Microscopios y calibraciones1. Microscopio CompuestoUtilice una norma o un microscopio compuesto invertido para la identificación de algas yenumeración. Equipar cualquier tipo con una etapa mecánica capaz de mover todas las partes de un recuentode células más allá de la lente del objetivo. Equipamiento de serie es un conjunto de 10 × 12,5 oculares o × y 10 ×, 20 ×,40 × y 100 × objetivos. Usa los objetivos de proporcionar una distancia adecuada de trabajo para el recuentocámara. Aumento requerido variará con la fracción de plancton se está investigando, eltipo de microscopio, cámara de recuento utilizado, y la óptica. Con objetivos estándar, laSedgwick-Rafter cámara limita la ampliación de aproximadamente 200 × Maloney y el Palmer-célula limita aumento de aproximadamente 500 ×. Microscopios invertidos están limitados en la resoluciónpor sus ópticas. El límite superior de aumento útil para cualquier objetivo es 1000 veces másapertura numérica (NA). Por encima de este aumento, no mayor detalle se puede resolver. Utilizarcombinaciones de oculares, lupas y objetivos intermedios, para obtener el mayormagnificación sin exceder el límite útil de magnificación. Cuando se supera el límite,resultados vacíos ampliación. Aumento se produce vacío donde la imagen es más grande, pero noresolución se logra mayor. Óptica ofrecer mejoras de contraste, como contraste de fase ocontraste diferencial de interferencia son útiles.2. Microscopio EstereoscópicoEl microscopio estereoscópico es esencialmente dos microscopios completa montada en uninstrumento binocular para dar una visión estereoscópica y una erección más que una imagen invertida. Utilizareste microscopio para el estudio y el recuento de plankters grandes tales como microcrustacea maduro.Incluir × 10 a 15 × oculares apareados en combinación con 1 a 8 × × objetivos. Esta combinación deóptica cierra la brecha entre la lupa y el microscopio compuesto y proporcionaaumentos que van desde 10 × 120 × a. También puede utilizar una buena calidad de zoom tipo de instrumentocon un aumento comparable.3. Microscopio compuesto invertido

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Microscopio CompuestoUtilice un estándar o un microscopio compuesto invertido para la identificación de algas yenumeración. Equipar cualquier tipo con una etapa mecánica capaz de mover todas las partes de un recuento

de células más allá de la lente del objetivo. Equipamiento de serie es un conjunto de 10 × 12,5 oculares o × y 10 ×, 20 ×,40 × y 100 × objetivos. Usa los objetivos de proporcionar una distancia adecuada de trabajo para el recuentocámara. Aumento requerido variará con la fracción de plancton se está investigando, eltipo de microscopio, cámara de recuento utilizado, y la óptica. Con objetivos estándar, laSedgwick-Rafter cámara limita la ampliación de aproximadamente 200 × Maloney y el Palmer-célula limita aumento de aproximadamente 500 ×. Microscopios invertidos están limitados en la resoluciónpor sus ópticas. El límite superior de aumento útil para cualquier objetivo es 1000 veces másapertura numérica (NA). Por encima de este aumento, no mayor detalle se puede resolver. utilizarcombinaciones de oculares, lupas y objetivos intermedios, para obtener el mayormagnificación sin exceder el límite útil de magnificación. Cuando se supera el límite,resultados vacíos ampliación. Aumento se produce vacío donde la imagen es más grande, pero noresolución se logra mayor. Óptica ofrecer mejoras de contraste, como contraste de fase ocontraste diferencial de interferencia son útiles.

Microscopio CompuestoUtilice un estándar o un microscopio compuesto invertido para la identificación de algas yenumeración. Equipar cualquier tipo con una etapa mecánica capaz de mover todas las partes de un recuentode células más allá de la lente del objetivo. Equipamiento de serie es un conjunto de 10 × 12,5 oculares o × y 10 ×, 20 ×,40 × y 100 × objetivos. Usa los objetivos de proporcionar una distancia adecuada de trabajo para el recuentocámara. Aumento requerido variará con la fracción de plancton se está investigando, eltipo de microscopio, cámara de recuento utilizado, y la óptica. Con objetivos estándar, laSedgwick-Rafter cámara limita la ampliación de aproximadamente 200 × Maloney y el Palmer-célula limita aumento de aproximadamente 500 ×. Microscopios invertidos están limitados en la resoluciónpor sus ópticas. El límite superior de aumento útil para cualquier objetivo es 1000 veces másapertura numérica (NA). Por encima de este aumento, no mayor detalle se puede resolver. utilizarcombinaciones de oculares, lupas y objetivos intermedios, para obtener el mayormagnificación sin exceder el límite útil de magnificación. Cuando se supera el límite,resultados vacíos ampliación. Aumento se produce vacío donde la imagen es más grande, pero noresolución se logra mayor. Óptica ofrecer mejoras de contraste, como contraste de fase ocontraste diferencial de interferencia son útiles.

Microscopio de calibraciónMicroscopio de calibración es esencial. El equipo habitual para la calibración es una rejilla de Whipple(micrómetro ocular, retículo, o retícula) colocado en un ocular del microscopio y una etapamicrómetro que tiene una escala estandarizada, con precisión pronunciado sobre un portaobjetos de vidrio. El disco de Whipple(Figura 10200:6) ha descartado una red con precisión subdividido en 100 cuadrados. Una plaza cerca de lacentro está subdividido en 25 cuadrados más pequeños. Las dimensiones exteriores de la rejilla son talesque con un 10 × objetivo y un ocular × 10, delimita un área de aproximadamente 1 mm2 en laplatina del microscopio. Debido a que esta zona puede diferir de un microscopio a otro, cuidadosamentecalibrar la cuadrícula de Whipple para cada microscopio.Con los micrómetros ocular y etapas en paralelo y en parte superpuestas, haga coincidir la línea enel borde izquierdo de la rejilla Whipple con la marca cero en la escala de micrómetro (figura10200:7). Determinar el ancho de la imagen rejilla Whipple con una precisión de 0,01 mm a partir de la etapamicrómetro de escala. Si el ancho de la imagen de la rejilla de Whipple ser de exactamente 1 mm (1000micras), los cuadrados más grandes será 1/10 mm (100 micras) en un lado y cada uno de los cuadrados más pequeños 1/50mm (20 micras).Cuando el microscopio se calibra a mayores aumentos, toda la escala de la etapamicrómetro no será visto; hacer mediciones con una precisión de 0,001 mm. Detalles adicionales paracalibración son available.8Procedimientos de recuentoPara enumerar plancton utilizar una cámara de recuento celular o que limita el volumen y el área decálculo de la densidad de población listo.Al contar con una red de Whipple, establecer un convenio para tasar los organismos situados enuna línea de límite exterior. Por ejemplo, en un campo de recuento'''' (cuadrado Whipple entero), designarlos límites superior e izquierda como'' lados sin contar'', y la parte inferior y los límites adecuados como'''' Contar lados. Por lo tanto, cuente cada plankter tocar un conteo alterno'''' desde el interior o el exterior, peroignorar cualquier lado tocando un'' no'' de conteo. Si un número significativo de gran filamentoso o de otroformas cruzar dos o más límites de la red, contar por separado en un aumento menore incluir su número en el recuento total.Para identificar los organismos utilizan referencias estándar de banco (véase la Sección 10900).Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment FederationNo cuente las células muertas o rotas frústulas diatomeas. Tally vacío céntrica y diatomeas penadaspor separado como'' diatomeas céntricas muertos'' o'' diatomeas muertas pinnadas''

para su uso en la conversión de laNúmero de especies de diatomeas proporcional a un recuento por mililitro.La ampliación es importante en la identificación y enumeración de fitoplancton. Aunqueaumentos de hasta 100 × 200 × son útiles para contar grandes organismos o colonias, muy superioraumentos a menudo se requieren. Es útil para categorizar las técnicas para el fitoplanctonrecuento según los aumentos proporcionados.una. Bajo aumento (hasta 200 ×) Métodos: El Sedgwick-Rafter (SR) celular es un dispositivocomúnmente utilizado para el plancton contando porque es fácil de manipular y ofrece razonablementedatos reproducibles cuando se utiliza con un microscopio calibrado equipado con un ocular de medicióndispositivo, tal como la cuadrícula de Whipple.La mayor desventaja asociada con la célula es que los objetivos de proporcionar altaampliación no se puede utilizar. Como resultado, la célula SR no es apropiado para examinarnanoplancton. La célula SR es de aproximadamente 50 mm de largo por 20 mm de ancho por 1 mm de profundidad. Lasuperficie total de la parte inferior es de aproximadamente 1000 mm2 y el volumen total es de aproximadamente 1000mm3 o 1 ml. Comprobar cuidadosamente la longitud exacta y la profundidad de la celda con un micrómetro ypinzas antes del uso.1) Llenado de la célula-Antes de llenar la celda con la muestra SR, colocar el vidrio de cubierta diagonala través de la célula y de transferencia de muestras con una pipeta de diámetro grande (Figura 10200:8). La colocación de cubierta antideslizante enesta manera ayudará a evitar la formación de burbujas de aire en las esquinas de células. La hoja de la cubierta a menudo segirar lentamente y cubrir la parte interna de la célula SR durante el llenado. No llene en exceso porqueesto produciría una profundidad mayor de 1 mm y producir un recuento válido. No permitir que el aire grandeespacios causados por la evaporación de desarrollar en la cámara durante un largo examen. Aevitar la formación de espacios de aire, de vez en cuando colocar una pequeña gota de agua destilada en el borde decubierta de cristal.Antes de contar dejar la celda SR reposar durante al menos 15 minutos para resolver el plancton. Conde planctonen la parte inferior de la celda S-R. Algunos fitoplancton, especialmente algunas algas azul-verde o móvilesflagelados en muestras no conservadas, pero no podrá resolver la altura de la cara inferior de la hoja de cubierta.Cuando esto ocurre, contar estos organismos y con el total de los contados en el fondo de la celda aderivar número total de organismos. Cuente las algas en tiras o campos.2) Franja de conteo-A'''' tira de la longitud de la célula constituye un volumen de aproximadamente 50mm de largo, 1 mm de profundidad, y la anchura de la rejilla de Whipple total.El número de tiras que se contados es una función de la precisión deseada y el número deunidades (células, colonias o filamentos) por tira. Derivar número de plancton en la

celda de la SRdespués:Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federationdonde:C = número de organismos contados,L = longitud de cada tira (S-R longitud de la célula), mm,D = profundidad de una banda (S-R profundidad de células), mm,W = anchura de una banda (ancho Whipple imagen de cuadrícula), mm, yS = número de tiras de contado.Multiplicar o dividir el número de células por mililitro en un factor de corrección para ajustar para la muestradilución o concentración.3) Campo de conteo sobre muestras que contienen muchos plancton (10 o más plankters por campo),hacer recuentos de campo en lugar de los recuentos de striptease. Cuente plankters en campos al azar cada uno compuesto poruna rejilla de Whipple. El número de campos contados dependerá de plancton densidad y estadísticaprecisión deseada (ver Sección 10200F.1). Calcule la cantidad de plancton por mililitro en elsigue:donde:C = número de organismos contados,A = área de un campo (zona Whipple imagen rejilla), mm2,D = profundidad de un campo (S-R profundidad de células), mm, yF = número de campos contados.Multiplicar o dividir el número de células por mililitro por un factor de corrección para ajustarmuestra de dilución o de concentración.b. Aumento Intermediate (menor a 500 ×) Métodos: El Palmer-Maloney (PM)nanoplancton cell3 está diseñado específicamente para la enumeración nanoplancton. Tiene una circularcámara con un diámetro de 17,9 mm, profundidad 0,4-mm, y el volumen de 0,1-ml. Los permisos de poca profundidadutilizar de 40 a 45 × objetivos con distancia de trabajo suficiente. La principal desventaja de laCélula PM es que estos aumentos (400 a 450 ×) a menudo son insuficientes para nanoplanctonidentificación y enumeración.Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment FederationDebido a que una porción relativamente pequeña muestra se examina en la celda PM no lo use a menos quela muestra contiene una población densa (10 o más plankters por campo). Una muestra tan pequeñauna porción de una población menos densa causa seria subestimación de la densidad.Introducir la muestra con una pipeta en una de las 2 - 5-mm por canales en el lado de lacámara con la hoja de la cubierta en su lugar. Después de un período de sedimentación 10-min contar los plankters encampos al azar, con el número de campos en función de la densidad y la variedad de plancton y el

precisión estadística deseada. Las tiras pueden ser contados en esta o en cualquier otra celda circular por la mediciónel diámetro efectivo y contando dos tiras perpendiculares que se cruzan en el centro. Calcularel número por mililitro de la siguiente manera:donde:C = número de organismos contados,A = área de un campo (imagen rejilla Whipple), mm2,D = profundidad de campo (P-M profundidad célula), mm, yF = número de campos contados.Multiplicar o dividir el número de células por mililitro por un factor de corrección para ajustarmuestra de dilución o de concentración.Otra cámara fácilmente disponible es el hemocitómetro estándar médico utilizados parala enumeración de las células sanguíneas. Se ha descartado una rejilla de mecanizado en un recuento en placa y está equipado con untierra cubierta de vidrio antideslizante. La cuadrícula se divide en divisiones de 1-mm2; la cámara es de 0,1 mm de profundidad.Introducir la muestra en la pipeta y la vista bajo magnificación × 450. Contar todas las celdas de la cuadrícula.La cámara viene del fabricante con una hoja de instrucciones detallado que contiene indicacionesen los cálculos y el uso adecuado. Una desventaja de estas células de recuento es que la muestra debetienen una densidad de plancton muy alto para obtener datos estadísticamente fiables.c. Magnificación de alta métodos: Examen de fitoplancton a gran aumentorequiere el uso de objetivos de inmersión en aceite. Los procedimientos adecuados incluyen la utilización invertidacámaras de microscopio, soportes de filtro de membrana, sedimentadas montajes de diapositivas, la caída de Lackeymétodo y diatomeas montajes.1) microscopio invertido recuentos-preparar una muestra para examen llenando el asentamientocámara. Después de que el tiempo de establecimiento deseado (véase la Sección 10200C.1), transferir la cámara a laplatina del microscopio. Contar tiras perpendiculares a través del centro del cristal de cubierta inferior. Pelerecuentos se pueden hacer mediante el uso de una rejilla de Whipple o especiales oculares de conteo que tienen un par deajustables pelos paralelas y una cruz simple. Determinar la anchura de la tira con una etapamicrómetro y organismos de recuento a medida que pasan la cruz único que funciona como una referenciaMétodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federationpunto. Mantenga ancho de banda constante para cualquier serie de muestras. Alternativamente examinar al azarno se superponen los campos hasta por lo menos 100 unidades de las especies dominantes son contados. Para obtener la máximaprecisión, sobre todo porque la distribución de las algas puede ser no uniforme, contar toda la cámarasuelo. Alternativamente, hacer un campo aleatorio-recuento mínimo para alcanzar un nivel de precisión de al menos

85% .4donde:C = número de organismos contados,A = área total de la parte inferior de la cámara de sedimentación, mm2,L = longitud de una tira, mm,W = anchura de una banda (ancho Whipple imagen de cuadrícula), mm,S = número de tiras de contado, yV = volumen de la muestra se establecieron, ml.donde:A f = área de un campo (área Whipple imagen rejilla), mm2,F = número de campos contados,y otros términos son como se definen anteriormente.2) filtro de membrana que se monta-Concentrar la muestra como se indica en la Sección 10200C.2 ypreparar filtro de membrana como se indica en la Sección 10200D.2a.Examinar las muestras, se concentró en filtros de membrana sin revestimiento y montado en aceite como se describeanteriormente. Cuente suficientes campos al azar para asegurar el nivel deseado de precisión estadística (véase la sección10200F.1). Seleccionar nivel de ampliación y el tamaño de campo del microscopio (cuadrado) de tal manera que la mayoríaespecies abundantes aparecer en al menos 70% pero no examinada más de 90% de campos microscópicos(80% es óptimo). Ajustar el tamaño del microscopio de campo mediante el uso de toda o parte de la red de Whipple.Examina 30 campos microscópicos aleatorios y el número de registro de los campos en que cada especieocurrido. Notificar resultados como microorganismos por mililitro, calculado como sigue:Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federationdonde:N = densidad (organismos / campo) de la Tabla 10200: II,Q = número de campos por filtro,V = mililitros filtró, y seD = factor de dilución (0,96 el 4% formalina conservante).3) sedimentadas rieles de montaje-Examine monta preparada según se indica en la Sección 10200D.2b.4) gota Lackey método-La caída Lackey (microtransect) method5 es un método simple deobtención de cargos de precisión considerable con muestras que contienen una densa población de plancton.Es similar a la cuenta S-R tira.Prepare diapositivas como se indica en la Sección 10200D.1. Objetivos de inmersión en aceite se puede utilizar conlas diapositivas semipermanentes. Cuente organismos en tiras suficientes para garantizar un nivel deseado de estadísticaprecisión (véase la Sección 10200F.1). Calcular el número de organismos por mililitro de la siguiente manera:donde:C = número de organismos contados,A = área de la hoja de la cubierta, mm2,As = área de una tira, mm2,S = número de tiras de contado, y

V = volumen de la muestra en virtud de la hoja de la cubierta, ml.5) diatomeas monta-Preparar las muestras como se indica en la Sección 10200D.3.Por número de especies de diatomeas proporcional, examinar muestras de diatomeas con aceite de inmersión en unaumento de al menos 900 ×. Escanear tiras laterales de la anchura de la rejilla Whipple hasta por lo menos 250células se cuentan. Tiempo disponible y precisión que se requiere determinar el número de células que secontados. Determinar la abundancia de porcentaje de cada especie a partir de recuentos contados y calcularcuentas por mililitro de cada especie multiplicando por ciento abundancia total en vivo y muertodiatomea recuento obtenido a partir de la cámara de recuento de plancton. Para una mayor precisión distinguirdiatomeas entre vivos y muertos a nivel de especies.6) tinción fitoplancton técnica de tinción algas permite diferenciar entre'' en vivo''Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federationy'' muerto'' diatoms.6 Esto permite enumerar fitoplancton total en una sola muestra, sinsacrificar la taxonomía de diatomeas detallada. También resulta en portaobjetos de referencia permanentes. Laprocedimiento es muy útil cuando las diatomeas son los principales componentes del fitoplancton y esimportante distinguir entre diatomeas vivas y muertas.Preferiblemente conservar las muestras en solución de Lugol o alternativamente en formalina (véase la sección10200B.3). Para el análisis de mezclar bien la muestra y filtrar una parte a través de un 47-mm-Diámetrode filtro de membrana (diámetro de poro 0,45 micras o 0,65). Utilice un vacío de 16 a 20 kPa y dejar que nuncamuestra seca. Añadir 2 ml a 5 ml solución acuosa de ácido fucsina (disolver 1 g de fucsina ácida en 100 mlagua destilada a la cual 2 ml de ácido acético glacial se ha añadido; filtro) para el filtro y dejar reposardurante 20 min. Después de la tinción, la muestra de filtro, lavar brevemente con agua destilada y filtrar de nuevo.Administrar enjuagues sucesivos de 50%, 90% y 100% de propanol a la muestra mientras se filtra.Remojo durante 2 min en un segundo lavado 100% propanol, filtrar y agregar xileno. Por lo menos dos lavados sonnecesario, dejar el definitivo remojo 10 minutos antes de filtrar. Recorte el filtro empapado en xileno y el lugaren un portaobjetos en el que hay varias gotas de medio de montaje. † # (117) Aplicarvarias gotas más de medio a alto de filtro e instale una cubierta de vidrio. Con cuidado, exprimirel exceso de medio de montaje. Hacer el montaje final permanente por lacado de los bordes de la tapavidrio.Contar con organismos de aumento más apropiado. '' En vivo'' diatomeas normalmente son de color rojomientras que los muertos'''' se mancha. Aceite de inmersión es necesario para identificaciones de las especies dediatomeas y otras algas muchos. Contar con tiras o campos aleatorios y calcular plancton

densidades por mililitro:donde:C = número de organismos contados,A = área total de filtro efectivo antes de recortar y montar,Ac = área contado (franjas o campos), yV = volumen de muestra filtrada, ml.3. Referencias1. INGRAM, W.M. Y C.M. PALMER. 1952. Procedimientos simplificados para la recolección, Examinar,y el registro de plancton en el agua. J. Amer. Water Works Assoc. 44:617.2. Strickland, J.D.H. Y T.R. PARSONS. 1968. Manual práctico de análisis de agua de mar.Fish. Res. Junta Can. Bull. N º 167. Impresora Reina, Ottawa, Ont.3. PALMER, C. M. Y T.E. Maloney. 1954. Una nueva diapositiva Contando para nanoplancton.Spec. Publ. N º 21, American Soc. Limnología y Oceanografía.Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federation4. SOURNIA, A., ed. 1978. El fitoplancton Manual. Monogr. Oceanogr. Metodología. N º 6.Naciones Unidas para la Educación Org, la Ciencia y la Cultura., París.5. Lackey, J. B. 1938. La manipulación y el recuento de río plancton y los cambios enalgunos organismos debido a la preservación de formalina. Pub. Salud Rep. 53:2080.6. OWEN, B.B., JR., M. AFZAL y Cody: Gemelos W.R.. 1978. Preparaciones de tinción para el fitoplanctony perifiton. Brit. Phycol. J. 13:155.10200 G. Técnicas de zooplancton Counting1. SubmuestreoContar con un número de muestras enteras bajos (<200 zooplancton zooplancton) sinsubmuestreo. Sin embargo, la mayoría de las muestras de zooplancton contendrá más organismos que se puedeenumerados prácticamente, por lo tanto, utilizar un procedimiento de submuestreo. Antes de submuestreo, retirey enumerar todos los grandes organismos poco comunes, tales como larvas de peces en agua dulce o celentéreos,decápodos, larvas de peces, etc, en agua salada. Submuestra por la pipeta o método de división.En el método de la pipeta, ajuste de la muestra a un volumen conveniente en un cilindro graduado o Imhoffcono. La concentración de plancton con una perilla de goma y clara tubo de plástico acrílico con multared de malla ajustado en el extremo es conveniente y precisa (Figura 10200:9). Para picoplancton yel microzooplancton más pequeño, utilizar técnicas de sedimentación descritas para concentrarfitoplancton. Transferir la muestra a un vaso de precipitados u otro recipiente de boca ancha para el submuestreo con unaHensen-Stempel pipeta o similares de gran calibre. Revuelva suavemente muestra completamente al azar conla pipeta y retirar rápidamente 1 a 5 ml. Transferir a una cámara de recuento adecuado.Alternativamente, mediante el fraccionamiento de una submuestra con cualquiera de una serie de dispositivos de los cuales el Folsomsplitter1 plancton es el más conocido (Figura 10200:10). Level divisor antes de usar.

Colocar la muestra enel divisor y se dividen en subsplits. Enjuague divisor en las submuestras. Repita hasta que funcionenúmero (200 a 500 individuos) se obtiene en una submuestra. Tenga cuidado para proporcionar imparcialescisiones. Incluso cuando se utilizan las submuestras separador Folsom imparcial no puede ser incuestionablementeasumido, 2 por lo tanto, contar animales en varias submuestras de la misma muestra para verificar queel divisor es imparcial y para determinar el error de muestreo introducido mediante el uso de la misma.Otro método permite que las estimaciones de abundancia de los niveles más equivalentes de precisión entretaxones que la obtenida con cualquiera de la pipeta Hensen-Stempel o el normal Folsom splitter.3procedimientos de escrutinio de organismos de recuento sobre la base de su abundancia en una muestra. Por lo tanto, en unamuestra con un organismo dominante que constituyen el 50% del número total, el recuento de la dominantetaxón será grande y tiene un error pequeño. Sin embargo, el error sobre los subdominantes aumentarácomo el recuento de cada taxón disminuye. Al aceptar un nivel de precisión, la technique3 ha sidodesarrolladas para obtener el mismo error sobre los dominantes y subdominantes, permitiendo cuantitativacomparaciones entre taxones más veces consecutivas o entre estaciones.Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federation2. EnumeraciónUtilizando un microscopio compuesto y una magnificación de 100 ×, enumerar pequeño zooplancton(Protozoos, rotíferos, y nauplios) en un 1 - a 5-ml de células claras de plástico acrílico contar equipado con unvidrio cubreobjetos. Para más grande, madura microcrustacea utilizar una cámara de recuento de sujeción 5 a 10 ml.Una célula Sedgwick-Rafter no es adecuado debido a su tamaño. Una cámara de recuento abierta 80 por 50 mmy 2 mm de profundidad es deseable, sin embargo, una cámara abierta es difícil de mover sin sacudidas yinterrumpir el conteo. Una solución de detergente suave colocado en la cámara antes de contar reducemovimientos organismo o bandejas especiales contando con surcos paralelos o circulares o partitions4 5,puede ser utilizado. Contar microcrustacea con un microscopio binocular de disección con 20 × 40 ×magnificación. Si la identificación es dudosa, eliminar los microorganismos con una microbiológicotransferencia de bucle y examinar con un aumento mayor bajo un microscopio compuesto.Informe pequeño zooplancton como el número de formas por litro y de mayor tamaño como el número por metro cúbico:donde:C = número de organismos contados,Volumen V '= de la muestra concentrada, ml,

V'' = volumen contados, ml, yV'' '= volumen de la muestra tomada al azar, m3.Para obtener organismos por litro división en 1000.3. Referencias1. Longhurst, A. R. Y D.L.R. Seibert. 1967. La habilidad en el uso de la muestra de Folsom planctondivisor. Limnol. Oceanogr. 12:334.2. McEwen, G. F., M. W. JOHNSON & T. R. FOLSOM. 1954. Un análisis estadístico de laFolsom muestra divisor basado en observaciones de prueba. Arch. Meteorol. Geophys.Bioklimatol., Ser. A 6:502,.3. ALDEN, R. W., III, R. C. Dahiya y R.J. YOUNG, JR. 1982. Un método para la enumeración demuestras de zooplancton. J. Exp.. Mar. Biol.. Ecol. 59:185.4. GANNON, J. E. 1971. Dos células de recuento para la enumeración de zooplanctonmicro-crustáceos. Trans. Amer. Microsc. Soc. 90:486.5. DODSON, A.N. Y W.H. THOMAS. 1964. La concentración de plancton de manera suave.Limnol. Oceanogr. 9:455.Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federation10200 H. clorofilaLa concentración de los pigmentos fotosintéticos se utiliza ampliamente para estimar fitoplanctonbiomass.1, 2 Todas las plantas verdes contienen una clorofila, que constituye aproximadamente el 1 al 2% deel peso seco de las algas planctónicas. Otros pigmentos que se producen en el fitoplancton incluirclorofilas b y c, xantofilas, ficobilinas, y carotenos. La clorofila importanteproductos de degradación se encuentran en el medio acuático son las chlorophyllides, feoforbidas,y feofitinas. La presencia o ausencia de los pigmentos fotosintéticos distintos se utiliza, entre losotras características, para separar los grupos de algas principales.Los tres métodos para determinar la clorofila a en el fitoplancton es elespectrofotométrico ,3-5 el fluorométrico ,6-8 y el alto rendimiento de cromatografía líquida(HPLC) techniques.9 Fluorometría es más sensible que la espectrofotometría, requiere menosde la muestra, y se puede utilizar para en-vivo measurements.10 Estos métodos ópticos significativamente puedebajo-o clorofila sobreestimación unas concentraciones ,11-18, en parte debido a la superposición de labandas de absorción y fluorescencia de los pigmentos accesorios concurrentes y clorofilaproductos de degradación.Feofórbido y una feofitina una, dos productos de degradación comunes de la clorofila A, puedeinterferir con la determinación de la clorofila a, ya que absorben la luz y la fluorescencia en lamisma región del espectro, como lo hace la clorofila a. Si estos pheopigments están presentes, significativoerrores en los valores de clorofila a como resultado. Pheopigments se puede medir por

espectrofotometría o fluorometría, pero en ambientes marinos y de agua dulce del fluorométricométodo no es fiable cuando la clorofila b co-produce. Tras la acidificación de la clorofila b, laemisión de fluorescencia resultante de feofitina b es coincidente con la de un feofitina, asíproducción de subestimación y la sobreestimación de la clorofila y pheopigments, respectivamente.HPLC es un método útil para cuantificar fotosintética pigments9 ,13,15,16,19-21, a saberclorofila a, pigmentos accesorios (por ejemplo, clorofilas b y c), y clorofila degradaciónproductos (chlorophyllides, feofórbidos, feofitinas y). La distribución del pigmento es útil paraevaluación cuantitativa de la composición del fitoplancton comunidad y el pastoreo del zooplanctonactivity.221. Extracción de pigmentosLlevar a cabo el trabajo con los extractos de clorofila en la luz tenue para evitar la degradación. Utilice opacorecipientes o envolver con papel de aluminio. Los pigmentos se extraen del planctonconcentrarse con acetona acuosa y la densidad óptica (absorbancia) del extracto esdeterminaron con un espectrofotómetro. La facilidad con que las clorofilas se eliminan delas células varía considerablemente con diferentes algas. Para conseguir la extracción consistente completa delos pigmentos, romper las células mecánicamente con un triturador de tejidos.Filtros de fibra de vidrio son los preferidos para la eliminación de algas de agua. Las fibras de vidrio en ayudarromper las células durante el rectificado, mayores volúmenes de agua se puede filtrar, y sin precipitadoMétodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federationse forma después de la acidificación. Filtros de membrana inertes tales como filtros de poliéster se puede utilizar cuandoestos factores son irrelevantes.una. Equipos y reactivos:1) Tejidos amoladora: * # (118) con éxito filtros de fibra de vidrio en la maceración de tejidos con amoladorasmolienda tubo y mano de mortero de diseño cónico puede ser difícil. Utilizar preferentemente de fondo redondomolienda tubos con una mano de mortero a juego que tiene ranuras en la punta de TFE.2) centrífuga clínica.3) Tubos de centrífuga de 15 ml graduado, con tapón de rosca.4) equipo de filtración, filtros, fibra de vidrio † # (119) o de la membrana (0,45 micras-porosidad, 47-mmdiam); bomba de vacío; resistente a los disolventes conjunto de filtro desechable, tamaño de poro 1,0-micras; ‡ # (120)10-mL resistente a los disolventes jeringa.5) una solución saturada de carbonato de magnesio: Añadir 1,0 g de polvo fino MgCO3 a 100 mlagua destilada.6) solución acuosa de acetona: Mezcla de 90 partes de acetona (grado reactivo BP 56 ° C) con 10 partes

solución saturada de carbonato de magnesio. Para el análisis de HPLC pigmento, mezclar 90 partes de grado HPLCacetona con 10 partes de agua destilada.b. Procedimiento de extracción:1) concentrar la muestra por centrifugación o filtrado tan pronto como sea posible después de la recogida. Sitratamiento debe retrasarse, mantener en hielo oa 4 ° C y proteger de la exposición a la luz.Use botellas opacas porque incluso una breve exposición a la luz durante el almacenamiento alterará la clorofilavalores. Las muestras tomadas en los filtros de agua que tiene un pH de 7 o superior puede colocarse en envases herméticamentebolsas de plástico y se almacenó congelado durante 3 semanas. Muestras de proceso de agua ácida con prontitud después defiltración para evitar la degradación de la clorofila posible a partir del agua residual ácida en el filtro. Utilizarvasos y cubetas de que estén limpios y libre de ácido.2) Coloque la muestra en un triturador de tejidos, cubrir con la solución de 2 a 3 ml de 90% acetona acuosa,y macerar a 500 rpm durante 1 min. Use TFE / vidrio amoladora por un filtro de fibra de vidrio y vidrio / vidrioamoladora por un filtro de membrana.3) Transferir la muestra a un tubo de centrífuga de tapa de rosca, enjuague amoladora con unos pocos mililitros 90%acetona acuosa, y añadir el aclarado a la suspensión de extracción. Ajustar el volumen total a 10 ml, con90% de acetona acuosa. Utilice disolvente con moderación y evitar la dilución excesiva de los pigmentos. Empinadomuestras de al menos 2 horas a 4 ° C en la oscuridad. Filtros de fibra de vidrio de 25 - y 47-mm diam § # (121) tienenvolúmenes secos de desplazamiento de 0,03 y 0,10 ml, respectivamente, e introducen errores de aproximadamente 0,3y 1,0% si un volumen de extracción de 10-mL se utiliza.4) Aclarar por filtración a través de un filtro desechable resistente a los disolventes (para minimizar la retención de losextraer en el soporte de filtro y el filtro, la fuerza de 1 a 2 ml de aire a través del filtro después de que el extracto), o porcentrifugación en tubos cerrados durante 20 minutos a 500 g. Decantar el extracto clarificado en un lugar limpio, calibrado,15-ml, con tapón de rosca tubo de centrífuga y miden el volumen total. Proceder como en 2, 3, 4, o 5 a continuación.Métodos estándar para el examen de agua y aguas residuales© Copyright 1999 por la American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federation2. Determinación espectrofotométrica de clorofilauna. Equipos y reactivos:1) Espectrofotómetro, con una banda estrecha (paso) de ancho (0,5 a 2,0 nm) debido a que elpico de absorción de clorofila es relativamente estrecha. En un ancho de banda espectral de 20 nm de losla concentración de clorofila puede ser subestimado por tanto como 40%.2) cubetas, con 1 -, 4 -, y 10-cm longitudes de la trayectoria.3) Pipetas, 0,1-y 5,0-mL.4) El ácido clorhídrico, HCl, 0,1.b. Determinación de clorofila a en la presencia de un feofitina: clorofila a, puede ser

sobreestimado incluyendo pheopigments que absorben cerca de la misma longitud de onda como la clorofilauna. La adición de ácido a la clorofila A, la pérdida del átomo de magnesio, la conversión afeofitina a. Se acidifica cuidadosamente hasta una molaridad final de no más de 3 × 10-3M para prevenir ciertospigmentos accesorios de cambio para absorber en la misma onda que feofitina A.13 Cuando unsolución de clorofila pura se convierte en un feofitina una acidificación por, laabsorción de pico-ratio (OD664/OD665) de 1,70 se utiliza en la corrección de la clorofila aparente unaconcentración para feofitina a.Las muestras con una OD664 before/OD665 después proporción acidificación (664b/665a) son de 1,70considera que no contienen un feofitina y para estar en condiciones fisiológicas excelente. Solucionesde feofitina puro no muestran una reducción en OD665 tras la acidificación y tienen una relación de 664b/665ade 1,0. Por lo tanto, las mezclas de clorofila ay feofitina un pico de absorción tienen proporciones que vanentre 1,0 y 1,7. Estas relaciones se basan en el uso de 90% de acetona como disolvente. Con el 100%acetona como disolvente afecta en un clorofila a antes a después de la acidificación relación de aproximadamente 2.0.3Espectrofotométrica procedimiento de transferencia 3 ml de extracto clarificado a una cubeta de 1 cm y leerdensidad óptica (DO) a 750 y 664 nm. Acidificar extraer en la cubeta con 0,1 ml de HCl 0,1 N.Agite suavemente la acidificado extraer y leer la DO a 750 y a 665 nm, 90 s después de la acidificación.Los volúmenes de extracto y el ácido y el tiempo después de la acidificación son críticos para la precisa,resultados consistentes.La OD664 antes de la acidificación debe estar entre 0,1 y 1,0. Por muy diluidas utilizar extractoscubetas de longitud de paso más largo. Si una celda más grande se usa, añadir un volumen proporcionalmente mayorde ácido. Corregir DO obtenida con grandes cubetas de 1 cm antes de hacer cálculos.Restar el valor de 750-nm OD de las lecturas antes (OD 664 nm) y después de la acidificación(OD 665 nm).Utilizando los valores corregidos calcular clorofila ay feofitina un metro cúbico por losigue: