869

TOPICOS SOBRE

SISTEMÁTICA Y MORFOLOGÍA

870

CARACTERIZACIÓN MORFOMÉTRICA DE LARVAS Y PUPAS DE Cycloneda emarginata (Mulsant, 1850) Y C. sanguinea (Linnaeus) 1763 (COLEOPTERA: COCCINELLIDAE)

COLECTADAS EN EL ESTADO DE MORELOS, MÉXICO.

Morphometric characterization of Cycloneda emarginata (Mulsant, 1850) and C. sanguinea (Linnaeus) 1763 larvae and pupae (Coleoptera: Coccinellidae) collected from Morelos State,

Mexico. J. Ismael Néstor-Arriola1, Adriana G. Trejo-Loyo1*, Antonio Marín-Jarillo2, Guadalupe Peña-Chora1* y Víctor M. Hernández-Velázquez3*.1Centro de Investigaciones Biológicas; 3 Centro de Investigación en Biotecnología, Universidad Autónoma del Estado de Morelos. Av. Universidad 1001, Col. Chamilpa. Cuernavaca, Morelos. C. P. 62209. 2 INIFAP-CEBAJ Campo Experimental Bajío Guanajuato. Carr. Celaya-San Miguel de Allende Km. 6.5. Celaya, Guanajuato C.P. 38010. *Cuerpo Académico de Entomología y Fitopatología. trejoal@cib.uaem.mx

Palabras Clave: Caracterización, larvas, pupas, Cycloneda

Introducción

Las larvas de coccinélidos depredadores son de muy importantes, ya que tienen un gran impacto en las poblaciones de plagas debido a su poco desplazamiento y a su gran voracidad, la cual puede llegar a ser mayor que en los adultos. No obstante, el reconocimiento de los estados inmaduros en campo es difícil, las claves taxonómicas y otros estudios morfológicos en la mayoría de los casos se basan casi exclusivamente en los adultos (Gordon, 1985; Gordon y Vandenberg, 1991), dificultando su identificación cuando son colectados en estado larval o como pupas.

En ocasiones es difícil asociar los estados inmaduros con los adultos de su misma especie cuando se encuentran en campo, por lo que si se quiere asegurar esta relación es necesario criar las larvas hasta que alcanzan su madurez (Trejo, 2001). Por lo anterior es importante reconocer los diferentes estados de desarrollo de una especie, no sólo para su aplicación en control biológico, sino también para estudios biológicos, ecológicos y de comportamiento, entre otros (García, 2005). Si la información morfológica existente para identificar a los diferentes estadios larvales es escasa, la información disponible para la identificación del estado de pupa es casi nula, a pesar de ser el estado de desarrollo más fácil de encontrar y capturar debido a que están fijas al sustrato.

Considerando lo anterior, el objetivo del presente estudio fue caracterizar las larvas y pupas de Cycloneda emarginata (Mulsant, 1850) y C. sanguinea (Linnaeus) 1763, dos especies afidófagas comunes en el estado de Morelos (Néstor-Arriola et al, 2006).

Materiales y Método

Las larvas y pupas se colectaron en el estado de Morelos localizado en la parte central del

país, dentro de las coordenadas geográficas 18°20’02” y 19°07’51” de latitud norte y 98°37’21” y

99°30’21” de longitud oeste. El estado de Morelos tiene una superficie de 4,958.222 Km2

(Aguilar, 1998). Está delimitado al norte por el Eje Neovolcánico Transversal y al sur por la

871

cuenca del Alto Balsas, por lo que registra un gradiente altitudinal norte-sur, favoreciendo la

presencia de una gran variedad de climas, con varios subtipos cada uno (Anónimo, 2006).

Entre octubre de 2005 y junio de 2007, larvas y pupas de las especies estudiadas se

colectaron vivas en cultivos agrícolas, árboles frutales, plantas ornamentales y vegetación

secundaria. Las larvas se criaron alimentándolas con sus áfidos presa hasta que alcanzaron el

cuarto estadio, una parte de estas últimas se sacrificaron en agua caliente y se conservaron en

alcohol al 70%, el resto se mantuvieron en cautiverio hasta obtener pupas y adultos.

La caracterización de las larvas estudiadas, se realizó utilizando caracteres morfológicos

distintivos como son: a) coloración, b) posición de las estrumas y otras ornamentaciones y c)

tamaño corporal (largo del cuerpo desde la cabeza hasta el último segmento abdominal, y ancho

en el punto más amplio). Para las pupas se tomó en cuenta la coloración, disposición de manchas,

y el largo y ancho de la misma.

La morfometría se realizó en 20 larvas y 20 pupas en C. sanguinea, mientras que en C.

emarginata sólo fue posible en 7 larvas y 8 pupas. Se utilizó la técnica descrita por Villegas

(2003), para lo cual se tomaron fotografías de los ejemplares en vista dorsal para analizarlas con

el programa Image Tool ver. 3.0. Las medidas consideradas para ambos estados inmaduros

fueron el largo del cuerpo (desde la cabeza hasta la parte posterior del abdomen) y el ancho del

mismo en su punto más amplio. De cada especie se realizaron dibujos representando la forma y la

pigmentación característica del cuerpo.

Resultados

Cycloneda emarginata (Mulsant, 1850). La larva mide en promedio 5.44 (+ 0.27) mm de longitud y 1.7 (+ 0.08) mm de ancho. Es de color gris oscuro a casi negro, con excepción de una banda dorsal blanquecina que se extiende desde el pronoto hasta el penúltimo segmento abdominal, dicha banda es más gruesa en el meso y metanoto. Cada segmento, con excepción de los correspondientes al protórax y al último segmento abdominal, con tres pares de estrumas, un par en posición dorsal, un par en posición dorso-lateral, y el otro en posición lateral. El pronoto es gris oscuro a negro y presenta, además de la banda dorsal mencionada, una línea clara que recorre su borde. El mesotórax es gris oscuro, con una mancha más oscura a cada lado de la línea media, las estrumas laterales, así como un par de manchas dorsales en forma de gota, son de color blanco. El metanoto es similar al mesonoto pero no presenta el par de manchas dorsales claras. Los segmentos abdominales son oscuros, con excepción de la banda dorsal clara, y las estrumas que son de color negro. El primer segmento abdominal tiene color naranja brillante en las estrumas laterales y dorso laterales. El segundo segmento es similar al anterior, pero las marcas se reducen a una pequeña mancha en la base de las estrumas y su color es menos intenso, llegando a ser de color hueso. Los segmentos cuarto a séptimo presentan la estruma lateral de color naranja (Fig. 1A).

La pupa mide en promedio 3.8 (+ 0.18) mm de longitud y 2.62 (+ 0.15) de ancho. Su color va del beige al color hueso. El pronoto es oscuro, casi negro, con un par de manchas blanquecinas en forma de gota. El mesonoto y la región de los élitros, son color pardo rojizo y se oscurecen hacia los márgenes posteriores. El metanoto es de color hueso o beige y se oscurece hacia la parte dorsal presentando un par de manchas negras de gran tamaño. Primer tergo abdominal sin manchas, el segundo presenta dos pares y del tercero en adelante presentan tres pares de manchas oscuras de tamaño variable que pueden llegar a fusionarse (Fig. 1B).

872

Fig. 1. A) Larva de Cycloneda emarginata; B) Pupa (Dibujos de I. Néstor).

Cycloneda sanguinea (Linnaeus) 1763

La larva mide en promedio 7.54 (+ 0.18) mm de longitud y 2.43 (+ 0.05) mm de ancho. Es de color gris oscuro a casi negro. En vista dorsal se presentan tres pares de estrumas localizados el primero a un lado de la línea media, el segundo en posición dorso lateral y el último par cercano a la membrana pleural; los estrumas antes mencionados se localizan en el meso, metatórax y en los segmentos abdominales I al VIII.

El protórax es de color anaranjado y presenta a cada lado de la línea media una mancha negra de forma irregular que abarca la mayor parte de esta estructura (Fig. 2A). El meso y metatórax presentan la misma coloración del pronoto pero las manchas negras se encuentran más alejadas de la línea media que las del protórax, estas manchas negras se localizan sobre una franja de color gris, las estrumas cercanas a la membrana pleural son de color anaranjado. Los segmentos abdominales presentan la siguiente coloración: el I en de color anaranjado con una mancha negra que se fusiona sobre la línea media manteniendo sobre esta una pequeña mancha anaranjada; los segmentos II y III son de color negro con una mancha anaranjada sobre la línea media; el IV es de color anaranjado; los segmentos V al VIII son de color negro con una mancha anaranjada sobre la línea media dorsal la cual se va haciendo más estrecha hasta desaparecer en el segmento IX; los estrumas dorsales en los segmentos I, II, III, V, VI,VII y VIII son de color negro; los dorsolaterales en los segmentos I y IV son de color anaranjado no así en el resto de los segmentos en los cuales se presenta el color negro; los estrumas cercanos a la membrana pleural de los segmentos I,IV y V presentan una coloración anaranjada contrastando con el resto que tienen una coloración negra.

La pupa mide en promedio 4.42 (+ 0.08) mm de longitud y 3.18 (+ 0.05) mm de ancho. Presenta una coloración anaranjada, el pronoto presenta un par de manchas negras cerca de su borde posterior. El mesonoto presenta un par de manchas negras, una a cada lado de la línea media y en la región de los élitros, se oscurecen hacia la parte posterior llegando a ser totalmente negros. El metanoto y los tergitos abdominales del IV al IX presentan un par de manchas negras de tamaño reducido. El primer terguito abdominal carece de manchas mientras que el segundo y

C B

873

tercero presentan dos pares de manchas cada uno, éstas son de tamaño variable, a veces dando la impresión de que ambos terguitos son oscuros (Fig. 2B).

Fig. 2. A) Larva de Cycloneda sanguinea; B) Pupa (Dibujos de I. Néstor).

Discusión

En las larvas estudiadas se encontraron patrones de coloración propios de cada especie, permitiendo diferenciarlas fácilmente. No se presentó variabilidad en los patrones dentro de las larvas de una misma especie, lo cual facilitó la identificación y caracterización de las mismas.

La caracterización de C. sanguinea con la del trabajo de Marín (1990), se puede decir que aunque de manera general coinciden, la caracterización que presenta Marín es mucho más técnica, ya que describe estructuras como las piezas bucales y ocelos, entre otras, mientras que en el presente la caracterización se realizó buscando un fin más práctico, basándose principalmente en el aspecto dorsal de la larva.

En cuanto a la especie C. emarginata no se ha encontrado algún trabajo en México que describa con detalle los estados inmaduros de esta especie.

Con respecto a las pupas, tampoco se presentaron distintos patrones de manchas dentro de la misma especie, pero hubo variaciones en el tamaño de las mismas. En C. sanguinea, las manchas llegan a fusionarse y a cubrir la pupa casi por completo. Dicha variación podría estar relacionada con el tiempo de maduración de la pupa.

Agradecimientos

Este trabajo se desarrolló dentro de las actividades del Cuerpo Académico de Entomología y Fitopatología y fue apoyado parcialmente con recursos del proyecto PIFI 3.3 “Fortalecimiento de los laboratorios integrados al Cuerpo Académico de Entomología y Fitopatología”.

A

874

Literatura Citada

Aguilar, B. S. 1998. Ecología del Estado de Morelos, un enfoque geográfico. Praxis. México.469 p.

Anónimo. 2006. Perspectiva Estadística Morelos. Instituto Nacional de Estadística Geográfica e Informática. INEGI. 76pp. Disponible en World Wide Web: http://www.e-morelos.gob.mx/e-estado/e0060030.htm. Página consultada en el año 2006.

García C., G. 2005. Monitoreo poblacional de coccinélidos (Coleoptera: Coccinellidae) del valle Morelia-Queréndaro, Michoacán 2001. Tesis de licenciatura. Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional, 127 p.

Gordon, R. D. 1985. The Coccinellidae (Coleoptera) of America North of Mexico. Journal of the New York Entomological Society, 93 (1): 1-912.

Gordon R. D. & N. Vandenberg. 1991. Field guide to recently introduced species of Coccinellidae (Coleoptera) in norh America, with a revised key to North America genera of coccinellini. Proccedings of the Entomological Society of Washington 93 (4): 845-864.

Marín J., A. 1990. Descripción del cuarto estadio larval de Cycloneda sanguinea (Linn.) (Coleoptera: Coccinellidae). Resúmenes del XXV Congreso Nacional de Entomología. Sociedad Mexicana de Entomología. Pp 309.

Nestor-Arriola J. I., A. G. Trejo-Loyo y G. Peña-Chora. 2006. Aspectos biológicos y distribución de dos especies de Cycloneda Crotch (Coleoptera: Coccinellidae) en el estado de Morelos. Memorias del XXIX Congreso Nacional de Control Biológico Pp. 187-190

Trejo L., A. G. 2001 Áfidos (Homoptera: Aphididae) y sus afidófagos en Cuernavaca, Morelos. Tesis de Maestría. Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional. 190 p.

Villegas J., N. 2003. Biología y morfometría de las principales especies de áfidos (Homoptera: Aphididae) vectores de virus en México. Tesis de Maestría. Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional. México, D. F. 203 p.

875

ANÁLISIS DE LOS ESTAFILÍNIDOS NECRÓFILOS (COLEOPTERA: STAPHYLINIDAE) EN EL PARQUE “SIERRA DE GUADALUPE”, COACALCO, MÉXICO.

Analysis of rotten rove-beetles (Coleoptera: Staphylinidae) in the park “Sierra de Guadalupe”,

Coacalco, Mexico. Morales-Moreno, A., C. E. Chávez-Cabrera y A. P. Rivera-González. Facultad de Estudios Superiores, Iztacala, UNAM. Av. de los Barrios Nº 1, Los Reyes Iztacala, Tlalnepantla, Edo de México, 54090. A.P. 314. amm@servidor.unam.mx Palabras Clave: Coleoptera, Staphylinidae, necrófilos, México. Introducción

En México se reconocen poco más de treinta tipos principales de ecosistemas, sin embargo el crecimiento demográfico y la influencia humana están provocando perturbaciones en estos biomas, por lo cual es necesario conocer las especies de cada uno estos ambientes (Rzedowski, 1988).

La “Sierra de Guadalupe” se localiza en el estado de México en los municipios de Tlalnepantla, Ecatepec, Tultitlán, Coacalco y en el D.F. (Gustavo A. Madero); tiene una extensión de 5,306.75 ha y contiene un conjunto de cerros entre los cuales se encuentran el Pico de Moctezuma, el Picacho, Ave María Auxiliadora y el Pico Tres Padres entre otros. Forma parte del Área de Conservación Ecológica de la Ciudad de México, que está sujeta a un gran deterioro, por el cambio de uso del suelo, lo que ha destruido la vegetación nativa y ha favorecido el establecimiento de especies exóticas al lugar (Correa y Flores, 2004), por lo cual el presente trabajo hace una contribución al estudio de los estafilínidos necrófilos de la Sierra de Guadalupe, Coacalco, México.

Los estafilínidos ocupan una gran diversidad de hábitats: hojarasca, turba, hongos, corteza de árboles, carroña, madrigueras de mamíferos, nidos de aves, nidos de insectos sociales (hormigas, avispas, abejas, termitas), cuevas, vegetación, flores, etc. La mayoría son carnívoros o carroñeros, pero también hay especies saprófagas (materia vegetal en descomposición) y fitófagas (polen, flores, algas, etc.). Tienen un importante papel en los ecosistemas, tanto actuando como presas, como manteniendo el equilibrio de poblaciones de otros insectos, a los que depredan (escolítidos, larvas de dípteros, caracoles, etc.) (Zahradník, J., 1990).

A partir de 1984 con el trabajo de Morón y Terrón, en el que describen la NTP-80 y analiza los Coleoptera necrófilos de la sierra norte de Hidalgo; se han hecho contribuciones al estudio de los insectos necrófilos como los de: Morón et al. (1984) en un cafetal Soconusco, Chiapas; Deloya et al. (1987), analizaN la entomofauna en la región de Jojutla, Morelos; Ruíz-Lizárraga, 1989, estudia a los Xanthopyginae necrófilos de Oaxtepec, Morelos; Terrón et al. (1991), presentaron un estudio de coleópteros necrófilos de la reserva de la biosfera “La Michila” en Durango; Pérez-Ramos y Rivera-Cervantes (1996), comparan la abundancia y distribución de los escarabajos necrófilos en tres tipos de bosques, en el puerto “Los Mazos”, reserva de la biosfera Sierra de Manantlan; Méndez-Castellanos et al. (1997), hacen un estudio de la familia Siphidae en la Sierra de Nanchititla, Estado de México; Morales-Moreno et al. (1998), analiza la coleópterofauna necrófila en 3 zonas de “Las Escolleras” de Alvarado, Veracruz; Jiménez, en el

876

mismo año estudio los estafilínidos de la Sierra de Nanchititla; Deloya et al. (2000), trabajan con escarabeidos y trógidos del Valle de Vásquez “Los Hornos”, Morelos; Jiménez-Sánchez et al. (2001) trabajo con Staphylinidae necrófilos de la región de Zapotitlán Salinas, Puebla; Méndez (2002), estudió los coleópteros necrófilos de la Sierra de Nanchititla, Estado de México; Rabadán-Gutiérrez et al. (2002),, trabajaron con la fauna necrófila del centro de Guerrero; Caballero (2003), estudió los estafilínidos necrófilos de la Sierra de Huautla, Morelos; Quezada-García et al. (2003), los estafilínidos Necrófilos del cerro Huitepec, Chiapas; Quezada en el mismo año hace un listado de estafilínidos necrófilos de “El salto de las Granadas”, Guerrero; Márquez (2003), estudia los Staphylinidae necrófilos en cinco sitios de Tlayacapan, Morelos; Cejudo-Espinosa y Deloya (2005), presentan la distribución estacional de los coleópteros necrófilos del Nevado de Toluca; Quiroz-Rocha et al. (2008), presenta información sobre las especies de Scarabaeidae y Silphidae, atraídas a necrótrampas cebadas con calamar en dos tipos de vegetación del Municipio de Mascota, Jalisco, México y no obstante hacen falta muchos zonas por ser estudiadas, en los que se carece de inventarios, como es el parque “Sierra de Guadalupe”. Materiales y Método

Para la realización del trabajo se establecieron tres estaciones de muestreo en el Parque “Sierra de Guadalupe”, considerando los diferentes tipos de vegetación, es así que la primera estación se estableció en “Lomas de Coacalco”, que se localiza a los 2,361 m snm; de acuerdo con Correa (2002), y Cedillo-Acosta et al. (2007), es una zona en donde las actividades humanas, como el sembrado de maíz, sobre pastoreo, actividades recreativas e influencia de las actividades las zonas habitacionales, han transformado el paisaje, permitiendo el establecimiento de gramíneas como: Cynodon dactylon, Bouteloa bromoides Muhlenbergia alamosae, M. elata, Chloris virgata, Triodia atenacea, Hordem vulgare y Avena fatua entre otras (Bopp, 1955 en Cedillo-Acosta et al., 2007); que cubre la mayor parte del suelo con pendiente mínima o en las planicies, observándose árboles aislados de pirú (Schinus molle) y Eucalyptus spp. La cima del cerró conocido como “Ave María Auxiliadora” es la segunda estación de muestreo, la cual esta a 2,450 m snm, con zonas arbóreas de Schinus molle, Eucalyptus sp., Casuarina equisetifolia y algunas otras plantas introducidas, y elementos de vegetación nativa como son las Acacia farnesiana y Opuntia spp. (Cedillo-Acosta op cit.). Por su parte El “Pico Tres Padres” se encuentra a los 2,995 m snm; allí se estableció la tercer estación de muestreo, es una de las zonas en donde se puede encontrar reductos de la vegetación original, principalmente Quercus rugosa, Q. deserticola que forman un pequeño bosque con suelos ricos en materia orgánica y hojarasca, es una zona visitada por excursionistas que practican la caminata, propiciando el acumulo de basura, también ha sido utilizado para la instalación de antenas de transmisión radiofónica y televisiva lo que propició la deforestando el bosque de encino (Correa, 2002 y Cedillo-Acosta op cit.. ) (Fig. 1).

En cada estación se colocaron 3 trampas del tipo NTP-80 diseñadas y descritas por Morón y Terrón, 1984; las cuales se construyeron con dos envases plásticos de refresco, constituidas por un recipiente recolector, hecho del cuerpo general del primer envase de refresco, que contiene una mezcla de 95 partes de alcohol etílico al 70% y 5 partes de ácido acético glacial, que funciona como fijador y conservador de los insectos, los cuales son atraídos hacia la trampa por el cebo y este a su vez consiste en calamar desmenuzado, contenido en un pequeño recipiente perforado, sostenido por la tapa general de la trampa, elaborada con la base del segundo envase de refresco, ensamblada a los lados del borde del bote recolector por medio de soportes, dejando

877

una abertura entre los bordes, la parte superior del envase de refresco que se reduce hasta la boca de rosca, que se elimina, se corta e invierte formando el embudo que tiene la función de dirigir la recolecta al líquido fijador y funcionar como tapa parcial de la trampa (Fig. 2).

Fig. 1. Ubicación de las estaciones de muestreo en la Sierra de Guadalupe,

Coacalco.

Fig. 2. NTP-80 descrita por Morón y Terron 1984, elavorada con dos envases de refresco.

Los muestreos se realizaron mensual durante un año entre julio de 2006 y junio 2007, en

cada visita se recupero el líquido conservador con toda la fauna capturada, sustituyéndola por solución limpia, de igual manera, se puso cebo fresco. El material recolectado, se llevo al laboratorio de zoología de la Facultad de Estudios Iztacala (FES-I), para lavarlo con agua corriente y conservarlo en alcohol al 70%. Posteriormente se monto en seco por medio de alfileres entomológicos, para su adecuada determinación taxonómica y su inclusión a la Colección de Artrópodos de Iztacala, UNAM.

Para evaluar la diversidad de las recolectas solo se tomo en cuenta una trampa por estación y para procesar dichos datos se obtuvo el índice de Shannon-Wiener (Magurran, A. E., 1989): Resultadosy Discusión:

De julio del 2006 a junio del 2007 se capturaron un total de 859 organismos de la familia Staphylinidae, pertenecientes a 6 géneros y 9 especies, representados por Phloeonomus sp., Tachynus sp., Platandriina sp., Quedius sp., Belonuchus sp., B. apiciventris, B. rufipennis, Philontus sp. 1 y Philontus sp. 2.

En la primera estación de muestreo se recolectaron seis de las nueve especies, quedando representadas en primer termino por Phloeonomus sp., con un 40,91%, seguida por Platandriina sp. que alcanzó el 31.82% y en tercer lugar Tachynus sp., con el 13.64%, mientras que

878

Belonuchus sp., B. apiciventris, B. rufipennis, estuvieron representadas por el 4.55% cada una de ellas, siendo la primera de ellas exclusiva (Cuadro 1).

En la segunda estación de muestreo el comportamiento en la abundancia, fue radicalmente diferente, ya que en esta, domino, por mucho Platandriina sp. (87.69%), mientras que las restantes cuatro especies (Tachynus sp. Quedius sp. Belonuchus rufipennis y B. apiciventris) solo se presentan ocasionalmente durante el año; en general, la recolecta de esta estación también fue muy pobre (65 organismos de 5 especies), y sin recolecta en agosto y noviembre. Destacando Quedius sp., que solo se recolecto en esta estación (Cuadro 1).

La 3ª estación, en contraste con las dos anteriores, la abundancia general se incremento, lográndose recolectar un total de 772 organismos de seis especies, siendo Phloeonomus sp., el de mayor abundancia con un 55.83%, seguida de Platandriina sp., con el 32.51% y Tachynus sp., con el 10.62%, Belonuscus rufipennis, Philontus sp. 1 y Ph. sp. 2, se comportan como especies rara, destacando el hecho de que las dos especies de Philontus son exclusivas de esta estación (Cuadro 1).

Cuadro 1. Staphylinidae necrófilos capturados con NTP-80, en tres estaciones de muestreo, en el parque “Sierra de Guadalupe”, Coacalco, México, de julio del 2006 a junio del 2007.

Especie Mes J A S O N D E F M A M J Total

Phloeonomus sp. 0 0 0 15 0 34 24 70 27 40 157 73 440 Tachynus sp. 77 6 1 6 0 0 0 0 0 0 0 0 90 Platandriina sp. 13 23 29 0 1 5 3 0 1 60 41 139 315 Quedius sp. 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 Belonuchus sp. 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 Belonuchus apiciventris 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 2 Belonuchus rufipennis 1 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 3 Philontus sp. 1 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 Philontus sp. 2 3 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 5

Observando el comportamiento de la abundancia relativa general, a lo largo del año, es

notorio que durante los meses más cálidos (32 a 37ºC, Cedillo-Acosta, 2007) y que corresponden al inicio de la temporada de lluvias, (mayo, junio y julio) es cuando se obtiene el pico máximo de abundancia, reflejo de las tres especies dominantes del sitio, Phloeonomus sp. (Mayo 157), Platandriina sp. (Junio 139) y Tachinus sp. (Julio 77), ya que las restantes 6 especies se comportan como raras, debido a que se recolectan en números muy bajos y en meses salteados.

En la estación uno, en donde el suelo es protegido solo por pasto y la sombra de árboles aislados de pirú, mientras que en la estación dos en donde se ha introducido especies de árboles exótica, que si bien, forma pequeñas zonas boscosa, están influidas por la carencia de recarga de los mantos acuíferos, específicamente en las porciones altas, aunado a la carencia de vegetación natural en las áreas cuyos suelos son vulnerables a los procesos erosión hídrica (Cedillo-Acosta et al., 2007); más la alta influencia de las actividades humanas y de acuerdo con Navarrete-Heredia, (2002, el cual menciona que los estafilínidos prefieren los sitios húmedos, y particularmente el género Phloeonomus y Tachinus que se distribuyen en zonas de bosques templados entre la corteza de los árboles, materia orgánica y hojarasca, más el hecho de que en la estación tres que

879

tiene fragmentos de bosque de Quercus con suelos maduros y que presentan las mayores poblaciones de organismos capturados (90% de los especímenes); son factores que sugieren que el ambiente en donde se distribuyen preferentemente los estafilínidos, es en el bosque original y dispersándose hacia los ambientes inducidos por las actividades humanas, en donde están presentes pero difícilmente se establecen para desarrollar todo su ciclo de vida.

En relación al calculo del índice de diversidad de Shanon y Wiener, en la estación uno se obtuvo una H’=1.42 que representó el mayor índice de diversidad de la zona, en contraste la segunda estación se obtuvo una H’=0.50 lo que explica que en la comparación con la prueba de “t” esta nos indica una P<0.001 por lo que se considera que hay diferencias significativas entre las dos estaciones y es posible que estas diferencias estén dadas por que en la primer estación se recolectan seis especies y solo 22 individuos pero la uniformidad es de E=0.79, mientras que en la segunda estación se recolectan cinco especies y 65 especímenes, con una uniformidad muy baja de E=0.31 por la presencia de Platandriina sp., que se comporta como una especie muy dominante. En el caso de la comparación de la estación dos con la tres también existe una P<0.001, existiendo diferencias significativa, ya que en el caso de la tercer estación la H’=0.98 y la uniformidad es de E=0.55, pues hay tres especies abundantes (Phloeonomus sp., Tachinus sp. y Platandriina sp.) y tres que se compartan como raras u ocasionales (Belonuchus rufipennis y dos especies de Philontus) con la mayor captura de organismos (772) de la zona. Finalmente la comparación de los índices de diversidad de Shanon y Wiener, entre la estación uno y tres, establecen una P>0.02 por lo que no existen diferencias significativas y no obstante que los resultados de abundancia son muy contrastantes, ya que en la primera solo se recolecta 22 organismo y en la tercera 772, existen coincidencias, como el hecho de que en las dos estaciones se registraron seis especies y en las dos hay tres especies dominantes y tres muy raras. Conclusiones:

Se recolectaron 859 organismos de la familia Staphylinidae, perteneciente a 6 géneros y 9 especies.

Phloeonomus sp., con el 51.22% fue la especie más abundante, seguida de Platandriina sp., Tachinus sp., Philontus sp. 2, Belonuchus rufipennis, B. apiciventris, Philontus sp. 1, Belonuchus sp. y Quedius sp.

La tercera estación fue la que presento una mayor abundancia relativa, mientras que la estación dos y uno presentó una pobre presencia de especímenes.

En mayo, junio y julio se registraron los mayores picos de abundancia relativa, que coincide con las temperaturas más altas y los promedios máximos de precipitación.

Múltiples factores presentes en la zona de estudio sugieren que los estafilínidos se distribuyen preferentemente en los reductos de bosque original (Quercus) y de allí se dispersan a las zonas aledañas.

La presión ejercida por las actividades humanas ha propiciado la perdida de la vegetación original y de igual manera esta afectado las poblaciones de fauna de estafilínidos necrófilos.

Existen diferencias significativas de los índices de diversidad entre la estación uno y dos y la dos contra la tres, pero no existen diferencias significativas entre la estación 1 y la tres.

Literatura Citada: Caballero Pérez, U. 2003. Staphylinidae necrófilos (Insecta: Coleóptera) de La Sierra Huautla,

Morelos, Tesis de licenciatura, UNAM FES Iztacala, México, 110pp.

880

Cejudo-Espinosa, E. y C. Deloya 2005. Coleoptera Necrófilos del Bosque del Pinus hartwegii del Nevado de Toluca, México. Folia Entomológica Mexicana. 44(1):67-74.

Correa Vela G. y Flores Román D. 2004. Morfogénesis de Suelos con Capas Endurecidas de La Sierra de Guadalupe, México, UNAM Instituto de Geología, México, 255-265 pp.

Deloya C, M Britos-Cienfuegos y P Britos-Cienfuegos. 2000. Scarabeidae y Trogidae (Coleóptera) Necrófilos del valle de Vázquez (“los hornos”), Morelos, México. Memorias del XXXV Congreso Nacional de Entomología, Acapulco Gro, pp. 233-238

Jiménez-Sánchez E, J Padilla Sánchez y J Navarrete. 2001. Staphilinidae (Insecta: Coleóptera) Necrófilos de la región de Zapotitlán de las Salinas, Puebla, México, Memorias del congreso XXXVI Congreso Nacional de Entomología, Querétaro, pp. 66

Quezada García R, E Jiménez-Sánchez, J Padilla Sánchez y A Morales-Moreno. 2003 Los estafilinidos Necrófilos (Staphilinidae: Coleóptera) del cerro Huitepec, Chiapas, México, Entomología Mexicana, México, p 288-293

Quezada García R. 2003. Estafilínidos necrófilos (Coleóptera: Staphylinidae) de “El salto de las Granadas”, Guerrero, México, Tesis de licenciatura, UNAM, FES Iztacala, México, 59pp.

Quiroz-Rocha, G. A., J. L. Navarrete-Heredia y P. A. Martínez Rodríguez, 2008. Especies de Scarabaeinae (Coleoptera: Scarabaeidae) y Silphidae (Coleoptera) necrófilas de Bosque de Pino-Encino y Bosque Mesófilo de Montaña en el Municipio de Mascota, Jalisco, México. Dugesiana 15(1): 27-37.

Márquez, J. 2003. Ecological Patterns in Necrophilous Staphylinidae (Insecta: Coleoptera) from Tlayacapan, Morelos, México. Acta Zoológica Mexicana (n.s.) 89: 69-83

Méndez Castellanos R. 2002. Macro-coleópteros necrófilos (Silphidae, Trogidae, Goetropidea y Scarabaeidae) de la Sierra Nanchititla Estado de México, Tesis de licenciatura, UNAM FES Iztacala, 133pp. Morón R. M. A, López Méndez J. A y Valenzuela J. 1984 Análisis de la Entomofauna Necrofila de un cafetal en el Soconusco, Chiapas, México. XIX Congreso Nacional de entomología. Guanajuato. pp. 70,71

Méndez Castellanos R. 2002. Macro-coleópteros necrófilos (Silphidae, Trogidae, Goetropidea y Scarabaeidae) de la Sierra Nanchititla Estado de México, Tesis de licenciatura, UNAM FES Iztacala, 133pp. Morales Moreno, A., S. Chazaro Olvera y J. R. Padilla Ramírez 1998. Análisis de la Comunidad de Coleoptera Necrófilos de “Las Escolleras”, Alvarado, Veracruz, México. Dugesiana, 5(1):23-40.

Morón R. M. A. y R. Terrón 1984. Distribución Altitudinal y Estacional, de Insectos necrófilos de la Sierra Norte De Hidalgo, México, Acta Zool. Méx. (NS) 3, 47pp.

Pérez Ramos M, L. E Rivera Cervantes. 1996. Abundancia y distribución de los escarabajos necrofilos (Coleóptera, Silphidae y Scarabaeidae) en tres tipos de bosques, en el puerto los Mazos, reserva de la biosfera Sierra de Manantlan, Jalisco, México. Memorias XXXI Congreso de Entomología, Mérida Yucatán. pp. 70,71

Rabadán Y., M. Domínguez, C. Deloya. 2002. La Macro-Coleóptero Fauna Necrófila de la región del Centro del Estado de Guerrero, México. Entomología mexicana, México, p 138-143

Ruíz-Lizárraga, G. 1993. Contribución de los Staphylinidae (Coleoptera) necrófilos de Acahuizotla Guerrero. Teis, Biólogo, UNAM, México. D.F. v+177 p.p.

Rzedowski. J. 1988, Vegetación de México, Limusa, México, 432 pp. Terrón R; Anduaga S y M. A. Morón 1991. Análisis de la coleópterofauna necrofila de la reserva de

la biosfera “la Mochila”, Durango, México. Folia. Entomol. Mex 81: 315- 324 Zahradník, J., 1990. Guía de los Coleópteros de España y de Europa. Omega, Barcelona, 570 pp.

881

REVISIÓN DE LA FAMILIA LYGAEIDAE DEL MUSEO DEL DEPARTAMENTO DE ENTOMOLOGÍA EN OKLAHOMA STATE UNIVERSITY, USA.

A Revision of the Lygaeidae Family in the Department of Entomology Museum of Oklahoma

State University

Sánchez-Aguilera Carolina. Programa de Ingeniería en Agronomía, Departamento de Ingeniería,

Universidad Popular Autónoma del Estado de Puebla, A. C. 21 Sur 1103, Col. Santiago, C.P.

72160. Puebla, Pue. Fax (222) 232-52-51. Teléfono (222) 229-94-00 Ext. 7423

carolina.sanchez@upaep.mx

Palabras Clave: Revisión, Lygaeidae, Oklahoma, State, University Introducción

Una de las Estrategias que integra la Visión 2015 de mi Universidad está enfocada a

desarrollar la Vinculación y Alianzas con la Sociedad local y global, de tal modo que fui apoyada

para realizar una Estancia de Investigación en el Department of Entomology Museum of

Oklahoma State University, durante el Verano 2007. Fui atendida por Dr. Kris Giles,

Investigador del Departamento de Entomología en Stillwater, Oklahoma. Decidí revisar los

Hemípteros pertenecientes a la Familia Lygaeidae, ya que está constituida por un gran número de

especies fitófagas, aunque destaca el género Geocoris por ser uno de los depredadores muy

utilizados en Control Biológico.

La familia es una de las más grandes del Orden. Las membranas del hemélitro tienen 4 ó 5

venas largas no ramificadas. De cuerpo aplanado por el dorso y convexo ventralmente. Los

fémora frontales algunas veces dilatados. Ocelos generalmente presentes. Son muy comunes en la

vegetación. Con cuatro ó cinco venas simples en la membrana (Randall y Slater, 1995). La

mayoría son fitófagos, destacando el caso de Blissus leucopterus Say y algunos como Geocoris

conocida como la “chinche ojona” son depredadores de “mosquita blanca” (Sánchez, 1992). Materiales y Método

La investigación estuvo orientada a revisar los insectos que permanecían sin determinar pertenecientes a la Familia Lygaeidae. Parte del material revisado se procedió al montaje e identificación con la ayuda del microscopio estereoscópico y claves de identificación (Decourey, 1971., Slater y Baranowsky, 1978). Así también se realizó el etiquetado e integración de los ejemplares a la Colección Entomológica. Se registraron los datos de colecta y las imágenes de los ejemplares en cuestión con el apoyo de una cámara digital. Resultados

Fueron examinados 69 especimenes. Se registraron los datos e imágenes respectivas de 17 géneros y 18 especies pertenecientes a: Geocoris pallens Stal, G. uliginosus (Say), G. bullatus (Say), Blissus leucopterus (Say), Phlegyas abbreviatus (Ulher), Myodocha serripes Olivier, Kolenetrus plenus (Distant), Cnemodus mavortius (Say), Gastrodes, Lygaeus turcicus (F), Peritrechus fraternus Ulher, Ochrimnus lineoloides Slater, Eremocris ferus (Say), Ozophora picturata Ulher, Exptochiomera confusa Barber, Emblethis vicarius Horvath, Ptochiomera nodosa Say, Xestocoris nitens V.D. y Pachybrachius bilobatus (Say).

882

Discusión y Conclusiones Se constata la diversidad de especies de Ligeidos, ya que en Stillwater muchos

productores se enfocan a la producción de gramíneas en las cuales el trigo predomina. El género Geocoris resultó el único de importancia depredadora con tres especies que se implementan para el control de “mosquita blanca y ácaros”. El género Gastrodes fue el más abundante con 13 ejemplares, es un insecto asociado a coníferas.

Las especies más abundantes fueron: Gastrodes, Exptochiomera confusa Barber y Phlegyas abbreviatus (Ulher). Dichas especies son consideradas a continuación (Fig. 1).

Fig. 1. A) Exptochiomera confusa Barber. B) Gastrodes sp. C) Phlegyas abbreviatus Ulher.

Agradecimientos

Al Comité de Investigación de la Universidad, ya que a través del Proyecto 21601-140 fue posible dicha Estancia. Agradezco el apoyo brindado de los colegas: Drs. Kris Giles y Don Arnold, Investigadores del Departamento de Entomología en Stillwater, Oklahoma. Literatura Citada

Decourey, R.M. 1971. Keys to the families and subfamilies of the nymphs of North American Hemiptera- Heteroptera, Proc. Ent. Soc. Wash., 413-428.

Randall T. S. and J. A. Slater. 1995. True Bugs of the World (Hemiptera: Heteroptera) Classification and Natural History. Cornell University Press. 336 pp.

Sánchez, C.A. 1992. Taxonomía de Insectos. Universidad Popular Autónoma del Estado de Puebla. México. 171pp.

Slater, J. A., and R.M. Baranowsky. 1978. How to Know the True Bugs. Dubuque, Iowa: Wm. C. Brown, 256 pp.

No. de muestra

Material biológico

determinado 01 Exuvias de

Coleoptera: Dermestidae Casas pupales de Diptera: Muscidae, prob. Stomoxys Indicios de actividad de larvas de Lepidoptera Adulto de Diptera: Calliphoridae (con deformaciones) Adulto de Coleoptera: Anobiidae, Lasioderma serricorne

02 Casa pupal de Diptera: Sarcophagidae

03 Adulto de Coleoptera: Dermestidae, Dermestes maculatus

No. de muestra

Material biológico determinado

01 Tres casas pupales de Diptera: Sarcophagidae Abdomen de dos escarabajos Coleoptera: Trogidae Indicios de actividad de Lepidoptera

02 Cinco casas pupales de Diptera: Sarcophagidae Dos adultos de Coleoptera: Histeridae Abdomen de un escarabajo Coleoptera: Histeridae Tres adultos de escarabajos Coleoptera: Dermestidae, Dermestes maculatus Una cabeza de escarabajo Coleoptera: Trogidae

03 Dos casas pupales de Diptera: Sarcophagidae

883

PRIMER REGISTRO DE Conura (Spilochalcis) janzeni Delvare, 1992 (HYMENOPTERA: CHALCIDIDAE) Y VARIABLES AMBIENTALES EN EL ESTADO DE YUCATÁN,

MÉXICO

First record of Conura (Spilochalcis) janzeni Delvare, 1992 and environmental parameters in Yucatan, Mexico

David A. Chay-Hernández1, Hugo Delfín-González1 y Virginia Meléndez-Ramírez2. 1 Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias. Universidad Autónoma de Yucatán. A.P. 4-116 Mérida, Yucatán 97100 MÉXICO. 2 Universidad Autónoma de Nuevo León, Facultad de Ciencias Biológicas, Laboratorio de Entomología, A.P. 112-F, CP 66450, San Nicolás de los Garza, Nuevo León, MÉXICO. braconido@gmail.com

Palabras Clave: Chalcididae, parasitoides, bioclima, Yucatán. Introducción

Chalcididae es una de las principales familias de Chalcidoidea, la cual se caracteriza por ser cosmopolita y abundante en los trópicos, particularmente en Sur América (Heraty y Gates, 2003). A nivel mundial se conocen 83 géneros y 1743 especies (Noyes 2007). La mayoría de las especies de Chalcididae son solitarias, parasitoides primarios, endoparasitoides de larvas y pupas en el último instar, sus hospederos principales son Lepidoptera y en menor grado Diptera, Coleoptera, Hymenoptera y Neuroptera. Algunas especies pueden ser parasitoides secundarios (hiperparasitoides), ectoparasitoides y gregarios (Bouček y Halstead, 1997). No obstante, algunas especies se han utilizado con éxito en programas de control biológico y otras tienen alto potencial, como los géneros Brachymeria y Conura (Burks 1979). Sin embargo, para muchas de las especies no se conocen aspectos básicos sobre su biología y hábitat, lo que limita el aprovechamiento de éstas. El género Conura se distribuye desde el sureste de Estados Unidos de América hasta América del Sur, incluyendo el Caribe (Delvare y Bouček, 1992). Es el género más diverso y con el mayor número de especies registradas dentro de Chalcididae (Delvare, 1992), sin embargo, estudios sobre su biología y aspectos ambientales son escasos. Conura janzeni Delvare, 1992 pertenece al subgénero Spilochalcis, grupo JANZENI, e incluye una especie distribuida en Costa Rica y Belice. Su biología, hospederos y hábitos son desconocidos. En este trabajo se registra por primera vez la especie y se describen las variables ambientales asociadas en el sitio de colecta que pueden determinar su presencia. Materiales y Método

Se realizó una revisión de Chalcididae en la Colección Entomológica Regional de la Universidad Autónoma de Yucatán (CER-UADY) durante el año 2007-2008. El material se determinó con las claves de Delvare (1992). Las variables ambientales fueron obtenidas con el sistema de información geográfica DIVA-GIS versión 5.2.0.2. (Hijmans et al., 2001). Se utilizó información de la base de datos climática mundial (WORDCLIM versión 1.4) con resolución 2-5 minutos (Hijmans et al., 2005), se complementó con la información del Programa de Ordenamiento Ecológico Territorial del Municipio de Mérida (Gobierno del Estado de Yucatán,

884

2006). Las fotos del espécimen se realizaron con una cámara digital Take-7 DMP-2500, 7.0 mm F2.8/F5.6, microscopio MOTIC SMZ-168 series.

Resultados y Discusión

Del Material revisado en la CER-UADY, se obtuvo el primer registro de Conura (Spilochalcis) janzeni Delvare, 1992 para México y Yucatán. Los datos asociados al único ejemplar registrado son: Mx. Xmatkuil, Yuc. 12-17/IV/1996. TM. Col. H. Delfín, F. León. (1 hembra). Esta especie sólo estaba registrada por los holotipos y paratipos de Costa Rica (3 especímenes) y Brasil (1 espécimen) (Delvare, 1992); ahora se incluye Yucatán, México (Fig. 1). Las principales características distintivas de C. janzeni son (Delvare, 1992): color del cuerpo rojizo con pigmentación amarilla, cubierto con pilosidad pálida, con las siguientes partes de color negro: escrobo antenal, mancha ancha sobre el vertex rodeando los ocelos, excepto por dos pequeñas manchas submedianas, occipucio, una mancha mediana sobre el collar pronotal, un par de pequeñas manchas submedias sobre el collar, una pequeña marca sobre los paneles laterales del pronoto, una mancha amplia sobre el lóbulo medio del mesoscuto estrechándose en la mitad y ampliándose y finalmente estrechándose al final antes del surco transcutal (Fig. 1b), la axílula, escutelo medio-apicalmente y con una tira transversa a lo largo de la carina frenal, mesopleuron excepto el área subalar y arriba del mesepimeron, metapleuron excepto el tercio superior, propodeo excepto por manchas sublaterales, pata posterior como en la figura 1a, tiras laterales en los terguitos 3°, 4°, 5° y 6°, el ápice del epipigio, escapo del mismo color que el cuerpo excepto dorsalmente que está oscurecido, pedicelo café, flagelo café oscuro. Distancia entre el ocelo lateral y el ojo alrededor de dos tercios del diámetro ocelar, escapo muy corto, su ápice no alcanza el ocelo medio, todos los segmento funiculares cortos. Las características climáticas asociadas C. janzeni en el sitio de colecta aparecen en el cuadro 1. El tipo de vegetación en el sito de colecta es selva baja caducifolia con vegetación secundaria herbácea y arbustiva de ambiente semiárido, con dominancia de latifoliadas deciduas y transición marginal con formación forestal decidua, suelo tipo rendzina, altitud 12 m (Gobierno del Estado de Yucatán, 2006).

Fig.. 1. Localización del sitio de colecta de Conura janzeni en el estado de Yucatán.

El principal factor que determina la presencia de los parasitoides en un sitio determinado es el tipo de hospedero que ataca, sin embargo, esto es desconocido para la mayoría de las

885

especies de Chalcididae (Delvare, 1992). Sin embargo, es posible utilizar variables ambientales para poder estimar los sitios potenciales de ocurrencia de las diferentes especies de parasitoides (Ulrichs y Hooper, 2008).

Figura 1a y b. Conura janzeni. a) Vista lateral a 2X, b) vista superior a 3X.

Cuadro 1. Variables bioclimáticas para Conura janzeni en el sitio de colecta. Variable bioclimática Valor Temperatura media anual 27.5 °C Rango temperatura media mensual 11.5 °C Isotermalidad 65.3 % Temperatura Estacional 195.4 % Temperatura máxima del mes más caliente 36.2 °C Temperatura mínima del mes más frío 18.6 °C Rango de la Temperatura Anual 17.6 °C Temperatura media del trimestre más húmedo 28.9 °C Temperatura media del trimestre más seco 27.5 °C Temperatura media del trimestre más caliente 29.4 °C Temperatura media del trimestre más frío 24.8 °C Precipitación anual 1224 mm Precipitación del mes más húmedo 245 mm Precipitación del mes más seco 20 mm Estacionalidad de la precipitación 78.5 % Precipitación del trimestre más húmedo 577 mm Precipitación del trimestre más seco 88 mm Precipitación del trimestre más caliente 365 mm Precipitación del trimestre más frío 98 mm

B A

886

Las principales variables que determinan la distribución de las especies de insectos son el tipo de vegetación, la temperatura y la humedad (Peacock et al., 2006; Hance et al., 2007). Las variables ambientales presentadas aquí para C. janzeni son el primer paso para poder estimar la ocurrencia

de esta especie con biología y hábitos desconocidos.

Literatura Citada

Bouček, Z. y Halstead, J.A. 1997. Chalcididae. Capítulo 6. En: Gibson, G., Hubber, T.H. y

Woolley, J.B. (Eds.). Annoted keys to the genera of neartic Chalcidoidea (Hymenoptera). NRC Research Press. Ottawa. p.151-164.

Burks, B.D. 1979. Torymidae (Agaoninae) and all other families of Chalcidoidea (excluding Encyrtidae). En: Krombein, K.V.; Hurd, P.D. jr.; Smith, D.R.; Burks, B.D., (Eds.) Catalog of Hymenoptera in America North of México. Smithsonian Institute Press, Washington, D.C.1: 748-749, 768-889, 967-1043.

Gobierno del Estado de Yucatán. 2006. Programa de Ordenamiento Ecológico Territorial del Municipio de Mérida. Secretaria de Ecología, SEMARNAT, SEDESOL.

Delvare, G., y Bouček, Z. 1992. On the New World Chalcididae (Hymenoptera). Mem. Am. Entomol. Inst. 53: 1-466.

Delvare, G. 1992. A reclassification of the Chalcidini with a checklist of the New World species. Memoirs of the American Entomological Institute. 53:302-303.

Hance, T., Baaren, V. J., Vernon, P. y Boivin, G. 2007. Impact of Extreme Temperatures on Parasitoids in a Climate Change Perspective. Annu. Rev. Entomol. 52: 107–126.

Heraty, J. y Gates, M. 2003. Diversity of Chalcidoidea (Hymenoptera) at El Eden Reserve, Mexico. Chap. 14. En: Gómez Pompa, A., Allen, M. F., Fedick, S. L. y Jiménez, J. J. (eds.). The Lowland Maya area: Three millenia of the human-wildland interfase. Food Products Press. USA, p. 277-292.

Hijmans, R.J., Guarino, L., Cruz, M. y Rojas, E. 2001. Computer tools for spatial análysis of plant genetic resources data: 1 DIVAS-GIS. Plant Genetic Resources Newsletter. 121: 15-19.

Hijmans, J. R., Cameron, E. S., Parra, L. J., Jones, G. P. y Parvis, A. 2005. Very high resolution interpolated climate surfaces for global land areas. Int. J. Climatol. 25: 1965–1978.

Noyes, J. S. 2007. Universal Chalcidoidea Database. http://internt.nhm.ac.uk/jdsml/perth/chalcidoids/ Consultado 18/04/2007.

Peacock, L., Worner, S. y Sedcole, R. 2006. Climate Variables and Their Role in Site Discrimination of Invasive Insect Species Distributions. Environmental Entomology. 35(4): 958-963.

Ulrichs, C. y Hooper, R. K. 2008. Predicting insect distributions from climate and habitat data. BioControl. 53:881–894.

887

LISTADO DE LEPIDOPTEROS DIURNOS EN EL ÁREA DENOMINADA CRUZ ANCHA,

BERRIOZABAL, CHIAPAS, MÉXICO.

List of lepidopteros daytimes so-called in the area Cruz Ancha, Berriozabal, Chiapas, Mexico.

Eduardo Aguilar-Astudillo, Carlos J. Morales-Morales, Maria de los A. Rosales-Esquinca, Pilar

Ponce-Díaz, Rodrigo del C. Gutiérrez-Hernández, Ricardo R. Quiroga-Madrigal. Colección

Entomológica. Facultad de Ciencias Agronómicas. Universidad Autónoma de Chiapas. Carr.

Ocozocoautla-Villaflores km. 84. Apartado postal 78. C.P. 30470. Villaflores, Chiapas, México.

carlosjoaquinm@yahoo.com.mx, rodrigo@unach.mx rosalese@unach.mx, quiroga@unach.mx,

pponce@unach.mx, aguiastu0903@yahoo.com,mx

Palabras Clave: Lepidoptera, Muestreo, Cruz Ancha, Diversidad, Familias, Especies. Introducción

El conocimiento de la entomofauna de México, especialmente del estado de Chiapas, es importante por su gran diversidad y riqueza especifica, es uno de los estados con mayor abundancia especialmente de mariposas, seguidos por los estados de Guerrero, Oaxaca y Veracruz (Raguso y Llorente, 1997). Esta diversidad biológica tanto de plantas como de animales; se debe a la gran variedad de microclimas y micro-ambientes que se forman por la topografía y las diferencias en los niveles altitudinales. Según De la Maza y De la Maza (1993) Chiapas alberga alrededor de 1,194 especies de mariposas diurnas, bajo está perspectiva se llevo a cabo el presente trabajo, para conocer la diversidad de especies de mariposas diurnas que habitan en la zona Cruz Ancha, municipio de Berriozabal, Chiapas. Materiales y Métodos

Este trabajo se realizó en la zona denominada Cruz Ancha municipio de Berriozábal, Chiapas, México, localizada a una altitud de 765 msnm, en el periodo comprendido de julio de 1998 a julio de 1999, para el muestreo se trazaron transectos de aproximadamente 5 Km por el Río Sabinal. Se utilizaron redes aéreas entomológicas, frascos cianurados y sobres de papel glacine. Los ejemplares colectados se separaron por superfamilias, familias, subfamilias y especies, todos los ejemplares se conservan en la Colección Entomológica de la Facultad de Ciencias Agronómicas (CACH), de acuerdo a la técnica que existe para mariposas (Báez-Szelepka, 1995). Para su determinación se utilizó la literatura disponible (Díaz y De la Maza, 1978; Miller y Brown, 1981; Pyle, 1981; D’Abrera, 1984; De la Maza, 1987; Alayo y Hernández, 1987; Llorente et al., 1997; De la Maza y De la Maza, 1993; Lorente y Warren 1996; Warren et al., 1996; Raguso y Llorente, 1997; Warren y Llorente, 1999) y por comparación con los ejemplares identificados de la colección de la Facultad. Resultados y Discusión

La composición faunística de las superfamilias Papilionoidea y Hesperioidea, de N = 1,019 ejemplares, se ubican de la siguiente manera: 248 especies, 167 géneros, 24 subfamilias y 5 familias y dos superfamilias. La mayor diversidad se encontró durante los meses de mayo a octubre y los primeros días de noviembre, disminuyendo de los meses de diciembre a abril, se considera que la aparición de los lepidópteros diurnos adultos está ligada a la temporada de

888

lluvias. En el primero, se encontró el mayor número de familias, subfamilias y especies con 4, 21 y 195 respectivamente. El mayor número de ejemplares se encontraron en las familias Hesperiidae, Nymphalidae y Pieridae, el mayor número de especies en Nymphalidae y Lycaenidae. Las especies mas abundantes fueron: Doxocopa laure laure Drury, Anaea aidea (Guérin), Hypna clytemnestra mexicana Hall, Lycorea cleobaea atergatis Doubleday, Dircenna klugii klugii Geyer, Melinaea lilis imitata Bates, Adelpha melanthe Bates, Microtia elva horni Roeber, Siproeta stelenes biplagiata (Frühstorfer)(Nymphalidae), Calycopis isobeon (Butler & Druce) (Lycaenidae), Aguna asander Hewitson y Heliopetes alana Reakirt (Hesperiidae); dentro de las especies menos comunes se encontraron Atlides polybe (Linnaeus), Calicopis demonassa (Hewitson), Parrhasius orgia Hewitson, Calospila sudias Hewitson (Lycaenidae), Mimoides ilus branchus (Doubleday) (Papilionidae), Hypanartia kefersteini Doubleday, Hypotiris euclea valora Hensch (Nymphalidae) y Phanus marshallii Kirby (Hesperiidae) (Cuadro 1).

Cuadro 1. Especies de lepidópteros de las superfamilias Papilionoidea y Hesperioidea, de la zona Cruz Ancha: Superfamilia: Papilionoidea

Familia Subfamilia Especie

Papilionidae

Triodininae Battus polydamas polydamas (Linnaeus, 1758) Parides eurimedes mylotes (H. W. Bates, 1861) P. iphidamas iphidamas (Fabricius, 1793) P. panares lycimenes (Boisduval, 1870)

Papilioninae Calaides androgeus epidaurus (Godman & Salvin, 1890) Heraclides cresphontes (Cramer, 1777) Mimoides ilus branchus (Doubleday, 1846) Papilio polyxenes asterius Cramer, 1782 Priamides anchisiades idaeus (Fabricius, 1793) P. phamaces (Doubleday, 1846) Protographium philolaus philolaus (Boisduval, 1836)

Pieridae

Coliadinae Abaeis nicippe (Cramer, 1780) Anteos clorinde nivifera (Frühstorfer, 1907) A. maerula lacordairei (Boisduval, 1836) Aphrissa statira jada (Butler, 1870) Eurema boisduvaliana (C. Felder & R. Fólder, 1865) E. daira daira (Godart, 1819) E. mexicana mexicana (Boisduval, 1836) Nathalis iole Boisduval, 1836 Phoebis agarithe agarithe (Boisduval, 1836) P. argante argante (Fabricius, 1775) P. phílea philea (Linnaeus, 1763) P. neocypris virgo (Butler, 1870) P. sennae marcellina (Cramer, 1777) Pyrisitia dina westwoodi (Boisduval, 1836) P. lisa centralis (Herrich– Schäffer, 1864) P. nise nelphe (R. Felder, 1869)

Dismorphiinae Dismorphia amphiona praxinoe (Doubleday, 1844) Pierinae Ascia monuste monuste (Linnaeus, 1764) Ganyra josephina josepha (Salvin & Godman, 1868) Glutophrissa drusilla tenuis (Lamas, 1981) Leptophobia aripa elodia (Boisduval, 1836) Pieriballia viardi viardi (Boisduval, 1836)

889

P. proterpia proterpia (Fabricius, 1775) Zerene cesonia cesonia (Stoll, 1791)

Nymphalidae

Nymphalinae Epiphile adrasta escalantei (Descimon & Mast) Hypanartia lethe (Fabricius) H. godmanii Bates H. kefersteini Doubleday Junonia coenia Hübner, 1822 J. evarete Cramer Anartia amathea fatima (Fabricius, 1793) A. jatrophae luteipicta Frühstorfer, 1907 Siproeta stelenes biplagiata (Frühstorfer, 1907) S. epaphus (Latreille, 1813) Marpesiinae Marpesia chiron marius (Cramer, 1780) M. petreus tethys (Fabricius, 1777)

Melitaeinae Thessalia theona (Ménétriés, 1855) Chlosyne erodyle (Bates) C. hippodrome hippodrome (Geyer) C. janais (Drury) C. lacinia crocale (Edwards, 1874) C. marina dryope (Godman y Salvin) C. melanarge (H. W. Bates) C. rosita (Hall) Microtia elva elva H. W. Bates, 1864 Texola elada elada (Hewitson, 1868) Anthanassa ptolyca (H. W. Bates, 1864) A. frisia tulcis (H. W. Bates, 1864) A. ardys ardys (Hewitson, 1868) Castilla myia (Hewitson) Tegosa luka Higgins Eresia phillyra Hewitson

Limenitidinae Adelpha basiloides basiloides Doubleday A. serpa massilia (C. Felder & R. Felder, 1867) A. melanthe Bates A. phylaca phylaca Bates Colobura dirce dirce (Linnaeus) Biblis hyperia aganissa Boisduval, 1836 Myscelia cyananthe cyananthe C. Felder & R. Felder, 1867 M. ethusa ethusa (Doyére, 1840) Eunica monima monima (Cramer) Dynamine milita (Cramer) D. theseus C. Fólder & R. Felder Diaethria anna (Guérin-Ménéville) D. astala (Guérin-Ménéville) Mestra dorcas amymone (Ménétriés, 1857) Hamadryas atlantis lelaps (Godman & Salvin, 1883) H. februa ferentina (Godart, 1824) H. glauconome grisea (Jenkins, 1983) Historis odius odius (Lamas) Smyrna blomfildia datis (Frühstorfer, 1908) Temenis laothoe quilapayunia (R. G. Máza & Turrent) Epiphile adrasta escalantei (Descimon & Mast) Bolboneura sylphis sylphis (H. W. Bates,

Charaxinae Anaea troglodita aidea (Guerin, 1844) Archaeoprepona demophon mexicana (Llorente, Descimon & Johnson) Menphis xenocles carolina (W. P. Comstock) Fountainea glycerium glycerium (Doubleday) F. eurypyle glanzi (Rotger, Escalante & Coronado) F. rayoensis (De la Maza y Díaz Francés) Hypna clytemnestra mexicana (Hall) Consul electra castanea (Llorente & Luis) Siderone galanthis (Cramer) Memphis arginussa eubaena (Boisduval) M. proserpina (Salvin) Apaturinae Doxocopa laure (Drury) D. pavon (Latreille) Libytheinae Libytheana carinenta mexicana (Michener, 1943)

890

1864) Catonephele numilia esite (C. Felder & R. Felder) Callicore guatemalena (Bates)

Morphinae Morpho peleides hyacynthus (Butler)

Brassolinae Opsiphanes boisduvalii (Doubleday, 1849) O. invirae fabricii (Boisduval)

Danainae Danaus eresimus montezuma (Talbot, 1943) Lycorea halia atergatis (Doubleday, 1847)

Heliconiinae Agraulis vanillae incarnata (Riley, 1926) Heliconius charithonia vazquezae (Comstock & F. M. Brown, 1950) Heliconius ismenius telchinia (Doubleday) Dryadula phaetusa (Linnaeus) Dryas iulia moderata (Riley, 1926) Euptoieta hegesia hoffmanni (W. P. Comstock, 1944) Satyrinae Manataria maculata (Hopffer, 1874) Hermeuptychia hermes (Fabricius, 1775) Cepheuptychia glaucina (Bates) Cyllopsis gemma (Hübner) Paraeuptychia hesione (Sulz) P. metaleuca (Boisduval) Taygetis andromeda (Cramer)

Ithomiinae Dircenna klugii klugii (Geyer) Mechanitis polymnia lycidice (Bates) Pteronymia cotytto (Guérin) P. artena artena (Hewitson) Hypoleria cassotis (Bates) Hypotiris euclea valora (Hensch) H. lycaste dionaea (Hewitson) Ithomia patilla psyque (Bates) Mechanitis lysimnia doryssus (Bates) M. menapis saturata (Godman & Salvin) Melinaea lilis imitata (Bates) Napeogenes tolosa tolosa (Hewitson) Oleria paula (Weymer) Tithorea harmonia salvadoris (Lamas)

Lycaenidae

Theclinae Atlides polybe (Linnaeus) Arawacus jada (Hewitson) Arawacus sito (Boisduval) Calycopis demonassa (Hewitson) C. isobeon (Butler & Druce) Cycmophrys miserabilis Clench Evenus regalis (Cramer) Ocaria thales Fabricius Oenomaus ortygnus (Cramer) Panthiades battus (Cramer) P. bitias (Cramer) P. phaleros (Linnaeus) Parrhasius orgia Hewitson P. polibetes (Cramer) Pseudolycaena damo (Druce, 1875) Rekoa zebina zebina (Hewitson) Strymon albata (C. Felder & R. Felder) S. bazochii (Godart) S. bebrycia (Hewitson) S. cestri (Reakirt) S. istapa Reakirt

Riodininae Apodemia hipoglauca hypoglauca (Godman & Salvin) A. walkeri (Godman & Salvin) Anteros carausius carausius Westwood Baeotis zonata simbla (Boisduval) Caria ino ino Godman & Salvin C. lampeto Godman & Salvin Calephelis argyrodynes Bates C. fulmen Stichel C. laverna laverna (Godman & Salvin, 1886) Calospila sudias Hewitson Calydna lusca venusta Godman & Salvin Cremma umbra Boisduval Charis vetulina Godman & Salvin Emesis emesia emesia (Hewitson) E. lucinda Cramer E. poeas (Godman & Salvin, 1901) Eurybia elvina Stichel Euselasia mazai Beutelspacher

891

Superfamilia: Hesperioidea

Familia Subfamilia/ Especie Subfamilia/ Especie

Pyrginae Achalarus toxeus (Plötz, 1882) Achlyodes busiros heros Ehrmann, 1909 Aguna asander asander (Hewitson, 1867) Antigonus erosus (Hübner, 1812) A. nearchus (Latreille, 1817) Astraptes anaphus annetta Evans, 1952 A. chiriquensis chiriquensis (Staudinger, 1876) A. fulgerator azul (Reakirt, 1867) Atarnes sallei (C. Felder & R. Felder, 1867) Cabares potrillo potrillo (Lucas, 1857) Carrhenes fuscescens (Mabille, 1891) Celaenorrhinus eligius (Stoll, 1781) Codatractus bryaxis (Hewitson, 1867) Cogia hippalus hippalus (W. H. Edwards, 1882) Chioides catillus albofasciatus (Hewitson, 1867) C. zilpa (Butler, 1872) Chiomara georgina georgina (Reakirt, 1868) Gindanes brontius Godman & Salvin, 1895 Grais stígmaticus stigmaticus (Mabille, 1883) Heliopetes alana (Reakirt, 1868) H. arsalte (Linnaeus, 1758) H. laviana laviana (Hewitson, 1868) H. macaira (Reakirt, 1867) Mylon menippus (Fabricius, 1777) Noctuana bipuncta (Plötz, 1884) Ocyba calathana calanus (Godman & Salvin, 1894) Phanus marshallii Kirby, 1880

Pyrrhopyginae Mysoria affinis (Herrich-Schäffer, 1869) Myscelus amystis hages (Godman & Salvin, 1893) Hesperiinae Anatrytone mazai (H. A. Freeman, 1969 Ancyloxypha arene (W. H. Edwards, 1871) Atalopedes campestris campestris (Boisduval, 1852) Calpodes ethlius (Stoll, 1782) Copaeodes aurantiaca (Hewitson, 1868) C. minima (W. H. Edwards, 1870) Hylephila phyleus phyleus (Drury, 1773) Perichares philetes adela (Hewitson, 1867) Polites vibex praeceps (Scudder, 1872) Synapte syraces (Godman, 1901) Thespieus macareus (Herrich-Schäffer, 1869)

S. melinus Hübner S. rufofusca (Hewitson) S. yojoa (Reakirt) Thecla mycon (Godman & Salvin) Tmolus echion echion (Linnaeus) Polyommatina Everes comyntas (Godart) Hemiargus ceraunus zachaeina (Butler & Druce) H. huntíngtoni hannoides Clench H. isola isola Reakirt Leptotes cassius stríata (W. H. Edwards) L. marina (Reakirt, 1868) Zizula cyna cyna (W. H. Edwards)

E. hieronymi Godman & Salvin Juditha lamis molpe Hübner, 1808 J. sp. Aff. ascolides Lasaia agesilas callaina Clench L. maria maria Clench L. sessilis Schaus L. sula sula Staudinger Melanis pixe (Boisduval) Rethus arcius thia Morisse Theope virgilius virgilius (Fabricius) Thisbe lycorias (Hewitson)

4 Familias 21 Subfamilias 195 Especies

892

Polygonus leo leo (Gmelin, 1790) Proteides mercurius mercurius (Fabricius, 1787) Pythonides herennius (Geyer, 1838) Quadrus cerialis (Stoll, 1782) Spathilepia clonius (Cramer, 1775) Systasea pulverulenta (R. Felder, 1869) Thyphedanus undulatus (Hewitson, 1867) Timochares trifasciata trifasciata (Hewitson, 1868) Urbanus dorantes dorantes (Stoll, 1790) Urbanus esmeraldus (Butler, 1877) U. simplicius (Stoll, 1790) U. viterboana (Ehrmann, 1907) Xenophanes tryxus (Stoll, 1780)

1 Familia 3 Subfamilias 53 Especies Literatura Citada

Alayo D., P. y L. R. Hernández. 1987. Atlas de las mariposas diurnas de Cuba (Lepidoptera: Rhopalocera). Ed. Científico-Técnica, La Habana, Cuba.

Báez-Scelepka, I. 1995. Equipo para colectar y montar mariposas diurnas. Dugesiana, 2(2):5-10. D´Abrera, B. 1984. Butterflies of South América. Hill House, Australia. 256 p. De la Maza E., R. G. y J. De la Maza E. 1993. Mariposas de Chiapas. Edit. Espejo de Obsidiana.

Gob. del Edo. de Chis. De la Maza, R. 1987. Mariposas mexicanas. Fondo de Cultura Económica, México, D. F. Díaz Francés, A. y J. De la Maza Elvira. 1978. Guía ilustrada de las mariposas mexicanas. Part I.

Familia Papilionidae. Soc. Mex. de Lepidopterología, A. C. Llorente, J. y A. D. Warren. 1996. Mariposas diurnas de Colima. Dugesiana, 3(2):1-18. Llorente, J., A. Luis-Martínez, I. Vargas-Fernández, and J. Soberon-Mainero. 1997.

Papilionoidea y Pieridae de México: Distribución geográfica e ilustración. Facultad de Ciencias, UNAM y CONABIO.

Miller, L.D. and F. M. Brown. 1981. A Catalogue/checklist of the butterflies of America North of México. The lepidopterists Society, Memoir No. 2.

Pyle, R. M. 1981. Field Guide to North American Butterfilies. Nacional Audubon Society New Cork, USA.

Raguso, R. A. y J. Llorente. 1997. papilionoidae. En: Historia de los tuxtlas. E. González soriano, R. Dirzo y R. C. Vogt (Eds.). México, instituto de biología, UNAM y CONABIO.

Warren, A. D., I. F. Vargas, A. M. Luis y J. Llorente. 1996. Mariposas diurnas de Jalisco. Dugesiana, 3(1): 21-31.

Warren, A. D. and J. Llorente. 1999. Butterflies of Mismaloya, Jalisco, and adjacent parts of Banderas bay and Southern Nayarit, México. Dugesiana, 6(1): 17-32.

893

ICHNEUMONIDAE (HYMENOPTERA) EN UN HUIZACHAL URBANO DE CD. VICTORIA, TAMAULIPAS, MÉXICO

Ichneumonidae (Hymenoptera) in an urban huisache lot from Cd. Victoria, Tamaulipas, Mexico

Enrique Ruíz-Cancino1, Andrey Khalaim1,2, Juana MA. Coronado-Blanco1 y Rabindranath M. Thompson-Farfán3. 1UAM Agronomía y Ciencias, Universidad Autónoma de Tamaulipas, Ciudad Victoria, 87149, Tamaulipas, México. 2Instituto Zoológico, San Petersburgo, Rusia. 3Facultad de Agronomía, Universidad Autónoma de San Luis Potosí, 78000 San Luis Potosí, S.L.P. eruiz@uat.edu.mx Palabras Clave: Ichneumonidae, Hymenoptera, huizachal, Tamaulipas. Introducción

Los ichneumónidos son avispas parasíticas de otros insectos en la naturaleza y en agroecosistemas, algunas especies parasitan arañas y las larvas de otras son depredadoras en ovisacos de arañas y de pseudoescorpiones. En México se han registrado más de 1,050 especies (Kasparyan y Ruíz, 2008) y en el Estado de Tamaulipas más de 500 especies (Ruíz, 2009); se estima que en el país puede haber más de 5,000 especies de esta familia, considerando la falta de más estudios en el norte, occidente y sureste de México. Los estudios con ichneumónidos normalmente se han efectuado en ecosistemas naturales, incluyendo zonas protegidas. Sin embargo, otras áreas pueden ser fuente de avispas parasíticas. El objetivo del presente trabajo fue colectar e identificar los ichneumónidos presentes en un huizachal urbano de Cd. Victoria, Tamaulipas, México.

Materiales y Método

De enero a diciembre de 2008 se colectaron ichneumónidos con red entomológica en los pastos (Poaceae) localizados en un huizachal [Acacia farnesiana (L.) Willd. – Mimosaceae] de Cd. Victoria, principalmente, así como en las yerbas del canal adyacente. Esta localidad se encuentra a 294 msnm, a una longitud Norte de 23º45.894 y a una longitud Oeste de 99º08.884. El material se colectó generalmente entre 5 y 6 PM (y en algunas ocasiones a mediodía), en un período de 30-40 minutos por fecha. Para su determinación taxonómica se utilizaron las claves de Townes (1969, 1970 a, b, 1971), Townes y Townes (1966), y las de Kasparyan y Ruíz (2005, 2007, 2008). La distribución geográfica de géneros y especies se consultó en Yu et al. (2005) y en la literatura ya anotada. Los insectos están depositados en la Colección de Ichneumonidae del Museo de Insectos de la UAT, en Cd. Victoria, Tamaulipas, México.

Resultados y Discusión Se obtuvieron 164 especímenes de 11 subfamilias, 30 géneros y 42 especies, incluyendo

una nueva especie del género Ophionellus (Cuadro 1). Las subfamilias con más especímenes fueron Ichneumoninae, Ophioninae, Pimplinae y Tryphoninae. Sólo Ichneumoninae estuvo mejor representada, con 13 especies. La mayoría de los géneros estuvieron representados por una sola especie aunque Eiphosoma y Carinodes presentaron 3 especies y Pristomerus, Enicospilus, Barichneumon, Macrojoppa y Netelia, 2 cada uno. De Enicospilus se colectaron 32 individuos

894

(20 % del total), de Pimpla 26 (16 %), de Oedemopsis 21 (13 %) y de Eiphosoma 10 (6 %), es decir, cuatro géneros obtuvieron el 55 % de las capturas. La proporción hembra: macho fue de 1:1 (83 hembras, 81 machos). La mayor parte del material se colectó en los pastos del huizachal; a las orillas del canal están presentes varias especies de Poaceae, Asteraceae y plantas herbáceas de otras familias.

Cuadro 1. Ichneumonidae de un huizachal urbano en Cd. Victoria, Tam. I-XII-2008. Subfamilia Género y/o especie

Fecha de colecta, número y sexo de los especímenes

Anomaloninae – 1h, 5m Anomalon fuscipes Cameron 5-V (1m), 11-V (1m), 3-IX (1m) Ophionellus n. sp.1 13-I (1m), 5-V (1m) Ophiopterus cincticornis Cresson 1-XI (1h) Banchinae – 3h, 2m Diradops hyphantriae Kasparyan & Pinson

20-XII (1m)

Loxodocus apimelus Townes 26-IV (1h), 16-VIII (1h) Meniscomorpha romata Ugalde & Gauld

4-IV (1m), 26-IV (1h)

Campopleginae – 2h, 1m Casinaria sp. 1 4-IV (1h) Microcharops sp. 31-V (1h), 28-VI (1m) Cremastinae – 13h, 6m Eiphosoma dentator (Fabricius) 12-VII (1h) Eiphosoma spp. 31-V (1h), 9-VIII (1h), 16-VIII (1h), 29-

XI (2h,1m), 6-XII (2h,3m), 31-XII(1h) Pristomerus spp. 12-I (2h,1m), 5-V (1h,1m), 10-VI (1h) Cryptinae – 5h, 1m Agonocryptus chichimecus (Cresson) 4-X (1m) Lymeon sp. 16-VIII (2h), 20-IX (1h) Polycyrtidea limitis Cushman 21-I (1h) Polycyrtus sp. 10-VI (1h) Ctenopelmatinae – 1m Physotarsus sp. 1 16-VIII (1m) Ichneumoninae – 10h, 24m Barichneumon sp. 1 21-I (2m), 29-I (1m) Barichneumon sp. 2 29-III (1m) Carinodes sp. 2 16-I (2m), 21-III (1h) Carinodes sp. 3 2-II (1h); 10-II (1h), 23-II (1h) Carinodes sp. 5 16-VIII (1m) Centeterus sp. 3 14-XII (1h)

895

Cuadro 1. Continuación. Subfamilia Género y/o especie

Fecha de colecta, número y sexo de los especímenes

Dicaelotus sp. 13-I (2m), 31-I (3m), 26-I (2m), 29-I (1m), 10-II (1m), 23-II (1m), 29-III (1m), 18-IV (1h)

Linycus sp. 1 15-III (2m, 1h), 30-IV (1h) Macrojoppa sp. 1 4-X (1m), 29-XI (1m) Macrojoppa sp. 3 14-XII (1h) Oedicephalus sp. 10-II (1h), 4-X (1h) T. Joppini sp. 3 29-III (1m) T. Joppini sp. 7 26-I (1m) Mesochorinae – 3h Mesochorus spp. 15-III (1h), 13-IV (1h), 6-XII (1h) Ophioninae – 22h, 10m Enicospilus spp. 29-III (1h), 12-IV (2h,1m), 28-VI

(3h,1m), 12-VII (1h), 9-VIII (2h,1m), 16-VIII (1h), 3-IX (2h), 13-IX (3h), 20-IX (1m), 4-X (2m), 11-X (2h,2m), 19-X (3h,1m), 1-XI (1h), 20-XII (1h,1m)

Pimplinae – 7h, 21m Neotheronia mellosa (Cresson) 13-I (1h) Pimpla punicipes Cresson 13-I (1h,2m), 21-I (1h,5m), 26-I (1m),

29-I (3m), 2-II (1h,2m), 10-II (2m), 23-II (1h,1m), 16-III (1m), 4-IV (1m), 18-IV (1m), 14-XII (1m), 20-XII (1h)

Pimpla sp. 23-II (1m) Zaglyptus pictilis Townes 21-I (1h) Tryphoninae – 17h, 9m Netelia spp. 2-II (1m), 10-VI (1h), 3-IX (1h), 6-XII

(1h) Oedemopsis haberi Gauld 13-I (3h), 16-I (3h,1m), 21-I (2h,1m),

26-I (4h,1m), 23-II (1m), 15-16-III (1h,3m), 5-V (1m), 1-XI (1h)

Las relaciones zoogeográficas de los géneros colectados son: 7 Cosmopolitas (Anomalon,

Casinaria, Pristomerus, Mesochorus, Enicospilus, Netelia, Pimpla), 2 casi Cosmopolitas (Barichneumon y Oedemopsis - excepto la Etiópica y la Oceánica), 1 Holártico y Neotropical (Microcharops), 1 Holártico, Neotropical y Etiópico (Dicaelotus), 2 Holárticos, Neotropicales y Orientales (Centeterus, Linycus), 11 Neotropicales y Neárticos (Ophionellus, Ophiopterus, Diradops, Loxodocus, Meniscomorpha, Agonocryptus, Lymeon, Polycyrtidea, Polycyrtus, Carinodes, Macrojoppa), 1 Neártico, Neotropical y Oceánico (Eiphosoma), 2 Neotropicales (Physotarsus, Oedicephalus), y 1 Neotropical, Neártico y Etiópico (Neotheronia).

896

En relación con las especies identificadas, Eiphosoma dentator se ha encontrado en todo el Continente Americano y en la Isla Mauricio, Pimpla punicipes también en nuestro continente y en Hawai (estas 2 especies son Neotropicales, Neárticas y Oceánicas), Loxodocus apimelus y Agonocryptus chichimecus en México y Estados Unidos, Polycyrtidea limitis en dichos países y en Costa Rica, Zaglyptus pictilis desde EU hasta Costa Rica y Cuba, Ophiopterus cincticornis desde EU hasta Panamá, Neotheronia mellosa en México, Costa Rica y Brasil, y 3 especies sólo en México y Costa Rica (Anomalon fuscipes, Meniscomorpha romata, Oedemopsis haberi), Diradops hyphantriae se describió hace 2 años de México y hay material de Costa Rica pero se reporta en duda si es la misma especie; por tanto, son 10 especies Neotropicales y Neárticas. Los resultados indican que los lotes urbanos enyerbados también pueden ser fuente de enemigos naturales, en este caso de Ichneumonidae, los cuales pueden ser utilizados en estudios biológicos y de distribución geográfica. Además, es conveniente resaltar que se colectó una nueva especie del género Ophionellus y a Diradops hyphantriae Kasparyan & Pinson, una especie recientemente descrita obtenida en Jaumave, Tam., del gusano telarañero Hyphantria cunea Drury (Lepidoptera: Arctiidae) plaga del nogal pecanero Carya illinoensis (Kasparyan & Ruíz, 2007).

Agradecimientos

Al proyecto CONACYT “Ichneumonidae y Aphelinidae (Hymenoptera) en bosques y matorrales de Tamaulipas, México”, al proyecto PROMEP “Avances en el conocimiento de la entomofauna de México” y a la UAT, por su apoyo para la realización de este trabajo. Literatura Citada

Kasparyan D.R. y E. Ruíz C. 2005. Avispas parasíticas de plagas y otros insectos. Cryptini de México (Hymenoptera: Ichneumonidae: Cryptinae). Parte I. Cd. Victoria, Tam., México.UAT. 289 pp.

Kasparyan D.R. y E. Ruíz C. 2007. Review of Mexican species of Diradops Townes, with a key and description of a new species (Hymenoptera: Ichneumonidae: Banchinae). Zoosystematica Rossica 16 (2): 263-268.

Kasparyan D.R. y E. Ruíz C. 2008. Cryptini de México (Hymenoptera: Ichneumonidae: Cryptinae). Parte II. Serie Avispas parasíticas de plagas y otros insectos No. 2. Cd. Victoria, Tam., México. Editorial Planea. 373 pp.

Ruíz C.E. 2009. Ichneumonidae (Hymenoptera) del Estado de Tamaulipas, México. Serie Avispas parasíticas de plagas y otros insectos No. 6. Cd. Victoria, Tam., México. Editorial Planea. 200 pp. En prensa.

Townes H.K. 1969. The genera of Ichneumonidae. Part 1. Mem. Amer. Entomol. Inst. 11. 300 pp.

Townes H.K. 1970a. The genera of Ichneumonidae. Part 2. Mem. Amer. Entomol. Inst. 12. 537 pp.

Townes H.K. 1970b. The genera of Ichneumonidae. Part 3 (Subfamily ). Mem. Amer. Entomol. Inst. 13. 307 pp.

Townes H.K. 1971. The genera of Ichneumonidae. Part 4. Mem. Amer. Entomol. Inst. 17. 372 pp.

Townes, H.K. y M. Townes. 1966. A catalog and reclassification of the Neotropic Ichneumonidae. Mem. Amer. Entomol. Inst. 8. 366 pp.

897

HIBRIDACIÓN NATURAL ENTRE ESPECIES SIMPATRICAS DEL COMPLEJO Phyllosoma

Natural crossbreeding between sympatric species of the Phyllosoma complex

Martínez-Hernández F1, 4., Catalá S2. Villalobos G1., De La Torre P1., Laclette J. P1., Alejandre-Aguilar R3., y Espinoza B1. 1Departamento de Inmunología, Instituto de Investigaciones Biomedicas, UNAM, México, D.F., 2Centro Regional de Investigación Científica y Transferencia Tecnológica, Anillaco, La Rioja, Argentina; Departamento de Parasitología. 3Escuela de Ciencias Biológicas, IPN, México, D.F. 4Actual dirección Departamento de Ecología de Agentes Patógenos, Hospital General “Dr. Manuel Gea González”, México D.F. fherxyz@yahoo.com. Palabras claves: Hibridación natural, complejo Phyllosoma, Enfermedad de Chagas.

Palabras Clave: Especies simpátricas, Hibridacion, Poblaciones, Phyllosoma.

Introducción

Los Triatominae (Insecta: Hemiptera: Reduviidae) son vectores del protozoario Trypanosoma cruzi, responsable de la enfermedad de Chagas que afecta entre 10 a 18 millones de personas en el continente Americano (WHO, 2002). Aproximadamente existen 137 especies de triatominos en el mundo. En México se ha reportado 34 especies (Zárate y Zarate, 1985; Galvão et al., 2003), muchas de ellas endémicas, entre las cuales están las especies pertenecientes a el complejo Phyllosoma: Triatoma pallidipennis, Triatoma longipennis, Triatoma bassolsae, Triatoma phyllosoma, Triatoma mazzottii, Triatoma mexicana y Triatoma picturata (Martínez et al., 2005 y 2006). Este complejo es principalmente distribuido en el centro y sur del país y debido a su infección con el parasito y a índices de colonización estos vectores son considerados de importancia epidemiológica, por ejemplo: T. picturata presenta índices de infección de 7.4% a 52%; T. pallidipennis de 14% a 88% y T. longipennis de 18% a 55% (Vidal-Acosta et al., 2000; Magallón-Gastélum et al., 2006; Martínez-Ibarra et al., 2001, 2008a).

Originalmente los miembros de este complejo habían sido considerados subespecies de T. phyllosoma (Usinger, 1944). Sin embargo, Lent y Wygodzinsky (1979) usando caracteres morfológicos cualitativos los clasificaron como especies definidas, aparentemente porque los especimenes típicos de cada especie pueden ser reconocidos. No obstante, formas hibridas en cruzas de laboratorio han sido observadas entre algunas de las especies de este complejo limitado el apropiado reconocimiento de las especies y su descendencia intermedia (Mazzotti y Osorio, 1942; Martínez-Ibarra et al., 2008b), por lo que la propuesta de clasificar a los miembros del complejo Phyllosoma como subespecies ha sido de nuevo retomada.

Considerándose los análisis con caracteres moleculares se ha observado alta similitud filogenética entre las especies integrantes de este complejo, por ejemplo la proximidad genética y escasa variación entre las especies T. longipennis y T. picturata o entre T. pallidipennis y T. bassolsae empleando los marcadores Cyt B e ITS-2 (distancias de Kimura ≤0.172 en el caso de Cyt B y ≤0.017 en el caso del ITS-2) (Martínez et al., 2006). Por lo que las especies del complejo Phyllosoma están incluidas en un compacto clado sugiriendo el estatus de subespecies, es decir, una sola especie con variantes morfológicas (Marcilla et al., 2001; Martínez et al., 2006).

898

Aun que algunos investigadores han muestreado áreas de traslape de mas de dos especies del complejo Phyllosoma no han reportado formas intermedias (Espinoza-Gómez et al., 2002; Magallón-Gastélum et al., 2006; Walter et al., 2007). A parte del trabajo de Mazzotti (Mazzotti y Osorio, 1942), solo dos menciones existen sobre la presencia de individuos con características de dos de las especies del complejo Phyllosoma establecidas en áreas de simpatria (Brenière et al., 2007; Martínez-Ibarra et al., 2005, 2008b). En el trabajo de Martínez-Ibarra et al. (2008b) se reportaron entrecruzamiento en el laboratorio entre las especies T. longipennis y T. picturata pudiendo observar individuos con descendencia fértil y bajo aislamiento reproductivo.

El presente estudio analiza individuos del complejo Phyllosoma colectados en áreas simpáticas y determina la posibilidad de entrecruzamiento usando el análisis de las secuencia del citocromo b (Cyt B) y adicionalmente caracteriza el fenotipo antennal de estos individuos. La hibridación natural entre especies simpátricas del complejo Phyllosoma con descendencia fértiles, pudiera ser un factor determínate para comprender los problemas taxonómicos, evolutivos y geográficos presentes en uno de los complejos mas importantes de México.

Materiales y Método

Todos los insectos estudiados fueron adultos machos colectados en las comunidades de Talpa de Allende, Autlán de Navarro y Teocuitatlán de Corona. Los individuos colectados fueron morfológicamente clasificados como T. picturata, T. pallidipennis y T. longipennis, (Fig.1a, b y c) de acuerdo a las claves de Lent y Wygodzinsky (1979). También fueron identificados otros especimenes que presentaron características morfológicas intermedias entre T. picturata y T. pallidipennis: los cuales fueron designados como Triatoma sp (Fig. 1d) similares a los híbridos de Mazzotti y Osorio (1942) y Martínez-Ibarra et al. (2005, 2008b).

De estos organismos colectados se obtuvo ADN de las patas empleando la técnica Fenol-Cloroformo para amplificar y secuenciar el gen del Cyt B (Martínez et al., 2006), además se extrajeron las antenas para análisis morfológico cuantitativo (Catalá y Schofield, 1994).

Resultados

Las distancias genéticas de las especies simpátricas muestran claras incongruencias entre las especies relacionadas, es decir, especies morfológicamente clasificados como T. pallidipennis (individuos con las claves EU790619, EU790621, EU790631 y EU790632) y T longipennis (EU790624) fueron agrupados con el clado de la especie control T. picturata secuencias representadas por la AY859413. Este clado también agrupo a la mayoría de los individuos con caracteres mezclados previamente designados como Triatoma sp (individuos EU790628, EU790633, EU790634, EU790635, EU790636 y EU790637).

En el clado de las especies controles T. pallidipennis/ T. bassolsae, representada por los individuos AY859419, AY859420, AF045724, DQ198814 y AY859410, individuos clasificados como T. longipennis (individuos con las claves EU790616, EU790617, EU790618, EU790625 y EU790640), T. picturata (individuos EU790627 y DQ198817) y T. sp (individuos EU790638) fueron también encontrados.

Con los individuos colectados en áreas simpátricas, se realizaron análisis multivariados discriminates, emplearon 12 variables morfológicas cuantitativas provenientes de las antenas de los insectos. Estos análisis mostraron, principalmente a las especies simpátricas en un grupo compacto, en donde las diferencias observadas entre ellas no fueron significativas, mientras que los individuos de T. pallidipennis de Morelos fueron los únicos distintos (Fig. 2).

899

Adicionalmente, se construyó un fenograma empleando las distancias de Majalanovic en el cual observamos que existe una menor distancia entre individuos de una misma localidad, que entre especie, es decir. T. pallidipennis de Tecomatlán, muestran una menor distancia fenética con T. longipennis de Tecomatlán que con T. pallidipenies de Morelos. Los individuos T. picturata y T. sp de Talpa de Allende mostraron distancias feneticas similares agrupándose en un mismo clado (Fig. 3)

Fig. 1. Fenotipos morfológicos de los triatominos colectados en áreas simpátricas. a) Triatoma picturata; b)

Triatoma pallidipennis; c) Triatoma longipennis y d) Triatoma sp.

Fig. 2.- Análisis discriminante para las poblaciones bajo estudio. Cada punto significa un individuo en los ejes

canónicos (FD1 y FD2), con agrupamientos poligonales, Tla=T. longipennis Autlan de Navarro, Tlt=T. longipennis Teocuitatlán de Corona, Tpa=T. pallidipenis Autlan de Navarro, Tpm=T. pallidipennis Morelos, Tpt=T. picturata

Talpa de Allende, y Tspt=T sp de Talpa de Allende.

900

La ausencia de las diferencias significativas entre algunos de los grupos estudiados en los análisis multivariado y el árbol fenético muestra la similitud entre los individuos que integran el complejo Phyllosoma.

Fig. 3: Árbol fenético construido con las distancias de Mahalanobis derivadas del análisis discriminante empleando el método de reconstrucción de UPGMA.

Discusión y Conclusiones

En el presente estudio se analizaron poblaciones simpátricas de las especies pertenecientes al complejo Phyllosoma provenientes de las localidades de Talpa de Allende, Autlan de Navarro y Teocuitatlan de Corona del estado de Jalisco, México, permitiendo un mejor conocimiento de las relaciones taxonómicas y filogenéticas de este importante grupo de especies.

Usando las secuencias del Cyt B, fue posible identificar introgresión genética relacionada con el proceso de hibridación en los espécimenes estudiados, demostrando la importancia de este marcador genético. Esta introgresión entre las especies del complejo Phyllosoma sugiere un reciente origen y al parecer la hibridación natural esta jugando un rol crucial en la diversificación de los triatominos silvestres como se ha sugerido para otras especies como Triatoma brasiliensis donde se han identificado hasta 11 fenotipos en zonas hibridas (Monteiro et al., 2004).

Los análisis del fenotipo antenal fueron similares en individuos en simpatría o no, lo que indica una reciente diversificación morfológica. En concordancia con Catalá et al. (2005), solo T. pallidipennis de Morelos exhibe alta diferencia morfológica y puede ser identificada comuna población separada. Las otras poblaciones viviendo o no en simpatría, no muestran distancias morfológicas usualmente establecidas entre especies. Estos resultados confirman que los caracteres cromáticos y cualitativos no son apropiados para identificar las poblaciones de estos complejos.

Estos estudios sugieren la idea de que el complejo Phyllosoma tiene un posible origen en la parte central oeste de México, ya que varias especies han presentado naturalmente un potencial de cruzamiento, además de la necesidad de clasificar a los individuos colectados en campo mediante técnicas exhaustivas morfológicas cuantitativas y análisis genéticos para evitar malas interpretaciones.

La consecuencia de la existencia de estos individuos con caracteres mezclados puede ser de importancia epidemiológica, ya sea por modificación en patrones de defecación, susceptibilidad a la infección con T. cruzi, domiciliación y preferencias nutricionales que

901

pudieran ser diferentes de las que presentan los individuos parentales. Desconocemos si estos individuos están mejor adaptados a su hábitat, por lo que es necesario realizar estudios futuros relacionados con estos aspectos.

En contraste, nuestros resultados soportan la hipótesis de que T. pallidipennis, T. longipennis y T. picturata son subespecies y basándonos en estos resultados nosotros proponemos la modificación del estus taxonómico de estas especies a subespecies sugiriendo el nombre de T. phyllosoma pallidipennis, T. phylllosoma longipennis y T. phyllosoma picturata.

Agradecimientos

Este trabajo fue realizado en colaboración con el Dr. Alejandro Martínez-Ibarra del Centro Universitario del Sur, Universidad de Guadalajara que por características del congreso de entomología no aparece como coautor de presente estudio. El trabajo fue apoyado por PAPIIT-DGAPA numero IN 212806 de la UNAM, Fernando Martínez agradece al CONACyT por la beca otorgada en el doctorado y a el Programa de Apoyo a los Estudiantes de Posgrado de la UNAM por el apoyo económico para la estancia en el Centro Regional de Investigación Científica y Transferencia Tecnológica (CRILAR), Anillaco, La Rioja, Argentina.

Literatura Citada

Brenière, S. F., Bosseno, M. F., Magallón-Gastelúm, E., Castillo-Ruvalcaba, E. G., Soto-Gutiérrez, M., Montaño-Luna, E. C., Tejeda-Basulto, J., Mathieu-Daudè, F., Walter, A., Lozano-Kasten, F., 2007. Peridomestic colonization of Triatoma longipennis (Hemiptera, Reduviidae) and Triatoma barberi (Hemiptera, Reduviidae) in a rural community with active transmission of Trypanosoma cruzi in Jalisco state, Mexico. Acta Trop. 101: 249-257.

Catalá, S., Sachetto, C., Moreno, M., Rosales, R., Salazar-Schettino, P. M., Gorla, D., 2005. Antennal Phenotype of Triatoma dimidiata Populations and Its Relationship with Species of Phyllosoma and Protracta Complexes. J. Med. Entomol. 42: 719-725.

Catalá, S., Schofield, C. J., 1994. The antennal sensilla of Rodhnius. J. Morphol. 219: 193-203. Costa J., Peterson T. A., Dujardin J. P., 2009. Morphological evidence suggests homoploid

hybridization as a possible mode of speciation in the Triatominae (Hemiptera, Heteroptera, Reduviidae). Infec. Genet. Evol. 9: 263-270.

Espinoza-Gómez, F., Maldonado-Gutiérrez, A., Coll-Cardenas, R., Hernández-Suárez, C. M., Fernández-Salas, I., 2002. Presence of triatominae Hemiptera Reduviidae and risk of trasmisión of Chagas disease in Colima Mexico. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 97: 25-30.

Lent, H., Wygodzinsky, P., 1979. Revision of de Triatominae (Hemiptera: Reduviidae) and their significance as vector of Chagas disease. Bull. Am. Museum Natural His. 163: 142-520.

Magallón-Gastélum, E., Lozano-Kasten, F., Soto-Gutiérrez, M., Flores-Pérez, A., Sánchez, B., Espinoza, B., Bosseno, MF., Brenière, SF., 2006. Epidemiological risk for T. cruzi transmission by species of Phyllosoma complex in the occidental part of Mexico. Acta Trop. 97: 331-338.

Marcilla, A., Bargues, MD., Ramsey, JM., Magallon-Gastelum, E., Salazar-Shettino, PM., Abad-Franch, F., Dujardin, JP., Schofield, CJ., Mas-Coma, S., 2001. The ITS-2 of the nuclear rDNA as a molecular marker for populations, species, and phylogenetic relationships in Triatominae (Hemiptera: Reduviidae), vector of Chagas disease. Mol. Phylogenet. Evol. 18: 136-142.

902

Martínez, F., Alejandre-Aguilar, R., Hortelano-Moncada, Y., Espinoza, B., 2005. Molecular taxonomic study of Chagas disease vectors from the Phyllosoma, Lecticularia and Rubrofasciata complexes. Am. J. Trop. Med. Hyg.73: 321-325.

Martínez, F., Villalobos, G., Cevallos, A. M., de la Torre, P. Laclette, J. P., Alejandre-Aguilar, R., Espinoza, B. 2006. Taxonomic study of the Phyllosoma complex and other triatomine (Insecta: Hemiptera: Reduviidae) species of epidemiological importance in the transmission of Chagas disease: using ITS-2 and mtCytB sequences. Mol. Phylogenet. Evol. 41: 279-287.

Martínez-Ibarra, J. A., Bárcenas-Ortega, N. M., Nogueda-Torres, B., Alejandre-Aguilar, R., Lino-Rodríguez, M., Magallón-Gastélum, E., López-Martínez, V., Romero-Nápoles, J., 2001. Role of two Triatoma (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) species in the transmission of Trypanosoma cruzi (Kinetoplastida: Trypanosomatidae) to man in the west coast of Mexico. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 96: 141-144.

Martínez-Ibarra, J. A., Morales-Corona, Z., Moreno Ruiz M. G., 2005. Híbridos naturales fértiles entre especies del complejo Meccus Phyllosoma (Heteroptera: Reduviidae) in Jalisco México. Entomol. Mex. 4: 313-319.

Martínez-Ibarra, J. A., Grant-Guillén, Y., Morales-Corona, Z. Y., Haro-Rodriguez, S., Ventura-Rodríguez, L. V., Nogueda-Torres, B., Bustos-Saldaña, R. 2008a. Importance of species of Triatominae (Heteroptera: Reduviidae) in risk of transmission of Trypanosoma cruzi in Western Mexico. J. Med. Entomol. 45: 476-482.

Martínez-Ibarra, J. A., Ventura-Rodríguez, L. V., Meillon-Isais, K., Barajas-Martínez, H., Alejandre-Aguilar, R., Lupercio-Coronel, P., Rocha-Chávez G., Nogueda-Torres B. 2008b. Biological and genetic aspects of experimental hybrids from species of the Phyllosoma complex (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 103: 236-243.

Mazzotti, L., Osorio, M. T., 1942. Cruzamientos experimentales entre varias especies de Triatomas. Rev. Mex. Med. 22: 215-222.

Schofield C. J., 1994. Triatominae: Biología y control. Eurommunica Publications. Uruguay, Montevideo.

Usinger, R., 1944. The Triatominae of North and Central America and the West Indies and their public health significance. Publ. Health. Bull. 288: 1-83.

Vidal-Acosta, V., Ibáñez, S., Bernal, R., Martínez-Campos, C., 2000. Infección natural de chinches Triatominae con T. cruzi asociada a la vivienda humana en México. Salud. Públ. Méx. 42: 496-503.

Walter, A., Lozano-Kasten, F., Bosseno, M. F., Ruvalcaba, E. G., Gutierrez, M. S., Luna, C. E., Baunaure, F., Phélinas, P., Magallón-Gastélum, E., Brenière, S. F., 2007. Peridomicilary habitat and risk factors for Triatoma infestation in a rural community of the Mexican occident. Am. J. Trop. Med. Hyg. 76: 508-515.

World Health Organization, 2002. Control of Chagas disease. Report of a WHO expert Committee. Geneva: World Health Organization, Technical report series.

Zárate, L. G., Zárate, R. J., 1985. A checklist of the Triatominae (Hemiptera: Ruduviidae) of México. International J. Entomol. 27: 102-127.

903

CONTRIBUCIÓN AL CONOCIMIENTOS DE HORMIGAS (HYMENOPTERA: FORMICIDAE) DE BELICE, GUATEMALA Y QUINTANA ROO, MÉXICO

Contribution to the knowledge of the ants (Hymenoptera: Formicidae) from Belize, Guatemala

and Quintana Roo, Mexico Gabriela Castaño-Meneses1,2 & Ma. Magdalena Vázquez-González3.1Ecología y Sistemática de Microartrópodos, Ecología y Recursos Naturales, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F. 04510. 2Unidad Multidisciplinaria de Investigación y Docencia, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional Autónoma de México, Campus Juriquilla, Juriquilla, Querétaro, 76230, México. 3División de Ciencias e Ingenierías, Universidad de Quintana Roo. Av. Boulevard Bahía s/n Col. Del Bosque. C.P. 77000, Chetumal, Quintana Roo, México. E: mail: gmc@hp.fciencias.mx, marvazqu@uqroo.mx. Palabras Clave: Corozal, Corredor Biológico Meseoamericano, hormigas edáficas, riqueza.

Introducción Debido a su biomasa, biodiversidad y función en los ecosistemas, las hormigas

constituyen elementos esenciales en los ambientes terrestres, siendo consideradas como importantes ingenieras de ecosistemas (Folgarait, 1998). Este grupo de insectos ha tenido un enorme éxito adaptativo, por lo que es posible encontrarlas prácticamente en cualquier parte, excepto en los polos y en altitudes superiores a los 2,500 msnm (Hölldobler & Wilson, 1990), aunque existe una mayor concentración en las zonas tropicales, principalmente entre los 800 y 1,000 msnm (Longino & Hanson, 1995).

A nivel mundial, se han registrado 12,521 especies de hormigas (Agosti & Jonnson, 2005), de las cuales 3,100, se encuentran en la región Neotropical (Fernández & Sendoya, 2004), lo que representa casi el 25% de la diversidad mundial de este grupo de insectos, haciendo de esta región una de las más ricas en cuanto a diversidad de hormigas se refiere. No obstante, se estima que el número puede aumentar considerablemente, pues hay países que han sido muy poco estudiados en cuanto a su fauna de hormigas, como en el caso de México, Guatemala y Belice, los cuales ocupan los lugares 5, 17 y 22, respectivamente, dentro de los 27 países de la región Neotropical (Fig. 1), y que sin embargo ofrecen un gran potencial para la diversidad de hormigas.

En México se conocen cerca de 500 especies de hormigas (Rojas, 1996), reconociéndose para la región Neotropical del país 445 especies (Fernández & Sendoya, 2004); mientras que para Guatemala se han registrado 173 especies y para Belice 74 (Fernández & Sendoya, 2004). Entre los trabajos pioneros en la zona de Centroamérica, están los de Mann (1922), quien estudia las hormigas de Honduras y Guatemala, y describe dos especies nuevas para el caso de Guatemala: Rhopalothrix (Octostruma) barberi y Rhopalothrix (Octostruma) wheeleri, que corresponden a Basiceros balzani (Emery) y B. wheeleri (Mann), respectivamente.

Trabajos recientes (Rodríguez-Garza, 2007), han puesto en evidencia el enorme potencial, en cuanto a diversidad de hormigas se refiere, del área del Corredor Biológico Mesoamericano, en particular las zonas del estado de Quintana Roo, México, así como de localidades de Guatemala y Belice. En el presente trabajo se aporta información sobre nuevos registro de hormigas para esta área.

904

Fig. 1. Porcentaje de especies de hormigas para los países de la región Neotropical. Br=Brasil, Co=Colombia, Ar=Argentina, Me=México, Pn=Panamá, Gi=Guyana, Pe=Perú, Bo=Bolivia, Vn=Venezuela, Su=Surinam, Gf=Guyana Francesa, Ec=Ecuado, Tt=Trinidad y Tobago, Pr=Paraguay, Am=Antillas mayores; Gu=Guatemala, Ho=Honduras, An=Antillas menores, Ni=Nicaragua, Ur=Uruguay, Be=Belice, Ch=Chile, Ja=Jamaica, Bh=Bahamas, Es=El Salvador, Ber=Bermudas.

Materiales y Método Se estudió material proveniente de muestras de hojarasca y suelo de 20 cm2 de superficie, colectadas durante noviembre y diciembre de 2008 en localidades de Belice (San Ignacio, Corozal), Guatemala (Poptún) y Quintana Roo (Noh-Bec). Las muestras se colocaron en bolsas de plástico y fueron trasladadas al laboratorio para su procesamiento mediante embudos de Berlese a temperatura ambiente, dónde permanecieron por una semana. La fauna colectada fue separada y las hormigas se cuantificaron e identificaron bajo el microscopio estereoscópico. Resultados En las tres localidades estudiadas se encontró un total de 11 géneros y 18 especies de hormigas, pertenecientes a cuatro subfamilias (Cuadro 1).

Cuadro 1. Lista de hormigas colectadas en localidades de Guatemala, Belice y México (Quintana Roo). *Nuevo registro.

Taxa Guatemala Belice Quintana

Roo, Méx. Ponerinae Hypoponera nitidula (Emery)* X Hypoponera sp. X Odontomachus sp.* X Ponera sp.* X Dolichoderinae Tapinoma sp. X X*

Br Co Cr Ar Me Pn Gi Pe Bo Vn Su

Gf Ec Tt Pr Am Gu Ho An Ni Ur Be

Ch Ja Bh Es Ber

905

Myrmicinae Carebara sp. X Eurhopalothrix sp.* X Pheidole sp. 1 X X Pheidole sp. 2 X Pheidole sp. 3 X

Solenopsis laeviceps Mayr* X Solenopsis geminata (Fabricius) X X X Solenopsis sp. 3 X Solenopsis sp. 4 X Strumigenys sp. 1 X X Strumigenys sp. 2 X Wasmanniaauropunctata (Roger) X Formicinae

Paratrechina sp. 1* X

Discusión y Conclusiones

Del material estudiado, cabe destacar que la mayoría de los registros nuevos que se obtuvieron corresponden a Belice, lo cual pone de manifiesto la falta de estudio en esta área, y el gran potencial en cuanto a fauna de hormigas se refiere. Dentro de los nuevos registros que se obtuvieron, están el género Eurhopalothrix (Fig. 2) no había sido registrado anteriormente para Belice. El registro de Hypoponera nitudula, también constituye la primer cita de la especie para Belice. En Guatemala se tienen registros de tres especies del género: Hypoponera distinguenda vana (Forel), H. inexorate fallax (Forel) y H. opacipes (Mayr). Dentro de la misma subfamilia los géneros Odontomachus y Ponera resultan nuevos registro para Belice (Fernández & Sedoya, 2004). Dentro de la subfamilia Dolichoderinae, se tiene un registro de la especie Tapinoma ramulorum inrectum Forel para Guatemala, pero no se había registrado el género para Belice.

Fig. 2. Eurhopalothrix sp. de muestras de Belice.

En cuanto a Myrmecinae, Fernández (2004) describió Carebara intermedia para Belice, pero los ejemplares del presente estudio, no corresponden a dicha especie. La especie Solenopsis

906

laeviceps no había sido registrada en Belice, sólo S. geminata, mientras que para Guatemala se tienen registros de las especies Solenopsis corticalis margotae Forel, S. geminata (Fabricius), S. picea Emery y S. tenuis Mayr. Por su parte, el género Strumigenys, se encuentra bien representado tanto en Belice, como en Guatemala y ya que se tienen los registros de 10 especies en los dos países (Fernández & Sedoya, 2004), mientras que para Quintana Roo se han encontrado ocho especies (Rodríguez-Garza, 2007).

El único género de Formicinae encontrado fue Paratrechina, el cuál no se había mencionado para Belice, mientras que para Guatemala y Quintana Roo, se tiene el registro de tres especies del mismo. Considerando los resultados obtenidos, y los nuevos registros que se obtuvieron, principalmente en Belice, es muy probable que realizando más estudios en la zona, y en distintas localidades, la diversidad de hormigas aumente de manera considerable, incrementando así la riqueza de especies en el área Neotropical, y en particular en la parte norte del Corredor Biológico Mesoamericano, lo que permite contar con más herramientas para plantear mejores planes de manejo y conservación en esta importante zona.

Agradecimientos

La revisión del material se realizó durante una estancia de GCM, apoyada por el Proyecto “Impacto del huracán Dean sobre la riqueza de especies de la fauna de microartrópodos edáficos y su efecto sobre el equilibrio y la conservación de los ecosistemas”, a cargo de MMVG. El presente estudio forma parte del proyecto "Biodiversidad, Biogeografia y Riqueza Específica de Ácaros y Hormigas en el Corredor Biológico Mesoamericano". Literatura Citada

Agosti, D. & N. F. Johnson (Eds.). 2005. Antbase. World Wide Web electronic publication. antbase.org, version (05/2005).

Fernández, F. 2004. The American species of the Myrmicine ant genus Carebara Westwood (Hymenoptera: Formicidae). Caldasia, 26: 191-238.

Fernández, F. & S. Sendoya. 2004. List of Neotropical ants (Hymenoptera: Formicidae). Biota Colombina, 5: 3-109.

Folgarait, P.J. 1998. Ant biodiversity and its relationship to ecosystem functioning: a review. Biodiversity and Conservation, 7: 1221-1244.

Hölldobler, B. & E. O. Wilson. 1990. The ants. Harvard University Press, Cambridge. Longino, J.T. & P.E. Hanson. 1995. The ants (Formicidae). 589-620. En: Hanson, P.E. & I.D.

Gauld (Eds.). The Hymenoptera of Costa Rica. Oxford University Press Inc., New York. Mann, W.M. 1922. Ants from Honduras and Guatemala. Proceedings of the U.S. National

Museum 61: 1-54. Rodríguez-Garza, J.A. 2007. Las hormigas dacetinas (Hymenoptera: Formicidae) en Quintana

Roo, Mexico (sic). Entomología Mexicana, 6 (2): 1389-1392. Rojas, P. 1996. Formicidae (Hymenoptera). 483-500. En: Llorente, J. B., A. N. A. García y E. S.

González (Eds.). Biodiversidad, taxonomía y biogeografía de artrópodos de México: Hacia una síntesis de su conocimiento. CONABIO, México, D. F.

907

CATÁLOGO DE BRACÓNIDOS (HYMENOPTERA) DEL ESTADO DE OAXACA, MÉXICO.

Catalogue of braconids (Hymenoptera) from Oaxaca State, Mexico

José Antonio Sánchez-García1, Manuel Morales López1, Alejandro Martínez González1, y José Isaac Figueroa-De la Rosa2, 1CIIDIR-IPN- Unidad Oaxaca, Área de Control biológico, Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca, C.P. 71230. Tel (951) 5170610 Ext. 82758, e-mail:braconido2@yahoo.com, dogui_79@hotmail.com, margonal04@yahoo.com.mx. 2Instituto de Investigaciones Agropecuarias y Forestales, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo, Km. 9.5 carretera Morelia-Zinapecuaro, Tarímbaro, Michoacán, 58880, México. figueroaji@yahoo.com.mx Palabras Clave: Taxonomía, Braconidae, Oaxaca. Introducción

En México se conoce poco sobre su fauna de himenópteros parasitoides, sin embargo es una fauna potencialmente importante dada la presencia de una alta diversidad de estos grupos en ecosistemas naturales en México. Sus diversas características biológicas como parasitoides y su amplia gama de huéspedes, han permitido que diferentes especies de bracónidos se utilicen en programas de control biológico, como agentes reguladores de diversas poblaciones de insectos plaga.

El número de géneros registrados para México varía de acuerdo con los autores, Sánchez et al. (1998) presentan una estimación de 544 especies de Braconidae de México, agrupadas en 217 géneros, 51 tribus y 24 subfamilias. Wharton y Mercado (2000) reconocen al menos 229 géneros de Braconidae en México, mientras que Delfín et al. (2002) cita 277 géneros para México, de los cuales señala 48 nuevos registros para el país; Morales (2007) adiciona ocho géneros a la lista, por lo que actualmente la cifra registrada es de 285 géneros para México. El número de especies existentes en México aún es incierto, ya que hay cientos de especies no descritas, y hasta el momento solamente se cuenta con el registro de 355 especies, además de 184 géneros reportados cuyas especies no han sido determinadas (Coronado et al., 2004).

En el estado de Oaxaca recientemente se han realizado algunos trabajos taxonómicos referentes a la familia Braconidae. Sánchez et al. (2003) realizaron una revisión de los géneros de Braconidae presentes en el estado de Oaxaca, señalan 21 subfamilias, 75 géneros y 26 especies registrados para este estado; y Sánchez et al. (2008) incrementaron la cifra de géneros de bracónidos presentes en Oaxaca a 127. Sánchez et al. (2005) determinaron nueve especies de bracónidos asociados a plagas en el estado. Ojeda (2005) estudió los bracónidos asociados al cultivo de alfalfa en Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca. Mercado (1996) estudió los himenópteros parasitoides asociados a Dendroctonus frontalis Zimn en Tlaxiaco, Oaxaca. Arce y García (1991) realizaron un estudio de insectos benéficos que parasitan al gusano cogollero del maíz en Zimatlán de Álvarez, Oaxaca. Martínez et al. (2003) determinaron algunos aspectos biológicos de Alienoclypeus insolitus sobre el picudo del agave en Tlacolula, Oaxaca. Maldonado et al. (2006) estudiaron algunos aspectos de la biología de Megalopyge y proporcionan un listado de

908

bracónidos asociados al nogal en Cuilapam de Guerrero. Avendaño (2006) realizó un estudio de parasitoides asociados a moscas de la fruta en Tapanatepec. Jarquín (2007) realizó un estudio de parasitoides asociados a insectos en frutos de nanche rojo (Malpighia mexicana) en tres localidades ubicadas en la región de Valles Centrales de Oaxaca. Hernández (2007) estudió a los parasitoides asociados a tomate y otros cultivos en Valles Centrales de Oaxaca. Cruz et al. (2007) y Martínez et al. (2008) estudiaron a los parasitoides asociados al gusano cogollero del maíz en Valles Centrales de Oaxaca. Morales (2007) estudió a los bracónidos presentes en la localidad de Pluma Hidalgo, Oaxaca. Martínez (2009) estudió a los himenópteros parasitoides de Santa María Yavesía, Sierra Norte de Oaxaca.

El presente trabajo tiene como finalidad contribuir en el estudio taxonómico de los bracónidos de México y en particular del estado de Oaxaca. Materiales y Método

Se revisaron las siguientes colecciones entomológicas nacionales y extranjeras: Colección del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias, Celaya, Guanajuato (INIFAP), Colección del Instituto de Fitosanidad del Colegio de Postgraduados, Montecillo, Edo. De México (CEIFIT), Colección de Insectos Benéficos de la Universidad Autónoma de Nuevo León (CIBE-UANL), Museo de Historia Natural, México, D.F. (MHN), Colección de insectos parasitoides (CIIDIR-IPN Unidad Oaxaca), Texas A&M University, College Station, Texas, USA (TAMU), Smithsonian Institution National Museum of Natural History, Washington, USA (USNM), American Entomological Institute, Gainesville, Florida, USA (AEI) y Canadian National Collection, Ottawa, Canada (CNC). La información se manejó en una base de datos de los programas Paradox 4.5 y Fox Pro. El formato contiene información sobre subfamilia, tribu, género, especie, autor, año, país, estado, localidad, fecha de colecta, altitud, coordenadas de latitud y longitud, colector, planta hospedante, huésped, datos ecológicos/taxonómicos, determinador, número de individuos, tipos, préstamos, colección, año de catalogación y cita bibliográfica. Con este formato se elaboró un catálogo de las especies de bracónidos registrados para el estado de Oaxaca. Resultados y Discusión

En el Cuadro 1, se presenta un listado de especies de Braconidae registradas para el estado de Oaxaca. La cifra de géneros registrados para el estado de Oaxaca se incrementó, de 75 que reportaron Sánchez et al. (2003) a esta nueva cifra de 131, lo cual representa un 75% de incremento. Este incremento en el número de géneros se debe principalmente por la aportación de trabajos recientes, como el de Morales (2007), quien realizó un estudio de bracónidos en la localidad de Pluma Hidalgo y donde se menciona la adición de 38 géneros que representan nuevos registros para el estado; asi como el trabajo de Maldonado et al. (2006) sobre bracónidos de Cuilapam de Guerrero, el de Hernández (2007) sobre bracónidos asociados a tomate y otros cultivos en Valles Centrales, y un trabajo de Martínez (2009), de bracónidos de Santa María Yavesía, Sierra Norte de Oaxaca. Este trabajo nos da un enfoque de la riqueza de géneros de esta familia en Oaxaca, pero todavía falta incrementar nuestros esfuerzos para tener un mayor conocimiento de la fauna de la región y se pueda comparar con la riqueza que se menciona para otros estados, como Yucatán, donde se registra una cifra de 190 géneros y 25 subfamilias (Delfín et al. 2002), de los cuales se mencionan 48 como nuevos registros para México y 66 para ese estado. La cifra que se tiene de géneros registrados para México, también se incrementó de 277

909

que menciona Delfín et al. (2002) a 285, con la aportación de ocho nuevos registros para México en el trabajo de Morales (2007): Pneumosema, Conobregma, Donquickeia, Aptenobracon, Trigonophasmus, Clarkinella, Snellenius y Macrostomion. La subfamilia Betylobraconinae se reporta por primera vez en México en el trabajo de Morales (2007). El número de especies determinadas se incrementó de 26 que mencionan Sánchez et al. (2003) a esta nueva cifra de 46.

Cuadro 1. Lista de especies de Braconidae registradas para el estado de Oaxaca. Agathidinae Agathirsia sp. Alabagrus arawak Sharkey A.ixtilton Sharkey A. olmec Sharkey A. roibasi Sharkey Bassus spp. Coccygidium sp. Crassomicrodus nigriceps (Cresson) C. nigrithorax Muesebeck C. oaxaquensis Figueroa Cremnops sp. Plesiocoelus sp. Zacremnops sp. Alysiinae Alysiasta sp. Aphaereta sp. Asobara spp. Aspilota sp. Coelinius sp. Chorebus sp. Dinotrema sp. Gnathopleura sp. Microcrasis spp. Orthostigma sp. Phaenocarpa sp. Pneumosema sp. Tanycarpa sp. Aphidiinae Aphidius sp. Binodoxys sp. Diaeretus sp. Monoctonus sp. Trioxys sp. Praon sp.

Quadrictonus sp. Betylobraconinae Conobregma sp. Blacinae Blacus albipalpis Van Achterberg B. areolatus Sánchez y Wharton B. basitarsis Sánchez y Wharton B. collaris (Ashmead) B. constrictus Van Achterberg B. erugatus Van Achterberg B. granulosus Sánchez y Wharton B. luisi Sánchez y Wharton B. minutus Sánchez y Wharton B. oaxaquensis Sánchez y Wharton B. parastigmaticus Sánchez y Wharton B. ruficornis (Nees) B. thoracicus Van Achterberg B. trapezoides Van Achterberg B. woolleyi Sánchez y Wharton Braconinae Alinoclypeus insolitus Shenefelt Bracon spp. Compsobraconoides sp. Cyanopterus sp. Digonogastra sp. Habrobracon sp. Myosoma spp. Vipio sp. Cardiochilinae Cardiochiles sp.

910

Cenocoeliinae Cenocoelius sp. Cheloninae Ascogaster sp. Chelonus spp. Ch. cautus (Cresson) Ch. insularis (Cresson) Leptodrepana sp. Phanerotoma spp. Pseudophanerotoma Doryctinae Acrophasmus spp. Allorhogas sp. Aptenobracon sp. Dendrosoter sp. Donquickeia sp. Doryctes sp. Ecphylus sp. Glyptocolastes sp. Hecabolus sp. Heterospilus spp. Janzenia sp. Leluthia spp. Notiospathius spp. Odontobracon sp. Spathius spp. Stenocorse spp. Semirhytus spp. Tarasco sp. Trigonophasmus sp. Euphorinae Aridelus spp. Centistes sp. Dinocampus sp. Leiophron sp. Litostolus sp.. Microctonus sp. Orionis sp. Peristenus sp. Plynops sp. Syntretus sp. Townesilitus sp.

Gnamptodontinae Gnamptodon sp. Pseudognaptodon sp. Helconinae Aliolus sp. Diospilus spp. Eubazus sp. Nealiolus sp. Triaspis sp. Triaspis chillcotti López T. eugenii Wharton y López T. huajauapensis López T. kurtogaster Martin T. semistilpnogaster López T. woolleyi López Urosigalphus sp. Homolobinae Homolobus truncator (Say) Hormiinae Allobracon sp. Canthoroctonu sp. Hormius spp. Lysitermus Pambolus spp. Parahormius sp. Xenarcha sp. Ichneutinae Oligoneurus sp. Paroligoneurus sp. Proterops sp. Macrocentrinae Dolichozele sp. Hymenochaonia sp. Macrocentrus sp. Mendesellinae Epsilogaster sp.

911

Meteorinae Meteorus sp. Microgastrinae Alphomelon sp. Apanteles spp. Cotesia marginiventris (Cresson) Clarkinella sp. Choeras sp. Diolcogaster spp. Dolichogenidea sp. Glyptapanteles sp. Hypomicrogaster diaphanie (Mues.) Microplitis sp. Parapanteles sp. Protomicroplitis sp. Pseudapanteles sp. Snellenius sp. Xenogaster sp. Miracinae Mirax sp. Opiinae Biosteres sp. B. oaxacanus (Fischer)

Diachasminorpha longicaudata (Ashmead) Doryctobracon areolatus (Szepligeti) D. crawfordi (Crawford) Eurytenes sp. Opius spp. Utetes sp. Orgilinae Orgilus spp. Stantonia spp. Rogadinae Aleiodes cameronii (De la Torre) A. ferrugineus (Enderlein) A. molestus (Cresson) A. nigristemmaticum (Enderlein) A. vaughani (Muesebeck) Clinocentrus sp. Choreborogas birostratus Whitfield Macrostomion spp. Polystenidea sp. Rogas harrisinae (Ashmead) Stiropius sp. Yelicones sp. Yelicones delicatus (Cresson)

Agradecimientos A La SIP por el financiamiento del proyecto SIP-20090466 Estudio de bracónidos (Hymenoptera) presentes en el estado de Oaxaca, México. A la COFAA por el apoyo para la asistencia al evento. Literatura Citada Arce G.,F. y J. García G. 1991. Insectos benéficos que parasitan al gusano cogollero del maíz. Boletín No.

8. CIIDIR-IPN Unidad Oaxaca.

Avendaño F.,S. 2006. Búsqueda de parasitoides asociados a Anastrepha spp. en frutales de la región

frutícola de Tapanatepec, Oaxaca. Tesis de Maestría en Ciencias. Instituto Politécnico Nacional,

CIIDIR Oaxaca. 65 p.

Coronado B.,J.M. y E. Ruíz C. 2004. Adenda a Braconidae (Hymenoptera). Pp. 713-720. En: Llorente B.,J.E., J.J. Morrone, O. Yánez O. e I. Vargas F. (Eds.). Biodiversidad, Taxonomía y Biogeografía de artrópodos de México: Hacia una síntesis de su conocimiento. Volumen IV. Universidad Autónoma de México. México. ISBN 970-32-1041-4.

Cruz S.,E., L. Martínez M., R. Jarquín L. y N. Pérez P. 2007. Parasitismo del gusano cogollero del maíz Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) en Oaxaca, México. Pp. 70-73. En: XXX Congreso Nacional de Control Biológico y Simposio de la Organización Internacional de Control Biológico, Mérida, Yucatán. México.

912

Delfín G. H.; D. Chay-Hernández; A. González-Moreno; L. Hernández-Puch; C. Suárez-Castillejos. 2002.

New records of Braconidae (Hymenoptera) subfamilies and genera from Mexico and the stateof

Yucatán. Transactions of the American Entomological Society 128 (1): 99-108.

Hernández H.,A.A. 2007. Parasitoides asociados al cultivo del tomate en Valles Centrales, Oaxaca. Memoria de Residencia Profesional. Instituto Tecnológico de la Cuenca del Papaloapan, Tuxtepec, Oaxaca. 63 p.

Jarquín L.,R. 2007. Parasitoides asociados a insectos en frutos de nanche rojo (Malpighia mexicana) en Oaxaca. Tesis de Maestría en Ciencias. Instituto Politécnico Nacional, CIIDIR Oaxaca. 58 p.

Labougle R.,J. M. 1980. Análisis sobre la Sistemática de la familia Braconidae (Ins. Hym.) y su situación actual en México. Tesis Lic. U.N.A.M., Fac. de Ciencias, México. 185 p.

Maldonado V.,J.M., E. Aragón R., J.A. Sánchez G. y R. Pérez P. 2006. Identificación y descripción del insecto causante de urticaria (Megalopyge sp.) y bracónidos asociados al nogal (Juglans regia) en Cuilapam de Guerrero, Oaxaca. Pp. 1177-1182. En: Estrada V.,E.G. et al. (Eds.). Entomología Mexicana. Vol. 5, Tomo 2. México.

Martínez M.L., E. Bravo M. F. Arce G. y J.A. Sánchez G. 2003. Biología de Alienoclypeus insolitus Shenefelt (Hymenoptera: Braconidae) parasitoide del picudo del maguey. En: XXVI Congreso Nacional de Control Biológico. Guadalajara, Jal., México. Pp. 336-339.

Mártinez M., L., E. Cruz S. y R. Jarquín L. 2008. Control natural de Spodoptera frugiperda (Smith) en cultivos de maíz, en Valles Centrales, Oaxaca, México. Pp. 418-421. En: Estrada V.,E.G. et al. (Eds.). Entomología Mexicana. Vol. 7. México.

Martínez G.,A. 2009. Himenópteros parasitoides de Santa María Yavesía, Sierra Norte de Oaxaca. Tesis de Maestría en Ciencias. Instituto Politécnico Nacional, CIIDIR Oaxaca. 89 p.

Mercado C., P. 1996. Parasitoides del descortezador suriano de los pinos Dendroctonus frontalis Zimm. (Coleoptera: Scolytidae) en Tlaxiaco, Oax., México. Tesis de licenciatura. Universidad Autónoma Chapingo, Parasitología Agrícola, Chapingo, Edo. de México. 66 p.

Morales L.,M. 2007. Bracónidos (Hymenoptera) presentes en Pluma Hidalgo, Oaxaca. Tesis de Maestría en Ciencias. Instituto Politécnico Nacional, CIIDIR Oaxaca. 134 p.

Ojeda S.,J. 2005. Estudio de la familia Braconidae asociada al cultivo de alfalfa (Medicago sativa L.) en Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca. Memoria de Residencia Profesional. Instituto Tecnológico Agropecuario de Oaxaca No. 23. 51p.

Sánchez G.,J.A.; J. Romero N.; S. Ramírez A.; S. Anaya R.; J.L. Carrillo S. 1998. Géneros de Braconidae del estado de Guanajuato (Insecta: Hymenoptera).Acta Zool. Mex. (n.s.) 74: 59-137.

Sánchez G.,J.A. y V. López M. 2000. Géneros de Braconidae (Insecta: Hymenoptera) depositados en la Colección Entomológica del Instituto de Fitosanidad del Colegio de Postgraduados. Acta Zool. Mex. (n.s.) 79: 257-276.

Sánchez G.,J.A., V. López M., J.I. Figueroa D., A. González H. y R. Pérez P. 2003. Revisión de Braconidae (Hymenoptera) del estado de Oaxaca, México. Pp. 789-792. En: Romero N.,J., E.G. Estrada V. y A. Equihua M. (Eds.). Entomología mexicana. Ed. Sagitario. Vol. 2. México. ISBN 968-839-389-4.

Sánchez G.,J.A., S. Avendaño F., J. Ojeda S., L. Martínez M., M. Coello C. y R. Pérez P. 2005. Bracónidos (Hymenoptera) asociados a plagas en el estado de Oaxaca, México. Pp. 911-914. En: Morales M., A., A. Mendoza E., M.P. Ibarra G. y S. Stanford C. (Eds.). Entomología Mexicana. Ed. Sagitario. Vol. 4. México. ISBN 968-839-453-X.

Sánchez G.,J.A., M. Morales L. y A. Martínez G. 2008. Géneros de Braconidae (Hymenoptera) del estado de Oaxaca. Pp. 985-990. En: Estrada V.,E.G. et al. (Eds.). Entomología Mexicana. Vol. 7. México.

913

ESPECIES DE TRIPS (THYSANOPTERA) ASOCIADAS A LAS COBERTURAS DE Arachis pintoi (Krap. y Greg.) Y MALEZA, EN EL CULTIVO DE LIMÓN PERSA Citrus latifolia

(Tan.), EN MARTINEZ DE LA TORRE, VERACRUZ.

Trips species (Thysanoptera) asociated to the living cover crops of Arachis pintoi (Krap. y Greg.) and the weeds in a seedless lemon Citrus latifolia (Tan.) in Martinez de la Torre, Veracruz.

Gorgonio Hernández-Ayar1 José Cruz Salazar-Torres1, Juan Fernando Solís-Aguilar1, Áurea M. Mojica-Guzmán2. 1Depto. de Parasitología Agrícola, Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Méx. CP 56230. 2Instituto de Biología, UNAM. México, D. F. jocusamx@yahoo.com Palabras Clave: Coberturas vivas, Arachis pintoi, Thripidae, Aeolothripidae, Phlaeothripidae. Introducción

La citricultura mexicana participa con el 15% de la producción mundial; en el territorio nacional se cultivan 512 mil ha de cítricos, con una producción de 5.5 millones de toneladas, cuyo valor asciende a seis mil millones de pesos.

México ocupa el primer lugar en producción y exportación de limón persa (Citrus latifolia Tan.) a nivel mundial (Cobos, 2005; FAO, 2005). Los principales estados productores son Veracruz, Tabasco, Oaxaca, Puebla y Yucatán; que en conjunto generan el 92.74% del total que se produce en el país (SIAP-SAGARPA, 2004).

Debido a que en los trópicos se concentra la principal zona citrícola, las diversas especies de malezas que ahí crecen dificultan las prácticas agrícolas como la fertilización, control de plagas y enfermedades, y la cosecha (Curtí et al., 1996). Sin embargo, el uso de coberturas vegetales como la especie A. pintoi ha dado buenos resultados, pues se suprimen altos porcentajes de malezas y se observa menor incidencia de plagas y enfermedades en el cultivo; además se reduce significativamente la erosión del suelo, fija nitrógeno atmosférico, aumenta la materia orgánica del suelo, incrementa la capacidad de intercambio catiónico y proporciona forraje para el ganado (Meneses et al., 1996; Mayorga, 1999; Cruz, 2000).

De las plagas que perjudican gravemente la producción citrícola destacan por su importancia los trips (Thysanoptera) que causan graves daños al alimentarse de flores y frutos en desarrollo, de hojas tiernas y meristemos apicales (Quintanilla, 1980; Goldbach y Kou, 1996); no obstante se ha observado que en huertos de limón persa asociados con A. pintoi, el daño antes señalado disminuye notablemente, pues según Alford (1999); Amoros (1999) y Paniagua (2001) estos insectos son atraídos por las flores y el abundante follaje de la planta de cobertura.

Debido a que son pocos los trabajos orientados a conocer la diversidad del grupo Thysanoptera tanto en las malezas como en las coberturas vegetales propias de las zonas tropicales, y considerando que la identificación de las especies de insectos es fundamental en cualquier programa de control de plagas.

El presente trabajo tiene como objetivo identificar las especies de trips presentes en las coberturas vegetales del cacahuatillo Arachis pintoi (Krap. y Greg.) y la maleza en el limón persa Citrus latifolia (Tan.), en Huipiltepec, municipio de Martínez de la Torre, Veracruz.

914

Materiales y Métodos

El trabajo se llevó a cabo en el Ejido Huipiltepec, Martínez de la Torre, Veracruz, ubicado en la parte Centro – Norte del estado en las coordenadas 20º 08’ de Latitud Norte y 97º 07’ de Longitud Oeste, a 151 msnm. La colecta del material entomológico se realizó mensualmente, a partir de mayo del 2000 hasta abril del 2001; ésta actividad se realizó mediante un muestreo simple, que consistió de diez golpes de red entomológica dados en zig – zag en cada una de las siguientes condiciones de muestreo: 1. Cobertura vegetal de A. pintoi; 2. Follaje de limón asociado con A. pintoi; 3. Cobertura de maleza y 4. Follaje de limón enmalezado. El material biológico colectado se depositó en bolsas de plástico de 2 Kg de capacidad con alcohol etílico al 50%; dicho material se etiquetó con la siguiente información: lugar, fecha de colecta y condición de muestreo.

El trabajo de laboratorio consistió en la separación, conteo, preservación del material entomológico, montaje e identificación de los ejemplares colectados. Los insectos se separaron de los desechos vegetales utilizando pinzas entomológicas de disección, pinceles finos y microscopio estereoscopio, con la finalidad de ubicarlos en principio al nivel de orden. Para la preservación, los ejemplares se colocaron en frascos de vidrio con alcohol etílico al 70%. Posteriormente se realizó el proceso de montaje permanente en Bálsamo de Canadá propuesto para insectos escama por Hamon y Kosztarab y citado por Solís (1988), al cual se le hicieron algunas modificaciones para acelerar el proceso; como medio aclarador de los trips se utilizó al xileno absoluto. Para la identificación de los subórdenes, familias, géneros y especies se utilizaron diversas claves, y se solicitó el apoyo del Dr. Roberto M. Johansen Naime y de la M.C. Áurea Mojica Guzmán; para verificar la identificación de los ejemplares. Estos especialistas del Orden Thysanoptera están adscritos al Instituto de Biología de la Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM). Por último, se contabilizó y registró el número de ejemplares de los géneros encontrados en cada condición de muestreo. Resultados y Discusión

De todo el material colectado en las cuatro condiciones de muestreo se identificaron ejemplares de ocho órdenes y se contabilizó el total de individuos de cada uno de ellos; los ordenes mejor representados fueron Díptera, Homóptera e Hymenóptera, mientras que Thysanoptera se ubicó en el sexto lugar en abundancia. Fue en la maleza donde se encontró el mayor número de ejemplares de cada orden, a excepción de Orthoptera que fue más abundante en la cobertura de A. pintoi; mientras que en el follaje del limón persa asociado con la cobertura de A. pintoi se ubicó el menor número de insectos.

En relación con el orden Thysanoptera, del total de ejemplares colectados, sólo se montaron en laminillas 76 individuos para hacer la identificación taxonómica, de los cuales 66 se ubicaron al nivel de género y especie, y los diez individuos restantes no se determinaron por tratarse de inmaduros. Dentro de ese conjunto se encontraron 20 géneros, 21 especies bien definidas y 8 individuos que podrían ser nuevas especies, las cuales se clasificaron en dos subórdenes Terebrantia y Tubulifera; del primer suborden se encontraron dos familias Thripidae y Aeolothripidae, en la familia Thripidae se ubicaron dos subfamilias Thripinae y Panchaetothripinae; de la subfamilia Thripinae se hallaron 7 géneros y 9 especies conocidas, Frankliniella insularis, F. cephalica (Crawford), F. salviae (Moulton), Leucothrips furcatus (Hood), L. piercei (Morgan), Arorathrips spiniceps (Hood), Chaetanaphothrips orchidii (Moulton), Plesiothrips ayarsi (Stannard) y Neohydatothrips signifer (Priesner), además seis

915

nuevas especies del género Frankliniella y dos más del género Microcephalothrips, mismas que serán revisadas posteriormente por los especialistas del orden. En la subfamilia Panchaetothripinae se ubicaron dos especies Heliothrips haemorrhoidalis (Bouché) y Caliothrips striatus (Hood). De la familia Aeolothripiae se colectaron dos géneros y dos especies Franklinothrips vespiformis (Crawford), Stomatothrips sp. y S. flavus (Hood). En el suborden Tubulifera se ubicó sólo la familia Phlaeothripidae con dos subfamilias: Idolothripinae con un género y una especie, Elaphrothrips sp. y E. dampfi; y en la subfamilia Phlaeothripinae se localizaron 8 géneros y 7 especies: Adraneothrips sp., Haplothrips guwdeyi (Franklin), H. graminis (Hood), Karnyothrips sp., K. melaleucus (Bagnall), Liothrips sp., Eurythrips ampliventralis (Hinds), Leptothrips macro-ocelatus (Watson), Aleurodothrips fasciapennis (Franklin) y Aantilothrips cingulatus. (Hood) (Cuadro 1). La especie mejor representada fue Frankliniella insularis con 19 ejemplares los cuales se localizaron en las cuatro condiciones de muestreo; no obstante fue en el limón persa enmalezado y en la cobertura de A. pintoi donde más se le encontró, y la segunda especie con mayor presencia fue Arorathrips spiniceps.

Cuadro 1. Lista taxonómica de los trips colectados en las coberturas vegetales en una huerta de limón persa (Citrus latifolia Tan.) en la localidad de Hipiltepec, Martinez de la Torre, Veracruz. (Mayo del 2000 – Abril del 2001).

Suborden Familia Subfamilia Género y especie No. de ind.

Terebrantia

Thripidae

Thripinae

Frankliniella insularis Franklin Frankliniella cephalica Crawford Frankliniella salviae Moulton Frankliniella sp. nov. 1 Frankliniella sp. nov. 2 Frankliniella sp. nov. 3 Frankliniella sp. nov. 4 Frankliniella sp. nov. 5 Frankliniella sp. nov. 6 Leucothrips furcatus Hood Leucothrips piercei Morgan Arorathrips spiniceps Hood Chaetanaphothrips orchidii Moulton Plesiothrips ayarsi Stannard Microcephalothrips sp. nov. 1 Microcephalothrips sp. nov. 2 Neohydatothrips signifer Priesner

19 1 1 1 1 1 1 1 1 2 2 5 3 1 1 1 2

Panchaetothripinae Heliothrips haemorrhoidalis Bouché Caliothrips striatus Hood

3 1

Aeolotrhipidae

Franklinothrips vespiformis Crawford Stomatothrips sp. Hood Stomatothrips flavus Hood

1 1 1

Tubulifera

Phlaeothripidae

Idolothripinae

Elaphrothrips sp. Buffa Elaphrothrips dampfi Hood

1 1

Phlaeothripinae

Adraneothrips sp. Hood Haplothrips gowdeyi Franklin Haplothrips graminis Hood Karnyothrips sp. Watson Karnyothrips melaleucus Bagnall Liothrips sp. Uzel Eurythrips ampliventralis Hinds Leptothrips macro-ocellatus Watson Aleurodothrips fasciapennis Franklin Antillothrips cingulatus Hood

1 3 2 1 1 1 1 1 1 1

916

Si se analiza la abundancia y diversidad de los trips en las cuatro condiciones de muestreo, la mayor presencia de éstos se encontró en la cobertura de la maleza, seguida en abundancia por la cobertura de A. pintoi; mientras que la población disminuyó considerablemente en el follaje de limón enmalezado; y donde se encontró el menor número de especies de trips fue en el follaje de limón asociado con A. pintoi (Cuadro 2).

Cuadro 2. Especies de trips capturadas por condición de muestreo (Mayo del 2000 –Abril del 2001). Condición Especies capturadas

Cobertura de Arachis pintoi

Frankliniella insularis, Eurythrips ampliventralis, Adraneothrips sp., Chaetanothrips orchidii, Elaphothrips dampfi, Karnyothrips sp., Aleurodothrips fasciapennis.

Limón asociado con Arachis pintoi Frankliniella salviae, Heliothrips haemorrhoidalis.

Cobertura de maleza

Frankliniella insularis, F. cephalica, Frankliniella sp. nov. 1, Frankliniella sp. nov. 2, Frankliniella sp. nov. 4, Frankliniella sp. nov. 5, Frankliniella sp. nov. 6, Leptothrips macro-ocellatus, Caliothrips striatus, Elaphothrips sp. Karnyothrips melaleucus, Haplothrips graminis, H. gowdeyi, Neohydatothrips signifer, Microcephalothrips sp. nov. 2, Leucothrips furcatus, L. piercei, Plesiothrips ayarsi, Arorathrips spiniceps, Antillothrips cingulatus, Franklinothrips vespiformis, Stomatothrips sp.

Limón enmalezado Frankliniella insularis, Frankliniella sp. nov. 3, Microcephalothrips sp. nov. 1, Leucothrips furcatus, Stomatothrips flavus.

Con base en la información del cuadro anterior, se hace un análisis más particular de la

diversidad del orden Thysanoptera en cada condición de muestreo. De la cobertura de A. pintoi se montaron trece ejemplares, once de ellos fueron

identificados a nivel de especie y sólo dos al de género, de éste conjunto sólo dos especies se han reportado como plaga en diferentes cultivos, Frankliniella insularis y Chaetanaphothrips orchidii, aunque la última especie por mucho tiempo estuvo limitada a las orquidias, fue hasta que El-Bashir y Al-Zabidi, 1985; citados por Lewis (1997) la encontraron en plantaciones de cítricos y plátano; las especies Adraneothrips sp., Elaphrothrips dampfi, y Eurythrips ampliventralis se reconocen como fungivoras (Mound y Palmer, 1983), mientras que Aleurodothrips fasciapennis y Karnyothrips sp. se comportan como depredadores (Palmer et al., 1989; citados por Childers y Frantz, 1994).

En el follaje de limón persa asociado con A. pintoi se colectaron cuatro ejemplares, tres de la especie H. haemorrhoidalis, y de F. salviae sólo un ejemplar; no obstante ambas especies están consideradas como plagas agrícolas.

En la maleza se colectaron 38 ejemplares agrupados en 14 especies conocidas y seis nuevas especies; siendo ésta la condición con mayor diversidad de trips, el género más abundante fue Frankliniella ya que se encontraron tres especies conocidas y 5 que al parecer son nuevas species, la segunda especies con mayor presencia fue Aroratrips spiniceps, de la que se identificaron 5 ejemplares; y en el limón enmalezado se ubicaron 11 ejemplares, nueve de ellos se identificaron al nivel de especie y dos sólo al de género.

Conclusiones Se identificaron 20 géneros y 21 especies distribuidos en dos subórdenes, tres familias y

cuatro subfamilias. La subfamilia mejor representada fue Thripinae con 7 géneros de los cuales en Frankliniella se encontró el mayor número de ejemplares, con tres especies conocidas (F. insularis Franklin, F. cephalica Crawford y F. salviae Moulton) y seis ejemplares que al parecer son especies nuevas. La mayor diversidad y número de trips se encontró en la cobertura de la

917

maleza (14 especies conocidas y 6 especies nuevas), seguida en abundancia por la de A. pintoi (cinco especies conocidas y dos géneros).

En el follaje de limón asociado con A. pintoi y con la maleza se encontró la menor cantidad de especies de trips; dos en la primera (Heliothrips haemorrhoidalis y Frankliniella salviae) y tres especies conocidas y dos nuevas especies en la segunda (Frankliniella insularis, Frankliniella sp. nov. 3, Microcephalothrips sp. nov. 1, Leucothrips furcatus, Stomatothrips flavus.) Literatura Citada Alford, V. D. 1999. A textbook of agricultural entomology. Ed. Blackwell Science. Osney Mead, Oxford,

U.S.A. pp. 29-30, 89-94. Amoros, C. M. 1999. Producción de Agrios. 2ª ed. Ed. Mundiprensa. Barcelona, España. pp. 29-112. Childers, C. C. and G. Frantz. 1994. Ring spot damage to Florida citrus fruit caused by Trips feeding

injury. Ed. Citrus Industry May. Florida, U.S.A. pp. 38-43. Cobos, G. C. 2005. Abren créditos a más de dos mil 700 productores citrícolas. Las Buenas Noticias

también son Noticia. Lunes. Presidencia de La República. [En línea]. Disponible en: http://www.presidencia.gob.mx/ (revisado el lunes 22 de julio del 2006).

Cruz, R. A. 2000. Control de maleza en Arachis pintoi: cobertura en el cultivo de cítrico. Tesis de Licenciatura. Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, México. pp. 43-51.

Curtí D. S.; S. X. Laredo; U. Z. Díaz; A. R. Sandoval y J. H. Hernández. 1996. Manual de producción de limón persa. Folleto técnico Núm. 4, INIFAP. Campo Experimental de Tlapacoyan, Ver. Méx. pp. 10-16.

FAO. 2005. Evolución del comercio internacional de cítricos en 2004-2005. Productos Básicos y comercio. [En linea]. Disponible en: http://www.fao.org/es/ESC/es/20953/20990/highlight_28187es.html (revisado el 20 de junio del 2006).

Goldbach, R. and G, Kou. 1996. Introduction, International Symposium on Tospoviruses and Thrips of floral and vegetable crops. Acta Horticulturae. 431: 21-26.

Lewis, T. 1997. Trips as crop pest. Ed. CAB International. New York, U.S.A. 719 p. Mayorga, C. R. A. 1999. Arachis pintoi, una alternativa para controlar la erosión hídrica en el trópico

húmedo y su efecto sobre Nacobbus averrans. Tesis de Licenciatura. Departamento de Suelos. Universidad Aútonoma Chapingo. Chapingo, México. pp. 87-99.

Meneses, R.; H. Waijenberg y L. Pierola. 1996. Las leguminosas en la agricultura Boliviana. Ed. Mundiprensa. Cochabamba, Bolivia. pp. 356, 360, 371, 375, 377, 382, 387 y 390.

Mound, L. A. and J. M. Palmer. 1983. The generic and tribal classification of spore-feeding Thysanoptera (Phlaeothripidae: Idolothripinae). Bulletin of the British Museum (Natural History) Ent. 46: 1–174.

Paniagua, L. J. J. 2001. Inventario sobre plagas de la Escuela Nacional Central de Agricultura y áreas de influencia. Ed. E.N.C.A. Guatemala. pp. 50-70.

Quintanilla, H. R. 1980. Trips características morfológicas y biológicas. Especies de menor importancia agrícola. 1ª. ed. Ed. Hemisferio Sur. Buenos Aires, Argentina. 60 p.

SIAP-SAGARPA. 2004. Perfil del Limón Persa. [En línea]. Disponible en: www.siap.sagarpa.gob.mx (Revisado el 28 de Abril del 2006).

Solís, A. J. F. 1988. Escamas (Homoptera: Coccoidea) asociadas a árboles frutales de Apodaca y Allende y plantas ornamentales del área de Monterrey, Nuevo León, México. Tesis de Maestría. ITESM. Monterrey, N. L., Méx. 4-36.

918

MEDIO SIGLO EN LA SISTEMÁTICA Y FILOGENIA DE COLLEMBOLA (HEXAPODA)

Half Century in Collembola (Hexapoda) Systematics and Phylogeny José G. Palacios-Vargas. Laboratorio de Ecología y Sistemática de Microartrópodos, Dpto. Biología, Facultad de Ciencias, UNAM, 04510 México, D. F., México. E-mail: troglolaphysa@hotmail.com Palabras Clave: Collembola, sistemática, filogenia, actualización.

Introducción.

Los colémbolos son un grupo de artrópodos que anteriormente eran considerados como insectos apterigotos, y ahora se consideran como una clase separada de los insectos, dentro de la superclase Hexapoda. Son entognatos, es decir tienen las mandíbulas y las maxilas dentro de una cavidad bucal, carecen de alas, miden por lo general menos de 2 mm de longitud, son comunes y abundantes en diferentes microhábitats, y con frecuencia se registran densidades hasta de más de 100,000 individuos por m2 (Hopkin 1997, Palacios-Vargas y González, 1995). Su alta capacidad de dispersión les ha permitido conquistar diferentes ambientes con climas extremos tales como los desiertos y las regiones polares (Hopkin 2002), así como también las zonas tropicales y templadas. Los ambientes en los que se encuentran son: suelo, hojarasca, musgo, corteza, guano, epífitas y los suelos suspendidos en el dosel de los bosques y selvas (Hopkin 1998; Palacios-Vargas, et al. 2000). Sin embargo hasta la fecha sólo se han descrito cerca de 8,000 especies a nivel mundial. La clasificación ecológica del grupo es interesante ya hay formas altamente modificadas al ambiente en que viven (Cuadro. 1).

Los colémbolos son importantes por su influencia sobre la estructura edáfica. La mayoría de los suelos tienen millones de sus heces, mismas que pueden ser benéficas al retardar la liberación de nutrientes esenciales a las raíces de las plantas, así como servir de sustrato para el desarrollo de gran cantidad de microorganismos.

Por otro lado, los colémbolos son presa de muchos insectos, en particular de hormigas y escarabajos, así como de numerosos ácaros depredadores, y aunque poco conocido también pueden servir de alimento para algunas aves, reptiles y hasta peces, lo que les confiere gran importancia como elemento fundamental de las cadenas tróficas de todos los ecosistemas, incluyendo biotopos como la superficie de los remansos de ríos, lagunas, y litorales marinos. Los únicos ambientes que no han podido colonizar son las aguas profundas y el mar abierto sin embargo podemos proponer la siguiente clasificación para las formas asociadas a la superficie del agua (Fig. 2).

De cerca de 8,000 especies de colémbolos que se conocen en el mundo, en México se tienen registros de 714 especies de colémbolos ubicadas en poco más de 107 géneros y 22 familias (Castaño-Meneses, 2005; Palacios-Vargas et al. 2004, 2007).

Al analizar la cantidad de colémbolos que han sido descritos de México desde la primera especie que se describió en 1898, se nota que en el último medio siglo, de 1968 hasta el 2008 se ha descrito la mayor cantidad de especies, y que en la década de 1978 a 1987 es cuando se describieron más especies (Cuadro. 3).

919

Fig. 1. CLASIFICACION ECOLÓGICA DE LOS COLÉMBOLOS

Categoria/Caracteristicas Ambientes y ejemplos Ojos Pigmento Antenas Patas Fúrcula Faneras Habitat/ Habitos y Familias

Epiedáficas 8 + L L L - dosel Salina(Paronellidae), Deuterosminthurus (Bourletiellidae)

Hemiedáficas Normal 8 + C C C - hojarasca

Ceratophysella, Xenylla (Hypogastruridae)

Xeromorfa 8 ó menos

+ - C C C - musgos, líquenes Friesea (Neanuridae)

Epineústicas

8 ó menos

+ - C-L C C - superficie agua Sminthurides(Sminthrididae), Ballistura (Isotomidae)

Litorales 8 ó menos

- + C C C + arena Actates (Actaletidae) , Archisotoma (Isotomidae)

Euedáficas 0 - C C C-R - Suelo y cuevas Onychiurus (Onychiuridae) Mesaphorura (Tullbergiidae)

Sinecomorfas 0 - L L L + hormigueros y termitas Cyphoderus (Cyphoderidae)

Troglomorfas 0 - L L L + cuevas y grutas Arrhopalites (Arrhopalitidae), Pseudosinella (Entomobryidae)

Epiedáficas 8 + L L L - dosel Salina (Paronellidae), Deuterosminthurus (Bourletiellidae)

(C = cortas, L = largas, R = reducida)

Fig. 2. Categorías de colémbolos acuaticos ______________________________________________________________________________ 1. Epineústicos. Son los que viven sobre la capa superficial del agua dulce, como Sminthurides. Pueden caminar y hasta brincar sobre el agua, generalmente no se encuentran en otros ambientes. 2. Epineusfílicos. Frecuentemente se encuentran en la superficie del agua dulce, ya que viven muy cerca de la orilla de los lagos y estanques, como Ballistura. 3. Epineusxénicos. Son los que en realidad viven en otros ambientes, nunca en el agua. Si ellos caen en la superficie del agua pueden morir, ya que no pueden caminar sobre ella. Ceratophysella. 4. Litorales. Viven en las costas del mar, generalmente en las rocas. Ellos tienen adaptaciones para vivir en el agua marina y pueden ser sumergidos por las olas, pero sobreviven. Los machos tienen antenas prensiles para sujetar a las hembras. Actaletes. 5. Psamnóticos. Están adaptados para vivir en la arena de las playas. Su cuerpo es alargado y no se encuentran en otros ambientes.Isotogastrura. ______________________________________________________________________________

Al analizar la cantidad de especies que se han registrado para cada estado de la república

mexicana (Fig. 2), se observa que en algunos sólo se conocen unas cuantas y que los que mayor cantidad tienen son Veracruz (129), Estado de México (107) y Guerrero (95); sin embargo, esto

920

está relacionado con los estudios que se han llevado a cabo y no con la verdadera riqueza del lugar.

Fig. 1. Crecimiento de especies por decadas

Fig. 2. Total de especies registradas por estado

La variación en la sistemática del grupo ha variado mucho en medio siglo, no sólo de su

posición dentro de los Arthropoda, sino también la cantidad de familias que incluye. En antiguos libros de Entomología (de hace medio siglo) se consideraban cuatro o cinco familias (Poduridae,

921

Onychiuridae, Entomobryidae, Sminthuridae y Neelidae). Actualmente se han elevado varios niveles taxonómicos y en página de colémbolos del mundo (Bellinger et al., 2009) se hace un arreglo de los colémbolos en 30 familias actuales (Cuadro. 3).

Cuadro. 3. Total de especies registradas por estados

ORDEN Poduromorpha Entomobryomorpha Neelipleona Symphypleona Superfamilia Neanuroidea Tomoceroidea Neelidae Sminthurididoidea Familia Neanuridae Familia Brachystomellidae Familia Odontellidae

Oncopodurida Tomocerida

Mackenziellidae Sminthuridida

Superfamilia Poduroidea Familia Poduridae Superfamilia Hypogastruroidea Familia Gulgastruridae Familia Hypogastruridae Familia Pachytullbergiidae Familia Paleotullbergiidae Bourletiellidae Superfamilia Onychiuroidea Familia Onychiuridae Familia Tullbergiidae Superfamilia Isotogastruroidea Familia Isotogastruridae Familia Coenaletidae

Isotomoidea Isotomidae Entomobryoidea Entomobryidae Paronellidae Cyphoderida Microfalculidae Paronellidae Actaletoidea Actaletidae

Katiannoidea Katiannidae Spinothecidae Arrhopalitidae Sminthuridae Dicyrtomoidea Dicyrtomidae

Algunos autores han propuesto que hasta el momento se conoce sólo el 13% de la fauna

de insectos existentes, al extrapolar el número de especies citadas de colémbolos para México, se puede pensar que la diversidad en el país podría alcanzar las 5,000 especies (Palacios-Vargas, 2000). Los colémbolos son interesantes desde varios puntos de vista, pueden estar entre los primeros artrópodos colonizadores de la tierra firme y su relaciones filogenéticas con otros taxa aún está en debate (Giribet et al., 2006; Grimaldi y Engel, 2005; Machida, 2006). A pesar de esto su relaciones filogenéticas internas son poco conocidas. La sistemática de los colémbolos ha tenido una base principalmente intuitiva (Cassagnau, 1974), y la pequeña cantidad de trabajos hechos sobre el grupo puede deberse a las dificultades para su estudio, que incluyen su pequeño tamaño (con frecuencia menor de 1 mm).

Las aproximaciones filogenéticos en este grupo son recientes. Incluyen estudios basados en la evidencia morfológica (Lee, 1985; Deharveng, 1989; Deharveng y Bedos, 1991; D'Haese y Weiner, 1998; Simón Benito, et al, 2005), datos moleculares (Dell' Ampio, et al., 2002; D' Haese, 2002, Frati y Carapelli, 1999; Frati y Dell' Ampio, 2000; Frati, et al. 1997), o en la evidencia total (Lee y Thibaud, 1998; Lee, et al., 1995, 1996). Estas aproximaciones han cubierto a menudo cantidades limitadas de especies dentro de géneros seleccionados tales como Friesea (Deharveng y Bedos, 1991) o Willemia (D'Haese y Wiener, 1998), raramente incluyendo la mayoría de las especies de un género dado (D'Haese, 2000), o a niveles taxonómicos más altos (D'Haese, 2003a,

922

2003b). Los estudios basados en datos moleculares del RNA mitocondrial se han vuelto más frecuentes en la actualidad para tratar de ver las relaciones filogenéticas entre los colémbolos (Xiong, et al.). Literatura Citada. Bellinger, P.F., K.A. Christiansen & F. Janssens. 1996-2009. Checklist of the Collembola of the World.

http://www.collembola.org Cassagnau, P. 1974. Chétotaxie et phylogénie chez les Collemboles Poduromorphes. Pedobiologia, 14

(2/5):300-312. Castaño-Meneses, G. 2005. Catálogo de los colémbolos (Hexapoda: Collembola) de Sian Ka’an, Quintana

Roo, México (Reseña). Rev. Mex. Biodiversidad, 108:107-108. Deharveng, L. 1989. In Dallai, R. [Ed.]. The problem of homoplasies in Neanurinae (Insecta:

Collembola): microcomputer assisted phylogeny of the genus Deutonura. 3rd International Seminar on Apterygota, Siena, Italy, University of Siena, Siena: 183-193.

Deharveng, L. and Bedos, A. 1991. Taxonomy and cladistic analysis of the Thai species of Friesea Dalla Torre 1895 (Collembola Neanuridae), Tropical Zoology, 4(2):287-315.

Dell'Ampio, E., Carapelli, A. and Frati, F. 2002. Secondary structure and sequence variation of the 28S rDNA gene in the Neanuridae, and its utility as a phylogenetic marker. Pedobiologia, 46: 274-283.

D'Haese, C. 2000. Is Psammophily an Evolutionary Dead End? A phylogenetic test in the genus Willemia (Collembola: Hypogastruridae). Cladistics: 16:255-273.

D'Haese, C. and Weiner, W.M. 1998. A review of Willemia buddenbrocki-group (Collembola, Poduromorpha, Hypogastruridae) with cladistic analysis. Journal of Natural History, 32 (7): 969-986.

D'Haese, C.A. 2002. Were the first springtails semi-aquatic? A phylogenetic approach by means of 28S rDNA and optimization alignment. Proc. R. Soc. Lond., B 269: 1143-1151.

Frati, F. & Carapelli, A. 1999. An assessment of the value of nuclear and mitochondrial genes in elucidating the origin and evolution of Isotoma klovstadi Carpenter (Insecta, Collembola). Antarctic Science, 11: 160-174.

Frati, F.& E. Dell'Ampio. 2000. Molecular phylogeny of three subfamilies of the Neanuridae (Insecta, Collembola) and the position of the Antarctic species Friesea grisea Schaffer. Pedobiologia, 44: 342-360.

Frati, F., Simon, C., Sullivan, J., Swofford, D.L. 1997. Evolution of the mitochondrial cytochrome oxidase II gene in Collembola. Journal of Molecular Evolution, 44: 145-158.

Frati, F., Spinsanti G., Dallai R. 2001. Genetic variation of mtDNA gene sequences in the collembolan Isotoma klovstadi from Victoria Land, Antarctica: evidence for population differentiation. Polar Biology, 24, 934-940.

Giribet, G.; Edgecombe, G.D., Carpenter, J.M., D’Haese, C.A. & Wheeler, W.C., 2004. Is Ellipura monophyletic? A combined analysis of basal hexapod relationships with emphasis on the origin of insects. Organisms, diversity and evolution, 4: 319-340.

Grimaldi, D. & Engel, M.S., 2005. Evolution of the insects. Cambridge University Press, Cambridge. Hopkin, S. P. 1997. Biology of the springtails (Insecta: Collembola). Oxford University Press, Oxford.

330 pp. Hopkin, S.P. 1998. Collembola: The most abundant insects on earth. Antennae, 22: 117-121. Hopkin, S.P. 2002. Collembola. Enciclopedia of Soil Science, 207-210. Lee, B.H. 1985. Cladistic analysis of Neanuridae (Collembola) using character weighted and character

unweighted approaches., Korean Journal of Systematic Zoology, 1(1-2):3-20. Lee, B.-H. and Thibaud, J.-M. 1998. New Family Gulgastruridae of Collembola (Insecta) Based on

Morphological, Ecobiological and Molecular Data. Korean J. Biol. Sci., 2:451-454.

923

Lee, B.-H., Hwang, U.W., Kim, W, Park, K.-H. and Kim, J.-T. 1995. Systematic position of cave Collembola, Gulgastrura reticulosa (Insecta) based on morphological characters and 18S rDNA nucleotide sequence analysis. Mémoires de Biospéologie, 22:83-90.

Lee, B.-H., Hwang, U.W., Kim, W, Park, K.-H. and Kim, J.-T. 1996. Phylogenetic study of the suborder Arthropleona (Insecta: Collembola) based on morphological characters and 18S rDNA sequence analysis. Polskie Pismo Entomologiczne, 64(30): 261-277.

Machida, R., 2006. Evidence from embriology for reconstructing the relationships of hexapod basal clades. Arthopod Systematics and Phylogeny, 64: 95-104.

Palacios-Vargas, J. G. 1997. Catálogo de los Collembola de México. Facultad de Ciencias, UNAM. México, D.F. 102 pp + 10 pls.

Palacios-Vargas, J. G. 2000. Los colémbolos de los ecosistemas mexicanos. Biodiversitas, 5(29):12-15. Palacios-Vargas, J. G., G. Castaño Meneses & B. E. Mejía Recamier. 2000. Collembola. En: Biodiversidad,

Taxonomía y biogeografía de Artrópodos de México: Hacia una síntesis de su conocimiento. Vol. II, Universidad Autónoma de México. Págs.: 249-273.

Palacios-Vargas, J. G. & V. González. 1995. Two new species of Deuterosminthurus (Bourletiellidae), epiphytic Collembola from the neotropical region with a key for the American species. Florida Entomol., 78(2):19-32.

Simón Benito, J. C., D. Espantaleón & E. García-Barros. 2005. Stachorutes cabagnerensis n. sp., Collembola (Neanuridae) from Central Spain, and a preliminary approach to phylogeny of the genus. Animal Biodiversity and Conservation, 28(2): 149-157.

Xiong, Y., Y. Gao, W-y. Yin, Y-x. Luan. 2008. Molecular phylogeny of Collembola inferred from ribosobal RNA genes. Molecular phylogeny and Evolution, 49:728-735.

924

HORMIGAS DE LOS GÉNEROS Proceratium Y Discothyrea (HYMENOPTERA; FORMICIDAE) RECOLECTADOS EN LA PENÍNSULA DE YUCATÁN

The Ants of Genera Proceratium and Discothyrea (Hymenoptera; Formicidae)

collected in Peninsula de Yucatán Juan Antonio Rodríguez Garza, División de Ciencias e Ingeniería, Universidad de Quintana Roo, Boulevard Bahía s/n, Col. Del Bosque, CP 77014, Chetumal, Q.R., México, juarodri@uqroo.mx Palabras Clave: Discothyrea, Proceratium, hormigas, Península de Yucatán

Introducción.

La subfamilia Proceratiinae es una subfamilia tipo poneroide de hormigas, esta se caracteriza por lo diminuto de sus ojos y su tamaño muy pequeño, se considera un grupo hipógeo que se alimenta de pequeños artrópodos y mayormente de los huevecillos de éstos (Brown, 1957, 1980). Los géneros más comunes son Discothyrea y Proceratium. En ambos géneros es muy característico el abultamiento hacia el lado posterior del tercer segmento del gáster, por lo que el resto de los segmentos se localizan por debajo de este. La parte mexicana de la Península de Yucatán esta formada por los estados de Campeche, Quintana Roo y Yucatán; el relieve de la Península es casi plano y durante los meses de noviembre a abril las precipitaciones bajan en toda la Península, la erosión por disolución es común y esto permite la formación de cenotes o dolinas, las áreas aledañas a los cenotes y los petenes se convierten en microhábitats con una humedad más elevada y unos cuantos grados menos de temperatura. De acuerdo con Rzedowski (1981) la mayor parte de la vegetación del noroeste de la Península corresponde a selva baja caducifolia y subcaducifolia, la mayor parte del estado de Quintana Roo y Sur de Campeche corresponde a selvas perenifolia (mediana y alta) y selva mediana subperenifolia o subcaducifolia puede observarse hacia el sur de Yucatán, Noreste de Campeche y Norte de Quintana Roo. La vegetación de este último estado se encuentra en mejores condiciones que el resto, excepto al norte.

Materiales y Método

El material objeto del presente estudio se ha logrado gracias a diferentes recolectas en diferentes partes de la Península de Yucatán, la cual fue dividida en 25 cuadrantes y se recolectó tres veces durante diferentes épocas del año, en cada uno de éstos. El material fue extraído mediante embudo de Berlese de hojarasca recolectada en los lugares señalados, todo el material se preserva en alcohol etílico al 70%, con los datos usuales de localidad, fecha y colector y fue identificado con las claves de Brown (1958). Todo el material se preserva en la Universidad de Quintana Roo, en la colección de hormigas.

Resultados

Fue posible localizar una especie de cada uno de los géneros referidos, resultando ser especies que aparecen en los meses de mayor precipitación, son especies bastante raras y en ningún caso fue posible localizar nidos, tampoco fue posible hacer observaciones directas de las especies, sólo de los lugares en donde habitan

925

Proceratium micromatum: (1.9 mm) es una especie que se encuentra desde el sur de México hasta Colombia y Venezuela. Se caracteriza por tener el ojo bien marcado, por su tegumento opaco y piloso, su nudo peciolar es amplio en la parte basal, forma un leve domo en la parte dorsal, en ninguna de las colectas fue posible localizar hembras, se sabe que algunas especies de este género depredan huevos de arañas (Brown, 1980). Proceratium micrommatum resulta ser una hormiga extremadamente rara, fue localizada en sólo tres localidades, en los meses de más lluvia, en Silvituc (1 ejemplar, 22-junio-1999), norte de Xpujil (2 ejemplares, 22-junio-1999) y en Puerto Morelos (1 ejemplar, 22-octubre-1999).

Discothyrea testácea: es una hormiga que escasamente llega a medir 1 mm, presenta antenas de 9 segmentos, la lamela interantenal, marcadamente plana y con clara exposición de la inserción antenal, la escama del pedicelo es puntiaguda ligeramente angulada hacia atrás en la punta, posee un tegumento bastante brillante y los ojos son prácticamente imperceptibles, cuando se mueve el ejemplar y cambia el tono de luz se pecibe un omatidio, la coloración es roja oscura, el integumento liso. Como puede apreciarse por su distribución es una especie bien representada en diversidad de habitats, siempre y cuando exista humedad, prácticamente esta ausente en condiciones de sequía. En las colectas fue posible encontrar hembras, pero no se encontró ningún nido, La isla de Tamalcab al noreste de Chetumal, es una localidad en donde es muy común encontrar a esta especie, llegando a ser la única especie encontrada en algunas muestras; en Quintana Roo se encontró en Majagual (11-noviembre-1999), Sian Ka’an (2-julio-1999), San Felipe Bacalar (2-septiembre-1996 y 7-julio-2004), Chunhuhub (20-julio-1999), Cobá (11-junio-1999), Leona Vicario (22-octubre-1999) y al norte de Cancún (21-octubre-1999) frente a Isla Mujeres; en Campeche se encontró al Sur de Xpujil (22-junio-1999), El Tormento en Escarcega (23-junio-1999) y Ulumal al S de Champotón (24-junio-1999); en Yucatán se localizó en Río Lagartos (23-junio y 3-noviembre-1999), Muna (11-enero, 20-abril y 16-septiembre-1999), Thamek (16-septiembre-1999 y 11-enero-2000) Valladolid (7-febrero-, 22-junio y 3 noviembre-1999) y Tekax (20-abril y 14-septiembre-1999 y 14-febrero-2000). Otras localidades visitadas fueron, Hompolol, cerca de la Cd. de Campeche, Hopelchen y Punta Chen en el estado de Campeche, Celestún, Yucatán y en Quintana Roo Tihosuco y Sur de Cozumel, no fue posible encontrar esta especie ni siquiera en tiempo de lluvias.

Discusión y Conclusiones

Proceratium micrommatum y Discothyrea testacea son especies extremadamente raras la primera se localizó en sólo tres lugares (Silvituc, norte de Xpujil y en Puerto Morelos) sólo en época de lluvia; la segunda especie resultó en casi las mismas situaciones pero a diferencia de la primera esta es mucho más común, un aspecto que llama la atención es que las especies no se encontraron en las mismas localidades. Quizá el método de recolecta utilizado no sea el adecuado

Literatura Citada W. L. Brown, Jr., 1957. Predation of Arthropod Eggs by the Ant Genera Proceratium and Discothyrea.

Psyche 64:115-117.

Brown, W.L., Jr. 1958. Contributions Howard a Reclassifications of the Formicidae. II Tribe Ectatommini (Hymenoptera). Bulletin of the Museum of Comparative Zoology, Harvard Coll. 118 (5): 175-362.

Brown, W.L., Jr. 1980. A remarkable new species of Proceratium, with dietary and other notes on the genus (Hymenoptera; Formicidae). Psyche 86: 337-346.

Rzedowski, J. y L. Huerta, 1981. Vegetación de México, Ed. LIMUSA, México, D.F. 432 pp

926

HORMIGAS (HYMENOPTERA; FORMICIDAE) DE LOS GÉNEROS Pogonomyrmex y Aphaenogaster DEL ESTADO DE NUEVO LEON

Ants (Hymenoptera; Formicidae) of the genus Pogonomyrmex and Aphaenogaster of Nuevo

León state.

Juan Antonio Rodríguez-Garza, División de Ciencias e Ingeniería, Universidad de Quintana Roo, Boulevard Bahía s/n, Col del Bosque, CP 77019, Chetumal, Quintana Roo, México. juarodri@uqroo.mx Palabras Clave: Hormigas, Nuevo León, Pogonomyrmex, Aphaenogaster Introducción

El estado de Nuevo León, ubicado al noreste de México, cuenta con un área de 64,250 km2 (algunas fuentes señalan 64,555), en el estado se pueden observar tres zonas fisiográficas: 1. Llanura Costera del Golfo, 2. Sierra Madre Oriental y 3. Gran Llanura Norteamericana. De acuerdo con Rzedowski (1981) podemos observar vegetación típica de desierto hacia el norte y el sur del estado y bosque de encino, pino y encino-pino en diversas partes de la Sierra.

Las especies aquí señaladas fueron registradas en un trabajo de tesis (Rodríguez, 1987) y señaladas por Rojas (1996) producto de la revisión de varios trabajos; el género Pogonomyrmex es fácil de identificar y observar, existiendo una amplia información biológica y ecológica al respecto, la característica más difícil de observar es la espuela finamente pectinada que se encuentra en la tibia y que la distingue del género Myrmica,, presenta dos espinas en el pronoto, algunas especies presentan una hilera de pelos llamado psamóforo. Anida en el suelo y en el exterior de los nidos se encuentra una zona desnuda llena de pedregosidad con un diámetro de hasta 3 m.

El género Aphaenogaster es igualmente fácil de observar, al igual que Pogonomyrmex presenta espinas en el epinoto pero su mesonoto es mucho más alargado, por lo que su apariencia no es tan robusta, sus nidos no son muy evidentes y forrajea en columnas muy poco concurridas a diferencia de Pogonomyrmex.

Materiales y Método

Entre los años de 1985 a 2005 fue posible visitar diferentes localidades en el estado de Nuevo León lo que permitió ver algunos cambios respecto a estas especies, el material fue recolectado con aspirador o a mano, el material se preserva en la colección del autor y algunos ejemplares se encuentran en la colección de insectos del Colegio de Postgraduados.

Todo el material se preserva en alcohol etílico al 70%. La identificación no representó mayor dificultad, fueron utilizadas las claves de Creighton (1950) para la identificación específica en ambos géneros inicialmente y después las de Cole (1968) para Pogonomyrmex (http://www.archive.org/details/ants_10398), para el caso de Aphaenogaster sólo se utilizó Creighton (1950)

927

Resultados

Se recolectaron cuatro especies del género Pogonomyrmex tres del subgénero Pogonomyrmex y una del subgénero Ephebomyrmex, además de dos especies del género Aphaenogaster.

Pogonomyrmex barbatus (Smith) Sinonimia de acuerdo con Cole (1968): Myrmica molefaciens Buckley Pogonomyrmex molefaciens Mayr P. barbatus var. molefaciens Olsen P. barbatus var. nigrescens Wheeler P. barbatus fuscatus (parte) Creighton

Características distintivas: Coloración rojiza, espinas en el epinoto y tegumento finamente estriado en sentido longitudinal en el tronco, es una hormiga muy conocida por su agresividad y fuerte picadura.

Distribución: Del S de Estados Unidos a Guerrero, México; en México en Son., Chih., N.L., Tamps., Dgo., Zac., Gto., Ver., Hgo., Mex., Pue., Tlax., y Guerrero; en Nuevo León se encontró en muchas localidades excepto en la sierra, es una especie típica de las regiones desérticas, aunque se presenta en las partes secas del estado es rara hacia los municipios del sur, al oeste de Nuevo León es rara en donde es más común P. rugosus

Observaciones: Anida en el suelo y forrajea en columnas, las cuales pueden llegar a ser muy numerosas

Pogonomyrmex desertorum Wheeler

P. desertorum var. ferrugineus Olsen Características distintivas: Coloración rojiza, muy similar a P. barbatus, pero es una

hormiga mucho menos agresiva, otra diferencia esta en los machos ya que en esta especie son negruzcos en el gaster mientras que en P. barbatus son rojizos totalmente.

Distribución: Sur de Estados Unidos y norte de México; en México en Son., Chih., Coah., Dgo., S.L.P., y Aguascalientes; en Nuevo León se encontraron al suroeste del estado en San Roberto y a 16 km al N de Santa Ana.

Observaciones: Anida en el suelo y aunque forrajea de día lo hace preferentemente por las tardes incluso al oscurecer. Fue posible obtener sexuados de una colonia a 16 km al N de Santa Ana, justamente después de un aguacero de junio

Pogonomyrmex rugosus Emery

Sinonimia de acuerdo con Cole (1968): P. barbatus var. marfensis Wheeler P. barbatus var. fuscatus Emery P. barbatus curvispinosus Cole P. barbatus spadix Cook

Características distintivas: Cabeza de color negro a pardo obscuro, resto del cuerpo de coloración variable (rojizo oscuro, pardo oscura o negra).

Distribución: Del suroeste de Estados Unidos al N de México; en México en B.C., Son., Chih., N.L., Tamps., Sin., Dgo., Zac., Ags., y Nay.; en Nuevo León esta especie se distribuye

928

hacia el oeste del estado, en Anáhuac, Lampazos, 36 km al N de Bustamante, Unidad Modelo, 4 km al S de Casa Blanca. El Carmen y límite Coah-N.L. en Mina.

Observaciones: Anida en el suelo y forrajea en columna. Se la observó llevando semillas de Larrea sp.; en el Carmen se observaron varias obreras en combate con P. barbatus (Smith). Esta hormiga es depredada por especies de la lagartija Phrynosoma

P. (Ephebomyrmex) imberbiculus Wheeler

Sinonimia de acuerdo con Cole (1968): P townsendi Wheeler

Características distintivas: Integumento marcadamente rugoso; psamóforo ausente. Distribución: Desde el S de Estados Unidos al N de México; en México en Son., Chih.,

Coah., y Dgo.; esta especie es rara en el estado de Nuevo León fue posible encontrarla en Anáhuac, Lampazos, 36 km al N de Bustamante, El Carmen, Sierra de Papagayos y 4 km al S de Casa Blanca.

Observaciones: Se la encontró forrajeando en el suelo; no fue posible localizar el nido. Aphaenogaster cockerelli (André)

Sinonimia de acuerdo con Smith (1979): Aphaenogaster sonorae Pergande

Características distintivas: Bicolor; últimos segmentos del gáster negros, resto del cuerpo pardo oscuro, 7 a 9 mm de longitud

Distribución: Del Sur de Estados Unidos al Norte de México; en México en Son., Chih., Coah., y Dgo., Nuevo registro para Nuevo León a 2 km al S de Lampazos, 8 km al NO de Mina, 16 km al N de Santa Ana, Fac. de Agronomía en Marín, Unidad Modelo y El Carmen.

Observaciones: Anida en el suelo y forma un cráter aplanado alrededor de la entrada. Se colectaron sexuados en Unidad Modelo (septiembre-1980) y a 2 km al S de Lampazos (julio-18-1999); se la observó forrajeando de día, llevando partes de insectos e individuos fértiles de termitas; la especie era común en la Unidad Modelo en 1980, pero fue raro observarla a principios de los 90 y en 1998 ya no fue posible verla más.

Aphaenogaster texana (Emery)

Sinonimia de acuerdo con Smith (1979): Aphaenogaster texana var. fulvescens Wheeler

A. (Deromyrma) silvestri Menozzi Características distintivas: Es más pequeña que A. cockerelli (André), no sobrepasa los

6 mm y de coloración variable; puede ser completamente amarilla o pardo oscuro, o combinar estos colores en varias partes del cuerpo.

Distribución: Este de Estados Unidos. En México sólo se encuentra en Nuevo León, en Chipinque, Cerro Mitras de Monterrey, Zaragoza, Cerro de la Silla, 4 km al O de Bustamante, 25 km al S de Pablillo, Cola de Caballo y Sierra de Papagayos.

Observaciones: Anida en el suelo; forrajea sobre o entre la hojarasca; se recolectaron individuos fértiles en el nido localizado Chipinque (junio-8-1985) y Cola de Caballo (junio-5-1985), y con trampa de luz en Bustamante (agosto-1980). Existe una variación clinal reportada por Creighton (1950). los ejemplares recolectados en las partes bajas son más amarillos que los

929

recolectados en las partes altas, estos llegan a ser oscuros casi por completo. Se observó una araña del género Castaneira que mimetiza a esta especie en el Carmen N.L.

Discusión y Conclusiones

Del material recolectado cabe destacar la presencia de una coloración de mosaico de Pogonomyrmex rugosus, que fue observada sobre la carretera a Saltillo, aquí se apreciaron obreras con marcadas tonalidades rojizas como en P. barbatus., puede apreciarse que donde se encuentra una de estas especies no se encuentra la otra, excepto por lo visto en El Carmen en donde se pudo ver la agresividad con que pelean estas dos especies. Pogonomyrmex imberbiculus y P. desertorum son especies poco representadas en el estado, en el caso de la cd. de Monterrey existen a su alrededor una serie de asentamientos que han logrado hacer que desaparezcan algunas especies que anteriormente fueron comunes y que cada vez es más difícil de observar, como es el caso de Aphaenogaster cockerelli.

Agradecimientos

El trabajo de campo fue apoyado por inicialmente por Juan Carlos Palomo Cáceres, Hidalgo Rodríguez y Atilano Contreras. Posteriores recorridos (1987-2002) por Ricardo Rodríguez Garza

Literatura Citada

Cole, A.C. Jr., 1968. Pogonomyrmex Harvester ants. A study of the genus in North America.

Knoxville: University of Tennessee Press, 222p. http://www.archive.org/details/ants_10398

Creighton, W.S., 1950 The ants of North America. Bulletin of the Museum of Comparative Zoology. Harvard Colege 104: 1-585.

Rodríguez-Garza, J.A., 1987. Las Hormigas (Hymenoptera; Formicidae de Nuevo León), Tesis de Maestría en Ciencias, Colegio de Postgraduados, Montecillos Edo. De México, 109 pp.

Rojas, P., 1996. Formicidae (Hymenoptera). En: Llorente, J, A.N. García y E. González, Biodiversidad, Taxonomía y Biogeografía de Artrópodos de México. CONABIO-UNAM pp. 483-500

Rzedowski, J. y L. Huerta, 1981. Vegetación de México, Ed. LIMUSA, México, D.F. 432 pp

930

AVANCES EN LA DIVERSIDAD Y DISTRIBUCION DE HORMIGAS DE LA SIERRA DE QUILA Y SUROESTE DE JALISCO: HORMIGAS GRANÍVORAS Pogonomyrmex Mayr.

(HYMENOPTERA: FORMICIDAE)

Distribution and diversity advances in ants of Quila Mountains and southwestern of Jalisco, México: The harvester ants Pogonomyrmex Mayr. (HYMENOPTERA: FORMICIDAE).

Margarita Villalvazo Palacios y Juan Francisco Pérez Domínguez. INIFAP Campo Experimental Centro Altos de Jalisco. Km 8.5 Carr. Libre Tepatitlan-Lagos de Moreno. Tepatitlán de Morelos, Jalisco, México. perez.juanfrancisco@inifap.gob.mx Palabras Clave: Pogonomyrmex barbatus, Pogonomyrmex pima. Pogonomyrmex imberbiculus.; ANP Sierra de Quila. Introduccion

En Jalisco los estudios faunísticos han sido enfocados en su mayoría a coleópteros y mas hacia la región costa sur del estado (Bustos Santana y Rivera Cervantes, 2003) aunque recientemente ya están siendo desarrollados estudios de diversidad con hormigas (Vasquez-Bolaños, M y J.L. Navarrete, H. 2004).

La sierra de Quila es una región montañosa localizada al suroeste del estado de Jalisco, de aproximandamente 32,000 hectáreas, de las cuales 15,192 estan consideradas como área natural protegida (ANP). Su superficie esta ubicada dentro de los municipios Tecolotlán, Atengo, Cocula, San Martín Hidalgo y Tenamaxtlan (Guerrero-Nuño y Lopez-Coronado (1997). Esta dentro de la región fisiográfica neovolcanica, con altitudes que varían desdse los 1300 msnm en su zona más baja, hasta los 2560 mnsm en su punto más alto. Su clima es templado subhúmedo con lluvias en verano, en sus parte mas altas y en las partes mas bajas es templado semicálido (Guerrero-Nuño y Lopez-Coronado (1997).

Como parte de los estudios de diversidad faunística de la Sierra de Quila y considerando que en la mayoría de los ecosistemas las hormigas son insectos muy abundantes (Rojas, 2001), es desarrollado un proyecto sobre diversidad de myrmecofauna en área natural protegida de Jalisco.

Dentro de la familia mirmicinae, el género Pogonomyrmex Mayr es considerado como uno de los más primitivos (Kempf 1973). La mayoria de las especies del género Pogonomyrmex son recolectoras de semillas, otras tienen diversas fuentes de alimento, entre ellas insectos muertos o moribundos; almacenan en sus nidos grandes cantidades de semillas (Mackay and Mackay, 1984).

Este género se caracteriza por tener una psamofora a través de la superficie ventral de la cabeza, aunque varias especies no la tienen. Algunas especies construyen grandes nidos, sus vuelos nupciales ocurren al inicio del verano, después de una lluvia (Mackay, 1981). Las suturas y constricciones en el dorso del mesosoma son rudimentarias o ausentes; el propodeo comúnmente tiene un par de espinas, aunque hay especies que no la tienen o son éstas muy pequeñas. Cuando las espinas están presentes se encuentran unidas por una carina, el nudo del peciolo se encuentra bien desarrollado.

931

Estas hormigas limpian de vegetación el suelo alrededor del nido. Algunas especies construyen enormes nidos, con diámetro de más de 5 metros y profundidades mayores a un metro. La especie de mas amplia distribución es P. barbatus, la cual esta registrado en 19 estados de nuestro país. En el Norte, en Chihuahua y Sonora hay 13 especies de Pogonomyrmex identificadas, en Baja California 6 especies. Cole (1966) y Lattke (1990) demostraron que el subgénero Ephebomyrmex es una sinonimia de Pogonomyrmex.

En Jalisco, P. barbatus se encuentra reportado en San Martin Hidalgo, Tala, Tecolotlán, y otros municipios de la entidad. En estos municipios mencionados se encuentra el Area natural protegida “Sierra de Quila” (Vasquez y Navarrete, 2004). Dentro del proyecto de diversidad de hormigas en sierra de Quila es presentado el presente reporte con el objetivo de presentar avances sobre la diversidad y distribución de especies del género Pogonomyrmex Mayr. En esa región y en el suroeste de Jalisco.

Materiales y Método Muestreo de hormigas. Desde junio de 2007 hasta la fecha se han estado realizando en la

ANP Sierra de Quila colectas mensuales para la obtención de especímenes de hormigas por métodos directos e indirectos. Los métodos directos han sido captura mediante colecta con pinzas entomológicas y aspiradoras bucales, lona de golpeo, revisión bajo piedras y troncos, en suelo, en troncos y ramas de árboles. Los muestreos indirectos han sido mediante trampas pitfall, embudo de berlesse, tamices de suelo de diversas medidas y atrayentes alimenticios sobre y bajo el suelo.

Todas las muestras de hormigas obtenidas por los métodos directos e indirectos son conservadas en frascos con alcohol al 85% de concentración y debidamente etiquetadas para su posterior identificación en laboratorio.

Para este estudio, se utilizó además de las colectas provenientes de sierra de Quila, otras colectas de parcelas de caña de azúcar y plantas silvestres en varias localidades de la región de sierra de Amula.

Los especímenes colectados fueron identificados a nivel subgénero y especie. Para La identificación inicial de hormigas a nivel de géneros se utilizó las claves de Mackay y Mackay (1989), asi como a Fisher y Cover (2007) El material de claves dicotomicas utilizado para la identificación de las especies de este género fue Cole (1966), Mackay et, al. (1985) y Taber (1998).

Se esta enviando material para la corroboración de las identificaciones al taxónomo Dr. William P. Mackay (Universidad de Texas, en El Paso, Texas, E.U.). Todos y cada uno de los sitios de colecta han sido georeferenciados, registrando datos de latitud, longitud y altitud. Resultados

El cuadro 1 presenta la distribución a nivel entidad, de las especies de Pogonomyrmex reportadas en México, de acuerdo con los repostes presentados en diversas fuentes bibliográficas, las cuales aparecen al final del cuadro. En el área natural protegida de sierra de Quila y áreas aledañas al suroeste de la entidad, se han encontrado las siguientes especies.

Pogonomyrmex (E.) imberbiculus. El clipeo, visto desde arriba presenta proyecciones al frente en forma de dientecillo al frente de cada fosa de la antena. Espinas propodeales presentes. Nodos del peciolo y postpeciolo con esculptura. Son de movimientos lentos, nidos bajo piedras en asociación pino-encino. En algunas de las colectas fueron encontradas en nidos vecinos o

932

compartiendo territorio con P. barbatus . Para esta especie es nuevo el registro de Jalisco como parte de su distribución. Cantidad de colectas: 12

Cuadro 1.- Las diversas especies de Pogonomyrmex y las entidades donde están registradas en México. Especie Entidad

Pogonomyrmex apache Chih1, 3., Dgo1, 3., Son1, 3. Pogonomyrmex barbatus Ags1, 3., Chih1, 3., Col. 1, 3, Dgo1, 3., Mex1, 3., Gto1, 3., Gro1, 3.,

Hgo1, 3., Jal1, 3. Mich1, 3., Nay1, 3., NL1, 3., Oax1, 3., Pue1, 3., Son1, 3., Tamps1, 3., Tlax1, 3., Ver1, 3., Zac1, 3. Mor2

Pogonomyrmex bicolor Sin1, 3., Son1, 3. Pogonomyrmex bigbendensis Chih1, 3. Pogonomyrmex californicus B. Calif Norte y Sur1, 3, Chih1, 3., Son1, 3. Pogonomyrmex desertorum Chih1, 3., Coah1, 3., Dgo1, 3., N.L1, 3., SLP1, 3., Son1, 3., Tamps1,

3. , Jal.,3 Zac3 Pogonomyrmex guatemaltecus Oax1, 3. Pogonomyrmex huachucanus Chih1, 3., Son3 Pogonomyrmex (E) imberbiculus Chi1, 3., Son1, 3., Dgo1, 3., NL1, 3., Son1, 3. , Coah3., B. Calif

Norte3 Pogonomyrmex (E) laevinodis B Calif1, 3. Pogonomyrmex magnacanthus Son1, 3. Pogonomyrmex maricopa B.Calif1, 3., Chih1, 3., Dgo1, 3., Sin1, 3., Son1, 3., Coah3 Pogonomyrmex occidentalis Chih1, 3. Pogonomyrmex (E) pima Son1, 3. Pogonomyrmex rugosus Ags1, 3., B Calif1, 3., Chih1, 3., Coah1, 3., Dgo1, 3., Nay1, 3., NL1,

3., Sin1, 3., Son1, 3., Tamps1, 3., Zac1, 3. Pogonomyrmex subnitidus B Calif. Norte1, 3 Pogonomyrmex tenuispina B Calif. Norte1, 3 Pogonomyrmex wheeleri Nay1, 3., Jal3 ., Oax1, 3., Pue1, 3., Sin1, 3. Pogonomyrmex rugosus Son3., Chih3., Sin3., Coah3., N. L3., Dgo3. , Zac3., Nay3., Pogonomyrmex humerotumidus Mich4 Pogonomyrmex texanus Chih1,3, Coah1, 3 . Pogonomyrmex subdentatus Baja Calif norte3 Pogonomyrmex snellingi Bala Calif Norte3 Pogonomyrmex magnacanthus Son1, 3., Baja Calif norte1, 3. 1Rojas (2001), 2 (Mackay, 1986); 3Taber (1998); 4Vasquez-Bolaños y Mackay (2004). Pogonomyrmex (E). pima. Clipeo sin proyecciones en forma de dientecillo, al frente de cada fosa antenal; como las de E. imberbiculus. Nodo del peciolo en forma de cono. Encontrada en altitudes entre 846 y 951 m snm Para esta especie es nuevo el registro de Jalisco como parte de su distribución. Cantidad de colectas: 3

Pogonomyrmex (P.) barbatus. Arrugas de la cabeza muy profundas y casi rectas. Hormigas con longitud de más de 8 mm. Ojo pequeño y no convexo., al ser visto de frente no se extiende mas alla del borde de la cabeza. La parte ventral del peciolo usualmente con un grupo de pelos rectos dirigidos hacia abajo. Color rojo o anaranjado, gaster del mismo color que la cabeza.

933

Base del escapo fuertemente desarrollado, con una hendidura o cavidad. Lóbulos clipeales laterales conspicuos. Diente mandibular basal ligeramente contrarrestado o diferenciado. Cantidad de colectas: 28

Pogonomyrmex (P.) desertorum. Espinas propodeales no tan delgadas, con la base mas ancha que el ápice. Pedúnculo del peciolo con un lóbulo ventral prominente. Las Esquinas posteriores de la cabeza bien lisas, brillantes, sin arrugas. Proyección clipeal lateral ausente o inconspicua. Base del escapo antenal sin cavidad o depresiones. Propodeo con espinas o tuberculos. Nido pequeño en área semidesertica Cantidad de colectas: una.

Discusion

Entre las Pogonomyrmex reportadas y que no han sido encontradas aún en esta región están: P. wheeleri, y P. rugosus, es posible que se puedan encontrar en el ANP Sierra de Quila.

La especie de mas abundante colecta fue P. barbatus en los ambientes de chaparral, matorral y de semidesierto es reportada para Jalisco (Vasquez-Bolaños y Navarrete, 2004) sin embargo existen otras especies, como lo demuestra el presente trabajo. Después de ésta especie, P. imberbiculus le siguió en abundancia, aunque predominantemente en ambientes mas templados y de mayor altitud.

Las especies del subgénero Ephebomyrmex que fueron encontradas, imberbiculus y pima, no estaban reportadas en Jalisco. De Pogonomyrmex (P.) desertorum si habia una localidad reportada en los Altos de Jalisco, la cual es un área semidesértica (Taber, 1998), el presente estudio la reporta en el ANP Sierra de Quila.

Fue colectada P. (E) pima la cual esta reportada solo en el noroeste del país. En Jalisco esta presente en suelos agrícolas, específicamente en cultivo de caña de azúcar, a 900 msnm (Villalvazo-Palacios, 2005) mientras que P. imberbiculus esta en bosque de encino o pino-encino a localidades mas altas de los 2190 msnm, en altitudes intermedias a estas dos mencionadas fueron encontrados los nidos de P. barbatus y P. desertorum. Taber (1998) menciona que P. imberbiculus ha sido colectado en áreas de semidesierto; en Sierra de Quila es mas abundante en ambientes templados, de bosque de encino.

En algunas colectas se encontró a nidos de P. barbatus coexistiendo o compartiendo territorio con P. imberbiculus , ya que esta última especie también es capaz de vivir en ambientes mas deserticos, tal como lo menciona Taber (1998). Literatura Citada

Cole, A. C. Jr. 1966. Keys of the subgenera, complexes and species of the genus Pogonomyrmex (Hymenoptera: Formicidae) in North America, for identifications of the workers. Ann. of the Entomol. Soc. of Am. 59 (3): 528-530.

Fisher B.L. and S.P. Cover. Ants of North America. A guide to the Genera. Univ of California Press. Los Angeles, CA. 194 p.

Lattke, K.F. 1990. Una nueva especie de Pogonomyrmex Mayr de selva húmeda tropical (Hymenoptera: Formicidae). Rev. Biol. Trop. 38: 305-309.

Guerrero Nuño J.J. y G.A. López Coronado. 1997. La vegetación y la flora de la Sierra de Quila. Universidad de Guadalajara. Guadalajara, Jal.134 pp.

Kempf, W.W. 1973. A revision of the neotropical myrmicinae ant genus Hylomyrma Forel (Hymenoptera: Formicidae) .Stud. Entomol, n.s. 16: 225-260.

934

Mackay, W. P. 1981. A comparison of the nest phenologies of three species of Pogonomyrmex harvester ants (Hymenoptera: Formicidae). Psyche 88 (1/2): 25-74.

Mackay, W. P., y E. E. Mackay. 1984. Why do Harvester ants store seeds in their nests?. Sociobiology 9 (1): 31-47.

Mackay, W. P. 1986. Inventario de las Hormigas de México. Informe final del proyecto “Ecología de invertebrados de Chihuahua”. Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT). Documento de trabajo. Cd. Juárez, Chih. 114 pp.

Mackay, W. P., y E. E. Mackay. 1989. Claves de los géneros de hormigas en México (Hymenoptera: Formicidae). Memorias del II Simposio Nacional de Insectos Sociales. Oaxtepec, Morelos. México Sociedad Mexicana de Entomología. Pp. 1- 82.

Mackay, W.P., E.E. Mackay., J.F. Pérez-Domínguez., L.I. Valdez and P. Vielma O. 1985. Las hormigas del Estado de Chihuahua México: El Género Pogonomyrmex (Hymenoptera: Formicidae). Sociobiology 11(1): 39-54.

Taber, S.W. 1998. The world of the harvester ants. Texas A. M. University Press. 213 pp. Rojas, F., P. 1996. Formicidae (Hymenoptera). In: Llorente, J., A. N. García y E. González (eds.).

Biodiversidad, taxonomía y biogeografía de artrópodos de México: hacia una síntesis de su conocimiento, UNAM, México, pp. 483 -500.

Rojas, F., P. 2001. Las hormigas del suelo en México: Diversidad, distribución e importancia (Hymenoptera: Formicidae). Acta Zool. Mex., n.s. Es.1 : 189-238.

Vasquez-Bolaños, M. y W.P. Mackay. 2004. Una especie nueva de la hormiga cosechadora del género Pogonomyrmex (Hymenoptera: Formicidae) de México. Sociobiology 44 (2): 283-287.

Vasquez-Bolaños, M y J.L. Navarrete, H. 2004. Checklist of the ants ((Hymenoptera: Formicidae) from Jalisco state, México. Sociobiology 43 (2): 351-365.

Villalvazo-Palacios. M. 2005. Myrmecofauna asociada al agroecosistema de caña de azúcar y su importancia como depredadoras de barrenadores del tallo en el Valle El Grullo–Autlán, Jalisco México. Tesis de Licenciatura en Ingeniería en Recursos Naturales y Agropecuarios, Centro Universitario de la Costa Sur Universidad de Guadalajara. 146 p.

935

IDENTIFICACIÓN DE LOS GÉNEROS DE APHELINIDAE DE MÉXICO (HYMENOPTERA: CHALCIDOIDEA)

Identification of the genera of Aphelinidae from Mexico (Hymenoptera: Chalcidoidea)

Svetlana Nikolaevna Myartseva1, Enrique Ruíz-Cancino1 y Juana María Coronado-Blanco1. 1División de Estudios de Postgrado e Investigación, UAM Agronomía y Ciencias, Universidad Autónoma de Tamaulipas, 87149 Cd. Victoria, Tamaulipas, México. smyartse@uat.edu.mx; eruiz@uat.edu.mx; jmcoronado@uat.edu.mx Palabras Clave: Aphelinidae, clave de géneros, México. Introducción

La familia Aphelinidae incluye avispas parasíticas muy pequeñas, con una longitud corporal de cerca de 1 mm (a menudo menor longitud). Su cuerpo es corto y compacto, amarillo, pardo o negro, con ojos grandes, antenas con menos de 8 segmentos, mandíbulas cortas con 2 o 3 dientes, palpos maxilares y labiales de 1 a 3, pronoto muy corto, escutelo ancho y plano, ala anterior con vena postmarginal usualmente no desarrollada, tarsos de 4 o 5 segmentos y abdomen con su base ancha.

Aphelinidae es la familia de avispas parasíticas más importante en el control biológico de insectos fitófagos, especialmente de mosquitas blancas y escamas (Homoptera: Diaspididae y Aleyrodidae). Esta familia contiene 40 géneros y más de 1,120 especies a nivel mundial (Woolley, 1997); en México fueron registrados 12 géneros y más de 150 especies (Myartseva et al., 2004; Myartseva & Evans, 2008).

Este grupo ha sido estudiado muy poco en México. No existían estudios especiales sobre esta rica familia hasta el inicio de las investigaciones en la UAT, las cuales se han efectuado desde 1998. Un buen ejemplo es el desarrollo del estudio del género Encarsia en el Estado de Tamaulipas: en el año 2000 se registraron para Tamaulipas 3 especies identificadas (Myartseva & Ruíz-Cancino, 2000), en 2002 – 7 especies (Ruíz-Cancino & Coronado-Blanco, 2002); en 2005 – 15 especies (Coronado Blanco et al., 2005); en 2008 – 48 especies (Myartseva & Evans, 2008).

Para lograr el desarrollo del control biológico de plagas y la utilización de nuevos parasitoides benéficos nativos de los aleyródidos y coccoideos, es necesario estudiar sus enemigos naturales. Por tanto, es muy importante identificar correctamente los géneros de Aphelinidae, lo cual se puede efectuar con la clave incluída en este trabajo, siendo éste su objetivo principal.

Materiales y Métodos

En Norteamérica, la identificación de Aphelinidae a nivel género se realiza con las claves publicadas en inglés en algunos libros y artículos (Nikolskaya, 1963; Woolley, 1997; Hayat, 1998). Es importante utilizar diferentes claves porque algunos especímenes no pueden identificarse con una sola. Hasta ahora, no existía una clave corta y clara para los géneros de Aphelinidae de México.

Para identificar afelínidos es necesario estudiar su morfología, por lo que se prepararon laminillas con el material en bálsamo de Canadá, se estudiaron las características morfológicas y

936

se tomaron las medidas de las diferentes estructuras del cuerpo de las hembras y machos obtenidos. Preparaciones permanentes de los géneros de Aphelinidae de México están depositados en el Museo de Insectos de la UAM Agronomía y Ciencias – UAT en Cd. Victoria, Tamaulipas, México.

En este trabajo se elaboró la clave de los géneros de los afelínidos mexicanos, anotando también las familias de sus hospederos.

Resultados y Discusión

Se han registrado para México un total de 12 géneros en 5 subfamilias: Aphelininae (Aphelinus, Aphytis, Centrodora, Marietta), Azotinae (Ablerus), Calesinae (Cales), Coccophaginae (Coccobius, Coccophagus, Dirphys, Encarsia, Pteroptrix) y Eretmocerinae (Eretmocerus). El género Encarsiella (Coccophaginae) fue reportado para México por Myartseva y Coronado-Blanco (2002), pero en el 2007 fue sinonimizado con Encarsia, basado en los estudios moleculares y morfológicos de Schmidt y Polaszek (2007). A continuación se incluye la clave de géneros de Aphelinidae de México.

Clave de géneros de Aphelinidae de México 1. Hembras………………………………………………………………………………...............2 - Machos………………………………………………………………………………………...13 2. Todos los tarsos de 4 segmentos………………………………………………………………..3 - Todos los tarsos de 5 segmentos o sólo los tarsos medios de 4 segmentos…………………….5 3. Alas anteriores angostas y solamente con 2 o 3 líneas longitudinales de setas discales. Espuela

tibial recta en la pata anterior. Parasitoides de Aleyrodidae……………………...Cales Howard - Alas anteriores más anchas y con muchas setas discales más distribuídas. Espuela tibial de la

pata anterior curvada en el ápice……………………………………………….……………….4 4. Segmentos funiculares antenales cortos, casi aneliformes; maza larga y no segmentada. Alas

anteriores con línea calva no clara; vena estigmal larga. Parasitoides de Aleyrodidae……………………………………………………………..Eretmocerus Haldeman

- Segmentos funiculares antenales más largos, no aneliformes; maza de 3 segmentos. Alas anteriores sin línea calva; vena estigmal corta. Parasitoides de Diaspididae………………………………………………………………..Pteroptrix Westwood

5. Antena cuando mucho con 6 segmentos; maza no segmentada. Alas anteriores con línea calva…………………………………………………………………………………………….6

- Antena al menos con 7 segmentos; maza de 2 o 3 segmentos. Alas anteriores sin línea calva…………………………………………………………………………………….............9

6. Hipopigio prominente, extendido hasta el ápice del gáster o más allá. Parasitoides de Aphidiidae……………………………………………………………………Aphelinus Dalman

- Hipopigio no extendido al ápice del gáster……………………………………………………..7 7. Alas anteriores, patas y cuerpo con manchas o bandas oscuras; cabeza y tórax con patrón de

diferentes colores – plateado, amarillo, anaranjado y pardo. Pronoto entero. Hiperparasitoides de un amplio rango de Homoptera…………………………………….....Marietta Motschulsky

- Alas anteriores, patas y cuerpo usualmente no bandeado ni manchado. Pronoto no entero, membranoso medialmente……………………………………………………………………...8

937

8. Alas anteriores largas y angostas, con venación corta que no se extiende 0.5x de la longitud alar; línea calva presente o ausente. Oviscapto bien visible en el ápice del gáster, a menudo 2x tan largo como la tibia media. Cuerpo elongado. Principalmente parasitoides de huevecillos de un amplio rango de insectos…………………………………………………Centrodora Förster

- Alas anteriores más anchas, con venación que se extiende mucho más de 0.5x de la longitud alar; línea calva bien definida. Oviscapto variable. Cuerpo no elongado, con gáster más corto que la cabeza y el tórax juntos. Parasitoides de Diaspididae…...........................Aphytis Howard

9. Axilas pequeñas, apenas proyectadas hacia delante y ampliamente separadas; mesopleura grande, no dividida. Antenas de 7 segmentos. Parasitoides de Diaspididae………………………………………………………………..Coccobius Ratzeburg

- Axilas grandes, claramente proyectadas hacia delante y separados por no más de la longitud de una axila. Antena de 7-8 segmentos……………………………………..……………………10

10. Alas anteriores usualmente con patrones o bandas hialinas y ahumadas. Vena estigmal con ápice bien expandido. Principalmente hiperparasitoides de Homoptera, también parasitoides de huevecillos de Lepidoptera……………………….………………………....Ablerus Howard

- Alas anteriores usualmente sin patrones o bandas hialinas y ahumadas. Vena estigmal usualmente sin ápice bien expandido…………………………………………………………………………………...11

11. Mesoescudo con muchas setas, no arregladas en simetría bilateral. Escutelo con 6 setas largas o con muchas setas cortas. Parasitoides de Coccidae y más raramente de otros Homoptera……………………………………………………….…….Coccophagus Westwood

- Mesoescudo con pocas o muchas setas, arregladas en simetría bilateral. Escutelo con 4 setas…………………………………………………………………………......………….….12

12. Mesoescudo con lóbulos laterales divididos. Escultura torácica aciculada. Parasitoides de Aleyrodidae……………………………………………………………….…....Dirphys Howard

- Mesoescudo con lóbulos laterales no divididos. Escultura torácica regularmente imbricada-reticulada. Axilas separadas por una distancia mayor a su longitud. El tercer segmento de maza puede ser oblicuamente truncado. Parasitoides de Aleyrodidae y Diaspididae, raramente de huevecillos de Lepidoptera……………………………………….…………Encarsia Förster

13. Todos los tarsos de 4 segmentos……………………………………….…….……………….14 - Todos los tarsos de 5 segmentos o sólo los tarsos medios de 4 segmentos……………….…..16 14. Antena de 3 segmentos; maza larga y con numerosas rinarias. Ala anterior con línea

calva…………………………………………………..………...............Eretmocerus Haldeman - Antena con más de 3 segmentos. Ala anterior sin línea calva……………...…………………15 15. Antena de 4 segmentos, con setas largas en el funículo, arregladas en

espirales……………………………………………………………….….……….Cales Howard - Antena de 7 segmentos, con setas cortas en el funículo. Espuela de la pata media más larga que

el basitarso……….………………………….…….…………………..…..Pteroptrix Westwood 16. Antena cuando mucho con 6 segmentos. Ala anterior generalmente con línea calva………..17 - Antena al menos con 7 segmentos. Ala anterior generalmente sin línea calva…..….………...20 17. Antena de 5 segmentos………………………………………………………………..….…..18 - Antena de 6 segmentos……………………………………………………………...………...19 18. Cuerpo y patas manchadas y bandeadas. Alas anteriores con patrones ahumados. Maza

antenal grande, ahusada. Propodeo no más largo que el metanoto…………………………………………………………..……...Marietta Motschulsky

938

- Cuerpo y alas anteriores distintas a la opción anterior. Maza antenal usualmente cilíndrica, no ahusada. Propodeo más largo que el metanoto……………………………...….Aphytis Howard

19. Venación de las alas anteriores no extendida más allá de la mitad del margen anterior. Mesoescudo con unas pocas setas arregladas en simetría bilateral……...… Centrodora Förster

- Venación de las alas anteriores extendida más allá de la mitad del margen anterior. Mesoescudo usualmente densamente setoso y setas no arregladas en simetría bilateral…………………………………………………………………….....Aphelinus Dalman

20. Antena de 7 segmentos. Vena estigmal larga en la ala anterior y con ápice agrandado; disco con áreas ahumadas……………………………………..…………………...…Ablerus Howard

- Antena de 8 segmentos……………………..……………………………..…………………..21 21. Axilas grandes, claramente proyectadas hacia delante. Mesopleura dividida………….…….22 - Axilas pequeñas y apenas proyectadas hacia delante. Mesopleura grande y no

dividida.………………………………………………………………….. Coccobius Ratzeburg 22. Mesoescudo con lóbulos laterales divididos. Escultura torácica

aciculada……………………………………...……………………………...…Dirphys Howard - Mesoescudo con lóbulos laterales no divididos. Escultura torácica regularmente imbricada-

reticulada………………………………………………………………………………………23 23. Axilas más largas que anchas y separadas por una distancia mayor que su longitud.

Mesoescudo usualmente con unas pocas setas arregladas en simetría bilateral o con más setas no arregladas en simetría bilateral. Escutelo con 4 setas……………………....Encarsia Förster

- Escutelo con 6 setas largas o con muchas setas cortas…………..……Coccophagus Westwood Estas claves han sido probadas con éxito, utilizando material de 18 estados de la República Mexicana (Baja California Sur, Campeche, Chiapas, Coahuila, Colima, D.F., Guanajuato, Guerrero, Jalisco, Michoacán, Morelos, Querétaro, San Luis Potosí, Sinaloa, Nuevo León, Tamaulipas, Veracruz y Yucatán). Se han publicado claves de especies mexicanas de los géneros más grandes - Encarsia, Coccophagus, Eretmocerus y Marietta (Myartseva 2006a, Myartseva 2006b, Myartseva y Coronado-Blanco 2007, Myartseva & Evans 2008, Myartseva, & Ruíz-Cancino 2001 y Myartseva et al 2008).

En conclusión, el uso de las claves propuestas permite identificar los géneros de

Aphelinidae de las distintas regiones de México y puede contribuir a la determinación

taxonómica correcta del material obtenido a partir de sus diversos insectos hospederos en

proyectos de tesis, biogeografía, biodiversidad, y de control biológico y manejo de plagas.

Agradecimientos

Al proyecto CONACyT “Avispas parasíticas de escamas y mosquitas blancas en

Tamaulipas, México”, al proyecto PROMEP “Avances en el conocimiento de la entomofauna de

México” y a la UAT por su apoyo para la realización de esta investigación.

Literatura Citada

Coronado-Blanco, J. M., E. Ruíz-Cancino & S.N. Myartseva. 2005. Chalcidoidea (Hymenoptera) de Tamaulipas, México (excepto Encyrtidae), pp. 156-160. En: Barrientos, L.L., Correa, S.A., Horta, J.V. & García, J.J. (Eds.). Biodiversidad Tamaulipeca, Vol. 1. Dirección General de Educación Superior Tecnológica, Instituto Tecnológico de Cd. Victoria, Tamaulipas. México. 273 pp.

939

Hayat, M. 1998. Aphelinidae of India (Hymenoptera: Chalcidoidea): a taxonomic revision. Memoirs on Entomology. International Assoc. Pub., Gainesville, Florida, U.S.A., 13: 1-416.

Myartseva, S. N. 2006a. Review of Mexican species of Coccophagus Westwood, with a key and description of new species (Hymenoptera: Chalcidoidea: Aphelinidae). Zoosystematica Rossica 15 (1): 113-130.

Myartseva, S. N. 2006b. Eretmocerus Haldeman (Hymenoptera: Aphelinidae) – parasitoids of whiteflies Trialeurodes vaporariorum and Bemisia (tabaci complex) in Mexico, with a key and description of a new species. Vedalia 13 (1): 27-38.

Myartseva, S.N. & J.M. Coronado-Blanco. 2002. A new parasitoide of whiteflies from Mexico, with a key to new world species of the genus Encarsiella (Hymenoptera: Aphelinidae). Florida Entomologist 85(4): 620-624.

Myartseva, S. N. & J.M. Coronado-Blanco. 2007. Especies de Eretmocerus Haldeman (Hymenoptera: Aphelinidae) – parasitoides de Aleurothrixus floccosus (Maskell) (Homoptera: Aleyrodidae) de México, con la descripción de una nueva especie. Acta Zoológica Mexicana (n.s.) 23 (1): 37-46.

Myartseva, S. N. and G. Evans. 2008. Genus Encarsia Förster of Mexico (Hymenoptera:Chalcidoidea: Aphelinidae). A revision, key and description of new species. Serie Avispas Parasíticas de Plagas y otros Insectos No. 3. UAT. Cd. Victoria, Tamaulipas, México. 320 pp.

Myartseva, S. N. and E. Ruíz-Cancino. 2000. Annotated checklist of the Aphelinidae (Hymenoptera:Chalcidoidea) of Mexico. Folia Entomológica Mexicana 109: 7-33.

Myartseva, S. N. & E. Ruíz-Cancino. 2001. Mexican species of parasitoid wasps of the genus Marietta (Hymenoptera: Aphelinidae). Florida Entomologist 84 (2): 293-297.

Myartseva, S. N., E. Ruíz-Cancino & J.M. Coronado-Blanco. 2004. Aphelinidae (Hymenoptera), pp. 753-757. En: Bousquets, J.L., Morrone, J.J., Ordoñez, O.Y. & Fernández, I.V. (Eds.). Biodiversidad, Taxonomía y Biogeografía de Artrópodos de México: Hacia una síntesis de su conocimiento. Vol. IV. UNAM. México. 790 pp.

Myartseva, S. N., E. Ruíz-Cancino and J.M. Coronado-Blanco. 2008. Encarsia aurantii species-group (Hymenoptera: Aphelinidae), parasitoids of armored scales (Hemiptera: Diaspididae) in Mexico, with key and description of a new species. Zoosystematica Rossica 7 (1): 67-71.

Nikolskaya, M.N. 1963. The chalcid fauna of the U.S.S.R. (Chalcidoidea). National Science

Foundation, Washington D.C. (Translated from Russian). 593 pp.

Ruíz-Cancino, E. & J.M. Coronado-Blanco. 2002. Artrópodos terrestres de los estados de

Tamaulipas y Nuevo León, México. Serie Publicaciones Científicos CIDAFF-UAT. No.

4. México. 376 pp.

Schmidt S. & A. Polaszeck. 2007. Encarsia o Encarsiella? – redefining generic limits based on

morphological and molecular evidence (Hymenoptera, Aphelinidae). Systematic

Entomology 32: 81-94.

Woolley, J.B. 1997. Aphelinidae, pp. 134–150. En: Gibson, G.A.P., Huber, J.T. and Woolley,

J.B. (Eds.). Annotated keys to the genera of Nearctic Chalcidoidea (Hymenoptera). NRC

Res. Press. Canada. 794 pp.

940

ALGUNAS ESPECIES Y SUBESPECIES DE LA FAMILIA NYMPHALIDAE (INSECTA: LEPIDOPTERA) DE LA COLECCIÓN DE ARTRÓPODOS, DEL LABORATORIO DE ENTOMOLOGÍA DE LA ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS-IPN.

Some Species and Subspecies of Nymphalidae Family (Insecta: Lepidoptera) of arthropods collection from Entomology Laboratory of Escuela Nacional de Ciencias Biologicas-IPN

Ma. Del Socorro Cuevas-Correa1, Adolfo Ibarra-Vázquez2, Isabel Sánchez-Rocha1. 1Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, Instituto Politécnico Nacional, México, D. F. 11340. 2Universidad Nacional Autónoma de Mexico, Instituto de Biología, UNAM, México, D. F. cuevascorr@yahoo.com.mx, aibr@ibiologiaibunam2unam.mx, isanchezr@prodigy.net.mx Palabras Clave: Lepidoptera, Nymphalidae, Cuetzalapan, Veracruz, Colección de Artrópodos. Introducción

El Orden Lepidoptera (del griego Lepidos, =escamas y ptera = alas) pertenece a la Clase Insecta e incluye de 140 000 a 200 000 especies, conocidas comúnmente como mariposas y palomillas y que aproximadamente representan, el 11% de todas las especies animales descritas y que en su mayoría tienen una distribución en los trópicos. El Orden Lepidóptera comprende 27 superfamilias entre las cuales, la superfamilia Papilionoidea destaca por su abundancia, ya que comprende el 13.1% del total del Orden así como por su utilidad en estudios de biodiversidad y de conservación.

La superfamilia Papilionoidea comprende cinco familias, que son: Papilionidae, Pieridae, Nymphalidae, Lycaenidae y Hesperidae y de acuerdo con los registros Nymphalidae figura entre las más diversas (Raguso y Llorente, 1997).

México cuenta con aproximadamente el 10% de la riqueza mundial de especies de Papilionoidea, que forman parte de la riqueza de dos regiones biogeográficas, la Neártica y la Neotropical, que juntas tienen el 40% del total de especies de lepidópteros a nivel mundial, cuya estimación es de más de 100 000 especies de las cuales, 25 000 especies se calculan para el país, (Llorente-Busquets et al., 1996). El presente trabajo se enfoca a estudiar a la Familia Nymphalidae, que a la fecha comprende 6000 especies, las cuales son bien conocidas como: la monarca, morfo entre otras. Generalmente en muchos lugares son más visibles dentro de la fauna de mariposas locales además de que son importantes para entender la complejidad de la vida en nuestro planeta.

El material procesado forma parte de la colección de Artrópodos de la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas. Por lo que el objetivo de ésta investigación es contribuir al conocimiento taxonómico y de abundancia de la familia Nymphalidae de algunas localidades de los estados de Jalisco, Morelos, Nayarit y Veracruz.

Materiales y Método

El laboratorio de Entomología de la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, cuenta con ejemplares del Orden Lepidóptera, se trabajo con 209 ejemplares de la familia Nymphalidae que proviene de las colectas realizadas durante las prácticas extramuros de los alumnos del curso de

941

Artrópodos, de los años 2002 a 2005, en varias localidades de los estados de Jalisco, Morelos, Nayarit y Veracruz.

Las fechas de colecta para los estados de Morelos y Veracruz (a excepción de Cuetzalapan) fueron en el mes de Septiembre y para los estados de Nayarit y Jalisco en el mes de Octubre. Las técnicas de colecta fueron con red entomológica y trampas con cebo.

Se presentan algunas características fisiográficas de estas localidades: El Estado de Jalisco se localiza geográficamente desde los 18º 55’ 06’’ hasta los 22º

46’24’’ de latitud Norte y desde los 101º 30’54’’ hasta los 105º 41’ 20’’ de longitud Oeste. La localidad La Palma, se localiza en la latitud N20º48.60’30’’ y longitud W105º4.22’00’’; Mismaloya es otra de las localidades y presenta una latitud N19º53’43’’ y longitud W105º29’42’’

El municipio de Cuernavaca se ubica dentro de las regiones del Eje Neovolcánico (lagos y volcanes de Anáhuac) y la Sierra Madre del Sur (sierra y valles guerrerenses). Su georeferenciación es: latitud norte 18º55’07’’ y de longitud oeste 99º14’03’’.

Nayarit está situado en la región occidental del territorio nacional; la georeferenciación, de las sitios de muestreo son: San Francisco Nayarit, latitud norte 20º53.7’49’’ y longitud oeste 105º24’00’’.

En Veracruz, la sierra de los Tuxtlas, es una serie de montañas de origen volcánico, localizada aproximadamente entre los 18º10’ 18º45’ de latitud norte y los 94º42’ y 95º27’ de longitud oeste, abarcando una área de 90 por 50 kilómetros aproximadamente. Las localidades y su georeferenciación de donde proviene el material entomológico son: Catemaco latitud norte 18º22’15.9’’ y longitud oeste 5º7’’56’’, Cuetzalapan N18º21’00’’ W95º01’00’’ y, Las Margaritas N18º22’15.9’’W95º7’56.1’’.

El material del Orden Lepidoptera preservado en sobres de papel glasee, se colocó en cámara húmeda con fenol al 3% por tres días, se montó con alfiler entomológico del número 1 y 2, empleando restiradores de madera blanda, siguiendo las indicaciones de Beutelspacher (1980), por quince días se colocaron en un horno marca Elisa para secarlo, posteriormente se etiquetaron con papel opalina, con datos de localidad, fecha, georeferenciación y colector, finalmente se colocaron en cajas entomológicas de tipo Cornell.

La determinación taxonómica de cada ejemplar se realizó por comparación con literatura especializada (De Vries, 1987; Scout 1986; Martínez et al., 2003 y Vargas et. al., 2008) y por comparación con la Colección Lepidopterológica de la Colección Nacional de Insectos de la Universidad Nacional Autónoma de México; el material se separó por familias y por sexos en las cajas entomológicas, cada ejemplar se etiquetó con el nombre científico.

El material trabajado forma parte de la colección de referencia del Laboratorio de Entomología y se cuenta con una base de datos. Resultados y Discusión

Se determinaron 64 subespecies, 11 especies, once subfamilias de la familia Nymphalidae. La distribución de las subespecies fue la siguiente: Limenitidinae presentó el mayor número (21), Nymphalidae 11, Heliconinae 10, Ithomiinae nueve, Danainae tres, Brassolinae y Satyrinae tres y por último, Libytheinae con sólo una subespecie . De acuerdo con lo reportado por Vargas, et. al. (1996), Warren y Llorente (1999) y Llorente et. al. (2004), para Nayarit y Jalisco, las subespecies Thessalia theona thekla, Siderone syntiche syntiche son nuevos registros para Nayarit y Taygetis kerea kerea para Jalisco. En lo que se refiere a las

942

especies, el mayor número le correspondió Brassolinae con cinco, le siguió Nymphalidae con tres, Limenitidinae con dos y Satyrinae con una especie. (Cuadro 1)

Cuadro 1. Listado Lepidopterofaunístico de la Colección de la E.N.C.B. NYMPHALIDAE No de Org. LOCALIDAD NYMPHALIDAE No de Org. LOCALIDAD

Heliconiinae (Swainson, 1820) Callicore astarte casta

( Salvin, 1869) 4 VER. CUETZALAPAN

Dione juno huascuma (Reakirt, 1866). 1 JALISCO, LA PALMA Callicore texa grijalva R.G.

Maza & J. Maza, 1983 1 VER. CUETZALAPAN

Agraulis vanillae incanata (Riley, 1926) 1 VER. CUETZALAPAN Adelpha basiloides basiloides

( H.W. Bates, 1865) 2 VER. CUETZALAPAN

Dryas iulia moderata (Riley, 1926) 5 VER. LAS

MARGARITAS Adelpha celerio celerio

(Bates, 1864) 2 VER. CUETZALAPAN

Eueides aliphera gracilis, Stichel, 1903 4 VER. CUETZALAPAN Adelpha iphiclus iphicleola

(H.W. Bates, 1864). 5 VER. CATEMACO

Eueides isabella eva (Fabricius, 1793) 1 VER. CATEMACO Marpesia chiron marius

(Cramer, 1780) 3 JAL. LA PALMA

Laparus doris viridis (Staudinger, 1885) 2 VER. CUETZALAPAN Marpesia petreus tethys

(Fabricius,[1777]). 1 VER. CATEMACO

Heliconius charitonia vazquezae

( Comstock & F.M. Brown, 1950).

6 VER. LAS MARGARITAS Charaxinae ( Gene, 1865)

Heliconius erato petiveranus Doubleday, 1847. 8 VER. CATEMACO Prepona laertes octavia

Fruhstorfer, 1905 1 VER. CUETZALAPAN

Heliconius ismenius telchinia Doubleday, 1847. 6 VER. CATEMACO Siderone syntiche syntiche

Hewitson, [1854]* 1 NAY. SAN FRANCISCO

Euptoieta claudia, ssp 1 VER. CUETZALAPAN Consul fabius cecrops (Doubleday, [1849]) 2 VER. CATEMACO

Euptoieta hegesia meridiania Stichel, 1938. 4 VER. CUETZALAPAN Apaturninae (Boisduval,

1840)

Nymphalinae (Swainson, 1827) Doxocopa pavon theodora

(Lucas, 1857) 2 VER. CUETZALAPAN

Anartia amathea venusta Fruhstorfer, 1907. 18 NAY. SAN FRANCISCO Morphiinae ( Newman,

1834)

Anartia jatrophae luteipicta Fruhstorfer, 1907. 4 VER. CATEMACO Morpho achiles hyacinthus

(Butler, 1866) 1 VER. CUETZALAPAN

Siproeta stelenes biplagiata (Fruhstorfer, 1907). 5 NAY. SAN FRANCISCO Brassolinae (Boisduval,

1836)

Junonia evarete (Cramer, 1780) 2 NAY. SAN FRANCISCO Caligo oileus scamander

(Boisduval, 1870). 1 VER. LAS MARGARITAS

Chlosyne gaudialis gaudialis (H.W. Bates 1864) 3 VER. CUETZALAPAN Opsiphanes boisduvalii

Doubleday (1849) 1 VER. CUETZALAPAN

Chlosyne hippodrome hippodrome (Geyer, 1837) 2 JAL. MISMALOYA Opsiphanes cassiae ssp 2 VER. CUETZALAPAN

Chlosyne janais (Drury, 1782) 5 VER. CATEMACO Opsiphanes invirae fabricii (Boisduval, 1870) 4 VER. CUETZALAPAN

Thessalia theona thekla (W.H. Edwards, 1870)* 1 NAY. SAN FRANCISCO Megeuptychia antinoe

(Cramer, 1776) 4 VER. CUETZALAPAN

Tegosa guatemalena ( H.W. Bates, 1864) 1 VER. CUETZALAPAN Pareuptychia ocirrhoe

(Fabricius, 1776) 1 VER. CUETZALAPAN

Eresia clara clara (H.W. Bates, 1864) 1 VER. CUETZALAPAN Taygetis thamyra (Cramer,

1780) 4 VER. CUETZALAPAN

Eresia philyra philyra (Hewitson, 1852) 3 VER. CUETZALAPAN Satyrinae (Boisduval, 1833)

Anthanassa ardys ardys (Hewitson, 1864) 1 JAL. LA PALMA Pierella luna rubecula Salvin

& Godman, 1868 2 VER. CUETZALAPAN

Castilia myia griseobassalis (Rober, 1914) 5 VER. CUETZALAPAN Cissia confusa (Staudinger,

1887) 1 VER. CUETZALAPAN

Historis odius dious, Lamas 1 VER. CUETZALAPAN Taygetis kerea kerea Buter, 1869* 1 JAL. MISMALOYA

Limenitidinae (Behr, 1864) Danainae (Boisduval , 1833) Smyrna blomfildia datis,

Fruhstorfer, 1908 4 VER. CUETZALAPAN Danaus eresimus montezuma Talbot, 1943. 2 VER. CATEMACO

Colobura dirce dirce (Linnaeus, 1758) 2 VER. CUETZALAPAN Danaus plexippus plexippus

(Linnaeus, 1758) 1 MOR CUERNAVACA

Biblis hyperia aganisa Boisduval, 1836 3 NAY. SAN FRANCISCO Danaus gilipus thersippus

(H.W.Bates, 1863). 2 MOR. CUERNAVACA

Catonephele mexicana Jenkins & R.G. Maza, 1985 2 VER. CUETZALAPAN Ithomiinae ( Godman &

Salvin, 1879)

Catonophele numidia esite (R. felder, 1869) 5 VER. CUETZALAPAN Lycorrea halia atergatis

Doubleday 1847 2 VER. CUETZALAPAN

Hamadryas amphinome mexicana (Lucas, 1853) 4 VER. CATEMACO Tithorea harmonia

hippothous, Godman & Salvin 1 VER. CUETZALAPAN

943

Hamadryas atlantis lelaps Godman & Salvin, 1883 3 VER. CUETZALAPAN Tithorea tarricina duenna

H.W. Bates, 1864 1 VER. CUETZALAPAN

Hamadryas feronia farinulenta (Fruhstorfer, 1916) 2 VER. CUETZALAPAN Melinaea lilis imitata

H.W.Bates, 1864 1 VER. LAS MARGARITAS

Hamadryas glauconome glauconome (H.W. Bates,

1864) 1 VER. CUETZALAPAN Mechanitis menapis doryssus.

H.W.Bates, 1864 1 VER. CATEMACO

Hamadryas guatemalena marmarice (Fruhstorfer, 1916) 3 VER. CATEMACO Mechanitis polymnia lycidice

H.W. Bates, 1864 1 VER. CUETZALAPAN

Hamadryas guatemalena guatemalena (H.W.

Bates,1864) 7 JAL. LA PALMA Mechanitis polymnia isthmia

H.W.Bates, 1863 3 VER. CATEMACO

Hamadryas laodamia saurites ( Fruhstofer, 1916) 1 VER. CUETZALAPAN Napeogenes tolosa tolosa

Hewitson,1855 1 VER. CUETZALAPAN

Pyrrhogyra neaerea hypsenor Godsman & Salvin, 1884. 2 VER. CATEMACO Hypothyris lycaste dionaea

Hewitson, 1854 1 VER. CUETZALAPAN

Pyyrrhogyra otolais otolais H.W. Bates, 1864. 3 JAL. LA PALMA Libytheinae (Boisduval,

1833)

Diaethria anna (Guerin, 1844) 9 VER. CUETZALAPAN Libytheana carinenta mexicana Michener, 1943 2 JAL. LA PALMA

Diaethria astala astala (Guerin, 1844)

2 VER. CUETZALAPAN

*Nuevos registros

Cuetzalapan Ver., presento la mayor diversidad de subespecies 32; continua Catemaco Ver., con 13, La Palma Jal., con seis, San Francisco Nay., con cinco, Las Margaritas con tres, Mismaloya y Cuernavaca con dos subespecies. A nivel de especie, prevaleció Cuetzalapan ya que presentó 11.

Fig. 1. Número de ejemplares de las subfamilias de Nymphalidae

De los 209 ejemplares de Nymphalidae estudiados, la subfamilia más abundante fue

Limenitidinae con 71ejemplares, siguió Nymphalinae con 52, Heliconiidae con 39, Brasolinnae con 17, Ithomiinae con 12 y las seis restantes (Charaxinae, Apaturninae, Morphiinae, Satyrinae, Danainae y Libytheinae) con menos de cinco ejemplares (Fig. 2). Probablemente la abundancia de Limenitidinae se deba a que es cosmopolita, por ejemplo Smyma blomfildia datis se distribuye en altitudes de 140 a 200 mts., es frecuente su vuelo en cañadas, se alimenta de Urera baccifera (ortiga brava) de las Urticáceas.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Heliconiinae Limenitidinae Apaturninae Brassolinae Danainae Libytheinae

No

. d

e E

jem

pla

res

Subfamilias

944

Fig. 2 Comparación del número de subespecies y de ejemplares en las distintitas localidades.

Cuetzalapan presento el mayor número de individuos 96 y de subespecies 32, continúo

Catemaco con 45 individuos y 13 subespecies, San Francisco con 27 ejemplares y 5 subespecies, La Palma con 17 ejemplares y 6 subespecies, Las Margaritas con 13 ejemplares y 4 subespecies por último Mismaloya y Morelos con 3 individuos y 2 subespecies (fig 2)

La dominancia en subespecies y número de ejemplares en Cuetzalapan quizás se deba a que presenta las condiciones ambientales como la vegetación, ya que es una selva alta perennifolia con una temperatura promedio de 35º C con una altitud de 800 msnm, además de que el muestreo que se llevo acabo en este lugar fue más sistematizado en tiempo y metodología.

Conclusiones

De los 209 ejemplares estudiados, se determinaron 64 subespecies, 11 especies y 11 subfamilias de la familia Nymphalidae de los estados de Jalisco, Morelos, Nayarit y Veracruz.

La subfamilia Limenitidinae fue la más abundante y más diversa en subespecies. Se contribuye con el registro de tres especies nuevas, dos para San Francisco Nayarit y

una para Mismaloya, Jalisco Cuetzalapan, Ver., fue el lugar más diverso de especies y más abundante en ninfalidos.

Literatura Citada

Beutelspacher, R.C. 1991. Haga su Propia Colección de Mariposas. La Prensa Medica Mexicana 104 pp.

De Vries J.P. 1987. The Butterflies of Costa Rica and Their Natural History. Princeton University Press, Vol I. 327 pp.

Llorente, B.J., A. Luis, I. Vargas y A. D. Warren. 2004. Butterflies of the state of Nayarit Mexico. Journal of the Lepidopterists’ Society, 58 (4): 203-222.

Llorente, B.J., A. L. Martínez, I.V. Fernández & J. M. Soberón. 1996. Papilionoidea (LEPIDOPTERA).En Biodiversidad, taxonomía y biogeografía de artrópodos de México: Hacia una síntesis de su conocimiento. Editores Jorge Llorente B., Alfonso N. García A., Enrique González S. Universidad Nacional Autonóma de México y CONABIO. 531-548 pp.

0

20

40

60

80

100

120

140

CUETZALAPAN LAS MARGARITAS LA PALMA MORELOS

32

5 4 13 6 2 2

96

27 13

45 17

3 3

No. Subespecies No. Ejemplares

945

Martínez, A.L., J. E. Llorente- Bousquets, I. Vargas- Fernández. 2003. Nymphalidae de México (Danainae, Apaturinae, Biblidinae y Heliconiinae): distribución geográfica e ilustración. Universidad Nacional Autónoma de México. CONABIO. Primera edición. 249 pp.

Raguso, R. A. y J. B. Llorente. 1997. Papilionoidea. 257-291 pp. En: González, E. R. Dirzo y R. Vogt (Eds), Historia Natural de los Tuxtlas. Instituto de Biología, U. N. N. A.

Scott A. James. 1986 The Butterflies of North America a Natural History and Field Guide Stanford University Press. Stanford California. 583 pp.

Vargas, I., A. Luis, J. Llorente y A. D. Warren. 1996. Butterflies of the state of Jalisco. Journal of the Lepidopterists’ Society, 50(2): 97-138

Vargas, F.I., J. E. Llorente- Bousquets, A. L. Martínez, C. Pozo. 2008. Nymphalidae de México II (Libytheinae, Ithomiinae, Morphinae y Charaxinae): Distribución geográfica e ilustración.

Universidad Nacional Autónoma de México. CONABIO. Primera Edición. 225 pp. Warren, A.D. y J.E. Llorente. 1999. Butterflies of Mismaloya, Jalisco and adjacent parts

ofBanderas Bay and Southern Nayarit, México. Dugesiana, 6 (1): 17-32 Warren, K. Davis, N. V. Crishin, J. P. Pelham & N. Stangeland. Inteative listing of American

Butterflies (from Alaska to Panama and the Carribean)[version electrónica] http://butterfliesofamerica.com/list.htm#PAPILIONIDAE .

946

CRISOMÉLIDOS (COLEOPTERA: CHRYSOMELIDAE) DE LAS SIERRAS DE TAXCO-HUAUTLA, MÉXICO

Leaf beetles (Coleoptera: Chrysomelidae) from Sierras de Taxco-Huautla, México

Ma. Magdalena Ordóñez-Reséndiz y Sara López-Pérez. Museo de Zoología, Facultad de Estudios Superiores Zaragoza, Universidad Nacional Autónoma de México, Av. Guelatao 66, Ejército de Oriente, Iztapalapa, D.F. CP 09230, México. E-mail: mor@servidor.unam.mx. Palabras Clave: Coleoptera, Chrysomelidae, Sierras de Taxco-Huautla, México. Introducción

Los crisomélidos son fundamentalmente comedores de plantas, la gran mayoría se alimenta de angiospermas con las que mantienen una estrecha historia evolutiva (Jolivet y Verma, 2002). En México, el estudio de la familia Chrysomelidae es escaso, a pesar de que se han documentado 2024 especies (Ordóñez Reséndiz, 2008). En este trabajo se reportan las especies encontradas en zonas de selva baja caducifolia de las Sierras de Taxco y Huautla.

Los diversos cuerpos volcánicos que se distribuyen en la región de Taxco-Huautla presentan una composición geológica semejante y representan uno de los mayores pulsos de actividad del interior continental (Morán Zenteno et al., 2005), razón por la cual la Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad (CONABIO) los reconoce como una área prioritaria para la conservación (RTP 120) (Arriaga et al., 2000). Esta región se encuentra en los estados de Guerrero, México, Morelos y Puebla, abarca una gran diversidad de comunidades vegetales, pero la mayor parte de su superficie comprende selva baja caducifolia (41%) y bosques de encino (33%) (Arriaga et al., 2000).

Materiales y Método

Trabajo de campo. Entre octubre de 2005 y octubre de 2008 se realizaron recolectas en 26 localidades de las Sierras de Taxco-Huautla (RTP 120) y sus alrededores, 22 ubicadas en Guerrero y cuatro en Morelos (Anexo 1). La captura de crisomélidos adultos se realizó de forma directa sobre la vegetación herbácea, arbustiva y arbórea a lo largo de recorridos diurnos y vespertinos en cada localidad. Los ejemplares se colocaron en tubos de captura con acetato de etilo y se rotularon con los datos geográficos correspondientes, así como el sustrato donde fueron encontrados.

Determinación taxonómica. Con las especies recolectadas se preparó una colección de referencia de acuerdo a las técnicas convencionales. Para la determinación genérica o específica se usaron claves taxonómicas de diversas fuentes (White, 1968; Moldenke, 1970; Flowers, 1996; Riley et al., 2002, entre otras), además de consultar la obra Biologia Centrali-Americana (Baly y Champion, 1885-1894; Jacoby, 1880-1892). La actualización nomenclatural se realizó de acuerdo a Wilcox (1975), Furth (2006) y Staines (2006).

Resultados y Discusión

Se procesaron 2252 ejemplares pertenecientes a 12 de las 16 subfamilias registradas para México (Ordóñez Reséndiz, 2008), de acuerdo a la clasificación de Seeno y Wilcox (1982). La

947

lista de crisomélidos asciende a 329 morfoespecies (Cuadro 1), éstas representan el 44.3% de los géneros reportados para el país. Los resultados resaltan la importancia del área de estudio y la falta de trabajos taxonómicos sobre Chrysomelidae, debido a que 139 morfoespecies fueron determinadas únicamente a nivel genérico, particularmente alticinos (54) y criptocefalinos (34).

De las 12 subfamilias encontradas en el área de estudio, Alticinae fue la más diversa con 84 especies (25.5% del total), seguida de Cryptocephalinae con 48 (14.6%), Eumolpinae con 46 (14%) y Galerucinae con 37 (11.3%). Esta secuencia de subfamilias difiere un poco de la reportada al sureste de Morelos, en una zona de la Sierra de Huautla con el mismo tipo de vegetación (Paulín Munguía, 2004), donde se registraron 100 especies, la mayor riqueza específica fue de alticinos (27%), eumolpinos (17%), galerucinos (16%) y criptocefalinos (9%). Como el orden de dominancia en los crisomélidos, en términos de número de especies, varía según la estructura del hábitat (Jolivet y Verma, 2002), los resultados de este trabajo y los de Paulín Munguía (2004) sugieren que en la región Taxco-Huautla existe una gran diferenciación de la selva baja caducifolia y por tanto una alta diversidad de insectos. Esto se confirma para Chrysomelidae, debido a que entre estas áreas sólo se comparten 23 especies (Cuadro 1).

Nueve géneros agrupan el 30% de las especies de Chrysomelidae de la RTP 120, en orden decreciente se encontró a Pachybrachis (28), Alagoasa (10), Brachypnoea (10), Cryptocephalus (10), Systena (10), Chamisus (8), Calligrapha (8), Leptinotarsa (8), Microctenochira (8).

De los taxones determinados a especie o cercanos a alguna especie, trece se reportan por primera vez para el país (Cuadro 1), su distribución conocida se ubica en Centroamérica, especialmente Guatemala o Panamá, lo que indica la probabilidad de que su área de distribución natural abarque el sur del territorio nacional. Este patrón se ha observado en otros coleópteros como Carabidae (Liebherr, 1994) o Curculionoidea (Ordóñez Reséndiz et al., 2008), dejando la posibilidad de que sean elementos del Patrón Mesoamericano de Montaña propuesto por Halffter (1978).

En este trabajo se reportan 79 nuevos registros para el estado de Guerrero y 25 para el estado de Morelos (Cuadro 1). Para las Sierras de Taxco-Huautla se documentan 306 nuevas especies, las que aunadas a la lista obtenida por Paulín Munguía (2004) suman una riqueza específica de 383 crisomélidos para la región de Taxco-Huautla.

Cuadro 1. Especies de Chrysomelidae de las Sierras de Taxco-Huautla. ®=nuevo registro para México, *=nuevo registro para Guerrero, ♦=nuevo registro para Morelos, ©=especie reportada también por Paulín Munguía (2004)

ALTICINAE Alagoasa ceracollis (Say, 1835)*♦ A. decemguttatus (Fabricius, 1801)© A. longicollis (Jacoby, 1886)* A. seriata (Baly, 1878) A. tridecimmaculata (Jacoby, 1880) A. cf. antennalis (Jacoby, 1886)® Alagoasa sp. 1 Alagoasa sp. 2 Alagoasa sp. 3 Alagoasa sp. 4 Allochroma sp. Altica sp. 1 Altica sp. 2 Altica sp. 3 Altica sp. 4 D. cf. figurata Jacoby, 1884

Asphaera abdominalis (Chevrolat, 1834) Blepharida balyi Bryant, 1937*© B. unicolor Jacoby, 1885♦ B. cf. jacobyana Csiki, 1940 B. cf. regularis Jacoby, 1900® Blepharida sp. Capraita sp. 1 Capraita sp. 2 Chaetocnema sp. 1 Chaetocnema sp. 2 Chaetocnema sp. 3 Derocrepis sp. Disonycha antennata Jacoby, 1884 D. figurata Jacoby, 1884 D. recticollis (Jacoby, 1884)*© D. subaenea Jacoby, 1884

CASSIDINAE

948

Disonycha sp. Dysphenges sp. Epitrix sp. 1 Epitrix sp. 2 Heikertingerella chontalensis Jacoby, 1885® Glenidion sp. 1 Glenidion sp. 2 Glyptina sp. 1 Glyptina sp. 2 Glyptina sp. 3 Glyptina sp. 4 Glyptina sp. 5 Hemiphrynus sp. 1 Hemiphrynus sp. 2 Kuschelina sp. 1 Kuschelina sp. 2 Longitarsus sp. 1 Longitarsus sp. 2 Monomacra sp. Nesaecrepida sp. 1 Nesaecrepida sp. 2 Omophoita cinctipennis (Chevrolat, 1834)*♦ Parchicola sp. 1 Parchicola sp. 2 Parchicola sp. 3 Parchicola sp. 4 Phrynocepha capitata Jacoby, 1884 Ph. sulcatipennis (Jacoby, 1891) Phrynocepha sp. 1 Phrynocepha sp. 2 Phydanis sp. 1 Phydanis sp. 2 Phyllotreta sp. Plectrotetra sp. Pseudodibolia sp. Pseudorthygia sp. 1 Pseudorthygia sp. 2 Syphrea pretiosa Baly, 1876© Systena nigroplagiata Jacoby, 1884 S. scutellaris Jacoby, 1884*♦ S. semivittata Jacoby, 1884* S. subrugosa Jacoby, 1884* S. sulphurea Jacoby, 1891 S. variabilis Jacoby, 1884 S. cf. punticollis Jacoby, 1884* Systena sp. 1 Systena sp. 2 Systena sp. 3 Trichaltica cf. bogotana Harold 1876® Trichaltica sp. 1 Trichaltica sp. 2 Walterianella cf. championi (Jacoby, 1886)® L. decemlineata (Say, 1824)© L. dilecta Stål, 1860* L. haldemani Rogers, 1856*© L. rubiginosa (Rogers, 1856) L. signaticollis Stål, 1859 Leptinotarsa sp. 1 Leptinotarsa sp. 2

Agroiconota vilis (Boheman, 1855)*♦ Charidotella bifossulata (Boheman, 1855) Ch. emarginata (Boheman, 1855) Ch. proxima (Boheman, 1855) Ch. sexpunctata (Fabricius, 1781) Ch. tuberculata (Fabricius, 1775) Ch. virgulata (Boheman, 1855) Charidotis curtula Boheman, 1862 Ch. erythrostigma Champion, 1894* Chelymorpha gressoria Boheman, 1862* Coptocycla leprosa (Boheman, 1855) Deloyala guttata (Olivier, 1790)*© D. lecontei (Crotch, 1873) D. zetterstedti (Boheman, 1855)© Helocassis crucipennis (Boheman, 1855)* H. testudinaria (Boheman, 1855)* Microctenochira bonvouloiri (Boheman, 1862)* M. dissimilis (Boheman, 1855)♦ M. ferranti Spaeth, 1926 M. hectica (Boheman, 1855) M. hieroglyphica (Boheman, 1855)*♦ M. infantula (Boheman, 1862 M. cf. hieroglyphica (Boheman, 1855) M. cf. punicea (Boheman, 1855) Ogdoecosta biannularis (Boheman, 1854)© Parorectis rugosa (Boheman, 1854)© Physonota alutacea Boheman, 1854 Ph. incrustata Boheman, 1854 Ph. nitidicollis Boheman, 1854 Ph. picticollis Boheman, 1854 Ph. sublaevigata Spaeth, 1915 Syngambria sp.® Tapinaspis wesmaeli (Boheman, 1855)*♦

CHLAMISINAE Chlamisus brunnea Jacoby, 1889® Ch. episcopalis (Lacordaire, 1848)♦ Ch. insidiosa (Lacordaire, 1848)* Ch. insularis (Jacoby, 1881)*♦ Ch. maculipes (Chevrolat, 1835) Ch. stigmula (Lacordaire, 1848) Ch. sublaevicollis (Jacoby, 1889)* Chlamisus sp. Neochlamisus scabripennis (Schaeffer, 1926)

CHRYSOMELINAE Calligrapha eupatris Stål, 1860* C. geographica (Stål, 1860)* C. intermedia Jacoby, 1882* C. labyrinthica Stål, 1859 C. multiguttata Stål, 1859 C. notatipennis Stål, 1859 C. cf. felina Stål, 1860© Calligrapha sp. Leptinotarsa dahlbomi Stål, 1859* Griburius sp. 3 Griburius sp. 4 Griburius sp. 5 Lexiphanes guatemalensis (Jacoby,1880)* Lexiphanes sp. Pachybrachis inclusus Jacoby, 1889 P. irregularis Suffrian, 1852

949

Phaedon cyanescens Stål, 1860* Plagiodera congesta Stål, 1860* Zygogramma opifera (Stål, 1860) Z. piceicollis (Stål, 1859)© Z. signatipennis (Stål, 1859)*©

CLYTRINAE Anomoea rufifrons occidentimutabilis Moldenke, 1970*© A. rufifrons rufifrons (Lacordaire, 1848) Babia tetraspilota LeConte, 1858*♦ Coscinoptera mucida Say, 1837© Euryscopa mexicana Jacoby, 1888* E. oblicua Moldenke, 1970© E. cf. regularis Jacoby, 1888*♦ Ischiopachys bicolor violascens Moldenke, 1970 Megalostomis dimidiata dimidiata Lacordaire, 1848* M. femorata femorata Jacoby, 1888 M. notabilis notabilis Lacordaire, 1848© M. pyropyga chiapensis Moldenke, 1970*♦ M. tomentosa tomentosa Jacoby, 1880 Saxinis saginata Lacordaire, 1848 Saxinis sp. 1 Saxinis sp. 2 Urodera dilaticollis Jacoby, 1889*♦

CRIOCERINAE Lema bicincta Lacordaire, 1845* Lema cf. mexicana Jacoby, 1880* Lema sp. Metopoceris sallei (Baly, 1861)*♦ Neolema sexnotata (Chevrolat, 1835)* Neolema cf. dorsalis (Olivier, 1791)*

CRYPTOCEPHALINAE Cryptocephalus atrofasciatus Jacoby, 1880* C. basalis Suffrian, 1852 C. obscuripennis Jacoby, 1880® C. tesseratus Chevrolat, 1834 C. testudineus Jacoby, 1889* Cryptocephalus sp. 1 Cryptocephalus sp. 2 Cryptocephalus sp. 3 Cryptocephalus sp. 4 Cryptocephalus sp. 5 Diachus sp. Griburius purpurascens (Suffrian, 1852)♦ G. quadrimaculatus (Jacoby, 1889)* Griburius sp. 1 Griburius sp. 2 C. impressa Lefèvre, 1877 C. mexicana Jacoby, 1881*© C. nigrocyanea Crotch, 1873 C. submetallica Jacoby, 1881® C. gr. 'brunnea' (Fabricius, 1798) Colaspis sp. Ephyraea sp. Eumolpus surinamensis (Fabricius, 1775)© Euphrytus fulvipes (Jacoby, 1881) E. varicornis Jacoby, 1890 Lamprosphaerus sp. Metachroma minuta Jacoby, 1882® Metaparia hybrida (Jacoby, 1881)® M. thoracica (Jacoby, 1881)*♦

P. latithorax Clavareau, 1913♦ P. nigrofasciatus Jacoby, 1889* P. punctatissimus Jacoby, 1880 P. semibrunneus Jacoby, 1889* Pachybrachis sp. 1 Pachybrachis sp. 2 Pachybrachis sp. 3 Pachybrachis sp. 4 Pachybrachis sp. 5 Pachybrachis sp. 6 Pachybrachis sp. 7 Pachybrachis sp. 8 Pachybrachis sp. 9 Pachybrachis sp. 10 Pachybrachis sp. 11 Pachybrachis sp. 12 Pachybrachis sp. 13 Pachybrachis sp. 14 Pachybrachis sp. 15 Pachybrachis sp. 16 Pachybrachis sp. 17 Pachybrachis sp. 18 Pachybrachis sp. 19 Pachybrachis sp. 20 Pachybrachis sp. 21 Pachybrachis sp. 22

EUMOLPINAE Alethaxius mexicanus (Jacoby, 1882)* A. pubicollis Jacoby, 1890 A. semiviridis Jacoby, 1890 Alethaxius sp. Antitypona plumbea (Jacoby, 1890)♦ Brachypnoea cribellata (Jacoby, 1881)*♦ B. igneicollis (Jacoby, 1881)*♦ B. lateralis (Jacoby, 1881)* B. metallica (Jacoby, 1890) B. subcylindrica (Jacoby, 1881)*© B. violaceipennis (Jacoby, 1878)* B. cf. dispersa (Jacoby, 1881)* B. cf. metallica (Jacoby, 1890) B. cf. subcylindrica (Jacoby, 1881) Brachypnoea sp. Cerotoma sp. Chalcophana germari Jacoby, 1882* Chrysodinopsis basalis (Jacoby, 1890) Ch. curtula (Jacoby, 1881) Colaspis hypochlora Lefèvre, 1878© Nestinus bimaculatus Clark, 1865* Ophraea rugosa Jacoby, 1886* Paratriarius sp. 1 Paratriarius sp. 2 Pseudoluperus sp. 1 Pseudoluperus sp. 2 Scelida elegans Chapuis 1875® Scelida sp. 1 Scelida sp. 2 Trirhabda variabilis Jacoby, 1886*

HISPINAE Anisostena perspicua (Horn, 1883)* Baliosus marmoratus (Baly, 1885)*

950

M. cf. thoracica (Jacoby, 1881) Metaxyonycha sp. Pyesia sp. Spintherophyta marginicollis (Jacoby, 1881)® Spintherophyta cf. purpureicollis (Jacoby, 1881)* Spintherophyta sp. Therses ochripes Jacoby, 1890 Therses sp. Thootes glabratus Jacoby, 1890* Typophorus melanocephalus Jacoby, 1876 T. mexicanus Jacoby, 1876 T. nigritus viridicyanea (Crotch, 1873)*

GALERUCINAE Amphelasma cavum vicinum (Jacoby, 1887)* Amphelasma cf. decoratum (Jacoby, 1887) Amphelasma sp. Cerotoma dilatipes Jacoby, 1888* Cerotoma ruficornis (Olivier, 1791) Coraia clarki Jacoby, 1886* C. maculicollis Clark, 1865* Derospidea sp. Diabrotica balteata LeConte, 1865♦ D. nummularis Jacoby, 1887 Eusattodera sp. 1 Eusattodera sp. 2 Eusattodera sp. 3 Galeruca sp. Keitheatus sp. Luperodes sp. Luperosoma sp. Malacorhinus sp. 1 Malacorhinus sp. 2 Metacycla caeruleipennis Jacoby, 1888* Metrioidea sp. 1 Metrioidea sp. 2 Metrioidea sp. 3 Miraces sp. Monolepta imitans Jacoby, 1888* Monoxia sp. Neolochmaea sp.

B. subapicalis (Baly, 1885)* B. cf. marmoratus (Baly, 1885) Brachycoryna pumila Guérin-Méneville, 1844© Cephaloleia ruficollis Baly, 1858♦ Cephaloleia sp. Chalepus sp. 1 Chalepus sp. 2 Chalepus sp. 3 Chalepus sp. 4 Euprionota aterrima (Guérin-Méneville, 1844)* Glyphuroplata sp. 1 Glyphuroplata sp. 2 Microrhopala sp. Octhispa centromaculata (Chapuis, 1877)*♦ Octotoma scabripennis Guérin-Méneville, 1844 Pentispa sallaei (Baly, 1886)*© P. suturalis (Baly, 1885) Sumitrosis distincta (Baly, 1885)* Xenochalepus deyrollei (Chapuis, 1877)* X. omogerus (Crotch, 1873) Xenochalepus sp.

LAMPROSOMATINAE Lamprosoma insigne Lacordaire, 1848 L. nigritarse Jacoby, 1881* L. sallei Jacoby, 1881♦

MEGALOPODINAE Mastostethus mexicanus Clavareau, 1905 M. nigrocinctus Chevrolat, 1832

Literatura Citada Arriaga, L., J.M. Espinoza, C. Aguilar, E. Martínez, L. Gómez and E. Loa (Coords.). 2000. Regiones

terrestres prioritarias de México. CONABIO, México. 469-472 pp. Baly, J.S. and G.C. Champion. 1885-1894. Insecta Coleoptera. Phytophaga (part). Volume VI, Part 2.

Electronic Biología Centrali-Americana. http://www.sil.si.edu/digitalcollections/bca/navigation/bca_12_06_02/bca_12_06_02select.cfm.

Flowers, R.W. 1996. La Subfamilia Eumolpinae (Chrysomelidae: Coleoptera) en América Central. http://www.famu.org/coleoptera/eumolpinae/

Furth, D.G.. 2006. The current status of knowledge of the Alticinae of Mexico (Coleoptera: Chrysomelidae). Proceedings of the Sixth International Symposium on the Chrysomelidae. Bonner Zoologische Beiträge, 54(4): 209-237.

Halffter, G. 1978. Un nuevo patrón de dispersión en la Zona de Transición Mexicana: el Mesoamericano de Montaña. Folia Entomológica Mexicana, 39-40:219-222.

951

Jacoby, M. 1880-1892. Insecta Coleoptera. Phytophaga (part.). Volumen VI, Part 1. Electronic Biología Centrali-Americana. http://www.sil.si.edu/digitalcollections/bca/navigation/bca_12_06_01/bca_12_06_01select.cfm.

Jolivet, P. and K.K. Verma. 2002. Biology of Leaf Beetles. Intercept Limited. Andover, Hampshire, Inglaterra. 327 pp.

Liebherr, J.K. 1994. Biogeographic patterns of montane Mexican and Central American Carabidae (Coleoptera). The Canadian Entomologist, 126:841-860.

Moldenke, R.A. 1970. A revision of the Clytrinae of North America North of the Isthmus of Panama (Coleoptera: Chrysomelidae). Stanford University, California, 310 pp.

Morán Zenteno, D.J., M. Cerca and J.D. Keppie. 2005. La evolución tectónica y magmática cenozoica del suroeste de México: avances y problemas de interpretación. Boletín de la Sociedad Geológica Mexicana, Tomo LVII (3): 319-341.

Ordóñez Reséndiz, M.M. 2008. Crisomélidos (Coleópteros). En: Ocegueda, S. y J. Llorente-Busquets (coords.), Catálogo taxonómico de especies de México, en Capital natural de México, vol. I. CONABIO.

Ordóñez Reséndiz, M.M., N. Acevedo Reyes y Y. Mora Puente. 2008. Curculionoidea de las Sierras de Taxco-Huautla, México. Entomología mexicana Vol. 7: 1012-1016.

Paulin Munguia, J.S. 2002. Estudio de la Familia Chrysomelidae (Insecta: Coleoptera) de la Reserva de la Biosfera “Sierra de Huautla”, Morelos, México. Tesis de Licenciatura. Carrera de Biólogo. Facultad de Estudios Superiores Iztacala, UNAM. México, D.F. 147 pp.

Riley, E.G., S.M. Clark, R.W. Flowers and A.J. Gilbert. 2002. Chrysomelidae Latreille 1802. Pp. 617-691. In: American Beetles. Polyphaga: Scarabaeoidea through Curculionoidea. Arnett, R.H.Jr., M.C. Thomás, P.E. Skelley y J.H. Frank (Eds.). CRC Press LLC, Boca Ratón, Florida.

Seeno, T.N. and J.A. Wilcox. 1982. Leaf beetle genera (Coleoptera: Chrysomelidae). Entomography, 1:1-221.

Staines, C.L. 2006. The Hispine Beetles of America North of Mexico (Chrysomelidae: Cassidinae). Virginia Museum of Natural History, Martinsville, Virginia.

White, R.E. 1968. A review of the genus Cryptocephalus in America North of Mexico (Chrysomelidae: Coleoptera). United States National Museum Bulletin, 290:1-124.

Wilcox, J.A. 1975. Chrysomelidae. Pp. 1-166. In: Arnett, R.H.Jr. Checklist of the beetles of North and Central America and the West Indies. North American Beetle Fauna Series. Flora & Fauna Publications. Gainesville, Florida.

Anexo 1. Localidades estudiadas en las Sierras de Taxco-Huautla. Guerrero: Agua Salada (18°28'2.2''N, 99°9'5.4''O), Buenavista de Cuellar (18°27'55.3''N,

99°24'8.5''O), Cascada de las Granadas (18°34'30.4''N, 99°30'36.8''O), Chontalcoatlán (18°39'4.3''N, 99°33'57.1''O), Coamazac (18°36'7.7''N, 99°29'6.9''O), Coapango (18°38'13.2''N, 99°33'26.4''O), Coxcatlán (18°29'37.1''N, 99°26'53.8''O), El Naranjo (18°24'37.1''N, 99°31'32.9''O), El Platanillo (18°23'57.1''N, 99°29'45''O), El Transformador (18°39'27.1''N, 99°29'2.8''O), Grutas (18°39'54.2''N, 99°30'25''O), Juliantla (18°31'28.4''N, 99°33'18.1''O), La Mina (18°26'31.6'' N, 99°25'36.3''O), Las Vías (18°26'58.1''N, 99°26'36.5''O), Los Amates (18°24'52.7'' N, 99°30'0.1''O), Palmillas (18°32'19.1''N, 99°25'18.8''O), Quetzalapa (18°19'2.8''N, 99°8'45.5''O), San José del Potrero (18°38'36.1''N, 99°28'18.9''O), Santa Fe (18°33'21.3''N, 99°26'17.3''O), Santa Teresa (18°41'13.2''N, 99°29'18.6''O), Santiago Temixco (18°28'46''N, 99°37'50.4''O), Tlamacazapa (18°29'32.7''N, 99°29'4''O).

Morelos: La Tigra (18°30'57''N, 99°19'53.7''O), Los Elotes (18°30'15.9''N, 99°7'44.7''O), Tilzapotla (18°28'36.0''N, 99°16'44.5'' O), Vicente Aranda (18°37'57.2''N, 99°14'26.8''O).

952

CONTRIBUCIÓN AL CONOCIMIENTO DE LOS CERAMBÍCIDOS DE LAS SIERRAS DE TAXCO-HUAUTLA, MÉXICO (COLEOPTERA: CERAMBYCIDAE)

Contribution to the knowledge of the longhorned beetles from Sierras de Taxco-Huautla, México

(Coleoptera: Cerambycidae) Ma. Magdalena Ordóñez-Reséndiz y Geovanni Rodríguez-Mirón. Museo de Zoología, Facultad de Estudios Superiores Zaragoza, Universidad Nacional Autónoma de México, Av. Guelatao 66, Ejército de Oriente, Iztapalapa, D.F. CP 09230, México. E-mail: mor@servidor.unam.mx. Palabras Clave: Cerambycidae, Sierras de Taxco-Huautla, México. Introducción

En México, la selva baja caducifolia (SBC) o bosque tropical caducifolio (Miranda y Hernández-X, 1963; Rzedowski, 1978) cubría el 17% del territorio nacional; sin embargo, las actividades humanas han perturbado severamente estas comunidades, principalmente en zonas de lomeríos (García Romero et al., 2005). Estudios sobre plantas (Rzedowski, 1991; Pineda García et al., 2007) y vertebrados terrestres (Ceballos y García, 1995) resaltan la alta diversidad y niveles de endemismo de la SBC; en contraste, es poco lo que se conoce sobre los invertebrados de estas comunidades, en particular los coleópteros.

Noguera y colaboradores (2002) realizaron un estudio de la familia Cerambycidae en la Reserva de la Biosfera Sierra de Huautla (REBIOSH), al sur del estado de Morelos. En este trabajo se dan a conocer las especies de cerambícidos presentes en la parte occidental de la REBIOSH y en la Sierra de Taxco, con la cual forma una entidad geológica continua, reconocida por la Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad (CONABIO) como Región Terrestre Prioritaria Sierras de Taxco-Huautla (RTP 120) (Arriaga et al., 2000).

Materiales y Método

Trabajo de campo. Durante 52 días, entre mayo de 2003 a octubre de 2008, se realizaron recolectas diurnas y vespertinas de cerambícidos en 27 localidades de las Sierras de Taxco-Huautla (RTP 120) y sus alrededores, 22 de Guerrero y cinco de Morelos (Fig. 1). Mediante las técnicas de barrido y bareo se capturaron adultos sobre la vegetación herbácea, arbustiva y arbórea; asimismo, se revisaron troncos en descomposición. Los ejemplares se sacrificaron con acetato de etilo y se rotularon con los datos geográficos correspondientes.

Determinación taxonómica. Las morfoespecies recolectadas fueron determinadas a género o especie mediante literatura especializada (Linsley y Chemsak, 1995; Yanega, 1996; Chemsak y Noguera, 1998; Turnbow y Thomas, 2002; Monné y Bezark, 2008; Bezark, 2008) y con el apoyo del Dr. Felipe Noguera Martínez de la Estación de Biología Chamela (UNAM).

Resultados y Discusión

Se registraron 97 especies de Cerambycidae, 78 se determinaron a nivel específico, dos afines a especie y 17 a género (Cuadro 1). La riqueza de especies obtenida fue menor a la reportada en otras áreas de SBC, como Chamela, Jalisco (306 especies) (Chemsak y Noguera, 1996), Sierra de Huautla, Morelos (153 especies) (Noguera et al., 2002), El Aguacero, Chiapas

953

(203 especies) (Toledo et al., 2002) y San Buenaventura, Jalisco (109 especies) (Noguera et al., 2007). Los datos obtenidos en este proyecto son resultado de recolectas directas, por lo que es necesario implementar métodos de captura indirectos para tratar de registrar la diversidad de cerambícidos que habita en cada uno de los sitios estudiados.

De los taxones reconocidos a nivel específico, 36 se citan por primera vez para el estado de Guerrero y siete para el estado de Morelos (Cuadro 1). Es probable que surjan nuevas especies de los taxones determinados a género; sin embargo, la problemática taxonómica de algunos grupos y la carencia de información sobre las especies mexicanas, imposibilitan la labor taxonómica.

Figura 1. Sitios de recolecta en las Sierras de Taxco-Huautla.

La mayoría de los cerambícidos mostraron una distribución restringida dentro de la zona de estudio, 66 especies (68% del total) se registraron en una o dos localidades. Aunque estos datos sugieren la presencia de endemismos, cabe recordar que el conocimiento biogeográfico del grupo es incipiente (Toledo y Corona, 2006) y que gran parte de México no ha sido explorado de manera sistemática, prueba de ellos son los escasos estudios faunísticos realizados en SBC (Chemsak y Noguera, 1996; Noguera et al., 2002; Toledo et al., 2002; Noguera et al., 2007) y los nuevos registros estatales que se señalan en este trabajo (Cuadro 1). Mecas obereoides Bates se encontró en diez de los sitios visitados y Tylosis puncticollis Bates en nueve sitios, lo cual se atribuye a su amplia distribución en el territorio nacional (Monné y Bezark, 2008; Bezark, 2008).

La localidad El Naranjo (sitio 8, Figura 1) se distinguió por presentar la mayor riqueza específica del área con 32 especies, seguida de Los Amates con 14 especies (sitio 15), Las Vías con 13 especies (sitio 14) y Palmillas con 12 especies (sitio 16), todas en el estado de Guerrero.

C

954

Cuadro 1. Especies de Cerambycidae de las Sierras de Taxco-Huautla. *=nuevo registro para Guerrero, ♦=nuevo registro para Morelos.

RIONINAE

Macrotomini 1. Nothopleurus lobigenis Bates, 1884

CERAMBYCINAE

Callichromatini 2. Plinthocoelium chilensis (Blanchard en Gray, 1851)* Clytini 3. Dexithea klugii (Laporte & Gory, 1935) 4. Ochraethes sommeri (Chevrolat, 1835)* 5. Plagionotus astecus (Chevrolat, 1860) 6. Tanyochraethes cinereolus (Bates, 1892) Eburiini 7. Eburia baroni Bates, 1892 8. Eburia laticollis Bates, 1880* Elaphidiini 9. Orwellion gibbulum gibbulum (Bates, 1880) 10. Psyrassa oaxacae Toledo, 2002♦ 11. Psyrassa sp. 12. Stenosphenus protensus Bates, 1880 13. Stenosphenus rufipes Bates, 1872 14. Stenosphenus sp. Hesperophanini 15. Austrophanes robustum Chemsak & Linsley, 1963 Hexoplonini 16. Hexoplon calligrammum Bates, 1885 17. Stenygra histrio Audinet-Serville, 1834 Lissonotini 18. Lissonotus flavocinctus multifasciatus Dupont, 1836 Oxycoleini 19. Oxycoleus gratiosus (Bates, 1885)* Rhinotragini 20. Acyphoderes cribricollis Bates, 1892 21. Odontocera aff. nevermanni Fisher, 1930 Rhopalophorini 22. Rhopalophora cupricollis Guérin-Méneville, 1844 23. Rhopalophora tenuis (Chevrolat, 1855) Trachyderini 24. Ancylocera michelbacheri Chemsak, 1963* 25. Batyle laevicollis Bates, 1892* 26. Ceralocyna cribricollis (Bates, 1885) 27. Chemsakiella virgulata Chemsak, 1987*

28. Chemsakiella sp. 29. Deltaspis alutacea Bates, 1885*

30. Deltaspis auromarginata Audinet-Serville, 1834 31. Deltaspis rubriventris Bates, 1880 32. Deltaspis variabilis Bates, 1891♦ 33. Gambria bicolor (Chevrolat, 1862)* 34. Gambria leucozona Bates, 1880* 35. Ischnocnemis caerulescens Bates, 1885 36. Ischnocnemis costipennis Thomson, 1864 37. Ischnocnemis cyaneus Bates, 1892* 38. Ischnocnemis sexualis Bates, 1885* 39. Lophalia sp. 40. Metaleptus pyrrhulus Bates, 1880* 41. Muscidora tricolor Thomson, 1864 42. Parevander xanthomelas (Guérin-Méneville, 1844)♦ 43. Sphaenothecus aff. argenteus Bates, 1880 44. Sphaenothecus bivittata Dupont, 1838 45. Sphaenothecus picticornis Bates, 1880* 46. Sphaenothecus trilineatus Dupont, 1838* 47. Stenaspis verticalis verticalis Audinet-Serville, 1834* 48. Stenobatyle eburata (Chevrolat, 1862) 49. Trachyderes mandibularis mandibularis Dupont en Audinet-Serville, 1834*♦ 50. Tylosis puncticollis Bates, 1885

LEPTURINAE

Lepturini 51. Meloemorpha aliena (Bates, 1880)* 52. Strangalia doyeni Chemsak & Linsley, 1976* 53. Strangalia sp. 1 54. Strangalia sp. 2

LAMIINAE

Acanthocinini 55. Canidia canescens (Dillon, 1955)♦ 56. Canidia giesberti Wappes & Lingafelter, 2005* 57. Canidia spinicornis (Bates, 1881) 58. Eutrichillus comus (Bates, 1881) 59. Lagocheirus obsoletus Thomson, 1860 60. Pseudastylopsis pini (Schaeffer, 1905)* 61. Pseudastylopsis sp. 62. Sternidius naeviicornis (Bates, 1885)*

955

63. Sternidius sp. 1 64. Sternidius sp. 2 65. Urographis sp. Acanthoderini 66. Acanthoderes funeraria Bates, 1861* 67. Aegomorphus albosignus Chemsak & Noguera, 1993* 68. Aegomorphus chamelae Chemsak & Giesbert, 1986*♦ 69. Aegomorphus sp. 1 70. Aegomorphus sp. 2 71. Peritapnia nudicornis (Bates, 1885)* 72. Peritapnia pilosa Chemsak & Linsley, 1978♦ Apomecynini 73. Adetus sp. 1 74. Adetus sp. 2 75. Dorcasta dasycera (Erichson en Schomburg, 1848)* Desmiphorini 76. Estoloides sp. Hemilophini 77. Alampyris quadricollis Bates, 1881* 78. Essostrutha binotata Bates, 1881 79. Essostrutha laeta (Newman, 1840)

Lamiini 80. Mimolochus hoefneri (Thomson, 1865) 81. Taeniotes luciani Thomson, 1859* Onciderini 82. Taricanus truquii Thomson, 1868* Phytoeciini 83. Mecas cinerea (Newman, 1840)* 84. Mecas marmorata Gahan, 1892 85. Mecas obereoides Bates, 1881 86. Mecas rotundicollis Thomson, 1868 Pogonocherini 87. Alphomorphus vandykei (Linsley, 1930) 88. Poliaenus hesperus Chemsak & Linsley, 1988 Pteropliini 89. Ataxia sp. 90. Epectasis sp. Tetraopini 91. Phaea biplagiata Chemsak, 1977 92. Phaea bryani Chemsak, 1999* 93. Phaea mirabilis Bates, 1874* 94. Phaea rufiventris Bates, 1872* 95. Phaea tenuata Bates, 1872* 96. Phaea vitticollis Bates, 1872* 97. Tetraopes discoideus LeConte, 1858

De acuerdo a la clasificación seguida por Monné y Bezark (2008), la lista obtenida en este

estudio comprende representantes de cuatro subfamilias, 24 tribus y 61 géneros. Las subfamilias más diversas fueron Cerambycinae y Lamiinae, como sucede para

México y América (Noguera y Chemsak, 1996). Cerambycinae con 50 especies en 33 géneros, presentó la mayor riqueza específica (51.5% del total), seguida de Lamiinae con 45 especies (46.4%) en 24 géneros.

Únicamente el 34% de las especies registradas (33 taxones) se distribuyen también en la Sierra de Huautla, estudiada por Noguera y colaboradores (2002). Si la mayoría de los sitios contemplados en este estudio (Figura 1) se ubican cerca de la Sierra de Taxco, es probable que cada área (Sierra) deba tener una composición particular de cerambícidos, a pesar de que la región Taxco-Huautla forme una unidad continua (Arriaga et al., 2000) en virtud de su historia geológica (Morán et al., 2005). Para corroborar esta observación es necesario llevar a cabo esfuerzos de captura semejantes. Conclusiones

Las 97 especies de Cerambycidae que se obtuvieron en el área de estudio constituyen una fracción de su fauna, debido a que se requiere incrementar el esfuerzo de captura en cada sitio mediante métodos indirectos (trampa de luz por ejemplo).

Con este trabajo se adicionan 64 especies a la fauna de las Sierras de Taxco-Huautla, conocida únicamente para la zona de Huautla (153 especies, Noguera et al., 2002), sumando un total de 217 especies para la región.

956

Agradecimientos

Al Dr. Felipe Noguera por su valiosa ayuda en la determinación taxonómica de varias especies de cerambícidos. Literatura Citada

Arriaga, L., J.M. Espinoza, C. Aguilar, E. Martínez, L. Gómez and E. Loa (Coords.). 2000. Regiones terrestres prioritarias de México. CONABIO, México. 469-472 pp.

Bezark, L.G. 2008. A Photographic Catalog of the Cerambycidae of the New World. http://plant.cdfa.ca.gov/byciddb/default.asp

Ceballos, G. and A. García. 1995. Conserving Neotropical Biodiversity: the role of dry forests in western Mexico. Conservation Biology, 9(6):1349-1356.

Chemsak, J.A. and F.A. Noguera. 1996. Annotated checklist of the Cerambycidae of the Estación de Biología Chamela, Jalisco, Mexico (Coleoptera), with descriptions of new genera and species. Folia Entomológica Mexicana, 89:55-102.

Chemsak, J.A. and F.A. Noguera. 1998. Review of the genus Sphaenothecus Dupont. The Pan-Pacific Entomologist, 74(1):12-26.

García Romero, A., K.I. Mendoza Robles and L. Galicia Sarmiento. 2005. Valoración del paisaje de la selva baja caducifolia en la cuenca baja del río Papagayo (Guerrero), México. Boletín del Instituto de Geografía, UNAM, 56:77-100.

Linsley, E.G. and J.A. Chemsak. 1995. The Cerambycidae of North America, Part VII, No.2: Taxonomy and classification of the Subfamily Lamiinae, Tribes Acanthocinini through Hemilophini. University of California Publicaations in Entomology, 114:1-292.

Miranda, F. and E. Hernández-X. 1963. Los tipos de vegetación de México y su clasificación. Boletín de la Sociedad Botánica de México, 28:29-179.

Monné, M.A. y L.G. Bezark (Comp.). 2008. Electronic Checklist of the Cerambycidae, or longhorned beetles (Coleoptera) of the Western Hemisphere. 417 pp.

Morán Zenteno, D.J., M. Cerca and J.D. Keppie. 2005. La evolución tectónica y magmática cenozoica del suroeste de México: avances y problemas de interpretación. Boletín de la Sociedad Geológica Mexicana, Tomo LVII (3): 319-341.

Noguera, F.A. and J.A. Chemsak. 1996. Cerambycidae, pp 381-409. En: Llorente Bousquets, J., A.N. García Aldrete y E. González Soriano (Eds.). Biodiversidad, taxonomía y biogeografía de artrópodos de México: Hacia una síntesis de su conocimiento. Instituto de Biología, UNAM. México.

Noguera, F.A., S. Zaragoza Caballero, J.A. Chemsak, A. Rodríguez Palafox, E. Ramírez, E. González Soriano and R. Ayala. 2002. Diversity of the Family Cerambycidae (Coleoptera) of the Tropical Dry Foresto f Mexico, I. Sierra de Huautla, Morelos. Annals of the Entomological Society of America, 95(5):617-627.

Noguera, F.A., J.A. Chemsak, S. Zaragoza Caballero, A. Rodríguez Palafox, E. Ramírez, E. González Soriano and R. Ayala. 2007. A faunal study of Cerambycidae (Coleoptera) from one region with Tropical Dry Forest-Pacific in México: San Buenaventura, Jalisco. The Pan-Pacific Entomologist, 83(4):296-314.

Pineda García, F., L. Arredondo Amezcua and G. Ibarra Manríquez. 2007. Riqueza y diversidad de especies leñosas del bosque tropical caducifolio El Tarimo, Cuenca del Balsas, Guerrero. Revista Mexicana de Biodiversidad, 78(1):129-139.

Rzedowski, J. 1978. Vegetación de México. Limusa. México, D.F. 432 pp.

957

Rzedowski, J. 1991. El endemismo en la flora fanerogámica mexicana: una apreciación analítica preliminar. Acta Botánica Mexicana, 15:47-64.

Toledo, V.H., F.A. Noguera, J.A. Chemsak, F.T. Hovore and E.F. Giesbert. 2002. The Cerambycid Fauna of the Tropical Dry Forest of “El Aguacero,” Chiapas, México (Coleoptera: Cerambycidae). The Coleopterists Bulletin, 56(4):515-532.

Toledo, V.H. y A.M. Corona. 2006. Patrones de distribución de la familia Cerambycidae (Coleoptera), pp. 425-474. En: Morrone, J.J. y J. Llorente Bousquets (Eds.), Componentes Bióticos Principales de la Entomofauna Mexicana, Las Prensas de Ciencias, UNAM, México, D.F.

Turnbow, R.H.Jr. and M.C. Thomas. Cerambycidae Leach 1815, pp. 568-601. In: American Beetles. Polyphaga: Scarabaeoidea through Curculionoidea. Arnett, R.H.Jr., M.C. Thomás, P.E. Skelley y J.H. Frank (Eds.). CRC Press LLC, Boca Ratón, Florida.

Yanega, D. 1996. Field guide to northeastern Longhorned Beetles (Coleoptera: Cerambycidae). Illinois Natural History Survey, Champaign, 6:1-184.

958

ANÁLISIS DE LOS HETEROPTEROS (HEMIPTERA) DE LA COLECCIÓN ENTOMOLÓGICA DEL LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA VEGETAL, CIB-UAEM.

Analysis of Heteroptera (Hemiptera) of the Entomological Collection of the Plant Parasitology Laboratory, CIB-UAEM.

Mary Carmen Torres-Quintero1, 2, Adriana G. Trejo-Loyo2. 1Facultad de Ciencias Biológicas y 2 Centro de Investigaciones Biológicas, Universidad Autónoma del Estado de Morelos. Av. Universidad 1001, Col. Chamilpa. Cuernavaca, Morelos. C. P. 62209. mark_tq@hotmail.com, trejoal@cib.uaem.mx Palabras Clave: Heterópteros, colección entomológica, Morelos.

Introducción

Los hemípteros con cerca de 90 000 especies son considerados como el grupo más diverso dentro de los insectos hemimetábolos. Actualmente el orden incluye cuatro subórdenes: Sternorrhyncha, Auchenorrhyncha, Coleorrhyncha y Heteroptera (Grimaldi, 2005), el último de los cuales está conformado por cerca de 40 000 especies.

Los heterópteros, mejor conocidos como chinches verdaderas (Borror, 1992), tienen una gran importancia, la cual puede ser concebida de manera general desde tres puntos de vista: 1) ecológica: los heterópteros como todos los demás insectos ocupan un papel fundamental en los ecosistemas naturales ya que son parte importante del flujo de energía dentro de las redes tróficas. Función que se puede observar tanto en los ecosistemas acuáticos como en los terrestres; 2) económica, debido principalmente a que la mayor parte de las especies son de hábitos fitófagos provocando en muchas ocasiones lesiones a los tejidos de las plantas o simplemente las pueden llegar a debilitar cuando se alimentan de la savia de éstas. Por otra parte, existen ciertas especies que son transmisoras de patógenos los cuales pueden llegar a dañar parcial y totalmente a la planta y 3) medica-veterinaria, ya que existen especies hematófagas que se alimentan tanto de la sangre del hombre como de la de animales, actuando algunas de ellas como vectores de enfermedades, por ejemplo las chiches besuconas (Triatoma spp.) que transmiten la enfermedad de Chagas ocasionada por Tripanosoma cruzi.

Para conocer la diversidad de los heterópteros mexicanos es importante consultar las colecciones nacionales que resguardan entre otros muchos insectos, a este grupo. Las colecciones entomológicas, además de ser un gran acervo de información, se les ha reconocido como documentos únicos, completos y totalmente científicos que han permitido establecer mecanismos eficientes que coadyuvan a la recuperación y difusión de toda la información que se alberga en ellas, la cual es de gran utilidad para estudiantes y especialistas interesados en el campo de la entomología (Morón, 1981; García–Navarrete et al., 2005).

En 1988, se estableció la colección entomológica del Laboratorio de Parasitología Vegetal, actualmente cuenta con más de 11 000 ejemplares montados en alfileres, 1 000 montajes permanentes en laminillas y aproximadamente 15 000 artrópodos preservados en alcohol, de los cuales cerca del 65% pertenece al orden Coleoptera (García-Navarrete et al., 2005). La colección es de cobertura regional, con colectas principalmente en Morelos y otros estados del centro del

959

país (García-Navarrete et al., 2005; De León-Rodríguez et al. 2007; Trejo-Loyo y Néstor-Arriola, 2008).

La Colección no se encuentra actualizada, pero en los últimos años ha surgido el interés por mejorar las condiciones de los organismos resguardados en ella con el fin de obtener un mayor provecho de la información. El presente trabajo forma parte de un proyecto de actualización en el que se pretende sistematizar la colección en sus diferentes grupos, incluyendo la captura de su información en una base de datos, así como el re-etiquetado de organismos y la puesta en red de la información. Los objetivos que se plantearon son los siguientes: clasificar a familia los heterópteros (Hemiptera) depositados en la colección y hacer un análisis de su representatividad dentro de ésta. Materiales y Método

Se realizó una revisión de los heterópteros depositados dentro de la colección, parte de los ejemplares montados que no estaban clasificados se apartaron y se clasificaron hasta familia. Los organismos preservados en alcohol, se separaron por familia y los frascos se etiquetaron con el nombre de cada una de éstas, posterior a ello se tomaron algunos ejemplares de aquellas familias poco representadas en la colección y se montaron en alfileres y colocaron en las cajas entomológicas con sus respectivos datos. La clasificación a familia se realizó con la ayuda de un microscopio marca Leica Zoom 2000 y con las claves de Slater y Baranowsky (1978) y Borror et al. (1992).

Posteriormente, se contabilizó el número de organismos en alfiler y en alcohol, por familia y por estado, en el caso de Morelos se realizó un conteo por municipio. Una vez finalizada la clasificación y el conteo, las cajas entomológicas se ordenaron por familias, se agruparon las morfoespecies y se reincorporaron a la colección, colocándoles más naftalina para su conservación. Aquellos ejemplares que no pudieron ser determinados se colocaron en una caja aparte, para un análisis posterior.

Resultados y Discusión

La colección entomológica del Laboratorio de Parasitología Vegetal incluye un total de 1778 heterópteros de los cuales 1403 están montados en alfileres entomológicos y se encuentran en un proceso de catalogación y de captura de información en una base de datos. Además se cuenta con 375 ejemplares conservados en alcohol.

Los 1778 ejemplares se encuentran distribuidos en 26 familias (17 terrestres y 9 acuáticas) (Figura1). La familia Pentatomidae es la mejor representada con un total de 465 ejemplares con un 26.15% dentro del total de heterópteros de la colección, le siguen Coreidae con 276 (15.52%) y Reduviidae con 154 (8.66%) (Fig. 1), mientras que Hydrometridae está representada con un solo ejemplar.

En la colección se tienen ejemplares provenientes de los siguientes estados: Morelos, Chiapas, Guerrero, Distrito Federal, Veracruz, Estado de México, Quintana Roo, San Luís Potosí, Yucatán, Tlaxcala y Querétaro. La mayoría de las colectas se han realizado en Morelos (987 organismos) y Guerrero (376 organismos) (Fig. 2), coincidiendo también con lo registrado por García-Navarrete et al. (2005), De León-Rodríguez et al. (2007) y Trejo-Loyo y Néstor-Arriola (2008) para Lepidoptera, Scarabaeoidea y Coccinellidae, respectivamente.

Para el estado de Morelos se registran 25 de las 26 familias, las cuales se han colectado en 25 municipios, siendo Cuernavaca el que tiene el mayor registro de ejemplares (489), seguido por

960

0

465

276

154136

106 98 9777

46 41 38 36 35 27 25 25 25 20 17 14 7 4 3 3 2 1

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

Pent

atom

idae

Core

idae

Redu

viid

ae

Lyga

eida

e

Miri

dae

Pyrrh

ocor

idae

Guer

ridae

Nauc

orid

ae

Anth

ocor

idae

Rhop

alid

ae

Larg

idae

Corix

idae

Scut

elle

ridae

Velii

dae

Cydn

idae

Alyd

idae

Ting

idae

Noto

nect

idae

Arad

idae

Bela

stom

atid

ae

Gela

stoco

ridae

Nepi

dae

Thyr

eoco

ridae

Hebr

idae

Bery

tidae

Hydr

omet

ridae

Familias

Nú

mer

o d

e ej

emp

lare

s

Coatlán del Río, Tlaquiltenango y Tepoztlán con 188, 155 y 116 ejemplares respectivamente (Fig. 3).

México al ser un país con una gran diversidad de insectos, necesita de toda aquella información que se pueda generar dentro de las diferentes colecciones entomológicas, ya que indudablemente éstas aportan información que contribuye al conocimiento de su Biodiversidad, el cual nos permitirá establecer las bases para hacer un uso adecuado de la misma. En este contexto, es necesario continuar el trabajo curatorial dentro de la colección identificando posteriormente las especies, procediendo a su catalogación y captura de la información en la base de datos, así como realizar un etiquetado adecuado de organismos.

Actualmente el 49.68% de insectos resguardados en la colección está clasificado por lo menos hasta familia y 5 536 (50.32%) de los más de 11 000 que están montados ya han sido catalogados o están en proceso de catalogación.

El trabajo realizado dentro de la colección hasta el momento, ha implicado un arduo esfuerzo y aun falta mucho trabajo por hacer como ya se ha mencionado. Sin embargo, los resultados aquí presentados contribuyen en gran manera con la sistematización de la colección pues los heterópteros no habían sido previamente analizados y cerca de un 40% estaba sin ser clasificado. Por otro lado, es necesario capturar y revisar toda aquella información de los heterópteros depositados dentro de la colección, así como continuar realizando colectas que nos permitan incrementar el número de ejemplares en aquellas familias pobremente representadas

Fig. 1. Familias de Heterópteros representados en la colección entomológica del Laboratorio de Parasitología Vegetal (CIB-UAEM).

961

1235

376

36 15 5 4 4 1 1 1 10

200

400

600

800

1000

1200

1400

Mor

elos

Gue

rrero

Ver

acru

z

Esta

do d

eM

exic

o

Que

réta

ro

San

Luis

Poto

si

Yuc

atán

Dis

trito

Fed

eral

Pueb

la

Qui

ntan

a R

oo

Tlax

cala

Estados

Nú

mero

de e

jem

pla

res

Fig. 2. Número de heterópteros por estado de la Republica Mexicana representados en la colección entomológica del laboratorio de Parasitología Vegetal (CIB-UAEM).

489

188 155

116 71

44 40 29 22 20 10 9 6 6 4 4 4 4 4 3 2 2 1 1 0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

550

Nú

mer

o d

e ej

emp

lare

s

Municipios

962

Fig. 3. Número de heterópteros por municipio del estado de Morelos depositados dentro de la colección entomológica del Laboratorio de Parasitología Vegetal (CIB-UAEM).

Agradecimientos:

Al M. en C. Guadalupe Peña Chora Responsable del Laboratorio de Parasitología Vegetal del Centro de Investigaciones Biológicas (UAEM) por su ayuda en la clasificación de algunos organismos así como por las sugerencias realizadas al presente trabajo.

Literatura Citada

Borror, D., C. Triplehorn & N. Johnson. 1992. An introduction to the study of the insects. Saunders College Publishing, USA. 875 p.

De León-Rodríguez, M., Trejo-Loyo, A. G., y Burgos-Solorio, A. 2007. Escarabajos Lamelicornios (Coleoptera: Scarabaeoidea) depositados en la colección entomológica del laboratorio de parasitología vegetal, CIB-UAEM. Memorias del VII Congreso Latinoamericano de Entomología y XLII Congreso Nacional de Entomología, SME.

García-Navarrete, M., Trejo-Loyo, A. G., y Gutiérrez-Medina, F. 2005. Lepidópteros depositados en la Colección Entomológica del Laboratorio de Parasitología Vegetal, CIB- UAEMor. Pp. 902-906. En: Morales M., A, A. Mendoza M., M. P. Ibarra G, y S. Stanford C. (Eds.). Entomología Mexicana 4.

Grimaldi D. & M. S. Engel. 2005. Evolution of the insects. Cambridge University Press. Hong Kong. 755 p.

Morón, R. M. 1981. Ventajas y desventajas de las colecciones entomológicas institucionales y particulares. Folia Entomologica Mexicana, 48: 118-120.

Slater, J. A. & R. M. Baranowski. 1978. How to Know the true bugs. The picture key nature series. Wm. C. Brown Campany Publishers Dubuque, Iowa, 256 p.

Trejo-Loyo A. G. y J. I. Néstor-Arriola. 2008. Coccinélidos depositados en la Colección Entomológica del Laboratorio de Parasitología Vegetal, CIB-UAEM. Pp. 979-984. En: Estrada V., E. G, A. Equihua M., J. R. Padilla R. y A. Mendoza E. (Eds.) Entomología Mexicana 7.

963

UNA NUEVA ESPECIE DEL GÉNERO Karnyothrips WATSON (PHLAEOTHRIPIDAE:

TUBULIFERA)

A new species of genus Karnyothrips Watson (Phlaeothripidae: Tubulifera)

Jhonathan Cambero-Campos1, Axel P. Retana-Salazar2, Roberto Johansen-Naime3 Oswaldo García-Martínez1. 1Departamento de Parasitología; Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, Buenavista, Saltillo, Coahuila. C.P.25315. jhony695@gmail.com, 2Centro de Investigación en Estructuras Microscópicas, Universidad de Costa Rica, San José, Costa Rica. 3Instituto de Biología, UNAM, A.P. 70-153. 04510. México D.F. Palabras Clave: Karnyothrips, Aguacate, Nayarit

Introducción

El género Karnyothrips Watson, es un grupo cuyo mayor número de especies se encuentra en el nuevo mundo (Mound y Marullo 1996). Algunos autores lo ubican en los Haplothripinos y no es fácil de separar de Apetrygothrips si se considera en su sentido más amplio.

Retana y Soto (2007), en su análisis filogenético de los grupos internos de este grupo, definen con claridad los diferentes linajes dentro de estas especies. Los resultados de la filogenia propuesta concuerdan con la observación de Mound y Marullo (1996) de que algunos géneros como Malacothrips, Karnyothrips y Apterygothrips no son grupos holofiléticos. Sin embargo, algunos autores proponen mantener una clasificación artificial (Goldarazena et al., 2008) en vez de adoptar la clasificación filogenética propuesta por Retana y Soto (2007).

En este trabajo se describe una nueva especie para el occidente de México, la cual se recolectó en cultivares de aguacate (Persea americana Mill.) de Xalisco, Nayarit. Materiales y Método

El trabajo de campo se realizó en tres huertas de aguacate Hass de Xalisco, Nayarit, con diferente manejo y altura, siendo estas “Oreja de Ratón”, la más tecnificada, localizada en el Ejido El Cuarenteño, a 1436 msnm y ubicada a 21º 27’ 36.3” de latitud Norte y 105º 00’ 25.9” de longitud Oeste; “La Carbonera”, con manejo tradicional, ubicada en el Ejido antes mencionado, a 1787 msnm y a 21º 27’ 34.1” de latitud Norte y 105º 00’ 19.1” de longitud Oeste, y “El Carrizal” localizada en el Ejido Xalisco, con poco manejo, ubicada a 21º 27’ 24.3” de latitud Norte y a 105º 01’ 47” de longitud Oeste, a 1010 msnm. La especie que se describe a continuación fue recolectada en “La Carbonera”

Para la recolecta de trips se utilizó el método de manteo, colocando una manta de 3x3 m en el piso del cajete de un árbol tomado al azar en cada huerta, al cual se le sacudieron ramas con las manos para propiciar la caída de insectos sobre la manta, de donde fueron recolectados.

Los especímenes recolectados se montaron mediante la técnica descrita por Mound y Marullo (1996). Las fotografías se tomaron en un microscopio Olympus IX 50 y el programa Olympus DP Controller para equipo de cámara digital, del Centro de Investigación en Estructuras Microscópicas de la Universidad de Costa Rica.

964

Resultados

Karnyothrips maurilia n.sp.

Material. Holotipo hembra macróptera. México, Nayarit, Xalisco, Carbonera, follaje Persea americana (aguacate), 1787 msnm, 21º27´34,1” latitud Norte y 105º00´19,1” longitud Oeste. Depositado en la Colección Nacional de Insectos, Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM).

Color: Café oscuro en la mayor parte del cuerpo. Tibias I-III con el borde interno ámbar. Tarsos I-III amarillos. Antenómero III sombreado con café. Setas mayores traslúcidas.

Estructura de las setas. Setas mayores de ápice expandido y tridentadas, excepto algunas de los tergos abdominales terminales.

Morfología de la Cabeza. Más larga que ancha (1,26 veces más larga que ancha). Ocelos reducidos (7,5 µm el diámetro anteroposterior) (Fig. 1). Un par de setas posoculares bien desarrolladas (35 µm). Cono bucal corto y ancho. Estiletes maxilares separados por un cuarto (50 µm) del ancho total de la cabeza (Fig. 1). Base de los estiletes cerca del tórax y forman un ángulo agudo (similar a flavipes). Estiletes muy altos dentro de la cápsula cefálica tocando el borde posterior de los ojos. Ojos más desarrollados dorsalmente que ventralmente. Antenómeros VII-VIII cercanos entre sí, antenómero VIII sin cuello, con la base ajustada al sector distal del VII. Antenómero IV con 4 sensores delicados, antenómero III con 2 sensores delicados. Longitud de los antenómeros en micrómetros I=22,5, II=37,5, III=42,5, IV=47,5, V=40, VI=37,5, VII=45, VIII=27,5.

Morfología del Tórax. Más ancho que largo, de forma trapezoidal (Fig.. 2). Sin ornamentación evidente. Setas anteroangulares bien desarrolladas (37,5 µm). Setas anteromarginales reducidas (>2,5 µm). Setas discales diminutas (>2,5 µm). Un par de setas epimerales bien desarrolladas (50 µm) y un par de setas posteroangulares bien desarrolladas (37,5 µm). Suturas epimerales completas. Basantra y praepectus bien desarrollados y fuertemente esclerotizados (Fig. 3). Mesonoto con el primer tercio reticulado, con retículos amplios. Setas reducidas excepto las de los extremos laterales (27,5 µm). Metanoto con orientación reticular similar a la del mesonoto en la mitad anterior. Alas con seis pelos accesorios y fuertemente adelgazada en la parte media.

Morfología del Abdomen. Pelta de color café claro, ancha y reticulada con dos secciones membranosas laterales y un par setas mayores en los remanentes laterales del segmento I (47,5 µm) y un par accesorio externo de punta aguda, muy reducido (12,5µm). Tergos abdominales II-VI con dos pares de setas retentorias de las alas. Dos pares de setas laterales bien desarrolladas y rectas en los tergos II-VI con la seta interna (60 µm) más desarrollada que la externa (47,5 µm). Tergo VII con el par externo de ápice agudo. Tergo VIII con dos pares de setas ninguna de ápice agudo, la externa (77,5 µm) más desarrollada que la interna (62,5 µm). Tergo IX con setas B1 desarrolladas (87,5 µm), setas B2 y B3 con ápice agudo (B2=37,5 µm, B3=187,5 µm). Segmento X ensanchado en el cuarto basal y abruptamente adelgazado después de este (longitud del segmento X=100 µm) (Fig.. 4). Setas anales 212,5 µm (2,12 veces la longitud del tubo) (Fig.. 5).

Etimología. Se dedica esta especie a la señora Maurilia Zavalza Rivas, abuela del primer autor de este trabajo.

Comentario. Esta especie pertenece al género Karnyothrips por mostrar 4 sensores en el antenómero IV y las setas anteromarginales pequeñas (Retana y Soto 2007). Los estiletes se muestran separados por un cuarto del ancho de la cabeza, lo cual no es usual; las dos especies

965

incluidas en Karnyotrhips s.s. por Retana y Soto (2007), una de ellas presenta los estiletes excepcionalmente cercanos entre sí, condición señalada en la especie tipo flavipes (un tercio del ancho de la cabeza). Esta especie muestra varios caracteres cercanos a flavipes como lo son los 4 sensores en el antenómero IV, la posición basal de los estiletes maxilares formando un ángulo agudo con respecto al pronoto, y la reducción de las setas anteromarginales. Condiciones compartidas con la especie merrilli. Se diferencia claramente de estas por la escasa distancia entre los estiletes, la pelta de borde irregular, la longitud de las setas anales y la reducción de los palpos maxilares.

Es inusual en el género y en los géneros afines considerados por Retana y Soto (2007), que las setas anales presenten una longitud mayor a 1,5 veces la longitud del tubo y en este caso estas setas sobrepasan dos veces la longitud del segmento X del abdomen.

1 imidacloprid 2 cipermetrina 3 endosulfan

3 2 1

Fig. Sistema ensamblado para la pruebas de activida espacial

Figura 1. Prueba de irritación por contacto

966

Agradecimientos

A la Universidad Autónoma de Nayarit, Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro y Universidad de Costa Rica, por el apoyo y facilidades brindadas para la realización de este trabajo.

Literatura Citada

Goldarazena A., L.A. Mound & R. zur Strassen. 2008. Nomenclatural problems among Thysanoptera (Insecta) of Costa Rica. Rev. Biol. Trop. (Forum) 56(2):961-968.

Mound L.A. & R. Marullo. 1996. The Thrips of Central and South America: An Introduction.

Mem. Entomol. International 6:1-488. Retana S, A.P. & Soto R, G.A. 2007. Revisión taxonómica del grupo Haplothrips-Karnyothrips

(Thysanoptera: Phlaeothripidae). Revista de Biología Tropical 55(2):627-635.

1.- Bifentrina 2.- Clorpirifos 3.- Endosulfan 4.- malation 5.- Cipermetrina

967

“ESPECIES Y FLUCTUACIÓN POBLACIONAL DE THRIPS (THYSANOPTERA) COLECTADOS EN CALABAZA (Cucurbita moschata var. chirimen) EN XALISCO,

NAYARIT”

Species and fluctuation population of thrips (Thysanoptera) collected in Japanese squash (Cucurbita moschata var. chirimen) in Xalisco, Nayarit

Rita D. Valenzuela-Garcia1, Carlos R. Carvajal-Cazola1, Axel Retana-Salazar2, Rubén Bugarin-Montoya1, Octavio J. Cambero-Campos3, Agustín Robles-Bermudez1. 1Universidad Autónoma de Nayarit, Tepic, Nayarit, México C.P. 63190. rita_dinora@hotmail.com. 2Centro de Investigación en Estructuras Microscópicas (CIEMic), Ciudad de la Investigación, Universidad de Costa Rica (UCR) 2060, San Pedro de Montes de Oca, San José, Costa Rica, América Central. Universidad de Costa Rica. 3Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, Buenavista, Saltillo, Coahuila, México C.P. 25315. Palabras Clave: Fitófagos, Depredadores, Identificación Introduccion

El Estado de Nayarit presenta una gran diversidad de cultivos, los de mayor importancia tanto en superficie y producción son: frijol (Phaseolus vulgaris), sorgo (Sorghum vulgare), maíz (Zea mays), caña de azúcar (Saccharum officinarum), mango (Mangifera spp.) y calabaza (Cucurbita spp.) (SIAP, 2007). Dentro de estos cultivos, la calabaza tiene un alto potencial en alimentación en diferentes sectores de nuestro país. Su producción mundial se estima en alrededor de 17.4 millones de ton, siendo China el principal productor con cinco millones, a nivel Latinoamérica, México aporta 246,016 ton (FAO, 2005); Nayarit contribuye con 11,204 ton anuales en una superficie sembrada de 2,625 ha (SIAP, 2007).

El cultivo de la calabaza es afectado por una serie de factores bióticos y abióticos que disminuyen la calidad y producción, dentro de los cuales destacan los problemas fitosanitarios. Las principales enfermedades que afectan a dicho cultivo, son pudrición del fruto y guía (Phytophtora capsici), cenicilla polvorienta (Erysiphe cichoracearum) y mildiu (Pseudoperonospora cubensis) (Domínguez, 1996); dentro de los insectos plaga más importantes se encuentran pulgones, mosquita blanca y thrips (Sabori et al., 2006); estos últimos causan importantes daños, debido a su alimentación, ya que penetran tejidos vivos de plantas con sus partes bucales de tipo picador-chupador, succionando el contenido celular de los tejidos. La ruptura de las células de la epidermis provoca áreas necróticas, las cuales, pueden ser invadidas por microorganismos tales como bacterias y hongos (Johansen y Mojica, 1997).

El cultivo de calabaza japonesa es de reciente introducción al estado de Nayarit, el uso principal es como sustrato para la cría de Anagyrus kamali en el control de la Cochinilla Rosada (Maconellicoccus hirsutus Green). Además, en laboratorio la cochinilla rosada del hibisco no se adapta a los sustratos que son asperjados con moléculas químicas, por lo anterior, para lograr la reproducción en laboratorio de este parasitoide se debe manejar en la modalidad de producción de cultivo orgánico; de tal manera que para implementar un manejo adecuado es necesario

968

conocer los principales insectos plaga asociados al cultivo, por lo que se plantearon los siguientes objetivos: identificar que especies de thrips están presentes y determinar la fluctuación poblacional.

Materiales y Método

Localización del área de estudio. El trabajo de campo se llevo a cabo en el Municipio de Xalisco, Nayarit, México, en la Unidad Académica de Agricultura; Km 9 Carretera Tepic – Compostela con coordenadas 21° 25' 40.88" Longitud N 104° 53' 29.54" Latitud W, 974 msnm. Recolecta y muestreo de trips. Durante un periodo de tres meses (septiembre a noviembre del 2008) en el cultivo de la calabaza japonesa se colectarón insectos cada siete días utilizando dos tipos de muestreo: a) colocación de 30 trampas azules (20 en campo y 10 en invernadero), de 10 x 30 cm de fomix, las cuales se colocaron dentro de una bolsa que se impregno con pegamento (STICK-BUG 50® 50 %, concentrado emulsionable, 500 g de [IA] L-1, Alterna Agro S.A. de C.V., México) siendo colocados a nivel de altura de cultivo y maleza, distribuidas aleatoriamente; los conteos de thrips se realizaron con ayuda de una lupa 18x; b) para el aspirado de insectos se consideraron 14 camas, seleccionadas aleatoriamente de un total de 50 establecidas, la succión se realizó de manera alternada considerando dos camas si y cinco no, hasta completar el total de la muestra. Para las semanas siguientes se evitó aspirar en las que anteriormente fueron seleccionadas. Todos los insectos colectados con el muestreo anterior, se depositaron en frascos de plástico de 100 mL, conteniendo alcohol etílico al 70 % e identificándolos con su etiqueta respectiva. El material colectado en campo se trabajo en el Laboratorio de Parasitología Agrícola del Centro Multidisciplinario de Investigación Científica (Cemic) de la Universidad Autónoma de Nayarit y en el Departamento de Parasitología Agrícola de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro donde se procedió a separar y contar los thrips de cada frasco, para su posterior montaje, según la técnica desarrollada por Johansen y Mojica (1997). Resultados y Discusión

De los 153 individuos colectados se montaron 100 especímenes, de donde se obtuvieron tres familias, dos del Suborden Terebrantia, con un 96 % y una del Tubulifera con el 4 %. Thripidae fue la familia más representativa con un 86 %, seguida por Aeolothripidae (10 %) y Phlaeothripidae (4 %). Estos resultados difieren a los obtenidos en huertos de aguacate en el municipio de Xalisco, Nayarit por Cambero et al. (2007) ya que ellos mencionan a la familia Aeolothripidae como la más representativa con 71.49 %, seguido por Thripidae 16.87 %; Phlaeothripidae 11.04 % y Heterothripidae con 0.6 %. Johansen y Mojica (2006) informa la presencia de las familias Aeolothripidae y Thripidae para el estado de Nayarit.

Cuadro 1. Familias de Thysanoptera colectadas en el cultivo de calabaza en Xalisco, Nayarit.

Suborden Familia Total %

Familia Suborden

Terebrantia Aeolothripidae 10 10 96

Thripidae 86 86

969

Tubulifera Phlaeothripidae 4 4 4 Cuadro 2. Géneros y especies de thrips colectados en el cultivo de calabaza en Xalisco, Nayarit.

Familia Género Especie Sexo

Total % ♀ ♂

Aeolothripidae Franklinothrips orizabensis D 1 - 1 1

vespiformis D 7 2 9 9

Thripidae Plesiothrips perplexus * 1 - 1 1

Bregmatothrips sp. nov. * - 2 2 2

Microcephalothrips sp. nov. * 1 - 1 1

Frankliniella occidentalis F 76 4 80 80

Scolothrips sexmaculatus D 2 - 2 2

Phlaeothripidae Leptothrips mcconelli D 3 - 3 3

Haplothrips sp. F 1 - 1 1 D=Depredador, F= Fitófago, *= Desconocido

En el Cuadro 2, se muestra la presencia de nueve especies en ocho géneros encontradas en el cultivo de calabaza, F. occidentalis fue la especie más representada con un 80 %, seguida por F. vespiformis con 10 % y con menor frecuencia se presentaron L. mcconelli (3 %), Bregmatothrips sp. nov. (2 %), S. sexmaculatus (2 %), F. orizabensis (1 %), P. perplexus (1 %), Microcephalothrips sp. nov. (1 %) y Haplothrips sp. (1 %). De está diversidad de especies, se encontraron cuatro con hábitos depredadores, dos de interés fitosanitario (fitófagos) y tres de los cuales se desconoce su tipo de alimentación. Van y Hoddle (1998) consideran al thrips occidental de las flores (F. occidentalis) como vector de virus, además de ser una plaga importante en tomate, cebolla, chile, diversas flores y calabaza. Johansen (1976), considera a F. orizabensis y F. vespirformis como depredadores de huevecillos, larvas y pupas de Leucothrips furcatus, Scirtothrips perseae y Heliothrips haemorrhoidalis. Por otra parte, S. sexmaculatus se considera depredador de ácaros como Tetranychus spp. y de trips Scirtothrips citri (Johansen, 2006).

Cabe señalar que se encontró la presencia de dos nuevas especies, Bregmatothrips sp. nov. y Microcephalothrips sp. nov. las cuales se encuentran en proceso de determinación.

Fluctuación poblacional: En la figura 1 se presenta el número de captura de thrips, tanto en campo como en invernadero, del periodo comprendido del 10 septiembre al 26 noviembre del año 2008; se observa que el pico más alto de capturas en campo se presentó el 29 de octubre (50 especímenes); en invernadero hubo dos picos uno el 24 de septiembre (20 especímenes), y otro el 5 de noviembre (21 especímenes); estas fechas muestran la mayor presencia de thrips en la etapa de floración del cultivo, la cual ocurre a los 45 días de trasplante de la plántula, esto coincide con lo mencionado por Mujica et al., (2007). Estos autores reportan la mayor presencia de thrips en vid (Vitis vinífera) al momento de la floración. Se aprecia que la población de thrips aumentó conforme la precipitación pluvial disminuyó, (22 de octubre al 26 de noviembre). Con respecto a las variables ambientales medias, no se encontró relación alguna entre temperatura, humedad relativa media y la densidad poblacional de los thrips. Al respecto, Ascensión (2000), señala que

970

temperaturas altas y ausencia de lluvias favorecen el incremento en la densidad poblacional de thrips.

Fig. 1. Fluctuación de la abundancia de thrips en campo e invernadero en el cultivo de calabaza en Xalisco, Nayarit.

Conclusiones

Se encontraron tres familias Aeolothripidae, Thripidae y Phlaeothripidae. Se identificaron nueve especies en ocho géneros, F. vespiformis, F. orizabensis, P.

perplexus, Bregmatothrips sp. nov., Microcephalothrips sp. nov., F. occidentalis, S. sexmaculatus, L. mcconelli, Haplothrips sp.

Se recolectaron e identificaron cuatro especies depredadoras, F. vespiformis, F. orizabensis, L. mcconelli y S. sexmaculatus; dos especies de interés fitosanitario F. occidentalis y Haplothrips sp.; tres de las cuales se desconoce su tipo de alimentación P. perplexus, Bregmatothrips sp. nov., Microcephalothrips sp. nov.

Se identificaron dos nuevas especies, una del género Bregmatothrips y la otra del género Microcephalothrips.

La especie más colectada fue F. occidentalis con un 80 %. Se reporta por vez primera a la especie P. perplexus para el estado de Nayarit. La precipitación pluvial, es un factor determinante en la fluctuación de thrips, ya que al

disminuir, aumenta la captura de especímenes. Agradecimientos A Fondos Mixtos por el apoyo brindado para la realización del proyecto. Al personal del Laboratorio de Parasitología del Cemic de la Universidad Autónoma de Nayarit.

Med

ias d

e T

em

p. H

.R. y P

rec.

No

. C

ap

tura

s

Semanas

INVERNADERO

CAMPO

TEMPERATURA

H.R.

PRECIPITACION

971

Literatura Citada

Ascensión, B. G. 2000. Fluctuación poblacional, daño e identificación de trips del aguacate cv. Hass en Michoacán, México. Tesis de Maestría en Ciencias, Colegio de Posgraduados en Ciencias Agrícolas, Instituto de Fitosanidad, pp. 82.

Cambero, C. O. J., Johansen, N. R. M., Soto, H.M., Isiordia, A. N., Ortega, A. O., Cantu, S. M. 2007. Thysanopteros Asociados a Huertos de Aguacate cv. Hass en el Municipio de Xalisco Nayarit, Mexico. En: Entomologia Mexicana. Memoria del Congreso de Entomologia. pp: 1355-1359.

Domínguez, A. J.C. Plagas y enfermedades en la Calabacita (Cucurbita pepo). Tesis de Licenciatura. Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro. 1996. Saltillo, Coahuila. pp: 16-62.

FAO 2006. Producción de calabaza a nivel mundial [en línea]. Pagina consultada noviembre del 2008. http://faostat.fao.org/DesktopDefault.aspx?PageID=291&lang=es

Johansen, N. R. M. 1976. Algunos Aspectos sobre la Conducta Mimética de Franklinothrips vespiformis (Crawford), (Insecta: Thysanoptera). Instituto Biología, UNAM. pp. 25-50.

Johansen, N. R. M., Mojica, G. A. 2006. El Género Franklinothrips Back (Insecta: Aeolothripidae), Conducta Depredadora y Mimética en México.

Johansen, N. R. M., y Mojica G. A. 1997. Importancia agrícola de thrips. En: Manual sobre Entomología y Acarología Aplicada. Memorias del Seminario /Curso Introducción a la Entomología y Acarología Aplicada. Mayo 22 al 24. UAEP SME. pp: 11-18.

Mujica, M. V., Scatoni, I. B., Franco, J., Nuñez, S., Bentacourt, C. M. 2007. Fluctuación poblacional de "Frankliniella occidentalis" (Pergande) (Thysanoptera: Thripidae) en "Vitis vinifera" L. cv. Italia en la zona Sur de Uruguay. Boletin de Sanidad Vegetal. Plagas, ISSN 0213-6910, Vol. 33, Nº 4, 2007, pp. 457-468. [En Línea] Pagina consultada en noviembre 2008 http://dialnet.unirioja.es/servlet/articulo?codigo=2561876

Sabori, P.R; Grageda, G.J; Chávez, C.M; Fu, C. A.A. Manejo y Control de las Plagas de Cucurbitáceas. De Riego, Protección y nutrición de Hortalizas y Frutas. 5.24 Febrero-Marzo (2006): 62-65.

SIAP 2007. [En línea]. Pagina consultada 24 de noviembre. http://www.siap.sagarpa.gob.mx/ Van, D.R. Hoddle, M.S. [en línea]. Pagina consultada 15 de diciembre 2008.

http://www.biocontrol.ucr.edu/WFT.html

972

“ENTOMOFAUNA ASOCIADA AL CULTIVO DEL AGUACATE (Persea americana Miller) CULTIVAR HASS EN XALISCO, NAYARIT”

Entomofauna associated to the avocado crop (Persea americana Miller) cultivate Hass in

Xalisco, Nayarit

Janet León-Pérez1, Carlos R. Carvajal- Cazola2, Néstor Isiordia-Aquino2, Jorge Corrales-Reynaga1, Rita D. Valenzuela-García2. 1Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, Buenavista, Saltillo, Coahuila, México C.P. 25315. 2Universidad Autónoma de Nayarit, Tepic, Nayarit, México C.P. 63190. rita.dinora@gmail.com. Palabras Clave: Órdenes, Identificación, Huertos Introduccion

La producción mundial de aguacate se estima en 3.2 millones de toneladas, obtenidas en 417, 000 ha. México es el principal productor en el mundo cosechando 117,311.76 ha. que significan el 33 % de la producción mundial, exportando 110,377.32 ton (SIAP 2007). En el país, los principales estados productores son Michoacán, Morelos, Puebla, Nayarit y el Estado de México (Acosta, 2005). Nayarit ocupa el cuarto lugar nacional en cuanto a volumen de producción anual y superficie establecida de aguacate, con alrededor de 2,330 ha. (SAGARPA-SIEA, 2005), desconociéndose, a fondo, que insectos están presentes en este agroecosistema, por lo cual, el Departamento de Parasitología de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro (UAAAN), la Universidad Autónoma de Nayarit (UAN), a través de su Centro Multidisciplinario de Investigación Científica (Cemic), el Comité Estatal de Sanidad Vegetal del Estado de Nayarit (CESAVENAY) y la Fundación Produce Nayarit, desarrollaron un proyecto como base para impulsar un mejor manejo del cultivo, planteándose el siguiente objetivo: Conocer la entomofauna presente en huertas de aguacate Hass en el Municipio de Xalisco, Nayarit, en principio a nivel familia, y su papel ecológico. Materiales y Método Localización del Área de estudio. El trabajo se realizó en tres huertas de aguacate Hass localizadas en el Municipio de Xalisco, Nayarit, ubicado en las coordenadas 21º 28’ norte; 21º 18’ sur, 104º 45’ este, y 105º 04’ oeste, 974 msnm. Las huertas aludidas son: El Carrizal, ubicada en el Ejido de Xalisco; localizada a 21º 27’ 24” de latitud Norte y a 105º 01’ 47” de longitud oeste a una altura de 1010 msnm. Oreja de Ratón, ubicada en el Ejido El Cuarenteño localizado a 21º 27’ 36” de latitud norte y a 105º 00’ 25” de longitud oeste a 1436 msnm. La Carbonera, ubicada en el Ejido el Cuarenteño, localizada en las coordenadas 21º 27’ 34” de latitud norte y a 105º 00’ 19” de longitud oeste y 1787 msnm.

Muestreo. La recolecta de insectos en campo se llevó acabo de septiembre del 2003 a marzo del 2006. Realizando tres tipos de muestreo: a) Knockdown.- En cada huerta, en un árbol escogido al azar, cada ocho días se colocaba una manta de 3x3 m en el piso, debajo del follaje, y se asperjaba una solución de Cipermetrina CE al 35% diluida (84 cc en 15 litros de agua), dejando que actuara durante 30 minutos, y posteriormente se procedió a recolectar los insectos derribados en la manta con la ayuda de un pincel. b) Manteo.- se consideró un árbol en cada

973

muestreo tomado al azar en cada huerta, al cual se le colocó una manta de 3x3 m de color blanco, en el cajete sobre el suelo. Luego se sacudían las ramas fuertemente con las manos para derribar los insectos en la manta y recogerlos con un pincel. c) Redeo.- En cada muestreo, en cada huerta se dieron 100 golpes con una red entomológica a la maleza en las calles y en los cajetes en cuatro áreas seleccionadas aleatoriamente; los insectos recolectados con los diferentes tipos de muestreos se colocaron en frascos de plástico que contenían alcohol etílico al 70%. Todos los insectos recolectados se trasladaban al Laboratorio de CEMIC de la UAN, para su resguardo, y posteriormente se llevaban al Laboratorio de Taxonomía de Insectos y Ácaros del DPA de la UAAAN, donde se separaban e identificaban a nivel de familia, con la ayuda de un microscopio de disección, y las claves de Borror y White (1970). Una vez identificadas y separadas todas las familias, se procedió a registrar el número de ejemplares colectados en cada frasco, y finalmente se tomaron fotografías de especímenes de cada familia.

Resultados y Discusiones

El Cuadro 1 referencía que se colectaron 1286 insectos (no se considera a las Familias de Hymenoptera parasítica ni de Thysanoptera). Con knockdown y redeo se recolectó el mayor número de especímenes, en cantidades muy semejantes (538 y 500 respectivamente), no así con el manteo ya que se obtuvo la mitad de lo recolectado con las otras técnicas referidas. Considerando los datos del cuadro 1, se tiene que en La Carbonera se obtuvieron 478 especímenes, en El Carrizal 318 y 146 en Oreja de Ratón respectivamente.

Cuadro 1. Número de especímenes de insectos recolectados mediante tres tipos de muestreos, en tres huertas de aguacate Hass del Municipio de Xalisco, Nayarit, México.

Año Huerta Muestreos Nº de Especímenes por forma de colecta Knockdown Manteo Redeo Total

2003 Carrizal 10 Sep- Dic 137 26 77 240 Carbonera 17 Sep- Dic 170 37 139 346 Oreja de Ratón 16 Sep- Dic 85 101 160 346

2004 Carrizal 10 Ene-Jun 24 5 33 62 Carbonera 11 Ene-May 40 20 44 104 Oreja de Ratón 8 Ene-Mar 58 49 16 123

2006 Carrizal 04-Mar 6 0 9 15 Carbonera 06-Mar 3 5 20 28 Oreja de Ratón 06-Mar 15 5 2 22 Total 88/11 meses 538 248 500 1286

El cuadro 2 resume información a nivel de Orden, observándose que se colectaron

ejemplares de ocho Ordenes, a saber, Blattaria, Collembola, Coleóptera, Díptera, Hemíptera, Neuróptera, Orthoptera y Psocóptera (no se considera como ya se dijo a, Thysanoptera e Hymenoptera).

974

Cuadro 2. Número de especímenes de insectos recolectados en ocho Órdenes en tres huertas de aguacate Hass del Municipio de Xalisco, Nayarit, México.

Año Huerta Nº de muestreos Nº de especímenes colectados por Orden

A B C D E F G H Total 2003 Carrizal 10 Sep-Dic 1 0 65 4 91 1 20 0 1288

Carbonera 17 Sep-Dic 0 1 91 10 190 0 62 0 354 Oreja de Ratón 16 Sep-Dic 0 0 71 10 216 1 38 2 338

2004 Carrizal 10 Ene-Jun 0 0 27 16 62 1 1 0 107 Carbonera 11 Ene-May 0 0 27 5 76 1 10 1 120 Oreja de Ratón 8 Ene-Mar 0 0 36 38 50 2 0 0 126

2006 Carrizal 06-mar 0 0 4 7 15 0 0 0 26 Carbonera 04-mar 0 0 1 10 4 0 0 0 15 Oreja de Ratón 06-mar 0 0 5 1 12 2 0 0 20 Total 88 / 11 meses 1 1 327 101 716 8 131 3 1288

A= Blattaria; B= Colembolla; C= Coleóptera; D=Díptera; E= Hemíptera; F= Neuróptera; G=Orthoptera; H=Psocóptera.

De Hemíptera se recolectaron 716 especímenes que representan el 55 % de lo colectado. Coleóptera 25 %, Orthoptera 10 %, Díptera 7 %, respectivamente; Neuróptera, Psocóptera, Collembola y Blattaria estuvieron pobremente representados. Al respecto, González (2003), reporta al Orden Coleóptera como el más representado con 43.7 %, Lepidóptera 24.5 %, Hemíptera 21.2 % y Díptera con el 2.6 % para las huertas de aguacate en Costa Rica.

Cuadro 3. Número de especímenes de insectos recolectados a nivel de Familia en tres huertas de aguacate Hass del Municipio de Xalisco, Nayarit, México.

Papel ecológico Orden Suborden Familia 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 2003 2004 2006 Total

Hemíptera Sternorrhyncha Acanalonidae * 1 0 0 1

Orthoptera Caelifera Acrididae * 1 3 0 4

Hemíptera Heteróptera Alydidae * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Anthicidae * 31 1 0 32

Hemíptera Heteróptera Anthocoridae * 0 1 0 1

Díptera Cyclorrhapha Anthomizidae * 0 13 13 26

Hemíptera Sternorrhyncha Aphilidae * 41 33 0 74

Díptera Nematócera Bibionidae * * 3 4 0 7

Hemíptera Heteróptera Berytidae * 21 16 1 38

Blattaria - Blattidae * * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Bupestridae * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Cantharidae * * 1 2 3 6

Coleóptera Adephaga Carabidae * 1 0 0 1

Coleoptera Polyphaga Cerambycidae * * 5 0 0 5

Hemíptera Auchenorrhyncha Cercopidae * 2 0 0 2

975

Continuación del Cuadro 3. Número de especímenes de insectos recolectados a nivel de Familia en tres huertas de aguacate Hass del Municipio de Xalisco, Nayarit, México.

Papel ecológico Orden Suborden Familia 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 2003 2004 2006 Total

Díptera Nematócera Ceratopogonidae * * 2 0 0 2

Díptera Cyclorrhapha Chloropidae * * 1 1 1 3

Coleóptera Polyphaga Chrysomelidae * 90 8 2 100

Neuróptera Planipenia Chrysopidae * 2 3 1 6

Hemíptera Auchenorrhyncha Cicadellidae * 187 108 23 318

Hemíptera Auchenorrhyncha Cicadidae * 10 2 1 13

Coleóptera Adephaga Cleridae * * 4 1 0 5

Coleóptera Polyphaga Coccinellidae * * 41 14 3 58

Hemíptera Heteróptera Coreidae * * 2 0 0 2

Coleóptera Polyphaga Cucujidae * 1 0 0 1

Díptera Nematócera Culicidae * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Curculionidae * 1 1 1 3

Hemíptera Heteróptera Cydnidae * * 1 0 0 1

Hemíptera Auchenorrhyncha Delphacidae * 79 10 0 89

Díptera Brachycera Dolichopodidae * 3 2 0 5

Díptera Cyclorrhapha Drosophilidae * 0 0 1 1

Coleóptera Polyphaga Elateridae * 2 0 0 2

Coleóptera Polyphaga Erotylidae * 2 1 0 3

Orthoptera Ensifera Gryllidae * * 42 3 0 45

Hemiptera Auchenorrhyncha Issidae * 0 0 1 1

Coleóptera Polyphaga Lampyridae * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Lathridiidae * 0 1 0 1

Hemíptera Heteróptera Lygaeidae * * 1 1 1 3

Hemíptera Auchenorrhyncha Membracidae * 18 9 0 27

Hemíptera Heteróptera Miridae * 73 25 1 99

Coleóptera Polyphaga Mordellidae * * 2 1 0 3

Díptera Cyclorrpha Muscidae * * 8 0 0 8

Hemíptera Heteroptera Nabidae * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Nitidulidae * * 6 0 0 6

Díptera Cyclorrhapha Ottitidae * * 0 1 0 1

Hemíptera Heteróptera Pentatomidae * * 21 3 0 24

Díptera Cyclorrhapha Pipunculidae * 2 0 1 3

Psocóptera Eupsocida Epipsocidae * 9 0 0 9

Hemíptera Heteróptera Pyrrhocoridae * 2 2 0 4

Hemíptera Heteróptera Reduviidae * 9 1 0 10

Coleóptera Polyphaga Scaphidiidae * 1 0 0 1

Coleóptera Polyphaga Scarabaeidae * * 1 0 0 1

976

Continuación del Cuadro 3. Número de especímenes de insectos recolectados a nivel de Familia en tres huertas de aguacate Hass del Municipio de Xalisco, Nayarit, México.

Papel ecológico Orden Suborden Familia 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 2003 2004 2006 Total

1Díptera Nematócera Mycetophilidae * 0 4 0 4

1Coleóptera Polyphaga Scolytidae * * 0 2 0 2

2Díptera Cyclorrhapha Syrphidae * * 0 2 0 2

3Collembola Symphypleona Sminthuridae * 2 0 0 2

4Coleóptera Polyphaga Sthaphylinidae * * * 27 52 0 79

5Díptera Brachycera Stratiomyiidae * 1 0 0 1

6Díptera Cyclorrhapha Tachinidae * 1 0 0 1

7Coleóptera Polyphaga Tenebrionidae * * 26 3 0 29

8Orthoptera Caelifera Tetrigidae * 3 0 0 3

9Orthoptera Ensifera Tettigoniidae * 26 4 0 30

10Díptera Cyclorrhapha Tephritidae * 4 3 0 7

11Coleóptera Polyphaga Throscidae * 2 0 0 2

12Hemíptera Heteróptera Tingidae * 15 3 15 33

13Psocóptera Eupsocidae Elipsocidae * 10 10 10 30

Total 853 354 79 1288 1.- Fitófago; 2.- Depredador; 3.- Desintegrador; 4.- Xilófago; 5.- Micófilo; 6.- Parasitoide; 7.- Ectoparásito; 8.- Hematófago; 9.- Saprófago; 10.- Omnívoro; 11.- Rizófago.

El cuadro 3 consigna que se colectaron 66 familias, que incluyen a 37 con especies que tienen hábitos fitófagos, 22 de depredadores, 13 de desintegradoras, tres xilófagas, tres micofilas, tres parasitoides, una ectoparásitica, una hematófaga, una saprófaga, una omnívora y una rizófaga, es decir, la fauna representada en estas familias están jugando múltiples papeles en el hábitat, sobresaliendo las fitófagas, depredadoras, y desintegradoras (Borror et al., 1989). Las Familias donde más se colectaron especímenes fueron Cicadellidae (318), Chrysomelidae (100), Miridae (99), Delphacidae (4) y Aphididae (74), todas de hábitos fitófagos, lo cual difiere con González (2003) quien reporta 116 especies en 37 familias, para el aguacate en Costa Rica. García et al. (1967) consideraron a 10 especies como de importancia económica y a otras cuatro como secundarias; Gallegos (1983), menciona a 46 especies, de las cuales 11 se encuentran en Michoacán; MacGregor y Gutiérrez (1983), incluyen a 30 especies y Coria (1993), listó para Michoacán a solo 11 especies.

Conclusiones

La fauna entomológica en huertas de aguacate Hass estuvo representada sin considerar a Himenóptera y Thysanoptera por ocho Órdenes, 17 subordenes y 62 familias, que incluyen 37 familias fitófagas, 22 depredadoras, 13 desintegradoras, tres parasitoides, tres xilófagas, tres micofilas, tres parasitoides, una ectoparásita, una hematófaga, una saprófaga, una omnívora y una rizófagas. Los métodos de colecta más eficientes fueron knockdown y redeo.

977

Agradecimientos

A Fundación produce por su participación en la realización del proyecto, a los trabajadores del CIEMIC de la Universidad Autónoma de Nayarit por su participación en las colectas. A los dueños de las huertas Sr. Eutimio Isiordia Mojica, Ing. Raúl Cristóbal Bustamante y Sr. José Luis Hernández de Dios. Literatura Citada

Acosta, D. C. M. 2005. El cultivo del Aguacate en el estado de Morelos. Fundación Produce Morelos – Universidad Autónoma de Morelos (Eds). México.36 pp.

Borror, D. J., C. A. Triplehorn and N. F. Johnson. 1989. An introduction to the study of insects. 6a Edition. Saunders College Publishing, Harcourt Brace Jovanovich College Publishers.

Gallegos. 1983. Algunos Aspectos del Aguacate y su Producción en Michoacán. Universidad Autónoma Chapingo, México.

García, A.M.M Méndez V. y A. Morales G. 1967. El Aguacatero: Plagas y Enfermedades. Fitofilo 56:5-30.

González, H.A. 2003. Artrópodos asociados al cultivo del aguacate (Persea americana Miller) En Costa Rica. [En línea] consultada 22 de diciembre. http://www.avocadosource.com/WAC5/Papers/WAC5_p449.pdf

Mac Gregor. R. y O. Gutiérrez. 1983. Guía de Insectos Nocivos para la Agricultura En México. Alambra Mexicana. 166p.

SAGARPA. 2005. [En línea]. Pagina consultada 22 de Diciembre. http://www.siea.sagarpa.gob.mx/intra.html:http:/www.siap.sagarpa.gob.mx/ar_comdeagr.html.

SIAP 2007. [En línea]. Pagina consultada 22 de Diciembre. http://www.siap.sagarpa.gob.mx/.

978

NUEVO REGISTRO DE Hesperolabops nigriceps Reuter (HEMIPTERA: MIRIDAE) EN LA ZONA ORIENTE DEL ESTADO DE MÉXICO.

New record of Hesperolabops nigriceps Reuter (Hemiptera: Miridae) in the east of Mexico state.

Marina Ruiz-Machuca1, Samuel Ramírez-Alarcón1, Martín Palomares-Pérez1, Esteban Rodríguez-Leyva2, y Harry Brailovsky3, 1UACh. Departamento de Parasitología Agrícola. Km 38.5 Carr. México-Texcoco, 56230 Chapingo, Edo. de México.2Colegio de Postgraduados, Programa de Entomología y Acarología, Km 36.5 Carretera México-Texcoco, Montecillo, 56230 Texcoco, Edo. de México. 3UNAM, Instituto de Biología, Departamento de Zoología, 04510 México D. F. samuelram@prodigy.net.mx

Palabras Clave: Nopal verdura, plagas, chinche roja

Introducción

El nopal, Opuntia ficus-indica L. (Miller), es una cactácea cuyo centro de domesticación más importante es el centro y sur de México; en nuestro país se consume el fruto (tunas) y/o los cladodios inmaduros (nopalitos) como verdura desde hace miles de años (Griffith 2004). Esta planta se cultiva en 53,835 ha en el Estado de México y se obtiene cerca del 35% de la producción nacional de tuna (SIAP 2007). O. ficus-indica es la especie predominante en la obtención de tunas en el Estado de México pero se carece de documentos que especifiquen las relaciones específicas de algunas plagas con este cultivo. Este es el caso del insecto conocido como chinche roja, Hesperolabops spp. Kirkaldy (Hemiptera: Miridae). Se conoce que las ninfas y adultos de la chinche roja se alimentan de la savia de los cladodios (Mann 1969, Badii y Flores 2001). Adicionalmente, según observaciones de campo, la alimentación de este insecto se asociada con pústulas cafés que interfiere con la fotosíntesis de la planta y que se conoce como “cacarizo del nopal” (Palomares-Pérez et al., Neotropical Entomology en prensa). Desafortunadamente, no se han desarrollado estudios que identifiquen a la especie de chinche roja en esas zonas de producción y con frecuencia se señala como H. gelastops Kirkaldy sin indicar como se identificó el material y donde se encuentran especímenes de referencia. Debido a que existen al menos nueve especies de este género reportadas para las cactáceas en México (Carvalho 1957, Froeschner 1967, Schaffner & Carvalho 1981, Schuh 1995), el objetivo de este trabajo fue identificar la especie de chinche roja presente en la zona oriente del estado de México. Así mismo, se realizan algunos comentarios de observaciones preliminares sobre la relación de este insecto con el daño conocido como cacarizo del nopal.

Materiales y Método

Área de estudio. Se tomaron muestras de cladodios en nopales cultivados, silvestres y ornamentales en diferentes municipios del Estado de México donde destacan San Martín de las Pirámides, Axapusco, Otumba, Nopaltepec, Temascalapa y Teotihuacán por ser la zona productora de tuna en la región. En total se tomaron 21 muestras (Fig. 1). Cada muestra se constituyó por 20 insectos. De cada sitio de muestreo se tomaron las coordenadas correspondientes.

979

Colecta de la Chinche roja. Debido a que la sintomatología denominada “Cacarizo del nopal” se relaciona con la presencia de estos insectos, se realizaron muestreos dirigidos en cladodios que presentaban dicha sintomatología. Los adultos se transportaron al Departamento de Parasitología Agrícola, Universidad Autónoma Chapingo, para ser montados en alfileres entomológicos, y al Instituto de Biología de la UNAM, para ser identificados y mantener ejemplares de referencia. Identificación. Con un microscopio de disección y con las claves para el género Hesperolabops publicadas en el trabajo de Froeschner (1967) se procedió a la identificación de los insectos.

1

2

3 45

67

89

1011

12

13

14

15

16171819

1 .- Zumpango

2.- Tecamac

3.- Temascalapa

4.- Nopaltepec

5.- Axapusco

6.- S. M. de las Pirámides

7.- Teotihuacán

8.- Acolman

9.- Otumba

10.- Tepetlaoxtoc

11.- Papalotla

12.- Texcoco

13.- Chicoloapan

14.- Ixtapaluca

15.- Chalco

16.- Tlalmanalco

17.- Tenengo del Aire

18.- Amecameca

19.- Ayapango

Fig. 1. Municipios donde se colectó para identificar la chinche roja en el Estado de México.

Relación chinche roja y cacarizo del nopal. Se colectaron ninfas y adultos de la chinche

roja en Chapingo, México y se colocaron 10 insectos en plantas de nopal sanas. Todas las plantas

con insectos se cubrieron con organdí para evitar la entrada de otros insectos. En esta prueba se

realizaron cuatro repeticiones.

Resultados

Identificación. Todos los insectos que se colectaron en el oriente del estado de México correspondieron a Hesperolabops nigriceps Reuter (Cuadro 1). Los adultos son de 6.5 a 7.0 mm de longitud, de color negro con excepción del pronoto, que es naranja, antenas delgadas y largas de cuatro segmentos, las patas son largas adaptadas para correr y ojos prominentes característicos del género. Se caracterizan por presentar el hemiélitro completamente oscuro, incluyendo el borde de las alas (vena costa) que lo distingue de H. gelastops. Los machos son reconocidos por las modificaciones morfológicas cercanas a los genitales, en donde se puede observar un adelgazamiento en la base de los ganchos posteroventrales (Froeschner, 1967) (Fig. 2).

980

Fig. 2: Adulto de la chinche roja Hesperolabops nigriceps Reuter, se muestran los hemielitros completamente

oscuros y el macho con los ganchos posteroventrales adelgazados en su base (b).

Cuadro 1. Distribución de la chinche roja H. nigriceps Reuter colectada en la zona oriente del Estado de México

Localidad Coordenadas

Especie identificada Latitud N Longitud W Altitud (msnm)

Montecillo 19o 29’ 36.3’’ 98o 53’ 03.8’’ 2265 H. nigriceps Reuter Acolman 19o 37’ 55.2’’ 98o 55’ 05.0’’ 2258 H. nigriceps Reuter

San Martín de las Pirámides 19o 40’ 44.7’’ 98o 50’ 01.9’’ 2258 H. nigriceps Reuter

Chapingo 19o 29’ 43.4’’ 98o 52’ 27.3’’ 2263 H. nigriceps Reuter San Juan Coxtocan 19o 08’ 30.9’’ 98o 50’ 46.3’’ 2402 H. nigriceps Reuter

Ayapango 19o 07’ 46.0’’ 98o 48’ 35.9’’ 2445 H. nigriceps Reuter Tenango del aire 19o 10’ 16.1’’ 98o 51’ 58.1’’ 2338 H. nigriceps Reuter

Coatepec 19o 23’ 17.9’’ 98o 51’ 39.0’’ 2356 H. nigriceps Reuter Ixtapaluca 19o 22’ 29.9’’ 98o 51’ 02.7’’ 2393 H. nigriceps Reuter

Teotihuacan 19o 40’ 35.3’’ 98o 49’ 21.0’’ 2318 H. nigriceps Reuter San Pablo

Ixquitlan Mpio. Otumba

19o 42’ 48.1’’ 98o 47’ 14.4’’ 2331 H. nigriceps Reuter

Otumba 19o 42’ 09.0’’ 98o 44’ 45.3’’ 2354 H. nigriceps Reuter Axapusco 19o 43’ 45.9’’ 98o 45’ 27.7’’ 2353 H. nigriceps Reuter

Nopaltepec 19o 45’ 44.9’’ 98o 45’ 11.9’’ 2930 H. nigriceps Reuter Tepetlaoxtoc 19o 33’ 49.0’’ 98o 49’ 10.9 2350 H. nigriceps Reuter

Papalotla 19o 33’ 59.8’’ 98o 51’ 21.8’’ 2279 H. nigriceps Reuter San Juan

Atzompa, Mpio. Chalco

19o 12’ 13.7’’

98o 56’ 48.6’’ 2287 H. nigriceps Reuter

Temamatla 19o 12’ 13.7’’ 98o 52’ 39.3’’ 2276 H. nigriceps Reuter Tecamac 19o 42’ 40.4’’ 98o 57’ 22.0’’ 2275 H. nigriceps Reuter

Zumpango 19o 47’ 15.3’’ 98o 03’ 03.3’’ 2256 H. nigriceps Reuter Temascalapa 19o 49’ 40.3’’ 98o 55’ 23.6’’ 2335 H. nigriceps Reuter

981

Relación chinche roja cacarizo del nopal. Adultos o ninfas de la chinche roja (H. nigriceps Reuter) son capaces de inducir un daño evidente en el tejido de nopal donde se alimentan (Mann 1969), al inicio se observan puntos circulares amarillos (Mann 1969, Palomares-Pérez et al. Op cit.). Las plantas de nopal sanas que tuvieron adultos o ninfas (o ambos) mostraron los primeros síntomas del daño por el insecto a los cinco días. A los treinta días sobre las mismas plantas se observaron pústulas cafés características del cacarizo por lo que se corrobora que la presencia de la chinche está asociada con la sintomatología característica conocida como cacarizo del nopal.

Conclusión

La Chinche roja presente en la Zona Oriente del Estado de México pertenece a la especie Hesperolabops nigriceps Reuter. Durante el periodo de muestreo no se colectó otra especie de chinche roja. Tanto ninfas como adultos de la chinche roja (H. nigriceps Reuter) se asocian con el cacarizo del nopal. Agradecimientos

Agradecemos a Jorge M. Valdez-Carrasco su tiempo y trabajo por sacar fotos del insecto.

Literatura Citada.

Anuario Estadístico del Distrito Federal, edición 2004. . [en línea] http://www.diputados.gob.mx/USIEG/anuarios/distrito_federal/Aspectos_Geograficos.xls

Badii H. M., Flores E. A. 2001. Prickly cacti pests and their control in Mexico. Autonomous University of Nuevo Leon, Ap. 391, San Nicolás, N. L., 66450, Mexico. Florida Entomologist 84(4) 504 p.

Carvalho, J. C. M., 1957. Catalogue of the Miridae of the World. PartI.. Arq. Mus. Nac. R. Jan. 44: 1-158.

Froeschner C. R. 1967. Revision of the Cactus Plant Bug Genus Hesperolabops Kirkaldy (Hemiptera: Miridae). Proceedings of the United States National Museum Smithsonian Institution Washington D.C. Volume 123 Number 3614. P. 1-11

Griffith, M. P. 2004. The origins of an important cactus crop, Opuntia ficus-indica (Cactaceae): New molecular evidence. Amer. J. Bot. 91: 1915-1921.

Mann, J. 1969. Cactus-feeding insects and mites. Bull. 256, Smithsonian Institution, U.S Nat. Mus. Washington, D.C. 158 pp.

Schaffner, J. C. & J. C. M. Carvalho. 1981. Additional cactus plant bugs of the genus Hesperolabops (Miridae, Hemiptera). Folia Entomológica Mexicana 47: 69-80.

Schuh, R. T. 1995. Plant bugs of the world (Insecta: Heteroptera: Miridae). Systematic catalog, distributions, host list, and bibliography. New York, The New York Entomological Society. 1329 p.

Servicio de Información Agroalimentaria y Pesca (SIAP). 2007. SAGARPA. http://www.siap.gob.mx/ventana.php?idLiga=1042&tipo=1

982

COMPARACIÓN MOLECULAR DE GÉNEROS Y ESPECIES DE TRICHOGRAMMATIDAE DE MÉXICO, BASADOS EN SUS ESPACIADORES

INTERGÉNICOS Y GENES RIBOSOMALES

Molecular comparison of genera and species of trichogrammatidae of mexico, based on their intergenic spacers and ribosomal genes

Verónica Ávila-Rodríguez1 y Omar G. Alvarado-Gómez2. 1Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Nuevo León, Av. Universidad y Pedro de Alba s/n Ciudad Universitaria. San Nicolás de los Garza, N. L. México. 2Facultad de Agronomía de la Universidad Autónoma de Nuevo León, Carr. Laredo Km. 3. General Escobedo, N. L. México. vavilar@gmail.com

Palabras Clave: Tricogramátidos, Géneros, Identificación Molecular.

Introducción

Las avispitas de esta familia son parasitoides de huevecillos de insectos (Pinto y Stouthamer 1994), los cuales son de un valor considerable en el combate biológico y tienen una amplia variación de huéspedes, ya que se les ha encontrado atacando a más de 150 especies de Lepidoptera, Coleoptera, Diptera, Homoptera, Hemiptera, Hymenoptera y Neuroptera. La familia Trichogrammatidae es la más pobremente conocida del orden Hymenoptera (Pinto 2006). La taxonomía de estos grupos es poco conocida debido principalmente a su tamaño diminuto, menos de 1 mm, que existe heterogeneidad morfológica en algunos géneros, que presentan alta plasticidad morfológica en algunas especies y a que la determinación morfológica requiere de preparación de laminillas para su identificación, lo cuál es difícil y consume tiempo.

La técnica molecular PCR (reacción en cadena de la polimerasa) es una herramienta con la cual podemos contribuir al conocimiento de estas avispitas mediante marcadores genéticos como RNAr 18S y los espaciadores intergénicos ITS. La molécula 18s en los insectos es altamente conservada (presenta tasa de cambio muy limitada), esta molécula es usada como reloj evolutivo. Gillespide et al. (2005) compilò una base de datos molecular para establecer la filogenia de la familia Trichogrammatidae basado en la amplificación de la región ARNr 18s, en la cuál incluye 54 géneros conocidos y dos géneros no descritos, usando como grupo externo al género Erectocerus Haldeman (Hymenoptera: Aphelinidae). El espaciador trascripto interno ITS del ADNr es una de las regiones hipervariables más frecuentemente utilizadas para análisis filogenéticos, reconstruye la relación filogenética entre especies y géneros utilizando las secuencias de nucleótidos. Evolutivamente la subporción ITS2, es necesaria para el procesamiento de la transcripción multimolecular del ARN transcripto. La región ITS2 conserva el material genético para distinguir eventos evolutivos raros, esta región es relativamente corta y fácil de secuenciar (Coleman 2003). Esta región ha sido ampliamente explorada para determinar especies de la familia Trichogrammatidae, en particular en la determinación de especies del género Trichogramma Westwood (Ciciola Jr. et al. 2001, Sappal et al. 1995, Stouthamer et al. 1999 y España et al. 2006). Los fragmentos de la región ITS2 han podido ser amplificados en la especie del género Uscana, S. semifumipennis Girault (Schilthuizen y Stouthamer 1997). Por lo anterior el objetivo del presente trabajo es comparar molecularmente los géneros y algunas

983

especies de tricogramátidos más comunes encontrados en México, basándose en sus espaciadores intergénicos y genes ribosomales.

Materiales y Método

Insectos utilizados. La colecta de especímenes se realizó en áreas cultivadas y naturales de diferentes estados del país. El análisis y proceso de muestras se realizó en el laboratorio de la Colección de Insectos Benéficos Entomófagos (CIBE) y en el laboratorio de Ecología Molecular, de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Autónoma de Nuevo León, México.

Las avispitas analizadas en el presente trabajo corresponden a los géneros y especies Oligosita Walker, Pseudoligosita marilandia (Girault), Tichogramma pretiosum, Paracentrobia Howard, Ittys Girault, Burksiella spirita (Girault), Ufens Girault y Zagella flavipes Girault, los cuales fueron colectados en diferentes regiones de México. La obtención de los insectos fue mediante red entomológica y los especímenes obtenidos fueron conservados en alcohol al 80%. Para la determinación morfológica se utilizaron las claves de Doutt y Viggiani (1968), Triapitsyn (2003) y Pinto (2006).

Amplificación por PCR de las regiones ITS2 y 18S, y secuenciación. Se seleccionaron tres especimenes de cada género y especie para su análisis molecular. El ADN fue extraído en forma individual a partir de una avispita, usando el Kit QIAamp® DNA MicroHandbook (Qiagen®), los productos de extracción fueron directamente utilizados para PCR. Los primers para las amplificaciones por PCR utilizados en este estudio coinciden con la región 18s del RNAr y fueron diseñados a partir de una secuencia consenso del género Ufens (sentido, 18s-for: 5´-TAACGATACGGGACTCATCC-3´, antisenido, 18S-rev: 5´-GTGTTGAGTCAAATTAAGCC-3´). También se amplificó la región intergénica ITS2 con los primers, ITS2F: sentido 5´-TGTGAACTGCAGGACACATG-3´ antisentido, ITS2R: 5´-GTCTTGCCTGCTCTGAG-3´. Tanto los primers como el programa térmico utilizados en la amplificación de ADN fueron los descritos por Almeida y Stouthamer (2003). Para amplificar la región l8S la temperatura de anillamiento fue modificada a 50ºC. Los productos amplificados de los genes ITS2 del ADNr y 18s del ARNr en los diferentes géneros fueron separados por electroforesis en geles de agarosa 1.5%. Los geles fueron visualizados y fotografiados en un fotodocumentador Ovitec®. Los productos fueron enviados a secuenciar a Macrogen Corp. (Maryland, U.S.A.). La secuenciación fue conducida en Big Dye TM terminator cycle sequencing kit (Applied Bio systems). Análisis. La alineación y análisis de relación filogenética de las secuencias se llevaron acabo usando el programa MEGA 4. (Tamura et al. 2007). Para el análisis de se utilizó el método de máxima parsimonia, para la construcción de la filogenia se selecciono el algoritmo parsimonioso branch-and-bound. Bootstrapping fue realizado con la búsqueda heurística de opción para 1000 replicas. Usando a Aphytis melinus DeBach (Hymenoptera: Aphelinidae) como grupo externo, basado sobre trabajos previos filogenéticos (Cheng Z. Y and F. Quetin en prensa).

Resultados y Discusión

Determinación molecular mediante PCR. El tamaño de los fragmentos amplificados por PCR de la región altamente conservada 18s del ARNr observados en geles de agarosa al 1.5% fue alrededor de 790pb nucleotídicas en los diferentes géneros de tricogrammátidos Oligosita, Pseudoligosita, Tichogramma, Paracentrobia, Ittys, Burksiella, Ufens y Zagella (Fig. 1).

Por el contrario, la región hipervariable intergénica ITS2 mostró diferencia en tamaño de los fragmentos amplificados en los diferentes géneros Oligosita (460pb), Pseudoligosita

984

marilandia (450pb), Paracentrobia (590pb), Ittys (680pb), Ufens (690pb), Burksiella spirita (550pb), Zagella flavipes (700pb) y Trichogramma pretiosum (520pb) (Fig. 2). Esta región fue de gran utilidad para determinar los principales géneros de Trichogrammatidae presentes en México, ya que la variación mostrada en el tamaño de los fragmentos amplificados entre los géneros es suficiente para ser distinguidos mediante la región ITS2.

Fig. 1. Productos obtenidos de la amplificación de la región altamente conservada del gen ribosomal 18s, de los géneros de familia Trichogrammatidae. 1) marcador de peso molecular, 2) Oligosita, 3) Paracentrobia, 4) Ufens, 5)

Trichogramma, 6) Pseudoligosita, 7) Burksiella, 8) Zagella y 9) Ittys.

Fig. 2. Productos obtenidos de la amplificación de la región hipervariable intergénica ITS2 del ADNr, 1) marcador de peso molecular, 2) Oligosita 3) P. marilandia 4), Paracentrobia, 5) Ittys, 6) Ufens, 7) B. spirita, 8) Z. flavipes y 9)

T. pretiosum.

500pb-

Fig. 2. Karnyothrips maurilia Detalle del Pronoto (en el holotipo)

7

5

b 4

Fig. 4. Karnyothrips maurilia Detalle de los

tergos IX-X del abdomen (en el holotipo)

UBICACIÓN GENERAL

bb a A A

Fig. 3. Karnyothrips maurilia Detalle de la parte ventral del prono

27

Fig. 1. Karnyothrips maurilia Detalle de la cabeza (en el holotipo)

B B A B

3 Fig.5.

Karnyothrips maurilia Detalle de las setas anales del segmento X (en el holotipo)

6

C

8 9

2 1

400pb-

600pb-

800pb-

100

900pb-

700pb-

500pb-

2000pb- 1500pb-

300

300

200pb-

100

100pb- 200pb-

400pb-

300

985

Análisis de secuencias. Las secuencias obtenidas de la región 18s fueron comparadas con las secuencias encontradas en el Gen bank para esta región. Las secuencias fueron similares en un 98 y 99% para Oligosita, P. marilandia, T. pretiosum, Paracentrobia, Ittys y Ufens. La especie B. spirita fue similar en 96% con la especie Zagella spirita, actualmente esta especie esta clasificada como Burksiella spirita; mientras que el género Zagella mostró un 98% con el género Zagella sp. La inferencia evolutiva fue con el método de máxima parsimonia, el cuál fue reconstruida para ocho taxas y con el grupo externo A. melinus. La búsqueda del árbol más parsimonioso fue realizada con el algoritmo de branch-and-bound. El árbol más parsimonioso mostró una longitud de 1111, el índice de consistencia (IC) fue de 0.641346, el índice de retención (IR) (estimación de niveles de homoplasia) fue de 0.464080 y el índice compuesto fue de 0.308273 para todos los sitios y el valor de los sitios informativos parsimoniosos fue de 0.297639. De un total de 353 caracteres, 289 mostraron información parsimoniosa. El porcentaje de replicas de árboles en el que los taxas asociados se unieron en la prueba de bootstrap fue de 1000 replicas.

La relación evolutiva de estos clados mostró que los géneros Oligosita y Pseudoligosita, Paracentrobia e Ittys, así como Zagella y Burksiella son taxas hermanas. Los clados formados por Oligosita, Pseudoligosita, Paracentrobia, Ittys, Burksiella, Trichogramma, Zagella y Ufens son estrechamente cercanos en relación con el clado de Aphelinoidea. El cladograma muestra que el género Aphelinoidea es evolutivamente más antiguo y que las ramas compuestas por Oligosita, Pseudoligosita, Paracentrobia, Ittys, Zagella y Ufens son clados más recientemente formados (Fig. 3).

El potencial de las secuencias de la región ITS2 para la determinación de géneros y especies de Trichogramátidos depende del conocimiento de estudios morfológicos, ya que las descripción de los géneros esta basada en su morfología, sin embargo se requieren más muestras para pruebas de consistencia, así como secuencias reportadas por otros autores, para ser utilizadas en análisis filogenéticos y poder soportar formalmente estos resultados encontrados. Los resultados del presente estudio muestran que la identificación molecular de géneros y especies de Trichogrammatidae optimiza y complementan los métodos actuales basados en características morfológicas.

Fig. 3. Árbol consenso Máxima Parsimonia para los géneros de Trichogrammatidae. Los valores bootstrap para 1000

replicas son mostrados en las ramas.

Oligosita1-ITS-2

Pseudoligosita1-ITS-2

Paracetrobia1-ITS-2

Ittys1-ITS-2

Trichogramma-4-ITS-2

Burksiella-s3-ITS-2

Zagella-f1-ITS-2

Ufens1-ITS-2

Aphelinoidea-ITS-2

Aphytis melinus

100

98

70

79

33

53

63

986

Agradecimientos

Al Programa de Apoyo a la Investigación Científica y Tecnológica (PAICYT) con clave CN359-06 de la Universidad Autónoma de Nuevo León.

Literatura Citada Almeida, R. P. and R. Stouthamer. 2003. Molecular identification of Cacoeciae Marchal

(Hymenoptera: Trichogrammatidae): A new record for Peru. Neotropic Entomology 32:269-272.

Cheng Z. Y. and F. Quetin Q. The phylogenetic relationships of introduced Aphelinus (Hymenoptera: Aphelinidae). Biological Control Agents of the Russian Wheat Aphid (Homoptera: Aphididae). (En prensa).

Coleman, A.W. 2003. ITS2 is a double-edged tool for eukaryote evolutionary comparisons. Trends in Genetics 19:370-375.

Doutt, R. L and G. Viggiani. 1968. The classification of the Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea). Proceedings of the California Academy of Sciences, Fourth series. 35: 447-586.

España-Luna M. P., O. G. Alvarado-Gómez, A. González-Hernández, S. Favela-Lara, J. Lozano-Gutiérrez y F. García- González. 2006. Diferenciación genética de especies crípticas de Trichogramma Westwood (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Folia Entomológica. Mexicana. 45: 283-290.

Gillespie, J. J., J. B. Munro, J. M. Heraty, M. J. Poder, A. K. Owen and A. E. Carmichael. 2005. A secondary structural model of the 28S rRNA expansion segments D2 and D3 for Chalcidoid wasps (Hymenoptera:Chalcidoidea). Mol. Biol. Evol. 22:1593-1608.

Pinto, J. D. and R. Stouthamer. 1994. Systematics of the Trichogrammatidae with emphasis on Trichogramma. Pp 1-36. In: Wajnberg, E. & S. A. Hassan (eds.). Biological control with egg parasitoids. CAB Internacional, Wallingford.

Pinto, J. D. 2006. A review of the new world genera of Trichogrammatidae (Hymenoptera). Journal of Hymenoptera Research 15: 01-04.

Sappal, N. P., R. S. Jeng, M. Hubbes, and F. Liu. 1995. Restriction fragment length polymorphisms in polymerase chain reaction amplified ribosomal DNAs of three Tricohogramma (Hymenoptera: Trichogrammatidae) species. Genome 38: 419-425.

Schilthuizen, M. and R. J. Stouthamer. 1997. Horizontal transmission of parthenogenesis- inducing microbes in Trichogramma wasps. J. Proc. R. Soc. Lond. (B) 264: 361–366.

Stouthamer, R. J. Hu, F. Van Kan, G. R. Platner and J. D. Pinto. 1999. The utility of internally transcriber spacer 2 DNA secuences of nuclear ribosomal gene for distinguishing sibling species of Trichogramma. BioControl 43:421-440.

Tamura, K, Dudley J, Nei M and S. Kumar. 2007. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0. Molecular Biology and Evolution 24:1596-1599.

Triapitsyn, S. V. 2003. Taxonomic notes on the genera and species of: (Trichogrammatidae: Hymenoptera)- egg Proconiine sharpshooters (Hemiptera: Clypeorrhyncha: Cicadellidae: Proconiini) in southeastern U.S.A. Transactions of the American Entomological Society 129:245-265

987

DETERMINACIÓN DE GÉNEROS DE TRICHOGRAMMATIDAE (HYMENOPTERA: CHALCIDOIDEA) CON ENFASIS EN CULTIVOS AGRÍCOLAS DE MÉXICO

Determination of genera of Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea) with emphasis in

agricultural crops of Mexico

Verónica Ávila-Rodríguez1, Omar G. Alvarado-Gómez2 y Urbano Nava-Camberos3. 1Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Nuevo León, Av. Universidad y Pedro de Albas/n Ciudad Universitaria. San Nicolás de los Garza, N. L. México. 2Facultad de Agronomía de la Universidad Autónoma de Nuevo León, Carr. Laredo Km. 3. General Escobedo, N. L. México. 3Facultad de Agronomía y Zootecnia, Universidad Juárez del Estado de Durango, Km. 35 Carretera Gómez Palacio-Venecia, Durango. vavilar@gmail.com Palabras Clave: Tricogramátidos, géneros, parasitoides, huéspedes, identificación.

Introducción

Los parasitoides de la familia Trichogrammatidae son microhimenópteros de < 1mm de longitud, promedio de 0.6 mm, los cuales se distinguen de otros grupos de la superfamilia Chalcidoidea por sus tres segmentos tarsales (Pinto 1997).

Los géneros de Trichogrammatidae son parasitoides de huevecillos de insectos. Un

número importante de estas avispitas tienen importancia en el control biológico de insectos plaga

(Pinto y Stouthammer 1994). Específicamente, el género Trichogramma Westwood ha recibido

mayor atención en estudios de entomología aplicada, debido a que parasitan numerosas plagas

del orden Lepidoptera. Sin embargo, otros géneros de Trichogrammatidae poseen especies de

parasitoides de huevecillos de insectos fitófagos.

En particular las especies del género Paracentrobia Howard, P. acuminata (Ashmead) y P.

americana (Girault), parasitan huevecillos de Homalodisca insolita (Walter) en Sorghum halepense

(Linneo) (Tipping et al. 2005). También se reporta que Zagella delicata De Santis parasita huevecillos

de Tapajosa rubromarginata (Signoret) (Hemiptera: Cicadellidae) en caña de azúcar, maíz, cítricos y

zacate Johnson (Logarzo et al. 2004). Por su parte, Albarracin et al. (2005), en un estudio realizado en

Argentina, determinaron a los géneros Zagella Girault y Oligosita Walter como parasitoides de

Dalbulus maidis (DeLong y Wolcott) (Hemiptera: Cicadellidae) en maíz. Además, se ha reportado que

las especies del género Ufens Girault, U. níger (Ashmead), U. ceratus Owen y U. principalis Owen,

parasitan huevecillos de Homalodisca liturata Ball y H. vitripennis (Germar) (Triapitsyn 2003, Al-

Wahaibi et al. 2005, Ávila-Rodríguez et al. 2007).

En México se han realizado diferentes estudios para conocer la diversidad de la fauna parasítica de la familia Trichogrammatidae (Zambrano 1986, Reyes 1989, Reyes y Flores 1991, Peña 1995, Pinto 1998 y 2006, González-Hernández y Ávila-Rodríguez 2006, Ávila-Rodríguez et al. 2007, Ávila-Rodríguez et al. 2008, Fu-Castillo et al. 2008).

Considerando la escasa información reportada y el potencial en el control biológico aplicado de insectos plaga, el presente estudio pretende contribuir al conocimiento de la familia Trichogrammatidae en cultivos de importancia agrícola en diferentes estados de México.

988

Materiales y Método

El material biológico de tricogramátidos fue obtenido en campo mediante colectas periódicas en áreas agrícolas principalmente y adicionalmente en áreas naturales de diez estados de México, durante el período de 2006 al 2008.

La obtención de avispitas se realizó con redes de golpeo y colecta directa de huevecillos de insectos huéspedes.

Las muestras de campo fueron procesadas en el Laboratorio de la Colección de Insectos Benéficos Entomófagos (CIBE) de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Autónoma de Nuevo León, México. Para la determinación taxonómica de los especímenes obtenidos se realizaron montajes en laminillas.

Estos se realizaron en el laboratorio CIBE y en el laboratorio de taxonomía de la Facultad de Agronomía de la Universidad Autónoma de Tamaulipas, Ciudad Victoria, Tamaulipas. Para esto se utilizó la técnica de montaje en laminilla con aceite de clavo y bálsamo de Canadá, siguiendo la metodología de la Dra. Svetlana Nikolaevna Myartseva (comunicación personal).

Para la identificación morfológica de los géneros de tricogramátidos se utilizaron las claves de Doutt y Viggiani (1968), Triapitsyn (2003) y Pinto (2006). Para su corroboración se contó con material tipo de la colección del museo de insectos de la Universidad de California Riverside, E. U.

Resultados y Discusión

Distribución y abundancia de géneros de tricogramátidos. Los géneros determinados en el presente trabajo fueron: Oligosita, Pseudoligosita Girault, Trichogramma, Paracentrobia, Zagella, Burksiella De Santis, Aphelinoidea Girault, Ittys Girault, Tumidiclava Girault, Ufens, Lathromeris Foerster, Zaga Girault, Trichogrammatella Girault Latromeroidea Girault, Brachygrammatella Girault, Chaetogramma Doutt, Bracista Walker Paratrichogramma Girault y Haeckeliana Girault.

Los géneros más abundantes basado en el número de avispitas colectadas fueron: Paracentrobia (24.0%), Trichogramma (22.4%), Oligosita (18.5%) y Ufens (12.7%). Los restantes 15 géneros comprendieron el 22.4% de todas los especimenes colectados (Cuadro 1).

A pesar del rango amplio de muestras de avispitas obtenidas (4 a 44 muestras), un número considerable de géneros (6 a 15 géneros) fueron determinados en la mayoría de los estados estudiados. De esta manera, 15 géneros fueron determinados para el estado de Jalisco, seguido por el estado de Guerrero con 11 géneros, nueve géneros para los estados de Coahuila, Chihuahua, Durango, Sonora y Nuevo León, ocho géneros para el estado de Sinaloa, siete géneros para el estado de Zacatecas y seis géneros para el estado de Hidalgo.

Sin embargo, en algunos estados se han recolectado hasta la fecha pocas muestras, lo que puede explicar el número reducido de géneros encontrados en ellos (Cuadro 1).

Debemos considerar que en el presente estudio solo se obtuvieron muestras de 10 estados, por lo que es factible esperar un mayor número de géneros de tricogramátidos en áreas tropicales, si se obtienen mayor número de muestras y recolectas de más localidades en el neotrópico mexicano.

989

Cuadro 1. Número de avispitas por género y estado obtenidas de las muestras colectadas mediante redeo en áreas agrícolas y naturales.

Estado No. de muestras

Género Par Tri Oli Ufe Pse Bur Itt Zge Aph Tum Zag Lat Trg Otros

Jalisco 7 34 56 20 11 4 19 16 9 8 0 0 0 0 7 Guerrero 20 130 18 78 6 48 11 4 4 8 0 2 2 0 0 Coahuila 32 19 12 37 12 3 25 3 6 5 0 0 0 0 0 Chihuahua 11 22 56 3 30 0 0 1 2 5 8 0 0 1 0 Durango 13 65 46 9 12 6 7 0 2 1 8 0 0 0 0 Sonora 5 94 35 58 123 23 3 4 3 6 0 0 0 0 0 N. León 8 26 23 55 22 10 17 41 16 0 0 4 0 0 0 Sinaloa 44 15 69 60 1 22 1 1 0 1 0 0 0 0 0 Zacatecas 10 8 63 0 6 1 7 2 0 2 0 0 0 0 0 Hidalgo 4 13 20 8 2 0 12 0 0 0 0 2 0 0 0 Total 154 426 398 328 225 117 102 72 42 36 16 8 2 1 7

Par= Paracentrobia, Tri= Trichogramma, Oli= Oligosita, Ufe= Ufens, Pse= Pseudoligosita, Bur= Burksiella, Itt= Ittys, Zge= Zagella, Aph= Aphelinoidea, Tum= Tumidiclava, Zag= Zaga, Lat= Lathromeris, Trg= Trichogrammatella, Otros: Latromeroidea, Brachygrammatella, Chaetogramma, Brachista, Paratrichogramma, Haeckeliana.

Géneros determinados en cultivos de importancia agrícola. Se determinaron 11 géneros de Trichogrammatidae de las muestras colectadas mediante redeo en 27 cultivos de importancia agrícola. Las avispitas más comúnmente encontradas en estos cultivos correspondieron a los géneros: Trichogramma (14 cultivos), Oligosita (14 cultivos), Ufens (11 cultivos), Psuedoligosita (nueve cultivos), Paracentrobia (ocho cultivos) y Aphelinoidea (ocho cultivos). Los géneros Trichogramma y Oligosita estuvieron presentes en un 56% de los cultivos muestreados (Cuadro 2).

Los cultivos de maíz, nogal, guayaba, sorgo, alfalfa y naranjo presentaron el mayor número de géneros de avispitas tricogramátidos (de 6 a 8 géneros). Por el contrario, no se encontraron avispitas de esta familia en berenjena, papa, manzano y melón, probablemente debido al uso elevado de insecticidas en estos cultivos. La mayoría de los géneros estuvieron presentes en diferentes tipos de cultivos (gramíneas, frutales, hortalizas, etc.), con excepción de Burksiella que solo se encontró en frutales (Cuadro 2).

Estos resultados muestran que existe un gran número de géneros de tricogramátidos en los agroecosistemas de México. Sin embargo, considerando que las muestras se obtuvieron mediante redeo, es necesario efectuar colectas directas de los huevecillos de los insectos plaga presentes en los diferentes cultivos con el propósito de corroborar el parasitismo por las especies de avispitas de dichos géneros.

Géneros determinados en huevecillos de insectos huéspedes. En cuanto a los parasitoides emergidos de huevecillos de insectos huéspedes, los géneros determinados fueron: Paracentrobia, Trichogramma, Ufens, Haeckeliana y Burksiella. El género Trichogramma fue el más frecuente en las muestras revisadas de huevecillos de insectos plaga, parasitando a Heliothis zea (Bloddie) en maíz, tomate y algodón, Spodoptera frugiperda (Smith) en maíz, Spodoptera exigua Hubner en tomate y Manduca sp. en tomate. Estos resultados indican que el género Trichogramma posee una mayor diversidad de huéspedes presentes en una gran variedad de plantas cultivadas y que el resto de los géneros poseen un rango más estrecho de huéspedes y cultivos.

990

Cuadro 2. Géneros de Trichogrammatidae determinados de muestras colectadas mediante redeo en cultivos de importancia agrícola en México.

Cultivos Géneros Tri Oli Ufe Pse Par Aph Itt Bur Tum Lat Trg

Maíz x x x x x x x x Nogal x x x x x x x Guayabo x x x x x x x Sorgo x x x x x x Alfalfa x x x x x x Naranjo x x x x x x Jojoba x x x x x Cacahuate x x x x Caña x x x x Durazno x x x x Vid. com. x x x x Pepino x x x Fríjol x x Tomate x x Mango x x Algodón x Chile x Garbanzo x Cilantro x Vid silv. x Soya x Plátano x Papayo x Berenjena Papa Manzano Melón

Tri= Trichogramma, Oli= Oligosita, Pse= Pseudoligosita, Par= Paracentrobia, Ufe= Ufens, Aph= Aphelinoidea, Itt= Ittys, Bur= Burksiella, Tum= Tumidiclava, Lat= Latromeris, Trg= Trichogrammatella.

En cuanto a las avispitas emergidas de huevecillos de Dalbulus maidis colectados en maíz, estas pertenecen a un solo género, Paracentrobia, el cuál puede ser considerado como un buen agente de control biológico de esta chicharrita, no sin antes realizar estudios previos sobre sus atributos biológicos como: capacidad de búsqueda, selección de huésped y que sea altamente reproducible. Así mismo, avispitas del género Ufens emergieron de huevecillos de Homalodisca liturata y H. vitripennis (= H. coagulata), especies que son consideradas plagas cuarentenarias para México, a pesar de estar presentes en los estados del norte de nuestro país. Considerando que las avispitas del género Ufens se obtuvieron de huevecillos de Homalodisca en tres estados distintos (Sonora, Coahuila y Nuevo León) esto nos indica que en México dicho género ejerce un control biológico de forma natural y que por lo tanto puede ser un buen candidato para el control biológico inducido de estas chicharritas. Además, se obtuvo un especimen del género Haeckeliana parasitando huevecillos de H. vitrippenis. También, se obtuvieron avispitas del género Burksiella de huevecillos de una especie no determinada de chapulín de la familia

991

Tettigonidae. En huevecillos de Erithroneura zic-zac Walsh y Harrisina brillians Barnes, no se obtuvieron avispitas de esta familia.

Aunque el número de muestras de huevecillos de insectos huéspedes fue reducido en el presente estudio, los resultados obtenidos muestran que géneros distintos a Trichogramma, tales como Ufens, pueden ser agentes con buen potencial de control biológico de plagas. Por lo anterior, es necesario un mayor esfuerzo en la determinación de géneros y especies de tricogramátidos que parasitan huevecillos de insectos de importancia económica en los diferentes agroecosistemas de México.

Nuevos reportes de géneros de Trichogrammatidae. El Cuadro 3 muestra los nuevos reportes de géneros de Trichogrammatidae, de acuerdo con la revisión de los trabajos sobre trichogramátidos realizados en México (Zambrano 1986, Reyes 1989, Reyes y Flores 1991, Peña 1995, Pinto 1998 y 2006, González-Hernández y Ávila-Rodríguez 2006, Ávila-Rodríguez et al. 2007, Ávila-Rodríguez et al. 2008, Fu-Castillo et al. 2008, Triapitsyn y Bernal 2009). Se puede observar que el género Zagella se reporta por primera vez para cinco estados de México, seguido de Burksiella y Pseudoligosita como nuevos reportes para cuatro y tres estados, respectivamente. El resto de géneros constituyeron nuevos reportes para uno o dos estados. El género Trichogrammatella es nuevo registro para México, el cual se obtuvo de muestras colectadas en los estados de Guerrero y Nuevo León.

Cuadro 3. Nuevos reportes de géneros de Trichogrammatidae en los estados de México muestreados.

Estados Géneros Zge Bur Pse Zag Ufe Tgm Par Oli Itt Lat Bra

Guerrero x x x x x x Hidalgo x x x x x x Coahuila x x x Chihuahua x x Durango x x Zacatecas x x Nuevo León x x Jalisco x Zge= Zagella, Bur= Burksiella, Pse= Pseudoligosita, Zag= Zaga, Ufe= Ufens, Tgm= Trichogrammatella, Par= Paracentrobia, Oli= Oligosita, Itt= Ittys, Lat= Lathromeris, Bra= Brachygrammatella.

Conclusiones

Con base en los resultados obtenidos en el presente estudio se puede concluir lo siguiente: Se determinaron 19 géneros de Trichogrammatidae en áreas agrícolas y naturales, de los

cuales, los más abundantes fueron: Paracentrobia, Trichogramma, Oligosita y Ufens. Se determinaron 11 géneros de Trichogrammatidae en 27 cultivos de importancia agrícola, siendo los más comunes Trichogramma, Oligosita, Ufens, Psuedoligosita, Paracentrobia y Aphelinoidea. El género Zagella se reporta por primera vez para cinco estados de México, seguido de Burksiella y Pseudoligosita como nuevos reportes para cuatro y tres estados, respectivamente. Los géneros Zaga, Ufens, Paracentrobia, Oligosita, Ittys, Lathromeris y Brachygrammatella constituyeron nuevos reportes para uno o dos estados. El género Trichogrammatella es nuevo registro para México.

Agradecimientos

Se agradece la colaboración de los siguientes investigadores y auxiliares de investigación de las instituciones que participaron en la investigación INIFAP, Agrícola San Lorenzo, Casa Madero, en Parras, Coah. UANL; UJED, UAT, Universidad de California, Riverside.El

992

presente estudio se realizó dentro del Programa de Apoyo a la Investigación Científica y Tecnológica (PAICYT) con clave CN359-06 de la Universidad Autónoma de Nuevo León.

Literatura Citada Albarracin, L. E., E. Virla, and S. V. Triapitsyn. 2005. Diversidad e incidencia de los parasitoides oofilos del vector del

Achaparramiento (CSS), Dalbulus maidis (Hemiptea-Cicadellidae), en Tucumán, Argentina. Memoria del VII Congreso Nacional de Maíz, Rosario, Argentina. Pp 257-261.

Al-Wahaibi, A. K., A. K. Owen and J. G. Morse. 2005. Description and behavioural biology of two Ufens species (Hymenoptera: Trichogrammatidae), egg parasitoids of Homalodisca species (Hemiptera: Cicadellidae) in southern California. Bulletin of Entomological Research 95: 275–288.

Ávila-Rodríguez, V., A. González-Hernández y O. G. Alvarado-Gómez. 2007. Parasitoides asociados a huevecillos de la chicharrita del las alas cristalinas, Homalodisca coagulata (Hemiptera: Cicadelidae) en Parras Coahuila México. Entomología Mexicana 6: 525-529.

Ávila-Rodríguez, V., E. Cortez-Mondaca, U. Nava-Camberos y A. González-Hernández. 2008. Determinación de los géneros de Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea asociados a cultivos de importancia agrícola en Sinaloa. Memorias del XXXI Congreso Nacional de Control Biológico. Zacatecas, Zac. Méx. Pp. 104-107.

Doutt, R. L and G. Viggiani. 1968. The classification of the Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea). Proceedings of the California Academy of Sciences, Fourth series. 35: 447-586.

Fu-Castillo, A., G. Moya-Raygoza, E. Cortez-Mondaca, R. Rakitov, S. V. Triapitsyn y J. Bernal. 2008. Parasitoides de huevos de Proconinni (Hemiptera: Cicadellidae) en el noreste de México. Memorias del XXXI Congreso Nacional de Control Biológico. Zacatecas, Zac. Méx. Pp. 108-111.

González-Hernández, A. y V. Ávila-Rodríguez. 2006. Determinación, abundancia y distribución de los géneros de Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea) en México. Entomología Mexicana. 5:447-451.

Logarzo, G. A., E. G. Virla, S. V. Triapitsyn, and W. A. Jones. 2004. Biology of Zagella delicata (Hymenoptera: Trichogrammatidae), an egg parasitoid of the sharpshooter Tapajosa rubromarginata (Hemiptera: Clypeorrhyncha: Cicadellidae) in Argentina. Florida Entomologist. 87: 511–516.

Peña, I. J. M. 1995. Géneros y especies de Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea) en el norte de Sinaloa. Tesis. Instituto Tecnológico de Los Mochis, Los Mochis Sinaloa, México. 98 p.

Pinto, J. D. and R. Stouthamer. 1994. Systematics of the Trichogrammatidae with emphasis on Trichogramma. Pp 1-36. In: Wajnberg, E. & S. A. Hassan (eds.). Biological control with egg parasitoids. CAB Internacional, Wallingford.

Pinto, J. D. 1997. Trichogrammatidae. Pp. 726-752 In: Gibson, G. P., J. T. Huber & J. B. Woolley (eds.). Annotated keys to the genera of Neárctic Chalcidoidea (Hymenoptera). NRC Research Press, Ottawa.

Pinto, J. D. 1998. Systematics of the North American species of Trichogramma Westwood (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Memoirs of the Entomological Society of Washington. Washington, D. C.

Pinto, J. D. 2006. A review of the new world genera of Trichogrammatidae (Hymenoptera). Journal of Hymenoptera Research. 15:38-163.

Reyes, H. J. 1989. Biosistemática de Trichogrammatidae (Hymenoptera: Chalcidoidea) con énfasis a Trichogramma, en algunas localidades de Tamaulipas, México. Tesis. Instituto Tecnológico de Ciudad de Victoria. Ciudad Victoria, Tamaulipas, Méx. 45 p.

Reyes, H. J. y M. Flores D. 1991. Estudio preliminar de géneros de Trichogrammatidae en el Noreste de México y Sur de San Luís Potosí. Memorias del XXVI Congreso Nacional de Entomología. Universidad Cristóbal Colon. Veracruz Ver; Méx. Pp. 389-390.

Tipping, C., S. V. Triapitsyn, and R. F. Mizell III. 2005. A new host record for the egg parasitoid Paracentrobia americana (Girault) (Hymenoptera: Trichogrammatidae) of the proconiine sharpshooter Homalodisca insolita (Walker) (Hemiptera: Clypeorryncha: Cicadellidae). Florida Entomologist 88: 217–218.

Triapitsyn, S. V. 2003. Taxonomic notes on the genera and species of: (Trichogrammatidae: Hymenoptera)- egg Proconiine sharpshooters (Hemiptera: Clypeorrhyncha: Cicadellidae: Proconiini) in southeastern U.S.A. Transactions of the American Entomological Society 129:245-265.

Triapitsyn, S. V. and J. Bernal. 2009. Egg parasitoids of Proconiini (Hemiptera: Cicadellidae) in northwestern Mexico, with description of a new species of Gonatocerus (Hymenoptera: Mymaridae). 9pp. Journal of Insect Science 9:05

993

GENERO Bemisia (HEMIPTERA: ALEYRODIDAE) Y CLAVE PARA ESPECIES DE MÉXICO

Genus Bemisia (Hemiptera: Aleyrodidae) and key to mexican species

Vicente E. Carapia-Ruiz¹, Antonio Castillo-Gutierrez¹, Maria E. Núñez-Valdéz², Guadalupe Peña-Chora², Victor M. Hernandez-Velazquez², Yamne Ortega-Saad¹. ¹Universidad Autonoma del Estado de Morelos, Campus Oriente, Av. Nicolas Bravo s/n Perque Industrial Cuautla, Xalostoc, Ayala, Morelos CP 62740 México. ²Universidad Autonoma del Estado de Morelos, Campus Norte, Av.Universidad, colonia Chamilpa, Cuernavaca, Morelos CP 62740 México. Correo Electronico: vcarapia@hotmail.com Palabras Clave: Bemisia, mosca blanca, Taxonomía. Introducción

Veintitrés géneros de moscas blancas de la subfamilia Aleyrodinae han sido reportados de México (Cuadro 1); Aleuroclava, Aleurolobus, Missialeurodes, y Orchamoplatus, fueron interseptados por el servicio de inspección de los Estados Unidos de México (Evans, 2007), pero no ha sido confirmada la presencia en el país.

El género Bemisia tiene 40 especies especies reportadas en el mundo (Martin y Mound, 2007; Mound y Halsey, 1978) mientras que Evans (2007) registra 42 especies de las cuales 35 se consideran originarias de regiones fuera de América. Para el continente americano como centro de origen corresponden las especies B. caudasculptura, B. centroamericana, B. poinsettia, B. tuberculata y B. berbericola Evans (2007), las especies B. afer y B. tabaci se han reportado para América, pero se infiere fueron introducidas del viejo continente.

Para México las especies reportadas son B. caudasculptura, B. afer, B. tabaci, B. berbericola (Evans, 2007), en la ultima no mencionar fuente ni algún dato adicional.

Por la importancia del género se realizó este estudio con el objetivo de conocer las especies del género Bemisia de México y de elaborar una clave para su identificación. Materiales y Método

A partir de los estudios de “moscas blancas de importancia económica de Morelos” (Sánchez, 1994) y el de “Trialeurodes de México” ( Carapia, 2006) se obtuvo especímenes de una considerable cantidad de especies de los diferentes géneros de moscas blancas de México que se han estado analizando, entre estos los pertenecientes al género Bemisia, las pupas que fueron colectadas en el envés de las hojas de diferentes hospederos arvenses, arbustos y árboles tanto silvestres como cultivados fueron procesadas por la metodología de Martin (2005) con algunas modificaciones. El procedimiento para la preparación de especímenes en portaobjetos se describe a continuación:

1. Maceración de pupas en hidróxido de potasio al 40 % durante un lapso de 20 a 60 minutos en un vidrio de reloj; para las cubiertas púpales, de las que han emergido los adultos, se seguirá directamente el paso tres.

994

Cuadro 1. Géneros de Aleyrodinae reportados para México. ESPECIE AUTOR

aleurocanthus Sampson & Drews (1941), Baker (1937) aleurocerus Russell (1986) aleurocybotus Ortega et al. (2008) aleuroglandulus Sampson & Drews (1941) aleuroparadoxus Russell (1947) aleuroplatus Sampson & Drews (1941), Baker (1937) aleuropleurocelus (tetralicia) Sampson & Drews (1941), Baker (1937) aleurothrixus Sampson & Drews (1941), Baker (1937) aleurotithius Russell (1947) aleurotrachelus Sampson & Drews (1941), Baker(1937) aleyrodes Sampson & Drews (1941), Baker (1937) bemisia Sampson & Drews (1941), Baker (1937) cresentaleyrodes Evans (2007) dialeurodes Sampson & Drews (1941), Baker (1937) hesperaleyrodes Sampson & Drews (1941) minutaleyrodes Evans (2007) parabemisia Carapia y Castillo (2007) paraleurolobus Sampson & Drews (1941) pealius Sampson & Drews (1941) siphoninus Carapia y Castillo (2007)

singhiella (Parte de Dialeurodes ) Sampson & Drews (1941), Baker (1937)

tetraleurodes Sampson & Drews (1941), Baker (1937) Trialeurodes Sampson & Drews (1941), Baker (1937)

2. Lavado de pupas en agua destilada durante 15 minutos. 3. Eliminación de cera de pupas en cloral-fenol (hidrato de cloral 1 parte: fenol 1 parte) por 60 minutos a 60 0C. 4. Deshidratado en Ácido acético glacial. 5. Tinción con fushina ácida. 6. Enjuague en ácido acético glacial. 5. Tratamiento en aceite de clavo por al menos dos hrs. 6. Montaje en bálsamo de Canadá, para preparaciones permanentes. 7. Secado en estufa a 45 0C por un mes.

Los especímenes fueron examinados con un microscopio compuesto motic equipado con micrometría y microfotografía digital. Resultados y Discusión

Cinco especies de moscas blancas del género Bemisia fueron encontradas B. tabaci, B. argentifolii (B. tabaci biotipo B), B. caudasculptura, B. afer, B. sp. nov.

El género Bemisia esta pobremente representado en México solo dos especies B. caudasculptura, B sp. nov. son originarias de América. El resto B. afer, B. tabaci, B. tabaci

995

Cuadro 1. Especies de Bemisia encontradas en México. ESPECIE HOSPEDERO LUGAR

B. tabaci B. agentifolii B. caudasculuptura B. afer B. sp. nov

Lycoprsicon, Physalis, Euphorbia, Capsicum Varios principalmente arvenses Euphorbia pulcherrima, Cucumis melo Cucurbita pepo, Brasica oleracea Fraxinus udehi Spondias, Hibiscus Rosa -sinensis, Lonicera, Rosa sp. Larrea tridentata

Varios Estados Principalmente calidos Nuevo León, Tamaulipas Morelos Querétaro, Morelos, D. F. Puebla Edo. De Méx. Morelos San Luis Potosí

Clave para especies de Bemisia de México.

1. Puparios de tamaño considerablemente grande, mayores de 1.7 mm de largo por de 1.1 mm de ancho parasitando únicamente a Fraxinus udhei ……………………………. B. caudasculptura 1'. Puparios de tamaño menores de 1.4 mm de largo por 0.7 mm de ancho parasitando a diferentes plantas……………………………………….…………………….……………………2 2. Dorso de la cubierta pupal con numerosos poros y poretes, Setas del octavo segmento abdominal muy pequeñas y al nivel del margen anterior de orificio vasiforme, pupas asociadas a Larrea tridentata ………………………………………………………………………. B. sp. nov. 2'. Dorso de la cubierta pupal sin numerosos poros y poretes, Setas del octavo segmento abdominal variables en tamaño y en diferente ubicación, pupas asociadas a diversos hospederos………………………………………….……………….……………………………..3 3. Setas caudales robustas, usualmente más de la mitad de la longitud del orificio vasiforme; lados del orificio vasiforme rectos; distancia del orificio vasiforme al margen del cuerpo menor de la longitud del orificio vasiforme. Polífaga normalmente de arvenses.…………………………. ……………………………………………………………………….B. argentifolii,…… B. tabaci 3'. Setas caudales no robustas, usualmente menos de la mitad de la longitud del orificio basiforme; lados del orificio vasiforme curvos; distancia del orificio vasiforme al margen del cuerpo mayor de la longitud del orificio vasiforme. En arbustos y árboles………………....B. afer

Biotipo B, o B. argentifolii. se considera originarias de otros continentes. B. afer está presente en arbustos y árboles donde B. tabaci está muy pobremente representada, con probabilidad de que algunos reportes sean erróneos debido a la similitud de especies. B. caudasculptura es la especie de mayor tamaño en México, la cual se encuentra en Fraxinus udhei, el único hospedero de esta especies y es posible que su distribución sea amplia en la república mexicana. Se encontraron especímenes en la frontera de Quintana roo con Belice, considerados de la especie B. tabaci pero las setas se insertan en tubérculos como los de la especie B. centroamericana, misma que ha sido descrita de especímenes con restringida, variación geográfica y morfológica (Martin, 2005a). Una especie nueva con características correspondientes al género Bemisia fue encontrada en Tula, San Luis Potosí sobre hojas de Larrea tridentata la cual tiene aspectos similares a B. tabaci, y a B. afer, pero difiere de estas y otras especies del género por tener una gran cantidad de poros y poretes en el dorso del cuerpo, las setas del octavo segmento abdominal están ubicadas en el margen anterior del orificio vasiforme como en B. caudasculptura pero en esta ultima son de mayor tamaño, mientras que en

996

B. sp. nov., son muy pequeñas, casi imperceptibles la distribución y variación morfológica está en estudio.

B. argentifolii y B. tabaco. están consideradas por algunos autores (Martin y Mound, 2006; Evans, 2007) como sinónimos, sin embargo De Barro quien colaboró con la determinación por medios moleculares (Frohlich et al. 2005) sugiere la posibilidad de un complejo de especies dentro del grupo de B. tabaci (De Barro, 2006). B. argentifolii (B. tabaci) biotipo B, raza poinsetia ó mosca blanca de la hoja plateada) en México se ha encontrado en cucurbitáceas (melón y calabaza) causando los síntomas caracteristicos de la hoja plateada, de donde proviene el nombre argentifolii, también se ha colectado en col, donde comúnmente no se encuentra el biotipo a de B. tabaci , otra planta muy preferida por esta mosca blanca es la nochebuena (en ingles poinsetia) de donde es dado su otro nombre común. Diferencias morfológicas entre B. argentifolii y B. tabaci principalmente el ancho de los pliegues traqueales torácicos, microsetas en el dorso de la pupa, no son apreciables en algunos especímenes al menos en microscopio compuesto. Agradecimientos

Al Programa del Mejoramiento de Profesorado (PROMEP) por el financiamiento del proyecto, “Taxonomía y Manejo de Moscas Blancas”, con el cual se tuvo un apoyo sustancial para el presente estudio. Literatura Citada.

Baker, J. M. 1937. Notes on some Mexican Aleyrodidae. Ann. Inst. Biol. Univ. Nac. Aut. Mex., 8: 599-629.

Carapia, R. V. E. 2006. Taxonomía del género Trialeurodes Cock. (Homoptera: Aleyrodidae) y clave para México. Entomologia Mexicana. 6:1032-1037.

Carapia R. V. E. y A. Castillo G. 2007. Conocimiento actual de las moscas blancas (Homoptera: Aleyrodidae) de México. Pg. 1423-1426. En E. Estrada V.; A. Equihua M.; C.Luna L.; y J. L. Rosas A. edit. Entomología Mexicana vol. 6 tomo 2. Sociedad Mexicana de Entomologia ISBN 96883918-8.

De Barro, P. J. 2006. Bemisia tabaci- from molecular to landscape. Commonwealth Scientific and Industial Organisation (CSIRO) pg 1-9.

De Barro, P. J. ; J. W. H. Trueman; D.R. Frohlich. Bemisia argentifilii is a population of B. tabaci, the molecular genetic deferentiation of B. tabaci populations around the world. Bulletin Entomological Research. 95:193-2003

Evans, G. A. 2007. The whiteflies (Insecta: Hemiptera: Aleyrodidae) of the world. USDA. APHIS. USA. (http:/www.sel.barc.usda.gov.) Martin, J. H. 2005. Whiteflies of Belize (Homoptera: Aleyrodidae) Part 1- introduction and

account of the subfamily aleurodicinae. Quaintance & Baker. Zootaxa. 681:1-119. Martin, J. H. 2005a. Whiteflies of Belize (Hemiptera: Aleyrodidae), Part 2 - a review of the

subfamily Aleyrodinae Westwood. Zootaxa. 1098: 1-116. Martin, J. H. 1987. An identification guide to common whiteflies pest species of the World

(Homoptera:Aleyrodidae). Trop. Pest Man., 33:298-322. Mound, L. A. & S.H. Halsey. 1978. Whiteflies of the world. A systematic catalogue of

Aleyrodidae (Homoptera) with host plant and natural enemy data. John Wiley & Sons. Chichester, England.

997

Ortega A.L.D., G. Vejer C., V. E. Carapia R. 2008. Primer registro de la mosca blanca de impacto potencial como plaga de gramineas en el norte de Sinaloa. Acta Zool. Mex (n.s). 25(1): 33-48.

Martin, J. H. y L. Mound. 2007. An annotated check list of the world s whiteflies (Insecta: Hemiptera: Aleyrodidae). Zootaxa, 1492: 1-84.

Russell, L. M. 1947. A classification of the whiteflies of the new tribe Trialeurodini (Homoptera: Aleyrodidae). Rev de Ent. 18: 1-44.

Sánchez, S. E. N. 1994. Mosquitas blancas (Homoptera: Aleyrodidae) de importancia económica de Morelos. tesis profesional. IPRO- UAEM. Xalostoc, Morelos, México. 1994.

Sampson, W. W. & E. A. Drews. 1941. Fauna Mexicana IV. A review of the Aleyrodidae of Mexico. An. Esc. Nac. Cienc. Biol. México, 2: 143-189.

998

LOS TISANÓPTEROS (INSECTA) DEL VALLE DE MÉXICO, UNA INTRODUCCIÓN

The Thysanoptera (Insecta) of the Valle de Mexico

Roberto M. Johansen-Naime, Áurea Mojica-Guzmán y Elizabeth Mejorada-Gómez. Instituto de Biología, UNAM. Departamento de Zoología, Laboratorio de Tisanopterología, Colección Nacional de Insectos. Ap. Postal 70-153. México 04510 D. F. E-mail: naime@ibiologia.unam.mx, aurea@ibiologia.unam.mx, mejorada@ibiologia.unam.mx Palabras clave: Thysanoptera, Valle de México, México Introducción

Los antecedentes del conocimiento de los trips o tisanópteros de la llamada Cuenca del Valle de México, son en primer lugar, los numerosos trabajos de Priesner (1924,1925a, 1925b, 1932, 1933a, 1933b y 1960). Posteriormente, se agregaron los trabajos específicos acerca de los trips del Pedregal de San Ángel (hoy reserva de la Biósfera) como son: Johansen (1974a, 1974b, 1976, 1977, 1978a, 1978b, 1980, 1983, 1987 y 2000), así como el de Johansen y Mojica (2003). Otro trabajo muy importante es la tesis de licenciatura de Mendieta-Sevilla (1981), el cual ha servido de base importante de la información entomológica y de plantas hospederas para este trabajo Materiales y Método

Todos los ejemplares de tisanópteros utilizados en el presente estudio, proceden de la Colección de Thysanoptera de la Colección Nacional de Insectos, del Departamento de Zoología, Instituto de Biología de la Universidad Nacional Autónoma de México (IBUNBAM). Las microfotografías fueron hechas con un equipo especial de microscopía digitalizada.

Resultados y Discusión

Lista taxonómica de los tisanópteros estudiados Suborden Terebrantia Haliday

Familia Aeolothripidae Haliday Género Aeolothrips Haliday

A. major Bailey, A. mexicanus Priesner Género Erythrothrips Moulton

E. diabolus (Priesner) Familia Heterothripidae Hood

Género Scutothrips Stannard Scutothrips sp.

Familia Thripidae Stephens Subfamilia Thripinae (Stephen) Karny Tribu Chirothripini (Karny) Priesner

Género Arorathrips Bhatti A. mexicanus (Priesner)

Género Chirothrips Haliday Ch. falsus Priesner, Ch. orizaba Hood

Tribu Sericothripini Priesner Género Neohydatothrips John

N. opuntiae (Hood), N. pseudoannulipes Johansen, N. rapoporti Johansen, N. signifer (Priesner), N. tibialis (Priesner), N. variabilis (Beach)

Tribu Dendrothripini Priesner Género Leucothrips Reuter

L. furcatus Hood Tribu Thripini Priesner

999

Género Anaphothrips A. mexicanus Nakahara, A. nanus Hood, A. obscurus (Müller), A. sudanensis

Género Aptinothrips Haliday A. rufus Haliday, A. stylifer (Trybom)

Género Bolbothrips J. C. Crawford B. aztecus J. C. Crawford

Género Bravothrips Johansen B. kraussi (J. C. Crawford), B. mexicanus (Priesner)

Género Bregmatothrips Hood B. difficilis Johansen

Género Chaetisothrips Priesner Ch. mecocephalus Sakimura

Género Exophthalmothrips Moulton E. chiapensis Johansen, E. fulvipennis Moulton

Género Frankliniella Karny F. anitahoffmannae Johansen y Mojica, F. aurea Moulton, F. axochcoensis Johansen, F. axochcoglabra Johansen y Mojica, F. bisaetaeaurea Johansen y Mojica, F. borinquen Hood, F. brunnea Priesner, F. brunnescens Priesner, F. bruneri Watson, F. carmenmendietae Johansen, F. chamulae Johansen, F. copilcoensis Johansen, F. curiosa Priesner, F. curticornis Priesner, F. desertileonidum Watson, F. dubia Priesner, F. fallaciosa Priesner, F. fallacidesertileonidum Johansen y Mojica, F. falsadesertileonidum Johansen y Mojica, F. fortissima Priesner, F. gossypiana Hood, F. ipomoeae Moulton, 23. F. insularis (Franklin), F. jaroslavpelikani Johansen, F. minuta (Moulton), F. molesta Priesner, F. nauhcampatepetlensis Johansen, F. occidentalis (Pergande), F. paricutinensis Johansen F. prothoraciglabra Johansen y Mojica, F. rostrata Priesner, F. simplex Priesner, F. spinosa Moulton, F. symphoricarpae Johansen y Mojica, F. syringae Moulton, F. vulcanorizabensis Johansen, F. vulcanotolucensis Johansen, F. williamsi Hood

Género Kurtomathrips Moulton K. anahuacensis Johansen

Género Microcephalothrips Bagnall M. abdominalis (D. L. Crawford)

Género Plesiothrips Hood P. ayarsi Stannard, P. tricolor Johansen

Género Thrips Linnaeus T. australis (Bagnall), T. simplex (Morison), T. tabaci Lindeman

Subfamilia Panchaetothripinae Bagnall Género Hercinothrips Bagnall H. femoralis (Reuter) Suborden Tubulifera Haliday

Familia Phlaeothripidae Uzel Subfamilia Phlaeothripinae Karny Tribu Phlaeothripini Priesner

Género Hoplandrothrips Hood H. armiger Jones

Tribu Haplothripini Priesner Género Adraneothrips Hood

A. desocellatus (Priesner), A. fuscicollis Hood Género Apterygothrips Priesner

A. nakaharai Johansen y Montes de Oca, A. okahimai Johansen y Montes de Oca, A. pitkini Johansen

Género Karnyothrips Watson K. minimus Johansen

Género Leptothrips Hood L. costalimai (Johansen), L. mcconnelli (D. L. Crawford), L. papago Hood, L. primigenus Johansen

Tribu Glyptothripini Priesner Género Eurythrips Hinds

E. ampliventralis Hinds Género Tylothrips Hood

T. osborni Hinds Tribu Docessissophothripini Karny

Género Holothrips Karny

1000

H. anahuacensis Johansen y Mojica, H. grandis (Stannard) Tribu Hoplothripini Priesner

Género Gynaikothrips Zimmermann G. ficorum (Marchal)

Género Liothrips Uzel L. querci Moulton

Género Torvothrips Johansen T. tremendus (Johansen)

Género Williamsiella Hood W. johanseni Mound

Subfamilia Idolothripinae Bagnall Tribu Compsothripini Hood Subtribu Compsothripina Karny

Género Compsothrips Reuter C. dampfi (Priesner)

Tribu Cryptothripini Priesner Subtribu Allothripina Priesner

Género Allothrips Hood A. megacephalus mexicanus Stannard

Subtribu Gastrothripina Género Gastrothrips Hood

G. anahuacensis Johansen, G. fulviceps Hood, G. terrestris (Priesner)

Cuadro 1 Distribución de los géneros y sus especies en las regiones del Valle de México ESPECIES REGIONES

I II III IV V VI 1. Aeolothrips major Bailey X 2. Aeolothrips mexicanus Priesner X 3. Erythrothrips diabolus (Priesner) X 4. Scutothrips sp. X 5. Arorathrips mexicanus (Priesner) X 6. Chirothrips falsus Priesner X X X 7. Chirothrips orizaba Hood X 8. Neohydatothrips opuntiae (Hood) X 9. Neohydatothrips pseudoannulipes Johansen X 10. Neohydatothrips rapoporti Johansen X 11. Neohydatothrips signifer (Priesner) X X X 12. Neohydatothrips tibialis (Priesner) X X 13. Neohydatothrips variabilis (Beach) X 14. Leucothrips furcatus Hood X X 15. Anaphothrips mexicanus Nakahara X 16. Anaphothrips nanus Hood X 17. Anaphothrips obscurus (Müller) X 18. Anaphothrips sudanensis Trybom X 19. Aptinothrips rufus Haliday X X X 20. Aptinothrips stylifer (Trybom) X 21. Bolbothrips aztecus J.C. Crawford X 22. Bravothrips kraussi (J.C. Crawford) X 23. Bravothrips mexicanus (Priesner) X X 24. Bregmatothrips difficilis Johansen X 25. Chaetisothrips mecocephalus Sakimura X 26. Exophthalmothrips chiapensis Johansen X X 27. Exophthalmothrips fulvipennis Moulton X X X 28. Frankliniella anitahoffmannae Johansen y Mojica X 29. Frankliniella aurea Moulton X X 30. Frankliniella axochcoensis Johansen X 31. Frankliniella axochcoglabra Johansen y Mojica X X 32. Frankliniella bisaetaeaurea Johansen y Mojica X X 33. Frankliniella borinquen Hood X

1001

34. Frankliniella brunnea Priesner X X X 35. Frankliniella brunnescens Priesner X X X X 36. Frankliniella bruneri Watson X 37. Frankliniella carmenmendietae Johansen X 38. Frankliniella chamulae Johansen X X 39. Frankliniella copilcoensis Johansen X X 40. Frankliniella curiosa Priesner X X 41. Frankliniella curticornis Priesner X X 42. Frankliniella desertileonidum Watson X 43. Frankliniella dubia Priesner X X X X 44. Frankliniella fallaciosa Priesner X X X 45. Frankliniella fallacidesertileonidum Johansen y Mojica X 46. Frankliniella falsadesertileonidum Johansen y Mojica X 47. Frankliniella fortissima Priesner X X X X 48. Frankliniella gossypiana Hood X 49. Frankliniella ipomoeae Moulton X 50. Frankliniella insularis (Franklin) X X X 51. Frankliniella jaroslavpelikani Johansen X 52. Frankliniella minuta Moulton X X X X X 53. Frankliniella molesta Priesner X 54. Frankliniella nauhcampatepetlensis Johansen X 55. Frankliniella occidentalis (Pergande) X X X X 56. Frankliniella paricutinensis Johansen X 57. Frankliniella prothoraciglabra Johansen y Mojica X 58. Frankliniella rostrata Priesner X X 59. Frankliniella simplex Priesner X X X 60. Frankliniella spinosa Moulton X X X 61. Frankliniella symphoricarpae Johansen y Mojica X X 62. Frankliniella syringae Moulton X 63. Frankliniella vulcanorizabensis Johansen X 64. Frankliniella vulcanotolucensis Johansen X 65. Frankliniella williamsi Hood X 66. Kurtomathrips anahuacensis Johansen X 67. Microcephalothrips abdominalis (D.L. Crawford) X 68. Plesiothrips ayarsi Stannard X 69. Plesiothrips tricolor Johansen X 70. Thrips australis (Bagnall) X X 71. Thrips simplex (Morison) X X 72. Thrips tabaci Lindeman X X 73. Hercinothrips femoralis (Reuter) X 74. Hoplandrothrips armiger Jones X 75. Adraneothrips desocellatus (Priesner) X 76. Adraneothrips fuscicollis Hood X 77. Apterygothrips nakaharai Johansen y Montes de Oca X X 78. Apterygothrips okahimai Johansen y Montes de Oca X 79. Apterygothrips pitkini Johansen X 80. Karnyothrips minimus Johansen X 81. Leptothrips costalimai (Johansen) X 82. Leptothrips mcconnelli (D.L. Crawford) X 83. Leptothrips papago Hood X X 84. Leptothrips primigenus Johansen X 85. Eurythrips ampliventralis Hinds X 86. Tylothrips osborni Hinds X 87. Holothrips anahuacensis Johansen y Mojica X 88. Holothrips grandis (Stannard) X 89. Gynaikothrips ficorum (Marchal) X X 90. Liothrips querci Moulton X 91. Torvothrips tremendus Johansen X X 92. Williamsiella johanseni (Mound) X 93. Compsothrips dampfi (Priesner) X

1002

94. Allothrips megacephalus mexicanus Stannard X 95. Gastrothrips anahuacensis Johansen X 96. Gastrothrips fulviceps Hood X 97. Gastrothrips terrestris (Priesner) X X REGIÓN I Reserva de la Biósfera del Pedregal de San Angel, México, D. F.; REGION II Sierra de Ajusco y Xochimilco; REGION III Sierra de las Cruces; REGION IV Ciudad de México, D. F.; REGION V Oriente del Estado de México (Otumba, Texcoco, Cerro Tláloc, Chapingo, Rancho Montecillo); REGION VI Sierra de Pachuca. Conclusiones

Se hizo el estudio de actualización taxonómica de 97 especies pertenecientes a 35 géneros de tisanópteros (20 del Suborden Terebrantia y 15 del Suborden Tubulifera), habitantes de la Cuenca del Valle de México y serranías adyacentes.

Las Regiones de la Reserva de la Biósfera del Pedregal de San Ángel y de Sierra de Ajusco y Xochimilco, son las que presentan la mayor diversidad tisanopterológica, con 44 y 45 especies respectivamente, aunque en el caso del Pedregal de San Ángel hay un mayor conocimiento de plantas hospederas.

En la región Oriente del Estado de México (Chapingo, Cerro Tláloc, Rancho Montecillo y Texcoco) hay 29 especies registradas; en la región Ciudad de México, hay 14 especies, mientras que en la región de la Sierra de Pachuca hay 12 especies. La región con menor número de especies (3) es la de Sierra de las Cruces.

Hay 12 especies de interés agrícola y forestal. Hay una especie de trips parasitoide y seis especies depredadoras, de interés en control biológico

natural.

Agradecimientos Nuestro reconocimiento y agradecimiento, por sus aportaciones en trabajo de campo y ejemplares de

tisanópteros donados, a los siguientes colegas: María del Carmen Mendieta Sevilla (†1986), William López-Forment Conrad, Alfonso Delgado Salinas, Rodrigo Medellín, Alfonso N. García y Héctor Rivera. A Carmen Loyola Blanco, por su ayuda en la elaboración de las fotomicrografias Literatura citada

Johansen, R. M. 1974a. Nuevos tisanópteros mexicanos del género Haplothrips (Thysanoptera: Phlaeothripidae). Anais da Sociedade Entomológica do Brasil, 3 (1): 54-68.

Johansen, R. M. 1974b. Siete nuevos tisanópteros de Tabasco, Veracruz, y el Pedregal de San Angel, México, D. F. (Thysanoptera: Terebrantia; Tubulifera). Revista Soc. Mex. Hist. Nat., 35: 249-276

Johansen, R. M. 1976. Dos nuevas especies de trips (Thysanoptera: Thripidae) del Pedregal de San Ángel, México, D. F. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool. 45 (1): 75-82. (para 1974 !)

Johansen, R. M. 1977. Una nueva especie de Bregmatothrips Hood (Thysanoptera: Thripidae) del Pedregal de San Angel, México, D. F. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool., 46 (1): 45-52 (para 1975 !).

Johansen, R.M. 1978 a. Nuevos thrips tubulíferos (Insecta: Thysanoptera), de México, I. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool., 47 (2): 57-68.

Johansen, R. M. 1978. Notas sinonímicas acerca de tisanópteros de México I. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool., 49 (1) 277-280 (para 1976 !).

Johansen, R. M., 1978 b. Nuevos thrips tubulíferos (Insecta: Thysanoptera), de México, II. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool., 47 (2): 69-82. ( para 1976 !).

Johansen, R. M., 1980. A revision of the North-American Thysanoptera genus Torvothrips inhabiting Olliffiella galls in Quercus. Folia Entomol. Mex., 44: 19-38.

Johansen, R. M., 1983. Nuevos thrips (Insecta: Thysanoptera; Terebrantia, Thripidae: Thripinae), de la Sierra Madre Oriental y el Eje Volcánico Transversal, de México. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool., 53 (1): 159-178.

Johansen, R. M., 1987. El género Leptothrips Hood, 1909 (Thysanoptera: Phlaeothripidae) en el Continente Americano su Sistemática, Evolución, Biogeografía, Ecología y Biología. Monografías Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, N° 3: 1-246.

1003

Johansen, R. M., 2000. The Mexican Frankliniella paricutinensis sp. nov. Species assemblage, in the “Intonsa Group” (Insecta, Thysanoptera: Thripidae). Acta Zool. Mex. (n. s.) 80: 1-49.

Johansen, R. M. y A. Mojica-Guzmán, 1993a. Nuevos thrips tubulíferos (Insecta: Thysanoptera) de México. XV. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool. Mex. (n. s.), 64 (1): 17-37.

Johansen, R. M. y A. Mojica-Guzmán, 1993b. The New World species of Apterygothrips Priesner (Insecta, Thysanoptera: Phlaeothripidae, Haplothripini). Redia, 76 (2): 241-261.

Johansen, R. M. y A. Mojica-Guzmán, 1997. Reconsideración del concepto de depredador y parasitoide en tisanópteros mexicanos (Insecta) de interés en control biológico natural. Folia Entomol. Mex., 97: 21-38.

Johansen, R. M. y A. Mojica-Guzmán, 2003. The Mexican Frakliniella aurea Moulton, F. bisaetaevenusta sp. nov., and F. prothoraciglabra sp. nov. Species assemblages in the “Intonsa Group” (Insecta, Thysanoptera: Thripidae). Acta Zool. Mex. (n. s.), 89: 201-240.

Johansen, R. M. y M. L. Montes de Oca, 1993. Nuevos thrips tubulíferos (Insecta: Thysanoptera), de México. XIV. Anales Inst. Biol. Univ. Nac. Autón. México, Ser. Zool., 60 (3): 341-358.

Mendieta-Sevilla, M. C., 1981. Contribución al conocimiento de los trips (Insecta: Thysanoptera), del Pedregal de San Ángel, México, D.F., con datos sistemáticos y ecológicos. Tesis de Licenciatura, Facultad de Ciencias, UNAM.

Moulton, D., 1936. New American Thysanoptera. The Pan Pacific Entomologist. (1935), 11 (4): 170-174. Moulton, D., 1948. The genus Frankliniella Karny, with keys for the determination of species (Thysanoptera). Rev.

Ent. (Rio de Janeiro), 19: 55-114. Mound, L. A. & J. M. Palmer, 1983. The generic and tribal classification of spore-feeding Thysanoptera

(Phlaeothripidae: Idolothripinae). Bull. Br. Mus. Nat. Hist. (Ent.), 46 (1): 1-174. Nakahara, S., 1988. Generic reassignments of North American species currently assigned to the genus Sericothrips

Haliday (Thysanoptera: Thripidae). Proc. Entomol. Soc. Wash., 90 (4): 480-483. Nakahara, S., 1994. The genus Thrips Linnaeus (Thysanoptera: Thripidae) of the New World. United States

Department of Agriculture, Technical Bulletin, 1822: 1-183. Nakahara, S., 1995. Review of the Neartic species of Anaphothrips (Thysanoptera: Thripidae). Insecta Mundi, 9 (3-

4): 221-248. Nakahara, S., 1997. Annotated list of the Frankliniella species of the World (Thysanoptera: Thripidae).

Contributions on Entomology, International, 2 (4): 355-389. Priesner, H., 1924. Neue Thysanopteren. Sitzungsberichte der Kaiserlichen Academie der Wissenschaften, 133: 527-

542. Priesner, H., 1925 a. Un género nuevo y curioso del Orden Physopodos o thysanópteros (Insectos) de México.

Memorias de la Sociedad Antonio Alzate, 44 (9-12): 485-489. Priesner, H., 1925 b. Thysanopterologica I. Zool. Jahrb. 50. Abt. F. Syst., 50 (3): 306-319. Priesner, H. 1932. Neue Thysanopteren aus Mexiko, gessamelt von Prof. Dr. A. Dampf. I Teil. Wiener

Entomologischer Zeitung, 49 (3): 170-185. Priesner, H. 1933 a. Neue exotische Thysanopteren. Stylops, 2 (7): 145-156. Priesner, H. 1933 b. Neue Thysanopteren aus Mexiko, gesammelt von Prof. Dr. A. Dampf. Wiener Entomologischer

Zeitung, 50 (1-2): 49-63. Priesner, H., 1960. Das System der Tubulifera (Thysanoptera). Österreichischen Akademie der Wissenschaften

Mathematisch-Natur Wissenschaflichte klasse, 97 (13): 283-297. Retana-Salazar, A. P. 1998. Restablecimiento de los géneros Frankliniella, Exophthalmothrips y Bolbothrips

(Thysanoptera: Thripidae). Rev. Biol. Trop., 46 (2): 385-396. Sakimura, K., 1981. A review of Frankliniella bruneri Watson and description of F. kelliae n. sp. (Thysanoptera:

Thripidae). Florida Entomologist, 64: 483-491. Sakimura, K. & K. O’ Neill, 1976. Frankliniella, redefinition of genus and revision of the minuta group species

(Thysanoptera: Thripidae). U. S. Department of Agriculture, Technical Bulletin 1572: 1-49. Stannard, L. J. 1968. The thrips, or Thysanoptera, of Illinois. Bulletin Illinois Nat. Hist. Survey, 29 (4): 215-552. Stannard, L. J. 1976. A Synopsis of Some Ant-Mimicking Thrips, with Special Reference to the American Fauna

(Thysanoptera: Phlaeothripidae: Idolothripinae). Journal of the Kansas Entomological Society, 49 (4): 492-508.

Strassen, zur., R. 1960. Key to and catalogue of the known species of Chirothrips Haliday, 1836 (Thysanoptera: Thripidae). Journal Ent. Soc. S. Africa, 23 (1): 145-176.

1004

DETERMINACIÓN DE INSTARES LARVARIOS DEL BARRENADOR GRANDE DE LA SEMILLA DEL AGUACATE Heilipus lauri BOHEMAN

(COLEOPTERA:CURCULIONIDAE).

Determination of larval instars of the big avocado weevil Heilipus lauri Boheman (Coleoptera:Curculionidae).

Álvaro Castañeda-Vildózola1, Jorge Valdez-Carrasco, Armando-Equihua-Martínez, Héctor González-Hernández, Jesús Romero-Nápoles2, Luis E. Castillo-Márquez, Samuel Ramírez-Alarcón3. 1Fundación Salvador Sánchez Colín CICTAMEX, S.C, Ignacio Zaragoza Núm. 6. Coatepec Harinas, México C.P. 51700. 2Colegio de Posgraduados, campus Montecillo, Montecillo, Texcoco, México, C.P. 56230. 3Universidad Autónoma Chapingo, Departamento de Parasitología, Chapingo, México, C.P. 56230. alvarocv1@hotmail.com

Palabras Clave: Aguacate, Michoacán, Barrenador, instares larvales, capsulas cefálicas

Introducción

El barrenador grande de la semilla del aguacate, Heilipus lauri Boheman, es una plaga monófaga endémica de México y su único hospedero conocido es el aguacate, Persea americana Mill. (Lauraceae). Esta especie esta ampliamente relacionada taxonómicamente con H. pittieri Barber y H. trifasciatus Fabricius, ambas documentadas en Costa Rica y Panamá (Barber, 1919; Dietz y Barber, 1920). La presencia de H. lauri en México se ha detectado en los estados de Hidalgo, Guerrero, Estado de México, Morelos, Puebla y Veracruz (García, 1962; Medina, 2005). El principal daño lo causan las larvas al alimentarse de las semillas de los frutos en crecimiento, causando su caída prematura (Medina, 2005).

Salgado y Bautista (1992) reportaron que el adulto de H. lauri es de vida libre, se alimenta de hojas tiernas y frutos en desarrollo. La hembra con su rostro perfora frutos para ovipositar un huevo por orificio, encontrándose en promedio uno a tres huevos por fruto. El huevo de H. lauri tarda 12 a 14 d en eclosionar y la larva se alimenta durante 54 a 63 d de la pulpa y de la semilla. Una vez que completa su desarrollo larval, construye una cámara para pupar. Después de 14 a 16 d emerge el adulto y su longevidad es de 3.5 meses (García, 1962).

Medina (2005), documentó que H. lauri tiene preferencia por frutos de aguacate criollo, P. americana, var. Drymifolia y los cultivares Choquette, Fuerte Hass, donde causa del 30 al 60% de daño. En México, esta plaga esta catalogada como de importancia cuarentenaria. Por tanto, existen restricciones para la movilización de aguacate a regiones libres de esta plaga y a mercado internacionales importantes como los Estados Unidos de Norteamérica, donde esta especie ha sido una barrera importante a la exportación (SAGARPA, 2002; Leos-Rodríguez et al, 2005).

A pesar de ser una plaga de importancia para nuestro país, se desconocen aspectos importantes de su biología como el número de instares larvarios, pese que la técnica para su determinación es ampliamente conocida y se ha utilizado en otras especies de curculiónidos como Sitona discoideus Gyllenhal (Frampton, 1986), Cosmopolites sordidus Germar (Gold et al., 1999; Pantoja, 2006), Metamasius mosieri Barber (Cave et al, 2006), Conotrachelus psidii Marshall (Bailez, 2003), Anthonomus grandis Boheman (Reardon et al. 2002), Aegorhinus superciliosus

1005

Guerin (Aguilera y Rebolledo, 2001); Lissorhoptrus kurscheli Kurschel (Pantoja et al., 1999); Listronotus bonarensis (Kuschel) (Goldson et al., 2001), Sternochetus frigidus (Fabricius) (De Jesús y Gabo, 2000). Por tanto, el objetivo de la presente investigación consistió en determinar el número de instares larvarios de H. lauri. Esta información servirá herramienta para el desarrollo de estrategias del manejo integrado de esta plaga. Materiales y Método

Los adultos del barrenador grande de la semilla del aguacate H. lauri, se colectaron en árboles de traspatio en Ixtapan de la Sal, Estado de México. Este lugar se ubica a 1685 msnm; 18º49'28.2'' de Latitud N y 99º39'50.2'' de Longitud W. Es una zona de transición entre clima templado subhúmedo y cálido subhúmedo. La temperatura media anual es de 28ºC (máxima de 37ºC y mínima de 11ºC) y la precipitación anual es de 1321mm (Salgado y Bautista, 1992).

Los adultos de campo se trasladaron al laboratorio de Parasitología de la Fundación Salvador Sánchez Colín CICTAMEX, S.C en Coatepec Harinas, Estado de México y se mantuvieron a una temperatura de 25 ± 2ºC, humedad relativa de 60-70% y fotoperiodo 12:12 h luz: oscuridad. Como fuente de alimentación de los adultos y sustrato de oviposición, se les proporcionó frutos de aguacate del cultivar Colín V-33. Los huevos del picudo ovipositados se extrajeron diariamente del interior de los frutos con el empleo de un bisturí del número 11; para esto se realizó un corte en el orificio de oviposición para exponer al huevo y con un pincel de pelo de camello del número 0 se retiraron y se colocaron en cajas Petri, las cuales contenían papel absorbente húmedo como sustrato de incubación. Estas cajas se revisaban cada 12 h para detectar la emergencia de larvas. Debido a que no se contó con dieta artificial para iniciar la cría de H. lauri, se emplearon frutos frutos de aguacate cv. Colín V-33 (n=50), con peso (X±DS) de 218.41±27.94g, largo 9.4±0.69 cm, ancho 6.8±0.31 cm. Con el bisturí se realizaron dos pequeñas perforaciones en los extremos de cada fruto, a través de los cuales se introdujo una larva neonata por perforación. En total se infestaron 500 frutos y un total de 1000 larvas para tener material disponible para el estudio.

Las larvas de primer instar se obtuvieron directamente cuando emergieron de los huevos, se tomó una muestra de 35 individuos. Posteriormente se tomaron muestras programadas de n = 35 larvas a los 3, 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40 y 45 días después de haberlas introducido a los frutos. En total se analizaron 385 larvas en diferentes etapas de desarrollo. Las larvas de cada muestra se depositaron en agua a 100ºC durante 1 a 2 minutos, dependiendo de su tamaño y posteriormente se fijaron en alcohol etílico al 70%.

Para realizar la medición de las cápsulas cefálicas, se tomó una fotografía digital de la larva de interés mediante el uso de un fotomicroscopio Tessovar Carl Zeiss (Carl Zeiss, Germany) y una cámara digital (Pixera Profesional, Pixera Co. California, U.S.A). Las imágenes se archivaron en formato JPG y se capturó la imagen de la reglilla de un micrómetro graduado en centésimas de milímetro para calibrar el analizador de imágenes. La medición de las cápsulas cefálicas se realizó empleando el programa Image Tool 3.0 (Wilcox et al. 2002). Con la imagen de la reglilla micrométrica se calibró el programa y se utilizaron micrómetros como unidad de medida (μm). Para la medición de la anchura de la cápsula cefálica, se midió la distancia entre los puntos más externos de sus bordes laterales o genas.

Con los valores del ancho de las cápsulas cefálicas se obtuvo un gráfico de distribución de frecuencias para definir la presencia de grupos de observaciones que corresponden a cada uno de los instares larvales. Se realizó un análisis discriminante (SAS Institute, Cary, N.C) que permitió

1006

separar a dos o más grupos definidos a priori de modo que se minimiza la probabilidad de una clasificación errónea. El procedimiento consistió en asignar un valor del 1 al 4 (supuestos instares) a cada valor numérico proveniente de la medición de la cápsula cefálica. El valor asignado es un promedio ajustado de los valores de cada individuo en el conjunto de variables independientes y se transforman a una probabilidad a posteriori, que define la probabilidad de que un individuo se ajuste a cada uno de los instares definidos (Hernández et al., 2005). Con el programa PROC MEANS se calcularon los estimadores de cada instar (media, desviación estándar y varianza), necesarios para definir los valores de cada instar (SAS Institute, Cary, N.C).

También se calculó la probabilidad de traslape entre instares (SAS Institute, Cary, N.C) y se redefinieron los limites mínimos y máximos de cada instar. Se aplicó la regla de Dyar y análisis de regresión lineal para obtener la tasa promedio de incremento de la cápsula cefálica y verificar que su incremento seguía una progresión lineal para los diferentes instares larvarios de H. lauri. Resultados y Discusión

La medición de la anchura de las cápsulas cefálicas permitió la identificación de los instares larvales de H. lauri. El análisis de distribución de frecuencias y el empleo de técnicas estadísticas como el análisis discriminante y la prueba de traslapo fueron herramientas de mucha utilidad para definir los instares larvarios de H. lauri. Al realizar la distribución de frecuencias se obtuvo una curva multimodal con cuatro picos bien definidos, que asumen la presencia de cuatro instares larvales. La nula probabilidad de una mala clasificación arrojado por el análisis discriminante respalda esta hipótesis, ya que todos los individuos medidos en este estudio, pudieron ser clasificados satisfactoriamente en uno de los cuatro instares, con una probabilidad de error <0.05 μm, descartándose la probabilidad de un alto porcentaje de traslapo entre ínstares de acuerdo a la media, desviación estándar y rango de tamaño para cada instar (Cuadro 1). Cuadro 1. Anchura promedio de la cápsula cefálica, rango y constante de Dyar para los cuatro instares de H. lauri calculados por el análisis discriminante.

Instar Tamaño de muestra Media±DS (μm)

Rango de tamaño (μm)

Constante de Dyar

I 67 618.37±28.54 554.7-770.8 II 64 939.71±64.02 815.1-1127.5 1.51 III 53 1350.79±93.68 1184.8-1558.0 1.43 IV 201 1763.84±93.91 1564.0-2045.7 1.30

Con la prueba de traslapo se redefinieron los rangos para cada instar permitiendo que

todas las cápsulas cefálicas medidas se agruparan apropiadamente en cada instar. Las bajas probabilidades de traslapo obtenidas (0.0289 a 1.8420%) soportan la hipótesis de cuatro instares larvarios (Cuadro 2). Los resultados obtenidos, también son respaldados por la regla de Dyar (Dyar, 1890), cuyo principio parte de la base de que la cápsula cefálica una vez esclerosada, permanece más o menos constante durante un mismo instar en particular, con una progresión geométrica regular de una muda a otra. De acuerdo a la medición de las cápsulas cefálicas de H. lauri a lo largo de su desarrollo larvario, se demostró que su crecimiento sigue una progresión

1007

geométrica lineal con una tasa de incremento promedio de 1.41, sufriendo pequeñas reducciones con cada incremento en el número de ínstars.

Cuadro 2. Rangos ajustados y probabilidades de traslapo para los cuatro instares larvarios de H. lauri calculados mediante la prueba de traslapo.

Instar Rango (μm) Probabilidad de traslapo Límite Inferior Límite Superior Total

I 554.7-717.0 0.000000 0.000289 0.000289 II 717.1-1106.6 0.000286 0.004571 0.004857 III 1106.7-1557.1 0.004569 0.013851 0.018420 IV 1557.2-2045.7 0.013823 0.000000 0.013823

Lo anterior es similar a lo reportado por Pantoja et al. (2006) en Cosmopolites sordidus y Panzavolta (2007) en Pissodes castaneus. La ecuación de regresión es altamente significativa (P<0.0001, r2= 0.97) e indica que todas las cápsulas cefálicas medidas pudieron ser clasificadas satisfactoriamente en uno de los cuatro instares. La regla de Dyar puede presentar poca o ninguna dificultad en la separación de instares larvarios, sin embargo, puede haber traslapos entre instares y que esto propicie incertidumbre en la determinación apropiada de un instar en particular.

En lepidópteros, la tasa de incremento promedio es de 1.40 en cada muda (Dyar, 1890). Este comportamiento también se ha observado en curculiónidos como Conotrachelus psiddi, Homalinotus coriaceus, Cosmopolites sordidus y Pissodes castaneus (Bailez et al. 2003, Pantoja et al. 2006, Panzavolta 2007). Al realizar la regresión lineal y al graficar el ancho de la cápsula cefálica contra el número de ínstars, la línea de regresión obtenida indicó que los cuatro ínstares larvarios de H. lauri siguen una progresión geométrica lineal.En el presente estudio los resultados obtenidos no concuerdan con los reportados previamente por García (1962), quien reportó cinco instares larvarios para H. lauri, sin embargo, no menciona bases estadísticas para respaldar sus resultados. Los resultados obtenidos, constituyen el primer acercamiento para conocer la biología de H. lauri, plaga importante de carácter cuarentenario en México. Con la información generada es posible construir tablas de vida, que requieren el conocimiento apropiado del número de instares larvarios, ya que es esencial en estudios donde los factores bióticos y abióticos ejercen un papel importante en la mortalidad y supervivencia de un determinado instar. Finalmente, con esta información se podrán generar modelos de predicción y estudios de fluctuación poblacional que permitan la implementación de un programa de manejo integrado para H. lauri y que no se disperse a otras áreas productoras de aguacate libres de este insecto; aunque su dispersión a nuevos nichos agroecologicos puede también ser favorecida por el cambio climático global y la constante movilización de frutas de una región a otra. Conclusión

Las larvas de H. lauri pasan por cuatro ínstares larvarios, los promedios de la anchura de la cápsula cefálica para cada instar fueron de: I= 618.37±28.54, II= 939.71±64.02, III= 1350.79±93.68 y IV= 1763.84±93.91; las probabilidades de traslapo entre instares son muy bajas y junto con el modelo de regresión se asumen cuatro ínstares. Literatura Citada

Aguilera, P.A.; R. Rebollero R. 2001. Estadios larvarios de Aegorhinus superciliosus (Guérin, 1830) (Coleoptera:Curculionidae). Revista Chilena de Entomología 28:5-8.

1008

Bailez, O.B.; A.M. Viana-Bailez; J.O.G. De Lima; D.D.O. Moreira. 2003. Life-History of the guava weevil, Conotrachelus psidii Marshall (Coleoptera:Curculionidae), under laboratory conditions. Neotropical Entomology 32:203-207.

Barber, H.S. 1919. Avocado weevils. Proceedings of the Entomological Society of Washington 21:53-61. Cave, R.C.; P.S. Duetting; O.R. Creel; C.L. Branch. 2006. Biology of Metamasius mosieri

(Coleoptera:Dryopthoridae), with a description of larval and pupal stages. Annals of the Entomological Society of America 99:1146-1153.

De Jesus, L.R.A; R. R. Gabo. 2000. Life history and host range of the mango pulp weevil, Sternochetus frigidus (Fabr.) in Palawan, Philippines. The Philippine Agricultural Scientist 83:145.150.

Dietz, H. F; H. S. Barber. 1920. A new avocado weevil from the canal zone. Journal of Agricultural Research 20:111-118.

Dyar, H. G. 1890. The number of moults of lepidopterous larvae. Psyche 5:420-422. Frampton, E.R. 1986. Determination of the number of larval instars of Sitona discoideus Gyllenhal

(Coleoptera:Curculionidae) using probit analysis. New Zealand Journal of Zoology 13:107-111. Garcia, A.P. 1962. Heilipus lauri Boheman un barrenador de la semilla del aguacate en México. Tesis de

Licenciatura. Escuela Nacional de Agricultura. Chapingo, México. 107p. Gold, C.S.; P.S. Nemeye; R. Coe. 1999. Recognition and duration of the larval instars of banana weevil,

Cosmopolites sordidus Germar (Coleoptera:Curculionidae). African Entomology 7:49-62. Goldson, S.L.; M.R. McNeill; J.R. Proffitt; D.B. Baird. 2001. Seasonal variation in larval-instar head-

capsule sizes of argentine stem weevil, Listronotus bonarensis (Kuschel) (Coleoptera:Curculionidae). Australian Journal of Entomology 40:371-375.

Hernández-Livera, R., C. Llanderal-Cazáres, L. E. Castillo-Márquez, J. Valdez-Carrasco y R. Nieto-Hernández. 2005. Identificación de instares larvales de Comadia redtenbacheri (Hamm) (Lepidoptera:Cossidae). Agrociencia 39:539-544.

Leos-Rodríguez J. A., M. T. Kido-Cruz & R. Valdivia-Alcalá. 2003. Impacto de las barreras fitosanitarias en el comercio de aguacate entre México y los Estados Unidos de Norteamérica. Revista Chapingo Serie Horticultura 11:99-103.

Medina, Q.F. 2005. Incidencia del barrenador grande del hueso del aguacate Heilipus lauri Boheman (Coleoptera:Curculionidae) en Tepoztlan, Morelos. Tesis de Licenciatura. Facultad de Ciencias Agropecuarias. Universidad Autónoma de Morelos. 39p.

Pantoja, A.; L.M. Ramirez; L.E. Escandona; H. Bastidas; M.C. Duque. 1999. Number of instars of Lissorhoptrus kurscheli (Coleoptera:Curculionidae) from rice in Venezuela. Annals of the Entomological Society of America 92:236-238.

Pantoja, A.; A. Salazar y R. Macchiavelli. 2006. Recognition of instars and adult trap catches of Cosmopolites sordidus (Coleoptera:Curculionidae) from Puerto Rico. Annals of the Entomological Society of America 99:875-878.

Reardon, B.J; C.P. Suh; D.W. Spungeon. 2002. Head capsule widths of larval instars of the cotton boll weevil. Southwestern Entomologist 27:291-292.

Salgado-Siclan M. L. y N. Bautista-Martinez. 1993. El barrenador grande del hueso del aguacate en Ixtapan de la sal, México. In Memoria. Fundación Salvador Sánchez Colín CICTAMEX, S.C. Coatepec Harinas, Estado de México. pp. 225-231.

SAGARPA. 2002. Norma Oficial Mexicana. NOM-FITO-2002. Especificaciones para el manejo fitosanitario y movilización de aguacate. Secretaria de Agricultura, Ganadería, Pesca y Desarrollo Rural. Diario Oficial de la Federación, primera sesión, pp:54-65., 26 de abril de 2002.

Wilcox, C. D., S. B. Done, W. D. McDavid & D. B. Greer. 2002. Image tool for Windows ver. 3.0. The University of Texas, Health Science Center, Department of Dental Diagnostic Science, San Antonio, Texas, U.S.A.

1009

NUEVOS REGISTROS DE COLLEMBOLA DE PARAGUAY

New records of Collembola from Paraguay José G. Palacios-Vargas y Blanca E. Mejía Recamier. Laboratorio de Ecología y Sistemática de Microartrópodos, Dpto. Biología, Facultad de Ciencias, UNAM, 04510 México, D. F., México, e-mail: jgpv@ph.fciencias.unam.mx Palabras Clave: Collembola, Paraguay, diversidad Introducción

Los colémbolos de la región Neártica son muy diversos. Los trabajos de Mari Mutt y Bellinger (1994, 1996) y el de Mari Mutt, Bellinger y Janssens (1998-2007) compilan toda la información producida sobre esta región hasta el 2007. Esta fauna alcanza alrededor de mil especies, existiendo algunos países como México, donde se tiene un amplio conocimiento de los colémbolos, pero otros como Paraguay, de donde casi no se conoce nada.

Las únicas especies de Collembola que han sido citadas de Paraguay hasta la fecha son: Sphaeridia boettgeri Bretfeld et Gauer, 1994 de Brasil y Paraguay, y Prorastriopes azuladus Bretfeld, 1992 de Paraguay.

La localización geográfica de Paraguay le confiere relevancia para el conocimiento de la distribución de la fauna de colémbolos entre las regiones biogeográficas del Noreste y Central de Brasil, Andeana, Pampeana y la Patagónica (Christiansen, y Bellinger, 1995; Culik, y Zeppelini, 2003). Materiales y Método

El año pasado recibimos en préstamo un importante material de colémbolos de varios países de Centro y Sudamérica, por parte del Dr. Peter Schwendinger (actual curador del museo de Historia Natural de Ginebra, Suiza) para la búsqueda de ejemplares de la familia Neanuridae, para la revisión que estamos haciendo de varios linajes de la subfamilia Neanurinae. El numeroso material que recibimos contenía muestras de Paraguay, que es uno de los países de donde menos se conoce este grupo, y con gran importancia desde el punto de vista de la biogeografía, por lo que se decidió hacer este estudio para contribuir al conocimiento de su fauna de colémbolos.

De las muestras obtenidas se separaron y elaboraron numerosas preparaciones en líquido de Hoyer de diversos colémbolos, identificándolos todos a nivel de género (y varios a nivel específico) encontrando una buena diversidad, misma que se comparara con otros países del “cono Sur”. Además de grupos que no se tenían representados en la colección del laboratorio de los autores, existen varias especies nuevas de las familias Neanuridae y Brachystomellidae cuyas descripciones están en preparación. Resultados

En el cuadro 1 se muestran los géneros encontrados en Paraguay y se compara con los países circunvecinos. Cabe señalar que se han encontrado 45 géneros, de ellos sólo dos habían sido previamente citados, todos los demás representan nuevos registros para el país. Muchos de los géneros que se registran ahora tienen una distribución muy amplia en el continente americano como Schoettella o en el mundo, como Xenylla, Brachystomella, Pseudachorutes, Pseudosinella,

1010

Seira, Lepidocytus, la mayoría de los Isotomidae, excepto Tomocerura, así como muchos de los miembros de las demás familias.

Cuadro 1. Géneros de Collembola encontrados en los países cercanos a Paraguay. Familia/Género Argentina Brasil Chile Paraguay HYPOGASTRURIDAE Schoettella x x Ceratophysella x x X x Xenylla x x X x BRACHYSTOMELLIDAE Micronella x x X x Raponella X x Brachystomella x x X x Brachystomellides x x X x Rapoportella x x Probrachystomella x x NEANURIDAE Aethiopella x x Pseudachorutes x x X x Arlesiella x X x Pseudachorutella X x Neotropiella x x x Arlesia x x Neanura x x X x Paramanura x Paleonura x x X x Blasconura x ONYCHIURIDAE Onychiurus x X x ISOTOMIDAE Folsomina x x x Folsomides x x X x Isotomodes x x Proisotoma x x X x Isotomiella x x X x Tomocerura x X x Isotoma x X x ENTOMOBRYIDAE Entomobrya x x X x Seira x x X x Lepidocyrtus x x Pseudosinella x x x Orchesella X x Dicranocentrus x x X x Heteromurus x X x PARONELLIDAE Paronella x CYPHODERIDAE Cyphoderus x x X x NEELIDAE Megalothorax x x x SMINTHURIDIDAE Sphaeridia x x X x KATIANNIDAE

1011

Sminthurinus x x DICYRTOMIDAE x x Calvatomina x Dicyrtomina x x x Ptenothix x x x x BOURLETIELLIDAE Deuterosminthurus x x X x SMINTHURIDAE Temeritas x x x Sminthurus x x X x Disparrhopalites x

Discusión y Conclusiones

La familia más interesante es Brachystomellidae, ya que tiene géneros con distribución muy restringida en el sur de la Región Neotropical, como Brachystomellides, Micronella y Raponella. Estos géneros no se conocen de México ni de Centro América. Con la revisión de del numeroso material que nos prestaron para su estudio confirmamos que no existen representantes de la línea Sensillanurinae en Paraguay, pero que otros linajes de la Subfamilia Neanurinae presentan varias formas muy interesantes que aún no han sido descritas y que están emparentadas con taxa de Argentina y Brasil. La revisión paulatina de cada uno de los géneros encontrados permitirá incrementar el número de especies y ampliar la distribución de varias de ellas, así como señalar cuales son los endemismos más interesante. Agradecimientos

El Dr. Peter Schwendinger, actual curador del museo de Historia Natural de Ginebra, Suiza prestó los numerosos ejemplares de colémbolos y el Dr. Volver Mahnert, antiguo curador del mismo museo proporcionó información sobre las localidades de colecta. El M. en C. Ricardo Iglesias, Facultad de Ciencias, UNAM, colaboró en la preparación de los ejemplares. Literatura Citada

Bernava Laborde, V. & J. G. Palacios-Vargas. Collembola. 151-166pp. In Debandi G., S. Roig y L. Claps (Eds.). Biodiversidad de Artrópodos Argentinos, Vol. 2.

Bretfeld, G. 1992. Generic division of Prorastriopes Betsch, 1977 with description of Cyprania n. g. from Cyprus (Collembola, Symphypleona). Mitteilungen aus dem Zoologischen Museum der Universitaet Kiel, Suppl. 4: 37-60.

Bretfeld, G. & U. Gauer. 1994. Diagnostic description of males of new Sphaeridia species (Insecta: Collembola) from South America. Andrias, 13:113-126.

Christiansen, K. et Bellinger, P. 1995. The biogeography of Collembola., Bulletin Entomologique de Pologne, 64: 279-294.

Culik, M.P. et Zeppelini, D.F. 2003. Diversity and distribution of Collembola (Arthropoda: Hexapoda) of Brazil., Biodiversity and Conservation, 12, 2003, p.1119-1143.

Mari Mutt, J.A. et Bellinger, P.F. 1990. A Catalog of the Neotropical Collembola, Including Nearctic Areas of Mexico. Florida.1-237.

Mari Mutt, J.A. et Bellinger, P.F. 1996. Supplement to the Catalog of the Neotropical Collembola - August 1989 to April 1996, Caribbean Journal of Science, 32 (2): 166-175.

Mari Mutt, J.A., Bellinger, P.F. et Janssens, F. 1998-2007. Supplement to the Catalog of the Neotropical Collembola- 1986 to 2007. http://www.collembola.org/publicat/neotrcat.htm

1012

EL APRENDIZAJE DE LOS ARTRÓPODOS APOYADO POR ACTIVIDADES LÚDICAS EN LÍNEA

The learning of the artrópodos supported by ludic activities on line

Deyanira Etaín Varona-Graniel, Jorge Ricardo Padilla-Ramírez, Raymundo Montoya-Ayala y Angélica Mendoza-Estrada. Laboratorio de Zoología. Carrera de Biología. UNAM Facultad de Estudios Superiores Iztacala. Av. de los Barrios No 1. Los Reyes Iztacala. Tlalnepantla. Edo de México. C.P. 54090. etainvarona@gmail.com, jorgepr@servidor.unam.mx, lcazallas@terra.es y angelicame@campus.iztacala.unam.mx.

Palabras Clave: Actividad lúdica, Aprendizaje, TIC’S, En línea, B-learning.

Introducción Para que el proceso de enseñanza aprendizaje resulte exitoso y realmente haya un

aprendizaje significativo en los estudiantes, es necesario enfocarse, no sólo en la labor correspondiente al docente como un transmisor del conocimiento y facilitador del aprendizaje, sino también abarcar otro aspecto de suma importancia en relación al estudiante, quien requiere realizar diversas actividades que favorezcan dicho proceso, mediante el desarrollo de una serie de habilidades y destrezas. Existen diversos tipos de actividades, donde cada una de ellas favorece ciertos aspectos, no sólo a nivel de conocimiento, sino también de capacidades y valores. Sin embargo, un problema en la implementación de dichas actividades, es el tiempo que se requiere invertir, tanto en su realización, como en la evaluación de las mismas y el poder darles oportunamente a los estudiantes una retroalimentación que les ayude en su proceso de aprendizaje.

En el caso de las actividades lúdicas, existe el prejuicio de que están relacionadas únicamente con la infancia y son vistas en ocasiones como actividades en las cuales se da una pérdida de tiempo, sin embargo, los juegos pueden estar presentes en las diferentes etapas de los procesos de aprendizaje del ser humano, inclusive en la edad adulta, donde tienen una doble finalidad: por una parte contribuir al desarrollo de las habilidades y competencias de los individuos involucrados en los procesos de aprendizaje, además de lograr una atmósfera creativa para convertirse en instrumentos eficientes en el desarrollo de los mencionados procesos de aprendizaje (Casas, 1999; Yturralde, 2008).

Dentro de la Licenciatura en Biología de la FES Iztacala, el Phylum Arthropoda se imparte en el quinto semestre en el Módulo de Diversidad Animal II, donde también se aborda el grupo de los cordados, son grupos numerosos de aproximadamente 40 estudiantes cada uno, el poco tiempo de que se dispone para abordar los extensos contenidos de generalidades y cada uno de los cinco subfila, ha ocasionado que se tengan altos índices de reprobación, situación que ha sido abordada de diferentes formas, una de ellas, mediante la implementación en grupos piloto de actividades lúdicas en línea como una herramienta que contribuya al aprendizaje. De forma tal que en cuanto el estudiante termina de resolver la actividad, obtiene su calificación y sabe cuáles fueron sus aciertos y errores, permitiéndole una autorregulación de su estudio.

1013

Materiales y Método

Se desarrollaron una serie de actividades lúdicas para los temas de Generalidades de artrópodos y Cheliceriformes, se aplicaron en dos grupos piloto de 40 estudiantes cada uno, para lo cual se siguieron los siguientes pasos:

1) Desarrollo de las actividades 2) Incorporación de las mismas en una plataforma educativa 3) Aplicación de las actividades a grupos piloto 4) Encuesta de opinión 5) Evaluación del proceso

1) Desarrollo de las actividades. Las actividades lúdicas fueron desarrolladas en JClic y Hot Potatoes, se utilizaron sopa de letras (Fig. 1), crucigramas (Fig. 2), memorias, y relación de columnas (donde una columna correspondía a una imagen y la otra a un texto relacionado a la misma), tomando en cuenta una serie de consideraciones (Vega, 2001). Se plantearon de forma que se abordaran los contenidos de generalidades de artrópodos y el Subphylum Cheliceriformes.

Fig. 1. Ejemplo de sopa de letras de términos relacionados con artrópodos, donde no existe limite en el número de intentos, ni en el tiempo para realizarlos.

2) Incorporación de las mismas en una plataforma educativa. Para que las actividades

pudieran ser desarrolladas en línea, se utilizó la plataforma gratuita del Campus Universitario Virtual de Educación a Distancia (CUVED), cuya dirección es http://www.aprendevirtual.com/cuved donde se creo un curso para el Módulo de Diversidad Animal II. Las actividades de Hot Potatoes se incorporaron en formato SCORM, mientras que para las actividades de JCLIC, se agregó el módulo correspondiente a la plataforma, con la finalidad de que se generaran las bases de datos correspondientes a cada una de las actividades y se tuviera un seguimiento personalizado de cada estudiante, así como mantener el registro de sus calificaciones en cada intento.

1014

Fig. 2 Ejemplo de crucigrama de términos relacionados con artrópodos, donde no existe limite en el número de intentos, ni en el tiempo para realizarlos.

3) Aplicación de las actividades a grupos piloto. Para cada tema se elaboró una secuencia de

actividades con los diferentes tipos de actividades lúdicas antes mencionadas. Posterior a la revisión de cada uno de los temas en la sesión presencial y previo a la realización del examen correspondiente a dichos temas, se les pidió que resolvieran en línea las actividades lúdicas, mismas que tenían un número de intentos ilimitado. A un grupo se le dijo que era obligatoria dicha actividad, mientras que al otro se le dejó como una actividad opcional. Las actividades estuvieron disponibles para su resolución un mínimo de 2 días y máximo de 5. Para que pudieran accesar a la plataforma, a cada alumno se le proporcionó sus claves personalizadas de acceso (usuario y contraseña).

4) Encuesta de opinión. Con la finalidad de conocer la opinión de los estudiantes, con respecto a las actividades lúdicas, se les realizaron una serie de preguntas que debían contestar en línea, y donde principalmente se pretendía conocer, su apreciación en cuanto a la utilidad de resolver dichas actividades, así como sus sugerencias a las mismas y posibles problemas técnicos que tuvieran durante su desarrollo.

5) Evaluación del proceso. Para considerar la potencialidad de las actividades lúdicas dentro del proceso de aprendizaje, se tomaron en cuenta los siguientes aspectos:

- Proporción de estudiantes que resolvieron las actividades de cada uno de los grupos - Número de sesiones utilizadas - Tiempo invertido en cada sesión - Tiempo total invertido por estudiante - Opinión de los estudiantes

Resultados y discusión

Los resultados obtenidos muestran que una minoría de los estudiantes son los que por interés propio responden las actividades, mientras que al ser una actividad obligatoria, la mayoría (pero no todos) la realizan. Los alumnos que ingresaron a la plataforma utilizan desde una hasta cinco sesiones para resolver las actividades, mientras que es variable el número de intentos en

1015

cada una de ellas, independientemente del grupo. El interés mostrado es variable, se han observado las siguientes actitudes:

o Entran a observar las actividades, sin responderlas o Responden parcialmente las actividades o Terminan las diferentes actividades

Aunque en ambos grupos (con actividades obligatorias y opcionales) se observaron estos tres tipos de comportamiento, varía de porcentaje de cada uno de ellos, ya que al ser una actividad opcional es mayor la cantidad de alumnos que no las responden, con respecto al grupo donde eran obligatorias, pero si entran a verlas. En ambos grupos hay porcentajes similares que responden parcialmente las actividades y la mayoría termina sus actividades cuando se les indica que es una actividad obligatoria, a diferencia del grupo que tenía actividades opcionales, donde le restan importancia y la minoría termina de contestarlas

Lo anterior demuestra deficiencias en la motivación y que no existe una cultura de autorregulación, ya que sólo se realizan las actividades que el docente indica como obligatorias y por tanto el estudiante las considera por representan un porcentaje de la calificación final, en tanto que una actividad de aprendizaje “opcional” no la ven como una oportunidad de aprender, sino como una inversión de tiempo, mismo que prefieren dedicar en otra cosa. El tiempo que invirtieron en cada sesión los estudiantes que respondieron las actividades es entre 10 y 15 minutos, sin embargo algunos dedican más tiempo por realizar mayor número de intentos en algunas actividades y en intentos posteriores el tiempo que utilizan para resolverlas va siendo menor.

Cada estudiante puede llegar a dedicar en total alrededor de 30 minutos a las actividades (en diferente número de sesiones), siendo pocos los que invirtieron un total de hora y media. Y algunos no dedicaron prácticamente nada de tiempo, ya que únicamente visualizaron las actividades sin contestar ninguna de ellas y una minoría ni siquiera entró al sistema. Las opiniones de los estudiantes son variadas, pero similares en ambos grupos, reflejando incluso diferentes niveles cognitivos y de apreciación y valoración de las actividades lúdicas de aprendizaje:

o Las consideran novedosas, por tratarse de “juegos” o Les agrada la resolución en línea o Les interesa incorporarse a las nuevas tecnologías o Las consideran atractivas visualmente o Consideran que les ayudan a estudiar o Les permite repasar los temas de una forma “divertida” y diferente o Hay quien las considera complejas y difíciles o Piden incorporar más imágenes, así como videos o Reconocen la necesidad de organizar su tiempo (aquellos que no

cuentan con internet en casa) o Algunos ponen de pretexto que la plataforma es lenta o no pudieron

abrirlas o Las ven como inversión de tiempo

Si bien los estudiantes en términos generales ven como una nueva forma de estudio las actividades lúdicas, es un hecho que se requiere trabajo previo, es decir, para el docente implica una nueva conceptualización de las actividades, ya que se debe buscar que sean integradoras del conocimiento, en tanto que en el alumno debe fomentarse una conciencia de metacognición, para

1016

que cuando esté dispuesto a “aprender” utilice las herramientas que se le proporcionan y les saque la mayor ventaja, dándose cuenta de que a través de un juego también puede aprender.

En aquellos estudiantes que respondieron a las actividades lúdicas y dedicaron más tiempo a las mismas, obtuvieron mejores calificaciones en el examen correspondiente a dicho tema, en comparación con aquellos que no las resolvieron y hasta ese momento algunos reconocieron la importancia de dichas actividades como una herramienta para su aprendizaje.

Las actividades lúdicas en línea, le permiten al docente, tener en la plataforma un seguimiento por estudiante, donde se refleja no sólo su interés y trabajo, sino también cuales son los contenidos que le representan una mayor dificultad, de tal forma que previo a su examen presencial se le puedan aclarar las dudas al estudiante. En la actualidad, es una realidad que tanto los docentes como los estudiantes requieren contar con materiales que impliquen el manejo de las nuevas tecnologías de la información y la comunicación donde se proporcione un espacio de aprendizaje al configurarse nuevos escenarios, ya que además de las modalidades presenciales y la educación a distancia o en línea, es posible conjuntar las bondades de cada una de éstas variantes en una modalidad mixta (b- learning), permitiendo, en los sistemas presenciales que la parte en línea sea un complemento que ayude a solucionar problemáticas de tiempo y seguimiento personalizado de los estudiantes, donde las actividades de aprendizaje tienen una excelente cabida, ya que al alumno le proporciona de manera inmediata su resultado y el docente puede realizar un seguimiento personalizado del avance de sus estudiantes. Las actividades lúdicas tienen mucho potencial para favorecer los procesos de aprendizaje de los alumnos siempre y cuando se logre previamente:

o Crear una conciencia de autoevaluación en los estudiantes o Fomentar la conciencia de autorregulación

Es importante también considerar la necesidad de diseñar actividades que además de ser atractivas para el estudiante, favorezcan su aprendizaje significativo, que le permitan integrar y aplicar sus conocimientos.

Literatura Citada

Casas C. M. 1999. Cambio de actitudes en contextos interculturales en Barcelona: actividades lúdicas y modificación de prejuicios. Scripta Nova. Revista Electrónica de Geografía y Ciencias Sociales. Universidad de Barcelona [ISSN 1138-9788] Nº 44. En línea. Disponible en: http://www.ub.es/geocrit/sn-44.htm Consultado el 13 de octubre del 2008.

Yturralde, E. 2008. La Lúdica en el Aprendizaje Experiencial. En línea. Disponible en: http://www.ludica.org/ Consultado el 13 de octubre del 2008.

Vega, S. M. 2001. Las implicaciones del diseño instruccional en la creación de actividades de aprendizaje para grupos masivos mediante el uso de la tecnología electrónica y la telecomunicación. Razón y Palabra. Mayo, Junio. Número 22. En línea. Disponible en: http://www.razonypalabra.org.mx/anteriores/n22/22_mvega.html Consultado el 13 de octubre del 2008.

1017

EL GÉNERO Dichopetala (ORTHOPTERA: TETTIGONIIDAE: PHANEROPTERINAE) EN LA REGIÓN NORESTE DE MÉXICO

The genus Dichopetala (Orthoptera: Tettigoniidae: Phaneropterinae) in Northeastern Mexico

L. Barrientos-Lozano y S. I. Gallardo-Yobal. 1Instituto Tecnológico de Cd. Victoria. Blvd. Emilio Portes Gil. No. 1301. Cd. Victoria, Tam. México. 87027. ludivinab@yahoo.com, yobal23@hotmail.com.

Palabras Clave: género Dichopetala, noreste, México

Introducción

El género Dichopetala (Orthoptera: Tettigoniidae: Phaneropterinae) fue descrito por Brunner von Wattenwyl en 1878 (Rehn & Hebard, 1914; Orthopterists’ Society Species File online (OSF online) (http://osf2x.orthoptera.org/), actualmente se reconocen 25 especies para este género, de las cuales 18 se presentan en México (Fontana et al., 2008). El género se caracteriza por tener el fastigium del vértex comprimido, corto, no sublamelado o distintamente sublamelado, no surcado o surcado finamente en área proximal. Antenas dos a cinco veces la longitud del cuerpo. Pronotum no constreñido o ligeramente constreñido hacia la línea media, dorso ligeramente en arco en la sección transversal, márgenes caudales de los lóbulos laterales ligeramente en arco o subtruncados. Tegmina del macho contraídas; área anal extendiéndose casi la longitud total del tegmen, margen sutural en ápice de la vena estridulante obtuso-angulado a rectangular. Hembras con tegmina muy cortas no alcanzando, o distintamente sobrepasando, el margen caudal del metanotum, traslapadas, subcontiguas o decididamente remotas (distantes) una de otra, margen distal de las tegmina en arco o truncado. Abdomen dilatado, segmento abdominal disto-dorsal con margen distal emarginado, bisinuoso, en arco o truncado, plato supranal simple; cercos del macho curvados hacia dentro, agudos, falciformes, simples, con margen dorsal raramente aserrado-dentado, o con un diente mediano o lóbulo sobre la cara dorsal o externa. Plato subgenital del macho ancho y corto, márgenes laterales cóncavos, subparalelos o convergiendo, margen distal truncado o en forma de V. Al menos 12 especies del género Dichopetala se presentan en la región noreste, por lo que el objetivo del presente trabajo fue hacer una revisión de los ejemplares de este género depositados en la colección de ortópteros del Instituto Tecnológico de Cd. Victoria (ITCV), material recolectado en la región noreste de México principalmente (Coahuila, Nuevo León, Tamaulipas, San Luis Potosí). Materiales y Método

Se revisó un total de 345 ejemplares, 205 hembras y 140 machos, recolectados en el noreste de México (Coahuila, Nuevo León, Tamaulipas y san Luis Potosí), en el periodo 2000-2008. El método de colecta fue mediante red entomológica o manual. Los insectos recolectados fueron montados en alfileres entomológicos y etiquetados con lugar y fecha de colecta, coordenadas y colector. Para reconocer los cercos de los machos se utilizó una pequeña cantidad de amonia, la cual se colocó sobre los cercos para suavizar los tejidos y tomar fotografías digitales. Las fotografías fueron tomadas con un microscopio Motic Images Plus 2.0 w10x/20 con cámara digital integrada y/o con una cámara Sony DS707. Para la determinación de los

1018

ejemplares se usaron claves dicotómicas de Rehn & Hebard (1915), la base de datos de la OSF online y la Guía de Fotográfica de Fontana et al. (2008) de Ortópteros de México. Los caracteres de mayor valor para separar las especies fueron: en ambos sexos, forma general del cuerpo y forma de los ojos; en el macho la forma y surcos del pronotum, la forma de las tegmina, la forma de los cercos y el plato subgenital; en las hembras, forma del pronotum, forma de las tegmina, tamaño relativo y ancho del espacio entre las tegmina, forma del ovipositor y del plato subgenital. También se hicieron comparaciones de forma y color con la ayuda de imágenes y fotos, además de analizar las aéreas de distribución.

Resultados y Discusión

De los 345 ejemplares revisados se determinaron ocho especies, considerando dos nuevas especies (Cuadro 1). Dichopetala mexicana Brunner von Wattenwyl, 1878 representa un nuevo registro para la región noreste de México, su área de distribución se conocía solo para el centro de México, Cuernavaca y Amacuzac, Morelos e Izucar de matamoros, Puebla (OSF online; Fontana et al., 2008). D. castanea y D. poecila son muy similares morfológicamente, la diferencia más notable se observa en el plato subgenital del macho parte distal, el cual se observa en forma de V en D. castanea y en forma arco en D. poecila (Fig. 1 y 2). Dos nuevas especies reportadas, pueden separarse de las otras especies del género Dichopetala por el plato subgenital y los cercos del macho (Figs. 7 y 8), la descripción de ambas especies está en proceso. D. tridactyla presentó gran variabilidad en colores según los lugares de colecta, siendo los cercos uno de las caracteres principales para su identificación (Fig. 5). D. cultricerca se colectó solamente en el estado de Coahuila, única especie con tegmina casi tan grandes como el cuerpo (Fig. 6). La distribución y los lugares de colecta para las especies reportadas se presentan en el cuadro 1.

Cuadro 1. Especies del género Dichopetala que ocurren en el noreste de México. Especie Localidad tipo Lugar de colecta Total ♂ ♀

Dichopetala castanea Rehn &

Hebard, 1914

América del Norte: Centro-Sur de EE.UU., Texas, Condado de Hidalgo, Laguna del Gato, tres millas W de Sam Fordyce

Tamaulipas: Cd. Victoria, 470m, N23°45'27'' W 99°10'30'', 2.12.01; Villa de Casas, 150m, N23°42' W 98°44', 18.01.04; Cañón de Calamaco, entrada por Rancho La Florita, Cd. Victoria, 180m, N23° 43’00’’ W 99°17’00’’, 16.10.2005; Altas Cumbres, Cd. Victoria, 589m, N 23°40’001’’ W99°11’6.94’’, 08.07.2007; Carr. Interejidal, 350m, N23°50'64.4'' W99°11'67'', 22.10.2003; Salida a Jaumave, km 10, 1000m, N 23°23'07'' W 99° 23'01'', 22.07.2004.

Nuevo León: Rancho El Viejo, 780m, N24°44'87'' W 99°44'67'', 09.08.2001; Linares-Iturbide, km 30-31, 878m, N24°44' 57'' W99°49'23.2'', 5.09.2008; San Luis Potosí: 15 km de Cd. Valles, 423m, N21°56' 76'' W99°24' 037'', 27.07.02.

86

32

54

Dichopetala cultricerca Strohecker,

1945

Norte América, México

Coahuila: Jamé-3 km Este de Los Lirios, Arteaga, 1749 m, N25°17’03’’ W 100°20’44.2’’, 05.10.2001.

2

0

2

Dichopetala México Centro: Tamaulipas: Entre Tula-Ocampo, 442m, N 22° 5

3

2

1019

mexicana Brunner von Wattenwyl,

1878

Morelos, Cuernavaca

53’63.9’’ W 99°26’49.9’', 21.08.01; Ej. Terrones y Benítez, Tula, 1179m, N 22°59’28.9’’, W99°49’57.8’’, 21.10.2006.

Dichopetala poecilla

Hebard, 1932

Mexico noreste, Tamaulipas, El Mante

Tamaulipas: Altas Cumbres, Cd. Victoria, 589 m, N 23°40’001’’ W99°11’6.94’’, 08.07.2007; Salida a Jaumave, km 10, 1000m, N23°23' 07'' W99°23' 01'', 22.07.2004; Carr. Interejidal, 893m, N23°50'64.4'' W 99°11' 67'', 22.10.2003; Ej. la Chaca, Mante, 84m, N 22°49’3.54’’ W99°03’4.17’’, 24.07.2007; Cd. Victoria, 470m, N23°45' 27'' W99°10'030'', 15.08.2002; San Roberto-El Abra, Mante, 61m, N22°58’2.6’’, W99 04’2.94’’, 24.09.2007. San Luis Potosí: a 15 km de Cd. Valles, 423m, N21°56' 76.4'' W 99°24' 037'', 27.07.02.

87

50

37

Dichopetala pollicifera

Rehn & Hebard, 1914

Norte América. Centro y Sur de U.S.A., Texas, Brownsville-Condado de Cameron

Tamaulipas: Cd. Victoria, 343m, N23°45'27'’ W99°10' 030'’, 02.12.2001; Carr. Interejidal, 893m, N23°50' 64.4' W 99°11' 67'', 22.10.2003; Cañón de Calamaco, entrada por Rancho La Florita, Cd. Victoria, 180m, N 23°43’00’’ W99°17’00’’, 16.10.2005; Gómez Farías, 540m, N23°02’80.8’’ W99°09’30.8’’, 12.07.2007. San Luis Potosí: a 15 km de Cd. Valles, 423m, N 21°56' 76.4'' W99°24' 037'', 27.07.02.

80

38

42

Dichopetala tridactyla Rehn &

Hebard, 1914

Norte América, México, noreste: Zacatecas.

Tamaulipas: Ej. Terrones y Benítez, Tula, 1179 m, N 22°59’28.9’’, W 99°49’57.8’’, 21.10.2006; Nuevo León: Vitro Parque El Manzano, 1513m, N 25°22' 017'' W100° 11' 87.9'', 7.09.2002; entrada a Rancho Encino Grande, 2060m, N24°06’69.6’’ W99°52’88.8’’, 9.08.2001; El Salto, Zaragoza, 1700m, N23° 56' 9.5'' W 99°45' 98.5', 21.10.2001; Potrero Prieto, 1920m, N 24°44’9.75” W99°56’7.88”, 23.07.2002; Camino a Santa Rosa, km 2, 1800m, N24° 42' 82.8'' W99°53' 36.2'', 20.10.2001. Coahuila: Jamé-3 km Este de Los Lirios, Arteaga, 1749m, N25°17’03’’ W100°20’44.2’’, 5.10.2001; Bellavista, Saltillo, 1600 m, N25°17' 03’’ W101° 20’4.42’’, 01.09.2007.

55

12

43

Dichopetala n. sp. 1.

Tamaulipas, Nuevo León 24

2

22

Dichopetala n. sp. 2.

Tamaulipas, Nuevo León

6 3 3

Conclusiones

La región noreste de México alberga la mayor riqueza de especies del género Dichopetala. En el presente trabajo se reportan 8 especies, considerando dos nuevas especies y un nuevo registro para el noreste de México. Para tener una mayor representatividad de las especies que ocurren en la región es importante incrementar el número de colectas, particularmente en áreas poco perturbadas, bien sea por estar sujetas a conservación o ser de difícil acceso.

1020

Fig. 1. D. castanaea, plato subgenital y cercos del macho; Fig. 2. D poecila, plato subgenital, macho.

Fig. 3. D. mexicana, plato subgenital y cercos del macho; Fig 4. D. pollicifera, plato subgenital del macho y cercos.

Fig. 5. D. tridactyla cercos del macho trífidos, fuste muy robusto, diente medio acotado; Fig. 6. D. cultricerca, tegmina más largas que el pronotum, aspecto robusto.

1021

Fig. 7. Dichopetala n. sp. 1. Plato subgenital y cercos del macho; Dichopetala n. sp. 2. Plato subgenital y cercos del

macho.

Literatura Citada

Fontana P., F. M. Buzzetti & R. Mariño-Pérez. 2008, 77-86. Chapulines, Langostas, Grillos y Esperanzas de México, Verona, Italy. 77-86.

Rehn J. A. G & M. Hebard. 1915. A study of the species of the genus Dichopetala (Orthoptera: Tettigoniidae). Proceedings of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia, Vol. 1 (LXVI): 64-160.

Orthoptera Species File Online (Version 2.2:HTTP//OSF2.2/OSF2X2FRAMESET.HTM).

1022

ASPECTOS BIO-ECOLÓGICOS DE LA LANGOSTA PÁLIDA, SCHISTOCERCA PALLENS (THUNBERG) (ORTHOPTERA: ACRIDIDAE: CYRTACANTHACRIDINAE), EN EL SUR

DE TAMAULIPAS, MÉXICO

Ecological aspects of the pale locust, Schistocerca pallens (Thunberg) (Orthoptera: Acrididae: Cyrtacanthacridinae), in south Tamaluipas, Mexico

L. Barrientos-Lozano & D. N. Escobar-Gómez. Instituto Tecnológico de Cd. Victoria. Blvd. Emilio Portes Gil. No. 1301. Cd. Victoria, Tam. México. 87027. ludivinab@yahoo.com, dalia_neg86@hotmail.com.

Palabras Clave: Langosta pálida, Biología, Ecología, Sur de Tamaulipas, México

Introducción

El género Schistocerca es el más grande de la subfamilia Cyrtacanthacridinae, con 50 especies aproximadamente (Song, 2002). El carácter principal que diferencia este género de los demás géneros de la subfamilia es la forma del plato subgenital del macho, el cual es bilobado y con lóbulos claramente sobresalientes. La langosta pálida, Schistocerca pallens (Thunberg, 1815) es una de las especies de langosta más comunes en el noreste de México. En el sur de Tamaulipas S. pallens vive generalmente asociada con la langosta voladora o centroamericana Schistocerca piceifrons piceifrons (Walker, 1870) y Schistoerca nitens (Thunberg, 1815). El área de ditribución de esta especie se extiende desde el noreste de México hasta Brasil y Argentina (OSF online; http://osf2x.orthoptera.org/); en el noreste de México no se han observado formaciones gregarias de S. pallens, sin embargo, sus poblaciones pueden llegar a ser muy altas y contribuye de manera sustancial a incrementar los dañaos y pérdidas económicas que ocasionan a cultivos básicos e industriales diversas especies de langosta y saltamontes plaga en México, estimándose que estas pérdidas ascienden al 20 a 30% de la producción anual de diferentes cultivos (DGSV, 2003). El conocimiento de la biología y hábitos de especies plaga en las regiones de incidencia, es importante para determinar las etapas más susceptibles del insecto, para aplicar medias de control adecuadas e impedir el crecimiento de las poblaciones (Ávila et al., 2007). Estudios realizados por el COPR (1982) indican que ninfas de S. pallens criadas en grupos (en laboratorio) presentaron una coloración más uniforme que las criadas aisladamente; sin embargo no se encontró evidencia de comportamiento gregario. El objetivo del presente trabajo fue determinar aspectos de la biología y ecología de la langosta pálida, presente en el sur de Tamaulipas, bajo condiciones de laboratorio

Materiales y Método.

Ninfas y adultos de la langosta pálida fueron recolectados en campo, en las siguientes localidades: Ej Bella Vista, Mante, Tamaulipas, en cultivo de sorgo, el 11 de Agosto del 2007; Ej. El Pujido, Xicoténcatl, Tamaulipas, cultivo de caña de azúcar, mayo 15 de 2008. La recolecta de ejemplares se realizó en forma manual y con red entomológica. Los insectos capturados, fueron puestos en jaulas entomológicas de malla metálica, donde se les colocó alimento (sorgo, maíz). En las localidades de colecta se obtuvo una muestra de suelo para usarlo posteriormente como medio de oviposición. Todo el material fue trasladado al Instituto Tecnológico de Cd. Victoria

1023

para establecer una cría de laboratorio. En laboratorio los insectos fueron alimentados con pasto forrajero (Pennisetum purpureum, Schumach), el cual se cambió cada tercer día, el agua se proporcionó en forma de spray mañana y tarde. Como medio de oviposición se usó el suelo obtenido en los lugares de colecta, éste se colocó en bolsas de polietileno de dos kilos y se mantuvo siempre húmedo para que las hembras ovipositaran y los huevecillos no se deshidrataran. Cuando las hembras ovipositaron se contaron y midieron la ootecas, así como el número de huevecillos por ooteca; las ootecas trataron de manipularse lo menos posible para que éstas no fueran dañadas. Cuando los huevecillos eclosionaron las ninfas neonatas fueron medidas y criadas a diferente densidad de población. La densidad de población fue: en forma individual, en grupos de tres, seis y doce ninfas por recipiente. Los tratamientos quedaron de la siguiente manera: T1, una ninfa neonata por recipiente de unicel de 2L, 25 repeticiones; T2, 3 ninfas neonatas por recipiente de unicel de 2L, 10 repeticiones; T3, 6 ninfas neonatas por jaula de 15X15X15cm, 4 repeticiones; T4, 12 ninfas neonatas por jaula de 30X30X30cm, 2 repeticiones. Se realizaron observaciones sobre la duración de los estadios de la langosta a diferente densidad de población; esto nos permitió documentar los cambios en la forma (Ej. tamaño y coloración) y comportamiento de la especies en estudio. Se llevaron a cabo dos repeticiones, otoño-invierno, (octubre de 2007 a febrero de 2008) que corresponde a la segunda generación de 2007 y primavera-verano (mayo a junio 2008) que corresponde a la primera generación de 2008.

Resultados y Discusión

El número de individuos de S. pallens recolectados en campo el 11 de agosto de 2007 fue de 63 adultos, de los cuales sobrevivieron 51 (30 hembras: 21 machos) y con éstos se inició la cría de laboratorio. Éstos adultos corresponden a la segunda generación de 2007. La longevidad fue de 67 días en promedio (agosto 15 a octubre 22 de 2007), el periodo de apareamiento de 34 días (agosto 15 a septiembre 19 de 2007) y el periodo de oviposición de 16 días (agosto 21 a septiembre 6/2007). La temperatura promedio a la que se mantuvo la cría en invernadero fue de 32°C, con una máxima de 35°C y mínima de 26°C. De un total de 25 ninfas criadas individualmente, se obtuvieron 17 adultos (12♀: 5♂), de las ninfas criadas individualmente seis (5♀: 1♂), pasaron por siete estadios ninfales; las que se criaron en grupos de 3, 6 y 12 solo tuvieron seis estadios (Cuadro 1). En general los primeros que alcanzaron el estado adulto fueron los machos, como se aprecia en el cuadro 1. La duración promedio del estado ninfal, para las diferentes densidades de población se muestra en el (cuadro 1): para ninfas criadas individualmente, éste fue de 97.8 días para las hembras y 74 para los machos; cuando fueron criados en grupos de tres, la duración del estado ninfal fue de 77.9 y 84.2 días para hembras y machos, respectivamente; en grupos de seis, la duración del estado ninfal fue de 90.5 y 80.2 días para hembras y machos, respectivamente y en grupos de 12, fue de 100.2 días para las hembras y 86.4 para los machos. No se observó efecto de la densidad de población sobre la duración del estado ninfal, sin embargo, un análisis estadístico más completo está en proceso. Las ninfas de la segunda generación de 2007 que llegaron al estado adulto continuaron reproduciéndose para obtener ootecas y huevecillos y lograr la primera generación de adultos de 2008. Los datos de longevidad, periodo de apareamiento y periodo de oviposición para 19 adultos (8 hembras 11 machos) de la primera generación de 2008 (mayo-septiembre de 2008), fueron similares a los de la segunda generación de 2007: 76, 35 y 17 días, respectivamente, a una temperatura promedio de 32.8°C, máxima 38°C y mínima 27°C. La duración del estado ninfal para la primera generación de 2008 se muestra en el cuadro 2, y fue de la siguiente manera: ninfas criadas individualmente,

1024

hembras 58.7 días, machos 54.3; grupos de tres, hembras 54.5 días, machos 60.8; grupos de 6, hembras 55.4 días y machos 61; grupos de 12, hembras 55. 6 días, machos 58.8. Nuevamente ninfas criadas individualmente tuvieron siete estadios ninfales, de un total de 21 adultos (12♀: 9♂), diez tuvieron siete estadios (7♀: 3♂) y las hembras tardaron más tiempo en alcanzar el estado adulto que los machos (cuadro 2). Cuando fueron criadas en grupo, solamente tuvieron seis estadios ninfales y las hembras alcanzaron el estado adulto primero que los machos. La longitud promedio de las ootecas fue de 2.7 cm de largo por 1 cm de ancho (n=7, mín. 1.9, máx. 4.0cm), el número promedio de huevecillos por ooteca fue de 40. Estos resultados difieren de los reportados por Antoniou & Robinson (1974), quienes encontraron que S. pallens presentó seis estadios criada individualmente o en grupo, sin embargo, este trabajo se realizó bajo condiciones controladas; mientras que los resultados que aquí presentamos fueron obtenidos bajo condiciones naturales de invernadero en el sur de Tamaulipas, que es donde se presenta la langosta pálida. La diferencia en el desarrollo de las dos generaciones (otoño-Invierno y primavera-Verano), está asociado a la temperatura y al fotoperiodo, como lo demostraron Rodríguez-Absi et.al. (2009). Conclusiones

La densidad de población influyó en el número de estadios ninfales que presentó la langosta pálida en su desarrollo, al menos el 40% de las ninfas criadas individualmente pasaron por siete estadios; mientras que las que fueron criadas en grupo el 100% tuvo seis estadios. Los datos no muestran que haya efecto de la densidad de población sobre la duración del estado ninfal. No obstante, la segunda generación tardó tres meses aproximadamente para alcanzar el estado adulto, en comparación con la primera generación que alcanzó el estado adulto en 57 días, esta diferencia en el desarrollo de las dos generaciones, está asociado a la temperatura y al fotoperiodo, factores que retrasaron el desarrollo de las ninfas. En campo los adultos de la generación otoño-invierno sobreviven las condiciones climáticas adversas en estado de diapausa sexualmente inmaduros. Agradecimientos.

Se agradece al Fondo Mixto del Gobierno del Estado de Tamaulipas y al CONACYT (FOMIX-CONACYT), el apoyo económico para la realización del proyecto “Desarrollo de un Proceso Tecnológico para el Control Biológico de la Langosta Centroamericana (Schistocerca piceifrons piceifrons, Walker) y Acridoideos Plaga en el Sur de Tamaulipas”. Clave: Tamps-2005-C08-26. Literatura Citada

Antoniou A. & C. J. Robinson. 1974. Laboratory Studies on the effect of crowding on phase and the life history of Schistocerca pallens (Thunberg) (Orthoptera: Acrididae: Cyrtacanthacridinae). Journal of Natural History 8 (6):701-715.

Ávila- Valdez J., L Barrientos Lozano y P Garcia Salazar, 14-22. 2007. Aspectos Bio-ecológicos de la Langosta centroamericana en el sur de Tamaulipas. Simposio Control Biológico y Manejo de la Langosta Centroamericana (Schistocerca piceifrons piceifrons Walker). Mérida, Yucatán. México.

Centre for Overseas Pest Research, 318-320. 1982. The Locust and Grasshopper Agricultural Manual. London, U.K. 690pp.

1025

Dirección General de Sanidad Vegetal-Servicio Nacional de Sanidad Vegetal, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. 2003. Memoria del Curso Regional sobre la Langosta (Schistocerca piceifrons piceifrons). Campo Experimental Ébano. CIRNE-INIFAP-SAGARPA. Abril 28-30.

Harvey A.W. 1981. A Reclassification of the Schistocerca Americana Complex. (Orthoptera: Acrididae). Acrida 10: 61-77.

OSF online; http://osf2x.orthoptera.org/ Rodríguez-Absi J., P. Almaguer-Sierra, L. Barrientos-Lozano, H. Rodríguez-Fuentes. 2009.

Thermal time clock for estimating phenological development of Schistocerca piceifrons piceifrons, Walker (Orthoptera: Acrididae) in northeastern, Mexico. Journal of Orthoptera Research. Vol. 18 (2). In press.

Song H. 2002. On the origin of the desert locust Schistocerca gregaria (Forska˚ l) (Orthoptera: Acrididae:Cyrtacanthacridinae). The ohio State University Museum of Biological Diversity 1315 Kinnear Road Columbus, oH 43 212 USA.

Cuadro 1. Duración en días de estadios ninfales de S. pallens a diferente densidad de población, 2da generación de

2007, octubre de 2007-febrero de 2008. Dens.

Pob.

n Días Estadio

I

II

III

IV

V

VI

VII

Dura-

ción

Estado

ninfal

Individual. 12 ♀ Min. 7 4 5 7 9 10 19 71 Máx. 21 10 10 13 30 57 39 121 Prom. 11.1 7.5 7.4 10.5 17.8 29.7

32.4 97.8

DS 3.7 1.67 1.7 1.5 6.9 11.6 17.4 18.4

5 ♂ Min. 7 7 6 7 10 12 31 57 Máx. 14 8 8 11 19 31 31 103 Prom. 10.2± 7.4± 7.0± 9.2± 13.2± 20.8 31 74

DS 2.5 0.5 0.7 1.4 4.0 7.1 0.0 17.6 Grupos de

3

15 ♀ Min. 7 6 7 11 9 15 67 Máx. 10 14 27 39 42 47 98 Prom. 7.7 8 10.3 15.0 21.2 25.6 77.9

DE 1.2 2.5 5.4 7.3 10.7 14.4 10.3 4 ♂ Min. 7 5 10 12 26 19 67

Máx. 14 12 22 14 41 24 103 Prom. 10.2 7.5 14.5 12.7 28.5 21.5 84.2

DE 5.4 3.1 5.2 0.9 8.5 12.5 14.8 Grupos de

6

6 ♀ Min. 8 6 6 12 17 11 82 Máx. 17 15 12 24 64 30 114 Prom. 10.3 9.3 8.5 16 30.8 23.5 90.5

DE 3.5 3.0 2.2 4.7 17.3 13.7 16.7

7 ♂ Min. 7 6 4 9 4 8 44 Máx. 13 13 21 16 54 31 106 Prom. 9.7 9 9.1 12.4 30 17.5 80.2

DE 1.8 2.4 5.5 2.1 20.5 12.1 20.2 Grupos de

12

4 ♀ Min. 14 4 3 4 24 7 81 Máx. 27 13 17 21 68 25 130 Prom. 18.2 8 12.5 11 42.5 16 100.2

DE 6.1 3.7 6.4 7.12 18.4 11.8 21.6

5 ♂ Min. 5 4 3 7 18 6 74 Máx. 16 20 19 21 38 30 97 Prom. 13 7 10.8 12.8 30.0 16 86.4

DE 4.5 2.1 7.3 6.0 7.3 11.3 8.7

1026

Cuadro 2. Duración en días de estadios ninfales de S. pallens a diferente densidad de población, 1era generación de

2008 (mayo – junio de 2008). Dens.

Pob.

n

Esta-

dio

I

II

III

IV

V

VI

VII

Duración

estado

ninfal

Individual. 12 ♀ Min. 2 7 5 6 4 7 10 48 Máx. 11 16 11 12 12 18 17 65 Prom. 6 10.2 9.1 8 7.8 9.7 13.1 58.7

DE 1.9 3.7 2.9 2.2 2.4 2.9 6.9 4.8 9 ♂ Min. 2 7 5 1 3 8 8 48

Máx. 20 16 10 10 17 11 14 75 Prom. 8.2 11.1 7.6 5.3 8.4 10 10.6 54.3

DE 5.0 2.6 2.0 2.7 3.8 0.8 5.5 8.8

Grupos de 3

9 ♀ Min. 6 7 6 6 7 11 51 Máx. 6 16 18 14 14 18 59 Prom. 6 10.3 11 9.2 9.2 13.1 54.5

DE 0 3.5 4.7 2.4 2.4 6.9 2.6

5 ♂ Min. 6 7 5 6 4 7 51 Máx. 13 16 24 24 20 20 78 Prom. 7.4 12.6 11.4 12.8 9.7 12.6 60.8

DE 3.1 4.2 7.3 7.4 7.4 8.3 10.5 Grupos de

6 10 ♀ Min. 6 3 9 7 6 8 42

Máx. 13 14 18 19 18 18 62 Prom. 8.4 7.6 11.9 10.5 11.8 12.6 55.4

DE 2.5 3.7 4.6 5.0 5.0 7.1 6.0

12 ♂ Min. 6 3 3 5 9 11 56 Máx. 13 16 19 20 18 23 67 Prom. 9.5 10.4 8.1 11.1 13.1 14.5 61

DE 3.1 4.3 5.8 5.4 3.2 8.3 4.5

Grupos de 12

6 ♀ Min. 7 6 7 4 6 11 48 Máx. 13 15 18 7 10 15 59 Prom. 8.6 9.3 12.3 4.5 7.3 13.5 55.6

DE 2.6 3.3 4.8 1.2 2.0 1.9 4.0 5 ♂ Min. 7 4 9 4 7 11 58

Máx. 18 11 13 10 12 14 59 Prom. 14.8 6.4 9.8 8.2 8 11.6 58.8

DE 4.8 3.3 1.7 2.6 2.2 1.3 0.4

1027

DESCRIPCIÓN DEL CANAL ALIMENTARIO Y APARATO REPRODUCTOR DE Zopherus chilensis GRAY (COLEOPTERA: ZOPHERIDAE), Y ALGUNAS CONSIDERACIONES

ACERCA DEL ENTORNO SOCIOECONÓMICO QUE CARACTERIZAN SU COMERCIO.

The alimentary canal and reproductive apparatus of Zopherus chilensis Gray 1832 (Coleoptera: Zopheridae) and some characteristics regarding the socio-economic environment of its trade.

Ma. Dolores Montalvo-Parra1 y Cuauhtémoc Deloya2. 1Depto. de Ciencias Químico-Biológicas, UDLAP, Santa Catarina Mártir, Cholula, Pue., México. 2 Depto. de Entomología, Instituto de Ecología, A.C. (Centro Público de Investigación CONACYT), Km. 2.5 carretera antigua a Coatepec 351, C.P. 91070, Xalapa, Veracruz, MEXICO. E-mail: dolores.montalvo@gmail.com, cuauhtemoc.deloya@inecol.edu.mx

Palabras Clave: Zopherus chilensis, Zopheridae, “Maquech”, Tubo digestivo. Introducción

El género Zopherus se distribuye desde el sur de Estados Unidos hasta Venezuela y Colombia según Souza (1947), Orosa (1963), Triplehorn (1972) y Doyen (2002), todos citados por Rosano Hernández y Deloya López (2004). En México Z. chilensis ha sido reportado en Guerrero, Chiapas, Morelos, Oaxaca y Yucatán (Triplehorn, 1972). Zopherus chilensis Gray 1832 (Fig. 1: izquierda), comúnmente llamado “Ma’ kech” o “Maquech” (Rosano Hernández y Deloya, 2004), es un coleóptero de la familia Zopheridae utilizado como “joyería viva”, pues se les adhiere sobre el pronoto y élitros pedrería y una cadena la cual permite al usuario sujetarlo a su vestimenta con un prendedor (Fig. 1: derecha). Por tratarse de un objeto artesanal con valor comercial, mencionada como tal en diversos textos (Coronado y Márquez, 1986), se podría pensar que existe una gran cantidad de datos disponibles acerca de la especie; sin embargo, se desconocen la mayor parte de su biología. A causa de dicha falta de información, sobre todo en lo referente a sus hábitos alimentarios, los “maquech” vendidos como joyas vivientes y/o mascotas, no viven mucho tiempo al cuidado de sus compradores. Por otro lado, su relevancia económica no ha sido objeto de un estudio socio-económico serio que pueda respaldar dicha importancia a nivel local y/o regional. No obstante, al visitar la región de la península de Yucatán, resulta evidente que el “maquech” representa un ingreso importante, principalmente para las familias de los maquecheros (colectores), los intermediarios y los comerciantes que ofrecen esta especie silvícola a los turistas nacionales y extranjeros.

En los insectos el tubo digestivo está conformado en tres regiones principales, un intestino anterior o estomodeo, el intestino medio (mesenterón o ventrículo) y el intestino posterior o proctodeo. El estomodeo se subdivide en faringe, esófago, buche y proventrículo. En el mesenterón normalmente no presenta subdivisiones, sin embargo algunos autores reportan características diferenciales en el epitelio y la íntima de la cutícula que crean regiones en el ventrículo. El proctodeo se divide en dos partes: proctodeo anterior y proctodeo posterior o recto. A su vez, el proctodeo anterior, se divide en la región pilórica y el íleon. El proctodeo anterior y el posterior se separan, en ocasiones, por una válvula rectal. Algunos autores como Snodgrass (1935), Chapman (1982) y Wigglesworth (1932) reportan la presencia de órganos rectales en forma de cojinetes o de papilas. La ausencia y presencia de dichas estructuras y/o subdivisiones,

1028

y las modificaciones que éstas puedan tener, se utilizan para diferenciar al grupo taxonómico y están relacionadas con los hábitos alimentarios del insecto. Las características para describir las divisiones y estructuras del tracto digestivo de los insectos son las presentadas por Snodgrass (1935) y Chapman (1982).

Esta investigación tiene como objetivo generar conocimiento básico sobre la biología de Zopherus chilensis, particularmente sobre la anatomía del tubo digestivo y el aparato reproductor. De esta manera se podría contribuir con futuros esfuerzos de conservación: se podría conocer su estatus en la naturaleza, por ende establecer un plan de manejo (tanto de la especie, como de su hábitat) y, además, entender el entorno socioeconómico de la comercialización de este coleóptero.

Materiales y Método.

Con la finalidad de recabar datos, se realizó un viaje a Mérida, Yucatán, en donde se realizaron encuestas a los vendedores de artesanías en el centro de la ciudad y se midieron 29 “maquech”. Además, se visitó la localidad de Huhí, en donde se llevaron a cabo las siguientes actividades: reconocimiento del hábitat del “maquech”, aplicación de encuestas a los colectores maquecheros, medición de 81 especímenes y compra de 21 ejemplares de diferentes tamaños, elegidos de manera aleatoria, para su estudio en el laboratorio. Durante nueve días, los 21 maquech se mantuvieron en observación en un terrario. Como sustrato se agregó fibra de coco y madera que los vendedores proporcionaron como alimento; se siguieron las instrucciones indicadas por los vendedores y se introdujeron tubos de cartón para simular galerías. El terrario se mantuvo a temperatura ambiente durante los meses de marzo a agosto del 2007.

Fig. 1. Zopherus chilensis (Coleoptera: Zopheridae). Izquierda: Macho de “maquech”. Derecha: Forma en que son

decorados para su venta en Mérida, Yucatán, México.

De agosto hasta diciembre del mismo año, el terrario se mantuvo en condiciones de laboratorio (temperatura: 36-39 ºC; humedad relativa: 50-70%). Los primeros cuatro meses fueron alimentados con champiñones frescos y enlatados. Los últimos cuatro meses, el alimento fue a base de hongos de repisa del género Ganoderma. De los 21 individuos obtenidos: 3 se

1029

conservaron en etanol al 80%, 1 escapó, 2 se mantuvieron vivos, 2 fueron sumergidos en una solución de ácido nítrico (DECAL) con la finalidad de ablandar su cutícula y ser procesados para realizar cortes histológicos sin remover el exoesqueleto y 13 fueron disecados con la finalidad de: a) Extraer el tracto digestivo, b) Observar la distribución y configuración externa del tracto digestivo, c) Medir la longitud del tracto digestivo: se extrajo el tracto digestivo (estirándose en algunas ocasiones y en otras no) y se colocó un hilo sobre lo largo del mismo; después se midió dicho hilo con un Vernier, d) Verificar la presencia de gónadas, su ubicación y estructura, e) Observar y separar las partes del órgano copulador, y f) Realizar cortes transversales del tubo digestivo y teñirlos con la técnica de Hematoxilina y Eosina (HE). Se incluyeron en bloques de parafina un par de tractos digestivos (a uno de los dos tractos se le removió el aparato copulador). Posteriormente se realizaron cortes histológicos de 7 de espesor. Se utilizó un Microtomo A.O.C., modelo 820. Posterior al corte y montaje en portaobjetos, se realizó la tinción HE. Los cortes obtenidos fueron observados con un microscopio óptico marca LABOMED modelo CXRII con los objetivos de 4X, 10X, 40X y 100X. Posteriormente fueron fotografiados. Resultados

Estructura general del tubo digestivo y partes bucales: sólo se realizaron siete disecciones exitosas, las cuales fueron consideradas para obtener el rango total de la longitud el tubo digestivo de Z. chilensis (42 a 64 mm).

La configuración del tubo digestivo es bastante simple y se encontraron dos ciegos. Estomodeo: No se incluyó la cavidad bucal y la faringe. El estomodeo es un tubo muscular simple de unos cuantos milímetros de longitud. En la parte más anterior se puede observar claramente el epitelio y las capas de músculos circulares bastante delgadas; se distingue una invaginación longitudinal pronunciada del tubo hacia el lumen, además de otras de menor tamaño; no se observó alguna otra estructura. En la parte posterior del mismo, se presenta un engrosamiento en la cara ventral. No se distinguen con claridad los límites entre células, lo que dificulta cuantificar las capas celulares que lo conforman; sin embargo, se distingue que el orden de dichas capas es concéntrico. La parte terminal del esófago se hace cada vez más estrecha y termina en la válvula cardiaca o estomodeal (en los cortes se observa como una oclusión de la luz del tubo digestivo). No se observan rastros de quitina. Mesenterón: Se observan unas pocas fibras musculares longitudinales en la parte más exterior (con respecto al lumen), seguidas de varias capas de músculos estriados circulares que se encuentran adyacentes a los componentes del epitelio. La membrana basal se identifica como tejido conectivo debido al ordenamiento de los núcleos de sus células, tal y como Deegener (1910) y Rungius (1911) describen para el caso del coleóptero acuático Dytiscus (Snodgrass, 1935). El grosor de esta membrana es variable. Incluidos en el tejido se pueden observar divertículos que encierran células que poseen núcleos grandes ( 052.0 de diámetro) y que parecen ser vertidas a las capas epiteliales más cercanas al lumen del estómago (Fig. 2). El epitelio está constituido por células de aspecto esponjoso, columnares y largas. Dicho epitelio se distingue en el lumen del tubo digestivo. Posteriormente la pared del intestino presenta nuevamente núcleos alineados, donde se forma un ligero borde irregular; las hendiduras son de profundidad variable en la pared de esta sección. En la mayoría de las hendiduras se observan divertículos. Los músculos longitudinales son más abundantes a medida que los cortes transversales se acercan al intestino posterior. Al final de los cortes transversales del ventrículo se aprecia una disminución importante en el número de núcleos y

1030

tejido que rodea a la membrana peritrófica, producto del desprendimiento del epitelio antes mencionado. Por ende, dicha membrana, se observa con mayor claridad y es delgada, con apariencia granulosa y en algunas partes transparente. Proctodeo: Estructura con músculos estriados circulares abundantes y epitelio columnar. El epitelio posee células organizadas en forma de seis espinas o lóbulos, con citoplasmas transparentes y núcleos grandes. Las membranas se observan muy delgadas entre cada célula y convergen en el centro de cada espina o lóbulo. En esta región se observaron estructuras huecas secas (alimento), rodeadas de una membrana delgada y en ocasiones granulosa (membrana peritrófica). Además, se pueden observar otras dos estructuras que flanquean al intestino; probablemente se trate de dos ciegos del ventrículo o de túbulos de Malpighi (cuyo punto de inserción en el intestino no fue posible observar). Con un aumento de 40X se distinguen núcleos dispuestos en una capa única que se dobla sobre si misma, formando estructuras que se proyectan hacia el lumen. El epitelio es muy parecido al del ventrículo. En el lumen se observa material teñido de color oscuro que no parece ser de la misma naturaleza del material encontrado en el lumen intestinal. Tamaño de los individuos: La longitud total de los 110 especímenes medidos registra longitudes de 18 a 40 mm (moda de 35 mm). Aparato reproductor: En las dos disecciones dedicadas al aparato reproductor, sólo se encontraron estructuras que corresponden a machos; los 12 individuos diseccionados completamente presentaron edeago. El aparato reproductor masculino de Z. chilensis consta de un par de testículos, un par de vas deferens, un ducto eyaculador y dos pares de glándulas accesorias. Por otro parte, la falta de desarrollo de los testículos dificultó la ubicación del aparato reproductor.

Circunstancias socioeconómicas sobre su comercialización. El sistema de comercialización del maquech posee tres elementos fundamentales: los maquecheros, los intermediarios y los comerciantes de Mérida. Los maquecheros son las personas que realizan la colecta del maquech, los intermediarios adornan y los transportan a los comercios de Mérida. Tanto los maquecheros como el intermediario, son de origen maya y hablan su lengua nativa y el castellano, en una mezcla que para ellos resulta coherente. Por lo anterior podríamos inferir que

1 2

600pb-

1031

el contacto con una sociedad hispano parlante debe presentar dificultades, especialmente si se trata de negocios. Los maquecheros sobreviven diariamente gracias a sus colectas. En la investigación de campo realizada, se observó la frecuente degradación de la vegetación original (bosque tropical caducifolio) y su conversión a sembradíos de Agave spp. La información obtenida, mediante las encuestas a comerciantes del centro de Mérida, menciona que los precios de los maquech adornados varían desde $100 a $220 pesos. Junto con las leyendas que explican el origen de la tradición de vestir un maquech, también existen creencias acerca del los hábitos alimentarios del coleóptero en cuestión. Se habla de un supuesto “faquirismo” (como lo llaman Rosano Hernández y Deloya, 2004). Sin embargo, al adquirir un maquech en los comercios de Mérida, al comprador se le provee de un trocito de madera con la indicación de mantenerlo húmedo para que le sirva como alimento. Discusión.

El desprendimiento del epitelio del mesenterón es reportado por Snodgrass (1932) y Chapman (1982), pero también por autores como Schaeper (1931) quien sugiere que estas células que se desprenden o rompen liberan fluidos digestivos llevando a cabo una secreción holócrina.

La válvula que precede a la sección con cojinetes rectales (válvula rectal), concuerda en gran medida con la descripción y el diagrama presentados por Snodgrass (1935) de una papila rectal (rectal papillae) (“The rectal papillae are hollow, conical invaginations of the intestinal wall”… “The position of each is marked externally by a pit, which is penetrated by ramifying tracheal branches...”, sin embargo existen varios aspectos que impiden que se afirme que se trate de estos órganos: 1) No en todas los cortes se observó que cada papila fuese hueca y 2) En la capa muscular no se observa una fosa por la cual penetren traqueas. Chapman (1982) menciona que larvas de Scarabaeoidea que se alimentan de madera en descomposición, no poseen celulasa sino que el alimento se retiene en un saco ubicado en el intestino posterior por medio de espinas ramificadas que emergen de la íntima; los residuos digeridos se absorben a través de adelgazamientos que existen en la íntima entre cada espina. En algunos cortes transversales de esta estructura, se observaron (100X) pequeñas irregularidades en la íntima. La posición que ocupa en el proctodeo la estructura que posee seis espinas o lóbulos sugeriría que se trata de una válvula y podría confirmarse si se tomase en cuenta el grosor de la íntima. Snodgrass (1935) describe a la válvula proctodeal como uno o dos dobleces transversos o anillos gruesos de células epiteliales que usualmente son cortados por los dobleces longitudinales de la pared pilórica para dar lugar a una serie de lóbulos que se oponen. Por otro parte, Snodgrass (1932), señala que la abertura entre el proctodeo posterior y el anterior está resguardada por una válvula rectal formada por un doblez circular o un grupo de lóbulos. Tal vez la característica distintiva de esta formación se deba al orden intercalado que presentan los grupos de músculos longitudinales y los cojinetes de células epiteliales. De acuerdo con Wigglesworth (1932) la estructura que se ha descrito hasta este punto corresponde a los cojinetes rectales (rectal pads).

No se encontró una relación entre longitud y sexo. Triplehorn (1972) afirma no haber encontrado algún carácter externo para diferenciar hembras de machos. Para explicar el hecho de no haber encontrado hembras, se podrían proponer varias hipótesis: a) En caso de que se hubiera cometido un error en el momento de determinar que todos los individuos disecados poseían un edeago, la única alternativa sería basarse en el número de pares de testículos desarrollados que se encontraron (7). Por ende, la proporción machos-hembras es grande: más de 7 machos por cada hembra. Si no se ha cometido error alguno en afirmar que los 12 individuos disecados

1032

completamente poseen un edeago, entonces podremos afirmar que la proporción de machos-hembras es aún mayor: más de 12 machos por cada hembra. Cabe aclarar, que la estructura del edeago de la especie en cuestión ha sido descrita previamente por Triplehorn (1972) y esta información había sido procesada en el momento de analizar las muestras, b) Todos los especimenes adquiridos son machos porque fueron recolectados de un mismo sitio. Probablemente las hembras ocupen otra área, otra región dentro de la estructura vertical del ecosistema o tengan otras preferencias alimentarias, c) Cabe la posibilidad de que se presentara dimorfismo sexual radical en esta especie o que se estuviera confundiendo a las hembras con otra especie del mismo género, d) Existe una regulación en la proporción de los sexos de Z. chilensis dada por algún factor aún desconocido (estacionalidad, feromonas, etc.).

En cuanto a los aspectos socioeconómicos que rodean al comercio de Z. chilensis, los maquecheros llevan una vida muy limitada económicamente, los intermediarios tienen un poder de adquisición un poco más elevado y los comerciantes citadinos rebasan el poder adquisitivo de los últimos dos. En cuanto a la cultura, en contraste con los comerciantes de la ciudad, los maquecheros e intermediarios se encuentran arraigados en sus tradiciones, usos y costumbres, que afectan tanto la comercialización justa y su extracción del hábitat.

Agradecimientos

Gracias a: Oscar, Frank y al profesor Trejo, maquecheros, comerciantes de Mérida. Dra. Quezada, Dra. Mora, Dr. Lerma, LAC Arturo García y Dr. Cruz (Asesores). UDLAP: Mtra. Lucía Parra, Mtro. Jerónimo García, Mtra. Silvia Reyna, Mtra. Aracely Angulo y Mtra. Harumi Scott. Literatura Citada

Chapman, R. F. (1982). The insects structure and function. Massachusetts, E.U.A: Harvard University Press.

Coronado, R., Márquez, A. (1986). Introducción a la entomología morfología y taxonomía de Insectos. México: Editorial Limusa

Rosano-Hernández, M. C. y C. Deloya. (2004). Algunas consideraciones sobre la biología y el uso tradicional del “Maquech” Zopherus chilensis Gray 1832 (Insecta: Coleoptera) de Yucatán, México. Entomología Mexicana, 3: 189-193.

Snodgrass, R. E. (1935). Principles of insect morphology. Nueva York, E.U.A: McGraw-Hill Book Co.

Triplehorn, C.A. (1972). A review of the genus Zopherus of the world (Coleoptera: Tenebrionidae) Smithsonian contributions to zoology, 108.

Wigglesworth, V.B. (1932) On the Function of the so-called “rectal glands” of insects. Quarterly Journal of Microbiological Sciences, 75:131-150.

1033

EVALUACIÓN DE DIFUSORES DEL ATRAYENTE TIPO MEMBRANA PARA TRAMPAS DE BROCA DEL CAFÉ Hypothenemus hampei (COLEOPTERA: CURCULIONIDAE)

Evaluation of membrane bait dispensers for traps to coffee berry borer Hypothenemus hampei

(Coleoptera: Curculionidae) Juan F. Barrera, Julio Rojas, Edi Malo, Joel Herrera, Marcela Chiu, Carmen Becerra y Javier Valle. El Colegio de la Frontera Sur, Carretera Antiguo Aeropuerto km 2.5, Tapachula, Chiapas, México CP 30700. jbarrera@ecosur.mx. Palabras Clave: Trampeo, tasa de liberación, insecto plaga, metanol, etanol, café. Introducción

Las trampas cebadas con atrayente constituyen uno de los medios de mayor uso para el control de la broca del café Hypothenemus hampei (Ferrari) (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) en las zonas cafetaleras de América tropical (Barrera et al. 2006). Por lo general, el atrayente que usan estas trampas consiste en una mezcla de metanol: etanol en proporciones de 1:1 ó 3:1. Mayor variedad de tipos suele presentarse a nivel de la trampa y difusor del atrayente. En cuanto al difusor, predomina el tipo gotero (Fig. 1a) por su relativa disponibilidad. En México, se utiliza un gotero de alta densidad de 20 ml de capacidad en los programas gubernamentales contra la broca del café (SENASICA, 2008). Un difusor alterno que funciona bastante bien es el frasco de vidrio con tapón de hule o envase desechable de medicamentos (Fig. 1b). Este difusor ha sido desarrollado por El Colegio de la Frontera Sur (ECOSUR) como parte de la trampa ECOIAPAR (Barrera et al. 2003). En ambos casos, es necesario perforar el tapón para permitir la liberación del atrayente. En Costa Rica, para la captura de broca se ha experimentado con un difusor tipo membrana (Borbón et al. 2000). Éste consiste en una bolsita de un plástico especial que permite la liberación paulatina del atrayente (Fig. 1c). Difusores tipo membrana se han usado para el monitoreo de plagas en varios cultivos (Heath et al. 1996; Malo et al. 2004), sin embargo, no se conoce el desempeño de éstos en el trampeo de la broca del café. Por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue evaluar difusores tipo membrana para conocer sus posibilidades de aplicación para el caso de la broca.

b c

Fig. 1. Tipos de difusores del atrayente usados en trampas para broca del café: a, gotero; b, frasquito desechable

de medicamento; c, membrana.

1034

Materiales y Método

Se usaron tres tipos de difusor del atrayente: i) difusor tipo membrana sencilla (S); ii) difusor tipo membrana doble (D); y iii) difusor tipo frasquito de vidrio desechable (T). Los difusores se colocaron en el interior de trampas ECOIAPAR, las cuales consisten en botellas desechables de 2 litros de capacidad de bebidas gaseosas embotelladas y poseen una ventana en su parte central para permitir la salida del atrayente y la entrada de la broca. (Barrera et al. 2003). El atrayente usado fue una mezcla de metanol con etanol en proporción de 3:1.

Las trampas se colocaron cada 14 m sobre ramas de cafetos entre 1.20 y 1.50 m sobre el suelo en “Los Rosales” (N 15º04’, W 92º11’, 830 msnm), una propiedad ejidal del municipio de Cacahoatán, Chiapas que cultiva café arábica (Coffea arabica L.) y robusta (C. canephora Pierre ex Frohener). Se realizaron dos experimentos, donde los tipos de difusor fueron los tratamientos, siendo el testigo el frasquito de vidrio desechable. En el primero (Exp. 1), realizado del 29 de octubre de 2007 al 18 de febrero de 2008 (112 días de duración), se emplearon cuatro repeticiones por tratamiento, y en el segundo (Exp. 2), realizado del 18 de febrero al 14 de junio de 2008 (117 días de duración), fueron cinco repeticiones. En cada experimento las trampas se distribuyeron completamente al azar y se registraron las siguientes variables por semana: el peso del difusor (gramos), la captura de broca (número de brocas por trampa) y la temperatura mínima y máxima (ºC) obteniendo 16 y 17 lecturas por experimento. La tasa de liberación del atrayente por día por tipo de difusor (expresada en mg) fue calculada restando el peso actual al peso anterior del difusor. La captura de broca se expresó en número de brocas capturadas por trampa por día.

Siguiendo a von Ende (2001), los datos se procesaron mediante un análisis de varianza de medidas repetidas, donde se utilizó una estructura de covarianza de simetría compuesta; posteriormente, las comparaciones de medias de tratamientos se realizaron mediante contrastes ortogonales. Los datos se analizaron mediante SAS (1999-2001). Estos análisis se completaron mediante análisis de regresión entre las variables registradas. Resultados y discusión

La temperatura promedio (± error estándar) para el Exp. 1 fue de 22.54 °C (±0.22) y para el Exp. 2 fue de 22.53 °C (±0.18).

La pérdida de peso de los tres tipos de difusores con respecto al tiempo, expresada en porcentaje o en gramos, fue lineal (Cuadro 1). En todos los casos la pérdida de peso fue ligeramente mayor en el primer experimento que en el segundo. De acuerdo con las ecuaciones del segundo experimento (Cuadro 1), donde ocurrió la mayor parte de la emergencia masiva de la broca, a los 120 días el difusor S había perdido 27.4%, el difusor D, 20.0% y el difusor T, 18.7%.

En los dos experimentos se encontró diferencia significativa entre difusores con respecto al peso expresado en porcentaje (Exp. 1: F= 20.33, gl= 2, 16, P<0.0001; Exp. 2: F= 29.5, gl= 2, 17, P<0.0001). En el primer experimento el difusor S perdió mayor proporción de peso que los otros dos tipos de difusores (P<0.0001), mientras que no hubo diferencia entre el difusor D y el difusor T (P=0.895). En el segundo experimento hubo diferencia significativa entre todos los difusores: D vs S, P< 0.0001; D vs T, P= 0.005; S vs T, P< 0.0001.

La tasa promedio (± error estándar) de liberación del atrayente para cada tipo de difusor en los dos experimentos se presenta en el Cuadro 2. No hubo diferencia estadística entre difusores con respecto a la tasa de liberación del atrayente (P>0.05). Considerando ambos

1035

experimentos, las tasas de liberación (mg/día) fueron las siguientes: difusor S, 56.50±8.48; difusor T, 44.59±6.26; y difusor D, 41.59±6.85.

La variación de temperatura observada (T, ºC) en los experimentos no afectó la tasa de liberación (L, mg/día) (T= 0.8555*L+45.415; R2=0.0006). Al juntar los datos de ambos experimentos, se observó que la tasa de liberación (L, mg/día) del difusor S mostró una tendencia a incrementarse con el transcurso del tiempo (d, días) (d=0.07037*L+42.171; R2=0.3691; n=20; F=10.53, valor crítico de F=0.004), resultado que pudo deberse a un deterioro de la membrana por las inclemencias del clima. El difusor D mostró una tasa de liberación más constante que el difusor T, pero en ambos casos no se presentó una relación significativa con el tiempo (P>0.05). Cuadro 1. Peso de tres tipos de difusores del atrayente a través del tiempo evaluados en dos experimentos realizados

en Los Rosales, Cacahoatán, Chiapas. 29 de octubre de 2007 al 14 de junio de 2008.

Tipo de difusor Experimento 1

22.54 °C (±0.22) Experimento 2

22.53 °C (±0.18) Ecuación lineal R2 Ecuación lineal R2

Porcentaje Membrana sencilla (S) y = -0.3013x + 101.8 0.9737 y = -0.231x + 100.35 0.9805 Membrana doble (D) y = -0.2098x + 99.748 0.9892 y = -0.1794x + 101.54 0.9553 Frasco de vidrio con tapón de hule (T)

y = -0.1833x + 98.332 0.9668 y = -0.1417x + 98.277 0.9781 Gramos

Membrana sencilla (S) y = -0.0535x + 18.069 0.9737 y = -0.0474x + 20.571 0.9805 Membrana doble (D) y = -0.0435x + 20.698 0.9892 y = -0.0366x + 20.715 0.9553 Frasco de vidrio con tapón de hule (T)

y = -0.049x + 26.304 0.9668 y = -0.0374x + 25.945 0.9781 Cuadro 2. Tasa de liberación (mg/día) del atrayente en tres tipos difusores evaluados en dos experimentos realizados

en Los Rosales, Cacahoatán, Chiapas. 29 de octubre de 2007 al 14 de junio de 2008.

Tipo de difusor Experimento 1 Experimento 2 Ambos experimentos Promedio Error est. Promedio Error est. Promedio Error est.

Membrana sencilla (S) 56.55 12.60 56.43 9.80 56.50 8.48 Membrana doble (D) 50.60 11.06 32.59 7.82 41.59 6.85

Frasco de vidrio con tapón de hule (T)

49.11 9.71 40.34 8.15 44.59 6.26

El número promedio de broca capturada por trampa por día en las trampas con los

diferentes difusores en ambos experimentos se presenta en la Fig. 2. Parte del experimento 1, desde su inicio en octubre hasta diciembre (2007), se realizó antes de que se estableciera la emergencia masiva de la broca, mientras que el experimento 2 se llevó a cabo en el primer semestre de 2008, durante la emergencia masiva de este insecto. Por lo tanto, la captura de broca fue mayor en el experimento 2. De manera general, la fluctuación de las capturas siguió la misma tendencia en los tres tipos de difusores. No hubo diferencia estadística entre los tipos de difusores con respecto al número de broca capturada (P>0.05). Al considerar los datos de los dos experimentos, se observó que la captura de broca (BTD) tuvo una tendencia significativa a la baja conforme se incrementó la tasa de liberación del atrayente (L) en un rango de 28 a 143 mg/día (Fig. 3), aunque la relación fue tenue (L= -0.0964*BTD+18.033; n=65; R2=0.0603; F= 4.0446, valor crítico de F= 0.04860). La captura de broca (BTD) no se relacionó con la temperatura (T)

1036

del cafetal en un rango de 21 a 24.5ºC (T= -0.06512* BTD+27.398; R2=0.0022). La no relación entre estas variables, como se esperaba, implica una relación más compleja entre estos dos factores a nivel de campo.

Fig. 2. Fluctuación de las capturas de broca del café en trampas con tres tipos diferentes de difusores del atrayente en

dos experimentos realizados en Los Rosales, Cacahoatán, Chiapas. 29 de octubre de 2007 al 14 de junio de 2008.

Fig. 3. Relación entre la tasa de liberación del atrayente y las capturas de broca del café con trampas. Los Rosales,

Cacahoatán, Chiapas. 29 de octubre de 2007 al 14 de junio de 2008. En el caso de los difusores tipo membrana, algunas repeticiones sufrieron daños (ruptura

o fuga del atrayente) al transcurrir el tiempo. En el Exp. 1, después de 112 días, se dañó 1 de 4 (25%) difusores S y D; en el Exp. 2, se dañaron 4 de 5 (80%) de difusores S y 3 (60%) difusores D. Ninguno de los difusores T sufrió daños.

De acuerdo con los resultados de este trabajo, en varios aspectos los difusores tipo membrana manifestaron un comportamiento similar al difusor tipo frasquito o testigo, lo que los hace promisorios en el trampeo de la broca. Por ejemplo, capturaron cantidades parecidas de broca, y en el caso de la membrana doble, fue similar al difusor convencional (frasquito) con respecto a la cantidad liberada de atrayente. No obstante, todavía es necesario mejorar ciertas características como procurar el uso de una membrana más resistente a las inclemencias del

0

10

20

30

40

50

60

30-Oct 19-Dic 07-Feb 28-Mar 17-May 06-Jul

Fechas de trampeo (2007-2008)

Pro

med

io d

el

nú

mero

de b

rocas

po

r tr

am

pa p

or

día

Difusor tipo membrana sencilla (S)

Difusor tipo membrana doble (D)

Difusor tipo frasco de vidrio con tapón de hule (T)

Exp. 1 Exp. 2

y = -0.0964x + 18.033

R2 = 0.0603

0

10

20

30

40

50

60

0 20 40 60 80 100 120 140 160

Tasa de libearación del atrayente (mg/día)

Pro

med

io d

e b

rocas p

or

tram

pa p

or

día

1037

tiempo y cuidar el proceso de sellado de la membrana para evitar puntos débiles que provoquen fugas del atrayente.

Por otro lado, fue interesante observar una relación negativa entre la tasa de liberación del atrayente en el rango de 28 a 143 mg/día y la captura de broca, pues coincide con el estudio de Mendoza Mora (1991), uno de los trabajos pioneros sobre el tema. Este autor encontró que la cantidad de broca disminuía al incrementarse la tasa de liberación de la mezcla atrayente (metanol 3: etanol 1) de 60 a 180 mg/día. En otro estudio (Mathieu et al. 1997), también se observó que las tasas más bajas de liberación de una mezcla de metanol- etanol 1:1, capturaron más broca, aunque en este caso se probaron tasas de liberación mucho más altas (500, 1,500 y 20,000 mg/día). Contradictoriamente, estudios realizados por Borbón et al. (2000) con metanol- etanol 3:1 y un rango de tasa de liberación similar al usado por Mendoza Mora op. cit. y nosotros, reportaron una relación positiva entre la tasa de liberación y la captura. Aún más, Dufour y Frérot (2008) observaron que la mezcla de metanol- etanol 1: 1 a tasas de liberación entre 174 y 476 mg/día tuvieron poco efecto sobre las capturas. Se requieren más estudios para dilucidar el rango óptimo de la tasa de liberación del atrayente con respecto a la captura de broca. Conclusión

Los difusores evaluados tipo membrana mostraron algunas características similares al difusor de referencia tipo frasquito, sobre todo a nivel de la tasa de liberación y la captura de la broca, lo que permite visualizar un potencial interesante en el trampeo de la broca una vez que sus inconvenientes (ruptura o fuga del atrayente) sean superados. Agradecimientos

Se agradecen las facilidades otorgadas por Don Daniel Rosales Jiménez, productor de café propietario de Los Rosales, donde se realizó el trabajo de campo. Al Sr. Ramón Cuellar-Valdés (ramoncv@gmail.com), de la empresa Feromonas y Compuestos Sintéticos de Uso Agrícola de México (FeroComps de México), por haber proporcionado los dispersores del atrayente tipo membrana evaluados en este trabajo. La presente investigación se realizó en el marco del proyecto “Búsqueda de atrayentes basados en feromonas, volátiles de hospedero y aceites esenciales para el desarrollo de un sistema de trampeo de la broca del café” apoyado por el Programa de Ciencia Básica CONACYT (clave 62316). Literatura citada

Barrera, J.F., J. Herrera, A. Villacorta, H. García & L. Cruz. 2006. Trampas de metanol-etanol para detección, monitoreo y control de la broca del café Hypothenemus hampei. En: Barrera, J.F. & P. Montoya (eds.), Simposio sobre Trampas y atrayentes en detección, monitoreo y control de plagas de importancia económica. Sociedad Mexicana de Entomología y El Colegio de la Frontera Sur. Tapachula, Chiapas, México, p. 71- 83.

Barrera, J. F., A. Villacorta, J. Herrera, R. Jarquín & H. García. 2003. ECO-IAPAR el capturador de Broca del Café: Recicle botellas de plástico y gane contra la Broca. El Colegio de la Frontera Sur, Proyecto Manejo Integrado de Plagas, México. Folleto técnico No. 8, 16 p.

Borbón M., O., O. Mora Alfaro, A. Cam Oehlschlager & L. M. González. 2000. Proyecto de trampas, atrayentes y repelentes para el control de la broca del fruto del cafeto, Hypothenemus hampei. L (Coleoptera: Scolytidae), p. 331-348. En: L. Zamora & J.

1038

Echeverri (comp.), Memoria del XIX Simposio Latinomericano de Caficultura. ICAFE. IICA/PROMECAFE. San José, Costa Rica.

Dufour, B.P. & B. Frérot. 2008. Optimization of coffee berry borer, Hypothenemus hampei Ferrari (Col., Scolytidae), mass trapping with an attractant mixture. J. Appl. Entomol. 132: 591-600.

Malo, E.A., F. Bahena, M. A. Miranda & J. Valle-Mora. 2004. Factors affecting the trapping of males of Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) with pheromones in Mexico. Florida Entomologist 87: 288-293.

Mathieu, F., L.O. Brun, C. Marchillaud & B. Frérot. 1997. Trapping of the coffee berry borer Hypothenemus hampei Ferr. (Col., Scolytidae) within a mesh-enclosed environment: interaction of olfactory and visual stimuli. J. Appl. Ent. 121: 181-186.

Mendoza Mora, J.R. 1991. Resposta da broca-do-café, Hypothenemus hampei, a estímulos visuais e semioquímicos. Tese. Universidade Federal de Viçosa. Minas Gerais, Brasil.

R. R. Heath, N. D. Epsky, A. Jimenez, B. D. Dueben, P. J. Landolt, W. L. Meyer, M. Aluja, J. Rizzo, M. Camino, F. Jeronimo & R. M. Baranowski. 1996. Improved Pheromone-Based Trapping Systems to Monitor Toxotrypana curvicauda (Diptera: Tephritidae). Florida Entomologist 79: 37-48.

[SAS] Statistical Analysis Software. 1999-2001. Release 8.2 (TS2M0). SAS Institute Inc., Cary, N.C.

[SENASICA] Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. 2008. Apéndice de manejo integrado de la broca del café en México (Manual técnico-operativo de la campaña contra la broca del café). Clave: APT-DPF-CCBC. Versión 3. Emisión: 11/07/08. 66 p.

von Ende, C.N. 2001. Repeated-measures analysis: growth and other time-dependent measures, p. 134-157. In: S. M. Scheiner & J. Gurevitch (eds.), Design and analysis of ecological experiments. Second ed. Oxford University Press, Inc. New York, N.Y.

1039

ARTRÓPODOS ASOCIADOS AL CULTIVO DE HIERBABUENA (Mentha spicata L. var. tashkent) EN EL PREDIO “LAS ÁNIMAS”, TULYEHUALCO, D. F.

Arthropods associated with mint crops (Mentha spicata L. var. tashkent) in "las Animas" Tulyehualco, Mexico City.

López-Rosas, F. J., Rodríguez-Navarro, S, y Terrón-Sierra, R. A. UAM-Xochimilco, Calzada del Hueso No. 1100, Villa Quietud, 04960. México, D. F.

Palabras Clave: Mentha spicata, Insecta, Acari, fitófagos, insectos benéficos

Introducción

Las Ánimas, Tulyehualco, Xochimilco, D. F., es un predio en donde se han reconocido 103 especies de plantas arvenses, medicinales y alimenticias. Se han introducido además plantas medicinales, de uso mágico o esotérico y aromático, entre éstas la hierbabuena (Fierro et al., 2001).

La presencia de insectos fitófagos en cultivos agrícolas desempeña un papel importante por su interacción negativa, así como aquellos que son benéficos, capaces de regular las poblaciones de los considerados como plagas. En México Peña-Olmos (2003, 2005) estudió la fluctuación poblacional del pulgón de la menta en Mentha spp. (cinco tipos de menta incluyendo a la hierbabuena) y registra a un grupo de afidófagos asociados. Asimismo, reporta al pulgón de la menta (Ovatus mentarius Van der Goot) como específico de Mentha spp. Por otra parte, da a conocer a cinco ordenes de insectos, con nueve familias, nueve géneros y 11 especies afidófagas. De éstas la mayor parte corresponden a especies depredadoras de cuatro órdenes, seis familias, siete géneros y ocho especies (Coccinellina emarginata M., Hippodamia convergens G-M., Symnus huachuca G., S. loewi M., Leucopsis sp., Allograpta sp., Orius sp., Chrysoperla sp. y una especie no identificada de neuróptero Hemerobidae. También reporta a dos especies de hiperparásitos (Ashapes californicus G. y A. suspensus (N.) de himenópteros Pteromalidae.

Martínez-Rosas et. al. (2005) registraron en Las Ánimas, Tulyehualco, Xochimilco a los coccinélidos Hippodamia convergens G.M., Coccinellina emarginata M. y Harmonia axydiris (P.) como depredadores del pulgón de la menta en Menta piperita L. var. citrata. (menta citrata) y de diversas especies de áfidos asociados a diez plantas medicinales. Los coccinélidos Coccinella sp. y Olla v-nigrum Mulsant los reportan como esporádicos en la misma menta. El objetivo de este estudio se enfocó a incrementar el escaso nivel de conocimiento sobre los artrópodos (ácaros e insectos), asociados al cultivo de hierbabuena (Mentha spicata L. var. tashkent), así como sus hábitos alimenticios y permanencia. Materiales y Método

El predio “las Ánimas” es un campo agrícola experimental que pertenece a la Universidad Autónoma Metropolitana-Xochimilco. Se localiza en la parte baja del lado norte del volcán Tehutli, a una altura sobre el nivel del mar de 2300 m. La precipitación anual es de 800 a 1500 mm. El clima es C (w), templado subhúmedo con lluvias en verano. Se han introducido en esta localidad plantas medicinales para su estudio, así como también las de tipo aromático y de uso mágico o esotérico, estas son cultivadas en cinco manchones con distinta ubicación cada uno de ellos (Fierro et al., 2001).

1040

Se realizaron recolectas de forma directa e indirecta sobre el cultivo de hierbabuena cada semana durante cinco meses (09 de Junio al 14 de noviembre del 2007). La superficie del cultivo estimada fue de 30 m2 (3 m de ancho x 10m de largo). Esta fue, a cielo abierto, y de la cual se delimitó un área de estudio que fue de 3 m2. Las colectas fueron realizadas entre las 10:00 y 11:00 horas.

En el laboratorio, se prosiguió a separar a los insectos y ácaros en tubos de vidrio con alcohol al 70% con sus datos correspondientes, utilizando un microscopio estereoscópico, cajas petri, agujas de disección y pinceles. Posteriormente se procedió a la identificación taxonómica del material entomológico y acarológico, con base en los criterios de Bautista, 2006; Borror y White. 1976, Cervantes et. al., 2003, Morón y Terrón, 1988, Néstor, 2007 y Pacheco 1985. Asimismo, parte del material fue enviado con especialistas para su determinación taxonómica.

Resultados y Discusión

Como resultado se obtuvieron un total de 5,065 individuos, que pertenecen a dos clases de artrópodos; Acari e Insecta, de los cuales Acari representa el 4.6 %; con dos familias Tetranychidae (fitófagos) y Phytoseiidae (depredadores), cada una de estas con un género y una especie. El 95.4% pertenece a la clase Insecta con ocho ordenes (Coleoptera, Hemiptera, Diptera, Thysanoptera, Hymenoptera, Neuroptera, Orthoptera y Lepidoptera), 24 familias, 37 géneros y 41 especies. Del total de especies de insectos 51.2 % son fitófagos (Cuadro 1) y 48.8 % son enemigos naturales donde el 7.3 % corresponden a especies de parasitoides (Cuadro 2).

Cuadro 1. Insectos y ácaros fitófagos en hierbabuena (Mentha spicata L. var. tashkent) en “Las Ánimas”, Tulyehualco, D. F.

Nombre común Nombre científico Familia Orden FITÓFAGOS

Pulgón de la menta Ovatus mentharius Van der Goot Aphididae Hemiptera

Chinche negra de los árboles Stenomocra marginella Herrich-Schaeffer Pryrrhocoridae Hemiptera

Chicharrita Empoasca solana DeLong Cicadellidae Hemiptera

Chinche Cosmopepla decorata Hahn Pentatomidae Hemiptera

Pulga azul Altica torquata JL Leconte Chysomellidae Coleoptera

Gusano peludo Estigmene acrea Drury Arctiidae Lepidoptera Trips Frankliniella sp. Tripidae Thysanoptera Diabrótica Diabrotica undecimpunctata Howard Chysomelidae Coleoptera

Necrobia sp. Cleridae Coleoptera

Chinche ligus Lygus sp. Miridae Hemiptera

Chicharrita Paraphlepsius irroratus Say Cicadellidae Hemiptera

Chicharrita Draeculacephala sp. Cicadellidae Hemiptera

Gusano de alambre Conoderus sp. Elateridae Coleoptera

Chinche Chlamydatus associatus Uhler Miridae Hemiptera Chinche Nysius ericae Schill Lygaeidae Hemiptera Picudo Trichapion sp. Curculionidae Coleoptera Chapulín Sphenarium purpurascens Charpentier Acrididae Orthoptera Chinche del ajonjolí Cyrtopeltis sp. Miridae Hemiptera Diabrótica Diabrotica virgifera zeae Le Conte Chysomelidae Coleoptera Psílido Paratrioza cockerelli (Sulc) Psyllidae Hemiptera Picudo Apion godmani Wagner Curculionidae Coleoptera Araña roja Tetranychus sp. Tetranychidae *Acari

* Taxón a nivel de clase

En el presente trabajo se registran cuatro órdenes, 14 familias, 20 géneros y 20 especies fitófagas de insectos, así como el ácaro Tetranychus sp. Con relación a los artrópodos benéficos se incluyen dos órdenes, diez familias, 17 géneros y 20 especies, así como el ácaro fitoseido

1041

Neoseiulus sp. Estos taxa en total, representan 40 nuevos registros de asociación específicamente para hierbabuena.

La mayor riqueza específica de fitófagos está representada por 16 especies de insectos chupadores que predominaron entre los meses de junio a octubre, incluyendo al ácaro Tetranychus sp., con excepción del áfido Ovatus mentarius que se presentó de junio a noviembre (Cuadro 3).

Cuadro 2. Registro mensual de enemigos naturales en hierbabuena (Mentha spicata L. var. tashkent).en “Las Ánimas”, Tulyehualco, D. F.

ENEMIGOS NATURALES Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre DEPREDADORES

Hippodamia convergens Güerin-Meneville

Cycloneda emarginata Mulsant

Cycloneda sanguinea Linnaeus

Harmonia axyridis Pallas

Hippodamia Koebelei Timberlake

Scymnus loewii Musant

Scymnus huachuca Gordon

Collops vittatus Say

Orius thyestes Herring

Condylostylus sp.

Efferia argyrosoma Hine

Didea fasciata Macquart

Chrysoperla sp.

Neoseiulus sp.

PARASITOIDE

Euplectrus plathypenea Howard

Aphidius smitbi Sharma & Subba Rao

Copidosoma truncatellum Dalman

En cuanto al grupo de enemigos naturales, las especies depredadoras presentaron la mayor riqueza específica con 13 especies y cuya fenología estuvo representada de junio a septiembre por siete especies de coccinélidos y una de Malachidae en junio. De los Cocccinelidae destacaron Cycloneda emarginata, Harmonía axyridis y Symnus huachuca por estar presentes en al menos tres meses, en tanto que Hippodamia convergens, H. koebelei y S. loewi su presencia fue más esporádica. La mayoría de los coccinélidos han sido reportados como reguladores de pulgones y ácaros en diversos cultivos (Martínez-Rosas et. al., 2005 y García 2005).

Las especies de antocóridos, asílidos, sírfidos y Chrysopidae se presentaron abarcando los meses de septiembre a octubre y hasta noviembre en el caso del dolicopódido Condylostylus sp. El ácaro fitoseido Neioseiulus sp., depredador efectivo de tetraníquidos y eriófidos (Cervantes et. al., 2003) únicamente se encontró en el mes de octubre.

Los insectos benéficos del grupo de parasitoides están representados por una especie de bracónido y una de Encyrtidae de junio a julio y una de Eulophidae únicamente en el mes de julio.

Conclusiones

Se registran por primera vez dos especies de ácaros, una fitófaga y una depredadora, así como 40 especies de insectos, 20 fitófagas y 20 de enemigos naturales asociadas a la hierbabuena, Mentha spicata L. var. tashkent , lo que muestra un equilibrio de artrópodos asociados con ambos tipos de hábitos alimenticios, por lo que esta planta funciona como huésped

1042

alterno tanto para artrópodos fitófagos como benéficos. El número de especies de ácaros e insectos se incrementan a 43 para este tipo de menta en el ámbito nacional.

Tanto de especies fitófagas como benéficas de artrópodos presentaron su máxima riqueza específica durante los meses de junio y julio, mostraron cifras más moderadas entre septiembre y octubre, así como un franco descenso hacia el mes de noviembre.

Cuadro 3. Registro mensual de insectos fitófagos chupadores en hierbabuena (Mentha spicata l. var. tashkent).en

“Las Ánimas”, Tulyehualco, D. F. FITÓFAGOS CHUPADORES

Junio Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Ovatus mentharius Van der Goot

Stenomacra marginella Herrich-Schaeffer

Empoasca solana DeLong

Cosmopepla decorata Hahn

Frankliniella sp.

Necrobia sp

Lygus sp.

Paraphlepsius irroratus Say

Draeculacephala sp.

Conoderus sp.

Chlamydatus associatus Uhler

Nysius ericae Schill

Trichapion sp.

Cyrtopeltis sp.

Paratrioza cockerelli (Sulc)

Apion godmani Wagner

Tetranychus sp. *

* Taxón a nivel de clase Agradecimientos

A la M. en C. Georgina Urbán Carrillo de la Universidad Autónoma Metropolitana Xochimilco, por la revisión, comentarios y sugerencias al presente trabajo. A la M. en C. Rebeca Peña-Martínez del laboratorio de entomología de la ENCB-IPN. A los proyectos UAM-X. “Insectos y ácaros de importancia agrícola en México” y SIP-IPN 20090097 “Áfidos, sus enemigos naturales y manejo agroforestal”.

Literatura citada

Bautista, M. N. 2006. Insectos Plaga. Una guía ilustrada para su identificación. Colegio de Postgraduados. Texcoco, Estado de México.113 pp.

Borror, D. J. y R. E. White. 1970. A field guide to the insects America North of Mexico. The Peterson Field Guide Series.404 pp.

Cervantes, M. J. F., J. F Lomelí, R S. Terrón y S. N. Rodríguez, 2003. Fundamentos de control biológico en México. División de Ciencias Biológicas de la Universidad Autónoma Metropolitana. México D.F. p. 100-104.

García C. G., 2005. “Monitoreo Poblacional de Coccinélidos (Coleoptera: Coccinellidae) del Valle Morelia-Querendaro, Michoacán 2001”. Tesis para obtener el título de Biólogo. México. Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, IPN. 88-89 pp.

Fierro, A. A.; M. M. L. González, S. A. Soberanes y A. F. Rodríguez. 2001. Arvenses alimentarias presentes en el Predio Agrícola “Las Ánimas”, Tulyehualco, D. F., Memorias del XXII Congreso Nacional de la Ciencia de la Maleza. ASOMECIMA. Universidad de Colima, Colima. 96-102 pp.

1043

Martínez-Rosas R., R. Peña- Martínez, R. Terrón S., A. Fierro- A. y S. Rodríguez N. 2005. Coccinélidos en plantas herbáceas: medicinales y arvenses en Las Ánimas, Tulyehualco, D.F. México Escuela Nacional de Ciencias Biológicas IPN y Universidad Autónoma Metropolitana. En: XXVIII Congreso Nacional de Control biológico, pp. 28-31

Morón M. A. y Terrón R. A. 1988. Entomología Práctica. Una guía para el estudio de los insectos con importancia agropecuaria, médica, forestal y ecológica de México. Publicación especial No 22.Instituto de Ecología A.C., México DF. pp. 191-194

Néstor. A. J. I. 2007. Caracterización morfológica y guía ilustrada de coccinélidos afidófagos (Coleoptera: Coccinellidae) del Estado de Morelos, México. Tesis de licenciatura, México. Licenciatura en Biología, Universidad Autónoma del Estado de Morelos.

Pacheco, M. F. 1985. Plagas de los cultivos agrícolas en Sonora y Baja California. Libro técnico No. 1 CIANO-INIA, SARH. México. 203 p

Peña O. L., R. Peña M., R. Terrón S., S. Rodríguez N., G. Montoya D. A. Fierro A. 2003. Afidófagos asociados a Ovatus mentarius (van der Goot) (Hemiptera: Aphididae) sobre menta, Mentha spp., En Las “Ánimas”, Tulyehualco, Distrito Federal. Universidad Autónoma Metropolitana. En: XXVI Congreso Nacional de Control Biológico, pp. 364-367

Peña, O. L. E., 2005. Fluctuación poblacional de Ovatus mentharius (Van der Goot, 1913) (Homoptera: Aphididae) y sus afidófagos en Mentha spp. Informe final de servicio social legal. Lic. en Agronomía, Universidad Autónoma Metropolitana. Xochimilco México. 43p.