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UNIVERSIDAD AUTONOMA CHAPINGO
DIVISION DE CIENCIAS FORESTALES
El efecto de la piridina como catalizador en la resistencia a la pudrición y estabilidad dimensional de madera acetilada
Tesis
que como requisito parcial para obtener el título de:
Ingeniero Forestal con Orientación en Economía y Ordenación
Presenta:
Marcos Miguel González Peña
Chapingo, Texcoco, Estado de México
Mayo de 2003
Jurado examinador Esta tesis fue dirigida por el Dr. José Amador Honorato Salazar, y asesorada por los Drs.
Michael D. C. Hale y Nihat S. Cetin. Ha sido revisada y aprobada por el siguiente Comité
Revisor y Jurado Examinador.
Presidente ____________________________________ Dr. José Amador Honorato Salazar Secretario ____________________________________ Ing. Gonzalo de Jesús Novelo González Vocal ____________________________________ M. C. Mario Fuentes Salinas Suplente ____________________________________ Dra. María Amparo Borja de la Rosa Suplente ____________________________________ Dr. David Cibrián Tovar
Chapingo, Texcoco, Edo. de México, 27 de mayo de 2003
II
Reconocimientos
La parte experimental del presente trabajo se realizó con la asistencia del Dr. Nihat Cetin, y bajo la supervisión del Dr. Michael D. C. Hale, en las instalaciones de la Universidad de Gales, Bangor, Gran Bretaña.
La revisión bibliográfica se realizó en las instalaciones de las siguientes instituciones: Universidad de Gales, Bangor, Gran Bretaña; Universidad Autónoma de Chapingo, Chapingo, Edo. de México; y Universidad Nacional Autónoma de México, México, D. F.
El análisis estadístico de los datos se realizó con la cooperación del Dr. José Francisco Zamudio Sánchez.
La supervisión general del reporte final estuvo a cargo del Dr. José Amador Honorato Salazar.
III
Contenido
JURADO EXAMINADOR ................................................................................................... II RECONOCIMIENTOS ........................................................................................................III CONTENIDO ...................................................................................................................... IV LISTA DE TABLAS ........................................................................................................... VI LISTA DE FIGURAS......................................................................................................... VII LISTA DE APÉNDICES...................................................................................................VIII RESUMEN .......................................................................................................................... IX SUMMARY...........................................................................................................................X 1. INTRODUCCIÓN..............................................................................................................1 2. OBJETIVOS .......................................................................................................................6 3. REVISIÓN DE LITERATURA .........................................................................................7
3.1. La composición de la madera .......................................................................................7 3.1.1. Anatomía de la madera de gimnospermas. ............................................................7 3.1.2. Química y ultraestructura de la madera. ................................................................9
3.2. Interacciones agua - madera y su relación con la biodegradación de la madera ........18 3.3. Biodegradación de la madera causada por hongos.....................................................23
3.3.1. La pudrición suave. ..............................................................................................27 3.3.2. La pudrición café..................................................................................................28 3.3.3. La pudrición blanca..............................................................................................30 3.3.4. Mecanismos de biodegradación de los hongos xilófagos. ...................................36 3.3.5. Sistemática de los hongos bajo estudio. ...............................................................44 3.3.6. Fisiología de los hongos.......................................................................................50
3.4. Modificación química de la madera ...........................................................................51 3.4.1. Modificación química mediante enlace covalente con el reactivo.......................52 3.4.2. Modificación química por medio del entrecruzamiento de polímeros.................57 3.4.3. Modificación química mediante el relleno de espacios vacíos interfibrilares. ....57
3.5. Química y mecanismo de la acetilización. .................................................................58 3.6. Propiedades físicas de la madera acetilada.................................................................61 3.7. Mecanismo de estabilización dimensional de la madera acetilada. ...........................62 3.8. Mecanismos de bioprotección de la madera modificada químicamente ....................64 3.9. La resistencia a la biodegradación de la madera acetilada .........................................67 3.10. La modificación química vs. el tratamiento convencional a la madera....................70
4. MATERIALES Y MÉTODOS.........................................................................................72 4.1. Introducción................................................................................................................72 4.2. Reactivo y solventes empleados.................................................................................72
4.2.1. Reactivos ..............................................................................................................72 4.2.2. Solventes ..............................................................................................................73
4.3. El reactor ....................................................................................................................73 4.4. Muestreo de los bloques .............................................................................................74 4.5. Procedimiento de la reacción de la modificación.......................................................76
4.5.1. Modificación química catalizada. ........................................................................77 4.5.2. Modificación química no catalizada. ...................................................................80 4.5.3. Tratamiento a los bloques control. .......................................................................80 4.5.4. Cálculo de la extensión de la reacción. ................................................................81
IV
4.5.5. Acondicionamiento de los bloques. .....................................................................82 4.6. Materiales utilizados en las pruebas de biodegradación.............................................83
4.6.1. Bloques de madera. ..............................................................................................83 4.6.2. Los recipientes para el precultivo y cultivo de los hongos. .................................84 4.6.3. El medio de cultivo. .............................................................................................85 4.6.4. Selección de las especies de hongo bajo estudio. ................................................86
4.7. Pruebas de biodegradación .........................................................................................87 4.7.1. Precultivo de los hongos. .....................................................................................87 4.7.2. Cultivo de los hongos...........................................................................................88 4.7.3. Ensamble de las cajas de Petri. ............................................................................88 4.7.4. Manipulación de los bloques después de la biodegradación................................89
4.8. Evaluación de la estabilidad dimensional...................................................................92 5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................................................................95
5.1. Modificación química de las muestras .......................................................................95 5.2. Pruebas de biodegradación .......................................................................................100
5.2.1. Degradación por Coniophora puteana...............................................................100 5.2.2. Degradación por Coriolus versicolor.................................................................107 5.2.3. Eficacia del tratamiento en la prevención de la pudrición café y blanca. ..........112
5.3. Estabilidad dimensional impartida por la modificación química .............................115 5.4. Discusión general .....................................................................................................118
6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .............................................................125 LITERATURA CITADA ...................................................................................................127 APÉNDICES ......................................................................................................................139
V
Lista de Tablas
Tabla 1. Principales características microscópicas de la madera de pino escocés..................9 Tabla 2. Composición química de la madera de algunas especies arbóreas que vegetan
en México (en % con respecto al peso anhídro). ....................................................16 Tabla 3. Clasificación de los hongos lignícolas de acuerdo a su modo de actividad. ..........25 Tabla 4. Pérdidas de peso comparativas causadas por hongos de la pudrición blanca en
maderas duras y blandas (%). .................................................................................33 Tabla 5. Enzimas involucradas en la biodegradación de la celulosa. ...................................38 Tabla 6. Sistemas de reacción simplificados en la eterificación de la madera. ...................52 Tabla 7. Sistemas de reacción simplificados en la esterificación de la madera...................54 Tabla 8. Arreglo general del experimento para realizar la biodegradación.........................76 Tabla 9. Resultados de la modificación química y pruebas de degradación. ......................96
VI
Lista de Figuras
Figura 1. Proyección Newman de configuraciones en forma de silla axial, silla ecuatorial y media silla de A) α-D glucosa y B) β-D glucosa. .............................................11
Figura 2. Modelos de organización ultraestructural de la pared celular de la madera. .......17Figura 3. Representación esquemática del grupo carbonil mostrando la nube de
distribución de un electrón π. ...............................................................................58 Figura 4. Reacción entre un OH y un grupo C=O. ...............................................................59 Figura 5. Formación de un ion par a partir del anhídrido acético.........................................59 Figura 6. Reacción del anhídrido acético y un grupo madera-OH. ......................................60 Figura 7. Reacción del anhídrido acético en la presencia de la piridina como catalizador. .61Figura 8. Arreglo general esquemático del vaso de reacción. ..............................................74 Figura 9. Arreglo general esquemático del equipo para realizar la extracción.....................77 Figura 10. Arreglo general para impregnar los bloques antes de la modificación. ..............79 Figura 11. Arreglo general de los bloques en la caja de Petri para las pruebas de
biodegradación, visto de planta y de costado.......................................................89 Figura 12. Diagrama de flujo del trabajo experimental con actividades críticas..................94 Figura 13. Ganancias Porcentuales en Peso (GPP) y Volumen (GV), e incrementos
dimensionales en función del tiempo de reacción en la reacción catalizada........97 Figura 14. Ganancias Porcentuales en Peso (GPP) y Volumen (GV), e incrementos
dimensionales en función del tiempo de reacción en la reacción no catalizada. .98 Figura 15. Ganancia en Volumen (GV) en las reacciones catalizada (■) y no catalizada
(○), con respecto a la GPP....................................................................................99 Figura 16. Aspecto de los bloques después de su exposición por 12 semanas a cultivos
puros de C. puteana. ..........................................................................................103 Figura 17. Bolsas de pudrición interna en el bloque No. 209, a un nivel de protección de
sub-umbral (GPP = 15.4%). ...............................................................................104 Figura 18. Pérdidas de Peso en la prueba de biodegradación por C. puteana, en función
de GPP................................................................................................................106 Figura 19. Aspecto de los bloques después de su exposición por 12 semanas a cultivos
puros de C. versicolor. .......................................................................................109 Figura 20. Pérdidas de Peso en la prueba de biodegradación por C. versicolor, en
función de GPP...................................................................................................111 Figura 21. Cambios volumétricos por efecto de la modificación química (promedios).....115Figura 22. Efecto de la GPP en la Eficiencia Antiexpansión (ASE, %).............................117
VII
Lista de Apéndices Apéndice 1. Arreglo de las cajas de Petri para las pruebas de biodegradación. .................139 Apéndice 2. Arreglo de los bloques de madera en las cajas de Petri..................................140 Apéndice 3. Prueba de homogeneidad de modelos de [GVnocat = f(GPP)] =
[GVcat = f(GPP)] .........................................................................................141 Apéndice 4. Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] =
[PPcat = f(GPP)] en Coniophora puteana. .....................................................143 Apéndice 5. Comparación de las Pérdidas de Peso de los controles modificados
(Catalizados vs. No catalizados), en la biodegradación con Coniophora puteana. .........................................................................................................146
Apéndice 6. Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coriolus versicolor. .......................................................147
Apéndice 7. Comparación de las Pérdidas de Peso de los controles modificados (Catalizados vs. No catalizados), en la biodegradación con Coriolus versicolor. ......................................................................................................150
Apéndice 8. Prueba de homogeneidad de modelos de [ASEnocat = f(GPP)] = [ASEcat = f(GPP)]. .........................................................................................151
VIII
Resumen
El objetivo del presente trabajo fue evaluar el efecto de la piridina como catalizador,
en la resistencia a la pudrición causada por hongos de la pudrición blanca (Coriolus
versicolor) y café (Coniophora puteana), en pequeños bloques de albura acetilada de pino
escocés (Pinus sylvestris). Las pruebas de biodegradación se realizaron exponiendo las
muestras a cultivos puros de hongos, en un medio al 4% de malta agar por doce semanas,
siguiendo los procedimientos generales establecidos en la norma europea EN113.
Las relaciones entre especies de hongos, ganancias de peso debidas a la
acetilización, y pérdidas de peso debidas a la pudrición se examinaron
complementariamente, tanto en madera acetilada usando piridina como catalizador, como
en la madera modificada sin catalizador. Finalmente, se comparó la estabilidad dimensional
impartida por la modificación química, en ambos sistemas de reacción, mediante el método
de tres ciclos de saturación-secado, a pH neutro.
La modificación química demostró conferir resistencia a la biodegradación de la
madera causada por hongos basidiomycetes. Se requirió de un nivel de acetilización mayor
para inhibir la pudrición causada por el hongo de la pudrición café, en comparación con el
requerido para impedir la pudrición blanca. El umbral de protección teórico fue,
consecuentemente, más alto para el tipo de pudrición café, en ambos sistemas de reacción.
No se determinó una diferencia significativa de la protección ofrecida en ambos
sistemas de reacción, al comparar los patrones de pudrición y los resultados de pérdida de
peso debida a la degradación, dentro de cada especie de hongo.
Los resultados indican que la estabilidad dimensional impartida por la acetilización,
medida por la eficiencia antiexpansión de la madera (ASE), es adecuada y muy similar en
ambos sistemas de reacción. El sistema no catalizado fue significativamente más eficiente.
Por último, se determinó que la ganancia porcentual en peso, debida a la
modificación química, es un buen indicador del grado de expansión parcial permanente de
los bloques de madera, así como de la estabilidad dimensional y la resistencia a la
pudrición de la madera acetilada.
La conclusión del presente estudio es que la resistencia a la pudrición es
independiente de la tasa de reacción durante la acetilización de la madera.
IX
Summary
This work was aimed at assessing the effect of pyridine catalysis on the decay
resistance of small specimens of acetylated Scots pine (Pinus sylvestris) sapwood against
white and brown rot fungi. Samples were decayed over pure cultures on 4% malt agar for
twelve weeks, following the general procedures of the European Standard EN113.
The relationships of fungal species, weight percent gain and decay induced weight
loss were complementarily examined in uncatalysed and pyridine catalysed acetylated
wood. Comparison on the dimensional stabilisation imparted to wood by each acetylation
system, determined by the water-soak/oven dry method through a total of three cycles at
neutral pH, was as well investigated.
Basidiomycete decay tests demonstrated protection by chemical modification. The
brown rot fungi Coniophora puteana, showed higher calculated threshold protection values
than the white rot fungi Coriolus versicolor, in both reaction systems.
Decay patterns and weight loss recorded indicated that pyridine did not influence
the resistance of acetylated wood, when results were compared within the same fungus
species.
Test results indicated that dimensional stabilisation, measured as the anti-swelling
efficiency (ASE) of the modified samples, was noticeable and very similar in both catalised
and uncatalised reactions. However, it was found a significative difference in the ASE,
being larger the one of the uncatalised reaction.
Finally, it was found that weight percent gain due to modification, provides a good
measure of the bulking degree of the cell wall, dimensional stabilisation and decay
resistance of acetylated wood.
It was concluded that decay resistance is independent to the rate of reaction of the
modification, and that this is rather a function of the weigh percent gain, achieved by the
chemical modification of wood.
X
1. Introducción
La madera ofrece múltiples ventajas sobre otros materiales, como su alta resistencia
mecánica específica y rigidez, su excelente trabajabilidad, su renovabilidad y sus
características estéticas y aislantes (Dinwoodie, 1989). Sin embargo, las aplicaciones de la
madera se han reducido como consecuencia de sus desventajas. La madera ha sido
desplazada por plásticos, metales, cerámicas y compuestos de carbón en muchas
aplicaciones, no obstante lo nocivo para el ambiente que desde el punto de vista energético
plantea el uso de dichos materiales (Hon, 1996c).
Entre las principales desventajas de utilizar la madera como material destaca su
degradabilidad. Como cualquier sustancia orgánica, la madera es sujeta a la
descomposición por agentes biológicos, siendo su principal problema el ataque de los
hongos degradadores de la madera (Eriksson et al., 1990).
Para prosperar, los hongos requieren fuentes de alimento, de agua y la temperatura
adecuada. Cuando una o más de estas variables está por debajo o encima del nivel óptimo,
el ritmo de biodegradación se reduce marcadamente. El tratamiento de la madera para
controlar su biodegradación tiene diferentes enfoques, ya sea para limitar la fuente de
alimento a los hongos o para disminuir la cantidad de humedad disponible para su
desarrollo. Los tratamientos relacionados con el control de la temperatura del sustrato no
están disponibles, y son generalmente utilizados mas como medidas remediales que
preventivas.
En lo que respecta a la reducción de la disponibilidad de la fuente de alimento, el
principal enfoque seguido en la protección de la madera ha sido el de tornar tóxico el
sustrato, utilizando biocidas de origen orgánico e inorgánico. En cuanto a la reducción de la
humedad disponible, la preservación empieza con el secado de la madera a un contenido de
humedad por debajo del requerido por los organismos degradadores. Para mantener
subsecuentemente limitado el contenido de humedad en la madera, se han desarrollado con
relativo éxito varios recubrimientos y repelentes de agua (Richardson, 1978; Eaton y Hale,
1993).
1
Un enfoque diferente para la preservación de la madera, ampliamente investigado,
ha sido la modificación química de la madera. Ésta consiste en cualquier reacción química
entre alguna parte reactiva de los componentes de la pared celular de la madera, y un
reactivo químico individual simple, para formar un enlace covalente entre ambos (Rowell,
1977; 1983; 1991; 1996).
La mayor parte de la investigación realizada en el área de modificación química de
la madera, ha sido conducida para mejorar lo mismo su estabilidad dimensional, que su
resistencia a la biodegradación (Matsuda, 1996). La idea principal al modificar
químicamente la madera para incrementar su durabilidad natural, ha sido la de modificar el
sustrato en el que ocurre la actividad enzimática de los biodegradadores, y reducir su
contenido de humedad en equilibrio con el ambiente que alcanza la madera en su lugar de
uso final.
Excelente resistencia a la biodegradación por termitas y varios tipos de hongos a
bajas ganancias de peso ha sido demostrada tanto en latifoliadas (Populus sp., Fagus sp.,
Albizia sp.), como en coníferas (Pinus sp., Picea sp.). Los isocianatos se han constituido en
los agentes modificadores más efectivos, debido a su capacidad de formar enlaces
entrecruzados con moléculas del propio compuesto (Barnes y Murphy, 1995; Takahashi,
1996).
Este nuevo enfoque en el desarrollo tecnológico en la preservación de la madera es
una alternativa de probada eficacia en el control de la biodegradación (Takahashi, 1996). A
la fecha, sin embargo, no está claro si el procedimiento es económicamente factible. El
desarrollo tecnológico para usar madera químicamente modificada ha tenido poco éxito, a
pesar de haber sido objeto de estudio por más de 50 años (Hon, 1996c). Varios procesos
han estado cerca de comercializarse (Rowell, 1991; Sheen, 1992; Evans, 2003). Sin
embargo, solo existen referencias de la explotación comercial de chapa acetilada en Japón,
para la manufactura de vigas laminadas (Schmidt, 1991; Takahashi, 1996).
No obstante su escaso éxito comercial, la modificación química de la madera ha
sido útil en el estudio de complejos mecanismos que ocurren en la madera, como son la
adsorción de agua (Stamm y Baechler, 1960; Popper y Bariska, 1972; Martins, 1992;
Honorato, 1999) y su descomposición (Cardias, 1992; Cardias-Williams y Hale, 1999).
2
También se ha recurrido a la modificación química de la madera para profundizar
en el conocimiento de alguna de sus propiedades, como la viscoelasticidad (Nakano, 1996;
Norimoto, 1996), o para el estudio de la distribución y reactividad de los constituyentes de
la pared celular de la madera (Rowell et al., 1994; Ramndsen y Blake, 1997). El interés
hacia este tema, se ha manifestado con la celebración de varios foros internacionales, y con
la publicación de un libro especializado (Hon, 1996b).
Existen varios problemas que necesitan resolverse antes de que la comercialización
y uso de la madera modificada químicamente puedan generalizarse. Los esfuerzos recientes
se han encaminado al estudio de la cinética de la reacción (Hill et al., 1998a; Hill y Mallon,
1998b). Otros aspectos que también se han investigado, son la remoción de la solución
modificadora del sustrato después de la reacción, y la recuperación del modificador y del
catalizador usados en exceso después de la modificación, para volver a utilizarlos. La
disminución de productos secundarios derivados de la reacción y la naturaleza corrosiva de
estos subproductos también ha sido examinada (Dawson et al., 1999).
De igual importancia en este desarrollo resulta el estudio de aspectos
complementarios, como es el efecto del catalizador de la reacción en las propiedades que se
persiguen al modificar la madera químicamente.
Varios sistemas de reacción han sido utilizados para la modificación química de la
madera, usando la fase gaseosa o líquida de los reactivos modificadores. En muchos casos,
el sistema de reacción incluye el uso de un catalizador o de un agente expansor para
incrementar la eficiencia de la reacción.
El catalizador mas comúnmente utilizado ha sido la piridina (C5H5N), que ha sido
considerada por Rowell (1983), como ideal para catalizar las reacciones de modificación
química de la madera. Esta es una amina orgánica terciaria, y los reactivos mas importantes
usados en la modificación de la madera (anhídridos e isocianatos), son solubles o miscibles
en piridina (Forster, 1998). La piridina hincha la madera más de lo que lo hace el agua (Risi
y Arseneau, 1957). Esto permite acceder a los polímeros de la pared celular, aun a los
agentes químicos que no causan el hinchamiento de la madera. La piridina es también el
solvente orgánico menos difícil de remover después de su impregnación en pino (Ashton,
1974). Estudios recientes de la cinética de la modificación química, revelan que el uso de
3
este catalizador disminuye la energía de activación en la acetilización de pino, atribuible a
un efecto sinergístico entre catálisis y expansión del sustrato (Hill, et al., 1998a, Hill y
Mallon 1998b).
Sin embargo, además de la dificultad en su manipulación por su reconocida
toxicidad, el uso de la piridina como catalizador ha planteado varias incógnitas, entre las
que destacan:
a) Su posible efecto en la resistencia a la pudrición de la madera. La remoción total de
la piridina después de la impregnación, utilizando sistemas de solventes estándar, no es
posible (Forster, 1998). Cierta cantidad de residuos de piridina permanecen en el sustrato
modificado, dejando el característico olor en la muestra. Estos residuos pudieran estar
involucrados en la protección de la madera contra la descomposición, en pruebas con
cultivos puros, máxime que algunos derivados de piridina son utilizados como agentes
antifungales (Klimesova et al., 1996). No existe información en la literatura al respecto
aunque, ciertamente, las muestras testigo en los experimentos realizados adecuadamente,
han sido tratado con la piridina (sin el modificador), con el objeto de realizar las
comparaciones.
b) En investigaciones recientes sobre la durabilidad natural de madera modificada, se
ha encontrado que la distribución del agente modificador pudiera no ser uniforme en el
grueso de la estructura de la madera, en la reacción catalizada con la piridina (Forster,
1998; Cardias-Williams y Hale, 1999). A niveles justo debajo del umbral de protección, se
observaron patrones de degradación en madera modificada, en los cuales el interior de la
muestra estaba podrida dejando una capa exterior sana y, más específicamente, en los que
la madera tardía era más susceptible a la pudrición, mientras que la madera temprana estaba
protegida.
La diferencia se ha atribuido a la baja relación del agente modificador con respecto
al material de la pared celular en la madera tardía en la parte central del bloque durante la
reacción. Como la piridina incrementa la velocidad de la reacción, esta pudiera reducir la
concentración del reactivo disponible para la reacción en lo más profundo del bloque,
porque el reactivo ha sido consumido en la superficie, con la correspondiente distribución
heterogénea del modificador y la presencia de ‘bolsas’ de pudrición en el sustrato.
4
c) El uso de la piridina, al igual que cualquier catalizador, dificulta la recuperación de
los químicos modificadores, y esta recuperación puede generar la degradación de los
componentes de la madera. La producción de madera químicamente modificada resistente a
la biodegradación a bajas ganancias de peso, es esencial para un tratamiento viable, como
lo es también la velocidad del proceso. No obstante, la durabilidad natural de la madera
modificada sin utilizar catalizador en el proceso, y las repercusiones que tal sistema de
reacción tiene en la factibilidad técnica y económica del tratamiento, han sido poco
estudiadas (cf. Nilsson, et al., 1988; Militz, 1991).
El principal propósito de este trabajo, es contribuir a esclarecer los 3 planteamientos
arriba señalados. Para tal efecto, se evalúa el efecto de la piridina utilizada como
catalizador durante la acetilización de la madera, en la durabilidad natural de pequeñas
muestras de albura de pino escocés (Pinus sylvestris). La evaluación se realiza en la
degradación causada por los hongos de las pudriciones blanca (Coriolus versicolor) y café
(Coniophora puteana), siguiendo los procedimientos generales establecidos en la norma
europea EN113 Wood preservatives: determination of the toxic values against wood
destroying basidiomycetes cultures on an agar medium (Preservadores de la madera:
determinación de los valores tóxicos contra los cultivos en agar de basidiomycetes
destructores de la madera).
Para que la reacción ocurra lentamente, permitiendo así la reacción de los polímeros
de la parte central del bloque, existen dos posibles formas de trabajo: la reacción con el
anhídrido acético en exceso a una temperatura de 115 °C, o bien, el uso de una temperatura
más baja para la reacción utilizando necesariamente un catalizador. La primera opción es la
que se adoptó en este trabajo, porque también permite evaluar el efecto del catalizador en la
durabilidad de la madera modificada.
Adicionalmente se investigaron las diferencias en la estabilidad dimensional
impartida a la madera por los dos sistemas de acetilización, determinada por el método de
‘saturación-secado’ através de un total de tres ciclos a pH neutro, porque pudieran estar
involucradas en la durabilidad natural de la madera modificada mediante los dos sistemas
de reacción (de existir una diferencia).
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2. Objetivos
Los objetivos que se plantearon en la ejecución del presente trabajo son los siguientes:
1. Establecer si existe un efecto en la durabilidad natural a las pudriciones morena y
blanca de pequeñas probetas de albura de madera acetilada de P. sylvestris causada
por el uso de la piridina como catalizador durante la modificación química de las
muestras con anhídrido acético, tanto en los patrones de descomposición como en
las ganancias de peso requeridas para la protección de la madera.
2. Evaluar si existe diferencia en la estabilidad dimensional impartida por la
modificación química de la madera realizada con y sin el uso de piridina como
catalizador en la reacción.
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3. Revisión de literatura
3.1. La composición de la madera
La química y ultraestructura de la madera influencian su resistencia o
susceptibilidad al ataque de organismos degradadores. Estas establecen la diferencia que
existe en la durabilidad natural de las diversas especies. Más aún, determina la diferencia
que existen entre las partes del xilema de un mismo organismo (albura y duramen, por
ejemplo), y aún aquellas que existen entre las diferentes células del tejido leñoso de un
individuo. Por lo anterior, su conocimiento es fundamental en la investigación de la
biodegradación de la madera.
No obstante, la química de la madera no puede ser considerada distintamente de su
estructura, porque la madera es al mismo tiempo una sustancia química, un tejido
anatómico y un material (Morey, 1973).
3.1.1. Anatomía de la madera de gimnospermas.
La especie que se utilizó para el presente estudio, una gimnosperma, se le conoce
con el nombre común de pino escocés (Pinus sylvestris L.), también conocido como pino
rojo, y es nativo de las islas británicas. Es la madera blanda de mayor comercio en Europa.
La madera es un tejido perenne resultado del crecimiento secundario del tronco,
ramas y raíces de especies leñosas.
En gimnospermas, del 90 al 97% del tejido de la madera está constituido por células
alineadas longitudinalmente, las traqueidas (Valdivia y Borja, 2002). En estas células
alargadas y delgadas, el citoplasma ha desaparecido y ha dado lugar al lumen, usado para el
transporte de minerales y agua en el árbol vivo. Estas son también las responsables del
sostén del árbol. El espesor de la pared celular y el tamaño del lumen de las traqueidas varía
de acuerdo a la temporada de crecimiento en que fueron formadas, siendo las de madera
temprana más grandes en la dirección radial y con paredes celulares más delgadas que las
7
de la madera tardía. El resto del tejido leñoso está constituido por parénquima alineado
radial y axialmente, que son pequeñas células con forma de ladrillo, responsables del
transporte radial y almacenamiento de nutrientes y de varios procesos bioquímicos en la
albura del árbol. Los elementos de secreción son las células epiteliales, que rodean
cavidades radiales y verticales, los canales resiníferos (Huerta, 1978; Harada y Coté, 1985;
Camacho, 1988).
Complementan el tejido leñoso la ceniza inorgánica y los extractivos, los que
generalmente son más abundantes y de diferente composición en angiospermas que en
gimnospermas (Fengel y Wegener, 1983). Estos no cumplen ninguna función estructural
pero, en el tema que nos ocupa, son relevantes porque se relacionan directamente con la
durabilidad natural (Reyes, et al., 1987; 1998) y la estabilidad dimensional de la madera
(Kuo y Arganbright, 1980; Honorato, 1998).
En la madera de pino escocés, la albura está conformada de una faja estrecha de
color blanco cremoso a amarillo, y el duramen es de café amarillento pálido a café rojizo,
usualmente distinto de la albura. La superficie de la madera no presenta hoyuelos cuando se
raja longitudinalmente sobre su cara transversal, a diferencia de otros pinos rojos. Los
anillos de crecimiento están claramente diferenciados, por la presencia de la madera tardía
más densa (oscura), aunque la transición de madera temprana a madera tardía es gradual.
Los canales resiníferos son visibles a simple vista en cortes longitudinales.
La madera del pino escocés es de fácil secado, sin muchos defectos. Es
moderadamente dura y, para su peso, la madera es mecánicamente resistente. De acuerdo a
la norma europea EN350-1, la madera de ésta especie se clasifica como no durable, en
cuanto a su resistencia natural al ataque de organismos biodegradadores. La madera de pino
escocés acepta bien clavos y tornillos, es de fácil maquinado, se puede acabar fácilmente, y
se puede pegar, barnizar, entintar y pintar satisfactoriamente (TRADA, 1980).
Las principales características microscópicas para la identificación de la madera de
pino escocés, se consignan en la Tabla 1.
8
Tabla 1. Principales características microscópicas de la madera de pino escocés (con información de Jane, 1956; Phillips, 1963, y Den Outer et al., 1988).
Elemento Características principales para su identificación
Rayos Heterogéneos o localmente heterogéneos, uniseriados, de más de 10 y menos de 30 células en altura.
Fusiformes cuando contienen canales resiníferos horizontales, con los extremos repentinamente puntiagudos.
Paredes horizontales del parénquima del rayo delgadas a gruesas.
Canales resiníferos Presentes, longitudinal y transversalmente, con el parénquima axial (células epiteliales) directamente alrededor de los canales resiníferos, de paredes delgadas (de 1 a 2 µm de espesor).
Numerosos, uniformemente distribuidos en la porción exterior del anillo de crecimiento.
Campo de cruzamiento Fenestroide, redondeado, grande, de 1 a 2 en madera temprana.
Traqueidas del rayo Dentadas, usualmente 2 en la parte superior del rayo.
Traqueidas Con puntuaciones escasas. Rara vez presentes en las paredes tangenciales de la madera tardía.
Madera tardía Formada por una banda de más de 10 células en anchura.
3.1.2. Química y ultraestructura de la madera.
Considerando la madera como un material, la caracterización química y la
disposición individual de los polímeros de la pared celular han sido exhaustivamente
estudiadas y repetidamente referenciadas. En Norteamérica, Stamm (1964), Browning
(1967), Panshin y de Zeeuw (1980), Coté (1977; Kollman y Coté, 1968; Harada y Coté,
1985) y, más recientemente Hon, (1996b; Hon y Shiraishi, 1991), son los principales
exponentes. En Europa, Preston (1970), Sjöstrom (1993; Sjöstrom y Watermark, 1999),
Fengel y Wegener (1983), y Dinwoodie (1989, 2000; Desch y Dinwoodie, 1996), han sido
los responsables de las descripciones. Walter et al. (1993) han hecho lo propio en Oceanía,
lo mismo que Takahashi (1985) y Shiraishi (Hon y Shiraishi, 1991) en Japón. En México,
el tratamiento detallado de la química y ultraestructura de la madera, ha sido ignorado.
9
La pared celular está constituida de capas, conocidas como pared celular primaria,
secundaria y terciaria (a veces ausente), que varían en su composición y estructura. En las
traqueidas, la pared secundaria esta conformada a su vez por tres capas, S1, S2 y S3. La
pared primaria es la pared externa de la célula, y dentro de esta se encuentran en capas
concéntricas la S1, la S2 y la S3 en ese orden, con la S3 en contacto con el lumen de la célula
si la pared terciaria está ausente. La capa más gruesa de la pared secundaria es la S2, y es la
que domina las propiedades mecánicas y físicas más importantes de la madera. Entre las
células existe una capa conocida como lámina media, constituida fundamentalmente por
lignina, la cual funciona como cementante y mantiene las células unidas para conformar el
tejido leñoso (Fengel y Wegener, 1983).
Cada una de las capas de la pared celular, está formada de tres polímeros: celulosa,
hemicelulosas y lignina.
La celulosa (C6H10O5)n es un polisacárido lineal de residuos β-D glucosa unidos vía
enlaces glicosídicos 1→4, de tal forma que los pares vecinos constituyen el residuo
celobiosa (C12H20O10). Este residuo es la unidad básica residual de la celulosa (Preston,
1974).
La glucosa, (C6H12O6), es el monosacárido básico de la celulosa. La molécula de la
glucosa es un anillo de seis átomos, porque su grupo carbonilo ha reaccionado con uno de
sus grupos hidroxilo, para formar una estructura cíclica más estable. Al anillo de seis
átomos se le denomina piranoso, por lo que la glucosa es formalmente glucopiranosa. Los
átomos de carbono están numerados del 1 al 6, empezando por el carbono potencialmente
aldehídico (el único unido a dos átomos de oxígeno), con el carbón 6 en el exterior del
anillo.
En la representación hexagonal, hay dos formas de glucosa dependiendo del grupo
OH asociado al carbón 1, y en β-glucosa, este grupo se ubica en posición cis con respecto al
CH2OH del carbón 5. Es en éste β-anómero que la glucosa se encuentra en la celulosa
(Streitwiser y Heathcock, 1985; Alberts et al., 1994).
Como los anillos de los azucares no son planos, ocurren en varias conformaciones,
cuyos límites son las formas de barco y de silla (Fengel y Wegener, 1983). Hassel y Ottar
10
(citados por Preston, 1974), demostraron que la configuración más estable del anillo
piranoso, es la forma de silla. En esta configuración, todos los ángulos de enlace se
asemejan a los de un tetraedro, y todos los pares de H, OH (o H, R) están al ‘tres bolillo’
con respecto a los otros pares. En la forma de silla, existen dos conformaciones extremas: la
axial y la ecuatorial. La conformación ecuatorial tiene el menor contenido de energía. De
acuerdo con Streitwiser y Heathcock (1985), los anillos glucopiranosos toman la
configuración más estable a temperatura ambiente (la ecuatorial), y en la celulosa, estos se
encuentran como el enantiómero D (de acuerdo a la convención Rosanoff) de la proyección
Fisher (Figura 1).
A
O
OO O
OO
1
3
5
6
O
OO
O
O
O1
3
56
O O
O
O
O1 3 5
6O
Posición del -OH en C1 con respecto a -CH2OH en C5 TRANS
B
O
OO O
OO
1
3
5
6
O
OO
O
O
O1
3
56
O
OO
O
O1 3 5
6O
Posición del -OH en C1 con respecto a -CH2OH en C5 CIS
Figura 1. Proyección Newman de configuraciones en forma de silla axial, silla ecuatorial y media silla de A) α-D glucosa y B) β-D glucosa. Dibujadas de un modelo de bola y palito.
Como la celulosa es un polímero lineal con unidades y enlaces uniformes, el tamaño
de la molécula es usualmente denominado grado de polimerización. Éste está definido por
el número de unidades iguales que se repiten, así como por el producto del peso molecular
de la celulosa por el inverso del peso molecular de una unidad de anhidroglucosa. El peso
11
molecular de la celulosa varía ampliamente (de 5,000 a 2,500,000), aunque el grado de
polimerización de la celulosa de la mayoría de las plantas va de 7,000 a 15,000 (Fengel y
Wegener, 1983). La celulosa del algodón antes de abrir la cápsula es la de mayor grado de
polimerización conocido (cerca de 15,300).
Las moléculas de celulosa están ordenadas en la pared celular formando una
estructura similar a un cristal mineral, según lo descubrieron Nishikawa y Ono en 1913
(citados por Fengel y Wegener, 1983). La naturaleza cristalina del arreglo de las moléculas
de celulosa ha sido confirmada indirectamente mediante el descubrimiento de las
propiedades piezométricas de la madera, que sólo exhiben los materiales con arreglo
molecular cristalino (Bazhenov, 1961). Dicho arreglo cristalino fue confirmado
directamente hasta 1982, por Revol y Goring (citados por Harada y Coté, 1985), mediante
patrones de difracción electrónica de la pared secundaria en áreas seleccionadas.
El primer modelo completo de la estructura cristalina de la molécula de la celulosa
fue propuesto por Meyer y Misch en 1937, y varios modelos se han avanzado desde
entonces para completarlo (Fengel y Wegener, 1983). El modelo propuesto por Gardner y
Blackwell en 1974, es el que ha recibido mayor aceptación. En este modelo, las cadenas de
celulosa se agrupan en planos mediante puentes de hidrógeno inter e intramoleculares.
Estos planos se unen a su vez mediante fuerzas de van der Waals en una configuración
cristalina llamada celda unitaria de dos cadenas. En ésta, el arreglo semeja un rombo, en el
que la cadena central de la unidad corre a ‘tres bolillo’ en sentido contrario a las dos
cadenas arregladas en las esquinas. Como cada cadena forma una esquina de la unidad
cristalina, las cadenas se encuentran alternadas, por lo que puede decirse que la látice (o
arreglo tridimensional) de la celulosa, consiste de pares de cadenas a contracorriente
(Fengel y Wegener, 1983).
El arreglo cristalino de la celulosa todavía es fuente de controversia. A la fecha, no
se ha podido demostrar cuál es tamaño máximo que este arreglo puede tener, sin que exista
asociación con otros polímeros de la pared celular. Inicialmente se pensó que la estructura
primaria de la celulosa era la microfibrilla, un filamento largo de 10-30 nm de ancho. Sin
embargo, con el mejoramiento de las técnicas microscópicas, se han registrado unidades
más delgadas, las llamadas fibrillas elementales por Fengel y Wegener (1983), con un
12
diámetro de 2 a 4 nm. Éstas fibrillas elementales se agregan para formar las microfibrillas,
posiblemente en conjunción de celulosa para-cristalina o material no cristalino como las
hemicelulosas (Fengel y Wegener, 1983; Harada y Coté, 1985). Se piensa que las celulosa
para-cristalina y amorfa se encuentran en la superficie de las fibrillas cristalinas (C. Hill,
1999, com. pers.), por lo que la transición de material cristalino a no cristalino explicaría la
dificultad en medir la sección transversal de estos cuerpos.
La estructura a lo largo de la fibrilla también está en disputa. Cuando se someten a
ácidos diluidos, las microfibrillas se hidrolizan a estructuras cristalinas (cristales), de
longitud más o menos uniforme resistentes a hidrólisis ulterior. La longitud de estos
cristales depende de la fuente de donde se extrajeron, y el grado de polimerización asociado
se conoce como el grado de polimerización limitante (DPL). Esto sugiere áreas de mayor
reactividad en las fibrillas, las cuáles son sujetas de hidrólisis, a lo que una explicación era
que las cadenas de celulosa pasaban através de regiones cristalinas y amorfas a lo largo de
las microfibrillas. Usando la técnica de difracción microscópica de transmisión electrónica
de contraste de la celulosa del alga Valonia macrophysa, Chanzy (1990) mostró que tales
regiones no existen, aunque este tema es todavía sujeto de controversia.
Una explicación popular de las áreas de mayor reactividad en las microfibrillas, es
que existen dislocaciones que las hacen más susceptible a la hidrólisis. Tales dislocaciones
se piensa que son causadas debido a las puntas de las cadenas de celulosa dentro de las
microfibrillas, las que interrumpen el patrón cristalino, pero este modelo no ha sido
sustanciado. Para que esto sucediera, las cadenas de celulosa tendrían que ser de longitud
no uniforme (O’Sullivan, 1997), y para explicar el tamaño razonablemente uniforme de los
cristales, las dislocaciones tendrían que ocurrir a intervalos irregulares a lo largo de las
microfibrillas.
Un modelo alternativo podría involucrar el estrés inevitable que se resentiría en las
microfibrillas, debido al torcimiento que sufren al depositarse en la pared celular. Esto
podría causar esfuerzos en los enlaces dentro y entre las cadenas de celulosa, haciéndolas
más susceptibles a la hidrólisis. Cuando las microfibrillas son hidrolizadas, una relajación
de los estos esfuerzos podrían causar que la microfibrilla fuera menos reactiva. Las
13
diferencias en curvatura, cristalinidad y polimorfismo de la celulosa en las microfibrillas,
podrían afectar el DPL, y podrían entonces explicar la dependencia de la fuente del DPL.
Junto con la celulosa, otros polisacáridos llamados poliosas o hemicelulosas
conforman las paredes celulares de la madera. Las hemicelulosas difieren de la celulosa en
que están compuestas de varios azúcares, las cadenas son mucho más cortas, y son
ramificadas en lugar de lineales.
Cinco azucares neutrales, las hexosas: glucosa, manosa y galactosa, y las pentosas:
xilosa y arabinosa, y dos grupos de azúcares anhidros llamados ácidos hexurónicos y
deoxihexosas son los principales componentes de las poliosas. Las gimnospermas
contienen menos hemicelulosas que las angiospermas y la composición es diferente (Fengel
y Wegener, 1983; Dinwoodie, 2000). Las galactoglucomanosas son las principales
hemicelulosas en coníferas. Estas consisten de unidades de manosa y glucosa con
ramificaciones cortas de unidades de α-D galactopiranosa. Una característica estructural es
que los grupos hidroxilo en la cadena principal están parcialmente substituidos por grupos
O-acetilo, en un promedio de un grupo por cada 3 a 4 unidades de hexosa. Además de la
galactoglucomanosa, las coníferas contienen xilosa. Los residuos de la xilosa están en la
forma β-D y están unidos en cadenas lineares, con cadenas cortas de grupos ácidos 4-O-
metil-α-D-glucuronicos y unidades α-L-arabinofuranosa.
Conjuntamente con (galacto)glucomanosas y xilosas, existen otros tipos de
hemicelulosas como glucanos, galactosas, y pectinas, las cuales conforman, con pocas
excepciones, menos del 1.2% de la madera, depositadas predominantemente en estructuras
especializadas (torus) o anormales (madera de reacción).
De acuerdo con Fengel y Wegener (1983), las hemicelulosas están orientadas
esencialmente paralelas a las moléculas de celulosa en la pared celular.
Además de los polisacáridos, la lignina es el tercer componente principal de la pared
celular. La molécula de lignina difiere de los polisacáridos, en que ésta consiste de un
sistema aromático tridimensional complejo formado con unidades de fenilpropano. Este
polímero amorfo es incorporado al final del desarrollo de la pared celular, incrustando los
polisacáridos y afianzando así las paredes celulares (Morey, 1973).
14
La lignina se encuentra en mayor cantidad en gimnospermas que en angiospermas,
y la composición también es diferente (Tabla 2). En gimnospermas, la lignina está formada
principalmente por unidades de guayacilo propano, con menores cantidades de siringilo
propano y p-hidroxifenilo propano (Fengel y Wegener, 1983; Dence y Lin, 1992; Rolando
et al., 1992).
El contenido de holocelulosa y lignina en la madera y su caracterización, es muy
importante en el estudio de la biodegradación de la madera (Sección 3.3.). Sin embargo,
determinar el contenido de dichos componentes es un proceso complicado. Cuando se aísla
un compuesto, generalmente se obtiene otro como residuo, y si la muestra se trata en
exceso, el componente bajo estudio se degrada o se destruye hasta cierto punto. No
obstante lo anterior, existe metodología estandarizada para realizan estas determinaciones,
que si bien no arroja los valores absolutos o ‘verdaderos’, es adecuada para la
caracterización y el estudio comparativo de la madera.
El estudio de la composición química de la madera en México es muy limitado.
Sólo se han caracterizado parcialmente algunos encinos y pinos. En la Tabla 2, se presenta
la composición química de la madera de ciertas especies arbóreas que vegetan en México.
Los resultados de la composición química de algunas coníferas, y de las latifoliadas
tropicales, se refieren al análisis químico de muestras colectadas en otros países.
La composición química de la madera de la especie utilizada en el presente trabajo,
se detalla en la Sección 4.4.
15
Tabla 2. Composición química de la madera de algunas especies arbóreas que vegetan en México (en % con respecto al peso anhídro).
Especies maderables que
vegetan en México
Hol
ocel
ulos
a
Cel
ulos
a1
Hem
icel
ulos
as
Pent
osan
os
Lign
ina
Extra
ctiv
os2
Extra
ctiv
os3
Cen
iza
Referencia
Libocedrus decurrens 47.9 39.4 13.14 8.0 0.5 Fengel y Wegener, 1983
Pseudostsuga menziesii 67.0 50.4 6.8 27.2 4.4 5.6 0.2 Fengel y Wegener, 1983
Pinus radiatac 45.5 16.3 9.3 26.8 1.5 0.2 Fengel y Wegener, 1983
Pinus leiophylla 51.0 29.8 Montes et al., 2002 Con
ífera
sa
Pinus douglasiana 56.0 28.0 Montes et al., 2002
Quercus resinosa 78.1 55.7 22.4 18.5 22.6 4.6 6.2 0.9 Villalvazo et al., 1981
Quercus obtusata 82.0 56.3 25.7 18.0 21.6 3.5 5.0 1.0 Villalvazo et al., 1981
Quercus candicans 81.0 54.0 27.1 21.8 20.7 5.0 5.3 1.2 Villalvazo et al., 1981
Quercus candicans 65.8 19.1 21.4 10.25 0.9 Rutiaga et al. 1998
Quercus laurina 86.0 55.2 30.7 21.5 15.3 3.0 4.8 0.5 Villalvazo et al., 1981
Quercus laurina 56.2 18.4 21.5 4.7 0.9 Honorato y Hdez., 1998
Quercus affinis 56.7 20.4 20.1 5.0 1.1 Honorato y Hdez., 1998
Quercus crassifolia 56.2 18.5 21.4 3.8 1.4 Honorato y Hdez., 1998
Quercus glabrescens 54.2 21.6 19.8 4.8 0.9 Honorato y Hdez., 1998
Quercus mexicana 55.5 21.3 22.4 5.2 1.0 Honorato y Hdez., 1998
Quercus rugosa 52.9 20.2 20.4 4.8 5.0 0.5 Bautista, 1999
Quercus oleoides 51.7 19.1 22.4 3.1 7.1 0.7 Bautista, 1999
Quercus durifolia 52.8 19.3 21.8 1.1 8.7 0.4 Bautista, 1999
De
clim
a te
mpl
ado-
frío
Quercus coccolobifolia 49.0 20.1 22.4 2.1 4.6 0.4 Bautista, 1999
Bursera simaruba 58.3 12.6 20.2 3.0 1.4 1.8 Porres y Valladares, 1979
Brosimum sp. 40.9 20.1 27.2 2.3 0.9 2.3 Porres y Valladares, 1979
Cordia sp. 54.4 17.3 30.5 3.4 5.8 1.1 Porres y Valladares, 1979
Manilkara zapota 47.5 18.2 24.2 10.2 3.1 1.3 Porres y Valladares, 1979
Spondias mombin 60.3 19.7 17.7 3.2 2.8 1.5 Porres y Valladares, 1979
Latif
olia
das
Trop
ical
esb
Terminalia amazonia 52.7 16.0 25.9 6.0 10.8 0.5 Porres y Valladares, 1979
1 Celulosa en latifoliadas es α-celulosa; 2En alcohol-benzeno; 3En agua; 4En etanol; 5Totales. Casillas en blanco: valores no calculados. a La información de coníferas que vegetan en México, según Martínez (1963), a excepción de las del género Pinus. b La información de las especies tropicales que vegetan en México, según Fuentes (1998). c En México, Pinus radiata subsiste en la variedad binata, según Perry (1991).
16
Con la excepción del origen y arreglo de las zonas semicristalinas y amorfas de las
fibrillas elementales de celulosa, el conocimiento de la disposición individual de los
polímeros en la pared celular y su caracterización es, para la mayoría de los fines, suficiente
en el estudio básico de la biodegradación de la madera.
En contraste, el arreglo ultraestructural conjunto de los polímeros en la pared celular
es todavía sujeto de investigación, y nuevas propuestas aparecen en la literatura
especializada, sin que exista un modelo de aceptación generalizada.
Las microfibrillas de la celulosa se organizan en laminillas, y un grupo de estas
conforman a su vez cada capa de la pared celular. La alineación de las microfibrillas en las
laminillas de la pared celular varía de capa a capa. El ángulo microfibrilar con respecto al
eje longitudinal de la célula es menor en la capa de la pared secundaria más gruesa, la S2.
Puesto que la S2 es la capa estructuralmente dominante, los modelos propuestos se refieren
a ésta capa, y todos se reducen al mismo principio básico: las hemicelulosas envuelven las
fibrillas elementales, y las hemicelulosas se consideran como el agente vinculador entre la
celulosa y la lignina. Las hemicelulosas se enlazan con la celulosa de las fibrillas
elementales por medio de enlaces covalentes y puentes de hidrógeno. También se han
registrado enlaces químicos entre la lignina y prácticamente todos los constituyentes de las
hemicelulosas (Sjöstrom, 1993; Metshitsuka e Isogai, 1996). Dos de los modelos más
conocidos del arreglo ultraestructural de los polímeros de la pared celular, son los
propuestos por Fengel y Wegener (1983) y por Kerr y Goring (1975, citados por Fengel y
Wegener, 1983) (Fig. 2).
Figura 2. Modelos de organización ultraestructural de lason el corte transversal y longitudinal, respectivamente,
(1983); c) Isométrico del modelo de Ker
pared celular de la madera. a y b del modelo de Fengel y Wegener r y Goring (1975)
17
La composición química de la madera es importante no solo en el proceso
enzimático de degradación, sino también para su modificación química. Como los grupos
funcionales de los polímeros de la pared celular tienen diferente reactividad, la sustitución
de estos influye en la tasa de reacción de cada polímero y, por lo tanto, influencia la
resistencia a los diferentes mecanismos de acción de los hongos.
La reactividad de los polímeros de la madera, incluyendo aquella de los diferentes
hidroxilos existentes en la celulosa, ha sido estudiada extensivamente por su capital
importancia en la producción de celulósicos (Meshitsuka e Isogai, 1993; Lai, 1993). En
contraste, la reactividad hacia las sustancias comúnmente empleadas en la modificación
química de la madera ha recibido poca atención.
En su estudio de la reactividad de los componentes aislados de la pared celular hacia
el anhídrido acético, Rowell et al. (1994) encontraron que el orden de reactividad era
lignina > hemicelulosas >> holocelulosa. Este resultado es de fundamental importancia en
el esclarecimiento del mecanismo de bioprotección de la madera acetilada, y es discutido
más ampliamente en la Sección 5.2.3.
3.2. Interacciones agua - madera y su relación con la biodegradación de la madera
La presencia de agua en la madera es un requerimiento esencial para la colonización
de los hongos y para que ocurra la biodegradación.
La madera es un material higroscópico y por lo tanto está afectada por los cambios
en la humedad relativa o la temperatura del medio que la rodea. El mecanismo por el cual
las moléculas de agua del ambiente en estado gaseoso, se unen en forma de película a los
componentes en la pared celular de la madera, en respuesta a cambios en la temperatura o
la humedad relativa, se conoce como adsorción (Hickin, 1971).
La temperatura y la cantidad de vapor de agua en el aire (humedad absoluta),
determinan la presión de vapor del ambiente y, similarmente, el agua en la madera tiene su
propia presión de vapor. Cuando la madera se expone a temperatura y humedad relativa
18
constantes, estas dos presiones compiten para neutralizarse una a la otra y, cuando las dos
se igualan, se alcanza un equilibrio. El contenido de humedad en la madera en este punto,
se conoce como el contenido de humedad en equilibrio (Bodig, 1982); también denominada
en español como la humedad de equilibrio higroscópico (Vignote y Jiménez, 1996).
Si la humedad relativa cambia, la madera incrementa o disminuye el número de
moléculas de agua en los sitios de adsorción de sus componentes, hasta alcanzar una nueva
humedad de equilibrio higroscópico con tales condiciones (Dinwoodie, 1989). El
incorporamiento de agua en la madera inicialmente alcanza un estado en donde la pared
celular está completamente saturada, sin que exista agua libre en los espacios grandes
permanentes (i. e. el lumen y las aperturas de las puntuaciones), a un contenido de humedad
denominado el punto de saturación de la fibra (PSF). Sin embargo, generalmente se
concede que el PSF es un punto idealizado. La presencia de solutos en las células
parenquimatosas conllevan a presiones osmóticas que pueden causar que tengan contenidos
de agua más altos y un poco de agua libre, antes de que las paredes de otras células hallen
adsorbido agua hasta el PSF. Adicionalmente, conforme el contenido de humedad se va
acercando al PSF, cierta condensación en los capilares permanentes más pequeños es
inevitable (Skaar, 1988; Siau, 1996). A pesar de esto, el PSF todavía es un concepto útil, y
se sitúa alrededor del 27 al 30% para la mayoría de las coníferas (Dinwoodie, 1989).
Todos los hongos necesitan la presencia de agua para la difusión de los nutrientes
en las células, para liberar las enzimas exocelulares y para mantener su citoplasma. Sin
embargo, aún existiendo agua en el ambiente, esta puede no estar disponible porque está
vinculada a fuerzas externas. Estas incluyen el potencial osmótico (fuerzas vinculadas con
el contenido de solutos en el agua, φπ), la turgencia (φp), el potencial gravimétrico (φg) y el
potencial matricial (φm). Éste último se refiere a las fuerzas de vinculación física relativas
al radio de los poros que el agua ocupa en la matriz de un material sólido. En el caso de la
madera, Griffin (1977) considera al potencial matricial como el factor dominante. El efecto
de estas fuerzas externas es aditivo, y se nombran en conjunto potencial hídrico, denotado
por φ, y definido como la energía libre del agua en un sistema en relación con aquella de un
estanque referencial de agua pura (Rayner y Boddy, 1988). Como puntos de referencia
familiares, el agua de mar tiene un φ de alrededor de –2.5 MPa, y la mayoría de las plantas
19
alcanzan el punto de marchitamiento permanente a –1.5 MPa, siendo los valores negativos
porque estos ambientes ejercen un ‘jalón’ del agua.
Para que el hongo retenga su agua existencial, debe generar un potencial igual al φ
externo, y para obtener agua del ambiente debe generar un potencial mayor que φ. La
mayoría de los hongos están altamente adaptados para obtener agua del ambiente, aún
cuando las fuerzas externas son altas, y por lo tanto crecen permaneciendo turgentes.
Muchos hongos septados, como son los causantes de las pudriciones blanca y café de la
madera, crecen a –4 MPa, y no se considera que sean particularmente tolerantes al estrés
(Deacon, 1997).
Aún cuando la micología moderna se refiere generalmente al potencial hídrico
como una medida de la disponibilidad de agua en el sustrato para los hongos, en el caso del
estudio de la pudrición de la madera, se utiliza generalmente el contenido de humedad
calculado con relación al peso seco del sustrato. No obstante, otros autores han utilizado el
potencial hídrico en lugar de éste contenido de humedad, como una medida del agua
contenida en la madera, pues consideran que el potencial hídrico refleja mejor la
disponibilidad de agua en la madera para ser usada por los hongos (Griffin, 1977).
Se han realizado varios intentos para establecer los contenidos de humedad de la
madera mínimo, óptimo y máximo para que prospere la degradación causada por hongos,
aunque existen dificultades en medir estas cantidades, porque varían durante la
degradación. El contenido de humedad se incrementa a medida que la descomposición de la
madera avanza y se produce agua metabólica mediante el desdoblamiento de los polímeros
de la pared celular. Teóricamente el 56% del peso de la celulosa terminará convertido en
agua después de su descomposición total (Griffin, 1977). Asimismo, algunos hongos
pueden transportar agua hacia adentro de la madera desde otra fuente de humedad para
favorecer la descomposición (Findlay, 1967). Aunado a lo anterior, la capacidad de la
madera de almacenar agua se incrementa conforme la degradación progresa, pues las
moléculas de celulosa van siendo reducidas a oligosacáridos más cortos, lo que redunda en
un mayor número de sitios de adsorción (Scheffer, 1973; Eaton y Hale, 1993). Además, los
ensayos con cultivos puros, como los del presente trabajo, usan una reserva de agua en el
medio de cultivo junto con los bloques de madera a prueba, la cual puede ser usada como
20
una fuente alterna de agua por los hongos para realizar la degradación. Las condiciones de
humedad requerida para que prospere la pudrición dependen entonces de varios factores,
como el tipo de hongo, del sustrato y de las condiciones particulares del ataque.
Por ejemplo, Scheffer (Highley y Scheffer, 1970; Scheffer, 1973) encontró que el
hongo de la pudrición blanca necesita de un contenido de humedad mayor en la madera del
requerido por el hongo de la pudrición café, para alcanzar las máximas pérdidas de peso en
condiciones de laboratorio, y de más humedad para prosperar que la mayoría de los otros
hongos que degradan la madera.
Existe la opinión general de que el contenido de humedad de la madera debe
permanecer por debajo del 20%, para evitar su biodegradación por hongos (Scheffer, 1973;
Eaton y Hale, 1993; COFAN, 1999; Dinwoodie, 2000). En un estudio realizado por
Viitanen (1997), se probó la habilidad del hongo de la pudrición café Coniophora puteana
para degradar el pino escocés y el abeto noruego, en condiciones fijas de humedad relativa
y temperatura sobre soluciones saturadas de sales. El agua en la madera a su contenido de
humedad en equilibrio era, por lo tanto, la única fuente de humedad disponible para el
hongo. De los datos registrados, este autor determinó que el umbral de la humedad relativa
para la biodegradación era del 93 al 94% a 20 °C, equivalente a un contenido de humedad
en equilibro de madera sana para estas especies del 22 al 23%.
Asimismo, existe el acuerdo de que las condiciones óptimas para la descomposición
por basidiomicetos, se dan a un contenido de humedad mayor del 30% (Kirk, 1973). Griffin
(1977) distingue entre el potencial de agua al cual varios hongos pueden crecer, y aquel en
que la biodegradación de la madera es posible. En el caso de los hongos basidiomicetos,
este autor calcula ambos en aproximadamente – 4 MPa, lo cual es consistente con un
contenido de humedad de la madera del 30%.
Viitanen y Ritschkoff (1991, citados por Eaton y Hale, 1993), determinaron que el
contenido óptimo de humedad, para el desarrollo del hongo de la pudrición café en pino
escocés y abeto noruego, es del 30 al 70%, con una humedad relativa del ambiente del 95 al
98%, dependiendo de la temperatura, siendo el punto de saturación de la fibra de estas dos
especies del 28 al 30%. Otros autores señalan que el contenido de humedad óptimo para
que los hongos basidiomicetos prosperen, está entre el 35 y el 50% (Cartwright y Findlay,
21
1958; Findlay, 1967), aunque Scheffer (1973) reconoce un rango más amplio, que va del 40
al 80% o superior.
Establecer el límite superior exacto del contenido de humedad en la madera para
que los hongos prosperen es un dilema, porque entre más densa es la madera, existen
menos espacios, y se requiere de menos agua para saturarla completamente. El valor
máximo de contenido de humedad para el crecimiento de hongos será, por lo tanto, más
bajo en maderas densas que en las ligeras (Findlay, 1967). Aunado a lo anterior, los hongos
pueden crecer dentro de piezas delgadas de madera saturada, si algunas de las hifas
permanecen en contacto con el aire. Así, es común encontrar que la pudrición prospera
fácilmente en madera con contenido de humedad mayor al 150% en pruebas con cultivos
puros (García, 1994).
El acuerdo entre los diversos autores es que los contenidos de humedad que resultan
en la acumulación de agua libre en el lumen de la célula, restringen el desarrollo de los
hongos, ya que el propio líquido empieza a constituirse en una barrera física para su
crecimiento. Más aún, el intercambio y suministro de oxígeno empieza a ser limitado para
el desarrollo microbiano, y la presencia del CO2 producto de la respiración molecular,
alcanza niveles tóxicos para el microorganismo (Eaton y Hale, 1993).
Cabe señalar, que algunas especies de ascomycetes (no estudiados en este trabajo),
pueden prosperar en madera completamente saturada, siempre y cuando el agua contenga
suficiente oxígeno disuelto para permitir su desarrollo (Findlay, 1967).
Los contenidos de humedad se refieren generalmente a los resultados de estudios en
cultivos puros, donde el hongo ya establecido en condiciones axénicas, es utilizado para
colonizar el sustrato. En situaciones normales de ataque, Findlay (1967) señala que el
contenido de humedad mínimo para que pueda producirse la infestación, en atmósferas con
humedad relativa alta, es la del punto de saturación de la fibra, pues las esporas no pueden
germinar en contenidos de humedad por debajo de éste. Previo a la germinación, las
esporas adsorben agua hasta hincharse, iniciando una serie de reacciones metabólicas
complejas, para salir del estado de latencia o autoinhibición. Esto da paso al alargamiento
de la pared celular para la producción de la primera hifa (tubo germinal), y al inicio de la
colonización del hongo. En condiciones naturales, el origen del hongo puede provenir de
22
colonias establecidas en el suelo, de material vecino contaminado, de insectos, del agua de
lluvia o del aire.
Además de incrementar su susceptibilidad a la biodegradación al aumentar su
contenido de humedad, existe otro factor desfavorable ligado a la higroscopicidad de la
madera. La madera cambia de dimensión al variar su contenido de humedad, porque los
polímeros de la pared celular contienen hidroxilos y otros grupos que contienen oxígeno,
que atraen las moléculas de agua através de enlaces del tipo puente de hidrógeno. Los
cambios dimensionales ocurren cuando el contenido de humedad de la madera fluctúa por
debajo del PSF, y son anisotrópicos en el sentido tangencial>radial>>>longitudinal. Estos
cambios dimensionales pueden resultar en cambios de forma, rajaduras, colapso, y otros
defectos indeseables para la utilización de la madera. Las propiedades mecánicas de la
madera también cambian al fluctuar el contenido de humedad por debajo del PSF, y el
comportamiento es distinto si se trata de las propiedades reológicas, las dinámicas o de las
estáticas (Bodig, 1982). La conductividad, las propiedades acústicas y aislantes, y otras
características físicas, también varían con los cambios en el contenido de humedad, lo que
constituye una desventaja en la utilización de la madera con fines estéticos o estructurales.
3.3. Biodegradación de la madera causada por hongos
La madera es susceptible a la degradación por efecto de factores abióticos, como la
exposición al calor, a la luz, a sustancias químicas, o al someterla a esfuerzos mecánicos
(abrasión, erosión y cargas dinámicas o estáticas).
Asimismo, como cualquier material de origen orgánico, la madera es susceptible de
degradarse biológicamente. Esta degradación es la principal forma de destrucción de la
madera. La biodegradación es causada por múltiples agentes, entre los que destacan los
hongos, las bacterias, los insectos y los taladradores marinos.
No obstante su carácter biodegradable, la madera es uno de los materiales orgánicos
más difíciles de descomponer, debido: 1) al alto contenido de lignina y al complejo que ésta
forma con los polisacáridos en las paredes celulares; 2) a su bajo contenido de nitrógeno, lo
23
cuál reduce la gama de organismos que pueden actuar sobre la madera; y 3) a otros factores
secundarios como su carácter leñoso, pero principalmente debido a la presencia de los
extractivos (Hudson, 1980).
Sólo los hongos poseen el metabolismo requerido para solventar estas desventajas
para el desarrollo microbiano. Lo anterior, sumado a la distribución cosmopolita de los
hongos, los convierte en el principal agente biológico de destrucción de este material.
Las interacciones de los hongos con la madera han sido abordadas desde diferentes
perspectivas, ya sea considerando la madera como un tejido (enfermedades del arbolado),
como desecho orgánico (formación del suelo), como un sustrato (producción de setas),
como materia prima (biotecnología), o como un material. Cada una de estas facetas de la
relación hongo-madera juegan, en mayor o menor grado, un papel en la degradación de la
madera en servicio, pero para el tema del presente trabajo, el estudio de la biodegradación
se analizará considerando a la madera fundamentalmente como un material.
Existen muchos hongos que habitan en la madera, no necesariamente alimentándose
de ella, y cuya actividad produce efectos variados. Estos hongos se definen en lo general
como lignícolas. Aquellos que desdoblan los polímeros de la pared celular de la madera en
unidades más simples, para aprovecharlas ulteriormente como alimento, se denominan
xilófagos (Ulloa, 1991).
Los hongos lignícolas han sido agrupados, de manera más o menos arbitraria y, en
cierta medida, empírica, por el tipo de daño que producen en la madera. Esta clasificación
toma en cuenta la apariencia macroscópica y micromorfológica del material deteriorado, así
como los cambios en las propiedades físicas y en las características químicas que causan en
el sustrato. Esta distinción de los grupos, ha sido referenciada amplia y repetidamente en
tratados especializados (Cowling, 1961; Hickin, 1963; Scheffer, 1973; Wilcox, 1973;
Richardson, 1978; Eriksson et al., 1990; Eaton y Hale, 1993; Deacon, 1997), y en cualquier
texto de ciencias de la madera (Panshin y de Zeeuw, 1980; Fengel y Wegener, 1983;
Dinwoodie, 2000), por lo que aquí solo se presenta una breve descripción de los tipos de
actividad, para establecer el contexto de las especies con las que se realizó el presente
trabajo (Tabla 3).
24
Tabla 3. Clasificación de los hongos lignícolas de acuerdo a su modo de actividad (con información de Cartwright y Findlay, 1958; Fergus, 1960; Eaton y Hale, 1993; Alexopoulos, et al., 1996; Herrera y Ulloa, 1998; Ulloa y Hanlin, 2000).
TIPO DE ACTIVIDAD DIVISION [SUBDIVISIÓN (artificial), en los Deuteromycetes]
EJEMPLOS
Oomycota Mucor sp. Rhizopus sp. Mohos o manchado superficial
Deuteromycetes Fusarium sp., Penicillium sp., Trichoderma sp., Aspergillus sp., Gliocladium sp.
Deuteromycetes Aureobasidium pullulans Cladosporium herbarum Alternaria alternata Stemphylium sp, Diplodia sp., Phialophora sp., Phoma, sp.
Hongos cromógenos
Ascomycota Ceratocystis sp. Lecythyphora sp. Leptographium lundbergii Botryodiplodia theobromae
Deuteromycetes Lecythophora hoffmannii Monodictys putredinis Humicola alopallonella
Pudrición suave
Ascomycota Chaetomium globosum Xylaria sp., Daldinia sp., Hypoxylon sp.
Pudrición café Basidiomycota Coniophora puteana Hexagonia tenuis Gloeophyllum trabeum (= Lenzites trabea) G. saepiarium Merulius (=Serpula) lacrymans Lentinus lapideus, Poria vallanti, P. monticola, Tyromyces pallustris
Ascomycota Xylaria hypoxylon Ustulina vulgaris (= Hypoxylon confluens)
HO
NG
OS
LIG
NÍC
OLA
S
Hongos xilófagos
Pudrición blanca
Basidiomycota Coriolus versicolor Heterobasidion annosum Phanerochaete chrysosporium Phellinus pini Phlebiopsis gigantea Pycnoporus sanguineus Poria medulla-panis
25
Es necesario señalar que en los textos de ciencias de la madera, los mohos que
prosperan en la madera, se agrupan dentro del conjunto de los ‘hongos’. Semejante
simplificación no necesariamente se relaciona con la sistemática o la filogenia de los
integrantes del Reino Fungi. Este tratamiento únicamente aplica por razones prácticas y por
tradición, y debido a que la clasificación formal de los hongos, todavía es materia de debate
entre los micologistas (véase Sección 3.3.5.).
Los mohos son organismos microscópicos que viven en la superficie de la madera
de árboles recién derribados o en madera en servicio bajo condiciones húmedas recurrentes.
Éstos se alimentan de carbohidratos simples, y del almidón depositados en los lúmenes
celulares más superficiales del material. Los mohos lignícolas incluyen ciertas especies de
la División Oomycota (Reino Stramenopila), conocidos por alimentarse de residuos
orgánicos de fácil descomposición (Alexopoulos et al., 1996), pero están constituidos
fundamentalmente por miembros del Reino Fungi, los Deuteromycetes. Éste último, es un
grupo artificial, que incluye tanto ascomycetes como basidiomycetes que carecen de una
fase de reproducción sexual perfecta, por lo que técnicamente se conocen como Fungi
imperfecti (Eaton y Hale, 1993). Los mohos no afectan las propiedades mecánicas del
material, pero causan la desfiguración de la madera por la esporulación negruzca
(Aspergillus sp.) o verduzca (Penicillium sp. y Trichoderma sp.) en la superficie del
material, lo que reduce su valor estético y comercial.
Los hongos cromógenos son los que producen el manchado de la madera. Se
alimentan de las reservas almacenadas en las células del tejido parenquimatoso, y en los
lúmenes de fibras y traqueidas. La mayoría pertenecen al mismo grupo de los hongos que
producen la pudrición suave, los ascomycetes.
La coloración de la madera invadida por los hongos cromógenos, es causada por las
excreciones derivadas del metabolismo de los hongos, depositadas en las vacuolas de las
hifas. Las condiciones comunes de ataque se dan en madera recién cortada, mal apilada y
en madera en servicio con humedad constante sin estar en contacto con el suelo. Los
hongos cromógenos son típicos habitantes de las maderas blandas, pero también pueden
ocurrir en maderas duras. Existen múltiples ejemplos de la degradación de las paredes
celulares del tejido leñoso derivada de la acción de estos hongos pero, para efectos
26
prácticos, este grupo no se considera como destructor de la madera, con algunas
excepciones (e.g. Alternaria tenuis).
Al igual que los integrantes del grupo de los mohos, el efecto negativo que causan
es estético y económico, aunque el hongo de la mancha azul Chlorasplenium
aeruginascens, que coloniza las ramas caídas de encinos, ha sido utilizado en Gran Bretaña,
para hacer las costosas piezas decorativas llamadas “Tunbrige ware”.
La pudrición de la madera, entendida como el conjunto de efectos producidos en el
xilema secundario por la acción de hongos superiores, ha sido dividida en tres tipos
principales de degradación: la pudrición suave, la pudrición café y la pudrición blanca.
3.3.1. La pudrición suave.
La pudrición suave de la madera (también llamada pudrición blanda en español), es
causada fundamentalmente por ascomycetes, y en menor grado por Deuteromycetes.
Recientemente se ha reportado la ocurrencia de la pudrición suave causada por
basidiomycetes (Schwarze et al., 2000).
La pudrición suave es común en la madera que está expuesta a humedad alta, como
sería la madera en servicio en contacto con el suelo, o la madera que sin estar en contacto
con el suelo, se utiliza en situaciones de humedad muy alta, como son las agujas de las
compuertas de las represas, y en torres de enfriamiento. También se ha registrado en
troncos sumergidos en agua. Produce una pudrición superficial a subsuperficial, que le da
un aspecto blando o suave al material, que al secarse produce una superficie cuarteada
semejante a la de la pudrición café, pero con la cuadrícula más pequeña.
La principal característica micromorfológica de este tipo de ataque es la producción
de cavidades en la capa S2 de la pared secundaria de las células, y la erosión alrededor de
las hifas. Esto ha llevado a registrar pérdidas en la resistencia al impacto del orden del 60%
a pérdidas de peso del 5%. Es más común en maderas duras que en las blandas, y las
especies de este grupo son capaces de atacar los tres principales polímeros que componen la
pared celular, aunque su actividad celulítica es más reconocida.
27
3.3.2. La pudrición café.
La pudrición café de la madera, también conocida en español como pudrición
morena, pudrición parda, pudrición marrón o pudrición cúbica (Tuset y Durán, 1975?;
Torres, 1993; Vignote y Jiménez, 1996), es causada por basidiomycetes. Las especies que
causan la pudrición café de la madera representan apenas del 6 al 7% de los 1,600
macromycetes xilófagos estudiados en Norteamérica (Gilbertson y Ryvarden, 1986, citados
por Alexopoulos et al., 1996). No obstante, el ataque de este tipo de pudrición es el más
importante desde el punto de vista económico, en virtud de: a) su ataque preferencial hacia
las maderas blandas; b) sus efectos muy destructivos en términos de resistencia; c) su
capacidad de atacar madera en toda clase de situaciones (incluyendo interiores de
edificios); y d) a la notable tolerancia de algunas especies a los preservadores formulados
con cobre (Poria sp.), con creosota (Lentinus lapideus) o con arsénico (Gloeophyllum
trabeum = Lenzites trabea) (Hickin, 1963; Obregón y Echenique, 1974).
3.3.2.1. Macromorfología del ataque y características de la pudrición café.
La madera se torna café o café rojiza desde los estados iniciales de ataque, con
agrietamientos longitudinales y transversales al grano. Estos son causados por los cambios
dimensionales de la madera al variar su contenido de humedad, y por la degradación
heterogénea del material a nivel celular. En algunos casos, el agrietamiento es muy
profundo, lo que le da la apariencia de madera carbonizada pero de color café.
Cuando el ataque ocurre en condiciones donde las superficies están secas, la
pudrición puede dejar una capa superficial aparentemente sana. En estados avanzados de
pudrición, la madera se torna bastante frágil y se desmorona entre los dedos en un polvo
fino al manipularla; asimismo, la deformación del material y la pérdida de peso y volumen
son muy evidentes. Esta pudrición es más común en maderas suaves que en maderas duras,
pero también causa la destrucción de maderas duras durables como el encino.
3.3.2.2. Micromorfología del ataque de la pudrición café.
La madera puede aparecer con pocos cambios bajo el microscopio, en virtud de que
28
el ataque se concentra en los polisacáridos de la pared celular. Generalmente, la
degradación se produce a cierta distancia de las hifas sin la existencia de canales de erosión
o cavidades, conservándose la “osamenta” de la célula por la lignina que no ha sido
degradada.
Las principales características del ataque son: las horadaciones que producen las
hifas en la pared celular, y la degradación de las puntuaciones en maderas blandas, las
cuáles pueden aparecer agrandadas. La erosión de las paredes es menor comparada con las
especies de la pudrición blanca. La observación de la pared celular a la luz polarizada del
microscopio revela una pérdida de birrefringencia, particularmente en estadios medios o
avanzados de la pudrición, lo que indica una desintegración del arreglo cristalino de la
celulosa. La microscopía de fluorescencia revela que el daño es en toda la pared celular, sin
estar localizado a las hifas individuales.
3.3.2.3. Química de la pudrición café.
Las especies que producen este tipo de pudrición, atacan fundamentalmente la
celulosa y hemicelulosas, mientras que la lignina es poco atacada. La solubilidad en
solución alcalina de NaOH al 1% se incrementa rápidamente, indicando la reducción del
peso molecular de los polisacáridos. La celulosa y posiblemente las hemicelulosas sufren
una depolimerización extensiva antes de que se note una pérdida de peso importante, y
después ocurre su degradación y remoción progresiva (Kirk y Highley, 1973). La actividad
de Coniophora puteana en madera de pino se caracteriza por ser una degradación de dos
pasos; el primero consistente en una depolimerización intensiva de la celulosa, y el
segundo, en la degradación de la celulosa depolimerizada y el ataque a las hemicelulosas
(Kirk, 1975).
Sin ser capaces de degradar extensivamente la lignina, ésta es demetoxilada y
modificada, para permitir el acceso de las celulasas en la pared celular (Cowling, 1961). El
grado de ataque no parece estar afectado por el tipo de lignina, tal y como ocurre con las
especies de la pudrición blanca.
29
3.3.2.4. Efectos en las propiedades físicas de la madera causadas por la pudrición café.
Los efectos físicos de la pudrición café en la madera son rápidos y severos. A
pérdidas de peso de apenas el 3%, se han registrado reducciones en la resistencia al impacto
de alrededor del 30% en madera de abedul (Betula verruscosa) y en Haya (Fagus
sylvatica), causadas por Coniophora puteana, en un lapso de exposición de dos semanas
(Eaton y Hale, 1993). La reducción de la resistencia mecánica en otras pruebas también ha
sido documentada (Wilcox, 1978), pero la información disponible no es concluyente.
Eaton y Hale (1993), han hecho un recuento de los estudios realizados en esta área
hasta principios de los noventas. Aparentemente, al 3% de pérdida de peso, las propiedades
son afectadas en el orden: resistencia a la tensión>resistencia a la compresión>resistencia a
la flexión estática>resistencia a la compresión>MOE. Sólo se han estudiado maderas duras
y blandas de regiones templado frías, y los reportes se refieren fundamentalmente a pruebas
estáticas. Sólo existe un estudio del efecto de la pudrición en el comportamiento dinámico
de la madera (McCarthy et al., 1993). No existen reportes en la literatura de los efectos de
la pudrición en la reología de la madera. La reducción de otras propiedades físicas,
diferentes a las mecánicas, ha sido escasamente investigada (cf. Birkinshaw et al., 1999).
Algunos aspectos secundarios de los efectos de la pudrición son el aumento de la
permeabilidad (Scheffer, 1973), y de la higroscopicidad de la madera expuesta a una
humedad relativa menor al 37% (es decir, con un contenido bajo de humedad en equilibrio),
mientras que a humedades relativas mayores la situación es la contraria (Rawat, et al.;
1998). Algunos hongos de la pudrición café producen cantidades apreciables de ácidos
orgánicos. Otros cuantos producen sustancias aromáticas de olor dulce, las que dan un olor
característico a la madera en pudrición; e. g. el principal causante de la pudrición en postes
y durmientes pobremente creosotados, Lentinus lapideus, produce un olor que recuerda al
bálsamo (Findlay, 1967).
3.3.3. La pudrición blanca.
La pudrición blanca de la madera, también conocida en español como pudrición
fibrosa (Vignote y Jiménez, 1996), es causada principalmente por basidiomycetes, aunque
30
algunos autores también han considerado ciertos ascomycetes (Nilsson, et al., 1989;
Eriksson, et al., 1990). Este tipo de pudrición también ha sido denominada pudrición
moteada, veteada, corrosiva, esponjosa, jaspeada, en bolsas, simultanea, o preferencial
(Torres, 1993), aunque todos son subtipos de la pudrición blanca (Eaton y Hale, 1993).
Los hongos de la pudrición blanca juegan un papel primordial en el ciclo del
carbono, al descomponer una amplia gama de especies forestales e incorporar los residuos
vegetales al suelo. Los hongos de la pudrición blanca también han sido objeto de una
carrera biotecnológica entre países desarrollados, desde hace unos 15 años. La capacidad
que tienen estas especies para degradar extensivamente la lignina, en algunos casos
preferentemente a los polisacáridos de la pared celular, ha sido explotada para realizar el
biopulpeo del material leñoso para la producción de papel, para la producción de forrajes
más digeribles para rumiantes, y para el bioblanqueo de la celulosa.
Asimismo, su capacidad de detoxificar compuestos aromáticos (como los
extractivos y algunos preservadores de la madera), está siendo estudiada para incorporar
estas especies en la bioconversión de desechos (incluyendo la madera tratada al final de su
vida útil), y la bioremediación de suelos contaminados (Zadrazil y Reiniger, 1988; Eriksson
et al., 1990; Bruce y Palfreyman, 1998). En el aspecto de la degradación de la madera, la
trascendencia del estudio de la pudrición blanca radica en que es la segunda en importancia
en el ataque a la madera en servicio, después de la pudrición café.
3.3.3.1 Macromorfología del ataque y características de la pudrición blanca.
La madera atacada por los hongos de la pudrición blanca, se presenta blanqueada en
estados avanzados de descomposición, y puede aparecer fibrosa. Sin embargo, en los
estados iniciales de la pudrición, pueden aparecer trazos de color café, lo que indica una
descomposición incipiente.
La pudrición blanca no implica un agrietamiento de la superficie, y no se
desmorona entre los dedos, como sucede con la madera atacada por la pudrición café. En la
mayoría de los casos, la madera conserva su tamaño, su forma y, hasta cierto punto, su
integridad estructural, no obstante la degradación generalizada del material, y el daño
31
32
evidente al microscopio de las paredes celulares (Tzompantzin, 1994). Con todo, existen
casos donde el ataque es muy agresivo y localizado, y las bolsas de pudrición causadas por
el hongo en la madera conduce a la completa desaparición del material. Por ejemplo,
Lomelí y Fuentes (2002), encontraron que la madera de mango (Mangifera indica)
degradada por Phanerochaete chrysosporium, tenía la apariencia de un cedazo al cabo de
16 semanas de incubación, a una pérdida de peso del 72%.
Cowling (1961), señala que existe una preferencia de los hongos de la pudrición
blanca hacia el ataque a maderas duras. Este autor relaciona siete especies de hongos, de las
cuales 6 arrojaron pérdidas severas de peso (≥ 30%) en Liquidambar, y solo una en pino
amarillo sureño. También Eriksson et al. (1990), ofrecen una lista de 15 especies de hongos
de la pudrición blanca con ataque preferencial a gimnospermas.
En México existen pocos estudios donde se puede comparar la resistencia a la
pudrición blanca entre maderas duras y blandas. De la información disponible (Tabla 4), se
puede deducir que existe cierta tendencia de la pudrición blanca en su ataque preferencial o
más severo hacia las maderas duras, aunque algunas especies duras son particularmente
resistentes a la pudrición, muy probablemente debido a la presencia de extractivos.
Los resultados de estudios comparativos de la resistencia de maderas duras
tropicales a las pudriciones blanca y café (Gómez-Nava et al., 1969; Pérez et al. 1977;
Herrera et al., 1976, 1980), muestran que las maderas duras que exhiben resistencia a la
pudrición blanca, invariablemente son resistentes a la pudrición café, lo que no ocurre con
las maderas blandas. Sin embargo, la información experimental disponible es escasa e,
indiscutiblemente, urgen más estudios para determinar si esta tendencia es universal entre
las angiospermas tropicales.
La preferencia o mayor capacidad degradadora de los hongos de la pudrición blanca
hacia las angiospermas, está relacionado con la diferente composición de la lignina con
relación a las gimnospermas, y a la capacidad de los hongos de la pudrición blanca de
detoxificar compuestos aromáticos (extractivos). Se piensa que también influyen el menor
contenido de lignina en las maderas duras, y las diferencias en la composición de las
hemicelulosas entre gimnospermas y angiospermas, aunque el tema no ha sido investigado
en maderas duras tropicales.
33
Tabla 4. Pérdidas de peso comparativas causadas por hongos de la pudrición blanca en maderas duras y blandas (%).
MADERAS BLANDAS
MADERAS DURAS
ESPECIE DE HONGO
ESTUDIADA Y CEPA
Pinus sp.
Pinus douglasiana
Pinus hartwegii
Pinus leiophylla
Pinus lawsoni
Pinus michoacana
Cupresus lindleyii
Abies religiosa
Liquidambar sp.
Cym
bopetalum baillonii
Poulseria armata
Pseudolmedia oxyphyllaria
Nectandra am
bigens
Piscidia comm
unis
Alnus firmifolia
Quercus crassifolia
Cedrella odorata
Manilkara zapota
Arbutus xalapensis
Pseudobombax ellipticum
Quercus urbanii
Cordia dodecandra
Ceiba pentandra
Lysiloma baham
ensis
Guazim
a ulmiflora
Pouteria campechiana
REFERENCIA
Daedalea confragosa LB39 4 27 Pinzón y Véliz, 1984
Daedalea microsticta LB68 14 53 Pinzón y Hdz., 1987c
Favolus brasiliensis LB160 2 1 Pinzón y Véliz, 1984
Fomes ulmarius LB181a 1 1 Pinzón y Véliz, 1984
Panus rudis LB213 33 31 Pinzón y Hdz., 1987c
Polyporus hisutus LB203 27 33 Pinzón y Hdz., 1987c
P. occidentalis LB141 3 2 Pinzón y Véliz, 1984
P. sanguineus 4 13 11 8 29 12 García, 1994
P. sanguineus LB216 24 22 Pinzón y Hdz., 1987c
P. sanguineus FPRL 150 A 7 38 40 33 0 Pinzón y Mtz., 1987;Pinzón et al., 1987
P. sanguineus INIF10150 14 22 39 36 Herrera et al., 1976a
P. versicolor 3 26 9 10 32 30 García, 1994
P. sanguineus 27 24 34 32 32 26 17 41 30 31 25 Gómez, et al., 1969b
Las pérdidas de peso son a 46 días de exposición, con el método de suelo bloque, excepto a que es a 180 días, b que es a 210 días y c que es a 42 días. Las casillas en blanco son combinaciones no determinadas.
La pudrición puede ocurrir en bolsas, en los que el material podrido puede estar
presente, rodeado de material sano. Algunos hongos de la pudrición blanca son notables por
su rápido crecimiento y fuerte competencia ante otros no basidiomycetes, en etapas
tempranas de la colonización del material. En la sucesión de especies que se da en la
pudrición del material, a menudo siguen de los hongos cromógenos, blanqueando sus
efectos (Eaton y Hale, 1993).
Ciertas líneas oscuras, llamadas líneas de zonificación, se observan a menudo,
debido a la interacción entre individuos sexualmente incompatibles de la misma especie, o
entre diferentes especies de hongos (Deacon, 1997).
3.3.3.2. Micromorfología del ataque de la pudrición blanca.
Microscópica y químicamente pueden distinguirse dos tipos generales de pudrición
blanca: la pudrición preferencial y la pudrición simultanea. Estos términos son útiles para
describir la química y bioquímica de la degradación, y son importantes cuando se
consideran las aplicaciones potenciales biotecnológicas de la pudrición blanca (biopulpeo,
bioblanqueo, etc.). Sin embargo, muchos hongos pueden producir ambos tipos de pudrición
dentro de la misma pieza de madera, al variar las condiciones de cultivo, probablemente
causado por factores nutricionales.
La pared celular de la madera atacada por la pudrición simultanea, muestra
perforaciones causadas por las hifas, mismas que se agrandan mientras procede la
pudrición. Las puntuaciones pueden estar también penetradas y agrandadas
considerablemente. Al examinarse con el microscopio electrónico de barrido, la superficie
de la pared celular más exterior (la que forma el lumen), exhibe erosión en forma de
‘concavidades’, cercanas a las hifas que están en el lumen en contacto con la pared celular.
Al avanzar la pudrición, estas áreas de ataque (perforaciones, puntuaciones
agrandadas, erosión), se funden y se observa un severo adelgazamiento de la pared celular.
Bajo la luz polarizada, este adelgazamiento resulta en una pérdida de birrefringencia.
Finalmente, la lámina media es atacada.
En cuanto a las células parenquimatosas, los rayos son colonizados inicialmente, y
34
llegan a ser severamente atacados. En cambio, en un buen número de maderas duras, los
vasos pueden ser colonizados y estar llenos de hifas, pero las paredes son apenas atacadas,
presumiblemente por la alta proporción G:S de su lignina, en comparación con la de las
fibras.
En la pudrición preferencial, la lignina es atacada a una tasa mayor que la
holocelulosa. La delignificación en la pared secundaria empieza en la capa S3, progresando
hacia las capas S2 y S1. Finalmente, la lamina media, rica en lignina, es removida, aún
cuando puede permanecer intacta en las esquinas.
En la microscopía con luz polarizada, la madera atacada por la pudrición
preferencial puede mostrar un incremento en la birrefringencia. Bajo el microscopio
electrónico de transmisión, se observa una delignificación progresiva, extendiéndose a todo
lo ancho de la pared celular secundaria, después de haberse iniciado el ataque a la lámina
media en las fibras, mientras que el parénquima aparece completamente destruido (Eriksson
et al., 1990; Eaton y Hale, 1993).
3.3.3.3. Química de la pudrición blanca.
Los hongos de la pudrición blanca, degradan y utilizan todos los tres principales
polímeros de la pared celular, y el tipo de pudrición que causan (simultanea o preferencial),
se refiere a la tasa del desdoblamiento y asimilación de la lignina, con respecto a la
asimilación de la holocelulosa.
Coriolus versicolor utiliza los carbohidratos, azúcares individuales y la lignina en
todos los estadios de la pudrición, siendo la tasa constante y proporcional a las cantidades
presentes en la madera sana (Cowling, 1961; 1977). El grado de polimerización de la
holocelulosa declina ligeramente, y las regiones amorfas y cristalinas de las microfibrillas
son atacadas simultáneamente (Eriksson y Wood, 1985). Durante la pudrición, existe poco
cambio en las propiedades de solubilidad, sugiriendo que los constituyentes de la madera
son metabolizados tan pronto como son depolimerizados.
35
3.3.3.4. Efectos físicos de la pudrición blanca.
Al igual que con la pudrición café, el efecto de la pudrición blanca en las
propiedades físicas de la madera han sido poco estudiado. Únicamente existe información
del cambio de algunas propiedades mecánicas (estáticas) de unas cuantas especies de
maderas duras, causadas principalmente por Coriolus versicolor. No existe información de
los cambios en otras propiedades físicas de la madera.
Uno de los indicadores más sensibles de los efectos de la pudrición blanca es la
resistencia al impacto. En estudios de laboratorio, la pérdida de esta propiedad es rápida en
maderas duras. Por ejemplo, Henningsson (1967, citado por Eaton y Hale, 1993), encontró
que Betula verruscosa, perdió el 35% de la resistencia al impacto en dos semanas, y el 63%
en tres, a pérdidas de peso de 3.8% y 14% respectivamente. Los cambios de otras
propiedades mecánicas también han sido referenciados, pero la información disponible es
escasa. De acuerdo a Wilcox (1978), a una pérdida de peso del 6%, las propiedades mas
afectadas son, en orden de importancia: impacto (50%), resistencia a la tensión (entre 12 y
58%), trabajo a la carga máxima (45 al 53%), tensión paralela al grano (12 al 58%), MOR
(20 al 27%), compresión perpendicular al grano (12 al 27%), dureza (18%), y MOE (10%).
Las pérdidas de las propiedades mecánicas en maderas blandas también son
significativas a pérdidas de peso pequeñas, aunque la información disponible está limitada
al estudio de la resistencia en tensión, compresión y dureza (Wilcox, 1978). La primera
propiedad es más afectada que la compresión a la misma pérdida de peso: del 32 a 61%
contra el 10 al 49% de pérdida en la resistencia, respectivamente, a una pérdida de peso del
6%. Al 10% de pérdida de peso, la resistencia a la tensión se reduce hasta en un 63%.
3.3.4. Mecanismos de biodegradación de los hongos xilófagos.
En 2002, se cumplió un siglo del estudio de la biodegradación microbial de los
componentes de la pared celular de la madera, desde que Omelianski (citado por Eriksson y
Wood, 1985), examinó la fermentación de la celulosa producida por hongos, en 1902.
Varios tratados se han escrito desde entonces (Cartwright y Findlay, 1958; Mount, 1977;
Reese, 1977; Higuchi, 1985) y, más recientemente, el tema ha sido objeto de tres revisiones
36
exhaustivas (Eriksson et al., 1990; Wood, 1991; Eaton y Hale, 1993).
Sin embargo, el mecanismo de la pudrición está lejos de ser esclarecido, y el tema
es bastante complicado. La degradación de los polímeros de pared celular se revisa
brevemente enseguida, pero no se discute la biodegradación de los extractivos y
componentes minerales de la madera, por considerarse fuera del espectro de estudio del
presente trabajo.
3.3.4.1. Biodegradación de la celulosa.
Existe abundante información acerca de una variedad de enzimas identificadas
como causantes del desdoblamiento del componente celulósico de la pared celular. Muchas
han sido aisladas, purificadas, medidas, clasificadas y patentadas.
Las enzimas involucradas en la degradación de la celulosa de los tres grupos
principales de hongos xilófagos, difieren unas de otras en los aspectos finos de su
caracterización, y tienen particularidades que las identifica con el tipo de pudrición que
producen.
Por ejemplo, el patrón de descomposición de la celulosa por la pudrición café,
difiere considerablemente de aquel de la pudrición blanca. Durante la descomposición
causada por los hongos de la pudrición café, la holocelulosa se depolimeriza rápidamente, y
el grado de polimerización (DP) es reducido significativamente mientras la pérdida de peso
todavía es limitada. En contraste, los hongos de la pudrición blanca causan poco cambios
en el DP promedio al tiempo que la descomposición de la celulosa progresa (Cowling,
1961; 1975).
Sin embargo, cierta generalización de las enzimas participantes puede hacerse según
la forma en que actúan sobre el sustrato. De acuerdo con Eaton y Hale (1993), existen dos
grupos principales de enzimas involucradas en el desdoblamiento de la celulosa: uno
integrado por varias hidrolasas, y el otro que agrupa las enzimas oxidativas, todas ellas
exocelulares, porque su acción catalítica se verifica fuera del organismo que las produce
(Tabla 5).
37
Tabla 5. Enzimas involucradas en la biodegradación de la celulosa (modificado de Eaton y Hale, 1993).
NOMBRE SISTEMÁTICO
NOMBRE COMÚN SUSTRATO PRODUCTO MECANISMO
HIDROLÍTICAS
1,4-β-D-glucana celobiohidrolasa (CBH1)
Exocelulasa, C1, Exoglucanasa, Celobiohidrolasa
Celulosa (cristalina)
Celobiosa Pelado (peeling) desde la punta
endo- 1,4-β-D-glucana 4-glucanohidrolasa (EG)
Endocelulasa, β-glucanasa, Endoglucanasa, Cx
Celulosa (amorfa)
Oligosacáridos Al azar
β-D-glucosido glucohidrolasa
Celobiasa, β-glucosidasa
Celobiosa Celotriosa
Glucosa --
1,4-β-D-glucana 4-glucohidrolasa
glucohidrolasa Celulosa Glucosa Oligómeros
--
OXIDATIVAS
- Celobiosa oxidasa Celobiosa Ácido celobiónico -- - Glucosa oxidasa Glucosa Ácido glucónico --
OXIDOREDUCTORAS
- Celobiosa dehidrogenasa Celobiosa Celobionolactona --
Las celulasas, son las que han sido estudiadas por más tiempo, y el modelo más
aceptado del desdoblamiento de la celulosa, es el que involucra el trabajo sinergístico de
endocelulasas, exocelulasas y β-glucosidasas (aunque estas últimas, estrictamente, no son
celulasas, según Wood, 1991). Adicionalmente, en algunos hongos, la enzima
glucohidrolasa forma parte del sistema catalítico para desdoblar la celulosa.
En este modelo (supersimplificado), las endocelulasas atacan mediante la hidrólisis
las regiones no cristalinas y las regiones de celulosa cristalina con menos grado de orden,
abriendo las cadenas de celulosa. La exocelulasa se une entonces a la punta de los cristales
de celulosa, y se mueve a lo largo de la cadena de celulosa hacia su punta reductora,
liberando unidades de celobiosa empezando por la punta no-reductora de la cadena.
Adicionalmente, la endocelulosa ataca y abre varios puntos al azar en la región cristalina
del arreglo de la celulosa, los cuales son instantáneamente atacados por la exocelulasa para
prevenir el rearreglo de la cadena escindida. El ataque adicional de la exocelulasa produce
más unidades de celobiosa. Las β-glucosidasas convierten la celobiosa y las cadenas cortas
de celodextrinas en glucosa. En algunos casos, la glucohidrolasa (exoenzima), interviene
para atacar los oligómeros liberados a partir de la celulosa para producir moléculas de
38
glucosa (Eriksson y Wood, 1985; Eriksson et al., 1990; Wood, 1991; Eaton y Hale, 1993).
Una vez que la celulosa a sido reducida a monómeros del tamaño adecuado para traspasar
la pared celular de las hifas, estos son asimilados por el hongo para realizar la respiración
metabólica (Eriksson y Wood, 1985).
El otro grupo de enzimas que se ha demostrado que intervienen en la degradación
de la celulosa, son las enzimas oxidativas (celobiosa oxidasa y la glucosa oxidasa), y una
enzima oxidoreductora, la celobiosa dehidrogenasa, también conocida como
celobiosa:quinona oxidoreductasa. En los hongos de la pudrición blanca, las oxidasas y la
dehidrogenasa sirven para prevenir la acumulación de los productos finales de la hidrólisis,
que de estar presentes en grandes concentraciones, causan la inhibición de los productos
finales y la represión de la síntesis enzimática (Eaton y Hale, 1993).
Para los hongos de la pudrición café, existe una propuesta complementaria para
explicar la descomposición de la madera, ya que se ha encontrado que dicha
descomposición es difusa dentro de la pared celular, a cierta distancia de las hifas del
hongo.
Varios estudios han mostrado que la descomposición comienza en la capa S2 de la
pared secundaria, dejando la capa S3, en la superficie del lumen, inicialmente sin
descomponer (Eriksson et al., 1990). Cowling y Brown (1969, citados por Cowling, 1975)
compararon los datos del tamaño de los poros de la pared celular de la madera y el tamaño
de las enzimas celulíticas, y encontraron que estas últimas eran demasiado grandes para
entrar en la pared celular. Asimismo, aunque los hongos de la pudrición café producen
endocelulasas y hemicelulasas, muchas especies carecen de exocelulasas y, por lo tanto, no
cuentan con el sistema completo requerido para la depolimerización de la celulosa cristalina
(Eriksson et al., 1990).
Estas observaciones condujeron a la teoría de que algunos compuestos no
enzimáticos de bajo peso molecular eran, al menos en parte, responsables de la
descomposición de la madera por los hongos de la pudrición café.
Cowling y Brown (1969, citados por Cowling, 1975), sugirieron al reactivo de
Fenton como un posible mecanismo de la descomposición. Este involucra la reacción del
39
peróxido de hidrógeno y del ion Fe2+, para formar un radical hidroxilo altamente reactivo,
el cuál reaccionaría subsecuentemente con la holocelulosa:
Fe2+ + H2O2 → •OH + -OH
La hipótesis de que el reactivo de Fenton es responsable de la degradación de la
celulosa por los hongos de la pudrición café se ha vuelto popular (aunque no generalmente
aceptada), desde que Koenings mostró, a principios de los setenta, que tal sistema podría
depolimerizar la celulosa en la madera. Adicionalmente, sugirió que la degradación de la
celulosa era posible a concentraciones de hierro equivalentes a aquellas que era probable
encontrar en la madera (Koenings, 1975).
Koenings (1975), Highley (1977) y Kirk et al. (1991) han observado que existen
similitudes cercanas entre la madera o la celulosa descompuesta por la pudrición café, y
aquellas que se han expuesto al reactivo de Fenton. Adicionalmente, al menos una especie
de la pudrición café (Poria placenta), ha mostrado que la degradación de la celulosa ocurre
sólo si están presentes las hemicelulosas, como un sustrato para generar el H2O2. Este
mecanismo de ataque se ve sustentado, indirectamente, por la reducida cantidad de
nitrógeno presente en la madera, y representa una forma eficiente de utilizar los escasos
recursos de nitrógeno, al no requerir la liberación de grandes cantidades de enzimas
extracelulares (Eriksson y Wood, 1985; Wood, 1991; Deacon 1997).
Sin embargo, el mismo papel del reactivo de Fenton ha sido cuestionado hasta la
fecha. El hongo de la pudrición café requeriría de un mecanismo para liberar esta sustancia
altamente reactiva como radical hidroxilo, justo en los sitios donde se escindieran los
polisacáridos, dejando la lignina virtualmente intacta (Flournoy, 1994). Además, esto
necesitaría ocurrir forzosamente a cierta distancia de las hifas, porque, de otra forma, ellas
mismas resultarían dañadas. Finalmente, existe poca evidencia de la producción de
peróxido de hidrógeno por los hongos de la pudrición café, y el mecanismo mediante el
cuál el hierro es reciclado a su forma ferrosa reducida no ha podido ser establecido (Green
y Highley, 1997).
Aunque la química de la reacción de Fenton ha recibido la mayor atención, otro
hecho muy debatido es el papel de algunos compuestos que se producen y acumulan
40
cuando la madera está siendo atacada por hongos de la pudrición café, entre los que destaca
el ácido oxálico. Varios autores han atribuido la rápida depolimerización de la celulosa y
hemicelulosas en los estadios iniciales de la pudrición, al bajo pH alcanzado como resultado
de la producción del ácido oxálico, por lo que se ha propuesto que el agente degradativo de
bajo peso molecular es el ion hidronio, H3O+ (Shimada et al., 1991; Green et al., 1991). La
remoción de las hemicelulosas, através de la hidrólisis ácida, podría abrir la estructura
porosa dentro de la pared celular de la madera, para permitir el acceso de las enzimas
celulíticas (Green et al., 1991), pero esta subsecuente accesibilidad en la madera
parcialmente degradada también ha sido cuestionada.
Flournoy et al. (1991), estimaron el tamaño de los agentes degradadores del hongo
de la pudrición café P. placenta, mediante la medición de los cambios en el ancho del
volumen vacío de la pared celular de la madera de Liquidambar degradada por este hongo.
Ellos encontraron un incremento en el tamaño de los poros en el rango de 1.2 a 3.8 nm en la
madera descompuesta, al 35% de pérdida de peso, pero sin incrementos en la accesibilidad
arriba de tal porcentaje. Dicho tamaño se determinó como insuficiente para permitir el paso
de las enzimas. Similarmente, Srebotnik y Messner (1991), midieron la habilidad de dos
proteínas de diferente peso molecular para entrar a la pared celular de la madera de pino
degradada por el hongo de la pudrición café Fomitopsis pinicola. Aún a pérdidas de peso
del 70%, la pared celular era inaccesible a la proteína mas grande (de tamaño similar a las
enzimas de la pudrición más conocidas), y sólo parcialmente accesible a la más pequeña.
Estos resultados parecen refutar la idea que la descomposición inicial de la celulosa
causada por los hongos de la pudrición café (sea cual fuere el sistema involucrado), amplía
los espacios vacíos de la pared celular, lo suficiente para permitir la entrada de las enzimas.
Indudablemente, se requiere de más estudio para dilucidar el mecanismo mediante
el que los hongos de la pudrición café descomponen la celulosa.
3.3.4.2. Biodegradación de las hemicelulosas.
Las hemicelulosas de mayor interés en la degradación de la madera son las que se
encuentran en las regiones matriciales de la capa S2 de la pared celular. Estas
hemicelulosas, rodeadas de lignina, están mezcladas con la celulosa en las regiones amorfas
41
de las microfibrillas, y rodean la celulosa cristalina en la parte exterior de los cristales. Así,
los sistemas que degradan la celulosa deben de degradar o aflojar esta región para que las
celulasas alcancen su sustrato (Eaton y Hale, 1993).
Como las hemicelulosas son heteropolímeros, con cadenas cortas de azúcares
ramificándose de la cadena principal, existe una considerable variedad y mecanismos de
acción de las enzimas, por lo que únicamente se hace referencia a la degradación de las
cadenas principales. Una descripción detallada es ofrecida por Dekker (1985).
Las hemicelulasas son de naturaleza hidrolítica, como muchas de las enzimas que
atacan la celulosa.
A pesar de la falta de cristalinidad de las hemicelulosas, comparadas con la
celulosa, existen exo y endoenzimas. Estas últimas son las más comunes, como sucede
también con las celulasas. Las xilanasas (1,4-β-D) investigadas en su estado purificado, han
sido clasificadas en β-xilosidasas, exo-β-xilanasas y endo-β-xilanasas. Las de tipo endo son
más comunes, y pueden ser divididas en las que rompen la molécula de hemicelulosa en los
puntos donde se ramifican las L-arabinosas, y en las que producen xilo-oligosacáridos.
Estas endoenzimas rompen el polímero xilana, dejando residuos xilobiosilo y xilotriosilo
unidos a la L-arabinofuranosa. Las exoenzimas exhiben actividad similar a las
exoglucanasas, pero se reportan con menos frecuencia. Algunas xilanasas muestran
actividad en la celulosa (Eaton y Hale, 1993).
Se han reportado manasas (1,4-β-D) de los dos tipos, pero en hongos solamente se
ha encontrado la del tipo endo, y son comunes a varios hongos que biodegradan la madera.
Las galactanasas (1,3-β-D y 1,4-β-D) han sido menos estudiadas, aunque las del tipo
endo 1,4-β-D se han encontrado en Coniophora puteana (Idem).
3.3.4.3. Biodegradación de la lignina.
Actualmente, se reconoce que la biodegradación de la lignina únicamente es
completada por los hongos de la pudrición blanca. Existen información de la degradación
de este polímero realizada por los hongos de la pudrición blanda, pero esta puede ser
realizada a tasas apreciables solo en la presencia de carbohidratos, aunque existen casos
42
aislados donde la actividad lignolítica de algunos hongos de la pudrición blanda, es
comparable a los de la pudrición blanca (Schwarze, et al., 2000). De igual forma, los
hongos de la pudrición café son reconocidos por modificar la lignina (demetoxilándola),
pero sin ser capaces de degradar la lignina a sus constituyentes fundamentales (Kirk y
Shimada, 1985).
El estudio de la degradación de la lignina es muy problemático, porque la estructura
misma de la lignina no ha podido ser dilucidada, y existen diferentes tipos de lignina en la
madera según se trate de angiospermas o gimnospermas. Asimismo, aunque la lignina está
compuesta por monómeros de fenil propano, existe un gran número de enlaces diferentes
entre estos monómeros.
La estructura de la lignina no es la de un polímero con un patrón regular de enlaces
y, a diferencia de la degradación de los polisacáridos, donde se requiere de la hidrólisis de
unos cuantos tipos de enlaces, en la lignina existen alrededor de 15 enlaces diferentes.
La degradación de la lignina requeriría de un gran número de enzimas para
completar la biodegradación si ésta fuera del tipo convencional. Esto parece no ser el caso,
porque el tipo de residuos de la degradación no concuerdan con el funcionamiento normal
de una enzima.
La teoría más aceptada es que la degradación de la lignina es lograda mediante un
mecanismo de reducción oxidativa, involucrando una lignina peroxidasa (ligninasa) y el
peróxido de hidrógeno, en un proceso llamado combustión enzimática, porque una vez
iniciado, es casi imposible detenerlo (Kirk y Farrell, 1987).
De acuerdo con Deacon (1997), existen 4 enzimas principales involucradas en la
reacción inicial de oxidación. La enzima lacasa, que cataliza la adición de un segundo
grupo hidroxilo al compuesto fenólico. El anillo puede entonces ser abierto entre dos
átomos de carbono adyacentes que contienen los grupos hidroxilo. Este proceso, llamado
ortofusión, ocurre mientras el anillo todavía está unido a la molécula de lignina. Otras dos
enzimas se involucran principalmente en la generación o transferencia de oxidantes, e
incluyen la glucosa oxidasa, que genera H2O2 a partir de la glucosa, y la manganeso-
oxidasa, que oxida el Mn2+ en Mn3+, mismo que subsecuentemente oxida las moléculas
43
orgánicas. Finalmente, la ligninasa, que cataliza la transferencia de un oxígeno singlet del
H2O2 al anillo aromático, es la principal iniciadora del ataque a la lignina por su alto
potencial redox, y oxida grupos fenólicos y no fenólicos en la lignina. La ligninasa oxida
los núcleos aromáticos para formar radicales catiónicos, los cuáles inician las reacciones
del desdoblamiento del polímero, incluyendo la escisión de los enlaces Cα-Cβ, β-O-4, y
Cβ-Cγ. Estas oxidaciones iniciales, que involucran todas la transferencia de un electrón,
generan condiciones altamente inestables, causando una cadena de oxidaciones químicas
que conllevan al desdoblamiento del polímero en unidades asimilables de carbono.
Al igual que sucede con las enzimas celulíticas, aquellas que atacan la lignina son
muy grandes para entrar en los capilares de la madera sana o parcialmente degradada. La
degradación ha sido atribuida, en los estadios iniciales de la pudrición, a mediadores de
bajo peso molecular, capaces de penetrar la pared celular y degradar el polímero a cierta
distancia de las hifas. Los más frecuentemente encontrados en la madera degradada son el
alcohol veratrilo, los iones de manganeso y los radicales de peróxido de hidrógeno, aunque
el mecanismo mediante el que actúan no es comprendido a la fecha.
3.3.5. Sistemática de los hongos bajo estudio.
La cuestión de la clasificación formal de los hongos es compleja, y colinda con lo
irresoluble. Apenas se han descrito entre el 5 y el 10% de las especies existentes en el
planeta (Alexopoulos et al., 1996; Kendrick, 2000), y no existen dos autores que propongan
la misma clasificación en la bibliografía micológica contemporánea.
A finales de la década de 1970, la controversia empezaba desde la ubicación de los
hongos dentro de los seres vivos. Para unos, los hongos eran plantas inferiores (las
infaustas criptógamas del ‘reino vegetal’); para otros, plantas muy especializadas y, para los
terceros, constituían su propio reino, el Fungi.
Una vez aceptado que los hongos constituyen su propio reino, el conjunto de los
hongos se había agrupado, tradicionalmente, más que por sus relaciones filogenéticas, por
su forma de vida y por la morfología de sus integrantes. Sin embargo, a la luz de las nuevas
tecnologías en el estudio del material genético, con el perfeccionamiento de las técnicas de
44
estudio al microscopio electrónico, y con la aparición de software especializado en el
análisis evolutivo, fue evidente la necesidad de perfeccionar la clasificación del conjunto de
los hongos. La finalidad era la de agrupar los elementos de cada taxón, de manera más
apropiada filogenéticamente, es decir, que todos los individuos de una División o Phylum
provinieran de un ancestro común. Así fue como los llamados hongos ficomycetes, se
segregaron a un nuevo Reino, el Stramenopila [Chromista, según Kendrick (2000), y Kirk
et al. (2001)]. Otros grupos (los llamados mohos mucilaginosos), fueron segregados al
Reino Protista, aunque algunos autores no le asignan el taxón de Reino a los protistas (cf.
Alexopoulos et al., 1996), y Kendrick (2000) los ubica en un nuevo Reino, el Protozoa.
Todavía hasta 1998, uno de los micologistas más prolíficos en México, el Dr.
Miguel Ulloa (Ulloa y Hanlin, 1978; Hanlin y Ulloa, 1988; Ulloa, 1991; Ulloa y Herrera,
1994; Herrera y Ulloa, 1998), ubicaba a los hongos en un Reino específico, el Fungi,
basado en el sistema de clasificación de 5 Reinos de Whittaker y Margulis, pero sin excluir
a los ficomycetes inferiores ni a los Mixomycota. Dos años después, basado en la propuesta
de Alexopoulos et al. (1996), Ulloa y Hanlin (2000) finalmente segregan 3 Divisiones al
Reino Stramenopila, y otras 4 Divisiones al Reino Protista. En ese mismo trabajo, estos
autores complementan el listado de especies de cada familia con su propia versión y,
adicionalmente, proporcionan una nueva clasificación de los Ascomycota, basada en
información molecular, según la propuesta que presentaron Eriksson y Winka en 1997.
La propia nomenclatura de las ca. de 100,000 especies de hongos descritas hasta la
fecha, está lejos de ser única y unánime. El asunto se ha complicado porque algunos hongos
presentan polimorfismo, y otros exhiben diversos estadios de desarrollo que conlleva a
identificar, al mismo organismo, como si fueran especies distintas, con nombre científico
propio, y ubicados en familias diferentes. La clasificación ha sido revisada y rectificada
prácticamente por cada micologista, con sus propios criterios, y existen fuertes pugnas
entre las diversas escuelas en los países industrializados.
Para finalizar, subsiste cierta dosis de confusión debido al uso en inglés de la
palabra fungi. Los micologistas lidian en inglés con el hecho de que algunos ‘fungi’
pertenecen al Reino Fungi, y otros ‘fungi’ se ubican ya sea en el Reino Stramenopila, o en
el Reino Protista. Esto a llevado a los autores que escriben en inglés, a nombrar al Reino
45
Fungi con nombres como Eumycota o Myceteae. La traducción al español de la palabra
fungi es hongos, por lo que es más fácil establecer que, el grupo de lo que comúnmente
conocemos como hongos, pertenece a tres Reinos: el Fungi, el Chromista y el Protista.
El desarrollo anterior tiene limitada importancia en el estudio de la pudrición de la
madera. Sin embargo, se consideró necesario establecer, por lo menos, la ubicación
sistemática de las especies que se utilizaron en el presente estudio, así como la clasificación
de los hongos lignícolas por los efectos que producen en el sustrato (Tabla 3). Para efecto
de la descripción de las especies utilizadas en las pruebas del presente trabajo, se adoptó la
clasificación propuesta por Kirk et al. (2001).
Las dos especies de hongo utilizadas en este estudio son macromycetes, pues
producen cuerpos reproductores o aparatos esporíferos macroscópicos.
Coriolus se ubica en la familia Polyporaceae (Reino Fungi, Orden Polyporales =
Aphyllophorales). Esta familia incluye varios de los géneros que producen la pudrición de
la madera de mayor importancia en México, como Poria, Fomes, y Polyporus (=
Polystictus = Pycnoporus = Coriolus = Laetiporus), y también incluye varias especies que
causan enfermedades importantes en árboles forestales o frutales.
El nombre de la familia alude a la característica de que el himenóforo es casi
siempre poroso, aunque también incluye formas con el himenóforo laminado o laminado
reticulado, en las que muchas veces es difícil precisar si hay láminas o poros alargados.
Esta familia incluye un gran número de especies, cuyo basidiocarpo o fructificación
es generalmente en forma de repisa o ménsula, pero también comprende formas de abanico
y de seta.
De acuerdo a Herrera y Ulloa (1998), algunos autores colocan en el orden
Agaricales a los representantes de esta familia que son blandos y flexibles en el estado
juvenil, como Polyporus. Pero el hecho de que estos también se vuelvan fibrosos, coriáceos
o duros en alguna medida, permite incorporarlos al orden Polyporales (= Aphyllophorales),
junto con las especies que presentan las citadas características desde su estado juvenil.
Algunos representantes de esta familia son hongos anuales o perennes, y llegan a vivir
varias décadas.
46
El género Polyporus, en sentido amplio, es el más representativo de la familia, pero
como es muy grande y heterogéneo, existe la tendencia a fragmentarlo en varios géneros
como Laetiporus, Polystictus, Pycnoporus y Coriolus (Ulloa y Herrera, 1994).
El género Coriolus, aunque inicialmente segregado del género Polyporus Mich. ex
Fr., actualmente no es reconocido por diversos autores. Las especies del género Coriolus
han pasado a formar parte de los géneros Trametes Fr. (Ryvarden, 1991), y Cerrena Mich.
ex Gray, entre otros, o han vuelto ha ser considerados dentro de Polyporus.
El género se caracteriza por su fructificación coriácea, con carne delgada y tubos
regulares, del mismo tamaño, todos ellos incluidos en la trama. La mayoría de las especies
de este género son saprofitas (Ulloa y Herrera, 1994).
Coriolus versicolor (Linnaeus ex Fries) Quélet, es una de las especies más comunes
del género. Es polimorfa, generalmente con fructificaciones confluentes, delgadas,
imbricadas o dispuestas en gradas unas sobre otras, quebradizas cuando están secas,
zonadas en la parte superior, con vistosos semicírculos de diversos colores, que varían de
café amarillento, gris amarillento, gris azuloso o rojizo, o casi en su totalidad azul-negro en
estado adulto (Idem).
Especie de amplia distribución en la madera en descomposición en los bosques
templados y subtropicales nacionales, y también en zonas urbanas en jardines, siempre en
troncos, nunca en coníferas. Dependiendo de la región del país, la fructificación de esta
especie se la conoce como oreja, hongo de palo, o cuauhnanácatl (Guzmán, 1977, 1978;
Ulloa y Herrera, 1994). Provoca la pudrición blanca de la madera (Pereyra, 1988; García,
1994), del tipo simultaneo (Eriksson, et al. 1990).
No existe información de la localización y severidad del ataque en la madera en
servicio en el país provocada por esta especie. En Europa y Norteamérica, el ataque se ha
registrado en partículas para la producción de celulosa, en madera de minas, en durmientes,
y en maderas en servicio sin contacto con el suelo (Eaton y Hale, 1993).
Las condiciones óptimas de crecimiento son a 30 °C (máximo ca. 36 °C), con un
contenido de humedad óptimo en bloques de madera de abedul (Betula sp.) expuestos en
agar, de ca. 40-45%, aunque la pudrición prospera a contenidos de humedad mucho más
47
altos. La tasa de extensión sobre un extracto de malta agar al 1.5% a 30 °C puede alcanzar
los 15 mm por día. La pudrición es de moderadamente rápida a rápida, habiéndose
alcanzado pérdidas de peso del orden del 38% en bloques de madera de Haya (Fagus
sylvatica L.), en malta agar, en 16 semanas.
Coriolus versicolor presenta alguna tolerancia a los preservadores de la madera
disueltos en solventes orgánicos, y es sensitivo a los preservadores de sales inorgánicas
(Eaton y Hale, 1993). Asimismo, el establecimiento del ataque de C. versicolor, ha sido
registrado como requisito previo al ataque a la madera por el escarabajo de los velatorios
Xestobium rufovillosum (Hickin, 1963).
Por otra parte, el género Coniophora incluye a varias especies destructoras de la
madera. Kirk et al. (2001), consideran este género en la familia Coniophoraceae, dentro del
orden Boletales. La propuesta de ubicar la familia Coniophoraceae en Boletales, existía
desde hace tiempo, debido a las particularidades de las basidioesporas en ambos grupos,
pero todavía es común encontrar en la literatura micológica contemporánea, que se coloque
a Coniophoraceae en el orden Polyporales (cf. Alexopoulos et al., 1996).
El género Coniophora presenta fructificaciones carnosas, ceráceas, subcoriáceas o
membranaceas, ruspinadas y efusas. El himenio es liso, subondulado, tuberculado o
granuloso. Las esporas son elípticas, naviculares o subfusiformes, lisas; son lignícolas o
terrícolas.
Coniophora puteana (Schumacher) Karsten, previamente descrita como C.
cerebella, es una especie destructora de madera, cuya fructificación es amarillenta pálida o
parda oliváceo, con un margen blanco y el himenio liso, subondulado o giroso, a menudo
subtuberculado y polvoriento (Ulloa y Herrera, 1994). Los basidios son largos e uniformes,
con 4 esterigmas. Las basidiosporas son ocre amarillentas, pero se oscurecen con la edad
para llegar a colores más cafés oliváceos. Las esporas contienen gotitas aceitosas y las
paredes se pueden teñir con rojo Congo. El ancho de las hifas va de 2 a 10 µm, aunque
generalmente van de 5 a 8 µm. Las hifas pueden formar haces, los cuales serán mucho más
anchos que las hifas individuales, al principio de color oliváceo pálido, pero de color café
oscuro con la edad.
48
El basidiocarpo se encuentra muy rara vez en cultivos puros o en edificios, aunque
se encuentra comúnmente en los exteriores (Eaton y Hale, 1993). Se desarrolla en tocones
de árboles, troncos caídos y madera trabajada, causando la pudrición de estos materiales
(Ulloa y Herrera, 1994), generalmente en coníferas, pero atacando a veces especies de
latifoliadas, incluyendo algunas de las más resistentes como el encino (Quercus sp.). Al
igual que con Coriolus versicolor, no existe información de la localización y severidad del
ataque de la madera en servicio en el país provocada por esta especie. En Europa, donde se
le conoce como el hongo del sótano, se ha detectado en casas, partes exteriores de edificios,
en madera de exteriores y comúnmente en minas (Eaton y Hale, 1993).
La temperatura óptima de crecimiento es de 23 °C para algunas cepas; para otras de
26 °C o 28 °C (rango de 3 a 35 °C), pero existe evidencia de que puede sobrevivir en
estufas de secado de madera a más de 50 °C por varias semanas. El contenido de humedad
óptimo para la pudrición es del 50 al 60% (24% mínimo en albura de abeto). La tasa de
extensión en 2% malta agar a 22 °C es de 6 mm por día. La pudrición es rápida en albura de
coníferas, habiéndose registrado pérdidas de peso de hasta el 60% en 12 semanas en
pruebas de suelo bloque con madera de Pinus sylvestris (Idem).
Coniophora puteana muestra poca tolerancia a la creosota, y es más sensitivo aún a
los fungicidas que contienen arsénico y mercurio. Recientemente, se ha registrado cierta
tolerancia al cobre, causando problemas en la madera tratada con AAC en Nueva Zelanda.
La pudrición producida por esta especie es similar a la de otros hongos de la
pudrición café, pero las grietas transversales no son tan profundas como las causadas por
Serpula lacrymans. La pudrición puede estar confinada al interior de la madera, dejando
una capa exterior aparentemente sana. Asimismo, el establecimiento del ataque a la madera
por algunos insectos (Xestobium rufovillosum, Euphryum confine), ha sido asociado a la
colonización previa del sustrato por C. puteana (Hickin, 1963).
La importancia de C. puteana estriba en su ocurrencia frecuente en edificios, la
rápida pudrición que produce, y su habilidad para atacar madera tratada con diferentes
preservadores.
49
3.3.6. Fisiología de los hongos.
Además del contenido de humedad del sustrato (Sección 3.2.), los hongos requieren
de otros elementos físicos para su desarrollo, como son la temperatura, cierta concentración
de iones hidrógeno, oxígeno, luz, y de varios complementos alimenticios para que prospere
la pudrición, como son el nitrógeno, las vitaminas, micronutrientes, etc. Estos
requerimientos están referenciados en cualquier parte (Cartwright y Findlay, 1958; Findlay,
1967; Eaton y Hale, 1993; Deacon, 1997), por lo que sólo se hace una breve alusión a los
factores más importantes.
En lo que respecta a la temperatura, la mayoría de los hongos que degradan la
madera son mesófilos, yendo su temperatura óptima de 20 a 35°C, y su ritmo de
crecimiento es más afectado por el extremo alto de las temperatura. El oxígeno necesario
para la pudrición es del 20% en el aire (v/v), siendo el 4% el mínimo requerido en el medio
para sobrevivir, aún cuando se encuentre disuelto en agua (Sección 3.2.). Muchos de los
hongos xilófagos pueden tolerar altas concentraciones de bióxido de carbono (14%), y
sobrevivir en condiciones de letargo en una atmósfera con el 35% de CO2 (French, 1988,
citado por López-Gaytán, 1997).
La luz solar retarda el crecimiento de los hongos xilófagos. Sin embargo, se ha
puntualizado que la luz tiene una influencia positiva en la formación y desarrollo de las
esporas asexuales, y muy pocas especies formas esporas en la oscuridad completa
(Cartwright y Findlay, 1958).
Los hongos xilófagos prosperan en una concentración alta de iones hidrógeno,
siendo el pH óptimo de 4.5 a 5.5, mismo que coincide en gran medida con el de la madera.
Tienen alta tolerancia en la región ácida (pH 2 a 8), aunque existen diferencias según el tipo
de pudrición que producen: los hongos de la pudrición café prosperan mejor en el extremo
ácido (hasta 1.5), mientras que los de la pudrición blanca prefieren el otro extremo.
En lo que respecta al nitrógeno para desarrollarse, los hongos xilófagos son muy
eficientes para realizar sus funciones metabólicas en un sustrato con un contenido de
nitrógeno tan bajo como es la madera. Comparado con los tejidos herbáceos, que contienen
una proporción C:N de 10:1 a 100:1, la madera tiene una relación que va de 350:1 a 1,250:1
50
(Mount, 1977).
Los hongos de la pudrición probablemente sobreviven y promueven la degradación
de la madera, mediante uno o más de los siguientes mecanismos: 1) La adaptación de los
hongos que resulta en la asignación preferencial del nitrógeno a sustancias y rutas
metabólicas que son altamente eficientes en la utilización de los constituyentes de la
madera; 2) reutilización del nitrógeno disponible por el micelio activo, mediante un proceso
dinámico y continuo de auto lisis de micelio vegetativo; y 3) utilización de nitrógeno de
fuentes complementarias a la madera en sí, como sería el nitrógeno fijado por las bacterias
cohabitantes (los Basidiomycetes no pueden utilizar nitratos como fuente de nitrógeno).
Finalmente, la única vitamina esencial es la tiamina (B1), y existen requerimientos
minerales mínimos de Fe, Zn, Cu, Mn y Mb, y ligeramente mayores de P, K, S y Mg,
aunque todos se encuentran en cantidades suficientes en el sustrato.
3.4. Modificación química de la madera
La mayoría de la investigación en el área de modificación química de la madera ha
sido conducida para mejorar su estabilidad dimensional o su resistencia biológica.
Originalmente, la modificación química de la madera era una reacción química entre una
parte reactiva de algún componente de la madera, y un compuesto químico simple, para
formar un enlace covalente entre los dos (Rowell, 1977). La madera tratada debería tener
las propiedades deseables de la madera.
Este tipo de trabajo ha sido revisado extensivamente por Rowell (1977, 1983,
1991), y más recientemente por Kumar (1994). Sin embargo, últimamente ha habido un
notable procesamiento químico para proveer a la madera con propiedades no encontradas
en esta, como es la capacidad de derretirse al exponerse a una fuente de calor antes que la
madera arda. Matsuda (1996) examinó el trabajo realizado bajo este enfoque y la
investigación reciente de modificación química ‘tradicional’ de la madera. La siguiente
exposición esta basada principalmente en el trabajo de estos autores, aunque está mas bien
referida al tratamiento químico que reduce algunos defectos de la madera, conservando el
grueso de sus propiedades mecánicas, y sin considerar los trabajos de termoplastización de
51
la madera.
Varios compuestos químicos capaces de formar enlaces covalentes estables se han
estudiado, para reemplazar los grupos hidroxilos en los polímeros de las paredes celulares
de la madera, responsables de su inestabilidad dimensional y de la susceptibilidad a la
biodegradación. Existen otros tratamientos que aunque no abultan la pared celular,
reaccionan con los hidroxilos para causar enlaces entrecruzados de los polímeros
adyacentes de la pared celular. Un último grupo de compuestos también se ha investigado.
Estos últimos, aunque no reaccionan químicamente con los componentes de la pared
celular, interactúan con sus polímeros para dejar la madera en un estado de expansión
parcial permanente.
Norimoto (1996) clasifica los diferentes sistemas de modificación química de la
madera con respecto a su acción a niveles celular o molecular, e incluye varios tipos de
reacciones poco estudiadas y algunas curiosidades tecnológicas, por lo que únicamente se
detallan los 3 tipos de modificación más frecuentemente referenciadas.
3.4.1. Modificación química mediante enlace covalente con el reactivo.
3.4.1.1. Eterificación.
En la eterificación, los grupos hidroxilo de la madera reaccionan con el modificador
para ceder un electrón, generando un enlace de tipo éter, en una reacción efectuada en
presencia de temperatura y, generalmente, con el concurso de un catalizador. La
eterificación de la madera ha sido realizada por medio de su reacción con alquil halidos,
acrilonitrilo, epóxidos (epiclorohidrin, diclorohidrin, óxidos de butileno, de propileno, etc.),
β-propiolactona, aldehídos, dimetil sulfato, benicilcloruro, alilclorido y alilbromido
(Rowell, 1991; Matsuda, 1996; Norimoto, 1996; Takahashi, 1996).
La Tabla 6 muestra los esquemas simplificados de la eterificación de la madera con
algunos de los compuestos mencionados.
Tabla 6. Sistemas de reacción simplificados en la eterificación de la madera (con información de Hon, 1996b).
52
REACCIÓN SISTEMA SIMPLIFICADO
1. Alilación Madera-OH + CH2=CH-CH2-Cl Madera –O-CH2-CH=CH2 + NaCl
2. Alquilación Madera-OH + R-Cl M
3. Cianoetilación Madera-OH + CH2=CH-CN
4. Con epóxidos
O
Madera-OH + R-CH – CH2
3.4.1.2. Esterificación.
La modificación química de la madera más
que los compuestos más comúnmente empleados so
compuestos también han sido utilizados para es
producto no muestra claras ventajas sobre la ma
hidrolizarse mas fácilmente.
En la reacción con isocianatos, los polímer
reactivo para formar un éster que contiene nitróg
butilo (Honorato, 1999):
Madera—OH + n—Bu—N = C = O M
NaOH
adera – O – R + HCl
Madera –O-CH2CH2CN
OH
Madera–O-CH2CH-R
estudiada ha sido la esterificación, en la
n los isocianatos y los anhídridos. Otros
terificar la madera (Tabla 7), pero el
dera acetilada, y los grupos tienden a
os de la pared celular reaccionan con el
eno, llamado uretano o carbamato de
HO
adera — O— C — N — Bu — n
Carbamato de butilo
53
Tabla 7. Sistemas de reacción simplificados en la esterificación de la madera (con información de Hon, 1996b).
REACCIÓN SISTEMA SIMPLIFICADO
1. Acetilización a) Con anhídrido
acético O O O
Madera –OH + CH3-C-O-C-CH3 Madera-O-C-CH3 + CH3COOH
b) Con gas ceteno O
Madera –OH + CH2=C=O Madera-O-C-CH3
2. Con anhídridos ácidos
O O O
Madera –OH + R-C-O-C-R Madera -O-C-R + RCOOH
3. Con ácidos alifáticos
O
Madera –OH + RCOOH Madera-O-C-R + H2O
4. Con ácidos orgánicos de cloro
O O
Madera-OH + R-C-Cl Madera-O-C-R + HCl
5. Con anhídridos ácidos dicarboxílicos
CO Madera + R O Madera –OOC-R-COOH CO
En el caso de la reacción con anhídridos, el anhídrido acético ha sido por mucho el
más utilizado en la esterificación de la madera para dar madera acetilada. La acetilización,
que provoca la expansión de la madera y, probablemente, forma enlaces entrecruzados
dentro de esta (Pizzi, et al. 1994), ha sido encontrada como la modificación química más
efectiva para proveer estabilidad dimensional y resistencia a la pudrición, sin dañar otras
propiedades de la madera.
La acetilización depende de una reacción química en la cual los grupos hidroxilo
accesibles de la pared celular, son químicamente reemplazados por grupos acetilo. El
primer tratamiento de bloques de madera fue realizado por Stamm y colaboradores
utilizando la piridina como catalizador (Stamm y Tarkow, 1947, citados por Stamm y
Baechler, 1960). La reacción fue realizada por medio de la inmersión de especimenes de
3.17 mm (1/8”) de espesor en una mezcla de anhídrido acético y piridina, seguido por el
calentamiento en recipientes de vidrio a 90° a 100 °C por varias horas, limpiados para
remover la sustancia que no reaccionó, y después secados (Stamm y Tarkow, 1947, citado
54
por Stamm y Baechler, 1960). Ganancias porcentuales de peso (GPP) del 18% en
latifoliadas y del 25% en coníferas debido a la acetilización, se alcanzaron fácilmente,
dando valores de eficiencia antiexpansión (ASE) de hasta el 70%.
A partir de ese experimento, se ha producido abundante información de casi todos
los aspectos relacionados con la acetilización, y los efectos de esta en las propiedades de la
madera modificada.
El anhídrido acético ha sido utilizado preferentemente en su estado líquido, pero
también se ha usado en su fase gaseosa, aunque la reacción con el gas solamente es
adecuada para chapas delgadas, pues la tasa de difusión del reactivo varía inversamente al
cuadrado del espesor de la pieza de madera tratada. Además, el reactivo en su forma
gaseosa es difícil de manejar porque se requiere de equipo de alta presión, y la sustitución
química es usualmente menor en el tratamiento con gas que en el sistema líquido. El estado
reciente de la acetilización de la madera es revisado exhaustivamente en el libro editado por
Hon (1996b).
Varios intentos se ha realizado para la comercialización de la madera acetilada. La
acetilización de la madera en fase líquida, fue llevada a cabo por varios años en una planta
piloto en Pittsburgh, Filadelfia, pero fue abandonada por razones económicas (Kollmann et
al., 1975, citado por Haque, 1997). Otras plantas con fines comerciales se han establecido,
y el potencial explorado (Otlesnov y Nikitina, 1977, citados por Haque, 1997). Una planta
piloto capaz de producir 100 Kg/día de fibra acetilada, usando un proceso por lotes,
escalada directamente del método del laboratorio, se había establecido en Hull, Inglaterra.
Otra planta, con capacidad de una tonelada por día, también se construyó para pruebas más
grandes. Ambas plantas podían tratar un amplio rango de fibras de lignocelulósicos. Los
costos comparativos habían sido estimados para la producción por lotes y para el proceso
continuo, asumiendo una capacidad de producción de 1,000 Ton/año de fibras acetiladas
completamente secas, con una ganancia en peso del 20% (Sheen, 1992). A pesar del exitoso
establecimiento y operación de la planta, el proceso nunca fue comercializado (Evans,
2003). La única operación comercial reportada en la actualidad, es la utilización de chapas
de madera acetilada en Japón, para la producción LVL (Takahashi, 1996), aunque los
detalles del proceso no son conocidos.
55
La acetilización de la madera con anhídrido acético ha tenido poco éxito comercial,
debido varios factores adversos, entre los que destacan:
a) En la reacción de acetilización se han probado varios catalizadores, incluyendo
acetato de potasio, dimetil formamida, sulfato de urea amonia, perclorato de magnesio,
ácido trifluoroacético y trifluorato de boro (Rowell, 1983). Todos estos tienen desventajas.
El uso de ácidos minerales causa la hidrólisis de la celulosa. Otros catalizadores, como la
piridina, no degradan la madera, pero forman sistemas complejos con el anhídrido en
exceso y los subproductos, dificultando la recuperación de las sustancias que no
reaccionaron.
b) Sólo se pueden tratar secciones delgadas de madera usando la piridina, por el
problema de penetración del reactivo, y la recuperación de subproductos y reactivos en
exceso.
c) Sólo la mitad de la molécula se usa en la reacción (inciso 1.a, Tabla 7), la otra
mitad forma ácido acético, incrementando el costo del tratamiento. Aparte de que el ácido
acético emite un ligero olor a vinagre, existe la posibilidad de que su presencia pueda
revertir la esterificación (Kumar, 1994). Además, es corrosivo a los sujetadores metálicos.
Varios métodos se han estudiado para remover los productos secundarios, pero en todos
ellos se incurre inevitablemente en un costo.
d) La madera tiene que secarse a menos del 3% para minimizar la hidrolización del
reactivo. Aparte de costoso, ese procedimiento puede generar la degradación de la madera.
Aunado al problema de la penetración de los reactivos en madera más gruesa de 1 o 2 cm,
este hecho ha conducido a que la mayoría de los estudios se hayan concentrado en la
modificación de chapas o partículas de madera (Rowell, 1991). Recientemente, se condujo
un estudio para el establecimiento industrial de la acetilización de madera sólida, y se
determinó que un contenido de humedad del 10 al 20% tenía menos influencia en el grado
de acetilización que lo esperado (Haque, 1997).
e) El anhídrido acético es corrosivo, por lo que se requiere equipo especial para la
reacción, fundamentalmente equipo de aluminio.
56
3.4.2. Modificación química por medio del entrecruzamiento de polímeros.
El formaldehído reacciona con los polímeros de madera, pero no abulta la pared
celular. Esta reacción, llamada formalización, involucra la formación de puentes de
oximetileno, entre los grupos hidroxilo de cadenas adyacentes de polímeros de la pared
celular de la madera (Norimoto, 1996):
Madera-OH + HCHO → Madera-O-CH2OH ==>
Madera-O-CH2OH + Madera-OH → Madera-O-CH2-O-Madera + H2O
Matsuda (1996), considera la formalización como una reacción más de eterificación
de la madera. Como la formalización es la única que promueve la formación tipo éter entre
cadenas adyacentes de los polímeros de la madera, en el presente escrito se considera como
un tipo de modificación química diferente a la eterificación descrita en la Sección 3.4.1.1.
El catalizador ácido requerido para llevar a cabo la reacción, normalmente resulta
en un daño en las propiedades mecánicas de la madera (Matsuda, 1996; Dinwoodie, 2000).
Además, el tratamiento causa que la madera se vuelva quebradiza, probablemente debido al
enlace –O-C-O- corto, inflexible y entrecruzado (Matsuda, 1996).
3.4.3. Modificación química mediante el relleno de espacios vacíos interfibrilares.
Existe una cantidad abrumadora de información acerca de la reacción de la madera
con sustancias que, si bien no reaccionan con los polímeros de la pared celular,
interaccionan con estos para rellenar los espacios vacíos interfibrilares, dejando la madera
en un estado de expansión parcial permanente. Este relleno y abultamiento de la pared
celular, brinda importantes ventajas en la madera modificada, como el incremento de
algunas propiedades mecánicas, estabilidad dimensional, resistencia a la biodegradación y
propiedades de antiflamabilidad. Los reactivos más comúnmente empleados para conferir
estabilidad dimensional son las resinas de fenol formaldehído y el polietilenglicol de bajo
peso molecular (PEG) (Fuentes et al., 1998; Honorato, 1999; Dinwoodie, 2000).
Actualmente se comercializan algunos productos aislantes de uso rudo, fabricados
de chapas de madera impregnadas con fenol formaldehído. El PEG ha encontrado algunas
57
aplicaciones en Escandinavia, en la restauración de embarcaciones de madera recuperadas
de naufragios (Dinwoodie, 2000).
También es posible mejorar la estabilidad dimensional de la madera y su resistencia
mecánica en algunas pruebas, mediante la impregnación de la madera con polímeros
líquidos de baja viscosidad, los cuales pueden ser subsecuentemente polimerizados una vez
dentro del sustrato, para convertirlos en polímeros sólidos. La madera así tratada se conoce
como madera impregnada de polímeros, o compuestos de plasti-madera. Los polímeros que
más éxito han tenido, son el metacrilato de metilo, o una mezcla (60:40) de estireno y
acrilonitrilo (Idem.). Un último grupo estudiado son los compuestos de la madera con
materiales inorgánicos, cuya combinación permite reducir la flamabilidad de la madera
(Norimoto, 1996).
3.5. Química y mecanismo de la acetilización.
La acetilización es una reacción de un solo sitio, por lo que un grupo acetilo es
enlazado por cada grupo hidroxilo sin que exista polimerización. Basado en lo anterior, se
puede concluir que la ganancia en peso molar de grupos acetilo corresponde a las unidades
de hidroxilos substituidos.
El mecanismo de la reacción de la acetilización se puede explicar estudiando la
reacción entre el grupo carbonilo y el compuesto alcohólico en los carbohidratos, o
benzílico, fenólico y/o alcohólico en la lignina (Hill et al., 1998a, Haque y Hill, 1999; Hill,
1999). El carbón del grupo carbonilo es ligeramente positivo, por lo que atrae la densidad
electrónica hacia él y es referido como electrófilo (Figura 3).
Cδ δ
O
Figura 3. Representación esquemática del grupo carbonil mostrando la nube de distribución de un electrón π.
58
Por otro lado, el alcohol y el fenol tienen un grupo OH. El átomo de oxígeno del
grupo OH tiene dos pares solitarios de electrones asociados con él, y debido a la
electronegatividad del oxígeno tiene un ligero exceso de densidad electrónica. Tal sistema
se conoce como nucleófilo. La reacción procede por el ataque nucleofílico al carbón acilo,
formando un estado de transición de cuatro centros. La densidad electrónica de la nube π se
mueve hacia el oxigeno carbonilo y el carbón acilo cambia hacia un estado híbrido SP3. La
Figura 4 muestra el ataque de un grupo OH asociado con un polímero de la pared celular,
denotado por R’, a un centro de carbón acilo.
O C
O H R’
C R R
O O
R’ H H
11
Figura 4. Reacción entre un OH y un grupo C=O.
La reacción es por lo tanto favorecida si la carga positiva en el carbón se
incrementa. Se ha observado que la tasa de reacción se incrementa ligeramente en solventes
altamente polares, lo que se piensa que es debido a la formación de un ion par en el
equilibrio esquematizado en la Figura 5. La carga positiva en el catión CH3CO+ favorece
enormemente el ataque nucleofílico al carbón acilo.
C
O
O C
H3C
H3C
O
C
O
O
H3C
O C
H3C +
Figura 5. Formación de un ion par a partir del anhídrido acético.
59
Ese mecanismo de reacción se encuentra raramente, puesto que la formación de este
ion par sólo es favorecida en condiciones extremadamente ácidas. En muchas reacciones de
alcoholes con grupos carbonilo, se requiere de un catalizador porque el grupo OH es un
nucleófilo débil, es decir, que aunque el oxígeno tiene un exceso de densidad electrónica
asociada con el, éste no la dona fácilmente debido a su electronegatividad.
En la reacción de la madera-OH (denotada por R-OH) y el anhídrido acético,
representada en la Figura 6, la mitad de la molécula del anhídrido acético forma un éster
con la madera, derivado del ataque nucleofílico en un centro de carbón acilo, y la otra mitad
forma ácido acético.
R
C
O
O C
H3C
H3C
O O H
C
O
O C
H3C
H3C O
O
H R
C O
O
R H3C OH
C
O
H3C
+
Figura 6. Reacción del anhídrido acético y un grupo madera-OH.
Esta reacción también puede acelerarse en la presencia de un solvente nucleofílico
como la piridina, vía un mecanismo conocido como catálisis nucleofílica. Esta catálisis es
la reacción de una sustancia nucleofílica con el sustrato, conduciendo a la formación de una
sustancia intermedia inestable, que en una reacción subsecuente crea los productos de la
reacción y regenera el catalizador. En la reacción del anhídrido acético y la madera en
presencia de piridina, se forma una sal piridinosa intermedia. Esta sal tiene una carga
positiva más grande sobre el carbón acilo, debido a la presencia del ion piridinoso (Figura
7), lo que favorece enormemente el ataque nucleofílico al carbón acilo. El mecanismo de la
reacción procede entonces de manera análoga a la reacción explicada en la Figura 4.
60
C
O
O C
H3C
H3C
O N
C H3C
O
N C H3C
O
O +
Figura 7. Reacción del anhídrido acético en la presencia de la piridina como catalizador.
3.6. Propiedades físicas de la madera acetilada.
Además de la estabilidad dimensional y resistencia a la pudrición impartida por la
acetilización de la madera, existen numerosos estudios del efecto de la modificación en las
propiedades físicas de la madera acetilada.
Matsuda (1996), indica que las siguientes propiedades se incrementan en magnitud,
mediante la acetilización de la madera: densidad, aislamiento eléctrico, propiedades
acústicas (por el módulo específico dinámico de Young y por del decremento logarítmico),
eficiencia antiexpansión, y la deformación por fluencia de la madera en condiciones de
humedad variable (mecanosorción).
Las propiedades mecánicas permanecen, generalmente, sin cambios (Matsuda,
1996). No obstante, la mayoría de los resultados indican que definitivamente existe, aunque
limitada, una reducción de estas propiedades (Rowell, 1996; Dinwoodie, 2000). Sin
embargo, no existe información experimental de la reducción de la resistencia mecánica
causada por la acetilización, comparada con la reducción causada por el tratamiento
convencional de la madera. Algunas características deseables de la madera disminuyen,
como es el caso de la adhesividad del sustrato.
Los tableros aglomerados fabricados con partículas de madera acetilada muestran
100% de resistencia a la pudrición, y valores de las propiedades mecánicas más altos que
los tableros convencionales.
Los tableros aglomerados preparados con hojuelas de madera acetilada
(flakeboards), muestran una reducción del 85% en la expansión en su espesor, cuando los
61
tableros se someten a una humedad relativa de 90% por 20 días.
Igualmente, las propiedades de tableros contrachapados, fabricados con chapas de
madera acetilada en ambas caras y partículas de madera acetilada en el centro, muestran
una excelente estabilidad dimensional, y alta resistencia a la pudrición causada por hongos,
en una prueba de 8 semanas mediante el método de suelo bloque. Además, dichos tableros
no muestran pérdidas de resistencia o de peso durante 150 días, durante una prueba de
deflexión por fluencia (Matsuda, 1996).
3.7. Mecanismo de estabilización dimensional de la madera acetilada.
La madera cambia de dimensión cuando cambia su contenido de humedad, porque
los polímeros de la pared celular contienen grupos hidroxilos y otros grupos que contienen
oxígeno, los cuales atraen la humedad y enlazan las moléculas de agua mediante puentes de
hidrógeno. El incremento en humedad causa un cambio dimensional, cuando el contenido
de humedad de la madera se encuentra por debajo del PSF. Lo anterior ocurre porque las
moléculas de agua separan las moléculas de los polímeros de la pared celular, provocando
una expansión de los tejidos (Dinwoodie, 1989).
La expansión del principal componente de la pared celular, la celulosa, puede
subdividirse en dos tipos: intercristalina e intracristalina. En el caso de expansión
intercristalina, el agente expansor penetra en las regiones amorfas de las microfibrillas. La
expansión causada por el agua es un ejemplo de lo anterior. Este tipo de expansión también
puede ser producida por varios líquidos orgánicos, como el metanol, etanol, anilina,
benzaldehído, nitrobenzeno, etc. En general, entre más alta la polaridad del líquido, más
grande es la expansión que producen, pero en todos los ejemplos mencionados, la
expansión es menor a la causada por el agua. Para lograr una expansión intercristalina de la
celulosa de mayor magnitud que la causada por el agua, se requiere de utilizar soluciones
acuosas de ácidos, bases o sales, aunque las soluciones acuosas de ciertos compuestos
orgánicos como el resorcinol también son efectivos.
La expansión intracristalina se refiere a la penetración y expansión de las regiones
62
cristalinas de las microfibrillas. Esto sólo es posible utilizando soluciones concentradas de
los ácidos más fuertes, bases fuertes y algunas sales. En la expansión intracristalina, pueden
distinguirse dos subtipos: la limitada y la ilimitada. En ciertos casos, cuando el agente
expansor es una agente complejo muy fuerte y tiene grupos abultados, las cadenas
adyacentes son empujadas tan lejos unas de otras que se logra la gradual disolución de la
celulosa, es decir, la expansión es ilimitada. En otros casos, el reactivo expansor se
combina con la celulosa en ciertas proporciones estequiométricas, formando un cristal
expandido con un diagrama de rayos X bien definido. En el caso de que la adición
subsecuente del reactivo expansor disuelva la celulosa gradualmente, entonces éste es otra
vez el caso de la expansión ilimitada. Empero, si no ocurre una expansión adicional de la
látice de la celulosa, la expansión es conocida como intracristalina limitada (Haque, 1997).
La mayoría de los estudios que exploran la relación agua-madera en la madera
modificada, involucran el estudio de la estabilidad dimensional de la madera saturada por
agua. La medición comúnmente utilizada es la eficiencia antiexpansión (ASE). Esta es una
medida de la diferencia porcentual entre los coeficientes de expansión de la madera no
modificada y modificada, con respecto al de la madera no modificada. Una ASE del 100%,
significa que la madera modificada es completamente estable dimensionalmente, y que sus
dimensiones no cambian cuando la madera se satura hasta el PSF.
Sin embargo, Honorato (1999) estableció que la ASE no es una medida confiable de
la estabilidad dimensional en todos los tratamientos de modificación química de la madera,
particularmente en las aplicaciones donde ocurran cambios de humedad elevados. Ese autor
encontró que la madera de abeto Sitka, modificada con PEG (ASE del 53%), presentaba
una expansión adicional máxima de ca. 25%, con respecto a la de la madera no modificada,
al variar la humedad relativa ambiental del 90 al 30%.
No obstante, la mayoría de los estudios utilizan la ASE para determinar la
estabilidad dimensional impartida por el tratamiento, probablemente debido a la trivialidad
del cálculo. Así, Rowell (1983) encontró que la madera acetilada a ganancias de peso del
20 al 25% presentaban una ASE del 70%. Risi y Arseneau (1958) midieron una ASE del
100% en madera modificada con anhídrido phthalico (60% GPP), aunque la ASE y la GPP
disminuyó con saturaciones subsecuentes de las muestras. También se han medido los
63
valores de la ASE de la madera modificada con isocianatos. Esto incluye una ASE del 60%
para isocianato de metilo en madera modificada al 25% de GPP (Rowell y Ellis, 1979), y
del 68% para n-isocianato de butilo a una GPP del 32% (Ellis y Rowell, 1984).
Se cree que anhídrido acético causa la expansión del tipo intercristalina, por su
naturaleza abultada, aunque la estabilización dimensional impartida por la acetilización de
la madera pudiera ser ocasionada no solamente por el relleno del sustrato, sino también por
la remoción de los grupos OH debida a la sustitución. Esto último significaría que existen
menos grupos OH disponibles para el enlace de puente de hidrógeno con las moléculas de
agua.
No obstante, la evidencia experimental sugiere que la reducción en la polaridad no
es la causa probable de la estabilización como lo es el efecto del relleno del sustrato.
Existen múltiples ejemplos de la estabilidad dimensional brindada por la reacción de la
madera con el PEG (ASE altos), mismo que no reacciona con los grupos OH de la madera,
pero que al rellenar los espacios impiden físicamente el paso del agua y la subsecuente
reacción con los hidroxilos del sustrato. De igual forma, Hill y Jones (1996b) encontraron
que la ASE de la madera modificada con una variedad de anhídridos lineales, estaba
gobernada por la GPP, independientemente de la longitud de la cadena del anhídrido
involucrado. Ellos lograron valores de ASE de cerca del 90% en la madera modificada a
una GPP de 30% o mayor, y atribuyeron la ASE únicamente al relleno de la madera, y no al
bloqueo de los hidrofílicos grupos hidroxilo.
3.8. Mecanismos de bioprotección de la madera modificada químicamente
Se han propuesto tres mecanismos mediante los que la modificación química de la
madera la protege de la biodegradación.
a) De su trabajo con madera acetilada de abeto Sitka, Stamm y Baechler (1960)
hipotetizaron que el mecanismo mediante el cual la modificación química protege a la
madera de la degradación, es la disminución en la capacidad de ésta de adsorber humedad,
reduciendo el PSF por debajo del 20%. Para que la degradación por hongos prospere, la
función del agua contenida por la pared celular por debajo del PSF, es más que un insumo
64
para la respiración metabólica del microorganismo. El contenido de humedad en la pared
celular es también importante como un medio de difusión de las enzimas exocelulares, para
crear continuidad entre el organismo y el sustrato, y como un reactivo en la degradación
hidrolítica de los polímeros de la pared celular (Kirk, 1973; Zabel y Morrell, 1992). De
acuerdo con sus hallazgos, a un PSF menor del 20%, no había humedad suficiente dentro
de las paredes celulares para soportar la degradación, aun con la presencia de agua libre en
el lumen de las células.
b) Stamm y Baechler (1960) establecieron que la resistencia a la descomposición
podría ser explicada por el hecho de que los grupos hidroxilo, susceptibles al ataque de los
hongos, habían sido removidos. Stamm y Baechler (1960) estimaron que la madera
acetilada a una ganancia de peso del 30%, no tendría grupos hidroxilo remanentes para
reaccionar.
La incapacidad de las enzimas de los hongos por reconocer el material sobre el que
actúan, estaría basado en su característica de alta especificidad hacia el sustrato, y hacia la
reacción que catalizan. Al catalizar la reacción, las enzimas se unen al sustrato por
atracción entre grupos funcionales de la enzima y grupos funcionales ‘complementarios’ en
el sustrato (e. g. la enzima lisoasa probablemente se une al sustrato polisacárido, por la
atracción entre su grupo carboxil y el grupo hidroxilo en el sustrato). La catálisis
subsecuente se piensa que es el resultado de uno o más acciones. Entre estas destacan: la
orientación de los átomos del sustrato, la catálisis ácido-básica involucrando los
aminoácidos residuo cerca de los sitios de reacción en el sustrato, y la llamada catálisis
covalente, en la que el ataque del sustrato por los grupos nucleofílicos o electrofílicos de la
enzima ‘empujan’ la reacción (Kirk, 1973).
c) La capacidad del agua para expandir la pared celular de la madera, juega un papel
fundamental en la degradación por hongos. Se considera que la expansión produce ‘poros’
temporales en la pared celular, através de los que las substancias químicas liberadas por los
hongos responsables de la depolimerización, acceden a los componentes de la pared celular.
La modificación química de la madera abulta la pared celular, y rellena estos
espacios que de otra forma estarían llenos de agua. Esto restringe el acceso de agentes
degradadores liberados por los hongos, y pudiera estar involucrado también en la
65
resistencia a agentes oxidativos que se piensa son utilizados por los hongos de la pudrición
café para degradar la madera (Forster, 1998).
Usando sustancias que reaccionan con los polímeros de la pared celular, se ha
determinado que en muchos casos no se requiere la sustitución total de los grupos hidroxilo
para prevenir la biodegradación. Varios tratamientos con isocianatos y anhídridos cíclicos y
lineales han demostrado la capacidad de prevenir las pudriciones blanca, café y blanda en
estudios de laboratorio a ganancias de peso menores del 20% (Goldstein et al., 1961;
Peterson y Thomas, 1978; Beckers, et al., 1994; Takahashi, 1996).
El relleno que genera la modificación en los espacios vacíos de la pared celular,
principalmente cuando se usan compuestos que forman enlaces entrecruzados con sus
propias moléculas, crea una especie de escudo que impide el acceso de las moléculas de
agua a los hidroxilos que no reaccionaron con el modificador (Martins, 1992). Este efecto
fue inicialmente estudiado por Stamm y Baechler (1960), usando expansores de la pared
celular que no reaccionaban con los polímeros de la madera, como son las resinas de fenol-
formaldehído, o al reaccionar formaldehído con la madera para promover el
entrecruzamiento de los polímeros de la pared celular sin expandir la madera. Ellos
encontraron que a ganancias de peso del 42% y 2.5%, respectivamente, la madera se
encontraba protegida contra la pudrición, y propusieron que, aunque estos tratamientos
removían mínimas cantidades de grupos hidroxilo, estos resguardaban la madera contra la
biodegradación al prevenir la entrada de las enzimas de los hongos a la pared celular.
Aunque más recientemente se ha determinado que las enzimas no penetran aún en la
madera no modificada (Sección 3.3.4.), y que agentes no enzimáticos pudieran estar
involucrados en el establecimiento inicial de la pudrición, esto no descarta la hipótesis del
bloqueo como probable mecanismo para prevenir la pudrición.
En su trabajo sobre los mecanismos de bio-protección impartida por la modificación
química de la madera, Forster (1998) concluye que, la magnitud de la expansión adicional
debida a la incorporación de agua en la madera modificada, es importante en el efecto del
abultamiento descrito. Ésta determina cuantos poros temporales pueden abrirse, y si se ha
creado el espacio suficiente para que los agentes causantes del inicio de la degradación,
puedan ‘circunvalar’ el efecto bloqueador.
66
3.9. La resistencia a la biodegradación de la madera acetilada
La modificación química de la madera influye en su resistencia al reducir la
higroscopicidad, y modificar la estructura química de los polímeros que la conforman. En
muchos casos los resultados son alentadores.
Sin embargo, el estudio de la modificación química para incrementar su resistencia
a la pudrición, se ha realizado en muy pocas especies, y el número de hongos probados es
reducido. El efecto de la modificación química de la madera en su resistencia a la
degradación por insectos ha sido ignorado por los investigadores, probablemente por el
hecho de que la disminución en el contenido de humedad del sustrato no reduce per se su
susceptibilidad al ataque por insectos. Solo el efecto preventivo de este tratamiento contra
las termitas ha recibido algo de atención (Takahashi, 1996). Aunado a lo anterior, la
compatibilidad de este tratamiento con sistemas clásicos de preservación (creosota y
preservativos oleosolubles e hidrosolubles) ha sido pobremente investigado (cf. Codd,
1997).
La mayoría de los estudios sobre la resistencia de la madera modificada
químicamente ha involucrado el anhídrido acético como modificador.
Goldstein et al. (1961) probaron la madera de Pinus ponderosa Dougl. contra seis
hongos basidiomycetes, cuatro de la pudrición café y uno de la pudrición blanca, y
encontraron que el 18% de GPP, era suficiente para resistir la pudrición.
Peterson y Thomas (1978) acetilaron Pinus taeda L. a GPPs de entre 10 y 26% y
Fraxinus americana L. y Liriodendron tulipifera L. a GPPs de entre 10 y 21%. Estas
maderas fueron probadas contra el hongo de la pudrición café Gloeophyllum trabeum y el
hongo de la pudrición blanca Coriolus versicolor. Ellos encontraron que el hongo de la
pudrición blanca, era generalmente más fácil de controlar que el hongo de la pudrición café.
El nivel más bajo de acetilización (ca. 7%) era casi tan efectivo como las GPP más altas,
para prevenir la pudrición blanca. Sin embargo, F. americana todavía perdió el 6% de su
peso debido a la pudrición blanca a la GPP probada más alta (20%). En todos los casos, la
acetilización del 7 al 10% redujo la pudrición significativamente, aunque se requirió de
entre el 17 y el 20% para proteger la madera (con la excepción del F. americana degradado
67
por la pudrición blanca).
Takahashi, Imamura y Tanahashi (1989, citados por Takahashi, 1996), estudiaron el
efecto del nivel de acetilización en la resistencia a la pudrición de cedro japonés
(Cryptomeria japonica D. Don), pino rojo japonés (Pinus densiflora Sieb. et Zucc.) albizia
(Albizzia falcata Back.) y haya japonesa (Fagus crenata Blume). Ellos expusieron estas
especies al hongos de la pudrición café Tyromyces palustris y Serpula lacrymans, al hongo
de la pudrición blanca C. versicolor y a hongos de la pudrición blanda en suelo no
esterilizado. Las pérdidas de peso debidas a T. palustris en todas las especies maderables
alcanzó casi el cero a una GPP del 20%. Para C. versicolor, el 6% de GPP fue suficiente
para proteger las maderas blandas, mientras que para las duras se requirió del 12 al 15% de
GPP. En el caso de S. lacrymans y los hongos de la pudrición blanda, la protección por el
efecto de la acetilización se encontró intermedia entre T. palustris y C. versicolor, pues se
requirió del 15 al 16% de GPP para proteger la madera.
Beckers et al. (1994) midieron los umbrales de protección de madera acetilada de
pino escocés contra el ataque de varios hongos de la pudrición. Ellos encontraron que se
requerían de GPP del 18%, arriba del 20% y el 12% para proteger a la madera contra la
pudrición causada por C. puteana y G. trabeum, Poria placenta, y C. versicolor,
respectivamente, en pruebas de cultivos puros. Se requirió del 11% de GPP para proteger la
madera en una prueba contra los hongos de la pudrición suave en suelo no estéril. Después
de exponer la madera acetilada con GPP del 10.7%, durante 32 semanas, en condiciones
adecuadas para la pudrición suave, no se registraron pérdidas en su resistencia mecánica.
Forster (1998), estudió la resistencia de pino corso modificado con una variedad de
anhídridos y n-isocianato de butilo, contra la pudrición causada por G. trabeum, C.
puteana, P. sanguineus y C. versicolor. El determinó que la modificación química de la
madera proveía mayor resistencia contra la pudrición blanca que contra la pudrición café.
Encontró que el umbral de protección para madera acetilada era el 17% de GPP para los
dos hongos de la pudrición blanca, y de 24 y 23% para C. puteana y G. trabeum,
respectivamente.
Ohkoshi et al. (1999) estudiaron la resistencia de la madera acetilada de Betula
maximowiczii Regel, contra el hongo de la pudrición café Tyromyces palustris y contra C.
68
versicolor. La pudrición causada por el hongo de la pudrición café se inhibió a una GPP de
más del 10%, y la pérdida de peso llegó a cero a una GPP de cerca de 20%. La pérdida de
peso debida al hongo de la pudrición blanca decreció lentamente al ir aumentando la GPP,
llegando a cero a una GPP de ca. 12%.
Larsson et al. (2000), estudiaron la resistencia de estacas de madera de pino
acetilada en pruebas cementerio. Ellos encontraron que la resistencia a la pudrición de la
madera acetilada a una GPP de 20%, era de la misma magnitud de las muestras control
tratadas con CCA a un nivel alto de retención (10.30 Kg/m3). La exposición de mini estacas
en tres diferentes suelos no estériles en el laboratorio, mostraron que la pudrición se redujo
considerablemente, a contenidos de acetilo del 15.1%. Un contenido de acetilo del 18.5%
previno la pudriciones café, blanca y blanda. Sin embargo, se requirió de un contenido de
acetilo superior al 20.9%, para prevenir la acción de las bacterias.
La resistencia a la pudrición de la madera modificada con otros anhídridos, también
se ha explorado. Los resultados, aunque no concluyentes, son desfavorables.
Codd (1997) reaccionó el pino escocés con los anhídridos succínico y succínico
alquenilo, y expuso la madera modificada a cultivos puros de C. puteana y G. trabeum. La
modificación con el primero redujo la pudrición, pero la protección completa no se alcanzó
aún a GPP mayores al 35%. Cierta lixiviación del modificador, previa a la pudrición, redujo
la eficacia de este tratamiento. La modificación con anhídrido succínico alquenilo protegió
la madera a GPP mayores del 30%.
Forster (1998) llegó a resultados semejantes, pues encontró que los anhídrido
succínico y succínico alquenilo, aunque reducían la pudrición, no protegían la madera de
pino corso contra las cuatro especies de hongos estudiadas (dos de la pudrición café y dos
de la pudrición blanca), a GPP menores al 35%.
De igual forma, Dawson et al. (1999), encontraron que la albura de Pinus radiata
modificada con anhídrido succínico al 40% de GPP, todavía presentaba pérdidas de peso
promedio de 12.3% al final de la exposición a C. puteana, aunque estos autores sí
encontraron que la madera succinilada se encontraba resguardada contra C. versicolor a una
GPP del 40% (la única GPP probada).
69
3.10. La modificación química vs. el tratamiento convencional a la madera
El presente trabajo no incluye una comparación experimental de los sistemas
normalmente usados en la preservación de la madera, contra la eficiencia de la
modificación química, como mecanismo para prevenir la pudrición del sustrato. Sin
embargo, con fines de perspectiva, se presenta una modesta referencia a las desventajas de
los sistemas normales de preservación, y a las posibles ventajas que pudieran existir de
utilizar la madera modificada.
Aparte de las desventajas energéticas que plantean, el uso de sistemas
convencionales de preservación conlleva a otros problemas, que empiezan desde la
preservación hasta la disposición de los productos tratados al final de su vida útil.
En el caso del uso de biocidas, las plantas de tratamiento requieren enormes
inversiones para realizar la actividad sin contaminar, ya que se requiere de espacios
especialmente diseñados para almacenar los preservativos, la madera ya preservada, los
desperdicios que se generen en la producción, y de capacitación a los trabajadores para
minimizar el riesgo de accidentes y para su manejo en el caso de que ocurran. Existen
además otros costos asociados al uso de biocidas, como es el requerimiento de mantener el
equipo de manejo de carga y transporte específicamente en la planta de tratamiento (UNEP,
1994). Sumado a los problemas relacionados con el tratamiento en sí, existen otros
relacionados con el propio preservador en la madera, como es la tendencia a la lixiviación
de los compuestos derivados del arsénico, o las propiedades cancerígenas de algunas de las
sustancias que componen la creosota.
Una vez que la madera ha sido tratada, si esta requiere de ulterior maquinado para la
función que finalmente desempeñará, la disposición de los residuos de la madera
preservada es todo un problema ambiental y técnico.
Ya ubicada la madera en el sitio donde habrá de prestar su servicio, empieza la lista
de los inconvenientes que exhiben la mayoría de los preservadores convencionales. Entre
estos inconvenientes, destacan la dificultad de muchos para recibir acabados, adhesivos o
pintura, mal olor, e incremento en la flamabilidad. Otros disminuyen la resistencia
mecánica de la madera por ser excesivamente alcalinos o ácidos, manchan, o generan
70
corrosión a los metales que se usan en la madera en servicio (clavos, tornillos, bisagras,
soportes, cinchos). Una vez que se han solventado u obviado los inconvenientes citados, la
disposición final de la vida útil de la madera tratada con biocidas, representa un último reto
para los usuarios de estos materiales.
No existe información de las ventajas del proceso de la modificación química de la
madera, probablemente por constituirse en propiedad industrial de los involucrados en el
tratamiento. Aunque no se conocen los procedimientos exactos de acetilización de la
madera, existen reportes de su utilización en la fabricación de LVL® en Japón (Schmidt,
1991; Takahashi, 1996). El tratamiento de las chapas para las vigas LVL®, probablemente
involucre la fase gaseosa del anhídrido acético en una reacción no catalizada, ya que esto
elimina el inconveniente de remover del sustrato el anhídrido utilizado en exceso.
Aparte de la acetilización, existen referencias de otros ejemplos donde la madera
modificada químicamente ha encontrado alguna aplicación (Sección 3.4.), principalmente
mediante la incorporación de compuestos que rellenan los espacios vacíos de la pared
celular. El principal problema para la utilización comercial del producto final, parece ser el
costo del procedimiento, lo que ha desalentado su uso masivo.
La principal ventaja potencial de la utilización de la madera modificada para
incrementar su resistencia a la biodegradación, es la estabilidad dimensional que la mayoría
de los procedimientos de modificación le confieren a la madera (Sección 3.9.).
Con la excepción de los preservativos repelentes al agua basados en resinas
disueltas en solventes orgánicos de baja viscosidad, los que confieren una pequeña, aunque
importante estabilidad dimensional al ser aplicados en la madera, ninguno de los
preservadores convencionales posee dicha bondad.
Otra ventaja potencial es que mediante la aplicación de ciertos tratamientos, algunas
características deseables de la madera se incrementan. Por ejemplo, los compuestos de
madera y plástico (WPC, por sus siglas en inglés), muestran un incremento en la dureza de
ca. del triple de la madera no tratada (Dinwoodie, 2000).
71
4. Materiales y métodos
4.1. Introducción
La parte experimental del presente trabajo se llevó a cabo en la Escuela de Ciencias
Agrícolas y Forestales de la Universidad de Gales, Bangor, Gran Bretaña, bajo la
supervisión del Dr. Nihat Cetin en lo relacionado a la modificación química de la madera, y
del Dr. Michael Hale en la parte de las pruebas de biodegradación, en el periodo
comprendido de abril a septiembre de 1999.
La parte experimental fue divida en dos partes principales: la modificación química
de los especimenes, y la exposición de los ejemplares a las pruebas de biodegradación.
La modificación química de las muestras se subdividió a su vez en tres etapas: la
selección de los reactivos y solventes empleados, el muestreo de los bloques y la
modificación química de las muestras.
Las pruebas de la biodegradación se dividieron en dos partes principales: la
selección de los hongos a ser utilizados, y la exposición al ataque en condiciones axénicas.
Adicionalmente, algunos ejemplares fueron sometidos a pruebas de estabilidad
dimensional, para conocer su efecto en las posibles diferencias en la resistencia a la
pudrición de los bloques modificados en los dos sistemas de reacción, según la metodología
que se detalla más adelante.
4.2. Reactivo y solventes empleados
4.2.1. Reactivos
Se utilizó el anhídrido acético como el reactivo modificador, mismo que ha sido el
más frecuentemente utilizado en las pruebas de modificación química de la madera
(Sección 3.4.). Este es un anhídrido linear, y produce ácido acético como subproducto al
reaccionar con la madera. La reacción entre la madera y el anhídrido acético más
72
comúnmente reconocida es la que involucra la formación del grupo acetilo, mostrada en la
Figura 6. Aunque esta típica reacción de acetilización ha sido cuestionada por Pizzi y
Boonstra (Pizzi et al. 1994; Boonstra et al., 1996, 1997), quienes proponen la ocurrencia de
enlaces entrecruzados, y la sustitución en el anillo aromático de la lignina, además de la
acetilización, para efectos del presente trabajo se asumió como válida la reacción más
comúnmente aceptada.
4.2.2. Solventes
Los solventes utilizados fueron piridina (C5H5N) y acetona (C3H60), ambos en
grado analítico.
La piridina es un líquido incoloro refractivo higroscópico, con un punto de
ebullición de 113 °C, tiene un fuerte olor característico, y es un catalizador básico fuerte.
La acetona es un líquido volátil, con un punto de ebullición de 56 °C.
Otros solventes utilizados para completar la combinación de solventes normalmente
utilizada en la extracción y limpieza de las muestras, fueron el metanol y el tolueno.
4.3. El reactor
El vaso de la reacción (reactor) consistió en un matraz de asiento redondo de cristal
refractario, con boca esmerilada. Este matraz, de 20 cm de diámetro, tenía una capacidad
aproximada de 4 litros. Contaba con tapa esmerilada y con un cincho de acero inoxidable
para unir la tapa al matraz, previniendo así la fuga de gases en la junta. La tapa, también de
cristal, tenía una abertura circular esmerilada en su parte media, para instalar un
refrigerante helicoidal de cristal tipo Graham. Este refrigerante, de boca esmerilada, se
instaló en la tapa del reactor, para evitar tanto la pérdida de reactivos y solventes por
evaporación, como la emisión de gases tóxicos o la acumulación de presión en el reactor.
El reactor ya armado, se sujetó por el cuello del matraz a un soporte universal, y se
colocó semisumergido en un baño de circulación forzada de aceite de silicona, con control
automático de temperatura, previamente ajustado a 115 °C (Figura 8). Esta temperatura fue
73
adoptada por ser una temperatura de trabajo normalmente utilizada en otros trabajos (cf.
Hill y Jones, 1996a, b, 1999; Hill et al., 1998a, b; Hill y Mallon, 1998a, b). Asimismo, esta
temperatura se encuentra en el límite superior donde se considera que no existe una
degradación perceptible de los polímeros de la pared celular. Además, es lo suficiente alta
para permitir que las ganancias de peso se alcancen dentro de un tiempo de reacción
razonable. El arreglo completo fue instalado dentro de una campana de emisiones. La
reacción se llevó a cabo a presión ambiental, a nivel del mar.
e
Tem
d
f
c
b
a
a. Refrigerante b. Solución modificadora en el matraz de asiento redondo c. Muestras d. Aceite de silicona e. Baño de circulación forzada f. Termómetro
Figura 8. Arreglo general esquemático del vaso de reacción.
4.4. Muestreo de los bloques
La especie maderable que se seleccionó para el presente estudio fue el pino escocés
(Pinus sylvestris L.). Esta es una especie de reconocida susceptibilidad al ataque del hongo
de la pudrición café (Sección 3.3.2.), es un material de fácil impregnación por líquidos y,
además, ha sido ampliamente utilizada en el estudio de la madera modificada químicamente
74
(Sección 3.4). Por otro lado, es una especie de estudio obligatorio, según lo dispuesto en la
norma EN113.
Las principales características anatómicas de la madera de esta especie se enlistan
en la Tabla 1. Químicamente, la madera de Pinus sylvestris está compuesta del 74.3% de
holocelulosa (52.2% celulosa, 8.2% pentosanos, y 13.5% de otras hemicelulosas), y 26.3%
de lignina (Fengel y Wegener, 1983).
La pieza de madera de donde se extrajeron las muestras fue tomada del almacén de
la Escuela de Ciencias Agrícolas y Forestales de la Universidad de Gales, y no fue posible
determinar su origen con exactitud. Ese material ha sido cuidadosamente almacenado para
fines científicos, y no había sido mantenido sumergido en agua, ni tampoco tratado o
expuesto a agentes químicos. Las muestras fueron tomadas de la misma tabla, misma que
se encontraba libre de defectos, sana, de grano rectilíneo, sin nudos y sin bolsas de resina.
La tabla mostraba de 4 a 5 anillos de crecimiento por centímetro, y la proporción de madera
tardía en el anillo de crecimiento no excedía el 30% del total del anillo.
Las muestras fueron cortadas de una tira con una sección de 20 x 20 mm
previamente cepillada y con su parte longitudinal paralela al grano, misma que había sido
mantenida en ambiente controlado para alcanzar la humedad en equilibrio. En esta tira se
realizaron cortes transversales a cada 10 mm, para dar bloques de 20 x 20 x 10 mm
(tangencial x radial x longitudinal). Las orillas de los bloques fueron lijados
cuidadosamente, para desechar cualquier partícula que pudiera caerse durante los
numerosos procesos a que habría de someterse.
Finalmente, las muestras fueron agrupadas por densidad básica, para mejorar la
homogeneidad de los tratamientos, seleccionándolas de tal forma que la densidad de todos
los especimenes variara dentro del 10% con respecto al promedio, misma que fue
registrada. Todas las muestras fueron etiquetadas con un lápiz 2B.
El número de repeticiones para cada tratamiento fue de 4 especimenes. La
excepción fueron las reacciones preliminares para determinar los tiempos estimados de
reacción para las ganancias de peso propuestas, donde únicamente se utilizaron tres
bloques. En la Tabla 8, se muestra el arreglo general del experimento.
75
El propósito general del arreglo fue el de modificar los bloques de madera en un
amplio rango de ganancias en peso utilizando el catalizador, y sin el uso de la piridina en la
reacción, los cuáles fueran subsecuentemente probados en su resistencia a la
biodegradación.
Tabla 8. Arreglo general del experimento para la biodegradación. Los números en el cuerpo de la tabla son el número de repeticiones.
Exposición a
Coniophora puteana Coriolus versicolor Reactivo Ganancia
Porcentual en Peso
Control
Estéril Modificado Control Modificado Control
Solo catalizador 0 4 - 4 - 4 Sin catalizador 0 4 - 4 - 4
4 4 4 4 4 4 8 4 4 4 4 4
12 4 4 4 4 4 16 4 4 4 4 4 20 4 4 4 4 4
Anhídrido catalizado
24 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 4 8 4 4 4 4 4
12 4 4 4 4 4 16 4 4 4 4 4 20 4 4 4 4 4
Anhídrido sin catalizador
24 4 4 4 4 4 Suma 56 48 56 48 56
TOTAL 264No modificado químicamente. Tratado como control con piridina
No modificado químicamente. Control sin tratamiento
4.5. Procedimiento de la reacción de la modificación
La modificación química de bloques de albura de pino escocés (Pinus sylvestris L.)
de 20 x 20 x 10 mm (tangencial x radial x longitudinal), se realizó a 6 diferentes ganancias
en peso utilizando anhídrido acético, tanto en la reacción catalizada con piridina, como en
la reacción sin usar el catalizador.
76
4.5.1. Modificación química catalizada.
Para la modificación catalizada, primero se eliminaron los extractivos de los
bloques en conjuntos de 12 repeticiones, (4 por cada nivel de modificación para cada uno
de los dos hongos más 4 para el control), en un aparato Soxhlet usando una mezcla de
tolueno: acetona: metanol (4:1:1 v/v) durante seis horas (Figura 9).
Figura 9. Arreglo general esquemático del equipo para realizar la extracción.
La remoción de los extractivos previa a la modificación, es un procedimiento
común en los trabajos de modificación química de la madera. De otra forma, los extractivos
pudieran reaccionar con el agente modificador, o pudieran ser removidos durante la
limpieza de los bloques una vez terminada la modificación. Esto conllevaría a tomar
lecturas erróneas de ganancias en peso. La desventaja de realizar la extracción previa a la
modificación, es que el procedimiento dista de ser económicamente viable. Sin embargo, el
tamaño de las muestras empleadas en este trabajo, no tiene implicaciones directas en la
viabilidad económica de los tratamientos aquí descritos.
Como los anhídridos reaccionan con el agua, es importante que toda el agua de los
bloques sea removida, de tal forma que el reactivo esté completamente disponible para su
77
reacción con los polímeros de la pared celular. Una vez extraídos, los bloques se secaron en
un horno de ventilación forzada a 105 °C por una noche. Ya secos los bloques, se sacaron
del horno (en envases de aluminio desechables), y se colocaron en un desecador sobre gel
de sílice durante 5 horas para que se enfriaran. Finalmente fueron pesados. Este peso inicial
se registró como P1 (± 0.0001 gramos). Para mantener secos los bloques antes de proceder a
la reacción, estos fueron colocados en un horno a 60 °C.
Antes de la modificación, los bloques fueron medidos en sus tres direcciones con un
micrómetro de manecilla. El volumen original de los bloques obtenido con estas
mediciones, y expresado en mm3, se registró como V1.
Los bloques se sometieron subsecuentemente a la reacción en dos litros de una
solución uno molar del anhídrido acético (agente modificador) en piridina (catalizador
básico), para asegurarse que el anhídrido estuviera en exceso. Los niveles deseados de
modificación se alcanzaron por variaciones en los tiempos de reacción, mismos que fueron
determinados en reacciones preliminares de grupos de 3 muestras igualmente extraídas en
el Soxhlet, y subsecuentemente secadas en el horno.
Para la modificación, se siguió el procedimiento general establecido por Hill (Hill y
Jones, 1996a, b, 1999; Hill et al., 1998a, b; Hill y Mallon, 1998a, b). Los especimenes ya
secos fueron impregnados al vacío con el catalizador a temperatura ambiente. Una vez
impregnados los bloques, estos ya no flotan, por lo que no es necesario detener la reacción
para añadir bloques subsecuentes al reactor. Asimismo, se supuso que con la impregnación
del catalizador la reacción con el anhídrido ocurría homogéneamente en todo el espesor del
bloque, sin limitarse a la superficie del mismo, aún en los tiempos de reacción más cortos.
La saturación de los bloques previa a la reacción, se realizó colocando los bloques en un
vaso de precipitado, al cual se le añadió piridina, para después colocar este arreglo sobre
una malla que descansaba en gel de sílice dentro de un desecador (el gel había sido secado
en un horno de ventilación forzada durante 12 horas, o hasta presentar un color azul
marino). Este desecador estaba equipado con una tapa para vacío, y el vacío se obtuvo
conectando una manguera a la toma del agua y a la tapa del desecador (Figura 10). El vacío
se mantuvo con agua corriente por espacio de una hora, o hasta que los bloques dejaron de
expulsar burbujas de aire. Los bloques se mantuvieron en el fondo del vaso de precipitado
78
presionados por una rejilla de plástico (previamente secada), sobre la cual se colocó una
pieza sólida de cristal, y se dejaron saturar por el catalizador durante una noche.
Vaso con reactivo o catalizador
Hacia la bomba de vacío
Pesa de cristal Rejilla de plástico
Desecador
Rejilla de metal
Gel de sílice
Muestras
Figura 10. Arreglo general para impregnar los bloques antes de la modificación.
El reactor con la solución modificadora, se colocó semisumergido en un baño de
aceite de silicón precalentado a 115 °C (Figura 8). Los bloques ya saturados, se fueron
sacando del desecador conforme se iban incorporando a la reacción, y se colocaban dentro
del reactor con unas pinzas através de la boca de la tapa del reactor, para lo que se
levantaba momentáneamente el refrigerante. Los bloques, en conjuntos de 12 piezas, se
incorporaron a intervalos predeterminados para lograr tiempos de reacción de 3, 10 15, 30,
45, 115 y 275 minutos, siendo los primeros bloques aquellos en los que se esperaba obtener
las mayores ganancias en peso. Al final de la reacción (275 minutos), la solución
modificadora se desechó (en recipientes especialmente dispuestos para tal fin), y luego se le
adicionó al reactor acetona a temperatura ambiente, para apagar la reacción. Los bloques ya
modificados se sacaron del reactor, y sometieron a un proceso de limpieza (extracción),
usando el sistema estándar de solventes tolueno:acetona:metanol 4:1:1 v/v en el Soxhlet por
6 horas. Terminada la limpieza, los bloques se secaron en el horno por una noche a 105 °C
y se volvieron a pesar. Este peso fue registrado como P2. Los bloques se agruparon
finalmente de acuerdo a la GPP obtenida, en conjuntos de 12 bloques por cada nivel de
modificación, de acuerdo a los requerimientos para las pruebas de biodegradación.
79
4.5.2. Modificación química no catalizada.
Para realizar la modificación sin el uso del catalizador, es decir, utilizando
únicamente el anhídrido acético, el procedimiento seguido fue similar al arriba descrito. La
diferencia fue que no se incluyó la piridina en los dos litros de la solución modificadora, y
la impregnación de los bloques previa a la reacción se realizó utilizando el anhídrido a
temperatura ambiente en lugar de utilizar el catalizador. Esta impregnación con el anhídrido
cumple la misma función de saturar los bloques para que no floten durante la reacción, con
el fin de no detener la reacción cada vez que se incorporen nuevos bloques al reactor.
Asimismo, se esperaba que la impregnación con el reactivo permitiera la reacción en la
parte central del bloque, una vez que este hubiese alcanzado la temperatura de trabajo
dentro del reactor. Para efectos prácticos, se consideró que la tasa de reacción del anhídrido
con los bloques durante la impregnación a temperatura ambiente, era despreciable.
Los bloques, en conjuntos de 12 piezas, se incorporaron a intervalos
predeterminados al reactor, para lograr tiempos de reacción de 6.5, 31, 150, 780 y 1440
minutos. Los bloques ya modificados se sacaron del reactor, y sometieron a un proceso de
limpieza (extracción), usando el sistema estándar de solventes tolueno:acetona:metanol
4:1:1 v/v en el Soxhlet por 6 horas. Terminada la limpieza, los bloques se secaron en el
horno por una noche a 105 °C y se volvieron a pesar. Este peso fue registrado como P2. Los
bloques se agruparon finalmente de acuerdo a la GPP obtenida, en conjuntos de 12 bloques
por cada nivel de modificación.
4.5.3. Tratamiento a los bloques control.
Los bloques control de la reacción con catalizador, se sometieron a la extracción en
el aparato Soxhlet durante 4 horas, para después ser hervidos en piridina por 2 horas.
Subsecuentemente, fueron limpiados en tolueno:acetona:metanol 4:1:1 v/v en el Soxhlet
por 6 horas y finalmente secados en el horno, tal y como se hizo con las muestras que se
sometieron a la modificación. Una pérdida de peso del 1.7% en promedio fue registrada
debido al procedimiento de hervir los bloques en la piridina.
80
Los bloques control de la reacción sin catalizador solo fueron extraídos y después
secados en el horno.
4.5.4. Cálculo de la extensión de la reacción.
El alcance de la reacción en cada bloque fue calculado como Ganancia Porcentual
en Peso (GPP), determinada por las diferencias en el peso seco de la muestra antes y
después de la reacción, relativa al peso seco de la muestra antes de la reacción, expresada
en porcentaje, de acuerdo a lo propuesto por Stamm (1964):
Ganancia Porcentual en Peso (GPP) = [(P2 – P1) / P1] x 100
Después de la reacción, limpieza y secado, las tres dimensiones de cada espécimen
fueron registradas nuevamente, y el volumen obtenido en centímetros cúbicos expresado
como V2.
La ganancia en volumen se expresó como un porcentaje con respecto del volumen
seco inicial:
Ganancia en volumen, GV, (%) = [(V2 – V1) / V1] x 100
Con la finalidad de establecer la relación entre las variables estudiadas, con respecto
al tiempo de la reacción, fueron ajustados, mediante el método de los mínimos cuadrados,
los datos de las GPP, las GV y de los incrementos en magnitud en las tres direcciones de
los bloques (tangencial, radial y longitudinal), con respecto al tiempo de la reacción, según
los modelos:
GPP = a + b (ln t)
GV = a + b (ln t)
Incremento longitudinal = a + b (ln t)
Incremento radial = a + b (ln t)
Incremento tangencial = a + b (ln t)
81
Donde:
GPP y GV como se definieron arriba, y
t = tiempo de reacción
a, b = parámetros de regresión
Para evaluar el efecto del catalizador en las ganancias en volumen GV, con respecto
a las GPP, primero se realizó el ajuste de los datos, mediante el método de mínimos
cuadrados, utilizando el siguiente modelo, según fuera el sistema de reacción:
GVcatalizada = acat + bcat GPP
GVnocatalizada = anocat + bnocat GPP
Donde:
GPP y GV como se definieron arriba;
acat, bcat = parámetros de regresión para la reacción catalizada; y
anocat, bnocat = parámetros de regresión para la reacción no catalizada.
Finalmente, el análisis de la diferencia entre ambas líneas, es decir, la determinación
de la posible diferencia entre ambas conductas, derivada de la utilización o no del
catalizador en la modificación química, se realizó mediante una prueba de hipótesis de
homogeneidad de modelos de regresión (Hernández, 1989), donde:
anocat
bnocat
acat
bcat
= Ha: vs.
anocat
bnocatbcat
acat
Ho: =
4.5.5. Acondicionamiento de los bloques.
Terminada la modificación química, los cuatro conjuntos de bloques se
acondicionaron entonces a medio ambiente.
82
Con el fin de acelerar el acondicionamiento, los bloques se colocaron por unas
horas en una cámara al 95% de humedad relativa para que adsorbieran algo de humedad
(estaban secos al 0%). Después se colocaron en un ambiente controlado a 22 °C de
temperatura y al 65% de humedad relativa por dos semanas, para que alcanzaran un
contenido de humedad constante en equilibrio con ese ambiente, lo que fue confirmado
mediante el registro del peso de muestras seleccionadas hasta lograr lecturas constantes por
tres días seguidos. Al final del periodo de acondicionamiento, todos los bloques fueron
pesados nuevamente, con el propósito de conocer el contenido de humedad en equilibrio
que habían alcanzado con el ambiente. Este peso fue representado como P3, y el contenido
de humedad de los bloques fue calculado como:
Contenido de humedad antes de la biodegradación (%) = [(P3-P2) / P2] x 100
Los bloques también fueron medidos al final del periodo de acondicionamiento, y el
volumen registrado como V3, con el simple propósito de determinar la variación
volumétrica con respecto al volumen anhidro V2.
Los bloques se acomodaron de acuerdo al arreglo que tendrían en las cajas de Petri
durante la biodegradación. Después se colocaron en bolsas de plástico selladas (de acuerdo
a como iban a ser sembradas en las cajas de Petri). Las muestras se colocaron paralelas una
a la otra dentro de la bolsa, de tal forma que los bloques no estuvieran encimados.
Finalmente, se enviaron los bloques para su esterilización con rayos gama, en una fuente de
Cobalto 60 a 2.5 MRad, a la compañía Isotron, en Reading, Gran Bretaña.
4.6. Materiales utilizados en las pruebas de biodegradación
4.6.1. Bloques de madera.
Como ya se señaló (Sección 4.4.), la especie seleccionada para el estudio fue el pino
escocés (Pinus sylvestris L.).
83
Aunque la norma EN113 señala que la dimensión nominal de los bloques de la
madera bajo estudio debe ser de 50 x 25 x 15 mm, los bloques utilizados en este trabajo
fueron más pequeños (20 x 20 x 10 mm).
El inconveniente de utilizar los bloques en su tamaño estándar es que es difícil
realizar la modificación química en los ejemplares con las dimensiones establecidas en la
norma. Además, con el uso de bloques más pequeños, es posible acortar los plazos en las
pruebas de biodegradación (de 16 a 12 semanas), así como abatir el costo del equipo y los
materiales empleados.
El tamaño de las muestras utilizado en este trabajo, ha sido comúnmente empleado
en otros estudios de modificación y biodegradación de la madera con cultivos puros (cf.
Cardias, 1992; Forster, 1998), y ha demostrado su utilidad en cuanto a su manipulación y
abatimiento de los costos del estudio. La desventaja es que, al utilizar los bloques con
dimensiones menores a las especificadas en la norma, los límites tóxicos se elevan hasta
tres veces en comparación con aquellos que se obtienen cuando se utilizan los bloques del
tamaño especificado, debido a la mayor proporción de superficie con respecto al volumen
de los cubos (Behr, 1973). Por otro lado, el pequeño espesor de las muestras utilizadas (10
mm), sugiere que la reacción con el anhídrido puede llevarse a cabo más eficientemente a
todo el espesor del bloque, lo que pudiera incidir positivamente en la resistencia a la
biodegradación de los mismos.
4.6.2. Los recipientes para el precultivo y cultivo de los hongos.
La norma establece el uso de matraces Kolle para el cultivo de los hongos, pero son
muy costosos. También señala la opción de utilizar jarras de boca ancha, pero éstas
requieren de instalaciones muy grandes para realizar la incubación de los hongos, así como
para su ensamble y manipulación, tanto y como lo requieren los matraces Kolle.
Tomando en consideración lo anterior, el presente trabajo se realizó utilizando como
recinto de cultivo unas cajas de Petri grandes apilables estériles de 150 mm de diámetro x
25 mm de altura (desechables, de plástico, marca Corning), en las que se arreglan
84
cómodamente 4 bloques pequeños (dos por cada nivel de modificación, más dos controles)
para someter las muestras a la biodegradación.
El soporte para los bloques en el recipiente de cultivo estuvo constituido por una
malla de plástico inerte (un material especial que no tiene ningún efecto en el medio de
cultivo o en los hongos), de tal forma que los bloques no estuvieran en contacto con el
medio de cultivo, pero tampoco separados por más de tres milímetros de la superficie del
mismo medio. La malla fue recortada en círculos de 140 mm de diámetro, de tal forma que
cubriera la totalidad de la caja de Petri, y que fuera posible maniobrar para colocarla dentro
de esta. La malla fue esterilizada mediante un proceso doble de 30 minutos cada uno, en un
autoclave a 15 psi y 121 °C.
Los recipientes empleados para el precultivo de los hongos fueron cajas de Petri
estándar (100 mm de diámetro, 10 mm de altura), desechables, con triple ventilación,
apilables.
4.6.3. El medio de cultivo.
Para el precultivo y el cultivo de los hongos se utilizó un medio de cultivo de malta-
agar al 4%, con la composición siguiente:
Extracto de malta conteniendo 0.90 ± 0.30 % de nitrógeno, en polvo, tipo Lab M;
Agar conteniendo ca. 0.30% de nitrógeno, en polvo, tipo Lab M No. 2; y
Agua destilada.
El medio de cultivo se preparó pesando en una balanza analítica, 40 g de extracto de
malta mas 30 g de agar, utilizando botecitos desechables de poliuretano. Estos materiales se
transfirieron a una botella de cristal Pyrex, la cuál tenía un anillo de plástico en la boca para
prevenir el goteo del medio de cultivo. Después se añadió agua destilada hasta llegar a la
marca de 1 litro en la botella, se tapó firmemente el envase, y se agitó vigorosamente para
homogeneizar la mezcla. La botella se puso entonces en un plato caliente a 80 °C, agitando
la botella esporádicamente hasta que se disolvió completamente el soluto. Enseguida se
aflojó la tapa ¼ de vuelta (para prevenir un incremento excesivo de presión dentro del
85
autoclave), y después se cubrió la tapa de la botella con aluminio para prevenir su
contaminación durante su manipulación una vez esterilizada. A continuación, la botella se
etiquetó con una tira de cinta de autoclave, misma que se muestra unas bandas oscuras una
vez que ha sido sometida a la esterilización.
Las botellas (1 litro para el precultivo, 6 litros para el cultivo, en eventos separados)
se pusieron en un autoclave, dentro de un baño de agua, y fueron esterilizadas por 30
minutos a una temperatura de 121 °C y a 15 psi de presión. Una vez concluida la
esterilización, se sacó la botella del autoclave, se agitó y se desenroscó la tapa ¼ de vuelta y
se volvió a apretar para liberar la presión (tres veces), antes de ser puesta en un baño de
agua caliente a 55 °C. Una vez enfriada la solución lo suficiente para poder trabajar, sin que
se formara excesiva condensación en la parte anterior de la tapa de las cajas de Petri, se
procedió a realizar el vaciado a las cajas.
4.6.4. Selección de las especies de hongo bajo estudio.
Para el estudio de la resistencia a la biodegradación se seleccionaron dos especies
de reconocida reputación como biodegradadores de la madera, y por la importancia
económica que reviste los daños causados por estas dos especies a la madera en servicio
(Sección 3.3.).
El hongo de la pudrición café Coniophora puteana (Schumacher) Karsten, cepa
PRL 11E (del Princess Risborough Laboratory, Bukinghamshire, Gran Bretaña), y el hongo
de la pudrición blanca Coriolus versicolor (Linnaeus ex Fries) Quélet, cepa CTB 863A (del
Centre Technique du Bois, París, Francia), fueron utilizadas de acuerdo a lo dispuesto en la
norma EN113, donde se consignan como obligatorias.
Ambas especies son de rápido crecimiento en un medio de malta-agar, son de
simple cultivo y subcultivo y se consideran de fácil manipulación en condiciones de
laboratorio (Hedger, 1982). Las dos especies mencionadas han sido ampliamente utilizadas
en trabajos de biodegradación de especies maderables de clima templado-frío, y en los
estudios de resistencia a la pudrición de la madera modificada químicamente.
86
Ambas muestras de las especies estudiadas fueron obtenidas del Building Research
Establishment, Garston, Watford, Gran Bretaña, mismas que se encontraban almacenadas
en el laboratorio de Micología de la Universidad de Gales, Bangor.
4.7. Pruebas de biodegradación
4.7.1. Precultivo de los hongos.
Una vez formulado y esterilizado el medio de cultivo de malta-agar al 4%, se
procedió a verter la solución en las cajas de Petri estándar (100 x 10 mm), lo suficiente para
alcanzar un espesor de 4 mm de medio de cultivo en cada caja. Las cajas fueron dejadas
durante 6 horas para que se enfriara el medio de cultivo, y se cuajara la solución hasta
formar un gel fuerte semitranslúcido de color amarillo.
A continuación, de un tubo de ensaye conteniendo un medio de cultivo inclinado de
agar al 3%, con el hongo de la pudrición café, se procedió a tomar una muestra redonda de
aproximadamente 5 mm de diámetro. Para cortar el tejido, se utilizó la parte trasera de una
pipeta desechable de cristal previamente desinfectada, esterilizada y sellada en su parte más
delgada, ayudada de una aguja esterilizada para transportar el inóculo a las cajas de Petri.
Se utilizaron 2 tubos diferentes y se inocularon 3 cajas de Petri con el tejido proveniente de
cada tubo, es decir, se establecieron 6 colonias para el hongo de la pudrición café.
Finalmente, cada una de las cajas se etiquetó con marcador indeleble (especie, usuario y
fecha de la siembra). Un procedimiento similar se llevó a cabo en el caso del hongo de la
pudrición blanca, pero en este caso, el inóculo se extrajo de una caja de Petri en lugar del
tubo de ensaye. Se utilizaron dos cajas de Petri conteniendo el tejido original, y se
inocularon 3 cajas de Petri por cada una de estas.
El procedimiento de la inoculación de los hongos en los dos casos se llevó a cabo en
una campana de flujo laminar de aire estéril previamente desinfectada, para prevenir la
contaminación de los hongos bajo estudio.
Terminada la inoculación, cada una de las doce cajas de Petri fue sellada con cinta
Parafilm M, para permitir la difusión de gases sin correr el riesgo de que se salieran las
87
hifas por las orillas o por las ventilas de las cajas de Petri, y se colocaron en una incubadora
microbiológica en condiciones de oscuridad, en una atmósfera a 22 °C, con una humedad
relativa de 75 ± 5%, por 4 semanas.
4.7.2. Cultivo de los hongos.
Al final del periodo de incubación del precultivo, se procedió a inocular las cajas de
Petri grandes (150 x 25 mm), en las que habría de verificarse la degradación de los bloques.
El procedimiento de la inoculación de los hongos a los recipientes de cultivo, se
llevó a cabo en una campana de flujo laminar de aire estéril previamente desinfectada. Para
esto, a las cajas de Petri grandes se les había vertido la solución al 4% de malta-agar hasta
alcanzar una profundidad de 4 mm de medio de cultivo, y se había permitido cuajar la
solución. A continuación se tomaron una por una las cajas de Petri conteniendo el
precultivo del hongo de la pudrición café, y se cortó una cuadrícula en el medio de cultivo
utilizando un escalpelo esterilizado. Los cubitos resultantes de la cuadrícula se usaron para
inocular las cajas de Petri grandes (un cubito por caja). Se utilizaron inóculos de cada una
de las seis cajas de Petri con el precultivo del hongo de la pudrición café para inocular 40
cajas de Petri grandes. El mismo procedimiento se siguió para inocular las 40 cajas de Petri
grandes con los inóculos del precultivo del hongo de la pudrición blanca.
Finalmente, las cajas de Petri fueron selladas con cinta Parafilm M, y luego los dos
conjuntos de cajas se colocaron en una cámara de incubación en condiciones de oscuridad,
a 22 °C, y a una humedad relativa de 75 ± 5%, durante dos semanas.
4.7.3. Ensamble de las cajas de Petri.
Al cabo de dos semanas de cultivo de los hongos, y una vez que las hifas se habían
extendido sobre la superficie del medio de cultivo, se procedió a ensamblar las cajas de
Petri grandes en condiciones estériles.
Los bloques ya esterilizados se pusieron con la ayuda de unos fórceps esterilizados
sobre su cara transversal, encima de la malla de plástico inerte esterilizada que se colocó
dentro de cada caja de Petri, teniendo cuidado de no tocar el medio de cultivo con el
88
bloque, pero sin que el bloque estuviera separado de la superficie del medio de cultivo por
más de 3 milímetros. Se utilizaron dos cajas de Petri grandes por cada nivel de
modificación, en las que se colocaron 4 bloques de madera por cada caja, es decir, dos
bloques modificados químicamente a la GPP en cuestión y dos bloques control (Figura 11).
Figura 11. Arreglo general de los bloques en la caja de Petri para las pruebas de biodegradación, visto de planta y de costado
Los bloques estériles control se colocaron sobre una malla estéril dentro de una caja
de Petri con el medio de cultivo, pero sin contener el hongo, para evaluar las pérdidas o
ganancias de peso operacionales. Se utilizaron 4 especimenes (en una caja de Petri) por
cada nivel dado de GPP para la reacción con el catalizador, y otros 4 por cada nivel de
modificación para la reacción sin usar la piridina. El arreglo de los bloques en las cajas de
Petri, se consignan en los Apéndices 1 y 2.
Una vez ensambladas, todas las cajas fueron selladas con cinta Parafilm M, y fueron
incubadas por 12 semanas en una cámara obscura a 22 °C, en una atmósfera con el 75% de
humedad relativa. Las cajas se colocaron en estantes metálicos apiladas en conjuntos de 5,
y estas se rotaron cada semana, para que el peso de las cajas superiores no limitara el
intercambio de gases en las cajas que se encontraban hasta abajo de la pila.
4.7.4. Manipulación de los bloques después de la biodegradación.
Al final del periodo de incubación, se desensamblaron las cajas de Petri, se limpió
cuidadosamente el micelio adherido a los bloques con un pincel, y se evaluaron los bloques
89
por pérdida de peso, contenido de humedad y apariencia interna. Después de la remoción
del micelio, se pesaron inmediatamente los bloques. Este peso fue representado como P4.
Los bloques se secaron entonces a 105 °C por 18 horas, y después se pesaron nuevamente,
representando este peso como P5. Para evaluar las perdidas de peso (sin corregir),
expresada como un porcentaje del peso seco inicial, se utilizó la siguiente ecuación:
Perdida de peso sin corregir (%) = [(P2-P5) / P2] x 100
Para cada GPP, el factor de corrección, C, se calculó como el promedio en el
cambio porcentual de peso de los especimenes control:
Factor de corrección para cada GPP (C) en % = [Σ (Pii – Pfi) / Σ (Pii)] x 100
Donde:
Pii = Peso inicial de la muestra estéril control i
Pfi = Peso final de la muestra estéril control i
i = 1 ... n, n = número de muestras estéril control para cada nivel de modificación = 4
Para cada nivel de modificación, la pérdida de peso corregida se obtuvo usando:
Pérdida de peso corregida (%) = PP = (Pérdida promedio de peso sin corregir) – (C) El contenido de humedad de los bloques al final de la incubación se calculó usando:
Contenido de humedad = [(P4-P5) / P5] x 100 El efecto del catalizador en la resistencia a la biodegradación de los bloques tratados
se evaluó visualmente en principio, de acuerdo al crecimiento de los hongos atacando la
madera. Después se evaluó el patrón de la pudrición en los bloques de madera, una vez que
se partieron los bloques en dos partes, utilizando una navaja.
El efecto del catalizador en la protección brindada contra la pudrición, fue estudiado
para cada hongo por separado.
Para evaluar el efecto del catalizador en la protección proporcionada por los dos
tipos de reacción, es decir, el efecto del catalizador en las PP, con respecto a las GPP,
90
primero se realizó el ajuste de los datos, mediante el método de mínimos cuadrados,
utilizando el siguiente modelo, según fuera el sistema de reacción (para cada pudrición):
PPcat = αcat + βcat (GPPcat)
PPnocat = αnocat + βnocat (GPPnocat)
Donde:
GPP = Ganancia Porcentual en Peso;
PP = Pérdida de peso debido a la pudrición;
αcat, βcat = parámetros de regresión en el caso de la reacción catalizada;
αnocat, βnocat = parámetros de regresión en el caso de la reacción no catalizada;
Finalmente, el análisis de la diferencia entre ambas líneas, es decir, la determinación
de la posible diferencia entre ambas protecciones, derivada de la utilización o no del
catalizador en la modificación química, se realizó mediante una prueba de hipótesis de
homogeneidad de modelos de regresión (para cada hongo por separado), donde:
αnocat
βnocat
αcat
βcat
= Ha: vs.
αnocat
βnocatβcat
αcat
Ho: =
Los niveles de modificación para alcanzar la protección, se determinaron como
adecuados, cuando la perdida de peso promedio corregida fue menor al 3% del peso seco
inicial de los especimenes, y cuando no más de un espécimen hubiere sufrido una perdida
de peso mayor al 3%, pero menor del 5% de su peso seco inicial.
Para el cálculo del umbral teórico de protección, se utilizaron las dos últimas
ecuaciones citadas, producto del análisis de regresión lineal del ajuste de la PP (%) con
respecto a la GPP, para interpolar el valor de la GPP para una pérdida de peso igual al 3%.
91
Una vez calculada la GPP que brindaba la protección al 3% de pérdida de peso, se
revisaron los datos de las pérdidas de peso de los bloques biodegradados, para confirmar
que no más de un espécimen hubiera perdido más del 3% (pero menos del 5%) de su peso
seco inicial.
Finalmente, se compararon las pérdidas de peso de los controles de cada pudrición
(tratados con piridina vs. no tratados con piridina), para determinar si el tratamiento con el
catalizador tenía algún efecto en las pérdidas de peso encontradas. El análisis se realizó
mediante una comparación de medias, utilizando una prueba t.
4.8. Evaluación de la estabilidad dimensional
La estabilidad dimensional de otro conjunto de muestras modificadas en un rango
de GPP, en las reacciones con y sin catalizador, fue determinada sometiendo los bloques a
un proceso de tres ciclos de saturación-secado (Rowell y Ellis, 1978).
La saturación de los bloques se realizó de manera similar a como se realizó la
saturación previa a la modificación química (ya sea con piridina o con el anhídrido), o sea,
se realizó dentro de un desecador utilizando agua corriente para conseguir el vacío. En este
caso, para la saturación de los bloques se utilizó agua destilada deionizada en lugar del
reactivo o del catalizador, y una vez completado el vacío, se dejaron saturar los bloques
durante 3 días. El secado de los bloques se realizó en un horno de ventilación forzada a 105
°C por una noche. Este proceso se repitió tres veces, para minimizar el efecto que pudiera
tener la posible hidrólisis del grupo acetilo de la madera modificada, en el cálculo de la
eficiencia antiexpansión.
La evaluación de la eficiencia antiexpansión (ASE), en %, se realizó de acuerdo a
Norimoto (1996):
ASE (%) = [(Snm - Sm) / Snm] x 100, donde:
Snm y Sm son el coeficiente de expansión de la madera no modificada y
modificada, respectivamente, calculados como:
92
S (%) = {[Volumen de la muestra saturada después de los tres ciclos (V4) –
Volumen de la muestra seca después de los tres ciclos (V5)] /[Volumen
de la muestra seca después de los tres ciclos (V5)]} x 100
Para evaluar el efecto del catalizador en la eficiencia antiexpansión ASE, con
respecto a las GPP, primero se realizó el ajuste de los datos, mediante el método de
mínimos cuadrados, utilizando el siguiente modelo, según fuera el sistema de reacción:
ASEcatalizada = acat + bcat GPP
ASEnocatalizada = anocat + bnocat GPP
Donde:
GPP y ASE como se definieron arriba;
acat, bcat = parámetros de regresión para la reacción catalizada; y
anocat, bnocat = parámetros de regresión para la reacción no catalizada.
Finalmente, el análisis de la diferencia entre ambas líneas, es decir, la determinación
de la posible diferencia entre ambas conductas, derivada de la utilización o no del
catalizador en la modificación química, se realizó mediante una prueba de hipótesis de
homogeneidad de modelos de regresión (Hernández, 1989), donde:
anocat
bnocat
acat
bcat
= Ha: vs.
anocat
bnocatbcat
acat
Ho: =
El diagrama de flujo que se siguió para la parte experimental del presente estudio se
muestra en la Figura 12.
93
1 2 3
4
8 10
9
Pruebas previas
Preparar medio de cultivo
Precultivo
Recabar hongos
Muestreo Extracción
Inoculación
6
7
Cultivo 12
Acondicionamiento
Esterilización
Modificación
5 Trat les ar contro
Ac ca tividad críti
Ac a tividad no crític
Act ia ividad fictic
Figura 12. Diagrama de flujo del tra
11 11
Evaluar la estabilidad
15
14
13
Evaluar descomposición
Incubación
Ensamblar las cajas
16
bajo experimental con actividades críticas.
94
95
5. Resultados y discusión
5.1. Modificación química de las muestras
Los bloques de los dos sistemas de reacción no mostraron grandes diferencias en su
apariencia a simple vista. La excepción fue la ligera decoloración de los bloques tratados
con piridina, y la presencia del olor característico del catalizador, aún después de someter
las muestras modificadas con piridina al procedimiento de limpieza. En comparación con
los controles no tratados con piridina, los bloques modificados presentaron una ligera
decoloración y pérdida de brillo.
Las pruebas preliminares se realizaron a 10 niveles de protección en el sistema
catalizado, y en 11 niveles de protección en la reacción con el anhídrido solo. El tiempo de
reacción utilizado para modificar los bloques definitivos fue interpolado y extrapolado de
los resultados de la curva ajustada con los datos de estas reacciones previas. La
modificación química definitiva demostró ser fácilmente predecible en cuanto a la relación
de la GPP con respecto al tiempo de reacción en ambos sistemas. Para valores pequeños de
GPP, fue necesario realizar múltiples pruebas preliminares adicionales, para establecer los
tiempos de reacción definitivos requeridos para alcanzar las GPP propuestas. La extensión
de la reacción del anhídrido con la madera se determinó indirectamente por la ganancia
porcentual en peso (GPP) y en volumen (GV) de los bloques de madera.
Aunque se había propuesto la acetilización a GPP en intervalos de 4 puntos
porcentuales (4, 8, 16, 20, 24), no fue posible ajustar las ganancias de peso reales a
porcentajes cerrados (Tabla 9). Lo anterior, debido a pequeñas variaciones en los valores
registrados en las diferentes repeticiones a un mismo nivel de modificación (± 1%), y a la
diferencia entre los tiempos de reacción registrados en las pruebas preliminares, con
respecto a los tiempos de reacción a que fueron sometidos los bloques definitivos.
96
Tabla 9. Resultados de la modificación química y pruebas de degradación [contenidos de humedad promedio en corchetes]. Pérdidas de peso en % sin corregir Perdidas de peso en % corregidas
Coniophora puteana Coriolus versicolor Coniophora puteana Coriolus versicolor
Reactivo
GPP (%)
Pérdida de Peso (%)
Control Estéril Modificado Control Modificado Control Modificado Control Modificado ControlSolo catalizador 0 2.48 [37.88] 47.83 [85.63] 47.83 [85.63] 4.25 [58.12] 4.25 [58.12] 45.35 45.35 1.77 1.77
Sin catalizador 0 1.90 [35.62] NC NC 6.92 [49.92] 6.92 [49.92] NC NC 5.03 5.03
3 1.30 [29.95] NC NC 8.32 [47.33] 10.99 [83.39] NC NC 7.02 9.69
7 1.03 [24.82] 19.45 [43.97]* 45.92 [74.60]* 1.62 [52.32] 3.93 [57.93] 18.42* 44.89* 0.59 2.90
11.8 0.34 [19.98] 12.35 [45.49]* 64.19 [122.62]* 0.71 [44.67] 3.92 [60.72] 12.01* 63.85* 0.37 3.58
15.9 0.28 [19.48] -0.17 [41.77] 42.36 [104.65] 0.48 [28.88] 4.31 [58.57] -0.45 42.08 0.20 4.03
20.8 0.31 [14.47] -0.58 [43.25] 56.61 [90.71] 0.28 [35.21] 3.85 [69.18] -0.89 56.30 -0.03 3.54
Anhídrido catalizado
25.5 0.41 [16.02] -0.20 [28.01]* 30.18 [62.71]* 0.20 [35.47] 3.09 [74.26] -0.61* 29.77* -0.21 2.68 3 0.71 [28.87] 33.14 [63.72] 43.67 [78.06] 2.27 [47.71] 4.55 [54.86] 32.43 42.96 1.56 3.84
8.3 0.56 [20.72] NC NC 1.02 [39.24] 8.07 [53.39] NC NC 0.46 7.51
13.3 0.44 [16.81] NC NC 0.34 [35.49] 5.78 [53.44] NC NC -0.10 5.34
20.3 0.23 [17.41] -0.16 [30.21] 58.49 [83.94] 0.32 [28.33] 3.93 [93.76] -0.39 58.26 0.09 3.70
Anhídrido sin catalizador
23.3 0.28 [19.12] -0.92 [37.22]* 58.07 [80.69]* 0.06 [45.67] 3.83 [62.82] -1.20* 57.79* -0.22 3.55
No modificado químicamente. Tratado como control con piridina. No modificado químicamente. Control sin tratamiento.
NC = no calculado por falta de virulencia en el control. * Las casillas con asterisco son el promedio de los valores de dos repeticiones. El resto es el promedio de cuatro repeticiones. Los números en corchetes son el contenido de humedad promedio de la casilla después de la incubación, en %.
De todas formas, en la reacción catalizada, los niveles de modificación promedio se
obtuvieron en un amplio rango de GPP (6 niveles de GPP). Los promedios de los pesos de
las 12 repeticiones por tratamiento, después de la reacción con el catalizador, a 6 diferentes
GPP, se muestran en la Tabla 9.
Los registros de la modificación química mostraron una relación positiva entre el
tiempo de reacción y la GPP, y los datos permitieron un buen ajuste de los valores de las
GPP, la GV, y los incrementos dimensionales en las direcciones radial y tangencial contra
el tiempo de reacción. Los datos del incremento longitudinal tuvieron un ajuste más escaso
con respecto al tiempo de reacción (Figura 13).
GPP = 4.9907Ln(t) - 2.8114R2 = 0.9832
R2 = 0.9178
R2 = 0.8541R2 = 0.3165
GV = 1.7343Ln(t) + 0.5398R2 = 0.9113
0
5
10
15
20
25
30
0 50 100 150 200 250 300
Tiempo de reacción (minutos)
Incr
emen
to (%
))
GPP (%)GV (%)Inc r (%)inc tan (%)inc long (%)
Figura 13. Ganancias Porcentuales en Peso (GPP) y Volumen (GV), e incrementos dimensionales en función del tiempo de reacción en la reacción catalizada.
97
Los incrementos lineales en las tres direcciones de los bloques, evocan la
anisotropía que presenta la madera, al expandirse por saturación de agua hasta el PSF. Más
aún, las proporciones son muy similares.
La modificación se logró más rápidamente al inicio de la reacción, y después se fue
haciendo más lenta, al incrementarse la GPP. La máxima GPP registrada en la reacción
catalizada fue de 25.50%, misma que se consiguió en un tiempo de reacción de 4.5 horas.
Como era previsible, la tasa de reacción de los bloques modificados sin el uso del
catalizador, fue más lenta, comparada con la tasa de la reacción catalizada. Se requirieron
24 horas de tratamiento continuo para registrar una GPP máxima de 23.3% (promedio de
12 bloques). La modificación se realizó a 5 niveles de GPP (Tabla 9), abarcando un amplio
rango de GPP para realizar el análisis. El ajuste de la GPP, de la GV, y de los incrementos
dimensionales en las 3 direcciones, con respecto al tiempo de reacción en la reacción sin
catalizar, arrojó excelente coeficientes de regresión, en todos los casos (Figura 14).
GPP = 3.7364Ln(t) - 4.4706R2 = 0.9906
GV = 1.5711Ln(t) - 1.4585R2 = 0.967
R2 = 0.9666
R2 = 0.9143
R2 = 0.85360
5
10
15
20
25
30
0 500 1000 1500
Tiempo de reacción (minutos)
Incr
emen
to (%
)
GPP (%)GV (%)Inc r (%)inc tan (%)inc long (%)
Figura 14. Ganancias Porcentuales en Peso (GPP) y Volumen (GV), e incrementos dimensionales en función del tiempo de reacción en la reacción no catalizada.
98
El hecho de que las GPP se alcanzaran mucho más rápidamente en el sistema que
utiliza la piridina en la reacción, concuerda con las diferencias en energías de activación
(mayores en el sistema sin catalizador) reportado por Hill (Hill, et al., 1998a, Hill y Mallon
1998b), y confirma el papel que juega la piridina como catalizador en las reacciones de
modificación química de la madera.
Con respecto a las ganancias en volumen (GV), estas presentaron también una
relación positiva con respecto a la GPP correspondiente (Figura 15).
GVnocat = 0.4159 GPP + 0.4833R2 = 0.9552
GVcat = 0.3468 GPP + 1.5262R2 = 0.9233
0
2
4
6
8
10
12
0 5 10 15 20 25 30
Ganancia Porcentual de Peso (GPP)
Gan
anci
a en
Vol
úmen
(%)
GV CatalizadaGV No Catalizada
Figura 15. Ganancia en Volumen (GV) en las reacciones catalizada (■) y no catalizada (○), con respecto a la GPP.
Aunque el patrón de la GV es muy similar en los bloques de ambos sistemas de
reacción, la GV resultó estadísticamente diferente (Fcalc > Ftab, Apéndice 3). Como se
aprecia en la Figura 15, al inicio de la reacción y hasta una GPP de ca. de 15, la GV en la
reacción no catalizada es ligeramente menor que en la reacción catalizada. Esto pudiera
99
explicarse por el hecho de que la piridina es un agente expansor (recuérdese que se realizó
la saturación previa del bloque con la piridina en la reacción catalizada). Esto pudo haber
originado una mejor distribución inicial de los grupos acetilo en la madera, lo que originó
una GV marginalmente más grande en las muestras modificadas con catalizador. Conforme
la reacción prosiguió, a GPP mayores al 15%, la GV fue ligeramente mayor en el sistema
no catalizado. Es factible que, debido a lo prolongado del tratamiento sin catalizador, haya
ocurrido un relajamiento de las paredes celulares en el sistema no catalizado. Al irse
rellenando los espacios capilares dentro de la pared celular con los grupos acetilo,
probablemente los polímeros no pudieron regresar a su arreglo inicial, lo que se reflejó en
un marginal aumento de volumen en los bloques en la reacción no catalizada, con respecto
a los de la reacción catalizada.
5.2. Pruebas de biodegradación
5.2.1. Degradación por Coniophora puteana.
En el precultivo y cultivo de C. puteana, el hongo formó una matriz blanda
tendiente a formar un fino micelio color amarillento al principio, para después producir
pequeños manchones cafés. Esto coincide a lo reportado en la literatura (Cowling, 1961,
Hickin, 1963; Behr, 1973).
En el precultivo no se detectó contaminación en ninguna de las 5 cajas de Petri que
contenían el tejido del hongos que se utilizó para inocular el medio de cultivo donde se
llevó a cabo la biodegradación de los bloques. Tampoco se registró la contaminación de
ninguna de las cajas durante el cultivo o biodegradación de los bloques.
Durante el periodo de la incubación, C. puteana colonizó rápidamente los bloques
de madera con una masa algodonosa de hifas de color amarillo pálido. Cuatro semanas
después, formó gruesas hebras de hifas café claro semejando rizomorfos, que conectaban el
bloque con el tejido que prosperaba en el medio de cultivo y con los bloques vecinos,
sujetándolo firmemente. El crecimiento del hongo fue tan vigoroso que, en ciertos casos,
algunas hifas muy finas lograron salir de la caja de Petri (sin representar ningún riesgo de
100
contaminación para las cajas adyacentes), no obstante que las tapas de la cajas de Petri se
encontraban selladas con cinta Parafilm M.
Alguno de los tubos de ensaye que contenían el tejido original de C. puteana, había
perdido la virulencia. Varios de los bloques sometidos a la degradación en las cajas de
Petri, conteniendo el cultivo del hongo proveniente de este tubo, presentaron pérdidas de
peso anormalmente bajas en los especimenes control (obviamente también en los bloques
modificados). Por lo anterior, fueron descartados para el análisis de la biodegradación,
según lo dispuesto en la norma EN113. Esto es, cuando la pérdida de peso seco del control
sea menor al 20% al probar C. puteana en P. sylvestris. La misma norma establece que
deben ejecutarse pruebas de virulencia en especimenes no tratados, conjuntamente a las
pruebas de biodegradación, pero por cuestión de costo, tiempo y espacio, no fueron
llevadas a cabo.
La norma señala que la prueba de biodegradación debe rechazarse para cierta
concentración (tratamiento), cuando se descarte más de una repetición para ese nivel de
modificación, siempre y cuando dicho nivel sea decisivo para establecer el nivel tóxico del
tratamiento. La prueba de biodegradación para ese nivel de tratamiento deberá repetirse,
cuando el rechazo de dicho nivel de tratamiento, impida el establecimiento del valor tóxico
superior para el hongo más tolerante de la prueba. Sin embargo, en el presente estudio, se
analizaron los datos de todas las muestras que presentaron pérdidas de peso normales,
independientemente del número de repeticiones útiles que quedaron por cada nivel de
tratamiento. Lo anterior, en virtud de que el objetivo primordial de este trabajo no fue el
establecimiento de niveles tóxicos, sino la comparación de la resistencia a la pudrición
utilizando los dos sistemas de modificación. Tampoco fueron repetidas las pruebas para los
niveles de modificación con especimenes rechazados, debido a lo prolongado del
procedimiento (6 meses de trabajo de laboratorio), y al alto costo de la parte experimental
del estudio. Lo anteriormente expuesto, limitó hasta cierto punto el análisis de los
resultados, ya que la comparación no fue tan contundente, por el número limitado de
lecturas útiles que finalmente se obtuvieron.
Algunos bloques modificados resultaron con pérdidas negativas de peso [(o sea que
aumentaron de peso después de la biodegradación (aumento < 0.50%, o sea, ca. de una
101
102
milésima de gramo)]. Esto probablemente se debió al peso del tejido seco de las hifas de los
hongos que colonizaron las cavidades de la madera, y que no es posible eliminar, y que fue
cuantificado junto con el peso seco de los bloques después de la degradación. También
pudieron haber intervenido errores operativos en la lectura de P5, ya que al colocar los
bloques secos en la balanza, la lectura variaba rápidamente (en diezmilésimas de gramo),
no bien el bloque entraba en contacto con el ambiente y adsorbía humedad. Para efectos del
cálculo del umbral de protección, las lecturas negativas se consideraron como cero, de
acuerdo a lo establecido en la norma EN113.
Al final del periodo de incubación, los bloques modificados en ambos sistemas de
reacción que presentaron las mayores pérdidas de peso y los bloques control, exhibían una
clara deformación, y una pérdida de volumen muy marcada. No fue posible determinar la
pérdida de volumen por lo friable que se presentaban las muestras más dañadas. La madera
totalmente degradada, que mostraba minúsculas grietas en forma de cuadrícula, era de color
café a café oscuro en su exterior, y café amarillento en su interior, y no presentaba ninguna
resistencia a la manipulación, deshaciéndose entre los dedos en un polvo fino después de
haberla secado (Figura 16).
El patrón de degradación de Coniophora puteana tiene mucha personalidad, y
concuerda con lo reportado en cualquier parte de la literatura (Cowling, 1961; Herrera et
al., 1980; Eaton y Hale, 1993). Los bloques donde se registró una pérdida de peso
moderada se mostraban igualmente de color café, siendo la deformación más marcada a
medida que se incrementaba la pérdida de peso. No se determinó ninguna diferencia
exterior del patrón o del efecto de la pudrición café entre los bloques tratados en los dos
sistemas de reacción tanto en los niveles de protección debajo del umbral, como en los
niveles de GPP a los que se logró la protección de la madera. Tampoco se determinó alguna
diferencia significativa en el patrón de la pudrición en los bloques modificados con
respecto a los controles a pérdidas de peso similares, a excepción de una pequeña tendencia
de los bloques modificados a conservar su forma aún en los estadios más avanzados de la
pudrición.
103
b
c
a
Nivel de acetilización
Figura 16. Aspecto de los bloques después de su exposición por 12 semanas a cultivos puros de C. puteana. a) Bloques modificados con catalizador, con pérdidas de peso de 21, 20, 17, 4 y 1%. b) Bloques modificados sin catalizador, con pérdidas de peso de 43, 42,
23, 21 y 0%. c) Bloques control no modificados, con pérdidas de peso de 28, 34, 47, 60 y 64% (imágenes ca. del tamaño real).
Un hecho importante de apuntar es que algunos bloques modificados con pérdidas
de peso nulas (o ligeramente negativas, según se explicó arriba), mostraban unos puntos
minúsculos de pudrición café en la superficie del bloque, en la zona de la madera tardía, en
la cara expuesta al cultivo. Esto podría ser posible siempre que las hifas del cultivo o de los
bloques control alcanzaran a atacar los bloques modificados, transportando el agua y demás
recursos necesarios para realizar la pudrición, pero no se realizó trabajo experimental para
verificar esto, y existe poca información al respecto.
Solamente se pudo evaluar la parte interna de un bloque al nivel del sub-umbral
(aquellos valores de GPP que no ofrecían la resistencia a la pudrición de acuerdo a lo
especificado en la norma, pero que se encontraban cerca del umbral de protección) en la
reacción catalizada (bloque 209, GPP = 15.4%). El bloque presentaba unas pequeñas bolsas
de pudrición perfectamente definidas, en la zona de la madera tardía del anillo de
crecimiento, siendo que el exterior se encontraba aparentemente sano (Figura 17).
Figura 17. Bolsas de pudrición interna en el bloque No. 209, a un nivel de protección de sub-umbral (GPP = 15.4%).
104
Este patrón de pudrición al sub-umbral concuerda con el registrado por Nilsson y
Rowell (1982), Forster (1998) y Cardias-Williams y Hale (1999). Estos últimos han
atribuido dicho fenómeno a la baja proporción del agente modificador con respecto al
material de la pared celular en la madera tardía en la parte central del bloque durante la
reacción catalizada. Como la modificación química catalizada en el presente trabajo fue
realizada en un sistema donde el anhídrido se encontraba en exceso, el argumento de
Cardias-Williams y Hale parece no resolver el asunto. Este fenómeno más bien pareciera
apuntar hacia la hipótesis de Rowell et al. (1994). Ellos proponen que la distribución de
modificador en los sitios reactivos de la pared celular, está gobernada por la tasa de
difusión del reactivo en la pared celular, mas que por la tasa de la reacción química. Esto
pudiera explicar, en parte, la presencia de las bolsas de pudrición en la madera tardía (más
densa que la madera temprana). Lo anterior, sugiere que la protección es independiente de
la velocidad de la reacción. Infortunadamente, ninguna de las muestras modificadas sin
catalizador que registró pérdida de peso al someterse a la pudrición por C. puteana tuvo
una GPP cercano al sub-umbral de protección (< 20.1%), por lo que no fue posible realizar
la comparación entre los dos sistemas de reacción.
Se graficaron las pérdidas de peso, debidas a la biodegradación por C. puteana,
contra las Ganancias de Peso, y el ajuste obtenido mediante el análisis de regresión indicó
una relación positiva entre la extensión de la modificación y la resistencia a la pudrición
(Figura 18).
De la Figura 18, se desprende que las muestras de la reacción catalizada, ofrecen
una pequeña resistencia adicional a la pudrición con respecto a las no catalizadas, al mismo
nivel de GPP. Sin embargo, la tendencia de Pérdida de Peso, con respecto a la GPP, no fue
significativamente diferente entre los dos sistemas de reacción, en todo el rango de GPP
donde se realizó la comparación (Fcalc<Ftab, Apéndice 4).
105
y = -2.28x + 45.35R2 = 0.74
y = -2.23x + 47.85R2 = 0.82
-10
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15 20 25 30
Ganancia Porcentual en Peso (GPP)
Pérd
ida
de P
eso
(%)
Catalizada
No catalizada
Catalizada
No catalizada
Figura 18. Pérdidas de Peso en la prueba de biodegradación por C. puteana, con respecto a las GPP.
Utilizando las ecuaciones del ajuste de PP, en función de GPP que aparecen en la
Figura 18, se calculó, para un valor máximo admitido del 3% de pérdida de peso, un umbral
de protección de GPP = 18.5 para el sistema catalizado, y de 20.1 para la reacción no
catalizada.
Los valores de GPP al umbral de protección encontrados en el presente estudio son
similares a los encontrados en otros trabajos de la pudrición café en madera acetilada
(Sección 3.9).
Por ejemplo, Goldstein et al. (1961), reportan un nivel general de protección del
18% contra todos los hongos basidiomicetos ensayados (pudrición blanca y café). Beckers
et al. (1994) también encontraron que la acetilización al 18% de GPP protegía a la madera
contra C. puteana y G. trabeum, aunque Poria placenta requería de valores de GPP
106
superiores al 20%. Takahashi (1996) encontró que se necesitó de una ganancia de peso de
cerca del 20% para eliminar la pudrición de Tyromyces palustris en las especies maderables
sobre las que trabajó (cedro japonés, pino rojo japonés, albizia y haya japonesa). El valor de
24% encontrado por Forster (1998), en su trabajo de bioprotección de madera acetilada de
pino corso contra C. puteana, es más alto que los aquí determinados. Sin embargo, la
ejecución del trabajo de este último autor se ve empañada por la falta de la extracción
previa a la modificación de los bloques.
Otros trabajos de modificación química de la madera utilizando isocianatos como
agente modificador y C. puteana en las pruebas de biodegradación, también llegan a
umbrales de protección parecidos. Por ejemplo, Cardias–Williams y Hale (1999)
encontraron que a una GPP de 18%, la madera modificada de pino corso con hexil-
isocianato se encontraba protegida contra C. puteana.
Las pérdidas de peso de los bloques control (con respecto al peso seco extraído) en
los dos sistemas de reacción (es decir, no modificados tratados con piridina, y no
modificados no tratados con piridina), no fueron significativamente diferentes [P(T ≤ t =
0.369, Apéndice 5]. Lo anterior indica que la posible presencia de trazas del catalizador en
los bloques, después de realizar la limpieza de las muestras control que se trataron con
piridina, no tiene efecto fungicida.
5.2.2. Degradación por Coriolus versicolor.
Coriolus versicolor en cultivo formó una delgada matriz de micelio incoloro, y
después formó una delgada película blanca. Esto concuerda con lo reportado por Hickin
(1963). En el precultivo no se detectó contaminación en ninguna de las 5 cajas de Petri que
contenían cada uno de los hongos que se utilizaron para inocular el medio de cultivo donde
se llevó a cabo la biodegradación de los bloques. Tampoco se registró la contaminación de
ninguna de las cajas durante el cultivo o biodegradación de los bloques. Durante el periodo
de la incubación, C. versicolor colonizó lentamente los bloques de madera con un micelio
delgado blanco, de poroso a compacto, sin que fuera evidente la degradación de las
muestras.
107
108
Al final del periodo de incubación, los bloques modificados en ambos sistemas de
reacción que presentaron pérdidas de peso y los bloques control, no exhibían un cambio
macroscópico en la forma del bloque o algún indicio de la pudrición. Únicamente se
registraron manchones cafés claramente definidos, aún en aquellas muestras con poca
pérdida de peso, en la zona de la madera tardía en los bloques con menos pérdidas de peso,
hasta en la totalidad de la superficie del bloque, en los ejemplares que presentaron las
pérdidas de peso más altas. Estos últimos presentaron los manchones con zonas ligeramente
decoloradas (Figura 19). La conservación del tamaño y forma del material degradado es
una característica típica de la pudrición blanca (Tzompantzin, 1994), como lo es la
presencia de zonas cafés, en estados incipientes de esta pudrición (Cowling, 1961; Panshin
y de Zeeuw, 1980; Eaton y Hale, 1993; Dinwoodie, 2000).
109
Figura 19. Aspecto de los bloques después de su exposición por 12 semanas a cultivos puros de C. versicolor: a) Bloques modificados con catalizador; con pérdidas de peso del 1, 6 y 10%; b) Bloques modificados sin catalizador, con pérdidas de peso del 1 y 2%; c) Bloques control no modificados, tratados con piridina, con pérdidas de peso del 2, 3, 4, 9, 13 y 15%; y d) Bloques control no modificados, no tratados con piridina, con pérdidas de peso del 3, 4, 5, 7, 8 y 11% (imágenes ca. de tamaño real).
d
c
b a
El patrón de la pérdida de peso debido a la pudrición blanca en los dos sistemas de
reacción, fue difícil de establecer, ya que los bloques presentaban registros muy disímiles
entre los bloques control, aún en los ejemplares de una misma caja de Petri. Por ejemplo,
los controles Nos. 9 y 31 (caja No. 41), registraron pérdidas de peso del 12.6% y 2%
respectivamente. Las pérdidas porcentuales de peso fueron muy variables, yendo de 2 a 15
en los controles tratados con piridina (promedio 4.03%), y de 2 a 11 en los controles no
tratados con el catalizador (promedio 4.83%).
En general, se puede establecer que la pudrición blanca si se verificó, y que los
bajos niveles de pérdida de peso registrados en los controles pudieran deberse a: 1) la
consabida preferencia del hongo de la pudrición blanca al ataque hacia las angiospermas; 2)
los bajos valores del contenido de humedad en equilibrio (CHE) que presentaron los
bloques al inicio de la prueba; y 3) lo corto del ensayo (12 semanas), ya que es posible que
le haya tomado cierto tiempo al bloque alcanzar un CHE adecuado para el establecimiento
del ataque de C. versicolor. La falta de virulencia del hongo se descartó, ya que sí se
registraron pérdidas de peso importantes en varios bloques, además de la alta variación en
las pérdidas de peso alcanzadas en los controles ubicados en una misma caja de Petri.
Los datos de la prueba de biodegradación por C. versicolor fueron graficados, y el
ajuste obtenido mediante el análisis de regresión indicó una relación positiva entre la
extensión de la modificación y la resistencia a la pudrición (Figura 20).
Utilizando las ecuaciones del ajuste de pérdida de peso en función de GPP que
aparecen en la Figura 20, para un valor máximo admitido del 3% de pérdida de peso, se
obtuvo un umbral de protección de GPP = 5.5 para el sistema catalizado, y de GPP = 5.4
para la reacción no catalizada. Las pérdidas de peso con respecto a las GPP, no fueron
significativamente diferentes entre los dos sistemas de reacción, en todo el rango de las
GPP probadas (Fcalc<Ftab, Apéndice 6).
110
y = -0.20x + 4.12R2 = 0.32
y = -0.23x + 4.27R2 = 0.49
-2
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 5 10 15 20 25 30
Ganancia Porcentual en Peso (GPP)
Perd
ida
de P
eso
(%)
PP nc
PP cat
Catalizada
No catalizada
Figura 20. Pérdidas de Peso en la prueba de biodegradación por C. versicolor, con respecto a la GPP.
Los valores de GPP al umbral de protección son similares, aunque ligeramente
menores, a los encontrados en otros trabajos de la pudrición blanca en madera acetilada
(Sección 3.9.). Por ejemplo, Peterson y Thomas (1978), acetilaron Pinus taeda, Fraxinus
americana y Liriodendron tulipifera, y los probaron contra G. trabeum (pudrición café) y
C. versicolor. Ellos encontraron que el hongo de la pudrición blanca era en general más
fácil de controlar que el hongo de la pudrición café, y que el valor más bajo de GPP
ensayado (aproximadamente 7%), era tan eficiente para controlar la pudrición de P. taeda
como los valores más altos.
Beckers et al. (1994) midieron los valores al umbral de protección en la
acetilización de P. sylvestris, y encontraron que la madera modificada 12% de GPP se
encontraba protegida contra C. versicolor en pruebas con cultivos puros. Takahashi (1996)
reporta que en su trabajo de acetilización de la madera para prevenir la pudrición de 4
111
especies maderables (2 suaves y 2 duras), encontró que el 6% de GPP fue suficiente para
proteger a las maderas blandas contra C. versicolor, mientras que para las maderas duras se
requirió del 12 al 15% de GPP.
El valor de 17% encontrado por Forster (1998) en su trabajo de bioprotección de
madera acetilada de pino corso (Pinus nigra) contra C. puteana, es mucho más alto que los
aquí determinados, aunque el valor determinado por este último autor es debatible, debido a
la falta de extracción de los bloques previa a su modificación química.
Otros trabajos de modificación química de la madera utilizando isocianatos como
agente modificador, y a C. versicolor en las pruebas de biodegradación, también llegan a
umbrales de protección ligeramente más altos. Por ejemplo, Cardias–Williams y Hale
(1999) encontraron que a una GPP de 9.6, la madera de pino corso modificada con n-
isocianato de butilo se encontraba protegida contra la biodegradación..
Las pérdidas de peso de los bloques control (con respecto al peso seco extraído) en
los dos sistemas de reacción (es decir, no modificados tratados con piridina, y no
modificados no tratados con piridina), no fueron significativamente diferentes [P(T ≤ t =
0.308, Apéndice 7]. Este resultado indica que la posible presencia de trazas del catalizador
en los bloques, después de realizar la limpieza de las muestras control que se trataron con la
piridina, no tiene efecto fungicida o que, por el contrario, la piridina pudiera constituirse en
una fuente de nitrógeno adicional para que prospere la pudrición.
5.2.3. Eficacia del tratamiento en la prevención de la pudrición café y blanca.
Los resultados de las pérdidas de peso causadas por los hongos de la pudrición
blanca y café, indican que ambas fueron susceptibles a la modificación química,
independientemente del sistema de modificación empleado (catalizado o no).
Las pérdidas de peso causadas por ambas pudriciones, mostraron una relación
inversamente proporcional a la GPP. No se detectó diferencia de la pérdida de peso con
respecto a la GPP en los dos sistemas de reacción. Asimismo, no hubo diferencias entre las
pérdidas de peso de los controles (tratados con piridina vs. no tratados con piridina).
112
Una diferencia que se registró fue la desfiguración del bloque degradado al final de
la prueba, siendo los efectos de la pudrición café mucho más pronunciados que los de la
pudrición blanca. Sin embargo, la principal diferencia en el contexto del presente estudio,
fue que C. versicolor mostró una mayor susceptibilidad a la acetilización que C. puteana.
Esto ha sido reportado repetidamente en la literatura (Sección 3.9.), pero todavía no
se sabe el origen de esta diferencia, aunque la razón pareciera estar en la reactividad
desigual de los polímeros de la pared celular.
Por ejemplo, Rowell (Rowell, 1984; Rowell et al., 1992), sugirió que la sustitución
de los hidroxilos de la lignina no juega un papel importante en el mecanismo de protección
de la madera modificada al ataque biológico. El encontró, que a bajas GPP (8.5%), cuando
los hidroxilos de la lignina han sido sustituidos al 80%, el ataque biológico todavía ocurre,
y concluyó que la sustitución de la lignina, es un desperdicio de la sustancia modificadora
en el proceso de la modificación.
Basada en el hecho de que la remoción de la lignina por C. versicolor va siempre
acompañada de la remoción de los polisacáridos (Cowling, 1961; Kirk 1973; Wilcox, 1973;
Eriksson et al., 1990), y habiendo encontrado más fácil de suprimir la pudrición blanca que
la pudrición café en madera modificada de pino corso, Cardias (1992) planteó que la
sustitución de los hidroxilos de la lignina si juegan un papel determinante en la protección a
la pudrición blanca. Esta autora propuso que la alta sustitución de la lignina, a bajas
ganancias de peso, limita el acceso de las sinergísticas celulasas, aún a niveles bajos de
sustitución, a la porción polisacárida de la pared celular. La propuesta de Cardias (1992),
no sólo difiere, sino parece contraria a la de Peterson y Thomas (1978). Ellos atribuyeron la
mayor eficiencia de la acetilización contra los hongos de la pudrición blanca, a la inhibición
de enzimas lignolíticas causada por la falta del desdoblamiento de los carbohidratos. Estos
autores no esperaban que la sustitución de los hidroxilos de la lignina modificara la
resistencia a la pudrición en buena medida, debido a la baja frecuencia de los hidroxilos en
la macromolécula de la lignina.
La hipótesis de Rowell (1984) ya había sido previamente cuestionada por Takahashi
et al. (1989, citados por Takahashi, 1996). En su trabajo de protección de madera acetilada
contra la pudrición, Takahashi encontró que los hongos de la pudrición café fueron más
113
resistentes a la acetilización que los hongos de las pudriciones blanca y suave. Dicho autor
sugirió que la modificación a la lignina, si previene la pudrición de las maderas blandas a
bajos niveles de acetilización, y propuso que la diferencia entre maderas blandas y duras en
su resistencia a la pudrición por C. versicolor, se debe a las diferencias en la reactividad de
los tipos de lignina de ambos grupos (guayacilo en maderas blandas, siringilo en duras), y/o
a la diferente distribución entre maderas blandas y duras a escala celular, de los acetilos
introducidos en la pared celular.
La hipótesis avanzada por Rowell (1984), probablemente sea correcta en el caso de
la protección de maderas blandas contra la pudrición café. Primero se tiene que pasar por la
modificación de la lignina, antes de lograrse una modificación adecuada del componente
polisacárido de la pared celular, lo que aunado al mayor contenido de holocelulosa con
respecto a la lignina en la madera, explicaría en parte la necesidad de alcanzar una GPP
más alta para proteger satisfactoriamente la madera modificada, contra el ataque de C.
puteana.
En cuanto a la necesidad de obtener GPP relativamente bajas para proteger las
maderas blandas contra la pudrición blanca, el argumento de Takahashi (1996) parece ser lo
más plausible. El mecanismo apunta más bien hacia las diferencias en la composición
química de las maderas blandas y duras, al igual que sucede con las diferencias que existen
en su susceptibilidad al ataque de la pudrición blanca.
Una evidencia experimental a favor de esta última propuesta, es el trabajo de
Ohkoshi et al. (1999). En su estudio de caracterización química de la madera acetilada
degradada por hongos de la pudrición café y blanca, estos autores encontraron que T.
palustris descompuso más fácilmente los polisacáridos que la lignina. En cambio, C.
versicolor, aún cuando atacaba ambos componentes, degradaba preferentemente la lignina,
independientemente de la GPP de las muestras degradadas. Evidentemente, esto concuerda
con la caracterización química de la madera no modificada degradada por hongos de ambas
pudriciones (Cowling, 1961). Lo anterior sugiere que la diferencia en la resistencia de la
madera acetilada a la pudrición café o blanca, no está en función de la diferencia en las tasa
de sustitución de los hidroxilos de los polímeros de la pared celular, sino que depende de
las diferencias en la habilidad de los hongos de las dos pudriciones de degradar estos
114
polímeros que, se piensa, varía de acuerdo a la composición química de la lignina de las
maderas duras y blandas. Lo anterior, independientemente del mecanismo, sea cual fuere
(Sección 3.8.), mediante el que la modificación química protege a la madera de la
degradación fungal.
5.3. Estabilidad dimensional impartida por la modificación química
Como resultado de los tres ciclos de saturación-secado, se registró una pérdida de
volumen (V5) promedio del 0.33% y 0.55%, de los bloques secos después del tratamiento,
con respecto al volumen de los bloques acetilados secos (V2) con y sin catalizador en la
reacción, respectivamente (Figura 21).
98
100
102
104
106
108
110
112
Modif No catal Modif Cataliz Control
Incr
emen
to c
on re
spec
to a
V1
(V1=
100)
V1 (seco)V2 (seco)V4 (saturado)V5 (seco)
Figura 21. Cambios volumétricos por efecto de la modificación química (promedios).
115
Aparentemente, la pérdida de volumen fue ligeramente mayor en la reacción no
catalizada, con respecto a las muestras de la reacción catalizada. La extracción del solvente
(en el caso de la reacción catalizada) o del modificador que no reaccionó, y que no hubieran
sido extraídos de los bloques, aún habiéndolos sometido a la limpieza en el Soxhlet después
de la modificación, pudiera haber influido en la pérdida de dicho volumen. Sin embargo, la
pérdida del volumen pudiera adscribirse mayormente a la hidrólisis del grupo acetilo de la
madera modificada. Sin embargo, no se registró el peso de los bloques después del
tratamiento (saturados y secos), y tampoco se realizaron análisis de la extensión de la
reacción del anhídrido con el sustrato antes y después del procedimiento, para determinar la
existencia y extensión de la lixiviación.
Por otra parte, después del tratamiento de los tres ciclos de saturación-secado, los
bloques control (no modificados), registraron un incremento de volumen ya secos (V5) de
aproximadamente 0.60%, con respecto al volumen después de la extracción inicial de los
bloques secos (V2). Cabe la posibilidad (mínima), de que algunos extractivos hubieran sido
ulteriormente extraídos mediante el procedimiento de saturación-secado, y esto hubiera
llevado a la posterior expansión del bloque. También pudiera deberse a la relajación de los
esfuerzos internos que hubieran tenido las muestras, debido a los múltiples procesos de
saturación-secado a que fueron sometidas. En todo caso, este fenómeno no afectó el cálculo
de la ASE, ya que el cálculo se hizo con referencia a la última lectura del volumen de los
bloques tanto saturados (V4) como secos (V5).
De los resultados del tratamiento, se desprende que la madera seca se quedó en un
estado de expansión parcial permanente después de la modificación, siendo la expansión
ligeramente mayor en las muestras de la reacción catalizada. La expansión de la madera
modificada se conservó después de someter las muestras modificadas, al triple proceso de
saturación-secado, aunque se registró una pequeña pérdida de volumen en ambos sistemas
(V4 con respecto a V2), siendo ligeramente mayor en la reacción catalizada.
La eficiencia de la modificación para prevenir la expansión, en primera instancia, es
evidente en la Figura 21, donde el volumen de las muestras modificadas en ambos sistemas
se incrementa en cerca de un 3% en promedio, con respecto al volumen seco antes de la
116
saturación-secado, mientras que para las muestras control, el incremento volumétrico
promedio es cercano al 11%.
La estabilidad dimensional lograda por la modificación química, tiene particular
importancia en prácticamente todo tipo de aplicaciones donde la madera lleve un acabado
(barnizado, pintado, repelente), o donde sirva de recubrimiento o desempeñe una función
estructural. Pero para el tema que nos ocupa, esta estabilidad reviste importancia, porque es
una medida indirecta de evaluar la cantidad de agua que la madera acetilada puede retener
hasta su saturación, lo que pudiera ser una limitante para que prospere la biodegradación.
Al graficar los datos de la eficiencia antiexpansión (ASE) de los dos sistemas de
reacción contra las GPP, se desprende que existe una relación positiva importante entre
ambas variables (Figura 22).
y = 1.72x + 34.73R2 = 0.60
y = 1.93x + 25.34R2 = 0.87
50
55
60
65
70
75
80
85
10 15 20 25 30
Ganancia Porcentual en Peso (GPP)
Efic
ienc
ia A
ntie
xpan
sión
(%)
ASE No Catal
ASE Cataliz
ASE No Catal
ASE Cataliz
Figura 22. Efecto de la GPP en la eficiencia antiexpansión (ASE, %)
El ajuste obtenido mediante el análisis de regresión indicó una relación lineal
positiva entre la extensión de ASE y la GPP. De la gráfica en la Figura 22, se desprende
que existe cierta tendencia en todo el espectro de la modificación, donde el sistema no
117
catalizado parece brindar una mayor estabilidad dimensional que el catalizado. Una prueba
F de homogeneidad de modelos, determinó que si existe diferencia estadística en la ASE de
los dos sistemas de reacción (Fcalc>Ftab, Apéndice 8]. Este resultado es similar al de la GV,
donde a GPP mayores al 15%, la GV fue ligeramente mayor en el sistema no catalizado.
Como el análisis de ASE se realizó únicamente para GPP mayores al 14%, no fue posible
revelar la tendencia de la ASE a todos los niveles de GPP. Para GPP mayores del 14%, es
factible que, debido a lo prolongado del tratamiento sin catalizador, haya ocurrido un
relajamiento de las paredes celulares de la madera. Al irse rellenando los espacios capilares
de la pared celular con grupos acetilo, probablemente los polímeros no pudieron regresar a
su arreglo inicial. Esto podría reflejarse en un aumento marginal en el abultamiento o
relleno de los bloques en la reacción no catalizada. Lo anterior, pudo haber conducido,
subsecuentemente, a una mayor estabilidad dimensional, debido a la dificultad encontrada
por las moléculas de agua, para reaccionar con los grupos OH remanentes en la pared
celular, causada por el papel de ‘escudo’ que, se piensa, juegan los grupos acetilo.
5.4. Discusión general
Los bloques de pino escocés modificados químicamente con anhídrido acético,
mostraron una mayor resistencia a la pudrición que las muestras no modificadas, bajo
condiciones severas de exposición a hongos basidiomycetes. La degradación de la madera
fue disminuida considerablemente aún a niveles bajos de modificación, independientemente
del sistema de reacción utilizado. En todos los casos, las pérdidas de peso debidas a la
pudrición, se redujeron a cero, a GPP mayores del 20%. Sin embargo, la eficiencia del
tratamiento varió de acuerdo al hongo al que fue expuesta la madera modificada.
En el caso de la exposición al hongo de la pudrición café, los bloques de pino
escocés control (no modificados), mostraron que los polisacáridos de la pared celular
fueron degradados eficientemente, al alcanzar pérdidas de hasta el 64% del peso seco en 12
semanas de incubación. Esta pérdida de peso se acerca a la máxima degradación posible de
la holocelulosa (el contenido de holocelulosa en P. sylvestris es el 74% del peso seco, de
acuerdo a Fengel y Wegener, 1983). En comparación con los controles (no modificados), la
118
degradación por C. puteana de la madera acetilada con y sin catalizador, fue restringida a
los niveles de sustitución más bajos (Tabla 9).
Los umbrales de protección teóricos para C. puteana se determinaron a GPP de
18.5% y 20.1% para el sistema catalizado y la reacción no catalizada, respectivamente. No
se registró una diferencia estadística entre las pérdidas de peso con respecto a las GPP entre
los dos sistemas de modificación. Un resultado similar se desprende del análisis del trabajo
de Ohkoshi et al. (1999), quienes expusieron la madera acetilada de Betula maximowiczii al
hongo de la pudrición café T. palustris, modificada sin catalizador y con acetato de sodio
como catalizador. Aunque no presentan los datos, de la única gráfica del trabajo de estos
autores, se puede establecer que no existen diferencias entre las pérdida de peso registradas
a GPP similares en los dos sistemas de modificación. Ese resultado, aunado a los hallazgos
del presente trabajo, sugieren que el sistema de reacción utilizado no influye en grado de
protección a la madera modificada, sino que la bioprotección está determinada únicamente
por la magnitud de la GPP, con la consecuente disminución y/o bloqueo de los grupos OH
disponibles para la actividad enzimática de los hongos.
Un examen visual de los bloques sometidos a la pudrición café demostró que a GPP
superiores al umbral de protección, las muestras se encontraban sanas en su parte interna y
externa, lo que indica que los umbrales son confiables porque concuerdan con el trabajo
experimental, y por lo que se considera que la protección es eficiente.
El contenido final de humedad promedio en los bloques modificados en ambos
sistemas de reacción después de la degradación por C. puteana, fue cerca del 50% del de
los bloques control. Esta diferencia no puede atribuirse, completamente, a la humedad
resultante del desdoblamiento y asimilación de los polímeros de la pared celular en los
bloques control, sino a una menor capacidad de los bloques modificadas de retener agua.
No obstante, no existe una clara tendencia de la reducción del contenido de humedad de los
bloques degradados al final de la prueba, con respecto a la GPP de las muestras
modificadas. En donde si es claro que las muestras modificadas alcanzan un contenido de
humedad en equilibrio más bajo, en el microambiente que se forma dentro de la caja de
Petri, conforme se incrementa la GPP, es en los controles estériles. Aquí, sólo los bloques
con una GPP del 3% alcanzaron un CH cercano al PSF. La relación entre GPP y la
119
reducción de la capacidad de la madera de adsorber agua, se considera como uno de los
factores limitantes para que ocurra la degradación.
La actividad degradadora del hongo de la pudrición blanca mostró ser más sensible
a la modificación química de la madera que la de C. puteana. La intensidad de la pudrición
fue considerablemente reducida aún a bajas ganancias de peso (Tabla 9). Sin embargo, el
hecho de que la pérdida de peso en los especimenes control también fuera baja,
probablemente refleje una resistencia inherente del material a la degradación por C.
versicolor.
El umbral de protección fue alcanzado a valores muy similares en ambos sistemas
de reacción (5.5 para el catalizado, 5.4 para el otro), y no se determinó una diferencia entre
los dos sistemas de reacción entre las pérdidas de peso con respecto a las GPP registradas.
El contenido de humedad final, fue mayor en los controles que en los bloques
modificados y, asimismo, se registró una ligera tendencia de disminución de CH al final de
la prueba en los bloques modificados. En el caso de la prueba de la pudrición blanca, se
considera que la humedad inicial de los bloques afectó el desempeño del hongo al degradar
la madera, ya que es reconocido que los hongos de la pudrición blanca requieren de
mayores CH para establecer el ataque, en comparación con las especies de la pudrición café
(Sección 3.2.). La mayor resistencia de la madera modificada al ataque de la pudrición
blanca, se piensa está relacionada con la alta tasa de sustitución de la lignina al inicio de la
reacción, porque la asimilación de los carbohidratos de la pared celular por C. versicolor,
pudiera estar relacionado con la asimilación previa o simultanea de la lignina, aunque no se
realizó trabajo experimental para verificar esta hipótesis.
El análisis de la ASE, reveló que ambos sistemas de modificación son eficientes en
el control de la expansión de la madera de su estado seco a saturado, alcanzándose valores
máximos de ASE, cercanos al 80%. La relación positiva registrada entre la GPP y la ASE,
sugiere una correlación positiva entre la humedad que incorpora la madera modificada
hasta su PSF (porque la madera cambia de dimensiones hasta el PSF), con su resistencia a
la biodegradación.
120
El procedimiento empleado se consideró apropiado para la comparación de dos
sistemas de modificación química de la madera de pino, en su resistencia a las pudriciones
blanca y café y en la ASE de las muestras. Sin embargo, la utilización de la pérdida de peso
como indicador para evaluar la degradación de los bloques no parece ser lo más adecuado,
cuando se trata de comparar especimenes modificados con controles no reaccionados. Por
ejemplo, un examen visual de la parte interna del bloque 209 (perdida de peso corregida =
1.64%, GPP = 15.37), reveló que debajo de una capa externa de madera sana, existían
pequeñas bolsas de completa pudrición en la madera tardía (principal responsable de la
resistencia de la madera). Algo similar se registró con la muestra 146, que no presento
pérdidas de peso cuantificables, pero que mostraba diminutas bolsas de pudrición
superficiales en la cara expuesta al cultivo, principalmente en la madera tardía. Esto último,
probablemente derivado de la incipiente degradación sustentada por el tejido del hongo en
el cultivo, mediante la traslación de agua y demás recursos necesarios para realizar la
degradación, aún en un sustrato no apto para su pudrición (la norma EN113 es en realidad
una prueba para evaluar el grado de inhibición del ataque de los hongos producido por el
tratamiento en estudio, más no evalúa el poder del tratamiento para exterminar al hongo).
Aunque la mayoría de las pruebas estandarizadas utilizan la pérdida de peso como
el indicador principal en la evaluación del daño causado por la pudrición de la madera, se
ha determinado que la pudrición genera deterioros importantes en las propiedades
mecánicas, particularmente al impacto, cuando las pérdidas de peso son apenas
cuantificables (Wilcox, 1978). Probablemente las pequeñas o difícilmente cuantificables
pérdidas de masa registradas en algunos ejemplares de este trabajo, y reportadas como
aceptables, reflejen pobremente la pérdida de las propiedades físicas de la madera, o sean
diferentes en su patrón y magnitud a las de los especimenes control.
Por otro lado, el procedimiento general utilizado en este estudio para evaluar la
eficiencia del tratamiento en la prevención de la pudrición (basado en el EN113), pudiera
perfeccionarse, para cuando se lleven a cabo comparaciones de tratamientos de madera
modificada químicamente, ya que los controles no se encuentran en las mismas condiciones
que los bloques modificados al inicio de la prueba. A 22 °C y 75% de humedad relativa, los
bloques testigo tenían un contenido de humedad en equilibrio inicial de aproximadamente
121
el 10%. En cambio, los especimenes modificados químicamente, tenían contenidos de
humedad de entre el 4 y el 9%, dependiendo del GPP de la muestra. Debido al efecto que
este contenido de humedad tiene en la susceptibilidad a la pudrición, por lo menos al inicio
de la prueba, resulta engañoso o aún inválido, el comparar la resistencia a la pudrición de
los bloques testigo y los bloques modificados a diferentes GPP.
Finalmente, la comparación de los hallazgos del presente estudio con los de otros
trabajos, debe tomarse más como referencia que como análisis riguroso de estadísticas. La
mayoría de las pruebas de biodegradación de la madera reportadas en la literatura, se
realizan de acuerdo a lo establecido ya sea en el código de la Sociedad Americana de
Pruebas de Materiales (ASTM, por sus siglas en inglés), o en las normas del Comité
Europeo de Normalización (CEN, por sus siglas en Francés). Ambas pruebas están basadas
en diferentes procedimientos y tiempos de exposición. De igual forma, la descomposición
de los bloques de madera ocurre a diferente tasa dependiendo que plano del bloque se
encuentre en contacto con el cultivo (transversal>tangencial>radial), porque la estructura de
la madera afecta la tasa relativa a la cuál el hongo penetra y se distribuye através del bloque
(Corbett, 1965). Otro factor que afecta los resultados, es el tamaño de los bloques
empleados en las pruebas de biodegradación. A pesar de los problemas asociados con la
diferencia en la metodología, la literatura se encuentra llena de comparaciones de la
resistencia a la pudrición de los controles, con respecto a las muestras modificadas a
diferentes GPP (e. g. Takahashi, 1996). En muchos casos, el procedimiento utilizado, el
plano de la pudrición, el tamaño de la muestra o la humedad relativa utilizada en las
pruebas, no se reporta. La comparación de los resultados de este trabajo con otros
reportados en la literatura se realizó más bien para encontrar tendencias, semejanzas o
discrepancias con los resultados de otros estudios.
La acetilización de la madera se considera técnicamente posible y adecuada para
prevenir la pudrición y mejorar la estabilidad dimensional del sustrato en cualquiera de los
dos sistemas de modificación ensayados en este trabajo.
En cuanto a la viabilidad comercial del proceso, se considera que no se debe
contemplar solo su evaluación económica, sino otras ventajas de utilizar la acetilización en
lugar de los tratamientos tradicionales de preservación (Sección 3.10.).
122
El advenimiento de materiales de alto valor agregado en la construcción,
principalmente de partículas o chapas, como las vigas hechas a la medida en materiales
como LVL®, Intralam® y Paralam®, permite pensar que es posible incurrir en la
penalización de un proceso probablemente más costoso que el convencional, siempre y
cuando se maximice el desempeño del material renovable que nos ocupa.
Adicionalmente, existen algunos nichos de mercado que pudieran ser posibles
campos de aplicación de la madera acetilada, donde la demanda no es linealmente
dependiente del precio del material, sino sensible a otros atributos de la madera y su
preservativo (estabilidad del tratamiento, apariencia del producto final, etc.). Un ámbito de
aplicación optativo, pudiera ser el de aquellos productos donde el componente maderable
permite la incorporación de materia prima con mayor valor agregado.
Ejemplos de tales mercados potenciales son los materiales utilizados en
instrumentos musicales, en la fabricación de aeronaves de colección y deportivas, en las
cubiertas de embarcaciones de lujo, en marcos y soportes de obras de arte, en las cabezas de
palos de golf, y los materiales empleados para la restauración de instalaciones y mobiliario
de alto valor histórico o cultural.
Un último campo de acción pudiera ser como materia prima para los productos
maderables que se utilizan en contacto con el suelo, y que pudieran tener contacto
incidental con comestibles (estacas de la vid, frambuesa, y jitomate, por ejemplo), o en
instalaciones exteriores de madera para el esparcimiento infantil, donde el contacto de los
preservativos tradicionales con la piel de los usuarios, ha generado una preocupación
creciente entre los consumidores y las agencias regulatorias.
Por último, es necesario enfatizar que los tiempos de reacción requeridos para
alcanzar la GPP al umbral teórico de protección, son para piezas de madera de 10 mm de
espesor. Esos lapsos varían en sentido directamente proporcional, con respecto al espesor
del material a tratar. Lo anterior se traduce en que el tiempo del tratamiento pudiera abatirse
considerablemente, si la acetilización fuera a realizarse en chapas de madera.
Aunque no se realizó trabajo experimental con chapas de madera, si la GPP fuera
proporcional a la masa de la muestra, se podría inducir que una chapa de 1.5 mm de espesor
123
(15 x 20 x 20 mm), alcanzaría la GPP al umbral de protección contra, por ejemplo, la
pudrición café, en ca. de 7 minutos, en la reacción no catalizada. Este tiempo de reacción
sería unas 100 veces inferior a las 12 horas de tratamiento que se requirió para lograr la
GPP al umbral de protección, en las probetas con las dimensiones utilizadas en el presente
estudio.
La especulación anterior destaca la importancia del espesor del material a tratar, en
la posible viabilidad comercial de alguno de los productos maderables a los que se ha hecho
referencia en los párrafos anteriores. Más aún, destaca la relevancia de los resultados a que
se llegó en el presente estudio, en relación a la resistencia a la pudrición y la estabilidad de
la madera acetilada; esto es, que estas propiedades del material son independientes del uso
de la piridina como catalizador al realizar la modificación química.
124
6. Conclusiones y recomendaciones
La tasa de sustitución de los hidroxilos en la modificación química de la madera es
más rápida en sistema de reacción catalizado con respecto al no catalizado.
Se determinó que existen diferencias de expansión volumétrica (GV), con respecto a
la GPP, al comparar los dos sistemas de reacción.
La acetilización demostró su utilidad como tratamiento en la prevención a la
pudrición café. Se encontró un umbral de protección (pérdida de peso debida a la pudrición
menor al 3%), a una GPP de 20.1% en el sistema de reacción sin piridina, y del 18.5% en el
caso del sistema catalizado.
No se determinó ninguna diferencia significativa en el nivel de protección
proporcionado por los dos sistemas de modificación química en el caso de C. puteana.
En el caso de la pudrición blanca, el umbral de protección fue a una GPP de 5.4% y
5.5%, para el sistema sin catalizador y el catalizado, respectivamente.
No se encontró ninguna diferencia significativa en el nivel de protección
proporcionado por los dos sistemas de acetilización en el caso de C. versicolor.
La acetilización confirmó su utilidad como tratamiento en la estabilidad
dimensional de la madera modificada, con valores de ASE de hasta 79% en el sistema de
reacción sin piridina, y del 81 % en el caso del sistema catalizado.
Se determinó que existe diferencia significativa en la estabilidad dimensional
proporcionada por los dos sistemas, al comparar la ASE con respecto a la GPP. La reacción
no catalizada proporciona una mayor, aunque marginal, estabilidad dimensional.
No se detectó diferencia en los controles de las pérdidas de peso en los dos sistemas
de tratamiento (tratamiento con piridina, y sin tratamiento con piridina), lo que sugiere que
la piridina no tiene efecto fungicida en las muestras tratadas con esta sustancia.
No existen diferencias prácticas en el tiempo de reacción requerido para alcanzar las
GPP a las que se brinda la protección a la madera contra la pudrición blanca.
125
No se detectó ninguna ventaja de utilizar el sistema de modificación catalizado, a
excepción de la rapidez con que se alcanza la GPP a la cuál se brinda la protección contra la
pudrición café.
Con la finalidad de evaluar en principio la viabilidad económica de realizar la
acetilización de manera comercial, se recomienda analizar si el tiempo de reacción para
lograr las GPP necesarias para lograr la protección contra C. puteana en el sistema sin
catalizar (ca. 12 horas), supera el costo de la piridina y demás costos involucrados en el
manejo y recuperación de los reactivos y solventes utilizados en exceso durante la
modificación catalizada (ca. 1.2 hora).
Los tiempos de reacción requeridos para alcanzar el umbral de protección, son para
piezas de madera de 10 mm de espesor. Estos lapsos varían en sentido directamente
proporcional al espesor del material a tratar. Por lo anterior, se recomienda realizar la
acetilización de chapas de madera, ya que esto podría tener una repercusión inmediata en
las posibilidades de comercialización de la madera acetilada en nuestro país.
En cuanto al procedimiento de biodegradación utilizado, se recomienda realizar
pruebas rápidas de virulencia de los cultivos de hongos a utilizar, previas al experimento
principal. Esto pudiera realizarse en probetas de 40 x 40 x 4 mm (largo x ancho x espesor),
durante unas 4 semanas.
Se considera que los establecido en la norma EN113, en el sentido de que las
pruebas de virulencia deban realizarse paralelamente con el tratamiento bajo estudio, es
inconveniente. Lo anterior, porque resulta muy oneroso repetir una parte del experimento,
debido a la falta de virulencia de algún cultivo en particular, de la especie de hongo
utilizado por norma en las pruebas de biodegradación.
Se recomienda utilizar una especie que sea claramente susceptible al ataque de los
hongos de las dos pudriciones (e. g. Liquidambar, Cirimo, Jobo), para poder realizar
comparaciones de la resistencia a los dos tipos de pudrición en ambos sistemas de reacción,
ya que el pino escocés no mostró una clara susceptibilidad al ataque del hongo de la
pudrición blanca.
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Apéndices Apéndice 1. Arreglo de las cajas de Petri para las pruebas de biodegradación. Los números en itálicas corresponden al número de caja de Petri.
Exposición a
Coniophora puteana Coriolus versicolor Reactivo Ganancia
Porcentual en
Peso
Control
Estéril Modificado Control Modificado Control
Solo catalizador 0 1 - 3 - 5 Sin catalizador 0 2 - 4 - 6
3.0 7 18, 19 18, 19 40, 41 40, 41 7.0 8 20, 21 20,21 42, 43 42, 43
11.8 9 22, 23 22, 23 44, 45 44, 45 15.9 10 24, 25 24, 25 46, 47 46, 47 20.8 11 26, 27 26, 27 48, 49 48, 49
Anhídrido catalizado
25.5 12 28, 29 28, 29 50, 51 50, 51 3.0 13 30, 31 30, 31 52, 53 52, 53 8.3 14 32, 33 32, 33 54, 55 54, 55
13.3 15 34, 35 34, 35 56, 57 56, 5720.3 16 36, 37 36, 37 58, 59 58, 59
Anhídrido sin catalizador
23.3 17 38, 39 38, 39 60, 61 60, 61No modificado químicamente. Tratado como control con piridina
No modificado químicamente. Control sin tratamiento Notas:
1. Los números en itálicas en las casillas con exposición a los hongos y las de los controles estériles, son los números asignados a las cajas de Petri.
2. En el caso de las cajas expuestas a los hongos, aparecen dos cajas por nivel de modificación para cada hongo. En cada caja se pusieron dos controles y dos especimenes modificados, para hacer un total de 4 especimenes modificados y 4 controles, para cada nivel de Ganancia Porcentual en Peso. Por ejemplo, la caja 18, expuesta a Coniophora puteana, llevaba 4 especimenes. Dos acetilados a una GPP de 3.0 (promedio de los dos especimenes), y dos controles tratados con piridina.
3. Los bloques de madera que se introdujeron en cada caja de Petri, se consignan en el Apéndice 7. 4. Las lecturas tomadas a cada bloque, así como el cálculo de las variables bajo estudio, se consignan
en los Apéndices 1 al 4.
139
Apéndice 2. Arreglo de los bloques de madera en las cajas de Petri. CAJA MUESTRAS No. CAJA MUESTRAS No.
1 5, 82, 46, 73 32 74, 177, 140, 101 2 227, 100, 168, 124 33 23, 176, 132, 239 3 3, 219, 8, 191 34 34, 159, 221, 147 4 155, 236, 85, 174 35 121, 156, 178, 119 5 66, 20, 75, 13 36 229, 146, 187, 122 6 231, 181, 203, 56 37 143, 83, 207, 235 7 313, 328, 324, 312 38 160, 92, 198, 210 8 323, 327, 311, 318 39 237, 104, 91, 224 9 94, 223, 184, 32 40 326, 331, 81, 128
10 110, 16, 196, 97 41 319, 330, 9, 31 11 84, 164, 183, 61 42 333, 315, 45, 47 12 62, 172, 77, 175 43 321, 335, 102, 68 13 33, 26, 234, 78 44 103, 120, 169, 67 14 4, 43, 52, 30 45 39, 107, 24, 93 15 139, 96, 213, 214 46 205, 86, 58, 70 16 36, 204, 21, 125 47 111, 2, 53, 109 17 116, 113, 38, 240 48 165, 186, 27, 222 18 322, 320, 40, 11 49 171, 57, 22, 137 19 325, 332, 50, 88 50 48, 10, 59, 6 20 329, 336, 89, 44 51 206, 129, 49, 60 21 317, 334, 35, 80 52 216, 158, 114, 167 22 117, 215, 64, 29 53 7, 193, 188, 76 23 144, 153, 189, 173 54 79, 19, 194, 232 24 209, 87, 69, 106 55 118, 142, 182, 218 25 200, 220, 25, 90 56 195, 136, 130, 126 26 99, 180, 14, 41 57 226, 145, 152, 163 27 201, 230, 37, 63 58 150, 154, 199, 170 28 134, 185, 51, 28 59 281, 161, 151, 115 29 1, 141, 105, 12 60 108, 149, 148, 112 30 233, 225, 123, 212 61 65, 54, 217, 135 31 238, 42, 190, 138
140
Apéndice 3. Prueba de homogeneidad de modelos de [GVnocat = f(GPP)] = [GVcat = f(GPP)] (1 de 2)
Analysis of Variance Source DF Sum of
squares Mean square F value Pr > F
Model 4 6277.00007 1569.25002 2858.79 <.0001Error 128 70.26185 0.54892 Uncorrected Total
132 6347.26192
Root MSE 0.74089 R –Square 0.9889 Dependant
Mean 6.26135 Adj R - Sq 0.9886
Coeff Var 11.83278 Parameter Estimates
Variable DF Parameter Estimate
Standard Error
t Value Pr > |t|
i 1 1 1.52616 0.18001 8.48 < .0001 i 2 1 0.48332 0.19830 2.44 0.0162 x1 1 0.34685 0.01133 30.61 <.0001 x2 1 0.41593 0.01273 32.68 <.0001
141
142
Prueba de homogeneidad de modelos de [GVnocat = f(GPP)] = [GVcat = f(GPP)] (2 de 2) Analysis of Variance Source DF Sum of squares Mean square F value Pr > F Model 2 6267.69600 3133.84800 5120.29 <.0001Error 130 79.56592 0.61205 Uncorrected Total
132 6347.26192
Root MSE 0.78233 R –Square 0.9875 Dependant
Mean 6.26135 Adj R - Sq 0.9873
Coeff Var 12.49464 Parameter Estimates
Variable DF Parameter Estimate
Standard Error t Value Pr > |t|
i 1 1.05844 0.14071 7.52 < .0001 x 1 0.37749 0.00893 42.25 <.0001
4748.8)54892.0(226185.7056592.79
=−
=Fcalc
F tablas = 4.775 Como F calc> F tablas, se rechaza Ho, es decir, los modelos son distintos.
Apéndice 4. Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coniophora puteana (1 de 3).
Resumen Coniophora puteana (1/3)
Estadísticas de la regresión Coeficiente de correlación múltiple 0.8619394 Coeficiente de determinación R^2 0.74293953 R^2 ajustado 0.73437084 Error típico 12.721067
Observaciones
32
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados de libertad Suma de cuadrados Promedio de los
cuadrados F Valor crítico de F Regresión 1 14030.9311 14030.9311 86.7040559 2.3455E-10 Residuos
30 4854.76634 161.825545
Total 31 18885.6974
Coeficientes Error típico Estadístico t Probabilidad Inferior 95% Superior 95%Inferior 95.0%
Superior 95.0%
Intercepción 45.3470855 2.88112118 15.7393885 4.847E-16 39.4630571 51.2311139 39.4630571 51.2311139
Variable X 1 -2.28342877 0.2452267 -9.31150127 2.3455E-10 -2.784248 -1.78260954 -2.784248 -1.78260954
143
Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coniophora puteana. Cont. (2 de 3)
Resumen
Coniophora puteana (2/3)
Estadísticas de la regresión Coeficiente de correlación múltiple 0.90312289 Coeficiente de determinación R^2
0.81563096R^2 ajustado 0.80538823Error típico 10.8184189
Observaciones 20
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados de
libertad Suma de cuadrados Promedio de los
cuadrados F Valor crítico de F
Regresión 1 9319.78282 9319.78282 79.630273 4.9995E-08Residuos
18 2106.68737 117.038187
Total 19 11426.4702
Coeficientes Error típico Estadístico t Probabilidad Inferior 95% Superior 95% Inferior 95.0% Superior 95.0%
Intercepción 47.8520418 2.96776537 16.1239302 3.825E-12 41.6169933 54.0870903 41.6169933 54.0870903
Variable X 1 -2.22716979 0.24958255 -8.92357961 4.9995E-08 -2.75152368 -1.70281589 -2.75152368 -1.70281589
48 6961.45372 145.030286
144
145
Resumen Coniophora puteana (3/3)
Estadísticas de la regresión Coeficiente de correlación múltiple 0.87650552 Coeficiente de determinación R^2 0.76826193
R^2 ajustado 0.76362717 Error típico 11.8900145
Observaciones 52
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados de libertad Suma de
cuadrados Promedio de los
cuadrados F Valor crítico de F Regresión 1 23434.0144 23434.0144 165.760835 1.69816E-17 Residuos
50 7068.62221 141.372444
Total 51 30502.6366
Coeficientes Error típico Estadístico t Probabilidad Inferior 95% Superior 95% Inferior 95.0% Superior 95.0%
Intercepción 46.3193064 2.07551527 22.3170155 1.1857E-27 42.15050961 50.4881032 42.1505096 50.4881032
Variable X 1 -2.26386199 0.17583648 -12.874814 1.6982E-17 -2.617040101 -1.91068388 -2.6170401 -1.91068388
F calculada F tablas 0.36946934 5.07668574 no se rechaza Ho, es decir, ambos modelos son estadisticamente iguales
Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coniophora puteana. Cont. (3 de 3)
146
Apéndice 5. Comparación de las Pérdidas de Peso de los controles modificados (Catalizados vs. No catalizados), en la biodegradación con Coniophora puteana.
Prueba F para varianzas de dos muestras
Variable 1 Variable 2 Media 47.3298158 52.0462811Varianza 211.650321 93.8090843Observaciones 18 10Grados de libertad 17 9F 2.2561815 P(F<=f) una cola 0.10759353 Valor crítico para F (una cola) 2.9736924 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas iguales
Variable 1 Variable 2 Media 47.3298158 52.0462811Varianza 211.650321 93.8090843Observaciones 18 10Varianza agrupada 170.859124 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 26 Estadístico t -0.91486033 P(T<=t) una cola 0.18433607 Valor crítico de t (una cola) 1.70561634 P(T<=t) dos colas 0.36867213 Valor crítico de t (dos colas) 2.05553079
Apéndice 6. Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coriolus versicolor (1 de 3).
Resumen
C. versicolor
Estadísticas de la regresión
Coeficiente de correlación múltiple 0.697299542
Coeficiente de determinación R^2 0.486226651
R^2 ajustado 0.473993952
Error típico 2.05174885
Observaciones
44
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados de libertad Suma de cuadrados Promedio de los cuadrados F Valor crítico de F
Regresión 1 167.3265572 167.3265572 39.74810953 1.44751E-07
Residuos
42 176.8062805 4.209673345
Total 43 344.1328377
Coeficientes Error típico Estadístico t Probabilidad Inferior 95% Superior 95%
Intercepción 4.267350782 0.383752889 11.12004861 4.29385E-14 3.492905853 5.041795711
Variable X 1 -0.23341466 0.037022854 -6.304610181 1.44751E-07 -0.308129827 -0.158699493
147
Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coriolus versicolor (2 de 3). Resumen
C. versicolor
Estadísticas de la regresión
Coeficiente de correlación múltiple 0.561372823
Coeficiente de determinación R^2 0.315139447
R^2 ajustado 0.301442236
Error típico 2.671783709
Observaciones
52
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados de libertad Suma de cuadrados Promedio de los cuadrados F Valor crítico de F
Regresión 1 164.2378363 164.2378363 23.007563 1.49442E-05
Residuos
50 356.9214094 7.138428187
Total 51 521.1592456
Coeficientes Error típico Estadístico t Probabilidad Inferior 95% Superior 95%
Intercepción 4.124593438 0.461468061 8.937982471 6.10671E-12 3.197707181 5.051479695
Variable X 1 -0.204324639 0.042597629 -4.796619956 1.49442E-05 -0.28988453 -0.118764747
92 533.7276899 5.801387933
148
149
C. versicolor
Estadísticas de la regresión
Coeficiente de correlación múltiple 0.617630328
Coeficiente de determinación R^2 0.381467223
R^2 ajustado
0.374887087
Error típico 2.38618587
Observaciones 96
ANÁLISIS DE VARIANZA
Grados de libertad Suma de cuadrados Promedio de los cuadrados F Valor crítico de F
Regresión 1 330.0888855 330.0888855 57.97254444 2.04402E-11
Residuos
94 535.2250024 5.693883004
Total 95 865.3138879
Coeficientes Error típico Estadístico t Probabilidad Inferior 95% Superior 95% Inferior 95.0% Superior 95.0%
Intercepción 4.188423928 0.302757677 13.83424514 2.14011E-24 3.587291769 4.789556088 3.587291769 4.789556088
Variable X 1 -0.217034526 0.028504777 -7.613970347 2.04402E-11 -0.2736314 -0.160437652 -0.2736314 -0.160437652
Fcalculada Ftablas
4.343245514 4.843570878 como Fcal<Ftab, no se rechaza Ho, es decir
ambos modelos son estadisticamente iguales
Prueba de homogeneidad de modelos de [PPnocat = f(GPP)] = [PPcat = f(GPP)] en Coriolus versicolor (3 de 3).
Apéndice 7. Comparación de las Pérdidas de Peso de los controles modificados (Catalizados vs. No catalizados), en la biodegradación con Coriolus versicolor.
Prueba F para varianzas de dos muestras
Variable 1 Variable 2 Media 4.03048997 4.82868641Varianza 9.66929164 5.53063876Observaciones 28 24Grados de libertad 27 23F 1.74831372 P(F<=f) una cola 0.08867898 Valor crítico para F (una cola) 1.98054551 Prueba t para dos muestras suponiendo varianzas iguales
Variable 1 Variable 2 Media 4.03048997 4.82868641Varianza 9.66929164 5.53063876Observaciones 28 24Varianza agrupada 7.76551131 Diferencia hipotética de las medias 0 Grados de libertad 50 Estadístico t -1.02969292 P(T<=t) una cola 0.15405481 Valor crítico de t (una cola) 1.67590542 P(T<=t) dos colas 0.30810963 Valor crítico de t (dos colas) 2.00855993
150
Apéndice 8. Prueba de homogeneidad de modelos de [ASEnocat = f(GPP)] = [ASEcat = f(GPP)]. (1 de 2).
Analysis of Variance Source DF Sum of squares Mean square F value Pr > F Model 4 285379 71345 4044.42 <.0001Error 61 1076.05660 17.64027 Uncorrected Total
65 286455
Root MSE 4.20003 R –Square 0.9962 Dependant
Mean 65.75816 Adj R - Sq 0.9960
Coeff Var 6.38709 Parameter Estimates
Variable DF Parameter Estimate
Standard Error t Value Pr > |t|
i 1 1 34.73357 4.77523 7.27 <.0001 i 2 1 25.33568 2.92413 8.66 <.0001 x1 1 1.71960 0.25095 6.85 <.0001 x2 1 1.93137 0.13963 13.83 <.0001
151
Prueba de homogeneidad de modelos de [ASEnocat = f(GPP)] = [ASEcat = f(GPP)]. (2 de 2). Analysis of Variance Source DF Sum of squares Mean square F value Pr > F Model 2 284919 142459 5843.25 <.0001Error 63 1535.94977 24.38016 Uncorrected Total
65 286455
Root MSE 4.93763 R –Square 0.9946 Dependant
Mean 65.75816 Adj R - Sq 0.9945
Coeff Var 7.50877 Parameter Estimates
Variable DF Parameter Estimate
Standard Error t Value Pr > |t|
i 1 31.03875 2.82995 10.97 <.0001 x 1 1.77606 0.14133 12.57 <.0001
03.13)64027.17(2
0566.10769497.1535=
−=Fcalc
F tablas = 4.971 Como F calc> F tablas, se rechaza Ho, es decir, los modelos son distintos.
152