universidad autÓnoma de zacatecasica.mxl.uabc.mx/apicultura/1. principales... · abejas, radican...
TRANSCRIPT
1
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE ZACATECAS “Francisco García Salinas”
UNIDAD ACADÉMICA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Principales enfermedades que afectan
a las abejas melíferas (Apis mellifera).
Por: Dr. Carlos Aurelio Medina Flores
El Cordovel, Enrique Estrada, Zacatecas, enero de 2014
2
INTRODUCCIÓN
La apicultura a nivel mundial sufre de diferentes problemas dentro de ellos se encuentran la
presencia de más de 20 enfermedades, afortunadamente no todas causan serios problemas a la
colonia o no son de importancia económica para el productor, dentro de las enfermedades de
mayor importancia se clasifican las enfermedades que afectan a la cría como la loque americana
(Paenibacillus larvae larvae), Loque europea (Melissococcus plutonius), cría calcárea
(Ascosphaera apis) y la varroosis (Varroa destructor), además, de las enfermedades que afectan a
las abejas adultas como la nosemosis (Nosema apis) y varoosis (Varroa destructor),
Existen varios factores que influyen en la aparición de mencionadas enfermedades en
México como lo es la introducción de reinas provenientes de países infectados, malos hábitos de
los apicultores, la practica de la apicultura migratoria, perjudicando de este modo a la apicultura
nacional ya que los apicultores se ven en la necesidad de implementar técnicas de manejo que
anteriormente no eran utilizadas, así como también la compra de productos químicos para el
tratamiento de las diferentes enfermedades, encareciendo así los costos de producción.
VARROOSIS.
La varroosis, es una parasitosis provocada por la presencia del ácaro Varroa destructor, el cual
infesta tanto a la cría como a las abejas adultas, su impacto depende del grado de infestación de
las colonias. Los daños más significativos provocados por Varroa, al succionar la hemolinfa de las
abejas, radican en que predispone y transmite patógenos virales, bacterianos y fungales, como el
virus de las alas deformes, cría sacciforme, cría calcárea, loque americana y loque europea
(Guzmán-Novoa Y Correa-Benítez 2012; Bowen-Walker et al., 1999; Medina y Vicario 1999;
Martin, 2001; Bowen-Walker y Gunn, 2001; Chen et al., 2004; Kanbar et al., 2004; Sumpter y
Martin, 2004; Antúnez et al., 2006).
En las abejas infestadas se observan reducciones en la concentración de proteínas y en el peso
del cuerpo de las abejas al emerger debido a una reducción en la concentración de agua (Bowen-
Walker y Gunn, 2001). El tiempo de vida de las abejas puede reducirse de 19 a 5 días, en
comparación con el periodo de vida de una abeja no parasitada que es de 30 días (De Jong y
Goncalves, 1998).
Lo anterior provoca una reducción en la población de la colonia y por consecuencia en la
producción de miel. En México, las colonias con un nivel de infestación del 6.8% en abejas adultas
3
producen 65.5% menos miel a diferencia de colonias con un nivel del 2.3% expuestas a
tratamiento a base de fluvalinato (Arechavaleta-Velasco y Guzmán-Novoa, 2000). Mientras que en
otros países se ha llegado a registrar una reducción del 45% en la produción de miel cuando las
colonias han sido infestadas artificialmente (Murilhas, 2002).
Prevalencia y distribución.
La varroosis es uno de los principales problemas sanitarios para la apicultura en el mundo (Moritz,
1994); en México, el ácaro V. destructor fue reportado por primera vez en Veracruz en 1992 y su
introducción se debió probablemente a la importación ilegal de abejas reinas infestadas o por
enjambres alojados en barcos provenientes de los EU (Chihu et al., 1992; Rodríguez et al., 1992).
En México, la dispersión fue rápida; tan solo en 1993, el ácaro ya se había reportado en los
estados de Tamaulipas, Puebla, Oaxaca, Tlaxcala, México, Hidalgo y Baja California Norte,
cubriendo casi la totalidad del país. Lo anterior debido a la práctica de la apicultura migratoria
destinada al aprovechamiento de recursos florísticos y para brindar servicios de polinización a
cultivos agrícolas. En los Estados fronterizos del norte del país, la presencia de V. destructor se
debió a la migración de enjambres silvestres provenientes de los estados de Texas y California
(Cajero, 1995). En los países tropicales, los niveles de infestación se incrementan durante las
lluvias, generalmente la tasa de mortalidad en un apiario infestado es progresiva y va en aumento
año con año si no se toman las medidas de control (Guzmán-Novoa et al., 1996).
Triada epidemiológica (agente, hospedero y ambiente).
El ácaro Varroa destructor (Anderson y Trueman, 2000; Cobey, 2001; antes V. jacobsoni Oud.), es
un artrópodo oval de 1.3 mm de largo y 1.6 mm de ancho, que se observa a simple vista por su
color castaño claro y oscuro, tienen un sistema de reproducción haplo-diploide en la determinación
del sexo.
Este parásito es original de la abeja Apis cerana, quien vive en equilibrio con el ácaro debido a la
limitada reproducción del parásito y a los mecanismos de defensa desarrollados en esta especie,
como el comportamiento higiénico y el acicalamiento (Boecking y Ritter, 1994; Harbo y
Hoopingarner, 1997; Boecking y Spivak, 1999).
Sin embargo, el ácaro Varroa al ser transferido a la especie A. mellifera se encontró con un
huésped ideal para su multiplicación, lo que ocasiona un incremento en su población de hasta 100
veces en un año (Harbo y Hoopingarner, 1997). Además, en A. mellifera los mecanismos de
defensa naturales desarrollados en A. cerana se expresan en menor grado, por lo que los daños
4
son más severos y generalmente ocasionan la muerte de las colonias infestadas dentro de 2 a 4
años de iniciada la infestación (Boecking y Ritter, 1994).
Cadena epidemiológica.
El ciclo de vida del ácaro involucra dos aspectos que acontecen dentro de la colonia, la fase
forética y la reproductiva.
Fase forética.
En esta fase las hembras adultas del ácaro se encuentran sobre las abejas adultas donde se
alimentan perforando las zonas blandas tales como las membranas de los primeros segmentos
abdominales, articulaciones, áreas de la base de las alas, cabeza y tórax para succionar su
hemolinfa (De Jong et al., 1982a; Martin, 1998).
La fase forética del ácaro puede tener una duración de 4 a 11 días y depende de la disponibilidad
de abejas nodrizas, cantidad de cría próxima a opercularse, cantidad de ácaros jóvenes que aún
no se han reproducido y que permanecen mayor tiempo sobre las abejas en comparación con los
ácaros adultos que han producido progenie (Fries, 1993a; Fries et al., 1994).
Fase reproductiva.
Esta fase comienza cuando una hembra adulta abandona el cuerpo de la abeja (fase forética) e
ingresa a las celdas de la cría cuando éstas alcanzan el último estadío larval; entre 15 a 20 horas
antes de la operculación de las celdas de obreras y 45 horas antes de la operculación de las
celdas de zánganos (Boot et al., 1994). Las varroas tienen preferencia por la cría de zángano
debido al mayor tamaño que presentan sus celdas y al periodo de operculación, pudiéndose
observar que más de una Varroa penetra en dichas celdas (Fries, 1993a; Martin, 1998).
Cuando el ácaro hembra penetra al interior de la celda, se ubica en la base de la misma inmersa
en el alimento larval. Una vez que la celda es operculada y el alimento es consumido por la larva,
el ácaro comienza a alimentarse de su hemolinfa (De Jong et al., 1982a).
Aproximadamente 60 horas después de la operculación de la celda, la Varroa pone un primer
huevo que da origen a un macho, y posteriormente con intervalos de 25-30 horas, la hembra pone
huevos que se desarrollarán en hembras (Fries, 1993a; Martin, 1997). El tiempo que tarda una
hembra del ácaro en alcanzar la etapa adulta es de 5.9 días mientras que el macho tarda 6.5 días
(Martin, 1997, 1998).
5
El proceso de fecundación y reproducción se lleva a cabo en el interior de la celda de cría
operculada y una Varroa puede llegar a producir en promedio 1.8 hembras viables en la cría de
obreras y 2.7 hembras viables en cría de zánganos (Martin, 1998), y las hembras pueden tener 1.5
a 2 ciclos reproductivos (Fries y Rosenkranz, 1996).
Factores de riesgo.
La diseminación de Varroa de una colmena a otra o entre apiarios, se propicia por medio de los
zánganos que entran libremente a las colmenas, al igual de las obreras que regresan del campo y
se equivocan de colmena, así como por el pillaje y la presencia de enjambres silvestres enfermos
(Guzmán-Novoa et al., 1996). El apicultor también puede esparcir la parasitosis al intercambiar
panales entre colmenas, al introducir enjambres de origen desconocido a una colmena, o al
cambiar reinas adquiridas de un criadero enfermo (Morse y Flottum, 1997).
La importación de abejas de un país a otro, ha favorecido la propagación de la enfermedad. Hasta
hace unos años países tales como: Australia, Nueva Zelanda no tenían el ácaro. La introducción
de la enfermedad en el Continente Americano fue por medio de reinas importadas del Japón a
Paraguay (Guzmán-Novoa et al., 1996).
Diagnóstico.
El diagnóstico se realiza por medio de la identificación macroscópica del parásito en la cría y
adultos de abejas obreras, ya que a diferencia de zánganos en las obreras es más probable
encontrarlas a lo largo del año. Con el propósito de conocer de manera cuantitativa la presencia
del ácaro es necesario determinar el nivel de infestación en las colonias.
Determinación del nivel de infestación en abejas adultas.
Para determinar el porcentaje de infestación en abejas adultas, se recolecta una abundante
muestra de abejas (300) obreras provenientes de los panales con cría, las cuales se colocan en un
recipiente con alcohol etílico al 75%, identificado éste con el número de la colmena. Las abejas
con todo y el alcohol se vacían en otro recipiente que contiene una malla de alambre con aberturas
de 2 a 3 mm, lo que permite el paso de los ácaros y del alcohol pero no de las abejas, y se agitan
durante 15 minutos, este procedimiento desprende los ácaros adheridos al cuerpo de las abejas y
su conteo se realiza una vez que el alcohol se vacía a un recipiente con una tela de color blanco
6
en su parte superior, la cual permitirá el paso del alcohol y retendrá a los ácaros. El porcentaje de
infestación se determina mediante el conteo total de varroas en la tela, dividido entre el número de
abejas que fueron analizadas y el resultado se multiplica por 100 (De Jong et al., 1982b).
Cabe mencionar que el alcohol puede ser substituido con agua jabonosa, sin embargo el alcohol
permite conservar la muestra.
Determinación del nivel de infestación en la cría de obreras.
Se colectan de cada colonia, porciones de panal (de 7 x 7 cm) conteniendo cría operculada en
diferentes fases de desarrollo. Las porciones de panal se colocan en bolsas de nylon las cuales
pueden ser conservadas en refrigeración a -4°C y etiquetadas con el número de la colonia (De
Jong et al., 1982b).
Posteriormente se desoperculan 100 celdas extrayendo la pupa y los ácaros presentes en su
interior, incluyendo todos los ácaros ya sean inmaduros (protoninfas o deutoninfas) o adultos.
El grado de infestación de la cría se determina de la misma manera que para las abejas adultas,
dividiendo el número de ácaros encontrados dentro de las celdas entre el número de celdas que
fueron analizadas y multiplicado el resultado por 100 (De Jong et al., 1982b).
LOQUE AMERICANA.
La loque americana es una enfermedad bacteriana ocasionada por el Paenibacillus larvae larvae
(Heyndrickx et al., 1996a,b) que se desarrolla y multiplica en las larvas y pupas de obreras,
zánganos y reinas (Hansen y Brodsgaard, 1999). La enfermedad fue descubierta por White
durante 1907 en los E.U.A. y es considerada como una de las enfermedades que más pérdidas
económicas ha causado a la apicultura mundial, dado que se estima que ocasiona pérdidas
anuales de 5 millones de dólares o más en los E.U.A. (Morse y Flottum, 1997).
Una característica importante de la enfermedad es que produce esporas por lo que se puede
mantener viable indefinidamente en fomítes del apicultor, por lo que es altamente contagiosa tanto
para colonias del mismo apiario como apiarios vecinos (Guzmán-Novoa Y Correa-Benítez 2012).
Prevalencia y distribución.
7
La loque americana es una enfermedad ampliamente difundida en todos los países productores de
miel (Matheson, 1993, 1996). Ha sido reportada en todos los continentes (Morse y Flottum, 1997),
pero parece no estar presente el sur del Sahara en África y al sur de la India (Hansen y
Brodsgaard, 1999). La bacteria causante de la loque americana está presente en México (OIE,
2008) y fue introducida con la importación de abejas reinas de los E.U.A. al estado de Puebla en
1932 (Molina et al., 1990).
Triada epidemiológica (agente, hospedero y ambiente).
El agente etiológico de la enfermedad loque americana es Paenibacillus larvae larvae
(Heyndrickx et al., 1996a,b), bacteria de tipo anaerobia facultativa (con un crecimiento pobre en
medios artificiales), Gram-positiva y reacción negativa a la catalasa. Mide de 3 a 5 micras de largo
por media micra de ancho y tiende a crecer agrupándose en cadenas (Molina, et al., 1990); por
otro lado Gordon et al. 1973 (citado por Hansen y Brodsgaard, 1999), menciona que la longitud de
las bacterias va de 2.5-5 micras y las esporas miden aproximadamente 1.3 x 0.6 micras.
Paenibacillus larvae se puede encontrar en dos estados vegetativos. La forma vegetativa, se
produce en las larvas de las abejas, y las esporas se forman fuera del cuerpo de las larvas. La
formación de esporas ocurre con la presencia de oxígeno, siendo las esporas altamente
resistentes a la desecación, a desinfectantes químicos y a las altas temperaturas (Guzmán-Novoa
Y Correa-Benítez 2012).
La forma vegetativa de la bacteria posee flagelos que le permiten moverse en el cuerpo infectado
de la larva, así también, producen exotoxinas que se cree que son las responsables de la muerte
de las crías afectadas (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012).
Los huéspedes de la bacteria son las larvas de la abeja melífera. Woodrow, 1941, (citado por
Morse y Flottum, 1997) encontró que las larvas son menos susceptibles a la enfermedad conforme
incrementan su edad; así que la bacteria es incapaz de infectar larvas con más de 53 horas
después haber eclosionado; este mismo autor menciona que una espora es suficiente para infectar
una larva de un día después de la eclosión.
Haseman, 1961 (citado por Morse y Flottum, 1997) mostró que las esporas después de 35 años
pueden sobrevivir y causar enfermedad si de alguna manera llegan a las larvas de una colonia.
Las esporas de Paenibacillus larvae larvae pueden sobrevivir en alimento larval, suelo y escamas
(larvas muertas deshidratadas) por muchos años.
P. l. larvae es muy resistente al calor (Hansen y Brodsgaard, 1999); el mismo investigador realizó
un experimento con panales de cera que presentaron signos clínicos de loque americana, éstos
8
fueron fundidos con vapor en una planta procesadora de cera, y observó una ligera contaminación
después de uno o seis tratamientos, así también mostró que las cámaras de cría contaminadas
con P. l. larvae, al ser flameadas con un soplete, siguen presentando esporas.
Cadena epidemiológica.
Las esporas de P. l. larvae pueden infectar las larvas de obreras, reinas, y zánganos. Las
larvas de 24 horas son las más susceptibles (Bailey y Ball, 1991; Hansen y Brodsgaard, 1999).
Las esporas germinan aproximadamente un día después de la ingestión; enseguida, la bacteria se
multiplica en el intestino medio y penetra en la cavidad del cuerpo a través de la pared del
intestino; finalmente la larva muere de una septicemia. Morse y Flottum, (1997) y Molina et al.
(1990) reportan que una larva recién eclosionada puede ser infectada con una sola espora, pero
luego de 2 días la susceptibilidad es prácticamente nula. La dosis media infectiva es de 8.5
esporas (OIE, 2008).
Como se mencionó en el párrafo anterior, las esporas germinan un día después de su
ingestión y la forma vegetativa de la bacteria se reproduce en el intestino, pasando posteriormente
a la hemolinfa, donde continúa su reproducción y se generan millones de esporas que inician la
liberación de exotoxinas matando a la larva pocos días después, generalmente cuando ésta ha
iniciado su etapa de pupa, aunque en algunos casos muere aun siendo larva; y a partir de su
muerte, la cría comienza a desecarse paulatinamente hasta que en aproximadamente 30 días sólo
queda la escama adherida a la pared inferior de la celdilla (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez
2012).
Durante la infección, P. l. larvae secreta una proteinasa con las características de un
inmuno inhibidor; esta proteinasa, la cual es liberada durante la esporulación de la bacteria,
permite inhibir la actividad de las apidaenzimas (Hansen y Brødsgaard, 1999). Las abejas adultas
son resistentes a la loque americana y cuando consumen alimento contaminado de esporas, éstas
permanecen en el tracto digestivo por más de dos meses y cuando estas abejas alimentan a las
larvas provocan que en ellas se desarrolle la enfermedad. Cuando la infección es severa, la
población de obreras de la colonia disminuye drásticamente, ya que las abejas que emergen son
escasas para mantener la colonia, pudiendo llegar a desaparecer (Hansen y Brodsgaard, 1999).
9
Factores de riesgo.
La enfermedad puede aparecer en cualquier época del año, pero es más frecuente durante
la época de lluvias (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012). Las esporas permanecen latentes en
los panales de las colonias que han sufrido la enfermedad, debido a que la escama, que deja el
cuerpo desecado la larva que ha muerto dentro de la celdilla, contiene una enorme cantidad de
esporas y es difícil de remover, lo que constituye un foco potencial de infección (Guzmán-Novoa y
Correa-Benítez 2012). Usualmente, las obreras de una colonia llenan estas celdillas con alimento
(miel y polen), por lo que la infección sobreviene cuando las abejas nodrizas proporcionan alimento
contaminado a las larvas.
El hombre favorece la transmisión de la infección al no desinfectar sus instrumentos de
trabajo luego de revisar una colonia enferma o a través del intercambio de panales entre las
colmenas. Otra forma de diseminación de la enfermedad, es por medio del pillaje de las abejas
que llevan la infección a una colonia sana, o bien, que llevan a su propia colmena la infección a
partir de una colonia enferma (Bailey y Ball, 1991).
Diagnóstico.
Semiología.
Los signos clínicos se presentan principalmente en las larvas que han muerto después de
ser operculadas, aunque también las celdas sin opercular pueden contener larvas muertas. Las
celdas afectadas tienen los opérculos hundidos y oscurecidos, de apariencia húmeda y con
perforaciones irregulares. Posteriormente, los restos larvales se secan dando lugar a la formación
de una escama que se adhiere firmemente al piso y fondo de las celdas. El olor de los panales es
fétido (Bailey y Ball, 1991; Shimanuki, 1990). El panal de cría no presenta un patrón uniforme
debido al desarrollo del comportamiento higiénico por las abejas adultas (Hansen y Brodsgaard,
1999).
Diagnóstico diferencial.
La loque americana puede ser confundida con la loque europea, para diferenciarlas es necesario
tomar en cuenta la edad de la cría afectada, en la loque americana generalmente será cría
operculada y en la europea cría sin opercular (Bailey y Ball, 1991).
10
Un diagnóstico confiable en el campo es la “prueba del palillo”, la cual consiste en introducir un
palillo delgado a una celda afectada y retirarlo suavemente; al retirarlo se forma una hebra viscosa
y gelatinosa que se estira por lo menos una pulgada (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012).
Diagnóstico de laboratorio.
Los métodos que comúnmente son usados en las rutinas de diagnóstico de larvas son:
inmunoflorescencia, inmunodifusión y la prueba de ELISA. Mientras que para el examen de abejas
adultas, es él medio de cultivo de Hornitzky Karlovskis para detectar las esporas que están dentro
del cuerpo de las abejas adultas (Hansen y Brodsgaard, 1999).
Además, se han desarrollado varios métodos para el aislamiento de esporas a partir de la
miel, entre ellos la siembra directa de la muestra de miel (Hansen, 1984), la concentración de
esporas por diálisis (Shimanuki y Knox, 1988) o centrifugación y posterior siembra del concentrado
de esporas en medios específicos y/o semiselectivos (Hornitzky y Clark, 1991; Schuch et al.,
2001). Asimismo, la inoculación directa de miel dentro de un cultivo de J-agar puede ser efectivo
(Antúnez et al., 2004).
Para la identificación de las diferentes cepas de P. l. larvae, la cromatografía de los ácidos
grasos de las células es un método muy usado, los ácidos grasos fueron caracterizados por
Kaneda usando cromatografía de gas-líquido (Hansen y Brodsgaard, 1999). Los análisis de ADN
también son usados para caracterizar las diversas cepas geográficas de P.l. larvae (Alippi y
Aguilar, 1998; Antúnez et al., 2004).
LOQUE EUROPEA.
Loque europea es una enfermedad de la cría causada por la bacteria Melissococcus plutonius
(Bailey y Ball, 1991). Se caracteriza por provocar un patrón de cría irregular y la larva tiene una
apariencia hinchada y torcida; además, el intestino llega a ser opaco presentando una coloración
cremosa o blanca (Thompson y Brown, 2001). La loque europea no es considerada una
enfermedad seria para la mayoría de los apicultores y aunque fue descrita antes que la loque
americana, todavía es poco conocida.
Prevalencia y distribución.
Es de carácter estacional y su seriedad varía según los casos, siendo particularmente
grave en colonias trashumantes, como por ejemplo las que se emplean para la polinización de
11
cultivos que presentan una alta susceptibilidad (Morse y Flottum, 1997). Los reportes de la
incidencia de la enfermedad han sido bajos, en Reino Unido se reportó que entre 1997-2000 se
presentaba en un 3.6% (Thompson y Brown, 2001). La loque europea se encuentra en todos los
continentes donde son criadas las abejas, sin embargo, no es considerada una enfermedad seria.
En los E.U.A., se considera enzootica para algunos Estados (Matheson, 1993).
Triada epidemiológica (agente, hospedero y ambiente).
Melissococcus plutonius es una bacteria Gram positiva, no esporulada y pleomórfica que se
observa bajo la forma de cocos lanceolados. Su tamaño oscila entre 0,5-0,7 X 1 μm. La presencia
de M. plutonius se asocia a la de otras bacterias, como; Paenibacillus alvei, Achromobacter
eurydice, Brevibacillus laterosporus, Paenibacillus apiarius y Streptococcus faecalis, las cuales no
causan la loque europea pero tienen influencia sobre el olor y la consistencia de la cría muerta.
Dentro de la variada microbiota presente en las larvas afectadas por loque europea, se encuentran
distintas especies bacterianas (Alippi, 1991).
El patógeno se localiza en larvas de abejas melíferas (Apis mellifera) de dos a tres días de edad,
entre la membrana peritrófica y el alimento del intestino medio y puede sobrevivir a través del
invierno en las paredes de la celda, heces o escombros de cera en la colmena (Morse y Flottum,
1997).
La loque europea afecta solamente a las larvas jóvenes (menores a 48 horas de edad), su
presentación coincide con el comienzo del flujo de néctar cuando las colonias aumentan su
población principalmente a mediados o finales de primavera (mayo y junio, en áreas templadas).
La loque europea es también encontrada en algunas colonias durante el otoño, pero está más
diseminada en primavera, sin embargo, la enfermedad puede tener un patrón establecido, aunque
la presencia de M. plutonius no necesariamente se asocia con los signos clínicos (Thompson y
Brown, 2001).
Cadena epidemiológica.
La enfermedad de la loque europea es transmitida dentro de una colonia por abejas nodrizas que
proporcionan alimento contaminado con la bacteria, por lo cual, la transmisión principal es de
manera horizontal, principalmente entre individuos de la misma generación. Una vez que la larva
es infectada, M. plutonius se establece y multiplica en el intestino durante el tiempo de vida larval
(5 días); el área en el intestino que debería de ser ocupado por la masa alimenticia es ocupada por
la bacteria, la cual destruye la membrana peritrófica y a medida que la enfermedad progresa,
12
invade el epitelio intestinal. La larva por lo tanto, compite por el alimento con la rápida
multiplicación bacteriana, creando una demanda anormal de alimento larval (Shimanuki, 1990).
Las abejas nodrizas sacan las larvas que requieren más alimento de lo usual. Si la
población de nodrizas es suficiente o si hay tiempo para sacar la larva infectada, la mayoría de las
colonias pueden mantenerse a pesar de la infección (Shimanuki, 1990; Bailey y Ball, 1991).
Factores de riesgo.
La enfermedad puede ser transmitida por el hombre de colonias a colonia por medio del
intercambio de panales y el uso de equipo contaminado, y de área a área cuando las colonias son
transportadas (Stanley, 2000).
Diagnóstico.
Semiología.
La larva afectada por la loque europea usualmente muere cuando aún no ha sido operculada, la
larva se torna de color café amarillento y durante este tiempo el sistema traqueal llega a ser visible,
lo cual no ocurre en las larvas sanas de color blanco perlado. Algunas veces la larva enferma
aparentemente muere en el estado vertical, pero en otras fases aparece colapsada y torcida o
“derretida” en la celda. Las larvas se secan dando lugar a escamas gomosas e irregulares que no
se adhieren a las celdas. El aspecto de los panales con cría es irregular conocida como “cría
salteada” (Alippi y Albo, 1998; Thompson y Brown, 2001).
Diagnóstico diferencial.
El diagnóstico diferencial se realiza principalmente con loque americana, sin embargo la
loque europea generalmente se presenta en celdas desoperculadas. Las larvas que están sanas
tienen posición convexa mientras la cría enferma está cóncava y algunas veces pinchada. El olor
de la larva con loque europea puede variar con la presencia de saprófitos pero típicamente es
descrito como agrio. Después de algún tiempo la larva se seca y forma escamas que sobresalen
en la celda, las escamas son elásticas y fácilmente removibles, en cambio las de la loque
americana son quebradizas y difíciles de remover (Bailey y Ball, 1991; Alippi y Albo, 1998).
13
Diagnóstico de laboratorio.
Para el aislamiento de la bacteria se requiere de un ambiente anaerobico conteniendo dióxido de
carbono (más de 5% por volumen), glucosa o fructosa (1% por peso) y una fuente de componentes
orgánicos de nitrógeno y otros factores. Crece con un pH de 6.5 y una concentración de 1.0-M de
fosfato o potasio. Las prueba de ELISA, gota colgante, tinción con nigrosina y PCR son las
pruebas más eficientes para la identificación de M. plutonius (Bailey, 1985; Alegría et al., 1986;
Alippi, 1991).
CRÍA CALCÁREA.
La cría calcárea es una enfermedad de origen fungal que afecta a larvas de abejas
melíferas, solitarias y silvestres (Morse y Flottum, 1997), también es conocida con los nombres de
ascosferosis, cría de cal, cría calcificada, cría de yeso y cría de gis (Guzmán-Novoa y Correa-
Benítez 2012).
La cría calcárea es considerada por algunos autores de relativa importancia económica ya que
consideran que, con un manejo adecuado de las colonias se puede disminuir su aparición en los
apiarios. Sin embargo, en lugares enzoóticos se puede llegar a observar una reducción de 5 al
49% en la cosecha de miel y en la capacidad de forrajeo según el grado de infección (Gilliam y
Vandenberg, 1997).
Prevalencia y distribución.
Una vez que la colonia es infectada las esporas pueden mantenerse viables en el panal y
germinan cuando las condiciones son favorables para su desarrollo.
Aun cuando la habilidad de la enfermedad para dispersarce es baja, las esporas son capaces de
mantenerse viables por largo periodo de tiempo en los panales y germinan cuando las condiciones
son favorables para su desarrollo. Se presenta una mayor prevalencia de la enfermedad durante la
primavera, cuando existen condiciones de humedad, frio y mala ventilación (Gilliam et al., 1988;
Puerta et al., 1994). La enfermedad se ha reportado en todos los países Europeos incluyendo las
Islas Británicas, Nueva Zelanda, Japón, Argentina, Asia, Australia, Canadá, Estados Unidos y
México (Wilson et al., 1984; Heath, 1985; Matheson, 1993; Morse y Flottum, 1997).
14
Triada epidemiológica (agente, hospedero y ambiente).
La cría de cal es una enfermedad fungal causada por Ascosphaera apis perteneciente a la
familia de los Ascosphaerales de la serie Plectomycetos de la clase Ascomycetos. Es un
organismo heterotálico que esporula sólo cuando los micelios de sexo opuesto entran en contacto
(Gilliam y Vandenberg, 1997). Existen 20 especies de Ascophaera apis asociadas con 50 especies
de abejas (Morse y Flottum, 1997).
Los micelios o hifas son la forma de crecimiento del hongo y son de color blanco mientras
que las esporas son de color oscuro. Existen dos variedades que no pueden aparearse entre sí, la
llamada variedad mayor, cuyas esporas miden de 3 a 4 micras de diámetro, y la variedad menor,
cuyas esporas miden de 1 a 2 micras de diámetro (Bailey y Ball, 1991).
Las esporas se agrupan formando pelotas de esporas que miden de 9 a 19 micras de
diámetro y estas pelotas a su vez están encerrados en un quiste que tiene un diámetro entre 47 y
140 micras, siendo la variedad menor la más común (Bailey y Ball, 1991; Morse y Flottum, 1997).
La enfermedad se presenta con mayor intensidad en primavera debido a que las colonias
en esa época del año tienen un rápido crecimiento y la cantidad de cría es mayor.
En abejas como la Megachile centuncularis, M. rotundata y en Osmia rufa, se ha identificado A.
osmophila, existiendo, además, otras especies de Ascosphaera relacionadas con alrededor de 50
especies de abejas incluyendo a Apis mellifera (Morse y Flottum, 1997).
Cadena epidemiológica.
Las larvas presentan mayor susceptibilidad a la enfermedad entre los tres y cuatro días de
edad próximas a ser operculadas (Puerta et al., 1994; Gilliam y Vandenberg, 1997). La
enfermedad no se presenta en larvas de mayor edad ya que a partir del momento de la
operculación comienza un proceso de evacuación del contenido intestinal lo cual permite eliminar a
las esporas (Flores et al., 1995).
Los micelios o hifas son la forma de crecimiento del hongo siendo de color blanco, mientras
que las esporas son de color oscuro. Las abejas forrajeras adquieren el alimento contaminado y
posteriormente es almacenado, dando lugar a que las abejas nodrizas proporcionen este alimento
a las larvas, las cuales adquieren la enfermedad. Una vez muerta la larva, es retirada de la celda
quedando la abeja limpiadora infectada con esporas (Koening et al., 1987; Morse y Flottum, 1997).
Las esporas permanecen en el panal pudiendo infectar a otras larvas alojadas en la misma celda
(Molina et al., 1990; Bailey y Ball, 1991). Una vez ingeridas las esporas, éstas germinan en la parte
15
final del intestino y cuando la celda es operculada el micelio se desarrolla rápidamente con la
influencia del bióxido de carbono proveniente de la larva. A pesar de que A. apis no es un
patógeno invasivo, mata a su huésped por competencia directa de los alimentos (Puerta et al.,
1988).
Para que se desarrolle la enfermedad, el hongo debe proliferar desde el tubo digestivo de la
larva, ya que cuando el micelio se desarrolla en su superficie, la momificación no se produce, por
lo que la infección sólo se produce por ingestión de esporas y no por ingestión de micelios (Puerta
et al., 1992). Una vez que la espora germina en el interior del tubo digestivo, el micelio se extiende
hacia la superficie de la larva, invadiendo todos sus tejidos y finalmente el hongo irrumpe a través
de la cutícula larval. La cría muere en una celda abierta o recién operculada y es cubierta con los
micelios dando un aspecto de momia blanca y posteriormente la larva muerta se seca y adquiere
una consistencia dura (Gilliam y Vandenberg, 1997) y después se registra la formación de los
ascocistos pigmentados en la superficie de la momia que le dan un aspecto negruzco (momias
negras; Puerta et al., 1992; Aronstein y Murray, 2010).
La cría puede morir en una celda abierta o recién operculada y las esporas se pueden
adherir a la larva cuando están presentes en la celda, penetrando la cutícula de la larva gracias a
que el micelio produce una enzima llamada N-acetil B glucosaminidasa que le permite introducirse
al interior de la larva. Existen contradicciones con este tipo de infección ya que algunos autores
mencionan que no es posible y solo apoyan la ocasionada por la ingestión de las esporas (Morse y
Flottum, 1997).
Factores de riesgo.
Las esporas pueden mantenerse viables en el panal por largo tiempo (15 años a una
temperatura de 27°C) y germinar cuando las condiciones sean favorables para su desarrollo
(Gilliam y Vandenberg, 1997).
La cría calcárea en A. mellifera es considerada una enfermedad factorial, cuyo desarrollo
requiere además del agente o agentes causales, la presencia de factores capaces de debilitar la
resistencia de la larva y de facilitar la infección (Puerta et al., 1988).
Un factor que es considerado como desencadenante de la enfermedad es el enfriamiento
de la cría durante un periodo concreto (horas antes o después de la operculación; Puerta et al.,
1994), considerándose como enfriamiento cuando la temperatura de la colmena baja de 35°C a
30°C (Gilliam y Vandenberg, 1997).
16
El enfriamiento del área del nido puede ser provocada principalmente por la mala
organización de los panales por parte del apicultor, por una estimulación súbita y abundante de la
postura de la reina, ya sea natural o artificialmente, provocando una desproporción entre la cría y
las obreras dando como consecuencia la posibilidad de que parte de ésta cría se enfríe (Flores et
al., 1995). Estas circunstancias pueden presentarse en épocas con descensos bruscos de
temperatura, durante el día o la noche y de un día a otro (Flores et al., 1995). Además, el colocar
panales con miel entre el nido de cría, reduce la alimentación larval e incrementa el estrés en la
colonia, favoreciendo el desarrollo del hongo (Befus-Nogel et al., 1992).
Puerta et al. (1988) reportaron que el estrés por escasez de alimento o cuando la calidad y
cantidad del polen son deficientes puede ser un factor predisponente a la cría calcárea, opinión
contraria a la de Flores et al. (1995),
Diagnóstico.
Semiología.
El diagnóstico de la enfermedad se realiza con base en el cuadro clínico, el cual consiste
en observar directamente al panal donde se ven las crías momificadas de color blanco o negro ya
sea abiertas u operculadas teniendo un aspecto de porciones de yeso o gis; además, al sacudir el
panal se puede escuchar el sonido característico, también se pueden observar las momias fuera
de la colmena, en el suelo cerca de la piquera o en el piso de la colmena, ya que las abejas que
desarrollan el comportamiento higiénico se encargan de remover las larvas afectadas (Bailey y
Ball, 1991; Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012).
Diagnóstico Diferencial.
El diagnóstico diferencial se hace con la enfermedad fungal llamada cría de piedra; la
diferencia entre las dos enfermedades consiste en que en la cría de piedra las momias son de
color oscuro y con la consistencia dura, además, al agitar el panal no se produce ningún sonido ya
que estas están adheridas al fondo de la celda, por lo que las abejas obreras no logran desprender
exitosamente las momias, extrayéndolas en segmentos (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012).
17
Diagnóstico de laboratorio:
La identificación del hongo se realiza por medio de un macerado de momias negras y se
observa al microscopio a no más de 40x. En caso de no contar con crías negras momificadas, a
partir de las momias blancas se puede cultivar el hongo en agar-papa-dextrosa fortificado con 4 g
de extracto de levadura (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012).
NOSEMIOSIS.
A esta enfermedad también se le conoce con los nombres de Nosema, nosemosis,
nosematosis, enfermedad de la desaparición espontánea. Es una parasitosis del tracto digestivo
de las abejas adultas causada por el microsporidio Nosema spp, que se caracteriza por provocar
diarrea, perdida de la capacidad de volar y muerte de las abejas.
Prevalencia y distribución.
La enfermedad se encuentra diseminada en todo el mundo (Matheson, 1996). Por lo
general se encuentra latente durante todo el año dentro de las colmenas y aparece después de
largos periodos de encierro de las abejas o cuando hay un mayor hacinamiento a causa de lluvias,
fríos o vientos (Ritter, 2001).
Triada epidemiológica (agente, hospedero y ambiente).
Durante muchos años se consideró que la nosemiosis de la abeja melífera era
exclusivamente causada por la especie Nosema apis, sin embargo, estudios recientes revelaron
que Nosema ceranae, una especie que se encontraba sólo en la abeja asiática Apis ceranae,
ahora también afectaba a la abeja Apis mellifera (Williams et al., 2008; Chen et al., 2008, 2009).
Debido a que Nosema ceranae es un agente relativamente nuevo para Apis mellifera, existe poca
información epidemiológica sobre esta especie (Higes et al., 2008b).
Se sabe que Nosema ceranae es más patógena o virulenta que N. apis, y sus esporas son
más pequeñas (N. ceranae = 4.4 y N. apis = 5-6 μm de longitud Ritter, 2001) y menos durables
que las de Nosema apis. Además, la proporción de infecciones por N. ceranae, es más alta en
climas cálidos que en regiones templadas, mientras que N. apis, prevalece más en climas fríos
(Fries, 2010; Chen y Huang, 2010).
18
Las abejas (Apis mellifera) de mayor edad, de aproximadamente 15 días de vida, son las que
resultan más afectadas (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012). Además, los apiarios ubicados
en lugares húmedos, fríos o con mucha sombra suelen tener niveles de infección más altos que
aquellos situados en lugares secos y soleados.
Cadena epidemiológica.
El mecanismo de transmisión de Nosema spp es por medio de la ingestión de agua o
alimentos contaminados con esporas y su localización es en las células epiteliales del ventrículo o
intestino medio (Chen et al., 2009). Las esporas son el estadio inicial y final del ciclo y sirven para
su diseminación (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012). Las obreras jóvenes adquieren la
enfermedad (esporas) cuando realizan sus actividades de limpieza en los panales, mientras que
las reinas se infectan a través de la jalea real proporcionada por las abejas nodrizas enfermas y los
zánganos se contagian cuando reciben alimento de las obreras (Calderón y Ortis, 2000).
Luego de la ingestión de las esporas, éstas llegan al ventrículo de la abeja donde las
condiciones físicas y químicas del intestino aumentan la presión osmótica en el interior de la
espora, lo que facilita la apertura del micrópilo permitiendo la salida del filamento polar que se fija a
la pared de una célula epitelial del intestino (ventrículo o estómago).
El filamento polar es un tubo con luz que penetra la membrana de la célula huésped e
inyecta al esporoplasma multiplicándose en el citoplasma. El ciclo intracelular tiene dos fases, la
proliferativa o merogonia y la esporogonia que termina con la formación de esporas. Las etapas de
desarrollo de Nosema que se llevan a cabo en el interior de la célula son; plamonte, meronte (que
realiza varias divisiones), esporoblasto y espora (Molina et al., 1990; Chen et al., 2008, 2009;
Gisder et al., 2010). La generación de nuevas esporas de Nosema apis a partir de la infección se
lleva a cabo en 36 h (Fries et al., 1992; Fries, 1993b), mientras que en Nosema ceranae esto
ocurre en 96 h (Gisder et al., 2010).
La célula epitelial es destruida y las esporas son liberadas al lumen del tracto digestivo
donde pasan el recto y son exteriorizadas por medio de las heces, o bien puede ocurrir una
germinación intracelular de las esporas, afectando así a nuevas células epiteliales adyacentes, por
lo que las esporas pueden no salir de la abeja cuando defeque (Fries et al., 1992; Gisder et al.,
2010). Se han observado de 30 a 50 millones de esporas en el intestino medio de la abeja en dos
semanas después de la infección (Chen et al., 2009).
19
Finalmente, otras obreras adquieren la enfermedad (esporas) cuando realizan sus
actividades de limpieza en los panales o mientras se lleva a cabo la trofolaxis entre abejas, reina y
zánganos (Chen et al., 2009).
El ciclo de vida, de N. ceranae y N. apis es descrito igual en ambas especies (Higes et al.,
2007; Chen et al., 2009). Sin embargo, Chen et al., (2009), encontraron que Nosema ceranae no
sólo se encuentra en el intestino medio de la abeja, sino que también en tejidos de las glándulas
hipofaríngeas, glándulas salivales, tubos de malpighi y en grasa corporal, por lo que es posible que
el ciclo evolutivo de esta especie muestre algunas diferencias con Nosema apis, respecto a su
localización.
Factores de riesgo.
Existen diversos factores que contribuyen a la presencia de la nosemosis, tales como el
genotipo las abejas. Se ha reportado que las abejas africanas y/o africanizadas son más
resistentes a enfermedades (Moretto et al., 1991; Page y Guzmán-Novoa, 1997; Rosenkranz,
1999; Fries y Raina, 2003), además, el propio apicultor contribuye a la transmisión al manipular de
manera constante e inadecuada a las colonias, lo que puede elevar los niveles de estrés y por lo
tanto la susceptibilidad de las abejas (Bailey y Ball, 1991). Además, cuando el apicultor aplasta a
las abejas al momento de cerrar las colmenas o a través del empleo de equipo contaminado y el
intercambio de panales de una colonia enferma a una colonia sana, se favorece la dispersión de
esporas (Molina et al., 1990). Asimismo, se ha comprobado que las esporas de N. apis pueden ser
transmitidas a través de la cera, el polen, la jalea real, el agua contaminada almacenada en
bebederos y por la introducción de reinas procedentes de criaderos contaminados (Guzmán-Novoa
y Correa-Benítez 2012; Bailey y Ball, 1991; Ritter, 2001).
El confinamiento provocado por frio, lluvias o movilización es uno de los principales factores
que favorecen al desarrollo de Nosema spp (Bailey y Ball, 1991; Fries, 1993b; Ritter, 2001); entre
más largo sea el periodo de confinamiento mayor será la probabilidad de que la enfermedad se
presente, lo anterior debido al estrecho contacto entre las abejas (Fries, 1997). Todos los factores
que fomenten la retención de heces y eviten la defecación al aire libre, favorecen la diseminación
de esporas dentro de la colmena; esto se debe a que las esporas se difunden con la materia fecal
de las abejas adultas y son ingeridas por las abejas jóvenes cuando limpian los panales
contaminados (Bailey y Ball, 1991; Fries, 1993b; Ritter, 2001).
20
Diagnóstico.
Semiología.
En la mayoría de los casos no se manifiesta clínicamente, ya que se encuentra en estado de
latencia. Sin embargo, cuando se presentan algunos signos, el problema es agudo. Los signos son
similares a los de acariosis, se observan abejas que no pueden volar, con el abdomen hinchado,
abejas muertas o moribundas frente a la colmena y algunas veces se ven trepando en las hojas
del pasto u otras hierbas, además, se observan heces dentro o fuera de la colmena. La cantidad
de jalea real en las celdas disminuye, las reinas enfermas reducen su postura y son reemplazadas
por las abejas, y se puede presentar la pérdida de la colonia (Molina et al., 1990; Bailey y Ball,
1991).
Diagnóstico diferencial.
Los signos clínicos de la nosemosis pueden confundirse con los que se presentan en los
casos de acariosis, amebiasis, parálisis, hambre, envenenamiento por insecticidas o por consumo
de alimentos fermentados en exceso o bien, cambios bruscos de temperatura, por lo que el
diagnóstico de laboratorio es indispensable (Guzmán-Novoa y Correa-Benítez 2012).
Diagnóstico de laboratorio.
El diagnóstico más seguro en el caso de sospecha de nosemiosis se obtiene con un
análisis de laboratorio. Para ello se macera en un mortero el abdomen de 20 o 30 abejas adultas,
agregando un ml de agua destilada por cada abdomen, se coloca una gota del macerado sobre un
porta objetos y se coloca encima un cubreobjetos. Al observarse al microscopio a 400 aumentos
se presentan claramente las esporas de Nosema con forma ovoide, aunque algo alargadas, claras
e incoloras pero con el perímetro refringente. De acuerdo al número de esporas presentes, se
puede hablar de una infestación débil o fuerte (Cantwell, 1970; Fries, 1988). Asimismo, el
diagnóstico puede ser realizado por medio de la identificación del ADN por la técnica PCR, sobre
todo si se desea conocer qué especie de Nosema causa la enfermedad (Hamiduzaman et al.,
2010).
21
REFERENCIAS.
Alegría MD, Zozaya JA, Sosa-Iglesias E, Morales-Carranza A. (1986) Aislamiento de
Melissococcus pluton, de larvas de Apis mellifera. Memorias del Congreso Nacional
de microbiología, Puebla, México.
Alippi AM, Albo GN. (1998) Enfermedades bacterianas de la etapa larval. Parte I. Gestión
Apícola. 2:7: 6-9; Parte II. Gestión Apícola. 2:8:43-48; Parte III. Gestión Apícola.
2:9:40-47.
Alippi AM. (1991) A comparison of laboratory techniques for the detection of significant
bacteria of the honey bee, Apis mellifera, In Argentina. Journal of Apicultural
Research. 30:75-80.
Alippi MA, Aguilar MO. (1998) Characterization of Isolates of Paenibacillus larvae subsp.
larvae from diverse geographical origin by the polymerase chain reaction and BOX
primers. Journal of Invertebrate Pathology. 72:21-27.
Anderson DL, Trueman JWH. (2000) Varroa jacobsoni (Acari: Varroidae) is more than one
species. Experimental and Applied Acarology. 24:165-189.
Antúnez K, D´Alesandro B, Piccini C, Zunino P. (2004) Paenibacillus larvae larvae spores
in honey samples from Uruguay: a nationwide survey. Journal of Invertebrate
Pathology. 86:56-58.
Antúnez K, D’Alessandro B, Corbella E, Ramallo G, Zunino P. (2006) Honeybee viruses in
Uruguay. Journal of Invertebrate Pathology. 93:67-70.
Arechavaleta-Velasco ME, Guzmán-Novoa E. (2000) Producción de miel en colonias de
abejas (Apis mellifera L.) tratadas y no tratadas con fluvalinato contra Varroa
jacobsoni Oudemans en Valle de Bravo, Estado de México. Veterinaria México.
31:381-384.
Aronstein KA, Murray KD. (2010) Chalkbrood disease in honey bees. Journal of
Invertebrate Pathology. 103:S20-S29.
Bailey L, Ball BV. (1991) Honey Bee Pathology. Segunda Edición. Academic Press,
London.
Bailey L. (1985) Melissococcus pluton and European foulbrood. Bee World. 66:4:134-136.
22
Befus-Nogel J, Nelson DL, Lefkovitch LP. (1992) Observation on the effect of management
procedures on chalkbrood levels in honey bee (Apis mellifera L. Hymenoptera:
Apidae) colonies. Bee Sience. 2:1:20-24.
Boecking O, Ritter W. (1994) Current status of behavioral tolerance of the honey bee Apis
mellifera to the mite Varroa jacobsoni. American Bee Journal. 134:10:689-694.
Boecking O, Spivak M. (1999) Behavioral defenses of honey bees against Varroa
jacobsoni Oud. Apidologie. 30:141-158.
Boot JW, Beetsma J, Calis NMC. (1994) Behaviour of Varroa mites invading honey bee
brood cells. Experimental and Applied Acarology. 18:371-379.
Bowen-Walker PL, Gunn A. (2001) The effect of the ectoparasitic mite, Varroa destructor
on adult worker honeybee (Apis mellifera) emergence weights, water, protein,
carbohydrate, and lipid levels. Entomologia experimentalis et applicata. 101:207-217
Bowen-Walker PL, Martin SJ, Gunn A. (1999) The transmission of Deformed Wing Virus
between Honeybees (Apis mellifera L.) by the Ectoparasitic Mite Varroa jacobsoni
Oud. Journal of Invertebrate Pathology. 73:101-106.
Cajero AS. (1995) Logros y acciones del Programa Nacional Para el Control de la Abeja
Africana. Memorias del IX Seminario Americano de Apicultura; agosto 24-26
Colima, México. Secretaría de Agricultura y Desarrollo Rural. Pág. 5-7.
Calderón FR, Ortis MA. (2000) Enfermedades de las abejas melíferas. Notas Apícolas
Costarricences. 6. Pág.16
Cantwell, GE. (1970) Standard methods for counting Nosema spores. American Bee
Journal. 110:6: 222-223.
Chen YP, Evans DJ, Smith BI, Pettis SJ. (2008) Nosema ceranae is a long-present and
wide-spread microsporidian infection of the European honey bee (Apis mellifera) in
the United States. Journal of Invertebrate Pathology. 97:186-188.
Chen YP, Evans JD, Murphy C, Gutell R, Zuker M, Gundensen-Rindal D, Pettis JS. (2009)
Morphological, molecular, and phylogenetic characterization of Nosema ceranae, a
microsporidian parasite isolated from the European honey bee, Apis mellifera.
Journal of Eukaryotic Microbiology. 56:2:142-147.
Chen YP, Huang ZY. (2010) Nosema ceranae, a newly identified pathogen of Apis
mellifera in the USA and Asia. Apidologie. 41:364-374.
23
Chen YP, Pettis JS, Evans JD, Kramer M, Feldlaufer MF. (2004) Transmission of Kashimir
bee virus by the ectoparasitic mite Varroa destructor. Apidologie. 35:441-448.
Chihu AD, Rojas ALM, Rodríguez DS. (1992) Presencia en Veracruz México del ácaro
Varroa jacobsoni, causante de la varrooasis de la abeja melífera (Apis mellifera L.).
Técnica Pecuaria México. 30:2:132-135.
Cobey S. (2001) The Varroa species complex: Identifying Varroa destructor and news
strategies of control. American Bee Journal. 141:3:194-196.
De Jong D, Goncalves LS. (1998) The africanized bees of Brazil have become tolerant to
Varroa. Apiacta. 33:65-70.
De Jong D, Morse RA, Eickwort GC. (1982a) Mite pest of honey bees. Annual Review of
Entomology. 27: 229-252.
De Jong D, Roma DA, Goncalves LS. (1982b) A comparative analysis of shaking solutions
for the detection of Varroa jacobsoni on adult honeybees. Apidologie. 13:297-306.
Fries I, Camazine S, Sneyd J. (1994) Population dynamics of Varroa jacobsoni: A model
and a review. Bee World. 75:5-28
Fries I, Granados RR, Morse RA. (1992) Intracellular germination of spores of Nosema
apis Z. Apidologie. 23: 61-70
Fries I, Raina S. (2003) American foulbrood and African honey bees (Hymenoptera:
Apidae). Journal of Economic Entomology. 96:6:1641-1646.
Fries I, Rosenkranz P. (1996) Number of reproductive cycles of Varroa jacobsoni in honey-
bee (Apis mellifera) colonies. Experimental and Applied Acarology. 20:103-112.
Fries I. (1988) Infectivity and multiplication of Nosema apis Z. in the ventriculus of the
honey bee. Apidologie. 19:3:319-328.
Fries I. (1993a) Varroa biology a Brief Review. Living with Varroa. International Bee
Research Association. Symposium London 21 November. Pág. 3-7.
Fries I. (1993b) Nosema apis a parasite in the honey bee colony. Bee World. 74:1: 5-19.
Fries I. (2010) Nosema ceranae in European honey bees (Apis mellifera). Journal of
Invertebrate Pathology. 103:S73-S79
Gilliam M, Taber S, Lorenz BJ, Prest DB. (1988) Factors affecting development of
chalkbrood disease in colonies of honey bees, Apis mellifera, fed pollen
24
contaminated with Ascosphaera apis. Journal of Invertebrate Pathology. 52:314-
325.
Gilliam M, Vandenberg JD. (1997) Fungi. En: R.A. Morse; K. Flottum. Honey bee pest
predators and diseases. 3a Ed. A. I. Root Company Medina Ohio U.S.A. Pág. 82-99.
Gisder S, Möckel N, Linde A, Genersch E. (2010) A cell culture model for Nosema ceranae
and Nosema apis allows new insights into the life cycle of these important honey
bee-pathogenic microsporidia. Environmental Microbiology. DOI:10.1111/j.1462-
2920.2010.02346.x
Guzmán-Novoa E, Correa-Benítez A. (2012) Patología, Diagnóstico y Control de las
Principales Enfermedades y Plagas de las Abejas Melíferas. O.I.R.S.A. Imagen
Editorial Yire, Mexico D.F.
Guzmán-Novoa E, Sánchez A, Page RE, García T. (1996) Susceptibility of European and
Africanized honeybees (Apis mellifera L) and their hybrids to Varroa jacobsoni Oud.
Apidologie. 27:93-103.
Hamiduzzaman MM, Guzman-Novoa E, Goodwin PG. (2010) A simple multiplex PCR
assay to diagnose and quantify Nosema infections in honey bees (Apis mellifera).
Journal of Invertebrate Pathology. 105:151-155. DOI: 10.1016/j.jip.2010.06.001.
Hansen H, Brødsgaard C. (1999) American Foulbrood: A Review of its biology, diagnosis
and control. Bee World.80:5-23.
Hansen H. (1984) Methods for determining the presence of the foulbrood bacterium
Bacillus larvae in honey. Tidsskrift for Planteavl. 88: 325-328.
Harbo JR, Hoopingarner RA. (1997) Honey bees (Hymenoptera: Apidae) in the United
States that express resistance to Varroa jacobsoni (Mesostigmata:Varroidae).
Journal of Economical Entomology. 90:4:893-898.
Heath FLA. (1985) Occurrence and distribution of chalk brood diseases of honeybees. Bee
World. 66:1:9-15.
Heyndrickx M, Vandemeulebroecke K, Scheldeman P, Kersters K, De Vos POS. (1996a) A
Polyphasic Reassessment of the Genus Paenibacillus, Reclassification of Bacillus
lautus (Nakamura 1984) as Paenibacillus lautus comb. nov. and of Bacillus peoriae
(Montefusco et al. 1993) as Paenibacillus peoriae comb. nov., and Emended
25
Descriptions of P. lautus and of P. peoriae. International Journal of Systematic
Bacteriology. 46:4:988-1003.
Heyndrickx MK, Vandemeulebroecke B, Hoste P, Janssen K, Kersters P, De Vos NA,
Logan N, Ali, Berkeley. (1996b) Reclassification of Paenibacillus (formerly Bacillus)
pulvifaciens (Nakamura 1984) Ash et al. 1994, a later subjective synonym of
Paenibacillus (formerly Bacillus) larvae (White 1906) Ash et al. 1994, as a
subspecies of P. larvae, with emended descriptions of P. larvae as P. larvae subsp.
larvae and P. larvae subsp. pulvifrrciens. International Journal of Systematic
Bacteriology. 46:270-279.
Higes M, García-Palencia P, Martin-Hernández R, Meana, A. (2007) Experimental infection
of Apis mellifera honeybees with Nosema ceranae (Microsporidia). Journal of
Invertebrate Pathology. 94:211–217.
Higes M, Martín-Hernández R, Botías C, Bailón EG, González-Porto AV, Barrios L, Del
Nozal MJ, Bernal JL, Jiménez JJ, Palencia PG, Meana A. (2008b) How natural
infection by Nosema ceranae causes honey bee colony collapse, Environmental
Microbiology. 10:2659-2669.
Hornitzky M, Clark S. (1991) Culture of Bacillus larvae from bulk honey samples for the
detection of American Foulbrood. Journal of Apicultural Research. 30:13-16.
Kanbar G, Engels W, Nicholson GJ, Hertle R, Winkelmann G. (2004) Tyramine functions
as a toxin in honey bee larvae during Varroa-transmittes infection by Melissococcus
pluton. FEMS Microbiology Letters. 234:149-154.
Koening JP, Mallory BG, Erickson EHjr. (1987). Isolation of the chalkbrood phatogen,
Ascosphaera apis, from honey bee (Apis mellifera) surfaces, pollen loads, and a
water source. American bee Journal. 127:8:581-583.
Martin SJ. (1997) Life and death of Varroa. Varroa Ficht the Mite. Edited by Pamela Munn
and Richard Jones. International Bee Research Association. Pág. 3-10.
Martin SJ. (1998) A population model for the ectoparasitic mite Varroa jacobsoni in honey
bee (Apis mellifera) colonies. Ecological modelling. 109:267-281.
Martin SJ. (2001) The role of Varroa and viral pathogens in the collapse of honeybee
colonies: a modelling approach. Journal of Applied Ecology. 38:1082-1093.
Matheson A. (1993) World bee health report. Bee World. 74:4:176-212.
26
Matheson A. (1996) World bee health update. Bee World. 77:45-51.
Medina ML, Vicario ME. (1999) The presence of Varroa jacobsoni mite and Ascosphera
apis fungi in collapsing and normal honey bee (Apis mellifera L.) colonies in
Yucatan, Mexico. American Bee Journal. 139:10:794-796.
Molina PA, Guzmán-Novoa E, Message D, De Jong D, Pesante AD, Mantilla CC, Zozaya
RA, Jaycox ER, Alvarado VF, Handal CS, Meneses G. (1990) Manual de
enfermedades y plagas de la abeja melífera occidental. Publicado por el organismo
internacional regional de sanidad agropecuaria. El Salvador.
Moretto G, Gonçalves LS, De Jong D, Bichuette MZ. (1991) The effects of climate and bee
race on Varroa jacobsoni Oud infestations in Brazil. Apidologie. 22-197-203.
Morse AM, Flottum K. (1997). Honey bee pests, predators, diseases. 3ª edición. The A.
I. Root Company. Medina, Ohio, USA. Pág. 718.
Murilhas AM. (2002) Varroa destructor infestation impact on Apis mellifera carnica capped
worker brood production, bee population and honey storage in a Mediterranean
climate. Apidologie. 33:271-281.
OIE. (2008) Organización Internacional de Salud Animal. Código sanitario para los
animales terrestres. http://www.oie.int/es/normas-internacionales/codigo-
terrestre/acceso-en-linea/.
Page RE, Guzmán-Novoa E. (1997) The Genetic Basis of Disease Resistance. In: Morse
RA, Flottum K, editors. Honey Bee Pests, Predators, and Diseases. Medina OH: AI
Root Co. Pág. 469-492.
Puerta F, Padilla F, Bustos M, Flores JM, Pellín P, Alonso JM. (1992) Algunas
aportaciones sobre la ascosferosis en Apis mellifera. Vida Apícola. Pág. 44-50.
Puerta F, Padilla F, Bustos M, Pellín P, Flores JM, Hermoso de Mendosa SM. (1988)
Contribución al estudio de la etiología de la ascosferosis en Apis mellifera. Revista
Ibérica de Micologia. 6:17-24.
Puerta F. Flores JM. Bustos M. Padilla F. Campano F. Chalkbrood development in
honeybee brood under controled conditions. (1994). Apidologie. Departamento de
biología animal, cátedra de biología aplicada, sección apicultura, Facultad de
Veterinaria, Universidad de Córdova. España. 25:540-546.
27
Ritter W. (2001) Enfermedades de las abejas adultas Edit. Acriba. Zaragoza España. Pág.
91-96
Rodríguez DSR, Mendez MJ, Otero CG. (1992) Varroa Found in México. American Bee
Journal. 132:11:728-729.
Rosenkranz P. (1999) Honey bee (Apis mellifera L.) tolerance to Varroa jacobsoni Oud. In
South America. Apidologie. 30:159-172.
Schuch T, Madden R, Sattler A. (2001) An improved method for the detection and
presumptive identification of Paenibacillus larvae subsp. larvae spores in honey.
Journal of Apicultural Research. 40:59-64.
Shimanuki H, Knox D. (1988) Improved method for the detection of Bacillus larvae spores
in honey. American Bee Journal. 128:353-354.
Shimanuki H. (1990) Bacteria. In: Honey Bee Pests, Predators and Diseases. Segunda
edición. Morse RA y Nowogrodzki R. Cornell University Press, USA.Pág. 27-47.
Stanley LG. (2000) Disease prevention and comb culling. American bee Journal. 140:725-
727.
Sumpter DJT, Martin SJ. (2004) The dynamics of virus epidemics in Varroa-infested honey
bee colonies. Journal of Animal Ecology. 73:51-63.
Thompson M, Brown M. (2001) Is contact colony treatment with antibiotics an efective
control for European foulbrood? Bee World. 83:3:130-138.
Williams RG, Shafer BAA, Rogers ELR, Shutler D, Stewart DT. (2008) First detection of
Nosema ceranae, a microsporidian parasite of European honey bees (Apis
mellifera), in Canada and central USA. Journal of Invertebrate Pathology. 97:189-
192.
Wilson TW, Nunamaker, RA, Maki D. (1984) The occurrence of brood diseases and the
absence of the Varroa mite in honeybees in Mexico. American Bee Journal. 124:51-
53.