UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE PESQUERIA
AISLAMIENTO Y CULTIVO DE TRES ESPECIES DE
MICROALGAS CHLOROPHYTA CON POTENCIAL PARA LA
ALIMENTACION DE PECES AMAZONICOS
AUTORA: Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA
ASESORA: Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES
COASESOR: Blgo Pesq. ROGER BÁZAN ALVITEZ
TRUJILLO - PERÚ
2015
INFORME DE TESIS
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL
DE BIÓLOGO PESQUERO
Biblioteca Digital - Direccion de Sistemas de Informática y Comunicación - Universidad Nacional de Trujillo
Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia 2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.
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FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE PESQUERIA
AISLAMIENTO Y CULTIVO DE TRES ESPECIES DE
MICROALGAS CHLOROPHYTA CON POTENCIAL PARA LA
ALIMENTACION DE PECES AMAZONICOS
AUTORA: Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA
ASESORA: Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES
COASESOR: Blgo Pesq. ROGER BÁZAN ALVITEZ
TRUJILLO - PERÚ
2015
INFORME DE TESIS
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL
DE BIÓLOGO PESQUERO
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DEDICATORIA
A Dios aunque mis manos y mis
ojos no puedan tocarte ni verte
pero sé que existes y nunca me has
abandonado.
A mis dos pilares, mi motivación
Santiago y Belén porque todo lo
que soy es gracias a ellos, por estar
en cada paso que doy y alentarme
con sabios consejos y por todo su
amor brindado.
A mis hermanas Luz y Liceth que
me hacen porras en mi travesía por
la vida y enseñarme que crecer
juntas es estar en lo bueno y lo
malo.
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AGRADECIMIENTO
A la Dra. Alina Zafra Trelles que me brindó su asesoramiento y por estar pendiente de
cada paso que daba y a mis profesores de la Escuela Académica Profesional de Pesquería
por todos los conocimientos brindados durante mi formación y en especial a los
profesores: Geiner Bopp Vidal y Moisés Díaz Barboza.
Al Instituto de Investigación de la Amazonía Peruana (IIAP) sede Ucayali por haberme
brindado la oportunidad de poder realizar mi investigación en dicha institución y por
consiguiente al Blgo. Pesquero Roger Bazán Alvitez y Blgo. Acuicultor Humberto
Arbildo Ortiz, por su apoyo durante todo el proceso de la investigación.
A mi familia por esas llamadas y atenciones conmigo para que a pesar de la distancia
siguiera adelante. Asimismo a mis especiales amigos que me demostraron estar siempre
apoyándome: Enrique, Hugo, Irvin, Jampier, Jakeline y William.
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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
Dr. ORLANDO GONZÁLES NIEVES
RECTOR
Dr. RUBÉN VERA VÉLIZ
VICE-RECTOR ACADEMICO
Dra. WEYDER PORTOCARRERO CÁRDENAS
VICERRECTOR DE INVESTIGACION
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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS
Dr. JOSÉ MOSTACERO LEÓN
DECANO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS
Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES
DIRECTORA DEL DEPARTAMENTO DE PESQUERIA
Ms. C. LUIS ANGELO LUJÁN BULNES
DIRECTOR DE LA ESCUELA ACADÉMICO DE PESQUERIA
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DEL ASESOR
La que suscribe Dra. Alina Mabel Zafra Trelles asesora de la Tesis, certifica que ha sido
desarrollada en conformidad con los objetivos planteados, la cual ha sido revisada y acoge
las observaciones y sugerencias alcanzadas.
Por lo tanto autorizo a la Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA continuar con el
trámite correspondiente.
Trujillo, setiembre 2015
……………………………………..
Dra. Alina Mabel Zafra Trelles
ASESORA
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PRESENTACIÓN
Señores miembros del jurado:
En cumplimiento con las disposiciones de la Facultad de Ciencias Biológicas de la
Universidad Nacional De Trujillo someto a vuestra consideración para que se evalué el
informe de tesis: Aislamiento y cultivo de tres especies de microalgas Chlorophyta
con potencial para la alimentación de peces amazónicos, siendo uno de los requisitos
para optar el título de Biólogo Pesquero.
Trujillo, setiembre 2015
…………………………………………..
Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA
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MIENBROS DEL JURADO
………………………………………………….
Dr. MOISES EFRAÍN DIAZ BARBOZA
PRESIDENTE
…………………………………………….
MS. C. LUIS ANGELO LUJÁN BULNES
SECRETARIO
…………………………………………….
Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES
VOCAL
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RESUMEN
El objetivo de la investigación fue aislar y cultivar tres especies de Chlorophyta con
potencial para la alimentación de peces amazónicos, para ello se colectó agua con una red
de fitoplancton de 25µ de los estanques del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali, para
la identificación de microalgas presentes en la zona. Se realizó una valoración de estas
microalgas posibles y se procedió al aislamiento utilizando el método combinado
(diluciones sucesivas y sembrado en agar), el cultivo se realizó en un periodo de 10 días
con cuatro dosis (Control; 0,5; 1; 1.5 ml/l) de medio nutritivo HM. Se reportaron 64
especies de microalgas, Por haber obtenido el mayor puntaje de valoración, se aislaron
Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. para el aislamiento, este proceso
se realizó en 22 días para Chlorella sp., mientras que Scenedesmus acutus y Nannochloris
en 25 y 27 días respectivamente. Se cultivaron estas tres Chlorophyta con el medio
nutritivo HM con una densidad celular máxima en Chlorella sp. de 85000 cél/ml con
1,5ml/l, Scenedesmus acutus 33750 cél/ml con 0,5 ml/l y Nannochloris sp. 34000 cél/m
con 1,5 ml/l.
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Palabras claves: aislamiento, Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp.,
cultivo, Densidad celular.
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ABSTRACT
The aim of the research was to isolate and grow three species of Chlorophyta with
potential for Amazonian fish feed for this water was collected with a network of
phytoplankton ponds 25μ IC Dale E. Bandy IIAP - Ucayali, to identify microalgae present
in the area. an assessment of these possible microalgae was performed and isolation
proceeded using the combined method (successive dilutions and seeded agar), culturing
was performed in a 10 day period with four doses (control, 0.5, 1, 1.5 ml/l ) of nutrient
medium HM. 64 species of microalgae were reported for having obtained the highest
score of valuation, were isolated Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. for
isolation, this process was conducted in 22 days, Chlorella sp., Scenedesmus acutus while
Nannochloris and in 25 and 27 days respectively. these three Chlorophyta were cultured
in nutrient medium HM with maximum cell density in Chlorella sp. 85,000 cells/ml to
1.5 ml/l, Scenedesmus acutus 33,750 cells/ml to 0.5 ml/l Nannochloris sp. 34000 cells/ml
with 1.5 ml/l.
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Keywords: insulation, Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp., culture, cell
density.
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ÍNDICE
Pág.
CARATULA………………………………………………………………………......i
CONTRACARATULA……………………………………………………………….ii
DEDICATORIA………………………………………………………………………iii
AGRADECIMIENTO………………………………………………………………...iv
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD…………………………………………..v
AUTORIDADES DE LA FACULTAD………………………………………………vi
DEL ASESOR………………………………………………………………………...vii
PRESENTACIÓN…………………………………………………………………….viii
MIENBROS DEL JURADO………………………………………………………….ix
RESUMEN…………………………………………………………………………….x
ABSTRACT…………………………………………………………………………..xi
INTRODUCCIÓN……………………………………………………………….…….1
MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………………………........6
RESULTADOS………………………………………………………………………..24
DISCUSIÓN…………………………………………………………………………..53
CONCLUSIONES……………………………………………………………….……58
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS………………………………………………..59
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INTRODUCCIÓN
Las comunidades de fitoplancton constituyen uno de los eslabones más importantes en
las redes tróficas de los ecosistemas acuáticos tanto continentales como marinos, ya que
son la base de la mayor parte de las cadenas alimentarias acuáticas (González, 2010).
Estos organismos fotosintéticos contienen clorofilas y pigmentos carotenoides, lo que las
hace pioneras en la producción primaria de la cadena alimenticia acuática (Benavides &
Torzillo, 2008; Sánchez et al., 2008).
En los ecosistemas naturales acuáticos, la continuidad de las especies depende del
equilibrio establecido entre los diferentes niveles de la trama trófica, así el desarrollo y
supervivencia de larvas y juveniles depende de la presencia de organismos que conforman
el fitoplancton y el zooplancton (Torrentera & Tacon, 1989).
Gonzales et al. (1992) mencionan que en la acuicultura, las microalgas contribuyen a
mantener la calidad del agua de los estanques ya que a consecuencia de su función
fotosintética producen oxígeno, para el crecimiento y desarrollo de la mayoría de las
etapas larvales de diversos organismos acuáticos., ya que en la industria acuícola
considera como un aspecto importante el cultivo de organismos acuáticos se necesita el
conocimiento de alimento vivo como las microalgas y zooplancton (Sánchez et al., 2008).
Según Medina et al. (2012) reportan que los éxitos en los cultivos de peces están
relacionados con una adecuada técnica de alimentación a base de alimento vivo como
rotíferos, copépodos y artemia que permite el desarrollo de las larvas de peces. La
demanda de esta producción de alimento vivo será aprovechada en la acuicultura
comercial.
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El tamaño celular es un factor importante a considerar entre la gran variedad de especies
de microalgas utilizadas en acuicultura, que fluctúan entre 5 µ en el género Chlorella a
100 µ en Nitzchia (Castro et al., 2003; Quevedo et al., 2008). Estas microalgas deben
tener un tamaño adecuado para la 1a ingestión entre 1 y 15 µ para los peces filtradores
y de 10 a 100 µ para los peces herbívoros también deben ser de fácil digestión, y presentar
altas tasas de crecimiento, además de responder al cultivo en masas y también deben ser
estables frente a las fluctuaciones de temperatura, luz y nutrientes como puede ocurrir en
los criaderos; por último, deben tener una buena composición de nutrientes, incluyendo
la ausencia de toxinas que podrían ser transferida a la cadena alimenticia, estos son
algunos de los factores que se consideran decisivos para la elección de una o varias cepas
microalgales (Cañavate, 2001; Sánchez, 2011 & Salazar, 2012).
Cañavate (2001) menciona que la captura del primer alimento comienza cuando las larvas
de las especies en cultivo terminan de consumir su vitelo, el cual es la reserva energética
que alimenta al embrión por varios días, este es el punto crítico en la vida de las larvas
de los peces. Se tiene conocimiento que es la etapa larvaria en donde se presenta la mayor
mortalidad, ya que en este periodo las especies son más vulnerables a las condiciones del
medio, a las enfermedades y al alimento, ya sea vivo o inerte.
Dentro del alimento vivo, las microalgas (fitoplancton) juegan un papel importante en las
primeras horas de vida de las larvas, cuando inician la búsqueda de su alimento. El
alimento vivo tiene cualidades que no tiene un alimento inerte, como es el movimiento,
que estimula ser atrapado por el depredador; el color, que es atractivo para su captura y
la calidad nutritiva, ya que los organismos que se aprovechan como alimento y que se
cultivan, contienen la cantidad y la calidad de nutrimentos indispensables para el
adecuado crecimiento de las especies en el agua (Castro et al., 2003).
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En los sistemas intensivos se utilizan cultivos de líneas seleccionadas de microalgas,
actualmente se emplean más de 40 especies diferentes, la mayoría son marinas y de agua
dulce que se suelen cultivar (Infante et al., 2012). Más de 60 años de investigación en
Ficología Aplicada avalan un conocimiento actual sobre la producción masiva de
microalgas a nivel mundial (Cañavate, 2009), mientras se agrava en la piscicultura
amazónica, puesto que todas las especies de peces en sus estadios tempranos se alimentan
de prioritariamente de microalgas (Ismiño, 2002).
El estudio de las comunidades fitoplanctónicas en la Amazonía peruana es aún escaso,
estos se han realizado exclusivamente en ecosistemas acuáticos naturales como: lagunas,
cochas y ríos con fines de evaluar los recursos hídricos e inventariar las microalgas en los
cuerpos de agua de la zona, los trabajos más destacados son los reportados por Riofrío et
al. (2003) y ENVIROLAB PERÚ SAC (2010) quienes reportan la presencia de
microalgas no sólo en los ecosistemas acuáticos sino también en los tractos digestivos de
varias especies ícticas en cantidades representativas. A pesar ello, la diversidad señalada
por estos autores es menor y oscila entre 14 y 52 especies en comparación con otros
ecosistemas acuáticos evaluados, así lo demuestran Ortega et al. (2010) quienes reportan
entre 96 y 115 especies de fitoplancton en cinco ecosistemas acuáticos del bajo
Urubamba-Cusco.
Entre las microalgas más investigadas tenemos a Chlorella sp., un alga verde de forma
elipsoidal, la cual crece en forma de células simples, Pertenece a la división Chlorophyta
y a la clase de las Chlorophyceae presentan un diámetro de 2 a 10 µ. Se ha cultivado de
forma intensiva con fines de alimentación y obtención de metabolitos, debido a la alta
concentración de proteínas (60%), aminoácidos esenciales (18), vitaminas y minerales
(Merino et al., 2007 & Infante, 2012).
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En cuanto a Scenedesmus acutus se caracterizan por ser algas verdes coloniales con 4, 8
o 16 células dispuestas en fila simple o doble, las células son generalmente cilíndricas,
ovoides o fusiformes. Comúnmente se encuentran en el plancton de agua dulce de ríos,
estanques y lagos y a veces en el hábitat salobre. Es importante debido a que presenta el
55% de proteínas, 12% de lípidos y 18% de carbohidratos (Merino, 2010).
Otra microalga importante es la Nannochloris sp., que se caracteriza por ser un alga
verde no móvil sin flagelos, célula esférica 1,5 a 2,5 µ de diámetro, con algunas
características distintivas. El cloroplasto es generalmente en forma de U en las células
sanas, permanecen en suspensión sin aireación que puede ser una ventaja en la
acuicultura fuente de alimento popular de rotíferos, almejas ostras y camarones larvas de
peces (Hoff & Snell., 1987).
Nutricionalmente, las microalgas son fuente de macronutrientes, vitaminas y elementos
traza; en el caso de las comunidades acuáticas, son la fuente más importante de proteínas,
carbohidratos y ácidos grasos estos son asimilados inmediatamente, y por tener enzimas
que son necesarias para el desarrollo y crecimiento durante las etapas iniciales de vida de
los peces. En la acuicultura es un reto garantizar la supervivencia de las larvas y post
larvas de los peces para asegurar una buena producción (AQUAHOY, 2015).
Uno de los factores limitantes para la producción de la mayoría de las especies nativas y
algunas foráneas en cautiverio es la alimentación de larvas y post larvas, para obtener una
sobrevivencia significativa de las mismas y se debe producir alimento específico para los
mismos a costos bajos (Hahn et al., 2007).
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Especies comerciales en la acuicultura amazónica como Colossoma macropomum
“gamitana” y Piaractus brachypomus “paco” son importantes por su adaptabilidad en
cautiverio, rápido crecimiento, resistencia al manipuleo, buena conversión alimenticia y
buena aceptación en el mercado (IIAP, 2006), estos organismos en sus primeros estadios
de larvas y alevinos consumen mayormente organismos fitoplanctonicos y
zooplanctónicos como rotíferos, cladoceros, copépodos, conchostracos, chironomidos.
Gamitana y paco son considerados peces omnívoros con tendencia a lo vegetal, filtran
plancton complementando su dieta con microalgas, como lo demuestra la presencia de
numerosas y finas branquiespinas que le facilitan la filtración de microorganismos
(Salvador, 2012). Es aún desconocido su primer alimento después de consumir su saco
vitelino en los peces amazónicos es por ello se necesita realizar más investigaciones
sobre las microalgas como alimento de estos organismos.
En la acuicultura es un reto garantizar la supervivencia de las larvas y post larvas de los
peces para asegurar una buena producción. En ese sentido, el IIAP como principal centro
de producción de alevinos de la región Loreto, aplica el uso de cultivos de microalgas en
la alimentación de larvas y post larvas de las especies paco y gamitana, con la garantía
del 65% de la supervivencia (AQUA, 2014). Es por ello, que el objetivo de la presente
investigación fue aislar y cultivar tres especies de microalgas Chlorophyta con potencial
para la alimentación de peces amazónicos.
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MATERIAL Y METODOS
2.1 Zona De Estudio
La investigación se realizó en el Centro de Investigación Dale E. Bandy del IIAP -
Ucayali (figura 1), ubicado en la carretera Federico Basadre km. 12.4 margen derecho
entre las coordenadas 08º24’04’’ S - 74º38’24’’ O, a una altitud de 151 msnm, en el
distrito de Yarinacocha, Provincia de Coronel Portillo, Departamento de Ucayali.
Se evaluó la comunidad de fitoplancton en tres embalses y doce estanques semi-naturales,
estos ambientes (zonas de muestreo) fueron utilizados para el manejo de reproductores y
post-larvas de paco y gamitana.
Figura 1. Zonas de muestreo de C.I. Dale E. Bandy del IIAP - Ucayali estanques;
embalses. Fuente: Google Earth, 2015.
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2.2 Identificación y cuantificación de fitoplancton.
2.2.1 Colecta de fitoplancton:
La colecta de la muestra se realizó los días 11 y 12 de marzo 2015 a las 10:00 horas,
Se filtró 100 L de agua de la superficie de 15 cuerpos de agua de la estación,
utilizando para ello una red de fitoplancton de 25µ obteniendo un filtrado de 250 ml
de la muestra, Posteriormente el agua pasó por una malla de 1mm de abertura para
eliminar el material orgánico e insectos. Para la preservación de las muestra se agregó
1ml de formalina al 10%.
2.2.2 Identificación y conteo del fitoplancton (microalgas)
Se realizó en el área de cultivo del Laboratorio de producción de fitoplancton y zooplancton
del C.I. Dale E. Bandy, donde las muestras rotuladas fueron analizadas, previa
homogenización manual de la muestra, para ello se utilizó un gotero, del cual se
tomó una gota colocándola sobre una lámina portaobjeto y cubriéndola con una
lámina cubreobjetos, se colocó al microscopio binocular (Carl Zeiss) observando las
especies de microalgas a 10X, 40X y 100X de aumento este procedimiento se realizó
tres veces por muestra.
a b c
Figura 2. Obtención de fitoplancton de los estanques semi-naturales: a) colecta de
agua para el filtrado E-5A, b) filtración con la red de fitoplancton,
c) muestras rotuladas.
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Ubicada una especie de microalga en el microscopio se procedió a dibujar y anotar
en la ficha de identificación de fitoplancton diseñada por el personal de investigación
(Tabla 1), también se procedió a foto-documentar. Para la identificación de las
microalgas, se utilizó claves taxonómicas y bibliografía especializada de: Bourrelly
(1972); Fernández (1982); Vela, (1984); Document, (1997); Acleto & Zúñiga (1998);
Díaz (2002). La densidad microalgales (cél /ml) fue realizada en base a su conteo en
la cámara de Neubauer.
a b
Figura 3. Proceso de identificación de fitoplancton: a) observación las microalgas
con aumento de 10X. b) Cuantificación de microalgas en la cámara de
Neubauer.
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Tabla 1.Ficha de identificación de fitoplancton utilizada en la investigación
FICHA DE IDENTIFICACIÓN DE FITOPLÁNCTON
Fecha de colecta: ……………….. Color: …………….Transparencia: …………
Estanque: …………………………Fecha de muestreo: ………………………..
Esquematización IV III I II
CONTEO
TOTAL
Esquematización IV III I II
CONTEO
TOTAL
Esquematización IV III I II
CONTEO
TOTAL
Esquematización IV III I II
CONTEO
TOTAL
Observaciones:………………………………………………………………………
…
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2.3 Criterios para la selección de fitoplancton (microalgas)
Para la selección de microalgas con potencial para la alimentación de peces amazónicos
en sus estadios iniciales, se estableció criterios modificados del informe técnico de
selección de microalgas para la alimentación de post-larvas de paiche (Arapaima gigas,
Cuvier 1829) del Centro de Investigaciones Dale E. Bandy del Instituto de
Investigaciones de la Amazonia Peruana, Sede Ucayali - 2014.
La valoración para seleccionar las microalgas se basó en considerar 12 criterios (Tabla 2)
las cuales fueron modificadas para esta investigación. Los criterios 1 y 2 fueron obtenidos
de las zonas de muestreo de C.I. Dale E. Bandy, mientras que los criterios 3 al 12 fueron
obtenidos de los artículos científicos y tesis de grado a excepción del criterio 8 (impacto
ambiental) que fue evaluado con la matriz de Leopold (1971) en esta investigación.
Estos criterios permitieron seleccionar las microalgas que cumplan con los requisitos
primordiales en la alimentación de peces amazónicos.
Tabla 2.Criterios para la selección de microalgas, como alimento de peces amazónicos.
N° CRITERIOS 1 2 3 4
1 Presencia en la zona Ausente ----------- ----------- Presente
2 Abundancia relativa
(cél/ml)
0-2 3-5 5-10 >10
3 Crecimiento poblacional 4 Semanas 3 Semana 2 Semana 1 Semana
4 Adaptación a sistemas de
cultivo
NO SI
5 Tamaño celular (μm) >76 75- 51 26- 50 2 -25
6 Comportamiento parasito SI NO
7 Producción de toxinas SI ----------- ----------- NO
8 Impacto ambiental Críticos Severos Moderados Irrelevantes
9 Contenido proteico (%) <20 20-42 43 -65 >65
10 Contenido de lípidos (%) <20 20-25 26-30 >30
11 Concentración de clorofila Solo C Solo B solo A y C A y B
12 Niveles de organización Filamentoso Colonial 2
Propiamente
dichas
Colonia 1
cenobio
Unicelular
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2.3.1 Definición de los criterios de selección
Presencia en la zona: Según los estudios realizados en la investigación se realizó una
identificación de las microalgas en C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali para conocer
la presencia o ausencia de éstas.
Abundancia relativa: La cuantificación de las microalgas en los estanques de la
estación con la notación cél/ml, esto se realizó con una cámara de Neubauer.
Crecimiento poblacional: Se determinó el tiempo que se necesitó para su crecimiento
microalgal.
Adaptación a sistemas de cultivo: Se consideró cuando la microalga presentó
condiciones favorables para su crecimiento y su cultivo para así lograr la masificación,
se consideraron también microalgas posibles potenciales de acuerdo a sus beneficios.
Tamaño celular: Se consideró a la unidad de medida en micras (μ) lo cual permitió
la aceptabilidad en el pez de acuerdo al tamaño de boca. Fue uno de los criterios más
importantes en la selección, ya que depende de la especie a alimentar. El tamaño
celular afectó a las eficiencias de filtración e ingestión (Abalde, 2004).
Comportamiento parásito: Se evaluó si la microalga realizaba alguna relación
interespecifica.
Producción de toxinas: Se evaluó la liberación de sustancias tóxicas que perjudican
al organismo cuando lo consume.
Impacto ambiental: Se determinó las consecuencias producidas por las microalgas al
medio ambiente y al organismo.
Contenido proteico: Fue uno de los criterios principales para la selección, estos
valores de proteína controlaron el valor nutritivo que el pez requiere en sus estadios
iniciales, este criterio estuvo expresado en porcentaje.
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Contenido de lípidos: Contenido de ácidos grasos en la microalga para que pueda
asimilar el pez en la segunda semana. Los lípidos de la dieta constituyeron fuentes de
energía metabólica y de metabolitos específicos que fueron esenciales para el
crecimiento de los animales. Sin embargo, altos niveles de lípidos en la dieta dan como
resultado altos niveles de lípidos en el animal, que se depositan como grasa en las
vísceras durante el crecimiento (Abalde, 2004).
Concentración de clorofila: Se consideró para conocer la pigmentación de la piel y
la carne de peces.
Niveles de organización: adaptación al medio en el que viven, las microalgas pueden
ser unicelulares (algas libres) que forman una célula o coloniales 1(cenobio) que
forman células definidas debido a que no aumentan al llegar la madurez, estas
comparten la mismas funciones; algas colonia 2 (propiamente dichas) son aquellas que
tienen varias células y presentan diferentes funciones vegetativas y reproductivas,
mientras la filamentosas poseen ramificaciones en su estructura (Cabral& Vallejos,
2010).
2.3.2 Tabla de Leopold (1971) empleada en el criterio impacto ambiental
Se utilizó la matriz de evaluación de impacto ambiental de Leopold para lo cual se
evaluó las microalgas por divisiones taxonómicas.
En cuanto a la naturaleza del impacto se consideró: positivo (+) y negativo (-)
I=+/- (3I+2EX+MO+PE+RV+SI+AC+EF+PR+MC)
)
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Los impactos con los valores de importancia inferior a 25 se consideraron irrelevantes o
compatibles, mientras que los impactos moderados presentaron una importancia entre 25
a 28. Los impactos severos cuando la importancia fluctuó entre 29 y 30 y críticos cuando
el valor fue superior a 31. Las microalgas fueron seleccionadas de acuerdo a la valoración
obtenida en la tabla 3, según los criterios antes señalados.
INTENSIDAD (I) EXTENSIÓN(EX)
Baja 1 Puntual 1
Media 2 Parcial 2
Alta 4 Extenso 4
Muy alta 8 Total 8
Total 12 PERSISTENCIA (PE)
MOMENTO (MO) Fugaz 1
Largo plazo 1 Temporal 2
Medio plazo 2 Permanente 4
Inmediato 4 EFECTO (EF)
REVERSIBILIDAD (RV) Indirecto 1
corto plazo 1 Directo 4
mediano plazo 2 RECUPERABILIDAD(MC)
Irreversible 4 Recuperable en forma inmediata 1
ACUMULACIÓN (AC) Recuperable a mediano plazo 2
Simple 1 Mitigable 4
Acumulativo 4 Irrecuperable 8
PERIOCIDAD (PR) SINERGIA
Irregular 1 Sinergia 2
Periódico 2 Muy sinérgico 4
Continuo 4 No sinérgico 1
Definición Valoración Observaciones
Seleccionable 32 - 48 Presenta las condiciones más adecuadas para la
alimentación de peces
Re-evaluable 16 - 31 Requiere una evaluación detalla, antes de decidir su
elección o descarte
No
seleccionable
0 -16 De poca importancia para la alimentación de peces
Tabla 3. Valoración para la selección de microalgas.
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2.4 Aislamiento de las microalgas.
2.4.1 Recolección de Fitoplancton (Microalgas)
La recolección se realizó en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP - Ucayali en los estanques
seleccionados con mayor abundancia de las tres especies seleccionadas para el
aislamiento, para ello se realizó un estudio previo para identificar y cuantificar
fitoplancton de los estanques.
La colecta se realizó entre las 9 y 10h, utilizando una red de fitoplancton de 25µ,
filtrando 100L de agua de los embalses y estanques, concentrando finalmente 250 ml
de muestra. Posteriormente el agua se pasó por una malla de 1mm para eliminar el
material orgánico e insectos presentes.
c b c a
Figura 4. Proceso de colecta de fitoplancton a) Filtración de fitoplancton con malla de
25µ. b) Separación de materia orgánica e insectos con una malla de 1mm,
c) filtrado final de la muestra de los estanques.
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2.4.2 Diluciones e incubación seriadas
El fitoplancton colectado fue diluido e incubado, con la finalidad de purificar la
muestra. Las disoluciones se realizaron en tubos de ensayo de 20ml, conteniendo
para ello un medio enriquecido con el patrón HM; estos fueron mantenidos en el
laboratorio con iluminación continua.
La primera dilución: 10 ml de inóculo y 10 ml del medio enriquecido HM
La segunda dilución: 5 ml de inóculo y 10 ml del medio enriquecido HM
La tercera dilución: 2.5 ml de inóculo y 12.5 ml del medio enriquecido HM.
Se colocaron los tubos de ensayo en un flujo laminar convencional además se
monitoreó el crecimiento de la microalga, cuando este predominó se procedió a
seleccionar la especie, hasta obtener una muestra pura.
b c a
Figura 5. Proceso de purificación: a) disolución de muestras colectadas b) incubación de
microalgas, c) colocación en el flujo laminar tradicional
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2.4.3 Siembra de microalgas en medio sólido (placa Petri)
Se utilizó Agar agar en una concentración de 1% que equivale 1 g de Agar agar por
100 ml del medio de cultivo enriquecido, posteriormente fue esterilizado en una
autoclave a 120 °C durante un periodo de 15 minutos, se mantuvo en el autoclave
durante 4 minutos, posteriormente se retiró el líquido al cual se dejó enfriar por 10
minutos hasta que solidifique a temperatura ambiente. Luego se trasfiere en placas
Petri para realizar el sembrado de la microalga deseada utilizando para ello el aza
bacteriológica mediante el método estría cruzada.
a b
d c
Figura 6. Pasos para el Sembrado en medio Sólido: a) pesado de agar-agar.
b) dilución de agar- agar. c) materiales de siembra en medio sólido.
d) Estriamiento con aza bacteriológica.
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2.4.4 Inoculación:
En matraces de 200 ml se realizó el sembrado con el medio nutritivo para ello se realizó
un raspado con la aza bacteriológica al sembrado en agar agar que contenía la
microalga, esto se diluyó en 50 ml de medio nutritivo, sin embargo en los inóculos fue
necesario que se agite cada matraz manualmente por lo menos dos veces al día.
2.4.5 Conservación de la cepa monoalgales:
Con el aza bacteriológica se realizó el sembrado en tubos de ensayo de 20 ml
mantenidos en una refrigeradora con iluminación continua o en un cepario, para su
conservación.
Figura 7. Inoculación de Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp.
Figura 8. a) Sembrado de la microalga en tubos de ensayo, b) Cepario de microalgas
a b
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2.5 cultivos
Con las tres cepas de microalgas aisladas se procedió a cultivarlas independientemente
para su evaluación para ello se procedió a los siguientes pasos:
2.5.1 Instalación del módulo del cultivo de microalgas
Para la instalación del módulo del cultivo de microalgas, se tuvo en cuenta que
fuese un lugar cerrado, con aireación y luz solar disponible; con estas condiciones
se eligió instalar en el laboratorio de producción de fitoplancton y zooplancton del
Instituto de Investigación de la Amazonia Peruana (IIAP). Se trabajó con 12
unidades experimentales, distribuidas en cuatro tratamientos con tres repeticiones
por cada especie cultivada. Las unidades experimentales estuvieron conformadas
por botellas de plástico de 3 L de capacidad, por la parte superior de la botella se
colocó algodón para evitar que las microalgas cultivadas sean contaminadas, estas
contaron con un sistema de aireación constante.
a b
Figura 9. Instalación de la unidad experimental: a) Adición de 200 ml de inoculo
b) Adición del medio nutritivo HM a las unidades experimentales.
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2.5.3 Preparación de los medios de cultivo
Se utilizó Urea como fuente de Nitrógeno (N), Cloruro de potasio (KCl) como
fuente de Potasio (K), Superfosfato simple de calcio (SPC) como fuente de Fosforo
(P) y el Patrón de Clavo como fuente de Fierro (Fe).
Para la preparación de las soluciones de N, P y K, se utilizó la dilución de los insumos
con agua destilada teniendo en cuenta las siguientes proporciones.
a b c
Figura 10. Unidades experimentales a) cultivo Chlorella sp. , b) Cultivo de
Scenedesmus acutus, c) Cultivo de Nannochloris sp.
a b
Figura 11. Medio Heussler Merino H-M: a) Componentes para la preparación
del medio HM, b) medio nutritivo para el cultivo de microalgas HM.
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Se preparó 1 litro de solución nitrógeno, para lo cual se pesó 352 g de Urea y se
diluyó en 1 litro de agua destilada.
Se preparó 1 litro de solución potasio para lo cual se pesó 380 g de Cloruro de
potasio y se diluyó en 1 litro de agua destilada.
Se preparó fósforo para lo cual se pesó 110,8 g de Superfosfato simple de calcio
y se diluyó en 1 litro de agua destilada.
Se preparó el patrón de clavo para ello se utilizó 5 g de clavos la cual fue
desintegrado en 200 ml de ácido Muriático para luego aforar en 1litro de agua
destilada.
Luego que se obtuvo de esta forma las soluciones de macro y micronutrientes que
conforman el Medio HM, el cuál fue utilizado como fuente única de nutrición para
el desarrollo poblacional de las microalgas, siendo conservadas a 1°C. (Información
personal: Merino Moya, Fernando, 2007)
2.5.4 Preparación del inoculo
Para iniciar los bioensayos se prepararon un total de 2,4 L de inoculo de cada especie.
Que consistió en introducir 50 ml de cepa diluida en 50 ml de medio nutritivo en
matraz de Erlenmeyer de capacidad de 100 ml, trascurrido siete días se procedió a
elevar el cultivo en matraces de Erlenmeyer de capacidad de 250 ml agregando 100
ml inoculo con 100 ml de medio nutritivo, este procedimiento se realizó hasta obtener
inóculos de 200 ml.
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2.5.5 Comparación de dosis de HM
Se realizó bioensayos para cada especie en la cual se utilizaron cuatro dosis
diferentes: control, 0,5; 1; 1,5 ml/L del medio de cultivo HM por cada litro de cultivo,
con sus respectivas repeticiones. En total se utilizaron 36 unidades experimentales.
Se empleó un diseño de bloqueos completamente al azar.
Las unidades experimentales consistieron en botellas de plástico de capacidad de 3L,
A cada botella se colocó 200 ml de inóculo de la especie más 1,8 L de agua, haciendo
un total de 2 L
a b c
Figura 12. Preparación del inóculo: a) agregado del medio H-M. b) inóculo de
50 ml. c) inóculo de 200 ml inicio del cultivo
DOSIS DE HM (control; 0,5; 1; 1,5)
T1R1 T3R1 T1R2
T2R2 T4R3 T3R3
T4R1 T2R3 T1R3
R
E
P
E
T
I
C
I
O
T4R2
T2R1
T3R2
Figura 13. Diseño de experimentación 4x3
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Figura 14. Registro de parámetros físico químicos: a) Medición de nitrito y amonio con
el kit de análisis La Motte. b) registro de pH con el multiparametrico.
2.5.6 Evaluación de parámetros físico-químicos
La evaluación de los parámetros físico químicos se realizaron tres veces al día (7am,
1pm, 7 pm) durante los 10 días de cultivo las mediciones de los parámetros físicos y
químicos consistieron en registrar: temperatura del agua de los cultivos y la medición
de pH del agua con un multiparamétrico de marca HQ 40d, previo a esto se realizó
la medición de nitrito y amonio durante el inicio y el final de los cultivos con un kit
de análisis la Motte.
2.5.7 Monitoreo celular.
Diariamente se realizó el contaje de las microalgas a las 9 am con una cámara de
Neubauer, la densidad celular (cél/ml) de cada uno de los tratamientos. (Olvera et
al., 2003).
El conteo celular se realizó con un microscopio de marca ZEISS durante 10 días que
duro el manejo microalgal. La fórmula utilizada para el cálculo de la densidad celular
según Bastidas, (2008).
a b
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2.5.8 Análisis de datos:
Para la comparación de dosis de medio HM se realizó un análisis estadístico
ANOVA en el programa estadístico SISVAR versión 5.4 con u intervalo de confianza
de 95% (p< 0.05) para comparar medias entre tratamientos y regresión.
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RESULTADOS
3.1 Análisis cualitativo de fitoplancton
Se identificaron 64 especies de las divisiones: Chlorophyta, Euglenophyta,
Bacillariophyta y Cyanophyta en los 15 estanques analizados correspondientes a las
zonas de muestreo estos representan el 73 % de C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali,
(Tabla 4). La división Chlorophyta fue la que presentó un mayor número de especies con
un total de 32 especies correspondiendo al 50 %, con 13 especies la división Euglenophyta
que representó el 20,31 %, por el contrario Bacillariophyta con 12 especies con 18,75 %
y Cyanophyta con 7 especies representando el 10,94 %, estas fueron las que se registraron
en menor número de especies (Figura 15).
50%
20.31%
18.75%
10.94%
Figura 15. Porcentaje de abundancia relativa de divisiones taxonómicas de Fitoplancton
registradas en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP-Ucayali, 2015. Chlorophyta;
Euglenophyta; Bacillarophyta; Cyanophyta.
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DIVISION CLASE ORDEN FAMILIA ESPECIE
Botryococcus sp1.
Botryococcus sp2.
Pediastrum dúplex
Pediastrum tetras
Selenastrum gracile
Chlorella sp.
Tetraedon hastatum
Tetraedon trigonum
Actinastrum hantzschii
Scenedesmus acutus
Scenedesmus javanensis
Scenedesmus quadricuada
Scenedesmus sp.
Desmodesmus sp.
Selenastrum sp.
Selenastrum gracile
Tetrastum sp
Volvococales Volvocaceae Pandorina sp.
Closterium sp.
Closterium parvulum
Arthrodesmus convergens
Coelastrum microporum
Cosmarium sp.
Cosmarium reniforme
cosmarium botrytis
pleurotaenium spp
Xanthidium sp
Staurastrum mutabile.
Staurastrum sp.
Mougeotia sp.
Spirogyra sp.
Oedogoniales Oedogoniaceae Oedogonium sp
Desmidiaceae
ChlorophytaChlorophyceae
Choococcales
Zynematales
Oocystacea
Scenedesmaceae
Botryococcaceaea
Hydrodictyaceae
Zygnemataceae
Euglena acus
Euglena oxyuris
Euglena sp.
Phacus sp
Phacus tricoter
Phacus longicauda
Trachelomonas bacillifera
Trachelomonas hispida
Trachelomonas sp1
Trachelomonas sp2
Trachelomonas sp3
Trachelomonas volvocina
Lepocindis sp
EuglenophytaEuglenophyceae euglenales euglenaceae
Navicola sp
Navicola lanceolada
Pinnularia sp.
Pinnularia gibba
Gyrosigma sp.
Synedra sp.
Epithemia turgida
Cimbella sp.
Gomphonema sp.
Synedra sp.
Epithemia turgida
Tabellariales Tabellariaceae Tabelaria fenestada
Pennales
CymbellaceaeBacilla
riophyta
Cyanophyceae
Naviculaceae
Fragilariaceae
Chroococcus sp.
Microcystis sp.
Microcystes aeruginosa
Spirulinaceae spirulina sp.
Synechococcaceae Aphanotheca sp.
Oscillatoriaceae Oscillatoria sp.
Cyanobacteria Nostocales Nostocaceae Anabaena sp.
TOTAL: 4 5 9 6 64
Cyanophyta Cyanophyceae Chroococcales
Chroococcaceae
Tabla 4: Especies de microalgas, identificadas en el C.I Dale E. Bandy del IIAP-Ucayaly
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De las microalgas más frecuentes se encontraron Chlorella sp. Scenedesmus
quadricuada, Scenedesmus sp. , Botryococcus sp. (Tabla 5), mientras que por estanque la
mayor ocurrencia se presentó en el estanque 6 con 11 especies de la división
Chlorophyta, sin embargo cinco especies de la división Euglenophyta presentaron mayor
ocurrencia en el EM-2, mientras que Bacillariophyta presentó cinco especies en el
estanque 6B y la división Cyanophyta presentó tres especies en el estanque 6B, estos
valores fueron la mayor ocurrencia presentada (Figura 16).
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
1 2 3 P 1A 3A 3B 3C 5A 5B 5C 5D 6 6A 6B
N°
Esp
ecie
s
Zonas De Muestreo
Figura 16. Número de especies por divisiones taxonómicas de Fitoplancton registradas en
el C.I. Dale E. Bandy del IIAP-Ucayali, 2015. Chlorophyta; Euglenophyta;
Bacillarophyta; Cyanophyta.
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Tabla 5: Ocurrencia de microalgas en las quince zonas de muestreo del C.I. Dale E. Bandy del
IIAP-Ucayali, 2015
1 2 3 P 1A 3A 3B 3C 5A 5B 5C 5D 6 6A 6BActinastrum hantzschii x
Arthrodesmus convergens x
Botryococcus sp1. x x x x x
Botryococcus sp2. x x
Chlorella sp. x x x x x x x x
Closterium sp. x x x
Closterium parvulum x x x
Coelastrum microsporum x x
Cosmarium reniforme x
Cosmarium botrytis x x
Cosmarium sp. x x x
Demosdesmus sp. x x
Mougotia sp. x x x x
Pediastrum tetras x x
Pediastrum duplex x x
Pleurotaenium spp x x x
Scenedesmus acutus x x
Scenedesmus javanensis x x x x x x x
Scenedesmus quadricuada x x x x x
Scenedesmus sp. x x
Staurastrum mutabile. x x
Staurastrum sp. x
Tetraedon trigonun x
Tretrastum sp x x
Tetraedon hastatum x x
Oedogonium sp x x
spirogyra sp x
Selenastrum gracile x
Spirulina sp x x x
Pediastrum dúplex x x
Pandorina x
Xanthidium sp x
Euglena acus x x
Euglena oxyuris x x x x
Euglena sp. x x
Phacus tricoter x x
Phacus sp. x x
Phacus longicauda x x x x
Leponcindis sp x x
Trachelomonas bacillifera x x
Trachelomonas hispida x
Trachelomonas sp1 x x
Trachelomonas sp2. x x
Trachelomonas sp3. x x
Trachelomonas volvocina x
Amphipleura sp. x x
Cimbella sp. x
Epithemia turgida x x
Gomphonema sp. x x
Gyrosigma sp x x
Navicola sp1. x x
Navicula lanceolata x x
Navicula sp2 x x
Pinnularia gibba x
Pinnularia sp x x
Synedra sp. x
Tabelaria fenestada x
Aphanotheca sp x x x x
Anabaena sp x x
Chroococcus sp. x
Microcystes aeruginosa x
Microcystes sp x x
Oscillatoria sp. x
Spirulina sp x
ESPECIE
EUG
LEN
OPH
YTA
BACI
LLAR
IOPH
YTA
CYAN
OPH
YTA
CHLO
ROPH
YTA
EMBALSES ESTANQUES
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Figura 17. Algunas especies de microalgas identificadas en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP-
Ucayali; a. Chlorella sp., b. Staurastrum sp., c. Pediastrum sp., d. Spyrogira sp.,
e. Phacus longicauda, f. Tetraedron trigonum, g. Chroococcus sp., h. Trachelomona
hispida, i. Scenedesmus quadricauda, j. Cosmarium reniforme, k. Cosmarium sp.,
l. Anabaena sp., m. Scenedesmus sp., ñ. Frustulina sp., o. Botriococcus sp1.,
p. Spirulina sp., q. Coelastrum microporum.
a d c b
i
h
g
f
e
m
l k
j
p
o
n
ñ
q
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3.2 Análisis cuantitativo del fitoplancton
Las especies encontradas con mayores densidades en la División Chlorophyta fueron:
Chlorella sp. con 62 x 104 cél/ml, seguido de Botryococcus sp.con 6 x 104 cél/ml, Phacus
longicauda con 4x 104 cél/ml, Scenedesmus acutus con 3.75 x 104 cél/ml, Staurastrum
sp. con 3 x 104 cél/ml, Scenedesmus sp. con 2.5 x 104 cél/ml y Chroococcus sp. de la
división Cyanophyta con 3 x 104 cél/ml, mientras que las demás especies presentaron
densidades menores (Tabla 6).
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1 2 3 P 1A 3A 3B 3C 5A 5B 5C 5D 6 6A 6B
Actinastrum hantzschii - - 0.75 - - - - - - - - - - - - 0.75
Arthrodesmus convergens - - - - - - - - - - - - - - - -
Botryococcus sp1. - - - - - - 1.25 - - 0.25 - - - 4.50 - 6
Botryococcus sp2. - - - - - - - - - - - - - - - -
Chlorella sp. 1.25 - 5.75 - - - 1.0 25.25 - - 3.50 5.25 20.0 - 62
Closterium sp. - - - - - - - - - - - - - - - -
Closterium parvulum - - - - - - - 0.25 - - - - 0.50 - - 0.75
Coelastrum microsporum - - - - - 1 - - - - - - 0.25 - - 1.25
Cosmarium botrytis - - - - - - - - - - - - 1.25 - 1.25
Cosmarium sp. - - - - - - - - - - - - - - - -
Cosmarium reniforme - - - - - - - - - - - - - - - -
Demosdesmus sp. - - - - - - - - - - - - - - - -
Mougotia sp. - - - - - - - - - - - - - - - -
Pediastrum dúplex - - - - - - - - - - - - - - - -
Pediastrum tetras - - - - - - - - - - - - - - - -
Pediastrum sp. - - - - - - - - - - - - - - - -
Pleurotaenium spp - - - - - - - - - - - - 0.25 - - 0.25
Scenedesmus acutus - - - 2 - - 0.25 - - - 0.75 - 0.75 - - 3.75
Scenedesmus javanensis x - - - - 0.50 - - - - - - - - - - 0.5
Scenedesmus quadricuada - - - 0.50 - 0.50 - - - - 0.75 - - - 0.25 2
Scenedesmus sp. - - - - - - - - 1.75 0.50 - - 0.25 - - 2.5
Staurastrum mutabile. - - - - - - - 0.25 - - - - - - - 0.25
Staurastrum sp. 0.75 - - - 0.75 - - - - - 1.5 - - - - 3.00
Selenastrum gracile - - - - - - - - - - - - - - - -
Selenastrum sp. - - - - - - - - - - - - - - - -
Tetraedon trigonun - - - - - 0.25 - - - - - - - - - 0.25
Tetraedon hastatum - - - - - - - - - - - - - - - -
Tetrastum sp - - - - - - - - - - - - - - - -
Oedogonium sp - - 0.25 - - - - - - - - - - - - 0.25
Spirogyra sp - - - - - - - - - - - - - - - -
Spirulina sp - 0.25 0.25 - - - - - - - - - - - - 0.50
Pandorina - - - - - - - - - - - - - - - -
Xanthidium sp - - - - - - - - - - - - - - - -
EMBALSES ESTANQUES
Total
CHLOROPHYTA
ESPECIE
Tabla 6. Composición cuantitativa de la división Chlorophyta ( 104cél/ml) del
fitoplancton en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali, marzo 2015.
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3.3 Selección de microalgas
Se valoró las 64 especies de microalgas identificadas en el C.I. Dale E. Bandy (Tabla 8),
con la finalidad de producir alimento vivo para los estadios iniciales de los peces
amazónicos, salieron seleccionadas seis especies de microalgas entre ellas se eligieron
Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. para el aislamiento (Tabla 7).
Tabla 7. Lista de microalgas de interés como alimento de peces amazónicos
Especie /microalga Puntuación Valoración
Chlorella sp. 40 Seleccionable
Scenedesmus acutus 36 Seleccionable
Scenedesmus sp. 35 Seleccionable
Nannochloris sp. 33 Seleccionable
Botryococcus sp1. 33 Seleccionable
Botryococcus sp2. 33 Seleccionable
Scenedesmus quadricuada 31 Re-evaluable
Scenedesmus javanensis 30 Re-evaluable
Pandorina 26 Re-evaluable
Cosmarium sp. 26 Re-evaluable
Spirogyra sp 26 Re-evaluable
Pediastrum duplex 26 Re-evaluable
Actinastrum hantzschii 25 Re-evaluable
Trachelomonas volvocina 24 Re-evaluable
Spirulina sp. 24 Re-evaluable
Closterium sp. 23 Re-evaluable
Trachelomona hispida 23 Re-evaluable
Trachelomonas sp1 23 Re-evaluable
Arthrodesmus convergens 22 Re-evaluable
Staurastrum sp. 22 Re-evaluable
Euglena acus 22 Re-evaluable
Staurastrum mutabile. 21 Re-evaluable
Phacus sp. 21 Re-evaluable
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Seleccionable: , Reevaluable: , 0 : ausencia de información.
Chlorella sp. 4 4 4 4 4 3 4 2 3 4 4 40
Scenedesmus acutus 4 1 4 4 3 4 4 2 3 3 4 36
Scenedesmus sp. 4 3 4 4 3 3 4 2 1 3 4 35
Nannochloris sp 1 1 4 4 3 4 4 2 4 2 4 33
Botryococcus sp1. 4 3 2 4 3 2 3 2 4 2 4 33
Botryococcus sp2. 4 3 2 4 3 2 3 2 4 2 4 33
Scenedesmus quadricuada 4 2 2 4 2 0 4 2 4 3 4 31
Scenedesmus javanensis x 4 1 4 4 3 0 4 2 1 3 4 30
Pandorina sp. 4 1 0 1 2 3 4 2 3 2 4 26
Cosmarium sp. 4 2 0 1 4 0 4 2 2 3 4 26
Spirogyra sp 4 1 3 4 1 1 4 2 1 1 4 26
Pediastrum duplex 4 1 0 4 4 0 4 2 0 3 4 26
Actinastrum hantzschii 4 2 0 4 3 0 4 2 0 2 4 25
Trachelomonas volvocina 4 2 3 1 3 0 1 2 0 4 4 24
Spirulina sp . 4 1 4 4 2 4 1 1 1 1 1 24
Closterium sp. 4 1 0 4 1 0 4 2 0 3 4 23
Trachelomona hispida 4 1 3 1 3 0 1 2 0 4 4 23
Trachelomonas sp1 4 1 3 1 3 0 1 2 0 4 4 23
Arthrodesmus convergens 4 1 0 1 3 0 4 2 3 0 4 22
Staurastrum sp. 4 3 0 1 0 0 4 2 0 4 4 22
Euglena acus 4 3 0 1 0 3 1 2 1 4 3 22
Staurastrum mutabile. 4 2 0 1 0 0 4 2 0 4 4 21
Phacus sp. 4 1 0 1 4 0 1 2 0 4 4 21
Navicola sp1. 4 1 0 4 0 0 1 3 1 4 3 21
Pinnularia sp. 4 1 0 4 0 0 1 3 1 4 3 21
Microcystes sp. 4 3 0 4 4 0 1 1 0 3 1 21
Closterium parvulum 4 1 0 1 1 0 4 2 0 3 4 20
Mougotia sp. 4 1 0 4 0 0 4 2 0 1 4 20
Tetraedon trigonun 4 1 0 1 4 0 4 2 0 0 4 20
Coelastrum microsporum 4 1 0 1 0 0 4 2 0 3 4 19
Cosmarium botrytis 4 1 0 1 0 0 4 2 0 3 4 19
Pleurotaenium spp 4 1 0 1 1 0 4 2 0 2 4 19
Euglena oxyuris 4 1 0 1 0 3 0 2 1 4 3 19
Phacus longicauda 4 3 0 1 0 0 1 2 0 4 4 19
Leponcindis sp. 4 1 0 1 2 0 1 2 0 4 4 19
Gyrosigma sp. 4 1 0 1 0 0 1 3 1 4 3 18
Navicula lanceolata 4 1 0 1 0 0 1 3 1 4 3 18
Pinnularia gibba 4 1 0 4 0 0 1 3 1 1 3 18
Synedra sp. 4 1 0 1 0 0 1 3 1 4 3 18
Oscillatoria sp. 4 2 0 4 4 0 1 1 0 1 1 18
Tetraedon hastatum 4 1 0 1 4 0 1 2 0 0 4 17
Oedogonium sp. 4 1 0 1 0 0 4 2 0 1 4 17
Xanthidium sp. 4 1 0 1 0 0 4 2 0 4 16
Microcystes aeruginosa 4 1 0 1 4 0 1 1 0 3 1 16
SUM
A Contenido
proteico
Producción
de toxinas
Impacto
ambiental
Contenido
de lípidos
nivele de
organizació
n
Tipo de
clorofila ESPECIES VALORADAS
Presencia
en la zona
Abundanci
a relativa Crecimiento
Adaptación
a al cultivo Tamaño
Tabla 8. Cuadro de valoración de las microalgas seleccionables y reevaluables identificadas en
C.I Dale E.bandy
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El criterio de impacto ambiental en la division Bacillariophyta presento un valor de
importancia de 25 considerandose un impacto moderado (Tabla 13), sin embargo la
divisiones Chlorophyta y Euglenophytas presentó un valor de importancia de 29
correspondiendo un impacto severo (Tabla 10 y 12) y la division Cyanophyta presentó
un valor de importancia de 31 correspondiendole un impacto critico ( Tabla 11).
Anabaena sp 4 1 4 0 0 3 1 1 0 0 1 15
Epithemia turgida 4 1 0 1 0 0 1 3 1 0 3 14
Tabelaria fenestada 4 1 0 1 0 0 1 3 0 1 3 14
Chroococcus sp. 4 2 0 1 4 0 1 1 0 0 1 14
Pediastrum tetras 4 0 0 0 4 0 0 2 0 3 0 13
Pediastrum sp. 4 0 0 0 4 0 0 2 0 3 0 13
Selenastrum gracile 4 0 0 0 0 0 0 2 4 3 0 13
Selenastrum sp. 4 0 0 0 0 0 0 2 4 3 0 13
Phacus tricoter 4 1 0 1 0 0 1 2 0 1 3 13
Trachelomonas sp2. 4 0 3 0 3 0 0 2 0 0 0 12
Trachelomonas sp3. 4 0 3 0 3 0 0 2 0 0 0 12
Euglena sp. 4 0 0 0 3 0 2 1 0 0 10
Amphipleura sp. 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10
Cimbella sp. 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10
Gomphonema sp. 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10
Navicula sp2 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10
Aphanotheca sp 4 1 0 1 1 0 1 1 0 0 1 10
Cosmarium reniforme 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6
Demosdesmus sp. 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6
Tetrastum sp 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6
Trachelomonas bacillifera 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6
SUM
A Contenido
proteico
Producción
de toxinas
Impacto
ambiental
Contenido
de lípidos
nivele de
organizació
n
Tipo de
clorofila ESPECIES VALORADAS
Presencia
en la zona
Abundanci
a relativa Crecimiento
Adaptación
a al cultivo Tamaño
Tabla 9. Cuadro de valoración de las microalgas no seleccionables identificadas en C.I Dale
E.bandy
No seleccionable: , 0: ausencia de información.
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CHLOROPHYTA
CRITEROS DE IMPORTANCIA
IMPACTOS
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IMP
OR
TA
NC
IA
Biorremediación de los suelos (+) 2 1 2 2 2 1 1 1 4 21
Alteración de la calidad del agua (-) 4 2 4 2 2 1 4 2 2 33
Cambios en el estilo de vida (+) 4 1 1 2 2 4 1 1 1 26
Alteración de la flora (-) 2 2 2 2 2 1 1 2 2 22
Alteración de la fauna (+) 4 2 2 4 2 1 1 2 2 30
Cambios en el paisaje (-) 8 2 4 1 2 1 4 2 2 44
Riesgos a la salud (+) 1 1 1 2 2 1 4 1 1 17
Generación de cadenas tróficas (+) 8 4 2 2 2 1 1 4 2 46
Generación de empleo (+) 2 2 1 1 2 1 1 1 4 21
Promedio 29
CYANOPHYTA
CRITEROS DE IMPORTANCIA
IMPACTOS
Nat
ura
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Inte
nsi
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n
Mo
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Rec
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ilid
ad
IMP
OR
TA
NC
IA
Biorremediación de los suelos (+) 4 1 2 2 2 1 1 1 4 27
Alteración de la calidad del agua (-) 8 4 4 2 2 1 4 2 2 49
Cambios en el estilo de vida (+) 4 1 2 2 2 4 1 1 1 27
Alteración de la flora (+) 4 2 2 2 2 1 1 2 2 28
Alteración de la fauna (+) 1 2 2 4 2 1 1 2 2 21
Cambios en el paisaje (-) 2 2 4 2 2 1 4 2 2 27
Riesgos a la salud (-) 8 1 2 2 2 1 4 1 1 39
Generación de cadenas tróficas (+) 8 4 2 2 1 1 1 4 2 45
Generación de empleo (+) 1 1 1 2 2 1 1 1 4 17
Promedio 31
Tabla 10. Cuadro de importancia para la evaluación de impacto ambiental en la división
Chlorophyta
Tabla 11. Cuadro de importancia para la evaluación de impacto ambiental en la división
Cyanophyta.
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EUGLENOPHYTA
CRITEROS DE IMPORTANCIA
IMPACTOS
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idad
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Efe
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iod
icid
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Rec
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ad
IMP
OR
TA
NC
IA
Biorremediación de los suelos (+) 1 1 2 2 2 1 1 1 4 18
Alteración de la calidad del agua (-) 8 4 4 2 2 1 4 2 2 49
Cambios en el estilo de vida (+) 4 1 1 2 2 4 1 1 1 26
Alteración de la flora (+) 4 2 2 2 2 1 1 2 2 28
Alteración de la fauna (-) 2 2 2 4 2 1 1 2 2 24
Cambios en el paisaje (+) 2 2 4 1 2 1 4 2 2 26
Riesgos a la salud (-) 4 1 2 1 2 1 4 1 4 29
Generación de cadenas tróficas (+) 8 4 2 2 2 1 1 4 2 46
Generación de empleo (+) 1 1 1 1 2 1 1 1 4 16
Promedio 29
BACILLARIOPHYTA
CRITEROS DE IMPORTANCIA
IMPACTOS
Nat
ura
leza
Inte
nsi
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sió
n
Mo
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to
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Efe
cto
Per
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Rec
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ad
IMP
OR
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NC
IA
Biorremediación de los suelos (+) 1 1 2 2 2 1 1 1 4 18
Alteración de la calidad del agua (-) 1 4 4 2 2 1 4 2 2 28
Cambios en el estilo de vida (+) 1 1 1 2 2 4 1 1 1 17 Alteración de la flora (+) 2 2 2 2 2 1 1 2 2 22 Alteración de la fauna (-) 2 2 2 4 2 1 1 2 2 24 Cambios en el paisaje (+) 2 2 4 1 2 1 4 2 2 26 Riesgos a la salud (-) 4 1 2 1 2 1 4 1 4 29 Generación de cadenas tróficas (+) 8 4 2 2 2 1 1 4 2 46 Generación de empleo (+) 1 1 1 1 2 1 1 1 4 16
Promedio 25
Tabla 12. Cuadro de importancia para la evaluación de impacto ambiental en la división
Euglenophyta.
Tabla 13. Cuadro de importancia para la evaluación de impacto ambiental en la división
Bacillariophyta.
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3.4 Aislamiento de las microalgas
El aislamiento fue en medio de cultivo líquido como sólido este permitió la recuperación
de dos especies Chlorella sp. y Scenedesmus acutus, la tercera especie aislada
corresponde a Nannocloris sp. sin embargo, esta especie no se encontró en el muestreo
realizado en marzo, pero se tuvo muestras colectadas de fechas anteriores, donde se
encontró esta especie. La determinación a nivel de especie no fue posible por no disponer
de claves taxonómicas adecuadas.
Para ello se colectó fitoplancton de la estación E.bandy de los estanques seleccionados
con mayor abundancia (E-5D, E-6, EM-1), Se aplicó el método combinado para el
aislamiento, para ello las muestras pasaron por tres etapas de dilución e incubación este
proceso permitió purificar las muestras. La primera etapa fue al 100% (10 ml de inoculo
y 10 ml de HM), la segunda etapa fue a 75% (5 ml de inoculo y 10 ml de HM) y la última
etapa fue (2,5 ml inóculo y 12,5 de medio HM), estas diluciones fueron la mismas
utilizadas para las tres especies de Chlorophyta, mientras que por especie vario el tiempo
de incubación debido a que diariamente se evalúa la predominancia de la especie.
El tiempo de incubación dependió del crecimiento poblacional de cada especie. La
primera incubación se realizó en seis días para las tres especies de microalgas, mientras
que en la segunda incubación el tiempo fue diferente, cuatro días para chlorella sp. y
Nannochloris sp. , mientras que Scenedesmus acutus fue de cinco días, el tiempo de la
última incubación realizada en Chlorella sp. fue de tres días y seis días para Scenedesmus
acutus y Nannochloris sp.
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CA Y C
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N
Para el sembrado en medio solido se utilizó el método de estriamiento; el tiempo de este
proceso en Chlorella sp. fue de cinco días, cuatro días para Scenedesmus acutus. y
Nannochloris sp en 7 días. Este material sembrado estuvo en condiciones favorables
presentando así una temperatura de 25 a 27 °C con iluminación continua simulando un
flujo laminar, para ello se monitoreó la formación de colonias monoalgales.
Posteriormente se realizaron las diluciones en 50 ml de medio nutritivo HM este proceso
se llamó inoculación que tuvo un tiempo de tres días en cada microalga. Confirmada la
presencia de una única especie fue sembrada con un raspado de la muestra líquida en
tubos de ensayo que contenían 10 ml de agar agar. Con este material fue implementado
un banco de cepas de Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. para la
alimentación de peces amazónicos en la C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali (Figura
18).
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ISTE
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N
CEPARIO
Obtención de la cepa
la conservación en la
refrigeradora
TERCERA
INCUBACION
PRIMERA
INCUBACION
20 ml
SEGUNDA
INCUBACION
15 ml
Muestra
filtrada de
250 ml 10 ml de inoculo y
10 ml del medio enriquecido H-M
5 ml de inoculo y
10 ml del medio
enriquecido H-M
1
6 Día
6 Día
6 Día
5 D
ía s
4 D
ías
4 D
ías
SEMBRADO EN
MEDIO SOLIDO
PLACA PETRI INOCULACIÓN
250 ml
2.5 ml de inoculo
y 12.5 ml del
medio
enriquecido HM
Raspado de la muestra en
tubos de 200 ml con 50
ml de medio nutritivo
Sembrado de Agar agar
1% (Estriamiento con
aza bacteriológica)
3 Días
6 Días
6 Días
5 Días
4 Días
7 Días
3 D
ías
Figura 18. Proceso de aislamiento de las tres cepas de Chorophytas; Chlorella sp,
Scenedsmus acutus, Nannocloris sp, ambos
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Figura 19. Cepa aislada Chlorella sp. del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali con 40X
y 100X.
Figura 20. Cepa aislada Nannochloris sp. del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali con
40X y 100X de aumento.
Figura 21. Cepa aislada Scenedesmus acutus. del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali
con 40X y 100X de aumento.
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3.5 Cultivo de Chlorella sp.
Los valores obtenidos de nitrito y amonio al inicio del cultivo fueron: amonio en el
tratamiento 1: 2,5 ppm; tratamiento 2: 2,8 ppm; tratamiento 3 y tratamiento 4: mayor a 3
ppm, en el caso de nitrito fue 0,8 ppm en los cuatro tratamientos, mientras que después
de los 10 días fue en amonio mayor a 3 ppm y de nitrito mayor a 0,8 ppm estos valores
fueron los mismos en los cuatro tratamientos.
Se inició el cultivo de Chlorella sp. con una densidad celular media al inicio del cultivo
8767 cél/ml encontrándose el inóculo en fase exponencial, se observó que las densidades
celulares registradas en el cultivo de Chlorella sp. presentarón un crecimiento
exponencial hasta el séptimo día en los cuatro tratamientos desde el séptimo día, al octavo
día presentaron una fase estacionaria posterior a estos días hubo muerte celular.
La densidad máxima se obtuvo en el tratamiento 1 con 25000 cél/ml en el quinto día y
una densidad final de 18000 cél/ml, mientras que en el tratamiento 2 se obtuvo una
máxima densidad celular en el octavo día con 75000 cél/ml con una densidad final 62000
cél/ml sin embargo en el tratamiento 3 la densidad máxima alcanzada fue de 71000 cél/ml
en el octavo día y la final fue 69000 cél/ml para el tratamiento 4 la máxima densidad
alcanzada fue en el octavo día con 85000 cél/ml y la final presentada fue 71000 cél/ml
(Figura 22).
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Los valores promedio de pH en el cultivo de Chlorella sp. fluctuaron entre 6,3 a 9,3 en el
tratamiento 1 el pH mayor de 8,8 en los dos días del inicio del cultivo y 7,7 el valor menor
en el día séptimo, a diferencia de los demás tratamientos; para el tratamiento 2 el rango
de 6,8 en el inicio y 9,1 en el quinto día, estos fueron el mayor y menor valor presentado,
para el tratamiento 3 presentó un valor menor de 6,7 en el inicio del cultivo mientras que
el mayor valor fue de 9 en el quinto día y para el tratamiento 4 presentó el menor pH fue
6,3 al inicio y de 9,3 el día final del cultivo (Figura 22).
y = -247.17x3 + 3815.8x2 - 7432.5x + 12885
R² = 0.9518
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
80000
90000
100000
INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
cél/
ml
Tiempo de cultivo
Figura 21. Curvas de crecimiento celular de Chlorella sp. en cuatro tratamientos en un
periodo de 10 días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3:
tratamiento 4:
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La temperatura promedio en el cultivo de Chlorella sp. tuvo un rango de 28,6 a 30,8 °C,
teniendo en el tratamiento 1 el máximo valor alcanzado de 30,1°C en el primer día y el
mínimo con 28,6 °C en octavo día; sin embargo, en el tratamiento 2 se presentó una
temperatura máxima de 30,1 °C en el primero y décimo día y el menor valor presente fue
de 28,9 °C en el octavo día, para el tratamiento 3 la máxima temperatura se presentó en
el sexto día con 30,3 °C y el menor valor con 29 °C en el inicio y segundo día del cultivo
para el tratamiento 4 el mayor valor fue 30,8 °C y el menor valor de 29°C (Figura 23).
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
8.5
9.0
9.5
10.0p
H
Tiempo de Cultivo
Figura 22. Variaciones de pH del cultivo en Chlorella sp. en un periodo de 10 días
tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento3: tratamiento 4:
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N
27.5
28.5
29.5
30.5
31.5
Tem
per
atura
°C
Tiempo de cultivo
Figura 23. Variaciones de temperatura °C del cultivo en Chlorella sp. en un periodo
de 10 días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3:
tratamiento 4:
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3.6 Cultivo de Scenedesmus acutus
Los valores obtenidos por cada tratamiento en la medición de amonio fue en el
tratamiento 2 mayor a 3 ppm, mientras que en los tres tratamientos (1, 3,4) fue de 3 ppm,
y los valores de nitrito en los tratamiento (1, 3,4) fue menor al 0,5 ppm teniendo así en el
tratamiento 2: 0,1 ppm mientras que al finalizar el tiempo de cultivo los valores en
amonio en los cuatro tratamientos Fueron mayores a 3, mientras que los valores de nitrito
fueron en el tratamiento 2: 0,5 ppm y en los tratamientos (1, 3,4) tuvieron valores mayores
a 0,5 ppm.
La densidad celular promedio al inicio del cultivo fue 23750 cél/ml encontrándose las
células en una fase de latencia, Sin embargo al inicio del cultivo se presentó una fase de
latencia de tres días, posterior a estos días se presentó una fase exponencial hasta el día
séptimo, mientras que en el octavo día se presentó una fase estacionaria y para el noveno
y décimo día hubo muerte celular en los cuatro tratamientos.
En el tratamiento 1, se registró una densidad celular máxima con 16000 cél/ml en el
octavo día y su densidad final con 7400 cél/ml sin embargo en el tratamiento 2 presentó
la máxima densidad celular con 33750 cél/ml, este fue el valor máximo en el cultivo de
Scenedesmus acutus en el octavo día y la densidad final fue de 15300 cél/ml, para el caso
del tratamiento 3 presentó 22500 cél/ml en el octavo día y la densidad final de 3750
cél/ml y el tratamiento 4 presentó una densidad máxima el octavo día con 22600 cél/ml
con una densidad final de 15300 cél/ml (Figura 24).
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Los valores promedio de pH en el cultivo de Scenedesmus acutus fluctuaron entre un
rango de 8,3 a 9,3 para el tratamiento 1 se tuvo un valor mayor de 9,1 en el quinto día
del cultivo mientras que 8,3 el menor valor en el sexto día mientras que el tratamiento 2
presentó un valor mayor de 9,3 en el octavo día y el menor alcanzado fue de 8,6 en el
sexto día. Para el tratamiento 3 se tuvo un valor de 9,1 el séptimo día y 8,4 los días cuarto
y quinto día fueron el mayor y menor valor de pH alcanzado en dicho tratamiento, para
el tratamiento 4 se presentó un mayor valor en los cuatro últimos días del cultivo teniendo
así un pH de 9,1 y 8,4 el menor alcanzado en el inicio del cultivo (Figura 25).
y = -211.12x3 + 3835x2 - 18823x + 36227
R² = 0.8596
0
7500
15000
22500
30000
37500
45000C
él/m
l
Tiempo de cultivo
Figura 24. Curva de crecimiento celular de Scenedesmus acutus, en un periodo de diez
días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:
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En cuanto a la temperatura promedio en el cultivo de Scenedesmus acutus fluctuaron de
27 ºC a 30,6 °C, así en el tratamiento 1, se obtuvo una temperatura mayor de 30,3 ºC y
27,2 ºC que fue el menor valor alcanzado en este tratamiento, mientras que el tratamiento
2 presentó un valor mayor el séptimo día con 30,6 ºC y un valor menor de 27,3 ºC en el
segundo y tercer día. para el tratamiento 3, el mayor valor fue de 30,4 ºC y 27,2 ºC el
menor valor alcanzado sin embargo para el tratamiento cuatro se presentó una mayor
temperatura de 29,9 ºC y el menor valor presentado de 27,3 ºC (Figura 26).
8.2
8.4
8.6
8.8
9.0
9.2
9.4
INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
pH
Tiempo de cultivo
Figura 25. Variaciones de pH del cultivo en Scenedesmus acutus en un periodo de 10 días
tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:
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N
25.0
26.0
27.0
28.0
29.0
30.0
31.0
INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Tem
per
atura
º C
Tiempo de cultivo
Figura 26. Variaciones de temperatura °C del cultivo en Scenedesmus acutus en un
periodo de 10 días: tratamiento1: tratamiento 2: tratamiento 3:
tratamiento 4:
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3.7 Cultivo de Nannochloris sp.
Los valores registrados de amonio al inicio del cultivo por tratamiento, fue en el
tratamiento 1 de 1,5 ppm, el tratamiento 2 se obtuvo menor a 5ppm mientras que en los
tratamientos 3 y 4 valores de 1,3 ppm , mientras que los valores de nitrito en los cuatro
tratamientos mencionados fue menor a 0,05 ppm, al finalizar el cultivo se registraron los
mismos parámetros obteniéndose así que en amonio el tratamiento 1 :1.9 ppm, y en los
tres tratamientos valores mayores a 3 ppm , sin embargo los datos registrados de nitrito
fue en el tratamiento 1 : 0,2 ppm, tratamiento 2 menor a 0,5 ppm ,tratamiento 3 el valor
de 0,7 ppm y tratamiento 4 mayor a 0,8 ppm.
El cultivo de Nannochloris sp. se inició con inóculo de 200 ml con una densidad celular
promedio inicial fue 20250 cél /ml en fase de latencia. Las densidades celulares en el
cultivo se observó que presentó una fase de latencia de 4 días, posterior a esto se observó
una fase exponencial hasta el sexto día, sin embargo desde el séptimo día hasta el octavo
día tuvo una fase estacionaria y posterior a estos días hubo muerte celular. En el
tratamiento 1, fue disminuyendo de acuerdo al tiempo de evaluación con una densidad
máxima con 11000 cél/ml en el séptimo día y una densidad final 5000 cél/ml, mientras
que el tratamiento 2 la máxima densidad alcanzada fue con 28500 cél/ml en el octavo día
y al final una densidad 16000 cél/ml, sin embargo en el tratamiento 3, la máxima
densidad celular alcanzada fue 29000 cél/ml en el séptimo día mientras que el final fue
de 19000 cél/ml, para el tratamiento 4, el máximo valor fue 34000 cél/ml en el octavo
día y la final fue 19000 cél/ml ( Figura 27).
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El rango de pH promedio en el cultivo de Nannochloris sp. fluctuó de 7,7 a 9,4 para el
tratamiento 1 presentó un valor mayor de 9,1 en el cuarto día del cultivo mientras que
8,41 en el séptimo día este fue el menor presentado, en el tratamiento 2 presentó un
valor mayor de 9.4 en el cuarto día y el menor valor de 8,3 en el séptimo día , Para el
tratamiento 3 se tuvo un valor de 8,9 el quinto día y 7.7 al inicio del cultivo, mientras
que el pH en el tratamiento 4, presentó un valor de 9,2 el cuarto día y 7,7 en el séptimo
día estos fueron valores mayores y menores de dicho tratamiento (Figura 28).
y = -55.655x3 + 1046x2 - 6638.1x + 25677
R² = 0.9772
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Cél
/ml
Tiempo de cultivo
Figura 27. Curvas de crecimiento celular de Nannochloris sp. en un periodo de 10 días
tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:
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Los datos de temperatura promedio de Nannochloris sp. presentaron un rango de 26,4 ºC
a 30,5 °C en el cultivo, así en el tratamiento 1 presentó una temperatura mayor de 30,1
ºC el séptimo día y 26 ºC que fue el menor valor alcanzado en el día ocho, mientras que
el tratamiento 2 tuvo un valor mayor el primer día con 30,5 ºC y un valor menor de 26,5
ºC en el tercer , mientras que para el tratamiento 3 con 30,5 ºC y 26,6 ºC estos fueron el
mayor y menor valor alcanzado respectivamente, para el tratamiento 4 se presentó una
temperatura mayor de 30,5 ºC y 26,7 ºC (Figura 29).
Figura 28. Variaciones de pH del cultivo en Nannochloris sp en un periodo de 10
días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:
7.00
7.50
8.00
8.50
9.00
9.50
10.00
INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
pH
TIEMPO DE CULTIVO
50
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3.8 Análisis estadístico
El análisis de varianza para los tratamientos indica que no existe diferencia significativa
entre los tratamientos; de igual manera no hay interacción entre los días cultivo en
relación a los tratamientos es decir los nutrientes trabajan independientemente en base a
su concentración.
25.5
26.5
27.5
28.5
29.5
30.5
31.5
INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Tem
pe
ratu
ra d
el c
ult
ivo
°C
Tiempo de cultivo
FV GL SQ QM Fc PR>Fc
TRATAMIENT 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010 1.000 0.5000
ERRO 1 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010
DIAS 10 1.578419697E+0011 1.57841969E+0010 1.0E+0009 0.0000
TRATAMIENT*DI
AS
30 5.058300000E+0010 1.68610000E+0009 1.0E+0009 0.0000
ERRO 2 85 -6.188333333E+0010 -7.28039216E+0008
TOTAL
CORREGIDO
131 3.813016364E+0011
CV 1 (%) = 219.34
CV 2 (%) = 0.00
MÉDIA GENERAL: 90181.8181818 Número de observ 132
Figura 29. Variaciones de temperatura en el cultivo en Nannochloris sp en un 10 días
tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento3: tratamiento 4:
Tabla 13. Análisis de varianza sobre los cuatro tratamientos en el cultivo de Chlorella
sp. en un periodo de 10 días.
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FV GL SQ QM Fc Pr>Fc
TRATAMIENTO 3 1.480000000E+0009 493333333.333333 1.000 0.5000
ERROR 1 3 1.480000000E+0009 493333333.333333
DIAS 10 3.739878788E+0009 373987878.787879 28.366 0.0000
TRATAMIENT* DIAS 30 1.717333333E+0009 57244444.444444 4.342 0.0000
ERROR TIPO 2 85 1.120666667E+0009 13184313.725490
TOTAL CORREGIDO 131 9.537878788E+0009
CV 1 (%) 130.89
CV 2 (%) 21.40
MEDIA GENERAL 16969.6969697 Número de observ 132
FV GL SQ QM Fc Pr>Fc
TRATAMIENTO 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010 1.000 0.5000
ERROR 1 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010
DIAS 10 1.578419697E+0011 1.57841969E+0010 1.0E+000
9 0
0.0000
TRATAMIENT*
DIAS
30 5.058300000E+0010 1.68610000E+0009 1.0E+000
9
0.0000
ERROR TIPO 2 85 -6.188333333E+0010 -7.28039216E+0008
TOTAL
CORREGIDO
131
3.813016364E+0011
CV 1 (%) 219.34
CV 2 (%) 0.00
MEDIA GENERAL 90181.8181818 Número de observ 132
Tabla 14. Análisis de varianza sobre los cuatro tratamientos en el cultivo de Scenedesmus
acutus en un periodo de 10 días.
Tabla 15. Análisis de varianza sobre los cuatro tratamientos en el cultivo de Nannochloris
sp. en un periodo de 10 días.
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DISCUSIÓN
Vela (1984) registra en los estanques del Centro de Investigación, Experimentación y
Enseñanza, Quistococha-UNAP, en Iquitos durante abril a setiembre encontró cinco
divisiones taxonómicas con 161 especies de las cuales la división Chlorophyta presenta
105 especies, Euglenophyta con 20 especies al igual que la división Chrysophyta, mientras
que las divisiones Cyanophyta y Pyrrophyta presentaron respectivamente 12 y 4 especies,
mientras que IIAP (2014) como resultado del análisis cualitativo de abril en las 15 zonas
de muestreo, se identificaron 58 especies pertenecientes a cuatro divisiones: Chlorophyta
es la que presenta un mayor número de especies con un total de 29, seguido de
Euglenophyta y Bacillariophyta con 18 y 8 especies respectivamente, la última división
Cyanophyta con 3 especies registradas.
Sin embargo, en la investigación realizada cualitativamente de los embalses y estanques
semi-naturales del C.I Dale E. Bandy, IIAP- Ucayali, realizados en marzo, se registraron
64 especies pertenecientes a cuatro divisiones: Chlorophyta con 32 especies, Euglenophyta
y Bacillariophyta con 13 y 12 especies respectivamente, y la división Cyanophyta con 7
especies, estas pocas variaciones en el número de especies es debido a que no hubo
variaciones significativas en los meses de muestreo.
La razón exacta de por qué unas especies son buenas fuentes de alimento y otras no, todavía
no se ha definido, existiendo muchas explicaciones contradictorias en la literatura
científica. No obstante, Abalde, (2004) menciona toxicidad, tamaño celular, pared celular,
composición química y movilidad como criterios nutricionales que inciden en la capacidad
nutritiva de las microalgas en sistemas de acuicultura. Mientras que IIAP (2014) menciona
criterios para la selección de microalgas con potencial para la alimentación de peces
amazónicos las cuales fueron: presencia en la zona, abundancia relativa, crecimiento,
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adaptación a sistemas de cultivo, depredación por otros organismos, comportamiento
parásito, producción de toxinas, impacto ambiental, contenido proteico y contenido
lipídico, estos permitieron seleccionar: Chlorella sp., Scenedesmus quadricauda,
Scenedesmus javanensis, Scenedesmus acuminatus y Scenedesmus sp. con potencial para
ser cultivados como alimento vivo para los peces.
Sin embargo en la investigación se mencionó 12 criterios de selección, las cuales se
adicionaron a los criterios mencionados por IIAP (2014): tamaño celular, concentración de
clorofila, niveles de organización, estos criterios se adicionaron debido a que el tamaño
permite y facilita la captura del fitoplancton, este debe encontrarse en una rango de 5 a 50
µ además brinda eficiencia en la filtración e ingestión mencionado por Abalde (2004).
Mientras Egna & Boyd (1997) reportan que la concentración de clorofila permite realizar
la fotosíntesis produciendo oxígeno, que resulta ser crítico para la vida de los animales que
viven en el estanque, esta clorofila brindará el color a la microalga la cual puede ser verde,
parda, rojiza, naranja según Reguera et al (2014), y sobre todo el color es atractivo para su
captura, según Castro et al. (2003). El nivel de organización influye de manera directa en
el tamaño de la microalga, estos criterios permitieron tener a diferencia de los resultados
anteriores a un gran número de especies de microalgas potenciales para la alimentación
teniendo así a Chlorella sp. Scenedesmus acutus, Scenedesmus sp. Nannochloris sp
Botryococcus sp1. Botryococcus sp2.
Actualmente se promueven los cultivos auxiliares la cual es muy usada en la acuicultura,
debido a su rápido crecimiento y la capacidad de adaptación a diferentes fuentes de
nutrientes, esto permite desarrollar su cultivo de manera eficiente, con alta calidad
nutricional y en cantidades adecuadas. Para el género Scenedesmus y Chlorella, en países
como Colombia y México se ha realizado investigaciones en laboratorios para determinar
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cuáles son los medio de cultivos apropiados para su producción (Quevedo et al. 2008;
Gonzales 2010).
En ese sentido AQUAHOY (2015) menciona que el principal Centro de Producción de
Alevines de la Región Loreto en el IIAP-Iquitos, aplica el uso de cultivos de microalgas
Chorella sp. en la alimentación de larvas y post larvas de las especies paco y gamitana, con
la garantía del 65% de la supervivencia. Mientras, Abalde (2004) menciona que
alimentando los alevines con Nannochloris sp. los resultados fueron diversos debido en
parte, a una confusa situación taxonómica. De esta microalga actualmente, se reconoce el
valor nutritivo de Nannochloropsis como alimento de distintas especies en cultivos.
Del aislamiento de las cepas Chlorophyta se utilizó el método combinado: diluciones
sucesivas y aislamiento en placas, Chlorella sp. tuvo una duración de 22 días, Scenedesmus
acutus en 25 días y Nannochloris sp. en 27 días para el aislamiento.
A diferencia de Souza, (2012), quien reporta que el aislamiento de Chlorella sp. se realizó
en 19 días utilizando el método de las subcultivos repetidos la cual demostró ser eficiente
en el proceso de eliminación de fitoplancton de acompañamiento, utilizando el medio
nutritivo NPK (20:5:20) y el medio de agar sólido, que fue eficiente para el aislamiento de
las cepa. Con una temperatura de incubación entre 27 y 28 °C; sin embargo en la
investigación la temperatura de incubación estuvo entre 25 a 27 °C debido a que el proceso
de aislamiento estuvo expuesto a un flujo laminar convencional.
Cáceres (2009) menciona que para el aislamiento de las microalgas Chlorella sp. y
Scenedesmus sp. se realizó en 15 días su aislamiento la cual utilizó rayado en agar al 1% y
por dilución seriadas con el medio nutritivo Hoagland II-modificado (Arnon y Hoagland
1950), con una temperatura de incubación a diferencia de las otras entre 17,5 y 22,8 ºC.
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Castellanos (2012) realiza el aislamiento de Chlorella sp1 y Chlorella sp2 en un periodo
de 21 días en una campana de flujo laminar por la cual sembró en medio líquido y en
medio agar al 1,5 % con el método de estría cruzada mediante la formulación del medio
de cultivo Dubos, teniendo así el mismo tiempo de aislamiento realizado por Mora (2005)
mediante la técnica de dilución, ambos enriquecidos con nutrientes inorgánicos ALGAL y
BG 11.
Cobos et al (2014) mencionan otra metodología de aislamiento para Chlorella sp.
Scenedesmus sp. y Ankystrodesmus sp. proveniente del rio Itaya-Loreto utilizando la
técnica estándar de lavado celular con pipeta capilar (Arredondo & Vázquez, 1991).
Los cultivos microalgales de Chlorophytas en la investigación se evaluaron en un periodo
de 10 días presentando al inicio del cultivo en Chorella sp. una fase exponencial de siete
días mientras que Scenedesmus acutus y Nannochloris sp. un fase de latencia de 3 y 4
días respectivamente, esta diferencia de fases se debió a la fase en la que se encontró el
inocúlo, en el caso de Chlorella sp. tuvo en fase exponencial larga debido a que las células
crecen y se dividen en función exponencial al tiempo, en este periodo ningún nutriente ni
la luz fueron factores limitantes para la multiplicación de las células (Lee & Shen, 2004;
Becker, 1994), La fase de latencia observada permitió tener un periodo más largo de
adaptación en Scenedesmus acutus y corto en Nannochloris sp. debido a que los inóculos
tuvieron células provenientes de la fase estacionaria o cercanas a la senescencia (Lee &
Shen, 2004), ya que la edad fisiológica de la célula afecta su capacidad de multiplicación
según Becker (1994), ya que estas independientemente del inóculo experimentan un
periodo de ajuste fisiológico a los cambios en los nutrientes del medio y condiciones del
cultivo.
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La máxima densidad celular en Chlorella sp. se presentó en el octavo día con 85000
cél/ml y con una densidad final de 71000 cél/ml con una dosis 1,5 ml/l HM, con
condiciones del cultivo en temperatura promedio de 29,6 °C y pH de 9,2 mientras que
para Scenedesmus acutus la máxima densidad alcanzada fue de 33750 cél/ml en el séptimo
día del cultivo con una final de 15300 cél/ml en una dosis 0.5ml/l de HM presentando una
temperatura de 28,9 °C y con pH 8,9 para el cultivo de Nannochloris sp. se presentó la
máxima densidad celular en el octavo día con 34000 cél/ml y el final con 19000 cél/ml con
1.5 ml/l de HM y una temperatura de 28,5 °C y pH 8,7. El rango de temperatura a la que
se cultivó se encuentra de acuerdo con lo mencionado por Merino (2007) ya que estas
microalgas verdes crecen a temperatura en ambientes acuáticos con 20ºC a 30ºC; por lo
que las temperaturas en las zonas amazónicas son adecuadas para el crecimiento intensivo
de las microalgas de los géneros Chlorella y Scenedesmus.
Cobos et al (2014) cultivan Chlorella sp y Scenedesmus sp. con medio nutritivo CHU
alcanzando su máxima densidad celular en 4*106 cél/ml a los 15 días con condiciones
diferentes en la investigación a temperatura promedio de 20°C.
Para el cultivo de Chlorella vulgaris otros autores como Nain et al.(2011) mencionan que
esta microalga alcanza su mayor densidad celular en el octavo día con 21,80*106 cél/ml y
un medio nutritivo a base de agua residual 30mg/l, mientras, que Brito (2006) menciona
que las mejores densidades en el cultivo de Chlorella sp. se presentan a los 15 días con
7,361*106 cél/ml con el medio nutritivo de abono foliar Nitrofosca compuesto por N (10)
;P (4) ;K (7) ;MgO (0.2) equivalente a una concentración de 0,4 ml/l en comparación al
medio HM utilizado en la investigación el patrón clavo está ausente en el medio antes
mencionado.
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CONCLUSIONES
En la investigación se seleccionaron tres microalgas verdes que tuvieron un puntaje
mayor a 32 para el aislamiento conformadas por Chlorella sp. Scenedesmus acutus y
Nannochloris sp. .El aislamiento se logró a los 22 , 25 y 27 días y estas fueron cultivadas
con el medio nutritivo Heussler Merino - HM obteniendo densidades de 85000 , 33750
y 34000 cél/ml respectivamente.
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