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1. INTRODUCCIÓN
El cultivo del palto (Persea americana MILL.), es una de las especies frutales
que presenta el mayor índice de plantación en los últimos años,
alcanzándose una superficie cercana a las 23.000 hectáreas. Dichas
hectáreas, se encuentran plantadas principalmente con el cultivar Hass, y se
distribuyen entre la III y VI regiones del país (CASTRO, 2002). Este
crecimiento expansivo de la superficie en Chile, se debe por una parte a su
relativa facilidad de manejo comparada con otras especies frutales de
exportación y también, a los atractivos niveles de rentabilidad que presenta.
Otro factor importante que ha gatillado este aumento de la superficie
plantada ha sido sin duda la plantación en ladera, la cual no siempre otorga
las mejores características de suelo para el desarrollo de esta especie.
El palto por tener un origen subtropical es muy sensible a condiciones
climáticas adversas como sequías y temperaturas extremas, también a
condiciones edáficas como texturas arcillosas y salinidad, por nombrar
algunas. Es por esta razón que actualmente existe una constante búsqueda
de nuevos patrones que presenten características deseables para superar
estas limitantes (SCHAFFER y WHILEY, 2002).
Para nuestras condiciones edafoclimáticas se requieren portainjertos con
adaptación a múltiples factores adversos del suelo como lo son texturas
finas, temperaturas poco adecuadas durante la floración y la salinidad de las
aguas de riego, entre otras. Bajo este contexto, la resistencia a la salinidad
es un factor relevante para la industria chilena, pues existen varias zonas en
desarrollo y algunas que podrían desarrollarse, como la zona norte del país,
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que presentan esta limitante. Junto con lo anterior, debido al mal manejo de
la fertilización y riego se está provocando paulatinamente la salinización del
agua y de los suelos.
Bajo la premisa de superar problemas de salinidad, la Facultad de
Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso y en el marco
del proyecto FONDEF DO1I1054: “Programa de introducción, selección y
propagación de portainjertos y variedades de paltos en Chile”, ha internado al
país cultivares de la raza antillana utilizados como portainjertos, los cuales
serán evaluados en vivero y bajo condiciones de campo. Lo que permitiría
ampliar la oferta de éstos y así obtener plantas que sean capaces de
adaptarse a condiciones edafoclimáticas adversas, mejorando
homogeneidad y productividad de los huertos. Además al realizar un estudio
genético a patrones de la raza mexicana, guatemalteca y antillana, permitiría
contar con un patrón genético para compararlos con ecotipos de paltos
colectados en Chile y así determinar a que raza pertenecen y las
características que poseen.
Hipótesis de trabajo
Existe diferencia en la tasa de crecimiento entre los portainjertos de la raza
antillana y los testigos méxicola y nabal, y en el porcentaje de prendimiento
del cv Hass sobre los portainjertos antillanos y sobre los testigos méxicola y
nabal.
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Dados estos antecedentes preliminares y en una primera instancia (a nivel de
vivero), los objetivos de la investigación son:
Objetivo general
• Determinar el comportamiento en vivero y el patrón genético de
portainjertos de reciente introducción en Chile.
Objetivos específicos
• Determinar el porcentaje de germinación y la tasa de crecimiento de
los diferentes cultivares de la raza antillana, utilizados como
portainjertos.
• Determinar el porcentaje de prendimiento del palto (Persea americana
MILL.) cv Hass, sobre los diferentes cultivares de la raza antillana,
utilizados como portainjertos.
• Caracterizar el patrón genético que presentan 13 portainjertos de
semilla de la raza antillana.
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2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1. Taxonomía y botánica
Comercialmente el palto (Persea americana) es clasificado en cuatro
subespecies o variedades botánicas: Americana, Guatemalensis, Drimifolia y
Costaricencis. Estas cuatro variedades son razas ecológicas, que se
desarrollaron en distintas áreas y que por décadas han sido conocidas como
las razas hortícolas antillana, guatemalteca, mexicana, y recientemente- se
ha clasificado la raza silvestre Costaricencis. Las tres primeras razas difieren
en cuanto al tipo de suelo y de las características que éste tenga, es así
como los árboles provenientes de la raza guatemalteca y más aun los de la
raza mexicana, son altamente sensibles a la salinidad. Además, los paltos
mexicanos y en mayor medida los de la raza guatemalteca son muy
sensibles a la clorosis férrica. Esto se debe a que en las zonas donde se
originaron estas razas, las condiciones de suelo y clima son tales que tienen
frecuentes lluvias y habitan en suelos de muy buen drenaje. Al contrario los
árboles provenientes de la raza Antillana, son mucho más tolerantes a ambas
condiciones adversas (GARDIAZABAL, 1998).
SCHAFFER y WHILEY (2002), señalan que los portainjertos y plantas de los
cultivares de la raza mexicana son considerados los más sensibles a la
condición salina, los portainjertos y plantas de la raza guatemalteca son
intermedios y los de la raza antillana los más tolerantes a la condición salina.
Los mayores atributos buscados en los portainjertos de palto son: resistencia
a P. cinnamomi, tolerancia a salinidad, adaptabilidad a suelos calcáreos,
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árboles pequeños y una alta cosecha sostenible en el tiempo (WHILEY,
1992).
En el cuadro 1 se resumen las características principales que tienen las tres
razas de paltos utilizadas como portainjertos.
CUADRO 1. Características de tres variedades botánicas (razas) de palto en su uso como portainjertos.
Adaptación a Mexicana Guatemalteca Antillanos
Suelos pesados
y baja aireación
Buena Regular Mala
Salinidad Muy sensible Resistencia
media
Resistente
Carbonatos Resistencia
media
Muy sensible Resistente
Phytophthora
cinnamomi
Sensible Sensible Sensible
Bajas
temperaturas
Resistente Sensible Muy sensible
Productividad No depende de la raza portainjertos productivos
pueden ser seleccionados en cada raza Fuente: BEN-YA´ACOV, 2002.
2.1.1 Características de las raíces.
Referente a las raíces en términos generales de acuerdo con LAHAV y
WHILEY (2002) la ubicación, diámetro, ángulo de inserción de éstas y
número de raíces laterales que se ubican a lo largo de la raíz principal, es lo
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que determina la capacidad explorativa del sistema radicular en el suelo.
Consecuentemente esto podría afectar la eficiencia de absorción de los
nutrientes minerales y del agua para la planta. Los mismos autores al
estudiar las diferentes razas determinaron que la arquitectura y el crecimiento
de plántulas de la raza antillana tuvieron un sistema radicular más largo que
plántulas mexicanas y guatemaltecas, con un mayor número de raíces
laterales, ya sean primarias, secundarias o terciarias. Además, se encontró
una correlación directa entre el tamaño del sistema radicular de las plántulas
provenientes de semillas y el crecimiento de la planta, es así como las
semillas de antillanos produjeron árboles más grandes.
En estudios sobre la absorción de K por las raíces, se encontró diferencias
entre sectores de la raíz, y entre raíz primaria y laterales de árboles de raza
mexicana y guatemalteca. La absorción del K ocurría en todo el segmento de
la raíz, pero declinaba hacia el ápice radicular. Esto fue de alta ocurrencia en
las raíces no suberizadas (blancas); sin embargo como la masa de las raíces
suberizadas (café) es mayor que la masa de las no suberizadas, ello sugiere
que el K que se encuentra en el árbol debiera ser absorbido por las raíces
suberizadas. Las raíces de los árboles de raza mexicana son un 13% más
efectivas en absorber K desde el suelo, comparadas con las raíces de
árboles de la raza antillana, mientras que las raíces laterales de segundo
orden fueron más eficientes que las de primer orden y que las raíces
primarias (LAHAV y WHILEY, 2002).
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2.2. Principios fisiológicos de la resistencia a sales.
LEVITT (1980) señala que existen dos formas mediante las cuales se
produce un estrés salino: aumento del potencial osmótico, como resultado de
la concentración de solutos, y un efecto tóxico debido a la alta concentración
de iones. En consecuencia, existe un estrés salino, en el cual el potencial
hídrico tiene valores de 0.05 a 0.1 MPa y un estrés iónico provocado por un
ión específico en un medio con baja concentración de sales.
La edad de la planta puede afectar la tolerancia a las sales, así como la
evaluación de la resistencia. En las especies frutales, las plantas se hacen
más sensibles conforme avanzan en edad. Los iones sodio y cloro se
acumulan más rápidamente en las hojas, observándose que las quemaduras
de las hojas se desarrollan más temprano durante la estación de crecimiento
y con una mayor severidad en plantas más viejas. La causa de esta
susceptibilidad con la edad estaría dada por la acumulación de sales en las
raíces y en el tronco (QUAMME y STUSHNOFF, 1988).
Los mecanismos de tolerancia que se han descrito, son los siguientes
(LEVITT, 1980):
a. Suculencia, cuyo efecto es la dilución intracelular de sales.
b. Glándulas excretoras de sal, que reducen la concentración de éstas en la
planta.
c. Aumento del potencial hídrico a valores de – 2 a 4 MPa, lo que equivale a
una concentración de iones de 400 a 700 mM.
d. Alta absorción de iones, con una alta concentración de éstos para
mantener el turgor.
e. Síntesis y acumulación de solutos orgánicos (como carbohidratos,
aminoácidos y ácidos orgánicos), para mantener el turgor.
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Los principales síntomas de estrés salino en frutales son: una reducción del
tamaño del fruto y su calidad, quemaduras en las hojas desde las puntas
hacia los márgenes y hasta necrosis en estados avanzados de acumulación
(QUAMME y STUSHNOFF, 1988). Según estos mismos autores, los
mecanismos de resistencia al daño por sales no están aun definidos, pero en
la glicófitas que incluyen a la mayoría de los frutales, se ha advertido que
resisten a la salinidad mediante la regulación del movimiento de las sales a la
parte aérea, la absorción de los iones vía la membrana y el tonoplasto. Las
halófitas (donde solo hay pocas especies frutícolas) absorben sales, pero las
eliminan mediante la excreción o compartimentación.
2.3. Daño por salinidad
El palto es una de las especies más sensible a la salinidad (BENAVIDES,
1996; AYERS y WESCOT, 1987; BINGHAM, FENN y OERTLI, 1968). Su
sistema de adaptación a la salinidad consiste básicamente en el mecanismo
de absorción de sales, lo cual en un principio facilitaría el ajuste osmótico de
la planta, pero dado que los mecanismos de compartimentalización
(formación de vacuolas) en estas especies están mal desarrollados, se
originan problemas de toxicidad por iones y desequilibrios nutricionales
(LAÜCHI y EPSTEIN, 1984).
La salinidad es un factor muy importante de considerar, ya que se ha
demostrado que suelos con una conductividad eléctrica mayor a los 2
mmhos/cm podrían provocar dentro de un 10% de pérdida en la cosecha.
(AYERS y WESTCOT, 1987).
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El daño por salinidad ha sido asociado con altas concentraciones de Na+, y
Cl- en hojas de palto. El modo de acción y los síntomas de toxicidad difieren
entre el Na+ y el Cl-.
Uno de los principales iones que causa problemas es el cloruro, y se ha visto
que dependiendo de la raza del palto existe distinta sensibilidad. La raza
mexicana tolera hasta 140 ppm (4 meq/l) de cloruro en el extracto de
saturación del suelo (ALARCON, 1999); sin embargo AYERS y WESTCOT
(1987) plantean como límite 177 ppm (5 meq/l) y GALAN (1990) señala como
límite un valor de 213 ppm (6 meq/l). La raza guatemalteca tolera, según
AYERS y WESTCOT (1987), concentraciones cercanas a las 213 ppm (6
meq/l) de cloruro y de acuerdo a lo planteado por GALAN (1990),
concentraciones de 370 ppm (10.5 meq/l) de cloruros en la pasta saturada
del suelo. Con respecto a la tolerancia de la raza antillana, AYERS y
WESTCOT (1987) señalan una concentración de 283 ppm (8 meq/l) de
cloruros en el extracto de saturación del suelo como nivel de tolerancia.
Se ha demostrado que las plantas de palto expuestas a medios salinizados,
exhiben una rápida absorción de cloruro, el cual se acumula en las raíces,
tallos y hojas; sin embargo, se ha visto que al aumentar las concentraciones
de cloruros en el sustrato, las concentraciones a nivel de raíces se mantienen
prácticamente constantes, a diferencia de lo que sucede en tallos y por sobre
todo en hojas maduras (más que en tejidos nuevos) las que incrementan su
contenido en función de la concentración de cloruro del sustrato y del tiempo
(BENAVIDES, 1996, DOWNTON, 1978 y ALLISON, BROWN y HAYWARD,
1954). Se ha demostrado que bastan dos a tres meses con altas
concentraciones de cloruros, para que las concentraciones foliares de
cloruros alcancen una concentración suficiente, para inducir síntomas
visuales definidos como necrosis tanto en el ápice como en el borde de las
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hoja (BENAVIDES, 1996). KADMAN (1963) agrega que existe una alta
correlación entre contenido de cloruro en las hojas y el daño foliar
(quemadura); además, a través de análisis foliares demuestra que el
contenido de cloruro en las hojas es significativamente mayor en el otoño de
cada año, razón por la cual la aparición e intensidad de daños foliares es
mayor en la época otoñal, cuando la planta se encuentra en menor actividad.
La cinética de acumulación foliar del cloruro presenta un ritmo característico.
Al respecto, BINGHAM, FENN y OERTLI (1968), observan que la tasa de
acumulación en las hojas, inicialmente rápida, aumenta con incrementos
decrecientes hasta que la concentración foliar alcanza un valor característico
(plateau), que es proporcional a la concentración de cloruro en el sustrato, si
eventualmente aumenta la concentración de cloruro en el sustrato, se inicia
un nuevo periodo de acumulación con un valor de plateau mayor que el
anterior. Al respecto, WALKER y DOUGLAS (1983) relacionan de forma más
o menos lineal la acumulación de cloruro en las hojas con la concentración
externa de sal.
MENDOZA (2000), señala como nivel foliar crítico de cloruro para el palto un
0.25% con respecto al peso seco de la hoja. Estudios realizados por AYERS,
ALDRICH y COONY (1951) muestran que los síntomas de quemaduras en
hojas de paltos se presentan cuando la concentración de cloruros es de 0.5 a
0.9% del peso seco, al respecto CALABRESSE (1992) indica que el
resecamiento apical comienza a manifestarse con concentraciones de 0.4%
de cloruro referidas al total de materia seca.
El palto es considerado como un cultivo sensible al sodio, tolerando
concentraciones bajo los 3.5 meq/l en el suelo y valores de porcentaje de
sodio intercambiable (P.S.I.) menores a 15 (AYERS y WESCOT, 1987).
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El sodio a diferencia del ión cloruro, no se mueve rápidamente desde las
raíces hacia las hojas, sino que es acumulado en las raíces donde alcanza
valores críticos antes de entrar al cultivar injertado (CALABRESSE, 1992 y
KADMAN, 1963). Dada esta situación, ALLISON, BROWN y HAYWARD
(1954) consideran que el exceso de sodio en el suelo puede no reflejarse en
el contenido de sodio de los tejidos foliares.
Utilizando plantas de palto de razas mexicanas, guatemaltecas y antillana
sometidas a riego con agua salina (330 ppm de Na+), KADMAN, (1963)
observó un gradiente decreciente de concentraciones de Na+ desde las
raíces, brotes y hojas, existiendo una relación del contenido de Na+ en
raíces/hojas de 3-4:1 para la mayoría de los cultivares estudiados, a
excepción de Northrop, raza mexicana, en que la relación raíces/hojas es
1:2, con lo que sugiere la existencia de algún tipo de barrera a nivel de
raíces, la que es alterada cuando las raíces están dañadas permitiendo el
movimiento de sodio desde las raíces a los brotes, como sucede en plantas
de raza mexicana (Northrop).
La entrada de sodio a un cultivar de palto injertado sobre patrón de raza
mexicana o mexicana x guatemalteca está asociada con el incremento en la
suculencia (incremento peso fresco/peso seco) de los tejidos de los brotes y
hojas; según DAWNTON (1978), posiblemente, ésta es una respuesta
adaptativa que permite la dilución de los iones acumulados.
Las lesiones causadas por exceso de sodio pueden ser enmascaradas por
los daños simultáneos debidos al cloruro, sin embargo, AYERS, ALDRICH y
COONY (1951) en un estudio realizado con soluciones nutritivas observaron
quemaduras de las hojas atribuidas al sodio cuando éstas contenían 0.5% de
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sodio por peso seco, valor que coincide con lo planteado por CALABRESSE
(1992).
MASS (1984) define al palto como un cultivo sensible al boro, considerando
valores dentro del rango 0.5–0.75 ppm como concentraciones máximas en el
extracto de saturación, para no tener pérdidas de rendimientos o reducción
en el crecimiento.
2.3.1. Efectos fisiológicos y productivos de la toxicidad por sales en paltos.
En condiciones de estrés por cloruros, la primera consecuencia de los daños
foliares es la pérdida de capacidad fotosintética, por necrosamiento y caída
prematura de hojas maduras, junto con una disminución del calibre de la
fruta. Si los daños son severos, se puede ver una reducción de la capacidad
de producción de fruta (BENAVIDES, 1996). MOYA et al (2000) señalan que
esta pérdida de capacidad fotosintética está dada por una menor fotosíntesis
neta y un menor contenido de clorofila.
Ensayos efectuados por BAR, APELBAUM y GOREN (1998) en cítricos,
utilizando un inhibidor de la actividad de etileno, Tiosulfato de plata (STS),
muestran que el STS evita la abscisión de hojas inducidas por los cloruros,
no afectando, sin embargo, en la necrosis de las hojas, de esta manera
sugieren que el etileno es el responsable de la abscisión de hojas y los
síntomas de quemadura de hojas son atribuidos en parte a los cloruros y/o a
la acumulación de putrescina.
COOPER (1951) en un estudio realizado con plantas de palto en vivero,
indica que los primeros síntomas detectados en plántulas sometidas a un
exceso de sal, es una necrosis típica en las hojas con una distribución
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simétrica, que puede proceder después de una ligera clorosis intervenal
(SAAVEDRA y ALCALDE, 1987), la cual es atribuida principalmente a los
cloruros. Al analizar hojas de árboles de palto en condiciones de campo,
AYERS, ALDRICH y COONY (1951) atribuyen la necrosis también a un
efecto del Na+ y al igual que SAAVEDRA y ALCALDE, (1987); BINGHAM,
FENN y OERTLI, (1968); BINGHAM y FENN (1966), caracterizan la necrosis
causada por Cl- como una necrosis que se inicia en el ápice avanza hacia los
márgenes y cubre paulatinamente la zona intervenal. Estos últimos autores
agregan que cuando el daño se agudiza, se observan manchas necróticas
entre las nervaduras que no presentan un patrón simétrico y en situaciones
en que la concentración salina en el sustrato es muy alta, las hojas jóvenes
manifiestan clorosis antes que se observe necrosis.
SAAVEDRA y ALCALDE, (1987) estudiaron la influencia de la salinidad y
sintomatología foliar en árboles de palto cv Hass, sobre patrón de la raza
mexicana aplicando distintas concentraciones de MgSO4, NaSO4, MgCl2 y NaCl2, encontrando daños evidentes en hojas solo por cloruros. Estos
mismos autores señalan que la presencia de hojas nuevas e incremento en
la longitud del tallo, se relaciona con la abscisión de hojas adultas
necrosadas por efecto de una expulsión masiva de sales, situación también
observada por BAR, APELBAUM y GOREN, (1997) en un ensayo con dos
portainjertos de palto, uno tolerante a la salinidad y otro sensible a la
salinidad, en donde la abscisión foliar del portainjerto tolerante es
acompañado con una alta velocidad de crecimiento de un nuevo crecimiento
vegetativo. SAAVEDRA y ALCALDE, (1987) agregan, además, que la
abscisión ocurre mas rápido en aquellas plantas que recibieron MgCl2,
debido a que el Mg2+ y Cl- pueden inducir la producción de etileno, que
acelera el proceso de abscisión y consideran la disminución del ángulo que
forman las hojas con relación al tallo, como una forma de adaptación
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morfológica ante un “estrés salino”, permitiéndole a la planta reducir
notablemente su metabolismo, debido a la baja cantidad de tejido foliar que
recibe radiación.
BAR, APELBAUM y GOREN, (1997) concluyen que los síntomas causados
por altos contenidos de cloruros en árboles de cítricos (Cleopatra y Troyer),
están asociados con altos niveles de putrescina y bajos de espermina en las
hojas. Cuando la diferencia entre los niveles de las poliaminas crece, los
efectos detrimentales del cloruro aumentan, atribuyéndole a la putrescina un
posible rol en la aparición de síntomas tóxicos en las plantas sometidas a
riego con aguas de alto contenido de cloruros; por otro lado, también se
atribuye un rol de protección de la espermina. BAR, APELBAUM y GOREN
(1998) agregan que el incremento de cloruros en la solución del suelo,
incrementa el contenido de ác. l.- aminocyclopropano- l carboxílico (ACC),
incrementándose la velocidad de síntesis de etileno, el daño en hojas y
disminuyendo el crecimiento, además, BAR, APELBAUM y GOREN, (1997)
sugieren una posible estimulación de la síntesis de etileno por cloruros
provocada por bloqueo de la síntesis de espermina y por la acumulación de
putrescina en las hojas de plantas estresadas.
En un experimento realizado en palto cv Hass utilizando cuatro niveles de
salinidad en el agua de riego, se comprobó que a medida que aumenta la
salinidad, el incremento en el área transversal del tronco disminuye
(MICKELBART y ARPAIA, 1995; OSTER y ARPAIA, 1992). Igual situación
fue observada por DOWNTON (1978) en el diámetro de brotes de paltos cv
Fuerte injertados sobre patrón de raza mexicana tratados con niveles
crecientes de NaCl. El crecimiento vegetativo decrece cuando se incrementa
el contenido de cloruro en las hojas y tallo; sin embargo, no existe esta
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correlación entre el contenido de sodio del tallo y el crecimiento (OSTER et
al. 1985).
La floración del palto se ve afectada por la concentración de sales en la
solución del suelo como también por el portainjerto, es así como DOWNTON
(1978) señala que la floración del cultivar Fuerte injertado sobre el patrón de
raza mexicana se incrementa con la salinidad hasta valores de 10 mM de
NaCl; sin embargo, se ve fuertemente inhibida con concentraciones de 20
mM. Agrega además, que existe una progresiva estimulación de la floración
del cultivar Fuerte sobre patrón Zutano a medida que se incrementa la
concentración de NaCl al igual que Fuerte sobre patrón guatemalteco, sin
embargo, el número de flores que se obtienen en esta combinación
cultivar/patrón es similar a niveles de 10 mM de NaCl y 20mm de NaCl
aumentando con niveles mayores de salinidad.
Estudios experimentales realizados por BINGHAM, FENN y OERTLI (1968)
con relación a la producción de Hass bajo condiciones de altas
concentraciones de cloruros del sustrato, análisis foliar y nivel de síntomas
foliar se muestran en el Cuadro 2.
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CUADRO 2. Toxicidad por cloruros y producción en cv. Hass.
Concentración
Sustratos (meq/l)
Concentración foliar
% Cl
Daño foliar Producción paltas
Kg/árbol
0
5
10
15
20
0.01
0.20
0.48
0.80
1.51
Ninguno
Ninguno
Ligero
Definido
Severo
30
13
16
14
7
Fuente: BINGHAM, FENN y OERTL., 1968
El primer órgano que se afecta por el exceso de sales es la raíz, alterándose
la absorción de nutrientes y el crecimiento radicular, la reducción en el
crecimiento de las raíces bajo condiciones de salinidad ha sido descrito por
KALAJI y PIETKIEWICZ (1993), lo que se contrapone con lo observado por
MUÑOZ y CHAPARRO (1997) en plantas de vid, donde el crecimiento
radicular no se ve afectado, lo que indicaría una respuesta de tolerancia que
podría estar relacionada con una capacidad de incluir iones que serían
traspasados a la parte aérea en forma controlada.
El estudio de la ultraestructura de células centrales de cofias en plantas de
vid bajo condiciones de riego con aguas salinas, muestra una disminución en
tamaño de éstas y aumento en el número de vacuolas en comparación con
plantas bajo condiciones normales, además de un mayor número de
mitocondrias (MUÑOZ y CHAPARRO, 1997).
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Según BERSTEIN, LOFFE y ZILBERSTAINE (2001), la salinidad sódica y
salina, inhiben el crecimiento y reducen la producción de muchas especies.
Se establece comúnmente la hipótesis que la inhibición del crecimiento de
las plantas bajo condiciones de estrés salino está asociado con alteraciones
relacionadas al agua (efecto osmótico), efectos iónicos específicos
(deficiencia o exceso) o disponibilidad de energía (carbohidratos). El
mecanismo de inhibición del crecimiento bajo condiciones de estrés salino es
poco entendido. Investigaciones en los mecanismos fundamentales de la
inhibición del crecimiento y tolerancia muchas veces se basan en líneas o
estudios comparativos, cultivares o variaciones genéticas, demostrando
niveles diferenciales de sensibilidad o resistencia a condiciones subóptimas.
La evaluación y categorización del nivel de tolerancia de los procesos de
crecimiento al estrés de diferente material vegetal usado para investigación
es una fase crucial para el establecimiento de cada mecanismo de estudio
comparativo.
El palto es muy sensible al NaCl en el medio de crecimiento de la raíz;
incluso bajos niveles de sal inhiben el crecimiento del árbol y disminuyen la
productividad. Si bien las especies como un todo demuestran altos niveles de
sensibilidad al estrés, existe un amplio rango de sensibilidad entre las razas,
variedades y portainjertos comerciales de palto. De todas, la raza antillana es
más resistente a salinidad que las razas mexicana y guatemalteca con un
amplio rango de sensibilidad al estrés salino también encontrado entre los
portainjertos antillanos.
La sensibilidad del palto al estrés salino ha sido cuantificada usualmente
como un efecto de estrés en la producción agrícola, caída de hojas debido a
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cloro y acumulación de sodio. Portainjertos resistentes, basados en este
criterio, demuestran bajos niveles de daño de hojas bajo condiciones salinas,
pero el efecto negativo en productividad permanece. Esto sugiere la
implicancia de otros factores de la planta aparte del daño en hojas en la
disminución de la productividad.
2.3.2. Mecanismo de tolerancia a la salinidad en paltos.
CALIANDRO, CANTATORE y MUSACCHI (2000) dividen a las plantas
superiores en dos grupos en relación al mecanismo de adaptación a la
salinidad, plantas que impiden el ingreso de los iones presentes en la
solución del suelo, al interior de sus tejidos o sitios mas activos (yemas y
hojas en expansión) definidas como “excluyentes de iones” y plantas que
acumulan los iones en su interior de la misma planta o en órganos especiales
llamadas “incluyentes de iones”
Las plantas para enfrentar la salinidad presentan principalmente dos
mecanismos, el primero de ellos es la producción de solutos compatibles de
manera de disminuir internamente su potencial osmótico (osmorregulación),
ya sea con sales minerales inorgánicas absorbidas desde la solución del
suelo, compuestos orgánicos solubles producidos por la propia planta,
pudiendo ser azúcares, alcoholes, compuestos de azufre ternario,
compuestos de amonio cuaternario como la prolina y la glicina (FLAGELLA et
al., 1999), lo que fue comprobado por BAÑULS Y PRIMO-MILLO (1992) en
cítricos, donde encontraron una alta correlación entre el potencial osmótico y
la concentración de prolina en las hojas como consecuencia de
concentraciones crecientes de NaCl en la solución del suelo.
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Una importante característica del ajuste osmótico de las halófitas es el de
acumular las sales dentro de las hojas en vacuolas, manteniendo de esta
manera una baja concentración salina en el citoplasma, de manera de no
interferir con la actividad de las enzimas y en el metabolismo, mientras que el
ajuste osmótico dentro del citoplasma lo efectúan por medio de la producción
de solutos compatibles con la actividad enzimática (LAÜCHI y EPSTEIN,
1984).
Muchas glicófitas responden a las bajas concentraciones salinas,
disminuyendo la velocidad del transporte sodio y/o cloruro desde las raíces a
los brotes, generalmente gran parte de estas glicófitas no poseen un buen
ajuste osmótico vía síntesis de solutos orgánicos, sufriendo una disminución
del turgor celular. Las glicófitas sensibles a la salinidad, tienen un control
inadecuado a la absorción de iones cuando están sometidas en un medio
salino, generándose una alta concentración al interior de la célula, debido a
que este tipo de plantas no tiene desarrollado un mecanismo de
compartimentalización; el incremento del contenido de iones en el citoplasma
podría provocar daños a nivel de enzimas y organelos, como también a nivel
de membrana celular (LAÜCHI y EPSTEIN, 1984).
El segundo mecanismo es la regulación del transporte iónico, a nivel de los
canales transportadores de Cl- y Na+, y el transporte activo (es decir, con
gasto de energía) de Na+ desde el citoplasma al medio externo en contra el
gradiente electroquímico (FLAGELLA et al., 1999).
La tolerancia del palto a los altos niveles de Na en el suelo ha sido atribuida a
la existencia de una barrera en las raíces, la efectividad de ésta determina la
susceptibilidad de un cultivar al Na. La forma más común de la tolerancia al
Cl-, es reducir la absorción del Cl- por parte de las raíces. Parece ser que
20
este es el mecanismo de tolerancia para muchos cultivares de la raza
guatemalteca. En todo caso algunos cultivares como el mexicano GI 7,
pueden resistir altas concentraciones de Cl- en las hojas sin mostrar
síntomas de toxicidad (SCHAFFER y WHILEY (2002).
SAAVEDRA y ALCALDE (1987) comentan que los mecanismos usados por
las plantas de palto, expulsión masiva de sales a través de la abscisión foliar,
pueden deberse a que no cuenten con la información genética para resolver
inmediatamente problemas de estrés salino. Ambos autores observaron a
nivel de microscopio que plantas sujetas a tratamientos salinos no
presentaban ningún grado de adaptación anatómica foliar, sino que
mostraban efectos letales sobre algunas células, específicamente células del
parénquima en empalizada.
2.3.3. Valoración de la tolerancia a la salinidad en términos productivos.
MAAS y HOFFMAN (1977), a partir de datos reales, han encontrado que
entre la salinidad del suelo y la producción de los cultivos existe una relación
lineal, la cual puede ser expresada de la siguiente forma (PIZARRO, 1996 y
FLAGELLA et al., 1999):
P = 100 – b(CEe – a) ≤ 100
Donde:
P = producción del cultivo en % respecto al máximo.
CEe = salinidad del suelo expresada como conductividad eléctrica del
extracto de saturación y medida en mmhos/cm.
21
a = valor de Ce que representa el nivel máximo de salinidad tolerado sin
producirse pérdidas en la producción.
b = valor que representa la reducción en la producción por el incremento
unitario en la salinidad.
Según MAAS y HOFFMAN (1977), los valores correspondientes al palto son:
Valores de CEe (mmhos/cm para una P(%) de:
a b 100 90 75 50 0
1.3 20.8 1.3 1.8 2.5 3.7 6.0
2.4. Requerimientos de la calidad del agua
El concepto de calidad de agua de riego se refiere a las características de las
aguas que pueden afectar su adaptabilidad a un uso específico. La calidad
del agua se define por una o más características físicas, químicas o
biológicas. En la evaluación de la calidad del agua para riego se toman en
cuenta solo las dos primeras. (CARRASCO, 1991).
La calidad del agua de riego puede variar significativamente según la
concentración y composición de las sales disueltas. Las sales se encuentran
en cantidades relativamente pequeñas, pero significativas y tienen su origen
en la disolución o meteorización de las rocas y suelos, además de la
disolución lenta de la caliza, del yeso y de otros minerales. Las sales son
transportadas por las aguas de riego y depositadas en el suelo, en donde se
22
acumulan a medida que el agua se evapora o es consumida por los cultivos
(AYERS y WESCOT, 1987).
Los iones predominantes son una mezcla de sodio, calcio y magnesio con
cloruros. Sulfatos, bicarbonatos y ocasionalmente pequeñas cantidades de
carbonato. Tanto los cloruros como los sulfatos contribuyen a la salinización
del suelo, sin embargo, los carbonatos y bicarbonatos ayudan a la aparición
de sodio intercambiable (CARRASCO, 1991).
Según SCHAFFER y WHILEY (2002), la salinidad es generalmente asociada
a cultivos de paltos que se ubican en climas semiáridos por ejemplo
California, Chile, Israel y el sudeste de Australia, donde la insuficiente caída y
la pobre calidad del agua pueden elevar la concentración de sal en el suelo.
En los climas subtropicales húmedos, donde la substancial lluvia de verano
reduce la concentración de sal en el suelo, como ocurre en el este de
Australia y en Sudáfrica, éstas no son un problema.
SCHAFFER y WHILEY (2002), aseguran que en Israel, al igual que en
algunas zonas de Chile, el problema más importante es la salinidad en el
agua de riego y en el suelo, así como la presencia de carbonatos de calcio.
En las condiciones climáticas de ese país, prosperan bastante bien los
portainjertos de raza antillana, puesto que la resistencia a sales es mayor en
éstos, intermedia en los cultivares guatemaltecos y mínima en los
mexicanos. En todo caso, esto es significativamente variable entre cada una
de las tres razas.
Las aguas de riego son consideradas el principal factor de acarreo de sales
lo que junto con un drenaje restringido contribuyen a la salinización de los
suelos, que puede llevar consigo la presencia de una capa freática poco
23
profunda que, como consecuencia de la ascensión por capilaridad de las
sales a los horizontes superiores, provocaría salinización definida como
secundaria por los autores CALIANDRO, CANTATORE y MUSACCHI,
(2000). Generalmente el agua que se utiliza para suplir las necesidades
hídricas del cultivo contiene sales en solución, que cada vez que se efectúa
un riego se incorporan al suelo en cantidades variables de acuerdo a la
cantidad de sales disueltas como al volumen de agua aplicado, significando
un aumento paulatino de sales que se acumulan en el suelo, ya que el agua
aportada se evapora o es utilizada por las plantas, mientras que las sales
persisten (RAZETO, 1999; CARRASCO, 1991; ALLISON, BROWN y
HAYWARD, 1954). MARTINEZ (1987) y MENDOZA (2000) a través de un
cálculo teórico muestran el aporte de sales producto de la utilización de
aguas de alto contenido salino del río Copiapó y de un pozo de la IV Región,
asumiendo un aporte de agua de 10000 m3/ha/año y una C. E de 2.0
mmhos/cm para el primer caso, y de 1.7 mmhos/cm para el segundo, las
toneladas de sal incorporadas al perfil del suelo anualmente son de
aproximadamente 12.5 ton y 6.9 ton, respectivamente; otros estudios
realizados por FIEROTTI, DAZZI y TUSSA (1999) muestran relaciones
semejantes a las descritas anteriormente.
VOGEL (1985), en un estudio realizado sobre la composición química de las
aguas de riego chilenas, identifica grandes fluctuaciones en los contenidos
de sales entre una cuenca hidrográfica y otra, destacándose la gran
variabilidad del magnesio, cloruros y sulfatos que existe dependiendo de las
condiciones locales de clima y composición mineral, específicamente en
aquellos en que existe un alto contenido de minerales sulfatados (yeso).
HEREDIA (1999) señala que los problemas de salinidad en frutales irán en
aumento, debido a la utilización de aguas residuales procedentes de núcleos
24
urbanos con altos contenidos de sodio y boro, por el uso de detergentes
domésticos; SAAVEDRA y ALCALDE (1987) agregan como una de las
causas de la salinidad, el uso indiscriminado de fertilizantes con cloro y
estiércol con alto contenido salino.
2.4.1. Conceptos de calidad del agua de riego
Distintos autores CARRASCO (1991), AYERS y WESTCOT (1987),
VERMEIREN y JOBLING (1986) han determinado cuatro problemas
producidos por la calidad del agua en suelos y cultivos.
- Salinidad
La salinidad del agua se evalúa por su conductividad eléctrica expresada en
mmhos/cm. Existe un problema de salinidad cuando las sales se acumulan
en la zona radicular a una concentración tal que ocasiona pérdidas en la
producción. Estas sales provienen la mayor parte de las veces del agua de
riego. Según VOGEL (1985), el contenido de sales solubles tiene una
relación directa con la latitud en que se encuentran los diversos cursos de
agua, es así como en Chile el contenido salino tiende a disminuir de norte a
sur, debido a un aumento de la pluviometría anual y mayor acumulación de
nieve en la cordillera.
En el Cuadro 3, se muestran los rangos de clasificación de las aguas de
riego con respecto a la salinidad.
25
CUADRO 3. Clasificación de las aguas de riego según su nivel de salinidad.
Clasificación de las aguas Conductividad Eléctrica (mmhos/cm)
Aguas satisfactorias para el
riego
Menor a 0.75 mmhos/cm.
Aguas con riesgo medio para el
riego
0.75 – 3 mmhos/cm.
Aguas con alto riesgo para el
riego
Sobre 3 mmhos/cm.
Fuente: VOGEL, 1985.
- Permeabilidad
La permeabilidad del suelo se reduce cuando el agua lleva constituyentes
químicos. Según VERMEIREN y JOBLING (1986), esta dificultad se asocia
con aguas que tengan un contenido en sales muy bajo y un alto contenido de
sodio con respecto al calcio y al magnesio. Es así como se ha clasificado
como aguas sin problemas de permeabilidad cuando el análisis arroja una
C.E. mayor a 0.5 mmhos/cm y un S.A.R. menor a seis; aguas con dificultad
cuando tienen un rango de C.E. entre 0.2–0.5 mmhos/cm y un S.A.R entre
seis a nueve y dentro de las aguas con alto riesgo están aquellas con una
C.E. menor a 2 mmhos/cm y un S.A.R. mayor a 9.
- Toxicidad.
Los problemas de toxicidad surgen, cuando ciertos iones del agua son
absorbidos por las plantas y acumulados en sus tejidos en concentraciones
lo suficientemente altas para provocar daños y disminuir los rendimientos
(AYERS y WESTCOT, 1987). Los principales iones son el cloro, sodio y boro,
26
y estos deben encontrarse bajo los 0.5 ppm, 4 meq/l y 3 S.A.R.,
respectivamente para no ocasionar problemas.
En lo referido a la calidad del agua de riego, GARDIAZABAL (1998) afirma
que el palto es una de las especies más sensibles al exceso de sales
presentes en el agua de riego y se ha demostrado que con una conductividad
eléctrica de 1.8 mmhos/cm, se produce una disminución en la producción, de
un 10%. A continuación se dan valores referenciales de los distintos
elementos que pueden ser peligrosos en el agua de riego:
• Conductividad Eléctrica : < a 0.75 mmhos/cm.
• Cloruros : < a 2.8 meq/litro o 100ppm.
• Boro : < a 0.2 meq/litro
2.5 Efecto del portainjerto en la cantidad de nutrientes en las hojas
La cantidad de nutrientes en las hojas varía dependiendo del portainjerto
utilizado, LAHAV y WHILEY, (2002) reportaron los efectos del portainjerto
para algunos nutrientes. Por ejemplo, árboles cultivar Fuerte injertados sobre
portainjertos méxicolas, tuvieron altos niveles de N en las hojas comparados
con aquellos injertados sobre portainjertos guatemaltecos, mientras que los
injertados sobre antillanos tuvieron bajos niveles de N y Ca y presentaron
altos niveles de K, Mg y Fe en las hojas. En forma paralela los árboles
injertados sobre portainjertos antillanos tuvieron altos niveles de Zn y Mn en
las hojas, comparados con aquellos injertados sobre portainjertos mexicanos.
27
En la zona semiárida de Israel y California los portainjertos antillanos fueron
los mejor evaluados en su resistencia a la salinidad frente a méxicolas y
guatemaltecos. Esto se expresó en una baja concentración de Cl- y Na+ en
las hojas. Una comparación de los niveles relativos de minerales en las hojas
de cultivares injertados en portainjertos de las 3 razas se presenta en el
Cuadro 4 (LAHAV y WHILEY, 2002).
CUADRO 4: Efecto relativo de los portainjertos en el nivel de nutrientes en las hojas de la variedad comercial (H, alto; M, medio; L, bajo).
Nutrientes Mexicano Antillano Guatemalteco
N H L L
P M H L
K H M L
Ca L L H
Mg L H H
Na H L L
Cl- H L L
Mn L H -
Fe M H L
B L - H Fuente: LAHAV y WHILEY,2002.
28
2.6. Variedades de portainjertos antillanos internadas al país
Según BEN-YA´ACOV (2002)∗, las variedades de portainjertos internadas al
país, pertenecen a los siguientes grupos, cuyas características principales
son las siguientes:
• Nachlat: corresponden a antillanos puros, que presentan una alta
resistencia a condiciones de sal y cal presentes en el agua y en el suelo,
requieren de suelos de tipo franco-arenoso. Además este grupo de
portainjertos confiere algo de enanismo a la variedad comercial injertada en
él.
• Waldin: Antillano de parentales desconocidos, fue desarrollado en Florida,
posee características similares a Nachlat y soporta suelos francos.
• Degania: Antillano (predominante), con una buena producción bajo
condiciones salinas, es un árbol vigoroso y resiste suelos más pesados.
• Ashdot: Antillano (predominante), presenta una buena producción bajo
condiciones salinas, es un árbol vigoroso y resiste condiciones de suelo
pesado y es sensible a la cal.
• Ziffrin: Sus características son similares a las de la serie Ashdot.
• Nachal OZ: Características, similares a la serie Degania.
∗ BEN`YA´ACOV, A. Ph. D. Profesor Emerito. Volcani Center. Israel. Comunicación
personal.
29
2.7. Propagación por semillas
BENDER y WHILEY, (2002) aseveran que debido al bajo costo, crecimiento
vigoroso de las plántulas y la facilidad de propagación, la mayoría de los
países aun usan semillas para producir portainjertos que serán injertados con
la variedad comercial deseada, a pesar de su variabilidad genética. Las
semillas pueden ser cosechadas directamente del árbol cuando están
maduras, evitando el contacto con el suelo. Sin embargo, si se recogen frutos
caídos o éstos son de origen dudoso, la colección de semillas debe ser
tratada con agua caliente a 50º C por 30 minutos para eliminar cualquier
infección con P. cinnamomi. El control de la temperatura debe ser preciso
puesto que la semilla puede perder viabilidad a los 52º C. Después del
tratamiento con agua caliente, las semillas deben ser puestas en agua fría y
limpia para enfriarlas, luego sembrarlas en sustrato esterilizado. Se debe
estar seguro que la planta madre no esta infectada con Sunblotch, ya que
esta enfermedad tipo virus es altamente transmisible por las semillas.
2.7.1. Germinación y crecimiento
Las semillas de palto frecuentemente germinan lenta e irregularmente, lo cual
puede ser debido a cualquiera de los tratamientos de poscosecha. Algunos
estudios en germinación de las semillas de palto, los cuales han examinado
los efectos de remover la cubierta de las semillas y/o cortando secciones de
los cotiledones (terminada la escarificación). De estos estudios ha sido
reportado consistentemente que la remoción de la cubierta café de las
semillas, incrementa la velocidad y el porcentaje de germinación,
particularmente para semillas que han sido almacenadas en frío (BENDER y
WHILEY, 2002).
30
Para el óptimo crecimiento de las plántulas la temperatura del invernadero
debe mantenerse cercana a los 27º C con alta humedad, aunque algunos
trabajadores de viveros creen que las frescas temperaturas nocturnas (13º C)
producen plantas fuertes (BENDER y WHILEY, 2002).
En el mundo cerca de un 90% de los patrones de paltos son producidos por
semillas (vía sexual), en Chile se usa principalmente semilla de la variedad
méxicola, lo cual no garantiza plena uniformidad en el huerto, no otorga
resistencia a dos problemas importantes; Phytophthora cinnamomi ni a
quemaduras de las hojas, causadas por altos niveles de cloruros y sodio
presentes en el agua de riego de algunas zonas, ni asegura que la semilla
utilizada sea realmente de la variedad méxicola (CASTRO, 2002).
2.8. Análisis genético
La técnica de marcadores polimórficos de ADN de amplificación aleatoria
(Randomly Amplified Polimorphic DNA, RAPD), realizada por WILLAMS et
al., (1990), se basa en el polimorfismo genómico intraespecifico del DNA. En
ésta se utilizan oligonucleotidos sintéticos como partidores, los cuales se
unen a regiones complementarias sobre el genoma en estudio, permitiendo
amplificar fragmentos de DNA en forma completamente aleatoria, mediante
la reacción de la polimerasa en cadena (PCR). Los fragmentos de DNA
obtenidos, normalmente denominados productos PCR son fácilmente visibles
sobre geles de agarosa. Cada partidor utilizado produce un patrón de banda
de DNA que cambia dependiendo de la variedad del palto, evidenciando de
esta forma la existencia de polimorfismo entre los genomas (individuos) a
comparar.
31
Los polimorfismos generados por RAPD resultan de cambios en la región o
secuencias del genoma donde se unirá el partidor (p.e. mutaciones
puntuales), o cambios que alteran el tamaño o previenen la amplificación
exitosa del ADN en estudio (p.e inserciones, delecciones, inversiones)
(WAUGH y POWELL, 1992). La cantidad de fragmentos de ADN dependerá
de que en el genoma de la variedad analizada se encuentren secuencias
complementarias al partidor y en la orientación opuesta dentro de una
distancia que sea posible de amplificar por PCR (200-2500 pb). Dado su gran
potencial y simpleza, este método ha sido ampliamente aplicado
paradiferenciar individuos en numerosas especies vegetales. En la literatura
es posible encontrar diversas referencias con respecto al uso de la técnica de
RAPD-PCR para la determinación de patrones genéticos y su uso en la
ciencia forense, la identificación clínica patológica o la certificación de
variedades vegetales.
Los marcadores moleculares generados por la técnica RAPD-PCR; han sido
usados con gran éxito en el área agronómica para la identificación de
diferentes variedades de cultivos, tales como Tomate (MORI et al., 1993),
Brócoli y Coliflor (HU y QUIRÓS, 1991), Cocoa (WILDE et al., 1992), Apio
(YANG y QUIRÓS, 1993), Arroz (FUKUOKA et al., 1992), y también en
algunos frutales como Manzano (KOLLER et al., 1993) y Damasco
(GOGORCENA y PARFITT, 1994).
2.9. Características químicas de las aguas de riego, en las zonas con
problemas de salinidad.
El pH de estas aguas es moderadamente alcalino y varía entre 8.04 y 8.22.
El contenido salino es muy variable entre los diferentes ríos y fluctúa entre
32
0.47ds/m para el agua del río Manflas y 1.20 ds/m para las aguas del río
Jorquera. El río Copiapó presenta una conductividad eléctrica intermedia de
1.07 ds/m, que corresponde por definición a agua salina. La relación de
absorción de sodio más alta corresponde a las aguas del río Jorquera,
seguidas por las aguas del río Copiapó, lo que se explica por el alto
contenido relativo de sodio en relación a su contenido de calcio y magnesio
(BERNAL, CÉSPED, y OSORIO, 2001).
El Cuadro Nº 4 muestra las características químicas de las aguas
superficiales del río Copiapó.
Cuadro 4: Características químicas de las aguas utilizadas en riego en el valle de Copiapó.
pH CE
ds/m
RAS Mg
mmol(+)/l
Na
mmol(-)/l
Cl
mmol(-)/l
B
mg/l
Río Copiapó
8.12
1.07 1.87 2.37 3.20 1.47 0.85
Río Jonquera
8.04 1.20 2.50 2.31 4.31 2.10 1.30
Río Pulido 8.10
0.58 0.67 1.25 1.00 0.49 0.27
Río Manflas
8.22
0.47 0.75 0.83 1.00 0.50 0.16
Fuente: BERNAL, CÉSPED y OSORIO, 2001.
33
En cuanto a las características del río Huasco GONZÁLEZ (1986), afirma que
las aguas del canal Tatara presentan las características que se presentan en
el cuadro 5:
Cuadro Nº 5: Características químicas de las aguas del río Huasco, medidas en el canal Tatara.
pH CE
µmhos/cm
RAS Mg
Meq/l
Na
Meq/l
Cl
Meq/l
7.95 4.5 4.6 10.33 18.40 921
Fuente: GONZÁLEZ (1986)
En el cuadro 6 se muestran los rangos de los parámetros químicos del agua
de riego registrados el año 1996 en el canal Algarrobo ubicado en Ovalle.
Cuadro 6: Análisis químico de agua del canal Algarrobo en la zona de Ovalle.
Conductividad Eléctrica 3.10 mmhos/cm
pH 8.0
Cationes Solubles meq/l
Calcio (Ca2+) 6.3
Magnesio (Mg2+) 7.8
Sodio (Na+) 39.4
Potasio (K+) 0.17
Aniones Solubles meq/l
34
Carbonato (CO32-) 0.0
Bicarbonato (HCO3-) 3.8
Cloruro (Cl-) 18.3
Sulfato (SO42-) 1.8
Boro 0.33 ppm.
Fuente: Departamento de Ing. y Suelos, Fac. de Ciencias Forestales y Agrícolas; Universidad de Chile.
Otra de las zonas que presentan problemas serios de salinidad en las aguas
de riego es la zona regada por el río Mapocho, principalmente la zona de
Mallarauco donde se desarrolla una interesante parte de la industria paltera
de Chile.
En el cuadro 7 se muestran los rangos de los parámetros químicos del agua
de riego registrados los últimos cuatro años en Mallarauco durante los
meses de octubre a enero.
35
Cuadro 7: Análisis químico de agua de canal de la zona de Mallarauco.
Parámetro Contenido Expresión
Conductividad Eléctrica 1.28 – 1.61 mmhos/cm
Calcio soluble 6.74 – 8.68 meq/L
Sodio soluble 3.85 – 6.16 meq/L
Magnesio soluble 1.82 – 3.57 meq/L
Potasio soluble 0.12 – 0.41 meq/L
Cloruro soluble 4.24 – 6.85 meq/L
Sulfato soluble 1.94 – 6.68 meq/L
Bicarbonato soluble 3.84 – 4.16 meq/L
Carbonato soluble No detectable meq/L
pH 6.89 – 8.01 meq/L
Fuente: Laboquim Terra; Agrolab; Pontificia Universidad Católica de Chile, Laboratorio de Suelos.
36
3. MATERIALES Y MÉTODO
3.1 Localización geográfica del ensayo:
El presente estudio se realizó en el Laboratorio de Propagación, Profesor
Gregorio Rosenberg, perteneciente a la Facultad de Agronomía de la
Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, la que se encuentra ubicada en
el valle del Aconcagua, Provincia de Quillota (32° 50´ LS y 71° 13´ LW), V
Región.
El valle posee un clima templado cálido, con lluvias invernales que dan un
promedio de 400 mm anuales. Las fechas probables de ocurrencia de
heladas, varían entre el 16 de mayo y el 13 de agosto. El promedio de horas
frío es de 546 horas, con temperaturas inferiores a 7°C. La temperatura
media en el periodo estival, fluctúa entre 18 y 23°C (NOVOA, et al. 1989).
3.2 Material vegetal:
Para llevar a cabo esta investigación se internaron desde Israel semillas de
13 portainjertos del grupo Degania, Ashdot, Nachal, Nachlat, Ziffrin, y Waldin
correspondientes a la raza antillana, las cuales arribaron al país el 8 de enero
del 2003. Las semillas fueron sembradas el 11 de enero de 2003.
37
3.3 Ensayo 1: Evaluación del porcentaje de germinación y la tasa de
crecimiento de los diferentes cultivares de la raza Antillana utilizados
como portainjertos:
Para determinar el porcentaje de germinación y la tasa de crecimiento de los
diferentes cultivares de la raza antillana utilizados como portainjertos, se
procedió a realizar el preacondicionamiento de las semillas y su posterior
siembra en contenedor. Dicho proceso consistió en eliminar primero la testa y
luego ser sumergidas por 5 minutos en una solución de 1.8 gr/L de Benlate
más Captan, a continuación fueron sembradas en contenedores de 7 litros.
El sustrato utilizado corresponde a la marca comercial AGROMIX PLUS que
posee una conductividad eléctrica entre 0.6-1.0 mmhos/cm
aproximadamente, pH 6.3, fertilización básica (N, P, K, Ca y Mg) y fungicida,
compuesto por corteza de pino, perlita y turba en la relación de 1/3 de cada
componente.
Se consideró una semilla como germinada cuando la plúmula emergió sobre
el sustrato. Además se establecieron tres estados iniciales de la plántula,
dependiendo del estado de desarrollo que presentaba. Estado 1: plúmula
emergida, estado 2: presencia de rudimentos foliares, estado 3: primera hoja
verdadera expandida.
En este caso se midió todos los días con una regla (en centímetros) la altura
de las plántulas, durante los meses de enero y febrero. Se graficó para ver la
diferencia en la tasa de crecimiento entre las distintos cultivares estudiados.
Las mediciones se realizaron cada 15 días, registrándose la altura total de la
planta y el diámetro del tronco a 20 centímetros de altura.
38
3.4 Ensayo 2: Determinación del porcentaje de prendimiento del palto
(Persea americana MILL.) cv Hass, sobre los diferentes cultivares de la
raza antillana, utilizados como portainjertos:
Para determinar el diámetro del tronco (a los 20 cm de altura desde el cuello
de la planta), se utilizó un pie de metro digital marca MITUTOYO y la altura
total de las plantas (cm) se obtuvo utilizando una regla, las mediciones se
realizaron cada 15 días.
La injertación se realizó el 7 de agosto cuando las plantas alcanzaron un
diámetro de 0.6 cm de diámetro a 20 centímetros de altura. El injerto utilizado
correspondió al empalme de costado con una púa terminal de la variedad
comercial Hass.
3.5 Ensayo 3: Caracterización del patrón genético que presentan 13
portainjertos de semilla de la raza antillana:
El ensayo 3 se realizó en el Laboratorio de Bioquímica del Instituto de
Bioquímica de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso.
Para extraer el DNA, primero se maceró el material vegetal,
aproximadamente 1 gramo de tejido de hojas lavadas previamente con agua
ultra pura estéril, se depositaron en el interior de un mortero, se agrego 1mL
de tampón 2x CTAB, 1% de PVP y 1:1000 de 2β-mercaptoetanol. Se maceró
por unos 2 minutos, este procedimiento se llevó a cabo en hielo.
39
El macerado anteriormente descrito contiene grandes complejos de la forma
de nucleoproteínas, estos complejos deben ser totalmente disociados. Para
lograr ésto, se incuba por espacio de media hora a 65°C. En estas
condiciones se optimiza la acción del detergente (CTAB), la cual combinada
con la fuerza iónica (NaCl) del tampón de extracción disocia completamente
el ADN de las proteínas nucleares. Durante la incubación la mezcla se agitó
por inversión cada 5 minutos aproximadamente.
La extracción del DNA se realizó con cloroformo/isoamilalcohol. La
separación del ADN genómico del resto de los componentes celulares se
hace mediante una extracción con solvente orgánico. Para ésto se agrega un
volumen de cloroformo/isoamilalcohol (24/1) equivalente al volumen de la
preparación que contiene el ADN y se procedió a mezclar cuidadosamente
por inversión hasta lograr una emulsión de aspecto lechoso. Este
procedimiento se ejecutó a temperatura ambiente (no menos de 20°C) para
evitar que precipite el detergente CTAB. En estas condiciones los lípidos
presentes en la preparación pasan a la fase orgánica en tanto que las
proteínas se desestabilizan en la fase acuosa y precipitan. La separación
final se logró por centrifugación de la emulsión a 10000 rpm, a temperatura
ambiente durante 10 minutos. Después de la centrifugación, la emulsión
queda separada en dos fases claramente diferenciables entre sí. Una fase
superior acuosa que contiene el DNA y una fase inferior u orgánica que
contiene los componentes hidrofóbicos de las células, especialmente lípidos
y péptidos hidrofóbicos, y una interfase de color blanquecino que contiene la
mayoría de las proteínas precipitadas. La remoción de la fase acuosa se
realizó con una punta recortada para minimizar la fragmentación del ADN al
momento de pipetear el sobrenadante.
40
Para recuperar el DNA se realizó mediante la precipitación con alcohol
isopropílico, se agregan 2/3 del volumen de alcohol isopropílico y se mezcla
por inversión. A temperatura ambiente (mayor a 20° C) se incubó
aproximadamente durante una hora. Los ácidos nucleicos finalmente se
recuperaron por centrifugación a no más de 7000 rpm.
La preparación de ácidos nucleicos descrita en el punto anterior corresponde
a una mezcla de ADN y ARN. No es conveniente utilizar directamente estas
preparaciones en la implementación de la técnica de los marcadores RAPD,
dado que eventualmente alguna secuencia presente en la fracción
ribonucleotídica podría ser complementaria al o los partidores investigados.
Si este fuera el caso los fragmentos originados en el ARN variarían su
intensidad en función del tiempo y tipo de almacenaje de las preparaciones,
haciendo los patrones de bandeo irreproducibles. Esto se debe
fundamentalmente a la inestabilidad del ARN en solución. Debido a esto es
esencial eliminar el ARN desde las preparaciones.
Para la eliminación del ARN se recurrió a la enzima ARNasa A, esta enzima
degrada el ARN en forma bastante eficiente. Además, tiene la ventaja que es
activa en tampón TE, lo que evita manipular excesivamente el ADN. La
enzima se utilizó en una proporción de 1µl por cada 100µl de preparación, las
condiciones de reacción fueron de 37°C durante una hora. Terminada la
reacción de degradación de ARN no se hizo necesaria eliminar la enzima del
seno de la solución. Las muestras fueron conservadas a -20°C.
Para la cuantificación y calidad del ADN genómico extraído se tomó una
muestra de 100µL de la solución madre de ADN genómico y se llevó a
500µL. Esta solución se depositó en una cubeta de cuarzo de 500µL y se
41
midió la absorbancia en el espectrofotómetro a las longitudes de onda (λ) de
230, 260 y 280nm. El blanco utilizado fue agua destilada ultrapura.
A partir de la λ=260nm se obtuvo la cantidad de ADN genómico de la
solución, mediante la siguiente ecuación:
[ ] mLgFdAADNg obtenidaSM µ50××= ec.1
donde [ ]SMADNg es la concentración de ADN genómico en la solución
madre, Aobtenida es la absorbancia de la muestra a λ=260nm y Fd es el factor
de dilución de la solución, siendo la ecuación:
madresoluciónalícuota
soluciónfinalvolumenFd = ec.2
Para determinar el grado de contaminación del ADN genómico extraído, ya
sea por ARN y proteínas, se establecen las siguientes relaciones 280260 λλ AA
y 230260 λλ AA . Para saber si el ADN no está contaminado por el ARN, la
relación de 280260 λλ AA debe estar entre 1,8 y 2,0, si no significa que está
contaminado con ARN. Para averiguar si no hay contaminación por proteínas
la relación 230260 λλ AA debe ser mayor que 2,3, si este valor es menor
significa que está contaminado con proteínas.
La calidad del ADN genómico se refiere al estado de éste, si está
fragmentado o no. Esto se determinó al realizar una electroforesis en gel de
agarosa al 1,0% en solución amortiguadora Tris-Borato-EDTA (TBE) 1×
corriendo a 100V constantes utilizando la fuente de poder. Las muestras en
este gel estaban constituidas por: solución madre de ADN genómico,
42
solución amortiguadora TBE 1× y solución amortiguadora para cargar geles
10×; en el primer bolsillo del gel se puso una muestra control de tamaño
molecular de 1Kb de ADN en una concentración de 1µg/µL, solución
amortiguadora TBE 1× y solución amortiguadora para cargar geles 10×.
La amplificación del ADN genómico mediante marcadores polimórficos de
ADN de amplificación aleatoria (Randomly Amplified Polymorphic DNA,
RAPD), se basa en la utilización de marcadores o partidores que son
oligonucleótidos sintéticos (de alrededor de 10 pares de bases de largo)
siendo su secuencia establecida en forma completamente al azar. Son
capaces de detectar la variabilidad genómica intra-específica (polimorfismo
genético) entre individuos al generar perfiles de bandeo con cada uno de los
partidores disponibles.
La reacción en cadena de la polimerasa (Polymerase Chain Reaction, PCR)
fue realizada en un volumen total de 50µL, en tubos para PCR Axygen PCR-
02D-C de 200µL. La mezcla de reacción es de 47µL del MIX (5µL de solución
amortiguadora de amplificación 10x, 8µL de la mezcla de desoxinucleótidos
1,25mM cada uno, 0,5µL de Taq ADN polimerasa 5U/µL y 33,5µL de agua
destilada ultrapura autoclavada), 2µL del partidor 10pmoles/µL y 1µL de ADN
genómico 54ng/µL. Para cada partidor se realizó un control negativo (Cn)
que contenía todos los reactivos anteriormente descritos, excepto el ADN
genómico que se remplaza por 1µL de agua destilada ultrapura autoclavada.
Este procedimiento se llevo a cabo en baño de hielo (aproximadamente 4°C).
Cuando estuvieron todos los reactivos en los tubos, estos se centrifugaron a
4500 rpm por 1minuto. Luego se cubrieron con aceite mineral estéril y los
tubos se colocaron en el termociclador con el siguiente programa: se inicio
con una denaturación completa del ADN de 4 minutos a 94°C, prosiguiendo
43
con 45 ciclos de 1 minuto a 94°C, 1 minuto a 36°C y 2 minutos a 72°C, y
finalizando con una síntesis de cuatro minutos a 72°C. Luego, estos
productos se conservaron a 4°C hasta su utilización.
Los productos de PCR del estudio de todos los partidores se resolvieron
(corrieron) en geles de agarosa al 1,3% (disuelta en la solución
amortiguadora TBE 1×). En los bolsillos del gel se colocaron las muestras
que consisten en 9µL del producto de PCR y 1µL de la solución
amortiguadora para cargar geles 10×, intercaladamente en el gel se puso una
muestra control de tamaño molecular de 1Kb de ADN en una concentración
de 1µg/µL (0,6µL de tamaño molecular de 1Kb de ADN de 1µg/µL, 8,4µL de
solución amortiguadora TBE 1× y 1µL de la solución amortiguadora para
cargar geles 10×). Se corrió el gel a 75V constante utilizando la fuente de
poder, utilizando la solución amortiguadora TBE 1×. Luego, el gel fue teñido
por 20 minutos con una solución de bromuro de etidio de 0,75µg/ml y lavado
por 10 minutos con agua destilada. Los fragmentos amplificados de ADN se
visualizaron directamente bajo luz ultravioleta (UV), mediante una cámara de
video y un programa computacional del equipo BIO RAD Gel Doc 1000 con el
cual se obtuvo una imagen digitalizada del gel. Esta imagen luego se analizo
por el programa computacional Gel-Pro AnalyzerTM versión 3.0 que analiza
las bandas obtenidas, dando sus pesos moleculares.
3.6. Diseño Experimental:
El ensayo 1 se diseño en base a un modelo Completamente al Azar.
44
Para el caso de la germinación de las semillas de los portainjertos
estudiados, se realizó un análisis descriptivo de los correspondientes
porcentajes.
Para el análisis estadístico de las variables altura de la planta e incremento
del diámetro del tronco, se utilizó una Andeva, con 10 repeticiones, donde la
unidad experimental correspondió a una planta. Para la determinación de
efectos significativos se utilizó el test de Tukey con un error del 5%.
En el ensayo 2 para evaluar el porcentaje de prendimiento del cultivar Hass
sobre los portainjertos estudiados, se realizó un análisis descriptivo de los
correspondientes porcentajes. El número de plantas injertadas por variedad,
varió dependiendo de cuantas de ellas presentaran el diámetro mínimo
requerido para la injertación (Anexo 5).
45
4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
4.1 Ensayo 1: Evaluación del porcentaje de germinación y la tasa de
crecimiento inicial de los diferentes cultivares de palto
utilizados como portainjertos:
4.1.1 Porcentaje de germinación.
Al comparar los porcentajes finales de germinación de las diferentes
variedades evaluadas, como lo muestra la Figura 1. Se puede observar que
todas ellas sobrepasan el 90% de germinación. Al realizar una comparación
entre las razas, se tiene que dentro de la raza Antillana, las únicas en
alcanzar el 100% fueron Nachal OZ 7 y Waldin, mientras que en la raza
Mexicana, la variedad Méxicola logro el 100%, y en la raza Guatemalteca,
Nabal, alcanzó el 100%.
El Cuadro 8 muestra las fechas en que las variedades estudiadas alcanzan el
50 y 90% de germinación y el número total de semillas sembradas. Se puede
observar que al 30 de enero las primeras variedades en alcanzar el 50% de
germinación corresponden a las siguientes variedades: Degania 118, Nachal
oz, Nachal oz 6, Nachal oz 7, Nachal oz 8, Nachlat 2, Nachlat 3 y Ashdot 27,
todas ellas pertenecientes a la raza Antillana. Mientras que Mexícola y Nabal
no presentan semillas germinadas. Al analizar el porcentaje de germinación
en la fecha 03 de marzo, todas las variedades de la raza Antillana
sobrepasaron el 90% de germinación, pero solo Nachal oz 7 y Waldin
llegaron al 100%. Sin embargo, Mexícola y Nabal alcanzaron el 100% en un
periodo menor a un mes.
46
90,0
92,0
94,0
96,0
98,0
100,0
DG
117
DG
118
DG
62
AS 1
7
AS 2
7
NAT
2
NAT
3
NAO
Z
NAO
Z 6
NAO
Z 7
NAO
Z 8
ZE 9
9
WA
NA
MX
Variedad
% d
e ge
rmin
ació
n
Figura 1: Porcentaje de germinación de las diferentes variedades de palto. Quillota 2003.
DG 117: Degania 117
DG 118: Degania 118
DG 62: Degania 62
AS 17: Ashdot 17
AS 27: Ashdot 27
NAT 2: Nachlat 2
NAT 3: Nachlat 3
NAOZ: Nachal Oz
NAOZ 6: Nachal- Oz 6
NAOZ 7: Nachal Oz 7
NAOZ 8: Nachal Oz 8
ZE 99: Ziffrin 99
WA: Waldin
NA: Nabal
MX: Méxicola.
47
Cuadro 8: Fechas en que las variedades alcanzan más del 50% de semillas germinadas, porcentaje final de germinación, y el número total de semillas sembradas. Quillota 2003.
Variedad 30 de Enero
% germinación
05 de Febrero
% germinación
03 de Marzo
% germinación
N° total de semillas
sembradas
Dg 117 13.6 53.0 94.7 132
Dg 118 69.4 89.8 93.9 49
Dg 62 36.7 69.4 91.8 49
Na oz 64.1 92.3 92.3 39
Na oz 6 77.6 93.9 95.9 49
Na oz 7 79.6 93.9 100 49
Na oz 8 61.2 89.8 95.9 49
Nat 2 51.0 65.3 91.8 49
Nat 3 59.2 69.4 95.9 49
As 17 46.9 79.6 98.0 49
As 27 79.6 89.8 93.9 49
Ze 99 36.0 90 92.0 50
Wa 28.6 51.4 100 35
Mx 0.0 0.0 100 20
Na 0.0 7.7 100 13
4.1.2 Primeros estados fenológicos de las plántulas de los cultivares
utilizados como portainjertos.
El Cuadro 9 muestra el número de días transcurridos (promedio) desde la
siembra hasta germinación, estados fenológicos posteriores y la altura que
presentan las plántulas de los cultivares utilizados como portainjertos, se
puede establecer que existe diferencia significativa en el número de días que
transcurren desde la siembra hasta que las primeras semillas comienzan a
48
germinar. Al analizar las variedades de la raza Antillana vemos, las que
menos tiempo demoraron fueron las variedades Nachal oz 7 y Degania 118,
demorando solo 17.69 y 17.89 días respectivamente, pero estadísticamente
son iguales a todas las otras variedades antillanas exceptuando a Degania
117, Degania 62 y Waldin que demoraron en promedio 23.82 y 27.97 días.
Las variedades Méxicola y Nabal demoraron 47 y 50 días respectivamente, y
se puede ver claramente que todas las variedades de la raza Antillana son
más precoces que estas representantes de las otras dos razas de palto.
LEAL, KREZDORN y MARTE, (1976) afirman que las semillas de palto
germinan lenta e irregularmente y algunos estudios han demostrado que el
remover la testa de las semillas puede aumentar considerablemente la
velocidad y el porcentaje de germinación, sobre todo en semillas que han
sido almacenadas en frío (BERGH, 1988). Las temperaturas utilizadas en el
almacenaje de semillas de palto van desde los 4.5 a los 8.9°C (BERGH,
1988).
Según ALEXANDER (1977), en el ambiente de invernadero las semillas
germinan dentro de un mes cuando la temperatura se mantiene dentro de un
rango que va desde los 23-25°C.
Las semillas de las variedades antillanas, al ser importadas desde Israel, es
probable que fueran almacenadas en frío para evitar la deshidratación, por lo
tanto, la precocidad observada en la germinación seria concordante con lo
afirmado por BERGH (1988). En cambio las variedades Méxicola y Nabal
fueron cosechas y sembradas inmediatamente.
Para establecer si existen diferencias en la tasa inicial de crecimiento de los
diferentes cultivares estudiados, se determinaron tres estados fenológicos
49
posteriores a la germinación; se determinó que una semilla estaba germinada
cuando emergía la plúmula, luego el estado siguiente corresponde al de
rudimentos foliares, donde el eje principal presentaba rudimentos de hojas,
puesto que no corresponden a una hoja propiamente tal. Luego se estableció
el estado de 1° hoja verdadera expuesta. La Figura 2 muestra los diferentes
estados evaluados: emergencia de la plúmula, rudimentos foliares y 1° hoja
verdadera expandida.
Al analizar la altura que presentaron la plántulas en el 3° estado fenológico,
correspondiente a la 1° hoja verdadera expuesta, se puede observar que en
la raza Antillana la variedad que presentó una mayor altura fue Nachal oz 7,
alcanzando los 3.14 cm y estadísticamente es igual a Nachal oz 6 y Ashdot
27 que alcanzaron una altura de 2.90 y 2.68 cm respectivamente. Se puede
observar además que las variedades Ziffrin 99 y Degania 117 presentaron la
menor altura llegando solo a los 2.26 y 2.15 cm cada una, y que a su vez son
estadísticamente iguales a Degania 118, Degania 62, Nachal oz, Nachal oz
8, Nachlat 2, Nachlat 3, Ashdot 17. Ashdot 27 y Waldin.
La variedad Nabal (2.70 cm) es estadísticamente igual a las variedades
antillanas que presentaron la mayor altura, a pesar de que demoró más
tiempo en germinar, una vez alcanzado el estado de 1° hoja verdadera
expandida presentó un rápido crecimiento, lo que permitió que rápidamente
alcanzara en tamaño a aquellas variedades que presentaron una
germinación más temprana. A su vez, también es estadísticamente
semejante a Méxicola que alcanzó una altura de 2.28 cm y que también
presentó una tardía germinación y un rápido crecimiento luego de alcanzar el
3° estado post germinación.
Se puede observar, por lo tanto, que a pesar de que estas dos variedades
presentan una germinación más tardía, el vigor alcanzado al final del 3°
50
estado fenológico les permite tener un buen vigor inicial, lo que les permite
obtener al final del periodo de evaluación un adecuado crecimiento
vegetativo.
51
a)
b)
c)
Figura 2: Estados fenológicos que presentan las plántulas de Palto: emergencia de la plúmula (a), rudimentos foliares (b)y 1° hoja verdadera expandida (c). Quillota, 2003.
52
Cuadro 9: Número promedio de días transcurridos desde la siembra hasta germinación, estados fenológicos posteriores y altura que presentan las plántulas de los cultivares de Palto, utilizados como portainjertos. Quillota, 2003.
Variedad N° de días
a germinación
N° de días a
primordios
Foliares
Altura de la
planta en P.
Foliares
N° de días a 1° hoja
verdadera
Altura de
las plantas
en 1° H V
Dg 117 27.56 c 29.75 d e 1.16 b 32.35 e f 2.15 c
Dg 118 17.85 a 19.74 a 1.37 a b 23.59 a b 2.48 b c
Dg 62 23.82 b 26.84 c d 1.23 b 29.62 c e 2.51 b c
Na oz 19.94 a b 22.25 a b c 1.29 a b 26.89 a b c d e 2.46 b c
Na oz 6 18.43 a b 20.74 a b 1.35 a b 24.91 a b c d 2.90 a b
Na oz 7 17.69 a 20.12 a 1.29 b 24.49 a b c 3.14 a
Na oz 8 18.96 a b 20.89 a b 1.34 a b 24.23 a b c 2.59 b c
Nat 2 22.31 a b c 24.20 a b c d 1.16 b 28.02 a b c d e 2.40 b c
Nat 3 22.34 a b c 24.83 a b c d 1.23 b 29.81 c e f 2.56 b c
As 17 21.40 a b 23.35 a b c d 1.43 a b 25.77 a b c d 2.48 b c
As 27 18.68 a b 20.32 a 1.26 b 23.55 a 2.68 a b c
Ze 99 23.46 a b c 26.37 b c 1.23 b 29.48 b e 2.26 c
Wa 27.97 c d 29.71 d e 1.14 b 32.31 e f 2.34 b c
Mx 50.00 e 51.54 f 1.09 b 53.38 g 2.28 b c
Na 47.55 e 49.50 f 1.53 a b 51.20 g 2.70 a b c
Letras distintas en una misma columna indican diferencia significativa, según test de Tukey con α = 0.05.
4.1.3 Diámetro y altura final de las plantas.
El cuadro 10 muestra el diámetro y la altura promedio que presentaron las
plantas a los 180 días desde la siembra de las semillas. Dentro de la raza
Antillana la variedad que alcanzó un mayor diámetro fue Degania 117,
alcanzando los 0.9 cm. La variedad que presentó el menor diámetro fue
Nachlat 2 que llegó solo a los 0.6 cm y que estadísticamente es semejante a
Nachal oz, Nachal oz 6, Nachlat 3 y Ziffrin 99.La variedad Nabal presentó un
diámetro de 0.8 cm y no presenta una diferencia significativa con las
53
variedades de la raza Antillana que alcanzaron el mayor diámetro, en cambio
la variedad Méxicola alcanzó un diámetro de 0.7 cm y presenta una
diferencia significativa con las variedades antillanas de mayor diámetro.
Cuadro 10: Altura de las plantas (cm) y Diámetro del tronco (cm) de las plantas de Palto a los 20 cm de altura, a los 180 días desde la siembra y N° de días que demoran en alcanzar los 0.6 cm de diámetro a los 20 cm de altura. Quillota, 2003.
Variedad Diámetro
promedio (cm)
Altura promedio
(cm)
N° de días en alcanzar
los 0.6 cm
Dg 117 0.9 a 65.4 a b 68
Dg 118 0.8 a b c d 53.9 b c d e 111
Dg 62 0.8 a b c d e 55.4 b c d e 125
Na oz 0.7 b c d e 42.2 e f 125
Na oz 6 0.8 b c d e 46.0 d e f 111
Na oz 7 0.8 a b c d e 52.6 b c d e 111
Na oz 8 0.8 a b c d 59.0 a b c d 111
Nat 2 0.6 e 34.3 f 153
Nat 3 0.7 c d e 41.8 e f 125
As 17 0.8 a b 57.7 a b c d 96
As 27 0.8 a b c d e 61.4 a b c 111
Ze 99 0.7 b c d e 49.1 a b c d 96
Wa 0.8 a b c 58.2 a b c d 82
Mx 0.7 d e 53.8 b c d e 139
Na 0.8 a b c d 64.5 a b 111
Letras distintas en una misma columna indican diferencia significativa, según test de Tukey con α = 0.05.
Referido a la altura final de las plantas, dentro de las variedades antillanas
las que presentaron un mayor crecimiento fueron Degania 117, Nachal oz 7,
Nachal oz 8, Ashdot 17, Ashdot 27, Ziffrin 99 y Waldin, que presentaron una
altura que varía desde los 49.1 cm hasta los 65.4 cm, pero que
54
estadísticamente son iguales. La variedad que presentó la menor altura fue
Nachlat 2 alcanzando solo los 34.3 cm, y que es igual estadísticamente a
Nachlat 3, Nachal oz y Nachal oz 6. Cabe destacar que las variedades
Nachlat 2 y 3 presentarían la capacidad de transferir un cierto grado de
enanismo a la variedad comercial injertada en ella, por lo tanto, este bajo
crecimiento sería debido a dicha característica.
La variedad Nabal presenta una altura de 64.5 cm y es estadísticamente
semejante a las variedades antillanas que alcanzaron el mayor crecimiento.
La variedad Méxicola alcanzó una altura de 53.8 cm y es estadísticamente
diferente e inferior a las variedades antillanas que presentaron el mayor
crecimiento.
Según WHITSELL et al., 1989, cuando las plantas tienen una altura entre los
30-75 cm, generalmente dos a cuatro meses después de la siembra, ellas
están listas para ser injertadas con la variedad comercial. Por lo tanto, todas
las variedades cumplen con el requisito mínimo referido a la altura.
Al analizar el número de días que demoraron en alcanzar el diámetro mínimo
para realizar la injertación (0.6 cm). La variedad Antillana que en menos
tiempo lo logró fue Degania 117, demorando solo 68 días. En cambio Nachlat
2 fue la que más tiempo tardó, alcanzándolo a los 153 días. La variedad
Méxicola también tardó más en alcanzar dicho diámetro, lográndolo a los 139
días, doblando el tiempo que demoró la variedad Degania 117. Referido a la
variedad Nabal, ésta alcanzó el diámetro mínimo a los 111 días, lo mismo
que necesitaron las variedades Nachal oz 6, Nachal oz 7, Nachal oz 8,
Ashdot 27 y Degania 118, que pertenecen a la raza Antillana.
55
Según WHITSELL et al., 1986, el momento ideal para realizar la injertación
es cuando las plantas han alcanzado un diámetro mínimo de 0.5-0.6 cm; por
lo tanto, todas las variedades evaluadas cumplen con dicho requisito.
Las variedades de la raza Antillana no presentan un comportamiento en
vivero inferior en lo referido a su desarrollo vegetativo, respecto a Méxicola y
Nabal, que son las variedades más usadas como portainjertos de palto en
Chile. Sin embargo, presentan una mayor precocidad en la germinación y un
adecuado crecimiento, lo que les permite alcanzar los requerimientos
mínimos para realizar la injertación sin problemas en lo que dura el periodo
normal que se destina en vivero para que los portainjertos se desarrollen
vegetativamente (180 días).
En los Anexos 1, 2, 3 y 4, se presentan los datos de diámetro y altura de las
plantas, hasta los 180 días desde la siembra.
4.2 Ensayo 2: Determinación del porcentaje de prendimiento del palto
(Persea americana Mill.) cv Hass, sobre los diferentes cultivares de la
raza antillana, utilizados como portainjertos:
Para el ensayo número 2, no se realizó un análisis estadístico inferencial,
puesto que no existían réplicas por tratamiento (variedad) para la variable de
respuesta porcentaje de prendimiento, ya que solo existe un porcentaje por
variedad.
Al analizar, el porcentaje de prendimiento del cultivar Hass, sobre los
diferentes portainjertos, como lo muestra la Figura 3, se puede observar que
ninguna variedad alcanzó el 100% de prendimiento. Dentro de las variedades
56
antillanas la que logró el más alto porcentaje fue Nachlat 3 con 91.7%, de un
total de 24 plantas injertadas, mientras que la que obtuvo un menor
porcentaje fue Degania 118, llegando solo a un 43.6% de un total de 39
plantas injertadas.
En cambio la variedad Méxicola obtuvo un 91.7% de prendimiento al igual
que Nachlat 3 y Nabal alcanzó un 70% de prendimiento.
Esto puede deberse, a que la fecha en que se realizó la injertación no era la
adecuada, ya que se injerto el día 7 de Agosto, por lo tanto las bajas
temperaturas que aún se registraban pudieron haber influenciado en este
bajo prendimiento. Además, las púas terminales del cultivar Hass que se
injertaron en su mayoría se encontraban inducidas a flor, por lo tanto, no
eran de una calidad óptima. La razón por la cual se realizó la injertación en
esa fecha se debe principalmente a la necesidad de obtener lo más pronto
posible, plantas terminadas con el fin de continuar las evaluaciones del
comportamiento del cultivar Hass sobre estos portainjertos.
En el Anexo 5, se encuentran los datos del número de plantas injertadas y el
número de plantas prendidas.
57
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
90,0
100,0
DG 117
DG 118
DG 62
AS 17AS 27
NAT 2NAT 3
NAOZ
NAOZ 6
NAOZ 7
NAOZ 8ZE 99 WA NA
MX
Variedades
% % de Prendimiento
Figura 3 Porcentaje de prendimiento del cultivar Hass, sobre los diferentes cultivares de Palto utilizados como portainjertos. Quillota, 2003.
58
4.3 Ensayo 3: Caracterización del patrón genético que presentan 13
portainjertos de semilla de la raza antillana:
Se evaluó un total de 20 partidores RAPD, de los cuales 2 lograron amplificar
bandas de ADN distintivas y de buena calidad de los cultivares analizados,
puesto que son capaces de generar bandas de diferente peso molecular en
todos los portainjertos estudiados.
En el Anexo 6, se presentan las variedades analizadas y sus respectivas
claves.
El partidor 1 cuya secuencia corresponde a 5´-GCC-CCT-CGT-C- 3´, es
capaz de establecer claramente un patrón de bandas de diferente peso
molecular para los cultivares Nabal, Méxicola y Nachlat 2 (carril 7, 12 y 13
respectivamente), que corresponden a miembros de las tres razas de palto
analizadas. En la Figura 4 se muestra el patrón de bandeo de los ADN
genómicos obtenidos al realizar una electroforesis en gel de agarosa al 1.3
%, utilizando el partidor 1, en el Anexo 7 se muestra la descripción de la
imagen. Al analizar el gel obtenido a través del programa computacional Gel-
Pro analyzer versión 3.0, se pudo establecer el número de bandas por
cultivar y el número de pares de bases de cada una de ellas (Anexo 8). Para
el Cultivar Nabal se pudo determinar un número de 13 bandas, para el
cultivar Méxicola un total de 12 bandas y para Nachlat 2 un total de 10
bandas. Pero con este partidor no es posible establecer patrones de bandeo
para todos los cultivares de la raza Antillana estudiados, en el caso de la
variedad Ziffrin 99 solo genera una banda de 270 pares de bases. Para la
serie Degania es posible diferenciar a Degania 118, ya que genera un patrón
de 4 bandas, pero no es capaz de diferenciar a Degania 117 de Degania 62,
ya que genera para ambas variedades 3 bandas de 2693, 816 y 731 pares
59
Figura 4 Gel de agarosa al 1,3% mostrando el patrón de bandeo de los ADNg con el partidor 1. Imagen digitalizada obtenida en el equipo BIO-RAD gel Doc 1000. Carril: 2: Ziffrin 99; 3: Degania 118; 4: Degania 62; 5: Degania 118; 7: Nabal, 8: Waldin; 9: Ashdot 17; 10: Ashdot 27; 12: Méxicola; 13: Nachlat 2; 14: Nachlat 3; 15: Nachal oz.
12216 pb --- 6108 pb ---
4072 pb ---
3054 pb ---
2036 pb ---
1636 pb ---
1018 pb ---
506 pb ---
396 pb --- 344 pb --- 298 pb ---
220 pb --- 201 pb ---
60
de bases. Tampoco es un buen diferenciador para las variedades Ashdot 17
y Ashdot 27, puesto que el patrón de bandeo generado para cada una es
muy similar en el número de pares de bases. Para la serie Nachlat se puede
establecer una mayor diferencia con este partidor que con el número 2 ya
que genera un número igual de bandas, pero con una mayor diferencia en el
número de pares de bases que las componen.
Respecto al partidor numero 2 cuya secuencia es 5´- CCG-CCT-CAT-T-3´ la
Figura 5 muestra el patrón de bandeo de los ADN genómicos obtenidos al
realizar una electroforesis en gel de agarosa al 1.3 %, utilizando el partidor 2,
el análisis de la imagen se encuentra en el Anexo 9.
En el caso del partidor 2 (Anexo 10), para las variedades antillanas es capaz
de diferenciar Ziffrin 99 generando 4 bandas completamente diferentes del
resto de las variedades. Para la serie Degania se puede diferenciar a
Degania 117 de Degania 62, lo que no era posible con el partidor 1, pero no
es capaz de establecer una diferencia entre Degania 118 de Degania 62,
como lo logro el partidor 1.
En el caso de la serie Ashdot se pueden diferenciar claramente, ya que para
Ashdot 17 genera un número de 11 bandas y para Ashdot 27 un número de
12 bandas con diferente número de pares de bases para cada una de ellas,
teniendo en común solo una banda de 344 pares de bases, pero no es capaz
de diferenciar a Waldin de Ashdot 17, como ocurre con el partidor 1.
Para la serie Nachlat, no es un buen diferenciador ya que genera un patrón
de bandeo casi idéntico en ambas variedades, tal vez las pequeñas
diferencias en el número de pares de bases solo sea por un error en la
preparación de las muestras. Sin embargo, es un muy buen partidor para la
61
serie Nachal oz, ya que para cada variedad establece un patrón de bandeo
completamente diferente.
En el caso de los representantes de cada raza del palto estudiadas
(Méxicola, Nabal y Nachlat 2), se puede diferenciar claramente Nabal de las
otras dos variedades, pero Méxicola y Nachlat 2 no presentan diferencias
marcadas en el patrón de bandeo, ya que genera igual número de bandas y
de similar número de pares de bases para ambas variedades.
Cabe destacar, que actualmente la técnica RAPD-PCR se ha perfeccionado
en el campo de la identificación de cultivares, mediante la incorporación de
otros partidores como son las secuencias microsatélite, por lo tanto, es
posible determinar el polimorfismo genético, que existe entre las diferentes
razas y cultivares de palto y así poder establecer un patrón de bandeo que
permita identificar a las diferentes variedades comerciales y también
identificar ecotipos encontrados en Chile, de los cuales no está claro si son
híbridos o pertenecen a una raza en particular.
Por otra parte esto es importante, ya que al determinar la pertenencia a una
raza específica, un cultivar de raza desconocida podría presentar las mismas
características que presentan sus parentales, como por ejemplo, la
resistencia a sales de la raza antillana.
62
.
Figura 5 Gel de agarosa al 1,3% mostrando el patrón de bandeo de los ADNg con el partidor 2. Imagen digitalizada obtenida en el equipo BIO-RAD gel Doc 1000. carril: 3: Ziffrin 99; 4 Degania 118; 5: Degania 62; 7: Degania 117; 8: Nabal; 9: Waldin; 10: Ashdot 17; 12: Ashdot 27; 13: Méxicola; 14: Nachlat 2; 15: Nachlat 3; 17: Nachal oz;
12216 pb --- 6108 pb --- 4072 pb --- 3054 pb ---
2036 pb ---
1636 pb ---
1018 pb ---
506 pb ---
396 pb --- 344 pb --- 298 pb --- 220 pb --- 201 pb ---
63
5. CONCLUSIONES
El porcentaje de germinación de todas las variedades evaluadas fue superior
al 90%. Logrando el 100% de germinación las variedades Nachal OZ y
Waldin pertenecientes a la raza Antillana, Nabal perteneciente a la raza
Guatemalteca y Mexícola perteneciente a la raza Mexicana.
Las variedades más precoces en germinar corresponden a aquellas de la
raza Antillana, sin embargo Méxicola y Nabal presentaron un rápido
crecimiento luego de alcanzar el estado de 1° hoja verdadera expandida, lo
que les permitió obtener un tamaño estadísticamente semejante a las
variedades Antillanas que germinaron primero y que tuvieron un periodo de
tiempo mayor de crecimiento vegetativo.
Todas las variedades evaluadas cumplen con los requisitos mínimos de
diámetro y la altura requeridos para realizar la injertación. Dentro de la raza
Antillana la de mayor desarrollo vegetativo corresponde a Degania 117,
mientras que las de menor desarrollo fueron las de la serie Nachlat, que
confiere cierto grado de enanismo a la variedad comercial injertada en ella.
Es posible caracterizar genéticamente cultivares de Persea americana Mill
mediante la técnica RAPD-PCR. Con el partidor molecular cuya secuencia
nucleotídica corresponde a 5´-GCC-CCT-CGT-C-3´, es posible diferenciar
molecularmente los cultivares Méxicola, Nabal y Nachlat 2 representantes de
las tres razas de palto; y a través del partidor molecular cuya secuencia
nucleotídica corresponde a 5´-CCG-CCT-CAT-T-3´, se puede diferenciar
entre los cultivares de la raza Antillana que no se diferenciaban con el primer
partidor.
64
El porcentaje de prendimiento en todas las variedades evaluadas fue inferior
a 100%.Dentro de las variedades antillanas la que logró el más alto
porcentaje fue Nachlat 3 con 91.7%, mientras que la que obtuvo un menor
porcentaje fue Degania 118, llegando solo a un 43.6% de un total de 39
plantas injertadas. En cambio la variedad Méxicola obtuvo un 91.7% de
prendimiento y Nabal alcanzó un 70% de prendimiento.
65
6. RESUMEN
El cultivo del palto (Persea americana Mill.), es una de las especies frutales que presenta el mayor índice de plantación en los últimos años, alcanzándose una superficie cercana a las 23.000 hectáreas. Debido a su origen subtropical es muy sensible a condiciones climáticas adversas de sequías y temperaturas extremas y también a condiciones edáficas como texturas arcillosas y salinidad. La resistencia a la salinidad es un factor relevante para la industria chilena, pues existen varias zonas en desarrollo y algunas que podrían desarrollarse, como la zona norte del país, que presentan ésta limitante. Junto con lo anterior, debido al mal manejo de la fertilización y riego se está provocando paulatinamente la salinización del agua y de los suelos en zonas que no presentaban este problema. El presente ensayo se realizó en el laboratorio de Propagación de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, entre enero del 2003 y enero del 2004. Se internaron al país 13 cultivares de palto pertenecientes a la raza Antillana y utilizados como portainjertos, los cuales fueron evaluados junto a Mexícola y Nabal; los portainjertos más utilizados en Chile. Se evaluó su comportamiento en vivero (desarrollo vegetativo), porcentaje de prendimiento del cultivar Hass injertado sobre ellos y se estableció un patrón genético a través de la técnica RAPD-PCR. El porcentaje de germinación de todas las variedades evaluadas fue superior al 90%. Las variedades más precoces en germinar corresponden a aquellas de la raza Antillana, sin embargo Méxicola y Nabal presentaron una mayor tasa de crecimiento inicial. Todas las variedades evaluadas cumplen con los requisitos mínimos de diámetro y la altura requeridos para realizar la injertación. Dentro de la raza Antillana la de mayor desarrollo vegetativo corresponde a Degania 117, mientras que las de menor desarrollo fueron las de la serie Nachlat, que conferirían un cierto grado de enanismo a la variedad comercial injertada en ella. Es posible caracterizar genéticamente cultivares de palto mediante la técnica RAPD-PCR. Con el partidor molecular 5´-GCC-CCT-CGT-C-3´, es posible diferenciar molecularmente los cultivares Méxicola, Nabal y Nachlat 2 representantes de las tres razas de palto; y a través del partidor molecular 5´-CCG-CCT-CAT-T-3´, se pueden diferenciar los cultivares de la raza Antillana que no se diferenciaban con el primer partidor. El porcentaje de prendimiento del cultivar Hass varió entre 43.6 y 91.7%: El mayor porcentaje lo presentaron Nachlat 3 y Mexicola, mientras que el menor porcentaje lo presento Degania 118. Nabal presentó un 70% de prendimiento.
66
7. ABSTRACT
The culture of avocado (Persea americana Mill.) has been one the most planted species in recent years, it has reached a surface area surrounding 23.000 hectares. The avocado is very sensible to severe climatic conditions like severe drought, extreme temperatures and soil conditions like inappropriate texture, alkaline or salinity problems and others, due to the fact that it is originated from a subtropical region. Considering this, salinity resistance is a relevant fact for the Chilean industry because there are some production areas and some that are becoming production areas, like northern Chile, that have this restriction. As well as this, there has been a mismanagement of fertilization techniques and irrigation that have salinized the aquifers and the soil. The present experiment was realized at the Gregorio Rosemberg Propagation Laboratory at the Agronomy Faculty of the Pontificia Universidad Católica de Valparaíso from January, 2003 until January 2004. Thirteen cultivars belonging to the West Indian races used as rootstocks were introduced, they were evaluated together with cv Méxicola and Nabal, the most used rootstocks in Chile. Their performance (vegetative growth) and bud- take percentage of cultivar Hass once grafted on the different rootstocks were studied under green house conditions and a genetic pattern was established by the RAPD PCR method The seed germination percentage of all the evaluated varieties was higher than 90%. The most precocious were those belonging to the West Indian Races, although Mexicola and Naval had higher initial growth rate. All the evaluated varieties counted with the minimum diameter and height prerequisites to be grafted. Within the West Indian Race the one with highest vegetative development was Degania 117, while the ones with the least vegetative development belonged to the Nachlat serie, which grants dwarfness characteristic to the commercial variety grafted on it. It is possible to genetically characterize Persea americana Mill cultivars by the RAPD-PCR technique. With the molecular carrier which has a 5´-GCC-CCT-CGT-C-3´ nucleotide sequence, it is possible to molecularly differentiate a Méxicola cultivar from Nabal and Nachlat 2 cultivar, which are representatives of the thee avocado races; and by using a molecular carrier which has a 5´-CCG-CCT-CAT-T-3 nucleotide sequence it is possible to differentiate the rest or the West Indian cultivars which were not possible to differentiate with the first carrier. The Bud-take percentage of Hass cultivar varied from 43.6% to 91.7%.The highest percentage belonged to Nachlat 3 and Mexicola, while the lowest percentage belonged to Degania 118. Nabal obtained 70% of Bud-take.
67
8. LITERATURA CITADA
ALARCON, A. 1999. La calidad del agua de riego para fertirrigación. II parte. Horticultura 135: 65 – 69.
ALEXANDER, D. McE. 1977. Propagation. In: Proceedins of Australian
Avocado Research Workshop. New South Wales Departament of Agriculture. Woolongbar. Pp. 21-25.
ALLISON, L., BROWN, J. y HAYWARD, H. 1954. Diagnóstico y
rehabilitación de suelos salinos y sodicos. México, D.F. A.I.D. 172 p.
AYERS, R. y WESTCOT, D. 1987. La Calidad del agua en la agricultura.
Roma. FAO. N° 29. 174 p. AYERS, A., ALDRICH, D. y COONY, J. 1951. Sodium and Chloride
injury of Fuerte avocado leaves. Avoc. Soc. Yearbook. 56: 174 -178.
BAÑULS, J. y PRIMO-MILLO, E. 1992. Effects of chloride and sodium on
gas exchange parameters and water relations of Citrus plants. Physiol. Plant. 86: 115-123.
BAR, Y., APELBAUM, A. and GOREN, R. 1998. Ethylene association
with chloride stress in citrus plants. Scientia Horticulturae 73: 99 – 109.
______ ., ______., ______. and KAFKAFI, U. 1997. Relationship
between chloride and nitrate and effect on growth and mineral composition of avocado and citrus plants. Journal of Plants Nutrition 20(6): 715 – 731.
68
BENAVIDES, C. 1996. Requisitos del suelo y susceptibilidad a cloruros In: RAZETO, B. Y FICHET, t.. Cultivo del Palto y perspectivas de mercado. Santiago. Universidad de Chile. pp. 61 – 75. Publicaciones Misceláneas Agrícolas. N° 45
BENDER, G. S. and WHILEY, A. W. 2002. Propagation. In: Whiley, A.
W., Schaffer, B. and Wolstenholme, B. N. The Avocado: Botany, Production and Uses. New York. Cabi, publishing. pp. 192-193.
BEN-YA´ACOV, A. 2002. Portainjertos de Palto. Pontificia Universidad
Católica de Valparaíso. Seminario Internacional: Selección y Uso de Portainjertos y Nuevas Variedades de Palto. Quillota, 3 de Diciembre.
BERGH, B. 1988. The effect of pre-trataments on avocado germination.
California Society Yearbook. 72: 215-221. BERNAL, C., CÉSPED, R. y OSORIO, A. 2001. Caracterización de la
salinidad de los suelos y aguas del valle del río Copiapó. Copiapó. INIA. 29 p. (Boletín INIA N° 70).
BINGHAM, F., FENN, L. and OERTLI, J. 1968. A sand culture study of
chloride toxity to mature avocado trees. Soil Sci. Soc. Amer. Proc. 32: 249 – 252.
_____ and FENN, L. 1966. Chloride injury to Hass avocado trees: a
sand culture experiment. Calif. Avoc. Soc. Yearbook. 50: 99–106.
CALABRESE, F. 1992. El aguacate. Madrid. Ediciones Mundi-Prensa.
249 p. CALIANDRO, A., CANTATORE, V., y MUSACCHI, S. 2000.
Applicazione de acque salmastre su colture ortofruticole in Italia. Frutticoltura 7/8: 26-36.
69
CARRASCO, A. 1991. Salinidad y calidad del agua. In: Universidad de Chile. Manejos de suelos en huertos frutales. Facultad de Ciencias Agrarias y Forestales. Santiago. Universidad de Chile. N° 35. pp 219-245.
CASTRO, M. 2002. Situación nacional de portainjertos de palto y su
relación con factores de productividad y precocidad. Universidad Católica de Valparaíso. Seminario Internacional: Selección y Uso de Portainjertos y Nuevas Variedades de Palto. Quillota, 3 de Diciembre. 61-75.
COOPER, W. 1951. Salt tolerance of avocados on various rootstocks.
Tex. Avoc. Soc. Yearbook. 51: 24 – 28. DOWNTON, W. 1978. Growth and flowering in salt-stressed avocado
trees. Aust. J. Agric. Res. 20: 523 – 534. FIOROTTI, G., DAZZI, C. y TUSA, D. 1999. Tolleranza allo stress salino
sulla qualitá dei suoil. in: Tarantino, E. ed. Le acque salmastre come risorsa idrica: limiti e prospecttivi. Foggia, Istituto di produzione e preparazioni alimentari, Facoltá de Agraria di Foggia. Pp. 7-22.
FLAGELLA, Z., CANTATORE, V., BOARI, F., VOLPE, D. y DE CARO, A.
1999. Tolleranza allo stress salino delle specie coltivate in reazione agli aspetti fisiologici, produttive e qualitativi. in: Tarantino, E. ed. Le acque salmastre come risorsa idrica: limiti e prospecttivi. Foggia, Istituto di produzione e preparazioni alimentari, Facoltá de Agraria di Foggia. Pp. 47-67.
FUKUOKA, S., HOSAKA, K. and KAMIJIMA, O. 1992. Use of random
amplified polymorphic DNAs (RAPD) for identification of rice. Japanese Journal Genetics 67: 243-252.
GALAN, V. 1990 Los frutales tropicales en los subtropicos. Madrid.
Ediciones Mundi-Prensa. 133 p.
70
GARDIAZABAL, F. Floración en Paltos. Sociedad Gardiazabal y Magdahl. Seminario Internacional de Paltos. Viña del Mar. 4-6 de noviembre. 1998, pp 51-72.
GOGORCENA, Y. and PARFFIT, D. E. 1994. Evaluation of RAPD
marker consistency for detection polymorphism in apricot. Scientia Horticulturae. 59: 163-167.
GONZALEZ, M. 1986. Calidad de las aguas de riego en Chile.
Agricultura Tecnica 46(4): 467-474. HEREDIA, E. 1999. La salinidad en los árboles frutales, nueva propuesta
de clasificación de suelos y aguas en función de la salinidad: Fruticultura Profesional. N° 107: 19-30.
HU, J. and QUIROS, C. 1991. Identification of broccoli and cauliflowers
cultivars with RAPD markers. Plant Cell Rep. 10: 505-511. KADMAN, A. 1963. The uptake and acumulation of chloride in avocado
leaves and tolerance of avocado seedling under saline conditions. Proc. Am. Soc. Hort Sci. 83: 280-286.
KALAJI, H. y PIETKIEWICZ. 1993. Salinity effects on plant growth and
other physiological processes. Acta Phisiol. Plant. 15: 89-124. KOLLER, B., LEHMANN, A., McDERMOTT, J. M. and GESSIER, C.
1993. Identification of apple cultivars using RAPd. Theor. Apple. Genet. 85: 901-904.
LAHAV, E. and LAVI, U. 2002. Genetics and Classical Breeding. In:
Whiley, A. W., Schaffer, B. and Wolstenholme, B. N. The Avocado: Botany, Production and Uses. Wallingford. Cabi. Publishing. pp. 46-47.
71
and WHILEY, A. W. 2002. Irrigation and Mineral Nutrition. In: Whiley, A. W., Schaffer, B. and Wolstenholme, B. N. The Avocado: Botany, Production and Uses. Wallingford. Cabi. Publishing. pp. 279-280.
LAÜCHI, A. and EPSTEIN, E. 1984. Mechanisms of salt tolerance in
plants. California Agriculture 38(10): 18 – 20. LEAL, F., KREZDORN, A. and MARTE, R. 1976. The influence of
giberelic acid on the avocado germination of avocado seeds. Proceeding of the Florida State Horticultural Society. 89: 258-261.
LEVITT, J. 1980. Responces of Plants To enviromental Stresses. 2nd. ed.
New York, Academic Press. 488 p. MAAS, E. 1984. Crop Tolerance. California Agriculture 38(10) 20 -21. ., and HOFFMAN, G. 1977. Crop Salt tolerance-current assess. J.
Irr. And Drainage Div. 103-134. MARTINEZ, L. 1987. La salinidad: un problema potencial para la
agricultura del valle de Copiapó. IPA La Platina N° 40: 28-29. MENDOZA, H. 2000. Alcalinidad y salinidad: diagnostico, efecto sobre la
producción y soluciones. 1° Simposium Internacional Fertirrigación y control en frutales y viñas. Santiago. Bioamerica, agosto 2000.
MICKELBART, M. and LU ARPAIA, M. 1995. The effect of salinity on
growth and physiology of Hass avocado on three rootstocks. Hort Science 30(4): 780.
72
MORI, M., HOSAKA, K., UMEMURA, Y. and KANEDA, C. 1993. Rapid identification of Japanese potato cultivars by RAPDs. Jpn. J. Genet. 68: 167-174.
MOYA, J., ROMERO-ARANDA, R., TADEO, F., LEGAZ, F., PRIMO-
MILLO, E. y TALON, M. 2000. Efectos beneficiosos de calcio sobre el desarrollo y crecimiento bajo condiciones salinas de los patrones de cítricos citrange carrizo y mandarino Cleopatra. Levante Agrícola 39(352): 319 – 325.
MUÑOZ, G. y CHAPARRO, C. 1997. Efectos de la salinidad sobre el
crecimiento de plantas de vid y la ultra estructura de las células de la cofia de la raíz. Simiente 67(3-4): 101-112.
NERIT, B. LOFFE, M.and ZILBERSTAINE, M. 2001. Salt-stress effects
on avocado rootstocks growth. I Establishing criteria for determination of shoot growth sensitivity to the stress. Plant and Soil. 233. Pp 1-11
NEWETT, S. D. E., CRANE, J. H. and BALERDI, C. F. 2002. Cultivars
and Rootstocks. In: Whiley, A. W., Schaffer, B. and Wolstenholme, B. N. The Avocado: Botany, Production and Uses. New York. Cabi.. Pp. 169-1170.
NOVOA, R., VILLASECA, S., DEL CANTO, P., ROUANET,J., SIERRA, C.
y DEL POZO, A. 1989. Mapa Agroclimático de Chile. Santiago, INIA. 221 p
OSTER, J. and LU ARPAIA, M. Hass avocado responce to salinity as
influenced by clonal roostocks. University of California and California Avocado Society. Proc. Of Second World Avocado Congress. California, April 21-26, 1991. pp. 209-214.
., BROKAW, R., STROHMAN, J. and TRACY, J. 1985. The
influence of salinity and roostock on avocado seedling growth-Progress Report. Calif. Avo. Soc. Yrbk. 69: 105-110.
73
PIZARRO, F. 1996. Riegos localizados de alta frecuencia. Madrid. Ediciones Mundi-Prensa. 513 p.
QUAMME, H. A y STUSHNOFF, C. 1988. Resistencia al estrés
ocasionado por el medio ambiente. In: Moore, J. N. y J. Eds. Métodos genotecnicos en frutales. Ciudad de México, AGT. Pp. 323-355.
RAZETO, B. 1999. Para entender la fruticultura. Santiago, Vertigo. 373
p. SAAVEDRA, J. y ALCALDE, S. 1987. Influencia de la salinidad en el
crecimiento y la sintomatología foliar en aguacate. (Persea americana Mill) variedad Hass. Agric. Tec. Mex. 13(2): 171 – 188.
SCHAFFER, B. and WHILEY, A. W. 2002. Environmental Physiology.
In: Whiley, A. W., Schaffer, B. and Wolstenholme, B. N. The Avocado: Botany, Production and Uses. Wallingford. Cabi. Publishing pp. 151-152.
VERMEIREN, L. y JOBLING, G. 1986. Riego Localizado. Estudio FAO.
Riego y Drenaje. 203 p. VOGEL, O. 1985. Composición química de las aguas de riego de los ríos
en Chile. Simiente. 55(1-2): 83-85. WALKER, R. and DOUGLAS, T. 1983.. Effect of salinity level on uptake
and distribution of chloride, sodium and and potacium ions in citrus plants. Aust. J. Agric. Res. 34: 145-153.
WAUNGH, R. and POWELL, W. 1992. Using RAPD markers for crop
improvement. Tibtecht. 10: 186-191.
74
WHITSELL, R., MARTIN, G., BERGH, B., LYPPS, A. and BROKAW, W. 1989. Propagating Avocados: Principles and techniques of Nursery and Field Grafting. University of California. California. Division of Agriculture and Natural Resources Publication. 21461. 30 p.
WILDE, J., WAUGH, R. and POWELL, W., 1992. Genetic fingerprinting
of Theobrama clones usin random amplified polymorphic DNA markers. Theor. Appli. Genet. 83: 871-877.
WILLIAMS, J. KUBELIK, A., LIVAK, K., ANTONY, J. and TINGEY, S.
1990. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetics markers. Nucl. Acids Res. 18: 6531-6535.
YANG, X and QUIROS, C. 1993. Identification and classification of celery
cultivars whit RAPD markers. Theor. Appli. Genet. 86: 205-212.