Practica N° 01

OBSERVACIONES EN FRESCO Y COLORACIONES

METODOLOGIA1. Esterilizamos la lámina portaobjetos (por flameo en el mechero).2. Colocamos dos o tres gotas de la muestra bacteriológica (BACILLUS

LICHENIFORMIS).3. Cubrimos con una laminilla evitando derramar la muestra.4. Llevamos el preparado al microscopio y colocamos la lámina en el centro de la

platina, sujetándola con la pinza. 5. Abrimos completamente el diafragma.6. Colocamos el objetivo de 40 X en posición de observación.7. Accionamos el tornillo macrometrico hasta lograr ver la imagen en el campo

microscópico; luego accionamos el micrométrico hasta lograr una imagen nítida.

8. Finalmente dibujamos lo observado y, describimos el comportamiento y las características que presentó el microorganismo

RESULTADOS

Fig.1: vista microscópica de preparado en fresco de la bacteria “BACILLUS LICHENIFORMIS”

COLORACIONES

COLORACIÓN SIMPLE

METODOLOGÍA

1. Tomamos una lámina portaobjetos.2. Añadimos a la lámina portaobjetos unas dos gotas de solución salina.3. Esterilizamos el asa bacteriológica para tomar la muestra.4. Tomamos la muestra con el asa bacteriológica para tomar la muestra

bacteriológica Bacillus lichenifomis.5. Diluimos la muestra bacteriológica Bacillus lichenifomis en la solución

salina que contiene la lámina portaobjetos.6. Secamos y fijamos la muestra bacteriológica en el mechero de alcohol.7. Teñimos la muestra fijada con el colorante azul de metileno.8. Secamos la muestra durante dos minutos.9. Lavamos la muestra con agua destilada después de un minuto de la

tinción.10. Añadimos una gota de aceite de inmersión (aceite de cedro) a la

muestra una vez secada contenida en la lámina portaobjetos.11. Llevar la muestra al microscopio12. Observamos la muestra contenida en la lámina portaobjetos.

13. Apuntamos los resultados de la observación del proceso de tinción simple.

RESULTADOS

FIGURA N°02: Observación microscópica de la bacteria BACILLUS LICHENIFOMIS en coloración simple

COLORACIÓN COMPUESTA

METODOLOGÍA

a) Limpiamos la lámina portaobjetos con gasas y encender el mechero.

b) Colocar una gota de solución salina sobre la lámina portaobjetos y luego esterilizamos

el asa bacteriológica hasta que tomó un color rojo vivo.

c)   Una vez que se esterilizó el asa bacteriológica procedimos a extraer una pequeña

muestra bacteriológica BACILLUS LICHENIFORMIS.

d) Fijar la muestra al calor flameándola en el mechero, cuidando no quemar la muestra.

e) Colocar el portaobjetos sobre un soporte.

f) Añadimos de tres a cuatro gotas de VIOLETA DE GENCIANA (usando un gotero o una

piseta) cubriendo la muestra esperando que transcurra un minuto.

g) Posteriormente proseguimos a escurrirlo y lavarlo con agua corriente (agua de caño).

h) Luego añadimos LUGOL cubriendo la muestra por un minuto.

i) Nuevamente escurrimos y lavamos con agua corriente (agua de caño).

j) Luego cubrimos la muestra con ALCOHOL DE ACETONA (de tres a cuatro gotas

aproximadamente) para decolorarla por un tiempo de 15 a 30 segundos y la reacción

debe ser detenida con el lavado con agua corriente. Escurrimos y lavamos.

k) Luego agregamos una tinción de contraste, para teñir las bacterias que pierden el

cristal de violeta. Para esto agregamos dos gotas de SAFRANINA cubriendo la

muestra por un intervalo de tiempo de uno o dos minutos. Escurrimos y lavamos.

l) Dejar secar la muestra (aproximadamente 1 ó 2 minutos).

m) Agregar una gota de aceite de inmersión (ACEITE DE CEDRO).

n) Finalmente lo llevamos a observar en el microscopio a 100x. Y apuntamos lo

observado.

RESULTADOS

FIGURA N°03: Observación microscópica de la bacteria BACILLUS LICHENIFOMIS en coloración compuesta

MEDIOS DE CULTIVO

CALDO NUTRITIVO

METODOLOGÍA

a) Pesamos los ingredientes:

1. Peptona: 0.5007 g

2. NaCl: 0.2501 g

3. Extracto de levadura = 0.15 g

b) Mezclamos todos los ingredientes

c) Añadimos Agua Destilada para disolver la mezcla

d) Luego calentamos en la cocina hasta que la mezcla quede diluida

e) Aforamos al volumen final ( volumen total es de 50 mL)

f) Dejamos enfriar y ajustar el pH a 7.2

g) Esterilizamos en autoclave a 121°C por un tiempo de 15 a 30 minutos y a

una atmósfera de presión.

RESULTADOS

Figura N° 01: caldo nutritivo

METABOLISMO BACTERIANO

1. Prueba : HIDRÓLISIS DE ALMIDON METODOLOGÍA

PROCEDIMIENTO

a) Sembramos un cultivo en una placa Petri, en donde la especie

bacteriana será BACILLUS, y lo sembramos en un medio de AGAR

ALMIDÓN (AA).

b) Este medio de cultivo se colocó a una temperatura de 37°C por 24

horas.

c) Luego añadimos una cantidad suficiente de solución yodada de lugol

al medio de cultivo sin tener contacto el BACILLUS directamente, es

decir la solución debe ser añadida al contorno de la especie

bacteriana.

d) Luego esperamos unos segundos para ver cómo actúa la solución

yodada en este medio de cultivo.

e) Finalmente apuntamos lo observado.

RESULTADOS

FIGURA N° 01: resultado de la prueba de hidrolisis de almidón.

2. Prueba : DIFERENCIACION DE PSEUDOMONAS METODOLOGÍA

PROCEDIMIENTO

a) Tenemos 2 tubos de ensayo, en donde cada uno es una muestra diferente, las cuales, estuvieron en AGAR DESOXICOLATO.

b) Observamos cómo reaccionan cada una de ellas.c) Finalmente apuntamos la reacción tanto del tubo de ensayo

donde había presencia de SALMONELLA y en el otro tubo de ensayo donde había presencia de ESCHERICHIA COLI.

3. Prueba : SIEMBRA EN PUNTURA METODOLOGÍA

PROCEDIMIENTO

a) Para esta prueba trabajamos con dos tipos de muestras diferentes. Una de

ellas es SALMONELLA y la otra es ESCHERICHIA COLI.

b) Estas muestras fueron colocadas en un medio de cultivo de AGAR TRIPLE

AZUCAR HIERRO (TSI).

c) Con un asa bacteriológica (en punta) coger una cantidad significativa del medio

de cultivo.

d) Introducir la punta hasta el fondo del tubo.

e) Luego se retira el asa, se estría el pico con un movimiento en forma de zigzag,

de un lado al otro.

f) Incubar a una temperatura de 35-37°C por 24 horas

g) Luego esperamos a ver los cambios que ocurrieron en las dos muestras.

h) Finalmente apuntamos lo observado.

4. Prueba : CALDO GLUCOSADO metodologia

a) Colocamos glucosa en un tubo de ensayo.

b) Luego colocamos la campana de Durham dentro del tubo de ensayo para la

obtención del Dióxido De Carbono

c) Luego observar si hay presencia de Dióxido De Carbono en el tubo de ensayo.

d) Finalmente, apuntamos lo observado.