tesis - catequinas por hplc en sapote
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UNIVERSIDAD DE COLIMA DOCTORADO EN CIENCIAS, ÁREA: BIOTECNOLOGÍA
CATEQUINAS Y COMPATIBILIDAD EN HOMOINJERTOS DE Calocarpum sapota (JACQ.) (MERR.) Y HETEROINJERTOS DE Calocarpum sapota/Achras
sapota L. EN DOS ETAPAS FENOLÓGICAS
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
DOCTOR EN CIENCIAS, ÁREA: BIOTECNOLOGÍA
PRESENTA
JUAN MANUEL GONZÁLEZ GONZÁLEZ
ASESORES
DR. OSCAR REBOLLEDO DOMÍNGUEZ DRA. LOURDES VIRGINIA DÍAZ JIMÉNEZ
COASESOR
DR. JAIME MOLINA OCHOA
TECOMAN, COLIMA, MÉXICO. JUNIO DE 2004.
CONTENIDO
Pág. ÍNDICE DE CUADROS..................................................................................i ÍNDICE DE FIGURAS....................................................................................ii RESUMEN........................................................................................................iii ABSTRACT......................................................................................................iv
I INTRODUCCIÓN.........................................................................................1
II ANTECEDENTES....................................................................................7
2.1 Propagación por injerto................................................................................7
2.1.1 Injertos en especies herbáceas..............................................................7
2.1.2 Injertos en frutales leñosos...................................................................10
2.1.2.1 Anonáceas......................................................................................10
2.1.2.2 Kiwi..................................................................................................11
2.1.2.3 Acerola............................................................................................12
2.1.2.4 Quercus...........................................................................................12
2.1.2.5 Macadamia......................................................................................12
2.1.2.6 Tamarindo.......................................................................................13
2.2 Efectos de los portainjertos en diferentes especies…………......................13
2.2.1 Herbáceas.............................................................................................13
2.2.2 Aguacate...............................................................................................15
2.2.3 Mango...................................................................................................16
2.2.4 Maple....................................................................................................16
2.2.5 Acacia...................................................................................................17
2.2.6 Pino.......................................................................................................17
2.2.7 Caducifolios...........................................................................................18
2.3 Propagación de sapotáceas.........................................................................21
2.4 Etapas fenológicas de plantas leñosas........................................................23
2.4.1 Defoliación-refoliación.............................................. .............................23
2.4.2 Floración-fructificación...........................................................................25
2.4.3 Dormancia-actividad...............................................................................27
2.5 Polifenoles en plantas y su detección por cromatografía líquida
de alta resolución (HPLC)............................................................................35
2.5.1 Haba......................................................................................................35
2.5.2 Abedul....................................................................................................36
2.5.3 Gerbera..................................................................................................36
2.5.4 Guaraná.................................................................................................37
2.5.5 Pino........................................................................................................37
2.5.6 Papaya...................................................................................................37
2.5.7 Tamarindo..............................................................................................38
2.5.8 Té...........................................................................................................38
2.5.9 Caducifolios............................................................................................39
2.6 Incompatibilidad en homo y heteroinjertos...................................................44
2.6.1 Tipos......................................................................................................44
2.6.1.1 Localizada.....................................................................................44
2.6.1.1.1 Categorias.........................................................................45
2.6.1.2 Translocada...................................................................................45
2.6.2 Castaña..................................................................................................46
2.6.3 Maple......................................................................................................48
2.6.4 Kiwi.........................................................................................................49
2.6.5 Leucaena................................................................................................50
2.6.6 Caducifolios............................................................................................50
2.7 Incompatibilidad histológica en homo y heteroinjertos……………….............59
2.7.1 Herbáceas...............................................................................................62
2.7.2 Castaña...................................................................................................73
2.7.3 Mango......................................................................................................73
2.7.4 Caducifolios.............................................................................................75
III MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................79
3.1 Localización geográfica.................................................................................79
3.2 Materiales......................................................................................................79
3.2.1 Equipo de campo.....................................................................................79
3.2.2 Equipo de laboratorio..............................................................................79
3.2.3 Material biológico.....................................................................................81
3.3 Métodos.........................................................................................................82
3.3.1 Homoinjertos y heteroinjertos..................................................................82
3.3.2 Preparación de las muestras...................................................................83
3.3.3 Diseño experimental................................................................................83
3.3.4. Análisis de datos……………………………………………………………...84
IV RESULTADOS.............................................................................85
4.1 Compatibilidad entre homoinjertos de mamey (C. sapota)............................85
4.1.1 Etapa fenológica de defoliación..............................................................85
4.1.2 Etapa fenológica de refoliación...............................................................86
4.2 Compatibilidad entre heteroinjertos de C. sapota/A. sapota..........................87
4.2.1 Etapa fenológica de defoliación.............................................................87
4.2.2 Etapa fenológica de refoliación..............................................................88
4.3 Determinación de catequinas por HPLC en heteroinjertos............................89
4.3.1 Portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en la etapa
fenológica de defoliación.......................................................................89
4.3.2 Portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en la etapa
fenológica de refoliación........................................................................90
4.4 Determinación de catequinas por HPLC en homoinjertos.............................91
4.4.1 Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en la etapa
fenológica de refoliación........................................................................91
4.4.2 Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en la etapa
fenológica de defoliación y con éxito...................................................92
4.4.3 Portainjerto de mamey (C. sapota) injertado en la etapa
fenológica de defoliación.......................................................................93
4.4.4 Vareta de mamey (C. sapota) injertada en la etapa
fenológica de refoliación.......................................................................94
4.4.5 Vareta de mamey (C. sapota) injertada en la etapa
fenológica de defoliación.......................................................................95
4.5 Número de hojas en injertos con éxito..........................................................97
4.6 Porcentaje de homoinjertos y heteroinjertos con éxito.................................98
V DISCUSIÓN.................................................................................100
5.1 Concentración de catequina y epicatequina en heteroinjertos de
C. sapota/A. sapota y homoinjertos de C. sapota en dos
etapas fenológicas.......................................................................................100
5.2 Porcentaje de homoinjertos de C. sapota y de heteroinjertos de
C. sapota/A. sapota con éxito......................................................................102
5.3 Compatibilidad en homoinjertos de C. sapota y heteroinjertos
de C. sapota/A. sapota ...............................................................................103
VI CONCLUSIONES.......................................................................107
VII LITERATURA CITADA........................................................................108
ÍNDICE DE CUADROS
No. Pág.
1 Polifenoles presentes en tejidos de corteza, floema, xilema,
hojas, fruta verde y fruta madura de árboles de cerezo
(Prunus avium) (Tarnai et al., 1994)............................................................40
2 Relación de investigadores, tipo de muestra y sustancias identificadas
usando HPLC...............................................................................................43
3 Relación de accesorios y consumibles para HPLC......................................80
4 Detección de catequina y epicatequina en extractos de tallos y varetas
de mamey (C. sapota) y chicozapote (A. sapota) por HPLC
(mg/g de muestra) en dos etapas fenológicas………………….....................97
5 Orden de brotación y número de hojas en homoinjertos de
mamey (C. sapota) con éxito.......................................................................98
ÍNDICE DE FIGURAS
No. Pág.
1 Fórmula estructural de la catequina (Seto et al., 1997)...............................81 2 Fórmula estructural de la epicatequina (Seto et al., 1997)..........................81 3 Homoinjerto con éxito en la etapa fenológica de defoliación.....................85
4 Homoinjerto sin éxito en la etapa fenológica de refoliación.......................86
5 Aserrado de la unión portainjerto-injerto de un homoinjerto sin éxito en la etapa fenológica de refoliación............................................87 6 Aserrado de la unión portainjerto-injerto de un heteroinjerto sin éxito en la etapa fenológica de defoliación.............................................88 7 Aserrado de la unión portainjerto-injerto de un heteroinjerto sin éxito en la etapa fenológica de refoliación..............................................89 8 Cromatograma de la muestra del portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en la etapa fenológica de defoliación............................................90 9 Cromatograma de la muestra del portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en la etapa fenológica de refoliación.............................................91 10 Cromatograma de la muestra del portainjerto mamey (C. sapota) injertado en la etapa fenológica de refoliación.............................................92 11 Cromatograma de la muestra del portainjerto mamey (C. sapota) injertado en la etapa fenológica de defoliación y con éxito.........................93 12 Cromatograma de la muestra del portainjerto mamey (C. sapota) injertado en la etapa fenológica de defoliación...........................................94 13 Cromatograma de la muestra de vareta de mamey (C. sapota) injertada en la etapa fenológica de refoliación...........................................95 14 Cromatograma de la muestra de vareta de mamey (C. sapota) injertada en la etapa fenológica de defoliación...........................................96
AGRADECIMIENTOS
Al Supremo Maestro.
A la Universidad de Colima y a su Rector, Dr. Carlos Salazar Silva.
A la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias y a su exdirector, Ing.
Rodolfo Valentino Morentín Delgado.
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología.
A mis Asesores: Dr. Oscar Rebolledo Domínguez, Dra. Lourdes Virginia Díaz
Jiménez y Dr Jaime Molina Ochoa.
A la Dra. Pilar Errea Abad y Dra. María Ángeles Moreno Sánchez.
A los integrantes del Comité Revisor, formado por: Dr. Javier Farías Larios, Dr.
José Gerardo López Aguirre, Dr. Roberto Lezama Gutiérrez y Dra. María de los
Remedios Cigales Rivero.
A todos los Profesores y Alumnos del Posgrado en Biotecnología que influyeron en
la elaboración de este trabajo.
Al Ing. Martín Barajas Delgado.
DEDICATORIA
A mi esposa Ana Bertha González Ureña.
A mis hijos Juan Saulo, Ana Salomé, Samuel y Rosalina.
A mis hermanos.
A mis amigos.
A mis compañeros de la DT-6
RESUMEN
Se realizó un experimento para determinar la relación compatibilidad/incompatibilidad
entre homoinjertos y heteroinjertos de sapotaceas en dos etapas fenológicas e identificar
las sustancias responsables de dicho fenómeno. Para tal efecto se realizaron heteroinjertos
de mamey (Calocarpum sapota (Jacq.) (Merr.) sobre chicozapote (Achras sapota L.)
durante la etapa fenológica de defoliación de la planta donadora de vareta y durante la etapa
de refoliación. Asimismo se efectuaron homoinjertos de C. sapota sobre C. sapota en las
dos etapas fenológicas. En ambas se tomaron muestras de tejidos de portainjertos y varetas
al injertar y a los 60 días, para su análisis por HPLC. Los resultados indican que los
heteroinjertos de C. sapota sobre A. sapota durante las dos etapas fenológicas presentaron
un 100% de incompatibilidad y por lo tanto ningún heteroinjerto tuvo éxito. En lo que
respecta a los homoinjertos de C. sapota, durante la refoliación, los resultados fueron
similares, ya que presentaron el 100% de incompatibilidad y por lo tanto ningún
homoinjerto tuvo éxito. Por el contrario, durante la etapa de defoliación, se obtuvo el 80
% de éxito. La detección de sustancias por HPLC como responsables de la
incompatibilidad, en muestras tomadas el mismo día del injerto, en los portainjertos A.
sapota injertados con vareta de C. sapota en defoliación, reportaron 17.5 y 32.3 mg/g de
catequina y epicatequina, respectivamente. Las concentraciones en los portainjertos A.
sapota, cuando se injertó en refoliación, fueron las segundas más altas del experimento,
con: 14.1 y 24.7 mg/g. En los portainjertos C. sapota injertados en refoliación, se
detectaron 7.2 y 13.2 mg/g. Los portainjertos C. sapota injertados en defoliación tuvieron
6.8 y 11.9 mg/g. Las varetas de C. sapota con hojas tuvieron 6.4 y 12.4 mg/g. Las varetas
de C. sapota en defoliación reportaron la concentración más baja de catequina y
epicatequina; 5.1 y 9.5 mg/g. Las muestras de portainjertos de C. sapota injertados en
defoliación y con éxito, tuvieron 7.1 y 10.8 mg/g. Se concluye que las catequinas son las
responsables de la incompatibilidad de heteroinjertos de C. sapota/A. sapota en ambas
etapas y en los homoinjertos de C. sapota en la etapa de refoliación.
Palabras clave: incompatibilidad, HPLC, catequinas, homoinjertos, heteroinjertos,
Sapotaceae.
ABSTRACT
The responsible substances involved in the phenomenon of compability/incompatibility in
sapotaceae species during two phenological stages were elucidated. An experiment was
carried out to determine the compatibility/incompatibility relationship between homografts
and heterografts of Sapotaceae species during two phenological stages, and to identify the
responsible substances involved in the phenomenon. In order to determine the
compatibility/incompatibility between sapotaceae species, heterograftings were made using
the mamey (Calocarpum sapota (Jacq.) Merr.) as scion, and chicozapote (Achras sapota
L.) was used as rootstock. Grafting was conducted during the phenological stage of
defoliation of the scion donor plant, as well as during budding. Homografts were also made
using C. sapota on C. sapota in both phenological stages. Plant tissue samples were
obtained from scions and rootstocks in both phenological stages, and they were used for
HPLC analysis. Heterografts (C. sapota on A. sapota) showed 100% incompatibility in
both stages, and lack of success during grafting was obtained, similar results were registred
with the homografts (C. sapota on C. sapota) during the budding stage, however during the
defoliation stage 80% of successful grafting was obtained. The responsible substances
involved in the phenomenon of compatibility/incompatibility using samples taken during
the grafting day and 60 days after (C. sapota grafted on A. sapota during defoliation stage),
were identified as: catechin, and epicatechin at a concentration of 17.5, and 32.3 mg/g,
respectively. Levels of both substances were 14.1 and 24.7 mg/g, when the grafts were
made during the budding stage. Concentrations in the C. sapota grafts during the budding
stage were 7.2 and 13.2 mg/g. Rootstocks of C. sapota grafted during the defoliation stage
had 6.8 and 11.9 mg/g of the substances mentioned above. The scions of C. sapota with
leaves had 6.4 and 12.4 mg/g. Scions of C. sapota in the defoliation stage produced the
lowest concentration of catechin, and epicatechin with 5.1, and 9.5 mg/g. Samples of
rootstocks C. sapota grafted during the defoliation stage, and those with successful
grafting had 7.1 and 10.8 mg/g. Catechins are the responsible substances of incompatibility
in the heterografts of C. sapota/A. sapota in both phenological stages, as well as during the
budding stage in the homografts on C. sapota..
Key words: incompatibility, HPLC, catechins, homografts, heterografts, Sapotaceae.
I INTRODUCCIÓN
El cultivo de especies frutales constituye desde sus inicios una actividad de gran
importancia económica y social dentro del sector agrícola; según las estadísticas siempre ha
presentado una mayor redituabilidad promedio que el resto de especies cultivadas, misma que
se estima en una proporción de 2.3 a 9 veces mayor por unidad de superficie. Ante tal
circunstancia, socialmente, el sector de la población beneficiado directa e indirectamente es
importante, pues además de las personas que participan como productores y los que de ellos
dependen, también hay un sector de fuerza de trabajo que se emplea para desarrollar las
actividades dentro de los huertos frutícolas, también arraiga a la población, por ser una fuente
de trabajo permanente, asimismo beneficia a la población que participa en los proceso de
comercialización e industrialización (INEGI-Colegio de Postgraduados, 1991).
Injertar es el arte de unir entre sí dos porciones de tejido vegetal viviente de tal manera
que se unan y posteriormente crezcan y se desarrollen como una sola planta (Hartmann y
Kester, 1992). El injerto está formado por dos partes: la inferior que constituye el sistema
radicular, llamada portainjerto o patrón y la superior, que es una rama o yema del clon que se
desea propagar, se denomina púa o vareta y normalmente son compatibles (Mcmillan, 1979).
Uno de los objetivos del injerto es reproducir plantas que son imposibles de reproducir por
otro método vegetativo (Wright, 1973).
Un árbol frutal injertado, es en general, la asociación de dos individuos, el patrón y el
injerto, a los que se les fuerza a vivir en estrecha relación, influyéndose ambos mutuamente y
apareciendo en casos extremos síntomas de incompatibilidad (Moreno et al., 1987).
Los portainjertos se usan para propagar árboles frutales caducifolios desde hace 2000
años. Muchos de los portainjertos sobresalientes, proporcionan material con buenas
características para la propagación de frutales selectos, sus efectos se reflejan en el
crecimiento del tallo, vigor, hábito de crecimiento, precocidad, abundancia de la floración,
relación de flores a frutos, eficiencia de la producción y la adaptabilidad a diferentes
condiciones ambientales y edáficas (Webster, 1995a).
2
Numerosos artículos científicos que tratan sobre la compatibilidad e incompatibilidad
han sido publicados, y sin embargo, mientras no se establezcan criterios bioquímicos y
fisiológicos para predecir el resultado de procedimientos de injerto, la investigación por
“prueba y error” del pasado establece mínimas guías y expectativas, que los fruticultores
tienen que aprender y aceptar y producir potencialmente combinaciones de injerto
incompatibles aunque el patrón y la vareta pertenezcan a la misma especie (Santamour, 1992).
La estabilidad en los cultivares de los árboles frutales se asegura al injertar sobre
portainjertos particulares y por lo tanto, un frutal se considera como una simbiosis entre la
vareta y el portainjerto (Errea, 1998).
Las razones para desarrollar portainjertos de árboles frutales son procurar el bienestar
de los productores. Los principales métodos de propagación de portainjertos describen los
criterios para seleccionar portainjertos clonales, otros atributos son la resistencia a plagas y
enfermedades, a condiciones no favorables del clima o la habilidad de enanizar al cultivo, que
son grandes prioridades. Así nuevos métodos de propagación toman su turno como
prioritarios en la propagación de clones sobresalientes (Webster, 1995b).
Hasta ahora, la gran dificultad que ha confrontado el desarrollo de la fruticultura
tropical ha sido la selección de buenas variedades de las diversas frutas tropicales y su
multiplicación clonal para establecer plantaciones comerciales de variedades selectas. Las
especies de la familia de las sapotáceas son especialmente difíciles de multiplicar por
injerto, debido a la presencia de látex con abundantes polifenoles en la zona del cambium
(Lazo, 1957).
El mamey zapote (Calocarpum sapota (Jacq) Merr.) está considerado como una de las
especies más difíciles de propagar asexualmente, por lo que la mayoría de los árboles
existentes en la región del Soconusco, Chiapas son de pié franco y presentan gran variabilidad
tanto en su capacidad productiva como en calidad de fruta (Quilantan, 1979).
3
El mamey zapote es un frutal nativo de los trópicos americanos se propaga
principalmente por semilla y dura en promedio 15 años para empezar a producir, ya que la
propagación por injerto se considera difícil. Una modificación del injerto de enchapado lateral
en combinación con días calurosos, noches frescas y baja humedad, se ha determinado como
la mejor estrategia para injertar el mamey zapote bajo las condiciones del sur de la Florida
(Ogden et al., 1982).
Las plantas de mamey desarrolladas en viveros o campos exhiben una fuerte
dominancia apical. En plantas jóvenes y adultas, las yemas axilares son tan pequeñas que es
difícil determinar si ellas están suficientemente desarrolladas para su uso en diferentes tipos de
injerto. Las plantas jóvenes muestran una yema terminal grande y generalmente carecen de
ramas hasta que la planta alcanza aproximadamente 2 m de altura. La remoción de las yemas
terminales rompe el mecanismo de la dominancia apical y produce un mayor porcentaje de
injertos logrados, inclusive en el verano cuando normalmente los injertos no prenden, ya que
el crecimiento es más activo (Ogden et al.,1984).
Las diferencias en el porcentaje de éxito en injertos de zapote mamey con el tipo de
injerto enchapado lateral, son sumamente marcadas en diferentes épocas del año; ya que se
obtiene el 10% de éxito en agosto, cuando las varetas usadas provienen de árboles con hojas,
contra 78.3% cuando se injerta durante febrero-abril usando varetas de árboles defoliados;
asimismo, en cuanto a altura, los injertos que se realizan a 20 cm arriba del cuello de la
planta tienen mas éxito (Quilantan, 1979).
El injerto de copa en el zapote mamey es extremadamente difícil, una vez que ha
floreado y fructificado, pero puede ser ventajoso ya que se eliminan características
indeseables de calidad y pueden mejorar la producción y resistencia a plagas y enfermedades.
Si los árboles injertados se congelan abajo de la unión del injerto, el injerto de copa puede
lograr que los árboles vuelvan a producir. Autores como Ogden et al., (1983) determinan que
las copas de árboles francos preparadas para usarse como interinjertos, permiten el uso de
varetas maduras y madera revertida a “juvenil”, para injertar mamey. Además el
experimento tiene
4
éxito durante el verano, estación en la que generalmente los injertos no son posibles.
Las interacciones célula-célula envuelven el reconocimiento y la incompatibilidad. Los
principales eventos en la ontogenia de un injerto compatible son: adhesión del portainjerto y la
vareta, la derivación de células en la interfase del injerto y el restablecimiento de los haces
vasculares. En la incompatibilidad de injerto, algunos injertos presentan síntomas de
inmediato, pero en ocasiones sólo después de 20 años se presentan signos visibles de
incompatibilidad. Las principales causas de incompatibilidad son: incorrecta unión mecánica
entre patrón e injerto, deshidratación de los tejidos, temperaturas adversas y/o inadecuado
régimen de luz, falta de proliferación de callo, rechazo fisiológico de una o las dos partes, y la
diferenciación anormal de los tejidos vasculares (que es la más común). La incompatibilidad
localizada incluye combinaciones en las cuales aparentemente las reacciones de
incompatibilidad dependen del contacto actual entre el patrón y el injerto (Moore, 1981).
Los derivados fenólicos representan el gran grupo de los llamados “productos
secundarios de las plantas” sintetizados por las plantas superiores; exhiben una amplia
variedad de funciones, no solo para las plantas. Todos los órganos de las plantas superiores
(con algunas excepciones) desempeñan casi exclusivamente un metabolismo aeróbico.
Algunas veces ellos son igualmente sujetos a la sobresaturación de oxígeno bajo altas
intensidades de luz durante largos períodos de tiempo. Como una consecuencia, las estrategias
antioxidantes han sido introducidas desde el desarrollo del fotosistema II y también la
evolución del oxígeno por los precursores de las cianobacterias desde hace 3.5 x 109 años
(Elstner, 1994).
Las catequinas pertenecen al grupo de los polifenoles; se encuentran en la naturaleza y
en el medio ambiente, tienen interés desde muchos puntos de vista: son componentes de la
pared celular de las plantas, preforman las defensas químicas antimicrobianas e inducen
resistencia a la infección por patógenos (Métraux y Raskin, 1993); son antioxidantes,
astringentes, proporcionan sabor amargo, color, reacciones de bronceado, oxidación de
sustratos y son constituyentes de las proteínas; se han aislado de un amplio rango de plantas
vasculares, con más de 8000 componentes individuales conocidos, actúan también como
5
fotorreceptores, atrayentes visuales, repelentes de consumidores y selectores de luz. Hay
evidencias que asocian las enfermedades crónicas y la tensión oxidativa con la distribución y
la estructura básica de polifenoles antioxidantes de las plantas (Pietta, 2000). También tienen
efectos biológicos relacionados con la biovariabilidad y los cambios metabólicos en el
intestino humano y su absorción por el organismo (Urquiaga y Leighton, 2000).
Diversos investigadores han encontrado la presencia de catequinas cuando hay
incompatibilidad entre injertos: Decooman et al.,(1996) localizan en el área de injerto de
microinjertos in vitro de Eucalyptus gunnii L., una típica acumulación de ácidos gálico,
elágico, gentísico, p-cumarínico y catequina.
Errea et al., (2001) por su parte, localizan compuestos fenólicos en algunas áreas
(10% del área total de contacto) de la superficie de combinaciones compatibles de chabacano
(Prunus armeniaca L.) sobre diferentes portainjertos de ciruelo (Prunus spp.) en tejidos de
callo in vitro la tercera semana después de injertar, en contraste, en las combinaciones
incompatibles detectan una alta acumulación de fenoles, entre otros las catequinas.
Las plantas en forma natural tienen catequinas en sus tejidos que les sirven entre otras
cosas como repelentes de insectos y de fitopatógenos y como mecanismo de rechazo para
objetos y sustancias extrañas, sobre todo cuando existe alguna herida en el floema o xilema.
Al realizar la práctica del injerto es indispensable cortar los tejidos de ambos componentes y
colocarlos en contacto íntimo de tal forma que las células parenquimatosas se entremezclen, se
desarrolle el callo, se restablezcan los haces vasculares y el injerto tenga éxito. En el caso de
las sapotáceas se conoce empíricamente que no es fácil el homoinjerto de C. sapota y se
desconoce algún resultado en los heteroinjertos. C. sapota presenta además dos etapas
fenológicas características en cuanto a defoliación y refoliación que lo hacen una planta
especial por su variación en el contenido de sustancias en cada etapa; por lo tanto, se requiere
cuantificar la presencia y los efectos de las catequinas en homoinjertos y heteroinjertos de
sapotáceas para formular una estrategia de propagación que redunde en un alto índice de
injertos con éxito.
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Con base a lo antes mencionado se planteó la siguiente hipótesis:
La acumulación de catequina y epicatequina en la zona de unión del injerto es
responsable de la incompatibilidad en homoinjertos de C. sapota y en heteroinjertos de C.
sapota/A. sapota en la etapa fenológica de refoliación.
Para dar respuesta a esta hipótesis se planteó el siguiente objetivo general:
Evaluar la compatibilidad/incompatibilidad en homoinjertos de C. sapota y
heteroinjertos de C. sapota/A. sapota en las etapas fenológicas de defoliación y refoliación.
Con los siguientes objetivos particulares:
- Determinar la presencia de catequina y epicatequina en homoinjertos de C. sapota en las
etapas fenológicas de defoliación y refoliación.
- Determinar la presencia de catequina y epicatequina en heteroinjertos de C. sapota/A. sapota
en las etapas fenológicas de defoliación y refoliación.
- Cuantificar los homoinjertos de C. sapota y los heteroinjertos de C. sapota/A. sapota, con
éxito en las etapas fenológicas de defoliación y refoliación
II ANTECEDENTES
2.1 Propagación por injerto
El injerto puede ser usado por una gran variedad de razones; como crear formas,
regular el crecimiento, inducir resistencia a plagas y enfermedades del suelo y del medio,
incrementar la precocidad y calidad de la fruta, mejorar la producción de madera y de plantas
de ornato para el paisaje, entre otros (Hutchinson, 1980).
Al injertar se afectan o modifican los frutos de cítricos y caducifolios, considerando
sobre todo la preferencia del consumidor en cuanto a: precocidad, tamaño, forma, color,
firmeza, apariencia, cáscara, sólidos solubles, acidez, sabor, contenido de semillas y textura
de la fruta, así como la carga de cosecha, tamaño de los árboles, ciclos fenológicos anuales,
efectos de las relaciones agua-planta y del transporte de azúcares y además la tasa de
respiración de la fruta (Castle, 1995).
El injerto es una de las tecnologías agrícolas importantes en la práctica de la
horticultura, en la propagación y mejoramiento de árboles frutales, hortalizas y flores, y es uno
de los métodos y técnicas valorables en la investigación científica básica. Sin embargo, el
conocimiento de este estudio fundamental es parcial, existiendo serios impedimentos para la
aplicación de los injertos (Shanfa y Yanru, 1999).
2.1.1 Injertos en espécies herbáceas
La producción vegetal usando plantas injertadas tuvo sus inicios en Asia en 1920. El
injerto se ha convertido desde entonces en una especialidad popular en los vegetales-fruta en
espaldera, creciendo en invernaderos. En 1990, el área usando plantas injertadas en Japón y
Corea llegó al 59% en la producción de sandías, berenjenas, pepino, tomates y melón. El
injerto es muy efectivo para el control de nemátodos y enfermedades del suelo, pero es
laborioso y requiere tiempo, espacio y materiales. Recientemente la producción de plantas
injertadas ha sido difícil para los horticultores ya que no es una labor rápida. La aclimatación
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de los injertos ha sido estudiada y la supervivencia de plantas injertadas por los nuevos
métodos (aproximación de lengüeta, de hendidura, de corte superior, de aproximación y
enchapado lateral) e instrumentos de injertar, se ha incrementado (Oda, 1995).
Actualmente las sandias, melones berenjenas y los pepinos son injertados antes de
trasplantarlos al campo o invernadero, el propósito es reducir los ataques de enfermedades del
suelo y salinidad, tolerancia al frío y a malezas, incremento de vigor y la absorción de
nutrientes y la extensión de la duración económica de la cosecha. En Estados Unidos o en
otros países donde el uso del suelo no es intensivo, es poco practicado, comparado con paises
Europeos o Asiáticos donde el uso del suelo es intensivo y el área cultivada es pequeña (Jung,
1994).
En 1993 el porcentaje del área comercial cultivada con hortalizas injertadas en
invernaderos corresponde a 81% en Corea y 54% en Japón.. El proceso de injertar es una labor
intensiva y laboriosa, además requiere de un período limitado; por ejemplo, 3000 injertos de
pepino requieren seis horas de labor de siete personas. Además se requieren millones de
plantas para los agricultores en la misma época, por eso se desarrollan robots para injertar
automáticamente, con uniformidad y bajo costo (Kurata, 1994).
Con el mismo objetivo, Oda et al., (1994) diseñan un plato para injertos múltiples,
horizontales y simultáneos de plantulas de tomate. Al aplicar presión entre las superficies de
los cortes de las varetas y los portainjertos, se incrementa la tasa de supervivencia de 56 a
93%. La productividad de las plantas producidas por injerto horizontal tiende a ser más bajo
que las plantas producidas por el injerto convencional de hendidura.
Asimismo, Oda et al., (1995) desarrollan instrumentos mecánicos para injertar por el
método de “clavija”. Para confirma la sustentabilidad de los instrumentos para injertar
plántulas de tomate desde el punto de vista crecimiento y producción, injertan por pequeñas
“clavijas” plantas en macetas de forma instrumental y manual. Como resultado, no se
remarcan diferencias entre los injertos mecánicos de “clavija” con los instrumentos, y los
injertados a mano, en cuanto a la supervivencia, crecimiento y producción después de
9
plantadas, ya que el número de injertos con éxito es bajo (40%) tanto en el injertador
mecánico, como en los injertos convencionales.
Posteriormente, Oda et al., (1997) injertan plántulas de berenjena (Solanum melongena
L.) con un desarrollo de dos hojas, sobre berenjena Scarlet (Solanum integrifolium Poir.) a
mano y con un robot. Las varetas y los portainjertos son fijados con un tubo elástico en los
injertos a mano, y con un endurecedor adhesivo para el injerto robótico. Después de la
aclimatación, las plantas injertadas son trasplantadas cuando tienen entre tres y once hojas en
invernadero. Las plantas injertadas por el robot muestran un alto porcentaje de supervivencia,
y alcanzan entre tres y once hojas ocho días más temprano en promedio, que las injertadas a
mano. Los tallos son largos, y la masa fresca de los vástagos y la producción de fruta de las
plantas son altas para las de tres hojas, comparadas con las de once hojas a la plantación,
independientemente del método de injerto. El crecimiento vigoroso y la alta producción
resultan ausentes en los injertos robóticos para las plantas de once hojas al trasplante, pero son
presentes para las plantas con tres hojas a la plantación.
Golecki et al., (1998) usan injertos interespecíficos e intergenéricos de Cucurbitáceas
para estudiar la movilidad de proteínas-P estructurales en el floema. Cuando el melón
(Cucumis sativus L.), es injertado sobre portainjertos de Cucurbita spp., al menos nueve
proteínas adicionales aparecen por electroforesis del exudado de la vareta, 9-11 días después
de injertar. La aparición de proteínas adicionales está correlacionada con el establecimiento de
puentes de floema a través de la unión del injerto. La coincidencia experimental establece que
las proteínas estructurales o sus precursores son traslocados por el floema. Esta traslocación
es un fenómeno universal en Cucurbitáceas mostrado por comparación selectiva para proteínas
adicionales en 11 combinaciones de injertos, al usar (Benincasa hispida (Thumb.) Cogn),
(Citrullus colocynthis (L.) Schrad.), (Cucumis melo L.), (C. sativus L.), (Cucurbita ficifolia
Bounche), (Cucurbita maxima Duchesne ex Lam.) y (Trichosanthes cucumeriana var. lobata
Roxb.). De acuerdo a esta selección la dirección de trasmisión de proteínas adicionales
depende de la combinación. Mientras algunos injertos fallan al mostrar cambio, algunos se
comportan como “donadores” de proteínas adicionales y mantienen inmóviles a otras; C.
sativus se identifica consistentemente como un aceptor de proteínas.
10
2.1.2 Injertos en frutales leñosos
2.1.2.1 Anonáceas
Lederman et al., (1997) ensayan diferentes métodos de injerto en guanábana (Annona
muricata L.); de escudo, de parche, de látigo y de hendidura, sobre portainjertos de 10 y 12
meses de edad, bajo condiciones de vivero. Cada parcela se constituye con 10 plantas del
mismo tamaño y diámetro de tallo; para asegurar cual de los cuatro tipos de injerto es el
mejor, se hacen todos al mismo tiempo y con intervalos de dos meses. Los portainjertos de
12 meses de edad resultan los mejores con el método de parche y 97.5% de injertos con
éxito.
Asimismo, Ponce (1979) injerta guanábana (Annona muricata L.) por los métodos de
astilla y enchapado lateral, sobre los portainjertos: (Annona sp. Af.); (A. lutescens L.); (A.
cherimola Mill.); (A. diversifolia Saff.); (A. muricata L.); (A. reticulata L.) y (Rollinia
jimenenezii Sch.), encuentra diferencias significativas en altura de planta y porcentaje de
prendimiento a los 168 días después de injertar. El enchapado lateral resulta el mejor, con los
portainjertos A. muricata, A. reticulata y Annona sp.; sobre A. lutescens y R. jimenezii los
injertos se desarrollan notablemente cloróticos; sobre A. diversifolia el follaje presenta
coloraciones oscuras similares a las quemaduras del sol y los injertos sobre A. cherimola
crecen muy poco.
Por su parte, Vidal et al., (1999) injertan guanábana, (Annona muricata L.) variedad
"Sin Fibra" sobre A. muricata L.; A. reticulata L.; A. purpurea L.; A. cherimola Mill.; A.
montana L.; A. spinosa L.; A. squamosa L. y homoinjerto "Sin Fibra", con el injerto
enchapado lateral y varetas subterminales. Como resultado, sobresalen los portainjertos A.
muricata var. "Sin Fibra" y A. montana. Las características anatómicas de incompatibilidad
que se presentan en los injertos fallidos son; depósito de taninos y sustancias atípicas
(fitoalexinas y polifenoles) en fibras y vasos, ausencia funcional del xilema secundario y
desprendimiento del injerto.
11
2.1.2.2 Kiwi
Lindsay et al., (1995): evaluan tres técnicas para mejorar plantas de kiwi: fusión de
protoplastos in vitro para híbridos somáticos, co-cultura de protoplastos in vitro para
quimeras, y manipulación de injertos in planta para quimeras periclinales. Los métodos son
desarrollados inicialmente para dos especies con madera del género Actinidia. Se inducen
quimeras periclinales en las uniones de injerto in planta e in vitro entre Actinidia arguta L. y
Actinidia deliciosa L. De los injertos in planta, todos los brotes adventicios resultan A. arguta.
De los injertos in vitro, 75% de los brotes adventicios regenerados son A. deliciosa y ninguno
fue quimérico. Cada técnica tiene potencial para producir nuevas plantas, No obstante, la
probabilidad de éxito es baja y por lo tanto se requiere un gran número de regenerantes para
seleccionar las plantas deseadas.
El azúcar libre y el contenido ácido de frutos de actinidia (Actinidia arguta L.)
son
estudiados por Boyes et al., (1997a) y encuentran diferencias significativas al comparar el
contenido de ácido y azúcar en el kiwi (Actinidia deliciosa) cv. Hayward, los análisis de A.
arguta y 12 combinaciones portainjerto / vareta de A. arguta demuestran que las influencias
significativas son ocasionadas por el portainjerto y la vareta. Las influencias significativas no
son consistentes en un portainjerto o vareta en particular. Las diferencias en la composición de
la fruta de A. arguta y A. deliciosa, en parte se deben a factores fisiológicos, tales como la
fecha de cosecha, y la percepción de “madurez de consumo”; así como a un diferente estado
de madurez de la fruta.
Paralelamente Boyes et al., (1997b) miden la actinidina, (proteasa del fruto del kiwi),
en varias especies de Actinidia durante su crecimiento, en la cosecha y durante su
almacenamiento. Los niveles de actinidina en la fruta de kiwi (Actinidia deliciosa L.) cv.
Hayward, son comparados a los niveles en fruta de plantas de varias especies para ser usadas
como portainjertos, medidas en la etapa corte-crecimiento. La fruta muestra un amplio rango
de concentraciónes de actinidina, las cuales se influencían por el genotipo del portainjerto e
12
injerto. Los portainjerto con bajos contenidos de actinidina los transmiten a los frutos de
los
injertos, y cuando tienen niveles altos, los injertos también los tienen.
2.1.2.3 Acerola
Neto et al., (1996) estudian tres métodos de injerto (hendidura, yema de parche y de
empalme), en acerola (Malpighia glabra L.) que son como tratamientos principales; y la
protección de los injertos y yemas con una bolsa de plástico o sin protección, como
subtratamientos. La yema de parche obtiene los mejores resultados entre las técnicas de
propagación estudiadas, con un alto porcentaje (86.7%), cuando la yema es protegida. La
protección del injerto o yema con bolsas de plástico incrementa consistentemente el porcentaje
para todos los métodos estudiados.
2.1.2.4 Quercus
Zaczek y Steiner (1997) establecen pruebas de injerto y enraizamiento para seguir el
desarrollo y la habilidad para enraizar de yemas individuales (meristemos axilares y apicales)
de Quercus rubra L. Para lo cual injertan yemas de 64 varetas individualmente sobre
portainjertos. Los resultados muestran que los brotes de injertos originados de varetas
proximales se desarrollan más que las de origen distal. Todos los injertos tienen diferencia
significativa en el desarrollo de raíces. Estos resultados demuestran que el injerto puede servir
para seleccionar meristemos con potencial para alto éxito en el enraizado por estimulación del
desarrollo en los brotes.
2.1.2.5 Macadamia
Vázquez et al., (1999) prueban diferentes métodos de injerto en macadamia, los
portainjertos son de (Macadamia tetraphylla L. Johnson), de 20 meses de edad, diámetro del
tallo de 2 cm y altura de 80 cm. Las varetas son terminales y sin anillado previo, provenientes
de árboles de (Macadamia tetraphylla L.) de la zona, de 15 años de edad, vigorosos y en plena
13
producción, libres de plagas y enfermedades, se desinfectan y se utilizan un día después de su
corte, los métodos de injerto evaluados son: enchapado lateral, inglés y hendidura. El
experimento se maneja a pleno sol. El enchapado lateral resulta mejor, con 35% de
prendimiento, con los métodos inglés y hendidura el resultado es de 0%. La vareta terminal sin
anillado previo injertada inmediatamente después de su corte, presenta resultados muy
satisfactorios.
2.1.2.6. Tamarindo
Fonseca y González (1999) injertan plántulas de tamarindo (Tamarindus indica L.);
los portainjertos cuentan con un metro de altura y ocho meses de edad, provenientes de
árboles criollos de la región, la vareta se selecciona por su buen estado fitosanitario, por su
productividad y buen tamaño de fruto, provenientes de árboles de 15 años de edad y en plena
producción. Usan varetas terminales, defoliadas naturalmente, seleccionadas por su vigor, se
desinfectan con fungicida y se injertan el mismo día de su corte. Los tipos de injerto son:
enchapado lateral, hendidura y yema (astilla). Al finalizar el experimento, el enchapado
lateral, es el mejor y representa el 79.17% de injertos con éxito.
2.2 Efectos de los portainjertos en diferentes especies
2.2.1 Herbáceas
Oda et al., (1996) estudian el control de crecimiento, producción de fruta y contenido
de azúcar de frutos, por comparación entre plantas de tomate injertadas sobre portainjertos de
tomate (Lycopersicon esculentum Mill.) y berenjena Scarlet (Solanum integrifolium Poir.). El
crecimiento vegetativo tiende a ser abatido y la incidencia de floración y fructificación se
incrementan al injertar sobre portainjertos de berenjena Scarlet. La producción de fruta sobre
portainjertos Scarlet es igual de baja como sobre los portainjertos de tomate. La gutación no
se observa en plantas injertadas sobre los portainjertos Scarlet. Sin embargo las
concentraciones de clorofila en las hojas, los sólidos solubles y el contenido de azúcar en los
frutos son elevados en plantas injertadas sobre los dos portainjertos.
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Los cultivares de Poinssetia (Euphorbia pulcherrima L.) se dividen en grupos de
rameo libre y rameo restringido. Autores como Dole y Wilkins (1991) realizan autoinjertos e
injertos recíprocos para determinar la trasmisión de la característica del rameo entre tres
cultivares de rameo libre: Brillian Diamond (BD), Topwhite (TW) y Hot Pink (HP), y entre
dos cultivares de rameo restringido: C1 Red (CR) y C1 White (CW). Cuando las varetas (CR)
se injertan en portainjertos (BD), las características vegetativas del diseño de rameo y
morfología de las plantas (CR) se alteran, comparadas a CR/CR. El diseño de rameo es
determinado con una insición en la vareta arriba del nudo 12 y midiendo los brotes axilares,
largo, diámetro y número de nudos 30 días después. Las varetas (CR) injertadas en
portainjertos (BD) producen plantas muy similares a las (BD) cuando se comparan brotes
axilares, largo y número de nudos. Sin embargo, el diámetro de brotes axilares y morfología
de la hoja son intermedios entre (CR) y (BD). Los cambios se mantienen después de dos
generaciones de propagación vegetativa y se consideran permanentes.
El cultivar Hegg Brillant Diamond (BD) de Poinsettia (Euphorbia pulcherrima L.)
contiene un agente de rameo libre que es transmisible por injerto al cultivar de rameo
restringido Eckespoint C-1 Red (CR). Las plantas CR son transformadas por el agente,
indiferentemente si las plantas se usan como portainjerto o vareta; esto indica que el agente se
mueve basipétala y acropétalmente a través del injerto. El agente es transmitido repetidamente
a plantas CR por una serie de injertos con una Poinsettia de rameo libre. Se requiere un
contacto mínimo de 10 días con el injerto para que las plantas BD transmitan el agente a
plantas CR. El porcentaje de plantas CR que exhiben la característica de rameo libre se
incrementa de 0% por menos de 10 días de contacto con el injerto con plantas BD al 100%
después de 30 días (Dole y Wilkins, 1992).
Dua (1997) estudia la técnica de injerto en cicer (Cicer arietinum L.), para el control
de la tasa de la tolerancia a la sal en raíz y brotes en el sistema de la planta. Hizo injertos
recíprocos entre varetas y portainjertos de un material sensible a la sal (CSG 8890) y uno
tolerante a la sal (CSG 88101). En las plantas injertadas con varetas tolerantes sobre
portainjertos sensibles resulta el 50% de supervivencia. Las plantas injertadas con varetas
15
sensibles sobre portainjertos tolerantes a la salinidad, son afectadas y mueren después de 11
días; mientras que las varetas tolerantes sobre portainjertos sensibles resultan tolerantes a la
salinidad.
Por su parte, Shishido et al., (1995) conducen estudios sobre los efectos de las
variedades de portainjertos, número de hojas y el tamaño de la vareta sobre el crecimiento y
transporte asimilado en plantas de berenjena (Solanum integrifolium Poir). El peso seco de las
varetas y el área foliar son extremadamente altos en los portainjertos de la variedad Taibyo VF
(Solanum integrifolium Poir. x S. melongena L.), Scarlet (S. ingrifolium. Poir.), Hiranasu y
Senryo No 2 (S. melongena L.). La distribución de porcentaje del C14 asimilado por las hojas
del portainjerto hacia la vareta, varía del 35 al 40%, 28 días después de injertar; cerca del 50%
de asimilados en los portainjertos, provienen de las hojas de la vareta. Los asimilados
fotosintéticos del ápice de la vareta y las hojas del portainjerto se traslocan directamente por
la unión del injerto y la cantidad depende del grado de conecciones vasculares establecidas.
2.2.2 Aguacate
Barrientos y Barrientos (1996) determinan la posibilidad de seleccionar portainjertos
enanizantes de aguacate (Persea americana Mill.), para tal efecto usan plántulas del cv. Collin
V-33, de un año de edad y evaluan: altura del árbol; diámetro del tronco; ramas principales,
secundarias y terciarias. Se injertan con diferentes cultivares y selecciones de porte alto,
intermedio y bajo y después de seis años, evaluan la reducción en altura y diámetro de copa
del árbol, así como la circunferencia del portainjerto. No encuentran relaciones significativas
entre las características de las plántulas de un año y el efecto enanizante como portainjertos en
cultivares o selecciones y el total. Encuentran correlaciones significativas en el grupo de porte
bajo entre altura-reducción de altura; diámetro-reducción de altura; ramas totales-reducción de
altura; ramas principales/altura-reducción de la altura y en el grupo de porte alto entre ramas
totales-circunferencia del portainjerto. Por lo tanto se considera no adecuada la selección
temprana por medio de estas características.
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En Israel se injertan cultivares de aguacate (Persea americana Mill.) sobre
portainjertos principalmente para prevenir problemas del suelo e incrementar su
productividad. Para su selección se usan portainjertos provenientes de semilla en 350
experimentos, con 120,000 árboles y 60,000 portainjertos clonales. Se evaluan durante 10
años el rendimiento, tamaño del árbol, alternancia y síntomas de estrés. Como resultado 40
portainjertos superiores son recomendados para uso comercial y se desarrollan 100
portainjertos clonales de árboles sobresalientes (Ben-Ya’ocov, 1996).
Ploets et al., (1993) monitorean el crecimiento de brotes y raíces de aguacate (Persea
americana Mill.), creciendo en macetones construidos con macetas largas y ventanas plásticas
transparentes. Para injertar utilizan “Simmonds”, un cultivar del Oeste de la India y “Lula” un
cultivar resultado de la cruza de Guatemalteco x Indio del Oeste como varetas, sobre
portainjertos “Waldin”. El crecimiento es calculado en mm/día y marcado diariamente. El
crecimiento de brotes y raíces aparece sincronizado y alterno en ciclos de 30 y 60 días. El
crecimiento de los brotes se detiene a finales del otoño y en el invierno, pero la raíz crece
aunque lento, aproximadamente un tercio de lo normal y continua durante todo el año.
2.2.3 Mango
Kurian et al., (1996) utilizan plantas nucelares de mango (Mangifera indica L.) cv.
Vellaikolamban como portainjertos para el cv. Alfonso y resultan enanizantes, florean más
y tienen menos brotes vegetativos, registran una relación inversa entre el contenido de fenoles
en yemas apicales de la vareta y el tamaño del árbol.
2.2.4 Maple
En un experimento que realizan Howard y Oakley (1997), con injertos de yema
(astilla), el porcentaje de yemas brotadas de maple (Acer platanoides L.) con vareta rojo-
permitido “Crimson King” es del 33%, cuando los portainjertos estan en botes de dos litros;
77% cuando crecen en suelo franco arenoso y del 100% en suelos profundos arenosos. La
extensión de las raíces del portainjerto es un factor determinante del éxito del injerto, y se
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incrementa cuando el portainjerto y vareta se tratan con una mezcla de fungicidas (Benlate y
Rovral).
2.2.5 Acacia
Monteuuis (1995) investiga las posibilidades de propagación vegetativa de ortets
(clones originales) juveniles (seis meses de edad) y maduros (tres a cinco años de edad) de
acacia (Acacia mangium L.), al usar técnicas in vivo e in vitro. La cantidad de injertos exitosos
in vivo con el injerto de hendidura es de 49% para varetas obtenidas de plantas juveniles y de
0% cuando se colectan de ortets maduros. Los resultados son proporcionales al tamaño y a la
edad de los ortets.
2.2.6. Pino
Climent et al., (1997) comparan la conducta de varetas de pino negro (Pinus nigra L.)
subespecie Salzmannii, injertadas en 1987 sobre los portainjertos P. nigra y P. brutia L. Los
injertos resultan con bajo porcentaje de éxito y mucha variabilidad tanto entre uniones
interespecíficas, como en las intraespecíficas, sin embargo la supervivencia es similar. Se
observan diferencias significativas entre ambos tipos de injerto al considerar el diámetro del
tallo y el origen de las ramas, la dominancia apical y la anchura de la corona. La
diferenciación de brotes laterales, el desarrollo vegetativo y floral es alto en los heteroinjertos.
Estos resultados sugieren la utilización de varetas de P. nigra sobre portainjertos de P. brutia
para obtener abundante producción de fruta.
Asimismo, Jayawickrama et al., (1997) estudian sitios, portainjertos, clones de varetas
y la interacción entre estos factores sobre el crecimiento de la vareta y su producción en pino
lobolly (Pinus taeda L.) 25 subfamilias se usan como portainjertos, seis clones de vareta se
injertan sobre ellos en todas las combinaciones. Se estudian tres sitios para huertas por semilla
en el sudeste de Estados Unidos; los árboles se miden ocho años después de injertar, se
consideran como variables: elongación del injerto, diámetro del líder central (DLC), número
de conos y relación de flores macho y hembra, en cada sitio. Encuentran diferencias altamente
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significativas entre las varetas para todas las variables; para los sitios, el único rasgo
significativo en los efectos de los portainjertos es DLC. Las interacciones portainjerto por
vareta son significativas para la elongación de la vareta, volumen de la corona, diámetro del
líder central, sitio por interacciones de flores femeninas y conos.
2.2.7 Caducifolios
Las diferentes influencias de portainjertos en origen genético y cualidades
agronómicas, sobre las características comerciales y la composición química de la fruta son
investigadas en el muy precoz periodo de desarrollo de la fruta (100 días) de durazno (Prunus
persica Batsch.), cv. Maravilla conducido en “Y” en alta densidad de plantación (2,500
árboles por ha). De los portainjertos probados, cinco pertenecen a P. persica (Harrow Blood,
Ps B2, Ps C14, Rubira y Rutgers Red Leaf), tres son híbridos de P. persica x P. dulcis L.
(GF677, Hansen 2168 y Hansen 536) y dos son híbridos completos de cereza (P. cerasifera
Ehrl.) (Mr S 2/5, M x P). Las más vigorosas combinaciones de injertos dan producciones
altamente significativas. Los portainjertos influyen sobre el contenido de minerales (N, K, Fe
y Zn), azúcares (sacarosa y fructosa) y ácidos orgánicos (succínico) de la fruta, aunque estas
diferencias no afectan importantemente el valor comercial de la fruta y la opción directa hacia
un portainjerto u otro. El peso de la fruta, el color de la epidermis, la forma, valores del
refractómetro (grados Brix) no son afectados por los portainjertos, el corto período de
desarrollo de la fruta, junto con una fuerte poda requerida por alta densidad de plantación,
presumiblemente minimiza las diferencias en calidad de la fruta entre las combinaciones de
injertos (Caruso et al., 1996).
Larsen y Higgins (1997) examinan la influencia de cinco portainjertos clonales de
pera (Pyrus communis L.), Old Home x Farmingdale, sobre el tamaño de árboles cv. Pera
Asiática. Después de diez años, el efecto de los portainjertos sobre el tamaño de las
variedades, varía en algunos cortes seccionales del tronco, y resultan significativamente
grandes, indiferentemente del portainjerto. Esta investigación permite hacer una predicción
general de la influencia relativa de los portainjertos clonales Old Home x Farmingdale sobre
el tamaño de los árboles de Pera Asiatica.
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Webster y Lucas (1997) prueban dieciséis especies de ciruelo (Prunus spp.) y clones
híbridos como portainjertos potenciales para enanizar; usan varetas de cereza dulce (P.
cerecifera Ehrl.), cvs. Van, Morton Glory y Merpet. Las pruebas se desarrollan sin riego,
sobre suelos francos y ligeros. Aunque algunos de los portainjertos producen árboles enanos
y cerrados, solo uno, un clon de P. mugas L., muestra buenos brotes de vivero y longevidad
del árbol. Otros árboles sobre portainjertos enanizantes, como, Gisela 1, (Gi. 172/9), crecen
muy pobremente en este lugar y muchos de los árboles mueren antes de completar el
experimento. Los árboles sobre Gi. 202/2 y M x M 39, muestran pobre compatibilidad al
injerto. Aunque no completamente enanos, algunos otros portainjertos probados muestran
grandes posibilidades para inducir excelente producción, precocidad y productividad. Entre
los portainjertos más promisorios están; Weiroot 10, Gi. 195/4 y Gisela 6 (Gi 148/1).
Ademir es un portainjerto Mirobolán para ciruelos (Prunus cerasus L.), se adapta
bien a suelos altamente calcáreos y compactos, no presenta clorosis por hierro ni asfixia de
raíces, se prueba de vivero y huertas con suelo pesado, arcilloso y calcáreo, con pH= 8-9. No
presenta síntomas de clorosis en las varetas injertadas sobre Ademir. Bajo riego por
inundación y drenaje pobre, las variedades sobre Ademir no mueren (Moreno et al., 1995).
La formación en campo de los portainjertos Adara (Prunus cerasifera Ehrl.), SL 64
(Prunus malhaleb L.) y Colt (Prunus avium L. x Prunus pseudocerasus L.), injertados con dos
cultivares de cereza dulce (Prunus avium L.) cvs. “Van” y “Tardif de Vignola”, son probados
por 12 años sobre un suelo calcáreo franco-arcilloso, con riego por inundación. Los árboles no
injertados sobre Adara mueren durante el experimento. El porcentaje de árboles muertos de
“Tardif de Vigniola” sobre Sl64 y Colt, es de 63 y 19% respectivamente. El de “Van” es de
19% sobre SL64 y 6% sobre Colt. Para las varetas de “Van”, Adara es el portainjerto menos
vigoroso y muestra gran eficiencia en campo y producción acumulativa después de 12 años, la
concentración de minerales en las hojas es muy cercana a la óptima. Adara es el mejor
portainjerto para cereza, evita la asfixia de la raíz en suelos pesados y calcáreos que no son
favorables para otros portainjertos (Moreno et al., 1996).
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Sule y Burr (1998) investigan los efectos de dos portainjertos de vid (Vitis vinifera L.)
sobre la susceptibilidad de varetas injertadas a la agalla de la corona (Agrobacterium vitis y
Agrobacterium tumefaciens) en experimentos de invernadero. La incidencia de la agalla de la
corona sobre una vareta de cultivar susceptible de vid (Vitis vinifera L.) cv. Kiralyleanyka
sobre un portainjerto resistente a la agalla de la corona (Vitis riparia L.), cv. Gloire o sobre un
portainjerto híbrido susceptible (V. berlandieri x V. riparia cv. Teleki 5C), no es afectada por
el injerto durante dos meses de observación en invernadero.
La formación de 18 portainjertos de manzana (Malus domestica Borkh.) es evaluada
con varetas de los cultivares “Golden Delicious”, “Granny Smith” y “Delicious” durante
nueve años. Los portainjertos de la prueba, en orden de la medida seccional del tronco (MST)
son: M.7a, M.7EMLA, MM.111EMLA, P.13, A.306, MM.106EMLA, MM.106, M.2EMLA,
B.490, MAC.16, MM.104EMLA, M.4, MAC.1, B.118, P.18, Mac.4, A.313 y MAC.24. Estos
tienen pequeños cambios en relacion a la MST / portainjerto y cultivar después de 5 años. La
influencia de los portainjertos después de 9 años resulta similar para cada cultivar (Barrit et
al., 1996).
Salvatierra et al., (1998) comparan la distribución y el desarrollo de la unión del injerto
de duraznos (Prunus persica Batsch.) injertados sobre ciruelo (Prunus tomentosa Thumb.). El
bajo peso de materia seca total confirma los efectos enanizantes de P. tomentosa. El contenido
de carbohidratos muestra que el principal azúcar presente es sorbitol. Durante los primeros
meses la unión del injerto en ambos portainjertos se caracteriza por el desarrollo de callo y
células cambiales similares, pero en los portainjertos enanizantes se observan células
necróticas en el callo y en el nuevo xilema del tallo, dos-cuatro años después muestran puntos
necróticos en el xilema de los portainjertos, lo que raramente se observa en portainjertos
vigorosos. También se aprecian vasos delgados en la zona del injerto en portainjertos
enanizantes. La orientación de los elementos del xilema pierde su modelo normal, y se
acumulan los vasos en forma de remolino en la zona del injerto de ambos portainjertos. Estas
observaciones indican que la necrosis en la unión del injerto es provocada por alguna
sustancia y su acumulación causa una disfunción en el sistema vascular, afectando al
crecimiento.
21
2.3 Propagación de sapotáceas
El mamey zapote (Calocarpum sapota (Jack.) (Merr.) está considerado como una de
las especies más difíciles de propagar asexualmente, por lo que la mayoría de los árboles
existentes en ciertas zonas productoras como la región del Soconusco, Chiapas, México, son
de pié franco y presentan gran variabilidad tanto en su capacidad productiva como en calidad
de fruta. Para experimentar al respecto, se prueban cuatro tipos de injerto y dos fechas de
injertación. De los métodos de injerto el enchapado lateral presenta el porcentaje de
prendimiento más alto (78.3%). La mejor época de injertación es de febrero a abril, cuando
los árboles donadores estan defoliados. La época que coinicide con la refoliación (agosto), es
la menos adecuada, ya que concluye en un 10% de prendimiento (Quilantan,1979).
Salcedo (1985) prueba cinco tratamientos en la propagación por injerto del mamey: 1)
sequía al portainjerto, 2) limpieza con ácido sulfúrico, 3) portainjertos anillados, 4) doble corte
y 5) manejo normal, utiliza el injerto enchapado lateral, y varetas terminales que se cortaron:
a) a principios de la defoliación de la planta madre (febrero), b) en defoliación completa
(abril) y c) a principios de la foliación (junio). Obtiene los mejores resultados con la vareta
cortada a principios de la defoliación de la planta madre (febrero) junto con los portainjertos
anillados (80%); posteriormente con doble corte (62.5%); después, sequía al portainjerto y
manejo normal (50%) y por último, limpieza con ácido sulfúrico (0%) y en la época de
refoliación obtiene 25% con el manejo normal y portainjertos anillados, 12.5% con sequía al
portainjerto, y los demás terminan en 0%.
Carneiro y Deassis (1996) realizan un estudio taxonómico de las angiospermas,
familia Sapotaceae, basado en especímenes colectados en las planicies costeras de
Picinguaba, municipio de Ubatuba, Estado de Sao Paulo, Brasil, y encuentran seis especies y
cinco géneros con posibilidades de utilizarse como portainjertos para otras sapotáceas.
22
Asimismo, Madrigal y Pennington (1997) reportan a Pouteria bulliformis L., una
nueva especie de la selva lluviosa tropical de Costa Rica y Colombia, con posibilidades de ser
un nuevo portainjerto para Calocarpum sapota.
Jaimiqui (Manilkara emarginata (baker) Lam. & Meeuse), es un árbol nativo de los
cayos de la Florida y de las Antillas, es pequeño (cinco-seis m), de apariencia similar a la del
chicozapote, pero se caracteriza por su lento crecimiento. El chicozapote se injerta
exitosamente sobre portainjertos de Jaimiqui (por aproximación y enchapado) y algunos
ensayos están en progreso para determinar el potencial de esta especie como un portainjerto
enano para el zapote (Ogden y Campbell, 1980).
González et al., (1999) injertan chicozapote (Achras sapota L.) en tres épocas del año:
Mayo, Agosto y Septiembre, usan portainjertos criollos de la región, prueban cinco métodos
de injerto: inglés, inglés lateral, hendidura, enchapado lateral y yema (astilla) y cuatro fechas
de injertado por cada época (cada semana). Las varetas son terminales y vegetativas,
seleccionadas por su vigor y sanidad, de la variedad “Betawi”, injertan el mismo día de su
corte. Sobresale el enchapado lateral con prendimiento de 99%, el inglés lateral con 98% y el
inglés con 95%, en mayo. En agosto, 98, 95 y 92%, respectivamente, y 91, 94 y 86% durante
septiembre. La época más adecuada para injertar es la de Mayo, la de Agosto resulta
intermedia, y la menos adecuada es la de Septiembre. El flujo de látex no tiene influencia en
el prendimiento de los injertos.
Barreto et al., (1995) prueban tres alturas de injertación en chicozapote (Achras
sapota L.), y concluyen que la altura del injerto a 20 cm, con varetas terminales y el tipo de
injerto enchapado lateral, es la mejor con 94% de éxito.
Por su parte, Miege (1954) reporta que el número cromosómico de las
sapotáceas
Achras sapota, con sinónimo Manilkara sapota (L.) Van Royen y Calocarpum sapota, con
sinonimia de Pouteria sapota (Jacquin) H. E. Moore & Stearn es de 2n=26.
23
En México se cultivan a nivel nacional, 962 ha de mamey (Calocarpum sapota), en el
Estado de Colima se cultivan 38 ha, (INEGI-Gobierno del Estado de Colima, 2002); las cuales
en su totalidad provienen de propagación sexual o por semilla, ya que su propagación asexual
o por injerto presenta serias limitantes de incompatibilidad.
2.4 Etapas fenológicas de plantas leñosas
2.4.1 Defoliación-refoliación
La dormancia cambial y los anillos anuales en árboles tropicales, son inducidos por
ocurrencias anuales de períodos secos o inundación. La periodicidad del crecimiento es
indicada por la caída de hojas, conducta y su conexión con una periodicidad anual de
elongación de brotes. Los cambios en el diámetro del tallo son medidos con un dendrómetro o
por diferencias apreciables en la resistencia eléctrica del cambium. Los métodos
dendrocronológicos aplicados a muestras cuidadosamente preparadas pueden servir como
prueba de la periodicidad anual de zonas de crecimiento. Con este propósito pueden usarse los
siguientes métodos: herida cambial, radiocarbón fechado, detección de dirección anual y
análisis de regresión de la anchura de los anillos y datos del clima. Aunque la densitrometría
por rayos X y el análisis de isótopos estables en anillos de árboles tropicales prometen
proporcionar interesante información climatológica, el uso de éstos métodos presenta cierta
dificultad (Worbes, 1995).
Hakola et al., (1998) miden las tasas de emisión de monoterpenos, isopropenos e
hidrocarburos de Salix phylicifolia L., Betula pendula L. y Populus tremula L. durante la
estación de crecimiento. Las tres especies tienen significancia en la emisión de monoterpenos
cuando las hojas estan jóvenes, en mayo. Salix emitie butano, etano y propano cuando esta en
floración en mayo. En agosto, Betula emitie monoterpenos y poco isopropeno. Salix y Populus
emiten altas cantidades de isopropeno en agosto, dos-tres semanas después de iniciar la
defoliación. El estado fenológico es estimado sumando la temperatura efectiva. La síntesis de
isopropeno inicia cuando la suma efectiva de temperatura varía de 120-210 y 120-280º F/día
para Salix y Populus respectivamente. Adicionalmente a la fenología, la emisión de
24
isopropeno es dependiente de la temperatura y la radiación activa fotosintética, mientras que la
emisión de terpenos depende solo de la temperatura.
Ivizi y Araujo (1997) cuantifican la emisión de hojas, flores y frutos en trece especies
en una selva decidua. La menor cantidad de hojas en el dosel se observa en la época de menor
precipitación. El dosel se recupera rápidamente empieza al inicio de la estación lluviosa. La
mayoría de las especies florean durante el período lluvioso, mientras que la fructificación se
extiende por todo el año.
La fenología de árboles de ocho selvas tropicales heterogéneas, es consistente con la
hipótesis de que la producción de hojas y flores es selectiva y que coincide con el apogeo
estacional de la radiación (Wrigth y Van Schaik, 1994).
Sturm et al., (1998) determinan la concentración de ácido abscisíco ABA en el xilema
de pino (Pinus sylvestris L.) durante dos veranos consecutivos. Cuando el rango del potencial
del agua cambia de -0.4 a -0.6 Mpa, el ABA del xilema se incrementa de 200 a 500 nmol/l.
Así se observa una reacción inmediata hoja-nivel al principio de las condiciones del verano,
por ejemplo, la conducción y el uso del agua de las hojas decrecen. Por lo tanto, las funciones
del ABA son una llave que controla el balance del agua, transmitiendo información acerca del
estado del suelo y modificaciones endógenas responsables de la defoliación del dosel en orden
del balance del agua y acerca de la demanda extensiva en la mayoría de los años.
Capel et al., (1998) aplican tratamiento de baja temperatura y sombreo a plántulas de
Arabidopsis thaliana L. Resultando en un rápido incremento en la cantidad de RNAm
codificado para mayores polipéptidos del complejo luz-cosecha del fotosistema II (genes
Lhcb1,3). Este incremento es transitorio y parece ser principalmente originado por la
acumulación de Lhcb1,3 transcriptores. La cantidad de Lhcb1,3 RNAm decrece en respuesta
al ABA exógeno, sugiriendo esto que la fitohormona actua como un regulador negativo.
Además, la acumulación de Lhcb1,3 RNAm en plantulas etioladas deficientes en ABA
tratadas con frio es alta, igual que las plantas silvestres en defoliación y plántulas etioladas con
25
ABA intensivo, indicando esto, que la regulación de la baja temperatura de Lhcb1,3 RNAm no
es mediante ABA.
Abernethy y McManus (1998) miden las respuestas de plántulas de Festuca
arundinacea L. cv. Grasslands Roa creciendo bajo temperatura controlada y déficit de agua:
registran cambios en la tasa de elongación de hojas (TEH), potencial de agua en hojas (PAH),
acumulación de ácido abscísico ABA, prolina y glicinebetaina, en tejido maduro de hojas en
puntos y tiempo específicos durante el curso del tratamiento de déficit de agua. En estas
condiciones el TEH declina cuando el contenido de agua del suelo decrece hasta que son
observados valores de cero. Coincidente con la declinación de TEH es la acumulación de
ABA, prolina y glicinebetaina. Estas observaciones ilustran la significancia de la acumulación
de metabolitos como respuesta al déficit de agua y caída de hojas.
Velasco et al., (1998) realizan un minucioso análisis de la familia del gen Cdet11-24
como responsable de la tolerancia a la deshidratación en plantas de Craterostigma
plantagineum Hochst. Cdet11-24 comprende una pequeña familia de genes que se expresan
como respuesta a tratamientos de deshidratación, tensión por sales y ácido abscísico ABA en
hojas. El gen producido es constitutivamente expresado en raíces y desaparece solo cuando las
plantas son transferidas al agua. Esto sugiere por lo tanto que las proteínas son los sensores de
la cantidad del agua. Estas proteínas son hidrofílicas y dirigen algunas características de
embriogénesis tardía similarmente con ABA, y la regulación de la sequía. En tejidos
vegetativos el promotor se activa en respuesta al ABA que restringe el desarrollo y refoliación
de plantas jóvenes.
2.4.2 Floración-fructificación
Day et al., (1997) registran los datos de la fenología de floración, tamaño de la planta,
número de frutos, polinización y sistema de rameo de dos poblaciones de Banksia brownii L.
en el oeste de Australia. La floración de ambas poblaciones sigue un modelo similar, con la
primera apertura floral evidente en Abril, con pico en Junio. En ambas locaciones los árboles
difieren considerablemente respecto al tamaño, número total de inflorescencias producidas y
26
la longitud de la etapa de floración. El amarre de frutos es bajo, aproximadamente el 50% de
las inflorescencias.
Velez et al., (1998) analizan la fenología, fitoquímica y producción de tres especies de
Polylepis quadrijuga L. La producción de follaje es más baja durante la estación seca, cuando
las temperaturas mínimas suelen ocurrir. La fenología de floración y fructificación es
característica de la estación húmeda y los flavonoides, compuestos conocidos como
protectores UV-B, se encuentran en altas concentraciones en las hojas. Esto tiene una relación
significativa positiva entre la lluvia mensual, temperaturas mínimas mensuales y la
concentración de flavonoides.
Walkovszky (1998) investiga la variabilidad y cambios del clima al comparar mapas
de datos de floración de Robinia pseudoacacia L. en tres intervalos entre 1951 y 1994.
Encuentra turnos de fechas de tres-ocho días para floración temprana. Este cambio se
relaciona con el promedio de la temperatura primaveral. El modelo desarrollado puede estimar
la temperatura al usar datos fenológicos de R. pseudoacacia con una exactitud de 0.2 oC.
Asimismo compara temperaturas medias basadas en los cambios fenológicos en series
climáticas. Esta comparación enfatiza la posibilidad de usar R. pseudoacacia como un
bioindicador.
Marco et al., (2000) analizan el modelo de producción de flores, frutos y semillas en
poblaciones de árboles de L. divaricata L., en tres hábitats diferentes de la selva semiárida del
Chaco. Dos poblaciones ocupan áreas de antiguas selvas reemplazadas por monte bajo
después de severos disturbios. La tercera población se localiza en un área de selva no
disturbada por más de cien años. El orden en la producción de flores, frutos y semillas varía
entre las poblaciones analizadas durante el período de muestreo. Las poblaciones de la selva
muestran reproducción temprana y producción de fruta, comparables a las poblaciónes
altas y las del
chaparral.
27
Davenport y O’Neal (2000) examinan las características de la floración y
fructificación del cv. Magana, para elucidar la fenología reproductiva del mamey
(Calocarpum sapota). Las flores abren durante la noche, inician la antesis alrededor del ocaso.
La longitud de la apertura floral varía de acuerdo a la estación, alcanzando seis días en el
invierno y un día en el verano. Las nuevas flores generalmente aparecen en ciclos de siete
días, en declinación del número de flores por emisión, con todas las yemas florales al azar a lo
largo de las ramas, hasta solo unas cuantas abiertas a cualquier hora. Las flores y frutos
pequeños aparecen alrededor de las ramas en grandes cantidades, la fruta inmadura se
desarrolla más frecuentemente de flores localizadas en el cuadrante superior de las ramas. El
cuadrante inferior produce pocos frutos inmaduros. Sin embargo la fruta del cuadrante
superior tiene mas absición de frutos hasta la cosecha y en el cuadrante inferior se localizan
más frutos maduros.
2.4.3 Dormancia-actividad
Guglielmino et al., (1997) estudian los eventos de la diferenciación cambial en
Populus euramericana L., y cambios estacionales en el modelo de pectinas metilesterasas
(PME, EC 3.1.1.11) siguiendo las isoformas. Durante la estación de descanso, el extracto de
las paredes celulares contiene muchas isoformas alcalinas, con un M-r de 55 kDa y pH óptimo
entre 5.6 y 6.0. Durante el período de alta actividad meristemática, predominan los extractos
de isoformas neutrales con M-r de 35 kDa y pH óptimo entre 6.0 y 6.6. En los inicios de la
actividad cambial y en sus derivados inmediatos, las enzimas se inmunolocalizaron
exclusivamente en las dictosomas. En células viejas, se presentan en los dictosomas y en las
uniones de las paredes. Esto indica que la exportación de PMEs neutrales hacia las fuerzas de
las paredes, puede ser considerada como una marca de diferenciación en derivados cambiales.
Rajput y Rao (1998) determinan que se forman grandes espacios intercelulares de
rayos cambiales uniseriados a multiseriados de Tectona grandis L., Azadirachta indica L. y
Tamarindus indica L., durante el período en el que el cambium es inactivo, algunas de las
células de los rayos cambiales inician ovales o circulares, resultan en el desarrollo de espacios
intercelulares. Sin embargo, las células son poligonales y compactas durante el crecimiento
28
activo del cambium. Similarmente tales espacios son también avisados en los rayos del floema
y xilema. La ocurrencia de espacios intercelulares en los rayos cambiales está correlacionada
con la fenología de los árboles y con factores climáticos de la zona.
Savidge y Forster (1998) investigan la síntesis de uridina 5’-diphosphoglucosa:
coniferil alcohol glucosiltransferasa (CAGT), enzima catalizadora de alcohol coniferil y 5’-
diphosphoglucosa, a través de un ciclo anual de crecimiento cambial y dormancia en Pinus
banksiana Lamb. Durante la dormancia la actividad de CAGT no se detecta en el cambium.
CAGT empieza a activarse debilmente en la primavera cuando las células fusiformes de los
meristemos laterales cambian de protoplasma denso a estado altamente vacuolado, justo antes
de reanudar la actividad de la división celular. Durante el crecimiento cambial y xilogenesis,
la actividad CAGT en los derivados cambiales es alta como en la zona cambial. En ambas
zonas cambiales y en el desarrollo del xilema, las estaciones cambian la actividad CAGT
paralelamente a la variacion estacional en el contenido endógeno de coniferina. La actividad
CAGT desaparece cuando el cambium entra a la dormancia en agosto, antes de completar la
lignificación de las traqueidas del último anillo. Los resultados indican que los promotores de
la expresión genética de CAGT pueden ser específicos del cambium y enlazados al control
total del cambium estacional, crecimiento y dormancia.
Oribe et al., (1993) registran las variaciones de la reactivación cambial dentro de los
tallos de karamatsu (Larix leptolepis Gord.) una conífera decidua, y sugi (Cryptomeria
japonica D. Don) una perennifolia. En karamatsu la reactivación de la división tangencial en
el cambium inicia temprano en el tallo arriba de la base de la corona, así como abajo, después
de los brotes, se determina por observación de las paredes celulares delgadas bajo un
microscopio de luz. Por otra parte, en sugi aparece la iniciación de la división celular en las
células cambiales cerca del mismo tiempo por todas partes del tallo del árbol exclusivamente
del tipo observado tempranamente antes de la brotación. Por lo que se considera que la
dormancia cambial en deciduos es basipétala, rompiendo dentro del tallo del árbol, en relación
a la brotación. En coníferas perenifolias el rompimiento parece ocurrir accidentalmente en el
tallo, indiferente de la brotación. Las actividades de la división celular y la diferenciación del
xilema después del rompimiento de la dormancia cambial es más conspicua en el tallo dentro
29
de la corona que en el tallo abajo de la base de la corona, en ambos casos al parecer la
variación estacional de estas actividades dentro del tallo del árbol está asociada con el
desarrollo de los renuevos y las agujas, después de brotar.
Moritz y Sundberg (1996) usan el cromatógrafo capilar líquido y el espectrómetro de
masas frit-FAB para identificar las citocininas endógenas en la región del cambium vascular
en árboles maduros de Pinus sylvestris L. La espectrometría se realiza para
isopenteniladenina, isopenteniladenosina, zeatina ribosida, dihidrozeatina y dihidrozeatina
ribosida. De éstos, isopentenyladenina, dihidrozeatina y dihidrozeatina ribosida se demuestran
por análisis físico- químicos rigurosos, por primera vez en una conífera. En adición una
adenina glicocide se localiza por primera vez en una planta. Las citocininas identificadas se
cuantifican en tejido de la región cambial activa y en dormancia por técnicas de dilución de
isótopos. La concentración de citocininas no varía grandemente entre los tejidos dormantes y
tejidos activos. Esto indica que el cese y reactivación de la división celular en el cambium
vascular es controlado por otros factores, como la disponibilidad de citocininas.
Farrar y Evert (1997) examinan la ultraestructura del cámbium vascular del tronco de
Robinia pseudoacacia L., colectado después de 2.5 años. Durante la dormancia, las células
fusiformes tienen citoplasma denso con muchas vacuolas pequeñas y núcleo central
localizado. La mitocondria es oval en vista seccional. Los plástidos son variables en forma,
con pocas membranas internas, y generalmente ausencia de granos de almidón. El
plasmalema está liso en la parte externa. El material protéico aparece en las vacuolas y
muchos lípidos esparcidos a través de las sustancias del fondo. El retículo endoplasmático
(RE) liso y tubular se presenta altamente dilatado, predominando, pero también existen
segmentos rugosos. Abundantes ribosomas libres se encuentran eventualmente distribuidas
entre la substancia del fondo, y los dictosomas estan inactivos. Los microtúbulos son
parietales y con varias orientaciones. Durante la reactivación, el plasmalema empieza irregular
y a formar invaginaciones. El material proteico desaparece, las vacuolas empiezan a
fusionarse, aparecen los polisomas, y los dictosomas comienzan a formar vesículas. Durante
el período de actividad cambial, las células fusiformes son altamente vacuoladas, y el núcleo
se localiza en el centro. Las mitocondrias aparecen, ovaladas o elongadas. Los plástidos
30
contienen fitoferritina, granos de almidón, o ambos. Muchas invaginaciones largas del
plasmalema se introducen a la vacuola, empujando el tonoplasto y picando fuera de la
vacuola. Las gotas de lípidos son escasas. RE es rugoso, y los ribosomas generalmente
agregados como polisomos. Durante la transición a la dormancia, las células fusiformes
gradualmente asumen la apariencia típica de cambium en dormancia.
Oribe y Kubo (1997) registran las respuestas del cambium al calor durante tres fechas
en Cryptomeria japonica Don., de 14 años de edad; asimismo en cuatro fechas en Larix
leptolepis Gord., de 27 años de edad durante el período de la dormancia cambial invernal.
Calientan a 25-30o C por dos semanas la punta del tallo, la parte media del tallo y la corona de
la base del tallo. Después del tratamiento, el cambium de las regiones tratadas y las no tratadas
se examinan con microscopio óptico y de transmisión de electrones. En C. japonica, el
tratamiento por calor, muestra resultados en la reactivación cambial en las regiones tratadas, y
como respuesta pasa de la dormancia del invierno a condiciones de la primavera.
Contrariamente, en L. leptolepsi no se observa división celular en la región cambial calentada
del tallo, hasta la reactivación natural del cambium que ocurre después de la pausa invernal.
Thobe et al., (1998) investigan el papel del glutation, el cual mantiene al grupo thiol de
proteínas en estado reducido en las células vivas al inicio de la dormancia en yemas de uva
(Vitis vinifera L.). Cuando las plantas son expuestas a 30/25o C (alto), día/noche, o 20/15oC
(bajo), día/noche, antes del inicio de la dormancia de las yemas, las yemas administran las
bajas temperaturas antes de la dormancia, pero los tratamientos con altas temperaturas, no.
Sobre los brotes tratados con bajas temperaturas, los niveles endógenos de ABA se
incrementan pronto, después del tratamiento, considerando que los niveles de ABA en los
brotes tratados con alta temperatura permanecen bajos. El contenido de glutation reducido
(CGR) en los brotes tratados con alta temperatura, se incrementa y en los brotes tratados con
baja temperatura, decrece gradualmente. El contenido de glutation oxidado CGO en los brotes
tratados con alta temperatura, permanece casi constante durante el período del experimento, y
con baja temperatura, se incrementa. Asimismo se incrementa en brotes inducidos a la
dormancia por el tratamiento de ABA.
31
Antonova y Stasova (1997) estudian los efectos de la temperatura y la precipitación
sobre la producción de células del xilema por el cambium activo, expansión y densidad de
paredes celulares en tallos de Alerce spp. Las observaciones se llevan a cabo en dos
estaciones, en árboles de 50-60 años de edad y seleccionados de acuerdo a la tasa de
crecimiento. Se considera la temperatura a través de la estaciones de mayor influencia en las
divisiones iniciales en el xilema, la expansión radial de las células y la acumulación de
biomasa. Sin embargo, los niveles de cada efecto por separado de citogenesis son diferentes,
especialmente la influencia de la temperatura nocturna sobre la producción de células del
xilema por el cambium. Los valores óptimos del primer y segundo período prueban ser
prácticamente iguales, mientras que las diferencias considerables son en respuesta a la
temperatura.
Tuominen et al., (1997) identifican el modelo de la distribución radial del ácido indol-
3 acético (IAA) a través del desarrollo de tejidos del cambium en el tallo del híbrido aspen
(Populus tremula L. x Populus tremuloides Michx.). El contenido de IAA se mide en
criosecciones consecutivas tangenciales usando una microescala y espectrometría de masas. El
análisis se realizado en árboles normales y en transgénicos con una expresión ecotípica de
Agrobacterium tumefaciens IAA-genes biosintéticos. En todos los árboles probados el IAA se
distribuye como un gradiente alto a través de los tejidos de la región del cambium. El nivel
pico de IAA está dentro de la zona cambial, donde hay división celular. Los niveles bajos son
alcanzados en la región donde la pared secundaria se inicia. Los árboles transgénicos muestran
un pico de bajo nivel y un gradiente radial abierto de IAA comparado con los tipos normales.
Estas alteraciones están relacionadas a una baja tasa de división cambial celular y una larga
duración de la expansión de las células del xilema en los árboles transgénicos, resultan en un
descenso en la producción de xilema y un área de fibras largas del lumen. Estos resultados
indican que el IAA tiene un papel en la regulación de la tasa de proceso fisiológico de la
división celular, y en la duración del desarrollo del proceso de la expansión de fibras del
xilema, sugiriendo que las funciones del IAA son morfogénicas transfiriendo información
posicional durante el desarrollo del xilema.
32
Hauch y Magel (1998) demuestran la presencia de síntesis de sacarosa y enzimas
degradadoras y la correlación de la actividad enzimática con el crecimiento cambial y la
formación de corazón de madera en troncos de acacia falsa negra (Robinia pseudoacacia L.).
La sacarosa es formada por síntesis de fosfato de sacarosa (SFS) principalmente en la parte de
almacenamiento de la savia. En la zona de diferenciación cambial y en la savia de la zona de
transición del corazón, formados por el descenso de carbohidratos, la sacarosa es
primeramente partida por síntesis de sacarosa (SiSa) y una invertasa neutral (IN). En
primavera, aumentan las actividades de SiSa e IN fundadas en la diferenciación de tejidos del
xilema. Esto coincide con tasas elevadas de SFS en los sitios de movilización de almidón. La
formación de corazón en el otoño, un período de intensa acumulación de fenoles en los tejidos
vivos internos es acompañado por alta actividad de SiSa e IN. Los incrementos en las
actividades de SFS e IN en todos los tejidos de las muestras de invierno, están correlacionados
con la aclimatación al frío.
Zagirova y Kusin (1998) monitorean la tasa de evolución de CO2 de troncos de pino
(Pinus sylvestris L.) a varias alturas, durante tres estaciones de crecimiento. Estudian la
dinámica estacional del desarrollo de floema y xilema y la diferenciación celular. La
dependencia del tronco de la temperatura y humedad no es aparente siempre. Esto supone que
los cambios en la evolución del CO2 de los troncos de pino durante la estación de crecimiento
están relacionados con el contenido de células vivas en el anillo de desarrollo anual. Durante
el período de crecimiento radial, la evolución del dióxido de carbón ocurre más rápido en las
partes superiores, que en las inferiores del tronco, a causa de la alta actividad cambial en las
partes superiores.
Novitskaya (1998) realiza experimentos induciendo disturbios artificiales en la
actividad cambial de abedul común (Betula pubescens Ehrh. y Kerlian), para descubrir el
mecanismo de la formación anormal de madera. Al final, la capa cambial es removida por
fajas de corteza de madera durante el período de crecimiento radial activo del tronco para
estudiar las macro y microestructuras de los tejidos regenerados en las “aberturas”. También
se hacen observaciones con el microscopio de luz en la sección de tejidos al final del período
de crecimiento, durante el cual la herida se inflinge en sección transversal dos años después.
33
La formación de madera anormal en ambos casos se relaciona con disturbios en el transporte
de asimilables.
Baldwin et al., (1998) exponen plántulas de Amelanchier alnifolia Nutt., a varios
tratamientos hormonales, induciendo dormancia y aclimatación a condiciones frías para
determinar si el sistema in vitro es viable para el estudio de dormancia/endurecimiento en
plantas leñosas. La baja temperatura induce niveles significativos de endurecimiento después
de seis semanas a - 4o C pero no aproxima los niveles del nitrógeno líquido del
endurecimiento completo y el dominio-crecimiento de yemas. La adición de ácido abscísico
ABA incrementa los niveles de endurecimiento al frío (-12o C), pero no son capaces de
endurecer plántulas o extender lo alcanzado a temperaturas bajas en condiciones de
aclimatación.
Zhou y Leul (1998) por su parte, tratan plántulas de Brassica napus L. cv. 601 con 50
mg/l de uniconazol aplicado al follaje y expuestas a tensión por frío similar a la del período de
dormancia, con alternancia de luz/sombra y régimen de 2/-3oC por cinco días. Las plantas
tensionadas tienen más bajas concentraciones de GA3 e IAA que las testigo, mientras que los
contenidos de zeatina y ABA y los niveles de etileno son incrementados significativamente. El
contenido de clorofila y la capacidad respiratoria de la raíz se reducen significativamente
después de que las plantas son sometidas al tratamiento por frío. La tolerancia al frío es
acompañada por el incremento de la actividad de varias enzimas antioxidantes, incluyendo
superóxido dismutasa, catalasa y peroxidasa. Las aplicaciones foliares de uniconazol reducen
la salida de electrolitos, la acumulación de malondialdehido y el daño a las membranas
causadas por la tensión del frío.
Con el mismo objetivo, Meza-Zepeda et al., (1998) aislan un clon de ADNc
codificador de ciclofilina (CyP), de Solanum commersonii L., usando hibridación subtractiva.
El gen correspondiente es inducido a ser constitutivamente expresado en hojas de Solanum
commersonii. Sin embargo cuando las plantas son expuestas a baja temperatura, ácido
abscísico ABA, sequía y heridas, la cantidad de ciclofilina del RNAm se incrementa
marcadamente. Adicionalmente, el gen muestra ser responsable del ácido salicílico y riesgo
34
patógeno, sugiriendo un papel en la responsabilidad de muchas tensiones diferentes en las
plantas.
Rinne et al., (1998) establecen la existencia de factores fisiológicos y genéticos que
inducen a la aclimatación, considerando la longitud del día y el período de dormancia.
Comparan dos especies de abedul (Betula pubescens Ehrh.) y (B. pubescens Ulv. F.
Hibernifolia). El único tardío incapaz de incrementar sus niveles de ABA es el hibernifolia,
en este tipo, la longitud del día o las condiciones naturales del otoño en campo elevan los
niveles de ABA antes de la aclimatación, la cual es acompañada por deshidratación de tejidos,
ajustes osmóticos y acumulación del grupo de proteínas 2 LEA (responsables del ABA (RAB)
16, 24 30 y 33 kDa) y proteínas del grupo 4 LEA (abundantes en la embriogénesis tardía, 14 y
19 kDa). Bajo condiciones similares la deficiencia del ABA en abedul, causa pérdida reducida
de agua, osmorregulación defectuosa, ausencia de grupos inducibles de proteínas 2 LEA, y
retraso o disminución de la tolerancia al frío. En contraste ambos genotipos muestran
producción estacional del grupo de proteínas 4 LEA. El ABA resulta importante para
engranar los acontecimientos de la aclimatación al frío en árboles sensibles al fotoperíodo.
Shinozaki et al., (1998) determinan que las plantas de Arabidopsis thaliana L.
responden y se adaptan a los cambios del medio ambiente, incluyendo sequía, elevada
salinidad y baja temperatura característica del período de dormancia. El ácido abscísico
(ABA) desarrolla importantes papeles en estas respuestas y se acepta su función en la
tolerancia a la tensión y respuestas de la planta. Existen un mínimo de cuatro señales de
transducción de genes de trayectoria en Arabidopsis thaliana: dos son ABA dependiente y dos
son ABA independiente, un cis activador llamado ERD (Elemento Responsable de
Deshidratación) está presente en una de las trayectorias de la transducción de la señal del
ABA independiente, y es un amarrador de proteínas del ADN.
2.5 Polifenoles en plantas y su detección por cromatografía líquida de alta resolución
(HPLC)
35
Singleton et al., (1999) indican que los métodos para aislar fenoles en crudo, como por
ejemplo el HPLC, son difíciles de aplicar a cada grupo químico, ya que tienen muchos
componentes individuales dentro de cada subgrupo, y por lo tanto la interpretación de estos
resultados no es muy fácil.
Rivas-Gonzalo et al., (1995) estudian la interacción entre catequina y maldivin 3
monoglucósido en la presencia de acetaldehido en soluciones modelo. La formación inicial de
dos pigmentos (I y II), posteriormente son envueltos en estructuras más condensadas. La
evidencia se funda en la formación de pigmentos, catequina tiene reacción primero con
acetaldehido y el resultante aducido después se condensa con antocianina; esto sugiere que los
pigmentos I y II son dos estructuras enantioméricas de la catequina-(8-)-acetil-(-8)-antocianina
dímero. Para su formación, es necesario un pH relativamente ácido; esto es atribuido a la
demanda que el acetaldehido tiene en forma catiónica para que la condensación ocurra. La
condensación entre unidades de catequina envuelve también acetaldheido.
2.5.1 Haba
Bekkara et al., (1998) analizaron la fisiología de la exudación fenólica de semillas y
raíces de dos cultivares de haba (Vicia faba L.), uno rico en taninos condensados (cv. Alfred)
y otro libre de taninos (cv. Blandine). La caracterización y separación de compuestos
fenólicos fue determinada por HPLC. En el cv. Alfred dominaron la catequina, taninos
condensados y flavonas. En el cv. Blandine predominaron ácidos fenólicos, flavonas,
flavonoides y dihidroflavonoles. Los compuestos fenólicos fueron rápidamente liberados
durante la emergencia de las raíces y su concentración en exudados fue máxima el primer día
de la germinación.
2.5.2 Abedul
Nurmi et al., (1996) estudian las variaciones estacionales y entre árboles, de la
composición y contenido total e individual de fenoles de bajo peso molecular (FBPM) en
abedul (Betula pubescens L.) sp. Tortuosa. La mayor cantidad de componentes fenólicos
36
identificados son: ácido clorogénico, quercetina-3-0-beta-D-glucoronopiranosida, miricetina-
3-0-(5-acetil)-L-ramnopiranosida, y 1-0-galoil-beta-D-(2-0-acetil)-glucopiranose. El contenido
de fenoles totales es una suma de los FBPM individuales, variando muy poco entre árboles,
mientras que la variación en contenidos de FBPM individuales es grande. Las concentraciones
de casi todos los fenoles decrecieron durante la estación de crecimiento, pero paralelamente
las correlaciones entre el contenido de fenoles individuales son similares la estación completa,
indicando algunos árboles específicos perfiles FBPM reducidos en la estación. Los
flavonoides inter-árboles, varian 2.6 veces más alto que los componentes estacionales no
flavonoides durante toda la estación. Las correlaciones significativas entre componentes
flavonoides y no flavonoides se relacionan con la biogénesis de FBPM en hojas de abedul, y
su papel ecológico.
Asimismo, Julkunentiitto et al., (1996) seleccionan los fenoles y terpenoides
característicos del abedul plateado (Betula pendula L.) en ramillas de plántulas de 1 año y 5
años. Las sustancias se extraen con metanol, son purificadas y análizadas por HPLC. En las
plantas de cinco años predomina (+)-catequina y sus derivados, y se pueden usar como
herramienta para identificar especies.
2.5.3 Gerbera
Booy (1995) identifica cultivares de Gerbera spp. con HPLC para analizar los
compuestos fenólicos de rayos de flósculos, analiza antocianinas y flavonoides copigmentos
(flavonoles y flavonas) en 65 genotipos. Usa diferentes criterios para el pico mínimo y
máximo del área, y no encuentra relación entre la composición de los fenoles y el color de los
flósculos.
2.5.4 Guaraná
Marx y Fabricius (1997) determinan por SFE-HPLC las sustancias contenidas en
guaraná (Paullinia cupana L.), usan metanol para la extracción y una columna C18 para la
separación y detección de: cafeina, teobromina teofilina, catequina y epicatequina.
37
Carlson y Thompson (1998) extraen las metilxantinas y polifenoles de guaraná
(Paullinia cupana L.) por matíz simple con fosfato caliente, solución bufer metanol, enfriado,
filtrado e inyectado en el sistema de cromatografía líquida. Encuentran resolución satisfactoria
para las metiolxantinas teobromina, teofilina, cafeína y los polifenoles (+)-catequina y (-)-
epicatequina.
2.5.5 Pino
Kaundun et al., (1998) estudian los flavonoides de las agujas de pino (Pinus
halepensis Mill.) para determinar su variabilidad geográfica, considerando la influencia del
medio en la expresión de los polifenoles. Detectan en todos los árboles dos proantocianinas:
prodelfinidina y procianidina, y seis flavonoles: miricetina, laricitrina, kaempferol,
isorhamnetina y siringetina, detectados y medidos por HPLC. Los árboles de dos sitios
experimentales tienen la misma composición de flavonoides. Encuentran diferencias
significativas entre individuos de la misma zona colectados de poblaciones naturales. En las
zonas experimentales la expresion de los flavonoides es suficientemente estable y permite la
comparación entre árboles de diferente origen geográfico.
2.5.6 Papaya
Richard-Forget et al., (1998) investigan la oxidación de diferentes fenoles (4-metilcate-
col, ácido clorogénico, (-)-epicatequina y (+)-catequina} por escarola polifenoloxidasa (PPO)
en la presencia de un extracto de papaya (Carica papaya L.). Las sustancias desconocidas son
purificadas con 4-metilcatecol, con una combinación de Bio-gel Pt cromatográfico y HPLC
semipreparativo con espectrometría de masas y un analizador de aminoácidos y el agente
gamma-Glu-Cys para formar compuestos aducidos con 4-metilcatecol y ácido clorogénico, y
dos con los flavon-3-ols. Los tioles aducidos no son sustraídos por escarola PPO, pero en el
caso de la conjugación de 4-metilcatecol, actua como un inhibidor competitivo de PPO.
2.5.7 Tamarindo
38
Tsuda et al., (1994) investigan la actividad antioxidante de las semillas de tamarindo
(Tamarindus indica L.). Un extracto de metanol preparado de las cubiertas de las semillas
exibe actividad antioxidante medida por el método del tiocinato y el ácido tiobarbitúrico
(TBA), pero no es activo el extracto preparado del germen. El extracto etil acetato preparado
de las cubiertas de las semillas tiene fuerte actividad antioxidante. Los componentes
antioxidantes de las cubiertas se determinan con HPLC del extracto etil acetato e identificados
como: 2-hidroxi-3’,4’-dihidroxiacetofenona (TAO), metil 3,4-dihidroxibenzoato (TA1), 3,4-
dihidroxifenil acetato (TA2), y (-)-epicatequina (TA3).
2.5.8 Té
Seto et al., (1997) identifican del té (Camellia sinensis L.) las catequinas: (+)-
catequina, (-)-epicatequina, (-)epigalocatequina, (-)-epicatequina galada y (-)-
epigalocatequina, utilizan HPLC, después de calentar a 120o C por 30 min.. El FAB-MS
elemental, H-1-, C-13-NMR y el análisis de rotación óptica clasifican a estos productos como
C-2 epímeros de las catequinas originales.
Lin et al., (1998) desarrollan un procedimiento isocrático de HPLC para determinación
simultánea de seis catequinas, ácido gálico, y tres metilxantinas en extracto acuoso de té en 15
tés chinos verdes y 13 tés Japoneses verdes. Los niveles medios de las catequinas totales: (-)-
epigalocatequina 3 galada, (+)-catequina, y cafeína estan presentes en los dos grupos, pero
otras catequinas menores como: (-)-epigalocatequina, (-)-epicatequina, y (-)-galocatequina 5
galada aparecen en alto contenido en los tés verdes Japoneses. Asimismo (-)-epicatequina S-
galada, ácido gálico, teofilina, y teobromina se encuentran en alta concentración en los tés
Chinos verdes.
Saijo y Takeda (1999) conducen estudios para determinar la existencia de catequinas y
formas epiméricas de catequinas en varios géneros de té verde, por medio de HPLC. En los tés
Japoneses verdes predominan las catequinas: (-)-epigalocatequina-3-galada, (-)-epicatequina-
galada, (-)-epigalocatecina y (-)-epicatequina y formas epiméricas: (-)-galocatequina-3-galada,
39
(-)-catequina-3-galada, (-)-galocatequina y (-)-catequina. En los tés verdes Vietnamitas,
Chinos e Indúes sobresalen: (-)-epigalocatequina-3-(3”-0-metil) galado, (-)-epicatequina-3-
(3”-0-metil) galado, (-)-epigalocatequina-3,5-digalado y (-)-epicatequina-3,5-digalado.
Sano et al., (1999) aislan dos derivados de catequinas (C-1 y C-2) con potente
actividad antialérgica, del té Taiwanés oolong, por técnicas de HPLC y análisis NMR y FAB-
MS. Las estructuras C-1 y C-2 son identificadas como: (-)-epigalocatequina 3-0-(3-0-metil)
galada y (-)-epigalocatequina 3-0-(4-0-metil) galada. Las hojas de té oolong tienen 0.34% de
peso seco de C-1 y 0.20% de C-2.
Wang et al., (2000) desarrollan un análisis simple de HPLC para detectar catequinas,
cafeína y ácido gálico en té verde, con un sistema de elución isocrática. El sistema de
separación consiste en una columna C18 de fase reversa, un sistema de elución isocrático de
metanol/agua/ácido ortofosfórico y un detector UV. Este método es apropiado para análisis
rápidos de rutina para la determinación de catequinas en té verde con buena repetibilidad y
exactitud de resultados.
2.5.9 Caducifolios
Feucht y Schmid (1979) por su parte, al analizar el floema de brotes maduros de
Prunus spp., determinan que las flavonas (catequina, epicatequina y material oligomérico) son
los componentes predominantes, constituyen del cinco al 12% de peso seco. Los ácidos
clorogénicos son menores en concentración y variaron: entre 0.2 y 1.2% de peso seco. Las
flavonas son elevadas en cerezo dulce (P. avium L.) y en cerezo común (P. cerasus L.). El
modelo no cambia notablemente cerca de la unión del injerto cuando cultivares de P. avium
son injertados sobre clones de P. cerasus y cerezo rojo (P. fruticosa L.). Asimismo Tarnai et
al., (1994) señalan la presencia de diez polifenoles en corteza, floema, xilema, hojas, fruta
verde y fruta madura de árboles de cerezo dulce (P. avium L.) (Cuadro 1).
Cuadro 1. Polifenoles presentes en tejidos de corteza, floema, xilema, hojas, fruta verde
y fruta madura de árboles de cerezo (Prunus avium ) (Tarnai et al., 1994).
40
Catequina Epiafzelequina Epicatequina Epicatequina poliglicósido Epicatequina-3-G Epigalocatequina Epigalocatequina-3 galada Epigalocatequina-3-G Galocatequina Kaempferol
Kaempferol glucósido Naringenina Procianidina B1 Procianidina B2
Quercitina
Treutter (1988) extrae los fenoles de la corteza y hojas de diferentes especies de
Prunus, utiliza tres sistemas de separación por HPLC. Encuentra 44 componentes, entre ellos
catequina y epicatequina. Demuestra que el método es eficiente para el análisis de extractos de
plantas en crudo, principios activos farmacológicos y experimentos fisiológicos.
Asimismo, Treutter (1989) describe un método por HPLC con derivación de
postcolumna para la detección específica de catequinas y proantocianidinas en extractos
crudos de plantas caducifolias, así como también en bebidas. En presencia de ácido sulfúrico
concentrado, el 4-dimetilaminocinnamaldeido (DMACA) puede ser empleado como un
reactivo selectivo. La ventaja de este reactivo es la condensación de productos con flavonoides
que muestran su máxima absorbancia cerca de los 640 nm. Otros fenoles, indoles y terpenos
tienen reacción con productos con diferente absorbancia o reaccionan de forma muy débil.
Suárez et al., (1994) extraen los compuestos fenólicos neutrales: (+)-catequina,
(-)-epicatequina, polímeros flavon-3-oles (procianidinas), floridzin, floretin xiloglucósido, y
los flavonol glicósidos (isoquersitrina, hiperina, quercitrina, avicularina y rutina, de jugo de
manzana (Malus domestica Borkh.), con etil acetato, separados y cuantificados por HPLC-UV
con una columna C18 y agua ácida (pH 2.8)-gradiente metanol solvente.
Treutter et al., (1994) desarrollan un método para caracterizar flavon-3-oles en
caducifolios (entre ellos catequina y epicatequina) y procianidinas por HPLC con una línea de
detección de UV y detección de reacción química (CRD). La derivación postcolumna de los
polifenoles con 4-dimetilaminocinnamaldehido (DMACA) en presencia de ácido sulfúrico
41
mejora la sensibilidad al comparar solo con la detección por UV. Los resultados son influídos
por la composición del solvente, por tiempo de reacción y temperatura.
Errea et al., (1994c) examinan muestras de floema de cultivares comerciales de
chabacano (Prunus armeniaca L.) y algunas especies de Prunus usadas como portainjertos,
por cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) combinada con detección de reacción
química (CRD) para determinar diferencias cualitativas y cuantitativas en flavonoles
monoméricos (catequinas) y oligoméricos (proantocianidinas). Los cuatro cultivares de
chabacano tienen composición similar de flavonoles con un total de siete-nueve picos. Sin
embargo ocurren grandes diferencias entre cultivares en la composición de flavonoles totales;
los niveles varían de 572 a 1669 unidades de absorción (AU). Se observan diferencias en la
composición cualitativa de flavonoles de los ocho portainjertos evaluados, relacionados a los
cultivares. El número de flavonoles por portainjerto varía de cuatro a 11, y corresponde a
grandes diferencias en flavonoles totales; niveles de 807 a 9719 AU. La aplicación de (+)-
catequina como un flavonol monomérico a brotes de chabacano cambia el plano de la división
celular en el floema, el cual resulta en una estructura de callo.
Fuleki y Dasilva (1997) identifican 11 flavon-3-oles en semillas de 17 híbridos de uva,
(Vitis vinifera L.) con HPLC. Los rangos de concentraciones más importantes (mg/100 g de
semilla) son: (+)-catequina, 21-244 y (-)-epicatequina, 23-284. Los monómeros (+) catequina
y (-)-epicatequina estan presentes en más cultivares en grandes cantidades que otros. Los
cultivares influyen en la composición de flavon-3-oles en las semillas.
Arts y Hollman (1998) separan con HPLC gradiente de fase reversa y cuantifican con
UV las catequinas: (+)-catequina, (-)-epicatequina, (-)epicatequina galada y (-)-
epigaladecatequina, de manzanas, uvas y frijoles. La mejor extracción se obtiene con metanol
60-100% para manzanas y uvas y metanol 40-80% para frijoles.
Guyot et al., (1998) extraen los compuestos fenólicos presentes en la epidermis,
parénquima, durámen y semillas de manzana (Malus domestica Borkh.) var. Kermerrien, a
partir de material seco y enfriado por tres extracciones sucesivas con solventes. El extracto
42
seco de metanol y el extracto seco acuoso de acetona se analizan por HPLC en fase reversa
acompañado por un detector de arreglo de diodos para observar el seguimiento de la tiólisis
para cuantíficar los compuestos fenólicos de acuerdo a sus clases (derivados del ácido
hidroxicinámico, flavon-3-oles, flavonoles y dihidrochalconas). Encuentran que las
procianidinas son los constituyentes fenólicos predominantes y corresponden a estructuras
polimerizadas.
Peleg et al., (1998) demuestra que la astringencia de soluciones acuosas de compuestos
fenólicos de semillas de uva (Vitis vinifera L.): taninos, ácido tanínico, catequina y ácido
gálico, se incrementa con la adición de ácido cítrico, considerando que la astringencia del
alumbre es reducida. La astringencia del alumbre es decreciente equivalentemente a la adición
de niveles ácidos de ácido láctico, ácido cítrico o ácido clorhídrico.
Rechner et al., (1998) desarrollan un modelo de HPLC para el análisis de polifenoles
en jugo de fruta y vino, especialmente los polifenoles (flavonoles y dihidrochalconas)
aplicando una nueva fase fluorinada-RP. La ventaja del método es la posibilidad de análisis
simultáneos de antocianinas y otros polifenoles.
Koganov et al., (1999) demuestran la concentración de catorce fenoles vegetales, de
cinco grupos estructurales (flavonas, flavonoles, flavon-3-oles, isoflavonas y
fenilpropanoides) y la dependencia inhibitoria de los efectos moduladores en un cultivo de
tejidos de fibroblastos de Prunus spp. La actividad inhibitoria más potente en esta
investigación es mostrada por apigenina, con flavona, crisina y genisteina disminuye la
potencia; proporcionando así un mejor entendimiento de la acción de estos fenoles vegetales
en la respuesta inflamatoria / inmune.
Diversos investigadores han analizado diferentes alimentos, bebidas, árboles y plantas
mediciales por medio de HPLC buscando el principio activo que los caracteriza, en el Cuadro
2 se hace mención a los más importantes.
43
Cuadro 2. Relación de investigadores, tipo de muestra y sustancias identificadas
usando HPLC.
Investigadores Muestra Sustancia Feucht y Schmid (1979) Prunus Epicatequina y catequina Feucht y Treutter (1991) Prunus Epicatequina y catequina Feucht (1994) Kiwi y cereza Epicatequina y catequina Errea et al.,(1994a) Chabacano Catequina Errea et al.,(1994b) Prunus Catequina Fuleki y Dasilva (1997 Uva Catequina y epicatequina Marx y Fabricius (1997) Guaraná Catequina y epicatequina Seto et al.,(1997) Té Catequina y epicatequina Arts y Hollman (1998) Manzanas, uvas Catequina epicatequina Guyot et al.,(1998) Manzana Catequina Carlson y Thompson (1998) Guaraná Catequina y epicatequina Peleg et al.,(1998) Uva Catequina Rechner et al., (1998) Jugo de fruta y vino Epicatequina y fluorinada Richard-Forget et al.,(1998) Papaya Epicatequina y catequina Lin et al.,(1998) Tés Epicatequina Saijo y Takeda (1999) Té verde Catequina y epicatequina Sano et al., (1999) Té Catequina
2.6 Incompatibilidad en homo y heteroinjertos
Cuatrocientos años de práctica e investigación en injertos de plantas leñosas no han
dado respuestas significativas a las preguntas acerca de las causas de incompatibilidad en
injertos, ni permitido predicciones válidas para respetar la incompatibilidad potencial entre
plantas individuales o especies de árboles frutales (Santamour, 1988a).
Los síntomas de incompatibilidad se eliminan separando los componentes con un
portainjerto intermedio mutuamente compatible. A menudo la estructura de la unión es
mecánicamente débil, presentando interrumpida la continuidad de los tejidos vasculares,
fisiológicamente se presenta un disturbio en la unión del injerto, y debido a las dificultades
para la traslocación, finalmente se agotan las raíces. Es común encontrar en la unión del
injerto masas de tejido parenquimatoso en vez de tejidos normalmente diferenciados,
44
interrumpiendo la conexión vascular normal entre el portainjerto y el injerto. A veces los
vasos conductores establecen conexiones alrededor de masas de tejido de callo, mientras que
otras, los extremos de los vasos están separados por masas de parénquima. En casos extremos
el tejido vascular se deforma, pero la capa de parénquima entre el portainjerto y la púa es
continua (Moore, 1981).
2.6.1 Tipos
2.6.1.1 Localizada
La incompatibilidad localizada incluye combinaciones en las cuales las reacciones de
incompatibilidad dependen del contacto actual entre el portainjerto y el injerto, la estructura de
la unión es mecánicamente débil, presenta interrumpida la continuidad de los tejidos
vasculares y el cámbium, en la unión del injerto se encuentran masas de tejido parenquimatoso
en vez de tejidos normalmente diferenciados, interrumpiendo la conexión vascular normal
entre el portainjerto y el injerto (Hartmann y Kester, 1992).
2.6.1.1.1 Categorias
Herrero (1962) agrupa en cinco, las categorías de incompatibilidad localizada:
A) Uniones perfectas. La línea de unión entre portainjerto y variedad es imperceptible.
B) Uniones que presentan madera y corteza continuas, pero que tienen algunos defectos
estructurales tales como distorsión en la madera, ligera involución cambial y otros defectos no
absolutamente sintomáticos de incompatibilidad.
C) Uniones con corteza parcialmente discontinua; muy raras veces discontinua en toda la línea
de unión. Pueden o no tener defectos estructurales de la categoría B.
D) Uniones con madera parcialmente discontinua, debido a la presencia de capa de
parénquima no lignificado en el plano de la unión. En general estas uniones presentan
discontinuidad en la corteza.
45
E) Uniones que se rompen al forzarlas o que presentan elevado grado de discontinuidad en la
madera.
2.6.1.2 Translocada
La incompatibilidad translocada, incluye casos en los que no se puede corregir por la
unión de un portainjerto intermedio mutuamente compatible, implica la degeneración del
floema y se puede reconocer por el desarrollo en la corteza de una línea de color pardo o una
zona necrótica. En consecuencia, en la unión del injerto se presentan restricciones al
movimiento de carbohidratos: acumulación arriba y reducción abajo. Puede presentarse
clorosis en el follaje, defoliación, declinación del crecimiento vegetativo, muerte en los tejidos
periféricos de la vareta y en general mala salud del árbol, que puede vivir así varios
años.
En caducifolios este tipo de incompatibilidad se presenta hasta después de 13 años, y
se le atribuye a la degeneración del floema, lo cual conduce a marchitamiento, muerte de las
raíces, y por último a la muerte de la variedad (Hartmann y Kester, 1992).
2.6.2 Castaña
Santamour (1988b) injerta plántulas de castaña china (Castanea mollissima (Blume))
con anillos de corteza de plántulas de la misma especie cuyo modelo de bandas de isoenzimas
peroxidasas cambiales es de dos tipos: similar o diferente a la del portainjerto. Cuando el
tejido de la isoenzima del donador se ajusta con el del portainjerto, se forma un
encirculamiento completo del cambium y la continuidad del xilema vascular es restaurada a
través de la zona de los tejidos del injerto. Sin embargo, cuando el fenotipo de la isoenzima
del donador difiere al del portainjerto, la continuidad vascular no es restaurada. En algunos
casos, las células cambiales de la planta donadora mueren después de producir unas cuantas
células nuevas. Cuando el cambium donador continúa su función como un meristemo, solo se
46
producen células parenquimatosas. Las peroxidasas son las únicas enzimas conocidas de la
polimerización de alcoholes cianímicos dentro de las ligninas y su enlace de ligninas a
carbohidratos de la pared celular primaria. Las plantas que difieren en mayor peroxidasas
pueden no ser compatibles por injerto.
Pereiralorenzo y Fernandezlopez (1997) estudian la propagación de la castaña
(Castanea sativa L.) para mejorar su éxito por injertos, para incrementar la resistencia de
clones híbridos interespecíficos de C. sativa a la enfermedad de la “tinta”. Esta es una
combinación interesante en Europa para la producción de nuez, o nuez y madera para
construcción. Para tal efecto se prueban cinco métodos de injerto, nueve portainjertos híbridos
españoles y el francés CA15 Marigoule, además se injertan en diferentes fechas. El
crecimiento en altura, el diámetro del tallo y la compatibilidad entre injertos y portainjertos se
estudian durante cuatro años. Para los cinco portainjertos españoles el mejor tipo de injerto es
el de parche que se realiza a fines de agosto o principios de septiembre. El híbrido C15
presenta severa incompatibilidad. La calidad de las plantas es muy buena después de dos años
de injertadas, el injerto de hendidura resulta con 149 cm y el de parche con 156.
Oraguzie et al., (1998) conducen tres experimentos para evaluar las fallas en los
injertos de selecciones de castaña (Castanea mollissima Blume) de Nueva Zelanda. Las fallas
corresponden a un genotipo específico. Los injertos de las selecciones de North Island
(excepto “1002” y “1007”) son afectados fuertemente. El corte de la unión del injerto de
diferentes selecciones muestra varias formas de fallas, aunque las razones de las fallas no son
claras. Cuando el portainjerto “1005” es escogido, la falla del injerto es categorizada en dos
formas: falla “temprana” y “tardía”. La “temprana” inicia inmediatamente después del injerto
hasta 19 meses después de injertar (MDI), con un pico a los nueve MDI. La tardía inicia a los
32 MDI. Las selecciones Long Bay 1 y 2, y Crewena 2 y 3 tienen fallas tempranas y tardías,
mientras que las selecciones 1005, 1015 y Don Whelan muestran fallas tardías. “Crewenna 1”
no cae en ninguna categoría específica. Los cortes en la unión de los injertos sobrevivientes
muestran diferentes grados de falla, extendiéndose desde injertos saludables con pequeñas
hendiduras en la unión del injerto, hasta injertos con fallas y hendiduras extensas
47
acompañadas de madera y corteza negra dentro del tallo. Las fallas son causadas por una
reacción de incompatibilidad interespecífica.
Oraguzie et al., (1999) realizan un estudio para determinar si las relaciones de las
selecciones de castaña de Nueva Zelanda y su origen reflejan comportamiento de fallas de
injerto entre las selecciones. Emplean dos diferentes grupos de datos para el análisis de las
relaciones entre las selecciones de nueces; polimórficos aleatorias amplificados de DNA al
azar (RAPD) y morfo-nuez. Cuando los injertos no tienen éxito, los datos son mapeados
dentro del consenso construido de los árboles para el análisis de la congruencia de caracteres,
esto es fundado en la autoincompatibilidad de injertos que se refleja en el origen y relaciones
de las selecciones de nueces. Información sobre las afinidades de las selecciones de nueces y
las especies de nueces introducidas, muestran que estan mayormente implicadas en las fallas
de injerto cuando son del norte de la isla, que tienen afinidad con las especies de Castanea
crenata L. Pero las selecciones del sur de la isla tienen afinidad con Castanea sativa L. y sus
híbridos “1002 y 1007”del norte de la isla, los injertos de C. mollisima Blume. y C. crenata L.
son exitosos, esto indica que la falta de éxito del injerto en selecciones de castaña de Nueva
Zelanda, depende del origen y / o de la historia evolutiva de las selecciones.
2.6.3 Maple
Dos bandas mayores anodales de isoenzimas peroxidasas aparecen con alta frecuencia
(70-80%) en los tejidos cambiales de ramas y raíces de maple rojo (Acer rubrum L.). Algunos
maples rojos, y todos los maples plateados (A. saccarinum L.) experimentales les falta la
banda baja de enzimas. La presencia o ausencia de la banda baja no esta relacionada con el
origen geográfico de las plantas. Por los grados de variación de poliploidía en maples rojos y
los híbridos entre maples rojos y plateados, la intensidad de la mancha de la banda de enzimas,
especialmente la banda baja, varían considerablemente.Los injertos de anillo de corteza entre
los maples rojos de una y dos bandas tienen síntomas de incompatibilidad similares a las otras
tres combinaciones con diferentes isoenzimas peroxidasas cambiales. Durante el período de
tres a cinco años que se requiere para una completa envoltura del tocón del portainjerto
48
cortado en los maples rojos podados, se forman zonas de pobre lignificación celular en el
límite entre el portainjerto incompatible y el cambium de la vareta. Los modelos de
isoenzimas están dados en muchos cultivares de maple rojo, y muchos tienen bandas A y B;
algunos datos son propiciados por la herencia. De tal manera que, se pueden reducir los
problemas de incompatibilidad de injerto en estos cultivares, seleccionando semillas para
portainjertos, solo de árboles con fenotipos de enzimas AB, creando plantaciones que provean
plántulas con las propiedades de las enzimas deseadas (Santamour, 1989).
Posteriormente, desarrolla una teoría para explicar y predecir la compatibilidad e
incompatibilidad en los injertos en maples (Acer spp.). Esta teoría se basa en la mayor
similitud de las enzimas peroxidasas en los tejidos cambiales del portainjerto y la vareta. Las
peroxidasas mediante la producción de ligninas y células adyacentes en el portainjerto y en las
varetas, pueden producir ligninas similares y tener modelos de enzimas peroxidasas idénticas
y asegurar el desarrollo de un sistema vascular a través de la unión del injerto. En algunas
especies, todas o la mayoría de plantas individuales producen modelos idénticos de
peroxidasas, y los viveristas raramente encuentran problemas de incompatibilidad al injertar.
En especies en las cuales los injertadores tradicionalmente han tenido problemas, se encuentra
generalmente variabilidad entre enzimas peroxidasas. El análisis detallado de las peroxidasas
en cada especie puede ser el método ideal para predecir la incompatibilidad en los injertos
(Santamour, 1992)
Las causas de la inconsistencia y variabilidad en el éxito de los injertos de yema de
astilla en el maple de Noruega (Acer platanoides L.) son investigadas por Howard, (1993)
para tal objetivo usa varetas de la variedad rojo-permitido “Crimson King”. Muchas
diferencias en la obtención de las yemas son asociadas con el año de brotación: abajo del
período de 14 años, el rango es del 22 al 94%. El “efecto año” no se puede explicar por el
clima, o por diferencias en el éxito de las yemas entre las fuentes comerciales de las varetas.
Asimismo ninguno tiene incompatibilidad entre las varetas de la variedad rojo-permitido
“Crimson King” y los genotipos individuales entre los portainjertos implicados; aunque estas
son las primeras señales de que la incompatibilidad está presente. El tamaño de los
portainjertos al plantarlos no se correlaciona con los subsecuentes éxitos de brotación, aunque
49
muchas diferencias en la calidad del crecimiento de los portainjertos y la brotación son
asociadas con bastantes diferencias en la obtención de la yema, pero estas se confunden con el
“efecto año” y los terrenos usados para el experimento.
2.6.4 Kiwi
Feucht (1994) analiza los tejidos de kiwi (Actinidia chinensis L.) y cereza (P.
cerasus L.) y determina que: a) los árboles muestran una alta acumulación de flavonoles en
los brotes de rápido crecimiento y elongación, y la frecuencia y localización espacial es
característica de cada especie. Epicatequina y (+)-catequina son los flavonoles más
prominentes. b) Los fenoles se originan en el borde de los tejidos, se localizan frecuentemente
en el floema y rayos del xilema, en el xilema primario y en la médula. c) Los flavonoides atan
receptores membranales especiales que inducen a bloquear el flujo de auxinas, lo cual eleva el
nivel hormonal celular.
2.6.5 Leucaena
Brennan y Mudge (1998) usan una herramienta simple llamada “injerto guia” con una
nueva técnica de injerto llamada “el empalme simple de yema” (ESY). “El injerto guia”
ensambla perfectamente los cortes complementarios de portainjertos y varetas, y así asegura
un buen contacto cambial, necesario para la formación de la unión del injerto. Lo usan con
brotes vegetativos delgados (3-15 mm) de leucaena (Leucaena spp.) e híbridos, obtienen un
72% de éxito. Adicionalmente usan una tecnica modificada del enchapado lateral cuando el
portainjerto y la vareta tienen diámetro grande, y logran 73% de éxito. La compatibilidad
resultante entre 48 combinaciones vareta/portainjerto es del 90% o sea, 43 combinaciones
exitosas. Se utilizan 961 injertos en total, con varetas de 15 especies de Leucaena y tres
híbridos interespecíficos, sobre portainjertos de dos especies.
2.6.6 Caducifolios
50
Mosse y Herrero (1950) manejan árboles con injerto simple, doble y un anillo de
corteza tipo veener, para estudiar la forma en la que los dos componentes de un injerto
compatible (pera Conference y membrillo A) pueden reaccionar a la introducción como
portainjerto o injerto intermedio, de una tercera variedad (pera C8), la cual produce árboles
satisfactorios con unión fuerte cuando se injerta de forma simple con pera Conference.
Encuentran que los síntomas de incompatibilidad son producidos en árboles compatibles con
injerto simple al introducirles un anillo de corteza o una tercera variedad. Los anillos de
corteza veener resultan más incompatibles que los injertos dobles, con los mismos
portainjertos, varetas y un intermedio de la variedad injertado por anillo de corteza. La
combinación Conference/C8/Qa, crece bien, y la posición relativa de los portainjertos y los
intermedios controlan el grado de incompatibilidad de los árboles.
Herrero (1951) realiza experimentos de durazno (Prunus persica Bastch.) var. Hale’s
Early sobre dos portainjertos, uno compatible; Brompton y otro incompatible; Mirobolán B
para descubrir si el tiempo y la cantidad de crecimiento vegetativo, la estructura interna de los
tallos, la estructura de la unión del injerto o la distribución del almidón están relacionados con
la incompatibilidad de la combinación del injerto. Encuentra que ni el tipo de crecimiento
vegetativo, ni el inicio de la actividad cambial en la primavera, parecen estar directamente
asociados con las causas de incompatibilidad. No existe relación entre compatibilidad y las
características de la estructura del tallo que se examina. Sin embargo, determina que la
estructura de la unión del injerto, la condición del interior de la corteza arriba y abajo de la
unión y la distribución de almidón en las diferentes partes del árbol están relacionadas con la
compatibilidad.
Asimismo, estudia las distintas manifestaciones de incompatibilidad portainjerto e
injerto durante los dos primeros años de crecimiento, en combinaciones de chabacano/ciruelo
y manzano/membrillo, así como en sus combinaciones recíprocas. Se presentan síntomas de
incompatibilidad en la unión del injerto, así como discontinuidad en floema y xilema. Las
combinaciones durazno/ciruelo, durazno / híbrido Mariana y durazno / chabacano, presentan
síntomas de incompatibilidad del tipo “tristeza”; sus combinaciones recíprocas se muestran
51
compatibles. Los arboles con síntomas de “tristeza” se sobreinjertan con el clon que funciona
como portainjerto, y se modifica la compatibilidad de la nueva combinación, estableciendo
diferencias sustanciales (Herrero, 1955a)
También prueba el efecto de ciruelo (Prunus domestica L.) como intermediario en la
incompatibilidad de injertos de durazno (Prunus persica Bastch.) sobre ciruelo Mirobolán
(Prunus cerasifera Ehrl.) como portainjerto, y llega a la conclusión de que la presencia de
Prunus domestica L., como intermediario no evita la incompatibilidad existente entre durazno
y ciruelo (Herrero, 1955b).
Mosse y Scaramuzzi (1956) reportan la estructura de la unión de injertos de árboles
de 15 y tres años de edad, de pera sobre portainjerto de membrillo. Los árboles de 15 años
son doblemente injertados con un intermedio de pera y los de tres años son injertados de
forma simple y también con un intermedio de pera. Encuentran que todas las uniones
pera/membrillo independientemente de la compatibilidad del intermedio usado, muestran una
capa de separación obscura marcada entre la corteza de pera y membrillo y proliferación
anormal de rayos del floema. También se refuerza la hipótesis de que la ruptura en la
continuidad de los tejidos de la madera se incrementa con sustancias letales que se acumulan
en el floema maduro cercano a la unión del injerto y que es capaz de alcanzar el cambium.
Herrero (1956) compara los síntomas producidos en portainjertos de durazno y
ciruelo al interrumpir la traslocación, eliminando un anillo de corteza en la parte inferior del
tronco, con los síntomas que se producen en la combinación incompatible durazno/ciruelo.
Señala que los duraznos anillados presentan síntomas de enfermedad y degeneración
prematura del floema de las raíces, análogos a los que se manifiestan en la combinación
incompatible durazno/ciruela. También los ciruelos anillados muestran clorosis y defoliación
prematura, así como degeneración prematura del floema de las raíces.
De la misma manera, analiza la estructura interna de las uniones portainjerto-injerto de
5 años de edad entre 91 variedades de ciruelo y el portainjerto Mirobolán B, a fin de estimar el
grado de compatibilidad en la unión del injerto. Encuentra que ocho variedades muestran
52
uniones con discontinuidad en los tejidos de la madera y dos de estas variedades presentan
distinto grado de incompatibilidad (Herrero, 1962)
Tabuenca (1973) estudia el comportamiento de árboles de durazno, Mirobolán B y
Brompton doblemente injertados durante un año de crecimiento. Se forman 18 diferentes
combinaciones de vareta, injerto intermedio y portainjerto. Solo el durazno/Myrobalán B.
muestra síntomas externos de incompatibilidad translocada. Cuando se vuelve a injertar con
Brompton o con Myrobalán B., las nuevas combinaciones se vuelven compatibles. Cuando las
combinaciones compatibles Myrobalán B./durazno, Myrobalán B./Brompton, y
Brompton/ Myrobalán se injertan con durazno, las nuevas combinaciones se convierten en
incompatibles. Como testigos se usan árboles francos y con una combinación. El durazno
como vareta tiene gran cantidad de azúcar, como el Brompton o Myrobalán B. Las ramas de
durazno franco tienen la misma concentración de azúcar que varetas de Brompton y
Myrobalán B. Esto puede ser interpretado como un efecto del injerto de durazno y no como
incompatibilidad por un alto contenido de azúcar de los injertos de durazno, notable en
combinaciones compatibles e incompatibles. Esto no es exclusivo, este alto contenido de
azúcar en injerto incompatible de durazno puede presentarse en otra época del año.
Herrero y Tabuenca (1962) estudian las estructuras de unión de 154 variedades de
pera injertadas sobre membrillo y las comparan con los resultados obtenidos por otros
investigadores. Encuentran que ninguna mostró síntomas de incompatibilidad en la parte
superior de la unión, las uniones bajas entre Beurré Hardy y membrillero C, muestran
modificaciones estructurales debido a la presencia de la variedad, pero el vigor mecánico no es
afectado. No existen diferencias en el grado de compatibilidad cuando alguna variedad de pera
es injertada sobre los diferentes portainjertos de membrillo.
Gebhardt y Feucht (1982) estudian heteroinjertos y homoinjertos de Prunus, formados
por cerezo dulce (P. avium L.) como variedad y cerezo común (P. cerasus L.) como
portainjerto. Los injertos testigo se forman por homoinjertos de P. cerasus (clon W 8). Los
tejidos opuestos a la unión son divididos en cuatro segmentos sucesivos de tallo, y analizados
por su contenido de polifenoles. El modelo de distribución cuantitativa entre los cuatro
53
segmentos es casi igual en los homoinjertos control. Los heteroinjertos reflejan reducida
compatibilidad ocasionada por una cantidad oscilante de polifenoles a lo largo de los cuatro
segmentos y algunas veces por una acumulación de compuestos fenólicos arriba de la unión
del injerto.
Larsen et al., (1987) prueban las combinaciones de dos variedades de cereza sobre
cuatro interinjertos (pera, manzana, ciruelo y durazno) y a su vez sobre cuatro portainjertos
(pera, manzana, ciruelo y durazno), todos de 20 años de edad. Encuentran que el 57% de la
mortalidad está asociada con la incompatibilidad de los interinjertos (pera y manzana), la
producción es alta para todos los tratamientos, los interinjertos producen tallos delgados, pero
los árboles sin interinjerto tienen tallos más delgados.
El ciruelo 2977 AD es un portainjerto vigoroso, de rápido crecimiento, aunque aún no
está clasificado. Es interesante para portainjerto de cerezas bajo riego, donde otros
portainjertos no sobreviven. Ha mostrado incompatibilidad localizada en pocos cultivares de
cereza. Con el cultivar de ciruela “Martín” muestra incompatibilidad localizada, así como
también con el chabacano ”Moniquí”, aunque es menor a la que presenta cuando se injerta
sobre “Mirobolán B”. Duraznos y nectarinas injertadas sobre ciruelo 2977 AD muestran un
comportamiento muy diferente de acuerdo con el cultivar, pero una alta proporción es
compatible con él. El almendro “Marcona” muestra un buen comportamiento cuando se injerta
sobre este portainjerto, mientras “Desmayo” presenta mal comportamiento, en tres años de
haberse estudiado (Tabuenca y Moreno, 1988).
Cambra (1990) describe el estudio de 26 clones de ciruelo Mirobolán (Prunus
cerasifera Ehrl.), sobresale el “Ademir”, que muestra aptitud a la propagación por estaquillas
leñosas, es compatible con variedades de ciruelo normalmente incompatibles con el
“Mirobolán B” y también es compatible con el chabacano. Su vigor es inferior al “Mirobolán”
y al “B”, por lo que tiene características interesantes como un portainjerto enanizante.
Feucht y Treutter (1991) estudian heteroinjertos formados por: portainjertos de cerezo
común (P. cerasus L.) y varetas de cerezo dulce (P. avium L.) de un año de edad; cuando
54
aparecen los síntomas de incompatibilidad como clorosis ligera, los fenoles se analizan en
porciones de tres mm arriba y abajo de las respectivas uniones de injerto. Las sustancias
identificadas en gradiente entre la variedad y el portainjerto son: genistina, prunina,
isosakuranina, crisina-7-glucósido catequina y epicatequina, todos ellas se encuentran en altas
cantidades en las varetas. Prunetina-5-glucósido, tectocrisina-5-glucósido y pinostribin-5-
glucósido, se localizan solo en el portainjerto. Algunos flavonoles se acumulan más
fuertemente en las varetas que en los portainjertos, demuestran así que la incompatibilidad es
causada por la presencia de polifenoles, los cuales se movilizan fuera de sus zonas originales.
Moreno et al., (1993) comparan varias combinaciones de injertos de durazno (Prunus
persica Batsch.)/ciruelo Mirobalán (Prunus cerasifera Ehrl.), en pruebas de vivero. Dos
cultivares de durazno injertados sobre cinco clones de Mirobalán x Myrobalán son observados
durante el primer año de crecimiento después de injertados, muestran síntomas de
incompatibilidad “translocada” en los injertos de árboles de una repetición durante el primer
año, y son observados durante el segundo año de crecimiento. El grado de incompatibilidad es
determinado por velocidad de crecimiento, peso seco de hojas por unidad de área, y contenido
de pigmento en la hoja. El contenido de carbohidratos en raíz es medido al caer las hojas.
Cuando la incompatibilidad es expresada durante el primer año de crecimiento, las
modificaciones en velocidad de crecimiento, peso seco de hoja por unidad de superficie y
contenido de pigmentos en hojas preceden la expresión de síntomas visibles en hojas por
varias semanas. Las variaciones observadas durante el primer año, aparecen como resultado de
una expresión tardía de incompatibilidad. Encuentran diferencias significativas en velocidad
y/o severidad de la expresión de incompatibilidad entre los dos cultivares de durazno y al
menos, algún portainjerto.
Moreno et al., (1994) estudian el comportamiento entre cultivares de ciruelo injertados
sobre Adafuel e INRA GF 677; híbridos de almendro x durazno. La compatibilidad de la
unión portainjerto e injerto es estimada por examen interno de las uniones. Cuando se injertan
sobre ambos híbridos, los cultivares de ciruelo europeo President y Reine Claude y los
cultivares japoneses Delbarazur y Fiar, tienen uniones compatibles. Opuestamente los
55
cultivares europeos de ciruelo Marjorie Seedling y Stanley muestran la presencia de tejido
parenquimatoso en la madera en el punto de unión injerto-portainjerto.
Moreno et al., (1994) analizan el contenido de aminoácidos y proteínas solubles en un
injerto compatible durazno/ciruela (Prunus persica Bastch.) cv. Springtime/(Prunus cerasifera
Erhl.) cv. Mirobalán P 2032 y un injerto incompatible (Prunus persica Bastch.) cv. Springtime
/ (Prunus cerasifera Erhl.) cv. Mirobalán P 18) tres meses después de injertados. Durante un
primer periodo, entre 57 y 78 días después de injertar, las proteínas solubles y aminoácidos
libres por árbol son removilizados del portainjerto en ambas combinaciones. Durante un
segundo periodo entre 78 y 89 días, el contenido de proteínas solubles por árbol en los
portainjertos de ambas combinaciones, y el total de aminoácidos continúa decreciendo en el
portainjerto de la combinación de injerto incompatible y estabilizado en la compatible. En la
vareta de durazno y en el portainjerto Mirobolán; aspargina, aspartato, glutamato y arginina
son los mayores aminoácidos libres. En la vareta de durazno, al final del experimento, la
concentración de proteínas solubles; aspargina, aspartato y glutamato es baja en todos los
órganos de los injertos incompatibles, indicativo de deficiencia de nitrógeno en las partes
aéreas.
Moreno y Tabuenca (1996) prueban durante 12 años la formación en campo de los
portainjertos Adara (Prunus cerasifera Erhl.), SL 64 (Prunus malhaleb L.) y Colt (Prunus
avium L. x Prunus pseudocerasus L.), injertados con dos cultivares de cereza dulce (Prunus
avium L.) cvs. “Van” y “Tardif de Vignola”, sobre un suelo calcáreo franco-arcilloso, con
riego por inundación. Los árboles no injertados sobre Adara mueren durante el experimento.
El porcentaje de árboles muertos de “Tardif de Vigniola” sobre Sl64 y Colt, es de 63 y 19%,
respectivamente. El de “Van” es de 19% sobre SL64 y 6% sobre Colt. Para las varetas de
“Van”, Adara es el portainjerto menos vigoroso y muestra gran eficiencia en campo y
producción acumulativa después de 12 años, la concentración de minerales en las hojas es
muy cercana a la óptima. Por lo tanto, Adara resulta el mejor portainjerto para cereza; es
completamente compatible y evita la asfixia de la raíz en suelos pesados y calcáreos que no
son favorables para otros portainjertos.
56
Wood (1997) prueba 12 cultivares antiguos de pera (Pyrus communis L.) en desarrollo
normal en huertas comerciales que actualmente presentan síntomas de infección de virus y de
fitoplasmas causantes de la enfermedad “madera gomosa de la manzana”. Todos los
cultivares son introducidos antes o al inicio de este siglo y son infectados en su país de origen
antes de ser introducidos a Nueva Zelanda. Cuando se libran de la infección por terapia de
calor, algunos crecen exitosamente sobre los portainjertos de membrillo libres de virus East
Malling "Quince A" y "C", y sobre el portainjerto francés "Quince BA 29" sin problemas de
incompatibilidad, pero otros requieren un portainjerto intermedio como "Beurre Hardy" para
superar a los portainjertos de membrillo libres de patógenos pero que inducen
incompatibilidad.
Los injertos heteroespecíficos son frecuentemente incompatibles, resultando en la
muerte del árbol. Las causas de la incompatibilidad han permanecido desconocidas, aunque
muchos eventos bioquímicos son afectados. En el chabacano los componentes fenólicos tienen
una función importante en las plantas y constituyen un importante grupo en las relaciones
vareta-portainjerto. Sus implicaciones en el mecanismo de incompatibilidad en etapas
tempranas del establecimiento del injerto son revisadas para proveer un marco de referencia
para una detección temprana de injertos incompatibles que acentúen la eficiencia en el
mejoramiento de portainjertos (Errea, 1998).
Ermel et al., (1999) realizan un estudio histológico de injertos compatibles e
incompatibles de pera / pera y pera / membrillo, para caracterizar los eventos estructurales
asociados con la incompatibilidad del desarrollo del injerto. El examen al microscopio define
las diferencias entre las combinaciones de injertos, mostrando los síntomas típicos de
incompatibilidad: discontinuidad de la corteza con sus principales características; disfunción
cambial y acumulación de almidón en el portainjerto y pequeñas células necrosadas en la
interfase.
Salvatierra et al., (1999) analizan los compuestos fenólicos extraídos de la unión del
injerto de heteroinjertos de durazno (Prunus persica Batchs.) / ciruelo (P. tomentosa Thumb.)
por medio de histoquímica y HPLC y comparados con los homoinjertos de Prunus persica /
57
Prunus persica. Un método de marcaje con DMACA (p-dimetilamino-cinamaldehido)
muestra en los estados tempranos después de injertar, cómo los fenoles se localizan
principalmente en el callo celular, en el nuevo xilema y en los tejidos corticales de los
heteroinjertos y persistieron uniformes durante seis meses después de injertar. Estos
compuestos fenólicos frecuentemente rodean a los tejidos necróticos que aparentemente
impiden la unión entre la vareta y el portainjerto. Del análisis por HPLC, cuatro compuestos
fenólicos aparecen en ambos portainjertos y solo catequina se detecta en el floema de P.
tomentosa. En general el contenido fenólico en los tejidos del floema es alto en homoinjertos
y en heteroinjertos, particularmente prunina y naringenina. Catequina resulta en cantidades
similares en el xilema de ambas combinaciones, acumulándose en la unión del injerto,
mientras que en el floema de los heteroinjertos, su contenido es alto.
Musacchi et al., (2000) investigan el papel de los polifenoles en la incompatibilidad de
heteroinjertos de pera (Pyrus communis L.) sobre membrillo (Cydonia oblonga Mill.), para
determinar sí tales compuestos secundarios tienen una señal temprana para pronosticar
incompatibilidad, como un potencial marcador bioquímico del fenómeno. Los análisis de
muestras de corteza y floema extraídos de árboles de pera "Beurre Bosc" y "Bartlett" de dos
años de edad, por detección de HPLC muestran que la catequina y la epicatequina se
incrementan en los portainjertos incompatibles de membrillo. Ambos metabolitos se localizan
aún dos años después de injertar y antes de la aparición de síntomas visibles de
incompatibilidad.
Gulen et al., (2002) realizan estudios para identificar las isoenzimas peroxidasas que
pueden ser usadas como marcadores para predecir la incompatibilidad entre pera (Pyrus
communis L.) y varios clones de membrillo (Cydonia oblonga Mill.), usan yemas de los
cultivares de pera 'Bartlett' (BT) y 'Beurre Hardy' (BH), conocidos por formar injertos
incompatibles y compatibles respectivamente, y portainjertos de membrillo 'A' (QA),
'membrillo BA-29' y 15 clones procedentes de Turquía. Toman tejidos de la corteza y del
cambium de portainjertos e injertos no brotados, cuatro cm arriba y debajo de la unión del
injerto para el análisis de isoenzimas peroxidasas por electroforesis de gel de almidón. El
análisis es hecho en muestras tomadas 12 meses después de injertar, muchas bandas de
58
isoenzimas se observan comunmente en las dos varetas. Sin embargo, una peroxidasa anodal
'A' es detectada en BH (vareta compatible), pero no en BT (vareta incompatible). También es
detectada en QA, Membrillo BA-29 y nueve de los clones turcos de membrillo. Otra
isoperoxidasa banda 'B' es detectada en BH pero no en BT u otro de los portainjertos. Se
sugiere que el inicio de isoperoxidasa 'A' en portainjertos de membrillo y en vareta de BH
puede asociarse con un injerto de combinacion compatible. Adicionalmente, la presencia de
isoperoxidasas 'A' y 'B' en los tejidos de la unión del injerto pueden usarse como un indicador
para predecir un injerto incompatible entre BT y portainjertos de membrillo.
2.7 Incompatibilidad histológica en homo y heteroinjertos
Aunque es largamente conocida la continuidad del plasmodesmo del citoplasma entre
las células dentro del cuerpo de la planta, hasta recientemente estas estructuras especiales se
han observado como organelos intercelulares dinámicos involucrados en el transporte de
macromoléculas. Los estudios ultraestructurales proveen importante información sobre la
formación del plasmodesmo durante la citokinesis (plasmodesmo primario) y en eventos de
post-citokinesis, donde los nuevos puentes citoplasmáticos son insertados dentro de la pared
existente (plasmodesmo secundario). Las modificaciones a la frecuencia del plasmodesmo, y
presumiblemente la composición, reflejan los requerimientos fisiológicos y de desarrollo para
la continuidad/comunicación del simplasto. El plasmodesmo desarrolla una actividad esencial
en la formación de los dominios fisiológicos y de desarrollo, en los cuales regulan la
circulación de macromoléculas y establecen una red de control no autónomo celular. La
función del tráfico plasmodesmal de moléculas de información provee un medio nuevo de
control de diferenciación celular (Kragler et al., 1998).
Algunas anormalidades anatómicas no directamente conectadas con la estructura de la
unión del injerto son: la degeneración del floema, las irregularidades del cilindro central de
madera y la discontinuidad del cambium. El flujo de elementos menores como el Boro, Zinc y
Manganeso, y mayores como el Potasio y Nitrógeno del portainjerto, se detiene en
combinaciones incompatibles, además existe acumulación de ácido hidrociánico, arbutina,
enzima B-glucósida, hidroquinona, amigdalina, ácido ascórbico, catequina y epicatequina
(Mosse, 1962).
59
La carga del floema activa la acumulación de fotosintatos en las venas menores, a
través de la fuerza de motivación por fuerza de translocación. Puede tomar carga a lo largo de
una ruta completamente simplástica, en todos los plasmodesmos, del mesófilo al floema. El
transporte de pequeñas moléculas a través de los plasmodesmos es aparentemente pasivo, y el
concepto del floema simplástico parece así obligado a violar los principios termodinámicos.
No hay evidencia de que tal trayectoria en muchas plantas sea de acumulación firme, y una
respuesta a los argumentos termodinámicos ha sido puesta por delante. El mecanismo
propuesto envuelve síntesis compuesta de rafinosa y estaciosa en el floema (Turgeon, 1996).
La aplicación del microscopio confocal y otros métodos innovadores del estudio de las
estructuras de las plantas, soportan la idea de una red endoplásmica móvil subdividida dentro
de las células. El concepto de que el transporte simplástico móvil es discontinuo solo en zonas
donde las plasmodesmas son bloqueadas o perdidas, ha sido enriquecida con las evidencias de
la similitud de la estructura del apoplasma, con las zonas hidrofílicas e hidrofóbicas. El
dominio flexible de la organización de la red de transporte, fuera del citoplasma y las
demandas a la clasificación de las estructuras de las plantas es complementada con el nivel de
una red supercelular, el modelo célula-red del desarrollo de plantas y sus modificaciones es
debido a interacciones funcionales modificadas entre fotosíntesis, respiración, almacenaje y
exportación de asimilados (Gamalei, 1997a).
El estado de los organelos endosimbióticos derivados, plásticos y mitocondrias en
la
planta, se enfocan como una unidad, y su probable funcionamiento sin el retículo endoplasma
tico (RE), envuelto durante la endosimbiogénesis como el contacto interfase para
metabolismos simbióticos. El concepto concluyente de localización de organelos sin RE es
una alternativa a la idea axiomática de localización de organelos sin citoplasma (Gamalei,
1997b).
Una evidencia directa avala que, las proteínas endógenas y virales pueden ser
sintetizadas en una célula en particular y subsecuentemente ser transportadas dentro de sus
60
células vecinas, o más distantes. Los plasmodesmos y la membrana celular alineados a los
poros citoplasmáticos establecen la trayectoria intercelular responsable de este tráfico de
macromoléculas (proteínas y ácidos nucleicos) célula-a-célula. Este concepto explica por qué
en las plantas, el destino celular es determinado por bastante posición como la alineación de
células. La circulación a larga distancia de proteínas y ácidos nucleícos dentro del floema
proveé el mecanismo por el cual las señales de la planta llegan al meristemo apical, es un
interruptor de tiempo en la fase reproductiva de ese desarrollo (Mezitt y Lucas, 1996).
El desarrollo de células del xilema, de inicio procambial o cambial in situ, puede ser
inducido de células del parénquima por una tensión de herida, y por combinación de
fitohormonas in vitro. Los recientes estudios moleculares y bioquímicos identifican algunos
genes y proteínas involucrados en la diferenciación del xilema, los cuales han dado
entendimiento de la diferenciación del xilema basado en comparaciones de eventos in situ e in
vitro. Como un resultado, la diferenciación en los elementos de las traqueidas (ET) ha sido
dividida en dos procesos: el proceso “temprano” que envuelve el origen y desarrollo de las
iniciales procambiales in situ; in vitro, el proceso “temprano” de transdiferenciación envuelve
la dediferenciación de células y la subsecuente diferenciación de células dediferenciadas en
células precursoras ET. La división celular es obviamente importante para el continuo
abastecimiento de células del xilema. La regeneración de tejidos del xilema alrededor de la
herida involucra la ordenación de la división celular por generación de vasos bien
organizados. Por lo tanto, el control fino de la organización de la división celular, puede
también ser importante para la formación de tejido del xilema. El proceso “tardío”, observado
in situ e in vitro, envuelve una variedad de eventos específicos hacia la formación de ET,
muchos de los cuales se observan en asociación con la pared secundaria espesa y células
muertas programadas, incluyendo expresiones coordinadas de genes que están involucrados en
la formación de la pared secundaria (Fukuda, 1996).
El transportador de azúcar en la hoja SUT1, es esencial para la carga del floema y para
el transporte a larga distancia de asimilados. Pero el SUT1 RNA mensajero (RNAm) y
proteínas son mostradas a ser reguladas diurnamente y a tener tasas de alto volumen. Las
proteínas SUT1 se detectan por inmunolocalización en membranas del plasma de elementos
61
nucleados de los tubos cribosos (ENT) en tabaco, papas y tomate. Los análisis de hibridación
in situ muestran cómo SUT1 RNAm localizan principalmente a los ENT y están
preferentemente asociados con el plasmodesmo. La inhibición de la expresión de SUT1 bajo
control de una célula compañera (CC) promotora específica, indica síntesis de SUT1 RNAm
en la CC. Estos resultados proveen evidencias de ser el objetivo del RNAm endógeno de la
planta y potencialmente SUT1 a través de los plasmodesmos del floema o por la carga de
azúcar de la membrana del plasma de ENT (Khün et al., 1997).
Savidge (1996) realiza un ensayo del control físico y químico del desarrollo del xilema
primario y secundario en términos de mecanismos, genética, filogenética y fisiología vegetal.
Las proteínas sintetizadas son dirigidas en términos de iniciales cambiales y determinación del
destino de las células, y otros factores genéticos y ambientales controlan la diferenciación de
diversos fenotipos celulares, propone la extensión de la pared secundaria esculpida durante la
diferenciación de los elementos de la traqueida, como una función de la duración de la
expresión homeótica de los genes.
Por su parte, Jorgensen et al., (1998) demuestran que al injertar una vareta “no
suprimida” (característica de las plantas transgénicas de eliminar una expresión genética
indeseada; por ejemplo: de inhibir la síntesis de proteínas por invasión de virus) sobre un
portainjerto “suprimido”, la “supresión” es inducida en la vareta por medio de los
plasmodesmos, célula a célula a larga distancia.
Turquois y Malone (1996) utilizan un método no destructivo, continuo y funcional de
las conexiones hidráulicas con la planta intacta. La unión del injerto es usada como una prueba
del sistema. La técnica envuelve repetidas aplicaciones de agua en el mismo punto del sistema
y registra simultáneamente observaciones del modelo de abultado (incremento en el contenido
de agua) a otros puntos. Tal modelo refleja la resistencia hidráulica de la trayectoria
intervenida. Esto demuestra que las mayores conexiones hidráulicas en la unión del injerto de
tomate se hacen funcionales en un período cercano al séptimo día después de injertar. Esto es
consistente con las observaciones histológicas en la aparición de puentes en la herida del
xilema en este tiempo. Esta técnica puede aprovecharse para un monitoreo no destructivo de
62
los cambios en las conexiones hidráulicas en otros sistemas intactos, por ejemplo, durante la
absición, sequía inducida, embolismo, o el ataque de patógenos vasculares que marchitan.
2.7.1 Herbáceas
Jeffree y Yeoman (1983) presentan un marco morfológico y de desarrollo de los
principales eventos celulares en la formación del injerto en homoinjertos de tomate
(Lycopersicon esculentum Mill.), basado en el microscopio de escaneo y transmisión de
electrones. La adhesión inicial en la médula de los injertos es seguida por la confrontación de
nuevas células generadas de los tejidos de la periferia del portainjerto y de la vareta. Bandas
de pectina sobre la superficie de estas células establecen una unión mecánica entre las
superficies de las células, formando el equivalente funcional de una lamela media. Los
plasmodesmos formados de novo en el punto de contacto entre células opuestas enlazan las
membranas celulares, formando un paso potencial de comunicación de alta especificidad.
Subsecuentemente los vasos cortados se diferencian sin el callo en la unión del injerto, y se
conectan dentro del sistema vascular del portainjerto y la vareta por vasos cortados
diferenciados del parénquima vascular y cortical.
Para contestar la pregunta sí los plasmodesmos existen entre las células del portainjerto
y la vareta, en la unión del injerto de plantas superiores, Kolmann y Glockmann, (1985)
seleccionan un heteroinjerto con células marcadoras de cada especie específica; haba (Vicia
faba L.) se utiliza como vareta y girasol (Helianthus annuus L.) como portainjerto. En la
mezcla de callos de la unión del injerto, las células individuales de las dos partes difieren en la
estructura del núcleo, plástidos y microcuerpos. En las paredes de las células fusionadas entre
Vicia y Helianthus, los plasmodesmos interconectan los protoplastos de las células no
relacionadas. Dos tipos de plasmodesmos se desarrollan: hilos simples y conexiones
ramificadas. La estructura fina de los puentes interespecíficos de las células, se forman
secundariamente en paredes no divididas, similares a los plasmodesmos normales en paredes
divididas. La “incompatibilidad” de los injertos Vicia/Helianthus principalmente se debe al
insuficiente contacto celular directo en el parénquima, y especialmente en los tejidos
vasculares entre portainjerto e injerto.
63
De forma similar, Kollman y Glockmann (1991) estudian la formación de novo de la
conexión citoplasmática celular en la interface de heteroinjertos in vitro de cinco días de edad,
entre haba (Vicia faba L.) sobre girasol (Helianthus annuus L.) aparecen plasmodesmos
continuos y medios; ambos ramificados y no ramificados en varios estados de desarrollo en
paredes no divididas entre células dediferenciadas del callo semejantes y no semejantes, en las
porciones apicales de las células sobresalientes del callo y en la zona de contacto entre células
opuestas de pared celular extremadamente delgadas con un impresionante contacto con el
plasmalema. Durante el subsecuente espesamiento de las partes modificadas de la pared, los
hilos citoplasmáticos envuelven depósitos constrictos atrapados sin el nuevo material de la
pared depositado. Estos hilos citoplasmáticos representan plasmodesmos medios, los cuales en
caso de fusión con las estructuras correspondientes de células contiguas a través de las paredes
sueltas, forman conexiones continuas de células. Las vesículas de Golgi secretan material de la
pared y son envueltas en el proceso de formación de plasmodesmos medios y continuos, así
prosigue el mismo mecanismo del desarrollo del plasmodesmo como se describe para
protoplastos aislados en el cultivo de tejidos. Las uniones sugieren la existencia de un
mecanismo no unificado de formación secundaria de plasmodesmos mostrando alcances
lejanos similares con los establecidos de las conexiones celulares primarias.
Kollman et al., (1985) estudian la ocurrencia de plasmodesmos en las interfaces de dos
heteroinjertos: Impatiens walleriana L. sobre Impatiens olivieri L. y Helianthus annuus L.
sobre Vicia faba L. Para ambas combinaciones encuentran dos tipos de hilos intracelulares: 1.
Plasmodesmos continuos interconectando las células de la vareta y el portainjerto, y 2.
Plasmodesmos medios atravesando la parte de la pared de una célula par sin conexión al
lindero celular. Hilos simples o formas ramificadas se desarrollan en ambos tipos de
plasmodesmos. En el caso de los plasmodesmos medios, predominan ramificaciones con
nódulos medianamente extendidos. La distribución de los plasmodesmos medios y continuos
varía con las diferentes áreas de la interfase del injerto: en la región de los tejidos de los
puentes vasculares, existen más conexiones celulares continuas. En áreas donde el córtex o
células de callo derivadas de la médula o tejidos desalineados en parejas (córtex/tejido
vascular; córtex/médula y médula/tejido vascular), predominan los hilos discontinuos.
64
Asimismo, también se forman plasmodesmos medios ramificados en presumibles
células fusionadas relacionadas con el callo; estas son típicas estructuras secundarias
formadas en paredes no divididas. Las dos combinaciones de heteroinjertos estudiadas, tienen
diferente grado de incompatibilidad, no muestran signos de degeneración en las parejas, las
células adyacentes con diferentes genomas interconectadas por los plasmodesmos muestran
una óptima preservación de la estructura fina del citoplasma. Sin embargo, en algunos se
desarrolla una fuerte capa de aislamiento, debido a algún tipo de incompatibilidad, por
ejemplo un alto número de hilos citoplasmáticos discontinuos (Kollman et al., 1985).
Posteriormente, Rachow y Kollmann (1992a) usan C14 marcado para cuantificar las
tasas de transporte de asimilables entre vareta y portainjerto del injerto, y comparan el injerto
compatible intrafamiliar de Lycopersicon esculentum Mill., injertado sobre Solanum
tuberosum L., y el injerto interfamiliar menos compatible Vicia faba L. sobre Helianthus
annuus L. Los homoinjertos Lycopersicon/Lycopersicon, Helianthus/Helianthus y Vicia/Vicia
sirven como control. Examinan la correspondencia del transporte con el contacto del floema
en las uniones de los injertos en diferentes estados de desarrollo. El transporte de asimilables a
través de la interface del injerto inicia en las combinaciones de heteroinjertos y homoinjertos,
entre cinco-siete días después de injertar. En los injertos menos compatibles Vicia/Helianthus
la marca en la vareta no puede ser detectada en el portainjerto hasta diez días después de
injertar. La máxima tasa de transporte de asimilables de una parte a la otra es
significativamente baja en injertos de Vicia/Helianthus. Los primeros tubos cribosos que
atraviesan la interfase del injerto se forman en Lycopersicon/Solanum, simultáneamente con la
aparición de asimilables en el portainjerto. Una posterior diferenciación del incremento del
número de tubos cribosos en las uniones de los injertos correlacionados con el incremento de
la tasa del transporte de asimilables, indica que la ruta de translocación es vía floema.
Con el mismo objetivo, Rachow y Kollmann (1992b) aplican varios métodos
(translocación de C14, cromatografía de capa delgada, medición de la actividad enzimática y
micro autoradiografías) para evidenciar que en las uniones de los injertos de Lycopersicon/
Solanum y Vicia/Helianthus y sus homo-combinaciones, los asimilables son parcialmente
65
descargados en su camino de la vareta al portainjerto. Mientras que, en los entrenudos en
ambas partes de los injertos, la sacarosa es el principal asimilado marcado, en las uniones de
los injertos los monosacáridos glucosa y fructosa exhiben el marcaje más prominente. La
invertasa ácida es más activa en las uniones de los injertos que en los entrenudos de la vareta o
el portainjerto. Se observa que el flujo del apoplasto de los tejidos de la vareta es alto en las
uniones de los injertos y en los entrenudos. Las autoradiografías revelan asimilados marcados
fijados en células jóvenes diferenciadas en la unión del injerto.
Del mismo modo, Schoning y Kollmann (1997) registran la translocación por el
floema de C14-sacarosa y 5/6-carboxifluorescina (CF) de la vareta a través del portainjerto, en
heteroinjertos in vitro de Lycopersicon sobre Solanum (L/S) y Vicia sobre Helianthus (V/H)
en varios estados de regeneración. Los autoinjertos de todas las parejas son controles. La
relación entre el transporte de C14 y la regeneración del floema es analizada de cuatro a 20
días de edad en los interinjertos por conexiones continuas de herida-floema entre las dos
partes del injerto. La edad incrementa los contactos entre la herida-floema en las uniones de
los injertos L/S y heteroinjertos V/H. El puente completo herida-floema ocurre durante los
siete primeros días después de injertar. El número de tubos cribosos-herida se incrementa
continuamente 20 días después de injertar, y es similar en ambos sistemas de injerto.
Evidentemente en los heteroinjertos V/H los nuevos tubos cribosos-herida desarrollados no
soportan el transporte de asimilados dentro del portainjerto. Los experimentos de
translocación con C14-sacarosa, revelan una dependencia-edad que incrementa la
radioactividad en el portainjerto en todas las combinaciones. Las diferencias observadas en la
translocación del floema estan relacionadas con el fenómeno de compatibilidad /
incompatibilidad en los heteroinjertos.
Wang y Kollman (1996) establecen varios injertos in vitro de explantes internodales:
los heteroinjertos, Nicandra physaloides sobre Lycopersicon esculentum y Vicia faba sobre
Helianthus tuberosus; y autoinjertos de Nicandra physaloides L. y Vicia faba L. La histología
de la unión del injerto es estudiada con microscopio de luz y electrónico en diferentes edades
del desarrollo del injerto. La proliferación del callo en la unión del injerto inicia
principalmente en asociación cerrada con la envoltura del corte vascular, pasando a la región
66
medular y formando una capa de aislamiento. Los elementos vasculares de la herida se
diferenciaron hacia uno y otro lado directamente del parénquima, o como una regla de las
células del callo, tres-cinco días después de injertar. Las heridas del xilema y del floema
reconectan los cortes vasculares de la envoltura de ambos materiales (p-v) a través de la
interfase de los autoinjertos de Nicandra y Vicia, cinco días después. En el heteroinjerto
Nicandra/Lycopersicon las conexiones continuas del floema inician siete días después de
injertadas. En los autoinjertos de Nicandra la herida del cambium aumenta el floema
secundario y los elementos del xilema se establecen siete-diez días después de injertar.
Posteriormente, el funcionamiento de la herida del floema entre la unión del injerto es
examinado en diferentes estados de desarrollo usando C14-sacarosa; uno-tres días después de
injertar solamente una pequeña cantidad de la sacarosa marcada en el portainjerto es
absorbida, debido a la difusión por simplasto o por apoplasto a través del callo de la unión del
injerto. La tasa de translocación es incrementada al principio de la regeneración del floema,
cinco-siete días después de injertar. En los injertos menos compatibles Nicandra/Lycopersicon
después de cuatro semanas de injertar la absorción del portainjerto decrece de nuevo y los
complejos vasculares anormales inician en la vareta; finalmente los injertos completos
mueren. La incompatibilidad del heteroinjerto V. faba sobre H. tuberosus se caracteriza por
una completa pérdida de regeneración vascular entre la vareta y el portainjerto y
consecuentemente por una extremadamente baja tasa de translocación de C14 en el portainjerto
(Wang y Kollman, 1996).
También Monzer y Kollmann (1986), describen las conexiones vasculares y los
contactos simplásticos entre células heteroespecíficas en injertos de Lophophora williamsii L.
sobre Trichocereus spachianus L. Las conexiones del xilema y el floema son principalmente
establecidas durante el crecimiento secundario por unión, con la actividad cambial del
portainjerto y vareta. Las conexiones del xilema dentro del injerto son caracterizadas por un
espesamiento de la pared secundaria especie-específica. Hay plasmodesmos interespecíficos
enlazando las células del parénquima del portainjerto y la vareta. Existe evidencia
circunstancial de la ocurrencia de una conexión simplástica de los elementos de los tubos
cribosos entre el portainjerto y el injerto.
67
Igualmente Moore y Walker (1981a), al estudiar la compatibilidad vegetativa en
autoinjertos de Sedum telephoides L., determinan que la adherencia inicial de la superficie de
los cortes ocurre 24 horas después de injertar y son correlacionados ambos con una
pronunciada actividad de los dictiosomas a lo largo de la interface del injerto, con
proliferación de callo en el portainjerto y en la vareta. Una capa necrótica de una o dos células
colapsadas en espesor se extienden inicialmente como una barrera continua entre el
portainjerto y la vareta, pero la capa es fragmentada dos-tres días después de injertar cuando la
proliferación del callo continua. La incisión del injerto también induce una senecencia suave
en las células de la interfase de los cortes, caracterizada por una reducida intensidad del
manchado del citoplasma, el reemplazo de la gran vacuola primaria por numerosas vacuolas
pequeñas, y la ocurrencia de material floculente a través del citoplasma. La acumulación de
almidón durante el primer día después de injertar desaparece dos-tres días después. La
senescencia celular solo dura unas horas, y células a lo largo de la interfase del injerto se
observan completamente después de tres semanas de injertar. La diferenciación procambial
ocurre a través del puente de callo diez días después de injertar, y el tejido vascular continuo
maduro es establecido a los 14 días.
Por su parte, Tiedemann (1989) selecciona el heteroinjerto compatible de Cucumis
sativus L. sobre Cucurbita ficifolia L. para estudiar el desarrollo de la unión del injerto de la
formación de una capa aislada y un callo parenquimatoso de la interfase del injerto sobre la
ocurrencia del contacto simplástico entre las células, especialmente los elementos de los tubos
cribosos del portainjerto y de la vareta. La carencia de marcadores ultraestructurales
específicos para especies, del contacto simplástico del floema entre Cucumis y Cucurbita es
demostrada indirectamente por una serie de divisiones. El desarrollo del floema en la unión
del injerto resulta en diferente número de tubos cribosos de conexión en cada injerto
individual, pero el número promedio de conexiones de tubos cribosos en Cucumis/Cucurbita
es notablemente bajo en relación al homoinjerto Cucumis/Cucumis. Las observaciones
sugieren la existencia de células específicas de reconocimiento e inherente compatibilidad /
incompatibilidad, y que sustancias no específicas de especies como fitohormonas (auxinas),
liberadas por el daño vascular a los tejidos no se pueden considerar como moléculas
68
específicas de reconocimiento, ya que proveen suficiente coordinación interespecífica para
hacer que la unión del injerto se desarrolle en armonía.
Numerosos plasmodesmos ramificados (pr) están presentes entre las células de la
envoltura de la vaina (CsEV) y las células acompañantes especializadas, conocidas como
células intermediarias (CsI) en el floema de las venas menores de Cucumis melo L. y de
Cucurbita pepo L. Estos (pr) son iniciados a plasmodesmos secundarios a través de paredes
existentes. En los tejidos de descenso, los precursores de CsI producen de dos a cuatrto CIs y
tubos cribosos, los cuales están presentes por el tiempo de transición del curso del descenso.
Los plasmodesmos a lo largo de la interfase entre los precursores de CsI y CsEV en los
tejidos de descenso son sin ramas y en número pequeño. Antes de que los tejidos de la hoja
inicien la transición del curso de descenso, el número de canales (pr) ocurre completamente
por ramificación, resultando en más canales sobre el lado CsI como en el lado CsEV. En
melón esto incrementa en 12 el número de canales (pr) con el lado CsEV. Así los (pr)
secundarios formados en el tiempo de transición del curso de descenso pueden ser envueltos
en la carga del floema y exportación de fotoasimilados (Volk et al., 1996).
González y Correa (1996) usan tallos completamente desarrollados de Chondrus
crispus, Gracilaria chilensis, Gymnogongrus furcellatus y Mazzaella laminarioides para tasar
la compatibilidad de tejidos. Además evaluan el efecto de la polaridad de los tallos sobre el
injerto y su regeneración. La fusión ocurre entre fragmentos de la misma fenología en C.
crispus, G. chilensis, G. Furcellatus y M. laminarioides. La fusión entre tejidos esporofíticos
y gametofíticos ocurre en C. crispus, G. Chilensis y M. laminarioides. La fusión intergenérica
se observa entre C. crispus y M. laminarioides, pero no entre G. chilensis y G. furcellatus.
Moore y Walker (1981b) efectuan un estudio ontogénico del brote de un heteroinjerto
entre Sedum telephoides y Solanum pennellii, en orden, para caracterizar los eventos celulares
que ocurren durante la unión de un injerto incompatible. Encuentran que la adhesión del
portainjerto y el injerto ocurre 21 horas después de injertar y es correlacionada con una
acumulación de dictosomas en las células en la interfase del injerto. La incisión del injerto
provoca una respuesta en las células de la herida en ambas partes a lo largo de la interface del
69
injerto, caracterizado por: 1) reorientación del citoplasma en las células adyacentes a la
superficie del corte; 2) deposición de la pared celular; 3) acumulación de almidón; 4)
reducida intensidad en la mancha del citoplasma, y 5) proliferación de callo. Mientras que las
células de Solanum se recuperan de los efectos de la herida en el estado temprano y no letal,
las células de Sedum bordean la interfase del injerto experimentando una senecencia
celular letal.
Dicha etapa se caracteriza por: 1) suberización de la pared celular; 2) vesciculación del
citoplasma; 3) degradación de los organelos celulares; 4) pérdida de la integridad de la
membrana, y finalmente 5) muerte y colapso de la célula. Así, la necrosis celular en Sedum
caracteriza la respuesta de incompatibilidad entre Sedum y Solanum y resulta en la formación
de una capa necrótica de células colapsadas y remanentes del citoplasma de la interfase del
injerto. Ambos portainjertos, Sedum y Solanum mantienen vivos los brotes durante tres días,
indicando esto que la adhesión inicial del portainjerto y vareta no envuelve un evento de
reconocimiento entre células vivas opuestas (Moore y Walker, 1981b).
Por otra parte, Barnett y Weatherhead (1988) usan el microscopio electrónico
convencional, y el de baja temperatura, para examinar el callo formado durante la interface del
homoinjerto de Picea sitchensis (Bong.) Carr. Las células del callo son producidas por ambos
cambium, así como la dediferenciación y redediferenciación de los rayos del parénquima en
portainjerto e injerto. La adhesión entre las células derivadas del injerto y el portainjerto es
principalmente a través de collares pectinosos en la superficie de las células del callo,
precediendo una fusión más general de paredes celulares. El cambium de los dos componentes
del injerto proviene de crecimientos hacia o cerca de cada uno por la presencia del callo. En
cambio, en la diferenciación de nuevo cambium dentro del callo, cercano al cambium
expuesto a las superficies preparadas del injerto y portainjerto, estas se enlazan y forman una
capa continua de cambium alrededor del tallo combinado.
De la misma forma, Ruizsifre et al., (1997) injertan por aproximación Euphorbia
pulcherrima cv. “Eckespoint C-1 Red”(CR), una Poinsettia restringida de ramas, con (TR),
una Poinsettia de ramificación libre. Las uniones de los injertos son removidas para estudios
70
anatómicos a los cero, cinco, diez, 15, 20, 25 y 30 días después de injertar, y a la porción
abajo de la unión del injerto se le permite rebrotar. A los cero días inicia la formación del
injerto con la secreción de látex en ambas superficies de los cortes. A los cinco días, las
plantas CR y TR aún no se adhieren, aparece un tejido necrótico, formado por células muertas
de una célula de profundidad, en ambas superficies de los cortes, el portainjerto y la vareta aún
no se adhieren y se pueden separar fácilmente. A los 10 días, la división celular y el
alargamiento de las células del parénquima a lo largo de las superficies de los cortes, forman
una capa indiferenciada de cinco-siete células de profundidad, estas nuevas células se
diferencian en rayos de parénquima, produciendo células de parénquima adicional (callo), los
nuevos tejidos de callo penetran en la capa de tejido necrótico y llenan los espacios entre
plantas TR y TC, cerrando la formación de la unión del injerto y dando soporte mecánico
donde la capa necrótica está rota. Sin embargo, las plantas CR muestran incremento en el
rameo (se desarrollan brotes axilares de nudos latentes) a los diez días después de injertar,
indicando que las conexiones vasculares no son necesarias para la transmisión del agente “de
ramificación libre”, identificado tentativamente como un fitoplasma. La conexión del callo de
tallos TR y CR permite la transmisión del fitoplasma a través de la unión del injerto.
Rao et al., (1996) estudian las variaciones estructurales en cambium, xilema y floema
colectados de troncos principales de Sterculia colorada, S. alata, S. villosa, S. urens y S.
foetida. En las cinco especies, el cambium es acumulado con variaciones a lo largo de células
cambiales fusiformes. Comparada con otras especies, S. foetida tiene las células cambiales
fusiformes más largas y S. urens las células cambiales fusiformes más cortas. Los rayos
cambiales en todas las especies son compuestos y con células heterocelulares con vaina. La
altura y ancho son máximos en S. foetida y en S. villosa, respectivamente. En todas las
especies la acumulación natural de células fusiformes cambiales, se mantiene en células
derivadas desarrolladas en los elementos de los tubos cribosos, elementos de los vasos y
parenquima axial del floema y del xilema. No obstante, las fibras del floema y xilema no son
abastecidas.
Cagnon y Beebe (1996) muestrean la expansión de las hojas de Moricandia arvensis
bajo la transición descenso-a-fuente por microscopio de transmisión de electrones, siguiendo
71
la diferenciación de venas, las interfaces celulares y el desarrollo plasmodesmal a células
acompañantes contiguas. El engranaje del desarrollo de plasmodesmos es el mismo para todas
las clases de venas menores, y es asociado con la diferenciación de elementos de los tubos
cribosos-complejo células acompañantes (ETs-CCAs). Plasmodesmos especializados
empiezan a diferenciarse cuando los ETs-CCAs estan sin diferenciación. Estos plasmodesmos
son maduros estructuralmente por el tiempo que las células acompañantes aparecen
completamente diferenciadas, aunque los elementos de los tubos cribosos (Ets) son inmaduros.
Sacarosa, fructosa y glucosa son detectadas por análisis de HPLC en hojas maduras y tallos,
mientras que ninguna rafinosa es detectada, estableciendo a M. arvensis como una especie
translocadora de sacarosa.
La síntesis de proteínas específicas que se acumulan formando estructuras únicas con
los tubos cribosos, coincide con el desarrollo vascular en cucurbitáceas, según los estudios de
Dannenhoffer et al., (1997), que para seguir la acumulación de lecitina del floema (PP2) y sus
RNAm por análisis de mancha de RNA, ensayan con enzimas inmunoabsorbentes,
inmunocitoquímica e hibridación in situ. Los genes codificados PP2 son regulados en su
desarrollo durante la diferenciación vascular en hipocotilos de Cucurbita maxima. La
acumulación de PP2, RNAm y proteínas paralelamente una de otra durante la elongación del
hipocotilo, después los niveles de RNAm decrecen, mientras las proteínas son estables. Pero
PP2 y sus RNAm son inicialmente detectados durante la diferenciación del metafloema.
Igualmente, RNAm de PP2 es detectado en células acompañantes en ambas envolturas
y el floema extrafascicular, pero nunca en los elementos de diferenciación de los tubos
cribosos. En estados posteriores de desarrollo, RNAm de PP2 es más frecuentemente
observado en floema extrafascicular. En tallos en desarrollo de C. moschata, PP2 es
inmunolocalizado en células acompañantes pero no en proteínas filamentosas del cuerpo del
floema (proteínas-P), caracterizadas por tubos cribosos inmaduros de la envoltura del floema.
En contraste, PP2 es inmunolocalizada en cuerpos persistentes de proteínas-P en tubos
cribosos del floema extrafascicular. La inmunolocalización de PP2 en heridas de tubos
cribosos maduros es similar a la de la envoltura del floema. Aparentemente PP2 es sintetizado
en las células acompañantes y transportado en los elementos diferenciados de los tubos
72
cribosos, donde es un componente de los filamentos de las proteínas-P en la envoltura del
floema y persiste en los cuerpos de las proteínas-P en el floema extrafascicular. Esta
acumulación diferencial en la envoltura y en elementos extrafasciculares puede resultar de
diferentes actividades funcionales de los dos tipos de floema (Dannenhoffer et al., 1997).
2.7.2 Castaña
Hongwen et al., (1994) investigan la compatibilidad entre injertos de 15 cultivares
chinos de castaña (Castanea mollissima Blume,) Bl, nueve selecciones americanas (C. dentata
(Marsh.) (Borkh.)), seis cultivares japoneses, y dos híbridos japoneses, sobre dos portainjertos
de castaña china. Los injertos intraespecíficos de castaña china tienen 80% de éxito después
de dos estaciones de crecimiento. Una estructura anatómica inusual del tallo de la castaña da
efecto significativo en el éxito de los injertos. Los injertos interespecíficos de las selecciones
americanas y japonesas, tienen el 70% de éxito. Los híbridos japoneses tienen bajo éxito:
50%. Una marcada incompatibilidad se observa en una combinación japonés/chino y en dos
americanos/chinos, estos reflejan anormalidades morfológicas en la unión del injerto,
observadas también en los injertos interespecíficos. El liado de las fibras del floema refleja el
fracaso de los injertos del estudio. Los resultados sugieren que la incompatibilidad genética
no es la mayor causa del fracaso en los injertos de castaña china.
2.7.3 Mango
Soule (1971) registra los detalles de la anatomía del tallo del mango (Mangifera indica
L.) y la formación de la unión del injerto de yema de astilla, en tres portainjertos: “Haden”,
“Saigon” y “ Turpentine” de igual edad y crecimiento en cinco etapas; del primer crecimiento
hasta un año de edad y son: 1) Pre-callo: los tejidos expuestos cuando el portainjerto y la yema
son cortados, estan descoloridos, cuatro días después de injertar, la herida de la peridermis se
presenta espesa, café claro, cubierta por suberina más contenidos resinosos de muchos canales
lacticíferos sobre paredes de células externas expuestas acompañadas de muchas capas en
varios puntos donde los tejidos son cortados. No hay señales de proliferación de callo y la
yema puede ser removida. 2) Callo: inicia entre el cuarto y octavo día, la yema está
73
fuertemente adherida al portainjerto ocho días después de injertar. Las heridas de los cortes
siguen espesas y oscuras. Prolifera el callo del portainjerto y de la yema, envolviendo rayos de
madera, xilema, floema y capas de cambium recien formados. 3) Puente cambial: a través de
la unión, se nota a los 12 días después de injertar. Las capas del cambium se extienden
radialmente del callo del portainjerto fuertemente arqueado hacia el lado del injerto.
Subsecuentemente, gran cantidad de callo se origina de los tejidos del portainjerto,
particularmente los cercanos al cambium, el crecimiento es más lento en la yema. La
diferenciación de xilema y floema secundarios, aparentemente normales, es observada entre
36 y 48 días después de injertar. 4) La unión sana: seis-ocho meses después de injertar,
muchos cilindros continuos de nuevos tejidos entre el portainjerto y la yema se desarrollan de
forma radial y transversal de la zona de la unión del injerto. El nuevo xilema se produce de
forma circular y transversal en el portainjerto y la yema. El xilema, cambium, floema, cortex y
otros tejidos desarrollan también una curva de la base del portainjerto hacia la yema (Soule,
1971).
Asante y Barnett (1997) observan la formación de la unión del injerto en mango
(Mangifera indica L.) con microscopio de luz: la herida inicial responde con secreción de
resina, la cual contribuye principalmente a la adhesión inicial de las dos partes. La formación
temprana de callo ocurre principalmente del portainjerto, cuyas células producen círculos
ordenados, definitivos, seguidos y frecuentes. Las células del parénquima, del córtex, de la
médula, del xilema y rayos del floema, están todas involucradas en la formación del callo. El
establecimiento del puente cambial entre el portainjerto y la vareta es seguido por la
formación de una capa protectora; la peridermis al otro lado del borde del tallo.
De la misma manera, estudian el efecto de la temperatura sobre la formación del injerto
en mango (Mangifera indica L.) con auxilio del microscopio de luz y encuentran que la unión
del injerto es favorecida a temperaturas de 24 a 28º C., pero los injertos empiezan a fallar en
su desarrollo a 15 y 20º C, a los 38º C las uniones se forman 20 días después de injertar, pero
la exposición a esta temperatura causa daño y muerte a las células del callo (Asante y
Barnett, 1998).
74
2.7.4 Caducifolios
Los pesos frescos de suspenciones de cultivos de tejidos de pera (Pyrus communis L.)
y membrillo (Cydonia oblonga Mill.) se incrementan exponencialmente de 30 a 40 días
después de hacer los subcultivos. La transferencia del cultivo de la pera al medio en el cual los
cultivos de membrillo estan creciendo por 10 días, resulta en 70% de inhibición de
crecimiento del callo. La transferencia del cultivo del membrillo al medio en el cual los
cultivos de la pera están creciendo por diez días resulta en 20% de inhibición del crecimiento.
La adición de los glicósidos cianogénicos amigdalina y prunacina (50 ppm) matan los cultivos
de pera y el crecimiento de los cultivos de membrillo es inhibido en 50%. La adición de otras
50 ppm inhibe severamente el crecimiento de ambos cultivos. Estos resultados indican que: 1)
La suspensión de los cultivos de membrillo libera los factores que inhiben significativamente
los cultivos de pera. 2) Los cultivos de membrillo son afectados relativamente por metabolitos
liberados por los cultivos de pera. 3) La severa inhibición del crecimiento de la pera por los
metabolitos del membrillo es minimizada por la adición de glicósidos cianogénicos presentes
en todas las porciones del membrillo, y 4) La incompatibilidad entre pera y membrillo no
necesariamente es asociada con algún estado del desarrollo del injerto (Moore, 1986).
El estudio histológico comparativo de injertos compatibles, pera/pera (Pyrus communis
L.)/(P. communis L.) e incompatibles pera/membrillo (Pyrus communis L.)/(Cydonia
oblonga Mill) que realizan Ermel et al,. (1993), demuestra que entre las varetas y
portainjertos se forma un callo en unión y conjunción, producto de las dos partes. Dentro de
las cuatro combinaciones estudiadas (dos homoinjertos compatibles pera/pera: Passe-
Crassane/OHF 333 y Epine du Mass/OHF 333, un heteroespecífico compatible: Passe-
Crassane/EMC y otro heteroespecífico incompatible: Epine du Mas/EMC, pera/membrillo) la
observación de neocambium es más frecuente 22 días después de injertar en el portainjerto y
vareta que en la interfase.Ya que es mas frecuente en los injertos homoespecíficos que en los
heteroespecíficos (compatibles e incompatibles). El neocambium dentro del callo de conexión
del portainjerto está sistemáticamente presente en los injertos compatibles, sin embargo en las
combinaciones incompatibles su presencia es raramente observada.
75
Posteriormente, en las observaciones del microscopio fotónico, las células
neocambiales de la vareta y del portainjerto son observadas en cortes transversales y su
aspecto rectangular es apilado, típico de un corte generatriz secundario. Esto es lo que lo
diferencía de las células cambiales que están ya en su lugar, y también su contenido: un
citoplasma denso de vacuolas de tamaño pequeño seguido de una importante cantidad de
materiales que presentan las reacciones de compuestos fenólicos hacia los colorantes
utilizados. Las células neocambiales de la interfase tienen formas redondas variadas. Estas no
tienen un aspecto apilado. Sus paredes no son tampoco orientadas con respecto al
neocambium de las dos partes. Su contenido parece idéntico al de las células cambiales a
diferencia de las de la injerto y el portainjerto. En la variedad Passe-Crassane, es su
neocambium el que se dirige directamente hacia el portainjerto, y se mete dentro de propia
prolongación con una orientación dirigida hacia su neocambium. En el caso de la variedad
Epine du Mas, el neocambium describe un arco pronunciado hacia el interior, o bien se
llena sobre él mismo efectuando un abultamiento bien marcado (Ermel et al., 1993).
Errea et al., (1994) estudian la incompatibilidad en injertos de dos cultivares de
chabacano (Prunus armeniaca L.) “Luizet” compatible, y “Moniqui” incompatible sobre
portainjertos de ciruelo Mirobolano (Prunus cerasifera Ehrl.). En estas especies la
incompatibilidad se manifiesta por la ruptura del árbol después de la fase de injertación. El
proceso de la formación de la unión del injerto es observado durante un mes después de
injertar. No se observan diferencias en uno u otro en el proceso de cicatrización o en su
cinética. Así la proliferación de callo, su diferenciación y las conexiones vasculares son
establecidas en la misma forma y en el mismo tiempo en los injertos compatibles e
incompatibles. Sin embargo, existen claros niveles de diferenciación en el callo producido.
Mientras en los injertos compatibles el callo se diferencía rápidamente en el cambium y
tejidos vasculares, en los injertos incompatibles esta diferenciación no es completa y una
porción del tejido se envuelve dentro del tejido parenquimatoso y coexiste con los tejidos
vasculares diferenciados.
Por su cuenta, Ermel et al., (1997) realizan un estudio comparativo histo-citológico de
76
injertos compatibles de pera/pera (Pyrus communis L.)/(P. communis L.) e incompatibles
pera/ membrillo, (Pyrus communis L.)/(Cydonia oblonga Mill), en invernadero; en uniones
colectadas de un día hasta 22 días después de injertar (DDI), se estudian los principales pasos
sucesivos en la unión del injerto. La adhesión entre las dos partes es observada a lo largo de
los principales tejidos del interior de la corteza (floema y cambium): 24 horas después de
injertar, aparece una capa necrótica en la interface del injerto. La primera división celular es
observada tres DDI. En el interior de la corteza la interface deja la formación de una unión de
callo, formando nuevos hilos cambiales (neocambium) que aparece entre 10 y 15 días DDI,
iniciando desde las fechas de los cortes del cambium de la vareta y del portainjerto,
continuando después cuando ellos empezaron a producir floema y derivaciones del xilema.
No se aprecian diferencias entre injertos compatibles e incompatibles durante el primer estado
de la unión del injerto. No se observa el fenómeno de células necróticas en la interface de
injertos incompatibles, sin embargo la unión neocambial es retardada en los heteroinjertos
pera/membrillo, especialmente en los incompatibles.
A su vez, Warmund et al., (1993) injertan árboles de manzana (Malus domestica
Borkh.) “Jonagold”/Mark por yema de astilla y posteriormente son muestreados para
determinar por imagen de resonancia magnética la continuidad o discontinuidad vascular entre
portainjerto e injerto. Las imágenes se colocaron en tres categorías: 1) el portainjerto, la yema
de escudete y el nuevo crecimiento del injerto tienen una señal de alta intensidad; 2) el
portainjerto y la yema de escudete tienen una señal de alta intensidad, pero el injerto tiene una
señal de baja intensidad; y 3) el portainjerto tiene señal de alta intensidad, pero la yema de
escudete y el injerto tienen una señal de baja intensidad. La señal de alta intensidad es
asociada con la frontera del agua en tejido vivo y el establecimiento de la continuidad vascular
entre el portainjerto y el injerto. Cuando ocurre el fracaso de las yemas de escudo y/o el
injerto, se obtiene una señal de baja intensidad. La baja intensidad de la señal resulta de
cualquiera de los dos como una concentración de agua libre en las células muertas, o a la falta
de agua en estos tejidos. Al colorear las uniones con azosulfamida, es más evidente que la
continuidad vascular es establecida en la unión cuando el portainjerto, el escudete y la yema
tienen una señal de alta intensidad en la imagen. Las disecciones posteriores al coloreado con
77
azosulfamida confirman la discontinuidad vascular cuando la yema o el escudete tienen una
señal de baja intensidad.
Del mismo modo, Richardson et al., (1996) utilizan el microscopio de luz para
estudiar la formación de la unión del injerto en autoinjertos y heteroinjertos de manzana
(Malus domestica Borkh.) en microinjertos in vitro. El desarrollo morfológico e histológico
exterior es similar para todas las combinaciones portainjerto-injerto, pero la formación de la
unión del injerto es más lenta en los heteroinjertos que en los autoinjertos. La expansión
inicial de hojas en el ápice del injerto ocurre en todas las plántulas entre uno-cuatro días y no
es indicativo del éxito del injerto. El crecimiento progresivo y desarrollo del injerto puede
usarse como un indicador del éxito del injerto10-14 días después de injertar y probablemente
está relacionado al establecimiento del contacto célula a célula en la interface del injerto. La
continuidad de nuevos elementos vasculares en el portainjerto e injerto se establece cerca de
los 40 días. Los nuevos elementos vasculares forman una curva delgada cerca de la médula en
forma de “C”, como un puente entre la unión del injerto. El desarrollo vascular continua hasta
completarse, después de seis meses.
III MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Localización geográfica
El experimento se desarrolló en el vivero de la Facultad de Ciencias Biológicas y
Agropecuarias (FCBA) de la Universidad de Colima, en el campus Tecomán, localizada a los
los 18o 55´ LN y 103o 52´ LO, a 20 m sobre el nivel del mar, con clima BS1(h’), temperatura
media anual de 26o C y precipitación anual de 700 mm (INEGI, 1993) y en el CIATEJ (Centro
de Investigación y Asistencia en Tecnología y Diseño del Estado de Jalisco, A. C.) de
Guadalajara, Jal.
3.2. Materiales
3.2.1. Equipo de campo
En la fase de campo, el experimento se desarrolló en el vivero experimental de la
FCBA con instalaciones a pleno sol, agua y seguridad para las plántulas siguiendo las
metodologías de Ploets et al., (1993), Pereira y Fernández (1997), Larsen y Higgins (1997) y
Cambra (1990). Se utilizó navaja de injertar marca Victorinox, tijeras cortas de podar, 10 m
de polietileno transparente # 16, 40 bolsas de polietileno negro de 25 x 35 cm, 100 kg de
arena, 100 kg de polvillo de coco, 100 kg de suelo, 100 kg de sulfato de amonio, 4 lb de
bromuro de metilo, 1 kg de Difolatan (Captafol) y 1 kg de Dipterex (Triclorfon) según lo
indican Hartmann y Kester (1992).
3.2.2. Equipo de laboratorio
En la fase de laboratorio, se utilizó un HPLC marca Thermofinnigan con bomba
cuaternaria, modelo P4000, con automuestreador AS 3000, una columna Hypersil ODS C18,
250 x 4.6 mm de diámetro interno, de 5 micras de tamaño de partícula, la fase móvil usada fue
A: ácido acético al 5% y B: acetonitrilo, el flujo de trabajo fue de 1 ml / min y el volumen de
inyección de la muestra constó de 30 l. La detección de la señal de los compuestos
80
analizados se hizo con un detector de ultravioleta visible (UV-VIS) de arreglo de diodos UV
6000 a una longitud de onda de 640 nanómetros, además de accesorios y consumibles para
HPLC (Cuadro 3) en las instalaciones del laboratorio de Biotransformación Microbiana del
CIATEJ.
Cuadro 3. Relación de accesorios y consumibles para HPLC.
Concepto Marca Columna Hypersyl ODS de 250 mm Aldrich
Guardacolumna Hypersil ODS Aldrich
Filtros miliporo de membrana 0.22 m. Aldrich
Epicatequina Sigma
Catequina Sigma
Tripton X100 Sigma Ultra
Metanol grado HPLC Sigma
Ácido acético glacial Sigma
DMACA Aldrich
Acetona Sigma
Acetona J.T. Baker
Dentro de los consumibles para HPLC se encuentran la catequina y la epicatequina
utilizados como estándares o sustancias muestra, para su posterior identificación por medio del
cromatógrafía líquida de alta resolución (Figs.1 y 2).
81
Figura 1. Fórmula estructural de la catequina (Seto et al., 1997).
.
Figura 2. Fórmula estructural de la epicatequina (Seto et al., 1997).
3.2.3. Material biológico
Se utilizaron 20 plántulas de mamey C. sapota (Sapotaceae) (Quilantan, 1979), de un
año de edad, con un promedio de 1.4 cm de diámetro del tallo a la altura de injertación y 1.06
m de altura (Barrientos y Barrientos, 1996; Ogden et al.,1982; Moreno et al., 1987). También
se utilizaron 20 plántulas de chicozapote Achras sapota L. (Sapotaceae) (González et al.,
82
1999), de dos años de edad, con diámetro promedio del tallo a la altura de injertación de 1.16
cm y 70.28 cm de altura; ambas especies procedentes de plantas de la región, en plena
producción, seleccionadas por su calidad, precocidad y adecuadas condiciones sanitarias. Se
mantuvieron en bolsas de polietileno negro de 25 por 35 cm (Gonzaga et al. 1996, Pereira y
Fernández, 1997), con una mezcla sustratos formada por una parte de suelo, otra de arena y
otra de materia orgánica (Howard, 1993; Honren, 1994), desinfectada con bromuro de metilo
(una libra / m3). Las varetas utilizadas fueron terminales, procedentes de plantas
seleccionadas, en plena producción, de ramas maduras y vigorosas (Ogden et al., 1984;
Zaczek y Steiner, 1997), de igual diámetro que el de los patrones para incrementar el contacto
del tejido vascular (Garner y Chaudhri, 1976; Oda, 1995) y se injertaron el mismo día de su
corte (Ogden et al., 1983; Lazo, 1957; Moreno y Tabuenca, 1991), previa desinfección con
fungicida (Difolatan) diluido en agua (2 g/l) por inmersion rápida durante 30 seg (Gonzaga et
al., 1999).
3.3 Métodos
3.3.1. Homoinjertos y heteroinjertos
Se injertaron las plántulas con el método enchapado lateral o Veneer, a 30 cm de
altura, cubriendo el injerto completamente con polietileno para evitar transpiración,
deshidratación y la posible entrada de humedad y patógenos. Después de injertar se cortó el
ápice de los patrones (suspendió) para evitar la dominancia apical (Ogden et al., 1984). Se
injertaron 10 plántulas de C. sapota (homoinjertos) y 10 de A. sapota (heteroinjertos) con
varetas de C. sapota en Marzo, cuando las plantas donadoras de vareta se defoliaron
naturalmente (etapa de defoliación), se injertaron 10 más de C. sapota y 10 de A. sapota, con
varetas de C. sapota en Mayo, cuando las plantas donadoras de vareta se refoliaron (etapa de
refoliación) (Quilantan, 1979; Salcedo,1985).
3.3.2. Preparación de las muestras
83
Al injertar se tomaron muestras de tejido de la zona del cambium de patrones y varetas
y se conservaron en nitrógeno líquido, hasta llevarlas a un supercongelador marca Revco,
modelo Ultima II, a -78º C, 60 días después de injertar se realizaron cortes en la zona del
injerto, para evaluar objetivamente la compatibilidad / incompatibilidad en los homoinjertos y
heteroinjertos (Herrero, 1962). En muestras de patrones y varetas tomadas el día de la
injertación y 60 días después, se determinó la presencia de sustancias inhibitorias para el éxito
de los injertos, por medio de cromatografía líquida de alta resolución (HPLC). A las muestras
se les extrajo el cambium y el floema y se rayaron hasta dejarlo en forma de polvo fino, para la
preparación de los extractos. La extracción de polifenoles, tipo catequinas, se realizó con una
solución acuosa de acetona al 80% a la cual se le añadió 4% de Triton-X-100. Los extractos se
concentraron al vacío por medio de rotavapor marca Caframo, modelo VV 2000, a 40º C y se
redisolvieron en metanol, almacenándose a 4º C hasta su análisis por HPLC; previamente se
filtraron y a una alícuota de los extractos se le hizo reaccionar con 4-
dimetilaminocinnamaldehído (DMACA) y esta fue inyectada al cromatógrafo. La columna
usada fue Hypersil ODS C18 3 um (250 x 4.6 mm I.D.). La fase móvil estuvo formada por A:
solución de ácido acético al 5% y B: acetonitrilo. La medición se hizo a una longitud de onda
de 640 nm según la técnica de Errea et al., (1994). Se analizaron dos repeticiones por cada
muestra de: portainjerto A. sapota injertado en la etapa de defoliación, portainjerto A. sapota
injertado en la tapa de refoliación, portainjerto C. sapota injertado en la etapa de
refoliación, portainjerto C. sapota injertado en la etapa de defoliación y con éxito a los 60 días
de injertar, portainjerto C. sapota injertado en la etapa de defoliación, vareta de C. sapota
injertada en la etapa de refoliación y vareta de C. sapota injertada en la etapa de defoliación.
3.3.3 Diseño experimental
Se aplicó un diseño completamente al azar, cada plántula fue considerada como una
unidad experimental, con 10 repeticiones (Webster y Lucas, 1997; Caruso et al., 1996; Kurian
et al., 1996). Los tratamientos fueron: homoinjertos en etapa de defoliación, homoinjertos en
etapa de refoliación, heteroinjertos en etapa de defoliación y heteroinjertos en etapa de
refoliación. Las variables evaluadas fueron: número de hojas por injerto durante 60 días y
84
porcentaje de injertos con éxito a los 60 días después de injertar (Quilantan, 1979; Ponce,
1979; Howard y Oakley, 1997; Oda et al., 1996).
3.3.4 Análisis de datos
Los resultados obtenidos no posibilitan el análisis estadístico de los datos, ya que
únicamente el tratamiento homoinjertos en defoliación tuvo éxito y los demás tratamientos
terminaron en ceros.
IV RESULTADOS
4.1 Compatiblilidad entre homoinjertos de mamey (C. sapota)
4.1.1 Etapa fenológica de defoliación
En la etapa fenológica de defoliación (Marzo), a los 6 días después de injertar, el ápice
de las varetas presentó aspecto turgente, herméticamente cerrado y de color café ferruginoso,
a partir de los 10 días en promedio, empezaron los foliolos a diferenciarse presentando
coloración verde claro y después de 12 días en promedio (Abril), abrió el fascículo en su
conjunto, pudiendo ya nombrarse propiamente como hojas y por lo tanto, si existió
compatibilidad y se obtuvieron injertos con éxito (Cuadro 5, Fig. 3), el 27 de Mayo se dio por
terminado el experimento.
Figura 3. Homoinjerto con éxito en la etapa fenológica de defoliación.
86
4.1.2 Etapa fenológica de refoliación
En la etapa fenológica de refoliación (Mayo), 20 días después de injertar las varetas
presentaron deshidratación, enjutamiento y coloración café clara; los patrones ya tenían
nuevos brotes (señal de actividad) debajo de la zona del injerto, 35 días después de injertar
(Junio), se dio por terminado el experimento, ya que progresivamente el total de las varetas
presentaron síntomas extremos de incompatibilidad; deshidratación, coloración necrótica,
distorsión, muerte y finalmente, caída de foliolos (Fig. 4).
Figura 4. Homoinjerto sin éxito en la etapa fenológica de refoliación.
Se procedió a hacer el aserrado de la zona de unión portainjerto-injerto y se observaron
ambas partes (patrón y vareta) secas y necróticas (Fig. 5), lo que corresponde al tipo de
incompatibilidad “E” o uniones que se rompieron al forzarlas y que presentaron elevado grado
de discontinuidad en los haces vasculares y madera, según la clasificación de Herrero (1962).
87
Figura 5. Aserrado de la unión portainjerto-injerto de un homoinjerto sin éxito en la
etapa fenológica de refoliación.
4.2 Compatibilidad entre heteroinjertos de C.sapota / A. sapota
4.2.1 Etapa fenológica de defoliación
En la etapa fenológica de defoliación (Marzo), 7 días después de injertar, no existía
ninguna señal de actividad cambial en los injertos, las varetas iniciaron a deshidratarse y a
enjutarse, 20 días después de injertar (Abril), las varetas mostraban signos evidentes de
incompatibilidad y los patrones iniciaron a emitir brotes nuevos por debajo de la zona del
injerto (señal de actividad), 37 días después de injertar (Mayo) se dio por terminado el
experimento, ya que la totalidad de las varetas murieron.
Nuevamente se realizó el aserrado de la zona de unión portainjerto-injerto y se
observaron ambas partes (patrón y vareta) secas y necróticas (Fig. 6), lo que corresponde al
88
tipo de incompatibilidad “E” o uniones que se rompieron al forzarlas y que presentaron
elevado grado de discontinuidad en los haces vasculares y madera, según Herrero (1962).
Figura 6. Aserrado de la unión portainjerto-injerto de un heteroinjerto sin éxito en la
etapa fenológica de defoliación.
4.2.2 Etapa fenológica de refoliación
Durante la etapa fenológica de refoliación (Mayo), 20 días después de injertar, las
varetas presentaron deshidratación, enjutamiento y coloración café clara; los portainjertos ya
tenían nuevos brotes (señal de actividad) debajo de la zona del injerto, 35 días después de
injertar (Junio), se dio por terminado el experimento, ya que progresivamente el total de las
varetas presentaron síntomas extremos de incompatibilidad; deshidratación, coloración
necrótica, distorsión, muerte y finalmente, caída de foliolos.
De nueva cuenta se practicó el aserrado de la zona de unión portainjerto-injerto y se
observaron también ambas partes (patrón y vareta) secas y necróticas (Fig. 7), lo que
corresponde al tipo de incompatibilidad “E” o uniones que se rompieron al forzarlas y que
89
presentaron elevado grado de discontinuidad en los haces vasculares y madera, según la escala
de Herrero (1962).
Figura 7. Aserrado de la unión portainjerto-injerto de un heteroinjerto sin éxito en la
etapa fenológica de refoliación.
4.3 Determinación de catequinas por HPLC en heteroinjertos
4.3.1 Portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en la etapa fenológica de
defoliación
En las muestras de portainjerto chicozapote tomadas al inicio del experimento, que se
injertaron en la etapa de defoliación, el análisis por cromatografía líquida de alta resolución
(HPLC), determinó la concentración de 17.5 mg/g promedio de dos muestras de catequina y
32.3 mg/g de epicatequina (Cuadro 4, Fig. 8).
90
Figura 8. Cromatograma de la muestra del portainjerto chicozapote (A. sapota)
injertado en la etapa fenológica de defoliación.
4.3.2 Portainjerto chicozapote (A. sapota) Injertado en la etapa fenológica de
refoliación
Para las muestras del portainjerto chicozapote tomadas al inicio del experimento e
injertado en la etapa de refoliación, el análisis por cromatografía líquida de alta resolución
(HPLC), dio como resultado la concentración de 14.1 mg/g promedio de dos muestras de
catequina y 24.7 mg/g de epicatequina, respectivamente (Cuadro 4, Fig. 9).
Unidades de absorbancia
Tiempo (minutos)
Epicatequina 32.3
Catequina 17.5
91
Figura 9. Cromatograma de la muestra del portainjerto chicozapote (A. sapota)
injertado en la etapa fenológica de refoliación
4.4 Determinación de catequinas por HPLC en homoinjertos
4.4.1 Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en la etapa fenológica de
refoliación
Las muestras del portainjerto mamey tomadas al inicio del experimento e injertado en
etapa de refoliación, analizadas por cromatografía líquida de alta resolución (HPLC), dieron
como resultado 7.2 mg/g promedio de dos muestras de concentración de catequina y 13.2
mg/g de epicatequina, respectivamente (Cuadro 4, Fig. 10).
Unidades de absorbancia
Tiempo (minutos)
Epicatequina 24.7
Catequina 14.1
Epicatequina 13.2
92
Figura 10. Cromatograma de la muestra del portainjerto mamey (C. sapota) injertado
en la etapa fenológica de refoliación.
4.4.2 Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en etapa fenológica de
defoliación y con éxito
Respecto a las muestras de los portainjerto mamey (C. sapota) injertados en etapa de
defoliación y los únicos con éxito en el experimento y tomadas a los 60 días después de
injertar, el análisis del HPLC, reportó la concentración de 7.1 mg/g promedio de dos muestras
de catequina y 10.8 mg/g de epicatequina, respectivamente (Cuadro 4, Fig. 11).
Catequina 7.2
Unidades de absorbancia
Tiempo (minutos)
Epicatequina 10.8
93
Figura 11. Cromatograma de la muestra del portainjerto mamey (C. sapota) injertado en
la etapa fenológica de defoliación y con éxito.
4.4.3 Portainjerto de mamey (C. sapota) injertado en la etapa fenológica de
defoliación.
En lo que corresponde a las muestras del portainjerto mamey (C. sapota) injertado en
la etapa de defoliación y tomadas al inicio del experimento, el análisis del HPLC, indicó la
concentración de 6.8 mg/g promedio de dos muestras de catequina y 11.9 mg/g de
epicatequina, respectivamente (Cuadro 4, Fig. 12).
Catequina 7.1
Unidades de absorbancia
Tiempo (minutos)
Epicatequina 11.9
94
Figura 12. Cromatograma de la muestra del portainjerto mamey (C. sapota) injertado en
la etapa fenológica de defoliación.
4.4.4 Vareta de mamey (C. sapota) injertada en la etapa fenológica de refoliación.
En lo concerniente a las muestras de vareta de mamey (C. sapota) injertadas en la
etapa de refoliación y tomadas al inicio del experimento, el análisis del HPLC, marcó la
concentración de 6.4 mg/g promedio de dos muestras de catequina y 12.4 mg/g de
epicatequina, respectivamente (Cuadro 4, Fig. 13).
Catequina 6.8
Unidades de absorbancia
Tiempo (minutos)
Epicatequina 12.4
95
Figura 13. Cromatograma de la muestra de vareta de mamey (C. sapota) injertada en la
etapa fenológica de refoliación.
4.4.5 Vareta de mamey (C. sapota) injertada en la etapa fenológica de defoliación.
Después de analizar las muestras de varetas de mamey (C. sapota) sin hojas,
injertadas en la etapa de defoliación y tomadas al inicio del experimento, el análisis del HPLC,
reportó la cantidad de 5.1 mg/g de catequina promedio de dos muestras y 9.5 mg/g de
epicatequina, respectivamente (Cuadro 4, Fig. 14).
Tiempo (minutos)
Unidades de absorbancia
Catequina 6.4
Epicatequina 9.5
96
Figura 14. Cromatograma de la muestra de vareta de mamey (C. sapota) injertada en la
etapa fenológica de defoliación.
Cuadro 4. Detección de catequina y epicatequina en extractos de tallos y varetas de
mamey (C. sapota) y chicozapote (A. sapota) por HPLC (mg/g de muestra)
en dos etapas fenológicas.
Muestra Concentración mg/g
Catequina Epicatequina
Catequina 5.1
Unidades de absorbancia
Tiempo (minutos)
97
Portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en etapa de defoliación 17.5 32.3
Portainjerto chicozapote (A. sapota) injertado en etapa de refoliación 14.1 24.7
Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en etapa de refoliación 7.2 13.2
Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en etapa de defoliación
y con éxito 7.1 10.8
Portainjerto mamey (C. sapota) injertado en etapa de defoliación 6.8 11.9
Vareta de mamey (C. sapota) injertada en etapa de refoliación 6.4 12.4
Vareta de mamey (C. sapota) injertada en etapa de defoliación 5.1 9.5 4.5. Número de hojas en injertos con éxito
Solo en los homoinjertos de C. sapota y en la etapa fenológica de defoliación se
obtuvieron resultados positivos, la emisión de nuevas hojas, señal de actividad cambial vareta-
portainjerto fue heterogénea, inició a los 3 días, en promedio requirió 12 días y necesitó un
máximo de 16. El número de hojas o brotes nuevos, inició con 5 hojas, en promedio tuvo 6 y
como máximo 8 hojas. A los 30 días de injertadas, el número menor de hojas fue de 11, el
promedio resultó de 13 y como máximo existieron 15. A los 60 días después de injertar
finalizó el experimento con 18 hojas como mínimo, 20 en promedio y 23 hojas como máximo
(Cuadro 5).
Cuadro 5. Orden de brotación y número de hojas en homoinjertos de mamey (C. sapota)
con éxito .
No. de Orden de Días a No. de hojas No. de hojas No. de hojas total Planta brotación brotación en brotación a 30 días a 60 días
98
1 4 13 7 14 21
2 - - - - -
3 7 15 5 11 18
4 1 3 6 13 20
5 6 14 5 11 18
6 3 11 8 15 23
7 2 9 7 14 21
8 5 13 6 12 19
9 8 16 5 11 18
10 - - - - -
_ X 12 6 13 20
4.6. Porcentaje de homoinjertos y heteroinjertos con éxito
Solo en los homoinjertos C. sapota efectuados en la etapa fenológica de defoliación
se obtuvieron resultados exitosos; de las diez plantas consideradas como unidades
experimentales, ocho restablecieron los tejidos vasculares en la zona del injerto desde los
primeros seis días después de injertar y los injertos se mantuvieron activos hasta el final del
experimento, lo que representa el 80% de homoinjertos con éxito (Cuadro 5).
En la etapa fenológica de refoliación con los homoinjertos C. sapota, la respuesta de
los injertos fue heterogénea e incierta los primeros seis días; el 70% de los injertos abrió sus
nuevas hojas y paulatinamente se fueron secando; a los diez días, solo el 20% permanecían
vivos y a los 15 días el total de los injertos murió, esto indica que existió un intento de
actividad cambial en la unión del injerto, que disminuyó en pocos días hasta que cesó y las
varetas agotaron sus reservas, perdieron vigor, se deshidrataron y por último murieron en su
totalidad.
En la etapa fenológica de defoliación, los heteroinjertos de C. sapota / A. sapota,
durante los primeros seis días mostraron el 30% de injertos activos, sin llegar a abrir las hojas,
99
después disminuyó gradualmente la actividad vegetativa a los diez días, hasta que cesó y por
último la totalidad de varetas se deshidrataron y murieron a los 15 días.
En la etapa fenológica de refoliación ocurrió algo similar con los heteroinjertos de C.
sapota / A. sapota; el 20% de los injertos permanecieron vivos durante los primeros seis días
y fueron perdiendo vigor, de tal forma que a los 15 días, el total de los injertos se
deshidrataron y murieron.
V DISCUSIÓN
5.1 Concentración de catequina y epicatequina en heteroinjertos de C. sapota/A.
sapota y homoinjertos de C. sapota en dos etapas fenológicas.
La detección de catequinas como responsables de incompatibilidad en injertos de
sapotaceas no tiene precedente en la investigación formal a nivel mundial. Las
concentraciónes de catequina (mg/g de muestra) y epicatequina en los heteroinjertos,
cuando el patrón de chicozapote (A. sapota), se injertó con vareta de mamey (C. sapota),
sin hojas, resultaron las más altas del experimento, esto coincide con los resultados que
obtienen Feucht y Schmid (1979) al analizar el floema de brotes maduros de Prunus y
determinar que las flavonas (catequina, epicatequina y material oligomérico) son los
componentes predominantes en cerezo dulce (P. avium), cerezo común (P. cerasus) y
cerezo rojo (P. fruticosa).
Asimismo se coincide con Gebhardt y Feucht (1982) quienes analizan segmentos de
homoinjertos de P. cerasus y heteroinjertos de P. avium sobre P. cerasus y encuentran una
cantidad oscilante de polifenoles. También con Tarnai et al., (1994) que reportan la
presencia de 10 polifenoles en corteza, floema y xilema de árboles de cerezo (P. avium), y
con Feucht (1994) que al analizar tejidos del floema y xilema de kiwi (Actinidia deliciosa)
y cereza (Prunus cerasus), detecta flavonoides, principalmente catequina y epicatequina
como responsables de la incompatibilidad.
Por otra parte, las concentraciones de catequinas en el patrón de chicozapote (A.
sapota), cuando se injertó con vareta de mamey (C. sapota), con hojas, fueron las segundas
más altas de las muestras, estos indicadores dan bases para afirmar que la epicatequina y la
catequina presentes en los patrones de chicozapote (A. sapota), son las responsables de las
fallas en los heteroinjertos de mamey (C. sapota)/chicozapote (A. sapota), ya que las
concentraciones de epicatequina y catequina en las varetas de mamey (C. sapota) con
hojas, y las varetas sin hojas son las que tienen la mínima concentración de dichas
101
sustancias y se descarta cualquier tipo de efecto genético, ya que según Miege (1954)
tienen el mismo número cromosómico: 2n=26.
También se puede afirmar que la presencia de las hojas y su reactivación fisiológica
y bioquímica está relacionada con la síntesis de nuevas sustancias como las catequinas que
actúan como inhibidores de la unión patrón-injerto. Esto concuerda con los estudios en
heteroinjertos de caducifolios; como los efectuados por Feucht y Schmid (1979) en cerezo
dulce (Prunus avium) injertado sobre clones de cerezo común (P. cerasus) y cerezo rojo
(P. fruticosa), de la misma manera, con Gebhardt y Feucht (1982) quienes estudian esta
relación en hetroinjertos formados por cerezo dulce (P. avium) como variedad y cerezo
común (P. cerasus) como patrón.
De igual forma se coincide con Feucht y Treutter (1991) que analizan la relación de
portainjertos de cerezo común (Prunus cerasus) y varetas de cerezo dulce (P. avium,) con
Errea et al., (1994a) que examinan muestras de floema de chabacano (Prunus armeniaca)
como variedad y algunas especies de Prunus usadas como portainjertos y detectan de siete
a nueve picos de flavonoles causantes de la incompatibilidad, entre ellos la catequina,
también con Errea, et al., (1994b) que reportan concentraciones de catequinas como
respuesta al estrés por incompatibilidad al injertar dos variedades de chabacano (Prunus
armeniaca) sobre varios portainjertos de ciruelo Mirobolán (Prunus cerasifera), con
Salvatierra et al., (1999) quienes examinan los compuestos fenólicos extraídos de la unión
de heteroinjertos de durazno (P. persica) sobre cerezo Nanking (P. tomentosa) y con
Musacchi et al,. (2000) que investigan el papel de los polifenoles en la incompatibilidad de
heteroinjertos de pera (Pyrus communis)/membrillo (Cydonia oblonga) y detectan
incremento en catequina y epicatequina en los portainjertos incompatibles de membrillo.
De igual manera se coincide con Errea et al., (2001) quienes estudian la
incompatibilidad de injertos in vitro de chabacano (Prunus armeniaca) sobre Prunus spp.
y encuentran compuestos fenólicos solo en algunas áreas de la superficie de las
102
combinaciones compatibles, pero en las combinaciones incompatibles detectan una alta
acumulación de fenoles y con Gulen et al., (2002) quienes realizan estudios para
identificar las isoenzimas peroxidasas que pueden ser usadas como marcadores para
predecir la incompatibilidad entre pera (Pyrus communis) y varios clones de membrillo
(Cydonia oblonga).
Por otra parte, las menores concentraciones de catequina y epicatequina se
encontraron en los portainjertos mamey (C. sapota), en los homoinjertos con hojas y en los
homoinjertos sin hojas. La combinación portainjerto mamey (C. sapota) injertado con
vareta en defoliación reportó la concentración más baja de catequina y epicatequina y por
lo tanto la única que tuvo éxito y coincide con lo reportado por Quilantán (1979) y Salcedo
(1985) en homoinjertos de mamey (C. sapota), con lo que se corrobora lo ya expuesto
anteriormente, que la presencia de las catequinas tiene efecto inhibitorio en el desarrollo de
la unión patrón injerto.
5.2 Porcentaje de homoinjertos de C. sapota y de heteroinjertos de C. sapota/A. sapota
con éxito.
En relación al éxito de los homoinjertos de mamey (C. sapota) se puede afirmar
que bajo las condiciones óptimas de manejo que se le proporcionaron en el experimento, se
finalizó con un 80% de éxito cuando se injertó en la etapa fenológica de defoliación de la
planta donadora de vareta, esto coincide parcialmente con Salcedo (1985) quien obtiene el
50% de prendimiento y los mejores resultados con varetas de mamey cortadas a
principios de la defoliación de la planta madre, y con Quilantán (1979), que con el tipo de
injerto enchapado lateral y varetas defoliadas naturalmente, colectadas durante los meses
de febrero a abril, que es cuando los árboles donadores de varetas estan defoliados.
En lo que respecta a la etapa fenológica de refoliación de la planta donadora, y
desechando cualquier manejo inadecuado del experimento que pudiera presentar alguna
influencia en los resultados, se finalizó con cero por ciento de éxito, esto difiere a lo
103
reportado por Salcedo (1985) quien alcanza el 25% de prendimiento injertando por
enchapado lateral en esta época, y por Quilantán (1979) quien obtiene el 10% de
prendimiento con el mismo tipo de injerto enchapado lateral y colecta la vareta durante esta
etapa fenológica.
Sin duda, que es marcado el efecto que tiene la refoliación en las fallas de los
homoinjertos de mamey (C. sapota) y su relación con sustancias inhibitorias del desarrollo
de los injertos, en estas condiciones, se puede afirmar que las catequinas y epicatequinas
son las principales responsables del fenómeno de incompatibilidad que se presenta en los
homoinjertos de C. sapota.
5.3 Compatibilidad en homoinjertos de C. sapota y heteroinjertos de C. sapota/A.
sapota.
Los homoinjertos de mamey (C. sapota) que se efectuaron en la etapa de
defoliación de la planta donadora de vareta, fueron los únicos que tuvieron éxito, y por lo
tanto, presentaron compatibilidad, esto coincide con lo reportado por Quilantán (1979) y
Salcedo (1985) quienes realizan experimentos similares al presente y toman varetas de
mamey defoliadas naturalmente; y con Fonseca y González (1999) quienes prueban tres
tipos de homoinjerto en tamarindo (Tamarindus indica L.) que también tiene un período de
muda o defoliación, para tal efecto emplean vareta defoliada de forma natural, y reportan
que algo similar ocurre en esta especie y que esta característica está relacionada con la
ausencia de sustancias inhibitorias en la zona del cambium de ambos componentes del
injerto y también con el aprovechamiento del vigor interno de la vareta, (la cual se cortó e
injertó el mismo día para evitar deshidratación y pérdida de viabilidad), ya que después de
salir de un período de reposo, se diferencían vigorosamente las células del cambium,
producen rápidamente callo y los tejidos vasculares (floema y xilema) internos, y en el
exterior las yemas vegetativas se transforman en hojas que empiezan a realizar fotosíntesis,
a sintetizar fotosintatos y a conducirlos hacia la raíz evitando así que esta muera, y por lo
tanto estimula que la formación del injerto tenga éxito.
104
Este fenómeno es denominado por Wrigth et al., (1994) como "el efecto del apogeo
estacional de la radiación" en las selvas tropicales. Igualmente Oribe et al., (1993) afirman
que las variaciones estacionales estimulan la actividad interna del tallo, la brotación de
renuevos y posteriormente su desarrollo.
Asimismo, Guglielmino et al., (1997) asocian los cambios estacionales con el
modelo de pectinas metilesterasas, ya que durante la estación de descanso, el extracto de las
paredes celulares contiene muchas isoformas alcalinas, y durante el período de alta
actividad meristemática, predominan los extractos de isoformas neutras, en los inicios de
la actividad cambial y en sus derivados inmediatos, las enzimas se localizan
exclusivamente en las dictosomas de células viejas, y en las uniones de las paredes. Por su
parte, Velez et al., (1998) y Walkovszky (1998) asocian la disminución de la producción de
follaje con la ocurrencia de las temperaturas mínimas anuales.
Así pues, la incompatibilidad detectada en los homoinjertos en la etapa fenológica
de defoliación de la vareta, corresponde a la categoría de incompatibilidad localizada, "A"
de la clasificación de Herrero (1962), que la define como uniones perfectas y la línea de
unión entre patrón y variedad es imperceptible y por lo tanto no existió incompatibilidad.
Por su parte, los homoinjertos de mamey (C. sapota) que se realizaron en la etapa de
refoliación de la planta donadora de vareta, resultaron completamente incompatibles y
presentaron el tipo de incompatibilidad “E” o uniones que se rompen al forzarlas y que
presentan elevado grado de discontinuidad en los haces vasculares y madera, esto coincide
con lo reportado por Herrero (1962). Asimismo es coincidente con Quilantán (1979) y
Salcedo (1985) en C. sapota; con Mosse (1962), Soule (1971), Hartmann y Kester
(1992), Santamour (1988b), Oraguzie et al., (1998), Ermel et al., (1999) y Oraguzie et al.,
(1999), quienes mencionan que las características intrínsecas de las especies caducifolias
son responsables de la incompatibilidad de los injertos; entre ellas, la discontinuidad del
cambium y la presencia de sustancias que inhiben la unión de los tejidos y la restauración
de los haces vasculares, principalmente en las varetas, ya que al refoliarse empiezan a
sintetizar nuevas sustancias. Independientemente de que el número cromosómico del
105
portainjerto y la vareta sea el mismo (Miege, 1954).
En lo referente a los heteroinjertos de mamey (C. sapota) sobre chicozapote (A.
sapota), en ambas etapas fenológicas presentaron un estado completo de incompatibilidad,
que corresponde a la incompatibilidad “E” en la clasificación de Herrero (1962), que la
define como uniones patrón- injerto que se rompen al forzarlas y que presentan elevado
grado de discontinuidad en los haces vasculares y madera. No existen antecedentes
experimentales al respecto, por lo que la única explicación bioquímica y fisiológica, es la
presencia de metabolitos inhibidores de la actividad cambial y la diferenciación celular en
la vareta, que al insertarla al patrón le elimina cualquier posibilidad de desarrollarse, las
reservas de la vareta se agotan, se deshidrata y por último se seca, esto coincide con varios
autores en el caso de caducifolios: pera/membrillo, (Mosse y Herrero, 1950); durazno/
ciruelo, (Herrero, 1951); chabacano/ciruelo y manzano/membrillo, (Herrero, 1955a);
durazno/ciruelo, (Herrero 1955b); pera/membrillo, (Mosse y Scaramuzzi, 1956); cereza/
pera y manzana, (Larsen et al., 1987); ciruelo, almendro y chabacano/cereza (Tabuenca y
Moreno, 1988).
De igual forma, se coincide con lo mencionado por Cambra (1990), en la
combinación ciruelo/ciruelo "Mirobolán B"; con Feucht y Treutter (1991), que unen cerezo
dulce/cerezo común, ciruelo/híbrido de almendro x durazno; con Moreno et al., (1994), en
la combinación durazno/ciruelo Mirobolán; con Moreno et al., (1993), al combinar ciruelo/
almendro x durazno; con Moreno et al., (1994) y Errea et al., (1994c), que injertan
chabacano/ciruelo; con Ermel et al., (1999) y Errea et al., (2001), que trabajan con
chabacano/ciruelo in vitro; y con Wood (1997) y Gulen et al., (2002), que investigan la
combinación pera/membrillo.
Igualmente se coincide con otros investigadores en perennifolios, como Ponce
(1979) que detecta incompatibilidad entre Annona sp./Rollinia jimenenezii, Annona sp./A.
lutescens, Annona sp./A. diversifolia y Annona sp./A. cherimola. De la misma manera con
106
Vidal et al., (1999) quienes encuentran incompatibilidad entre Annona muricata/A.
purpurea, A.spinosa y A. squamosa.
Contrariamente, este fenómeno no ocurre con los homoinjertos de A. sapota que
tienen porcentajes de éxito cercanos al 100%, según trabajos que realizan Barreto et al.,
(1995) que prueban diferentes alturas de injerto y González et al., (1999) que prueban
cinco tipos de injerto.
Las futuras investigaciones sobre incompatibilidad en sapotáceas, deberían
considerar, el incrementar el número de repeticiones o unidades experimentales vareta-
portainjerto, asimismo aumentar los muestreos en ambos componentes del injerto y hacerlo
diariamente durante 15 días. Estos muestreos serían dirigidos a la zona del injerto del
portainjerto y la vareta, y a la zona superior e inferior del injerto.
VI CONCLUSIONES
Bajo las condiciones en que se realizó el experimento, y con los resultados
obtenidos, se afirma que la concentración de catequinas está asociada a la incompatibilidad
en los homoinjertos de mamey (C. sapota) en la etapa fenológica de refoliación de la planta
donadora y de los heteroinjertos de mamey (C. sapota) injertados sobre chicozapote (A.
sapota) en las dos etapas fenológicas de defoliación y refoliación de la planta donadora.
Con estas consideraciones, se acepta la hipótesis planteada, de que la acumulación
de catequina y epicatequina es responsable de la incompatibilidad en los homoinjertos de
C. sapota y en los heteroinjertos de C. sapota/A. sapota.
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