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Reproducción clínica de caninos y felinosRESPUESTAS BASADAS EN EVIDENCIA
Sección I
Técnicas caninas
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1¿Cuál es la técnica para la recolección de muestras citológicas vaginales?
AnatomíaLos labios vulvares cubren la fosa ventral del clítoris y el vestíbulo dorsal. El vestíbulo se orienta dorsalmente y se extiende desde la vulva hasta el orificio uretral. La vagina se encuentra craneal al orificio uretral.
Consideraciones previas al procedimientoLa vagina no es estéril. Se utiliza un aplicador con punta de algodón, no estéril, humedecido con solución salina o agua corriente. Algunos describen el uso de un espéculo para dirigir la colocación del hisopo, pero la autora ha observado que esto irrita a la perra y es engorroso para el operador, por lo que no recomienda su uso.
ProcedimientoIntroduzca el hisopo humedecido en el punto más dorsal de la hendidura vulvar y oriéntelo hacia arriba en un ángulo de 45°, haciéndolo girar entre los dedos de ser necesario para avanzar más allá de la papila uretral (fig. 1-1). Haga rodar el hisopo contra la superficie vaginal y retírelo en un movimiento. Luego hágalo rodar varias veces sobre un portaobjetos de vidrio limpio (fig. 1-2). Aplique sobre éste una tinción triple o azul de metileno nuevo.
Cuidados posteriores y complicacionesEn ocasiones, el algodón se sale de la vara del aplicador, pero se lo puede retirar fácilmente en forma digital. Ni el sitio exacto de la vagina de donde se retire la muestra ni el método de tinción alteran los resultados.
Figura 1-1. Introducción del hisopo humedecido en la comisura dorsal de la vulva para la recolección de una muestra citológica vaginal.
6 ¿Cuál es la técnica para la recolección de muestras citológicas vaginales?
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Bibliografía complementariaHiemstra M, Shaefers-Okkens AC, Teske E, et al, 2001. The reliability of vaginal cytology in determining the optimal mating time
in the bitch. Tijdschr Diergeneeskd 126:685-689.Root Kustritz MV. 2006. Collection of tissue and culture samples from the canine reproductive tract. Theriogenology 66:567-574.
Figura 1-2. Se hace rodar el hisopo sobre un portaobjetos de vidrio antes de la tinción.
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2¿Cómo interpreto la citología vaginal?
AnatomíaNo corresponde.
Consideraciones previas al procedimientoNo corresponde.
ProcedimientoManejo reproductivoLas células epiteliales cuboides saludables que recubren la vagina en todo momento se califican como no cornificadas e incluyen las células parabasales e intermedias (fig. 2-1). Bajo la influencia del estrógeno, estás células son estimuladas para dividirse. A medida que se dividen y se engrosa el recubrimiento vaginal, las células más cercanas al lumen se tornan no viables y pierden la apariencia característica de una monocapa celular saludable. Las células deformes y en grupos se califican como cornificadas. Los tipos específicos de células son las superficiales y las escamosas anucleadas (fig. 2-2).
Durante el proestro, la población celular cambia de completamente no cornificada, a principios de este ciclo a completamente cornificadas a finales de él. Puede haber glóbulos rojos (GR) en todo este período. Hay células polimorfonucleares (PMN) a comienzos del proestro, pero son menos evidentes a medida que el epitelio se engrosa a finales de esta fase (fig. 2-3, 2-4 y 2-5).
El estro también se denomina celo constante. Durante esta etapa, el epitelio está en su máximo espesor, con una capa prominente de células queratinizadas sobre la superficie luminal. El estro se define citológicamente al 100% por células cornificadas, y más del 50% de ellas son células escamosas anucleadas. No hay PMN, y puede haber GR y bacterias comúnmente evidentes (fig. 2-6).
Al comienzo del diestro, se pierden abruptamente las células cornificadas. La citología es no cornificada y puede haber muchas PMN en los primeros dos días (fig. 2-7). El anestro se caracteriza por la presencia de pocas células, todas no cornificadas. En ocasiones, pueden verse algunas PMN saludables (fig. 2-8).
Diagnóstico de enfermedadLas perras esterilizadas, y las que no están en proestro o estro tienen células epiteliales vaginales no cornificadas. La presencia de células cornificadas en cualquier otra época sugiere la influencia de estrógeno. Los posibles trastornos asociados con citología anormalmente cornificada son síndrome de ovario remanente, enfermedad quística ovárica, tumor ovárico, o ingestión o absorción de estrógeno, generalmente de una fuente farmacéutica humana.
La secreción vulvar puede ser serosa, serosanguinolenta, hemorrágica, mucoide, mucopurulenta o purulenta. Puede haber una secreción normal al momento del parto y no se describe como un componente común de ningún trastorno en los caninos. Una secreción serosanguinolenta es normal durante el proestro y el estro (véase el cap. 20), y el posparto, y puede ser evidencia de una secreción anormal de estrógeno en perras con síndrome de ovario remanente, enfermedad quística ovárica o neoplasia ovárica. La secreción hemorrágica nunca es normal y se asocia, por lo general, con subinvolución de los sitios placentarios (véase el cap. 41), neoplasia del tracto reproductivo o coagulopatía. Puede haber una secreción mucoide en los primeros días del diestro, mientras desaparecen las células cornificadas. Una secreción entre mucoide y purulenta, por lo general, evidencia inflamación de la vagina (véase el cap. 43) o piómetra (véase el cap. 47).
Cuidados posteriores y complicacionesNo corresponde.
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8 ¿Cómo interpreto la citología vaginal?
Figura 2-1. Células epiteliales vaginales no cornificadas, parabasales (pequeñas) e intermedias (grandes).
Figura 2-2. Células epiteliales vaginales cornificadas, superficiales y escamosas anucleadas.
Figura 2-3. Citología vaginal de principios del proestro. Pueden observarse las células polimorfonucleares.
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Figura 2-4. Citología vaginal de mediados del proestro.
Figura 2-5. Citología vaginal de finales del proestro.
Figura 2-6. Citología vaginal del estro. Todas las células están cornificadas y más del 50% son células escamosas anucleadas. Pueden observarse las bacterias.
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10 ¿Cómo interpreto la citología vaginal?
Figura 2-7. Citología vaginal de principios del diestro. Se puede observar la presencia de células epiteliales vaginales no cornificadas y polimorfonucleares (PMN). También pueden observarse células de diestro o metaestro (células epiteliales que envuelven una PMN, punta de flecha) y la célula espumosa (célula epitelial llena con vacuolas de grasa, flecha).
Figura 2-8. Citología vaginal de anestro.
Bibliografía complementariaHolst PA, Phemister RD. 1974. Onset of diestrus in the beagle bitch: Definition and significance. Am J Vet Res 35:401-406.Johnston SD, Root Kustritz MV, Olson PN. 2001. Canine and Feline Theriogenology. Philadelphia: WB Saunders Co., pp.
225-242.Rehm S, Stanislaus DJ, Williams AM, 2007. Estrous cycle-dependent histology and review of sex steroid receptor expression in dog
reproductive tissues and mammary gland and associated hormonal levels. Birth Defects Res (Part B) 80:233-245.Root Kustritz MV. 2008. Theriogenology question of the month: Diestrual vulvar discharge in a bitch. J Am Vet Med Assoc
232:841-843.
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3¿Qué equipo necesito para realizar una vaginoscopia y cómo interpreto lo que veo?
AnatomíaLos labios vulvares cubren la fosa clitorídea ventral y el vestíbulo dorsal. El vestíbulo está orientado dorsalmente y se extiende desde la vulva hasta el orificio uretral. Craneal éste se encuentra la vagina. Los dos tercios craneales de la vagina están estrechados en diámetro por la presencia de un pliegue de tejido que cuelga del techo de la vagina: el pliegue poscervical mediano dorsal. El extremo craneal de la vagina es un fórnix sin salida. La abertura cervical externa es un rosetón de tejido que cuelga del techo de la vagina exactamente caudal al fórnix.
Consideraciones previas al procedimientoLa vaginoscopia puede realizarse usando un instrumento pequeño con iluminación directa, como un vaginoscopio de mano (fig. 3-1), o un endoscopio largo, rígido, de fibra óptica (fig. 3-2). Puede observarse que el cono del vaginoscopio de mano no es significativamente diferente, ni en longitud ni en diámetro, del cono más largo del otoscopio, que puede utilizarse con igual éxito. El endoscopio requerido debe ser de diámetro muy estrecho; por lo general, se utilizan citoscopios que pueden introducirse por la uretra.
Las perras en estro toleran bien la vaginoscopia. La mayoría del resto de las perras, incluidas las esterilizadas, no toleran bien el procedimiento. Al usar un vaginoscopio de mano, ellas parecen resentirse mayormente por la introducción del cono. Una vez introducido éste, el animal puede tolerar su uso. Por eso, los veterinarios que utilizan este equipo pueden intentar la técnica con los animales de pie, sin sedarlos. El vaginoscopio de mano puede usarse para la evaluación del vestíbulo, la papila uretral y la vagina caudal.
En perras reacias, el endoscopio largo y rígido no debería usarse por su falta de flexibilidad y longitud. Debería sedarse a las perras antes de realizar una vaginoscopia con endoscopio. Coloque al animal en decúbito dorsal para quitar del medio la cola y posibilitar la sujeción de sus miembros posteriores, de ser necesario.
ProcedimientoPara realizar una vaginoscopia con vaginoscopio de mano, adjunte un cono de tamaño apropiado según la perra, o el cono de otoscopio más grande. Lubríquelo con lubricante soluble en agua e insértelo en la comisura dorsal de la vulva, haciéndolo avanzar en sentido dorsocraneal. Para evaluar la vagina, mueva el instrumento con suavidad para analizar el color y la elasticidad de los pliegues vaginales y observar masas, anormalidades anatómicas, secreción, lesiones o cuerpos extraños.
Para una vaginoscopia con un endoscopio largo y rígido, inserte el instrumento como se describió anteriormente. La visualización será más fácil, si el endoscopio se adjunta a una cámara y un monitor; esto puede permitir también capturar las imágenes para el registro médico. Se puede instilar solución salina estéril calentada a través del puerto de irrigación del endoscopio para asegurarse la dilatación de la cavidad vaginal.
La mucosa vaginal normal tiene el color rosado saludable de las membranas mucosas orales (fig. 3-3), y la inflamada varía de un rosado oscuro a rojo (fig. 3-4). Los folículos linfoides son indicadores inespecíficos de inflamación (fig. 3-5). Otros elementos que pueden observarse son secreción, acumulación de orina, masas o cuerpos extraños y anormalidades anatómicas como tabiques o estenosis (fig. 3-6).
Cuidados posteriores y complicacionesEl líquido se drenará de la vagina por gravedad luego del procedimiento. Según los hallazgos y lo concerniente a la introducción de bacterias, podría considerarse una terapia empírica con un antibiótico de amplio espectro.
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12 ¿Qué equipo necesito para realizar una vaginoscopia y cómo interpreto lo que veo?
Figura 3-1. Vaginoscopio con estilete dentro del cono, otoscopio y cono (fotografía gentileza de Marie Kustritz).
Figura 3-2. Cistoscopio.
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Figura 3-3. Mucosa vaginal normal.
Figura 3-4. Mucosa vaginal eritematosa.
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14 ¿Qué equipo necesito para realizar una vaginoscopia y cómo interpreto lo que veo?
Bibliografía complementariaLulich JP, 2006 Endoscopic vaginoscopy in the dog. Theriogenology 66:588-591.
Figura 3-6. Tabique vaginal (reimpreso con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Management. St. Louis, MO: Elsevier).
Figura 3-5. Folículos linfoides sobre la mucosa vaginal (fotografía gentileza del Dr. Jody Lulich).
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4¿Cuál es la técnica para realizar una vaginografía?
AnatomíaLos labios vulvares cubren la fosa clitorídea ventral y el vestíbulo dorsal. El vestíbulo está orientado dorsalmente y se extiende desde la vulva hasta el orificio uretral. La vagina se encuentra craneal al orificio uretral. Los dos tercios craneales de la vagina están estrechados en diámetro por la presencia de un pliegue de tejido que cuelga del techo de la vagina: el pliegue poscervical mediano dorsal. El extremo craneal de la vagina es un fórnix sin salida. La abertura cervical externa es un rosetón de tejido que cuelga del techo de la vagina exactamente caudal al fórnix.
Consideraciones previas al procedimientoLa vaginografía requiere sedación fuerte o anestesia general. Coloque al animal en decúbito lateral.
ProcedimientoDiluya medio de contraste yodado (yotalamato de meglumina al 60%) en un volumen igual de solución lactatada de Ringer: debería prepararse un volumen total de 1 a 5 ml/kg. Llene el lumen de un catéter con punta de balón con medio de contraste para prevenir la introducción de burbujas de aire en la vagina. Introduzca el catéter en el vestíbulo e infle el balón de manera que quede exactamente caudal a la papila uretral. Instile medio de contraste en la vagina hasta que se sienta presión posterior en la jeringa. Obtenga radiografías laterales y ventrodorsales.
La vagina normal tiene forma de botella, y el cuello uterino, en forma de cuchara, está visible cranealmente. Un ligero estrechamiento, el cíngulo, se encuentra exactamente craneal a la papila uretral (fig. 4-1). Las anomalías vaginales serán visibles como defectos de llenado (fig. 4-2). Durante el proestro y el estro, y el posparto, el cuello del útero puede estar abierto, permitiendo que el medio de contraste se mueva dentro de los cuernos uterinos.
Cuidados posteriores y complicacionesEl líquido drenará de la vagina por gravedad. En las perras en las que el contraste se mueve dentro del útero, no están definidos el efecto del medio de contraste sobre en el endometrio y los posibles efectos sobre la fertilización futura.
Figura 4-1. Vaginograma normal, vista radiográfica lateral. Puede observarse el cíngulo, el estrechamiento normal exactamente craneal a la papila uretral (estrella).
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16 ¿Cuál es la técnica para realizar una vaginografía?
Bibliografía complementariaJohnston SD, Root Kustritz MV, Olson PN, 2001. Canine and Feline Theriogenology. Philadelphia WB Saunders Co., pp. 225-242.
Figura 4-2. Vaginograma que demuestra la estenosis circunferencial exactamente craneal a la papila uretral. La estrella gris señala el estrechamiento y, la blanca, marca el cuello uterino en forma de cuchara.
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5¿Qué técnicas hay disponibles para realizar un diagnóstico de preñez y cuándo conviene usarlas?
AnatomíaEl cuerpo uterino es el único órgano entre el colon y la vejiga urinaria en el abdomen caudal. Los cuernos uterinos son sinuosos y están ubicados entre los intestinos delgados.
Consideraciones previas al procedimientoLa etapa en la que puede diagnosticarse la preñez varía según la técnica que se utiliza. Existen pocas razones para ver a perras potencialmente preñadas fuera de esta ventana y, en realidad, el examen puede exponerlas a enfermedad o dañar potencialmente, de alguna manera, su gestación.
ProcedimientoEn la tabla 5-1 se indican las pruebas valiosas para el diagnóstico de preñez en perras y el mejor momento para usarlas. No hay pruebas de preñez temprana para caninos. Las que existen para personas no funcionan con las perras porque estudian una hormona producida sólo por los seres humanos: la gonadotropina coriónica humana.
Cuidados posteriores y complicacionesNo se informan perjuicios a la madre o los cachorros con ninguna de las técnicas de diagnóstico, si se las realiza en el momento correcto con habilidad y un equipo bien mantenido.
Bibliografía complementariaAissi A, Slimani C. 2008. Time of initial detection of fetal structures and anatomic differentiation by using B-mode ultrasound
examination in bitches. Pak J Biol Sci 11:1750-1753.Kim B-S, Son C-H. 2007. Time of initial detection of fetal and extra-fetal structures by ultrasonographic examination in Miniature
Schnauzer bitches. J Vet Sci 8:289-293.Lenard ZM. Hopper BJ, Lester NV, et al. 2007. Accuracy of prediction of canine litter size and gestational age with ultrasound. Aust
Vet J 85:222-225.Purswell BJ, Parker NA, Hess M, et al. 2000. Managing pregnant and whelping dogs. Vet Med 95:793-800.Root Kustritz MV. 2005. Pregnancy diagnosis and abnormalities of pregnancy in the dog. Theriogenology 64:755-765.Ulutas PA, Musal B, Kiral F, et al. 2008. Acute phase protein levels in pregnancy and oestrus cycle in bitches. Res Vet Sci doi:10.1016/j.
rvsc. 2008.09.001.
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18 ¿Qué técnicas hay disponibles para realizar un diagnóstico de preñez y cuándo conviene usarlas?
Tabla 5-1. Técnicas de diagnóstico de preñez para la perra
Técnica Momento en que es mejor usarla
Comentarios ¿Tamaño de la camada?
¿Viabilidad?
Palpación abdominal
28 a 35 días de gestación
Antes de los 28 días, las vesículas amnióticas son difíciles de palpar, y después de los 35 días, se agrandan y se vuelven confluentes, lo que las hace nuevamente difíciles de palpar como entidades individuales. Debería tomarse la precaución de no apretar las vesículas amnióticas sino más bien de dejarlas moverse haciendo “crestas” entre los dedos; la palpación vigorosa puede lesionar los fetos. Es difícil la palpación en perras obesas y tensas.
La palpación es un mal indicador del tamaño de la camada.
No puede usarse la palpación para evaluar la viabilidad de los cachorros. A término, puede ser visible o palpable el movimiento de los cachorros pero la falta de movimiento no se asocia invariablemente con la muerte de éstos.
Ecografía trans-abdominal
Pasados los 24 días de gestación
A los 24 a 30 días, las vesículas amnióticas son visibles como bolas negras con una masa de tejido en forma de coma dentro de ellas (fig. 5-1). Después de los 23 a 30 días, pueden verse corazones que laten. El ritmo cardíaco fetal debería ser sistemáticamente mayor que 200 latidos por minuto (lpm). Pasados los 32 a 36 días, se puede ver movimiento. La mineralización del esqueleto se puede visualizar luego de los 35 días.
La ecografía es un mal indicador del tamaño de la camada a menos que ésta sea muy pequeña, los cachorros estén espaciados con amplitud en el abdomen, y la evaluación se realice antes de los 41 días desde la ovulación. En un estudio se pudo predecir con exactitud el tamaño de la camada sólo en el 65% de los casos.
La ecografía es el mejor indicador de viabilidad. Después de la evaluación del movimiento, puede evaluarse el ritmo cardíaco. Un ritmo de 150 a 170 lpm indica estrés fetal.
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Técnica Momento en que es mejor usarla
Comentarios ¿Tamaño de la camada?
¿Viabilidad?
Radiografías abdominales
Pasados los 42 a 45 días de la gestación
Puede encontrarse mineralización de los fetos. Las radiografías son más útiles bastante al final de la gestación, cuando no sólo se puede diagnosticar la preñez, sino también el tamaño de la camada y de cada cachorro en particular, y dilucidar alguna noción de la viabilidad (fig. 5-2).
La radiografía es el mejor indicador del tamaño de la camada. Se producen más errores en la cuenta de las camadas muy grandes (nueve o más cachorros).
Si los cachorros están muertos desde por lo menos 1 día antes, pueden ser visibles en las radiografías, incluido el gas dentro y alrededor de ellos, y el desmoronamiento del cráneo o el esqueleto axial.
Estudio con relaxina
Pasados los 28 días de la gestación
La relaxina se secreta en el diestro en un grado mucho mayor en perras preñadas que en las que no lo están. Puede observarse un resultado positivo ya a los 21 días después de la reproducción, pero todos los negativos deben volver a verificarse no antes de los 7 días posteriores. La relaxina permanece positiva durante un tiempo variable después de la pérdida de la preñez.
No hay correlación entre el tamaño de la camada y el resultado del estudio con relaxina.
No hay correlación entre la viabilidad y el resultado del estudio con relaxina.
Tabla 5-1. Continuación
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20 ¿Qué técnicas hay disponibles para realizar un diagnóstico de preñez y cuándo conviene usarlas?
Tabla 5-1. Continuación
Técnica Momento en que es mejor usarla
Comentarios ¿Tamaño de la camada?
¿Viabilidad?
Proteínas de fase aguda
Pasados los 28 días de gestación
Las proteínas de fase aguda se secretan en cantidades crecientes en presencia de una inflamación fisiológica, tal como la preñez y la placentación, o una patología, como la enfermedad uterina. Una concentración de fibrinógeno de más de 280 a 300 mg/dl es indicativa de preñez, pero como la piómetra se produce en la misma etapa del ciclo de estro que la preñez, la medición de fibrinógeno no diferencia estas condiciones. En muchos estudios se informan resultados en g/dl, lo que dificulta la interpretación de los resultados.
No hay correlación entre el tamaño de la camada y los resultados del estudio con fibrinógeno.
No hay correlación entre los resultados del estudio con fibrinógeno y la viabilidad fetal.
Figura 5-1. Ecografía de una perra a mediados de la gestación. Se puede observar la vesícula amniótica llena de líquido que contiene un embrión ecoico.
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Figura 5-2. Radiografía de una perra a finales de la gestación. Son visibles nueve cachorros.
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6¿Cuál es la técnica para la recolección de semen de perros?
AnatomíaEl pene canino se encuentra dentro del prepucio. Está formado por el glande distal, una parte anterior larga (pars longa glandis), que contiene el hueso peneano y el bulbo del glande, que se triplica en tamaño cuando el pene se pone erecto. La próstata rodea la uretra en el cuello de la vejiga urinaria y es el único órgano sexual accesorio en los perros que proporciona la mayor parte de la porción líquida de la eyaculación.
Consideraciones previas al procedimientoEl semen puede recolectarse en cualquier recipiente limpio. El golpe de frío no es un problema tan importante en los perros como lo es en otras especies. Muchos operadores prefieren el uso de algún tipo de manga de recolección o vagina artificial, hecha de látex o polipropileno, con un tubo de centrífuga en el extremo como el vaso de recolección real (fig. 6-1). También se pueden encontrar conos de recolección de polipropileno, estériles y desechables (véase Recursos). Esta disposición imita mejor la reproducción natural, ya que brinda presión en forma de circunferencia sobre el pene, como sucedería durante la penetración; permite al operador rodear en forma ajustada el eje del pene entre el bulbo del glande y la pared del cuerpo con los dedos, imitando la traba copulatoria o unión, e impide la pérdida o contaminación de la muestra.
La recolección de semen debería intentarse en un área relativamente tranquila con una superficie antideslizante. El uso sistemático de una habitación o un tapete funciona como ayuda de entrenamiento, si el procedimiento se realizará más de una vez. La presencia de una perra provocadora, especialmente si está en estro, se asocia con la eyaculación de semen de mejor calidad. En el capítulo 56 se comentan las causas de la poca libido y la mala calidad de semen.
ProcedimientoSi hay una perra en celo presente, se la debería contener de tal manera que los miembros posteriores queden sobre el tapete y, de ser necesario se le debería colocar un bozal, para asegurarse de que no ponga en peligro al perro. Se le presenta al macho y se permite que éste lama su vulva y la monte, si elige hacerlo. Masajee la zona del bulbo del glande a través del prepucio, con brío y entusiasmo. Tan pronto como comience la erección, use la mano que sostiene el prepucio para imprimir presión a la parte caudal del bublo del glande y presione y relaje secuencialmente el pene fuera del prepucio mientras usa la mano que sostiene el cono recolector para empujar la piel del prepucio proximal al bulbo del glande que se hincha. El objetivo es asegurarse de que el pene no se pone erecto dentro del prepucio; esto es doloroso para algunos perros. Rodee el eje del pene en forma apretada a través del cono recolector exactamente proximal al bulbo del glande. No se lo puede restringir lo suficiente con la mano como para detener la eyaculación.
El perro eyacula tres fracciones. La primera se produce mientras el perro empuja con vigor. Esta fracción es de un volumen bastante pequeño y transparente; es de origen prostático. La segunda fracción puede eyacularse mientras el perro está empujando o justo después de terminar sus vigorosos movimientos. Muchos perros intentan levantar una pata para formar la unión después de la acometida. El operador debería tomar la pata y mover el pene en un plano horizontal hasta dirigirlo caudalmente (fig. 6-2). Esta segunda fracción es la que es rica en esperma, y es blanca. La tercera fracción es de origen prostático y se segrega en pulsos, que palpará la mano que sostiene el cono colector. Son evidentes las contracciones anales simultáneas. Una vez que se produce la tercera fracción, no se recogerá más líquido rico en esperma.
Cuidados posteriores y complicacionesAlgunos perros inexpertos exhibirán sangrado de pequeños vasos en la superficie del pene con la erección completa. Eso no es peligroso para el animal y, por lo general, no es un problema persistente. Algunos perros tendrán una erección
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24 ¿Cuál es la técnica para la recolección de semen de perros?
Figura 6-1. Cono de recolección de caucho para recoger semen canino (reimpreso con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Management. St. Louis, MO: Elsevier).
Figura 6-2. Direccionamiento caudal del pene erecto para estimular la traba copulatoria o unión (reimpreso con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Management. St. Louis, MO: Elsevier).
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persistente con secreción prolongada de líquido prostático. Los modos de fomentar la detumescencia del pene incluyen: apartar al perro de la perra en celo y el área de recolección, aplicar en el pene suaves compresas de paños fríos o brindarle al animal una hidroterapia fría en una tina, o alimentarlo. Asegúrese de que se ha producido la detumescencia completa y de que la punta del pene no sobresale antes de devolver al perro a su perrera.
Bibliografía complementariaKutzler MA, 2005. Semen collection in the dog. Theriogenology 64:747-754.
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7¿Cuál es la técnica para la evaluación de semen de perros?
AnatomíaNo corresponde.
Consideraciones previas al procedimientoEl golpe de frío no es un problema en los perros como lo es en otras especies. Los equipos y las muestras pueden conservarse a temperatura ambiente para su evaluación.
ProcedimientoColorEl color se evalúa en forma visual. El semen normal es blanco lechoso (fig. 7-1). Pueden observarse colores anormales tales como transparente (no hay espermatozoides en la eyaculación), amarillo (contaminación con orina), marrón (sangre antigua de enfermedad prostática), rojo (sangre de trauma peneano o enfermedad prostática) o verde (infección).
VolumenEl volumen varía según cuánto de la tercera fracción de la eyaculación, prostática, recogió el operador. El volumen no se correlaciona con la calidad. Registre el volumen recogido antes de retirar cualquier muestra para su evaluación: este valor será necesario más adelante para calcular la cantidad total de espermatozoides en la eyaculación.
MotilidadDebería evaluarse la motilidad apenas recolectado el semen. Coloque una gota de semen en un portaobjetos de vidrio. Puede usarse o no un cubreobjetos. Evalúe en forma subjetiva el porcentaje de espermatozoides que se mueven hacia adelante; lo normal es un 70% o más. Algunas personas también evalúan la velocidad del movimiento de los espermatozoides: no se han informado correlaciones entre la velocidad de la motilidad y la fertilidad del perro o con el uso de esa muestra en particular.
Concentración o cantidad totalPrepare una dilución de semen de 1:100 diluyendo 1 parte de éste (0,1 ml) con 9 partes de solución salina amortiguada con formaldehina (0,9 ml) para preparar una dilución de 1:10 y luego mezclar 1 parte de la dilución inicial con 9 partes de solución salina amortiguada con formaldehina. Esto también puede hacerse usando el sistema Unopette para recuento de glóbulos blancos (fig. 7-2). Utilice el dispositivo perforador adjunto para hacer una perforación en la parte superior del recipiente del diluyente. Retire el dispositivo perforador para dejar libre la pipeta. Llene la pipeta por acción capilar. Presione el recipiente con el diluyente e inserte la pipeta, dejando salir todo a la vez de manera que el semen sea succionado desde la pipeta y dentro del diluyente. Retire la pipeta y voltéela, para volver a asentar el cono y formar un dosificador.
Con cualquiera de las técnicas, los espermatozoides se cuentan usando un hemocitómetro. Coloque el cubreobjetos de vidrio sobre el área central del hemocitómetro. Dosifique el semen diluido de manera que la acción capilar lo haga trasladarse por el centro. Llene cada lado del hematocitómetro por separado. Déjelo asentarse durante unos 5 minutos después de llenarlo, para permitir que los espermatozoides se precipiten.
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28 ¿Cuál es la técnica para la evaluación de semen de perros?
La rejilla del hemocitómetro se compone de nueve cuadrados grandes. Si se usa el objetivo de 10X, uno de esos cuadrados llena el campo del microscopio. Cuente todos los espermatozoides visibles en uno de los cuadrados. Esto proporciona la concentración en millones por mililitro.
Se han estudiado otras técnicas para la evaluación de la cantidad de espermatozoides en la eyaculación, que consumen menos tiempo. Incluidos los sistemas asistidos por computadora, ninguna ha demostrado ser tan precisa como el método del hemocitómetro.
La concentración varía con la técnica de recolección de semen: si se recogió mucho líquido prostático, la muestra estará diluida con baja concentración de espermatozoides. Sin embargo, la cantidad total de espermatozoides en la muestra no varía con la técnica y es la cantidad valorada en la evaluación del semen. El volumen (mililitros por eyaculación) multiplicado por la concentración (espermatozoides por mililitro) rinde la cantidad total (espermatozoides por eyaculación). El valor normal depende del tamaño del perro y va desde los 300 millones a los 2000 millones.
MorfologíaLa morfología, o la forma, de los espermatozoides no se asocia en forma específica con la fertilidad de los perros como en otras especies. Sin embargo, es deseable un mayor porcentaje de espermatozoides morfológicamente normales ya que una mala morfología se suele asociar con mala motilidad y, se supone, con una capacidad disminuida de llegar a las trompas uterinas y fertilizar los óvulos. También se ha informado alguna correlación entre las anormalidades de la forma de la cabeza y el grado de desnaturalización del ADN dentro de la célula.
Coloque una gota de semen en el extremo de un portaobjetos de vidrio y frótela como para un frotis sanguíneo. Déjela secar al aire y tíñala con una tinción triple, dejándola en cada una de las tres soluciones (fijador, safranina y cristal violeta) durante 5 minutos. Enjuague y permita que se seque al aire antes de evaluarla en aceite de inmersión.
Figura 7-1. Semen de color normal. La medición del volumen puede leerse en forma directa de las marcas en el tubo de centrífuga (reimpreso con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Management. St. Louis, MO: Elsevier).
Técnicas caninas 29
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Otra técnica consiste en colocar una gota de semen en el extremo de un portaobjetos de vidrio y agregar una gota de tinción de eosina-nigrosina junto a ella. Con la ayuda de un portaobjetos de empuje, sacuda ambas gotas para que se mezclen y se forme un frotis espeso. Deje secar al aire y evalúe en aceite de inmersión.
La morfología puede dividirse en espermatozoides normales, los que tienen defectos primarios y los que tienen defectos secundarios (fig. 7-3). Los defectos primarios de producen durante la espermatogénesis e incluyen cualquier cosa duplicada, cualquier anormalidad de la forma de la cabeza, pequeñas gotas citoplasmáticas proximales y curvatura de la parte central. Los defectos secundarios se producen durante la preparación de las muestras o son una indicación de infección, e incluyen cabezas desprendidas, pequeñas gotas citoplasmáticas distales y colas curvadas. Lo normal es un 80% o más de espermatozoides morfológicamente normales. No se sabe cuán significativos son los defectos específicos primarios o secundarios en los perros, aunque una preponderancia de defectos primarios puede acarrear un pronóstico peor que una preponderancia de defectos secundarios, simplemente debido a que es menos probable que la causa subyacente sea fácil de tratar.
Pruebas variasOtras pruebas que pueden indicarse, sobre la base del cuadro clínico del animal y otros hallazgos en la evaluación del semen, son citología y cultivo. La naturaleza diluida del semen canino suele hacer que el examen de especímenes sin
Figura 7-2. Sistema Unopette y hemocitómetro para la determinación de la concentración de espermatozoides en el semen canino (reimpreso con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Management. St. Louis, MO: Elsevier).
Figura 7-3. Dos espermatozoides normales: uno tiene una pequeña gota citoplasmática primaria (defecto primario), y el otro tiene una pequeña gota citoplásmica distal (defecto secundario).
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procesar para citología sea muy poco útil. Centrifugue la muestra y examine el pellet para determinar si hay presencia de células inflamatorias, células epiteliales anormales, bacterias u otros tipos de células. La citología no se asocia bien con los resultados del cultivo: si se sospecha infección, el cultivo debería realizarse, incluso si la citología no es inflamatoria. Debido a que la recolección de semen no es un procedimiento estéril, los resultados del cultivo deben interpretarse reconociendo la presencia de flora normal. El desarrollo de cualquier organismo en particular a 105 bacterias/ml o más se considera significativo.
En medicina humana, se realizan en forma rutinaria pruebas de capacidad fertilizante de los espermatozoides que, por lo general, no se utilizan en medicina veterinaria. Una prueba simple que se podría utilizar para evaluar la integridad de la membrana plasmática del espermatozoide es la de hinchazón hipoosmótica, en la cual se colocan espermatozoides en un medio hipoosmótico. Si las membranas plasmáticas están intactas, lo que sugiere que los espermatozoides son normales y viables, el líquido dejará las células espermáticas y la cola se rizará. En un protocolo simple, se incluye la colocación de 10 µl de semen en 100 µl de una solución de sacarosa de 100 mM, y se evalúa la morfología de los espermatozoides después de 1 minuto.
Uso de sistemas automatizados de evaluación de semenEn muchos establecimientos donde se realizan numerosas evaluaciones de semen, especialmente los que lo congelan, se utilizan sistemas automatizados. Se los llama, por lo general, sistemas de análisis espermático asistido por computadora (CASA, por sus siglas en inglés). Los sistemas CASA deben estar calibrados especialmente para semen canino, que es más diluido que el de otras especies.
Cuidados posteriores y complicacionesNo corresponde.
Bibliografía complementariaChristensen P, Stryhn H, Hansen C. 2005. Discrepancies in the determination of sperm concentration usign Burker-Turk, Thoma and
Makler counting chambers. Theriogenology 63:992-1003.Nunez-Martinez I, Moran JM, Pena FJ. 2005. Do computer-assisted, morphometric-derived sperm characteristics reflect DNA status
in canine spermatozoa? Reprod Dom Anim 40:537-543.Pinto CRF, Kozink DM, 2008. Simplified hypo-osmotic swelling test (HOST) of fresh and frozen-thawed canine spermatozoa. Anim
Reprod Sci 104:450-455.Rijsselaere T, Van Soom A, Tanghe S, et al. 2005. New techniques for the assessment of canine semen quality: A review. Theriogenology
64:706-719.Root Kustritz MV. 2007. The value of canine semen evaluation for practitioners. Theriogenology 68:329-337.Root Kustritz MV, Johnston SD, Olson PN, et al. 2005. Relationship between inflamatory cytology of canine seminal fluid and
significant aerobic, anaerobic, or mycoplasma cultures of canine seminal fluid: 95 cases (1987-2000). Theriogenology 64:1333-1339.
Root Kustritz MV, Kilty C, Vollmer M. 2007. Spermatocrit as a measure of concentration of canine spermatozoa. Vet Rec 161:566-567.
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8¿Cuál es la técnica para realizar una ecografía testicular y cómo interpreto lo que veo?
AnatomíaEl tejido testicular se encuentra en un paquete apretado dentro de una cápsula firme, la túnica albugínea, encerrado dentro de las túnicas parietal y vaginal visceral, y la fascia espermática. Los testículos se hallan en posición oblicua en el escroto, con la cabeza del epidídimo adherida en forma apretada en el extremo craneal de los testículos, y la cola del epidídimo en el extremo caudal. El cordón espermático contiene el músculo cremáster, el conducto deferente y la arteria y las venas testiculares. Dentro del testículo, los túbulos seminíferos individuales desembocan en una red testicular fibrosa central.
Consideraciones previas al procedimientoLa mayoría de los perros toleran la ecografía testicular sin sedación. Ésta puede requerirse, si la manipulación de los testículos o el escroto es dolorosa. Incluso los animales con pelaje grueso suelen tener piel con mínima cantidad de pelo en el escroto. La piel allí es sensible y las elevaciones de la temperatura intraescrotal por dermatitis podrían asociarse con una disminución de la espermatogénesis o daño al tejido testicular. Por esas razones, el escroto no se rasura.
ProcedimientoAplique gel para ecografía. Puede usarse un transductor de 4 a 7 MHz para acceder al tejido testicular. La red testicular hiperecoica debería ser visible en el centro de cada testículo. El resto del parénquima testicular debería estar manchado de manera uniforme (fig. 8-1). Un operador experimentado podría identificar el epidídimo lleno de líquido. No debería haber líquido libre en el escroto.
Figura 8-1. Ecografía de un testículo canino normal.
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Cuidados posteriores y complicaciones
Las anormalidades identificadas pueden diagnosticarse a través de aspirado con aguja fina (véase el cap. 9) o histopatología después de la extracción de un espécimen para biopsia (véase el cap. 10) o el testículo entero. La ecografía testicular es un indicador más preciso del verdadero volumen del testículo que la medición externa del tamaño de éste con un par de calibradores.
Bibliografía complementaria
Gouletzou PG,.
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9¿Cuál es la técnica para realizar un aspirado con aguja fina o biopsia de la próstata?
AnatomíaLa próstata rodea la uretra en el cuello de la vejiga urinaria. Según el tamaño, puede encontrarse dentro de la pelvis o dentro de la cavidad abdominal. El parénquima prostático se divide en lóbulos separados por tejido conectivo y cercados dentro de una cápsula apretada.
Consideraciones previas al procedimientoEl aspirado con aguja fina puede realizarse por lo general en animales no sedados. Una biopsia requiere sedación ya que es un procedimiento más invasivo y doloroso. Se han informado técnicas ciegas en la bibliografía veterinaria pero son inferiores de manera inherente a las técnicas dirigidas por ecografía, que permiten la recolección de muestras de áreas de interés y minimizan los riesgos asociados con la perforación de áreas llenas de líquido de la glándula, incluida la uretra. Se describen solamente las técnicas dirigidas por ecografía.
ProcedimientoSede al animal de ser necesario y colóquelo en decúbito dorsal para la ecografía. Rasure el pelo de la ingle. Identifique la vejiga urinaria hipoecoica y busque la próstata caudal al cuerpo principal de la vejiga. La cápsula prostática apretada es hiperecoica. La uretra está visible en el centro de la próstata como un área hipoecoica redondeada o en forma de V. El parénquima prostático normal es ligeramente moteado y uniforme. En los capítulos 53 y 54 se describen anormalidades específicas.
Para un aspirado con aguja fina, prepare la piel como para cirugía. Cubra la sonda del ecógrafo con una manga estéril. Adjunte una aguja estéril, larga, calibre 22 a una jeringa estéril de 6 cc. Pase la aguja por el puerto en el costado del transductor o a lo largo de él, observándola pasar a través del parénquima hacia el área de interés. Ejerza presión negativa varias veces, para reposicionar la aguja según sea necesario. Libere la presión y retire la aguja. Expulse el contenido sobre un portaobjetos de vidrio para evaluación citológica o en un medio de transporte para cultivo. Un patólogo o un citólogo experto deberían evaluar la citología.
Para biopsia, prepare la piel como para cirugía. Cubra la sonda del ecógrafo con una manga estéril. Mientras la visualiza, introduzca dentro de la próstata un instrumento para biopsia con disparador. Dispare el instrumento y retire la muestra. Asegúrese de que la muestra parece adecuada para histopatología o cultivo antes de invertir la sedación. La histopatología debería evaluarla un patólogo.
Cuidados posteriores y complicacionesUna hematuria pasajera (no más de 4 días de duración) es una complicación informada en aspirado con aguja fina o biopsia de próstata. También puede producirse una hemospermia pasajera. En medicina humana se recomienda tratamiento con antibióticos profilácticos después de una biopsia prostática: esto puede ser de menos importancia en los perros debido a las variaciones en la técnica de biopsia entre las especies.
Bibliografía complementariaBootsma AMJ,
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10¿Cuál es la técnica para realizar un aspirado con aguja fina de testículos y cómo interpreto lo que veo?
AnatomíaEl tejido testicular se encuentra en un paquete apretado dentro de una cápsula firme, la túnica albugínea, encerrado dentro de las túnicas parietal y vaginal visceral y la fascia espermática. Los testículos se hallan en posición oblicua en el escroto, con la cabeza del epidídimo, adherida en forma apretada, en el extremo craneal de los testículos y la cola del epidídimo en el extremo caudal. El cordón espermático contiene el músculo cremáster, los conductos deferentes y la arteria testicular y venas.
Consideraciones previas al procedimientoUn perro con dolor extremo (p. ej., uno con orquitis o torsión del cordón espermático) puede no requerir sedación para que se le realice un aspirado con aguja fina de los testículos. Sin embargo, la mayoría de los perros son infinitamente sensibles a la manipulación de sus testículos y requieren sedación para este procedimiento. Limpie la piel del escroto para cualquier aspirado con aguja fina pero sin rasurarla.
ProcedimientoEl procedimiento puede realizarse con o sin la guía de una ecografía. Adjunte una aguja estéril calibre 20 a una jeringa estéril de 12 cc. o más. Introduzca la aguja en la línea media de los testículos, rediríjala, y ejerza presión negativa tres o cuatro veces. Libere la presión y retire la aguja. Expulse el contenido sobre un portaobjetos de vidrio. Asegúrese de que la muestra sea adecuada antes de invertir la sedación.
Esta técnica no permite la evaluación de la arquitectura testicular normal pero permite una evaluación macroscópica de la espermatogénesis (si hay espermatozoides maduros o no) y la evaluación de una infección (si hay células inflamatorias o no). Se informa que se observan fácilmente células de Sertoli y espermatozoides maduros pero que no se identifican células de Leydig (intersticiales). En perros con orquitis se ven células polimorfonucleares y bacterias, y en los que tienen neoplasia testicular se pueden ver células espermatozoicas atípicas y células de Sertoli. El portaobjetos debería ser evaluado por un patólogo o un citólogo experimentado.
Cuidados posteriores y complicacionesLas complicaciones que se informan son de corto plazo e incluyen hinchazón escrotal y eritema: estos síntomas deberían ceder en 3 días. No hay efectos evidentes a largo plazo sobre la libido o la calidad del semen en la gran mayoría de los perros.
Bibliografía complementaria
Dahbom M,
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11¿Cuál es la técnica para realizar una biopsia testicular?
AnatomíaEl tejido testicular se encuentra en un paquete apretado dentro de una cápsula firme, la túnica albugínea, encerrado dentro de las túnicas parietal y vaginal visceral y la fascia espermática. Los testículos se hallan en posición oblicua en el escroto, con la cabeza del epidídimo, adherida en forma apretada, en el extremo craneal de los testículos y la cola del epidídimo en el extremo caudal. El cordón espermático contiene el músculo cremáster, los conductos deferentes y la arteria testicular y venas.
Consideraciones previas al procedimientoLos tres tipos de células más prevalentes en los testículos caninos son las espermatogonias, o células germinales, que se dividen para formar los espermatozoides; las células de Sertoli, que apoyan a los espermatozoides en desarrollo; y las células intersticiales o de Leydig, que producen la testosterona. El testículo está formado por túbulos seminíferos. Dentro de un corte transversal de un túbulo seminífero, las espermatogonias se ubican contra la membrana basal, y las células de Sertoli rodean los espermatozoides crecientemente maduros hacia el centro. Cada túbulo seminífero desemboca en una red testicular fibrosa central.
Una biopsia testicular rara vez produce información que lleve a resolver una anormalidad clínica. Más bien la biopsia testicular responde preguntas básicas sobre procesos patológicos dentro de los testículos (inflamación, neoplasia, degeneración) e informa al cliente y al veterinario sobre la posible fertilidad futura: si no hay espermatogonias presentes, la espermatogénesis futura es imposible. Se informa que la biopsia testicular es menos útil si hay una atrofia testicular declarada, que se evidencia por un tamaño pequeño y consistencia blanda de los testículos.
ProcedimientoColoque al perro bajo anestesia general. Rasure y prepare quirúrgicamente el área preescrotal como para una castración. Haga una sola incisión preescrotal y haga avanzar un testículo hasta la incisión. Corte la fascia espermática y las túnicas vaginales para exponer el testículo dentro de la túnica albugínea. Se describen varias técnicas para extraer una muestra de biopsia. Una consiste en atravesar la cápsula testicular con una hoja de escalpelo pequeño. Una porción del testículo brotará a través del corte capsular (fig. 11-1). Rasure suavemente esa porción de tejido testicular. Una alternativa es hacer una incisión a través de la cápsula testicular por la que se pueda introducir un instrumento para biopsia con disparador.
Coloque inmediatamente las muestras de tejido en un fijador y preséntela a un patólogo para su evaluación. Se prefieren los fijadores de Zenker o Bouin a la formalina, que puede introducir defectos artefactuales. Cierre la cápsula testicular con sutura absorbible y cierre la piel en forma rutinaria.
Cuidados posteriores y complicacionesEl cuidado de la incisión es igual que para la castración. Debería prestarse atención especial a minimizar la hinchazón y al subsiguiente aumento de temperatura del escroto, especialmente en perros que se espera que sigan siendo fértiles. Se identificaron lesiones macroscópicas e histológicas en forma experimental en perros castrados luego de biopsia testicular. Las lesiones macroscópicas incluyeron hemorragia y formación de adhesiones, lo que se observó en un 31% y 23% de los perros, respectivamente. La lesión microscópica más grave que se observó fue la detención en la continuación de la espermatogénesis, observada en un 26% de
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animales después de biopsia de incisión y sólo en el 2,6% de los perros después de biopsia con instrumento con disparador.
Bibliografía complementariaLopate C,
Figura 11.1. Testículo extirpado al momento de la castración para demostrar la apariencia de que brota tejido testicular a través de la cápsula.
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12¿Cuál es la técnica para la preparación de semen refrigerado en perros?
AnatomíaSe recoge el semen de la misma forma que para cualquier otro procedimiento (vea el cap. 6).
Consideraciones previas al procedimientoTodos los perros machos que se utilizan para reproducción deberían tener certificación de que no tienen afecciones hereditarias ni enfermedades infecciosas. Todos deberían ser evaluados y debería probarse que son negativos para brucelosis canina antes de recolectar el semen para refrigerarlo y enviarlo (vea el cap. 44).
Las pruebas específicas para afecciones hereditarias varían según la raza. La mayoría de las razas requieren una certificación de la Fundación Ortopédica para los Animales o del Programa de Mejoramiento de la Cadera de la Universidad de Pennsylvania para displasia de cadera y una evaluación de la Fundación del Registro de Ojos Caninos para ver si hay defectos oculares. Los criadores deberían consultar el sitio web o material impreso de su club nacional de cría para ver qué pruebas recomienda la organización de la salud específica de su raza.
Si se va a registrar a los cachorros en el Club Americano de la Perrera (AKC, por sus siglas en inglés), el macho debe tener un perfil de ADN registrado allí. Esta norma rige desde el 1° de octubre de 1998. La muestra de ADN se recoge usando un hisopado bucal y puede hacerlo el dueño del perro. Los criadores deberían consultar el sitio web del AKC para obtener información completa sobre recolección y presentación de muestras, registro y pago (vea la sección de Recursos).
El semen refrigerado puede inseminarse en la vagina (vea el cap. 14) o el útero (vea los cap. 15 y 16). El índice de concepción que se informa con inseminación artificial es de un promedio del 47%, y con inseminación intrauterina transcervical, del 81%.
ProcedimientoEl semen refrigerado está compuesto por espermatozoides eyaculados suspendidos en un diluyente, que es un medio líquido que contiene nutrientes, soluciones amortiguadoras y antimicrobianos. Existen recetas para diluyentes caseros y la mayoría de los veterinarios utilizan los comerciales. Varias empresas comercializan diluyentes específicos para perros (vea la sección de Recursos) y los que se producen comercialmente para otras especies pueden funcionar en perros. En una emergencia se puede utilizar leche descremada calentada a 92° a 95° F durante 10 minutos y luego enfriada a temperatura ambiente, pero no contiene soluciones amortiguadoras ni antimicrobianos.
Recoja el semen de manera rutinaria y manténgalo a temperatura ambiente. Puede realizarse una evaluación completa del semen (vea el cap. 7); como mínimo, una gota debería analizarse para una evaluación subjetiva del porcentaje de espermatozoides progresivamente mótil y una evaluación superficial de la concentración o cantidad total de espermatozoides en la muestra. El semen de baja calidad puede beneficiarse si se lo pasa por un filtro. Con este proceso, el semen se estratifica sobre un gradiente y se centrifuga. Los espermatozoides anormales y los hemoderivados se retienen y los espermatozoides normales se agrupan en una bolita que se puede usar. Si se utiliza esta técnica, se saltea el paso de centrifugación descrito antes. La sangre en el semen no tiene efecto sobre la viabilidad después de la extensión, el refrigerado y el envío siempre que el volumen relativo de sangre con respecto al semen sea de menos del 10%.
Si la cantidad total de espermatozoides en una sola eyaculación es baja, se pueden acumular varias muestras y procesarlas juntas. Las técnicas para aumentar la cantidad de espermatozoides en la eyaculación incluyen recolecciones en serie a intervalos de 30 a 60 minutos, la presencia de una perra provocadora en estro y la administración de 0,1 mg/kg de
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prostaglandina F2 alfa (Lutalyse™) 15 minutos antes de intentar una recolección. Centrifugue el semen en la disposición usada para sedimentación de orina (300 g a 500 g) durante alrededor de 5 minutos. Extraiga una gota de sobrenadante y evalúe los espermatozoides en él: si todavía hay muchos espermatozoides mótiles presentes en el sobrenadante, centrifugue el semen otros 5 minutos. Una vez terminada la centrifugación, escurra el sobrenadante y vuelva a suspender la bolita de semen en una proporción de 1 parte de semen y 3 a 5 de diluyente a temperatura ambiente. Evalúe una gota del semen extendido, evaluando nuevamente el porcentaje de espermatozoides progresivamente mótiles. Algunas empresas adjuntan instrucciones específicas y documentos para pedir la evaluación de la velocidad de avance de los espermatozoides, el porcentaje de los que son morfológicamente normales y la cantidad total de espermatozoides en la muestra extendida.
Las empresas comerciales proporcionan recipientes de envío para el semen extendido. El tubo de semen extendido debería taparse en forma ajustada y colocarse en una bolsa para asegurarse de que no es pierda el contenido si se rompiera el tubo durante el traslado. Coloque el tubo en una pequeña caja de espuma de poliestireno o envuélvalo bien con periódicos, algodón u otro producto amortiguador. Envuélvalo en una capa de papel periódico. En los productos comerciales, suelen colocarlos apretados entre compresas de hielo congeladas en un recinto de espuma de poliestireno o plástico para su envío. Algunas personas informan haber tenido éxito al sumergir el tubo de semen envuelto en hielo en un recipiente tipo termo. Se ha demostrado que los recipientes térmicos, las cajas de poliestireno y otros recipientes para envío más elaborados (vea la sección de Recursos) mantienen la calidad del semen igualmente bien durante un máximo de 24 horas: en sistemas más elaborados, la motilidad de los espermatozoides permanece más elevada pasado ese tiempo.
El envío debería garantizar que las muestras lleguen a la perra dentro de las 24 horas de recolectadas. Si está empaquetada, refrigerada y mantenida en forma apropiada, la muestra debería mantener su calidad durante unas 48 horas y tal vez más. Las muestras que se retrasan en el envío se benefician con la centrifugación y la suspensión de la bolita subsiguiente en un nuevo diluyente antes de la inseminación. Las muestras empaquetadas pueden enviarse puerta a puerta desde el aeropuerto o se puede emplear un transporte comercial. La ventaja de usar una aerolínea es que la muestra puede recogerse muy poco tiempo antes de la salida de un vuelo y se puede inseminar a la perra apenas llega, lo que permite un tiempo de entrega muy breve desde la recolección hasta la inseminación. Las desventajas son las incomodidades, el costo y la capacidad de la aerolínea para abrir el paquete o rehusarse a transportarlo sin compañía. Esto puede ser atenuado si el veterinario solicita la condición de “envío preferencial” a la aerolínea: algunas empresas aéreas requieren esto para todo paquete que se envíe desde su dirección. Las ventajas de usar un servicio de transporte son la conveniencia y la incapacidad de que el servicio abra el paquete una vez que se ha revisado y sellado. La desventaja es la necesidad de atenerse a su programa de transportes. Queda en cada veterinario en particular la decisión de asumir la responsabilidad del envío o pedir a cada cliente que la asuma por sí mismo.
Cuidados posteriores y complicacionesEl semen de algunos perros no tolera el refrigerado y envío, se supone que por una enfermedad subclínica o debido a la incompatibilidad química con el diluyente. Se recomienda fuertemente que en el caso de perros destinados a ser usados como sementales con semen refrigerado, se recoja el semen, se lo diluya, se lo almacene en el refrigerador durante la noche, y se lo evalúe al día siguiente, para imitar mejor el refrigerado y el envío. Esto debería hacerse bastante antes de que cualquier perra de interés esté en celo. Si no se mantiene la calidad del semen, pueden tratarse los problemas con ese animal en particular o se puede identificar otro macho apropiado para realizar la reproducción de ser necesario.
El problema más común con semen refrigerado es la dificultad durante el envío. Seguir las instrucciones de empaquetado al pie de la letra minimiza los inconvenientes logísticos con el transportador. Se alienta al criador a llevar registro de todos los números de seguimiento de los envíos y a tener un plan de respaldo preparado en caso de que la muestra se dañara o se perdiera.
Bibliografía complementariaEngland GCW, Millar
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13¿Cuál es la técnica para la preparación de semen congelado en perros?
AnatomíaSe recoge el semen de la misma forma que para cualquier otro procedimiento (vea el cap. 6).
Consideraciones previas al procedimientoTodos los perros machos que se utilizan para reproducción deberían tener certificación de que no tienen afecciones hereditarias ni enfermedades infecciosas. Todos deberían ser evaluados y debería probarse que son negativos para brucelosis canina antes de recolectar el semen para refrigerarlo y enviarlo (vea el cap. 44). Las pruebas específicas para afecciones hereditarias varían según la raza. La mayoría de las razas requieren una certificación de la Fundación Ortopédica para los Animales o del Programa de Mejoramiento de la Cadera de la Universidad de Pennsylvania para displasia de cadera y una evaluación de la Fundación del Registro de Ojos Caninos para ver si hay defectos oculares. Los criadores deberían consultar el sitio web o material impreso de su club nacional de cría para ver qué pruebas recomienda la organización de la salud específica de su raza.
Si se va a registrar a los cachorros en el Club Americano de la Perrera (AKC, por sus siglas en inglés), el macho debe tener un perfil de ADN registrado allí. Esta norma rige desde el 1° de octubre de 1998. El semen congelado recogido y almacenado antes del 1° de octubre de 1998, de acuerdo con las normas y procedimientos del AKC, está exento de este requisito. La muestra de ADN se recoge usando un hisopado bucal y puede hacerlo el dueño del perro. Los criadores deberían consultar el sitio web del AKC para obtener información completa sobre recolección y presentación de muestras, registro y pago (vea la sección de Recursos).
Para registrar en el AKC camadas engendradas con semen congelado, deben seguirse reglamentaciones específicas sobre identificación de bolitas o tubos de recolección de semen congelado y su almacenamiento. Los veterinarios que deseen congelar semen deberían comunicarse con el AKC para que su sitio pueda ser inspeccionado y colocado en la lista del AKC como centro certificado para congelamiento.
La viabilidad de los espermatozoides caninos disminuye después de la congelación y la descongelación. Esto se debe a la destrucción física de células mientras experimentan cambio osmótico, deshidratación, formación de cristales de hielo e inducción de reacciones químicas durante el proceso de congelación-descongelación que imita la capacitación. Se recomienda enfáticamente la inseminación directamente dentro del útero. Los índices de concepción informados con semen congelado-descongelado para inseminación vaginal (vea el cap. 14) son de un promedio del 45%, para inseminación transcervical (vea el cap. 15), de 70%, y para inseminación intrauterina quirúrgica (vea el cap. 16), de 95%.
ProcedimientoEl semen congelado se compone de espermatozoides eyaculados en un diluyente, es decir, un medio líquido que contiene nutrientes, soluciones amortiguadoras y antimicrobianos y, para semen congelado, un crioprotector para minimizar el trastorno a las células espermáticas mientras se congelan y descongelan. Los crioprotectores que se usan con mayor frecuencia son yema de huevo y glicerol. La yema de huevo también puede prevenir la capacitación prematura de los espermatozoides. Los diluyentes a base de leche han demostrado ser exitosos como alternativas a los que son a base de yema de huevo en países preocupados por la transmisión de gripe aviar. Existen recetas para diluyentes caseros. La mayoría de los veterinarios prefieren el uso de los comerciales y de un sistema comercial que mantenga el semen en almacenamiento a largo plazo fuera del sitio. Algunos ejemplos de empresas para las que los veterinarios congelan semen incluyen Synbiotics (www.synbiotics.org), CLONE (www.cloneusa.com/chilled.html), e International Canine
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Semen Bank (ICSB; www.ik9sb.com). ICSB también proporciona un kit que permite a los veterinarios recolectar el semen, diluirlo y enviarlo a ICSB para congelación y almacenamiento (vea la sección de Recursos).
Recoja el semen en forma rutinaria y realice una evaluación completa de semen (vea el cap. 7). Sólo el semen de calidad muy buena o excelente justifica la congelación. Las muestras con altos porcentajes de pequeñas gotas citoplasmáticas proximales pueden no ser apropiadas para congelación: la presencia de las pequeñas gotas citoplasmáticas proximales se ha asociado con una capacidad fertilizante disminuida y poca supervivencia después de congelar y descongelar. Las muestras de semen que contienen 40% o más sangre y hemoderivados no son apropiadas para criopreservación: la hemoglobina liberada por hemólisis disminuye la viabilidad después de la descongelación. El semen de baja calidad puede beneficiarse si se lo pasa por un filtro. Con este proceso, se forma una capa de semen sobre un gradiente y se centrifuga. Los espermatozoides anormales y los hemoderivados se retienen y los normales se reúnen en una bolita utilizable. Si se emplea esta técnica, se saltea el paso de centrifugación descrito a continuación.
El siguiente es un ejemplo de una técnica para congelación de semen de perros. Se lo puede congelar en tubos de recolección de 0,25 o 0,50 ml o en bolitas, formadas cuando el semen extendido se deposita en alícuotas dentro de depresiones en hielo seco sólido. No hay estándares industriales para congelación de semen de perros.
Recoja el semen con eyaculación manual. Determine la cantidad total de espermatozoides en la eyaculación de manera que cada tubo de recolección pueda identificarse como que contiene “x” cantidad de espermatozoides después de la dilución en diluyente y la congelación. Centrifugue el semen durante unos 5 minutos en el entorno usado para sedimentación urinaria (500 g a 700 g). Extraiga una gota de sobrenadante y evalúe los espermatozoides en él: si todavía hay muchos espermatozoides mótiles en el sobrenadante, centrifugue el semen durante otros 5 minutos. Una vez terminada la centrifugación, vierta el sobrenadante y resuspenda la bolita de semen en diluyente a temperatura ambiente en una proporción de 1:2 a 1:4. Enfríe la muestra a temperatura de refrigerador durante una hora. Etiquete los tubos de recolección de polivinilclorido de 0,5 ml con el número de registro en AKC del animal y su cría, y la fecha. Agregue dos partes de un segundo diluyente, que contenga glicerol, en cuatro alícuotas iguales por más de un período de 45 minutos para una concentración final de glicerol de 4%. Llene los tubos, dejando una burbuja de aire para impedir la pérdida expulsiva del semen durante la congelación. Selle los tubos, colóquelos a temperatura del refrigerador durante 90 minutos. Suspenda los tubos alrededor de 5 pulgadas encima de un pool de nitrógeno líquido durante 5 a 10 minutos, luego baje lentamente los tubos dentro del nitrógeno líquido. Existen máquinas que automatizan este proceso de equilibramiento y descenso: su uso se asocia con una mejor longevidad posdescongelación de los espermatozoides. Al menos 5 minutos más tarde, transfiera los tubos a un tanque permanente con nitrógeno líquido. Todas las muestras deben mantenerse en nitrógeno líquido o vapor de nitrógeno líquido para almacenamiento o envío hasta que se las vaya a descongelar para inseminación.
Cuidados posteriores y complicacionesEl semen de algunos perros no tolera la congelación, presumiblemente debido a una enfermedad subclínica o por la incompatibilidad química del semen y el diluyente. Se recomienda firmemente recolectar y congelar el semen de los perros que se planea usar como sementales con semen congelado, y descongelar inmediatamente un tubo o una bolita para evaluar la calidad posdescongelación. Esto debería hacerse mucho antes de que las perras en cuestión estén en celo.
Si la calidad del semen no se mantiene, pueden tratarse los problemas con el perro en particular y puede identificarse otro macho apropiado para realizar la reproducción de ser necesario. Como pueden identificarse algunos machos que tienen semen difícil de congelar, debería recordarse a los criadores que su único problema puede tener base genética y se los debe alentar con énfasis a ser cuidadosos sobre mantener a su perro en la reserva genética a largo plazo.
El semen debe mantenerse en nitrógeno líquido o vapor de nitrógeno líquido en todo momento. Algunos despachantes se rehúsan a transportar latas que contengan nitrógeno líquido. Los “despachadores de producto seco” contienen vapor de nitrógeno líquido y permanecerán cargados durante 1 a 3 semanas, para permitir el envío: al llegar se deberá reponer el despachador de producto seco con nitrógeno líquido o bien los tubos deberán transferirse a un recipiente con nitrógeno líquido más seguro.
Bibliografía complementariaAbe Y,
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14¿Cuál es la técnica para realizar una inseminación vaginal?
AnatomíaLa hendidura vulvar proporciona entrada a la fosa ventral del clítoris y al vestíbulo dorsal. Éste no es horizontal en las perras sino que se eleva en un ángulo de 45° en relación a la espina dorsal. Cualquier cosa que se coloque en la vagina canina debería introducirse dorsalmente y en dirección hacia la espina dorsal mientras se lo hace avanzar en sentido craneal. La vagina de la perra es muy larga y el lumen craneal está comprimido a casi un tercio del tamaño por la presencia de un pliegue de tejido suspendido de la superficie vaginal dorsal. El cuello del útero es abdominal y la abertura cervical externa cuelga de la superficie dorsal de la vagina, con un fórnix sin salida que se encuentra craneal a ella.
Consideraciones previas al procedimientoLa inseminación vaginal se utiliza muy por lo general para introducción de semen fresco o refrigerado fresco. Esto puede ser necesario si la perra y el semental no muestran comportamiento de reproducción compatible, si son de tamaños demasiado diferentes como para permitir la reproducción en forma natural, si el semen se ha enviado o si los dueños desean evitar la exposición potencial a enfermedades.
Todas las perras que se utilizan para reproducción deberían tener certificación de que no tienen afecciones hereditarias ni enfermedades infecciosas. Todas deberían ser evaluadas y probarse que son negativas para brucelosis canina antes de la reproducción (vea el cap. 44). Las pruebas específicas para afecciones hereditarias varían según la raza. La mayoría de las razas requieren una certificación de la Fundación Ortopédica para los Animales o del Programa de Mejoramiento de la Cadera de la Universidad de Pennsylvania para displasia de cadera y una evaluación de la Fundación del Registro de Ojos Caninos para ver si hay defectos oculares. Los criadores deberían consultar el sitio web o material impreso de su club nacional de cría para ver qué pruebas recomienda la organización de la salud específica de su raza. Deberían usarse ensayos de progesterona y otras pruebas para verificar la fecha de ovulación (vea el cap. 29). El semen fresco o refrigerado se suele introducir 2 días después de la fecha de ovulación.
ProcedimientoPase un dedo enguantado de la mano no dominante, lubricado sólo con agua, por el interior del canal vaginal. Esto protege a la papila uretral y previene la introducción accidental de semen en la vejiga urinaria. Extraiga semen en una jeringa estéril. Pase una pipeta (fig. 14-1) junto al dedo índice enguantado y lo más adentro de la vagina que se pueda sin causar incomodidad a la perra. Existen pipetas estériles que se comercializan para inseminación de perros (vea la sección Recursos) o se pueden usar pipetas para infusión uterina bovina (fig. 14-2). También se venden pipetas con punta de balón: no varía el índice de éxito entre las pipetas con punta de balón o lisas. Retire la pipeta para saber que no está alojada contra un pliegue de mucosa vaginal e introduzca el semen (fig. 14-3). El semen debería fluir libremente a través de la pipeta. Purgue la pipeta con una pequeña cantidad de aire, retírela, dejando el dedo enguantado en el lugar, y use ese dedo para tocar ligeramente el techo de la vagina. Esto puede estimular contracciones vaginales como se producirían durante una reproducción normal y se supone que ayuda a que avancen hacia adelante los espermatozoides. Retire el dedo enguantado.
Los cuartos traseros de la perra pueden elevarse durante algunos minutos (fig. 14-4). No se debe aplicar presión hacia arriba sobre su abdomen caudal mientras se la retira de la mesa de exploración o al meterla en el automóvil. No se le debería permitir agacharse para orinar al dejar el hospital. Todas estas instrucciones pueden resultar innecesarias ya que
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puede ocurrir que los espermatozoides que fertilizarán los óvulos estén bien posicionados dentro del útero y el oviducto apenas realizada la inseminación.
Cuidados posteriores y complicacionesEn ocasiones se informa de perforación vaginal o insuficiencia respiratoria en perras a las que se sujeta para inseminación artificial, pero no son frecuentes. La mayoría de las perras son muy cooperativas. La autora ha tenido bastante éxito con animales que no cooperaban sujetándolos para llevar a cabo el procedimiento; sin embargo, las perras muy inquietas con frecuencia no conciben.
Bibliografía complementariaJohnston SD,
Figura 14-1. Se pasa la pipeta por encima del dedo enguantado dentro de la vagina de la perra (se reimprime con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Mangement. St. Louis, MO: Elsevier).
Figura 14-2. Pipetas apropiadas para inseminación intravaginal de perras (se reimprime con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Mangement. St. Louis, MO: Elsevier).
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Figura 14-3. Introducción del semen (se reimprime con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Mangement. St. Louis, MO: Elsevier).
Figura 14-4. Se colocan los cuartos traseros de la perra en “carretilla” (se reimprime con permiso de Root Kustritz MV. 2006. The Dog Breeder’s Guide to Successful Breeding and Health Mangement. St. Louis, MO: Elsevier).
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15¿Cuál es la técnica para realizar una inseminación transcervical?
AnatomíaLa hendidura vulvar proporciona entrada a la fosa ventral del clítoris y al vestíbulo dorsal. Éste no es horizontal en las perras sino que se eleva en un ángulo de 45° en relación a la espina dorsal. Cualquier cosa que se coloque en la vagina canina debería introducirse dorsalmente y en dirección hacia la espina dorsal mientras se lo hace avanzar en sentido craneal. La vagina de la perra es muy larga y el lumen craneal está comprimido a casi un tercio del tamaño por la presencia de un pliegue de tejido suspendido de la superficie vaginal dorsal. El cuello del útero es abdominal y la abertura cervical externa cuelga de la superficie dorsal de la vagina, con un fórnix sin salida que se encuentra craneal a ella.
Consideraciones previas al procedimientoLa inseminación transcervical se utiliza muy por lo general para introducción de semen refrigerado fresco o congelado. La corta viabilidad del semen congelado después de la descongelación requiere que se lo coloque dentro del útero y esta técnica es menos invasiva que una inseminación quirúrgica. La inseminación transcervical también puede ser deseable si la calidad del semen fresco es mala. Puede realizarse, además, múltiples veces durante un ciclo de celo y puede realizarse con inseminación vaginal o quirúrgica durante un ciclo de celo determinado.
Todas las perras que se utilizan para reproducción deberían tener certificación de que no tienen afecciones hereditarias ni enfermedades infecciosas. Todas deberían ser evaluadas y probarse que son negativas para brucelosis canina antes de la reproducción (vea el cap. 44). Las pruebas específicas para afecciones hereditarias varían según la raza. La mayoría de las razas requieren una certificación de la Fundación Ortopédica para los Animales o del Programa de Mejoramiento de la Cadera de la Universidad de Pennsylvania para displasia de cadera y una evaluación de la Fundación del Registro de Ojos Caninos para ver si hay defectos oculares. Los criadores deberían consultar el sitio web o material impreso de su club nacional de cría para ver qué pruebas recomienda la organización de la salud específica de su raza. Deberían usarse ensayos de progesterona y otras pruebas para verificar la fecha de ovulación (vea el cap. 29). El semen fresco o refrigerado se suele introducir 2 días después de la fecha de ovulación. El semen congelado se introduce por lo general 3 ó 4 días después de la ovulación.
ProcedimientoSe requiere un endoscopio rígido y de diámetro estrecho, como los que se usan para citoscopia (vea el cap. 3, fig. 3-2). Introdúzcalo dorsalmente en la hendidura vulvar y hágalo avanzar con suavidad hacia adelante en un ángulo de 45°, luego oriéntelo en sentido horizontal. La mucosa vaginal debería ser pálida y dentada (claramente arrugada: vea el cap. 29, fig. 29-1). Identifique el extremo caudal del pliegue poscervical mediano dorsal como una compresión desde el techo de la vagina que estrecha la cavidad vaginal. Haga avanzar el instrumento hacia un lado u otro. Cuando se ve el fórnix sin salida, el cuello del útero debería ser visible dorsalmente y aparecer como un rosetón de pliegues del cual fluye la secreción serosanguinolenta o color paja del estro.
Introduzca un catéter urinario largo y estéril de polipropileno a través del canal de biopsia del instrumento, de manera que su punta emerja por la punta del endoscopio. Apoye la punta del endoscopio contra la abertura cervical externa y haga avanzar el catéter por el lumen cervical. Esto se logra con mayor facilidad si se hace girar el catéter entre los dedos. Pueden necesitarse varios intentos. Una vez colocado el catéter en su posición, se debería descongelar el semen congelado, luego extraerlo en una jeringa estéril e introducirlo por el catéter. El semen debería
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fluir con facilidad y ser visible mientras fluye por el catéter e ingresa al útero con un mínimo de retroflujo. Retire el catéter y el endoscopio.
Cuidados posteriores y complicacionesEn ocasiones se informa sobre perforación vaginal mientras se coloca el largo y rígido endoscopio. Esto se produce muy rara vez durante el estro, cuando el epitelio vaginal es espeso y cornificado. La mayoría de las perras son muy dóciles con el procedimiento: sin embargo, no debería usarse el endoscopio largo y rígido en una perra que esté nerviosa o se resista a ser sujetada.
La pionera de esta técnica, la Dra. Marian Wilson, informa su éxito en perros desde toy hasta de razas gigantes. Hay algunas perras cuya anatomía es tal que hace imposible la introducción de un catéter por esta vía. En ellas, se recomienda la inseminación vaginal o quirúrgica.
Bibliografía complementariaThomassen R,
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16¿Cuál es la técnica para realizar una inseminación quirúrgica?
AnatomíaEl útero de la perra tiene un cuerpo pequeño y largas trompas sinuosas. El semen puede depositarse en cualquier sitio dentro del lumen de cualquiera de las trompas.
Consideraciones previas al procedimientoLa inseminación quirúrgica se utiliza para ingresar semen directamente dentro del útero, eludiendo la vagina y el cuello del útero. Se usa muy por lo general con semen congelado y descongelado, pero también se la puede utilizar para perras de cría con antecedentes de fertilidad reducida o cuando se usa semen de calidad cuestionable. Aunque los oocitos caninos pueden permanecer visibles durante más de 200 horas después de la ovulación, el cierre cervical se produce 6 a 8 días después del pico de hormona luteinizante, lo que hace necesaria la introducción del semen en forma directa dentro del útero.
Todas las perras que se utilizan para reproducción deberían tener certificación de que no tienen afecciones hereditarias ni enfermedades infecciosas. Todas deberían ser evaluadas y probarse que son negativas para brucelosis canina antes de la reproducción (vea el cap. 44). Las pruebas específicas para afecciones hereditarias varían según la raza. La mayoría de las razas requieren una certificación de la Fundación Ortopédica para los Animales o del Programa de Mejoramiento de la Cadera de la Universidad de Pennsylvania para displasia de cadera y una evaluación de la Fundación del Registro de Ojos Caninos para ver si hay defectos oculares. Los criadores deberían consultar el sitio web o material impreso de su club nacional de cría para ver qué pruebas recomienda la organización de la salud específica de su raza. Deberían usarse ensayos de progesterona y otras pruebas para verificar la fecha de ovulación (vea el cap. 29). El semen congelado se introduce por lo general 3 ó 4 días después de la ovulación. Deberían realizarse la preparación y las pruebas de diagnóstico como para cualquier procedimiento que requiera anestesia general.
ProcedimientoColoque al animal bajo anestesia general y rasure y prepare el abdomen para cirugía estéril. Realice una incisión en la línea media ventral y exteriorice el útero. Introduzca una aguja calibre 22 o un catéter dentro del lumen del cuerpo uterino (fig. 16-1).
Si se utiliza semen congelado, se lo debería descongelar con las instrucciones que proporcione la persona que lo congeló. La descongelación debería hacerse lo más cercana al momento de la inseminación que sea posible para minimizar el tiempo que el semen descongelado permanece a temperatura ambiente.
Extraiga el semen con una jeringa estéril. Introdúzcalo por el catéter: debería fluir con libertad dentro del lumen uterino. Incluso pequeños volúmenes dilatan el cuerpo uterino y ambas trompas. Pueden evidenciarse fasciculaciones musculares después de que se introduce el semen. Retire la aguja o catéter y seque el orificio con gasa hasta lograr la hemostasis. Vuelva a colocar el útero en el abdomen y cierre en forma rutinaria.
Cuidados posteriores y complicacionesDebe tenerse cuidado al realizar la incisión como con cualquier otra incisión abdominal.
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Bibliografía complementariaBoland P,
Figura 16-1. Inserción de un catéter en el lumen de una trompa uterina (fotografía por gentileza del Hospital de Animales Inver Grove Heights).
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17¿Cuál es la técnica para anestesiar en una cesárea?
AnatomíaLos cambios anatómicos de la preñez se reflejan en cambios fisiológicos, como se describe a continuación.
Consideraciones previas al procedimientoLos cambios fisiológicos de la preñez que impactan sobre la anestesia incluyen el aumento del volumen plasmático y la disminución de hematocritos, aumento del consumo de oxígeno y producción de dióxido de carbono, aumento del rendimiento cardíaco, disminución de presión sanguínea por vasodilatación e hipotensión debida a compresión mecánica del útero grávido, y motilidad gastrointestinal (GI) reducida. La significación clínica de estos cambios son la necesidad de tratar la hidratación para mantener la presión normal durante la cirugía, y la necesidad de una sonda endotraqueal bien adaptada y con manguito para contrarrestar la aspiración del contenido GI.
Una vez que se ha tomado la decisión de realizar una cesárea, el tiempo es de crucial importancia. Debería colocarse un catéter intravenoso e iniciarse terapia de líquidos. Debería recortarse el pelo en el sitio quirúrgico y preparar éste lo menor posible antes de introducir los agentes anestésicos. Sería conveniente reunir el equipamiento para resucitación neonatal, incluidos oxígeno y máscaras pequeñas o sondas endotraqueales, hemostatos para sujetar y cortar los cordones umbilicales, aparatos de succión para extraer líquido de las cavidades oral y nasal, toallas calientes y medicamentos apropiados (vea más adelante).
ProcedimientoConsideraciones sobre la anestesiaDebería monitorearse la estabilidad materna bajo anestesia para evaluar la frecuencia y el ritmo cardíaco, la presión sanguínea y el estado de la oxigenación (oximetría de pulso), de ser posible. Un componente importante para mantener el flujo sanguíneo de la placenta y respaldar a los cachorros hasta que sean paridos es mantener la presión sanguínea de la madre. Oxigene a la perra en forma adecuada en todo momento.
Elección de los agentes anestésicos apropiadosRecuerde que la mayoría de los agentes anestésicos ejercen efecto porque son solubles en grasa y entran con facilidad en los tejidos. Eso significa que la mayoría atravesará la placenta con facilidad y que cualquier cosa que se le dé a la madre también se le da a los cachorros. Elija fármacos que causen una depresión cardiovascular mínima o que se reviertan con facilidad. Los medicamentos de acción corta tendrán menos efecto sobre los fetos ya que se desalojan con rapidez; los que tienen acción más duradera para bien de la madre pueden agregarse después de nacidos los cachorros.
Los animales preñados tienen un mayor umbral del dolor debido a la liberación de endorfinas endógenas. Cuando se consideran agentes anestésicos, esto se traduce por lo general a una reducción de requisitos de anestesias inhalantes y menor necesidad de opiáceos para lograr la analgesia deseada. Si se desea anestesia epidural, la dilatación venosa en el espacio epidural y el aumento de presión epidural se reflejan en la necesidad de menores dosis de anestésicos locales para lograr el efecto deseado. En la tabla 17-1 se describen las ventajas y desventajas de varios fármacos. En la tabla 17-2 se resumen protocolos de muestra.
Cuidados posteriores y complicacionesLa perra se recupera de la anestesia y se extuba en forma rutinaria.
La mortalidad de los cachorros es mayor con una cesárea que con el parto natural, y dentro de las cesáreas, es mayor con cirugías de emergencia que con las electivas. Algunas de las medidas que pueden tomarse para mejorar el éxito
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Clase de medicamento
Medicamento representativo
Ventajas Desventajas
Opiáceos Buprenorfina, butorfanol, hidromorfona, morfina, oximorfona
Reversible con naloxona. Puede causar depresión respiratoria en la madre y los cachorros, la buprenorfina es difícil de revertir.
Benzodiazepinas Diazepam, midazolam
Reversible con flumazenil. Puede causar sedación profunda en los cachorros.
Agonistas alfa-2-adrenérgicos
Medetomidina, detomidina, xilacina
— Puede causar sedación profunda en los cachorros y bradicardia y arritmias en la madre. Puede reducir el flujo de sangre uterina, lo que conduciría a hipoxemia fetal.
Fenotiazina Acepromacina — Puede causar sedación profunda de larga duración en cachorros, no es reversible, puede causar hipotensión a la madre.
Disociativos Ketamina, tiletamina (Telazol)
— No es reversible, puede causar vasoconstricción uterina que conduciría a hipoxemia fetal.
Tiobarbitúricos Tiopental Se distribuye con rapidez y puede metabolizarlo el hígado fetal.
No es reversible.
— Propofol De acción muy corta. No es reversible. Puede causar apnea transitoria en la madre.
— Etomidato Tiene efectos cardiovasculares mínimos en la madre y los cachorros.
No es reversible. Relativamente costoso.
Anticolinérgicos Atropina, glicopirrolato
La atropina puede aumentar la frecuencia cardíaca fetal: esto puede ser beneficioso si se dan a la madre medicamentos contrarresten los efectos.
La atropina puede aumentar la frecuencia cardíaca fetal: la taquicardia fetal no siempre es beneficiosa. El glicopirrolato es menos probable que atraviese la placenta y presente efectos fetales.
Anestésicos locales bupivacaína, lidocaína
El bloqueo en línea o epidural brinda control del dolor y minimiza la necesidad de fármacos sistémicos.
La vasodilatación en la madre puede precipitar hipotensión, si la madre se agita, puede ser difícil mantener el campo estéril.
Inhalantes isoflurano, sevoflurano, halotano
Pueden minimizar la depresión fetal si se altera la dosis con rapidez.
Todos atraviesan con rapidez la placenta.
— Óxido nitroso Su uso permite utilizar dosis más bajas de inhalantes más potentes.
Hipoxia en la madre y los cachorros.
Tabla 17-1. Fármacos usados para anestesia en cesárea de perras.
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en la resucitación de los cachorros son: (1) selección apropiada de agentes anestésicos, como se ha descrito, y (2) implementación de una secuencia de pasos a seguir por todo el personal que realiza la resucitación de los cachorros (tabla 17-3). Aunque se ha demostrado que la vitalidad de los cachorros al nacer es más baja en los nacidos por cesárea que en los nacidos por vía vaginal en distocia, la resucitación apropiada debería conducir a la normalización dentro de los 5 minutos de vida.
Bibliografía complementariaFunkquist PME, Gorel CN,
Protocolo 1. Si la madre está calmada y tranquila, y puede cateterizarse sin sedación:
• induzcalaanestesiaconpropofolhastalograrelefecto;• intubeymantengaunnivelligerodeanestesiaconsevofluranooisofluranoeneloxígeno;• bloqueodelíneaoepiduralparamanejodeldolor;• despuésdenacidoslosneonatos,agreguehidromorfonauoximorfonaporvíaintravenosaparamanejo
adicional del dolor materno.
Protocolo 2:
• apliquesedaciónconfentanilydiazepam;• epiduralquecontengabupivacaínaymorfina;• proporcioneoxígenopormáscarafacial.
Protocolo 3:
• inducciónpormáscaraconsevofluranooisofluranoeneloxígeno;• intubeymantengaunnivelligerodeanestesiaconsevofluranooisofluranoeneloxígeno;• despuésdelnacimientodelosneonatos,agreguehidromorfonauoximorfonaporvíaintravenosapara
manejo adicional del dolor materno.
Tabla 17-2. Protocolos anestésicos de muestra para cesárea canina.
1. Mantenga a los cachorros calientes. Séquelos con vigor frotándolos con una toalla seca y cálida. Despeje por succión de líquido la boca y la nariz.
2. Si se dieron opiáceos a la madre, revierta con naloxona (una gota de una aguja de calibre 25, sublingual). Si se dieron benzodiazepinas a la madre, revierta con flumazenil.
3. Si el neonato está respirando al menos 10 respiraciones por minuto y se mueve o llora, termine de secar al cachorro, colóquelo en un área cálida (almohadilla con circulación de aire caliente o calor radiante), y sujete o ate y corte el cordón umbilical. Si el cachorro NO está respirando al menos 10 respiraciones por minuto ni se mueve ni llora, suminístrele oxígeno durante 30 ó 40 segundos y continúe la estimulación táctil por frotación.
4. Si el cachorro no comienza a respirar en forma espontánea, intente estimular la respiración con la colocación y rotación de una aguja de calibre 25 dentro del filtrum nasal (sitio de acupuntura del vaso gobernador 26 o Jen Chung). Si eso no funciona, considere la administración de doxapram sublingual.
5. Si no hay frecuencia cardíaca discernible, comience a aplicar compresiones suaves al tórax (1 a 2 por segundo).
6. Si la oxigenación y las compresiones torácicas no provocan respiración y latidos cardíacos espontáneos, considere intentar la colocación de un catéter intraóseo (vea el cap. 90) y la administración intravenosa de solución de dextrosa al 10% (2 a 4 ml/kg en bolo lento) o bicarbonato de sodio (1 ml/kg de una concentración de 1 UI/ml).
7. Si a los 30 minutos aún no hay repuesta, el cachorro se declara muerto.
Tabla 17-3. Resucitación de cachorros.
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18¿Cuál es la técnica para realizar una cesárea?
AnatomíaLos ovarios se ubican caudales a los riñones y cada uno está revestido en una bolsa ovárica. La arteria ovárica es el suministro principal de sangre. El cuerpo del útero se encuentra dentro de la pelvis; las trompas uterinas, en el abdomen. El útero y los ovarios están suspendidos y sujetos a la pared del cuerpo con el ligamento amplio. El suministro primario de sangre uterina son las arterias uterinas bilaterales, que surgen de las arterias vaginales en sentido caudal y se ubican a lo largo del cuerpo uterino con pequeñas ramas que proveen a las trompas uterinas en toda su longitud.
Consideraciones previas al procedimientoSe indica una cesárea si hay distocia obstructiva, si la perra presenta inercia uterina primaria o secundaria, si el tratamiento médico para la distocia ha sido improductivo, o si la frecuencia cardíaca fetal es de menos de 170 lpm (vea el cap. 39). Se debería ofrecer al dueño una ovariohisterectomía (OHE) simultánea, especialmente si el tejido uterino no parece viable. La principal ventaja es que la perra no tendrá que ser sometido otro episodio anestésico para la OHE en el futuro. Las desventajas son un aumento del riesgo de hemorragia e hipovolemia, y posible aumento de la duración de la estadía en el hospital. La producción de leche no se alterará por la OHE simultánea.
Se debería preparar a la perra para cirugía en el mayor grado posible antes de que se le administre cualquier medicación anestésica. Se presentan detalles de anestesias en el capítulo 17.
ProcedimientoSe rasura y se prepara a la perra para cirugía estéril. Colóquela en decúbito dorsal: asegúrese de que la cabeza no esté más baja que el abdomen, ya que la presión sobre el diafragma comprometerá la ventilación. Se han descrito los enfoques de línea media ventral y de ijada, pero el primero es más común. Realice una incisión desde un punto exactamente craneal al pubis hasta el ombligo. La musculatura abdominal está estirada y delgada: tenga precaución al hacer la incisión en la línea alba.
Exteriorice el útero grávido y envuélvalo con esponjas de laparotomía humedecidas en solución salina (fig. 18-1). Realice una incisión en un área relativamente avascular del útero en una trompa cerca del cuerpo uterino. Todos los cachorros pueden extraerse con facilidad de ambas trompas a esta sola incisión (fig. 18-2). Si hay una gran cantidad de cachorros, debe hacerse una incisión en cada trompa uterina. Si un cachorro está atascado en el canal pélvico, debería hacerse una incisión en el cuerpo uterino.
Se extrae el cachorro, todavía encerrado dentro de su saco amniótico, y se lo entrega al personal asistente para su resucitación (vea el cap. 17). L placenta y otros tejidos fetales deberían extraerse con el cachorro si salen con facilidad. Si la placenta está todavía bien adherida al endometrio, puede minimizar el sangrado si se la deja en el lugar y se permite que se separe y salga con los loquios del posparto.
Cuando se han retirado todos los cachorros, palpe el útero completo y el canal pélvico por dentro para asegurarse de no haberse perdido algún cachorro. Si no se va a esterilizar a la perra, cierre el útero con sutura absorbible en patrón invertido, en una o dos capas. Si se la esteriliza, se cierra el útero de manera tosca con un patrón continuo para minimizar la fuga de contenido uterino dentro del abdomen durante la manipulación, y se realiza una OHE de rutina. Enjuague e inspecciones el abdomen. Cierre las capas abdominales en forma rutinaria. Puede usarse sutura no absorbible para asegurarse del cierre y la cicatrización de la adelgazada línea alba.
La OHE en bloque se ha descrito como un medio para realizar una OHE y cesárea simultáneas en perras. Se sujetan las arterias ováricas y del útero y el cuerpo uterino y se extrae el útero grávido. Se lo entrega a un asistente que rápidamente lo abre y extrae de él los cachorros para su resucitación. El cirujano regresa a la perra para ligar los vasos
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ováricos y uterinos y completar la OHE. La ventaja de esta técnica es la mínima transferencia de agentes anestésicos a los cachorros y la menor posibilidad de contaminación abdominal con el contenido uterino. La desventaja es la posibilidad de estrés fetal subordinado a la pérdida de flujo sanguíneo uterino y placentario. Hay algunos estudios que documentan índices de éxito con esta técnica comparada con la cesárea estándar.
Cuidados posteriores y complicacionesSe sabe poco sobre la farmacocinética de las medicaciones para el dolor en perras lactantes. Los fármacos antiinflamatorios no esteroides no alcanzan concentraciones significativas en la leche pero están contraindicadas en madres humanas que estén amamantando a bebés prematuros ya que las enzimas ciclooxigenasas 2 que inhiben estos medicamentos son necesarias para el desarrollo renal neonatal normal. Los opiáceos ingresan a la leche pero la dosis total ingerida por cualquier cachorro en particular es baja, por lo tanto ésta puede ser la clase de fármaco preferida para esta indicación.
La necesidad de una cesárea para aliviar la distocia en una parición no es indicativa de un requisito de cesáreas en partos futuros. En la mayoría de las perras que requieren más de una cesárea, esto se debe a una causa subyacente común para la distocia en ambos casos o porque son de una raza que no tiene partos naturales con facilidad.
Bibliografía complementariaRyan SD, Wagner AE, 2006. Cesarean section in dogs: Physiology and perioperative considerations. Compendium 28:34-42.Traas AM. 2008. Surgical management of canine and feline dystocia. Theriogenology 70:337-342.
Figura 18-1. Útero canino grávido exteriorizado (fotografía por gentileza del Hospital de Animales Inver Grove Heights).
Figura 18-2. Se extrae un cachorro a través de la incisión uterina (fotografía por gentileza del Hospital de Animales Inver Grove Heights).