7udedmr)lqgh - unizar.es
TRANSCRIPT
Trabajo Fin de
Autor/es
Director/es
Facultad de Veterinaria
Índice Resumen. ....................................................................................................................................... 1
Abstract. ........................................................................................................................................ 1
Introducción. ................................................................................................................................. 2
Justificación y objetivos. ................................................................................................................ 3
Materiales y métodos. .................................................................................................................. 4
Materiales .................................................................................................................................. 4
1. Animales ........................................................................................................................ 4
2. Tomógrafo. .................................................................................................................... 5
3. Fármacos anestésicos. ................................................................................................... 5
4. Contraste ....................................................................................................................... 7
5. Equipo de anestesia y monitorización. ......................................................................... 7
Métodos .................................................................................................................................... 8
Protocolo anestésico. ............................................................................................................ 8
Método estadístico. ............................................................................................................... 9
Resultados y discusión. ................................................................................................................. 9
Resultados ............................................................................................................................... 10
1. Edad. ............................................................................................................................ 10
2. Patología. ..................................................................................................................... 14
Discusión. ................................................................................................................................ 20
1. Por edad. ..................................................................................................................... 21
2. Por patología. .............................................................................................................. 24
Conclusiones ............................................................................................................................... 25
Conclusion ................................................................................................................................... 25
Valoración personal .................................................................................................................... 25
Agradecimientos. ......................................................................................................................... 26
Índices. ........................................................................................................................................ 27
Índice de tablas. ...................................................................................................................... 27
Índice de abreviaturas. ............................................................................................................ 28
Bibliografía .................................................................................................................................. 29
Resumen. Actualmente, el uso del ovino como modelo experimental está muy extendido debido a su bajo
coste de compra y mantenimiento, docilidad, versatilidad y comodidad de trabajo. Además, su
peso, como animal superior, es parecido al humano. Este hecho no se acompaña totalmente de
estudios que aseguren que la anestesia en estos animales es segura y que minimicen los posibles
efectos secundarios como pueden ser la regurgitación y la consecuente neumonía por deglución
desviada que puede originar.
En este estudio se plantea un protocolo anestésico seguro compuesto por una premedicación
con dexmedetomidina y buprenorfina, seguido de una inducción con Propofol y mantenimiento
con isoflurano que se aplica a 38 animales que presentan edad y patología heterogénea.
La calidad de la sedación de los animales es buena, en general, permitiendo una manipulación
cómoda de los mismos. Para la inducción se han precisado una media de 2,02 mg/kg (±0,46
mg/kg), proporcionando una pérdida de consciencia y reflejos suficiente para la intubación. Se
ha observado apnea de inducción en un 18,42% de los animales. En cuanto al mantenimiento
anestésico, se utilizó una CAM de un 5% en un 36,84% de los animales y se bajó a los cinco
minutos al 3% en un 63,16% de los animales.
Los animales tuvieron una recuperación de buena calidad, excepto en un caso en el que se
presentaron periodos de apnea al despertar y el animal murió en el transporte a la Facultad.
Abstract. Currently, sheep are widely used as an experimental model due to their relatively cheap cost
and maintenance, docility, versatility and easy handling. In addition, sheep are a superior species
with similar weight to that of human. Notwithstanding, studies are still lacking in these animals
demonstrating anesthesia as safe and minimizing possible side effects such as regurgitation and
subsequent aspiration pneumonia.
This study describes a safe anesthetic protocol consisting of premedication with
dexmedetomidine and buprenorphine, followed by induction with Propofol and maintenance
with isoflurane. The study population consisted of 38 animals of heterogeneous age and
pathology.
General sedation quality of animals was good, allowing comfortable handling of animals. An
average of 2.02 mg/kg (± 0.46 mg/kg) of Propofol was required for induction, providing sufficient
loss of consciousness and reflexes for intubation. Induction apnea was observed in 18.42% of
the animals. A 5% of minimum alveolar concentration of Propofol was used for anesthetic
maintenance, lowering levels to 3% after 5 minutes in 63.16% of the sheep.
Animals showed good quality recovery, except in one case where the animal showed periods of
apnea after regaining consciousness, leading to its the death during its transport back to the
Faculty.
Introducción. Según American Board of Anesthesiology, la anestesia se define como la práctica médica que
produce insensibilidad al dolor durante procedimientos quirúrgicos, obstétricos, terapéuticos y
diagnósticos (Urban & Bleckwenn, 2002). Según este comité, esta insensibilización no implica
necesariamente inconsciencia o sedación, hecho que se manifiesta, por ejemplo, durante la
anestesia local. Por otro lado, según American Society of Anesthesiologist en la anestesia general
sí se precisa la pérdida total de la consciencia o una sedación (Urban & Bleckwenn, 2002).
El uso de animales en la investigación es una práctica que desde los orígenes ha sido
controvertida. Actualmente viene legislada tanto en el ámbito europeo como en el nacional y el
comunitario. Antes de estar regulada, en 1959, Rusell y Burch publicaron el “Principio de las tres
erres” que se basa en “reemplazar” el uso de los animales de experimentación por otros
métodos, “reducir” el número de animales que se emplea en cada ensayo y en “refinar” las
técnicas para aminorar el malestar, dolor o sufrimiento animal (Russel & Burch, 1959) (Russel &
Burch, 1992). Teniendo en cuenta estos dos últimos preceptos, las técnicas de diagnóstico por
imagen son muy interesantes al ser, generalmente, no invasivas. Este hecho nos brinda la
oportunidad de observar patologías y lesiones, tanto en un momento puntual como realizando
seguimientos, sin precisar el sacrificio de los animales a estudiar.
Concretamente en este estudio, la técnica empleada para el diagnóstico y seguimiento de los
animales es la tomografía computarizada. Esta técnica se basa en las propiedades de los rayos X
y nos permite obtener imágenes bidimensionales de cualquier área anatómica. Se obtienen un
gran número de proyecciones del paciente mediante la acción conjunta del tubo de rayos X
rotando alrededor del sujeto y de los sistemas detectores. Los sistemas detectores están
basados en decenas e incluso cientos de filas contiguas de detectores alineadas a lo largo del eje
de rotación. Una vez tomados estos datos, mediante un programa específico de ordenador,
podemos obtener imágenes de planos axiales, sagitales y coronales. Este programa también nos
permite realizar reconstrucciones tridimensionales del paciente y observándose en colores las
diferentes densidades, permitiendo su diferenciación. Esta técnica está más indicada en la
visualización de tejidos duros, pero también se emplea frecuentemente en la visualización de
órganos como el corazón o el cerebro. Cuando actuamos en estos tejidos y debido a que la
densidad original sangre-tejido blando es bastante similar, se emplea un contraste intravenoso
que contiene generalmente yodo para mejorar la visualización de dicha vascularización, ya sea
fisiológica o patológica (Calzado & Geleijns, 2010).
Uno de los requerimientos a la hora de realizar una tomografía computarizada en animales es
que éstos deben estar anestesiados. Se precisa de una inmovilización, ya que cualquier
movimiento distorsionaría la imagen o los animales podrían dañar la máquina o resultar heridos.
Además, también es necesaria una ligera analgesia por si se precisan posturas que podrían
resultar dolorosas para evaluar ciertas lesiones. Este es uno de los puntos críticos a la hora de
realizar esta prueba ya que, a pesar de que existen muchos protocolos anestésicos estudiados
en animales, concretamente el ganado ovino es uno de los menos estudiados.
Para este estudio se utilizaron ovejas procedentes de casos clínicos del Servicio Clínico de
Rumiantes del Hospital Veterinario de la Facultad de Veterinaria de Zaragoza. Se sometieron a
un protocolo anestésico determinado aprovechando que se trataba de animales con diferentes
patologías que debían ser sometidos a la tomografía computarizada con fines diagnósticos.
El protocolo anestésico empleado se compone de una premedicación de dexmedetomidina a
0,005mg/kg junto con buprenorfina a 0,01mg/kg. Posteriormente se inducirá una anestesia
general con Propofol a dosis-efecto, comenzando con 2mg/kg. Como anestesia de
mantenimiento se administrará isoflurano a una CAM del 5% para, dependiendo de la duración
de la prueba, disminuirla posteriormente al 3%. Durante el proceso tomográfico y una vez
finalizado el procedimiento se siguieron los diferentes parámetros hasta la recuperación del
animal.
Justificación y objetivos. Desde hace años, los modelos animales constituyen una parte fundamental en la investigación
biomédica tanto humana como animal. Debido a los avances que estamos experimentando en
este campo, resulta fundamental encontrar un modelo animal que cumpla con las necesidades
éticas, económicas y fisiológicas. Estos datos se precisan para desarrollar terapias eficaces y
seguras aplicables a otros estudios. El animal más empleado en la actualidad es el ratón, ya que
su mantenimiento es sencillo y económico. Además, presenta un ciclo reproductivo corto con
camadas grandes (Rodríguez, 2007).
Aunque el murino sea el modelo más empleado, el ganado ovino nos ofrece una alternativa
como animal de tamaño intermedio del que se conoce bien su anatomía y fisiología. Asimismo,
resulta más económico de mantener y de mejor manejo que otros animales de similares
dimensiones y, por lo tanto, ofrece la posibilidad de obtener muestras abundantes y frecuentes.
Destaca su potencial en el estudio de patologías respiratorias debido a que la anatomía y
fisiología del aparato respiratorio ovino se asemeja más al humano de lo que lo hace el de los
roedores (De las Heras & Borderías, 2010). En este campo encontramos modelos ovinos para el
estudio de asma o del síndrome de dificultad respiratoria neonatal (Scheerlink et al, 2008).
Además, recientemente se han publicado nuevos avances en el campo de trasplantes de
órganos con la creación de los primeros embriones híbridos humano-ovino, quimeras con
cuerpo de oveja y órganos humanos (De los Ángeles et al, 2018).
Por otro lado, el ovino destaca como modelo de docencia en el ámbito de la Veterinaria. Son
animales de manejo sencillo que presentan un amplio abanico de patologías, muchas de las
cuales pueden ser extrapoladas a la clínica de otros animales como vacas, perros, gatos o
équidos. Permiten, gracias al su bajo coste de mantenimiento y al no someter a los estudiantes
a la presión del estudio de animales con propietario, obtener una gran cantidad de información.
Los estudiantes pueden realizar el seguimiento de casos completos desde la exploración clínica
hasta el estudio anatomopatológico, además de practicar la toma de muestras (Ramos et al,
2013).
A través de un convenio del Servicio Clínico de Rumiantes del Hospital Veterinario de la Facultad
de Veterinaria de Zaragoza y el Centro Clínico Veterinario de Zaragoza hemos tenido la
posibilidad de utilizar la tomografía computarizada para el diagnóstico de procesos patológicos
remitidos o para diferentes estudios fisiopatolólógicos. Esta técnica de diagnóstico por imagen
ha permitido el estudio tanto de la fisiología como de la patología de estos animales. Además,
se ha visto que la tomografía computarizada resulta excelente para el seguimiento de muchas
patologías ovinas, así como para el diagnóstico de procesos con sintomatología inespecífica o
inaparente como la pseudotuberculosis visceral, constituyendo una pieza clave en la resolución
de algunos de los casos remitidos a este servicio.
Uno de los requerimientos de esta prueba es que los animales se encuentren anestesiados para
asegurar su inmovilización y la integridad tanto de los animales como del equipo. Elegir una
técnica anestésica es muy importante a la hora de realizar cualquier práctica quirúrgica,
procedimiento médico o estudio, ya que, si no se escoge una combinación de fármacos y dosis
adecuadas, puede verse comprometida incluso la vida de animales sanos. Además de la poca
información que se tiene sobre anestesia en pequeños rumiantes se encuentra el hecho de que
no existen muchos productos registrados para la anestesia en este tipo de animales.
El primer objetivo de este estudio es establecer un protocolo de analgesia y anestesia seguro
para el manejo y la realización de tomografías computarizadas en ovino. Para ello,
determinaremos la eficacia de una premedicación anestésica a base de la combinación de
dexmedetomidina y buprenorfina. Además, determinaremos si la dosis estimada de Propofol es
suficiente para una anestesia de calidad.
Como segundo objetivo, compararemos la respuesta de animales con diferentes patologías y
edad frente este mismo protocolo. A través de la monitorización de las frecuencias respiratoria
y cardiaca evaluaremos si se trata de un protocolo seguro.
El tercer objetivo será el análisis de la tasa de supervivencia y los principales efectos sobre el
organismo.
Materiales y métodos.
Materiales
1. Animales
Los animales del estudio provienen del Servicio Clínico de Rumiantes de la Facultad de
Veterinaria de Zaragoza (SCRUM). En su mayoría son ovejas cedidas por el Programa de
Desarrollo Rural 2014-2020 (PDR) sobre patologías de animales de desvieje y el resto provienen
de casos clínicos remitidos por veterinarios de la zona de influencia de nuestra Facultad, siendo
por lo tanto un grupo heterogéneo.
Todos los animales, al llegar a la Facultad, son sometidos a una exploración general donde se
registran, entre otros datos, sus constantes: frecuencia respiratoria y cardiaca. Posteriormente,
se procede a la realización de análisis de sangre y, dependiendo del diagnóstico presuntivo, son
sometidas a diferentes técnicas exploratorias como la ecografía, la termografía, la radiología o,
si se considera necesario, la tomografía computarizada.
Los animales son sometidos a la tomografía computarizada bien para el diagnóstico o
confirmación de una patología o bien para realizar un seguimiento de la misma. El peso de las
ovejas es, de media, 51,29 kg (± 6,45 kg).
Las ovejas son trasladadas desde la Facultad de Veterinaria al Centro Clínico Veterinario, donde
se encuentra el tomógrafo, normalmente en grupos de dos animales. Los animales, siempre que
es posible, son trasladados al centro en ayunas.
2. Tomógrafo.
La tomografía es una técnica que emplea una fuente motorizada de rayos X que gira alrededor
del Gantry, una abertura circular a través de la cual el paciente se mueve lentamente. El
tomógrafo presenta detectores, que registran los rayos X que salen del paciente y los transmiten
al ordenador. Cada vez que la fuente de rayos X realiza una rotación completa, el tomógrafo,
mediante técnicas matemáticas complejas crea una imagen en dos dimensiones de la zona
estudiada. Esta operación se repite tantas veces como se precise y así se generan multitud de
cortes (NIBIB, 2013).
El aparato empleado es un tomógrafo de dos cortes de modelo Brivo de General Electric
Healthcare.
3. Fármacos anestésicos.
Dexmedetomidina.
La dexmedetomidina es un fármaco derivado del imidazol con acción α-2 adrenérgica que se
emplea como sedante y analgésico. Estudios realizados en la especie humana determinan que
se trata, en comparación con otros α-2 adrenérgicos, de uno de los sedantes más eficaces,
siendo su afinidad por los receptores α-2/α-1 de 1620:1, es decir, ocho veces más potente que
la clonidina (Frederico, 2013).
Se trata de un fármaco que nos permite trabajar utilizando menor cantidad de anestésicos y
analgésicos que posee efecto simpaticolítico debido a que produce una disminución en la
liberación de noradrenalina en las terminaciones nerviosas simpáticas. Además, también
produce una inhibición del locus coerulus, el núcleo noradrenérgico predominante que se
encuentra situado en el tronco del encéfalo (Vidal Vademecum, s.f.). Su mecanismo de acción
se basa en la unión de los agonistas a las proteínas G de la membrana neuronal, lo que produce
la apertura de los canales de K+ y, consecuentemente, produce una hiperpolarización de la
neurona que impide que ésta pueda responder a nuevos estímulos (Belda et al, 2005).
Como consecuencia de un incremento en el tono vagal, por la activación postsináptica de los
receptores α-2 situados en la musculatura vascular lisa, se desarrolla una vasoconstricción
periférica y un aumento de la presión arterial, lo que origina una bradicardia compensatoria. En
cuanto a sus efectos sobre el sistema respiratorio, puede originar respiración superficial e
intermitente, aunque no es común (Belda et al, 2005). En ovejas se ve relacionado el uso de
estos fármacos con el desarrollo de edemas pulmonares consecuencia, probablemente, a las
alteraciones que se producen a nivel hemodinámico o a la activación del sistema inflamatorio
pulmonar, aunque no se conoce la etiología concreta del proceso (Kästner et al, 2007).
La dexmedetomidina empleada para este trabajo ha sido Dexdomitor® 0,5mg/ml de Ecuphar
(antes Esteve Veterinaria) a una dosis de 0.005mg/kg.
Buprenorfina.
La buprenorfina es un fármaco de la familia de los opioides, derivado semisintético de la tebaína
y agonista parcial de los receptores μ de bajo peso molecular. Su bajo peso molecular junto a su
elevada liposolubilidad le confieren una elevada potencia analgésica (Tornero et al, 2012). En la
especie humana se ha demostrado que su acción es entre 25 y 50 veces más potente que la
morfina, además de ser más duradera (Jasinski, 1978).
Los receptores sobre los que actúa, los μ, predominan en las áreas del sistema nervioso que se
asocian a la percepción del dolor. Se relacionan con la respuesta de analgesia supraespinal,
depresión respiratoria y miosis. Se diferencian dos tipos de receptores μ: los μ1 y los μ2. Los μ1
son de alta afinidad y se relacionan con la sensación analgésica, mientras que los μ2 son de baja
afinidad y los que producen depresión respiratoria. La unión del opioide con el receptor origina
una hiperpolarización neuronal que disminuye la cantidad de información transmitida a los
centros superiores, con lo que la sensación de dolor también se ve disminuida. Además, es un
antagonista de los receptores opioides κ, lo que explica cierto grado de analgesia espinal y los
efectos disfóricos y psicomiméticos (Tornero et al, 2012).
Los opioides producen analgésica fisiológica al simular la acción de las endorfinas. Se unen a los
receptores opioides, tanto del SNC como de fuera de éste, disminuyendo el componente
sensorial y la respuesta afectiva al dolor a través del bloqueo de la liberación presináptica de
neurotransmisores excitatorios. También pueden causar analgesia a través de la
desensibilización de la membrana postsináptica a la acción de la sustancia P, neurotransmisor
participante en la percepción del dolor, por una hiperpolarización neuronal (Tornero et al, 2012).
La buprenorfina empleada para este trabajo ha sido Bupaq® 0,3mg/ml de Ritchet Pharma a una
dosis de 0,01mg/kg.
Propofol.
El Propofol (2,6-diisopropilfenol) es un anestésico hipnótico intravenoso muy liposoluble de
acción y vida media cortas. Aunque su actividad analgésica es muy baja, es utilizado
ampliamente para la inducción y mantenimiento anestésico, entre otros, debido a que la
recuperación de los pacientes tras un “bolo” o infusión continua es rápida (Thurmon et al, 1997).
El Propofol actúa aumentando la acción inhibitoria del neurotransmisor GABA (ácido gamma-
aminobutírico), el neurotransmisor más potente inhibidor de la actividad encefálica en
mamíferos. Su mecanismo de acción, aunque no se conoce con exactitud, consiste en
incrementar la conductancia de los canales del ion cloruro, con la consiguiente hiperpolarización
de las membranas postsinápticas e inhibición neuronal (Colson, 2005).
Es uno de los anestésicos más ampliamente empleados considerado, en general, seguro para su
uso en pacientes con patologías hepáticas y renales, incluso con enfermedades cardiacas de
leves a moderadas si se dispone de una buena monitorización. Produce una reducción del tono
simpático y parasimpático, pero la supresión de las funciones de los órganos vitales es mínima
(GholipourKanani & Ahadizadeh, 2013).
El Propofol empleado ha sido Propofol Lipuro® 10mg/ml, de Braun, a una dosis de 2mg/kg
(±0,46mg/kg).
Isoflurano
El isoflurano es un anestésico general inhalatorio utilizado ampliamente en el mantenimiento
anestésico debido, entre otras características, a su alta seguridad. Se trata de un depresor
profundo, además de hipotensor y de producir relajación muscular (AEMPS, s.f.). Aunque su
mecanismo de acción aun no es totalmente conocido, varios ensayos han demostrado su
interacción con el receptor GABA, al igual que las benzodiacepinas (Días et al, 2016). Este
receptor actúa controlando la abertura de los canales de cloruro o potasio, disminuyendo la
excitación neuronal (Nunes et al, 2013).
Su coeficiente de partición sangre/gas es de aproximadamente 1,46, el doble del sevoflurano.
Al ser alto, se difunde fácilmente en la sangre y esto permite una inducción lenta, aunque en
contraprestación, la recuperación es también lenta (Días et al, 2016).
El isoflurano empleado ha sido IsoVet® 1000mg/g, de Braun, a una CAM en un principio del 5%,
para ser reducida posteriormente al 3%.
4. Contraste
Cuando se ha considerado la necesidad de utilizar contraste o cuando, tras realizar una
tomografía sin contraste, se ha visto que se podía mejorar la interpretación y su posterior
diagnóstico utilizando contraste, se ha procedido a la utilización del mismo.
El contraste yodado es utilizado en el diagnóstico por imagen para una mejor visualización de
estructuras vascularizadas, debido a que son opacos a los Rayos X. Son solubles en agua y,
generalmente, se eliminan vía renal, horas después de su administración. Son compuestos de
bajo peso molecular y se clasifican en iónicos y no iónicos y en monómeros y dímeros
dependiendo de su estructura química y de la relación entre los iones y el número de átomos
(Morales & Otamendiz, 2010).
Los compuestos no iónicos, como su nombre indica, no se disocian y, por lo tanto, no necesitan
convertirse en un anión yodado para generar el contraste. Esta característica los hace menos
reactivos, siendo más seguros que los contrastes iónicos (Morales & Otamendiz, 2010).
En un estudio con 425 perros y 58 gatos se evaluó los cambios en la frecuencia respiratoria,
cardiaca y la presión arterial tras la administración de dos contrastes iohexol y gadobutrol. Los
cambios de más de un 20% fueron considerados como moderados y los cambios asociados
inmediatamente a la administración del contraste fueron considerados severos. Este estudio
concluyó que las reacciones severas en perros y gatos son raras y las moderadas se encuentran
entre el 12,2-17,2% en gatos y el 18,3-20,5% en perros (Scarabelli et al, 2016). No existen este
tipo de datos para el ganado ovino.
El contraste empleado en nuestro estudio ha sido Omnipaque® 300mg de Iodo/ml, de General
Electric Healthcare, a 1,5 ml/kg de peso vivo.
5. Equipo de anestesia y monitorización.
La función del equipo de anestesia es administrar, de forma automática, gases frescos (oxígeno,
aire o una mezcla de ambos), gases anestésicos (protóxido de nitrógeno o xenón) y anestésicos
inhalatorios. Se compone de un sistema de alimentación de gases frescos, uno o varios circuitos
anestésicos, un ventilador, un sistema de anticontaminación y un aspirador reservado para el
uso anestésico (Beaulieu et al, 2013).
El equipo de anestesia empleado es el Matrx VMS®. Se trata de un equipo fabricado en cromo
con un amortiguador de CO2 con función de palanca de liberación rápida además de una válvula
de seguridad de presión negativa que permite que entre aire en el sistema si se corta el flujo de
oxígeno al paciente (Kercus CIentific, s.f.).
Para la monitorización se ha empleado un equipo de monitorización de ECG.
Métodos
Protocolo anestésico.
Al llegar al centro se coloca a los animales una vía en la vena cefálica, normalmente de la
extremidad derecha, para la introducción de la premedicación intravenosa. La premedicación
establecida en el protocolo se compone de dexmedetomidina (0,005mg/kg) y buprenorfina
(0,01mg/kg), aplicadas en una única inyección intravenosa y es aplicada a todos los animales. A
dos de los animales se les aplicó la mitad de dosis de dexmedetomidina en un caso y la mitad de
buprenorfina en el otro.
Una vez administrada la premedicación se evalúa la calidad de la sedación (1-3). Se determina
que la sedación es leve (1) si el animal no pierde reflejos, moderada (2) si la pérdida no es total
y alta (3) si hay una merma total de los reflejos. La pérdida de reflejos se evalúa determinando
la presencia o ausencia del reflejo palpebral.
Una vez la premedicación había sido administrada, pasado un tiempo variable entre animales
(x̄=16,89 minutos ±11,35 minutos), se procede a realizar la inducción. La inducción se realiza vía
intravenosa con Propofol dosis-efecto, comenzando con 2 mg/kg y esperando para evaluar la
respuesta y valorar un aumento de la dosis. De los 38 animales sometidos al estudio, a 25 se les
administró una concentración de 2 mg/kg de Propofol. De los 13 animales restantes, a 6 se les
administró una menor concentración, tres con 1 mg/kg, dos con 1,5 mg/kg y uno con 1,7 mg/kg.
Por otro lado, en los otros 7 animales se precisó una mayor concentración, una oveja con 2,1
mg/kg, dos con 2,5 mg/kg y cuatro con 3 mg/kg, dos de las cuales comenzaron con una dosis de
2 mg/kg, pero precisaron 1 mg/kg posteriormente.
Una vez se comprueba la pérdida de reflejos se procede a la intubación. Colocando al animal en
decúbito esternal, con la cabeza levantada en ángulo recto con la línea dorsal, se abre la cavidad
oral, se exterioriza la lengua y, con la ayuda de un laringoscopio, se introduce el tubo
endotraqueal.
Normalmente el tubo utilizado en animales adultos es de número 8-8,5 y el utilizado en corderos
5-6. Es importante que el tubo endotraqueal presente balón ya que este nos permite sellar la
tráquea, tras su llenado con aire, siendo especialmente importante en rumiantes debido a la
producción de saliva y al reflujo ruminal. La regurgitación, al igual que el eructo, forma parte del
proceso de rumia y son inhibidas por los sedantes y analgésicos generales. Por otro lado, la
intubación es necesaria para evitar una posible deglución desviada debido a la pérdida del
control del cardias que se produce durante la anestesia (Valverde & Doherty, 2008).
Tras la intubación las ovejas se colocan en la mesa del tomógrafo y son conectadas a la máquina
anestésica, donde se emplea Isoflurano a una CAM del 5% para el mantenimiento anestésico.
Durante la realización del escáner a algunos animales se les administra contraste iodado,
momento en el que se procede a bajar el isoflurano a una CAM del 3%. No a todos los animales
a los que se les administra contraste se les realiza una bajada de la CAM ni a todos los animales
a los que no se les administra no se les disminuye, sino que depende de la duración estimada de
la prueba. La duración media de las tomografías en las que se ha realizado una bajada de la CAM
es de 20,5 minutos (±7,28 minutos), mientras que en las que no se ha bajado es de 16,93 minutos
(±5,99 minutos).
En este momento, también se procede a la colocación de los electrodos de la máquina de
monitorización, uno en cada extremidad anterior y un tercero en la extremidad posterior
derecha. Se registra, cada cinco minutos, la frecuencia cardiaca y, a través de la observación
directa de los movimientos respiratorios o de la bolsa de aire, la frecuencia respiratoria. Cuando
finaliza la prueba se desconectan los animales de la maquina anestésica y del monitor y
permanecen intubados hasta los primeros indicios de despertar. Así se trata de evitar al máximo
la neumonía por deglución desviada a la que son propensos los rumiantes por el reflujo.
Por último, los animales son trasladados de nuevo a la Facultad de Veterinaria donde,
dependiendo de la patología, son mantenidos vivos o, tras su sacrificio humanitario, sometidos
a un estudio anatomopatológico.
Método estadístico.
Para la comparación de los datos del estudio 1 de Funes Caño, debido a que únicamente se
conoce la media y los límites superior e inferior se realizó una comparación descriptiva de los
datos.
El análisis de los datos restantes se realizó a través del programa informático SPSS para Windows
versión 22.0. Se ha establecido el grado de significación en α=0,05.
Para la comparación entre las frecuencias tomadas en la exploración de los animales y durante
la realización de la prueba se empleó la prueba T de Student para variables relacionadas. En las
demás comparaciones la prueba empleada fue la T de Student para variables independientes,
que nos permite comparar medias y desviaciones estándar entre grupos de individuos.
Resultados y discusión. Para la valoración de los resultados obtenidos, se han agrupado y comparado los datos
obtenidos con el protocolo anestésico anteriormente descrito creando subgrupos entre las
ovejas sometidas al estudio. Dependiendo del grupo, puede variar el número de animales
debido a que, en algunos animales, no ha sido posible obtener todos los datos.
Para poder evaluar si existe una variación entre las constantes vitales antes y durante la
anestesia, debemos tener en cuenta las constantes vitales normales en ovejas. Éstas son 20-30
rpm y 70-90 lpm en animales adultos y 36-48 rpm y 80-100 lpm en corderos (Ramos & Ferrer,
2007). Las constantes de referencia de 31 de las 38 ovejas son las obtenidas en la exploración
que se les realizó al llegar al Servicio Clínico de Rumiantes. De los restantes 7 animales, debido
a la falta de datos, se toma como referencia la media de las constantes vitales estándar
anteriormente citadas. Se tendrá en cuenta en 4 de los animales una frecuencia respiratoria de
25 rpm y una cardiaca de 80 lpm al tratarse de ovejas adultas. A los tres restantes, al tratarse de
corderos, se les asigna una frecuencia respiratoria de 42 rpm y una cardiaca de 90 lpm.
Además, para una interpretación de los datos, estableceremos que la bradipnea en las ovejas se
da con una frecuencia respiratoria menor a 20 rpm y en corderos con una menor a 36 rpm. De
igual manera, consideraremos taquipnea cuando exista una frecuencia respiratoria mayor a 30
rpm en adultas y mayor a 48 rpm en corderos. Así mismo, respecto a la frecuencia cardiaca,
consideraremos bradicardia si el animal presenta menos de 70 lpm siendo adulta y menos de 80
lpm tratándose de corderos. Será considerada taquicardia una frecuencia cardiaca mayor a 90
lpm en ovejas y mayor a 100 en los corderos.
Constantes Ovejas Corderos
FC normal 70-90 lpm 80-100 lpm
Taquicardia > 90 lpm > 100 lpm
Bradicardia <70 lpm <80 lpm
FR normal 20-30 rpm 36-48 rpm
Taquipnea > 30 rpm > 48 rpm
Bradipnea < 20 rpm < 36 rpm
Tabla 1. Parámetros cardiacos y respiratorios en la especie ovina (Ramos & Ferrer, 2007).
Resultados
1. Edad.
Definimos dos grupos: corderos y ovejas.
a. Corderos.
Este grupo está compuesto por siete animales, dos con 10 y 15 días y los otros cinco se
encuentran entre los dos y seis meses de edad.
El tiempo medio de preanestesia de los corderos es de 17,6 minutos (±15,44 minutos), mientras
el tiempo de anestesia es de 22 minutos (±11,51 minutos). Además, los animales que llegaron a
despertar en la clínica lo hicieron en una media de 35 minutos.
La calidad de la sedación de los animales es alta, todos sufren una pérdida de reflejos completa
siendo especialmente rápida y profunda en dos de los corderos.
Respecto a la frecuencia cardiaca, fue de 111,04 lpm de media (±17,18 lpm). Comparando con
la frecuencia cardiaca tomada durante la exploración, se produce un aumento de 7,04 lpm
(±35,96 lpm). En cinco de los animales el aumento es de 24,06 lpm (±15,42lpm), mientras que
en dos de ellos se produce un descenso de 35,5 lpm (±41,72 lpm). Además, la variación entre su
frecuencia cardiaca máxima y mínima es de 45,43 lpm de media (±49,24 lpm), siendo en dos de
los corderos mayor a 100 lpm, en uno de 46 lpm y en el resto menor a 25 lpm.
De los 7 corderos, dos presentaron constantes normales durante la anestesia y cinco de ellos
presentaron taquicardia.
Frecuencia cardiaca Número de animales % Animales
Bradicardia (<80 lpm) 0 0
Normal (80-100 lpm) 2 28,57 Taquicardia (>100 lpm) 5 71,43
TOTAL 7 100
Tabla 2. Frecuencia cardiaca en corderos.
En cuanto a la respiración, uno de los corderos sufre apnea de inducción. La frecuencia
respiratoria media con el isoflurano es de 52,03 rpm (±22,87 rpm), mientras que al quitar el
isoflurano los animales presentaron una media de 48,93 rpm (±24,47 rpm). En tres de los cuatro
animales en los que se pudo valorar se experimentó una bajada de la frecuencia respiratoria de
22,23 rpm (±12,60 rpm), mientras que en el cuarto cordero la frecuencia respiratoria aumentó
2,7 rpm. Respecto a la frecuencia respiratoria medida durante la exploración, los corderos vieron
aumentada su frecuencia respiratoria en 15,04 rpm (±26,97 rpm). Se produjo un aumento en 4
de ellos de 25,42 rpm (±11,51 rpm), mientras que en los dos restantes disminuyó en 23,75 rpm
de media (±3,89 rpm). Por último, la diferencia entre la frecuencia respiratoria máxima y mínima
de los animales es de 46,43 rpm de media (±35,25 rpm), siendo la mayor diferencia de 118 rpm
y la menor de 6 rpm.
De los 6 animales que pudieron ser monitorizados, uno presentaba bradipnea y otro, constantes
respiratorias normales. Los cuatro corderos restantes manifestaron taquipnea con la
administración de isoflurano.
Frecuencia respiratoria Número de animales % Animales
Bradipnea (<36 rpm) 1 16,67
Normal (36-48 rpm) 1 16,67
Taquipnea (>48 rpm) 4 66,66
TOTAL 6 100
Tabla 3. Frecuencia respiratoria en corderos.
Entre las observaciones, dos de los corderos sufren dificultades en la respiración, con respiración
superficial y periodos de taquipnea.
Parámetro Promedio Desviación Estándar
Tiempo de preanestesia 5 corderos
17,6 minutos
±15,44 minutos
Tiempo de anestesia 5 corderos
22 minutos ±11,51 minutos
Tiempo en despertar tras la inducción 2 corderos
35 minutos ± 0 minutos
Frecuencia cardiaca
Media FC 7 corderos
111,04 lpm ±17,18 lpm
Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 7 corderos
7,04 lpm ±35,96 lpm
Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 5 corderos
24,06 lpm ±15,42 lpm
Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 2 corderos
35,5 lpm ±41,72 lpm
Variación entre la FC máxima y mínima 7 corderos
45,43 lpm ±49,24 lpm
Frecuencia respiratoria
Media FR con el isoflurano 6 corderos
52,03 rpm ±22,87 rpm
Media de la FR al quitar el isoflurano 4 corderos
48,93 rpm ±24,47 rpm
Aumento de la FR al quitar el isoflurano 3 corderos
2,7 rpm ±0 rpm
Disminución de la FR al quitar el isoflurano 1 cordero
22,23 rpm ±12,60 rpm
Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 6 corderos
15,04 rpm ±26,97 rpm
Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 4 corderos
25,42 rpm ±11,51 rpm
Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 2 corderos
23,75 rpm ±3,89 rpm
Variación entre la FR máxima y mínima 7 corderos
46,43 rpm ±35,25 rpm
Tabla 4. Resumen de los datos obtenidos en corderos.
b. Ovejas.
El grupo de ovejas está compuesto por 31 animales cuya edad encuentra entre los dos y los
nueve años, siendo la mayoría ovejas de seis años (38,71%).
El tiempo medio de preanestesia ha sido 17,03 minutos (±11,17 minutos) y el de anestesia 18,35
minutos (±5,60 minutos). El tiempo medio que tardan en despertar ha sido de 32,56 minutos
(±11,46 minutos).
La calidad de la sedación de los animales es alta en general, siendo leve en una de las ovejas y
moderada en cuatro. Cinco de los animales experimentan una sedación especialmente rápida y
profunda.
Respecto a la frecuencia cardiaca, la media se sitúa en 121,97 lpm (±33,72 minutos). Se ha
producido un incremento de la frecuencia durante la anestesia respecto a la tomada en la
exploración de 18,36 lpm (±39,52 lpm). Veintiuna ovejas experimentan una subida de la
frecuencia cardiaca respecto a la tomada en la exploración, 38,42 lpm (±27,68 lpm) de media,
mientras que las diez restantes experimentaron un descenso de 23,77 lpm (±24,31 lpm). En
cuanto a la variación entre la frecuencia cardiaca máxima y mínima es de 47 lpm de media
(±32,87 lpm).
De las 31 ovejas, una experimentó bradicardia, cuatro mostraron frecuencia cardiaca normal y
las restantes taquicardia.
Frecuencia cardiaca Número de animales % Animales
Bradicardia (<70 lpm) 1 3,23
Normal (70-90 lpm) 4 12,90 Taquicardia (>90 lpm) 26 83,87
TOTAL 31 100
Tabla 5. Frecuencia cardiaca en ovejas.
En lo concerniente a la monitorización de la respiración, una de las ovejas sufre una parada
respiratoria tras la inducción y se le realizan maniobras de ventilación; tras la recuperación sufre
un periodo de taquipnea. Además, seis animales presentan apnea de inducción. La frecuencia
respiratoria media con el isoflurano es de 31,26 rpm (±15,02 rpm), mientras que al quitarlo esta
aumenta hasta 34,03 rpm de media (±13,37 rpm). Respecto a la frecuencia respiratoria tomada
durante la exploración, los animales presentan una disminución de la frecuencia respiratoria de
2,10 rpm (±19,32 rpm). En cuanto a la variación entre la frecuencia respiratoria máxima y
mínima, encontramos una diferencia media de 26,67 rpm (±15,43 rpm).
Frecuencia respiratoria Número de animales % Animales
Bradipnea (<20 rpm) 7 25
Normal (20-30 rpm) 6 21,43
Taquipnea (>30 rpm) 15 53,57
TOTAL 28 100
Tabla 6. Frecuencia respiratoria en ovejas.
Entre las observaciones tomadas se registra un animal que se timpaniza durante la realización
de la tomografía. Una de las ovejas sufre taquipnea, con respiración superficial, y otro de los
animales experimenta temblores. En este grupo se encuentra un animal que, tras sufrir
episodios de apnea al despertar, falleció en el transporte hacia la Facultad.
Parámetro Promedio Desviación Estándar
Tiempo de preanestesia 30 ovejas
17,03 minutos
±11,17 minutos
Tiempo de anestesia 31 ovejas
18,35 minutos
±5,60 minutos
Tiempo en despertar tras la inducción 16 ovejas
32,56 minutos
± 11,46 minutos
Frecuencia cardiaca
Media FC 31 ovejas
121,97 lpm ±33,72 lpm
Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 31 ovejas
18,36 lpm ±39,52 lpm
Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 21 ovejas
38,42 lpm ±27,68 lpm
Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 10 ovejas
23,77 lpm ±24,31 lpm
Variación entre la FC máxima y mínima 31 ovejas
47 lpm ±32,87 lpm
Frecuencia respiratoria
Media FR con el isoflurano 28 ovejas
31,26 rpm ±15,02 rpm
Media de la FR al quitar el isoflurano 21 ovejas
34, 03rpm ±13,37 rpm
Aumento de la FR al quitar el isoflurano 7 ovejas
12,74 rpm ±19,25 rpm
Disminución de la FR al quitar el isoflurano 14 ovejas
12,24 rpm ±7,24 rpm
Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 28 ovejas
2,10 rpm ±19,32 rpm
Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 14 ovejas
10,87 rpm ±13,48 rpm
Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 14 ovejas
15,84 rpm ±13,50 rpm
Variación entre la FR máxima y mínima 28 ovejas
26,67 rpm ±15,43 rpm
Tabla 7. Resumen de los datos obtenidos en ovejas.
2. Patología.
En este caso analizaremos los datos para valorar la respuesta al protocolo anestésico de
animales según si sufren patología respiratoria o no. Dentro de los animales con patología
respiratoria también tendremos en cuenta si presentan patología de vías respiratorias altas o de
vías respiratorias bajas.
a. Animales con patología respiratoria.
Se analizará los datos de la monitorización de los dieciocho animales adultos con patología
respiratoria y, posteriormente, se estudiará por separado los datos de los animales con patología
de vías respiratorias altas y bajas.
El tiempo medio de preanestesia es de 15,35 minutos (±10,58 minutos) y el de anestesia 17,28
minutos (±5,21 minutos). El tiempo medio que tardan en despertar los animales desde la
inducción es de 32,55 minutos (±11,01 minutos).
Respecto a la calidad de la sedación, es alta en todas las ovejas, siendo especialmente profunda
en tres de los animales, media en dos y ligera en una de las ovejas.
En cuanto a la monitorización cardiaca, la media de la frecuencia en este grupo de animales es
de 131,92 lpm de media (±30,50 lpm). La frecuencia cardiaca aumenta, respecto a la tomada en
la exploración inicial, una media de 28, 86 lpm (±30,38 lpm). En general aumenta una media de
37,65 lpm (±24,18 lpm), menos en tres de los animales en los que disminuye 15,07 lpm de media
(±16,69 lpm).
Sólo una de las ovejas presenta una frecuencia cardiaca media entre los límites normales,
mientras que las 17 restantes sufrieron taquicardia durante la anestesia.
Frecuencia cardiaca Número de animales % Animales
Bradicardia (<70 lpm) 0 0
Normal (70-90 lpm) 1 5,56
Taquicardia (>90 lpm) 17 94,44
TOTAL 18 100
Tabla 8. Frecuencia cardiaca en animales con patología respiratoria.
Cuatro de los animales sometidos a la anestesia sufren apnea de inducción. La frecuencia
respiratoria media de los animales mientras están sometidos al efecto del isoflurano es de 24,37
rpm (±12,77 rpm). Al desconectar los animales de la máquina de anestesia la media de la
frecuencia respiratoria es de 29,97 rpm (±13,27 rpm), con un aumento de 6,13 rpm de media
(±14,25 rpm). En seis de los animales la diferencia es menor de 6 rpm. Por otro lado, la frecuencia
respiratoria durante la anestesia desciende, respecto a la tomada durante la exploración en una
media de 11,03 rpm (±16,59 rpm). Por último, encontramos una diferencia media de 24,19 rpm
(±11,95 rpm) entre la máxima y mínimas registradas.
En este grupo casi la mitad de los animales experimentan bradipnea, tres ovejas presentan
constantes respiratorias normales y las cinco restantes taquipnea.
Frecuencia respiratoria Número de animales % Animales
Bradipnea (<20 rpm) 7 46,67
Normal (20-30 rpm) 3 20
Taquipnea (>30 rpm) 5 33,33
TOTAL 15 100
Tabla 9. Frecuencia respiratoria en animales con patología respiratoria.
Parámetro Promedio Desviación Estándar
Tiempo de preanestesia 18 ovejas
15,35 minutos
±10,57 minutos
Tiempo de anestesia 18 ovejas
17,28 minutos
±5,21 minutos
Tiempo en despertar tras la inducción 11 ovejas
32,55 minutos
± 11,01 minutos
Frecuencia cardiaca
Media FC 18 ovejas
131,92 lpm ±30,50 lpm
Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 18 ovejas
28,86 lpm ±30,38 lpm
Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 15 ovejas
37,65 lpm ±24,17 lpm
Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 3 ovejas
15,07 lpm ±16,69 lpm
Variación entre la FC máxima y mínima 18 ovejas
49,5 lpm ±41,42 lpm
Frecuencia respiratoria
Media FR con el isoflurano 15 ovejas
24,37 rpm ±12,77 rpm
Media de la FR al quitar el isoflurano 11 ovejas
29,97 rpm ±13,27 rpm
Aumento de la FR al quitar el isoflurano 8 ovejas
16,41 rpm ±8,66 rpm
Disminución de la FR al quitar el isoflurano 1,18 rpm ±0,77 rpm
3 ovejas
Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 15 ovejas
11,03 rpm ±16,59 rpm
Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 7 ovejas
3,77 rpm ±2,32 rpm
Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 11 ovejas
20,89 rpm ±14,31 rpm
Variación entre la FR máxima y mínima 19 ovejas
24,18 rpm ±11,95 rpm
Tabla 10. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria.
Patología respiratoria de vías altas. Este grupo está compuesto por cinco animales, dos de ellos con rinitis crónica proliferativa y tres
con otros tipos de rinitis.
El tiempo medio de preanestesia de este grupo de animales es de 16,75 minutos (±12,09
minutos) y el de anestesia 21,8 minutos (±5,59 minutos). El tiempo que tardan hasta despertar
de media estos animales es de 31,25 minutos (±4,79 minutos).
La frecuencia cardiaca media es de 119,2 lpm (±31,82 lpm). Además, la frecuencia cardiaca
respecto a la tomada durante la exploración aumenta en todos los animales en 25,2 lpm de
media (±27,16 lpm), siendo la menor variación de 2,5 lpm. La diferencia entre la frecuencia
cardiaca máxima y la mínima es de 55,8 lpm (±50,01 lpm).
La mayoría de animales (75%) presenta una frecuencia cardiaca media que se encuentra dentro
de lo considerado taquicardia menos uno (25%), que se encuentra dentro de los parámetros
normales.
En este grupo se encuentra la oveja que sufre periodos de apnea severos al despertar y muere
en el transporte hacia la facultad. La media de la frecuencia respiratoria es de 23,14 rpm (±8,52
rpm). La frecuencia respiratoria en este grupo de animales varía muy poco, aumentando al
quitar el isoflurano 5,4 rpm de media (±6,47 rpm). Respecto a la tomada durante la exploración,
se produce una disminución de 9,86 rpm (±14,38 rpm). La media entre el máximo y el mínimo
de frecuencia respiratoria es de 18,75 rpm (±12,03 rpm).
Dos animales presentan bradipnea (40%), mientras que dos presentan una frecuencia
respiratoria normal (40%) y la restante taquipnea (20%).
Parámetro Promedio Desviación Estándar
Tiempo de preanestesia 4 ovejas
16,75 minutos
±12,09 minutos
Tiempo de anestesia 5 ovejas
22,25 minutos
±6,34 minutos
Tiempo en despertar tras la inducción 4 ovejas
31,25 minutos
± 4,79 minutos
Frecuencia cardiaca
Media FC 5 ovejas
119,2 lpm ±31,82 lpm
Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración
25,2 lpm ±27,16 lpm
5 ovejas
Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 5 ovejas
33,68 lpm ±22,46 lpm
Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 1 oveja
8,7 lpm ±0 lpm
Variación entre la FC máxima y mínima 5 ovejas
55,8 lpm ±50,01 lpm
Frecuencia respiratoria
Media FR con el isoflurano 5 ovejas
23,14 rpm ±8,52 rpm
Media de la FR al quitar el isoflurano 4 ovejas
27,07 rpm ±14,38 rpm
Aumento de la FR al quitar el isoflurano 2 ovejas
7,27 rpm ±6,48 rpm
Disminución de la FR al quitar el isoflurano 1 oveja
0,2 rpm ±0 rpm
Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 5 ovejas
9,86 rpm ±14,38 rpm
Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 2 ovejas
2,75 rpm ±1,77 rpm
Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 3 ovejas
18,27 rpm ±12,13 rpm
Variación entre la FR máxima y mínima 5 ovejas
20,6 rpm ±12,03 rpm
Tabla 11. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria de vías altas.
Patología respiratoria de vías bajas. En este caso el grupo está compuesto por trece animales con neumonía.
El tiempo de preanestesia es de 14,92 minutos (±10,57 minutos) de media, mientras que el de
anestesia es de media 15,54 minutos (±4,03 minutos). El tiempo medio que tardan en despertar
los animales es de 33,29 minutos (±13,74 minutos) desde el comienzo de la inducción.
La frecuencia cardiaca media en este grupo de ovejas es de 136,80 lpm (±29,78 lpm). Respecto
a la frecuencia tomada en la exploración inicial se produce un aumento de 30,27 lpm (±32,46
lpm). Se produce un aumento en todos los animales, con una media de 39,09 lpm (±25,66 lpm),
excepto en dos en los que disminuye 18,25 lpm (±22,27 lpm). La diferencia entre la frecuencia
cardiaca máxima y mínima es de 47,08 lpm (±39,67 lpm).
Únicamente un animal (7,69%) presenta una frecuencia cardiaca dentro de los límites normales,
el resto presenta taquicardia (92,31%).
Tres de los trece animales sufren apnea de inducción. La frecuencia respiratoria con el isoflurano
es, de media, 24,99 rpm (±14,84 rpm) y aumenta al retirarlo a 31,13 rpm (±13,43 rpm). Respecto
a la frecuencia respiratoria tomada durante la exploración, se produce una disminución de 11,61
rpm (±18,31 rpm), siendo en cinco animales la variación menor a 7 rpm. En cuanto a la diferencia
entre la frecuencia respiratoria máxima y mínima, vemos una variación de 25,82 rpm (±12,12
rpm).
De los diez animales a los que se pudo monitorizar la frecuencia respiratoria, cinco presentaron
bradipnea y cuatro, taquipnea mientras que sólo un animal se encontraba dentro de los
parámetros normales.
Frecuencia respiratoria Número de animales % Animales
Bradipnea (<20 rpm) 5 50
Normal (20-30 rpm) 4 40 Taquipnea (>30 rpm) 1 10
TOTAL 10 100
Tabla 12. Frecuencia respiratoria en animales con patología de vías respiratorias bajas.
Parámetro Promedio Desviación Estándar
Tiempo de preanestesia 13 ovejas
14,92 minutos
±10,57 minutos
Tiempo de anestesia 13 ovejas
15,54 minutos
±4,03 minutos
Tiempo en despertar tras la inducción 7 ovejas
33,29 minutos
± 13,74 minutos
Frecuencia cardiaca
Media FC 13 ovejas
136,81 lpm ±29,78 lpm
Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 13 ovejas
30,27 lpm ±32,46 lpm
Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 11 ovejas
39,09 lpm ±25,66 lpm
Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 2 oveja
18,25 lpm ±22,27 lpm
Variación entre la FC máxima y mínima 13 ovejas
47,08 lpm ±39,67 lpm
Frecuencia respiratoria
Media FR con el isoflurano 10 ovejas
24,99 rpm ±14,84 rpm
Media de la FR al quitar el isoflurano 8 ovejas
31,13 rpm ±13,42 rpm
Aumento de la FR al quitar el isoflurano 3 ovejas
20 rpm ±1,73 rpm
Disminución de la FR al quitar el isoflurano 5 oveja
10,8 rpm ±12,80 rpm
Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 10 ovejas
11,61 rpm ±18,31 rpm
Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 4 ovejas
4,28 rpm ±2,63 rpm
Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 6 ovejas
22,2 rpm ±16,21 rpm
Variación entre la FR máxima y mínima 11 ovejas
25,82 rpm ±12,12 rpm
Tabla 13.Resumen de los datos obtenidos en animales con patología de vías respiratorias bajas.
Animales con patología no respiratoria.
Por último, este grupo de veintiún animales se compone por ovejas y corderos que no sufrían
patología respiratoria. Entre las patologías que presentaban y han sido estudiadas a través de la
tomografía computarizada encontramos cenurosis, mamitis, otitis, cojeras, hepatitis, quistes
epidérmicos o momificaciones, entre otras.
El tiempo de preanestesia es, de media, 19,84 minutos (±13,18 minutos) y el de anestesia de
19,78 minutos (±7,28 minutos). El tiempo que tardan en despertar es 39, 29 minutos (±12,05
minutos).
En cuanto a la frecuencia cardiaca, los animales presentan una media de 112,90 lpm (±31,05
lpm). Respecto a la frecuencia cardiaca tomada durante la exploración de los animales se
produce un aumento de 10,86 lpm (±41,97 lpm), aumentando en trece de los animales de media
34,89 lpm (±27,87 lpm) y disminuyendo en los ocho restantes 28,2 lpm (±29,75 lpm). La
diferencia entre la frecuencia cardiaca máxima registrada en la monitorización con respecto a la
mínima es de 45,38 lpm (±31,92 lpm).
Frecuencia cardiaca Número de animales % Animales
Bradicardia 1 4,76
Normal 4 19,05
Taquicardia 16 76,19
TOTAL 21 100
Tabla 14. Frecuencia cardiaca en animales con patología no respiratoria.
Respecto a la respiración, únicamente tres de los veintiún animales ha sufrido apnea de
inducción. En este grupo se encuentra la oveja que sufre una parada cardiorrespiratoria tras la
inducción. La frecuencia respiratoria media con el isoflurano es de 42,42 rpm (±17,53 rpm), no
variando demasiado al retirarlo con una frecuencia media de 42,48 rpm (±15,45 rpm). Respecto
a la frecuencia respiratoria tomada durante la exploración de los animales se produce un
aumento de 6,17 lpm (±18,10 lpm). Por último, en lo concerniente a la diferencia entre la
frecuencia respiratoria máxima y mínima encontramos una variación de 36,76 lpm de media
(±25,90 lpm).
De 20 animales, únicamente uno experimentó bradipnea. Cinco de ellos presentaron una
frecuencia respiratoria normal y, la mayoría, experimentó taquipnea durante la anestesia.
Frecuencia respiratoria Número de animales % Animales
Bradipnea 1 5
Normal 5 25 Taquipnea 14 70
TOTAL 20 100
Tabla 15. Frecuencia respiratoria en animales con patología no respiratoria.
Parámetro Promedio Desviación Estándar
Tiempo de preanestesia 19 animales
19,79 minutos
±13,17 minutos
Tiempo de anestesia 19 animales
19,78 minutos
±12,05 minutos
Tiempo en despertar tras la inducción 8 animales
39,29 minutos
± 12,05 minutos
Frecuencia cardiaca
Media FC 21 animales
112,91 lpm ±31,06 lpm
Media de la variación de la FC respecto a la tomada durante la exploración 21 animales
10,86 lpm ±41,97 lpm
Aumento de la FC respecto a la tomada durante la exploración 13 animales
34,89 lpm ±27,87 lpm
Disminución de la FC respecto a la tomada durante la exploración 8 animales
28,2 lpm ±29,75 lpm
Variación entre la FC máxima y mínima 21 animales
45,38 lpm ±31,92 lpm
Frecuencia respiratoria
Media FR con el isoflurano 20 animales
42,41 rpm ±17,53 rpm
Media de la FR al quitar el isoflurano 14 animales
42,47 rpm ±15,45 rpm
Aumento de la FR al quitar el isoflurano 9 animales
8,77 rpm ±5,13 rpm
Disminución de la FR al quitar el isoflurano 5 animales
18,43 rpm ±12,80 rpm
Media de la variación de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 19 animales
6,17 rpm ±18,10 rpm
Aumento de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 12 animales
16,55 rpm ±13,06 rpm
Disminución de la FR con isoflurano respecto a la tomada durante la exploración 7 animales
13,55 rpm ±8,47 rpm
Variación entre la FR máxima y mínima 21 animales
36,76 rpm ±25,90 rpm
Tabla 16. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología no respiratoria.
Discusión.
Se ha evaluado si existe una diferencia significativa (α= 0,05) entre las constantes tomadas en la
exploración de los animales y las constantes registradas durante la monitorización de las
pruebas.
En el grupo de ovejas adultas se han encontrado diferencias significativas en la variación de la
frecuencia cardiaca, pero no se han hallado diferencias significativas en lo que a la frecuencia
respiratoria se refiere.
Si evaluamos esta variación en los corderos, no se encuentran diferencias significativas entre las
constantes tomadas durante la exploración y las registradas durante la realización de las
tomografías.
Al comparar las constantes en animales con patología respiratoria encontramos diferencias
significativas tanto en la frecuencia respiratoria como en la de la frecuencia cardiaca. No es así
si contemplamos únicamente los animales que no presentan patología respiratoria, donde la
diferencia entre las constantes no es significativa.
Con estos datos podemos determinar que se trata de un protocolo anestésico más seguro para
animales que no tienen afección del aparato respiratorio, además de ser un protocolo seguro
para los corderos debido a la ausencia de significación entre las constantes en la exploración y
en la monitorización.
1. Por edad.
Para la evaluación de los resultados obtenidos en las ovejas adultas, compararemos el protocolo
anestésico empleado en el presente trabajo frente a dos protocolos anestésicos testados por
Funes Caño en su tesis doctoral: “Evaluación cardiovascular, respiratoria y ácido-base de
diferentes agentes sedantes, analgésicos y anestésicos, así como su combinación en ovejas”,
realizada en la Universidad de Córdoba. Los protocolos que compararemos son los que realiza
en el primer estudio y en el tercero.
En estos protocolos, los animales se premedican con dexmedetomidina y butorfanol en el
primer estudio y con dexmedetomidina y morfina en el tercero. La inducción en el primero se
realiza con alfaxolona y en el tercero con Propofol. Como anestésico volátil de mantenimiento,
al primer grupo de animales se le administra desflurano vaporizado en O2 al 100% y en el tercero
sevoflurano vaporizado en O2 al 100%. Ambos grupos de animales, durante el mantenimiento,
se subdividen en dos grupos: un grupo A, al que se administra una infusión continua de
alfaxolona y de dexmedetomidina respectivamente; y un grupo P al que no se le administra un
agente anestésico de mantenimiento vía intravenosa. Para la comparación de los datos de
nuestro estudio, debido a la semejanza entre los protocolos, emplearemos el grupo P de cada
estudio al no emplear infusión continua de agentes anestésicos.
Los datos obtenidos por Funes Caño, entre otros, han sido:
Parámetro ESTUDIO 1 (GRUPO P) ESTUDIO 3 (GRUPO P)
Premedicación Dexmedetomidina (4μg/kg)
Butorfanol (0.3mg/kg IV) Dexmedetomidina (4μg/kg)
Morfina (0,2mg/kg IV)
Calidad de la sedación Ligera Alta
Inducción Alfaxolona DE
1mg/kg (1,7mg/kg, 1,2-2,6 mg/kg))
Propofol DE 1mg/kg
(3,1 ± 1,4 mg/kg)
Mantenimiento Desflurano vaporizado en O2 al
100% Sevoflurano vaporizado en O2 al
100%
FC media 88 (57-139) lpm 102 ± 20 lpm
FR media 18 (7-49) rpm 23 ± 8 rpm
Tabla 17. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 y estudio 3 de Funes Caño (Funes, 2014)
Descartaremos los datos de los corderos para la comparación, por lo que nos centraremos en el
grupo de 31 ovejas adultas. Para la comparación entre los estudios tenemos que tener en cuenta
la heterogeneidad de nuestros animales frente a los de Funes Caño, ya que éste contaba con
animales sanos. También se debe tener en cuenta que la población sometida a su estudio en
comparación con el estudio actual es menor.
Comparación con el estudio uno.
Parámetro ESTUDIO 1 (GRUPO P) ESTUDIO ACTUAL
Animales
Premedicación e inducción: 12 ovejas
31 ovejas Mantenimiento:
6 ovejas
Premedicación Dexmedetomidina (4μg/kg)
Butorfanol (0,3mg/kg IV) Dexmedetomidina (5μg/kg) Buprenorfina (0,01mg/kg IV)
Calidad de la sedación Ligera Alta
Inducción Alfaxolona DE
1mg/kg (1,7mg/kg, 1,2-2,6 mg/kg)
Propofol DE 2mg/kg
(2,02 ± 0,46 mg/kg)
Mantenimiento Desflurano vaporizado en O2 al
100% Isoflurano vaporizado en O2 al
100%
FC media 88 (57-139) lpm 121,97 ± 33,72 lpm
FR media 18 (7-49) rpm 31,26 ± 15,02 rpm
Tabla 18. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 de Funes Caño (Funes, 2014) y los obtenidos en el presente trabajo.
A diferencia del nuestro, el primer estudio de Funes Caño emplea, en 12 ovejas, una
premedicación basada en dexmedetomidina junto a butorfanol; la inducción se realiza con
alfaxolona. Además, el mantenimiento en seis de estos animales se realiza con desflurano
vaporizado en O2 al 100% (Funes, 2014).
En comparación con el butorfanol, la buprenorfina presenta un efecto de menor duración
(Álvarez et al, 2016). Sin embargo, estudios realizados en perros determinan que ésta presenta
una menor calidad de la sedación. Estos estudios también determinan que la relajación muscular
de ambos anestésicos es similar y suficiente para la realización de radiografías, además, la
proporción de perros que respondían al dolor y los estímulos de ruido era muy baja (Leppänen
et al, 2006).
Respecto a la inducción, estudios realizados en perros determinan que tanto con la Alfaxolona
como con el Propofol la inducción es rápida y la calidad de recuperación buena. Los efectos
cardiopulmonares son similares con la administración de ambos fármacos, experimentando
hipoventilación con ambos analgésicos (Suarez et al, 2012). En gatos, se han obtenido resultados
similares a los del estudio anterior, no observándose diferencias significativas entre los
parámetros cardiorrespiratorios con el uso de un fármaco u otro. Además, también se ha
demostrado que ambos fármacos producen hipotensión (Martínez & Murison, 2010).
En cuanto al mantenimiento, un estudio realizado en ovino comparando los efectos del
isoflurano, el desflurano y el sevoflurano determinó que el uso de un gas u otro si se han
administrado otros fármacos previamente no produce diferencias clínicas significativas.
Además, se apunta que, si se emplean los anestésicos inhalatorios sin otros medicamentos,
teóricamente, la recuperación se produce más rápidamente con el desflurano, seguido del
sevoflurano y, por último, del isoflurano (Mohamadnia et al, 2008).
Para comparar la calidad de la sedación entre el estudio de Funes Caño y el nuestro se debe
tener en cuenta que no se ha evaluado con la misma escala, categorizando éste a los animales
en 10 niveles de sedación. En ambos estudios se puede concluir que la calidad de la sedación
fue suficiente para la manipulación de los animales (Funes, 2014).
En el estudio de Funes Caño, cinco de las 12 ovejas que reciben este protocolo de inducción
sufren apnea de inducción, lo que supone un 46,67% de los animales, mientras que en nuestro
estudio el porcentaje de animales es mucho menor, apareciendo en 6 de los 31 animales, un
19,35% (Funes, 2014).
Sin embargo, uno de los animales de nuestro estudio falleció en el transporte hacia la facultad,
lo que en parte puede deberse al estrés al que se vio sometida la oveja por una manipulación
rápida debido a necesidades sobrevenidas. Con este dato la mortalidad obtenida en el estudio,
teniendo en cuenta este grupo de 31 animales, ha sido de 3,23%.
Debido a que en el primer estudio de Funes Caño las variables son no paramétricas al no seguir
la normalidad y contar con un bajo número de animales, realizaremos un análisis descriptivo de
los datos. La frecuencia cardiaca media en nuestro estudio es más elevada, casi 44 lpm, 88 lpm
del estudio 1 frente a 121,97 lpm de media en nuestro estudio. En el estudio 1 se observa una
frecuencia cardiaca máxima de 139 lpm, mientras que en nuestro estudio es de 240 lpm;
respecto a la frecuencia cardiaca mínima en el estudio de Funes Caño se encuentra en 57 lpm,
mientras que en el nuestro es de 28 lpm. Respecto a la frecuencia respiratoria, Funes Caño
registra una media de 18 rpm, con un máximo de 49 rpm y un mínimo de 7 rpm. En nuestro
estudio la media se sitúa en 31,26 rpm, con un máximo de 76 rpm y un mínimo de 1 rpm.
Las constantes registradas en nuestras ovejas presentan una media mayor y una mayor amplitud
entre los datos mínimos y máximos registrados. Aunque no podemos determinarlo de forma
estadística, podemos intuir que su protocolo presenta una variabilidad de constantes menor.
Comparación con el estudio tres.
Parámetro ESTUDIO 3 (GRUPO P) ESTUDIO ACTUAL
Animales
Premedicación e inducción: 20 ovejas
31 ovejas Mantenimiento:
11 ovejas
Premedicación Dexmedetomidina (4 μg/kg)
Morfina (0,2 mg/kg IV) Dexmedetomidina (5 μg/kg) Buprenorfina (0,01 mg/kg IV)
Calidad de la sedación Ligera Alta
Inducción Propofol DE
1mg/kg (3,1 ± 1,4 mg/kg)
Propofol DE 2mg/kg
(2,02 ± 0,46 mg/kg)
Mantenimiento Sevoflurano vaporizado en O2 al
100% Isoflurano vaporizado en O2 al
100%
FC media 102 ± 20 lpm 121,97 ± 33,72 lpm
FR media 23 ± 8 rpm 31,26 ± 15,02 rpm
Tabla 19. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 3 de Funes Caño (Funes, 2014) y los obtenidos en el presente trabajo.
En el tercer estudio de Funes Caño se someten 20 animales a una premedicación compuesta por
dexmedetomidina y morfina y a una inducción realizada con Propofol. Además, 11 de los
animales son mantenidos en la anestesia con sevoflurano vaporizado en O2 al 100% (Funes,
2014).
Tanto la morfina como la buprenorfina son opioides, por lo que su acción principal es la
analgesia. Entre los efectos secundarios esperados en los opioides destacan la depresión
respiratoria, cambios de comportamiento, náuseas, vómitos y otras afecciones digestivas. En
comparación con la morfina, la buprenorfina posee una potencia 10 veces mayor y una gran
afinidad por los lípidos, por lo que su comienzo de acción es más lento y su acción más
prolongada (Templos-Esteban & Delgado-Carlo, 2008).
Teniendo en cuenta la premisa anterior sobre la comparación entre la calidad de la sedación
entre los dos estudios, se determina de igual forma que en ambos estudios la calidad de la
sedación fue suficiente para la manipulación de los animales.
La inducción se realiza en ambos estudios con Propofol dosis-efecto, comenzando con 1mg/kg
en el estudio 3 y con 2mg/kg en el nuestro. La dosis de Propofol requerida en el estudio 3 es de
3,1 ±1,4 mg/kg, mientras que en presente estudio la dosis ha sido menor y más ajustada con lo
esperado, de 2,05 ±0,47 mg/kg. Con este protocolo anestésico únicamente una de las veinte
ovejas sufre apnea de inducción, lo que supone un 5% en comparación con nuestro 19,35%
(Funes, 2014). También se debe seguir teniendo en cuenta el 3,23% de mortalidad que presenta
nuestro protocolo.
Comparando los datos de frecuencia cardiaca y respiratoria, se ha determinado que existe una
diferencia significativa (α=0,05) entre el estudio 3 de Funes Caño y el estudio actual. Al ser sus
constates menores, se aproximan más a las fisiológicas, por lo que podemos determinar que se
trata de un protocolo con mayor seguridad en cuanto a la variación de las constantes. Así mismo,
también podemos determinar que bajo su planteamiento anestésico se presenta un 5% de
animales con apnea frente a nuestro 19,35%. Sería interesante realizar un estudio con animales
más homogéneos frente a nuestro protocolo anestésico o con animales más heterogéneos
frente al protocolo anestésico realizado por Funes Caño para una mejor comparación de los
datos.
2. Por patología.
Se han comparado estadísticamente los datos obtenidos de las ovejas que presentaban
patología respiratoria y las que presentaban otro tipo de patología. Se ha evaluado el tiempo
que tardan en despertar, la frecuencia cardiaca y la frecuencia respiratoria y únicamente se han
encontrado diferencias significativas (α=0,05) entre las frecuencias respiratorias de ambos
grupos, lo que nos indica que se trata de un protocolo que altera en menor medida las
constantes cardiacas que las respiratorias
Comparamos de forma conjunta los datos de las ovejas con patología de vías respiratorias altas
junto a las ovejas sin patología respiratoria frente a los datos de las ovejas con patología de vías
respiratorias bajas, debido que, tras la intubación, los problemas que padecen no deberían
dificultar la respiración. No se encuentra una diferencia significativa en el tiempo que tardan en
despertar, mientras que sí se observan resultados significativos al comparar la frecuencia
cardiaca y la frecuencia respiratoria. También se encuentran diferencias significativas en el
tiempo de anestesia entre los dos grupos. Determinamos que se trata de un protocolo
anestésico más seguro para los animales sin patología en el pulmón o los bronquios ya que, con
un tiempo mayor de anestesia han sufrido una variación de las constantes menor que el otro
grupo de animales.
Conclusiones Como conclusiones podemos extraer que:
1. El protocolo anestésico y analgésico a base de una premedicación de dexmedetomidina
y buprenorfina, inducción con Propofol y mantenimiento con isoflurano ha sido seguro
y ha permitido un buen manejo de los animales para la realización de tomografías
computarizadas. Además, la dosis de Propofol estimada era suficiente para alcanzar el
plano anestésico deseado, siendo menor que la empleada en los estudios con los que
se ha comparado.
2. Se trata de un protocolo que ha demostrado una variación de las constantes menor en
animales sin patología respiratoria y en los corderos.
3. Se trata de un buen procedimiento ya que presenta una baja mortalidad y una baja
presentación de apnea de inducción. En cuanto a los efectos secundarios, no hemos
obtenido efectos secundarios claros más allá de la apnea de inducción, el timpanismo o
las taquipneas puntuales que se relacionen directamente con la aplicación de nuestro
protocolo anestésico en los animales.
Conclusion In conclusion we can extract that:
1. The anaesthetic and analgesic protocol based on a premedication of dexmedetomidine
and buprenorphine, induction with Propofol and maintenance with isoflurane has been
safe and has allowed a good handling of the animals for performing computerized
tomography scans. In addition, the estimated dose of Propofol was sufficient to reach
the desired anesthetic level, being lower than that used in the studies with which it has
been compared.
2. It is a protocol that has modified a variation of minor constants in animals without
respiratory pathology and in lambs.
3. This is a good procedure because it has a low mortality and a low presentation of
induction apnea. As for the side effects, we have not obtained clear side effects related
to the application of our anesthetic protocol in animals beyond induction apnea,
tympanism or tachypnea.
Valoración personal Este estudio me ha permitido conocer en mayor profundidad la anestesia en animales, tanto en
lo referente a los fármacos como a la monitorización. He podido aprender qué parámetros son
importantes a la hora de valorar si un protocolo anestésico es eficaz y cómo corregir una
profundidad anestésica insuficiente. Concretamente en el ganado ovino, he podido descubrir la
falta de fármacos que existen indicados para esta especie, lo que en mi opinión dificulta la
aplicación de pequeñas cirugías que sería factible realizar en el campo. Además, he aprendido
mucho sobre la tomografía computarizada y la interpretación de sus resultados, así como las
principales patologías que afectan al ganado ovino y pueden ser fácilmente visualizadas a través
de esta técnica de diagnóstico por imagen.
Por otro lado, gracias a la realización del trabajo, he podido aprender cómo estructurar y
preparar un estudio en animales, así como perfeccionar mis técnicas de redacción y aumentar
mis conocimientos respecto a la realización de la bibliografía en textos académicos.
Agradecimientos. En primer lugar, me gustaría agradecer la realización de este trabajo a mis tutores Luis Miguel
Ferrer y Enrique Castells, por permitirme disfrutar de este estudio y enseñarme sobre anestesia
y tomografía computarizada, entre otras muchas cosas. También querría agradecer al Centro
Clínico Veterinario de Zaragoza la posibilidad de emplear el tomógrafo, así como los equipos de
monitorización.
Por otro lado, me gustaría agradecer al Programa de Desarrollo Rural 2014-2020 “Identificación
de los principales procesos implicados en el deshecho de ovino de carne en Aragón” GCP
2017002100, a Casa Ganaderos de Zaragoza y a los veterinarios clínicos que remiten casos al
SCRUM la cesión de animales sobre los que podemos estudiar gran cantidad de patologías y, en
mi caso en concreto, que pude monitorizar durante las tomografías.
Por último, me gustaría agradecer al SCRUM todas oportunidades que me ha brindado durante
los dos años en los que he sido miembro. Por un lado, a Delia Lacasta, Juan José Ramos y Luis
Miguel Ferrer por ser mis mentores y por otro lado a mis compañeros, sin los que no podría
haber obtenido la información de un número tan elevado de animales y sin los que no me
imagino unos mejores dos años de internado.
Índices.
Índice de tablas.
Tabla 1. Parámetros cardiacos y respiratorios en la especie ovina (Ramos & Ferrer, 2007). ..... 10
Tabla 2. Frecuencia cardiaca en corderos. .................................................................................. 11
Tabla 3. Frecuencia respiratoria en corderos. ............................................................................. 11
Tabla 4. Resumen de los datos obtenidos en corderos. ............................................................. 12
Tabla 5. Frecuencia cardiaca en ovejas. ...................................................................................... 13
Tabla 6. Frecuencia respiratoria en ovejas. ................................................................................. 13
Tabla 7. Resumen de los datos obtenidos en ovejas. ................................................................. 14
Tabla 8. Frecuencia cardiaca en animales con patología respiratoria. ....................................... 15
Tabla 9. Frecuencia respiratoria en animales con patología respiratoria. .................................. 15
Tabla 10. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria. ................ 16
Tabla 11. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología respiratoria de vías altas.
..................................................................................................................................................... 17
Tabla 12. Frecuencia respiratoria en animales con patología de vías respiratorias bajas. ......... 18
Tabla 13.Resumen de los datos obtenidos en animales con patología de vías respiratorias bajas.
..................................................................................................................................................... 18
Tabla 14. Frecuencia cardiaca en animales con patología no respiratoria. ................................ 19
Tabla 15. Frecuencia respiratoria en animales con patología no respiratoria. ........................... 19
Tabla 16. Resumen de los datos obtenidos en animales con patología no respiratoria. ........... 20
Tabla 17. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 y estudio 3 de Funes Caño (Funes,
2014) ........................................................................................................................................... 21
Tabla 18. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 1 de Funes Caño (Funes, 2014) y los
obtenidos en el presente trabajo. ............................................................................................... 22
Tabla 19. Comparación de los datos obtenidos en el estudio 3 de Funes Caño (Funes, 2014) y los
obtenidos en el presente trabajo. ............................................................................................... 23
Índice de abreviaturas.
AEMPS: Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios
CAM: Concentración Alveolar Mínima
ECG: Electrocardiograma.
FC: Frecuencia cardiaca
FR: Frecuencia respiratoria
GABA: Ácido γ-aminobutírico
K+: Potasio
kg: Kilogramo
lpm: Latidos por minuto
mg: Miligramo
NIBIB: National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering
O2: Oxígeno
PDR: Programa de Desarrollo Rural
rpm: Respiraciones por minuto
SCRUM: Servicio Clínico de Rumiantes
SNC: Sistema Nervioso Central
TC: Tomografía Computarizada
x̄: Promedio
α: Grado de significación
μg: Microgramo
Bibliografía Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios (AEMPS). Isoflurano. Disponible en:
https://cima.aemps.es/cima/pdfs/ft/60373/FT_60373.pdf. Fecha de consulta: 12/08/2019
Álvarez I., Canfrán S., Salazar V. (2016). Guía práctica de anestesia en el perro y el gato. 5M
Publishing.
Beaulieu, P., Nathan-Denizot, N. & Feiss, P. (2013). Aparatos de anestesia. EMC - Anestesia-
Reanimación. Vol. 39, nro. 4, P 1–27.
Calzado A. & Geleijns J. (2010). Tomografía computarizada. Evolución, principios técnicos y
aplicaciones. Revista de Física Médica. Vol. 11, nro. 3.
Colson J. D. (2005). The pharmacology of sedation. Pain Physician. Vol. 8, P 297-308.
De Las Heras M. & Borderías L. (2010). La oveja como modelo experimental de animal grande en
la investigación de patologías respiratorias. Archivos de Bronconeumología. Vol. 46, nro. 10, P
499-501.
De Los Ángeles A., Pho N. & Redmond D. E. Jr. (2018). Generating Human Organs via Interspecies
Chimera Formation: Advances and Barriers. Yale Journal Biology Medicine. Vol. 91, nro. 3, P 333–
342.
Días D., Rojas-Álvarez N. E., Fuller P., Lacava M., Frerichs E. & Martins F. E. (2016). El efecto de
flumazenil sobre la recuperación de anestesia general con isoflurano: una prueba aleatorizada
controlada. Colombian Journal of Anesthesiology. Vol. 44, nro. 1, P 8-12.
Belda E., Laredo F. G., Escobar M., Agut A., Soler M. & Lucas X. (2005) Agonistas α-2adrenérgicos
en sedación y anestesia veterinaria. Anales de Veterinaria de Murcia. Vol. 21, P 23-33.
Frederico C. (2013). Escenarios clínicos con el uso de alfa 2 agonistas. Revista Mexicana de
Anestesiología. Vol. 36, nro. 1, P S10-S12.
Funes Caño F. J. (2014). Evaluación cardiovascular, respiratoria y ácido-base de diferentes
agentes sedantes, analgésicos y anestésicos, así como su combinación en ovejas. Universidad de
Córdoba. Área de anestesia. Departamento de Medicina y Cirugía Animal.
GholipourKanani, H. & Ahadizadeh, S. (2013). Use of propofol as an anesthetic and its efficacy
on some hematological values of ornamental fish Carassius auratus. SpringerPlus Vol. 2, nro. 1,
P 76.
Jasinski, D. R. (1978). Human Pharmacology and Abuse Potential of the Analgesic Buprenorphine.
Archives of General Psychiatry. Vol. 35, nro. 4, P 501.
Kästner, S. B. R., Ohlerth, S., Pospischil, A., Boller, J. & Huhtinen, M. K. (2007). Dexmedetomidine-
induced pulmonary alterations in sheep. Research in Veterinary Science. Vol. 83, nro. 2, P 217–
226.
Kerkus Cientific. Equipo de anestesia MATRX VMS. Disponible en:
http://kercus.es/producto/equipo-anestesia-matrx-vms/. Fecha de consulta: 22/08/2019
Leppänen M. K., McKusick B. C., Granholm M. M., Westerholm F. C., Tulamo R., Short C. E.
(2006). Clinical efficacy and safety of dexmedetomidine and buprenorphine, butorphanol or
diazepam for canine hip radiography. Journal of Small Animal Practice. Vol. 47, nro. 11.
Martinez F. & Murison P. J. (2010). Induction of anaesthesia with alfaxalone or propofol before
isoflurane maintenance in cats. Veterinary Record, Vol. 167, nro. 3, P 85–89.
Mohamadnia A. R., Hughes G. & Clarke K. W. (2008). Maintenance of anaesthesia in sheep with
isoflurane, desflurane or sevoflurane. Veterinary Record. Vol. 163, nro. 7, P 210–215.
Morales M. & Otamendiz O. (2010). Reacciones adversas a medios de contrastes yodados.
Archivo Médico de Camagüey. Vol. 14, nro. 4.
National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering (NIBIB). (2013). Tomografía
Computarizada (TC). Disponible en: https://www.nibib.nih.gov/espanol/temas-
cientificos/tomograf%C3%ADa-computarizada-tc. Fecha de consulta: 01/10/2019
Nunes R. R., Duval G. F., García de Alencar J. C., Benevides S., Quezado de Andrade N., Holanda
D. M. & Cavalcante S. L. (2013). Anestésicos, pre-condicionamiento y protección cerebral. Revista
Brasileira de Anestesiologia. Vol 63, nro. 1, P 129-138.
Ramos J. J., Lacasta D., Ferrer L. M. & Ruíz de Arcaute M. (2013). A novel educational approach:
Using sheep as a model in teaching veterinary pathology. Small Ruminant Research. Vol. 110,
nro. 2-3, P 133–137.
Ramos J. J. & Ferrer L. M. (2007). La exploración clínica del ganado ovino y su entorno. Editorial
Servet.
Rodríguez, E. (2007). Ética de la investigación en modelos animales de enfermedades humanas.
Acta bioethica. Vol.13, nro.1, P 25-40.
Russel W. M. S & Burch R. L. (1959). The Principles of Humane Experimental Technique. London.
Methuen.
Russel W. M. S & Burch R. L. (1992). The Principles of Humane Experimental Technique. Special
Ed. London: Universities Federation for Animal Welfare (UFAW).
Scarabelli S., Cripps P., Rioja E. & Alderson B. (2016). Adverse reactions following administration
of contrast media for diagnostic imaging in anaesthetized dogs and cats: a retrospective study.
Veterinary Anaesthesia and Analgesia. Vol. 43, nro.5, P 502-510.
Scheerlinck, J.-P. Y., Snibson, K. J., Bowles, V. M. & Sutton, P. (2008). Biomedical applications of
sheep models: from asthma to vaccines. Trends in Biotechnology. Vol. 26, nro. 5, P 259–266.
Suarez, M. A., Dzikiti, B. T., Stegmann, F. G., & Hartman, M. (2012). Comparison of alfaxalone
and propofol administered as total intravenous anaesthesia for ovariohysterectomy in dogs.
Veterinary Anaesthesia and Analgesia. Vol 39, nro. 3, P 236–244.
Templos-Esteban L. A. & Delgado-Carlo M. M. (2008). Comparación entre buprenorfina y
morfina peridural para manejo de dolor postoperatorio en paciente sometida a cesárea. Revista
mexicana de Anestesiología. Vol. 31, nro. 3, P 172-178.
Thurmon J. C., Tranquilli W. J. & Ko J.C.H. (1997). Clinical apprasial of propofol as an anesthetic
in dogs premedicated with medetomidine. Vol. 20, nro. 1, P 21-25.
Tornero C., Herrera J., Mola O. & Galvan, J. (2012). Buprenorfina transdérmica (Feliben®). Nueva
opción terapéutica para pacientes con dolor moderado y severo. Revista de la Sociedad Española
del Dolor. Vol. 19, nro. 6, P 301-309.
Urban, B. W. & Bleckwenn, M. (2002). Concepts and correlations relevant to general
anaesthesia. British Journal of Anaesthesia. Vol. 89, nro. 1, P 3–16.
Valverde A. & Doherty T. J. (2008). Chapter 14: Anesthesia and Analgesia of Ruminants.
ANESTHESIA AND ANALGESIA IN LABORATORY ANIMALS. American College of Laboratory Animal
Medicine Series. Second Edition.
Vidal Vademecum. Dexmedetomidina. Monografía del principio activo: 12/03/2019. Disponible
en: https://www.vademecum.es/principios-activos-dexmedetomidina-n05cm18. Fecha de
consulta: 18/07/2019.