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Estudio de las características de rehidratación de inulina en polvo obtenida por el
método de secado por aspersión a partir de Agave atrovirens Karw.
Clave CGPI: 200597
Dirección: Dra. Liliana Alamilla Beltrán
Alumnos Tesistas:
Ulises Ramón Morales Durán
Rocío Martínez Torres
Alumnos PIFI :
Alaide Jiménez Segura
Alumnos S.S :
Andoni Palacios Barranco
Profesores Participantes:
Dr. Jorge Chanona Pérez
Coordinador de Programa:
Dr. Gustavo Fidel Gutiérrez López
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
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RESUMEN El maguey representa una atractiva fuente de fructooligosacáridos (FOS), importantes
como polímeros de reserva energética en la planta. Estos componentes resultan de
interés en la Industria alimentaria, debido a sus atributos funcionales y sus efectos
benéficos en la prevención de enfermedades cardiacas, el cáncer, colesterol, obesidad,
osteoporosis y diabetes, entre otras. El propósito de ésta investigación fue obtener un
producto deshidratado con alto contenido de fructooligosacáridos, a partir del jugo de
maguey (Agave atrovirens Karw) mediante un proceso de secado por aspersión, para lo
cual se partió del método de extracción descrito para alcachofa, probando temperaturas
de extracción de 40, 60, 70 y 80º C. Una vez que se obtuvieron los extractos se
determinó la concentración de FOS realizando una hidrólisis de los extractos mediante
maltasa, amiloglucosidasa e inulinasa y se determinó la cantidad de azúcares liberados
por la inulinasa usando el Método de Ting. El jugo obtenido de la extracción se clarificó
con adición de una suspensión de Ca(OH)2 y Al2(SO4)3 como agente floculante a varias
concentraciones, posteriormente se decantó, se filtró y se evaporó al vacío hasta una
concentración final de 20% de sólidos. El jugo evaporado y clarificado se deshidrató en
un secador por aspersión con una alimentación de 1.2 L/h y un flujo volumétrico de aire de
0.02 m3/s y evaluando las siguientes temperaturas de entrada/salida del aire de secado:
90 °C / 50 °C, 120 °C / 104 °C, 150 °C / 125 °C, 180 °C / 150 °C y 200 °C / 150 °C. Una
vez obtenido el producto a diferentes temperaturas de secado se evaluaron las siguientes
características: diámetro medio de partícula, morfología de la partícula y algunas
características relacionadas con la calidad del producto obtenido (humedad,
humectabilidad y densidad empacada). Como resultado, se establecieron las condiciones
específicas (temperatura óptima y método de clarificación) para el proceso de extracción y
purificación, así como, la influencia de la temperatura de deshidratación del jugo obtenido
del Agave atrovirens Karw con las características de calidad, morfología y contenido de
FOS del producto deshidratado.
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1. INTRODUCCIÓN
El maguey de pulque típico o maguey manso, cuyo nombre científico es Agave atrovirens
Karw, perteneciente a la familia de las Amarilidáceas, es una planta de raíz fibrosa con
tallo corto y grueso; sus hojas, cuyo número varía de 30 a 50, presenta longitudes desde
1m hasta 2.5 m y su ancho es de aproximadamente 30 cm, son muy gruesas y angostas
cerca de la base, y se distribuyen muy juntas en torno del tallo formando una roseta
(Loyola, 1956).
En varios vegetales como el maguey, la alcachofa y algunos tubérculos y raíces se
encuentran fructooligosacáridos como polímeros de reserva energética. Estos
componentes son generalmente lineales y están compuestos de D- fructosa unidas
mediante enlaces glucosídicos ? (2,1) (Badui, 1999).
La inulina es el fructooligosacárido más difundido. Su hidrólisis total produce, además de
fructosa, de 5 a 6 % de moléculas de glucosa que se considera se encuentra en los
extremos de la cadena; debido a que las furanosas que contienen (fructosa) hacen que la
inulina sea muy lábil a la hidrólisis enzimática con inulinasa , se ha sugerido usarla
como fuente para la obtención comercial de fructosa de alta pureza (Badui, 1999).
La inulina y la oligofructosa tienen muchos atributos funcionales interesantes que
son de utilidad en la formulación de alimentos en la actualidad y posiblemente con
una tendencia hacia el futuro. El consumidor actual esta conciente de su salud y
demanda alimentos con buen sabor así como bajos en grasa y calorías, con
beneficios a la salud adicionales. Los principales problemas de salud de los que la
sociedad está consciente son las enfermedades cardiacas, el cáncer, el colesterol
alto, obesidad, la osteoporosis y la diabetes. La inulina y la oligofructosa son
ampliamente usadas en los alimentos funcionales a través del mundo por sus
propiedades promotoras de la salud (Kaur y Gupta, 2002). Se han realizado
estudios que reportan la presencia de inulina (polímero de fructosa con una unidad
terminal de glucosa, que contiene más de 90% de fructosa) en los agaves como el
polisacárido de reserva más abundante (Martínez del Campo, 1999). Entre las
numerosas especies y variedades pertenecientes al género de los agaves que existen en
nuestro país, se destacan por su importancia económica el grupo de los magueyes que se
cultivan para la producción del aguamiel, con la cual se elabora el pulque (Loyola, 1956).
Por lo general el maguey alcanza las condiciones apropiadas para la obtención de
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aguamiel en un periodo que va de 8 a 12 años, y en ocasiones hasta 20, dependiendo de
las condiciones de cultivo, el clima, el suelo y la variedad del maguey (Martínez del
Campo, 1999). Debido a que la floración en los magueyes cultivados se presenta entre los
8 y 12 años, el desarrollo de los hijuelos lleva de 2 a 4 años, y el tiempo en el que el
maguey alcanza las condiciones apropiadas para la obtención de aguamiel es de 8 a 12
años, el proceso para la obtención de aguamiel del agave pulquero es tardado. (Loyola,
1956 y Martínez del Campo, 1999).
Por lo anterior, el propósito principal de este trabajo es establecer un proceso mediante el
cual se obtenga un producto de importancia industrial como son los fructooligosacáridos a
partir de la deshidratación del jugo de Agave atrovirens Karw en un tiempo de desarrollo
de la planta menor que aquel requerido para su ocupación en la elaboración del pulque.
Además se plantea también una metodología de extracción, clarificación y deshidratación
del jugo para su aprovechamiento, al utilizar las pencas y el corazón para la obtención del
producto deshidratado deseado en conjunto con el aguamiel que es la materia prima
principal que se obtiene de este tipo de agave (Loyola, 1956)
2. MATERIALES Y MÉTODOS
2.1 Obtención y caracterización de la materia prima
Se obtuvieron pencas de Agave atrovirens Karw, colectadas del Municipio de Contepec
en el Estado de Michoacán. Se seleccionaron pencas de Agaves con edades entre 7 y 9
años, aproximadamente. Para la caracterización de la materia prima, se tomaron 5
pencas del mismo agave, de la parte más externa hacia el centro. Se tomó una
submuestra de aproximadamente 10 g de la base de cada penca y se mantuvo en hielo
para su transporte y en congelación a – 70 ° C en un ultracongelador [Thermoforma, USA,
Modelo 916] hasta su uso para la determinación de fructooligosacáridos, con el fin de
evitar la hidrólisis parcial de estos por acción enzimática o microbiológica. Las pencas se
procesaron dentro de los dos días subsecuentes a la toma de muestra para evitar la
deshidratación excesiva o hidrólisis total de los fructanos.
2.2 Métodos
2.2.1 Análisis químico proximal
Consistió en la determinación de humedad, cenizas, extracto etéreo, proteínas y extracto
libre de nitrógeno, de acuerdo a los métodos señalados a continuación.
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5.2.1.1. Determinación de contenido de humedad (AOAC 7.003)
2.2.1.2 Determinación de Cenizas (AOAC 31.013)
2.2.1.3 Determinación de Extracto Etéreo (AOAC 7.056)
2.2.1.4 Determinación de Proteína Total. Método de Kjeldahl-Gunning-
Arnold modificado (AOAC 2.057)
2.2.1.5 Determinación del Extracto Libre de Nitrógeno
Esta determinación se obtuvo por diferencia del total menos la suma de los otros
componentes mediante la siguiente formula:
% ( )EECenHPELN .%%%%100 +++−= -------- ( 1 )
ELN = Extracto Libre de Nitrogeno
%Cen = porcentaje de cenizas
%E.E = porcentaje de Extracto Etéreo
%H = porcentaje de humedad
%P = porcentaje de proteína
2.2.1.6 Determinación de fibra soluble e insoluble por el método enzimático-
gravimetrico (AOAC 985.29)
2.2.1.7 Elaboración de curvas de tipo para la determinación de azúcares reductores totales, glucosa y fructosa por método colorimétrico (Ting, 1956).
2.2.1.7.1 Curva tipo de azúcares reductores totales
Se prepararon soluciones de glucosa de concentración conocida (0.02, 0.04, 0.06, 0.08,
0.10, 0.12 y 0.14 g/ 100mL). Se colocaron 0.1 mL de cada solución en tubos de ensaye
por triplicado y se añadieron 0.5 mL de reactivo de ferricianuro de potasio (el cual se
preparó disolviendo 80 g de carbonato de sodio anhidro y 39.73 g de fosfato de disodio
anhidro en 425 mL de agua destilada, posteriormente se agregaron 2 g de ferricianuro de
potasio y se aforó a 500 mL) . Se calentaron los tubos en un baño de agua a 92 º C por 10
minutos. Transcurrido ese tiempo se enfriaron en un baño de agua a 20 º C. Se sacaron
del baño y se agregó a cada tubo 1 mL de ácido sulfúrico 2N y se agitaron hasta que no
se observó desprendimiento de gas. Posteriormente se añadieron 0.4 mL de reactivo de
arsenomolibdato de sodio (el cual se preparo disolviendo 25 g de molibdato de amonio
tetrahidratado con 21 mL de ácido sulfurico concentrado, posteriormente se agregaron 5 g
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de arsenato de disodio heptahidratado en 25 mL de agua) y se agitaron nuevamente. Se
agregaron 8 mL de agua para diluir y se agitaron hasta completa homogenización.
Finalmente se leyó la absorbancia de las soluciones a 515 nm en un espectrofotómetro
(Beckman UV- vis), ajustándolo a cero con un blanco de reactivos. Se obtuvo el factor K
para la determinación de azúcares totales.
2.2.1.7.2 Curva tipo de glucosa y fructosa
Se prepararon soluciones de glucosa (0.02 a 0.14 g/ 100mL) y fructosa (0.02 a 0.14 g/
100 mL), a los que se les añadieron 0.5 mL de ferricianuro de potasio y se incubaron a 55
º C por 30 minutos. Transcurrido ese tiempo se enfriaron en un baño de agua a 30 º C y
se procedió con la adición de los demás reactivos de acuerdo al procedimiento descrito en
el punto 5.2.1.7.1. Se obtuvieron los factores kf, kg y Q para la determinación de glucosa y
fructosa.
2.2.1.7.3 Validación de la curva tipo
Para comprobar la confiabilidad de la curva tipo se procedió a elaborar una solución
patrón de sacarosa hidrolizada para cuantificación de azúcares totales, glucosa y fructosa.
Se pesaron 237.5 mg de sacarosa y se aforaron a 25 mL con agua destilada, se tomó
una alícuota de 20 mL de la solución y se le añadieron 2 mL de HCl concentrado,
lentamente y con agitación. Se incubó en un baño a 70ºC por 30 minutos con agitación
cada 5 minutos para la hidrólisis total de la sacarosa. Transcurrido ese tiempo se
añadieron 2 mL de NaOH 10N para neutralizar y se ajusto el pH a 6.5 +/- 0.5 con NaOH
0.3N. La solución obtenida se aforó a 100 mL con agua destilada. Se prepararon
diluciones de esta solución con concentraciones finales de 0.02, 0.04, 0.06, 0.08, 0.10,
0.12 y 0.14 g azúcares reductores/ 100 mL. Se procedió a determinar la cantidad de
azúcares reductores totales, glucosa y fructosa de acuerdo al procedimiento descrito en
los puntos 5.2.1.7.1 y 5.2.1.7.2, usando 0.1 mL de cada dilución preparada. La cantidad
de azúcares reductores, fructosa y glucosa se obtuvo para cada dilución.
2.2.1.8 Determinación de azúcares libres y fructooligosacáridos en las muestras
(Método AACC 32- 32 modificado).
2.2.1.8.1 Preparación de las muestras
Se pesaron 10 g de muestra fresca y se maceraron en un mortero. Se transfirió la muestra
cuantitativamente a un vaso de precipitados y se añadieron 80 mL de agua a 80 º C. La
muestra se mantuvo a 80 º C y con agitación constante por 15 minutos. Transcurrido este
tiempo se dejo enfriar a temperatura ambiente y se transfirió cuantitativamente a un
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matraz aforado y se completo el volumen a 100 mL con agua destilada. Se filtro la
solución por papel Wathman No. 1.
2.2.1.8.2 Determinación de azúcares reductores, glucosa y fructosa
libres
a) Azúcares reductores totales libres. Se tomó 0.1 mL del extracto obtenido en la
sección 5.2.1.8.1 por triplicado y se trasfirió a tubos de ensaye. Se añadieron 0.5 mL de
ferricianuro de potasio y se incubo a 92 º C por 10 minutos. Transcurrido ese tiempo los
tubos se enfriaron en un baño de agua a 20 º C y se procedió como se describe en la
sección 2.2.1.7.1. Los azúcares reductores se calcularon mediante la fórmula descrita en
la sección 2.2.1.7.3
b) Fructosa y glucosa libres. Se tomo 0.1 mL del extracto obtenido en la sección
2.2.1.8.1 por triplicado y se transfirió a tubos de ensaye. Se añadieron 0.5 mL de
ferricianuro de potasio y se incubó a 55 º C por 30 minutos. Transcurrido este tiempo, los
tubos se enfriaron en un baño de agua a 20 º C y se procedió como se describe en
2.2.1.7.1. La fructosa y la glucosa se calcularon por las fórmulas descritas en la sección
2.2.1.7.3.
2.2.1.9 Determinación de glucósidos y sacarosa en la muestra.
2.2.1.9.1 Hidrólisis con maltasa y amiloglucosidasa
Se tomó 1 mL del extracto obtenido en la sección 2.2.1.8.1 y se transfirió a un tubo de
ensaye. Se agregaron 3.8 mL de regulador de maleatos (0.1 M, pH 6.5), 0.1 mL de
maltasa (Sigma G3651) y 0.1 mL de amiloglucosidasa (Sigma A9913). Se incubo a 40 º C
por 30 minutos con agitación para la hidrólisis total de la sacarosa, maltosa y almidón.
Transcurrido ese tiempo se enfriaron los tubos en un baño de agua a 20 º C. Se preparó
un blanco de reactivos para eliminar la interferencia causada por las enzimas.
2.2.1.9.2 Determinación de azúcares liberados por maltasa y amiloglucosidasa
Se tomaron 0.1 mL del hidrolizado obtenido en la sección 2.2.1.9.1 y se procedió como en
2.2.1.8.2.
2.2.1.10 Determinación de fructooligosacáridos en la muestra
2.2.1.10.1 Hidrólisis con inulinasa
Se tomó 1 mL del hidrolizado de la sección 2.2.1.9.1 y se transfirió a un tubo de ensaye.
Se añadieron 0.9 mL de regulador de acetatos (0.1 M, pH 4.5) y 0.1 mL de inulinasa
(Sigma I2017 ). Se incubo a 40 º C por 20 minutos. Transcurrido ese tiempo, se enfriaron
los tubos en un baño de agua a 20 º C. Se preparo un blanco de reactivos utilizando 1 mL
del blanco preparado en la sección 2.2.1.9.1.
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2.2.1.10.2 Determinación de azúcares liberados por inulinasa.
Se tomaron 0.1 mL del hidrolizado de la sección 2.2.1.10.1 y se procedió como se
describe en 2.2.1.8.2.
2.2.1.11 Validación del método de determinación de azúcares en las muestras.
Para comprobar la confiabilidad del método se prepararon soluciones patrón de inulina
(Fluka, 57614) de 54 mg/ 10 mL y maltodextrina (Amidex 20- D) de 54 mg/ 10 mL y se
procedió a determinar glucósidos (junto con azúcares libres) como en el punto 2.2.1.4 y
fructooligosacáridos como en el punto 2.2.1.10.
2.2.1.12 Determinación de pH, % de Sólidos solubles (°Brix) y Acidez titulable
(Rojas, 2001)
Los sólidos solubles (ºBrix) se determinaron en un macerado de 10 g de muestra
utilizando un refractómetro (Atago,Japón, Brix 0 – 32%).
Para la medición de pH se tomaron los 10 g de muestra macerada y se agregaron 20 mL
de agua pH 7 y se midió el pH en un potenciómetro [Corning, UK, modelo 430].
Para la acidez titulable se pesaron 10 g de muestra y se molieron con 200 mL de agua, se
aforo a 250 mL y se filtro por papel Wathman No.1. Se tomó una alícuota de 10 mL del
filtrado por triplicado y se tituló con NaOH 0.01 N utilizando fenolftaleina como indicador.
2.2.2 Extracción y clarificación del jugo de maguey
Para la preparación del jugo se procedió a determinar la temperatura óptima de
extracción.
2.2.2.1 Determinación del contenido de azúcares extraídos a diferentes
temperaturas
Se pesaron 10 g de muestra por triplicado y se molieron con 20 mL de agua. Se procedió
a calentar las muestras a 40 º C con agitación por 15 minutos para la extracción de
fructanos. Posteriormente se dejo enfriar a temperatura ambiente, y se centrifugó a 5000
rpm por 10 minutos. Se separó el precipitado y el sobrenadante y a este último se le
determinó contenido de fructanos mediante el método descrito en los puntos 2.2.1.4 y
2.2.1.10 respectivamente. Se repitió el
procedimiento con temperaturas de extracción de 60, 70 y 80 º C.
2.2.2.2 Determinación de actividad enzimática de los extractos en función de la
temperatura de extracción.
Se preparo una solución patrón de inulina de 150mg /100 mL como sustrato para la
reacción enzimática. Se tomó una alícuota de 1 mL de la solución por triplicado y se
coloco en tubos de ensaye. Se agregaron 0.9 mL de regulador de acetatos y se preincubo
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a 40º C por 5 minutos. Trascurrido este tiempo se añadió a cada tubo 0.1 mL del
sobrenadante obtenido en el punto 2.2.2.1 a 40 º C y se incubó a 40ºC por 5 minutos
exactamente. Posteriormente se colocaron los tubos en un baño en ebullición por1 minuto
y se transfirió inmediatamente a un baño con hielo por 1 minuto para inactivar las enzimas
presentes en el sobrenadante. Se procedió a cuantificar la inulina hidrolizada como
azúcares reductores por el sobrenadante mediante el método descrito en el punto
2.2.1.8.2. Se repitió este procedimiento con los extractos obtenidos a 60, 70 y 80 ºC.
2.2.2.3 Determinación de las condiciones de clarificación.
Se pesó 1 Kg. de muestra y se molió con 1 L de agua a 80 ºC. Este jugo se mantuvo a 80
ºC y con agitación por 15 minutos para la extracción de los fructanos. Posteriormente se
filtró por manta de cielo para eliminar las fracciones gruesas del jugo. Se tomaron 100 mL
del jugo filtrado y se colocó en una parrilla con un agitador magnético a 400 rpm. Se
procedió a calentar la muestra a 75ºC y en este momento se adicionaron 0.3 mL de una
suspensión de hidróxido de calcio (33 g/ 100mL) y se verificó que el pH alcanzara 6.5,
registrado con papel indicador. Sin detener la agitación se procedió a calentar a 80 º C por
1 minuto. Posteriormente se transfirió el vaso de precipitados a otra parilla sin
calentamiento y con agitación a 60 rpm, inmediatamente después se adicionaron 0.1 mL
de hidróxido de calcio y 6 mL de una solución de sulfato de aluminio (1 g/L) y se mantuvo
la agitación por 5 minutos, tiempo después del cual, se detuvo la agitación y se dejó
reposar el jugo por 2 horas. Posteriormente se midió la altura del precipitado formado.
Este experimento se repitió variando las cantidades de sulfato de aluminio adicionado. Se
probó la adición de 8, 10, 12 y 14 mL y en cada caso se midió la altura del precipitado
formado.
2.2.3 Secado por aspersión del jugo de maguey
2.2.3.1 Acondicionamiento del jugo para su deshidratación
Se extrajo el jugo de maguey y posteriormente se clarificó de acuerdo a lo mencionado en
la sección 2.2.2.3. Se midieron 500mL de jugo ya clarificado y se procedió a evaporar
dicho jugo hasta una concentración aproximada de 20°Brix, utilizando un rotavapor [Buchi,
México, modelo R-200/205]. A las siguientes condiciones: Temperatura del baño de
calentamiento = 60° C; Temperatura del agua de enfriamiento = 0 ° C;Presión absoluta =
75 mbar. Tiempo aproximado de evaporación = 1 hora 30 min / 500mL de jugo.
Para el proceso de evaporación se procedió de la siguiente manera: la presión del equipo
fue disminuyendo lentamente hasta alcanzar 75 mbar de presión absoluta y el matraz que
contiene el jugo se fue sumergiendo lentamente en el baño de agua a 60 °C de
10
temperatura, hasta que se alcanzó la estabilidad del sistema. Una vez evaporado el jugo
se filtró por algodón, para eliminar partículas grandes.
2.2.3.2 Deshidratación del jugo de maguey
El material previamente acondicionado se deshidrató aplicando el método de secado por
aspersión. Se utilizó un secador por aspersión experimental (SPAGA9601, IPN, México)
(Alamilla, L., 2004). Este secador opera con un aspersor tipo boquilla neumática de doble
fluido y en flujo paralelo. El jugo de maguey se secó por aspersión a cinco diferentes
temperaturas de operación (entrada/salida del aire de secado), las cuales se mencionan
en el cuadro 4. La alimentación del jugo fue de 1.2 L/h y el flujo volumétrico de aire fue de
0.02 m3/s en todos los casos. Por otro lado, con el fin de realizar un análisis comparativo
de los fructooligosacáridos existentes en el Agave, se procedió a deshidratar una solución
de inulina comercial (Raftiline ® GR, granulado, 92 % de inulina, 8% de glucosa, fructosa
y sacarosa y DP= 10) al 20% (p/v), a una temperatura de entrada/salida del aire de
secado de 150/125 °C. La alimentación de la solución de inulina comercial se realizó a 1.2
L/h y con flujo volumétrico de aire de 0.02 m3/s. Los polvos obtenidos del secador por
aspersión, se conservaron en bolsas con sello hermético para su posterior estudió.
Cuadro 4. Temperaturas de secado del jugo de maguey
2.2.4 Análisis de partículas del polvo deshidratado
Una vez realizada la deshidratación del jugo de maguey mediante el secado por
aspersión, a las condiciones mencionadas en la sección 2.2.3.2, se procedió a tomar
muestras del polvo deshidratado, para su análisis correspondiente de distribución de
tamaños y tamaño medio de partícula y análisis morfológico cualitativo. Estos estudios se
Prueba Temperatura
de entrada del
aire (°C)
Temperatura
de salida del
aire ( °C)
Temperatura
del aire a la
descarga( °C)
1 90 50 70
2 120 104 70
3 150 125 76
4 180 150 84
5 200 150 70
11
llevaron a cabo mediante la aplicación de microscopia óptica y electrónica de barrido,
siguiendo el procedimiento de la sección posterior.
2.2.4.1 Distribución y tamaño medio de partícula
Cada muestra se colocó en un portaobjetos y se cubrió con un cubreobjetos. Preparada la
muestra, se colocó en el microscopio (Axiophot 1 de Carl Zeiss) con objetivo 40 X e
iluminación de campo claro, teniendo como aumentos totales, 400X. Con el fin de realizar
un análisis del tamaño medio de la partícula (Alamilla y col., 2005), se midió el diámetro
de partícula mediante un software llamado “Programa de Captura y Análisis de Imagen
(KS400 versión 3.0)”en cada una de las imágenes obtenidas y posteriormente se realizó
el análisis correspondiente a la distribución de tamaño de partícula de cada muestra.
2.2.4.2 Descripción morfológica de partículas
Se procedió a tomar una muestra del material en polvo y se observaron a 1500 x por
medio de un microscopio electrónico de barrido [JEOL, modelo JBM-5900LV]. (Alamilla y
col., 2005). A partir de la captura de imágenes, se procedió a realizar un análisis
cualitativo del tipo de morfología desarrollada por las partículas en cada de las
condiciones de operación.
2.2.5 Características de calidad del producto seco
2.2.5.1 Determinación de humedad del polvo
Se tomaron muestras del polvo de maguey deshidratado y se procedió a determinar el
contenido de humedad de cada una de las muestras. El análisis se realizó mediante un
método termogravimétrico utilizando una termobalanza (Brainweigh, modelo MB300) de
acuerdo al método AOAC 32.1.02 (AOAC, 1995).
2.2.5.2 Determinación de la densidad empacada del producto deshidratado
Se pesó una probeta de 10mL vacía registrando el peso de la misma, posteriormente se
llenó con el polvo de maguey hasta el nivel de los 10 mL. Esta se golpea sobre una
superficie plana 100 veces desde una altura de 5 cm, para que el polvo se empaque
dentro de la probeta, finalmente se vuelve a pesar la probeta con el polvo para obtener la
masa de polvo empacada dentro de la probeta y así determinar la densidad empacada de
cada muestra (Jumah,2000).
2.2.5.3 Determinación de la humectabilidad del producto deshidratado (Niro
Atomizer, 1978)
Se pesó un gramo de polvo de maguey y se colocó en un vaso de precipitados de 40 mL.
El contenido se vació en un vaso de 500 mL con 100 mL de agua destilada desde una
12
altura de 15 cm del nivel del agua y se tomo el tiempo para que el polvo se hidratara
completamente y no se observara polvo seco en la superficie del agua.
2.2.5.4 Determinación de la cantidad de fructanos en el producto deshidratado.
Se pesaron 200 mg de polvo y se disolvieron en 10 mL de agua destilada. Se elaboró una
dilución 1:5 y se determinaron fructooligosacáridos como en los puntos 2.2.1.4 y 2.2.1.10.
2.2.5.5 Análisis estadísticos empleados.
Se evaluó si las determinaciones químicas (azúcares reductores, glucosa, fructosa, pH,
°Brix y acidez) realizadas para cada muestra presentaban diferencia estadísticamente
significativa a un nivel de probabilidad de 0.05% mediante análisis de varianza (Bowker,
1972).
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1 Análisis químico proximal
En el cuadro 5 se puede observar que el componente mayoritario de la materia prima es
agua, ya que esta presenta un contenido de humedad muy elevado, cercano al 90%.
Cuadro 5. Composición de Agave atrovirens Karw
Los resultados son promedio de tres determinaciones ± error estándar
Experimentalmente, pudo observarse que no hubo una gran variación en cuanto al
contenido de humedad entre penca y penca de las muestras analizadas, lo cual implica
que las muestras se encontraban en condiciones adecuadas para su extracción y ninguna
Determinación % Base húmeda % Base seca
HUMEDAD 87.41 ± 0.8 -----
CENIZAS 0.43 ± 0.02 3.39
EXTRACTO ETEREO 0.21 ± 0.01 1.67
PROTEINAS 0.32 ± 0.01 2.51
FIBRA INSOLUBLE 3.35 ± 0.08 26.63
FIBRA SOLUBLE 0.36 ± 0.02 2.86
ENN (por cálculo) 7.92 ± 0.09 62.94
13
de ellas había sufrido alteraciones significativas que modificaran la cantidad de sus
componentes presentes. La humedad de las muestras es un parámetro variable que
depende de factores que afectan a la planta, tales como la estación o la época del año.
Este parámetro también puede reflejar el tiempo que la muestra ha estado separada de la
planta después de que se llevó a cabo el corte de la misma (Rojas, 2001)
El componente siguiente en cantidad se refiere al contenido de extracto no nitrogenado.
Este se refiere a sustancias que principalmente se catalogan como carbohidratos. Dentro
de este porcentaje se deben encontrar los FOS, dado que aunque estos componentes
son un polímero indigerible y pueden ser considerados como una fibra soluble, el método
para la cuantificación de fibra soluble de la AOAC no los detecta como tal (Hoebregs,
1997). Puede observarse que la proporción de fibra insoluble es más alta que la de fibra
soluble. La fibra insoluble se compone de materiales celulósicos que le dan resistencia a
la planta, y esta cantidad de fibra es lo que dificulta el manejo del material debido a que
evita la facilidad para cortarlo, así como para acondicionarlo fácilmente (Rojas, 2001)
Los demás componentes como son el extracto etéreo, la fibra soluble, las proteínas y las
cenizas, se encuentran en cantidades muy pequeñas, menores a 0.5 % de la muestra
fresca, por lo que son los componentes que pueden presentar menor interferencia para
los fines perseguidos por este trabajo, como son la extracción de los FOS y su purificación
para la obtención de un aditivo alimentario.
3.2 Determinación de azúcares por el método de Ting
3.2.1 Curva tipo de azúcares reductores totales.
Para la cuantificación de azúcares reductores totales se construyó una curva tipo como se
describió en la metodología (Anexo A). Se obtuvo una curva con coeficiente de
correlación alto, pero se observo que la curva se mantenía lineal hasta concentraciones
de 0.12 g/ 100 mL y a concentraciones mayores, ya no seguía la misma relación. Se
determino el factor K de esta curva, como se menciona en la sección 5.2.1.7.1 (formula
10) utilizando sólo los valores en los cuales se obtenía la relación lineal y se delimitó la
curva para usarse a concentraciones de 0.02 a 0.12 g / 100 mL de azúcares reductores
totales. El factor K que se obtuvo fue de 0.27 (g/100 mL / unidad de absorbancia).
3.2.2 Curva tipo de glucosa y fructosa
Para la cuantificación de glucosa y fructosa se realizaron 2 curvas tipo de acuerdo a lo
descrito en la sección de métodos (Anexo A). Se obtuvieron curvas que conservaban la
linealidad hasta concentraciones de 0.12 g/ 100 mL de azúcar. A concentraciones
mayores se observó una pérdida de la relación lineal, probablemente debida a los
14
reactivos utilizados para elaborar las curvas. Se calcularon los factores kf y kg de las
curvas utilizando sólo los puntos donde la curva mantenía la relación lineal. El factor kg
que se obtuvo fue de 3.06 (g /100 mL / unidad de absorbancia) y el factor kf fue de 0.28
(g/100 mL/unidad de absorbancia). El factor Q calculado de la relación entre kg y kf fue de
10.99 (adimensional).
3.2.3 Validación de la curva tipo.
En el cuadro 6 se presentan los resultados de la validación de la curva tipo.
Cuadro 6. Resultados de la validación de la curva tipo (g/ 100 mL)
Muestra de Sacarosa ART
A
515 nm
100 º C
A 515n
m 55 º C
Conc. de ADR
determinada
Fa
G
F DP*
0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 N/A 0.02 0.08 0.04 0.02 0.01 0.01 0.01 1.9 0.04 0.15 0.08 0.04 0.02 0.02 0.02 1.9 0.06 0.23 0.12 0.06 0.03 0.03 0.03 2.0 0.08 0.29 0.15 0.08 0.04 0.04 0.04 1.9 0.10 0.37 0.19 0.10 0.05 0.05 0.05 2.0 0.12 0.42 0.24 0.11 0.07 0.05 0.06 2.1 0.14 0.45 0.26 0.12 0.07 0.05 0.07 2.3
DP prom = 1.97 +/- 0.08
DP= grado de polimerización; ARD= Azúcares reductores totales; Fa= Fructosa aparente; G= Glucosa; F= Fructosa
La validez de la curva tipo se corroboró debido a que se hizo un escalamiento del método
original descrito por Ting, en el cual, se usaban volúmenes 10 veces mayores a los que se
usaron en el desarrollo de este trabajo. Para comprobar que el método no presentara
errores por dicha modificación se procedió a analizar una muestra de sacarosa hidrolizada
de acuerdo a lo descrito en la sección de métodos. Se determino la concentración de
azúcares reductores totales, glucosa y fructosa de soluciones de concentración conocida.
Con los datos obtenidos se obtuvo el grado de polimerización medio para comprobar que
este tenía una exactitud adecuada. El grado de polimerización medio es mucho más
sensible a los errores del método debido a que se trata de la relación entre la fructosa y la
glucosa calculada, por lo que al corroborar que el grado de polimerización sea
15
aproximadamente el grado de polimerización de la sacarosa (DP = 2) se puede tener
cierta confiabilidad acerca de la exactitud del método y las curvas tipo elaboradas.
Al comparar la concentración real de azúcares reductores provenientes de la sacarosa
con la concentración de azúcares determinada por el método, se observó que el error más
grande se obtiene en concentraciones mayores a 0.10 g / 100 mL. Esto puede deberse a
que en dichas concentraciones, la curva tipo que se elaboró tiende a perder la relación
lineal que la caracteriza de acuerdo a la ley de Buger y Beer, por lo que el método se
vuelve impreciso y no se recomienda su uso en concentraciones mayores a 0.12 g / 100
mL. El error promedio que se obtuvo para los azúcares reductores totales fue de 2.08 %
en el rango de 0 a 0.10 g / 100 mL
En cuanto a la determinación de glucosa y fructosa, se esperaba que los valores
determinados de acuerdo al método fueran la mitad del valor de la concentración de
azúcares reductores totales de cada solución. Del mismo modo se observó que en
concentraciones menores a 0.12 g/ 100 mL, el valor determinado de la glucosa y la
fructosa es aproximadamente la mitad del total de azúcares reductores de la solución.
Debido a esto, es de esperarse que el grado de polimerización medio de la sacarosa (DP
=2) determinado, sea aproximadamente el mismo que el calculado con la relación de
glucosa y fructosa. Puede observarse que a concentraciones menores a 0.12 g/ 100 mL el
DP es muy cercano a 2 y en concentraciones mayores a esta, se observa mayor error,
debido a que, como se mencionó anteriormente el método pierde exactitud. El error que
se obtuvo para la determinación de la glucosa fue de 5.37 % y para la fructosa fue de
2.33%. El grado de polimerización promedio de todas las determinaciones fue calculado
excluyendo el valor obtenido en 0.14 g/ 100 mL de azúcar reductor, debido a que el
método pierde exactitud, de esta forma, se determino que el grado de polimerización que
se puede determinar utilizando el método es de 1.97 +/- 0.08, lo cual es suficientemente
preciso y exacto para corroborar que el método funciona para determinar tanto los
azúcares reductote totales como la glucosa y la fructosa de cada solución. El error en la
determinación del grado de polimerización fue de 3.5 %.
3.3 Determinación de azúcares libres y fructooligosacáridos en las muestras.
3.3.1 Determinación de azúcares reductores, glucosa y fructosa libres.
Los resultados de la determinación de azúcares reductores, glucosa y fructosa libres se
presentan en el cuadro 7.
16
Cuadro 7. Determinación de azúcares reductores libres en las muestras de Agave
(g/100g de muestra)
En éste se puede observar que las muestras no presentaron diferencia estadísticamente
significativa (p ≤ 0.05) mediante análisis de varianza, en el contenido de azúcares
reductores libres, glucosa libre ni fructosa libre. Esto puede deberse a que se
seleccionaron pencas que diferían poco en cuanto al estadío de maduración. Los valores
de azúcares reductores fluctuaron de 1.2 a 1.6 %, los de glucosa tuvieron valores de 0.4 a
0.6 % y la fructosa libre varió en el rango de 0.57 a 1.2 %.
3.3.2 Determinación de glucósidos y sacarosa en las muestras
Los resultados de la determinación de glucósidos se muestran en el cuadro 8.
Cuadro 8. Determinación de glucósidos y sacarosa en las muestras de Agave
(g/ 100 gmuestra).
Muestra ART
Glucosa
Fructosa
DP Glucosidos
Penca 1 0.006 ± 0.002 0.003 ± 0.002 0.003 ± 0.001 3.1 ± 1.6 0.005 ± 0.002 Penca 2 0.006 ± 0.007 0.005 ± 0.005 0.001 ± 0.002 1.1 ± 0.2 0.006 ± 0.007 Penca 3 0.011 ± 0.005 0.008 ± 0.002 0.003 ± 0.004 1.4 ± 0.4 0.011 ± 0.005
ART= Azúcares reductores totales
Las pencas de agaves seleccionadas no presentaron diferencia estadísticamente
significativa (p ≤ 0.05) mediante análisis de varianza en el contenido de azúcares
reductores, glucosa, fructosa, grado de polimerización ni glucósidos determinados. Los
resultados fueron bajos fluctuando en los valores de 0.005 a 0.011 % y con grado de
polimerización de 1.4 a 3.1. Esto implica que los glucósidos se componen principalmente
de glucosa y aunque poseen cierta cantidad de fructosa, esta puede provenir de la
sacarosa o de algunos fructanos de bajo peso molecular como la cestosa. Estos valores
pueden deberse a errores del método ya que la cantidad de azúcares es muy baja.
3.3.3 Determinación de fructooligosacáridos en las muestras
Los resultados de la determinación de FOS en las muestras de agave se muestran en el
cuadro 9.
Muestra Reductores Glucosa Fructosa
Penca 1 1.61 ± 0.02 0.39 ± 0.26 1.23 ± 0.25 Penca 2 1.21 ± 0.33 0.63 ± 0.04 0.58 ± 0.37 Penca 3 1.42 ± 0.11 0.63 ± 0.10 0.80 ± 0.01
17
Cuadro 9. Determinación de FOS en las muestras de Agave (g/ 100 g muestra)
Muestra Reductores
Glucosa Fructosa DP FOS
Penca 1 2.46 ± 0.13 0.01 ± 0.00 2.46 ± 0.13 < 30 2.22 ± 0.01 Penca 2 1 ± 0.03 0.00 ± 0.00 0.99 ± 0.03 < 30 0.90 ± 0.03 Penca 3 1.39 ± 0.29 0.55 ± 0.45 0.84 ± 0.18 3.6 ± 1.3 1.30 ± 0.32
Mediante análisis de varianza (p = 0.05) se encontró que la penca 1 fue estadísticamente
diferente a las pencas 2 y 3 en cuanto al contenido de FOS, y al contenido de fructosa, sin
embargo, el contenido de glucosa sólo presento diferencia en la penca 3.
Cabe señalar que las pencas 2 y 3 provienen del mismo agave y la penca 1 proviene de
un agave diferente. La diferencia en el contenido de FOS puede deberse a que el agave
del que se tomó la penca 1 tuviera mayor edad y por consiguiente el contenido de
fructanos sintetizados sea mayor que en el agave de donde se tomaron las pencas 2 y 3.
Por lo anterior, el contenido de FOS se ve afectado por el estadío de madurez del cual se
obtenga el agave, lo cual concuerda con lo reportado por Mendez (1999), pero dentro del
mismo agave, las pencas tomadas poseen prácticamente el mismo contenido de FOS.
También es probable que las condiciones de maduración de los agaves fuera diferente,
puesto que de acuerdo a Granados (1993) cuando el desarrollo de la planta es más lento,
existe una mayor acumulación de carbohidratos, lo cual puede también afectar el
contenido de glucosa entre las pencas 2 y 3. Los resultados de FOS fluctuaron entre 2.22
y 0.9 g /100 g muestra, lo cual es comparable con el contenido de FOS reportado por
Martínez del Campo (1999) en la agave tequilero de 2.37 % y en el aguamiel de agave
pulquero cuyas concentraciones varían desde 0.8 a 1.7 %.
3.3.4 Validación del método de determinación de azúcares en las muestras
En el cuadro 10 se muestra el contenido de FOS determinado en Inulina de Dalia y
Maltodextrina.
Cuadro 10. Contenido de FOS en inulina de Dalia y Maltodextrina (g/ 100 mL jugo)
Muestra Reductores Glucosa Fructosa DP FOS Inulina de Dalia
96.75 ± 3.88 0.37 ± 5.88 96.38 ± 2.02 263.6 ± 158
87.1 ± 4.08
Maltodextrina 0.00 ± 0.00 0 ± 0 0.00 ± 0.00 N/A 0 ± 0 DP= grado de polimerización, N/A= no aplica
18
Se puede observar que el método es efectivo para la determinación de FOS, debido a que
se detecta 87 % de la muestra que se colocó como prueba. Este porcentaje puede
deberse a que la cantidad de enzimas utilizadas no fueron suficientes para hidrolizar por
completo a la inulina, en las condiciones en las que se probó el método, sin embargo, el
método es útil para la determinación correcta de hasta 0.48 g/ 100 mL de FOS en la
solución. Para concentraciones mayores es necesario diluir la muestra debido a que la
hidrólisis no sería completa y la absorbancia no estaría dentro del intervalo de la curva
tipo para la determinación.
En cuanto al grado de polimerización, se reporta que la inulina de Dalia tienen un grado
de polimerización de 29 a 30 (Moerman, 2004) por lo que puede verse que para grados
de polimerización tan altos, el método no tiene la exactitud que se comprobó con la
sacarosa (3.5 %), debido a esto, la conversión de azúcares reductores a inulina se lleva a
cabo considerando el grado de polimerización límite de una molécula con el mayor grado
de polimerización, por lo que los azúcares reductores se multiplican por 0.9 para obtener
los FOS.
En el caso de la determinación de glucósidos (cuadro 11) puede observarse que en la
inulina se detecta 5 % de estos azúcares, esto se puede deber a los azúcares de bajo
peso molecular presentes en la inulina de dalia que pueden ser sacarosa, cestosa y
nistosa (Moerman, 2004)
Cuadro 11. Determinación de glucósidos en inulina de Dalia y Maltodextrina (g/ 100
mL jugo)
Muestra Reductores Glucosa Fructosa DP Glucósidos y azúcares
libres Inulina de
Dalia 4.91 ± 1.5 2.65 ± 1.64 2.26 ± 0.87 2.2 ± 0.76 4.68 ± 1.492
Maltodextrina 91.89 ± 2.34 96.77 ± 2.26 - 2.88 ± 0.11 1 82.70 ± 2.11
Esto se debe a que la maltasa es capaz de hidrolizar los enlaces β (2-1) presentes en los
FOS de bajo peso molecular así como los de la sacarosa. La maltodextrina se compone
únicamente de glucosa y puede observarse que se hidroliza casi por completo con las
enzimas utilizadas y en las condiciones establecidas para el método. Aunque la hidrólisis
no es total, la cantidad que puede detectar el método es de 0.44 g/ 100 mL de solución, lo
cual de la misma manera que en el caso de la determinación de FOS, es suficiente para el
análisis, debido a que soluciones muy concentradas requieren ser diluidas a una
19
concentración menor a 0.12 g / 100 mL jugo para poder ser detectadas mediante
absorbancia en la curva tipo. En la fructosa se obtienen valores negativos probablemente
debido a que los errores del método son mucho mayores a los detectados con la
sacarosa, cuando la concentración de glucosa es mucho mayor a la concentración de
fructosa (como en este caso, que el polímero se compone de glucosa solamente).
3.3.5 Determinación de pH, % sólidos solubles (º brix) y acidez titulable en las
muestras
Cuadro 12. Determinación de pH, % sólidos solubles (°Bx) y acidez titulable en las
muestras
Muestra pH º Bx Acidez Titulable (% ácido málico)
Penca 1 5.03 ± 0.03 9 ± 0.09 0.33 ± 0.00 Penca 2 5.34 ± 0.03 5 ± 0.03 0.5 ± 0.00 Penca 3 5.13 ± 0.02 8 ± 0.05 0.55 ± 0.06
Los resultados que se presentan en el cuadro 12 mostraron diferencia significativa (p ≤
0.05) en el pH determinado, sólidos solubles y contenido de ácido málico. No se encontró
correlación entre el pH y el contenido de FOS en las muestras, debido a que el pH de las
3 pencas tiende a variar, encontrándose los pH menos ácidos en las pencas 2 y 3 que
provienen del mismo agave y que poseen la menor cantidad de FOS, sin embargo en
estas pencas se determino un mayor contenido de acidez titulable. Por lo anterior, se
puede suponer que el pH no es únicamente dependiente de la cantidad de ácido libre de
la materia prima, sino que existen otros componente que actúan como reguladores del pH
tales como los fosfatos y otras sales minerales (Sánchez, 1979). Los sólidos solubles
variaron entre las pencas 2 y 3 que provienen del mismo agave y entre la penca 1 de un
agave más maduro, esto implica que la cantidad de sólidos solubles dentro de las
muestras no tiene una correlación directa con el contenido de FOS, puesto que a mayor
cantidad de FOS como en la penca 1 se obtiene mayor cantidad de sólidos solubles, sin
embargo en la penca 3 que tiene un contenido menor de FOS, los sólidos solubles son
muy semejante a los de la penca 1. Esto no concuerda con lo reportado por Rojas (2001)
quien observó que a pH tendiente a la neutralidad mayor cantidad de sólidos solubles, el
contenido de carbohidratos es mayor, sin embargo, de acuerdo a Sánchez (1979) la
composición química de los agaves depende de la edad del maguey, fase de
reproducción en la que se encuentre, y otros factores y además, de acuerdo a Granados
(1993) también es importante la velocidad con la que madura el agave.
20
3.4 Extracción y clarificación del jugo de maguey
3.4.1 Determinación del contenido de azúcares extraídos a diferentes temperaturas.
La concentración de fructanos aumentó con la temperatura de extracción, como se
observa en la Figura 3.
Figura 3. Concentración de fructanos en función de la temperatura de extracción.
Esto se debe a que la solubilidad de los carbohidratos poliméricos tiene una relación
directa con la temperatura, así como con la longitud de la cadena (Moerman, 2004), por lo
que a mayor temperatura se obtiene una mayor cantidad de fructanos de la extracción.
Aunque a 80 ºC la cantidad de fructanos extraídos es mayor, es necesario recalcar que si
el pH de la solución no se mantiene por arriba de 5, los FOS pueden depolimerizarse
parcialmente (AACC, 2000).
3.4.2 Determinación de actividad enzimática de inulinasa de los extractos en función
de la temperatura de extracción.
Asimismo, se observó que la actividad enzimática de inulinasa incrementó con respecto a
la temperatura de extracción, probablemente debido a que las enzimas se encuentran en
mayor concentración en el extracto y a que a mayor temperatura aumenta su actividad
(Figura 4)
1.5
1.6
1.7
1.8
1.9
2
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
30 40 50 60 70 80 90
Temperatura º C
Co
nce
ntr
ació
n d
e F
OS
(%
)
21
Figura 4. Actividad enzimática en función de la temperatura de extracción.
Sin embargo, se observó una reducción de la actividad a una temperatura de 80°C,
alcanzando un valor mínimo de 0.05 mmol azúcar reductor / min (U), probablemente a
causa de la desnaturalización térmica de las enzimas. De esta forma se puede reducir la
hidrólisis enzimática del jugo, debido a las enzimas endógenas.
La temperatura donde el tratamiento térmico reduce la actividad enzimática al mínimo fue
de 80 º C, por lo que mediante este tratamiento se puede evitar la operación de escalde,
la cual es indeseable pues puede disminuir la cantidad de fructanos por disolución en el
agua de escalde, así como puede producir depolimerización si el pH es menor a 5.
3.4.3 Determinación de las condiciones de clarificación.
La variación de la cantidad de sulfato de aluminio utilizado como agente floculante,
aumentó la altura del precipitado hasta un nivel máximo de 1 cm, con 0.10 g / L de
floculante, después del cual, mayores cantidades de agente floculante, provocan una
disminución de la cantidad de precipitado formado, como se puede observar en la Figura
5. Ésto se debe a la resolubilización del flóculo debido a que al agregar una mayor
cantidad de floculante, la carga electrostática y el potencial z del sulfato de aluminio se
modifican con lo cual se propicia la resolubilización del precipitado (Chen, 1991).
Es importante recalcar que la adición de Ca(OH)2 tiene 2 funciones principales: la primera
es formar complejos con las sustancias albuminoideas y gomosas para removerlas por
decantación, y la segunda es elevar el pH a 7 para evitar la depolimerización de los FOS y
las reacciones de oscurecimiento en procesos posteriores como el secado.
0
0.05
0.1
0.15
0.2
0.25
0.3
0.35
30 40 50 60 70 80 90
Temperatura º C
Act
ivid
ad e
nzi
mát
ica
(U)
22
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
0.07 0.09 0.11 0.13 0.15
Concentración de floculante (g/L)
Altu
ra d
el p
reci
pita
do f
orm
ado
en 1
00
mL
de ju
go (
cm)
Figura 5. Efecto de la concentración de floculante en el jugo en la altura del precipitado formado
Se logró la clarificación del producto al adicionar 0.7 g Ca(OH)2 /L jugo, incrementando el
pH a 6.5, con calentamiento a 90° C. La cantidad de Al2(SO4)3 necesaria para una buena
clarificación fue de 0.12 g/L jugo, puesto que a mayor concentración se observó la
resolubilización del floculo (Laurenzo y Navia, 1999)
3.5 Secado por aspersión del jugo de maguey
3.5.1 Distribución y tamaño medio de partícula
Con las mediciones del diámetro de partícula se obtuvo el diámetro medio, el diámetro
Sauter (diámetro de una partícula que tiene la misma relación volumen/superficie que
todas las partículas en el polvo) y el coeficiente de variación. Este último está relacionado
con la dispersión del sistema en cuanto a la distribución de tamaños de partícula (Walstra,
2003).
En el Cuadro 13, se observa un aumento, tanto en el diámetro promedio como en el
diámetro Sauter de partícula con respecto al aumento en la temperatura de secado.
Cuadro 13. Diámetro de partícula a diferentes temperaturas de secado
Temperatura de entrada/salida
Diámetro promedio
Diámetro Sauter CV
90/50 13.33 16.73 0.39
23
120/104 17.65 20.55 0.43 150/125 16.24 26.48 0.55 180/150 14.70 18.73 0.38 200/150 19.43 21.08 0.34
Se midieron 600 partículas en cada Temperatura entrada/salida
Es importante hacer notar que si bien es cierta dicha tendencia, a temperaturas
intermedias (120/104 °C y 150/125 °C), no hay diferencia importante en el tamaño medio
de partícula, y a temperaturas altas existe variación del diámetro, puesto que a una
temperatura de 180°C/150°C el diámetro disminuye y a 200°C/150°C la partícula se
expande. Estos aumentos en tamaño de partícula, se deben a que durante el secado,
este material tiende a expandirse, colapsarse, encogerse y volverse a inflar, como ocurre
en algunos otros materiales (Walton, 2000). En cuanto el coeficiente de variación, si éste
es cercano a 0.1 la dispersión es baja, por el contrario si es cercana a 0.5, la dispersión
es muy amplia (Walstra, 2003). Para todos los casos de estudió, se observó que la
dispersión de partículas es cercano a 0.5, lo cual implica que independientemente de la
temperatura, se presenta una amplia dispersión de tamaños de partículas. Es probable
que esta dispersión se deba principalmente a características relacionadas directamente
con el diseño del aspersor, más que a la temperatura de secado del material. El análisis
de la distribución se muestra por medio de un histograma de distribución de tamaño de la
partícula (Figura 6).
Figura 6. Distribución de tamaño de partículas a diferentes temperaturas de secado
-50
0
50
100
150
200
250
300
350
2.40625 7.87375 13.34125 18.80875 24.27625 29.74375 35.21125 40.67875 46.14625 51.61375 y mayor...
Clase
Frec
uenc
ia
90
120150180
200
Distribución del Tamaño medio de la Partícula Distribución del Tamaño medio de la Partícula
24
Se observa que el porcentaje del número de partículas que caen en un intervalo de
tamaño mayor a 13µm va aumentando conforme aumenta la temperatura de entrada/
salida (Anexo B), ya que las gotas asperjadas están sujetas a la diferente distorsión de
formas a las que esta sujeta debido a las condiciones de operación del secador y
características de secado del material así como su trayectoria a través de la cámara del
secador (Master, 1979). Este mismo efecto de expansión puede provocarse también al
variar la velocidad de alimentación manteniendo la temperatura constante. Por tanto, la
curva de distribución del tamaño medio comprueba la dispersión homogénea que tiene el
material deshidratado a 90ºC/50°C por la distribución angosta que presenta y se puede
observar que a una temperatura de 150°C/125°C se tiene una mayor amplitud de la
dispersión.
3.5.2 Descripción morfológica de partículas
A bajas temperaturas de entrada/salida del aire de secado (90/50°C) el material
deshidratado presenta un alto grado de partículas colapsadas o encogidas con una
superficie relativamente rugosa y una estructura esférica mientras que el material
deshidratado a altas temperaturas (120°C/104°C,150°C/125°C y 200°C/150°C) presentan
un mayor porcentaje de partículas expandidas, con una especie de poro, una superficie
aparentemente lisa y una estructura esférica, con excepción del material deshidratado a
180°C/150°C que presenta partículas expandidas y con una estructura fragmentada sin
llegar al rompimiento de la partícula. Esto concuerda con lo reportado por Alamilla y col.
(2005), quienes encontraron que en el proceso de secado por aspersión, el producto esta
sometido a 3 etapas de secado, donde en la tercera etapa se observa una expansión
considerable de la partícula. Por tanto, debido a la descripción cualitativa del material
deshidratado a diferentes temperaturas de secado y de acuerdo a la clasificación
reportada por Walton (2000), las partículas en este caso tienden a ser formadoras de
coraza (costra), así mismo se puede decir que tienen una superficie plástica o flexible, ya
que pueden inflarse y colapsarse con una costra reformada o continuar expandiéndose
(Master,1979), sin presentar rompimiento completo de la partícula, como es el caso de
las partículas deshidratadas a 180°C/150°C. Así mismo en las condiciones de
120°C/104°C y a 150°C/125°C se presenta una especie de poro, debido a que la partícula
que ya ha formado una coraza en su superficie busca liberar la presión interna que se
genera por la evaporación del agua durante el secado, manteniendo así una estructura
esférica sin colapsarse, por la presencia de una superficie flexible que caracteriza a las
partículas.
25
3.5.3 Características de calidad del producto seco
3.5.3.1 Determinación de humedad del polvo
Como se puede observar en la figura 8, la humedad del polvo obtenido, va disminuyendo
conforme aumenta la temperatura de entrada y salida del aire. De acuerdo a Oakley
(1997) entre mayor sea la temperatura de secado, mayor será la transferencia de calor
hacia la gota, asimismo se presentará una mayor velocidad de difusión interna de
humedad de la partícula a la interfase y posteriormente de la interfase a la fase gaseosa,
lo cual permite que el producto tenga menos humedad.
0
2
4
6
8
10
12
0 50 100 150 200 250Temperatura (°C)
Hu
med
ad (
%b
.s)
Figura 8. Relación gráfica entre la humedad de la muestra y la temperatura de
secado
Así mismo, estas altas velocidades de transferencia de calor, permiten que la partícula
sea de un mayor tamaño y con una coraza relativamente delgada, lo que facilita dicha
difusión de humedad al exterior (Oakley, 1997)
3.5.3.2 Determinación de la densidad empacada del producto deshidratado
La densidad empacada va disminuyendo conforme aumenta la temperatura del aire de
secado (Figura 9), así mismo esta característica se encuentra relacionada con el tamaño
medio y la estructura de partícula por lo que se observa que a mayor tamaño medio de la
partícula, la densidad empacada va disminuyendo, pues la estructura de la partícula es
esférica, y al momento de empacar partículas con diámetro medio grande se tiene una
menor facilidad de empacar las partículas ya que existen espacios entre partículas, por el
contrario sí la partícula tiene un tamaño pequeño existirán menos espacios libres entre
partículas y aumentará la densidad empacada.
26 0
100200300400500600700800
Hum
ecta
bilid
ad (
seg.
)
0
5
10
15
20
25
30
DS
aute
r (µ
m)
0
5
10
15
20
25
30
0 50 100 150 200 250Temperatura (°C)
Den
sid
ad e
mp
acad
a (g
/mL
)
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
D S
aute
r(µm
)
Sauter Densidad empacada (g/ml)
Figura 9. Relación gráfica entre la densidad empacada y la temperatura de
secado; y diámetro Sauter y la temperatura de secado
Según Jumah (2000), el efecto que tiene la temperatura de entrada del aire contra la
densidad empacada es inversamente proporcional, es decir que a altas temperatura la
densidad empacada tiende a disminuir. Sin embargo, el material deshidratado a 150/
125°C que tiene un diámetro de partícula relativamente mas grande que el material
deshidratado a 120/104°C no se comporta como se ha mencionado antes, ya que entre
estos valores no hay un cambio significativo debido a que el comportamiento de la
partícula no varia en relación al incremento de la temperatura. Es importante considerar
que si existe gran dispersión en el tamaño de las partículas, las de menor tamaño tienden
a ocupar los espacios libres existentes entre partículas mayores, por lo que el producto
final presentará un mayor empaque a pesar de que su tamaño promedio corresponda al
de partículas relativamente grandes. Aun, así se observa que la densidad empacada sí
disminuye conforme aumenta el tamaño de partícula y la temperatura.
3.5.3.3 Determinación de la humectabilidad del producto deshidratado
La humectabilidad se refiere a la capacidad de la partícula de polvo para adsorber agua
en su superficie (Barbosa- Canovas y Vega- Mercado, 2000). De acuerdo a los resultados
obtenidos (Figura 10) se observa la existencia de una relación directa entre el tiempo de
humectabilidad del polvo y la temperatura del aire de secado.
27
Figura 10. Relación gráfica entre la humectabilidad y la temperatura de secado; y
el diámetro Sauter y la temperatura de secado
De acuerdo a los cambios físicos observados en la microestructura del polvo seco, a
menor temperatura la partícula presenta una estructura compacta de alta rugosidad que
posiblemente tenga un efecto importante en las características de sólido poroso. Esto
representaría un efecto favorable en el proceso de rehidratación del polvo. Es importante
hacer notar que el resultado correspondiente a la temperatura del aire de secado de
180°C/150°C, presentó un comportamiento un tanto irregular ya que su valor de
humectabilidad fue mayor que el correspondiente a 200°C/150°C, esto podría atribuirse
principalmente a algún problema durante el secado del material. Sin embargo, es posible
generalizar el hecho de que la humectabilidad es afectada directamente por el tamaño
medio y microestructura de las partículas, la temperatura de secado, y el contenido de
humedad del polvo. Todos estos factores son importantes en el proceso de reconstitución
del producto seco, y en el caso especial de este polvo, puede utilizarse como un
edulcorante en productos de panificación, como fibra dietética o como prebiótico en
algunos alimentos lácteos.
3.5.3.4 Determinación de la cantidad de fructanos en el producto deshidratado.
El contenido de FOS determinados en el producto deshidratado a diferentes temperaturas
se muestra en el cuadro 14.
Cuadro 14. Determinación de FOS en los productos
obtenidos a diferentes temperaturas de secado (g / 100 g polvo)
T. de Secado (º C )
Reductores
Glucosa Fructosa DP FOS
90/50 41.83 ± 0.63 9.68 ± 0.15 32.15 ± 0.48 4.3 ± 0.0 38.61 ± 0.58 120/104 39.49 ± 0.41 11.47 ± 0.25 28.02 ± 0.66 3.4 ± 0.11 36.69 ± 0.34 150/125 40.27 ± 4.49 11.12 ± 4.16 29.15 ± 0.33 3.8 ± 1.0 37.36 ± 4.45
28
180/150 39.75 ± 1.36 12.02 ± 0.79 27.73 ± 0.59 3.31 ± 0.11 36.98 ± 1.30 200/150 38.17 ± 3.67 11.54 ± 4.09 26.63 ± 0.42 3.47 ± 0.91 35.51 ± 3.71
DP = Grado de polimerización; temperatura de entrada/salida
Mediante el análisis de varianza se encontró que no existe diferencia significativa (p
≤0.05) en cuanto al contenido de fructanos, glucosa ni al grado de polimerización entre las
muestras obtenidas por los 5 tratamientos, sin embargo, la cantidad de fructosa si
presentó diferencia estadísticamente significativa. Las diferencias encontradas de acuerdo
al método de Tuckey descrito por Bowker (1972) se presentan en el Cuadro 15:
Cuadro 15. Diferencias determinadas en la cantidad de fructosa
en los productos obtenidos a diferentes temperaturas de secado.
Temperatura de
entrada/ salida °C
90/ 50 120/104 150/125 180/150 200/150
90/50 DIF DIF DIF DIF
120/104 DIF ND ND DIF
150/125 DIF ND DIF DIF
180/150 DIF ND DIF ND
200/150 DIF DIF DIF ND
DIF= Diferencia significativa (p≤ 0.05),
ND= No hay diferencia significativa
Puede observarse que a temperatura menor (90º C/50 °C) el contenido de fructosa es
mayor con un valor de 32 %. El incremento de temperatura modifica la concentración de
fructosa en el producto y a 200 º C/150 °C se obtiene la menor concentración de fructosa
con un valor de 26.6 %. Pese a esta degradación ligera de la fructosa, el contenido de
FOS y el grado de polimerización no se ven alterados de manera significativa, aunque
como el azúcar más afectado por la temperatura es la fructosa, sería recomendable secar
el producto a la mínima temperatura posible para conservar la fructosa en su totalidad.
Los productos obtenidos tuvieron concentraciones de FOS de 35.5 % a 38. 6 % y un
grado de polimerización de entre 3.4 y 4.3.
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IMPACTO:
El maguey representa una atractiva fuente de fructooligosacáridos (FOS), importantes
como polímeros de reserva energética en la planta. Estos componentes resultan de
interés en la Industria alimentaria, debido a sus atributos funcionales y sus efectos
benéficos en la prevención de enfermedades cardiacas, el cáncer, colesterol, obesidad,
osteoporosis y diabetes, entre otras. El propósito de ésta investigación fue obtener un
producto deshidratado con alto contenido de fructooligosacáridos, a partir del jugo de
maguey (Agave atrovirens Karw) mediante un proceso de secado por aspersión