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Universidad de Aveiro 2005

Departamento de Química

Gisela Marques Silva

Estudio sistemático de la composición química de la fibra de la planta de curauá (Ananas erectifolius) y su evolución durante el proceso de cocción a la soda-AQ

Informe

Instituto de Recursos Naturales y Agrobiología de Sevilla

Resumen

I

RESUMEN

En el presente trabajo se estudió la composición química de la fibra de la planta de curauá

(Ananas erectifolius) poniendo especial énfasis en la caracterización de lípidos, lignina y

hemicelulosas así como la composición de metales pesados. También se estudió la evolución de

los principales componentes (lípidos, lignina y carbohidratos) durante el proceso de cocción a la

soda-AQ mediante su estudio en las pastas y lejías negras.

En este estudio, la lignina de curauá se analizó por pirólisis analítica acoplada a

cromatografía de gases/espectrometría de masas (Py-GC/MS) y se observó un predominio de las

unidades de lignina de tipo siringilo (S) respecto a las de tipo guayacilo (G), con una relación S/G

de 1,56. Por el contrario, la relación S/G de la lignina residual en la pasta de curaua fue de 0,10,

observándose una drástica reducción de las unidades de tipo S que son más fáciles de

deslignificar. Los lípidos de la fibra de curauá se analizaron por GC y GC/MS usando columnas

cortas y medianas, respectivamente. Los principales compuestos lipídicos identificados fueron

series de ácidos grasos, alcoholes, α- y ω-hidroxiácidos, monoglicéridos, ceras y esteroles

(campesterol y sitosterol principalmente). Cabe destacar la identificación por primera vez de

compuestos tales como ω-hidroximonoésteres, ésteres de glicerol constituidos por una molécula

de ω-hidroxiácido esterificado con el glicerol y éteres de glicerol constituidos por una molécula

de ω-hidroxiácido eterificado con el glicerol, además se han identificado ceras compuestas por

ácidos grasos insaturados que no han sido encontrados en otras fibras de origen no maderero. El

análisis de la composición de polisacáridos indicó un predominio de glucosa y xilosa.

Finalmente, el contenido en metales pesados, analizado por ICP-OES, indicó una alta proporción

de cobre, calcio, hierro y fundamentalmente de zinc en la pasta. El estudio por microscopía de

barrido electrónico (SEM) de la pasta indicó que el Zn precipita en la superficie de las fibras,

posiblemente mediante la formación de complejos con carbohidratos.

Palabras clave: Fibras no madereras, Ananás erectifolius, curauá, extraíbles lipofílicos,

pitch, lignina, celulosa, pasta de papel

Abreviaturas

II

ABREVIATURAS

AQ: Antraquinona

BSTFA: N,O-bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida

FID: Detector de ionización de llama

G: Unidades del tipo guayacilo

GC: Cromatografía de gases

GC/FID: Cromatografía de gases con detector FID

GC/MS: Cromatografía de gases-espectrometría de masas

H: Unidades del tipo p-hidroxifenilo

ICP-OES: Espectrometría de emisión óptica con plasma acoplado inductivamente

MS: Espectrometría de masas

MW: Peso molecular

Py: Pirólisis

Py-GC/MS: Pirólisis acoplada a GC/MS

S: Unidades del tipo siringilo

SEM: Microscopía electrónica de barrido

Soda-AQ: Proceso a la soda en presencia de antraquinona

SPE: Extracción en fase sólida

TMS: Trimetilsililo

Índice

III

ÍNDICE

I

II

1

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3

3

4

4

5

5

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19

19

RESUMEN..……………………………………………………………………………............

ABREVIATURAS.……..………………………………………………………………………

INTRODUCCIÓN GENERAL……………………………………………………………….

I. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA..…………………………………………………………...

1. Perfil general sobre la industria de la pasta de papel...........…………………………

2. Fuentes de fibra para la fabricación de pasta de papel………………………………

2.1. Fibras procedentes de maderas……………………………………………………......

2.1.1. Maderas de coníferas……………………………………………………………..

2.1.2. Maderas de frondosas…………………………………………………………….

2.2. Fibras procedentes de materiales no madereros………………………………………

3. Composición química del material lignocelulósico………………………………

3.1. Sustancias macromoleculares…………………………………………………………

3.1.1. Celulosa………………………………………………………………………………..

3.1.2. Hemicelulosas………………………………………………………………………….

3.1.3. Lignina………………………………………………………………………………….

3.2. Sustancias de bajo peso molecular…………………………………………………….

3.2.1. Compuestos extraíbles………………………………………………………………….

3.2.1.1. Constituyentes principales de la fracción lipofílica de los extraíbles……………….

3.2.2. Cenizas………………………………………………………………………………….

4. Breve descripción del proceso de obtención de pasta de papel……………………

4.1. Pastas mecánicas……………………………………………………………………....

4.2. Pastas químicas………………………………………………………………………..

4.2.1. Proceso a la soda………………………………………………………….....…............

4.2.2. Proceso kraft o al sulfato……………………………………………………….............

4.2.3. Proceso al sulfito ácido ………………………………………………………...............

4.3. Pastas químico-mecánicas…………………………………………………………….

5. Proceso de blanqueo de la pasta…………………………………………………..

Índice

IV

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29

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31

31

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34

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43

6. Técnicas analíticas usadas en la caracterización de las fibras…………………....

6.1. Métodos de extracción…………………………………………………………………

6.2. Análisis de los extractos por cromatografía de gases-espectrometría de masas…………………………………………………………………………………………….

6.3. Pirólisis-cromatografía de gases-espectrometría de masas (Py-GC-MS) como técnica analítica para análisis de la lignina………………………………………………………………

II. MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………………………………..

1. Muestras……………………………………………………………………………

2. Extracción de los compuestos extraíbles lipofílicos……………………………….

3. Fraccionamiento de los compuestos extraíbles lipofílicos por extracción en fase sólida (SPE)…………………………………………………………………………....... 4. Análisis por GC y GC/MS de los extractos lipofílicos totales y sus fracciones…...

5. Determinación de la fracción hidrosoluble………………………………………...

6. Determinación de la lignina Klason o lignina ácido insoluble…………………….

7. Determinación de la composición de los polisacáridos……………………………

8. Determinación de la composición química de la lignina por pirólisis-cromatografía de gases/ espectrometría de masas (Py-GC/MS)………………………... 9. Análisis de metales pesados por ICP-OES………………………………………...

10. Análisis microscópico de la pasta por microscopía electrónica de barrido (SEM)..

III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN…………………………………………………………..

1. Composición química de las hemicelulosas……………………………………….

2. Determinación de cationes metálicos……………………………………………...

3. Análisis por microscopía electrónica de barrido (SEM) de la pasta resultante del proceso de cocción a la soda-AQ de la fibra de curauá………………………………… 4. Composición química de la lignina……………………………………………….

5. Composición de los compuestos extraíbles lipofílicos……………………………

5.1. Ácidos grasos…………………………………………………………………………..

Índice

V

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48

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68

5.2. Alcoholes alifáticos…………………………………………………………………….

5.3. Hidroxiácidos………………………………………………………………………......

5.3.1. ω-hidroxiácidos................................................................................................................

5.3.2. α-hidroxiácidos.................................................................................................................

5.4. Ceras...............................................................................................................................

5.4.1. Ceras constituidas por ácidos grasos esterificados con alcoholes de cadena larga..........

5.4.2. Ceras más complejas.........................................................................................................

5.5. Esteroles libres y esterificados.......................................................................................

5.6. Cetonas esteroidales.......................................................................................................

5.7. Hidrocarburos esteroidales…………………………………………………………….

5.8. Glicéridos………………………………………………………………………………

5.8.1. Monoglicéridos………………………………………………………………….............

5.8.2. Diglicéridos……………………………………………………………………..............

5.8.3. Triglicéridos…………………………………………………………………….............

5.8.4. Éteres y ésteres de glicerol constituidos por una molécula de ω-hidroxiácido…............

IV.

CONCLUSIONES……………………………………………………………………………..

V. REFERENCIAS…………………………………………………………………………….

Introducción general

1

INTRODUCCIÓN GENERAL

El estudio de la composición química de los materiales lignocelulósicos (maderas y otras

plantas) utilizados en la industria papelera es de gran importancia, pues las características finales

de la pasta de papel dependen de la composición química de la materia prima y de las

transformaciones químicas sufridas por sus consituyentes durante el proceso de cocción.

Entre los constituyentes principales de los materiales lignocelulósicos están la celulosa,

que es un polímero lineal constituido por unidades de D-glucopiranosa unidas por enlaces

glucosídicos β(1-4); la lignina que es un heteropolímero aromático constituido por unidades de

fenilpropano y confiere rigidez a la pared celular y mantiene las células unidas; y las

hemicelulosas, que es un conjunto complejo de polisacáridos no celulósicos. Existe también un

conjunto de constituyentes menores que incluyen una gran variedad de compuestos inorgánicos y

orgánicos. Estos últimos se denominan extraíbles y causan grandes problemas durante todo el

proceso de fabricación de la pasta y papel [1-2].

El proceso para la fabricación de pasta de papel consiste de una forma general en procesos

mecánicos y químicos. Todo comienza con la recolección de los materiales lignocelulósicos que

pasan por un proceso de descortezado y astillado. Éstos son posteriormente digeridos para

conseguir la separación de las fibras de celulosa de la lignina, y posteriormente, la pasta de

celulosa se envía a la máquina de papel. El papel se forma en la máquina de papel que convierte

un flujo continuo de pasta diluida en una hoja de papel completamente seca a velocidades muy

elevadas [3].

El primer proceso alcalino utilizado para la producción de pasta fue el proceso a la sosa.

A este proceso se le introdujo la utilización de sulfuro sódico, además del hidróxido de sodio ya

utilizado, siendo este nuevo proceso conocido como proceso kraft, el cual es aplicable a casi

todas las especies de madera y a otros materiales lignocelulósicos, donde se obtienen pastas de

mayor resistencia físico-mecánica. Una desventaja de este proceso es el color oscuro que

presentan las pastas crudas, por lo cual se desarrollaron secuencias de blanqueo que utilizaban

cloro y dióxido de cloro, que últimamente están siendo sustituidas por otras menos dañinas para

el medio ambiente como son el oxígeno, ozono o peróxido de hidrógeno [4- 5].

Diversos estudios relacionados con la composición química de los materiales

lignocelulósicos revelan que los compuestos extraíbles lipofílicos, entre ellos los ácidos grasos,

Introducción general

2

ceras, alcoholes, esteroles, ésteres de esteroles, glicósidos de esteroles, glicéridos y cetonas son

los que causan principalmente problemas durante el proceso. Estos compuestos causan la

formación de depósitos, denominados depósitos de pitch, tanto en los distintos puntos del proceso

(maquinaria y circuitos) como en el producto final dando lugar a una reducción de la calidad del

producto y a grandes pérdidas económicas [1, 6-13]. En la producción de las pastas alcalinas, una

gran parte de los lípidos de las fibras utilizadas se elimina durante la cocción, no obstante algunas

especies químicas sobreviven a este proceso. En los procesos alcalinos los ésteres de glicerol se

saponifican y los ácidos grasos se disuelven, siendo los ésteres de esterol, los glicósidos de

esteroles, las ceras y los esteroles libres los que tienen mayor tendencia a depositarse [11, 12].

Otro punto importante y que ha sido estudiado en diversas líneas de investigación es la

composición de la lignina, ya que la variabilidad en su composición puede llevar a una mejor o

peor deslignificación. En general, la eficiencia de la cocción está directamente relacionada con la

cantidad de unidades Siringilo (S) de la lignina, midiendo para esto la relación S/G. Las unidades

Guayacilo (G), en relación a las unidades Siringilo, tienen posiciones C-5 libres lo que posibilita

la formación de enlaces carbono-carbono, que hace que la estructura de la lignina con mayor

número de unidades G sea más condensada, siendo más difícil la deslignificación [4, 12, 14-16].

En el presente trabajo se estudia la composición química de las fibras de la planta de

curauá (Ananas erectifolius), una planta nativa del amazonas que pertenece a la familia de las

Bromeliáceas (de la misma familia del abacaxi) y poco estudiada en cuanto a su composición

química. La poca información disponible indica la presencia de flavonoides, triterpenoides y

esteroles, además de polisacáridos [17, 19]. El estudio de este tipo de fibra para su aplicación en

la industria papelera es debido a que cada vez más hay una preocupación creciente en adoptar

otros tipos de fibras para la producción de la pasta de papel, pues son más baratas y el papel

obtenido fácilmente reciclable, además de evitar la gradual deforestación en algunas áreas del

planeta. El estudio de la fibra de la planta de curauá en particular también es debido a sus

características mecánicas y físicas, pues presenta fibras bastante resistentes [16-20].

I. Revisión bibliográfica

3

I. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

1. Perfil general sobre la industria de la pasta de papel

La pasta de papel es el producto que resulta de la separación de las fibras de la madera u

otros materiales fibrosos y constituye un producto intermedio dentro del proceso global de

transformación de las materias primas en papel. Sus propiedades, que incidirán ampliamente en

las de los productos finales, papel y cartón, dependen de la fuente de fibras y del proceso de

pasteado utilizados, en donde el objetivo principal de ese proceso consiste en la liberación de las

fibras por destrucción o debilitación de los enlaces que las mantienen unidas en una estructura

bien cohesionada [21].

Se cree que la fabricación de papel tiene su origen en China hacia el año 100 d. C, donde

se utilizaban trapos, cáñamo, paja y hierba como materias primas, golpeándose contra morteros

de piedra para separar la fibra original y utilizando extractos de agar y algas marinas para dar la

impermeabilidad necesaria y unir las fibras [22,23]. Las primeras máquinas continuas de papel se

patentaron en los años de cambio del siglo XIX al XX. Entre 1844 y 1884 se desarrollaron los

primeros métodos para la obtención de pasta a partir de madera, una fuente de fibra más

abundante que los trapos o las hierbas; estos métodos implicaban la abrasión mecánica y la

aplicación de procedimientos químicos basados en sosa cáustica, sulfitos y sulfatos. Con estos

cambios se inició la era moderna de la fabricación de pasta y de papel [22].

2. Fuentes de fibra para la fabricación de pasta de papel

Para la fabricación de pasta de papel se utilizan materiales lignocelulósicos, que son un

conjunto de materiales de origen forestal y agrícola constituidos principalmente por celulosa,

lignina y hemicelulosa. La madera es actualmente el material lignocelulósico más utilizado en la

fabricación de la pasta de papel en los países desarrollados [24].

Además de la madera, se pueden utilizar otras plantas como materia prima, entre ellas la

paja de cereales diversos como el trigo, el centeno, etc.; el arroz; cañas como el bagazo; tallos

leñosos del bambú, lino y cáñamo; y fibras de semillas, hojas y cortezas, como las del algodón, el

abacá y el henequén o sisal. El propio papel viejo puede ser reciclado, constituyendo por lo tanto

una fuente de materia prima para la obtención de pasta de papel [5].


4

2.1. Fibras procedentes de maderas

La madera es un material natural muy complejo al que no se le puede atribuir

generalmente una composición química precisa y definitiva, dependiendo del árbol, de su

localización geográfica, de las características del suelo, entre otros [25].

Las fibras de celulosa, con relación a su configuración, pueden variar según su largura,

diámetro global y espesura de sus paredes. Relativamente a la calidad de la pasta que se desea

obtener, la dimensión de la fibra es una característica muy importante, fácilmente relacionada con

la resistencia del papel. Aparece así una diferencia entre pastas de fibra larga y pastas de fibra

corta. La fibra larga está asociada a las maderas de coníferas y la fibra corta a las maderas de

frondosas [5].

2.1.1. Maderas de coníferas

Las principales maderas de coníferas usadas para la fabricación de pasta de papel son el

pino y la picea. La estructura de estas maderas es sencilla, son ligeras y blandas por lo que son

fáciles de trabajar [26]. Están constituidas principalmente por traqueidas, que representan más

del 90% de la madera siendo elementos morfológicos largos y que tienen como función el soporte

mecánico, conducción de agua y nutrientes [4, 27]. Otro tipo de célula en las coníferas es el

parénquima, el cual es no fibroso, corto, pudiendo estar agrupado radial o longitudinalmente y

tienen función de almacenamiento de nutrientes (Figura I. 1) [4, 26, 28].

Figura I. 1. Cortes observados por microscopía electrónica. A: radial (R), tangencial (T) y transversal (X) de madera de coníferas. B: madera de coníferas mostrando las traqueidas (tr) y parénquima radial (rp) [4].

A B


5

2.1.2. Maderas de frondosas

Las principales maderas de frondosas utilizadas para la fabricación de pasta de papel son

eucalipto y chopo o abedul. Estas maderas están constituidas por células de paredes gruesas, con

pequeños espacios huecos, por lo cual son más pesadas que las maderas de coníferas, y tienen un

tejido leñoso más compacto ofreciendo mayor resistencia y siendo por lo tanto más difíciles de

trabajar [26].

Las fibras de las maderas de frondosas son principalmente del tipo libriforme, con

funciones de soporte, y también compuestas por vasos, con funciones de conducción. Las

proporciones relativas son de 50% para fibras, 30% para los vasos y cerca de 20% para el

parénquima (Figura I. 2). El porcentaje de parénquima es superior en las frondosas influyendo

principalmente en las propiedades físicas de la madera y en las pastas resultantes [4].

Figura I. 2. Cortes observados por microscopía electrónica. A: radial (R), tangencial (T) y transversal (X) de madera de frondosa. B: madera de frondosa mostrando los vasos elementales (ve), fibras (fi) y el parénquima (rp) [4].

2.2. Fibras procedentes de materiales no madereros

A partir de mediados del siglo XIX la madera ha sido la materia prima preferida para la

fabricación de pasta y papel debido a su disponibilidad en grandes cantidades, a la menor

presencia de material no fibroso, a la obtención de una pasta de características más uniformes y a

su mejor comportamiento en el proceso de fabricación. No obstante en los últimos años ha habido

un incremento importante en la demanda del papel, y la FAO (Food and Agriculture

Organization) ha pronosticado un incremento a nivel mundial del consumo anual de papel y

A B


6

cartón que irá desde los 210 millones de toneladas en 1988 a alrededor de los 350 millones de

toneladas para el año 2010. Este continuo aumento de la demanda de papel puede causar, a nivel

mundial, una insuficiencia en el suministro de fibras madereras, conduciendo a un progresivo

aumento de la escasez de materia prima maderera y a una gradual deforestación en algunas áreas

del planeta. Una posible solución a este problema puede ser la utilización de fibras de origen

agrícola [29].

Esencialmente tres categorías de plantas son usadas en la producción de fibras no

madereras, aunque en teoría casi cualquier planta fibrosa puede ser utilizada; fibras procedentes

de plantas anuales como el cáñamo, kenaf, lino, yute, abacá; residuos agrícolas como la paja de

trigo, maíz, paja de arroz, bagazo de caña y sisal; hierbas silvestres como pastos, bambú, hierba

elefante; etc. [24]. Actualmente estas fibras representan una alternativa para países con baja

disponibilidad de maderas y para los que disponen de residuos agrícolas fibrosos o cultivos de

plantas fibrosas no madereras [30], así el uso de fibras naturales provenientes de plantas como

fuente de materia prima para la producción de pasta de celulosa y papel ha sido creciente,

especialmente en los países en vías de desarrollo, como la India, China y algunos países

latinoamericanos [24].

El uso de fibras de origen agrícola presenta algunas ventajas en relación a fibras

procedentes de maderas, debido a su gran tasa de crecimiento y adecuación a diferentes suelos,

además de tener menor contenido en lignina, mientras que el contenido en celulosa es

equivalente, lo que facilita el proceso de obtención de la pasta y el blanqueo [24,29, 30]. No

obstante, tienen una imagen ambiental negativa, pues la recuperación de productos químicos en la

elaboración de la pasta en pequeña escala no tiene interés económico causando problemas de

contaminación [31].

Del nuevo interés por las fibras de origen agrícola en la industria del papel y dada su

importancia, en los últimos años han surgido diferentes líneas de investigación basadas

principalmente en el análisis de nuevas posibilidades de cocción de éstas, así como el estudio de

su composición química. En el presente estudio, se pretende conocer la composición química de

las fibras procedentes de la planta del curauá, de la cual se sabe que es una especie vegetal

perteneciente a la familia de las Bromeliáceas, de porte herbáceo, muy común en el Amazonas y

que presenta dos variedades: una de hoja rojiza y otra de hoja verde claro, denominada de curauá

blanco, cuya hoja es aprovechada para la producción de fibra en el estado brasileño del Pará


7

[17,19-20, 32]. Cada planta de curauá (Figura I. 3) normalmente produce entre 20 y 24 hojas,

proporcionando dos kilos de fibra que puede ser utilizada tanto para la fabricación de papel,

como de tejidos, artefactos para la industria automovilística y hasta cierto tipo de anestésicos

[17].

Figura I. 3. Planta de curauá.

La fibra procedente de la planta de curauá ha sido poco estudiada en cuanto a su

composición química. La información disponible indica la presencia de flavonoides,

triterpenoides y de esteroides, además de polisacáridos [17, 19]. El contenido en lignina también

ha sido estudiado, donde la lignina fue oxidada con ClO2 y se hizo reaccionar con furfuril alcohol

(con el objetivo de crear una fibra que tenga mayor compatibilidad con resinas fenólicas en

composites) y donde se indica que hay mayor contenido en unidades siringilo que en unidades

guayacilo [16].

3. Composición química del material lignocelulósico

Los principales componentes de las fibras lignocelulósicas o de la biomasa

lignocelulósica son los polímeros constituyentes de todas las paredes celulares de materiales

vegetales: celulosa, hemicelulosa y lignina, pectinas y amido, además de algunos componentes

minoritarios de bajo peso molecular que pueden ser extraídos con disolventes orgánicos, siendo

normalmente designados por extraíbles y otros componentes inorgánicos (Figura I. 4) [4, 24]. La

composición química de las fibras lignocelulósicas varía con las especies, pero de una forma

general se puede decir que existe un mayor porcentaje de celulosa, entre un 40 y 50%, siendo a

veces superior, entre un 10 y 30% de lignina, de 20 a 30% de hemicelulosa y un pequeño


8

porcentaje de extraíbles. El contenido en cenizas varía de una forma sustancial, como en el caso

de la madera cuyo contenido es inferior a 1% o en el caso de fibras de materiales no madereros

que es superior [24].

Figura I. 4. Esquema general de la composición química de los materiales lignocelulósicos.

3.1. Sustancias macromoleculares

3.1.1. Celulosa

La celulosa es la base estructural de las plantas, siendo químicamente definida como un

heteropolímero lineal constituido por unidades de D-glucopiranosa unidas mediante enlaces

glucosídicos en la configuración β(1-4), donde dos moléculas de glucosa se unen por la

eliminación de una molécula de agua entre dos grupos hidroxilo de los carbonos 1 y 4 [2,4, 25].

La posición β del grupo hidroxilo del carbono 1 obliga a que se dé un movimiento de 180º de la

unidad de glucosa siguiente en torno del eje C1-C4 del anillo de piranosa. De este modo, la

celulosa se define estructuralmente como una glucano lineal, con estructura de silla uniforme, en

que la unidad base es una molécula de celobiosa (Figura I. 5) [25].

Unidad de celobiosa

Figura I. 5. Estructura de la cadena de celulosa.

Material lignocelulósico

Substâncias de baixo peso molecular Substâncias macromoleculares

Material orgânico Polissacarídeos Lignina Material inorgânico

Extractáveis Cinzas Celulose Hemiceluloses

Material lignocelulósico

Sustancias de bajo peso molecular Sustancias macromoleculares

Material orgánico Polisacáridos Lignina Material inorgánico

Extractivo Cenizas Celulosa Hemicelulosas


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En la celulosa se establecen enlaces de hidrógeno intra-moleculares e inter-moleculares y

su presencia influye en la morfología, rigidez, orientación, resistencia y reactividad de las

cadenas de celulosa [33]. Los enlaces por puentes de hidrógeno intra-moleculares se establecen

cuando los grupos hidroxilo de glucosas adyacentes de la misma cadena de celulosa interactúan

entre sí y, son responsables de una cierta rigidez de las cadenas individuales. Los enlaces por

puentes de hidrógeno inter-moleculares se deben a la interacción de grupos hidroxilo de cadenas

de celulosa adyacentes y son responsables de la estructura supramolecular de la celulosa [25].

Estos enlaces inter-moleculares en la celulosa están en el origen de la formación de estructuras

primarias organizadas, denominadas fibrillas elementales, que se agrupan constituyendo la

microfibrilla de celulosa que es considerada la unidad fundamental de la pared celular. El

conjunto de microfibrillas asociadas origina fibrillas que constituyen la capa celulósica de la

pared celular y que a su vez se organizan formando las fibras (Figura I. 6) [4,25].

Figura I. 6. Representación esquemática de la organización de la celulosa en la pared de la fibra.

En su estructura supramolecular, la celulosa se organiza en zonas cristalinas y zonas

amorfas. Son los enlaces de hidrógeno inter-moleculares que permiten una estructura ordenada,

esto es, una alta cristalinidad [33]. En las zonas amorfas el número de enlaces por puentes de

hidrógeno establecidos es menor y bastante más desorganizado que en las zonas cristalinas,


10

siendo por lo tanto la celulosa amorfa más fácil de disolver y más reactiva, pues la accesibilidad a

los grupos hidroxilo es mayor [4].

Las propiedades de los materiales lignocelulósicos están relacionadas con el grado de

polimerización de la molécula de celulosa. La resistencia del papel es debida en parte a la

resistencia individual de las cadenas de celulosa, que diminuye si estas se degradan [33].

3.1.2. Hemicelulosas

Son heteropolisacáridos que, tal como la celulosa, tienen la función general de soporte en

las paredes celulares y poseen un grado de polimerización inferior al de la celulosa [4, 25]. Las

hemicelulosas al contrario de la celulosa están compuestas por diferentes azúcares formando

cadenas más cortas y con ramificaciones, fácilmente hidrolizables en sus monómeros: D-glucosa,

D-manosa, D-xilosa, L-arabinosa, ácido 4-O-metil-D-glucurónico, ácido D-galacturónico y L-

ramnosa [24, 25]. Algunas hemicelulosas están asociadas a la porción celulósica, mientras que

otras están con la lignina [33].

El contenido de hemicelulosa, difiere mucho en función de las diferentes especies, tanto

por la cantidad como por la variedad, tanto en maderas como en otros materiales

lignocelulósicos. En el caso de la madera se puede apreciar una mayor cantidad de manosa y

galactosa en las coníferas, mientras que la xilosa y los grupos acetilo son más abundantes en las

frondosas [24].

3.1.3. Lignina

Después de la celulosa, es el polímero más abundante en el mundo vegetal y su función es

actuar como aglomerante de las fibras debido a su carácter hidrófobo, además de proteger contra

la humedad y los agentes atmosféricos [24, 33]. Es muy diferente de la celulosa y de las

hemicelulosas, pues es un polímero aromático formado por la condensación oxidativa de los

precursores fenólicos (alcohol coniferílico, alcohol sinapílico y el alcohol p-cumarílico,

representados en la Figura I. 7). Es un polímero ramificado, tridimensional y amorfo, constituido

a partir de unidades de fenilpropano que se unen entre sí por enlaces del tipo éter alquil-arílico

[24, 33, 34].


11

Figura I. 7. Fórmula estructural de los precursores biosintéticos de la lignina.

La cantidad de lignina y su distribución a través de las paredes celulares difieren según su

origen, pues en las coníferas hay mayor porcentaje de lignina que en las frondosas. La estructura

básica de la lignina también difiere entre coníferas y frondosas. En las coníferas la estructura que

se repite predominantemente es la unidad de Guayacilo (G), que contiene un único grupo

metoxilo en el anillo de fenilpropano y deriva del alcohol coniferílico (más de 95% de las

unidades estructurales). En el caso de las frondosas, hay predominantemente dos unidades que se

repiten, la unidad Guayacilo (G) y la unidad Siringilo (S), conteniendo esta última dos grupos

metoxilo por núcleo de fenilpropano y deriva del alcohol sinapílico [33, 34]. Por otro lado, en la

lignina de fibras procedentes de materiales no madereros la estructura presenta unidades del tipo

p-hidroxifenilo (H), procedentes del alcohol p-cumarílico, y unidades S y G, en proporciones

variables dependiendo de la planta [33]. En la Figura I. 8 se muestra la complejidad de la

estructura de una lignina de conífera y se observan las diferentes subunidades.

Las unidades Guayacilo, al contrario que las Siringilo, tienen un único grupo metoxilo y

la posición C-5 está libre y disponible para la formación de enlaces carbono-carbono, por lo que

ligninas con mayor cantidad de unidades Guayacilo tienen una estructura más condensada y por

lo tanto la lignina se elimina con mayor dificultad.

O

OH

HO

O

OH

O

HO

OH

HO

Alcohol coniferílico Alcohol sinapílico Alcohol p-cumarílico


12

Figura I. 8. Estructura química de la lignina de coníferas formada por diferentes tipos de sub estructuras. 1-4 son estructuras diméricas; siendo (1) éter guayacilglicerol-β-arílico, (2) fenilcumarano, (3) pinoresinol y (4) éter difenílico; y 5 es una estructura trimérica de dibenzodioxocina [33].


13

Las células vegetales tienen paredes celulares que contienen microfibrillas de celulosa

formando el esqueleto, que a su vez está rodeado de otras sustancias que actúan como matriz

(hemicelulosa) y material incrustante (lignina). El modelo generalizado de la organización de la

pared celular se muestra en la Figura I. 9, donde se observa que las fibras están constituidas por

varias capas: pared primaria (PP), pared secundaria (PS) y pared terciaria (S3). La lignina que se

encuentra en la lámina media, es eliminada en su mayoría durante la cocción, donde las fibras son

individualizadas y la lignina residual de la fibra a blanquear se localiza principalmente en la

pared secundaria media (S2), al constituir ésta la porción principal de la pared celular [33].

Figura I. 9. Estructura simplificada de la pared celular. PP- pared primaria, PS- pared secundaria, S1,S2- sub-capas de la pared secundaria, S3- pared terciaria, LM- lámina media [33].

La lignina aparece también asociada a los polisacáridos en la pared celular y es esta

asociación la que determina la rigidez y la resistencia estructural del material [4, 24]. Las

hemicelulosas están asociadas a la lignina principalmente a través de las unidades de arabinosa,

xilosa y galactosa por enlaces de tipo glicosídico, éter bencílico y éster bencílico (Figura I. 10)

formando complejos lignina-polisacáridos y la estabilidad de estos enlaces ha sido señalada como

la razón de la dificultad de eliminar la lignina residual en los pasos finales del proceso alcalino

[4, 34].


14

Figura I. 10. Tipos de enlaces covalentes sugeridos entre la lignina y polisacáridos [4].

3.2. Sustancias de bajo peso molecular

Estos componentes existen en los materiales lignocelulósicos en una proporción mucho

menor que los otros constituyentes, pero tienen gran influencia en las propiedades y en el

procesamiento de estos materiales. Algunos protegen la madera de los insectos, inhiben el

blanqueo de las pastas de celulosa y son responsables de dar color, olor y gusto a la madera.

Pertenecen a diferentes clases de compuestos químicos pero simplificando se pueden dividir en

compuestos extraíbles y cenizas [24].

3.2.1. Compuestos extraíbles

Estas sustancias existen en menor proporción que los otros constituyentes y existen tanto

en maderas de frondosas como en coníferas y también en los materiales no madereros. Consisten

en compuestos orgánicos no poliméricos tanto lipofílicos como hidrofílicos, que no forman parte

de la pared celular y que pueden ser extraídos con solventes orgánicos [1, 35]. La fracción

lipofílica de los extraíbles comprende una gran diversidad de compuestos como terpenos, ácidos

grasos libres, hidrocarburos, alcoholes, ceras, esteroles, ésteres de esteroles, glicéridos y otros

compuestos oxidados [1, 24].


15

Los extraíbles pueden ser clasificados, desde un punto de vista fisiológico en: reservas

alimenticias, principalmente los ácidos grasos y sus ésteres, estando localizados en las células

parenquitamosas radiales donde se forman; y los que tienen función de preservación como

terpenos y ácidos resínicos [1].

El estudio de estos compuestos es de gran interés ya que causan serios problemas durante

todo el proceso de fabricación de la pasta de papel así como en el producto final. Llevan a la

formación de depósitos en diversos equipos del proceso pudiendo ocurrir también en las zonas de

blanqueo y en las diferentes áreas de la máquina de pasta, en todos los procesos de cocción, ya

sean ácidos, neutros o alcalinos [1]. Estos depósitos causados por la acumulación de los

extraíbles lipofílicos durante la fabricación de la pasta de papel suelen recibir el nombre de

depósitos de “pitch” y pueden causar la aparición de manchas en el producto final (Figura I. 11)

[1, 6-13].

Figura I. 11. Mancha en la pasta debida a problemas de pitch.

3.2.1.1. Constituyentes principales de la fracción lipofílica de los extraíbles

Ácidos grasos y sus ésteres: Los ácidos grasos pueden ser saturados o insaturados. Los

ácidos grasos naturales más importantes y más abundantes en los materiales lignocelulósicos

tienen entre 16 y 24 átomos de carbono y en general, los ácidos con número par de átomos de

carbono son más abundantes [1, 35].

Los ácidos grasos son ácidos monocarboxílicos alifáticos lineales y pueden ocurrir tanto

en forma libre como esterificada. Los ésteres de glicerol (mono-, di- y principalmente


16

triglicéridos), normalmente son conocidos como grasas. Los ácidos grasos también existen

esterificados con alcoholes, que normalmente son alifáticos, conocidos como ceras. También

pueden ser encontrados hidroxiácidos y ácidos con cadenas ramificadas [1].

En las condiciones de cocción alcalina (descritas más adelante), los ésteres de glicerol se

saponifican, esto es, se convierten en jabones cuando se someten a la acción del álcali. Los ácidos

grasos se disuelven y las ceras también se saponifican pero más lentamente que los ésteres de

glicerol, teniendo más tendencia a depositarse [11].

Terpenoides y esteroles: los terpenoides y los esteroles están principalmente formados

por unidades de isopreno (2-metilbutadieno) por lo que se llaman isoprenoides [2, 35].

Los terpenoides pueden ser clasificados en varias clases de acuerdo con el número de

unidades de isopreno que los constituyen: monoterpenos (2 unidades), sequisterpenos (3

unidades), diterpenos (4 unidades), sesterterpenos (5 unidades), triterpenos (6 unidades),

tetraterpenos (8 unidades) y politerpenos (> 8 unidades) [2].

Los esteroles son compuestos que tienen estructura tetracíclica y un grupo hidroxilo en la

posición C-3, pudiendo tener también grupos metilo y dobles enlaces en varias posiciones (Figura

I. 12) [2]. Pueden encontrarse libres o esterificados con ácidos grasos (ésteres de esteroles),

siendo el sitosterol el más abundante en ambos casos. También pueden estar formando

glicósidos con diversos azúcares, siendo el más abundante el β-D-glucopiranósido. Debido a su

alto grado de pegajosidad, los esteroles libres y conjugados se encuentran en el origen de muchos

depósitos de pitch [11].

Figura I. 12. Estructura de algunos esteroles presentes en materiales lignocelulósicos.

Campesterol EstigmastanolSitosterol

HO HO HO

Campesterol EstigmastanolSitosterol

HO HO HO


17

3.2.2. Cenizas

Son sustancias inorgánicas que se pueden determinar por incineración del material entre

575 y 850º. Fundamentalmente son sales inorgánicos de calcio, potasio y magnesio, así como

sílice en las maderas tropicales. Forman carbonatos, fosfatos, oxalatos y silicatos [24].

4. Breve descripción del proceso de obtención de pasta de papel

En el proceso de elaboración de la pasta de papel se separan las fibras de celulosa del

resto de los componentes de la madera, lignina fundamentalmente [36]. El fundamento principal

del proceso es la eliminación química de la lignina afectando lo más mínimo posible la pared

secundaria de las fibras [4]. El proceso de pasteado u obtención de una suspensión de fibras en

agua, consta de varias fases [24]:

- Preparación de la materia prima: son operaciones tales como el lavado de troncos, corte,

descortezado y astillado que facilitan el tratamiento posterior.

- Obtención de la pasta: se realizan de diversas formas (por métodos químicos, mecánicos y

químico-mecánicos), según la calidad que se desea obtener.

- Lavado: se realiza para eliminar las sustancias disueltas que acompañan la pasta.

- Depuración y acondicionamiento: las fibras se tratan para dejarlas sin sustancias extrañas y

con un tamaño y espesor adecuado para procesos posteriores.

- Blanqueo: consiste en la eliminación de la lignina residual y componentes coloreados de la

pasta.

4.1. Pastas mecánicas

El tratamiento mecánico tiene como objetivo la disgregación y separación física de las

fibras. La lignina que une la celulosa a las hemicelulosas no se disuelve, apenas se torna más

blanda [22, 24]. Las especies utilizadas para la fabricación de pasta mecánica son las maderas de

coníferas, pero se han utilizado frondosas [5]. La fabricación de pastas mecánicas ofrece la

ventaja de dar como resultado rendimientos elevados (90- 95%) [24].

4.2. Pastas químicas

En el pasteado o cocción química, la deslignificación se lleva a cabo con la ayuda de

agentes químicos ácidos o básicos, en digestores o reactores a altas temperaturas y presiones

[24]. La pasta se produce con disolución de la lignina que se encuentra entre las fibras del

material lignocelulósico, sin dañar sustancialmente la celulosa.


18

En el pasteado químico, ya que la lignina y las hemicelulosas se pierden, los rendimientos

son normalmente de 40 a 60%, el producto es más resistente y de mejor calidad [22, 24]. Los

métodos químicos se dividen en ácidos o alcalinos dependiendo del pH del reactivo [24].

4.2.1. Proceso a la soda

Es el más antiguo y el más simple de los procesos químicos alcalinos, donde su finalidad

es eliminar parte de la lignina contenida en la fibra. La fibra pretratada entra en la planta de pasta,

donde se somete a un proceso de cocción con sosa cáustica y vapor a alta presión y temperatura.

Esta operación se efectúa en digestores continuos [22, 24, 30].

El hidróxido de sodio, o sosa cáustica, es un producto muy útil para la deslignificación de

materias primas vegetales, principalmente de maderas, pajas de cereales y plantas fibrosas en

general, siendo éste el proceso de cocción utilizado en el trabajo presente, es decir, la muestra de

pasta de papel estudiada resulta de un proceso de cocción a la soda [30].

Además de la sosa cáustica, en el proceso de cocción que sufrió la fibra de planta de

curauá se ha utilizado antraquinona (AQ), proceso a la soda-AQ, que funciona como catalizador.

Este aditivo presenta dos efectos fundamentales como son la aceleración del proceso de

deslignificación alcalino y la estabilización de los carbohidratos, mejorando además los

rendimientos respecto al proceso convencional en las mismas condiciones de operación [30].

4.2.2. Proceso kraft o al sulfato

El proceso kraft para la obtención de pasta de papel es un proceso químico alcalino que

deriva del proceso a la soda [21]. En este proceso, además de hidróxido de sodio se utiliza el

sulfuro sódico, siendo estos agentes de cocción conocidos como lejías blancas [22, 24].

El proceso se lleva a cabo en digestores que pueden ser tanto discontinuos como

continuos, en los que se introducen las astillas junto a las lejías blancas llevándose a cabo la

cocción a elevada temperatura (150-170ºC) y presión [21]. De un modo general el proceso tiene

lugar con una concentración de reactivos del 16-20% (expresados como peso de Na2O, en

relación al peso de la madera) y sus rendimientos varían entre un 40 y 60% (Figura 13) [4, 24].

La ventaja de este proceso es que requiere tiempos de cocción relativamente bajos pues el sulfuro

acelera la deslignificación reduciendo la degradación del material celulósico y produciendo así

pastas de mejor calidad. La resistencia es su principal característica de donde deriva su nombre

“kraft”, del alemán resistencia [4, 24].


19

4.2.3. Proceso al sulfito ácido

Este proceso se fundamenta en una deslignificación con sulfitos y bisulfitos, siendo el

segundo grupo más utilizado en los procesos químicos de obtención de pasta de papel [24]. Está

limitado en cuanto a los tipos de madera que se pueden utilizar y por la contaminación creada al

eliminar la lejía negra residual sin tratar (tratamiento muy caro). A pesar de ocurrir la digestión

en medio ácido, existen variantes en las que se utilizan un medio neutro o un medio alcalino [22].

La lejía de cocción es de ácido sulfuroso y bisulfito de calcio. En estos procesos también se

degradan los hidratos de carbono por separación de los enlaces glicosídicos, lo que provoca una

diminución del grado de polimerización todavía mayor que en los procesos kraft siendo la pasta

resultante menos resistente, pero por lo contrario estas pastas son más fáciles de blanquear [24].

4.3. Pastas químico-mecánicas

Las pastas químico-mecánicas se obtienen por desfibrado de las maderas de frondosas o

coníferas en desfibradores del tipo clásico, habiendo la madera sufrido previamente un

tratamiento químico. La materia prima se introduce en autoclaves horizontales y se somete a la

acción de productos químicos, siendo más vulgarmente usada una solución caliente de bisulfito

sódico. La pasta pasa después por desfibradores, seguidamente se lava y se blanquea. La pasta

resultante es semejante a la pasta mecánica, pudiéndose no obstante utilizar maderas de frondosas

que no sirven como materia prima para la fabricación de pasta mecánica [5].

5. Proceso de blanqueo de la pasta

En el proceso de blanqueo se trata químicamente la pasta de celulosa para eliminar la

lignina residual que queda después del proceso de cocción. Los componentes coloreados de la

lignina son degradados, disueltos y/o decolorados. Todo el material coloreado, en el caso de las

pastas químicas no puede ser eliminado en una sola etapa, se trata por tanto de un procedimiento

multietapas. En este proceso se utilizan dos tipos de reactivos: oxidantes, que se emplean para

degradar y decolorar la lignina; y el álcali, que se emplea para degradar la lignina, para hidrolizar

y para facilitar su disolución posterior [24]. El proceso de blanqueo se lleva a cabo hasta el punto

de blancura que se pretende, por lo que el número de etapas dependerá de la calidad de la pasta

que se desea obtener, utilizándose comúnmente cinco fases de blanqueo, donde entre cada dos

fases de blanqueo hay una etapa de extracción donde se neutraliza la pasta [5].


20

Los reactivos comerciales más utilizados para el blanqueo son el cloro gas, el hipoclorito,

el peróxido de hidrógeno y el dióxido de cloro; y el único álcali utilizado comercialmente es el

hidróxido de sodio que se usa en la operación de extracción alcalina [24].

En la actualidad, a causa de la imposición de límites estrictos en la emisión total de

compuestos clorados orgánicos, de haluros orgánicos absorbibles y dioxinas en los efluentes de

las plantas de blanqueo, se están imponiendo cada vez más las secuencias de blanqueo que

eliminan parcialmente (ECF: Elemental-Clorine Free) o totalmente (TCF: Totally Clorine Free)

el uso de compuestos clorados [24]. Para esto se están utilizando procesos de blanqueo que

utilizan dióxido de cloro, oxígeno, ozono y peróxido de hidrógeno [5].

6. Técnicas analíticas usadas en la caracterización de las fibras

6.1. Métodos de extracción

Para el análisis de los compuestos extraíbles lipofílicos de las fibras es necesario su previo

aislamiento. Para esto se realiza normalmente una extracción en un extractor de tipo Soxhlet. Este

extractor (Figura I. 13) consiste de un condensador, un tubo de extracción y un matraz, donde la

extracción se lleva a cabo por contacto continuo de un solvente con la muestra sólida (que se

encuentra dentro de un cartucho propio para la extracción) [2].

Figura I. 13. Esquema representativo de un extractor del tipo Soxhlet.

Condensador

Tubo de extracción

Matraz

Cartucho de extracción


21

Para la extracción se pueden utilizar diversos solventes tales como diclorometano,

cloroformo, acetona, entre otros [2]. El extracto total obtenido por este método de extracción

contiene generalmente los diferentes compuestos extraíbles lipofílicos de las fibras del material

lignocelulósico estudiado, pudiendo aislarse y purificarse las distintas series homólogas presentes

en ese extracto por un método de fraccionamiento, como la extracción en fase sólida (SPE). La

extracción en fase sólida consiste en un proceso físico de extracción que envuelve una fase

líquida y una sólida, donde la fase estacionaria sólida se encuentra en una columna propia. La

extracción por SPE depende de la fase estacionaria de la columna, la cantidad de muestra, el

solvente escogido, el volumen del mismo y la velocidad de elución [36]. En este caso, los

compuestos lipofílicos de interés son retenidos en una columna de aminopropilo y eluidos por

orden creciente de polaridad. Las ventajas de este fraccionamiento son su rapidez y simplicidad,

la reducción del uso de disolventes y su selectividad [36].

Otro método posible para el aislamiento y purificación de las distintas series homólogas

presentes en el extracto total obtenido es la cromatografía de capa fina (TLC). La base física de la

separación es la adsorción, donde la fase estacionaria es, en general sólida, en forma de un

revestimiento fino en una placa plana metálica, de vidrio o de plástico que le que sirve de soporte.

La muestra debe ser aplicada sobre la forma de una pequeña gota o banda muy fina sobre el

adsorvente a cerca de 1,5 cm del borde de la placa y esta debe ser colocada dentro de una cámara

cerrada, previamente saturada con el eluyente (Figura I. 14). Después se realiza la separación

cromatográfica y las diferentes manchas obtenidas re recogen raspando la placa y posteriormente

se extraen con un solvente apropiado para sus posterior análisis [37].

Figura I. 14. Cámaras de cromatografia en capa fina.


22

6.2. Análisis de los extractos lipofílicos por cromatografía de gases asociada a la

espectrometría de masas

La cromatografía de gases se utiliza para separar compuestos que se encuentran en

mezclas complejas, así como también es un método de identificación y determinación

cuantitativa de cada uno de esos componentes [1]. En este tipo de cromatografía la fase móvil es

un gas inerte y la fase estacionaria es líquida depositada en un soporte sólido apropiado, donde su

principio de operación envuelve la volatilización de la muestra, la separación de cada

componente en la columna y la detección de los diferentes componentes por el detector [1, 2].

La combinación de la cromatografía de gases con la espectrometría de masas (GC/MS)

resulta en una técnica analítica muy útil para el análisis de mezclas de compuestos orgánicos

volátiles o semi-volátiles [38], siendo por lo tanto útil en la identificación de cada uno de los

componentes existentes en los extractos lipofílicos obtenidos de los métodos de extracción atrás

citados.

Para el análisis por GC/MS es esencial que los compuestos existentes en la muestra sean

suficientemente volátiles a presión atmosférica para pasar a través del cromatógrafo de gases, por

lo que es necesario recurrir a métodos de derivatización cuando los compuestos a analizar no son

volátiles, esto es, métodos de conversión de ciertos compuestos en otros que sean compatibles

con el método analítico de GC/MS [39].

Compuestos como alcoholes, esteroles y otros con grupos funcionales polares pueden ser

derivatizados para conferirles estabilidad térmica y química, además de la volatilidad necesaria.

Para esto, se le pueden introducir grupos trimetilsililo (TMS) formando así éteres de trimetilsililo

que presentan características de fragmentación más favorables para la identificación de los

compuestos por sus espectros de masas [2, 39]. Varios reactivos pueden ser usados para la

preparación de los derivados TMS [2], pero en este caso se ha utilizado el N,O-

bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida (BSTFA) en presencia de piridina.

Los ácidos grasos se convierten normalmente en ésteres mediante metilación, habiendo

varios métodos de derivatización posibles tales como la utilización de trifluoruro de boro (BF3)

en metanol, ácido clorhídrico en metanol, ácido sulfúrico en metanol, metóxido de sodio en

metanol, metóxido de potasio o hidróxido de potasio en metanol, tetrametilguanidina en metanol,

diazometano en metanol, trimetilsilildiazometano (TMS-DM) en metanol, entre otros [2, 40]. En

este caso la metilación fue realizada con trimetilsilildiazometano en metanol debido a algunas


23

ventajas que este método de derivatización presenta. El trimetilsilildiazometano es

convenientemente y comercialmente una alternativa al método de derivatización con

diazometano, pues es más seguro de manipular y más estable, la esterificación procede

instantáneamente con un exceso de TMS-DM y puede ser monitorizada por la desaparición del

color amarillo del reactivo y por la liberación de gas, además de que la metilación con

diazometano no actúa en acilglicéridos [40]. La utilización de TMS-DM también causa la

formación de algunos productos no deseados, llamados artefactos, pero presenta la ventaja de no

alterar las características principales del ácido por alteraciones en la configuración geométrica de

los dobles enlaces, por lo que no causa la formación de metoxiartefactos asociados a las

metilaciones catalizadas por ácidos (BF3, ácido clorhídrico o ácido sulfúrico en metanol) [40].

Así TMS-DM es un método satisfactorio de metilación de ácidos grasos con poca evidencia de

formación de artefactos.

Por otro lado, también son importante en el análisis de lípidos por GC/MS las

características de las columnas cromatográficas, que permitan separar e identificar compuestos de

alto peso molecular como ceras, ésteres de esteroles, triglicéridos, etc. Se han realizado estudios

sobre procedimientos para el análisis de los extractos lipofílicos de las maderas por GC/FID y

GC/MS, en donde se usaron diversas columnas de diferente longitud y diferentes programas de

temperatura [41]. En estos estudios, las columnas capilares seleccionadas para el análisis de

lípidos por GC/FID son cortas (de 5 m) ya que proporcionan una conveniente elución y

separación de lípidos de alto peso molecular, además del análisis ocurrir en un corto período de

tiempo (20 min). Columnas menores de 5 m no son convenientes ya que no proporcionan la

resolución necesaria para análisis cuantitativos. En el caso de los análisis por GC/MS, los

cromatogramas obtenidos tienen que ser reproducibles con los obtenidos por GC/FID usando

columnas capilares de 5 m para identificar los diferentes compuestos. No obstante, en el sistema

GC/MS no se pueden usar columnas tan cortas, usándose normalmente columnas de 10-15 m.

Esta longitud de columna es apropiada para el análisis de lípidos de alto peso molecular por

GC/MS proporcionando resultados en un corto período de tiempo (30 min), incrementando para

esto la temperatura final a 380 ºC.


24

6.3. Pirólisis-cromatografía de gases-espectrometría de masas (Py-GC/MS) como

técnica analítica para análisis de la lignina

La pirólisis es un método degradativo que transforma compuestos complejos no volátiles

en una mezcla de fragmentos volátiles por descomposición térmica en ausencia de oxígeno [34],

que se lleva a cabo habitualmente a temperaturas de entre 400ºC y 800ºC y en condiciones de

atmósfera inerte [42].

En la pirólisis, se producen roturas de los enlaces por acción del calor, pues cuando la

energía aplicada a la molécula es mayor que la energía de enlaces específicos ocurre la

disociación de éstos de una forma predecible y reproducible, pudiendo obtener cierta información

en relación a la molécula original a través del análisis de los productos de degradación formados

[34, 43]. Los fragmentos resultantes de la pirólisis pueden ser separados por cromatografía de

gases e identificados por espectrometría de masas, utilizándose para esto el método de la pirólisis

acoplado a GC/MS, ahora Py-GC/MS.

La Py-GC/MS es un poderoso método para el análisis de materiales lignocelulósicos

(Figura I.15), especialmente de la lignina pues aunque las cadenas laterales de los monómeros de

la lignina sean parcialmente destruidas, los substituyentes de las diferentes unidades H, G, S de la

lignina no lo son [33]. La lignina es pirolizada para producir una mezcla de compuestos fenólicos

que resultan de la rotura no sólo de enlaces éter, sino también de ciertos enlaces C-C, reteniendo

estos fenoles las características de substitución del polímero de lignina y siendo posible por lo

tanto identificar los diferentes componentes de ligninas provenientes de unidades H, G y S [7, 15,

43, 44].

La Py-GC/MS presenta diversas ventajas frente a otros métodos degradativos, pues es una

técnica analítica rápida que proporciona resultados en apenas un paso, siendo necesaria poca

cantidad de muestra y una simple preparación de la misma (secar y pesar) [7, 15, 34, 45].

También presenta ventajas frente a los métodos clásicos de análisis de la lignina, pues no es

necesario aislar la lignina de la muestra, permitiendo el análisis de la lignina in situ [34].

Además, es una técnica reproducible permitiendo resultados válidos tanto cualitativamente como

cuantitativamente.


25

Figura I. 15. Productos de la pirólisis de los principales componentes de los materiales lignocelulósicos [46].

Celu los a

Hemicelu losas

Lignina

Levoglusano y otros

Glicoaldehídos

Ácido acético y fórmico

Furfura l y productos resinosos de su reacción confenoles en el me dio ácido d e la pirólis is

Carbón

Fenoles

Celu los a

Hemicelu losas

Lignina

Levoglusano y otros

Glicoaldehídos



Carbón

Fenoles

Celu los a

Hemicelu losas

Lignina

Levoglusano y otros

Glicoaldehídos



Carbón

Fenoles

II. Material y métodos

26

II. MATERIAL Y MÉTODOS

1. Muestras

La fibra utilizada en este estudio fue suministrada por CELESA (Tortosa, España), siendo

ésta la fibra de la planta de curauá (Ananas erectifolius). La fibra de la planta de Curauá se molió

finamente en un molino de cuchillas (Janke y Kunkel, Analysenmühle) antes de realizar los

análisis que se describen a continuación. Muestras de pasta y lejías negras, resultantes de un

proceso de cocción a la soda-AQ para la obtención de pasta de papel, también fueron

suministradas por CELESA.

2. Extracción de los compuestos extraíbles lipofílicos

Los compuestos extraíbles lipofílicos de la fibra de la planta de curauá (molida) y de la

pasta resultante del proceso de cocción se extrajeron con acetona en un extractor de tipo soxhlet

durante ocho horas. En el caso de la lejía negra se realizó una extracción líquido/líquido con

hexano/acetona (2:1) a pH 12 [21]. El disolvente, en cada uno de los casos, se evaporó a

sequedad en un rotavapor y los extractos se pesaron.

Los extractos lipofílicos obtenidos se redisolvieron en cloroformo y se analizaron por GC

y GC/MS. Algunas muestras se derivatizaron con N,O-bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida

(BSTFA) en presencia de piridina a 70 ºC durante 2 horas (sililación), o con

trimetilsilildiazometano y metanol (metilación).

3. Fraccionamiento de los compuestos extraíbles lipofílicos por extracción en fase

sólida (SPE)

Los compuestos extraíbles lipofílicos se fraccionaron en sus distintas series homólogas a

través de una extracción en fase sólida.

Los extractos lipofílicos obtenidos anteriormente fueron separados en distintas fracciones

por elución en una columna en orden creciente de polaridad. La columna consiste en un cartucho

con fase de aminopropilo (500 mg) Millipore, Milford, MA, USA. Se utilizó una cantidad de

extracto lipofilico total entre 5-20 mg que se redisolvió en una cantidad mínima (< 0,5 mL) de

hexano-cloroformo (4:1). La columna se acondicionó previamente con hexano (4 mL). La

primera fracción se eluyó con 8 mL de hexano, la segunda con 6 mL de una solución de hexano-


27

cloroformo (5:1), la tercera con 10 mL de cloroformo y la cuarta fracción con 10 mL de una

solución de éter dietílico-ácido acético (98:2) [6, 41]. Cada fracción aislada se secó con

nitrógeno, se pesó y se procedió a su análisis por GC y GC/MS.

4. Análisis por GC y GC/MS de los extractos lipofílicos totales y sus fracciones

Se usó un cromatógrafo de gases HP 5890 (Hewlett-Packard, Hoofddorp, Netherlands)

equipado con un detector de ionización de llama (FID, flame ionization detector) y una columna

capilar corta de alta temperatura de sílice fundida (DB-5HT; 5 m × 0,25 mm I.D., con 0,1 µm de

espesor de película) para análisis por GC. Las temperaturas del inyector y del detector fueron de

300 ºC y 350 ºC, respectivamente. El gas portador utilizado fue el Helio y la inyección fue

realizada en modo splitless. El programa de temperaturas del horno fue de 100 ºC (1 min) a 350

ºC (3 min) a 15 ºC/min, manteniendo la temperatura final por 5 minutos.

Para la separación e identificación de los compuestos individuales se usó un cromatógrafo

de gases Varian Star 3400 acoplado a un detector de trampa de iones (ITD, Varian Saturn 2000)

usando una columna capilar de 15 m × 0,25 mm DB-5HT (0,1 µm, J&W Scientific). El gas

portador fue Helio y la inyección fue realizada en modo splitless. Las muestras se inyectaron con

un inyector automático (Varian 8200). La temperatura del inyector durante la inyección fue de

120 ºC y 0,1 min después de la inyección se programó a 380 ºC (10 min) a una velocidad de 200

ºC/min. El horno se programó a 120 ºC durante 1 min y a 380 ºC durante 5 min a 10 ºC/min. Las

temperaturas del ITD y de la línea de transferencia fueron de 200 ºC y 300 ºC respectivamente.

5. Determinación de la fracción hidrosoluble

El porcentaje de los compuestos solubles en agua para la fibra de la planta de Curauá y

para la pasta se determinó según la norma Tappi T 207 om-88. Para ello, la fibra libre de

compuestos extraíbles se extrajo con agua a 100 ºC durante 3 horas. El extracto se evaporó y se

secó a 100 ºC para su determinación gravimétrica.

6. Determinación de la lignina Klason o lignina ácido insoluble

La lignina Klason se determinó según la norma Tappi T222 om-88 con algunas

modificaciones. En este método, la fibra de la planta de curauá y la pasta libres de compuestos

extraíbles e hidrosolubles se sometieron a una hidrólisis con H2SO4. Para ello, aproximadamente


28

300 mg de cada muestra se colocaron en frascos pirex con 3 mL de H2SO4 al 72% y se

mantuvieron en un baño de agua a 30 ºC durante 1 hora. Posteriormente se diluyó con 84 mL de

agua para obtener la concentración de ácido de 4% y se colocó en una autoclave durante 1 hora a

120 ºC. La lignina Klason se retuvo por filtración en filtros de vidrio poroso (previamente tarados

tras 4 horas a 100 ºC). El residuo insoluble (lignina Klason) se lavó con agua destilada hasta pH

neutro y seco para cuantificación gravimétrica.

7. Determinación de la composición de los polisacáridos

La composición en monosacáridos de la fibra de la planta de curauá y de la pasta se

determinó según la norma Tappi T 249 om-85 con algunas modificaciones. Del hidrolizado

proveniente de la obtención de la lignina Klason, se retiraron 3 mL, se colocaron en un tubo de

centrífuga y se adicionó a cada uno 1 mL de inositol (1 mg/mL), como patrón interno. Las

mezclas se neutralizaron con carbonato de bario, se diluyeron y se centrifugaron durante 5 min a

90000 rev/min. El sobrenadante de cada tubo se recogió y se secó. A continuación, se añadió

borohidruro sódico, para promover la reducción de los monosacáridos. Después de 12 horas las

muestras se acidificaron con HCL y se secaron en un rotavapor a 50 ºC. Al residuo de cada tubo

se le adicionaron 2 mL de metanol y se secó, repitiendo esta operación 3 veces, para eliminar el

borohidruro sódico. Una vez reducidas las muestras, se acetilaron con 0,250 mL de piridina y

0,250 mL de anhídrido acético durante 1 hora a 100 ºC y evaporando de nuevo hasta obtención

de un extracto seco.

Después de preparadas las muestras se analizaron en un cromatógrafo de gases Perkin

Elmer Sigma 3, utilizando una columna (2m × 2mm) con 3% SP-2340 sobre 100/120

Supelcoport como fase estacionaria, nitrógeno como gas portador (30 mL/min), una rampa de

temperatura de 10 ºC/ min desde 200 ºC (3 min) hasta 230 ºC (8 min) y un detector FID.

8. Determinación de la composición química de la lignina por pirólisis-

cromatografía de gases/ espectrometría de masas (Py-GC/MS)

Para la pirólisis de la fibra de la planta de curauá y de la pasta se utilizó un pirolizador de

micro-horno (Frontier Lab), acoplado a un equipo Agilent GC/MS, con una columna de 30 m ×

0,25 mm DB-5 (0,25 µm de espesor de película). En una cápsula metálica, se depositaron 0,5-1

mg de muestra finamente dividida y se introdujo en la cámara del microhorno donde se pirolizó a


29

600 ºC.. El cromatógrafo se programó desde 40 ºC (1 min) hasta 300 ºC, con una rampa de 6

ºC/min, manteniéndose 20 min la temperatura final. El inyector y el detector se mantuvieron a

300 ºC.

9. Análisis de metales pesados por ICP-OES

Las muestras de la fibra de la planta de curauá y de pasta, una vez lavadas y secas, se

molieron y se realizó la digestión ácida. Para ello, se añadieron 4 mL de ácido nítrico

concentrado a 0,5 mg de muestra, dejándolas 15 min en un horno microondas (Jones &Case,

1990). Posteriormente se filtraron con filtro Whatman del número 2 y se recogieron en un matraz

que se enrasó hasta 50 mL.

La concentración de metales en la disolución obtenida se determinó por espectrometría de

emisión por plasma (ICP-OES) en un espectrómetro Termo Jarrel Ash, modelo IRIS Advantages.

10. Análisis microscópico de la pasta por microscopía electrónica de barrido

(SEM)

Debido a la naturaleza aislante de la celulosa, para el análisis por SEM, las muestras de

pasta se cubrieron superficialmente con un film conductor de electrones, siendo en este caso un

film de oro. Posteriormente, las muestras se examinaron mediante un microscopio electrónico

JEOL JSM-5400 utilizando 5 a 10 kV. Las muestras de pasta se secaron previamente. La

principal razón es el elevado vacío que debe ser suministrado a la columna del microscopio para

permitir que electrones primarios migren de su fuente de emisión con una energía suficiente para

interaccionar con la superficie de la fibra y poder dar señales. Estas señales de electrones son

generalmente detectadas con detectores de electrones secundarios (SE) y/o electrones dispersados

(BSE).

III. Resultados y discusión

30

III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En el presente estudio, se determinó la composición química de la fibra de la planta de

Curauá, de la pasta y lejía negra resultantes del proceso de fabricación de la pasta de papel

(proceso a la soda-AQ). Los principales constituyentes de la fibra y pasta se muestran en la Tabla

III. 1.

Tabla III. 1. Composición general de los principales constituyentes de la fibra de la planta de Curauá y de la pasta resultante del proceso de cocción (Porcentaje).

Fibra PastaHolocelulosa 75,19 84,73Compuestos extraíbles 5,29 0,30Compuestos hidrosolubles 5,05 1,10Lignina Klason 4,86 0,00Arabinosa 2,72 3,87Xilulosa 7,98 6,52Manosa 3,50 3,04Galactosa 0,24 0,00Glucosa 85,57 86,57

En la Figura III. 1 se puede observar el aspecto de las muestras de la fibra y pasta, donde

se puede notar que la pasta se encuentra en una forma muy compacta, siendo difícil de separar las

fibras y por lo cual el proceso de obtención de pasta está siendo estudiado. Se pretende por lo

tanto averiguar cuál o cuáles de los constituyentes de la fibra son los que causan principalmente

estos problemas en la fabricación de la pasta.

Figura III. 1. Muestras de fibra (A) y pasta (B) de la planta de Curauá.

A BA B


31

1. Composición química de las hemicelulosas

Las hemicelulosas son heteropolisacáridos, y su composición en azúcares neutros puede

ser estudiada tras hidrólisis ácida. La Tabla III. 2 presenta el análisis cuantitativo de los azúcares

neutros de las fibras y pasta de curauá.

Tabla III. 2. Composición en azúcares neutros de la fibra de la planta de Curauá y de la pasta resultante del proceso de cocción.

Muestra Glu Xil Man Arab Galac RamnFibra 85,57 7,98 3,50 2,72 0,24 0,00

Pasta 86,57 6,52 3,04 3,87 0,00 0,00 Resultados expresados en porcentaje. Glu: glucosa, Xil: xilulosa, Man: manosa, Arab: arabinosa, Galac: galactosa, Ramn: ramnosa.

Los azúcares neutros se analizaron, en la fibra y en la pasta, libres de compuestos

extraíbles lipofílicos y compuestos hidrosolubles, por cromatografía de gases tras su conversión

en acetatos de alditol. Mediante dicha conversión, los isómeros de cada monosacárido se

transforman en una sola especie a cuantificar, presentando el cromatograma un único pico para

cada tipo de azúcar. Otra ventaja es que mediante este método sólo se analizan aquellas especies

moleculares susceptibles de ser convertidas en acetatos de alditol (azúcares), evitando la

interferencia con otro tipo de compuestos que pueden estar presentes en la muestra.

Además de la glucosa, que proviene fundamentalmente de la celulosa, la xilosa es el

monosacárido predominante, confirmando la importancia de los xilanos en la estructura de la

pared celular. Manosa, arabinosa y galactosa se encuentran en menores cantidades, siendo la

galactosa la que se encuentra en menor cantidad de todas, no estando presente en la pasta.

2. Determinación de cationes metálicos

Se determinó el contenido en cationes metálicos de la fibra de Curauá y de la pasta

resultante del proceso de cocción (Tabla III. 3). En la pasta se observa una acumulación de Cu y

Zn en comparación con la fibra de curauá. Es posible que exista algún tipo de compuesto que, por

cualquier razón, precipite junto con el Zn en el proceso de cocción y que sea esta la causa del

problema de aglomeración presentado por la pasta. Así, se plantea la hipótesis de tratarse de un


32

material mucilaginoso (polisacárido en donde el ácido D-galacturónico podría ser uno de los

componentes característicos), pues estos materiales pueden dificultar el proceso de

deslignificación y dan lugar a un oscurecimiento de la pasta [30, 47].

Tabla III. 3. Contenido en cationes metálicos de la fibra de la planta de Curauá, de la pasta resultante del proceso de cocción y de la pasta resultante del proceso de cocción de las fibras de Cáñamo (para comparación).

Al B Ca Cd Co Cr Cu Fe K Mg Mn Na Ni P Pb S Sr Ti Zn ZrFibra 86,2 8,46 2025 0 0 2,16 2,41 81,8 2770 945 120,0 95 0,67 70 4,57 359 9,8 0,9 4,29 0,02

Pasta(Curauá) 66,5 0,64 6515 0 0,15 1,57 192 189 20,0 1240 93,9 540 0,69 80 2,64 241 32,4 1,37 202 0,37

Pasta(Cáñamo) 868 3,1 2917 0,18 0,79 4,44 3,69 1524 290 1150 40 557 3,1 40,0 0 123 15,4 87,1 20,4 0,08

Los metales están expresados en mg/kg.

Para reducir en la pasta el contenido de cationes metálicos y de materiales mucilaginosos

(en el caso de que existan) se puede realizar un lavado ácido en la pasta inicial [30, 48]. No

obstante, paralelamente a la eliminación de metales de transición, se pueden producir

disminuciones importantes de otros metales como el magnesio, el calcio o el sodio, siendo

algunos de estos metales alcalinotérreos importantes, en especial el magnesio, pues ayudan a

controlar la descomposición del peróxido de hidrógeno en la etapa de blanqueo y ayudan a

prevenir la despolimerización de la celulosa. Por esta razón, hay que tener en cuenta que, cuando

se realiza un lavado ácido, es necesaria una reposición de magnesio en una etapa posterior con

peróxido de hidrógeno [48].

En general, los efectos negativos que conlleva la presencia de cationes metálicos en la

pasta se resumen en la descomposición de los agentes de blanqueo, el incremento en el consumo

de reactivos, reversión de la blancura, deposiciones en los circuitos y en propiedades físico

mecánicas y ópticas de los papeles menos favorables. La presencia de los cationes metálicos en la

pasta presenta diferentes orígenes y su contenido puede ser muy variable, siendo retenidos en la

pasta mediante dos mecanismos diferentes. Por un lado el intercambio iónico con grupos ácidos y

por el otro, formando complejos moleculares. Las pastas presentan propiedades de intercambio


33

iónico debido a que contienen grupos de ácidos débiles, que incluyen ácidos carboxílicos,

fenólicos y hexenurónicos [48].

3. Análisis por microscopía electrónica de barrido (SEM) de la pasta resultante

del proceso de cocción a la soda-AQ de la fibra de curauá

La microscopía electrónica de barrido (SEM) es una técnica que se ha utilizado para poder

observar los cambios en la superficie de la fibra. Debido a que esta técnica permite observar la

superficie de las fibras proporcionando gran aumento, elevada resolución, gran amplitud de

campo y además un análisis químico de la superficie [49], se analizó la pasta con el fin de

obtener mayor información sobre qué es lo que provoca su aglomeración, además de observar

cómo se encuentran distribuidos los metales pesados sobre la superficie de la pasta y en qué

zonas (fibrosas o aglomeradas) se encuentran en mayor cantidad.

En la Figura III. 2 se pueden observar fotos de microscopía SEM de la pasta resultante del

proceso de cocción a la soda-AQ de la planta de curauá y el llamado “retrodispersado” donde se

observa claramente la distribución del Zn.

Figura III. 2. Fotos de microscopía SEM de la pasta resultante del proceso de cocción a la soda-AQ de la planta de curauá. (A) Foto de la pasta. (B) “Retrodispersado” donde se observa la distribución del zinc (distribuido en las zonas más claras).

En la foto de la superficie de la pasta se observan zonas muy aglomeradas y otras en

donde las fibras ya se encuentran más separadas. En el “retrodispersado”, por otro lado, se

A BA B


34

observa en la misma superficie de la pasta la distribución química de los elementos, siendo la

zona más clara una zona en donde hay elementos con mayor número atómico que en este caso

corresponde al zinc, pues es éste el elemento mayoritario indicado en el análisis químico (Figura

III. 3).

Figura III. 3. Distribución química de los elementos en la superficie de la pasta estudiada por SEM. Como se ha mencionado anteriormente, se observa en la Figura III. 2 y en la Figura III. 3,

que el zinc es el elemento que se encuentra en mayor cantidad en las zonas más aglomeradas de

la pasta, por lo que es probable que algún otro tipo de compuestos (posiblemente un

carbohidrato) precipite junto con el zinc en el proceso de cocción y que sea esto lo que cause la

aglomeración de la pasta.

4. Composición química de la lignina

La caracterización de la lignina de la fibra de la planta de curauá y de la pasta resultante

del proceso de cocción se efectuó utilizando la técnica de pirólisis asociada a la cromatografía de

gases y espectrometría de masas (Py-GC/MS).

La técnica de pirólisis en combinación con cromatografía de gases y espectrometría de

masas ha sido ampliamente utilizada para la caracterización de la lignina en materiales

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 120keV

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 120 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 120 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 120keV


35

lignocelulósicos. Cuando el material lignocelulósico se piroliza, los productos de degradación de

los carbohidratos y lignina pueden separarse por cromatografía de gases e identificarse por

espectrometría de masas, siendo los picos de lignina fácilmente reconocidos por espectrometría

de masas debido a la abundancia del ión molecular.

En la Figura III. 4 se muestran los pirogramas de la fibra de curauá y de la pasta, y los

números de los picos cromatográficos están detallados en la Tabla III. 4.

Los pirogramas de la fibra y de la pasta muestran que hay un predominio de los

compuestos derivados de carbohidratos (con grandes cantidades de levoglucosano) y cantidades

menores de derivados fenólicos procedentes de los compuestos fenilpropano. Los productos de la

pirólisis de los carbohidratos representan un 86,50% para la fibra y 93,62% para la pasta y los

compuestos fenólicos de la lignina representan 13,50% para la fibra y 6,38% para la pasta, siendo

la relación lignina/carbohidratos para la fibra y para la pasta de 0,16% y 0,07%, respectivamente.

El pirograma referente a la fibra de la planta de curauá muestra la existencia de

compuestos derivados de unidades guayacilo (G), siringilo (S) y p-hidroxifenilo (H) de lignina

(como es normal en plantas anuales), con mayor cantidad en unidades de lignina S (relación S/G

de 1,56), lo que está de acuerdo con los resultados publicados por otros autores [16]. En el caso

de la pasta resultante del proceso de cocción, hay predominio de unidades G sobre las unidades S

(relación S/G de 0,10) y no se observan compuestos derivados de unidades H.

Entre los compuestos derivados de la lignina, los identificados en mayor cantidad en el

caso de la fibra de curauá son el 4-metilfenol (13), guayacol (14), 4-vinilfenol (19), 4-

etilguayacol (22), 4-vinilfenol (23), siringol (24), 4-etilsiringol (35) y el 4-vinilsiringol (36). En

el caso de la pasta, los compuestos derivados de la lignina identificados en mayor cantidad son el

guayacol y el 4-etilguayacol. Por otro lado, también se identificaron compuestos derivados de la

lignina más oxidados, como la vainillina (28), siringaldehido (40), acetosiringona (44),

t-coniferaldehido (43), siringilacetona (45) y sinapaldehido (46) en la fibra de curauá.


36

Figura III. 4. (A) Pirograma de la fibra de la planta de curauá y (B) pirograma de la pasta resultante del proceso de cocción. La identidad y abundancia relativa de los compuestos numerados se muestra en la Tabla III. 4.

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

1

23

5

6

7

8

9

1012

14 15

17

18

20

2123 24

34

42 43 46

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

1

23

5

6

7

8

9

1012

1

2

4

68

9

10

12

15

17

19

20

21

22

2425

26 29 3133

36

37 39 4142

454644

34

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

1

23

5

6

7

8

9

1012

14 15

17

18

20

2123 24

34

42 43 46

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

1

23

5

6

7

8

9

1012

1

2

4

68

9

10

12

15

17

19

20

21

22

2425

26 29 3133

36

37 39 4142

454644

34

min


37

Tabla III. 4. Productos derivados de la pirólisis de la fibra de la planta de Curauá y de la pasta resultante del proceso de cocción.

no Compuesto Origen Fragmentos de masa MW % en la fibra % en la pasta1 Ácido acético C 45/60 60 35,35 18,022 2-hidroxipropanal C 43/74 74 2,68 6,083 (3H) Furan-2-ona C 55/84 84 2,54 3,624 1,3-hidroxidihidro-2 (3H)-furanona 58/102 102 5,79 1,875 (2H) Furan-3-ona C 55/84 84 1,23 4,416 2-furaldehido C 67/95/96 96 5,68 13,957 cyclopent-1-eno-3,4-diona C 54/68/96 96 0,82 1,088 (5H) furan-2-ona C 55/84 84 4,83 5,579 2,3-dihidro-5-metilfuran-2-ona C 55/69/98 98 8,45 12,7310 4-hidroxi-5,6-dihidro-(2H)-piran-2-ona C 58/85/114 114 2,46 6,7711 3-hidroxi-2-metil-2-ciclopenten-1-ona C 55/85/112 112 1,61 3,6812 2-hidroxi-3-metil-2-ciclopenten-1-ona C 55/85/112 112 4,40 6,8813 4-metilfenol LH 77/107/108 108 0,65 -14 guayacol LG 81/109/124 124 0,46 1,7315 2-furanoato de metilo C 67/95/126 126 0,38 0,6116 4-metilguayacol LG 95/123/138 138 0,08 -17 3,4-dihidroxibenzaldehido LM 81/109/137/138 138 0,30 0,3518 catecol LM/C 64/81/92/110 110 3,01 4,1519 4-vinilfenol LH 65/91/120 120 2,17 -20 5-hidroximetil-2-furaldehido C 69/97/109/126 126 1,72 11,4721 3-metoxicatechol LM 60/97/125/140 140 0,38 0,4222 4-etilguayacol LG 122/137/152 152 0,20 0,9523 4-vinilguayacol LG 107/135/150 150 0,94 0,1024 siringol LS 111/139/154 154 0,67 0,2125 eugenol LG 131/149/164 164 0,12 -26 4-propilguayacol LG 122/136/166 166 0,03 -27 pirogalol LM 52/80/97/108/126 126 0,46 -28 vainillina LG 109/151/152 152 0,51 -29 cis-isoeugenol LG 131/149/164 164 0,04 -30 4-metilsiringol LS 125/153/168 168 0,18 -31 t-isoeugenol LG 131/149/164 164 0,06 -32 4-propinilguayacol LG 77/91/119/147/162 162 0,02 -33 acetovainillona LG 123/151/166 166 0,04 -34 levoglucosano C 60/98 162 8,56 50,2135 4-etilsiringol LS 167/182 182 1,07 -36 4-vinilsiringol LS 137/165/180 180 0,90 -37 4-alilsiringol LS 167/179/194 194 0,10 -38 4-propilsiringol LS 123/167/196 196 0,11 -39 cis-4-propenilsiringol LS 167/179/194 194 0,05 -40 siringaldehido LS 167/181/182 182 0,14 -41 4-propinilsiringol LS 106/131/177/192 192 0,08 -42 t-4-propenilsiringol LS 167/179/194 194 0,42 0,0243 t-coniferaldehido LG 107/135/147/178 178 0,05 0,1944 acetosiringona LS 153/181/196 196 0,08 -45 siringilacetona LS 123/167/210 210 0,10 -46 t-sinapaldehido LS 137/165/180/208 208 0,07 0,06

%H 30,14 -%G 27,33 91,06%S 42,54 8,94S/G 1,56 0,10%L 13,50 6,38%C 86,50 93,62L/C 0,16 0,07

Peso molecular (MW), Abundancias molares relativas (%), Carbohidratos (C), Lignina modificada (LH), unidades de lignina S (LS), unidades de lignina H (LH) y unidades de lignina G (G).


38

La gran reducción en la relación S/G de la lignina residual en la pasata con respecto a la

lignina nativa en la fibra de curauá demuestra la degradación preferencial de las unidades de

lignina S (versus unidades de lignina G) durante el proceso de cocción. En este sentido, la

existencia de mayor cantidad de unidades de lignina S en la fibra de curauá es ventajosa para la

deslignificación durante el proceso a la soda-AQ, ya que la lignina S, debido a su menor grado de

condensación, es más fácil de oxidar y eliminar que la lignina G.

5. Composición química de los compuestos extraíbles lipofílicos

Se obtuvieron los extractos solubles en acetona y se analizaron por GC y GC/MS para

obtener información sobre la composición de los compuestos extraíbles lipofílicos de la fibra de

la planta de curauá, de la pasta y de la lejía negra resultantes del proceso de cocción, ya que son

este tipo de compuestos los que causan pricipalmente problemas de pitch, provocando el

aparecimiento esporádico de manchas oscuras o translúcidas en el producto final.

La cantidad, en porcentaje, del extracto total en acetona es de 5,29%, 0,30% y 0,15% para

la fibra, pasta y lejía negra, respectivamente. Para la identificación de algunas series de

compuestos tales como ácidos, hidroxiácidos y alcoholes se derivatizaron alícuotas de los

extractos para un mejor análisis por GC/MS. Los cromatogramas de los extractos lipofílicos

totales derivatizados de la fibra de la planta de curauá y de la pasta y lejía negra resultantes de

proceso de cocción están representados en la Figura III. 5, y la identificación y cuantificación de

los compuestos se muestra en la Tabla III. 5. En la fibra y la pasta los componentes extraíbles

lipofílicos predominantes son los esteroles, ácidos grasos, cetonas esteroidales, alcoholes, ceras e

hidrocarburos esteroidales; en el caso de la lejía negra los ácidos grasos no se encuentran libres,

pues se disuelven durante el proceso de cocción y tampoco se encuentran ceras, ya que se

saponifican en la cocción alcalina. Adicionalmente, también se encuentran en la fibra y en la

pasta glicósidos de esteroles y en la fibra ésteres de esterol y glicéridos. En la pasta y en la lejía

negra no se han detectado ésteres de esterol ni glicósidos de esteroles.


39

Figura III. 5. Cromatogramas de los extractos lipofílicos totales de la fibra de curauá, pasta y lejías negras (metilados y sigilados). Ac: ácidos grasos, Al: alcoholes, *: talato, αOH y ωOH: α y ω-hidroxiácidos, C: ceras, COHAc:OH: ceras compuestas por hidroxiácidos y alcoholes, CM: monoglicérido, ωOHM: ester de glicerol constituido por una molécula de hidroxiácido, SG: sitosteril β-glucopiranósido, CG: campesteril β-glucopiranósido.

5 10 15 20 25 minutes

Al20

Al22

Al23

Al24

Al25

Al26Al27

Al28

SitosterolCampesterol

* Al22

Al22

Al24

Al24

αOH20+

TalatoαOH22

ωOH22αOH24αOH25

ωOH24αOH26

Sitosterol

C24M

C26M

C28M

Éster de sitosterol

Éster de campesterol

ωOH24MωOH26M

ωOH28MCOHAc:OH22

COHAc:OH24SGCG

ωOH16

Al20

ωOH18

ωOH22

Al26

ωOH24

Sitosterol

5 10 15 20 25 minutes

Al20

Al22

Al23

Al24

Al25

Al26Al27

Al28

SitosterolCampesterol

* Al22

Al22

Al24

Al24

αOH20+

TalatoαOH22

ωOH22αOH24αOH25

ωOH24αOH26

Sitosterol

C24M

C26M

C28M

Éster de sitosterol

Éster de campesterol

ωOH24MωOH26M

ωOH28MCOHAc:OH22

COHAc:OH24SGCG

ωOH16

Al20

ωOH18

ωOH22

Al26

ωOH24

Sitosterol

Fibra

Pasta

Lejías negras


40

Tabla III. 5. Composición de los lípidos (mg por Kg) de fibra de la planta de Curauá, pasta y (mg/L) lejía negra resultantes del proceso de cocción.

Compuesto Fragmentos MW Fibra Pasta lejía negraHidrocarburos esteroidales 119,29 51,51 38,73 Ergostatrieno 135/143/380 380 23,83 21,71 17,68 Ergostadieno 81/147/367/382 382 14,36 2,17 12,43 Estigmastadieno 81/147/381/396 396 71,75 2,01 0,85 Estigmasta-3,5,22-trieno 135/143/394 394 2,60 21,37 4,41 Estigmasta-3,5-dieno 81/147/381/396 396 6,75 4,25 3,36

Ácidos grasos 805,68 236,59 0,00ácido n-tetradecanoico 73/117/145/285* 285* tr tr 0,00ácido n-pentadecanoico 73/117/145/299* 299* tr tr 0,00ácido 9-hexadecenoico 55/69/236/254 254 7,60 21,46 0,00ácido n-hexadecanoico 60/73/129/256 256 162,52 30,29 0,00ácido 9,12-octadecadienoico 67/81/280 280 23,04 4,57 0,00ácido 9-octadecenoico 55/69/264 282 91,59 33,20 0,00ácido n-octadecanoico 60/73/129/284 284 262,04 59,77 0,00ácido n-eicosanoico 60/73/129/312 312 24,16 12,21 0,00ácido n-docosanoico 60/73/129/340 340 138,21 47,23 0,00ácido n-tetracosanoico 60/73/129/368 368 96,52 27,86 0,00

ω-Hidroxiácidos 1343,85 603,98 0,00ácido 16- hidroxihexadecanoico 311/343/359# 374# tr 231,23 0,00ácido 18-hidroxioctadecanoico 339/371/387# 402# tr 67,78 0,00ácido 18-hidroxi-9-octadecenoico 337/369/387# 400# 0,00 224,34 0,00ácido 20-hidroxieicosanoico 367/399/415# 430# tr 12,83 0,00ácido 22-hidroxidocosanoico 395/427/443# 458# 235,00 43,04 0,00ácido 24-hidroxitetracosanoico 423/455/471# 486# 367,03 24,76 0,00ácido 26-hidroxihexacosanoico 451/483/499# 514# 532,45 tr 0,00ácido 28-hidroxioctacosanoico 479/511/527# 542# 119,22 tr 0,00ácido 30-hidroxitriacontanoico 507/539/555# 570# 90,15 0,00 0,00

α-Hidroxiácidos 226,50 0,00 0,00ácido 2-hidroxieicosanoico 73/117/355* 472* 62,73 0,00 0,00ácido 2-hidroxidocosanoico 73/117/149/383* 500* 19,86 0,00 0,00ácido 2-hidroxitetracosanoico 73/117/411* 528* 79,19 0,00 0,00ácido 2-hidroxihexacosanoico 73/117/439* 556* 64,72 0,00 0,00

Alcoholes 533,72 358,81 666,16n-octadecanol 75/103/327* 342* 0,00 0,00 trn-eicosanol 75/103/355* 370* tr 20,04 31,88n-heneicosanol 75/103/369* 385* 0,00 0,00 7,37n-docosanol 75/103/383* 398* 247,24 215,78 337,15n-tetracosanol 75/103/411* 426* 242,16 100,98 20,48n-pentacosanol 75/103/425* 440* 0,00 0,00 199,64n-hexacosanol 75/103/439* 454* 44,32 22,01 14,22n-heptacosanol 75/103/453* 468* 0,00 0,00 53,80n-octacosanol 75/103/467* 482* tr tr 1,62

Esteroles 618,67 191,57 458,40Campesterol 55/145/213/382/400 400 56,86 16,89 111,61Ergostanol 215/402 402 145,73 52,38 32,15Sitosterol 145/213/396/414 414 226,37 61,95 286,39 Estigmastanol 215/416 416 189,71 60,35 28,25

Cetonas esteroidales 57,94 33,68 25,37Estigmasta 3,5-dien-7-ona 174/269/410 410 7,71 17,10 12,17Estigmast-4-en-3-ona 124/229/412 412 24,39 3,87 9,10Estigmastadienona isómero 57/136/174/269/410 410 16,41 2,44 0,00Estigmastane-3,6-diona 245/287/428 428 9,43 10,27 4,10

Vitamina E 165/430 430 31,35 4,82 5,87


41

Tabla III. 5. (continuación) Compuesto Fragmentos MW Fibra Pasta lejía negraCeras 163,37 5,31 0,00C36 201/229/257/285/536 536 3,48 tr 0,00C37 243/257/550 550 tr tr 0,00C38 257/564 564 56,77 0,63 0,00C39 243/257/271/285/299/578 578 tr tr 0,00C40 257/285/313/592 592 46,51 3,07 0,00C40:1 264/283/590 590 tr tr 0,00C41 243/257/271/285/299/313/327/341/355/369/606 606 tr tr 0,00C42 257/285/313/341/620 620 32,21 0,89 0,00C42:1 264/283/618 618 tr tr 0,00C43 243/257/271/285/299/313/327/341/355/369/383/634 634 tr tr 0,00C44 257/285/313/341/648 648 19,09 0,72 0,00C46 257/285/313/341/369/397/676 676 5,31 tr 0,00COHAc:OH36 73/129/237/311/609 624 tr tr 0,00COHAc:OH37 73/129/237/311/623 638 tr tr 0,00COHAc:OH38 73/129/237/311/339/637 652 tr tr 0,00COHAc:OH40 73/129/237/311/339/367/395/665 680 tr tr 0,00COHAc:OH42 73/129/237/311/339/367/395/693 708 tr tr 0,00COHAc:OH44 73/129/339/367/395/721 736 tr tr 0,00

Ésteres de esteroles 89,45 0,00 0,00Éster de campesterol n.d 49,31 0,00 0,00Éster de sitosterol n.d 40,14 0,00 0,00

Glucopiranósidos 264,93 0,00 0,00campesteril 3 β-D-glucopiranósido 204/217/361/383* 850* 141,33 0,00 0,00sitosteril 3 β-D-glucopiranósido 204/217/361/397* 864* 123,60 0,00 0,00

Monoglicéridos 690,61 0,00 0,00Tetradecanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/343/431* 446* tr 0,00 0,00Hexadecanoato de2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/371/459* 474* tr 0,00 0,00Octadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/399/487* 502* tr 0,00 0,00Eicosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/427/515* 530* 31,65 0,00 0,00Docosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/455/543* 558* 288,15 0,00 0,00Tetracosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/483/571* 586* 179,27 0,00 0,00Hexacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/511/599* 614* 168,16 0,00 0,00Octacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/539/627* 642* 23,38 0,00 0,00Triacontanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/567/655* 670* tr 0,00 0,00

Diglicéridos tr 0,00 0,00P2 73/129/239/313/371/550/625* 640* tr 0,00 0,00PO 73/129/239/265/313/339/371/397/576* 666* tr 0,00 0,00

triglicéridos tr 0,00 0,00P2O 264/313/352/578 834 tr 0,00 0,00PSO 264/313/579/604 860 tr 0,00 0,00

Ésteres de Glicerol (con hidroxiácido) 960,86 0,00 0,0022-hidroxidocosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/203/486/543/631* 646* 116,85 0,00 0,0024-hidroxitetracosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/203/514/571/659* 674* 482,77 0,00 0,0026-hidroxihexacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/203/542/599/687* 702* 301,73 0,00 0,0028-hidroxioctacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo 73/103/129/147/203/570/627/715* 730* 59,51 0,00 0,00

Éteres de glicerol (con hidroxiácido) 76,64 0,00 0,00Ácido 22-(2,3-dihidroxipropoxi)docosanoico 73/103/129/147/203/485/573# 588# tr 0,00 0,00Ácido 24-(2,3-dihidroxipropoxi)tetracosanoico 73/103/129/147/203/513/601# 616# 33,92 0,00 0,00Ácido 26-(2,3-dihidroxipropoxi)hexacosanoico 73/103/129/147/203/541/629# 644# 42,72 0,00 0,00Ácido 28-(2,3-dihidroxipropoxi)octacosanoico 73/103/129/147/203/569/657# 672# tr 0,00 0,00Ácido 30-(2,3-dihidroxipropoxi)triacontanoico 73/103/129/147/203/597/685# 700# tr 0,00 0,00

trtrazas,*identificados en los extractos sililados, #identificados en los extractos metilados y sililados. P: ácido palmítico, S: ácido esteárico, O: ácido oleico.


42

Los extractos lipofílicos totales de la fibra y de la pasta se fraccionaron por SPE en cuatro

fracciones por orden creciente de polaridad, con el fin de aislar y purificar las distintas series

homólogas presentes, para una mejor identificación de los compuestos. Los cromatogramas

característicos de cada fracción se encuentran en la Figura III. 6. La primera fracción contiene

ésteres de esteroles, hidrocarburos esteroidales y ceras; la segunda fracción triglicéridos; la

tercera fracción esteroles y alcoholes; y finalmente la cuarta fracción ácidos grasos libres e

hidroxiácidos.

Figura III. 6. Esquema de elución del fraccionamiento realizado por SPE. Cromatogramas del extracto lipofílico total y de las diferentes fracciones (A-D) para la fibra de la planta de Curauá.

Ácidos grasos Ésteres de esteroltriglicéridos

Ceras

Esteroles

A B C D

Hexano8 mL

Hexano/CHCl3(5:1) 6mL

CHCl310 mL

Éter/AcOH(98:2) 10mLHexano

4 mL

Extracto total en Hexano/CHCl3 (4:1) 0,5 mL

1 1

Ceras Ésteres de esterol

Triglicéridos

Esteroles Ácidos grasos


43

5.1. Ácidos grasos

Los ácidos grasos están ampliamente distribuidos en la naturaleza, donde los de cadena

larga (>C22) derivan en gran parte de plantas superiores, mientras que los de cadenas más cortas

tienen su origen más universal, siendo característicos de algas y microorganismos [50]. A pesar

de que el número de ácidos grasos en las plantas es aproximadamente de 300, muchos de ellos

sólo se encuentran en unas pocas especies de plantas, donde la mayoría de éstos son ácidos

monocarboxílicos saturados o insaturados no ramificados con número de átomos de carbono par

[51].

En el presente trabajo, se identificó una serie de ácidos grasos, predominantemente pares,

en la fibra de la planta de Curauá y pasta resultante del proceso de cocción, desde el ácido

tetradecanoico (C14) hasta el ácido tetracosanoico (C24). El ácido n-octadecanoico o ácido

esteárico (C18:0) y el ácido n-hexadecanoico o ácido palmítico (C16:0) son los más abundantes,

seguidos del ácido 9-octadecenoico o ácido oleico (C18:1) y el ácido docosanoico (C22:0).

Los espectros de los ácidos grasos sin derivatizar presentan iones característicos a m/z 60

debido a una transposición de McLafferty, un fragmento a m/z 73 que corresponde a un simple

mecanismo de rotura entre C-3 y C-4, un fragmento a m/z 129. El ión molecular es visible en

estos espectros (Figura III. 7).

O OH

Figura III. 7. Espectro de masas del ácido n-hexadecanoico.

100 200 300 400 500 600m/z

0

25

50

75

100

100 200 300 400 500 600m/z

0

25

50

75

10060

129

171 213

256

Abundancia


44

La identificación de los ácidos grasos en los espectros de los extractos sililados también es

posible debido a su fragmentación característica (Figura III. 8), pues presentan iones a m/z 73

[(CH3)3Si]+ y 75 [(CH3)2SiOH]+, propios de los derivados trimetilsililo; a m/z 117 [OCOSiMe3]+

debido a una pérdida de un radical metilo del ión de m/z 132, siendo este último y otro a m/z 145

debidos a transposiciones de McLafferty; un fragmento a m/z 129, resultante de una reacción de

transferencia de protón en el ión de m/z 145, además de presentar un ión abundante a [M-15]+

debido a la pérdida de un radical metilo del grupo trimetilsililo [2, 39, 52].

Figura III. 8. Espectro de masas del derivado TMS del ácido hexadecanoico.

5.2. Alcoholes alifáticos

En la fibra de Curauá, así como en la pasta y lejía negra se identificó una serie de

alcoholes alifáticos (Figura III. 9), desde C20 a C28, con un predominio de los homólogos de

cadena par de átomos de carbono. Series de alcoholes alifáticos, predominantemente de cadena

par, se han identificado en otras plantas (eucalipto, lino, kenaf, entre otros) en el rango de C16 a

C32 [2, 8, 12].

40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 3400

50

100

4355

69

73

83 95

117

132

145

159 171 187 201213 227 241 257 269 285 299

313

328

40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 3400

50

100

40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 3400

50

100

4355

69

73

83 95

117

132

145

159 171 187 201213 227 241 257 269 285 299

313

328

[M-15]+

[M]+

m/z

Abundância

O OTMS


45

Figura III. 9. Cromatogramas de la serie de derivados TMS de los alcoholes alifáticos y del extracto lipofílico total sililado de la fibra de la planta de Curauá. (A) Cromatograma del extracto total y cromatogramas del ión característico de cada alcohol individual.

Los espectros de los derivados TMS de los alcoholes presentan un ión intenso a m/z 75 y a

[M-15]+ (la Figura III. 10 muestra un ejemplo del derivado TMS del octacosanol). Iones a m/z 89

y 103 [(CH3)SiOCH2]+ ayudan a distinguir los derivados TMS de los alcoholes de los derivados

TMS de los ácidos grasos [2].

40 80 120 160 200 240 280 320 360 400 440 4800

50

100

43 57

75

83

89

103

111

129 153 451

467

[M-15]+

m/z

Abundância OTMS

A

C20 m/z 355

C22

m/z 383

C24

m/z 411

C26

m/z 439

C28

m/z 467

5 10 15 20 25 30 min


46

Figura III. 10. Espectro de masas del derivado TMS del octacosanol.

Algunos alcoholes se encontraron en la lejía negra y no en la fibra ni en la pasta. Esto

puede deberse a que estos alcoholes se encontraban en la fibra en forma de ésteres (ceras y

ésteres de glicerol) y se han liberado en la cocción alcalina al producirse la hidrólisis de los

ésteres.

5.3. Hidroxiácidos

Al igual que los ácidos grasos, los hidroxiácidos están ampliamente distribuidos en la

naturaleza, aunque en menor proporción que aquéllos. Los α-hidroxiácidos se han identificado en

las ceras de plantas superiores y paredes celulares de bacterias. Los ω-hidroxiácidos también son

constituyentes tanto de microorganismos como de plantas superiores [50].

En la fibra de la planta de Curauá y en la pasta resultante del proceso de cocción se

encontraron tanto ω-hidroxiácidos como α-hidroxiácidos.

5.3.1. ω- hidroxiácidos

Se identificó una serie de ω-hidroxiácidos, desde C18 a C30, con predominio de los

homólogos pares, tanto en la fibra de la planta de Curauá como en la pasta, pero no se encontró

en la lejía negra. La detección de los ω-hidroxiácidos requirió su derivatización previa. Para ello,

los extractos lipofílicos se metilaron y seguidamente se sililaron.

Los TMS éteres de los metil ω-hidroxiácidos presentan fragmentos característicos a

[M-15]+, [M-31]+ y [M-47]+ (Figura III. 11) [50].

Figura III. 11. Espectro de masas del ácido 18-hidroxioctadecanoico metilado y sililado.

55

207 249

339

371

m/z 100 200 300 400 500 6000

25

50

75

100

100 200 300 400 500 6000

25

50

75

100

100 200 300 400 500 6000

25

50

75

100O OMe

TMSO

[M-47]+

[M-31]+

Abundancia


47

Los ω-hidroxiácidos también pueden ser caracterizados en los extractos sililados (sin

metilación previa), pues sus derivados TMS también presentan una fragmentación característica.

Se observan iones característicos de ésteres TMS alifáticos a m/z 117, 129 y un ión intenso a

[M-15]+. También se observan iones a m/z 204 y 217. Éstos resultan de transposiciones de grupos

trimetilsililo en cadenas largas de ω-hidroxiácidos o de ácidos dicarboxílicos. Para descartar la

posibilidad de que estos iones presentes en el espectro resulten de ácidos dicarboxílicos, basta

verificar la presencia de iones a m/z 89 y 103 ya que son característicos de alcoholes alifáticos [2,

13].

5.3.2. α-hidroxiácidos

La serie de α-hidroxiácidos se identificó en la fibra de la planta de curauá, en el rango del

ácido α-hidroxieicosanoico (C20) al ácido α-hidroxihexacosanoico (C26), con predominio de los

homólogos pares. Los espectros de masas presentan iones característicos de ésteres TMS

alifáticos (m/z 117 y 129). El pico base a [M-117]+ indica una rotura en α, la cual confirma la

presencia de grupos hidroxilo en la posición α del ácido graso. El espectro del ácido α-

hidroxidocosanoico se presenta en la Figura III. 12 [2].

Figura III. 12. Espectro del derivado TMS del ácido α-hidroxidocosanoico.

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%

73

149

207 311 341

383

439 515 568 637

117

O

OTMSTMSO

[M-117]+

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%

73

149

207 311 341

383

439 515 568 637

117

O

OTMSTMSO

O

OTMSTMSO

[M-117]+


48

5.4. Ceras

Las ceras están constituidas por ácidos grasos esterificados con alcoholes de cadena larga

[1, 53, 54, 55]. Son químicamente estables e insolubles en agua y varios solventes orgánicos, por

lo que se encuentran ampliamente distribuidas en la superficie de plantas y animales actuando

como capa protectora para tejidos [53], encontrándose también en insectos y microorganismos, y

participando también en la prevención de pérdida de agua y como almacenadores de energía [54,

55]. También existen ceras más complejas, en las cuales tanto la cadena de ácido graso como la

del alcohol poseen estructuras complejas [53].

En la fibra de la planta de Curauá se encontraron ceras constituidas por ácidos grasos

esterificados con alcoholes de cadena larga, con número par y número impar de átomos de

carbono, siendo el ácido saturado o insaturado, además de otras ceras más complejas. En la lejía

negra resultante del proceso de cocción no se encontraron ceras, pues se saponifican durante la

cocción, encontrándose por lo tanto en la lejía negra los alcoholes que constituyen la cera.

5.4.1. Ceras constituidas por ácidos grasos esterificados con alcoholes de cadena larga

Se encontraron series de ceras constituidas por ácidos grasos esterificados con alcoholes

de cadena larga, tanto en la fibra de la planta de Curauá como en la pasta, con número par de

átomos de carbono (compuestas por ácidos grasos saturados e insaturados) y también con número

impar de átomos de carbono.

La serie de ceras con número par de átomos de carbono y compuestas por ácidos grasos

saturados se detectó en un rango de C36 a C46 con un predominio de las ceras con número par de

átomos de carbono sobre las de número impar. También se detectaron ceras compuestas por

ácidos grasos insaturados, siendo las más abundantes C40:1 y C42:1 pero en cantidades muy

reducidas en relación a las ceras saturadas (Figura III. 13).


49

Figura III. 13. Cromatogramas de la serie de ceras de ácidos grasos esterificados con alcoholes de cadena larga de la primera fracción SPE de la fibra de la planta de Curauá. (A) Cromatograma de la fracción 1 total resultante del fraccionamiento y cromatogramas del ión característico de cada cera individual.

Cada pico cromatográfico consiste en una mezcla compleja de diferentes ácidos grasos

esterificados con diferentes alcoholes de cadena larga que constituyen la cera. La identificación y

cuantificación de cada éster individual en cada pico cromatográfico se realiza en base a los

espectros de masas [8, 12]. Los espectros de masas de los ésteres de cadena larga se caracterizan

5 10 15 20 25 30min

m/z 536

m/z 550

m/z 564

m/z 578

m/z 592

m/z 590

A

m/z 606

m/z 620

m/z 618

m/z 634

m/z 648

m/z 369

C36

C37

C38

C39

C40

C40:1

C41

C42

C42:1

C43

C44

C46

5 10 15 20 25 30min

m/z 536

m/z 550

m/z 564

m/z 578

m/z 592

m/z 590

A

m/z 606

m/z 620

m/z 618

m/z 634

m/z 648

m/z 369

C36

C37

C38

C39

C40

C40:1

C41

C42

C42:1

C43

C44

C46


50

por la existencia de un pico base que se produze por un proceso de transposición que implica la

transferencia de dos átomos de hidrógeno de la cadena carbonada del alcohol a la cadena

carbonada del ácido, dando lugar a un ión ácido protonado [8, 12, 56, 57]. Por lo tanto, el pico

base proporciona el número de átomos de carbono en la cadena carbonada del ácido y el ión

molecular da el número total de átomos de carbono del éster. Así, es posible determinar la

contribución individual de cada éster a un mismo pico cromatográfico, esto es en una misma cera,

por determinación a través del espectro de masas, del ión molecular y del pico base. La

cuantificación de cada éster individual en cada pico cromatográfico se realiza a través de la

obtención de las áreas de los diferentes picos base en los cromatogramas de iones individuales

que proporcionan el número de átomos de carbono en la cadena carbonada del ácido

(Figura III. 14) [8, 12]. La composición estructural de las diferentes ceras se encuentra listada en

la Tabla III. 6, donde se observa que los ácidos grasos esterificados son de C14 hasta C24 y los

alcoholes de C20 a C30.

Figura III. 14. Espectros de masas de ceras. (A) Cera 38. (B) Cera 39. Los iones 243, 257, 271, 285 y 299 en B, corresponden a los iones ácidos protonados desde el ácido n-pentadecanoico hasta el ácido n-nonadecanoico.

En el caso de las ceras donde las cadenas de los ácidos grasos que las constituyen son

insaturadas, se observa en los espectros de masas el ión de m/z 264 que es debido al ión

[R1CO-H]+ del C18:1, lo que indica que es el ácido 9-octadecanoico que constituye todas las ceras

encontradas compuestas por ácidos insaturados (Figura III. 15) [58].

57

257

353564

100%

75%

50%

25%

0%

Abundancia [Ácido n-hexadecanóico+1]+

[M]+

57

257

578

271

241 285299

100%

75%

50%

25%

0%

[M]+

Abundancia

m/z m/z

A B

57

257

353564

100%

75%

50%

25%

0%

Abundancia [Ácido n-hexadecanóico+1]+

[M]+

57

257

578

271

241 285299

100%

75%

50%

25%

0%

[M]+

57

257

578

271

241 285299

100%

75%

50%

25%

0%

57

257

578

271

241 285299

100%

75%

50%

25%

0%

[M]+

Abundancia

m/z m/z

A B


51

Figura III. 15. Espectro de masas de la cera C40:1.

5.4.2. Ceras más complejas

En el presente estudio se identificaron ceras más complejas, constituidas por un ω-

hidroxiácido esterificado con un alcohol de cadena larga. Ceras similares, además de otras

compuestas por un ácido esterificado con un diol, han sido identificadas en ceras de abejas

(figura III. 16), y se les denomina hidroximonoésteres [59, 60, 61, 62, 63]. No obstante no han

sido identificadas en otras fibras.

Figura III. 16. Tipos de hidroximonoésteres. (A) Hidroximonoéster constituido por ácido hidroxihexadecanoico y un alcohol de cadena larga. (B) Hidroximonoéster constituido por ácido hexadecanoico y un diol.

Los hidroximonoésteres han sido estudiados en ceras de abejas, donde el hidroxiácido

encontrado predominantemente (que constituye uno de los tipos de hidroximonoésteres) es el

55

264

590

100%

75%

50%

25%

0%

Abundancia

283[Ácido oleico+1]+

[M]+

55

264

590

100%

75%

50%

25%

0%

Abundancia100%

75%

50%

25%

0%

Abundancia

283[Ácido oleico+1]+

[M]+

HO O

O

6 m

O OH

O

7 n

m= 11-14

n= 11-14

HO O

O

6 m

O OH

O

7 n

m= 11-14

n= 11-14

A

B


52

ácido hidroxipalmitico, o ácido hidroxihexadecanoico, y el ácido encontrado predominantemente

(que constituye el otro tipo de hidroximonoéster) es el ácido palmitito, o ácido hexadecanoico

[59, 60, 61].

En el curauá se identificó la serie de ω-hidroximonoésteres (serie de ω-hidroxiácidos

esterificados con alcoholes de cadena larga, Figura III.17) desde C36 a C44. Cada pico

cromatográfico corresponde a diferentes ceras dependiendo de los ω-hidroxiácidos y de los

alcoholes que las forman. Por ejemplo, en el caso de la cera ω-38 (Cω-38), ésta está constituida por

dos ω-hidroximonoésteres diferentes, siendo éstos el ω-hidroximonoéster constituido por el ácido

16-hidroxihexadecanoico esterificado con el docosanol (COH-FA16:OH22) y el ω-hidroximonoéster

constituido por el ácido 18-hidroxioctacosanoico esterificado con el eicosanol (COH-FA18:OH20).

Así la caracterización y cuantificación de cada ω-hidroximonoéster que forma determinada cera

se realizó de la misma forma que en las ceras del punto anterior, esto es, escogiéndose iones

característicos de cada ω-hidroximonoéster por espectrometría de masas.

Figura III. 17. Cromatogramas de la serie de ceras de ω-hidroxiácidos esterificados con alcoholes de cadena larga, en la fracción 3 del fraccionamiento por SPE del extracto lipofílico total de la fibra de la planta de Curauá. (A) Cromatograma de la fracción 3 total resultante del fraccionamiento. (B-E) Ceras compuestas por el ácido 16-hidroxihexadecanoico hasta el ácido 18-hidroxidocosanoico.

17 18 19 20 21 22 23 24 25 min

A

C36C37

C38

C39 C40 C42

C40

C42C38

C40

C42

C42

C44

C44

B

C

D

E

17 18 19 20 21 22 23 24 25 min

A

C36C37

C38

C39 C40 C42

C40

C42C38

C40

C42

C42

C44

C44

B

C

D

E


53

El espectro de masas de los derivados TMS de los hidroximonoésteres (Figura III. 18) se

caracteriza por presentar un ión abundante a [M-15]+, resultante de la pérdida de un radical

metilo del grupo trimetilsililo, además de un ión a [M-89]+, resultante de la pérdida del grupo

TMSOH [57]. El espectro de estos compuestos también presenta un ión característico resultante

de la pérdida de la molécula del alcohol y también un ión a [M-15-ROH]+. En la tabla III. 6 se

puede observar que los hidroxiácidos que componen estos hidroximonoésteres van desde C16

hasta C22 y los alcoholes desde C20 hasta C24.

Figura III. 18. Espectro de masas de la cera de hidroximonoésteres C38.

0%

25%

50%

75%

100%

55

129

237

311

563

637

73327

343

[C 15H 31COO-H 2O] +

[M-TMSOH] +

[M-15] +

[M-C 22H 45OH-H] +

[M-15-C 22H 45OH] +

m/z


54

Tabla III. 6. Composición de las diferentes ceras (mg por Kg) identificadas en la fibra de la planta de Curauá y pasta resultante del proceso de cocción.

Cera Ceraácido graso:alcohol Fibra Pasta ácido graso:alcohol Fibra Pasta

C36 3,48 tr C43 tr trC12:C24 tr tr C15:C28 tr trC14:C22 1,19 tr C16:C27 tr trC16:C20 1,98 tr C17:C26 tr trC18:C18 0,24 tr C18:C25 tr trC37 tr tr C19:C24 tr trC16:C21 tr tr C20:C23 tr trC15:C22 tr tr C21:C22 tr trC38 56,77 0,63 C22:C21 tr trC16:C22 56,77 0,63 C23:C20 tr trC39 tr tr C24:C19 tr trC15:C24 tr tr C25:C18 tr trC16:C23 tr tr C44 19,09 0,72C17:C22 tr tr C16:C28 0,85 0,28C18:C21 tr tr C18:C26 0,53 0,08C19:C20 tr tr C20:C24 1,66 0,12C40 46,51 3,07 C22:C22 16,05 0,24C16:C24 25,29 1,19 C46 5,31 trC18:C22 15,56 1,52 C16:C30 0,21 trC20:C20 5,66 0,37 C18:C28 0,21 trC40:1 tr tr C20:C26 0,21 trC18:1:C22 tr tr C22:C24 1,74 trC41 tr tr C24:C22 2,93 trC15:C26 tr tr COHAc:OH36 tr trC16:C25 tr tr COHFAc16:OH20 tr trC17:C24 tr tr COHAc:OH37 tr trC18:C23 tr tr COHAc16:OH21 tr trC19:C22 tr tr COHAc:OH38 tr trC20:C21 tr tr COHAc16:OH22 tr trC21:C20 tr tr COHAc18:OH20 tr trC22:C19 tr tr COHAc:OH40 tr trC23:C18 tr tr COHAc16:OH24 tr trC24:C16 tr tr COHAc18:OH22 tr trC42 32,21 0,89 COHAc20:OH20 tr trC16:C26 3,38 0,39 COHAc:OH42 tr trC18:C24 3,99 0,24 COHAc16:OH26 tr trC20:C22 22,11 0,17 COHAc18:OH24 tr trC22:C20 2,72 0,09 COHAc20:OH22 tr trC42:1 tr tr COHAc22:OH20 tr trC18:1:C24 tr tr COHAc:OH44 tr tr

COHAc20:OH24 tr trCOHAc22:OH22 tr tr

trTrazas.


55

5.5. Esteroles libres y esterificados

Los esteroles son alcoholes tetracíclicos de 27, 28 o 29 átomos de carbono por molécula,

presentes en las membranas celulares de plantas y animales, siendo los de 29 átomos de carbono

los más comunes en plantas superiores [50, 52].

Se encontraron esteroles libres tanto en la fibra de planta de Curauá, como en la pasta y

lejía negra resultante del proceso de cocción. El esterol más abundante es el β-sitosterol, seguido

del estigmastanol y ergostanol, con presencia de menores cantidades de campesterol.

Los esteroles libres se analizaron tras previa derivatización con BSTFA. Los espectros de

masas de los esteroles TMS presentan un fragmento mayoritario a m/z 129, mientras que la

retención de carga en el esqueleto, con expulsión de un fragmento neutro da lugar al ión

[M-129]+, además de presentar el ión molecular y un ión a [M-15]+ resultante de la pérdida de un

radical metilo del grupo trimetilsililo, así como el fragmento resultante de la pérdida de 90

unidades de masa del grupo trimetilsililo [50, 52]. En la Figura III. 19. se puede observar el

espectro de masas del derivado TMS del β-sitosterol.

Figura III. 19. Espectro de masas del derivado TMS del β-sitosterol.

En las condiciones cromatográficas usadas en el presente trabajo (columnas

cromatográficas cortas y de poco espesor de película, 0,1 µm), los esteroles libres también

pueden ser identificados sin derivatización previa. Los espectros de masas de los esteroles libres

muestran el ión molecular, como se puede observar en la Figura III. 20. donde está representado

el espectro de masas del β-sitosterol.

20 70 120 170 220 270 320 370 420 4700

50

100

43

5771

95

107

129

145

175 215229

255

275303 329

357

381

396

486

TMSO

20 70 120 170 220 270 320 370 420 4700

50

100

43

5771

95

107

129

145

175 215229

255

275303 329

357

381

396

486

TMSO


56

Figura III. 20. Espectro de masas del β-sitosterol.

También se identificaron esteroles conjugados en la fibra de Curauá, como es el caso de los

glicósidos de esteroles y los ésteres de esteroles.

Los principales glicósidos de esteroles fueron el sitosteril β-D-glucopiranósido y el

campesteril β-D-glucopiranósido, aunque en pequeñas proporciones. En los espectros de masas

de estos compuestos (Figura III. 21) no se observa el ión molecular, pero se observan iones (de

baja abundancia) a [M-15]+, [M-15-90]+ ([M-Me-Me3SiOH]+). Hay pérdida del azúcar (derivado

TMS), con retención de carga en la porción de azúcar y rotura de enlace glicosídico C-O

produciendo un ión a m/z 451 de baja abundancia para hexosas, el cual pierde sucesivamente

Me3SiOH produciendo otro ión a m/z 361 que se encuentra en todos los espectros de este tipo de

compuestos. Los grupos TMS dan iones a m/z 73 y 147, habiéndose formado este último por la

rotura de dos grupos TMS vecinales. Por otro lado, la rotura en la fracción del esterol con

retención de carga en el esteroide produce iones a m/z 383 y 397 para el campesterol y sitosterol,

respectivamente. Finalmente, la presencia en estos espectros de un ión abundante a m/z 204 y otro

de más baja abundancia a m/z 217 confirma la configuración del piranósido, el cual se distingue

de la configuración de un furanósido porque en este caso el ión 217 es más abundante que el 204

[64].


57

Figura III. 21. Espectro de masas del derivado TMS del sitosteril β-D-glucopiranósido.

Los principales ésteres de esterol encontrados fueron los ésteres de sitosterol y los ésteres

de campesterol. Su completa identificación no es posible por GC/MS, ya que en sus espectros de

masas sólo se observan los fragmentos referentes al esterol y raramente se observa el ión

molecular (Figura III. 22).

Figura III. 22. Espectro de masas de un éster de sitosterol.

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%

81147

207 255

396

429469

Abundancia

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%

81147

207 255

396

429469

Abundancia

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%

73

147

204

287

331

361

397

469 524

217

O

TMSiOOTMSi

OTMSi

OTMSi

O

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%

73

147

204

287

331

361

397

469 524

217

O

TMSiOOTMSi

OTMSi

OTMSi

O


58

5.6. Cetonas esteroidales

Se detectaron algunas cetonas esteroidales en la fibra de la planta de curauá, en la pasta y

lejías negras. Las cetonas esteroidales encontradas fueron la estigmasta-3,5-dien-7-ona y un

isómero, la estigmast-4-en-3-ona y la estigmastano-3,6-diona. Los espectros de masas de estos

compuestos se caracterizan por presentar un ión molecular prominente y por presentar un ión a

[M-15]+ [52]. Estos compuestos presentan además espectros de masas con iones característicos

de la roturas de los anillos C o D de la estructura, como en el caso de la estigmast-4-en-3-ona que

presenta rotura del anillo D, dando lugar al ión de m/z 229 y en el caso de la estigmasta 3,5-dien-

7-ona que presenta rotura del anillo C, dando lugar al ión de m/z 174 (Figura III. 23).

Figura III. 23. Espectros de masas de cetonas esteroidales. (A) Estigmast-4-en-3-ona. (B) Estigmasta-3,5-dien-7-ona.

5.7. Hidrocarburos esteroidales

En los extractos lipofílicos de la fibra de Curauá, en la pasta y lejía negra se identificaron

algunos hidrocarburos esteroidales, tales como el ergostatrieno, el ergostadieno, el

estigmastadieno, el estigmasta-3,5,22-trieno y el estigmasta-3,5-dieno. Los espectros de masas de

estos compuestos presentan el ión molecular, así como el ión a [M-15]+ como puede observarse

en la Figura III. 24.

20 60 100 140 180 220 260 300 340 380 4200

50

100

29

43

8195

107

124

149

161 187

229

245271

289

298 327 355370

412

O

m/z30 70 110 150 190 230 270 310 350 390

0

50

10043

55

69

91

105 134

145

161

174

187

229

269

296 368395

410

O

m/z

A B

20 60 100 140 180 220 260 300 340 380 4200

50

100

29

43

8195

107

124

149

161 187

229

245271

289

298 327 355370

412

O

m/z30 70 110 150 190 230 270 310 350 390

0

50

10043

55

69

91

105 134

145

161

174

187

229

269

296 368395

410

O

m/z

A B


59

Figura III. 24. Espectro de masas del estigmasta-3,5-dieno.

5.8. Glicéridos

Los glicéridos son ésteres de origen natural de ácidos carboxílicos de cadena larga y

glicerol (1, 2, 3-propanotriol), que se denominan también grasas [53, 65]. Las grasas naturales

son por lo común mezclas complejas de triésteres de glicerol (triglicéridos) encontradas tanto en

plantas como en animales [53, 55, 65]. Usualmente los monoésteres de glicerol (monoglicéridos)

y los diésteres de glicerol (diglicéridos) están presentes como precursores para la formación de

los triglicéridos [53, 55].

Se encontraron tanto triglicéridos como mono- y diglicéridos, aunque en pocas cantidades

en la fibra de la planta de Curauá. En la pasta resultante del proceso de cocción no se detectaron

ya que se saponifican durante el proceso de cocción.

5.8.1. Monoglicéridos

Se identificó (como derivados TMS) una serie de ésteres de glicerol con una molécula de

ácido graso, desde el ácido tetracosanoico hasta el ácido triacontanoico (siendo todos los ácidos

de cadena carbonada par, Figura III. 25).

40 80 120 160 200 240 280 320 360 4000

50

10043

55

67

81105

147

159 213 255 288354

381

396

m/z


60

Figura III. 25. Cromatogramas de la serie de monoglicéridos, siendo ésteres de glicerol con una molécula de ácido graso, en la fracción 3 del fraccionamiento por SPE del extracto lipofílico total de la fibra de la planta de Curauá. (A) Cromatograma de la fracción 3 resultante del fraccionamiento y cromatogramas del ión característico de cada monoglicérido individual.

Los espectros de masas de los derivados TMS de estos compuestos (Figura III. 26) se

caracterizan por no presentar el ión molecular, pero sí el ión a [M-15]+, correspondiente a la

pérdida de un radical metilo de un grupo TMS y también por presentar el ión a [M-15-88]+,

correspondiente a la pérdida de un radical TMS. En estos espectros se observan iones

característicos a [M-RCOO]+, resultantes de la pérdida de las unidades de ácido, a [RCO]+,

resultante de una rotura α y a [RCO+74]+, resultante de transposiciones en las estructuras TMS.

En todos los espectros de estos compuestos, se observan los iones de m/z 73, 103, 129 y 147 que

se encuentran frecuentemente en moléculas que contienen un grupo trimetilsililo [39].

5.0 10.0 15.0 20.0

C14-monoglicérido

C16-monoglicérido

C18-monoglicérido

C20-monoglicérido

C22-monoglicérido

C24-monoglicérido

min

C26-monoglicérido

C28-monoglicérido

C30-monoglicérido

A

m/z 343

m/z 371

m/z 399

m/z 427

m/z 455

m/z 483

m/z 511

m/z 539

m/z 567

5.0 10.0 15.0 20.0

C14-monoglicérido

C16-monoglicérido

C18-monoglicérido

C20-monoglicérido

C22-monoglicérido

C24-monoglicérido

min

C26-monoglicérido

C28-monoglicérido

C30-monoglicérido

A

m/z 343

m/z 371

m/z 399

m/z 427

m/z 455

m/z 483

m/z 511

m/z 539

m/z 567


61

Figura III. 26. Espectro de masas del derivado TMS del hexadecanoato del 2,3-dihidroxipropilo.

5.8.2. Diglicéridos

Se identificaron diglicéridos, aunque en pequeñas proporciones. Los diglicéridos

identificados son los formados por glicerol y dos moléculas de ácido hexadecanoico y por

glicerol, una molécula de ácido hexadecanoico y una de ácido octadecanoico.

Los espectros de masas de los derivados TMS de los diglicéridos se caracterizan por no

presentar el ión molecular, pero presentar un ión abundante a [M-15]+, resultante de la pérdida de

un radical metilo y un ión a [M-90]+. En estos espectros se observan también iones a

[M-R1,2COO]+, resultantes de la pérdida de las unidades de ácido, a [R1,2CO]+, resultantes de una

rotura α y a [R1,2CO+74]+, resultantes de transposiciones en las estructuras TMS (Figura III. 27)

[39].

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100% 73

129

203

257

349

391

423

469

513

601

103

147

[M-15-88]+

[M-15]+

O

OTMS

OTMS

O

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100% 73

129

203

257

349

391

423

469

513

601

103

147

[M-15-88]+

[M-15]+

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100% 73

129

203

257

349

391

423

469

513

601

103

147

[M-15-88]+

[M-15]+

O

OTMS

OTMS

O


62

Figura III. 27. Espectro de masas del derivado TMS de la 1,3-dipalmitina.

5.8.3. Triglicéridos

Se encontraron dos triglicéridos, aunque en pequeñas cantidades, uno formado por una

unidad de ácido n-hexadecanoico (o ácido palmítico), una de ácido 9-octadecenoico (o ácido

oleico) y una unidad de ácido n-octadecanoico (o ácido esteárico), y el otro triglicérido por dos

unidades de ácido palmítico y una de ácido oleico. Los espectros de masas de estos compuestos

se caracterizan por presentar fragmentaciones relativas a las roturas de las unidades de ácido que

los componen, como se puede observar en la Figura III. 28, donde el ión [M-256]+ corresponde a

la pérdida de la unidad de ácido palmítico y el ión [M-281]+ a la pérdida de la unidad de ácido

oleico (-H). También se observan los iones [R1,2CO]+ y [R1,2CO+74]+, descritos anteriormente en

el caso de los monoglicéridos y diglicéridos.

Figura III. 28. Espectro de masas de la 2-óleo-palmitoestearina.

100 200 300 400 500 600m/z

0%

25%

50%

75%

100%57

98

239313

371

625

100 200 300 400 500 600m/z

0%

25%

50%

75%

100%

100 200 300 400 500 600m/z

0%

25%

50%

75%

100%57

98

239313

371

625

129

[M-R1,2COO]+

[R1,2CO]+

[R1,2CO+14]+[M-15]+

100 200 300 400 500 600m/z

0%

25%

50%

75%

100%57

98

239313

371

625

100 200 300 400 500 600m/z

0%

25%

50%

75%

100%

100 200 300 400 500 600m/z

0%

25%

50%

75%

100%57

98

239313

371

625

129

[M-R1,2COO]+

[R1,2CO]+

[R1,2CO+14]+[M-15]+

20 90 160 230 300 370 440 510 580 650 720 790 8600

50

100

29

43

57

69

129 171239

264

313 367

423 511

579

604

842

20 90 160 230 300 370 440 510 580 650 720 790 8600

50

100

20 90 160 230 300 370 440 510 580 650 720 790 8600

50

100

29

43

57

69

129 171239

264

313 367

423 511

579

604

842

OOOOOO

[M-281]+

[M-256]+


63

5.8.4. Éteres y ésteres de glicerol constituidos por una molécula de hidroxiácido

Se detectaron algunos compuestos cuyos espectros de masas (de sus derivados TMS, o de

sus derivados metilados y sililados, según conveniencia) corresponden a otro tipo de compuestos,

siendo éstos ésteres de glicerol constituidos por una molécula de hidroxiácido esterificado con el

glicerol y éteres de glicerol constituidos por una molécula de hidroxiácido eterificado con una

molécula de glicerol. En la Figura III. 29 se encuentra una representación de las estructuras de

estos dos posibles compuestos. Estos compuestos no han sido detectados en otras fibras.

Figura III. 29. Estructuras de los ésteres de glicerol constituidos por una molécula de hidroxiácido esterificado con una molécula de glicerol y de los éteres de glicerol constituidos por una molécula de hidroxiácido eterificado con una molécula de glicerol. (A) éster de glicerol. (B) éter de glicerol.

En el caso de los ésteres de glicerol constituidos por una molécula de hidroxiácido

esterificado con el glicérido, los espectros de masas muestran el ión a [M-15]+, un ión abundante

a [M-88]+, resultante de la pérdida de un radical trimetilsililo, un ión abundante a [M-145]+, que

resulta de una transposición de McLafferty, además de los iones a m/z 73, 103, 129 y 145 ya

encontrados en los espectros de masas de los ésteres de glicerol con una molécula de ácido graso

(Figura III. 30).

O

OH

OH

COOHO

O

OH

OH

OH

(A) (B)

O

OH

OH

COOHO

OH

OH

COOHO

O

OH

OH

OH

(A) (B)


64

Figura III. 30. Espectro de masas del derivado TMS del 22-hidroxidocosanoato de 2,3-dihidroxipropilo.

Estos compuestos se encontraron tanto en la fibra de la planta de Curauá, en una serie que

va desde el éster de glicerol compuesto por el ácido 22-hidroxidocosanoico hasta el ácido 28-

hidroxioctacosanoico, siendo los hidroxiácidos pares, (Figura III. 31).

Figura III. 31. Cromatogramas de la serie de monoglicéridos constituidos por una molécula de hidroxiácido esterificado con el glicerol, en el extracto lipofílico total sililado obtenido de la fibra de la planta de Curauá. (A) Cromatograma del extracto lipofílico total y cromatogramas del ión característico de cada éster individual (cada éster indicado con un número del 1 al 4).

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%73

129

203

265

321

381 411 486 543

631

147103

[M-145]+[M-88]+

[M-15]+

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100%73

129

203

265

321

381 411 486 543

631

147103

[M-145]+[M-88]+

[M-15]+

5 10 15 20 25 30 min

1

2

3

4

A

m/z 543

m/z 571

m/z 599

m/z 627

5 10 15 20 25 30 min

1

2

3

4

A

m/z 543

m/z 571

m/z 599

m/z 627


65

En el caso de los compuestos que coinciden con éteres de glicerol constituidos por una

molécula de hidroxiácido eterificado con el glicerol, los espectros de masas de los derivados

metilados y sililados muestran el ión a [M-15]+, el ión a [M-88]+, además de tener también los

iones a m/z 73, 103, 129 y 147 ya descritos anteriormente (Figura III. 32).

Figura III. 32. Espectro de masas del derivado TMS del ácido 24-(2,3-dihidroxipropoxi) tetracosanoico.

Estos compuestos se encontraron tanto en la fibra de la planta del curauá, en una serie que

va desde el éter de glicerol compuesto por el ácido 22-hidroxidocosanoico hasta el ácido 30-

hidroxitriacontanoico, siendo los ω-hidroxiácidos de cadena de átomos de carbono par, (Figura

III. 33).

Con el fin de confirmar estas estructuras, se va a proceder a su aislamiento y purificación

por TLC, seguido de saponificación y análisis por GC-MS.

100 200 300 400 500 600 m/z

0%

25%

50%

75%

100% 73

129

203

257

349

391

423

469

513

601

103

147

[M-15-88]+

[M-15]+


66

Figura III. 33. Cromatogramas de la serie de éteres de glicerol con una molécula de hidroxiácido, en el extracto lipofílico total metilado y sililado obtenido de la fibra de la planta de Curauá. (A) Cromatograma del extracto lipofílico total y cromatogramas del ión característico de cada éter individual (cada éter indicado con un número del 1 al 5).

10.0 12.5 15.0 17.5 20.0 22.5 25.0 min

1

2

3

4

5

m/z 569

m/z 597

m/z 541

m/z 513

m/z 485

A

10.0 12.5 15.0 17.5 20.0 22.5 25.0 min

1

2

3

4

5

m/z 569

m/z 597

m/z 541

m/z 513

m/z 485

A

IV. Conclusiones

67

IV. CONCLUSIONES

En el presente trabajo se ha abordado la caracterización química de la fibra de la planta de

Curauá, caracterizando principalmente los lípidos, lignina, hemicelulosas, así como la

composición de metales pesados. La caracterización química de la pasta y de la lejía negra

resultantes del proceso de cocción a la soda-AQ permitió también estudiar la evolución de los

lípidos, lignina y hemicelulosas durante la cocción. Del análisis de los resultados experimentales

y la discusión de los mismos se extrajeron las siguientes conclusiones:

(1) La caracterización de los azúcares neutros de los polisacáridos tras hidrólisis ácida tanto

de la fibra de curauá como de la pasta indicó un predominio de glucosa, que proviene

fundamentalmente de la celulosa, y de xilosa, confirmando la importancia de los xilanos en la

estructura de la pared celular.

(2) El estudio de la composición química de la lignina por Py-GC/MS, permitió determinar

una relación S/G de 1,56 en la fibra. Se observó una reducción drástica de la relación S/G en la

lignina residual de la pasta de curauá (S/G de 0,10), lo que demuestra la degradación preferencial

de las unidades de lignina S frente a las unidades de lignina G durante la cocción debido a su

menor grado de condensación. En este sentido, la existencia de mayor cantidad de unidades de

lignina S en la fibra de curauá es ventajosa para la deslignificación durante el proceso de cocción

a la soda-AQ utilizado.

(3) Los principales lípidos de la fibra de Curauá, identificados tras análisis por GC y GC/MS,

fueron series de ácidos grasos, alcoholes, α y ω-hidroxiácidos, monoglicéridos, esteroles y ceras.

Se identificaron diversos compuestos que no han sido descritos previamente en plantas, como ω-

hidroximonoésteres, ceras compuestas por ácidos grasos insaturados, ésteres de glicerol

constituidos por una molécula de ω-hidroxiácido esterificado con el glicerol y éteres de glicerol

constituidos por una molécula de ω-hidroxiácido formando un enlace éter con el glicerol.

(4) El contenido en metales pesados indicó una alta proporción de cobre, hierro, calcio y zinc,

en la pasta, que tras análisis por microscopía electrónica de barrido (SEM) de la pasta se constató

que el zinc es el elemento que se encuentra en mayor cantidad en las zonas más aglomeradas de

la pasta, probablemente por coprecipitación con carbohidratos.

V. Referencias

68

V. REFERENCIAS

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universidad de aveiro 2005 - instituto de recursos naturales y agrobiología de …...

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