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EFECTO DE INOCULANTES MICROBIANOS SOBRE

LA PRODUCTIVIDAD Y LA CALIDAD DEL

CRISANTEMO EN EL ORIENTE ANTIOQUEÑO

I.A. Claudia Patricia Londoño Serna

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ciencias

Medellín, Colombia

2017

EFECTO DE INOCULANTES MICROBIANOS SOBRE

LA PRODUCTIVIDAD Y LA CALIDAD DEL

CRISANTEMO EN EL ORIENTE ANTIOQUEÑO

I.A. Claudia Patricia Londoño Serna

Trabajo de investigación presentado como requisito parcial para optar al título de:

Magister en Ciencias - Geomorfología y Suelos

Director:

Walter Osorio Vega Ph. D.

Línea de Investigación

Microorganismos Solubilizadores - Biofertilizantes

Grupo de Investigación:

Microbiología del Suelo

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ciencias

Medellín, Colombia

2017

Dedicatoria

A mi madre Edilma (q.e.p.d.✞), quien con su dulzura me

enseñó la paciencia y el Amor hacia los demás y que desde

donde está me acompaña y da fuerza cada día.

A mi padre Gildardo, porque su valentía y tesón me inspiran a

seguir adelante a pesar de los obstáculos en el camino.

A mis hermanas: Frecia, por su alegría y fortaleza y Erika, por su

carisma y buen humor; quienes me han dado tres tesoros

resplandecientes: mis sobrinas Isabela, Antonia y Julieta a

quienes llevo siempre en mi corazón.

A Pachito, quien con su Amor, perseverancia, apoyo y

comprensión incondicionales me ha brindado una mano que me

sostiene siempre y

A todos aquellos seres que facilitaron la culminación satisfactoria

de esta, mi tesis de maestría.

6 EFECTO DE INOCULANTES MICROBIANOS SOBRE LA PRODUCTIVIDAD Y LA CALIDAD DEL CRISANTEMO EN EL ORIENTE ANTIOQUEÑO

Agradecimientos

Deseo agradecer en primera instancia a la Universidad Nacional de Colombia, Sede Medellín,

específicamente a la Facultad de Ciencias; al Laboratorio de Suelos con la amable colaboración de su

Director el profesor Orlando Simón Ruíz Villadiego; al Grupo Vegaflor y sus Ingenieros Marco Abril y Bianor

Ortíz quienes me acogieron como parte de su equipo; al Grupo de Investigación en Microbiología del Suelo

del cual me siento orgullosa de hacer parte y al Laboratorio de Ecología y Conservación Ambiental (LECA)

por facilitar de manera tan cordial sus equipos.

A todos y cada uno de mis profesores durante mi maestría quienes me trasmitieron sus conocimientos con

total convicción y honestidad y supieron guiarme, permitiéndome dar forma a esta tesis.

Agradezco inmensamente y con mucho afecto a mi Director de tesis, el Doctor Walter Osorio Vega quien con

su invaluable experiencia, su paciencia, su amabilidad y pragmatismo no sólo como investigador y científico,

sino también como persona; supo transmitirme sus enseñanzas, alentarme continuamente en este proyecto

y contagiarme de su infinita pasión por el mundo fascinante de la vida en el suelo.

A mis compañeros cercanos, muy especialmente a Vicky Salazar cuyo gran respaldo, paciencia y energía

me estimularon y permitieron dar un paso adelante cada día, a Frack, Tania, Leidi, Laura, Manuela, Adriana

y Johan; y a todas aquellas personas que me apoyaron, me dieron ánimo y fuerza para permanecer

constante durante el desarrollo de esta investigación.

Por último, agradezco el soporte brindado por Francisco, Jorge y Nicolás, quienes permitieron que pasara

horas en las instalaciones de Kaldi Kaffe mientras preparaba, analizaba y escribía cada uno de los peldaños

de esta tesis.

7

Resumen

El crisantemo Dendranthema grandiflora Tzvelev (syn. Chrysanthemum morifolium Ramat.) es uno de los

cultivos de flor de corte más importantes en Colombia, su producción está orientada en un 98% a la

exportación, la calidad de sus flores es un aspecto esencial para ésta y está directamente relacionada con la

disponibilidad de elementos nutricionales, especialmente con la nutrición fosfatada. Para mejorar la

disponibilidad de estos elementos, se aplican fertilizantes, enmiendas e inoculantes microbianos. El uso de

estos microorganismos en los cultivos es muy atractivo, pues se plantea como una solución a problemas

nutricionales de la planta y ofrecen un valor agregado como parte de buenas prácticas de cultivo o

producción limpia. Se realizó un experimento en dos cultivos de crisantemo bajo cobertizo, con el objeto de

determinar los efectos de dos inoculantes microbianos: un Hongo Solubilizador de Nutrientes - HSN

(Mortierella sp. Gams) y un Hongo Micorrizo-Arbuscular - HMA (Rhizoglomus fasciculatum Thaxt.) sobre la

absorción de nutrientes y el crecimiento de plantas de crisantemo (Dendranthema grandiflora Tzvelev),

cultivadas en sustratos originados en Andisoles; las eras se inocularon de manera simple o combinada. Se

utilizó un diseño experimental completamente al azar: dos niveles de inoculación micorrizal de HMA

Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. y cuatro niveles de inoculación con el hongo solubilizador de nutrientes

HSN Mortierella sp. Gams., esto representa ocho tratamientos; cada uno con cinco repeticiones. Los

resultados obtenidos en la investigación, sugieren que los HSN tienen un gran potencial para mejorar

parámetros biométricos, como la altura de las plantas (aumento de hasta 9.4 %), la duración en florero

(incremento de hasta 48%) y la concentración foliar de nutrientes como P (25.8 %), Ca (10.1 %), S (30 %),

Mn (45 %) y B (28.8 %) con sus incrementos significativos entre paréntesis, expresados en porcentaje.

Palabras clave: Solubilizadores, Mortierella sp Gams, Micorrizas, Rhizoglomus fasciculatum Thaxt.,

Biofertilizantes.


Abstract

Chrysanthemum (Dendranthema grandiflora Tzvelev (syn. Chrysanthemum morifolium Ramat.) is

one of the most important cut flower crops in Colombia, its production is 98% oriented to export, the

quality of its flowers is an essential aspect for this and is directly related to availability of nutritional

elements, especially with phosphate nutrition. To improve the availability of these elements, apply

fertilizers, amendments and microbial inoculants. The use of these microorganisms in crops is very

attractive, as it is proposed as a solution to nutritional problems of the plant and offer added value as

part of good practices of cultivation or clean production. An experiment was carried out in two

chrysanthemum cultures under greenhouse conditions, in order to determine the effects of two

microbial inoculants: a nutrient solubilizing - HSN (Mortierella sp. Gams) and a arbuscular

mycorrhizal fungus - HMA (Rhizoglomus fasciculatum Thaxt.) on nutrient absorption and growth of

chrysanthemum plants (Dendranthema grandiflora Tzvelev) grown on substrates originating from

Andisols; plants were treat in a simple or combined way. A completely randomized experimental

design was used: two levels of mycorrhizal inoculation of HMA Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. and

four levels of inoculation with the nutrient solubilizing fungus HSN Mortierella sp. Gams, this

represents eight treatments; each with five replicates. The results obtained in the research suggest

that HSN have a great potential to improve biometric parameters, such as plant height (increase up

to 9.4%), duration in vase (increase up to 48%) and foliar concentration of nutrients such as P

(25.8%), Ca (10.1%), S (30%), Mn (45%) and B (28.8%) with their significant increases in

parentheses, expressed as a percentage.

Keywords: Solubilizers, Mortierella sp. Gams, Mycorrhiza, Rhizoglomus fasciculatum Thaxt., Biofertilizers.

9

Tabla de contenido

Pág.

Lista de figuras .................................................................................................................. 10

Lista de tablas .................................................................................................................... 13

Introducción ..................................................................................................................... 14

Capítulo 1: Estado del arte ........................................................................................... 17 1.1 Los Hongos Solubilizadores de Nutrientes (HSN)........................................................ 18 1.2 Los Mecanismos de solubilización .......................................................................... 20 1.3 Los Hongos Micorrizo Arbusculares (HMA) ............................................................... 21

Capítulo 2: Materiales y métodos ................................................................................. 23 2.1. Sitio ................................................................................................................. 23 2.2. Sustrato ........................................................................................................... 23 2.3. Material vegetal .................................................................................................. 24 2.4. Inóculos ........................................................................................................... 24 2.5. Tratamientos ..................................................................................................... 25 2.6. Variables evaluadas ............................................................................................ 26 2.7. Análisis estadístico .............................................................................................. 27

Capítulo 3: Resultados .................................................................................................. 28 3.1. Parámetros biométricos ........................................................................................ 28 3.2. Concentración foliar de nutrientes en semana cuatro ................................................... 33

Capítulo 4: Discusión .................................................................................................... 43

Capítulo 5: Conclusiones y recomendaciones ........................................................... 48 5.1. Conclusiones ..................................................................................................... 48 5.2. Recomendaciones .............................................................................................. 48

Bibliografía ........................................................................................................................ 50

Anexo A: Resultados de los análisis foliares finca Essence en la semana cuarta después de la siembra ............................................................................................................................. 56

Anexo B: Resultados de los análisis foliares finca Spring en la semana cuarta después de la siembra58

Anexo C: Resultados de los análisis de suelos finca Essence antes de la siembra ........................ 59

Anexo D: Resultados de los análisis de suelos finca Spring antes de la siembra ........................... 60


Lista de figuras

Figura 3.1. Altura de plantas de crisantemo var. Atlantis (semana 7 o formación completa de flor cerrada) en

función de la dosis del inóculo del hongo micorrizal (HMA). Columnas con letras distintas indican diferencia

significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error

estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. .......................................................................... 29

Figura 3.2. Altura de plantas de crisantemo var. Atlantis (semana 7 o formación completa de flor cerrada) en

función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de nutrientes (HSN). Columnas con letras diferentes

indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras

indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. ...................................................... 30

Figura 3.3. Número de botones en ramos de crisantemo var. Atlantis (al momento del corte) en función de la

dosis del inóculo del hongo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa

entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A:

Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. ........................................................................................... 30

Figura 3.4. Peso del ramo de plantas de crisantemo var. Atlantis al momento de la cosecha en función de la

dosis del inóculo del hongo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa

entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A:

Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. ........................................................................................... 31

Figura 3.5. Duración en florero de flores de crisantemo var. Atlantis en función de la dosis del inóculo del

hongo solubilizador de nutrientes (HSN). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre

los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo

Essence. B: Cultivo Spring. .................................................................................................... 32

Figura 3.6. Concentración de Nitrógeno foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de

la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo del hongo micorrizal

Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre

los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo

Essence. B: Cultivo Spring. .................................................................................................... 33

Figura 3.7. Concentración de Fósforo foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la

floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo micorrizal (HMA). Columnas con

letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤

0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. ................................ 34

11

Figura 3.8. Concentración de Fósforo foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la

floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de

nutrientes (HSN). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de

acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B:

Cultivo Spring. .................................................................................................................... 35

Figura 3.9. Concentración de P foliar de plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la

floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de

nutrientes Mortierella sp. Gams (HSN) y la inoculación micorrizal con el hongo Rhizoglomus fasciculatum

Thaxt. (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo

a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

....................................................................................................................................... 36

Figura 3.10. Concentración de potasio foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de

la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo micorrizal (HMA). Columnas con


0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. ............................... 36

Figura 3.11. Concentración foliar de Ca en plantas de crisantemo var. Atlantis al inicio de la floración (botón

formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos Mortierella sp. Gams

(HSN) y R. fasciculatum Thaxt. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. .............................................. 37

Figura 3.12. Concentración de Calcio foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la

floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo micorrizal (HMA). Columnas con


0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring. ............................... 38

Figura 3.13. A. Essences, B. Spring. Concentración foliar de Mg en plantas de crisantemo al inicio de la

floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos

Mortierella sp. Gams (HSN) y R. fasciculatum Thaxt. .................................................................... 39

Figura 3.14. A. Essences, B. Spring. Concentración foliar de azufre (S) en plantas de crisantemo al inicio de

la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con el hongo

Mortierella sp. Gams (HSN) a diferentes dosis. ........................................................................... 39

Figura 3.15. A. Essences, B. Spring. Concentración foliar de Fe en plantas de crisantemo al inicio de la

floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos

Mortierella sp. Gams (HSN) y R. fasciculatum Thaxt. .................................................................... 40


Figura 3.16. Concentración foliar de Mn en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o

botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos Mortierella sp. Gams (HSN) y R.

fasciculatum Thaxt. A. Cultivo Essence, B. Cultivo Spring............................................................... 41

Figura 3.17. Concentración foliar de B en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o

botón color), cuatro semanas después de la inoculación con el hongo R. fasciculatum Thaxt. (HMA). A.

Cultivo Essence, B. Cultivo Spring. ........................................................................................... 42

Figura 3.18. Concentración foliar de B en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o

botón color), cuatro semanas después de la inoculación con el hongo Mortierella sp. Gams (HSN) en

diferentes dosis. A. Cultivo Essence, B. Cultivo Spring. ................................................................. 42

13

Lista de tablas

Tabla 1.1. Principales Funciones de los Nutrientes: Tomada de Osorio, (2014). .................................. 17

Tabla 2.1. Resultados de los análisis de suelos y su respectiva interpretación de acuerdo con los niveles

recomendados para Crisantemo (Osorio, 2012). ......................................................................... 23

Tabla 3.1. Niveles de significancia de los análisis de varianza para distintas fuentes de variación en cada una

de las variables. Experimento en los cultivos Essence y Spring. ...................................................... 28

Tabla 3.2. Niveles de significancia de los análisis de varianza para cada una de las fuentes de variación

entre las distintas variables. Experimentos en los cultivos Essence y Spring. ...................................... 33


Introducción

En la actualidad los cultivos de crisantemo usan altas dosis de fertilizantes químicos (en mayor

concentración de NPK), razón por la cual se presentan cada vez más problemas como deficiencias,

desbalances nutricionales, toxicidades y en algunos casos salinización; los cuales afectan de manera

importante la nutrición y calidad del crisantemo. Esta excesiva fertilización incrementa tanto los riesgos

ambientales como los costos de producción, pues la mayoría de estos fertilizantes son importados. Hoy en

día se está prestando especial atención a los fertilizantes fosfatados, debido a la variación de su precio (Llive

et al., 2015; Gaucín y Torres, 2013), a la fijación del fósforo en los suelos en los que se cultiva el crisantemo

(Osorio, 1997) y a la futura crisis de este elemento a nivel mundial, al agotarse cada día sus yacimientos

(Llive et al., 2015).

Una alternativa a esta situación, alineada con el desarrollo de la agricultura limpia y ambientalmente

sostenible; es el uso de inoculantes microbianos (Kaur et al., 2013), los cuales pueden contribuir a mitigar

estos inconvenientes; aumentando la eficiencia de la fertilización, disminuyendo las dosis de ésta, mejorando

la absorción de los nutrientes por la planta y, por ende, la calidad de las flores producidas (Osorio & Habte,

2014). Sin embargo, aún no se conocen los efectos de la inoculación simple o doble de Hongos Micorrizo

Arbusculares (HMA) y Hongos Solubilizadores de Nutrientes (HSN) sobre la absorción de fósforo, el

crecimiento y la calidad del crisantemo.

A nivel mundial, Colombia es el segundo país proveedor de flores después de Holanda, con una

participación del 16% en el mercado global. La floricultura constituye el primer renglón de exportaciones

agrícolas no tradicionales en el país, genera más de 150.000 empleos directos, vincula el 25% de la mano de

obra rural femenina y aporta alrededor del 7% del PIB agropecuario nacional; unos 700 mil colombianos

dependen de la floricultura, en 48 municipios colombianos (Herrera & Giraldo, 2014).

Las cada vez más exigentes demandas del mercado y la inminente necesidad de proteger y conservar el

medio ambiente; han llevado a los floricultores a implementar buenas prácticas agrícolas, producción limpia y

manejo sostenible; mediante programas o certificaciones verdes; que implican el buen trato del medio

ambiente al disminuír el uso de agroquímicos y fertilizantes, utilizando menos insumos, reduciendo el

impacto en el ambiente y constituyendo un reto el alcanzar las mejores relaciones costo beneficio.

15

Es así como el aprovechamiento y uso de recursos de tipo biotecnológico, como los inoculantes microbianos

es considerado una alternativa al uso de los fertilizantes químicos, permitiendo mantener un balance

ecológico en el suelo, disminuyendo la contaminación en suelos, aguas y atmósfera por el uso excesivo de

fertilizantes y pesticidas (Khan et al., 2009); planteando una solución a problemas nutricionales de la planta,

con los subsecuentes beneficios de HMA y HSN, los cuales pueden ser múltiples y muy atractivos para los

cultivadores.

Los suelos donde se cultiva el crisantemo usualmente tienen un gran historial de fertilización; en éstos, con

la inoculación microbial, se puede evitar o disminuir la fertilización fosfórica, al mismo tiempo que se puede

mejorar la absorción de otros nutrientes por parte de la planta (Mora & Leblanc, 2012); de la misma manera,

la inoculación de HSN puede propiciar la buena nutrición de la planta y posiblemente, conllevar a una mejor

calidad, además de permitir la optimización en el manejo de la fertilización y la sostenibilidad del cultivo.

Por estas razones, esta investigación está orientada hacia la sostenibilidad y la responsabilidad social,

enmarcadas por los objetivos del milenio (ONU, 2005), posibilitando el mejoramiento de las condiciones de

producción e indirectamente la perdurabilidad de la dinámica económica del sector floricultor, en la región.

Hipótesis de investigación

La nutrición, el crecimiento y la calidad del crisantemo se pueden mejorar mediante el uso de HMA y HSN,

su efecto puede estar condicionado por la dosis y la coinoculación de ambos microorganismos.


Objetivo general

Evaluar el efecto de la aplicación de inóculos simples y combinados de HMA y HSN sobre el estado

nutricional, el crecimiento y la calidad del crisantemo var. Atlantis cultivado en dos fincas productivas del

oriente antioqueño.

Objetivos específicos

1. Evaluar el efecto de la inoculación individual y conjunta con Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. y

Mortierella sp. Gams sobre el estado nutricional del crisantemo var. Atlantis.


Mortierella sp. Gams sobre la altura de plantas de crisantemo var. Atlantis, en dos épocas de su

ciclo productivo.


Mortierella sp. Gams sobre la calidad del crisantemo var. Atlantis, en términos de peso del ramo,

diámetro del tallo, número de botones florales y duración en florero.


Mortierella sp. Gams sobre la colonización de HMA y HSN en el sistema de raíces del crisantemo

var. Atlantis.

17

Capítulo 1: Estado del arte

El consumo de flores y plantas ornamentales a nivel mundial se estima en 44 000 millones de dólares y se

espera continúe creciendo (Ilumininati, 2010). En el 2013 Colombia exportó flores por un valor de 1 350

millones de dólares, para el 2014 la industria se expandió entre un 2.5-3.0 % y aproximadamente en un 5%

en el 2015, en el primer trimestre de 2017, se exportaron flores por un valor de 1.100 millones de dólares en

comparación con 1.274 millones de dólares del total de exportaciones en 2016. Entre los cultivos más

importantes de flores de corte, se encuentra el crisantemo, la segunda flor de corte más apetecida a nivel

mundial después de la rosa (Asocolflores, 2017; Castaño & Restrepo, 2014; Pardo, 2009).

La nutrición es un factor fundamental para el buen crecimiento y desarrollo de las plantas de crisantemo, los

elementos nutricionales presentes en el sustrato pueden suplir gran parte de las necesidades de la planta

para su óptima producción; estos elementos cumplen diferentes funciones, algunas de las cuales pueden

observarse en la Tabla 1.1.

Componentes de compuestos orgánicos

N Aminoácidos, proteínas, enzimas, coenzimas, ácidos nucléicos, clorofila

S Sulfo-aminoácidos (cisteína y metionina), responsable de la conformación estructural y estabilidad de proteínas, coenzima A, vitaminas, responsable de aromas y sabores

P ATP, NADP, lípidos de las membranas celulares, ácidos nucleicos, fosfo-azucares

Activadores de enzimas

K Activador de ~60 enzimas. Esencial en síntesis de proteínas, responsable de la turgencia y apertura de estomas

Ca Activador de enzimas, esencial para la permeabilidad de la membrana, asociado con pectinas de la pared celular

Mg Activador de enzimas y ATP, componente de la clorofila

Mn Activador de enzimas, esencial en la fotólisis del agua

Zn Cofactor de varias enzimas (dehidrogenasas, aldolasa, fosfatasas, DNA y RNA polimerasa)

Agentes Redox

Fe Componente de citocromos, peroxidasa y ferredoxina, en los cuales es responsable de reacciones redox

Cu Componente de la citocromo oxidasa (respiración) y plastocianina (fotosíntesis), superoxido dismutasa (radicales O2-), fenol oxidasa (síntesis de lignina), y responsable de reacciones redox

Mo Componente de la nitrato reductasa (reducción del NO3-) y de la nitrogenasa (reducción de N2 en Rhizobios)

Otras funciones

B Crecimiento tubo polínico, estabilidad de estructura pared celular al formar enlaces cis-diol con comptos orgánicos.

Tabla 1.1. Principales Funciones de los Nutrientes: Tomada de Osorio, (2014).


La nutrición, especialmente la fosfórica durante el crecimiento y desarrollo de las flores, es un factor

determinante de su calidad, debido a que el fósforo (P) está directamente relacionado con el metabolismo de

energía de las células y el crecimiento radical entre otros (Juárez - López et al., 2011). La calidad de la flor

cortada depende del manejo del cultivo, el cual inicia desde la pre-cosecha; en este ciclo sobresalen,

además de la nutrición, las condiciones de suelo, los problemas fitosanitarios, entre otras; por estas razones,

el manejo pre-cosecha debe ser un proceso eficiente y bien establecido para lograr una máxima calidad de la

cosecha (Vidalie, 1992; Paulin et al., 1997).

Se ha reportado que los inóculos microbianos en distintos cultivos, por ejemplo Mortierella sp. Gams (Zhang

et al., 2011; Osorio & Habte, 2014), pueden brindar un mejor balance nutricional para la planta (Belimov et

al., 2001); favoreciendo su crecimiento, mejorando la accesibilidad a otros elementos traza y la fertilidad de

los suelos, entre otros (Zaidi, et al., 2009).

1.1 Los Hongos Solubilizadores de Nutrientes (HSN)

Estos HSN tienen la capacidad para desorber fósforo inorgánico (Pi) de los suelos (Chen, et al., 2006;

Gyaneshwar, et al., 2002; Osorio & Habte, 2013), la cual está relacionada con la producción de ácidos

orgánicos, como resultado de la actividad metabólica de estos inoculantes (Wakelin et al., 2004); estos

ácidos orgánicos, reducen el pH de la rizósfera permitiendo la formación de complejos orgánico minerales

(Scervino et al., 2010) y el uso de estos complejos por parte de la planta.

Entre estos microorganismos del suelo, se observan hongos de los géneros Penicillium spp. Link, Aspergillus

spp. Micheli (Whitelaw, 1999) y Mortierella sp. Gams (Whitelaw 1999; Osorio, 2003), que han sido reportados

como efectivos solubilizadores de nutrientes; éstos pueden encontrase en el suelo, en la rizósfera, en el

suelo no-rizosférico y en el rizoplano (Ramírez et al., 2005; Zaidi, et al., 2009).

El número de microorganismos solubilizadores varía de acuerdo al tipo de suelo (Khan, Zaidi & Wani, 2007)

y su densidad puede ser muy baja; alrededor de 102 - 103 UFC g-1 han sido reportados (Osorio & Habte,

2001; Osorno, 2013; Osorno & Osorio 2014). Aunque las bacterias han recibido gran atención, Kucey (1983)

citado por Londoño (2010), indicó que los hongos son más efectivos solubilizando Pi.

19

Los hongos solubilizadores de nutrientes HSN, también llamados microorganismos solubilizadores de fósforo

(PSM, por su sigla en Inglés), hacen parte de un gran grupo conocido como microorganismos promotores de

crecimiento vegetal (PGPM, por su sigla en Inglés). Importantes investigaciones se han llevado a cabo en

diversos cultivos para incrementar los rendimientos de cosecha, longitud de la parte aérea y de raíces,

biomasa y calidad del producto final (Serna, 2014).

La incidencia de estos microorganismos se debe, además de la solubilización de fosfatos, a la producción de

fitohormonas, al incremento en la toma de hierro a través de sideróforos quelatantes y/o a la inducción de

resistencia sistemática contra un amplio espectro de patógenos (Singh, et al., 2011). Pese a que un número

importante de científicos demuestran la eficiencia de estos PGPM, también postulan que los inóculos

microbianos tienen un mejor efecto sobre las plantas cuando los niveles de disponibilidad de los nutrientes

son bajos (Egamberdiyeva et al., 2004).

Mortierella sp. Gams es un género de hongos perteneciente a la clase Zygomyceta (Phylum Zygomycota), de

la familia Mortierellaceae, orden Mucorales, filamentosos del suelo que actúan como saprófitos y endófitos;

prefieren fuentes de carbono simples para su rápido crecimiento y proliferación, su micelio es blanco y dentro

de él se encuentran las esporangiosporas (Dyal & Narine, 2005). Son lignolíticos con alta actividad

enzimática, influyendo de manera importante en el ciclo del carbono. (Ortiz-Moreno & Uribe, 2010). Sus

especies son abundantes y reconocidas por su producción de ácidos grasos esenciales (Dyal & Narine,

2005), como el araquidónico (Sakuradani & Shimizu, 2009; Nisha & Venkateswaran, 2011), entre otros, como

el ácido eicosapentaenóico (Shimiziu, et al., 1988) y el ácido linoléico (Hansson & Dostálek, 1988), usados

en la industria de alimentos (Streekstra, 1997).

Este hongo es reconocido como un hongo solubilizador de fosfato (Osorio, 2003; Zhang et al., 2011),

tolerante a la acidez y al aluminio, a la sequía y a algunos fungicidas, como el benomyl (Osorio, 2003). De

otro lado, se ha demostrado que las condiciones de crecimiento de este hongo pueden ser manipuladas para

aumentar la producción de ácidos grasos (Dyal & Narine, 2005).

En la actualidad se realizan investigaciones con el uso de estos inoculantes microbianos (HMA y HSN), sin

embargo, pocas se han enfocado en el uso de Mortierella sp. Gams y específicamente en el cultivo del

crisantemo.


Muchos microorganismos del suelo participan en la transformación de algunos nutrientes, haciendo así parte

integral del ciclo biogeoquímico de éstos (Chen et al., 2006). Algunos de estos microorganismos pueden

disolver compuestos orgánicos (Ramírez et al., 2005; Alikhani et al., 2006; Tao et al., 2008) e inorgánicos

(Rao, 1992). La diferencia entre estos microorganismos no sólo está en la fuente de los nutrientes que usan,

sino en los mecanismos que desarrollan para solubilizar. Así, la disolución de minerales se da gracias a la

acción de ácidos orgánicos, mientras que la disolución de compuestos orgánicos se presenta mediante la

actividad de enzimas como las fosfatasas (Tao et al., 2008).

Entre los microorganismos solubilizadores efectivos hay bacterias de los géneros Pseudomonas,

Enterobacter, Bacillus (Kim et al.,2005), Burkholderia (Tao et al., 2008), Serratia (Chen et al., 2006),

Citrobacter (Patel et al., 2008), Xanthomonas (Sharan et al., 2008), Rhizobium (Alikhani et al., 2006),

Azospirillum (Rodríguez et al., 2004), Lebsiella (Chung et al., 2005). En cuanto a los hongos, se encuentran

los géneros Penicillium (Reyes et al., 2001), Aspergillus (Vassilev et al., 2001) y Mortierella (Osorio & Habte,

2013), entre otros.

1.2 Los Mecanismos de solubilización

Los ácidos orgánicos de cadena corta son los exudados más comunes en el suelo producidos por las raíces,

como una de las actividades de la rizósfera. Los exudados liberados por los microorganismos y las raíces

son importantes actores en la acidez del suelo y en el reciclaje de cationes elementos menores como Fe+3,

Cu+2, Mn+2, Zn+2 (Zapata, 2004).

Estos procedimientos han sido estudiados por varios autores, quienes han presentado los siguientes

mecanismos para esclarecer los procesos de solubilización de compuestos inorgánicos a través de

microorganismos:

o La competencia de los aniones orgánicos producidos por los microorganismos solubilizadores de

fósforo (PSM, por su sigla en inglés) con los iones fosfato, por los sitios de adsorción en las

superficies de los minerales arcillosos del suelo, (Nahas, 1996).

21

o De acuerdo con Zapata, (2004); el grupo ácido de los ácidos orgánicos, en este caso del ácido

oxálico (Osorio, 2008); puede ceder fácilmente su protón en el rango del pH de suelo. Por otro lado,

se presenta expulsión de protones a causa de la asimilación del NH4+ por parte de

microorganismos, (Whitelaw, 1999).

o El H+ disociado ataca a los minerales y promueve su descomposición y el grupo COO-, base Lewis,

forma complejos solubles con los cationes metálicos liberados del mineral, ácido de Lewis (Zapata,

2004).

o La producción de ácidos inorgánicos o sus bases conjugadas (Hameeda et al., 2006; Marschner,

2008).

o La desorción de iones P de los sitios de adsorción (Osorio y Habte, 2013).

o Y la quelación de Ca, Al y Fe, (Marschner, 2008).

Este tipo de reacción con los minerales hace muy eficiente el proceso de disolución mineral. La

concentración total en la solución del suelo de los ácidos orgánicos está entre 0,01 y 5 mmol/L. Estos ácidos

tienen una vida corta en el suelo, quizás de horas, pero son producidos continuamente durante el ciclo de

vida de los microorganismos y la actividad de las raíces (Zapata 2004).

1.3 Los Hongos Micorrizo Arbusculares (HMA)

Los hongos formadores de micorrizas arbusculares u hongos micorrizo arbusculares (HMA) establecen una

asociación mutualista con la raíz de la mayoría de las plantas, es la infección fúngica más extendida en el

reino vegetal (Guerrero & Azcon, 1996). Se estima que el 83% de las dicotiledóneas, el 79% de las

monocotiledóneas, y la totalidad de las gimnospermas realizan esta asociación (Wilcox, 1991). En esta

relación, la planta brinda al hongo compuestos carbonáceos que éste utiliza como fuente energética (Osorio,

2009). Ha sido registrado en numerosos experimentos que la asociación micorrizal incrementa los niveles de

los nutrientes en el tejido foliar, especialmente del P (Habte & Manjunath, 1987; Zangaro, et al., 2000;

González & Osorio, 2008; Jaramillo & Osorio, 2009).


En esta simbiosis la raíz es el puente entre la planta y el suelo y el micelio del hongo se constituye en el

puente entre la raíz y el suelo. En consecuencia, las llamadas micorrizas como “órgano” de absorción y

translocación de agua y nutrientes son una de las más sobresalientes adaptaciones de la raíz para

desenvolverse eficientemente en el ambiente edáfico (Guerrero & Azcon, 1996).

Las micorrizas arbusculares o vesículo arbusculares, son el tipo más extendido de estos hongos en el reino

vegetal, pertenecen al orden Glomales, a la clase Zygomycetes y forman arbúsculos intrarradicales en las

plantas hospederas (Morton & Benny, 1990). Estos hongos están distribuidos en tres familias:

Acaulosporaceae, Gigasporaceae y Glomaceae. Esta última comprende 13 géneros, incluyendo

Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. (Sieverding, et al., 2014).

Según el INVAM (2016) Rhizoglomus fasciculatum Thaxt., es uno de los HMA más estudiados, existen más

reportes sobre el empleo experimental de Rhizophagus fasciculatus (=Glomus fasciculatum=Rhizoglomus

fasciculatum Thaxt) como organismo, que de otras especies de HMA (≈ 496 reportes).

Este es un HMA de gran efectividad y versatilidad en condiciones de suelos, clima y en diferentes cultivos.

Además posee un amplio rango de tolerancia al pH, y preferencia a suelos ácidos (Rodríguez et al., 2004),

muy comunes en cultivos de crisantemo.

Al usar HMA se podría reducir, el uso de excesivas cantidades de fertilizantes fosfóricos en los sistemas de

producción agrícola modernos, los cuales pueden llegar a ser contaminantes si logran pasar por escorrentía,

desde los suelos agrícolas hasta los cuerpos de agua, ocasionando eutrofización (Osorio, 2009); entre otros

beneficios de las micorrizas, también se ha observado:

o Mayor crecimiento de las plantas

o Mayor capacidad de absorción de nutrientes poco móviles en el suelo

o Mayor capacidad de absorción de agua y tolerancia a la sequía

o Protección contra patógenos de la raíz

23

Capítulo 2: Materiales y métodos

2.1. Sitio

El estudio se llevó a cabo en las instalaciones de la Universidad Nacional de Colombia (fase de laboratorio) y

en las empresas de flores de exportación Spring Latitud: 6°03´14.04” N, Longitud:75°25´01.04” O, Elevación:

2139 msnm, y Essence Latitud: 6°02´41.13” N, Longitud:75°24´02.11” O, Elevación: 2123 msnm, ambas en

el municipio de La Ceja, Antioquia (fase experimental de campo), durante el ciclo de producción del

crisantemo (≈ 10 semanas).

2.2. Sustrato

Los sustratos en los cuales se cultivaron las flores tipo exportación, fueron mezclas de suelos del orden

Andisoles altamente fertilizados y con alta retención de nutrientes. Estos sustratos se caracterizaron de

manera física y química en el laboratorio de suelos de la Universidad Nacional de Colombia (Error!

Reference source not found..).

Tabla 2.1. Resultados de los análisis de suelos y su respectiva interpretación de acuerdo con los niveles recomendados para Crisantemo (Osorio, 2012).

Parámetro Unidades Spring (Bque. 8) Essence (Bque. 15) Rango Interpretación pH 6 6.2 5.8-6.2 Adecuado

Ca

cmolc kg-1

13.9 24 10-15 Adecuado y alto

Mg 5.7 9.8 2.5-3.5 Muy alto

K 1.64 1.86 0.6-0.8 Alto y muy alto

CICE

21.5 35.7 - -

P

mg kg-1

106 149 100-120 Adecuado y alto

Fe 62 34 50-100 Adecuado y bajo

Mn 3 3 10-15 Muy bajo

Cu 5 4 3-5 Adecuado

Zn 16 10 5-10 Alto y adecuado

B 1.6 2.7 1-1.5 Adecuado y alto

Para la determinación del pH se usó el método potenciométrico. La determinación de Ca2+, Mg2+ y K+ se hizo a través de extracción con acetato de amonio 1 M y determinación a través de absorción atómica; la CICE es la suma de cationes de intercambio. El P se extrajo con el método Bray II y se midió con el método azul de molibdato (Murphy & Riley, 1962). El Fe, Mn, Cu y Zn se extrajeron con NaOHCO3 0.5 M y se determinaron con absorción atómica. El B se determinó por extracción con agua caliente y determinación con espectrofotometría.


De acuerdo con la Tabla 2.1. y aunque estos sustratos son originados de Andisoles los cuales son suelos

ácidos y con altos contenidos de materia orgánica y presencia de cenizas, este sustrato presenta un pH

adecuado debido a las enmiendas aportadas durante los años de manejo del cultivo; los niveles de Ca se

encuentran en nivel adecuado a alto, el Mg alto, y de esta manera se puede observar la interpretación de

cada uno de los niveles de los elementos en la tabla.

2.3. Material vegetal

Se utilizaron esquejes de la especie Dendranthema grandiflora Tzvelev variedad Atlantis® de Danziger. Esta

es una de las variedades más empleadas no sólo en el oriente antioqueño sino en el país. Estos esquejes

son cultivados en eras de aproximadamente 36 m2, bajo condiciones de cobertizo o invernadero.

2.4. Inóculos

Se utilizaron dos tipos de inóculos promotores de nutrición y crecimiento vegetal: el HMA Rhizoglomus

fasciculatum Thaxt. y el HSN Mortierella sp. Gams

El HMA R. fasciculatum Thaxt. fue multiplicado tal como lo proponen Osorio & Habte (2001), en un sustrato

suelo-arena (4:1) usando como planta hospedera el maíz (Zea mays L.) y el pasto (Brachiaria decumbens

Stapf.). Los propágulos de este hongo consisten en 200 esporas, micelio extrarradical y raíces colonizadas,

suspendidos en la matriz del sustrato (inóculo crudo, 50 propágulos por g).

El hongo Mortierella sp. Gams fue originalmente aislado en la Universidad de Hawaii a partir de un Andisol

(Osorio, 2003) y fue cultivado en el medio de cultivo papa-dextrosa-agar (PDA) durante cinco días a 25 °C,

luego se suspendió el micelio y las esporas en agua destilada estéril y se conservó a 4 °C, para su posterior

uso experimental. Antes de su uso, se realizaron conteos en el medio de cultivo PDA a 25 °C, con el fin de

garantizar una concentración de 107 Unidades Formadoras de Colonia (UFC)/mL.

25

2.5. Tratamientos

El diseño experimental fue completamente al azar, los tratamientos tuvieron un arreglo factorial 2 x 4 los que

estuvieron constituidos por dos niveles de inoculación micorrizal del HMA Rhizoglomus fasciculatum Thaxt.

(0 y 2500 g/parcela) y cuatro niveles de inoculación con el hongo solubilizador de nutrientes Mortierella sp.

Gams (0, 250, 500 y 1000 mL/parcela), esto representa ocho tratamientos. Cada tratamiento tuvo cinco

réplicas. El experimento se realizó por duplicado, el primero se realizó en la finca Spring del 2 de mayo al 14

de junio de 2016. El segundo experimento se llevó a cabo en la finca Essence del 9 de mayo al 20 de junio

del mismo año.

El inóculo micorrizal fue aplicado sobre la superficie del terreno justo antes de la siembra y se incorporó

aproximadamente entre los primeros 10 cm de profundidad. El inóculo del hongo solubilizador fue aplicado al

segundo día después de la siembra de los esquejes. Para esto el inóculo se aplicó con una regadera

manual, sobre la superficie del terreno.

Los tratamientos se establecieron en parcelas de 7.5 m de largo x 1.2 m de ancho (9 m2), en los cuales le

correspondió una dosis de inóculo micorrizal combinada con una dosis del inóculo solubilizador de

nutrientes. En total se tuvieron 40 parcelas experimentales por finca.

El sustrato de las eras fue previamente esterilizado para disminuir la influencia de microorganismos

presentes en el suelo, el manejo agronómico del cultivo fue como usualmente lo realizan las fincas, incluido

el fertirriego.


2.6. Variables evaluadas

Se tomaron medidas de:

1) Altura -A- (cm): medida en semanas 4 y 7 después del trasplante, desde las superficie del suelo

hasta el ápice (n= 20 plantas).

2) Diámetro del tallo -DT- (mm) medido al final del ciclo, en el cuello de la planta.

3) Número botones florales (NBT) en 10 ramos por parcela, al final del ciclo productivo.

4) Peso promedio del ramo (PR) en 10 ramos por parcela, al final del ciclo productivo.

5) Concentración foliar de nutrientes: se tomaron muestras foliares de plantas al azar en la 4ª semana

después de la siembra. En las plantas muestreadas se tomó la 5ª hoja contando de arriba hacia

abajo a partir de la primera hoja madura, en la parcela experimental se tomaron 10 hojas en bolsas

de papel. Las muestras se tomaron por triplicado y se llevaron al laboratorio de suelos de la

Universidad Nacional de Colombia, allí se secaron en un horno de convección de aire a 40ºC

durante 60 h. Posteriormente las muestras se sometieron a una combustión seca (500 ºC x 6 h) y se

disolvieron con agua destilada, luego se determinó la concentración de los elementos P, S y B por

espectrofotometría visible (azul de molibdato (Murphy & Riley, 1962), turbidimetría, azometina-H,

respectivamente); la concentración de Ca, Mg, K, Fe, Mn, Cu y Zn se determinó a través de

espectrofotometría de absorción atómica. Por otro lado, la concentración de N, se determinó por el

método de Kjeldahl.

6) Duración en florero (días): de cada unidad experimental se tomaron 10 tallos florales (80 cm de

longitud) y se trasfirieron a un recipiente con una solución acuosa que contenía hipoclorito de sodio

al 5% (50 mL L-1), 180 g L-1 de ácido cítrico, a un pH de 5. La solución se cambió cada 3-5 días. Se

contabilizó el tiempo requerido (en días) para que el 50% de los tallos florales estuvieran marchitos

o senescentes.

27

7) Colonización micorrizal siguiendo el protocolo propuesto por Phillips y Hayman, 1979 en el cual se

sumergen las raíces finas en KOH al 10% durante 24 h para aclararlas, tiñéndolas luego con fucsina

ácida (0.15%) según lo planteado por Kormanik et al. (1980); determinando luego su colonización

micorrizal por el método de la grilla o intersección de la cuadrícula, propuesto por Giovannetti &

Mosse (1980).

8) Colonización de raíces por el hongo de Mortierella sp. Gams, usando el método desarrollado por

Osorio (2008), para lo cual, se tomaron de manera aleatoria, 20 fragmentos de raíces frescas finas

de 1 cm de longitud sin lavar. Las cuales se colocan separadamente sobre la superficie del medio

en cajas de petri con Yeast Manitol Agar (YMA) y se incuban luego a 32ºC durante 36 horas.

2.7. Análisis estadístico

Los datos fueron sometidos a análisis de varianza (ANOVA) y una prueba de rangos múltiples; ambas

pruebas con un nivel de significancia (P) ≤ 0.05. Para este propósito se utilizó el software Statgraphics

centurión versión 16.


Capítulo 3: Resultados

3.1. Parámetros biométricos

Los resultados indican que los tratamientos tuvieron efectos significativos sobre algunas de las variables, a

nivel de factores simples.

Tabla 3.1. Niveles de significancia de los análisis de varianza para distintas fuentes de variación en cada una de las

variables. Experimento en los cultivos Essence y Spring.

Fuente Altura Diámetro Tallo

Número Botones

Peso Duración Florero 4ª Semana 7ª semana Raíz Ramo

Cultivo Essence

HMA (1) NS 0.03 NS 0.0159 NS NS NS

HSN (2) NS 0.0752 NS NS NS NS <0.0001

HMA x HSN NS NS NS NS NS NS NS

Cultivo Spring

HMA NS NS NS NS NS <0.0001 NS

HSN NS 0.0004 NS NS NS NS <0.0001

HMA x HSN NS NS NS NS NS NS NS

(1) HMA: Hongo Micorrizo Arbuscular

(2) HSN: Hongo Solubilizador de Nutrientes

En el cultivo de flores Essence, las flores de crisantemo no inoculadas con HMA presentaron una altura de

77.3 cm (Figura 3.1 A); en presencia del inóculo micorrizal (2.5 kg/era), la altura de plantas aumentó

significativamente (P≤0.05) hasta un máximo de 80.2 cm; ello equivale a un 3.6 % de incremento en esta

variable.

En el cultivo Spring, la inoculación micorrizal no tuvo efectos significativos sobre la altura de plantas (Figura

3.1 B); por otro lado la interacción HMA x HSN tampoco tuvo efectos significativos sobre la variable en

mención para ninguno de los experimentos.

29

Figura 0.1. Altura de plantas de crisantemo var. Atlantis (semana 7 o formación completa de flor cerrada) en función de la dosis del inóculo del hongo micorrizal (HMA). Columnas con letras distintas indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

La altura de plantas de crisantemo (semana 7) que no fueron inoculadas con el hongo solubilizador (HSN)

fue de 75.90 y 79.87 cm para los cultivos Essence y Spring respectivamente (Figura 3.2 A y B); al aplicar el

inóculo la altura se incrementó significativamente (P≤0.05) hasta un máximo (80.22 y 88.13 cm) con las

dosis de 250 y 1000 mL/parcela para Essence y Spring respectivamente; esto representa un 5.4 y 9.4 % de

aumento para Essence y Spring correspondientemente.

Para el cultivo Essence por encima de la dosis de 250 mL/parcela de HSN, la altura de plantas disminuyó,

sin embargo, el valor estuvo significativamente por encima de las plantas no inoculadas. En el cultivo Spring

la altura de plantas en dosis de 250 y 500 fue menor que en la dosis de 1000 mL/parcela, sin presentar

diferencia significativa entre ellas pero sí con las plantas no inoculadas, las cuales tuvieron menor altura.

b a

0

30

60

90

0.0 2.5

Alt

ura

de

pla

nta

s (

cm)

Inóculo HMA (kg/era)

A

0

30

60

90

0.0 2.5

Alt

ura

de

pla

nta

s (

cm)


NSB


Figura 0.2. Altura de plantas de crisantemo var. Atlantis (semana 7 o formación completa de flor cerrada) en función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de nutrientes (HSN). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

Plantas de crisantemo no inoculadas en el cultivo Essence, presentaron 34.18 botones por ramo; al inocular

con el HMA el número de botones por ramo disminuyó significativamente a 31.68 (Figura 3.3 A); mientras

que para Spring las plantas de crisantemo no inoculadas no presentaron una diferencia significativa en

cuanto al número de botones por ramo respecto de las inoculadas (Figura 3.3 B).

Figura 0.3. Número de botones en ramos de crisantemo var. Atlantis (al momento del corte) en función de la dosis del inóculo del hongo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

60

70

80

90

0 250 500 1000

Alt

ura

de

pla

nta

s (c

m)

Inóculo HSN (mL/parcela)

a

bab a

A

60

70

80

90

0 250 500 1000

Alt

ura

de

pla

nta

s (c

m)


a

b

aaB

0

10

20

30

40

0.0 2.5

Nú

mer

o d

e B

oto

nes

(b

oto

nes

/ram

o)


ab

A

0

10

20

30

40

0.0 2.5

Nú

mer

o d

e B

oto

nes

(b

oto

nes

/ram

o)


NSB

31

En el cultivo Essence, la inoculación micorrizal no tuvo efectos significativos sobre el peso de los ramos al

momento de la cosecha (Figura 3.4 A); mientras que en el cultivo Spring, los ramos cosechados de plantas

de crisantemo no inoculadas con HMA presentaron un peso de 485.52 g (Figura 3.4 B) y al estar presente el

inóculo micorrizal (2.5 kg/era) el peso de los ramos disminuyó significativamente (P≤0.05) a un mínimo de

419.89 g. Lo que representa un 13.52 % de disminución en el peso de los ramos inoculados.

Por otro lado la interacción HMA x HSN, (Tabla 3.1.), tampoco tuvo efectos significativos sobre la variable

mencionada en ningún caso.

Figura 0.4. Peso del ramo de plantas de crisantemo var. Atlantis al momento de la cosecha en función de la dosis del inóculo del hongo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

Para el cultivo Essence, las flores de crisantemo no inoculadas con HSN presentaron una duración en florero

de 37.7 días (Figura 3.5 A); al aplicar el inóculo la duración aumentó significativamente (P≤0.05) hasta

alcanzar un tiempo máximo (46.8 d) con 500 mL/parcela. Esto representa un 19.4 % de aumento en la

variable.

En el cultivo de flores Spring, la duración en florero, presentó un comportamiento similar (Figura 3.5 B). En

este caso las plantas no inoculadas con HSN produjeron flores cuya duración en florero fue de 22.9 d

alcanzando un máximo de 44 d (con 500 mL/era), lo cual constituye un incremento del 48 %. En ambos

cultivos por encima de esta dosis la duración de florero disminuyó; sin embargo, el valor estuvo por encima

de las plantas no inoculadas.

0

200

400

600

0.0 2.5

Pes

o d

e ra

mo

(g)


NSA

0

200

400

600

0.0 2.5

Pes

o d

e ra

mo

(g)


a

b

B


De otro lado, ni la inoculación micorrizal ni la interacción HMA x HSN tuvieron efectos significativos sobre

esta variable, (Tabla 3.1.).

Figura 0.5. Duración en florero de flores de crisantemo var. Atlantis en función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de nutrientes (HSN). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

En las demás variables como la altura de plantas en semana 4, el diámetro del tallo y el peso de la raíz al

momento de la cosecha, no se presentaron diferencias significativas en presencia de los factores HMA y

HSN, tanto de manera individual como conjunta.

cb

ab

0

20

40

60

0 250 500 1000

Du

raci

ón

en

flo

rero

(d

ías)


A

d

c

a b

0

20

40

60

0 250 500 1000D

ura

ció

n e

n f

lore

ro (

día

s)Inóculo HSN (mL/parcela)

B

33

3.2. Concentración foliar de nutrientes en semana cuatro

Los resultados indican que los tratamientos tuvieron efectos significativos sobre la mayoría de las variables,

tanto a nivel de factores simples como interactivos. (Tabla 3.2.)

Tabla 3.2. Niveles de significancia de los análisis de varianza para cada una de las fuentes de variación entre las distintas variables. Experimentos en los cultivos Essence y Spring.

En el cultivo Spring plantas de crisantemo que no fueron inoculadas con HMA presentaron una

concentración de N foliar de 5.56 µg g -1; al inocular con el HMA, ésta disminuyó significativamente a 5.27 µg

g -1 (Figura 3.6. B).

Figura 0.6. Concentración de Nitrógeno foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo del hongo micorrizal Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

NS

4.5

6.0

0 2.5

A


N F

olia

r (

%)

a

b

4.5

6.0

0 2.5

B


N F

olia

r (

%)

Fuente N P K Ca Mg S Fe Mn Cu Zn B

Essence

HMA NS 0.0007 NS NS NS NS NS NS NS NS 0.0539

HSN NS <0.0001 NS NS NS NS NS NS NS NS NS

HMA x HSN NS <0.0001 0.0684 0.0092 0.0372 NS 0.0024 0.0026 NS NS NS

Spring

HMA 0.0318 NS NS 0.0542 NS NS NS NS NS NS 0.0001

HSN NS NS NS NS NS 0.0106 NS NS NS NS 0.0008

HMA x HSN NS 0.0010 NS NS NS NS NS NS NS NS NS


Plantas de crisantemo no inoculadas con HMA en el cultivo Essence tuvieron una concentración de P foliar

de 6.37 µg/disco; al inocular con el HMA éste disminuyó significativamente a 5.51 µg/disco (Figura 3.7. A);

mientras que para el cultivo Spring las plantas de crisantemo no inoculadas presentaron una diferencia

significativa con valores en plantas no inoculadas de 4.76 µg/disco, con respecto a los 3.79 µg/disco en

plantas inoculadas (Figura 3.7. B).

Figura 0.7. Concentración de Fósforo foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

Para el cultivo Essence, las plantas de crisantemo no inoculadas con HSN presentaron una concentración de

P foliar de 4.26 µg/disco (Figura 3.8. A); al aplicar el inóculo ésta incrementó significativamente (P≤0.05)

hasta alcanzar un valor máximo 5.97 µg P/disco con la dosis de 500 mL/parcela; esto representa un 28.64 %

de aumento en el valor de la variable. Por encima y debajo de esta dosis el contenido foliar de P disminuyó;

pero con 1000 mL/parcela, esta disminución no fue significativa.

En el cultivo Spring, el contenido de P foliar, presentó un comportamiento parecido (Figura 3.8. B). En este

caso las plantas no inoculadas con HSN expresaron un contenido de 4.61 µg P/disco alcanzando un máximo

de 5.06 µg P/disco (con una dosis de 250 mL/parcela), lo cual no representó diferencia significativa.

a

b

0

2

4

6

8

0.0 2.5

P f

olia

r (

µg/

dis

co)


A

a

b

0

2

4

6

8

0.0 2.5

P f

olia

r (

µg/

dis

co)


B

35

Figura 0.8. Concentración de Fósforo foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de nutrientes (HSN). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

En cuanto a la concentración de P foliar en las plantas de crisantemo (Figura 3.9. A y B), se presentó una

interacción significativa (Tabla 3.2), entre las inoculaciones con HMA y HSN para ambos cultivos. En

ausencia del inóculo micorrizal HMA la concentración cambió significativamente al inocular con las dosis de

500 y 1000 mL/parcela del HSN, alcanzando contenidos de 7.43 y 5.45 µg/disco respectivamente.

Por otro lado, cuando se inoculó con HMA y en ausencia del HSN la concentración de P fue de 4.12

µg/disco. Con la coinoculación HMA y HSN a 1000 mL/parcela el valor de ésta fue de 5.79 µg P/disco,

significativamente diferente a la coinoculación con 500 mL/parcela, donde se apreció un contenido de 4.51

µg P/disco.

c

b

aab

0

2

4

6

8

0 250 500 1000

P f

olia

r (

µg/

dis

co)


A

0

2

4

6

8

0 250 500 1000

P f

olia

r (

µg/

dis

co)


NSB


Figura 0.9. Concentración de P foliar de plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo del hongo solubilizador de nutrientes Mortierella sp. Gams (HSN) y la inoculación micorrizal con el hongo Rhizoglomus fasciculatum Thaxt. (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

Las plantas de crisantemo cultivadas en Essence (Figura 3.10. A) presentaron una interacción significativa a

un nivel de P de 0.06 (Tabla 3.2), entre las inoculaciones con HMA y HSN. Cuando se inoculó con HMA y en

ausencia del HSN la concentración de K fue de 5.86 %. Al coinocular HMA y HSN a 1000 mL/parcela el valor

de K foliar fue de 5.30 %. En el cultivo Spring (Figura 3.10. B) no hubo diferencia significativa.

Figura 0.10. Concentración de potasio foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

4

6

8

0 250 500 750 1000

P f

olia

r (

µg/

dis

co)

InteracciónHMA (kg/era) x HSN (mL/parcela)

Sin HMA

Con HMA

bc

a

b

b

bcd

cdcd

d

A

c

ab ab

c

ab

abc bc

a

4

6

8

0 250 500 750 1000

P F

olia

r (

µg/

dis

co)


Sin HMA

Con HMA

B

bc

bc

abc

c

a

cbc

ab

4

5

6

0 250 500 750 1000

K F

olia

r (%

)


Sin HMA

Con HMA

A

a

aa

ab

b

a

a

ab

4

5

6

0 250 500 750 1000

K F

olia

r (%

)


Sin HMA

Con HMA

B

37

Se presentó una interacción significativa entre inoculaciones con HMA y HSN sobre la concentración de Ca

foliar (Tabla 3.2) de las plantas de crisantemo (Figura 3.11. A). En ausencia de la inoculación micorrizal la

concentración no cambió significativamente al inocular con HSN, los valores fluctuaron entre 0.58 y 0.65 %.

Por otro lado, cuando se inoculó con HMA y en ausencia del HSN la concentración de Ca fue de 0.68 %,

ésta disminuyó significativamente al coinocular con HSN (250 mL/parcela) a 0.47 %. Con la coinoculación

HMA y HSN a 1000 mL/parcela el Ca foliar se acumuló hasta 0.76 %, el cual fue significativamente diferente

a las coinoculaciones con 250 y 500 mL/parcela, pero no con respecto a la inoculación individual con HMA.

Figura 0.11. Concentración foliar de Ca en plantas de crisantemo var. Atlantis al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos Mortierella sp. Gams (HSN) y R. fasciculatum Thaxt. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

Respecto a la concentración de Ca foliar para el cultivo Spring, las plantas de crisantemo no inoculadas

tuvieron una Ca foliar de 0.73 µg Ca g -1, con respecto a 0.60 µg Ca g -1 en plantas inoculadas (Figura 3.12.

B), observándose una respuesta negativa frente a la inoculación del HMA. En el cultivo Essence (Figura

3.12. A), no hubo diferencia significativa.

bcd

bcab

cd

ab

d

bcd

a

0.4

0.6

0.9

0 250 500 750 1000

Ca

Folia

r (%

)


Sin HMA

Con HMA

A

abc

c

abc

bc

a

abc

abc

abc

0.4

0.6

0.9

0 250 500 750 1000

Ca

Folia

r (%

)


Con HMA

Sin HMA

B


Figura 0.12. Concentración de Calcio foliar en plantas de crisantemo var. Atlantis en semana 4 al inicio de la floración (botón formado o botón color), en función de la dosis del inóculo micorrizal (HMA). Columnas con letras diferentes indican diferencia significativa entre los promedios (de acuerdo a la prueba de Duncan, P ≤ 0.05). Las barras indican el error estándar. A: Cultivo Essence. B: Cultivo Spring.

Al igual que el Ca la concentración de Mg (Figura 3.13. A) fue afectada significativamente por la interacción

entre las inoculaciones con HMA y HSN. En ausencia de la inoculación micorrizal la concentración del Mg no

cambió significativamente al inocular con el HSN, los contenidos fluctuaron entre 0.23 y 0.28 %.

Por otro lado, cuando se inoculó con HMA y en ausencia del HSN la concentración de Mg aumentó

significativamente a 0.29 %, pero ésta disminuyó significativamente al coinocular con HSN a razón de 250 y

500 mL/parcela a 0.21 y 0.24 %, respectivamente. Con la coinoculación HMA y HSN a 1000 mL/parcela el

valor de Mg foliar fue de 0.30 %, el cual no fue significativamente diferente a la inoculación individual con el

HMA.

NS

0.0

0.4

0.8

0 2.5

A


Ca

Folia

r (

µg

g -1

)

a

b

0.0

0.4

0.8

0 2.5

B


Ca

Folia

r (

µg

g -1

)

39

Figura 0.13. A. Essences, B. Spring. Concentración foliar de Mg en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos Mortierella sp. Gams (HSN) y R. fasciculatum Thaxt.

En el cultivo Spring plantas no inoculadas presentaron una concentración de S foliar de 0.21 % y al inocular

con el HSN aumentó significativamente con la dosis de 500 mL/era, hasta 0.30% (Figura 3.14 B). Menores

concentraciones se detectaron con las dosis de 250 y 1000 mL/parcela (0.25 y 0.26 %, respectivamente).

Por el contrario, en el cultivo Essence no se presentaron diferencias significativas al inocular con el HSN, los

contenidos de S foliar fluctuaron entre 0.20 y 0.21 % (Figura 3.14. A).

Figura 0.14. A. Essences, B. Spring. Concentración foliar de azufre (S) en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con el hongo Mortierella sp. Gams (HSN) a diferentes dosis.

abcd

abcabc

cd

ab

dbcd

a

0.15

0.30

0.45

0 250 500 750 1000


Sin HMA

Con HMAM

g Fo

liar

(%

)

A

aab

a

abc

c

abcab

bc

0.15

0.30

0.45

0 250 500 750 1000

Mg

Folia

r (

%)


Sin HMA

Con HMA

B

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0 250 500 1000

S Fo

liar

(%)


NS

A

c

bc

a

ab

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0 250 500 1000

S Fo

liar

(%)


B


Se detectó una interacción significativa entre las inoculaciones con HMA y HSN sobre la concentración de Fe

foliar (Tabla 3.1) de las plantas de crisantemo. En ausencia del HMA (Figura 3.15. A) la concentración de Fe

se incrementó significativamente al inocular con el HSN; cuando no se inoculó el contenido fue de 145.67 µg

g-1, mientras que con 250 y 500 mL/parcela estuvieron de 200.67 y 200.33 µg Fe g-1, respectivamente. En

contraste, con la dosis de 1000 mL/parcela la concentración fue de 145.67 µg Fe g-1.

Por otro lado, al inocular con HMA y en ausencia del HSN la concentración de Fe aumentó significativamente

a 172.67 µg g-1, pero al coinocular con 250 mL/parcela la concentración disminuyó a 129.33 µg Fe g-1 y con

500 mL/parcela ésta disminuyó a 153.67 µg g-1. Las plantas con la coinoculación HMA x HSN (en dosis de

1000 mL/parcela) presentaron una concentración de 191.33 µg Fe g-1, la cual no difirió de los valores

alcanzados con los niveles individuales del HSN de 250 y 500 mL/parcela.

Figura 0.15. A. Essences, B. Spring. Concentración foliar de Fe en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos Mortierella sp. Gams (HSN) y R. fasciculatum Thaxt.

Se encontró una interacción significativa (Tabla 3.2) al coinocular con HMA y HSN sobre el nivel de Mn foliar

de las plantas de crisantemo. Cuando no se aplicó el HMA, la concentración de Mn sólo aumentó

significativamente al aplicar el HSN a razón de 500 mL/era ya que pasó de 53.7 a 97.7 µg Mn g-1 (Figura

3.16. A).

bc

a a

bc

ab

c

bc

a

70

130

190

0 250 500 750 1000Interacción

HMA (kg/era) x HSN (mL/parcela)

Sin HMA

Con HMA

FeFo

liar

(µg

g-1)

A

a

aa

aa

a aa70

130

190

0 250 500 750 1000

Fe F

olia

r (µ

g g-

1)


Sin HMA

Con HMA

B

41

Por otro lado, al inocular con HMA y en ausencia del HSN la concentración de Mn aumentó

significativamente a 122.0 µg Mn g-1, pero al coinocular con las dosis de 250 y 500 mL/era la concentración

del elemento disminuyó significativamente a 41.3 y 45.0 µg Mn g-1, respectivamente. Las plantas con la

coinoculación HMA x HSN (en dosis de 1000 mL/parcela) presentaron una concentración de 91.3 µg Mn g-1,

la cual no difirió del valor alcanzado con el nivel individual del HSN de 500 mL/parcela (Figura 3.16. A).

Figura 0.16. Concentración foliar de Mn en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con los hongos Mortierella sp. Gams (HSN) y R. fasciculatum Thaxt. A. Cultivo Essence, B. Cultivo Spring.

En el cultivo Essence (Figura 3.17. A.), plantas de crisantemo no inoculadas presentaron una concentración

foliar de 35.58 µg B g -1; al inocular con el HMA esta concentración disminuyó significativamente a 29.67 µg

B g-1.

Para el cultivo Spring (Figura 3.17. B.), plantas de crisantemo no inoculadas presentaron una concentración

foliar de 20.21 µg B g -1; esta concentración disminuyó significativamente al inocular con el HMA a un nivel

de 16.10 µg B g -1.

bc

bc

a

c

a

c c

ab

15

80

145

0 250 500 750 1000


Sin HMA

Con HMA

Mn

Fo

liar

(µ

g g-

1 )

A

a

ab

a

ab

b

ab

ab

ab

145

210

275

0 250 500 750 1000

Mn

Fo

liar

(µg

g-1 )


Sin HMA

Con HMA

B


Figura 0.17. Concentración foliar de B en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con el hongo R. fasciculatum Thaxt. (HMA). A. Cultivo Essence, B. Cultivo Spring.

Plantas no inoculadas en el cultivo Spring (Figura 3.18. B.), presentaron una concentración de B foliar de 15

µg g -1 y al inocular con el HSN esta concentración aumentó significativamente hasta alcanzar un valor de

21.08 µg g -1 con la dosis de 1000 mL/parcela. Menores concentraciones se detectaron con las dosis de 250

y 500 mL/parcela (17.83 y 18.71 4 µg g -1, respectivamente). En el cultivo Essence (Figura 3.18. A.), no hubo

diferencia significativa.

Figura 0.18. Concentración foliar de B en plantas de crisantemo al inicio de la floración (botón formado o botón color), cuatro semanas después de la inoculación con el hongo Mortierella sp. Gams (HSN) en diferentes dosis. A. Cultivo Essence, B. Cultivo Spring.

a

b

0

20

40

0 2.5


BFo

liar

(µ

g g-

1 )A

a

b

0

20

40

0 2.5

B F

olia

r (µ

g g-

1)


B

0

20

40

0 250 500 1000

B F

olia

r (

µg

g -1

)


A NS

cb ab

a

0

20

40

0 250 500 1000

B F

olia

r (

µg

g -1

)


B

43

Capítulo 4: Discusión

De acuerdo con los resultados obtenidos en esta investigación, la nutrición, el crecimiento y la calidad del

crisantemo pueden mejorarse de alguna manera mediante el uso de inoculantes microbianos como los

Hongos Solubilizadores de Nutrientes (HSN) y los Hongos Micorrizo Arbusculares (HMA) y su efecto se

encuentra condicionado por factores tales como la dosis y la inoculación, bien sea simple o en conjunto de

estos microorganismos.

Se presentaron efectos positivos en su mayoría respecto de los HSN y su interacción con HMA; en contraste,

el inóculo micorrizal sólamente presentó efectos positivos sobre la altura de las plantas, mientras que para

las demás variables tanto a nivel individual como a nivel de interacción los efectos fueron negativos. El efecto

positivo observado en la altura de las plantas puede estar directamente relacionado con el incremento en el

contenido foliar de P, el cual es un elemento muy importante en el almacenamiento de energía y la integridad

estructural de la planta, aspectos que influyen en su crecimiento y desarrollo.

Por otro lado, la altura de las plantas aumentó de manera significativa en presencia del HSN hasta en un

9.4%, muy probablemente debido a la acción de Mortierella sp. Gams sobre la rizósfera al acidificar el medio,

gracias a la producción de ácidos orgánicos; facilitando así la disolución del P y otros nutrientes como Ca,

Mg, Fe y Mn, y por ende su absorción y aprovechamiento en el metabolismo de la planta y el susbsecuente

crecimiento de la misma.

La duración en florero fue una de las variables respecto a la calidad con un importante efecto positivo en

presencia del HSN, incrementándose hasta en un 48 %, se desconoce con certeza el mecanismo que

conlleva a este resultado, sin embargo, es posible que Mortierella sp. Gams. Active o dispare algún

mecanismo en la planta que retrase la senescencia, bien sea por el retraso en la síntesis de etileno o en su

detección; o que debido a la mejor absorción de nutrientes y el consecuente incremento de reservas

energéticas en la planta, así como el fortalecimiento de sus tejidos, se extienda su vida después de la

cosecha (Taiz & Zeiger, 2006).


En lo referente al contenido foliar de nutrientes, elementos esenciales como el fósforo y el azufre tuvieron en

presencia de HSN incrementos en su concentración de hasta 25.8 y 30 % respectivamente; lo cual es muy

conveniente para la planta pues como ya se había mencionado, el fósforo es esencial como proveedor de

energía y el azufre es fundamental para el metabolismo de la planta ya que hace parte de aminoácidos, co-

enzimas, vitaminas y proteínas (Taiz & Zeiger, 2006).

Otros nutrientes como el hierro, el manganeso y el boro aumentaron su contenido foliar en porcentajes de

27.4, 45 y 28.8 % correspondientemente, en plantas inoculadas con HSN. El hierro actúa como cofactor de

enzimas y coenzimas (usualmente vitaminas) que actúan como transportadores de electrones, al igual que

hace parte del mesófilo de las hojas en los citocromos; participa de la fotosíntesis, las reacciones Redox, la

respiración y la asimilación del N2. El manganeso también hace parte del mesófilo de las hojas, activa

importantes enzimas partícipes del ciclo de Krebs, su mejor función es en la reacción fotosintética en la cual

se produce oxígeno a partir del agua (Marschner, 2008; Taiz & Zeiger, 2006).

Es posible que los ácidos orgánicos producidos por Mortierella sp. Gams actúen como agentes quelatantes

haciendo que se formen complejos solubles con el hierro, estos cationes quelatados son más disponibles

para la planta y gracias a estos ácidos es posible también que este elemento sea transportado mayores

distancias a través del xilema, lo cual es muy importante pues éste es un elemento bastante inmóvil

(Marschner, 2008).

De acuerdo con Shelp (1993), citado por Taiz & Zeiger, (2006); el boro ejerce un papel importante en la

elongación celular, la síntesis de ácidos nucleicos, la respuesta hormonal y las funciones de la membrana; lo

cual puede estar estrechamente relacionado con el aumento de la vida en florero, por ejemplo al mantener

más estables las membranas celulares y evitar la pérdida de agua y solutos.

Es muy probable que los resultados mencionados, los cuales han mostrado un comportamiento positivo y se

han presentado en la mayoría de los casos en respuesta a la presencia del inóculo HSN; hayan sido debidos

a su capacidad para solubilizar nutrientes. Acorde con Tao et al., (2008), esta solubilización puede darse

gracias a los mecanismos de producción de ácidos orgánicos, como el ácido oxálico, entre otros, estos

ácidos pueden disolver bien sea minerales o compuestos que se encuentren precipitados en los suelos.

45

La planta alberga al hongo en su raíz como un endófito y en su rizósfera como microorganismo asociado. De

esta manera la planta nutre al hongo con fuentes de carbono (azúcares, aminoácidos, vitaminas) que éste

utiliza a través del ciclo de Krebs en el cual produce y libera ácido oxálico (Osorio, 2008). Una vez liberado,

el ácido oxálico cumple varias funciones, por un lado el protón acidifica el medio haciendo que con ello se

disuelvan algunos nutrientes precipitados como P, Ca, S, Mn y B. Por otro lado, el anión orgánico (oxalato)

puede formar complejos (quelatos) con Ca, Fe y Mn (Zapata, R. 2004), facilitando su movilidad y

disponibilidad en la solución del suelo lo que resulta en una mayor absorción y acumulación en los tejidos de

la planta.

Los ácidos orgánicos incrementan además la disponibilidad de micronutrientes, como Fe, Zn y Mn, en el

suelo al disminuir el pH en la rizósfera, o por la quelación de estos micronutrientes (Paredes & Espinosa;

2010). Es claro que si bien el microorganismo es el productor del ácido orgánico, es la planta la que provee

la energía necesaria para que ocurra el mecanismo.

Estas reservas acumuladas junto con el resultado acidificante de los ácidos orgánicos, pueden causar un

efecto vasodilatador que permita una mayor absorción de agua en la flor cortada y un mejor crecimiento y

desarrollo en plantas (Arango, 1997). También se sabe que el oxalato es un anión que puede (i) competir

con el fosfato por los sitios de adsorción sobre la superficie de las arcillas y (ii) desorber fosfato previamente

adsorbido sobre la superficie de las mismas (Ramírez y Osorio, 2005; Osorio & Habte, 2013).

Además podría ser que los ácidos orgánicos producidos por los HSN, interfieran o interactúen de alguna

manera con fitohormonas, al inhibir por ejemplo, la síntesis del etileno que afecta la senescencia de la flor

(Singh, et al., 2011), permitiendo así una mayor duración de la misma; o que quizás el metabolismo de las

plantas de crisantemo se vea positivamente influenciado por una mayor disponibilidad de nutrientes en la

solución del suelo (Juárez - López et al., 2011; Vidalie, 1992), lo que le permitiría a las raíces absorber una

mayor cantidad de ellos y así, la planta se encontraría mejor preparada energéticamente.

En este estudio, se encontró que la planta puede acumular más fósforo al ser inoculada con estos

microorganismos y dado que de acuerdo con Taiz, L. & Zeiger, E. (2006), una de las funciones del P es ser

componente de sustancias que almacenan y liberan la energía para reacciones metabólicas (ej.: ATP,

NADH2, NADPH); lo cual conlleva a incrementar reservas energéticas que posiblemente le proporcionen

ventajas a la planta (al contar probablemente con un mayor almacenamiento de nutrientes y de otras

sustancias en sus tejidos), al momento de soportar situaciones adversas; como la presencia de plagas,


enfermedades, estrés medio ambiental u otras condiciones difíciles; lo que se manifestaría por ejemplo, en

una mayor duración de florero o también en una mayor duración del buen estado del producto en viajes

largos de exportación, como es el caso del transporte marítimo hacia destinos lejanos.

Por otro lado, respecto a los resultados obtenidos por parte de los HMA, fueron observadas respuestas en su

mayor parte con efectos de disminución sobre algunas de las variables evaluadas (peso del ramo, número

de botones, contenido de P y N); lo que puede ser debido al manejo conjunto del sustrato y del cultivo en sí

(las plantas), por ejemplo, los contenidos de sales, de amonio y de fósforo, entre otros, afectan notoriamente

la colonización por parte de los HMA (Johnson et al., 1984); además, otros autores han reportado la baja

dependencia micorrizal del crisantemo, lo cual podría ser factible para el caso de la variedad Atlantis usada

en los experimentos.

Es bien sabido que el P es uno de los nutrientes menos disponibles para las plantas, en particular en suelos

altamente lixiviados y ácidos como los suelos del trópico y en los suelos provenientes de cenizas volcánicas

(Schroth & Krauss, 2006), como es el caso de los Andisoles, donde fueron cultivadas las plantas de estos

experimentos. Debido a lo anterior, es común la aplicación de altos niveles de fertilizantes, razón por la cual

dichos suelos presentan por ejemplo altos niveles de P (Jaramillo, 1995; Llive et al., 2015). Los niveles altos

de P pueden afectar la colonización micorrizal y por ende el desempeño de los HMA; de otro lado y aunque

los HMA pueden incrementar el área radicular (Osorio & Habte, 2014), es probable que también se presente

una competencia con otros microorganismos que no permitan expresar su acción benéfica.

Es por esto que también deben realizarse trabajos de investigación que permitan evaluar las interacciones

con otros microorganismos como por ejemplo: Azospirillum sp., Trichoderma sp., Metarhizium sp. y

Paecilomyces sp., entre otros. Es relevante también investigar la respuesta de la planta a estos

microorganismos y sus interacciones, así como los mecanismos de acción de éstos y sus efectos en el

metabolismo de las plantas.

Previos resultados en esta investigación, no han mostrado efectos positivos significativos de los HMA sobre

el crisantemo variedad Atlantis, sin embargo, es también probable que los HMA puedan tener efectos

interesantes sobre el control de plagas tales como nemátodos u otros patógenos presentes en el suelo. Bajo

las condiciones experimentales dadas durante esta investigación, no se vieron efectos en el suelo ni efectos

susceptibles de ser comparados, por lo que amerita continuar con otras investigaciones afines que permitan

a futuro conocer más acerca del efecto que puedan tener estos inoculantes sobre otras variedades de

crisantemo u otras especies.

47

Valdría también la pena evaluar o replicar estos experimentos en otras variedades y en otras especies y

estudiar otros parámetros tales como: de qué manera se vería impactada la productividad, cómo sería la

respuesta de estos inoculantes microbianos ante diferentes manejos del suelo (esterilización química, con

caldera, uso de diferentes tipos de materias orgánicas, composts, gallinazas, residuos verdes, etc.). Se

recomienda realizar estas investigaciones futuras con HSN y HMA, bajo diferentes niveles de P como

importante energético de la planta, con diferentes especies micorrizales y evaluar también la dependencia

micorrizal del crisantemo.

Estos inoculantes microbianos pueden ser considerados con un gran potencial de uso en cultivos como se

ha visto no sólo en esta investigación, sino también en otros trabajos previamente realizados en diferentes

cultivos, como Lulo, Café, Aguacate (Tamayo-Velez, A. & Osorio, N. W. 2016; Serna, 2014), Arroz (Rojas y

Moreno, 2008) en donde se encontró solubilización de nutrientes por parte de los HSN, lo que puede facilitar

a las raíces tomarlos de una manera más eficiente.

Se precisa además de un estudio de factibilidad o viabilidad económica en cuanto a costos de producción de

estos inoculantes microbianos o biofertilizantes y su utilización en los sistemas productivos en este caso del

crisantemo, su relación costo beneficio, bien sea beneficios directos como los aquí discutidos o indirectos

como el ser puentes que posibiliten una producción más limpia y sostenible para un mejor cuidado de los

recursos naturales.


Capítulo 5: Conclusiones y recomendaciones

5.1. Conclusiones

Con respecto a los objetivos planteados, se puede concluir que:

• El estado nutricional del crisantemo var. Atlantis, se mejoró significativamente al inocular HSN

• La altura de plantas de crisantemo var. Atlantis, aumentó de manera significativa, al inocular con

HMA y HSN individualmente, siendo mayor el incremento con HSN en semana siete

• La calidad del crisantemo var. Atlantis, en términos de duración en florero, mejoró significativamente

al inocular HSN

• La colonización de HSN en el sistema de raíces del crisantemo var. Atlantis fue buena en ausencia

del HMA y se vio afectada en su presencia; no se observó colonización de HMA en raíces

5.2. Recomendaciones

El interés por el uso de biofertilizantes ha venido incrementándose durante los últimos años, los resultados

obtenidos en varios cultivos y bajo condiciones diferentes han mostrado resultados motivadores, lo que ha

llevado a que éstos se usen cada vez más en diversos cultivos y en sus diferentes etapas de desarrollo. Las

necesidades nutricionales de los cultivos como el crisantemo, son tradicionalmente brindadas a través de la

fertilización química edáfica; sin embargo, los biofertilizantes o inoculantes microbianos como los utilizados

en este estudio, pueden ser una buena alternativa para el manejo sostenible y el complemento de las

necesidades nutricionales tanto de éste como de otros cultivos; al facilitar la absorción de nutrientes por

parte de las plantas.

49

Por lo anterior, es preciso continuar con este tipo de investigaciones en diferentes variedades de

crisantemos, en otras especies de ornamentales o para otros cultivos y evaluar factores tan importantes

como la productividad, el comportamiento de estos inóculos ante diferentes manejos del cultivo y del sustrato

(uso de compost, materia orgánica, etc.), bajo diferentes niveles de P en el mismo y con diferentes especies

micorrizales.

Es recomendable evaluar también la dependencia micorrizal del crisantemo y realizar trabajos de

investigación que permitan evaluar las interacciones con otros microorganismos tales como, Azospirillum sp.,

Trichoderma sp., Metarhizium sp. y Paecilomyces sp., etc.

Es relevante determinar la concentración óptima de ácidos orgánicos liberados por HSN, que sea suficiente

para aumentar de manera significativa la absorción de nutrientes por parte de la planta; se requiere también

más investigación para entender los factores que controlan la liberación de nutrientes a través de estos

ácidos orgánicos.

Es así como se hace indispensable continuar con este tipo de investigaciones en donde se pueda corroborar

lo obtenido en estos experimentos para diferentes variedades de crisantemos, para otras especies de

ornamentales o para otros cultivos de interés.

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Anexo A: Resultados de los análisis foliares finca Essence en la semana cuarta después de la siembra


Anexo B: Resultados de los análisis foliares finca Spring en la semana cuarta después de la siembra

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Anexo C: Resultados de los análisis de suelos finca Essence antes de la siembra


Anexo D: Resultados de los análisis de suelos finca Spring antes de la siembra

efecto de inoculantes microbianos sobre … · director el profesor orlando simón ruíz...

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