corales, etc.) y ciertas plantas filogenéticamente poco evolucionadas (P.ej. algunas Orchidaceae) contienen mezclas complejas de esteroles con modificaciones estructurales variadas tales como núcleos sin el carbono 4 (A-nor-esteroles), sin el carbono 19 (19-Nor-esteroles), con varias insaturaciones; cadenas laterales con más de 10 carbonos, con anillos ciclopropano, con enlaces alénicos, etc. En la Figura 2 se presentan algunos ejemplos. Con base en la diversidad estructural observada para los esteroles terrestres y marinos identificados hasta 1978, y trabajando sobre consideraciones biosintéticas, es interesante resaltar que a través de un programa de computador denominado REACT Varkony y col. predijeron la existencia de 1778 esteroles naturales1.

1. Varkony T.H., Smith D.H., Djerassi C., TETRAHEDRON 34, 841 (1978).


HO

R22

HO

HO HO

C

Colesterol (R=H)Campesterol (R=Me)Sitosterol (R=Et)Estigmasterol (R=Et, insat. C-22)

HO

22 24

28

Ergosterol (insat. C-22)Fucosterol (insat. 24-28)

HOCH2

Figura 2. Algunos ejemplos de esteroles naturales. Las cuatro estructuras mostradas abajo corresponden a esteroles de origen marino

PROPIEDADES FISICAS La gran mayoría de esteroles conocidos son sólidos cristalinos incoloros, solubles en solventes orgánicos relativamente apolares (Cloroformo, Benceno, etc.), menos solubles en alcoholes de bajo peso molecular, y que funden sin descomponerse (En forma libre o esterificada). Presentan además actividad óptica debido a los carbonos asimétricos que poseen. Los esteroles se pueden recristalizar en metanol caliente o en la mezcla metanol-tetrahidrofurano 10:1, formando cristales en forma de agujas brillantes incoloras. Los que presentan dobles enlaces conjugados son de color amarillento y tienden a descomponerse


por acción de la luz como por ejemplo los esteroles con insaturaciones en C-5 y C-7, los cuales son susceptibles a la reacción de oxidación fotoquímica:

HO

R

HO

R

OO

O2

hv

BIOGENESIS Los esteroles se derivan biogenéticamente de la AcetilCoA (Ruta del Acetato) vía mevalonato y escualeno. Los esteroles vegetales tienen como precursor inmediato al cicloartenol2, mientras que los animales tienen al lanosterol (Figura 3). De una forma análoga se originan los triterpenoides. En la biogénesis de los esteroles también están implicados procesos tales como hidrogenaciones y deshidrogenaciones C-C, metilaciones (vía S-adenosilmetionina), hidroxilaciones, etc. Un hecho estructural notable es que la gran mayoría de esteroles naturales tienen sustituyentes alquílicos sobre los carbonos 4 y 24 fundamentalmente, y este hecho es justificado por la misma biogénesis. El conocimiento de la biosíntesis de esteroides ha contribuido al desarrollo de la Quimotaxonomía vegetal, particularmente en el caso de las algas, y ha servido para correlacionar la estructura de estas sustancias con aspectos evolutivos. Para una revisión sobre el origen y la biosíntesis de esteroles de esponjas marinas puede consultarse el artículo de Djerassi y Silva3. Para procedimientos de síntesis química análogos a la ciclización del escualeno consultar el trabajo de Zoretic y col.4 HECHOS ESTRUCTURALES Los esteroles naturales conocidos presentan las siguientes características estructurales: a. Los enlaces dobles en el núcleo se presentan principalmente en C-5, C-7, C-8 y C-9. b. Los enlaces dobles en la cadena lateral se presentan especialmente en C-22, y con menor frecuencia en C-24 y C-25.

2 Phytochemistry 40 (6) 1585 (1995) 3. Djerassi C., Silva C.J., ACC. CHEM. RES. 24, 371 (1991). 4Zoretic, P. A. y col.; TETRAHEDRON LETT. 37 (44) 7909 (1996).


c. Además de los grupos metilos 18, 19, 21, 26 y 27, es frecuente encontrar grupos metilo en C-24, menos frecuente en el C-4. d. La cadena lateral presenta grupos alquilo (metilo, etilo, isopropilo, propilo, etc.) principalmente en C-24. e. Algunos organismos poco evolucionados (invertebrados marinos, orquídeas, etc.) presentan esteroles con modificaciones en la cadena lateral (anillos ciclopropano, dobles enlaces alénicos, metilaciones en C-26 y C-27, ausencia del C-25, etc.), y con núcleos modificados (ver Figura 2)5.

5Duque, C.; Martínez, A.; Peñuela, G.; REV. COL. QUIM. 12(1) 51 (1983).


OPP

AcetilCoA

Farnesil-PP

EscualenoO

[O]

HOHO

HO

Cicloartenol

Esterolesvegetales

Figura 3. Esquema biogenético para los esteroles vegetales


METODOS DE ANALISIS a. EXTRACCION El método más utilizado para la extracción de esteroles libres y esterificados es el de Bligh y Dyer. El tejido vegetal seco y molido se extrae a temperaturas menores de 40°C, con un volumen suficiente de una mezcla Cloroformo:Metanol 2:1. Toda esta mezcla se filtra y al filtrado obtenido se le hace partición con un volumen adecuado de agua. La fase clorofórmica contiene entonces todos los compuestos liposolubles tales como esteroides, triglicéridos, otros terpenoides, ácidos grasos, etc. Cuando se sabe de antemano que la muestra contiene glicósidos esteroides, y se desea estudiar sus respectivas agliconas, entonces el material vegetal se extrae con alcohol o con una mezcla alcohol:agua, y el extracto obtenido se hidroliza con HCl 2M. Existe un procedimiento a escala industrial para la obtención del colesterol de médula de bovinos6. Así mismo se ha descrito un proceso de obtención de los fitosteroles a partir de la "cachaza" de la caña de azúcar7. b. METODOS DE SEPARACION Y PURIFICACION Para la separación y purificación de esteroles a partir de extractos lipídicos, se emplean con buenos resultados la Cromatografía en Columna y la Cromatografía en Capa Fina (CCF), con sílica gel y eluentes como mezclas de n-hexano-acetato de etilo, y mezclas de ellos. Una mezcla recomendable es n-Hexano-Acetato de etilo 4:1. Existen varias clases de reveladores incluido el de Liebermann-Burchard, uno con cloruro de berberina y carbazol-ácido sulfúrico. Sin embargo, no siempre estas técnicas en forma aislada permiten la obtención de esteroles puros, sobretodo en el caso de mezclas de esteroles, por lo cual deben complementarse con otras técnicas de separación y purificación más eficientes como son: La CCF Argéntica (placas de sílica gel impregnadas con una solución de nitrato de plata al 10% en acetonitrilo), la Cromatografía Líquida de Alta Eficiencia (CLAE o HPLC en inglés) y la Cromatografía de Gases (CG). En la CCF Argéntica, se impregna la sílica con soluciones concentradas de Nitrato de Plata en agua:alcohol; y como resultado los esteroles se separan sobre dicha sílica por retención diferencial de acuerdo al número de enlaces dobles C=C que contengan en su estructura (P.ej. el ergosterol con 3 enlaces dobles es más retenido que el colesterol, el cual solo posee un enlace doble). Esta es una técnica no solamente útil para los esteroles sino también para los productos naturales en general8. 6Padilla, A. y col.; REV. CUB. FARM. 8, 3-19 (1974). 7Navía, D. A.; REV. CUB. FARM. 4, 27-35 (1970) 8 a) Williams, C. M., Mander, L. N., TETRAHEDRON 57, 425 (2001); b) Wilson, R., Sargent, J. R.,

J. CHROMATOG. A 905, 251-257 (2001).


La CLAE permite las mejores separaciones de mezclas esterólicas y se obtienen más rápidamente esteroles puros. Son muy utilizadas columnas de Octadecilsilano (Fase Reversa) y eluentes tales como: Metanol, mezclas Metanol:Agua, mezclas Acetonitrilo:Agua, etc. Además, la integración de la CLAE con la Espectrometría de masas es una excelente técnica porque a la vez que separa mezclas de esteroles, permite obtener información estructural a partir de los espectros de masas, inclusive es posible hacer diferenciación entre epímeros debido a su retención diferencial9. Adicionalmente, la combinación de la CLAE con espectrómetros UV (de longitud de onda variable o arreglo de diodos) e infrarrojo con transformada de Fourier, permite la obtención de los correspondientes espectros UV e IR. La Figura muestra el cromatograma CLAE de la fracción de esteroles libres de la esponja marina Ircinia campana10.

La Cromatografía de Gases con fases estacionarias como OV-17 (1%, 3%, 5%), SE-54, etc., con temperaturas de 250-280°C, permite una buena separación y análisis de mezclas esterólicas. Además, si esta se acopla con un espectrómetro de masas de impacto electrónico, se obtienen los respectivos espectros de masas, los cuales facilitan la identificación. Una revisión completa sobre los métodos generales de obtención, purificación e identificación de esteroles la hicieron Popov y colaboradores11.

9. Ikekawa N., Fujimoto Y., Kadota S., Kikuchi T., J. CHROMATOG. 468, 91 (1989). 10 Martínez, A., Duque, C., Resultados sin publicar. 11Popov, S.; Carlson, R. M. K., Weggmann, A.; Djerassi, C.; STEROIDS 28, 699 (1976).


c. METODOS DE IDENTIFICACION ENSAYO DE LIEBERMANN-BURCHARD Los esteroles se pueden reconocer fácilmente en los análisis fitoquímicos preliminares de muestras vegetales y animales mediante el ensayo de Liebermann-Burchard. En este ensayo, a una solución clorofórmica de la muestra que se analiza, se le agrega un volumen igual de anhídrido acético y una gota de ácido sulfúrico concentrado (98%). Si hay esteroles, se producen coloraciones verdes, violetas, rojas o azules. Aunque no se conoce el mecanismo de esta prueba, es muy utilizada. Algunos autores aseguran que la dan positiva solamente los esteroles que tengan en su estructura grupos dieno conjugados reales o potenciales (por ejemplo en los ∆5-3-hidroxiesteroides la deshidratación genera un ∆3,5 dieno). Existen otras pruebas de coloración para el reconocimiento de esteroides, pero son menos utilizadas debido al gran desarrollo de las técnicas instrumentales. Para estas pruebas puede consultarse el libro de Domínguez12. ESPECTROSCOPIA INFRARROJO Los espectros infrarrojo de la mayoría de esteroles naturales son bastante simples y similares a los de alcoholes alifáticos saturados o insaturados. Generalmente se observan: Una banda de tensión O-H alrededor de 3600 cm-1, bandas de tensión de enlaces C-H saturados alrededor de 2960-2780 cm-1, bandas de tensión de enlaces =C-H alrededor de 3125-3030 cm-1, bandas de flexión de enlaces saturados C-H alrededor de 1440 y 1380 cm-1 y bandas de tensión de enlaces C=C olefínicos alrededor de 1670 cm-1 (Generalmente es una banda débil que a veces no se observa). Existe una colección de espectros infrarrojo de esteroles. Una aplicación interesante de la espectroscopia infrarrojo es que permite diferenciar por ejemplo entre los ésteres de esteroles y otros tipos de sustancias como los triglicéridos y los fosfolípidos13. ESPECTROMETRIA DE RESONANCIA MAGNETICA NUCLEAR PROTONICA Los espectros de resonancia magnética nuclear protónica de los esteroles deben ser preferiblemente de alta resolución (220, 360 MHz, etc.), debido al número y clases de protones que contienen. En forma general se observan las señales de protones metílicos en la región de 0-1 ppm con constantes de acoplamiento de 6-7 Hz cuando tienen carbonos saturados vecinos. El protón ligado al carbono 3 se observa a 360 MHz como un "heptete" alrededor de 3.53 ppm cuando el hidroxilo está en posición 3β, mientras que se observa como un "quintete" cuando el hidroxilo está en posición 3α.

12Domínguez, X. A.; "Métodos de Investigación Fitoquímica". Ed. Limusa, Mexico, 1979. 13. Kisner H.J., Brown C.W., Kavarnos G.J., ANAL CHEM. 54, 1479 (1982).


En el caso de los esteroles con enlace doble entre los carbonos 5 y 6, el protón del carbono 6 se observa como un "doblete" ancho alrededor de 5.35 ppm. En el caso de esteroles con enlaces dobles en C-5 y C-7 (esteroles con núcleo tipo ergosterol) los protones H-6 y H-7 se observan como multipletes en 5.4 y 5.5 ppm. En general, los espectros RMN permiten asignaciones estereoquímicas a partir de su análisis detallado y por comparación con los espectros de esteroles de estructura completamente conocida. En el caso de los derivados acetilados de esteroles, la presencia del grupo acetato sobre el carbono 3, desplaza la señal del protón ligado al mismo carbono hasta valores de 4.5 ppm, además en el espectro aparece la señal del grupo metilo del acetato alrededor de 1.8 ppm. La región de protones metílicos (0-1.2 ppm) es conocida para varios esteroles naturales, y permite asignaciones estereoquímicas precisas de la cadena lateral. ESPECTROMETRIA DE MASAS DE IMPACTO ELECTRONICO14 Los espectros de masas de impacto electrónico (70 eV) de los esteroles libres proporcionan buena información estructural y existen mecanismos de fragmentación verificados experimentalmente con esteroles marcados con isótopos tales como deuterio. Teniendo en cuenta que la mayoría de esteroles naturales poseen 4 clases de núcleos tetracíclicos: ∆5-3-Hidroxiandrosteno, ∆0-3-Hidroxiandrostano, ∆7-3-Hidroxiandrosteno, ∆5,7-3-Hidroxiandrostadieno y ∆5,7,9(11)-3-Hidroxiandrostatrieno (Figura 5), y que muchos de ellos tienen cadenas laterales hidrocarbonadas saturadas o monoinsaturadas en los carbonos 22, 24 o 25; pueden establecerse las siguientes características estructurales a partir de su espectro de masas I.E.: a) Los esteroles libres con núcleo ∆5-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral saturada presentan en sus espectros de masas normalmente los fragmentos: M (Ion molecular), M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, M-85, M-111, 273, 255, 231, 213 y 145. Además, si contienen un grupo isopropilo terminal se observan también los fragmentos M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados muestran los fragmentos M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, 255 (M-AcOH-R), 213 y 145. Los derivados Trimetilsililéteres (TMS) muestran los fragmentos M, M-TMSOH, M-TMSOH-15, 255 (M-TMSOH-R) y 145. b) Los esteroles libres con núcleo ∆5-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral hidrocarbonada (No oxigenada) insaturada presentan además de los fragmentos

14a) Budzikiewicz et al., "Mass Spectrometry of Natural Products", Vol. II: Steroids; Holden-Day,

San Francisco, 1964. b) J. ORG. CHEM. 42 (4) 725 (1977). c) J. ORG. CHEM. 46 954 (1981). d) J.

AMER. CHEM. SOC. 102 (2) 807 (1980). e) REV. LATIN. QUIM. 15 (3) 107 (1984). f) PURE APPL.

CHEM. 50, 171 (1978). g) J. AMER. CHEM. SOC. 100, 7677 (1978). h) BULL. SOC. CHIM. BELG.

87 (7) 539 (1978). i) TETRAHEDRON 44 (5) 1359 (1982).


citados en (a), los fragmentos m/z=300, 271 (muy intenso), 253, 229 y 211, si son monoinsaturados en el carbono 22. Si la insaturación es en el carbono 24, se observa además el fragmento intenso m/z=314. Finalmente, si la insaturación es en el carbono 25, se observa además el fragmento m/z: 328 intenso. Estos fragmentos intensos de masa par se originan por rupturas tipo McLafferty. c) Los esteroles libres con núcleo ∆0-3-Hidroxiandrostano y la cadena lateral hidrocarbonada (No oxigenada) saturada presentan los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, m/z: 233, 215 y 147, generalmente. Además, como en el caso de los anteriores, si poseen un grupo isopropilo terminal presentan los fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados presentan los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, 257 (M-AcOH-R), 215 y 147. Los derivados TMS-éteres muestran los iones M, M-TMSOH, M-TMSOH-15, 257, 215 y 147. d) Los esteroles con núcleo ∆0-3-Hidroxiandrostano y la cadena lateral hidrocarbonada (No oxigenada) monoinsaturada, presentan además de los fragmentos citados en (c), a los fragmentos: m/z: 302, 231, 211; si la insaturación es en el carbono 22. Si la insaturación es sobre el carbono 24, se aprecia además el fragmento intenso m/z: 316. Y finalmente, si la insaturación es sobre el carbono 25, se observa el fragmento intenso m/z: 330. e) Los esteroles libres con núcleo ∆7-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral hidrocarbonada (No oxigenada) saturada, presentan en sus espectros de masas los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, 273, 255, 246, 231 y 213. Además, si tienen un grupo isopropilo terminal, a veces se observan los fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados muestran los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, M-AcOH-R y 213, por lo cual no es posible diferenciarlos de los derivados acetilados de esteroles con núcleo ∆5-3-Hidroxiandrosteno. Los derivados TMS muestran fragmentos de m/z iguales a los descritos para los derivados TMS de esteroles ∆5. h) Los esteroles con núcleo ∆7-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral Hidrocarbonada (No oxigenada) monoinsaturada, presentan en sus espectros de masas, además de los fragmentos citados en (e), los siguientes fragmentos: m/z: 300, 271, 253, 229 y 211, si la insaturación es sobre el carbono 22. Si la insaturación es sobre el carbono 24, se observa además el fragmento intenso m/z: 314. Y finalmente, si la insaturación es sobre el carbono 25, se observa además el fragmento intenso de masa m/z: 328. i) Los esteroles con núcleo ∆5,7-3-Hidroxiandrostadieno y la cadena lateral hidrocarbonada (No oxigenada) saturada, presentan en sus espectros de masas los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, 271, 253, 229, 211, 158,


143 y 12815. Además, si tienen un grupo isopropilo terminal, a veces se observan los fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Cuando la cadena lateral es insaturada en lugar de m/z: 158 se observa m/z: 157. Los derivados acetilados muestran los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, M-AcOH-R, 211, 158 (Si R saturada), 157 (Si R insaturada), 143 y 128. Los derivados TMS-éteres muestran los iones M, M-TMSOH, M-TMSOH-15, 253, 211 y 143 j) Los esteroles con núcleo ∆5,7,9(11)-3-Hidroxiandrostatrieno y la cadena lateral hidrocarbonada (No oxigenada) saturada, presentan en sus espectros de masas los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, 251, 209 y 141. Además, si tienen un grupo isopropilo terminal, a veces se observan los fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados muestran los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, M-AcOH-R, 209 y 141. Las Figuras 6. a, b, c y d, esquematizan las posibles fragmentaciones de esteroles con núcleos ∆0-3-Hidroxiandrosteno, ∆5-3-Hidroxiandrosteno, ∆7-3-Hidroxiandrostano y ∆5,7-3-Hidroxiandrostadieno, tanto en su forma libre como en forma de derivados acetilados, metilados y éteres TMS. Existe además un programa de computador para identificar varias clases de esteroides naturales, el programa EMIE. Este programa sirve para el análisis de los datos de espectros de masas de impacto electrónico de esteroles con núcleos . ∆5-3-Hidroxiandrosteno, ∆0-3-Hidroxiandrostano, ∆7-3-Hidroxiandrosteno, ∆5,7-3-Hidroxiandrostadieno, con cadenas laterales hidrocarbonadas saturadas o monoinsaturadas en C-22, C-24 y C-25, además otros tipos de esteroides como sapogeninas, espirosolanos, cardenólidos, ésteres metílicos de ácidos grasos, etc16. Con este programa es posible no solo identificar esteroles ya conocidos, sino que además puede ser útil en la caracterización de esteroles como los predichos con el programa REACT, que en 1978 calculó la existencia de hasta 1778 esteroles naturales, de los cuales hasta 1990 se habían aislado menos de 50017.

15Galli G., Maroni S., STEROIDS 10(3) 189 (1967). 16 Http//:huitoto.udea.edu.co/~farmacogfit 17 Varkony, T. H., y col., TETRAHEDRON 34, 841 (1978).


R

XO

-XOH

R

M-XOH

-R

m/z 257

M+.

X=H

CH2+

HO

m/z 233

-H2O

-CH3[M-CH3]+

[M-AcOH-41]+ X=Ac

-CH3

m/z 147

R

H

-CH3

[M-XOH-15]+

m/z 215

m/z 302 siinsat. en C-22X=H



Figura 6.a. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de

esteroles con el núcleo ∆0-androstano (X = H, Ac, Me, TMS)


R

XO

-XOH

R

M-XOH

-R

M+.

X=H

HO

m/z 273

-H2O

-CH3[M-CH3]+

[M-AcOH-41]+ X=Ac

-CH3

m/z 145

R

H

-CH3

[M-XOH-15]+

m/z 213




-RX=H[M-85]+

[M-111]+

m/z 255

Figura 6.b. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de esteroles con el núcleo ∆5-androsteno (X = H, Ac, Me, TMS)


R

XO

-XOH

R

M-XOH

-R

m/z 255

M+.

X=H

m/z 246

-CH3[M-CH3]+

[M-AcOH-41]+ X=Ac

-CH3

m/z 145

R

H

-CH3

[M-XOH-15]+

m/z 213




HO

Figura 6.c. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de esteroles con el núcleo ∆7-androsteno (X = H, Ac, Me, TMS)


R

XO

-XOH

R

M-XOH

-R

M+.

X=H

m/z 271

-CH3[M-CH3]+

[M-AcOH-41]+ X=Ac

-CH3

m/z 143

R

H

-CH3

[M-XOH-15]+

m/z 211

HO-R

m/z 253

-H2O

m/z 158

-CH3

m/z 128

Figura 6.d. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de esteroles con el núcleo ∆5,7-androstadieno (X = H, Ac, Me, TMS)


En el caso de esteroles dihidroxilados, sus espectros de masas muestran fragmentos que incluyen las pérdidas de dos moléculas de agua, en general se observan M (generalmente muy débil), M-agua, M-Me-H2O, M-2H2O, M-2H2O-Me, M-R-H2O, M-R-2H2O, M-R-D-H2O, M-R-D-2H2O, etc18. ESPECTROSCOPIA ULTRAVIOLETA Debido a que la mayoría de esteroles naturales contienen grupos funcionales tales como enlaces dobles C=C y el grupo hidroxilo, sus espectros ultravioleta en metanol (200-360 nm) únicamente muestran un máximo de absorción alrededor de 205 nm, debido a transiciones π-π* del enlace doble aislado. Sin embargo, para esteroles con grupos dienos conjugados como por ejemplo el ergosterol, estos sí absorben intensamente en la región citada y la posición de los máximos de absorción se puede predecir con las reglas de Woodward-Fieser para dienos conjugados. Por ejemplo, los esteroles con núcleo ∆5,7-3-hidroxiandrostadieno presentan máximos de absorción alrededor de 240, 270, 280 y 290 nm (Figura 7), mientras que los esteroles con núcleo ∆5,7,9(11)-3-hidroxiandrostatrieno presentan máximos de absorción alrededor de 310, 325 y 340 nm19. Los esteroides con el cromóforo ∆4-3-oxa muestran un máximo característico alrededor de 240 nm.

200 240 280 320 360

0

Longitud de onda (nm)

Absorbancia

Figura 7. Espectro UV del ergosterol en metanol

18Notaro, G. y col.; J. NAT. PROD. 55 (11) 1588-1594 (1992). 19. Djerassi C, Romo J., Rosenkranz G., J. ORG. CHEM. 16, 754 (1951).


ESPECTROMETRIA DE RESONANCIA MAGNETICA NUCLEAR DE CARBONO-13 El gran desarrollo de la Espectrometría de Resonancia Magnética Nuclear de carbono-13 en los últimos años, ha hecho que esta técnica desplace a otras en la elucidación estructural de esteroides. Es muy fácil reconocer en estos espectros las señales características de esteroles como por ejemplo, la señal del carbono 3 aparece alrededor de 72 ppm en esteroles con núcleos ∆5- y ∆7-3-hidroxiandrosteno20. Además, los esteroles con núcleo ∆5-3-hidroxiandrosteno presentan las señales de los carbonos 5 y 6 en 141 y 122 ppm aproximadamente, la señal del metilo 18 a 12 ppm, y la del metilo 19 a 20 ppm. Los esteroles con núcleo ∆7-3- hidroxiandrosteno muestran las señales de los carbonos 7 y 8 a 130 y 140 ppm, y las señales de los metilos 18 y 19 alrededor de 12 ppm aproximadamente. La tabla 421 resume los desplazamientos químicos aproximados para varios tipos de carbonos característicos de los esteroides naturales:

Tabla 4. Rangos de desplazamiento químico en RMN-13C para varios tipos de carbonos característicos de esteroides naturales

Tipo de carbono Desplazamiento químico (ppm) CH3 sat. 12-24 CH2 sat. 20-41 CH sat. 35-57 C sat. 27-43

C-OH sat. 65-91 C=C olefínico 119-172

C=O 177-220 C-F 88-102

Adicionalmente, es posible hacer la diferenciación entre epímeros gracias a diferencias en sus desplazamientos químicos22. Recientemente, Hanke y Kubo aclararon las asignaciones de los δ en RMN-13C del colesterol, utilizando secuencias de pulsos DEPT e INEPT.

20 Nota: Rehman y col. reportan que si el desplazamiento químico del C-3 es alrededor de 77 ppm,

este es un indicio de un esterol con un carbohidrato ligado a través del C-3. (Rehnan, A-U. y col.,

PHYTOCHEMISTRY 45 (8) 1721 (1997). 21Kalinowski, H-O.; Berger, S.; Braun, S.; "Carbon-13 NMR Spectroscopy", John Wiley & sons,

Chichester-New York-Brisbane, 1984, pp. 434. 22. Wright J.L.C., McInnes A.G., Shimizu S., Smith D.G., Walter J.A., Idler D., Khalil W., CAN. J.

CHEM. 56, 1898-1903 (1978)


Por otro lado, el desarrollo de la RMN Bidimensional permite hacer una asignación más fácil de las señales y por ende de la estructura. Para un ejemplo de la utilización de las técnicas RMN-Bidimensionales en la elucidación estructural de esteroles puede consultarse el artículo de Prakash y col., en el cual inclusive se hace la asignación estereoquímica trans de los anillos A/B de un esteroide de un alga roja, utilizando el espectro COSY H-H Rango Largo(i.e. Acoplamientos a larga distancia: acoplamientos "W")23. Otro ejemplo interesante es la aplicación de la técnica bidimensional NOE (comúnmente llamada NOESY) en el análisis conformacional de esteroides 4-en-3-ona24. Existen colecciones de espectros RMN-13C de esteroles25, e inclusive hay programas de computador para la simulación de dichos espectros, por ejemplo el programa Chemwind versión 3.1., el cual trabaja bajo ambiente Windows. También existen reportes sobre el espectro RMN de 17O para el colesterol y otros esteroides26. DIFRACTOMETRIA DE RAYOS-X Aunque el notable desarrollo de las técnicas de RMN ha ayudado mucho en la asignación estereoquímica de los esteroles, más recientemente, y gracias a la ayuda del computador, actualmente es posible la asignación espacial completa de los esteroles por difractometría de Rayos-X. Un ejemplo de esto es la asignación estereoquímica y espacial hecha para el numersterol-A aislado del coral Sinularia numerosa27. CORRELACIONES ENTRE ROTACION OPTICA Y ESTRUCTURA28 Se han hecho estudios donde se correlaciona la rotación específica de soluciones de esteroles con sus características estructurales. La Tabla 5 muestra estas correlaciones.

23. Prakash O., et al. J. NAT. PROD. 52(4) 686 (1989). 24. Desai U.R., Trivedi G.K., J. ORG. CHEM. 56, 4625 (1991). 25. Akihisa T., Matsumoto T., ABURA KAGAKU 36, 301-320 (1987). 26Smith, L. L., y col.; STEROIDS 58 (6) 260-267 (1993). 27. J. NAT. PROD. 55(2) (1992). 28Robinson, T.; "The Organic Constituents of Higher Plants", Cordus Press, North Amherst MASS,

1983.


Tabla 5. Correlaciones entre la rotación específica y las características estructurales del esteroide ROTACION ESPECIFICA [α]D20

TIPO ESTRUCTURAL EJEMPLO

Menor de -90° Enlaces dobles conjugados en el anillo B

Ergosterol (-135°)

-70° a -50° Enlaces dobles C5-C6 y C22-C23

Estigmasterol (-55.6°)

-45° a -30° Enlace doble C5-C6 Colesterol (-39.5°) -25° a +10° Enlace doble C7-C8 y

posiblemente C22-C23 Asterosterol

+10° a +30° Núcleo saturado Colestanol (+20°) +40° a +50° Enlace doble C8-C9 y

posiblemente en la cadena lateral

Zimosterol

NOMENCLATURA IUPAC DE 3-HIDROXIESTEROIDES Aunque a la mayoría de esteroles conocidos se les conoce por sus nombres vulgares (P.ej. colesterol, estigmasterol, ß- sitosterol, brassicasterol, coprosterol, etc.) la IUPAC tiene una forma más sistemática para llamar a todas estas clases de sustancias. Para ello, considera a la mayoría de esteroles relacionados con la estructura del colestano (Figura 5). El nombre IUPAC consta de cuatro partes: -el esqueleto básico -la posición de las insaturaciones -la posición del grupo hidroxilo -la estereoquímica Por ejemplo veamos el nombre IUPAC del colesterol: El esqueleto básico es el del colestano entonces: COLEST- Tiene un enlace doble sobre el carbono 5, entonces: 5-én- Tiene un grupo hidroxilo sobre el carbono 3, entonces: 3-OL Y por lo tanto el nombre correcto es: Colest-5-én-3-ol Cuando el esterol posee más de un enlace doble se escribe COLESTA en vez de COLEST. Cuando posee 2, 3, 4, etc. enlaces dobles se dice: DIEN, TRIEN, TETRAEN, etc. Cuando posee 2, 3, 4, etc. grupos hidroxilos se dice: DIOL, TRIOL, TETRAOL, etc.


Cuando posee sustituyentes29, estos se nombran como prefijo del esqueleto básico, p.ej. 24-METILCOLEST, 24- ETILCOLEST, etc. Veamos ahora cuál es el nombre IUPAC para el ergosterol: 24-METILCOLESTA-5,7,22-TRIEN-3-OL Los sufijos dependen del grupo más oxidado, p. ej. el carbonilo es un sufijo preferible frente a un grupo hidroxilo. Los esteroles que posean un anillo contraído, por ejemplo algunos esteroles marinos en los cuales el anillo A es de 5 carbonos, se les denomina nor-esteroles, por ejemplo: A-Norcolesterol. Los que poseen un anillo expandido se les denomina homo-esteroles. Los esteroles con un enlace roto o ausente en alguno de los anillos se los denomina seco-esteroles. Sin embargo, hasta ahora no se ha incluido en el nombre IUPAC algo tan importante como es la estereoquímica. Para lograr esto, basta con añadir luego del número correspondiente las letras R, S, E, Z, α ó ß, según se trate de epímeros R o S, isómeros E o Z o configuraciones α ó ß, respectivamente. Generalmente, los esteroles naturales poseen la configuración 3ß-hidroxi, siendo pocas las excepciones. Cuando no se conoce la estereoquímica del C-24 se utiliza la letra griega ξ. Veamos por ejemplo, cuál será el nombre IUPAC para el estigmasterol tal como aparece su estructura en la Figura 2: (24S)-24-ETILCOLEST-7,22E-DIEN-3β-OL Y si no se conociera la estereoquímica en C-24 se llamaría: 24ξ-ETILCOLEST-7,22E-DIEN-3β-OL ACTIVIDAD FISIOLOGICA, SINTESIS Y DEGRADACION MICROBIOLOGICA DE ESTEROLES Aunque a los esteroles naturales no se les conocen actividades biológicas específicas fuera de las funciones biológicas citadas al principio, se ha reportado la acción antipirética en conejos del 24-Etilcolesta-7,22-dien-3ß-ol (asterosterol) presente en el ajenjo Artemisia absinthium, Compositae; y se han reportado

29En orden de prioridad: alquilos>haluros>nitro, pero los dos últimos no se encuentran presentes

en esteroles de origen natural. En el caso de los esteroles sintéticos que poseen heteroátomos

conformando alguno de los anillos, se los nombra con los prefijos aza, tia u oxa, según si el

heteroátomo involucrado es N, S u O, respectivamente.


esteroles citotóxicos, especialmente esteroles oxigenados en la cadena lateral como los siguientes aislados de un alga roja30, otros polihidroxiesteroides de corales blandos presentan acción citotóxica31. Menos estudiados son los esteroides diméricos y oligoméricos, pero algunos son interesantes como las cefalostatinas, ya que son altamente citotóxicas y por lo tanto son agentes antitumorales potenciales32.

HO

OOH

HO

OH

HO

OOH

HO

OH

Figura 8. Algunos ejemplos de esteroles oxigenados en la cadena lateral identificados en algas rojas En el caso de esteroles con el núcleo ∆5,7-3-hidroxiandrostadieno como el ergosterol, estos son convertidos en vitamina D la cual desempeña un papel importante en el metabolismo de minerales como el calcio y fósforo, y esta puede ser convertida en otros análogos hidroxilados que son activos contra la psoriasis y cáncer de tipo epitelial33. Algunos esteroles con grupos funcionales peróxido y epóxido, como loas aislados del micelio del hongo Cordyceps sinensis, presentan actividad antitumoral34. Pero hasta ahora la mayor importancia de los esteroles naturales es para la industria farmacéutica, en especial la dedicada a la producción de medicamentos esteroides. La Figura 9 esquematiza el proceso de conversión mediante reacciones de síntesis química y procesos de fermentación, del estigmasterol en medicamentos fluorocorticoides, la figura 10 muestra el proceso de conversión de

30Sheu, J-H. et al.; J. NAT. PROD. 59, 23-26 (1996). 31 Koljak, R. y col., TETRAHEDRON 54, 179 (1998). 32Li, Y., Dias, J.R., CHEM. REV. 97, 283 (1997). 33Zhu, G-D.; Okamura, W.H.; CHEM. REV. 95 (6) 1877 (1995). 34 Bok, J. W., y col., PHYTOCHEMISTRY 51, 891-898 (1999).


sitosterol y colesterol en esteroides acetilénicos y la figura 11 esquematiza el proceso de hormonas esteroides a partir de los esteroles de la caña de azúcar35.

O

O

RHOF

9-fluorocorticoides

HO

Estigmasterol

O

CHO

2 etapas

O

N

O

O

O

OHO

OAc

OH 9 etapas

Figura 9. Esquema del proceso de conversión química y microbiológica de estigmasterol en fluorocorticoides

HO

R

O

O

2 etapas

R=H, colesterolR=Et, sitosterol

F

Androstenodiona

O

OH

2 etapas

Etisterona

O

OH COOH

etc.

Figura 10. Esquema del proceso químico y microbiológico para la conversión de colesterol y sitosterol en medicamentos esteroides

35Navía, D. A.; REV. CUB. FARM. 4, 27-35 (1970).


Bagazo de lacaña de azúcar

O

O

Arthrobacter sp.

O

O

HO

Aspergillusochraeus

Figura 11. Esquema del proceso de obtención de 11-oxiesteroides a partir de los esteroles de la caña de azúcar Es interesante también anotar que el lanosterol presente en la lana de ovejas puede ser convertido en 14α-metilprogesterona36. La conversión de la funcionalidad 5-en-3-ol tan característica de esteroles con el núcleo tipo colesterol, en la funcionalidad 5-en-3-ona puede hacerse mediante la denominada reacción de Oxidación de Oppenauer37, o en algunos casos por oxidación con KMnO4 y CuSO4 , obteniéndose además esteroides bioactivos 6-hidroxilados38. Otra conversión sintética importante es la siguiente39 :

OO

36Pettit, G. R.; J. NAT. PROD. 59 (8) 812-821 (1996). 37. Sica D., Zollo F., TETRAHEDRON LETT. (9) 837 (1978). 38 Parish, E. J., J. ORG. CHEM. 61, 5665-6 (1996). 39 Kobayashi, M. y col., STEROIDS 40(6) 673 (1982).


PROBLEMAS 1) REV. LATINOAMER. QUIM. 10(4) 171 (1979) La balsamina (Momordica charantia, Fam. Cucurbitaceae) es una planta utilizada en decocción para el tratamiento de la diabetes, del extracto clorofórmico de sus hojas se aisló una sustancia cuyo espectro de masas de impacto electrónico mostró entre otros los siguientes fragmentos m/z: 414, 399, 300, 271, 255, 246, 212(100%). Determine la estructura más probable para esta sustancia y describa su biogénesis a partir de la AcetilCoA. 2) REV. LATINOAMER.QUIM. 13(1) 27 (1982) Del extracto éter de petróleo de las hojas de Haplopapus ciliatus (Fam. Compositae) se aisló una sustancia blanca cristalina que da positivo el ensayo de Liebermann-Burchard, tiene P.F. 160-162°C y tiene las siguientes características espectrales: Espectro UV en etanol: Máx.=207 nm Espectro infrarrojo en KBr: 3400, 2970, 2870, 1450, 1380, 1370, 1140, 970, 850, 830 cm-1, etc. Espectro de masas I.E.: 412 (22%), 397(7), 369(7), 300(14), 299(8), 285(5), 273(24), 272(27), 271(100), 257(8), 256(7), 255(32), 253(8), 247(5), 246(14), 231(11), 229(14), 215(7), 213(15), etc. Espectro de Resonancia Magnética Nuclear Protónica, en CDCl3, 100 MHz: 5.10 ppm, m, 2H, etc. A esta sustancia se le denominó α-spinasterol. Cuál es su estructura ?. Cuál será su nombre IUPAC ? Describa su biogénesis a partir del ácido mevalónico. 3. REV.LATINOAMER. QUIM. 16(1) 16 (1985) Del extracto éter de petróleo de las partes aéreas de Ruta montana (Fam. Rutaceae) se aisló por métodos cromatográficos una sustancia blanca cristalina P.F. 141-143°C con las siguientes características espectrales: Espectro infrarrojo: 3500, 2900, 1480, 1400, 1070, 970 cm-1, etc. Espectro RMN-1H (CDCl3, 100MHz): 5.32 ppm (m, 1H), 3.52 (m, 1H), 1.00 (s, 3H), 0.68 (s, 3H), 0.919 (d, 3H), 0.885 (t, 3H), 0.835 (d, 3H), 0.813 (d, 3H). Espectro RMN-13C (CDCl3): 140.84, 121.66, 71.81 ppm, etc. Espectro de masas I.E.:


414 (25%), 399(32.5), 383(14.7), 329(15.6), 315(23.3), 289(23.3), 273(25.4), 255(27.6), 231(21.5), 213(40.6), 173(21.9), 43(100), etc. Determine la estructura de esta sustancia, asígnele el respectivo nombre IUPAC y describa su biogénesis a partir del ácido mevalónico. Esta sustancia dará positivo o negativo el ensayo de Liebermann-Burchard ? Explique. 4) PHYTOCHEMISTRY 22(2) 475 (1983) El Epibrassicasterol presenta los siguientes datos espectrales: Espectro de masas I.E.: 398(50%), 380(71), 355(5), 337(10), 300(28), 271(29), 255(50), 213(15), 69(100), etc. Espectro RMN-1H de su derivado acetato (CDCl3, 220 MHz): 0.690 ppm, s, 3H 0.815 ppm, d, 3H, J=6.8 Hz 0.833 ppm, d, 3H, J=6.8 Hz 0.906 ppm, d, 3H, J=6.8 Hz 1.003 ppm, d, 3H, J=6.5 Hz 1.016 ppm, s, 3H 2.031 ppm, s, 3H 4.5-4.7 ppm, m, 1H 5.16-5.19 ppm, m, 2H 5.38 ppm, m, 1H Determine la estructura más probable para el epibrassicasterol. Cuál será el correspondiente nombre IUPAC ? Asigne todas las señales del espectro RMN-1H. 5) PHYTOCHEMISTRY 20(10) 2397 (1981) Determine la estructura más probable para una sustancia con las siguientes características: Espectro RMN-1H (CDCl3, 360 MHz): 0.646 ppm, s, 3H 0.823 ppm, s, 3H 0.907 ppm, d, 3H, J=6.5 Hz 0.808 ppm, d, 3H, J=6.5 Hz 0.828 ppm, d, 3H, J=7 Hz 0.851 ppm, t, 3H, J=7.4 Hz 0.947 ppm, d, 3H, J=6.4 Hz Espectro de masas I.E. de alta resolución:


430.4123 (100%), 415(23), 412(7), 397(11), 290(15), 249(9), 248(50), 247(49), 231(13), 230(20), 229(44), etc. 6) Determine la estructura más probable para una sustancia animal cuyo espectro de masas de impacto electrónico muestra entre otros los siguientes fragmentos: m/z (%IR): 386(81), 371(43), 368(56), 355(54), 301(51), 275(93), 273(22), 255(26), 247(20), 231(33), 213(60), 81(100), etc. 7) De la esponja marina Agelas conifera (Fam. Agelasidae) se aisló el asterosterol el cual es una sustancia blanca cristalina soluble en cloroformo, que cristaliza en agujas blancas desde metanol y cuyo espectro de masas de impacto electrónico muestra entre otros los siguientes fragmentos: m/z (%IR): 398(35), 383(12), 300(11), 285(4), 273(34), 271(100), 255(53), 246(30), 231(10), 229(16), 213(15), 211(2), etc. Determine la estructura del asterosterol, describa su biogénesis a partir del ácido mevalónico y determínele el respectivo nombre IUPAC. 8) Determine la estructura más probable para una sustancia detectada en un invertebrado marino cuyo espectro de masas de impacto electrónico muestra entre otros los siguientes fragmentos: m/z (%IR): 416(42), 401(11), 233(52), 215(45), 43(100), etc. Cuál será su nombre de acuerdo con la nomenclatura IUPAC ? 9) BULL.SOC.CHIM.BELG. 87(7) 539-43 (1978) Strongylosterol De la esponja marina Strongylophora durissima, clase Demospongiae: P.F. 112-112.5°C [α]D = -43° (c= 0.39, Diclorometano) Espectro Infrarrojo (KBr): 3480, 1650, 890 cm-1 Espectro RMN-1H, 100 Mhz, CDCl3: 0.66 δ, s, 3H 0.78 δ, t, 3H, j= 7 Hz 0.90 δ, d, 3H, j= 6 Hz 1.00 δ, s, 3H 1.02 δ, t, 3H, j= 7 Hz 3.45 δ, m, 1H 4.71 δ, m, 2H


5.33 δ, m, 1H Espectro RMN-13C: δ: 153.9, 140.9, 121.7, 107.9, 71.8, 56.9, 56.1, 50.3, 49.1, 42.4, 39.9, 37.4, 36.6, 36.1, 33.9, 32.0, 31.7, 30.3, 28.1, 26.6, 25.5, 24.3, 21.2, 19.4, 18.9, 12.3, 11.9 ppm Espectro de masas IE: m/z (%IR): 426(100), 412(8), 411(13), 409(4), 408(11), 394(7), 393(18), 341(4), 329(7), 328(24), 315(14), 314(40), 313(9), 310(7), 300(17), 299(44), 296(6), 295(7), 281(13), 273(13), 272(24), 271(48), 258(20), 255(19), 253(11), 231(20), 213(34). 10) A. Martínez, Tesis de Doctor en Ciencias, Departamento de Química, Universidad Nacional, Santafé de Bogotá, 1996. De la esponja Ircinia campana se aisló una mezcla de esteroles con las siguientes características espectrales: EMIE m/z (% I.R.): 396 (73%), 363 (100), 337 (38), 271 (10), 253 (28), 211 (23), 157 (25), 143 (35), 69 (45). RMN-1H (400 MHz, CDCl3): 0.630 (s, 3H), 0.840 (d, 6H, J=7.81 Hz), 0.935 (d, 3H, J=7.81 Hz), 0.945 (s, 3H), 1.030 (d, 3H, J=6.84 Hz), 3.647 (m, 1H), 5.171 (m, 1H), 5.182 (m, 1H), 5.394 (m, 1H). EMIE (derivado acetilado) m/z: 438 (9%), 378 (100), 363 (37), 337 (7), 253 (33), 211 (12), 157 (35), 143 (26), 109 (16), 43 (35). UVmáx (metanol): 260h, 270, 282, 294 nm. EMIE m/z (% I.R.): 396 (63%), 363 (100), 337 (38), 271 (12), 251 (13), 211 (22), 157 (20), 143 (45), 69 (33), 55 (42). RMN-1H (400 MHz, CDCl3): 0.625 (s, 3H), 0.975 (d, 3H, J=6.35 Hz), 0.947 (s, 3H), 1.027 (d, 3H, J=6.83 Hz), 1.032 (d, 3H, J=6.84 Hz), 3.65 (m, 1H), 4.662 (m, 1H), 4.664 (m, 1H), 5.4 (m, 1H). UVmáx (metanol): 260h, 269, 280, 292 nm. EMIE m/z (% I.R.): 400 (100%), 385 (38), 382 (48), 367 (30), 315 (45), 289 (55), 273 (32), 255 (28), 231 (10), 213 (18), 145 (38), 107 (35), 55 (42), 43 (50). EMIE (derivado acetilado) m/z: 442 (21%), 382 (100), 367 (26), 281 (16), 255 (21), 207 (28), 147 (42), 145 (33), 133 (28), 43 (88). EMIE m/z (% I.R.): 410 (63%), 377 (100), 351 (30), 271 (8), 253 (28), 211 (23), 143 (25), 83 (38), 55 (39). RMN-1H (500 MHz, CDCl3): 0.638 (s, 3H), 0.811 (t, 3H, J=7.34 Hz), 0.849 (d, 3H, J=6.42 Hz), 0.855 (d, 3H, J=6.42 Hz), 0.950 (s, 3H), 1.051 (d, 3H, J=6.42 Hz), 3.6 (m, 1H), 5.041 (dd, 1H, J=14.66 y 8.71 Hz), 5.163 (dd, 1H, J=15.12 y 6.41 Hz), 5.389 (m, 1H), 5.576 (m, 1H). EMIE (derivado acetilado) m/z: 452 (7%), 392 (100), 377 (31), 349 (5), 253 (31), 211 (12), 157 (36), 143 (24), 43 (31). UVmáx (metanol): 260h, 270, 282, 294 nm.


11) (Desmosterol) J. NAT. PROD. 59 (1) 23-26 (1996). 12) Rohmer, M. y col; STEROIDS 35 (2) 219 (1980). 13) (4-Metilestanol) Alam, M. y col.; STEROIDS 38 (4) 375 (1981). 14) (Glaucasterol, Figuras espectros), Kobayashi, M. y col.; STEROIDS 40 (6) 665 (1982). 15) (∆5,7,23-24-etilesterol) Zielinski, J. y col.; STEROIDS 40 (4) 403 (1982). (Esterol glicósido) Rehnan, A-U. y col., PHYTOCHEMISTRY 45 (8) 1721 (1997).


16) Proponer la estructura más probable para los esteroles cuyos espectros se presentan a continuación: a) Espectro RMN-1H (400 MHz, CDCl3):


Espectro de RMN-13C (100 MHz, CDCl3):


Espectro de masas (70 eV):

b) Espectro de masas (70 eV):

Espectro de RMN-1H (400 MHz, CDCl3):


SOLUCIONES A LOS PROBLEMAS 16a Y 16b Problema 16a El espectro de masas muestra el ion molecular en m/z 384 consistente con la fórmula molecular C27H44O. También pueden observarse los iones m/z 369 (pérdida de un grupo metilo), 366 (pérdida de una molécula de agua) y 351 (pérdida de un grupo metilo y una molécula de agua), característicos de esteroles. Los iones m/z 271 (pérdida de la cadena lateral), 253 (pérdida de la cadena lateral y una molécula de agua), 253 (pérdida de la cadena lateral y una molécula de agua) y 211 (fisión del anillo D menos agua), indican claramente la presencia de dos insaturaciones en el núcleo, y los iones m/z 158 (fisión entre anillos B y C), 143 (158 menos un grupo metilo) y 128 (158 menos dos grupos metilo) hacen evidente que las insaturaciones están en el C-5 y en el C-7 (ver Figura 6.d). La diferencia entre el ion molecular y el ion m/z 271 (pérdida de la cadena lateral) indica que la cadena lateral de este esterol es saturada con la fórmula C8H17. Todo este análisis lleva a la conclusión de que este compuesto es un esterol con núcleo ∆5,7-3-hidroxiandrostadieno con una cadena lateral saturada de ocho átomos de carbono. El espectro de RMN-1H confirma el núcleo ∆5,7-3β-hidroxiandrostadieno por las señales multiplete en 5.4 y 5.6 ppm integrando cada una para un protón, correspondientes a los protones olefínicos H-6 y H-7, un multiplete (7 señales) en 3.65 ppm correspondiente al protón H-3α y dos singletes en 0.62 y 0.95 ppm, correspondientes a los metilos H-18 y H-19. Las señales de los CH3-26 y CH3-27 se observan como dobletes en 0.85 y 0.86 ppm, y los protones del CH3-21 se observan como un doblete en 0.9 ppm. Estos datos corresponden a un esterol con el núcleo ∆5,7-3β-hidroxiandrostadieno con una cadena lateral con un grupo isopropilo terminal. La configuración 3ß-hidroxi la confirma la multiplicidad de la señal del H-3, la cual corresponde a un multiplete extendido 42 Hz originado por acoplamientos de los protones axiales de H-3α con H-2 y H-4, y a los acoplamientos entre H-3α y los protones ecuatoriales H-2 y H-4, mientras que la configuración 3α-hidroxi genera un 'quintete' extendido 28 Hz, originado por acoplamientos protónicos axial-ecuatorial y ecuatorial-ecuatorial de H-3β con H-2 y H-4. El espectro de RMN-13C muestra 27 señales entre las cuales cuatro corresponden a los carbonos olefínicos C-5 (139.73 ppm), C-6 (119.57 ppm), C-7 (116.21 ppm), C-8 (141.47 ppm) y una al carbono hidroxilado C-3 (70.44 ppm), confirmando la existencia de un esterol con núcleo ∆5,7-3β-hidroxiandrostadieno, las demás señales corresponden a δ 38.34 (C-1), 31.96 (C-2), 40.74 (C-4), 46.20 (C-9), 36.97 (C-10), 21.08 (C-11), 39.14 (C-12), 42.90 (C-13), 54.47 (C-14), 23.00 (C-15), 28.08 (C-16), 55.84 (C-17), 11.80 (C-18), 16.27 (C-19), 36.10 (C-20), 18.83 (C-21), 36.11 (C-22), 23.84 (C-23), 39.47 (C-24), 27.99 (C-25), 22.54 (C-26) y 22.85 (C-27).


Con este análisis se llega a la conclusión de que este esterol es el colesta-5,7-dién-3β-ol (comúnmente llamado 7-dehidrocolesterol).

HO Problema 16b El espectro de masas muestra el ion molecular m/z: 410 consistente con la fórmula C29H46O. También se observa el fragmento m/z 377 (M-metilo-agua) característico de esteroles. Los iones m/z 271 (M-cadena lateral), 253 (271-agua) y 211 (fisión del anillo D y pérdida de una molécula de agua) indican claramente la presencia de dos insaturaciones en el núcleo y los iones m/z 128, 143 y 158 hacen evidente que estas insaturaciones están en el C-5 y el C-7. La diferencia entre el ion molecular y el ion m/z 271 (M-cadena lateral) indica que la cadena lateral de este componente es monoinsaturada con una fórmula C10H19. Todo este análisis lleva a la conclusión de que este es un esterol con un núcleo ∆5,7-3β-hidroxiandrostadieno con una cadena lateral monoinsaturada. El espectro de RMN-1H muestra las señales δ 0.638 (s, CH3-18), 0.950 (s, CH3-19), 3.6 (m, H-3), 5.389 (m, H-6), 5.576 (m, H-7). Las señales δ5.046 (dd, J=15.6 y 8.7 Hz) y 5.181 (dd, J=15.1 y 6.4 Hz) corresponden a los protones H-22 y H-23 con geometría E. La señal 0.811 (t, J=7.3 Hz) es la del grupo CH3-29 que está ligado a un grupo metileno. Este análisis permitió asignar la estructura del (22E,24ξ)-24-Etilcolesta-5,7,22E-trién-3ß-ol para esta sustancia.

HO


17) (3-epi-chondrillasterol, 24-metil-24-etilcolesta-7,22-dién-3-ol, RMN, IR, Mimusops elengi, Sapotáceas) Jahan, N., y col., FITOTERAPIA LXVII (1) 91 (1996)

esteroles2001

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