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UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
INGENIERÍA EN ALIMENTOS
TRABAJO RECEPCIONAL
TESIS
“Deshidratación-impregnación de placas de gelatina enriquecidas
con probióticos”
PRESENTA
Karina Huerta Vera
DIRECTOR DEL TRABAJO RECEPCIONAL
Dr. Enrique Flores Andrade
CODIRECTOR DEL TRABAJO RECEPCIONAL
Dra. Maribel Jiménez Fernández
ORIZABA, VER. MAYO, 2012
Dedicatorias
A mi madre, Magdalena Vera Carrera
Aquella mujer que me brindo su corazón desde mi primer día de vida, gracias por apoyar mis
sueños y contribuir para alcanzar mis metas, que Dios te bendiga y me conceda la dicha de
tenerte a mi lado durante mucho tiempo. Gracias por acompañarme en mi camino… necesito
una mano firme y amigable para llegar a ser un gran ser humano como tú.
A mi director de tesis, Dr. Enrique Flores Andrade
Agradezco de manera muy especial y sincera por haber dirigido este trabajo. Gracias por
todo el apoyo que me ha brindado, así como la comprensión y sus consejos, los cuales me
ayudaron a concluir esta pequeña etapa tanta importante para mí.
A mi gran amigo y hermano, Ing. Héctor Gustavo Huerta Vera
Hemos compartido el mismo vientre, algunos juguetes, sueños e ilusiones, sonrisas y lágrimas.
Ahora quiero compartir contigo este pequeño triunfo. Gracias por guiarme en la vida y ser mi
amigo. He aquí, quien desde que nació volvió tu vida un caos.
A mi gran amigo Ing. Kelvyn Baruc Sánchez Sánchez
A las Dras. Avelina Nallely Sánchez Ruiz y Occelli Vázquez Páez
Por su apoyo incondicional, pasar a mi lado los días en el laboratorio y ayudarme a trabajar,
haciendo los días más amenos compartiendo risas, lagrimas, sueños y anhelos.
I
ÍNDICE GENERAL
ÍNDICE GENERAL............................................................................................................ I
ÍNDICE DE FIGURAS .................................................................................................... IV
ÍNDICE DE TABLAS ...................................................................................................... V
RESUMEN ....................................................................................................................... VI
1. INTRODUCCIÓN ........................................................................................................ 1
2. MARCO TEÓRICO ....................................................................................................... 3
2.1 Alimentos funcionales .............................................................................................. 3
2.2 Probióticos ................................................................................................................ 5
2.3. Beneficios del consumo de probióticos ................................................................... 6
2.3.1. Estimulación del sistema inmune ..................................................................... 7
2.3.2. Infecciones respiratorias .................................................................................. 8
2.3.3. Intolerancia a la lactosa ................................................................................... 8
2.3.4. Alergias ............................................................................................................. 8
2.3.5. Gastroenteritis .................................................................................................. 9
2.3.6. Hipertensión ..................................................................................................... 9
2.3.7. Cáncer de colon ................................................................................................ 9
2.3.8. Reducción de niveles de colesterol ................................................................. 10
2.3.9. Estrategia terapéutica para hígado graso no alcohólico ............................... 10
2.4. Características de los probióticos .......................................................................... 11
2.5. Mecanismos de acción de los probióticos ............................................................. 11
2.6. Características de los probióticos respecto a los procesos .................................... 12
2.7. Lactobacillus ......................................................................................................... 14
2.7.1. Lactobacillus subsp. bulgaricus ..................................................................... 14
II
2.8. Encapsulación ........................................................................................................ 16
2.9. Características de la gelatina ................................................................................. 17
2.9.1.. Características de la gelatina como material de pared ................................ 18
2.10. Encapsulación de probióticos .............................................................................. 18
2.11. Deshidratación osmótica ..................................................................................... 19
2.12. Ventajas de la deshidratación osmótica ............................................................... 20
2.13. Variables de la deshidratación osmótica ............................................................. 21
2.13.1. Concentración del agente osmótico ............................................................. 21
2.13.2. Temperatura ................................................................................................ 22
2.13.3. Tiempo ......................................................................................................... 23
2.13.4. Geometría del producto a deshidratar ......................................................... 23
2.14. Obtención de alimentos funcionales mediante deshidratación osmótica ............ 23
2.14.1. Métodos combinados .................................................................................... 24
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN ................................. 26
4.HIPOTESIS Y OBJETIVOS ........................................................................................ 27
4.1 Hipótesis .................................................................................................................. 27
4.2 Objetivo General .................................................................................................... 27
4.3 Objetivos Específicos ............................................................................................. 27
5.METODOLOGIA ........................................................................................................ 28
5.1. Procedimiento del trabajo ...................................................................................... 28
5.2. Materiales ............................................................................................................. 29
5.3. Métodos ................................................................................................................ 30
5.3.1. Activación de la cepa ..................................................................................... 30
5.3.2. Determinación de la viabilidad de L. subsp. bulgaricus en el yogurt ........... 30
III
5.3.3. Determinación de la viabilidad de L. subsp. bulgaricus en la matriz de
proteína ........................................................................................................ 30
5.3.4. Determinación del porcentaje de ácido láctico .............................................. 30
5.3.5. Determinación de pH ...................................................................................... 31
5.3.6. Elaboración de la matriz proteica ................................................................. 32
5.3.7. Determinación de humedad ............................................................................ 32
5.3.8. Deshidratación osmótica ............................................................................... 33
5.4. Metodología de calculo ........................................................................................ 33
5.4.1. Curvas de deshidratación osmótica en placas de gel .................................... 33
5.4.1. Coeficiente de difusión .................................................................................. 35
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................ 36
6.1. Cinética de pH y ácido láctico de L. bulgaricus ................................................... 36
6.2. Análisis de pH y ácido láctico en placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus . 37
6.3. Supervivencia de bacterias lácticas en placas de gel enriquecidas con L.
bulgaricus sometidas a deshidratación osmótica ................................................. 38
6.4. Efecto de la deshidratación osmótica en placas de gel enriquecidas con L.
bulgaricus con solución de sacarosa a 25 °C ........................................................ 39
6.5. Mecanismo de difusión de las moléculas de agua en placas de gel enriquecidas
con L. bulgaricus ................................................................................................. 44
7. CONCLUSIONES ...................................................................................................... 45
8. REFERENCIAS .......................................................................................................... 46
9. ANEXOS .................................................................................................................... 57
9.1. Comandos en MATLAB para cálculos de las cinéticas WFL y SG utilizando el
método continuo ................................................................................................... 57
9.2. Uso del programa .................................................................................................. 60
IV
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Efecto protector de los microorganismos probióticos ................................... 12
Figura 2. Trabajo experimental de investigación ......................................................... 28
Figura 3. Esquema de determinación de la viabilidad de L. subsp. bulgaricus en el
yogurt .......................................................................................................... 31
Figura 4. Cinética de pH y ácido lácticoL. subsp. bulgaricus ..................................... 36
Figura 5. Cinéticas de perdida de agua (WFL) y ganancia de sólidos (SG) durante la
deshidratación de placas de gelatina ........................................................... 40
Figura 6. Efecto de la concentración de proteína sobre el volumen perdido durante el
tiempo de inmersión .................................................................................... 41
Figura 7. Efecto de la concentración de proteína sobre SG/M0 y WFL/M0 ............... 42
Figura 8. Efecto de la concentración de proteína sobre las etapas de
osmodeshidratación en placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus en una
solución al 60 % de sacarosa ...................................................................... 43
Figura 9. Efecto de la concentración de proteína sobre Dw durante la deshidratación
osmótica en placas de gel en una solución al 60 % de sacarosa ................ 44
Figura 10. Pantalla del programa de MATLAB 2011 b ............................................... 60
Figura 11. Código de la cinética de la deshidratación osmótica de placas de gel
enriquecidas con L. bulgaricus (Pantalla del programa de MATLAB 2011
b) ................................................................................................................. 61
Figura 12. Forma de introducir los datos de la cinética de la deshidratación osmótica
de placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus (Pantalla del programa de
MATLAB 2011 b) ...................................................................................... 61
Figura 13. Datos generados por el programa de la cinética de la deshidratación
osmótica de placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus (Pantalla del
programa de MATLAB 2011 b) ................................................................. 62
V
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Funciones y componentes funcionales de los alimentos ................................. 4
Tabla 2. Alimentos funcionales, sus componentes y sus beneficios ............................. 5
Tabla 3. Evolución histórica de la definición de probióticos ....................................... 6
Tabla 4. Productos con cepas probióticas ..................................................................... 7
Tabla 5. Características que deben tener las bacterias probióticas ............................. 11
Tabla 6. Principales mecanismos de acción de los probióticos .................................. 13
Tabla 7. Características benéficas de L. subsp.bulgaricus ......................................... 15
Tabla 8. Métodos de encapsulación ............................................................................ 16
Tabla 9. Tipos de coberturas utilizadas en microencapsulación ................................. 17
Tabla 10. Ventajas de la deshidratación osmótica ...................................................... 21
Tabla 11. Equipos y materiales .................................................................................. 29
Tabla 12. Reactivos ..................................................................................................... 29
Tabla13. Composición de las matrices de proteína ..................................................... 32
Tabla14. Valores obtenidos de pH y ácido láctico de las placas de gel antes y
después del proceso de DO ......................................................................... 37
Tabla15. Recuento de bacterias lácticas en placas de gel de gelatina con y sin
tratamiento osmótico ................................................................................... 38
Tabla16. Pará metros obtenidos con el método continuo para la deshidratación
osmótica de placas de gel enriquecidas con L.bulgaricus en una solución al
60 % de sacarosa ......................................................................................... 39
VI
RESUMEN
Los efectos benéficos de los probióticos han motivado el desarrollo de alimentos
funcionales mediante el uso de tecnologías de procesamiento, tal como la deshidratación
osmótica (DO), que permite alterar de manera controlada las características
microestructurales de la matriz del producto alimenticio. Por ello, en este trabajo se
evaluó la cinética de deshidratación e impregnación de placas de gelatina a tres
concentraciones de proteína, 8, 12 y 16 %, con una carga microbiana de 107 ufc/g. Los
geles fueron osmodeshidratados en una solución de sacarosa al 60% p/p a 25°C,
manejando una relación 1:50 producto-solución. Posteriormente, 1g de muestra de cada
placa fue procesada para el sembrado en agar MRS en condiciones aerobias a 37°C por
72 h. Como resultado, se observó que la mayor pérdida de agua se presentó en los geles
con 8 y 12% de proteína, mientras que el gel con 16% sólo mostró una pérdida de agua
de alrededor del 30% respecto de su masa inicial. En los valores obtenidos WFL y SG de
las placas de gel de gelatina durante el proceso de DO se observó que la mayor pérdida
de agua a los 300 min, se presenta en los geles con 8 y 12 % de proteína, a diferencia del
gel con 16%, el cual mostró una pérdida de agua de alrededor del 30% de su masa
inicial. Lo anterior también se percibe en el parámetro de WFL/Mo, obtenido con el
método continuo, el cual disminuye al incrementarse el porcentaje de proteína en los
geles. Por otra parte, con respecto a la ganancia de sólidos, se observó que el gel con
menor SG fue el de 16%, mientras que el comportamiento entre los geles con 8 y 12 %
de proteína fue muy parecido. Estos resultados mostraron que el incremento de proteína
en las placas de gel dificulta la transferencia de masa durante la DO. Los cambios
estructurales que sufre el gel durante la DO, se provoca una barrera que ayuda en la
supervivencia de los microorganismos probióticos. Sin embargo, el proceso osmótico
disminuye las ufc/g en varios órdenes de magnitud.
1
1. INTRODUCCIÓN
El constante deseo de las personas por mejorar su calidad de vida es el factor más importante que
ha motivado la investigación y desarrollo en el área de los alimentos funcionales. En las últimas
décadas se ha demostrado el papel que juegan ciertos componentes bioactivos que ayudan a la
prevención y tratamiento de enfermedades; como resultado de esto, la prevención de
enfermedades a base de la dieta diaria es vista cada vez más por la ciencia y la tecnología
como una opción para el desarrollo de nuevos productos diseñados para cubrir necesidades de
salud específicas.
Los alimentos funcionales son aquéllos que producen un beneficio adicional para la salud más
allá que la nutrición básica. Se consideran funcionales aquellos que se demostrado
científicamente que afectan beneficiosamente una o más funciones al organismo (Szakály et al.,
2012), de manera que mejoran el estado de salud y bienestar. Entre estos alimentos destacan los
microorganismos benéficos, conocidos como “probióticos”, que abarcan géneros como
lactobacilos y bifidobacterias.
Los probióticos son microorganismos vivos que, cuando se suministran al hombre en cantidades
adecuadas, confieren un beneficio para la salud del huésped (Salminen et al., 2010), mejorando la
respuesta inmune y el balance de su microbiota intestinal, trayendo con esto múltiples beneficios.
Entre éstos podemos mencionar como ejemplos mayor movimiento intestinal, inhibición de
microorganismos patógenos y alivio a la intolerancia a la lactosa. Para los investigadores en el
área de los alimentos y salud, el énfasis en las cualidades de los probióticos, como
microorganismos que mejoran la salud y la calidad de vida, ha permitido al desarrollo de
nuevos productos.
Los principales alimentos enriquecidos con probióticos son productos lácteos como el queso,
yogurt y algunas bebidas lácteas, pero existe la necesidad de desarrollar nuevos productos
alimenticios con propiedades funcionales, los cuales contengan bacterias probióticas, en una
cantidad que puedan ejercer beneficios para el organismo. También se ha considerado la
aplicación de probióticos en alimentos no lácteos, tales como jugos y cereales.
2
La deshidratación osmótica (DO) se ha propuesto como una tecnología para incorporar
diferentes componentes bioactivos en el interior de matrices de alimento; entre esos componentes
destacan los probióticos (Betoret et al., 2003). La DO es una operación que consiste en la
extracción de agua de un producto que se sumerge en una disolución hipertónica a un tiempo y
temperatura específicos (Ochoa y Ayala., 2005). Se ha reconocido que las altas concentraciones
en las soluciones hipertónicas disminuyen la actividad de agua, lo cual da como consecuencia
la inhibición del desarrollo microbiano y reacciones de deterioro, por ello la DO se ha
planteado como una tecnología alternativa para la conservación de alimentos (Genina, 2002).
En este trabajo se plantea la elaboración de un alimento probiótico, el cual consiste en una matriz
proteica enriquecida con L. bulgaricus y el estudio de la cinética de transferencia de masa cuando
el producto es sometido a un proceso de DO, así como su posible aplicación en el desarrollo de
alimentos enriquecidos con probióticos.
3
2. MARCO TEÓRICO
2.1. Alimentos funcionales
La regulación en relación con los alimentos saludables se revisa y modifica, y constituye uno de
los temas de mayor dinamismo en los organismos regulatorios y en la industria alimentaria. El
concepto de desarrollar alimentos no sólo para disminuir las deficiencias nutricionales, sino más
bien para proteger la salud de la población fue desarrollado a principios de la década de 1980 en
Japón, a través del Ministerio de Salud, preocupado por los elevados gastos en salud de la
población japonesa con alta expectativa de vida, cuando se iniciaron una serie de
investigaciones, enmarcadas en un gran proyecto de gobierno, cuyo propósito fue conocer otras
funciones de los alimentos, además de la principal función nutritiva. Los FOSHU (alimentos
para uso específico en salud) son aquellos alimentos que contienen ingredientes con funciones
específicas para la salud y cuyo mensaje o alegación saludable ha sido aprobada acerca de sus
efectos fisiológicos en el cuerpo humano. Un alimento FOSHU es considerado como tal en el
sentido de que, como alimento, debe consumirse para la mantención y/o promoción de la salud, o
de uso específico por personas que desean controlar su salud. Para comercializar un alimento
categorizado como FOSHU, se requiere contar con un sólido respaldo que garantice la seguridad
del alimento y su efectividad de acuerdo a sus funciones en beneficio de la salud. Además, el
mensaje que lleve el alimento debe ser aprobado por el Ministerio de Salud, Trabajo y Bienestar
de Japón (Durán y Valenzuela, 2010). Actualmente existe una variedad de definiciones del
término alimentos funcionales, generadas por diferentes organismos, que conviene analizar para
establecer un marco conceptual que permita estudiar los efectos del consumo de estos alimentos
en el contexto de la actual situación epidemiológica de la población. Araya y Lutz (2003)
mencionan que el Consejo de Nutrición y Alimentación de la Academia de Ciencias de los
Estados Unidos los define como “alimentos modificados o que contengan un ingrediente que
demuestre una acción que incremente el bienestar del individuo o disminuya los riesgos de
enfermedades, más allá de la función tradicional de los nutrientes que contiene”. El objetivo final
de los alimentos funcionales es optimizar las funciones fisiológicas, para maximizar su
contribución al bienestar y reducir al mínimo el riesgo de enfermedades (Jiménez et al., 2010).
El aumento constante de la esperanza de vida, el deseo de las personas mayores por mejorar la
calidad de sus vidas, y el aumento del costo de la asistencia medica son las principales razones
4
que explican por qué hay una creciente demanda de alimentos funcionales en el mercado
diseñados para conferir beneficios para la salud (Roberfroid, 2000; Kotilainen et al., 2006;
Chen, 2011; Szakály et al., 2012). Existen muchos componentes de los alimentos que se ha
demostrado tienen un efecto beneficioso sobre determinadas funciones del organismo, la adición
de estos componentes a un alimento, lo transforman en un alimento funcional, algunos de estos
componentes y sus funciones se muestran en la Tabla 1 (Ferrer y Dalmau, 2001). Diversos
autores reportan los beneficios de numerosos alimentos y compuestos bioactivos como la fibra
(Bautista et al., 2007; García et al., 2008), los microorganismos probióticos (Sanz et al., 2003;
Marquina y Santos, 2005), los flavonoides (Pérez, 2003; Waliszeloski K. & Blasco G. 2010), los
ácidos grasos omega-6 y omega-3 (Valenzuela y Nieto, 2003), por mencionar algunos. En la
Tabla 2 se muestran algunos alimentos funcionales, así como sus componentes y su incidencia o
relación con alguna enfermedad.
Tabla 1. Funciones y componentes funcionales de los alimentos.
Funciones Componente funcional
Crecimiento y desarrollo Calcio, Vitamina D, Vitamina C.
Metabolismo Fibra, Omega 3 y 6, Aminoácidos.
Estrés oxidativo Vitamina E, Vitamina C, Polifenoles,
Carotenos.
Sistema cardiovascular Sustitutos de la grasa, Acido fólico.
Fisiología intestinal Prebióticos, Probióticos, Simbióticos.
Funciones psicológicas y de conducta Proteínas, Tirosina, Triptófano,
Cafeína.
Fuente: modificado de Ferrer y Dalmau, 2001.
5
2.2. Probióticos
Los probióticos fueron definidos en 2001 por un grupo de expertos convocado por FAO / OMS
como microorganismos vivos, que le confieren un beneficio de salud al huésped cuando se
administra en cantidades adecuadas. Lactobacillus y Bifidobacterium son los tipos más comunes
de los microorganismo utilizados como probióticos, incluyendo levaduras y ciertos bacilos
(Singh et al., 2011). Autores como Kumar y Singh (2007) reconocen que el uso de cultivos de
bacterias probióticas estimula el crecimiento de microorganismos benéficos que desplazan
potencialmente a bacterias dañinas y refuerza los mecanismos naturales de defensa del
organismo. El concepto de probiótico ha evolucionado al paso del tiempo, en la Tabla 3 se
muestra la evolución histórica de la definición de probióticos. En la actualidad se han
desarrollado diversos productos que contienen bacterias ácido lácticas, algunos de ellos se
muestran en la Tabla 4.
Tabla 2. Alimentos funcionales, sus componentes y sus beneficios.
Alimentos funcionales Componente Beneficios
Productos de avena Fibra soluble beta- glucano Reduce el colesterol.
Vegetales y frutas Vitaminas, fitoquímicos, fibra Reduce riesgo de cáncer y
enfermedades cardiacas.
Bebidas con antioxidantes Vitaminas E y C. Mejoran las funciones
cardiovasculares.
Zanahorias Beta caroteno Reduce el riesgo de cáncer.
Té verde o negro Catequinas Reduce riesgo de cáncer
gástrico, esofágico y de piel.
Brócoli Sulforano Reduce riesgo de cáncer.
Productos del tomate Licopeno Reduce riesgo de cáncer.
Lácteos fermentados Probióticos Reduce colesterol, riesgo de
cáncer, control de
enteropatógenos.
Fuente: Modificado de Silveira et al., 2003.
6
2.3. Beneficios del consumo de probióticos
Se le han atribuido a los probióticos, diversos efectos benéficos, como mejorán algunas funciones
específicas del organismo o alivian ciertas enfermedades. A continuación se describen los más
sobresalientes.
Tabla 3. Evolución histórica de la definición de probióticos.
Evolución histórica de la definición de probióticos
Definición Autor y año
Bacterias específicas de la fermentación del yogurt que mejoran
el balance microbiano intestinal. Metchnikoff (1907)
Sustancias excretadas por un protozoo para estimular el
crecimiento de otro. Lilly y Stillwell (1965)
Sustancias que tienen efecto beneficioso en animales por su
contribución al balance de la flora intestinal. Parker (1974)
Alimentos suplementados con microbios vivos que benefician al
huésped animal a través de la mejora del balance microbiano
intestinal.
Fuller (1989)
Cultivos únicos o mixtos de microbios vivos que, aplicados a
humanos, afectan beneficiosamente al huésped a través de la
mejora de la flora microbiana indígena intestinal.
Huis in´t Veld y
Hvenaar (1991)
Ingredientes alimentarios microbianos vivos que son
beneficiosos para la salud (eficacia y seguridad científicamente
documentada).
Salminen (1998)
Preparaciones celulares microbianas vivas o componentes
celulares que tienen un efecto beneficioso en la salud humana. Salminen (1999)
microorganismos vivos, que le confieren un beneficio de salud
al huésped cuando se administra en cantidades adecuadas FAO/OMS (2001)
Fuente: Modificado de Barrio, 2006.
7
2.3.1. Estimulación del sistema inmune
Las pruebas en sistemas in vitro, en modelos animales y en seres humanos sugieren que los
probióticos pueden mejorar tanto la respuesta inmune específica y no específica, posiblemente
por la activación de los macrófagos, lo que aumenta los niveles de citocinas, aumento de la
actividad de células asesinas naturales, y/o el aumento de los niveles de inmunoglobulinas. A
pesar de las limitadas pruebas en los seres humanos, estos resultados pueden ser particularmente
importantes para los ancianos, que podrían beneficiarse de una mayor respuesta de inmunidad.
Los efectos sobre el sistema inmunológico de los probióticos son mejorar la respuesta inmune
específica e inespecífica, inhiben el crecimiento de patógenos y la translocación, y reducir la
posibilidad de infección por un patógeno común (Salmonella, Shigella) (Jain et al., 2008; Salva et
al., 2010; Koponen et al., 2012).
Tabla 4. Productos con cepas probióticas.
Nombre Descripción Cultivo
Kéfir Leche fermentada efervescente acida y
ligeramente alcohólica.
L. lactis, L. Kéfir, L. casei, L.
acidophilus, L. bulgaricus, L.
brevis, L. cremoris
Kishk
Mezcla desecada de leche fermentada con cereal,
algunas veces sazonada o condimentada, que se
reconstituye con agua, en sopa.
S. thermophilus, L.
bulgaricus, L. plantarum, L.
casei, L. brevis
M´Bannick Bebida como el kéfir, con un agradable aroma y
refrescante sabor.
L. lactis, L. cremoris, L.
plantarum, L. casei
Actimel Bebida fermentada condimentada, consistencia
liquida, agradable sabor.
S. thermophilus, L.
bulgaricus, L. casei
Yakult Bebida fermentada condimentada, consistencia
liquida, agradable sabor. L. casei
Fuente: Sponhaak et al., 1998.
8
2.3.2. Infecciones respiratorias
Como se ha mencionado, todos los probióticos inducen una respuesta inmune, estudios recientes
han demostrado efectos positivos de los probióticos en el sistema respiratorio, especialmente en
la prevención y reducción de la severidad de las infecciones respiratorias, debido a un aumento
en la secreción de las células de la mucosa bronquial (Perdigon et al., 1999).
2.3.3. Intolerancia a la lactosa
Algunas cepas de bacterias lácticas, como S. thermophilus, L. bulgaricus y otros lactobacilos
presentes en productos lácteos fermentados, pueden aliviar los síntomas de intolerancia a la
lactosa. Debido a que esta afecta a casi el 70% de la población mundial, el consumo de estos
productos puede ser una buena manera de incorporar los productos lácteos y sus nutrientes en la
dieta de los individuos intolerantes a la lactosa (Bertazzoni et al., 2004; Sierra et al., 2006).
Amores et al. (2004) afirman que S. thermophilus se ha usado mayormente como probiótico por
su capacidad de fermentar la lactosa, la aportación de la lactasa a partir de cultivos bacterianos se
basa en intentar mejorar la digestión de la lactosa en los pacientes con intolerancia a esta.
2.3.4. Alergias
En los últimos años, los países industrializados han experimentado un significativo aumento de
las enfermedades alérgicas. Los factores responsables de este aumento es que probablemente se
deterioró la maduración de la función inmune en los primeros años de vida. Los probióticos
pueden ejercer un efecto beneficioso sobre la alergia mediante la mejora de la función barrera de
la mucosa. Además, el consumo de probióticos en niños pequeños puede afectar
beneficiosamente el desarrollo del sistema inmunológico. Los probióticos como Lactobacillus
GG puede ser útil para aliviar algunos de los síntomas de las alergias alimentarias, tales como los
relacionados con la proteína de la leche. El consumo de probióticos, por lo tanto, puede ser un
medio para la prevención primaria de la alergia en personas susceptibles (Marzotto et al., 2006;
Mennickent y Green, 2009; Aureli et al., 2011).
9
2.3.5. Gastroenteritis
Un número de estudios han encontrado que el consumo de probióticos puede ser útil en el
tratamiento de muchos tipos de diarrea, incluyendo diarrea asociada a antibióticos en adultos,
diarrea del viajero, y las enfermedades diarreicas en los niños pequeños causadas por rotavirus.
Las especies más comunes de probióticos que han sido estudiadas son Lactobacillus GG,
Lactobacillus casei, Bifidobacterium bifidum y S. thermophilus. Dado que la diarrea es una causa
importante de muerte en el mundo infantil y puede ser incapacitante en los adultos, el uso
generalizado de los probióticos podría ser un importante medios no invasivos para prevenir y
tratar estas enfermedades, especialmente en los países en desarrollo (Guandalini et al., 2000;
Hamilton, 2003; Meier et al., 2003).
2.3.6. Hipertensión
Evidencia preliminar sugiere que los productos alimenticios derivados de bacterias probióticas
podría contribuir a controlar la presión arterial (Parvez et al., 2006). Este efecto antihipertensivo
fue estudiado por Ramchandran y Shah (2011) quienes han documentado sus estudios en ratas.
Dos tripéptidos, valina-prolina-prolina e isoleucina-prolina-prolina, aislados de la fermentación
de un medio a base de leche por Saccharomyces cereviseae y Lactobacillus helveticus se han
identificado como los componentes activos. Estos tripéptidos funcionan como inhibidores de la
enzima conversor y reducen la presión arterial.
2.3.7. Cáncer de colon
Los mecanismos por los cuales las bacterias del ácido láctico pueden inhibir el cáncer de colon
incluyen: una alteración de las actividades metabólicas de la microflora intestinal, una alteración
de las condiciones físico-químicas en el colon, la unión y la degradación de los carcinógenos
potenciales, alteraciones cuantitativas y/o cualitativas de la microflora intestinal incriminados en
la producción de supuestos promotores carcinógenos (por ejemplo, el ácido biliar que
metabolizan las bacterias), la producción de compuestos anti-tumorigénicos o anti-mutagénicos,
una mejora la respuesta inmune del huésped (Hirayama y Rafter, 2000; Rafter, 2003; Commane
et al., 2005; Zhu et al., 2011).
10
2.3.8. Reducción de niveles de colesterol
Los altos índices de colesterol son un factor de riesgo para enfermedades cardiovasculares, la
principal causa de muerte en muchos países. La modificación de la dieta podría ser una manera
de reducir el nivel de colesterol sérico. Numerosos estudios han informado de que las bacterias
ácido lácticas (BAL) o bebidas de leches fermentadas muestran efectos hipolipemiantes por el
colesterol, inhibiendo biosíntesis y la disminución de lipoproteínas de baja densidad (LDL) en
estudios humanos, de ratón y de cerdos (Rao et al., 1981; Taranto et al., 1998; Pia et al., 2005).
Wang et al. (2010) realizaron estudios en ratas, a las que alimentaron con una dieta que contenía
0.5% de colesterol, a estas ratas se les suministró leche de soya fermentada con L. plantarum y L.
paracasei, y se demostró la reducción de los niveles de LDL (58-69%). Por otra parte Taranto et
al (1998) estudiaron la administración de L. reuteri CRL 1098 (104 UFC/día) a ratones con
hipercolesterolemia durante siete días, sus niveles de colesterol disminuyeron en un 38%,
originando concentraciones séricas de colesterol a las del grupo control. Esta dosis de L. reuteri
causo una reducción de un 40 % en los triglicéridos y un aumento del 20 % en el cociente de
LDL/HDL, sin modificar la flora normal del bazo y el hígado.
2.3.9. Estrategia terapéutica para hígado graso no alcohólico
La enfermedad de hígado graso no alcohólico (NAFLD) es actualmente muy frecuente, tanto en
adultos como en niños. El hígado graso no alcohólico se caracteriza por almacenamiento anormal
de lípidos en los hepatocitos (esteatosis hepática) y la progresión inflamatoria a esteatohepatitis
no alcohólica. La microbiota intestinal ha sido considerada como un regulador de la homeostasis
energética y la deposición de grasa ectópica, sugiriendo sus implicaciones en enfermedades
metabólicas. Aunque los mecanismos moleculares de los probióticos no han sido completamente
aclarados, muchos de sus efectos han demostrado ser beneficiosos en hígado graso no alcohólico,
incluyendo la modulación de la microbiota intestinal, una producción de sustancias
antibacterianas, una mejoría de la función de barrera del epitelio intestinal y una reducción de la
inflamación. Los efectos inmunomoduladores provocados por los probióticos no pueden ser
ignorados debido a la estrecha relación anatómica y funcional entre el intestino y el hígado
(Iacono et al., 2011).
11
2.4. Características de los probióticos
A pesar de las propiedades benéficas que poseen los probióticos, estos deben poseer ciertas
características para considerarlos como microorganismos benéficos. A continuación en la Tabla
5, se muestran las características que deben tener las bacterias probióticas. Un mayor reto
asociado con la aplicación de bacterias probióticas en el desarrollo de alimentos funcionales es la
capacidad para resistir el ácido gástrico y las sales biliares. Para que estos puedan ejercer sus
efectos benéficos sobre el organismo, los probióticos deben tener la capacidad de crecer y
proliferar en el intestino humano (Fuller, 1992; Nakasawa y Hosono 1992).
Tabla 5. Características que deben tener las bacterias probióticas.
1. Seguridad biológica: no deben causar infecciones de órganos o de sistemas.
2. Capacidad de ser toleradas por el sistema inmunitario del organismo huésped, debe ser
preferiblemente de proveniencia intestinal.
3. Capacidad de resistir la acción de los ácidos gástricos y de las sales biliares, para que
puedan llegar vivas en grandes cantidades al intestino.
4. Capacidad de adherirse a la superficie de la mucosa intestinal y de colonizar el segmento
gastrointestinal.
5. Sinergia con la microflora endógena normal.
6. Efecto barrera: capacidad de producir sustancias que tengan una acción trófica sobre el
epitelio de la mucosa intestinal.
7. Capacidad de potenciar las defensas inmunitarias del huésped.
Fuente: modificado de Cabrera y Fadragas, 2005.
2.5. Mecanismos de acción de los probióticos
Los probióticos estimulan las funciones protectoras del sistema digestivo, son también conocidos
como bioterapéuticos, bioprotectores o bioprofilácticos, estos tienen una gran variedad de
aplicaciones, pero principalmente se utilizan para prevenir las infecciones entéricas y
gastrointestinales. El efecto protector de estos microorganismos se realiza mediante dos
mecanismos: el antagonismo que impide la multiplicación de patógenos y la producción de
toxinas que imposibilitan su acción patogénica. Este antagonismo está dado por la competencia
12
por los nutrientes o los sitios de adhesión (Figura 1). Mediante la inmuno-modulación protegen al
huésped de las infecciones, induciendo a un aumento de la activación de las células
mononucleares y de los linfocitos (Germán et al., 2001; Cagigas y Blanco, 2002).
Figura 1. Efecto protector de los microorganismos probióticos.
La respuesta inespecífica, consiste en una serie de mecanismos que pueden eliminar los
patógenos del organismo o bloquear su entrada de forma inespecífica. El segundo constituye la
denominada respuesta inmune combinada o específica, que es inducible y requiere la presencia
de una serie de células que reaccionan específicamente con el antígeno inductor y que son los
linfocitos. La denominación de respuesta combinada se debe a que en ella intervienen dos
elementos: la respuesta humoral, mediada por anticuerpos y la respuesta celular, mediada
principalmente por linfocitos T (Bernstein et al., 1998; Fernández et al., 2002). Entre los
mecanismos más significativos que se han propuesto destacan los mencionados en la Tabla 6.
2.6. Características de los probióticos respecto a los procesos
La investigación de probióticos durante los últimos 20 años ha resultado una valiosa fuente de
datos relacionados con la salud y efectos de bienestar. Sin embargo, la documentación de los
beneficios probióticos sigue siendo un reto, sobre todo en los alimentos funcionales. Las
13
aplicaciones actuales de los probióticos en una creciente variedad de matrices de alimentos,
deben considerar la optimización de procesos y el diseño de productos que tomen en cuenta la
viabilidad celular y la función probiótica por completo. Además de proporcionar valor añadido a
los alimentos, los probióticos necesitan ser rentables al producirlos, lo que implica una
estabilidad durante el procesamiento y la vida útil. Se debe tener en cuenta que la inclusión de
probióticos en los alimentos requiere, cada vez más, diversas modificaciones de los procesos que
pueden asumir el riesgo de la modulación de la funcionalidad probiótica, como se sugiere hasta
ahora principalmente por ensayos in vitro. La aplicación de microorganismos probióticos en los
productos alimenticios requiere una evaluación minuciosa de seguridad. Por lo tanto, la
investigación y el desarrollo en el área de los probióticos debería dedicar un mayor tiempo de
estudio en el desarrollo y validación de técnicas que permitan ofrecer a la industria alimenticia
opciones para el desarrollo de nuevos productos (Gitton et al., 2005; Muller et al., 2009; Jankovic
et al., 2010).
Tabla 6. Principales mecanismos de acción de los probióticos.
Acción Mecanismo Ejemplo
Prevención de la
colonización por
microorganismos patógenos.
Bloqueo de receptores
específicos (adherencia) y
competencia por nutrientes.
L. rhamnosus GG, L.
plantarum S. boulardii
Inmunomoduladora Regulacion de la respuesta
inmunitaria humoral y celular
L. rhamnosus GG,
L.acidophilus,
Bifidobacterium ssp., L.
reuteri
Actividad antimicrobiana
Producción de sustancias con
acción antimicrobiana (H202,
bacteriocinas, ácidos
orgánicos)
L. rhamnosus GG, S. boulardii
Actividad enzimática
Disminución en la actividad
de enzimas asociadas con la
síntesis de lactosa,
procarcinógenos, etc.
S. thermophylus, Lactobacillus
spp., Bifidobacterium spp.
Fuente: Fons et al., 2000.
14
2.7. Lactobacillus
Los Lactobacillus son microorganismos en forma de bastones delgados y largos conocidos desde
hace siglos por promover la salud y prevenir enfermedades. El género Lactobacillus es bien
caracterizado en el grupo de las bacterias ácido lácticas (BAL), que son todos los organismos
gram-positivos que producen ácido láctico por fermentación (Giraffa et al., 2010). De acuerdo
con Claesson et al. (2008) está compuesto por 100 especies reconocidas, el género Lactobacillus
representa el grupo más grande dentro de la familia Lactobacillaceae. Hay dos grupos de
especies dependiendo de la capacidad de fermentar los azúcares: especies homofermentativas,
convierten los azúcares en ácido láctico, y las especies heterofermentativas, convierten los
azúcares en ácido láctico, ácido acético, etanol y CO2. Debido a que el principal catabolito es el
ácido láctico, los lactobacilos prefieren condiciones relativamente ácidas (pH 5.5 a 6.5). Las
bacterias pertenecientes al género Lactobacillus se pueden encontrar en una variedad de nichos
ecológicos, tales como plantas, animales, leche cruda e insectos. La capacidad de colonizar tal
variedad de hábitats es una consecuencia directa de la gama de versatilidad metabólica de este
grupo de BAL. Debido a sus atributos potenciales terapéuticos y profilácticos, los Lactobacillus
también se han propuesto como probióticos. Efectos clínicamente comprobados para la salud se
han reportado para los lactobacilos, como reducción del colesterol, prevención de la diarrea, la
mejora de síntomas de intolerancia de la lactosa, efectos anticancerígenos y efectos
inmunomoduladores, todos los cuales se consideran aspectos funcionales de los probiótico
(McFarland, 2000; Andersson et al, 2001; Giraffa et al., 2010; Pagnini et al., 2010).
2.7.1. Lactobacillus subsp. bulgaricus
Lactobacillus subsp. bulgaricus es una bacteria ácido láctica, que se utiliza como cultivo
iniciador en la producción de los más populares tipos de leche fermentada. Lactobacillus subsp.
bulgaricus y Streptococcus thermophilus se utilizan con frecuencia juntos en la fabricación
de yogur y se sabe que tienen una relación simbiótica. El crecimiento de S. thermophilus es
promovido por aminoácidos que son producidos por Lactobacillus subsp. bulgaricus en la etapa
temprana de la fermentación de leche. L. bulgaricus parece desempeñar varias funciones
importantes, lo que incluye mecanismos en la reducción de las infecciones intestinales mediante
la excreción de productos metabólicos finales, tales como ácidos que cambian el pH del tracto
gastrointestinal. Además, L. bulgaricus excreta antibióticos naturales, que pueden tener un
15
amplio efecto de funciones inmunoestimulantes. Otros mecanismos útiles incluyen el bloqueo de
sitios de adhesión de patógenos dentro de la capa mucosa del intestino (Tamine y Robinson,
1988; Suzuki et al., 1989; Hartley y Donariaz, 1993; Ober y Broadbent, 1993., Kawai et al.,
1999; Fonseca, 2003; Michael et al., 2010). En la Tabla 7 se muestran algunos de los efectos
benéficos que se le confieren al Lactobacillus subsp. bulgaricus.
Tabla 7. Características benéficas de L. delbreuckii subsp. bulgaricus.
Efectos benéficos de L. delbreuckii subsp. bulgaricus
Estimulación del sistema inmunológico
Reducción de enzimas fecales
Antitumoral
Prevención de la "diarrea del viajero"
Fuente: Modificado de Silva y Verdalet (2003).
Efectos clínicamente comprobados para la salud se han reportado para los lactobacilos, como
reducción del colesterol, prevención de la diarrea, la mejora de síntomas de intolerancia de la
lactosa, efectos anticancerígenos y efectos inmunomoduladores, todos los cuales se consideran
aspectos funcionales (McFarland, 2000; Andersson et al, 2001; Pagnini et al., 2010). Una gran
variedad de estudios han demostrado el potencial probiótico de diferentes lactobacilos (Guarner y
Schaafsma, 1998; Ouwehand et al., 2002; Lee et al., 2011). A pesar de que ha habido una larga
historia de consumo seguro de los lactobacilos probióticos en los alimentos tradicionales, se
deben examinar varios criterios antes de utilizarlos como agentes probióticos en la industria de
productos alimenticios. Los Lactobacilos probióticos deben ser resistentes al ácido gástrico y el
ácido biliar, y también colonizar el intestino para residir en el tracto gastrointestinal (Jacobsen et
al., 1999), es por ello que en la actualidad se han desarrollado diversas técnicas como la
microencapsulación que permiten aislar a los microorganismos mediante una cubierta, evitando
así su exposición a las condiciones adversas del entorno y permitiendo, la administración de
probióticos en un amplio rango de productos (Villena et al., 2010).
16
2.8. Encapsulación
Existen diversos conceptos de microencapsulación, Yañéz et al. (2002) la define como un
proceso mediante el cual ciertas sustancias bioactivas (sabores, vitaminas, probióticos, aceites
esenciales, etc.) son introducidas en una matriz o sistema pared con el objetivo de impedir su
pérdida, para protegerlos de la reacción con otros compuestos presentes en el alimento o para
impedir que sufran reacciones de oxidación debido a la luz o al oxígeno.
Una ventaja adicional es que un compuesto encapsulado se liberara gradualmente del compuesto
que lo ha englobado o atrapado y se obtienen productos alimenticios con mejores características
sensoriales y nutricionales. Para realizar la encapsulación de compuestos hay numerosas técnicas,
y se ha sugerido que podrían identificarse más de 200 métodos en la literatura (Brazel, 1999). Sin
embargo, algunos autores clasifican a los métodos de encapsulación en tres grupos, los cuales se
muestran en la Tabla 8.
Tabla 8. Métodos de encapsulación.
Métodos de encapsulación
Procesos físicos Procesos fisicoquímicos Procesos químicos
Secado por aspersión
Extrusión
Recubrimiento por
aspersión
Coacervación simple
Coacervación compleja
Atrapamiento en
liposomas
Polimerización
interfacial
Inclusión molecular
Fuente: Modificado de Parras, 2010.
La selección del método estará en función del presupuesto, los costos, las propiedades del
material a encapsular, el tamaño deseado de las microcápsulas, la aplicación y de los mecanismos
de liberación (Brazel, 1999; Popplewell, 2001). En la Tabla 9 se muestran los diferentes tipos de
coberturas utilizadas en microencapsulación.
17
Tabla 9. Tipos de coberturas utilizadas en microencapsulación.
Tipo de cobertura Cobertura especifica
Gomas Goma arábiga, agar, alginato de sodio, carragenina.
Carbohidratos Almidón, dextranos, sacarosa, jarabe de maíz.
Celulosas Carboximetil-celulosa, metilcelulosa, etilcelulosa, nitrocelulosa,
acetilcelulosa.
Lípidos Ceras, parafinas, tristearina, acido esteárico, monoglicéridos,
diglicéridos, aceites, grasas.
Proteínas Gluten, caseína, grenetina, albúmina.
Materiales inorgánicos Sulfato de calcio, silicatos.
Fuente: Yañéz et al., 2002.
2.9. Características de la gelatina
La grenetina es una proteína derivada de las fibras de colágena encontrada en el tejido conectivo.
Las principales fuentes del tejido conectivo utilizadas en la producción de gelatina son los
huesos, la piel desmineralizada y el cuero. Estos materiales ricos en colágena se trata en acido o
álcali (Gómez et al., 2011; Yan et al., 2011). Este tratamiento preliminar elimina las impurezas y
facilita la conversión de la colágena en grenetina. La conversión se efectúa calentando el tejido
ya tratado en agua hasta que los enlaces cruzados que mantienen las tres cadenas de grenetina en
la hélice de colágena se rompan. Las moléculas de grenetina así formadas se dispersan en agua
caliente. Se evapora cierta humedad y el sol coloidal concentrado se enfría, permitiéndose que se
gelifique en una capa delgada, la cual luego se seca. El producto seco se vende para su uso ya sea
granulado o pulverizado. La proporción mínima para lograr la gelificación es de 1%, pero se
obtiene una gelatina muy blanda, por lo que se acostumbra aumentar la proporción a 3% como
mínimo, 4% en promedio y 5% como máximo para que el gel no quede muy duro; la grenetina
solida tiene 94% de proteínas (Calixto, 1995). Shahidi y Han (1993) afirman que la gelatina es la
proteína más usada para la encapsulación de ingredientes alimenticios, esto debido a que es un
material económico, disponible comercialmente y no toxico.
18
2.9.1. Características de la gelatina como material de pared
La microencapsulación es un proceso en el cual las células son retenidas dentro de una matriz
para reducir la lesión celular o la pérdida de células viables. Las técnicas de encapsulación
aplicadas a los probióticos incluyen el uso de diversos materiales poliméricos que sirvan de
recubrimiento y protejan a los microorganismos de la degradación por las acciones del medio
externo (Krasaekoopt et al., 2003; Champagne et al., 2011). La gelatina es una proteína y es
considerada un gel termorreversible, el cual ha sido utilizado para la encapsulación de
probióticos, solos o en combinación con otros compuestos. Debido a su naturaleza anfótera,
proporciona polisacáridos aniónicos, tales como la goma gelan. Estos hidrocoloides son miscibles
en un pH superior a 6, ya que ambos llevan cargas negativas netas y se repelen uno del otro. Sin
embargo, la carga neta de la gelatina se vuelve positiva cuando el pH se ajusta por debajo del
punto isoeléctrico y esto provoca la formación de una fuerte interacción con la carga negativa de
la goma gelan (Anal y Singh, 2007; Burgain et al., 2011).
2.10. Encapsulación de probióticos
Los probióticos son microorganismos vivos que administrados en cantidades adecuadas confieren
beneficios en la salud del hospedador, mejorando una o más funciones del organismo. Es por
esto que la utilización de los probióticos como potenciadores de la salud es una de las áreas más
prometedoras dentro de la investigación en diversos campos como el alimentario o el
farmacéutico. Sin embargo, el principal problema que se presenta a la hora de incorporar
bacterias probióticas en un producto, es la escasa resistencia de estos microorganismos a los
procesos tecnológicos y a diferentes condiciones ambientales, como el pH, el oxígeno o la
temperatura. En este sentido, el objetivo de la microencapsulación de probióticos es proteger a
los microorganismos sensibles a la degradación por las reacciones con un medio externo,
permitiendo, la administración de los probióticos en un amplio rango de productos (Heidebach et
al., 2009; Villena et al., 2010).
Las aplicaciones actuales han propuesto enriquecer una gran variedad de matrices con probióticos
(Alzamora et al., 2005; Jancovic et al., 2010; Champagne et al., 2011). El uso de probióticos
microencapsulados es una alternativa prometedora (Vargas et al., 2004), es por ello que existe la
necesidad de ampliar las aplicaciones de estos microorganismos, por lo que se debe considerar
19
una macroencapsulación con películas de biopolímeros de diversos materiales naturales, como el
almidón, la celulosa y la proteína. Generalmente las proteínas como la gelatina son superiores a
los polisacáridos en su capacidad para formar películas con mayores propiedades mecánicas y de
barrera (Cuq et al., 1998) y que podría ser un recurso alternativo en aplicaciones de
macroencapsulación, ya que son abundantes, renovables y biodegradables (Guerrero et al., 2011).
Este tipo de efectos de barrera que poseen las proteínas, en combinación con tecnologías que
permitan alterar de manera controlada las características estructurales de la matriz del producto
alimenticio, nos permitirán desarrollar productos en forma de nuevas matrices en las que se puede
incorporar compuestos bioactivos.
2.11. Deshidratación osmótica
La deshidratación osmótica (DO) es una operación que ha tenido gran aceptación debido a que se
utiliza como un proceso previo al proceso de elaboración de productos, debido a sus bajos costos
de energía requeridos, así como las temperaturas mínimas de operación empleadas (20 a 50°C) lo
cual evita el daño de productos termolábiles, reduce el daño de las propiedades texturales,
estructurales y sensoriales del alimento, obteniendo productos de alta calidad (Rastogi et al.,
2002; Ochoa y Ayala, 2005). Esta técnica ha sido aplicada en diversos productos vegetales como
plátano (Rastogi et al., 1996), piña (Ramallo et al., 2004), arándano (Sunji y Raghavan, 2004),
entre otros.
La DO es un método no térmico de deshidratación mediante el cual se logran obtener productos
de humedad intermedia con muy buena calidad organoléptica (Barat et al., 2001; Valera et al.,
2005). Genina, (2002) describe el proceso de DO como una operación que consiste en sumergir
los alimentos en soluciones hipertónicas con el objetivo de producir dos efectos principales: flujo
de agua desde el producto hacia la solución hipertónica y flujo de solutos hacia el interior del
alimento. En algunos casos se puede presentar la salida de solutos como son los ácidos orgánicos.
Este fenómeno, aunque es poco importante por el bajo flujo de sólidos perdidos, puede modificar
sustancialmente algunas propiedades del producto como son las organolépticas. Se han
identificado dos etapas en el proceso de DO. En la primera, denominada deshidratación, la
pérdida de agua es mayor que la ganancia de sólidos y en una segunda etapa, llamada
20
impregnación, donde se obtiene una ganancia de sólidos mayor a la pérdida de agua. En esta
segunda etapa, la masa total del sólido aumenta con el tiempo.
Por otra parte, García et al. (2010) explica que la DO es un proceso basado en la tendencia a
alcanzar el equilibrio entre la presión osmótica dentro de las células biológicas y la solución
osmótica circundante, la cual tiene una presión osmótica alta debido a la gran concentración del
agente osmótico soluble.
De acuerdo a los efectos observados en los procesos de deshidratación osmótica con relación al
contenido de sólidos en los frutos, no se considera que esta operación constituya por sí misma un
proceso de conservación, sino una etapa de pretratamiento en operaciones como son el secado o
la congelación. Al combinar los procesos de DO y secado, la velocidad de rehidratación de los
productos normalmente disminuye con relación a la de aquellos expuestos exclusivamente a un
proceso de secado de tipo convectivo. La deshidratación osmótica, como tratamiento preliminar a
la conservación de alimentos por congelación, permite trabajar con temperaturas de proceso no
tan bajas, disminuir el consumo de energía, aumentar la velocidad de proceso, así como modificar
la estructura y características sensoriales del producto. Todo lo anterior es resultado de la
disminución del contenido de agua. Por otro lado, al reducir el contenido de agua se reduce
también el volumen del producto, el volumen del empaque y, como consecuencia, los costos de
distribución (Genina, 2002; Duque et al., 2007).
2.12. Ventajas de la deshidratación osmótica
La deshidratación o secado se realiza para aumentar la vida útil de los alimentos, así como
disminuir los costos de transporte y el almacenamiento, para suplir las necesidades de materia
prima seca como ingrediente para otros productos y el desarrollo de nuevos productos atractivos
a los consumidores. El proceso de deshidratación generalmente se realiza por medio de un secado
térmico utilizando técnicas como secado con aire, al sol y al vacío, microondas y fritura, pero con
la consecuente modificación de las propiedades organolépticas del alimento y su degradación por
descomposición térmica, oxidación o pardeamiento enzimático (Ochoa y Ayala, 2005). La
deshidratación osmótica es una tecnología promisoria en cuanto a que conserva mejor la calidad
de los alimentos en comparación con los tratamientos de secado convencionales. Esta mejora, no
solo se ve reflejada en una mejor apariencia y calidad sensorial general, sino también, en sus
21
ventajas nutricionales (Simpson et al., 2007). El proceso de DO tiene grandes ventajas las cuales
se mencionan en la Tabla 10.
Tabla 10. Ventajas de la deshidratación osmótica.
Lograr un producto de mejor color, textura y sabor que en el secado térmico.
Inhibir la transferencia de oxígeno a la fruta por la presencia de azúcar sobre la
superficie, reduciendo el pardeamiento enzimático.
Aumentar la vida útil de los productos y evitar la pérdida de su naturaleza crujiente ya
que se reduce la difusividad del agua en el proceso de sorción.
Retardar la perdida de volátiles durante el secado térmico.
La DO requiere menor energía que otros tipos de secado, ya que la eliminación de agua
se hace sin cambio de fase.
Es posible introducir solutos y especies tales como agentes conservantes, nutrientes,
saborizantes o mejoradores de textura como componentes activos a través de la
disolución osmótica.
Los productos secados por DO adquieren las propiedades mecánicas necesarias sin
cambios sustanciales en la superficie, permitiendo un eficiente post-tratamiento.
Modificado: Ochoa y Ayala, (2005).
2.13. Variables que afectan el proceso de deshidratación osmótica
Una gran variedad de autores describen las variables que afectan el proceso de DO (Azuara et al.,
1992; Reyes et al., 2005; Corzo y Centeno, 2003). La tasa de renovación del agua depende de
muchos factores, tales como la concentración y la temperatura de la solución osmótica, tiempo de
contacto, el nivel de agitación en la solución, el tamaño y la forma de los alimentos, la relación de
solución a la alimentación y el nivel de vacío, si se aplica (Rastogi et al., 1996).
22
2.13.1. Concentración del agente osmótico
Se ha reportado el uso de diferentes agentes osmóticos, pero, las soluciones concentradas de
sacarosa han proporcionado una mayor velocidad de deshidratación. La fuerza impulsora en la
DO es la diferencia de presiones osmóticas entre el producto y la solución concentrada en la cual
está inmerso. La presión osmótica es proporcional a la concentración de la solución, por lo que
una mayor concentración en la solución osmótica traerá como consecuencia una mayor velocidad
de deshidratación. Panagiotou et al. (1999) encontraron que a medida que se incrementó la
concentración del agente osmótico durante la DO de banana, manzana y kiwi aumentó la
ganancia de sólidos. Sin embargo, Heng et al. (1990) explicó que el uso de soluciones altamente
concentradas puede reducir la ganancia de sólidos, probablemente a la formación de una capa de
azúcar en el producto, actuando como una barrera. De acuerdo a lo que explicó Heng et al.
(1990) se podría considerar el proceso de DO como una técnica que permita la protección de
compuestos bioactivos como los probióticos dentro de una matriz de gel de gelatina u otros
biopolímeros, debido a la formación de una barrera de azúcar en el producto.
2.13.2. Temperatura
Es bien sabido que el incremento de la temperatura en el proceso de DO favorece la transferencia
de masa, sin embargo, algunos autores como Lazarides y Mavroudis (1996) afirman que a partir
de los 50°C se comienzan a observar ciertos efectos que afectan la calidad del producto, tales
como la suavización de los tejidos de las paredes vegetales, la pérdida de aroma y reacciones de
oscurecimiento. Por otra parte, a bajas temperaturas la transferencia de masa se ve afectada por el
incremento de la viscosidad de la solución osmótica. La temperatura de DO es una variable a
tener en cuenta en los estudios cinéticos, pues aunque temperaturas elevadas pudieran acelerar el
proceso, la pérdida de calidad del producto no compensaría la reducción de tiempo de proceso
(Vega et al., 2005). La DO a temperatura suave, puede ser una tecnología adecuada para el
procesamiento de frutas, ya que ayuda a mantener el aroma y sabor, y otras propiedades
sensoriales en el producto (Giraldo et al., 2005). La temperatura de DO es una variable muy
importante que se debe considerar cuando se trabaja en conjunto con matrices que contenga
microorganismos vivos como los probióticos, ya que estos son altamente sensibles a los
procesos tecnológicos y a diferentes condiciones ambientales, como la temperatura, el pH, el
23
oxígeno, etc. Por lo que para este tipo de procesos se deben considerar las temperaturas óptimas
de crecimiento de las bacterias acido lácticas, evitando con ello la muerte de células viables.
2.13.3. Tiempo
El tiempo es un factor muy relevante en el proceso de DO, debido a que los cambios más
importantes de la deshidratación se observan relativamente durante las dos primeras horas, que es
cuando toma lugar la transferencia de masa y el equilibrio se alcanza a tiempos prolongados
(Lazarides, 1995; Arreola y Rosas, 2007).
2.13.4. Geometría del producto a deshidratar
Este es un factor muy importante en la DO ya que si el producto a deshidratar es de gran tamaño
o espesor, la deshidratación será lenta, debido a que será una gran masa de agua que deberá
retirarse, mientras que si el producto es pequeño y delgado la deshidratación será más rápida. Es
importante considerar la forma geométrica que tenga mayor contacto de superficie con la
solución osmótica, lo que conlleva a una mayor pérdida de agua (Rastogi et al., 2002; Corcho y
Bracho, 2006; Espinoza et al., 2006; Khin et al., 2006). En este caso es necesario considerar que
la forma geométrica del producto que se desea osmodeshidratar, posea una superficie amplia que
permita un mayor contacto con la solución osmótica; tal es el caso de los geles de proteína como
las gomitas, las cuales se ven favorecidas durante el proceso de DO, el cual es relativamente
rápido.
2.14. Obtención de alimentos funcionales mediante deshidratación osmótica
Actualmente existe la necesidad de desarrollar e investigar alternativas tecnológicas de
aprovechamiento y preservación de ciertos tipos de alimentos, la idea es obtener tecnologías
relativamente sencillas con bajos costos de inversión y adecuadas a necesidades. Con los
recientes avances en ciencia y tecnología de alimentos, la industria de los alimentos puede ahora
proporcionar métodos cada vez más sofisticados para el control y la alteración de la estructura
física y química de la composición de un producto alimenticio (Chen, 2011). Los nuevos
alimentos pueden mejorar funciones fisiológicas y reducir los riesgos de enfermedades (Hardy,
2000; Kwak y Jukes, 2001), de tal manera que mejoran el bienestar físico y mental de las
personas (Menrad, 2003). Por ello, de acuerdo a los efectos observados en los procesos de
24
deshidratación osmótica, se considera como un proceso de conservación, de pretratamiento en
operaciones como son el secado o la congelación (Genina, 2002). Por otra parte, dentro de las
aplicaciones tecnológicas que se le ha dado a la DO es introducir solutos y especies tales como
agentes conservantes, nutrientes, saborizantes o mejoradores de textura como componentes
activos a través de la disolución osmótica (Ochoa y Ayala, 2005). Más recientemente algunos
autores han estudiado la impregnación de betacaroteno en placas de manzana (Vázquez et al., ),
mientras Boret et al. (2003) investigaron la impregnación de S. cerevesiae y L. casei y L. spp.
rhamnosus, mostrando que es posible introducir células microbianas en la matriz del tejido
estructural de manzana fresca, con un contenido microbiano que va desde 106 hasta 10
7 ufc/g, lo
cual corresponde a los valores medios generalmente en que se encuentran los productos lácteos
comerciales. Es probable observar un efecto similar al de Boret et al (2003) en una matriz de
geles de gelatina impregnada con probióticos, debido a que la proteína le confiere al
microorganismo una protección al formar una barrera, evitando la posible degradación de células
viables, además de analizar su posible aplicación en el desarrollo de alimentos enriquecidos con
probióticos. La producción de alimentos con probióticos en forma seca, proporciona una vida útil
más larga que los productos líquidos, el reto es la pérdida de viabilidad debido a la eliminación
de agua, la exposición al oxígeno, y la alta temperatura con el tiempo durante el secado. Además,
la estabilidad en el período de vida útil, que es dictada por los parámetros físicos de la matriz
como producto final y las condiciones de almacenamiento, tiene que ser asegurada. En la mayoría
de los casos la pérdida de viabilidad durante el almacenamiento es más drástico que durante el
procesamiento. La estabilidad a lo largo del proceso de almacenamiento se puede mejorar
mediante el uso de agentes protectores y materiales de encapsulación (Weinbreck et al., 2010;
Muller et al. ). El uso de agentes protectores es una estrategia bien conocida para aumentar la
tolerancia de secado de las cepas.
2.14.1. Métodos combinados
Los métodos combinados son técnicas de conservación que pueden considerarse para el
procesamiento mínimo de alimentos. El efecto sinérgico de factores de conservación, permite
preservar el alimento con una mayor calidad que si se utiliza una sola técnica. Los métodos
combinados, o tecnología de barreras, reducen el crecimiento microbiano en alimentos al
combinar factores de conservación tales como la disminución del pH, la inclusión de agentes
25
antimicrobianos y el calentamiento moderado. La deshidratación osmótica es uno de los métodos
utilizados en la conservación de frutas y hortalizas; ha venido siendo investigada como
pretratamiento para el estudio de métodos combinados que conducen a la preservación de
alimentos en el que las características organolépticas, tales como textura, sabor y color, son
similares a la de los productos frescos, sin comprometer su integridad.
La DO es un método utilizado en el procesamiento de frutas y vegetales para conservar productos
mínimamente procesados o con humedades intermedias (Duque et al., 2007). En los últimos años
la actividad de agua (aw) se ha utilizado como indicador de estabilidad en el control de calidad en
los alimentos frente a los procesos de deterioro, entre los cuales los microbiológicos son los más
rápidos y frecuentes (Alcala y Gómez, 1990). El agua es uno de los componentes mayoritario de
los alimentos, y controla muchos de los cambios fisicoquímicos y bioquímicos. La DO se
propone como una tecnología alternativa para la conservación de alimentos, debido a que se ha
empleado como un proceso para la preservación de estos, el cual consiste en la eliminación de la
totalidad del agua libre de un sólido, permitiendo la reducción de las reacciones químicas e
inhibiendo el crecimiento microbiano, y por ende, prolongando la vida útil de los alimentos
(García et al., 2010).
Debido a que la DO es un método utilizado para conservar productos mínimamente procesados,
además de que permite introducir solutos como componentes activos a través de la disolución
osmótica, se podría considerar como una técnica de impregnación de probióticos. Para ello es
necesario realizar estudios sobre el comportamiento de los probióticos ante el estrés osmótico y
explorar la utilización de la DO como un método que permita el desarrollo de alimentos
impregnados con microorganismos vivos, tomando en cuenta los criterios funcionales y
tecnológicos. Desde un punto de vista tecnológico, es importante que el probiótico sea capaz de
crecer a altas densidades de células en la fermentación, y sobrevivir durante el proceso de
conservación, siendo viable durante el almacenamiento y a las condiciones adversas del tracto
gastrointestinal (Ramón, 2006; Ampatzoglou et al., 2010)
26
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN
Actualmente los desórdenes gastrointestinales como la intolerancia a la lactosa, las infecciones
intestinales e incluso problemas graves como el cáncer de colon, han permitido el desarrollo de
nuevos alimentos funcionales, dentro de los cuales están los elaborados con bacterias ácido
lácticas como el L. bulgaricus, que son la especie más utilizada en la industria láctea, debido a las
propiedades de sabor y textura que le confieren al yogurt. Es útil en la producción de
exopolisacáridos, los cuales confieren propiedades antitumorales, antiulcerosas,
inmunomoduladora y reducción de la actividad de colesterol.
En México existen numerosos alimentos tradicionales que pueden ser enriquecidos con
probióticos. Tal es el caso de las gomitas, que son matrices proteicas con azúcar y ácidos
orgánicos, muy conocidas por su gran variedad de colores y sabores, así como la diversidad de
formas y figuras atractivas, como los famosos “panditas” y “lombrices”. Por lo tanto, es necesario
investigar como la concentración de proteína afecta el desarrollo de L. bulgaricus y evaluar la
transferencia de masa cuando el producto se somete a un proceso de DO, discutiendo los efectos
posteriores de esta operación respecto al contenido de células viables en la matriz proteica, para
determinar su posible aplicación en el desarrollo de alimentos enriquecidos con probióticos, y así
poder ofrecer a la industria alimentaria nuevas alternativas que permitan la innovación y
desarrollo de productos tradicionales, convirtiéndolos en alimentos funcionales.
27
4. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS
4.1. Hipótesis
La concentración de proteína y los cambios estructurales que sufre el gel durante la
deshidratación osmótica provocan una barrera que ayuda en la supervivencia de los
microorganismos probióticos y, que a la vez, afecta la transferencia de sólidos y agua.
4.2. Objetivo General
Enriquecer geles de gelatina con L. bulgaricus y analizar el efecto de la concentración de proteína
y deshidratación osmótica sobre la viabilidad del probiótico.
4.3. Objetivos específicos
Determinar la cinética de fermentación de Lactobacillus bulgaricus.
Determinar la concentración inicial de Lactobacillus bulgaricus para inmovilizarlo en la
matriz de proteína.
Evaluar crecimiento del Lactobacillus bulgaricus en la matriz proteica a diferentes
concentraciones de proteína, antes y después del proceso de deshidratación osmótica.
Evaluar el contenido de ácido láctico dentro de la matriz proteica a diferentes
concentraciones de proteína, antes y después de la deshidratación osmótica.
Evaluar la cinética de pérdida de agua en la matriz proteica a diferentes concentraciones
de proteína, sometida a deshidratación osmótica.
Evaluar la cinética de ganancia de sólidos en la matriz de proteica a diferentes
concentraciones de proteína, sometida a deshidratación osmótica.
Determinar el coeficiente de difusión de la matriz de proteica a diferentes concentraciones
de proteína, en el proceso de deshidratación osmótica.
28
5. METODOLOGÍA
5.1. Procedimiento del trabajo experimental
En la Figura 2 se esquematiza el trabajo experimental de investigación que se realizó.
Lactobacillus subsp. bulgaricus
activado en leche descremada al 10 % de solidos totales
Activación del microorganismo
Recuento de células viables
Incubación durante 5 horas a 25 °C
Deshidratación osmótica durante 5
horas a 25 °C.
Después del proceso:
Recuento de células viables.
Determinación de pH
Determinación de ácido láctico
Cinética de fermentación
de L. subsp bulgaricus
Elaboración de la matriz proteica en forma de placa a diferentes concentraciones de
proteína (8, 12 y 16 %) p/p. 20 % de solidos totales, 2. 5 % de grasa, 10 % de inoculo.
Análisis de transferencia de masa
Cinetica de SG/M0
Cinetica de WFL/M0
Coeficientes de difusión
Velocidad de secado
Efecto del proceso sobre el probiótico.
Figura 2. Esquema de trabajo experimental.
29
5.2. Materiales
Cepa liofilizada de L. subsp. bulgaricus obtenido de un proveedor local YO 40, Altecsa, S.A. de
C. V. En las Tablas 11 y 12 se muestran los materiales empleados para la realización de la
metodología.
Tabla 11. Equipos y materiales
Equipos y materiales Marca
Balanza analítica VELAB
Incubadora IMPERIAL
Estufa de convección de aire NOVATECH
Baño maría NOVATECH
Potenciómetro DENVER
Tornillo micrométrico SURTEK
Termómetro LAUKA
Vernier SURTEK
Tabla 12. Reactivos
Reactivos Marca
Agar MRS BD DIFCO
Alcohol 96 ° Equate
Hipoclorito de sodio IQUISA
Benzal Galenox
Hidróxido de sodio Farma Química
Cloruro de sodio S/M
Fenolftaleína S/M
Proteína colágena Wilson
Leche descremada en polvo Svelty, Nestlé
Leche entera en polvo Nido, Nestlé
30
5.3. Métodos
5.3.1. Activación de la cepa
Para la activación de la cepa se utilizó leche descremada en polvo al 10 % de solidos totales, la
cual fue homogenizada a 70°C y se pasteurizó a 8 °C por 30 minutos, posteriormente se sometió
a choque térmico a 45°C. Una vez alcanzada la temperatura de 37°C se inoculó. La leche
inoculada se incubó a 37°C por 24 horas, posteriormente se mantuvo en refrigeración a 5 °C
hasta su uso. Para la cinética de fermentación se determinó la concentración de ácido láctico y
pH, haciendo la medición de ambos parámetros a las 2, 4, 6, 8, 10 y 24 horas.
5.3.2. Determinación de la viabilidad de L. subsp. bulgaricus en el yogurt
Se colocó 1 mL de la muestra y se realizaron diluciones de 10-1
a 10-6
con solución salina
isotónica. Se utilizó 0.1 mL de las diluciones anteriores para la siembra en placa en agar MRS por
duplicado y se incubo en condiciones aerobias por 72 horas a 37 °C (Figura 3). El conteo de
colonias fue mediante un análisis de imagen el cual consistió en tomar una foto de la placa con
fondo negro, posteriormente se realizó el conteo mediante computadora para así conocer el
número total de ufc/mL.
5.3.3. Determinación de la viabilidad de L. subsp. bulgaricus en la matriz proteica
Se colocó 1 g de muestra de la matriz proteica, en un tubo de ensaye con 9 ml de solución salina
isotónica estéril a 37 °C con agitación continua hasta disolución completa. Se tomó 1 ml y se
realizaron diluciones de 10-1
a 10-6
con solución salina isotónica estéril. Se utilizó 0.1 mL de las
diluciones anteriores para la siembra en placa en agar MRS por duplicado, se incubó en
condiciones aerobias por 72 horas a 37 °C para así conocer el número total de ufc/g.
5.3.4. Determinación del porcentaje de ácido láctico
La acidez se determinó por medio de un análisis volumétrico de titulación empleando como
solución valorante hidróxido de sodio 0.1 N y fenolftaleína como indicador para poner en
evidencia el vire final de la valoración.
Para calcular el porcentaje de ácido láctico la ecuación matemática utilizada es la descrita por
Chacón (2006), la cual se muestra a continuación.
31
Figura 3. Esquema de determinación de la viabilidad de L. subsp. bulgaricus en el yogurt.
5.3.5. Determinación de pH
Se realizó mediante la medición electrométrica de la actividad de los iones hidrógeno presentes
en la muestra del producto. Para esto se utilizó un potenciómetro marca DENVER. El método
utilizado es el que se describe en la Norma Mexicana NMX-F-317-S-1978 donde se especifica
que se debe realizar la calibración del potenciómetro con las soluciones de pH 4, pH 7 y pH 10, la
muestra líquida se mezcla cuidadosamente hasta su homogenización, se ajusta la temperatura a
(1)
32
20 °C ± 0.5 °C, se sumerge el electrodo en la muestra de manera que la muestra lo cubra
perfectamente y el valor del pH de la muestra se lee directamente en la escala del potenciómetro.
Para la determinación de pH en la matriz proteica, la muestra sólida se coloca en un mortero y se
le añade de 10 a 20 mL de agua destilada recientemente hervida por cada 100 g de producto, con
el objetivo de formar una pasta uniforme, se ajusta la temperatura a 20 °C ± 0.5 °C, se sumerge el
electrodo en la muestra de manera que lo cubra perfectamente, el valor del pH de la muestra se
lee directamente en la escala del potenciómetro.
5.3.6. Elaboración de la matriz proteica
Para la elaboración de las matrices proteicas se prepararon tres disoluciones acuosas de acuerdo a
la Tabla 13. Se utilizó proteína colágena (Bloom 280, Wilson M.R.), leche entera (Svelty, Nestlé)
y descremada en polvo (Nido, Nestlé) y agua destilada. Las dispersiones fueron calentadas hasta
75°C por 5 min hasta completa disolución. Posteriormente, se inoculó al 10 % de inóculo
previamente reactivado.
Tabla 13. Composición de las matrices de proteína.
Un molde de plástico fue utilizado para obtener las placas de gel con un diámetro y grosor de 50
y 5 mm, respectivamente.
5.3.7. Determinación de humedad
Se realizó la determinación de humedad en la matriz proteica de acuerdo al método descrito en la
Norma Oficial Mexica NOM-116-SSA1-1994, mediante diferencia de pesos. Se pesó una
cantidad de muestra conveniente en la capsula previamente tarada, colocada en la estufa a una
temperatura de 103 °C durante 3 horas, una vez terminado el proceso la capsula fue transferida al
Componentes % (p/p)
Proteína 8 12 16
Leche en polvo con 2.5% de
grasa 20 20 20
Inóculo 10 10 10
33
desecador, se dejó enfriar y posteriormente se pesó. Para calcular el porcentaje de humedad de la
muestra se utilizó la ecuación 2.
donde: M1= Peso de la cápsula (g). M2= Peso de la cápsula con la muestra húmeda (g).
M3 = Peso de la cápsula con la muestra seca (g).
5.3.8. Deshidratación osmótica
Se preparó una solución de sacarosa a una concentración de 60 % p/p y se manejó una relación
producto solución de 1:50. Las placas de gel fueron deshidratadas osmóticamente 25 °C. Las
matrices proteicas, obtenidas a los diferentes tiempos de secado, se enjuagaron con agua
destilada para eliminar el exceso de agente osmótico, se escurrieron y se les midio el espesor y
diámetro, con un vernier digital y un tornillo micrométrico. La masa fue medida a los 60, 120,
180, 240 y 300 min de acuerdo al método continuo descrito por Azuara et al. (1992).
5.4. Metodología de cálculo
5.4.1. Curvas de deshidratación osmótica en placas de gel
Las constantes s1, WFL∞, SG∞, fueron obtenidas mediante el diseño de un programa, el cual fue
desarrollado en MATLAB, el código de este se muestra en el Anexo A.
Las cinéticas de agua perdida y sólidos ganados durante la deshidratación osmótica de placas de
gel, se determinaron con el siguiente modelo (Azuara et al., 1992):
ts1
WFLtsWFL
1
1
(3)
ts1
SGtsSG
2
2
(4)
(2)
34
donde WFL = fracción de agua perdida por el alimento al tiempo t, SG = fracción de sólidos
ganados por el alimento al tiempo t, SG∞ = fracción de sólidos ganados por el alimento en el
equilibrio, WFL∞ = fracción de agua perdida por el alimento en el equilibrio, s1 = constante
relacionada con la velocidad de pérdida de agua, s2 = constante relacionada con la velocidad de
entrada de sólidos solubles al alimento.
El peso perdido (ML) durante la osmodeshidratación es igual al agua perdida (WFL) menos los
sólidos ganados (SG).
ML = WFL – SG (5)
De acuerdo al método continuo (Azuara et al., 1998), al graficar t/ML vs t, se obtiene una línea
recta con pendiente p e intersección b, de donde se deducen las siguientes ecuaciones:
mWFL
SG1
p/1WFL
(6)
mWFL
SG1WFL
)b/1(s1
(7)
1SG
WFL
)p/1(SG
m
(8)
1SG
WFLSG
)b/1(s
m
2 (9)
35
El subíndice “m” significa que WFL y SG son determinados en el último punto del experimento,
usando las siguientes ecuaciones (Beristain et al., 1990):
o
ftoo
o M
XMXM
M
WFL (10)
o
ffoo
o M
1XM1XM
M
SG (11)
donde WFL = peso de agua perdida por el alimento al tiempo t, SG = peso de sólidos ganados por
el alimento al tiempo t, MO = peso inicial del alimento al tiempo 0, Mt = peso del alimento al
tiempo t, XO = humedad inicial del tiempo (base humeda), Xf = humedad final del alimento (base
húmeda) al tiempo t.
5.4.2. Coeficiente de difusión
Para calcular la variación del coeficiente de difusión durante la deshidratación osmótica de una
muestra en forma de placa, se utilizó la siguiente expresión (Azuara et al., 1992b):
2
ts1
ls
4
tD
1
1
(13)
donde l = mitad del espesor de la placa, t = tiempo de osmodeshidratación, s1 = constante
relacionada con la velocidad de pérdida de agua y con la velocidad de entrada de sólidos solubles
al alimento.
36
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1. Cinética de pH y ácido láctico de L. bulgaricus
La preparación del inoculó utilizado en la elaboración de las placas de gelatina fue obtenida
mediante fermentación “acido-láctica”. Para la cinética de fermentación se determinó la
concentración de ácido láctico y pH, haciendo la medición de ambos parámetros a las 2, 4, 6, 8,
10 y 24 horas (Figura 4).
Figura 4. Cinética de pH y ácido láctico de Lactobacillus bulgaricus.
Chacón (2006), afirma que la acidez de la leche se genera principalmente por la presencia de
fosfatos, caseínas y dióxido de carbono, que constituyen parte de sus componentes principales.
Este parámetro se modifica especialmente a través de un proceso de fermentación atribuible
principalmente a las bacterias acido lácticas como el L. bulgaricus, el cual fermenta la lactosa
produciendo ácido láctico y como consecuencia disminuye el pH de la leche, lo cual le confiere
cierta textura, además de aumentar su viscosidad y proporcionarle un sabor especifico. En la
Figura 4 se observa como el pH del yogurt inicia en 6. 58 y el porcentaje de ácido láctico en 2. 16
%, conforme transcurre el tiempo de fermentación estos parámetros se modifican hasta alcanzar
37
un pH de 4. 458 y una acidez de 6.552 %. Los resultados concuerdan con Michael et al., (2010)
quienes evaluaron la viabilidad de L. bulgaricus.
De acuerdo con los resultados obtenidos se decidió utilizar como inoculo a la leche fermentada
por 24 horas a 37°C, debido a que tanto el pH como el porcentaje de ácido láctico han alcanzado
el punto óptimo.
6.2. Análisis de pH y ácido láctico en las placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus.
Se analizó el cambio de pH y la producción de ácido láctico en las placas de gel enriquecidas con
L. bulgaricus y con un tratamiento osmótico por 300 minutos. En la Tabla 14 se observa que
sobre el porcentaje de ácido láctico existe un efecto de interacción entre la concentración de
proteína y el que se haya sometido la placa a deshidratación osmótica. Por otra parte, también se
muestran los resultados de los geles que fueron sometidos a incubación dentro de una bolsa de
plástico, la cual se colocó en un baño maría.
Tabla 14. Valores obtenidos de pH y ácido láctico de las placas de gelatina con y sin tratamiento
osmótico.
Incubación por 300 minutos
Concentración
de proteína
Sin tratamiento
osmótico
Con tratamiento
osmótico
pH Ácido
láctico
pH Ácido
láctico
8 %
6.06 0.56 % 6.16 0.57 %
12 % 6.00 0.58 % 6.04 0.68 %
16 % 5.96 0.61 % 5.93 0.85 %
38
De manera horizontal, se aprecia que independientemente de la concentración proteína, el
proceso osmótico estimula la producción de ácido láctico. Por otra parte, de forma vertical, la
concentración de la proteína también provoca un aumento en el porcentaje de ácido láctico. Lo
anterior se puede explicar si se considera que el organismo probiótico está sometido a un estrés
como resultado de los cambios drásticos que ocurren dentro de la placa de gelatina. La salida de
agua (WFL), ganancia de solidos (SG) y cambios microestructurales (encogimiento de la placa),
afectan la homeostasis del probiótico (estrés osmótico) que para sobrevivir elevan su
metabolismo produciendo una acelerada producción de ácido láctico y modificación del pH.
6.3. Supervivencia de bacterias lácticas en placas gel enriquecidas con L. bulgaricus
sometidas deshidratación osmótica.
El recuento de bacterias lácticas en este trabajo de investigación se realizó para todas las muestras
antes y después del proceso de DO. Los resultados se muestran en la Tabla 15 y son expresados
en ufc /g.La viabilidad de las bacterias de las placas de gel resultó afectada en mayor grado por el
proceso de DO.
Tabla 15. Recuento de bacterias lácticas en placas de gel antes y después del proceso de DO.
Placas de gel con Lactobacillus bulgaricus
Concentración
de proteína
Inmediatamente
después de elaborar
las placas
Sin tratamiento
osmótico (Incubada
300 minutos)
Con tratamiento
osmótico
8 % 3.6 x 107 1.4 x 10
7 1.0 x 10
7
12 % 2.0 x 107 1.3 x 10
7 2.7 x 10
6
16 % 1.1 x 107 2.2 x 10
6 1.1 x 10
6
La Tabla 15 muestra las ufc/g en las placas de gelatina, analizadas inmediatamente después de
elaborar el gel, placas sin deshidratación osmótica pero incubadas en agua por 300 minutos a
25°C y placas osmodeshidratadas durante 300 minutos a 25°C. en la tabla se aprecia como es el
39
efecto de la concentración de proteína, proceso osmótico y tiempo de procesamiento sobre la
viabilidad del microorganismo probiótico. De manera vertical se aprecia que al aumentar el
porcentaje de proteína, las ufc/g disminuyen hasta un orden de magnitud. Un efecto similar se
observa de forma horizontal al considerar el tiempo de inmersión y el tratamiento osmótico. Las
placas de gelatina osmodeshidratadas, adquieren una textura similar a las gomitas de dulce
producidas comercialmente, pero las obtenidas en esta investigación pueden contener probióticos
del orden de 107
ufc/g, que de acuerdo con Roble et al., (2010) poseen la carga microbiana que
confiere el efecto benéfico en el organismo humano (entre 107 a 10
9 ufc/g).
6.4. Efecto de la deshidratación osmótica en placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus
con solución de sacarosa a 25 °C.
Se osmodeshidrataron placas de gel a diferentes concentraciones de proteína enriquecidas con L.
bulgaricus en una solución de sacarosa al 60% (p/p), manteniendo una relación placa de gel-
solución 1:50.Las constantes s1, WFL∞, SG∞, r y ufc/g y se muestran en la Tabla 16, las cuales
fueron obtenidas con el método continuo a una temperatura de 25°C.
Tabla 16. Parámetros obtenidos con el método continuo para la deshidratación osmótica de placas
de gel de gelatina enriquecidas con L. bulgaricus en una solución al 60 % de sacarosa.
Se aprecia que los valores de R2 son mayores de 0.99 lo que indica un excelente ajuste del
método continuo. Para las placas de gel, se observa que la tendencia general es que conforme
aumenta la concentración de proteína disminuye la ganancia de sólidos (SG∞), excepto al 12% de
Proteína (%)
8 12 16
ufc/g 1.0 x 107
2.7 x 106 1.1 x 10
6
s1 (min-1
) 0.0115 0.0102 0.0073
WFL/Mo 0.5729 0.5552 0.43651
SG/Mo 0.1384 0.1612 0.0977
R2 0.9999 0.9986 0.9978
40
proteína, al igual que la pérdida de agua (WFL∞). Además, la constante s1 disminuye conforme
aumenta la concentración de proteína.
La Figura 5 muestra la WFL y SG de las placas de gel de gelatina durante el tiempo de inmersión
de las muestras en la solución osmótica. Se puede observar que la mayor pérdida de agua a los
300 min se presentó en los geles con 8 y 12 % de proteína, a diferencia del gel con 16% el cual
mostró una pérdida de alrededor del 30% respecto de su masa inicial.
Figura 5. Cinéticas de pérdida de agua (WFL, símbolos oscuros) y ganancia de sólido
(SG, símbolos claros) durante la DO de las placas de gelatina.
Gómez et al. (2011) menciona que la gelatina forma geles resistentes térmicamente estables, y
con una estructura interna en forma de red. Esto explica que WFL∞ en placas de gel sean más
elevadas mientras contengan menor cantidad de proteína, las moléculas de agua poseen mayor
movilidad dentro del gel, y este al someterse al proceso osmótico presenta una mayor pérdida de
agua (Figura 5).
Durante el proceso de DO, el agua se difunde espontáneamente hacia afuera del alimento, por lo
que las placas tienden a reducir su tamaño. Las diferencias estructurales y el efecto de la
41
concentración de proteína se pueden observar en Figura 6, donde se observa que el menor
volumen perdido corresponde a las placas de gelatinas con 16% de proteína. En cambio, para las
placas con 8 y 12% de proteína, al final de los 300 min de inmersión, el volumen perdido
sobrepasa el 50% respecto de su volumen inicial. Esto se debe a que las moléculas de agua se
encuentran menos ligadas a la estructura del gel provocando que se pierda agua con mayor
velocidad (s1, Tabla 15), lo que indica que el volumen de agua que ha salido de la muestra es
principalmente agua que no forma parte significativa de su estructura, además la ganancia de
sólidos genera un efecto de reforzamiento estructural que compensa la pérdida de volumen. En el
caso de la placa al 16% de proteína, el menor volumen perdido es producto de su densa estructura
proteica y no a la ganancia de sólidos.
Figura 6. Efecto de la concentración de proteína sobre el volumen perdido durante el
tiempo de inmersión.
42
Figura 7. Efecto de la concentración de proteína sobre SG∞/M0 y WFL∞/M0.
La Figura 7 muestra el efecto de la concentración de proteína sobre WFL∞/M0 y SG∞/M0 de los
distintos geles. La figura indica que el gel con 12 % de proteína, cuando alcanza el equilibrio
(t=∞), presenta la máxima ganancia de solidos solubles. A este respecto, se espera que en todas
las concentraciones de proteína WFL siempre sea mayor que SG, por lo que el contraflujo de
agua del alimento a la solución represento un obstáculo para la ganancia de sólidos. No obstante,
la barrera principal para SG es la formación de una capa interna en el gel, producto de los
cambios microestructurales producidos por el proceso osmótico. Por lo tanto, es probable que la
menor SG al 8% de proteína se deba al contraflujo de agua y la capa interna superficial que se
produce por la alteración de la microestructura. Al 12% de proteína, la alteración de la estructura
crea una capa con suficientes espacios o poros que permiten alojar más moléculas de sacarosa,
observándose como un máximo en SG∞/M0.
Rastogi et al.(2002) dice que la transferencia de masa durante el tratamiento osmótico se produce
a través de las membranas semipermeables de las células biológicas presentes en los materiales,
el estado de estas puede cambiar de ser parcialmente permeable a totalmente, esto puede conducir
43
a cambios significativos en la estructura de la muestra, como la reducción de tamaño causado por
la pérdida de agua durante tratamiento osmótico.
Figura 8. Efecto de la concentración de proteína sobre las etapas de osmodeshidratación en placas
de gel enriquecidas con L. bulgaricus en una solución al 60% de sacarosa.
Azuara et al. (2002) reporto que al grafcar Xt/X0 vs Vt/V0 se observan tres pendientes, las cuales
están relacionados con la plasmólisis, balance entre la salida de agua y ganancia de sólidos y, por
último, seguido por un colapso. En la Figura 8 se muestra las etapas de la DO de las placas y se
observa que prácticamente existen dos pendientes. Esto es debido a que las placas de gel no
poseen estructura celular, por lo que no se observa la pendiente correspondiente a plasmólisis. En
cambio, la primera pendiente (alto contenido de humedad Xt/X0) se debe a los primeros minutos
de la osmodeshidratación del gel, donde se pierde el agua que se encuentra menos ligada a la
estructura, por lo que el contenido de humedad disminuye (Etapa 1) llegando a un punto donde
(Etapa 2) se crea una barrera interna que controla la salida de agua y entrada de sólidos, la cual
converge en una línea para las placas de gelatina.
44
6.5. Mecanismo de difusión de las moléculas de agua en placas gel enriquecidas con L.
bulgaricus.
La difusión del agua en los alimentos depende del contenido de humedad, temperatura, así como
de la estructura del material. En la Figura 9 se puede observar el efecto de la concentración de
proteína sobre el coeficiente de difusión del agua en las placas de gel enriquecidas con L.
bulgaricus.
Figura 9. Efecto de la concentración de proteína sobre Dw, durante la deshidratación osmótica en
placas de manzana en una solución al 60% de sacarosa.
Existe una zona de alto contenido de humedad en la cual los coeficientes de difusión son
elevados. Después de esa zona, la disminución del contenido de humedad hace que Dw disminuya
casi de forma constante. Además, se puede observar que Dw es dependiente de la concentración
de proteína en la matriz de gel. Dw del gel es mayor conforme disminuye la concentración de
proteína, debido a la estructura de red abierta del gel y su alto contenido en agua hace que Dw sea
mayor.
45
7. CONCLUSIONES
La concentración de proteína tuvo efecto sobre las cinéticas de pérdida de agua y ganancia de
sólidos, ya que su aumento disminuye en mayor proporción la ganancia de sólidos y la pérdida de
agua en las placas de gel enriquecidas con L. bulgaricus.
Las gráficas de encogimiento (Vt/V0) contra contenido de humedad (X/X0) mostraron que la
reducción en el tamaño de la placa se ve afectada por la concentración de proteína, esto se debe a
que a menor concentración de proteína las moléculas de agua se encuentran menos ligadas a la
estructura del gel provocando que se pierda agua con mayor velocidad.
Los coeficientes de difusión del agua en las placas de gel fueron afectados por la concentración
de proteína y el contenido de humedad, lo que indicó que el proceso de difusión fue controlado
de forma entrópica, debido a que mostró que al incrementar la concentración de proteína se crea
una barrera física que dificulta la difusión de las moléculas de agua del interior de la placa hacia
la solución osmótica, y de igual forma se afecta la impregnación de los sólidos solubles.
Debido al incremento en la concentración de proteína, los cambios estructurales que sufre el gel
durante la DO, se genera una barrera entrópica, la cual no ayuda en la supervivencia de los
microorganismos probióticos y, aunque existe disminución en las ufc/g, el efecto probiótico en el
organismo humano puede ser factible.
La aplicación de la deshidratación osmótica a placas de gel enriquecidas con probióticos, aún
puede mejorarse para alcanzar una mayor cantidad de células viables y así aumentar su potencial
en el desarrollo de alimentos funcionales.
46
8. REFERENCIAS
Alzamora S., Salvatori d., Tapia m., López a., Welti-Chanes j., and Fito P. 2005. Novel
functional foods from vegetable matrices impregnated with biologically active compounds.
Journal of Food Engineering 67:205–214.
Amores R., Calco A., Maestre J. R., and Martinez D. 2004. Probióticos. Revista Española
Quimioterapia 17: 131-139.
Ampatzoglou A., Schurr B., Deepika G., Baipong S., and Charalampopoulos D.2010. Influence
of fermentation on the acid tolerance and freeze drying survival of Lactobacillus rhamnosus
GG. Biochemical Engineering Journal 52:65–70.
Anal A.K., and Singh H., 2007. Recent advances in microencapsulation of probiotics for
industrial applications and targeted delivery. Trends Food Science and Technology 18:240–
251.
Andersson H., Asp N. G., Bruce A., Roos S., Wadström T., & Wold A.E., 2001. Health effects of
probiotics and prebiotics: a literature review on human studies. Scandinavian Journal of
Nutrition 45:58–75.
Araya H. y Lutz M. 2003. Alimentos funcionales y saludables. Revista Chilena de Nutrición. 30.
Aureli P., Capurso P., Castellazzi A. M., Clerici M., Giovannini M., Morelli M., Poli A.,
Pregliasco F., Salvini F., and Zuccottil G. 2011. Probiotics and health: An evidence-based
review. Pharmacological Research 63: 366–376.
Azuara E., Beristain C., and Gutierrez G. 1998. A Method for Continuous Kinetic Evaluation of
Osmotic Dehydration. Lebensm.-Wiss. u.-Technol 31:317–321.
Azuara, E., Cortés, R., Garcia, H. S. and Beristain, C. I. 1992. Kinetic model for osmotic
dehydration and its relationship with Fick’s Second Law. International Journal of Food
Science and Technology, 27:409–418.
47
Barrio A. 2006. Probióticos, prebióticos y simbióticos. Definicion, funciones y aplicación clínica
en pediatría. Rev Pediatr Aten Primaria 1:99-118.
Bernstein R.M., Schluter S.F. and Marchalonis J.J. (1998) Immunity. En: The physiology of
fishes. D.H. Evans. 2ª ed. CRC Press LLC. USA 215-242.
Bertazzoni E., Benini A., Marzotto M., Sbarbati A.,Ruzzenente O., Ferrario R., Hendriks H and
Dellaglio F.2004. Assessment of novel probiotic Lactobacillus casei strains for the
production of functional dairy foods. International Dairy Journal.14:723–736.
Betoret, N., Puente, L., Dıaz, M.J., Pagan, M.J., Garcıa, M.J., Gras, M.L., Martınez Monzo, J.,
and Fito, P., 2003. Development of probiotic-enriched dried fruits by vacuum
impregnation. Journal of Food Engineering 56:273–277.
Brazel C. S. 1999. Microencapsulation: Offering solutions for the food industry. Cereal Foods
World 44388-393.
Burgain J., Gaiani C., Linder M., and Scher J. 2011. Encapsulation of probiotic living cells: From
laboratory scale to industrial applications. Journal of Food Engineering 104:467–483.
Cabrera Y. y Fadragas A. 2005. Probióticos y salud: una reflexión necesaria. Rev Cubana Med
Gen Integr. 21:3-4.
Cagigas A. L., y Blanco J. 2002. Prebióticos y probióticos, una relación beneficiosa. Revista
Cubana Alimentaria Nutrición 16: 63-68.
Calixto J. B. 1995. Antinociceptive profile of the pseudopeptide B2 bradykinin receptor
antagonist NPC 18688 in mice. Bristsh Journal of Pharmacology 3:552-558.
Champagne C., Ross P. R., Saarela M., and Hansen K. F., Charalampopoulos D. 2011.
Recommendations for the viability assessment of probiotics as concentrated cultures and in
food matrices. International Journal of Food Microbiology 149:185–193.
Chen M. 2011. The mediating role of subjective health complaints on willingness to use selected
functional foods. Food Quality and Preference 22 :110–118.
48
Claesson M.J., Van Sinderen D., and O'Toole P. W., 2008. Lactobacillus phylogenomics —
towards a reclassification of the genus. International Journal of Systematic and
Evolutionary Microbiology 58:2945–2954.
Commane D., Hughes R., Shortt C., and Rowland I. 2005. The potential mechanisms involved in
the anti-carcinogenic action of probiotics. Mutation Research 591:276–289.
Corzo O., y Centeno A. 2003. Superficies de respuesta de la transferencia de masa durante la
deshidratación osmótica del melón. Revista de la Facultad de Farmacia 45:54-60.
Duque A. L., Giraldo G., y Mejía C. 2007. Variación del color en Mango, Mora y Uchuva en
diferentes tratamientos de deshidratación osmótica. Revista de Investigaciones 17: 19-26.
Fernández A. B., Blas I., y Ruiz I. 2002. El sistema inmune de los teleósteos (I):Células y
órganos. Engineering, 56:181–188.
Ferrer., L. & Dalmau., S. 2001. Alimentos funcionales: probióticos. Acta Pediátrica España. 59:
150-155.
Fons M., Gómez A., and Karjalainen T. 2000. Mechanisms of colonization and colonization
resistance of the digestive tract. Microbiol Ecol Health Dis 2:240-246.
Fuller, R. 1992. Probiotics in man and animals. Journal of Applied Bacteriology 66:365-378.
García O. E., Benito R., Julio C. 2008. Hacia una definición de fibra alimentaria. Anales
Venezolanos de Nutrición 21:25-30.
García, G., M. González, M. Ochoa y H. Medrano. 2004. Microencapsulación del jugo de cebada
verde mediante secado por aspersión. Revista Ciencia y Tecnología Alimentaria 4(4): 262-
266.
Genina P. 2002. Deshidratación osmótica: alternativa para conservación de frutas tropicales.
Avance y Perspectiva 21.
Germán A. J., Hall E. J., and Day M. 2001. “Immune cell population with in the duodenal
mucosa of dogs with enteropathies”. Journal of Veterinary Internal Medicine 15:14-25.
49
Giraffa G., Chanishvili N., and Widyastuti Y. 2010. Importance of lactobacilli in food and feed
biotechnology. Research in Microbiology 161: 480-487.
Gitton C., Meyrand M., Wang J., Caron C., Trubuil A., and Guillot A. 2005. Proteomic signature
of Lactococcus lactis NCDO763 cultivated in milk. Appl Environ Microbiol 71:7152-7163.
Gómez M. C., Giménez B., López M. E., and Montero M. P. 2010. Functional and bioactive
properties of collagen and gelatin from alternative sources: A review. Food Hydrocolloids
25: 1813-1827.
Guandalini S. 2006. Probiotics for children: use in diarrhea. J Clin Gastroenterol 240:244-248.
Guarner F., and Schaafsma G. J. 1998. Probiotics. International Journal of Food Microbiology
39:237–238.
Guerrero P., Stefani P. M., Ruseckaite R. A., and Caba K. 2011. Functional properties of films
based on soy protein isolate and gelatin processed by compression molding. Journal of
Food Engineering 105.65–72.
Hamilton M. 2003. The role of probiotics in the treatment and prevention of Helicobacter pylori
infection. International Journal Antimicrob Agents 22: 360-366.
Hartley D. L., and Denariaz G. 1993. The role of lactic acid bacteria in yogurt fermentation. Int.
J. Immunother. IX:3–17.
Heidebach T., Fo¨ rst P., and Kulozik U. 2009. Microencapsulation of probiotic cells by means of
rennet-gelation of milk proteins. Food Hydrocolloids 23:1670–1677.
Heng, W., Gulbert, S. and Cuq, J. l.1990. Osmotic dehydration of papaya: influence of process
variables on the quality. Sciences des Aliments, 10:831–848.
Hirayama K., and Rafter J. 2000. The role of probiotic bacteria in cancer prevention. Microbes
and Infection 2:681−686.
50
Iacono A., Raso G., Canani R., Calignano L., and Meli R. 2011. Probiotics as an emerging
therapeutic strategy to treat NAFLD: focus on molecular and biochemical mechanisms.
Journal of Nutritional Biochemistry 22: 699–711.
Jacobsen C. N., Nielsen V. R., Hayford A. E., Moller P. L., Michaelsen K. F., Paerregaard A.,
Sandstrom B., Tvede M., and Jakobsen M., 1999. Screening of probiotic activities of forty-
seven strains of Lactobacillus spp. by in vitro techniques and evaluation of the colonization
ability of five selected strains in humans. Applied and Environmental Microbiology
65:4949–4956.
Jain S., Yadav H., and Sinhá P.R. 2008. Stimulation of innate immunity by oral administration of
dahi containing probiotic Lactobacillus casei in mice. J. Méd. Food 11:652–656.
Jankovic I., Sybesma W., Phothirath P., Ananta E., and Mercenier A. 2010. Application of
probiotics in food products—challenges and new approaches. Current Opinion in
Biotechnology 21:175–181.
Jiménez, F., Sánchez, F., y Bergoña, O., 2010. Design and development of meat based functional
foods with walnut:Technological, nutritional and health impact. Food Chemistry 123:959–
967.
Kawai Y., Tadokoro K., Konomi R., Itoh K., Saito T., Kitazawa H., and Itoh T. 1999. A Novel
Method for the Detection of Protease and the Development of Extracellular Protease in
Early
Growth Stages of Lactobacillus delbrueckii ssp. Bulgaricus. J Dairy Sci 82:481–485.
Khin M., Zhou W., and Perera C. 2006. A study of the mass transfer in osmotic dehydration of
coated potato cubes. Journal of Food Engineering 77:84–95.
Koponen J., Laakso K., Koskenniemi K., Kankainen M., Savijoki S., Nyman T., and Tynkkynen
S. 2012. Effect of acid stress on protein expression and phosphorylation
Kotilainen, L., Rajalahti, R., Ragasa, C., and Pehu, E., 2006. Health enhancing foods.
Opportunities for strengthening the sector in developing countries. Agriculture and
51
Krasaekoopt W., Bhandari B., and Deeth H. 2003. Evaluation of encapsulation techniques of
probiotics for yogurt. International Dairy Journal 13:3–13.
Kumar A., and Singh H. 2007. Recent advances in microencapsulation of probiotics for Industrial
applications and targeted delivery. Trends in Food Science & Technology 18:240-251.
Lazarides, H. N. and Mavroudis, N. E. 1996. Kinetics of osmotic dehydration of a highly
shrinking vegetable tissue in a salt-free medium. Journal of Food Engineering 30:61–74.
Lee J., Sun Yun H., Cho K., Oh S., Kim S., Chun T., Kim B., and Whang K. 2011. Evaluation of
probiotic characteristics of newly isolated Lactobacillus spp.: Immune modulation and
longevity. International Journal of Food Microbiology 148 :80–86.
Marquina D., y Santos A. 2005. Probióticos, prebióticos y salud. Actualidad 32:24-27.
Marzotto M., Maffeis C., Paternoster T., Ferrario T., Rizzotti L., Pellegrino M., Dellaglio F., and
Torriani S. 2006. Lactobacillus paracasei A survives gastrointestinal passage and affects the
fecal microbiota of healthy infants. Research in Microbiology 157:857–866.
McFarlane G. 2000. Probiotics and prebiotics:Can regulating the activities of intestinal bacteria
benefit health? BMJ 318:999-1003.
Meier R., Burri E., and Steuerwald M. 2003. The role of nutrition in diarrhea syndrome. Curr
Opin Clin Nutr Metab Care 6:563-567.
Mennickent S. and Green K. 2009. Los probióticos y su utilidad terapéutica. Ciencia Ahora 24.
Menrad, K. 2003. Market and marketing of functional food in Europe. Journal of Food
Michael M., Phebus R., and Schmidt K. 2010. Impact of a plant extract on the viability of
Lactobacillus delbrueckii ssp. Bulgaricus and Streptococcus thermophilus in nonfat yogurt.
International Dairy Journal 20: 665-672.
Muller J.A., Ross R.P., Fitzgerald G., and Stanton C. 2009. Manufacture of probiotic bacteria. In
Prebiotics and Probiotics Science and Technology. Edited by Charalampopoulos D, Rastall
RA. Springer 725-759.
52
Nieto AB, Salvatori DM, Castro and MA, Alzamora SM (2004) Structural changes in apple tissue
during glucose and sucrose osmotic dehydration: shrinkage, porosity, density and
microscopic features. J. Food Eng.61: 269–278.
Oberg C. J., and Broadbent J. B. 1993. Thermophillc starter culture: another set of problems. J.
Dairy Sci. 76:2392–2406.
Ochoa C. and Ayala A. 2005. Modelos matemáticos de transferencia de masa en deshidratación
osmótica. Ciencia y Tecnología Alimentaria. 4: 330-342.
Ouwehand A.C., Salminen S., and Isolauri, E. 2002. Probiotics: an overview of beneficial effects.
Antonie Van Leeuwenhoek 82:279–289.
Pagnini C., Saeed R., Bamias G., Aresneau K. O., Pizarro T. T., and Cominelli, F. 2010.
Probiotics promote gut health through stimulation of epithelial innate immunity.
Proceedings of the National Academy of Sciences 107:454–459.
Panagiotou NM, Karathanos VT, and Maroulis ZB (1999) Effect of osmotic agent on osmotic
dehydration of fruits. Drying Technol. 17: 175–189.
Parras R. A. 2010. Revisión: Microencapsulación de Alimentos. Rev.Fac.Nal.Agr.Medellín
2:5669-5684
Parvez S., Malik K. A., Kang S., and Kim H.Y., 2006. Probiotics and their fermented food
products are beneficial for health. J. Appl. Microbiol. 100:1171-1185.
Perdigón, G., M.E.B. de Jorrat, S. F. de Petrino, and M. Valverde de Budeguer. 1999. Effect of
oral administration of Lactobacillus casei on various biological functions of the host. Food
Agric. Immunol. 3:93–102.
Pérez G. 2003. Los flavonoides: antioxidantes o prooxidantes. Revista Cubana de Investigación
Biomédica.22,
Pia M., Médeci M., and Font G. 2005. Alimentos funcionales probióticos. Revista Química Viva
4:26-34.
53
Popplewell L. M. 2001. Evaluating encapsulation economics. Perfumer & Flavorist 26: 2-6.
Rafter J. 2003. Probiotics and colon cancer. Best Practice & Research Clinical Gastroenterology
17: 849–859.
Ramchandran L., and Shah N.P., 2011. Characterization of functional, biochemical and textural
properties of symbiotic low-fat yogurts during refrigerates storage. LWT – Food Science
and Technology 43:819–827.
Rao D. R., Chawan B. C., and Pulusani S. R. 1981. Influence of milk and thermophiles milk on
plasma cholesterol levels and hepatic cholesterogenesis in rats. J. Food Sci. 46:1339–1341.
Rasgoti NK, and Raghavarao KSMS (1996) Kinetics of osmotic dehydration under vacuum.
Lebensm. Wiss. Technol. 29:669-672.
Rastogi N. K., Raghavarao K.S.M.S., and Niranjan K. 1996. Mass ‘Ikansfer during Osmotic
Dehydration of Banana: Fickian Diffusion in Cylindrical Configuration. .Journal of Food
Engineering31:473-432.
Rastogi N. K., Raghavarao K.S.M.S., Niranjan K., and Knorr D. 2002. Recent developments in
Osmotic dehydration: methods to enhance mass transfer. Trends in Food Science &
Technology 13:48–59.
Reyes G., Corzo O., y Bracho N. 2005. Optimización de la deshidratación osmótica de sardina
mediante la metodología de superficies de respuesta. Revista Científica FCV-LUZ 15:377-
384.
Roberfroid, M. 2000. Prebiotics and probiotics: are they functional foods?. Journal Clin Nutr
71:1682S-7S.
Roberfroid, M. B. (2000a). Concepts and strategy of functional food science: The European
perspective. The American Journal of Clinical Nutrition, 71, S1660–S1664.
54
Salminen S., Nybom S., Meriluoto J., Collado M., Vesterlund S and El-Nezami H. Interaction of
probiotics and pathogens—benefits to human health?. Current Opinion in Biotechnology
21:157–167.
Salva S., Villena J. & Alvarez S. 2010. Immunomodulatory activity of Lactobacillus rhamnosus
strains isolated from goat milk: Impact on intestinal and respiratory infections.
International Journal of Food Microbiology 141: 82–89.
Sanz Y., Collado M. C., y Dalmau J. 2003. Probióticos: criterios de calidad y orientaciones para
el consumo. Acta Pediatrica Española 61: 476-482.
Shahidi F. and Han X. Q. 1993. Encapsulation of food ingredients. Citrical Reviews in food
Science and Nutrition 33:501-547.
Sierra T., Trabazo R. y González T.2006. Probióticos y prebióticos en la salud y enfermedad del
niño. Gastroenterol Hepatol. 26: 37-49.
Silva E. R., y Verdalet I. 2003. Revisión: alimentos e ingredientes funcionales derivados de la
leche. Archivos Latinoamericanos de Nutrición 53.
Silveira M. B., Monereo S. y Molina B. 2003. Alimentos funcionales y nutrición óptima. ¿Cerca
o lejos?. Revista Española Salud Pública 77.
Simpson R., Jiménez M., y Grancelli R. 2007. Aceleración de la deshidratación osmótica de
frambuesas (Rubus idaeus) por medio de calentamiento óhmico. Archivos
Latinoamericanos de Nutrición 57.
Singh K., Kallali B., Kumar A and Thaker V. 2011. Probiotics: A review. Asian Pacific Journal
of Tropical Biomedicine. S287-S290
Spanhaak S., Havenaar R., and Schaafsma G. 1998. The effect of consumption of milk
fermented by Lactobacillus casei strain Shirota on the intestinal microbiota and immune
parameters in humans. Journal Clin Nutr 52:899-907.
55
Suzuki, I., T. Ando, Y. Fujita, T. Kitada, and T. Morichi. 1982. Symbiotic and antagonistic
relationships in mixed culture of Lactobacillus bulgaricus and Streptococcus thermophilus.
Jpn. J. Zootech. Sci. 53:161–169.
Szakály Z., Szente V., Kövér G., Polereczki Z. and Szigeti O. 2012. The influence of lifestyle on
health behavior and preference for functional foods. Appetite 58: 406–413.
Tamine A. Y., and Robinson R. 1988. Fermented milks and their future trends. Part II.
Technological aspects. J. Dairy Res. 55:281–307.
Taranto P., Medici M., Perdigon A., Ruiz A., and Valdez G. 1998. Evidence for
Hypocholesterolemic Effect of Lactobacillus reuteri in Hypercholesterolemic Mice. J Dairy Sci
81:2336–2340.
Valenzuela A., y Nieto S. 2003. Acidos grasos omega-6 y omega-3 en la nutrición perinatal: su
importancia en el desarrollo del sistema nervioso y visual. Revista Pediátrica. 74:149-157.
Vega A., Andrés A., y Fito P. 2005. Modelado de la Cinética de Secado del Pimiento Rojo
(Capsicum annuum L. cv Lamuyo). Inf. tecnol. 16:3-11.
Villena M., Morales M. J., Hernández M. E., Gálvez M., Naveros C., & Martínez R. Desarrollo
de una técnica para la microencapsulación de probióticos. Ars Pharm 3: 479-484.
Waliszewski K., y Blasco G. 2010. Propiedades Nutraceuticas del Licopeno. Salud Pública de
México 52.
Wang C., Wu S., Ng C., and Shyu T. 2010. Effect of Lactobacillus-fermented adlay-based milk
on lipid metabolism of hamsters fed cholesterol-enriched diet. Food Research International
43:819–824.
Weinbreck F., Bodnár I., and Marco M. L. 2010. Can encapsulation lengthen the shelf-life of
probiotic bacteria in dry products?. International Journal of Food Microbiology 136:364–
367.
56
Yan M., Li B., Zhao X., and Yi J. 2011. Physicochemical properties of gelatin gels from walleye
pollock (Theragra chalcogramma) skin cross-linked by gallic acid and rutin. Food
Hydrocolloids 25:907-914.
Yánez J., Salazar J., Montoya L., Chaires J., Jiménez M., y Márquez E. 2002. Aplicaciones
biotecnológicas de la microencapsulación. Avance y Perspectiva 21:313-319.
Zhu Y., Michelle T., Jobin L., & Young., H. 2011. Gut microbiota and probiotics in colon
tumorigenesis. Cancer Letters 309:119–127.
57
9. ANEXO
9.1.Comandos en MATLAB para cálculos de las cinéticas de WFL y SG utilizando el método
continuo.
function
[Datos1,ML,t_ML,I,P,WFL_Mo,SG_Mo,WFL_Mo_SG_Mo,SG_inf,WFL_inf,S1,S2,WFL,SG]=
Cinetica_DO()
Código del programa desarrollado en MATLAB 2011b
clc
format long
fprintf('::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::\n');
fprintf(':::::::::: CINETICAS DE DESHIDRATACION OSMOTICA ::::::::::\n');
fprintf('::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::\n\n');
fprintf(' UNIVERSIDAD VERACRUZANA \n');
fprintf(' FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS - ORIZABA \n');
fprintf(' INGENIERIA EN ALIMENTOS \n');
fprintf(' ALUMNA: KARINA HUERTA VERA \n');
fprintf(' ASESOR: DR. ENRIQUE FLORES ANDRADE \n\n');
fprintf(':::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::\n');
fprintf(':::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::\n\n');
fprintf('Todos los datos se deben introducir en columnas.\n\n');
No_M = input('Numero de matrices a analizar: ');
No_R = input('Numero de replicas por matriz: ');
No_D = input('Numero de datos experimentales: ');
fprintf('\n:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::\n');
fprintf(':::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::\n\n');
Datos1 = zeros(No_D,No_R*No_M)
Humedad = zeros(2,No_R);
C = 0;
for M=1:No_M
C = C + 1;
fprintf('Tiempos de la matriz %2.0f:\n',M);
Datos1(:,C) = input('');
fprintf('Humedad inicial y final de la matriz %2.0f:\n',M);
Humedad(:,C) = input('');
for R=1:No_R
C = C + 1;
fprintf('Masa de matriz %2.0f de replica %2.0f:\n',M,R);
Datos1(:,C) = input('');
end
end
%Extraccion de las columnas de masa de cada replica de cada matriz
58
Masa = zeros(No_D,No_M*No_R);
a = 1;
c = 0;
for M=1:No_M
a = a + 1;
for b=1:No_R
c = c + 1;
Masa(:,c) = Datos1(:,a);
a = a + 1;
end
end
ML = ML1(Masa);
[t_ML,t] = t_ML1(Datos1,ML);
%:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
%::::::::::::: AJUSTE POLINOMIAL :::::::::::::::
%:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
P = zeros(No_M*No_R,2);
a = 0;
b = 0;
for c=1:No_M
a = a + 1;
b = b + 3;
for d=a:b
P(d,:) = polyfit(t,t_ML(:,d),1);
end
a = a + 2;
end
%Interseccion
I = P(:,2)';
%Pendiente
P = P(:,1)';
%:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
%::::::::::::: CALCULO WFL Y SG ::::::::::::::::
%:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
%WFL/Mo
WFL_Mo = zeros(1,No_M*No_R);
for b=1:No_M
for a=1:(No_M*No_R)
WFL_Mo(1,a) = ((Masa(1,a)*Humedad(2,b))-(Masa(No_D,a)*Humedad(1,b)))/Masa(1,a);
end
end
%SG/Mo
SG_Mo = zeros(1,No_M*No_R);
for b=1:No_M
59
for a=1:(No_M*No_R)
SG_Mo(1,a) = ((Masa(1,a)*(Humedad(2,b)-1))-(Masa(No_D,a)*(Humedad(1,b)-
1)))/Masa(1,a);
end
end
%WFL/MG/SG/MG = WFL/SG
WFL_Mo_SG_Mo = WFL_Mo.*SG_Mo.^-1;
%SG?
SG_inf = zeros(1,No_M*No_R);
for a=1:(No_M*No_R)
SG_inf(:,a) = (1/P(:,a))/(WFL_Mo_SG_Mo(:,a)-1);
end
%WFL?
WFL_inf = zeros(1,No_M*No_R);
for a=1:(No_M*No_R)
WFL_inf(:,a) = (1/P(:,a))/(1-(SG_Mo(:,a)/WFL_Mo(:,a)));
end
%S2
S2 = zeros(1,No_M*No_R);
for a=1:(No_M*No_R)
S2(:,a) = (1/I(:,a))/(SG_inf(:,a)*(WFL_Mo_SG_Mo(:,a)-1));
end
%S1
S1 = zeros(1,No_M*No_R);
for a=1:(No_M*No_R)
S1(:,a) = (1/I(:,a))/(WFL_inf(:,a)*(1-(1/WFL_Mo_SG_Mo(:,a))));
end
%WFL
WFL = zeros(No_D-1,No_M*No_R);
for a=1:No_M*No_R
for b=2:No_D;
WFL(b,a) = (S1(:,a)*Datos1(b,1)*WFL_inf(:,a))/(1+S1(:,a)*Datos1(b,1));
end
end
%SG
SG = zeros(No_D-1,No_M*No_R);
for a=1:No_M*No_R
for b=2:No_D;
SG(b,a) = (S2(:,a)*Datos1(b,1)*SG_inf(:,a))/(1+S2(:,a)*Datos1(b,1));
end
60
end
%:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
%::::::::::: SECCION COMPLEMENTARIA ::::::::::::
%:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
function ML = ML1(Masa)
[r,c] = size(Masa);
ML = zeros(r-1,c);
for a=1:c
for b=2:r
ML(b-1,a) = (Masa(1,a)-Masa(b,a))/Masa(1,a);
end
end
9.2.Uso del programa
1. Iniciar MATLAB 2011b. En la ventana “Currect folder” dirigirse a la ubicación del archivo
Cinetica_DO y abrirlo.
Figura 10. Pantalla del programa MATLAB 2011b.
61
Figura 11. Código de la cinética de deshidratación osmótica de placas de gel enriquecidas con L.
bulgaricus (Pantalla del programa MATLAB 2011b).
2. Copiar la primera línea de código, a excepción de la palabra “function”. Cerrar el código y
pegar el texto copiado en la sección “Command Window”.
Figura 12. Forma de introducir los datos de la cinética de deshidratación osmótica de placas de
gel enriquecidas con L. bulgaricus (Pantalla del programa MATLAB 2011b).
62
3. Al Pulsar enter el programa se ejecuta, primeramente muestra información de interés acerca
del programa, posteriormente nos permite introducir nuestros datos experimentales. El programa
está diseñado para trabajar con distintos números de matrices así como el número de réplicas. Los
datos experimentales deben ser introducidos en filas.
Figura 13. Datos que genera el programa de la cinética de deshidratación osmótica de placas de
gel enriquecidas con L. bulgaricus (Pantalla del programa MATLAB 2011b).
4. En la siguiente figura se muestra los resultados generados por MATLAB 2011b para la Matriz
A.
63
[Datos1,ML,t_ML,I,P,WFL_Mo,SG_Mo,WFL_Mo_SG_Mo,SG_inf,WFL_inf,S1,S2,
WFL,SG]=Cinetica_DO()
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
:::::::::::: CINETICAS DE DESHIDRATACION OSMOTICA :::::::::::::
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS - ORIZABA
INGENIERIA EN ALIMENTOS
ALUMNA: KARINA HUERTA VERA
ASESOR: DR. ENRIQUE FLORES ANDRADE
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
Numero de matrices a analizar: 1
Numero de replicas por matriz: 3
Numero de datos experimentales: 6
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
Tiempos de la matriz 1:
[0;60;120;180;240;300];
Humedad inicial y final de la matriz 1:
[0.345700000000000;0.670500000000000];
Masa de matriz 1 de replica 1:
[12.291100000000000;10.507700000000000;9.704900000000000;9.15340000
0000000;8.746900000000000;8.559500000000000];
Masa de matriz 1 de replica 2:
[12.120700000000000;10.334200000000000;9.415500000000000;8.94150000
0000000;8.524200000000000;8.370400000000000];
Masa de matriz 1 de replica 3:
[13.684800000000000;11.844400000000000;10.863200000000000;10.361900
000000000;9.879100000000000;9.649300000000000];
Datos1 =
1.0e+02 *
0 0.122911000000000 0.121207000000000
0.136848000000000
0.600000000000000 0.105077000000000 0.103342000000000
0.118444000000000
1.200000000000000 0.097049000000000 0.094155000000000
0.108632000000000
1.800000000000000 0.091534000000000 0.089415000000000
0.103619000000000
2.400000000000000 0.087469000000000 0.085242000000000
0.098791000000000
3.000000000000000 0.085595000000000 0.083704000000000
0.096493000000000
64
ML =
0.145096858702639 0.147392477332167 0.134484976031802
0.210412412233242 0.223188429711155 0.206184964339998
0.255282277420247 0.262295081967213 0.242816847889629
0.288354988568965 0.296723786579983 0.278096866596516
0.303601793167414 0.309412822691759 0.294889220156670
t_ML =
1.0e+03 *
0.413516877873724 0.407076406381192 0.446146489893502
0.570308560822829 0.537662280053231 0.582001701162461
0.705101826178411 0.686250000000000 0.741299467332752
0.832307431860505 0.808833032114556 0.863008644927346
0.988136456211813 0.969578433725302 1.017331185726676
I =
1.0e+02 *
2.785028222753005 2.630275884299925 3.029445971791774
P =
2.352063379523087 2.326958011249241 2.372293892385387
WFL_Mo =
0.429755139897975 0.431764012804541 0.426743203408161
SG_Mo =
0.126153346730561 0.122351190112782 0.131853983251491
WFL_Mo_SG_Mo =
3.406609107373488 3.528890993267369 3.236483213360459
SG_inf =
0.176662927910943 0.169934416092438 0.188480257518662
WFL_inf =
0.601821539156684 0.599680030394754 0.610013189509007
S1 =
0.008445384360228 0.008846821069755 0.007830784620273
S2 =
0.008445384360228 0.008846821069755 0.007830784620273
WFL =
0 0 0
0.202397415049796 0.207939501757497 0.194995056694627
0.302920301018743 0.308801760655531 0.295523821112982
0.363019500477420 0.368360171798602 0.356847490787380
0.402996642148345 0.407674102090204 0.398158057767720
0.431508280160283 0.435566065292441 0.427878129057896
SG =
0 0 0
0.059413160908809 0.058924886644052 0.060249055483950
0.088921355949845 0.087506743972733 0.091310166508214
0.106563297706120 0.104384117418583 0.110257791331741
0.118298469077674 0.115524708149951 0.123021820760291
0.126667975855022 0.123428597291172 0.132204649568884