UNIVERSIDAD DE CHILEFACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS Y FARMACEUTICAS

“Desarrollo y optimización de estrategias analíticasbasadas en el uso de la espectrometría de masascon triple cuadrupolo acoplado a cromatografía

gaseosa y líquida para la multi-determinación decontaminantes orgánicos en matrices ambientales”

Tesis presentada a la Universidad de Chilepara optar al grado de Doctor en Química por:

MAURICIO ANDRÉS RETAMAL PRADO

Directores de Tesis

Dr. Pablo Roberto Richter DukSr. Juan Manuel Suárez Bárcena-Ramírez

SANTIAGO- CHILE2011

UNIVERSIDAD DE CHILEFACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACÉUTICAS

INFORME DE APROBACIÓNTESIS DE DOCTORADOSe informa a la Dirección de Postgrado de la Facultad de Ciencias Químicas yFarmacéuticas que la Tesis de Doctorado presentada por el candidato:

MAURICIO ANDRÉS RETAMAL PRADOHa sido aprobada por la Comisión Informante de Tesis como requisito para optar algrado de Doctor en Química, en el examen de defensa de Tesis rendido el día_____________________

Directores de Tesis:Dr. Pablo Richter Duk ___________________________

Sr. Juan Manuel Suárez ___________________________

Comisión Informante de Tesis:

Dra. María Inés Toral (Presidenta) ___________________________

Dr. Dietrich von Baer ___________________________

Dr. Antonio Galdámez ___________________________

Sr. Rubén Verdugo ___________________________

“La vida es muy peligrosa. No por las personas que hacen el mal,

sino por las que se sientan a ver lo que pasa.”

Albert Einstein

“Estar preparado es importante, saber esperar lo es aún más,

pero aprovechar el momento adecuado es la clave de la vida.”

Arthur Schintzler

AGRADECIMIENTOS

Quisiera en primer lugar, dar las gracias a Dios, por permitirme ingresar alPrograma de Doctorado en Química y darme la inteligencia y sabiduría necesariapara desarrollarme en mis estudios de posgrado, durante todo este tiempo.Darle las gracias a los proyectos FONDECYT 1070616 y 1100085, las becas deapoyo a la realización de tesis doctoral CONICYT N° 24090034 y proyectoMECESUP UCH0601 por el financiamiento de esta Tesis.Agradecer a mis compañeros de generación y a los que se fueron sumando enel camino, por los momentos de humor y de estudio en todo este tiempo.A mis compañeros del Laboratorio de Química Ambiental, quisiera darle lasgracias por la buena disposición, colaboración y compañerismo desde hace yamucho tiempo. En especial muchas gracias a Loreto, Ady, Claudio, Adolfo, Jorge,Cata y a las personas que se han sumado en el camino, que me han ayudado en eldesarrollo de mi tesis y traído tantos momentos de humor siempre necesario.Además, quisiera agradecer a la profesora Inés Ahumada, por su preocupación,simpatía y colaboración al proporcionar parte del laboratorio de QuímicaAmbiental para que pudiese trabajar en mi tesis.A mis compañeros de Agriquem-América S.A., estoy muy agradecido ycontento de haber conocido tanta gente agradable a lo largo de mi tesis, gracias porsu colaboración, en especial a los integrantes del laboratorio orgánico, del cualguardo gratos recuerdos en esos días de arduo trabajo de rutina. A mis amigosJuanito, Berny, Ingrid, Alejandra, Fabián, Mauro, Anto, Pao, Jocelyn y a mi jefa Katiaque de una u otra forma colaboraron para que esta tesis resultará de buena forma.

A Don Juan Carrasco, quisiera agradecer su buena disposición, enseñanzas ysu colaboración en todo este tiempo, del cual aprendí muchas cosas de trabajo yfinalmente terminé ganando un amigo. Sin tu ayuda Juanito creo que hubiese sidodemasiado difícil desarrollar este trabajo.A la Dra. Loreto Ascar quisiera agradecer todos sus sabios consejos y suamistad honesta y desinteresada. Gracias por esas palabras necesarias en elmomento justo y que me sirvió para orientarme y enfocar mis esfuerzos en misobjetivos en la vida. Echaré mucho de menos esas conversaciones de la vida quetanto bien me hacían.A Milton, Felipe y Christian, estoy muy agradecido por su colaboración másallá del deber propio del trabajo con mi tesis, ya que su compromiso en la etapa demuestreo fue siempre el máximo y profesional, además de la amistad que se fuedando en esta etapa. También en este aspecto quiero agradecer la participación deCarlos Salas, en la formulación del trabajo en terreno.Al profesor Pablo Richter, le agradezco sus enseñanzas y la formación de grancalidad que me ha entregado durante el tiempo que ha sido mi tutor. Estoy muyagradecido por la confianza que me brindó siempre, y que me ha servido para ser elprofesional que soy hoy en día. Extrañaré esas “discusiones” acerca del trabajo enlas cuales finalmente llegábamos a consenso y también los momentos de humor enlos eventos del laboratorio. Espero maestro que no perdamos el contacto.Al Sr Juan Manuel Suárez, Gerente General de Agriquem América, le agradezcoen primera instancia, la confianza y el compromiso que tuvo desde el inicio con miproyecto y mi persona. Estoy muy agradecido por su colaboración, que me permitiódesarrollar de buena forma mi tesis y además la amistad que se fue dando durantemi estancia en el laboratorio.

Por último, quiero agradecer a mi familia, que siempre me ha apoyado de unau otra forma, ya que no es fácil brindar apoyo en una aventura tan difícil como unposgrado. A mi hermana Paula, por ayudarme en momentos difíciles, muchasgracias por tu apoyo en el momento necesario. Y finalmente, quiero darle lasgracias a una persona muy especial en mi vida, a la persona que se ha esforzado díaa día por mi bienestar, quiero dedicarle esta tesis a mi madre Sara, ya que sin suapoyo y amor, me habría sido muy difícil realizar mis estudios.

Índice

Página

1. INTRODUCCIÓN 2

1.1. Antecedentes 2

1.2. Efectos en la salud 3

1.3. Proceso de Medición Química 10

1.4. Toma de muestra 10

1.5. Preparación de la muestra 11

1.6. Metodologías de determinación de contaminantes orgánicos 11

1.7. Trazabilidad de una metodología 16

1.8. Presencia de contaminantes en medioambiente 17

1.9. Ecosistema seleccionado 18

1.10. Hidrogeología Maipo 19

1.11. Geomorfología Maipo 19

1.12. Medio Ambiente 20

2. HIPÓTESIS 22

3. OBJETIVO GENERAL 23

3.1. OBJETIVOS ESPECÍFICOS 23

4. MATERIALES Y MÉTODOS 25

4.1. REACTIVOS 25

4.2. INSTRUMENTOS Y APARATOS 26

4.3. METODOLOGÍA 27

4.3.1. Determinación cromatográfica de contaminantes orgánicos 27

4.3.1.1. Determinación por GC-MS/MS 27

4.3.1.1.1. Optimización condiciones para generar el espectro de masas de

cada analito por GC-MS/MS

27

4.3.1.1.2. Determinación simultánea de contaminantes orgánicos por GC-

MS/MS

27

4.3.1.1.3. Condiciones en GC-MS/MS 28

4.3.1.2. Determinación por LC-MS/MS de contaminantes orgánicos 28

Página

4.3.1.2.1. Optimización condiciones para generar el espectro de masas de

cada analito por LC-MS/MS

28

4.3.1.2.2. Determinación simultánea de contaminantes orgánicos por LC-

MS/MS

29

4.3.1.2.3. Condiciones LC-MS/MS para determinación contaminantes

orgánicos

29

4.3.2. Preparación de muestra 30

4.3.2.1. Muestras acuosas 30

4.3.2.1.1. Extracción líquido-líquido (LLE) 30

4.3.2.1.2. Extracción en fase sólida (SPE) 30

4.3.2.2. Muestras de sedimentos 31

4.3.2.2.1. Extracción asistida de ultrasonido (USE) 31

4.3.2.2.2. Extracción con solvente acelerado (ASE) 31

4.3.3. Obtención de muestras reales 32

4.3.4. Granulometría muestra sedimento 33

4.3.5. Determinación materia orgánica oxidable en sedimento 34

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 35

5.1. Determinación de contaminantes orgánicos por GC-MS/MS en matrices

ambientales

35

5.1.1. Determinación cromatográfica GC-MS/MS 35

5.1.2. Metodologías de extracción compuestos determinados por GC-

MS/MS

39

5.1.2.1. Matriz acuosa. Extracción líquido-líquido 39

5.1.2.2. Extracción en fase sólida 42

5.1.2.3. Estado del arte matriz acuosa 47

5.1.2.4. Matriz de sedimento. Pruebas preliminares 48

5.1.2.5. Optimización extracción asistida de energía de ultrasonido 51

Página

5.1.2.6. Optimización extracción con solvente acelerado 57

5.1.2.7. Estado del arte matriz sólida 61

5.2. Determinación de contaminantes orgánicos por LC-MS/MS 63

5.2.1. Determinación cromatográfica LC-MS/MS 63

5.2.2. Técnicas de extracción compuestos determinados por LC-MS/MS 66

5.2.2.1. Matriz acuosa. Extracción líquido-líquido 66

5.2.2.2. Matriz acuosa. Extracción en fase sólida 69

5.2.2.3. Estado del arte de metodologías analíticas relacionadas aplicadas

en matrices acuosas

71

5.2.2.4. Matriz de sedimento. Extracción asistida de energía de ultrasonido 72

5.2.2.4. Optimización extracción asistida con energía de ultrasonido 74

5.2.2.5. Estado del arte de metodologías analíticas relacionadas en matrices

sólidas

76

5.3. Muestreo Río Maipo 77

5.3.1. Puntos de muestreo 77

5.3.2. Análisis de muestras provenientes de puntos de muestreos 79

5.3.2.1. Muestreo Río Maipo Verano 2010 81

5.3.2.2. Muestreo Río Maipo Otoño 2010 85

5.3.2.3. Muestreo Río Maipo Invierno 2010 88

5.3.2.4. Monitoreo de contaminantes orgánicos en otros lugares del mundo 91

6. Conclusiones 96

7. Referencias 98

8. ANEXOS. 102

Índice Figuras

Página

Figura 1. Mecanismo de solubilización de benzo[a]pireno en elorganismo e interacción con ADN.

4

Figura 2. Mecanismo solubilización PCBs en el organismo einteracción con ADN.

4

Figura 3. Mecanismo de solubilización lindano en elorganismo.

5

Figura 4. Proceso de ionización analitos en LC-MS 13Figura 5. Mecanismo ionización ESI positivo y negativo. 14Figura 6. Esquema funcionamiento de un cuadrupolo. 15Figura 7. a) Secado del extracto de matriz sólida.

b) Extracción líquido-líquido.32

Figura 8. Superficie de respuesta de análisis de respuestamúltiple.

55

Figura 9. Superficie de respuesta de análisis de respuestamúltiple.

59

Figura 10. Ionización por electrospray negativa. 65Figura 11. Interacción analito-solvente y analito-agua. 68Figura 12. Puntos de muestreo río Maipo. 79

Índice Tablas

Página

Tabla 1. Concentración máxima permitida de compuestosorgánicos en agua. Concentración a la cual existeriesgo de contraer cáncer (1 en 10000) en un adulto alconsumir agua contaminada durante su vida.

7

Tabla 2. Valores ADI y NOEL para algunos contaminantesorgánicos en personas, según información entregadapor el Departamento de Salud de Australia.

8

Tabla 3. Gradiente de fases móviles LC-MS/MS. 29Tabla 4. Condiciones optimizas del espectro de masas de cada

analito por GC-MS/MS.36

Tabla 5. Porcentaje recuperación LLE matriz acuosa condistintos solventes orgánicos (n=4).

40

Tabla 6. Extracción en fase sólida (columna C8), eluídas condistintos solventes orgánicos (n=4).

42

Tabla 7. Recuperaciones LLE y SPE a distintos niveles deconcentración en matriz acuosa.

44

Tabla 8. Comparación entre técnicas de extracción para matrizacuosa por GC-MS/MS.

46

Tabla 9. Estado del arte de la extracción de contaminantesorgánicos en matriz acuosa para compuestosdeterminados por cromatografía gaseosa.

48

Tabla 10. Recuperación promedio de elección solvente deextracción en sedimento.

49

Tabla 11. Condiciones de trabajo en cada experimento paraoptimización USE.

52

Tabla 12. Primer componente principal de cada grupo. 53Tabla 13. Autovalor y porcentaje de varianza del primer

componente principal de cada grupo.54

Tabla 14. Recuperación (%) de los contaminantes orgánicos ensedimento utilizando USE (n=4).

56

Tabla 15. Condiciones de trabajo de cada experimento paraoptimización ASE.

57

Tabla 16. Autovalor y porcentaje de varianza del primercomponente principal de cada grupo.

58

Tabla 17. Resultado análisis de componentes principales. 59

PáginaTabla 18. Recuperación (%) de los contaminantes orgánicos en

sedimento utilizando ASE (n=4).60

Tabla 19. Comparación de técnicas de extracción para matriz desedimento

61

Tabla 20. Estado del arte de la extracción de contaminantesorgánicos en matriz sólida para compuestosdeterminados por GC

62

Tabla 21. Condiciones optimas de ionización por ESI yespectrometría de masa-masa

64

Tabla 22. Señal cromatográfica de los compuestos analizadospor LC-MS/MS.

65

Tabla 23. Recuperación extracción líquido-líquido a pH 2 conn=4.

66

Tabla 24. Resultados extracción líquido-líquido a pH 7 con n=4. 67Tabla 25. Recuperación extracción líquido-líquido a pH 2 con

n=4, utilizando acetato de etilo.68

Tabla 26. Resultados extracción en fase sólida con columnaOASIS HLB.

69

Tabla 27. Comparación entre técnicas de extracción para matrizacuosa.

70

Tabla 28. Estado del arte extracción de contaminantes orgánicosen matriz acuosa y determinados por LC

72

Tabla 29. Resultados de prueba de solventes utilizando USE enmatriz de sedimento (n=4)

73

Tabla 30. Condiciones de trabajo en cada experimento paraoptimización USE.

74

Tabla 31. Recuperación (%) de los contaminantes orgánicos ensedimento utilizando USE (n=4).

75

Tabla 32. Estado del arte de la extracción de contaminantesorgánicos en matriz sólida para compuestosdeterminados por LC

76

Tabla 33. Georeferenciación de los puntos de muestreo ríoMaipo y sus afluentes.

78

Tabla 34. Resultados muestreo Verano 2010 compuestosdeterminados en muestra acuosa

82

Tabla 35. Resultados muestreo Verano 2010 compuestosdeterminados en muestra sedimento

84

Tabla 36. Resultados muestreo Otoño 2010 de compuestosdeterminados en muestra acuosa

86

Tabla 37. Resultados muestreo otoño 2010 compuestosdeterminados en muestra sedimento

87

Página

Tabla 38. Resultados muestreo invierno 2010 compuestosdeterminados en muestra acuosa

89

Tabla 39. Resultados muestreo invierno 2010 compuestosdeterminados en muestra sedimento

90

Tabla 40. Monitoreo de contaminantes orgánicos en matricesambientales en diversos lugares del mundo

92

GLOSARIO

µECD: detector de captura microelectrónicaADI: aceptable daily intakeADN: ácido desoxirribonucleicoAPCI: ionización química a presión atmosféricaAPnEOs: alquifenoles etoxiladosAPs: alquifenolesASE: extracción con solvente aceleradoCH2Cl2: diclorometanoCONAF: Coorporación Nacional ForestalCP: componente principalDAD: detector de arreglo de diodosDER: desviación estándar relativaDLLME: microextracción dispersiva líquido-líquidoECD: detector de captura electrónicaEPA: Agencia de Protección AmbientalESI: ionización por electrosprayFID: detector de ionización por llamaGC-MS/MS: cromatografía gaseosa acoplada a detector de masa-masaHCHs; hexaclorociclohexanoHPLC: cromatografía líquida de alta resoluciónKow: constante partición octanol/aguaLAS: sulfonato de alquilbenceno linealLC-Fl: cromatografía líquida acoplada a detector de fluorescenciaLC-MS/MS: cromatografía líquida acoplada a detector de masa-masaLLE: extracción líquido-líquidom/z: relación masa/cargaMAE: extracción asistida de energía de microondasMO: materia orgánicaMP: material particuladoNa2SO4: sulfato de sodioNADPH:NCh409: norma chilena 409 de calidad de agua potableNCh411: norma chilena de muestreo aguas superficialesNOEL: non observable effect levelNPD: detector de nitrógeno-fósforoOC: organocloradosPAHs: hidrocarburos aromáticos policíclicosPBBs: bifenilos polibromadosPBDEs: difeniléter polibromadosPCBs: bifenilos policlorados

PCDDs: dibenzo-p-dioxina policloradasPCDFs: dibenzofurano policloradosPHWE: extracción con agua precalentadaSAG: Servicio Agrícola GanaderoSBSE: extracción por sorción en barra de agitación.SPE: extracción en fase sólidaSPME: microextraccción en fase sólidaTD: desorción térmicaTHMs: trihalometanosUSE: extracción asistida de energía de ultrasonidoUVD: detector de ultravioletaV: potencial (voltios)VOCs: compuestos orgánicos volátiles

ResumenEn este trabajo se desarrolló una metodología analítica empleando lacromatografía gaseosa acoplada a un detector masa-masa (GC-MS/MS) la cualpermite la determinación simultánea de 68 contaminantes orgánicos para lasfamilias de hidrocarburos aromáticos policíclicos (PAHs), bifenilos policlorados(PCBs), difenil éter polibromados (PBDEs) y pesticidas (GC-MS/MS) en matricesacuosas y de sedimento. Además se desarrolló una metodología utilizando lacromatografía líquida acoplada detector de masa-masa que permite ladeterminación, en las mismas matrices, de 8 pesticidas y 5 alquifenoles junto a susderivados etoxilados (LC-MS/MS). El tiempo de análisis cromatográfico para ambastécnicas es menor a 26 minutos aproximadamente.Además se desarrollaron técnicas de extracción de estos contaminantesorgánicos en las matrices ambientales. Para muestras acuosas se empleó laextracción líquido-líquido utilizando diclorometano como extractante a pH neutro(para analitos determinados por GC-MS/MS) obteniéndose recuperaciones entre70-130% y límites de detección entre 0,75-19,8 ng L-1. Por otra parte para analitosdeterminados por LC-MS/MS se utilizó acetato de etilo a pH 2, obteniéndoserecuperaciones entre 74-120% y límites de detección entre 1-63 ng L-1. Paramuestras de sedimento se optimizaron las condiciones de extracción asistida porenergía de ultrasonido. Para los compuestos determinados por GC, las condicionesóptimas fueron empleando tres ciclos de extracción, a un tiempo de 14 minutoscada uno, utilizando 17 g de muestra y un volumen de solvente de 40 mL deacetona-hexano 1:1 v/v, obteniéndose recuperaciones entre 72-116% y límites dedetección entre 0,02-0,19 ng g-1. Para los compuestos determinados por LC-MS/MS,las condiciones óptimas fueron de tres ciclos de extracción de 10 minutos cada uno,utilizando 4 g de muestra y un volumen de solvente de 40 mL de acetonitrilo-agua95:5 v/v a pH 3, obteniéndose recuperaciones entre 77-109% y límites dedetección de 0,25-6,25 ng g-1.

Por otra parte, estas metodologías fueron aplicadas en la determinación delos contaminantes orgánicos en la cuenca del río Maipo. Se estableció un conjuntode 29 sitios de muestreo en el río Maipo como en sus afluentes más importantes,que permitió evaluar su comportamiento en distintas épocas del año.La presencia de los diferentes pesticidas cuantificados en los 3 muestreosrealizados, se atribuye a la actividad agrícola existente en las zonas y la aplicaciónde éstos en los cultivos adyacentes. Para la matriz acuosa se cuantificó su presenciaentre 10-240 ng L-1 y en sedimento se cuantificó su presencia entre 0,82-2,65 ng g-1.Respecto de los PAHs en muestras acuosas, sólo en el monitoreo de otoño seencontraron valores (entre 180-245 ng L-1) por sobre lo establecido en normaseuropeas y estadounidenses. La presencia de estos analitos, sin embargo, es difícilde atribuirla a una fuente específica. Para el caso de sedimentos, lasconcentraciones encontradas de PAHs entre 0,65-6,71 ng g-1 fueron similares a lasobtenidas en trabajos efectuados en distintos países, y se atribuye su presenciapresumiblemente a la acción de incendios en zonas cercanas a los puntos positivos.La presencia de nonilfenol y sus derivados dietoxilados se atribuye a losdesechos de tipo doméstico, debido al uso de lavalozas. No se detectó nonilfenol enla matriz acuosa y los valores obtenidos de los etoxilatos son comparables a losinformados en la literatura, destacando el valor encontrado (1-7 µg L-1) en el puntoMapocho, los cuales si se expresan en función de nonilfenol (0,7-4,7 µg L-1) seestaría sobrepasando la normativa europea de calidad de agua para este analito,cuyo valor máximo es de 0,3 µg L-1, lo cual deja en claro la necesidad de normar lasconcentraciones de este disruptor endocrino. Para la muestra de sedimento secuantificaron valores para nonilfenol entre 4,2-56,1 ng g-1 y para nonilfenoldietoxilado entre 4,2-10,3 ng g-1.Es importante destacar el hecho que no se detectó la presencia de PCBs ni dePBDEs en las muestras de agua y sedimento del río Maipo.

SUMMARY

In this work an analytical method using gas chromatography coupled to triplecuadrupole mass detector (GC-MS/MS) was developed which allows thedetermination of 68 organic pollutants for the families of polycyclic aromatichydrocarbons (PAHs), polychlorinated biphenyls (PCBs), polybrominated diphenylethers (PBDEs), and pesticides in aqueous and sediment matrices. In parallel amethod using liquid chromatography coupled to triple cuadrupole mass detector(LC-MS/MS) was also developed, which was also applied to the same samples,allowing the determination of eight pesticides and five alkyl phenol including theirethoxylates compounds. Chromatographic runs for both techniques were carriedout in less than 26 minutes.Extraction techniques were developed for these organic contaminants inenvironmental matrices. Liquid-liquid extraction using dichloromethane asextractant, at neutral pH (for analytes determined by GC-MS/MS), was used foraqueous samples, obtaining recoveries between 70 and 130 % and detection limitsbetween 0.75 and 19.8 ng L-1. On the other hand, for analytes determined by LC-MS/MS, ethyl acetate was used at pH 2, obtaining recoveries between 74 and 120% and detection limits between 1 and 63 ng L-1. For sediment samples, extractionconditions assisted by ultrasound energy were optimized. For compoundsdetermined by GC, the optimal extraction conditions were three cycles of extractionof 14 minutes each, using 17 g of sample and a solvent volume of 40 mL of acetone-hexane mixture 1:1 v/v, obtaining recoveries between 72 and 116 % and detectionlimits between 0.02 and 0.19 ng g-1. For compounds determined by LC-MS/MS,optimum extraction conditions were three cycles of extraction of 10 minutes each,using 4 g of sample and solvent volume of 40 mL of acetonitrile-water 95:5 v/v atpH 3, obtaining recoveries between 77 and 109 % and detection limits of 0.25 to6.25 ng g-1.

Moreover, these methodologies were applied in the determination of organicpollutants in Maipo River. A set of 29 sampling sites at Maipo River and its majortributaries were selected, in order to assess its behavior at different periods of theyear.Different pesticides were quantified in the 3 samplings campaigns, which isattributed to existing farming areas and the application of these products inadjacent crops. In the aqueous matrix pesticides were quantified in concentrationsranging from 10 to 240 ng L-1 and in sediments between 0.82 and 2.65 ng g-1.In the case of PAHs, these compounds were determined in aqueous samples in high

concentrations only in the fall campaign, ranging values between 180 and 245 ng L-1,which were over the established European and U.S. regulations. The presence ofthese analytes, however, it is difficult to attribute to a specific source. In the case ofsediments, the concentrations of PAHs were between 0.65 and 6.71 ng g-1 beingsimilar to those obtained in different countries, and their presence can bepresumably attributed to the action of fire in areas close with positive findings.The presence of nonylphenol and its diethoxylated compounds is attributed todomestic-type wastes, due to the use of dishwashing. Nonylphenol was notdetected in the aqueous matrix and the values obtained for the ethoxylatescompounds are comparable to those reported in the literature, highlighting thevalues found (1-7 ug L-1) at Mapocho sampling site. If these values are expressed interms of nonylphenol (0.7 to 4.7 ug L-1) they would be exceeding the Europeanregulation of water quality for this analyte, whose maximum value is 0.3 ug L-1,which makes clear the need to regulate the concentrations of this endocrinedisruptor. For the sediment sample values for nonylphenol were quantified from4.2 to 56.1 ng g-1 and diethoxylated nonylphenol between 4.2 and 10.3 ng g-1.It is important to emphasize that presence of PCBs or PBDEs in water and sedimentsamples from the Maipo River was not detected.

1

2

1. INTRODUCCIÓN

1.1. Antecedentes

Existe una amplia variedad de compuestos sintetizados por el hombre, loscuales han sido creados para mejorar su calidad de vida. Es así que podemosenumerar diversos compuestos tales como fármacos, polímeros, detergentes,gasolinas, aerosoles, entre otros, que se utilizan cotidianamente en las actividadesdomésticas e industriales [1]. Estos compuestos por su amplia variedad, sonagrupados por familias en función de sus propiedades y estructuras químicassimilares. Ejemplo de aquello son los pesticidas (clasificados en subfamilias comoorganoclorados, organofosforados y triazinas entre otros), hidrocarburosaromáticos policíclicos (PAHs), bifenilos policlorados (PCBs), difeniléterpolibromados (PBDEs), dibenzo-p-dioxina policloradas (PCDDs), dibenzofuranopoliclorados (PCDFs), bifenilos polibromados (PBBs), compuestos orgánicosvolátiles (VOCs), trihalometanos (THMs), alquifenoles (APs) y sus derivadosetoxilados (APnEOs), entre otros. Lamentablemente, en algunos casos, el usohabitual de éstos ha provocado un efecto negativo en la salud de la población.Algunos estudios han demostrado que ciertos compuestos de carácter orgánicopueden causar daños severos tanto en la salud humana como en el medio ambiente(en función de su concentración en el organismo y en el ambiente) [2].Los productos derivados del petróleo constituyen una de las fuentes másimportantes de contaminación de hidrocarburos que se difunden en el aire, en lasaguas superficiales y subterráneas, y en los suelos. Compuestos del tipo PCBs yPBDEs son de origen sintético utilizados habitualmente como aislantes térmicos yretardantes de llama cuyas aplicaciones son en transformadores y en artefactoselectrónicos respectivamente. Otras fuentes de contaminantes orgánicos son las

3

prácticas agrícolas, el control de plagas en bosques y praderas, así como lasactividades industriales.1.2. Efectos en la salud

Los posibles efectos negativos sobre el medio ambiente que origina un usoinadecuado o un accidente en los que participen compuestos químicos denaturaleza orgánica, son muy significativos, debido a las importantesconsecuencias directas o indirectas, ocasionadas por su presencia en losecosistemas y también debido a la complejidad involucrada en los procesos deremediación y/o eliminación del foco de contaminación [3,4].La acción de los compuestos orgánicos está relacionada con la forma en quepueden interaccionar con los organismos vivos. Este aspecto es especialmenteimportante cuando las sustancias químicas se utilizan como agentes biocidas, comoes el caso de los pesticidas, cuya forma de acción también determina su posible usoo abuso, pero es extrapolable al resto de compuestos orgánicos que, aún utilizadospara otros fines pueden llegar a presentar una acción a veces letal para losorganismos vivos, dependiendo de la cantidad presente en el organismo [5]. Elmodo de acción de los compuestos orgánicos puede clasificarse como de contacto o

sistémico. Los compuestos que ejercen su acción mediante contacto atacan a losorganismos por debilitamiento o disrupción de las membranas celulares, lo que, asu vez, origina una pérdida de los constituyentes celulares. Los compuestos conacción sistémica pueden ser absorbidos o ingeridos por el organismo con queinteraccionan y puede interferir en los procesos fisiológicos como la divisióncelular, la formación de clorofila, el desarrollo de tejidos, etc o metabólicos(respiración, actividad enzimática, fotosíntesis) [6-10].

4

O OHHO

OHHO

ON

N

O

OHHO

HONH

HN

NAZÚCAR

epoxidación H2O

epoxidación

ADN

Figura 1. Mecanismo de solubilización de benzo[a]pireno en el organismo e interacción con ADN.

Figura 2. Mecanismo solubilización PCBs en el organismo e interacción con ADN.Algunos de estos contaminantes orgánicos al incorporarse al organismo sonreconocidos como xenobióticos, y por procesos enzimáticos, se sustituyen oincorporan a ellos grupos OH para aumentar su solubilidad en agua y así sereliminados con mayor facilidad por el organismo[11-12]. Es en este proceso, que

Cly Clx

P450

Cly

OH

HO

Cly

O

O

HN

NH

N

N

AZUCAR

O

H2N

+Cly

NH

N

N

N

NO

HO

AZUCAR

5

pueden intercalarse en la cadena de ADN, provocando efectos nocivos tales comocáncer y mutaciones (Figuras 1 y 2). Otro proceso que pueden experimentar en elorganismo, es una reacción de óxido-reducción vía reacción con el glutatión o conNADPH, el cual está vinculado con el estrés celular y que puede influir en el malfuncionamiento de las actividades celulares (Figura 3), lo cual puede terminar conalgún daño en los orgános, tales como riñón o hígado. Efectos similares se producentanto en organismos terrestres como acuáticos, los cuales también son afectadospor la presencia de estos contaminantes en sus ecosistemas, ya seaexperimentando mutaciones o una disminución en la tasa de reproducción [13-14].

Figura 3. Mecanismo de solubilización lindano en el organismo.

Cl Cl

Cl

Cl Cl

Cl

gama-LINDANO

Cl

Cl

Cl Cl

SG

Cln

Cl Cl

Cl Cl

Cl Cl

Cl

Cl

Cl

Cl Cl

Cl Cl

Cl

OH

Cl Cl

Cl

OH

Cln

HIDROXILACIÓN NADPH / O2

NADPH / O2

NADPH / O2

HIDROXILACIÓNHIDROXILACIÓN

NADPH / O2 NADPH / O2

NADPH

DESHIDROGENACIÓN DESHIDROCLORACIÓN

CONJUGACIÓN GLUTATIÓN (GSH)

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El estudio toxicológico de estos compuestos ha permitido recolectar unavaliosa información acerca de su comportamiento en el organismo, permitiendoadoptar medidas que contribuyan a normar la presencia de éstos en matricesambientales, tomando en consideración que una persona adulta (70 kg) bebeaproximadamente 1,5 L de agua diariamente, se puede correlacionar este dato conlos valores toxicológicos [15] y luego generar información aproximada (Tabla 1) delos riesgos de contraer cáncer (1 en 10000) a lo largo de una vida adulta, si ellaconsume agua con los niveles de concentración de estos compuestos que aparecenen la Tabla 1. Debido a esto, es que han surgido diversos análisis para determinarestos compuestos en tejidos, órganos, sangre, y matrices ambientales como aguas,aire, material particulado (MP 2.5 y 10), suelo y sedimento [16-17], siguiendo laruta que experimentan en la cadena trófica, con lo cual se busca permanentementemonitorear su presencia en estas matrices, para luego buscar dar una soluciónmédica o de remediación si se presenta un caso de contaminación.Por otra parte, se han realizado estudios para la medición de dosis aceptablediaria (ADI “acceptable daily intake”) de agroquímicos y/o pesticidas enalimentos[18], información que los agricultores toman en consideración paraevaluar tanto la frecuencia de aplicación de pesticidas, su concentración y períodosde cuarentena, cuyo objetivo es que el producto en el mercado cumpla con estanormativa, la cual considera la cantidad de una sustancia específica en alimentos oagua potable que puede ser ingerida día a día durante toda la vida sin riesgoapreciable para la salud. El concepto ADI puede ser entendido como una medidapara indicar la toxicidad a largo plazo de la exposición por ingestión repetida decompuestos químicos en los alimentos, en comparación con la toxicidad aguda. Unvalor ADI (Tabla 2) se basa en la investigación con estudios a largo plazo enanimales y observaciones de los seres humanos. En primer lugar, unaconcentración de efecto no observable (NOEL o LOEL “non observable effect level),la cantidad de una sustancia que no presenta efectos tóxicos, se determina sobre la

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base de los estudios destinados a medir el efecto de varias dosis. En el caso devarios estudios sobre los diferentes efectos, el menor NOEL se suele adoptar. El ADIse informa generalmente en mg kg-1 de peso corporal por día.Tabla 1. Concentración máxima permitida de compuestos orgánicos en agua. Concentración ala cual existe riesgo de contraer cáncer (1 en 10000) en un adulto al consumir aguacontaminada durante su vida.

A: probable cancerígeno humano; B: posible cancerígeno humano; C: no clasificable comocancerígeno; D: sin evidencia como cancerígeno.

Compuestos Estándar primario Advertencia de salud para adultos GrupodecáncerStatusregional MCL (µg L-1) Vida adulta sinriesgo cáncer (µg L-1) Concentraciónde riesgo(µg L-1)Alacloro F 2 - 40 AAldicarb D 7 7 - CAtrazina F 3 3 - BBentazona T - 200 - CBenzo[a]pireno F 0,2 - 0,2+ ABromacilo L - 90 - BCarbaril - - 700 - CCarbofurano F 40 40 - DClordano F 2 - 3 AClorpirifos-Et - - 20 - C2,4-D F 70 70 - CDiazinon - - 0,6 - D1,4-diclorobenceno F 75 75 - BDieldrin - - - 0,2 ADimetil-metilfosfonato - - 100 700 B2,4-dinitrotolueno L - - 5 ADibromuro de etileno F 0,05 - 0,04 AHeptacloro F 0,4 - 0,8 AHeptacloro epox F 0,2 - 0,4 AHexaclorobenceno F 1 - 2 ALindano F 0,2 0,2 - BMetoxicloro F 40 40 - CPCBs F 0,5 - 0,5 A2,3,7,8-TCDD (dioxina) F 3*10-5 - 2*10-5 AToxafeno F 3 - 3 ATrifluralina L - 5 500 B

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Tabla 2. Valores ADI y NOEL para algunos contaminantes orgánicos en personas, segúninformación entregada por el Departamento de Salud de Australia.

Compuesto ADI (µg kg-1 pesocorporal)

NOEL (µg kg-1

peso corporal)Fecha estudio

publicadoAbamectina 0,5 500 nov-99Acefato 3 220 feb-88Alaclor 0,5 500 may-85Aldicarb 1 10 [A] dic-99Aldrin 0,1 [B] C oct-03alfa-cipermetrina 50 4700 mar-94Ametrina 20 2000 nov-89Atrazina 5 500 dic-96Azinfos-Me 25 250 [A] ago-02Azinfos-Et 2 20 [A] jun-91Benomilo 20 2500 feb-03Bentazona 100 10000 jun-05Boscalida 60 6000 ago-03Cadusafos 0,01 1 ago-92Captan 100 10000 feb-97Carbaril 8 16000 [LOEL] dic-02Carbofurano 3 330 sep-87Carbofenotion 0,2 20 ago-70Clordano 0,5 [B] C oct-03Clorfenvinfos 0,5 50 oct-98Clorpirifos 3 30 [A] dic-98Clorpirifos-Me 10 100 feb-88gamma-cihalotrin 0,5 500 ago-03DDT 2 [B] 250 oct-03Demeton-S-Me 0,3 30 ago-91Diazinon 1 20 [A] abr-99Diclorvos 1 14 [A] abr-04Dicloran 70 7500 [A] may-75Dieldrin 0,1 [B] C oct-03Difetialona 0,0006 1,25 jul-93Endrin 0,2 [B] C oct-03Etion 1 100 jun-87Fenamifos 1 14 nov-05Fenitrotion 2 200 nov-97Fention 2 20 [A] abr-04Fipronil 0,2 20 jun-94

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Flocoumafen 0,001 1,4 sep-95Flusilazol 2 200 feb-87Glufosinato 7 670 ago-88Heptaclor 0,5 [B] C oct-03Lindano 3 310 nov-86Linuron 10 1250 sep-86Mancozeb 6 600 nov-92MCPA 10 1100 abr-94Metidation 2 160 may-04Metoxiclor 100 [B] C oct-03Miclobutanilo 30 2600 nov-87Ofurace 0,7 1300 jun-87Oxifluorfen 25 2500 ago-82Paration-Et 5 50 [A] jun-97Paration-Me 0,2 20 jun-97Protiofos 0,1 10 oct-93Simazina 5 500 dic-90Teflutrin 5 500 abr-93Terbutilazina 3 350 may-01Trifluralina 20 2500 ago-91Vinclozolina 10 1400 nov-95[A]: valor adoptado en ensayos en humanos; [B]: valor tolerable de ingesta diaria; [C]: valoradoptado por el conjunto de expertos del comité de aditivos en alimentos de la OrganizaciónMundial de la Salud.Con toda la información toxicológica generada, ya existe una concienciaacerca de los riesgos que conlleva la presencia de estos contaminantes orgánicostanto en el medio ambiente como en la cadena trófica. A nivel mundial existennormativas que fijan una concentración máxima aceptable de éstos, ya sea en elmedio ambiente como en productos alimenticios. Es así como organismosgubernamentales como la Agencia de Protección del Medio Ambiente en EE.UU.(EPA) y como el Parlamento Europeo controlan por medio de normativas lapresencia de éstos en diversas matrices [19-20].

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1.3. Proceso de Medición Química

Con el dictamen de las normativas, se hace necesario evaluar y diseñar unaestrategia que permita abordar en forma apropiada la analítica de estoscontaminantes para evaluar su presencia y/o ausencia de el o los compuestos quepodrían estar en la muestra. Para lograr este objetivo y resolver este problemaanalítico, se emplea en química analítica el denominado “proceso de mediciónquímica”, el cual contempla una serie de etapas consecutivas, las cuales puedenresumirse en lo siguiente: toma de muestra, preparación de la muestra, ladeterminación instrumental del o de los analitos presentes en la muestra yposteriormente el tratamiento de datos que permita entregar una información útily confiable para resolver el problema analítico. En este sentido, diseñar unaestrategia de análisis es primordial para lograr dar una respuesta al problemaanalítico, ya sea en el diseño del muestreo, la elección de las distintas técnicas deseparación analítica o también en la elección del sistema de análisis cromatógrafo-detector [21].1.4. Toma de muestra

Esta es la primera etapa del proceso de medición química, consiste en obtenerla muestra, la cual en una simple definición es una parte o porción de una matriz dela que se desea conocer su estado. En esta etapa se debe asegurar que la muestraobtenida cumpla ciertas condiciones como: representatividad de la muestra desdeun lugar de muestreo previamente establecido, durante su toma, traslado,almacenaje y preservación para el posterior análisis.

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1.5. Preparación de la muestra

En la etapa de preparación de muestra se busca provocar la separaciónanalítica del analito desde la matriz en que se encuentra, siendo en algunos casosun proceso difícil, debido a la fuerte interacción analito-matriz, para lo cual elobjetivo es romper esta interacción, con lo cual ocurre su separación. Para matricessólidas como suelo y sedimento que poseen material orgánico que interaccionafuertemente con estos compuestos orgánicos, las técnicas de extracción modernassuelen emplear energía adicional para acelerar el proceso de ruptura y reducir eluso de solvente en el proceso [22-24]. Las estrategias analíticas modernas que sehan desarrollado para el análisis de las muestras líquidas, se han enfocadoprincipalmente en reducir la razón solvente orgánico/agua, respecto de la clásicaextracción líquido-líquido en embudos de separación [25-27], tanto por razones decosto como medioambientales.1.6. Metodologías de determinación de contaminantes orgánicos

En la literatura, existe una amplia variedad de compuestos orgánicos que hansido determinados en varias matrices ambientales como aire, agua de río y mar,además de suelos y sedimentos, debido a su ciclo en la cadena trófica. Comorespuesta a ésto, también existe una amplia diversidad de metodologías paradeterminarlos, pero independiente de la técnica de extracción que se utilice, casisiempre va acompañada del empleo de la cromatografía para la separación de estoscompuestos, y consecutivamente tiene lugar la etapa de cuantificación, utilizandoun detector que mida alguna propiedad que posean los analitos. Esta medicióngenera una señal que es interpretada en forma de concentración. Existen variostipos de detectores, los cuales tienen distintos fundamentos que emplean para ladetección de compuestos orgánicos, como el detector de ionización por llama (FID)[28-29], captura electrónica (ECD) [30], nitrógeno-fósforo (NPD) [31-32] para

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cromatografía gaseosa y ultravioleta (UVD) [33] y arreglo de diodos (DAD) paraHPLC [34]. Por su parte, existe el detector de masas, que hoy en día es utilizado enambas cromatografías.Un detector de masas, actualmente puede ofrecer límites de detecciónbastante bajos (a un nivel de µg L-1) empleando una curva de calibración,detectando en el sistema cromatógrafo-detector cantidades mínimas de analitos delorden de picogramos, lo cual es una herramienta muy útil para la evaluación de unfoco de contaminación [35]. El proceso de análisis por espectrometría de masas esrelativamente complejo, está basado en el distinto comportamiento de los ionesque se forman por las diferentes técnicas de ionización, al atravesar camposeléctricos y magnéticos. Así, los iones son separados en función de su relaciónmasa/carga (m/z) y detectados posteriormente [36]. Un espectrómetro de masasconsta de varios elementos básicos:

- dispositivo de introducción de muestra- cámara de ionización o fuente, donde se generan los iones a partir de lassustancias químicas a analizar- analizador, que diferencia los iones generados en función de su relaciónmasa/carga- detector que produce una señal eléctrica amplificada para cada ióngenerado.

Así, una vez separados los compuestos en el cromatógrafo, es necesarioionizar las moléculas y obtener iones en fase gaseosa. Este proceso, paracromatografía gaseosa, tiene lugar en la fuente de ionización y actualmente existendiferentes técnicas que permiten llevar a cabo dicho proceso. Puede efectuarse unaionización electrónica, que se basa en un bombardeo de electrones o una ionizaciónquímica, la cual se basa en el choque con moléculas previamente ionizadas [37].

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Para la cromatografía líquida, la ionización no se puede realizar por impactoelectrónico, ya que las moléculas se encuentran en una fase móvil en estado líquido,y no gaseoso, por ello la forma más utilizada de producir la ionización y llevar lamolécula a un estado gaseoso es la ionización por electrospray (ESI). El procesoque ocurre en ESI (Figura 4) es el siguiente: las moléculas son ionizadas en estadolíquido por medio de la aplicación de un elevado potencial (4000-5000 V) y unapequeña corriente (del orden de 10-25 µA) en una aguja (hace de conexión entrecolumna cromatográfica y la cámara de ionización) ubicada en la cámara deionización, lo que genera en una ganancia o pérdida de protones por parte de lamolécula dependiendo si el potencial aplicado es positivo o negativo (Figura 5), unavez ionizada la molécula, en estado líquido, posteriormente, por medio de unaaguja, se produce el spray o gotitas con moléculas cargadas. Estas gotitas vansiendo desolvatadas en la cámara de ionización por gas de N2 caliente (250-400°C)y finalmente ingresa el ión totalmente desolvatado al sistema de detección, sin elsolvente y/o fase móvil.

Figura 4. Proceso de ionización analitos en LC-MS.

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Figura 5. Mecanismo ionización ESI positivo y negativo.

Una vez generados los iones, éstos son introducidos en el analizador. Existendistintos tipos de analizadores, siendo el más usado el cuadrupolo (Figura 6) por sucapacidad en análisis de rutina y por su bajo costo, comparado con otros comotrampa de iones o los analizadores de tiempo de vuelo [38]. Este analizador secompone de cuatro barras alargadas conectadas eléctricamente entre sí en paresopuestos a los que se le aplica voltaje variable y, para un voltaje dado, sólo los ionescon una relación m/z dada presentarán una trayectoria estable y podrán serdetectados, mientras que los otros son expulsados del cuadrupolo y no sondetectados.

O

C9H19

4500V

15uAH+

ESI Positivo

OH O

C9H19

OH

H

Cl Cl

OO

O

H

Cl Cl

OO

O

H+

-4500V

-15uA

ESI Negativo

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Figura 6. Esquema funcionamiento de un cuadrupolo.Estos analizadores pueden trabajar en dos modos básicos. Si operan en modo“barrido completo” (“full scan”), los voltajes aplicados varían en función del tiempopara obtener un espectro de masas compuesto, proporcionando información muyprecisa relacionada con la identidad del producto. Sin embargo, también se puedeseleccionar un voltaje para uno o varios iones determinados, originando unaexcelente sensibilidad con una alta especificidad, siendo ideal con finescuantitativos para trazas y ultratrazas.Los analizadores más utilizados en la espectrometría de masas en tandem sonla trampa de iones y el triple cuadrupolo [37]. En el primero la ruptura yaislamiento de los iones se produce en el tiempo, mientras que para el segundo, laruptura y aislamiento se produce en el espacio.El triple cuadrupolo está compuesto de tres cuadrupolos colocadosconsecutivamente, de los cuales el primero y el tercero separan los iones de interés,

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mientras que el segundo actúa como celda de colisión [37], para fragmentar oinducir el rompimiento de los iones provenientes del primer cuadrupolo. La celdade colisión es la que permite la espectrometría de masas en tandem, en este casoMS/MS, físicamente se aceleran los iones del primer cuadrupolo hasta el segundo, ymediante el choque con un gas inerte (Argón o Helio), se producen otrasfragmentaciones que a continuación llegan al tercer cuadrupolo para ser separadosy finalmente detectados.1.7. Trazabilidad de una metodología

Las metodologías analíticas son la descripción de los procesos de mediciónquímica. El producto de estos procesos son los resultados. En el ámbito químico-analítico, la historia de la producción de un resultado o del funcionamiento de unsistema se conoce como trazabilidad, el cual es en simples palabras un rastreo oseguimiento materializado en una documentación clara y exhaustiva de las etapasdel proceso de medición química, los estándares de referencia empleados, sucalidad, el empleo de los mismos en operaciones de calibración instrumental, etc.Por otra parte, la trazabilidad es la base de comparación de resultados generadospor diversos laboratorios, lo que implica armonización entre los mismos y elreconocimiento mutuo de los resultados (proficiency test) [21].La evaluación global de un proceso de medición química se realiza con unamuestra patrón o material de referencia certificado, siempre que se disponga delmismo; en un gran porcentaje no existen los MRC adecuados a los analitos deinterés que se desea implementar en una metodología, lo que hace necesarioprepararlos en el laboratorio (material de referencia interno), realizando unafortificación de la muestra de tal forma que el analito quede lo máshomogéneamente distribuido y teniendo en cuenta las condiciones necesarias parala correcta preservación de éste. El material de referencia se somete al análisis

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completo del método propuesto y se evalúa la calidad del mismo a través deparámetros como exactitud y precisión como también del control de calidad de losresultados [21].Respecto a la generación de un resultado del análisis de una muestra, el valorobtenido tendrá una “proximidad” respecto del valor “real” de concentración queposee la muestra, siendo esta proximidad conocida como exactitud. Por otra parte,si la muestra se analiza “n” veces, los resultados obtenidos tendrán unavariabilidad, claramente relacionada con la precisión del método seleccionado.Ambas propiedades analíticas están intrínsicamente relacionadas con el conceptode incertidumbre. En química analítica se buscan metodologías que posean buenosparámetros analíticos y robustas que generen resultados con una incertidumbremínima, es decir, que el resultado entregado sea lo más cercano al valor real [21].

1.8. Presencia de contaminantes en medioambiente

Los sedimentos obtenidos de ríos son un compartimento importante en unecosistema acuoso para animales y plantas pertenecientes a éste [39-41]. Además,poseen una compleja estructura fisicoquímica, en función de las condiciones en quese ha formado este sedimento (temperatura, pH, presión, y reacciones redox), ytambién están involucrados procesos de adsorción, precipitación, biodegradación,absorción y acumulación de compuestos químicos propios de la roca originaria. Eneste sentido, el sedimento, a diferencia de una matriz acuosa, es capaz de acumularcontaminantes orgánicos, ya que posee en su estructura material orgánico queinteracciona fuertemente con compuestos orgánicos que sean lipofílicos como loson ciertos pesticidas, PAHs y PCBs [39-43], los cuales poseen las siguientespropiedades: gran estabilidad (resistente a la degradación), bioacumulación(pueden permanecer en tejidos grasos y material orgánico) y su capacidad de ser

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transportados a largas distancias desde lugar de origen, además de poseer una bajasolubilidad en agua y baja volatilidad [44].Cuando estos compuestos se encuentran en el medioambiente pueden estarinvolucrados en una serie de procesos biogeoquímicos, dando origen a un riesgoambiental que depende de diversos factores como su concentración, supersistencia, su habilidad para ser incorporado en la cadena trófica, su capacidadpara ser degradado y su biotoxicidad [45].

1.9. Ecosistema seleccionado

El ecosistema escogido para realizar un estudio para determinarcontaminantes orgánicos en muestras reales es la cuenca del río Maipo, debido aque abarca prácticamente la totalidad del territorio de la Región Metropolitana,parte de la V y VI regiones, extendiéndose entre los paralelos 32°55’-34°15’ latitudsur y meridianos 69º55’-71º33’ longitud oeste. Drena una superficie de 15.304Km2. La superficie de la cuenca, cubre prácticamente el 100% de la RegiónMetropolitana y una mínima superficie de las Regiones de Valparaíso (Provincia deSan Antonio y Valparaíso) y del Libertador Bernardo O’Higgins (Provincia deCachapoal). El Río Maipo tiene una longitud de 250 Km y es la principal fuente deagua de la Región Metropolitana. Provee alrededor del 70% de la demanda actualde agua potable y cerca de un 90% de las demandas de regadío. Otroaprovechamiento intensivo es el hidroeléctrico. Esta cuenca, posee una altaconcentración de habitantes e industrias. Por estos motivos se hace interesanterealizar un monitoreo que permita caracterizar la cuenca e investigar sucomportamiento en distintas estaciones del año [46].

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1.10. Hidrogeología Maipo

La cordillera de los Andes, presenta a la entrada de la cuenca, producto de laexcavación del lecho del río, rocas graníticas que conforman una barrerahidrogeológica que impide el paso de aguas subterráneas a la cuenca. Enconsecuencia, las aguas de las hoyas de los ríos Colina, Mapocho, Maipo Superior yAngostura, sólo pueden ingresar a la cuenca superficialmente para luego infiltrarseen el relleno. La permeabilidad de esta zona de la cuenca es prácticamente nula[46-47]. La depresión intermedia, corresponde a una fosa tectónica, que por suscaracterísticas geológicas hace que su permeabilidad sea media-alta. La cordillerade la costa está constituida por rocas graníticas paleozoicas, además de rocasvolcánicas y sedimentarias cretácicas. La permeabilidad de esta zona es media-baja,prueba de ello es la no existencia de acuíferos subterráneos entre los esteros dePuangue y Lampa [46].1.11. Geomorfología Maipo

En la zona andina de la cuenca, altas cumbres alimentan la hoya superior delrío Maipo, con alturas que fluctúan entre los 6.000 y 2.000 m.s.n.m. La actividadvolcánica ha producido relleno de cenizas y piedra pómez; mezcladas conmateriales como arcillas, arenas y bloques de depósitos más antiguos. Losfenómenos de relleno hacen que la cuenca presente distintas alturas, siendo lospuntos más altos Apoquindo y Puente Alto (700 m). Desde esos puntos el terrenose deprime en todas direcciones hasta alcanzar su altura mínima en el extremo sur,en la localidad de Hospital con 348 m y en Talagante con 343 m [46].El Maipo, ha tenido una actividad más compleja y dinámica, caracterizada porciclos de sedimentación y posterior erosión que rellenan la cuenca y a la vezforman terrazas en los bordes. En la localidad de El Monte se interrumpe el cordón

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costero permitiendo el paso del sistema fluvial Maipo – Mapocho, donde confluyensus aguas.La característica más importante desde la perspectiva de morfología fluvial,es que tanto el río Maipo como el Mapocho, al atravesar el llano central de la cuencapresentan un cauce ancho con presencia de bancos con material de gravas y arenas,dándoles el carácter de ríos anastomosado [46].

1.12. Medio Ambiente

Como los contaminantes orgánicos pueden encontrarse en las distintasmatrices ambientales, es importante estudiar su comportamiento y monitorear supresencia en ellas, evaluando su presencia y distribución global, movilidad y eldestino final de estos compuestos en el medio ambiente. Para lograr ello, se haceindispensable generar una estrategia que permita, con un simple muestreo, generarla información para afirmar o descartar contaminación alguna. En ese sentido, esimportante seleccionar buenos puntos de muestreo que sean representativos a lazona y que permitan ver el impacto de éstos en el medio ambiente. Al respecto, sehan realizado muestreos en la cuenca del Maipo, determinando habitualmentemetales como Hg, As, Zn entre otros, parámetros fisicoquímicos como pH, T° yturbidez, y parámetros microbiológicos como coliformes fecales principalmente, yaque la normativa de calidad de agua NCh 409 que tiene normado todos estosparámetros, más PAHs y un grupo reducido de pesticidas [47]. Al comparar lasnormativas de organismos europeos y en EE.UU. respecto de la chilena [19,20, 47],la gran diferencia está en el mayor número de compuestos orgánicos normados porestos organismos internacionales, algunos de ellos emergentes como dioxinas yPBDEs, y también los niveles de concentración permitida cada vez más bajos en lasdiferentes matrices. Esta política de sólo tolerar concentraciones de traza-ultratraza está avalada en la nueva generación de instrumentos que pueden llegar

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con cierta facilidad a esos niveles requeridos. En Chile, existen laboratorios queestán adquiriendo esta tecnología (GC-MS/MS y LC-MS/MS), como medida deactualización instrumental y también para acercarse al nivel de laboratorioeuropeo, ya que son éstos los que analizan los productos chilenos exportados aesos mercados. Para evaluar posibles problemas de que estos productos nocumplan con las normativas de esos países, los exportadores envían muestras alaboratorios chilenos y evalúan las posibles incompatibilidades de los resultados desus muestras y el tipo de mercado hacia el cual exportan.En principio se podría pensar que no es necesario realizar un monitoreo deotros compuestos orgánicos no normados. Sin embargo, si se considera queactualmente existe una amplia gama de pesticidas registrados y autorizados en elpaís por el SAG [48], su posible aparición en cursos de aguas naturales, es unaspecto no menor que debiese ser evaluado. Por otra parte, de acuerdo alinventario nacional de PCBs [49], estos compuestos están en uso o almacenados endiferentes regiones de nuestro país, lo cual hace necesario conocer en quécondiciones se encuentran los ecosistemas. Estudios anteriores han detectado lapresencia de PAHs y PCBs en muestras de biosólidos provenientes de plantas detratamiento de aguas servidas de la Región Metropolitana [50-51].De acuerdo a lo anteriormente expuesto, la presente tesis tiene como metadesarrollar nuevos métodos analíticos basados en espectrometría de masas contriple cuadrupolo para la determinación simultánea de familias de contaminantesorgánicos en matrices de aguas y sedimentos. Por una parte se utilizará lacromatografía gaseosa (GC-MS-MS) para la determinación simultánea de PAHs +PCBs + PBDEs + pesticidas y la cromatografía líquida (LC-MS-MS) para ladeterminación de alquilfenoles y sus derivados etoxilados + pesticidas (que nopueden ser determinados por GC). Las matrices ambientales consideradas en esteproyecto son aguas y sedimentos de río.

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2. HIPÓTESIS

El uso de espectrometría de masas con triple cuadrupolo acoplado acromatografía de gases o líquida permitiría determinar en un mismo procesocromatográfico varias familias de contaminantes orgánicos a nivel de ultratrazas(ng L-1) en muestras de aguas y sedimentos.

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3. OBJETIVO GENERAL

Desarrollar y optimizar estrategias analíticas basadas en el uso de laespectrometría de masas con triple cuadrupolo acoplado a cromatografía gaseosa ylíquida para la multi-determinación de contaminantes orgánicos en matricesambientales.3.1. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Desarrollar una metodología cromatográfica para cada familia decontaminantes orgánicos, utilizando como detector un espectrómetro de masa-masa (MS-MS), y en función de la técnica cromatográfica, ya sea GC o LC,caracterizando los iones padre de cada analito. Optimizar los parámetros que permiten realizar el análisis de compuestosorgánicos por espectrometría de MS-MS, determinando las transiciones másabundantes de los iones padres ya seleccionados. Implementar un método cromatográfico en el cual se puedan determinar variasfamilias de los distintos contaminantes orgánicos en forma simultánea, utilizandola información de las condiciones óptimas de las transiciones que experimentan losanalitos. Optimizar la extracción de los analitos desde las matrices de sedimento y aguas,evaluando el porcentaje de recuperación de cada técnica de extracción empleada, elnúmero de etapas de tratamiento de muestra y por último, la inversión de recursosinvolucrada en el proceso. Validar la metodología de análisis a través de la determinación de laspropiedades analíticas (exactitud, precisión, límites de detección, repetibilidad,etc.).

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Aplicar la metodología optimizada en muestras reales, determinando lapresencia y/o ausencia de contaminantes orgánicos en sedimentos y aguasprovenientes de la cuenca del Río Maipo, en la Región Metropolitana. Análisis e interpretación de los resultados obtenidos, comparando con lasnormativas existentes a nivel internacional, y evaluando posibles focos decontaminación.

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4. MATERIALES Y MÉTODOS

4.1. REACTIVOS

Estándar de referencia de hidrocarburos aromáticos policíclicos (PAH), PAHMIX 64, de concentración 2000 ug mL-1, Dr. Ehrenstörfer GmbH, Augsbur,Alemania. Estándar de referencia de bifenilos policlorados (PCB), PCB MIX 3, deconcentración 100 ug mL-1, Dr. Ehrenstörfer GmbH, Augsbur, Alemania. Estándar de referencia de difenil éter polibromados (PBDE), PBDE congenersof primary interest calibration mix, de concentración 2,5 ug mL-1, deAccuStandard, New Haven, USA. Estándar de referencia sólido de los siguientes pesticidas: 2,4-D, alacloro,aldrin, ametrina, atrazina, benalaxil, bentazona, carbaril, carbofurano, clordano,clordinafop, clortoluron, desetil-atrazina, desetil-terbutilazina, diazinon, dieldrin,diflufenican, endosulfán I, endosulfán II, endosulfán sulfato, endrin, etión,fenamifos, flusilazol, hexaclorobenceno, α- hexacloro ciclohexano, β - hexaclorociclohexano, γ-hexacloro ciclohexano, δ-hexacloro ciclohexano, heptacloro,heptacloro epóxido, linuron, MCPA, metidatión, metoxicloro, miclobutanilo,oxifluorfen, p,p-DDD, p,p-DDE, p,p-DDT, paratión etil, paratión metil,pendimetalina, piridaben, prometrina, propazina, simazina, terbutilazina,terbutrina, trifenilfosfato, trietazina, trifluralina, vincozolina, los cuales poseenuna pureza superior al 96%, Dr. Ehrenstörfer GmbH, Augsbur, Alemania. Estándares de referencia sólido de los siguientes alquilfenoles y alquilfenolesetoxilados: 4-nonilfenol, 4-n-octilfenol, 4-ter-octilfenol, 4-nonilfenol dietoxilado,4-octilfenol dietoxilado, de pureza cercana al 96%, Dr. Ehrenstörfer GmbH,Augsbur, Alemania. Sulfato de sodio anhidro, ultra resi-analyzed, J.F. Baker, 12-60 mesh. Cloruro de sodio, grado p.a., Merck.

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Nitrógeno de alta pureza, AGA. Columnas de extracción en fase sólida, cartuchos C8 y C18, de 3 mL, Varian. Columnas de extracción en fase sólida, Oasis HLB, 6 mL, Waters. Agua, grado HPLC, Merck. Ácido fórmico, análisis de espectrometría de masa, Fluka analytical, 98%pureza.

Los estándares de referencia utilizados tienen una incertidumbredeterminada que aparece en cada uno de los certificados gravimétricos de losproductos.4.2. INSTRUMENTOS Y APARATOS

Cromatógrafo líquido Varian modelo 212-LC, acoplado a detectorespectrómetro de masas Varian modelo 320-MS triple cuadrupolo. Cromatógrafo gaseoso Varian modelo CP 3800, acoplado a detectorespectrómetro de masas Varian modelo 300-MS triple cuadrupolo. Garmin GPS e-Trex H. Turbidímetro Lamotte 2020e. Baño de ultrasonido JULABO modelo USR6. Equipo extractor de muestras sólidas con solvente acelerado ASE 100,DIONEX. Rotavapor BIBBY modelo RE200B. Baño termorregulado FELISA modelo FE-376. Soporte múltiple (manifold) SUPELCO, para extracción en fase sólida. Balanza semianalítica OHAUS, modelo explorer E04130.

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4.3. METODOLOGÍA

4.3.1. Determinación cromatográfica de contaminantes orgánicos

4.3.1.1. Determinación por GC-MS/MS

4.3.1.1.1. Optimización condiciones para generar el espectro de masas de

cada analito por GC-MS/MS

Para cada compuesto por separado, se realizó un análisis en la modalidad “fullscan”, en el cual, se eligió el ión que posee una buena abundancia y también de unaelevada relación masa/carga, además de relacionarlo con el tiempo de retenciónque experimenta en la columna cromatográfica.Con la selección del ión precursor, se procede a optimizar las condiciones delespectro de masa, determinando las transiciones y/o fragmentaciones queexperimenta el ión precursor de cada analito, a distintos potenciales de colisióncon gas argón, evaluando el aporte de los iones que se generan en este paso y asíelegir las transiciones que otorguen la mejor resolución e intensidad de la señalcromatográfica.

4.3.1.1.2. Determinación simultánea de contaminantes orgánicos por GC-

MS/MS

Con toda esta información, tanto de los espectros de masa y de los tiempos deretención de las familias de contaminantes orgánicos, se realizaron pruebas deanálisis cromatográfico, determinando simultáneamente varias familias, en lascondiciones cromatográficas óptimas, aplicando los potenciales óptimos de colisiónde las transiciones del ión precursor de cada analito, evaluando su repetibilidad,resolución cromatográfica, e interferentes.

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4.3.1.1.3. Condiciones en GC-MS/MS

El análisis se realizó en un cromatógrafo de gases Varian modelo CP 3800acoplado a un detector masa-masa (GC-MS/MS) Varian modelo 300-MS triplecuadrupolo. La columna empleada es una columna capilar Varian de 30 m delongitud, 0,25 mm de espesor y 0,25 µm de diámetro interno. El programa detemperatura es el siguiente: 70 °C (1min), luego incrementando la temperatura25°C min-1 hasta 180°C, luego a una razón de 10°C min-1 desde 180 hasta 300°C, ymanteniendo el horno a 300°C por 8 min. Finalmente el volumen de inyección es 4µL.4.3.1.2. Determinación por LC-MS/MS de contaminantes orgánicos

4.3.1.2.1. Optimización condiciones para generar el espectro de masas de

cada analito por LC-MS/MS

Cada compuesto, en forma separada, fue infusionado directamente al detectora un flujo de 30 µL min-1, para determinar en primera instancia, el tipo deionización de la molécula, por electrospray en forma positiva o negativa, segúnanálisis del espectro de masas, y posteriormente se realizó un barrido “full scan”para seleccionar el ión precursor más abundante en forma positiva o negativa, ycon este ión, se procede a optimizar el potencial (V) del capilar que guía al iónprecursor hacia el detector. Con la selección del ión precursor y del potencialóptimo del capilar, se procede a aplicar distintos potenciales de colisión de este ióncon gas argón para escoger los potenciales que generan las transiciones o ionesproducto más abundantes.

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4.3.1.2.2. Determinación simultánea de contaminantes orgánicos por LC-

MS/MS

Al obtener la optimización del espectro de masas de cada analito, se procede arealizar la determinación simultánea de estos compuestos utilizando lacromatografía líquida de alta resolución, evaluando el tipo de fases y la razón deellas que permitan la sensibilidad y resolución necesaria para una buena señalcromatográfica de cada analito, y evaluando su repetibilidad, resolucióncromatográfica, e interferentes.4.3.1.2.3. Condiciones LC-MS/MS para determinación contaminantes

orgánicos

El análisis se realizó en cromatógrafo líquido Varian modelo 212-LC,utilizando una columna C18 pursuit Varian de 5 cm de longitud y 2,1 mm dediámetro interno, a la cual se le aplica una temperatura constante de 40°C, y seemplea como fases móviles, una Fase acuosa constituida por agua calidad HPLC, yuna Fase orgánica constituida por metanol. El gradiente de fases se aprecia en laTabla 3:Tabla 3. Gradiente de fases móviles LC-MS/MS.

Tiempo (min) % Fase acuosa % Metanol Flujo (µL/min)0:00 95 5 2001:10 50 50 20010:00 30 70 20011:30 0 100 20017:00 0 100 20017:10 95 5 20022:00 95 5 200

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4.3.2. Preparación de muestra

4.3.2.1. Muestras acuosas

4.3.2.1.1. Extracción líquido-líquido (LLE)

Se introducen 400 mL de muestra en un embudo de separación de 500 mL, seadicionan 50-70 mL de solvente extractante y 15 g de cloruro de sodio, se procedea agitar el embudo vigorosamente por 90 segundos, y luego al separarse las fases,el extracto orgánico se pasa a un balón esmerilado de fondo plano de 250 mL,previo paso por 5 g de sulfato de sodio en un embudo analítico (Figura 7), esteprocedimiento se repite 2 veces, y luego el extracto final es concentrado en unrotavapor hasta un volumen aproximado de 5-10 mL, para posterior secado poruna corriente de N2, y por último se reconstituye en 1 mL de solvente paraposterior determinación por GC-MS/MS o LC-MS/MS.4.3.2.1.2. Extracción en fase sólida (SPE)

Se pasan 400 mL de muestra a través de una columna de extracción en fasesólida, a un flujo de 5 mL min-1, una vez que ha concluido este paso, se eluye con elsolvente a elección, luego se lleva a sequedad con una corriente de N2 y sereconstituye en 1 mL de solvente para su determinación por GC-MS/MS o LC-MS/MS.

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4.3.2.2. Muestras de sedimentos

4.3.2.2.1. Extracción asistida de ultrasonido (USE)

La muestra se introduce en un matraz erlenmeyer de 250 mL, se adiciona elsolvente extractante y se procede a realizar la extracción por el tiempo establecidode trabajo, posterior a esta etapa, el extracto es secado con 5 g de sulfato de sodioanhidro en un embudo analítico (Figura 7), este procedimiento se repite 2 veces.Finalmente se concentra en rotavapor hasta un volumen aproximado de 5-10 mL yluego se lleva a sequedad con una corriente de N2 para posterior reconstitución de1 mL del solvente a elección y determinación por GC-MS/MS o LC-MS/MS.4.3.2.2.2. Extracción con solvente acelerado (ASE)

La muestra se introduce en la celda de extracción, que tiene un volumen decarga de 34 mL, se fijan las condiciones de trabajo (temperatura, tiempo deextracción, ciclos de extracción), una vez terminado este proceso, el extracto sepasa por 5 g de sulfato de sodio en un embudo analítico, para eliminar la humedad.El extracto final se concentra en rotavapor hasta un volumen aproximado de 5-10mL y luego se evapora con una corriente de N2 casi a sequedad para posteriorreconstitución de 1 mL del solvente a elección y determinación por GC-MS/MS oLC-MS/MS.

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Figura 7. a) Secado del extracto de matriz sólida. b) Extracción líquido-líquido.

4.3.3. Obtención de muestras reales

Al obtener una metodología optimizada y robusta para la determinaciónsimultánea de contaminantes orgánicos en matrices acuosas y de sedimento porGC-MS/MS y LC-MS/MS, se procedió a realizar muestreos en la cuenca del RíoMaipo, zona central de Chile, seleccionando una serie de puntos críticos en loscuales se puede apreciar el efecto tanto de zonas agrícolas como de la ciudadsobre la cuenca, considerando también los afluentes más importantes del Maipo,en distintas estaciones del año.

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La obtención de muestras acuosas desde cada punto de muestreo se realizóbajo la norma chilena NCh 411/6.Of98. El volumen de muestra fue de 2 Ldistribuidos en dos botellas ámbar de 1 L cada una. La muestra fue almacenada a4°C, para posterior análisis en laboratorio, mediante LLE y utilizandocromatografía gaseosa y líquida acoplada a detector MS/MS para este fin.La obtención de muestras de sedimentos fue tomada a lo largo de la orilla delrío. Las muestras se recolectaron a una profundidad de 0-10 cm aproximadamentede la superficie (la toma de muestra superficial entre 0-10 cm fue para evaluar lapresencia de contaminantes en el sedimento), llenando un frasco de 1 L devolumen. La muestra fue almacenada a 4°C, para posterior análisis en laboratorio,mediante USE y utilizando cromatografía gaseosa y líquida acoplada a detectorMS/MS.

4.3.4. Granulometría muestra sedimento

Se pesan 50 g de sedimento (± 0,1 g), se agregan alrededor de 700 mL de aguay 20 mL de hexametafosfato de sodio (o polifosfato de sodio) al 10% y luego seafora con agua en una probeta de 1 L. Se tapa la probeta y se agita por 1 min, luegose deja reposar por 4 min y se registra la lectura del hidrómetro (L1). Luego se dejareposar por 2 horas y se registra la lectura del hidrómetro (L2). Con las lecturas delhidrómetro (instrumento muy semejante a un densímetro con su mismo principiode flotabilidad y lectura) se obtienen los porcentajes de arena, limo y arcillapresentes en la muestra de sedimento según la siguiente fórmula:% Arena = 100 – (2*L1)% Arcilla = 2* L2% Limo = 100 – (% Arena + % Arcilla)

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4.3.5. Determinación materia orgánica oxidable en sedimento

Se pesan 20 g de muestra seca al aire en un matraz erlenmeyer de 150 mL.Para la cuantificación de materia orgánica se prepararon dos blancos (matraceserlenmeyer sin muestra) y una curva de calibración empleando seis matraceserlenmeyer con 1 mL de la serie de estándares de sacarosa (1-2-3-4-5-6 g mL-1 desacarosa). Luego a cada muestra y a la curva de calibración se agregan 10 mL desolución de dicromato de sodio 0,5 M y cuidadosamente se adicionan 20 mL deH2SO4 mientras se agita. Finalmente se agregan 70 mL de agua y se deja reposartoda la noche, para posterior lectura en un equipo de UV.

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5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.1. Determinación de contaminantes orgánicos por GC-MS/MS en matrices

ambientales

5.1.1. Determinación cromatográfica GC-MS/MS

Por la similitud de las propiedades fisicoquímicas y estructurales de lasfamilias PAHs, PCBs, PBDEs, y pesticidas (familias organoclorados,organofosforados y heterociclos del tipo triazinas), se decidió realizar sudeterminación simultánea utilizando la cromatografía gaseosa acoplada a undetector de masa. Primeramente, se inyectó 2 µL de una solución de 2 µg mL-1 decada analito por familias, en forma separada, con un barrido “full scan”, escogiendoel ión precursor más abundante y/o de mayor relación masa/carga, luego seinyectó nuevamente 2 µL de una solución de 2 µg mL-1 de cada analito por familias,en forma separada, esta vez seleccionando el ión precursor y realizando un estudioa distintos potenciales de colisión con gas argón, de los iones resultantes de estacolisión. Los barridos de potencial de colisión a estudiar fueron entre -5 y -50 V, enun intervalo de 5V. En la Tabla 4 se muestran las condiciones cromatográficas decada compuesto, como el ión precursor, y las transiciones más abundantes que éstegenera, con su respectivo potencial de colisión que genera esa transición.

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Tabla 4. Condiciones optimizas del espectro de masas de cada analito por GC-MS/MS.

CompuestoTiempo

retención(min)

Ventanade

monitoreo(min)

IónPrecursor

(m/z)

Iones producto de cuantificación(Q) y confirmación (q)(Energía de colisión, V)

Razónq/QTrifluralina 7,699 6,5-8,10 306 159(-35) 206(-15) 264(-10) 0,16;0,18

-HCH 8,275 8,10-9,45 219 147(-15) 183 (-10) 219 (-5) 0,55;0,54Hexaclorobenceno 8,339 8,10-9,45 284 214(-25) 249(-15) 284(-5) 0,88;2,33Atrazina 8,500 8,10-9,45 215 138(-10) 173(-10) 200(-10) 0,12;0,47-HCH 8,676 8,10-9,45 219 147(-15) 183(-10) 219(-5) 0,28;0,50Propazina 8,682 8,10-9,45 230 187(-5) 214(-10) 230(-5) 0,26;1,32Simazina 8,690 8,10-9,45 201 138(-10) 172(-15) 0,16Trietazina 8,693 8,10-9,45 200 93(-10) 135(-10) 199(-5) 0,64;0,81Diazinon 8,709 8,10-9,45 304 137(-35) 164(-35) 179(-10) 0,17;0,10Terbutilazina 8,710 8,10-9,45 214 104(-15) 119(-10) 132(-10) 0,51;0,90-HCH 8,786 8,10-9,45 219 147(-15) 183(-10) 219(-5) 0,54;0,67-HCH 9,224 8,10-9,45 219 147(-20) 183(-10) 219(-5) 0,52;0,49Vinclozolina 9,648 9,45-10,25 212 109(-40) 145(-20) 172(-15) 0,74;0,69PCB 28 9,679 9,45-10,25 258 151(-40) 186(-25) 222(-45) 0,58;0,01Alaclor 9,724 9,45-10,25 188 130(-40) 151(-10) 160(-10) 0,49;0,36Paratión Metil 9,732 9,45-10,25 263 109(-15) 127(-10) 0,01Ametrina 9,828 9,45-10,25 227 184(-5) 212(-5) 227(-5) 0,20;0,89Prometrina 9,834 9,45-10,25 241 185(-10) 199(-5) 226(-10) 0,69;0,93Carbaril 9,886 9,45-10,25 144 115(-20) 116(-10) 144(-5) 0,68;0,83Heptaclor 9,935 9,45-10,25 272 141(-30) 237(-18) 0,14Terbutrina 10,072 9,45-10,25 241 111(-25) 170(-15) 185(-5) 0,22;0,85PCB 52 10,180 9,45-10,25 292 150(-40) 221(-30) 222(-30) 0,80;0,75Paratión Etil 10,516 10,25-10,6 291 109(-15) 142(-5) 263(-5) 0,20;0,09Aldrin 10,540 10,25-10,6 263 191(-35) 193(-30) 228(-20) 0,63;0,43Pendimetalina 10,944 10,6-12,00 252 118(-30) 161(-15) 191(-10) 0,17;0,50Heptaclor epox 11,217 10,6-12,00 353 282(-10) 317(-5) 353(-5) 0,86;4,55Metidatión 11,522 10,6-12,00 145 58(-15) 85(-15) 0,52-Clordane 11,597 10,6-12,00 373 264(-15) 266(-10) 373(-10) 0,93;1,16PCB 101 11,680 10,6-12,00 326 184(-45) 254(-20) 256(-25) 0,82;1,61Fenamifos 11,798 10,6-12,00 303 139(-30) 154(-18) 180(-18) 0,26;0,98-Clordane 11,829 10,6-12,00 373 264(-15) 266(-10) 373(-10) 0,76;0,99-endosulfán 11,872 10,6-12,00 241 170(-15) 172(-15) 206(-15) 0,44;0,13p,p-DDE 12,162 12,0-12,5 318 248(-10) 283(-10) 318(-5) 0,24;1,39Oxifluorfeno 12,170 12,0-12,5 316 176(-50) 246(-10) 281(-10) 0,68;0,17Miclobutanilo 12,207 12,0-12,5 179 125(-15) 129(-20) 152(-10) 0,15;0,26Flusilazol 12,217 12,0-12,5 233 152(-15) 165(-15) 233(-10) 0,79;3,03Dieldrin 12,335 12,0-12,5 277 170(-40) 206(-15) 241(-10) 0,81;0,73Endrín 12,740 12,5-13,35 263 193(-30) 228(-20) 263(-5) 0,33;2,17PCB 118 12,789 12,5-13,35 326 254(-30) 256(-30) 326(-5) 0,67;0,32Etión 12,811 12,5-13,35 231 129(-25) 175(-10) 203(-10) 0,53;0,40BDE 28 12,899 12,5-13,35 406 246(-25) 247(-30) 248(-30) 0,86;0,41p,p-DDD 12,924 12,5-13,35 235 199(-15) 200(-10) 235(-10) 0,89;2,17

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-endosulfán 12,925 12,5-13,35 241 170(-15) 172(-15) 206(-15) 0,26;0,78PCB 153 13,140 12,5-13,35 360 218(-50) 288(-15) 325(-15) 0,59;0,65Benalaxil 13,281 12,5-13,35 206 117(-30) 132(-18) 62(-10) 0,16;0,58Clordinafop 13,460 13,35-14,0 349 238(-15) 266(-10) 349(-5) 0,59;0,58p,p-DDT 13,594 13,35-14,0 235 165(-20) 199(-15) 235(-5) 0,25;0,67Endosulfán sulfato 13,629 13,35-14,0 272 141(-35) 165(-40) 237(-15) 0,21;0,14PCB 138 13,629 13,35-14,0 360 289(-30) 290(-20) 324(-20) 0,36;0,09Diflufenican 13,753 13,35-14,0 394 218(-35) 238(-35) 266(-10) 0,05;0,08Trifenilfosfato 13,845 13,35-14,0 325 169(-20) 226(-18) 245(-18) 0,19;0,18Metoxiclor 14,525 14,0-15,8 227 196(-10) 212(-10) 227(-10) 0,55;3,23Benzo[a]antraceno 14,705 14,0-15,8 228 225(-35) 226(-25) 227(-25) 0,30;0,53PCB 180 14,762 14,0-15,8 396 254[(-45) 326(-15) 361(-15) 0,45;0,90BDE 47 14,945 14,0-15,8 486 325(-25) 326(-20) 328(-25) 0,36;0,28Piridaben 16,263 15,8-17,25 309 119(-25) 132(-25) 147(-15) 0,30;0,28BDE 100 16,407 15,8-17,25 566 404(-10) 405(-10) 406(-15) 0,55;0,35BDE 99 16,868 15,8-17,25 566 404(-10) 405(-10) 406(-15) 0,56;0,36Benzo[b]fluoranteno 16,960 15,8-17,25 252 249(-30) 250(-5) 251(-20) 0,20;0,55Benzo[k]fluoranteno 17,018 15,8-17,25 252 249(-20) 250(-20) 251(-20) 0,20;0,58PCB 209 17,434 17,25-17,9 498 426(-40) 427(-35) 498(-10) 0,76;4,76Benzo[e]pireno 17,631 17,25-17,9 252 248(-45) 250(-25) 251(-20) 0,25;0,78Benzo[a]pireno 17,746 17,25-17,9 252 248(-45) 250(-25) 251(-20) 0,29;0,81BDE 154 18,106 17,9-20,8 644 483(-20) 484(-15) 486(-20) 0,57;0,36BDE 153 18,858 17,9-20,8 644 483(-20) 484(-15) 486(-20) 0,57;0,41Dibenzo[a,h]antraceno 20,368 17,9-20,8 278 275(-45) 276(-35) 277(-10) 0,32;0,17Indeno[1,2,3-c,d]pireno 20,445 17,9-20,8 276 273(-50) 274(-45) 275(-10) 0,38;0,64Benzo[g,h,i,]perileno 21,163 20,8-25,4 276 273(-50) 274(-45) 275(-10) 0,41;0,67BDE 183 21,641 20,8-25,4 723 466(-45) 561(-25) 563(-25) 0,14;0,36Reseña: iones en negrita son los empleados para cuantificación. Las razones q/Q subrayadas sonaquellas entre ion subrayado/ion cuantificación, la otra razón corresponde al ion no subrayado/ioncuantificación.Con los analitos ya caracterizados según su espectro de masas, se optimizaronlas condiciones cromatográficas, dando como resultado el siguiente programa:temperatura inicial: 70ºC (manteniéndola por 1 minuto). Velocidad decalentamiento 1: 25ºC min-1 hasta llegar a 180ºC. Velocidad de calentamiento 2:10ºC min-1 hasta llegar a 300ºC (manteniéndola por 8 minutos). Este programasurge debido al comportamiento cromatográfico que experimentan estoscompuestos. La familia de pesticidas presenta un punto de ebullición entre 200-270°C, los PCBs entre 230-300°C, los PBDEs entre 260-300°C y los PAHs entre 250-300°C (compuestos con 4 o más anillos aromáticos). Con estos valores

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aproximados de puntos de ebullición se construyó el programa de temperatura,para obtener tanto separación de señales de compuestos como eficiencia delanálisis cromatográfico, para efectos de los análisis posteriores.En la mayoría de los compuestos, se eligió el ión molecular como iónprecursor, debido a que éste presentaba una buena abundancia, en general, se tratóde priorizar más la mayor relación masa/carga que la abundancia, ya que de estamanera el ión precursor puede generar mayor número de transiciones,enriqueciendo así la información del espectro de masas, que permite finalmenteidentificar y/o descartar con un menor error al analito de interés.Con la optimización del espectro masa-masa de cada compuesto, se puedemejorar más aun la sensibilidad, al crear ventanas o segmentos de detección. Eneste caso sólo se detectan las transiciones que aparecen en un intervalo de tiempoasignado y no las transiciones del total de analitos a determinar, es decir, en esesegmento, el detector sólo busca las transiciones de unos pocos compuestosaumentando la razón señal-ruido.Por otra parte, se observa que a medida que aumenta el potencial de colisión,se generan mayor número de transiciones. Esto se explica fácilmente al considerarque el incremento en el potencial de colisión brinda a los iones una mayorvelocidad, con lo cual el choque con moléculas de argón produce mayoresfragmentaciones y/o un “rompimiento de ésta, y pierden fragmentos de mayorpeso molecular.Con el espectro de masa de cada compuesto ya optimizado, correspondeestablecer el criterio de confirmación de la presencia de un analito el cual sepresenta a continuación:

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a) tiempo de retención del analito ± 5% respecto a un estándar.b) el ión de cuantificación debe tener una razón señal/ruido mayor a 10.c) si el analito posee 2 iones producto, la razón entre ellos no debe variar másde ± 15% respecto del espectro de un estándar.d) si el analito posee 3 iones producto, la razón entre el ión de cuantificación ylos iones de confirmación no debe exceder ± 25% respecto del espectro deun estándar.5.1.2. Metodologías de extracción compuestos determinados por GC-MS/MS

La determinación de contaminantes orgánicos en matrices acuosas cuenta conmetodologías mucho más estandarizadas que para una matriz de sedimento, ya queson matrices que presentan una menor interacción con el analito (generalmentecon carácter hidrofóbico) y además existen diversos criterios de análisisdisponibles incluso online que no harían necesario realizar una optimización deuna metodología. Caso contrario es el de sedimentos, donde los compuestos de bajapolaridad presentan una mayor interacción con la matriz (mayor interacción con elmaterial orgánico que con el inorgánico), conllevando a un proceso más riguroso deoptimización. En este sentido, se ha planificado realizar un estudio de optimizaciónsimple para matrices acuosas y para sedimento un estudio de optimización máselaborado.5.1.2.1. Matriz acuosa. Extracción líquido-líquido

Para la extracción líquido-líquido desde matrices acuosas, se evaluó lacapacidad extractiva de los siguientes solventes: diclorometano, hexano y acetatode etilo, ya que son solventes inmiscibles con el agua y además poseen distintapolaridad (índice de polaridad hexano 0,0; diclorometano 3,4; acetato de etilo 4,3),con esta característica pueden solvatar y/o disolver compuestos químicos de

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similar polaridad. Las pruebas extractivas se realizaron a una concentración de 25ng L-1 de cada analito. Los resultados se muestran en la Tabla 5.Tabla 5. Porcentaje recuperación LLE matriz acuosa con distintos solventes orgánicos (n=4).

% Recuperación a una concentración 25 ng L-1

Pesticidas CH2Cl2 Hexano Acetato de etiloα-HCH 80 ± 12 22 ± 8 ndAlacloro 102 ± 8 51 ± 9 43 ± 5Aldrin 73 ± 8 42 ± 10 25 ± 3Ametrina 80 ± 9 nd ndAtrazina 91 ± 11 59 ± 12 52 ± 5β-HCH 71 ± 8 43 ± 11 35 ± 4Benalaxil 120 ± 7 71 ± 18 63 ± 7Carbaril 121 ± 15 63 ± 12 81 ± 7Clordano 71 ± 8 23 ± 8 ndClordinafop 107 ± 7 41 ± 7 65 ± 5δ-HCH 88 ± 5 27 ± 9 23 ± 5Diazinon 77 ± 12 nd 31 ± 6Dieldrin 78 ± 12 51 ± 9 52 ± 7Diflufenican 92 ± 14 51 ± 8 52 ± 6Endosulfan I 110 ± 11 37 ± 12 23 ± 4Endosulfan II 72 ± 12 53 ± 7 ndEndosulfan Sulfato 120 ± 5 51 ± 8 62 ± 5Endrin 101 ± 8 62 ± 7 72 ± 7Etión 120 ± 11 nd 51 ± 7Fenamifos 71 ± 11 63 ± 5 35 ± 5Flusilazol 73 ± 9 51 ± 6 91 ± 9Heptacloro 120 ± 5 43 ± 8 32 ± 7Heptacloro epox 91 ± 10 52 ± 7 52 ± 9Hexaclorobenceno 92 ± 8 42 ± 5 63 ± 7Lindano 111 ± 7 51 ± 7 61 ± 5Metidatión 93 ± 5 nd 43 ± 5Metoxicloro 75 ± 8 63± 9 72 ± 7Miclobutanilo 120 ± 4 62 ± 7 91 ± 8Oxifluorfen 130 ± 6 45 ± 5 55 ± 7p,p-DDD 102 ± 5 45 ± 6 62 ± 8p,p-DDE 107 ± 8 44 ± 5 53 ± 5p,p-DDT 94 ± 7 91 ± 7 102 ± 11Paratión Etil 120 ± 9 33 ± 6 52 ± 5Paratión Metil 94 ± 5 23 ± 5 44 ± 5Pendimetalina 75 ± 8 62 ± 8 63 ± 7Piridaben 108 ± 9 42 ± 6 45 ± 5Prometrina 94 ± 10 61 ± 7 62 ± 8Propazina 107 ± 15 32 ± 6 51 ± 7Simazina 118 ± 11 61 ± 6 101 ± 9

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Terbutilazina 78 ± 13 40 ± 7 33 ± 5Terbutrina 75 ± 14 nd 23 ± 5TPP 110 ± 8 112 ± 10 52 ± 7Trietazina 77 ± 15 nd ndTrifluralina 82 ± 11 42 ± 9 31 ± 7Vinclozolina 89 ± 12 23 ± 7 22 ± 5PAHsBenzo[a]antraceno 101 ± 12 41 ± 9 40 ± 10Benzo[b]fluoranteno 111 ± 13 40 ± 10 41 ± 9Benzo[k]fluoranteno 100 ± 12 42 ± 11 39 ± 11Benzo[a]pireno 123 ± 11 51 ± 9 40 ± 11Benzo[e]pireno 100 ± 10 43 ± 10 41 ± 10Benzo[g,h,i,]perileno 91 ± 11 38 ± 9 39 ± 11Dibenzo[a,h]antraceno 102 ± 9 43 ± 12 60 ± 9Indeno[1,2,3-c,d]pireno 110 ± 9 45 ± 11 61 ± 10PCBsPCB 209 100 ± 11 35 ± 9 41 ± 10PCB 28 70 ± 9 29 ± 9 ndPCB 52 71 ± 10 36 ± 8 35 ± 11PCB 101 82 ± 9 41 ± 8 35 ± 11PCB 118 90 ± 9 36 ± 9 42 ± 9PCB 138 91 ± 8 37 ± 9 43 ± 9PCB 153 90 ± 8 37 ± 9 41 ± 8PCB 180 92 ± 7 35 ± 8 42 ± 8PBDEsMezcla BDE 80 ± 12 nd nd

De acuerdo a los datos presentes en la Tabla 5, el solvente más apropiado paraextraer cuantitativamente los compuestos estudiados, es diclorometano, conrecuperaciones en un intervalo de 70-130%, siendo éste el solvente a utilizar.

42

5.1.2.2. Extracción en fase sólida

Para la extracción en fase sólida se utilizaron columnas C8 y C18, pasando através de ellas 400 mL de muestra acuosa a una concentración de 75 ng L-1 (ppt) decada analito, eluyendo con acetona, diclorometano, acetato de etilo y metanol(índice de polaridad diclorometano 3,4; acetato de etilo 4,3; acetona 5,4; metanol6,6). Los resultados empleando columna C8 se muestran en la Tabla 6.Tabla 6. Extracción en fase sólida (columna C8), eluídas con distintos solventes orgánicos(n=4).

% Recuperación a una concentración 75 ng L-1

Pesticidas CH2Cl2 Acetona Acetato deetilo Metanolα-HCH 62 ± 4 31 ± 6 51 ± 10 28 ± 4Alacloro 71 ± 4 52 ± 10 76 ± 4 62 ± 3Aldrin 28 ± 3 nd nd ndAmetrina nd nd 38 ± 12 ndAtrazina 76 ± 10 63 ± 14 103 ± 14 83 ± 14β-HCH 78 ± 7 53 ± 11 76 ± 17 56 ± 13Benalaxil 78 ± 9 69 ± 12 48 ± 2 64 ± 3Carbaril 79 ± 6 59 ± 10 93 ± 7 70 ± 10Clordano 42 ± 6 17 ± 7 nd ndClordinafop 65 ± 5 53 ± 9 48 ± 6 33 ± 8δ-HCH 81 ± 6 nd 55 ± 15 ndDiazinon nd nd nd ndDieldrin 68 ± 3 39 ± 7 nd 13 ± 8Diflufenican 68 ± 4 55 ± 7 10 ± 6 29 ± 5Endosulfan I 68 ± 7 32 ± 5 20 ± 5 17 ± 2Endosulfan II 69 ± 3 58 ± 7 16 ± 7 22 ± 7Endosulfan Sulfato 81 ± 5 70 ± 11 26 ± 9 61 ± 10Endrin 88 ± 4 48 ± 7 53 ± 8 19 ± 7Etión nd nd 17 ± 8 ndFenamifos nd nd nd ndFlusilazol 90 ± 7 62 ± 4 nd 80 ± 4Heptacloro 64 ± 6 19 ± 3 78 ± 8 ndHeptacloro epox 69 ± 7 41 ± 7 nd 21 ± 7Hexaclorobenceno 65 ± 5 Nd 20 ± 7 ndLindano 87 ± 8 65 ± 9 Nd 79 ± 22Metidatión nd nd 66 ± 6 ndMetoxicloro 68 ± 5 40 ± 8 nd ndMiclobutanilo 117 ± 8 79 ± 6 nd 119 ± 13Oxifluorfen 53 ± 6 24 ± 3 117 ± 7 ndp,p-DDD 65 ± 5 27 ± 3 nd nd

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p,p-DDE 52 ± 4 23 ± 4 nd ndp,p-DDT 112 ± 11 66 ± 9 nd ndParatión Etil nd nd nd ndParatión Metil nd nd nd ndPendimetalina 71 ± 6 40 ± 4 nd ndPiridaben 30 ± 3 13 ± 3 nd ndPrometrina nd nd nd ndPropazina 58 ± 11 41 ± 5 nd 69 ± 6Simazina 97 ± 12 53 ± 6 79 ± 13 83 ± 6Terbutilazina 65 ± 7 55 ± 5 102 ± 16 71 ± 3Terbutrina nd nd 90 ± 22 ndTPP 74 ± 9 57 ± 7 nd 30 ± 5Trietazina nd nd 18 ± 5 ndTrifluralina 61 ± 5 25 ± 3 nd ndVinclozolina 43 ± 6 33 ± 4 nd 47 ± 7PAHsBenzo[a]antraceno 51 ± 2 18 ± 4 nd ndBenzo[b]fluoranteno 33 ± 4 10 ± 3 nd ndBenzo[k]fluoranteno 23 ± 4 nd nd ndBenzo[a]pireno 42 ± 4 nd nd ndBenzo[e]pireno 44 ± 3 15 ± 4 nd ndBenzo[g,h,i,]perileno 25 ± 4 nd nd ndDibenzo[a,h]antraceno 15 ± 3 nd nd ndIndeno[1,2,3-c,d]pireno 42 ± 4 nd nd ndPCBsPCB 28 51 ± 3 20 ± 4 nd ndPCB 52 53 ± 2 18 ± 3 nd ndPCB 101 50 ± 5 18 ± 4 nd ndPCB 118 49 ± 4 21 ± 2 nd ndPCB 138 46 ± 5 23 ± 3 nd ndPCB 153 48 ± 3 21 ± 3 nd ndPCB 180 46 ± 4 30 ± 4 nd ndPCB 209 47 ± 3 31 ± 5 nd ndPBDEsMezcla BDE 51 ± 4 25 ± 5 nd nd

De los datos de la Tabla 6, se aprecia que la mayor extractabilidad de losanalitos desde la fase sólida, ocurre utilizando diclorometano como eluyente, perodebido al tipo de fase, en este caso columna C8, no es posible recuperar en mayorforma la gran cantidad de analitos estudiados. Pruebas posteriores, desorbiendocon 20 mL de diclorometano no provocaron una mayor recuperación, por lo que se

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decidió realizar pruebas con columna C18 y diclorometano como eluyente. Laelución se inició agregando primeramente 2 mL de acetona con el fin de arrastrarlos analitos que se puedan quedar atrapados en las moléculas de agua presentes enla columna y luego eluyendo con diclorometano. Los resultados de la extracción enfase sólida utilizando una columna C18 se presentan en la Tabla 7, en conjunto conla extracción LLE.Tabla 7. Recuperaciones LLE y SPE a distintos niveles de concentración en matriz acuosa.

Recuperaciones ± RSD, % (n=4)LLE SPE

(eluir con 15 mL CH2Cl2)Pesticidas 25 ng/L 1000 ng/L 75 ng/L 1250 ng/L-HCH 80 ± 12 77 ± 5 97 ± 6 77 ± 9Alacloro 102 ± 8 92 ± 4 105 ± 6 108 ± 2Aldrin 73 ± 8 80 ± 7 54 ± 15 43 ± 6Ametrina 80 ± 9 98 ± 2 93 ± 6 98 ± 4Atrazina 91 ± 11 98 ± 3 90 ± 15 105 ± 3-HCH 71 ± 8 77 ± 9 102 ± 9 88 ± 4Benalaxil 120 ± 7 101 ± 3 99 ± 9 101 ± 4Carbaril 121 ± 15 106 ± 1 66 ± 6 110 ± 3Clordano 71 ± 8 91 ± 2 54 ± 6 76 ± 3Clordinafop 107 ± 7 107 ± 4 105 ± 9 111 ± 5-HCH 77 ± 12 90 ± 4 102 ± 6 98 ± 3Diazinon 78 ± 12 88 ± 5 111 ± 3 97 ± 2Dieldrin 92 ± 14 91 ± 2 75 ± 6 97 ± 3Diflufenican 110 ± 11 99 ± 1 94 ± 6 109 ± 4-endosulfan 72 ± 12 89 ± 2 97 ± 3 85 ± 2-endosulfan 120 ± 5 100 ± 2 94 ± 9 93 ± 2Endosulfan sulfate 101 ± 8 105 ± 2 112 ± 3 98 ± 4Endrín 120 ± 11 103 ± 2 105 ± 6 104 ± 4Etión 71 ± 11 102 ± 3 81 ± 6 95 ± 4Fenamifos 73 ± 9 102 ± 3 54 ± 6 110 ± 3Flusilazol 120 ± 5 95 ± 6 108 ± 6 129 ± 5Heptaclor 91 ± 10 85 ± 6 75 ± 6 50 ± 7Heptaclor epox 92 ± 8 89 ± 4 84 ± 9 93 ± 2Hexaclorobenceno 111 ± 7 70 ± 3 60 ± 3 40 ± 10-HCH 93 ± 5 91 ± 4 96 ± 3 88 ± 4Metidatión 75 ± 8 107 ± 2 51 ± 6 106 ± 3Metoxicloro 120 ± 4 101 ± 2 105 ± 9 106 ± 2Miclobutanilo 120 ± 6 104 ± 3 54 ± 6 124 ± 5Oxifluorfen 102 ± 5 95 ± 2 63 ± 6 71 ± 3p,p-DDD 107 ± 8 102 ± 3 81 ± 6 89 ± 5p,p-DDE 94 ± 7 95 ± 3 57 ± 6 73 ± 2

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p,p-DDT 120 ± 9 102 ± 5 84 ± 12 78 ± 5Paratión Etil 94 ± 5 97 ± 2 102 ± 6 119 ± 3Paratión Metil 75 ± 8 101 ± 3 117 ± 9 110 ± 3Pendimetalina 110 ± 7 93 ± 1 90 ± 6 94 ± 3Piridaben 108 ± 9 103 ± 2 54 ± 3 79 ± 1Prometrina 94 ± 10 98 ± 4 105 ± 6 93 ± 3Propazina 107 ± 15 91 ± 3 117 ± 6 94 ± 2Simazina 118 ± 11 105 ± 3 111 ± 15 99 ± 2Terbutilazina 78 ± 13 97 ± 4 96 ± 9 108 ± 4Terbutrina 75 ± 14 99 ± 3 96 ± 3 102 ± 5Trifenilfosfato 110 ± 8 98 ± 3 97 ± 6 100 ± 3Trietazina 77 ± 15 88 ± 5 108 ± 6 100 ± 3Trifluralina 82 ± 11 75 ± 9 78 ± 6 71 ± 6Vinclozolina 89 ± 12 90 ± 3 96 ± 12 92 ± 9PAHsBenzo[a]antraceno 110 ± 10 99 ± 3 75 ± 2 54 ± 1Benzo[b]fluoranteno 111 ± 5 100 ± 2 57 ± 6 53 ± 3Benzo[k]fluoranteno 100 ± 8 98 ± 3 57 ± 3 48 ± 2Benzo[a]pireno 122 ± 7 101 ± 3 69 ± 3 55 ± 3Benzo[e]pireno 102 ± 10 105 ± 1 57 ± 3 49 ± 3Benzo[g,h,i,]perileno 95 ± 9 101 ± 4 60 ± 8 36 ± 4Dibenzo[a,h]antraceno 102 ± 10 101 ± 6 48 ± 3 32 ± 3Indeno[1,2,3-c,d]pireno 110 ± 13 104 ± 5 57 ± 3 35 ± 4PCBsPCB 28 73 ± 11 78 ± 6 78 ± 6 58 ± 2PCB 52 72 ± 11 80 ± 3 69 ± 3 59 ± 3PCB 101 80 ± 10 91 ± 3 60 ± 6 67 ± 3PCB 118 90 ± 11 99 ± 2 60 ± 9 69 ± 5PCB 138 91 ± 9 97 ± 4 48 ± 6 68 ± 5PCB 153 93 ± 11 97 ± 2 51 ± 3 65 ± 5PCB 180 92 ± 15 100 ± 3 54 ± 3 61 ± 4PCB 209 100 ± 12 101 ± 2 48 ± 3 60 ± 3PBDEsBDE 28 80 ± 15 90 ± 15 60 ± 6 65 ± 3BDE 47 79 ± 16 89 ± 16 62 ± 8 67 ± 5BDE 99 78 ± 11 85 ± 11 63 ± 5 64 ± 6BDE 100 80 ± 18 82 ± 18 62 ± 5 67 ± 7BDE 153 82 ± 20 83 ± 10 65 ± 4 68 ± 3BDE 154 81 ± 16 87 ± 15 64 ± 6 67 ± 4BDE 183 84 ± 18 87 ± 13 65 ± 5 66 ± 3

Al analizar los datos de la Tabla 7, podemos apreciar que a un nivel ultratrazade 75 ng L-1 (ppt), las recuperaciones superan el 50%, y la mayoría de loscompuestos tienen buenas recuperaciones (más de 70%). Los compuestos con bajarecuperación serían atribuibles a que diclorometano no sería capaz de desorber

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completamente a estos analitos, posiblemente por la baja cantidad de masa de cadacompuesto (30 ng). Pruebas de breakthrough resultaron negativas, al analizar lamuestra acuosa que eluyó a través de la columna empleando LLE condiclorometano y no se encontraron indicios de la presencia de estos compuestos.Tabla 8. Comparación entre técnicas de extracción para matriz acuosa por GC-MS/MS.

LLE SPEVolumen de muestra 400 mL 400 mLSolvente extracción 150 mL 15 mLTiempo de análisis 1 h por muestra 2,5 h por muestraVolumen extracto 1 mL ciclohexano 1 mL ciclohexanoCostos aprox. $ 2000 $ 2500Si comparamos las técnicas de extracción líquido-líquido y en fase sólidacomo aparece en la Tabla 8, ambas técnicas poseen buenas recuperaciones a nivelultratraza, al determinar estos compuestos al nivel de ng L-1 (ppt), pudiéndosedeterminar simultáneamente, independiente de la técnica escogida, la mayoría delos compuestos propuestos. A este nivel, LLE aventaja a SPE cuando se quieredeterminar todos los contaminantes estudiados, ya que presenta mejoresrecuperaciones (hubo algunos pesticidas que tuvieron bajas recuperaciones).Ambas técnicas involucran costos similares, y son comparables en tiempos deanálisis de rutina al contemplar varios análisis a la vez. Sólo queda destacar queSPE consume mucho menos solvente orgánico, lo que es un aspecto ambiental deinterés. Tomando en consideración la recuperación de los analitos que se apreciaen la Tabla 6, se escoge LLE como metodología para el análisis de muestras reales.

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5.1.2.3. Estado del arte matriz acuosa

En la Tabla 9 se comparan los parámetros analíticos de la metodologíapropuesta LLE-GC-MS/MS con los obtenidos en metodologías similaresmultiparamétricas que aparecen en la literatura. Se puede observar que métodosbasados en SPME o SBSE ofrecen límites de detección considerablemente más bajosdebido a que estas técnicas presentan un elevado factor de preconcentración yademás toda la masa de analitos concentrada en la fase polimérica ingresa alcromatógrafo gaseoso.En este sentido, la presente metodología no compite en términos desensibilidad. Al comparar LLE con SPME o SBSE-TD según lo siguiente: los costosinvolucrados en el proceso de extracción, los costos son bastante elevados paraSBSE-TD y SPME; la posibilidad de saturación tanto de SPME y SBSE-TD alenfrentarse a una muestra muy contaminada, lo que impide realizar una diluciónen forma rápida y a los tiempos totales involucrados en el análisis por parte deSBSE, que considera tiempos de extracción de 2-11 h, hace pensar que LLE es unabuena alternativa para la determinación de estos compuestos en agua. Paraacercarse a estos límites de detección bajísimos, la presente metodología debieratratar elevados volúmenes de muestra (entre 2 L a 10 L) y evaporar el extracto finala un menor volumen, de manera similar a lo realizado en el método de Wurl et al.,para la determinación de PBDEs [52]. Desde el punto de vista de los costos, lametodología propuesta a pesar de utilizar altos volúmenes de diclorometano (150mL aprox), no requiere de un desorbedor térmico, ni de Twisters, como es el casode SBSE. Por otra parte, el tiempo involucrado en la preparación de la muestra esmás corto que en las metodologías SBSE, que en algunos casos la extracción llega a11 horas.

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Tabla 9. Estado del arte de la extracción de contaminantes orgánicos en matrizacuosa para compuestos determinados por cromatografía gaseosa.

FamiliasNumerodeanalitos

RuntimeGC, min Metodología LOD, pg L-1 Recuperación,

%RSD, % Referencia

PBDEs

827799

25.444

41.8631.8639.3339.33

LLE-GC-MS/MSSPE-GC-MS/MS

SBSE-GC-MSSBSE-GC-MSSBSE-GC-MS

MASE- GC-MS

3300 – 670060000-150000

0,1 – 4811 – 194

100 – 1700100 – 5300

70 – 84N.I.

90 - 108N.I.

81 – 11792 - 121

11 – 20N.I.

1 – 11N.I.N.I.N.I.

este trabajo5558596262

PCBs

87

287

20675

121212

25.481.337.54487

41.8631.86

3639.3339.33112

LLE-GC-MS/MSLLE-GC-MSSPE-GC-MS

SPE-GC-MS/MSSPME-GC-IT-MS/MS

SBSE-GC-MSSBSE- GC-MSSBSE- GC-MSSBSE- GC-MSMASE- GC-MSSPME-GC-ECD

2400 – 79002000 – 3000400 – 2700

5000 – 250001.5 – 7.20,3 – 1111 – 95

400 – 2700100 – 3900

600 – 31600200-2230

70 – 10077 – 119

56,6 – 120,873 - 182

74,9 - 99,379 - 108

N.I.56,3 – 56,491 – 12781 – 12065-104

10 – 203,9 – 18,33,9 – 10,3

9 -196– 218 – 12N.I.

2,7 – 3,6N.I.N.I.6-27

este trabajo53545557585961626264

PAH

716161516141616

25.437.544

41.8631.86

3639.3339.33

LLE-GC-MS/MSSPE-GC-MS

SPE-GC-MS/MSSBSE-GC-MSSBSE- GC-MSSBSE- GC-MSSBSE- GC-MSMASE- GC-MS

8000 – 19800400 – 2000

5000– 130000154 – 61211 – 1000100 – 300600 – 5200

400 – 10300

90 – 13044 - 82,559 – 11171 - 114

N.I.55,6 – 101,6

97 -12481 - 120

10 – 201,0 – 11.3

3 – 232 – 20N.I.

0,5 – 15,3N.I.N.I.

este trabajo54555859616262

Pesticidas

4518244115151882251818

25.481.344

24.9687

41.8631.867.4636

N.I.112

LLE-GC-MS/MSLLE-GC-MS

SPE-GC-MS/MSSPE- GC-MS

SPME-GC-IT-MS/MSSBSE-GC-MSSBSE- GC-MSSBSE- GC-MSSBSE- GC-MS

DLLME-GC-MSSPME-GC-ECD

750 – 187501000 - 50001000 – 5000

14 – 6001.0 – 26.30,1 – 15

24 – 3750580 - 100000100 – 7500

1000 – 25000200-2230

70 – 13081– 95

66 - 11752 - 138

76,3 – 105,250 - 111

N.I.5,3 - 72

43 -101,888 - 11365-104

10 – 305,9 – 12,5

3 – 232 - 55

7.5– 22,53 - 38N.I.

4,1 - 141,1 - 122 – 106-27

este trabajo53555657585960616364

5.1.2.4. Matriz de sedimento. Pruebas preliminares

Para escoger un solvente adecuado para extraer simultáneamente losdistintos tipos de compuestos que se pretende determinar, primero se evaluó lacapacidad extractiva de los solventes orgánicos tradicionales: diclorometano,hexano, acetona (índice de polaridad de hexano 0,0; diclorometano 3,4; acetona

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5,4) y las mezclas diclorometano/hexano, acetona/diclorometano, acetona/hexano(se emplearon estas mezclas para cambiar la polaridad del extractante y buscar unasinergia entre las interacciones de estos solventes con los analitos). En cadaexperiencia se pesaron 10 g de muestra y se fortificaron a un nivel de 50 ng g-1, yluego se procedió a extraerlas con 100 mL de solvente durante 15 minutos deextracción, repitiendo este proceso 2 veces más. El extracto final es pasado porNa2SO4 anhidro para eliminar la posible presencia de moléculas de agua yposteriormente concentrado en rotavapor y secado con N2, para su determinaciónpor GC-MS/MS. Los resultados aparecen en la Tabla 10.Tabla 10. Recuperación promedio de elección solvente de extracción en sedimento.

Recuperación (%) a una concentración 50 ng g-1

Pesticidas CH2Cl2 Acetona HexanoAcetona/

CH2Cl2

Acetona/

Hexano

Hexano/

CH2Cl2α-HCH 71 56 82 59 60 66Alacloro 46 74 28 61 78 84Aldrin 65 29 80 70 65 66Ametrina 22 43 nd 40 89 ndAtrazina 13 71 nd 22 76 32β-HCH 65 59 84 68 66 65Benalaxil 21 78 nd 35 87 40Carbaril 43 64 nd 18 116 12Clordano 74 43 89 75 80 74Clordinafop 45 31 58 47 85 25δ-HCH 88 78 65 75 79 87Diazinon 32 75 36 58 80 64Dieldrin 80 58 90 83 76 84Diflufenican 89 88 32 77 98 44Endosulfán I 57 46 60 56 49 52Endosulfán II 84 70 29 68 82 73Endosulfán Sulfato 87 82 14 58 92 81Endrin 76 64 83 77 81 61Etión 78 64 14 81 87 41Fenamifos 21 78 nd 35 87 40Flusilazol 44 77 nd 34 76 36Heptacloro 44 81 30 42 83 42Heptacloro epox 57 28 72 56 55 56Hexaclorobenceno 72 59 85 79 72 78Lindano 58 30 73 47 51 60Metidatión 67 62 40 56 60 69

50

Metoxicloro 61 94 25 36 97 28Miclobutanilo 65 47 40 56 56 50Oxifluorfen 74 89 nd 34 88 42p,p-DDD 79 29 89 43 69 42p,p-DDE 83 48 53 67 76 86p,p-DDT 77 36 81 66 67 81Paratión Etil 54 23 28 32 35 39Paratión Metil 80 87 14 73 94 56Pendimetalina 76 99 80 52 100 27Piridaben 84 68 77 85 87 85Prometrina 81 59 38 85 93 24Propazina 24 81 nd 48 87 28Simazina 46 62 nd 49 81 40Terbutilazina 19 81 22 47 80 25Terbutrina 28 83 nd 50 88 32TPP 40 59 38 31 61 27Trietazina 34 75 nd 53 76 66Trifluralina 71 43 93 74 72 76Vinclozolina 66 60 49 59 56 47PAHsBenzo[a]antraceno 77 56 80 81 72 77Benzo[b]fluoranteno 94 67 91 106 90 88Benzo[k]fluoranteno 103 77 101 117 99 97Benzo[a]pireno 90 65 86 101 84 84Benzo[e]pireno 84 62 45 95 78 53Benzo[g,h,i,]perileno 107 79 86 112 114 94Dibenzo[a,h]antraceno 96 84 85 102 89 70Indeno[1,2,3-cd]pireno 107 80 86 104 92 79PCBsPCB 28 79 54 99 78 77 85PCB 52 75 52 94 81 76 85PCB 101 84 60 100 87 82 92PCB 118 88 61 106 90 85 95PCB 138 86 61 104 92 83 93PCB 153 88 61 107 93 86 97PCB 180 94 65 106 99 88 96PBDEsMezcla BDE 72 54 84 74 72 79

51

Al analizar los datos de la Tabla 10, vemos que en general se obtienen buenasrecuperaciones para cada analito, independiente del solvente a utilizar, aunque elextractante que posee una mayor recuperación, es la mezcla acetona/hexano,además que genera un extracto menos turbio, por lo que será esta mezcla la que seutilizará para realizar la optimización de la metodología de extracción asistida deultrasonido en matriz de sedimento.5.1.2.5. Optimización extracción asistida de energía de ultrasonido

Las variables que se contemplan optimizar son las siguientes: ciclos deextracción (número de veces que se repite el proceso de extracción), tiempo deextracción (para cada ciclo), cantidad de muestra, volumen de solvente extractante,y los intervalos en que se trabajó con estas variable son: ciclos de extracción (1-5ciclos), tiempo de extracción (1,7 – 18,4 minutos), cantidad de muestra (1,7 –18,4 g), volumen de solvente extractante (35 – 120 mL).Se utilizó un diseño estadístico de compuesto reducido Draper-Lin, quepermite optimizar cuatro variables en forma simultánea, al realizar una vezterminados los experimentos, un análisis multivariado. Este diseño es decaracterística rotable y posee 3 grados de libertad para evaluar el error propio deldiseño, consta de 18 experimentos que son los que permitirán obtener unasuperficie de respuesta para encontrar la condición óptima de cada variable, en laque se obtendrá la máxima respuesta. La Tabla 11 muestra las condiciones detrabajo de éstos. Para cada experimento se fortificó la muestra a una concentraciónde 50 ng g-1.

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Tabla 11. Condiciones de trabajo en cada experimento para optimización USE.

ExperimentoTiempo deextracción

(min)

Volumen desolvente (mL)

Cantidad demuestra (g)

Ciclos deextracción1 15 100 15 22 15 100 5 23 15 50 15 44 5 100 5 45 15 50 5 46 5 50 15 27 5 100 15 48 5 50 5 29 1,7 75 10 310 18,4 75 10 311 10 35 10 312 10 120 10 313 10 75 1,7 314 10 75 18,4 315 10 75 10 116 10 75 10 517 10 75 10 318 10 75 10 3

Las condiciones de trabajo presentadas en la Tabla 11 presentan un rango detrabajo poco habitual, para cada variable en estudio. Esto ocurre debido al diseñoexperimental utilizado, el cual considera los valores 5, 10 y 15 minutos deextracción, los cuales no causan extrañeza, pero si la causan los valores 1,7 y 18,4minutos de extracción debido a que en general nadie utilizaría estos valores en unestudio por ser un poco más complejos de trabajar en la práctica. Estos valoresaparecen porque el modelo los considera (aunque el rango inicial iba de 5-15minutos de extracción), para generar una óptima superficie de respuesta de losdatos generados de cada experimento. Es así que también ocurre lo mismo con losvalores utilizados en la variable cantidad de muestra.Al finalizar los experimentos, y valorar la recuperación en esas condicionescomo la respuesta a evaluar en el diseño experimental, se hace difícil encontrar unacondición de compromiso que permita obtener buenas recuperaciones para cada

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analito en forma simultánea, ya que los datos de los compuestos son excesivoscomo para realizar un tratamiento estadístico, y se optó por tomar grupos de 16analitos y aplicar un análisis de componentes principales a cada grupo. El análisisde componentes principales es un método utilizado con el fin de reducir la cantidadde datos. La idea de aplicar este método es encontrar componentes principales Z1,Z2,…. , Zn que sean combinaciones lineales de las variables originales X1, X2, ….., Xnque describen cada muestra, es decir:Z1 = a11X1 + a12X2 + a13X3 + ….. + a1nXnZ2 = a21X1 + a22X2 + a23X3 + ….. + a2nXn etc.

Tabla 12. Primer componente principal de cada grupo.

Experimento grupo 1 grupo 2 grupo 3 grupo 41 -2,00641 -2,7485 -1,71129 -2,416472 -0,599772 -0,28739 -0,163149 -0,6673383 -1,86374 -1,56508 -1,08819 -1,696444 12,1869 10,2566 12,1914 12,3815 -0,0191475 0,707889 0,0396626 0,529936 -1,45332 -1,94156 -1,15673 -1,614897 0,112363 -0,184716 0,144714 -0,02325978 -3,3403 -2,83582 -3,2556 -1,516179 -2,54131 -2,57428 -2,55812 -0,80356210 -2,08391 -2,27671 -2,19046 -0,26849511 -4,22514 -4,26772 -3,54101 -4,3045312 -0,346209 -0,798146 0,123017 -0,73875813 -1,23253 -0,265712 -0,202391 0,16360714 1,40769 0,400749 1,10157 1,090215 2,38939 2,90052 1,81852 1,1539516 -1,66935 -1,67747 -1,73281 -0,99782917 2,51318 3,38582 0,683289 -0,28378918 2,77166 3,77153 1,49759 0,0128262

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Los coeficientes a11, a12, etc., se eligen de manera que las nuevas variables, adiferencia de las variables originales, no se encuentren correlacionadas unas conotras y además que la primera componente principal (CP1), Z1, recoja la mayorparte de la variación que hay en un conjunto de datos, la segunda (CP2), Z2, recojala siguiente mayor parte y así sucesivamente. Por lo tanto, cuando haya unacorrelación significativa, el número de componentes principales útiles será muchomenor que el número de variables originales. En la Tabla 12 se aprecia el primercomponente de cada grupo.A cada componente principal (CP) le corresponde un autovalor queproporciona la cantidad de varianza en el conjunto de datos que se encuentraexplicada por esa componente principal. La Tabla 13 presenta los autovalores delprimer componente principal (CP1) de cada grupo.

Tabla 13. Autovalor y porcentaje de varianza del primer componente principal de cadagrupo.

CP1 grupo 1 CP1 grupo 2 CP1 grupo 3 CP1 grupo 4

Autovalor 13,2017 11,4942 11,6999 11,2386Porcentaje de

varianza 82,551 71,852 73,124 74,924Como se aprecia en la Tabla 13, cada grupo posee un porcentaje de varianzadel primer componente principal por sobre el 70%, lo cual indica que este primercomponente puede representar perfectamente la información generada de cadagrupo. Con los datos de este primer componente principal (Tabla 12), podemosobtener la superficie de respuesta que éste constituye, la cual representa lasuperficie de respuesta de los analitos pertenecientes a dicho grupo. Con lassuperficies de respuesta de cada grupo, se realiza una optimización de respuestamúltiple, agrupando las superficies de respuesta de cada grupo y encontrando lacondición de compromiso que otorgue la mayor recuperación de todos los analitos.

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Para cada grupo, se obtienen distintas condiciones de extracción, por lo que sehace necesario realizar un análisis de respuesta múltiple (Figura 8), agrupandoestas superficies y se tratan todas estas superficies en conjunto, para encontrar unacondición de compromiso, en que todos los analitos presenten una extracción enconjunto óptima y/o máxima.

Figura 8. Superficie de respuesta de análisis de respuesta múltiple.Las condiciones óptimas de USE para todos estos compuestos son empleandotres ciclos de extracción a un tiempo de 14 minutos cada uno, utilizando 17 g demuestra y un volumen de solvente de 40 mL de acetona/hexano 1:1 v/v. En estascondiciones se realizaron 4 repeticiones con muestra fortificada a 50 ng g-1. Losresultados de la recuperación de estos compuestos se muestran en la Tabla 14.

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Tabla 14. Recuperación (%) de los contaminantes orgánicos en sedimento utilizando USE(n=4).

Pesticidas Recuperación % Pesticidas Recuperación %α-HCH 77 ± 3 Heptacloro epox 77 ± 3Alacloro 96 ± 6 Hexaclorobenceno 99 ± 7Aldrin 70 ± 4 Lindano 75 ± 1Ametrina 100 ± 6 Metidatión 91 ± 4Atrazina 92 ± 5 Metoxicloro 114 ± 7β-HCH 80 ± 5 Miclobutanilo 83 ± 2Benalaxil 96 ± 4 Oxifluorfen 113 ± 4Carbaril 104 ± 8 p,p-DDD 92 ± 7Clordano 91 ± 7 p,p-DDE 99 ± 4Clordinafop 87 ± 3 p,p-DDT 92 ± 4δ-HCH 105 ± 8 Paratión Etil 89 ± 3Diazinon 91 ± 7 Paratión Metil 116 ± 7Dieldrin 98 ± 5 Pendimetalina 114 ± 8Diflufenican 108 ± 5 Piridaben 107 ± 5Endosulfan I 85 ± 5 Prometrina 92 ± 4Endosulfan II 93 ± 5 Propazina 94 ± 5Endo Sulfato 102 ± 5 Simazina 78 ± 5Endrin 96 ± 5 Terbutilazina 89 ± 5Etión 102 ± 5 Terbutrina 95 ± 4Fenamifos 107 ± 4 Trietazina 79 ± 5Flusilazol 100 ± 6 Trifluralina 87 ± 6Heptacloro 79 ± 4 Vinclozolina 99 ± 7PAHs PCBsBenzo[a]antraceno 72 ± 1 PCB 28 78 ± 4Benzo[b]fluoranteno 94 ± 3 PCB 52 83 ± 6Benzo[k]fluoranteno 96 ± 2 PCB 101 86 ± 5Benzo[a]pireno 73 ± 1 PCB 118 87 ± 4Benzo[e]pireno 74 ± 1 PCB 138 89 ± 4Benzo[g,h,i,]perileno 101 ± 4 PCB 153 94 ± 5Dibenzo[a,h]antraceno 114 ± 3 PCB 180 89 ± 4Indeno[1,2,3-c,d]pireno 72 ± 1 PCB 209 78 ± 4PBDEsBDE 28 88 ± 3 BDE 47 89 ± 3BDE 99 87 ± 3 BDE 100 89 ± 2BDE 153 88 ± 4 BDE 154 88 ± 2BDE 183 86 ± 2

De los resultados de la Tabla 14, la totalidad de los analitos presentarecuperaciones por sobre el 70 % y un DER < 8 %, con lo cual en estas condicionesde extracción, se podría aplicar esta metodología al análisis de muestras reales.

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5.1.2.6. Optimización extracción con solvente acelerado

Se utilizó esta técnica de extracción de matriz sólida, como metodologíacomparativa con extracción asistida de energía de ultrasonido. Se utilizó comosolvente extractante, la mezcla de solventes acetona/hexano 1:1 v/v, ya que diobuenos resultado con USE. El estudio entonces abarcó la optimización de lametodología ASE.Tabla 15. Condiciones de trabajo de cada experimento para optimización ASE.

Experimento Temperatura °CTiempo

extracción(min)

Ciclos Cantidad demuestra (g)1 170 25 4 3,82 170 25 2 3,83 170 10 4 12,24 80 25 2 12,25 170 10 2 12,26 80 10 4 3,87 80 25 4 12,28 80 10 2 3,89 50 18 3 810 200 18 3 811 125 5 3 812 125 30 3 813 125 18 1 814 125 18 5 815 125 18 3 116 125 18 3 1517 125 18 3 818 125 18 3 8

Las variables que se contemplan optimizar son las siguientes: ciclos deextracción (número de veces que se repite el proceso de extracción), tiempo deextracción (para cada ciclo), cantidad de muestra, temperatura de extracción, y losintervalos en que se trabajó con estas variables son: ciclos de extracción (1-5ciclos), cantidad de muestra (1 – 15 g), tiempo de extracción (5 – 30 min),temperatura de extracción (50 – 200 °C).

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Se utilizó un diseño estadístico de compuesto reducido Draper-Lin, quepermite optimizar cuatro variables en forma simultánea, al realizar una vezterminados los experimentos, un análisis multivariado. Este diseño es decaracterística rotable y posee 3 grados de libertad para evaluar el error propio deldiseño, consta de 18 experimentos que son los que permitirán obtener unasuperficie de respuesta para encontrar la condición óptima de cada variable, en laque se obtendrá la máxima respuesta. La Tabla 15 muestra las condiciones detrabajo de éstos. Para cada experimento se fortificó la muestra a un nivel deconcentración de 50 ng g-1.Tabla 16. Autovalor y porcentaje de varianza del primer componente principal de cadagrupo.

CP1 grupo 1 CP1 grupo 2 CP1 grupo 3 CP1 grupo 4

Autovalor 14,4471 13,8526 10,5914 14,8078Porcentaje de

varianza 90,294 86,579 75,653 92,549Luego de finalizar los experimentos del diseño estadístico, y analizar lassuperficies de respuesta de cada analito, en forma separada, las condicionesóptimas de extracción presentan leves diferencias para cada compuesto, por lo quese hace necesario, primeramente, realizar un análisis de componentes principales,para comprimir la gran cantidad de información que se posee, y realizar un análisisde respuesta múltiple con un menor número de superficies de respuesta. Seformaron 4 grupos de 16 compuestos cada uno, para facilitar el análisis porcomponentes principales. En la Tabla 16 aparecen los valores del porcentaje devarianza del primer componente principal y el autovalor, para cada grupo, comoeste porcentaje supera el 70 %, se considera sólo este componente principal pararealizar el estudio y el resultado de este análisis se muestra en la Tabla 17.

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Tabla 17. Resultado análisis de componentes principales.

Experimento grupo 1 grupo 2 grupo 3 grupo 41 2,26296 2,09338 2,0913 0,8961562 1,94601 1,89076 2,1839 0,9942263 -0,390661 -1,61868 -0,484324 -0,2134494 -5,1956 -5,24134 -4,51159 -5,050965 -4,3402 -4,28683 -3,4591 -4,736916 -5,99198 -5,16954 -4,58352 -6,475287 -6,63275 -6,29232 -5,79523 -6,938428 0,919604 0,978116 1,21154 2,815779 -4,49565 -4,45532 -3,8263 -4,1719610 5,02506 3,70724 5,6772 3,3087311 1,45393 1,68306 1,23561 2,653812 2,01052 2,2645 0,740095 2,5063913 2,94098 3,06241 3,02894 4,0988914 -2,26947 -2,42129 -1,90534 -2,0874115 3,35456 3,98386 1,04213 2,2538316 1,54456 1,12201 1,478 2,6208717 4,05917 4,46037 2,99739 3,9132618 3,79897 4,23959 2,87931 3,61246

Figura 9. Superficie de respuesta de análisis de respuesta múltiple.Las condiciones óptimas de ASE (Figura 9) son a una temperatura deextracción de 160 °C, con 3 ciclos de extracción de 19 minutos cada uno y 8 g demuestra, utilizando la mezcla de solventes acetona/hexano 1:1 v/v comoextractante. En estas condiciones se realizaron 4 repeticiones, utilizando unamuestra fortificada a 50 ng g-1, los resultados se muestran en la Tabla 18.

Estimated Response SurfaceCiclos=0,0,Muestra=0,0

-1-0,6-0,20,20,61

Temperatura

-1-0,6

-0,20,2

0,61 Tiempo extracción

00,20,40,60,8

1

Des

irabi

lity

60

Tabla 18. Recuperación de los contaminantes orgánicos en sedimento utilizando ASE (n=4).

Pesticidas Recuperación % Pesticidas Recuperación %α-HCH 80 ± 4 Heptacloro epox 92 ± 7Alacloro 84 ± 5 Hexaclorobenceno 90 ± 2Aldrin 80 ± 4 Lindano 90 ± 4Ametrina 88 ± 5 Metidatión 100 ± 5Atrazina 92 ± 4 Metoxicloro 70 ± 2β-HCH 112 ± 3 Miclobutanilo 98 ± 3Benalaxil 88 ± 4 Oxifluorfen 78 ± 6Carbaril 78 ± 7 p,p-DDD 76 ± 6Clordano 90 ± 5 p,p-DDE 82 ± 5Clordinafop 56 ± 4 p,p-DDT 74 ± 3δ-HCH 90 ± 7 Paratión Etil 88 ± 6Diazinon 76 ± 7 Paratión Metil 98 ± 7Dieldrin 86 ± 4 Pendimetalina 90 ± 7Diflufenican 108 ± 4 Piridaben 107 ± 5Endosulfan I 70 ± 5 Prometrina 90 ± 4Endosulfan II 76 ± 4 Propazina 92 ± 3Endosulfan Sulfato 80 ± 3 Simazina 90 ± 5Endrin 80 ± 5 Terbutilazina 76 ± 3Etión 84 ± 3 Terbutrina 94 ± 4Fenamifos 64 ± 4 Trietazina 72 ± 4Flusilazol 88 ± 6 Trifluralina 78 ± 5Heptacloro 72 ± 4 Vinclozolina 70 ± 7PAHs PCBsBenzo[a]antraceno 96 ± 1 PCB 28 70 ± 5Benzo[b+k]fluoranteno 76 ± 2 PCB 52 68 ± 7Benzo[a]pireno 72 ± 3 PCB 101 84 ± 3Benzo[e]pireno 76 ± 1 PCB 118 70 ± 3Benzo[g,h,i,]perileno 84 ± 2 PCB 138 70 ± 2Dibenzo[a,h]antraceno 86 ± 3 PCB 153 76 ± 5Indeno[1,2,3-c,d]pireno 78 ± 3 PCB 180 68 ± 5PBDEs PBDEsBDE 28 80 ± 5 BDE 47 81 ± 5BDE 99 82 ± 4 BDE 100 83 ± 5BDE 153 86 ± 3 BDE 154 86 ± 4BDE 183 87 ± 4

De los resultados en la Tabla 18, la mayoría de los compuestos presentanrecuperaciones superiores a 70% (valor que se considera analíticamentecuantitativo), pero existen algunos analitos que tienen recuperaciones por debajo

61

este valor, esto puede atribuirse a la competencia en la transferencia de masa paracada analito, ya que se pretende extraer una gran cantidad de compuestossimultáneamente, lo que se traduce en una transferencia de masa y/oextractabilidad distinta para cada analito, dando como resultado que sea más fácilextraer un compuesto más que otro, lo que origina diferentes valores derecuperaciones.La Tabla 19 compara las técnicas de extracción en sedimento utilizandosolvente acelerado (ASE) o energía de ultrasonido (USE), como metodologías deanálisis de rutina, ambas técnicas poseen muy similares tiempos de análisis, perohay que destacar que USE posee mejores recuperaciones que ASE, además quesería una técnica de menor costo, debido a que, además del costo en equipamiento,no necesita de insumos tales como fritas, filtro de celulosa, partes de celda deextracción, que implican comprar estos insumos cada vez que se realiza un análisis.Por estos argumentos USE se empleará en muestras reales como técnica deextracción.

Tabla 19. Comparación de técnicas de extracción para matriz de sedimento

ASE USECantidad de muestra 8 g 17 gSolvente extracción 120 mL 120 mLTiempo de extracción 1,1 h por muestra 1 h por muestraVolumen extracto 1 mL ciclohexano 1 mL ciclohexanoCostos mayor menor5.1.2.7. Estado del arte matriz sólida

De la información recopilada de la literatura (Tabla 20), la mayoría de lasmetodologías poseen límites de detección similares, salvo aquellas que empleandetectores más sensibles como µECD (detector de captura microelectrónica) otambién consideran un volumen menor de extracto (100 µL) lo que permite bajarlos límites de detección, pero incrementan la variabilidad del análisis (mayor DER).

62

Tabla 20. Estado del arte de la extracción de contaminantes orgánicos en matriz sólida paracompuestos determinados por GC.Familias Númerodeanalitos AnálisisGC[min] Metodología LOD[ng g-1] Recuperación[%] RSD[%] Ref.PAHs 8161616

25,4565656USE-GC-MS/MSSoxhlet-GC-MSMAE-GC-MSASE-GC-MS

0,14-0,190,33-1,020,37-1,050,32-1,1272-11469-11561-12570-112

1-41-122-131-11*696969PBDEs 7N.I. 25,414 USE-GC-MS/MSSoxhlet-GC-NCI-MS 0,12-0,190,010 86-8991-97 2-416-17 *67

PCBs 821N.I.8825,4112613030

USE-GC-MS/MSUSE-GC-µECDSoxhlet-GC-ECDMAE-GC-MSSoxhlet-GC-MS0,09-0,140,00003-0,00120,0050,1-0,6N.I.

78-9476-9987-9386-10959-964-66-286-84-1610-15

*66676868

Pesticidas461718121210101028282828

25,425112303045454531515151

USE-GC-MS/MSUSE-GC-ECDUSE-GC-µECDMAE-GC-MSSoxhlet-GC-MSSoxhlet-GC-ECDMAE-GC-ECDASE-GC-ECDPHWE-SPME-GC-MSSoxhlet-GC-MSUSE-GC-MSASE-GC-MS

0,02-0,190,1-1,00,00003-0,00120,1-0,7N.I.0,14-0,500,16-0,540,16-0,560,11-15,6N.I.N.I.N.I.

77-11680-10976-9973-11757-11287-11085-10483-10573-13427-16133-14563-146

1-81-146-288-204-191-131-93-105-141-91-101-32

*6566686869696970717171*= este trabajoEn este sentido, comparando la metodología propuesta con las encontradasen literatura, ésta estaría al mismo nivel respecto de los parámetros analíticos, lostiempos de análisis son bastante bajos comparados con otras metodologías queemplean Soxhlet (24 h de extracción) o análisis en GC (algunos mas de 100 min) ydestacando además la mayor cantidad de analitos que son considerados en elanálisis y que se emplea un detector de masas (confirmatorio), lo que le da mayorselectividad y robustez a la metodología.

63

5.2. Determinación de contaminantes orgánicos por LC-MS/MS

5.2.1. Determinación cromatográfica LC-MS/MS

Analizando las propiedades fisicoquímicas de las familias de alquilfenoles ysus compuestos etoxilados, y de familias de pesticidas como fenoxiácidos, fenilureay otros, se estableció que estos compuestos fueran determinados por cromatografíalíquida. Primero cada analito en forma separada fue infusionado directamente aldetector, en una solución metanol-agua 70:30 v/v de concentración 1 mg L-1 a unflujo de 30 µL min-1. Se aplicó una ionización por ESI positiva y luego negativa, parafinalmente seleccionar la alternativa más apropiada para efectuar la ionización(MS1). Posteriormente se selecciona el ión precursor en estas condiciones, seguidode la optimización del potencial aplicado al capilar para guiar al ión precursor alanalizador (q2) donde se produce su fragmentación (MS2). Posteriormente serealizó un estudio a distintos potenciales de colisión con gas argón, evaluando losfragmentos y/o iones generados de esta colisión, seleccionando los de mayorabundancia. Los barridos de potencial de colisión a estudiar fueron de ±5 a ±50 V,en un intervalo de 5V. Los resultados de este estudio se aprecian en la Tabla 21.Al fijar las condiciones óptimas de detección por espectrometría de masas, losesfuerzos se enfocaron en hallar las fases móviles acuosa y orgánica (acetonitrilo ometanol) y el gradiente y/o razón de estas fases apropiadas para separar estoscompuestos y así facilitar el proceso de determinar estos contaminantes enmatrices ambientales. Se realizaron pruebas cromatográficas para cada analito enforma separada, en la cual se utilizaron diferentes fases móviles con distintaproporción de ácido fórmico. Se evaluó la resolución e intensidad de la señal decada analito, como se indica en la Tabla 22, aplicando también las condicionesóptimas del detector para efectuar el análisis LC-MS/MS.

64

Tabla 21. Condiciones optimas de ionización por ESI y espectrometría de masa-masa.

CompuestoTiempo

retención(min)

IónPrecursor

(m/z)

Capilar(V)

Iones producto decuantificación (Q) y

confirmación (q),energía de colisión (V)

RazónQ/q

Carbofurano 4,537 222 32 123 (20) 165 (7) 0,88Desetil atrazina 4,609 188 44 104 (24) 146 (13) 0,31Bentazona 4,645 239 -60 132 (28) 197 (22) 0,43Desetil-terbutilazina 4,875 202 36 104 (26) 146 (12) 0,13Clortoluron 5,406 213 48 72 (16) 213 (5) 0,412,4-D 5,992 219 -44 125 (27) 161 (12) 0,11MCPA 6,180 199 -40 141 (12) 199 (5) 1,04Linuron 7,256 249 40 132 (35) 160 (18) 182 (12) 0,25; 0,97Trifenilfosfato 12,616 327 76 77 (35) 152 (29) 215 (20) 0,32; 0,9ter-octilfenol 12,932 205 -60 133 (22) 205 (5) 12,54-octilfenoldietoxilado 13,186 312 20 183 (12) 312 (5) 0,764-nonilfenol 13,383 219 -60 133 (29) 219 (5) 6,124-nonilfenoldietoxilado 13,495 326 32 121 (18) 183 (7) 0,2n-octilfenol 13,499 205 -60 106 (19) 205 (5) 5,7Reseña: iones en negrita son los empleados para cuantificación. Las razones q/Q subrayadas sonaquellas entre ion subrayado/ion cuantificación, la otra razón corresponde al ion no subrayado/ioncuantificación.Al analizar los resultados de la Tabla 22, está claro que el pH es fundamentalpara tener una buena señal de cada compuesto. Un valor de pH cercano a 3 afecta laionización de los alquilfenoles desapareciendo la señal cromatográfica. Esto seexplica debido a que el tipo de ionización depende del pH, como lo indica la Figura10. Para el caso de alquilfenoles, se disminuye la capacidad de pérdida de un protónen el modo de ionización negativa, ya que en medio ácido se desplaza el equilibrio ala formación del fenol. Por su parte, pH neutros afectan el comportamientocromatográfico de 2 pesticidas. La señal de la bentazona, por ejemplo, queda muymal definida a pH neutro, provocando una mala resolución (Tabla 22).Contrariamente, un medio levemente ácido permite una buena desorción delcompuesto desde la fase estacionaria, dando origen a una buena señalcromatográfica.

65

Tabla 22. Señal cromatográfica de los compuestos analizados por LC-MS/MS.

Fase acuosa Fase orgánica Intensidad señal depesticidas

Intensidad señal dealquilfenoles y sus

etoxilatosácido fórmico pH 3,00 metanol mala nula para alquilfenolesagua metanol pobre para 2compuestos Buenaácido fórmico pH 3,65 metanol buena nula para alquilfenolesácido fórmico pH 5,00 metanol buena Buena

Figura 10. Ionización por electrospray negativa.

Después de escoger las fases y su gradiente apropiado para el análisissimultáneo de las familias de pesticidas y alquilfenoles y sus derivados etoxilados,se procesaron los estándares para construir las curvas de calibración y determinarel intervalo de concentraciones de trabajo. Para efectuar esto, se consideraronsoluciones estándares de 10, 25, 50, 100, 250, 500 µg L-1 de cada analito y seinyectó un volumen de 10 µL de cada una de ellas en el equipo LC-MS/MS. Lospesticidas fueron detectados en los 6 niveles de concentración, en cambio losalquilfenoles, fueron detectados a partir de la concentración de 25 ng L-1.

OH

C9H19

-4500V

5uA

O

C9H19

H+

ESI Negativo

4-Nonilfenol

N

SN

O

O

H

O

-4500V

5uAN

SN

O

O

O

+

Bentazona

H

66

5.2.2. Técnicas de extracción compuestos determinados por LC-MS/MS

5.2.2.1. Matriz acuosa. Extracción líquido-líquido

Para la extracción líquido-líquido desde matrices acuosas, se evaluó lacapacidad extractiva de los siguientes solventes inmiscibles con el agua:diclorometano, cloroformo y acetato de etilo (índice de polaridad diclorometano3,4; cloroformo 4,2; acetato de etilo 4,3), a pH ácido (2) y neutro (7). Para cadaexperiencia, se fortificó a una concentración de 125 ng L-1 (ppt) de cada analito. Elextracto final está reconstituido en 1 mL de la mezcla metanol/agua 70:30 v/v. Losresultados se muestran en la Tabla 23 y 24.Tabla 23. Recuperación extracción líquido-líquido a pH 2 con n=4.

% Recuperación a una concentración 125 ng L-1

Pesticidas CH2Cl2 CHCl3 Acetato de etilo2,4-D nd nd 120 ± 1Bentazona 70 ± 2 50 ± 5 117 ± 4Carbofurano 102 ± 24 53 ± 10 74 ± 2Clortaluron 101 ± 10 56 ± 4 91 ± 2Desetil-atrazina 62 ± 6 37 ± 6 86 ± 2Desetil-terbutilazina 100 ± 20 59 ± 3 97 ± 2Linuron 90 ± 8 48 ± 1 89 ± 2MCPA nd nd 108 ± 4Trifenilfosfato 90 ± 14 96 ± 12 78 ± 2APnEOs4-nonilfenol 122 ± 10 76 ± 11 80 ± 24-n-octilfenol 86 ± 14 91 ± 7 74 ± 24-t-octilfenol 92 ± 4 92 ± 9 84 ± 24-nonilfenol dietoxilado 119 ± 19 90 ± 9 105 ± 24-octilfenol dietoxilado 94 ± 8 90 ± 2 90 ± 6

67

Tabla 24. Resultados extracción líquido-líquido a pH 7 con n=4.

% Recuperación a una concentración 125 ng L-1

Pesticidas CH2Cl2 CHCl3 Acetato de etilo2,4-D nd nd 48 ± 4Bentazona nd nd 76 ± 6Carbofurano 85 ± 2 63 ± 4 81 ± 1Clortaluron 89 ± 5 100 ± 4 82 ± 1Desetil-atrazina 82 ± 2 84 ± 1 84 ± 1Desetil-terbutilazina 104 ± 2 87 ± 2 92 ± 1Linuron 87 ± 1 81 ± 3 81 ± 1MCPA nd nd 59 ± 4Trifenilfosfato 81 ± 3 69 ± 3 79 ± 1APnEOs4-nonilfenol 128 ± 25 84 ± 11 124 ± 114-n-octilfenol 103 ± 12 83 ± 9 95 ± 14-t-octilfenol 104 ± 7 80 ± 13 99 ± 94-nonilfenol dietoxilado 126 ± 8 105 ± 4 102 ± 34-octilfenol dietoxilado 106 ± 7 82 ± 2 105 ± 2

En las Tablas 23 y 24 se aprecia que el solvente que extrae simultáneamentetodos los analitos es acetato de etilo, tanto a pH ácido (con recuperaciones porsobre el 70%) como neutro, en desmedro del extractante tradicionaldiclorometano, ya que éste no es capaz de romper la interacción de los compuestos2,4-D y MCPA con la matriz acuosa. Debido al carácter polar que poseen estoscompuestos, no interaccionarían fuertemente con diclorometano o cloroformo.Distinto es el caso de acetato de etilo, que si puede romper la interacción analito-matriz, posee un grupo éster que le da un mayor carácter polar, lo que le permiteinteraccionar de mejor forma con estos compuestos, por medio de puentes dehidrógeno, como lo muestra la Figura 11.Como la extracción líquido-líquido presenta buenas recuperacionesacidificando la muestra a pH 2, en estas condiciones se realizaron pruebas derecuperación a un nivel de concentración de 1000 ng L-1, cuyos resultados seaprecian en la Tabla 25.

68

Tabla 25. Recuperación extracción líquido-líquido a pH 2 con n=4, utilizando acetato de etilo.

% Recuperación a una concentración 1000 ng L-1

Pesticidas Recuperación, % APnEOs Recuperación, %2,4-D 115 ± 8 4-nonilfenol 85 ± 4Bentazona 111 ± 7 4-octilfenol 77 ± 3Carbofurano 76 ± 3 4-t-octilfenol 85 ± 3Clortaluron 93 ± 5 4-nonilfenol dietoxilado 101 ± 4Desetil-atrazina 88 ± 4 4-octilfenol dietoxilado 95 ± 5Desetil-terbutilazina 96 ± 3Linuron 92 ± 2MCPA 103 ± 5Trifenilfosfato 80 ± 2Los resultados de la Tabla 25 muestran que en condiciones ácidas, LLE poseebuenas recuperaciones y presenta una baja variabilidad de análisis (DER < 8%),obteniéndose buenos parámetros analíticos de esta metodología, lo que permitetener esta técnica en consideración para realizar análisis de rutina.

Figura 11. Interacción analito-solvente y analito-agua.

O

ClCl

H3C

CH

H

O

O

2,4-D

Acetato de Etilo

HO

H

2,4-D

Agua

H2C

O

OH

O

ClCl

H2C

O

OH

69

5.2.2.2. Matriz acuosa. Extracción en fase sólida

Para la extracción en fase sólida, se utilizó la columna OASIS HLB, pasando lamuestra acuosa a una concentración de 125 ng L-1 (ppt) de cada analito. Acontinuación se eluyó alternativamente con 10 mL de acetona, diclorometano,acetato de etilo y metanol, debido a que estos solventes poseen polaridadessemejantes a los analitos determinados por LC, a un flujo de 1 mL min-1, paraevaluar su capacidad de elución. Los extractos finales fueron reconstituidos en 1mL de la mezcla metanol/agua 70:30 v/v y determinados por LC-MS/MS. Losresultados se presentan en la Tabla 26.Tabla 26. Resultados extracción en fase sólida con columna OASIS HLB.

% Recuperación a una concentración 125 ng L-1

Pesticidas Metanol Acetona CH2Cl2Acetato de

etilo2,4-D 127 ± 2 108 ± 10 64 ± 9 77 ± 2Bentazona 105 ± 15 109 ± 6 98 ± 6 82 ± 4Carbofurano 82 ± 2 79 ± 2 88 ± 1 78 ± 8Clortaluron 96 ± 4 80 ± 2 100 ± 5 99 ± 1Desetil-atrazina 76 ± 2 72 ± 2 79 ± 3 70 ± 4Desetil-terbutilazina 98 ± 6 92 ± 2 101 ± 4 92 ± 2Linuron 92 ± 2 66 ± 6 54 ± 11 100 ± 6MCPA 112 ± 2 104 ± 2 70 ± 9 92 ± 8Trifenilfosfato 90 ± 2 92 ± 4 102 ± 5 112 ± 2APnEOs4-nonilfenol 621 ± 16 672 ± 8 502 ± 8 1304 ± 694-n-octilfenol 81 ± 8 81 ± 4 78 ± 8 119 ± 24-t-octilfenol 77 ± 16 nd 57 ± 8 102 ± 54-nonilfenol dietoxilado 126 ± 16 61 ± 4 86 ± 5 61 ± 64-octilfenol dietoxilado 120 ± 14 77 ± 4 83 ± 6 81 ± 2

De los resultados de la Tabla 26, resaltan los valores obtenidos para 4-nonilfenol, con concentraciones por sobre lo esperado (600-1300 % recuperación),se cree que estos valores son producto de la presencia de nonilfenol en la propiacolumna. Para comprobar esta hipótesis, se realizaron eluciones en separado decolumnas nuevas, sólo eluyendo con 20 mL de acetato de etilo, luego el extracto fue

70

secado por corriente de N2 y reconstituido en 1 mL de mezcla metanol/agua 70:30v/v e inyectadas en LC-MS/MS, detectándose una señal que concuerda tanto en eltiempo de retención como en el espectro de masa de 4-nonilfenol. Por este motivose descarta como metodología la extracción en fase sólida con columnas OASIS paraestos compuestos. Ahora, de las experiencias realizadas, acetato de etilo y metanolfueron los mejores agentes eluyentes de estos compuestos en fase sólida, conrecuperaciones a nivel de ultratraza en un intervalo de 70-120%.Tabla 27. Comparación entre técnicas de extracción para matriz acuosa.

Consideraciones LLE SPE OASIS HLB

Volumen de muestra 400 mL 400 mLSolvente extracción 150 mL 15 mLTiempo de análisis 1 h por muestra 2,5 h por muestraVolumen extracto 1 mL MeOH/H2O 70:30 1 mL MeOH/H2O 70:30Costos aprox. $ 2000 (U$ 4 aprox) $ 4000 (U$ 8 aprox)La Tabla 27 compara las técnicas de extracción de matriz acuosa, tantoextracción líquido-líquido como en fase sólida. Ambas técnicas utilizan la mismacantidad de muestra, pero difieren tanto en el solvente utilizado como el tiempo deanálisis. Bajo una perspectiva medio ambiental, es preferible utilizar columnas deextracción en fase sólida, ya que considera una cantidad significativamente menorde solvente (10 veces), y respecto del tiempo de análisis, esta brecha se puededisminuir al realizar varios análisis en forma simultánea. El problema queexperimenta SPE es la contaminación que presenta 4-nonilfenol, lo que imposibilitarealizar una determinación simultánea de pesticidas y alquilfenoles y sus derivadosetoxilados, por lo que se opta por realizar análisis de rutina con LLE.

71

5.2.2.3. Estado del arte de metodologías analíticas relacionadas aplicadas enmatrices acuosas

La información encontrada de trabajos similares acerca de la determinaciónya sea pesticidas o detergentes no iónicos en matrices acuosas, se presenta en laTabla 28, de la cual se desprende que en general estos compuestos son extraídosutilizando la técnica extracción en fase sólida. Esto se debe a que la extracciónlíquido-líquido emplea un mayor volumen de solvente, aunque presenta la ventajade obtener buenas recuperaciones desde una matriz acuosa para distintoscompuestos orgánicos. Al respecto, SPME necesita una fase estacionaria selectivapara los compuestos a analizar, lo que finalmente conlleva a seleccionar un set decompuestos estructuralmente similares.Por otra parte, existe una limitada información acerca de la multi-determinación de familias de contaminantes orgánicos de mayor polaridad, tal vezdebido al interés en compuestos apolares que son comúnmente determinados porcromatografía gaseosa.Al comparar la metodología propuesta en este trabajo con las descritaspreviamente, se puede observar que ésta tiene ventajas comparativas con aquellasmetodologías que emplean detectores convencionales, debido a la necesidad de lasotras de realizar una muy buena separación, necesitando largos tiempos deseparación cromatográfica. Otro aspecto a destacar son los bajos límites dedetección y las buenas recuperaciones que posee la metodología propuesta endesmedro de algunas que poseen bajas recuperaciones, producto probablementede determinar compuestos que poseen estructuras químicas diferentes, lo quedificulta su determinación.

72

Tabla 28. Estado del arte extracción de contaminantes orgánicos en matriz acuosa ydeterminados por LC.Familias Númerodeanalitos Analisis LC[min] Metodología LOD[ng L-1] Recuperación[%] RSD[%] Ref.

Pesticidas81722225206141010

18458080453345304040

LLE-LC-ESI-MS/MSSPE-LC-ESI-MS/MSSPE-LC-APCI-MS/MSSPE-LC-DADSPE-LC-ESI-MS/MSSPE-LC-ESI-MS/MSSPE-LC-UVSPE-LC-ESI-MS/MSLLE-LC-UVSPE-LC-UV

1-130,1-506-1520-900,03-0,993-48100-200210-2800N.I.100-300

74-12053-18043-9343-9369-10822-9669-8645-14828-10072-107

1-45-225-195-194-74-142-63-121-71-5

*587474757677787979APs 3221

18242545LLE-LC-ESI-MS/MSDLLME-LC-FlSPE-LC-ESI-MS/MSSPE-LC-UV

23-6330-1005-1010074-8475-7750-9084

255-151*727377

APnEOs 245 182425 LLE-LC-ESI-MS/MSDLLME-LC-FlSPE-LC-ESI-MS/MS 8-1320-1005-100 90-10568-7650-90 2-645-15 *7273* = Este trabajo5.2.2.4. Matriz de sedimento. Extracción asistida de energía de ultrasonido

Se evaluó la capacidad extractiva de varios solventes orgánicos asistida debaño de ultrasonido para determinar simultáneamente los distintos tipos decompuestos, de los cuales se escogieron los tradicionales: acetato de etilo, acetona,metanol y acetonitrilo (índice de polaridad acetato de etilo 4,3; acetona 5,4;acetonitrilo 6,2; metanol 6,6). En cada experiencia se pesaron 10 g de muestra y sefortificaron a un nivel de 50 ng g-1, y luego se procedió a extraerlas con 100 mL desolvente extrayendo por 15 minutos, repitiendo este proceso 2 veces más y elextracto es secado con Na2SO4 anhidro y posteriormente concentrado en rotavapory secado con N2, reconstituido en 1 mL de metanol/agua 70:30 v/v, para sudeterminación en LC-MS/MS. Los resultados aparecen en la Tabla 29.

73

Tabla 29. Resultados de prueba de solventes utilizando USE en matriz de sedimento (n=4).

Pesticidas Metanol Acetona Acetona-metanol

Acetato deetilo-H2O95:5 v/v

Acetonitrilo-H2O 95:5 v/v2,4-D 48 nd 20 62 91Bentazona 87 57 99 75 105Carbofurano 53 76 63 72 81Clortaluron 71 62 75 79 84Desetil-atrazina 49 54 50 59 65Desetil-terbutilazina 57 72 61 74 88Linuron 58 85 57 70 103MCPA 47 nd 23 65 94Trifenilfosfato 96 109 91 76 87

APnEOs4-nonilfenol 74 93 94 53 1124-n-octilfenol 82 72 100 57 1004-t-octilfenol 82 79 104 37 734-nonilfenoldietoxilado 65 62 62 46 714-octilfenoldietoxilado 75 54 72 52 82De los resultados mostrados en la Tabla 29 se desprende que el mejorsolvente de extracción es la mezcla acetonitrilo/agua, la cual es capaz de extraer enuna mayor extensión a los compuestos 2,4-D y MCPA, los cuales presentan unalixiviación limitada con los otros solventes empleados. Caso similar ocurre con lamezcla acetato de etilo/agua que también posee buenas recuperaciones en generalde todos los compuestos y en particular de MCPA y 2,4-D. La adición de aguapermitió mejorar las recuperaciones de estos compuestos, en especial de 2,4-D yMCPA, ya que acetonitrilo y acetato de etilo no lograban recuperacionessignificativamente mayores que los solventes acetona o metanol, por lo que sedecidió adicionar una pequeña cantidad de agua, para aumentar la polaridad delextractante y posiblemente incrementaría el contacto entre la mezcla extractantecon el sedimento. Con la generación de estos datos, se seleccionó la mezclaacetonitrilo/agua como extractante en la optimización de una metodología paradeterminar contaminantes orgánicos polares en sedimento.

74

5.2.2.4. Optimización extracción asistida con energía de ultrasonido

Las variables que se contemplan optimizar y sus intervalos de trabajo son lassiguientes: ciclos de extracción (1-5 ciclos), tiempo de extracción (5 – 25 min),cantidad de muestra (2– 10 g), volumen de solvente extractante (40 – 120mL) y pH mezcla extractante (considerando la acidez de la fracción acuosa entre3-7 de la mezcla acetonitrilo/agua 95:5 v/v).Tabla 30. Condiciones de trabajo en cada experimento para optimización USE.

Experimento Cantidad demuestra (g)

Volumen desolvente

(mL)

Tiempo deextracción

(min)

Ciclos deextracción

pHsolvente1 4 55 10 2 62 8 55 10 2 43 4 85 10 2 44 8 85 10 2 65 4 55 20 2 46 8 55 20 2 67 4 85 20 2 68 8 85 20 2 49 4 55 10 4 410 8 55 10 4 611 4 85 10 4 612 8 85 10 4 413 4 55 20 4 614 8 55 20 4 415 4 85 20 4 416 8 85 20 4 617 2 70 15 3 518 10 70 15 3 519 6 40 15 3 520 6 100 15 3 521 6 70 5 3 522 6 70 25 3 523 6 70 15 1 524 6 70 15 5 525 6 70 15 3 326 6 70 15 3 727 6 70 15 3 528 6 70 15 3 5

75

Se utilizó un diseño estadístico de compuesto central 25-1 + estrella, quepermite optimizar cinco variables en forma simultánea, al realizar una vezterminados los experimentos, un análisis multivariado. Este diseño es decaracterística rotable y posee 7 grados de libertad para evaluar el error propio deldiseño. Consta de 28 experimentos que son los que permitirán obtener unasuperficie de respuesta para encontrar la condición óptima de cada variable. LaTabla 30 muestra las condiciones de trabajo de éstos. Para cada experimento sefortificó la muestra a una concentración de 50 ng g-1.Una vez terminados los experimentos, se obtuvieron las respectivassuperficies de respuesta de cada analito estudiado, y en función de ellas, distintascondiciones de extracción, haciéndose necesario realizar un análisis de respuestamúltiple, en la cual se agrupan estas superficies, y se tratan como un conjunto paraencontrar una condición de compromiso, en que todos los analitos presenten unaextracción en conjunto óptima y/o máxima. La condiciones óptimas encontradaspara los factores estudiados fueron: tres ciclos de extracción, un tiempo de 10minutos para cada ciclo, utilizando 4 g de muestra y un volumen de solvente de 40mL de acetonitrilo/agua 95:5 v/v a pH 3 de la fracción acuosa de extractante. Eneste sentido la presencia de ácido fórmico (pH 3) en el extractante permite ayudara romper la interacción de los analitos con la matriz.

Tabla 31. Recuperación (%) de los analitos en sedimento utilizando USE (n=4).

Pesticidas Recuperación APs y APnEOs Recuperación2,4-D 109 ± 8 4-nonilfenol 107 ± 18Bentazona 107 ± 9 4-octilfenol 87 ± 14Carbofurano 89 ± 5 4-t-octilfenol 94 ± 6Clortaluron 90 ± 10 Nonilfenol dietoxilado 86 ± 10Desetil-atrazina 77 ± 7 Octilfenol dietoxilado 88 ± 6Desetil-terbutilazina 85 ± 5Linuron 90 ± 11MCPA 101 ± 15 Trifenilfosfato 88 ± 10

76

Las recuperaciones obtenidas en las condiciones óptimas de extracciónasistida por energía de ultrasonido para todos estos compuestos se aprecian en laTabla 31. Se aprecia que en estas condiciones se obtienen buenas recuperaciones yademás una aceptable variabilidad de datos (DER<18).5.2.2.5. Estado del arte de metodologías analíticas relacionadas en matricessólidasLa información recolectada (Tabla 32) muestra que las metodologíasempleadas para determinar contaminantes polares en matrices sólidas empleantanto técnicas modernas como tradicionales; por ejemplo la extracción Soxhlet. Enrelación a las más recientes se encuentran la extracción asistida por energíaultrasonido, microondas o a través de solventes presurizados.Tabla 32. Estado del arte de la extracción de contaminantes orgánicos en matriz sólida paracompuestos determinados por LC.

Familias Númerodeanalitos AnálisisLC [min] Metodología LOD[ng g-1] Recuperación[%] RSD[%] Ref.

Pesticidas832746121213

18515084017177

USE-LC-ESI-MS/MSUSE-LC-ESI-MS/MSMAE-SPE-LC-DADMAE-SPE-LC-ESI-MS/MSUSE-µSPE-LC-UVUSE-LC-ESI-MS/MSPLE-LC-ESI-MS/MSSLE-LC-ESI-QTRAP

0,13-1,250,5-2,520-400,1-0,30,01-0,40,01-70,006-40,1-49

77-10960-9889-10776-10093-11055-8540-8035-125

5-155-112-73-74-11>10>153-28

estetrabajo81828384858586APs 32 18N.I USE-LC-ESI-MS/MSASE-LC-ESI-MS/MS 2,34-6,25N.I. 87-10711-88 6-189-19 estetrabajo80APnEOs 211 18N.I. USE-LC-ESI-MS/MSASE-LC-ESI-MS/MS 0,75-1,250,8-8,1 86-8811-88 6-109-19 80

77

En general al comparar esta metodología con la información encontrada,vemos que posee buenos límites de detección y mejores recuperaciones, además deun menor tiempo de análisis cromatográfico, gracias al empleo de un detector demasas de triple cuadrupolo. En este sentido, hay metodologías que poseen bajasrecuperaciones o una elevada variabilidad (DER > 20%) producto del número deanalitos determinados simultáneamente o a las condiciones de extracción, queaumentan la variabilidad del análisis. Por esto, al comparar los parámetrosanalíticos de estas metodologías, se puede decir que el método propuesto esrobusto.5.3. Muestreo Río Maipo

5.3.1. Puntos de muestreo

Los puntos de muestreos se seleccionaron considerando 2 criterios:evaluando la accesibilidad al río y estableciendo un distanciamiento deaproximadamente 8 km entre los puntos. Siguiendo estos criterios, se escogieron29 puntos de muestreo, de los cuales 7 son afluentes (ríos Volcán, Yeso, Colorado,Clarillo, Angostura, Mapocho, y estero San Juan) y los restantes son sectorespropios de rio Maipo (Las Hualtatas, Las Melosas, San Gabriel, San Alfonso, San Joséde Maipo, PTAS San José, EMOS, la Puntilla, PTAS Matadero, puente Los Morros,puente Maipo viejo, Maipo, Valdivia de Paine, Naltahua, Isla de Maipo, Chiñihue,Melipilla, Las Arañas, Codigua, Quincanque, Santo Domingo, Humedal río Maipo),los cuales están georeferenciados en la Tabla 33 y se aprecia su distribución a lolargo del río Maipo en la Figura 12.

78

Tabla 33. Georeferenciación de los puntos de muestreo río Maipo y sus afluentes.Punto de muestreo Coordenadas UTMESTE NORTELas Hualtatas 393990 6239974Las Melosas 388520 6254474Rio Volcán 387945 6258368Rio Yeso 386110 6260911San Gabriel 385224 6261150San Alfonso 379250 6266656San José 374184 6277387PTAS San José 374409 6277603Rio Colorado 372995 6282266EMOS 363307 6282107La Puntilla 358714 6279277PTAS Matadero 353862 6278081Puente Los Morros 345941 6274849Rio Clarillo 353209 6272356Puente Maipo viejo 340303 6270735Maipo 334129 6266591Valdivia de Paine 331470 6263551Rio Angostura 327584 6256849Isla de Maipo 325637 6258190Naltahua 322162 6266491Rio Mapocho 316248 6270829Chiñihue 303926 6269441Melipilla 298146 6269126Las Arañas 294776 6266723Codigua 282638 6264527Quincanque 272589 6258832Estero San Juan 261495 6274798Santo Domingo 259466 6274627Humedal 256036 6277507

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Figura 12. Puntos de muestreo río Maipo. M1: Las Hualtatas, M2: Las Melosas, M3: San Gabriel, M4:San Alfonso, M5: San José de Maipo, M6: PTAS San José, M7: EMOS, M8: La Puntilla, M9: PTASMatadero, M10: puente Los Morros, M11: puente Maipo viejo, M12: Maipo, M13: Valdivia de Paine,M14: Isla de Maipo, M15: Naltahua, M16: Chiñihue, M17: Melipilla, M18: Las Arañas, M19: Codigua,M20: Quincanque, M21: Santo Domingo, M22 Humedal, RV: río Volcán, RY: río Yeso, RC: ríoColorado, RCL: río Clarillo, RA: río Angostura, RM: río Mapocho, ESJ: estero San Juan.5.3.2. Análisis de muestras provenientes de puntos de muestreos

Las muestras de agua se analizaron, realizando primeramente una extracciónLLE. Para el caso de determinar contaminantes orgánicos por cromatografíagaseosa se utilizó diclorometano como extractante, y para el caso de contaminantesorgánicos determinados por cromatografía líquida se utilizó acetato de etilo previaacidificación de la muestra a pH 2, para luego efectuar la determinación por lacorrespondiente cromatografía acoplada a un detector de triple cuadrupolo.Las muestras de sedimento se analizaron, realizando primeramente unaextracción USE (para el caso de determinar contaminantes orgánicos porcromatografía gaseosa se utilizó la mezcla acetona/hexano 1:1 v/v comoextractante, y para el caso de contaminantes orgánicos determinados porcromatografía líquida se utilizó acetonitrilo/agua a pH 3 95:5 v/v) para luego

80

efectuar la determinación por cromatografía gaseosa o líquida acoplada a detectorde triple cuadrupolo.Todas las muestras acuosas, en cada período de muestreo, fueron fortificadascon trifenilfosfato como surrogate, a un nivel de concentración de 250 ng L-1.Además se realizaron blancos de muestreo y de laboratorio, para descartarcontaminación por manipulación. Como medida de control de calidad, se fortificóuna muestra de agua, con todos los analitos a un nivel de 125 ng L-1, para evaluar elbuen procedimiento de la etapa de preparación de muestra.Todas las muestras de sedimento, en cada temporada de muestreo, fueronfortificadas con trifenilfosfato como estándar surrogate, a un nivel de 6 ng g-1 paracontaminantes determinados por GC-MS/MS y 25 ng g-1 para contaminantesdeterminados por LC-MS/MS. Como medida de control de calidad, se fortificó unamuestra de sedimento, con todos lo analitos a un nivel de 6 ng g-1 de cada uno, paracontaminantes determinados por GC-MS/MS y 25 ng g-1 de cada uno, paracontaminantes determinados por LC-MS/MS.Una vez obtenidos los resultados, se recopiló información proveniente delServicio Agrícola y Ganadero (SAG), lo que permitió tener una idea del tipo decultivo objetivo en que se aplican los pesticidas, además de datos de ocurrencia deincendios en la región Metropolitana durante en el año 2010, proporcionados porla CONAF y por último relacionando la información generada del CensoAgropecuario 2007, en cuanto a la superficie agrícola y el tipo de cultivo que segenera en esta región, para poder establecer el nexo pesticidas-actividad agrícolaen las muestras analizadas, producto de la posible aplicación de éstos en las zonasen que se detectó su presencia. Los resultados de los distintos muestreos aparecenen las Tablas 34-39, separando los datos según la época de muestreo y el tipo demuestra analizada.

81

5.3.2.1. Muestreo Río Maipo Verano 2010

A partir de los resultados mostrados en la Tabla 34, se puede apreciar que delos 54 pesticidas monitoreados sólo se cuantifican 9 en diferentes puntos demuestreo en el período de verano de 2010. Adicionalmente se observó la presenciade alquilfenoles y de dos hidrocarburos aromáticos policíclicos, lo cual se puedeconsiderar un aspecto positivo para el medio ambiente. Los PAHs en el medioambiente se atribuyen generalmente a diversas fuentes de emisión de procesosnaturales y actividades humanas. Estos compuestos entran en la atmósfera, lahidrósfera y la pedosfera por la combustión de materia orgánica, deposición seca yhúmeda, descarga de aguas residuales, contaminación por hidrocarburos y aguasde escorrentía. La detección de sólo 2 compuestos de este tipo (benzo[a]antracenoy benzo[a]pireno), impide asignar un origen preciso a esta contaminación.Por otra parte, la presencia de estos 9 pesticidas en el río se debería al usoagrícola del suelo perteneciente a la zona. Los herbicidas atrazina y terbutilazina, seaplican comúnmente en plantaciones forestales de pino insigne y eucaliptus, lo cualconcuerda con los puntos de muestreos Las Arañas hasta la desembocadura en queestos compuestos fueron detectados, ya que entre Melipilla y Santo Domingo(puntos pertenecientes a esta zona) existen aéreas destinadas a plantacionesforestales. Otra alternativa sería su aplicación en cultivos de maíz existentes en estazona, como es el caso del herbicida bentazona, el cual es utilizado habitualmente encultivos de maíz y trigo, que se encuentran presentes en la zona comprendida entreEl Monte y Santo Domingo. Para el herbicida MCPA su aplicación está más enfocadaa los cultivos de cereales. En este sentido en los puntos Las Arañas (sector de ElMonte y Melipilla) y San Juan (Santo Domingo) existe una importante superficiedestinada a cultivos de avena, cebada y trigo que justificarían su presencia en estospuntos.

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Tabla 34. Resultados muestreo Verano 2010 compuestos determinados en muestra acuosa.

Muestra acuosa

Compuesto Concentración(ng L-1) Punto de

muestreo Compuesto Concentración(ng L-1)

Punto demuestreo

Bentazona202020203030

AngosturaChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSantoDomingoNonilfenoldietoxilado

7020402060307230150140140200200

PTAS San JoséEMOSLa PuntillaMaipoValdivia de PaineNaltahuaMapochoChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSanto DomingoTerbutilazina 48 Mapocho MCPA 2020 Las ArañasEstero San JuanDiazinon 40 Mapocho Oxifluorfen 10 San AlfonsoCarbaril 9580 ArañasMapocho Atrazina 656058 ArañasQuincanqueSanto Domingo

Benzo[a]antraceno

28232535303333302825252323

ColoradoEMOSLa PuntillaMataderoLos MorrosMaipo viejoMaipoLa PuntillaAngosturaIsla de MaipoNaltahuaChiñihueMelipilla

Benzo[a]pireno

28252533333033332828282828

ColoradoEMOSLa PuntillaMataderoLos MorrosMaipo viejoMaipoLa PuntillaAngosturaIsla de MaipoNaltahuaChiñihueMelipillaMiclobutanilo 2528 ArañasQuincanque Pendimetalina 35 Arañas

En esta misma zona (entre Melipilla y Santo Domingo), existe una vastasuperficie destinada al cultivo de palto, uva, limoneros, en mayor superficie, yduraznos y nogales en una menor proporción, a los cuales se puede aplicar según lanecesidad, los siguientes pesticidas: pendimetalina (herbicida), miclobutanilo(fungicida), diazinon (acaricida), oxifluorfen (herbicida) y carbaril (acaricida). En

83

este sentido, la presencia de estos compuestos en matrices de agua en los puntos demuestreo mencionados hace difícil realizar el nexo de cultivo-pesticida.Por su parte, la presencia de nonilfenol dietoxilado, responde a la actividadantropogénica, ya que éste es un detergente artificial utilizado como lavavajillas. Eneste sentido es esperable detectar su presencia a lo largo de casi todo el río enfunción de los asentamientos humanos cercanos, en especial al puntocorrespondiente al río Mapocho, curso que recibe toda la influencia del granSantiago, y aunque anterior a este punto se encuentran grandes plantas detratamiento de aguas servidas como El Trebál y La Farfana, que ayudarían adisminuir la presencia de éste en el río.El comportamiento de los contaminantes orgánicos en sedimento escompletamente distinto al de matriz acuosa, ya que los compuestos de menorpolaridad se pueden acumular en la materia orgánica perteneciente al sedimento,contrariamente a los polares que preferirán mantenerse solubles. La presencia delos contaminantes en sedimentos (Tabla 35) se explicaría principalmente pormecanismos de sorción [44, 87-89], los que se relacionan con parámetros como Koc(constante de partición carbono orgánico), Kow (constante partición octanol/agua)y la solubilidad en agua de los contaminantes. Por ejemplo, el pesticida carbaril quese encontró en muestras acuosas en el muestreo de verano, a una concentraciónentre 80 y 95 ng L-1, no fue detectado en sedimento dada su alta polaridad(solubilidad en agua 110 mg L-1; Log Kow 2,36; Log Koc 2,4). La misma situaciónocurre con bentazona (solubilidad 570 mg L-1, Log Kow -0,46) y diazinon(solubilidad 40 mg L-1, Log Kow 3,81; Log Koc 2,75). Contrariamente, el pesticidaflusilazol, que tiene una menor polaridad (solubilidad 41,9 mg L-1, Log Kow 3,87),sólo se encontró presente en sedimentos. Siguiendo esta línea, los compuestosdeterminados en sedimentos poseen valores para Log Koc entre 2,24-3,14, paraLog Kow 2,57-5,18 y de solubilidad en agua entre 0,27- 128 mg L-1, lo que permite

84

establecer la posibilidad de que estos compuestos puedan experimentarmecanismos de sorción en el sedimento.Tabla 35. Resultados muestreo Verano 2010 compuestos determinados en muestrasedimento.

Muestra de sedimento

Compuesto Concentración(ng g-1) Punto de

muestreo Compuesto Concentración(ng g-1)

Punto demuestreo

Pendimetalina 2,352,292,65 ChiñihueMelipillaSanto Domingo Flusilazol 1,651,351,291,181,12Las MelosasSan GabrielSan AlfonsoSan JoséPTAS San JoséMetidatión 1,24 Quincanque

Nonilfenoldietoxilado7,76,84,210,38,4

EMOSMataderoLas ArañasQuincanqueSanto Domingo Oxifluorfen0,880,881,290,820,880,94

NaltahuaChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSanto DomingoIndeno[1,2,3-c,d] pireno

2,001,651,821,762,18ChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSanto Domingo Miclobutanilo 2,822,472,242,12

Las MelosasSan GabrielSan AlfonsoSan JoséBenzo[a]pireno

1,060,880,821,240,941,000,881,53

Las MelosasSan GabrielSan AlfonsoChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSanto DomingoBenzo[b+k]fluoranteno

2,241,351,711,532,53ChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSanto Domingo

Nonilfenol

7,1024,209,7014,8013,29,004,28,730,0012,657,403,8056,10

San JoséPTAS San JoséEMOSLa PuntillaMataderoMaipo viejoValdivia dePaineNaltahuaChiñihueMelipillaLas ArañasQuincanqueSanto Domingo

Benzo[a]antraceno

2,532,652,122,472,122,474,063,474,764,533,412,473,763,001,352,472,242,76

Las MelosasSan GabrielSan AlfonsoSan JoséPTAS San JoséEMOSLa PuntillaMataderoLos MorrosMaipo viejoMaipoLa PuntillaNaltahuaChiñihueMelipillaLas arañasQuincanqueSanto Domingo

85

Los pesticidas detectados como flusilazol (fungicida) y miclobutanilo(fungicida) se deberían a la aplicación de éstos sobre cultivos de manzana de lazona cordillerana. Otra alternativa sería su aplicación en uvas y duraznos. Elinsecticida metidatión se aplica generalmente en paltos, los cuales se encuentran enel punto cercano a Quincanque. Finalmente para la zona de Talagante a SantoDomingo, zonas de producción de uva y palto en mayor superficie, y en menor áreanaranjo y durazno se aplica pendimetalina u oxifluorfen (herbicidas).Los hidrocarburos aromáticos por su carácter hidrofóbico, tienden aacumularse en el material orgánico que posee el sedimento, para lo cual en estecaso podría atribuirse su presencia en el sedimento producto de un incendio, lo quepuede corroborarse con los datos entregados por la CONAF, que informa una seriede incendios anterior a la fecha de muestreo, lo cual hace pensar que éstos tuvieronun origen natural.Nonilfenol dietoxilado es uno de los diversos detergentes no iónico del tipoetoxilado, su uso es principalmente doméstico como lavavajilla, y producto de sudescarga al alcantarillado, es transportado hacia el río, lo que permite su posteriorincorporación en el sedimento, encontrándose en un elevado número de puntos demuestreos, como lo muestra la Tabla 35. Producto de la degradación de nonilfenoldietoxilado, se genera nonilfenol, que es la ruta final de la pérdida de gruposetoxilatos propios del detergente Así, dependiendo de las descargas de estoscompuestos hacia el río, variará su presencia en el sedimento.

5.3.2.2. Muestreo Río Maipo Otoño 2010

Los resultados de esta campaña de otoño (Tabla 36) muestran sólo lapresencia de benzo[a]antraceno y benzo[a]pireno en agua, en una mayorconcentración respecto al muestreo anterior. Hay que considerar que la presencia

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de sólo dos pesticidas en agua es debido a la no aplicación de éstos en los cultivos,ya que sólo se aplican ante la amenaza en la calidad de la cosecha, ya sea pormaleza o por poblaciones de insectos. Tal como ocurrió en el primer muestreo, enla zona comprendida entre El Monte y Santo Domingo, existe la presencia debentazona en la muestra acuosa, debido posiblemente a la actividad agrícolaexistente en esa zona (habitualmente aplicado en cultivos de maíz y trigo), queharía justificar su presencia en el río Maipo, siendo el mismo caso para MCPA (másenfocada su aplicación a los cultivos de cereales). Tal y como ocurrió en el primermuestreo, nonilfenol dietoxilado se detectó en varios puntos de muestreo, dondedestaca el punto del río Mapocho, el cual posee la mayor concentración de éste,debido a la influencia del gran Santiago.Tabla 36. Resultados muestreo Otoño 2010 de compuestos determinados en muestraacuosa.

Muestra acuosa

Compuesto Concentración(ng L-1) Punto de

muestreo Compuesto Concentración(ng L-1)

Punto demuestreo

Benzo[a]antraceno215185215235220213213

MaipoLa PuntillaAngosturaIsla de MaipoNaltahuaLas ArañasCodigua

Bentazona 20203020ChiñihueMelipillaLas ArañasCodigua

MCPA 30202020AngosturaChiñihueMelipillaLas ArañasCodigua

Benzo[a]pireno228198225180243245

MaipoLa PuntillaNaltahuaMelipillaLas ArañasCodiguaNonilfenoldietoxilado

2101610786565787590

PTAS San JoséMapochoChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueSanto Domingo

87

Al comparar el incremento de la concentración de PAHs en agua en elsegundo muestreo respecto del primero, se aprecia que este incremento no se vetraspasado al sedimento (Tabla 37), debido a que el proceso de incorporación deestos compuestos al sedimento es lento y depende de la concentración en aguacomo del tiempo de contacto con éste, así que un aumento de la concentración decontaminantes en el río, no refleja necesariamente el mismo efecto en el sedimento,debido también a la turbulencia que presenta el río, lo que dificulta suincorporación al sedimento.Tabla 37. Resultados muestreo otoño 2010 compuestos determinados en muestrasedimento.

Muestra sedimento

Compuesto Concentración(ng g-1) Punto de

muestreo Compuesto Concentración (ng g-1)

Punto demuestreo

Benzo[b+k]fluoranteno1,821,290,650,760,881,41

PTAS San JoséPTAS MataderoMaipoLa PuntillaLas ArañasCodiguaBenzo[a]antraceno 0,82 – 3,02,65 – 6,712,94

Las Melosas –San JoséEMOS – ValdiviaPaineLas ArañasBenzo[g,h,i]perileno 0,710,650,710,94

San JoséLas ArañasQuincanqueSanto Domingo

Nonilfenoldietoxilado6,754,7512,259,755,506,75

PTAS San JoséChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueBenzo[a]pireno

0,761,761,051,471,941,410,880,650,760,470,470,470,640,941,29

San AlfonsoSan JoséPTAS San JoséEMOSLa PuntillaPTAS MataderoLos MorrosMaipo viejoMaipoChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueSanto Domingo

88

Por otra parte, los resultados no muestran la presencia de pesticidas, debidoprobablemente a la degradación o lixiviación de estos compuestos. Tal como secomentó anteriormente, la presencia de nonilfenol y su derivado dietoxilado esproducto de la actividad doméstica al emplear detergentes lavavajillas,descargando los residuos del lavado al alcantarillado. La posterior degradación delderivado etoxilado generaría la presencia de nonilfenol en el sedimento.5.3.2.3. Muestreo Río Maipo Invierno 2010

Los acaricidas diazinon y endosulfán I y II coinciden en su aplicación en variasespecies frutales. Estos compuestos pueden ser aplicados en nogales, los queocupan grandes aéreas de cultivo desde la cordillera hasta Melipilla en el curso delMaipo, y otros frutos como duraznos, damascos, y vides que también estánpresentes en grandes áreas de cultivo de esta zona. Su aplicación controla lapoblación de polillas, pulgones o gusanos que pueden afectar la calidad del fruto. Sepuede atribuir a que la posible aplicación de estos pesticidas a estos cultivos a lolargo de los puntos de muestreo (Tabla 38) produjeron que el análisis de lasmuestras dieran positivo para estas materias activas.El herbicida bentazona es utilizado en cultivos de maíz, en el cual la zonacomprendida entre El Monte y Santo Domingo presenta importantes hectáreasdestinadas a la producción de maíz y principalmente en Santo Domingo al cultivode trigo. Para el caso de carbofurano, éste puede ser aplicado en almendros oviveros de eucaliptus, en ese sentido Paine cuenta con una amplia área de cultivosde almendro y Quincanque cuenta con una zona destinada a manejo forestal deeucaliptus, lo cual permitiría corroborar los datos de presencia de pesticidas en elanálisis de agua. Similar a lo ocurrido en los muestreos anteriores, nonilfenoldietoxilado se detecta en agua, debido probablemente a los desechos generados dellavado de vajillas con detergentes que luego son descargados al alcantarillado.

89

Tabla 38. Resultados muestreo invierno 2010 analisis de muestra acuosa.

Muestra acuosa

Compuesto Concentración(ng L-1)

Punto demuestreo Compuesto Concentración

(ng L-1)Punto demuestreo

Endosulfán I183240801831831438015558

Las HualtatasLas MelosasRío VolcánSan GabrielSan AlfonsoSan JoséEMOSLa PuntillaLos MorrosBentazona

131010101010AngosturaIsla de MaipoChiñihueCodiguaQuincanqueSanto Domingo

Nonilfenoldietoxilado

2002202152304701040470230440410710850

Los MorrosMaipo viejoValdivia de PaineIsla de MaipoNaltahuaMapochoChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueSanto Domingo

Carbofurano 27458 AngosturaQuincanqueDiazinon 23 Mapocho

Endosulfán II 2323 Las HualtatasLas Melosas

El insecticida y nematicida fenamifos es un pesticida que se aplica alimoneros, nogales, vides y árboles frutales en general, los valores positivos (Tabla39) encontrados en San José de Maipo, indican que lo más probable sea suaplicación sobre nogales, que es el cultivo con una mayor área de producción, ypara el punto Chiñihue (zona de El Monte) hay una mayor diversidad de cultivos,destacando viñedos, duraznos y ciruelos, para los cuales la aplicación de fenamifosen estos tipos de cultivos sería normal. Pendimetalina es aplicado en zonas deproducción de uva, palto y árboles frutales, cultivos que se encuentran en la zonaque abarca de Talagante a Santo Domingo. Los positivos de PAHs se encuentran enel intervalo de concentraciones anteriormente informadas en sedimento,pudiéndose establecer que se encuentran en forma basal en el sedimento. Para el

90

caso de nonilfenol y su derivado dietoxilado, también se detectó su presencia ensimilares niveles anteriormente informados.Tabla 39. Resultados muestreo invierno 2010 analisis de muestra sedimento.

Muestra sedimento

Compuesto Concentración(ng g-1)

Punto demuestreo Compuesto Concentración

(ng g-1)Punto demuestreo

Benzo[a]antraceno

1,641,471,822,012,232,415,111,471,592,112,001,595,883,471,25,473,055,88

San GabrielSan AlfonsoSan JoséPTAS San JoséEMOSLa PuntillaLos MorrosMaipo viejoMaipoValdivia PaineIsla de MaipoNaltahuaChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueSanto Domingo

Benzo[g,h,i]perileno

2,652,531,351,471,761,656,053,121,411,884,822,52

La PuntillaLos MorrosMaipo viejoMaipoValdivia de PaineIsla de MaipoChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueSanto Domingo

Nonilfenoldietoxilado7,59,57,56,06,5

ChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueIndeno[1,2,3-c,d]pireno

2,582,356,174,002,355,52La PuntillaLos MorrosChiñihueMelipillaCodiguaQuincanqueFenamifos 1,651,76 SJ MaipoChiñihue

Benzo[a]pireno

6,235,294,764,824,824,884,7110,476,825,065,479,594,00

La PuntillaLos MorrosMaipo viejoMaipoValdivia de PaineIsla de MaipoNaltahuaChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanqueSanto Domingo

Nonilfenol7,56,07,09,58,08,09,5

PTAS MataderoMaipoChiñihueMelipillaLas ArañasCodiguaQuincanque

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5.3.2.4. Monitoreo de contaminantes orgánicos en otros lugares del mundo

Haciendo una búsqueda en la literatura de la presencia de estos compuestos anivel mundial tanto en muestras acuosas como de sedimentos (Tabla 40), se hanencontrado elevadas concentraciones de estos contaminantes en los ríos Tonghui(Beijing-China), Ebro (Zaragoza, España) y en los ríos Batalha y Vargemlimpa (SaoPaulo, Brasil). Para el caso del río Tonghui, pesticidas como: HCHs, DDT, DDD, DDE,endosulfan I y II fueron encontrados en un rango de concentración de 3,71 to 992,6ng L-1. PCBs and PAHs (incluyendo benzo[a]antraceno y benzo[a]pireno) fuerondetectados en un rango de 0,82 a 124,2 ng L-1 y de 1,51 a 1805 ng L-1,respectivamente. Diazinon y atrazina fueron detectados en el río Ebro desde 44 a901 ng L-1, respectivamente. En el caso del río Batalha y Vargemlimpa, 18 pesticidasand 7 PCBs fueron cuantificados en el rango de 6-137 ng L-1. Asimismo, en el ríoSeine (Francia) no fue detectada la presencia de PCBs ni pesticidas.Varios monitoreos se han realizado en Europa, como en el río Schelde enBélgica, en el cual se ha detectado nonilfenol entre 2200-2500 ng L-1 y susderivados etoxilados entre 170-310 ng L-1, en Italia en los ríos Seveso y Lambro sedetectó nonilfenol en un rango de 460-540 ng L-1, además de sus derivadosetoxilados entre 79-340 ng L-1, y en menor concentración en estos tres ríosoctilfenol etoxilado en concentraciones que van de 1-93 ng L-1. Otro caso son losríos españoles Tinto, Odiel y Guadalquivir, en los cuales se detectó la presencia deatrazina a un nivel de 540 ng L-1, pero no se detectaron algunos compuestos comocarbofurano, linuron, carbaril, terbutilazina y simazina. El río Danubio, el cualcubre una parte importante de Europa, presentó varios compuestos orgánicos, losque se muestran a continuación con sus valores (ng L-1) más altos detectados: 12 ngL-1 de bentazona (detectado en un 92% de las muestras), 240 ng L-1 de nonilfenol(detectado en un 17% de las muestras), 55 ng L-1 de 2,4-D (detectado en un 94% delas muestras), 63 ng L-1 de terbutilazina (detectado en un 100% de las muestras), 4

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ng L-1 de atrazina (detectado en un 90% de las muestras), 27 ng L-1 de desetil-terbutilazina (detectado en un 96% de las muestras), 26 ng L-1 de desetil-atrazina(detectado en un 96% de las muestras) y 2 ng L-1 de simazina (detectado en un 2%de las muestras) entre otros.Tabla 40. Monitoreo de contaminantes orgánicos en matrices ambientales en diversoslugares del mundo.

LugarTipo de

matrizFamilia Concentración Año Ref

Sao Paulo, BrasilRíos Batalha yVargemlimpa Agua PesticidasPCBs 9-110 ng L-15-140 ng L-1 Marzo-Junio2005 52FranciaRío Seine Agua PCBsPesticidas < LOD< LOD N.I. 63Ghent, BelgicaRío Schelde Agua APsAPnEOs 2200-2500 ng L-15-310 ng L-1 Junio 2003 75Como y Milan, ItaliaRíos Seveso yLambro Agua APsAPnEOs 16-540 ng L-11-340 ng L-1 Noviembre2003 73Zaragoza, EspañaRío Ebro Agua Pesticidas 3-126800 ng L-1 Mayo-Agosto2005 58Andalucía, EspañaRíos Tinto, Odiel yGuadalquivir Agua Pesticidas 16-1320 ng L-1 N.I. 81Beijing, China RíoTonghi Agua PAHsPCBsPesticidas(OC)

192,5-2651 ng L-131,58-344,9 ng L-1134,9-3788 ng L-1 Abril 2002 90Beijing, China RíoTonghi Sedimento PAHsPCBsPesticidas(OC)

127-928 ng g-10,78-8,47 ng g-11,79-13,98 ng g-1 Abril 2002 90

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EuropaRío Danubio Agua Pesticidas 2-63 ng L-1 Agosto-Septiembre2007 91Río de Janeiro,BrasilBahía Guanaba Sedimento PCBsPesticidas(OC) 0,02-69,68 ng g-10,2-16,05 ng g-1 N.I. 92Adriatico, ItaliaLaguna Sacca diGoro Sedimento Pesticidas 0,11-9,36 ng g-1 Campañas2004-2005 93Cádiz, EspañaBahía de Cádiz Sedimento

APsAPnEOsLASAEOsAES

13-225 ng g-122-597 ng g-11,2-67,6 µg g-10,8-9,9 µg g-1147-1728 ng g-1Abril 2002 94

IndiaBahía de Bengala Sedimento PesticidasPAHsPCBsPBDEs0,14-6,96 ng g-120-2615 ng g-10,58-13 ng g-10,31-18 ng g-1

Noviembre-Diciembre2005 95Para muestras de sedimento varios trabajos han informado la presencia deestos compuestos, como es el caso del sector de la bahía de Guanabara, Brasil,donde se detectaron la presencia de PCBs en un rango de 0,02-184,16 ng g-1,congéneres de DDTs en un rango de 0,47-16,05 ng g-1, además de aldrin, dieldrin yendrin en un intervalo de 0,07-5,67 ng g-1. En Italia, en la laguna Sacca di Goro, enun monitoreo de 1 año se encontraron varios pesticidas cuyas concentracionesmáximas fueron: atrazina 0,98 ng g-1, linuron 4 ng g-1, terbutrina 0,58 ng g-1, alaclor1,75 ng g-1 y terbutilazina 9,36 ng g-1. En la bahía de Bengala, India, se evaluó lacalidad de sedimentos en la zona, informando la presencia de varias familias:congéneres de DDTs en un rango de 0,93-3,37 ng g-1, congéneres de HCHs en unrango de 0,14-6,96 ng g-1, congéneres de PCBs en un rango de 0,58-13,09 ng g-1,compuestos de tipo PAHs en un rango de 20,35-2615,38 ng g-1 y por último loscongéneres de PBDEs en un rango de 0,31-18,36 ng g-1. Finalmente un estudio de

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monitoreo en la bahía de Cádiz, España, se informó la presencia de nonilfenol en unrango de 13-225 ng g-1, nonilfenol monoetoxilado en un rango de 45-597 ng g-1 ynonilfenol dietoxilado en un rango de 22-399 ng g-1.Al comparar la información recopilada con los datos generados en esteestudio respecto de la matriz acuosa, se aprecia que en el Río Maipo lasconcentraciones determinadas de los compuestos orgánicos fueron en generalmenores, tanto para pesticidas, PAHs y nonilfenol etoxilado. Se debe destacarademás que no se detectó la presencia de PCBs ni de PBDEs en la cuenca, como siocurre en el río Tonghi (China).Al contrastar nuestros resultados con normativas internacionales, se apreciaque sólo el parámetro benzo[a]pireno (concentraciones observadas entre 180-245ng L-1) sobrepasó el nivel establecido por las normativas europeas (50 ng L-1) yestadounidenses (200 ng L-1), lo cual puede presentar un problema serio decontaminación del agua de río, por estos compuestos cancerígenos. Siconsideramos que eventualmente nonilfenol dietoxilado fue cuantificado en variossitios de muestreo, cuyo mayor impacto fue en el punto Mapocho conconcentraciones entre 1-7 µg L-1 se podría esperar que su metabolito nonilfenolestaría presente en este sitio en concentraciones máximas aproximadas de 0,7-4,7µg L-1 (según la fecha de muestreo). Estos valores estarían por sobre los límites denormativas europeas de calidad de agua para nonilfenol, cuyo valor máximo es de0,3 µg L-1, lo cual deja claro que en función de la presencia de nonilfenol dietoxiladoen las tres campañas de muestreo, se hace necesario normar urgentemente lapresencia de este disruptor endocrino.Para el caso de la matriz de sedimento, en este estudio se detectaron valoressimilares de concentración para pesticidas (0,88-2,82 ng g-1), PAHs (0,82-2,53 ng g-1), nonilfenol y sus derivados etoxilados (4,2-57,4 y 4,2-10,3 ng g-1

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respectivamente) respecto de varios estudios a nivel internacional. Un casoespecial es el monitoreo realizado en las muestras de sedimento del río Tonghi,donde se observaron elevadas concentraciones de PAHs (127-928 ng g-1), PCBs(0,78-8,47 ng g-1) y de pesticidas (1,79-13,98 ng g-1). Similarmente, en Río deJaneiro, también se determinó la presencia de PCBs (0,02-69,68 ng g-1), lo cual noocurrió en la cuenca del Maipo.Los bajos niveles de concentración de los compuestos cuantificados en matrizde sedimento se podrían explicar por el hecho que las muestras de sedimentoposeen bajos porcentajes de materia orgánica oxidable (MO < 1%), lo cualdificultaría el acceso de estos compuestos a sitios activos del sedimento, ya que engeneral estos contaminantes interaccionan fuertemente con la materia orgánica.Al comparar los compuestos cuantificados en agua y sedimento, se apreciaque PAHs fueron cuantificados en ambas matrices, al igual que nonilfenol ynonilfenol dietoxilado. Para estos analitos, los valores de la constante de particiónoctanol/agua indican que la tendencia es a migrar a una superficie con materiaorgánica apolar y en consecuencia, en un sistema estático deberían estar másconcentrados en la matriz sedimentaria. Sin embargo, en un sistema tan dinámicocomo el estudiado no es fácil predecir el comportamiento de estos compuestos.Para el caso de los pesticidas, existen algunos que aparecen en ambas matrices yotros como MCPA sólo fue cuantificado en muestra acuosa, probablemente debidodebido a que posee una elevada solubilidad que impidiría que se adsorba en elsedimento.

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6. Conclusiones

En este estudio se logró desarrollar metodologías cromatográficas por GC-MS/MS y LC-MS/MS, que permiten la determinación simultánea de contaminantesorgánicos, para las familias PAHs, PCBs, PBDEs y pesticidas (GC-MS/MS), y depesticidas y alquifenoles y sus derivados etoxilados (LC-MS/MS), estableciéndoselas condiciones óptimas de espectrometría de masas y de cromatografía,alcanzando finalmente a tiempos de determinación cromatográfica cercanos a los25 minutos.La preparación de muestra de las matrices acuosas involucró metodologíasde extracción LLE o SPE para los compuestos determinados por GC y LC-MS/MS. Enel caso de las matrices de sedimento las metodologías de preparación de muestraconsideraron la optimización de las técnicas USE y ASE. De esta forma, lasmetodologías analíticas en su conjunto permitieron determinar estoscontaminantes a un nivel de partes por trillón (ppt) de cada uno en formasimultánea, con muy buenos niveles de precisión (coeficientes de variaciónmenores al 18%) y exactitud (recuperaciones entre 72-120%), considerando losniveles de concentración a que se estaba trabajando.Por otra parte, las metodologías analíticas desarrolladas fueron aplicadas enla determinación de los contaminantes orgánicos en la cuenca del río Maipo. Selogró establecer un conjunto de 29 puntos de muestreo tanto en el río Maipo comode sus afluentes más importantes, que permitieron analizar su comportamiento endistintas estaciones del año (verano, otoño e invierno 2010).La presencia de los diferentes pesticidas encontrados en los muestreosrealizados en verano, otoño e invierno de 2010, se atribuye a la actividad agrícolaexistente en las zonas y la aplicación de éstos en los cultivos adyacentes. Las

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concentraciones observadas son menores a las informadas en trabajos similares endistintas ciudades, y menores a los niveles normados internacionalmente. Respectode los PAHs en el agua, destaca el hecho que en el muestreo de otoño seencontraron valores por sobre lo establecido en normas europeas yestadounidenses. La presencia de estos analitos, sin embargo, es difícil deatribuirla a una fuente específica.Para el caso de sedimentos, las concentraciones encontradas de PAHs fueronsimilares a las obtenidas en trabajos efectuados en distintos lugares del mundo y seatribuye su presencia presumiblemente a la acción de incendios en zonas cercanasa los puntos positivos. La presencia de nonilfenol y sus derivados dietoxilados seatribuye a los desechos de tipo doméstico, como lavalozas. No se detectó nonilfenolen matriz acuosa y los valores informados de los etoxilatos fueron similares a lasobservadas en trabajos encontrados en la literatura, destacando el valorencontrado en matriz acuosa en el punto Mapocho, el cual osciló entre 1 y 7 µg L-1.Estos valores de concentración de nonilfenol dietoxilado expresados comononilfenol (0,7-4,7 µg L-1) estarían por sobre los límites de normativas europeas decalidad de agua para nonilfenol, cuyo valor máximo es de 0,3 µg L-1, lo cual deja enclaro que se hace necesario normar urgentemente la presencia de este disruptorendocrino en matriz acuosa.Es importante destacar el hecho que no se detectó la presencia de PCBs ni dePBDEs en las muestras de agua y sedimento del río Maipo, lo cual es un aspectopositivo para el medio ambiente.

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101

[74] S. Irace-Guigand, J. Aaron, P. Scribe, D. Barceló. Chemosphere, 55 (2004) 973–981.[75] M. Kuster, M. López de Alda, M. Hernando, M. Petrovic, J. Martín-Alonso, D.Barceló. J. Hydrol. 358 (2008) 112– 123.[76] R. Bossi, K. Vejrup, B. Mogensen, W. Asman. J. Chromatogr. A, 957 (2002) 27–36.[77] N. Fontanals, M. Galià, R. Marcé, F. Borrull. J. Chromatogr. A, 1030 (2004) 63–68.[78] A. Rodrigues, V. Ferreira, V. Cardoso, E. Ferreira, M. Benoliel. J. Chromatogr. A,1150 (2007) 267–278.[79] A. Tran, R. Hyne, P. Doble. Chemosphere, 67 (2007) 944–953.[80] J. Loyo-Rosales, C. Rice, A. Torrents. Chemosphere, 68 (2007) 2118–2127.[81] A. Belmonte, A. Garrido, J. Martínez. Anal. Chim. Acta, 538 (2005) 117–127.[82] J. Patsias, E. Papadakis, E. Papadopoulou-Mourkidou. J. Chromatogr. A, 959(2002) 153–161.[83] Á. Sánchez-Rodríguez, Z. Sosa-Ferrera, J. Santana-Rodríguez. Chemosphere, 82(2011) 96–102.[84] C. Basheera, A. Alnedhary, B. Madhava, H. Lee. J. Chromatogr. A, 1216 (2009)211–216.[85] C. Lesueur, M. Gartner, A. Mentler, M. Fuerhacker. Talanta, 75 (2008) 284–293.[86] A. Lazartigues, C. Fratta, R. Baudot, L. Wiest, C. Feidt, M. Thomas, C. Cren-Olivé. Talanta, 85 (2011) 1500–1507.[87] N. Persson, T. Bucheli, Ö. Gustafsson, D. Broman, K. Næs, R. Ishaq, Y. Zebühr.Chemosphere, 59 (2005) 1475–1485.[88] S. Dueri, J. Castro-Jiménez, J. Zaldívar. Sci. Tot. Environ., 403 (2008) 23–33.[89] G. Ehlers, A. Loibner. Environ. Pollut., 141 (2006) 494-512.[90] Z. Zhang, J, Huang, G. Yu, H. Hong. Environ. Pollut., 130 (2004) 249-261.[91] R. Loos, G. Locoro, S. Contini. Water Research, 44 (2010) 2325-2335.[92] A. Santos de Souza, J. Machado, Rodrigo O. Meire, R. Curcio, M. Souto, C.Silveira. Chemosphere, 73 (2008) S186–S192.[93] R. Carafa, J. Wollgast, E. Canuti, J. Ligthart, S. Dueri, G. Hanke, S. Eisenreich, P.Viaroli, J. Zaldívar. Chemosphere, 69 (2007) 1625–1637.[94] P. Lara-Martín, M. Petrovic, A. Gómez-Parra, D. Barceló, E. González-Mazo.Environ. Pollut., 144 (2006) 483-491.[95] A. Binelli, S. Sarkar, M. Chatterjee, C. Riva, M. Parolini, B. deb Bhattacharya, A.Bhattacharya, K. Satpathy. Chemosphere, 73 (2008) 1129–1137.

102

8. ANEXOS.

ANEXO 1. Parametros analíticos contaminantes orgánicos determinados en matricesambientales vía GC-MS/MS. Muestra Acuosa Muestra Sedimento LinealidadR2Pesticidas LOD(ng L-1) LOQ(ng L-1) LOD(ng g-1) LOQ(ng g-1)α-HCH 2 6,7 0,12 0,39 0,9959Alacloro 0,4 1,3 0,02 0,08 0,9982Aldrin 0,4 1,3 0,02 0,08 0,9969Ametrina 2 6,7 0,12 0,39 0,9921Atrazina 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9948β-HCH 1,2 4,0 0,07 0,24 0,9923Benalaxil 2 6,7 0,12 0,39 0,9966Carbaril 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9933Clordano 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9915Clordinafop 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9944δ-HCH 2 6,7 0,12 0,39 0,9924Diazinon 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9959Dieldrin 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9943Diflufenican 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9923Endosulfan I 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9959Endosulfan II 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9936Endosulfan Sulfato 2 6,7 0,12 0,39 0,9958Endrin 2 6,7 0,12 0,39 0,9933Etión 0,8 2,7 0,05 0,16 0,9946Fenamifos 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9938Flusilazol 0,8 2,7 0,05 0,16 0,9919Heptacloro 0,4 1,3 0,02 0,08 0,9957Heptacloro epox 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9933Hexaclorobenceno 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9983Lindano 2 6,7 0,12 0,39 0,9962Metidatión 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9909Metoxicloro 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9963Miclobutanilo 0,4 1,3 0,02 0,08 0,9915Oxifluorfen 0,8 2,7 0,05 0,16 0,9940p,p-DDD 0,8 2,7 0,05 0,16 0,9950p,p-DDE 2 6,7 0,12 0,39 0,9921p,p-DDT 1,2 4,0 0,07 0,24 0,9950Paratión Etil 1,2 4,0 0,07 0,24 0,9910

103

Paratión Metil 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9914Pendimetalina 2 6,7 0,12 0,39 0,9919Piridaben 0,4 1,3 0,02 0,08 0,9903Prometrina 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9926Propazina 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9917Simazina 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9981Terbutilazina 1,2 4,0 0,07 0,24 0,9941Terbutrina 2 6,7 0,12 0,39 0,9944Trofenilfosfato 2 6,7 0,12 0,39 0,9979Trietazina 1,2 4,0 0,07 0,24 0,9968Trifluralina 0,4 1,3 0,02 0,08 0,9986Vinclozolina 1,6 5,3 0,09 0,31 0,9919PAHsBenzo[a]antraceno 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9922Benzo[b]fluoranteno 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9935Benzo[k]fluoranteno 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9935Benzo[a]pireno 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9943Benzo[e]pireno 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9937Benzo[g,h,i,]perileno 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9929Dibenzo[a,h]antraceno 2,8 9,3 0,16 0,55 0,9931Indeno[1,2,3-c,d] pireno 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9935PCBsPCB 28 1,6 5,3 0,09 0,31 0,9960PCB 52 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9953PCB 101 2 6,7 0,12 0,39 0,9952PCB 118 1,6 5,3 0,09 0,31 0,9943PCB 138 2 6,7 0,12 0,39 0,9911PCB 153 2 6,7 0,12 0,39 0,9958PCB 180 2 6,7 0,12 0,39 0,9962PCB 209 1,6 5,3 0,09 0,31 0,9978PBDEsBDE 28 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9958BDE 47 2 6,7 0,12 0,39 0,9962BDE 99 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9975BDE 100 2 6,7 0,12 0,39 0,9978BDE 153 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9974BDE 154 2,4 8,0 0,14 0,47 0,9939BDE 183 3,2 10,7 0,19 0,63 0,9932

104

ANEXO 2. Parametros analíticos contaminantes orgánicos determinados en matricesambientales vía LC-MS/MS.

Matriz acuosa Matriz de sedimentoLinealidad

Pesticidas LOD(ng L-1)

LOQ(ng L-1)

LOD(ng g-1)

LOQ(ng g-1)2,4-D 13 42 1,25 4,17 0,9967Bentazona 3 10 0,25 0,83 0,9955Carbofurano 1 4 0,13 0,42 0,9941Clortaluron 3 10 0,3 1,00 0,9922Desetil-atrazina 3 10 0,25 0,83 0,9951Desetil-terbutilazina 3 10 0,25 0,83 0,9947Linuron 13 42 1,25 4,17 0,9931MCPA 3 10 0,25 0,83 0,9952Trifenilfosfato 10 33 1,00 3,33 0,9963

APnEOs4-nonilfenol 23 78 2,34 7,81 0,99124-n-octilfenol 63 208 6,25 20,83 0,9984-t-octilfenol 29 96 2,88 9,62 0,99014-nonilfenol etoxilatos 13 42 1,25 4,17 0,99624-octilfenol etoxilatos 8 25 0,75 2,5 0,9957

105

ANEXO 3. Caracterización y Granulometría de sedimentos muestreados en río Maipo.

Punto de muestreo % arena % arcilla % Limo % MOoxidableLas Hualtatas 100 0 0 0,28Las Melosas 100 0 0 0,33San Gabriel 95 0 5 0,38San Alfonso 95 0 5 0,15San José de Maipo 100 0 0 0,13PTAS San José 100 0 0 0,09EMOS 100 0 0 0,10Sector la Puntilla 90 0 10 0,12PTAS Matadero 100 0 0 0,17Puente Los Morros 100 0 0 0,10Puente Maipo viejo 100 0 0 0,10Maipo 75 0 25 0,10Valdivia de Paine 75 0 25 0,19Isla de Maipo 75 0 25 0,16Naltahua 40 5 55 0,08Chiñihue 70 5 25 0,12Melipilla 90 0 10 0,15Las Arañas 90 0 10 0,10Codigua 70 0 30 0,13Quincanque 50 0 50 0,09Santo Domingo 45 5 50 0,08Humedal 100 0 0 0,15

106

ANEXO 4. Parámetros físicos de muestra de agua, en distintas épocas del año 2010.

Puntos demuestreo

Verano Otoño Invierno

T° (°C) pH T° (°C) pH T° (°C) pHLas Hualtatas 14 7,83 13 7,76 7 7,40Las Melosas 14 7,82 13 7,76 8 7,55Rio Volcán 14 7,86 15 7,78 8 7,74Rio Yeso 15 7,89 16 7,81 7 7,72San Gabriel 15 7,82 14 7,79 8 7,55San Alfonso 15 7,84 14 7,76 7 7,73San José de Maipo 15 7,84 14 7,77 7 7,70PTAS San José 19 7,65 18 7,46 11 7,14Rio Colorado 15 7,66 14 7,68 7 7,51EMOS 15 7,53 14 7,61 8 7,61La Puntilla 16 7,60 15 7,60 11 7,18PTAS Matadero 16 7,65 15 7,39 11 7,35Puente Los Morros 19 7,67 18 7,62 11 7,33Rio Clarillo 23 7,69 22 7,79 12 7,34Puente Maipo viejo 19 7,70 18 7,63 11 7,33Maipo 21 7,68 20 7,52 12 7,33Valdivia de Paine 21 7,70 20 7,52 12 7,48Rio Angostura 21 7,57 20 7,50 12 7,37Isla de Maipo 21 7,70 19 7,52 12 7,46Naltahua 21 7,68 19 7,42 13 7,52Rio Mapocho 22 7,14 20 7,05 13 7,15Chiñihue 23 7,75 22 7,70 13 7,20Melipilla 23 7,82 22 8,10 14 7,07Las Arañas 22 7,71 18 7,56 14 7,27Codigua 21 7,78 22 7,48 15 7,30Quincanque 20 7,80 20 7,46 15 7,35Estero San Juan 18 7,80 17 8,20 15 7,36Santo Domingo 20 7,90 19 7,90 14 7,35Humedal 21 7,80 22 7,40 14 7,40

107

ANEXO 5. Ocurrencia incendios región Metropolitana año 2010.

Comuna Categoriaincendio

CoordenadaUTM Este

CoordenadaUTM Norte Fecha Inicio Fecha

Liquidación Uso suelo Superficiedaño (ha)Paine Conflictivo 322500 6249500 01-01-2010 03-01-2010 ARBOLADO 5Paine Conflictivo 322500 6249500 01-01-2010 03-01-2010 MATORRAL 4Paine Conflictivo 322500 6249500 01-01-2010 03-01-2010 PASTIZAL 16Puente Alto Normal 352500 6283500 01-01-2010 01-01-2010 EUCALIPTO 0,5Puente Alto Normal 352500 6283500 01-01-2010 01-01-2010 MATORRAL 0,5Puente Alto Normal 352500 6283500 01-01-2010 01-01-2010 PASTIZAL 1San Bernardo Normal 341500 6279500 02-01-2010 02-01-2010 PASTIZAL 0,02San Bernardo Normal 337500 6281500 02-01-2010 02-01-2010 MATORRAL 0,1San Bernardo Normal 337500 6281500 02-01-2010 02-01-2010 PASTIZAL 0,5San Pedro Normal 275500 6240500 02-01-2010 02-01-2010 MATORRAL 1San Pedro Normal 275500 6240500 02-01-2010 02-01-2010 PASTIZAL 1San Pedro Normal 275500 6240500 02-01-2010 02-01-2010 AGRICOLA 8Pirque Normal 348500 6270500 01-01-2010 01-01-2010 ARBOLADO 0,1Pirque Normal 348500 6270500 01-01-2010 01-01-2010 PASTIZAL 0,1Puente Alto Normal 357500 6285500 03-01-2010 03-01-2010 PASTIZAL 2Paine Normal 348500 6244500 03-01-2010 03-01-2010 MATORRAL 0,7Paine Normal 348500 6244500 03-01-2010 03-01-2010 PASTIZAL 1,3Melipilla Normal 284500 6272500 03-01-2010 03-01-2010 MATORRAL 0,5Melipilla Normal 284500 6272500 03-01-2010 03-01-2010 PASTIZAL 2,5Puente Alto Normal 358500 6283500 03-01-2010 03-01-2010 PASTIZAL 0,1San Bernardo Normal 342500 6279500 03-01-2010 03-01-2010 PASTIZAL 0,1Pirque Normal 361500 6268500 05-01-2010 05-01-2010 PASTIZAL 0,01Paine Normal 350500 6255500 05-01-2010 05-01-2010 ARBOLADO 0,5Paine Normal 350500 6255500 05-01-2010 05-01-2010 MATORRAL 0,4Paine Normal 350500 6255500 05-01-2010 05-01-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro Normal 280500 6232500 05-01-2010 05-01-2010 PASTIZAL 1San Pedro Normal 280500 6232500 05-01-2010 05-01-2010 AGRICOLA 4Melipilla Normal 281500 6275500 06-01-2010 06-01-2010 MATORRAL 0,2Melipilla Normal 281500 6275500 06-01-2010 06-01-2010 PASTIZAL 0,8San Bernardo Normal 334500 6275500 08-01-2010 08-01-2010 PASTIZAL 0,1Talagante Normal 330500 6269500 08-01-2010 08-01-2010 MATORRAL 0,2Talagante Normal 330500 6269500 08-01-2010 08-01-2010 PASTIZAL 0,8San Pedro Normal 277500 6242500 09-01-2010 09-01-2010 MATORRAL 1,5San Pedro Normal 277500 6242500 09-01-2010 09-01-2010 PASTIZAL 3,5San Pedro Normal 277500 6241500 10-01-2010 10-01-2010 MATORRAL 1San Pedro Normal 277500 6241500 10-01-2010 10-01-2010 PASTIZAL 2San Pedro Normal 277500 6241500 10-01-2010 10-01-2010 AGRICOLA 2San Bernardo Normal 332500 6277500 11-01-2010 11-01-2010 PASTIZAL 0,2San Bernardo Normal 332500 6277500 11-01-2010 11-01-2010 AGRICOLA 0,6San Bernardo Normal 332500 6277500 11-01-2010 11-01-2010 MATORRAL 0Melipilla Normal 296500 6280500 11-01-2010 11-01-2010 MATORRAL 0,4Melipilla Normal 296500 6280500 11-01-2010 11-01-2010 PASTIZAL 1Talagante Normal 330500 6269500 11-01-2010 16-01-2010 ARBOLADO 100Talagante Normal 330500 6269500 11-01-2010 16-01-2010 MATORRAL 150

108

Talagante Normal 330500 6269500 11-01-2010 16-01-2010 PASTIZAL 250Talagante Normal 324500 6272500 11-01-2010 11-01-2010 MATORRAL 0,02Talagante Normal 324500 6272500 11-01-2010 11-01-2010 PASTIZAL 0,08Paine Normal 342500 6251500 11-01-2010 11-01-2010 MATORRAL 0,1Paine Normal 342500 6251500 11-01-2010 11-01-2010 PASTIZAL 0,4Paine Normal 350500 6256500 12-01-2010 12-01-2010 PASTIZAL 1,8Paine Normal 350500 6256500 12-01-2010 12-01-2010 AGRICOLA 0,2Melipilla ACCEFOR AROJA 280500 6251500 12-01-2010 17-01-2010 EUCALIPTO 25Melipilla ACCEFOR AROJA 280500 6251500 12-01-2010 17-01-2010 ARBOLADO 400Melipilla ACCEFOR AROJA 280500 6251500 12-01-2010 17-01-2010 MATORRAL 300Melipilla ACCEFOR AROJA 280500 6251500 12-01-2010 17-01-2010 PASTIZAL 575San Pedro NORMAL 277500 6246500 13-01-2010 13-01-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro ACCEFOR AROJA 273500 6249500 13-01-2010 17-01-2010 EUCALIPTO 300San Pedro ACCEFOR AROJA 273500 6249500 13-01-2010 17-01-2010 ARBOLADO 700San Pedro ACCEFOR AROJA 273500 6249500 13-01-2010 17-01-2010 MATORRAL 1200San Pedro ACCEFOR AROJA 273500 6249500 13-01-2010 17-01-2010 PASTIZAL 1300Melipilla Normal 296500 6264500 14-01-2010 14-01-2010 PASTIZAL 0,01Melipilla Normal 295500 6260500 14-01-2010 14-01-2010 MATORRAL 0,5Melipilla Normal 295500 6260500 14-01-2010 14-01-2010 PASTIZAL 1Melipilla Normal 296500 6263500 14-01-2010 15-01-2010 ARBOLADO 15Melipilla Normal 296500 6263500 14-01-2010 15-01-2010 MATORRAL 10Melipilla Normal 296500 6263500 14-01-2010 15-01-2010 PASTIZAL 20San Jose deMaipo Normal 362500 6283500 14-01-2010 15-01-2010 ARBOLADO 1,5San Jose deMaipo Normal 362500 6283500 14-01-2010 15-01-2010 MATORRAL 2,5San Jose deMaipo Normal 362500 6283500 14-01-2010 15-01-2010 PASTIZAL 3El Monte Normal 310500 6273500 14-01-2010 14-01-2010 MATORRAL 0,2El Monte Normal 310500 6273500 14-01-2010 14-01-2010 PASTIZAL 0,8Melipilla Normal 293500 6276500 16-01-2010 16-01-2010 PASTIZAL 0,01Melipilla ACCEFOR AROJA 291500 6244500 16-01-2010 20-01-2010 ARBOLADO 50Melipilla ACCEFOR AROJA 291500 6244500 16-01-2010 20-01-2010 MATORRAL 20Melipilla ACCEFOR AROJA 291500 6244500 16-01-2010 20-01-2010 PASTIZAL 30Melipilla Normal 281500 6273500 18-01-2010 18-01-2010 MATORRAL 0,5Melipilla Normal 281500 6273500 18-01-2010 18-01-2010 PASTIZAL 0,5Melipilla Normal 279500 6273500 19-01-2010 19-01-2010 EUCALIPTO 1Melipilla Normal 279500 6273500 19-01-2010 19-01-2010 MATORRAL 0,5Melipilla Normal 279500 6273500 19-01-2010 19-01-2010 PASTIZAL 2,5Pirque Normal 348500 6274500 20-01-2010 20-01-2010 ARBOLADO 0,1Pirque Normal 348500 6274500 20-01-2010 20-01-2010 MATORRAL 0,2Pirque Normal 348500 6274500 20-01-2010 20-01-2010 PASTIZAL 0,2Melipilla Normal 282500 6274500 20-01-2010 20-01-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 302500 6258500 20-01-2010 20-01-2010 ARBOLADO 0,05

109

Melipilla Normal 302500 6258500 20-01-2010 20-01-2010 MATORRAL 0,05Melipilla Normal 302500 6258500 20-01-2010 20-01-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Magnitud 296500 6273500 20-01-2010 26-01-2010 ARBOLADO 100Melipilla Magnitud 296500 6273500 20-01-2010 26-01-2010 MATORRAL 80Melipilla Magnitud 296500 6273500 20-01-2010 26-01-2010 PASTIZAL 30Melipilla Normal 294500 6268500 21-01-2010 21-01-2010 MATORRAL 0,05Melipilla Normal 294500 6268500 21-01-2010 21-01-2010 PASTIZAL 0,05Melipilla Normal 291500 6242500 20-01-2010 22-01-2010 ARBOLADO 7Melipilla Normal 291500 6242500 20-01-2010 22-01-2010 MATORRAL 4Melipilla Normal 291500 6242500 20-01-2010 22-01-2010 PASTIZAL 1San Bernardo Normal 340500 6281500 21-01-2010 21-01-2010 MATORRAL 0,15San Bernardo Normal 340500 6281500 21-01-2010 21-01-2010 PASTIZAL 0,35Melipilla Normal 293500 6281500 23-01-2010 23-01-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 284500 6271500 25-01-2010 25-01-2010 ARBOLADO 1Melipilla Normal 284500 6271500 25-01-2010 25-01-2010 MATORRAL 2Melipilla Normal 284500 6271500 25-01-2010 25-01-2010 PASTIZAL 4San Bernardo Normal 339500 6272500 30-01-2010 30-01-2010 MATORRAL 0,5San Bernardo Normal 339500 6272500 30-01-2010 30-01-2010 PASTIZAL 1,5San Bernardo Normal 340500 6271500 31-01-2010 31-01-2010 MATORRAL 0,7San Bernardo Normal 340500 6271500 31-01-2010 31-01-2010 PASTIZAL 1,3Melipilla Normal 290500 6273500 31-01-2010 31-01-2010 MATORRAL 0,1Melipilla Normal 290500 6273500 31-01-2010 31-01-2010 PASTIZAL 0,3San Bernardo Normal 340500 6271500 31-01-2010 31-01-2010 MATORRAL 0,2San Bernardo Normal 340500 6271500 31-01-2010 31-01-2010 PASTIZAL 0,4San Pedro Normal 280500 6246500 01-02-2010 01-02-2010 MATORRAL 0,2San Pedro Normal 280500 6246500 01-02-2010 01-02-2010 PASTIZAL 0,3Buin Normal 345500 6270500 01-02-2010 02-02-2010 ARBOLADO 4Buin Normal 345500 6270500 01-02-2010 02-02-2010 MATORRAL 2Buin Normal 345500 6270500 01-02-2010 02-02-2010 PASTIZAL 7San Bernardo Normal 339500 6276500 01-02-2010 01-02-2010 ARBOLADO 1San Bernardo Normal 339500 6276500 01-02-2010 01-02-2010 MATORRAL 1San Bernardo Normal 339500 6276500 01-02-2010 01-02-2010 PASTIZAL 3Melipilla Normal 284500 6272500 02-02-2010 02-02-2010 EUCALIPTO 0,1Melipilla Normal 284500 6272500 02-02-2010 02-02-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 304500 6259500 02-02-2010 02-02-2010 ARBOLADO 0,2Melipilla Normal 304500 6259500 02-02-2010 02-02-2010 MATORRAL 0,3Melipilla Normal 304500 6259500 02-02-2010 02-02-2010 PASTIZAL 1San Pedro Normal 266500 6257500 03-02-2010 03-02-2010 EUCALIPTO 0,1San Pedro Normal 266500 6257500 03-02-2010 03-02-2010 MATORRAL 0,4San Pedro Normal 266500 6257500 03-02-2010 03-02-2010 PASTIZAL 7,5Melipilla Normal 290500 6261500 05-02-2010 05-02-2010 MATORRAL 0,5Melipilla Normal 290500 6261500 05-02-2010 05-02-2010 PASTIZAL 1Paine Normal 322500 6251500 05-02-2010 05-02-2010 MATORRAL 0,03Paine Normal 322500 6251500 05-02-2010 05-02-2010 PASTIZAL 0,07Melipilla Normal 301500 6264500 06-02-2010 06-02-2010 MATORRAL 0,2Melipilla Normal 301500 6264500 06-02-2010 06-02-2010 PASTIZAL 0,8San Pedro Normal 269500 6243500 06-02-2010 06-02-2010 EUCALIPTO 0,2

110

San Pedro Normal 269500 6243500 06-02-2010 06-02-2010 ARBOLADO 0,5San Pedro Normal 269500 6243500 06-02-2010 06-02-2010 MATORRAL 2San Pedro Normal 269500 6243500 06-02-2010 06-02-2010 PASTIZAL 3,3Melipilla Normal 294500 6283500 09-02-2010 09-02-2010 ARBOLADO 0,2Melipilla Normal 294500 6283500 09-02-2010 09-02-2010 MATORRAL 0,3Melipilla Normal 294500 6283500 09-02-2010 09-02-2010 PASTIZAL 1Melipilla Normal 292500 6269500 10-02-2010 10-02-2010 PASTIZAL 0,2Melipilla Normal 300500 6267500 10-02-2010 10-02-2010 MATORRAL 0,2Melipilla Normal 300500 6267500 10-02-2010 10-02-2010 PASTIZAL 1,3San Pedro Normal 278500 6242500 10-02-2010 10-02-2010 PASTIZAL 0,2Paine Normal 329500 6251500 11-02-2010 11-02-2010 PASTIZAL 0,01Buin Normal 343500 6269500 11-02-2010 11-02-2010 EUCALIPTO 0,05Buin Normal 343500 6269500 11-02-2010 11-02-2010 PASTIZAL 0,15Melipilla Normal 294500 6281500 13-02-2010 13-02-2010 MATORRAL 0,1Melipilla Normal 294500 6281500 13-02-2010 13-02-2010 PASTIZAL 0,2Melipilla Normal 298500 6263500 13-02-2010 13-02-2010 MATORRAL 1Melipilla Normal 298500 6263500 13-02-2010 13-02-2010 PASTIZAL 1,5Melipilla Normal 293500 6262500 14-02-2010 14-02-2010 MATORRAL 0,1Melipilla Normal 293500 6262500 14-02-2010 14-02-2010 PASTIZAL 0,1Paine Normal 325500 6250500 14-02-2010 14-02-2010 PASTIZAL 0,8Melipilla Normal 296500 6272500 14-02-2010 15-02-2010 ARBOLADO 2Melipilla Normal 296500 6272500 14-02-2010 15-02-2010 MATORRAL 2Melipilla Normal 296500 6272500 14-02-2010 15-02-2010 PASTIZAL 6Melipilla Normal 286500 6263500 15-02-2010 15-02-2010 ARBOLADO 1Melipilla Normal 286500 6263500 15-02-2010 15-02-2010 MATORRAL 1Melipilla Normal 286500 6263500 15-02-2010 15-02-2010 PASTIZAL 1,5Paine Normal 327500 6253500 15-02-2010 15-02-2010 EUCALIPTO 0,2Paine Normal 327500 6253500 15-02-2010 15-02-2010 PASTIZAL 0,3Melipilla Normal 288500 6275500 15-02-2010 15-02-2010 PASTIZAL 0,5Melipilla Normal 302500 6259500 16-02-2010 16-02-2010 MATORRAL 0,2Melipilla Normal 302500 6259500 16-02-2010 16-02-2010 PASTIZAL 0,4San Bernardo Normal 344500 6278500 17-02-2010 17-02-2010 MATORRAL 0,1San Bernardo Normal 344500 6278500 17-02-2010 17-02-2010 PASTIZAL 0,4Melipilla Normal 296500 6267500 18-02-2010 18-02-2010 MATORRAL 1,5Melipilla Normal 296500 6267500 18-02-2010 18-02-2010 PASTIZAL 2,5Melipilla Normal 288500 6275500 18-02-2010 18-02-2010 MATORRAL 0,3Melipilla Normal 288500 6275500 18-02-2010 18-02-2010 PASTIZAL 0,7San Bernardo Normal 337500 6280500 19-02-2010 19-02-2010 EUCALIPTO 0,1San Bernardo Normal 337500 6280500 19-02-2010 19-02-2010 MATORRAL 1San Bernardo Normal 337500 6280500 19-02-2010 19-02-2010 PASTIZAL 2Talagante Normal 330500 6267500 19-02-2010 19-02-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 300500 6282500 20-02-2010 20-02-2010 PASTIZAL 0,5Melipilla Normal 298500 6283500 21-02-2010 21-02-2010 ARBOLADO 0,2Melipilla Normal 298500 6283500 21-02-2010 21-02-2010 MATORRAL 0,2Melipilla Normal 298500 6283500 21-02-2010 21-02-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro Normal 277500 6246500 21-02-2010 21-02-2010 MATORRAL 0,4San Pedro Normal 277500 6246500 21-02-2010 21-02-2010 PASTIZAL 0,6

111

San Jose deMaipo Normal 373500 6282500 21-02-2010 21-02-2010 ARBOLADO 0,3San Jose deMaipo Normal 373500 6282500 21-02-2010 21-02-2010 MATORRAL 0,5San Jose deMaipo Normal 373500 6282500 21-02-2010 21-02-2010 PASTIZAL 0,8El Monte Normal 307500 6268500 23-02-2010 23-02-2010 PASTIZAL 0,4Buin Normal 345500 6271500 24-02-2010 24-02-2010 EUCALIPTO 0,1Buin Normal 345500 6271500 24-02-2010 24-02-2010 ARBOLADO 0,3Buin Normal 345500 6271500 24-02-2010 24-02-2010 MATORRAL 0,6Buin Normal 345500 6271500 24-02-2010 24-02-2010 PASTIZAL 1,5Melipilla Normal 298500 6273500 26-02-2010 26-02-2010 MATORRAL 0,2Melipilla Normal 298500 6273500 26-02-2010 26-02-2010 PASTIZAL 0,5Melipilla Normal 298500 6273500 26-02-2010 26-02-2010 AGRICOLA 0,8Melipilla Normal 298500 6273500 26-02-2010 26-02-2010 MATORRAL 0,02Melipilla Normal 298500 6273500 26-02-2010 26-02-2010 PASTIZAL 0,08Melipilla Normal 290500 6270500 27-02-2010 27-02-2010 PASTIZAL 1Melipilla Normal 288500 6259500 03-03-2010 03-03-2010 MATORRAL 0,03Melipilla Normal 288500 6259500 03-03-2010 03-03-2010 PASTIZAL 0,07San Pedro Normal 261500 6237500 04-03-2010 05-03-2010 EUCALIPTO 0,5San Pedro Normal 261500 6237500 04-03-2010 05-03-2010 ARBOLADO 1,5San Pedro Normal 261500 6237500 04-03-2010 05-03-2010 MATORRAL 2San Pedro Normal 261500 6237500 04-03-2010 05-03-2010 PASTIZAL 1Melipilla Normal 283500 6259500 06-03-2010 06-03-2010 EUCALIPTO 1Melipilla Normal 283500 6259500 06-03-2010 06-03-2010 ARBOLADO 1Melipilla Normal 283500 6259500 06-03-2010 06-03-2010 MATORRAL 1Melipilla Normal 283500 6259500 06-03-2010 06-03-2010 PASTIZAL 2Melipilla Normal 306500 6255500 09-03-2010 09-03-2010 MATORRAL 1Melipilla Normal 306500 6255500 09-03-2010 09-03-2010 PASTIZAL 2Melipilla Normal 306500 6255500 09-03-2010 09-03-2010 AGRICOLA 1,5San Bernardo Normal 339500 6281500 13-03-2010 13-03-2010 MATORRAL 0,2San Bernardo Normal 339500 6281500 13-03-2010 13-03-2010 PASTIZAL 0,9San Pedro Normal 276500 6244500 15-03-2010 15-03-2010 MATORRAL 0,1San Pedro Normal 276500 6244500 15-03-2010 15-03-2010 PASTIZAL 0,3San Pedro Normal 275500 6244500 15-03-2010 15-03-2010 PASTIZAL 0,01San Bernardo Normal 341500 6282500 23-03-2010 23-03-2010 PASTIZAL 0,01San Pedro Normal 277500 6240500 29-03-2010 29-03-2010 PASTIZAL 0,3San Pedro Normal 277500 6244500 29-03-2010 29-03-2010 PASTIZAL 0,4Melipilla Normal 284500 6268500 03-04-2010 03-04-2010 MATORRAL 0,5Melipilla Normal 284500 6268500 03-04-2010 03-04-2010 PASTIZAL 1Melipilla Normal 292500 6271500 04-04-2010 04-04-2010 MATORRAL 0,3Melipilla Normal 292500 6271500 04-04-2010 04-04-2010 PASTIZAL 0,5Melipilla Normal 291500 6249500 05-04-2010 05-04-2010 ARBOLADO 0,1Melipilla Normal 291500 6249500 05-04-2010 05-04-2010 MATORRAL 3Melipilla Normal 291500 6249500 05-04-2010 05-04-2010 PASTIZAL 1,5Melipilla Normal 291500 6249500 05-04-2010 05-04-2010 AGRICOLA 0,4Melipilla Normal 281500 6271500 09-04-2010 09-04-2010 EUCALIPTO 0,1Melipilla Normal 281500 6271500 09-04-2010 09-04-2010 MATORRAL 0,1Melipilla Normal 281500 6271500 09-04-2010 09-04-2010 PASTIZAL 0,1

112

San Pedro Normal 275500 6245500 22-01-2010 22-01-2010 PASTIZAL 0,3San Pedro Normal 275500 6245500 09-02-2010 09-02-2010 PASTIZAL 0,2San Pedro Normal 277500 6243500 10-02-2010 10-02-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro Normal 278500 6247500 21-02-2010 21-02-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro Normal 279500 6233500 26-02-2010 26-02-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro Normal 277500 6243500 02-03-2010 02-03-2010 PASTIZAL 0,2Melipilla Normal 278500 6247500 03-03-2010 03-03-2010 PASTIZAL 0,2San Pedro Normal 277500 6244500 06-03-2010 06-03-2010 PASTIZAL 0,1San Pedro Normal 276500 6244500 09-03-2010 09-03-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 301500 6301500 12-02-2010 12-02-2010 PASTIZAL 0,01Melipilla Normal 311500 6297500 23-02-2010 23-02-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 309500 6303500 25-02-2010 25-02-2010 MATORRAL 0,01Melipilla Normal 309500 6303500 25-02-2010 25-02-2010 PASTIZAL 0,02Melipilla Normal 300500 6270500 13-04-2010 13-04-2010 PASTIZAL 0,2Melipilla Normal 293500 6284500 14-04-2010 14-04-2010 MATORRAL 1Melipilla Normal 293500 6284500 14-04-2010 14-04-2010 PASTIZAL 2Melipilla Normal 293500 6284500 14-04-2010 14-04-2010 AGRICOLA 0,2Melipilla Normal 296500 6273500 19-04-2010 19-04-2010 PASTIZAL 0,1Melipilla Normal 294500 6273500 03-05-2010 03-05-2010 MATORRAL 0,02Melipilla Normal 294500 6273500 03-05-2010 03-05-2010 PASTIZAL 0,08Isla de Maipo Normal 322500 6260500 27-05-2010 27-05-2010 ARBOLADO 0,2Isla de Maipo Normal 322500 6260500 27-05-2010 27-05-2010 MATORRAL 0,3Isla de Maipo Normal 322500 6260500 27-05-2010 27-05-2010 PASTIZAL 0,5Talagante Normal 324500 6275000 17-08-2010 17-08-2010 PASTIZAL 0,3Talagante Normal 324500 6275000 17-08-2010 17-08-2010 MATORRAL 0,2