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UNIVERSIDAD JUAN AGUSTÍN MAZA

FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS Y AMBIENTALES

DIAGNOSTICO DE FASCIOLIASIS BOVINA MEDIANTE COPROLOGIA Y

SEROLOGIA y RELACION CON PARÁMETROS HEMATOLÓGICOS Y

BIOQUÍMICOS

Alumna: Laura Elizabeth Sidoti

Director: Vet. Pablo F. Cuervo

14 de Diciembre de 2011

2

ÍNDICE

RESUMEN 4

ABSTRACT 5

INTRODUCCIÓN 6

1. Situación de la fascioliasis en la Argentina 9

2. Situación de la fascioliasis en Mendoza 10

2.1. Fascioliasis en animales 11

2.1.1. Pequeños rumiantes 11

2.1.2. Bovinos 11

2.1.3. Equinos 12

2.2. Fascioliasis en humanos 12

2.3. Vectores de la fascioliasis 12

3. El bovinos como reservorio de Fasciola hepatica 13

4. Hematología y bioquímica en rumiantes con F. hepatica 16

5. Diagnóstico de fascioliasis en bovinos: Coprología y Serología 17

6. Tratamiento de fascioliasis en animales 19

7. Caracterización molecular de F. hepatica 21

8. Objetivos 21

MATERIALES Y MÉTODOS 23

1. Tipo de estudio 23

2. Caracterización de las áreas de estudio 23

3. Bienestar animal 25

3

4. Recolección de muestras 25

5. Técnicas coprológicas 27

5.1. Sedimentación rápida de Lumbreras modificada 27

5.2. Flotación simple de Wisconsin 28

6. Técnicas hematológicas 29

7. Técnicas bioquímicas 30

8. Técnicas serológicas 32

9. Tratamiento antiparasitario de animales 35

10. Estadística 36

RESULTADOS 37

1. Coprología 37

2. Hematología 39

3. Bioquímica 48

4. Resultados post tratamiento 58

5. Serología 72

6. Análisis estadístico 74

DISCUSIÓN 78

CONCLUSIONES 85

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 87

4

RESUMEN La fascioliasis es una enfermedad parasitaria de distribución mundial;

en Argentina producida por F. hepática, parasitando distintas especies

animales y al hombre. La provincia de Mendoza presenta una situación

particular con altas prevalencias en el ganado, casos humanos y tres

especies distintas de vectores. Las principales zonas de endemia se

encuentran en los valles andinos. El objetivo de este estudio fue evaluar en

bovinos el uso de una prueba de ELISA para el diagnostico de fascioliasis

en forma conjunta con los estudios coprológicos, caracterizar las

alteraciones hematológicas y bioquímicas y su respuesta tras el tratamiento.

Se realizaron 4 tipos de estudios: coprología mediante técnica de

sedimentación y flotación; serología mediante técnica de ELISA Fas-2;

hemograma y bioquímica sanguínea. Así mismo, luego de 58 dias post

tratamiento se repitieron los estudios coprológicos, hematológicos y

bioquímicos. Los resultados mostraron la presencia de F. hepatica (60%) en

bovinos de Uspallata, zona endémica de Mendoza y ausencia de animales

positivos en zona de llanura en Tupungato. A nivel hematológico se

detectaron en animales parasitados, baja hemoglobina, leucopenia,

neutropenia y monocitopenia significativas; valores que se incrementaron

luego del tratamiento, a excepción de la hemoglobina, junto con un

incremento del hematocrito. A nivel bioquímico en animales parasitados, se

detectaron diferencias significativas, con valores elevados de urea,

creatinina, GGT, albúminas, relación A/G, bilirrubina total, directa e indirecta;

y con valores bajos de GOT, GPT y globulinas. Luego del tratamiento se

observó una disminución significativa de urea, creatinina, relación A/G y un

incremento significativo de globulinas. Estos resultados podrían asociarse a

una fascioliasis crónica y a una inmunosupresión de los animales afectados.

El test de ELISA Fas-2 no fue útil en el diagnóstico, detectando sólo un

animal infectado, lo cual podría asociarse a factores genéticos del parásito o

factores inmunológicos de los animales parasitados.

5

ABSTRACT

Fascioliasis is a parasitic disease with worldwide distribution. In

Argentina is produced by Fasciola hepatica, affecting different animal species

and humans. Mendoza province is a hotspot with high prevalences in

livestock, human cases and three different species of vectors described so

far. The main endemic areas are located in andean valleys. The objective of

this study was to evaluate the use of a ELISA test for the diagnosis of

fascioliasis in cattle, associated with coprological studies, characterization of

the hematology and clinical chemistry and the response to treatment. Four

types of studies were undertaken: coprology by sedimentation and flotation

techniques, serology by ELISA Fas-2 technique, hemogram and blood

chemistry. Fifty eight days post treatment coprogical, hematological and

biochemical studies were reevaluated. The result shows the presence of F.

hepatica (60%) in cattle of Uspallata, endemic area of Mendoza and absence

of positive animals in low altitude areas of Tupungato. In hematological

studies in infected animals significant low hemoglobin, leucopenia,

neutropenia and monocytopenia was found; values which increases after the

treatment. In biochemical studies in infected animals, significant differences

were detected, with high values of urea, creatinin, GGT, albumin, A/G ratio,

bilirrubin, and with low values of GOT, GPT and globulins. After the treatment

was observed a significant decrease of urea, creatinin, A/G ratio, and an

increase of globulins. This result can be associated to a chronic fascioliasis

and to an immunosuppression of affected animals. The ELISA Fas 2 test

was not usefull in the diagnosis, detecting only one infected animal, which

can be associated to genetic factors of the parasite or to immunological

factors of the infected animals.

6

INTRODUCCIÓN

La fascioliasis es una enfermedad parasitaria producida por 4

especies de trematodos del género Fasciola, las dos especies principales

son F. hepatica y F. gigantica. La primera considerada de mayor importancia

por su amplia distribución, hasta el momento descripta en Europa, África,

Asia, Oceanía y América, y única especie descripta hasta el momento en

nuestro país (Figura 1). La segunda en cambio se restringe a zonas

tropicales, descripta sólo en África y Asia (Mas-Coma & Bargues, 1997). Las

otras especies son F. nyanzae, que afecta exclusivamente al hipopótamo

común y F. jacksoni, al elefante asiático (Mas-Coma et al., 2009).

Figura 1: Distribución de Fasciola sp. en el mundo (Torgerson & Claxton,

1999).

Distribución de Fasciola hepatica

Distribución de Fasciola gigantica

Áreas con presencia de ambas especies

7

Los conocimientos sobre la fascioliasis se han ampliando durante los

últimos años, lo que ha permitido un avance en la caracterización de su

epidemiología. En relación a la fascioliasis humana, hasta los años 90, era

considerada una enfermedad secundaria con sólo 2.000 casos publicados

(Chen & Mott, 1990), pero en la actualidad se estima que los casos

ascienden a 17 millones (Hopkins, 1992), distribuidos en 51 países y 5

continentes (Esteban et al., 1998), y con zonas de endemia en diversas

partes del mundo (Mas-coma et al., 1999a). Latinoamérica no está al margen

de esta situación, al existir zonas de hiperendemia humana en Perú (Marcos

Raymundo et al., 2004) y Bolivia (Mas-coma et al., 1999b).

En cuanto a la fascioliasis animal, las especies más comúnmente

afectadas son los bovinos y ovinos, sin embargo pueden verse afectados

caprinos, caballos, mulares, asnales, porcinos, camélidos, búfalos y, como

se detecto recientemente, algunas aves, (Soares et al., 2007). La

importancia en estas especies se fundamenta en las pérdidas productivas

que produce, desde disminución en la producción de carne o leche,

decomiso de vísceras, hasta la muerte de los individuos en los casos más

graves.

En cuanto al hospedador intermediario, se ha demostrado que la

fascioliasis es la enfermedad parasitaria transmitida por vectores con la

mayor distribución latitudinal, longitudinal y altitudinal conocida (Mas-coma

et al., 2009).

El ciclo de Fasciola hepatica (Figura 2) consiste en cinco fases, que

son: I) El paso de huevos desde el hospedador definitivo hacia el ambiente y

su subsecuente desarrollo. II) La eclosión del miracidio, búsqueda y

penetración del hospedador intermediario, caracoles lymnaeidos. III) El

desarrollo y multiplicación del parásito, esporocisto, redia y cercaria, dentro

del caracol. IV) La emergencia de la metacercaria al ambiente y su

enquistamiento. V) La ingestión de la metacercaria infectiva por el

hospedador definitivo y el desarrollo de trematodos adultos (Figura 3) en el

hígado (Andrews, 1998).

8

Figura 2: Ciclo de Fasciola hepatica (Dibujo: Micaela Miranday, UMaza)

Figura 3: Adultos de Fasciola hepatica

9

1. Situación de la fascioliasis en Argentina

Esta parasitosis es conocida desde hace mucho tiempo en nuestro

país, existiendo ya referencias a la misma en el siglo XIX (Durand Savoyat,

1867), ampliamente conocida por los pobladores rurales, incluso con

denominaciones regionales. En el norte del país se la denomina Unca, en el

centro y norte Chonchaco, en el litoral Saguaype, en la pampa húmeda

Palomilla del hígado y en Mendoza es conocida como Corrocho.

En lo referido a la fascioliasis humana, hay un gran desconocimiento,

ya que no es una enfermedad de denuncia obligatoria e históricamente se ha

subestimado el problema. Hasta hace unos años, se la consideraba una

enfermedad rara y esporádica, y según las revisiones se hablaba de 85

casos (Esteban et al., 1998). Sin embargo, recientemente se realizó en

Argentina un estudio de revisión en el cual se encontraron 619 casos

humanos publicados, desde el año 1924 hasta la actualidad, con la mayoría

de casos ubicados en valles andinos y áreas montañosas del centro del país

(Mera y Sierra et al., 2011). Si tomamos en cuenta que esto se refiere

exclusivamente a casos publicados, la situación real puede ser de una

magnitud mucho mayor.

El primer reporte de esta parasitosis en bovinos corresponde al año

1867, cuando ya se conocía que este trematodo denominado “saguaypé”

parasitaba el hígado del buey, de cabras, cerdos y liebres, entre otros, como

así también del hombre. Aunque todavía no se conocía la existencia de un

hospedador intermediario, se creía que adquirían la enfermedad al ingerir

agua donde estaba este gusano (Durand Savoyat, 1867).

En el ganado bovino, según los datos oficiales (SENASA, 1993, 1999,

2001, 2006), desde el año 1987 hasta el 2006, los decomisos por Fasciola

hepatica fueron del 1,14% (2.260.000 hígados decomisados de un total de

199.029.978 bovinos faenados). Sin embargo, si comparamos con las

prevalencias obtenidas por distintos autores en varias provincias de

Argentina, las diferencias son amplias. En la región del Nordeste Argentino

se hallaron prevalencias en decomisos de hígados bovinos del 23% en

Corrientes, 9% en Formosa, 14% en Chaco y 5% en Misiones (Reback et al.,

10

2005), mientras que en estudios coprológicos realizados en Corrientes se

hallaron 54% (Moriena et al., 2004) y 22,9% (Issia et al., 2007) de animales

parasitados. En la región del Noroeste Argentino se han detectado casos en

Salta, Jujuy y de Santiago del Estero, con prevalencias del 13% según

registros de faena en frigoríficos, y según estudios coprológicos y necropsias

realizadas en granjas de Salta de 3% y 14%, respectivamente (Dwinger et

al., 1982). En la región Pampeana los decomisos de hígados bovinos fueron

de 19% en Entre Ríos y 8% en Santa Fe (Reback et al., 2005). En provincias

de la región de Cuyo se encontraron un 3,30% de hígados parasitados en

frigoríficos de San Luis (Rossanigo et al., 1983) y del 67,5% y 34 % en

Mendoza (Mera y Sierra et al., 2005a; González et al., 2006). Más hacia el

sur del país, en la región Patagónica, en provincias como Santa Cruz y

Chubut, se han realizado relevamientos coprológicos encontrando

prevalencias del 17,5% de bovinos y ovinos parasitados (Aguilar &

Olaechea, 2008) y 52% de bovinos parasitados (Kleiman et al., 2007),

respectivamente; mientras que en Río Negro según registros de faena se

halló una prevalencia de de 12,11%, en animales que provenían de la

localidad de Río Negro y Buenos Aires (Pierini, 2009).

En pequeños rumiantes los estudios son escasos existiendo reportes

de un 60% (Álvarez et al., 2005) y 48,9% (Issia et al., 2009) de ovinos

parasitados en provincia de Corrientes, y del 100% de caprinos en una

localidad de Salta (Aguirre et al., 2005); no existiendo registros de esta

parasitosis según las entidades sanitarias oficiales.

2. Situación de la fascioliasis en la provincia de Mendoza

La provincia de Mendoza es considerada endémica para fascioliasis

animal, con reportes de importantes prevalencias en todas las especies de

ganado doméstico; incluyendo bovinos, caprinos, ovinos, caballos, asnales,

mulares y llama (Mera y Sierra et al., 2009) e inclusive algunas especies

silvestres, locales como el guanaco y coipo (Issia et al., 2009), e

introducidas como la liebre europea (Cuervo et al., 2011). Las zonas

11

endémicas se hallan ubicadas principalmente en zonas de altitud, al igual

que la totalidad de los casos humanos reportados.

2.1. Fascioliasis en animales

2.1.1. Pequeños rumiantes

La producción caprina es la más importante en Mendoza con 672.434

cabezas de ganado, y está representada principalmente por pequeños

productores de bajos recursos (De Gea et al., 2005). La principal zona

productora está ubicada en el departamento de Malargüe, en la zona

precordillerana (Macario et al., 2007). La producción ovina en Mendoza es

secundaria y se realiza en conjunto con la producción caprina. En los últimos

años se han realizado diversos relevamientos coprológicos, en Malargüe de

219 caprinos muestreados 83 (37,9%) presentaron huevos de F. hepatica en

materia fecal (Mera y Sierra et al., 2007). Luego en las Reserva Naturales de

Malargüe “La Payunia” y “Laguna de Llancanelo”, se encontraron ovinos y

caprinos parasitados, con prevalencias de 48,9 y 100%, respectivamente;

donde también se hallaron guanacos y coipos infectados (Issia et al., 2009).

En el departamento de San Carlos de 52 caprinos muestreados, 29 (55,8%)

presentaron F. hepatica en materia fecal (Morales et al., 2007). En un

muestreo coprológico más amplio de 605 caprinos y 210 ovinos estudiados

provenientes de los departamentos de San Carlos, Tunuyán, Luján de Cuyo

y Malargüe, el 33% (197) y 43% (91), respectivamente, estuvieron

parasitados (Sidoti et al., 2011).

2.1.2. Bovinos

La producción bovina en Mendoza, teniendo en cuenta el número de

cabezas 404.710 (INDEC 2002), se ubica en segundo lugar, luego de la

producción caprina. La misma se dedica principalmente a la cría, es decir a

la producción de terneros que luego se venden para su posterior engorde.

Dentro de la provincia la zona con mayor aptitud ganadera se ubican en este

y sur, comprendida por los departamentos de General Alvear, San Rafael,

Santa Rosa y La Paz (Ochoa, 2000). Otras regiones productivas importantes

se ubican en el oeste de la provincia, en zonas de valles andinos de

12

departamentos como San Carlos, Tunuyán, Tupungato y Malargüe. La

producción es en general de tipo extensiva (Rearte, 2007), y en los

establecimientos ubicados en las zonas precordilleranas, es frecuente la

aplicación de la práctica de trashumancia. Las prevalencias que se

encontraron para Mendoza en decomisos de hígados bovinos fueron del

67,5%, en animales que pastoreaban en valles de Tupungato (Mera y Sierra

et al., 2005) y 34% en animales que provenían de los departamentos de San

Carlos, Malargüe, Tunuyán y Tupungato (González et al., 2006).

2.1.3. Equinos

La producción equina es importante en la provincia, ya que es

ampliamente utilizado como medio de transporte en las zonas montañosas,

como elemento de trabajo en zonas rurales y con fines deportivos. En

Mendoza se han realizado distintos relevamientos coprológicos. En mulares

se halló una prevalencia del 19,4% (31) en 160 animales muestreados,

provenientes del Parque Provincial Aconcagua y de 2 regimientos del

Ejército Argentino ubicados en Uspallata (Sidoti et al., 2010). En asnos, de 3

individuos muestreados, el 100% tuvieron huevos de F .hepatica en heces

(Sidoti et al., 2008). En caballos de Perdriel, de 7 animales muestreados

43% (3) presentaron F. hepatica (Sidoti et al., 2009), mientras que en 78

caballos de Potrerillos, 19% (15) fueron positivos (Sidoti et al., 2010).

2.2. Fascioliasis en humanos

La fascioliasis humana en la provincia se estima que es una

enfermedad sub-diagnosticada, en parte por no encontrarse dentro de las

enfermedades de denuncia obligatoria. En un estudio retrospectivo realizado

recientemente, se detectaron desde el año 1927 hasta la fecha 28 casos

humanos de fascioliasis en Mendoza, todos ubicados en zonas montañosas

de la provincia, que coinciden con las zonas de endemia animal y la

presencia de vectores (Mera y Sierra et al., 2010).

2.3. Vectores de la fascioliasis

Tradicionalmente en Mendoza se creía que el único hospedador

intermediario era Lymnaea viatrix, sin embargo estudios recientes

13

demostraron la presencia de dos nuevos vectores: Galba Truncatula

(Bargues et al., 2006) el vector más eficiente de fascioliasis (Bargues et al.,

2007a) y Lymnaea neotropica (Figura 4) (Mera y Sierra et al., 2009), una

nueva especie descripta por primera vez en Perú (Bargues et al., 2007b). El

hallazgo de este nuevo vector fue de gran relevancia, no sólo por ser la

primera descripción para Mendoza y el país, sino también por encontrarse a

una altitud de 902 msnm, altitud más baja del rango conocido hasta esa

fecha. Anterior a esto, el rango altitudinal que se había descripto para los

lymnaeidos en Mendoza era de 1526 a 2638 metros sobre el nivel del mar

(msnm) (Mera y Sierra, 2005b). Así mismo, en este lugar, se encontraron 5

especies animales parasitadas, incluyendo bovinos, caprinos, caballos,

asnos y llamas (Mera y Sierra et al., 2009).

Figura 4: Lymnaea neotropica: (A) vista ventral y (B) vista dorsal

3. El bovino como reservorio de Fasciola hepatica.

Al ubicarse la forma infectante en la vegetación los principales

hospedadores son animales herbívoros, entre los cuales se ha visto que los

14

más comúnmente afectados son ovinos y bovinos. En bovinos esta

parasitosis se ha descripto en distintas partes del mundo. En el continente

americano, en países como Canadá se halló una prevalencia superior al

68% (Bouvry & Rau, 1986), en Chile superior al 94% (Alcaíno, 1985), en

Perú 36% (Ticona et al., 2010). En Nueva Zelanda se halló un 8,5% de

animales parasitados (Mitchell, 1995). En Europa, en países como España

las prevalencias fueron de 29,5% (González-Lanza et al., 1989) y en Irlanda

y Reino Unido, 45% y 10%, respectivamente (Torgenson & Claxton, 1999).

Los síntomas más comunes en el ganado bovino son pérdida de

peso, anorexia, palidez de las mucosas, detención del crecimiento y

constipación. Al comienzo de la enfermedad, las lesiones son típicas de una

hepatopatía aguda, con traumatismo y hemorragias hepáticas, que luego

evolucionan a una hepatopatía crónica (Figuras 5 y 6), con una intensa

reacción tisular caracterizada por fibrosis y calcificación de los conductos

biliares (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 1999). Sumado a esto pueden existir

asociaciones con otros parásitos o bacterias, que agraven el cuadro, como

se ha visto en el caso de una invasión clostridial secundaria, la cual puede

culminar en muerte repentina. En bovinos se ha demostrado que la

infección por Fasciola hepatica puede producir reducción de la eficiencia

reproductiva (Olaechea, 2004) y pérdidas en la ganancia de peso desde un

8% a 9% en infecciones leves con bajo número de adultos, hasta de 28% en

animales con una mayor carga de parásitos. Por otra parte, en el ganado

lechero, la producción de leche en animales parasitados puede decaer

un14% (Torgenson & Claxton, 1999).

15

Figura 5: Lesiones de calcificación en hígados bovinos

Figura 6: Adultos de F. hepatica en hígados bovinos

Si tenemos en cuenta la patogenia de las fascioliasis en los distintos

reservorios, los bovinos están dentro de los hospedadores que adquieren

una resistencia moderada a la infección (Olaechea, 2004), y que reaccionan

con un cierto retraso frente a la presencia del parásito permitiendo su

establecimiento (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 2000). En el campo

experimental, se ha observado una protección promedio del 72,5% a la re

infección luego de una sensibilización con una dosis de 750 metacercarias

(Doyle, 1973). En estudios realizados en Argentina se ha observado que los

animales con infecciones más severas presentaban un menor número de

trematodos, lo cual podría estar asociado a la posible resistencia que

16

adquieren los animales por la severa fibrosis que impide el establecimiento

de los parásitos (Dwinger et al., 1982). Sin embargo, otros estudios han

demostrado que animales con una infección crónica natural siguen siendo

susceptibles a la infección experimental (Cleary et al., 1996). Así mismo es

posible encontrar prevalencias importantes en adultos. En trabajos

argentinos, al analizar las prevalencias según edad de los animales, las

categorías más afectadas fueron vacas (Rossanigo et al., 1983), vacas y

vaquillonas (Kleiman et al., 2007), vaquillonas y novillos (Pierini, 2009).

4. Hematología y bioquímica en rumiantes con F. hepatica

Los datos sobre hallazgos hematológicos y bioquímicos de las

fascioliasis en bovinos son escasos. Según diversos autores, se puede

observar en bovinos parasitados incremento de las proteínas por aumento

de las inmunoglobulinas, anemia macrocítica normocrómica y eosinofilia

marcada (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 2000). En un ensayo realizado en la

provincia de Corrientes, Argentina, en novillos de cruza cebú previo a su

sacrificio en un matadero-frigorífico, se encontraron valores

significativamente (p < 0,05) más elevados de leucocitos, eosinófilos,

gamma globulinas y gammaglutamil transferasa (GGT), al comparar un

grupo de animales parasitados versus un grupo sin presencia de F. hepatica

(Mussart & Coppo, 2009). En Irán, al comparar distintos parámetros

sanguíneos de un grupo de bovinos parasitados con un grupo de bovinos no

infectados, se halló en los animales afectados, anemia normocítica

hipocrómica, deficiencia de hierro, elevada actividad de Aspartato

Aminotransferasa (GOT/AST), GGT y Fosfatasa Alcalina (FAL) (p<0,05). La

anemia fue asociada a la hematofagia producida por los parásitos adultos y

a la pérdida de sangre hacia el intestino; y el aumento de las enzimas

hepáticas con hepatitis crónica y lesión de los ductos biliares (Lotfollahzadeh

et al., 2008). En otro estudio al analizar semanalmente los parámetros

bioquímicos en terneros infectados experimentalmente, se observó un

incremento en la actividad de AST en las primeras 4 semanas post infección,

y de GGT luego de la 9º semana post infección. El incremento en AST se

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Lotfollahzadeh%20S%22%5BAuthor%5D

17

asoció a un daño del parénquima hepático mientras que el aumento de GGT

a un daño hepatobiliar, lo cual podría permitir diferenciar las fases

migratorias y biliares de la infección. A su vez, estos parámetros no fueron

indicativos de éxito o fracaso en el tratamiento de infecciones con parásitos

adultos (Wyckoff & Bradley).

Por otra parte en ovinos parasitados con F. hepatica se observó

anemia normocítica hipocrómica severa, leucocitosis con neutrofilia y

eosinofilia, elevada actividad de GGT, hipoalbuminemia, hiperglobulinemia y

baja concentración de creatinina (Matanovic et al., 2007). En otro estudio

realizado en Inglaterra, en ovinos con fascioliasis aguda se halló

hipoalbuminemia, hiperglobulinemia, y elevación de AST, GGT y glutamato

deshidrogenasa (GLDH), con un grado de aumento mucho mayor en las

últimas dos (Scott et al., 2005). En trabajos de evaluación de antihelmínticos

en ovinos, se halló en animales parasitados anemia macrocítica e

hipocrómica, niveles de proteínas y albúminas normales, niveles elevados de

GGT, leve incremento de AST y ALT (Martínez – Valladares et al., 2010).

En el caso de F. gigantica, al comparar un grupo de bovinos

infectados versus un grupo de bovinos no infectados se encontraron anemia,

por bajo hematocrito y bajo recuento de glóbulos rojos, neutrofilia con

eosinofilia, y en suero elevada bilirrubina, AST, ALT y FAL (Al Quraishy & Al

Moussawi, 2006).

5. Diagnostico de fascioliasis en bovinos: Coprología y Serología.

Si bien el diagnóstico definitivo de fascioliasis se logra, en el animal

vivo a partir del hallazgo de huevos en materia fecal y en el animal muerto,

mediante la visualización de duelas adultas en el hígado, en algunos casos

son necesarios otros métodos diagnósticos, como ocurre en la etapa aguda

de esta enfermedad, cuando los parásitos aún están madurando y los

huevos no pueden encontrarse en la materia fecal. Teniendo en cuenta que

la prepatencia, que en bovinos es de 55 a 56 días aproximadamente (Rojo

Vázquez & Ferre Pérez, 2000), es importante contar con otras herramientas

18

que permitan el diagnóstico durante esta etapa. Por otro lado otros factores

como las bajas cargas de huevos por gramo (HPG) que se encuentran en

las heces, y la eliminación intermitente que ocurre en algunas ocasiones,

dificultan el hallazgo de los mismos. En el caso de bovinos se han

encontrado recuentos bajos de hasta 0,3 HPG (Kleiman et al., 2007).

En varios estudios se ha comparado la utilidad de las técnicas

coproparasitológicas obteniendo resultados variables. En un estudio donde

se compararon distintas técnicas en rumiantes se obtuvieron senbilidades de

80% con la técnica de Sedimentación de Dennis, Stone & Swanson, y 90%

con la Sedimentación de Boray y Pearson (Aguirre et al., 1998). En humanos

al comparar técnicas coprológicas se obtuvieron rendimientos de 20,61%,

con la técnica de Sedimentación rápida de Lumbreras, de 13,40% con la

Sedimentación Espontanea y de 7,72% con la Concentración Éter-formol

(Maco Flores et al., 2002). Así mismo en herbívoros domésticos se evaluó el

uso de la Sedimentación rápida de Lumbreras y Concentración con Éter-

formol, obteniendo un rendimiento de 92% y 40%, respectivamente (Deis et

al., 2008). Si bien algunos de estos procedimientos arrojan una alta

sensibilidad ninguno descarta la posibilidad de falsos negativos.

La serología, es decir la medición de las interacciones antígeno-

anticuerpo con fines diagnósticos, es una de las herramientas que se han

estado utilizando y perfeccionando, con el objetivo de lograr un método con

la mayor especificidad y sensibilidad, y a su vez con una practicidad que

permite su aplicación en forma masiva. Dentro de esta área podemos

encontrar distintos tipos de pruebas: pruebas de unión primaria (ELISA,

Radioinmunoanálisis), pruebas de unión secundaria (Precipitación,

Aglutinación, Hemoaglutinación) y pruebas in vivo. Entre las pruebas más

importantes de inmunoanálisis que se utilizan en veterinaria está la técnica

de ELISA o Enzyme-Linked Immunosorbant assay, la cual puede emplearse

para detectar y cuantificar tanto antígenos como anticuerpos (Tizard, 1998).

Distintos antígenos pueden emplearse en las técnicas de ELISA

indirectas. Estudios comparativos realizados sobre la caracterización

inmunológica de los productos de excreción-secreción revelan que son

19

antígenos mucho más simples, inmunogénicos y específicos que los

extractos somáticos y tegumentarios (Espino et al., 1993). A su vez, el

antígeno Fas2 ha demostrado ser un marcador antigénico altamente

sensible y específico en humanos (Córdoba et al., 1997; Córdoba et al.,

1999), en bovinos (Maco Flores et al, 2002) y en alpacas (Neira et al., 2001).

En Argentina se han ensayado distintas técnicas de ELISA, en

bovinos para detectar coproantígenos de F. hepatica en materia fecal

(Fascidig®) obteniendo mayores prevalencias en comparación con las

técnicas coprológicas (Moriena et al., año); en ovinos mediante ELISA con

proteínas recombinante como antígenos (Carnevale et al., 2001a); y en

humanos técnicas de ELISA para detectar anticuerpos mediante proteínas

recombinantes (Carnevale et al., 2001a) y mediante antígenos de excreción-

secreción (Carnevale et al., 2001b). En diferentes zonas de Perú, mediante

el uso del kit Fas2-ELISA se hallaron prevalencias de fascioliasis de 32,48%

(Marcos Raymundo et al., 2004) y 3,9% en humanos y de 23,1% en vacunos

(Valencia et al., 2005); paralelamente se estandarizó un ensayo

inmunoenzimático (ELISA) de detección de anticuerpos y se evaluó un

ensayo inmunoenzimático de detección de coproantígenos (sandwich-

ELISA) para Fasciola hepatica en un grupo de alpacas (Li et al., 2005). En

México se compararon técnicas coprológicas vs ELISA para el diagnóstico

de F. hepatica en bovinos, ovinos y caprinos, obteniendo mayor positividad

con la última (Munguía et al., 2007). En dos zonas de Argelia, se

encontraron en bovinos prevalencias de 9,1% y 27% mediante decomisos de

hígados, y de 6,3 y 26,7% mediante estudios serológicos de ELISA

(Mekround et al., 2004). En Rumania se estandarizó la técnica de ELISA

utilizando el antígeno F2 para un programa de monitorización de fascioliasis

en ovinos y bovinos, capaz de detectar anticuerpos en muestras individuales

de suero, en sueros mezclados de varios animales de una misma manada o

en muestras de tanques de leche (Oprescu et al., 2010).

6. Tratamiento de fascioliasis en animales.

El tratamiento de los animales afectados tiene dos fines principales,

por un lado desde el punto de vista del control de la enfermedad, para

20

interrumpir la liberación de huevos con la materia fecal, previniendo la

infección de los caracoles y posterior contaminación del ambiente. Por otra

parte, el fin terapéutico, que consiste en combatir tanto las fasciolas adultas,

localizadas en los conductos biliares, como así también las fasciolas

inmaduras en migración por el parénquima hepático, con el fin de restaurar

la funcionalidad del hígado. De esta manera, podemos clasificar a los

antihelmínticos fasciolicídas de acuerdo a su acción sobre formas inmaduras

y/o maduras, como se detalla en la tabla 1 (Olaechea, 2004). Así, en la

fascioliasis aguda el fármaco de elección es el triclabendazol, por su alta

eficacia en las fasciolas maduras e inmaduras, mientras que en la sub-

aguda, si bien el triclabendazol es también la droga de elección, pueden

utilizarse clorsulón, netobimin, nitroxynil. Finalmente en la fascioliasis crónica

todos los antihelmínticos eficaces contra las fasciolas adultas son útiles,

entre ellos triclabendazol, closantel, albendazole, oxiclozanida, netobimin,

nitroxynil, etc. (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 2000).

Fármaco Edad en semanas de F. hepatica / % Eficacia contra fasciolas

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Triclabendazol

10 mg/kg

80 – 90 % 100%

Diamphenetide

100 mg/kg

80 – 90 % 90 - 50%

Closantel

Rafoxanide

Brotianide

50 – 90 % 91 – 99 %

Nitroxynil

Clorsulón

Clioxanide

50 – 90 % 91 – 99 %

Albendazole

Netobimin

Oxycloxanide

Hexaclorofeno

50 –

90% 91 – 99 %

Tabla 1: Efectividad de los distintos antihelmínticos contra los diferentes

estadios de Fasciola hepatica (Olaechea, 2004)

21

La aplicación de los antihelmínticos debe realizarse en forma

estratégica de acuerdo a cada zona, con un mínimo de dosificaciones y

coordinado con prácticas de manejo y movimientos de hacienda para

optimizar su eficacia, ya que la mala aplicación de los mismos puede

favorecer el desarrollo de resistencia a los antiparasitarios. En Holanda, es

una explotación ovina, luego de una gran mortandad de animales por

fascioliasis sub-aguda y crónica, los cuales habían sido periódicamente

desparasitados con Triclabendazol (TCBZ), se decidió realizar un estudio de

resistencia a esta droga. Este ensayo se llevó a cabo en vacas lecheras y

vaquillonas, en las cuales se evaluó la eficacia de TCBZ en comparación con

Clorsulon, y en ovejas con TCBZ y Closantel, midiendo el número de HPG

eliminados en materia fecal. Se halló resistencia a TBZ, con porcentajes de

reducción de HPG de 15,3%, 4,3% y 36,6% respectivamente, siendo el

primer reporte de resistencia en ganado bovino (Moll et al., 2000). Estas

cepas de fasciolas resistentes, al ser utilizadas en una infección

experimental de ovinos, también demostraron resistencia al TCBZ

(Gaasembeek et al., 2001). En España, provincia de León se detecto en

ovinos resistencia a TCBZ, Albendazol y Clorsulón (Vara del Río et. al,

2006). Nuestro país no está al margen de esta situación, ya que se ha

observado resistencia a distintos antiparasitarios. En el caso de la

gastroenteritis verminosa de los rumiantes se visto resistencia hacia

ivermectina en ovinos y bovinos, y hacia febendazol en ovinos (Olaechea,

2007). Por otra parte, en el caso de fascioliasis, es sumamente preocupante

el reciente reporte de resistencia a TCBZ en bovinos de la provincia de

Neuquén (Olaechea et al., 2011).

7. Caracterización molecular de F. hepatica

Los avances en la caracterización molecular de estos trematodos han

demostrado que F. hepatica y F. gigantica son muy cercanas y que su

divergencia evolutiva ha sido reciente. Diversas técnicas pueden emplearse

en la caracterización genética, entre los marcadores más utilizados se

encuentran los espaciadores internos transcriptos (ITS-1 e ITS-2) del ADN

ribosomal, y los genes mitocondriales COX-1 y NAD-1. Mediante ITS-2 se

han detectado 2 haplotipos de F. hepatica: ITS-2 H1 presente en España,

22

Córcega, Polonia, Perú, Argentina, Chile, Bolivia, Venezuela, Ecuador,

Méjico y Uruguay. ITS-2 H2 presente en España, Perú, Argentina, Bolivia,

Méjico y Uruguay. Mediante el ITS-1 se ha encontrado un solo haplotipo

(Mas-Coma et al, 2009). Por otro lado, mediante la caracterización del gen

COX-1 se diferenciaron 69 haplotipos y de la proteína COX1 se diferenciaron

23 haplotipos. Mediante el gen NAD-1 se identificaron 51 haplotipos y de la

proteína NAD1 se identificaron 15 haplotipos. De estos últimos, cinco son

exclusivos de Argentina, dos de Bolivia, dos de Perú uno de Méjico y otro de

España y Polonia (Mas-Coma et al, 2009).

8. Objetivos

El objetivo principal fue:

Detectar la presencia de bovinos parasitados mediante técnicas coprológicas

y mediante técnica de ELISA con el Kit Fas-2.

Los objetivos secundarios fueron:

I. Evaluar la aplicación del kit de ELISA fas-2 en bovinos de

Mendoza, Argentina.

II. Comparar la positividad obtenida con la técnica serológica

versus la técnica coprológica.

III. Determinar la presencia de alteraciones en los parámetros

hematológicos y bioquímicos de animales parasitados.

IV. Relacionar las alteraciones hematológicas y bioquímicas con la

presencia o ausencia de esta parasitosis en el ganado vacuno.

V. Evaluar la respuesta al tratamiento al Triclabendazol, tanto en

la eliminación de los huevos de F. hepatica en materia fecal

como la respuesta de los parámetros hematológicos y

bioquímicos.

23

MATERIALES Y MÉTODOS

1. Tipo de Estudio

Descriptivo transversal correlacional.

2. Caracterización de las áreas de estudio

Se tomaron muestras en dos establecimientos ganaderos de la

provincia de Mendoza.

El primer establecimiento muestreado (Figura 7) fue en una zona no

endémica de fascioliasis, sin presencia de lymnaeidos vectores,

específicamente, ubicado en Tupungato a orillas del Río Tunuyán (33º 03’

25” Sur, 69º 00’ 35. 52” Oeste) a una altitud de 860 msnm. Se trató de una

cabaña dedicada a la producción de bovinos de raza Aberdeen Angus, en la

cual los animales son alimentados en base a pasturas naturales, fardos de

alfalfa y suplementos proteicos, y sin trashumancia. En este campo se

muestrearon 34 animales identificados mediante caravanas, entre ellos 32

vacas y 2 toros. La condición corporal más frecuente fue de 2,5 (rango: 2 a

2,5).

24

Figura 7: Tupungato (baja altitud) en zona no endémica de fascioliasis

El segundo establecimiento muestreado (Figuras 8), fue en una zona

endémica de fascioliasis, con presencia de lymnaeidos vectores (Mera y

Sierra, 2006), y con reportes de animales y humanos infectados, ubicada en

el departamento de Las Heras, Uspallata (32º 35’ 26.55” Sur, 69º 21’ 13.62”

Oeste) a una altitud de 1888 msmn. Se trató de una producción dedicada a

la cría de bovinos mestizos en la cual se aplica la trashumancia, realizando

la veranada desde finales de octubre hasta principios de abril en la

Quebrada de Matienzo (32º 47’ 47.10” Sur, 70º 04’ 40” Oeste) ubicada a

3228 msnm. El resto del año los animales son alimentados con pasturas

naturales, alfalfa y zanahoria. En este campo se muestrearon 35 individuos

identificados mediante caravanas y nombre, entre ellos terneros, vaquillonas,

vacas, novillos y toros. La condición corporal más frecuente fue de 2,5

(rango: 2 a 3).

Figura 8: Uspallata, zona endémica de fascioliasis

25

3. Bienestar Animal

Los animales serán llevados desde los potreros en marcha tranquila

sin gritos ni el uso de perros. En el corral no se utilizaran picanas ni otros

elementos que perturben al animal. La restricción en el cepo será suave, y

solo en el caso de ser necesario, se utilizará mocheta para inmovilizar la

cabeza del animal. Las muestras de materia fecal se tomaran del recto con

doble guante lubricado con vaselina líquida. Las muestras de sangre se

tomaran de la vena coccígea mediante agujas 25/8 y jeringas de 5 ml

descartables y estériles.

4. Recolección de muestras

En la recolección de muestras, los operarios utilizaron elementos de

bioseguridad, antiparras, barbijo, doble guante y ambo.

Al día 0 (04/09/2011) se tomaron muestras de materia fecal en ambos

campos directamente del recto (Figura 9), luego fueron colocadas en bolsas

plásticas, identificadas (Figura 10) y mantenidas refrigeradas hasta su

transporte al laboratorio. Las mismas se conservaron a 4ºC hasta su

procesamiento, el cual se realizó dentro de las 48 horas.

Al día 58 post tratamiento (01/11/2011) en el campo de Uspallata se

tomaron nuevamente muestras de materia fecal en animales que fueron

positivos a F. hepatica en el primer muestreo coprológico, para evaluar el

resultado al tratamiento.

26

Figura 9: Toma de muestras de materia fecal del recto

Figura 10: Muestra de materia fecal en bolsa de plástico.

Al día 0 se tomaron muestras de sangre en ambos campos, de la

vena coccígea con aguja 25/8 y jeringa de 5 ml (Figura 11). Dos terceras

partes de la muestra se traspasaron a un tubo sin anticoagulante para la

serología y parámetros bioquímicos, y el tercio restante de muestra se

colocó en un tubo con anticoagulante EDTA para hematología. En el

laboratorio las muestras se hemograma se conservaron a 4ºC y las muestras

de suero, previa separación del mismo, se colocaron en tubos de micro

27

centrífuga y se conservaron a -20º C. Todas las muestras se procesaron

dentro de las 24 horas post extracción.

Al día 58 post tratamiento (01/11/2011) en el campo de Uspallata, se

tomaron nuevamente muestras de sangre de animales que fueron positivos

a F. hepatica en el primer muestreo coprológico, para detectar la presencia

de cambios en los parámetros sanguíneos evaluados y resultado al

tratamiento.

Figura 11: Toma de muestras de sangre de la vena coccígea

5. Técnicas coprológicas

Con el objetivo de determinar la presencia de huevos de Fasciola

hepatica se realizó una técnica de sedimentación y, en las muestras

positivas, cuantificación de los huevos por gramo. Para determinar la

presencia de otros parásitos gastrointestinales y a la vez la cantidad de

28

huevos por gramos de los mismos, se realizó una técnica de flotación simple

cuantitativa. Las técnicas empleadas se detallan a continuación:

5.1. Sedimentación Rápida modificada de Lumbreras

Se tomaron alrededor de 10 gramos de materia fecal, se maceraron

con agua corriente en mortero y se filtró con colador. Se traspasó el filtrado a

un vaso de 250 ml y se rellenó con agua corriente. Se dejó sedimentar 4

minutos y se descartó el sobrenadante. Se rellenó con agua el vaso

nuevamente y se repitieron los lavados 3 veces hasta que se observó un

sobrenadante límpido (Lumbreras et al., 1962). Luego del último lavado el

contenido del vaso se pasó por filtro de 150 micras y se dejó sedimentar 4

minutos. Se descartó el sobrenadante y el sedimento se colocó en una placa

rectangular y se miró al microscopio a 4X. Para determinar el número de

huevos por gramo, se repitió la misma técnica con 2 gramos de materia

fecal, se contaron el número de huevos encontrados y se dividió por 2.

Figura 12: Sedimentación rápida modificada de Lumbreras

5.2. Flotación simple de Wisconsin

29

Se pesó 1 gramo de materia fecal, se maceró con 10 ml de agua y se

filtró con colador. De esta dilución se tomó 1 ml y se colocó en tubo de

centrifuga. Se rellenó el tubo con solución sobresaturada de azúcar hasta

formar un menisco y se colocó un cubreobjetos encima. Luego de 15

minutos se tomó el cubreobjetos, se colocó en un portaobjetos y se miró al

microscopio a 10X. Se contaron el número de ooquistes o huevos que se

encontraron, y se multiplicó por 10 para obtener el número de huevos por

gramo (Cox & Tod, 1962).

Figura 13: Técnica de flotación simple de Wisconsin

6. Técnicas hematológicas

Las muestras con EDTA fueron procesadas con el contador

hematológico Abacus Junior Vet (Figura 14) para determinar hematocrito,

volumen globular medio, nº de eritrocitos, leucocitos y plaquetas por mm3.

Por otra parte se realizaron frotis sanguíneos para determinar el recuento

diferencial de leucocitos, los mismos se fijaron con metanol y colorearon con

Giemsa. Los valores de referencia hematológicos en bovinos se detallan en

la Tabla 2 (Teare, 2002).

30

Figura 14: Procesamiento de muestras en contador hematológico

veterinario Abacus Junior Vet.

Valores hematológicos de referencia en bovinos Rango

VCA (%) 24 – 48

Eritrocitos x 106 /mm

3 5 – 10

VGM (fl) 40 – 60

Hb (g/dl) 8 – 14

Plaquetas 103/mm

3 100 – 800

Leucocitos /mm3

4000 – 12000

Neutrófilos segmentados, recuento relativo (%) 15 – 45

Neutrófilos segmentados, recuento absoluto (mm3) 600 – 5400

Neutrófilos en banda, recuento relativo (%) 0 – 2

Neutrófilos en banda, recuento absoluto (mm3) 0 - 240

Linfocitos, recuento relativo (%) 45 – 75

Linfocitos, recuento absoluto (mm3) 1800 – 9000

Monocitos, recuento relativo (%) 2 – 7

Monocitos, recuento absoluto (mm3) 80 – 840

Eosinófilos, recuento relativo (%) 2 – 20

Eosinófilos, recuento absoluto (mm3) 80 – 2400

Basófilos, recuento relativo (%) 0 – 2

Basófilos, recuento absoluto (mm3) 0 – 240

Tabla 2: Valores hematológicos en bovinos (Teare, 2002).

7. Técnicas bioquímicas

31

En las muestras de suero, los parámetros bioquímicos se

determinaron con autoanalizador INCCA (Figura 15), mediante los siguientes

métodos:

- Urea: Método enzimático UV 340 nm (GT Lab, Rosario, Argentina).

- Creatinina: Método color cinético UV (GT Lab, Rosario, Argentina).

- Aspartato Aminotransferasa (GOT/AST): Método Cinético UV IFCC

modificado 340 nm (GT Lab, Rosário, Argentina).

- Alanina Aminotransferasa (GPT/ALT): Método Cinético UV IFCC

modificado 340 nm (GT Lab, Rosário, Argentina).

- Fosfatasa Alcalina (FAL): Método cinético 405nm (GT Lab, Rosario,

Argentina).

- Gamma glutamil transferasa (GGT): Método cinético 405 nm (GT Lab,

Rosário, Argentina).

- Proteínas totales: Método de Biuret, Colorimétrico 540nm

(ByoSistems, Barcelona, España).

- Albúminas: Método colorimétrico 630 nm (ByoSistems, Barcelona,

España).

- Globulinas: Diferencia entre proteínas totales menos albúminas.

- Relación albúmina /globulina: División de albúminas por las

globulinas.

- Bilirrubina Total (BT): Método colorimétrico Diazo reacción 640nm


- Bilirrubina Directa (BD): Método colorimétrico Diazo reacción 640nm


- Bilirrubina Indirecta (BI): Diferencia de BT menos BD.

32

Figura 15: Procesamiento de muestras en autoanalizador INCCA

Los valores de referencia bioquímicos en bovinos se detallan en la

tabla 3 (Teare, 2002).

Valores de bioquímica sanguínea de referencia en bovinos

Urea (mg/dl) 20 – 30

Creatinina (mg/dl) 1 – 2

GOT (UI/l) Hasta 80

GPT (UI/l) Hasta 50

FAL (UI/l) Hasta 200

GGT (UI/l) Hasta 27

PT (g/dl) 4,8 – 9,8

Albúminas (g/dl) 2,2 – 4,4

Globulinas (g/dl) 2 – 6,2

Relación A/G 0,45 – 1,31

BT (mg/dl) Hasta 0,8

BD (mg/dl) Hasta 0,2

BI (mg/dl) Hasta 0,5

Tabla 3: Valores de referencia en bovinos (Teare, 2002)

8. Técnicas serológicas

Se realizó el test de ELISA con el kit Fas2 (Figura 16 y 17), siguiendo

las instrucciones que se detallan a continuación:

33

1- Se colocaron todos los reactivos a temperatura ambiente (21 – 25º C),

sacando las tiras necesarias para la prueba, y guardando el resto

inmediatamente entre 2 – 8º C.

2- Se corrió un blanco y los controles positivo y negativo con cada

ensayo realizado, identificando los pocillos adecuadamente.

3- Se preparó una dilución 1/200 de los sueros a evaluar con solución

diluyente, colocando 10 µl de la muestra en tubo de ensayo y 190 µl

de solución diluyente. De esa dilución se tomaron 10 µl y se colocaron

en su respectivo pocillo (volumen final por pocillo 100 µl).

4- Para los sueros control se realizó una dilución 1/10 en cada uno de

los pocillos (volumen final por pocillo 100 µl), colocando 10 µl del

suero control y 90 µl de solución diluyente, y se mezclo evitando la

formación de burbujas.

5- En el pocillo del blanco sólo se colocó 100 µl de solución diluyente.

6- Se incubaron los pocillos en estufa a 37º C durante 1 hora.

7- Al finalizar la incubación, se vació el contenido de los pocillos y se

realizaron 5 lavados de 4 minutos cada uno, con 300 µl de solución

de lavado 1X. Los residuos se removieron invirtiendo la placa de

pocillos en un papel toalla.

8- Se preparó una dilución 1/50 del conjugado anti-IgG bovino con

solución diluyente. De esta dilución se colocaron 100 µl por pocillo,

incluyendo al blanco.

9- Se incubaron en estufa a 37º C durante 1 hora.

10- Se repitió el lavado del detallado en el paso 7.

11- Se colocaron 100 µl de sustrato TMB dentro de cada pocillo,

incluyendo al blanco, y evitando la formación de burbujas.

12- Se incubaron los pocillos a temperatura ambiente y en oscuridad

durante 30 minutos.

34

13- Para detener la reacción, se adicionaron 50 µl de la solución stop en

cada pocillo incluyendo el blanco.

14- Se procedió a la lectura en lector de ELISA (Figura 18) a 450 nm.

Los muestras analizadas se consideraron positivas cuando las

lecturas fueron mayores a 0.2 nm y negativas cuando fueron menores a 0.2

nm.

Figura 16: Kit de ELISA Fas-2

Figura 17: Componentes del Kit de ELISA Fas-2

35

Figura 18: Lector de ELISA

9. Tratamiento antiparasitario de animales

Al día 0 todos los animales del campo de Uspallata fueron tratados

con Triclabendazol Faxicur ® (Figura 19) a una dosis de 12mg/kg, por vía

oral.

Figura 19: Triclabendazol, suspensión oral

36

10. Estadística

El análisis estadístico se realizó utilizando InfoStat versión 2008

(Grupo InfoStat, FCA, Universidad Nacional de Córdoba, Argentina). Para

las variables numéricas se calcularon las medias, desvío estándar y

rango. Para comparar las medias de variables continuas se utilizó el Test

de Student. Para la estadística descriptiva multivariada se utilizo el

análisis por conglomerados. Para la comparación de variables

binomiales se utilizo el test de Fisher. Se consideró significativo cuando

el p<0,05.

37

RESULTADOS

1. Coprología

En el campo de Tupungato de los 31 individuos muestreados ninguno

presentó huevos de F. hepatica en materia fecal (Tabla 4), se hallaron

huevos tipo estrongilido en 6 individuos (19,35%), con cargas en promedio

de 15 ± 9,49 hpg (valor máximo: 25 hpg, valor mínimo: 5 hpg).

En el campo de Uspallata de los 33 individuos muestreados 19

(57,57%) presentaron huevos de F. hepatica (Figura 20) en materia fecal

(Tabla 4), con cargas de 1,32 ± 0,82 hpg (valor máximo: 4, valor mínimo: 1).

Así mismo se encontraron huevos tipo estrongilido (Figura 21) en 2

individuos, con cargas de 5 y 10 hpg; y ooquistes de Eimeria spp (Figura 22)

en 6 individuos, con cargas en promedio de 39,17 ± 49,84 hpg (valor

máximo: 115, valor mínimo: 5).

Figura 20: Huevo de F. hepatica

Figura 21: Huevo tipo estrongilido

38

Figura 22: Ooquiste de Eimeria spp.

Campo de Tupungato Campo de Uspallata

Nº Resultado Nº Resultado

1 Negativo 1 Fasciola hepatica (1HPG)

2 Negativo 2 Negativo



5 Negativo 5 Fasciola hepatica (1HPG)

6 Negativo 6 Fasciola hepatica (1 HPG)




10 Negativo 10 Eimeria spp (15 OPG)


12 Negativo 12 Fasciola hepatica (1 HPG) Eimeria spp (5 OPG)




16 Estrongilidos (5 HPG) 16 Estrongilidos (5 HPG)


18 Estrongilidos (25 HPG) 18 Negativo

19 Estrongilidos (25 HPG) 19 Negativo






25 Estrongilidos (20 HPG) 25 Fasciola hepatica (1 HPG) Eimeria spp (5 OPG) Estrongilidos (10

HPG)

27 Estrongilidos (10 HPG) 26 Eimeria spp (90 OPG)




33 Estrongilidos (5 HPG) 30 Fasciola hepatica (2 HPG)


32 Fasciola hepatica (1 HPG)

33 Negativo

Tabla4: Resultados coprológicos

39

Figura 23: Resultados coprológicos

2. Hematología

Los datos hematológicos obtenidos se detallan en la tabla 5, en la

cual se especifican promedio, desviación estándar, valor mínimo y valor

máximo, de cada determinación.

Establecimiento Tupungato (n=22) Uspallata (n=17) Uspallata (n=10)

Resultados

Coprológicos

Negativos Positivos Negativos

VCA (%) 26,55 ±2,34 (22 – 32) 26,18 ±2,94 (21 – 31) 29,20 ±3,01 (23 – 33)

Eritrocitos 106 /mm

3 5,99 ±0,52 (4,97 – 7,02) 6,28 ±0,10 (4,58 – 8,55) 6,79 ±1,11 (4,85 – 8,62)

VGM (fl) 44,36 ±2,57 (41 – 51) 42,12 ±5,15 (33 – 52) 42,30 ±4,35 (36 – 49)

Hb (g/dl) 10,25 ±0,99 (8,90 – 12,60) 9,36 ±1,27(7,30 – 11,80) 10,39 ±1,48 (7,90 – 12,50)

Plaquetas 103/mm

3 177,86 ±95,18 (11 – 416) 145,65 ±96,15 (2 – 458) 116,90 ±51,61 (16 – 189)

Leucocitos /mm3

6301 ±1409 (3670 – 8600) 4416 ±2068 (2270 – 9750) 5114 ±2326 (2190 – 9860)

Neutrófilos recuento

relativo (%)

41,55 ±6,26 (30 – 52) 25,06 ±6,66 (17 – 40) 28,10 ±8,67 (19 – 44)

Neutrófilos recuento

absoluto (mm3)

2604 ±655 (1431 – 3895) 1126 ±670 (454 – 2756) 1421 ±896 (635 – 3747)

Neutrófilos en banda

recuento relativo (%)

0,82 ±0,91 (0 – 2) 0,88 ±0,86 (0 – 2) 0,80 ±0,79 (0 – 2)

Neutrófilos en banda

recuento absoluto

(mm3)

49 ±58 (0 – 168) 34 ±45 (0 – 100) 49 ±60 (0 – 197)

Linfocitos recuento

relativo (%)

47,23 ±6,87 (35 – 59) 56,59 ±9,89 (40 – 74) 58,60 ±6,54 (47 – 66)

Linfocitos recuento

absoluto (mm3)

2986 ±860 (1652 – 4902) 2495 ±1203 (1104 – 4843) 3010 ±1368 (1318 – 5127)

40

Monocitos recuento

relativo (%)

4,41 ±1,46 (2 – 7) 3,82 ±1,19 (2 – 5) 4,10 ±1,45 (2 – 6)

Monocitos recuento

absoluto (mm3)

274 ±111 (111 – 587) 181 ±124 (50-488) 200 ±109 (115 – 394)

Eosinófilos recuento

relativo (%)

5,82 ±3,14 (2 – 13) 13,00 ±6,90 (3 – 29) 8,10 ±5,49 (2 – 17)

Eosinófilos recuento

absoluto (mm3)

377 ±245 (90 – 975) 561 ±478 (136 – 2243) 412 ±309 (66 – 843)

Basófilos recuento

relativo (%)

0,14 ±0,35 (0 – 1) 0,65 ±0,93 (0 – 2) 0,30 ±0,67 (0 – 2)

Basófilos recuento

absoluto (mm3)

9 ±22 (0 – 71) 20 ±29 (0 – 77) 22 ±48 (0 – 126)

Tabla 5: Parámetros hematológicos: valores de media ± desvío estándar

(valor mínimo – valor máximo)

2.1. Hematocrito (VCA)

En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.

hepatica) se encontró una media de 26,55 (rango 22 a 32, desvío estándar

2,34). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.

En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al

coprológico, se encontró una media de 26,18 (rango 21 a 31, desvío

estándar 2,94). 4 animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al


estándar 3,01). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.

41

Figura 24: Hematocrito y fascioliasis bovina

2.2. Eritrocitos Totales


hepatica se encontró una media de 5,99 (rango 4,97 a 7,02, desvío estándar

0,52). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.


coprológico, se encontró una media de 6,28 (rango 4,58 a 8,55, desvío





Figura 25: Eritrocitos y fascioliasis bovina

2.3. Volumen globular medio (VGM)


hepatica se encontró una media de 44,36 (rango 41 a 51, desvío estándar

2,57). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.



42

estándar 5,15). Seis animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.



estándar 4,35). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

2.4. Hemoglobina (Hb)


hepatica se encontró una media de 10,25 (rango 8,90 a 12,60, desvío

estándar 0,99). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de

referencia.



estándar 1,27). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.




Figura 26: Hemoglobina y fascioliasis bovina

2.5. Plaquetas

43


hepatica se encontró una media de 177,86 (rango 11 a 416, desvío estándar

95,18). Cinco animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.



estándar 96,15). Cinco animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.



estándar 51,61). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

Figura 27: Plaquetas en sangre bovina.

2.6. Leucocitos


hepatica se encontró una media de 6301 (rango 3670 a 8600, desvío

estándar 1409). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.


coprológico, se encontró una media de 4416 (rango 2270 a 9750, desvío

estándar 2068). Nueve animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.



44

estándar 2326). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

Figura 28: Leucocitos y fascioliasis bovina

2.7. Neutrófilos segmentados



estándar 655). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de

referencia.




referencia.



estándar 1421). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro

del rango de referencia.

45

Figura 29: Neutrófilo segmentado en sangre bovina

2.8. Neutrófilos en banda


hepatica se encontró una media de 49 (rango 0 a 168, desvío estándar 58).

Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.


coprológico, se encontró una media de 34 (rango 0 a 100, desvío estándar

45). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.



60). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro del rango de

referencia.

Figura 30: Neutrófilo en banda (centro) de sangre bovina

2.9. Linfocitos



estándar 860). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.

46



estándar 1203). Seis animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.




referencia.

Figura 31: Linfocitos y fascioliasis bovina

Figura 32: Linfocito en sangre bovina

2.10. Monocitos

47


hepatica se encontró una media de 274 (rango 111 a 587, desvío estándar




124). Cuatro animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.



estándar 1421). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro

del rango de referencia.

Figura 33: Monocitos en sangre bovina

2.11. Eosinófilos


hepatica se encontró una media de 377 (rango 90 a 975, desvío estándar




estándar 478). Todos animales tuvieron valores dentro del rango de

referencia.



309). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.

48

Figura 34: Eosinófilos y fascioliasis bovina

Figura 35: Eosinófilo en sangre bovina

2.12. Basófilos









48). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro del rango de

referencia.

49

3. Bioquímica Sanguínea

Los datos bioquímicos obtenidos se detallan en la Tabla 6, en la cual

se especifican promedio, desviación estándar, valor mínimo y valor máximo

de cada determinación.

Parámetro Tupungato (n=32) Uspallata (n=19) Uspallata(n=14)

Coprología Negativo Positivo Negativo

Urea (mg/dl) 24 ±4 (18 – 34) 43 ±11 (24 – 62) 40 ±12 (20 – 68)

Creatinina (mg/dl) 1,10 ±0,19 (0,70 – 1,60) 1,56 ±0,41 (1,10 – 2,50) 1,50 ±0,43 (1,00 – 2,20)

GOT (UI/l) 60 ±10 (37 – 85) 51 ±7 (40 – 63) 52 ±11 (33 – 70)

GPT (UI/l) 26 ±6 (17 – 40) 18 ±4 (11 – 26) 19 ±4 (11 – 26)

FAL (UI/l) 70 ±91 (17 – 476) 149 ±156 (16 – 568) 159 ±156 (10 – 450)

GGT (UI/l) 13 ±2 (9 – 17) 17 ±5 (9 – 30) 17 ±5 (10 – 30)

PT (g/dl) 6,97 ±0,49 (5,16 – 7,82) 6,82 ±0,89 (4,73 – 7,90) 6,91 ±1,20 (4,42 – 8,28)

Albúmina (g/dl) 2,94 ±0,44 (1,62 – 3,65) 3,47 ±0,66 (1,93 – 4,18) 3,48 ±0,66 (1,68 – 4,30)

Globulina (g/dl) 4,03 ±0,44 (3,07 – 5,29) 3,35 ±0,37 (2,73 – 3,93) 3,57 ±0,93 (2,04 – 5,68)

Relación A/G 0,74 ±0,16 (0,37 – 1,00) 1,04 ±0,19 (0,69 – 1,39) 1,03 ±0,24 (0,61 – 1,51)

BT (mg/dl) 0,08 ±0,02 (0,03 – 0,12) 0,20 ±0,12 (0,07 – 0,59) 0,19 ±0,07 (0,08 – 0,33)

BD(mg/dl) 0,03 ±0,02 (0,01 – 0,06) 0,07 ±0,04 (0,01 – 0,19) 0,08 ±0,03 (0,01 – 0,14)

BI (mg/d/l) 0,05 ±0,02 (0,02 – 0,10) 0,13 ±0,09 (0,02 – 0,40) 0,11 ±0,05 (0,01 – 0,24)

Tabla 6: Parámetros bioquímicos: valores de media ± desvío estándar (valor

mínimo – valor máximo)

3.1. Urea



Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia, y seis

tuvieron valores por debajo del rango de referencia.



11). Dieciocho animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.



12). Once animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.

50

Figura 36: Uremia y fascioliasis bovina

3.2. Creatinina



0,19). Nueve animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.



estándar 0,41). Dos animales tuvieron valores por encima del rango de

referencia.



estándar 0,43). Tres animales tuvieron valores por encima del rango de

referencia.

51

Figura 37: Creatinina y fascioliasis bovina

3.3. GOT



Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.







52

Figura 38: GOT y fascioliasis bovina

3.4. GPT










Figura 39: GPT y fascioliasis bovina

3.5. FAL



Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.



156). Cuatro animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.

53



156). Tres animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.

Figura 40: FAL y fascioliasis bovina

3.6. GGT





coprológico, se encontró una media de 17 (rango 9 a 30, desvío estándar 5).

Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.



5). Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.

54

Figura 41: GGT y fascioliasis bovina

3.7. Proteínas Totales









estándar 1,20). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

55

Figura 42: Proteínas y fascioliasis bovina

3.8. Albúminas



0,44). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.







56

Figura 43: Albúminas y fascioliasis bovina

3.9. Globulinas







referencia.




referencia.

Figura 44: Globulinas y fascioliasis bovina

3.10. Relación Albúmina / Globulina




57



estándar 0,19). Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.



estándar 0,24). Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.

Figura 45: Relación A/G y fascioliasis bovina

3.11. Bilirrubina Total







referencia.




referencia.

58

Figura 46: Bilirrubina y fascioliasis bovina

3.12. Bilirrubina Directa







referencia.




referencia.

3.13. Bilirrubina Indirecta






59


referencia.




referencia.

4. Resultados post tratamiento

Los datos hematológicos y bioquímicos obtenidos, luego de 58 días

de haber realizado el tratamiento con Triclabendazol (dosis: 12 mg/kg, vía

oral), se detallan en la tablas 7 y 8, respectivamente. En las cuales se

especifica promedio, desviación estándar, valor mínimo y valor máximo de

cada determinación.

Establecimiento Uspallata (n=17)

Pre tratamiento

Uspallata (n=13)

Post tratamiento

Resultados Coprológicos Positivos Negativos

VCA (%) 26,18 ±2,94 (21 – 31) 29,62 ±3,71 (24 – 38)

Eritrocitos 106 /mm

3 6,28 ±0,10 (4,58 – 8,55) 6,98 ±1,27 (4,98 – 9,24)

VGM (fl) 42,12 ±5,15 (33 – 52) 43,00 ±4,69 (35 – 51)

Hb (g/dl) 9,36 ±1,27(7,30 – 11,80) 10,08 ±1,39 (7,50 – 13)

Plaquetas 103/mm

3 145,65 ±96,15 (2 – 458) 124,15 ±61,59 (26 – 215)

Leucocitos /mm3

4416 ±2068 (2270 – 9750) 4914 ±1321 (3220 – 7780)

Neutrófilos recuento relativo (%) 25,06 ±6,66 (17 – 40) 37,23 ±810,20 (21 – 58)

Neutrófilos recuento absoluto (mm3) 1126 ±670 (454 – 2756) 1871 ±807 (676 – 3277)

Neutrófilos en banda recuento relativo (%) 0,88 ±0,86 (0 – 2) 0,46 ±0,66 (0 – 2)

Neutrófilos en banda recuento absoluto (mm3) 34 ±45 (0 – 100) 25 ±38 (0 – 113)

Linfocitos recuento relativo (%) 56,59 ±9,89 (40 – 74) 51,23 ±9,36 (34 – 70)

Linfocitos recuento absoluto (mm3) 2495 ±1203 (1104 – 4843) 2485 ±700 (1739 – 3886)

Monocitos recuento relativo (%) 3,82 ±1,19 (2 – 5) 4,62 ±10,96 (3 – 6)

Monocitos recuento absoluto (mm3) 181 ±124 (50-488) 200 ±109 (115 – 394)

Eosinófilos recuento relativo (%) 13,00 ±6,90 (3 – 29) 6,46 ±5,67 (2 – 20)

Eosinófilos recuento absoluto (mm3) 561 ±478 (136 – 2243) 305 ±229 (87 – 644)

Basófilos recuento relativo (%) 0,65 ±0,93 (0 – 2) 0

Basófilos recuento absoluto (mm3) 20 ±29 (0 – 77) 0

Tabla 7: Parámetros hematológicos pre y post tratamiento: valores de media

± desvío estándar (valor mínimo – valor máximo)

60

Parámetro Uspallata (n=19) Uspallata(n=16)

Coprología Positivo Negativo

Urea (mg/dl) 43 ±11 (24 – 62) 29 ±7 (19 – 41)

Creatinina (mg/dl) 1,56 ±0,41 (1,10 – 2,50) 1,19 ±0,14 (0,90 – 1,40)

GOT (UI/l) 51 ±7 (40 – 63) 61 ±17 (41 – 101)

GPT (UI/l) 18 ±4 (11 – 26) 18 ±4 (12 – 29)

FAL (UI/l) 149 ±156 (16 – 568) 158 ±185 (32 – 665)

GGT (UI/l) 17 ±5 (9 – 30) 16 ±6 (8 – 34)

PT (g/dl) 6,82 ±0,89 (4,73 – 7,90) 7,05 ±0,49 (6,36 – 7,95)

Albúmina (g/dl) 3,47 ±0,66 (1,93 – 4,18) 3,10 ±0,28 (2,62 – 3,55)

Globulina (g/dl) 3,35 ±0,37 (2,73 – 3,93) 3,96 ±0,60 (3,20 – 5,14)

Relación A/G 1,04 ±0,19 (0,69 – 1,39) 0,80 ±0,16 (0,52 – 1,00)

BT (mg/dl) 0,20 ±0,12 (0,07 – 0,59) 0,15 ±0,05 (0,07 – 0,25)

BD(mg/dl) 0,07 ±0,04 (0,01 – 0,19) 0,05 ±0,03 (0,01 – 0,10)

BI (mg/d/l) 0,13 ±0,09 (0,02 – 0,40) 0,09 ±0,04 (0,03 – 0,19)

Tabla 8: Parámetros hematológicos pre y post tratamiento: valores de media

± desvío estándar (valor mínimo – valor máximo)

5.1. Hematocrito

En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del

tratamiento, se encontró una media de 29,62 (rango 24 a 38, desvío


referencia.

Figura 47: Hematocrito pre y post tratamiento

5.2. Eritrocitos

61


tratamiento, se encontró una media de 6,98 (rango 4,98 a 9,24, desvío


Figura 48: Eritrocitos pre y post tratamiento

5.3. VGM


tratamiento, se encontró una media de 43 (rango 35 a 51, desvío estándar


Figura 49: VGM y pre y post tratamiento

5.4. Hemoglobina

62


tratamiento, se encontró una media de 10,08 (rango 7,50 a 13, desvío


Figura 50: Hemoglobina pre y post tratamiento

5.5. Plaquetas



estándar 6,16). Cuatro animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

Figura 51: Plaquetas pre y post tratamiento

5.6. Leucocitos

63


tratamiento, se encontró una media de 4914 (rango 3320 a 7780, desvío

estándar 1321). Cinco animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

Figura 52: Leucocitos pre y post tratamiento

5.7. Neutrófilos segmentados



estándar 807). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de

referencia.

Figura 53: Neutrófilos segmentados pre y post tratamiento

64

5.8. Neutrófilos en banda




Figura 54: Neutrófilos en banda pre y post tratamiento

5.9. Linfocitos



estándar 700). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de

referencia.

65

Figura 55: Linfocitos pre y post tratamiento

5.10. Monocitos




Figura 56: Monocitos pre y post tratamiento

5.11. Eosinófilos




66

Figura 57: Eosinófilos pre y post tratamiento

5.12. Basófilos


tratamiento, no se observaron basófilos. Todos los animales tuvieron valores

dentro del rango de referencia.

5.13. Urea



7). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia y siete

valores por encima del rango de referencia.

Figura 58: Urea pre y post tratamiento

67

5.14. Creatinina




Figura 59: Creatinina pre y post tratamiento

5.15. GOT



17). Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.

Figura 60: GOT pre y post tratamiento

68

5.16. GPT




Figura 61: GPT pre y post tratamiento

5.17. FAL



185). Cuatro animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.

Figura 62: FAL pre y post tratamiento

69

5.18. GGT


tratamiento, se encontró una media de 16 (rango 8 a 34, desvío estándar 6).

Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.

Figura 63: GGT pre y post tratamiento

5.19. Proteínas totales




referencia.

Figura 64: Proteínas pre y post tratamiento

70

5.20. Albúmina




referencia.

Figura 65: Albúmina pre y post tratamiento

5.21. Globulinas




referencia.

71

Figura 66: Globulinas pre y post tratamiento

5.22. Relación A/G




referencia.

Figura 67: Relación A/G pre y post tratamiento

5.23. Bilirrubina total




referencia.

72

Figura 68: Bilirrubina total pre y post tratamiento

5.24. Bilirrubina directa




referencia.

Figura 69: Bilirrubina directa pre y post tratamiento

5.25. Bilirrubina indirecta



73


referencia.

Figura 70: Bilirrubina indirecta pre y post tratamiento

5. Serología

En el campo de Tupungato de 32 individuos analizados con la técnica

de Fas2 ELISA, todos fueron negativos a la presencia de anticuerpos contra

F. hepatica. En el campo de Uspallata de 34 individuos, 33 fueron negativos

y 1 positivo a la presencia de anticuerpos contra F. hepatica. Los lecturas de

blanco de reactivos fueron de 0,040 y 0,070; las lecturas de control positivos

de 0,210 y 0,213; y las lecturas de control negativo de 0,003 y 0,0016. Todos

los animales positivos al coprológico dieron negativos, y el único animal

positivo fue negativo al coprológico, por lo tanto no hay correlación entre los

hallazgos coprológicos y el ELISA Fas-2. Las lecturas se detallan en la Tabla

9.

Resultados de Serología (ELISA Fas 2)

Nº Tupungato Uspallata

1 0,007 0,003

2 0,005 0,021

3 S/M 0,007

4 0,004 0,007

5 0,004 0,014

6 0,010 0,020

7 0,050 0,006

74

8 0,020 0,004

9 S/M 0,056

10 0,017 0,006

11 0,006 0,031

12 0,125 0,033

13 0,016 0,042

14 0,014 0,021

15 0,022 0,007

16 0,007 0,021

17 0,005 0,004

18 0,002 0,063

19 0,008 0,021

20 0,021 0,004

21 0,022 0,013

22 0,012 0,022

23 0,029 0,009

24 0,025 0,033

25 0,054 0,045

26 0,044 0,221

27 0,118 0,025

28 0,047 0,037

29 0,067 0,024

30 0,017 0,058

31 0,032 0,037

32 0,022 0,024

33 0,046 0,058

34 0,045 0,017

Tabla 9: Lecturas de ELISA Fas-2 a 450 nm

Figura 71: Resultados de ELISA Fas-2

6. Análisis Estadístico

75

6.1. Comparación entre establecimiento negativo a F.

hepatica y animales de Uspallata positivos a F. hepatica en el

coprológico

Parámetros hematológicos: A la prueba de student se hallaron

diferencias significativas (p<0,05) entre los animales del establecimiento de

Tupungato, negativo a F. hepatica y los animales positivos al coprológico de

Uspallata para los siguientes parámetros: hemoglobina (p=0,02), leucocitos

totales (p=0,0017), monocitos (p=0,0069) y neutrófilos segmentados

(p=0,0001). No se encontraron diferencias significativas para los siguientes

parámetros: hematocrito, volumen globular medio, plaquetas, neutrófilos en

banda, linfocitos, eosinófilos y basófilos.

Parámetros de bioquímica sanguínea: A la prueba de student se

hallaron diferencias significativas (p<0,05) entre los animales del

establecimiento de Tupungato, negativo a F. hepatica y los animales

positivos al coprológico de Uspallata para los siguientes parámetros: urea

(p<0,0001), creatinina (p<0,0001), GOT (p=0,0016), GPT (p<0,0001), GGT

(p=0,0038), albúmina (p=0,0044), globulinas (p<0,0001), relación

albúmina/globulina (p<0,0001), bilirrubina total (p=0,0005), bilirrubina directa

(p=0,0002), bilirrubina indirecta (p=0,0032). No se observaron diferencias

significativas para FAL y proteínas totales.

6.2. Comparación entre animales del establecimiento de

Uspallata positivos y negativos para F. hepatica al coprológico.

A la prueba de student se encontraron diferencias significativas

(p<0,05) entre los animales del negativos y positivos al coprológico

únicamente para hematocrito (p=0,0170), no se hallaron diferencias para el

resto de los parámetros hematológicos evaluados.

6.3. Análisis estadístico resultados hematológicos y

bioquímicos pre y post tratamiento con Triclabendazol en los

animales positivos al coprológico para F. hepatica

Parámetros hematológicos: A la prueba de student se encontraron

diferencias significativas (p<0,05) pre y post tratamiento para los siguientes

76

parámetros: hematocrito (p=0,0084), neutrófilos segmentados (p= 0,0021),

monocitos (p= 0,0469). No se encontraron diferencias significativas para el

resto de los parámetros: leucocitos totales, volumen globular medio,

plaquetas, neutrófilos en banda, linfocitos, eosinófilos y basófilos.

Parámetros de bioquímica sanguínea: A la prueba de student se

hallaron diferencias significativas (p<0,05) pre y post tratamiento para los

siguientes parámetros: urea (p=0,0003), creatinina (p=0,0018), globulinas

(p=0,0029), relación albumina/globulina (p=0,002). No se observaron

diferencias significativas para los siguientes parámetros: GOT, GPT, GGT,

bilirrubina (total, directa e indirecta), proteínas totales, albumina,

6.4. Análisis estadístico resultados serológicos.

A la prueba de student, no hay diferencias significativas entre las

lecturas del ELISA de los animales del establecimiento de Tupungato en

relación al de Uspallata (p= 0,5217).

6.5. Análisis entre resultados coprológicos y

serológicos.

Las diferencias entre los resultados de los animales que dieron

positivo al estudio coprológico y serológico fueron significativas (p<0,0001)

6.6. Análisis multivariado

Al análisis de conglomerados, tomando en cuenta todos los

parámetros hematológicos y bioquímicos, se puede observar que los

animales se agrupan según el establecimiento de origen (Tanto positivo

como negativo al coprológico para Uspallata). Los animales de Uspallata

positivos al coprológico para F. hepatica, luego del tratamiento, se agrupan

con los del establecimiento negativo para fascioliasis (Tupungato).

77

Figura 72: Análisis multivariado por conglomerados de todos los parámetros

evaluados

78

DISCUSIÓN La fascioliasis, al ser una enfermedad transmitida por vectores, está

ampliamente asociada al tipo de ambiente en donde los lymnaeidos son

capaces de desarrollarse. En Mendoza se ha visto, que estos moluscos se

localizan principalmente en zonas de valles andinos, en un rango altitudinal

desde los 902 msnm (Mera y Sierra et al, 2009) hasta los 2638 msnm (Mera

y Sierra, et al 2005b), y en ambientes típicos de arroyos, con cursos de agua

lento, flujo corriente, vegetación acuática de berros y gramíneas, y sustrato

de barro combinado con rocas (Cuervo et al, 2007). La distribución de estos

moluscos se ve reflejada en la presentación de la fascioliasis animal y

humana, con las principales zonas de endemia ubicadas en valles andinos

de la provincia. En este estudio, en el primer establecimiento muestreado

ubicado a 860 msnm, no se encontraron animales infectados, ni presencia

de lymnaeidos. Mientras que en el segundo establecimiento muestreado, se

encontró un 60% de animales parasitados, como así también la presencia de

lymnaeidos en su ambiente típico.

Si bien la técnica de sedimentación rápida de Lumbreras, es de las

más útiles en herbívoros (Maco Flores et al., 2002; Deis et al., 2008), su

sensibilidad no es del 100%. Así, en el campo de Uspallata, al comparar los

parámetros hematológicos y bioquímicos de animales coprológicamente

positivos con negativos, no se encontraron diferencias significativas. Por lo

cual, los animales que fueron negativos al análisis coprológico, podrían estar

igualmente parasitados, aunque no se detectaran huevos en materia fecal.

En relación a otros parasitosis gastrointestinales, las prevalencia y

HPG fueron bajos, detectándose dos especies Eimeria spp y

Trichostrongylidos, estos últimos agentes de la gastroenteritis verminosa

(GEV). Esto se podría asociar a las características climáticas de la provincia,

con bajo porcentaje de humedad, bajas precipitaciones y temperaturas

extremas que impiden la supervivencia de huevos, ooquistes, o cualquier

otra forma de resistencia parasitaria en el ambiente. En el caso de la GEV el

desarrollo de los estadios larvarios L1 a L3 son altamente dependientes de

la temperatura y humedad. Es así como, las bajas temperaturas (entre 5º y

79

12º, dependiendo de la especie) retrasan y detienen el desarrollo, las altas

temperaturas (a partir de 27º) aumentan la mortalidad de las larvas; y niveles

de humedad menores del 96% impiden su desarrollo (Meana Mañes & Rojo

Vázquez, 2000). En el caso de la coccidiosis, su contagio está asociado a la

capacidad de esporulación en el ambiente, la cual se produce normalmente

con temperaturas moderadas (18 – 27º) y elevada humedad. Si bien algunas

especies pueden soportar la congelación durante varios meses, las

temperaturas elevadas extremas (a partir de 40º) inactivan y destruyen los

ooquistes (Hidalgo Argüello & Cordero del Campillo, 2000).

Es importante destacar que luego del tratamiento de los animales

parasitados con F. hepatica, todos los animales fueron negativos al análisis

coprológico, lo cual nos indicaría que no hubo resistencia al triclabendazol,

como se ha detectado en otras partes del país (Olaechea, 2011).

En relación a los resultados hematológicos en la serie roja, al

comparar animales parasitados versus no parasitados solo se encontraron

diferencias significativas en la hemoglobina, no así en hematocrito, número

de glóbulos rojos y VGM. La ausencia de diferencias puede estar

relacionada con distintos factores. En primer lugar, al permanecer los

animales parasitados en altitudes de 3228 msnm, durante la veranada, estos

parámetros podrían verse incrementados como resultado de la baja presión

de oxígeno a esa altitud. Estos cambios han sido descriptos previamente en

bovinos que pastoreaban a 3.320 msnm (Ocampo Nuncevay et al, 2011).

Por otra parte, si comparamos los resultados de otros autores, no

encontraron alteraciones en la serie roja en bovinos parasitados con F.

hepatica (Mussart & Coppo, 2009).

Luego del tratamiento de los animales parasitados, a los 58 días se

observaron diferencias significativas en el hematocrito, con un incremento de

tres puntos en el mismo, lo que se podría asociar a la hematofagia producida

por los parásitos, así como a las hemorragias producidas por las

migraciones en el parénquima hepático y canalículos biliares (Behn &

Sangter, 1999)

80

En la serie blanca, en los animales parasitados se observaron valores

significativamente inferiores de leucocitos, cuando se compararon con los

animales no infectados. En contraste a esto, otros autores citan la presencia

de leucocitosis en novillos (Mussart & Coppo, 2009) y en ovinos (Matanovic

et al., 2007) con fascioliasis. Se ha visto, que estos trematodos son capaces

de secretar factores que inhiben o modulan la respuesta inmune del

hospedador (Mulcahy et. al, 1998), hecho que podría estar asociado a las

leucopenias que se observaron en los bovinos infectados.

Luego al comparar los recuentos de glóbulos blancos pre y post

tratamiento, se observó un incremento significativo de los mismos. Lo cual

podría asociarse también a la hipótesis de una inmunosupresión en animales

parasitados por F. hepatica.

En el recuento diferencial de leucocitos, se encontraron diferencias

significativas en los recuentos absolutos de neutrófilos y monocitos, los

cuales fueron más bajos en el grupo de animales parasitados. Esto difiere de

lo descripto por otros autores, los cuales relatan la presencia de eosinofilias

marcadas en bovinos (Mussart & Coppo, 2009; Rojo Vázquez & Ferre Pérez,

1999) y en ovinos (Matanovic et al., 2007). Sin embargo se ha visto que la

eosinofilia periférica se produce durante la infección temprana y durante la

migración por el parénquima hepático hasta que los trematodos llegan a los

conductos biliares. Lo cual nos podría estar indicando que los animales

estudiados en este trabajo estarían en una etapa crónica.

Luego del tratamiento de los animales afectados, se observó un

incremento significativo de los neutrófilos y monocitos. Esto podría asociarse

a la hipótesis de una inmunosupresión en animales parasitados.

En relación a los parámetros bioquímicos, en el perfil renal, se

encontraron diferencias significativas en urea y creatinina, siendo más

elevada en los animales con fascioliasis. Entre algunas de las causas de

azotemia prerrenal (Kraft & Dür, 2000), las hemorragias tisulares o en

cavidades corporales, principalmente en el tracto gastrointestinal, así como

la deshidratación son causas que podrían estar produciendo la elevación de

estos parámetros en los bovinos con fascioliasis. Así mismo, la azotemia

81

prerrenal detectada en este estudio fue leve, como la que se ha visto en

otros trabajos (Hoe et al, 1980).

Al comparar los valores de urea y creatinina obtenidos pre y post

tratamiento se encontró una reducción significativa de estos valores. En este

sentido, se ha visto que los animales parasitados pueden presentar

anorexia, resultando en catabolismo proteico, el cual es más grave en

animales pobremente alimentados (Behm & Sangter, 1999).

En cuanto a la funcionalidad hepática, los parámetros bioquímicos

pueden clasificarse en dos grupos, por un lado las enzimas que evalúan la

lesión hepática a nivel de los hepatocitos, AST y ALT, y por otro lado las

enzimas que evalúan la lesión a nivel de los canalículos biliares, FAL y GGT.

Así, en este estudio, se encontraron diferencias significativas en la actividad

enzimática de AST y ALT, siendo más bajas en bovinos parasitados. En

relación a esto, se ha visto que la AST, se asocia a daño parenquimatoso,

por lo que su aumento sólo puede evidenciarse en la etapa aguda, ya sea en

bovinos adultos (Mussart & Coppo, 2009), como en terneros (Wyckoff &

Bradley, 1985). Por otra parte, según algunos autores la utilidad de las

transaminasa es discutida en los bovinos, ya que no tienen niveles hepáticos

considerables de ALT, y si bien la AST tiene cierto valor, no es específica

del hígado, por lo que puede verse incrementada en casos de distrofia

muscular y cetosis bovina (Hoe, 1980).

En el caso de GGT los valores fueron significativamente más

elevados en los animales parasitados, y en cuanto a los valores de FAL, si

bien no fueron significativamente distintos, los animales afectados tuvieron

valores más elevados. En relación a estas enzimas, se ha visto que el

incremento de GGT se produce en la etapa crónica asociado a injurias a

nivel canalicular (Lotfollahzadeh et al, 2008), y los niveles de FAL no siempre

se elevan en animales afectados (Mussart & Coppo, 2009). Estos factores

podrían estar indicando que los bovinos estudiados están en la etapa crónica

de la enfermedad.


82

Al comparar los resultados post tratamiento, no se observaron

diferencias significativas en las enzimas hepáticas, situación que podría

estar a una lesión crónica del tejido hepático.

A nivel de las proteínas, no se encontraron diferencias significativas

en las proteínas totales, pero sí en las albúminas, globulinas y relación A/G,

al comparar animales infectados versus no infectados. Así, en los bovinos

con fascioliasis se observaron albúminas y relación A/G más elevadas,

mientras que las globulinas fueron más bajas. En contraste la mayoría de los

autores describen hipoalbuminemia e hiperglobulinemia en bovinos (Mussart

& Coppo, 2009) y en ovinos (Matanovic et al., 2007) afectados, aunque en

algunos casos los niveles de proteínas y albúminas no fueron alterados por

F. hepatica (Martínez Valladares et al, 2010). El aumento en las albúminas

sólo se ha descripto en casos de deshidratación y shock, y la disminución de

las globulinas en inmunodeficiencias, y en enteropatías y nefropatías con

pérdidas de proteínas (Gorman & Halliwell, 1992).

Al los 58 días post tratamiento, se observó un incremento significativo

en las globulinas y por ende una reducción en la relación A/G, situación que

podría estar indicando una supresión de la producción de inmunoglobulinas

por F. hepatica. Así, en vacunos infectados se ha observado que los niveles

de inmunoglobulinas descienden, después de que los parásitos ingresan a

los conductos biliares, lo cual se asoció a la inaccesibilidad de la respuesta

inmune en los conductos biliares. Al medir los niveles de inmunoglobulinas

en los conductos biliares de vacas infectadas, se encontraron valores 12

veces más bajos que en suero, siendo predominante la IgA, confirmando de

ese modo, que los conductos biliares son sitios inmunológicamente

privilegiados (Behm & Sangter, 1999).

En relación a la bilirrubina, si bien los valores estuvieron dentro de los

rangos de referencia, se encontraron diferencias significativas al comparar

los animales parasitados versus no parasitados, tanto en la total, directa

como indirecta. Según la bibliografía el incremento de la bilirrubina es un

hallazgo ocasional en la fascioliasis, habiéndose descripto en ratas y ovejas

durante las fases de migración y biliar.

83

Luego del tratamiento los valores de bilirrubina disminuyeron pero las

diferencias no fueron significativas. Además de ser un hallazgo ocasional la

alteración de estos parámetros en la fascioliasis, se ha visto que la cantidad

de bilirrubina sérica en bovinos, no es un índice muy sensible de la función

hepática (Hoe et al, 1980).

En cuanto al diagnóstico serológico el kit de ELISA Fas-2 empleado,

no fue útil en los bovinos estudiados. Así, de los 19 animales que tuvieron

huevos en materia fecal, todos fueron negativos en el ELISA, sólo se detectó

un animal positivo, el cual no se encontró parasitado mediante la coprología.

La explicación de esta situación puede fundamentarse en dos hipótesis. En

primer lugar podría tener un origen genético. Si tenemos en cuenta los

haplotipos presentes en Perú y Argentina, a nivel de ADN ribosomal

comparten los haplotipos ITS-2 H1 y H2. Sin embargo, a nivel del gen NAD-1

del ADN mitocondrial, se han descripto 5 haplotipos exclusivos en nuestro

país y 3 haplotipos exclusivos en Perú. Al existir diferentes haplotipos de F.

hepatica, los anticuerpos dirigidos contra estos parásitos podrían ser

específicos para cada haplotipo. Si bien el antígeno Fas2, utilizado en el kit

de ELISA, es un antígeno policlonal, los anticuerpos presenten en los

animales estudiados podrían no tener afinidad por los antígenos de los

parásitos que se utilizaron en la elaboración de este kit. En nuestra

provincia, estas herramientas moleculares han demostrado su utilidad en la

caracterización de los moluscos vectores, al determinar dos nuevas especies

de lymnaeidos. De este modo, para definir la situación epidemiológica en

Mendoza, serían necesarios más estudios de caracterización molecular de

los haplotipos de F. hepatica en sus distintos reservorios.

Otra hipótesis podría estar fundamentada en una posible

inmunosupresión por F. hepatica en los bovinos estudiados. Este parásito

podría estar afectando la síntesis de inmunoglobulinas, asociado a la

leucopenia e hipoglobulinemia significativas que se detectaron en los

animales afectados, y que luego del tratamiento con antihelmínticos, se

incrementaron significativamente. En este sentido, se ha observado, tanto en

caso de F. hepatica (Mulcahy et al, 1999) como de F. gigantica (Molina,

2004), que los niveles de inmunoglobulinas en bovinos afectados, bajan

84

cuando los adultos llegan a los canalículos biliares por la incapacidad de

acceder del sistema inmune. Son necesarios futuros estudios, incluyendo un

número más elevado de animales, como así, estudios experimentales, para

determinar el comportamiento del sistema inmune en bovinos afectados por

fascioliasis.

85

CONCLUSIONES

Se confirma la presencia de fascioliasis bovina en el valle de

Uspallata. Mientras que en la zona de llanura muestreada no se encontraron

bovinos afectados, como se ha descripto anteriormente en la provincia.

A diferencia de lo obtenido por la mayoría de los autores, a nivel

hematológico, en animales parasitados con F. hepatica se encontraron

valores significativamente inferiores de leucocitos, neutrófilos segmentados y

monocitos que se vieron incrementados luego del tratamiento. En

concordancia con otros autores, en animales afectados se encontraron baja

hemoglobina, y luego del tratamiento incremento significativo del

hematocrito. Es importante destacar, la llamativa leucopenia asociada a la

fascioliasis, no descripta a la fecha en esta especie.

En contraste con otros autores, a nivel bioquímico, en animales

parasitados con F. hepatica se encontraron valores significativamente más

altos de urea, creatinina, albúminas y relación A/G; y niveles

significativamente inferiores de GOT y GPT. Así luego del tratamiento se

observó una disminución significativa de urea, creatinina y relación A/G, y un

aumento significativo de las globulinas. En similitud a otros autores, se

encontró una elevación de GGT y bilirrubina en animales afectados. Es de

gran relevancia destacar la hipoglobulinemia asociada a la fascioliasis, ya

que no se había descripto hasta la fecha, y podría orientarnos sobre un

posible efecto inmunosupresor.

No se detectó la presencia de huevos de F. hepatica en materia fecal

en los bovinos afectados luego del tratamiento. Lo cual nos indicaría que no

existe resistencia al antihelmíntico Triclabendazol, como se ha detectado en

bovinos de otras regiones. Así mismo se evidenció la respuesta al

tratamiento en los parámetros hematológicos y bioquímicos evaluados.

En cuanto a la utilización del kit de ELISA Fas2, no tuvo utilidad

diagnóstica en los bovinos parasitados en F. hepatica de la provincia de

Mendoza, Uspallata. Situación que podría ser debida a factores genéticos

86

inherentes del haplotipo presente en la región o a factores inmunológicos tal

como fenómenos de inmunosupresión inducidos por F. hepatica.

87

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Aguilar M & Olaechea F, 2008. – Primera descripción de Fasciola hepatica al

sur del paralelo 48º de latitud Sur. XVII Reunión Científico Técnica de la

Asociación Argentina de Veterinarios de Laboratorios de Diagnóstico. 29 al

31 de Octubre de 2008, Ciudad de Santa Fe, Argentina.

Aguirre DH, Cafrune MM, Salatin AO & Abeya AA, 2005. – Fasciolosis clínica

en cabras de Metán (Salta, Argentina). Revista FAVE - Ciencias Veterinarias

4 (1-2), 17 – 21.

Aguirre DH, Viñabal AE, Gaido AB, 1998. – Comparación de tres técnicas

coprológicas para el diagnostico de Fasciola hepatica en rumiantes.

Veterinaria Argentina XV (146), 421 – 427.

Alvarez JD, Moriena RA, Racioppi O, Bosch DA, 2005. – Fasciolosis ovina

en el norte de la provincia de Corrientes. Comunicaciones Científicas y

Tecnológicas 2004 de la UNNE. Resumen V-005.

Al-Quraishy LO & Al-Moussawi AM, 2006. – Effect of Fasciola gigantica

Infection on Some Blood Physiological and Biochemical Aspects of Infected

Cows in Babylon Governorate. Journal of Babylon University 1(3), 1117-1123

Andrews SJ, 1998. – The life cycle of Fasciola hepatica. En: Dalton JP (ed)

Fasciolosis. CAB International, New York, USA.

Bargues MD, Mera y Sierra R, Gomez HG, Artigas P & Mas-Coma S, 2006. –

Ribosomal DNA ITS-1 sequencing of Galba truncatula (Gastropoda:

Lymnaeidae) and its potential impact on fascioliasis transmission in

Mendoza, Argentina. Animal Biodiversity and Conservation, 29 (2): 191-194

Bargues MD, Mera y Sierra R, Gomez HG, Artigas P & Mas-Coma S, 2007a.

– Caracterización molecular de Galba truncatula, vector principal de la

Fascioliasis, en Argentina. Implicaciones en salud pública. Enfermedades

Emergentes, Barcelona, 9 (2): 77-82.

88

Bargues MD, Artigas P, Mera y Sierra RL, Pointier JP & Mas-Coma S,

2007b. – Characterisation of Lymnaea cubensis, L. viatrix and L. neotropica

n. sp., the main vectors of Fasciola hepatica in Latin America, by analysis of

their ribosomal and mitochondrial DNA. Annals of Tropical Medicine &

Parasitology 101 (7), 621 – 641.

Behm CA & Sangter NC, 1999. – Pathology, Pathophysiology and Clinical

Aspects. En: Dalton JP (ed) Fasciolosis. CAB International, New York, USA.

Bouvry M & Rau ME, 1986. – Seasonal variations in egg passage of Fasciola

hepatica in dairy cows in Quebec. Veterinary Parasitology 22, 267–273.

Carnevale S, Rodríguez MI, Guarnera EA, Carmona C, Tanos T, Angel SO,

2001.- Immunodiagnosis of fasciolosis using recombinant procathepsin L

cystein proteinase. Diagnostic Microbiology and Infectiuos Disease 41, 43 –

49.

Carnevale S, Rodriguez MI, Santillán G, Labbé JH, Cabrera MG, Bellegarde

EJ, Velazquez JN, Trgovcic JE, Guarnera EA, 2001. – Inmunodiagnosis of

human fasciolasis by Enzyme – Linked Inmunosorbent Assay (ELISA) and

micro – ELISA. Clin. Diag. Lab. Immunol. 8 (1), 174 – 177.

Chen MG, Mott KE, 1990. – Progress in assessment of morbidity due to

Fasciola hepatica infection: A review of recent literature. Trop. Dis. Bull. 87,

R1–R38.

Cleary D, Torgerson P, Mulcahy G, 1996. – Inmune responses of chronically

infected adult cattle to Fasciola hepatica. Veterinary Parasitology 62, 71-82.

Cordova M, Herrera P, Nopo L, Bellatin J, Naquira C, Guerra H, Espinoza

JR, 1997. – Fasciola hepatica cysteine proteinases: immunodominant

antigens in human fascioliasis. Am J Trop Med Hyg. 57 (6), 660-666.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Cordova%20M%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Herrera%20P%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Nopo%20L%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Bellatin%20J%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Naquira%20C%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Guerra%20H%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Espinoza%20JR%22%5BAuthor%5D


89

Córdova M, Reátegui L, Espinoza JR, 1999. – Immunodiagnosis of human

fascioliasis with Fasciola hepatica cysteine proteinases. Trans R Soc Trop

Med Hyg. 93 (1), 54-57.

Cox D & Tod A, 1962. – Survey of gastrointestinal parasitism in Wisconsin

dairy cattle. J. Amer. Vet. Med. Assoc. 141, 706 – 709.

Cuervo, P.; Mera y Sierra, R.; Sidoti, L.; Morales, J, 2007. – Caracterización

ambiental de sitios con presencia de caracoles del género Lymnaea.

Presentado en el El VII Congreso Internacional de Gestion de Recursos

Naturales, Valdivia, Chile, 20 - 23 de noviembre de 2007.

Cuervo P, Viberti G, Diaz G, Mera y Sierra R, 2011. – La liebre europea

como reservorio de Fasciola hepatica en Malargüe, Mendoza. 1º Congreso

Internacional de Zoonosis y Enfermedades Emergentes. VII Congreso

Argentino de Zoonosis. 8 al 10 de Junio de 2011, Buenos Aires.

De Gea GS, Petryna AM, Mellano A, Bonvillani A, Turiello P, 2005. –

Características del sector caprino nacional. En: El Ganado Caprino en la

Argentina. Editorial UNRC, Córdoba, 17 – 19.

Deis R, Mera y Sierra RL, Marchessi V, Gomez Rueda L, 2008. –

Comparison of two coprological methods for the diagnosis of Fasciolosis in

animals. Presentado en XXVI Reunión Científica Anual de la Sociedad de

Biología de Cuyo. 5 al 7 de diciembre 2008, Mendoza, Argentina.

Doyle JJ, 1973. – The relationship between the duration of the primary

infection and the subsequent development of an acquired resistance to

experimental infections with Fasciola hepatica in calves. Research in

Veterinary Sciepnce 14, 97–103.

Durand Savoyat M, 1867. – El saguaipé. Anales de la Sociedad Rural

Argentina, 173 – 176.

Dwinger RH, Le Riche PD, Kühne GI, 1982. – Fascioliasis in beef cattle in

North-west Argentina. Trop. Anim. Hith. Prod. 14, 167 – 171.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22C%C3%B3rdova%20M%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Re%C3%A1tegui%20L%22%5BAuthor%5D


90

Espino AM, Seuret N, Escobar L, Duménigo BE, 1993. – Indentification and

isolation of common antigens of Fasciola hepatica. Rev. Cubana Med. Trop.

45 (1), 20 – 26.

Esteban JG, Bargues MD, Mas-Coma S, 1998. – Geographical distribution,

diagnosis and treatment of human fascioliasis: A review. Res. Rev. Parasitol.

58, 13–42.

Gaasenbeek C, Moll L, Cornelissen JB, Vellema P, Borgsteede F, 2001. – An

experimental study on triclabendazole resistance of Fasciola hepatica in

sheep. Veterinary Parasitology 95, 37–43.

González , M.S., Di Nucci D., Sidoti L., Mera y Sierra R.L.,2006. Decomiso

en frigorífico de hígados provenientes de Mendoza debido a Fasciola

hepatica.XII Jornadas de Microbiología, I Jornadas Conjuntas de

Microbiología, Infectología y Alergia e Enmunología de Cuyo, III Jornadas

Mendocinas de Zoonosis. 14 – 17 de junio de 2006 Mendoza, Argentina

Gorman NT & Halliwell REW, 1992. – Las inmunoglobulinas: Estructura,

Genética y Función. En: Gorman NT & Halliwell REW (ed), Inmunología

Clínica Veterinaria. Acribia Editorial, España.

Hidalgo Argüello MR & Cordero del Campillo M, 2000. – Parasitosis del

aparato digestivo: Coccidiosis. En: Cordero del Campillo M, Rojo & Vázquez

FA. Parasitología Veterinaria 2da edición Madrid, España.

Hopkins DR, 1992. – Homing in on helminths. Am. J. Trop. Med. Hyg. 46,

626–634.

Issia L, Pietrokovsky S, Racioppi O, Alvarez D, Moriena RA, Wisnivesky C,

2007. – Fasciolosis en un pastoreo mixto ovino-bovino en la provincia de

Corrientes. Resumen nº 48. XXVIII Sesión de Comunicaciones Científicas de

la Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad del Nordeste.

Issia L, Pietrokovsky S, Sousa-Figueiredo J, Russell Stothard J, Wisnivesky-

Colli C, 2009. – Fasciola hepatica infections in livestock flock, guanacos and

91

coypus in two wildlife reserves in Argentina. Veterinary Parasitology 165, 341

– 344.

Kleiman F, Pietrokovsky S , Prepelitchi L, Carbajo AE, Wisnivesky-Colli C,

2007. Dinamics of Fasciola hepatica transmission in the Andean Patagonian

valleys, Argentina. Veterinary Parasitology 145, 274 – 286.

Kraft W & Dürr UM, 2000. – Sistema urinario. En: Kraft & Dürr. Diagnóstico

Clínico de Laboratorio en Veterinaria. Grass Edicions, Editores Médicos,

España.

Li O, Leguía G, Espino A, Duménigo B, Díaz A, Otero O, 2005. – Detección

de anticuerpos y antígenos para el diagnóstico de Fasciola hepatica en

alpacas naturalmente infectadas. Revista Investig. Vet. Perú 16 (2),143 –

153.

Lotfollahzadeh S, Mohri M, Bahadori ShR, Dezfouly MR, Tajik P, 2008. – The

relationship between normocytic, hypochromic anaemia and iron

concentration together with hepatic enzymes activities in cattle infected with

Fasciola hepatica. J Helminthol. 82(1), 85-8.

Lumbreras H, Cantella R, Burga R, 1962. – Acerca de un procedimiento de

sedimentación rápida para investigar huevos de Fasciola hepatica en las

heces, su evaluación y uso en el campo. Rev. Med. Per. 31, 167 – 174.

Macario J, Dayenoff P, Orozco A, Diez MP, 2007. – Proyecto de desarrollo

caprino en Malargüe. Congreso de Especialistas en pequeños rumiantes y

camélidos sudamericanos. INTA Rama Caída. Mendoza, Argentina.

Maco Flores V, Marcos Raymundo L, Terashima Iwashita A, Salamavides

Cuba F, Miranda Sanchez E, Espinoza Babilon J, Gotuzzo Herencia E, 2002.

– Fas2-ELISA y la técnica de sedimentación rápida modificada por lumbreras

en el diagnóstico de la infección por Fasciola hepatica. Revista Médica

Hered. 13 (2), 49 – 57.

Marcos Raymundo L, Maco Flores V, Terashima A, Salmavides F, Miranda

E, Tantalean M, Espinoza J, Gotuzzo E, 2004. – Hiperendemicidad de


http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Mohri%20M%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Bahadori%20ShR%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Dezfouly%20MR%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Tajik%20P%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18190732

92

Fasciolosis humana en el Valle del Mantaro, Perú: Factores de riesgo de la

infección por Fasciola hepatica. Revista Gastroenterol. Perú 24, 158 – 164.

Martínez-Valladares, Famularo MR, Fernández-Pato N, Castañón-Ordóñez

L, Cordero-Pérez C & Rojo-Vázquez FA, 2010. – Efficacy of nitroxynil

against Fasciola hepatica resistant to triclabendazole in a naturally infected

sheep flock

Parasitology Research 107,1205 – 1211.

Mas-Coma S, Bargues MD, 1997. – Human liver flukes: A review. Res. Rev.

Parasitol. 57, 145 – 218.

Mas-Coma, S., Angles, R., Esteban, J.G., Bargues, M.D., Buchon, P.,

Franken, M., et al., 1999b. – The Northern Bolivian Altiplano: A region highly

endemic for human fascioliasis. Trop.Med. Int. Health 4, 454–467.

Mas-Coma, S., Esteban, J.G., Bargues, M.D., 1999a. – Epidemiology of

human fascioliasis: A review and proposed new classification. Bull. World

Health Organ. 77, 340–346.

Mas-Coma S, Valero MA, Bargues MD 2009. – Lymnaeids and Human

Fascioliasis, with a Global Overview on Disease Transmission,

Epidemiology, Evolutionary Genetics, Molecular Epidemiology and Control.

In David Rollinson & Simon Iain Hay. Advances in Parasitology 69, 41-146.

Matanovic K, Severin K, Martinkovic F, Simpraga M, Janicki Z & Barisic J,

2007. – Hematological and biochemical changes in organically farmed sheep

naturally infected with Fasciola hepatica. Parasitology Research 101, 1657 –

1661.

Meana Mañes & Rojo Vázquez FA, 2000. – Parasitosis del aparato digestivo:

Tricostrongilidosis y otras nematodosis. En: Cordero del Campillo M, Rojo &

Vázquez FA. Parasitología Veterinaria 2da edición Madrid, España.

Hoe, C, 1980. – Pruebas de funcionamiento hepático. En: Medway W, Prier

JE, Wilkinson JS. Patología Clínica Veterinaria. UTEHA, Mexico.

93

Mekroud A, Benakhla A, Vignoles P, Rondelaud D, Dreyfuss G, 2004. –

Preliminary studies in the prevalences of natural fasciolosis in cattle, sheep,

and the host snail (Galba truncatula) in North-eastern Algeria. Parasitology

Research 92, 502 – 505.

Mera y Sierra RL, Scibilia C, Pasbt A, Irrazabal G, Senar M., 2005a. –

Abattoir condemnation of bovine livers due to Fasciola hepatica in

Tupungato, Mendoza. Biocell 29 (3): Abstract 92, pg 317. XXIII Reunión

Científica Anual 2005, Sociedad Biológica de Cuyo.

Mera y Sierra R, Morales J, Guiñazu M, Sidoti L, Artigas P, 2005b. –

Altitudinal distribution of Lymnaeid molluscs in Mendoza province, Argentina.

Biocell 29(3), (Abstract 91/371) XXIII Reunión Científica Anual 2005,

Sociedad Biológica de Cuyo.

Mera y Sierra RL, Catroppa VN, Guiñazu ME, ArtigasP, Sidoti LE, 2006. –

Estudio morfométrico de Lymnaeidos procedentes de Uspallata, Mendoza

Presentado en las XII Jornadas Argentinas de Microbiología, I Jornadas

Conjuntas de Microbiología, Infectologia y Alergia e Inmunología de Cuyo y

III Jornadas Mendocinas de Zoonosis, del 13 al 15 de Junio 2006 en

Mendoza.

Mera y Sierra RL., Sidoti L., Cuervo P., Morales J, 2007. – Estudio

Coproparasitológico de Caprinos de Malargüe, Mendoza. Presentado en la

Primera Reunión Conjunta de Sociedades de Biología de la República

Argentina. Córdoba, Agosto 2007.

Mera y Sierra R, Fantozzi C, Sidoti L, Deis E, Cuervo P, 2010. – Fasciolasis

humana en Cuyo: Revisión y análisis de casos publicados. Presentado en 1º

Congreso de Enfermedades Tropicales. San Salvador de Jujuy, Argentina.

Mayo del 2010.

Mera y Sierra R, Artigas P, Cuervo P, Deis E, Sidoti L, Mas-Coma S,

Bargues MD, 2009. – Fascioliasis transmission by Lymnaea neotropica

94

confirmed by nuclear rDNA and mtDNA sequencing in Argentina. Veterinary

Parasitology 166, 73 – 79.

Mera y Sierra R, Agramunt VH, Cuervo P, Mas-Coma S, 2011. – Human

fascioliasis in Argentina: retrospective overview, critical analysis and baseline

for future research. Parasites and Vectors 4, 104 – 122.

Mitchell M, 1995. – The distribution and epidemiology of liver fluke in New

Zealand. Surveillance 22, 22–26.

Molina EC, 2004. – Comparation of host – parasitie relationships of Fasciola

gigantica infection in catlle (Bos Taurus) and swamp buffaloes (Bubalus

bubalis). Tesis doctoral.

Moll L, Gaasembeek C, Vellema P, Borgsteede F, 2000. – Resistance of

Fasciola hepatica against triclabendazole in cattle and sheep in The

Netherlands. Veterinary Parasitology 91, 153–158.

Morales J, Sidoti L, Cuervo P, Mera y Sierra RL, 2007. – Fascioliasis en

caprinos de San Carlos, Mendoza. IX Jornadas de Investigación de la

Facultad de Ciencias Médicas, UNCUYO, 24, 25 y 26 de Octubre 2007.

Moriena RA, Racioppi O, Alvarez JD, 2004. – Fasciolosis en bovinos del

nordeste argentino. Prevalencia según edad. Rev. Vet. 15: 1, 3 – 4.

Moriena R, Alvarez J, Alarez A, Racioppi O, Lombardero, 1999. –

Diagnóstico de F. hepatica por detección de coproantígenos y coprología

clásica: su comparación. Comunicaciones Científicas y Tecnológicas 1999

de la UNNE. Resumen V-043.

Mulcahy G, Joyce P, Dalton JP, 1999. – Epidemiology and Control. En:

Dalton JP (ed) Fasciolosis. CAB International, New York, USA.

Munguía-Xóchihua JA, Ibarra-Velarde F, Ducoing-Watty A, Montenegro-

Cristino N, Quiroz-Romero H, 2004. – Prevalence of Fasciola hepatica

(ELISA and fecal analysis) in ruminants from a semi-desert area in the

northwest of Mexico. Parasitology Research 101, 127-130.

95

Musart NB & Coppo JA, 2009. – Indicadores sanguíneos de daño hepático

en novillos cruza cebú parasitados con Fasciola hepatica. Revista

Veterinaria 20:2, 81 – 85.

Neyra V, Chavarry E, Espinoza JR, 2002. – Cysteine proteinases Fas1 and

Fas2 are diagnostic markers for Fasciola hepatica infection in alpacas (Lama

pacos). Vet Parasitol. 105 (1), 21 – 32.

Ocampo Nuncevay N, Cueva Moreno S, Vásquez Cachay M, Ayón

Sarmiento M, Lira Mejía B, 2011. – Valores hematológicos de bovinos jersey

sometidos a condiciones de hipoxia crónica de la altura. REDVET Revista

electrónica de Veterinaria 12 (7), 1 – 10.

Ochoa MA, 2000. – Destete precoz. Una alternativa interesante para

intensificar la cría bovina en Mendoza. E.E.A. INTA Rama Caída, Mendoza

http://www.produccionanimal.com.ar/informacion_tecnica/destete/31destete_

precoz_mendoza.htm.

Olaechea FV, 2004. – Fasciola hepatica. Conferencia Electrónica 2004. Red

de Helmintología de FAO para América Latina y el Caribe.

Olaechea FV, Larroza M, Cabrera R, Leiva D, Paramidani M, Reynals J, Lisi

M, Mujica G, Caracostantogolo J, 2007. – Hallazgos de Resistencia

Antihelmíntica en Rumiantes en la Patagonia Argentina. Veterinaria

Argentina. Vol.24 (234):257-267, 2007. CT PA 512

Olaechea FV, Lovera V, Larroza M, Raffo F, Cabrera R, 2011. – Resistance

of Fasciola hepatica against triclabendazole in cattle in Patagonia

(Argentina). Veterinary Parasitology 178, 364 – 336.

Oprescu I, Darabus G, Morariu S, Merderle N, Ilie M, Imre M, Imre K, Onita

P, 2010. – Inmunological diagnosis of fasciolosis by ELISA method in sheep

and cattle from Arad County. Lucrari Stiintifice Medicina Veterinaria XLIII (1),

21 – 29.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Neyra%20V%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Chavarry%20E%22%5BAuthor%5D


http://www.inta.gov.ar/ramacaida/contactos/cv/ochoa.htm

http://www.produccionanimal.com.ar/informacion_tecnica/destete/31destete_precoz_mendoza.htm

http://www.produccionanimal.com.ar/informacion_tecnica/destete/31destete_precoz_mendoza.htm

96

Pierini M, 2009. – Fasciola hepatica. Casuística en el Valle de Conesa. REI

Editorial, Revistas e Informatica. Trabajos técnicos. Sanidad Animal.

http://www.reivet.com.ar/archivos/fasciola_hepatica.pdf

Rearte D, 2007. – La producción de carne en Argentina. INTA, Septiembre

2007.

Rebak GI, Brenn G, Sánchez S, Molina K, Cedrés JF, 2005. – Hallazgos de

distomatosis hepática (Fascioliasis) post mortem en Corrientes. XXVI Sesión

de Comunicaciones Científicas 85º Aniversario - Facultad de Ciencias

Veterinarias, Universidad Nacional del Nordeste. Resumen 48.

Rojo Vázquez FA & Ferre Pérez I, 2000. – Parasitosis hepáticas: Fasciolosis

En: Cordero del Campillo M, Rojo & Vázquez FA. Parasitología Veterinaria

2da edición Madrid, España.

Rossanigo CE, Ávila JD, Vazquez R, Sager RL, 1983. – Incidencia,

distribución e identificación del huésped intermediario de la distomatosis

bovina en la provincia de San Luis. Gaceta Veterinaria Buenos Aires 45

(382), 739 – 749.

Scott PR, Sargison ND, Macrae A, Rhind SR, 2005. – An outbreak of

subacute fasciolosis in Soay sheep: Ultrasonographic biochemical and

histological studies. The Veterinary Journal 170, 325–331.

Sidoti L, Deis E, Cuervo P, di Cataldo S, Cáceres A, Mera y Sierra R L, 2008.

– Presencia de Fasciola hepatica en asnos en el Departamento de Lujan de

Cuyo de la provincia de Mendoza XXVII Jornadas de Actualización en

Ciencias Veterinarias. Villa Giardino, Córdoba. 26, 27 y 28 de setiembre de

2008.

Sidoti L, Deis E, Cuervo P, di Cataldo S, Imbesi G, Cáceres A, Mera y Sierra

RL, 2009. – Fasciola hepatica in horses of Mendoza province, Argentin.

BIOCELL 33 (1). XXVI Reunión Científica Anual de la Sociedad de Biología

de Cuyo. 5-7 de Diciembre de 2008. Mendoza, Argentina.

97

Sidoti LE, Cuervo PF, Sbriglio L, Fantozzi C, Deis E, Di Cataldo S, Mera y

Sierra RL, 2010. – Fascioliasis in working mules in endemic andean areas of

Mendoza province, Argentina.Presentado en XIIth International Congress of

Parasitology. Melbourne, Australia, 2010.

Sidoti L, Sbriglio L, di Cataldo S, Niera G, Cornejo C, Gerbeno L, Cuervo P,

Mera y Sierra RL, 2010. – Helminths of horses from the andean locality of

Potrerillos, Mendoza, Argentina XXVIII Reunión Científica Conjunta de la

Sociedad de Biología de Cuyo, Octubre 2010.

Sidoti L, Cuervo P, Robles S, Gerbeno L, Neira G, 2011. – Fasciolasis

caprina y ovina en la provincia de Mendoza. 1º Congreso Internacional de

Zoonosis y Enfermedades Emergentes. VII Congreso Argentino de Zoonosis.

8 al 10 de Junio de 2011, Buenos Aires.

Soares MP, da Silva SS, Nizoli LQ, Feliz SR, Schild AL, 2007. – Chronic

fasciolasis in farmed and wild greater rheas (Rhea americana). Veterinary

Parasitology 145, 168 – 171.

Teare JA, 2002. – International Species Information System Physiological

Data Reference Values. EDITOR: Apple Valley, Minnesota, EE.UU CDROM.

Ticona D, Chávez V, Gina Casas V, Alfonso Chavera C, Olga Li E, 2010. –

Prevalencia de Fasciola hepatica en bovinos y ovinos de Vilcashuamán,

Ayacucho. Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú 21 (2), 168 –

174.

Tizard, 1998. – Aplicaciones diagnósticas de las pruebas inmunológicas. En:

Tizard (ed) Inmunología Veterinaria. McGraw-Hill/Interamericana, España.

Torgerson P & Claxton J, 1999. – Epidemiology and Control. En: Dalton JP

(ed) Fasciolosis. CAB International, New York, USA.

Valencia N, Pariona A, Huamán M, Miranda F, Serapio Q, Gonzáles A, 2005.

– Seroprevalencia de fasciolosis en escolares y ganado vacuno en la

provincia de Huancavelica, Perú. Revista Peru Med. Exp. Salud Pública 22

(2), 96 – 102.

98

Vara del Río MP, Martínez-Valladares M, Martínez-Delgado A, Rojo-Vázquez

FA, 2006. – Prevalencia de la fasciolosis ovina y estudios de resistencias a

fasciolicidas en la provincia de león. XIV Congreso Internacional de la

Federación Mediterránea de Sanidad y Producción de Rumiantes. 12 al 15

de julio 2006, España.

Wyckoff JH, Bradley RE, 1985. – Diagnosis of Fasciola hepatica infection in

beef calves by plasma enzyme analysis. Am J Vet Res 46, 1015–1019.

universidad juan agustÍn maza facultad de … sidoti.pdfel bovinos como reservorio de fasciola...

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